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UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA
FACULDADE DE AGRONOMIA E MEDICINA VETERINÁRIA
ATRIBUTOS MICROBIOLÓGICOS DO
SOLO, SOB SISTEMA DE INTEGRAÇÃO
LAVOURA-PECUÁRIA
FELIPE ALVES DOS SANTOS
JULIANE CRISTINA PEREIRA CALAÇA
MONOGRAFIA DE GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA
Brasília, DF
Dezembro de 2011
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA
FACULDADE DE AGRONOMIA E MEDICINA VETERINÁRIA
ATRIBUTOS MICROBIOLÓGICOS DO
SOLO, SOB SISTEMA DE INTEGRAÇÃO
LAVOURA-PECUÁRIA
FELIPE ALVES DOS SANTOS
JULIANE CRISTINA PEREIRA CALAÇA
ORIENTADORA PROFESSORA DRa. MARIA LUCRÉCIA GEROSA RAMOS
Brasília, DF
Dedicamos este trabalho aos nossos pais e irmãos.
AGRADECIMENTOS
À Deus, pelas oportunidades concedidas e por todas as pessoas que colocou em
nossos caminhos.
Aos nossos pais, Antônio César Calaça e Eliane Pereira Calaça, e Ariovaldo
Alves dos Santos e Marluce Prazer Lucas dos Santos, por todo amor, paciência e
incentivo. É em vocês que nos inspiramos, devemos tudo o que somos a vocês. Em
especial, à Antônio César Calaça, pelo grande homem e pai, e que mesmo não estando
mais no meio de nós, tanto nos ajudou nessa conquista.
Aos nossos queridos irmãos Vanessa Calaça, Juninho Calaça, Tiago Alves dos
Santos, Ana Carolina Lucas dos Santos, Luís Gustavo Lucas dos Santos, Danilo Lucas
dos Santos, Maria Luíza Lucas dos Santos e João Gabriel Alves dos Santos, por todo
apoio, carinho e amizade. Vocês são nossa alegria.
À todos os nossos familiares, que nos ajudaram com incentivo, apoio e carinho.
À professora Lucrécia, pelo apoio, paciência e incentivo, que tornaram possível
a conclusão deste trabalho.
Aos nossos amigos Janice, Ana Luíza, Tiago, Samuel, Pedro, Marcus Vinícius e
Helder pelo apoio e amizade.
Ao Douglas e Laryssa por todo auxílio e ajuda.
À todos que contribuíram de alguma forma para a conclusão desse trabalho.
Muito obrigado!
RESUMO
ATRIBUTOS MICROBIOLÓGICOS DO SOLO SOB SISTEMA DE
INTEGRAÇÃO LAVOURA-PECUÁRIA
O Sistema de Integração Lavoura-Pecuária (ILP) produz em uma mesma
área grãos e forragem, seja por consórcio, rotação ou sucessão. Este sistema
tem potencial para aumentar e diversificar da renda do produtor, recuperar
áreas degradadas, quebrar o ciclo de patógenos, pragas e plantas daninhas e
melhorar os atributos físicos, químicos e biológicos do solo. Alterações nos
atributos biológicos têm sido quantificadas através de diferentes análises,
como carbono e nitrogênio da biomassa microbiana, respiração basal,
carbono orgânico e nitrogênio total. O objetivo deste trabalho foi analisar os
atributos microbiológicos do solo, sob sistema de integração lavoura-
pecuária, após dois anos da instalação do sistema. Os tratamentos
estabelecidos para a realização das análises foram Panicum maximum cv.
Aruana; Brachiaria humidicola + milho; Pousio (Área 1); Brachiaria
humidicola; Panicum maximum cv. Aruana + milho; Pousio (Área 2). Os
resultados mostraram que o consórcio entre o Panicum maximum cv.
Aruana e milho diminuiu o carbono orgânico do solo, na camada de 0-10
cm, em relação ao Panicum maximum cv. Aruana solteiro. Os capins
solteiros ou em consórcio com milho não alteraram a respiração do solo. O
sistema Brachiaria humidicola + Milho apresentou os maiores valores de
Cmic e de razão Cmic:Corg na camada de 0-10 cm. O tratamento
Brachiaria humidicola apresentou maiores valores de Nmic e razão
Nmic:Ntotal em comparação a este capim em consórcio. O oposto ocorreu
com o capim Panicum maximum cv. Aruana, que apresentou maiores
valores de Nmic e razão Nmic:Ntotal em consórcio quando comparado ao
Panicum maximum cv. Aruana solteiro. O nitrogênio total do solo foi menor
na camada de 10-20 cm.
Palavras chave: Qualidade do solo, Biomassa microbiana do solo, Carbono
orgânico do solo, Nitrogênio total do solo.
8
SUMÁRIO
1. Introdução..................................................................................................................13
2. Revisão Bibliográfica.................................................................................................15
2.1. Cerrado........................................................................................................15
2.1.1. Bioma Cerrado.............................................................................15
2.1.2. Solos do Cerrado..........................................................................15
2.1.3. Pastagem do Cerrado...................................................................16
2.2. Sistema de Integração Lavoura- Pecuária..............................................17
2.3. Matéria Orgânica........................................................................................18
2.3.1. Biomassa Microbiana..................................................................19
2.4. Carbono.......................................................................................................20
2.5. Nitrogênio....................................................................................................21
2.6. A qualidade do solo e seus indicadores.....................................................22
3. Material e métodos....................................................................................................24
3.1. Área experimental.......................................................................................24
3.2. Coleta do Solo..............................................................................................30
3.3 Determinação dos atributos biológicos......................................................30
3.3.1. Respiração Basal..........................................................................31
3.3.2. Carbono da Biomassa microbiana do solo.................................31
3.3.3. Carbono Orgânico........................................................................33
3.3.4. Nitrogênio da Biomassa microbiana..........................................33
3.3.5. Nitrogênio Total...........................................................................34
3.4 Análises Estatísticas.....................................................................................35
4. Resultados e discussão...............................................................................................36
4.1. Carbono Orgânico .....................................................................................36
4.2. Carbono da Biomassa microbiana do solo ..............................................37
9
4.3. Respiração Basal do solo ...........................................................................39
4.4. Razão Cmic- Corg.......................................................................................41
4.5. Nitrogênio Total .........................................................................................42
4.6. Nitrogênio da Biomassa microbiana do solo ...........................................43
4.7. Razão Nmic: Ntotal.....................................................................................44
5. Conclusões..................................................................................................................46
6. Referências Bibliográficas........................................................................................47
10
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
ILP – Integração lavoura-pecuária
MOS – Matéria orgânica do solo
Cmic – Carbono da biomassa microbiana do solo
Corg – Carbono orgânico
Nmic – Nitrogênio da biomassa microbiana do solo
Ntotal – Nitrogênio total
CTC – Capacidade de troca catiônica
BMS – Biomassa microbiana do solo
N – Nitrogênio
C – Carbono
Hcl – Ácido clorídrico
KOH – Hidróxido de potássio
BaCl2 – Cloreto de bário
K2SO4 – Sulfato de potássio
K2Cr2O7 – Dicromato de potássio
H2SO4 – Ácido sulfúrico
H3PO4 – Ácido fosfórico
(NH4)2 Fe(SO4)6H2O – Sulfato ferroso amoniacal
CHCl3 – Cloroformio
CuSO4 – Sulfato de cobre
NaOH – Hidróxido de sódio
H3BO3 – Á cido bórico
RB – Respiração basal
TFSA – Terra fina seca ao ar
11
LISTA DE FIGURAS
Figura Título Página
1 Piquete B. humidicola + milho após a colheita do milho 29
2 Colheita do milho para posterior entrada dos animais 29
3 Ovinos no piquete sob B. humidicola 29
4 Animais no piquete sob P. maximum cv. Aruana + milho 30
12
LISTA DE TABELAS
Tabela Título Página
1 Histórico dos sistemas de manejo estudados
25
2 Carbono orgânico do solo (g C kg
-1 solo) em sistema
solteiro e sob integração lavoura-pecuária 36
3 Carbono da biomassa microbiana do solo (mg C kg
-1 solo)
em sistema solteiro e sob integração lavoura-pecuária. 38
4 Respiração basal do solo (mg C Kg
-1 solo dia
-1) em sistema
solteiro e sob integração lavoura-pecuária. 40
5 Relação Cmic:Corg (%) em sistema solteiro e sob integração
lavoura-pecuária. 41
6 Nitrogênio total do solo (g N Kg
-1 solo) em sistema solteiro
e sob integração lavoura-pecuária. 42
7 Nitrogênio da biomassa microbiana do solo (mg N Kg
-1
solo) em sistema solteiro e sob integração lavoura-pecuária. 43
8
Razão porcentual do Nitrogênio da Biomassa Microbiana do
solo e Nitrogênio total do solo (Nmic:Ntotal) em sistema
solteiro e sob integração lavoura-pecuária.
44
13
1. INTRODUÇÃO
Nos Cerrados, a exploração isolada da lavoura ou da pecuária tem demonstrado
indícios de falta de estabilidade, com vários aspectos negativos. Portanto, a diminuição
dos custos de produção e melhor aproveitamento na utilização da área são fatores
essenciais para competitividade e a sustentabilidade do setor (MARCHÃO, 2007).
O sistema de integração lavoura-pecuária tem recebido cada vez mais atenção
por parte dos agricultores nos últimos anos por proporcionar maior estabilidade e
sustentabilidade à produção agropecuária (S OUZA et al., 2008). ILP refere-se à
atividade pecuária e produção de grãos em uma mesma área (MORAES et al., 1999),
seja pela rotação, consorciação ou sucessão dessas (ALVARENGA et al., 2006).
Dentre os benefícios da integração estão a possibilidade de introdução,
renovação e recuperação das pastagens a custos menores, pastagens favorecidas pela
presença de adubo residual dos cultivos, menor incidência de pragas, doenças e plantas
invasoras, maior rentabilidade e diversificação para o produtor no momento da
comercialização, maximização do uso da terra, infra estrutura e mão de obra
(LUNARDI, 2005).
Este sistema é uma das alternativas para o manejo sustentável dos solos. As
pastagens, quando bem manejadas, melhoram a qualidade física, química e biológica do
solo, pois estas são mais eficientes na reciclagem de nutrientes, reestruturação do solo,
no armazenamento da água e na produção de matéria orgânica, comparada às culturas
anuais (KLUTHCOUSKI et al., 2003).
Grande quantidade de palha e raízes é produzida pelas pastagens, aumentando-se
assim a matéria orgânica no solo (MORAES, 1993). A matéria orgânica fornece energia
e nutrientes para o desenvolvimento microbiano do solo, e o aumento dessa atividade
resulta na liberação de nutrientes para as plantas, como o nitrogênio (GOEDERT,
1985). Portanto, a perda de matéria orgânica do solo é uma forma de avaliar o nível de
degradação do ecossistema, podendo ser utilizada como critério para avaliar a
sustentabilidade do agroecossistema (LAL, 1994).
A matéria orgânica do solo é gerada a partir da decomposição dos resíduos de
plantas e animais, sendo formada por diversos compostos de carbono em vários graus
de alteração (LOUREIRO, 2008). Ela desempenha diversas funções, das quais se pode
citar maior infiltração da água, aumento da capacidade de troca catiônica do solo,
promovendo um maior armazenamento e retenção de nutrientes, e a ação positiva sobre
14
a atividade de microorganismos e do solo (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
A biomassa microbiana do solo é a parte viva da matéria orgânica do solo,
composta de bactérias, fungos, microfauna e algas, desde que tenham dimensões de até
5x10³μm³, sendo responsável por processos bioquímicos e biológicos no solo e é
influenciada pelo ambiente, como temperatura, umidade, tipo de manejo, cultivo
(MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
Segundo Carvalho (2007), a biomassa microbiana do solo tem sido utilizada
como um indicador de qualidade do solo, pois ela responde de maneira rápida às
pequenas alterações no solo, as quais podem desencadear melhoria ou perda da
qualidade do solo. Ela representa o compartimento central do ciclo do carbono no solo,
pois pode funcionar como local de reserva de nutrientes e acelerar a decomposição do
carbono orgânico do solo (SOUZA et al., 2008).
Os nutrientes são imobilizados temporariamente pela biomassa microbiana e são
liberados após sua morte e decomposição, tornando-se, assim disponíveis para as
plantas (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006). O nitrogênio é considerado um dos
principais nutrientes limitadores da produção e tem como principal fonte de
armazenamento a matéria orgânica (RANGEL et al., 2009).
O objetivo do trabalho foi quantificar o carbono orgânico do solo, nitrogênio
total, a respiração basal e o nitrogênio e o carbono da biomassa microbiana do solo, em
uma área após dois anos sob sistema de integração lavoura-pecuária.
15
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. Cerrado
2.1.1. Bioma Cerrado
O Bioma Cerrado ocupa 24% do território nacional, o que representa dois
milhões de quilômetros quadrados e perde apenas para o Bioma Amazônia, que possui
mais de quatro milhões de quilômetros quadrados (IBGE, 2006). Da área utilizada no
Cerrado, o que representa 80 milhões de hectares, 26,5% é ocupado por pastagens
cultivadas e 10,5% por culturas agrícolas (SANO et al., 2008).
Segundo a classificação de Koopen o clima do cerrado é o Aw, tropical
chuvoso (SANO et al., 2008). A temperatura média anual varia entre 22 e 27 °C e a
precipitação concentra-se entre os meses de outubro a março, com índice pluviométrico
entre 1200 e 1800 mm. Entretanto durante a estação chuvosa pode ocorrer curtos
períodos de seca, denominados veranicos, onde se destaca a importância de práticas
agrícolas adequadas, como a integração lavoura-pecuária, que propicia maior
armazenamento de água no solo (KLUTHCOUSKI et al., 2003).
2.1.2. Solos do Cerrado
Os solos predominantes no Cerrado são Latossolos, o que representa cerca de
43% desse bioma, seguidos dos Neossolos Quartzarênicos. Os Latossolos são solos
muito profundos, normalmente superiores a 2 metros, são bem drenados, com
topografia plana a suave ondulado, e com cores que variam de vermelho-escuro a
amarelo. Estes solos encontram-se em estágio avançado de intemperização, com teor de
argila entre 15 e 80% em que predominam óxidos hidratados de ferro e alumínio ou
argilominerais 1:1, com baixa capacidade de troca de cátions (KLUTHCOUSKI et al.,
2003).
A segunda classe de maior importância, os Neossolos Quartzarênicos, são solos
profundos, bem drenados, com teor máximo de argila de 15%, baixa disponibilidade de
nutrientes e baixa CTC (KLUTHCOUSKI et al., 2003).
Os solos do Cerrado, em sua maioria, são distróficos, álicos, formado
16
principalmente por caulinita, gipsita e hematita, com uma quantidade baixa de bases,
que resulta em baixa CTC, o que leva a uma menor retenção de nutrientes e água
(RESCK et al., 1996). Por esses motivos a CTC desses solos é altamente dependente da
matéria orgânica (KLUTHCOUSKI et al., 2003).
Pode-se aumentar a quantidade de matéria orgânica nos solos do Cerrado
utilizando sistemas integrados de produção, com a rotação de culturas adequadas,
principalmente com a inclusão das Brachiaria nesses sistemas (KLUTHCOUSKI et al.,
2003).
2.1.3. Pastagens do Cerrado
No Centro-Oeste, a maior parte das áreas com pastagens são formadas por
Brachiaria, principalmente Brachiaria decumbens e Brachiaria brizantha (SALTON et
al., 2005). Em 2004, Vilela et al., estimou que essa área sob pastagens era da ordem de
61 milhões de hectares e concluiu que a tendência seria a estabilização, ou mesmo a
redução, devido à substituição de parte das áreas de pastagens por lavouras de grãos.
O mau manejo das pastagens levou as mesmas a um alto nível de degradação.
Cerca de 60 % das áreas com pastagens no Cerrado apresentam algum grau de
degradação (MARTHA JÚNIOR; VILELA, 2002; SALTÓN et al., 2005). A
degradação de uma pastagem é um processo de perda de vigor e produtividade
forrageira, sem possibilidade de recuperação natural, tornando a produção e a qualidade
da forragem insuficiente para as exigências do animal, bem como mais suscetível ao
ataque de patógenos, pragas e vulnerável à invasão de plantas invasoras (MACEDO,
1995).
Os fatores que levam à degradação das pastagens são a escolha errada da
espécie a ser plantada em determinado local; formação inicial e condução ruim da
pastagem, pela ausência ou mau uso de práticas de preparo do solo, adubação inicial e
de manutenção, plantio, práticas culturais como fogo; ocorrência de patógenos, pragas e
plantas daninhas e taxa de lotação superior à capacidade de suporte (MACEDO et al.,
2001 apud KANNO et al., 2001) .
As pastagens podem ser recuperadas de maneira indireta, através da utilização
de práticas mecânicas, químicas e culturais, utilizando-se uma pastagem anual ou uma
lavoura de grãos com o objetivo de revigorar a forrageira existente (MACEDO et al.,
17
2001 apud KANNO et al., 2001). Assim, o sistema de integração lavoura-pecuária se
torna uma importante prática que pode ser utilizada para este fim (CEZAR et al., 2000;
MACEDO, 2001).
2.2.Sistema de integração lavoura-pecuária
A deficiência e a baixa qualidade das pastagens no período seco do ano são
grandes problemas da pecuária. Nesse período, as pastagens são escassas e apresentam
baixo valor nutritivo, baixo coeficiente de digestibilidade e pouca palatabilidade para o
rebanho, o que acarreta grandes prejuízos para os criadores, devido à baixa eficiência
produtiva e reprodutiva dos animais (YOKOYAMA et al., 1999).
A integração lavoura-pecuária surge como uma alternativa parar driblar esses
problemas. Segundo Kluthcouski et al. (2003), a integração lavoura-pecuária são
sistemas produtivos de grãos, fibra, carne, leite, lã, realizados na mesma área, em
plantio consorciado, em sucessão ou rotacionado. Este sistema objetiva maximizar a
utilização dos ciclos biológicos das plantas, animais, e seus respectivos resíduos, assim
como efeitos residuais de corretivos e nutrientes, otimizar a utilização de agroquímicos,
aumentar a eficiência no uso de máquinas, equipamentos e mão de obra e visar a
sustentabilidade (NASCIMENTO e CARVALHO, 2011), isso possibilita, ainda, diluir
os custos de produção e diversificar a renda do produtor.
Os objetivos principais do sistema de integração lavoura-pecuária são a
recuperação de pastagens degradadas, a melhoria nas condições físicas, químicas e
biológicas do solo, produção de pasto e grãos para alimentação animal (ALVARENGA
et al., 2005). Podendo, também, quebrar o ciclo de doenças, pragas e plantas daninhas,
diminuir as diferenças de temperatura no solo e melhorar a conservação da água
(KLUTHCOUSKI et al., 2003).
A ILP é uma das alternativas para o manejo sustentável dos solos, pois as
pastagens, quando bem manejadas, melhoram a qualidade física, química e biológica do
solo, sendo mais eficientes na reciclagem de nutrientes, no armazenamento da água e na
produção de matéria orgânica, além de fornecer grande quantidade de palhada
(KLUTHCOUSKI et al., 2003). As pastagens também deixam grandes quantidades de
raízes no perfil do solo e a decomposição destas cria uma rede de canais no solo, de
grande importância nas trocas gasosas e na movimentação da água (ALVARENGA et
18
al., 2005).
A lavoura também traz benefícios para a pecuária, pois a pastagem aproveita os
resíduos das adubações deixadas pelas lavouras, o que resulta na produção de forragem
de melhor qualidade, recuperação da produtividade de pastagens, menor custo na
implantação de uma nova pastagem, aumento da produtividade e maior ganho de peso
dos animais (NASCIMENTO e CARVALHO, 2011).
2.3. Matéria orgânica
A fotossíntese é a fonte primária de produção de matéria orgânica, que utiliza
energia solar para fixar carbono atmosférico e transformá-lo em compostos orgânicos. A
matéria orgânica do solo engloba resíduos vegetais e animais em diferentes estágios de
decomposição, a biomassa microbiana, raízes e a fração mais estável, denominada
húmus (CAMARGO et al., 1999). Carbono, oxigênio, hidrogênio, nitrogênio, fósforo e
enxofre são os principais constituintes da MOS (VARGAS e HUNGRIA, 1997).
A matéria orgânica pode ter diferentes destinos ao ser incorporada no solo.
Parte dela é imobilizada pela biomassa microbiana, outra fração sofre o processo de
humificação e a última parte é mineralizada (CERRI et al., 1992).
De acordo com Vargas et al. (1997), no processo de imobilização os
microorganismos utilizam de 10 a 70% do carbono do substrato para manutenção e
síntese celular, e a mineralização consiste na transformação dos materiais de origem em
substâncias minerais solúveis ou gasosas.
A humificação é a fase do ciclo do carbono em que as formas orgânicas do
carbono se estabilizam e acumulam no solo. O húmus é formado por uma mistura
heterogênea de compostos, sendo praticamente impossível reconhecer a estrutura exata
dos seus materiais de origem (CERRI et al., 1992). Além de ser fonte de nutrientes, o
húmus possui propriedades coloidais, e ao agregar as partículas minerais do solo cria
boas condições de porosidade e friabilidade ao solo e é também o grande responsável
pela CTC do solo (RAIJ, 1991).
A matéria orgânica assume importantes funções no solo, dentre elas, destacam-
se: liberação de nutrientes para as plantas, fonte de energia para os microorganismos,
aumento na agregação das partículas minerais, aumento da CTC, alterações na
porosidade e armazenamento de água e oxigênio (KLUTHCOUSKI et al., 2003), maior
19
resistência à erosão, maior atividade e diversidade biológica do solo (VEZZANI, 2001
apud SALTON et al., 2005; MIELNICZUK et al., 2003), efeito tampão (VARGAS e
HUNGRIA, 1997), redução do alumíno tóxico (CORRAZA et al., 1999) são exemplos
dos benefícios resultantes da adição de matéria orgânica ao solo.
Com o cultivo do solo, as taxas de acúmulo ou perdas de MOS variam de
acordo com as características do solo, dos sistemas de cultivo, do preparo do solo e das
condições climáticas, que aceleram ou retardam os processos de decomposição dos
resíduos e de síntese e decomposição da MOS (SANCHEZ, 1976). A decomposição
consiste na transformação de resíduos vegetais e animais, através da atividade biológica,
em compostos menores. Esse processo compreende grande quantidade e diversidade de
microrganismos (VARGAS e HUNGRIA, 1997).
Em regiões tropicais, as taxas de perda da matéria orgânica são até cinco vezes
maiores do que em regiões temperadas, (RESCK et al., 1996), e manejos em que se faz
o revolvimento do solo há uma aceleração da decomposição da matéria orgânica
(KLUTHCOUSKI, 2003), principalmente devido ao fato dos resíduos orgânicos
ficarem mais expostos ao ataque de organismos (KLUTHCOUSKI et al., 2003).
2.3.1. Biomassa microbiana
A biomassa microbiana do solo é a parte viva da matéria orgânica do solo e
representa de 2 a 5% do carbono orgânico e mais de 5 % do N total do solo
(JENKINSON e POLWLSON, 1976) e é composta de bactérias, fungos, actinomicetos,
protozoários e algas. Os microrganismos do solo atuam na decomposição da matéria
orgânica, participam da ciclagem de nutrientes e, conseqüentemente a sua
disponibilidade no solo. Assim, a biomassa microbiana do solo funciona como
importante reservatório de vários nutrientes (GRISI e GRAY, 1986).
Segundo Anderson et al. (1989), a biomassa microbiana é influenciada pela
umidade, temperatura, manejo do solo, cultivo e, também, pelos resíduos vegetais. E
assim, a MOS pode ser utilizada como um indicador biológico de qualidade de sistemas
de produção.
O manejo do solo afeta de maneira diferenciada a biomassa microbiana, e isso
pode alterar os processos de decomposição, mineralização e humificação no solo e estes
regulam propriedades importantes do solo como, a formação e estabilização de
20
agregados, fluxo de nutrientes, manutenção da diversidade, simbioses e antagonismos
(ROSCOE et al., 2006).
Os indicadores microbiológicos podem ser utilizados na avaliação precoce de
possíveis efeitos adversos do manejo sobre a qualidade do solo, e isso permite a adoção
preventiva de medidas corretivas ou de controle, além de identificar a sustentabilidade
do sistema (CHAER et al., 2007).
A biomassa microbiana do solo é um indicador sensível da dinâmica de carbono
e nitrogênio. Porém, este indicador isoladamente não expressa, adequadamente, a
dinâmica de C e N no solo (CARVALHO, 2007), isto porque a BMS apresenta forte
relação com a matéria orgânica do solo, e reflete as mudanças da mesma. Outras
análises devem ser feitas junto à BMS como a determinação do carbono orgânico do
solo, a respiração microbiana (WANDER, 1994) e nitrogênio total (CARVALHO,
2007).
2.4. Carbono
Através da fotossíntese o carbono mineral, na forma de gás carbônico, é fixado
na forma de compostos orgânicos, como carboidratos, lignina, proteínas e lipídios, e por
isso esse elemento é essencial para as plantas. Após a morte dos órgãos vegetais e
também aqueles de origem animal, o carbono orgânico entra em contato com o solo.
Esses resíduos são decompostos, principalmente pelos microrganismos, formando gás
carbônico, dando reinício ao ciclo (CERRI et al., 1992).
O ciclo do carbono pode ser dividido em três fases principais. A primeira é
anabólica e consiste na captura do dióxido de carbono atmosférico pelos organismos
fotossintetizadores. Na segunda, há a liberação dos produtos sintetizados e sua
estabilização no solo e a última fase consiste na mineralização de substratos orgânicos e
retorno do carbono mineral para atmosfera (CERRI et al., 1992). As taxas de ganhos
ou perdas de carbono orgânico se resumem com a entrada de carbono por resíduos
animais ou vegetais e perdas do mesmo por mineralização da MOS (BAYER e
MIELNICZUK, 1997).
Em ecossistemas naturais, os teores de MOS se mantêm estáveis no tempo,
como resultado da entrada de carbono orgânico ser semelhante à saída de carbono na
forma de CO2. Quando o solo passa a ser cultivado o acúmulo ou perda de MOS são
21
alterados pelo tipo de solo, condições climáticas, manejo do solo e sistema de cultivo
implantado, que aceleram ou retardam o processo de decomposição (SANCHEZ, 1976).
A adição de carbono ao solo depende dos sistemas de cultivo implantados.
Sistemas com pousio ou aqueles que removem os resíduos culturais, deixando o solo
exposto, apresentam baixa adição de carbono. Em sistemas em que os resíduos são
mantidos na área a adição de carbono é pouco afetada (BOLINDER et al., 1999).
Culturas com sistema radicular mais agressivo e abundante, como as forrageiras,
enviam uma maior quantidade de carbono fotossintetizado para as raízes do que culturas
anuais, e por isso serão mais eficientes em aumentar os estoques de carbono orgânico do
solo (LOVATO et al., 2004).
2.5. Nitrogênio
O nitrogênio é um elemento essencial na constituição de moléculas vitais,
como aminoácidos e ácidos nucléicos. A precipitação pluviométrica, fixação biológica
do N2 atmosférico, intemperismo de rochas (VIANA, 2002), fertilizantes e resíduos
animais e vegetais são as formas de entrada do nitrogênio no solo. As perdas ocorrem,
principalmente, por lixiviação, erosão, remoção pelas culturas, volatilização e
desnitrificação (CERRI et al. 1992).
O nitrogênio da matéria viva encontra-se principalmente nas plantas, e
representa mais de 90% do total, o restante está presente na microbiota e nos animais.
Estima-se que o N da matéria orgânica do solo varia entre 3. 1017
a 5,5. 1017
g de N,
sendo 1,5. 1015
g de N na biomassa microbiana do solo e 1.1015
g de N orgânico no solo
(PEREZ et al., 2004).
A biomassa microbiana pode imobilizar grande quantidade de nutrientes, no
caso do nitrogênio pode ser acima de 100 kg ha-1
(ANDERSON e DOMSCH, 1980).
À medida que os microrganismos morrem, eles são mineralizados pelos microrganismos
restantes, e o nitrogênio imobilizado é disponibilizado, processo esse chamado de
remineralização (MARY et al., 1996). Por esses processos de mineralização e
imobilização, que controlam a disponibilidade do nitrogênio, pode-se dizer que a
biomassa microbiana age como um tampão do N do solo (VARGAS et al., 1998).
O N é um elemento relevante nos estudos de matéria orgânica do solo, e de
elevada dinâmica no sistema. A mineralização da matéria orgânica do solo transforma,
22
em média, de 2% a 5% do N orgânico por ano. Dentro deste processo fazem parte as
reações de amonificação e nitrificação. Este processo pode ser influenciado pelo uso e
manejo do solo. Nas áreas com pastagens, substâncias excretadas pelas raízes das
gramíneas favorecem a amonificação e inibem a nitrificação (MOREIRA e SIQUEIRA,
2002).
2.6. A qualidade do solo e seus indicadores microbiológicos
A capacidade que o solo tem em exercer diversas funções e sustentar a
produtividade biológica, manter ou melhorar a qualidade ambiental e contribuir para o
melhor desenvolvimento de plantas, animais e humanos definem qualidade do solo
(DORAN e PARKIN, 1994). Uma das maneiras de avaliar essa qualidade é através da
quantificação de atributos biológicos do solo como carbono e nitrogênio da biomassa
microbiana e taxa de respiração. O monitoramento das alterações nos níveis de
biomassa microbiana do solo é uma medida adequada para determinar se um conjunto
de práticas é sustentável (ALVAREZ VENEGAS et al., 2002).
A disponibilidade de nutrientes para o sistema depende do tamanho e da
atividade da biomassa microbiana do solo, já que esta representa o carbono e o
nitrogênio mais lábil do solo (JENKINSON e LADD, 1981). O carbono da biomassa
microbiana indica a capacidade de reserva de C no solo que participa de vários
processos no solo, inclusive o de humificação e perda de C do solo. Quanto maior o
Cmic, maior será a reserva do C no solo (CARVALHO, 2007).
O nitrogênio da biomassa microbiana do solo é liberado para o ambiente de
maneira mais rápida que o N do material em decomposição. Por isso, a quantificação do
Nmic é muito importante, pois ele controla a disponibilidade e as perdas de nitrogênio
inorgânico do solo (SCHLOTER et al., 2003).
Vários índices podem ser utilizados para monitorar as transformações da matéria
orgânica do solo, como o carbono da biomassa microbiana e o nitrogênio da biomassa e
a razão Cmic/Corg e Nmic/Ntotal (ALVAREZ VENEGAS et al., 2002), e pode ser
influenciada por diversos fatores, como o histórico de manejo do solo (SPARLING,
1992).
A respiração basal é o parâmetro mais antigo usado para quantificar a atividade
dos microorganismos do solo (MOREIRA e SIQUEIRA, 2002) e pode ser obtida pela
23
medição de gás carbônico liberado das amostras durante o período de incubação,
representando, então a atividade microbiana (BALOTA et al., 1998).
A adoção destes indicadores para a realização de pesquisas possibilitaria a
análise agregada dos resultados obtidos por diferentes pesquisadores, permitiria definir
sustentabilidade de maneira mais confiável e tornaria viável a organização de modelos
padronizados de qualidade do solo (GOEDERT, 2005).
24
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Área experimental
O experimento foi conduzido na Fazenda experimental da UnB - Fazenda Água
Limpa - localizada em Vargem Bonita, Brasília – DF. As coordenadas geográficas
desse local são as 15°55’58’’S e 47
°51’02’’W e altitude de 1000 metros.
O sistema de integração lavoura-pecuária foi instalado na safra 2007/2008 sob
Latossolo Vermelho-Amarelo distrófico típico. O experimento foi conduzido por três
safras agrícolas, e as análises microbiológicas realizadas são referentes à safra
2009/2010.
Anteriormente à implantação do experimento, a área em questão, era cultivada
com Andropogon gayanus variedade Planaltina, durante seis anos. A pastagem foi
implantada no sistema de plantio convencional. Em outubro de 2007 realizou-se aração
seguida de gradagem em toda a área, para o preparo do solo e incorporação do calcário.
A calagem foi realizada com dose de calcário dolomítico de 2 ton ha-1
, e esta foi feita
somente no ano da implantação.
A área experimental é de 6 hectares, que foi dividida em 6 piquetes de 1 hectare
e cada piquete foi dividido em 4 parcelas de 0,25 ha. Inicialmente os piquetes foram
submetidos aos seguintes tratamentos:
Piquete 1: Panicum maximum cv. Aruana;
Piquete 2: Brachiaria humidicola + Milho (Zea mays);
Piquete 3: Soja (Glycine max);
Piquete 4: Brachiaria humidicola;
Piquete 5: Panicum maximum cv. Aruana + Milho;
Piquete 6: Soja
O histórico da área pode ser observado na Tabela 1:
25
Tabela 1. Histórico dos sistemas de manejo estudados.
Sistemas Histórico por ano agrícola
2007/2008
Panicum
maximum
cv. Aruana
Adubação de plantio realizada a lanço utilizando-se 45 kg ha-1
de N na forma de uréia, 90 kg ha-1
de P2O5 na forma de
superfosfato simples, 60 kg ha-1
de K2O na forma de cloreto de
potássio e 20 kg ha-1
de sulfato de zinco.
Foram utilizados 30 kg ha-1
de sementes, com valor cultural de
30% descontado, para o plantio a lanço.
Brachiaria
humidicola
+ milho
Adubação de plantio realizada em sulcos utilizando-se 20 kg ha-1
de N na forma de uréia, 100 kg ha-1
de P2O5 na forma de super
fosfato simples, 40 kg ha-1
de K2O na forma de cloreto de
potássio e 20 kg ha-1
de sulfato de zinco.
Adubação de cobertura realizada próximo a linha de plantio do
milho, utilizando-se 100 kg ha-1
de N divididos em duas épocas,
50 kg ha-1
aos 25 e aos 35 dias após a emergência, 50 kg ha-1
de
K2O na primeira cobertura, junto com o nitrogênio;
O espaçamento do milho foi de 0,95 cm e densidade de sete
sementes metro linear-1
. O plantio da forragem e da cultura foi
realizado simultaneamente, os capins foram plantados a lanço e
utilizou-se a mesma quantidade de semente do estabelecimento
dos capins solteiros.
26
Soja
Adubação de plantio realizada no sulco de plantio utilizando-se
120 kg ha-1
de P2O5 na forma de superfosfato simples, 40 kg ha-1
de K2O na forma de cloreto de potássio e 20 kg ha-1
de sulfato de
zinco;
Adubação de cobertura realizada próximo a linha de plantio
utilizando-se 80 kg ha-1
de K2O na forma de cloreto de potássio,
40 dias após a emergência;
Plantio feito com espaçamento de 0,45 m. A inoculação das
sementes de soja foi feita utilizando-se inoculante comercial que
continha 3x109 células g
-1 de inoculante. A dosagem empregada
foi de 800g do inoculante 50 kg-1
de sementes de soja.
Brachiaria
humidicola
Adubação de plantio realizada a lanço utilizando-se 45 kg ha-1
de N na forma de uréia, 90 kg ha-1
de P2O5 na forma de super
fosfato simples, 60 kg ha-1
de K2O na forma de cloreto de
potássio e 20 kg ha-1
de sulfato de zinco.
Plantio realizado a lanço, utilizaram-se 30 kg ha-1
de sementes,
com valor cultural de 30% descontado.
Panicum
maximum
cv. Aruana
+ milho
Plantio e adubação realizados conforme as recomendações
técnicas descritas no piquete sob Brachiaria humidicola +
milho.
Soja
Realizou-se plantio e adubação conforme descrito nas
recomendações técnicas do outro piquete de soja.
2008/2009
Panicum
maximum
cv. Aruana
A adubação das pastagens solteiras foi feita somente na
instalação do experimento, em Novembro de 2007. Foi utilizado
o banco de sementes já estabelecido no piquete na safra
2007/2008.
27
Brachiaria
humidicola
+ milho
Na época de plantio das culturas, o piquete com Brachiaria
humidicola foi pulverizado com meia dose do herbicida
Gramoxone;
Foi utilizado o banco de sementes já estabelecido no piquete na
safra 2007/2008;
Plantio e adubação do milho foram feitos de acordo com as
recomendações técnicas feitas da safra anterior.
Feijão
No segundo ano, os piquetes com soja foram substituídos por
feijão.
Brachiaria
humidicola
Mesmo procedimento para o Panicum maximum cv. Aruana na
safra 2008/2009.
Panicum
maximum
cv. Aruana
+ milho
Na época de plantio da cultura, o piquete com Panicum
maximum cv. Aruana foi pulverizado com a dose recomendada
para o herbicida Gramoxone. Com aparecimento de problemas
técnicos, realizou-se novamente o plantio do P.maximum cv.
Aruana;
Plantio e adubação da forragem e do milho foram realizados
conforme as recomendações técnicas da safra 2008/2009
descritas para o piquete sob Brachiaria humidicola + milho.
Feijão
No segundo ano, os piquetes com soja foram substituídos por
feijão.
2009/2010
Panicum
maximum
cv. Aruana
A adubação das pastagens solteiras foi feita somente na
instalação do experimento, em Novembro de 2007. Foi utilizado
o banco de sementes já estabelecido na parcela nos anos de
cultivo anteriores.
28
Brachiaria
humidicola
+ milho
Na época de plantio das culturas, a parcela com Brachiaria
humidicola foi pulverizada com meia dose do herbicida
Gramoxone;
Para a forrageira foi utilizado o banco de sementes já
estabelecido no piquete das safras anteriores;
O plantio e a adubação do milho realizada em sulcos de acordo
com o ano de implantação.
Pousio
Piquete estava em pousio.
Brachiaria
humidicola
Foram realizados os mesmos procedimentos técnicos descritos
para o P.maximum cv. Aruana neste mesmo ano.
Panicum
maximum
cv. Aruana
+ milho
Na época de plantio da cultura, a parcela com Panicum
maximum cv. Aruana foi pulverizada com meia dose do
herbicida Gramoxone;
Foi utilizado o banco de sementes já estabelecido no piquete
relativo ao ano de cultivo anterior;
Plantio do milho de acordo com as recomendações técnicas
feitas no Brachiaria humidicola + milho desse mesmo ano.
Pousio
Piquete estava em pousio.
Nos anos de condução do experimento, após a colheita da cultura do milho, vinte
ovinos de idade e peso semelhantes entravam nas áreas na mesma época (maio) e
pastejavam por um mês. O sistema de pastejo estabelecido foi o rotacional em que cada
animal ficou aproximadamente sete dias em cada quadrante de cada piquete.
As figuras abaixo mostram alguns dos sistemas de manejo empregados:
29
Figura 1: Piquete B. humidicola + milho, após colheita do milho
Figura 2: Colheita do milho, para posterior entrada dos animais.
Figura 3: Ovinos no piquete sob B. humidicola.
30
Figura 4: Animais no piquete sob P. maximum cv. Aruana + milho.
3.2. Coleta de solo
As coletas de solo foram realizadas em novembro de 2009, antes do plantio do
milho. Foram coletadas amostras representativas de três das quatro parcelas de cada
piquete, correspondendo às repetições.
As coletas foram feitas nas profundidades de 0-10 e de 10-20 cm, com o auxílio
de um trado. Para cada amostra composta, foram coletadas dez amostras simples. As
amostras passaram por peneira de 8 mm para eliminação de raízes e torrões, e
posteriormente foram colocadas em sacos plásticos, identificadas e mantidas em caixas
de isopor com gelo até a chegada ao laboratório onde foram colocadas em um
refrigerador a 10 °C para posteriores análises microbiológicas.
3.3. Determinação dos atributos biológicos
Antes da realização das análises foi quantificada a umidade das amostras.
Foram pesados, em latinhas de alumínio, 10 gramas de solo e colocados na estufa por
dois dias à temperatura de 105 ºC. Após este período, as latinhas foram pesadas
novamente e a umidade foi determinada pela diferença de pesos do solo úmido e seco.
As análises realizadas foram: respiração basal, carbono da biomassa microbiana
do solo e carbono orgânico, nitrogênio da biomassa microbiana e nitrogênio total. Todas
as análises biológicas tiveram a umidade do solo corrigida para 80% da capacidade de
campo.
31
3.3.1. Respiração basal
A respiração basal foi realizada através da metodologia proposta por Alef e
Nannipieri (1995). Para a determinação da respiração basal, pesaram-se, para cada
amostra de campo, 20 gramas de solo, em triplicata para posterior incubação.
As amostras foram incubadas por sete dias em recipiente de vidro de 500 ml,
hermeticamente fechado. Nestes recipientes de vidro foi acondicionado um frasco de
vidro contendo 10 ml de hidróxido de potássio 0,3 M. Foram feitas 3 testemunhas
(recipiente hermeticamente fechado contendo frasco com 10 ml de KOH 0,3 M, sem
solo).
Após sete dias de incubação foi realizada a titulação, com ácido clorídrico 0,1 N
(padronizado), das soluções de KOH 0,3 M que estavam no interior dos frascos. Antes
da titulação, foram adicionados 3 ml de solução 20% de cloreto de bário em cada frasco
contendo o KOH. Em cada frasco foram adicionadas 3 gotas de fenolftaleina (indicador)
e feita a titulação com HCl 0,1 N.
Antes da utilização do HCl na titulação, foi determinada sua normalidade. Este
procedimento foi realizado através da pesagem de 0,2 gramas de C8H5O4K (P.M.
201,2). Adicionou-se 20 ml de água destilada e 1 gota do indicador fenolftaleína e esta
foi titulada com KOH 0,1 M. O volume gasto de KOH foi anotado.
Na segunda etapa da determinação da normalidade do ácido clorídrico, foi
colocado 10 ml de KOH, com 1 gota de fenolftaleína em um erlenmeyer e realizada a
titulação com HCl 0,1 M.
A respiração basal foi determinada indiretamente através da quantidade de CO2
liberado das amostras. A quantidade de CO2 liberada foi calculada pelo número de
moles de KOH inicial, menos o número de moles de KOH que reagiu com o HCL 0,1
N. Os resultados foram calculados em mg de CO2 kg-1
de solo seco dia-1
.
3.3.2. Carbono da biomassa microbiana do solo
O carbono da biomassa microbiana foi determinado através do método de
fumigação e extração (VANCE et al., 1987). De cada amostra de solo foram pesadas
seis subamostras de 20 gramas; três foram colocadas em vidros de 500 ml
hermeticamente fechados e as outras três em frascos de 100 ml que foram tampados
com papel alumínio. Após o sexto dia de incubação, as amostras dos frascos de 100 ml
32
foram colocadas em um dessecador a vácuo, contendo no centro uma placa de petri com
clorofórmio, processo esse chamado de fumigação. Depois de 24 horas as amostras
foram retiradas do dessecador e submetidas à extração do carbono, juntamente com
aquelas as outras amostras mantidas nos vidros de 500 ml.
Em todas as amostras, fumigadas e não fumigadas, foram adicionados 70 ml da
solução de sulfato de potássio 0,5 M, com pH ajustado entre 6,4 a 6,8. As amostras
foram agitadas por agitador mecânico a 150 rpm, por 40 minutos. Após este período, as
amostras foram deixadas em repouso para decantarem, e o sobrenadante foi filtrado em
papel filtro, armazenado em frascos e colocado no freezer para posterior análise do
carbono da biomassa microbiana.
Para a análise de carbono da biomassa microbiana, foram colocados 8 ml do
extrato (amostras fumigadas e não fumigadas), 2 ml da solução 0.066 M de dicromato
de potássio, 15 ml da solução 2:1 de H2SO4 : H3PO4 concentrados em um tubo de
digestão. Foram feitos brancos, amostras contendo os mesmos componentes, menos o
extrato do solo. Os tubos foram colocados em um bloco digestor a 100 ºC por 30
minutos.
Após este tempo, cada amostra foi resfriada e transferida para uma proveta
com capacidade de 50 mL e o volume foi completado com água destilada. O dicromato
residual foi medido por titulação com uma solução de [(NH4)2Fe(SO4)6H2O] em H2SO4
concentrado na presença do indicador ferroína.
O sulfato ferroso amoniacal usado na titulação foi padronizado. Para a
padronização foram pipetados 3 ml de K2Cr2O7 0,066 M em um erlenmeyer de 125 ml.
Foram adicionados 50 ml de água destilada e 15 ml de ácido sulfúrico concentrado.
Procedeu-se com a titulação com sulfato ferroso amoniacal, na presença do indicador
ferroína.
Determinou-se o carbono da biomassa microbiana pela redução do dicromato
de potássio dos extratos filtrados. A quantidade de carbono da biomassa microbiana do
solo foi determinada pela diferença do carbono orgânico extraído das amostras de solo
fumigado e não fumigado.
33
3.3.3. Carbono orgânico
O carbono orgânico foi determinado pelo método de Walkey e Black (1934). De
cada amostra de solo coletada, uma porção de solo foi seca ao ar, macerada e peneirada
em peneira 0,50 mm.
Em um erlenmeyer de 500 ml, foram colocados 0,5 gramas de terra fina seca ao
ar, adicionados 10 ml da solução de dicromato de potássio (K2Cr2O7) 1N e agitado
manualmente para homogeneização. Em seguida, 20 ml de H2SO4 concentrado foram
adicionados e novamente agitado, permanecendo em repouso por 30 minutos. Após este
período, foram colocados 200 ml de água destilada, 10 ml de H3PO4, 1 ml do indicador
difenilamina 0,16% e a solução foi titulada com sulfato ferroso amoniacal 0,5N.
Para a realização dos brancos foi utilizado o mesmo procedimento, sem utilizar
0,5 gramas de terra fina seca ao ar. A matéria orgânica do solo foi calculada da seguinte
forma:
MO total (%) = 10 x (1 – A/B) x 1,34
Onde:
A = volume de sulfato ferroso amoniacal gasto na titulação da amostra
B = volume de sulfato ferroso amoniacal gasto na titulação do branco
Para a determinação do carbono orgânico, dividiu-se o valor da matéria
orgânica calculada por 1,724, visto que 58% da matéria orgânica é representado pelo
carbono orgânico.
3.3.4. Nitrogênio da biomassa microbiana
O nitrogênio da biomassa microbiana foi quantificado pelo método de
fumigação e extração (BROOKES et al., 1985), que consiste na lise celular da
microbiota do solo pelo CHCl3. O procedimento inicial de incubação e extração do solo
é o mesmo usado para a determinação do carbono da biomassa microbiana.
De cada amostra filtrada, foram retirados 20 ml de extrato e transferidos ao tubo
de digestão contendo 3 ml de H2SO4 concentrado e 1g da mistura catalítica (K2SO4 :
CuSO4 : selênio metálica, com os grânulos triturados e homogeneizados, na proporção
34
de 1: 0,1: 0,01). O K2SO4 tem como objetivo elevar o ponto de ebulição do ácido
sulfúrico, enquanto que o Cu e o Se atuam como aceleradores na oxidação da matéria
orgânica. Em cada tubo, foram colocadas cinco bolinhas de ebulição. Os tubos,
contendo a solução, foram colocados em um bloco digestor por 1 hora e 30 minutos a
150 ºC, e depois por 3 horas a 300° C.
Utilizaram-se 20 ml da solução de hidróxido de sódio 40% para fazer a
destilação das amostras. Foi preparada uma solução de 6 ml de vermelho de metila e 15
ml de verde de bromocresol a 0,1% em meio alcoólico, 20 g de H3BO3 e três gotas de
NaOH 0,1 N e completado para um litro de água destilada. Foram utilizados 10 ml
dessa mistura para coletar o destilado em erlenmeyer de 50 ml.
Para fazer a destilação, foi utilizado H2SO4 a 0,0025 N. As amostras tituladas
sem a adição do extrato serviram como branco. O nitrogênio extraído das amostras foi
calculado pela diferença com o branco, e posteriormente por regra de três, pressupondo-
se que 1 meq de H2SO4 equivaleria a 0,0025 e 1 meq de NH4 + a 0,005.
O nitrogênio microbiano foi calculado pela seguinte fórmula: Nmic= (NF -
NNF)/KN, onde NF e NNF são as quantidades totais de nitrogênio mineral liberado dos
solos fumigados e não fumigados, respectivamente. O KN (0,54) é uma constante que
representa a quantidade de nitrogênio da biomassa microbiana que é mineralizada
(Wardle, 1994).
3.3.5. Nitrogênio total
O N total foi determinado pelo método Kjeldahl (NOGUEIRA e SOUZA,
2005). As amostras foram secas ao ar e posteriormente foram moídas em um cadinho.
Pesaram-se 0,2 g dessa TFSA de cada amostra em tubos próprios para análise de
nitrogênio. Adicionaram-se 0,8 g de mistura catalítica, composta de 20 g de sulfato
K2SO4 e 2 g de sulfato de cobre pentahidratado triturado e homogeneizado e 3 ml de
ácido sulfúrico concentrado.
A solução foi agitada e colocada em bloco digestor a 335oC. Após 45 minutos
foi acrescentado 1 ml de peróxido de hidrogênio (H2O2) e permaneceu no bloco digestor
para que o extrato assumisse a coloração verde claro. Após o resfriamento foram
colocados aproximadamente 10 mL de água destilada.
A destilação foi feita com a adição de 20 mL de NaOH 50% (500 g L-1
) e
35
recebida em frasco de erlenmeyer contendo 10 mL de ácido bórico a 2% até o volume
de 30 mL.
O destilado foi titulado com ácido sulfúrico 0,03 N. Em paralelo, foi feita uma
curva padrão com doses conhecidas de nitrogênio (0, 20, 40 e 60 ppm) e os cálculos
foram feitos através da curva de regressão.
3.4. Análises estatísticas
Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA). As análises
tiveram as médias comparadas pelo teste t a 5% de significância. As análises foram
realizadas utilizando-se o programa estatístico SISVAR. O delineamento experimental
foi de blocos inteiramente casualisados.
36
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Carbono orgânico
Na coleta de solo feita após dois anos de integração lavoura-pecuária houve
interação significativa entre os sistemas de produção e as profundidades de solo, para o
carbono orgânico do solo. Na camada de 0-10 cm, o capim Panicum maximum cv.
Aruana apresentou o maior valor de Corg (31,56 g C kg-1
solo) e a área sob Pousio,
apresentou o menor valor (24,76 g C kg-1
solo). Na profundidade 10-20 cm, o sistema
de consórcio Brachiaria humidicola + Milho (26,03 g C kg-1
solo) foi maior do que o
consórcio Panicum maximum cv. Aruana + Milho (23,84 g C kg-1
solo), que apresentou
o menor valor (Tabela 2).
Tabela 2. Carbono orgânico do solo (g C kg-1
solo) em sistema solteiro e sob integração
lavoura-pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm)
0-10 10-20
Panicum maximum cv. Aruana 31,56Aa 26,42Ab
Brachiaria humidicola + Milho 27,45Ba 26,03Aa
Pousio 24,76Ca 25,26ABa
Brachiaria humidicola 26,81Ba 25,26ABa
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 27,45Ba 23,84Bb
Pousio A 27,45Ba 26,55Aa
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não diferem entre
si, pelo teste t (p<0,05)
Neste trabalho foram observados valores maiores de Corg (Tabela 2) do que os
obtidos por Leite et al. (2010), que observaram valores após 2 anos de plantio direto em
área com plantio de milheto e soja, de 21, 7 g C kg-1
solo na profundidade de 5-10 cm e
15,9 g C kg-1
solo na profundidade de 10-20 cm, e após 6 anos de sistema de plantio
direto, na camada de 5-10 cm, o valor foi de 24,4 g C kg-1
solo e na profundidade de
10-20 foi de 21,9 g C kg-1
solo.
Na profundidade de 0-10 cm, o capim Brachiaria humidicola solteiro ou em
consórcio, apresentou valores semelhantes de carbono orgânico (26,81 e 27,45 g C kg-1
37
solo) respectivamente, sugerindo que o milho não promoveu efeito no solo sob a
Brachiaria humidicola após dois anos de implantação do ILP. Já os tratamentos com
capim Panicum maximum cv. Aruana em consórcio com o milho apresentou menores
valores de carbono orgânico (27,45 g C kg-1
solo), quando comparado ao Panicum
maximum cv. Aruana solteiro. Em relação ao capim Panicum maximum cv. Aruana
solteiro ou em consórcio com o milho, a mesma tendência foi obtida na camada de 10-
20 cm. Entre as camadas de solo, o capim Panicum maximum cv. Aruana solteiro ou em
consórcio com milho, apresentou menores valores na camada de 10-20 cm (Tabela 2).
Nas profundidades de 0-10 cm e 10-20 cm, o piquete com Panicum maximum
cv. Aruana apresentou valor maior de Corg do que em consórcio com o milho (Tabela
2). Resultados semelhantes foram obtidos por Carneiro et al., (2008) em Neossolos,
onde a Brachiaria apresentou valores maiores do que em consórcio com soja.
Vários autores têm observado que o Corg do solo normalmente é maior nas
camadas mais superficiais (CARMO, 2011; FONSECA et al., 2007; BATISTA et al.,
2008). Isto ocorre porque nas camadas superficiais do solo há uma maior deposição de
resíduos vegetais sobre o mesmo, além de uma maior presença de raízes e liberação de
exsudatos (FONSECA et al., 2007). A diminuição de Corg nas profundidades maiores
também pode ser explicada pelo não revolvimento do solo aumentando a quantidade de
matéria orgânica e diminuindo a decomposição dos resíduos vegetais nas camadas mais
superficiais do solo (JANTALIA et al., 2007). No presente trabalho, apesar de se
observar que na profundidade de 0-10 cm os valores de Corg foram maiores, os
resultados não apresentaram diferença estatística significativa, com exceção do Panicum
maximum cv. Aruana e Panicum maximum cv. Aruana + Milho, e isto pode ser
possivelmente pelo curto tempo de implantação do sistema.
4.2. Carbono da biomassa microbiana do solo
Na camada de 0-10 cm, o capim Brachiaria humidicola em consórcio com
milho, apresentou maior Cmic (438,57 mg C kg-1
solo) que o capim Brachiaria
humidicola solteiro (147,72 mg C kg-1
solo). O capim Panicum maximum cv. Aruana
solteiro ou em consórcio apresentou valores semelhantes, entre 163,59 e 171,20 mg C
kg-1
solo, respectivamente. Na camada de 10-20 cm, o Cmic foi menor no capim Aruana
e maior e semelhante nos outros sistemas de produção (Tabela 3).
38
Tabela 3. Carbono da biomassa microbiana do solo (mg C kg-1
solo) em sistema solteiro
e sob integração lavoura-pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm)
0-10 10-20
Panicum maximum cv. Aruana 163,59BCa 70,67Ba
Brachiaria humidicola + Milho 438,57Aa 249,45Ab
Pousio 176,57BCa 190,77Aa
Brachiaria humidicola 147,72Ca 189,28ABa
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 171,20BCa 209,24Aa
Pousio A 281,93Ba 158,33ABa
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não diferem entre
si, pelo teste t (p<0,05)
O carbono da biomassa microbiana foi maior nas áreas com integração
Brachiaria humidicola + Milho, em comparação com a Brachiaria humidicola solteira
(Tabela 3). Resultados similares foram observados por Carneiro et al. (2008), em
experimento semelhante em Mineiros (GO) e por Carmo (2011), em análises realizadas
em área adjacente ao presente trabalho, nos anos de 2008 e 2010. Carmo (2011) sugere
que o aumento do Cmic em áreas sob consórcio Brachiaria humidicola + Milho pode
ter sido devido a um possível incremento de matéria orgânica pelos sistemas
consorciados, o que contribui para aumento da biomassa microbiana no solo.
De acordo com Stenberg (1999), uma quantidade maior de Cmic é o reflexo de
que uma maior quantidade de matéria orgânica está ativa no solo, o que leva a uma alta
taxa de decomposição dos resíduos vegetais, e, portanto, uma maior reciclagem de
nutrientes.
Entre as camadas de solo, em geral o Cmic foi igual, com exceção do tratamento
Brachiaria humidicola + milho (Tabela 3). Carmo (2011) observou esta mesma
tendência. Por outro lado, resultados diferentes foram obtidos por Giacomini et al.
(2006), que obtiveram valores maiores de Cmic nas profundidades mais superficiais do
39
solo. A obtenção de maiores valores de Cmic na profundidade de 10-20 cm, pode ter
sido devido ao maior desenvolvimento radicular ou a maior renovação de raízes, e estas
podem ter sido fonte de nutrientes à microbiota do solo.
O capim Panicum maximum cv. Aruana, na profundidade de 10-20 cm, foi o
tratamento que apresentou o menor valor de Cmic (Tabela 3), e nos dados da Tabela 4,
pode-se observar que o valor de respiração basal para este mesmo tratamento apresentou
valores intermediários o que pode indicar que a mineralização dos resíduos vegetais e
carbono orgânico deste tratamento foi menor que nos outros sistemas de produção.
Carneiro et al. (2008) em experimento similar, chegou a resultados semelhantes para
respiração basal e Cmic em integração Brachiaria + soja, e concluiu que estes dois
resultados juntos podem demonstrar que nesta área, está ocorrendo perdas de carbono,
pois uma baixa população microbiana do solo necessita de grande quantidade, de
carbono para sua manutenção. Efeito contrário ao Panicum maximum cv. Aruana foi
obtido no tratamento Panicum maximum cv. Aruana + Milho, que apresentou maiores
valores de Cmic (Tabela 3) e uma taxa baixa de respiração basal (Tabela 4),
provavelmente proporcionado pela presença do milho no sistema.
O Cmic não variou significativamente entre as camadas de solo, com exceção do
Brachiaria humidicola + Milho, que apresentou maior Cmic na profundidade de 0-10
cm. O mesmo foi observado por Fonseca et al. (2007), em experimento na Embrapa
Arroz e Feijão, com integração Brachiaria sp. com milho e soja e cultivo de feijão sob a
palhada de Brachiaria.
4.3. Respiração basal do solo
A respiração basal do solo foi menor no sistema Panicum maximum cv. Aruana
+ Milho (3,33 mg C Kg-1
solo dia-1
) em relação ao Brachiaria humidicola + Milho,
Brachiaria humidicola e Pousio, mostrando uma menor atividade microbiana naquele
sistema (Tabela 4).
Na camada de 10 a 20 cm, a respiração basal foi menor que na camada de 0-10
cm (Tabela 4), o que era esperado, pois nesta camada mais superficial, o processo de
transformação da matéria orgânica do solo pelos microrganismos é mais intenso. Araújo
et al. (2007) em trabalho sobre a qualidade de um solo sob pastagem também observou
alto valor de RB na camada superior do solo, e atribuiu a obtenção destes resultados ao
40
intenso desenvolvimento radicular das gramíneas forrageiras nesta camada, o que
possivelmente favoreceu a atividade biológica. Batista et al. (2008), ao estudar a
respiração basal do solo nesta mesma área, antes da implantação do sistema de
integração lavoura-pecuária, observou a mesma tendência na respiração basal do solo.
Tabela 4. Respiração basal do solo (mg C Kg-1
solo dia-1
) em sistema solteiro e sob
integração lavoura-pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm) MÉDIA
0 - 10 10 - 20
Panicum maximum cv. Aruana 8,53 3,75 6,14AB
Brachiaria humidicola + Milho 14,29 5,43 9,86A
Pousio 11,63 6,89 9,26A
Brachiaria humidicola 12,53 7,38 9,95A
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 3,39 3,27 3,33B
Pousio A 6,45 6,44 6,45AB
Média 9,47a 5,53b
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não diferem entre
si, pelo teste t (p<0,05)
Dentre os fatores que afetam a respiração basal têm-se a umidade, temperatura e
a disponibilidade de nutrientes (ROSCOE et al., 2006). Segundo Insam e Domsch
(1988), à medida que a biomassa microbiana se torna mais eficiente, menos carbono é
perdido pela respiração e uma parte significativa de carbono é incorporada à BMS.
Porém não se deve considerar que uma baixa taxa de respiração basal é sempre
desejável. Altas taxas de respiração basal podem ser interpretadas de maneira positiva e
negativa. Considerando que a decomposição da matéria orgânica irá disponibilizar
nutrientes para as plantas, a alta taxa é desejável, porém uma alta atividade respiratória
também pode indicar que ocorrerá uma intensa decomposição da matéria orgânica
estável, levando ao comprometimento de processos físicos, químicos e biológicos do
solo (ROSCOE et al., 2006).
41
4.4. Razão Cmic:Corg
A razão Cmic:Corg, na camada de 0-10 cm, foi maior no sistema capim
Brachiaria humidicola + Milho (1,58%), e menor nos outros sistemas de produção. Na
camada de 10-20 cm, a razão Cmic:Corg, foi menor nas áreas sob Panicum maximum
cv. Aruana (0,27%) e maior e semelhante entre as outras áreas (Tabela 5).
Tabela 5. Relação Cmic:Corg (%) em sistema solteiro e sob integração lavoura-pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm)
0-10 10-20
Panicum maximum cv. Aruana 0,52Ca 0,27Ba
Brachiaria humidicola + Milho 1,58Aa 0,97Ab
Pousio 0,71BCa 0,75Aa
Brachiaria humidicola 0,55Ca 0,75Aa
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 0,62BCa 0,88Aa
Pousio A 1,03Ba 0,60ABb
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não diferem entre
si, pelo teste t (p<0,05)
A relação Cmic:Corg é um indicador da disponibilidade da matéria orgânica
para os microrganismos (LEITE et al., 2004). Quando a BMS está sob estresse, a
eficiência de uso do carbono e a imobilização de nutrientes tende a ser menor, e assim a
razão Cmic:Corg diminui. Esta razão irá aumentar quando matéria orgânica de boa
qualidade for adicionada ao solo, pois com a isso a BMS pode aumentar de maneira
rápida (SILVA et al., 2007).
Os valores de Cmic:Corg obedeceram a mesma tendência do carbono da
biomassa microbiana do solo (Tabela 3). Os maiores valores de Cmic foram observados
na área de Brachiaria humidicola + milho, e o mesmo ocorreu com a razão Cmic:Corg.
Resultados semelhantes foram observados por Carneiro et al. (2008), onde foram
verificados maiores valores sob a área de ILP Brachiaria humidicola + milho. Segundo
Sparling (1992), a razão Cmic:Corg reflete a eficiência de conversão do Corg em Cmic,
perdas do Corg e a própria estabilidade do Corg na fração mineral do solo.
42
Apenas nos tratamentos Brachiaria humidicola + Milho e o Pousio A
apresentaram maiores valores de Cmic:Corg nas camadas superficiais em relação às
camadas mais profundas. Carmo (2011) e Leite et al. (2010) observaram maiores
valores de Cmic:Corg na profundidade de 10-20 cm.
4.5. Nitrogênio total (Nt)
O nitrogênio total do solo foi maior na área sob capim Panicum maximum cv.
Aruana (1,53 g N Kg-1
solo) e menor nas outras áreas (Tabela 6).
Tabela 6. Nitrogênio total do solo (g N Kg-1
solo) em sistema de integração lavoura-
pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm) MÉDIA
0 - 10 10 - 20
Panicum maximum cv. Aruana 1,71 1,31 1,53A
Brachiaria humidicola + Milho 1,54 1,38 1,46AB
Pousio 1,42 1,32 1,37B
Brachiaria humidicola 1,51 1,30 1,41B
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 1,42 1,33 1,38B
Pousio A 1,45 1,33 1,39B
Média 1,52a 1,33b
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não
diferem entre si, pelo teste de t (p<0,05)
O N total foi menor na camada de 10-20 cm em relação à camada de 0-10 cm
para todos os tratamentos estudados (Tabela 6). Resultados semelhantes foram obtidos
na mesma área de estudo deste trabalho por Fernandes et al. (2008) anteriormente à
implantação do sistema deste estudo e por Batista et al. (2009) após 1 ano da
implantação do ILP. Estes resultados mostram que, no presente experimento, até dois
anos após a implantação do experimento, não houve efeito do sistema ILP no N total do
43
solo, com exceção da área Panicum maximum cv. Aruana que tendeu a apresentar
maiores valores de N total, após dois anos de implantação do sistema. Bayer e
Mielniczuk (1997) e Corazza et al. (1999) atribuem que o maior valor de N total está
associado à maior quantidade de matéria orgânica presente na camada mais superficial.
4.6. Nitrogênio da biomassa microbiana do solo
O nitrogênio da biomassa microbiana foi maior nas áreas sob capim Brachiaria
humidicola (34,45 mg N Kg -1
solo ) e Panicum maximum cv. Aruana + Milho e menor
nas áreas sob Pousio (8,39 mg N Kg -1
solo). O Nmic foi maior no consórcio entre
capim Panicum maximum cv. Aruana + Milho (31,74 mg N Kg -1
solo), comparado ao
capim Panicum maximum cv. Aruana solteiro (16,77 mg N Kg -1
solo), mostrando que
houve efeito da cultura do milho para o incremento do Nmic. Pode-se observar que
houve efeito oposto da cultura do milho em consórcio com as pastagens, visto que o
tratamento Brachiaria humidicola (34,45 mg N Kg -1
solo) , apresentou maior valor de
Nmic comparado ao consórcio com o milho (24,30 mg N Kg -1
solo) (Tabela 7).
Tabela 7. Nitrogênio da biomassa microbiana do solo (mg N Kg -1
solo) em sistema de
integração lavoura-pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm) MÉDIA
0 - 10 10 - 20
Panicum maximum cv. Aruana 16,09 17,44 16,77C
Brachiaria humidicola + Milho 27,74 20,85 24,30B
Pousio 6,24 10,54 8,39D
Brachiaria humidicola 36,02 32,89 34,45A
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 31,54 31,93 31,74A
Pousio A 17,26 18,76 18,01C
Média 22,49a 22,07a
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não
diferem entre si, pelo teste de t (p<0,05)
44
Não houve diferença de Nmic entre as duas profundidades analisadas. O mesmo
foi observado por Batista et al. (2009) no primeiro ano de instalação desse sistema de
integração lavoura-pecuária. Perez et al. (2005), em sistema de plantio direto com soja
observou maiores valores nas profundidades mais superficiais.
Também pode-se observar que houve um aumento do Nmic do primeiro
(BATISTA, 2009) para o segundo ano, visto que no primeiro ano esses valores variaram
de 5,09 mg N Kg -1
solo na área de Pousio A, que na época estava plantada com soja, e
24, 37 mg N Kg -1
solo no Panicum maximum cv. Aruana + Milho.
4.7. Razão Nmic:Ntotal
A razão Nmic: Ntotal foi maior no capim Brachiaria humidicola (2,45%) e
capim Panicum maximum cv. Aruana + milho (2,33%), e menor nas áreas sob Pousio
(0,62%) e Panicum maximum cv. Aruana (1,13%) (Tabela 8).
Tabela 8. Razão porcentual do Nitrogênio da Biomassa Microbiana do solo e Nitrogênio
total do solo (Nmic:Ntotal) em sistema de integração lavoura-pecuária
TRATAMENTO
PROFUNDIDADE (cm) Média
0 - 10 10 - 20
Panicum maximum cv. Aruana 0,72 1,34 1,13C
Brachiaria humidicola + Milho 1,80 1,51 1,66B
Pousio 0,44 0,79 0,62D
Brachiaria humidicola 2,37 2,53 2,45A
Panicum maximum cv. Aruana + Milho 2,25 2,42 2,33A
Pousio A 1,19 1,42 1,31BC
Média 1,50a 1,67a
Médias seguidas pelas mesmas letras minúsculas nas linhas e maiúsculas nas colunas, não
diferem entre si, pelo teste de t (p<0,05)
45
As áreas com Panicum maximum cv. Aruana + Milho e Brachiaria humidicola
apresentaram os maiores valores ( Tabela 8), o que pode ser relacionado com os valores
de Nmic (Tabela 7), visto que o tratamento Panicum maximum cv. Aruana + Milho e
Brachiaria humidicola também apresentaram os maiores valores de Nmic. Segundo
Sparling (1992), quanto maior for esta relação, melhor será a qualidade da matéria
orgânica do solo.
46
5. CONCLUSÕES
O consórcio entre capins e milho alterou os atributos microbiológicos do solo.
O consórcio entre o Panicum maximum cv. Aruana e milho diminuiu o carbono
orgânico do solo, na camada de 0-10 cm, em relação ao Panicum maximum cv. Aruana
solteiro.
Os capins solteiros ou em consórcio com milho não alteraram a respiração do
solo.
O sistema Brachiaria humidicola + Milho apresentou os maiores valores de
Cmic e de razão Cmic:Corg na camada de 0-10 cm.
O tratamento Brachiaria humidicola apresentou maiores valores de Nmic e
razão Nmic:Ntotal em comparação a este capim em consórcio. O oposto ocorreu com o
capim Panicum maximum cv. Aruana, que apresentou maiores valores de Nmic e razão
Nmic:Ntotal em consórcio quando comparado ao Panicum maximum cv. Aruana
solteiro.
O nitrogênio total do solo foi menor na camada de 10-20 cm.
47
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