CAPÍTULO VII - Embrapa

151A cultura da banana

Propagação

CAPÍTULO VII

PROPAGAÇÃO

Antônio da Silva SouzaJorge Luiz Loyola DantasFernanda Vidigal Duarte SouzaZilton José Maciel CordeiroSebastião Pedro da Silva Neto

INTRODUÇÃO

As bananeiras são normalmente propagadas vegetativamente, por meio demudas desenvolvidas a partir de gemas do seu caule subterrâneo ou rizoma. Aescolha de mudas de boa qualidade é fundamental para o sucesso daimplantação do bananal.

O ideal é que as mudas sejam oriundas de viveiros, que são áreasestabelecidas com a finalidade exclusiva de produção de material propagativode boa qualidade. Os viveiros devem estar próximos à fonte de água e ao localde preparo do material de plantio. No caso da inexistência de viveiros, asmudas devem ser obtidas de bananal com plantas bem vigorosas e em ótimascondições fitossanitárias, cuja idade não seja superior a quatro anos e que nãoapresente mistura de variedades e presença de plantas daninhas de difícilerradicação, a exemplo da tiririca ou dandá (Cyperus rotundus) (Alves, 1986).

152 A cultura da banana

Propagação

TIPOS DE MUDANo momento da propagação, as mudas podem se encontrar em diferentesestádios de desenvolvimento ou tamanho, recebendo uma denominação queas diferenciam e que permite a identificação dos diferentes tipos existentes(Figura 1). O tipo de muda usado exerce influência direta na duração doprimeiro ciclo de produção e no peso médio do cacho. A Tabela 1 apresenta aporcentagem acumulada de cachos colhidos, o peso médio do cacho e aprodução de banana ‘Dominico’ (AAB) em três ciclos de produção, conformeas mudas utilizadas. Destacam-se os seguintes tipos:

1) Chifrinho: são mudas com 20 a 30 cm de altura e que apresentamunicamente folhas lanceoladas.2) Chifre: são mudas com 50 a 60 cm de altura e que também apresentamfolhas lanceoladas.3) Chifrão: é o tipo ideal de muda, com 60 a 150 cm de altura, já apresentandouma mistura de folhas lanceoladas com folhas características de planta adulta.4) Adulta: são mudas com rizomas bem desenvolvidos, em fase dediferenciação floral, e que apresentam folhas largas, porém ainda jovens.5) Pedaço de rizoma: tipo de muda oriundo de frações de rizoma e queapresenta no mínimo uma gema bem intumescida e peso em torno de 800g.6) Rizoma com filho aderido: mudas de grande peso que, devido ao filhoaderido, exigem cuidados em seu manuseio, de forma a evitar danos nasmesmas.7) Guarda-chuva: mudas pequenas com rizomas diminutos, mas com folhastípicas de plantas adultas. Devem ser evitadas, pois além de possuírem poucareserva aumentam a duração do ciclo vegetativo.

As mudas do mesmo tipo devem ser plantadas na mesma área para auniformização da germinação e da colheita. Na prática, são selecionadaspreferencialmente as mudas mais vigorosas, de forma cônica, com 60 a 150cm de altura (chifrão) (Champion, 1975). O seu preparo deve ser efetuadono próprio local de aquisição, eliminando-se raízes e solo aderidos e rebaixando-se o pseudocaule para 10 a 15 cm de altura. Este procedimento reduz o pesoda muda e o perigo de introdução de pragas e doenças no bananal a serinstalado.

MÉTODOS DE PROPAGAÇÃO

No sistema de propagação convencional a partir da separação de brotos dorizoma-mãe, podem ser produzidas 40 ou mais mudas, porém nem todas sedesenvolvem satisfatoriamente.


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O melhor método para estimular este desenvolvimento, no campo, produziuapenas 20 mudas transplantáveis após um ano de plantio (Barker, 1959).Quando se dispõe de plantas em grande número, é produzido bastante materialpara novos plantios; entretanto, quando o número disponível é limitado,métodos de propagação rápida que elevam a taxa de multiplicação dasbananeiras podem fornecer a quantidade e o tipo de plantas requeridas. Osprincipais métodos são:

Fracionamento do rizoma

Esta é uma técnica de propagação bastante simples, desenvolvida por Cordeiro& Soares Filho (1991), indicada para qualquer variedade de banana,consistindo nas seguintes etapas:

a) arranquio das plantas no campo;b) limpeza do rizoma mediante a remoção de raízes e partes necrosadas, de

forma a eliminar brocas e manchas pretas que apareçam;c) eliminação de parte das bainhas do pseudocaule, de modo a expor as gemas

que estão sob as mesmas;d) fracionamento do rizoma em tantos pedaços quantas forem as gemas

existentes no mesmo; ee) plantio dos pedaços de rizoma em canteiros devidamente preparados com

matéria orgânica, de modo a fornecer um ambiente adequado aodesenvolvimento das mudas. Para o plantio abrem-se sulcos comprofundidade suficiente para enterrar completamente os pedaços de rizoma,utilizando-se o espaçamento de cerca de 20 cm entre sulcos por 5 cm entrepedaços de rizoma, dentro dos sulcos. Durante toda a fase de canteiro,deve-se proceder à irrigação para manter o solo sempre úmido, o queassegura um índice de pegamento em torno de 70 %.

As mudas estarão aptas a ser levadas para o campo cerca de quatro a seismeses após o encanteiramento dos pedaços de rizoma, considerando-se queas variedades apresentam diferentes velocidades de desenvolvimento. Atransferência das plantas para o campo é feita com todo o sistema radicular.

Decorridos aproximadamente oito meses do plantio, com a reaplicaçãodesta técnica pode-se obter, a partir de uma touceira, uma relação média de1:10, em bananeiras próximas ao florescimento. Ou seja, 1 hectare com plantasnesta idade produzirá mudas para 10 hectares, podendo esta proporçãoaumentar em função do vigor das plantas.


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Propagação rápida

Além dos grandes avanços nos métodos de propagação in vitro da bananeira,é também importante o desenvolvimento de técnicas in vivo mais simples,sem o envolvimento de laboratórios sofisticados, e que estejam dentro dacapacidade de viveiristas credenciados.

Os trabalhos já concluídos sobre os métodos de propagação in vivo dabananeira relacionam-se ao tipo de rizoma mais apropriado para uso e ao tipode ferimento que produz os melhores resultados. Navarre (1957) e Hamilton(1965), citados por Menendez & Loor (1979), utilizaram técnicas paraestimular o crescimento de plantas a partir de ferimentos provocados nas gemaslaterais de rizomas. Esses mesmos autores relataram que Hamilton (1965)obteve 150 plantas de um rizoma, num período de cinco a sete meses. Outrapesquisa, preliminar e não conclusiva, mostrou como a ação de hormôniosestimula o crescimento de gemas adventícias (Loor, 1978).

A principal vantagem da técnica de propagação rápida para a multiplicaçãovegetativa da bananeira é que resulta em material propagativo livre de doençase com potencial para constituir uma fonte contínua de material juvenil.

Isto é desejável no caso de variedades promissoras que se encontram atacadaspor patógenos sistêmicos e quando se requer a produção de mudas certificadas.A técnica também desempenha um papel importante no processo detransferência de tecnologia, porque facilita o intercâmbio de plantas sadiasentre regiões, promovido por instituições nacionais ou internacionais.

Nos programas de seleção e melhoramento genético, particularmente, éimprescindível que se realize, de maneira eficaz, a propagação de mudas denovas cultivares e de híbridos selecionados, tanto para o plantio de experimentosde avaliação, quanto para a distribuição a instituições de pesquisa, empresasprivadas e agricultores. É necessário, assim, que o método de propagaçãoutilizado permita dispor, em tempo hábil, de um satisfatório estoque de mudasde boa qualidade.

A aplicação do método de propagação rápida de Menendez & Loor (1979),com algumas modificações realizadas no CNPMF e relativas à simplificaçãodo processo, consta do seguinte roteiro:

a) coleta de mudas novas, sem diferenciação floral, no campo;b) limpeza do rizoma, mediante corte das raízes aderidas ao mesmo;c) lavagem das mudas em água;d) imersão das mudas em uma solução proveniente da diluição de um litro de

hipoclorito de sódio a 5% em cinco litros d’água (1:5) durante dez minutos,para desinfecção;

e) retirada das bainhas do pseudocaule até a exposição da gema apical;


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f) plantio superficial em areia lavada e esterilizada, em recipiente móvel, ecobertura com saco de plástico transparente;

g) manter a areia úmida, regando sempre que necessário;h) eliminação da gema apical, assepticamente, com lâmina afiada, para favorecer

o desenvolvimento das gemas laterais;i) retirada das bainhas das gemas laterais, quando as bases destas bainhas

atingirem o diâmetro mínimo de 3,5 cm, para exposição do meristemavegetativo ou ápice;

j) ferimento do meristema com dois cortes em cruz, utilizando lâminadesinfectada em álcool. Inicia-se, assim, a formação do calo, com posteriorprodução de brotos;

l) retirada dos brotos com altura mínima de 15 cm e com pelo menos umaraiz, empregando-se um bisturi esterilizado. Os brotos são plantados emrecipientes individuais (copos de 300 ml do tipo descartável), contendouma mistura esterilizada composta de terra vegetal, areia, esterco e pó deserra na proporção 1:1:1:1. Daí são levados a uma câmara úmida, até emitirnovas folhas e apresentar bom enraizamento;

m) aclimatação gradual da planta e transplante para vasos ou sacos de polietilenode 25 cm x 28 cm, contendo aproximadamente 4 kg da mesma misturautilizada nos copos. Assim, as mudas são transferidas da casa de vegetaçãopara telados comuns;

n) plantio no campo, após adaptação preliminar.

Com relação aos efeitos do tratamento de rizomas, efetuando-se umacomparação do desempenho de variedades no que se refere ao número debrotos vigorosos retirados por rizoma (objetivo principal do processo depropagação rápida), pode-se observar um comportamento superior da ‘GrandeNaine’, ‘Figo Cinza’ e ‘Padath’, que produziram 72,8, 57,5 e 45,0 brotos,respectivamente. A ‘Imperial’ também apresentou comportamento satisfatório,obtendo-se 36,4 brotos por rizoma. O menor número de brotos foi obtidodas variedades Williams Hybrid (nove brotos por rizoma) e Prata Anã (doisbrotos por rizoma). O número de gemas produzido por rizoma e,conseqüentemente, o número de gemas capazes de produzir brotos, foramfatores primordiais no sucesso do método de propagação rápida, o que explicaas diferenças observadas entre as variedades, no que se refere a maior ou menorprodução de brotos (Dantas et al., 1986).

A apreciação dos resultados apresentados na Tabela 2 evidenciou, também,a existência de relação entre diâmetro médio do rizoma e número total debrotos obtidos. De forma geral, os rizomas com diâmetros inferioresproduziram menor número de brotos vigorosos. Os rizomas com maioresdiâmetros apresentaram um número mais elevado de gemas, o que resultounuma produção superior de brotos.

Na Tabela 3 encontram-se os períodos médios utilizados no processamentodas diferentes fases do método de propagação (Dantas et al., 1986).


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Propagação in vitro

Conforme visto anteriormente, a propagação da bananeira tem sido vegetativa,decorrente da bem conhecida esterilidade das bananas comestíveis (SotoBallestero, 1992). O sistema de propagação empregado convencionalmente,mediante mudas, é lento e permite a disseminação de doenças e pragas paranovas áreas. Diante disso, recentes estudos demonstraram a adoção de novosmétodos de propagação de musáceas, aumentando de maneira considerável onúmero de plantas dentro de um curto espaço de tempo (Sandoval & Müller,1987). Entre estes novos métodos, destaca-se a micropropagação oupropagação in vitro (Working..., 1993), que consiste no cultivo de segmentosmuito pequenos de plantas, os chamados explantes. O cultivo é feito em meioartificial e sob condições de luminosidade, temperatura e fotoperíodototalmente controlados em laboratório.

Entretanto, o êxito ou o fracasso da aplicação da micropropagação embananeira, a exemplo de outras culturas, dependerá de diversos fatores, quedevem ser controlados adequadamente durante o processo (Sandoval et al.,1991). Os explantes a serem utilizados como material de cultivo, o genótipodas cultivares multiplicadas, as etapas da micropropagação, os meios de culturae as condições ambientais vêm sendo objeto de estudos, a fim de estabelecerprotocolos eficientes para a produção de mudas de bananeira em laboratório.

Explantes

Segundo Rêgo (1984), explante é a parte da planta cultivada com o objetivode obter novas plantas in vitro. Pode também ser definido como um segmentode uma planta, seja uma célula, um tecido ou um órgão, para iniciar a culturain vitro. Teoricamente, qualquer tecido pode ser utilizado como explante, emvista da totipotência das culturas vegetais (Grattapaglia & Machado, 1990).Na prática, entretanto, procura-se utilizar explantes que contenham maiorproporção de tecido meristemático, ou que tenham maior capacidade deexpressar a totipotência das células.

Várias fontes de explantes têm sido utilizadas na micropropagação dabananeira, tais como ápices caulinares, gemas laterais e gemas florais (Hwanget al., 1984; Vuylsteke & De Langhe, 1985; Krikorian, 1988c). Atualmente,a técnica mais utilizada para produção de mudas in vitro é a partir do cultivode ápices caulinares (Dore Swamy et al., 1982/83; Cronauer & Krikorian,1984a, b; Banerjee & De Langhe, 1985; Sandoval Fernández, 1985; Wong,1986; Sandoval et al., 1991), que preferivelmente devem ser retirados de mudastipo chifrinho (Figura 1). Entretanto, segundo Jarret (1986), os ápicescaulinares podem ainda ser obtidos de gemas laterais e de mudas dos tiposchifre (Figura 2) e chifrão, por causa da facilidade de manuseio desses materiais.


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Para Cronauer & Krikorian (1986b),os ápices caulinares podem serisolados de mudas de qualquertamanho, embora as maiores sejammais fáceis de trabalhar.

Alguns autores, no entanto, fazemreferência à utilização de gemas florais(Cronauer & Krikorian, 1986b; DoreSwamy & Sahijram, 1989), queapresentam algumas vantagens emrelação aos meristemas apicais.Segundo Krikorian (1989), os ápicescaulinares são mais difíceis de serexcisados do que os florais, já que selocalizam em depressões no rizoma,enquanto os outros, pela posiçãoelevada que ocupam, seriam maisfáceis de manipular. O cultivo degemas florais constitui uma valiosaopção de multiplicação clonal, vistoque não interfere na produçãoconvencional de mudas de uma nova

Figura 2. Tipos de mudas para extraçãode ápices caulinares usados namicropropagação da bananeira.

variedade que esteja sendo lançada (Krikorian, 1988b), particularmente apósa avaliação de seus frutos quanto a produtividade e qualidade (Cronauer &Krikorian, 1985a, 1985b). Para Fitchet (1990), a taxa de multiplicação deuma determinada variedade pode ser aumentada mediante a associação doscultivos de gemas florais e de ápices caulinares. Vuylsteke & De Langhe (1985)mostraram a viabilidade desses tipos de explantes, ao obterem plantas de onzecultivares de grupos genômicos diferentes.

Não apenas a natureza do explante parece ter influência nas taxas demultiplicação in vitro da bananeira, mas também o tamanho com que sãocultivados (Angarita & Perea, 1991). Segundo Cronauer & Krikorian (1986a),o tamanho inicial do explante varia bastante, desde aqueles muitos pequenos,minúsculos, até os de tamanhos considerados grandes. A redução no tamanhodos explantes parece ser benéfica, não apenas para ápices caulinares, mastambém para as gemas laterais e florais (Cronauer & Krikorian, 1985a; Bakryet al., 1985). Apesar de alguns autores fazerem referência ao fato de explantesmaiores proliferarem mais (Dore Swamy et al., 1982/83; Epp, 1987), osexplantes de menor tamanho parecem fenolizar muito menos e proporcionarmaiores taxas de multiplicação (Sandoval & Müller, 1987; Vuylsteke, 1989).Ápices caulinares da cultivar Pelipita, com 1-2 folhas primordiais, produziram


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em média 9,1 novos brotos a cada três semanas (Cronauer & Krikorian,1984b). Já Novak et al. (1987), cultivando ápices caulinares de nove variedadesde bananeira, isolados com 2-4 folhas primordiais e com cerca de 2 mm derizoma, obtiveram em média 6-8 brotos por subcultivo. Sandoval & Müller(1987) avaliaram a influência de quatro tamanhos de ápices caulinares dequatro cultivares, concluindo que os explantes mais apropriados para o cultivoin vitro foram os de 5 mm. Este tamanho de 5 mm é recomendado por Sandovalet al. (1991), mas os ápices caulinares devem permanecer no meio de culturade estabelecimento por 45 dias.

Por ficarem numa posição mais proeminente que os ápices caulinares, asgemas florais podem ser excisadas mais precisamente quanto ao tamanho, eassim obter material livre de doenças, como vírus e micoplasmas (Krikorian,1988b). Com esse objetivo, Cronauer & Krikorian (1985a, 1985b) cultivaramgemas florais com tamanho de 0,2 mm e 1 cm, respectivamente. Já DoreSwamy & Sahijram (1989) isolaram gemas florais com 3 cm de tamanho detrês cultivares oriundas de plantios severamente atacados pelo mal-do-panamá,obtendo plantas livres de doenças, o que confirma o uso desta técnica namicropropagação da bananeira.

O manuseio do explante no meio de cultura influencia também naproliferação do material. O tipo de corte a ser dado, longitudinal ou transversal,e a posição em que é colocado no meio de cultura parecem atuar na respostainicial do explante (Angarita & Perea, 1991). O emprego de cortes nos explantesé utilizado para inibir ou eliminar a dominância apical, de forma a aumentar amultiplicação de brotos (Vuylsteke, 1989). Entretanto, torna-se necessárioavaliar melhor a eficiência desta técnica em relação aos explantes intactos (Jarret,1986). O tipo de corte mais utilizado é o corte longitudinal (Cronauer &Krikorian, 1984b; Jarret, 1986; Epp, 1987), tanto em ápices caulinares, comoem gemas florais. Segundo Sandoval Fernández (1985), após 30 dias no meiode estabelecimento, os ápices caulinares foram seccionados verticalmente em3 ou 4 partes, permitindo a formação dos brotos dentro de 60 dias, numamédia de 8,0-12,0 por explante. Já Novak et al. (1987) subdividiramlongitudinalmente os ápices caulinares após 21 dias de estabelecimento,cultivando-os então em meio líquido a 30 rpm e obtendo uma taxa de 6,0-8,0brotos por subcultivo. Lameira (1987), trabalhando com as cultivares Prata eNanicão, fez seis incisões longitudinais do ápice do explante até o rizoma,para acelerar o processo de indução de brotação. Os ápices caulinares nãodevem sofrer ferimentos na fase de preparo, para evitar possíveis problemascausados pela oxidação. No entanto, na fase de proliferação devem sersubdivididos longitudinalmente, efetuando-se o corte o mais centralizadopossível, para atingir o meristema e eliminar a dominância apical (Sandovalet al., 1991).


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A orientação dos explantes no meio de cultivo parece não ser realmenteimportante. Porém, Sandoval et al. (1991) sugeriram o cultivo inicial de ápicescaulinares inteiros e preferencialmente na posição vertical. Após 30 dias, devemser subdivididos e a parte do explante onde se realiza o corte deve ficar emcontato com o meio, pois, caso contrário, existe a possibilidade de que oexplante se desidrate e perca a capacidade de regeneração. Por outro lado,Cronauer & Krikorian (1984b) subdividiram longitudinalmente os ápicescaulinares, dispondo as duas partes verticalmente no meio de cultura.

Genótipo

Diferenças na capacidade de proliferação de cada genótipo são evidentes, desdeque muitos relatos têm sido feitos enfatizando grandes variações nas taxas demultiplicação de diferentes cultivares (Jarret, 1986; Wong, 1986; Sandoval &Müller, 1987; Epp, 1987; Lameira et al., 1988a; Sandoval et al., 1991). Apesarde se ter constatado variações significativas nas respostas ao cultivo dasdiferentes cultivares, todas têm respondido favoravelmente à técnica demicropropagação por ápices caulinares (Jarret, 1986). Segundo Banerjee &De Langhe (1985), que trabalharam com oito cultivares de Musa, pertencentesa grupos genômicos diferentes, as respostas morfogenéticas dos explantesparecem estar sob a influência das configurações dos genomas das cultivares.De acordo com Novak et al. (1987), os genótipos dos grupos AA, AAA,AAAA e ABB formaram plântulas normais após período em meio deenraizamento, enquanto os genótipos do grupo AAB produziramprincipalmente rizomas, com gemas compactas. No Instituto Internacionalde Agricultura Tropical (IITA, pela denominação em Inglês), em Ibadan,Nigéria, 242 espécies e cultivares de Musa de constituição genômica AA, AAA,AAAA, AAB (das quais 109 são “plátanos”), AAAB, ABB e BB têm sidopropagadas in vitro com êxito. Mas, como os genótipos manifestam distintosgraus de proliferação, presume-se que esta variação esteja associada a níveisendógenos de reguladores de crescimento, o que resulta respostas diferenciadasdos genótipos à concentração de citocinina do meio (Vuylsteke et al., 1990).

As bananeiras do grupo genômico AAA parecem apresentar um potencialde proliferação maior (Banerjee & De Langhe, 1985; Sandoval et al., 1991).No entanto, como a grande parte dos trabalhos feitos envolve o subgrupoCavendish (AAA), parece precipitado fazer tal afirmação. Outro aspectointeressante é que o nível de proliferação dos genótipos in vitro não estáaparentemente relacionado com dominância apical in situ, desde que algumascultivares que apresentam alta dominância apical naturalmente podemapresentar uma multiplicação significativamente superior in vitro (Vuylstekeet al., 1990). Já Dore Swamy & Sahijram (1989) observaram que não houve


Propagação

diferenças morfogenéticas entre três cultivares de bananeira micropropagadaspor gemas florais, regenerando-se de 8 a 10 brotos por explante de cada umadelas. Outro aspecto que parece ser controlado pelas diferenças entre genótiposé a oxidação de polifenóis. Segundo Angarita & Perea (1991), cultivares comoMaqueño e Resplendor, ambas do grupo AAB, apresentaram altas taxas deoxidação de polifenóis, o que não acontece com ‘Grande Naine’ (AAA) e‘Saba’ (ABB). O certo é que as musáceas respondem bem às técnicas demultiplicação in vitro, sendo imprescindível, no momento, o estabelecimentode protocolos mais adequados para grandes grupos de genótipos divergentes,o que pode resultar numa ferramenta básica para instalação in vitro de bancosde germoplasma (Banerjee & De Langhe, 1985), ou na criação de protocolospara cada genótipo individualmente (Angarita & Perea, 1991). Há umanecessidade contínua de melhorar a qualidade da micropropagação dabananeira, desenvolvendo-se estratégias mais eficientes e rentáveis(Working..., 1993).

Etapas da micropropagação

A propagação vegetal in vitro a partir de ápices caulinares ocorre medianteuma seqüência de passos que, segundo Krikorian (1989), envolve as seguintesetapas :

a) Coleta do material no campo – deve preferivelmente ser feita no mesmodia de implantação do cultivo in vitro, evitando desta forma que fiqueexposto a problemas do ambiente, como contaminação e desidratação.Devem ser tomados cuidados no sentido de não obter material de plantas-matriz provenientes de áreas endêmicas, pois um risco da micropropagaçãoé a possibilidade de disseminar doenças sistêmicas, se o propágulo inicialestiver contaminado (Angarita & Perea, 1991). Alguns autores acreditamser necessária uma termoterapia anterior ao isolamento do explante, paragarantir a total limpeza do material em caso de viroses (Berg & Bustamante,1974). Técnicas de detecção de viroses vêm sendo usadas para evitarqualquer risco, principalmente em regiões que apresentam este tipo deproblema (Angarita & Perea, 1991; Carroll, 1991).

b) Preparo do explante – Sandoval et al. (1991) recomendaram usar mudascom uma altura entre 50 e 70 cm, retirando-se as partes externas do rizomae as bainhas até obter secções de aproximadamente 5 cm de altura ediâmetro. Já Souza et al. (1994) utilizaram mudas tipo chifrinho, com 20a 30 cm de altura, eliminando bainhas externas e reduzindo o tamanho dorizoma, até que se atinja um bloco com cerca de 3 cm de pseudocaule e2 cm de rizoma (Figura 3).


Propagação

Figura 3. Muda de bananeira com tamanho reduzido paratratamento asséptico.

c) Desinfecção – em ambiente totalmente asséptico, em câmaras de fluxolaminar contínuo, efetua-se o processo de desinfecção, a fim de eliminar apresença de microrganismos responsáveis pela contaminação dos explantes(Dore Swamy et al., 1982/83; Cronauer & Krikorian, 1984a; Angarita &Perea, 1991), deixando-os aptos para ser extraídos.

d) Excisão do explante – para tal, os explantes passam por sucessivas reduções,mediante a ajuda de pinças e bisturis, sobre papel de filtro ou placa devidro previamente esterilizada, até atingirem o tamanho adequado decultivo.

e) Incubação no meio de cultura – após seu isolamento, os explantes sãodepositados no meio de cultura de estabelecimento (Figura 4), o qualpode conter ou não auxinas e/ou citocininas (Cronauer & Krikorian, 1984a;Hwang et al., 1984; Wong, 1986; Sandoval & Müller, 1987; Vuylstekeet al., 1990).

f) Comprovação da assepsia – o período de estabelecimento é variável de umlaboratório para outro, podendo ser de 15 dias (Cronauer & Krikorian,1985a), 21 dias (Novak et al., 1987), 30 dias (Sandoval Fernández, 1985)e 3-4 semanas (Cronauer & Krikorian, 1985b). Segundo Angarita & Perea(1991), alguns autores preferem, durante essa fase inicial, subcultivar osexplantes a cada dois dias, por três semanas consecutivas, devido ao intensoprocesso de oxidação dos polifenóis. Dentro desta fase de estabelecimentodevem-se detectar e descartar os explantes contaminados.


Propagação

Figura 4. Estabelecimento de ápicecaulinar de bananeira emmeio de cultura.

g) Proliferação dos brotos – na fasede proliferação induz-se aformação de múltiplos brotos aoredor do explante. Esses podemser separados assepticamente empequenos segmentos de 1-2gemas (Figura 5), o que aumentaa população em cerca de cincovezes ao mês. Posteriormente, sãosubcultivados individualmente emmeio fresco (Jarret, 1986).Segundo esse autor, a concen-tração de citocinina exógena, nomeio de cultura, parece ser oprincipal fator que influencia ataxa de multiplicação. Entre ascitocininas, a benzilaminopurina(BAP) é consistentemente a maiseficiente na micropropagação dabananeira (Wong, 1986), sendoempregada em dosagens quevariam desde 1mg/litro (Sandoval& Müller, 1987) até 15 mg/litro(Wong, 1986).

Figura 5. Ápices caulinares de bananeiras proliferando in vitro.


Propagação

A indicação de eliminar os tecidos escurecidos e as folhas intumescidas éamplamente utilizada por ocasião dos subcultivos, já que estes procedimentosajudam no controle da liberação de polifenóis (Vuylsteke, 1989; Angarita& Perea, 1991), que interferem na proliferação. A freqüência com que devemser feitos os subcultivos (Figura 6) pode variar, de acordo com o material,em intervalos de 15 dias (Cronauer & Krikorian, 1985a), 20-22 dias ((Novaket al., 1987; Lameira et al., 1988b; Sandoval et al., 1991) e 30 dias (Jarret,1986).

h) Isolamento e enraizamento - quando os brotos estiverem bem desenvolvidos,ou seja, as plântulas se encontrarem formadas, devem ser transferidas paraum meio de cultura próprio de enraizamento (Figura 7), que pode serdesprovido de reguladores de crescimento (Sandoval et al., 1991) ou conterauxinas como ácido naftalenoacético (ANA), ou ácido indolbutírico (AIB),ou ácido indolacético (AIA) (Cronauer & Krikorian, 1986a), associadosou não a citocininas, tais como cinetina (Wong, 1986) e BAP (Vuylstekeet al., 1990) e ao carvão ativado (Krikorian & Cronauer, 1984). Essa fasedura entre 21 dias (Cronauer & Krikorian, 1986b) e 30 dias (Hwang et al.,1984). As plântulas enraizadas e vigorosas são transferidas para o solo (Jarret,1986), e nesse momento é muito importante uma formação abundante deraízes, para garantir a sobrevivência de até 100% das plântulas (Souza Júnior& Calbo, 1988). Segundo Sandoval Fernández (1985), o tempo totalcompreendido desde o cultivo inicial da gema apical até a obtenção de plantasapropriadas para transferência ao solo é de aproximadamente 120 dias.

Figura 6. Subcultivos e desenvolvimento in vitro debananeira.


Propagação

Figura 7. Plântulas de bananeiras enraizadas e em condiçõesde serem transferidas para o solo.

i) Transferência para casa de vegetação – a aclimatação deve ser feita em casade vegetação (Figura 8) e/ou telado, onde as condições de umidade sãofavoráveis a um gradual endurecimento das tenras plântulas (Dore Swamyet al., 1982/83; Vuylsteke, 1989; Angarita & Perea, 1991). SandovalFernández (1985) recomendou um período de aclimatação entre 45 e 60dias, enquanto Stover (1991) afirmou que em 0,6 ha de casa de vegetaçãoaclimatam-se 80.000 plantas de bananeira, acondicionadas em sacos deplástico de 7 cm x 14 cm contendo uma mistura de areia de rio (50%) ecasca de arroz (50%), por dois meses.

j) Avaliação no campo – finalmente, as mudas devem ser levadas para campo,onde serão avaliadas (Figura 9). É interessante que essa transferência sejanuma época de alta umidade, a fim de que as mudas sejam beneficiadas(Jarret, 1986). Essas mudas, sob condições racionais de cultivo,desenvolvem-se bem, havendo, inclusive, relatos acerca de sua superioridadeem relação às mudas convencionais (Drew & Smith, 1990; Taiwan BananaResearch Institute, 1992).

Meios de cultura

Os dois fatores que mais freqüentemente determinam o sucesso da cultura invitro são a origem do explante e o meio de cultura (Gamborg et al., 1976). Osmeios nutritivos utilizados na cultura de células, tecidos e órgãos vegetaisfornecem as substâncias essenciais ao crescimento e controlam, em grandeparte, o padrão de desenvolvimento in vitro (Caldas et al., 1990). Eles sãobaseados nas exigências das plantas, com algumas modificações para atenderàs necessidades minerais in vitro.


Propagação

Figura 8. Plântulas de bananeiras estabelecidas em solo, paraaclimatação em casa de vegetação.

Figura 9. Plantas de bananeiras produzidas in vitro emavaliação no campo.

Segundo Sandoval et al. (1991), o meio básico de mais amplo uso namicropropagação de bananeiras é o MS (Murashige & Skoog, 1962),normalmente modificado em seus componentes. Em relação aos sais minerais,são raras as alterações que esse meio de cultura sofreu para a propagação invitro da bananeira, a exemplo do uso da solução de ferro de Singh & Krikorian(1980), conforme Cronauer & Krikorian (1985b), da inclusão de Fe-EDTA(10–4M), de acordo com Bakry et al. (1985), e da elevação do teor de fosfatopara 340mg/litro e retirada do CuSO4, segundo Dore Swamy & Sahijram (1989).


Propagação

Apesar de as células possuírem o potencial para fotossíntese in vitro, ocrescimento da maioria delas é sustentado pela fonte de carboidratos adicionadaao meio. A fonte de açúcar mais utilizada em cultura de tecidos vegetais é asacarose (Yeoman, 1973; Evans et al., 1981), e na bananeira sua concentraçãotem variado de 2% a 4% (Jarret, 1986). Em escala comercial, o uso de açúcargranulado não refinado reduz significativamente o custo da muda e tem-semostrado eficiente. Em alguns laboratórios a sacarose é substituída peladextrose (Vuylsteke, 1989).

O meio de cultura pode ser líquido ou sólido. Entretanto, a proliferaçãofoi estimulada mediante a transferência dos explantes alternadamente parameio líquido e meio sólido, com a mesma composição, em intervalos de duassemanas (Cronauer & Krikorian, 1985a). Ao empregar meio líquido napropagação in vitro da bananeira, Cronauer & Krikorian, (1985b; 1986b)mantiveram os cultivos em agitadores rotatórios a 80 rpm, enquanto Sandovalet al. (1991) utilizaram uma rotação de 100 rpm. Os meios sólidos sãonormalmente gelificados com ágar, um polissacarídeo extraído de algasvermelhas colhidas nos oceanos (Rêgo, 1984), e na bananeira é usado numaconcentração entre 0,45% e 0,8%. Recentemente, uma nova classe depolímeros está sendo utilizada na solidificação de meios de cultura, commelhores resultados que o ágar (Caldas et al., 1990). São gomas do tipo “gelan”,produzidas por certas bactérias e constituídas de polissacarídeos de ácidoglucurônico, ramnose e glicose, com grupos O-acetil. Entre essas gomasencontra-se o “gelrite”, que é usado em bananeira na concentração de 0,25%(Dore Swamy & Sahijram, 1989). Segundo Sandoval et al. (1991), quandose utilizou o “gelrite” em substituição ao ágar no enraizamento de bananeira,houve maior emissão do sistema radicular, com abundante presença de pêlosabsorventes, o que causou crescimento mais rápido das plântulas.

Os reguladores de crescimento, indispensáveis ao desenvolvimento dosexplantes em condições artificiais, ainda são ponto de controvérsia em relaçãoa alguns aspectos. O tipo e a concentração dos reguladores de crescimento,que são fatores determinantes do crescimento e do padrão de desenvolvimentoda maioria dos sistemas estudados (Caldas et al., 1990), variam bastante coma etapa de cultivo in vitro e entre laboratórios que trabalham com bananeira.Na fase de estabelecimento, apesar de existirem registros em que não se usaqualquer tipo de regulador (Cronauer & Krikorian, 1984a), a grande maioriados protocolos já utiliza auxinas e citocininas isoladamente ou em combinação.Alguns autores têm empregado apenas a BAP (ou BA-benziladenina) nessafase inicial, em concentrações que variam de 1 mg/litro a 5 mg/litro (Cronauer& Krikorian, 1984b, 1985a, 1985b; 1986a; Sandoval Fernández, 1985;Sandoval & Müller, 1987; Sandoval et al., 1991). Outros autores têmestabelecido ápices caulinares e gemas florais de bananeira em meio de cultura


Propagação

com BAP associado a AIA ou AIB. Jarret (1986) e Vuylsteke et al. (1990)empregaram BA nas concentrações de 0,2 mg/litro e 4,5 mg/litro, juntamentecom AIA, nos níveis de 0,1 mg/litro e 0,18 mg/litro, respectivamente, enquantoWong (1986) combinou citocinina, na dosagem de 5 mg/litro, com AIB a 0,1mg/litro. Novak et al. (1987) utilizaram BAP com AIA, respectivamente, nasconcentrações de 10 M e 5 M. Já Hwang et al. (1984) associaram AIA comcinetina, ambos na concentração de 2 mg/litro.

Embora os estudos com citocininas sintéticas, como as que são utilizadasem cultura de tecidos, sejam ainda incipientes e desconhecida a forma comoatuam, sabe-se que sua utilização no meio nutritivo é imprescindível para quequalquer sistema de proliferação possa ocorrer (Metivier, 1979). Na etapa deproliferação da bananeira, a citocinina até então mais utilizada é a BAP, emconcentrações muito variáveis, que oscilam entre 1 mg/litro (Sandoval &Müller, 1987) e 15 mg/litro (Wong, 1986), sendo a mais empregada a de 5mg/litro (Cronauer & Krikorian, 1986b). As citocininas BAP e cinetina foramestudadas isoladamente e combinadas entre si, em vários níveis, destacando-se a concentração de 5 mg/litro de BAP (Cronauer & Krikorian, 1984a), quepromoveu uma taxa de multiplicação média de 9,1 brotos a cada três semanas,em cada metade de ápices caulinares da cultivar Pelipita. Ao adicionar essaconcentração de BAP ao meio de cultura básico, Sandoval Fernández (1985)obteve a formação de brotos dentro de 60 dias, numa média de 8,0 a 12,0novos brotos por explante. De acordo com Jarret (1986), a proliferação dosápices caulinares foi induzida quando se elevou o teor de 0,2 mg/litro, da fasede estabelecimento, para 10 mg/litro, na etapa de proliferação, presumindoque a concentração de citocinina exógena parece ser o principal fator queinfluencia a taxa de multiplicação. Para Vuylsteke et al. (1990), diferentesgenótipos de bananeira manifestam diferentes graus de proliferação em respostaà concentração de citocinina no meio de cultura. Sandoval et al. (1991)recomendaram que a dosagem de BAP seja aumentada de 1 mg/litro, na etapainicial, para 3 mg/litro a 5 mg/litro, na de multiplicação. Por sua vez, Wong(1986) estudou cinco níveis de BA e de cinetina na fase de proliferação dabananeira, concluindo que: a) BA foi consistentemente mais eficiente que acinetina na taxa de multiplicação; b) essa taxa foi reduzida nos níveis maiselevados (10 mg/litro e 15 mg/litro), na maioria das 22 cultivares trabalhadas,à exceção da ‘Mysore’, que proliferou mais na dosagem de 15 mg/litro de BA.Já a concentração de 2,5 mg/litro de BAP proporcionou o maior número(2,5) e o maior comprimento (7,05 mm) médios de brotos em duas repicagensefetuadas com bananeira ‘Prata’, em relação aos demais níveis estudados: 5,0mg/litro e 7,0 mg/litro (Lameira et al., 1988b).

Na fase de enraizamento, é comum a ausência total de reguladores, já queas plântulas respondem muito bem ao meio nutritivo básico (Sandoval


Propagação

Fernández, 1985; Sandoval et al., 1991). A presença de altos níveis de citocininaparece ter efeito negativo na formação de raízes (Lameira et al., 1988a) e,devido a isto, é encontrada em proporções muito baixas em relação ao meiode proliferação (Vuylsteke et al., 1990) ou até mesmo ausentes (Cronauer &Krikorian, 1984b). Por outro lado, Wong (1986) observou que, apesar devariar entre as cultivares estudadas, o número e o comprimento de raízesaumentaram quando BA foi substituído pela cinetina. Em relação às auxinas,Cronauer & Krikorian (1984a) verificaram que tanto AIA como AIB e ANApromoveram abundante formação de raízes, o que garantiu uma sobrevivênciade 100% das plantas quando transferidas para o solo. Dentro desse grupo dereguladores, o ANA é o mais utilizado no enraizamento da bananeira,normalmente numa concentração de 1 mg/litro (Cronauer & Krikorian, 1985b;Jarret, 1986), apesar de Vuylsteke et al. (1990) empregarem o nível de 0,19mg/litro em combinação com 0,23 mg/litro de BA. Outra auxina muito usadaem bananeira é o AIB, que, de acordo com Krikorian & Cronauer (1984),pode induzir à formação de raízes quando empregado em baixos níveis (0,01mM–1,23 mM). No entanto, Dore Swamy & Sahijram (1989) utilizaram oAIB na concentração de 5 mg/litro e obtiveram de 60 a 70% de sobrevivênciadas plântulas quando transferidas para o solo. Já outros autores recomendaramo uso da concentração de 1 mg/litro de AIB no enraizamento de plântulas debananeira, a exemplo de Cronauer & Krikorian (1984b). O processo de induçãode raízes em bananeira pode ser acelerado mediante a adição de carvão ativadoao meio de cultura (Krikorian & Cronauer, 1984), apesar de Vuylsteke (1989)não acreditar que sua inclusão seja necessária para tal. O carvão ativado podeser usado isoladamente, conforme Hwang et al. (1984), que empregaram 1g/litro deste produto em plântulas de bananeiras, ou em associação com auxinas,tais como ANA ou AIB ou AIA, tornando mais eficiente o processo deenraizamento (Cronauer & Krikorian, 1986a). Em geral, a concentração docarvão ativado varia de 0,025% (Cronauer & Krikorian, 1985a) a 0,25%(Krikorian & Cronauer, 1984).

As plantas normalmente sintetizam as vitaminas necessárias para ocrescimento e desenvolvimento. Embora numerosas vitaminas tenham sidoempregadas na cultura de tecidos de plantas, de modo geral, as mais adicionadasaos meios de cultura para micropropagação da bananeira são aquelas quecompõem o meio MS, especificamente tiamina-HCL, piridoxina-HCL, ácidonicotínico, glicina e inositol, este por afinidade (Hwang et al., 1984; Jarret,1986; Wong, 1986; Sandoval & Müller, 1987). No entanto, outros autoresmencionaram somente a tiamina-HCL e o inositol como essenciais para abananeira, respectivamente, nas concentrações de 1 mg/litro e 100 mg/litro,conforme Cronauer & Krikorian (1986a), Novak et al. (1987) e Dore Swamy


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& Sahijram (1989). Já Bakry et al. (1985) empregaram as vitaminas de Morelem meio de cultura para gemas florais de bananeiras, conduzindo-as a umareversão ao estádio vegetativo.

Outras substâncias são ainda adicionadas a meios nutritivos, notadamentequando surgem dificuldades no cultivo in vitro. Entre essas substâncias estãoos chamados complexos naturais, a exemplo da água de coco, que é empregadaem meios de cultura para bananeira na concentração de 10% (Cronauer &Krikorian, 1985a). Segundo Cronauer & Krikorian (1984b), a água de cocoé benéfica na indução do crescimento in vitro de ápices de bananeira. Outrosaditivos que são também incorporados ao cultivo in vitro da bananeira são osulfato de adenina (160 mg/litro), caseína hidrolisada (500 mg/litro), cisteína(50 mg/litro) e ácido ascórbico (100 mg/litro), conforme Hwang et al. (1984),Bakry et al. (1985), Sandoval Fernández (1985) e Sandoval et al. (1991), eassim melhorar o nível de resposta.

Condições ambientais

A influência dos fatores que compõem o ambiente de cultivo é muitoimportante, já que exerce grande efeito morfogenético no desenvolvimentoda planta in vitro. No caso específico da bananeira, as condições do ambientevariam entre laboratórios, principalmente em relação à luminosidade e àtemperatura. Quanto à intensidade luminosa, existem registros que vão de1.000 lux a 3.000 lux (Sandoval Fernández, 1985), enquanto a temperaturavaria de 25ºC (Wong, 1986) a 30ºC (Cronauer & Krikorian, 1986b). Ofotoperíodo normalmente adotado é de 16 horas (Dore Swamy & Sahijram,1989), e em alguns laboratórios controla-se também a umidade relativa, quefica dentro da faixa de 50% (Cronauer & Krikorian, 1984b) a 80% (SandovalFernández, 1985). Porém, é interessante salientar que, na fase deestabelecimento, os explantes podem ser colocados no escuro, a fim de reduziras taxas de liberação de polifenóis (Bakry et al., 1985).

Aplicações da micropropagação

As técnicas de micropropagação são atualmente aquelas de maior impacto dabiotecnologia e vêm assumindo posição destacada em culturas tropicais(Giacometti, 1990).

A partir do cultivo dos primeiros ápices caulinares efetuado por Ma &Smii (1972), citados por Ko et al. (1991), a micropropagação da bananeiratomou grande impulso, e nos últimos 20 anos vem sendo incrementada,visando às seguintes aplicações:


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a) Multiplicação rápida de variedades – o sistema de propagação convencionalda bananeira é lento (Soto Ballestero, 1992) e apresenta baixa taxa demultiplicação (Vuylsteke et al., 1988), o que levou os fitomelhoradores aidealizarem um método que permitisse uma rápida reprodução do material(Sandoval Fernández, 1985; Dantas et al., 1993). A técnica da cultura deápices caulinares foi, portanto, desenvolvida para a propagação massiva dabananeira (Hwang et al., 1984), o que permitiu que se alcançassem taxasdiversas vezes mais elevadas que aquelas obtidas com os métodosconvencionais (Vuylsteke et al., 1990). Esse método proporciona amultiplicação rápida mediante a indução de brotos múltiplos (SotoBallestero, 1992), após a quebra da dormência das gemas das folhas basaislocalizadas nos explantes (Krikorian & Cronauer, 1984), e tem comoprincipal vantagem resultar em material propagativo com potencial paraconstituir uma fonte juvenil contínua de multiplicação (Lameira et al., 1988a;Marciani-Bendezú et al., 1988). Tem sido bastante utilizada como técnicaauxiliar em programas de melhoramento genético da bananeira(Dantas,1983), constituindo-se num rápido e eficiente processo demultiplicação vegetativa de novos clones (Soto Ballestero, 1992) e decultivares selecionadas (Caldas, 1983).

A micropropagação da bananeira oferece ainda possibilidades para aprodução comercial de mudas (Souza, 1992), reduzindo-se o problema dacarência que existe no mercado (Cronauer & Krikorian, 1986b). A propagaçãomassiva pode realizar-se durante todo o ano e ser programada para propiciara disponibilidade de material para o plantio de novas áreas (SandovalFernández, 1985), incrementando de maneira considerável o número de plantasdentro de um curto espaço de tempo (Sandoval & Müller, 1987), e assimatender à crescente demanda dos bananicultores (Soto Ballestero, 1992). Essasmudas, além de serem produzidas a custos razoáveis (Hwang & Ko, 1987),são mais fáceis de transportar e propagar (Hwang et al., 1984), mantendo-sea integridade genética do material (Smith, 1988).

Um aspecto interessante a ser ressaltado é o potencial de propagação que ocultivo de ápices caulinares de bananeira oferece, existindo grande amplitudeno número de mudas produzidas por explante em alguns laboratórios. SegundoSandoval Fernández (1985), teoricamente, a partir de um só explante é possível,mediante o subcultivo de gemas laterais, obter em 12 meses mais de um milhãode plântulas. Angarita & Castro (1984), citados por Soto Ballestero (1992),asseguraram que no período de 6-7 meses é possível produzir até 100 milhõesde brotos da cultivar Saba e 10 milhões de brotos da cultivar Pelipita, tambéma partir de um ápice caulinar. Segundo Lameira et al. (1988b), com umaprodução média de 2,5 brotos/explante, poderiam ser produzidas


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aproximadamente 60.000 mudas de bananeira ‘Prata’ em oito meses, efetuando-se subcultivos a cada 20 dias. Para Angarita & Perea (1991), através da técnicada micropropagação e partindo-se de um ápice caulinar, pode-se prever aobtenção em potencial de até 15 milhões de plântulas de bananeira em 12meses.

b) Eliminação de doenças - a propagação in vitro mediante a cultura de ápicescaulinares pode superar problemas de infecção de patógenos destruidoresem mudas de bananeira (Wong, 1986), pois permite a recuperação deplantas livres de doenças (Caldas, 1983; Marciani-Bendezú et al., 1988;Torres, 1990) e de pragas (Working..., 1993), evitando-se a disseminaçãopara novos cultivos (Angarita & Perea, 1991; Soto Ballestero, 1992).

Segundo Sandoval Fernández (1985), as bananeiras propagadas in vitro

são matrizes sadias, livres de bactérias, fungos e nematóides. Realmente, umdos maiores riscos da micropropagação é a possibilidade de propagar doençasvasculares ou sistêmicas, como o mal-do-panamá, o moko e as viroses(Marciani-Bendezú et al., 1988; Angarita & Perea, 1991). De acordo comGiacometti (1986), citado por Lameira et al. (1988a), em Formosa sãoproduzidas anualmente um milhão de mudas in vitro de bananeira para umprograma de plantio em áreas livres da raça 4 do mal-do-panamá, o que permiteque o país mantenha-se no mercado internacional dessa fruteira. Berg &Bustamante (1974) foram os primeiros a demonstrar que é possível obtermudas de bananeira livres do vírus-do-mosaico-do-pepino (CMV) de formaeconômica, mediante o cultivo de ápices caulinares em associação comtermoterapia, o que eliminou 75% da virose. Entretanto, segundo Novak(199-), a mais séria virose da bananeira, o “banana bunchy top virus” (BBTV),persiste na cultura de ápices caulinares e pode ser transferida para novas áreaspelas plantas micropropagadas. Drew et al. (1989), citados por Novak(199-), observaram sintomas de BBTV em 73% das bananeiras regeneradasvia cultivo dos ápices caulinares de materiais infectados. Portanto, torna-seurgente a necessidade de mais estudos para eliminar o BBTV in vitro,especialmente em relação à aplicação de quimioterapia e termoterapia, aotamanho do explante, ao sistema de cultivo, etc.

Precauções devem ser realmente tomadas para eliminar ou ao menos reduziras doenças em plantas-matriz de bananeira (Krikorian & Cronauer, 1984),pois apesar do potencial do perigo de reinfecção no campo (Angarita & Perea,1991), o plantio de mudas “limpas” desempenha papel fundamental naminimização do problema.


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c) Conservação de germoplasma – as coleções de germoplasma de plantas sãoparte essencial de qualquer programa de melhoramento genético (Roca,1980). De acordo com Matos et al. (1988), a necessidade de preservaçãodos recursos genéticos existentes torna-se dia a dia mais urgente em funçãoda erosão genética que se verifica em maior ou menor escala, a dependerda espécie. Para Giacometti & Góes (1986), a conservação de germoplasmade espécies propagadas vegetativamente apresenta uma série de problemasespeciais. Requer trabalho intensivo, ocupa grandes áreas no campo, osacessos ficam sujeitos a doenças e pragas e a condições adversas do clima,e, quando necessário, o material é multiplicado muito lentamente, devidoà sua pouca disponibilidade.

No caso de Musa, as coleções são normalmente mantidas em campo, comcustos relativamente elevados, o que torna o cultivo in vitro de ápices caulinaresum método com potencial para contornar esse problema (Cronauer &Krikorian, 1986a; Souza, 1988). Para tanto, é incontestavelmente desejávelreduzir as taxas de crescimento das plantas na conservação in vitro, visando adiminuir o trabalho, os custos e os riscos de contaminação com os subcultivos(Banerjee & De Langhe, 1985; Schoofs, 1990; Ko et al., 1991). Condiçõesde cultivo devem ser estudadas, de modo a não interferirem na integridadegenética das plantas (Cronauer & Krikorian, 1986a), o que torna essa técnicamuito atrativa para estabelecer in vitro os bancos de germoplasma (Banerjee& De Langhe, 1985). Segundo Jarret (1986), no sistema de conservação invitro de germoplasma de bananeira, algum risco de variação genética poderáindubitavelmente surgir, se bem que limitado em alguns casos. Para Banerjee& De Langhe (1985), a redução do número de subcultivos pode ter um efeitobenéfico na estabilidade genética das culturas, uma vez que aberraçõesgeralmente ocorrem durante as fases de replicação cromossômica e de mitose,dentro do ciclo de crescimento. Os intervalos de subcultivos em material debananeira conservado in vitro poderão ser ampliados por meio de alteraçõesfísicas do ambiente (temperatura) e do meio de cultura (osmolaridade), oupela redução das concentrações, pela retirada de nutrientes, ou pela adição deinibidores de crescimento, que podem diminuir a taxa de crescimento dasplântulas in vitro (Giacometti & Góes, 1986; Williams, 1987; Schoofs, 1990).

Segundo Banerjee & De Langhe (1985), a maioria das variedades debananeira cultivadas, em meio MS suplementado com AIA (0,18 mg/litro) eBAP (2,30 mg/litro), tem sido estocada satisfatoriamente, sob temperaturade 15ºC e intensidade luminosa de 1.000 lux, por 13-17 meses, dependendoda cultivar. No Taiwan Banana Research Institute, a manutenção de culturasde ápices caulinares de diferentes cultivares e mutantes de bananeira requertransferências regulares para meio fresco a cada 3-4 meses, sob a temperatura


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de 17ºC; porém, depois de doze subculturas, a porcentagem de mutantes nasplântulas regeneradas aumenta substancialmente (Ko et al., 1991). Ainda deacordo com esses autores, a incubação de ápices caulinares de bananeira ‘GiantCavendish’ em solução de ribose a 3%, sob luz e temperatura também de17ºC, permitiu que 67% dos explantes permanecessem viáveis por 24 meses.Para Novak (199-), bancos de germoplasma de Musa podem ser estabelecidossatisfatoriamente in vitro sob condições de crescimento lento, a 15ºC detemperatura e 800 lux de intensidade luminosa, em meio de culturasuplementado com 10 µM de BA e com subculturas efetuadas a cada dozemeses. No Centro de Trânsito da INIBAP (International Network for theImprovement of Banana and Plantain), localizado em Louvain, Bélgica,mantém-se um banco de germoplasma com 1.032 acessos de bananeira, emcrescimento lento, sob condições de temperatura de 15ºC, intensidade luminosade 2.000 lux e fotoperíodo de 12 horas, em meio de cultura MS suplementadocom AIA (1 µM) e BA (10 µM). Cada acesso, conservado inicialmente com20 repetições, vai se contaminando gradativamente, e quando apenas dozedeles permanecem sadios, são levados para condições normais de crescimentoe novamente multiplicados para novas 20 plântulas. Ocasionalmente, os acessosapresentam alguns problemas, em extensão não alarmante, tais comovitrificação, morte do meristema, com as folhas permanecendo sadias, ouintumescimento excessivo dos tecidos do rizoma (Schoofs, 1990; INIBAP,1991).

d) Intercâmbio de germoplasma – o movimento de plantas ou parte de plantasentre regiões ou países desempenha papel importante no processo detransferência de tecnologia realizado por instituições nacionais einternacionais (Roca, 1982). Cada país deve definir suas necessidades emrelação ao tipo de banana a ser importado, se para alimentação básica,exportação ou outros fins, bem como avaliar a existência do germoplasmade que dispõe, para evitar a aquisição de cultivares já existentes (Frison &Putler, 1989). Entretanto, esse intercâmbio de germoplasma é dificultadopelos longos períodos de quarentena que os propágulos vegetativosconvencionais devem sofrer, devido ao risco natural de disseminação depragas e patógenos, conforme Stover (1977) e Chiarappa & Karpati (1984),citados por Vuylsteke (1989).

Diante disso, a transferência internacional de germoplasma de bananeiramediante o cultivo de ápices caulinares é muito mais fácil que por mudas(Schoofs, 1990; Vuylsteke et al., 1990; Soto Ballestero, 1992), mas requerque toda informação referente às características da cultivar e um certificado delimpeza sejam incluídos (Frison & Putler, 1989). De acordo com o WorkingGroup... (1993), consideráveis vantagens são conferidas ao movimento seguro


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de germoplasma de bananeira mediante cultivo in vitro, apesar de ressaltarque esta distribuição de acessos pode ser acelerada, seja entre regiões (Marciani--Bendezú et al., 1988; Lameira et al., 1988b) ou países (Cronauer & Krikorian,1986b; Soto Ballestero, 1992). Entre essas vantagens podem-se destacar: a) ovolume do material vegetal envolvido na transferência, que é bastante reduzido;b) o material segue em embalagens mais seguras; c) problemas associados apragas e doenças são superados precocemente; e d) o material fica disponívelpara uma multiplicação mais rápida (IITA, 1992). Preferivelmente, os acessosdevem ser enviados em recipientes de vidro ou de plástico transparente, comtampas rosqueadas, embalados em caixas de papelão revestida com materialque absorva impactos (Schoofs, 1990).

Pesquisas e informações são necessárias para desenvolver métodos ediagnósticos simples, sensíveis e seguros para detecção precoce de doenças dabananeira, particularmente quanto ao BBTV (Working..., 1993). Os materiaisintroduzidos devem ser observados em campo durante o ciclo de cultivo, antesde serem multiplicados e distribuídos dentro da região ou país (Frison& Putler, 1989).

O intercâmbio de germoplasma de Musa pode ser considerado a base vitalda rede que compõe a INIBAP, pois o fluxo regular de germoplasma tornaessa rede ativa ao envolver muitos participantes, ocorrendo transferência dematerial entre seu centro de trânsito, os centros que fazem indexação de virosese as organizações internacionais, regionais e nacionais de pesquisa (INIBAP,1991).

e) Seleção in vitro - os métodos de melhoramento convencional de fecundaçãocruzada são difíceis de aplicar em plantas propagadas vegetativamente, aexemplo da bananeira, porque há pouca produção de sementes. SegundoMatsumoto (1990), essa condição deixa em atraso as pesquisas sobre osmétodos de melhoramento das plantas multiplicadas vegetativamente, emcomparação com as plantas propagadas por sementes.

A cultura de tecidos põe à disposição do fitomelhorador diferentes técnicasque podem ajudá-lo na indução da variabilidade genética (Escalant & Sandoval,1992), a qual pode ser explorada como uma nova ferramenta no melhoramentode musáceas (Novak et al., 1988). Para Escalant & Sandoval (1992), osmétodos de seleção in vitro não devem substituir o melhoramento genéticoconvencional, mas sim apoiá-lo. É muito importante ter em conta que umprograma não convencional só tem sentido se estiver vinculado a um programaconvencional. Para que servirão novas variedades criadas por métodos in vitrose não estiverem amparadas por um programa convencional e por seuspesquisadores?


Propagação

Segundo Escalant (1990), na pressão de seleção aplicada em culturas invitro, podem ser utilizados vários agentes seletivos, como micélios, conídios,ascósporos, extrato cru ou toxinas específicas, no caso de enfermidades fúngicas.Diversos sistemas de complexidade diferentes podem ser usados na seleção invitro de Musa, em relação à tolerância a ambientes estressantes (alumínio esalinidade) e resistência a doenças (fungos e bactérias). Esses sistemas incluemápices caulinares, brotos, plântulas intactas, segmentos de plântulas,protoplastos, suspensões celulares, calos, e embriões somáticos (Novak,199-; Escalant, 1990; Escalant & Sandoval, 1992).

Dentre os sistemas já mencionados, a seleção in vitro pode ser efetuadamediante três modalidades:

1) Agentes seletivos – uma grande variedade de testes pode ser utilizada, aexemplo da adição de toxinas ao meio de crescimento dos ápices caulinaresou a inoculação de conídios diretamente nas plântulas in vitro. De acordocom Escalant (1990), entretanto, os métodos de inoculação in vitro oferecemmuitas vantagens, tais como: a) controle do nível do inóculo; b) controledo ambiente; c) acesso a plantas isentas de patógenos. Há, no entanto,uma série de desvantagens, como: a) as estruturas vegetativas das plantasin vitro e in vivo, que podem ser muito diferentes entre si; b) os mecanismosde defesa, como cutícula, cera, estômatos e inibidores pré-formadospresentes nas plantas in vivo, podem não estar presentes no sistema in vitro;e c) as fitoalexinas, freqüentemente envolvidas nos mecanismos deresistência, podem ocorrer in vitro, como uma resposta da planta ao estresseinduzido pelas condições de cultivo.

2) Indução de mutação – a técnica do cultivo in vitro de ápices caulinares debananeira, assim como de outras espécies, oferece a possibilidade de obterplantas mutantes (Caldas, 1983), tornando possível a seleção in vitro devariedades tolerantes a ambientes desfavoráveis, como a presença de cloretode alumínio no solo (Matsumoto, 1990). Segundo Rodriguez-Nodalset al. (1991), tem-se desenvolvido, em Cuba, um forte trabalho de induçãode mutações de material de bananeira in vitro, com o objetivo de obterresistência à sigatoka-negra. Para Soto Ballestero (1992), o uso de mutantesinduzidos ou espontâneos parece ser uma das alternativas do melhoramentodas bananeiras tipo Cavendish, já que, em função da esterilidade total queapresentam, não parecem passíveis à aplicação de técnicas convencionais.

3) Variação somaclonal – a ocorrência de variação somaclonal, ou seja, avariação genética entre plantas regeneradas por cultura de tecidos, é umproblema para a micropropagação e conservação in vitro de germoplasma,porém tem um potencial benéfico em termos de criar variabilidade para omelhoramento da bananeira (Vuylsteke et al., 1990). Têm-se logrado


Propagação

avanços apreciáveis na exploração, com fins genéticos, do fenômeno davariação somaclonal gerada mediante o cultivo de tecidos de Musa, aexemplo da obtenção de um somaclone de porte baixo derivado de ‘BurroCensa’ (grupo ABB), denominado de ‘Burro Censa Enano’ (Rodriguez--Nodals et al., 1991); essa nova cultivar apresenta entre 1,0 m e 1,10 m amenos na altura que o clone original, e realmente constitui-se no primeiroganho prático de grande importância na exploração da variação somaclonalem bananeira. Hwang (1988) obteve seis clones de ‘Giant Cavendish’(grupo AAA) entre 20.000 plântulas originadas do cultivo in vitro de ápicescaulinares de bananeira, com alto nível de resistência à raça 4 do mal-do-panamá, porém com frutos de qualidade inferior. Caso não seja possívelobter plantas resistentes e comercialmente aceitáveis, ao menos ascaracterísticas de resistência podem ser identificadas e, mediante técnicasde fusão de protoplastos e de engenharia genética, utilizadas respectivamenteno desenvolvimento de híbridos somáticos e de plantas transformadas(Hwang & Ko, 1987).

Problemas da micropropagação

Alguns fatores da micropropagação da bananeira ainda são limitantes para opleno sucesso da técnica, mas estudos desenvolvidos procuram contornar estaslimitações. Estes fatores são: contaminação das culturas; escurecimento dosexplantes; e variação somaclonal.

a) Contaminação das culturas - as contaminações constituem um dos problemasmais sérios na cultura de tecidos vegetais, notadamente aquelas causadaspor bactérias e fungos. Segundo Lopes (1989), as contaminações fúngicas,e mais aquelas ocasionadas por ácaros e tripes, são mais fáceis de controlarque as bacterianas, além de ocorrerem com menor freqüência. Ascontaminações bacterianas são realmente mais drásticas e trazem duasconseqüências básicas: 1) perda de tempo e recursos financeiros ougenéticos, pela eliminação de frascos contaminados; e 2) riscos dedistribuição de plantas contaminadas.

No caso específico das contaminações bacterianas endógenas, estasrepresentam um sério problema no estabelecimento das culturas in vitro, vistoque, muitas vezes, mesmo mediante o uso de antibióticos, não se consegueeliminá-las totalmente. Numa eventual utilização de antibióticos nestes casos,é necessário observar a taxa de divisão celular dos explantes, que não deve serafetada, e para isto a escolha do antibiótico correto é muito importante.


Propagação

Entretanto, os antibióticos nem sempre são eficientes, já que sua ação égeralmente bacteriostática e não bactericida e, em vez de eliminarem asbactérias, apenas reduzem suas taxas de multiplicação (Grattapaglia &Machado, 1990). Outro aspecto das contaminações bacterianas é o seuaparecimento retardado, geralmente duas ou três semanas após o cultivo, oudurante os subcultivos, em plena fase de proliferação.

Outros tipos de contaminação, particularmente por bactérias não endógenase alguns fungos, são provenientes do campo, e neste caso devem ser feitosrigorosamente todos os tratamentos de desinfecção inicial dos explantes. Adesinfecção deve ser feita em câmara de fluxo laminar, em condições assépticas,o que nem sempre impede que contaminações, às vezes, ocorram.

Na desinfecção de ápices caulinares e de gemas laterais e florais, tem sidorelatada a utilização de diversos agentes desinfectantes, cujo uso varia conformesua natureza e concentração, o tipo e tamanho dos explantes. Entre essesagentes, os mais empregados em bananeira são o hipoclorito de sódio (NaOCl)ou hipoclorito de cálcio [Ca(OCl

2)] em concentrações que vão desde 0,05%

(Cronauer & Krikorian, 1984a) até 6% (Souza et al., 1994), e aos quais podemser adicionadas algumas gotas de detergente líquido, como Tween 20 (Cronauer& Krikorian, 1985b), Tween 80 (Wong, 1986) ou Teepol (Cronauer &Krikorian, 1986a), para melhorar o contato das substâncias germicidas comos tecidos vegetais. Outro aspecto a ser considerado é o tempo de tratamentodos explantes, que pode ser de 5 minutos (Cronauer & Krikorian, 1984b), 10minutos (Souza et al., 1994), 15 minutos (Vuylsteke et al., 1990) ou 20minutos (Sandoval Fernández, 1985) de imersão.

Entretanto, de acordo com Grattapaglia & Machado (1990), o etanol deveser usado antes dessas substâncias, pois, além da ação germicida, exerce aindaa de surfatante, facilitanto a ação de outros produtos. Em banana, Souza et al.(1994) utilizaram uma concentração de etanol de 70%, já que acima dissopode ocorrer rápida desidratação dos tecidos. Porém, Vuylsteke (1989) usoua concentração de 95% e não observou problemas dessa ordem.

Opcionalmente, os ápices podem ser desinfectados por flambagem, quandosão imersos em etanol 96% e levados para câmara de fluxo laminar (Souzaet al., 1992). Os ápices vão sendo consecutivamente flambados e as bainhaseliminadas até atingir o tamanho em que são colocados no meio de cultura. Éinteressante salientar que todo o processo de desinfecção deve ser seguido poruma série de lavagens com água destilada autoclavada, para eliminar ou reduzira quantidade de resíduos do agente desinfectante, exceto no caso de flambagem.

De acordo com Wong (1986), na grande maioria dos casos os patógenossão eliminados durante o processo de desinfecção dos explantes. Caso contrário,as contaminações podem ser facilmente detectadas no meio de cultura dentrodos primeiros cincos dias (Krikorian, 1990; Sandoval et al., 1991). Um aspecto


Propagação

ainda a ser considerado é que a presença de contaminantes é reduzida emexplantes de menor tamanho (Lameira, 1987). Isso também foi comprovadopor Sandoval & Müller (1987), que cultivaram ápices caulinares de bananeiracom 1 mm e 2 mm de tamanho, observando, entretanto, que os tecidos dessesexplantes, após adquirirem certo desenvolvimento, tiveram o crescimentoparalisado, sem lograrem diferenciação de plântulas.

b) Escurecimento dos explantes - outra dificuldade prática da micropropagaçãoda bananeira é a oxidação dos polifenóis, que vem sendo relatada por váriosautores, a exemplo de Angarita & Perea (1991), que observaram aindadiferenças entre as cultivares em relação a este aspecto. Também para Novaket al. (1987), o escurecimento dos explantes está estreitamente relacionadocom o genótipo, sendo uma característica muito típica de variedades dogrupo genômico AAB. Alguns autores fazem referência ao fato de queexplantes maiores parecem oxidar muito mais, provavelmente devido àgrande quantidade de tecidos. Sandoval & Müller (1987), trabalhandocom quatro cultivares de bananeira, constataram que independentementedas taxas de multiplicação, quanto menores os explantes menor a oxidaçãode polifenóis. Segundo esses autores, as cultivares Valery e Grande Naine(subgrupo Cavendish AAA) apresentaram um grau de oxidação maior queo das cultivares Curare e Dominico (AAB), mesmo nos explantes comtamanhos reduzidos. O certo é que a oxidação de polifenóis, quando nãomata o explante antes mesmo que ele inicie o processo de proliferação,acaba comprometendo as taxas de multiplicação de forma significativa.

A utilização de agentes antioxidantes, como cisteína, ácido ascórbico, carvãoativado e outros, é um recurso para inibir a oxidação de polifenóis, apesar desua eficiência ser questionável (Jarret,1986). Sandoval & Müller (1987) eSandoval et al. (1991) recomendaram que os ápices caulinares de bananeirasejam prévia e preferencialmente tratados com cisteína (50 mg/litro) ou ácidoascórbico (100 mg/litro), em imersão durante 10 minutos. Segundo Lameira(1987), a presença de ácido ascórbico no meio de cultura reduziu a oxidaçãofenólica de explantes de bananeira e, conseqüentemente, favoreceu a ocorrênciade brotações. Outros pesquisadores têm adicionado ao meio de cultura baixosníveis de carvão ativado (0,1% a 1,0%), conseguindo assim neutralizar qualquerefeito deletério que possa resultar do escurecimento fenólico dos tecidos dabananeira (Cronauer & Krikorian, 1986a).

Para Jarret (1986) e Angarita & Perea (1991), o controle mais efetivo paraeste tipo de problema deve-se aos subcultivos mais freqüentes para meio fresco,efetuando-se a remoção dos tecidos oxidados e senescentes.


Propagação

c) Variação somaclonal - outro problema que deve ser considerado namicropropagação das bananeiras é o aparecimento de plantas anormais, asquais não correspondem geneticamente à planta-mãe. Este fenômeno,observado em plantas oriundas de cultura de tecidos, foi detectado pelaprimeira vez por Larkin & Scowcroft (1981). Sob o ponto de vista tantode produção de mudas, quanto de preservação e intercâmbio degermoplasma, este fenômeno é indesejável e representa um grande desafio(Krikorian, 1988a).

As variações encontradas em plantas regeneradas podem ser basicamentede dois tipos: epigenéticas, que são variações transitórias devido ao estressefisiológico que o material sofre quando entra na cultura in vitro (Illg, 1990);e variações de caráter genético, ou seja, de natureza cromossômica, que setornam herdáveis nas gerações seguintes. Segundo Vuylsteke & Swennen(1990), as variações detectadas in vitro não diferem basicamente das variaçõesque ocorrem naturalmente, sendo a freqüência, no entanto, muito superior.

A incidência, o tipo e a estabilidade das variações dependem do genótipoda célula parental e das condições de cultivo, já que existem evidências de queestas induzem a uma profunda desestabilização celular, podendo causar umagama de alterações genéticas (Illg, 1990). Dentre as origens prováveis davariação somaclonal, podem-se evidenciar: 1) mudança no cariótipo comoaneuploidia ou poliploidia; 2) mudanças associadas com rearranjoscromossômicos (translocações, deleções e inversões), que podem resultar emperda de material genético; 3) alterações nas seqüências de DNA pela presençade elementos móveis; 4) amplificação e depressão gênica; e 5) “crossing-over”somático e permuta de cromátides irmãs (Larkin & Scowcroft, 1981;Krikorian, 1989; Tabares et al., 1991).

Não apenas o genótipo parental, mas as condições de cultivo podem induzirà instabilidade. É possível que os aspectos do cultivo responsáveis por umaumento exagerado nas taxas de divisão mitótica acabem por promoveraberrações cromossômicas, originando variantes, principalmente em bananeirastriplóides e tetraplóides. Em bananeiras, quanto maior o nível de ploidia,maior a instabilidade detectada; diplóides são considerados estáveis, enquantoos triplóides e tetraplóides requerem atenção especial num processo demultiplicação in vitro (Shepherd, K. Comunicação pessoal, 1992).

As condições de cultivo referem-se principalmente à natureza do meio decultura, em que podem ser abordados os aspectos dos reguladores decrescimento utilizados e o tempo de subcultivo, forçando demais a proliferaçãodo material. Em relação ao genótipo parental, parece evidente, pela literatura,que este é um aspecto fundamental na resposta a estas condições de cultivo(Evans & Sharp, 1986; Smith, 1988; Illg,1990). Todos estes aspectos vêmsendo considerados na variação somaclonal da bananeira, para que desta formaseja possível encontrar meios de minimizá-la.


Propagação

Apesar de alguns autores acreditarem que os níveis de citocininas não sãomutagênicos per si, e que o tempo e o número de subcultivos não influenciemas taxas de variação (Vuylsteke et al., 1988; Vuylsteke & Swennen,1990),existem evidências contrárias (Wong, 1986; Smith, 1988; Lee & Phillips,1988). Smith (1988) fez referência ao fato de culturas prolongadasincrementarem a freqüência de aberrações cromossômicas, assim como chamoua atenção quanto à utilização de grandes concentrações de reguladores decrescimento.

Com o incremento da multiplicação in vitro de bananeiras, o aparecimentode variações somaclonais na cultura foi largamente relatado (Pool & Irizarry,1987; Stover, 1987). No entanto, vale à pena ressaltar que a maioria destesrelatos refere-se ao subgrupo Cavendish (AAA). Quatro tipos de variantes(estatura, forma da folha, cor do pseudocaule e má formação dos cachos)foram detectados por Hwang & Ko (1987), com taxas de 1,4%; 0,5%; 0,1%e 0,4%, respectivamente, numa população de 46.260 plantas. Com exceçãoda variante variegada do pseudocaule, que não é estável, todos os outros tiposde variação foram transmitidos consistentemente nas três gerações seguintes.De acordo com Israeli et al. (1991), as anormalidades mais freqüentementeencontradas em bananeiras dizem respeito a estatura, má formação e alteraçõesde coloração das folhas (Figura 10), assim como o aparecimento de cachosmal formados.

Stover (1987) fez referência às observações preliminares com plantas dascultivares Grande Naine e Saba produzidas por cultura de tecidos em escalacomercial. O autor relatou uma freqüência de variação, após o florescimento,de 25% de plantas anormais.

Figura 10. Folha (à direita) de bananeira ‘Yangambi’ comalterações na forma e na coloração.


Propagação

Pool & Irizarry (1987) detectaram 380 variantes com diferentes graus dedeformação, a partir de 2.000 plantas de ‘Grande Naine’ (AAA) obtidas invitro pela cultura de ápices caulinares. As plantas mantiveram suas característicasgenéticas indesejáveis nas gerações seguintes.

Variações nos cachos e nas folhas, na freqüência de 6%, foram detectadasem bananas AAB oriundas de cultura de meristema. Todos os variantesdetectados foram agronomicamente inferiores (Vuylsteke et al., 1988).

Israeli et al. (1991) fizeram referência a diferentes tipos de anormalidadescomuns em bananeiras do subgrupo Cavendish, como alterações de porte,limbos variegados, colorações anormais de pseudocaule e anormalidadesfoliares. Os autores abordaram, inclusive, as diversas etapas do cultivo in vitroe pós-cultivo in vitro, em que estas alterações podem ser detectadas.

Daniels & Williams (1991) relataram uma porcentagem de variação de2% a 100%, na qual as cultivares Grande Naine e Williams (AAA) apresentaramanormalidades entre 2% e 33%; a cultivar Lady Finger (a nossa banana ‘Prata’),grupo AAB, apresentou 100% de variação, com anormalidades na formaçãodas folhas e dos cachos.

Medidas de redução da variação somaclonal em bananeiras já vêm sendopropostas por alguns autores. No cultivo in vitro, a redução do tempo decultura e a retirada de um número mais racional de plantas (menor número desubcultivos) parecem ser os procedimentos mais indicados (Smith, 1988;Reuveni, 1990; Working..., 1993). Assim, já existem muitos laboratórios quevêm reduzindo as concentrações de citocinina utilizadas no cultivo. Apesar dea concentração de 5 mg/litro de BAP ser a mais largamente usada, boas taxasde proliferação vêm sendo obtidas com a metade desta dosagem (Wong, 1986;Souza et al., 1992).

O monitoramento das variações em diferentes fases do cultivo pode serfeito. Este procedimento acaba por reduzir o número de plantas anormais emcampo a níveis aceitáveis. A detecção de algumas características, como aformação de rosetas e a manifestação evidente de nanismo, é possível com asplântulas ainda em estádio precoce de desenvolvimento, ou seja, em tubo deensaio, assim como um controle severo em casa de vegetação, no que dizrespeito à má-formação e às alterações na coloração de folhas e de pseudocaulesou na distância de entrenós (Figura 11) (Israeli et al., 1991). Algumas variaçõessão detectáveis em plantas jovens, principalmente em relação às característicasfoliares. De 30.000 plantas examinadas aos dois meses de idade, 0,25%apresentou folhas variegadas e 0,12%, limbo foliar anormal (Hwang & Ko,1987).


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Figura 11. Plantas (nas laterais) de bananeiras ‘Prata Anã’com alterações na estatura (gigantismo);observar na planta central a formação de roseta,característica de nanismo.

CONCLUSÕES E PERSPECTIVAS

A cultura da bananeira enfrenta dificuldades na sua propagação convencional,pois além de ser lenta e apresentar uma baixa taxa de multiplicação, podeconstituir-se numa forma de disseminação de pragas e doenças. Novos métodosde propagação vêm sendo desenvolvidos e aperfeiçoados, de modo a elevar ataxa de multiplicação e incrementar a produção de mudas de melhor qualidade.Entre esses métodos, destacam-se o fracionamento do rizoma, a propagaçãorápida e os de cultura de tecidos, que, à medida que forem sendo ajustados,irão contribuindo para o desenvolvimento da bananicultura.

No caso específico da cultura de tecidos, os seguintes pontos devem serconsiderados: 1) adequação de métodos mais eficientes de micropropagação,seja por células, por tecidos ou órgãos reprodutivos, notadamente viaprotoplastos, embriões somáticos e gemas florais; 2) maior conhecimentodos fatores envolvidos nas variações somaclonais, a fim de conhecer amagnitude do problema e estabelecer métodos de detecção precoce paraposterior controle; e 3) associação de métodos de propagação in vitro comtécnicas de genética molecular, com o objetivo de explorar ao máximo ogermoplasma disponível.

Enfim, o fundamental é que métodos mais eficientes e seguros demultiplicação da bananeira sejam estabelecidos, de modo que a fidelidadegenética do material seja assegurada e que produtos de melhor qualidade sejamproduzidos.


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CAPÍTULO VII - Embrapa