AVALIAÇÕES CLÍNICAS E LABORATORIAIS DA INTOXICAÇÃO

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA

FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA

AVALIAÇÕES CLÍNICAS E LABORATORIAIS DA

INTOXICAÇÃO EXPERIMENTAL POR VENENO

DE SAPO EM CÃES

ANNELISE CARLA CAMPLESI

Dissertação apresentada à Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Estadual Paulista – UNESP, Campus de Botucatu, como requisito para a obtenção do título de Mestre em Medicina Veterinária, Área de Clínica Veterinária

Orientadora: Profa. Ass. Dra. Michiko Sakate

BOTUCATU – SP

2006

ii

DEDICATÓRIA

Mãe

A minha querida mãe, a minha melhor amiga, que me

acompanha e me orienta em todos os meus passos e me guia

para a direção certa. É maravilhoso ter você ao meu lado. Eu

não seria nada sem você.

Te amo.

Pai

Ao meu pai, por todo o apoio e incentivo, sem os quais eu

não teria chegado até aqui. Você sempre foi e sempre será

um exemplo em minha vida. Obrigada por ter o seu amor!

Dedico este trabalho a você, que sempre lutou e continua

lutando por uma vida melhor.

Aos Meus Pais

Obrigada pelo direito de existir. Sem os seus ensinamentos eu não teria

persistência e forças para superar todos os obstáculos impostos pela vida.

“Se você viver cem anos, eu quero viver cem anos menos um dia, assim nunca

terei de viver sem você.” (Winnie Pooh)

iii

“Cada um que passa em nossa vida, passa sozinho, pois cada pessoa é única

e nenhuma substitui a outra. Aqueles que passam por nós, passam sozinhos,

mas não vão sós nem nos deixam sós. Deixam um pouco de si, levam um

pouco de nós. Há os que levam muito, há os que não levam nada. Essa é a

maior responsabilidade de nossa vida. E é a prova de que duas almas não se

encontram nunca ao acaso.”

Antoine de Saint - Exupéry

Profa. Michiko

À minha orientadora, que me acolheu e me passou

ensinamentos e orientações tão importantes, profissionais e

lições de vida. Obrigada pela compreensão, paciência,

amizade e maravilhosa convivência. Se pudesse, começaria

tudo de novo!

iv

AGRADECIMENTO AOS ANIMAIS

Aos animais, os que foram e os que continuarão a ser a razão de

nossos estudos e dedicação, e constituem o motivo de preferência por esta

nossa emérita profissão.

Luto por eles, defendo-os de qualquer maldade. Agora, nesta etapa

final, tenho muitos caminhos a seguir, mas uma certeza permanece: eles me

acompanharão por onde quer que eu ande, ensinando-me lições de vida, ora

me dando tombos, ora me pedindo socorro, fazendo com que eu me torne cada

vez mais apaixonada pelo sentido da palavra Veterinária, pois quanto mais me

aproximo deles, mais quero conhecê-los. Esta troca um tanto mágica, nos

torna menos preconceituosos e mais humanos!

Não poderia deixar de agradecer aos meus companheiros de sempre,

os cães, os melhores amigos do homem. Animais tão especiais, obras primas

da natureza em matéria de afeto e lealdade, independente de porte ou raça. O

único defeito que um cão pode ter, é o seu dono. Os cães merecem toda a

minha consideração. Os que evitam assaltos, os que orientam cegos, os que

salvam pessoas, os que capturam delinqüentes, os que morrem por nós. Os que

são fiéis companheiros e confidentes, guardam nossos segredos e lamentos.

Não há quem resista a olhares tão doces à espera de um carinho ou de uma

brincadeira. É tudo o que pedem em troca do muito que fazem. Estão sempre à

nossa disposição e não nos abandonam nos momentos de tristeza e desamparo.

Não nos julgam, e nos amam incondicionalmente. Procuram nossas mãos,

mesmo que estas não tenham alimentos a oferecer, lambem nossas feridas e

afastam nossas dores. Procuram em nós segurança, e também fazem com que

nos sintamos seguros com a sua presença e proteção.

v

Os cães impõem uma rotina de servidão e alerta, uma solidariedade

cuja única recompensa é saber que alguém se preocupa com eles, sejam bons

ou maus, dignos ou indignos de sua amizade. Cresce a cada dia a quantidade

de pessoas que têm um animal de estimação. Talvez para não nos

esquecermos das nossas raízes, talvez para livrar-nos das tristezas e solidão.

Meu reconhecimento a todos os animais que embelezam a natureza e

garantem a nossa sobrevivência. Nos ajudam a compreender a máquina do

corpo, permitem nossos estudos e nos fazem concluir quão complexa e

perfeita é a criação de Deus.

Espero que não esteja longe as palavras de Leonardo da Vinci:

“Chegará o dia em que o homem conhecerá o íntimo dos animais. Neste dia,

um crime cometido contra um animal será considerado um crime contra a

humanidade”.

Annelise C. Camplesi

vi

AGRADECIMENTOS

A Deus, pela luz da vida!

À toda a minha família, meus pais, aos quais não tenho palavras para dizer o que

significam a mim; aos meus irmãos: ao Tom, que mesmo de longe me socorreu com seus

“serviços” nos momentos que mais precisei. Ao Anderson, que se acha DJ, pelo ano de

convivência juntos e por todo o trabalho que me deu, mas também pela alegria que me

proporcionou e pelas madrugadas “congelantes” de Botucatu, para colher sangue dos cães

do experimento na faculdade...

À minha cunhada e amiga Maíra, pela amizade, pelo prazer da convivência e

pela ótima escolha em participar da melhor família do mundo, apesar de todos os

contratempos... e pela felicidade em trazer ao mundo a minha sobrinha Beatriz, a criança

mais espetacular e educada que já conheci, minha xuxu, meu tudo, e pela confiança em me

conceder o “cargo” de madrinha dessa belezinha.

Ao Gustavo, pelo amor a mim dedicado, pela compreensão e paciência com

minhas “crises existenciais”, meus surtos de loucura e desespero. Pela cumplicidade e por

ouvir todas as minhas reclamações do mundo, descontando nele, muitas vezes, o meu

descontentamento. Meu porto seguro, minha fonte de “cultura inútil” (brincadeira), meu

companheiro fiel de todas as horas.

À querida amiga Karina, companheira de república, de festas, de confidencias,

de trabalho. Minha super amiga nesta fase da minha vida. Agradeço por tudo, inclusive pela

ajuda com os ECGs... Vou sentir falta de você!

À companheira Carla, por anos de amizade, pelas longas conversas nas nossas

viagens, pelas ajudas “obstétricas” com minha Ky, por tudo, principalmente por me

presentear com sua amizade.

vii

À Vanessa e a Cris, companheiras de república da melhor fase da Ilha

Quadrada. Mesmo distantes, vocês sempre farão parte da minha história e da minha vida.

À Natália Simão, companheira de experimento, de horas de sono na faculdade,

pela convivência, pela amizade e pela paciência!

Ao Rodrigo Marucio, pela amizade, pelas dicas, e por anestesiar os cães durante

este experimento.

À Profa. Denise Schwartz, pelas sugestões, pelo apoio e ensinamentos

importantes para a realização deste trabalho.

Ao Prof. Adalberto Crocci, do Departamento de Estatística do Instituto de

Biociências da Unesp de Botucatu, pela análise estatística do presente estudo.

À Faculdade de Medicina da Unesp de Botucatu, em especial à Dra. Adriana,

pela realização de hemogasometrias e análises de CK-MB.

Aos funcionários da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia de

Botucatu, em especial ao sr. Luiz pelo cuidado com os cães, à Vera e ao Paulo do biotério

central, e a Cristina do laboratório deToxicologia pelo auxílio.

À Fundunesp, pelo auxílio pesquisa, sem o qual não conseguiria ter realizado

este experimento.

Ao CNPq pelo auxílio financeiro durante parte do meu mestrado.

À seção de Pós-Graduação da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia

de Botucatu.

viii

Aos meus doces e amados cães Johnny, Kyara e Thor, que me acompanham e

me incentivam a dar continuidade a esta longa caminhada...

A todos que contribuíram direta ou indiretamente na realização deste trabalho,

meu carinho e infinito agradecimento.

A todos os amigos e colegas conquistados na pós-graduação da FMVZ-UNESP,

minha solidariedade e meu agradecimento.

Àqueles que de alguma forma trazem felicidade para a minha vida!!

ix

Não deixe que a saudade sufoque,

que a rotina acomode,

que o medo impeça de tentar.

Desconfie do destino e acredite em você.

Gaste mais horas realizando que sonhando,

Fazendo que planejando,

Vivendo que esperando, porque,

embora quem quase morre esteja vivo,

quem quase vive já morreu.

Luiz Fernando Veríssimo

x

SUMÁRIO RESUMO xii ABSTRACT xiii ABREVIATURAS xiv LISTA DE TABELAS xv LISTA DE FIGURAS E GRÁFICOS xvii

1. INTRODUÇÃO E REVISÃO DE LITERATURA 02 2. OBJETIVOS

2.1 Objetivos Gerais 19 2.2 Objetivos Específicos 19

3. MATERIAIS E MÉTODOS

3.1 Animais 21 3.2 Obtenção de veneno 21 3.3 Conservação do veneno 22 3.4 Padronização da dose de veneno utilizada 22 3.5 Avaliação prévia dos animais 23 3.6 Indução anestésica 23 3.7 Intoxicação dos cães 24 3.8 Tratamento 24 3.9 Registro Clínico-Laboratorial 25 3.10 Avaliação eletrocardiográfica 27 3.11 Avaliação Anatomo-patológica 28 3.12 Análise Estatística 31

4. RESULTADOS

4.1 Sinais Clínicos 33 4.2 Freqüência Cardíaca 39 4.3 Pressão Arterial

4.3.1 Pressão arterial sistólica 42 4.3.2 Pressão arterial diastólica 44 4.3.3 Pressão arterial média 47

4.4 Eletrocardiograma e Tratamento com propranolol 51 4.5 Marcadores Cardíacos

4.5.1 Creatinaquinase fração MB 56 4.5.2 Troponina I Cardíaca 58

4.6 Eletrólitos 4.6.1 Sódio 60 4.6.2 Potássio 61 4.6.3 Cálcio 63

4.7 Avaliação Anatomopatológica 65

xi

5. DISCUSSÃO

5.1Considerações Iniciais 69 5.2 Sinais Clínicos 70 5.3 Alterações Cardiovasculares

5.3.1 Freqüência Cardíaca e Pressão Arterial 72 5.3.2 Arritmias e Tratamento com Propranolol 74 5.3.3 Marcadores Cardíacos 77

5.4 Eletrólitos 78 5.5 Avaliação Anatomopatológica 79

6. CONCLUSÃO 82 7. PROSSECUÇÃO 85 8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 87 9. APÊNDICE 94

xii

CAMPLESI, A.C. Intoxicação experimental por veneno de sapo: estudos clínico, laboratorial, eletrocardiográfico e da resposta ao tratamento com propranolol em cães. Botucatu, 2006, 103p. Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária, Área de Clínica Veterinária – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Campus de Botucatu, 2006. Universidade Estadual Paulista. RESUMO

O presente trabalho teve por objetivo avaliar os aspectos clínico, laboratorial, eletrocardiográfico de cães intoxicados por veneno de sapo, além de verificar a resposta ao tratamento com propranolol. Para tanto, foram utilizados 20 cães sem raça definida, machos e fêmeas, sadios, divididos em 2 grupos: controle (n=5) e intoxicados com veneno de sapo (n=15). Os cães foram submetidos à indução anestésica com tiopental sódico IV e mantidos em anestesia volátil com isoflurano a 3% durante o período de avaliação e registro de dados (duas horas e meia). Neste período, os animais do grupo controle receberam somente placebo (solução fisiológica) e os do grupo Intoxicado receberam uma alíquota do veneno de sapo por sonda orogástrica. Os animais que apresentaram taquicardia ventricular foram tratados com propranolol a 0,5 mg/kg IV. Durante a avaliação foram observadas as alterações dos sinais clínicos, tais como: freqüência e ritmo cardíacos, sialorréia, irritação da mucosa oral, evacuação e micção, alterações respiratórias, coloração das mucosas, temperatura corpórea e freqüência de pulso. Também foi mensurada a pressão arterial (sistólica, diastólica e média) e colhido material para dosagem de marcadores cardíacos (CK-MB e TnIc), além de dosagem de eletrólitos plasmáticos (Na, K e Ca iônico) e os animais foram monitorados com eletrocardiógrafo para verificação de arritmias. Os resultados mostraram que a intoxicação por bufotoxina causa alterações cardiovasculares, como hipertensão e arritmias ventriculares (VPCs e TV); alterações neurológicas com sinais variáveis; alterações gastrointestinais com vômito, sialorréia, hiperemia da mucosa e diarréia. Além disso, os animais intoxicados apresentaram elevação de CK-MB e TnIc, mostrando lesão miocárdica aguda. O propranolol, na dose utilizada, mostrou ser um medicamento bastante eficiente para tratamento das arritmias ventriculares provocadas pelo veneno de sapo. Apenas um animal intoxicado apresentou hipercalemia. As alterações eletrolíticas freqüentes foram a hipocalemia e uma diminuição dos valores de cálcio iônico. Foi realizada necrópsia de 2 cães intoxicados com o veneno de sapo,que foram a óbito durante o projeto piloto para padronização da dose de veneno utilizada. Este estudo revelou reação inflamatória intensa no trato digestório, além de lesões congestivas e hemorrágicas em outros órgãos como fígado, rins e pulmões.

Palavras-chave: intoxicação, veneno de sapo, marcadores cardíacos, eletrocardiograma, cães.

xiii

CAMPLESI, A.C. Experimental intoxication by toad venom: clinical, laboratorial, electrocardiographic evaluation and the efficacy of propranolol treatment in dogs. Botucatu, 2006, 103p. Dissertação de Mestrado em Medicina Veterinária, Área de Clínica Veterinária – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Campus de Botucatu, 2006. Universidade Estadual Paulista. ABSTRACT

The purpose of this study was to evaluate the clinical, laboratorial and eletrocardiographic aspects of the dogs intoxicated with toad venom, besides to check the answer to therapeutic with the use of propranolol. For this, were used 20 dogs without definitive breed, males and females, healthy, divided in two groups: Control (n=5) and Intoxicated with toad venom (n=15). These dogs were submitted to anesthesic induction with sodic thiopental IV and maintained in volatile anaesthesia with isoflurane 3% during the period of evaluation and value records (two and half hours). In this period, the Control group received only phisiologic solution and the Intoxicated group animals received a fraction of the toad venom through oro-gastric catheter. The animals that showed ventricular taquicardiac were treated with 0,5 mg/Kg Iv of propranolol. During the evaluation, was observed the present or not of these clinical signs: cardiac frequence and rhythm, profuse salivation, oral mucoses irritation, evacuation, urine, respiratory changes, color mucous, body temperature and pulse frequency. Also was mensured the arterial pressure (systolic, diastolic and medium) and was collected material by dosing cardiac markers (CK-MB and TnIc), besides dosing of eletrolyte plasmatics (Na, K and Ca ionic) and these animals were monitored with eletrocardiographic by cheking arrhythmias. The results showed that the intoxication by bufotoxin causes cardiovasculars alterations as hypertension and ventriculars arrhythmias (VPCs e TV), neurologics alterations with signs variables, digestive tract alterations as vomits, profuse salivation, hyperemic mucous membranes and diarrhoea. Besides, the intoxicated animals showed elevation of CK-MB and TnIc, showing sharp lesion of miocardic. Propranolol, in the dose utilized showed to be a medicine enough sufficient by treatment of ventryculars arrhythmias affronted by toad venom. Only an intoxicated animal produced hyperkalemia. The electrolitcs alterations more frequents were the hypokalemia and a decrease of the value of ionic calcium. It was realized necropsy of the two intoxicated dogs with toad venom, because they died during the pilot project while was being done the pattern of quantity of the venom would be utilized. This aplicattion revealed intensive reaction inflammatory in the digestive tract, besides lesions congestion and hemorrhagic in others organs as: liver, kidneys and lungs.

Key words: intoxication, toad venom, cardiac markers, electrocardiography, dogs.

xiv

ABREVIATURAS

FC – freqüência cardíaca P.A.S. – pressão arterial sistólica P.A.D. – pressão arterial diastólica P.A.M. – pressão arterial média CK - creatinaquinase CK-MB – creatinaquinase fração MB (cardíaca) TnIc – Troponina I cardíaca Na – sódio K – potássio Ca – cálcio et al – e colaboradores kg - kilo mmHg – milímetros de mercúrio ng/mL – nanogramas por mililitros mg/kg – miligramas por kilo s – segundos mV - milivolts IV – intravenosa TS – taquicardia sinusal BS – bradicardia sinusal FCN – freqüência cardíaca normal VPCs – complexos ventriculares prematuros TV – taquicardia ventricular ECG - eletrocardiograma

xv

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Momentos de coleta de material para exames laboratoriais. Tabela 2 - Cronograma de colheitas dos exames laboratoriais. . Tabela 3 – Freqüência (%) das alterações neurológicas observada no grupo Intoxicado com

o veneno de sapo (n=15). Tabela 4 – Presença ou não de respiração contra o aparelho de anestesia dos animais dos

grupos Controle (n=5) e Intoxicado (n=15) durante o período de registro clínico. Tabela 5 - Média da Freqüência Cardíaca (FC) dos cães dos grupos controle (n=5) e

Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos. Tabela 6 – Número de cães que apresentaram taquicardia sinusal (TS), bradicardia sinusal

(BS) e frequência cardíaca normal (FCN) durante o período de registro clínico-laboratorial.

Tabela 7 – Médias e desvio padrão da Frequênca Cardíaca (FC) dos cães dos grupos

Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 8 - Média da Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos controle (n=5) e

intoxicados com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos Tabela 9 - Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos Controle (n=5) e

Intoxicado com o veneno de sapo (n=15). Tabela 10 - Média da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos Controle

(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos.

Tabela 11 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos Controle (n=5) e }Intoxicado com veneno de sapo (n=15).

Tabela 12 - Média da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos grupos Controle (n=5) e

Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos. Tabela 13 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos grupos

Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 14 – Médias e desvio padrão das análises eletrocardiográficas dos cães dos grupos

Controle (n=5) e Intoxicado (n=15) antes da administração do veneno de sapo. Tabela 15 – Incidência de arritmias, tempo para o aparecimento de arritmias, cães que

receberam tratamento com propranolol (0,5mg/kg IV) e número de doses necessárias deste tratamento nos animais dos grupos Controle e Intoxicado.

xvi

Tabela 16 - Valores médios e desvio padrão de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos

controle (n=5) e intoxicados por bufotoxina (n=15) nos dois momentos avaliados. Tabela 17 - Valores medianos e percentis (P25; P75) de TnIc em ng/mL dos cães dos

grupos controle (n=5) e intoxicados por bufotoxina (n=15) nos 2 momentos avaliados.

Tabela 18 - Valores de sódio plasmático em mEq/L dos cães dos grupos Controle (n=5) e

Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 19 - Média e desvio padrão dos valores de potássio plasmático em mEq/L dos cães

dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15). Tabela 20 - Média e desvio padrão dos valores de cálcio iônico plasmático em mEq/L dos

cães dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15).

xvii

LISTA DE FIGURAS E GRÁFICOS

FIGURAS Figura 1 - Registro eletrocardiográfico de cão apresentando contrações ventriculares

prematuras (CVPs) isoladas. Velocidade 50mm/s. Figura 2 – Sapo da espécie Bufo schneideri utilizado para a coleta do veneno utilizado no

experimento, demonstrando a glândula paratóide (seta). Figura 3 – Compressão manual da glândula paratóide para a coleta do veneno em direção

ao vidro. Figura 4 – Veneno liofilizado ressuspenso em 10 mL de água destilada para administração

por sonda orogástrica nos cães intoxicados Figura 5 – Canulação da artéria femoral para avaliação da pressão arterial por método

invasivo durante o período de registro clínico. Figura 6 – Cão do grupo Intoxicado apresentando intensa sialorréia após a administração

do veneno. Figura 7 - Cão do grupo Intoxicado apresentando midríase não responsiva e sialorréia após

a administração do veneno. Figura 8 -Cão do grupo Intoxicado apresentando decúbito lateral, olhar fixo e alheio ao

ambiente após a administração do veneno. Figura 9 - Cão do grupo Intoxicado apresentando opistótono e espasticidade dos membros

anteriores após a administração do veneno. Figura 10 – Monitor para análise de pressão arterial invasiva mostrando hipertensão em

animal do grupo Intoxicado. Observar pressão arterial sistólica igual a 219 mmHg, diastólica igual a 99 mmHg e média de 139 mmHg (seta).

Figura 11 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando

taquicardia ventricular (Velocidade 25mm/s, derivação II, amplitude n). Figura 12 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando

taquicardia sinusal com CVPs isolados (Velocidade 25mm/s, derivação II, n). Figura 13 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando

taquicardia ventricular multiforme (Velocidade 25mm/s, derivação II, n). Figura 14 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado apresentando

taquicardia ventricular paroxística (Velocidade 25mm/s).

xviii

Figura 15 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado iniciando taquicardia ventricular após ritmo sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).

Figura 16 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado logo após tratamento

com propranolol, apresentando taquicardia ventricular multiforme e em seguida, ritmo sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).


bradicardia sinusal (Velocidade 25mm/s). GRÁFICOS Gráfico 1 - Médias da Frequência Cardíaca dos cães dos grupos Controle e Intoxicado ao

longo do tempo em minutos. Gráfico 2 - Médias da Pressão Arterial Sistólica dos cães dos grupos Controle e Intoxicado

com bufotoxina ao longo do tempo em minutos. Gráfico 3 – Médias da Pressão Arterial Diastólica dos cães dos grupos Controle e

Intoxicado com veneno de sapo ao longo do tempo em minutos. Gráfico 4 – Valores médios de Pressão Arterial Média dos cães dos grupos Controle e

Intoxicado com o veneno de sapo ao longo do tempo em minutos. Gráfico 5 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado no

período T3 (6 horas após a administração do veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta).

Gráfico 6 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado no

período T5 (24 horas após a administração do veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta).

Gráfico 7 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com

veneno de sapo no período T3 (6 horas após administração de veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta). Nota: foi excluído um valor de 1,41ng/mL para melhor visualização gráfica.

Gráfico 8 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com

veneno de sapo período T5 (24 horas após a administração de veneno), mostrando o limite normal para cães (linha preta). Nota: foi excluído um valor de 2,47 ng/mL para melhor visualização gráfica.

Gráfico 9 - Médias dos valores de sódio plasmático dos cães dos grupos Controle (n=5) e

Intoxicado com veneno de sapo (n=15).

xix

Gráfico 10 - Médias dos valores de potássio plasmático dos cães dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15).

Gráfico 11 - Médias dos valores de cálcio iônico plasmático dos cães dos grupos Controle

(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15).

2

1. INTRODUÇÃO E REVISÃO DE LITERATURA

Muitas espécies de anfíbios produzem secreções glandulares na pele que

previnem seu ressecamento, controlam o crescimento de microrganismos nessa região e os

defendem de prededores. Essas secreções têm efeito citotóxico e algumas também podem

causar hemólise (Oehme, 1980).

Os sapos, por sua vez, secretam substâncias por essas glândulas que os

protegem de animais que tentam mordê-los. Cães, especialmente filhotes, estão propensos a

brincar com esses sapos e, assim, podem entrar em contato com o material secretado

podendo sofrer intoxicacões (Oehme, 1980).

Estes anfíbios (ordem Anura, família Bufonidae, gênero Bufo) têm distribuição

mundial e predileção pelas áreas de climas tropical e temperado úmido (Monti & Cardello,

1994). Existem várias espécies de Bufo no Brasil, mas nem todas apresentam secreções

com toxicidade suficiente para levar o cão acidentado a óbito (Bedford, 1974). Dentre

essas, podem ser citadas B. ictericus, B. schneideri, B. rufus, B. marinus (Zelnik, 1965).

Também nos EUA, das 18 espécies encontradas, apenas aqueles animais das espécies B.

marinus e B. alvarius estão relacionadas com casos de intoxicações (Eubig, 2001), sendo a

intoxicação por B. alvarius mais leve (Micuda, 1968). Na Austrália, devido à grande

população de B. marinus, este tem que ser controlado com o uso de produtos químicos

(McFarland, 1999).

Os acidentes com veneno de sapo em cães ocorrem, em sua grande maioria, na

zona rural, sendo que nas cidades, estes podem ocorrer, principalmente onde houver lagos,

represas, rios e riachos, habitats naturais de sapos. Esses acidentes têm maior incidência nas

estações mais quentes do ano, quando os sapos são mais ativos (Micuda, 1968).

3

Os cães são as vítimas mais comuns devido a sua natureza inquisitiva, sendo

atraídos pelo movimento lento do sapo, principalmente no período noturno (Macdonald,

1990). Esses se intoxicam, ou pela ingestão de sapos ou pelo abocanhamento destes,

fazendo com que o veneno entre em contato com as mucosas oral e do trato digestório, e

esse é absorvido e assim exerce sua ação tóxica (Knowles, 1968; Monti & Cardello, 1994;

McFarland, 1999).

Os sapos não possuem o aparelho inoculador de veneno, mas são considerados

venenosos, pois, na superfície de suas peles, possuem glândulas produtoras de veneno de

alta toxicidade, entre as quais, as paratóides, bilaterais, que se situam na região pós-orbital e

são especializadas na produção e armazenamento do veneno que possui aspecto leitoso.

Nas espécies mais perigosas, essas glândulas são extremamente bem desenvolvidas, com

dimensões de aproximadamente 7 X 3 cm cada e são capazes de estocar quantidades

consideráveis de veneno (Chen & Chen, 1933; Russel, 1986; Oehme, 1980).

Além das glândulas paratóides, ainda estão presentes, por toda a superfície

corpórea dos sapos, as glândulas mucosas. Estas secretam também substância tóxica,

embora suas concentrações não sejam tão altas quanto às secreções das glândulas

paratóides (Chen & Chen, 1933; Micuda, 1968; Bedford, 1974; Oehme et al, 1980;

Duellman & Trueb, 1986; McFarland, 1990; Miranda, 1990) e estão sob controle do

sistema nervoso simpático (McFarland, 1990).

As secreções tóxicas das glândulas produtoras de veneno foram consideradas

pelos autores, com propriedade de ação anti-predatória. As substâncias tóxicas dessas

secreções são o único mecanismo de defesa dos sapos desprovidos de espinhos, garras ou

dentes afiados, embora andar, saltar e bufar também sejam formas de defesa desses animais

(Monti & Cardello, 1994; Duellman & Trueb, 1986). A secreção da pele destes batráquios é

4

importante como proteção contra microrganismos que poderiam se desenvolver no muco

que cobre a sua pele, a qual possibilita a respiração cutânea, trocas eletrolíticas e

termorregulação (Russel, 1986; Monti & Cardello, 1994).

A composição química do veneno de sapo é muito complexa e variada entre as

espécies pertencentes ao gênero Bufo (Chen & Chen, 1933; Micuda, 1968; Eubig, 2001). A

maioria dos estudiosos da biologia dos sapos considera a composição do veneno como

sendo o melhor método para classificação taxonômica deste grupo de anfíbios. Também

constitui uma fonte importante de informações para a biofarmacologia, sendo que a pele do

sapo é usada desde mais de 3000 anos pelos chineses e japoneses como complemento no

tratamento de problemas cardíacos e respiratórios e também como diurético (Micuda, 1968;

McFarland, 1999). Assim, o profundo conhecimento desses venenos poderá contribuir para

a síntese de compostos quimicamente ativos com possíveis empregos na área da saúde

(Monti & Cardello, 1994).

O veneno de Bufo sp., apesar de sua estrutura complexa, possui dois grandes

grupos de substâncias ativas: as aminas biogênicas e os derivados esteróides (Zelnik, 1965).

Das aminas biogênicas, podem ser destacadas, pela importância toxicológica, adrenalina,

noradrenalina, serotonina, bufoteninas, dihidrobufoteninas e bufotioninas. Dos derivados

esteróides, os bufodienólides e as bufotoxinas agem de forma semelhante aos digitálicos,

causando a inibição da bomba de sódio e potássio das células da musculatura cardíaca

(Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967; Eubig, 2001; Hoffman & Lefkowitz, 1991).

De acordo com a toxicodinâmica dos componentes do veneno de sapo, estes

podem ser destacados:

5

1) aminas biogênicas (compostos básicos)

Adrenalina: agonista do sistema nervoso autônomo simpático, atua sobre

receptores α1 gerando vasoconstricção de pele e vísceras, β1 eleva a freqüência cardíaca e

aumenta a força de contração do miocárdio, e β2 causa vasodilatação na musculatura e

broncodilatação (Eubig, 2001; Hoffman & Lefkowitz, 1991; McFarland, 1999).

Noradrenalina: agonista do sistema nervoso autônomo simpático, atua sobre

receptores α1 e β1, com os mesmos efeitos descritos para adrenalina (Eubig, 1990; Hoffman

& Lefkowitz, 1991; McFarland, 1999)

Serotonina: uma indolalquilamina, que além de ser um potente vasoconstrictor,

age como um neurotransmissor em centros específicos do cérebro e possivelmente em

alguns nervos periféricos. Isso gera efeitos na termorregulação, nos ciclos do sono e no

controle motor dos músculos periféricos (McFarland, 1999)

Bufotenina, Dihidrobufotenina e Bufotionina: possuem efeitos alucinógenos

por agir sobre o sistema nervoso central (Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967; Monti &

Cardello, 1994), como apreensão, depressão, tremores, hiperestesia, hipertermia, vômitos e

diarréia, desde que sejam absorvidas em quantidade suficiente (Eubig, 2001). Por estes

efeitos, as bufoteninas têm sido usadas como estimulante a alguns estados de doença

psíquica, para estudos psiquiátricos (McFarland, 1999).

2) derivados esteróides

Colesterol, Ergosterol e γ-Sistosterol: constituem a fração considerada neutra

do veneno (Zelnik, 1965).

6

Bufodienólides e Bufotoxinas: possuem ação semelhante aos digitálicos

(Balarz et al., 1986; Duellman & Trueb, 1986; Brownlee et al., 1990), ou seja, inibem a

bomba de sódio e potássio das células da musculatura cardíaca por se ligarem a receptores

presentes na enzima Na-K-ATPase (McFarland, 1999). Deste modo, aumentam a

concentração de sódio intracelular e, conseqüentemente, inibem a entrada deste íon em

troca da saída de íon cálcio que, por sua vez, tem sua concentração intracelular aumentada,

causando incremento na força de contração cardíaca e redução da freqüência de batimentos

cardíacos por ação reflexa (ação vagal). No entanto, este último efeito tende a ser

suplantado pelas ações das catecolaminas (adrenalina e noradrenalina). Além disso, esses

compostos do veneno reduzem a velocidade de condução do impulso elétrico cardíaco do

nódulo sinusal ao nódulo atrioventricular, com disparo de focos ectópicos ventriculares e

conseqüentes contrações ventriculares prematuras, que podem levar à fibrilação ventricular

(Chen & Kovarikova, 1967; Balarz et al., 1986; Eubig, 2001).

Os efeitos do veneno de sapo aparecem quase imediatamente, já que sua toxina

é rapidamente absorvida pelas mucosas bucal e gástrica. A maioria dos proprietários relata

a presença de sapos nos jardins e a tentativa de seu animal em mordê-los (Oehme, 1980;

Macdonald, 1990). Apesar disso, segundo Micuda (1968), podem ocorrer casos de mortes

tardios, principalmente em animais jovens, idosos ou muito debilitados.

Os animais intoxicados pelo veneno de sapo podem apresentar somente irritação

local ou sinais sistêmicos que evoluem para a morte do animal. Esta variação na gravidade

do quadro clínico depende de alguns fatores, entre os quais, a espécie de sapo, região onde

ocorreu o acidente devido à diferença intra-espécie de sapo (dieta, clima, adaptação

evolutiva), ocorrência de vômito e sialorréia, que servem como vias de eliminação de

veneno, potência do veneno, quantidade de veneno absorvida, espécie animal acometida,

7

porte e suscetibilidade individual do animal acidentado entre outros (Knowles, 1968; Otani

et al, 1969; Oehme et al, 1980; Eubig, 2001). Ainda segundo Eubig (2001), o tamanho do

cão também é importante, principalmente quando exposto a sapos maiores como o B.

marinus e o B. alvarius, sendo mais provável a ocorrência de sinais clínicos graves em cães

menores. O autor cita que animais menores ficam hospitalizados por mais tempo, com o

quadro de intoxicação mais grave, em relação àqueles de maior porte.

Os sinais clínicos de intoxicação por veneno de sapo são similares a aqueles por

“overdose” de glicosídeos cardíacos (Oehme, 1980; McFarland, 1999) e podem ser

divididos em três grupos, de acordo com a gravidade: leve, moderado ou grave. Em casos

leves, os sinais se resumem em irritação da mucosa oral e sialorréia. Quadros moderados

apresentam, além de irritação da mucosa oral e sialorréia, vômito, depressão, fraqueza,

ataxia, sinais neurológicos como andar em círculo, anormalidades do ritmo cardíaco, e

evacuação e micção espontâneas. Em casos graves, pode haver ainda diarréia, dor

abdominal, decúbito esternal, pupilas não responsivas à luz, convulsões, edema pulmonar,

cianose, podendo evoluir para o óbito (Knowles, 1968; Otani et al, 1969; Bedford, 1974;

Palumbo & Perry, 1983; McFarland, 1999).

Já segundo Macdonald (1990) e Micuda (1968), outros sinais encontrados na

intoxicação por veneno de sapo são o balançar incoordenado da cabeça, hiperemia da

mucosa bucal, polipnéia e diarréia frequentemente hemorrágica.

Os sinais sistêmicos na intoxicação por veneno de sapo são, principalmente, de

natureza cardiotóxica assemelhando-se à intoxicação digitálica, devido à ação dos

bufodienólides e bufotoxinas (Knowles, 1964; Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967;

Oehme, 1980). As alterações eletrocardiográficas observadas consistem em gradual

deterioração dos padrões normais do ritmo cardíaco e surgimento de arritmias, que podem

8

evoluir para taquicardia ventricular multiforme. Esta alteração, eventualmente, se o cão

intoxicado por veneno de sapo não for tratado, pode evoluir para fibrilação ventricular e

morte (Palumbo et al., 1975; Russel, 1979; Palumbo & Perry, 1983; Oliveira, 1998; Sakate

& Oliveira, 2000; 2001).

Hipercalemia é freqüentemente observada, tanto em cães como em humanos

intoxicados por veneno de sapo, mas a hipocalemia também é relatada (Eubig, 2001). A

terapia com propranolol pode elevar os níveis séricos de potássio (Palumbo e Perry, 1983).

As taquicardias ventriculares estão associadas a muitos distúrbios como as

cardiomiopatias, miocardite, endocardite bacteriana entre outras, e muitos medicamentos e

toxinas foram incriminados como causadores dessa arritmia (Ettinger, 1997). Essas

taquicardias geralmente vêm ligadas a processos miocárdicos graves e dentre estes

processos podem ser citadas as intoxicações, principalmente a intoxicação digitálica

(Deccache, 1971).

No entanto, segundo Eubig (2001), os achados eletrocardiográficos mais

comuns em cães expostos às bufotoxinas são arritmia sinusal, taquicardia sinusal e ritmo

sinusal normal. Todavia, 10 de 94 cães avaliados precisaram de tratamento para controlar

bradicardia, enquanto apenas dois requereram medidas para controlar a leve taquicardia.

O eletrocardiograma (ECG) é o meio mais eficaz de avaliar e diferenciar as

arritmias. O ECG é o registro gráfico da voltagem produzido pelas células do miocárdio

durante sua despolarização e repolarização e fornece informações concernentes aos tempo e

curso exigidos para a ativação elétrica do coração, bem como a presença de arritmias. O

ECG de seis derivações fornece informações acerca das dimensões e orientação do coração,

enquanto a derivação II, isoladamente, é adequada para a interpretação de arritmias

(Germiniani, 1978; Ettinger, 1997).

9

Outra forma de avaliação cardíaca é por meio da dosagem de marcadores

cardíacos, que podem indicar lesões no miocárdio. Marcadores cardíacos são substâncias

passíveis de serem determinadas na corrente sangüínea ou nos tecidos orgânicos, capazes

de indicar direta ou indiretamente o estado das células cardíacas ou o nível de ativação dos

sistemas compensatórios da insuficiência cardíaca no ser humano e nos animais. Dentre os

marcadores cardíacos de vazamento, podem ser citados a creatinaquinase fração MB, a

mioglobina, as troponinas, asparatato aminotransferase e lactato desidrogenase (Ettinger,

1997).

A creatinaquinase (CK) é uma enzima localizada no citosol celular, responsável

em tornar o ATP disponível para a contração muscular pela fosforilação do ADP, a partir

do fosfato de creatina (Meyer & Harvey, 1998). É formada pelas subunidades M (tipo

muscular) e B (tipo cerebral), resultando em três isoenzimas: CK-BB (encontrada no

cérebro, nervos periféricos, líquor e vísceras); CK-MB (encontrada no músculo cardíaco e

em pequenas quantidades em músculos esqueléticos), e CK-MM (nos músculos

esqueléticos e cardíaco). A meia vida plasmática da CK é de 24 a 48 horas, mas nos casos

de necrose persistente, as elevações plasmáticas dessa enzima são contínuas (Kaneko et al,

1997; Meyer & Harvey, 1998; Puschendorf, 1999).

A atividade da CK-MB, no plasma, corresponde a 5 a 45% da CK total.

Apresenta aumento dinâmico no músculo esquelético em conseqüência do reparo tecidual

após uma injúria, podendo apresentar concentrações semelhantes às do músculo cardíaco.

A CK-MB é bastante utilizada em medicina humana para o diagnóstico e

monitorização do infarto agudo de miocárdio. Em veterinária, tem sido utilizada para

avaliar cardiotoxicidade de fármacos em protocolos quimioterápicos e de peçonhas em

intoxicações experimentais. É considerada como o exame “gold standart” (padrão) para

10

avaliar lesões em cardiomiócitos, apesar de não ser 100% específica. Para determinar as

isoenzimas, utilizam-se eletroforese, técnicas imunológicas e a cromatografia de troca

iônica. Novos equipamentos têm determinado a CK-MB por massa, com maior

sensibilidade e acurácia (Kaneko et al, 1997; Meyer & Harvey, 1998; Puschendorf, 1999).

A mioglobina também é considerada um marcador cardíaco de vazamento,

porém não é específica. Apresenta alta especificidade para as células musculares, mas ainda

sem diferenciação entre músculos esquelético e cardíaco. A detecção de mioglobina é um

bom indicador de mionecrose em quadros de acidentes ofídicos, mas não é indicada para

avaliar cardiotoxicidade na intoxicação por veneno de sapo (Kaneko et al, 1997).

As troponinas são um complexo de proteínas associadas ao filamento fino das

miofibrilas da célula miocárdica, ocorrendo em intervalos regulares de 38 nm ao longo da

molécula de tropomiosina. Apresentam três subunidades estruturais classificadas em C, T e

I, de acordo com a sua participação na fisiologia muscular (Adams et al., 1993). A

troponina T ou TnTc (“T” de tropomiosina) liga o complexo troponina a tropomiosina e

tem sido indicada como um marcador sérico de injúrias isquêmica, física, metabólica,

infecciosa ou necrótica do miocárdio, entretanto, não apresenta correlação absoluta com o

músculo cardíaco, pois pode ser expressa pelo músculo esquelético durante processos de

regeneração tecidual após trauma e também nos casos de doença renal e tromboembolismo

pulmonar agudo (Schober et al., 2001).

A troponina I ou TnIc (“I” de inibição) é exclusivamente expressada no

miocárdio, tendo função regulatória crucial na interação entre a actina e a miosina durante a

contração muscular. É codificada a partir de diferentes seqüências genéticas em 2 tipos: de

origem esquelética ou cardíaca, na qual, esta última apresenta 30 resíduos de aminoácidos,

além da troponina I de origem esquelética. Tem sido intensamente estudada e utilizada

11

como um marcador dos mesmos quadros patológicos indicados para a TnTc, pois apresenta

especificidade cardíaca de 100% e não demonstra alterações séricas influenciadas por

doenças sistêmicas em modelos humanos ou animais (Missov et al., 1997). Por fim, a

troponina C ou TnCc (“C” de cálcio), liga-se ao cálcio e inicia a contração muscular,

entretanto não tem utilidade diagnóstica (Schober et al., 2001).

A troponina I apresenta-se marcadamente aumentada na circulação sangüínea

após quatro a seis horas da ocorrência de uma lesão nas células miocárdicas capaz de

produzir aumento na permeabilidade de membrana ou necrose celular (Schober et al.,

2001). É indicada primariamente na avaliação de lesões agudas do miocárdio, mas alguns

relatos têm descrito sua utilidade nos diagnósticos de cardiomiopatia dilatada canina,

cardiomiopatia hipertrófica e restritiva felina, pericardites, síndrome dilatação-torção

gástrica, cardiomiopatia induzida por doxorrubicina, contusão miocárdica e miocardites,

principalmente de etiologia infecciosa, como nos casos de babesiose canina (Adams et al.,

1993; Schober et al., 2001).

A literatura relata, de forma geral, baixa mortalidade de cães intoxicados por

veneno de sapo, desde que sejam tratados adequadamente, pois já existem relatos de 100%

de mortalidade para animais não tratados nos acidentes ocorridos na região da Flórida

(Knowles, 1964; Palumbo et al., 1975; Russel, 1979; Palumbo & Perry, 1983; Micuda,

1968; McFarland, 1999). Nesta área, os sapos das espécies B. marinus e B. alvarius

causam, em média, 40 casos de envenenamento em pequenos animais por ano (Oehme,

1980). Esta casuística deve-se, possivelmente, à dieta desses anfíbios, ao clima favorável e

a fatores genéticos, que propiciam a produção de uma toxina mais potente que aquela

produzida por essas espécies no Havaí (Palumbo & Perry, 1983). Ainda assim, no Havaí,

mais de 50 cães morrem intoxicados por veneno de sapo anualmente (Oehme, 1980). O

12

tratamento de intoxicação por veneno de sapo deve ser mais agressivo na presença de

hipercalemia, pois esta normalmente se associa a um prognóstico pobre e uma maior taxa

de mortalidade (Chi, 1998).

O diagnóstico clínico de intoxicação por bufotoxina é feito a partir da anamnese,

na qual pode haver relato de contato entre o paciente e um sapo ou relato da presença de

sapos nos locais freqüentados pelo cão (Michael, 1992), o que é suficiente para o início

imediato do tratamento de um animal que se apresenta já com algum sinal clínico (Palumbo

& Perry, 1983). Deve-se considerar que, pelos hábitos noturnos do sapo, esses acidentes

são mais comuns à noite (Micuda, 1968; Perry & Bracegirdle, 1973). Segundo McDonald

(1990), deve se diferenciar a intoxicação por veneno de sapo, de intoxicações por

estricnina, metaldeído e organofosforados.

Devido a ocorrência de reação cruzada entre a bufotoxina com a digoxina sérica

dosada por reação de imunofluorescência, a mensuração desta substância poderá auxiliar no

diagnóstico definitivo de intoxicação por bufotoxina em pequenos animais (Peterson e

Roberts, 2001)

Em casos de intoxicação humana por bufotoxina, normalmente se encontra um

alto nível de digoxina sérica, provavelmente devido à reação cruzada de substâncias

“digitálico-like” presentes no veneno de sapo. Num caso de um homem de 31 anos que se

alimentou de uma sopa de sapo cozido e foi internado apresentando alterações neurológicas

e cardíacas, inconsciência e hipotermia, a dosagem de digoxina sérica chegou a 2,1 ng/mL

no primeiro dia e foi diminuindo gradativamente conforme o passar dos dias, chegando a

0,4 ng/mL após sete dias de tratamento (Chern, 1991).

O fragmento de anticorpo digoxina-específico (Fab) tem sido utilizado, ainda

em doses empíricas, em pessoas que desenvolvem sintomas após ingerir produtos contendo

13

secreções glandulares de sapo (Eubig, 2001). O uso desta substância é o mais significante

avanço recentemente encontrado para o tratamento de intoxicações por digitálicos em

humanos (Antman, 1990; Eubig, 2001).

O tratamento com Fab é baseado em um simples mecanismo de ação. Após a

infusão intravenosa, o fragmento de Fab se liga à digoxina intravascular livre, formando um

composto farmacologicamente inerte, que é rapidamente eliminado pelos rins. Da mesma

forma, os anticorpos Fab se difundem do interior dos vasos para se ligar à digoxina livre

no espaço extravascular. Esses eventos produzem um gradiente de concentração que facilita

o egresso da digoxina do espaço intracelular (e mais especificamente do interior dos

miócitos) para os espaços extracelular e intravascular, onde será prontamente neutralizada

pelo Fab. Isso minimiza os efeitos tóxicos da digoxina na bomba Na-K-ATPase no

miocárdio, e este conseqüentemente retoma o funcionamento da bomba, diminuindo a

cardiotoxicidade (Bryson, 1989).

Esta substância Fab pode ser de grande valor no tratamento de pacientes que

exibem intoxicações graves por veneno de sapo, com arritmias, hipercalemia ou sinais

neurológicos, mas o uso desse produto pode ser inviabilizado pelo seu custo elevado

(Eubig, 2001). O Fab digoxina-específico para o tratamento de intoxicação por veneno de

sapo ainda é pouco relatado e necessita de melhores estudos (Chi et al, 1998).

Como diagnóstico diferencial, as outras causas que provoquem os sinais clínicos

similares aos causados pela intoxicação por veneno de sapo, devem ser consideradas.

Questionar sobre o uso recente de pesticidas como carbamatos e piretróides; ingestão

acidental de medicamentos simpatomiméticos como a pseudoefedrina, anfetamina,

teofilina, agentes beta bloqueadores ou beta agonistas ou um dos muitos antidepressivos

existentes. Também verificar possível exposição a plantas como Rhododendron spp,

14

Nerium oleander e Digitalis purpurea. Sinais orais, como sialorréia e hiperemia da mucosa,

podem ser causados por ingestão de agentes aromatizantes, produtos de limpeza cáusticos e

também plantas dos gêneros Dieffenbachia e Philodendron que podem conter oxalato de

cálcio insolúvel. Desordens convulsivas, traumas e hipertermia maligna também provocam

sinais semelhantes (Eubig, 2001).

Em relação ao tratamento, pode-se encontrar na literatura uma grande variedade

de terapias citada para intoxicação por veneno de sapo. Há muita divergência na escolha do

tratamento (Palumbo & Perry, 1983), entretanto, parece ser de comum acordo a escolha da

terapêutica com propranolol (ß-bloqueador adrenérgico não seletivo), com a intenção de

controlar as arritmias; atropina (bloqueador muscarínico) para reduzir as secreções

pulmonares e a sialorréia; pentobarbital sódico (barbitúrico de longa duração), que, além de

possuir ação anticonvulsivante, possibilita a intubação orotraqueal e a lavagem da cavidade

oral (Palumbo et al., 1975; Russel, 1979; Palumbo & Perry, 1983). Micuda (1968)

observou que cães braquicefálicos são mais sensíveis sendo afetados com maior gravidade.

O tratamento da intoxicação por bufotoxina é amplamente beneficiado pela

lavagem da cavidade oral do animal, para a retirada das secreções tóxicas que ainda não

foram absorvidas (Palumbo & Perry, 1983). A lavagem da mucosa oral com água

abundante, comumente com uma mangueira de jardim, e administração de atropina para

controle da sialorréia e diminuição das secreções pulmonares, são as condutas imediatas

indicadas por grande parte dos autores (Oehme, 1980; Macdonald, 1990; McFarland,

1999). Além disso, a atropina tem efeito inotrópico positivo, pois bloqueia a ação vagal.

Por essas razões, este medicamento, se bem utilizado, pode ser benéfico neste tipo de

intoxicação.

15

Todavia, sabe-se que a atropina não é um antídoto específico para o

envenenamento (Palumbo & Perry, 1983). O uso de atropina para diminuir a sialorréia é

contraindicado por outros autores, pelo fato de favorecer o aparecimento de arritmias

(Eubig, 2001), por diminuir a eliminação do veneno por meio da sialorréia (Sakate &

Oliveira, 2000) e por agravar quadros de taquicardia ou potencializar taquicardia

ventricular (Peterson & Roberts, 2001).

Anestesia com pentobarbital aumenta a sobrevida do cão intoxicado por veneno

de sapo. Em um experimento, cães que receberam bufotoxina e foram anestesiados,

toleraram uma dose de veneno que provavelmente seria fatal em cães não anestesiados

(Palumbo & Perry, 1983; Oehme, 1980).

Gluconato de cálcio é indicado na intoxicação por bufotoxina por alguns

autores, por via intravenosa, mas alguns dos efeitos dessa substância podem piorar o

quadro, induzindo arritmias cardíacas, bloqueio cardíaco e fibrilação ventricular, o que

pode levar o animal a óbito. Uma das ações atribuídas ao cálcio é a manutenção da

permeabilidade das membranas celulares. Porém, a intoxicação por bufotoxina inibe a

atividade da enzima ATPase nessas membranas, afeta a bomba de sódio-potássio, e

aumenta a permeabilidade dessas ao cálcio. Esse efeito é agravado pela administração de

cálcio adicional ou por depleção de potássio (Palumbo & Perry, 1983).

Anti-histamínicos e corticóides podem ser administrados por possuírem efeitos

benéficos como a redução dos efeitos lesivos da bufotoxina na mucosa oral e em outros

órgãos, como a diminuição de edema perivascular no cérebro de cães intoxicados (Palumbo

& Perry, 1983; Eubig, 2001).

16

O uso de diuréticos como a furosemida e agentes hiperosmolares como manitol

tem sido indicado para cães gravemente intoxicados, com sinais de colapso ou coma.

Porém, a hipocalemia deve ser monitorada nesses pacientes (Eubig, 2001).

Devido à propriedade cardioativa da bufotoxina, esta causa vários tipos de

arritmias, e agentes bloqueadores adrenérgicos são indicados como antiarrítmicos.

Fenoxibenzamina é indicada para bloqueio alfa adrenérgico e propranolol para bloqueio

beta adrenérgico. Quando o propranolol é administrado a um cão gravemente intoxicado

por bufotoxina, imediatamente após o início da fibrilação ventricular, o traçado

eletrocardiográfico demonstra a volta rápida do mesmo ao ritmo sinusal (Palumbo & Perry,

1983). Altas doses de propranolol têm sido recomendadas, mas o uso empírico de

propranolol não deve ser realizado devido à possibilidade de ocorrer bradiarritmias.

Entretanto, em estudos mais recentes, ao comparar a eficácia de alguns

antiarritmicos (lidocaína, propanolol, verapamil e amiodarona), na intoxicação

experimental por veneno de sapo em cães, foi concluído que, dentre as drogas utilizadas no

experimento, o verapamil foi a droga de escolha, mostrando ser eficaz, evitando em 100% o

óbito desses animais, além de requerer menor número de administrações que as outras

drogas e também não induzir bradicardia tão grave quanto a do propranolol (Oliveira; 1998;

Sakate & Oliveira, 2000 e 2001).

O encontro de partes de sapo no interior do trato gastrointestinal durante a

necrópsia é considerado evidência confirmatória de envenenamento por bufotoxina, no

entanto, outras alterações, embora inespecíficas, compreendem: processo inflamatório do

trato gastrointestinal, que pode ser hemorrágico decorrente da ação irritativa do veneno de

sapo (Perry & Bracegirdle, 1973); e congestão, edema e hemorragia pulmonares,

conseqüentes de alterações cardíacas provocadas pela ação do veneno (Humphreys, 1988).

17

A recente elucidação do mecanismo de ação e a bioquímica da bufotoxina nas

intoxicações por veneno de sapo, além de novas opções de terapia, têm sido muito

importante para as medicinas humana e veterinária (McFarland, 1999).

Desta forma, preconizou-se realizar um estudo para avaliações clínica,

laboratorial e eletrocardiográfica de cães intoxicados por veneno de sapo, além de avaliar a

eficácia da terapia com o propranolol, para uma melhor compreensão das ações do veneno

de sapo no organismo e chegar a um tratamento adequado para animais acometidos.

19

2. OBJETIVOS

2.1 Objetivo Geral

Este trabalho teve como objetivos os estudos clínico, laboratorial,

eletrocardiográfico e anatomopatológico de cães intoxicados experimentalmente por

veneno de sapo (gênero Bufo) e a resposta ao tratamento com propranolol.

2.2 Objetivos Específicos

1- Verificar os sinais clínicos desenvolvidos por cães anestesiados e

intoxicados por veneno de sapo;

2- Verificar, ao exame eletrocardiográfico, os tipos de arritmias cardíacas

desenvolvidas por cães intoxicados por veneno de sapo

3- Verificar se cães intoxicados por veneno de sapo apresentam alterações

celulares no músculo cardíaco, por meio da dosagem de CK-MB e troponina I cardíaca

(cTnI).

4- Verificar a eficácia do propranolol no tratamento de taquicardia ventricular

multiforme ao exame eletrocardiográfico de cães intoxicados por veneno de sapo;

5- Verificar a eficácia do propranolol na recuperação dos cães intoxicados por

veneno de sapo;

6- Estudar as lesões anatomopatológicas causadas pela intoxicação por veneno

de sapo em cães.

21

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1 Animais

Foram utilizados 20 cães sem raça definida, machos e fêmeas, adultos, com

aproximadamente 10 kg de peso vivo e hígidos segundo as características descritas por

Radostits et al (2002), provenientes do Biotério Central da Universidade Estadual Paulista

“Júlio de Mesquita Filho” – UNESP, Campus de Botucatu.

3.2 Obtenção do veneno

O veneno foi colhido de 20 sapos da espécie Bufo schineideri (antigo Bufo

paracnemis), provenientes do Laboratório de Herpetologia – Departamento de Zoologia do

Instituto Biológico, UNESP – Campus de Botucatu, Estado de São Paulo (Figura 2).

A extração foi realizada por compressão manual das glândulas paratóides,

localizadas na região pós-orbital. Para a coleta, a região foi previamente lavada com água

corrente, e em seguida com água destilada. Após a lavagem, a região foi seca com papel

toalha. O anfíbio foi então colocado no interior de uma caixa de isopor parcialmente

tampada com um vidro e a extração se realizou comprimindo as glândulas, uma de cada

vez, na direção do vidro. Devido à viscosidade do veneno, este aderia ao vidro e era então

removido com auxílio de uma espátula (Figura 3).

O veneno de sapo assim coletado foi armazenado em frascos de vidro obtendo-

se um “pool”, que foi homogeneizado visando eliminar variações na toxidez da secreção de

cada sapo doador e encaminhado ao Departamento de Imunologia da FMVZ, UNESP –

Campus de Botucatu, onde foi realizada a liofilização do veneno, em Liofilizador

convencional EdWards do Brasil®, a –30o C, durante 3 dias.

22

Foram realizadas 4 coletas, sendo que era colhido o veneno de 5 sapos de cada

vez. Obteve-se um total de 4,788 gramas de veneno, ou seja, uma média de 0,2225 grama

de veneno/sapo.

3.3 Conservação do veneno

O “pool” de veneno, após homogeneizado e liofilizado, foi pesado em balança

digital e dividido em alíquotas iguais equivalentes a 70 % da quantidade de veneno de um

sapo, e cada parcela foi acondicionada em tubo de ensaio de 20mL, e conservada a 50C.

A quantidade total de veneno “in natura” (4,788 gramas) reduziu o seu peso

após a liofilização, devido à dessecação. Assim, após liofilizado, restaram 2,858 gramas de

veneno. equivalente a 0,1429 grama de veneno liofilizado/sapo. Cada alíquota (dose/cão)

representou 0,1003 grama de veneno.

3.4 Padronização da dose de veneno utilizada

Foram realizados cinco pilotos para padronizar a dose de veneno a ser utilizada

durante o experimento. Os cães foram anestesiados e submetidos à intoxicação com

alíquotas de diferentes quantidades de veneno de sapo, e foram avaliados quanto aos sinais

e sintomas apresentados e quanto ao registro eletrocardiográfico. Nos dois primeiros, foi

utilizada a dose de 100%, ou seja, a quantidade total de veneno de um sapo, baseado no

experimento de Oliveira (1998). Porém, esses animais foram a óbito e a dose foi, então,

reduzida para 50%. Com a dose de 50%, foram realizados dois pilotos, sendo que um

apresentou sintomatologia clínica branda e poucos complexos ventriculares prematuros

(VPCs) ao eletrocardiograma, sem necessidade de tratamento, e outro não apresentou

sintoma cardíaco. Então optou-se por aumentar a dose, até que se obtivesse sintomatologia

23

cardíaca, porém sem provocar o óbito. Essa dose encontrada, para a espécie de sapo

utilizada, foi de 70% da quantidade de veneno de um sapo.

3.5 Avaliação prévia dos cães

Todos os cães foram submetidos a minucioso exame físico, incluindo avaliação

do estado geral, mensuração da temperatura corporal, análise da coloração das mucosas,

estado de hidratação, palpação abdominal e auscultação cardio-pulmonar. Foram realizadas

análises laboratoriais como hemograma, urinálise e hemogasometria e análise

eletrocardiográfica um dia antes dos animais serem utilizados para o experimento. Os cães

que apresentaram anormalidades ao exame físico segundo as características descritas por

Radostits et al (2002) ou alterações aos exames laboratoriais não foram utilizados.

3.6 Indução anestésica

Os cães foram anestesiados com medicamentos de pouca interferência sobre as

atividades cardiovasculares, para que não fossem atribuídas, ao veneno de sapo, alterações

cardiocirculatórias provocadas pelo anestésico. A utilização de clorpromazina como

medicação pré-anestésica foi suspensa devido a suas ações antiarritmogênicas e de

diminuição do limiar de convulsão, o que alteraria os resultados obtidos com a intoxicação.

Assim, após jejum de 12 horas para sólidos e líquidos, os cães foram submetidos ao

seguinte protocolo anestésico (Massone, 1994):

- indução anestésica direta com tiopental sódico, 25 mg/kg IV

- manutenção anestésica com isoflurano a 3%.

Durante todo o período anestésico os cães foram mantidos em colchão térmico

para controle da temperatura corpórea, mantida entre 37 e 38oC. Foi utilizada a ventilação

24

controlada pelo aparelho de anestesia inalatória em todos os cães, mantendo a freqüência

respiratória entre 10 e 15 movimentos por minuto (mpm). Aqueles cães que apresentaram

respiração contra o aparelho, eram transferidos para respiração espontânea.

3.7 Intoxicação dos cães

As alíquotas de veneno foram ressuspensas em 10 mL de água e administradas a

cada animal por sonda orogástrica (Figura 4). Os cães do grupo controle receberam

somente 10 mL de solução fisiológica.

3.8 Tratamento

Os animais que apresentaram taquicardia ventricular multiforme, no registro

eletrocardiográfico, foram submetidos ao tratamento com propranolol, na dose de 0,5

mg/kg de peso vivo, via IV. Foi considerada taquicardia ventricular multiforme quando

foram encontrados mais de três complexos ventriculares prematuros (CVPs) seguidos. Nos

casos em que ocorreram CVPs isolados (Figura 1), não foi necessário o tratamento. A

medicação foi reaplicada quando ocorria novamente as taquicardias ventriculares, com

freqüência cardíaca superior a 150 batimentos/minuto.

Figura 1 - Registro eletrocardiográfico de cão apresentando contrações ventriculares

prematuras (CVPs) isoladas. Velocidade 50mm/s.

25

3.9 Registro clínico-laboratorial

Cada animal permaneceu anestesiado durante duas horas e meia, sendo que a

cada 10 minutos, a pressão arterial, a freqüência e o ritmo cardíacos foram aferidos. Todos

os sinais e sintomas descritos por Palumbo et al. (1975) também foram observados e

anotados, como a presença ou não de sialorréia, irritação da mucosa oral, evacuação e

micção, alterações respiratórias, coloração das mucosas e temperatura corpórea. Durante

este período, os animais foram mantidos com fluidoterapia intravenosa com solução

fisiológica 0,9%, com velocidade aproximada de uma gota a cada 4 segundos.

Foi colhido material dos animais (sangue) nos tempos pré-determinados, como

mostra a Tabela 1.

Tabela 1 – Momentos de coleta de material para exames laboratoriais MOMENTOS T0 T1 T2 T3 T4 T5

Basal (antes da administração do veneno)

2 horas após administração do veneno





Foram realizados os seguintes exames:

- pressão sanguínea (diastólica, sistólica e média), mensurada a cada 20

minutos, por meio de método invasivo, durante todo o período que o animal permaneceu

anestesiado e acompanhamento posterior até retorno aos valores normais (Figura 5).

- Dosagens de creatina quinase –MB (CK-MB), com reativo seco VITROS®,

Ortho-Clinical Diagnostics, USA, e troponina I cardíaca (cTnI) utilizando-se kit comercial

Reagente Flex® Troponina I Cardíaca – Dimension® - Dade Behringer, para avaliar

possíveis lesões no músculo cardíaco, realizadas em dois tempos, seis horas e 24 horas

após a administração do veneno.

26

- Hemogasometria, para dosagem dos eletrólitos plasmáticos sódio (Na),

cálcio iônico (Ca) e potássio (K),com colheitas de amostras de sangue arterial com seringa

heparinizada, por punção da artéria safena, nos períodos T0, T1, T2, T3 e T4 (Tabela 2).

- As dosagens séricas da CK-MB foram realizadas no Laboratório de

Bioquímica da Seção Técnica de Laboratórios e Análises Clínicas do Hospital das Clínicas,

Faculdade de Medicina da Unesp, Campus de Botucatu, sob a orientação da Profa. Dra.

Maria Salete Sartori; e as dosagens de Troponina I cardíaca foram realizadas no Hospital

Sinhá Junqueira, na cidade de São Paulo – SP. Esses marcadores cardíacos foram

mensurados nos tempos T3 e T5 (Tabela 2), por serem marcadores de lesões agudas

(aumentam 4 a 6 horas após lesão) e sua meia vida ser de aproximadamente 24 horas.

Tabela 2 - Cronograma de colheitas dos exames laboratoriais

Tempo Eletrólitos CK-MB TnI-C

T0 (Basal) X

T1(2 horas) X

T2 (4 horas) X

T3 (6 horas) X X X

T4 (12 horas) X

T5 (24 horas) X X

Após o período de registro das alterações clínico-laboratoriais, os animais

receberam tratamento convencional e de suporte. Ao final do experimento e do tratamento

de suporte, 75 % dos cães (total de 15) foram castrados e doados em feira de doação de

animais realizada pela Associação de Proteção aos Animais juntamente com a FMVZ,

27

UNESP de Botucatu. O restante (5 cães) foram utilizados no curso de graduação e pós-

graduação de Medicina Veterinária da FMVZ – UNESP, Botucatu, para fins didáticos e

experimentais.

Os cães que foram a óbito durante a realização de “piloto” para padronização da

dose do veneno de sapo foram submetidos à necropsia para avaliação anatomopatológica.

Foram realizadas duas necrópsias no total. Após padronização da dose em 70% da

quantidade de veneno de um sapo, nenhum outro animal foi a óbito.

3.10 Avaliação Eletrocardiográfica

O eletrocardiógrafo foi mantido durante todo o período de avaliação (duas horas

e meia). Foi registrada a derivação bipolar II, na velocidade de 50mm/s, em amplitude n.

Foram efetuadas as medidas eletrocardiográficas descritas abaixo para avaliação prévia dos

animais, descartando qualquer alteração eletrocardiográfica prévia:

- freqüência cardíaca/minuto (visualizada por meio do aparelho)

- onda P: foi medida a amplitude em milivolts (mV) e duração em segundos (s).

- intervalo P-R: duração em segundos.

- complexo QRS: foram medidas a amplitude (mV) e sua duração (s).

- segmento ST: foi observada a ocorrência de supra ou infradesnível.

- intervalo QT: duração em segundos.

- onda T: foram observados seu tamanho em amplitude (mV) e sua polaridade

(positiva, negativa, bifásica ou achatada).

- ritmo: foi classificado conforme TILLEY (1992), em ritmos sinusais (ritmo

sinusal normal, arritmia sinusal, bradicardia sinusal, taquicardia sinusal), arritmias

supraventriculares, arritmias ventriculares e distúrbios de condução.

28

3.11 Avaliação Anatomopatológica

Durante a realização do projeto “piloto” para padronização da dose de veneno

de sapo a ser utilizada, dois cães foram a óbito. Foi realizada necropsia destes animais

seguindo as técnicas de Jones et al (1954) e Baker et al (1969) associadas, junto ao serviço

de Patologia Veterinária da FMVZ – UNESP, Campus de Botucatu, sob a orientação da

Profa. Dra. Noeme S. Rocha, para avaliações macro e microscópica das lesões causadas

pelo veneno de sapo no organismo.

29

Figura 2 – Sapo da espécie Bufo schneideri utilizado para coleta do veneno usado no

experimento, demonstrando a glândula paratóide (seta).

Figura 3 – Compressão manual da glândula paratóide para coleta de veneno em direção ao

vidro.

30

Figura 4 – Veneno liofilizado ressuspenso em 10 mL de água destilada para administração

por sonda orogástrica nos cães do grupo Intoxicado.

Figura 5 – Canulação da artéria femoral para avaliação da pressão arterial por método

invasivo durante o período de registro clínico.

31

3.12 Análise Estatística

Foi utilizada a análise multivariada de Perfil (Morrison, 1990) visando comparar

o efeito do tempo (momentos) em cada grupo para cada variável avaliada no experimento,

bem como comparar, em média, o efeito entre grupos em cada momento.

Para comparação entre grupos da variável troponina I cardíaca foi utilizado o

teste não paramétrico de Mann-Withney (Zar, 1996).

O nível de significância adotado foi de 5% de probabilidade.

33

4. RESULTADOS

4.1 SINAIS CLÍNICOS

Grupo controle

Os cães do grupo controle não apresentaram nenhuma alteração dos sinais

clínicos durante o período em que permaneceram sob anestesia, retornando à consciência

logo após o desligamento do aparelho de anestesia inalatória. Nenhum animal deste grupo

apresentou micção ou defecação espontânea durante a anestesia. A temperatura corpórea foi

controlada com colchão térmico e mantida em torno de 37 – 38 º C. Os cães foram

observados até 48 horas após a anestesia, e todos permaneceram em bom estado geral,

alimentaram-se normalmente e apresentaram fezes e urina normais em relação a coloração,

aspecto e quantidade.

Todos os cães do grupo controle foram mantidos sob ventilação controlada,

durante o período anestésico, mantendo a respiração entre 10 e 15 movimentos por minuto.

Nenhum animal deste grupo apresentou respiração contra o aparelho (Tabela 4).

Grupo Intoxicado

Todos os animais (100%) do grupo Intoxicado com o veneno de sapo

apresentaram sinais clínicos gastrointestinais três a seis horas após a intoxicação, com

vários episódios eméticos, com freqüência variável (3 – 8 episódios), e conteúdo líquido

espumoso, de coloração amarelada. Seis destes cães (40%) continuaram a apresentar êmese

até 24 horas após a administração do veneno. Diarréia pastosa de coloração castanho

amarelada foi observada em cinco cães (33%) do grupo Intoxicado até 48 horas após a

34

administração do veneno. Este quadro desapareceu sem qualquer tratamento específico

(autolimitante).

A sialorréia também foi evidente e presente em 100% dos animais intoxicados

com bufotoxina no período pós-anestesia imediato. Seis cães (40%) apresentaram

congestão e hiperemia da mucosa oral (Figuras 6 e 7).

As alterações neurológicas estavam presentes em todos os animais do grupo

Intoxicado com veneno de sapo e estiveram presentes em até 96 horas após administração

do veneno. Estes sinais foram bastante variáveis conforme ilustra a Tabela 3 e as Figuras 7,

8 e 9. Os sinais clínicos como midríase, nistagmo, depressão, taquipnéia e estupor estavam

presentes em todos os cães deste grupo (100%).

Tabela 3 – Freqüência (%) das alterações neurológicas observada no grupo

Intoxicado com o veneno de sapo (n=15)

Sinais clínicos neurológicos Freqüência % Midríase não responsiva 100 Nistagmo 100 Depressão 100 Taquipnéia 100 Estupor 100 Opistótono 73 Contração espástica dos membros anteriores 66 Ataxia 53 Desorientação 53 Inconsciência 46 Olhar fixo 46 Animal alheio ao ambiente 46 Déficit de propriocepção 26 Vocalização 20 Hipermetria 13 Andar compulsivo 13 Andar em círculos 06

35

Não houve alteração da temperatura corpórea nos animais dos grupos Controle e

Intoxicado com veneno de sapo, pois o uso de colchão térmico permitiu a manutenção da

mesma em torno de 37 – 38 º C.

Oito cães (55%) do grupo Intoxicado com o veneno de sapo apresentaram

micção e/ou defecação espontânea durante a anestesia.

12 cães (80%) intoxicados como o veneno de sapo, recuperaram-se em 48 horas,

porém, em três cães (20%), a recuperação total ocorreu em até 96 horas após a

administração do veneno, principalmente em relação aos sinais neurológicos.

Em relação à ventilação controlada, 13 cães (86%) do grupo Intoxicado por

bufotoxina apresentaram respiração contra o aparelho (Tabela 4), necessitando mudar para

respiração espontânea a partir de 30 minutos após a administração do veneno, e todos

apresentaram valores acima dos iniciais utilizados (10 a 15 movimentos por minuto),

chegando a 60 movimentos por minuto (hiperventilação).

36

Tabela 4 – Presença ou não da respiração contra o aparelho de anestesia durante o

período de registro clínico nos animais dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado (n=15)

RESPIRAÇÃO CONTRA O APARELHO DE ANESTESIA Cão SIM NÃO 1 X 2 X 3 X 4 X 5 X

CO

NTR

OLE

Total 0 5

6 X 7 X 8 X 9 X 10 X 11 X 12 X 13 X 14 X 15 X 16 X 17 X 18 X 19 X

20 X

INTO

XIC

AD

O

Total 13 2

37

Figura 6 – Cão do grupo Intoxicados apresentando intensa sialorréia após a administração do

veneno.

Figura 7 - Cão do grupo Intoxicado apresentando midríase não responsiva e sialorréia após a

administração do veneno.

38

Figura 8 - Cão do grupo Intoxicado apresentando decúbito lateral, olhar fixo e alheio ao

ambiente após a administração do veneno.

Figura 9 - Cão do grupo Intoxicado apresentando opistótono e espasticidade dos membros

anteriores após a administração do veneno.

39

4.2 FREQUÊNCIA CARDÍACA

A freqüência cardíaca (FC) dos cães do grupo Controle variou de 73 a 118 bpm,

com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 5 e ilustrado no Gráfico 1. Estes

valores se encontravam dentro da faixa de normalidade determinada para cães (Muir &

Hubbell, 1995).

Os animais do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram FC entre 42

e 181bpm, com médias mostradas na tabela 5 e ilustradas no Gráfico 1. Os valores variaram

muito, sendo que quatro animais apresentaram bradicardia (26%) (Figura 17), sete

apresentaram taquicardia (46%) e quatro animais (26%) apresentaram valores dentro da

normalidade, como mostra a Tabela 6.

Tabela 5. Média da Freqüência Cardíaca (FC) dos cães dos grupos Controle (n=5) e

Intoxicado (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos após a administração do veneno

de sapo

Tempo em minutos

GRUPOS Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150

Controle 102 92 87,6 87 90,4 91 92,2 95 92,4 92,4 94,2 91,8 90,4 90,4 91,2

Intoxicado 105 106 104 105 106 113 111 113 110 108 107 109 106 105 106

40

FC

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

100,0

110,0

120,0

0 20 40 60 80 100 120 140

TEMPO(MIN)

FC

Intoxicados

Controle

Gráfico 1 - Médias da Frequência Cardíaca (FC) dos cães dos grupos Controle e

Intoxicado ao longo do tempo em minutos.

Tabela 6 – Número e freqüência (%) de cães que apresentaram taquicardia sinusal

(TS), bradicardia sinusal (BS) e frequência cardíaca normal (FCN), durante o período

de registro clínico-laboratorial

GRUPOS TS BS FCN

Controle _____ ______ 5 (100%)

Intoxicado 7 (46%) 4 (26%) 4 (26%)

41

Os valores médios da freqüência cardíaca foram analisados estatisticamente

comparando os momentos basal, 20, 60 e 120 minutos após a administração do veneno de

sapo. Foi realizada também a comparação entre os grupos Controle e Intoxicado nos

diferentes momentos. Não houve diferença significativa (p>0,05) no tempo zero (basal)

nem nos tempos 20, 60 e 120 min, entre os momentos estudados e nem entre os grupos

Controle e Intoxicado com o veneno de sapo, como mostra a Tabela 7.

Tabela 7 – Médias e desvio padrão da Freqüência Cardíaca dos cães dos grupos

Controle e Intoxicado com veneno de sapo

MOMENTOS (minutos) 20 60 120 P. value

CONTROLE 87,6 ±9,63 92,2 ±7,20 90,4 ±7,30 (P = 0,283)INTOXICADO 104,1 ±27,40 110,8 ±33,6 105,6 ±36,40 (P= 0,709)

P. value (P= 0,211) (P= 0,242) (P= 0,374) Controle: n=5 Intoxicado: n=15 P > 0,05.

42

4.3 PRESSÃO ARTERIAL

• 4.3.1 Pressão Arterial Sistólica

A Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães do grupo controle variou de 75 a

168 mmHg, com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 8 e ilustrado no Gráfico 2.

Somente um cão deste grupo apresentou valores levemente acima da normalidade (Muir &

Hubbell, 1995).

Os animais do grupo Intoxicado apresentaram PAS entre 85 e 269 mmHg, com

médias mostradas na Tabela 8 e ilustradas no Gráfico 2. Neste grupo, 13 cães (86%)

apresentaram valores acima dos considerados normais para cães (até 150mmHg), ou seja,

aumento da pressão arterial sistólica. Dois cães (13%) apresentaram valores dentro da

normalidade durante todo o período de análise.

Tabela 8 - Média da Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos Controle

(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15), nos tempos de zero a 150 minutos GRUPOS Tempo em minutos

Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150

Controle 90,4 90,4 97,6 101 107 109 113 114 112 115 115 111 110 112 109

Intoxicado 99,3 115 142 170 175 182 178 178 175 169 166 166 165 168 173

43

PAS

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

120,0

140,0

160,0

180,0

200,0

0 20 40 60 80 100 120 140 160

PAS Intoxicados

Controle

Gráfico 2 - Médias da Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos

Controle e Intoxicado com bufotoxina ao longo do tempo em minutos.

Os valores médios de PAS foram analisados comparando os dois grupos nos

tempos pré-administração do veneno (basal), com 20, 60 e 120 minutos após a

administração do veneno (Tabela 9). Não houve diferença significativa (p>0,05) de PAS,

na análise no tempo zero (basal) em relação aos valores da PAS entre os dois grupos

estudados.

Nos tempos 20, 60 e 120 min, houve diferença significativa (p<0,05), na

comparação entre os grupos Controle e Intoxicado com o veneno de sapo. Também houve

diferença estatística (p<0,05) no grupo Intoxicado quando se comparou os momentos. O

momento 20 minutos apresentou PAS significativamente menor que os momentos 60 e 120

minutos.

44

Tabela 9 - Pressão Arterial Sistólica (PAS) dos cães dos grupos Controle (n=5) e

Intoxicado com o veneno de sapo (n=15)


CONTROLE 97,6 ±25,12 a 113,4 ±22,72 a 109,60 ±14,81 a (P = 0,134)INTOXICADO 142,1 ±29,12 Ab 177,7 ±30,72 Bb 164,9 ±25,44 Bb (P = 0,001 )

P. value (P = 0,007) (P = 0,001) (P = 0,001) Letras maiúsculas: comparação entre linhas Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si P<0,05.

• 4.3.2 Pressão Arterial Diastólica

A Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães do grupo Controle variou de 44 a

96 mmHg, com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 10 e ilustradas no Gráfico

3. Somente um animal deste grupo apresentou valores acima da normalidade (Muir &

Hubbell, 1995).

Os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram PAD entre 44 e

178 mmHg, com médias mostradas na Tabela 10 e ilustradas no Gráfico 3. Treze cães deste

grupo (86%) apresentaram valores acima dos considerados normais para cães. Neste grupo,

dois (13%) cães apresentaram valores dentro da normalidade (Muir & Hubbell, 1995).

45

Tabela 10 - Média da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos Controle

(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos GRUPOS Tempo em minutos

Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150

Controle 50,2 47,2 53 54,8 57 59,6 65 67,8 66,6 67,4 68,2 66 64,4 65,4 63,6

Intoxicado 58,8 71,1 86,3 96,2 97,5 98,1 93,6 95,7 91 86,2 83,6 85,6 82,1 85,1 87,8

PAD

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

120,0

0 20 40 60 80 100 120 140 160

PAD Intoxicados

Controle

Gráfico 3 – Médias da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos grupos

Controle e Intoxicado com veneno de sapo ao longo do tempo em minutos.

46

Os valores médios da PAD foram analisados estatisticamente comparando os

dois grupos e os momentos nos tempos pré-administração do veneno (basal), 20, 60 e 120

minutos após a administração do veneno de sapo. Houve diferença significativa (p<0,05)

quando foram comparados os grupos Controle e Intoxicado em todos os momentos. Os

animais do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram PAD significativamente

maior que o grupo controle (Tabela 11). Não houve diferença significativa (p>0,05) entre

os momentos em um mesmo grupo.

Tabela 11 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Diastólica (PAD) dos cães dos

grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15)


CONTROLE 53,00 ±15,21 a 65,00 ±11,94 a 64,41 ±9,02 a (P = 0,181)INTOXICADO 86,3 ±22,30 b 93,60 ±20,94 b 82,10 ±18,45 b (P = 0,214)

P. value (P = 0,006) (P = 0,010) (P = 0,050) Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.

47

• 4.3.3 Pressão Arterial Média

A Pressão Arterial Média (PAM) dos animais do grupo Controle variou de 50 a

122 mmHg, com médias mostradas conforme o tempo na Tabela 12 e no Gráfico 4.

Somente um animal deste grupo apresentou valores acima da normalidade para a espécie

(Muir & Hubbell, 1995).

Os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram PAM entre 59 e

183 mmHg, com médias mostradas na Tabela 12 e ilustradas no Gráfico 4. Todos os

animais (100%) deste grupo apresentaram valores acima dos considerados normais para

cães anestesiados (Muir & Hubbell, 1995), ou seja, todos apresentaram aumento da pressão

arterial média (Figura 10).

Tabela 12. Média da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos grupos Controle

(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15) nos tempos de zero a 150 minutos

GRUPOS Tempo em minutos

Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150

Controle 63,6 61,8 69 68 73,4 76 81,6 83,6 81,8 83,2 83,8 82,4 78 81,4 83

Intoxicado 72,5 85,3 103 119 121 123 121 122 116 113 108 111 107 105 114

48

PAM

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

120,0

140,0

0 20 40 60 80 100 120 140 160

PAM Intoxicados

Controle

Gráfico 4 – Valores médios de Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos

grupos Controle e Intoxicado com o veneno de sapo ao longo do tempo

em minutos.

Os valores médios de PAM foram analisados comparando os momentos e os

grupos nos tempos pré-administração do veneno de sapo (basal), 20, 60 e 120 minutos após

a administração do mesmo. Não houve diferença significativa (p>0,05) no tempo zero

(basal) e no momento 20 minutos em relação aos valores da PAM na comparação entre

grupos.

Nos tempos 60 e 120 min, houve diferença (p<0,05) na comparação entre os

grupos Controle e Intoxicado com bufotoxina. Os animais do grupo Intoxicado

apresentaram PAM significativamente maior que o grupo Controle nesses dois momentos

(Tabela 13).

49

Quando foram analisados os momentos dentro do mesmo grupo, os animais do

grupo Intoxicado apresentaram PAM significativamente maior no momento 60 minutos, em

relação ao momento 20 minutos (Tabela 13).

Tabela 13 - Médias e desvio padrão da Pressão Arterial Média (PAM) dos cães dos

grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15)


CONTROLE 69,0 ±17,82 a 81,6 ±15,98 a 78,0 ±8,25 a (P = 0,170)INTOXICADOS 102,9 ±26,11 Aa 120,7 ±24,43 Bb 107,1 ±18,56 ABb (P = 0,035)

P. value (P = 0,015) (P = 0,004) (P = 0,004) Letras maiúsculas: comparação entre linhas Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si P<0,05.

50

Figura 10 – Monitor para análise de pressão arterial invasiva mostrando hipertensão em cão

do grupo Intoxicado. Observar pressão arterial sistólica igual a 219 mmHg,

diastólica igual a 99 mmHg (seta).

51

4.4 ELETROCARDIOGRAMA e TRATAMENTO COM PROPRANOLOL

Em relação às análises eletrocardiográficas realizadas no momento basal (antes

da administração do veneno de sapo), não houve diferença significativa (p>0,05) nas

variáveis duração de onda P (s), amplitude de onda P (mV), duração do segmento PR (s),

duração do complexo QRS (s), amplitude da onda R (mV) e duração do segmento ST (s).

A Tabela 14 mostra esta afirmação com as médias das variáveis em cada momento nos dois

grupos estudados.

Tabela 14 – Médias e desvio padrão das análises eletrocardiográficas dos cães dos

grupos Controle e Intoxicado antes da administração do veneno de sapo

Duração P (s)

Amplit. P (mV)

Duração PR (s)

Duração QRS (s)

Amplit. R (mV)

Duração QT (s)

CONTROLE 0,04 ± 0,004 0,16 ± 0,05 0,1 ± 0,0 0,04 ± 0,0 0,98 ± 0,59 0,27 ± 0,02

INTOXICADOS 0,05 ± 0,01 0,18 ± 0,08 0,10 ± 0,02 0,05 ± 0,01 0,97 ± 0,40 0,25 ± 0,02

(P = 0,32) (P = 0,60) (P =0,59) (P =0,25) (P =0,95) (P =0,06)

Amplit: amplitude

• ARRITMIAS e TRATAMENTO

Os animais do grupo Controle não apresentaram nenhum tipo de arritmia ao

longo do experimento. Já no grupo Intoxicado, sete (46%) cães apresentaram arritmias e

nestes (100%) foram identificados complexos ventriculares prematuros (Figura 12) e

taquicardia ventricular (TV) em cinco animais (71%), como mostra a Tabela 15.

52

As formas de taquicardia ventricular observadas foram tanto negativa

(esquerdo) (Figura 11), quanto positiva (direito), sendo denominada taquicardia ventricular

multiforme (Figuras 13, 15). Quando esta alteração de ritmo cardíaco intercalava com

intervalos de ritmo sinusal, denominou-se taquicardia ventricular paroxística (Figura 14).

Nos cinco animais intoxicados com veneno de sapo que apresentaram

taquicardia ventricular, foi necessária a administração do antiarrítmico propranolol. Assim,

foi necessária uma aplicação do antiarrítmico em um animal, duas aplicações em três

animais e três aplicações em um animal, conforme ilustrada na Tabela 15. Após a

administração do propranolol, todos os animais retornaram ao ritmo sinusal (Figura 16).

O tempo médio para o aparecimento das arritmias foi de 63 minutos, conforme

mostrado na Tabela 15.

53

Tabela 15 – Incidência de arritmias, tempo para o aparecimento de arritmias, cães

que receberam tratamento com propranolol (0,5mg/kg IV) e número de doses

necessário deste tratamento nos animais dos grupos Controle e Intoxicado

CVPs: complexos ventriculares prematuros TV: taquicardia ventricular Min: minutos

ANIMAL CVPs TV Tempo para

aparecimento de

arritmias (min)

Tratamento

com

propranolol

Número de

doses

necessário

1 ------ ------ ------ ------ ------

2 ------ ------ ------ ------ ------

3 ------ ------ ------ ------ ------

4 ------ ------ ------ ------ ------

CO

NTR

OLE

5 ------ ------ ------ ------ ------

6 X X 80 X 2 7 X ------ 50 ------ zero 8 ------ ------ 90 ------ zero 9 X ------ 70 ------ zero

10 ------ ------ ausência ------ zero 11 ------ ------ 30 ------ zero 12 ------ ------ ausência ------ zero 13 ------ ------ ausência ------ zero 14 X X 160 X 2 15 X X 30 X 1 16 ------ ------ ausência ------ zero 17 ------ ------ ausência ------ zero 18 ------ ------ 30 ------ zero 19 X X 70 X 2

INTO

XIC

AD

O

20 X X 50 X 3

54


taquicardia ventricular (Velocidade 25mm/s, derivação II, amplitude n).


taquicardia sinusal com CVPs isolados (setas) (Velocidade 25mm/s, derivação

II, n).


taquicardia ventricular multiforme (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).


taquicardia ventricular paroxística (entre as setas) (Velocidade 25mm/s).

55

Figura 15 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado iniciando taquicardia

ventricular após ritmo sinusal com dois batimentos de fusão (setas) (Velocidade

25mm/s, derivação II, n).

Figura 16 - Traçado eletrocardiográfico de cão do grupo Intoxicado logo após tratamento

com propranolol, apresentando taquicardia ventricular, um batimento de fusão

(seta) e em seguida, ritmo sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).


bradicardia sinusal (Velocidade 25mm/s, derivação II, n).

56

4.5 MARCADORES CARDÍACOS

• 4.5.1 Creatinaquinase Fração MB (CK-MB)

Os valores da CK-MB dos cães do grupo controle variaram de 0,107 a 0,446

ng/mL, apresentando média de 0,360 ng/mL no momento T3 (6 horas após a administração

do placebo e média de 0,175 ng/mL no momento T5 (24 horas após a administração do

placebo), conforme ilustram os Gráficos 5 e 6.

Já os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram valores de

CK-MB entre 0,020 e 0,755 ng/mL, com média de 0,543 ng/mL no momento T3 (6 horas)

e média de 0,185 ng/mL no momento T5 (24 horas), conforme ilustram os Gráficos 5 e 6.

Houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos no momento T3, sendo

que os cães do grupo Intoxicado apresentaram média de CK-MB significativamente maior

que a média do grupo Controle no referido momento, como mostra a Tabela 16.

Tabela 16 - Valores médios e desvio padrão de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos

Controle (n=5) e Intoxicado por bufotoxina (n=15) nos dois momentos avaliados

Média da CK-MB dos grupos: T3 (6 horas) T5 (24 horas)

Controle 0,360 ± 0,086 a 0,175 ± 0,039 a

Intoxicados 0,543 ± 0,169 b 0,185 ± 0,099 a

(P = 0,033) (P = 0,822)

Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.

57

CK-MB (T3)

0

0,54

Controle Intoxicado

Gráfico 5 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado

no período T3 (6 horas após administração do veneno), mostrando o limite

normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta).

CK-MB (T5)

0

0,54

Controle Intoxicado

Gráfico 6 - Valores de CK-MB em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado

no período T5 (24 horas após administração do veneno), mostrando o limite

normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta).

58

• 4.5.2 Troponina I Cardíaca (TnIc)

Os valores de TnIc dos cães do grupo Controle variaram de 0,08 a 0,16ng/mL,

apresentando mediana de 0,11 ng/mL no momento T3 (6 horas após a administração do

placebo e mediana de 0,08 ng/mL no momento T5 (24 horas após a administração do

placebo), como ilustram os Gráficos 7 e 8.

Já os cães do grupo Intoxicado com veneno de sapo apresentaram valores de

TnIc entre 0,05 e 2,47 ng/mL, com mediana igual a 0,12 ng/mL no momento T3 (6 horas

após administração de veneno) e mediana de 0,26 ng/mL no momento T5 (24 horas após

administração de veneno), como ilustram os Gráficos 7 e 8.

Houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos no momento T5 (Tabela

17).

Tabela 17 - Valores medianos e percentis (P25; P75) de TnIc em ng/mL dos grupos

Controle (n=5) e Intoxicado por bufotoxina (n=15) nos dois momentos avaliados

T3 (6 horas) T5 (24 horas)

GRUPOS Mediana P25 P75 Mediana P25 P75

Controle 0,11 a 0,09 0,138 0,08 a 0,08 0,095

Intoxicados 0,12 a 0,1 0,255 0,26 b 0,14 0,347

(P = 0,407) (P =0,005)

Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.

59

TnIc (T3)

0

0,9

Controle Intoxicado

Gráfico7 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno

de sapo no período T3 (6 horas após administração de veneno), mostrando o limite

normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta). Nota: foi excluído um valor

de 1,41ng/mL para melhor visualização gráfica.

TnIc (T2)

0

0,9

Controle Intoxicados

Gráfico 8 - Valores de TnIc em ng/mL dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno

de sapo período T5 (24 horas após administração de veneno), mostrando o limite

normal para cães segundo Larsson (2005) (linha preta). Nota: foi excluído um

valor de 2,47 ng/mL para melhor visualização gráfica.

0,16

0,16

60

4.6 ELETRÓLITOS

• 4.6.1 Sódio

Os valores de sódio plasmático, no grupo Controle, variaram de 140 a 149

mEq/L, sendo que todos os valores permaneceram dentro dos valores normais considerados

para cães segundo DiBartola (1990), ilustrados no Gráfico 9.

No grupo Intoxicado com o veneno de sapo, os valores de sódio plasmático

variaram de 133mEq/L a 150mEq/L, sendo que 11 animais (73%) apresentaram valores

levemente abaixo dos valores de referência para a espécie segundo DiBartola (1990) e o

restante (27%) apresentaram valores dentro da normalidade (Gráfico 9). Nenhum animal

apresentou hipernatremia e não houve diferença significativa (p>0,05) entre os momentos e

entre os grupos (Tabela 18).

Tabela 18 - Valores de sódio plasmático em mEq/L dos cães dos grupos Controle

(n=5) e Intoxicado com veneno de sapo (n=15)

MOMENTOS

T0 T1 T2 T3 T4 P. Value

CONTROLE 143,0 ± 3,54 143,0 ± 2,12 142,0 ±1,30 144,0 ± 1,58 143,0 ± 1,15 (P = 0,696)

INTOXICADOS 141,5 ± 3,50 140,2 ± 3,70 141,1 ± 4,80 141,3 ± 4,02 140,8 ± 3,37 (P = 0,752)

P. Value (P = 0,410) (P = 0,130) (P = 0,630) (P = 0,170) (P = 0,086)

T0 = basal; T1 = 2 horas após intoxicação; T2 = 4 horas após intoxicação; T3 = 6 horas após intoxicação; T4 = 12 horas após intoxicação; T5 = 24 horas após intoxicação P>0,05.

61

SÓDIO

130,0

132,0

134,0

136,0

138,0

140,0

142,0

144,0

146,0

148,0

150,0

0 2 4 6 8 10 12 14

MOMENTO

MÉD

IAS

Controle

Intoxicados

Gráfico 9 - Médias dos valores de sódio plasmático dos grupos Controle e Intoxicado

com veneno de sapo.

• 4.6.2 Potássio

Os valores de potássio plasmático, no grupo Controle, variaram de 2,9 mEq/L a

4,2 mEq/L, sendo que todos os animais deste grupo apresentaram valores levemente abaixo

dos valores normais considerados para cães segundo DiBartola (1990), como ilustrados no

Gráfico 10.

No grupo Intoxicado com veneno de sapo, os valores variaram de 2,5 mEq/L a

5,9 mEq/L, e todos os animais apresentaram valores levemente abaixo dos valores de

referência para a espécie segundo DiBartola (1990) e apenas um animal apresentou

hipercalemia, como ilustrados no Gráfico 10.

62

Não houve diferença estatística (p>0,05) entre os momentos dentro do mesmo

grupo. Porém, houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos, no momento T4 (12

horas após administração de veneno). Os cães do grupo Intoxicado apresentaram valores

médios de potássio significativamente menores (p<0,05) que os do grupo Controle neste

momento (Tabela 19).

Tabela 19 - Média e desvio padrão dos valores de potássio plasmático, em mEq/L, dos

cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno de sapo

MOMENTOS


CONTROLE 3,3 ± 0,26 3,6 ± 0,31 3,4 ± 0,41 3,3 ± 0,20 3,9 ± 0,40 a (P = 0,082)

INTOXICADOS 3,2 ± 0,36 3,4 ± 0,50 3,2 ± 0,83 3,1 ± 0,65 3,2 ± 0,45 b (P = 0,348)

P. Value (P = 0,40) (P = 0,45) (P = 0,53) (P = 0,44) (P = 0,008)

T0 = basal; T1 = 2 horas após intoxicação; T2 = 4 horas após intoxicação; T3 = 6 horas após intoxicação; T4 = 12 horas após intoxicação; T5 = 24 horas após intoxicação Letras minúculas: comparação entre colunas Letras iguais não diferem entre si. P<0,05.

63

POTÁSSIO

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

0 2 4 6 8 10 12 14

MOM.

MÉD

IAS

Controle

Intoxicados

Gráfico 10 - Médias dos valores de potássio plasmático dos cães dos grupos Controle e

Intoxicado com veneno de sapo.

• 4.6.3 Cálcio

Os valores de cálcio iônico plasmático, no grupo Controle, variaram de 0,69 a

1,17 mg/dL, sendo que todos os animais deste grupo apresentaram valores dentro dos

valores normais considerados para cães segundo DiBartola (1990), como ilustra o Gráfico

11.

Já no grupo Intoxicado com veneno de sapo, os valores variaram de 0,31 a 1,4

mg/dL, sendo que todos os animais deste grupo apresentaram valores considerados normais

para a espécie segundo DiBartola (1990), como ilustra o Gráfico 11.

64

Não houve diferença significativa (p>0,05) entre os momentos dentro do mesmo

grupo. Porém, houve diferença significativa (p<0,05) entre os grupos, nos momentos T2 e

T4 (4 e 12 horas após administração de veneno, respectivamente). Os cães do grupo

Intoxicado apresentaram valores médios significativamente menores que os do grupo

Controle nestes dois momentos (Tabela 20).

Tabela 20 - Média e desvio padrão dos valores de cálcio iônico plasmático em mEq/L

dos cães dos grupos Controle e Intoxicado com veneno de sapo MOMENTOS


CONTROLE 0,96 ± 0,11 0,93 ± 0,20 0,97 ± 0,06a 0,93 ± 0,18 0,98 ± 0,08a (P = 0,969)

INTOXICADOS 0,86 ± 0,18 0,74 ± 0,28 0,74 ± 0,22b 0,74 ± 0,20 0,74 ± 0,23b (P = 0,416)

P. Value (P = 0,26) (P = 0,19) (P = 0,03) (P = 0,074) (P = 0,037)

T0 = basal; T1 = 2 horas após intoxicação; T2 = 4 horas após intoxicação; T3 = 6 horas após intoxicação; T4 = 12 horas após intoxicação; T5 = 24 horas após intoxicação Letras minúculas: comparação entre colunas P<0,05.

65

CÁLCIO

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

0 2 4 6 8 10 12 14

M OM .

Cont role

Int oxicados

Gráfico 11 - Médias dos valores de cálcio iônico plasmático dos cães dos grupos

Controle e Intoxicado com veneno de sapo.

4.7 AVALIAÇÃO ANATOMOPATOLÓGICA

Os resultados encontrados à necropsia dos dois cães que foram a óbito após a

intoxicação experimental por veneno de sapo, no projeto piloto, para padronização da dose

de veneno a ser utilizada, seguem descritos abaixo de acordo com os órgãos avaliados.

BAÇO

Leve esplenomegalia e, histologicamente com discretas áreas de células

apoptóticas nos centros germinativos.

66

LINFONODOS

Congestão e hemorragia acentuadas e hiperplasia linfóide visualizada à

microscopia.

PULMÃO

Congestão acentuada, edema pulmonar de moderado a severo, com alterações

microscópicas como discreto infiltrado inflamatório mononuclear perivascular, enfisema

alveolar moderado e edema.

SISTEMA NERVOSO CENTRAL

Congestão e edema, com alterações microscópicas como coagulação

intravascular disseminada (CID), degeneração intensa, discreto edema cerebral e gliose

focal.

FÍGADO

Degeneração hepática com alteração na coloração (fígado em noz-moscada). À

histopatologia, foram observadas congestão multifocal e intensa necrose de coagulação em

região de veia centrolobular.

RIM

Congestão cortico-medular e estriações corticais. À histopatologia, foram

observadas sinéquias discretas, CID, presença de proteínas na luz tubular e espaço urinário.

67

ESTÔMAGO

Intensa hiperemia e congestão da mucosa gástrica. Na análise histopatológica,

foram observados edema e congestão, com intensa hemorragia da mucosa.

INTESTINO

Intensa hiperemia e congestão da mucosa intestinal com presença de conteúdo

aquoso. Na análise histopatológica, foram observados edema e congestão, com intensa

hemorragia da mucosa.

69

5. DISCUSSÃO

5.1 CONSIDERAÇÕES INICIAIS

A escolha do gênero Bufo foi baseada na importância dos acidentes causados

por este anfíbio. Sapos (gênero Bufo) são comuns no Brasil, devido às excelentes condições

para sua sobrevivência. Deste modo, o envenenamento por sapo se trata de um problema

para saúde animal e também humana (Chi, 1998; Sakate & Oliveira, 2000; Eubig, 2001). A

gravidade do quadro clínico e o conseqüente risco de óbito são consideráveis (Eubig,

2001).

A espécie utilizada, Bufo schneideri, é uma espécie bastante comum na região

de Botucatu, São Paulo, onde este trabalho foi realizado, e é responsável, juntamente com a

espécie Bufo ictericus, pela maioria dos acidentes por veneno de sapo desta região

(Nadaleto, 2005).

A dose de veneno utilizada (0,10g de veneno liofilizado/cão) corresponde a 70%

da quantidade total de veneno retirada das glândulas paratóides de um sapo adulto. Esta

dose foi testada em experimento piloto e foi observado que a referida dose reproduz as

alterações clíncas, laboratoriais e eletrocardiográficas de intoxicação por bufotoxina, sem

causar o óbito dos animais, prestando-se aos objetivos deste trabalho.

O tratamento antiarrítmico com propranolol foi escolhido baseado em

indicações de literatura, na disponibilidade no mercado e baixo custo do medicamento para

uso na rotina clínica veterinária.

70

Buscou-se a menor variação possível entre os animais estudados, principalmente

relacionadas a peso, idade e estado geral destes, para evitar interferência nos resultados

obtidos, porém a susceptibilidade individual é inevitável.

A opção de anestesiar os animais durante o experimento foi baseada na tentativa

de aliviar o sofrimento dos cães e evitar sinais neurológicos graves como as convulsões,

comuns na intoxicação por bufotoxina. Para tanto, foi utilizado protocolo anestésico

segundo Massone (1994), com baixa interferência nos parâmetros cardiovasculares, para

que não fossem atribuídas, ao veneno de sapo, alterações provocadas pelo anestésico.

5.2 SINAIS CLÍNICOS

Os animais do grupo Intoxicado por veneno de sapo apresentaram vários sinais

clínicos compatíveis com os de intoxicação por bufotoxina. Estes sinais foram

principalmente de origens gastrointestinal, cardíaca e neurológica.

Os sinais gastrointestinais apresentados pelos cães intoxicados por veneno de

sapo foram vômitos freqüentes de conteúdo amarelado, sialorréia intensa, hiperemia e

congestão da mucosa oral e diarréia pastosa. Esses sinais clínicos foram autolimitantes,

desaparecendo em 48 horas após a administração do veneno de sapo Bufo schineideri, sem

tratamento específico. Estes resultados concordam com os sinais descritos por Knowles

(1968), Otani et al., (1969), Bedford (1974), Palumbo & Perry, (1983) e McFarland (1999).

As alterações cardíacas não estiveram presentes em todos os animais

intoxicados com o veneno de sapo. Foram observadas alterações na freqüência e no ritmo

cardíacos, arritmias cardíacas de origem ventricular (CVPs e TV), e alterações na pressão

71

sangüínea. Essas alterações serão melhor discutidas em item a parte. Porém, esses

resultados obtidos discordam da afirmação de que os sinais sistêmicos da intoxicação por

veneno de sapo são, principalmente, de natureza cardiotóxica (Knowles, 1964; Zelnik,

1965; Chen & Kovarikova, 1967; Oehme, 1980), mas os sinais neurológicos também foram

bastante evidentes, com sinais variáveis, e presentes em 100% dos animais intoxicados

neste trabalho.

Em relação às alterações neurológicas, foram observados vários sinais, como

ilustra a Tabela 1. Midríase não responsiva, nistagmo, depressão, estupor, taquipnéia,

opistótono e ataxia foram os sinais neurológicos mais comumente observados e estavam

presentes em todos os animais intoxicados. Como os animais foram anestesiados e

permaneceram sob anestesia durante duas horas e meia, os sinais neurológicos foram

observados somente após o período anestésico. Estes sinais estiveram presentes em até 96

horas após a administração do veneno em alguns animais. Os sinais neurológicos

encontrados neste trabalho concordam com os descritos na literatura (Knowles, 1968; Otani

et al., 1969; Bedford, 1974; Palumbo & Perry, 1983; Macdonald, 1990; McFarland, 1999).

Durante a anestesia, sob ventilação controlada, 86% dos animais intoxicados por

veneno de sapo apresentaram respiração contra o aparelho, sendo transferidos para

ventilação espontânea, onde se instalou a taquipnéia. Esta alteração na freqüência

respiratória, possivelmente se deva à ação de componentes do veneno (bufoteninas e

bufotioninas) sobre o sistema nervoso central, estimulando o centro bulbar, o que leva a um

aumento da freqüência respiratória (Zelnik, 1965; Chen & Kovarikova, 1967; Monti &

Cardello, 1994). Além disso, a acidose metabólica, comum em casos de intoxicação por

bufotoxina, pode ajudar a elevação da freqüência respiratória, para uma maior eliminação

72

de gás carbônico, causando uma alcalose respiratória compensatória (Ettinger, 1997;

DiBartola, 2000).

A variação no quadro clínico deve-se a vários fatores, como a espécie de sapo,

a região onde se encontra este sapo (clima, dieta e adaptação evolutiva), potência do

veneno, susceptibilidade individual, entre outros (Knowles, 1968; Otani et al, 1969; Oehme

et al, 1980; Eubig, 2001).

5.3 ALTERAÇÕES CARDIOVASCULARES

5.3.1 – FREQUÊNCIA CARDÍACA E PRESSÃO ARTERIAL

A freqüência cardíaca (FC) dos animais do grupo Controle sofreu pequena

variação ao longo do experimento. Este parâmetro se manteve dentro da faixa da

normalidade nos animais do grupo Controle (Muir & Hubbell, 1995).

Nos animais do grupo Intoxicado com o veneno de sapo, a FC apresentou

bastante variação ao longo do tempo. A FC se elevou progressivamente, e esta elevação

normalmente precedia o aparecimento da taquicardia ventricular. Neste grupo, 26% dos

animais apresentaram bradicardia sinusal e 46% apresentaram taquicardia sinusal. Esses

achados concordam com Peterson & Roberts (2001), que relatam que taquicardia ou

bradicardia sinusal, além de arritmias ventriculares, são alterações comumente observadas.

As bufotoxinas, ao inibir a bomba de sódio e potássio, provocam um aumento

na concentração de cálcio intracelular, causando incremento na força de contração cardíaca

e redução da freqüência de batimentos por ação reflexa vagal. No entanto, este último efeito

pode ser suplantado pela ação das catecolaminas presentes no veneno (Sakate & Oliveira,

73

2000). Isto explica porque se pode observar tanto a bradicardia como a taquicardia sinusal.

Apesar de não haver diferença significativa (p>0,05), em todos os momentos, pôde se

observar que os valores médios da FC dos animais intoxicados se mantiveram maiores em

relação aos do grupo controle durante praticamente todo o período de registro clínico,

porém essas médias se encontraram dentro dos valores de FC normais considerados para

cães segundo Muir & Hubbell (1995).

A mensuração da pressão arterial (P.A.) (sistólica, diastólica e média)

demonstrou que os animais intoxicados por veneno de sapo apresentam uma elevação

significativa desses valores, sugerindo hipertensão. Esta elevação da P.A. foi

estatisticamente significativa em todos os momentos avaliados (20, 60 e 120 minutos)

quando comparados com o grupo controle. Quando se comparam os momentos, a elevação

de P.A. também foi estatisticamente significativa no momento 20 minutos, em relação às

pressões arteriais sistólica e média. Isto se deve ao fato de que o veneno causa aumento

gradual da P.A. (Oehme, 1980; McFarland, 1999), e os valores estavam acima da faixa de

normalidade para a espécie a partir de 30 minutos após a administração do veneno. A partir

deste momento, os valores médios de pressão arterial (sistólica, diastólica e média)

encontravam-se acima dos valores normais para cães segundo Muir & Hubbell (1995).

Devido a isto, pode-se considerar, no ponto de vista clínico, este resultado importante, uma

vez que após 30 minutos, praticamente 90% dos animais intoxicados apresentaram valores

de P.A. acima da faixa de normalidade (hipertensão).

A hipertensão na intoxicação por veneno de sapo é justificada pela presença de

aminas biogênicas como adrenalina, noradrenalina e serotonina na composição do veneno,

além da hidroxidimetiltriptamina, conhecida como bufotenina. Estas substâncias são

potentes vasoconstrictores, aumentam a resistência vascular periférica, elevando a pressão

74

arterial (Oehme, 1980; McFarland, 1999). Os achados do presente trabalho discordam de

Palumbo et al. (1975), Palumbo & Perry (1979) e Eubig (2001), que descrevem que em

intoxicação experimental por veneno de sapo, via oral, os cães não apresentam elevação da

pressão arterial. Eles explicam que as substâncias como adrenalina, noradrenalina e

serotonina são degradadas e inativadas pelos trato digestório e fígado, mas quando na

corrente sangüínea, potencializam a intoxicação. Palumbo et al. (1975) e Palumbo & Perry

(1979) relatam que a bufotoxina, quando administrada por via intravenosa, causa um rápido

aumento da pressão arterial e dispnéia. No presente trabalho, o veneno de sapo foi

administrado por sonda orogástrica, e o aumento da P.A. foi evidente.

Nenhum animal apresentou valores de P.A. abaixo da normalidade (hipotensão).

Em humanos, bradicardia, hipotensão e bradiarritmias como bloqueio átrio-ventricular são

descritos em quadros de intoxicação por veneno de sapo (Chern, 1991; Peterson & Robets,

2001).

5.3.2 – ARRITMIAS E TRATAMENTO COM PROPRANOLOL

Os animais intoxicados com veneno de sapo apresentaram arritmias de origem

ventricular, sendo que sete animais (46%) apresentaram CVPs e destes, cinco evoluíram

para TV, sendo necessária instituição do tratamento com propranolol, na dose de 0,5 mg/kg

IV. Em quatro animais, a TV retornou em alguns minutos após a administração de

propranolol, sendo necessário repetir a dose do antiarrítmico. Em três animais, foi

necessária apenas uma segunda dose, e em um animal foi preciso a terceira dose. O

surgimento de arritmias deve-se à ação das substâncias bufodienólides e bufotoxinas,

presentes no veneno de sapo, que possuem ação semelhante aos digitálicos (Balarz et al.,

75

1986; Duellman & Trueb, 1986; Brownlee et al., 1990), ou seja, inibem a bomba de sódio e

potássio das células da musculatura cardíaca por se ligarem a receptores presentes na

enzima Na-K-ATPase, produzindo sinais clínicos similares a aqueles por overdose de

glicosídeos cardíacos (Oehme, 1980; McFarland, 1999).

Além disso, os bufodienólides e bufotoxinas reduzem a velocidade de condução

do impulso elétrico cardíaco do nódulo sinusal ao nódulo atrioventricular, com disparo de

focos ectópicos ventriculares e conseqüentes contrações ventriculares prematuras, que

podem levar à fibrilação ventricular (Chen & Kovarikova, 1967; Balarz et al., 1986; Eubig,

2001). Arritmias supraventriculares não são freqüentemente relatadas, mas também podem

ocorrer e respondem bem aos beta-bloqueadores ou manobra vagal (Peterson & Roberts,

2001). Roberts et al. (2000), ao analisarem 94 casos de intoxicação por bufotoxina em cães

atendidos entre 1997 e 1998, observaram alterações eletrocardiográficas em 68% dos cães.

O tempo médio para inicio das arritmias foi de 63 minutos, com variação de 30

a 160 minutos. Essa observação concorda com a da literatura, que classifica a intoxicação

por veneno de sapo como aguda, uma vez que os efeitos do veneno aparecem quase

imediatamente, já que sua toxina é rapidamente absorvida pelas mucosas bucal e gástrica

(Oehme, 1980; Macdonald, 1990).

O uso de agentes beta-bloqueadores, para o tratamento das arritmias

ventriculares causadas pelo veneno de sapo, é indicado por diversos autores (Palumbo &

Perry, 1983; Oehme, 1980; MacDonald, 1990). Para Russel (1979), o propranolol é o mais

efetivo tratamento na intoxicação por bufotoxina. Segundo este autor, este agente beta-

bloqueador tem mostrado espetacular capacidade de reverter as alterações cardíacas e

prevenir a fibrilação ventricular em cães experimentalmente intoxicados com veneno de

sapo. Peterson & Roberts (2001) indicam o uso de propranolol ou o esmolol, em forma de

76

bolus e/ou em infusão contínua. No presente trabalho foi evidenciada a eficácia do

propranolol para o tratamento das arritmias ventriculares causadas pelo veneno de sapo. Os

animais que apresentaram taquicardia ventricular foram tratados com este medicamento, e

todos retornaram ao ritmo sinusal.

Em 80% dos animais intoxicados com veneno de sapo e tratados, apenas uma

dose de propranolol não foi suficiente, porém, em no máximo três doses, foram suficientes

para que todos os animais retornassem ao padrão eletrocardiográfico normal.

O tratamento com propranolol não evidenciou bradicardia severa em nenhum

dos cinco animais tratados, discordando de Oliveira & Sakate (2001), que, ao comparar a

eficácia de vários antiarrítmicos (lidocaína, amiodarona, verapamil e propranolol) para o

tratamento de intoxicação por bufotoxina, consideram o verapamil melhor alternativa para

o tratamento das arritmias causadas pelo veneno, uma vez que o propranolol, usado por via

intravenosa, causou uma bradicardia mais severa que o verapamil, apesar de citar também,

neste trabalho, que o verapamil foi menos eficiente que o propranolol em manter a

freqüência cardíaca dentro dos valores normais. A dose utilizada neste experimento, assim

como utilizada por Oliveira & Sakate (2001) foi de 0,5 mg/kg, por via intravenosa, e foi

suficiente para reverter as arritmias, sem causar efeitos colaterais graves como hipotensão

ou bradicardia.

Palumbo et al. (1979) afirmam que o propranolol deve ser usado na dose de 5

mg/kg de peso vivo, pois a dose de 2,5mg/kg não foi suficiente para reverter as arritmias

assim como Russel (1979), que indica o uso de propranolol na dose de 3 a 5 mg/kg por via

intravenosa, com repetição da dose em vinte minutos, quando necessária. Já Peterson &

Roberts (2001) recomendam propranolol, IV, na dose de 0,5 a 2mg/kg de peso vivo, assim

como Macdonald (1990), que utilizou a dose de 2 mg/kg em um cão Terrier atendido

77

durante rotina do hospital veterinário. Eubig (2001) relata que a hipotensão é um efeito

adverso comum após o uso de beta-bloqueadores em infusão contínua, porém o efeito cessa

rapidamente quando a infusão é descontinuada.

5.3.3 – MARCADORES CARDÍACOS

A avaliação cardíaca, por meio da dosagem de marcadores cardíacos, pode

indicar lesões no miocárdio. Marcadores cardíacos são substâncias passíveis de serem

determinadas na corrente sangüínea ou nos tecidos orgânicos, capazes de indicar direta ou

indiretamente o estado das células cardíacas ou o nível de ativação dos sistemas

compensatórios da insuficiência cardíaca no ser humano e nos animais.

Como verificado anteriormente, os animais do grupo Intoxicado com o veneno

de sapo apresentaram valores de CK-MB significativamente maiores que os animais do

grupo Controle no momento T3 (6 horas após a administração do veneno). Este resultado

tem grande importância clínica, pois o aumento desta enzima sugere injúria nas células

cardíacas, confirmando a cardiotoxicidade do veneno de sapo. Em relação aos valores de

CK-MB encontrados nos animais intoxicados, 60% estavam acima dos valores

considerados normais para a espécie segundo Larsson (2005), no momento T3. Já com 24

horas após a administração do veneno (T5), todos os animais apresentaram valores dentro

da faixa de normalidade. Este fato nos leva a pensar que a injúria causada é aguda, porém

pode ser reversível, uma vez que os valores da enzima retornaram ao normal.

Em relação à TnIc, o aumento foi significativo no momento T5 (24 horas após a

administração do veneno de sapo), indicando lesão miocárdica. No momento T3, apesar de

não haver diferença significativa, os valores de TnIc obtidos em 47% dos animais do grupo

78

Intoxicado estavam elevados se comparados com os valores considerados normais segundo

Larsson (2005). Este resultado é de grande importância clínica, pois a elevação indica

algum grau de lesão aos miócitos e o aumento é diretamente proporcional à extensão da

lesão (Ricchiuti et al., 1998).

5.4 ELETRÓLITOS

Os valores de sódio plasmático dos animais intoxicados com o veneno de sapo

não sofreram alterações significativas, permanecendo dentro dos valores normais

estabelecidos para cães (DiBartola, 2000) em todos os momentos analisados. Palumbo et al.

(1975), Russel (1979) e Peterson & Roberts (2001) relatam a presença de leve diminuição

nos níveis de sódio plasmáticos em animais intoxicados por veneno de sapo. Esses autores

relatam que esta alteração eletrolítica pode ocorrer, pois, ao ocorrer o bloqueio da bomba de

sódio e potássio pela ação da bufotoxina, o sódio se acumula no interior da célula. Porém,

esta alteração não foi presenciada no presente trabalho, possivelmente porque a troca entre

os íons cálcio e sódio compensou o acúmulo inicial de sódio.

Já em relação ao potássio, a hipocalemia observada tanto nos animais controle

quanto nos intoxicados com bufotoxina, possivelmente se deve à fluidoterapia

administrada. Essa alteração foi mais evidente nos animais intoxicados. Na comparação

entre grupos, houve diferença significativa (p<0,05) 12 horas após a administração do

veneno (T4). Um animal intoxicado apresentou hipercalemia e segundo Eubig (2001), a

hipercalemia é freqüentemente observada em cães e humanos intoxicados com veneno de

sapo, mas a hipocalemia também tem sido relatada.

79

No caso do cálcio iônico, os animais intoxicados apresentaram valores

significativamente menores que os dos animais controle nos tempos T2 e T4, porém sem

significado clínico, uma vez que todos os valores estavam dentro dos parâmetros normais

para cães (DiBartola, 2000).

Palumbo et al. (1975) e Russel (1979) descrevem uma elevação dos níveis de

potássio e cálcio plasmáticos, em animais intoxicados experimentalmente com bufotoxina.

Peterson & Roberts (2001) concordam com esses resultados. A ocorrência de hipercalemia

e a hipercalcemia justifica-se na intoxicação por bufotoxina, pois as substâncias digitálico-

like inibem a bomba de sódio e potássio ao se ligar a enzima Na-K-ATPase, e este bloqueio

da bomba leva ao acúmulo de potássio extracelular, eleva o sódio dentro da célula, e por

estimular a troca entre sódio e cálcio, conseqüentemente aumenta a concentração de cálcio

nas células do miocárdio (Palumbo & Perry, 1983; Chi et al., 1998; MacFarland, 1999;

Eubig, 2001).

Chi et al (1998) relatam uma correlação positiva significativa com o nível sérico

de potássio e a taxa de mortalidade em casos de intoxicação por veneno de sapo em

humanos. Indivíduos com severa hipercalemia têm prognóstico mais pobre, e necessitam de

um tratamento mais agressivo.

5.5 AVALIAÇÃO ANATOMOPATOLÓGICA

Os resultados observados na avaliação anatomopatológica dos cães que foram a

óbito após a administração do veneno de sapo por sonda orogástrica, sugerem que o veneno

causa intensa inflamação do trato digestório, evidenciada pela congestão, edema e

hemorragias observadas nas mucosas gástrica e intestinais. Os resultados obtidos nos outros

80

órgãos, como pulmão, rins e fígado, possivelmente foram causados pela elevação intensa da

pressão arterial que estes animais apresentaram logo após a intoxicação com o veneno de

sapo durante período prolongado (apresentaram pressão arterial sistólica acima de

200mmHg por mais de 60 minutos), e que, provavelmente, foi a causa do óbito destes.

Estes resultados concordam com Perry & Bracegirdle (1973), que descrevem a ocorrência

de alterações inespecíficas à necropsia, como processo inflamatório do trato digestório, que

pode ser hemorrágico decorrente da ação irritativa do veneno de sapo. Humphreys (1988)

descreve a presença de congestão, edema e hemorragias pulmonares, conseqüentes das

alterações cardiovasculares provocadas pelo veneno de sapo no organismo. Alterações

histológicas não têm sido reportadas em intoxicações por veneno de sapo (Peterson &

Roberts, 2001).

82

6. CONCLUSÃO

Perante as condições nas quais este experimento foi realizado, pode-se concluir

que:

1 – a intoxicação experimental, com 0,1003 g de veneno liofilizado (0,17g de

veneno “in natura”) de sapo da espécie Bufo schineideri é suficiente para causar

sintomatologias cardíaca, neurológica e sinais gastrointestinais.

2 - as principais arritmias observadas durante o registro eletrocardiográfico

foram CVPs e aparecimento de taquicardia ventricular.

3 – a hipertensão é uma alteração comum em cães intoxicados por veneno de

sapo e esteve presente em 90% dos cães intoxicados.

4 – os sinais neurológicos são evidentes e variáveis, sendo que as alterações

mais comumente observadas são midríase, nistagmo, depressão, taquipnéia e estupor.

5 – os sinais gastrointestinas observados são episódios eméticos de conteúdo

líquido amarelado, diarréia pastosa, sialorréia, congestão e hiperemia da mucosa oral.

6 – O propranolol, na dose de 0,5mg/kg IV, é eficaz para tratamento de

taquicardia ventricular sem causar efeitos colaterais severos.

7 – os cães intoxicados por veneno de sapo apresentam elevação dos níveis dos

marcadores cardíacos CK-MB e TnIc, confirmando a cardiotoxicidade do veneno.

8 – as alterações eletrolíticas mais freqüentes são a hipocalemia e hipocalcemia .

9 – o veneno de sapo causa uma reação inflamatória intensa no trato digestório,

além de provocar lesões em outros órgãos como fígado, rins e pulmões pelas alterações

cardiovasculares.

83

10 - a intoxicação por veneno de sapo é uma intoxicação aguda e grave, que

deve ser tratada rapidamente, com monitoramento dos parâmetros cardiovasculares e

respiratórios, incluindo anestesia, fluidoterapia, registro eletrocardiográfico, e tratamento

sintomático adequado.

85

7. PROSSECUÇÃO

Sugere-se, em estudos futuros em intoxicação experimental com veneno de

sapo, reconfirmar a eficácia do propranolol como antiarrítmico e compará-la à do

tratamento com verapamil, uma vez que, em estudos anteriores (Sakate & Oliveira, 2001),

o verapamil foi apontado como medicamento alternativo para o tratamento de intoxicação

por bufotoxina. Além disso, sugere-se estudos mais aprofundados em relação às lesões

miocárdicas possivelmente causadas pelo veneno, por meio de estudos histopatológicos,

histoquímicos ou outros, confirmando os dados laboratoriais obtidos por meio da dosagem

de marcadores cardíacos neste experimento.

87

8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ADAMS, J.E.; BODOR, G.S.; DAVILA-ROMAN, V.G.; DELMEZ, J.A.; APPLE, F.S.;

LADENSON, J.H.; JAFFE, A.S. Cardiac Troponin I: a marker with high especificity for

cardiac injury. Circulation, v.88, p.101-106, 1993.

ANTMAN, E.M.; WENGER, T.L.; BUTLER, V.P. Treatment of 150 cases of life-

threatening digitalics intoxication with digoxin-specific Fab antibody fragments.

Circulation, v.81, p.1744, 1990.

BAKER, R. D.; ALVARADO, D.M. Técnicas de Necropsia. Editorial Interamericana, 1a.

ed, México, 1969.

BALARZ, T.; HANIG, J.P.; HERMAN, E.H. Toxic responses of cardiovascular system.

In: CASARETT, L.J.; DOULL, J. Toxicology: the basic science of poisons. 3. ed. New

York: Macmillan, 1986. p.402.

BEDFORD, P.G.C. Toad venom toxicity and its clinical occurrence in small animals in the

United Kingdom. Vet. Rec., v.94, p. 613-614, 1974.

BRYSON, P.D. Cardiac Glycosides. In: Comprehensive review in Toxicology. Rockville:

Aspen, 1989.

BROWNLEE, A.A.; JOHNSON, P.L.; MILLS, I.H. Actions of bufalin of cinobufalin,

twobufadienolides respectively more active and less active than ouabain, on ouabain

binding and6Rb uptake by human erythrocytes. Clin. Sci., v.78, p.169-174, 1990.

CHEN, K.K.; CHEN, A.L. Notes on the poisonous secretions of twelve species of toads.

Pharmacol. Exp. Ther., v.47, p.281-293, 1933.

CHEN, K.K.; KOVARIKOVA, A. Pharmacology and toxicology of toad venom.

Pharmacol. Exp. Ther., v.56, p.1535-1541, 1967.

88

CHERN, M-S; RAY, C-Y; WU, D. Biologic intoxication due por digitalis-like substance

after ingestion of cooked toad soup. Am. J. Cardiol., v. 67, p. 443-444, 1991.

CHI, H-T; Hung, D-Z; HU, W-H; YANG, D-Y. Prognostic implication of hiperkalemia in

toad toxin intoxication. Human Exp. Toxicol.,v.17p. 343-346, 1998

DECCACHE, W. Arritmias cardíacas: fisiopatologia, clínica e terapêutica. São Paulo:

Livraria Atheneu, 1971. 301 p.

DI BARTOLA, S. P. Fluid Therapy in Small Animal Practice. 2a. ed. Philadelphia: W.

E. Saunders, 2000. 611p.

DUELLMAN, W.E.; TRUEB, L. Introduction to the amphibian. In: DUELMANN, W. E.

Biology of amphibians. New York: MacCraw-Hill, 1986. p.1-9.

ETTINGER, S.J.; FELDMAN, E.C. Tratado de medicina interna veterinária, 4. ed. São

Paulo: Editora Manole, 1997. v.1, 1495p.

EUBIG, P. A. Bufo species toxicosis: Big toad, big problem. Vet. Med., p. 595-599, 2001.

GERMINIANI, H. Diagnóstico e terapêutica das arritmias cardíacas. 2. ed. São Paulo:

Fundo Editorial Byk-Procienx, 1978. 406p.

HOFFMAN, B.F.; LEFKOWITZ, R.J. Catecolaminas e drogas simpatomiméticas.

In:GOODMAN, L.S.; GILMAN, A. As bases farmacológicas da terapêutica. 8. ed. Rio

de Janeiro: Guanabara Koogan, 1991. p. 123-144.

HUMPHEREYS, D. J. Veterinary toxicology, 3.ed. London: Balliere Tindall, 1988. p

315-316.

JONES, T.C.; GLEISER, C.A. Veterinary Necropsy Procedures. Philadelphia: J.B.

Leppincott Company, 1954.

KANEKO, J.J.; HARVEY, J. W.; BRUSS, M.L. Clinical biochemistry of domestic

animals, 5. ed. San Diego: Academic Press, 1997. 932 p.

89

KNOWLES, R.P. The poison toad and the canine. Vet. Med. Small Anim. Clin., p.39-42,

1964.

KNOWLES, R.P. Toad poisoning in dogs. Am. Vet. Med. Assoc., v. 153, p. 1202, 1968.

LARSSON, M.H.; SANTOS, A.L.F.; PEREIRA, G.G.; GUTIERREZ, V.C.R. Serum level

of Creatine Kinase isoenzime MB and Cardiac Troponin I (CTnI) in dogs with normal

electrocardiogram and in those with ST segment deviation using chemiluminescence assay.

In: World Congress of theWorld Small Animal Veterinary Association. Proceedings.

Mexico, 2005.

MACDONALD, B. Terrier toad toxicity syndrome. Austr. Vet. Practit, v.20. n. 2, p. 118,

1990.

MASSONE, F. Anestesiologia veterinária-farmacologia e técnicas. 2. ed. Rio de Janeiro:

Guanabara Koogan, 1994. 252 p.

MCFARLAND, P.J. Toad Toxicity. Aust. Vet. Pract. v.29, n.3, p. 98-103, 1999.

MEYER, D.J.; HARVEY, J.W. Veterinary laboratory medicine: interpretation and

diagnosis. Philadelphia: Saunders Company, 1998.

MICHAEL, E. M. Toxicologia. In: ETTINGER, S.J. Tratado de medicina interna

veterinária. 3.ed. São Paulo: Manole, 1992. v.1, p.496-497.

MICUDA, J. Toad poisoning. In: HOSKINS, H.P. Canine medicine, Santa Barbara :

American Veterinary Publications, 1968. p. 260-261.

MIRANDA, I.M. Principais lagartos, anfíbios e animais aquáticos de interesse médico. In:

SOERENSEN, B. Animais peçonhentos. 2.ed. Rio de Janeiro: Atheneu, 1990. p. 85-86.

MISSOV, E.; CALZOLARI, C.; PAU, B. Circulation cardiac troponin I in severe

congestive heart failure. Circulation, v. 96, n.9, p. 2953-2959, 1997.

90

MONTI, R.; CARDELO, L. Bioquímica do veneno de anfíbios. In: BARRAVIERA, B.

Venenos animais: uma visão integrada. Rio de Janeiro : EPUC, 1994. p.225-232.

MORRISON, D.F. Multivariate Statistical Methods. São Paulo: Mc Grawl-Hill,1990. 475p.

MUIR, W.W.; HUBBELL, J. A.E. Handbook of Veterinary Anesthesia. 2. ed, Mosby:Year

Book, 1995.

NADALETO, D. Análise comparativa da constituição e toxicidade do veneno de

híbrido natural de Bufo ictericus Spix, 1824 e Bufo schneideri Werner, 1894 e do

veneno das espécies parentais. Botucatu, 2005. Dissertação (Mestrado) – Instituto de

Biociências, Universidade Estadual Paulista, Botucatu.

OEHME, F.W.; BROWN, J.F.; FOWLER, M.E. Toxins of animal origin. In: CASARETT,

L.J.; DOULL, J. Toxicology: the basic science of poisons. 2. ed. New York : MacMillan,

1980. p. 568.

OLIVEIRA, P.C.L. Uso de lidocaína, propranolol, verapamil e amiodarona na

intoxicação por veneno de sapo (gênero Bufo) em cães. 1998. 99f. Dissertação

(Mestrado) – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade Estadual

Paulista, Botucatu.

OTANI, A.; PALUMBO, N.E.; READ, G. Pharmacodynamics and treatment of mamals

poisoned by Bufo marinus toxin. Am. Vet. Res., v. 30, p. 1865 – 1872, 1969.

PALUMBO, N.E.; PERRI, S.; READ, G. Experimental induction and treatment of toad

poisoning in the dog. Am. Vet. Med. Assoc., v.167, p.1000 –1005, 1975.

PALUMBO, N.E.; PERRY, S. F. Toad poisoning. In: KIRK, R.W. Current veterinary

therapy: small animal practice. 8. ed. Philadelphia: W.B. Saunders, 1983. p.160-162.

PERRY, B.D.; BRACEGIRDLE, J.R. Toad poisoning in small animals. Vet. Rec., v. 92, p.

589-590, 1973.

91

PETERSON, M. E.; ROBERTS, B. K. Amphibian Toxins. In: PETERSON, M. E.;

TALCOTT, P. A. Small Animal Toxicology. W. B.Saunders Company, 2001.

PUSCHENDORF, B. Strategies for cardiac marker measurement. Clin. Chem. Lab. Med.,

v. 37, p. 997-999, 1999.

RADOSTITS, O.M.; MAYHEW, I.G.; HOUSTON, D.M. Exame Clínico e Diagnóstico em

Veterinária. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan. 2002.

RICCHIUTI, V. et al. Cardiac troponin I alterations in dog hearts with myocardial

infarction. Am. J. Clin. Pathol., v. 110, p. 241-247, 1998.

ROBERTS, B. K; ARONSOHN, M. G.; MOSES, B.L; BURK, R.L.; TOLL, J.; WEEREN,

F. R. Bufo marinus intoxication in dogs: 94 cases (1997-1998). JAVMA, v.216, n. 12, p.

1941-1944, 2000.

RUSSEL, F. E. Toad poisoning. In. HOSKINS, H.P. Canine medice. 4.ed. Santa Barbara:

American Veterinary Publications Incorporation, 1979. v.1, p. 183-185.

RUSSEL, F.E. Toxic effects of animal toxin. In: CASARETT, L.J., DOULL,J. Toxicology:

the basic science of poisons. 3. ed. New York: MacMillan Publishing Company, 1986. p.

718-719.

SAKATE, M.; OLIVEIRA, P.C.L. Toad envenoming in dogs: effects and treatment. J.

Venom. Anim. Toxins, v. 6, n.1, p. 52-62, 2000.

SAKATE, M.; OLIVEIRA, P.C.L. Use of lidocaine, propranolol, amiodarone and

verapamil in toad envenoming (Genus Bufo) in dogs. J. Venom. Anim. Toxins, v. 7, n.2, ,

p.240-259, 2001.

SCHOBER, K.E.; KIRBACH, B.; CORNAND, C.; OECHTERING, G. Circulation cardiac

troponins in small animals. In: AMERICAN COLLEGE OF VETERINARY INTERNAL

MEDICINE, 19, 2001, Denver. Proceeding. Denver: ACVIM, 2001. p 91-92.

92

TILLEY, L.P. Essentials of canine and feline eletrocardiography: interpretation and

treatment. 3.ed. London: Lea & Febiger, 1992. 469p.

ZAR, J.H. Biostatistical analysis. Englewood Cliffs: Prentice Hall, 1996. p. 718.

ZELNIK, R. A natureza química do veneno de sapo. Ciênc. Cult., v. 17, p. 10-14, 1965.

94

9. APÊNDICE Apêndice 1 - Valores individuais de freqüência cardíaca dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo em número de batimentos/minuto (bpm), com as respectivas médias e desvio padrão.

s = desvio padrão.

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

Animal zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 104 91 87 89 90 93 96 101 100 100 97 90 86 85 832 91 89 89 78 88 90 89 89 92 91 100 99 99 95 933 118 107 100 100 100 100 101 95 96 96 98 97 96 96 1054 96 76 73 76 80 81 82 100 82 80 79 80 81 87 855 103 97 89 92 94 91 93 90 92 95 97 93 90 89 90

Media 102 92 87,6 87 90,4 91 92,2 95 92,4 92,4 94,2 91,8 90,4 90,4 91,2DesvPad 10,2 11,4 9,63 10 7,4 6,82 7,19 5,52 6,69 7,64 8,58 7,46 7,3 4,88 8,67

6 93 114 101 91 107 133 135 143 146 153 158 142 136 139 1377 88 98 88 76 65 71 122 86 95 117 96 90 87 85 858 93 74 71 75 111 98 109 85 61 49 42 60 49 51 519 105 88 83 58 114 166 153 150 151 146 130 127 122 114 122

10 122 124 136 150 130 139 146 150 142 139 139 133 133 136 13111 113 122 123 171 172 153 157 162 176 174 181 176 176 176 17112 117 105 95 107 101 87 77 75 83 85 91 100 107 95 7813 123 128 125 142 127 132 116 114 108 119 125 136 155 153 15314 82 83 60 66 78 77 78 67 49 68 74 74 65 65 9615 102 75 100 86 47 70 49 89 120 100 98 98 92 83 6916 123 125 117 95 96 111 130 91 74 81 82 111 69 75 9517 118 133 129 130 125 130 139 130 133 125 129 127 127 131 13018 80 64 60 55 104 82 68 67 75 65 65 65 67 73 6519 106 130 140 151 101 90 85 90 142 107 111 111 115 114 11420 113 129 133 125 112 156 98 193 91 85 88 88 84 82 89

Media 105 106 104 105 106 113 111 113 110 108 107 109 106 105 106DesvPad 14,9 23,9 27,4 37,3 29,2 33 33,5 39,2 37,8 35,9 36,8 31,7 36,4 36,1 34,6

FREQUENCIA CARDIACA (FC)

95

Apêndice 2 - Valores individuais de pressão arterial sistólica dos cães do grupo controle (n=5) e do grupo intoxicado com veneno de sapo, em mmHg, com as respectivas médias e desvio padrão.

s = desvio padrão

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

Animal Zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 100 107 141 140 140 141 147 161 162 168 156 140 125 126 1212 86 80 82 90 105 110 114 109 112 116 120 120 112 110 1093 88 86 79 75 83 91 83 84 93 97 97 97 98 103 1014 95 89 91 96 99 97 110 104 79 78 85 85 91 107 1165 83 90 95 104 108 108 113 112 112 114 115 115 122 114 98

Media 90,4 90,4 97,6 101 107 109 113 114 112 115 115 111 110 112 109DesvPad 6,95 10,1 25,1 24,2 20,8 19,3 22,7 28,5 31,4 33,6 27,1 21,3 14,8 8,8 9,72

6 78 104 123 159 152 157 166 174 170 140 181 183 172 170 1707 98 89 111 164 141 167 168 182 175 185 171 169 169 171 1788 94 103 110 166 239 237 237 227 213 205 220 199 197 188 1969 92 99 121 135 118 207 194 193 173 172 169 168 135 131 14410 108 131 184 173 192 176 182 169 162 156 156 148 145 148 15511 105 151 147 182 198 210 191 204 193 175 173 175 184 180 18012 86 115 127 190 194 188 173 164 155 158 160 162 156 168 17913 107 123 192 200 220 240 225 180 197 162 150 143 175 178 17014 103 132 135 140 145 146 144 144 148 155 161 161 164 235 26015 113 131 203 269 223 222 217 205 198 182 178 178 195 202 22416 109 114 143 137 139 138 133 120 127 126 125 149 135 129 14117 85 104 138 144 153 162 167 184 190 190 199 210 218 218 20818 95 96 114 136 147 134 137 145 147 141 142 142 143 142 13919 99 107 142 154 164 164 163 168 158 163 145 145 139 121 11920 118 133 142 194 197 178 169 213 225 230 165 165 146 140 141

Media 99,3 115 142 170 175 182 178 178 175 169 166 166 165 168 174DesvPad 11,2 17,4 29,1 35,2 36,5 34,4 30,7 28,4 27 26,7 23,3 20,3 25,4 33,6 37,2

PRESSAO ARTERIAL SISTOLICA

96

Apêndice 3 - Valores individuais de pressão arterial diastólica dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo, em mmHg, com as respectivas médias e desvio padrão.

s = desvio padrão

Animal Zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 44 45 80 81 81 83 86 95 91 96 86 75 62 70 632 48 45 44 48 51 54 61 62 69 68 76 76 70 69 703 56 53 49 44 48 53 56 58 58 56 57 57 58 58 574 46 45 47 53 57 57 61 60 47 46 50 50 55 62 725 57 48 45 48 48 51 61 64 68 71 72 72 77 68 56

Media 50,2 47,2 53 54,8 57 59,6 65 67,8 66,6 67,4 68,2 66 64,4 65,4 63,6s 5,93 3,49 15,2 15 13,9 13,3 11,9 15,4 16,3 18,8 14,6 11,8 9,02 5,18 7,36 45 65 76 99 92 95 98 99 94 81 108 108 109 104 1047 46 50 64 98 77 93 85 94 87 97 85 85 76 76 798 50 55 60 103 149 136 121 106 85 76 71 81 67 60 649 47 52 68 69 116 125 115 113 94 98 96 92 95 93 111

10 59 84 112 102 96 92 101 94 86 86 86 80 77 76 7711 65 98 101 127 127 141 113 127 116 106 105 108 113 105 11012 49 63 72 84 80 69 58 49 54 57 61 68 62 80 7913 68 88 109 116 102 127 126 130 130 71 64 67 60 65 6514 79 88 86 88 93 87 86 80 77 87 93 89 89 164 17815 64 72 137 140 115 105 95 107 110 92 89 96 96 97 9816 73 81 100 78 69 67 73 59 54 61 59 80 62 57 7017 54 66 79 83 85 91 93 90 92 93 104 102 101 95 9718 44 46 56 67 83 63 55 66 60 55 55 55 56 54 4919 62 70 86 94 92 85 85 88 96 96 87 88 89 79 7520 77 88 89 95 86 96 100 133 130 137 91 85 80 71 61

Media 58,8 71,1 86,3 96,2 97,5 98,1 93,6 95,7 91 86,2 83,6 85,6 82,1 85,1 87,8s 12 16,2 22,3 20,1 21,2 24,4 20,9 25,1 24 21,1 17,5 14,9 18,4 27,4 31,3

PRESSAO ARTERIAL DIASTOLICA

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

97

Apêndice 4 - Valores individuais de pressão arterial média dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo, em mmHg, com as respectivas médias e desvio padrão.

s = desvio padrão

Animal Zero 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 1501 61 66 100 102 101 103 109 120 117 122 111 98 83 90 842 62 57 57 50 67 70 76 77 82 82 91 91 81 79 783 67 64 59 55 60 66 67 69 69 69 72 72 72 73 734 62 60 68 67 71 71 78 72 58 56 62 65 67 78 885 66 62 61 66 68 70 78 80 83 87 83 86 87 87 92

Media 63,6 61,8 69 68 73,4 76 81,6 83,6 81,8 83,2 83,8 82,4 78 81,4 83s 2,7 3,49 17,8 20,3 15,9 15,2 16 20,8 22,2 24,8 18,8 13,6 8,25 6,95 7,626 56 77 93 121 112 118 122 124 119 109 139 132 131 128 1267 65 62 80 118 98 115 113 123 116 127 111 113 105 106 1088 65 70 76 125 183 172 162 146 120 108 106 114 101 91 979 62 66 85 91 110 153 142 139 121 122 120 117 113 112 126

10 76 101 134 125 122 116 126 116 110 105 108 105 99 98 10211 78 116 118 144 150 164 138 153 138 129 125 128 135 127 13112 60 79 65 115 112 101 87 78 80 87 89 94 89 104 10813 81 99 139 146 132 156 159 147 143 97 88 87 98 102 10014 87 102 100 105 110 104 105 101 99 109 116 112 112 114 19215 80 90 157 172 143 133 135 133 133 118 114 124 124 126 13716 88 91 112 95 92 86 93 79 76 80 78 102 84 80 9317 63 78 100 106 110 116 121 123 127 133 141 138 141 132 13418 59 63 73 88 104 84 78 91 87 80 80 84 82 79 7419 75 83 103 113 115 109 108 112 114 118 103 107 101 83 8920 92 102 108 128 122 122 122 158 156 167 103 112 91 89 88

Media 72,5 85,3 103 119 121 123 121 122 116 113 108 111 107 105 114s 11,7 16,5 26,1 22,4 23,2 27,1 24,4 25,6 22,9 22,6 19,1 15,6 18,6 18,1 28,8

PRESSAO ARTERIAL MEDIA

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

98

Apêndice 5 - Valores de Creatinaquinase fração MB (CK-MB) dos animais dos grupos Controle e Intoxicado em ng/dL nos tempos T3 e T5 (6 e 24 horas após a administração do veneno, respectivamente) com as médias de cada grupo.

Animal T 3 (6 horas) T 5 (24 horas) 1 446 1892 376 1953 248 1074 432 2045 296 178

Média 359,6 174,66 383 1947 458 2148 816 1219 549 143

10 462 12311 400 2012 547 2013 566 18814 225 16615 707 41616 633 19317 755 22818 361 26119 765 28620 523 204

Média 543,33 185,13

CK-MB (ng/dL)C

ON

TRO

LE

INTO

XIC

AD

O

99

Apêndice 6 - Valores de troponina I cardíaca (TnIc) dos animais dos grupos Controle e Intoxicado em ng/dL nos tempos T3 e T5 (6 e 24 horas após a administração do veneno, respectivamente) com as médias de cada grupo.

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

Animal T3 (6h) T5 (24h)

1 0,09 0,112 0,09 0,083 0,16 0,094 0,13 0,085 0,11 0,08

Média 0,12 0,09 DesvPa 0,03 0,01

6 0,05 0,067 1,41 2,478 0,19 0,359 0,28 0,2610 0,10 0,1411 0,22 0,6312 0,11 0,3413 0,26 0,3214 0,08 0,1215 0,12 0,1416 0,83 0,5417 0,12 0,3118 0,05 0,1619 0,24 0,1820 0,10 0,13

Média 0,28 0,41 DesvPa 0,36 0,59

TROPONINA I CARDÍACA (TnIc) ng/mL

100

Apêndice 7 - Valores individuais de cálcio iônico plasmático, em mEq/L, dos cães dos grupos Controle (n=5) e Intoxicado com veneno de sapo com as respectivas médias nos momentos T0, T1, T2, T3 e T4.

T0: basal T1: 2 horas após administração do veneno de sapo T2: 4 horas após administração do veneno de sapo T3: 6 horas após administração do veneno de sapo T4: 12 horas após administração do veneno de sapo.

Animal T0 T1 T2 T3 T41 0,92 1,21 0,98 0,72 0,892 1,09 0,78 0,94 0,84 0,933 0,79 0,98 1,07 1,17 1,024 0,98 0,69 0,89 1,06 1,15 1,01 0,97 0,98 0,87 0,97

Media 0,958 0,926 0,972 0,932 0,9826 1,2 0,77 0,98 1,21 1,037 0,97 1,08 1,13 0,66 0,598 0,87 0,81 0,8 0,91 0,749 1,05 0,091 0,78 0,76 1,1

10 0,99 0,64 0,79 1,08 0,7611 0,68 0,68 0,91 0,55 1,0712 0,6 0,9 0,51 0,7 0,5613 0,72 0,75 0,46 0,82 0,7914 0,67 0,68 1,02 0,71 0,6315 0,98 0,48 0,63 0,63 1,0416 0,58 0,58 0,37 0,44 0,3117 0,9 1,4 0,81 0,65 0,5918 0,98 0,82 0,54 0,54 0,4919 0,89 0,75 0,62 0,63 0,7420 0,8 0,62 0,78 0,77 0,65

Media 0,859 0,737 0,742 0,737 0,739

Cálcio (Ca) em mEq/L

INTO

XIC

AD

O

CO

NTR

OLE

101

Apêndice 8 - Valores individuais de sódio plasmático, em mEq/L, dos cães do grupo controle (n=5) e do grupo intoxicados com veneno de sapo com as respectivas médias nos momentos T0, T1, T2, T3 e T4.

T0: basal T1: 2 horas após administração do veneno de sapo T2: 4 horas após administração do veneno de sapo T3: 6 horas após administração do veneno de sapo T4: 12 horas após administração do veneno de sapo

Animal T0 T1 T2 T3 T41 149 146 144 142 1442 140 141 141 146 1443 143 141 143 145 1434 141 144 141 144 1425 142 143 142 143 145

Media 143 143 142,2 144 143,66 144 143 136 138 1397 139 143 146 144 1408 145 145 143 148 1479 141 142 144 142 141

10 141 136 136 139 13811 141 137 142 143 13912 138 137 149 141 14213 138 137 138 145 14114 139 140 135 136 14315 142 141 139 138 13716 136 135 134 135 13317 150 146 146 145 141,518 144,9 144,9 145,8 146,7 14319 142 136 138 142 14520 141 140 145 137 142

Media 141,46 140,1933 141,12 141,3133 140,7667

Sódio (Na) em mEq/L

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

102

Apêndice 9 - Valores individuais de potássio plasmático, em mEq/L, dos cães do grupo Controle (n=5) e do grupo Intoxicado com veneno de sapo com as respectivas médias nos momentos T0, T1, T2, T3 e T4.

T0: basal T1: 2 horas após administração do veneno de sapo T2: 4 horas após administração do veneno de sapo T3: 6 horas após administração do veneno de sapo T4: 12 horas após administração do veneno de sapo

Animal T0 T1 T2 T3 T41 3 4 3,8 3,3 4,22 3,4 3,5 3,4 3 4,13 3,2 3,5 3,1 3,6 4,24 3,7 3,8 3,8 3,2 3,75 3,3 3,2 2,9 3,6 3,2

Media 3,32 3,6 3,4 3,34 3,886 3,8 3 5,9 5 3,37 3,2 4 3,3 2,8 3,18 3,3 3,1 2,4 3 2,79 3,3 3,3 2,9 2,8 3,8

10 3,5 3,1 3,3 2,8 3,411 2,8 2,9 3 2,6 4,212 3,3 4,4 3,3 3,2 2,913 3 3 2,3 3,7 3,514 2,9 3,3 2,9 2,9 3,115 3 3 3,5 3,4 3,316 2,6 3,6 3,1 2,7 2,517 2,6 4,4 3 3,7 2,718 3,67 3,19 2,72 2,51 2,7119 3,4 3,1 2,7 2,5 3,520 3,2 3,8 2,9 2,9 3,1

Media 3,171333 3,412667 3,148 3,100667 3,187333

Potássio (K) em mEq/L

CO

NTR

OLE

IN

TOX

ICA

DO

103

Apêndice 10 - Ficha individual de registro dos parâmetros clínicos durante o experimento. ANIMAL GRUPO DATA

Basal 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 120 140 150FC

PA Sist Diast Média

FRCO2To.

Obs.

ECG

Tto

Documents

AVALIAÇÕES CLÍNICAS E LABORATORIAIS DA INTOXICAÇÃO