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FACULDADE DE CIÊNCIAS E TECNOLOGIAS DE

CAMPOS GERAIS - FACICA

CURSO FARMÁCIA GENERALISTA

APOSTILA DE BIOQUÍMICA

Prof(s) MScs.: Inaiara Rocha de Carvalho Gorski

Maria de Fátima Lino Coelho

2011

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AULA PRÁTICA 1: RECONHECIMENTO DO MATERIAL DE LABORATÓRIO

(VIDRARIAS USUAIS E EQUIPAMENTOS BÁSICOS)

Balão de fundo chato: Para armazenar, preparar, aquecer ou recolher soluções.

Podem ser de vidro transparente ou âmbar.

Erlenmeyer: Serve para recolher frações de materiais destilados ou para conter

misturas que serão homogeneizadas.

Balão de fundo chato: Para armazenar, preparar, aquecer ou recolher soluções.

Podem ser de vidro transparente ou âmbar.

Bécker: Resistem ao aquecimento, resfriamento e ataques de produtos químicos, com

escala de pouca precisão.

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Funil de vidro: Empregado para transferir líquidos e para apoiar o papel de filtro.

Tubos de ensaio: Recipientes de vidro onde ocorrem reações e análises. Também

utilizados para coleta de amostras em pequena quantidade.

Condensadores: São colunas de vidro com tamanho variável entre 10 cm e 1,7

metro, dentro das quais existem tubos em forma reta, espiral ou bolas sequenciais.

São utilizados em destilações.

Bastão ou baqueta: é um bastão maciço de vidro. Serve para agitar e facilitar as

dissoluções ou manter massas líquidas em constante movimento.

Espátula: Utilizada para retirar reagentes sólidos de frascos. Pode ser de porcelana,

plástico ou metal.

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Proveta ou cilindro graduado: Serve para medição precisa de volumes maiores de

líquidos.

Bureta: Serve para determinar pequenos volumes de reagentes com precisão. Pode

ser de vidro ou de polietileno.

Pipetas: Utilizadas para medir e transferir mínimas quantidades de líquidos com

precisão. Podem ser graduadas ou volumétricas.

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Pipeta graduada: Consiste de um tubo de vidro estreito geralmente graduado em 0,1

ml. É usada para medir pequenos volumes variáveis de líquidos. Encontra pouca aplicação sempre que se deseja medir volumes líquidos com maior precisão. Não deve ser aquecida. Pipeta volumétrica: É constituída por um tubo de vidro com um bulbo na parte central. O traço de referência é gravado na parte do tubo acima do bulbo. É usada para medir volumes únicos de líquidos com elevada precisão. Não deve ser aquecida.

Balão volumétrico com saída lateral: Empregado na ebulição de líquidos em

pequenas destilações.

Bico de Bunsen: Aquecedor a gás com chama de temperatura variável, de acordo

com a regulagem.

Como utilizar o bico de bunsen: 1. abrir a chave geral de gás do laboratório. 2. abrir a válvula do registro de gás individual de cada bico (ele está localizado, geralmente, próximo do bico). 3. verificar se a entrada de ar do bico está aberta. Com ela fechada não é possível ligar o bico. 4. girar a válvula que liga efetivamente o bico e, com auxílio de um isqueiro ou de palitos de fósforo, acender o bico. A altura da chama pode ser controlada através do controle da entrada de ar. Para desligar: desligar a válvula do registro de gás (item 2), desligar o bico (item 4).

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Cadinho ou cápsula de porcelana: É usada em evaporação ou secagem e pode ser

levada ao fogo sobre tela de amianto.

Suporte universal, garra e pinças de fixação: Usados para segurar e sustentar

vidrarias, como balões e condensadores, entre outros.

Tripé de ferro: Usado como apoio para tela de amianto e outros objetos a serem

aquecidos.

Tela de amianto: suporte para as peças a serem aquecidas. A função do amianto é

distribuir uniformemente o calor recebido pela chama do bico de Bunsen.

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Estante para tubos de ensaio: É utilizado para apoiar tubos de ensaio.

Funil de Buchner: Usado em filtrações a vácuo, pode substituir os cadinhos de

Gooch.

Kitassato: Recipiente de vidro com paredes super-reforçadas e indicado para

filtrações a vácuo.

Funil de separação: Utilizado na separação de misturas de líquidos imiscíveis.

Também pode ser chamado funil de decantação ou funil de bromo.

Pisseta: Deve conter solventes, água ou soluções de sabões e é utilizada para efetuar

lavagens de outras vidrarias.

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AULA PRÁTICA 2: NOÇÕES DE BIOSSEGURANÇA

I. RECOMENDAÇÕES GERAIS.

1. De ordem pessoal.

1.1. Não se deve fumar, ingerir alimentos ou bebidas nos laboratórios, sob o

risco de contaminação.

1.2. É proibido o uso de sandálias, chinelos e shorts durante trabalhos

laboratoriais.

1.3. Não é conveniente o uso de jóias, lente de contato durante trabalhos

laboratoriais.

1.4. As brincadeiras/distrações ou conversas paralelas podem causar sérios

acidentes, quando em hora inoportuna.

1.5. Deve-se lavar muito bem as mãos antes e após qualquer preparação

laboratorial.

2. Referentes ao Laboratório

2.1. É indispensável o uso de avental longo, sobre a roupa.

2.2. Procure sempre solucionar suas dúvidas, antes de começar o trabalho,

lendo atentamente o roteiro, organizando as vidrarias e produtos químicos a

serem utilizados.

2.3. Quando se fizer necessário (dependendo do risco de periculosidade do

experimento) use luvas, mascaras e óculos de proteção, em capela.

Exemplos;

A - Deve-se fazer uso de luvas e capela com exaustão para descarte e pré-

lavagem de recipientes com produtos químicos. Em casos da não existência

de capela, usar avental de PVC, protetor facial, e desenvolver a tarefa em

local ventilado e seguro.

B - O manuseio de produtos químicos tóxicos e corrosivos deve ser feito em

capela com exaustão ligada, e o uso de luvas e óculos de proteção facial é

conveniente.

C - Deve-se usar luvas isolantes e frascos apropriados no transporte de

nitrogênio líquido.

2.4. Quando da realização de atividades de risco (perigo de explosão, geração

de material tóxico, etc.) ou cuja periculosidade você desconheça, proceda

da seguinte forma:

a. Avise seus colegas de laboratório

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b. Trabalhe em capela com boa exaustão, retirando todo tipo de material

inflamável Trabalhe com a área limpa.

c. Use os equipamentos pessoais de segurança.

d. Tenha um extintor por perto, com o pino destravado.

2.5. Deve-se ler atentamente os rótulos dos frascos dos reagentes, antes de

utilizá-los, pois neles há informações importantes para a sua manipulação

segura.

2.6. Evite derramar líquidos mas, se o fizer, limpe imediatamente o local,

utilizando-se dos cuidados necessários.

2.7. Para nossa maior segurança não devemos: tocar nos produtos químicos

com as mãos; não provar qualquer produto químico ou solução; não inalar

gases ou vapores desconhecidos, se for necessário, nunca o faça

diretamente, use sua mão para frente e para trás (“abanar”), a pouca

distância do recipiente e aspire vagarosamente.

2.8. Não abandone peças de vidro aquecidas em qualquer lugar. Quando

aquecer substâncias ou soluções em tubos de ensaio, dirija-o para o lado

em que você e seus colegas não possam ser atingidos.

2.9. Os materiais de vidro devem ser utilizados com cuidado, pois se rompem

facilmente e quando isso acontecer deve ser trocados imediatamente. Use

sempre um pedaço de pano protegendo a mão quando estiver cortando

vidro ou introduzindo-o em orifícios. Antes de inserir tubos de vidros

(termômetros, etc.) em tubos de borracha ou rolhas, lubrifique-os.

2.10. Tenha cuidado especial ao trabalhar com sistemas sob vácuo ou pressão.

Dessecadores sob vácuo devem ser protegidos com fita adesiva e

colocados em grades de proteção próprias.

2.11. Não pipete líquidos com a boca, utilize pera de borracha, vácuo ou pipump.

Não use a mesma pipeta para medir soluções diferentes.

2.12. Quando houver sobras nunca retorne ao frasco de origem.

2.13. Fique atento às operações onde for necessário realizar aquecimento.

2.14. Cuidado para não se queimar ao utilizar nitrogênio ou CO2 líquidos.

2.15. As válvulas dos cilindros devem ser abertas lentamente com as mãos ou

usando chaves apropriadas. Nunca force as válvulas , com martelos ou

outras ferramentas, nem as deixe sobre pressão quando o cilindro não

estiver sendo usado.

2.16. Ao se ausentar de sua bancada ou deixar reações em andamento à noite

ou durante o fim de semana deixe uma ficha visível e próximo ao

experimento constando informações sobre a reação em andamento, nome

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do responsável e de seu superior imediato, com endereço e telefone para

contato, além de informações de como proceder em caso de acidente, falta

d’ água ou eletricidade.

2.17. Sempre que possível, antes de realizar reações onde não conheça

totalmente os resultados, faça uma em pequena escala, na capela.

2.18. Ao trabalhar com ÁCIDOS, NUNCA ADICIONE ÁGUA AO ÁCIDO E SIM

ÁCIDO À ÁGUA.

2.19. Não deve-se acumular materiais sobre bancadas e pias. Todo material

que não estiver em uso deve ser guardado limpo, em lugar apropriado.

II. ACESSÓRIOS DE SEGURANÇA E EMERGÊNCIA

Fazem parte dos acessórios os: Equipamentos de Proteção Individual (EPI) e

Equipamentos de Proteção Coletiva (EPC).

Os EPI devem ser utilizados rotineiramente, são eles:

- pipetadores mecânicos e automáticos

- jalecos e/ou aventais (material dever ser de algodão, cobrir toda vestimenta e ser de

mangas compridas)

- luvas de proteção (de borracha, cirúrgicas e para alta temperatura)

- botas de segurança

- óculos de proteção facial

- protetores auriculares

- mantas a prova de fogo

- máscara de proteção respiratória.

Os EPC mais comuns são:

- capelas - adequadas e instaladas fora da rota de evacuação -

- chuveiros de emergência - instalado em local de fácil acesso e utilização -

- lavador de olhos - deve funcionar junto aos chuveiros com jato de ar.

Para sua melhor segurança quando você estiver trabalhando em um laboratório,

você deve:

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EMERGÊNCIAS:

1. Qualquer acidente deve ser comunicado ao professor.

2. Cortes ou ferimentos mesmo leves, devem ser desinfetados e cobertos.

3. Queimaduras com fogo ou material quente, devem ser tratadas com pomada de

PICRATO DE BUNTENSIN ou com solução de ÁCIDO PÍCRICO 1 %.

4. Queimaduras com ácidos diluídos devem ser lavadas com muita água e solução de

bicarbonato de sódio.

5. Queimaduras com ácidos concentrados, deve-se SECAR o local atingido, lavar

com bastante ÁGUA e neutralizar com BICARBONATO DE SÓDIO.

6. Queimaduras com bases, devem ser lavadas com muita água e solução de ácido

acético ou bórico a 2 %.

Substâncias estranhas nos olhos: lavar os olhos com bastante água (de preferência no

lava-olhos), ou soro fisiológico e depois com água boricada ou ácido bórico a 2 %.

III. RISCOS COM EQUIPAMENTOS

1. Não use nenhum equipamento em que não tenha sido treinado ou autorizado à

utilizar.

2. Observe sempre a voltagem do equipamento à ser utilizado.

3. Equipamentos para vácuo.

Ao utilizar equipamentos para vácuo não deixe o ar entrar rapidamente no

equipamento sob vácuo, pode ocorrer choque mecânico e implosão.

3.1 - Não deixar o ar entrar rapidamente no equipamento sob vácuo, pode ocorrer

choque mecânico e implosão.

3.2. Dessecador sob vácuo:

- Não deve ser transportado com vácuo

- Deve ser protegido com fitas adesivas ou filmes plásticos

- As juntas devem ser engraxadas (graxa de silicone para vácuo)

- Um frasco de segurança (trap) deve ser utilizado entre a bomba e o dessecador

- A escolha do agente dessecante depende do material a ser secado

- Evite H2SO4, P2O5 e Mg(ClO4)2.

3.3. Evaporação sob vácuo

- Evaporadores rotatórios - os recipientes não devem ser totalmente cheios com a

solução.

- Desligar o aquecimento, antes da evaporação total do líquido.

- Esfriar o frasco.

- Desligar o vácuo.

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3.4 - Filtração sob vácuo.

- O equipamento deve estar firmemente preso.

- Se a filtração é lenta, não aumente o vácuo.

3.5 - Destilação à vácuo.

- Usar manta elétrica ou banho (silicone/areia), sobre um sistema móvel (lab-jack)

- A ebulição deve ser regulada por um tubo capilar.

- O frasco de destilação deve estar apenas semi preenchido.

- O vácuo deve ser ligado antes do aquecimento.

DESCARTE

Este item tem por finalidade delinear procedimentos básicos de estocagem e

descarte de produtos químicos e materiais nos laboratórios.

Descarte

1. Vidros quebrados devem ser descartados em recipientes apropriados

2. Os resíduos de solventes devem ser colocados em frascos apropriados para

descarte, devidamente rotulados. Evite misturar os solventes. Sugere-se a seguinte

separação:

- solventes clorados,

- hidrocarbonetos,

- álcoois,

- cetonas

3. Os resíduos aquosos ácidos ou básicos devem ser neutralizados antes do descarte.

4. Para o descarte de metais pesados, metais alcalinos e de outros resíduos, consulte

antecipadamente uma bibliografia adequada.

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AULA PRÁTICA 2: PRINCÍPIOS GERAIS DE TÉCNICAS DE PIPETAÇÃO

Pipetagem

Materiais/ grupo:

Pisseta com água destilada

Pisseta com álcool

Bécker de 50mL

Pipeta de pasteur

Conta gotas

Pipeta graduada de 5mL

Pipeta volumétrica de 10mL

Reagentes

Glicerina

Exercício:

- praticar o emprego de pipetas sorológicas e micropipetas, pipetando 6 mL de

água destilada

- pipetar 10mL de álcool

- pipetar 5mL de glicerina com pipeta de pasteur x pipeta graduada

- padronizar conta gotas

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AULA PRÁTICA 3: PRINCÍPIOS GERAIS DE TÉCNICAS DE PESAGEM, E

AQUECIMENTO DE SOLUÇÕES.

Materiais/ grupo:

Balança analítica

Balança semi - analítica

Espátulas de metal

Vidros relógio

Papel de seda ou de pesagem

Termômetro

Chapas de aquecimento

Reagentes:

Amido

Açúcar

PESAGEM

Em nosso laboratório dispomos de balanças eletrônicas de um prato em grau

analítico (4 casas decimais) e em grau semi-analítico (2 e 3 casas decimais).

Em hipótese alguma coloque o reagente diretamente no prato da balança.

- Conserve-a limpa, tendo o cuidado para não deixar cair reagente sobre a balança.

- Depois do uso, desligue a balança e faça o registro do uso no espaço apropriado.

Exercício:

- Determine a massa de um objeto qualquer (anel, brinco, lápis, caneta, etc) nas duas

balanças do laboratório e anote as massas.

- Pese, em um vidro de relógio, 0,250 g de amido e açúcar.

- Pese, em vidro relógio, 0,08g de açúcar e amido.

- Transforme as unidades!!

AQUECIMENTO DE SOLUÇÕES.

Aquecer 100mL de água e acompanhar o ponto de fervura com o auxílio de um

termômetro. Anotar a temperatura.

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AULA PRÁTICA 4: IMPORTÂNCIA DO PH E TAMPÕES

A. REAGENTES

- Soluções de pH determinado 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 e 10

- Indicador universal: 0,05g de laranja de metila; 0,15g de vermelho de metila; 0,3g

de azul de bromotimol; 0,35g de fenolftaleína e álcool etílico a 66% para 1L

- Hidróxido de sódio NaOH 0,1 mol/L

- Ácido clorídrico HCl 0,1 mol/L

- Solução-tampão pH 7,0

B. TÉCNICA

1. ESCALA PADRÃO

Preparar uma bateria de 8 tubos de ensaio

Colocar em cada tubo 1 mL de solução pH 3 a 10

Adicionar 5 gotas do indicador universal a cada tubo

Adicionar 9 mL de água destilada a cada tubo e homogeneizar

2. EXPERIMENTO I: Preparar uma bateria de 4 tubos de ensaio, de acordo com a

tabela abaixo:

Tubos

Reagentes 1 2 3 4

Indicador universal 5 gotas 5 gotas 5 gotas 5 gotas

Água destilada 10 mL 9 mL 10 mL 9 mL

Solução Tampão pH 7,0 - 1 mL - 1 mL

pH

O pH deve ser avaliado de acordo com a escala padrão preparada no item 1 e

anotado na tabela anterior.

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3. EXPERIMENTO II

Após o experimento I, adicionar os seguintes reagentes aos 4 tubos anteriores,

de acordo com a tabela abaixo:

Tubos

Reagentes

1 2 3 4

NaOH 0,1 mol/L 1 gota 1 gota - -

HCl 0,1 mol/L - - 2 gotas 2 gotas

pH

Soprar o ar

expirado 15 segundos 1 minuto - -

pH - -

HCl 0,1 mol/L - - -

Gota a gota

nº de

gotas=_____

Anote na tabela o pH resultante após a adição de NaOH e HCl aos tubos e

depois sopre o ar expirado nos tubos 1 e 2 durante o tempo previsto na tabela e anote

o resultado.

Por fim adicione HCl 0,1 mol/L gota a gota no tubo 4 até que este resulte na cor

do tubo 3 e anote o número de gotas.

1. De onde surgiu e qual a importância da escala de pH?

2. O que é solução tampão e como funciona?

3. Qual a importância dos sistemas tamponantes em nosso organismo?

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AULA PRÁTICA 5 E 6: PROTEÍNAS

1. Introdução

I) Caracterização das proteínas

Materiais/ grupo:

- 02 tubos de ensaio

- garra

- pipeta

- proveta

- bico de Bunsen

Reagentes:

- NaOH 10%

- Acetato de chumbo 10%

Solução protéica:

- 01 clara de ovo

- 200mL de água

Bater no liquidificador por duas vezes na função pulsar

Procedimentos:

a) Reação de Enxofre:

Colocar em um tubo de ensaio 2mL de solução proteica e 1 mL de NaOH 10% e

agitar.

Aquecer por dois minutos e em seguida adicionar 4 gotas de Acetato de Chumbo 10%.

Agitar.

Observar o escurecimento da mistura, devido a formação de sulfeto de chumbo.

Obs.: o enxofre presente em algumas moléculas de alguns aminoácidos é convertido

em sulfeto por ação de bases e do calor. Esse, por sua vez, pode ser detectado com

adição de sal de chumbo, formando sulfeto de chumbo, composto de coloração

escura.

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II) Detecção das proteínas

b) Reação de Biureto:

Dentre os métodos utilizados, situa-se o método do biureto, que é baseado na

reação do sulfato de cobre em meio alcalino (reativo do biureto) com proteínas e

peptídeos (no mínimo tripeptídeos). O nome do método provém do fato de que a uréia

aquecida a 180oC dará reação positiva com desprendimento de amônia:

URÉIA

Quando a substância contém duas ou mais ligações peptídicas, produz uma

cor azul-violeta (púrpura) com o reativo de biureto. Esta cor desenvolvida é devida a

um complexo entre o íon cúprico e duas cadeias peptídicas adjacentes.

2. Objetivos

• Realizar reação específica para detecção de proteínas (reação do Biureto);

• Realizar reação específica de detecção de aminoácidos (reação com a ninhidrina);

• Verificar a alteração de solubilidade de proteínas em presença de soluções salinas e

solventes orgânicos;

3. Reagentes

• Reagente do Biureto: CuSO4 em solução alcalina.

• Solução de proteínas.

• Solução de ninhidrina 0,1g% (P/V).

• Solução de aminoácidos.

• Ácido tricloroacético (TCA ) 10% (P/V).

• Solução saturada de sulfato de amônio (NH4)2 SO4.

• Solução tampão de fosfato de sódio 0,2 M, pH 7,0.

• Etanol gelado.

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4. Procedimentos

• Enumerar 6 tubos de ensaio Materiais/ grupo:

4.1. Reação do Biureto:

• Tubo 1 (tubo branco): colocar: 1 mL do reativo do Biureto + 0,5 mL de água

destilada;

• Tubo 2: colocar: 1 mL do reativo do Biureto + 0,5 mL da solução de proteínas;

• Tubo 3: colocar: 1 mL do reativo do Biureto + 0,5 mL da solução de aminoácidos;

• Comparar o desenvolvimento de cor nos tubos.

4.2. Reação da ninhidrina:

• Aquecer água à 100oC

• Tubo 4 (tubo branco): colocar 2 mL da solução de ninhidrina + 0,5 mL de água

destilada;

• Tubo 5: colocar 2 mL da solução de ninhidrina + 0,5 mL da solução de proteínas;

• Tubo 6: colocar 2 mL da solução de ninhidrina + 0,5 mL da solução de aminoácidos;

• Ferver os tubos de ensaio 4, 5 e 6 por 5 minutos;

• Comparar o desenvolvimento de cor nos tubos.

Quando os aminoácidos são aquecidos em solução contendo excesso de

ninidrina, todos aqueles que têm grupamento amino livre produzem um composto

púrpura, conhecido como Púrpura de Rüehmann. Essa reação também pode ser

utilizada na detecção de peptídios e proteínas que apresentem essa característica.

Em condições apropriadas, a intensidade da cor produzida é proporcional à

concentração de espécies (aminoácidos, peptídeos ou proteínas) presentes.

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4.3. Efeito da adição de solventes orgânicos:

• Tubo 7: colocar 1mL da solução de proteínas + 2mL de etanol gelado (lentamente

até o aparecimento de uma ligeira turvação).

AULA PRÁTICA 7: LIPÍDEOS

Materiais/ grupo:

- 07 tubos de ensaio

- grade

- pipetas de 5mL

- pipetas de pasteur

a. Caracterização

1. Solubilidade

Em uma bateria de 7 tubos de ensaio numerados, colocar 3 gotas de óleo vegetal

em cada um e adicionar 3 mL de:

1º- Água

2º- HCl a 4%

3º- Na2CO3 a 2%

4º- NaOH a 10%

5º- Etanol

6º- Éter Sulfúrico

7º- Acetona

Agitar vigorosamente e verificar:

a) Insolubilidade no 1º e 2º tubos

b) Emulsão estável nº 3 e 4

c) Solubilidade parcial no tubo nº 5 que se torna total pelo aquecimento

d) Solubilidade total nos demais tubos.

Juntar mais 20 gotas de óleo nos tubos contendo:

Éter

Acetona

Observar a grande solubilidade do óleo nesses solventes.

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AULA PRÁTICA 8: ENZIMAS

Materiais/ grupo:

- 02 tubos de ensaio

- grade

- pipetas de 2mL

- pipetas de 1mL

- peras de borracha

- proveta

- bico de Bunsen

- Bécker

- banho maria a 37ºC

- banho de gelo

Reagentes:

Solução de amido 1%.

Iodo (Lugol)

Solução de Hidróxido de sódio (NaOH) 0,1M

Solução de ácido acético 1N

Procedimento

- Lavar bem a boca e coletar cerca de 5mL de saliva (amilase).

- Fazer a diluição da saliva (1:1) colocando 2mL de saliva e 2mL de água

destilada.

1. Influencia da temperatura

Numerar dois tubos de ensaio e colocar em cada um deles, 3mL de solução de amido

1%.

Levar o primeiro tubo ao banho maria a 37ºC e mergulhar o segundo tubo em banho

de gelo, durante 10minutos.

Adicionar 0,4mL de saliva diluída (1:1) em cada tubo e agitar.

Após 5min, retirar os tubos do banho maria e banho de gelo e adicionar 3 gotas de

iodo (lugol) em cada tubo e agitar.

Interpretar o resultado.

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2. Influencia do pH

Numerar 3 tubos de ensaio e adicionar a cada um deles:

Tubo 1: 3mL de solução de amido (1%) + 1 gota de NaOH 0,1M + 0,4mL de saliva

diluída (1:1) e agitar.

Tubo 2: 3mL de solução de amido (1%) + 1 gota de ácido acético 1N + 0,4mL de

saliva diluída (1:1) e agitar.

Tubo 3: 3mL de solução de amido (1%) + 0,4mL de saliva diluída (1:1) e agitar.

Levar os tubos ao banho maria 37ºC durante 15min.

Após esse tempo, adicionar 3 gotas de lugol (iodo) em cada tubo e agitar.

Interpretar os resultados.

AULA PRÁTICA 9: CARACTERIZAÇÃO E IDENTIFICAÇÃO DE CARBOIDRATOS

Materiais/ grupo

4 Tubos de ensaio

Banho maria

Chapa aquecimento

Reagentes

Reagente de Benedict

Solução de glicose 1%

Reagente de Tollens (Nitrato de prata amoniacal)

Solução de amido

Solução de sacarose

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1. Reação de Benedict

Caracterização do açúcar redutor:

a) Colocar em um tubo de ensaio 2mL do reativo de Benedict

b) Aquecer até ebulição

c) Adicionar 0,5mL de solução de glicose 1%

d) Ferver até o aparecimento do precipitado vermelho tijolo

e) Colocar em um tubo de ensaio 2mL do reativo de Benedict

f) Aquecer até ebulição

g) Adicionar 0,5mL de solução de amido

h) Ferver até o aparecimento do precipitado vermelho tijolo

i) Colocar em um tubo de ensaio 2mL do reativo de Benedict

j) Aquecer até ebulição

k) Adicionar 0,5mL de solução de sacarose

l) Ferver até o aparecimento do precipitado vermelho tijolo

2. Reação de Tollens

Caracterização do açúcar redutor:

Colocar em um tubo de ensaio 2mL do reativo de Tollens

Adicionar 0,5mL de solução de glicose 1%

Aquecer sem agitar e sem deixar entrar em ebulição

Observar a formação de espelho de prata nas paredes internas do tubo de ensaio