Coberturas verdes como biossistemas tecnológicos para ...repositorium.sdum.uminho.pt/bitstream/1822/55556/1/Cláudio Pinto... · estudo de caso e estudos à escala laboratorial Dissertação

Universidade do Minho Escola de Ciências

Cláudio André da Silva Pinto Coberturas verdes como biossistemas tecnológicos para espaços urbanos – estudo de caso e estudos à escala laboratorial Dissertação de Mestrado Mestrado em Biologia Molecular, Biotecnologia e Bioempreendedorismo em Plantas Trabalho efetuado sob a orientação de Professora Doutora Isabel Aguiar Pinto Mina e Doutora Maria Cristina Sousa Coutinho de Calheiros e Menezes de Noronha Madureira Fevereiro 2018

ii

Declaração

Nome:

Cláudio André da Silva Pinto

Endereço eletrónico: [email protected]

Número do Cartão de Cidadão: 14411103

Título da dissertação:

Coberturas verdes como biossistemas tecnológicos para espaços urbanos – estudo de caso e estudos

à escala laboratorial

Orientador (es):

Isabel Aguiar Pinto Mina (Professora auxiliar) - Departamento de Biologia, Escola de Ciências da

Universidade do Minho (DB-ECUM) e Maria Cristina Sousa Coutinho de Calheiros e Menezes de

Noronha Madureira (Investigadora Científica) – Centro Interdisciplinar de Investigação Marinha e

Ambiental Universidade do Porto (CIMAR/CIIMAR); Associação Nacional de Coberturas Verdes (ANCV).

Designação do Mestrado:

Mestrado em Biologia Molecular, Biotecnologia e Bioempreendedorismo em Plantas

É AUTORIZADA A REPRODUÇÃO INTEGRAL DESTA TESE/TRABALHO APENAS PARA EFEITOS DE

INVESTIGAÇÃO, MEDIANTE DECLARAÇÃO ESCRITA DO INTERESSADO, QUE A TAL SE

COMPROMETE.

Universidade do Minho, __/__/____

Assinatura: ________________________________________________________________

iii

Agradecimentos

O desenvolvimento deste trabalho não seria possível sem a colaboração diversas pessoas, às quais

quero expressar o meu reconhecimento e os mais sinceros agradecimentos.

Gostaria de agradecer em primeiro lugar a orientadora, Professora Isabel Aguiar Pinto Mina por toda

ajuda, apoio incansável, compreensão e motivação em todas as fases do desenvolvimento desta

dissertação de mestrado, e principalmente agradecer pelo conhecimento que me transmitiu. Sem a

sua ajuda não teria sido possível iniciar e terminar esta etapa académica.

Queria também expressar a minha especial gratidão à coorientadora, Doutora Cristina Calheiros por

toda a disponibilidade e simpatia, e por todas as sugestões e orientações na realização desta

dissertação.

Ao Eng. Paulo Palha, CEO da empresa Neoturf e Presidente da Associação Nacional de Coberturas

Verdes (ANCV), pela preciosa ajuda, pela disponibilidade e por todo o apoio técnico necessário.

Também pelo fornecimento de substrato e ajuda na obtenção plantas.

Ao Professor Fernando Castro, pelo fornecimento de substratos e resíduos, que permitiram a permitir

a realização deste trabalho.

Ao Eng. Joaquim Moreira proprietário da cobertura extensiva por permitir e possibilitar a realização das

campanhas de amostragem

Por fim gostaria de agradecer à minha família e amigos que sempre demonstraram o seu apoio

incentivo durante esta etapa da minha vida.

Coberturas verdes como biossistemas tecnológicos para espaços urbanos – estudo de caso e estudos à escala laboratorial

v

Resumo

As coberturas verdes são uma tendência cada vez maior em áreas urbanas pois oferecem serviços

inquestionáveis. Os benefícios oferecidos estão relacionados com o funcionamento destes

ecossistemas que depende principalmente, das espécies de plantas selecionadas, dos substratos que

as suportam e das biocenoses da rizosfera.

O desenvolvimento e capacidade de cobertura de Sedum album (Sa), Armeria maritima (Am) e

Rosmarinus officinalis var. prostratus (Rp) foi avaliado em ensaios realizados em microcosmo e em

mesocosmo, que seguiram a estrutura de uma cobertura verde extensiva.

Em microcosmos com um substrato técnico (T), as plantas não apresentaram diferenças no

crescimento se regadas ou não durante um mês. O efeito no desempenho de Sa em diferentes

substratos: escórias da indústria metalúrgica (R), argila expandida e solo vegetal (P), P suplementado

com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e P com 10% de escórias de ferro (PFe), não foi muito relevante.

As espécies acima referidas foram plantadas conjuntamente em mesocosmos, nos substratos T, R e

P. Sem rega artificial durante 8 meses (fev - out), todas as plantas evidenciaram resistir ao stress

hídrico em qualquer dos substratos. Contudo, Sa no substrato T evidenciou melhor performance.

Apesar disso a utilização de resíduos metalúrgicos neste tipo de substratos, mostra potencialidade que

precisa de confirmação.

As biocenoses de eucariotas analisadas por microscopia ótica em suspensões de amostras de

substrato de todas as condições experimentais evidenciaram sempre uma grande abundância de

protistas (>80-90%), sobretudo ciliados e amebas com teca.

No estudo de caso realizado numa cobertura verde extensiva, amostras recolhidas na rizosfera de 4

espécies de plantas, incluindo Sa e Am, apresentaram similar abundância relativa (%) de protistas e

metazoários, mas maior diversidade do que nos ensaios em microcosmo e mesocosmo. Estudos mais

aprofundados sobre o papel das biocenoses de eucariotas poderão confirmar a sua utilidade como

bioindicadores da performance de coberturas verdes.

Palavras-chave: coberturas verdes, microcosmos, mesocosmos, substratos, biocenoses de rizosfera

Green roofs as technological biosystems for urban spaces - case study and studies at laboratory scale

vii

Abstract

Green roofs are a growing trend in urban areas as they offer unquestionable benefits. The benefits

offered are related to the functioning of these ecosystems, which depends mainly on the species of

plants selected, the substrates that will support them and the rhizosphere’ biocenosis.

The development and coverage of Sedum album (Sa), Armeria maritima (Am) and Rosmarinus

officinalis var. Prostratus (Rp) was evaluated in microcosm and mesocosm, following the structure of

an extensive green roof.

In microcosms with a technical substrate (T), the plants showed no differences in growth whether

irrigated or not for one month. The effect on the performance of Sa in different substrates: slag from

the metallurgical industry (R), expanded clay and vegetal soil (P), P supplemented with 2% aluminum

hydroxide (PLAA) and P with 10% iron slag (PFe), was not very relevant.

The above species were planted together in mesocosms, on substrates T, R and P. Without artificial

irrigation for 8 months (Feb - Oct), all plants resisted to water stress in any of the substrates, however

Sa in substrate T showed better performance. Nevertheless, the use of metallurgical residues in this

type of substrates shows potentiality that needs confirmation.

The eukaryotic biocenosis analyzed by optical microscopy in suspended substrate samples from all

experimental conditions, always showed a great abundance of protists (> 80-90%), mainly ciliates and

testate amoebas.

In the case study in an extensive green cover, where samples collected in the rhizosphere of 4 plant

species, including Sa and Am, presented similar relative abundance (%) of protists and metazoa but

greater diversity. Further studies on the role of these biocenosis’ organisms may confirm their utility as

green roofs performance’ bioindicators.

Keywords: green roofs, microcosm, mesocosm, substrates, rhizosphere’ biocenosis

ix

Índice

Agradecimentos................................................................................... iii

Resumo ................................................................................................. v

Abstract .............................................................................................. vii

Lista de figuras ..................................................................................... xi

Lista de tabelas ................................................................................. xvii

Capítulo I Introdução

1. Breve história das coberturas verdes ............................................... 3

2. Coberturas verdes: características e funcionamento ....................... 4

2.1. Componentes das coberturas verdes ............................................. 5

2.2. Biodiversidade vegetal em coberturas verdes .............................. 18

2.3 Tipos de coberturas verdes ........................................................... 18

2.4. Benefícios das coberturas verdes ................................................ 20

2.5. Rizosfera ..................................................................................... 25

3. Organização e objetivos do trabalho .............................................. 30

Capítulo II Materiais e Métodos

1. Ensaios experimentais ................................................................... 35

1.1. Ensaios em Microcosmo ........................................................... 35

1.2. Ensaios em Mesocosmo ............................................................ 38

2. Estudo de caso - Cobertura verde extensiva ................................... 40

3. Caracterização dos substratos ...................................................... 42

4. Monitorização de parâmetros ........................................................ 44

x

5. Monitorização do crescimento das plantas .................................... 45

6. Análise microscópica de biocenoses de eucariotas ........................ 45

7. Análise estatística ......................................................................... 47

Capítulo III Resultados e Discussão

1. Ensaios em Microcosmo – Primeiro período experimental ............. 51

2. Ensaios em Microcosmo - Segundo período experimental .............. 58

3. Ensaios em Mesocosmo ................................................................ 64

4. Estudo caso - cobertura extensiva ................................................. 73

Capítulo IV Conclusão e Considerações finais

Conclusão e Considerações finais ....................................................... 83

Capítulo V Referências bibliográficas

Referências bibliográficas .................................................................. 89

Capítulo VI - Anexos

Anexo 1 .............................................................................................. 97

Anexo 2 .............................................................................................. 97

Anexo 3 .............................................................................................. 98

Anexo 4 .............................................................................................. 98

Anexo 5 ............................................................................................ 100

Anexo 6 ............................................................................................ 100

Anexo 7 ............................................................................................ 102

Anexo 8 ............................................................................................ 102

Anexo 9 ............................................................................................ 103

Anexo 10 .......................................................................................... 104

xi

Lista de figuras


Figura 1: Pequena vila com coberturas relvadas “sod roofs”. cercada por montanhas - nas Ilhas

Faroé, Dinamarca. Fotografia de Karine Aigner (junho 2017), National Geographic (Chase 1925) ....... 3

Figura 2: Estrutura generalizada de um solo natural (a) e as diferentes camadas consideradas em

coberturas verdes, segundo a empresa ZinCo (b) ............................................................................... 5

Figura 3: Instalação de membranas betuminosas - sistema BUR (a); Instalação de membranas de

natureza termoplástica - membranas “single-ply” (b). ........................................................................ 7

Figura 4: Aplicação de membranas de impermeabilização liquida. ...................................................... 8

Figura 5: Rochas porosas de argila expandida, utilizado na camada de drenagem(a); Painel nodular de

polietileno com pequenos depósitos, em forma de copo (b). (ZinCo) ................................................. 10

Figura 6: Separação temporal da captação do CO2 e das reações fotossintéticas, que ocorrem no

metabolismo CAM (adaptado de Taiz & Zeiger 2009). ...................................................................... 14

Figura 7: Sedum album plantado nos mesocomos, Braga, 2017: vários caules, com pés mais ou

menos lenhosos (a) muito divididos e com raízes finas (b) com folhas sésseis alternadas; as folhas são

carnudas, cilindro-ovoides (c) e podem apresentar-se manchadas de vermelho (d). .......................... 15

Figura 8: Armeria maritima, plantada nos mesocomos, Braga, 2017: folhas filiformes, lanceoladas,

lineares e planas dispostas numa roseta basal (a); inflorescência em glomérulo (b) com brácteas

involucrais lisas e de cor cobre e espaços ocos de 5 a 25 cm (c) corola de cor rosa com as pétalas

soldadas na base (d) ....................................................................................................................... 16

Figura 9: Rosmarinus officinalis var prostratus. plantado nos mesocomos, Braga, 2017: arbusto que

pode ter até 1,8 m, geralmente ereto (a) com folhas verde escuro, lineares, lanceoladas e enroladas

para trás, de tamanho variável no mesmo ramo (b) ......................................................................... 17

Figura 10: (a) Telhados de biodiversidade, criados por colonização espontânea; (b) Instalação de

telhado de biodiversidade (Dunnett 2015). ....................................................................................... 20

xii

Figura 11: Dimensão (comprimento) de protistas de vida livre comuns no solo, morfologia de formas

ativas e/ou quistos e afiliação filogenética (supergrupos entre parêntesis) (Geisen et al. 2017) ......... 28

Figura 12: Modelo conceptual que ilustra os efeitos da microfauna no crescimento das raízes. Os

exsudatos libertados pela raiz (1), estimulam o crescimento de uma comunidade bacteriana (2), que

conduz ao aumento dos predadores de bactérias, tais como protozoários (3). Os protozoários

(ameboides) produzem auxinas – IAA e excretam amónia favorecendo o desenvolvimento de bactérias

nitrificantes (4). A liberação de moléculas de sinal, NO3 e IAA (5), induz o crescimento das raízes

laterais (6), levando à liberação de mais exsudatos (7), e subsequente crescimento bacteriano (8).

(adaptado de Bonkowski 2004) ....................................................................................................... 29


Figura 13: Montagem dos microcosmos com sistema de escoamento de água ................................. 35

Figura 14: Representação esquemática dos diferentes constituintes do sistema piloto ...................... 36

Figura 15: Microcosmos (à esquerda: CR; à direita: SR), LAAR – DB, UMinho, Braga, 2017 ............. 36

Figura 16: Método de recolha de água dos microcosmos, com seringa ............................................. 37

Figura 17: Distribuição uniforme de Sedum album, nos microcosmos: P3 - Padrão 3; R2 - Reciclado 2;

PLAA 2 - P com adição de 2% de hidróxido de alumínio e PFe - P com com adição de 10% de escórias

de ferro. .......................................................................................................................................... 38

Figura 18: Instalação das diferentes camadas para coberturas verdes nos mesocosmos. ................. 39

Figura 19: Local de instalação dos mesocosmos – terraço de um 1º andar em Gualtar (Braga, 2017).

....................................................................................................................................................... 39

Figura 20: Cobertura verde extensiva localizada junto ao mar (propriedade privada - Porto, 2017) .... 40

Figura 21: Algumas das espécies vegetais presentes na cobertura verde extensiva: (a) Rosmarinus

officinalis (alecrim); (b) Thymus vulgaris (tomilho);(c) Helichrysum italicum (erva-caril) ;(d) Festuca

scoparia; (e) Sedum album (arroz-dos-telhados) ;(f) Aloysia citrodora (lúcia-lima) .............................. 41

Figura 22: Preparação de amostras de substrato para análise microscópica de biocenoses .............. 46

xiii


Figura 23: Variação da temperatura (ºC) e humidade do ar (%) ao longo do período experimental, no

local onde foram instalados os microcosmos. .................................................................................. 51

Figura 24: Percentagem de cobertura por Sedum album nos microcosmos regados semanalmente

(CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR), ao longo período experimental. A percentagem de cobertura foi

calculada a partir da análise de imagens digitais dos microcosmos CR e SR (n=3). As barras de erro

representam o erro padrão da média (SEM) ..................................................................................... 52

Figura 25: Percentagem de cobertura por Armeria maritima ao longo do período experimental, nos

microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR). A percentagem de

cobertura foi calculada a partir da análise de imagens digitais dos microcosmos CR e SR (n=3). As

barras de erro representam o erro padrão da média (SEM). ............................................................. 53

Figura 26: Comprimento médio do caule principal de Rosmarinus officinalis var. prostratus, nos

microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR) ao longo do período

experimental (n=3). As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM). .......................... 54

Figura 27: Taxa identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras

de substrato dos microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR):

Trinema, cc 400x (a); Halteria, cc 400x (b); Vorticella, cc 400x (c); Uronema, cc 400x (d); Aspidisca,

cc 400x (e); Colpoda, cc 400x (f) ..................................................................................................... 55

Figura 28: Variação da temperatura (ºC) e da humidade do ar (%) ao longo do 2.º período experimental

no Laboratório de Análises de Águas Residuais (LAAR) ..................................................................... 58

Figura 29: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida semanalmente nos diferentes

microcosmos (média ± dp mgL-1): em R e P (n=11); em PLAA (n=14) e PFe (n=15) ............................. 60

Figura 30: Percentagem média de cobertura por Sedum album nos microcosmos com: substrato

reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato

padrão com 10% de escórias de ferro (PFe). A percentagem de cobertura foi calculada a partir da

análise de imagens digitais (n=3) obtidas ao longo do período experimental. As barras de erro

representam o erro padrão da média (SEM) ..................................................................................... 61

xiv


de substrato dos microcosmos: reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de

hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe): Heliozoa, cc 400x

(a); ROTIFERA, cc 400x (b); NEMATODA, cc 100x (c); ...................................................................... 62

Figura 32: Variação das temperaturas mensais máximas e mínimas (ºC), na região de Braga ao longo

do período experimental (IPMA – https://www.ipma.pt). .................................................................. 65

Figura 33: Variação da precipitação total mensal (mm) na região de Braga, entre maio e setembro de

2017 (IPMA – https://www.ipma.pt). .............................................................................................. 65

Figura 34: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) de amostras de água recolhida nos diferentes

mesocosmos: substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P). As barras de erro

representam o desvio padrão (dp) da média das amostras analisadas - T, n=5; R e P, n=6. .............. 67

Figura 35: Percentagem de cobertura por Sedum album nos mesocosmos com substrato Técnico (T),

substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P), ao longo período experimental. A percentagem de

cobertura foi calculada a partir da análise de imagens digitais de 32 registos fotográficos ................. 68

Figura 36: Percentagem de cobertura por Armeria maritima nos mesocosmos com substrato Técnico

(T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P), ao longo período experimental.As barras de erro

representam o erro padrão da média (SEM). .................................................................................... 69

Figura 37: Comprimento médio (cm) do caule principal de Rosmarinus officinalis var. prostratus, nos

mesocosmos com substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P), ao longo

período experimental. nos mesocosmos As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM).

....................................................................................................................................................... 70


de substrato dos mesocosmos com substrato: Técnico (T), Reciclado (R) e Padrão (P). Halteria, cc

400x (a); Vorticella, cc 400x (b); ANNELIDA, Aelosoma, cc 100x (c) ................................................. 71

Figura 39: Bactérias (a), flagelados euglenóides (b) e diatomáceas (c) observadas em microscopia

ótica de campo claro (cc, 400x) nas suspensões de amostras de substrato da cobertura verde

extensiva: ........................................................................................................................................ 73

xv


de substratos da cobertura extensiva: Difflugia, cc 400x (a); amebas nuas, cc 400x (b); Halteria, cc

400x (c). ......................................................................................................................................... 74

Figura 41: Protistas identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de

amostras de substrato da cobertura extensiva: Aspidisca, cc 400x (a); Trinema, cc 400x (b) Vorticella

cc 400x (c). ..................................................................................................................................... 75


de substrato da cobertura extensiva: GASTROTRICHA, cc 400x (a); Aspidisca, cc 400x (b); NEMATODA

cc 100x (c) ...................................................................................................................................... 76

Figura 43: Organismos identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de

amostras de substrato da cobertura extensiva: Aspidisca, cc, 400x (a; b); Trinema, cc 400x (c). ....... 77

Figura 44: Densidade de organismos (mL-1) identificados nas suspensões, de amostras de substrato

em PBS e H2Op referentes às diferentes campanhas de amostragem (a), e às rizosferas das espécies

Sedum album - Sa; Helichrysum italicum (Hi), Armeria maritima (Am), Festuca scoparia (Fs) e

substrato (sub) (b). As barras de erro representam o desvio padrão (dp) da média das amostras

analisadas (n=5) .............................................................................................................................. 78


Figura 45: Número de flores de Armeria maritima ao longo do período experimental, nos microcosmos

regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR)(n=3). As barras de erro representam o

erro padrão da média (SEM) ............................................................................................................ 97

Figura 46: Número médio de ramos secundários (a) e comprimento médio dos ramos secundários (b)

de Rosmarinus officinalis var. prostratus, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes em

microcosmos, CR e SR. (n=3). ......................................................................................................... 98

Figura 47: Número médio de flores de Armeria marítima, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes

mesocosmos, T, R e P. O número de flores foi registado sempre que estas estavam presentes. (n=2).

As barras de erro representam o erro padrão (SEM) ....................................................................... 102

xvi

Figura 48: Número médio de ramos secundários (a) e comprimento médio dos ramos secundários (b)

de Rosmarinus officinalis var. prostratus, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes nos diferentes

em mesocosmos, T, R e P (n=2). ................................................................................................... 103

xvii

Lista de tabelas


Tabela 1: Características dos diferentes tipos de membranas a utilizar em coberturas verdes (adaptado

de Luckett et al 2009). ...................................................................................................................... 8

Tabela 2: Características de diferentes tipos de materiais a utilizar na camada de proteção (adaptado

de Luckett, 2009 ............................................................................................................................... 9

Tabela 3: Principais características das coberturas verdes extensivas e intensivas. (adaptado de

Oberndorfer et al, 2007; Peck et al. 1999) ....................................................................................... 19


Tabela 4: Caraterísticas das diferentes espécies vegetais selecionadas ............................................. 40


Tabela 5: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões de

amostras de substrato técnico analisadas ao microscópio ótico. O número total de organismos (mL -1)

foi estimado considerando os valores médios dos triplicados dos microcosmos regados semanalmente

(CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR) ............................................................................................ 55

Tabela 6: Caracterização dos substratos com base em amostras dos três microcosmos (n=3) de cada

condição experimental: substrato reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de

hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe). ........................... 59

Tabela 7: Temperatura (°C) e pH da água recuperada (mL) dos quatro microcosmos ao longo do

período experimental (desvio padrão com n=14): substrato reciclado (R), substrato padrão (P),

substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de

ferro (PFe). ........................................................................................................................................ 60


amostras dos substratos: reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de

alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe), analisadas ao microscópio ótico.

....................................................................................................................................................... 62

xviii

Tabela 9: Caracterização dos substratos com base em amostras dos três microcosmos de cada

condição experimental: substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R), substrato Padrão (P), e argila

expandida (Leca®) utilizada na camada de drenagem (n=3). ........................................................... 66

Tabela 10: pH da água recuperada (mL) dos três mesocosmos de cada condição experimental:

substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P); n=7 ....................................... 66


amostras dos substratos Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P)analisadas ao

microscópio ótico ............................................................................................................................ 71

Tabela 12: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões (em

tampão fosfato salino, PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido junto às raízes

de três plantas da espécie Sedum album (Sa), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e

contraste de fase - cf). ..................................................................................................................... 74



de três plantas da espécie Helichrysum italicum (Hi), por análise ao microscópio ótico (campo claro -

cc; e contraste de fase - cf). ............................................................................................................. 75



de três plantas da espécie Armeria maritima (Am), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc;

e contraste de fase - cf). .................................................................................................................. 76



de três plantas de Festuca scoparia (Fs), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e

contraste de fase - cf). ..................................................................................................................... 77


tampão fosfato salino, PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido na cobertura

extensiva num local sem qualquer espécie de planta, (sub), por análise ao microscópio ótico (campo

claro - cc; e contraste de fase - cf). ................................................................................................... 78

xix


Tabela 17: Comparações múltiplas de Tukey da absorção de água às 24 horas dos diferentes

substratos testados ......................................................................................................................... 98

Tabela 18: Comparações múltiplas de Tukey da densidade aparente dos diferentes substratos testados

....................................................................................................................................................... 99

Tabela 19: Comparações múltiplas de Tukey da densidade de partículas dos diferentes substratos

testados .......................................................................................................................................... 99

Tabela 20: Comparações múltiplas de Tukey da porosidade dos diferentes substratos testados ........ 99

Tabela 21: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida semanalmente nos diferentes

microcosmos (mgL-1) ...................................................................................................................... 100

Tabela 22: Comparações múltiplas de Tukey da absorção de água às 24 horas dos diferentes

substratos testados ....................................................................................................................... 101


..................................................................................................................................................... 101

Tabela 24: Comparações múltiplas de Tukey da densidade de partículas dos diferentes substratos

testados ........................................................................................................................................ 101

Tabela 25: comparações múltiplas de Tukey da porosidade dos diferentes substratos testados ...... 101

Tabela 26: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida nos diferentes mesocosmos

substrato reciclado (R), substrato Técnico (T), substrato padrão (P) ................................................ 102

Capítulo I

Introdução

Capítulo I – Introdução

3

1. Breve história das coberturas verdes

Os telhados ou coberturas verdes ou ajardinadas e os jardins verticais têm vindo a ser prática na

construção de edifícios em muitos países, há centenas ou mesmo milhares de anos. Isto deve-se

principalmente às excelentes qualidades isolantes proporcionadas pela combinação de plantas

numa camada de solo. As coberturas verdes favorecem o desempenho térmico dos edifícios: em

climas quentes ajudam a diminuir a temperatura no interior dos edifícios, e em climas frios

contribuem para a diminuição das perdas de calor (Peck et al. 1999).

Os primeiros registos de jardins em coberturas e telhados aparecem nas antigas civilizações,

como na região do rio Tigre e Eufrates; os jardins suspensos da Babilónia, do século 8 e 7 antes

de Cristo, são disso exemplo (Palha 2011). Os vikings utilizavam nas suas habitações os

chamados “sod roofs” (coberturas relvadas). As paredes e telhados de suas casas eram

cobertas com turfa para as proteger do vento e da chuva, e por vezes usavam algas marinhas

para isolar os telhados. Este tipo de coberturas - sod roofs – perduraram até ao século XIX, e

ainda hoje são comuns em habitações rurais (Fig. 1) dos países do norte da Europa (Peck et al.

1999; Silva 2012).

Figura 1: Pequena vila com coberturas relvadas “sod roofs” cercada por montanhas - nas Ilhas Faroé, Dinamarca. Fotografia de Karine Aigner (junho 2017), National Geographic (Chase 1925)

Durante a Renascimento eram comuns jardins em terraços e telhados verdes, que surgiram

sobretudo em edifícios monumentais, associados a famílias ricas e a personalidades

importantes, pois a sua manutenção e construção era muito cara.


4

Na Rússia do século XVII, jardins suspensos de cerca de 4 hectares foram instalados sobre a

cobertura do palácio Kremlin, em Moscovo. Esta prática constituía uma forma de a nobreza

exibir a sua riqueza (Peck et al. 1999; Costa 2010).

Só no século XIX, com o aparecimento do betão e de técnicas modernas de construção e

instalação, foi possível alargar a utilização de coberturas verdes um pouco por toda a Europa e

América (Palha 2011).

No início da década de 1960, as tecnologias de coberturas verdes foram desenvolvidas e

aperfeiçoadas em muitos países, e a partir década de 1970 a investigação sobre os benefícios

das coberturas ajardinadas cresceu na Suíça e na Alemanha (Silva 2012)

O aumento do interesse por este tipo de coberturas nos finais do século XX deve-se

principalmente ao aumento das preocupações com a qualidade do meio ambiente e à

introdução de programas de incentivo para promover este tipo de tecnologia e melhorar os

padrões ambientais, especialmente de áreas urbanas (Peck et al. 1999; Oberndorfer et al. 2007;

Silva 2012). Na Alemanha na década 1980, o mercado das coberturas verdes teve um

crescimento anual de 15 a 20%, sendo que em 1996 cerca de 10 milhões de metros quadrados

de telhados foram "cultivados" (Peck et al. 1999).

O atual reconhecimento das vantagens deste tipo de instalações conduziu a que vários governos

tenham estabelecido incentivos para quem utilize este tipo de solução, seguindo o exemplo da

Alemanha, onde 43% das cidades oferecem incentivos fiscais para a instalação de coberturas

verdes. Hoje em dia as coberturas ajardinadas representam uma indústria poderosa e

organizada, que está ainda em crescimento (Palha 2011; Calheiros & Pallha 2017).

2. Coberturas verdes: características e funcionamento

Uma cobertura verde é um qualquer espaço de um edifício ou outra estrutura, que pode ser

plano ou inclinado, projetado para suportar vegetação. Assim sendo, este conceito engloba não

só as coberturas mais modernas, que podem apresentar substrato com espessuras muito

pequenas e que permitem o desenvolvimento de comunidades botânicas muito simples (ex:

Sedum spp.), mas também jardins convencionais, que oferecem condições ao desenvolvimento

de todo o tipo de plantas (Dvorak & Volder 2010; Palha 2011).

As coberturas verdes são uma "prática de construção sustentável" em cidades em todo o mundo

em resposta à crescente tensão ambiental (Sutton 2015), tendo estas uma contribuição

determinante no equilíbrio do sistema urbano. A sua expansão na malha urbana traz um


5

impacto positivo nas condições ambientais, melhora a estética das cidades e aumenta a

qualidade de vida das populações (Palha 2011).

Estas coberturas verdes compreendem várias camadas que mimetizam as diferentes funções de

um solo natural (Fig. 2a), fornecendo os nutrientes, armazenando água e permitindo a

transpiração das plantas e drenagem da água (Lazzarin et al. 2005). A construção de coberturas

verdes envolve a consideração de várias camadas com funções interdependentes, conseguidas

com materiais específicos (Fig. 2b).

Figura 2: Estrutura generalizada de um solo natural (a) e as diferentes camadas consideradas em coberturas verdes, segundo a empresa ZinCo (b)

(http://www.alyousuf-greenroofs.com/why-have-a-green-roof/).

A combinação destas camadas permite satisfazer as exigências que garantem a funcionalidade e

harmonia de toda a cobertura. As camadas consideradas têm função de: impermeabilização,

proteção, drenagem, filtração (camada filtrante), e suporte (substrato) da camada superior com

vegetação. A espessura, o tipo de material de cada camada e o tipo de vegetação variam com o

tipo e função de cada cobertura (Lazzarin et al. 2005; Berndtsson 2010; Blaustein et al. 2016).

2.1. Componentes das coberturas verdes

As coberturas verdes ou ajardinadas ainda não têm, nem em Portugal nem noutros países

europeus, legislação aplicável à sua implementação. Assim, um dos documentos mais

conhecidos e seguido a nível mundial para a construção de coberturas verdes é o que encerra as

http://www.alyousuf-greenroofs.com/why-have-a-green-roof/


6

diretrizes alemãs – 2008 German Standard “Guidelines for the planning, execution and upkeep

of Green Roof sites” da Forschungsgesellschaft Landschaftsentwicklung Landschaftsbau e.V (FLL

2002). Não abrangendo os problemas específicos de todas a regiões climáticas é importante que

seja feita a transposição e adaptação destas diretrizes, para as características e especificidades

de cada país. Espanha e França já o fizeram e em Portugal está previsto para breve o

lançamento do guia técnico de apoio ao projeto, construção e manutenção de coberturas verdes

com a forte participação da ANCV – Associação Nacional de Coberturas Verdes e da ANQIP –

Associação Nacional para a Qualidade das Instalações Prediais (Calheiros & Pallha 2017).

Camada de impermeabilização

Uma cobertura, seja verde (com vegetação) ou tradicional (com telha ou lage), tem como

principal função manter a água no exterior do edifício. A camada de impermeabilização é a

principal responsável por impedir a passagem de água do exterior, de modo a satisfazer a

exigência de estanquicidade à água, evitando fugas do telhado. Em coberturas verdes esta

camada deve ainda oferecer resistência às raízes da vegetação (Gonçalves et al. 2005; Silva

2012; Blaustein et al. 2016).

A camada de impermeabilização deverá resistir a fatores do meio ambiente, como temperatura,

radiação ultravioleta (UV), substâncias químicas e biológicas. Tendo em conta todos estes

fatores, as camadas de impermeabilização devem ser capazes de conservar as suas qualidades

de forma satisfatória durante um período de pelo menos 10 anos. Para isso é fundamental

utilizar materiais de qualidade e garantir a sua correta aplicação (Gonçalves et al. 2005).

As membranas de betume, as termoplásticas e as elastoméricas são as mais utilizadas nos

sistemas de impermeabilização de coberturas. As membranas de betume utilizam na sua

instalação o sistema built-up roofing (BUR). Este sistema consiste na sobreposição de 3 a 5

camadas de tela de feltro revestida com betume aplicado a quente (Fig. 3 a). Estas membranas

podem ser modificadas com polímeros, de forma a melhorar comportamento mecânico e

aumentar a sua longevidade, além disso a sua instalação é facilitada porque dispensa a

instalação de múltiplas camadas de feltro (Gonçalves et al. 2005; Feiteira 2009).

As membranas de natureza termoplástica são normalmente aplicadas recorrendo aos sistemas

de membranas “single-ply” (Fig. 3 b). Estes sistemas, que são aplicados a frio, têm vindo a ser

cada vez mais utilizados do que os sistemas a quente (como BUR) uma vez que


7

comparativamente com estes últimos reduzem: (i) riscos de acidentes de trabalho, (ii) a

necessidade de equipamento especializado e (iii) o tempo de preparação da aplicação.

Figura 3: Instalação de membranas betuminosas - sistema BUR (a); Instalação de membranas de natureza termoplástica - membranas “single-ply” (b).

(a)http://www.isaacsroofing.com/replacementflat.htm; (b)https://www.gaf.com/Roofing/Commercial/Products/Single_Ply_Roofing/EverGuard_TPO_Single_Ply_Membranes#FleeceBackTPO

As membranas termoplásticas mais conhecidas são as de Policloreto de Vinilo (PVC) e as de

poliolefinas (TPO). Estes materiais são normalmente transportados em rolos, que se desenrolam

sobre a cobertura (Fig.3b), e as técnicas de colagem e união recorrem a ar quente ou resinas

(Gonçalves et al. 2005; Feiteira 2009)

As membranas elastoméricas são à base de emulsões asfálticas, acrílicas ou poliuretânicas, e

formam películas que apresentam grande elasticidade e flexibilidade. Alguns exemplos de

membranas elastoméricas são as de propileno-dieno (EPDM), poli-isobutileno (PIB) e as de

polietileno clorado (CPE).

Estas membranas podem ser aplicadas com o sistema de impermeabilização líquida, que

consiste na aplicação de um material sob a forma de fluído viscoso, que formará uma

membrana impermeável (Fig.4). Este processo não exige mão-de-obra qualificada, pois é

semelhante a um processo de pintura (Gonçalves et al. 2005; Feiteira 2009; Silva 2012).

http://www.isaacsroofing.com/replacementflat.htm


8

Figura 4: Aplicação de membranas de impermeabilização líquida.

(http://ecowaterproofing.com/Liquid-Applied-Membrane-Waterproofing)

A camada de impermeabilização é crucial na projeção e construção de coberturas verdes, uma

vez que estas estão em contacto quase permanente com água, quer seja devida a pluviosidade

ou irrigação. Assim, devem ser previamente analisadas as características das membranas

disponíveis no mercado (Tabela 1) de modo a selecionar o tipo mais adequado à cobertura que

se pretende instalar.

Tabela 1: Características dos diferentes tipos de membranas a utilizar em coberturas verdes (adaptado de Luckett et al. 2009).

Betume PVC TPO

Resistência (química e a raízes)

baixa alta alta

Superfície refletora não sim sim

Processo de instalação quente frio frio

Nota: PVC Policloreto de vinilo; TPO Poliolefinas

Pelas razões acima expostas, a instalação da camada de impermeabilização deve ser sempre

efetuada por empresas especializadas e certificadas, que apresentem garantias de qualidade

(Silva 2012).

Camada de proteção e anti raízes

A camada de proteção é normalmente colocada sobre a camada de impermeabilização e pode

ter várias funções na cobertura.


9

Uma das suas funções é proteger a membrana de impermeabilização para evitar danos nesta

última durante a instalação e utilização da cobertura, e consequentemente oferecer as condições

ideais para o seu bom funcionamento.

Outra das funções desta camada é impedir que as raízes da vegetação danifiquem a membrana

de impermeabilização. Como o PVC é um dos materiais impermeabilizantes resistente a raízes,

nalguns casos não é necessária a utilização de uma camada de proteção. Contudo, quando a

escorrência das águas pode transportar químicos que deteriorem os materiais

impermeabilizantes, a camada de proteção é essencial como barreira química.

Outra das funções da camada de proteção consiste na retenção de água; alguns materiais

utilizados na camada de proteção absorvem a água quando está disponível e podem armazená-

la para hidratação das plantas em períodos secos. Estão disponíveis no mercado vários materiais

(Tabela 2) que podem ser utilizados na camada de proteção, sendo mais ou menos apropriados

para determinada função (Luckett 2009; Silva 2012; Blaustein et al. 2016).

Tabela 2: Características de diferentes tipos de materiais a utilizar na camada de proteção (adaptado de Luckett, 2009).

Placas de gesso ou fibra de madeira

Poliestireno extrudido

Partículas ou bolsas de

amido

“Dimpled” ou “eggshell”

Tecido (geo-textil)

Membranas termoplásticas

Local de

instalação

Sob a MI Sobre a MI No substrato (próximo das

raízes das plantas)

Sobre a MI Sobre a MI Sobre a MI

Efeito protetor Isolamento do

edifício

MI - - MI -

Impermeabilização nula + nula + nula +

Retenção de água nula nula ++ + + nula

Resistência às

raízes

- - - - + +

Drenagem - - - facilitada - -

Nota: MI membrana de impermeabilização; + positiva/efetiva; ++ considerável; - ausente

Por exemplo, as placas de poliestireno extrudido são normalmente utilizadas para proteger a

membrana de impermeabilização durante a instalação da cobertura, enquanto que o tecido de

geotêxtil é mais apropriado para reter humidade e repelir o crescimento das raízes de plantas,

evitando que estas danifiquem a impermeabilização (Luckett 2009; Silva 2012; Blaustein et al.

2016).


10

Camada de drenagem

De modo a alcançar um equilíbrio ótimo entre ar e a água, nas coberturas verdes a camada de

drenagem deve desempenhar duas funções principais: (i) proporcionar o armazenamento de

águas pluviais para futura utilização pelas plantas e (ii) garantir boa drenagem, escoando a água

em excesso da cobertura para permitir uma boa aeração do substrato e das raízes. Esta camada

pode ainda oferecer isolamento térmico, o que depende do material utilizado na sua construção

(Lazzarin et al. 2005; Pérez et al. 2012; Silva 2012; Blaustein et al. 2016).

Hoje em dia a camada de drenagem pode ser feita de agregados de rochas porosas, por

exemplo, argila expandida (Fig. 5a), xisto expandido, pedra-pomes ou outro tipo de material que

também tenha capacidade de reter água.

Como alternativa aos agregados de rochas porosas são normalmente utilizados painéis

nodulares de polietileno (Fig. 5b) ou poliestireno, com uma matriz em forma de copos onde se

acumula água e o escoamento da água em excesso é facilitado, assegurando uma boa

ventilação. Estes tipos de materiais são de fácil instalação, pois são leves e desenrolam-se sobre

a superfície do telhado (Luckett 2009; Pérez et al. 2012).

Figura 5: Rochas porosas de argila expandida, utilizado na camada de drenagem(a); Painel nodular de polietileno com pequenos depósitos, em forma de copo (b). (ZinCo) (https://www.zinco.ca/reference-library/component-detail/drainage-elements)

Camada filtrante

A camada filtrante tem como função principal reter os nutrientes e as partículas finas do

substrato, evitando que estas sejam arrastadas com a escorrência de águas pluviais, podendo

colmatar as cavidades da camada de drenagem. A camada filtrante também funciona como

barreira às raízes.

Os materiais tipicamente utilizados na camada filtrante têm elevada permeabilidade à água, são

normalmente leves e permanecem inalteráveis face às agressões causadas pelo contacto com o


11

substrato. São utilizadas normalmente mantas de tecido geotêxtil (Lazzarin et al. 2005; Luckett

2009; Pérez et al. 2012; Silva 2012).

Camada de substrato

Os substratos para crescimento das plantas em coberturas verdes tentam mimetizar o solo

natural ou solo de jardim devendo conter matéria orgânica e inorgânica. Estes substratos são

normalmente compostos por agregados minerais e uma pequena quantidade de matéria

orgânica, conferindo características próprias a estes substratos, como compressibilidade

mínima, elevada estabilidade e permeabilidade, e devem oferecer um excelente desempenho a

longo prazo, de forma a fornecer às plantas níveis adequados de ar, água e nutrientes e

facilitando o escoamento do excesso de água (McIntyre & Snodgrass 2010; GRO 2011).

A composição dos substratos de crescimento deve ser adequada a cada a projeto tendo em

conta a localização e tipo de cobertura verde e o tipo de plantas a utilizar, entre outros fatores. A

elaboração dos substratos deve estar a cargo de técnicos especializados. Na Alemanha, por

exemplo, onde as coberturas verdes são frequentes, os substratos respeitam padrões

estabelecidos, e são testados e aprovados antes de serem comercializados (McIntyre &

Snodgrass 2010; Silva 2012).

Os substratos devem ser necessariamente leves e devem fornecer uma quantidade adequada de

nutrientes com boa acessibilidade às raízes, para o bom desenvolvimento das plantas. Devem

também ser resistentes à erosão pelo vento e água e para isso precisam de uma boa ligação às

raízes das plantas permitindo que a sua estrutura facilite o escoamento da água em excesso.

Contudo é conveniente que os substratos retenham água suficiente para suprimir as

necessidades hídricas das plantas; quando saturados de água, os substratos deverão manter um

bom e consistente equilíbrio entre ar e água, para evitar a hipoxia das raízes.

Para evitar problemas de saturação e drenagem os substratos devem ser resistentes à

compactação e à decomposição. Os substratos devem também ter estabilidade física e química,

estar livres de pragas ou espécies infestantes e ser resistentes ao fogo; assim devem evitar-se

quantidades elevadas de matéria orgânica na sua composição (McIntyre & Snodgrass 2010;

GRO 2011).

O aumento dos benefícios da sustentabilidade das coberturas verdes pode ser conseguido pela

incorporação no substrato de crescimento, de resíduos de materiais de construção. Um estudo

feito no Reino Unido caracterizou vários resíduos para uso como substrato de crescimento em


12

coberturas verdes, nomeadamente: tijolo vermelho esmagado, lamas de águas residuais, cinzas

de papel e calcário carbonatado. Todos estes resíduos se mostraram adequados para o

crescimento de plantas podendo ser utilizados como substratos alternativos com grande

potencial no mercado de coberturas verdes (Molineux et al. 2009).

Em laboratório, resíduos de construção e demolição como substratos de crescimento,

mostraram que a vegetação se estabelece com relativa facilidade, e que estes materiais podem

fornecer boas propriedades de drenagem (Mickovski et al. 2013).

Em ensaios de coberturas verdes extensivas em mesocosmos obtiveram resultados favoráveis

relativamente ao estabelecimento de seis espécies de plantas aromáticas, com um substrato

composto por 70% de argila expandida, 15% de matéria orgânica e 15% de casca de ovo

triturada (Monteiro et al. 2017).

Resíduos a granel destinados a eliminação em aterro sanitário - porcelana esmagada e vidro

esfumado - mostraram ser boa alternativa ao xisto ou argila expandia, em substratos para

coberturas verdes extensivas, pois os parâmetros avaliados mostraram ser equivalentes ou

melhores do que os determinados nos ensaios controlo (Matlock & Rowe 2016).

Outros resíduos, tais como, escória de aço podem também ser incorporados nos substratos para

crescimento de coberturas verdes. Ensaios realizados em microcosmo com milho plantado em

solo calcário deficiente em ferro (Fe), mostraram que a adição moderada de escória de aço (10

a 20 g kg-1) acidificada ou não aumentou substancialmente a produção de milho (matéria seca) a

absorção de Fe (Xian & Qing-Sheng 2006). As escórias de aço contêm componentes fertilizantes

como CaO, SiO2 e MgO, FeO, MnO e P2O5, e por isso têm sido utilizadas numa ampla gama de

propósitos agrícolas. A sua propriedade alcalina retifica o pH de solos (Yi et al. 2012). Assim

sendo, as escórias de aço apresentam-se como económica fonte de Fe e de outros componentes

para substratos a utilizar em coberturas verdes.

Resíduos com hidróxido de alumínio quando presentes em quantidades adequadas podem atuar

como agentes de cimentação unindo as partículas do solo e melhorando a sua estrutura (Haynes

& Naidu 1998); adicionados a substratos, os resíduos de hidróxido de alumínio torna-os mais

compactos, e consequentemente mais resistentes a deslizamentos quando utlizados em

telhados inclinados. Contudo, em certas concentrações, o alumínio inibe o crescimento das

raízes, que ficam mais superficiais, o que pode afetar a capacidade de aquisição de nutrientes

minerais e aumentar o risco de stress por seca (Marschner 1991). A toxicidade do hidróxido de


13

alumínio é o principal fator limitante na produção de culturas em solos ácidos, com valores de

pH iguais ou inferiores a 5 (Kochian et al. 2005).

Camada vegetal

A camada vegetal é a principal parte viva das coberturas verdes. Esta última camada confere aos

edifícios um aspeto esteticamente agradável e as plantas que a compõem oferecem adicionais

vantagens funcionais. Os resultados de um projeto da U. S. Environmental Protection Agency

(EPA) indicam que as coberturas verdes são capazes de reter 50% do volume anual de

precipitação de um telhado através de retenção de água e evapotranspiração (Berghage et al.

2009).

São vários os fatores a ter em conta na escolha da camada vegetal de uma cobertura verde.

Primeiro é necessário definir o objetivo da cobertura, de forma a escolher espécies de plantas

que apresentem características fisiológicas que permitam satisfazer o desempenho desejado.

Para melhorar a retenção de águas pluviais utiliza-se frequentemente uma estratégia simples,

que consiste na plantação de espécies do género Sedum ou outras suculentas com metabolismo

ácido das crassuláceas – metabolismo CAM (Luckett 2009; McIntyre & Snodgrass 2010; GRO

2011).

As plantas CAM, tais como Sedum spp. por exemplo, conseguem utilizar a água com grande

eficácia, pois abrem os seus estomas durante a noite fechando-os durante o dia, reduzindo

assim a perda de água. Mas uma vez que a água e o CO2 partilham a mesma rota de difusão, o

CO2 necessita ser capturado à noite, para ser utilizado na fotossíntese durante o dia. O CO2 é

integrado via carboxilação do fosfoenolpiruvato a oxaloacetato, que é depois reduzido a malato

armazenado em grandes vacúolos - característica típica, mas não obrigatória, das células das

folhas ou dos caules das plantas CAM.

No período diurno, os estomas fecham evitando a perda de água e impossibilitam a entrada de

CO2. A descarboxilação do malato que é geralmente realizada pela enzima málica dependente de

NADP é necessária à obtenção de CO2 para a fotossíntese (Fig.6). Com os estomas fechados, o

CO2 libertado internamente fica aprisionado no interior das folhas, sendo fixado e convertido em

hidratos de carbono pelo ciclo de Calvin (Taiz & Zeiger 2009).


14

Figura 6: Separação temporal da captação do CO2 e das reações fotossintéticas, que ocorrem no metabolismo CAM (adaptado de Taiz & Zeiger 2009).

Para criar um habitat com dada biodiversidade é normalmente exigido que a cobertura contenha

uma mistura específica de espécies vegetais autóctones, que devem ser selecionadas por um

especialista em ecofisiologia vegetal. Geralmente este tipo de cobertura precisa de substratos

mais profundos e de irrigação (Luckett 2009; McIntyre & Snodgrass 2010; GRO 2011).

Outros fatores a ter em conta na escolha da camada vegetal dizem respeito às características da

planta, tanto fisionómicas (por exemplo tamanho e forma das folhas), como fisiológicas (por

exemplo, taxas de transpiração). Espécies de plantas com características inadequadas podem

deixar a camada vegetal mais suscetível à seca, vento, luz, sombra e poluentes, entre outros

fatores (GRO 2011).

O clima é outro fator importante a considerar na escolha da camada vegetal de uma cobertura

verde. É necessário conhecer as variações de radiação solar, temperatura do ar e os padrões de

precipitação da região, uma vez podem afetar o crescimento das plantas. É também necessário


15

avaliar o microclima do local, uma vez que a orientação do edifício e de todos os edifícios

circundantes pode afetar os níveis de sombra e a quantidade e velocidade do vento na cobertura

(GRO 2011).

Das plantas que habitualmente são utilizadas em coberturas verdes foram escolhidas para este

trabalho as três espécies cujas diagnoses são feitas de seguida.

Sedum album L. é uma espécie de planta suculenta da família Crassulaceae conhecida pelos

seguintes nomes vulgares: arroz-dos-telhados, cachos-de-rato ou pinhões-de-rato. Esta espécie

autóctone não é muito exigente quanto ao substrato, sendo normalmente encontrada em locais

áridos tais como, muros, telhados, rochas, areias e dunas. Tem uma ampla distribuição

geográfica podendo ser encontrada na Europa, Sibéria e Ásia Ocidental (JBUTAD ; SPB 2014).

Planta perene que apresenta vários caules, com pés mais ou menos lenhosos muito divididos

(Fig. 7 a) e raízes finas e abundantes (Fig. 7 b). Os caules são eretos, inteiros, até 30 cm de

comprimento. Têm folhas sésseis alternadas, carnudas e cilindro-ovoides (Fig. 7 c), de cor

esverdeada ou cinza e podendo estar pigmentadas de vermelho (Fig. 7 d). As inflorescências são

terminais, com brácteas semelhantes às folhas podendo ter até 7 cm de diâmetro. As flores são

pentâmeras, com sépalas soldadas na base formando um tubo curto, oval e muito obtuso. As

pétalas são livres, brancas, algumas vezes rosa, e ligeiramente soldadas na base, com anteras

de cor violeta escuro (Castroviejo & Velayos 1997).

Figura 7: Sedum album plantado nos mesocomos, Braga, 2017: vários caules mais ou menos lenhosos (a) muito divididos e com raízes finas (b) com folhas sésseis alternadas; as folhas são carnudas, cilindro-ovoides (c) e podem

apresentar-se pigmentadas de vermelho (d).


16

S. album é uma suculenta, CAM bastante tolerante à seca (Castroviejo & Velayos 1997).

Num estudo sobre a influência da disponibilidade de água no crescimento e sobrevivência de

uma mistura de Sedum spp. num sistema de cobertura verde, observou-se que estas plantas

conseguem suportar condições prolongadas de seca, sendo assim adequadas para coberturas

verdes com substratos pouco profundos (VanWoert et al. 2005).

Armeria maritima conhecida como estancadeira, relva-de-Espanha ou relva-do-Olimpo, é uma

espécie de planta da família Plumbaginaceae que se encontra em zonas litorais, principalmente

em zonas inundáveis, como estuários, pântanos, mas também em penhascos. Esta espécie

encontra-se em zonas costeiras do Hemisfério Norte e também em regiões da América do Sul,

como Argentina e Chile (JBUTAD ; SPB 2014).

A. maritima é uma planta herbácea perene, pulviniforme (em forma de almofada), bastante

ramificada, com ramos de comprimento variável (Fig.8a). Folhas filiformes, lanceoladas (em

forma de lança), lineares e planas, com uma ou duas nervuras e bainhas não fibrosas, dispostas

numa roseta basal. Inflorescência em glomérulo (Fig.8b), com brácteas involucrais lisas e de cor

cobre (Fig.8c). Espículas sésseis com 2 a 5 flores com brácteas esverdeadas espirais, muitas

vezes com um ponto subapical roxo, e com corola com as pétalas soldadas na base de cor rosa

(Fig.8d), de intensidade variável (Nieto Feliner 1990).

Figura 8: Armeria maritima, plantada nos mesocomos, Braga, 2017: folhas filiformes, lanceoladas, lineares e planas dispostas numa roseta basal (a); inflorescência em glomérulo (b) com brácteas involucrais lisas e de cor cobre (c)

corola de cor rosa com as pétalas soldadas na base (d)


17

A. maritima cresce em substratos normalmente arenosos sendo uma espécie muito tolerante à

salinidade (Nieto Feliner 1990). Num estudo realizado na Sérvia, três espécies de plantas do

género Armeria apresentaram potencial para acumular nas suas raízes, médias a grandes

quantidades de metais pesados, tais como Zinco (Zn), Crómio (Cr) e Cádio (Cd) (Tomović et al.

2017).

Rosmarinus officinalis var. prostratus, planta conhecida como alecrim, alecrim-da-terra,

alecrinzeiro é uma espécie da família Lamiaceae, encontrada em zonas expostas, secas e

quentes, como mato aberto, por vezes em pinhais. Coloniza terrenos arenosos, xistosos ou

calcários, ácidos ou básicos. É uma espécie exclusiva da região mediterrânea, mas tem sido

cultivada desde a antiguidade em todo o mundo, como uma planta ornamental (JBUTAD ;

Morales 2010; SPB 2014).

R. officinalis var. prostratus é um arbusto que pode ter até 1,8 m, geralmente ereto (Fig. 9 a),

mas por vezes pode formar um “tapete”. Folhas verde escuro, lineares, lanceoladas e enroladas

para trás, de tamanho variável no mesmo ramo (Fig. 9 b). Inflorescência indefinida em racimos

curtos e escuros. Flores com pedicelos, com uma borda branca, às vezes roxa e corola violeta ou

branca (Morales 2010).

Figura 9: Rosmarinus officinalis var prostratus. plantado nos mesocomos, Braga, 2017: arbusto que pode ter até 1,8 m, geralmente ereto (a) com folhas verde escuro, lineares, lanceoladas e enroladas para trás, de tamanho

variável no mesmo ramo (b)

Esta planta atrai polinizadores, nomeadamente abelhas que produzem mel com características

próprias. R. officinalis é também fonte de óleos essenciais, com uma grande tradição em

fitoterapia, sendo amplamente utilizada em medicina popular para tratar doenças dos sistemas

circulatório, digestivo e respiratório, bem como doenças reumáticas. As folhas, frescas ou secas,

são usadas na culinária (Morales 2010).


18

2.2. Biodiversidade vegetal em coberturas verdes

Na natureza, as comunidades de plantas mais diversas capturam e retém mais nutrientes do

solo do que monoculturas, sendo apoiadas por comunidades animais abundantes e diversas. A

diversidade vegetal reduz a temperatura do solo e aumenta a resistência a fatores de stress,

como doenças, herbivoria e espécies invasoras. Estas funções que se observam em contextos

naturais podem ser valiosas em coberturas verdes podendo melhorar o seu desempenho, como

por exemplo aumentando a retenção de água da chuva e o isolamento do telhado (Cook-Patton

2015).

Os serviços de ecossistemas fornecidos pelas coberturas verdes podem ser melhorados através

da plantação de certas espécies em combinação, especialmente gramíneas, suculentas e

herbáceas (Lundholm et al. 2010).

Em telhados verdes as plantas devem tolerar fatores ambientais severos, como flutuações de

temperatura, seca e ventos fortes. Por isso, na maioria dos telhados verdes usa-se um grupo

limitado de espécies de Sedum L. resistentes à seca.

É necessário testar experimentalmente se a diversidade vegetal em coberturas pode melhorar o

funcionamento de um tal ecossistema (Cook-Patton 2015).

2.3 Tipos de coberturas verdes

Habitualmente são considerados dois tipos de coberturas verdes: intensivas e extensivas. No

entanto, têm sido considerados outros tipos coberturas.

As coberturas verdes intensivas são muitas vezes referidas como, um “jardim no telhado”, pois

têm a aparência dos jardins convencionais ao nível do solo. Projetadas principalmente para uso

recreativo, as coberturas verdes intensivas oferecem benefícios idênticos aos oferecidos por

pequenos parques urbanos ou jardins domésticos, pois aumentam o espaço de recreação em

áreas urbanas, para além da sua óbvia e essencial função estética. Assentam em substratos

profundos, geralmente com mais de 20 cm, suportando plantas com raízes mais robustas e

longas, tais como arbustos e árvores. As coberturas verdes "intensivas” são pesadas e requerem

investimentos substanciais, uma vez que precisam de mais material e regular manutenção e

irrigação das plantas (Oberndorfer et al. 2007; Castleton et al. 2010; GRO 2011; MacIvor &

Lundholm 2011).


19

As coberturas verdes extensivas são uma modificação moderna do conceito de jardim no terraço

servindo como cobertura ecológica que oferece benefícios socias e ambientais. Normalmente

são leves, possibilitando a sua instalação em edifícios existentes, sem renovação do suporte

estrutural do edifício. Utilizam substratos pouco profundos (menos de 15 cm de altura), com

poucos nutrientes. Normalmente não exigem muita manutenção e a irrigação é reduzida (Tabela

3). Estas coberturas são tipicamente plantadas com espécies de suculentas, normalmente

plantas do género Sedum ou outras espécies resistentes ao stress (Peck et al. 1999;

Oberndorfer et al. 2007; GRO 2011; MacIvor et al. 2016).

Tabela 3: Principais características das coberturas verdes extensivas e intensivas. (adaptado de Oberndorfer et al. 2007; Peck et al. 1999)

Extensivas Intensivas

Substrato fino e leve de leve a pesado

Profundidade substrato 2 a 20 cm > 20 cm

Plantas tolerantes ao stress grande diversidade

Irrigação reduzida considerável

Manutenção reduzida bastante

Acessibilidade apenas para manutenção normalmente acessível

Custo relativo baixo elevado

Para além das coberturas intensivas e extensivas também existem coberturas semi-extensivas,

que incluem características das duas anteriores. Normalmente requerem uma profundidade de

substrato entre 10 a 20 cm, que pode ser plantado com uma mais ampla gama de plantas do

que as coberturas verdes extensivas, nomeadamente arbustos e plantas lenhosas. Os requisitos

de irrigação e manutenção dependem das espécies de plantas instaladas (GRO 2011).

Um outro tipo de cobertura verde é o “telhado vivo”, muitas vezes referida como "telhados de

biodiversidade" (Fig.10a) ou "telhados castanhos”. Estas coberturas são similares em

composição a um telhado extensivo, mas projetado especificamente para criar um habitat que

atrairá flora e fauna particulares.


20

Figura 10: (a) Telhados de biodiversidade, criados por colonização espontânea; (b) Instalação de telhado de biodiversidade (Dunnett 2015).

A aplicação de uma gama de materiais particulares, como por exemplo solo natural, o uso de

diferentes profundidades de substrato e a inclusão de estruturas e características de um habitat,

levam a uma maximização da diversidade ecológica, e permitem que espécies de plantas

indígenas se vão instalando no telhado, ao longo do tempo (Fig. 10 b). Além disso, promovem as

comunidades plantas locais e a colonização natural dos telhados com propágulos soprados pelo

vento ou transportados por aves ou podendo (GRO 2011; Dunnett 2015; Blaustein et al. 2016).

2.4. Benefícios das coberturas verdes

As coberturas verdes ao nível do topo dos edifícios são cada vez mais comuns, não só por

motivos estéticos, mas também por apresentarem mais benefícios que as coberturas

convencionais de telha ou alcatrão/asfalto. As coberturas verdes são uma ferramenta no arsenal

de construção sustentável sendo uma boa opção para alcançar objetivos ecológicos, estando

facilmente acessíveis e disponíveis para a indústria da construção. Podem ser instaladas em

edifícios novos ou em edifícios já existentes, sendo que projetos individuais proporcionam alguns

benefícios ao edifício.

Os potenciais benefícios de uma cobertura verde dizem respeito a: gestão de águas pluviais,

aumento da durabilidade da membrana do telhado, redução de custos energéticos, atenuação

do efeito de ilha de calor urbano, habitat para “vida selvagem” urbana, aumento do valor do

edifício (McIntyre & Snodgrass 2010; GRO 2011).


21

Gestão de águas pluviais

São vários os problemas que surgem com escoamento das águas pluviais que podem ser

atenuados ou resolvidos com o recurso a coberturas verdes.

A água da chuva que cai nos telhados e áreas pavimentadas absorve e transporta vários

poluentes, como por exemplo: fertilizantes, herbicidas e inseticidas de explorações agrícolas,

óleo de estradas, sedimentos de locais de construção, nutrientes e bactérias provenientes de

explorações agrícolas e pecuárias, entre outros. Estes poluentes são posteriormente

transportados e depositados em rios, ribeiros e outros corpos de água. A contaminação de águas

pluviais prejudica a vida aquática reduzindo a diversidade de populações de insetos e peixes

podendo também tornar as águas superficiais pouco seguras em termos sanitários. As

coberturas verdes podem ajudar a reduzir a quantidade de poluentes presentes em águas

pluviais, devido ao efeito de filtragem promovido pelo substrato e plantas; a melhoria da

qualidade destas águas é também conseguida pelo efeito de neutralização das chuvas ácidas

que escorrem pelas coberturas (Luckett 2009; McIntyre & Snodgrass 2010; Vijayaraghavan

2016). Um estudo realizado em duas coberturas verdes, uma extensiva e outra intensiva,

mostrou que podem funcionar como reservatório de nitrato (NO3) e amónio (NH4), podendo

também neutralizar as deposições ácidas (Berndtsson et al. 2009).

Em locais naturais, onde não existem edifícios que tornam os solos impermeáveis, o escoamento

de águas pluviais não é um problema, pois as folhas e o solo não perturbado absorvem a água

recarregando os níveis das águas subterrâneas. Em áreas urbanas as águas pluviais podem

constituir um problema devido à diminuição de superfícies porosas. Esta redução geralmente

aumenta o escoamento superficial durante tempestades e, consequentemente, aumenta o fluxo

de água na rede sanitária, causando muitos problemas: inundações, aumento de sedimentos e

erosão dos cursos de água. As coberturas verdes ajudam a atenuar estes problemas, uma vez

que diminuem o escoamento durante as tempestades ou eventos extremos de pluviosidade.

Uma parte de água é armazenada no substrato de crescimento podendo também ser

armazenada pela vegetação e outros componentes da cobertura, diminuindo as taxas máximas

de escoamento da água superficial o que ajuda a reduzir o risco de inundações. A água que não

é armazenada vai saindo da cobertura mais devagar do que num telhado convencional,

retardando e reduzindo os volumes de escoamento, diminuindo assim a sobrecarga na rede de

esgoto e/ou pluvial com redução dos custos de tratamento de águas residuais (McIntyre &

Snodgrass 2010; GRO 2011; Vijayaraghavan 2016).


22

As coberturas extensivas são capazes de remover metade do volume anual de precipitação,

através da retenção e da evapotranspiração (Berghage et al. 2009; McIntyre & Snodgrass 2010;

GRO 2011)

Mitigação do efeito da ilha de calor urbano

Um problema ambiental que tem aumentado com a crescente impermeabilização das

superfícies é o efeito "ilha de calor". As áreas urbanas e suburbanas são, entre 1 a 6 °C mais

quentes durante o verão, em comparação com as áreas rurais circundantes (Luckett 2009),

porque os seus edifícios e superfícies pavimentadas conservam a energia térmica, que libertam

lentamente (Luckett 2009; McIntyre & Snodgrass 2010).

A diminuição deste problema não é só uma questão de conforto, mas também uma questão

ambiental e de saúde pública, uma vez que o calor extremo é das principais causas de

mortalidade, especialmente entre pessoas idosas e doentes. Lidar com o calor urbano usando

aparelhos elétricos, como por exemplo, ar condicionado, contribuiu para aumentar o consumo

de energia, tornando mais dispendiosos os custos energéticos do edifício. Além disso, um

aumento desse consumo de energético contribui para um acréscimo do efeito de estufa.

(McIntyre & Snodgrass 2010).

A paisagem urbana compreende uma grande quantidade de áreas planas, que podem ser

adaptadas para acomodar coberturas verdes extensivas. Geralmente nas áreas urbanas, os

parques, jardins, árvores de rua para além das coberturas verdes podem ter um impacto positivo

na redução do efeito de ilha de calor urbano. A vegetação influencia a diminuição do calor

urbano devido à evapotranspiração que se traduz na libertação de vapor de água das folhas das

plantas, e também devido ao efeito de sombra que a folhagem proporciona (McIntyre &

Snodgrass 2010; GRO 2011). A vegetação urbana constitui uma maneira eficaz e

economicamente eficiente de reduzir o consumo de energia (Solecki et al. 2005). Um estudo

que avaliou o desempenho térmico superficial de uma cobertura verde e de outra tradicional,

mostrou que na cobertura verde, a temperatura superficial era cerca de 0,57 a 0,63 vezes

menor; além disso os resultados deste estudo também indicam que, no inverno, as coberturas

verdes podem reduzir significativamente as perdas de calor dos espaços internos em direção ao

ambiente externo (Bevilacqua et al. 2017).


23

Habitat para “vida selvagem” urbana

Devido ao desenvolvimento e aumento das áreas urbanas, o habitat de muitos organismos foi

destruído. As coberturas verdes podem ter um impacto positivo significativo na redução da

fragmentação de habitats nas áreas urbanas, podendo substituir o que se perdeu ou criar novos

habitats, que contribuam para um aumento da biodiversidade desses locais. Quando

adequadamente projetadas, as coberturas verdes podem acomodar aves e insetos, oferecendo-

lhes, por exemplo, alimento, oportunidades de nidificação ou lugares de descanso,

desempenhando deste modo um papel importante na conservação da biodiversidade urbana

(McIntyre & Snodgrass 2010; GRO 2011).

Um estudo realizado com coberturas verdes em Londres mostrou que estas podem ser

importantes na conservação de invertebrados. Da grande abundância de invertebrados

observados nestas coberturas, 10% das espécies encontradas foram designadas como raras ou

escassas de acordo com os critérios estabelecidos pela agência intergovernamental da natureza

de Inglaterra (Kadas 2006). Um outro estudo realizado na universidade de York (Keele campus)

em Toronto (Canadá) avaliou a diversidade e abundância de abelhas em coberturas verdes e

evidenciou que estas fornecem habitat a muitas espécies de abelhas, podendo assim ser

importantes para a conservação de polinizadores (Colla et al. 2009).

As coberturas verdes também podem ser um habitat importante para as aves. Um estudo

realizado em 12 telhados verdes localizados em paisagens urbanizadas ao norte de Illinois e a

sul do Michigan, dentro da rota migratória do Mississípi nos Estados Unidos da América (EUA),

mostrou que a maioria das espécies de aves observadas nas coberturas verdes

(aproximadamente 90%) também foram observadas nas áreas circundantes das paisagens

urbanas. Embora as áreas circundantes proporcionem provavelmente um maior habitat para as

aves do que a vegetação das coberturas verdes, várias espécies nativas de aves canoras, pica-

pau e espécies de aves aquáticas usam as coberturas verdes em paisagens urbanas; portanto,

as coberturas verdes têm potencial para contribuir para o habitat das aves em áreas urbanas e

podem ajudar a mitigar os efeitos negativos da urbanização (Eakin et al. 2015).

Conforme sugere um estudo realizado na área da grande Londres, que monitorizou a atividade

de morcegos em telhados convencionais, coberturas verdes de Sedum e de “telhados de

biodiversidade”, as coberturas verdes, mas sobretudo os “telhados de biodiversidade” fornecem

habitat melhorado para morcegos em áreas urbanas (Pearce & Walters 2012).


24

Redução de custos energéticos

Em climas quentes, as coberturas verdes reduzem o fluxo de calor em edifícios, impedindo que

a radiação solar recebida atinja a estrutura do edifício. Este bloqueio à radiação solar é o

impacto energético mais significativo das coberturas verdes, pois reduz a necessidade da

utilização de ar condicionado e, assim sendo, reduz os custos anuais de energia (McIntyre &

Snodgrass 2010). Um estudo realizado em França mostrou que uma cobertura verde reduziu

em 2 °C a temperatura do ar no interior de um edifício em relação à temperatura exterior, sendo

o consumo anual de energia reduzido em 6 % (Jaffal et al. 2012). A avaliação do comportamento

térmico de uma cobertura verde de escala média instalada num supermercado em Atenas,

Grécia, permitiu calcular uma redução anual de 15,1 % no consumo de energia do edifício

(Foustalieraki et al. 2017).

Em edifícios mais antigos que perdem um pouco de calor através do telhado, as coberturas

verdes podem reduzir os custos de aquecimento no inverno (McIntyre & Snodgrass 2010).

Em comparação com outras tecnologias de telhados que permitem reduzir as temperaturas dos

edifícios, por exemplo telhados brancos, as coberturas verdes apresentam mais vantagens. Ao

contrário dos telhados brancos, as coberturas verdes não necessitam de ser limpas

regularmente para oferecerem o melhor desempenho. Para além disso, as coberturas verdes

são mais duráveis, uma vez que os telhados convencionais ou os telhados brancos,

compreendem geralmente uma membrana de camada única. Como as coberturas verdes são

formadas por várias camadas, a uma massa adicional proporciona maior número de benefícios,

nomeadamente atenuação da acústica nos edifícios (McIntyre & Snodgrass 2010).


25

Melhoria estrutural e estética do edifício

Os efeitos do sol são mais fortes no topo dos edifícios do que no chão; as plantas e substrato

bem como as restantes camadas das coberturas verdes ajudam a diminuir temperaturas

elevadas, tornando o lugar mais agradável, e protegendo a membrana de impermeabilização dos

efeitos desgastantes de temperaturas extremas e dos raios ultravioleta do sol (McIntyre &

Snodgrass 2010).

As coberturas verdes oferecem também benefícios aos ocupantes dos edifícios, ou mesmo aos

outros habitantes das áreas urbanas. Se são de fácil acesso as coberturas verdes oferecem

valiosas áreas recreativas ao ar livre; não sendo acessíveis geralmente conseguem proporcionar

grande interesse visual às pessoas que vivem ou trabalham em edifícios vizinhos, para além de

oferecerem cor e textura à estética urbana. Algumas investigações sugerem que os espaços

verdes podem, por exemplo, melhorar a produtividade de trabalhadores e reduzir os tempos de

recuperação dos pacientes hospitalares (McIntyre & Snodgrass 2010).

2.5. Rizosfera

O termo “rizosfera” refere-se à região do solo ao redor das raízes das plantas onde existem

interações intensas entre raízes, microrganismos e animais. Estes organismos afetam e são

afetados pelo crescimento das plantas. Todos os nutrientes que as plantas absorvem,

atravessam a rizosfera, que é um centro de atividade biológica, química e física (Bonkowski

2004; Buscot & Varma 2005; Cardon & Whitbeck 2011).

A biomassa dos microrganismos do solo, geralmente é maior na rizosfera do que no solo sem

raízes. A maior atividade microbiana na rizosfera deve-se ao facto de as plantas libertarem uma

série de moléculas de baixo e alto peso molecular sob a forma de exsudados, que faz com que

microrganismos especializados, essencialmente bactérias de rápido crescimento, aumentem a

sua atividade. Níveis elevados de biomassa e atividade microbiana em torno de raízes fazem

aumentar o número de protozoários e nematodes que se alimentam de bactérias, sendo assim a

energia distribuída pelos subsequentes níveis tróficos (Bonkowski 2004).

Na rizosfera, as atividades das populações de bactérias, fungos, protistas e animais, têm

influência umas nas outras e no fluxo de energia, moldando a estrutura da comunidade ou

biocenose e as propriedades do ecossistema; a atividade da rizosfera estende-se para além da

própria rizosfera, manifestando-se através da paisagem em padrões da estrutura da comunidade

(Buscot & Varma 2005).


26

Grupos funcionais de microrganismos

As coberturas verdes são sustentadas por substratos de crescimento que apresentam diferenças

em relação a solos naturais (Dvorak & Volder 2010) nos quais reside uma diversa e abundante

comunidade de microrganismos. A atividade biológica destas comunidades no substrato é

essencial para a reciclagem da biomassa das coberturas. Os microrganismos também

contribuem para os benefícios adjudicados às coberturas verdes, pois podem regular uma

variedade de serviços do ecossistema, como por exemplo, a remoção de poluentes orgânicos e

de metais pesados presentes no solo (substrato) por via da precipitação, e remoção de poluição

do ar. A ação conjunta das plantas, que fornecem nutrientes para a sua rizosfera, com

microrganismos que degradam os poluentes, leva à maior disponibilidade de compostos que

vão sustentar o crescimento das plantas (Chaudhry et al. 2005; McGuire et al. 2015; Arslan et

al. 2017).

São vários os grupos funcionais de microrganismos importantes para a manutenção das plantas.

As micorrizas, associações mutualistas entre fungos do solo e raízes de plantas, desempenham

um papel importante nestas comunidades: as plantas partilham parte do carbono derivado da

fotossíntese com estes fungos, em troca de nutrientes que estes captam do solo (Bhuyan et al.

2015; McGuire et al. 2015).

Outro grupo que desempenha um papel importante no desenvolvimento das plantas é o dos

decompositores. Os decompositores são normalmente bactérias e fungos de vida livre que

metabolizam o material orgânico reciclando os nutrientes; estes organismos são ainda

responsáveis por muitos dos ciclos biogeoquímicos. Um grupo de microrganismos essenciais

para a sobrevivência de certas plantas são as bactérias fixadoras de azoto. O azoto atmosférico

(N2) é dos elementos mais abundantes constituindo cerca de 79% da atmosfera. No entanto não

é acessível às plantas sendo necessária a conversão N2 pelas bactérias fixadoras de azoto. As

plantas herbáceas que se encontram em coberturas verdes formam muitas dessas associações

com as bactérias fixadoras de azoto conveniente à ampla gama de benefícios que estas bactérias

fornecem às plantas (Buscot & Varma 2005; McGuire et al. 2015).

Fungos endofiticos que podem ser encontrados no interior da maioria das plantas (folhas, caules

e tecidos da raiz), podem ajudar à sobrevivência das plantas em coberturas verdes, protegendo-

as contra herbívoros e agentes patogénicos, uma vez que a maioria dos endófitos produzem

compostos alcaloides protetores (McGuire et al. 2015).


27

A escolha de espécies de plantas para uma cobertura verde vai afetar as comunidades de

microrganismos presentes bem como as funções que podem ser exercidas pela cobertura. Os

constituintes químicos do tecido vegetal, os exsudados radiculares e os resíduos vegetais podem

afetar a biomassa microbiana, a composição em espécies de microrganismos, e as taxas de

atividade microbiana.

A escolha do substrato de crescimento também terá um efeito significativo nas comunidades de

microrganismos das coberturas verdes, uma vez que estas respondem fortemente aos fatores

bioquímicos do ambiente. O pH do solo (substrato) que depende da quantidade de matéria

orgânica também influencia fortemente a incorporação de carbono orgânico no solo e azoto na

biomassa microbiana. A variação da quantidade de matéria orgânica no substrato pode

promover a sobrevivência de certos microrganismos e dificultar a persistência de outros(McGuire

et al. 2015).

Protistas como bioindicadores

O termo “protista” refere-se a todos os eucariotas fototróficos, mixotróficos e heterotróficos

unicelulares ou coloniais, sendo que o número de espécies pode facilmente exceder 10 milhões

(www.globalsoilbiodiversity.org). Os protistas incluem categorias morfológicas clássicas, como

por exemplo, os protozoários (flagelados, amebas, ciliados, entre outros) e as algas unicelulares.

Os protistas estão presentes em muitos ecossistemas, quer aquáticos quer terrestres, e podem

ser de vida livre ou estabelecer relações de simbiose e parasitismo com muitos organismos

diferentes incluindo o homem (Geisen et al. 2017).

Os protistas do solo apresentam grande diversidade, sendo pelo menos equivalente à

diversidade dos protistas em ecossistemas aquáticos. Contudo, os protistas do solo não têm

recebido muita atenção, principalmente por causa das dificuldades encontradas para os isolar da

matriz do solo, onde desempenham um papel fundamental na decomposição, pois são

consumidores de bactérias, fungos, outros protistas e até de pequenos invertebrados.

Transferem nutrientes para níveis tróficos superiores e podem proteger as plantas de parasitas, e

controlam as populações microbianas. Apesar de seu tamanho pequeno, entre 10 a 100 µm de

diâmetro (Fig. 11), na maioria dos solos a biomassa de protozoários pode exceder a de todos os

outros eucariotas de solo, excluindo as minhocas. Aproximadamente, 70 e 15% da respiração

total dos eucariotas do solo pode ser atribuída a protozoários e nematodes, respetivamente

(Buscot & Varma 2005; Geisen et al. 2017).


28

Figura 11: Dimensão (comprimento) de protistas de vida livre comuns no solo, morfologia de formas ativas e/ou quistos e afiliação filogenética (supergrupos entre parêntesis) (Geisen et al. 2017)

Os protozoários e nematodes que se alimentam de bactérias tem um papel importante na

reciclagem de nutrientes. O crescimento das bactérias é estimulado pela libertação de exsudatos

radiculares de plantas, passando os nutrientes a integrar a biomassa bacteriana. O consumo de

bactérias por parte dos protozoários faz com os nutrientes fiquem acessíveis, uma vez que estes

apenas assimilam uma parte dos nutrientes. Os que não foram assimilados, são libertados como

amónia, ficando, portanto, disponíveis para outros organismos do solo, incluindo raízes de

plantas (Bonkowski 2004; Griffiths et al. 2007).

O consumo/predação por parte dos protozoários e nematodes das bactérias que crescem junto

às raízes devido à libertação de exsudados radiculares tem efeitos na arquitetura das raízes

(Bonkowski 2004). Na presença de protozoários as plantas desenvolvem um sistema radicular

extenso e altamente ramificado, aumentando em número e em comprimento. Este aumento das

raízes esta relacionado com produção de auxinas (IAA) por parte de alguns protozoários tais

como amebas e produção de nitrato (NO3) por parte de bactérias nitrificantes cujo

desenvolvimento é estimulado pela presença de protozoários ameboides. A presença destas

moléculas leva ao crescimento de raízes laterais (Fig. 12), que consequentemente permitem

absorver mais nutrientes, aumentando também a libertação de exsudatos, que assim estimulam

ainda mais o crescimento bacteriano, e naturalmente a presença de mais protozoários

(Bonkowski 2004; Griffiths et al. 2007).


29

Figura 12: Modelo conceptual que ilustra os efeitos da microfauna no crescimento das raízes. Os exsudatos libertados pela raiz (1), estimulam o crescimento de uma comunidade bacteriana (2), que conduz ao aumento dos

predadores de bactérias, tais como protozoários (3). Os protozoários (ameboides) produzem auxinas – IAA e excretam amónia favorecendo o desenvolvimento de bactérias nitrificantes (4). A liberação de moléculas de sinal,

NO3 e IAA (5), induz o crescimento das raízes laterais (6), levando à liberação de mais exsudatos (7), e subsequente crescimento bacteriano (8). (adaptado de Bonkowski 2004)

Além disso, as populações de protozoários do solo variam grandemente ao longo do tempo;

quando há um declínio do número de protozoários, as suas células serão rapidamente

decompostas e assim os seus nutrientes são rapidamente aproveitados por outros organismos

(Bonkowski 2004).

Os protozoários estão na base da cadeia alimentar eucariótica heterotrófica, e são componente

essencial nos ecossistemas do solo. Por isso permitem avaliar e monitorizar mudanças no

ambiente biótico e abiótico, constituindo valiosos bioindicadores em agroecossistemas (Foissner

1999). São encontrados durante períodos húmidos quando a abundância de bactérias é elevada,

diminuindo para zero à medida que os solos secam ou as populações bacterianas diminuem em

abundância e atividade. Os protozoários consomem cerca de 50% da produtividade bacteriana,

aumentando os ciclos de nutrientes e os fluxos de energia, trazendo diversos benefícios (Adl et

al. 2007; Foissner 2016)

Os protistas são excelentes indicadores da quantidade de oxigénio presente no meio (Foissner

2016), e são excelentes bioindicadores da toxicidade da água poluída por metais pesados

(Nalecz-Jawecki et al. 1993).


30

O significado funcional, a abundância, a sensibilidade ambiental, os tempos de rápida resposta e

a facilidade de análise dos protistas do solo fazem deles bons bioindicadores de mudança

ambiental (Geisen et al. 2017).

A contagem e enumeração de células ativas sem cultivo é a uma abordagem para fornecer

estimativas confiáveis de abundância in situ de protozoários ativos (Adl et al. 2007).

Assim sendo, os protistas, particularmente os protozoários, podem ser utilizados como

bioindicadores para o controlo da qualidade ecológica das coberturas verdes, de modo

equivalente ao que já é feito para a análise do funcionamento de sistemas de tratamento de

águas residuais por lamas ativadas (Madoni 1994; Madoni & Fotografico 1996; Foissner 2016).

3. Organização e objetivos do trabalho

Em Portugal, a “visão 2020” coloca à nossa sociedade uma série de desafios relacionados com

a sustentabilidade das áreas urbanas, que passam por alavancar a implementação de “telhados

verdes” a longo prazo (Calheiros & Palha 2017). Para o desenvolvimento e expansão de

coberturas verdes como material de construção para edifícios de áreas urbanas sustentáveis

será necessário reduzir os problemas associados à manutenção (sobrevivência e

desenvolvimento das plantas) e preço de custo destes sistemas.

Este trabalho teve assim como principal objetivo averiguar a influência da teor de água disponível

(períodos de seca) no desenvolvimento de plantas geralmente utilizadas nestes sistemas, e

avaliar a relação das plantas com as biocenoses (sobretudo microrganismos eucariotas e

microfauna) presentes nas suas rizosferas. Além disso, a avaliação das potencialidades de

substratos que incluem na sua confeção resíduos da industria metalúrgica, poderá acrescentar a

estes sistemas o importante papel de reutilizadores. A eventual redução de custos dos sistemas,

devida à substituição de matérias primas por resíduos industriais, poderá ser suplementada pela

melhoria do desempenho das coberturas não só a nível da sobrevivência das plantas como da

adequação destes substratos devida às suas características físico químicas.

Neste trabalho, depois de uma breve história sobre as coberturas verdes, sua constituição,

funcionamento e benefícios (Capítulo I) é feita a descrição da metodologia adotada (Capítulo II).

Neste capítulo é feita a descrição dos ensaios em microcosmo que se realizaram no laboratório e

dos realizados em mesocosmo no exterior. Um estudo preliminar realizado à escala real foi

também levado a cabo num sistema de cobertura verde extensiva de uma propriedade privada.

Os resultados obtidos são apresentados e discutidos no Capítulo III onde é também feita a


31

discussão. Por último (Capítulo IV) são apresentadas as principais conclusões e elencadas as

considerações finais que incluem perspetivas para trabalho futuro.

Capítulo II

Materiais e Métodos

Capítulo II – Materiais e Métodos

35

1. Ensaios experimentais

A influência da irrigação e de diferentes tipos de substratos na vitalidade e desempenho de coberturas

verdes foi estudado em microcosmo e mesocosmo. Os microcosmos foram mantidos no Laboratório

de Análises de Águas Residuais (LAAR) no Departamento de Biologia (DB) da Universidade do Minho

(UMinho); os mesocosmos foram mantidos num terraço, ao nível de um 1º. andar em Gualtar, Braga.

O estudo de um caso real foi realizado numa cobertura verde de tipo extensivo de uma propriedade

privada no Porto.

1.1. Ensaios em Microcosmo

Os microcosmos de coberturas verdes foram montados em caixas de plástico de 5 L com uma área

útil estimada em 0,045 m2, seguindo a estrutura de um sistema extensivo. As caixas foram perfuradas

(Fig. 13) para colocar a parte superior de uma garrafa de plástico de 500 mL, que funcionou como

sistema para escoamento de água.

Figura 13: Montagem dos microcosmos com sistema de escoamento de água

Foi então colocada uma membrana protetora de geotêxtil com 1 mm espessura, seguida de uma

camada drenante constituída por aproximadamente 370 g argila expandida não triturada, de 8-16 mm

de diâmetro (Leca®). Por cima desta foi colocada uma camada filtrante de geotêxtil com 1 mm de

espessura sobre a qual se colocaram cerca de 1500 g de substrato de crescimento, um substrato

técnico fornecido pela empresa Neoturf. Por fim foram plantadas três espécies diferentes de plantas

(Fig. 14).


36

Figura 14: Representação esquemática dos diferentes constituintes do sistema piloto

De modo a obter triplicado das duas condições a testar – coberturas verdes “com rega” (CR) e “sem

rega” (SR) - montaram-se 6 microcosmos (Fig.15).

Figura 15: Microcosmos (à esquerda: CR; à direita: SR), LAAR – DB, UMinho, Braga, 2017


37

Todos os microcosmos foram inicialmente irrigados com 500 mL de água da torneira. De 31 janeiro a

2 de março de 2017 apenas os microcosmos CR foram semanalmente irrigados com 250 mL de água

da torneira. Para avaliar a recuperação das plantas dos microcosmos SR, a partir de 3 de março todos

os 6 microcosmos passaram a ser semanalmente irrigados com 250 mL de água da torneira.

Microcosmos idênticos aos anteriormente descritos foram montados para testar quatro substratos

diferentes: um substrato reciclado (R), composto por escórias de fundição de aço e refratários usados

na indústria metalúrgica, sob a forma de grânulos até de 10 mm de diâmetro; um substrato padrão

(P) composto por argila expandida (33 %) e solo vegetal (67 %); um substrato padrão com adição de 2

% de hidróxido de alumínio (PLAA) e um substrato padrão com adição de 10 % de escórias de ferro (PFe).

Nestes microcosmos não foi colocado um sistema para escoamento de água, que passou a ser

periodicamente recolhida com a ajuda de uma seringa (Fig.16), a camada drenante compreendeu 400

g argila expandida não triturada de 8-16 mm de diâmetro, e o substrato de crescimento compreendeu

aproximadamente 1200 g.

Figura 16: Método de recolha de água dos microcosmos, com seringa

Por fim em cada microcosmo foi colocada uma camada vegetal, de aproximadamente 10 g de Sedum

album distribuído uniformemente na área disponível (Fig. 17).


38

Figura 17: Distribuição uniforme de Sedum album, nos microcosmos: P3 - Padrão 3; R2 - Reciclado 2; PLAA 2 - P com adição de 2% de hidróxido de alumínio e PFe - P com com adição de 10% de escórias de ferro.

De modo a obter triplicado das 4 condições a testar montaram-se 3 microcosmos para cada um dos

substratos. De 5 de maio a 2 de outubro de 2017 todos os microcosmos foram semanalmente

irrigados com 500 mL de água da torneira, exceto no mês de agosto e a partir de 2 de outubro,

período durante o qual os microcosmos não foram irrigados.

1.2. Ensaios em Mesocosmo

Os mesocosmos de coberturas verdes foram montados em caixas de plástico de 30 L com uma área

útil de aproximadamente 0,19 m2 seguindo a estrutura de um sistema extensivo (Figura 18). Após

instalação de sistema para escoamento de água, colocou-se em cada mesocosmo uma membrana

protetora de geotêxtil (1mm de espessura), seguida de uma camada drenante com aproximadamente

2000 g argila expandida não triturada de 8-16 mm de diâmetro (Leca®), uma camada filtrante (nova

camada de geotêxtil de 1 mm de espessura) sobre a qual se colocaram cerca de 8200 g de cada um

dos substratos de crescimento:

1) substrato padrão (P), composto por argila expandida (33%) e terra vegetal (67%);

2) substrato técnico (T), fornecido pela empresa Neoturf;

3) um substrato reciclado (R), composto por escórias de fundição de aço e refratários usados

na indústria metalúrgica, todos na forma de grânulos com menos de 10 mm.


39

Figura 18: Instalação das diferentes camadas para coberturas verdes nos mesocosmos.

Os mesocosmos ficaram expostos às condições ambientais do local (Fig.19) sem irrigação, tendo

apenas recebido água da chuva quando ocorreu precipitação.

Figura 19: Local de instalação dos mesocosmos – terraço de um 1º andar em Gualtar (Braga, 2017).

Seleção e plantação de espécies vegetais

As plantas a testar foram selecionadas de diferentes grupos e famílias taxinómicas considerando a sua

presença em Portugal e a adequação ao clima português (Tabela 4). Em cada um dos mesocosmos

foram plantados dois pés das espécies, Sedum album (Sa), Armeria maritima (Am) e Rosmarinus

officinalis var. prostratus (Rp), adquiridas de um horto em vasos de 12 cm de diâmetro.


40

Tabela 4: Caraterísticas das diferentes espécies vegetais selecionadas

Nome Científico Família Grupo Altura

(cm)

Região Climática Temperatura

mínima

sobrevivência

Exposição luz

solar

Sedum album* Crassulaceae Planta

suculenta

5 a 10 Atlântico;

Mediterrâneo

continental/litoral;

Subalpino

-24 ºC a -18ºC Total

Armeria marítima* Plumbaginaceae Herbácea

perene

5 a 40 Atlântico; Subalpino; -36 ºC a -30ºC Total

Rosmarinus officinalis

var. prostratus**

Lamiaceae Subarbusto

Aromática

15 a 30

Atlântico;

Mediterrâneo

continental/litoral;

Subalpino

-30 ºC a -24ºC

Total

*Norma Tecnológica de Jardinería y Paisajismo (NTJ, 2011); **Jardim botânico da UTAD (JBUTAD – http://jb.utad.pt)

2. Estudo de caso - Cobertura verde extensiva

O estudo de um caso real foi realizado numa cobertura verde extensiva de uma propriedade privada

localizada à beira-mar na cidade do Porto (Fig. 20).

Figura 20: Cobertura verde extensiva localizada junto ao mar (propriedade privada - Porto, 2017)

A cobertura tem uma área para plantação de 60 m2, as plantas são suportadas num substrato da

empresa Landlab com uma altura de 10 cm. A impermeabilização da cobertura é feita por uma

membrana geotêxtil com características anti raiz, na base de uma camada drenante sob a forma de

um painel nodular com pequenos depósitos em forma de copo (U20, ZinCo).

A camada vegetal compreende as seguintes espécies (Fig. 21): Rosmarinus officinalis (alecrim);

Thymus vulgaris (tomilho), Helichrysum italicum (erva-caril); Armeria marítima (relva-do-Olimpo);


41

Festuca scoparia; Sedum album (arroz-dos-telhados), Aloysia citrodora (lúcia-lima); Allium

schoenoprasum (cebolinho); Delosperma cooperi; Delosperma congestum.

Figura 21: Algumas das espécies vegetais presentes na cobertura verde extensiva: Rosmarinus officinalis – alecrim - (a); Thymus vulgaris – tomilho - (b);(c) Helichrysum italicum - erva-caril - (c) ; Festuca scoparia; (d); Sedum album - arroz-dos-

telhados - (e) ; Aloysia citrodora -lúcia-lima –(f).

Na cobertura foi instalada um sistema de rega gota a gota. Durante as primeiras semanas que se

seguiram à instalação, a cobertura foi irrigada com um volume diário de 1 L/m2 de água; de acordo

com as recomendações da empresa Neoturf, a rega, a ser feita com água da companhia, deverá

considerar semanalmente cerca de 6 L/m2; durante o período quente e seco, a quantidade de água a

utilizar deverá ser gerida conforme a resposta das plantas.

Quanto à exposição solar, a cobertura apresenta uma exposição a norte pois tem outra vegetação a

sul, com ventos “salgados”, dominantes de noroeste no verão e de sudoeste no inverno. O acesso a

esta cobertura não é facilitado, e assim sendo, a cobertura só é visitada para manutenção ou recolha

de amostras.

A recolha de amostras de substrato nesta cobertura, teve como objetivo estudar a presença e

dinâmica das diferentes comunidades da microfauna nela presentes com vista a obter uma perspetiva

abrangente das potencialidades desta tecnologia em ambiente urbano.

Foram feitas três campanhas de amostragem: 29 de maio, 3 de julho e 11 de setembro.

A amostragem do substrato foi feita em triplicado, junto às raízes das plantas: Sedum album (Sa);

Helichrysum italicum (Hi); Armeria marítima (Am); Festuca scoparia (Fs) e Substrato (Sub). A


42

temperatura e humidade do ar no local foi determinada com os aparelhos Weishaupt THM912 e

Oh!Haus&Co. 513, respetivamente.

3. Caracterização dos substratos

Todos os substratos testados neste trabalho foram analisados tendo em conta os parâmetros que a

seguir se referem.

Absorção de água às 24 horas

A absorção de água às 24 horas traduz-se no aumento da massa de uma amostra de agregado seca,

devido à penetração de água nos espaços acessíveis, após 24 horas de imersão; os valores são

expressos em % (Institution 2000).

As amostras dos substratos foram secas numa estufa a 105ºC durante 24 h, e depois de pesar 600

mL de cada substrato colocados em goblés, adicionou-se água purificada até submergir as amostras.

Para "obrigar” os substratos a ficarem totalmente imersos (saturados de água), por cima de cada

amostra de substrato era colocada uma rede encimada por um peso. Ao fim de 24 h escorreram-se as

amostras de substrato durante 2 h, tempo considerado necessário para retirar a água não absorvida

pelo substrato; por fim as amostras foram pesadas numa balança Mettler PS3000, considerando-se a

quantidade de água absorvida, a diferença entre a massa inicial e final das amostras, de acordo com a

equação 1:

Absorção água 24h (%) = [(mAsat - mAsec) / mAsec] *100 (1)

onde:

mAsat - massa dos agregados sólidos após 24h de saturação em água (escorridos)

mAsec - massa dos agregados sólidos secos em estufa (110±5 ºC)

Densidade aparente

A densidade aparente traduz-se na massa média de um sólido por volume sendo o resultado expresso

em gramas por mililitro (Tan 1995).

Amostras dos substratos foram secas numa estufa a 105 ºC durante 24 h. Após este período as

amostras foram colocadas em goblés graduados, e compactadas com a palma da mão até um volume

de 100 mL. As amostras foram então pesadas numa balança Mettler PS3000, e a densidade aparente

foi obtida através da equação 2:


43

Da (g mL-1) = Msubstrato seco(g) / V (ml) (2)

onde:

Da - Densidade aparente (g mL-1)

Msubstrato seco - Peso seco de 100 mL de substrato (g)

V - Volume ocupado pelo substrato (100 mL)

Densidade de partículas

A densidade de partículas traduz-se na massa de substrato seco por volume de água deslocada pelo

substrato sendo o resultado expresso em gramas por mililitro (Tan 1995).

Os substratos foram secos numa estufa a 105 ºC durante 24 h, tendo sido então colocados em goblés

de 100 mL cerca de 40 g de cada substrato seco. Adicionou-se então cuidadosamente a cada amostra

de substrato 50 ml de água purificada. As misturas foram homogeneizadas com a ajuda varetas de

vidro e no final, as paredes dos goblés e as varetas foram enxaguadas com 10 ml de água purificada.

As misturas repousaram durante 5 minutos ao fim dos quais os seus volumes foram medidos.

A Densidade de partículas foi calculada pelas equações 3 e 4:

Vágua.d.s =Vsubstrato + H2O – VH2O (mL) (3)

onde:

Vágua.d.s - Volume de água deslocada pelo substrato

Vsubstrato+H2O - Volume de substrato mais 60 ml de água

VH2O - Volume de água adicionada

Dpartículas = Pseco do substrato (g) / Vágua.d.s (mL) (4)

Em que:

Dpartículas - Densidade de partículas

Pseco do substrato - Peso seco do substrato (g)

Vágua.d.s - Volume de água deslocada pelo substrato

Porosidade dos substratos

A porosidade de um substrato, expressa em percentagem (Tan 1995), foi calculada pela equação (5):

P= [(Dpartículas - Da) / Dpartículas] * 100 (5)

onde:


44

P- Porosidade

Dpartículas - Densidade de partículas

Da - Densidade aparente (g mL-1)

4. Monitorização de parâmetros

Em todos os ensaios foi feita a monitorização de parâmetros físico-químicos tais como temperatura,

pH e humidade. Contudo a determinação da Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO), só foi possível

nos ensaios em que a quantidade de água recolhida o permitiu.

Temperatura e humidade do ar

A temperatura (°C) e a humidade do ar (%) do LAAR foi determinada todos os dias úteis com os

aparelhos Weishaupt THM912 e Oh!Haus&Co. 513, respetivamente, durante os períodos

experimentais.

As temperaturas médias mensais (°C) de Braga foram obtidas através do Instituto Português do Mar e

da Atmosfera (IPMA).

pH e Temperatura

A determinação do pH e temperatura (°C) das amostras de água recolhidas dos microcosmos e

mesocosmos foi feita com um aparelho portátil, pHep® da Hanna instruments.

Carência Bioquímica e Oxigénio

A Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO) foi determinada sempre que a quantidade de água recolhida

dos microcosmos e mesoscosmos o permitiu. Foi usado o método manométrico pelo sistema

Oxitop©. Os volumes de amostra eram selecionados tendo em conta os valores espectáveis da CBO, e

os fracos de amostra de cor âmbar e 500 mL de capacidade colocados numa incubadora WTW

TS606/2, a ±20 °C, durante cinco dias. Após os cinco dias de incubação das amostras, os dados

fornecidos digitalmente no ecrã dos Oxitop© eram usados para cálculo da CBO5 (mg L-1) de acordo

com o fator de multiplicação fornecido pelo fabricante.


45

5. Monitorização do crescimento das plantas

O crescimento das plantas nos ensaios em microcosmo e mesocosmo foi monitorizado em geral,

semanalmente. Considerando a morfologia de cada espécie de planta foram utilizados dois métodos:

1. Para Rosmarinus officinalis var. prostratus ajustou-se um cordel ao caule principal das plantas, e os

seus comprimentos foram determinados pela medição do cordel com uma régua de plástico graduada

em mm. Os caules secundários foram contados e também foram medidos.

2. A determinação da área ocupada pelas plantas das espécies Armeria maritima e Sedum album foi

feita por análise de imagem de fotografias previamente obtidas dos microcosmos e mesocosmos, com

um programa de análise – software ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/download.html).

A cobertura por Armeria maritima foi determinada por delimitação da área ocupada de cada tufo e,

quando presentes, o número de flores foi também registado.

A cobertura por Sedum album foi determinada por delimitação da área ocupada por cada porção

inicialmente plantada.

6. Análise microscópica de biocenoses de eucariotas

Para a análise microscópica de biocenoses de eucariotas preparam-se suspensões com amostras de

substrato de todas as condições experimentais.

Dos ensaios em microcosmo recolheram-se 0,5 g de substrato junto a cada uma das três espécies

plantadas, de modo a obter de cada microcosmo uma amostra composta de aproximadamente 1,5 g.

Estas amostras de substrato foram suspensas em 6 ml de água purificada. As suspensões assim

obtidas foram homogeneizadas num vórtex e deixadas a repousar durante 2 a 3 dias, antes da análise

microscópica.

Dos ensaios em mesocosmo amostras de 1 g de substrato recolheram-se junto a cada uma das três

espécies plantadas, de modo a obter de cada mesocosmo uma amostra composta de

aproximadamente 3 g. Estas amostras de substrato foram suspensas em 12 mL de água purificada.

As suspensões assim obtidas foram homogeneizadas num vórtex e deixadas a repousar durante 2 a 3

dias, antes da análise microscópica.

Da cobertura verde extensiva, as amostras de substrato foram recolhidas junto às raízes de três

plantas das espécies Sedum album (Sa), Helichrysum italicum (Hi), Armeria marítima (Am), Festuca

scoparia (Fs) e de Substrato (Sub) sem plantas. No laboratório, as três subamostras de cada tipo

foram misturadas e homogeneizadas numa solução tampão fosfato-salino (PBS - phosphate buffered

https://imagej.nih.gov/ij/download.html)


46

saline; (Anexo 1)) numa concentração de 50% p/v e das amostras recolhidas nas campanhas de junho

e setembro, também se fizeram suspensões (com concentração equivalente) em água purificada

(H2Op). Da campanha de maio analisaram-se 5 amostras compostas (suspensões das amostras em

PBS) e das campanhas de julho e setembro analisaram-se 10 amostras de cada: 5 de suspensões das

amostras em PBS e 5 de suspensões das amostras em H2Op.

Preparações temporárias ou extemporâneas foram realizadas em lâminas de vidro (75x25x1mm). De

cada suspensão (amostra composta) eram feitas 3 preparações, cada qual com 50 µL, cobertas com

lamelas de 24x24mm (Fig. 6). As preparações foram então observadas ao microscópio ótico Motic

BA200, equipado com oculares de 10x e objetivas de 4x, 10x e 40x, em campo claro (cc) e em

contraste de fase (cf).

Figura 22: Preparação de amostras de substrato para análise microscópica de biocenoses

A análise microscópica das suspensões obtidas das amostras recolhidas na cobertura verde, também

foi feita em três lâminas (150 µL) por amostra composta. As amostras da campanha de maio

(suspensões em PBS) foram observadas 6 vezes, as da campanha de julho (suspensões em PBS e

H2O p) 4 vezes, e as da campanha de setembro (suspensões em PBS e H2O p), 7 vezes.

A densidade média de organismos (mL-1) de cada taxa foi estimada com base em todas as

observações realizadas para cada amostra composta das três campanhas.

A identificação dos organismos presentes recorreu à ajuda de bibliografia apropriada (Lee et al. 1985;

Madoni & Fotografico 1996; Canler et al. 2011) e sempre que possível feito registo fotográfico com a

câmara Moticam 2000, 2.0M Pixel instalada no microscópio.


47

7. Análise estatística

A análise estatística dos dados recolhidos foi realizada com recurso ao software estatístico Graphpad

Prism 6. A normalidade dos dados foi verificada através dos testes D’Agostino & Pearson, Shapiro–

Wilk e Kolmogorov-Smirnov.

A análise de variâncias (ANOVA) com dois fatores foi utilizada para detetar diferenças significativas

entre acréscimos de crescimento de cada espécie de planta, nas duas condições experimentais

(microcosmos SR e CR). Comparações múltiplas das diferenças entre médias foram avaliadas usando

o teste de Sidak.

A análise de variâncias (ANOVA) com um fator foi utilizada para comparar os valores dos diferentes

parâmetros de caracterização dos substratos, tanto nos microcosmos como nos mesocosmos.

Comparações múltiplas das diferenças entre médias foram avaliadas usando o teste de Tukey.

Para os dados de crescimento das diferentes plantas, nos microcosmos com diferentes substratos (R,

P, PLAA e PFe) utilizou-se a análise de variâncias (ANOVA) com dois fatores com teste de comparações

múltiplas de Tukey.

O nível de significância assumido em todos os testes foi de 95%.

Capítulo III

Resultados e Discussão

Capítulo III – Resultados e Discussão

51

1. Ensaios em Microcosmo – Primeiro período experimental

Ao longo do primeiro período experimental (31 de janeiro a 18 de outubro), a temperatura média do ar

no LAAR - laboratório onde foram mantidos os microcosmos (Fig. 23) foi de 23,7 ± 2,24ºC (n=122); a

temperatura mínima de 17,9 ºC foi registada em março (54º dia), e a máxima de 29,7 ºC no mês de

maio (115º dia). A humidade média do ar (%) foi de 42±7 %, com um mínimo de 28 % no mês de abril

(88.º dia) e um máximo de 68% no mês de março (dia 35).

Figura 23: Variação da temperatura (ºC) e humidade do ar (%) ao longo do período experimental, no local onde foram instalados os microcosmos.

A caracterização do substrato técnico (NeoTurf®) utilizado nos ensaios em microcosmo foi feita pela

análise de 3 amostras e evidenciou uma capacidade de absorção de água às 24 horas de 83,32 ±

7,15%, uma densidade aparente de 0,47±0,09 g mL-1, uma densidade de partículas de 0,94±0,12 g

mL-1 e uma porosidade de 50,58±4,37%.

A percentagem média de cobertura por Sedum album nos microcosmos que não foram regados

durante os primeiros 30 dias (SR) e nos microcosmos que receberam semanalmente 250 mL de água

(CR) ao longo de 264 dias (Fig.2), foi calculada pela análise de 42 registos fotográficos, obtidos

periodicamente (geralmente de 7 em 7 dias).

Nos microcosmos SR a percentagem máxima de cobertura foi de 33,70%, e a mínima de 1,23%, nos

dias 108 e 264, respetivamente.

Nos microcosmos CR a percentagem máxima de cobertura foi de 40,97% no dia 37, e a mínima de

3,70% no dia 264.


52

A análise estatística realizada não evidenciou diferenças significativas na percentagem média de

cobertura por Sedum album, nos microcosmos SR e CR, ao longo do período experimental. Apesar

disso, nos primeiros 43 dias, a percentagem de cobertura por S. album foi superior nos microcosmos

CR em relação aos SR (Fig. 24). A recuperação da vitalidade das plantas em SR foi conseguida com a

introdução de rega semanal a partir do 30.º dia. A partir desta altura a percentagem média de

cobertura tornou-se equivalente nas duas condições experimentais.

Figura 24: Percentagem de cobertura por Sedum album nos microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR), ao longo período experimental. A percentagem de cobertura foi calculada a partir da análise de

imagens digitais dos microcosmos CR e SR (n=3). As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM)

A percentagem de cobertura por Armeria maritima, nos microcosmos que não foram regados durante

os primeiros 30 dias (SR) e nos que foram regados semanalmente durante todo o período

experimental (CR), atingiu um valor máximo (31,67%) no fim do inverno (dia 43), enquanto que nos

microcosmos SR a percentagem máxima de cobertura foi de 21,30% no início de abril - 68.º dia (Fig.

25).

A análise estatística não evidenciou diferenças significativas no crescimento de A. maritima, nas duas

condições experimentais.


53

Figura 25: Percentagem de cobertura por Armeria maritima ao longo do período experimental, nos microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR). A percentagem de cobertura foi calculada a partir da análise de

imagens digitais dos microcosmos CR e SR (n=3). As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM).

A. maritima apresentou flores desde o 1.º ao 85.º dia. O número máximo de flores ao longo do

período experimental foi maior nos microcosmos SR (6 flores) do que nos CR (3 flores). Nas condições

experimentais as plantas sobreviveram cerca de 122 dias. Contudo, não se registaram diferenças

significativas no número médio de flores de A. maritima, nos microcosmos SR e CR, apesar de os

ensaios terem iniciado com um maior número médio de flores nos microcosmos SR (≈ 4).

O comprimento médio (cm) dos caules principais de Rosmarinus officinalis var. prostratus nos

microcosmos SR e CR (Fig. 26), foi máximo nos CR (32,50 cm) no dia 56, enquanto que o

comprimento máximo das plantas nos SR (21,43 cm) foi registado ao 18.º dia. Nestes últimos as

plantas sobreviveram cerca de 49 dias, enquanto que nos CR as plantas sobreviveram cerca de 85

dias. Para estas plantas registaram diferenças significativas no comprimento médio do caule principal

de R.officinalis var. prostratus a partir do dia 21, apesar das plantas em CR terem apresentado sempre

um maior comprimento do que as plantas dos SR.


54

Figura 26: Comprimento médio do caule principal de Rosmarinus officinalis var. prostratus, nos microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR) ao longo do período experimental (n=3). As barras de erro

representam o erro padrão da média (SEM).

O número médio de ramos secundários de R. officinalis var. prostratus foi máximo nos microcosmos

CR (5 ramos) enquanto que nos SR o número máximo registado foi de 3 ramos, no fim do inverno (dia

42). O comprimento médio dos ramos secundários de R. officinalis var. prostratus foi máximo nos SR

(11,53 cm) no 11.º dia e nos CR (10,90 cm), no dia 49. As plantas dos microcosmos SR sobreviveram

cerca de 49 dias, e nos microcosmos CR cerca de 85 dias. As diferenças de comprimento e número

médio dos ramos secundários não foram significativas.

A análise microscópica de suspensões de amostras dos substratos dos microcosmos SR e CR

evidenciou uma considerável percentagem de protistas, ao longo do período experimental. Em menor

percentagem, os metazoários estiveram representados por formas dos filos NEMATODA e ROTIFERA.

Nas duas condições experimentais (SR e CR) as formas foram identificadas e contabilizadas em 8

observações (dias). Em cada observação foram analisadas ao microscópio 3 lâminas por réplica (150

µL) de cada condição experimental (CR; SR). A densidade indivíduos por mL foi estimada

considerando as 8 observações (n=8) de cada triplicado. A abundância relativa (%) das formas

identificadas evidenciou a predominância de ciliados (< 50 µm) em ambas as condições experimentais

(Tabela 5.)


55

Tabela 5: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões de amostras de substrato técnico analisadas ao microscópio ótico. O número total de organismos (mL -1) foi estimado considerando os valores médios dos triplicados dos microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR)

TAXA SR CR

Ciliados (< 50µm) 87,04 88,98

Ciliados (> 50µm) 5,07 0,64

Amebas com teca 4,51 8,69

NEMATODA 2,82 1,69

ROTIFERA 0,56 -

Total de organismos mL-1 355 472

As amebas com teca que foram identificadas no substrato dos microcosmos SR eram sobretudo do

género Trinema, e os ciliados dos géneros Halteria (<50 µm) e Vorticella (>50 µm).

No substrato dos microcosmos CR foram identificados, para além dos taxa anteriormente referidos,

ciliados com <50 µm do géneros Uronema e Aspidisca e ciliados com >50 µm do género Colpoda

(Fig. 27).

Figura 27: Taxa identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substrato dos microcosmos regados semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR): Trinema, cc 400x (a); Halteria, cc 400x (b);

Vorticella, cc 400x (c); Uronema, cc 400x (d); Aspidisca, cc 400x (e); Colpoda, cc 400x (f)

Nos microcosmos regados semanalmente (CR) e nos que só não foram regados nos primeiros 30 dias

(SR), a percentagem média de cobertura por Sedum album não evidenciou diferenças significativas. As

espécies de Sedum apresentam metabolismo ácido das crassuláceas – CAM (Luckett 2009; McIntyre

& Snodgrass 2010; GRO 2011) que lhes permite utilizar a água com grande eficiência; além disso

formam “matrizes” que ajudam a evitar a evaporação de água da superfície do solo (Wolf & Lundholm


56

2008), que pode ser posteriormente utilizada pelas plantas. A ausência de rega numa fase inicial (30

dias) não mostrou ter afetado o crescimento destas plantas, o que se traduziu numa equivalente

percentagem de cobertura em ambas condições experimentais (microcosmo SR e CR).

A. marítima também não evidenciou diferenças significativas entre as duas condições experimentais.

No entanto nos microcosmos CR a percentagem de cobertura máxima (≈ 32%) foi atingida no fim do

inverno e nos SR a cobertura máxima de ≈21 % só foi atingida 25 dias depois.

Apesar de os ensaios terem iniciado com um número superior de flores nas plantas dos microcosmos

SR (≈ 4 flores), do 1º ao 85º dia (período em que as plantas exibiram flores), o seu número médio não

foi significativamente diferente entre CR e SR, mas foi superior nos microcosmos SR no período em

que não foram irrigados (Anexo 2).

A indução da floração em plantas da espécie Litchi chinensis foi bem sucedida quando as plantas

foram privadas de água e expostas a baixa temperatura (Shen et al. 2016), podendo sugerir que

quando sujeitas a stress hídrico (como em SR) as plantas possam induzir a floração.

As plantas de Rosmarinus officinalis var. prostratus apresentaram diferenças significativas no

comprimento médio do caule principal a partir do dia 21, mas o mesmo não se verificou para o

comprimento e número de ramos secundários (Anexo 3).

Estes dados sugerem que as plantas de R. officinalis var. prostratus terão deixado de crescer na

ausência de água (SR), não tendo recuperado quando começaram a ser irrigadas. O alecrim (R.

officinalis) precisará de manutenção inicial e alguma rega (pelo menos 25% de uma irrigação

adequada) para crescer convenientemente (Kokkinou et al. 2016) o que é fundamental para uma boa

performance em coberturas. O défice de irrigação antes do transplante de R. officinalis altera a sua

morfologia reduzindo a altura da planta, o diâmetro do caule, a área foliar, o peso seco total e o

comprimento da raiz (Bañon et al. 2004).

Tendo em conta que estes ensaios foram realizados em microcosmos mantidos no laboratório (LAAR)

é de assinalar que a temperatura e humidade do ar não se mostrou constante ao longo do período

experimental (Fig.23). Para isso contribuíram as obras relacionadas com o sistema ventilação que

decorreram no DB-ECUM no início deste trabalho, e que foram seguidas por vários ensaios realizados

ao novo sistema de ventilação. Além disso o LAAR possui duas janelas que não recebem uma

constante exposição solar, fazendo variar a temperatura e humidade do ar interior.

Nas referidas condições experimentais o aumento da temperatura esteve associado à diminuição da

humidade do ar, que contribuiu para o stress hídrico evidenciado sobretudo nas plantas de Armeria

maritima e Rosmarinus officinalis var. prostratus.


57

A. maritima só sobreviveu até ao fim de maio (≈ 122 dias), altura em que a temperatura atingiu mais

de 30 ºC e a humidade do ar de cerca de 30 %. Como foi mantida a mesma quantidade de água (250

ml) na irrigação semanal é provável que esta tenha sido insuficiente, quer para A. maritima quer para

R. officinalis var. prostratus.

Comparada com as espécies anteriores, a sobrevivência de S. album reforça a sua reputação como

ótima planta para implementação em coberturas, pois não necessita de grandes cuidados de

manutenção. Nestes ensaios sobreviveu a períodos com temperaturas superiores a 30 ºC e humidade

do ar inferior a 30%. Além disso estas plantas poderão ter contribuído para a taxa sobrevivência de A.

maritima e R.officinalis var. prostratuso pelo facto de Sedum formar “matrizes” que ajudam a evitar a

evaporação de água da superfície do solo (Wolf & Lundholm 2008).

Das 3 espécies estudadas nestes ensaios S. album foi a que apresentou a melhor percentagem de

cobertura (≈ 41% no CR) e melhor sobrevivência (≈ 264 dias). Em condições de stress hídrico as

plantas de A. maritima só sobreviveram menos de metade do período experimental (ca. 122 dias),

mas mantiveram flores durante 85 dias. R. officinalis var. prostratus em condições de stress hídrico

(SR) só sobreviveu durante cerca de 49 dias e mesmo com irrigação semanal (CR) teve uma taxa de

sobrevivência (ca 85 dias) inferior a A. maritima.

Contudo, estes resultados poderiam ser agravados em monocultura dado que uma mistura

diversificada de plantas é mais vantajosa, por aumentar a capacidade de sobrevivência em condições

de seca (Nagase & Dunnett 2010).

O substrato técnico (NeoTurf®) utilizado nos microcosmos CR e SR apresentou uma baixa densidade

aparente de 0,47 gmL-1, uma boa capacidade de absorção de água às 24 horas (≈ 83 %) e uma

porosidade de cerca de 51 %. Estes parâmetros evidenciam a boa capacidade do substrato para reter

e escoar água, sendo a baixa densidade aparente considerada boa para o crescimento de plantas (Tan

1995).

As biocenoses encontradas nas duas condições experimentais foram bastante semelhantes. Os

microcosmos SR e CR apresentam uma grande percentagem de protistas, sendo estes

maioritariamente ciliados de dimensão inferior a 50 µm (87% e 89% respetivamente). Nos

microcosmos SR, foram identificados ciliados e amebas com teca para além de alguns metazoários:

nematodes e rotíferos. Nos microcosmos CR, não foram encontrados rotíferos (Tabela. 5). Os

protozoários ciliados são geralmente muito abundantes no solo, com uma diversidade equivalente à

encontrada em ecossistemas aquáticos (Buscot & Varma 2005; Geisen et al. 2017). Pequenos ciliados


58

de natação livre como por exemplo, Colpidium spp. e Uronema spp. normalmente dominam sistemas

de tratamento de águas residuais por lamas ativadas (Madoni 1994).

Na rizosfera, os protozoários são geralmente responsáveis pela diminuição da biomassa microbiana

(sobretudo bactérias) influenciando, positivamente, o crescimento das plantas (Jentschke et al. 1995;

Alphei et al. 1996), enquanto que os nematodes e anelídeos apenas reduzem a biomassa microbiana

na ausência de protozoários (Jentschke et al. 1995).

2. Ensaios em Microcosmo - Segundo período experimental

Ao longo do segundo período experimental (5 de maio a 18 de outubro), a temperatura média do ar no

LAAR foi de 24,57 ± 1,94 ºC - a temperatura mínima de 21,20ºC foi registada ao 134º dia, e a

máxima de 29,70ºC, ao 20º dia. A humidade média do ar (%) foi de 44 ± 7 %, com um mínimo de 21

% ao 20º dia, e um máximo de 55% no dia 113 (Fig. 28).

Figura 28: Variação da temperatura (ºC) e da humidade do ar (%) ao longo do 2.º período experimental no Laboratório de Análises de Águas Residuais (LAAR)

A caracterização dos substratos a testar (Tabela 6) considerou os seguintes parâmetros: absorção de

água às 24 horas, densidade aparente, densidade de partículas e porosidade.


59

Tabela 6: Caracterização dos substratos com base em amostras dos três microcosmos (n=3) de cada condição experimental: substrato reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe).

R P PLAA PFe

Absorção de água às 24 horas (%)

43,4 ± 16,1 110,3 ± 14,8 122,4 ± 1,9 90,7 ± 8,2

Densidade aparente (g ml-1)

0,49 ± 0,03 0,33 ± 0,01 0,34 ± 0,02 0,40 ± 0,02

Densidade de partículas (g ml-1)

0,88 ± 0,11 0,61 ± 0,06 0,69 ± 0,12 0,95 ± 0,13

Porosidade (%)

44,0 ± 8,5 46,0 ± 6,2 48,7 ± 10,4 58,0 ± 5,6

O substrato padrão com hidróxido de alumínio (PLAA) foi o que apresentou uma maior capacidade de

absorção de água tendo apresentado densidade aparente, densidade de partículas e porosidade

semelhante à do substrato padrão (P).

A maior densidade de partículas foi apresentada pelo substrato padrão com escórias de ferro (PFe) que

também apresentou a maior porosidade.

A análise estatística efetuada (Anexo 4) não evidenciou diferenças significativas na porosidade dos

quatro substratos, contudo a capacidade de absorção de água exibida pelo substrato R foi

significativamente diferente da dos restantes substratos (p <0,01 para PFe e p <0,001 para P e PLAA).

Entre si, os substratos suplementados, PFE e PLAA também evidenciaram diferença (p<0,05) na

capacidade de absorção de água.

A densidade aparente do substrato R foi significativamente diferente das dos substratos: P (p<0,0001);

PLAA (p <0,001) e PFe (p <0,01).

Em relação à densidade aparente e à densidade de partículas, entre o substrato P e os

suplementados, apenas se registaram diferenças significativas entre P e PFe (p <0,05).

Ao longo do período experimental os microcosmos (triplicados) das quatro condições a testar foram

irrigados semanalmente com 500 mL de água da torneira (exceto no mês de agosto). A recuperação

da água dos microcosmos foi feita semanalmente, para determinação de pH, temperatura (Tabela 3) e

Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5).

O pH da água recuperada dos microcosmos variou entre 7,3 e 7,9 e a temperatura determinada nas

amostras de água recuperada entre 18,8 e 26,5 °C (Tabela 7) não se tendo registado grandes

diferenças entre os microcosmos.


60

Tabela 7: Temperatura (°C) e pH da água recuperada (mL) dos quatro microcosmos ao longo do período experimental (desvio padrão com n=14): substrato reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe).

R P PLAA PFe

Volume (ml)

266 ± 9 266 ± 14 295 ± 11 297 ± 10

pH 7,80 ± 0,02 7,48 ± 0,03 7,58 ± 0,03 7,58 ± 0,03

Temperatura (ºC)

23,7 ± 0,4 23,4 ± 0,4 23,3 ± 0,4 23,4 ± 0,4

Em todos os microcosmos foi geralmente recuperada a mesma quantidade de água (≈300 mL).

Contudo a análise estatística efetuada evidenciou diferenças significativas com p<0,0001 entre R e P e

entre P e PLAA no dia 160; entre R e PFe e entre P e PFe diferenças significativas com p<0,0001 foram

registadas no dia 12.

Os maiores volumes de água foram recuperados de todos os microcosmos ao 18° dia - cerca de 317,

343, 377 e 355 mL, respetivamente dos substratos R, P, PLAA e PFe, enquanto que volumes mínimos de

água foram recuperados, ao 40° dia do substrato R (213 mL) e no dia 160 dos substratos P, PLAA e PFe

respetivamente 117, 207 e 190 mL.

A Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recuperada dos microcosmos nunca ultrapassou,

em média, 7 mgL-1 (Fig. 29). O valor máximo foi de 14 mg L-1, nos microcosmos PFe e mínimo de 1 mg

L-1 no microcosmo R (Anexo 5).

Figura 29: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida semanalmente nos diferentes microcosmos (média ± dp mgL-1): em R e P (n=11); em PLAA (n=14) e PFe (n=15)


61

A percentagem média de cobertura por S. album nos microcosmos com os diferentes substratos R, P,

PLAA e PFe (Fig. 30) foi calculada a partir da análise de imagens digitais (n=3) obtidas por registo

fotográfico, em 21 dias do período experimental.

Figura 30: Percentagem média de cobertura por Sedum album nos microcosmos com: substrato reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe).

A percentagem de cobertura foi calculada a partir da análise de imagens digitais (n=3) obtidas ao longo do período experimental. As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM)

No 1º dia, os microcosmos R e PLAA registaram a máxima percentagem de cobertura (12,13% e

12,53%, respetivamente) mas as plantas resistiram com dificuldade até ao dia 83 em R e 139 em PLAA.

Nos microcosmos P e PFe a percentagem máxima de cobertura por S. album (15,17%, 12,93%,

respetivamente) foi atingida nos dias 27 e 4 (respetivamente), e as plantas sobreviveram até ao dia

167 (cobertura 0,20 %, 0,70%, respetivamente).

A análise microscópica de suspensões dos substratos dos microcosmos R, P, PLAA e PFe foi feita em 3

lâminas por réplica (150 µm) de cada condição experimental. A densidade média de indivíduos por

mL de cada taxa foi estimada tendo por base 13 observações de suspensões de amostras compostas

de cada substrato. A abundância relativa (%) das formas identificadas (Tabela 8) evidenciou a

predominância de ciliados.


62

Tabela 8: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões de amostras dos substratos: reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro (PFe), analisadas ao microscópio ótico.

TAXA R P PLAA PFe

Ciliados (< 50µm) 88,95 62,83 47,33 67,00 Halteria 1,35 1,39 2,61 4,18 Aspidisca 0,14 5,55 0,12 - Ciliados (> 50µm) 0,50 2,38 2,24 3,40

Colpoda - 0,30 - -

Vorticella - 1,09 0,37 -

Stlylonichia - - - 0,22

Amebas com teca 3,90 17,94 33,17 16,05 Heliozoa 0,99 0,69 0,62 -

NEMATODA - - 8,57 7,33

ROTIFERA 0,07 0,40 3,98 1,47

GASTROTRICHA 0,64 1,09 0,99 0,24

PLATHELMINTHES 0,57 0,40 - 0,12

Total de organismos mL-1 1442 1009 805 920

Da considerável percentagem de protistas observados nas amostras analisadas ao longo do período

experimental é de assinalar a maior abundância relativa das amebas com teca, no substrato PLAA.

Contudo nos substratos P e PFe, a abundância relativa das amebas com teca também foi considerável

(≈18 e 16%, respetivamente), sobretudo em comparação com o substrato R (≈4%). Em menor

percentagem, os metazoários estiveram representados por formas dos filos ROTIFERA e

GASTROTRICHA em todos os substratos, e o filo NEMATODA nos substratos PLAA e PFe (Fig. 31). As

amebas com teca identificadas no substrato dos microcosmos eram essencialmente do género

Trinema, e estavam também presentes formas de heliozoários.

Figura 31: Taxa identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substrato dos microcosmos: reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato

padrão com 10% de escórias de ferro (PFe): Heliozoa, cc 400x (a); ROTIFERA, cc 400x (b); NEMATODA, cc 100x (c);

A percentagem média de cobertura por S. album nos substratos: reciclado (R), padrão (P), padrão com

2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e padrão com 10% de escórias de ferro (PFe) foi geralmente bastante

baixa, apesar de todos apresentarem uma baixa densidade aparente, considerada adequada para o


63

crescimento de plantas (Tan 1995). A colonização dos microcosmos pelas plantas poderá ter sido

dificultada pela baixa percentagem média de cobertura no início dos ensaios (12,1±1,30 %; n=12).

Contudo nos substratos P e PFe observou-se um aumento inicial da percentagem de cobertura, mais

evidente no substrato P (15,2% ao 27º dia) do que no substrato PFe (12,9% ao 4.º dia). Este ensaio foi

mantido durante 167 dias, mas os substratos R e PLAA nunca apresentaram percentagens de cobertura

superiores às iniciais. Nestes, as percentagens de cobertura diminuíram até cerca de 10% do valor

inicial no dia 48 (substrato PLAA) e 55 (substratos R). Tendo em conta que o substrato reciclado (R) é

composto por escórias de fundição de aço e refratários usados na indústria metalúrgica, e que o

substrato PLAA contém 2% de hidróxido de alumínio, a contínua perda de cobertura por S. album poderá

ser explicada pelo facto de o alumínio, em certas concentrações, poder limitar o desenvolvimento e

crescimento das plantas. O alumínio interfere com a divisão celular das raízes (Kopittke et al. 2015;

Panda & Baluška 2015), aumenta a rigidez da parede celular das células vegetais, reduz a replicação

do DNA, interfere com várias enzimas, modifica a estrutura e função das membranas plasmáticas

podendo reduzir a absorção da água e nutrientes (Mossor-Pietraszewska 2001).

Os substratos P, PLAA e PFe apresentaram uma elevada capacidade de absorção de água (ca 100%),

enquanto que no substrato R esta capacidade foi inferior (≈ 43%). Se bem que a elevada capacidade

para reter água por parte dos substratos P, PLAA e PFe possa ser útil em coberturas verdes para atenuar o

fluxo de águas pluviais, mitigando as cheias em áreas urbanas, a sua elevada capacidade de absorção

de água pode tornar as coberturas demasiado pesadas, e levar à morte das plantas por asfixia das

raízes.

O volume de água recuperada dos microcosmos R, P, PLAA e PFe foi em média de cerca de 280 mL o

que significa os microcosmos permaneceram semanalmente com cerca de 44% da água introduzida.

Estes volumes foram necessários para a determinação da CBO5, mas poderão ter sido exagerados

tendo em conta as caraterísticas desta planta (CAM).

A Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recuperada de cada microcosmo foi sempre muito

baixa (< 7 mgL-1), o que traduz a pobreza orgânica dos substratos. Esta baixa carga orgânica está com

certeza associada a uma fraca colonização destes substratos por microrganismos.

As biocenoses encontradas nos diferentes microcosmos foram bastante idênticas. Apesar dos

organismos melhor representados em todos os substratos terem sido os ciliados de menores

dimensões (<50 µm), a sua abundância relativa foi superior no substrato R (≈89%). Nos substratos P e

PFe a sua abundância relativa foi superior a 60%, mas no PLAA só foram observados cerca de metade


64

(47%) dos microciliados contabilizados em R (Tabela 8). Os ciliados de dimensão superior a 50 µm,

nunca apresentaram abundâncias relativas superiores a 3,4%, tendo estado menos representados

(0,5%) em R.

As amebas com teca apresentaram-se com uma abundância relativa de ≈33% no substrato PLAA, cerca

do dobro das amebas com teca presentes nos substratos P e PFe (18 e 16% respetivamente) e cerca de

10 vezes mais do que as contabilizadas em R.

Uma elevada abundância de amebas com teca está associada a baixos valores de amónia, altas

concentrações de oxigénio dissolvido e baixa carga orgânica (Madoni 1994; Madoni 2004). As amebas

auxiliam na renovação e controlo das comunidades bacterianas (Bonkowski 2004).

Dos metazoários observados nas diferentes amostras, os nematodes foram apenas observados nas

amostras dos substratos P suplementados (PLAA ≈ 9% e PFe ≈7%). Rotíferos, gastótricos e platelmintes

foram observados em quase todas as amostras de todos os substratos testados, com abundâncias

relativas geralmente inferiores a 1%. Contudo nas amostras do PLAA a abundância relativa de rotíferos

foi superior às abundâncias relativas destes organismos nas amostras P (≈ 10x) e nas amostras PFe (≈

3x).

Os metazoários são organismos que para além de bacteriófagos (Madoni 1994; Bonkowski 2004)

também se alimentam de protistas (Geisen et al. 2017), o que pode justificar a sua maior abundância

nas amostras com menor número de ciliados.

3. Ensaios em Mesocosmo

Os ensaios em mesocosmo decorreram de 31 de janeiro a 11 de outubro (254 dias), num terraço ao

nível de um primeiro andar, em Gualtar. Segundo o Instituto Português do Mar e da Atmosfera (IPMA),

durante o referido período na região de Braga, as temperaturas mínimas mensais (ºC) variaram entre

5 e 14 ºC, e as temperaturas máximas mensais entre 16 e 29 ºC (Fig.32).


65

Figura 32: Variação das temperaturas mensais máximas e mínimas (ºC), na região de Braga ao longo do período experimental (IPMA – https://www.ipma.pt).

De acordo com os dados disponíveis no IPMA, a precipitação total entre os meses de maio e setembro

variou, entre 8 e 170 mm (Fig. 33).

Figura 33: Variação da precipitação total mensal (mm) na região de Braga, entre maio e setembro de 2017 (IPMA – https://www.ipma.pt).

A caracterização dos substratos a testar considerou os seguintes parâmetros (Tabela 9): absorção de

água às 24 horas, densidade aparente, densidade de partículas e porosidade.

https://www.ipma.pt/

https://www.ipma.pt/


66

Tabela 9: Caracterização dos substratos com base em amostras dos três microcosmos de cada condição experimental: substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R), substrato Padrão (P), e argila expandida (Leca®) utilizada na camada de drenagem (n=3).

T R P Leca®

Absorção de água às 24 horas (%)

83,32 ± 7,15 41,36 ± 3,15 102,3 ± 3,13 29,82±1,66

Densidade aparente (g ml-1)

0,47 ± 0,09 0,47± 0,07 0,32 ± 0,05 0,30 ± 0,03

Densidade de partículas (g ml-1)

0,94 ± 0,11 0,78 ± 0,07 0,61 ± 0,05 0,76 ± 0,08

Porosidade (%)

50,33 ± 4,51 38,67 ± 10,97 47,47 ± 8,51 60,67 ± 6,03

A análise estatística efetuada (ANOVA com um fator, e teste de comparações múltiplas de Tukey –

(Anexo 6) evidenciou uma maior diferença na capacidade de absorção de água entre T e R e T e

Leca® (p<0,0001) do que entre T e P (p<0,01). O substrato P foi o que apresentou maior capacidade

de absorção de água (ca 100%).

Quanto à porosidade, com valores máximos para Leca®, as diferenças encontradas só foram

significativas em relação a R (p<0,05).

Ao longo do período experimental os mesocosmos das 3 condições a testar ficaram sujeitos às

condições ambientais do local. A recuperação da água dos mesocosmos foi realizada sempre que se

apresentavam encharcados com água da chuva. A água recuperada foi analisada para a determinação

do pH (Tabela 10) e Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5).

Tabela 10: pH da água recuperada (mL) dos três mesocosmos de cada condição experimental: substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P); n=7

T R P

Volume (ml)

678,3 ± 351,1 1084 ± 855,1 4499 ± 2152

pH 7,24 ± 0,24 7,61 ± 0,19 7,49 ± 0,48

A recuperação de água dos diferentes substratos foi máxima em P e R no fim de março, 56° dia

(respetivamente 7340 e 2970 mL) e em T ao 11° dia – início de fevereiro (1258 mL).

A menor quantidade de água recuperada foi registada em todos os microcosmos ao 8° dia: cerca de

310, 380 e 680 mL, respetivamente em T, R e P.

O pH da água recuperada dos mesocosmos variou entre 6,98 e 7,90.


67

A Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recuperada dos microcosmos (Anexo 7) nunca

ultrapassou, em média, 13 mg L-1 (Fig. 34). O valor máximo foi 25 mg L-1, no mesocosmo P e mínimo

(2 mg L-1) no mesocosmo T.

Figura 34: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) de amostras de água recolhida nos diferentes mesocosmos: substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P). As barras de erro representam o desvio padrão (dp) da média

das amostras analisadas - T, n=5; R e P, n=6.

A percentagem média de cobertura por Sedum album nos mesocosmos com os substratos, T, R e P,

recorreu a 32 registos fotográficos obtidos ao longo de 254 dias (Fig. 35).


68

Figura 35: Percentagem de cobertura por Sedum album nos mesocosmos com substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P), ao longo período experimental. A percentagem de cobertura foi calculada a partir da análise de

imagens digitais de 32 registos fotográficos

A percentagem máxima de cobertura dos mesoscosmos por S. album foi de aproximadamente 33, 32

e 26 %, respetivamente em T, P e R, nos dias 99, 81 e 64.

A percentagem mínima de cobertura foi de 11% em T e P e 10% em R, nos dias 17, 254 e 1,

respetivamente.

Cada planta de A. maritima atingiu um valor máximo de cobertura dos mesocosmos de apenas cerca

de 5%, no dia 64, em P e T, e no dia 135 em R (Fig. 36). As plantas sobreviveram cerca de 135 dias.

As diferenças de crescimento destas plantas nos três substratos testados, não foram significativas.


69

Figura 36: Percentagem de cobertura por Armeria maritima nos mesocosmos com substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P), ao longo período experimental.As barras de erro representam o erro padrão da média

(SEM).

Nos mesocosmos T e R, A. maritima apresentou flores desde o 1.º ao 113.º dia (Anexo 8), enquanto

que no mesocosmo P só apresentou flores a partir do dia 38 (fim do inverno). O número máximo de

flores ao longo do período experimental foi superior nos mesocosmos T (26 flores) do que nos R (18

flores) e P (16 flores). As plantas sobreviveram cerca de 135 dias, tendo aparecido flores até ao dia

113.

O comprimento médio (cm) dos caules principais de Rosmarinus officinalis var. prostratus nos

mesocosmos, ao longo do período experimental (Fig.37), foi máximo nos mesocosmos T (≈34 cm) no

dia 113 no mesocosmo R (≈35 cm) e no mesocosmo P (≈31 cm) no dia 164.


70

Figura 37: Comprimento médio (cm) do caule principal de Rosmarinus officinalis var. prostratus, nos mesocosmos com substrato Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P), ao longo período experimental. nos mesocosmos As

barras de erro representam o erro padrão da média (SEM).

O número médio de ramos secundários de Rosmarinus officinalis var. prostratus nos mesocosmos T,

R e P foi máximo a parir do dia 142. Em T e P o número máximo de ramos secundários foi de 12,

enquanto que em R foi de 9.

Estes ramos apresentaram comprimentos máximos de aproximadamente, 13, 15 e 16 cm em T, R e P

respetivamente nos dias 9, 113 e 172 (Anexo 8)

Em T as plantas sobreviveram cerca de 142 dias, enquanto que em R e P sobreviveram cerca de 179

dias.

A análise microscópica de suspensões dos substratos dos mesocosmos T, R e P demonstrou uma

considerável percentagem de protistas.

Em menor percentagem, os metazoários estiveram representados por formas dos filos ROTIFERA e

NEMATODA em todos os mesocosmos, e por formas do filo ANNELIDA em P. Em cada observação

foram analisadas ao microscópio 3 lâminas por réplica (150 µL) de cada condição experimental (T, R

e P). A densidade média de indivíduos por mL de cada taxa foi estimada com base em 14 observações

de cada condição experimental. A abundância relativa (%) das formas identificadas evidenciou a

predominância de ciliados (Tabela 11).


71

Tabela 11: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões de amostras dos substratos Técnico (T), substrato Reciclado (R) e substrato Padrão (P) analisadas ao microscópio ótico

TAXA T R P

Ciliados (< 50µm) 71,01 68,87 51,43

Halteria 12,46 15,56 11,07

Aspidisca 0,58 3,11 1,07

Ciliados (> 50µm) 3,19 3,89 5,36

Colpoda 0,87 0,78 1,43

Vorticella 0,29 0,39 2,86

Stlylonichia - - 0,36

Amebas com teca 9,28 6,23 22,50

Heliozoa - 0,39 -

NEMATODA 1,45 0,39 2,86

ROTIFERA 0,29 0,39 0,71

GASTROTRICHA 0,58 - -

ANNELLIDA 0,36

Total de organismos mL-1 347 257 280

Entre os ciliados com menos de 50 µm e com mais de 50 µm, foram identificadas formas dos

géneros Halteria (com maior frequência), e Vorticella, respetivamente. No substrato P foram

identificados, para além dos taxa anteriormente referidos, formas do filo ANNELIDA (Fig. 38), com

fraca abundância relativa

Figura 38: Taxa identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substrato dos mesocosmos com substrato: Técnico (T), Reciclado (R) e Padrão (P). Halteria, cc 400x (a); Vorticella, cc 400x (b);

ANNELIDA, Aelosoma, cc 100x (c)

Dos diferentes substratos testados T e P apresentaram uma elevada capacidade de absorção de água

(ca 83 e 100%, respetivamente) enquanto que a de R foi de cerca de metade (ca 41%). A argila

expandida (Leca®), utilizada sobretudo na camada de drenagem apresentou uma capacidade de

absorção de água de apenas 28%, associada a uma porosidade bastante elevada (ca 61%).

Comparativamente o substrato de T também apresentou uma elevada porosidade (ca 50%) e R e P

apresentaram valores um pouco mais baixos. A baixa densidade aparente exibida por todos os

substratos permite-nos classifica-los como adequados para o crescimento de plantas (Tan 1995).


72

A recuperação de água dos mesocosmos T, R e P variou naturalmente em função da pluviosidade. Só

foi possível recuperar água durante os primeiros 102 dias, uma vez que a partir dai a precipitação foi

mínima (Fig. 33). Em média a recuperação de água dos mesocosmos foi superior em P (ca 4500 mL),

4,5 x inferior em R (ca 1000 mL) e aproximadamente 7x menos em T (ca 680 mL).

A cobertura dos mesocosmos por S. album variou entre cerca de 10-30% em todos os substratos ao

longo do período experimental. Contudo no substrato R a percentagem de cobertura máxima foi a

menor (≈26%).

S. album é uma espécie que se sobrevive bem em diferentes tipos de substratos, tendo sido a única

das espécies testadas a “aguentar” todo o período experimental (254 dias). As plantas de Sedum spp.

formam “matrizes” que ajudam a evitar a evaporação de água da superfície do solo (Wolf & Lundholm

2008) e têm metabolismo CAM – características que tornam estas plantas muito resistentes a

períodos de seca (Luckett 2009; McIntyre & Snodgrass 2010).

Armeria maritima também não apresentou percentagens de cobertura muito diferentes nos três tipos

de substrato. As plantas só resistiram até ao dia135, mas na verdade só se registou aumento da

percentagem de cobertura até ao dia 64. Um aumento do número de flores em todos os mesocosmos

foi registado a partir do dia 49 (Anexo 9) que coincidiu com o início da primavera, período de floração

desta espécie (SPB 2014).

Rosmarinus officinalis var. prostratus cresceu de forma muito semelhante em todos os substratos -

nos substratos R e P sobreviveram cerca de 179 dias enquanto que em T só sobreviveram até ao

início do verão (142 dias).

A morte das plantas foi com certeza devida às condições de seca que se registaram por todo o país e

nomeadamente na região de Braga, sobretudo a partir de maio. Este período foi classificado pelo IPMA

como extremamente quente e seco - as temperaturas foram cerca de 2,4 °C superiores ao normal e a

precipitação cerca de 40 % inferior ao normal. A conjugação e persistência de valores de temperatura

muito acima do normal e valores de precipitação muito inferiores ao normal fez com que ocorressem

elevados valores de evapotranspiração e consideráveis défices de humidade do solo (IPMA 2017).

As biocenoses de eucariotas observadas nos diferentes substratos apresentaram valores de

diversidade e abundância relativa semelhantes (Tabela 11).

Os ciliados foram os organismos melhor representados em todas as condições experimentais, se bem

que no substrato padrão (P) apresentaram a mais baixa abundância relativa. Contudo neste último

substrato (P) a percentagem de amebas com teca foi a mais elevada (ca 23%), bem como os ciliados


73

de dimensão superior a 50 µm. Foi neste substrato que se determinou a mais elevada carga orgânica

(valor médio de 12,8 mg L-1; valor máximo 25,0 mg L-1), apesar de ainda ser bastante baixa.

Comparativamente com R e T este foi o substrato que se apresentou mais rico em matéria orgânica, o

que poderá justificar as diferenças na abundância relativa, sobretudo de amebas. As amebas com teca

são normalmente mais abundantes em presença de baixos valores de amónia, altas concentrações de

oxigénio dissolvido, baixa carga orgânica (Madoni 2004).

A elevada percentagem de protozoários ciliados em relação aos restantes organismos está de acordo

com o que geralmente se observa quer em ecossistemas aquáticos quer no solo (Madoni 2004;

Geisen et al. 2017).

Os metazoários melhor representados nas diferentes amostras, sobretudo em T e P foram os

nematodes, frequentemente considerados bacteriófagos (Bonkowski 2004; Madoni 2004) ou

fitoparasita (Rehman et al. 2016).

De todas as condições experimentais o substrato reciclado (R) foi o que apresentou menor número de

organismos e de carga orgânica (Figura 12), contudo o crescimento das plantas foi equivalente em

todas as condições experimentais.

4. Estudo caso - cobertura extensiva

Na cobertura verde monitorizada neste estudo, as amostras de substrato foram recolhidas junto às

raízes de três plantas das espécies Sedum album (Sa), Helichrysum italicum (Hi), Armeria maritima

(Am), Festuca scoparia (Fs) e de substrato (sub) sem plantas. Realizaram-se três campanhas de

amostragem: 29 de maio, 3 de julho e 11 de setembro de 2017.

Nas suspensões das amostras recolhidas nesta cobertura a analise microscopia revelou a constante

presença (com maior ou menor densidade) de bactérias (algumas de dimensões consideraveis),

flagelados (quer microflagelados, quer euglenóides), diatomáceas, clorófitas e diversos quistos

(Fig.39).

Figura 39: Bactérias (a), flagelados euglenóides (b) e diatomáceas (c) observadas em microscopia ótica de campo claro (cc, 400x) nas suspensões de amostras de substrato da cobertura verde extensiva:


74

A análise microscópica de suspensões do substrato recolhido junto às raízes de Sedum album (Sa)

evidenciou uma considerável percentagem de protistas (Tabela 12). Em menor percentagem, os

metazoários estiveram representados sobretudo por formas dos filos NEMATODA e ROTIFERA.

Tabela 12: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões (em tampão fosfato salino, PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido junto às raízes de três plantas da espécie Sedum album (Sa), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e contraste de fase - cf).

PBS H2Op TAXA maio julho setembro julho setembro

Ciliados (<50µm) 40,00 41,11 7,91 19,19 26,03 Halteria - - - 21,91 37,78 Aspidisca 1,36 14,23 8,45 9,29 2,43 Ciliados (>50µm) 24,66 1,28 7,73 0,24 0,21 Colpoda 12,82 8,30 22,48 8,93 0,85 Vorticella - 2,47 0,18 2,72 0,11 Stlylonichia 4,66 0,49 - 0,12 - Litonotus - - - - 0,32 Amebas com teca 11,46 11,76 33,81 15,15 23,92 Amebas nuas - 6,23 15,65 - - Heliozoa 0,19 - - 0,21

NEMATODA 4,85 0,49 3,06 - 1,90

ROTIFERA - 13,64 - 20,58 2,65

GASTROTRICHA - - - 1,87 3,49 PLATYHELMINTHES - - - - 0,11

Total de organismos mL-1 515 1012 556 1657 945

Entre as amebas com teca foram identificadas com bastante frequência formas do género Difflugia

(Fig. 40). Dos ciliados, o género Colpoda (>50 µm) foi identificado em todas as amostras Sa.

Organismos do género Halteria (<50 µm) só foram identificados nas suspensões das amostras em

H2Op.

Figura 40: Taxa identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substratos da cobertura extensiva: Difflugia, cc 400x (a); amebas nuas, cc 400x (b); Halteria, cc 400x (c).

As suspensões de substrato de Helichrysum italicum (Hi) também revelaram uma considerável

percentagem de protistas (Tabela 13), sobretudo de ciliados e amebas com teca.


75

Tabela 13: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões (em tampão fosfato salino, PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido junto às raízes de três plantas da espécie Helichrysum italicum (Hi), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e contraste de fase - cf).

PBS H2Op TAXA maio julho setembro julho setembro

Ciliados (<50µm) 31,71 51,33 18,55 24,44 69,46 Halteria - - 2,52 11,01 3,13 Aspidisca 0,41 4,92 19,18 0,90 9,26 Ciliados (>50µm) 26,83 1,80 0,31 4,30 0,13 Colpoda - 13,83 5,03 12,53 2,13 Vorticella 0,81 2,84 1,26 22,29 - Stlylonichia 4,07 - - - - Spathidium - - 0,31 10,74 - Amebas com teca 26,42 15,72 44,34 9,58 9,39 Amebas nuas - 4,17 5,35 2,24 1,38 Heliozoa - 1,23 0,31 - -

NEMATODA 9,76 3.69 2,83 1,07 -

ROTIFERA - 0,47 - - 5,13

Total de organismos mL-1 246 1056 318 1117 799

As amebas com teca estiveram representadas pelos géneros Difflugia e Trinema mais abundantes nas

suspensões realizadas em PBS. Os ciliados identificados como Aspidisca e Vorticella estiveram

presentes em quase todas as amostras. Em julho a abundância de Vorticella foi considerável nas

suspensões das amostras em água enquanto que Aspidisca foi sobretudo abundante em setembro,

nas suspensões das amostras em PBS (Fig. 41). O género Spathidium foi identificado pela primeira

vez com uma abundancia relativa de cerca de 11%, nas suspensões em água das amostras Hi da

campanha de julho

Figura 41: Protistas identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substrato da cobertura extensiva: Aspidisca, cc 400x (a); Trinema, cc 400x (b) Vorticella cc 400x (c).

As formas identificadas nas amostras Sa e Hi também foram observadas nas suspensões das

amostras recolhidas na rizosfera de Armeria maritima – Am - (Tabela 14). As amebas com teca

estiveram muito bem representadas em todas as amostras (≈9-32%).


76

Tabela 14: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões (em tampão fosfato salino,

PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido junto às raízes de três plantas da espécie Armeria maritima (Am), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e contraste de fase - cf).

PBS H2O p maio julho setembro julho setembro

Ciliados (<50µm) 58,37 18,23 22,93 28,83 29,21 Halteria - - - - 2,72 Colpoda 5,26 - 1,27 7,66 0,25 Ciliados (>50µm) 4,31 33,50 14,97 38,51 7,67 Amebas com teca 15,79 30,54 54,78 8,47 31,93 Aspidisca 3,83 4,93 0,96 1,41 20,79

Vorticella 1,44 3,94 0,64 - 2,48

Litonotus - - - - 0,25

NEMATODA 11,00 8,87 3,50 1,01 0,25

GASTROTRICHA - - - 14,11 0,99

PLATYHELMINTHES - - - - 3,47

Total organismos mL-1 209 203 313 496 404

Menos abundantes, os metazoários estiveram representados sobretudo por formas do filo NEMATODA

em todas as amostragens; nas suspensões das amostras de substrato em H2Op identificaram-se

organismos do filo GASTROTRICHA (Fig. 42), nas campanhas julho e setembro.

Figura 42: Taxa identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substrato da cobertura extensiva: GASTROTRICHA, cc 400x (a); Aspidisca, cc 400x (b); NEMATODA cc 100x (c)

Relativamente às suspensões do substrato das raízes de Festuca scoparia (Fs) foi nas suspensões em

água purificada (H2O p) que se contabilizou maior quantidade de ciliados de dimensão inferior a 50µm

(Tabela 15). Amebas com teca foram observadas em amostras de todas as campanhas.


77

Tabela 15: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões (em tampão fosfato salino, PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido junto às raízes de três plantas de Festuca scoparia (Fs), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e contraste de fase - cf).

PBS H2O p maio julho setembro julho setembro

Ciliados (<50µm) 35,67 17,23 41,25 75,38 79,72 Halteria - - - 1,69 1,93 Aspidisca 8,00 39,05 11,42 5,40 4,23 Ciliados (>50µm) 8,67 20,83 22,28 0,84 1,38 Colpoda - - 8,84 3,54 - Vorticella 4,33 0,92 - - 0,14 Stlylonichia 2,33 0,31 7,00 0,34 - Litonotus - - 0,37 - - Spirostomum - 0,38 - - - Amebas com teca 27,33 9,49 7,73 11,13 5,76 Amebas nuas 10,33 9,04 - - 4,28 Heliozoa - - 0,18 - 0,41

NEMATODA 3,33 2,76 0,92 1,69 1,79



Os géneros Trinema (amebas com teca) e Aspidisca (ciliados <50µm) foram identificados em todas as

amostras Fc. (Fig. 43).

Figura 43: Organismos identificados em microscopia ótica de campo claro (cc) nas suspensões de amostras de substrato da cobertura extensiva: Aspidisca, cc, 400x (a; b); Trinema, cc 400x (c).

As suspensões do substrato (sub) não foram muito diferentes das anteriores. A destacar a presença as

amebas com teca em todas as amostras, sobretudo em setembro (cerca de 30%). Como nos casos

anteriores, os metazoários estiveram representados (em menor percentagem) por formas dos filos

NEMATODA em todas as amostras. No mês setembro também foram observados metazoários do filo

PLATYHELMINTHES (Tabela.16).


78

Tabela 16: Diversidade e abundância relativa (%) dos organismos identificados nas suspensões (em tampão fosfato salino, PBS e água purificada, H2Op) de amostras de substrato recolhido na cobertura extensiva num local sem qualquer espécie de planta, (sub), por análise ao microscópio ótico (campo claro - cc; e contraste de fase - cf).

PBS H2O p TAXA Maio Julho Setembro Julho Setembro

Ciliados (<50µm) 84,40 17,23 40,27 49,34 22,85 Halteria - - - 12,11 9,74 Aspidisca 0,18 39,05 8,47 6,39 0,37 Microciliados (>50µm) 8,51 20,83 4,42 2,64 4,12 Colpoda - - 1,77 0,44 16,85 Vorticella - 0,92 - - - Stlylonichia 0,71 0,31 - 0,44 - Litonotus - - - - 0,75 Spirostomum - 0,38 - - - Amebas com teca 4,96 9,49 34,07 23,57 29,96 Amebas nuas - 9,04 7,08 2,86 2,62 Heliozoa - - - 1,10 2,25

NEMATODA 1,24 2,76 3,98 1,10 3,37



Globalmente não se registaram diferenças significativas na densidade de organismos estimada nas

diferentes campanhas (Fig. 44 a) nem nas diferentes rizosferas (Fig. 44b). Como também não se

registaram diferenças significativas entre as suspensões de amostras em PBS ou água, poderá não ser

necessário utilizar PBS.

Figura 44: Densidade de organismos (mL-1) identificados nas suspensões, de amostras de substrato em PBS e H2Op referentes às diferentes campanhas de amostragem (a), e às rizosferas das espécies Sedum album - Sa; Helichrysum

italicum (Hi), Armeria maritima (Am), Festuca scoparia (Fs) e substrato (sub) (b). As barras de erro representam o desvio padrão (dp) da média das amostras analisadas (n=5)

Contudo, constatou-se maior tendência para o aparecimento de metazoários nas suspensões feitas em

água.


79

A diversidade de organismos nas amostras de substrato das diferentes rizosferas foi considerável, mas

atendendo ao reduzido número de amostras analisadas, ainda não é possível associar a presença de

formas específicas a determinada rizosfera. Contudo o aparecimento esporádico de certos géneros de

ciliados de dimensão superior a 50 µm, bem como de certos metazoários (formas mais facilmente

identificadas) sugere que essa especificidade possa realmente existir.

Capítulo IV

Conclusão e

Considerações finais

83

Conclusão e Considerações finais

As plantas estudadas nos ensaios realizados em microcosmo e mesocosmo são vulgarmente utilizadas

em coberturas verdes: Sedum album, Armeria maritima e Rosmarinus officinalis var. prostratus. A

primeira, quando comparada com as outras duas apresentou sempre uma maior percentagem de

cobertura da superfície disponível e sobreviveu sempre durante mais tempo. Esta planta é muito

resistente, podendo ser utilizada em coberturas extensivas sem grande necessidade de manutenção e

de água. Os resultados obtidos nos ensaios realizados em microcosmo corroboraram que a ausência

de irrigação durante pelo menos um mês, não afetou o crescimento desta Crassulácea.

Num estudo também realizado em microcosmos plantados com 14 diferentes espécies de 4 diferentes

formas de crescimento (suculentas, dicotiledóneas herbáceas, gramíneas e arbustos lenhosos), só as

suculentas (que incluíam 3 diferentes espécies de Sedum) sobreviveram a um período seco de dois

meses (Wolf & Lundholm 2008). Num total de 12 plantas de 3 grupos funcionais (suculentas,

gramíneas e herbáceas) três de quatro diferentes espécies de Sedum sobreviveram 100% após 3

semanas sem água, em diferentes condições experimentais testadas em estufa: em monocultura, em

grupos de três espécies do mesmo grupo funcional (suculentas), e quando misturadas com mais 8

espécies de outros grupos funcionais (Nagase & Dunnett 2010). No nosso estudo realizado em

mesocosmo para testar a performance das plantas em 3 substratos diferentes, Sedum album

sobreviveu mais de 8 meses com percentagens de cobertura nos três tipos de substrato muito

semelhantes (26-30%). Além disso, durante este período as plantas sobreviveram a um período de

seca de cerca de 6 meses (maio-outubro, 2017).

Nos ensaios em microcosmo, o crescimento das plantas de Armeria maritima atrasou com a falta de

água em relação às plantadas nos microcosmos que receberam água. Tanto em microcosmo como

em mesocosmo A. maritima só sobreviveu menos de metade do período experimental. Contudo, em

ambos os ensaios, as plantas de A. maritima apresentaram flores durante o normal período de

floração (fevereiro – abril, (SPB 2014)), o que sugere que nem a falta de rega nem o tipo de substrato

afetou a floração desta espécie. Deste modo, apresenta-se como uma planta adequada para

coberturas verdes em locais com alguma humidade atmosférica, se não estiverem previstos custos

com irrigação. Mas a utilização de herbáceas em coberturas verdes deve geralmente considerar uma

certa irrigação para melhorar a qualidade visual da vegetação (Nagase & Dunnett 2010).

Rosmarinus officinalis var. prostratus (alecrim) não sobreviveu mais do que 2 meses em microcosmo,

mas em mesocosmo sobreviveu durante cerca de 5 meses. Nos microcosmos a sobrevivência do

alecrim foi ligeiramente superior naqueles que receberam rega semanal (corroborando os resultados

Capítulo IV – Conclusão e Considerações finais

84

de Kokkinou et al 2016). A superior sobrevivência nos mesocosmos poderá ter sido devida não só à

esporádica precipitação, mas também ao facto de nestes, o substrato ser mais profundo. São muitos

os trabalhos que referem que o crescimento e sobrevivência das plantas melhora com o aumento da

profundidade do substrato (Peck & Kuhn 2003; Nektarios et al. 2011).

Além disso, vários estudos sugerem que uma mistura de diferentes plantas é mais vantajosa do que

uma monocultura não só em termos de sobrevivência como de qualidade visual das coberturas em

períodos de seca, de acordo com a teoria ecológica que sugere que, vegetação rica em diversidade de

espécies pode ser mais resistente e resiliente a severo stress ambiental (Nagase & Dunnett, 2011).

Nos substratos P (padrão) e PFe (P suplementado com 10% de escórias de ferro) estudados em

microcosmo foi onde se observou um pequeno aumento inicial da percentagem de cobertura por S.

album mais evidente no substrato P. Mesmo assim, os nossos resultados parecem indicar que P, sem

e com suplemento de ferro (PFe) se mostrou mais adequado do que R e PLAA. Estes últimos

apresentaram uma perda rápida de cobertura provavelmente devida à toxicidade do alumínio (Mossor-

Pietraszewska 2001; Panda & Baluška 2015). Será conveniente a reavaliação destes ensaios, dado

que a quantidade inicial de S. album plantado nos microcosmos terá sido insuficiente e com certeza

dificultou a colonização do substrato e a avaliação da sua capacidade de cobertura.

Nos três substratos utilizados nos mesocosmos (T, R e P) as três espécies de plantas apresentaram

crescimento muito semelhante. O substrato T (Neoturf®), já utlizado em coberturas, apresentou

resultados que confirmam a sua boa qualidade para crescimento/manutenção de plantas em

coberturas verdes ou ajardinadas: tem uma boa capacidade para reter água, porosidade e densidade

aparente adequada, e nele o crescimento das espécies foi evidente, principalmente o de Sedum

album.

O substrato R, com escórias de metalurgia, também pode ser uma boa opção para utilização em

coberturas verdes. O crescimento das plantas não foi muito diferente do registado nos outros

substratos, nomeadamente no substrato padrão (P) considerado controlo (Pinto et al. 2017). Sendo

um substrato constituído por resíduos industriais tem a mais valia de permitir a sua reutilização

aumentando os benefícios ambientais das coberturas.

A densidade das biocenoses observadas em suspensões de amostras dos substratos mostrou que os

protistas são os organismos mais comuns nestes substratos, tal como acontece em ecossistemas

aquáticos e no solo (Buscot & Varma 2005; Geisen et al. 2017). Os ciliados e amebas com teca

apresentaram sempre abundância superior à de outros protistas e à de metazoários.

85

Contudo, no caso da cobertura extensiva monitorizada in situ, apesar da superior abundância de

ciliados e amebas, a diversidade de formas foi superior à encontrada nos substratos testados em

microcosmo e mesocosmo. Este facto sugere que a diversidade de plantas na cobertura poderá

contribuir para o enriquecimento das biocenoses rizosféricas (Bonkowski 2004), e assim conduzir à

estabilização do ecossistema “cobertura verde”. Além disso a ação sinérgica dos microrganismos da

rizosfera, que conduzem a uma maior disponibilidade de compostos hidrofóbicos, e das plantas, que

podem remover e/ou degradar esses compostos, pode superar muitas limitações e fornecer uma base

útil para melhorar a remediação de ambientes contaminados (Chaudhry et al. 2005).

Tendo em conta o papel relevante das biocenoses rizosféricas neste tipo de ecossistemas, o seu

estudo poderá permitir reconhecer entre os seus microrganismos eucariotas (identificáveis por análise

microscópica) formas com potencialidade para funcionarem como bioindicadores da qualidade das

coberturas verdes.

Perspetivando a utilidade de tal ferramenta analítica, a composição do substrato poderá ser projetada

para atender a requisitos específicos. O desenvolvimento de organismos desejáveis por melhorarem o

desenvolvimento das plantas, pode ser promovido pela utilização de determinado substrato que

consequentemente, contribuirá para a melhoria do desempenho da cobertura.

O estado da arte apresentado no Capítulo I deste trabalho e os seus resultados experimentais

(Capítulo III), alguns dos quais já apresentados num congresso internacional (Anexo 10) permitem

elencar de modo sucinto, as seguintes conclusões:

• As plantas suculentas são efetivamente mais resistentes a períodos de seca do que as plantas

de outros grupos funcionais, genericamente herbáceas e lenhosas.

• A sobrevivência de plantas em coberturas verdes é pode ser favorecida por uma maior

diversidade de espécies vegetais.

• O substrato para crescimento de plantas pode incluir, depois de testados, resíduos industriais,

nomeadamente da indústria metalúrgica.

• A rizosfera das coberturas verdes é fundamental para o desenvolvimento da componente

superior (aérea) das coberturas verdes

• Protistas e pequenos metazoários não devem ser negligenciados no estudo destes

ecossistemas, dada a potencialidade para servirem como bioindicadores.

As coberturas verdes, como ecossistemas que são, têm ainda muita informação por deslindar.

Capítulo IV – Conclusão e Considerações finais

86

A relação das plantas e seus substratos no ciclo de nutrientes, ainda não está suficientemente

esclarecida, para permitir definir modelos que nos permitam estimar como melhorar a performance

das coberturas (Lazzarin et al. 2005).

É essencial estudar as espécies de plantas autóctones e apurar quais as que se adequam a

determinado tipo substrato, teores de água e temperatura, e que acrescentem valor aos serviços

ecossistémicos prestados (Peck & Kuhn 2003).

É também muito importante conhecer como é que as alterações que ocorrem nos substratos a longo

prazo, podem afetar a disponibilidade de água e nutrientes. Os impactos abióticos e bióticos nas inter-

relações das biocenoses rizosféricas e entre estas e as plantas da cobertura, poderão definir

bioindicadores dos serviços ecossistémicos. Para além das biocenoses rizosféricas outras

comunidades podem/devem ser consideradas sendo muito importante definir as diferentes

metodologias e técnicas a utilizar na monitorização das comunidades das coberturas (Madre et al.

2013; Sutton 2015).

Os resultados deste estudo necessitam de ser aprofundados para sua validação. Também estão por

realizar ensaios para avaliar a utilização de potencias “substratos reciclados”, ou seja, que utilizem na

sua composição os mais diversos resíduos.

Estudos de casos reais são fundamentais para a análise da performance destes ecossistemas e neles

a análise das biocenoses rizosféricas pode acrescentar valiosa informação. Nestas biocenoses os

microrganismos quer procariotas quer eucariotas poderão ser adequadamente identificados por

técnicas de análise molecular. Contudo a microscopia ótica, como técnica para análise de organismos

eucariotas é mais “económica” e pode ajudar a visualizar, na verdadeira acepção da palavra, inter-

relações desconhecidas.

Tem sido reconhecido que as coberturas verdes são fundamentais à qualidade de vida das pessoas,

não só no que diz respeito às suas relações interpessoais como no que se refere à produtividade

laboral. Como exemplo deste reconheciemento a Amazon abriu em janeiro 2018 seu novo espaço de

escritórios no centro de Seattle, uma estrutura que abrigará mais de 40.000 plantas para "inspirar" os

seus trabalhadores.

As coberturas verdes ajudarão no futuro, a tornar as cidades mais sustentáveis e mais naturais,

aproximando assim o Homem da natureza e natureza do Homem, algo que se tem perdido com o

aumento das áreas urbanas, muitas vezes mal ponderadas e equilibradas.

Capítulo V

Referências

Bibliográficas

Capítulo V – Referências Bibliográficas

89

Referências bibliográficas

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Capítulo VI

Anexos

Capítulo VI – Anexos

97

Anexo 1

Composição da solução tampão fosfato-salino PBS (phosphate buffered saline), utilizada para fazer

suspensões das amostras de substrato. As quantidades dos diferentes reagentes foram as usadas

para fazer uma solução stock ou mãe, com uma concentração 10x superior à utilizada para suspensão

das amostras.

Reagentes:

• 80 g NaCl – Cloreto de sódio

• 2 g KCl – Cloreto de potássio

• 14,4 g Na2HPO4 - Fosfato dissódico

• 2,4 g KH2PO4 – Fosfato monopotássio

• 0,476 g MgCl2 - Cloreto de magnésio

• 1,47 g CaCl – Cloreto de cálcio

Anexo 2

Número médio de flores de Armeria maritima ao longo do período experimental (Fig. 45), nos

microcosmos (SR e CR)

Figura 45: Número de flores de Armeria maritima ao longo do período experimental, nos microcosmos regados

semanalmente (CR) exceto nos primeiros 30 dias (SR)(n=3). As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM)


98

Anexo 3

Número médio de ramos secundários e comprimento médio dos ramos secundários de Rosmarinus

officinalis var. prostratus, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes sistemas piloto em

microcosmos, CR e SR (Fig.46).

Figura 46: Número médio de ramos secundários (a) e comprimento médio dos ramos secundários (b) de Rosmarinus officinalis var. prostratus, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes em microcosmos, CR e SR. (n=3).

Anexo 4

Análise de variância (ANOVA) com um fator, e teste de comparações múltiplas de Tukey da

caracterização - absorção de água às 24 horas (Tabela 17), densidade aparente (Tabela 18),

densidade de partículas (Tabela 19) e porosidade (Tabela 20) dos substratos a testar, substrato

reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de alumínio (PLAA) e substrato

padrão com 10% de escórias de ferro (PFe).

Tabela 17: Comparações múltiplas de Tukey da absorção de água às 24 horas dos diferentes substratos testados

Valor de p Significância

R vs. P <0,001 ***

R vs. PLAA <0,001 ***

R vs. PFe <0,01 **

P vs. P(LAA) não significante ns

P vs. PFe não significante ns

PLAA vs. PFe <0,05 *


99



R vs. P <0,0001 ****

R vs. PLAA <0,001 ***

R vs. PFe <0,01 **


P vs. PFe <0,05 *

PLAA vs. PFe não significante ns

Tabela 19: Comparações múltiplas de Tukey da densidade de partículas dos diferentes substratos testados


R vs. P não significante ns

R vs. PLAA não significante ns

R vs. PFe não significante ns


P vs. PFe <0,05 *


Tabela 20: Comparações múltiplas de Tukey da porosidade dos diferentes substratos testados



R vs. PLAA não significante ns

R vs. PFe não significante ns


P vs. PFe <0,05 *



100

Anexo 5

Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida semanalmente nos diferentes microcosmos

(Tabela 21) substrato reciclado (R), substrato padrão (P), substrato padrão com 2% de hidróxido de

alumínio (PLAA) e substrato padrão com 10% de escórias de ferro.

Tabela 21: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida semanalmente nos diferentes microcosmos (mgL -1)

Data Tempo (dias) R P PLAA PFe

07 maio 3 2 7 2 4

13 maio 9 4 10 - 9

20 maio 16 - 2 5 8

27 maio 24 - - 4 10

03 junho 30 7 8 6 7

10 junho 37 3 6 5 3

17 junho 43 3 5 5 3

24 junho 51 7 9 6 7

01 julho 58 7 - 7 7

08 julho 65 6 6 6 6

15 julho 71 - 7 2 5

22 julho 79 4 9 6 14

29 julho 86 1 4 4 4

30 setembro 149 4 - 2 10

07 outubro 156 - - 3 2

Anexo 6

Análise de variância (ANOVA) com um fator, e teste de comparações múltiplas de Tukey da

caracterização - absorção de água às 24 horas (Tabela 22), densidade aparente (Tabela 23),

densidade de partículas (Tabela 24) e porosidade (Tabela 25) - dos substratos a testar, substrato

reciclado (R), substrato Técnico (T), substrato padrão (P) e Leca®


101

Tabela 22: Comparações múltiplas de Tukey da absorção de água às 24 horas dos diferentes substratos testados


T vs. R <0,0001 ****

T vs. P <0,01 **

T vs. LECA <0,0001 ****

R vs. P <0,0001 ****

R vs. LECA <0,05 *

P vs. LECA <0,0001 ****



T vs. R não significante ns

T vs. P não significante ns

T vs. LECA <0,05 *


R vs. LECA <0,05 *

P vs. LECA não significante ns

Tabela 24: Comparações múltiplas de Tukey da densidade de partículas dos diferentes substratos testados



T vs. P <0,01 **

T vs. LECA não significante ns


R vs. LECA não significante ns


Tabela 25: comparações múltiplas de Tukey da porosidade dos diferentes substratos testados



T vs. P não significante ns

T vs. LECA não significante ns


R vs. LECA <0,05 *



102

Anexo 7

Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida nos diferentes mesocosmos (Tabela 26)

substrato reciclado (R), substrato Técnico (T), substrato padrão (P)

Tabela 26: Carência Bioquímica de Oxigénio (CBO5) da água recolhida nos diferentes mesocosmos substrato reciclado (R),

substrato Técnico (T), substrato padrão (P)

Data Tempo (dias) T R P

12 fevereiro 8 - - 13

15 fevereiro 11 11 12 25

20 fevereiro 17 2 3 14

06 março 30 - 9 8

11 março 35 11 3 10

1 abril 56 15 8 7

17 maio 102 12 8 -

Anexo 8

Número medio de flores de Armeria maritima ao longo do período experimental (Fig. 45), nos

mesocosmos

Figura 47: Número médio de flores de Armeria marítima, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes mesocosmos, T, R e P. O número de flores foi registado sempre que estas estavam presentes. (n=2). As barras de erro representam o erro

padrão (SEM)


103

Anexo 9

Número médio de ramos secundários e comprimento médio dos ramos secundários de Rosmarinus

officinalis var. prostratus, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes mesocosmos (Fig.47).,

reciclado (R), substrato Técnico (T), substrato padrão (P)

Figura 48: Número médio de ramos secundários (a) e comprimento médio dos ramos secundários (b) de Rosmarinus officinalis var. prostratus, ao longo do tempo, cultivados nos diferentes nos diferentes em mesocosmos, T, R e P (n=2).


104

Anexo 10


105


106

Documents

Coberturas verdes como biossistemas tecnológicos para ...repositorium.sdum.uminho.pt/bitstream/1822/55556/1/Cláudio Pinto... · estudo de caso e estudos à escala laboratorial Dissertação