EntomoBrasilis volume 6, número 1

Publicado pelo projeto Entomologistas do BrasilVolume 6 . Número 1 . Janeiro - Abril de 2013

En

tom

oBra

sili

sP

erió

dic

o O

nli

ne

v. 6, n. 1

ISSN 1983-0572doi:10.12741

2013

Produzida no Brasil

Periodicidade: QuadrimestralDireitos Autorais: © 2008-2013, Entomologistas do BrasilIsenção de Responsabilidade Legal: As opiniões técnico/científicas e mesmo pessoais, constantes nos artigos e/ou comunica-ções científicas publicados no EntomoBrasilis são de inteira responsabilidade de seus respectivos autores.

Projeto Gráfico (Editoração): William Costa RodriguesCapa: Psocoptera. Local: Vassouras, RJ ( 22°24’10.27”S, 43°39’30.80”O). Foto: William Costa Rodrigues (Nikon D5100, df 55mm, + close up 10x).Revisão do Inglês: Corpo de ConsultoresComposição: Fonte: Georgia, variando de 8 a 26pt, em estilo normal, itálico, negrito, sublinhado, podendo haver contorno e clorocação preta ou verde (texto), azul (links)

Site: www.periodico.ebras.bio.br/ojse-mail: [email protected]

Distribuido e licenciado segundo a Creative Commons Licencehttp://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/3.0/br

Apoio

IndexaçãoLatindex, SEER/IBICT, Scientific Commons, Dialnet, Harvester2, Agrobase - Literatura Agrícola, Sumários de Revistas Brasileiras, DOAJ, Qualis CAPES,

CABI Abstracts, LivRe!, Academic Journals Database, GeoDados, RCAAP, Diadorim, Electronic Journals Library, WorldCat, Eletronic Journals Index,

IndexCopernicus, Fonte Academica - EBSCO, Zoobank, Zoological Records, Agro Unitau, CrossRef

iii

O períodico online EntomoBrasilis fundado em 2008 pelo projeto Entomologistas do Brasil, tem como objetivo de publicar artigos originais, de forma rápida, das mais diversas áreas da Entomologia Brasileira

e Mundial, tais como: Bionomia; Comportamento; Ecologia; Entomologia Forense; Entomologia Geral; Fisiologia; Modelos Ecológicos Aplicados à Entomologia; Morfologia; Revisões; Saúde Pública; Taxonomia e Sistemática e demais áreas afins à Entomologia Brasileira e Mundial.

Expediente

Editor ChEfEWilliam Costa Rodrigues

Entomologistas do Brasil/ UniFOA - Centro Universitário de Volta Redonda / Methodos Consultoria Ambiental LtdaEditor Adjunto

Evaldo Martins Pires - Universidade Federal de Mato GrossoJeronimo Augusto Fonseca Alencar - Instituto Oswaldo Cruz - FIOCRUZ

EditorEs AssistEntEsCleber Barreto Espindola - Universidade Severino Sombra

Marise Maleck de Oliveira Cabral - Universidade Severino Sombra

Editores Científicos

Alexandre Ururahy Rodrigues, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia - INPA, Brasil

Arlindo Serpa Filho, Instituto Oswaldo Cruz, BrasilCleber Galvão, Instituto Oswaldo Cruz, BrasilEduardo José Ely Silva, Universidade Federal de

Pelotas, BrasilGisele Luziane de Almeida, Universidade Federal do

Rio de Janeiro, Museu Nacional, BrasilMaria Christina de Almeida, Universidade Federal do

Paraná, BrasilMaria José do Nascimento Lopes, Instituto Nacional

de Pesquisas da Amazônia, BrasilNataly Araújo de Souza, Fundação Oswaldo Cruz,

Instituto Oswaldo Cruz, Departamento de Entomologia, Brasil

Nicolas Dégallier, Institut de Recherche pour le Développement, França

Nilton Cezar Bellizzi, Universidade Estadual de Goiás, Brasil

Ricardo Andreazze, Universidade Federal do Rio Grande de Norte, Brasil

Roney Rodrigues-Guimarães, Universidade Iguaçu / Universidade Estácio de Sá, Brasil

Rubens Pinto de Mello, Fundação Oswaldo Cruz, Instituto Oswaldo Cruz, Brasil

Ruberval Leone Azevedo, Casa Civil -Governo do Estado de Sergipe, Brasil

Tatiana Chrysostomo Santos, Museu Nacional - Universidade Federal do Rio de Janeiro, Brasil

Wedson Desidério Fernandes, Universidade Federal da Grande Dourados, Brasil

**********

Consultores Adhoc deste NúmeroAdolfo Ricardo Calor, Universidade Federal da Bahia, BrasilAgno Nonato Serrão Acioli, Universidade Federal do Amazonas, BrasilAlexandre Ururahy Rodrigues, Instituto Nacional de Pesquisas da

Amazônia, BrasilAllan Kardec Ribeiro Galardo, Instituto de Pesquisas Cientificas e

Tecnológicas do Amapá, BrasilAna Laura Carbajal de la Fuente, Universidad de Buenos Aires,

ArgentinaAna Tereza Araujo Rodarte, Universidade Federal do Rio de Janeiro -

Museu Nacional, BrasilCerilene Santiago Machado, Universidade Federal do Recôncavo da

Bahia, BrasilCesar Nascimento Francischetti, Centro Universitário UNIABEU,

BrasilCleber Barreto Espindola, Universidade Severino Sombra, BrasilCleber Galvão, Instituto Oswaldo Cruz, BrasilDanielle Anjos-Santos, Universidad Nacional de la Patagonia “San Juan

Bosco”, ArgentinaEdison Zefa, Universidade Federal de Pelotas, BrasilGisele Luziane de Almeida, Universidade Federal do Rio de Janeiro,

Museu Nacional, BrasilHélcio Reinaldo Gil-Santana, Fundação Oswaldo Cruz, BrasilHélida Ferreira da Cunha, Universidade Estadual de Goiás, BrasilJacenir Reis dos Santos-Mallet, Fundação Oswaldo Cruz, BrasilJoão Aristeu da Rosa, Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita

Filho, BrasilJosé Mario Almeida, Universidade Federal Fluminense, BrasilJosé Wellington de Morais, Instituto Nacional de Pesquisas da

Amazônia, BrasilMarcia A. S. Graminha, Universidade Estadual Paulista Júlio de

Mesquita Filho, BrasilMarina Schmidt Dalzochio, Universidade do Vale do Rio dos Sinos,

UNISINOS, BrasilMarise Maleck O. Cabral, Universidade Severino Sombra e Fundação

Oswaldo Cruz/FIOCRUZ, BrasilMichelle Manfrini Morais Vátimo, Universidade de São Paulo,

Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de Ribeirão Preto, BrasilRaquel Gleiser, Universidade Nacional de Córdoba, Faculdade de Ciências

Agropecuárias, ArgentinaReinildes Silva-Filho, Ecosystems Jardins Ltda, BrasilRodrigo Ferreira Krüger, Universidade Federal de Pelotas, BrasilRoney Rodrigues-Guimarães, Universidade Estácio de Sá / Centro

Universitário de Barra Mansa, BrasilRubens Pinto de Mello, Fundação Oswaldo Cruz, Instituto Oswaldo

Cruz, BrasilWesley Dáttilo, Universidad Veracruzana, MéxicoWilliam Costa Rodrigues, Centro Universitário de Volta Redonda –

UniFOA/Methodos Consultoria Ambiental Ltda, Brasil

**********

iv

SumárioEcologia

As variações na Comunidade de Odonata (Insecta) em Córregos Podem ser Preditas pelo Paradoxo do Plâncton? Explicando a Riqueza de Espécies Pela Variabilidade Ambiental. Variations in Odonata (Insecta) Community in Streams may be Predicted by the Plankton Paradox? Explaining Species Richness by Environmental Variability. José Max Barbosa Oliveira-Junior, Helena Soares Ramos Cabette, Nelson Silva-Pinto & Leandro Juen. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.250 .............................................. 1-8

Entomologia ForenseTemporal Distribution of Blowflies of Forensic Importance (Diptera: Calliphoridae), in Man-Size Domestic Pigs Carcasses, in the Forest Reserve Adolpho Ducke, Manaus, Amazonas, Brazil. Distribuição Temporal de Moscas Varejeiras de Importância Forense (Diptera: Calliphoridae), em Porcos Domésticos, com Massa Corporal Comparável ao de um ser Humano Adulto, na Reserva Florestal Adolpho Ducke, Manaus, Amazonas, Brasil. Alexandre Ururahy-Rodrigues, José Albertino Rafael & José Roberto Pujol-Luz. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.242 ....................................................................................................9-22

Entomologia GeralHistomorphological Characteristics of Digestive Organs of Lutzomyia wellcomei Fraiha, Shaw & Lainson (Diptera, Psychodidae). Características Histomorfológicas de Órgãos da Digestão de Lutzomyia wellcomei Fraiha, Shaw & Lainson (Diptera, Psychodidae). Vanessa Escóssia Pegado Silva, Naissandra Bezerra da Silva, Marcos Paulo Gomes Pinheiro, Maria de Lourdes Freitas & Maria de Fátima Freire de Melo Ximenes. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.232 ......................................................23-29

Incidência de Varroa destructor (Anderson & Trueman) em Criação de Abelhas com Ferrão na Região de Sinop, Mato Grosso, Brasil. The incidence of Varroa destructor (Anderson & Trueman) in the Breeding of Stinging Bees in Sinop and Surrounding Regions, Mato Grosso, Brazil. Rodrigo de Nazaré Santos Torres & Marliton Rocha Barreto. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.254 .........................................................................................................................................................30-33

Ação de Inseticidas Botânicos sobre a Preferência Alimentar e sobre Posturas de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) em Milho. Action of Botanical Insecticides on the Preference of Food and on Postures of Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) in Maize. Fábio Mazzonetto, Flávia Coradini, Renato Zapparoli Corbani & Alexandre Barcellos Dalri. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.261 ..........................................................................................................34-38

Use of Leaves Treated with Hydrogen Peroxide in Case-Building by Phylloicus spp. (Trichoptera: Calamoceratidae). Uso de Folhas Tratadas com Peróxido de Hidrogênio na Construção de Abrigos por Phylloicus spp. (Trichoptera: Calamoceratidae). Thyago Augusto da Silva Vidovix, Renato Tavares Martins, Cleber Duarte & Ana Maria Oliveira Pes. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.267 .............................................................................................................................................................................................................39-41

Entomofauna do Oeste do Estado de Santa Catarina, Sul do Brasil. Entomofauna from West of Santa Catarina State, South of Brazil. Mario Arthur Favretto, Emili Bortolon dos Santos & Cleiton José Geuster. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.271 ..............42-63

Morfologia e FisiologiaEstudo Comparativo das Sensilas Antenais de Operárias de Melipona scutellaris Latreille (Hymenoptera: Apidae) de Diferentes Altitudes. A Comparative Study of the Antennal Sensilla of Melipona scutellaris Latreille (Hymenoptera: Apidae) Workers From Different Altitudes. Marcília Aparecida Nascimento, Tânia Maria Fernandes Salomão & Gustavo Ferreira Martins. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.252 ..........................................................................................................................................64-67

Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) Descripción de la Genitalia Externa del Macho y Morfología Externa de la Hembra. Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) Description of the External Male Genitalia and External Morphology of the Female. Paz María Salazar Schettino, Gloria Elena Rojas Wastavino, José Santiago Rosales Piña, Mauro Omar Vences Blanco & Margarita Cabrera Bravo. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.275 .........................................................................................................................................................68-73

Taxonomia e SistemáticaA List of Current Valid Blow Fly Names (Diptera: Calliphoridae) in the Americas South of Mexico with Key to the Brazilian Species. Lista Atualizada de Nomes Válidos de Moscas-Varejeiras (Diptera: Calliphoridae) das Américas ao Sul do México, com uma Chave para as Espécies que Ocorrem no Brasil. Cecília Kosmann, Rubens Pinto de Mello, Érica Sevilha Harterreiten-Souza, José Roberto Pujol-Luz. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.266 .....................................................................................................74-85

http://dx.doi.org/10.12741/ebrasilis.v6i1.250










v

Comunicação CientíficaPrimeiro Registro de Ectopsocus titschacki Jentsch (Psocodea: Psocoptera: Ectopsocidae) para o Estado da Bahia: Uma Prova da Falta de Estudos nessa Ordem de Insecta no Brasil. First Record of Ectopsocus titschacki Jentsch (Psocodea: Psocoptera: Ectopsocidae) in Bahia State: Proof of a Lack of Studies on this Order of Insecta in Brazil. Alberto Moreira Silva-Neto, Freddy Bravo, Alfonso N. García Aldrete. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.198 .................................................................................... 86-88

New Report of Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) on Eucalyptus sp. (Myrtaceae) in Sinop - Mato Grosso, Brazil. Novo Registro de Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) em plantas de Eucalyptus sp. (Myrtaceae) em Sinop - Mato Grosso, Brasil. Evaldo Martins Pires, Janaína de Nadai Corassa, Marliton Rocha Barreto & Marcus Alvarenga Soares. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.207 ................................................................................. 89-90

Occurrence of Temnocephala blanchad (Platyhelminthes: Temnocephalida) in Immatures of Kempnyia reticulata (Enderlein) (Insecta: Plecoptera: Perlidae). Primeiro Registro de Temnocephala (Platyhelminthes: Temnocephalida) em Imaturos de Kempnyia reticulata (Enderlein) (Plecoptera: Perlidae). Fernanda Avelino-Capistrano, Leandro Silva Barbosa & André Mallemont Cunha. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.226 .........................................................................................................................91-93

Aspectos Ecológicos de Atta sexdens piriventris Santschi (Hymenoptera: Formicidae) no Município de Capinzal, Santa Catarina, Brasil. Ecological Aspects of Atta sexdens piriventris Santschi (Hymenoptera: Formicidae) in the Municipality of Capinzal, Santa Catarina, Brazil. Manuelly Sartori Spier, Edson Fernando Spier, Máira Aparecida Dalavéquia & Mario Arthur Favretto. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.248 .........................................................................................................................................94-96

Formigas (Hymenoptera, Formicidae) Associadas a Ninhos de Cornitermes cumulans (Kollar) (Isoptera, Termitidae) no Cerrado do Planalto Central do Brasil. Ants (Hymenoptera, Formicidae) Associated with Nests of Cornitermes cumulans (Kollar) (Isoptera, Termitidae) in the Cerrado of Central Brazil. María Cristina Gallego-Ropero, Rodrigo Machado Feitosa & Jose Roberto Pujol-Luz. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.283 ........................................................................................................................97-101

NecrólogoDionisio Link (1943-2013). Editor-Chefe. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.338 .................................................................................102-103

Volume 6, número 1 - Jan. - Abr. 2013*************

ISSN 1983-0572doi:10.12741







http://dx.doi.org/10.12741/ebrasilis

www.periodico.ebras.bio.br

e-ISSN 1983-0572Publicação do Projeto Entomologistas do Brasil

www.ebras.bio.brDistribuído através da Creative Commons Licence v3.0 (BY-NC-ND)

Copyright © EntomoBrasilisCopyright © do(s) Autor(es)

As variações na Comunidade de Odonata (Insecta) em Córregos Podem ser Preditas pelo Paradoxo do Plâncton? Explicando a Riqueza de Espécies Pela

Variabilidade Ambiental*José Max Barbosa Oliveira-Junior¹, Helena Soares Ramos Cabette¹, Nelson Silva-Pinto² & Leandro Juen³

1. Universidade do Estado de Mato Grosso, e-mail: [email protected], [email protected] 2. Universidade Federal de Goiás, e-mail: [email protected]. 3. Universidade Federal do Pará, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência).

_____________________________________

EntomoBrasilis 6 (1): 01-08 (2013)

Eco

logi

a

Resumo. A teoria do Paradoxo do Plâncton postula que ambientes que apresentam flutuações temporais periódicas apresentariam alta diversidade de espécie, uma vez que essas flutuações impediriam a ocorrência da exclusão competitiva. Este trabalho teve como objetivo avaliar a variação da comunidade de Odonata adulto na Bacia do Rio Suiá-Missu, testando a hipótese de que locais que apresentam variáveis ambientais com maiores amplitudes de variação possuiriam maiores riquezas de espécies. Foram amostrados 11 corpos d´água, em uma área de transição Cerrado-Floresta Amazônica na região centro-leste do estado de Mato Grosso, Brasil. As variáveis ambientais avaliadas foram integridade ambiental (HII) e amplitude de variação do pH, condutividade, temperatura do ar, temperatura da água, oxigênio dissolvido, amônia, fósforo e Mg+. Foram coletados 2.144 espécimes, distribuídos em oito famílias, 41 gêneros e 78 espécies. Nossa hipótese não foi corroborada, uma vez que a regressão múltipla entre a riqueza estimada de espécie de Anisoptera e Zygoptera e a amplitude de variação dos fatores físico-químicos não foi significativa para nenhuma das variáveis analisadas, assim como para o HII. Nossos resultados sugerem que as variações na comunidade de Odonata em córregos não podem ser explicadas pelo Paradoxo do Plâncton. Acreditamos que este resultado pode ter ocorrido principalmente devido às baixas variações nas condições ambientais analisadas, ação de outros processos locais, como a competição e predação, ou por diferenças ecofisiológicas, resultado da variação de tamanho corporal e da capacidade de termorregulação dos adultos na ordem estudada.

Palavras-Chave: Anisoptera; Heterogeneidade ambiental; Riqueza; Variáveis abióticas; Zygoptera.

Variations in Odonata (Insecta) Community in Streams may be Predicted by the Plankton Paradox? Explaining Species Richness by Environmental Variability

Abstract. The theory of Plankton Paradox postulates that environments that exhibit regular temporal fluctuations would present a high diversity of species, since such fluctuations would prevent the occurrence of competitive exclusion. This work aimed evaluate variations in adult Odonata community in catchment of River Suiá-Missu, testing the hypothesis that sites with environmental variables with the largest amplitude of variation would present the highest species richness. Were sampled 11 water bodies in an area of transition Cerrado-Amazon Forest in east-central Mato Grosso state, Brazil. Environmental variables evaluated were: environmental integrity (HII) and range of variation of pH, conductivity, air temperature, water temperature, dissolved oxygen, ammonia, phosphorus and Mg+. Were collected 2.144 specimens, distributed in eight families, 41 genera and 78 species. Our hypothesis was not confirmed, since the multiple regression analysis performed between the estimated kind of richness Anisoptera and Zygoptera with range of variation of physical-chemical was not significant for any of the eight variables, as well as for HII. Our results suggest that variations in the community of Odonata in streams cannot be explained by Plankton Paradox. We believe that this result may have occurred due mainly to the low variations in environmental conditions discussed, action of other local processes such as competition and predation or differences ecophysiological result of body size variation and capacity of thermoregulation in the order of the adults studied.

Keywords: Abiotic variables; Anisoptera; Heterogeneity environmental; Richness; Zygoptera.

_____________________________________

eterogeneidade ambiental representa a magnitude da diversidade de hábitats que os organismos podem ocupar ou a diversidade de condições a que um organismo está

sujeito em seu hábitat (Chesson 2000; González-MeGias et al. 2007). Ambientes heterogêneos permitem a coexistência de um maior número de espécies do que ambientes homogêneos, por disponibilizar maior número de microhábitats e/ou uma gama maior de microclimas (Jankowski et al. 2009). Isto possibilitaria maior segregação no uso dos recursos disponíveis no ambiente e a coexistência de uma quantidade maior de espécies (nessiMian et al. 2008), sendo reconhecida como uma das melhores explicações para a variação na diversidade (houston 1994).

De acordo com williaMs et al. (2004) essa coexistência de um maior número de espécies devido a heterogeneidade ambiental funcionaria de maneira similar nos sistemas aquáticos, com a

riqueza de espécie aumentando em ambientes mais heterogêneos e mais estáveis, comportando espécies com diferentes exigências ecofisiológicas. Nessas comunidades, os insetos aquáticos se destacam por serem organismos extremamente vulneráreis e, por serem diretamente afetados pelas alterações ambientais, constitui um importante componente da diversidade e integridade de ambientes aquáticos, possibilitando entender à relação entre heterogeneidade e diversidade (RosenbeRG & Resh 1993; VeRneaux et al. 2004). Dentre o grupo de insetos aquáticos os indivíduos da ordem Odonata são um dos mais conspícuos, podendo ser afetados tanto por fatores ambientais (Juen & De MaRCo 2012), como por estruturais, sendo este último entendido como as estruturas físicas no espaço, promovidas muitas vezes

*Agências de Financiamento: CNPq (proc. nº 520268/2005-9); CAPES

doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.250

htpp://dx.doi.org/10.12741/ebrasilis.v6i1.250

2As variações na Comunidade de Odonata (Insecta) em… Oliveira-Junior. et al.

e-ISSN 1983-0572

pela presença de galhos, troncos, macrófitas ou outros objetos submersos (tews et al. 2004; Juen et al. 2007; wooDCoCk et al. 2007; Reis et al. 2011).

A riqueza de espécies de Odonata ao longo dos rios ou riachos muitas vezes é afetada pela variabilidade natural dos cursos d’água e por condições abióticas proporcionadas pelo gradiente longitudinal dos rios (ClenaGhan et al. 1998; FeRReiRa-PeRuquetti & De MaRCo 2002; williaMs et al. 2004) clima regional e altitude. Em uma escala mais local, a distribuição, riqueza e/ou composição de espécies de Odonata podem ser alteradas devido a presença de vegetação (saMways & steytleR 1996; Diniz-Filho et al. 1998), fatores físicos e ou físico-químicos, tais como, temperatura (waRD & stanFoRD 1982), oxigênio dissolvido (JaCob et al. 1984), condutividade (CanninGs & CanninGs 1987), hidroperíodo (wellboRn et al. 1996), pH (CouRtney & CleMents 1998), correnteza e vazão (CoRbet 1999), concentração de poluentes (CouCeiRo et al. 2007) e outros fatores fortemente ligados a influência antrópica (oeRtli 2008; silVa et al. 2010; Pinto et al. 2012).

Adicionalmente, fatores como as perturbações sazonais causadas pelo pulso de inundação também afetam a biota local de Odonata, uma vez que de acordo com sua frequência, intensidade e duração, influenciam na disponibilização de microhábitats (wantzen et al. 2008).

Alguns gêneros, como por exemplo Acanthagrion, Cyanallagma, Enallagma, Homeoura, Ischnura e Oxyagrion apresentam hábito escalador e poderiam buscar locais mais protegidos de perturbações ambientais como os pulsos de inundação (CaRValho & nessiMian 1998). Todos estes fatores parecem ser processos limitantes interferindo tanto na sobrevivência quanto na fecundidade dos adultos (CoRbet 1980), podendo limitar até mesmo o tamanho da população local.

Em função disso, Odonata tem sido utilizado tanto em estudos de impacto ambiental quanto em estudos sobre priorização de conservação, no qual diversos estudos têm investigado o aumento ou a diminuição da riqueza e da abundância da ordem, seja por alterações na cobertura vegetal (saMways & steytleR 1996; Reis et al. 2011; Pinto et al. 2012) ou pelo estado de conservação dos rios (stewaRt & saMways 1998), uma vez que essas alterações levariam a uma homogeneização dos corpos d´água, e seria um dos principais fatores que influenciam as comunidades de organismos em ambientes aquáticos (FeRReiRa-PeRuquetti & De

MaRCo 2002).

Para explicar a riqueza de espécies em ambientes aquáticos, hutChinson (1961) em sua teoria do Paradoxo do Plâncton sugeriu a hipótese de que flutuações temporais no ambiente seriam responsáveis pela diversidade de espécies, argumentando que um ambiente natural típico apresenta mudanças em suas condições, muitas delas sazonais como temperatura e umidade, que ocorrem em determinados intervalos de tempo. Tais mudanças podem promover mortalidade indiscriminada dos indivíduos, aliviando os efeitos da dominância competitiva, o que permitira a entrada ou manutenção de espécies pouco competitivas elevando a biodiversidade local (GiaCoMini 2007).

Com base nos pressupostos de hutChinson (1961) o objetivo do presente estudo foi avaliar se as variações na comunidade de Odonata podem ser predita pelo modelo do Paradoxo do Plâncton, testando a hipótese de que os locais que apresentam as maiores amplitudes de variação das condições ambientais apresentariam as maiores riquezas de espécies, pois essas variações causariam pequenos distúrbios no ambiente impedindo que algumas espécies conseguissem dominar os recursos.

MATERIAL E MéTODOS

Área de estudo. Situada na região centro-leste de Mato Grosso, aproximadamente entre as coordenadas 11°15’ e 13°30’ de latitude sul e 51°30’ e 53°15’ de longitude oeste (MaeDa et al. 2008), a Bacia hidrográfica do Rio Suiá-Missu (Figura 1) está localizada em uma área de transição entre os Biomas Cerrado e Floresta Amazônica. A região apresenta clima tropical sazonal com uma estação seca (de maio a outubro) e uma chuvosa (de novembro a abril). O clima da região é predominantemente do subtipo Savana (Aw) com microrregiões características do Subtipo Monções (Am) e clima Tropical Chuvoso (A) segundo a classificação de Köppen, com precipitação média anual de cerca de 1.370mm e temperatura máxima de 32,7ºC e mínima de 17,0ºC (RatteR et al. 1978).

A Bacia do Suiá-Missu abriga trechos ainda preservados de tipos vegetacionais distintos, que segundo RatteR et al. (1978) merecem destaques as fisionomias de cerrado sensu stricto, áreas de Mata Seca e cerrado transicional denominado “cerradão de Hirtella glandulosa” em função da intrigante dominância desta espécie na região (RatteR et al. 1973; Cabette et al. 2010; shiMano et al. 2010; noGueiRa et al. 2011).

Figura 1. Mapa da área de estudo (Bacia hidrográfica do Rio Suiá-Missu, Mato Grosso, Brasil) mostrando a rede de drenagem e os pontos de coleta: Rio Suiá-Missu local 2 (RISU2), Rio Suiá-Missu local 3 (RISU3), Rio Betis local1 (RIBET1), Rio Betis local 2 (RIBET2), Rio Piabanha (RIPB), Rio Darro (RID), Rio Suiazinho (RISUZ), Córrego Brejão (CRBJ), Córrego Transição-brejo (CRTB), Córrego Sucuri (CRSRI) e Córrego Lúcio (CRL) (adaptado de Pinto et al. 2012).

Janeiro - Abril 2013 - www.periodico.ebras.bio.br EntomoBrasilis 6(1)

e-ISSN 1983-0572

3

Coleta de dados. As coletas foram realizadas em 11 pontos georreferenciados (Figura 1), seis em áreas de cerradão: Córrego Brejão (CRBJ), Córrego Lúcio (CRL), Córrego Transição-brejo (CRTB), Rio Betis 1 (RIBET1), Rio Betis 2 (RIBET2) e Rio Suiazinho (RISUZ), dois em áreas de cerrado senso stricto: Rio Piabanha (RIPB) e Rio Suiá 2 (RISU2) e três em área de mata seca: Córrego Sucuri (CRSRI), Rio Darro (RID) e Rio Suiá-Missu (RISU3). Tais coletas foram realizadas em três períodos do ano: seca (setembro/2007), início das chuvas (dezembro/2007) e vazante (março/2008).

Em cada ponto, as amostragens consistiram na contagem visual do número de indivíduos adultos das espécies de Odonata e na coleta de espécimes para confirmação de identificação com auxílio de rede entomológica (puçá). Para tanto, foram definidos transectos de 100 metros nas margens de cada corpo d’água, os quais foram subdivididos em 20 segmentos de cinco metros, representando pseudorréplicas utilizadas para realização de estimativas da riqueza de espécies.

Este método de varredura (scan) foi definido de acordo com o protocolo de De MaRCo (1998), o qual tem sido aplicado em estudos de Libélulas, gerando estimativas pontuais em várias regiões do Brasil (Juen & De MaRCo 2011; Reis et al. 2011; Pinto et al. 2012). O tempo médio de permanência em cada ponto de amostragem foi de uma hora. As coletas foram realizadas em dias ensolarados e com temperatura acima de 19°C, pois alguns estudos mostram que abaixo dessa temperatura os Odonata diminuem suas atividades de forrageamento (May 1976; De MaRCo & ResenDe 2002). Concomitantemente à coleta das libélulas, foi medida a temperatura do ar à sombra próximo ao corpo d’água.

O acondicionamento e conservação das libélulas coletadas seguem o protocolo descrito em lenCioni (2006), posteriormente foram depositadas como material testemunho nas coleções Zoobotânica James Alexander Ratter da Universidade do Estado de Mato Grosso, Nova Xavantina-MT e Museu de Zoologia da Universidade Federal do Pará, Belém-PA, Brasil. Para identificação dos espécimes coletados, foram utilizadas chaves sistemáticas (boRRoR 1945; belle 1988, 1996; CaRValho & Calil 2000; Costa et al. 2002; lenCioni 2005, 2006; GaRRison et al. 2006; GaRRison et al. 2010) e comparados com as coleções acima citadas.

Em virtude das diferenças nas exigências ecofisiológicas, biologia e comportamento, nesse estudo as duas subordens Anisoptera e Zygoptera foram avaliadas separadamente, uma vez que espécies da subordem Zygoptera geralmente são indivíduos com maior grau de especificidade, habitam riachos com cobertura vegetal densa, apresentando maior riqueza de espécies em ambientes preservados (CoRbet 1999). A mesma teria sua riqueza diminuída em locais alterados, pois os ambientes com grande entrada de luz e consequentemente mais quentes, seriam fatores limitantes para estas espécies, esse efeito não seria homogêneo, mas afetaria grande parte destes indivíduos, principalmente devido ao tamanho corporal menor (May 1976; May 1991), consequentemente muitos indivíduos desta subordem (e.g. gêneros como Chalcopteryx, Heteragrion e Protoneura), poderiam superaquecer pelas altas temperaturas ao longo do dia, o que os torna desta forma mais dependentes da temperatura do ar para iniciarem suas atividades (De MaRCo & ResenDe 2002; May 1991). Além disso, variações na estrutura física dos ambientes também são avaliadas devido à importância delas na estruturação da comunidade. Já os Anisoptera por serem maiores, necessitam de áreas com maior incidência solar, sendo assim, a riqueza de espécies desse grupo deve ser maior em ambientes com menor quantidade de vegetação (May 1976). Desta forma, devido a tais exigências, as análises por subordens separadamente são mais apropriadas para entender os padrões de riqueza de ambas.

Variáveis ambientais. Em todos os pontos foram aferidas oito variáveis ambientais. Os dados abióticos da água (temperatura da

água, pH, condutividade elétrica, oxigênio dissolvido-OD) foram obtidos com auxílio de uma sonda multiparâmetros Horiba®. A temperatura do ar foi obtida através de um Termo-Higrômetro digital MT-230 em local sombreado perto do corpo d’água. As concentrações de íons fosfato e amônia foram medidas através de um espectrofotômetro portátil Hach®. As concentrações de íons Mg+ foram obtidas a partir do método de titulação com EDTA a 0,0002M Método titulométrico do EDTA-Na (NBR 12621/Set, 1992).

As características físicas do ambiente utilizadas apenas para classificar os ambientes quanto ao grau de integridade foram avaliadas usando o procedimento descrito no Índice de Integridade do Hábitat (HII) (nessiMian et al. 2008). Este protocolo é constituído por doze itens que descrevem as condições ambientais avaliando características como: o padrão de uso da terra adjacente à vegetação ribeirinha; largura da mata ciliar e seu estado de preservação; estado da mata ciliar dentro de uma faixa de 10 m; descrição da condição do canal quanto ao tipo de sedimento e presença de dispositivos de retenção; estrutura e desgaste dos barrancos marginais do rio; caracterização do leito do rio quanto ao substrato, vegetação aquática, detritos e disposição das áreas de corredeiras, poções e meandros. Cada item é composto de quatro a seis alternativas ordenadas de forma a representar sistemas cada vez mais íntegros. O valor do índice varia de zero á um, quanto mais próximo de um o valor, mais integro é o sistema (nessiMian et al. 2008).

Análise dos dados. A medida de riqueza foi baseada no estimador não-paramétrico jackknife de primeira ordem, usando o programa Estimates Win 7.5.0 (Colwell & CoDDinGton 1994). Para evitar problemas de multicolinearidade, uma matriz de correlação de Pearson entre todas as variáveis físico-químicas foi calculada, quando a correlação observada entre duas variáveis foi igual ou superior a 0,7 apenas uma dessas foi usada na análise.

Para testar a hipótese de que os locais que apresentam as maiores amplitudes de variação das variáveis ambientais apresentariam as maiores riquezas de espécies utilizamos regressão linear múltipla (zaR 1999), utilizando como variáveis preditoras a amplitude de variação das variáveis ambientais (obtidas através da comparação de cada variável nas três estações de amostragem) com a riqueza estimada para cada subordem separadamente.

As variáveis ambientais foram transformadas em amplitude por seu valor máximo para equalizar sua contribuição na construção dos eixos, comparando-os nas três estações de amostragem. Os dados físico-químicos foram sumarizados por pontos de coleta pela Análise de Componentes Principais (PCA) de covariância, ou seja, sem padronização por se tratar de amplitude. Para determinar quais componentes principais seriam retidos para análise foi utilizada a aleatoriedade obtida pelo modelo de broken-stick (JaCkson 1993).

Todas as análises, exceto a estimativa de riqueza, foram realizadas pelas rotinas do programa R (R DeVeloPMent CoRe teaM, 2011), utilizando o pacote vegan (oksanen et al. 2011).

RESULTADOS

Descrição da comunidade de Odonata. Foram coletados 2.144 espécimes de Odonata, distribuídos em oito famílias, 41 gêneros e 78 espécies. Das oito famílias, duas pertencem a subordem Anisoptera (Libellulidae e Gomphidae) e seis à subordem Zygoptera (Coenagrionidae, Polythoridae, Protoneuridae, Megapodagrionidae, Calopterygidae, Dicterididae). Dos 41 gêneros, 23 pertencem a subordem Anisoptera, e 18 à subordem Zygoptera (Tabela 1).

A família Protoneuridae (Zygoptera) foi a mais abundante com 716 espécimes. Dos membros desta família, Epipleoneura foi o gênero mais abundante totalizando 447 espécimes, seguindo de Gen.nov. sp.nov Muzon (em descrição) (n=214) e Neoneura


e-ISSN 1983-0572

(n=47). Dos quatro gêneros mais abundantes, Epipleoneura e Neoneura apresentaram maior abundância em ambientes preservados com grande quantidade de vegetação, por outro lado Gen.Nov. sp.nov apresentou maior frequência em ambientes com pouca vegetação. Megapodagrionidae foi a família de Zygoptera com menos representatividade, sendo esta representada apenas por dois indivíduos de Heteragrion icterops Selys, dos quais um coletado em ambiente com pouca vegetação e outro em ambiente como presença de vegetação ripária (Tabela 1).

Dentro da subordem Anisoptera, Libellulidae foi a família com maior abundância com 482 espécimes coletados, sendo que Eryhtrodiplax (n=220), Diastatops (n=77) e Perithemis (n= 58) foram respectivamente os gêneros mais representativos dessa família. Gomphidae foi a família de Anisoptera com menor abundância, apresentando seis espécimes, sendo que os gêneros Agriogomphus, Phyllocycla e Progomphus apresentaram respectivamente dois espécimes cada (Tabela 1). Todos os indivíduos de Anisoptera foram mais abundantes em ambientes degradados, consequentemente ambientes sem vegetação ripária e mais quentes.

Tabela 1. Relação das espécies e abundância de Odonata, coletadas na bacia do Rio Suiá-Missu, Mato Grosso, Brasil.

Subordens/Famílias/Espécies Total de espécimes coletados

ZYGOPTERACalopterygidae Hetaerina curvicauda Garrison 180

Hetaerina rosea Selys 1

Hetaerina westfalli Rácenis 42

Mnesarete aenea (Selys) 17

Mnesarete machadoi Garrison 1

CoenagrionidaeAcanthagrion cuyabe Calvert 23

Acanthagrion jessei Leonard 1

Acanthagrion minutum Leonard 18

Acanthagrion phallicorne Leonard 33

Acanthagrion truncatum Selys 82

Argia croceipennis Selys 4

Argia lilacina Selys 55

Argia reclusa Selys 40

Argia tinctipennis Selys 148

Cyanallagma ferenigrum De Marmels 52

Helveciagrion obsoletum (Selys) 61

Ischnura capreolus (Hagen) 36

Oxyagrion fernandoi Costa 5

Phoenicagrion kajara Machado 19

Telebasis carminita Calvert 4

Telebasis coccinea (Selys) 27

Telebasis racenisi Bick & Bick 32

Tigriagrion auratinigrum Calvert 3

DicteriadidaeHeliocharis amazona Selys 38

MegapodagrionidaeHeteragrion icterops Selys 2

PolythoridaeChalcolpteryx rutilans (Rambur) 16

ProtoneuridaeEpipleoneura sp. 44

Epipleoneura metallica Rácenis 73

Epipleoneura westfalli Machado 84

Epipleoneura williansoni Santos 238

Epipleoneura venezuelensis Rácenis 8

Subordens/Famílias/Espécies Total de espécimes coletados

Neoneura denticulata Williamson 1

Neoneura gaida Rácenis 3

Neoneura lucas Machado 19

Neoneura luzmarina De Marmels 19

Neoneura sylvatica Hagen in Selys 5

Phasmoneura exigua (Selys) 7

Phasmoneura janirae Lencioni 1

Gen.nov. sp.nov Muzon 214

ANISOPTERAGomphidaeAgriogomphus sp. 2

Phyllocycla armata Belle 2

Progomphus sp. 2

LibellulidaeAnatya guttata (Erichson,) 2

Argyrothemis argentea Ris 6

Dasythemis sp. 1

Diastatops intensa Montgomery 42

Diastatops obscura (Fabricius) 35

Dythemis sp. 3

Elasmothemis cannacrioides (Calvert) 2

Elga sp. 0

Erythemis credula (Hagen) 9

Erythrodiplax amazonica Sjöstedt 1

Erythrodiplax basalis (Kirby) 59

Erythrodiplax sp. 8

Erythrodiplax fusca (Rambur) 64

Erythrodiplax juliana Ris 7

Erythrodiplax latimaculata Ris 6

Erythrodiplax maculosa (Hagen) 42

Erythrodiplax ochracea (Burmeister) 18

Erythrodiplax paraguayensis (Förster) 14

Erythrodiplax umbrata (Linnaeus) 1

Fylgia amazonica Kirby 17

Idiataphe amazonica (Kirby) 6

Macrothemis imitans Karsch 1

Miathyria marcella (Selys in Sagra) 1

Miathyria simplex (Rambur) 3

Micrathyria eximia Kirby 30

Oligoclada abreviata (Rambur) 1

Oligoclada amphinome Ris 1

Oligoclada xanthopleura Borror 13

Oligoclada walkeri Geijskes 2

Orthemis discolor (Burmeister) 4

Perithemis lais (Perty) 54

Perithemis mooma Kirby 4

Planiplax phoenicura Ris 6

Tholymis citrina Hagen 1

Zenithoptera fasciata (Linnaeus) 15

Zenithoptera viola Ris 3

Total de indivíduos 2.144

Para Zygoptera, RISUZ e CRL foram os pontos com maior riqueza estimada (21,92±5,08 e 19,90±4,60 respectivamente) e para Anisoptera, foram RIBT2 e RIBT1 (23,92±4,24 e 18,9±6,08 respectivamente) (Tabela 2).

Características abióticas dos pontos amostrados. Os ambientes estudados apresentaram águas ácidas (pH variando Continua...


e-ISSN 1983-0572

5

entre 4,11 no CRTB e 6,07 no RISU2), baixa condutividade sendo mais alta no CRBJ, com 1,4 mS/m e menor no CRTB, onde não houve condutividade, alta variação nos valores de fósforo entre 0,08 a 5,82 mg/L, temperatura bastante variável (24,3 no CRL e RISU1 e 29,43 no CRBJ), oxigênio dissolvido (OD) variando entre 1,95 mg/L no CRTB e 9,81 mg/L no RIPB, mostrando uma considerável variação entre as épocas de coleta, com o período de seca (setembro) fornecendo valores mais baixos na maioria dos locais, com exceção dos RISUZ, RISU1 e RISUZ. Os valores de amônia variaram de -0,02 no CRTB a 0,25 no CRBJ. As concentrações de íons Mg+ variaram de 1,81 no CRL a 4,03 no RID.

A associação dos dois eixos da PCA representou 88,99% da variação ambiental (Eixo 1: 55,19% e Eixo 2: 33,80%). As variáveis que mais contribuíram para formação do primeiro eixo foram temperatura do ar e oxigênio dissolvido, relacionadas negativamente com este eixo (Tabela 2, Figura 2). A temperatura da água foi a única variável que mais contribuiu para a formação do segundo eixo, relacionada positivamente ao mesmo (Tabela 3, Figura 2), porém ao realizar um teste-t com os eixos da PCA pode-se observar que não houve uma diferenciação nas variáveis analisadas por ponto de coleta (Eixo 1: t=1,689, g.l.=9, p=0,190; Eixo 2: t=2,007, g.l.=9, p=0,460).

Relação entre a comunidade e as variáveis ambientais. A hipótese de que os locais que apresentam as maiores amplitudes de variação das variáveis ambientais apresentariam as maiores riquezas de espécies não foi corroborada, uma vez que a regressão múltipla realizada entre a riqueza estimada de espécies de Anisoptera e Zygoptera com os fatores físico-químicos não foi significativa para nenhuma das oito variáveis analisadas (r²= 0,999; p<0,064 e r²= 0,684; p<0,928 respectivamente). Quando a riqueza estimada de Anisoptera e Zygoptera foi analisada

usando somente o HII, as relações observadas também não foram significativas (r2 = 0,223; p=0,142 e r2 = 0,016; p=0,712 respectivamente).

Nossos resultados sugerem que as variações na comunidade de Odonata em córregos não podem ser explicadas pelo Paradoxo do Plâncton, as flutuações temporais (medidas pela amplitude da variação das variáveis ambientais) no ambiente não foram responsáveis por explicar a riqueza estimada nestes ambientes aquáticos.

Figura 2. Ordenação das variáveis ambientais por pontos de coleta e tipo de ambiente da Bacia do Rio Suiá-Missu, Mato Grosso, Brasil realizada através de Análise de Componentes Principais (PCA)

Tabela 2. Riqueza estimada de Anisoptera e Zygoptera por ponto de coleta na Bacia do Rio Suiá-Missu, Mato Grosso, Brasil.

PontosSubordens

Anisoptera Zygoptera

CRBJ 11,93±3,84 13,93±4,74

CRL 4,97±2,76 19,90±4,60

CRSRI 12,95±3,34 13,93±3,84

CRTB 8,97±2,76 14,95±3,34

RIBT1 18,9±6,08 16,93±3,84

RIBT2 23,92±4,24 17,92±4,24

RID 6,98±1,96 12,93±3,84

RIPB 3,97±2,76 16,92±4,24

RISU2 1,98±1,96 8,98±1,96

RISU3 2,98±1,96 9,95±3,34RISUZ 8,95±3,34 21,92±5,08

Tabela 3. Variáveis ambientais da Bacia do Rio Suiá-Missu, Mato Grosso, Brasil e suas correlações com os Eixos 1 e 2 da Análise de Componentes Principais (PCA) em ambientes preservados e alterados.

Variáveis ambientaisLoadings

Eixo 1 Eixo 2pH -0,207 -0,503Condutividade -0,581 0,285Temperatura do ar (ºC) -0,973* -0,180Temperatura da água (ºC) -0,012 0,991*Oxigênio Dissolvido-OD -0,834* 0,383Fósforo -0,013 0,233Amônia -0,507 0,494Mg+ -0,271 0,336Indice de Integridade do Hábitat - HII 0,207 -0,503Autovalores 3,114 2,221Broken-Stick 2,829 1,829

*Considerando ponto de corte segundo PeRes-neto et al. 2003.


e-ISSN 1983-0572

DISCUSSãO

As variações ambientais analisadas não exerceram efeito sobre as duas subordens de Odonata, não corroborando assim nossa hipótese de que a variabilidade ambiental apresentaria um forte efeito na riqueza de espécies sendo assim, o modelo proposto por hutChinson (1961) não foi adequado para explicar a variação de diversidade de espécie observada entre os locais. Acreditamos que isso pode ter ocorrido devido a baixa variação das variáveis mensuradas, bem como as diferenças ecofisiológicas resultado das diferenças de tamanho corporal dos adultos do grupo estudado (CoRbet & May 2008).

A comunidade de Odonata apresenta uma grande especificidade de microhabitat estruturado muitas vezes por competição, com os machos passando a maior parte do tempo defendendo os melhores locais para oviposição, sendo esse o handcap que a fêmea utiliza para a escolha do macho (De MaRCo et al. 2005). E a exclusão competitiva pode ser evitada pelo grande compartilhamento de recurso entre as espécies (De MaRCo & ResenDe 2004).

Assim como hutChinson (1961), sale (1977), Connel (1978) e hubbell (1979) também argumentam que as flutuações no meio físico, como mudanças no pH ou na salinidade da água, eventos climáticos severos, como tempestades ou secas prolongadas, agentes físicos como arrebentação de ondas, queda de árvores, entre outros, constituem tipos de distúrbios que evitam essa exclusão devido a diversidade de nichos e impossibilitam as comunidades de se manterem em equilíbrio competitivo na natureza.

Foi observada uma grande representatividade de espécimes da subordem Zygoptera, esta grande representação é comum para ambientes mais sombreados, em virtude de suas habilidades e restrições de termorregulação. Este padrão relaciona-se ao tamanho corporal das espécies desta subordem, em geral pequenos, sendo desta forma por convecção a termorregulação, ocupando locais sombreados como locais de mata (May 1991). Já em espécies de tamanho corporal maior, como espécimes da subordem Anisoptera a capacidade de voo em geral é bem maior e consequentemente apresentam uma ampla dispersão e distribuição geográfica (Juen & De MaRCo 2011, 2012), nestes espécimes a termorregulação é pela radiação solar (May 1991) e desta forma, são mais frequentemente encontrados em áreas abertas.

Pontos que apresentaram maior riqueza estimada foram justamente os pontos com maior alteração ambiental. Outro fator importante a ser considerado é que estes não apresentam cobertura vegetal em seu entorno, o que impulsiona a produção primária, aumentando o número de presas para as formas jovens de Odonata, uma vez que o sucesso desta, em ambientes naturais também está relacionado com a disponibilidade de alimento. Além disso, a presença de grandes quantidades de macrófitas nestes ambientes favorece o aumento da complexidade ambiental o que pode contrabalancear o efeito da diminuição da heterogeneidade ambiental, pois fornece abrigo e proteção às espécies, bem como a formação de microhabitat para as larvas (Juen et al. 2007), especialmente para aquelas espécies classificadas como escaladores, que necessitam desse tipo de microhabitat para se desenvolverem (nessiMian et al. 2008). Desta forma, o maior número de espécimes encontrados nestes locais, podem ser tanto de áreas alteradas vindas da represa acima como espécies de áreas preservadas.

Este resultado ocorreu principalmente devido às baixas variações nas condições ambientais analisadas, e que a distribuição das espécies pode ser dependente de processos de interação com outras espécies, havendo uma grande divisão de nicho, sendo assim, as oscilações nos parâmetros físico-químicos foram baixas a ponto de não afetarem ou o efeito seria muito pequeno para ser a principal força estruturadora da comunidade. Por outro lado,

mudanças nos mecanismos estruturais físicos como a retirada da vegetação marginal dos corpos d´água expõe esses ambientes a elevadas temperaturas e afetam o controle metabólico de organismos ectotérmicos (Pusey & aRthinGton 2003; Casatti 2010), podendo assim se tornar um efeito drástico e irreversível para a assembleia de Odonata (CoRbet 1999; Fulan & henRy 2006). Outro fator importante é que até o dado momento a teoria do Paradoxo do Plâncton não havia sido testada com grupos de insetos aquáticos em regiões neotropicais, por isso, o trabalho também se apresenta como uma base para testes que validem o mesmo para estas regiões.

AGRADECIMENTOS

Ao laboratório de Entomologia da Universidade do Estado de Mato Grosso-UNEMAT pelo apoio institucional e acadêmico e a CAPES pela concessão de bolsa. Aos MSc. Yulie Shimano Feitoza e Denis Silva Nogueira pela contribuição nas análises estatísticas e sugestões para o manuscrito. Aos MSc. Thiago Santos e Guilherme Ferreira de Lima Filho pelo apoio acadêmico e sugestões para o manuscrito. Somos gratos à Lenize Batista Calvão por suas contribuições nas análises dos dados e ao Thiago Mendes pelo auxilio nas coletas. Ao CNPq pelo fomento (proc.nº 520268/2005-9). A EMBRAPA, ISA e ONGs relacionadas à Campanha Y Ikatu Xingu, incentivadores deste projeto. Agradecemos também aos dois revisores anônimos por suas sugestões para a melhoria do manuscrito.

REFERêNCIAS

Belle, J., 1988. A synopsis of the species of Phyllocycla Calvert with description of four new taxa and a key to the genera of the neotropical Gomphidae (Odonata, Gomphidae). Tijdschrift voor Entomologie, 131: 73-102.

Belle, J., 1996. Higher classification of the South-American Gomphidae (Odonata). Zoologische Mededelingen, 70: 298-324.

Borror, D.J., 1945. A key to the New World genera of Libellulidae (Odonata). Annals of Entomological Society of America, 38: 168-194.

Cabette, H.S.R., N.F. Giehl, K. Dias-Silva, L. Juen & J.D. Batista, 2010. Distribuição de Nepomorpha e Gerromorpha (Insecta: Heteroptera) da Bacia Hidrográfica do Rio Suiá-Miçu, MT: Riqueza relacionada à qualidade do hábitat, p. 113-137. In: Santos, J.E., C. Galbiati & L.E. Moschini (Eds.). Gestão e Educação Ambiental, Água, Biodiversidade e Cultura. São Carlos, Rima, 426p.

Cannings, R.A. & S.G. Cannings, 1987. The Odonata of some saline lakes in British Columbia, Canadá: ecological distribuition and zoogeography. Advances in Odonatology, 3: 7-21.

Carvalho, A.L. & E.R. Calil, 2000. Chaves de identificação para as famílias de Odonata (Insecta) ocorrentes no Brasil - adultos e larvas. Papéis Avulsos de Zoologia do Museu de Zoologia da USP, 41: 423-441.

Carvalho, A.L. & J.L. Nessimian, 1998. Odonata do Estado do Rio de Janeiro, Brasil: Hábitats e hábitos das larvas, p. 3-28. In: Nessimian, J.L. & A.L. Carvalho (Eds.). Ecologia de Insetos Aquáticos. Rio de Janeiro, Séries Oecologia Brasiliensis PPGE-UFRJ, 309p.

Casatti, L., 2010. Alterações no Código Florestal Brasileiro: impactos potenciais sobre a ictiofauna. Biota Neotropica, 10: 31-34.

Chesson, P., 2000. Mechanisms of maintenance of species diversity. Annual Review of Ecology and Systematics, 31: 343-366.

Clenaghan, C., P.S. Giller, J. O’Halloran & R. Hernan, 1998. Stream macroinvertebrate to physic-chemical and biotic factors. Freshwater Biology, 40: 175-193.

Colwell, R.K. & J.A. Coddington, 1994. Estimating terrestrial biodiversity through extrapolation. Philosophical Transactions of the Royal Society of London, 345: 101-118.

Connell, J.H., 1978. Diversity in tropical rain forest and coral


e-ISSN 1983-0572

7

reefs. Science, 199: 1302-1310.Corbet, P.S., 1980. Biology of Odonata. Annual Review of

Entomology, 25: 189-217.Corbet, P.S., 1999. Dragonflies: Behavior and Ecology of Odonata.

Ithaca, NY, Comstock Publishing Associates, 830p.Corbet, P.S. & M.L. May, 2008. Fliers and perchers among

Odonata: dichotomy or multidimensional continuum? A provisional reappraisal. International Journal of Odonatology, 11: 155-171.

Costa, J.M., A.N. Lourenço & L.P. Vieira, 2002. Chave de identificação para imagos dos gêneros de Libellulidae citados para o Brasil-Comentários sobre os gêneros (Odonata: Anisoptera). Entomología y Vectores, 9: 477-504.

Couceiro, S.R.M., N. Hamada, S.L.B. Luz, B.R. Forsberg & T.P. Pimentel, 2007. Deforestation and sewage effects on aquatic macroinvertebrates in urban streams in Manaus, Amazonas, Brazil. Hydrobiologia, 575: 271-284.

Courtney, L.A. & W.H. Clements, 1998. Effects of acidic pH on benthic macroinvertebrate communities in stream microcosms. Hydrobiologia, 379: 135-145.

De Marco Jr., P., 1998. The Amazonian Campina dragonfly assemblage: patterns in microhabitat use and behaviour in a foraging habitat (Anisoptera). Odonatologica, 27: 239-248.

De Marco Jr., P., A.O. Latini & D.C. Resende, 2005. Thermoregulatory constraints on behavior: patterns in a neotropical dragonfly assemblage. Neotropical Entomology, 34: 155-162.

De Marco Jr., P. & D.C. Resende, 2002. Activity patterns and thermoregulation in a tropical dragonfly assemblage. Odonatologica, 31: 129-138.

De Marco Jr., P. & D.C. Resende, 2004. Cues for Territory Choice in Two Tropical Dragonflies. Neotropical Entomology, 33: 397-401.

Diniz-Filho, J.A.F., C.E.R. Sant’ana & L.M. Bini, 1998. An eigenvector method for estimating phylogenetic inertia. Evolution, 52: 1247-1262.

Ferreira-Peruquetti, P. & P. De Marco Jr., 2002. Efeito da alteração ambiental sobre comunidades de Odonata em riachos de Mata Atlântica de Minas Gerais, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 19: 317-327.

Fulan, J.A. & R. Henry, 2006. The Odonata (Insecta) assemblage on Eichhornia azurea (Sw.) Kunth (Pontederiaceae) stands in Camargo Lake, a lateral lake on the Paranapanema River (state of São Paulo, Brazil), after an extreme inundation episode. Acta Limnologica Brasiliensia, 18: 99-127.

Garrison, R.W., N. Von Ellenrieder & J.A. Louton, 2006. Dragonfly Genera of the New Word: an Illustrated and Annotated Key to the Anisoptera. The Johns Hopkins University Press, Baltimore, 368p.

Garrison, R.W., N. Von Ellenrieder & J.A. Louton, 2010. Damselfly Genera of the New World: an Illustrated and Annotated Key to the Zygoptera. The Johns Hopkins University Press, Baltimore, 490p.

Giacomini, H.C., 2007. Os mecanismos de coexistência de espécies como vistos pela Teoria Ecológica. Oecologia Brasiliensis, 11: 521-543.

González-Megias, A., J.G. Gómes & F. Sánchez-Piñero, 2007. Diversity-habitat heterogeneity relationship at different spatial and temporal scales. Ecography, 30: 31-41.

Houston, M.A., 1994. The Coexistence of Species on Changing Landscapes. Biological Diversity. Cambridge, Cambridge University Press, 681p.

Hubbell, S.P., 1979. Tree dispersion, abundance, and diversity in a tropical dry forest. Science, 203: 1299-1309.

Hutchinson, G.E., 1961. The paradox of the plankton. The American Naturalist, 95: 137-145.

Jackson, D.A., 1993. Stopping rules in principal components analyses: a comparison of heuristical and statistical approaches. Ecology, 74: 2204-2214.

Jacob, U., H. Walter & R. Klenke, 1984. Aquactic insects larvae as indicators of limiting minimal content of dissolved oxygen.

Aquatic Insects, 6: 185-190.Jankowski, J.E., A.L. Ciecka, N.Y. Meyer & K.N. Rabenold, 2009.

Beta diversity along environmental gradients: implications of habitat specialization in tropical montane landscapes. Journal of Animal Ecology, 78: 315-327.

Juen, L., H.S.R. Cabette & De Marco, P. Jr 2007. Odonate assemblage structure in relation to basin and aquatic habitat structre in Pantanal wetlands. Hydrobiologia, 579:125-134.

Juen, L. & P. De Marco Jr., 2011. Odonate biodiversity in terra-firme forest streamlets in Central Amazonia: on the relative effects of neutral and niche drivers at small geographical extents. Insect Conservation and Diversity, 4: 1-10.

Juen, L. & P. De Marco Jr., 2012. Dragonfly endemism in the Brazilian Amazon: competing hypotheses for biogeographical patterns. Biodiversity and Conservation, 21: 3507-3521.

Lencioni, F.A.A., 2005. The Damselflies of Brazil: An Illustrated Guide - The Non Coenagrionidae Families. São Paulo, All Print Editora, 324p.

Lencioni, F.A.A., 2006. The Damselflies of Brazil: An Illustrated Guide - Coenagrionidae. São Paulo, All Print Editora, 419p.

Maeda, E.J., A.R. Formaggio & Y.E. Shimabukuro, 2008. Análise histórica das transformaçãoes da Floresta Amazônica em áreas agrícolas na Bacia do Rio Suiá-Missu. Sociedade & Natureza, 20: 5-24.

May, M.L., 1976. Thermoregulation in adaptation to temperature in dragonflies (Odonata: Anisoptera). Ecological Monographs, 46: 1-32.

May, M.L., 1991. Thermal adaptations of dragonflies, revisited. Advances in Odonatology, 5: 71-88.

Nessimian, J.L., E. Venticinque, J. Zuanon, P. De Marco Jr., M. Gordo, L. Fidelis, J.D. Batista & L. Juen, 2008. Land use, habitat integrity, and aquatic insect assemblages in Central Amazonian streams. Hydrobiologia, 614: 117-131.

Nogueira, D.S., H.S.R. Cabette & L. Juen, 2011. Estrutura e composição da comunidade de Trichoptera (Insecta) de rios e áreas alagadas da bacia do rio Suiá-Missu, Mato Grosso, Brasil. Iheringia, Série Zoologia, 101: 173-180.

Oertli, B., 2008. The use of dragonflies in the assessment and monitoring of aquatic habitats, p. 79-95. In: Cordoba-Aguilar, A. (Ed.). Model Organisms for Ecological and Evolutionary Research. Oxford, Oxford University Press, 290p.

Oksanen, J., F.G. Blanchet, R. Kindt, P. Legendre, R.B. O’Hara, G.L. Simpson, M.H.H. Stevens & H. Wagner, 2011. Vegan: community ecology package. Version 1.17-11. Disponível em: http://vegan.r-forge.r-project.org.

Peres-Neto, P.R., D.A. Jackson & K.M. Somers, 2003. Giving meaningful interpretation to ordination axes: assessing loading significance in principal component analysis. Ecology, 84: 2347-2363.

Pinto, N.S., L. Juen, H.S.R. Cabette & P. De Marco Jr., 2012. Fluctuating Asymmetry and Wing Size of Argia tinctipennis Selys (Zygoptera: Coenagrionidae) in Relation to Riparian Forest Preservation Status. Neotropical Entomology, 41: 83-90.

Pusey, B.J. & A.H. Arthington, 2003. Importance of the riparian zone to the conservation and management of freshwater fish: a review. Marine and Freshwater Reserch, 54: 1-16.

Ratter, J.A., G.P. Askew, R.F. Montgomery & D.R. Gifford, 1978. Observations on Vegetation of Northeastern Mato-Grosso. Forests and Soils of Rio Suiá-Missu area. Proceedings of the Royal Society of London Series B-Biological Sciences, 203: 191-208.

Ratter, J.A., P.N. Richards, G.E. Argente & D.R.G. Giford, 1973. Observations on the vegetation of northeastern Mato Grosso. Philosophical Transaction of the Royal Society of London Series B - Biological Sciences, 226: 449-492.

R Development Core Team, 2011. R: A language and environment for statistical computing. [2.12.2] Vienna: R Foundation for Statistical Computing. Disponível em: http://www.r-project.org.

Reis, E.F., N.S. Pinto, F.G. Carvalho & L. Juen, 2011. Efeito


e-ISSN 1983-0572

da integridade ambiental sobre a Assimetria Flutuante em Erythrodiplax basalis (Libellulidae: Odonata) (Kirby). EntomoBrasilis, 4: 103-107.

Rosenberg, D.M. & V.H. Resh, 1993. Introduction to freshwater biomonitoring and benthic macroinvertebrates, p. 1-9. In: Rosenberg, D.M. & V.H. Resh, (Eds.). Freshwater Biomonitoring and Benthic Macroinvertebrates. New York, Chapman and Hall, 504p.

Sale, P.F., 1977. Maintenance of high diversity in coral reef fish communities. The American Naturalist, 111: 337-359.

Samways, M.J. & N.S. Steytler, 1996. Dragonfly (Odonata) distribution patterns in urban and forest landscapes, and recommendations for riparian management. Biological Conservation, 78: 279-288.

Shimano, Y., H.S.R. Cabette, F.F. Salles & L. Juen, 2010. Composição e distribuição da fauna de Ephemeroptera (Insecta) em área de transição Cerrado-Amazônia, Brasil. Iheringia, Série Zoologia, 100: 301-308.

Silva, D.P., P. De Marco Jr. & D.C. Resende, 2010. Adult odonate abundance and community assemblage measures as indicators of stream ecological integrity: A case study. Ecological Indicators, 10: 744-752.

Stewart, D.A.B. & M.J. Samways, 1998. Conserving dragonfly (Odonata) assemblages relative to river dynamics in an African savanna game reserve. Conservation Biology, 12: 683-692.

Tews, J., U. Brose, V. Grimm, K. Tielbor-Ger, M.C. Wichmann, M. Schwager & F. Jeltsch, 2004. Animal species diversity driven by habitat heterogeneity/diversity: the importance of keystone structures. Journal of Biogeography, 31: 79-92.

Verneaux, V., J. Verneaux, A. Schmitt, C. Lovy & J.C. Lambert, 2004. The Lake Biotic Index (LBI): an applied method for

assessing the biological quality of lakes using macrobenthos; the Lake Châlain (French Jura) as an example. Annales de Limnologie-International Journal of Limnology, 40: 1-9.

Wantzen, K.M., W.J. Junk & K.O. Rothhaupt, 2008. An extension of the floodpulse concept (FPC) for lakes. Hydrobiologia, 613: 151-170.

Ward, J.V. & J.A. Stanford, 1982. Thermal responses in the evolutionary ecology of aquatic insects. Annual Review of Entomology, 27: 97-117.

Wellborn, G.A., D.K. Skelly & E.E. Werner, 1996. Mechanisms creating community structure across a freshwater habitat gradient. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics, 27: 337-363.

Williams, P., M. Whitfield, J. Biggs, S. Bray, G. Fox, P. Nicolet & D. Sear, 2004. Comparative biodiversity of rivers, streams, ditches and ponds in an agricultural landscape in Southern England. Biological Conservation, 115: 329-341.

Woodcock, B.A., S.G. Potts, D.B. Westbury, A.J. Ramsay, M. Lambert, S.J. Harris & V.K. Brown, 2007. The importance of sward architectural complexity in structuring predatory and phytophagous invertebrate assemblages. Ecological Entomology, 32: 302-311.

Zar, J.H., 1999. Biostatistical Analysis. Prentice-Hall, Englewood Cliffs, N.J. 944p.

Recebido em: 18/05/2012Aceito em: 25/11/2012

**********

Como citar este artigo:

Oliveira-Junior, J.M.B., H.S.R. Cabette, N. Silva-Pinto & L. Juen, 2013. As variações na Comunidade de Odonata (Insecta) em Córregos Podem ser Preditas pelo Paradoxo do Plâncton? Explicando a Riqueza de Espécies Pela Variabilidade Ambiental. EntomoBrasilis, 6(1): 01-08. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/250. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.250






Temporal Distribution of Blowflies of Forensic Importance (Diptera: Calliphoridae), in Man-Size

Domestic Pigs Carcasses, in the Forest Reserve Adolpho Ducke, Manaus, Amazonas, Brazil*

Alexandre Ururahy-Rodrigues¹, José Albertino Rafael¹ & José Roberto Pujol-Luz²

1. Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia - INPA, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected]. 2. Universidade de Brasília - UnB, e-mail: [email protected].

_____________________________________


En

tom

olog

ia F

oren

se Abstract. One of the must forensic importance insect families is Calliphoridae (Diptera) and different species of this family were used to demonstrate the efficiency of the experimental model used in this study. The experiments were performed with domestic pig models (approximately 60 kg) in Adolpho Ducke Forest Reserve (Manaus, Amazonas). To minimize the effect of repeated samplings in the same model (a result of pseudoreplication), two models were used to answer two questions: 1) What is the species composition and temporal distribution of Calliphoridae adults? 2) What is the species composition and temporal distribution of Calliphoridae that effectively colonized the carcass? Six pseudoreplicates were studied in three periods: from 06/30/2005 to 07/30/2005 (less rainy season), from 10/18/2005 to 11/17/2005 (transition period between the two seasons) and from 03/15/2006 to 04/14/2006 (rainy season). The immatures and adults collected were identified as forensic indicators. The decomposition process presented five stages (fresh, bloated, decay, adipocere-like and skeletonization). The first four days included the first three stages of decomposition and were the most attractive to the Calliphoridae. The three taxa that were most abundant, regular and with highest peaks in the first four samples of each experiment were, in ascending order: Hemilucilia semidiaphana (Rondani), Hemilucilia segmentaria (Fabricius) e Paralucilia spp.. Linear regressions showed low values of F and high values of P, indicating that rain did not influence the sampling results.

Keywords: Calliphorids; Central Amazonia; Forensic Entomology.

Distribuição Temporal de Moscas Varejeiras de Importância Forense (Diptera: Calliphoridae), em Porcos Domésticos, com Massa Corporal Comparável ao de um ser Humano Adulto, na Reserva

Florestal Adolpho Ducke, Manaus, Amazonas, Brasil

Resumo. Uma das famílias de insetos de maior importância forense é Calliphoridae (Diptera). Diferentes espécies dessa família foram utilizados para descrever a eficiência da modelagem experimental aplicada neste estudo. Porcos domésticos foram utilizados como modelos (aproximadamente 60 kg), em Manaus, Amazonas, na Reserva Floresta Adolpho Ducke. Para minimizar o efeito das coletas repetidas no mesmo modelo (consequência da pseudoreplicação), foram utilizados simultaneamente dois modelos para responder duas perguntas: 1) Qual a composição e a distribuição temporal dos califorídeos adultos? 2) Qual a composição e a distribuição temporal dos califorídeos que efetivamente colonizaram a carcaça? Foram estudadas seis pseudoréplicas em três períodos: de 30/06/2005 a 30/07/2005 (estação menos chuvosa); de 18/10/2005 a 17/11/2005 (transição entre as duas estações) e de 15/03/2006 a 14/04/2006 (estação mais chuvosa). As táxons coletados nos estágios adulto e imaturo, na carcaça, foram apontadas como indicadoras forenses. O processo de decomposição apresentou cinco estágios: fresco, inchamento, deterioração, saponificação e esqueletização.. Os primeiros quatro dias compreendem os três primeiros estágios do processo de decomposição e foram os mais atrativos para os califorídeos. Os três táxons mais abundantes, regulares e que apresentaram os maiores picos nas quatro primeiras coletas de cada experimento em ordem crescente foram, Hemilucilia semidiaphana (Rondani), Hemilucilia segmentaria (Fabricius) e Paralucilia spp.. Regressões lineares mostraram baixos valores de F e altos de P, indicando que a chuva não influenciou nos resultados das coletas.

Palavras-chave: Amazônia Central; Califorídeos; Entomologia Forense.

_____________________________________

orensic entomology is the science that applies knowledge about insects, or other arthropods, to support an investigation in police procedures or prosecutions, through

the interpretation of entomological data found in the crime scene that generated such legal proceedings.

In the medico-legal field, the Calliphoridae (Diptera), popularly known as blow flies, can find and colonize animal carcasses usually in a few minutes after death, when that occurs during the day, and is one of the most forensically important families of insects (oliVeiRa-Costa 2011). Therefore, they are very important organisms for the calculation of postmortem interval (PMI) estimates, which corresponds to the probable time elapsed between death and the discovery of the body, an useful information that can be obtained through the assessment of the period of insect activity on the corpse (PIA). This time can

usually be very close to the actual time of death. PMI is calculated based on data from the development time of larvae or pupae, collected on the body or its surroundings, which are reared in the laboratory until the adult emerges (aMenDt et al. 2007).

In Brazil, the application of forensic entomology is not recent, but few publications report the application of entomological data in estimating PMI in criminal investigations: Roquete Pinto (1908) in Rio de Janeiro, oliVeiRa-Costa & Mello-Patiu (2004) in Rio de Janeiro, PuJol-luz et al. (2006, 2008) in Rondônia and Amapá, respectively, and kosMann et. al. (2011), in Minas Gerais.

*This Research was funded by Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico-CNPq, processes

141747/2004-8 (AUR), 52.1239/95-8 (JAR) and 308636/2007-4 (JRPL)



10Temporal Distribution of Blowflies of Forensic Importance … Ururahy-Rodrigues et al.

e-ISSN 1983-0572

Basic entomological forensic studies in the Amazon region are sparse. Half of the published studies aimed at bionomic aspects (FRaGa 2004; oliVeiRa-Da-silVa et al. 2006; baRRos-De-sousa et al 20012. The other half covered taphonomic and ecological aspects (uRuRahy-RoDRiGues et al. 2008; Mise et al. 2010; uRuRahy-RoDRiGues et al. 2010). Studies of community ecology are fundamental to the formation of databases and to point out the best forensic indicators for the Amazon region, as well as for other Brazilian regions.

This study aimed to describe the similarity between the samples based on the composition, abundance and temporal distribution of adults of Calliphoridae throughout the different stages of decomposition of a man-size model and its relation with abiotic variables (temperature, relative humidity and rainfall) Also point the best forensic indicators, by rearing until adults (for identification), the imatures (Larvae) collected. There fore obtaining basic ecological data to one of the most of forensic entomology important dipteran family, in Central Amazonia. The question about similar species, diversity and dominance between the multiple samples, will be discussed in another paper.

MATERIAL AND METHODS

The research was conducted in “terra firme” upland plateaus with primary forest, in the Adolpho Ducke Forest Reserve (100 km²). The reserve belongs to the National Institute for Amazonian Research (INPA) and is located on the state highway AM-010, Km-26 (02o55’51’’S, 59o58’59’’W), Manaus, Amazonas, Brazil.

The models used were large white domestic pigs, with body mass of approximately 60 kg, equivalent to a man-size corpse. The euthanasia of the pigs was performed with a direct shot on the frontal region of the head, using a .38 caliber firearm, to simulate the most common executions (homicides) occurring in Brazil. These proceedings took place in the experimental site between 2:00 and 2:45 pm. At this time (2005-2006), the exigences about ethics permissions were not obrigatory, and ethics comitees were not available in the Amazonas State. In the actual time, projects in execution obtained the permitions for the same euthanasia procedure wich is considered indolor.

The experimental design used six pseudoreplicates in three periods: from 06/30/2005 to 07/30/2005 (less rainy season), from 10/18/2005 to 11/17/2005 (transition period between the two seasons) and 03/15/2006 to 04/14/2006 (rainy season).

To minimize the effect of repeated samplings in the same model (effect of pseudoreplication) two models were simultaneously used to answer two questions: 1) What is the composition and temporal distribution of species of Calliphoridae adults? 2) What is the composition and temporal distribution of species of Calliphoridae immature (larvae) that effectively colonized the carcass?

The models were protected by galvanized metal frame cages, measuring 4 m2, and covered with wire screens, with a 2 inch mesh (Figures 1 and 2), to avoid disturbance by medium or large vertebrate scavengers. The blow fly adults were captured with a modified suspended trap (RaFael & GoRayeb 1982) (Figure 2). The trap’s working principle is to attract and capture flies with the smell of the carcass. Once inside the trap, the flies try to escape through the top where they are captured in a collecting bottle with a pyrethroid tape as killing agent. The models for immature sampling were not covered by any traps and were freely colonized (Figure 1).

Adults were collected daily on the trapped carcasses between 17:30 and 19:00 hours, with a minimum interval of time between the two models. Each sample was transferred to a labeled plastic container (1 L), and later filled with 80% ethanol to fix the specimens. The immatures were collected at the same time interval, with at least 30 larvae and/or pupae being collected

per sample, with all morphotypes and life stages observed being sampled. This material was collected with tweezers, on or around the carcass, and placed live in plastic pots containing vermiculite and ground beef with 24 hours of putrefaction, and covered with “organza” to allow ventilation. Each sample was labeled with date and time of the sampling and packaged in rearing cages. After emergence, the adults were pinned or placed in screw cap plastic containers with 80% alcohol.

Figure 1. Model in the fresh decomposition stage and used to collect immature and for observations on the decomposition process.

Figure 2. Model used exclusively for collecting adults.

Observations of the decomposition stages were simultaneous to the sampling effort. Field notes and photographs, with a digital camera Olympus Camedia D-435, were made. The rainfall data were obtained from the meteorological station of the forest


e-ISSN 1983-0572

11

reserve. Additional measurements of temperature and relative humidity were obtained daily in the experimental sites with a digital thermohygrometer (model Gehaka). Decomposition stages were classified using the terminology adopted by (stuaRt et al. 2005), Catts & haskell (1990) and sMith (1986) to describe the gases in the bloated stage.

The blow flies were identified and quantified based on the works of Mello (1969, 1972, 1996 and 2003) and also with the help of Professor Rubens de Mello (Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro). All material was deposited in the Invertebrate Collection of INPA.

To evaluate the possible influence of abiotic variables on the duration of the decomposition stages, a simple correlation between the independent variables (temperature, relative humidity and precipitation) (Tables 1, 2 and 3) was performed, followed by elimination of more correlated variables (collinears) (MaGnusson & MouRão 2003). Next, a linear regression was performed between the duration of stages of decomposition and the less collinear variable.

To evaluate the similarity between samples, considering the composition and abundance of species, a indirect polar ordering through a non-metric multidimensional scaling (NMDS) (MaCCune & GRaCe 2002; MaGnusson & MouRão 2003) was performed, using the Bray-Curtis distance and based on the relative abundance data (Tables 4, 5 and 6). Next, the data were analyzed with a simple linear regression between the derived ordination axes with the less collinear variable and the postmortem interval (720 hours).

To evaluate the duration of decomposition stages over the three periods studied and its influence on the composition and abundance of species of blow flies, a simple discriminant analysis was performed between the duration of stages converted into categories of time and the axes of the composition ordination (MDS1 + MDS2 + decomposition stages).

To evaluate the differences between the sampling of adults and immatures the list of species obtained in the two sampling efforts were qualitatively compared. Species that had adult and immature stages effectively colonizing the carcass were determined as forensic indicators. Statistical analyzes and graphs were generated through the program PAST 1.81 (haRPeR & Ryan 2008) and SYSTAT 11 (Systat Software Inc. SSI).

RESULTS AND DISCUSSION

Why use pseudoreplicates and not replicates? The published Brazilian studies on forensic ecological communities, that used domestic pigs as models, also used pseudoreplicates (CaRValho et al. 2000; CaRValho et al. 2001, 2004; MaRChioRi et al. 2000; oliVeiRa-Da-silVa et al. (2006); uRuRahy-RoDRiGues et al. 2008, 2010; baRbosa et al. 2010; biaVati et al. 2010; Mise et al. 2010).

The use of replicates in forensic taphonomic studies are unfeasible due to logistical problems: If an experiment with a 60 kg pig must last 60 days for the carcass to reach the remains stage, it would be necessary to have 60 temporal replicates that need to be spatially replicated at least three times. This imagined experiment would need 180 pigs of 60 kg for just one seasonal period. If this reasoning is applied to a study of the decomposition processes and necrophagous entomofauna in the Amazon, comparing summer and winter season, it would take 360 pigs of 60 kg. For example, just for one experiment in the summer 180 pigs would have to be killed with a shot in the head at the same time by 180 armed men. In the second (winter) experiment, the same process would have to be done again. Since it would be extremely problematic using replicates, pseudoreplication was chosen instead. However, a new experimental design was created, aiming to minimize the effects of repeated measurements on the same model (influence

of pseudoreplication).

Species composition of collected Calliphoridae adults and immatures. Ten adult taxa and three immature taxa were collected and are presented in box 1. As expected, the collected taxa differ from those found in studies conducted in urban areas in other Brazilian regions. Species with a low synanthropic index (preference for areas with human interference) as Hemilucilia segmentaria (Rondani), Hemilucilia semidiaphana (Fabricius) and species of the genera Paralucilia were dominant in abundance and were most efficient in colonizing the carcasses. A total of 35,751 adult Calliphoridae were collected in the three periods studied, 14.933 in the less rainy season (41.7% of total), 11.098 in the transition period (31.04% of total) and 9720 in the rainy season (27.18 % of total). There was a gradual and low reduction of total abundance and percentage of blow flies collected in the three experiments.

Box 1. Species composition of adult Calliphoridae collected. The taxa marked in gray strong were collected as larvae, reared until adult emergence and were pointed as forensic indicators.

Chrysomyinae (1), Mesembrinellinae (2) e Calliphorinae (3).1- Hemilucilia segmentaria (Fabricius). Neotropical.

1- Hemilucilia semidiaphana (Rondani). Neotropical.

1- Paralucilia spp. Neotropical.

1- Hemilucilia souzalopesi (Mello). Neotropical.

1- Chloroprocta idioidea (Robineau-Desvoidy). Neotropical.

1- Chrysomya megacephala (Fabricius). Cosmopolite.

1- Chrysomya albiceps (Wiedeman).Cosmopolite.

1- Cochliomyia macellaria (Fabricius). Neartic e Neotropical.

2- Mesembrinella bellardiana Aldrich. Neotropical.

2- Eumesembrinella besnoiti (Seguy). Neotropical.3- Phaenicia eximia (Wiedemann). Neartic and Neotropical.

Stages of decomposition observed and their characteristics. Five stages of decomposition were noted:

Fresh (Figure 1)

This sage was characterized by physical signs in the appearance of the corpse as hypostasis (deposition of blood in the lower parts due to gravity), rigor mortis (stiffening of the limbs due to dehydration, anaerobic glycolysis, coagulation of myosin and the accumulation of acid) and “Posthumous Brouardel Circulation” (peripheral blood vessels are pressured from inside out by internal gas pressure and are visible under the skin, giving a varicose aspect, showing the first signs of body swelling). This stage’s duration did not change in the three experiments and lasted about a day. It is probably due to the little temperature variation throughout the year in the region.

Bloated (Figure 3). Characterized by a strong odor, rigor mortis completely settled, distinct hypostasis, presence of a “green abdominal spot”, anal and tongue protrusion, and bloating of the model into the “fighter position” as described by oliVeiRa-Costa (2011). The bloating occurs due to the putrefaction gases which, according to sMith (1986), are mainly ammonia (NH3), hydrogen sulfide (H2S), carbon dioxide (CO2) and nitrogen (N2). The bloated stage lasted two days and did not vary during the less rainy season and the transition period. However, in the rainy season it lasted about a day.

Decay (Figure 4). Characterized by rupture of the decomposing tissue (due to internal gas pressure), end of rigor mortis, wilting of the models and the release of exudates (fluids from dehydration, lysis of proteins and lipids, cellular necrosis, etc.). Its duration did not vary in the three experiments, lasting about a day. However, during the rainy season it started one day earlier.


e-ISSN 1983-0572

Adipocere (Saponification) (Figure 5). This decomposition stage was characterized by a preservation of the carcasses for a few days in the less rainy season and in the transition period, but was not the case in the rainy season. The saponification or adipocere is an unusual stage of decomposition, difficult to be observed and is usually associated with long postmortem intervals, as observed by MouRa et al. (1997) in studies with rats in Parana, Brazil. Adipocere occurrence may be directly linked with high relative humidity in association with alkaline soils (oliVeiRa-Costa 2011), a situation which is compatible with the experimental sites of the current study. In the saponification process triglycerides suffer hydrolysis and hydrogenation, by the action of endogenous lipolytic enzymes or by enzymes secreted by bacteria, which convert fats into soap (stuaRt et al. 2005). This process preserves the corpse, especially and more easily, in cases where there is mechanical obstruction to the scavenger’s actions, when the corpse was buried.

Skeletonization (Figure 6). This decomposition stage was characterized by progressive loss of body mass and increase of skeleton exposure, especially with the full skeletonization of the head, extremities, ribs, sternum, and pelvic and scapular girdles. This is due to the feeding activity of necrophagous insect larvae (mainly Calliphoridae). Its duration varied in the rainy season, which was when this stage started a day earlier. The thirty days of observations were not sufficient for a complete skeletonization of the models. None of the models reached the stage of remains, as observed by other authors in studies with models with lower body mass. This shows that data generated by experiments with models with lower body mass can not be extrapolated for adult humans.

Correlation between the abiotic variables (temperature, relative humidity and rainfall) and the possible influence of these variables over the stages of decomposition (Tables 1, 2 and 3).

Temperature x Rainfall (Pluviometric precipitation). The linear correlation test of Pearson was not statistically significant between temperature and precipitation, indicating a negative correlation of about 25.4% (r = -0.25402, p = 0.132), demonstrating that there is a slight tendency for the less rainy season to be warmer and the other two periods to be cooler due to increase in precipitation.

Relative humidity (RH) x Rainfall (Pluviometric precipitation). The linear correlation test of Pearson was not statistically significant between relative humidity and rainfall, indicating positive correlation of about 25.9% (r = 0.259567, p = 0.0092), demonstrating that the two variables increase together and that the rainy season and the transition period had a bit higher values of precipitation and relative humidity when compared to the less rainy season.

Temperature x Relative humidity (RH). The linear correlation test of Pearson was statistically significant between temperature and relative humidity, and had a negative correlation, about 48% (r = -0.48164, p = 0.0001), demonstrating that an increase in temperature and decrease in RH are correlated. A comparison between the correlation coefficients (temperature, relative humidity and precipitation) found that the less correlated variable among the three was precipitation, so the formers were eliminated for presenting collinearity.

Rainfall (Pluviometric precipitation) and its possible influence in the decomposition stages. To check the influence of precipitation on the duration of the decomposition stages, a linear regression was performed between the duration of the stages that showed variation and the precipitation (Tables 1, 2 and 3).

The fresh stage lasted about a day in all three experiments, thus

the regression analysis was not necessary. In the rainy season there was less precipitation during the fresh stage, however in transition period and in rainfall the opposite occurred and the recorded values were 2 and 0.8 mm, respectively.

The duration of the bloated stage did not vary comparing the rainy season and the transition period. The bloated stage started after the first day of IPM and it lasted for about two days, which was not the same for the rainy season, when it lasted for about a day. However, linear regression analysis was not significant for the influence of rainfall in this variation (F = 0.063, df = 1, 88 and p = 0.803).

The duration of the decay stage did not vary in all the three experiments and it lasted for about a day, like in the fresh stage. However, its start in the rainy season was anticipated in one day and took place in the third day after death. During this stage, it only rained during the transition (4.8 mm). Regression analysis was not significant for the influence of precipitation on the variation (F = 0.103; GL = 1, 88 and p = 0.750).

The adipocere stage started on the fifth day after death in the less rainy season and the transition period, and it lasted 8 days. However, this stage did not happen in the rainy season and gave place to skeletonization. Regression analysis was not statistically significant for the influence of precipitation on the variation (F = 0.096; GL = 1, 88, p = 0.757).

The skeletonization stage took place on the fourteenth day postmortem in the less rainy season and the transition period, and remained in progression until the last observations done on the models. In the rainy season, its start was anticipated and replaced the saponification stage, starting on the fifth day after death and still going on until the last observations were done on the models. Regression analysis was not significant for the influence of precipitation on the variation (F = 1.205; GL = 1, 88 and p = 0.275).

Relation between the temporal distribution of adult Calliphoridae (NMDS axes) composition and abundance with precipitation, postmortem interval (24-720 hours) and the decomposition stages

Similarities and dissimilarities between the samples (1-90) while considering the composition and abundance of species (Tables. 4, 5 and 6) (Figure 7). The polar indirect ordination (Non-metric Multidimensional Scaling (NMDS) based on Bray-Curtis distance) (Tables 4, 5, 6) (Figure 7) left as nearest the first five samples of the three experiments. These early samples have the largest similarity distances in relation to the others, demonstrating that the first five days of decomposition presented the greatest richness and abundance of species. The first five days cover the first stages of decomposition (fresh, bloated, decay and the first day of saponification, when it occurs), which were the most attractive to the blow fly species. The remaining samples shared a decrease in abundance and taxa, but also presented secondary lower peaks of abundance, which can be interpreted as recurrence of species, and may be related to recent emerged adults of the trapped first generation of colonizing blow flies.

Relationship between the ordination of the composition and abundance of adult blow flies (NMDS axes) with the rainfall (Figures 8 and 9). To evaluate the influence of rainfall on the abundance of the taxa collected, simple’s linear regressions were performed between this variable and the two resulting ordination axes (NMDS1 and NMDS2). The analyses results were not statistically significant to the axis NMDS1 (F = 0.971, df = 1, 88 and P = 0.327) and the axis NMDS2 (F = 6.749, df = 1, 88 and P = 0.011). The low F values and high P values suggest that the rain did not influence the resulting samples (Figures 9.10).


e-ISSN 1983-0572

13

Figure 3.Model in the bloated decomposition stage.

Figure 5. Model in the adipocere decomposition stage.

Figure 4. Model in the decay decomposition stage.

Figure 6. Model in the skeletonized decomposition stage.


e-ISSN 1983-0572

Table 1. Date, samples, Postmortem interval in hours, temperature, rainfall, relative humidity and the duration of decomposition stages in hours in the less rainy season. PMI, postmortem interval; Temp: temperature; RH: relative humidity; FR: fresh: BL: Bloated; DE: Decay; AD: Adipocere and SK: skeletonization.

Date Samples IPM Temp Rainfall RU FR BL DE AD SK

1/7/2005 1 24 25.2 14.7 85 24 0 0 0 0

2/7/2005 2 48 25.3 6.4 83 0 24 0 0 0

3/7/2005 3 72 25.3 15.5 93 0 48 0 0 0

4/7/2005 4 96 27 0 83 0 0 24 0 0

5/7/2005 5 120 24.9 0 83 0 0 0 24 0

6/7/2005 6 144 25 5.3 83 0 0 0 48 0

7/7/2005 7 168 26.2 0 82 0 0 0 72 0

8/7/2005 8 192 25.3 0 77 0 0 0 96 0

9/7/2005 9 216 25.5 0 80 0 0 0 120 0

10/7/2005 10 240 26.2 0 81 0 0 0 144 0

11/7/2005 11 264 24.2 68.3 90 0 0 0 168 0

12/7/2005 12 288 24.1 0.8 91 0 0 0 192 0

13/7/2005 13 312 24.7 0 91 0 0 0 0 24

14/7/2005 14 336 25.5 0 84 0 0 0 0 48

15/7/2005 15 360 26.8 0 82 0 0 0 0 72

16/7/2005 16 384 26.8 0 78 0 0 0 0 96

17/7/2005 17 408 26.1 0 76 0 0 0 0 120

18/7/2005 18 432 28.3 0 74 0 0 0 0 144

19/7/2005 19 456 27.1 0 73 0 0 0 0 168

20/7/2005 20 480 26.2 0 72 0 0 0 0 192

21/7/2005 21 504 24.9 0 81 0 0 0 0 216

Table 2. Date, samples, postmortem interval in hours, temperature, rainfall, relative humidity and the duration of decomposition stages in hours in the intermediate period. PMI, postmortem interval; Temp: temperature; RH: relative humidity; FR: fresh: BL: Bloated; DE: Decay; AD: Adipocere and SK: skeletonization.


19/10/2005 31 24 27 0.5 98 24 0 0 0 0

20/10/2005 32 48 26.6 0 74 0 24 0 0 0

21/10/2005 33 72 27.4 0 82 0 48 0 0 0

22/10/2005 34 96 24.6 4.8 89 0 0 24 0 0

23/10/2005 35 120 26 0 82 0 0 0 24 0

24/10/2005 36 144 27.1 0 81 0 0 0 48 0

25/10/2005 37 168 25.8 0.5 82 0 0 0 72 0

26/10/2005 38 192 26.6 0 82 0 0 0 96 0

27/10/2005 39 216 24.8 0.5 81 0 0 0 120 0

28/10/2005 40 240 28.3 0 81 0 0 0 144 0

29/10/2005 41 264 28.8 0 79 0 0 0 168 0

30/10/2005 42 288 28.6 27.9 77 0 0 0 192 0

31/10/2005 43 312 29 0 71 0 0 0 0 24

1/11/2005 44 336 29.8 0 69 0 0 0 0 48

2/11/2005 45 360 25.8 3.3 73 0 0 0 0 72

3/11/2005 46 384 25.3 33 83 0 0 0 0 96

4/11/2005 47 408 26.1 0 80 0 0 0 0 120

5/11/2005 48 432 23 55.6 84 0 0 0 0 144

6/11/2005 49 456 23.8 19.8 78 0 0 0 0 168

7/11/2005 50 480 24.6 0 75 0 0 0 0 192

8/11/2005 51 504 25.4 0 73 0 0 0 0 216

9/11/2005 52 528 23.2 1.8 78 0 0 0 0 240

10/11/2005 53 552 25.1 0 80 0 0 0 0 264

11/11/2005 54 576 28.5 0 80 0 0 0 0 288

12/11/2005 55 600 26 10.7 81 0 0 0 0 312

13/11/2005 56 624 27.5 10.7 83 0 0 0 0 336

14/11/2005 57 648 26.7 782 82 0 0 0 0 360

15/11/2005 58 672 27.1 15.2 86 0 0 0 0 384

16/11/2005 59 696 25.3 43.2 89 0 0 0 0 408

17/11/2005 60 720 27.3 0.5 90 0 0 0 0 432


e-ISSN 1983-0572

15

Table 3. Date, samples, postmortem interval in hours, temperature, rainfall, relative humidity and the duration of decomposition stages in hours in the rainy season. PMI, postmortem interval; Temp: temperature; RH: relative humidity; FR: fresh: BL: Bloated; DE: Decay; AD: Adipocere and SK: skeletonization.


16/3/2006 61 24 23.4 34.5 99 24 0 0 0 0

17/3/2006 62 48 24 12.4 95 0 24 0 0 0

18/3/2006 63 72 26.9 0 88 0 0 24 0 0

19/3/2006 64 96 27.6 0 90 0 0 0 0 24

20/3/2006 65 120 25.9 7.6 95 0 0 0 0 48

21/3/2006 66 144 25.1 8.1 93 0 0 0 0 72

22/3/2006 67 168 25.7 29.2 97 0 0 0 0 96

23/3/2006 68 192 25 11.2 97 0 0 0 0 120

24/3/2006 69 216 24.4 29.5 97 0 0 0 0 144

25/3/2006 70 240 24.4 2.8 96 0 0 0 0 168

26/3/2006 71 264 24.2 6.9 99 0 0 0 0 192

27/3/2006 72 288 25.9 0.3 99 0 0 0 0 216

28/3/2006 73 312 24.6 15 99 0 0 0 0 240

29/3/2006 74 336 26.1 4.3 99 0 0 0 0 264

30/3/2006 75 360 25.2 12.7 99 0 0 0 0 288

31/3/2006 76 384 24.2 31.8 99 0 0 0 0 312

1/4/2006 77 408 26.9 0 99 0 0 0 0 336

2/4/2006 78 432 24.8 29 99 0 0 0 0 360

3/4/2006 79 456 25.2 2.5 99 0 0 0 0 384

4/4/2006 80 480 25.1 0.5 99 0 0 0 0 408

5/4/2006 81 504 25.7 1.8 99 0 0 0 0 432

6/4/2006 82 528 26.2 11.4 99 0 0 0 0 456

7/4/2006 83 552 25.9 27.2 98 0 0 0 0 480

8/4/2006 84 576 25 3.6 97 0 0 0 0 504

9/4/2006 85 600 25.3 0.3 94 0 0 0 0 528

10/4/2006 86 624 25.7 0 91 0 0 0 0 552

11/4/2006 87 648 23.9 0.5 88 0 0 0 0 576

12/4/2006 88 672 22.2 0 86 0 0 0 0 600

13/4/2006 89 696 25.6 3.6 88 0 0 0 0 624

14/4/2006 90 720 25.7 81.5 91 0 0 0 0 648

Table 4. Relative abundance of adults Calliphoridae species collected in the less rainy season. Hemilucilia segmentaria (Fabricius): H.seg; Hemilucilia semidiaphana (Rondani): H.semi; Hemilucilia sousalopezi (Mello): H. Souz; Eumesembrinella besnoiti (Seguy): E.bes; Mesembrinella bellardiana Aldrich: M. bel; Paralucilia spp. Brauer & Bergenstamm: Paralu; Cochliomyia macellaria (Fabricius): C.mace; Chrysomya albiceps (Wiedeman): C.alb, Chrysomya megacephala (Fabricius): C. mega, Chloroprocta idioidea (Robineau-Desvoidy): C.idi; Phaenicia eximia (Wiedemann): P. ex.

Samples H.seg H.semi H.souz E.bes M.bel Paralu C.mace C.alb C.mega C.idi P.ex

1 338 723 2 69 18 304 0 0 0 7 304

2 561 1529 0 70 29 1542 0 26 0 13 19

3 740 2067 0 53 20 1703 0 97 0 26 5

4 261 1134 0 41 22 764 4 195 17 28 1

5 68 404 0 34 21 55 1 60 0 29 1

6 4 124 0 39 25 6 0 2 0 30 1

7 1 68 0 30 15 1 0 3 0 7 0

8 2 59 0 33 25 4 0 4 0 4 0

9 0 37 0 9 2 1 0 10 0 8 0

10 0 65 0 10 2 1 0 1 0 5 0

11 2 95 0 37 4 0 0 4 0 109 0

12 0 87 0 16 3 0 0 0 0 11 0

13 1 83 0 10 3 0 0 0 0 1 0

14 0 19 0 5 1 0 0 0 0 4 0

15 1 44 0 7 2 0 0 0 0 1 0

16 8 18 0 2 3 0 0 0 0 1 0

17 24 3 0 1 1 1 0 0 0 0 0

18 28 7 0 1 0 0 0 0 0 1 0

19 13 3 0 4 0 1 0 0 0 0 0

20 1 1 0 4 1 0 0 0 0 1 0

21 0 4 0 6 0 0 0 0 0 1 0

To be continued...


e-ISSN 1983-0572


22 1 2 0 4 0 1 0 0 3 0 0

23 0 3 0 7 0 1 0 0 1 1 0

24 0 5 0 4 0 0 0 0 0 2 0

25 0 17 0 6 7 2 0 0 0 1 0

26 0 15 0 4 8 1 0 0 0 0 0

27 0 5 0 9 4 1 0 0 0 2 0

28 0 7 0 3 6 0 0 0 1 0 0

29 0 1 0 19 7 0 0 0 0 8 0

30 0 0 0 21 7 0 0 0 3 1 0

Table 5. Relative abundance of adults Calliphoridae species collected in the intermediary period. Hemilucilia segmentaria (Fabricius): H.seg; Hemilucilia semidiaphana (Rondani): H.semi; Hemilucilia sousalopezi (Mello): H. Souz; Eumesembrinella besnoiti (Seguy): E.bes; Mesembrinella bellardiana Aldrich: M. bel; Paralucilia spp. Brauer & Bergenstamm: Paralu; Cochliomyia macellaria (Fabricius): C.mace; Chrysomya albiceps (Wiedeman): C.alb, Chrysomya megacephala (Fabricius): C. mega, Chloroprocta idioidea (Robineau-Desvoidy): C.idi; Phaenicia eximia (Wiedemann): P. ex.


31 91 165 0 7 6 13 0 5 0 0 74

32 393 635 0 21 30 375 28 260 6 1 8

33 475 305 0 49 31 753 6 435 6 4 3

34 415 627 0 77 35 555 7 427 17 27 2

35 109 168 0 125 21 135 0 59 0 10 1

36 42 167 0 47 25 39 1 27 0 3 0

37 23 134 0 49 101 38 2 38 0 4 0

38 11 224 0 27 11 42 0 52 1 1 0

39 5 72 0 84 25 11 0 12 0 1 1

40 6 118 0 17 5 1 1 15 0 0 0

41 1 113 0 36 10 7 0 14 0 2 1

42 2 85 0 29 3 6 0 85 0 1 0

43 2 55 0 17 10 5 0 66 0 0 0

44 2 78 0 13 12 0 0 20 0 0 0

45 5 119 0 22 19 3 1 17 0 1 0

46 13 45 0 165 56 4 0 3 0 1 0

47 8 87 0 87 27 3 0 5 0 1 0

48 6 88 0 96 17 10 0 12 0 1 1

49 4 70 0 105 31 3 0 5 0 4 1

50 1 11 0 53 29 2 0 0 0 0 0

51 0 14 0 69 32 0 0 0 0 1 0

52 1 4 0 38 21 0 0 0 0 0 0

53 0 17 0 70 10 1 0 1 0 0 0

54 0 13 0 37 10 1 0 0 0 0 0

55 0 9 0 23 3 0 0 1 0 0 0

56 0 7 0 16 13 1 0 1 0 0 0

57 0 7 0 46 14 0 0 0 0 10 0

58 1 11 0 11 3 1 0 1 0 0 0

59 3 19 0 61 10 1 0 1 0 3 0

60 1 7 0 47 20 0 0 0 0 4 0

Table 6. Relative abundance of adults Calliphoridae species collected in the rainy season. Hemilucilia segmentaria (Fabricius): H.seg; Hemilucilia semidiaphana (Rondani): H.semi; Hemilucilia sousalopezi (Mello): H. Souz; Eumesembrinella besnoiti (Seguy): E.bes; Mesembrinella bellardiana Aldrich: M. bel; Paralucilia spp. Brauer & Bergenstamm: Paralu; Cochliomyia macellaria (Fabricius): C.mace; Chrysomya albiceps (Wiedeman): C.alb, Chrysomya megacephala (Fabricius): C. mega, Chloroprocta idioidea (Robineau-Desvoidy): C.idi; Phaenicia eximia (Wiedemann): P. ex.


61 436 229 0 153 67 27 0 12 0 4 232

62 744 625 0 218 108 50 1 37 0 31 86

63 669 637 0 109 43 395 0 104 0 28 10

64 308 421 0 102 30 168 0 147 0 30 1

65 195 88 0 154 58 54 0 28 0 23 3

66 120 136 0 176 30 23 0 7 0 10 4

67 34 69 0 108 23 2 0 1 0 6 1

68 10 52 0 90 33 1 0 0 0 2 0

To be continued...

Table 4. Continuation...


e-ISSN 1983-0572

17

Relationship between the ordination of the composition and abundance of adult blowflies (NMDS axes) with the postmortem interval (PMI-24-720 hours) (Figures 10 and 11). To verify the influence of the PMI (temporality) in the sampling results, a simple linear regression was performed between the postmortem interval in hours (24-720 hours) in each period, and the ordination axes (NMDS1 and NMDS2) (Figures 11.12). For the NMDS1 axis the results revealed an inverse influence of this variable in the samples (F = 156.544, df = 1, 88 and P = 0.001). The regression between the NMDS2 axis and the postmortem interval in hours, also showed an inverse influence of this variable in the samples, although the degree of significance of the results was smaller (F = 9.338, df = 1, 88 and P = 0.003.) This was expected because the NMDS2 axis is the result of randomly generated calculations of distance taken from the first axis data (NMDS1).

The influence of the stages of decomposition and its duration in the sampling results (Figure 12). The result of the simple discriminant analysis between the NMDS axes (dependent variables), the stages of decomposition and its duration converted into categories (independent variables) showed a strong influence of the stages and their duration on the outcome of samples (Wilks’ lambda = 0, 3168; GL = 24, 85: F = 16.3095; GL = 8, 168, P = 0.0001). The stages of decomposition fresh, bloated and decay are related to each other in the same way as the saponification stage is to skeletonization. The two circles on the left of the graphic include the first four decomposition stages, which were the most attractive and shared most of the richness and abundance of taxa. These results corroborate those generated by the direct ordination made by the NMDS. The other two circles are aligned from left to right with intersections between them, relating to the saponification and skeletonization stages. These two stages shared recurrence of taxa and secondary low peaks of abundance.

Inferences. The diversity of Calliphoridae was high, with 11 taxa collected. Not all have their biology studied in the Amazon environment. Only three taxa had their importance as forensic indicators proven, however all of the taxa have a potential for forensic studies.

The decomposition of a man-size pig model, with approximately 60 kg, in the Amazon region’s warm and moist climate, went through the same stages of decomposition determined for other regions with different climate, but the stages had a shorter time interval. Despite the heat and high humidity, the experiments showed that 30 days were not sufficient for the total decomposition of the models used.

The experiments performed at different times of the year, in three “periods” that differed mainly in relation to precipitation (less rainy season, transition period and rainy season) but had stable and prevalent high temperature and high humidity, showed little difference between them. The rainy season (with a slightly cooler temperature) did not negatively influence the composition and abundance of species of blowflies, nor prolonged the decomposition stages.

The experimental design used was efficient since, at the end of the 30 days of sampling and based on the photographs taken, the models covered by traps for adults apparently had more leftover soft tissue than the models used exclusively to capture immatures. In addition, multivariate analyses demonstrated the ecological relationship between the composition and abundance of species of blow flies and the variables: precipitation, IPM and decomposition stages.


69 43 78 0 135 71 4 0 0 0 16 2

70 11 32 0 62 17 0 0 1 0 3 2

71 12 36 0 52 14 0 0 0 0 1 0

72 3 10 0 36 24 0 0 0 0 0 0

73 17 5 0 36 24 0 0 0 0 2 0

74 1 17 0 56 17 0 0 0 0 1 0

75 4 14 0 42 13 0 0 0 0 1 0

76 6 44 0 65 28 0 0 0 0 6 0

77 2 26 0 39 0 1 0 0 0 0 0

78 4 24 0 68 23 1 0 0 0 4 0

79 1 3 0 25 11 1 0 0 0 4 0

80 4 3 0 24 7 0 0 0 0 2 0

81 2 3 0 28 10 0 0 0 0 3 0

82 9 32 0 52 9 1 0 1 0 5 1

83 2 9 0 42 18 0 0 0 0 0 0

84 2 7 0 41 16 0 0 0 0 3 0

85 1 2 0 14 7 0 0 0 0 0 0

86 3 2 0 15 6 0 0 0 0 3 0

87 1 1 0 11 8 0 0 0 0 1 0

88 0 3 0 6 4 0 0 0 0 0 0

89 0 5 0 66 14 1 0 0 0 8 0

90 3 4 0 60 10 1 0 0 0 20 0

Table 6. Continuation...


e-ISSN 1983-0572

Figure 7. Scatter diagram of ordination by nonmetric multidimensional scaling (NMDS) based on Bray-Curtis distance in the three experiments: less rainy season (samples 1-30); transition period (samples 31-60) and the rainy season (samples 61-90).

Figure 8. Scatter diagram of the linear regression between the axis (NMDS1) sort non-metric multidimensional scaling based on Bray-Curtis distance and rainfall in the three experiments: less rainy season (collections 1-30), transition period (samples 31-60) and the rainy season (samples 61-90).


e-ISSN 1983-0572

19

Figure 9. Scatter diagram of the linear regression between the axis (NMDS2) sort non-metric multidimensional scaling based on Bray-Curtis distance and the rainfall in three experiments: less rainy season (samples 1-30), transition period (samples 31-60) and the rainy season (samples 61-90).

Figure 10. Scatter diagram of the linear regression between the axis (NMDS1) sort non-metric multidimensional scaling based on Bray-Curtis distance and postmortem interval in three experiments, less rainy season (collections 1-30), transition period (samples 31-60) and the rainy season (samples 61-90).


e-ISSN 1983-0572

Figure 11. Scatter diagram of the linear regression between the axis (NMDS2) sort non-metric multidimensional scaling based on Bray-Curtis distance and postmortem interval in the three experiments: less rainy season (samples 1-30), period transition (samples 31-60) and the rainy season (samples 61-90).

Figure 12. Scatter diagram of the simple discriminant analysis between the axis (NMDS1 and NMDS2) sort non-metric multidimensional scaling based on Bray-Curtis distance and the duration of decomposition stages converted in categorical variables in the three experiments: FR: fresh; BL: bloated; DE: decay; AD: adipocere and SK: skeletonized.


e-ISSN 1983-0572

21

ACKOWLEDMENTS

We would like to thank the Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico-CNPq, processes 141747/2004-8 (AUR), 52.1239/95-8 (JAR) and 308636/2007-4 (JRPL). We are also thankful to Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA) and Instituto Oswaldo Cruz for academic support. We are grateful for the help of Valzenir Antonio de Albuquerque and Anastácio Ribeiro Moreira (in memorian) from Divisão de Apoio e Suporte às Estações e Reservas do INPA-DSER. To M.Sc. Luciano Chaves Arantes, Instituto de Criminalística da Polícia Civil do Distrito Federal, Brasília, Brasil for the help in the classification of the decomposition stages. To Alexandre da Silva Filho (in memorian) by his logistical support trough all work. To Dra. Marta Wolff, Grupo de Entomología, Universidad de Antioquia, Medellín, Colombia by his revision of the manuscript. Finally, we would like to thank to Dr. Rubens Pinto de Mello of Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, Brasil or the help in determination of taxa sampled.

REFERENCES

Amendt, J., C.P. Campobasso, E. Gaudry, C. Reiter, H.N. LeBlanc & M.J. R. Hall, 2007. Best practice in forensic entomology – standards and guidelines. International Journal of Legal Medicine 121: 90–104.

Barbosa, R.R., C.A. Mello-Patiu, A. Ururahy-Rodrigues., C.G. Barbosa & M.M.C. Queiroz, 2010. Temporal distribuition of ten calyptrate dipteran species of medicolegal importance in Rio de Janeiro, Brasil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 105: 191-198.

Barros-Souza, A.S., R.L. Ferreira-Keppler & D. Agra, 2012. Development Period of Forensic Importance Calliphoridae (Diptera: Brachycera) in a urban area under Natural Conditions in Manaus, Amazonas, Brazil. EntomoBrasilis, 5: 88-92.

Biavati, G.M., F.H.A. Santana & J.R. Pujol-Luz, 2010. A Checklist of Calliphoridae Blowflies (Insecta, Diptera) Associated with a Pig Carrion in Central Brazil. Journal of Forensic Sciences, 55: 1603–1606.

Carvalho, L.M. & A.X. Linhares, 2001. Seasonality of Insect succession and pig carcass decomposition in a Natural Forest in Southeastern Brazil. Journal of Forensic Sciences, 46: 604-608.

Carvalho, L.M., P.J. Thyssen, A.X. Linhares. & M.L. Goof, 2004. Observations on the Successional Patterns of Necrophagous Insects on a Pig Carcass in an Urban area of Southeastern Brasil. Aggrawal’s Internet Journal of Forensic Medicine and Toxicology, 5: 33-39.

Carvalho, L.M., P.J.Thyssen, A.X. Linhares & F.A. B.Palhares, 2000. A Checklist off Arthropods Associated with pig carrion and Human Corpses in Southeastern Brasil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 95: 135-138.

Catts, E.P. & N.H. Haskell, editors. 1990. Entomology and death: a procedural guide. Clemsom, SC: Joyce’s Print Shop, 184p.

Fraga, N.J. 2004. Comportamento de oviposição de adultos, tempo de desenvolvimento e morfologia dos imaturos de Hemilucilia segmentaria (Fabricius), H. semidiaphana (Rondani) e Lucilia eximia (Wiedemann) (Diptera: Calliphoridae) na Reserva Florestal Adolpho Ducke, Manaus, Brasil. Dissertação de Mestrado INPA-UFAM. 77p.

Kosmann, C., M.P. Macedo, T.A.F. Barbosa & J.R. Pujol-Luz, 2011. Chrysomya albiceps (Wiedemann) and Hemilucilia segmentaria (Fabricius) (Diptera, Calliphoridae) used to estimate the postmortem interval in a forensic case in Minas Gerais, Brazil. Revista Brasileira de Entomologia, 55: 621–623.

Magnusson, W.E. & G.M. Mourão 2003. Estatística sem Matemática a ligação entre as Questões e as Análises. Londrina: Editora Planta. 126 p.

McCune, B. & J.B. Grace, 2002. Analysis of Ecological Communities. Gleneden Beacch Oregon. 300 pp.

Mello, R.P., 1969. Contribuição ao estudo do gênero Myiolucilia Hall (Diptera, Calliphoridae). Studia Entomologica, 12: 297-316.

Mello, R.P., 1972. Revisão das espécies do gênero Hemilucilia Brauer, 1895 (Diptera, Calliphoridae). Revista Brasileira de Biologia, 32: 539-554.

Mello, R.P., 1996. Revisão das espécies sul Americanas de Paralucilia Braurer & Bergenstamm (Diptera: Calliphoridae). Entomologia y Vectores, 3: 137-143.

Mello, R.P., 2003. Chave para identificação das formas adultas das espécies da família Calliphoridae (Diptera, Brachycera, Cyclorrhapha) encontradas no Brasil. Entomologia e Vectores, 10: 255-268.

Mise, K.M., A. S.B. Sousa, C.M. Campos, R.L.F. Kepller. & L.M. Almeida., 2010. Coleoptera associated with pig carcass exposed in a forest reserve, Manaus, Amazonas, Brazil. Biota Neotropica 10: http://www.biotaneotropica.org.br/v10n1/pt/fullpaper?bn03110012010+en

Moura, M.O., C.J.B. Carvalho, & E.M. A Monteiro-Filho, 1997. A preliminary Analysis of Insects of Medico-legal Importance in Curitiba, State of Paraná. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 92: 269-274.

Oliveira-Costa, J., 2011. Entomologia Forense, quando os insetos são vestígios. Tratado de Perícias Criminalísticas. terceira edição. Campinas. Ed. Millenium, Campinas, Millenium, 3a edição. 502p.

Oliveira-Costa, J. & C.A. Mello-Patiu, 2004. Application of Forensic Entomology to estimate of the post mortem interval (PMI) in homicide investigations by the Rio de Janeiro Police Department in Brasil. Aggrawal’s Internet Journal of Forensic Medicine and Toxcology, 5: 40-44.

Oliveira-da-Silva, A., R. Ale-Rocha & J.A. Rafael, 2006. Bionomia de estágios imaturos de duas espécies de Peckia (Diptera, Sarcophagidae) em suíno em decomposição em área de floresta no norte do Brasil. Revista Brasileira de Entomologia, 50: 524-527.

Pujol-Luz, J.R., H. Marques, A. Ururahy-rodrigues, J.A. Rafael, F.H.A. Santana, L.C. Arantes & R. Constantino, 2006. A Forensic Entomoloy case from the Amazon Rain Forest of Brazil. Journal of Forensic Sciences, 51: 1151-1153.

Pujol-Luz, J.R., P.A.C. Francez, A. Ururahy-Rodrigues & R. Constantino, 2008. The Black Soldier-fly, Hermetia illucens (Diptera, Stratiomyidae), used to estimate the Postmortem Interval in a Case in Amapá State, Brazil. Journal of Forensic Sciences, 53: 476-478.

Rafael, J.A & I.S. Gorayeb, 1982. Tabanidae (Diptera) da Amazônia I. Uma nova armadilha suspensa e primeiros registros de mutucas de copas de árvores. Acta Amazonica, 12: 232-236.

Roquette-Pinto, E., 1908. Nota sobre a fauna cadavérica do Rio de Janeiro. Tribuna Médica, 21: 413-417.

Smith, K.G.V., 1986. A manual of forensic entomology. British Museum (Natural History) London. 205 p.

Stuart, B.H., L. Craft., S.L. Forbes, & B.B. Dent, 2005. Studies of Adipocere Using Total Reflectance Infrared Spectroscopy. Forensic Science, Medicine, and Pathology, 1: 197-201.

Ururahy-Rodrigues, A., J.A. Rafael, J.R. Pujol-Luz, A.L. Henriques, M.M.C. Queiroz, R.R. Barbosa & M.N. Baroni, 2010. Association of Oxelytrum cayennense (Silphidae, Coleoptera) with Pig Carcasses (Sus scrofa, Suidae) in Terra Firme Areas in Manaus, Amazonas, Brazil. EntomoBrasilis, 3: 45-48.

Ururahy-Rodrigues, A., J.A. Rafael, R.F. Wanderley, H. Marques & J.R. Pujol-Luz, 2008. Coprophanaeus lancifer (Linnaeus, 1767) (Coleoptera, Scarabaeidae) activitymoves a man-size pig carcass: relevant data for forensic Taphonomy. Forensic Science International, 182: e19–e22.


**********


e-ISSN 1983-0572


Ururahy-Rodrigues, A., J.A. Rafael & J.R. Pujol-Luz, 2013. Temporal Distribution of Blowflies of Forensic importance (Diptera: Calliphoridae), in man-size Domestic Pigs Carcasses, in the Forest Reserve Adolpho Ducke, Manaus, Amazonas, Brazil. EntomoBrasilis, 6(1): 09-22. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/242. doi:12741/ebrasilis.v6i1.242

htthttp://dx.doi.org/10.12741/ebrasilis.v6i1.242





Histomorphological Characteristics of Digestive Organs of Lutzomyia wellcomei Fraiha, Shaw & Lainson

(Diptera, Psychodidae)*Vanessa Escóssia Pegado Silva, Naissandra Bezerra da Silva, Marcos Paulo Gomes Pinheiro,

Maria de Lourdes Freitas & Maria de Fátima Freire de Melo Ximenes

Universidade Federal do Rio Grande do Norte, e-mail: [email protected], [email protected], [email protected], [email protected], [email protected] (Autor para correspondência).

_____________________________________


En

tom

olog

ia G

era

l Abstract. Sandflies are important vectors of tegumentary and visceral leishmaniasis in different countries. This study aimed at analyzing the histomorphological characteristics of digestive and reproductive organs in Lutzomyia wellcomei (Fraiha, Shaw & Lainson) using light microscopy techniques. Thirty females from the rural area of Nísia Floresta, Rio Grande do Norte state were selected, microsectioned and analyzed with an optical microscope using conventional hematoxylin-eosin staining. Results show three well-characterized regions in the digestive tube: the stomodeum, mesentery and proctodeum. The stomodeum is lined internally with a basal and epithelial membrane; the mesentery has a peritrophic matrix formed above the stomodeum lining consisting of the simple cubic epithelium overlapping the conjunctive, also common to a capsule of gonadal lining; and the proctodeum, which structurally resembles the mesentery, but with a pyloric sphincter limiting the posterior midgut. Enveloping the digestive tube is the peritoneal membrane, of mesodermal origin. Richly-detailed internal morphological characteristics of L. wellcomei have widened knowledge of this Leishmania braziliensis (Vianna)-transmitting species, an etiologic agent of American tegumentary leishmaniasis.

Keywords: Histomorphology; Morphology; Phlebotomine; Tegumentary Leishmaniasis; Vector.

Características Histomorfológicas de Órgãos da Digestão de Lutzomyia wellcomei Fraiha, Shaw & Lainson (Diptera, Psychodidae)

Resumo. Os flebotomíneos se destacam como importantes transmissores das leishmanioses tegumentar e visceral em diferentes países. O objetivo desse estudo foi analisar características histomorfológicas de órgãos da digestão de Lutzomyia wellcomei (Fraiha, Shaw & Lainson) por meio de técnicas de microscopia. Trinta fêmeas provenientes de área rural do município de Nísia Floresta, Rio Grande do Norte foram selecionadas, microseccionadas e analisadas por microscopia ótica. Métodos de coloração histológica por hematoxilina-eosina foram empregados nas análises. Os resultados mostram o trato digestório com as três regiões bem caracterizadas, estomodeo, mesêntero e proctodeo. O estomodeo possui uma membrana basal e uma membrana epitelial que o reveste internamente; o mesêntero possui matriz peritrófica formada acima do revestimento do estomodeo constituído de epitélio cúbico simples sobreposto ao conjuntivo comum também a uma cápsula de revestimento gonadal; e o proctodeo que se assemelha estruturalmente com o mesêntero, possuindo ainda, uma região pilórica limitando o intestino médio do posterior. Envolvendo o tubo digestório, está a membrana peritonial, de origem mesodérmica. As características morfológicas internas, observadas com riqueza de detalhes em L. wellcomei ampliam o conhecimento acerca dessa espécie, transmissora de Leishmania braziliensis (Vianna), agente etiológico de leishmaniose tegumentar americana.

Palavras-Chave: Flebotomíneo; Histomorfologia; Leishmaniose Tegumentar Americana; Morfologia; Vetor.

_____________________________________

egumentary leishmaniasis (TL) is frequently caused by Leishmania major Yakimoff & Schokhor and Leishmania tropica Wright in the Old World, and by Leishmania

braziliensis Vianna and Leishmania mexicana Biagi in the New World. Ninety percent of TL cases occur in Afghanistan, Iran, Saudi Arabia, Syria, Colombia, Peru, and Bolivia (DeusJeux 2004; ReithinGeR et al. 2007). In all countries where it is found, TL has been shown to be a public health problem, since it can cause destructive, disfiguring and incapacitating lesions with important psychological and social impacts on those affected. The tegumentary form is described in four of the five regions of Brazil, with highest incidences in the North and Northeast (MinistéRio Da saúDe 2010).

Parasites are transmitted by the bite of different sandfly species. They are small, holometabolous insects measuring approximately three millimeters in length, with very pilose bodies. Females need to ingest blood in order to develop their ovaries and reproduce (killiCk-kenDRiCk & killiCk-kenDRiCk 1987).

Sandfly species include Lutzomyia wellcomei Fraiha, Shaw & Lainson (FRaiha et al. 2004), insect vector of Leishmania braziliensis (Vianna), an etiologic agent of American tegumentary leishmaniasis. L. wellcomei was initially described only in the Amazon Region (lainson et al. 1973). It was recently found for the first time in Rio Grande do Norte (CoRtez 2006). In this state tegumentary leishmaniasis is caused by L braziliensis and occurs mainly in the highland region of Alto Apodi (oliVeiRa et al. 2004).

The transmission mechanism of the parasite depends on interactions between the parasite and vector in the sandfly’s digestive tract. When females bite they ingest a blood meal and may acquire or transmit species of Leishmania. Once in the digestive tract of an invertebrate, the protozoan assumes its promastigote form, differentiating into a procyclic promastigote,

*This Research was funded by Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico-CNPq



24Histomorphological Characteristics of Digestive and… Silva et al.

e-ISSN 1983-0572

avoiding the expulsion of the parasite from the midgut of the vector. Sequentially, the parasite assumes its infectious metacyclic promastigote form, a stage in which it migrates to the oral parts of the insect, allowing it to infect other hosts during its next meal (saCks 1989).

Studies related to morphology may contribute to elucidating questions concerning the development and transmission of etiologic agents. The organic microstructure and internal tissue of sandflies is little studied, likely because of its small size. The use of histological procedures in the study of sandflies, as well as microscopic techniques, may produce good results, provided that adequate procedures are followed when preparing organs and tissues.

Most studies published on this topic were conducted decades ago, predominantly involving Old World species (lewis & MinteR 1960).

Recent published work includes research on the parasite-vector interaction or formation of the peritrophic membrane and blood digestion (blaCkbuRn et al. 1988; walteRs et al. 1995).

GuzMan et al (1994) and abassy et al (1995a) used histological methods to study food physiology and embryonic development in Old World species Phlebotomus dubosqi Neveu-Lemaire and Phlebotomus papatasi Scopoli, under a light microscope. The authors obtained satisfactory results, indicating that these methods are practical tools in studies on sandfly morphology and physiology (GuzMan et al. 1994; abbassy et al. 1995a, 1995b, 1995c).

Thus, the present study aimed at analyzing the histomorphological characteristics of digestive organs in adult female L. wellcomei in order to contribute to a better understanding of their biological cycle, as well as widening knowledge of this species, recently described in Rio Grande do Norte.


Sandfly capture. Thirteen collections were made on random days between September 2009 and September 2010. Insects were captured by aspiration with a Castro aspirator used on the walls of a brick tank housing an armadillo (Euphractus sexcintus Linnaeus). Next, they were placed in nylon cages, which were transported in plastic bags containing moist cotton pads to maintain humidity. Insects were taken to the Laboratory of Entomology, Department of Microbiology and Parasitology, Bioscience Center of the Federal University of Rio Grande do Norte.

Sandfly identification. Sandflies captured were dissected with the help of entomological tweezers, under a ZEISS Stemi DV4 stereomicroscope. Dissected parts that were used only for species identification were removed and immediately immersed in 70% alcohol inside cone-shaped plastic tubes. Species identification was based on dissected heads, which were individualized in plastic tubes with numbers corresponding to slides containing the abdomens. Sandflies were identified according to the classification proposed by younG & DunCan (1994), after being clarified and mounted between the slide and cover slip.

Histological processing. A total of 30 specimens of L. wellcomei were fixed in 5% formaldehyde for 12 hours. Sandflies were then submitted to routine histological techniques and microsectioned at a thickness of 5µm for the manufacture of histological slides. Microsections of longitudinal cuts of the abdomen, digestive tube and gonads underwent conventional Harris hematoxylin and eosin (HE) staining protocols. The resulting slides were microphotographed with a Nikon DXM 1200 digital camera coupled to an Olympus BX41 microscope, for comparative analyses.


General histomorphological aspects of the digestive tube of adult L. wellcomei were observed for the first time by means of an optical microscope, allowing analysis of the insect’s morphological traits.

The optical microscope shows that the digestive tube of female L. wellcomei (Figure 1) is composed of a tube of epithelial cells divided into three regions, based on embryonic origins and physiological functions of the foregut, midgut and hindgut as in other groups of insects.

The first is the foregut or stomodeum (Figure 1a), the most anterior portion of the tube, consisting of the mouth, oral cavity (where the salivary glands emerge), pharynx, esophagus, diverticulum and proventriculum. The diversity of oral parts mirrors the structural diversity of the digestive tract, with an enormous degree of specialization, varying with the specific type of diet (klowDen 2002).

The pharynx, which is related to food ingestion, has well developed muscles (Vale et al 2012). The esophagus, generally tube-shaped, connects the pharynx to the diverticulum (teRRa & FeRReiRa 1994; ChaPMan 1998). Internally, the walls are lined with a membrane called intima, which is the continuation of the external cuticle of the tegument, containing hair, spicules or teeth; next is a fine epithelial layer, which is the continuation of the epidermis of the body wall and secretes the intima. Enveloping the epithelial is the basal membrane composed of a thin layer of cells, as described by buzzi (2002).

The second region is called the mid-thoracic intestine, stomach or mesentery (Figure 1b; Figure 2), where a large part of chemical digestion occurs. It is lined with cubic cells, likely of the secretory and stem variety, the latter also known as mother cells. Food digestion in the foregut occurs by means of salivary glands, while enzyme production takes place in the midgut through the epithelial lining and formation of a peritrophic matrix (Figure 3a). Its function is to serve as a physical structure to protect the intestinal epithelium from food content, as well as pathogenic microorganisms present in ingested blood (RiChaRDs & RiChaRDs 1977). Proteolytic enzymes penetrate this matrix to initiate blood digestion, and any laggard Leishmania protozoa occurring on the periphery will be eliminated (PeteRs 1992; teRRa & FeRReiRa 1994; oliVeiRa et al. 2005). When hematophagia takes place (Figure 3b, Figure 4a), intestinal contents are separated into two compartments: the endoperitrophic space and ectoperitrophic space (teRRa & FeRReiRa 1994). The stomach is lined with a simple cubic epithelium consisting of secretory cells overlapping the conjunctive, which is also part of the gonadal lining (Figure 3c);

Blood accumulation provokes a distension of the stomach wall (in purple) (Figure 5), likely owing to the presence of proteins and proteoglycans from the peritrophic matrix; at this site food remains until it is digested. In mosquitoes, the volume of blood ingested varies according to the mosquito: Anopheles ingests 0.002mL and Culex 0.003 mL (lehane 2005). In Aedes aegypti Linnaeus mosquitoes the matrix does not form when sugared substances pass through the stomach (Consoli & OLIVEIRA 1994 ). In Lutzomyia longipalpis Lutz & Neiva the peritrophic matrix starts to form about 1 hour after blood ingestion, and after 24 h a thin structure can be seen separating the blood from intestinal cells. This matrix is chitinous and composed of a fibrilar and granular layer, the latter in contact with the food (seCunDino et al. 2005).

After parasites are ingested by sandflies along with blood, they position themselves at the center of the food content and multiply profusely in the first 48 hours. This is when the digestive process occurs and the peritrophic matrix forms around the food


e-ISSN 1983-0572

25

Figure 1. Longitudinal section of the digestive tract of.Lutzomyia wellcomei: a- foregut, b- stomach, c – hindgut (scale – 200µm - HE).

Figure 2. Longitudinal section of the stomach region of Lutzomyia wellcomei. The arrow indicates the lumen (scale – 100 µm - HE).


e-ISSN 1983-0572

Figure 3. Longitudinal section: a – peritrophic matrix, b- digested blood, c- gonad lining (scale - 100 µm - HE).

Figure 4. Longitudinal section – photomicrograph of the entire abdominal region of Lutzomyia wellcomei – a- blood meal stored in the stomach; b - gonad (scale – 200µm – HE).


e-ISSN 1983-0572

27

Figure 5. Longitudinal section: distension of the stomach wall. Arrows indicate stomach wall distension (in purple, scale 100 µm - HE).

Figure 6. Longitudinal section: a- the most distal region of the stomach, b- hindgut, the arrow indicates the pyloric region (scale – 200µm – HE).


e-ISSN 1983-0572

Figure 7. Longitudinal section: Ovary of Lutzomyia wellcomei containing eggs (scale – 100 µm - HE).

item. After 2 to 5 days, this membrane and the food processed start to be excreted, passing through the pylorus and the ileum. Depending on the species, after five days or more, egg development is complete and oviposition initiates (lawyeR et al 1990; saCks 1989).

In contrast to mosquitoes, L. wellcomei may not have pyloric ceca in the stomach or hindgut, since they not anatomically or histologically visualized. Nor were these structures visualized in mature L. longipalpis larvae (Vale et al. 2012).

The third region of the digestive tube is called the hindgut or proctodeum (Figure 1c, Figure 6b). It has an absorptive function and pyloric sphincter (Figure 6b), limiting the posterior midgut, it starts where Malpighi tubes are inserted sheRloCk et al. (1988). This portion of the intestine resembles the midgut, though with a smaller diameter. However, Buzzi reports that in insects it is identical to the foregut, the only differences being smaller epithelial cells and the presence of a thin flexible waterproof cuticle buzzi 2002). In the present study, we did not diagnose this cuticle in sandflies. In L. longipalpis specimens, larvae have a short hind intestine and slender ileum.

Internally, the midgut and hindgut have no cuticle lining. The entire digestive tract is straight, with a small diameter and short in relation to the body length, identifying the hematophogous (blood-feeding) habit of L. wellcomei. This demonstrates a similarity with other insects that feed on hard tissues from plants and other animals, since the digestive tract is almost always shorter than body length. The region outside the digestive tract near the hindgut is where the gonads (Figure 3c, Figure 4b, Figure 7) are situated, consisting of several chambers containing the eggs. This characteristic gonad structure was observed in mature specimens. Gonadal morphology of different stages of sexual maturation was not the objective of the present study, although it may be considered as a perspective for future research.

ACKNOWLEDGMENTS

This work was funded by CNPQ. We would like to thank Elson G. de Carvalho Filho for his important assistance in the field.

REFERENCES

Abbassy, M.G., N. Helmy , O. Mostafa, E.L. Stanton & SM. Presley, 1995b. Embryogenesis of the sandfly Phlebotomus papatasi (Diptera: Psychodidae): organogenesis including segmentation, blastokinesis, mouthparts and alimentary canal. Annual Entomological Society American, 88: 815-820.

Abbassy, M.G., N. Helmy, O. Mostafa, E.L. Stanton & S.M. Presley, 1995a. Embryogenesis of the sandfly Phlebotomus papatasi (Diptera: Psychodidae): cell cleavage formation and gastrulation. Annual Entomological Society American, 88: 809-814.

Abbassy, M.G., N. Helmy, O. Mostafa, E.L. Stanton & S.M. Presley, 1995c. Embryogenesis of the sandfly Phlebotomus papatasi (Diptera: Psychodidae): organogenesis of the nervous system, tracheal system, muscular system, and heart and gonad rudiments. Annual Entomological Society American, 88: 821-826.

Blackburn, K., K.R. Walbanks, D.H. Molineux & D.R. Lavin, 1988. The peritrophic membrane of the sandfly Phlebotomus papatasi. Annual Tropical Medicine Parasitology, 82: 613-619.

Buzzi, Z.J., 2002. Entomologia Didática. 4 ed. Curitiba: UFPR, 343 p.

Chapmam, R.F., 1998. The insects: Structure and function. 4th ed. Cambridge University, United Kingdom, 819p.

Consoli, A.G.B. & R.L. Oliveira, 1994. Principais Mosquitos de Importância Sanitária no Brasil. Rio de Janeiro: Fiocruz.

Cortez, A.M., 2006. Aspectos Sócio-Ambientais na Disseminação da Leishmaniose Visceral em Parnamirim, Região Metropolitana de Natal. Dissertação (Programa de Pós-Graduação em Desenvolvimento e Meio Ambiente) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte.

Desjeux, P., 2004. Leishmanioses current situation and new


e-ISSN 1983-0572

29

perspectives. Comparative Immunology Microbiology Infectious Diseases, 27: 305-318.

Fraiha, H., J.J. Shaw & R. Lainson, 2004. Phlebotominae Brasileiros. II. Psychodopygus wellcomei, nova espécie antropofila de flébotomo do grupo squamiventris, do sul do Estado do Pará, Brasil (Diptera, Psychodidae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 69: 489-500.

Guzman, H., L.L. Walters, & R.B. Tesh, 1994. Histhologic detection of multiple blood meals in Phlebotomus duboscqi (Diptera: Psychodidae). Journal of Medical Entomology, 31: 890-897.

Killick-Kendrick, R. & M. Killick-Kendrick, 1987. Honeydew of aphids as a source of sugar for Phlebotomus ariasi. Medical and Veterinary Entomology, 1: 297-302.

Klowdem, M.J. 2002. Physiological systems in insects. University of Idaho, Moscow, Idaho: Academic Press. 668p.

Lainson, R., J.J. Shaw, R.D. Ward & H. Fraiha, 1973. Leishmaniasis in Brazil: IX Considerations on the Leishmania brasiliensis complex: Importance of the genus Psychodopygus Mangabeira in the transmission of L. brasiliensis brasiliensis in north Brazil. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 67:184-196.

Lawyer, P.G., P.M. Ngumbi, C.O. Anjili, S.O. Odongo, Y.B. Mebrahtu, J.I. Githure, D.K. Koech & C.R. Roberts, 1990. Development of Leishmania major in Phlebotomus duboscqi and Sergentomyia schwetzi (Diptera: Psychodidae). The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 43, 31-43.

Lehane, M.J., 2005. The biology of blood-sucking in insects, second edition. Cambridge New York, University Press, 336 p.

Lewis, D.J. & D.M. Minter, 1960. Internal structural changes in some African phlebotomine. Annual Tropical Medicine Parasitology 54: 351-365.

Ministério da Saúde. 2010. <http://portal.saude.gov.br/portal/saude/default.cfm> Acesso em 17/11/2010.

Oliveira, C.C., H.G. Lacerda, D.R. Martins, J.D. Barbosa, G.R. Monteiro, J.W. Queiroz, J.M. Souza, M.F.F.M. Ximenes & S.M.B. Jerônimo, 2004. Changing epidemiology of American cutaneous leishmaniasis (ACL) in Brazil: a disease of the urban-rural interface. Acta Tropica, 90: 155-62.

Oliveira, F.S., C. Primez, M.Q. Pires, M.Q. Pires, R.P. Brazil & R.S. Pacheco, 2005. PCR-based diagnosis for detection of

Leishmania in skin and blood of rodents from an endemic area of cutaneous and visceral leishmaniasis in Brazil. Veterinary Parasitology, 129: 219-227.

Peters, W., 2002. Peritrophic membranes. Zoophysiology Series., Springer, Berlin, 238p.

Reithinger R., J.C. Dujardin, H. Louzir, C. Pirmez B. Alexander & S. Brooker, 2007. Cutaneous leishmaniasis. Lancet Infectious Diseases, 7:581-596.

Richards, A.G. & P.A. Richards, 1977. The peritrophic membranes of insects. Annual Review of Entomology, 22: 219-240.

Sacks, D.L., 1989. Metacyclogenesis in Leishmania promastigotes. Experimental Parasitolology, 69: 100-103.

Secundino, N.F.C., I. Eger-Mangrich, E.M. Braga, M.M. Santoro, & P.F.P. Pimenta, 2005. Lutzomyia longipalpis Peritrophic matrix: formation, structure and chemical composition. Journal of Medical Entomology. 42: 928-938.

Sherlock, I.A., J.C. Miranda, M. Jr. Sadigursky & G. Grimaldi, 1988. Observações sobre calazar em Jacobina, Bahia. VI – Investigações sobre reservatórios silvestres e comensais. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 21: 23-27.

Terra, W.R. & C. Ferreira, 1994. Insect digestive emzymes: properties, compartimentalization and function. Comparative Biochemystry and Physiology, 109: 1-62.

Vale, V.F., B.H. Moreira C.S. Moraes, M.H. Pereira, F.A. Genta & F.G. Nelder, 2012. Carbohydrate digestion in Lutzomyia longipalpis larvae (Diptera – Psychodidae. Journal of Insect Physiology, 58: 1314-1324.

Walters, L.L., K.P. Irons, H. Guzman & R.B. Tesh, 1995. Peritrophic envelops of Lutzomyia spinicrassa (Diptera: Psychodidae). Journal of Medical Entomology, 32: 711-725.

Young, D.G. & M.A. Duncan, 1994. Guide to the identification and geographic distribution of Lutzomyia sand flies in Mexico, the west Indies, Central and South America (Diptera: Psychodidae). Memoire American Entomology Institute. 54: 881p.


**********


Silva, V.E.P, N.B. Silva, M.P.G. Pinheiro, M.L. Freitas & M.F.F.M. Ximenes, 2013. Histomorphological Characteristics of Digestive and Reproductive Organs of Lutzomyia wellcomei Fraiha, Shaw & Lainson (Diptera, Psychodidae). EntomoBrasilis, 6(1): 23-29. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/232. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.232






Incidência de Varroa destructor (Anderson & Trueman) em Criação de Abelhas com Ferrão na Região de Sinop,

Mato Grosso, BrasilRodrigo de Nazaré Santos Torres¹ & Marliton Rocha Barreto²

1. Universidade Federal de Mato Grosso. Instituto de Ciências Agrárias e Ambientais – ICAA / UFMT, e-mail: [email protected]. 2. Universidade Federal de Mato Grosso. Núcleo de Estudos da Biodiversidade da Amazônia Mato-grossense – NEBAM, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência).

_____________________________________


En

tom

olog

ia G

era

l Resumo. Quanto às enfermidades apícolas descreve-se que o Brasil está em situação vantajosa comparando com outros países, por apresentar enxames rústicos que, por serem mais resistentes a doenças, dispensam a utilização de antibióticos. Entretanto, a dinâmica de populações do ácaro Varroa mostrou ser muito diferente das outras regiões afetadas pela varroose sendo os primeiros índices registrados superiores a 20% e, ainda, se têm poucos trabalhos em relação à taxa de infestação em diferentes regiões do Brasil. Desta forma, este trabalho teve como objetivo realizar um levantamento de incidência do ácaro Varroa destructor (Anderson & Trueman) em colmeias na região de Sinop, MT. As coletas foram realizadas nos meses de julho e agosto de 2011 em oito apiários fixos. Abelhas que estavam próximas aos quadros centrais foram coletadas e no laboratório de Entomologia da UFMT, Campus Universitário de Sinop, foi realizada a triagem e armazenamento das abelhas e ácaros. Os apiários visitados estão situados nos municípios de Santa Carmen e de Sinop e estão localizados em áreas de preservação, embora estejam próximos a áreas destinadas ao cultivo de soja e milho. Como resultado, obteve-se média de infestação superior a 9%.

Palavras-Chave: Ácaro; Apis; Infestação.

The incidence of Varroa destructor (Anderson & Trueman) in the Breeding of Stinging Bees in Sinop and Surrounding Regions, Mato Grosso, Brazil

Abstract. In terms of apiculture diseases, Brazil stands in an advantageous situation compared to other countries, because of its rustic swarms that are more resistant to diseases, and, therefore, do not require antibiotics. Nevertheless, it was observed that the Varroa mite population was very different from those of other regions affected by varroatosis, with the first recorded rates above 20%. Furthermore, the studies regarding infestation rates in Brazil are scarce, which poses a barrier for comparisons in this regard. Hence, this study was performed with the objective to survey the incidence of the Varroa destructor (Anderson & Trueman) mite in bee colonies located in the region of Sinop, Mato Grosso. Samples were collected during July and August 2011 in eight apiaries fixed. Bees that were close to the central frames were collected and laboratory UFMT of Entomology, University Campus of Sinop was performed sorting and storage of bees and mites. Visited apiaries are located in the cities of Santa Carmen and Sinop and are located in areas of preservation, although they are near areas for the cultivation of soybeans and corn. The study found that the mean infestation was above 9%.

Keywords: Apis; Infestation; Mite.

_____________________________________

s abelhas africanizadas, hoje existentes em todo o Continente Americano, são poli-híbridos resultantes dos intercruzamentos entre as abelhas africanas Apis

mellifera scutellata Linnaeus, introduzidas no Brasil em 1956 pelo pesquisador Dr. Kerr, e as várias subespécies européias que haviam sido introduzidas anteriormente à chegada das africanas no continente (Apis mellifera linguistica, Apis mellifera mellifera, Apis mellifera carnica e Apis mellifera caucasica) com predominância de características das abelhas africanas.

A sanidade pode afetar o desenvolvimento da apicultura, pois a A. mellifera (africanizada) como qualquer outro organismo vivo, é suscetível as doenças causadas por bactérias, vírus, fungos e outros parasitas e as desordens metabólicas, nutricionais e hormonais, além de intoxicações diversas (CaRValho 2004). Dentre os agentes causadores de doenças destaca-se o ácaro Varroa destructor (Anderson & Trueman), determinador da praga varroatose em abelhas Apis cerana Fabricius e A. mellifera que foi introduzido na apicultura brasileira no início de 1970 com nome de Varroa jacobsoni Oud.

Segundo MoRse & GonçalVes (1979), a Varroa foi introduzida no Brasil, via Paraguai, isto é, apicultores brasileiros da região de Rio

Claro, Estado de São Paulo, importaram rainhas de apicultores do Paraguai que já possuíam colônias de abelhas infestadas com o ácaro, que teria sido importado do Japão pela compra de rainhas daquele país. Sua classificação pertence à Ordem Parasitiformes, Subordem Mesostigmata, Família Varoidae e Espécie V. jacobsoni (FleChtMann 1975; kRantz 1978). Porém, essa classificação passou por uma modificação determinando a espécie como V. destructor (anDeRson & tRueMan, 2000).

Os efeitos determinados por esse ácaro compreendem desde o enfraquecimento até a morte das colônias de abelhas, dependendo do grau de infestação alcançado pelo ácaro (MoRetto et al. 1991). Esses mesmos autores relataram que no Brasil, a dinâmica de populações do ácaro Varroa mostrou ser muito diferente das outras regiões afetadas pela varroatose, sendo os primeiros índices registrados superiores a 20%, o que causou preocupações aos pesquisadores e apicultores. À medida que o ácaro se dispersava, pelas diversas regiões do Brasil, verificou-se que os índices de infestação aumentavam no início e diminuíam alguns anos após a infestação. Fato este que parece ter sido provocado pelo estabelecimento do equilíbrio entre o ácaro V. destructor e as abelhas africanizadas nas condições climáticas do Brasil.



31Incidência de Varroa destructor (Anderson e Trueman) em… Torres & Barreto

e-ISSN 1983-0572

O ácaro Varroa tornou-se um vetor para vírus da paralisia aguda de abelhas (ABPV), o vírus de abelhas Kashmir (KBV) e o vírus que deforma a asa (DWV) (stRaPazzon 2008). Tendo uma ligação direta com a redução da produtividade colmeia/ano, devido não só as consequências já citadas como redução na postura, dando aos quadros de crias aspecto de mosaico com inúmeras falhas na postura, causando o agravamento da incidência deste ácaro na colmeia e redução na produção (bakonyi et al. 2002; Chen et al. 2004; tentCheVa et al. 2006).

O controle da varroose bem como para as demais patologias que acometem as abelhas pode estar relacionado com o habito higiênico das mesmas. Segundo wilson-RiCh et al. (2009) o mecanismo natural mais importante de resistência das abelhas melífera a doenças e parasitas é o comportamento higiênico.

A maioria das pesquisas com a varroase aponta esta como um dos fatores responsáveis pelo desaparecimento de abelhas. Entretanto, ainda se tem poucos trabalhos em relação à taxa de infestação em diferentes regiões do território brasileiro. Sendo este um entrave no momento de realizar uma comparação de índices de infestação pelas diversas regiões o que pode resultar em um isolamento de resultados dificultando possíveis pesquisas que venham a auxiliar em mudanças de técnicas de manejos sanitários para as diferentes regiões, uma vez que o Brasil é conhecido pela sua diversidade na flora apícola, no grau de africanização das abelhas com ferrão e diferenças climáticas. Desta forma, este trabalho teve como objetivo realizar um levantamento de incidência de ácaro V. destructor em colmeias na região de Sinop, MT.

MATERIAL E MéTODOS

As coletas foram realizadas nos meses de julho e agosto de 2011 em oito apiários fixos. Abelhas que estavam próximas aos quadros centrais foram coletadas e acondicionadas em frascos, com capacidade de 50 mL, contendo álcool a 70%. Onde permaneceram por 24 horas, tempo suficiente para haver o total desprendimento do ácaro do corpo do hospedeiro. No Laboratório de Entomologia da Universidade Federal do Mato Grosso, Campus Universitário de Sinop foi realizada a triagem e armazenamento das abelhas e ácaros.

Os apiários visitados estão situados nos municípios de Santa Carmen e de Sinop, comunidade Santa Rita, e todos estão localizados em áreas de preservação, embora estejam próximos a áreas destinadas ao cultivo de soja e milho. Constatou-se que a distancia mínima entre os apiários de Santa Carmem está compreendida entre 3 e 5 km, respeitando a distância recomendada, superior a 3 km entre apiários para que não ocorra saturação da pastagem apícola (sebRae 2009), na comunidade Santa Rita havia apenas um apiário.

A taxa de infestação, em percentagem, do ácaro V. destructor, foi calculada pelo número de ácaros encontrados divididos pelo número de abelhas adultas, multiplicado por 100.

RESULTADOS E DISCUSSãO

Nos apiários de Santa Carmem foram encontrados 95 ácaros, num total de 1.245 abelhas e no apiário de Sinop, das 10 amostras, 878 abelhas foram obtidas e 98 ácaros encontrados (Tabela 1).

As colmeias localizadas no município de Santa Carmen não apresentavam nenhum sintoma de qualquer outra patologia, apenas à presença do ácaro. Nestas colmeias o proprietário realiza a seleção das rainhas, adotando como critério para seleção os hábitos higiênicos que, segundo wilson-RiCh et al. (2009) o comportamento higiênico é expresso em percentagem de cria morta (por perfuração, congelamento, gases e/ou agentes etiológico) que é retirada dos alvéolos pelas abelhas adultas em determinado período de tempo.

No apiário localizado na comunidade Santa Rita, município de Sinop foi observada uma postura irregular nos quadros de cria, as colmeias apresentavam-se fracas, com poucas reserva de alimento, poucas abelhas, tendo como principal causa à disponibilidade de alimento devido ao clima que resultou em um atraso da floração das espécies forrageiras nas proximidades do apiário, sendo um dos fatores que influenciaram o valor elevado de incidência do ácaro neste apiário. CoRRea-MaRques et al. (2003) relataram que a varroatose pode variar de gravidade de acordo com vários fatores como a subespécie das abelhas, as condições climáticas, fluxo de alimento, período de desenvolvimento da cria, capacidade em detectar o ácaro e removê-lo.

santos et al. (2010) obtiveram valores médios de 5,41% de ácaros adultos, em 429 amostras de abelhas adultas em apiários na região do Vale do Paraíba, SP. Ainda relatam que esses resultados podem estar relacionados a temperaturas baixas, fato que ocasiona um período de maior permanência das abelhas no interior da colmeia, diminuindo a atividade de forrageamento e influenciando diretamente o aumento da incidência de ácaro nas amostras. MoRetto & Mello JR. (1999) relataram que o clima e raças de A. mellifera são considerados importantes fatores que afetam o desenvolvimento do parasita. GonçalVes (1987) descreve que de acordo com as condições climáticas como na Europa e em outras regiões temperadas, a varroosis torna a apicultura impraticável sem o uso de acaricidas. Dados publicados em 2003 por MoRetto & leoniDas. indicam que nos últimos anos de levantamentos realizados em regiões do país mostraram que o grau de infestação determinado pela varroatose está em torno de 2 a 5%, nos estados mais atingidos sem causar a morte de enxames.

Mesmo ocorrendo adaptação por parte das abelhas com o ácaro, segundo allen & ball (1996) são preocupantes os riscos de doenças causados pela Varroa, pois esse ácaro pode atuar como vetor de agentes patogênicos, aumentando a incidência de enfermidades e doenças, como a cria pútrida americana e a cria giz, podendo ser dispersas para outras regiões onde essas doenças não estão presentes.

A disseminação do ácaro pelas colmeias e facilitada por diversos fatores, e um dos que contribuem para isso é o fato das fêmeas preferirem ovipositar nos alvéolos que contém cria de zangão - a única casta que não possui cheiro específico - dando a possibilidade de entrar em qualquer colmeia sem ser molestado pelas abelhas tornando fácil a sua disseminação pelas colmeias do apiário. Sendo necessário respeitar a distância mínima entre apiários de 3 km, não apenas pela disseminação do ácaro entre apiários, evitar a sobrecarga do pasto apícola, que ocasionará redução no forrageamento das abelhas, o que pode resultar: na escassez de alimento na colmeia, na redução da oviposição realizada pela rainha, na diminuição na população de abelhas e enfraquecimento da colmeia, tornando-a suscetível ao ataque e aumento dos índices do ácaro da varroose.

A preferência do V. destructor por células de zângões também tem sido observada em abelhas africanizadas (CalDeRone & kuenen 2001). Zangões criados em células de operárias foram menos infestados do que quando desenvolvidos em suas próprias células – maior tamanho – mas foram mais infestados do que operárias em células de zangões, indicando que há um fator inerente à larva de zangão causando essa diferença. Segundo esses mesmos autores, os níveis de infestação são influenciados por fatores ambientais, fatores intrínsecos do hospedeiro, ou resultantes da interação destes fatores e a variação entre colônias.

O crescimento populacional do ácaro é afetado pela taxa de reprodução, capacidade de movimentação das fêmeas varroas nas células dos favos de cria e a sua taxa de mortalidade (FRies et al. 1994). Esses fatores estão associados a variações de características biológicas e comportamentais de diferentes raças de A. mellifera, ocasionando efeitos positivos e negativos na


e-ISSN 1983-0572

32

população de ácaros na colônia.

Faz-se necessário seu controle com técnicas que não venham a deixar resíduos nos produtos obtido da colmeia e um destes meios de controle, que demonstra resultados satisfatórios, é a seleção de rainhas de hábitos higiênicos e resistência ao ácaro. Também, manter sempre rainhas jovens para conservar elevados níveis populacionais dentro da colmeia; no período de escassez de alimento utilizar alimentação artificial; realizar vistorias rigorosas nas colmeias com a presença de ácaro e manter a homogeneidade da postura são fatores que contribuem para a diminuição da incidência desse ácaro nas colmeias, sem que haja a necessidade da utilização de produtos químicos que em sua maioria deixam resíduos no mel e aumentam o custo da criação que será refletido no valor do produto final.

AGRADECIMENTOS

As autores agradecem aos senhores Beno Kaiser e Sérgio Celmer proprietários dos apiários utilizados para o desenvolvimento da pesquisa. Esta é a publicação de número 23 da série técnica do Núcleo de Estudos Biológicos da Amazônia Meridional – NEBAM/ UFMT.

REFERêNCIAS

Allen, M.F. & B.V. Ball, 1996. The incidence and world distribution of honey bee viruses. Bee World, 77: 141-162.

Anderson, D.L. & J.W.H. Trueman, 2000. Varroa jacobsoni (Acari: Varroidae) is morethan one species. Experimental and Applied Acarology, 24: 165 - 189.

Bakonyi, T., R. Farkas, A. Szendroi, M. Dobos-Kovács & M. Rusvai, 2002. Detection of acute bee paralysis virus by RT-PCR in honey bee and Varroa destructor field samples: rapid screening of representative Hungarian apiaries. Apidologie, 33: 63-74.

Calderone N.W. & L.P.S. Kuenen, 2001. Effect of Honey Bee, Apis mellifera L. (Hymenoptera: Apidae), Colony, Cell Type and Larval Sex on Host Selection by Female Varroa destructor (Acari: Varroidae), Journal of Economic Entomology, 94, 1022-1030.

Carvalho, J.C., 2004. Avaliação de esporos. Paenibacillus larvae subsp. larvae em mel de apiários do estado do Piauí e de métodos de detecção. Dissertação (Mestrado em Entomologia), Universidade Federal de Viçosa. 39p.

Chen, Y., J.S. Pettis, J.D. Evans, M. Kramer & M.F. Feldlaufer, 2004. Transmission of Kashmir bee virus by the ectoparasitic mite Varroa destructor. Apidologie, 35: 441-448.

Correa-Marques, M. H., Medina, L. M., Martin, S. J. & D. de Jong, 2003. Comparing data on the reproduction of Varroa destructor. Genetics and Molecular Research, 2: 1-6.

Flecthmann, C.H.W., 1975. Elementos de acarologia: São Paulo: Nobel, 344p.

Fries, I., S. Camazine & J. Sneyd, 1994. Population dynamics of Varroa jacobsoni: a model and a review. Bee World, 75: 5-28.

Gonçalves, L.S. 1987. O combate a Varroa em todo o mundo. Apicultura no Brasil, 4: 31-35.

Krantz, G.W., 1978. A manual of acarology. 2. ed. Corvillis: Oregon State Univ. 509p.

Moretto, G. & J.M. Leonidas, 2003. Infestation and distribution

Tabela 1. Taxa de infestação de ácaro Varroa destructor obtido em apiários de Santa Carmem e Sinop, MT no período de julho a agosto de 2011. Amostras 1 a 14 = Município Santa Carmen, amostras 15 a 24 = município de Sinop.

Amostra Nº de V. destructor Nº de abelhas Taxa de infestação (%)

01 03 80 3,75

02 01 35 2,85

03 03 80 3,75

04 15 80 18,75

05 04 100 04

06 05 73 6,84

07 22 130 16,92

08 16 90 17,77

09 10 125 08

10 01 103 0,97

11 04 119 3,36

12 01 70 1,42

13 06 90 6,66

14 04 70 5,71

Média de infestação 7,19%

15 05 102 4,9

16 11 73 15,06

17 09 63 14,28

18 07 98 7,14

19 16 113 14,15

20 12 97 12,37

21 04 65 6,15

22 03 73 4,1

23 17 82 20,73

24 14 112 12,5

Média de infestação 11,13%


e-ISSN 1983-0572

33

of the mite Varroa destructor in colonies of africanized bees. Brazilian Journal of Biology, 63: 83-86.

Moretto, G. & L.J. de Mello Jr., 1999. Varroa jacobsoni: infestation of adult africanized and italian honey bees (Apis mellifera) in mixed colonies in brazil. Genetics and Molecular Biology, 22: 321-323.

Moretto, G.; Gonçalves, L.S.; D. De Jong, 1991. The effects of climate and bee race on Varroa jacobsoni oud. Infestation in Brasil. Apidologie, 22: 197-203.

Morse, R.A. & L.S. Gonçalves. 1979. Varroa disease, a threat to world beekeeping. Gleanings in Bee Culture, 107: 179 - 181.

Santos, L.G. dos, M.L.T.M. F. Alves., D. Message, I.C. Silva L.M.R.C.Barreto & É.W. Teixeira, 2010. Perfil da sanidade apícola no vale do Paraíba: apta, Gestão de produção com qualidade. Disponível em: http://www.iac.sp.gov.br/areadoinstituto/pibic/anais/2010/Artigos/RE10304.pdf. Acesso em 03/02/2012.

SEBRAE, 2009. Manual de Segurança e Qualidade para Apicultura. Brasília: SEBRAE/NA. PAS Mel. 86p. Disponível em: http://www.sebrae.com.br/setor/apicultura/sobre-apicultura/producao/familias-de-abelhas/manual_de_

seguranca_apis.pdf. Acesso em 02/10/2012.Strapazzon, R., 2008. Caracterização genética do ácaro

Varroa destructor em colônias de abelhas Apis mellifera (africanizada) no estado de santa Catarina. Monografia, Universidade Regional de Blumenau. 20p. Disponível em: http://www.bc.furb.br/docs/MO/2008/332219_1_1.pdf. Acesso em 01/10/2012.

Tentcheva, D., L. Gauthier, L. Bagny & J. Flevet, 2006. Comparative analysis of deformed wing virus (DWV) RNA in Apis mellifera and Varroa destructor. Apidologie, 37: 41-50.

Wilson–Rich, N., M. Spivak, N.H. Fefferman & P.T. Starks. 2009. Genetic, individual, and group facilitation of disease resistance in insect societies, Annual Review of Entomology, 54: 405-423.


**********


Torres, R.N.S. & M.R. Barreto, 2013. Incidência de Varroa destructor (Anderson & Trueman) em Criação de Abelhas com Ferrão na Região de Sinop, Mato Grosso, Brasil. EntomoBrasilis, 6(1): 30-33. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/254. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.254






Ação de Inseticidas Botânicos sobre a Preferência Alimentar e sobre Posturas de Spodoptera frugiperda

(J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) em Milho*Fábio Mazzonetto, Flávia Coradini, Renato Zapparoli Corbani & Alexandre Barcellos Dalri

Universidade Camilo Castelo Branco, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected], [email protected], [email protected].

_____________________________________


En

tom

olog

ia G

era

l Resumo. O presente trabalho objetivou comparar o efeito de diferentes extratos de origem vegetal na preferência alimentar e na postura da lagarta do cartucho Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) em folhas de milho. Extratos aquosos a 10% p/v de Chenopodium ambrosioides (Linnaeus) (Erva de Santa Maria), Corymbia citriodora (Hill & Johnson) (Eucalipto Cheiroso), Chrysanthemum leucanthemum (Linnaeus) (Crisântemo) e Azadirachta indica (A. Juss) (Nim) foram aplicados em discos de folhas de milho e oferecidos às lagartas em testes com e sem chance de escolha. A atratividade das lagartas pelos discos com os extratos não diferiu da testemunha no teste com chance de escolha, porém os extratos de Nim e Crisântemo apresentaram efeito fagodeterrente a S. frugiperda. Nos testes sem chance de escolha, o tratamento que mais repeliu as lagartas foi utilizando extrato de Nim, representando possível alternativa para o controle das lagartas desta espécie. Nenhum dos extratos aquosos das espécies vegetais testadas apresentou efeito ovicida.

Palavras-chaves: Extratos Vegetais; Lagarta do Cartucho; Zea mays.

Action of Botanical Insecticides on the Preference of Food and on Postures of Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) in Maize

Abstract. This study compares the effect of different extracts of vegetal origin in food preference and posture of the fall armyworm Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) in maize leaves. Aqueous extracts 10% w/v of Chenopodium ambrosioides (Linnaeus), Corymbia citriodora (Hill & Johnson), Chrysanthemum leucanthemum (Linnaeus) and Azadirachta indica (A. Juss) were applied to leaf discs of maize and offered to caterpillars tests with and without choice. The attractiveness of the caterpillars for discs with the extracts did not differ from the control test-choice, but extracts of A. indica and C. leucanthemum showed antifeedant activity to S. frugiperda. In no-choice tests, the treatment was more repelled the larvae using A. indica extract, representing possible alternative for the control of caterpillars of this species. None of the aqueous extracts of the plant species tested showed ovicidal effect.

Keywords: Fall Armyworm; Vegetal Extracts; Zea mays.

_____________________________________

milho é cultivado no Brasil em aproximadamente 14 milhões de hectares, com produção de aproximadamente 51,3 milhões de toneladas por ano e produtividade média

de 3,6 toneladas por hectare (Conab 2010). Pode ser encontrado no mercado interno para consumo humano ainda na espiga ou já processado (grão enlatado, curau, mingau), sendo, no entanto, a maior parte de sua produção destinada à alimentação de aves, suínos e bovinos (aGRianual 2007). Apresenta expressiva importância como matéria prima para o uso industrial (liMa et al. 2009).

Apesar de estar entre os três maiores produtores, o Brasil não se destaca entre os países com maior produtividade. O milho, mesmo sendo cultivado praticamente em todo o mundo e, embora apresente alta produtividade, sofre o ataque de várias espécies de insetos praga (MaRtinazzo et al. 2007).

A lagarta do cartucho, Spodoptera frugiperda (J.E. Smith), é uma das mais importantes pragas da cultura do milho. A redução na produtividade do milho, devido ao ataque desta praga, depende do grau de infestação e estádio de desenvolvimento da planta (louRenção & santos 2005), podendo atingir 60% dependendo da cultivar e época em que o ataque ocorre (CRuz et al. 2009).

De acordo com CaRValho et al. (2008), inseticidas químicos têm sido empregados na agricultura com frequência e relativo sucesso, no entanto, podem provocar contaminação ambiental, presença de resíduos nos alimentos, efeitos prejudiciais sobre inimigos naturais e seleção de populações de insetos resistentes.

O controle de pragas com a utilização de métodos de controle alternativos, especificamente com extratos vegetais, vem sendo estudado para minimizar o uso de inseticidas químicos. Tais métodos podem favorecer principalmente o pequeno agricultor, já que são de fácil utilização, não exigindo pessoal qualificado, são mais baratos e não afetam o meio ambiente, além de poderem ser produzidos na própria propriedade, facilitando a sua utilização (Mazzonetto & VenDRaMiM 2003).

Este trabalho teve como objetivo comparar o efeito de diferentes extratos de origem vegetal na preferência alimentar e na postura de lagarta do cartucho, S. frugiperda, em folhas de milho.

*Este trabalho foi financiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico - CNPq



35Ação de Inseticidas Botânicos sobre a Preferência … Mazzonetto et al.

e-ISSN 1983-0572

MATERIAL E MéTODOS

Os experimentos foram conduzidos no Laboratório de Fitotecnia da Universidade Camilo Castelo Branco, Campus de Descalvado/SP e os ensaios realizados em câmara incubadora à temperatura de 25±2º C, umidade relativa de 60±10% e fotofase de 14 horas.

Para realização dos bioensaios foram mantidas criações-estoque de lagarta do cartucho, S. frugiperda, em dieta artificial modificada seguindo a metodologia proposta por GReene et al. (1976) (Tabela 1).

Tabela 1. Composição da dieta modificada de GReene et al. (1976).

Constituinte Quantidade

Feijão branco 75,00 g

Germe de trigo 60,00 g

Farelo de soja 30,00 g

Leite em pó 30,00 g

Levedura de cerveja 37,50 g

Ácido ascórbico 3,60 g

Ácido sórbico 1,80 g

Nipagin 3,00 g

Solução vitamínica 9,00 mL

Tetraciclina 0,12 g

Formaldeído (40%) 3,60 mL

Agar 23,00 g

Água 1400,00 mL

Os materiais vegetais testados foram provenientes de coleta na área experimental do C.E.U – Centro Experimental da Unicastelo, Campus de Descalvado/SP. Foram testadas as seguintes plantas:

- Erva de Santa Maria – Chenopodium ambrosioides (Linnaeus): utilizando-se parte aérea;

- Eucalipto cheiroso – Corymbia citriodora (Hill & Johnson): utilizando-se folhas;

- Crisântemo – Chrysanthemum leucanthemum (Linnaeus): utilizando-se folhas;

- Nim - Azadirachta indica (A. Juss): utilizando-se folhas.

As partes utilizadas de cada planta foram secas em estufa a 40ºC, por 48h, posteriormente trituradas em moinho de facas, até obtenção de pó e armazenado em vidros hermeticamente fechados.

Os preparo dos extratos foi realizado pela imersão de 10 g do pó em 100 mL de água destilada, agitação para homogeneização da amostra durante 2h em câmara agitadora, manutenção em repouso por 24h em geladeira para extração dos compostos hidrossolúveis. Após esse período, filtrou-se o material em tecido fino tipo voil para retirada do material sólido, obtendo-se, assim, extratos aquosos a 10% p/v de cada espécie vegetal. Os extratos prontos foram utilizados em um período não superior à 24h após o preparo.

As plantas de milho foram cultivadas em vasos plásticos de 8 L de capacidade em casa de vegetação com tratos culturais recomendados para a cultura. Realizou-se a adubação de plantio de acordo com a análise de solo tendo como parâmetro o Boletim IAC 100. Aos 30 dias após emergência das plântulas foi realizada a adubação de cobertura de acordo com a necessidade da cultura.

Para utilização nos bioensaios laboratoriais, foi dada preferência para a colheita da terceira folha pós-emergida das plantas de milho.

Testes sobre a preferência alimentar de S. frugiperda. Para cada extrato, foram realizados dois testes: um com chance de escolha entre substrato (folha de milho tratada com extrato e não tratada) e outro sem chance de escolha apenas entre substratos tratados com o mesmo extrato. Estes testes tiveram como objetivo determinar se o extrato tem ação fagoestimulante ou fagodeterrente sobre o inseto.

a. Teste com chance de escolha. Para este ensaio, foram utilizadas placas de Petri de 15 cm de diâmetro, com o fundo recoberto por papel filtro levemente umedecido com água destilada. Sobre o papel, foram colocados discos de folhas de milho de 1,6 cm de diâmetro, obtidos com vazador. Foram colocados quatro discos por placa, sendo dois tratados com extratos e dois com água destilada, dispostos aos pares de forma cruzada e equidistantes. Cada disco foi identificado por uma letra escrita abaixo da placa. No centro de cada placa foi liberada uma lagarta de 5o ínstar (caracterizadas na criação estoque pela cápsula cefálica). Após duas horas, as lagartas foram retiradas e a área dos discos foi medida com o auxílio do software ImageJ 1.45S (National Institute of Health). O consumo foliar, por inseto, foi obtido pela diferença entre a área inicial da folha e a área que restou após a alimentação das lagartas. Para cada tratamento foram utilizados 10 placas, cada uma representando uma repetição.

Para este teste, o delineamento estatístico foi inteiramente casualizado e os dados obtidos foram analisados estatisticamente pelo teste F e as médias comparadas pelo teste de “t” de Student a 5% de probabilidade.

O efeito produzido pelo extrato vegetal foi avaliado utilizando o índice de preferência alimentar de koGan & GoeDen (1970), sendo classificado como fagoestimulante se o índice for maior do que 1, neutro se igual a 1 e fagodeterrente se menor do que 1, através da fórmula:

IP = 2A/(M+A), onde:

A = área consumida dos discos tratados; M = áreas consumidas dos discos não tratados.

b. Teste sem chance de escolha. Este ensaio foi desenvolvido da mesma forma que o anterior, apenas com a diferença de aplicar o mesmo tratamento (extrato vegetal) nos quatro discos em cada exposição às lagartas. Para cada tratamento foram utilizados 10 placas, cada uma representando uma repetição.

Para este teste, o delineamento estatístico foi inteiramente casualizado e os dados obtidos foram analisados estatisticamente pelo teste F e as médias comparadas pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.

Testes sobre as posturas de S. frugiperda

Ovos oriundos das gaiolas onde foi mantida a criação estoque de S. frugiperda, foram colocados em placas de Petri. Sobre os ovos foram aplicados os extratos das diferentes espécies vegetais (10% p/v) e água destilada no controle testemunho. No quinto dia após a aplicação nos tratamentos, procedeu-se à contagem do número de lagartas eclodidas em cada placa, para a determinação da viabilidade de ovos. Para cada extrato foram utilizadas cinco placas com 20 ovos em cada placa, cada uma representando uma repetição, ou seja, totalizando 5 repetições.

Para este teste, o delineamento estatístico foi inteiramente casualizado e os dados obtidos foram analisados estatisticamente pelo teste F e as médias comparadas pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.


e-ISSN 1983-0572

36


Testes sobre a preferência alimentar de S. frugiperda

a. Teste com chance de escolha. A atratividade das lagartas pelos discos de folhas de milho tratados com os diferentes extratos aquosos, não diferiu estatisticamente da testemunha no teste com chance de escolha (Tabela 2). No entanto, quando se utilizou o Índice de Preferência (IP) proposto por koGan & GoeDen (1970), onde se caracteriza o extrato vegetal como fagoestimulante se o índice for maior do que 1, neutro se igual a 1 e fagodeterrente se menor do que 1, mesmo não diferindo estatisticamente, os extratos vegetais de Nim e Crisântemo demonstraram causar um efeito fagodeterrente sobre S. frugiperda, com IP de - 0,78 e - 0,61, respectivamente, reduzindo a atividade alimentar das lagartas, o que pode resultar em diminuição dos danos causados às plantas e consequentes prejuízos ocasionados por essa praga.

Uma das atividades mais relevantes das plantas da família Meliaceae é a ação fagoinibidora (ViVan 2009), o que foi observado nos testes com chance de escolha (Tabela 2) com o extrato a partir de folhas de Nim.

Resultados semelhantes utilizando a planta de Nim, porém com o produto comercial DalNeem (5 e 10%) foram obtidos por bieRMann (2009) que, em testes com chance de escolha ao avaliarem o efeito da aplicação, em couve, na alimentação de lagartas de Ascia monuste orseis (Latreille), verificaram que, apesar de estatisticamente não deferir da testemunha, apresentaram Índices de Preferência (IP) menor que 1, sendo

classificada como fagodeterrente.

Assim, os resultados obtidos mostraram que os extratos vegetais de Nim e Crisântemos proporcionaram leve ação fagodeterrente aos insetos, quando os discos tratados com seus extratos foram oferecidos às lagartas de S. frugiperda.

b. Teste sem chance de escolha. De acordo com os dados encontrados com os testes onde as lagartas não tiveram chance de escolha entre o milho tratado com extrato ou não tratado (Figura 1), pode-se observar que os extratos de Erva de Santa Maria, Eucalipto Cheiroso e Crisântemo não apresentaram diferença estatisticamente significativa em relação à testemunha. O tratamento que resultou em repelência mais acentuada às lagartas foi com a utilização do extrato a base de Nim, que deferiu da testemunha estatisticamente, concordando os resultados com o que foram expostos por aGuiaR-Menezes (2005), quando menciona que os lepidópteros são extremamente sensíveis à azadiractina presente no Nim.

Segundo dados obtidos por bieRMann (2009), os tratamentos que resultaram em repelência mais acentuada a lagartas de A. monuste orseis quando utilizou-se DalNeem a 10%, comprovando a ação desta planta sobre lepidópteros.

Testes sobre as posturas de S. frugiperda

A análise do efeito dos extratos aquosos das diferentes espécies vegetais aplicados sobre ovos de S. frugiperda (Tabela 3), demonstrou que não houve diferênça estatística entre os

Tabela 2. Média das áreas dos discos foliares de milho consumidos por Spodoptera frugiperda tratados com os diferentes extratos aquosos a 10% (p/v), em teste com chance de escolha. Temp.: 25±2ºC, UR: 60±10% e fotofase: 14 horas.

Extratos Vegetais 10% (p/v)

Área Consumida (cm2)Índice de

Preferência2Classificação2Discos foliares

tratados1

Discos foliares não tratados1

C. ambrosioides (Erva de Santa Maria) 0,230 a 0,124 a + 1,29 Fagoestimulante

C. citriodora (Eucalipto Cheiroso) 0,213 a 0,189 a + 1,06 Fagoestimulante

A. indica (Nim) 0,079 a 0,124 a - 0,78 Fagodeterrente

Chrysanthemum sp. (Crisântemo) 0,082 a 0,187 a - 0,61 Fagodeterrente

1 Médias seguidas pela mesma letra, nas linhas, não diferem significativamente pelo teste de “t” de Student a 5% de probabilidade.2 IP = 2A/(M+A); onde A = área consumida dos discos tratados; e, M = áreas consumidas nos discos não tratados. Classificação: fagoestimulante se o índice for maior do que 1; neutro se igual a 1 e fagodeterrente se menor do que 1.

Figura 1. Consumo Foliar médio (cm²), por lagartas de Spodoptera frugiperda, de discos foliares de milho tratadas com extratos aquosos de diferentes espécies vegetais, em teste sem chance de escolha. Temp.: 25±2ºC, UR: 60±10% e fotofase: 14 horas. Médias seguidas pela mesma letra não diferem significativamente pelo teste de Tukey a 5%.

37Ação de Inseticidas Botânicos sobre a Preferência … Mazzonetto et al.

e-ISSN 1983-0572

tratamentos, incluindo a Testemunha. A porcentagem de larvas eclodidas variou de 100% (Testemunha) e 86,67% (extrato aquoso de Crisântemo).

Os efeitos de extratos de plantas na sobrevivência da fase embrionária de lepidópteros são pouco conhecidos, em especial a ação ovicida dos compostos bioativos (PRéDes et al. 2000). MaChaDo et al. (2007) destacaram que o efeito ovicida pode variar de acordo com a espécie do inseto e com as características das substâncias utilizadas. Porém, este mesmo autor menciona que plantas com atividade inseticida ocasionam baixo ou nenhum efeito sobre os ovos. Tal fato pode ser verificado no experimento realizado com os diferentes extratos aquosos sobre a porcentagem de lagartas eclodidas de S. frugiperda.

Pelos dados obtidos nas condições do experimento, pode-se concluir que:

- A atratividade das lagartas pelos discos com os extratos não diferiu da testemunha no teste com chance de escolha, porém os extratos de Nim e Crisântemo apresentaram efeito fagodeterrente a S. frugiperda.

- Nos testes sem chance de escolha, o tratamento que mais repeliu as lagartas foi utilizando extrato de Nim, representando possível alternativa para o controle das lagartas desta espécie.

- Nenhum dos extratos aquosos das espécies vegetais testadas apresentou efeito ovicida para S. frugiperda.

REFERêNCIAS

Agrianual, 2007. Anuário da Agricultura Brasileira. São Paulo: FNP Consultoria e Comércio, 516p.

Aguiar-Menezes, E.L., 2005. Inseticidas Botânicos: Seus Princípios Ativos, Modo de Ação e Uso Agrícola. Seropédica: Embrapa Agrobiologia, 58p.

Biermann, A.C.S., 2009. Bioatividade de Inseticidas Botânicos sobre Ascia monuste orseis (Lepidoptera: Pieridae). Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Universidade Federal de Santa Maria. 72p.

Carvalho, G.A., N.M. Santos, E.C. Pedroso & A.F. Torres, 2008. Eficiência do óleo de nim (Azadirachta indica A. Juss) no controle de Brevicoryne brassicae (Linnaeus, 1758) e Myzus persicae (Sulzer, 1776) (Hemiptera: Aphididae) em couve-manteiga Brassica oleracea Linnaeus var. acephala. Arquivos do Instituto Biológico, 75: 181-186.

Conab - Companhia Nacional de Abastecimento, 2010. Série histórica. Comparativo de área, produção e produtividade.

Disponível em: http://www.conab.gov.br. Acesso em 12/07/2010.

Cruz, I., P.A. Viana & J.M. Waquil, 2009. Pragas: pragas da fase vegetativa e reprodutiva. Sete Lagoas: Embrapa Milho e Sorgo. Disponível em: http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Milho/CultivodoMilho_5ed/prvegetativa.htm. Acesso em 25/07/2012.

Greene, G.L., N.C. Lepla & W.A. Deckerson, 1976. Velvetbean caterpillar: a rearing procedure and artificial medium. Journal of Economic Entomolology, 69: 488-497.

Kogan, M. & R.D. Goeden, 1970. The host-plant range of Lema trilineata daturaphila (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of Entomological Society of America, 63: 1175-1180.

Lima, M.P.L., J.V. Oliveira & E.J. Marques, 2009. Manejo da lagarta do cartucho em milho com formulações de nim e Bacillus thuringiensis subsp. aizawai. Ciência Rural, 39: 1227-1230.

Lourenção, A.L.F. & H.R. Santos, 2005. Danos de Spodoptera frugiperda (J.E.Smith, 1797) (Lepidoptera: Noctuidae) na cultura do milho (Zea mays L.). Revista de Agricultura, 80: 340-355.

Machado, L.A., V.B. Silva & M.M. Oliveira, 2007. Uso de extratos vegetais no controle de pragas em horticultura. O Biológico, 69: 103-106.

Martinazzo, F., V. Pietrowski, E.S. Cordeiro, B. Eckstein & S. Grisa, 2007. Liberação de Trichogramma pretiosum para controle biológico de Spodoptera frugiperda na cultura do milho. Revista Brasileira de Agroecologia, 2: 1657-1660.

Mazzonetto, F. & J.D. Vendramim, 2003. Efeito de pós de origem vegetal sobre Acanthoscelides obtectus (Say) (Coleptera: Bruchidae) em feijão armazenado. Neotropical Entomology, 32: 145-149.

Prédes, R.C., T.I.M.R. Marques, H.S. Xavier & J.V. Oliveira, 2000. Extrato metanólico da amêndoa da semente de nim e a mortalidade de ovos e lagartas da traça-do-tomateiro. Scientia Agricola, 57: 407-413.

Vivan, M.P, 2009. Uso do cinamomo (Melia azedarach) como alternativa aos agroquímicos no controle do carrapato bovino (Boophilus microplus). Dissertação (Mestrado em Agroecossistemas) – Universidade Federal de Santa Catarina, 72p.


**********

Tabela 3. Ação de diferentes extratos aquosos a 10% (p/v) sobre ovos de Spodoptera frugiperda. Temp.: 25±2ºC, UR: 60±10% e fotofase: 14 horas.

Extratos Vegetais 10% (p/v) Eclosão larval (%)1

Testemunha (Água destilada) 100,00 a

C.ambrosioides (Erva de Santa Maria) 95,00 a

C. citriodora (Eucalipto Cheiroso) 91,67 a

A. indica (Nim) 86,67 a

Chrysanthemum sp. (Crisântemo) 86,67 a

Teste F 0,7800 ns

DMS 30.08017

CV(%) 12,151 Médias seguidas pela mesma letra não diferem significativamente pelo teste de Tukey a 5%.


Mazzonetto, F., F. Coradini, R.Z. Corbani & A.B. Dalri, 2013. Ação de Inseticidas Botânicos sobre a Preferência Alimentar e sobre Posturas de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) em Milho. EntomoBrasilis, 6(1): 34-38. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/261. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.261



e-ISSN 1983-0572

38





Use of Leaves Treated with Hydrogen Peroxide in Case-Building by Phylloicus spp. (Trichoptera:

Calamoceratidae)*Thyago Augusto da Silva Vidovix, Renato Tavares Martins, Cleber Duarte & Ana Maria Oliveira Pes

Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected], [email protected], [email protected].

_____________________________________


En

tom

olog

ia G

era

l Abstract. The objective of this study was to assess if larvae of Phylloicus spp. show any preference for leaves with or without microorganisms when building cases. Two experiments were realized at municipality of Presidente Figueiredo (Amazonas – Brazil), containing leaves treated with Hydrogen peroxide (H2O2), a compost that has an antimicrobial action, and another one with untreated leaves. In the first were observed the case-building by larvae of Phylloicus spp. and in the second was tested the preference by treated or untreated leaves. The larvae were monitored during 24 hours and to statistical analysis was used the t-test. Were not observed significant differences in the number of discs used by the larvae in the first experiment (p=0.24; t=-0.73) and no preference by type of leaf in the second experiment (p=0.41; t=0.23). Therefore, we do not recommend the use of hydrogen peroxide in studies that aim to eliminate microorganisms from decomposing leaves.

Keywords: Amazon; aquatic insects; larvae; leaf litter; microorganisms.

Uso de Folhas Tratadas com Peróxido de Hidrogênio na Construção de Abrigos por Phylloicus spp. (Trichoptera: Calamoceratidae)

Resumo. O objetivo deste estudo foi avaliar se larvas de Phylloicus spp. possuem preferência por folhas com ou sem micro-organismos para a construção de abrigos. Dois experimentos foram realizados no município de Presidente Figueiredo (Amazonas – Brasil), contendo folhas tratadas com peróxido de hidrogênio (H2O2), composto que possui ação antimicrobiana, e folhas não tratadas. No primeiro observaram-se a construção de abrigos pelas larvas de Phylloicus spp. e no segundo testou-se a preferência por folhas tratadas ou não tratadas. As larvas foram monitoradas durante 24 horas e para a análise estatística foi utilizado o teste-t. Não foram observadas diferenças significativas no número de discos usados pelas larvas no primeiro experimento (p=0,24; t=-0,73) e nem na preferência pelo tipo de folha no segundo experimento (p=0,41; t=0,23). Portanto, não recomendamos o uso do peróxido de hidrogênio em estudos realizados em laboratório que visem à eliminação de micro-organismos de folhas em decomposição.

Palavras-chaves: Amazônia; folhiço; insetos aquáticos; larvas; micro-organismos.

_____________________________________

he larvae of Phylloicus spp. (Calamoceratidae) are usually found in bodies of water of low flow and with submerged leaves (wantzen & waGneR 2006). The leaves are used by

these organisms as food or for case-building (RinCón et al. 2005). Although energetically demanding, case-building provides protection against predators (boyeRo et al. 2006). Since Phylloicus cases are relatively large, the larvae usually build cases with less palatable leaves and with less microbial presence to minimize the influence of leaf shredding invertebrates (GRaça 2001).

Leaf palatability is increased by fungal and bacterial activity on this material (GRaça & CRessa 2010). The crustacean Gammarus minus Say 1818 (Amphipoda) showed preference for leaves with fungi rather than leaves without fungi (kostalos & seyMouR 1976). Jabiol & ChauVet (2012) verified that the consumption rate of Gammarus fossarum Koch was higher in leaves that had associated fungi, and also showed preference for certain types of fungi. Larvae of Hesperophylax sp. and Psychoglypha sp. (Trichoptera: Limnephilidae) have the ability to locate fungi on leaves, and the degree of success in locating them varied according to the level of fungal colonization (aRsuFFi & subeRkRoPP 1985).

Hydrogen peroxide (H2O2) is used to eliminate microorganisms from the leaf surface, and thus make the leaves less palatable to shredding invertebrates. Due to the formation of free hydroxyl radicals, H2O2 can be detrimental to the development of these

microorganisms since it disrupts the cytoplasmic membrane, DNA and other essential cellular structures (Rees & oRth 1986). Since the objective of this study was to test if Phylloicus spp. larvae show preference for leaves with or without microorganisms for case-building, hydrogen peroxide was used to eliminate microorganisms from the leaves to test this preference. Two questions were posed: (1) Do larvae of Phylloicus spp. use leaves with and without microorganisms for case-building? (2) Do larvae of Phylloicus spp. prefer leaves without microorganisms for case-building?

MATERIAL AND METHODOS

The experiments took place in October/2011 in one of the tributaries of the Igarapé da Onça (2°02’S, 59°50’W), Presidente Figueiredo, Amazonas, Brazil. In this study 40 larvae were collected with D-nets, removed from their cases and placed in plastic containers covered with a 1 mm mesh screen. The containers were then placed in a low flow area of the stream. Submerged leaves conditioned by microorganisms were obtained, from the same area as the larvae, and were fragmented into 60 mm diameter discs.

*This study received financial support from PRONEX/CNPQ/FAPEAM



40

Use of Leaves Treated with Hydrogen Peroxide in Case-… Vidovix et al.

e-ISSN 1983-0572

Two treatments were used, on the first experiment to observe the construction of cases by Phylloicus spp.: leaves treated in H2O2 for an hour and untreated leaves. There were 10 replications for each treatment, with eight leaf discs in each container. The difference between the numbers of discs used by the larvae in both treatments was verified by the t-test through the statistical analysis software R (R DeVeloPMent CoRe teaM 2012).

The preference for H2O2 treated or untreated leaf was tested on the second experiment. There were 20 replications with 16 discs (eight treated and eight untreated) in each container. The t-test was also used to test their preference for one of the treatments. In both experiments the larvae were monitored for 24 hours.


Most of the Phylloicus spp. larvae (77.5%) built their cases 3 hours after they started to manipulate the leaves. The behavior while constructing their cases was the same as observed by noRwooD & stewaRt (2002) for Phylloicus ornatus Banks, and for Phylloicus sp. (MoRetti et al. 2009). The cases made during the current experiments had size and shape similar to the original cases, an observation also made by noRwooD & stewaRt (2002). But, in the current study, one of the larvae used 11 discs, much more than the original size of its case, which can make this specimen more susceptible to the action of leaf-shredding organisms and predators (GRaça & CRessa 2010).

In the first experiment, Phylloicus spp. larvae constructed cases with H2O2 treated and untreated leaves. The larvae used a mean of 2.7 untreated and 3.2 H2O2 treated leaves, with no significant difference observed for the number of discs used (p=0.24; t=-0.73). H2O2 did not inhibit the use of the discs for the construction of cases by the larvae.

In the second experiment a mean of 3.81 discs were used by the larvae. No significant difference was observed in the preference for either type of leaf (p=0.41; t=0.23), being 48.7% untreated and 51.3% H2O2 treated leaves. Therefore, we assume that the disc choice was not affected by the use of hydrogen peroxide.

The reduced preference was expected due to the antibacterial action of H2O2 Mattos et al. (2003). However, théRauD et al. (2004) did not observe the efficiency of H2O2 against the fungus Candida albicans (Robin) Berkhout 1923. Taking into account that fungi are a major part of the decomposers biomass balDy et al. (1995), H2O2 might not have been efficient in their elimination, which would explain the lack of significant difference between the two treatments. Another hypothesis is that the hydrogen peroxide was not efficient in eliminate other microorganisms from the leaves surface, which did not alter their palatability. Furthermore, disc choice might have been influenced by the use of leaves from different plant species and in different stages of decomposition. According to RinCón et al. (2005) and bastian et al. (2007), Phylloicus sp. larvae and Anisoxentropus sp. (Calamoceratidae) prefer tougher leaves, and with higher quantity of polyphenols, for case construction.

Our results indicate that the H2O2 treatment did not influence in the leaf disc choice of Phylloicus spp. larvae. Therefore, we do not recommend the use of H2O2 for studies in laboratories that aim at eliminating microorganisms from decomposing leaves.

ACKNOWLEDGEMENTS

We would like to thank the professors Neusa Hamada and Jorge L. Nessimian for their help in developing the project. To professor José F. Gonçalves for his review of the manuscript. This study received financial support from PRONEX/CNPQ/FAPEAM. R.T. Martins received a doctoral scholarship (proc. 143624/2009-1) from the Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), INCT/ADAPTA – Amazon projects.

REFERENCES

Arsuffi T.L. & K. Suberkropp,1985. Selective feeding by stream caddisfly (Trichoptera) detritivores on leaves with fungal-colonized patches. Oikos, 45: 50-58.

Baldy, V., M.O. Gessner & E. Chauvet, 1995. Bacteria, Fungi and the breakdown of leaf litter in a large river. Oikos, 74: 93-102.

Bastian, M., L. Boyero, R. B. Jackes & R. G. Pearson, 2007. Leaf litter diversity and shredder preferences in an Australian tropical rain-forest stream. Journal of Tropical Ecology, 23: 219-229.

Boyero, L., P.A. Rincón & J. Bosch, 2006. Case selection by a limnephilid caddisfly Potamophylax latipennis (Curtis) in response to different predators. Behavioral Ecology and Sociobiology, 59: 364-372.

Graça, M.A.S., 2001. The role of invertebrates on leaf litter decomposition in streams-a review. International Review Hydrobiology, 86: 383-393.

Graça, M.A.S. & C. Cressa, 2010. Leaf quality of some tropical and temperate tree species as food resource for stream shredders. International Review Hydrobiology, 1: 27-41.

Jabiol, J. & E. Chauvet, 2012. Fungi are involved in the effects of litter mixtures on consumption by shedders. Freshwater Biology, 57: 1667-1677.

Kostalos, M. & R. L. Seymour, 1976. Role of Microbial Enriched Detritus in the Nutrition of Gammarus minus (Amphipoda). Oikos, 27: 512-516.

Mattos, I.L., K.A. Shiraishi, A.D. Braz & J.R. Fernandes, 2003. Peróxido de hidrogênio: importância e determinação. Química Nova, 26: 373-380.

Moretti, M.S., R.D. Loyola, B. Becker & M. Callisto, 2009. Leaf abundance and phenolic concentrations codetermine the selection of case-building materials by Phylloicus sp. (Trichoptera, Calamoceratidae). Hydrobiologia, 630: 199-206.

Norwood, J.C. & K.W. Stewart, 2002. Life history and case-building behavior of Phylloicus ornatus (Trichoptera: Calamoceratidae) in two spring-fed streams in Texas. Annals of the Entomological Society of America, 95: 44-56.

R Development Core Team. 2012. R: A language and Environment for Statistical Computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. Available from: <http://www.R-project.org>.

Rees, T.D. & C.F. Orth, 1986. Oral ulcerations with use of hydrogen peroxide. Journal of Periodontology, 57: 689-692.

Rincón, J.E., I. Martínez, E. León & N. Ávila, 2005. Procesamiento de la hojarasca de Anacardium excelsum en uma corriente intermitente tropical del noroeste de Venezuela. Interciencia, 30: 228-234.

Théraud, M., Y. Bédouin, C. Guiguen & J.P. Gangneux, 2004. Efficacy of antiseptics and disinfectants on clinical and environmental yeast isolates in planktonic and biofilm conditions. Journal of Medical Microbiology, 53: 1013-8.

Wantzen, K.M. & R. Wagner, 2006. Detritus processing by invertebrate shredders: a neotropical-temperate comparison. Journal of the North American Benthological Society, 25: 216-232.


**********


e-ISSN 1983-0572

41


Vidovix, T.A.S., R.T. Martins, C. Duarte & A.M.O. Pes, 2013. Use of Leaves Treated with Hydrogen Peroxide in Case-Building by Phylloicus spp. (Trichoptera: Calamoceratidae). EntomoBrasilis, 6(1): 39-41. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/267. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.267






Entomofauna do Oeste do Estado de Santa Catarina, Sul do Brasil

Mario Arthur Favretto¹, Emili Bortolon dos Santos² & Cleiton José Geuster²

1. Prefeitura Municipal de Campos Novos, Secretaria Municipal de Saúde, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência). 2. Universidade do Oeste de Santa Catarina, Campus de Joaçaba, e-mail: [email protected], [email protected].

_____________________________________


En

tom

olog

ia G

era

l Resumo. No presente trabalho é apresentada uma lista de 1328 espécies de insetos observadas no oeste do Estado de Santa Catarina nas últimas oito décadas, sendo que esta riqueza de espécies equivale a 1,47% do total de espécies registradas no Brasil. Foram compilados, em diversas coleções, os registros de exemplares coletados por F. Plaumann, foi consultada a literatura, e, além disso, foram feitas observações pessoais. Das 17 ordens registradas, Hymenoptera foi a que apresentou a maior riqueza de espécies, com 382, sendo que, a família Formicidae representou 48,42% das espécies desta ordem e Apidae 19%. Em Coleoptera foram registradas 230 espécies, com Curculionidae representando 22,60% desse total e Coccinelidae 19,13%. Na ordem Lepidoptera foram 199 espécies, a família Nymphalidae representou 37,18% dessa riqueza e Saturniidae 22,11%. total registrado para o Brasil, mas, trata-se de uma etapa importante para ampliar os conhecimentos sobre a distribuição geográfica destas espécies.

Palavras-chave: Distribuição geográfica; Insecta; Lista de espécies; Riqueza.

Entomofauna from West of Santa Catarina State, South of Brazil

Abstract. In this study is presented a list of 1328 insect species observed in west of Santa Catarina State, Brazil, in the last eight decades. The species richness founds corresponds 1.47 % of the total of species registered in Brazil. The data set was compiled from collection records performed by F. Plaumann, in addition to the records from literature and personal observations. Here, we recorded a total of 17 orders of insects. The order Hymenoptera had greatest richness with 382 species. Within Hymenoptera, the family Formicidae represented 48.42% and Apidae, 19%. In order Coleoptera, we found 230 species, with Curculionidae representing 22.60% of this total and Coccinelidae 19.13%. On the order Lepidoptera we recorded 199 species, the Nymphalidae family represented 37.18% of this richness and Saturniidae, 22.11%. The species richness presented here is minimal when compared to the total recorded for Brazil, but it is an important step to improve the knowledge about the geographic distribution of these insects.

Keywords: Geographical distribution; Insecta; List of species; Richness.

_____________________________________

s insetos são considerados o grupo animal dominante no planeta Terra. Estão presentes em praticamente todos os ambientes e em riqueza de espécies superam todos

os outros animais (tRiPlehoRn & Johnson 2011). Acredita-se que no mundo existam aproximadamente um milhão de espécies de insetos, com expectativas de haver ainda entre 2,5 milhões e 10 milhões de espécies a serem descritas (GRiMalDi & enGel 2005; CaRValho 2012).

No Brasil estima-se que existam cerca de 90.000 espécies descritas (RaFael et al. 2012). Entretanto, ainda não existem uma estimativa e uma compilação da riqueza de insetos para o Estado de Santa Catarina. Possivelmente a família de Hexapoda mais bem estudada em Santa Catarina seja Formicidae com o trabalho de silVa (1999), no qual são abordadas as espécies de formigas que ocorrem em todo o Estado. As demais ordens possuem apenas estudos regionais, porém não menos importantes. Dessa forma, o presente trabalho teve por objetivo reunir informações disponíveis na literatura, coleções entomológicas, além de observações pessoais dos autores sobre a ocorrência de insetos na região oeste do Estado de Santa Catarina, Brasil.

MATERIAL E MéTODOS

O presente trabalho foi realizado entre novembro de 2011 e junho de 2012, período em que foi feita uma revisão sobre estudos de

levantamento de espécies de insetos na região oeste de Santa Catarina (Figura 1). Esta região caracteriza-se pelo predomínio de floresta ombrófila mista, havendo também áreas com floresta estacional decidual em sua porção meridional e campos de altitude em sua porção setentrional próximo a divisa com o Paraná (klein 1978).

Após foram verificados artigos de descrição de espécies e revisões taxonômicas que mencionassem exemplares coletados na região. Posteriormente foram realizadas buscas por informações em coleções científicas cujas informações sobre as espécies identificadas encontram-se disponíveis na literatura. Nas ordens Lepidoptera, Coleoptera e Hymenoptera também foram acrescentados dados de observações pessoais, em que as identificações basearam-se em comparações com o acervo do Museu Frei Miguel (Luzerna, SC), cuja coleção possui diversos exemplares doados por Julius Melzer e nas seguintes referências: silVa (1907), Costa-liMa (1945, 1950), uehaRa-PRaDo et al. (2004).

Para a consulta em coleções científicas foram utilizados seus sistemas digitais, realizando buscas por insetos coletados por F. Plaumann ou por municípios da região oeste de Santa Catarina. As coleções das seguintes instituições foram consultadas: Coleção do Museu de Entomologia da FEIS/Unesp (MEFEIS), Coleção do Museu de Ciência e Tecnologia da PUCRS (MTC/



43

Entomofauna do Oeste do Estado de de Santa Catarina, Sul do … Favretto et al.

e-ISSN 1983-0572

PUCRS), Coleção Entomológica Pe. Jesus Santiago Moure (DZUP), Coleção Entomológica Paulo Nogueira Neto – IB/USP (CEPANN), Coleção Entomológica Adolph Hempel do Instituto Biológico (CEAH), Illinois Natural History Survey: Insect Collection (INHS), Yale Peabody Museum (YPM) e Smithsonian Institution (NMNH/SI),

As referências consultadas por meio de buscas no Google Scholar foram às seguintes: Fluke (1937); BequaRt (1943); Fluke (1945); FisheR (1947); zikan & wyGoDzinsky (1948); FisheR (1952); CaMRas (1957); GuiMaRães (1961, 1963); ReiChaRDt (1964); eVans (1965, 1966); allen (1967); MaRtins (1971); GRazia-VieiRa (1972); MeinanDeR (1974); heRMann (1979); DelonG (1980a, 1980b); Johnson (1981); GeRDes (1984); kiMsey (1985); Coelho et al. (1989); wiRth & FeliPPe-baueR (1989); shaFFeR (1991); wiRth (1991); MaRinoni et al. (1992); wiRth & sPinelli (1992); biCho & bohaRt (1993); uRban (1993); alMeiDa & liMa (1995); DoMínGuez (1995); GRaF (1995); Juñente & loiaCono (1995); MaRtins & Galileo (1995); uRban (1995a, 1995b); luGo-oRtiz & MaRtins & Galileo (1996); MCCaFFeRty (1996a, 1996b); PenteaDo-Dias (1996); GelleR-GRiMM (1997); GRaF & FuMaGai (1997); MaRtins & Galileo (1997); Milleo et al. (1997); zaballos & Mateus (1997); alMeiDa (1998); Dias (1998); naPP & ReynauD (1998); bReMeR & tRiPlehoRn (1999); GRaF & MaRzaGão (1999); silVa (1999); FonseCa & VieiRa (2000); hansson (2000); RotheRay et al. (2000); Galileo & MaRtins (2001); hiCkel et al. (2001); loiáCono et al. (2001); MaRtins & Galileo (2001); MolineRi (2001); toMa (2001); nieseR & loPez-RuF (2001); toMa & GuiMaRães (2001); boRowieC (2002); GRaF & FuMaGai (2002); nunez & CouRi (2002); nieseR & Chen (2002); uRban (2002); GaRCia et al. (2003); GRaCiolli (2003); GuMoVsky & bouCek (2003); iRMleR (2003); stebniCka (2003); toMa (2003); zanol (2003); santos-silVa

& MaRtins (2004); tReMateRRa & bRown (2004); ale-RoCha (2004); Musetti & Johnson (2004); stebniCka (2004); uRuRahy-RoDRiGues (2004); FoRtes & GRazia (2005); Galileo & MaRtins (2005); GRaCiani et al. (2005); stebniCka (2005); aRauJo-siqueiRa & alMeiDa (2006); MaRConDes et al. (2006); nihei & Pansonato (2006); hoVoRe & santos-silVa (2007); naPP (2007); RaVanello (2007); stebniCka (2007); wenDt & CaRValho (2007); CateRino & tisheChkin (2008); Costa et al. (2008); keRzhneR & konstantinoV (2008); kRuG & alVes-Dos-santos (2008); laMas & MellinGeR (2008); MaRtins & Galileo (2008); sCaRbRouGh (2008); shPeley & ball (2008); Galileo & MaRtins (2009); GoMes et al. (2009); iRMleR (2009); naPP (2009); RibeiRo & estéVez (2009); wenDt & CaRValho (2009); FeRReia & henRy (2010); aRaGão & Monné (2011); ClaRke et al. (2011); FRoehliCh (2011); Jesús-bonilla et al. (2011); lutinski et al. (2011); MoReiRa et al. (2011); shiMboRi & PenteaDo-Dias (2011); FaVRetto (2012).


Foram registradas 1328 espécies de insetos no oeste de Santa Catarina (Tabela 1). Ao todo foram registradas 17 ordens, sendo que as ordens com maior riqueza de espécies foram Hymenoptera (382 espécies), Coleoptera (230 espécies) e Lepidoptera (199 espécies) (Figura 2). Na Mata Atlântica do Estado do Rio de Janeiro, em um levantamento usando metodologia similar CouRi et al. (2009), registraram 3120 espécies de insetos, e as ordens com maior riqueza de espécies foram Coleoptera (1314 espécies), Diptera (659 espécies) e Hemiptera (453 espécies).

Adicionalmente, as famílias com maior riqueza foram Formicidae com 13,85% (n=184 espécies) do total de espécies registradas, seguida das famílias Nymphalidae e Apidae, ambas com 5,57%

Figura 1. Em vermelho, localização da região oeste do Estado de Santa Catarina, Sul do Brasil. Fonte: Wikipedia (http://pt.wikipedia.org/wiki/Ficheiro:SantaCatarina_Meso_OesteCatarinense.svg).


e-ISSN 1983-0572

44

(n=74) de espécies e Phlaeothripidae com 5,12% (n=68) (Figura 3), nenhuma destas famílias foi abordada por CouRi et al. (2009). A ordem que apresentou maior número de famílias foi Hemiptera com 24 famílias, seguida de Hymenoptera com 21 e Coleoptera com 20 (Figura 4).

No estudo de CouRi et al. (2009), a família que apresentou maior riqueza de espécies foi Cerambycidae com 1149 representantes, enquanto no presente trabalho foram registradas apenas 43 espécies para esta família. A segunda família que apresentou maior riqueza para CouRi et al. (2009) foi Cicadellidae com 340 espécies, que, no presente estudo foi representada por 40 espécies.

Dentre as famílias com maior riqueza de espécies no presente estudo, Formicidae (Hymenoptera) representa 7,36% do total de espécies conhecidas desta família para o Brasil, Apidae representou 4,41% do total registrado no Brasil (Melo et al. 2012), Nymphalidae representou 9,25% da riqueza de espécies nacional (DuaRte et al. 2012), Phlaeothripidae (Thysanoptera) representou 19,26% das espécies com ocorrência registrada para o Brasil (MonteiRo & MounD 2012).

No oeste de Santa Catarina existem alguns levantamentos realizados com algumas ordens de Hexapoda que ajudam expor um pouco da diversidade desta classe na região em questão. Com a ordem Odonata, há o trabalho de RaVanello (2007), em que foi realizado um levantamento em nove rios da região (rios Irani, Xaxim, Taquaruçu, Lajeado Bonito, Lambedor, Lajeado São José, Iracema, Palmitos e São Domingos). Com a ordem Orthoptera existem os estudos de GRaCiani et al. (2005) e lutinski et al. (2011), ambos realizados no município de Chapecó.

Na ordem Diptera há o trabalho de MaRConDes et al. (2006) sobre Culicidae e o trabalho de GaRCia et al. (2003) sobre Tephritidae. Para a ordem Hymenoptera há o trabalho de kRuG & alVes-Dos-santos (2008) em Porto União com as famílias Halictidae, Apidae, Megachilidae, Andrenidae e Colletidae. Enquanto que com a família Formicidae podem ser citados os trabalhos de silVa (1999) abrangendo todo o oeste de Santa Catarina, silVa & silVestRe (2000, 2004) no município de Seara, lutinski & GaRCia (2005) e lutinski et al. (2008) no município de Chapecó.

Relacionado a ordem Lepidoptera há o estudo de FaVRetto (2012) no município de Joaçaba. Referente à ordem Hemiptera há o trabalho de hiCkel et al. (2001) em Videira e com insetos de uma forma geral há o trabalho de GaRCia et al. (2004) em lavouras de milho (Zea mays Linnaeus) no município de Arvoredo.

Percebe-se que são poucos os trabalhos sistematizados que se dedicam ao levantamento de insetos na região oeste de Santa Catarina, tornando sua entomofauna ainda pouco estudada. Esta ausência de dados pode implicar em decisões erradas quanto a ações conservacionistas na região, havendo então a importância de se conhecer esta parcela da fauna.

Desta forma, no presente trabalho é apresentada uma lista que representa uma pequena parcela da biodiversidade da região oeste de Santa Catarina, pois 1328 espécies é um valor baixo, representando 1,47% de uma riqueza de espécies estimada em 90000 para o Brasil (RaFael et al. 2012). No entanto, certamente esse é o primeiro passo na reunião de informações desta natureza, permitindo o rápido acesso ao conhecimento agora disponível neste trabalho.

Figura 2. Riqueza de espécies por ordem de Hexapoda registradas no oeste do Estado de Santa Catarina, Brasil.

45


e-ISSN 1983-0572

Figura 3. Riqueza de espécies em cada família registradas no oeste do Estado de Santa Catarina, Brasil.

Figura 4. Número de famílias registradas em cada ordem no oeste do Estado de Santa Catarina, Brasil.


e-ISSN 1983-0572

46

Tabela 1. Lista das espécies de insetos registradas no oeste do Estado de Santa Catarina, Brasil.

Ordem/ Família Espécie

Thysanura

MachilidaeMachilellus plaumanni Wygodzinsky

Machilellus santacatarinensis Wygodzinsky

Plecoptera

Perlidae Kempnyia kaingang Froehlich

Mantodea

Vatidae Brunneria longa Giglio-Tos

Mantoididae Mantoidea luteola Westwood

Psocoptera

Psocidae Psococerastis fasciata Mockford

Phthiraptera

HoplopleuridaeHoplopleura fonsecai Werneck

Hoplopleura affinis Burmeister

Ephemeroptera

Baetidae

Americabaetis alphus Lugo-Ortiz & McCafferty

Americabaetis labiosus Lugo-Ortiz & McCafferty

Americabaetis titthion Lugo-Ortiz & McCafferty

Paracloeodes leptobranchus Lugo-Ortiz & McCafferty

Cryptonympha copiosa Lugo-Ortiz & McCafferty

Leptohyphidae

Tricorythopsis gibbus Allen

Leptohyphes plaumanni Allen

Trichorythodes barbus Allen

Trichorythodes bullus Allen

Leptophlebiidae

Thraulodes traverae Thew

Thraulodes daidaleus Thew

Ulmeritoides uruguayensis Traver

Ulmeritoides patagiatus Thew

Ulmeritus balteatus Thew

Ulmeritoides haarupi Esben-Petersen

Odonata

Anisoptera

Aeshnidae

Castoraeschna sp.

Coryphaeschna sp.

Gynacantha sp.

Limnetron sp.

Rhionaeschna sp.

Remartinia sp.

Aeshna sp.

Rhionaeschna cornigera Brauer

Gomphidae

Phyllocycla sp.

Progomphus sp.

Tibiogomphus sp.

Gomphoides sp.

Aphylla sp.

Libellulidae

Orthemis plaumanni Buckhholz

Brechmorhoga sp.

Cannaphila sp.

Dasythemis sp.


Libellulidae

Dythemis sp.

Elasmothemis sp.

Erythrodiplax sp.

Erythrodiplax connata Burmeister

Gynothemis sp.

Idiataphe sp.

Macrothemis sp.

Micrathyria sp.

Neocordulia sp.

Orthemis sp.

Pantala sp.

Pantala flavescens Fabricius

Perithemis sp.

Perithemis mooma Kirby

Perithemis waltheri Ris

Planiplax sp.

Tramea sp.

Tramea cophysa Hagen

Zygoptera

CalopterygidaeHetaerina sp.

Mnesarete sp.

Coenagrionidae

Argentagrion ambiguum Ris

Homeoura chelifera Selys

Acanthagrion sp.

Argia sp.

Argia amethystoides Cook

Ischnura sp.

Ischnura capreolus Hagen

Ischnura fluviatilis Selys

Leptobasis sp.

Oxyagrion sp.

Oxyagrion terminale Selys

Telebasis carmesina Calvert

Telebasis theodori Navás

Megapodagrionidae Heteragrion sp.

Lestidae

Lestes auritus Hagen in Selys

Lestes bipupullatus Calvert

Lestes paulistus Calvert

Lestes pictus Hagen in Selys

Lestes quadristriatus Calvert

Lestes spatula Fraser

Lestes tricolor Erichson

Orthoptera

Acrididae

Abracris flavolineata De Geer

Allotruxalis strigata Giglio-Tos

Amblytropidia sola Rehn

Cylindrotettix chacoensis Roberts

Dichroplus misionensis Carbonell

Eurotettix lilloanus Liebermann

Continua...

47


e-ISSN 1983-0572


Acrididae

Metaleptea brevicornis adspersa Johannson

Orphulella punctata De Geer

Parorphula graminea Bruner

Rhammatocerus brunneri Giglio-Tos

Ronderosia bergi Stal

Schistocerca flavofasciata De Geer

Cornops aquaticum Bruner

Cornops frenatum Roberts & Carbonell

Romaleidae

Chromacris speciosa Thunberg

Staleochlora viridicata Serville

Xyleus discoideus Serville

Zoniopoda tarsata Serville

Tridactylidae

Gryllidae Gryllus assimilis Fabricius

Dermaptera

ForficulidaeDoru sp.

Doru luteipes Scudder

LabiduridaeLabidura xanthopus Stal

Labidura riparia Pallas

Spongiphoridae

Spongiphora bormansi Burr

Spongiphora buprestoides Kirby

Spongiphora croceipennis Serville

Vostox sp.

Sparatta sp.

Kleter sp.

Ancistrogaster sp.

Thysanoptera

Phlaeothripidae

Copiothrips subglaber Hood

Gastrothrips plaumanni Hood

Terthrotrips bucculentus Hood

Terthrothrips brunneus Hood

Acanthothrips palmi Hood

Copiothrips fuscifrons Hood

Plemmelothrips defectus Hood

Phragmothrips paulus Hood

Pedothrips nigritus Hood

Eurythrips pusillus Hood

Terthrothrips impolitus Hood

Terthrothrips fuscatus Hood

Hydiothrips tesselatus Hood

Holopothrips balteatus Hood

Malacothrips mediater Hood

Orthothrips saltuarius Hood

Orthothrips divergens Hood

Copiothrips flaviventris Hood

Terthrothrips percultus Hood

Copiothrips fulvescens Hood

Smicrothrips particula Hood


Phlaeothripidae

Hoplothrips testaceus Hood

Lissothrips eburifer Hood

Terthrothrips viduus Hood

Terthrothrips bollifer Hood

Lissothrips ventralis Hood

Terthrothrips irretitus Hood

Copiothrips brasiliensis Hood

Lissothrips flavidus Hood

Lissothrips tricosus Hood

Eurythrips alarius Hood

Malacothrips fasciatus Hood

Eurythrips hemimeres Hood

Schazothrips anadenus Hood

Erksothrips bucca Hood

Chthonothrips nigrocinctus Hood

Eurythrips umbrisetis Hood

Terthrothrips hebes Hood

Copiothrips ustulatus Hood

Eurythrips elongatus Hood

Eurythrips conformis Hood

Eurythrips musivi Hood

Trypanothrips coxalis Hood

Terthrothrips bucculentus Hood

Eurythrips striolatus Hood

Chorithrips heptatoma Hood

Chamaeothrips jucundus Hood

Malacothrips tesselatus Hood

Gastrothrips fumipennis Hood

Terthrothrips balteatus Hood

Symphyothrips caliginosus Hood

Phthirothrips longiceps Hood

Eurythrips nigriceps Hood

Mystrothrips clavatoris Hood

Eurythrips occipitalis Hood

Eurythrips cruralis Hood

Preeriella marginata Hood

Terthrothrips carens Hood

Eschatothrips cerinus Hood

Preeriella fumosa Hood

Terthrothrips peltatus Hood

Porcothrips citricornis Hood

Terthrothrips irretitus Hood

Terthrothrips serratus Hood

Eurythrips peccans Hood

Carathrips impensus Hood

Holothrips amplus Hood

Preeriella discors Hood

Continua...


e-ISSN 1983-0572

48


Thripidae

Chirothrips nigriceps Hood

Frankliniella desantisi Sakimura & O’Neill

Frankliniella konoi Sakimura & O’Neill

Leucothrips pictus Hood

Plesiothrips maculosus Hood

Prionothrips procerus Hood

Pseudodendrothrips alboniger Hood

Pseudothrips interruptus Hood

Schistothrips quadratus Hood

Sericothrips daedalus Hood

Sericothrips fimbriatus Hood

Sericothrips hemileucus Hood

Aeolothripidae

Franklinothrips lineatus Hood

Stomatothrips rotundus Hood

Erythrothrips loripes Hood

Heterothripidae

Heterothrips decoratus Hood

Heterothrips angusticeps Hood

Aulacothrips dictyotus Hood

Heterothrips bicolor Hood

Merothripidae

Merothrips tympanis Hood

Merothrips mirus Crawford

Merothrips plaumanni Crawford

Hemiptera

Belostomatidae

Belostoma candidulum Montandon

Belostoma sanctulum Montandon

Belostoma noualhieri Montandon

Belostoma plebejum Stal

GerridaeLimnogonus ignotus Drake & Harris

Metrobates vigilis Drake

Helotrephidae Neotrephes usingeri China

Pentatomidae

Mayrinia curvidens Mayr

Serdia concolor Ruckes

Serdia indistincta Fortes & Grazia

Serdia limbatipennis Stal

Serdia bicolor Fortes & Grazia

Serdia maxima Fortes & Grazia

Serdia calligera Stal

Nezara viridula Linnaeus

Piezodorus guildinii Westwood

Edessa sp.

Podisus nigrispinus Dallas

Acrosternum brasicola Rolston

Nabidae Pagasa fuscipennis Reuter

Miridae

Ambracius dufouri Stal

Fulvius guapimirinus Carvalho & Costa

Fulvius quadristillatu Carvalho & Costa

Fulvius stillatipennis Stal


Naucoridae

Limnocoris aculabrum La Rivers

Limnocoris maculiceps Montandon

Limnocoris pusillus Montandon

TingidaeCorythucha clara Drake & Hambleton

Zetekella pulla Drake & Plaumann

Reduvidae

Pselliopus sp.

Stenolemus plaumanni Wygodzinsky

Zelurus brunneus plaumanni Lent & Wygodzinsky

Zelus sp.

Elasmocoris comptus Harris & Drake

Reduvis armillatus Lethierry & Severin

Pyrrhocoridae Geocoris sp.

Delphacidae Columbisoga (Columbisodes) saracura Fennah

Aetalionidae Aethalion reticulatum Linnaeus

CercopidaeDeois schach Fabricius

Deois flavopicta Stall

Cicadellidae

Subrasaca austera Young

Molomea lineiceps Young

Sonesimia grossa Signoret

Balclutha obunca Blocker

Subrasaca atronasa Young

Nullana elbana Delong & Martinson

Agallia albidula Uhler

Agalliana ensigera Oman

Bucephalogonia xenthophis Berg

Dilobopterus díspar Germar

Ferrariana trivittata Signoret

Hortensia similis Walker

Oncometopia sp.

Plesiommata corniculata Young

Syncharina punctatissima Signoret

Amblicephalus marginellanus faminoides Linnavuori

Atanus sp.

Bahita sp.

Balcluta hebe Kerk

Chlorotettix minimus Baker

Copididonus vittulatus Berg

Exitianus obscurinervis Stal

Graminella striatella Linnavuori

Haldorus sp.

Menosoma cincta Osborn & Ball

Osbornellus lamellaris Linnavuori

Planicephalus flavitta Berg

Spangbergiella uruguayensis Berg

Stirellus picinus elegantulus Linnavuori

Unerus colonus Uhler

Frequenamia cavifrons Linnavuori

Continua...

49


e-ISSN 1983-0572


Cicadellidae

Frequenamia saranensis Osborn

Frequenamia spiniventris Linnavuori

Gypona sp.

Gypona vireta DeLong

Gypona anfracta Delong & Linnavori

Gypona lasua DeLong

Empoasca sp.

Protalebrella brasiliensis Baker

Membracidae

Ceresa ustulata Fairmaire

Ceresa brunnicornis Germar

Philya inflata Metcalf

Aphididae Rhopalosiphum sp.

Cicadidae Cicada sp.

Lygaeidae

Ischnodemus proprius Slater

Cymus sp.

Xenoblissus lutzi Barber

CydnidaeDallasiellus ovalis Froeschner

Onalips neogeus Froeschner

Aradidae

Glyptocoris sejunctus Harris & Drake

Pictinus fictus Kormilev

Pictinus rhombocarinata Kormilev

Mezira fritzi Kormilev

Notapictinus terminalis Kormilev

Dihybogaster plana Kormilev

Neuroctenus longuiusculus Kormilev

Dihybogaster plaumanni Kormilev

Glyptocoris confusus Kormilev

Diphyllonotus brachypterus Kormilev

Aneurus plaumanni Kormilev

Artagera plaumanni Kormilev

Calisius brasiliensis Kormilev

Calisiopsis brasiliensis Kormilev

Pictinus brachypterus Drake & Kormilev

Veliidae

Microvelia novana Drake & Plaumann

Microvelia arca Drake

Husseyella halophila Drake

Coreidae Leptoglossus lonchoides Allen

Enicocephalidae Oncylocotes sp.

Saldidae Saldula scitula Drake & Hottes

Coleoptera

Cerambycidae

Trachyderes thoracicus Oliver

Acanthoderes versicolor Melzer

Ischasia cuneiformis Fisher

Ischasia cazieri Fisher

Odontocera bivitticollis Fisher

Odontocera melzeri Fisher

Ommata (Eclipta) lateralis Fisher

Ommata (Eclipta) brasiliensis Fisher


Cerambycidae

Ommata (Rhopalessa) atripes Fisher

Rhopalessa clavicornis Bates

Rhopalessa demissa Melzer

Estolomimus solidus (=Neostola solida?) Breuning

Estolomimus curtus (=Estola curta) Breuning

Estolomimus pulvereus Martins & Galileo

Xenofrea apicalis Melzer

Xenofrea albofasciata Galileo & Martins

Anisopeplus perplexus Melzer

Rhopalophora neivai Mendes

Rhopalophora collaris Germar

Cometes hirticornis Lepeletier & Audinet-Serville

Aleiphaquilon plaumanni Martins

Gnomidolon v. varians Gounelle

Tetraibidion ephimerum Martins

Minibidion minusculum Martins

Tropidion s. signatum Serville

Compsibidion sp.

Compsa multiguttata Melzer

Urangaua analis Melzer

Megacyllene (Megacyllene) unicolor Fuchs

Megacyllene (Megacyllene) mellyi Chevrolat

Megacyllene (Megacyllene) castanea Laporte & Gory

Hesycha inermicollis Breuning

Aglaoschema viridipenne Thomson

Aglaoschema erythrocephala Thomson

Aglaoschema ventrale Germar

Aglaoschema prasinipenne Lucas

Cometes melzeri Santos-Silva & Martins

Callisema socium Martins & Galileo

Oncideres captiosa Martins

Callideriphus flavipennis Melzer

Coccoderus novempunctatus Germar

Psygmatocerus wagleri Perty

Carabidae

Otoglossa tuberculosa Chaudoir

Tetragonoderus deuvei Shpeley & Ball

Tetragonoderus quadriguttatus Dejean

Helluobrochus ares Reichardt

Lebia tendicula Liebke

Lebia concina Germar

Cicindela sp. Linnaeus

Anillinus minor Zaballos & Mateu

Anillinus magnus Zaballos & Mateu

Chrysomelidae

Agroiconota inedita Boheman

Agroiconota tristriata Fabricius

Charidotella immaculata Olivier

Charidotella recidiva Spaeth

Continua...


e-ISSN 1983-0572

50


Chrysomelidae

Charidotella vinula Boheman

Charidotis auroguttata Boheman

Charidotis consentanea Boheman

Charidotis gemellata Boheman

Charidotis mansueta Boheman

Charidotis ocularis Boheman

Chelymorpha inflata Boheman

Coptocycla adamantina Boheman

Coptocycla fastidiosa Boheman

Cteisella confusa Boheman

Cteisella ramosa Spaeth

Hybosa acutangula Spaeth

Maecolaspis joliveti Bechyne

Metriona elatior Klug

Microctenochira optata Boheman

Microctenochira similata Boheman

Plagiometriona punctatissima Boheman

Plagiometriona tenella Klug

Cephaloleia linkei Uhmann

Hibosispa nítida Uhmann

Xenochalepus trilineatus utraque Uhmann

Diabrotica speciosa Germar

Cephalobia sp.

Clinorispia sp.

Pavadicatelia sp.

Coccinellidae

Gordonoryssomus deyrollei Crotch

Gordonoryssomus delicatus Almeida & de Moura Lima

Neocalvia anastomozans Crotch

Neocalvia fulgurata Mulsant

Exoplectra columba Costa, Almeida & Correa

Cycloneda sanguinea Linnaeus

Cycloneda pulchella Klug

Hinda uncinata Mulsant

Cyra ceciliae Crotch

Cyra hibridula Crotch

Cyra glyphica Mulsanzt

Psyllobora camargoi Almeida

Psyllobora plaumanni Almeida

Achryson surinamum Linnaeus

Aulis guttata Sicard

Azia bioculata Gordon

Brachiantha sp.

Coleomegilla quadrifasciata Schönherr

Cryptognatha sp.

Eriopis conexa Germar

Hyperaspis sp. 1

Hyperaspis sp. 2


Coccinellidae

Hyperaspis sp. 3

Hyperaspis sp. 4

Hyperaspis ceciliae Crotch

Hyperaspis crucifera Mulsant

Hyperaspis hexastigma Mulsant

Hyperaspis matronata Mulsant

Hyperaspis quadrina Mulsant

Neda callispilota Guérin-Méneville

Oryssomus subterminatus Mulsant

Pentilia egena Mulsant

Pseudoazya nana Marshall

Pseudoryssomus sp.

Psyllobora bicongregata Boheman

Psyllobora distinguenda Crotch

Psyllobora hybrida Mulsant

Psyllobora gratiosa Mader

Psyllobora meticulosa Mulsant

Psyllobora nana Mulsant

Rhizobius lophantae Blaisdell

Scymnus sp.

Stethorus sp.

Zagloba sp.

Histeridae Hippeustister sp.

LymexylidaeMelitomma brasiliense Murray

Melitomma sp.

Scarabaeidae

Ataenius clitellarius Petrovitz

Ataenius lenkoi Petrovitz

Ataenius plaumanni Petrovitz

Ataenius londrinae Stebnicka

Ataenius catarinaensis Stebnicka

Ataenius columbicus Harold

Canthon sp.

Enema cf. pan Fabricius

Gymnetis sp.

Megasoma hector Gory

StaphylinidaeStereocephalus seriatipennis Arribalzaga

Nacaeus spegazzini Bernhauer

Tenebrionidae

Corticeus notialis Bremer & Triplehorn

Corticeus abditus Bremer & Triplehorn

Lagria villosa Fabricius

Curculionidae

Hadromeropsis (Hadromeropsis) plebeia Howden

Omolabus plaumanni Voss

Pandeletrius sp.

Steriobaris sp.

Themeropis sp.

Zygops sp.

Eucalandra luteosignata Blanchard

Continua...

51Entomofauna do Oeste do Estado de de Santa Catarina, Sul do … Favretto et al.

e-ISSN 1983-0572


Curculionidae

Sitophilus zeamais Mots

Amphicranus rasilis Schedl

Amphicranus truncatorum Schedl

Ceratolepis barbatus Schedl

Chramesus aberrans Schedl

Chramesus setiger Schedl

Cnemonyx creber Schedl

Cnemonyx minor Schedl

Cnesinus dryographus Schedl

Cnesinus laevicollis Schedl

Cnesinus nova-teutonicus Schedl

Corthycyclon ustum Schedl

Corthylus nudipennis Schedl

Cryptocleptes plaumanni Schedl

Gnathocranus nova-teutonicus Schedl

Hexacolus glabratus Schedl

Hylocurus bidentatus Schedl

Hylocurus interruptus Schedl

Hylocurus obscurus Schedl

Hylocurus pilosus Schedl

Hylocurus pseudoimpar Schedl

Hypothemenus eximius Schedl

Hypothemenus parilis Schedl

Loganius difformis Schedl

Metacorthylus niger Schedl

Micracis giganteus Schedl

Microcorthylus minimus Schedl

Phloeotribus cylindricus Schedl

Phloeotribus erosus Schedl

Phthorophloeus nova-teutonicus Schedl

Pityophthorus mandibularis Schedl

Pseudochramesus abbreviatus Schedl

Pseudochramesus brasiliensis Schedl

Pterocyclon bicallosum Schedl

Pterocyclon gracilior Schedl

Pterocyclon minutum Schedl

Pterocyclon plaumanni Schedl

Ptilopodius nova-teutonicus Schedl

Scolytus nova-teutonicus Schedl

Tricolus gracilipennis Schedl

Tricolus senex Schedl

Tricolus spheniscus Schedl

Xyleborus nova-teutonicus Schedl

Xyleborus obtusotruncatus Schedl

Xyleborus scaber Schedl

GyrinidaeGyretes angusticinctus Ochs

Gyretes elegans Ochs


Gyrinidae

Gyretes gibbosus Ochs

Gyretes latipes Ochs

Gyretes minusculus Ochs

Gyretes tarsalis Ochs

Dytiscidae Amarodytes plaumanni Gschwendtner

Melyridae Astylus variegatus Germar

Hydraenidae Parhydraenida sp.

Colydiidae Colydium catarinae Slipinski

Corylophidae Haplicnema sp.

Cucujidae

Scalidia cylindricollis Lacordaire

Catagenus asper Slipinski

Telephanus plaumanni Nevermann

Erotylidae

Aegithus chalybaeus Duponchel

Aegithus clavicornis Linnaeus

Aegithus sp.

Brachysphoe sp. 1

Brachysphoe sp. 2

Brachysphoe sp. 3

Cypherotylus sp.

Gibbifer sp.

Iphiclus sp.

Poecilesthus sp.

Octomaculatus sp.

Scaphidomorphus sp.

Mycotretus sp. 1

Mycotretus sp. 2

Mycotretus tigrinus Olivier

Scolytidae Pagiocerus punctatus Eggers

Elmidae

Elsianus aeolus Hinton

Elsianus aequalis Hinton

Elsianus avistatus Hinton

Elsianus celsus Hinton

Elsianus isus Hinton

Elsianus amanus Hinton

Neuroptera

Coniopterygidae

Coniopteryx (Scotoconiopteryx) tucumana Navs

Coniopteryx (Coniopteryx) callangana Enderlein

Semidelis sp.

Hemerobiidae Hemerobius bolivari Banks

Diptera

Culicidae

Aedes crinifer Theobald

Aedes fluviatilis Lutz

Aedes hastatus/oligopistus Dyar

Aedes scapularis Rondani

Aedes serratus Theobald

Anopheles lutzi Cruz

Anopheles parvus Chagas

Anopheles strodei RootContinua...


e-ISSN 1983-0572

52


Culicidae

Anopheles albitarsis Lynch Arribalzaga

Anopheles evansae Brethes

Anopheles galvaoi Causey, Deane & Deane

Anopheles intermedius Peryassu

Anopheles parvus Chagas

Chagasia fajardi Lutz

Coquillettidia chrysonotum /albifera Prado

Coquillettidia juxtamansonia Chagas

Coquillettidia venezuelensis Theobald

Culex (Culex) dolosus/eduardoi Lynch Arribalzaga

Culex (Culex) gr. coronator Dyar & Knab

Culex (Melanoconion) seção Melanoconion Theobald

Culex bigoti Bellardi

Culex quinquefasciatus Say

Limatus durhamii Theobald

Lutzia sp.

Mansonia wilsoni Barreto & Coutinho

Ochlerotatus serratus complex Theobald

Ochlerotatus fluviatilis Lutz

Psorophora discrucians Walker

Psorophora lanei Shannon & Cerqueira

Psorophora ciliata Fabricius

Psorophora ferox Humboldt

Runchomyia reversa Lane & Cerqueira

Sabethes belisarioi Neiva

Sabethes identicus Dyar & Knab

Sabethes melanonymphe Dyar

Sabethes albiprivus Theobald

Sabethes aurescens Lutz

Sabethes purpureus Theobald

Toxorhynchites sp.

Trichoprosopon pallidiventer Lutz

Wyeomyia limai Lane & Cerqueira

Fannidae

Fannia obscurinervis Stein

Fannia penicillaris Stein

Fannia trimaculata Stein

Fannia tumidifemur Stein

Streblidae Anatrichobius passosi Gracioli

Syrphidae

Trichopsomyia currani Fluke

Trichopsomyia lasiotibialis Fluke

Trichopsomyia granditibialis Fluke

Epistrophe biarcuata Fluke

Xanthandrus plaumanni Fluke

Rhysops currani Fluke

Rhysops longicornis Williston

Rhysops fastigata Fluke

Rhysops nigrans Fluke


Syrphidae

Rhysops columella Fluke

Rhysops lanei Fluke

Rhysops minuscula Fluke

Melanostoma lineata Fluke

Habromyia chrysotaenia Fluke

Ocyptamus luctuosus Bigot

Eristalis (Eristalis) tenax Linnaeus

Eristalis vera Hull

Eristalis cora Hull

Eristalis claripennis Hull

Allograpta hermosa Hull

Argentinomyia lineatus Fluke

Argentinomyia neotropicus Curran

Copestylum belinda Hull

Copestylum circumdatum Walker

Copestylum obscurior Curran

Copestylum pallens Wiedemann

Copestylum spinithorax Lynch Arribalzaga

Copestylum tripunctatum Hull

Meromacrus niger Sack

Meromacrus pratorum Fabricius

Neplas sp.

Ocyptamus antiphates Walker

Ocyptamus calla Curran

Ocyptamus funebris Macquart

Palpada furcata Wiedemann

Palpada precipua Williston

Palpada rufoscutellata Sack

Paramicrodon flukei Curran

Pseudodoros sp.

Quinchuana sp.

Salpingogaster halcyon Hull

Sterphus shannoni Thompson

Syrphus phaeostigma Wiedemann

Xanthandrus nitidulus Fluke

Tachinidae

Winthemia angusta Coelho, Carvalho & Guimarães

Winthemia authentica Coelho, Carvalho & Guimarães

Moreiria wiedemanni Toma & Guimarães

Thysanopsis albicaudata Townsend

Adejeania bicaudata Curran

Avibrissosturmia nigra Guimaraes

Avibrissosturmia plaumanni Guimaraes

Borgmeiermyia rozeni Arnaud

Chrysotachina viridis Nunez, Couri & Guimaraes

Chrysotachina braueri Townsend

Chrysotachina panamensis Curran

Chrysotachina willistoni Curran

Continua...


e-ISSN 1983-0572


Tachinidae

Eucelatoria teutonia Sabrosky

Euhuascaraya nemo Curran

Euoestrophasia plaumanni Guimaraes

Euoestrophasia townsendi Guimaraes

Jurinella bella Curran

Jurinella salla Curran

Jurinella vaga Curran

Leschenaultia aldrichi Toma & Guimaraes

Leschenaultia bessi Toma & Guimaraes

Leschenaultia coquilletti Toma & Guimaraes

Lespesia plaumanni Guimaraes

Macromya ciniscula Reinhard

Miamimyia lopesi Guimaraes

Paratheresia cerambycivora Guimaraes

Paratheresia plaumanni Guimaraes

Polybiocyptera plaumanni Guimaraes

Proparachaetopsis carvalhoi Toma & Guimaraes

Thelairaporia brasiliensis Guimaraes

Triodontopyga vibrissata Guimaraes

Uramya insolita Guimaraes

Uramya plaumanni Guimaraes

Acaulona costata Wulp

Euacaulona sumichrasti Townsend

Itaxanthomelana grandis Townsend

Mahauiella nayrae Toma

Copecrypta nitens Wiedemann

Neocuphocera nepos Townsend

Deopalpus pictipennis Townsend

Archytas seminigra Wiedemann

Archytas sabroskyi Guimaraes

Archytas cirphis Curran

Archytas lopesi Guimaraes

Archytas lanei Guimaraes

Prophorostoma pulchra Townsend

Phoridae

Melaloncha diffidentia Brown

Dohrniphora anteroventralis Borgmeier

Dohrniphora diplocantha Borgmeier

Dohrniphora gigantea Enderlein

Tephritidae

Anastrepha aczeli Blanchard

Anastrepha amita Zucchi

Anastrepha barbielinii Lima

Anastrepha dissimilis Stone

Anastrepha distincta Greene

Anastrepha elegans Blanchard

Anastrepha fraterculus Wiedemann

Anastrepha grandis Macquart

Anastrepha montei Lima


Tephritidae

Anastrepha obliqua Macquart

Anastrepha pseudoparallela Loew

Anastrepha similis Greene

Anastrepha sororcula Zucchi

Anastrepha xanthochaeta Hendel

Blepharoneura poecilosoma Schiner

Ceratitis capitata Wiedemann

Dioxyna chilensis Macquart

Hexachaeta socialis Wiedemann

Rhagoletotrypeta pastranai Aczel

Tomoplagia sp.

Ulidiidae Cymatosus polymorphomyiodes Enderlein

Asilidae Ommatius orenoquensis Bigot

Sciomyzidae Thecomyia limbata Wiedemann

Otitidae Euxesta sp.

Therevidae Psilocephala ornata Krober

Dolichopodidae Condylostylus sp.

Ceratopogonidae

Alluaudomyia catarinensis Spinelli & Wirth

Bezzia catarinensis Spinelli & Wirth

Amerohelea pseudofasciata Grogan & Wirth

Forcipomyia (Microhelea) penultimata

Alluaudomyia plaumanni Spinelli & Wirth

Tipulidae Ozodicera (Dihexacionus) macracantha Alexander

Limoniidae

Austrolimnophila (Limnophilella) multipicta Ale-xander

Elephantomyia sp.

Limonia sp.

Molophilus tridigitatus Alexander

Sigmatomera angustirostris Alexander

Molophilus subiratus Alexander

Limonia (Neolimnobia) archangelica Alexander

Molophilus phallosomicus Alexander

Somatiidae Somatia australis Steyskal

Stratiomyidae Artemita podexargenteus Enderlein

Trichoptera

LeptoceridaeTriplectides gracilis Burmeister

Nectopsyche fuscomaculata Flint

HydropsychidaeSmicridea piraya Flint

Smicridea vermiculata Flint

PhilopotamidaeChimarra brasiliana Ulmer

Chimarra ypsilon Flint

Hydroptilidae

Abstrichia sp.

Neotrichia teutonia Flint

Neotrichia abbreviata Flint

OdontoceridaeMarilia flexuosa Ulmer

Marilia infundibulum Flint

Helicopsychidae Helicopsyche muelleri Banks

Continua...


e-ISSN 1983-0572

54


Calamoceratidae Phylloicus plaumanni Flint

Psychomyiidae Cernotina sp.

Glossosomatidae Antoptila plaumanni Flint

Lepidoptera

Sematuriidae Sematura cf. diana Gueneé

Geometridae

Iridopsis sp.

Pantherodes pardalaria Hübner

Cundinamarca rindgei Dias

Nymphalidae

Actinote melanisans Oberthür

Actinote hyalina Brown

Actinote carycina Jordan

Adelpha zea Hewitson

Adelpha serpa Boidusval

Adelpha syma Godart

Adelpha abia Hewitson

Adelpha hyas Doyère

Adelpha mythra Godart

Adelpha thessalia C. & R. Ferlder

Agraulis sp.

Anartia amathea Linnaeus

Archaeoprepona chalciope Hubner

Brassolis astyra Godart

Brassolis sophorae Linnaeus

Biblis hyperia Cramer

Caligo martia Godart

Caligo illioneus Cramer

Catoblepia berecynthia Cramer

Chlosyne lacinia Geyer

Danaus erippus Cramer

Danaus cleophille Godart

Dasyophthalma creusa Hübner

Diaethria clymena Cramer

Dircenna dero Hübner

Dynamine tithia Hübner

Dynamine mylitta Cramer

Dynamine myrrhina Doubleday

Dynastor darius Fabricius

Doxocopa laurentia Godart

Epityches eupompe Geyer

Episcada carcinia Schaus

Episcada hymeneae Prittwitz

Eresia lansdorfi Godart

Eueides isabella Stoll

Euptychia sp.

Eryphanis reevesii Doubleday

Hamadryas amphinome Linnaeus

Hamadryas epinome Felder & Felder

Hamadryas februa Hübner

Hamadryas fornax Hübner

Heliconius erato Linnaeus


Nymphalidae

Heliconius besckei Ménétriés

Hypanartia sp.

Hypolimnas misippus Linnaeus

Junonia evarete Cramer

Lycorea cf. cleobaea Godart

Lycorea ilione Cramer

Manataria hercyna Hübner

Marpesia petreus Cramer

Mechanitis lysimnia Fabricius

Memphis moruus Fabricius

Methona themisto Hübner

Morpho cf. achilles Linnaeus

Morpho catenarius Perry

Morpho menelaus Linnaeus

Morpho aega Hübner

Myscelis orsis Drury

Narope sp.

Opsiphanes batea Hübner

Opsiphanes invirae Hübner

Opsiphanes quiteria Stoll

Ortilia orthia Hewitson

Ortilia ithra Kirby

Ortilia dicoma Hewitson

Paulogramma pyracmon Godart

Penetes pamphanis Doubleday

Placidula euryanassa C. & R. Felder

Pseudoscada erruca Hewitson

Pteronymia sp.

Siproeta trayja Hübner

Siproeta stelenes Linnaeus

Tegosa claudina Eschscholtz

Zaretis isidora Cramer

Papilionidae

Pterourus scamander Boisduval

Pterourus menatius Hopffer

Heraclides androgeus Cramer

Heraclides hectorides Esper

Heraclides astyalus astyalus Godart

Heraclides anchisiades capys Hübner

Heraclides thoas brasiliensis Rothschild & Jordan

Battus polydamas polydamas Linnaeus

Battus polystictus Butler

Mimoides lisithous eupatorion Lucas

Parides agavus Drury

Parides anchises Linnaeus

Parides bunichus perrhebus Boisduval

Protesilaus protesilaus Linnaeus

Protesilaus stenosdesmus Rothschild & Jordan

Saturniidae

Almeidella approximans Schaus

Almeidella corrupta Schaus

Arsenura orbignyana Guérin-MenevilleContinua...


e-ISSN 1983-0572


Saturniidae

Arsenura armida Cramer

Automerella flexuosa Felder

Automerella aurora Massen & Weiding

Automeris cf. naranja Schaus

Automeris illustris Walker

Automeris basalis Walker

Automeris inornata Walker

Copaxa sp.

Copaxa decrescens Walker

Copaxa flavina Draudt

Copaxa multifenestrata Herrich-Schäffer

Copiopteryx jehovah Strecker

Citheronia laocoon Cramer

Citioica anthonilis Herrich-Schäffer

Dirphia sp.

Dirphia araucariae Jones

Dirphia ursina Walker

Eacles imperialis magnifica Walker

Eacles penelope Cramer

Hyperchiria incisa Walker

Leucanella sp.

Leucanella memusae Walker

Lonomia sp.

Lonomia electra Druce

Molippa sp.

Molippa cruenta Walker

Neocarnegia basirei Schaus

Oiticella brevis Walker

Oiticella convergens Herrich-Schäffer

Othorene purpurascens Schaus

Paradaemonia sp.

Pseudautomeris coronis Schaus

Rothschildia arethusa Walker

Rothschildia aurota Cramer

Rothschildia jacobeae Walker

Rothschildia hoppferi Felder & Felder

Scolesa totoma Schaus

Adeloneivaia sp.

Adelowalkeria flavosignata Walker

Syssphinx molina Cramer

Travassosula subfumata Schaus

Sphingidae

Adhemarius eurysthenes Felder

Aellopos titan Cramer

Callionimia cf. parce Fabricius

Cocytius lucifer Rothschild & Jordan

Erinnyis ello Linnaeus

Eumorpha satellitia Linnaeus

Manduca sp.

Nyceryx continua Walker

Callionima pan Cramer


Sphingidae

Chlaenogramma muscosa Jones

Cocytius antaeus Drury

Enyo gorgon Cramer

Erinnyis obscura Fabricius

Manduca albiplaga Walker

Pachylia ficus Linnaeus

Manduca armatipes Rothschild & Jordan

Phryxus caicus Cramer

Xylophanes isaon Boisduval

Xylophanes chiron nechus Cramer

Xylophanes pistacina Boisduval

Xylophanes tyndarus Boisduval

Pieridae

Ascia monuste Linnaeus

Phoebis sp.

Pieris sp.

Eurema sp.

Dismorphia astyocha Hübner

Dismorphia melia Godart

Dismorphia thermesia Godart

Enantia melite Linnaeus

Hesperiidae

Urbanus sp.1

Urbanus sp. 2

Urbanus sp. 3

Urbanus sp. 4

Lychnuchoides ozias Hewitson

Lycas argentea Hewitson

Trina sp.

Arctiidae

Dysschema sacrifica Hübner

Hypocrita bicolora Sulzer

Phaloe cruenta Hübner

Utetheisa ornatrix Linnaeus

Riodinidae

Chorinea cf. licursis Fabricius

Caria sp.

Adelotypa sp.

Eurybia pergaea Geyer

Melanis xenia Hewitson

Rhetus periander Cramer

Riodina lycisca Hewitson

Synargis calyce C. Felder & R. Felder

Noctuidae

Ascalapha odorata Linnaeus

Eudocima sp.

Cirphis hildrani Schaus

Spodoptera frugiperda Smith

Helicoverpa zea Boddie

Crambidae Diatraea sp.

Pyralidae

Eldana saccharina Walker

Volatica hemirhodella Hampson

Diptychophora kuhlweini Zeller

TortricidaeArgyrotaenia sphaleropa Meyrick

Orthocomotis twila Clarke Continua...


e-ISSN 1983-0572

56


Tortricidae

Eulia deceptiva Clarke

Polyortha myoxa Razowski

Eulia episticta Clarke

Eulia virga Clarke

Orthocomotis mareda Clarke

Cochylis serena Clarke

Dimorphopalpa teutoniana Brown

Sesiidae Melittia umbrosa Zukowsky

Oecophoridae

Coptotelia complicata Clarke

Gonionota argopleura Clarke

Gonionota selene Clarke

Hymenoptera

Formicidae

Ceraphacyinae

Acanthostichini

Acanthostichus flexuosus Mackay

Acanthostichus quadratus Emery

Acanthostichus serratulus Smith

CerapachyiniCerapachys splendens Borgmeier

Sphinctomyrmex stali Mayr

Dolichoderinae

Dolichoderini

Dorymyrmex brunneus Forel

Linepithema bruchi Santschi

Linepithema humile Mayr

Linepithema iniquum Mayr

Linepithema leucomelas Emery

Tapinoma atriceps Emery

Tapinoma melanocephalum Fabricius

Ecitoninae

Ecitonini

Eciton quadriglume Haliday

Eciton burchellii Westwood

Labidus coecus Latreille

Labidus praedator Smith

Neivamyrmex hetschkoi Mayr

Neivamyrmex punctaticeps Emery

Neivamyrmex tenuis Borgmeier

Formicinae

Brachymyrmecini

Brachymyrmex (Brachymyrmex) coactus Mayr

Brachymyrmex (Brachymyrmex) cordemoyi Forel

Brachymyrmex (Brachymyrmex) heeri aphidicola Forel

Brachymyrmex (Brachymyrmex) pilipes Mayr

Brachymyrmex (Brachymyrmex) santschii Menozzi

Camponotini

Camponotus (Hypercolobopsis) paradoxos

Camponotus (Myrmobrachys) caracalla Forel

Camponotus (Myrmobrachys) crassus Mayr

Camponotus (Myrmobrachys) mus Roger

Camponotus (Myrmocladoecus) hedwigae Forel

Camponotus (Myrmothrix) rufipes Fabricius

Camponotus (Pseudocolobopsis) alboannulatus Mayr

Camponotus (Pseudocolobopsis) macrocephalus Erichson


Camponotini

Camponotus (Tanaemyrmex) bonariensis garbei Santschi

Camponotus (Tanaemyrmex) bonariensis parvulus Emery

Camponotus (Tanaemyrmex) fuscocinctus Emery

Camponotus (Tanaemyrmex) melanoticus Emery

Camponotus (Tanaemyrmex) pallescens Mayr

Camponotus (Tanaemyrmex) simillimus Smith

Camponotus (Tanaemyrmex) xanthogaster Santschi

Camponotus (Tanaemyrmex) zenon Forel

Myrmelachistini

Myrmelachista bambusarum Forel

Myrmelachista catharinae Mayr

Myrmelachista kloetersi Forel

Myrmelachista nodigera Mayr

Myrmelachista reticulata Borgmeier

Myrmelachista ruszkii Forel

Myrmicinae

Attini

Acromyrmex (Acromyrmex) aspersus Smith

Acromyrmex (Acromyrmex) crassispinus Forel

Acromyrmex (Acromyrmex) hispidus Santschi

Acromyrmex (Acromyrmex) laticeps Emery

Acromyrmex (Acromyrmex) subterraneus brunneus Forel

Apterostigma moelleri Forel

Apterostigma pilosum Mayr

Apterostigma wasmanni Forel

Atta (Neoatta) sexdens Linnaeus

Cyphomyrmex hamulatus Weber

Cyphomyrmex occultus Kempf

Cyphomyrmex olitor Forel

Cyphomyrmex peltatus Kempf

Cyphomyrmex plaumanni Kempf

Cyphomyrmex rimosus Spinola

Mycetarotes senticosus Kempf

Mycetosoritis aspera Mayr

Mycocepurus goeldii Forel

Myrmicocrypta bruchi Santschi

Basicerotini

Basiceros disciger Mayr

Eurhopalothrix spectabilis Kempf

Eurhopalothrix speciosa Brown & Kempf

Octostruma rugifera Mayr

Octostruma stenognatha Brown & Kempf

Rhophalothrix sp. 1

Rhophalothrix sp. 2

Cephalotini

Procryptocerus adlerzi Mayr

Procryptocerus convergens Mayr

Procryptocerus goeldii Forel

Procryptocerus lenkoi Kempf

Procryptocerus lepidus Forel

Procryptocerus regularis Emery

Procryptocerus schmalzi Emery

Continua...


e-ISSN 1983-0572


Cephalotini

Zacryptocerus angustus Mayr

Zacryptocerus depressus Klug

Zacryptocerus sp.

Zacryptocerus pusillus Klug

Zacryptocerus striativentris Emery

Crematogastrini

Crematogaster (Eucrema) acuta Fabricius

Crematogaster (Eucrema) bingo Forel

Crematogaster (Neocrema) corticicola Mayr

Crematogaster (Neocrema) magnifica Santschi

Crematogaster (Orthocrema) brevispinosa moelleri Forel

Crematogaster (Orthocrema) crinosa Mayr

Crematogaster (Orthocrema) curvispinosa Mayr

Crematogaster (Orthocrema) lutzi Forel

Dacetonin

Acanthognathus ocellatus Mayr

Acanthognathus rudis Brown & Kempf

Glamyromyrmex appretiatus Borgmeier

Gymnomyrmex minusculus Kempf

Gymnomyrmex rugithorax Kempf

Gymnomyrmex splendens Borgmeier

Neostruma crassicornis Kempf

Phalacromyrmex fugax Kempf

Smithistruma tanymastax Brown

Strumigenys cordovensis Mayr

Strumigenys cultriger Mayr

Strumigenys denticulata Mayr

Strumigenys louisianae Roger

Strumigenys saliens Mayr

Strumigenys silvestrii Emery

FormicoxeniniLeptothorax (Nesomyrmex) schwebeli Forel

Leptothorax (Nesomyrmex) vicinus Mayr

MyrmiciniHylomyrma balzani Emery

Hylomyrma reitteri Mayr

Pheidolini

Pheidole (Elasmopheidole) aberrans Mayr

Pheidole (Pheidole) auropilosa Mayr

Pheidole (Pheidole) bambusarum Forel

Pheidole (Pheidole) brevicornis Mayr

Pheidole (Pheidole) dyctiota Kempf

Pheidole (Pheidole) flavens Roger

Pheidole (Pheidole) guilelmimuelleri Forel

Pheidole (Pheidole)hetschkoi Emery

Pheidole (Pheidole) impariceps Santschi

Pheidole (Pheidole) nana Emery

Pheidole (Pheidole) pubiventris Mayr

Pheidole (Pheidole) punctatissima Mayr

Pheidole (Pheidole) risii Forel

Pheidole (Pheidole) subarmata Mayr

Pheidole (Pheidole) tristis Smith

Pheidole (Trachypheidole) aper Forel


Pheidologetonini Carebara mayri Forel

Ochetomyrmicini Wasmmania auropunctata Roger

Solenopsidini

Megalomyrmex drifti Kempf

Megalomyrmex myops Santschi

Megalomyrmex pusillus Forel

Megalomyrmex silvestrii Wheeler

Megalomyrmex sp.

Oxyepoecus crassinodus Kempf

Oxyepoecus plaumanni Kempf

Oxyepoecus punctifrons Borgmeier

Oxyepoecus rastratus Mayr

Oxyepoecus reticulatus Kempf

Oxyepoecus vezenyii Forel

StenamminiLachnomyrmex plaumanni Borgmeier

Rogeria pellecta Kempf

Ponerinae

Amblyoponini

Amblyopone armigera Mayr

Amblyopone degenerata Borgmeier

Amblyopone elongata Santschi

Ectatommini

Acanthoponera goeldii Forel

Acanthoponera mucronata Roger

Gnamptogenys lucaris Kempf

Gnamptogenys minuta Emery

Gnamptogenys moelleri Forel

Gnamptogenys rastrata Mayr

Gnamptogenys reichenspergeri Santschi

Gnamptogenys striatula Mayr

Gnamptogenys striolata Borgmeier

Gnamptogenys triangularis Mayr

Heteroponera dolo Roger

Heteroponera inermis Emery

Heteroponera mayri Kempf

Heteroponera microps Borgmeier

Ponerini

Anochetus altisquamis Mayr

Dinoponera australis Borgmeier

Hypoponera collegiana Santschi

Hypoponera distinguenta Emery

Hypoponera foeda Forel

Hypoponera foreli Mayr

Hypoponera opacior Forel

Hypoponera reichenspergeri Santschi

Hypoponera schwebeli Forel

Hypoponera trigona Mayr

Hypoponera wilsoni Santschi

Leptogenys (Lobopelta) australis Emery

Odontomachus chelifer Latreille

Pachycondyla crenata Roger

Continua...


e-ISSN 1983-0572

58


Ponerini

Pachycondyla ferruginea Smith

Pachycondyla harpax Fabricius

Pachycondyla striata Smith

Proceratiini

Discothyrea neotropica Bruch

Discothyrea sexarticulata Borgmeier

Proceratium brasiliense Borgmeier

Thaumatomyrmecini Thaumatomyrmex mutilatus Mayr

Typhlomyrmicini Typhlomyrmex pusillus Emery

Pseudomyrmecinae

Pseudomyrmecini

Pseudomyrmex flavidulus Smith

Pseudomyrmex filiformis Fabricius

Pseudomyrmex gracilis Fabricius

Pseudomyrmex phyllophylus Smith

Andrenidae

Calliopsini

Acamptopoeum prinii Holmberg

Callonychium petuniae Cure & Wittman

Calliopsis sp.

Protandrenini

Protandrena (Heterosarus) sp.

Anthrenoides sp. 1

Anthrenoides sp. 2

Anthrenoides araucariae Urban

Anthrenoides meridionalis Schrottky

Anthrenoides paolae Urban

Parapsaenythia serripes Ducke

Psaenythia anullata Gerstaecker

Psaenythia bergi Holmberg

Psaenythia capito Gerstaecker

Psaenythia quadrifasciata Friese

Rhophitulus anomalus Moure & Lucas de Oliveira

Rhophitulus flavitarsis Schlindwein & Moure

Rhophitulus reticulatus Schlindwein & Moure

Apidae

Osirini Osiris variegatus Smith

Apini

Apis mellifera Linnaeus

Bombus sp. 1

Bombus atratus Franklin

Bombus morios Swederus

Eufriesea violacea Blanchard

Melipona (Eomelipona) marginata Lepeletier

Melipona obscurior Moure

Melipona anthidioides Lepeletier

Melipona marginata Lepeletier

Melipona bicolor Lepeletier

Melipona mondury Smith

Melipona quadrifasciata Lepeletier

Melipona scutellaris Latreille

Melipona seminigra Friese

Oxytrigona tataira Smith


Apini

Plebeia remota Holmberg

Plebeia saiqui Hohnberg

Plebeia nigriceps Friese

Plebeia emerina Friese

Nannotrigona testaceicornis Lepeletier

Lestrimelitta sp.

Scaptotrigona bipunctata Lepeletier

Scaptotrigona depilis Moure

Schwarziana quadripunctata Lepeletier

Tetragonisca angustula Latreille

Trigona spinipes Fabricius

Tetragona clavipes Fabricius

Cephalotrigona capitata Smith

Brachynomadini Brachynomada sp. Holmberg

Centridini Centris (Hemisiella) tarsata Smith

Centris (Trachina) proxima Friese

Centris fuscata Lepeletier

Centris varia Erichson

Epicharis (Epicharoides) grandior Friese

CeratininiCeratina (Ceratinula) biguttulata Moure

Ceratina (Crewella) cf. asuncionis Strand

Emphorini Melitoma segmentaria Fabricius

Epeolini Trophocleptria cf. variolosa Holmberg

EricrocidiniMesocheira bicolor Fabricius

Mesoplia sp.

Eucerini

Melissodes (Ecplectica) tintinnans Holmberg

Melissodes (Ecplectina) nigroaenea Smith

Melissodes (Ecplectina) sexcincta Lepeletier

Melissoptila bonaerensis Holmberg

Melissoptila aureocincta Urban

Melissoptila cnecomala Moure

Melissoptila larocai Urban

Melissoptila marinonii Urban

Melissoptila minarum Bertoni & Schrottky

Peponapis fervens Smith

Thygater analis Lepeletier

Ptilomelissa leucozonata Zikán & Wygodzinsky

Exomalopsini

Exomalopsis (Exomalopsis) analis Spinola

Exomalopsis (Exomalopsis) tomentosa Friese

Exomalopsis (Phanomalopsis) trifasciata Brèthes

Nomadini

Doeringiella (Orfilana) cingillata Moure

Nomada costalis Brèthes

Epeolus sp.

Tapinotaspidini

Arhrysoceble picta Friese

Chalepogenus sp.

Lanthanomelissa betinae Urban

Paratetrapedia fervida Smith

Continua...


e-ISSN 1983-0572


Tapinotaspidini Paratetrapedia (Lophopedia) cf. nigrispinnis Vachal

Tetrapediini Tetrapedia diversipes Klug

Xylocopini

Xylocopa (Neoxylocopa) augusti Lepeletier

Xylocopa (Neoxylocopa) frontalis Olivier

Xylocopa (Stenoxylocopa) artifex Smith

Xylocopa (Nanoxylocopa) ciliata Burmeister

Xylocopa plaumanni Moure

Ceratina sp.

TapinotaspidiniLanthanomelissa betinae Urban

Lanthanomelissa clementis Urban

Colletidae

Colletini Colletes rugicolis Friese

Hylaeini Hylaeus sp.

Paracolletini

Belopria sp.

Hexantheda missionica Oglobin

Perditomorpha leaena Vachal

Tetraglossula anthracina Michener

Leioproctus sp.

Halictidae

Augochlorini

Ariphanarthra palpalis Moure

Augochlora amphitrite Schrottky

Augochlora aff. semiramis Schrottky

Augochlora foxiana Cockerell

Augochlora cyphogastra Moure

Augochlora nitidior Moure

Augochlorella ephyra Schrottky

Augochlorella urania Smith

Augochlorella iopaecila Moure

Augochloropsis cupreola Cockerell

Ceratalictus sp.

Corynura sp.

Neocorynura aenigma Gribodo

Neocorynura codion Vachal

Neocorynura caligansn Vachal

Neocorynura lepidodes Vachal

Neocorynura tarpeia Smith

Neocorynura norops Vachal

Neocorynura polybioides Ducke

Paraxystoglossa aff. jocasta Schrottky

Paraxystoglossa transversa Moure

Pseudaugochlora sp.

Rhectomia sp.

Sphecodes sp.

Halictini

Caenohalictus tesselatus Moure

Dialictus sp.

Pseudagapostemon cyanomelas Cure

Pseudagapostemon cyaneus Moure & Sakagami

Megachilidae


Anthidini

Anthidium manicatum Linnaeus

Anthidiellum sp.

Anthodioctes claudii Urban

Anthodioctes misiutae Urban

Anthodioctes megachiloides Holmberg

Austrostelis iheringii Schrottky

Carloticola paraguayensis Schrottky

Epanthidium autumnale Schrottky

Epanthidium bicoloratum Smith

Epanthidium paraguayensis Schrottky

Hypathidium divaricatum Smith

Hypanthidioides (Saranthidium) musciforme Schrot-tky

Hypanthidioides sp.

Moureanthidium catarinense Urban

Moureanthidium paranaense Urban

Saranthidium musciforme Schrottky

Gnathanthidium sakagamii Urban

Megachilini

Coelioxys (Acrocoelioxys) tolteca Cresson

Coelioxys (Cyrtocoelioxys) cf. dobzhanskyin Moure

Coelioxys (Glyptocoelioxys) labiosa Moure

Coelioxys (Cyrtocoelioxys) aff. quaerens Holmberg

Megachile (Acentron) lentifera Vachal

Megachile (Austromegachile) sussurrans Haliday

Megachile (Crysosarus) sp.

Megachile (Dactylomegachile) sp.

Megachile (Leptorachis) aetheria Mitchell

Megachile (Moureapis) anthidioides Radozkowsky

Megachile (Moureapis) apicipennis Schrottky

Megachile (Moureapis) cf. nigropilosa Schrottky

Megachile (Pseudocentron) sp.

Bethylidae

Rhabdepyris (Chlorepyris) vesculus Evans

Rhabdepyris (Chlorepyris) virescens Evans

Rhabdepyris (Rhabdepyris) nigriscapus Evans

Epyris depressigaster Urban

Epyris sp.

Braconidae

Notiospathius atra De Jesús-Bonilla, Nunes, Pentea-do-Dias, Zaldívar-Riverón

Notiospathius johnlennoni De Jesús-Bonilla, Nunes, Penteado-Dias, Zaldívar-Riverón

Notiospathius novateutoniae De Jesús-Bonilla, Nu-nes, Penteado-Dias, Zaldívar-Riverón

Notiospathius sulcatus De Jesús-Bonilla, Nunes, Penteado-Dias, Zaldívar-Riverón

Notiospathius xanthofasciatus De Jesús-Bonilla, Nunes, Penteado-Dias, Zaldívar-Riverón

Meteoridea whartoni Penteado-Dias

Meteoridea achterbergi Penteado-Dias

Aleoides flavistigma Shaw

Trachagathis pengellyella Sharkey

Chrysididae Neochrysis bubba KimseyContinua...


e-ISSN 1983-0572

60


EulophidaeAcanthala plaumanni Hansson

Podkova sp.

Ichneumonidae

Jomine una Graf & Kumagai

Labena fiorii Graf & Marzagao

Xorides (Pyramirhyssa) magnificus Mocsary

Notocampis sp.

Monomachidae Monomachus aurifer Musetti & Johnson

PompilidaeAridestus bergi Brèthes

Pepsis sp. Fabricius

Scelionidae Telenomus angulatus Johnson

SphecidaeOxybelus genisei Bohart

Anacabro sp.


Encyrtidae

Arhopoidiella carinata Noyes

Lirencyrtus primus Noyes

Neapsilophrys flavipes Noyes

Papaka confusor Noyes

Vespidae

Cephalastor bossanova Garcet-Barret

Paramasaris brasiliensis Soika

Polistes cavapyta Saussure

Cimcibidae Ceratina sp.

Tiphiidae Catocheilus sp.

Orussidae Ophrynopus depressatus Smith

Tenthredinidae Probleta malaisei Smith

AGRADECIMENTOS

Os autores são gratos à Cláudia Fontana pela ajuda com a definição das formações florestais da região oeste de Santa Catarina e aos revisores da EntomoBrasilis por todas as sugestões e correções.

REFERêNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Allen, R.K., 1967. New species of New World Leptohyphinae (Ephemeroptera: Tricorythidae). Canadian Entomologist, 99: 350-375.

Ale-Rocha, R., 2004. Revisão das espécies sul-americanas de Euhybus (Diptera, Hybotidae, Hybotinae) do grupo purpureus. Iheringia, Série Zoologia, 94: 357-373.

Almeida, L.M. & I.M.M. Lima, 1995. Revisão do gênero Oryssomus Mulsant (Coleoptera, Coccinellidae, Exoplectrinae, Oryssomini) e descrição de Gordonoryssomus, gen.n. Revista Brasileira de Zoologia, 12: 701-718.

Aragão, A.C. & M.A. Monné, 2011. O gênero Megacyllene s.str. Casey (Coleptera, Cerambycidae) na Mata Atlântica: descrição de duas espécies inéditas, chave para identificação e novas ocorrências. Revista Brasileira de Entomologia, 55: 159-171.

Araújo-Siqueira, M. & L.M. Almeida, 2006. Estudo das espécies brasileiras de Cycloneda Crotch (Coleoptera, Coccinellidae). Revista Brasileira de Zoologia, 23: 550-568.

Bequart, J., 1943. Notes on Hippoboscidae. 16. Hippoboscidae from southern Brazil, with the description of a new specie of Lynchia. Journal of Parasitology, 29: 131-135.

Bicho, C.A. & L.M. Almeida, 1998. Revisão do gênero Neocalvia Crotch (Coleoptera, Coccinellidae). Revista Brasileira de Zoologia, 15: 167-189.

Bohart, R.M., 1993. South American Oxybelus II. The emarginatus group (Hymenoptera: Sphecidae). Insecta Mundi, 7: 18-26.

Borowiec, L., 2002. New records of Neotropical Cassidinae, with description of three new species (Coleoptera: Chrysomelidae). Genus, 13: 43-138.

Bremer, H.J. & C.A. Tirplerhorn, 1999. The Latin American species of the genus Corticeus Piller and Mitterpacher (Coleoptera, Tenebrionidae, Hypophloeini). Part I. The species described by Reitter and Pic, and description of two new species. The Coleopterists Bulletin, 53: 56-63.

Camras, S., 1957. Descriptions and records of Neotropical Conopidae (Diptera). Psyche, 64: 9-16.

Carvalho, C.J.B., 2012. Biodiversidade e Conservação, p. 133-138 In: Rafael, J.A., G.A.R. Melo, C.J.B. de Carvalho, S.A. Casari & R. Constantino (Eds.). Insetos do Brasil: Diversidade e Taxonomia. Ribeirão Preto: Holos, 796p.

Caterino, M.S. & A.K. Tishechkin, 2008. A review of Hippeutister Reichensperger with new species from California and Costa Rica (Coleoptera, Histeridae, Hetaeriinae). Zootaxa, 1895: 39-52.

Clarke, R.O.S., U.R. Martins & A. Santos-Silva, 2011. Contribuição para o estudo de Rhinotragini (Coleptera, Cerambycidae). IV. Rhopalessa Bates, 1873. Papéis Avulsos de Zoologia, 51: 325-339.

Coelho, S.M.P., C.J.B. Carvalho & J.H. Guimarães, 1989. Chave e sinonímias para as espécies sul-americanas de Winthemia Robineau-Desvoidy (Diptera, Tachinidae) com descrição de três novas espécies. Revista Brasileria de Zoologia, 6: 271-296.

Costa-Lima, A.M., 1945. Insetos do Brasil: Lepidópteros. 5o Tomo. Escola Nacional de Agronomia, Série Didática N.º 7. 376p.

Costa-Lima, A.M., 1950. Insetos do Brasil: Lepidópteros-2a parte. 6o Tomo. Escola Nacional de Agronomia. Série Didática N.º 8. 414p.

Costa, A.V., L.M. Almeida & G.H. Corrêa, 2008. Revisão das espécies brasileiras do gênero Exoplectra Chevrolat (Coleoptera, Coccinellidae, Exoplectrinae, Exoplectrini). Revista Brasileira de Entomologia, 52: 365-383.

Couri, M.S., J.L. Nessimian, G. Mejdalani, M.L. Monné, S.M. Lopes, M.C. Mendonça, R. Monteiro, S. Buys & R.A. Carvalho, 2009. Levantamento dos insetos da Mata Atlântica do Estado do Rio de Janeiro. Arquivos do Museu Nacional, 67: 151-154.

DeLong, D.M., 1980a. New species of Central and South American Gypona (Homoptera: Cicadellidae). Brenesia, 17: 215-250.

DeLong, D.M., 1980b. New species of Gypona (Homoptera, Cicadellidae, Gyponinae) from Central and South America. Revista Peruana de Entomologia, 23: 59-62.

Dias, M.M., 1998. Considerações taxonômicas sobre o gênero Cundinamarca Rindge (Lepidoptera, Geometridae) e descrição de uma nova espécie. Revista Brasileira de Zoologia, 15: 951-958.

Domínguez, E., 1995. Cladistic analysis of the Ulmeritus-Ulmeritoides group (Ephemeroptera, Leptophlebiidae), with descriptions of five new species of Ulmeritoides. Journal of the New York Entomological Society, 103: 15-38.

Duarte, M., G. Marconato, A. Specht, M.M. Casagrande, 2012. Lepidoptera. p. 625-684. In: Rafael, J.A., G.A.R. Melo, C.J.B. Carvalho, S.A. Casari & R. Constantino (Eds.). Insetos do Brasil: Diversidade e Taxonomia. Ribeirão Preto: Holos, 796p.

Evans, H.E., 1965. Further studies on Neotropical Epyrini (Hymenoptera, Bethylidae). Psyche, 72: 265-278.

Evans, H.E., 1966. Studies on Neotropical Pompilidae (Hymenoptera) II. Genus Aridestus Banks. Psyche, 73: 116-122.

Favretto, M.A., 2012. Borboletas e mariposas (Insecta: Lepidoptera) do município de Joaçaba, Santa Catarina, Brasil. EntomoBrasilis, 5: 167-169.

Ferreia, P.S.F. & T.J. Henry, 2010. Revision of the genus Ambracius Stal, 1860 (Heteroptera: Miridae: Deraeocorinae:

61


e-ISSN 1983-0572

Clivinematini), with description of three new species. Zootaxa, 2485: 1-15.

Fisher, W.S., 1952. New cerambycid beetles belonging to the tribe Rhinotragini from South America (Coleoptera). American Museum Novitates, 1552: 1-18.

Fisher, W.S., 1947. New cerambycid beetles belonging to the tribe Rhinotragini from South America. American Museum Novitates, 1349: 1-6.

Fluke, C.L., 1937. New South American Syrphidae (Diptera). American Museum Novitates, 941: 1-14.

Fluke, C.L., 1945. The Melanostomini of the Neotropical region (Diptera, Syrphidae). American Museum Novitates, 1272: 1-29.

Fonseca, C.R.V. & M.F. Vieira, 2000. Descrição de três novas espécies do gênero Melittoma (Coleoptera, Lymexylidae) da região Neotropical e considerações sobre Melittoma brasiliense (Castelnau, 1832). Acta Amazonica, 31: 91-107.

Fortes, N.D.F. & J. Grazia, 2005. Revisão e análise cladística de Serdia Stal (Heteroptera, Pentatomidae, Pentatomini). Revista Brasileira de Entomologia, 49: 294-339.

Froehlich, C.G., 2011. Notes on Kempnyia, with description of three new species (Plecoptera: Perlidae). Illiesia, 7: 133-141.

Galileo, M.H.M. & U.R. Martins, 2005. Novas espécies e novas ocorrências de Xenofrea (Coleoptera, Cerambycidae, Lamiinae). Iheringia, Série Zoologia, 95: 383-388.

Galileo, M.H.M. & U.R. Martins, 2009. Aleiphaquilon Martins (Coleoptera, Cerambycidae, Cerambycinae, Neocorini): novas ocorrências, nova espécie e chave. Papéis Avulsos de Zoologia, 49: 339-342.

Galileo, M.H.M. & U.R. Martins, 2001. Novas espécies de Lamiinae (Coleoptera, Cerambycidae) neotropicais. Iheringia, Série Zoologia, 90: 59-70.

Garcia, F.R.M., Nardi, N., Costa, M.K.M. & D.A. Brescovit, 2004. Ocorrência de artrópodes em lavoura de milho (Zea mays) no município de Arvoredo, SC. Bioikos, 18: 21-28.

Garcia, F.R.M., J.V. Campos & E. Corseuil, 2003. Análise faunística de espécies de moscas-das-frutas (Diptera: Tephritidae) na região oeste de Santa Catarina. Neotropical Entomology, 32: 421-426.

Geller-Grimm, F., 1997. A new species of Ichneumolaphria Carrera from Brazil and the description of the male of Pseudorus dandrettae Carrera, 1949 (Diptera, Asilidae). Studia Dipterologica, 4: 457-162.

Gerdes, C.F., 1984. Eurythrips and Terthrothrips (Thysanoptera: Phlaeothripidae) from southern Brazil, with one new species, new collection sites, and key. Proceedings of Entomological Society of Washington, 86: 400-410.

Gomes, A.C., M.B. Paula, J.B.V. Neto, R. Borsari & A.S. Ferraudo, 2009. Culicidae (Diptera) em Área de Barragem em Santa Catarina e no Rio Grande do Sul. Neotropical Entomology, 38: 553-555.

Graciani, C., F.R.M. Garcia & M.K.M. Costa, 2005. Análise faunística de gafanhotos (Orthoptera, Acridoidea) em fragmentos florestal próximo ao rio Uruguai, município de Chapecó, Santa Catarina. Biotemas, 18: 87-98.

Graciolli, G., 2003. Nova espécie de Anatrichobius Wenzel, 1966 (Diptera, Streblidae) do Brasil meridional. Revista Brasileira de Entomologia, 47: 55-58.

Graf, V. & A.F. Fumagai, 1997. Novo gênero de Campopleginae (Hymenoptera, Ichneumonidae) do Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 14: 649-658.

Graf, V. & A.F. Fumagai, 2002. Notocampsis Townes (Cryptinae, Ichneumonidae, Hymenoptera) do Paraná, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 19: 1177-1180.

Graf, V., 1995. Nota sobre Xorides Latreille (Ichneumonidae, Hymenoptera) no Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 12: 31-35.

Graf, V. & M.R. Marzagão, 1999. Ocorrência do parasitóide Labena fiorii sp.n. (Hymenoptera, Ichneumonidae) em larvas de Hedypathes betulinus (Klug), broca da erva-mate e em Chydarteres striatus (Fabricius), broca da aroeira,

(Coleoptera, Cerambycidae). Revista Brasileira de Zoologia, 16: 185-190.

Grazia-Vieira, J., 1972. O gênero Mayrinia Horvath, 1925 (Heteroptera, Pentatomidae, Pentatomini). Revista Peruana de Entomologia, 15: 117-124.

Grimaldi, D. & M. S. Engel, 2005. Evolution of the insects. New York: Cambridge University Press, 755 p.

Guimarães, J.H., 1961. Terceira contribuição ao conhecimento do gênero Archytas Jaennicke, 1867 (Diptera, Tachinidae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 59: 355-395.

Guimarães, J.H., 1963. Quarta contribuição ao conhecimento do gênero Archytas Jaennicke, 1867 (Diptera, Tachinidae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 61: 153-164.

Gumovsky, A. & Z. Boucek, 2003. A new genus of Entedoninae (Hymenoptera: Eulophidae) from Brazil. Neotropical Entomology, 32: 443-447.

Hansson, C., 2000. Description of a new genus of Entedoninae (Hymenoptera: Eulophidae) from the Neotropical Region, including three new species. Journal of Hymenoptera Research, 9: 313-319.

Hermann, L.H., 1979. Revision of Stereocephalus (Coleoptera, Staphylinidae, Paederinae). American Museum Novitates, 2683: 1-20.

Hickel, E.R., J.P.H.J. Ducroquet, R.P. Leite-Jr. & R.M.V.B.C. Leite, 2001. Fauna de Homoptera: Auchenorrhyncha em pomares de ameixeira em Santa Catarina. Neotropical Entomology, 30: 725-729.

Hovore, F.T. & A. Santos-Silva, 2007. Variação do colorido elitral, nova espécie e novos registros em Cometes Audinet-Serville, 1828 (Coleoptera, Cerambycidae, Disteniinae). Papéis Avulsos de Zoologia, 47: 113-125.

Irmler, U., 2003. Distribution redescription and description of new species of the Clavilispinus exiguus group (Coleoptera: Staphylinidae, Osoriinae) in the Neotropical region. Amazoniana, 17: 349-360.

Irmler, U., 2009. A second species for the genus Craspedus Bernhauer, 1908 from the Neotropical region (Coleptera, Staphylinidae, Osoriinae). Dugesiana, 16: 75-78.

Jesús-Bonilla, V.S., J.F. Nunes, A.M. Penteado-Dias & A. Zaldívar-Riverón, 2011. A new synonym of the Neotropical parasitoid wasp genus Notiospathius (Braconidae, Doryctinae), with redescription of two species and description of five new species from Brazil. ZooKeys, 122: 71-90.

Johnson, N.F., 1981. The New World Species of the Telenomus nigricornis group (Hymenoptera: Scelionidae). Annals of the Entomological Society of America, 74: 73-78.

Juñent, S.R. & M.S. Loiacono, 1995. Los ejemplares tipo de Carabidae y Haliplidae (Adephaga, Coleoptera) depositados em La coleccion del Museo de La Plata. Revista do Museo de La Plata, 21: 1-16.

Kerzhner, I.M. & F.V. Konstantinov, 2008. Species of the genus Pagasa from Central and South America (Heteroptera, Nabidae). Zoosystematica Rossica, 17: 37-52.

Kimsey, L.S., 1985. Distinction of the Neochrysis (Chrysididae, Hymenoptera). Psyche, 92: 269-286.

Klein, R.M., 1978. Mapa fitogeográfico do Estado de Santa Catarina. Itajaí, Herbário Barbosa Rodrigues, 24p.

Krug, C. & I. Alves-dos-Santos, 2008. O uso de diferentes métodos para amostragem da fauna de abelhas (Hymenoptera, Apidae), um estudo em Floresta Ombrófila Mista em Santa Catarina. Neotropical Entomology, 37: 265-278.

Lamas, C.J.E. & G.B. Mellinger, 2008. A new species of Cnodalomyia Hull, 1962 (Diptera, Asilidae, Asilinae) from Brazil. Zootaxa, 1676: 37-43.

Loiácono, M.S., N.B. Diaz, F.E. Gallardo & C.B. Margaria, 2001. The types of Encyrtidae (Hymenoptera: Chalcidoidea) housed at the Museo La Plata, Argentina. Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 60: 147-161.

Lugo-Ortiz, C.R. & W.P. McCafferty, 1996a. The genus Paracloeodes (Insecta: Ephemeroptera: Baetidae) and its presence in South America. Annales de Limnologie, 32: 161-


e-ISSN 1983-0572

62

169.Lugo-Ortiz, C.R. & W.P. McCafferty, 1996b. Taxonomy of the

Neotropical genus Americabaetis, new status (Insecta: Ephemeroptera: Baetidae). Studies on Neotropical Fauna and Environment, 31: 156-169.

Lutinski, J.A. & F.R.M. Garcia, 2005. Análise faunística de Formicidae (Hymenoptera: Apocrita) em ecossistema degradado no município de Chapecó, Santa Catarina. Biotemas, 18: 73-86.

Lutinski, J.A., F.R.M. Garcia, C.J. Lutinski & S. Iop, 2008. Diversidade de formigas na Floresta Nacional de Chapecó, Santa Catarina, Brasil. Ciência Rural, 38: 1810-1816.

Lutinski, C.J., J.A. Lutinski, M.K.M. Costa & F.R.M. Garcia, 2011. Análise faunística de gafanhotos na Floresta Nacional de Chapecó, Santa Catarina. Pesquisa Florestal Brasileira, 31: 43-50.

Marcondes, C.B., A. Fernandes & G.A. Muller, 2006. Mosquitoes (Diptera: Culicidae) near a reservoir in the Western part of the Brazilian State of Santa Catarina. Biota Neotropica, 6: 01-80.

Marinoni, R.C., L.M. Almeida, D.S. Napp & G.H. Rosado-Neto, 1992. Primeira lista do material-tipo de Coleoptera da coleção de entomologia de Pe. J.S. Moure, do Departamento de Zoologia da Universidade Federal do Paraná. Revista Brasileira de Zoologia, 9: 99-126.

Martins, U.R., 1971. Notas sobre Cerambycinae (Coleoptera, Cerambycidae) VI. Subsídios ao conhecimento dos Ibiodini. Arquivos de Zoologia, 21: 121-178.

Martins, U.R. & M.H.M. Galileo, 1997. Revisão dos gêneros Pseudestola Breuning, Estolomimus Breuning e Euestola Breuning (Coleoptera, Cerambycidae, Lamiinae, Demiphorini). Revista Brasileira de Zoologia, 14: 99-112.

Martins, U.R. & M.H.M. Galileo, 1995. Os gêneros Coeloprocta Aurivillius; Anisopleplus Melzer e Acaua gen.n. (Coleoptera, Cerambycidae, Lamiinae, Desmiphorini). Revista Brasileira de Zoologia, 12: 25-29.

Martins, U.R. & M.H.M. Galileo, 2008. Notas e novos táxons em Acanthoderini (Coleoptera: Cerambycidae: Lamiinae). Revista Brasileira de Zoologia, 25: 507-511.

Martins, U.R. & M.H.M. Galileo, 2001. Descrições, transferências e notas em Apomecynini (Coleoptera, Cerambycidae, Lamiinae). Revista Brasileira de Zoologia, 18: 1227-1235.

Martins, U.R. & M.H.M. Galileo, 1996. Descrições e notas sobre Cerambycidae (Coleoptera) sul-americanos. Revista Brasileira de Zoologia, 13: 291-311.

Meinander, M., 1974. Coniopterygidae from South and Central America (Neuroptera). Notulae Entomologicae, 54: 97-106.

Mello, G.A.R., A.P. Aguiar, B.R. Garcete-Barret, 2012. Hymenoptera. p. 553-612. In: Rafael, J.A., G.A.R. Melo, C.J.B. Carvalho, S.A. Casari & R. Constantino (Eds.). Insetos do Brasil: Diversidade e Taxonomia. Ribeirão Preto: Holos, 796p.

Milleo, J., L.M. Almeida & I.M.M. Lima, 1997. Contribuição ao estudo de Brachiacanthadini (Coleoptera, Coccinellidae, Hyperaspinae). Revista Brasileira de Zoologia, 14: 391-405.

Molineri, C., 2001. El gênero Tricorythopsis (Ephemeroptera: Leptohyphidae): nuevas combinaciones y descripción de nuevas especies y estadios. Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 60: 217-238.

Monteiro, R.C. & L.A. Mound., 2012. Thysanoptera. p. 407-422. In: Rafael, J.A., G.A.R. Melo, C.J.B. Carvalho, S.A. Casari & R. Constantino (Eds.). Insetos do Brasil: diversidade e taxonomia. Ribeirão Preto, Holos Editora, 810p.

Moreira, F.F.F., J.R.I. Ribeiro, J.L. Nessimian, M.M. Itoyama, M.M.U. Castanhole & L.L.V. Pereira, 2011. New records and distribution expansions for Neotropical water-striders (Insecta: Heteroptera: Gerromorpha). Check List, 7: 303-309.

Musetti, L. & N.F. Johson, 2004. Revision of the New World species of the genus Monomachus Klug (Hymenoptera: Proctotrupoidae, Monomachidae). The Canadian

Entomologist, 136: 501-552.Napp, D.M., 2009. Revisão das espécies sul-americanas de

Rhopalophora (Coleoptera, Cerambycidae). Zoologia, 26: 343-356.

Napp, D.M., 2007. Revisão do gênero Aglaoschema Napp (Coleoptera, Cerambycidae). Revista Brasileira de Zoologia, 24: 793-816.

Napp, D.M. & D.T. Reynaud, 1998. New species of Chariergus White and Ethemon Thornson (Coleoptera, Cerambycidae, Compsocerini). Insecta Mundi, 12: 155-159.

Nieser, N. & M. Lopez-Ruf, 2001. A review of Limnocoris Stal (Heteroptera: Naucoridae) in Southern South America East of the Andes. Tijdschrift voor Entomologie, 144: 261-328.

Nieser, N. & P. Chen, 2002. Six new species of Neotrephes China, 1936 (Heteroptera: Helotrephidae) from Brazil, with a key to Neotropical Helotrephidae. Lundiana, 3: 31-40.

Nihei, S.S. & M.P. Pansonato, 2006. Revision of Prophorostoma Townsend, 1927 (Diptera, Tachinidae, Dexiinae), with the description of a new species. Papéis Avulsos de Zoologia, 46: 239-244.

Nunez, E. & M.S. Couri, 2002. Redescrição de sete espécies de Chrysotachina Brauer & Bergenstamm (Diptera, Tachinidae) para a América do Sul. Revista Brasileira de Zoologia, 19: 1-18.

Penteado-Dias, A.M., 1996. New Neotropical species of the genus Meteoridea Ashmead (Hymenoptera: Braconidae: Meteorideinae). Zoologische Mededelingen, 70: 197-205.

Rafael, J.A., G.A.R. Melo, C.J.B. Carvalho, S.A. Casari, R. Constantino, 2012. Insetos do Brasil: Diversidade e Taxonomia. Ribeirão Preto: Holos, 796 pp.

Ravanello, C.T., 2007. Diversidade e abundância de larvas de Odonata (Insecta) em nove rios da Bacia Hidrográfica do Alto Rio Uruguai – Santa Catarina. Dissertação (Mestrado em Ciências Ambientais). Universidade Comunitária Regional de Chapecó. 56p.

Reichardt, H., 1964. On Neotropical Carabidae (Coloeptera). Psyche, 71: 49-52.

Ribeiro, J.R.I. & A.L. Estévez, 2009. The small species of Belostoma Latreille (Heteroptea, Belostomatidae). III. A revision of oxyurum group, with a new species from Brazil and description of the male of B. noualhieri Montandon. Revista Brasileira de Entomologia, 53: 207-215.

Rotheray, G.E., M. Zumbado, E.G. Hancock & F.C. Thompson, 2000. Remarkable aquatic predators in the genus Ocyptamus (Diptera, Syrphidae). Studia Dipterologica, 7: 385-389.

Santos-Silva, A. & U.R. Martins, 2004. Notas e descrições em Disteniidae (Coleoptera, Cerambycidae). Revista Brasileira de Zoologia, 21: 145-152.

Shaffer, J.C., 1991. Redescription and reassignment of the brazilian Anerastia hemirhodella Hampson to Volatica Heinrich (Pyralidae: Phycitinae). Journal of the Lepidorologists’ Society, 45: 124-129.

Shimbori, E.M. & A.M. Penteado-Dias, 2011. Taxonomic contribution to the Aleiodes melanopterus species-group (Hymenoptera, Braconidae, Rogadinae) form Brazil. ZooKeys, 125: 15-25.

Shpeley, D. & G.E. Ball, 2008. Taxonomic review of Neotropical Tetragonoderus quadriguttatus assemblage (Coleoptera, Carabidae, Cyclosomini) with descrition of T. deuvei, new species, and New Indian and Neartic locality records. Insecta Mundi, 50: 1-16.

Silva, B.R., 1907. Lepidópteros do Brasil. Rio de Janeiro, Imprensa Nacional. 330p.

Silva, R.R., 1999. Formigas (Hymenoptera, Formicidae) do oeste de Santa Catarina: histórico das coletas e lista atualizada das espécies do Estado de Santa Catarina. Biotemas, 12: 75-100.

Silva, R.R. & R. Silvestre, 2004. Riqueza da fauna de formigas (Hymenoptera: Formicidae) que habita as camadas superficiais do solo em Seara, Santa Catarina. Papéis Avulsos de Zoologia, 44: 1-11.

Silva, R.R. & R. Silvestre, 2000. Diversidade de formigas

63


e-ISSN 1983-0572

(Hymenoptera: Formicidae) em Seara, oeste de Santa Catarina. Biotemas, 13: 85-105.

Scarbrough, A.G., 2008. New Ommatius Wiedemann from the Americas with two new species group, keys, and taxonomic notes (Diptera, Asilidae). Insecta Mundi, 32: 1-14.

Stebnicka, Z., 2003. The new world species of Ataenius Harold, 1867. III. Revision of the A. imbricatus – group sensu lato (Coleoptera, Scarabaeidae, Aphodiinae, Eupariini). Acta Zoologia Cracoviensia, 46: 219-249.

Stebnicka, Z., 2004. The new world species of Ataenius Harold, 1867. IV. Revision of the A. strigicauda-group (Coleoptera, Scarabaeidae, Aphodiinae, Eupariini). Acta Zoologia Cracoviensia, 47: 211-228.

Stebnicka, Z., 2005. The new world species of Ataenius Harold, 1867. IV. Revision of the A. aequalis-platensis-group (Coleoptera, Scarabaeidae, Aphodiinae, Eupariini). Acta Zoologia Cracoviensia, 48B: 99-138.

Stebnicka, Z., 2007. The new world species of Ataenius Harold, 1867. VIII. Revision of the A. scutellaris-group and diagnosis of the A. texanus-carinator group with descriptions of new species (Coleoptera, Scarabaeidae, Aphodiinae, Eupariini). Acta Zoologia Cracoviensia, 50B: 45-81.

Toma, R., 2001. Descrição de uma espécie nova de Thysanopsis (Diptera, Tachinidae). Iheringia, Série Zoologia, 91: 37-40.

Toma, R. & J.H. Guimarães, 2001. Moreiria wiedemanni sp. nov. e redescrição de M. maura (Diptera, Tachinidae). Iheringia, Série Zoologia, 91: 49-52.

Toma, R., 2003. Estudo das espécies do “complexo Acaulona” sensu Sabrosky (Diptera, Tachinidae). Revista Brasileira de Entomologia, 47: 267-282.

Trematerra, P. & J.W. Brown, 2004. Argentine Argyrotaenia (Lepidoptera: Tortricidae): synopsis and descriptions of two new species. Zootaxa, 574: 1-12.

Triplehorn, C.A. & N.F. Johnson, 2011. Estudo dos Insetos. São Paulo, Cengage Learning, 808p.

Uehara-Prado, M., A.V.L. Freitas, R.B. Francini & K.S. Brown-Jr, 2004. Guia das borboletas frugívoras da Reserva Estadual do Morro Grande e região de Caucaia do Alto, Cotia (São Paulo). Biota Neotropica, 4: 1-25.

Urban, D., 2002. Espécies novas de Anthodioctes Holmberg e notas sobre alguns Dianthidiini (Hymenoptera, Megachilidae). Revista Brasileira de Zoologia, 19: 151-158.

Urban, D., 1993. Gnathanthidium, gen.n. de Anthidiinae na América do Sul (Hymenoptera, Megachilidae). Revista Brasileira de Zoologia, 9: 337-343.

Urban, D., 1995a. Moureanthidium, gen.n. de Dianthidiini no Brasil (Hymenoptera, Megachilidae). Revista Brasileira de Zoologia, 12: 37-45.

Urban, D., 1995b. Espécies novas de Lanthanomelissa Holmberg e Lanthanella Michener & Moure (Hymenoptera, Anthophoridae, Exomalopsinae). Revista Brasileira de Zoologia, 12: 767-777.

Ururahy-Rodrigues, A., 2004. Artemita bicolor Kertész, novo sinônimo de Artemita podexargenteus Enderlein, (Diptera, Stratiomyidae) com notas nas terminálias masculina e feminina. Revista Brasileira de Zoologia, 21: 397-402.

Wendt, L.D. & C.J.B. Carvalho, 2007. Taxonomia de Fanniidae (Diptera) do sul do Brasil – I: nova espécie e chave de identificação de Euryomma Stein. Revista Brasileira de Entomologia, 51: 197-204.

Wendt, L.D. & C.J.B. Carvalho, 2009. Taxonomia de Fanniidae (Diptera) do sul do Brasil – II: novas espécies e chave de identificação de Fannia Robineau-Desvoidy. Revista Brasileira de Entomologia, 53: 171-206.

Wirth, W.W., 1991. Forcipomyia bicolor and related species of the subgenus Lepidohelea in Brazil (Diptera, Ceratopogonidae). The Florida Entomologist, 74: 506-517.

Wirth, W.W. & G.R. Spinelli, 1992. The american species of the annulatipes group of the subgenus Lepidohelea, genus Forcipomyia (Diptera, Ceratopogonidae). Insecta Mundi, 6: 109-125.

Wirth, W.W. & M.L. Felippe-Bauer, 1989. The neotropical biting midges related to Culicoides paraensis (Diptera, Ceratopogonidae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 84: 551-565.

Zaballos, J.P. & J. Mateus, 1997. Dos nuevos Anillinus Casey, 1918 (Coleoptera, Caraboidea, Trechidae) de Brasil. Elytron, 11: 133-143.

Zanol, K.M.R., 2003. Frequenamia (Cicadellidae, Deltocephalinae): distribuição geográfica, notas sinonímicas e descrições de dezessete novas espécies. Acta Biológica Paranaense, 32: 9-67.

Zikan, W. & P. Wygodzinsky, 1948. Catálogo dos tipos de insetos do Instituto de Ecologia e Experimentação Agrícolas. Boletim do Serviço Nacional de Pesquisas Agronômicas, 4: 1-97.


**********


Favretto, M.A., E.B. Santos & C.J. Geuster, 2013. Entomofauna do Oeste do Estado de Santa Catarina, Sul do Brasil. EntomoBrasilis, 6(1): 42-63. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/271. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.271






Estudo Comparativo das Sensilas Antenais de Operárias de Melipona scutellaris Latreille (Hymenoptera:

Apidae) de Diferentes Altitudes*Marcília Aparecida Nascimento¹,², Tânia Maria Fernandes Salomão² & Gustavo Ferreira Martins²

1. Secretaria de Estado Educação de Mato Grosso - Educação Básica, e-mail: [email protected]. 2. Universidade Federal de Viçosa, e-mail: [email protected], [email protected] (Autor para correspondência)

_____________________________________


Mor

folo

gia

e F

isio

logi

a

Resumo. Sensilas são estruturas sensoriais presentes nas antenas dos insetos e são responsáveis pela higro- quimio-, termo- e mecanorrecepção. No presente trabalho, as sensilas presentes nos três flagelômeros (F) mais distais de Melipona scutellaris Latreille (Hymenopera: Apidae) coletadas em diferentes altitudes (200 e acima de 900m) foram avaliadas qualitativamente e quantitativamente. A identificação, contagem e medição das sensilas foram feitas a partir de imagens da superfície dorsal das antenas que foram obtidas com o auxílio de microscópio eletrônico de varredura. Foram observadas as sensilas placoide, basicônica, celocônica, ampulácea, campaniforme e tricoide reta e curvada. Comparativamente, o grupo localizado a 200m de altitude possui sensilas tricoides retas em maior quantidade nos três flagelômeros, enquanto que o grupo de altitudes acima de 900m apresentou maior quantidade de sensilas tricoides curvadas no F9, sendo as mesmas maiores para o F10. Essas diferenças foram discutidas em função da localização geográfica dos diferentes grupos aqui estudados. Os resultados da investigação da estrutura antenal de M. scutellaris contribuem para um melhor entendimento da biologia dessa espécie.

Palavras-chave: Antena; Meliponini; Microscopia Eletrônica de Varredura; Órgão Sensorial.

A Comparative Study of the Antennal Sensilla of Melipona scutellaris Latreille (Hymenoptera: Apidae) Workers From Different Altitudes

Abstract. The sensilla are sensitive structures located in different insect parts including the antennae. They are responsible for the hygro-, chemo-, thermo- and mechanoreception. In the present work the antennal topography of two different populations of Melipona scutellaris Latreille (Hymenopera: Apidae) from different altitudes (200 and above 900m) were studied considering the last three distal antennal flagelomers (F). Images of the antennal surface were obtained with the aid of the scanning electron microscope (SEM). The SEM analysis showed that the sensilla placodea, basiconic, coeloconic, ampullacea, campaniform and trichodea are present in the dorsal surface of the M. scutellaris antennae. The number of sensilla trichodea of the straight subtype is greater in the last three flagelomers in individuals of 200m altitude, while individuals located above 900m altitude has a greater number of sensilla trichodea of the subtype curved in the F9 and they have greater length in individuals of 900m altitude only in the F10. These differences were discussed according to the geographic location of the different groups studied here. This work represents the first assessment to antennal structure of M. scutellaris and contributes to a better understanding of the biology of this species.

Keywords: Antenna; Meliponini; Scanning Electron Microscopy; Sensitive Organ.

_____________________________________

espécie de abelha “sem ferrão” Melipona scutellaris Latreille (Hymenopera: Apidae), conhecida popularmente como Uruçu do Nordeste ou Uruçu

do Campo, originalmente, era encontrada desde a Amazônia até o estado da Bahia. Porém, dados atuais mostram que sua ocorrência restringe-se do estado da Bahia até o Rio Grande do Norte, sendo encontrada principalmente na região da Zona da Mata nordestina. Especificamente no estado da Bahia, M. scutellaris é encontrada nas regiões planálticas e serranas, com uma distribuição geográfica em diferentes altitudes (CaMaRGo & PeDRo 2007).

O meliponíneo M. scutellaris é um dos mais manipulados pelo homem, sendo uma das primeiras abelhas a ser domesticada pelos nativos e, atualmente, representa uma importante fonte de renda para os criadores da região nordeste pela produção de mel e de própolis (keRR et al. 1996). Outra característica peculiar dessa espécie é o fato dela nidificar, principalmente, em ocos de árvores velhas de até 80m de altura (nunes et al. 2007).

Apesar da sua importância do ponto de vista econômico e ecológico, até o momento pouca atenção tem sido dada à biologia de M. scutellaris incluindo aspectos morfológicos das suas estruturas

sensoriais. Um fator importante no estudo das interações inseto-ambiente são as estruturas sensoriais encontradas em diferentes partes do corpo, de forma que as informações sobre os recursos ambientais podem ser percebidas graças à presença das mesmas. Essas estruturas denominadas sensilas são encontradas em maior quantidade nas antenas e em menor número em outras partes da região da cabeça, como as maxilas e palpos labiais (bRuyne & bakeR 2008), nos tarsos e no aparelho ovipositor (Giannakakis & FletCheR 1985).

As sensilas são estruturas básicas da percepção dos estímulos ambientais cujas funções mecano-, quimio-, termo- e higrorreceptora estão relacionadas à sua morfologia. Apesar de morfologicamente simples, as sensilas apresentam uma grande variedade de funções, sendo capazes de receber estímulos luminosos, térmicos, químicos e mecânicos, bem como variações na umidade relativa do ar (revisado em ChaPMan 1998). Embora as funções das sensilas variem, sua composição celular é relativamente uniforme, sendo compostas por neurônios

*Este trabalho foi financiado pela FAPEMIG e CNPq.



65

Estudo Comparativo das Sensilas Antenais de Operárias de … Nascimento et al.

e-ISSN 1983-0572

bipolares, células tecogênicas, tricogênicas e tormogênicas (revisado em keil 1997).

A classificação, a abundância e a distribuição de sensilas nas antenas dependem da espécie de inseto (FauChex et al. 2006). as sensilas antenais das abelhas, por exemplo, são classificadas como sendo dos tipos tricoide, basicônica, celocônica, campaniforme, placoidea e ampulácea (CRuz-lanDiM 2009). Além de variar quanto à espécie, a quantidade e o tipo de sensilas também podem variar entre indivíduos de uma mesma espécie dependendo da sua distribuição geográfica (esteban et al. 2005). Nesse contexto, no presente estudo foram avaliados os tipos, a distribuição e a quantidade de sensilas tricoides retas e curvadas das extremidades antenais de duas populações de M. scutellaris de diferentes altitudes.

MATERIAL E MéTODOS

Operárias de M. scutellaris foram coletadas diretamente nas entradas dos ninhos em regiões de altitudes diferentes no estado da Bahia. Foi utilizado um indivíduo por ninho, sendo 10 indivíduos oriundos da região do município de Cruz das Almas (12º39’S e 39º06’W, 200m), localizado a 200m de altitude, seis indivíduos oriundos de Maracás (13o26’S 40o25’W, 915m) e quatro do Morro do Chapéu (11o33’S 41o09’W, 1.100m). Os indivíduos coletados em Cruz das Almas foram incluídos no grupo denominado grupo de 200m de altitude e os de Maracás e Morro no grupo denominado grupo acima de 900m de altitude.

Foi retirada uma antena de cada indivíduo do lado direito ou esquerdo, as mesmas foram lavadas com solução fisiológica, seguido da desidratação em solução de acetona em concentrações crescentes (50%-100%) por 7 minutos em cada concentração. As amostras foram submetidas à secagem no aparelho de ponto crítico com CO2 e posteriormente montadas em suportes de alumínio, metalizadas com ouro e fotografadas em microscópio eletrônico de varredura (MEV) modelo LEO VP1430 no Núcleo de Microscopia e Microanálise da Universidade Federal de Viçosa.

Os dados para a identificação e a quantificação das sensilas antenais foram obtidos diretamente das elétron-micrografias, considerando apenas os três últimos flagelômeros (mais distais) por concentrarem a maior parte das sensilas antenais (CRuz-lanDiM 2009). Para a quantificação, foram consideradas apenas as sensilas tricoides (quimiorreceptoras) de extremidades reta e curvada por estas estarem em maior quantidade e por serem de fácil visualização e identificação, comparativamente às demais sensilas. Os números de sensilas foram obtidos pela contagem em uma área quadrada de tamanho fixo de 960 pixels ao longo de cada flagelômero utilizando o programa Adobe Photoshop 7.0. Também foi medido o comprimento (µm) das sensilas tricoides curvadas. Todas as imagens analisadas possuíam 72 pixels/polegada. As medidas do comprimento (µm) foram feitas com o auxílio do programa Image ProPlus 4.5.

As comparações do número e comprimento das sensilas tricoides entre os dois grupos estudados foram feitas com o auxílio do programa SAEG (Sistema para Análises Estatísticas). Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância (ANOVA) e ao teste F com nível de significância de 5%.

RESULTADOS

As antenas de operárias de M. scutellaris são do tipo geniculadas, consistem de 10 flagelômeros conectados ao escapo por meio de um pedicelo e apresentam sensilas distribuídas ao longo de todo seu comprimento (Figura 1A). Em relação aos tipos de sensilas encontradas nos três últimos flagelômeros antenais de M. scutellaris foram identificadas as do tipo tricoide, placoide, basicônica, celocônica, ampulácea e campaniforme. No caso das sensilas tricoides, as mesmas exibem tamanhos e curvaturas diferentes, sendo as do subtipo curvada mais abundantes no flagelômero mais distal (Figura 1B).

Figura 1. Micrografias eletrônicas de varredura mostrando aspectos gerais e detalhados da superfície dorsal da antena de operárias adultas de M. scutellaris. (A) Microgafia mostrando aspectos gerais da antena com suas principais partes: E- escapo, P- pedicelo, e F- flagelômeros. (B) Micrografia evidenciando diferentes tipos de sensilas: STR: sensila tricóide de extremidade reta; STC: sensila tricóide de extremidade curvada; SCa: sensilas campaniforme; SB: sensila basicônica; SA: sensila ampulácea; SP: sensila placoides e Sce: sensila celocônica.

Os números de sensilas tricoides de extremidade reta são diferentes entre os dois grupos de M. scutellaris estudados, considerando os três flagelômeros (F8, F9 e F10) analisados [F8 (F= 0,00007, P< 0,05); F9 (F= 0,00470, P< 0,05); F10 (F= 0,01648, P< 0,05)] (Figura 2A). No grupo de 200m de altitude, o número de sensilas tricoides de extremidade reta é maior do que no grupo acima de 900m de altitude, sendo as médias dos números dessas sensilas no grupo de 200m de F8= 62,9±1,05, F9= 64,6±0,92 e F10= 62,4±1,17; enquanto as médias do grupo de acima de 900m de altitude são de F8= 57,7±1,46, F9= 59,5±1,29 e F10= 58,1±1,10 (Figura 2A). O grupo de 200m de altitude possui um menor número de sensilas tricoides curvadas no F9, com uma média de 16,3±0,95 sensilas para 200m e 20,0±1.35 para acima de 900m de altitude (F= 0,03733, P< 0,05) (Figura 2B). A sensila curvada apresenta menor comprimento no grupo de 200m de altitude apenas no F10, medindo em média 15.0±0.40µm, enquanto no grupo acima de 900m a média foi de 15,5±0,43µm (F= 0,00071 P< 0,05) (Figura 2C).

DISCUSSãO

A análise por MEV possibilitou identificar os tipos de sensilas presentes em M. scutellaris, sendo elas dos tipos basicônica, placoide, celocônica, tricoide, campaniforme e ampulácea. Esses resultados corroboram observações feitas em antenas de outras espécies de abelhas, sendo esses seis tipos de sensilas observados em Melipona quadrifasciata Lepeletier e Apis melifera Linnaeus (Hymenoptera: Apidae) (FRasnelli et at. 2010). Esses mesmos


e-ISSN 1983-0572

66

tipos de sensilas foram também observados em formigas das espécies Solenopsis invicta Buren (Hymenoptera: Formicidae) (Renthal et al. 2003) e Dinoponera lucida Emery (Hymenoptera: Formicidae) (MaRques-silVa et al. 2006), mostrando que esses tipos de sensilas são conservados entre os Hymenoptera sociais.

Figura 2. Número e tamanho das sensilas tricoides da superfície dorsal dos flagelômeros F8, F9 e F10 da antena de operárias adultas de M. scutellaris de diferentes altitudes. As barras de cor preta representam população de 200m de altitude, enquanto que as de cor cinza representam população localizada acima de 900m de altitude. As letras a e b representam diferenças significativas a 5%. (A) Número das sensilas tricoides de extremidades retas; (B) Número e (C) tamanho das sensilas tricoides de extremidades curvadas.

As sensilas placoides são encontradas ao longo de toda superfície da antena de M. scutellaris e pela simples inspeção visual, foi possível notar que a quantidade delas aumenta à medida que se aproxima da extremidade do apêndice. A função dessas sensilas é descrita como sendo olfativa em alguns Hymenoptera (oChienG et al. 2000; sPaethe et al. 2007) e foi estudada em detalhes na espécie de abelha Bombus terrestris Linnaeus (Hymenoptera: Apidae), mostrando sua importância para a percepção de odores. Nesse caso, dentro de uma mesma colônia, os indivíduos com maior densidade dessas sensilas exibiam melhor capacidade de reposta a odores do que os indivíduos com antenas pequenas e menor densidade de sensilas (sPaethe et al. 2007). Apesar da função de quimiorrecepção ainda não ter sido confirmada para M. scutellaris, o fato de essas sensilas estarem mais abundantes na extremidade antenal sugere que as mesmas podem atuar como quimiorreceptoras.

Outros tipos de sensilas com funções relacionadas à percepção de estímulos, como as ampuláceas, celocônicas e campaniformes, estão também concentradas na extremidade do último flagelômero (F10) antenal de M. scutellaris, porém, em quantidades relativamente baixas em comparação às tricoides e placoides. Embora em menor quantidade, essa localização na extremidade antenal também poderia facilitar a percepção de estímulos externos relacionados a variações de umidade e de temperatura pelas sensilas ampuláceas, celocônicas e campaniformes durante o forrageio pelo fato da extremidade antenal estar mais exposta (silVa et al. 2011). Apesar de ter sido observado maior quantidade de sensilas tricoides e placoides em relação às sensilas basicônicas, essas últimas também são consideradas importantes quimiorreceptoras mesmo estando em menor quantidade (MaRtini & SChMiDt 1984).

As variações morfométricas observadas nas sensilas tricoides de extremidade reta e de extremidade curvada entre os grupos avaliados não são exclusividade delas considerando populações de M. scutellaris de diferentes altitudes. nunes et al. (2007) mostraram que o tamanho das asas das operárias dessa espécie também variou de acordo com a altitude. Esses estudos da morfometria das asas realizadas por nunes et al. (2007) separaram M. scutellaris em três grupos distintos de indivíduos conforme a altitude: grupos localizados a 1.100m, de 0 a 560m e de 600 a 964m. Outras diferenças morfológicas notadas nessa espécie foram observadas por esses autores, onde os espécimes coletados próximos ao nível do mar apresentavam abdômen relativamente grande e escuro, enquanto que à medida que aumentava a altitude, o tamanho do abdômen diminuía gradativamente e as abelhas apresentavam coloração mais clara e maior pilosidade no tórax. Portanto, pode-se concluir que em M. scutellaris o fenótipo das operárias depende da altitude em que eles são encontrados e isso não está restrito apenas ao tamanho do corpo ou da asa, mas também em características microanatômicas, incluindo o tamanho de sensilas.

A percepção da umidade de modo mais acurado permite ao inseto determinar as condições meteorológicas mais apropriadas para o forrageamento ou aliado ao aparato olfativo, determinar o melhor local e condições do alimento a ser coletado (kleineiDaM & tautz 1996; weiDenMulleR et al. 2002). Considerando isso, a existência de um maior número de sensilas de extremidade reta nos três flagelômeros das abelhas do grupo de 200m pode representar uma adaptação a fatores como a umidade do ar relativamente alta e uma menor incidência de ventos, que poderiam dificultar a difusão de odores. Nesse sentido, uma maior quantidade desse tipo de sensila nesse grupo possibilitaria uma melhor percepção das condições ambientais em altitudes mais baixas, mais úmidas e com mais ventos. Por outro lado, as abelhas de altitude mais elevada (> 900m) e com temperatura e índice pluviométrico menores em relação à altitude menor, apresentam sensilas tricoides curvadas maiores em maior número (pelo menos em F9) em relação às observadas nos indivíduos do grupo de 200m. Essa diferença nos indivíduos acima de 900m sugere que isso possa ser uma adaptação dos mesmos que vivem em altitudes relativamente maiores. Porém, até o momento, o papel de órgãos sensoriais mais desenvolvidos para esse tipo de ambiente é desconhecido.

Embora os mesmos tipos de sensilas tenham sido encontrados nas antenas das M. scutellaris dos dois grupos avaliados, diferenças significativas foram observadas no número e no comprimento dos dois morfotipos de sensilas tricoides. Esses resultados mostram que a análise de sensilas nessas abelhas pode constituir em uma ferramenta importante para o entendimento da interação desses insetos com o ambiente. Além disso, dentre os fatores abióticos determinantes das diferenças fenotípicas, sugerimos que a altitude e fatores associados como umidade, pluviosidade e temperatura podem estar estreitamente relacionados com as diferenças observadas entre os dois grupos de M. scutellaris estudados. Os resultados obtidos nesse estudo mostram que a


e-ISSN 1983-0572

67

altitude e fatores associados à mesma podem estar contribuindo com as diferenças no tamanho e número de sensilas tricoides observadas entre os grupos de M. scutellaris estudados.

AGRADECIMENTOS

À Secretaria de Educação do Estado de Mato Grosso (SEDUC/MT), à FAPEMIG, à Universidade Federal de Viçosa (UFV) e ao CNPq pelo apoio financeiro e ao Núcleo de Microscopia e Microanálise pelo apoio técnico.

REFERêNCIAS

Bruyne, M. & T.C. Baker, 2008. Odor detection in insects: volatile codes. Journal of Chemical Ecology, 34: 882-897.

Camargo, J.M.F & S.R.M. Pedro, 2007. Meliponini Lepeletier, 1836, p. 272-578. In: Moure, J.S., Urban, D. & G.A.R. Melo (Eds.). Catalogue of Bees (Hymenoptera, Apoidea) in the Neotropical Region. Curitiba, Sociedade Brasileira de Entomologia, 1058p

Chapman, R.F., 1998. The Insects Structure and Function. Cambridge, Cambridge University Press, 770p.

Cruz-Landim, C., 2009. Abelhas: Morfologia e Função de Sistemas. São Paulo, Unesp. 408p.

Esteban, L.V.M. Angulo, M.D. Feliciangeli & S. Catalá, 2005. Analysis of antenal sensilla patterns of Rhodnius prolixus from Colombia and Venezuela. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 100: 909-914.

Faucheux, M.J., N.P. Kristensen & S.H. Yen, 2006. The antennae of neopseustid moths: morphology and phylogenetic implications with special reference to the sensilla (Insecta; Lepidoptera; Neopseustidae). Zoologischer Anzeiger, 245: 131-142.

Frasnelli, E., G. Anfora, F. Trona, F. Tessarolo & G. Vallortigara, 2010. Morpho-functional asymmetry of the olfactory receptors of the honeybee (Apis mellifera). Behavioural Brain Research, 209: 221-225.

Giannakakis, A. & B.S. Fletcher, 1985. Morphology and distribution of antennal sensilla of Dacus tryoni (Froggatt) (Diptera, Tephritidae). Journal of the Australian of Entomological Society, 24: 31-35.

Keil T.A., 1997. Comparative morphogenesis of sensila: a review. International Journal of Morphology & Embryology, 26: 151-160.

Kerr, W.E., G.A. Carvalho & V.A. Nascimento, 1996. Abelha Uruçu. Biologia, Manejo e Conservação. Belo Horizonte: Acangaú, 144p.

Kleineidam, C. & J. Tautz, 1996. Perception of carbon dioxide and other “air-condition” parameters in the leaf cutting ant Atta cephalotes. Naturwissenschaften, 83: 566-568.

Marques-Silva S., C.P. Matiello-Guss, J.H.C. Delabie, C.S.F. Mariano, J.C. Zanuncio & J.E. Serrão, 2006. Sensilla and secretory glands in the antennae of a primitive ant: Dinoponera lucida (Formicidae: Ponerinae). Microscroscopy Research and Techinique, 69: 885-890.

Martini, R. & K. Schmidt, 1984. Ultrastructure and early development of the pore plate sensilla of the Gymnomerus laevipes (Shuckard) (Vespoidea, Eumenidade). Protoplasma, 119: 197-211.

Nunes, L.A., M.F.F.C. Pinto, P. Carneiro, D.G. Pereira & A.M. Waldschmidt, 2007. Divergência genética em Melipona scutellaris Latreille (Hymenoptera: Apidae) com base em caracteres morfológicos. Bioscience Journal, 23: 1-9.

Ochieng, S.A., K.C. Park, J.W. Zhu & T.C. Baker, 2000. Functional morphology of antennal chemoreceptors of the parasitoid Microplitis croceipes (Hymenoptera: Braconidae). Arthropod Structure and Development, 29: 232-240.

Renthal, R., D. Velasquez, D. Olmos, J. Hampton & W.P. Wergin, 2003. Structure and distribution of antennal sensilla of the red imported fire ant. Micron, 34: 405-413.

Silva, M.D., M. Ramalho & J.F. Rosa, 2011. Por que Melipona scutellaris (Hymenoptera, Apidae) forrageia sob alta umidade relativa do ar? Iheringia, Série Zoologia, 101: 131-134.

Spaethe, J., A. Brockmann, C. Halbig & J. Tautz, 2007. Size determines antennal sensitivity and behavioral threshold to odors in bumblebee workers. Naturwissenschaften, 97: 733-739.

Weidenmuller, A., C. Kleineidam & J. Tautz, 2002. Collective control of nest climate parameters in bumblebee colonies. Animal Behaviour, 63: 1065-1071.


**********


Nascimento, M.A., T.M.F. Salomão & G.F. Martins, 2013. Estudo Comparativo das Sensilas Antenais de Operárias de Melipona scutellaris Latreille (Hymenoptera: Apidae) de Diferentes Altitudes. EntomoBrasilis, 6(1): 64-67. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/252. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.252






Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) Descripción de la Genitalia

Externa del Macho y Morfología Externa de la HembraPaz María Salazar Schettino, Gloria Elena Rojas Wastavino, José Santiago Rosales Piña,

Mauro Omar Vences Blanco & Margarita Cabrera Bravo

1. Universidad Nacional Autonoma de Mexico. Facultad de Medicina, Departamento de Microbiología y Parasitología, Laboratorio de Biología de Parásitos (BIOLPAR), e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected], [email protected], [email protected], [email protected].

_____________________________________


Mor

folo

gia

e F

isio

logi

a

Resúmen. Triatoma mexicana fue descrita originalmente en 1848 por Herrich-Schaeffer nombrándola Conorhinus mexicanus Herrich-Schaeffer. Actualmente se registra su hallazgo en los estados de Guanajuato, Hidalgo Querétaro y San Luis Potosí. Los estudios sobre su distribución espacial, índices entomológicos, presencia en el intradomicilio y peridomicilio, biología y riesgo de transmisión de Trypanosoma cruzi Chagas demuestran que es una especie importante desde el punto de vista de salud pública. Con el propósito de ampliar el conocimiento biológico sobre la especie, en el presente estudio se hace la descripción de la hembra así como la genitalia externa del macho, en ejemplares capturados en el estado de Guanajuato.

Palabras-Clave: Genitalia Externa del Macho; Guanajuato; México; Triatominae.

Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) Description of the External Male Genitalia and External Morphology of the Female

Abstract. Triatoma mexicana was originally described in 1848 by Herrich-Schaeffer, naming Conorhinus mexicanus Herrich-Schaeffer. Its finding is currently registered in the States of Guanajuato, Hidalgo, Querétaro, and San Luis Potosí. Studies about the spatial distribution, the entomological indices, it presence indoor an outdoor in houses, it biology and risk of transmission of Trypanosoma cruzi Chagas show that it is an important species from the point of view of public health. With the purpose of extending the biological knowledge of this species, the present study is the description of the female as well as the external male genitalia, in specimens captured in the State of Guanajuato.

Keywords: External Male Genitalia; Guanajuato; Mexico; Triatominae.

_____________________________________

a subfamilia Triatominae (Hemiptera: Reduviidae) se divide en cinco tribus, 15 géneros y 140 especies (sChoFielD & GalVão 2009). En México, se han reportado 32 especies

transmisoras de Trypanosoma cruzi Chagas, agente causal de la enfermedad de Chagas (MaRtínez et al. 2006), aunque se han reportado reportado otros arreglos taxonómicos, como el descrito por GAlvão et al. 2003. Veinticinco especies pertenecen al género Triatoma, dos especies al género Panstrongylus y una especie de cada uno de los siguientes géneros: Belminus, Dipetalogaster, Eratyrus, Paratriatoma y Rhodnius. Trece géneros se encuentran asociados a la vivienda humana, dos en el intradomicilio y once en el peridomicilio entre estos últimos se ubica a Triatoma mexicana (Herrich-Schaeffer) (ViDal et al. 2000, salazaR et al. 2010).

El primer registro de T. mexicana lo realizó heRRiCh–sChaeFFeR, en 1848, para ello describió un ejemplar macho denominándolo Conorhinus mexicanus heRRiCh–sChaeFFeR. Aproximadamente, 100 años después, el DR. luis Mazzotti en 1940, realizó a una amplia descripción de un ejemplar macho, capturado en Metztitlan, en el estado de Hidalgo, en el que muestra las diferencias entre el ejemplar estudiado y Triatoma phyllosoma Burmeister, especie con la que habían encontrado semejanzas stål en 1859 y ChaMPion en 1901, sin embargo, aunque la descripción de heRRiCh–sChaeFFeR en 1848 es breve, la descripción realizada por Mazzotti (1940) se apoya en la descrita por este último entomólogo. lent & wiGoDzinsky (1979), realizan una exhaustiva descripción externa de un ejemplar macho capturado en la localidad de Ayutla, situada en el Municipio de Arroyo Seco,

en el estado de Querétaro.

Actualmente T. mexicana se encuentra distribuida en cuatro estados: Guanajuato, Hidalgo, Querétaro y San Luis Potosí (lent & wiGoDzinsky 1979; záRate & záRate 1985; ViDal et al. 2000; VillaGRán et al 2008). El hallazgo de los transmisores se ha realizado tanto en el intradomicilio como en el peridomicilio, la infección natural con T. cruzi se reportó por primera vez en los estados de Guanajuato e Hidalgo (ViDal et al. 2000). En el estado de Guanajuato su presencia y distribución ha sido extensamente registrada, fue capturada en 34 de los 46 municipios que componen el estado, entre los 900 y 2200 msnm, con 2,9% (29/1009) de infección natural y con un índice de dispersión de 18,9% con respecto a las otras tres especies que se reportan en el estado (4,3% Triatoma barberi Usinger, 4,7% Triatoma pallidipennis Stål y 1,1% Triatoma longipennis Usinger). El hallazgo fue en paredes y dormitorios del intradomicilio, 56% y 25%, respectivamente. T. mexicana representa, en el estado, un alto riego para la transmisión de T. cruzi, agente causal de la enfermedad de Chagas (lóPez et al. 2005).

Otros autores reportan, en el mismo estado, su hallazgo principalmente en el peridomicilio (151/165) en las paredes externas de las casas (54%) y bajo las cercas o vallas de piedras, lugar donde llevan a cabo su ciclo de vida ya que se encontraron los cinco estadios ninfales y los adultos, coincidiendo con el comportamiento de T. pallidipennis en el estado de Morelos (bautista et al 1999), en este estudio el mayor porcentaje de ejemplares capturados realizó durante la primavera y la mayoría



69

Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: … Schettino et al.

e-ISSN 1983-0572

fueron adultos (137/165), con un índice de infección natural de entre 2,6 y 4,7%, mientras que el índice de infestación osciló entre 4,2 y 18,1%(salazaR et al. 2007).

En investigaciones realizadas en el estado de Hidalgo, T. mexicana se capturó en el municipio de Tasquillo, en la localidad de Caltimacán, la tasa de infección fue de 6,9%, los aislados de T. cruzi obtenidos demostraron negatividad en ratón; el índice de infestación fue de 11,4% (beCeRRil et al. 2007). En otro estudio realizado en diez localidades del municipio de Meztitlan, Hidalgo, con el propósito de estudiar los índices entomológicos y las características de la vivienda se detectaron tres de cinco localidades infestadas con T. mexicana, con un índice de infestación de 7,7% a 20%, con un índice de hacinamiento de 2.6 chinches por casa y con un índice de colonización de 0%. También se detectó que su presencia predomina en viviendas construidas con paredes con acabados planos de yeso y cemento. (beCeRRil et al. 2010), comportamiento observado por salazaR et al (2007) y por bautista et al. (1999) en T. pallidipennis.

En una investigación realizada en el estado de Querétaro, T. mexicana se encontró en seis de los siete municipios estudiados, 8% en el intradomicilio (40/473) y 92%, peridomicilio (40/473) de las cuatro especies encontradas (Triatoma gerstaeckeri Stål, T. pallidipennis y Triatoma dimidiata Latreille), T. mexicana mostró 28,7% de infección natural, sólo esta última especie se encontró en ambos ecotopos (VillaGRán et al.2008).

Con el propósito de estudiar la biología de T. mexicana, en estudios realizados en condiciones de laboratorio y a tres diferentes condiciones de temperatura y humedad se comprobó que este transmisor tiene un período de incubación que oscila entre los 16 y 28 días, el desarrollo de huevo a adulto es de 255 días, a 30ºC y 75% de HR, el tiempo de alimentación es sobre los 14 minutos y el tiempo de defecación es de 18 minutos en promedio, lo que lo hace un mal transmisor de T. cruzi (MaRtínez-ibaRRa et al. 2008). En otro estudio sobre la biología del desarrollo de T. mexicana, el ciclo completo se llevó a cabo en 338, 66±35 días a 27ºC y 66% de HR (beCeRRil et al. 2008).

Con la finalidad de aportar nuevos datos sobre esta especie se realizó un estudio sobre la genitalia del macho de T. mexicana, ya que las estructuras fálicas son útiles para caracterizar y separar especies, géneros tribus y poblaciones. Según los conceptos descritos por JuRbeRG et al. (1998) sobre la genitalia externa de la tribu Triatomini, ésta se ubica entre los segmentos octavo y noveno del conexivo, este último llamado también pigóforo y se localiza en la región ventral. Los elementos que se usan para estudiar la genitalia de los triatominos incluyen estructuras como los parámeros, el pigóforo, falo, el proceso del endosoma, la vesica Los parámeros son apéndices articulados, de forma enrollada, con el ápice curvado y están localizados lateralmente a la abertura genital. Internamente la base está unida al falo a través del proceso capitata. El pigóforo está dividido internamente, en dos áreas, por una membrana llamada diafragma, la zona superior es la cavidad visceral. El falo está compuesto por dos partes diferentes, una es la basal, llamado aparato articular, unido al cuerpo del insecto, la otra es la apical, extensible y llamada edeago. La parte basal tiene el musculo protractor y retractor del falo, insertado a través de tres procesos capitata, con forma de hongo y unido al pigóforo. El proceso capitata 1 está unido al parámero, el proceso capitata 2 al pigóforo y el proceso capitata 3 al diafragma. El endosoma está formado por una membrana elástica localizada en el centro del edeago que durante la copulación. Durante la copulación está inflada dentro del cuerpo de la hembra. La vesica es una sola estructura localizada en la parte eversible del endosoma (JuRbeRG et al. 1998).

El falo de los ejemplares de la tribu Triatomini se caracteriza por ocupar toda el área inferior del edeago, el soporte del falosoma es largo, con un apéndice dividido en dos brazos que en algunos casos pueden unirse. La vesica es impar y el proceso del endosoma

puede tener ornamentaciones Varios estudios previos han reportado la genitalia externa de machos de diferentes especies capturadas en México (lent & JuRbeRG 1982, 1985, 1987)

El objetivo del presente estudio es describir la genitalia del macho de la especie T. mexicana y dar a conocer las medidas externas de las hembras en ejemplares capturados en tres municipios del estado de Guanajuato

MATERIAL Y MéTODOS

Se utilizaron ejemplares machos y hembras de la especie T. mexicana, identificados con las claves de lent & wyGoDzinsky (1979), capturados en tres municipios ubicados al noreste del estado de Guanajuato, denominados: Victoria, Santa Catarina y Tierra Blanca. Los tres municipios están localizados entre los 20º42’ y 21º13’ de latitud norte y entre 100º02’ y 100º17’ de longitud oeste, entre 1593 y 1844 msnm (salazaR et al. 2007). Los ejemplares fueron mantenidos en condiciones ambientales de temperatura y humedad.

La captura de los insectos se llevó a cabo en el intradomicilio y el peridomicilio de las viviendas; sin embargo, todos los ejemplares adultos fueron capturados en el peridomicilio, en diversos sitios de la vivienda, como las paredes exteriores de los patios y en las bardas de piedra.

Para realizar las mediciones y la descripción de la hembra, se usaron 15 hembras, las observaciones fueron hechas en un microscopio estereoscópico Carl Zeiss S20193, con reglilla (1mm) con aumento de 0.8 en el Laboratorio de Acarología de la Facultad de Ciencias de la Universidad Nacional Autónoma de México.

Para describir la genitalia del macho, se usaron 7 machos, el IX segmento que conforma la cápsula genital fue sometido a un proceso de ablandamiento con KOH al 10%, a temperatura ambiente durante una hora, posteriormente, se extrajo el falo con ayuda de agujas entomológicas, pinzas de punta fina y un microscopio estereoscópico. Las estructuras se colocaron nuevamente en la solución de KOH por 4 horas a temperatura ambiente, más tarde se neutralizaron con ácido acético al 10%; se rotularon y se conservaron en tubos de ensayo con glicerina. Se retiró el proceso del pigóforo de la cápsula genital y se disecó el falo, se extrajeron la vesica, el proceso del endosoma, el falosoma y el soporte del falosoma. Esta parte de la investigación se realizó en dos tiempos, las fotos de las figuras 1-3-4 se tomaron con una cámara Cannon EOS Rebel T1i, con lentes Macro Nikkor HM-12X con iluminación transmitida y tangencial, en un microscopio estereoscópico Carl Zeiss, a una distancia focal de 23 mm. Las fotos 2-5-6 se tomaron con una cámara Nikon E990, con reglilla en los oculares.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En el presente estudio se midieron las estructuras externas de la hembra de T. mexicana con el fin de ampliar el conocimiento y proporcionar datos para el correcto diagnóstico de la especie, ya que los datos conocidos acerca de esta especie estaban basados sólo en la descripción de los machos.

La hembra de T. mexicana presenta el mismo patrón de coloración que los machos, es decir, negro con marcas amarillas en el cuello, corion y conexivo. Los hemielitros son cortos y no exceden más allá de la base del séptimo segmento abdominal. Abdomen fuertemente amplio con hemielitros dejando porciones laterales de los urotergitos expuestos (Figura 1).

El promedio de las medidas realizadas en los ejemplares de las hembras de T. mexicana se muestran en la Tabla 1.

Descripción de la genitalia del macho de T. mexicana. La genitalia de los machos se localiza en el 8º y 9º segmento en la


e-ISSN 1983-0572

70

cara abdominal o ventral del insecto, región que recibe el nombre de Pigóforo (Figura 2), se localiza además otra estructura llamada proceso medio de pigóforo el cual es de forma triangular delgado y corto, mide 416 µ, con presencia de pelos largos (Figura 3). Cuenta con órganos accesorios para la copula llamados Parámeros (Figura 4), éstos son de forma cilíndrica arqueados, cubiertos por pelos medianos y con una proyección en la región apical.

Figura 1. Ejemplar hembra de Triatoma mexicana (barra=25.4 mm). BIOLPAR.

Tabla 1. Medidas de las estructuras morfológicas de la hembra de Triatoma mexicana.

Medidas Hembras (mm)

Longitud Total 25,438 Ancho del abdomen 10,427Longitud de la cabeza 4,328Región Anteocular 2,498Región Postocular 0,79Synthlipsis 0,845Longitud del Pronoto 3,928Ancho del Pronoto 5,57Rostro 1 1,755

2 2,543 0,844

Antenas 1 0,9622 3,4473 2,3534 1,473

Fémur 8,351Ancho del Ojo 1,66Ancho del ocelo 0,388Ancho del Cuello 1,175Ancho del Escutelo 2,068

Dentro del pigóforo se localiza el falo, constituido de dos partes, el edeago y el aparato articular, éste se encuentra fijo al pigóforo por medio de los procesos capitatos localizados en el ápice del aparato articular, donde se insertan músculos pro-tractores y retractores del falo que permiten que este salga del pigóforo efectuando una rotación de 180º. El aparato articular es una placa de tres ramas con aspecto de Y invertido está conformado por la expansión media de la placa basal, el proceso del gonoporo, proceso del capitato, el puente basal y la placa basal (Figura 5).

Figura 2. Estructura del falosoma. Pigóforo vista ventral de la genitalia del macho de Triatoma mexicana 1.- Falosoma. 2.- Proceso medio del pigóforo. 3.- Parámeros. BIOLPAR.

Figura 3. Proceso medio del pigóforo de la genitalia del macho de Triatoma mexicana. BIOLPAR.

Figura 4. Parámero de la genitalia del macho de Triatoma mexicana. Laboratorio de Biología de parásitos

El edeago es una estructura de forma globosa constituido en su parte externa por el falosoma y la conjuntiva y en la interna por el endosoma, el proceso del Endosoma, la vesica y el soporte del falosoma.

El falosoma está constituido por una placa laminar que sirve de soporte al endosoma, en su parte basal es amplio y hacia su parte apical acuminado (disminuye gradualmente y termina en punta), con una pequeña abertura. En la cara interna del falosoma se encuentra adherido el soporte del falosoma, estructura en forma

71Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: … Schettino et al.

e-ISSN 1983-0572

de horqueta tubular hueca cuyos brazos se encuentran unidos en su parte basal y se observan separados en su ápice, mide 468µ (Figura 6).

Figura 5. Vista dorsal del aparato articular de la genitalia de macho de Triatoma mexicana. 1.-placa basal; 2.- extensión mediana de la placa basal; 3.- proceso del gonoporo; 4.- puente basal. BIOLPAR.

Figura 6. Falosoma y soporte del falosoma de la genitalia del macho de Triatoma mexicana. BIOLPAR.

El endosoma es membranoso con unas estructuras quitinizadas situadas lateralmente y cubiertas de espinas en la región del ápice (Figura 7) y, una estructura impar llamada vesica, la vesica presenta un borde superior elevado y la parte lateral es membranosa, vista de forma lateral presenta una forma ovoide, mide 335 µ (Figura 8).

La especie T. mexicana, ha sido incluida en el complejo Phyllosoma, basándose en estudios taxonómicos usando la secuencia mtCytB, los resultados mostraron una fuerte asociación entre T. mexicana y Triatoma bassolsae Alejandre,

con respecto a los otros géneros que componen este complejo (MaRtínez et al. 2006). Mientras que sChoFielD & GalVão (2009) la ubican en el grupo Rubrofasciata, complejo Phyllosoma y subcomplejo Phyllosoma (=Meccus) al proponer una nueva clasificación. Sin embargo, estudios relacionados a la biología de las especies que componen el complejo muestran coincidencias y diferencias cuando se comparan con el comportamiento biológico de T. mexicana, en investigaciones realizadas bajo las mismas condiciones de laboratorio. Así T. mexicana presenta un tasa de eclosión del 60%, comparada con el 70% de las especies del complejo; el promedio de tiempo para alcanzar la etapa adulta fue más corto en T mexicana coincidiendo con los tiempos de Meccus picturatus Usinger y Meccus pallidipennis Stål; el promedio del tiempo de desarrollo en los ejemplares alimentados en conejo fue sobre los 255 días igual que en Meccus bassolsae Alejandre, pero diferente para Meccus phyllosomus Burmeister y M. pallidipennis; el promedio de ingesta de sangre antes de la muda fue más alto cuando se usó un protocolo con temperatura y humedad relativa bajo, coincidiendo con los resultados obtenidos para M. pallidipennis; la mortalidad fue más alta en las ninfas de primero y segundo estadio, coincidiendo con todas las especies del complejo; el promedio del tiempo de defecación fue sobre los 18 minutos en T. mexicana a diferencia de todas las especies del complejo las cuales presentan un tiempo de menos de 10 minutos, comportamiento que las hace diferentes y por lo tanto mejores transmisores de T. cruzi, razón por la cual los autores no la consideran como una especie del complejo Phyllosoma (MaRtínez-ibaRRa et al. 2008). El mismo autor comprobó el aislamiento reproductivo de T. mexicana y las especies del complejo Phyllosoma, al realizar cruzas parentales, que aunque las hembras ovipositaron, ninguno de los estadios ninfales logró alcanzar el estado adulto (MaRtínez-ibaRRa et al. 2011).

Figura 7. Proceso del endosoma de la genitalia del macho de Triatoma mexicana. BIOLPAR.

Figura 8. Vesica de la genitalia del macho de Triatoma mexicana. BIOLPAR.


e-ISSN 1983-0572

72

Con respecto a las medidas de la hembra estas también difieren con aquellas especies del complejo ya que en esta investigación la longitud total fue de 25,43 mm; lent & wiGoDzinsky (1979) reportan 30-37 mm para T. longipennis, 34 mm para Triatoma mazzottii Usinger, 32-35 mm para T. pallidipennis, 32-33mm para T. phyllosoma y 29-39 mm para T. picturata . T. mexicana muestra diferentes medidas cuando es comparada con T. longipennis, al coincidir en la medida de algunas estructuras, así, la longitud de la cabeza es 4, 32 mm, contra 5,5mm de T. longipennis; la longitud del segundo segmento rostral es de 2,54mm contra 3,2mm en T. longipennis; en el ancho del abdomen en T. mexicana mide 10,42mm y en T. longipennis es de 13,8 mm (MaRtínez-ibaRRa et al. 2006).

Los ejemplares usados para la descripción de la genitalia del macho para este trabajo fueron capturados en una misma zona, por lo que no fue posible evaluar las diferencias que pudieran presentarse en poblaciones de una misma especie, capturadas en diferentes lugares geográficos.

AGRADECIMIENTOS

Al personal de vectores de la Jurisdicción Sanitaria 2, San Miguel de Allende, Guanajuato, por su participación en el trabajo de campo. Al Dr. Ignacio Vázquez Rojas del Laboratorio de Acarología, Facultad de Ciencias, UNAM, por las facilidades para realizar las medidas morfológicas. A los biólogos Armando Zepeda Rodríguez y Francisco G. Pasos Nájera del Laboratorio de Microscopia Electrónica, del Departamento de Biología Celular y Tisular, de la Facultad de Medicina de la UNAM, por el apoyo en la toma de las fotografías y medidas de las mismas.

REFERENCIAS

Bautista N.L., G. García de la Torre, I. De Haro & P.M. Salazar-Schettino, 1999. Importance of Triatoma pallidipennis (Hemiptera: Reduviidae) as a vector of Trypanosoma cruzi (Kinetoplastida:Trypanosomatidae) in the state of Morelos, Mexico and possible ecotope, Journal of Medical Entomology, 36: 233-235.

Becerril M.A., A. Aguilar & J.L. Imbert-Palafox, 2008. Biologic Development of Triatoma mexicana (Herrich-Schaeffer 1848) (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) under Laboratory Conditions. International Journal of Tropical Medicine, 3: 85-90.

Becerril M.A., E. Rangel, J. L. Imbert, J. Gómez, & H. Figueroa, 2007. Human infection risk of transmission of Chagas disease in Hidalgo state, Mexico. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 76: 318-323.

Becerril M.A., V. Angeles-Pérez, J. Noguez-García & J.L.Imbert-Palafox, 2010. Riesgo de Transmisión de Trypanosoma cruzi en el Municipio de Metztitlán, Estado de Hidalgo, México, Mediante la Caracterización de Unidades Domiciliares y sus Índices Entomológicos. Neotropical Entomology, 39: 810-817.

Galvão, C., R. Carcavallo, D. Da Silva Rocha & J Jurberg. 2003. A checklist of the current valid species of the subfamily Triatominae Jeannel, 1919 (Hemiptera, Reduviidae) and their geographical distribution, with nomenclature and taxonomic notes. Zootaxa, 202: 1-36.

Jurberg, J., H. Lent & Cleber Galvão, 1998. The male genitalia and its importance in taxonomy, p. 85-106. In: Carcavallo, R.U., I. Galindez Girón, J. Jurberg & H Lent (Eds.), Atlas of Chagas’ disease vectors in the Américas, vol I, Fiocruz, Rio de Janeiro, 393p.

Lent, H. & J. Jurberg, 1982. A genitália externa dos machos no complex Triatoma phyllosoma (Burn.), espécies mexicanas transmissoras da doença de Chagas (Hemiptera, Reduviidae). Memorias do Instituto Oswaldo Cruz, 77: 299-317.

Lent, H. & J. Jurberg, 1985. Sobre a variação intra-especifica em Triatoma dimidiata (Latreille) e Triatoma infestans (Klug) (Hemiptera, Reduviidae). Memorias do Instituto Oswaldo

Cruz, 80: 285-299.Lent, H. & J. Jurberg, 1987. A genitalia externa dos machos de

sete espécies de Triatoma Laporte, 1832 da região neártica (Hemiptera, Reduviidae, Triatominae). Memorias do Instituto Oswaldo Cruz, 82: 227-246.

Lent, H. & P. Wygodzinsky, 1979. Revision of the Triatominae (Hemiptera, Reduviidae) and their significance as vector of Chagas’ disease. Bulletin of the American Museum of Natural History, 163: 123-520.

López J., F. González, P.M. Salazar, J. Gallaga, E. Ramírez, J. Martínez- Mendes, V. Sánchez, A. Townsend, & J. Ramsey, 2005. Fine-scale predictions of distributions of Chagas disease vectors in the state of Guanajuato, Mexico, Journal of Medical Entomology, 42: 1068-1081.

Martínez F., G. Villalobos, A. Cevallos, P. De la Torre, J. Laclette, R. Alejandre & B Espinoza, 2006. Taxonomic study of the phyllosoma complex and other triatomine (Insecta: Hemiptera: Reduviidae) species of epidemiological importance in the transmission of Chagas disease: Using ITS-2 and mtCytB sequences. Molecular Phylogenetics and Evolution, 41: 279-287.

Martínez-Ibarra J.A., P.M. Salazar, M. Solorio, M. Cabrera, M. Novelo, M. Vences, J. Montes & B. Nogueda, 2008. Influence of temperature and humidity on the biology of Triatoma mexicana (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) under laboratory conditions. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz, 103: 719-723.

Martínez-Ibarra J.A., Y. Guillén, I. Delgadillo, F. Zumaya, G. Rocha, P. Salazar, R. Alejandre, G. Villalobos & B. Nogueda, 2011. Biological and genetic aspects of crosses between phylogenetically close species of mexican triatomines (Hemiptera: Reduviidae). Journal of Medical Entomology, 48: 705-707.

Martínez-Ibarra, J.A., N. Bárcenas, J. Nápoles, B. Nogueda & M. Rodríguez, 2006. Diferencias métricas entre poblaciones de Meccus longipennis (Usinger) (Hemiptera: Reduviidae) en el occidente de México. Folia Entomologica Mexicana, 45: 83-90.

Mazzotti, L., 1940. Una especie rara de Triatoma. Triatoma mexicana (H. Schaeffer, 1848). Medicina. Revista Mexicana, 359: 127-131.

Salazar, P.M., G. Rojas, M. Cabrera, M. Bucio, J. Martínez-Ibarra, M.C. Monroy, A. Rodas, Y. Guevara, M. Vences, A. Ruiz & E. Torres, 2010. Revisión de 13 especies de la familia Triatominae (Hemiptera: Reduviidae) vectores de la enfermedad de Chagas, en México, Journal of the Selva Andina Research Society, 1: 57-80.

Salazar, P.M., J. Rosales, G. Rojas, M. Cabrera, M. Vences & J. López, 2007. Triatoma mexicana (Hemiptera: Reduviidae) in Guanajuato, Mexico: House infestation and seasonal variation. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz, 102: 803-807.

Schofield, C.J. & C. Galvão, 2009. Classification, evolution and species groups within the Triatominae. Acta Tropica, 110: 88-100.

Vidal, V., S. Ibáñez & C. Martínez, 2000. Infección Natural de chinches Triatominae con Trypanosoma cruzi asociadas a la vivienda humana en México. Salud Pública México, 42: 496-503.

Villagrán, M.E., C. Marín, A. Hurtado, M. Sánchez-Moreno & J.A. de Diego, 2008. Natural infection and distribution of triatomines (Hemiptera: Reduviidae) in the state of Querétaro, Mexico. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, 102: 833-888.

Zárate L. & R. Zárate, 1985. A checklist of the Triatominae (Hemiptera: Reduviidae) of Mexico, International Journal of Entomology, 27: 102-127.


**********


e-ISSN 1983-0572

73


Schettino, P.M.S., G.E.R. Wastavino, J.S.R. Piña, M.O.V. Blanco, M.C. Bravo, 2013. Triatoma mexicana Herrich-Schaeffer (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) Descripción de la Genitalia Externa del Macho y Morfología Externa de la Hembra. EntomoBrasilis, 6(1): 68-73. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/275. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.275






A List of Current Valid Blow Fly Names (Diptera: Calliphoridae) in the Americas South of Mexico with Key

to the Brazilian Species*Cecília Kosmann¹, Rubens Pinto de Mello², érica Sevilha Harterreiten-Souza¹, José Roberto Pujol-Luz¹

1. Universidade de Brasília, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected], [email protected]. 2. Fundação Oswaldo Cruz, e-mail: [email protected].

_____________________________________


Ta

xon

omia

e S

iste

má

tica

Abstract. The calliphorids flies comprise a heterogenous family found in all zoogeographical regions, with over 1,000 species and 150 genera described. The blow flies have a great medical and veterinary importance, and can be use in forensic science, especially in order to estimate the postmortem interval. Despite its wide distribution and importance, the group presents many taxonomic problems, and many conflicting records regarding the number of species in the Neotropical Region. In this paper, we list all species of Calliphoridae found in the Americas south of Mexico, based on reports in the literature between the years 1960 and 2012. There are 29 genera and 99 species recognized distributed in seven subfamilies: Calliphorinae (three genera and eight species), Chrysomyinae (seven genera and 28 species), Luciliinae (one genus and 17 species), Mesembrinellinae (nine genera and 33 species), Polleniinae (one genus and one species), Rhiniinae (one genus and one species), and Toxotarsinae (seven genera and 11 species). An identification key for the species that occur in Brazil is presented.

Keywords: Biodiversity; Bluebottles; Checklist; Neotropical Region; Taxonomy.

Lista Atualizada de Nomes Válidos de Moscas-Varejeiras (Diptera: Calliphoridae) das Américas ao Sul do México, com uma Chave para as Espécies que Ocorrem no Brasil

Resumo. Os califorídeos constituem uma família heterogênea encontrada em todas as regiões zoogeográficas, com mais de 1.000 espécies e 150 gêneros. As moscas-varejeiras possuem grande importância médica e veterinária, e podem ainda ser utilizadas nas ciências forenses, principalmente para estimar o intervalo pós-morte. Apesar da sua vasta distribuição e importância, o grupo apresenta muitos problemas taxonômicos e diversos registros conflitantes no tocante ao número de espécies presentes na região Neotropical. Neste artigo nós listamos todas as espécies de Calliphoridae encontradas nas Américas ao sul do México, baseadas em registros na literatura entre os anos de 1960 e 2012. Existem 29 gêneros e 99 espécies reconhecidas e distribuídas em sete subfamílias: Calliphorinae (três gêneros e oito espécies), Chrysomyinae (sete gêneros e 28 espécies), Luciliinae (um gênero e 17 espécies), Mesembrinellinae (nove gêneros e 33 espécies), Polleniinae (um gênero e uma espécie), Rhiniinae (um gênero e uma espécie) e Toxotarsinae (sete gêneros e 11 espécies). Uma chave de identificação para as espécies que ocorrem no Brasil é apresentada.

Palavras-Chave: Biodiversidade; Lista; Mosca-varejeira; Região Neotropical; Taxonomia.

_____________________________________

he members of the family Calliphoridae (Schizophora, Calyptratae, Oestroidea) are commonly known as blow flies, bluebottles, cluster flies or greenbottles. They are

worldwide distributed, with over 1,000 species and about 150 genera described (shewell 1987; VaRGas & wooD 2010). Diagnosis for the family and identification keys for the main genera from North and Central Americas were presented by shewell (1987) and VaRGas & wooD (2010), respectively.

The family classification and its phylogeny are still very confusing. The most recent attempt (kutty et al. 2010) reinforces the results presented by RoGnes (1997) that the family does not appear to form a monophyletic group.

The necrophagous feeding habit of the blow flies is associated with numerous miths of the human history as a pest to man, and sometimes associated with gods or divinities (thoMPson & Pont 1993; PaPaVeRo et al. 2010). The blow flies have medical and veterinary importance since their larvae can cause myiasis in man and other animals. They can also act as mechanical vectors for several pathogens of human and animal’s diseases (zuMPt 1965; GuiMaRães et al. 1983; hall & wall 1995). The calliphorids have a wide variety of habits, and can be found visiting flowers

(JiRon & heDstRöM 1985), excrement, termite nest-mounds and driver-ant columns (Pont 1980), as well as in decomposing plant and animal (byRD & CastneR 2001; CaRteR et al. 2007). The blow flies can be used as indicators of anthropogenic environments in urban ecology (nuoRteVa 1963; PolVony 1971), in the ecology of the decomposition process (CaRteR et al. 2007), and as a powerful tool to the estimate the postmortem interval (PMI) in forensic entomology (keh 1985; beneCke 2001; MoRton & loRD 2006; aMenDt et al. 2007; PuJol-luz et al. 2008).

However, the lack of studies on the diversity of the family in tropical biomes, as well as the biology and ecology of the species, seems to be an obstacle to the knowledge of this group of insects in Latin America.

Although few authors have contributed to the knowledge of Calliphoridae in the Neotropical Region, between 1960 and 2012, important partial reviews and catalogs of the blowfly species described the diversity of Calliphoridae in different biogeographical sub-regions, specially in West Indies, Venezuela,

*This research was founded by CNPq, FAPDF/CNPq, FAPESP/CNPq



75A List of Current Valid Blow Fly Names (Diptera: Calliphoridae… Kosmann et al.

e-ISSN 1983-0572

Colombia, Brazil and Argentina (i.e., JaMes 1955, 1966, 1970, 1971; Mello 1961, 1967, 1996, 2003; GuiMaRães 1977; MaRiluis & PeRis 1984; DeaR 1985; MaRiluis 2002; PaPe et al. 2004; aMat et al. 2008; aMat 2009, 2010; CaRValho & Mello-Patiu 2008; whitwoRth 2010, 2012). Among those authors that worked with neotropical blow flies, we highlight GaRCia (1952), Mello (1961, 1962, 1965, 1967, 1968, 1969a, 1969b, 1972a, 1972b, 1974, 1978, 1996, 2003), MaRiluis (1978a, 1978b, 1979, 1980, 1981a, 1981b, 1982, 1983, 1987), PeRis & MaRiluis (1984), MaRiluis & aValos (1987), MaRiluis et al. (1990, 1994), CaRValho & CouRi (1991), González-MoRa et al. (1998), PeRis et al. (1998), CaRValho & RibeiRo (2000), as well as FloRez & wolFF (2009).

During several decades, even today, it is common to see misidentification in the blow flies species, as some authors grouping certain taxa while other authors split them. This scenario is well observed in the subfamily Toxotarsinae (loPes & albuqueRque 1982). Although there are some experts on Neotropical Calliphoridae, there is no consensus on the number of species or sub-families occurring in the tropical Americas. This obviously reflects the lack of taxonomic studies, a vicious circle especially for studies of diversity or to younger students who do not even know how many species occur in the Americas. In the Neotropical Region is still notable the almost complete lack of taxonomic knowledge of these flies in the Andean sub-regions, sub-Andean, desert and semi-arid. We highlight the catalogs and the contributions of stone et al. (1965), JaMes (1966, 1970), DeaR (1979, 1985), GuiMaRães & PaPaVeRo (1999), whitwoRth (2010), as good references to the knowledge of the diversity of American species.

The lack of knowledge combined with the different points of view of several authors led to misunderstandings in the use of names and imply in taxonomic issues often discussed in the literature of the group for the Neotropical Region, but that are never resolved (JaMes 1970; MaRilius & PeRis 1984; DeaR 1985; Mello 2003; CaRValho & Mello-Patiu 2008). According to the catalog of JaMes (1970), followed with some changes in DeaR (1985) and Mello (2003) about 90 species, 22 genera and four subfamilies (Mesembrinellinae, Chrysomyinae, Calliphorinae and Toxotarsinae) were registered in the Neotropical Region.

The purpose of this paper is to provide a list of species of Calliphoridae that occur in the Americas south of Mexico, as well as an identification key to the blow fly species found in Brazil.


The geographical delimitation used in this work follows MoRRone (2004). The author considers the Neotropical Region with the following subregions: Caribbean, Amazon, Chaqueña and Paranaense. Some species mentioned here reach the limits of distribution and invade the southernmost South American transition zones and the Andean Region. Only the records of the distribution in the Neotropical Region were included.

The list of names of Calliphoridae’s taxa occurring in the Americas south of Mexico presented here is based on the available literature between 1960 and 2012. We did not examine any type material and nomenclatural problems are not discussed. Here we adopt the current opinions and eventually made some taxonomic notes based on current references (stone et al. 1965; JaMes 1966, 1970; DeaR 1979, 1985; Pont 1980; kuRahashi 1989) and the Systema Dipterorum (PaPe & thoMPson 2010). We examined specimens of the Neotropical Region deposited in the collections of Fundação Instituto Oswaldo Cruz (FIOCRUZ) in Rio de Janeiro, in the Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo (MZUSP), in the Coleção Entomológica do Departamento de Zoologia da Universidade de Brasília (DZUNB) and in the Colección Entomológica de la Universidad de Antioquia, Medellin, Colombia (CEUA). Taxonomic notes are indicated in the text with numbers, whenever necessary and listed after the

identification key.

In this paper, we considered Mesembrinellinae as a subfamily of Calliphoridae based on the works of RoGnes (1986) and toMa & CaRValho (1995). We used the classification of subfamilies presented by RoGnes (1997), and the autapomorfies of each subfamily present in the Americas south of Mexico, according to the author, are listed below. Mesembrinellinae. Methatoracic spiracle with a single large reniform lappet. Female present crossed interfrontal setae, and a very long, narrow and distally tapering spermathecae. Chrysomyinae. A row of setae along the anteroventral edge of the metathoracic spiracle. Calliphorinae. Lower calypter hairy above, anterior half of the anepimeron invaded by setae from behind. Luciliinae. Presence of a green setose metallic sclerite posteriorly on the supra-squamal ridge. Polleniinae. More or less developed facial carina and unarmed condition of the acrophallus. Rhiniinae. Quite uniform and characteristic adeagus, occiput with a hairless shining submarginal band, spinous setae at upper end of bacilliform sclerites, lobes of male 5th sternite often with spines apically, lower calypter usually narrow, stem vein that is setose on the upper surface. Toxotarsinae. Setulose ventral surface of the stem vein and two marginal scutellar setae.

The key presented here is based on Mello (2003) with modifications. We did not include Lucilia mexicana, and Lucilia japuhybensis Mello, 1961, as their records are scarce and/or doubtful in Brazil (Mello 1961 or see notes). Lucilia purpurencens (Walker, 1837) was also not included since that in the only published key (CaRValho & RibeiRo 2000) with this species, the characters used to separate it from Lucilia eximia (Wiedemann, 1819) are based primarily in color, wich we find quite doubtful. The morphological characters used to identify and separate Chrysomya rufifacies (Macquart, 1843) and Chrysomya putoria (Wiedemann, 1818) were taken from silVa et al. (2012). The terminology adopted for the key follows MCalPine (1981).

RESULTS

In the checklist we recognize 29 genera and 99 species distributed in seven subfamilies: Calliphorinae (three genera and eight species), Chrysomyinae (seven genera and 27 species), Luciliinae (one genus and 17 species), Mesembrinellinae (nine genera and 33 species), Polleniinae (one genus and one species), Rhiniinae (one genus and one species), and Toxotarsinae (seven genera and 11 species). All exotic species are marked as (*E).

We listed 38 species in the key, all of them occurring in Brazil and some in the border regions of south american contries.

Checklist

Subfamily CALLIPHORINAE

Genus Blepharicnema Macquart, 1843

splendens Macquart, 1843:284. Type-locality: “unknown”. Neotropical: Bolivia, Colombia, Ecuador, Peru, Venezuela.

Genus Calliphora Townsend, 1908

irazuana Townsend, 1908:118. Type-locality: Costa Rica, Irazu. Neotropical: Costa Rica, El Salvador, Guatemala, Mexico.

lopesi Mello, 1962:270. Type-locality: Brazil, Rio de Janeiro, Teresópolis. Neotropical: Brazil, Uruguay.

maestrica Peris, Gonzalez-Mora, Fernandez & Peris, 1998:49. Type-locality: Cuba, Santiago, Serra Maestra. Neotropical: Cuba, Dominican Republic, Jamaica.

nigribasis Macquart, 1851:215. Type-locality: Colombia. Neotropical: Argentina, Bolivia, Colombia, Ecuador, Peru,


e-ISSN 1983-0572

76

Venezuela.

triseta Whitworth, 2012:18. Type-locality: Costa Rica, San Jose, San Gerardo de Dota. Neotropical: Costa Rica, El Salvador, Mexico.

vicina Robineau-Desvoidy, 1830:435. Type-locality: U.S.A., Pensylvania, Philadelphia. Neotropical: Argentina, Brazil, Colombia, Chile south to Tierra del Fuego, Cuba, Panama, Uruguay.

Genus Metallicomyia Röder, 1886

elegans (Röder), 1886:268 [Chalcomyia]. Type-locality: Ecuador, RioBamba. Neotropical: Ecuador.

Subfamily CHRYSOMYINAE

Genus Chloroprocta Wulp, 1896

idioidea (Robineau-Desvoidy), 1830:445 [Chrysomya]. Type-locality: Brazil. Neotropical: Argentina, Bahamas, Brazil, Colombia, Costa Rica, Cuba, Ecuador, El Salvador, French Guyana, Guatemala, Guyana, Mexico, Nicaragua, Panama, Paraguay, Peru, Trinidad and Tobago, USA, Venezuela. [1]

Genus Chrysomya Robineau-Desvoidy, 1830

albiceps (Wiedemann), 1819:38 [Musca]. Type-locality: South Africa, Cape of Good Hope. Neotropical (*E): Argentina, Bolivia, Brazil, Colombia, Dominica, Guatemala, Nicaragua, Paraguay, Peru, Puerto Rico, Uruguay, Venezuela.

chloropyga (Wiedemann), 1818:44 [Musca]. Type-locality: South Africa, Western Cape Province, Cape of Good Hope. Neotropical (*E): Argentina.

megacephala (Fabricius), 1794:317 [Musca]. Type-locality: “Guinea”, [error =? “Ex. Ind. Or.” See Patton, 1925:179]. Neotropical (*E): Argentina, Brazil, Colombia, Dominica, Dominican Republic, Greater Antilles, Jamaica, Nicaragua, Puerto Rico, Peru.

putoria (Wiedemann), 1818:403 [Musca]. Type-locality: Sierra Leone. Neotropical (*E): Argentina, Bolivia, Brazil, Colombia, Panama, Paraguay, Peru. [2]

rufifacies (Macquart), 1843:303 [Lucilia]. Type-locality: “Nouvelle-Hollande”, Australia. Neotropical (*E): Argentina, Brazil, Colombia, Cuba, Dominica, Guatemala, Jamaica, Mexico, Puerto Rico. [3]

Genus Cochliomyia Townsend, 1915

aldrichi Del Ponte, 1938:274. Type-locality: Bahama Islands, San Salvador Is. Neotropical: Bahamas, Bermuda, British Virgin Islands, Cayman Islands, Cuba, El Salvador, Puerto Rico, USA (Florida Keys).

hominivorax (Coquerel), 1858:173 [Lucilia]. Type-locality: “Guyana”. Neotropical: Argentina, Brazil, Chile, Colombia, Costa Rica, Cuba, Dominican Republic, French Guyana, Greater Antilles, Guatemala, Jamaica, Mexico, Nicaragua, Parama, Peru, Puerto Rico, Trinidad and Tobago, Uruguay.

macellaria (Fabricius), 1775:776 [Musca]. Type-locality: “West Indies”. Neotropical: Argentina, Bahamas, Belize, Bermudas, Bolivia, Brazil, Caribe, Chile, Colombia, Costa Rica, Cuba, Dominican Republic, Ecuador, Greater Antilles, Guatemala, Guyana, Honduras, Jamaica, Mexico, Nicaragua, Panama, Paraguay, Peru, Trinidad and Tobago, Uruguay, Venezuela. [4]

minima Shannon, 1926:124. Type-locality: West Indies, Santo Domingo, San Francisco M’ts. Neotropical: British

Virgin Islands, Cuba, Dominican Republic, Jamaica, Puerto Rico, Santo Domingo, USA (Florida Keys). [5]

Genus Compsomyiops Townsend, 1918

alvarengai (Mello), 1968:188 [Paralucilia]. Type-locality: Bolivia, La Paz, El Alto. Neotropical: Bolivia, Chile, Ecuador, Peru.

arequipensis (Mello), 1968:187 [Paralucilia]. Type-locality: Peru, Arequipa. Neotropical: Bolivia, Colombia, Ecuador, Peru.

callipes (Bigot), 1877:249 [Somomya]. Type-locality: “Mexico”. Neotropical: USA to Bolivia. [6]

fulvicrura (Robineau-Desvoidy), 1830:446 [Chrysomya]. Type-locality: Uruguay, Montevideo. Neotropical: Mexico to Chile, Argentina, Bolivia, Brazil, Guyana, Uruguay.

melloi Dear, 1985:155. Type-locality: “Mexico”. Neotropical: Colombia, Mexico.

verena (Walker), 1849:874 [Musca]. Type-locality: “Venezuela”. Neotropical: Argentina, Colombia, Costa Rica, Peru, Venezuela.

Genus Hemilucilia Brauer, 1895

benoisti Séguy, 1925b:440. Type-locality: “French Guyana”. Neotropical: Brazil, Colombia, Costa Rica, French Guyana, Guyana, Peru, Venezuela.

melusina Dear, 1985:134. Type-locality: Peru. Neotropical: Colombia, Peru.

segmentaria (Fabricius), 1805:292 [Musca]. Type-locality: “South America”. Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Chile, Colombia, Costa Rica, Ecuador, El Salvador, Guatemala, Guyana, Mexico, Panama, Paraguay, Peru, Trinidad and Tobago.

semidiaphana (Rondani), 1850:177 [Mya]. Type-locality: Brazil, São Paulo, São Sebastião Is. Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Colombia, Costa Rica, Ecuador, Guatemala, Guyana, Panama, Paraguay, Peru, Trindad and Tobago, Venezuela. [7]

souzalopesi Mello, 1972b:132. Type-locality: Brazil. Neotropical: Argentina, Brazil.

townsendi Shannon, 1926:125. Type-locality: Peru, Yahuarmayo. Neotropical: Colombia, Peru.

Genus Paralucilia Brauer & Bergenstamm, 1891

borgmeieri (Mello), 1969b:313 [Myolucilia]. Type-locality: Brazil, Goiás, Campinas. Neotropical: Brazil.

fulvinota (Bigot), 1877:251. [Somomyia]. Type-locality: Mexico. Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Chile, Colombia, Costa Rica, Ecuador, Guatemala, Guyana, Mexico, Peru, Venezuela.

nigrofacialis (Mello), 1969b:308 [Myolucilia]. Type-locality: Brazil, Rio de Janeiro, Angra dos Reis. Neotropical: Brazil.

paraensis (Mello), 1969b:305 [Myolucilia]. Type-locality: Brazil, Pará, Belém. Neotropical: Brazil, Colombia, Costa Rica, Guatemala, Guyana, Panama, Paraguay, Peru, Surinam, Venezuela. [8]

pseudolyrcea (Mello), 1969b:310 [Myolucilia]. Type-locality: Brazil, Santa Catarina, Nova Teutônia. Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Colombia, Paraguay. [9]


e-ISSN 1983-0572

Genus Phormia Robineau-Desvoidy, 1830

regina (Meigen), 1826:58 [Musca]. Type-locality: Germany. Neotropical (*E): Bahamas.

Subfamily LUCILIINAE

Genus Lucilia Robineau-Desvoidy, 1830

cluvia (Walker), 1849:885 [Musca]. Type-locality: West Indies. Neotropical: Anguilla, Argentina, Colombia, Cuba, Guatemala, Honduras, Martinique, Mexico, Nicaragua, Puerto Rico, Souheastern USA.

coelureiviridis Macquart, 1855:133. Type-locality: U.S.A., Maryland, Baltimore. Neotropical: Cuba, Guatemala.

cuprina (Wiedemann), 1830:654 [Musca]. Type-locality: “China”. Almost world-wide. Neotropical (*E): Argentina, Bermuda, Brazil, Colombia, Cuba, Haiti, Jamaica, Peru, Puerto Rico, Trindad, Uruguay, Venezuela, Virgin Islands.

deceptor (Curran), 1934:166 [Virindisula]. Type-locality: Galápagos Islands, North Seymour (Baltra). Neotropical: Ecuador.

eximia (Wiedemann), 1819:53 [Musca]. Type-locality: “Brazil”. Neotropical: Argentina, Barbados, Brazil, Chile, Colombia, Costa Rica, Dominica, Dominican Republic, Ecuador, Guatemala, Grenada, Guadeloupe, Mexico, Nicaragua, Peru, Puerto Rico, St. Vincent, Trindad, Venezuela, Virgin Islands.

fayeae Whitworth, 2010:22. Type-locality: Dominica, West Indies. Neotropical: Dominica, Puerto Rico, Saint Lucia, Saint Vicent.

ibis Shannon, 1926:132. Type-locality: Peru, Huadquiña. Neotropical: Peru.

japuhybensis Mello, 1961:274. Type-locality: Brazil, Rio de Janeiro, Angra dos Reis, Japuíba. Neotropical: Brazil.

lucigerens (James), 1971:384 [Phaenicia]. Type-locality: Jamaica. Neotropical: Jamaica.

mexicana (Macquart), 1843:300 (separate, p. 143) [Lucilia]. Type-locality: “Mexico”. Neotropical: Southwestern USA, Mexico, Guatemala. Hall (1948) says south to Brazil.

pionia (Walker), 1849:880 [Musca]. Type-locality: Galapagos Islands. Neotropical: Ecuador.

problematica Johnson, 1913:448. Type-locality: Bermuda, West Indies. Neotropical: Bermuda, uncommon, according to Hall (1948).

purpurescens (Walker), 1837:355 [Musca]. Type-locality: Brazil, Santa Catarina. Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Colombia, Costa Rica, Guatemala, Mexico, Peru, Venezuela.

rica Shannon, 1926:132. Type-locality: West Indies, Antigua. Neotropical: Antigua, Bermuda, Guadeloupe, Haiti, Puerto Rico, Saint Lucia.

retroversa (James), 1971:382 [Phaenicia]. Type-locality: Bahamas. Neotropical: Bahamas, Cayman Islands, Cuba, Dominican Republic, Haiti, Puerto Rico.

sericata (Meigen), 1826:53 [Musca]. Type-locality: “Germany”. Almost World-wide. Neotropical (*E): Argentina, Bermuda, Brazil, Chile, Colombia, Peru, Venezuela.

setosa (James), 1966:479 [Phaenicia (Viridinsula)]. Type-locality: Galapagos Islands, Darwin Island. Neotropical: Ecuador.

Subfamily MESEMBRINELLINAE

Genus Albuquerquea Mello, 1967

latifrons Mello, 1967:10. Type-locality: Brazil, Rio de Janeiro, Petrópolis. Neotropical: Brazil.

Genus Eumesembrinella Townsend, 1931

benoisti (Séguy), 1925a:196 [Ochromyia]. Type-locality: French Guyana. Neotropical: Brazil, French Guyana, Guyana, Venezuela.

cyaneicincta (Surcouf), 1919:69 [Ochromyia]. Type-locality: Brazil. Neotropical: Brazil. [10]

quadrilineata (Fabricius), 1805:286 [Musca]. Type-locality: “America meridionalis”. Neotropical: Bolivia, Brazil, Colombia, French Guyana, Guyana, Peru, Venezuela.

randa (Walker), 1849:852 [Dexia]. Type-locality: Brazil. Neotropical: Bolivia, Brazil, Colombia, French Guyana, Guyana, Surinam, Venezuela.

Genus Giovanella Bonatto, 2005

bolivar Bonatto, 2005:884. Type-locality: Venezuela, Bolivar, Kayanayén. Neotropical: Venezuela.

Genus Henriquella Bonatto, 2005

spicata (Aldrich), 1925:13 [Mesembrinella]. Type-locality: Costa Rica, La Suiza de Turrialba. Neotropical: Colombia, Costa Rica.

Genus Huascaromusca Towsend, 1918

aeneiventris (Wiedemann), 1830:376 [Dexia]. Type-locality: Brazil. Neotropical: Brazil, Colombia, Costa Rica, Ecuador, Panama, Peru.

bequaerti (Séguy), 1925a:195 [Mesembrinella]. Type-locality: Peru. Neotropical: Peru.

decrepita (Séguy), 1925a:195 [Mesembrinella]. Type-locality: Colombia. Neotropical: Colombia, Venezuela.

lara Bonatto, 2005:888. Type-locality: Venezuela, Lara, Yacambu. Neotropical: Venezuela.

purpurata (Aldrich), 1922:16 [Mesembrinella]. Type-locality: Brazil, Espírito Santo. Neotropical: Brazil, Ecuador, Peru.

semiflava (Aldrich), 1925:14 [Mesembrinella]. Type-locality: Costa Rica, La Suiza de Turrialba. Neotropical: Costa Rica.

uniseta (Aldrich), 1925:13 [Mesembrinella]. Type-locality: Costa Rica, La Suiza de Turrialba. Neotropical: Costa Rica.

vogelsangi Mello, 1967:46. Type-locality: Venezuela, Aragua. Neotropical: Venezuela.

Genus Laneella Mello, 1967

nigripes Guimarães, 1977:57. Type-locality: Brazil, São Paulo, Salesópolis. Neotropical: Brazil, Paraguay.

perisi (Mariluis), 1987:107. Type-locality: Ecuador, Napo, Lago Agrio. Neotropical: Brazil, Colombia, Ecuador.

Genus Mesembrinella Giglio-Tos, 1893

abaca (Hall), 1948:68 [Huascaromusca]. Type-locality: Barro Colorado Island, Canal Zone, Panama. Neotropical: Costa Rica, Nicaragua, Panama.

apollinaris Séguy, 1925a:196. Type-locality: Colombia,


e-ISSN 1983-0572

78

Villavicencio. Neotropical: Colombia.

batesi Aldrich, 1922: 15. Type-locality: Brazil, Amazonas. Neotropical: Brazil, Colombia, Peru.

bellardiana Aldrich, 1922:21 [Mesembrinella (Mesembolia)]. Type-locality: Brazil, Espírito Santo. Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Ecuador, French Guyana, Guyana, Mexico, Paraguay, Venezuela. [11]

bicolor (Fabricius), 1805:201 [Musca]. Type-locality: “America meridionalis”, Copenhagen. Neotropical: Mexico to Panama. South America, except Chile and South Argentina.

brunnipes Surcouf, 1919:78. Type-locality: Bolivia. Neotropical: Bolivia.

currani Guimarães, 1977:27. Type-locality: Brazil, Pará, Maloquinha. Neotropical: Brazil.

flavicrura Aldrich, 1925:16. Type-locality: Costa Rica, La Suiza de Turrialba. Neotropical: Costa Rica, Panama.

peregrina Aldrich, 1922:22. Type-locality: Brazil, Espírito Santo. Neotropical: Brazil.

pictipennis Aldrich, 1922:11. Type-locality: Bolivia, Yungas de La Paz. Neotropical: Bolivia.

semihyalina Mello, 1967:73. Type-locality: Brazil, Espírito Santo, Parque Sooretama. Neotropical: Brazil.

townsendi Guimarães, 1977:31. Type-locality: Peru, Puno, Fundo Chela. Neotropical: Peru.

umbrosa Aldrich, 1922:12. Type-locality: Costa Rica, Tucurrique. Neotropical: Bolivia, Colombia, Costa Rica, Ecuador, Panama.

xanthorrhina (Bigot), 1887: clxxx. Type-locality: Mexico. Neotropical: Mexico, Panama.

Genus Souzalopesiella Guimarães, 1977

facialis (Aldrich), 1922:17 [Mesembrinella]. Type-locality: Costa Rica, Higuito, San Mateo. Neotropical: Costa Rica, Guatemala, Honduras, Panama, Trindad, Venezuela.

Genus Thompsoniella Guimarães, 1977

anomala Guimarães 1977:54. Type-locality: Venezuela, San Diego. Neotropical: Ecuador, Venezuela.

Subfamily POLLENIINAE

Genus Pollenia Robineau-Desvoidy, 1830

pediculata Macquart, 1834:155. Type-locality [?]. Neotropical (*E): Bahamas. [12]

Subfamily RHINIINAE

Genus Stomorhina Rondani, 1861

lunata (Fabricius), 1805:292 [Musca]. Type-locality: Madeira. Neotropical (*E): Bermuda. [13]

Subfamily TOXOTARSINAE

Genus Chlorobrachycoma Townsend, 1918

maurii (Mariluis), 1981b:104 [Sarconesia]. Type-locality: Ecuador. Neotropical: Ecuador.

splendida Townsend, 1918:155. Type-locality: Peru, Oroya. Neotropical: Bolivia, Colombia, Ecuador, Peru. [14]

Genus Neta Shannon, 1926

chilensis (Walker), 1837:354 [Musca]. Type-locality: “Chile”. Neotropical: Argentina, Bolivia, Chile, Peru.

Genus Roraimomusca Townsend, 1935

roraima Townsend, 1935:70. Type-locality: Venezuela, Mt Roraima. Neotropical: Bolivia, Brazil, Colombia, Ecuador, Venezuela. [15]

Genus Sarconesia Bigot, 1857

chlorogaster (Wiedemann), 1830:359 [Sarcophaga]. Type-localities: Uruguay, Montevideo (originall type-locality), Argentina, Buenos Aires, La Plata (neotype locality; see Dear, 1979:156). Neotropical: Argentina, Bolivia, Brazil, Chile, Paraguay, Peru, Uruguay.

versicolor (Bigot), 1857:302 [Sarconesia]. Type-locality: Chile. Neotropical: Argentina, Bolivia, Chile. [16]

Genus Sarconesiomima Lopes & Albuquerque, 1955

bicolor Lopes & Albuquerque, 1955:105. Type-locality: Chile, Santiago. Neotropical: Chile. [17]

Genus Sarconesiopsis Townsend, 1918

magellanica (Le Guillou), 1842:316 [Calliphora]. Type-locality: “Chile”. Neotropical: Argentina, Bolivia, Chile, Colombia, Ecuador, Peru.

Genus Toxotarsus Macquart, 1851

ambrosianus (Lopes), 1961:456 [Kuschelomyia]. Type-locality: Chile, San Ambrosio Is. Neotropical: Chile. [18]

humeralis (Walker), 1837:348 [Stomoxys]. Type-locality: Chile, Concepción. Neotropical: Chile. [19]

nigrocyaneus (Walker), 1837:354 [Sarcophaga]. Type locality: Chile. Neotropical: Argentina, Chile. [20]

Key to the Brazilian Species of Blow Flies

01. Wing with vein M strongly curvated (Figure 1); posterior thoracic spiracle with only one operculum ....................................... 02. Wing with vein M distinctly angular (Figure 2); posterior thoracic spiracle with two opercula .................................................. 15

02. Interfrontal setae presente; dichoptic males ............................................................................Albuquerquea latifrons Mello, 1967. Interfrontal setae absent; holoptic males ...................................................................................................................................... 03

03. Tarsal claws with a white base ...................................................................................................Laneella nigripes Guimarães, 1977. Tarsal claws with a diferent color from above ................................................................................................................................04

04. Three (3) basal postpronotal setae (Figure 3) ................................................................................................................................05 . Two (2) basal postpronotal setae (Figure 4) .................................................................................................................................. 10


e-ISSN 1983-0572

05. Basal section of stem vein (R1) with setulae on dorsal view (Figure 5) ..........................................................................................06. Basal section of stem vein (R1) bare on dorsal view ...................................................................................................................... 07

06. Subcostal sclerite with setulae (Figure 6) ......................................... .......... Mesembrinella bellardiana Aldrich, 1922 (Figure 15). Subcostal sclerite bare .......................................................................................................Mesembrinella peregrina Aldrich, 1922

07. Abdomen with rough aspect, with pollinosis forming rounded spots at the base of the hairs .......... ................................................ .......................................................................................................................................................... Mesembrinella batesi Aldrich, 1925

. Abdomen different from above .......................................................................................................................................................08

08. Wing with a strong dark band along the costal vein ....................................................... Mesembrinella semyhialina Mello, 1967. Wing without a dark band along the costal vein ........................................................................................................................... 09

09. One to three (1-3) subapical scutellar setae; junction of R2+3 and R4+5 with one setula (Figure 7) .................................................... .................................................................................................................................. Mesembrinella bicolor Fabricius, 1805 (Figure 16)

. Subapical scutellar setae absent; junction of R2+3 and R4+5 with 2-3 setulae ...................Mesembrinella currani Guimarães, 1977

10. Tergite V without discal setae .......................................................................................................................................................... 11. Tergite V with discal setae ............................................................................................................................................................. 14

11. Posterior ridge of the abdominal tergites with distinctly violet stripes ............... Eumesembrinella cyaneicyncta (Surcouf, 1919). Posterior ridge of the abdominal tergites without distinctly violet stripes ................................................................................... 12

12. Tergite IV with a complete series of distinctly marginal setae; mid and hindtibiae black ................................................................. .................................................................................................................................. Eumesembrinella quadrilineata (Fabricius, 1805)

. Tergite IV only with lateral marginal setae .................................................................................................................................... 13

13. Wing with a strong dark stain along the costal vein ........................................................................................................................... ...................................................................................................................................................Eumesembrinella randa (Walker, 1849)

. Wing without a dark stain along the costal vein ............................................................Eumesembrinella benoisti (Séguy, 1925a)

14. Presutural acrostichal setae absent .................................................................... Huascaromusca aneiventris (Wiedemann, 1830). Presutural acrostichal setae present ........................................................................... Huascaromusca purpurata (Aldrich, 1922)

15. Stem vein (base of vein R) with setulae on dorsal view .................................................................................................................. 16 . Stem vein (base of vein R) without setulae on dorsal view .............................................................................................................34

16. Stem vein (base of vein R) with setulae on ventral view (Figure 8) .................................................................................................17. Stem vein (base of vein R) without setulae on ventral view .......................................................................................................... 18

17. Abdomen metallic and thorax not metallic; postsutural acrostichal setae absent; eyes bare ............................................................ ........................................................................................................................ Sarconesia chlorogaster (Wiedemann, 1830) (Figure 17)

. Abdomen and thorax metallic; 3 postsutural acrostichal setae; eyes with dense pilosity ................................................................ ............................................................................................................................. Roraimomusca roraima Townsend, 1935 (Figure 18)

18. Lower calypter with setulae in the whole surface .......................................................................................................................... 19. Lower calypter bare, or with setulae only in the basal third or internal half ............................................................................... 22

19. Anterior thoracic spiracle brown or gray; male with superior ommatidia enlarged (Figure 9) ........................................................ ................................................................................................................................... .......... Chrysomya megacephala (Fabricius, 1794)

. Anterior thoracic spiracle white; male with uniform ommatidia ..................................................................................................20

20. Proepimeral seta absent ................................................................................................... Chrysomya albiceps (Wiedemann, 1819) . Proepimeral seta present (Figure 10) ............................................................................................................................................. 21

21. Males: outer vertical setae usually absent; female: tergite V without dorsal cleft in the posterior margin ...................................... ...................................................................................................................................................Chrysomya putoria (Wiedemann, 1818)

. Males: outer verical setae present; female: tergite V with a dorsal cleft in the posterior margin .................................................... ................................................................................................................................................... Chrysomya rufifacies (Macquart, 1843)

22. Lower calypter bare in the whole surface .......................................................................................................................................23. Lower calypter with setulae in the basal third or internal half .................................................................................................... 27

23. Black legs; wings with dark maculae restricted to the costal margin ................................................................................................. ................................................................................................................ Chloroprocta idioidea (Robineau-Devoidy, 1830) (Figure 19)

. Yellow legs; wings with maculae in the distal third ..................................................................................................................... 24

24. Anterior and posterior thoracic spiracles yellow; 3 presutural dorsocentral setae ...................................................................... 25. Anterior thoracic spiracle yellow and posterior thoracic spiracle brown; 2 presutural dorsocentral setae ................................ 26


e-ISSN 1983-0572

80

25. 4 postpronotal bristles .................................................................................................. Hemilucilia segmentaria (Fabricius, 1805). 3 postpronotal bristles ............................................................................................................... Hemilucilia benoisti Séguy, 1925b

26. Occiput black ........................................................................................... Hemilucilia semidiaphana (Rondani, 1850) (Figure 20). Occiput black in the superior half and yellow in the inferior half ........................................ . Hemilucilia souzalopesi Mello, 1972

27. Palpus short and filiform ................................................................................................................................................................ 28. Palpus normal .................................................................................................................................................................................29

28. Tergite V with dense white pollinosity in ventral surface; females with brown basicosta ................................................................ ................................................................................................................................................ Cochliomyia macellaria (Fabricius, 1775)

. Tergite V with dense black pollinosity in ventral surface; females with black basicosta .................................................................. ..............................................................................................................................................Cochliomyia hominivorax (Coquerel, 1858)

29. Red legs; presutural dorsocentral setae absent; hair in the basal third of the dorsal surface of the lower calypter (Figure 11) ...... ........................................................................................................................... Compsomyiops fulvicrura (Robineau-Desvoidy, 1830)

. Black legs; presutural dorsocentral setae present; hair in the internal half of the dorsal surface of the lower calypter (Figure 12) ................................................................................................................................................................................................................ 30

30. Mesonotum with metallic shine; prescutum, when viewed from behind, with dense silver pollinosity, but without forming distinct longitudinal stripes ................................................................................................................................................................................ 31

. Mesonotum without mettalic shine; prescutum, when viewed from behind, with three black stripes reaching the scutellum that are separated by stripes of silver gray pollinosity .................................................................................................................................32

31. Three (3) postsutural acrostichal setae; 1 intra-alar seta; sternite V not strongly split; upper calypter bare ................................... ............................................................................................................................................................Paralucilia fulvinota (Bigot, 1877)

. One (1) postsutural acrostichal seta; 2 intra-alar setae; sternite V strongly split; upper calypter with hairs on the dorsal surface ......................................................................................................................................................Paralucilia nigrofacialis (Mello, 1969)

32. Postgenal bristles shinny white ............................................................................................. Paralucilia borgmeieri (Mello, 1969). Postgenal bristles shinny orange ....................................................................................................................................................33

33. Yellow head; fronto-orbital plate recovered with silver hairs; weak pair of ocelar bristles; 2 postsutural acrostichal setae; 3 presutural dorsocentral setae; 3 postpronotal setae .......................................................................Paralucilia paraensis (Mello, 1969)

. Red head; fronto-orbital plate recovered with golden hairs; ocelar bristles long and proclinate; 3 postsutural acrostichal setae; 4 presutural dorsocentral setae; 4 or 5 postpronotal setae ...................................................... Paralucilia pseudolyrcea (Mello, 1969b)

34. Lower calypter bare on dorsal surface; parafacial usually entirely bare ........................................................................................35. Lower calypter with hairs on dorsal surface; parafacial partially with hairs ............................................................................... 37

35. Two (2) postsutural acrostichal setae (Figure 13) ....................................................Lucilia eximia (Wiedemann, 1819) (Figure 21). Three (3) postsutural acrostichal setae (Figure 14) ........................................................................................................................36

36. Body brass-colored; 2-4 postpronotal setae ........................................................................... Lucilia cuprina (Wiedemann, 1830). Body green or metallic blue; 6-8 postpronotal setae ......................................................................Lucilia sericata (Meigen, 1826)

37. Gena red; 3 presutural acrostichal setae; blue abdomen with silvery pollinosity .............................................................................. ......................................................................................................................... Calliphora vicina Robineau-Desvoidy, 1830 (Figure 22)

. Gena brown; 2 presutural acrostichal setae; blue abdomen with dark pollinosity .......................... Calliphora lopesi Mello, 1962

Taxonomic Notes

[1] DeaR (1985) believes that Chloropocta is a monotypic genus with one species (C. idioidea) that has wide distribution and shows variation in color, which is dependent on geographical distribution.

[2] According to personal information (RPM and Dr. Arício Xavier Linhares), the specimens identified as Chrysomya chloropyga (Wiedemann, 1818) in Brazil during the 1970s and 1980s are actually Chrysomya putoria (Wiedemann, 1818). Thus, we strongly believe that C. chloropyga is not present in Brazil.

[3] silVa et al. (2012) recorded the presence of Chrysomya rufifacies for the first time in Brazil (State of Maranhão), increasing the distribution of this exotic species in the Americas. The second author RPM also confirms the presence of this species in the Rio de Janeiro’ State.

[4] DeaR (1985) synonymized Cochliomyia fontanai with

Cochliomyia macellaria, arguing that GaRCia (1952) separated the two species based on size and color, characters that are quite variable in the group.

[5] whitwoRth (2010) says that DeaR (1985) listed Cochliomyia minima occurring in the Florida Keys and that it was probably a mistake, since he had examined numerous specimens of Cochliomyia from this locality and had never found one C. minima.

[6] DeaR (1985) brings Chrysomya wheeleri Hough, 1899 as synonym of Compsomyiops callipes.

[7] DeaR (1985) synonymized Hemilucilia hermalenti with Hemilucilia semidiaphana, however without looking the type.

[8] In his work of 1996, Mello synonymized Paralucilia adespota with Paralucilia paraensis based on the examination of the holotype, description, and drawings of the genitalia.

81

A List of Current Valid Blow Fly Names (Diptera: Calliphoridae… Kosmann et al.

e-ISSN 1983-0572

Figures 1-8. Key charateres. 1. Vein M strongly curvated (Mesembrinella peregrina). 2. Vein M distinctly angular (Lucilia eximia). 3.Three basal postponotal setae (Mesembrinella peregrina). 4. Two basal postpronotal setae (Huascaromusca aeneiventris). 5. R1 with setulae on dorsal view (Mesembrinella peregrina). 6. Subcostal sclerite with setulae in ventral view (Mesembrinella bellardiana). 7. Junction of R2+3 and R4+5 with one setula (Mesembrinella bicolor). 8. Stem vein with setulae in ventral view (Sarconesia chlorogaster).

Figures 9-14. Key charateres (cont.). 9. Head of male with superior ommmatidia enlarged (Chrysomya megacephala). 10. Proepimeral seta present (Chrysomya putoria). 11. Hair in the basal third of the dorsal surface of the upper calypter (Compsomyiops fulvicrura). 12. Hair in the internal half of the dorsal surface of the upper calypter (Paralucilia fulvinota). 13. Two postsutural acrostical setae (Lucilia eximia). 14. Three postsutural acrostical setae (Lucilia cuprina).

Figures 15-22. Habitus lateral view. 15. Mesembrinella bellardiana (Mesembrinellinae). 16. Eumesembrinella quadrilineata (Mesembrinellinae). 17. Sarconesia chlorogaster (Toxotarsinae). 18. Roraimomusca roraima (Toxotarsinae). 19. Chloroprocta idioidea (Chrysomyinae). 20. Hemilucilia semidiaphana (Chrysomyinae). 21. Lucilia eximia (Luciliinae). 22. Calliphora vicina (Calliphorinae).

[9] Mello (1996), based on the type, says that the description of Paralucilia xanthogeneiates from DeaR (1985) agrees perfectly with the description of Paralucilia pseudolyrcea Mello, 1969. Furthermore, the author says there is also overlap in geographic distribution of both species, reasons why he believes that this is a synonym.

[10] We considered Eumesembrinella cyaneicincta (Surcouf, 1919) as a valid name instead of the subspecies of GuiMaRães (1977) (Eumesembrinella cyaneicincta cyaneicincta Surcouf, 1919 and Eumesembrinella cyaneicincta pausiceta Aldrich, 1922). The choice was made based on the Systema Dipterorum.

[11] We considered Mesembrinella bellardiana (Aldrich, 1922) as a valid name instead of the subspecies of GuiMaRães (1977) (Mesembrinella bellardiana bellardiana Aldrich, 1922 and Mesembrinella bellardiana fuscicosta Séguy, 1925). The choice was made based on the Systema Dipterorum.

[12] whitwoRth (2010) says that one specimen of Pollenia pediculata is known from Bahamas, and this presence is almost certainly the result of an introduction.


e-ISSN 1983-0572

82

[13] This is the only Rhiniinae known in the New World, according to whitwoRth (2010).

[14] DeaR (1979) considered the genus Chlorobrachycoma as a synonym of the genus Sarconesia. Nevertheless, loPes & albuqueRque (1982) restaured it, based on the holotype. They were followed by MaRiluis & PeRis (1984).

[15] In 1978, Mello redescribed Roraimomusca roraima, with ilustrations of head and genitalia that were unknown up until then. One year later, DeaR made a new combination, moving the species to the genus Sarconesia without citing Mello’s work (1978). loPes & albuqueRque (1982) considered Roraimomusca as a valid genus based on Mello’s (1978) work and on the fact that “Dear mixed in the same genus (Sarconesia), Sarconesiopsis magellanica, with typical Calliphorid-like male genitalia and Sarconesia chlorogaster with a peculiar male genitalia”. After that, in 1984, Mariluis & Peris moved the species to the genus Chlorobrachycoma without observing any type. In the Systema Dipterorum the name appears under the genus Sarconesia, but the record lacks authority and revision date. We decided to follow Mello (1978) and loPes & albuqueRque (1982), considering the observation of type material, vast experience, and deep knowlodge of the group by these authors.

[16] loPes & albuqueRque (1982) erected Sarconesia versicolor to a new genus, Sarconesisca. Later, MaRiluis & PeRis (1984) moved the species to the genus Chlorobrachycoma. Despite all the changes, we believe that is more conservative to mantain the species under the name of Sarconesia versicolor, since DeaR (1979) was the only author who looked the lectotype.

[17] DeaR (1979) said that Sarconesiomima bicolor is a synonyme of Sarconesia dichroa Schiner, based on a neotype designed by himself. However, loPes & albuqueRque (1982) affirmed that DeaR (1979) didn’t look any type material of Schiner’s species and that the description may have been done based on a specimen of Sarconesia chlorogaster.

[18] Based on the holotype of Kuschelomyia ambrosiana, DeaR (1979) proposed a new combination, moving the species to the genus Toxotarsus, as cited in the Systema Dipterorum.

[19] Based on the holotype of Callyntropyga humeralis, DeaR (1979) proposed a new combination, moving the species to the genus Toxotarsus, as cited in the Systema Dipterorum.

[20] DeaR (1979) said that Toxotarsus rufipalpis and Toxotarsus fuscipennis are synonymes of Toxotarsus nigrocyaneus, which loPes & albuqueRque (1982) considered as species inquirenda of Calliphoridae. However, MaRiluis & PeRis (1984), based on the types, agreed with DeaR (1979).

ACKNOWLEDGEMENTS

To CNPq, FAPDF/CNPq, and FAPESP/CNPq for the grants. To Dr. Carlos Eduardo Guimarães Pinheiro, Universidade de Brasília, Brazil, for reviewing the manuscript. To our friend Mrs. Dione Seripierri, Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo, Brazil, for invaluable help in obtaining literature. We are indebted with Dr. Carlos J. E. Lamas, Universidade de São Paulo, Brazil, and Dra. Marta Wolff, Universidad de Antioquia, Medellin, Colombia, for the loan and acess to the information and some material used in this paper.

REFERENCES

Aldrich, J.M., 1922. The Neotropical muscoid genus Mesembrinella Giglio-Tos and other testaceous muscoid flies. Proceedings of the United States National Museum, 62: 1-24.

Aldrich, J.M., 1925. New Diptera or two-winged flies in the United States National Museum. Proceedings of the United

States National Museum, 66: 1-36.Amat, E., 2009. Contribuición al conocimiento de las

Chrysomyinae y Toxotarsinae (Diptera: Calliphoridae) de Colombia. Revista Mexicana de Biodiversidad, 80: 693-708.

Amat, E., 2010. Notes on necrophagous flies (Diptera: Calyptratae) associated to fish carrion in Colombian Amazon. Acta Amazonica, 40: 397-400.

Amat, E., M.C. Vélez & M. Wolff, 2008. Clave ilustrada para la identificación de los géneros y las especies de califóridos (Diptera: Calliphoridae) de Colombia. Caldasia, 30: 231-244.

Amendt, J., C.P. Campobasso, E. Gaudry, C. Reiter, H.N. Leblanc & M.J.R. Hall, 2007. Best practice in forensic entomology - Standards and guidelines. International Journal of Legal Medicine, 121: 90-104.

Benecke, M., 2001. A brief history of forensic entomology. Forensic Science International, 120: 2-14.

Bigot, J.M.F., 1857. Diptères nouveaux: Provenant du Chili. Annales de la Société Entomologique de France, 5: 277-308.

Bigot, J.M., 1877. Diptères nouveaux ou peu connus. 7e partie, IX: Genre Somomyia (Rondani) Lucilia (Rob.-Desv.). Calliphora, Phormia, Chrysomyia (id.); 8e partie, X: Genre Somomya (Rondani). Calliphora, Melinda, Mufetia, Lucilia, Chrysomyia (alias Microchrysa Rond.) Robineau-Desvoidy. Annales de la Société Entomologique de France, 5: 35-48, 243 -259.

Bigot, J.M., 1888. (Diagnoses abregés de quelques Diptères nouveaux, provenant de l’Amerique de Nord). Annales de la Société Entomologique de France, 6: clxxx-clxxxii (1887).

Bonatto, S.R., 2001. Revisão e análise cladística de Mesembrinellidae stat. restaur. (Diptera, Oestroidea). PhD Thesis (PhD in Entomology) - Universidade Federal do Paraná. 146p.

Bonatto, S.R. & L. Marinoni, 2005. Gêneros e espécies novos de Mesembrinellinae (Diptera: Calliphoridae) da Costa Rica e Venezuela. Revista Brasileira de Zoologia, 22: 883-890.

Brauer, F., 1895. Bemerkungen zu einigen neuen Gattungen der Muscarien und Deutung einiger Original-Exemplare. Sitzungsberichte der Akademie der Wissenschaften. Mathematisch-Naturwissenschaftliche Classe, 104: 582-604.

Brauer, F. & J.E. von Bergenstamm, 1891. Die Zweiflügler des Kaiserlichen Museums zu Wien. V. Vorarbeiten zu einer Monographie der Muscaria Schizometopa (exclusive Anthomyidae). Pars II. Denkschriften der Kaiserlichen Akademie der Wissenschaften. Mathematisch-Naturwissenschaftliche Classe. Wien, 58: 305-446. Also published separately in Wien, 1891, 142p.

Byrd, J.H. & J.L. Castner, 2001. Insects of forensic importance, p. 43-80. In: Byrd, J.H. & J.L. Castner (Eds.). Forensic Entomology: the utility of arthropods in legal investigations. Boca Raton, CRC Press, 418p.

Carter, D.O., D. Yellowlees & M. Tibbett, 2007. Cadaver decomposition in terrestrial ecosystems. Naturwissenschaften, 94: 12-24.

Carvalho, C.J.B. de & M.S. Couri, 1991. Muscidae, Fanniidae e Calliphoridae (Diptera) do Projeto Maracá, Roraima, Brasil. Acta Amazônica, 21: 35-43.

Carvalho, C.J.B. de & P.B. Ribeiro, 2000. Chave de identificação das espécies de Calliphoridae (Diptera) do sul do Brasil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, 9: 169-173.

Carvalho, C.J.B. de & C.A. Mello-Patiu, 2008. Key to the adults of the most common forensic species of Diptera in South America. Revista Brasileira de Entomologia, 52: 390-406.

Coquerel, C., 1858. Note sur les larvae appartenant à une espèce nouvelle de Diptère (Lucilia hominivorax) developpèes dans les frontaux de l’homme à Cayenne. Annales de la Société Entomologique de France, 3: 171-176.

Curran, C.H., 1934. The Templeton Crocker Expedition of the California Academy of Sciences, 1932. No. 13. Diptera. Proceedings of the California Academy of Sciences, 4: 147-172.

Dear, J.P., 1979. A revision of the Toxotarsinae (Diptera:

83

A List of Current Valid Blow Fly Names (Diptera: Calliphoridae… Kosmann et al.

e-ISSN 1983-0572

Calliphoridae). Papéis Avulsos de Zoologia, São Paulo, 32: 145-182.

Dear, J.P., 1985. A revision of the new world Chrysomyini (Diptera: Calliphoridae). Revista Brasileira de Zoologia, 3: 109-169.

Del Ponte, E., 1938. Las especies argentinas de gênero Cochliomyia T.T. (Diptera Musc.). Revista Entomologia, Rio de Janeiro, 8: 273-281.

Enderlein, G., 1940. Die Dipteren fauna der Juan Fernández-Inseln und der Oster-Inseln. In: Skottsberg, C. (Ed.). The Natural History of Juan Fernández and Easter Island, 3 (Zool.): 643-680.

Fabricius, J.C., 1775. Systema entomologiae, sistens insectorum classes, ordines, genera, species, adiectis synonymis, locis, descriptionibus, observationibus. Kortii, Flensbvrgi et Lipsiae [= Flensburg and Leipzig]. [30] + 832 p.

Fabricius, J.C., 1794. Entomologia systematica emendata et aucta. Secundum classes, ordines, genera, species adjectis synonimis, locis, observationibus, descriptionibus. Tom. IV. C. G. Proft, Fil. Et Soc., Hafniae [=Copenhagen]. [6] + 472 + [5] p.

Fabricius, J.C., 1805. Systema antliatorum secundum ordines, genera, species adjectis synonimis, locis, observationibus, descriptionibus. C. Reichard, Brunsvigae (Brunswick). xiv + 15 -372 +[1 (Errata)] + 30pp.

Florez, E. & M. Wolff, 2009. Descripción y clave de los estadios inmaduros de las principales especies de Calliphoridae (Diptera) de importancia forense en Colombia. Neotropical Entomology, 38: 418-429.

Garcia, M., 1952. Consideraciones generales sobre el genero Cochliomyia Townsend, 1916 y descripcion de C. fontanai n. sp. (Diptera Calliphoridae). Publicaciones del Instituto Regional de Entomologia Sanitaria, 1 -8: 68-80.

Giglio-Tos, E., 1893. Ditteri del Messico. Pt. 4, 74p.González-Mora, D., S.V. Peris & J.C. Mariluis, 1998. Notas

sobre la taxonomía y distribución del género Compsomyiops Townsend, 1918 (Diptera, Calliphoridae). Boletin de la Real Sociedad Espanola de Historia Natural. Seccion Biologica, 94: 15-21.

Guimarães, J.H., 1977. A Systematic revision of the Mesembrinellidae, stat. nov. (Diptera, Cyclorrahapha). Arquivos de Zoologia, 29: 1-109.

Guimarães, J.H. & N. Papavero, 1999. Myiasis in man and animals in the Neotropical Region. Bibliographic database. São Paulo, Editora Plêiades/FAPESP. 308p.

Guimarães, J.H., N. Papavero & A.P. do Prado, 1983. As miíases na região Neotropical (Identificação, biologia, bibliografia). Revista Brasileira de Zoologia, 1: 239-416.

Hall, D.G., 1948. The blowflies of North America. Lafayette, Indiana, Thomas Say Foundation, 477p.

Hall, M. & R. Wall, 1995. Myiasis of humans and domestic animals. Advances in Parasitology, 35: 257-334.

Hough, G. de N., 1899. Synopsis of the Calliphorinae of the United States. Zoological Bulletin, 2: 283-290.

James, M.T., 1955. The blowflies of California. Bulletin of the California Insect Survey, 40: 1-34.

James, M.T., 1966. The Blow flies of the Galapagos Islands (Diptera: Calliphoridae). Proceedings of the California Academy of Sciences, 34: 475-482.

James, M.T., 1970. A Catalogue of the Diptera of Americas south of the United States: Family Calliphoridae. Museu de Zoologia, Universidade de São Paulo, 102: 1-28.

James, M.T., 1971. Two new species of Phaenicia from the West Indies (Diptera: Calliphoridae). Proceedings of the Entomological Society of Washington, 73: 381-385.

Jirón, L.F. & I. Hedström, 1985. Pollination ecology of mango (Mangifera indica L.) (Anacardiaceae) in the neotropic region. Turrialba, 35: 269-277.

Johnson, C.W., 1913. The dipteran fauna of Bermuda. Annals of the Entomolical Society of America, 6: 443-452.

Keh, B., 1985. Scope and applications of forensic entomology.

Annual Review of Entomology, 30: 137-154.Kurahashi, H., 1989. Family Calliphoridae, p. 702-718. In:

Evenhuis, N.L. (Ed.). Catalog of the Diptera of the Australasian and Oceanian Region. Special Publications of Bernice P. Bishop Museum (Honolulu, Hawaii), 86, 1155p.

Kutty, S.N., T. Pape, B.M. Wiegmann & R. Meier, 2010. Molecular phylogeny of the Calyptratae (Diptera: Cyclorrhapha) with an emphasis on the superfamily Oestroidea and the position of Mystacinobiidae and McAlpine’s fly. Systematic Entomology, 35: 614-635.

Le Guillou, E.J.F., 1842. Description de sept diptères nouveaux, recueillis pendant le voyage autour du monde de l’Astrolabe et la Zélée. Revue Zoologique, 5: 314-316.

Lopes, H. de S., 1961. Sôbre um novo gênero de Calliphoridae de Ilha de Santo Ambrósio, Chile (Diptera). Revista Brasileira de Biologia, 21: 455-459.

Lopes, H.S. & D.O. Albuquerque, 1955. Los insectos de las islas Juan Fernandez. 22. Calliphoridae et Sarcophagidae (Diptera). Revista Chilena de Entomologia, 4: 95-119.

Lopes, H.S. & D.O. Albuquerque, 1982. Notes on Neotropical Calliphoridae (Diptera). Revista Brasileira de Biologia, 42: 63-69.

Macquart, J.,1834. Insectes diptères du nord de la France. Athéricères: créophiles, oestrides, myopaires, conopsaires, scénopiniens, céphalopsides. [Vol. 5.] L. Danel, Lille. 232p + 6 pls.

Macquart, J., 1843. Diptères exotiques nouveauxou peu connus. Mem Soc Roy des Sci de l’Agr et des Arts, Lille (1842): 162-460. Also published as separate, 2(3): 5-304.

Macquart, J., 1851. Diptères exotiques nouveaux ou peu connus. Suite de 4e supplément. Mem Soc Roy des Sci de l’Agr et des Arts, Lille (1850): 134-294. Also published as Supplément IV (part), pp. 161-309, 324 -336.

Macquart, J., 1855. Diptères exotiques nouveaux ou peu connus. 5e. supplement. Mémoires de la Société Impériale des Sciences, de l’Agriculture et des Arts de Lille, Sér. 2, 1: 25-156.

Mariluis, J.C., 1978a. Una nueva especie de Calliphoridae del Ecuador. Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 37: 51-54.

Mariluis, J.C., 1978b. Contribuicion al conocimiento del genero Chlorobrachycoma Townsend, 1918 (Diptera, Calliphoridae, Toxotarsinae). Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 37: 107-111.

Mariluis, J.C., 1979. Notas sobre algunas especies del genero Hemilucilia Brauer, 1895 (Diptera: Calliphoridae). Physis Buenos Aires, 38: 68, 86, 97.

Mariluis, J.C., 1980. Contribuicion al conocimiento del genero Hemilucilia Brauer (Calliphoridae, Chrysomyinae, Chrysomyiini). Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 39: 83-87.

Mariluis, J.C., 1981a. Clave para la identificacion de los Calliphoridae de la Republica Argentina. Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 40: 27-30.

Mariluis, J.C., 1981b. Nuevos Calliphoridae para la Argentina, Bolívia y Ecuador (Diptera). Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 40: 103-105.

Mariluis, J.C., 1982. Contribuicion al conocimiento de las Calliphoridae de la Argentina (Insecta, Diptera). Opera lilloana, 33, 59p.

Mariluis, J.C. ,1983. Presencia del género Chrysomya Robineau-Desvoidy, 1830 en la région Neotropical (Calliphoridae, Chrysomyinae, Hemiluciliini). Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 42: 141-142.

Mariluis, J.C., 1987. Una nueva especie de Mesembrinellidae. Revista Española de Entomologia, 63:107-113.

Mariluis, J.C., 2002. Key to common adult blowflies of South America, p. 94-100. In: Greenberg, B. & J.C. Kunich (Eds.). Entomology and the Law. Flies as Forensic Indicators. Cambridge, Cambridge University Press, 306p.

Mariluis, J.C. & S.V. Peris, 1984. Datos para una sinopsis de los Calliphoridae Neotropicales. Revista Española de


e-ISSN 1983-0572

84

Entomologia, Tomo LX, 67-86.Mariluis, J.C. & D.S. Avalos, 1987. Contribuicion al conocimiento

del los estadios del desarrollo de Sarconesiopsis magellanica (Le Guillou, 1842) (Diptera, Calliphoridae, Toxotarsinae). Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 44: 353-356.

Mariluis, J.C., J.A. Schnack, J. Muzón & G.R. Spinelli, 1990. Moscas Calliphoridae y Mesembrinellidae de Puerto Iguazu. Composición especifica y ecologica (Insecta, Diptera). Graellsia, 46: 7-18.

Mariluis, J.C., D. González-Mora & S.V. Peris, 1994. Notes on the Phaenicia Robineau-Desvoidy, 1863 of South America (Diptera, Calliphoridae). Boletin de la Real Sociedad Espanola de Historia Natural. Seccion Biologica, 91: 25-33.

McAlpine, J.F., 1981. Morphology and terminology - adults, p. 9-64. In: McAlpine, J.F., B.V. Peterson, G.E. Shewell, H.J. Teskey, J.R. Vockeroth & D.M. Wood (Eds.). Manual of Neartic Diptera. Vol. 1. Ottawa, Research Branch, Agriculture Canada, Monograph n˚27, 674p.

Meigen, J.W., 1826. Systematische Beschrcibung der bekanntem europäischen zweiflügeligen. Insekten. Vol. 5, xii+412 p., pls. 42-54. Hamm.

Mello, R.P. de, 1961. Contribuição ao estudo do gênero Phaenicia (R.D., 1830) (Diptera, Calliphoridae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 59: 259-278.

Mello, R.P. de, 1962. Contribuição ao estudo do gênero Calliphora R.-D., 1830 (Diptera, Calliphoridae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 60: 263-274.

Mello, R.P. de, 1965. Contribuição ao estudo do gênero Callitrogopsis Townsend (Diptera, Calliphoridae). Studia Entomologica, 8: 435-440.

Mello, R.P. de, 1967. Contribuição ao estudo dos Mesembrinellinae sul-americanos (Calliphoridae). Studia Entomologica, 10: 1-80.

Mello, R.P. de, 1968. Contribuição ao estudo do gênero “Paralucilia” Brauer & Bergenstamm, 1891 (Calliphoridae, Diptera). Revista Brasileira de Biologia, 28: 177-192.

Mello, R.P. de, 1969a. Notes on Laneella brunnipes (Surcouf, 1919) (Diptera, Calliphoridae). Revista Brasileira de Biologia, 29: 243-247.

Mello, R.P. de, 1969b. Contribuição ao estudo do gênero Myiolucilia Hall (Diptera, Calliphoridae). Studia Entomologica, 12: 297-316.

Mello, R.P. de, 1972a. Contribuição ao estudo do gênero Sarconesia Bigot, 1857 (Diptera, Calliphoridae). Revista Brasileira de Biologia, 32: 533-537.

Mello, R.P. de, 1972b. Revisão das espécies do gênero Hemilucilia Brauer, 1895 (Diptera, Calliphoridae). Revista Brasileira de Biologia, 32: 539-554.

Mello, R.P. de, 1974. Nova espécie do gênero Calliphora Robineau-Desvoidy, 1830. (Diptera, Calliphoridae). Arquivos da Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, 4: 59-63.

Mello, R.P. de, 1978. Contribuição ao conhecimento do gênero Roraimomusca Townsend, 1935 (Diptera, Calliphoridae). Revista Brasileira de Biologia, 32: 895-898.

Mello, R.P. de, 1996. Revisão das espécies sul americanas de Paralucilia Brauer & Bergenstamm (Diptera: Calliphoridae). Entomologia y Vectores, 3: 137-143.

Mello, R.P. de, 2003. Chave para a identificação das formas adultas das espécies da família Calliphoridae (Diptera, Brachycera, Cyclorrhapha) encontradas no Brasil. Entomologia y Vectores, 10: 255-268.

Morrone, J.J., 2004. Panbiogeografía, componentes bióticos y zonas de transición. Revista Brasileira de Entomologia, 48: 149-162.

Morton, R.J. & W.D. Lord, 2006. Taphonomy of child-sized remains: a study of scattering and scavenging in Virgina, USA. Journal of Forensic Sciences, 51: 475-479.

Nuorteva, P., 1963. Synanthropy of blowflies (Diptera; Calliphoridae) in Finland. Annales Entomologicae Fennicae, 29: 1-49.

Papavero, N., J.R. Pujol-Luz & D.M. Teixeira, 2010. From Homer to Redi. Some historical notes about the problem of Necrophagous Blowflies’ reproduction. Arquivos de Zoologia, 41: 153-170.

Pape, T. & F.C. Thompson, 2010. Systema Dipterorum, Version 1.0. http://www.diptera.org, accessed on August 2nd, 2012.

Pape, T., M. Wolff & E.C. Amat, 2004. Los califóridos, éstridos, rinofóridos y sarcofágidos (Diptera: Calliphoridae, Oestridae, Rhinophoridae, Sarcophagidae) de Colombia. Biota Colombiana, 5: 201 -208.

Patton, W.S., 1925. Diptera of medical and veterinary importance, I. Types of older authors in continental museums. Philippine Journal of Science, 27: 177-200.

Peris, S.V. & J.C. Mariluis, 1984. Notes on Mesembrinellidae. Revista Española de Entomologia, 60: 251-265.

Peris, S.V., D. Gonzalez-Mora, A.M. Fernandez & S.J. Peris, 1998. A new species of Calliphora Robineau-Desvoidy, 1830 (Diptera: Calliphoridae) from Sierra Maestra, Cuba. Boletin de la Real Sociedad Espanola de Historia Natural. Seccion Biologica, 94: 49-52.

Polvony, D., 1971. Synanthropy, p. 17-54. In: Greenberg, B. (Ed.). Flies and Disease: Ecology, classification, and biotic associations. Vol. 1. New Jersey, Princeton University Press, 856p.

Pont, A.C., 1980. Family Calliphoridae, p. 779-800. In: Crosskey, R.M. (Ed.). Catalogue of the Diptera of the Afrotropical Region. London, British Museum (Natural History), 1437p.

Pujol-Luz, J.R., L.C. Arantes & R. Constantino, 2008. Cem anos da entomologia forense no Brasil. Revista Brasileira de Entomologia, 52: 485-492.

Robineau-Desvoidy, J.B., 1830. Essai sur les Myodaires. Mémorires présentés par divers Savans à l’Académie Royale des Sciences de L’Institut de France. Sciences Mathématiques et Physiques. Paris. [Ser. 2], 2: 1-813.

Röder, V. von, 1886. Dipteren von den Cordilleren in Columbien. Stettiner Entomologische Zeitung, 47: 257-270, 307.

Rognes, K., 1986. The systematic position of the genus Helicobosca Bezzi with a discussion of the monophyly of the calyptratae families Calliphoridae, Rhinophoridae, Sarcophagidae and Tachinidae (Diptera). Entomologica Scandinavia, 17: 75-92.

Rognes, K., 1997. The Calliphoridae (blowflies) (Diptera: Oestroidea) are not a monophyletic group. Cladistics, 13: 27-66.

Rondani, C., 1850. Osservazioni sopra alquante specie di esapodi ditteri del Museo Torinese. Nuovi Annali delle Scienze Naturali. Bologna, 3: 165-197.

Rondani, C., 1861. Dipterologiae Italicae prodromus. Vol. 4: Species Italicae ordinis dipterorum in genera characteribus definita, ordinatim collectae, methodo analatica [sic] distinctae, et novis vel minus cognitis descriptis, Pars tertia: Muscidae, Tachininarum complementum, 174p. Parmae [=Parma].

Séguy, E., 1925a. Espèces nouvelles du genre Mesembrinella G-T. Encyclopédie Entomologique. Serie B. Memoir et notes. II. Diptera 2: 195-196.

Séguy, E., 1925b. Étude sur quelques Calliphorinés testacés rares ou peu connus. Bulletin of the American Museum of Natural History, 31: 439-441.

Shannon, R.C., 1926. Synopsis of the American Calliphoridae (Diptera). Proceedings of the Entomological Society of Washington, 28: 115-139.

Shewell, G.E., 1987. Calliphoridae, p. 1113-1145. In: McAlpine, J.F., B.V. Peterson, G.E. Shewell, H.J. Teskey, J.R. Vockeroth & D.M. Wood (Eds.). Manual of Neartic Diptera. Vol. 2. Ottawa, Monograph/Agriculture Canada, 657p.

Silva, J.O.A., F.S. Carvalho-Filho, M.C. Esposito & G.A. Reis, 2012. First record of Chrysomya rufifacies (Macquart) (Diptera, Calliphoridae) from Brazil. Revista Brasileira de Entomologia, 56: 115-118.

Stone, A., C.W. Sabrosky, W.W. Wirth, R.H. Foote & J.R. Coulson (Eds.). 1965. A catalog of the Diptera of America north of


e-ISSN 1983-0572

85


Kosmann, C., R.P. Mello, É.S. Harterreiten-Souza & J.R. Pujol-Luz, 2013. A List of Current Valid Blow Fly Names (Diptera: Calliphoridae) in the Americas South of Mexico with Key to the Brazilian Species. EntomoBrasilis, 6(1): 74-85. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/266. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.266

Mexico. Agriculture Handbook, United States Department of Agriculture, Washington, D.C., 276, iv + 1696p.

Surcouf, J.M.R., 1919. Revision des Muscidaes Testaceae. Nouvelles Archives du Muséum d’Histoire Naturelle, V ser: 27-394.

Thompson, F.C. & A.C. Pont, 1993. Systematic Database of Musca Names (Diptera). A catalog of names associated with the genus-group name Musca Linnaeus, with information on their classification, distribution, and documentation. Theses Zoologicae, 20: 221p.

Toma, R. & C.J.B. de Carvalho, 1995. Estudo filogenético de Mesembrinellinae com ênfase no gênero Eumesembrinella Townsend (Diptera, Calliphoridae). Revista Brasileira de Zoologia, 12: 127-144.

Townsend, C.H.T., 1908. The taxonomy of the muscoidean flies, including descriptions of new genera and species. Smithsonian Miscellaneous Collections. Smithsonian Institution, Washington, D.C., 51 (2 [= publ. 1803]): 1-138.

Townsend, C.H.T., 1915. A new generic name for the screw-worm fly. Journal of the Washington Academy of Sciences, 5: 644-646.

Townsend, C.H.T., 1918. New mucoid genera, species and synonymy. Insecutor Inscitiae Menstruus, 6: 151-156.

Townsend, C.H.T., 1931. Notes on American oestromuscoid types. Revista de Entomologia, 1: 54-104, 157-183.

Townsend, C.H.T., 1935. New Muscoid genera, mainly from the Neotropical region. Revista de Entomologia, 5: 68-74.

Vargas, J. & D.M. Wood, 2010. Calliphoridae, p. 1297-1304. In: Brown, B.V., A. Borkent, J.M. Cumming, D.M. Wood, N.E. Woodley & M.A. Zumbado (Eds.). Manual of Central American Diptera. Vol. 2. Canada, Ontario, NCR Research Press, 728p.

Walker, F., 1837. Descriptions of the insects collected by Captain P. P. King, R.N., F.R.S., in the survey of the Straits of Magellan.

Transactions of the Linnean Society of London, 17: 331-359.Walker, F. 1849. List of the specimens of dipterous insects in the

collection of the British Museum, 4: 689-1172.Whitworth, T., 2010. Keys to the genera and species of blow flies

(Diptera: Calliphoridae) of the West Indies and description of a new species of Lucilia Robineau-Desvoidy. Zootaxa, 2663: 1-35.

Whitworth, T., 2012. Identification of Neotropical blow flies of the genus Calliphora Robineau-Desvoidy (Diptera: Calliphoridae) with the description of a new species. Zootaxa, 3209: 1-27.

Wiedemann, C.R.W., 1818. Neue Insecten vom Vorgebirge der Guten Hoffnung. Zoologisches Magazin (Wiedemann’s), 1: 40-48.

Wiedemann, C.R.W., 1819. Brasiliannische Zweiflügler. Zoologisches Magazin (Wiedemann’s), 1: 40-56.

Wiedemann, C.R.W., 1830. Aussereuropäische zweiflügelige Inseketen. Vol. 2, xii+684 pp. Ham.

Wolff, M., Y. Ramos-Pastrana & J.R. Pujol-Luz. 2012. Descriptrion of the male of Laneella perisi (Mariluis) (Diptera: Calliphoridae) n. comb. Neotropical Entomology: 1e-5e.

Wulp, F.M. van der, 1896. Diptera. Volume 2 [part], pp. 289-304. In: Godman, F.D. & O. Salvin (Eds.). Biologia Centrali-Americana, 129: 289-304. 489p.

Zumpt, F. 1965. Myiasis in man and animals in the Old World. A textbook for physicians, veterinarians and zoologists. London, Butterworths, xv+267p.


**********






Primeiro Registro de Ectopsocus titschacki Jentsch (Psocodea: Psocoptera: Ectopsocidae) para o Estado da Bahia: Uma Prova da Falta de Estudos nessa Ordem de

Insecta no Brasil*Alberto Moreira Silva-Neto¹, Freddy Bravo¹ & Alfonso N. García Aldrete²

1. Universidade Estadual de Feira de Santana, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected]. 2. Universidad Nacional Autónoma do México, e-mail: [email protected].

_____________________________________


Com

un

ica

ção

Cie

ntí

fica

Resumo. Nesse trabalho realizamos o primeiro registro de Ectopsocus titschacki Jentsch para o Estado da Bahia, incluindo alguns comentários sobre a atual situação do conhecimento e da distribuição dessa ordem de Insecta no Brasil evidenciando a lacuna de conhecimento desse grupo em alguns estados especialmente aqueles pertencentes à região Nordeste.

Palavas-Chave: Distribuição; Neotrópico; Psocídeos.

First Record of Ectopsocus titschacki Jentsch (Psocodea: Psocoptera: Ectopsocidae) in Bahia State: Proof of a Lack of Studies on this Order of Insecta in Brazil

Abstract. In this paper we report the first record of Ectopsocus titschacki Jentsch for the State of Bahia, including some comments on the current state of knowledge and distribution of this order of Insecta in Brazil showing the knowledge gap that group in some states especially those belonging to Northeast.

Keywords: Distribution; Neotropics; Psocids.

_____________________________________

s psocópteros são insetos de ampla distribuição mundial; ao final de 2005 se conhecia 5557 espécies, em 474 gêneros e 41 famílias (GaRCía alDRete 2006). O catálogo

de Psocoptera (lienhaRD & sMitheRs 2002) lista para o Brasil 374 espécies em 87 gêneros e 29 famílias. Recentemente, GaRCía alDRete & MoCkFoRD (2009) atualizaram a lista de psocópteros do Brasil para 425 espécies em 94 gêneros e 28 famílias, após análise de espécimes da coleção de Invertebrados do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Manaus, Amazonas Brasil (INPA) e da Coleção Entomológica Professor Johann Becker do Museu de Zoologia da Universidade Estadual de Feira de Santana, Feira de Santana, Bahia, Brasil (MZFS).

O gênero Ectopsocus possui 156 espécies distribuídas em várias partes do mundo e pertencente à família Ectopsocidae. (lienhaRD & sMitheRs 2002). Cinco espécies desse gênero ocorrem no Brasil: Ectopsocus pumilis (Banks), com registro para o estado de São Paulo; Ectopsocus richardsi (Pearman), com ampla distribuição no Brasil; Ectopsocus ribagai Enderlein, Ectopsocus titschacki Jentsch e Ectopsocus vilhenai Badonnel, todas com registro no estado do Pará (GaRCía alDRete & MoCkFoRD 2009).

Os machos de Ectopsocus possuem uma fileira de dentículos ao longo da margem posterior do clunium antes do epiprocto; as fêmeas do gênero possuem valvas ovipositoras completas (v1, v2 e v3) e placa subgenital ligeiramente bilobada posteriormente (MoCkFoRD 1993).

O objetivo deste trabalho foi registrar pela primeira vez a ocorrência de E. titschacki para o estado da Bahia.

Foi realizada uma coleta no período de 06 á 11 de novembro de 2010 em um fragmento de Mata Atlântica, Serra da Jibóia, município de Santa Terezinha (12º51’ S e 39º28’ O) com 6 km de extensão, com trechos de caatinga na base, mata higrófila nas encostas e um afloramento rochoso de origem gnásico-granítica no topo (Valente & PôRto 2006); a Serra da Jibóia é uma das 147 áreas prioritárias para conservação do Bioma Mata Atlântica (bRasil 2002).

A coleta foi realizada com guarda chuva entomológico. Um exemplar macho adulto de E. titschacki (Figura 2) foi coletado e mantido em álcool 70% até a realização da determinação, segundo a classificação de sMitheRs (1990) e confirmação por um de nós (ANGA). Foram realizadas cinco coletas anteriores na mesma área, porém apenas com armadilhas luminosas (tipo Luiz de Queiroz) que talvez tenha pouca eficiência na coleta de algumas espécies de Psocoptera que não sejam atraídas por luz. Esse talvez seja o caso de E. titschacki.

A espécie E. titschacki é amplamente distribuída com registro de ocorrência em várias partes do mundo: Alemanha, Espanha, Estados Unidos da América, Antilhas, Costa Rica, Cuba, Guatemala, México, Panamá, Guiana Francesa, Venezuela, Brasil, Angola, Congo, Guiné Equatorial, Nigéria, Senegal e Indonésia (MoCkFoRD 1993).

*Este trabalho foi financiado pelo Ministério de Ciência e Tecnologia (PPBIO Semi-árido).



87

Primeiro registro de Ectopsocus titschacki Jentsch (Psocodea: … Silva-Neto et al.

e-ISSN 1983-0572

No Brasil, porém, como citado anteriormente, só existe registro de E. titschacki no Pará (próximo ao equador geográfico), e com o registro apresentado neste trabalho na Bahia (aproximadamente 13º S), demonstra o abismo existente com relação ao conhecimento de Psocoptera no país, pois mesmo tratando-se de uma espécie amplamente distribuída no planeta, sua ocorrência no Brasil foi relatada apenas em um dos 26 estados brasileiros.

Antes da atualização do catálogo de Psocoptera de lienhaRD e sMitheRs (2002) realizada na lista de espécies do Brasil por GaRCía alDRete & MoCkFoRD (2009), na região Nordeste do Brasil existia o registro de apenas doze espécies, sendo sete ocorrências no estado de Pernambuco e cinco na Bahia, sem nenhum registro para a região Semi-árida.

Após a atualização de GaRCía alDRete & MoCkFoRD (2009), o número de registros de Psocoptera na Bahia triplicou, passando de cinco para 15 espécies (Figura 1). Antes dessa atualização, segundo o catálogo de lienhaRD e sMitheRs (2002), as cinco espécies registradas para a Bahia estavam distribuídas em duas famílias: 1) Dolabellopsocidae, com três espécies: Dolabellopsocus ctenatus (New), Dolabellopsocus pectenatus Eertmoed (endêmico) e Isthmopsocus radulatus New (endêmico); 2) Lachesillidae, com duas espécies: Lachesilla bahiana García Aldrete (endêmica) e Lachesilla convexa García Aldrete. GaRCía alDRete & MoCkFoRD (2009) acrescentaram mais uma subordem e quatro famílias: a subordem Trogiomorpha, com duas espécies da família Lepidopsocidae (Echmepteryx falco (Badonnel), com registro anterior apenas para o Amazonas

e Echmepteryx madagascariensis (Kolbe), com registro anterior apenas para o Rio de Janeiro, e três novas famílias da subordem Psocomorpha, sendo Epipsocidae, com três espécies, sendo uma delas com o primeiro registro para a região semi-árida, [Gênero ca. Goja. Bahia (endêmica), Mesepipsocus sp. 1. Bahia (Senhor do Bonfim e Ituberá)] (endêmica) e Mesepipsocus sp. 2. Bahia. (endêmica). A família Ptiloneuridae com três espécies, sendo uma delas com ocorrência no Semi-árido (Euplocania picta sp. 1. Bahia (endêmica), Triplocania ariasi New, antes com registro apenas para o Amazonas e Triplocania sp. 1. Bahia (Senhor do Bonfim e Santa Terezinha) ( endêmica), e por último a família Caeciliusidae, com uma espécie (Stenocaecilius casarum (Badonnel) que possui ampla distribuição nos trópicos, mas que somente após essa atualização foi registrada no Brasil.

Considerando as 425 espécies de Psocoptera registradas no Brasil, GaRCía alDRete & MoCkFoRD (2009) consideram 312 delas como endêmicas de algum estado ou região do Brasil. Estes autores discutem depois, esta alta taxa de endemismo de espécies pode estar relacionada com a falta de estudo e trabalhos com este grupo de insetos no nosso país.

Na medida em que os estudos com psocópteros nos estados brasileiros aumentar de forma equilibrada entre as Regiões, a tendência é que os casos de endemismo por estados venham a ter uma diminuição considerável, demonstrando de forma mais clara e real os padrões de distribuição das espécies de Psocoptera no Brasil.

Figura 1. Distribuição dos Psocoptera pelos Estados do Brasil antes da atualização de GaRCía alDRete & MoCkFoRD (2009), depois da atualização e o número de espécies presentes na Bahia após o registro de E. titschacki.


e-ISSN 1983-0572

88

AGRADECIMENTOS

Agradecemos ao Projeto de Pesquisa em Biodiversidade do Semiárido/MCTI (Processo: 558317/2009-0) pelo apoio financeiro concedido para realização das coletas em campo e pela bolsa concedida a AMSN.

REFERêNCIAS

Brasil, 2002. Avaliação e ações prioritárias para a conservação da biodiversidade da Mata Atlântica e Campos Sulinos. In Biodiversidade brasileira: Avaliação e identificação de áreas e ações prioritárias para conservação, utilização sustentável e repartição dos benefícios da biodiversidade nos biomas brasileiros. Ministério do Meio Ambiente. Brasília, p. 215-266. Disponível em: <http://www.biodivers idade.rs .gov .br/arquivos/BiodiversidadeBrasileira_MMA.pdf> [10/09/2011].

García Aldrete, A.N., 2006. Two new ptiloneurid genera (Psocoptera: Ptiloneuridae) from South America. Studies on Neotropical Fauna and Environment, 41: 133-137.

Garcia Aldrete, A.N. & E.L. Mockford, 2009. A list of Psocoptera (Insecta : Psocodea) from Brazil. Revista Mexicana de Biodiversidad. 80: 666-673.

Lienhard, C. & C.N. Smithers, 2002. Psocoptera (Insecta). World Catalogue and Bibliography. Instrumenta Biodiversitatis V. Muséum d’histoire naturelle. Genève, Suisse. 745p.

Mockford, E.L., 1993. North American Psocoptera(Insecta). Illinois, Sandhill Crane Press, 455p.

Smithers, C.N., 1990. Keys to the families and genera of Psocoptera (Arthropoda: Insecta). Technical Reports of the Australian Museum, 2: 1-82.

Valente, E.B. & K.C. Pôrto, 2006. Hepáticas (Marchantiophyta) de um fragmento de Mata Atlântica na Serra da Jibóia, Município de Santa Teresinha, BA, Brasil. Acta Botanica Brasilica, 20: 433-411.


**********


Silva-Neto, A.M., F. Bravo & A.N. García Aldrete, 2013. Primeiro Registro de Ectopsocus titschacki Jentsch (Psocodea: Psocoptera: Ectopsocidae) para o Estado da Bahia: Uma Prova da Falta de Estudos nessa Ordem de Insecta no Brasil. EntomoBrasilis, 6(1): 86-88. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/198. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.198

Figura 2. Espécime coletado de E. titschaki. A: Vista lateral. B: Vista ventral. C: Asa anterior. D: Asa posterior.






New Report of Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) on Eucalyptus sp.

(Myrtaceae) in Sinop - Mato Grosso, BrazilEvaldo Martins Pires¹, Janaína de Nadai Corassa¹, Marliton Rocha Barreto¹ & Marcus Alvarenga Soares²

1. Universidade Federal de Mato Grosso, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência), [email protected], [email protected]. 2. Universidade Federal do Vale do Jequitinhonha e Mucuri, e-mail: [email protected].

_____________________________________


Com

un

ica

ção

Cie

ntí

fica

Abstract. Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) is the main Coleoptera defoliator of eucalyptus in Brazil and has a strong association with plants of the family Myrtaceae, bein the eucalyptus important for the sectors of energy, paper, pulp and furniture industry. The objective of the present study was to record the occurrence of this Chrysomelidae in eucalyptus plants in Sinop, State of Mato Grosso, Brazil, during the months of November 2010 to January 2011, thus contributing to increase in knowledge on the geographic distribution of this insect and also hypothesize that the Coleoptera may soon become a major pest of eucalyptus in the state of Mato Grosso.

Keywords: Attack; Damages; Geographical distribution; Occurrence.

Novo Registro de Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) em plantas de Eucalyptus sp. (Myrtaceae) em Sinop - Mato Grosso, Brasil

Resumo. Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) é o principal Coleoptera desfolhador de eucalipto do Brasil e possui grande associação com plantas da família Myrtaceae, sendo o eucalipto importante nos setores de energia, papel, celulose e indústria moveleira. O objetivo deste estudo foi registrar a ocorrência desse Chrysomelidae em plantas de eucalipto município de Sinop, Mato Grosso, Brasil, durante os meses de novembro de 2010 a janeiro de 2011, contribuindo assim para o aumento no conhecimento sobre a distribuição geográfica desse inseto e ainda, lançar a hipótese de que brevemente esse Coleoptera poderá ser tornar uma importante praga da eucaliptocultura do estado de Mato Grosso.

Palavras-chave: Ataque; Danos; Distribuição geográfica; Ocorrência.

_____________________________________

ostalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) is the principal defoliating beetle species of Eucalyptus in Brazil due to its voracity and biotic

potential (zanunCio et al. 1993; santos et al. 2009). Known as “little cow” or “yellow bug of eucalyptus”, its occurrence is reported in the states of Rio Grande do Norte, Pará, Maranhão, Bahia, Goiás, São Paulo (MenDes 2004; Pinto et al. 2004), Roraima (MaRsaRo JR. 2006), Mato Grosso do Sul (beRti-Filho et al. 1980; kassab et al. 2011), Paraná, Rio Grande do Sul (santos et al. 2008), Bahia and Espírito Santo (Reginaldo Gonçalves Mafia, forestry engineer in Fibria Celulose S.A., personal comunication). In the state of Minas Gerais, Costalimaita sp. have been reported associated with eucalyptus plantations (FReitas et al. 2002; aRnholD & GonçalVes 2010), resulting in outbreaks in the Zona da Mata region (santos et al. 2008).

Only adults of Coleoptera are defoliators and can attack and damage eucalyptus plants of any age (MenDes et al. 1998), which may compromise its development and even lead to its death. They are considered beetles of small body size (5 – 6 mm long), possess a bright yellowish-brown color, with an orange ventral region, elytra with 15 to 18 longitudinal carina and with small circular spots on the extremity of the wing. They feed mainly on young leaves located in the upper third of the trees, however, in the case of population outbreaks can attack the entire tree, leaving the leaves laced or perforated, which characterizes the type of damage caused by Coleoptera defoliators (santos et al. 2008). The development of immature forms occurs in the soil where larvae feed on the roots of grasses. The objective of the

present study was to record the occurrence of C. ferruginea in eucalyptus plants in the countryside of Sinop, Mato Grosso, Brazil, thus contributing to increase in knowledge on the geographic distribution of this insect and also hypothesize that the Coleoptera may soon become a major pest of eucalyptus in the state of Mato Grosso.

Adults of C. ferruginea were found attacking eucalyptus plants (Figure 1 A and B) in the city nursery (Latitude S 11º 52’ 19”; Longitude W 55º 30’ 44” and altitude of 16 m) and the private nursery Flora Sinop (Latitude S 11º 52’ 01”, Longitude W 55º 27’ 59” and altitude of 31 m), both in the countryside of Sinop, Mato Grosso, Brazil, during the months of November 2010 and January 2011 which make up part of the rainy season in this region.

Damage was observed mainly in young leaves at the extremities of the tip and lateral regions, where attack is verified to be most intense in the morning and evening. During the hottest portion of the day, the insects remained virtually inactive on the underside of the leaf. When noticing the approach of people, they dispersed rapidly, characterizing the typical behavior of the beetle from the family Chrysomelidae.

Sinop is a city in the Brazilian State of Mato Grosso which presents several characteristics favorable to colonization and establishment of mega insect populations with the potential to become agricultural, forestry and veterinary pests. The warm climate and high rainfall during the months from October to April are ideal for the rapid development of numerous insect species.



90

New Report of Costalimaita ferruginea (Fabricius)… Pires et al.

e-ISSN 1983-0572

Another important factor related to the access of exotic insects is that the municipality is located along the BR 163 highway linking Cuiabá - Mato Grosso to Santarém - Pará, allowing that several species have access to the city by means of passive transport.

The need for wood associated with forest management planning has resulted in planted forests, especially eucalyptus, recently arriving in this region. Because it is a monoculture some impacts following implementation of this plant, including the appearance of exotic insects, can be found in the region of Sinop.

It is believed that the arrival of this insect to the city of Sinop has happened only recently, since few specimens are recorded attacking Eucalyptus sp. Thus, this work not only reports the occurrence of the major defoliation beetle of eucalyptus in Brazil, but can also hypothesize that in the near future, mega populations of Coleoptera may hinder the development of eucalyptus plantations in the northern region of Mato Grosso.

REFERENCES

Arnhold, A. & Gonçalves, D., 2010. Ocorrência de Costalimaita lurida (Coleoptera: Chrysomelidae) em Eucalyptus spp. Em Minas Gerais. Pesquisa Florestal Brasileira. 30: 257-259.

Berti Filho, E., J.M.A. Mendes-Filho & T.L. Krügner, 1980. Pragas e doenças de Eucalyptus na região do Mato Grosso do Sul. IPEF. (Circular Técnica, 106), p. 1-12.

Freitas, F.A., T.V. Zanuncio, M.C. Lacerda & J.C. Zanuncio, 2002. Fauna de Coleoptera coletada com armadilhas luminosas em plantios de Eucalyptus grandis em Santa Bárbara, Minas Gerais. Revista Árvore. 26: 505-511.

Kassab, S.O., T.A. Mota, F.F. Pereira & P.R.B. Fonseca, 2011. Primeiro relato de Costalimaita ferruginea (Fabricius, 1801) (Coleoptera: Chrysomelidae) em eucalipto no Estado do Mato Grosso do Sul. Ciência Florestal. 21: 777-780.

Marsaro Júnior, A.L., 2006. Levantamento de pragas em plantios de Acacia mangium em Roraima. Resource document. Available in: Agronline. <http://www.agronline.com.br/artigos/artigo.php?id=303>. Accessed 23 September 2011.

Mendes, J.E.P., N. Anjos & F.R.A. Camargo, 1998. Monitoramento do besouro-amarelo. Folha Florestal. 91: 8-9.

Mendes, J.E.P., 2004. Efeitos do ataque de Costalimaita ferruginea (Fabr.) (Coleoptera: Chrysomelidae) sobre crescimento e produção de Eucalyptus grandis (Hill ex Maiden). Tese (Doutorado em Entomologia) - Universidade Federal de Viçosa. 61p.

Pinto, R., J.S. Zanuncio Junior, T.V. Zanuncio, J.C. Zanuncio & M.C. Lacerda, 2004. Coleopteros coletados com armadilhas luminosas em plantio de Eucalyptus urophylla na Região Amazônica Brasileira. Ciência Florestal. 14: 111-119.

Santos, G.P., J.C. Zanuncio, T.V.Zanuncio, & E.M. Pires, 2008. Pragas do Eucalipto, Informe Agropecuário. 29: 43–64.

Zanuncio, J.C., M.A.L. Braganca, A.J. Laranjeiro & M. Fagundes, 1993. Coleopteros associados a eucaliptocultura nas regiões de São Mateus e Aracruz, Espírito Santo. Revista Ceres. 4: 584-590.


**********


Pires, E.M., J.N. Corassa, M.R. Barreto & M.A. Soares, 2013. New Report of Costalimaita ferruginea (Fabricius) (Coleoptera: Chrysomelidae) on Eucalyptus sp. (Myrtaceae) in Sinop - Mato Grosso, Brazil. EntomoBrasilis, 6(1): 89-90. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/207. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.207

Figure 1. A e B - Adults of Costalimaita ferruginea (Coleoptera: Chrysomelidae) on leaves of Eucalyptus sp. in Sinop, Mato Grosso.

A B






Occurrence of Temnocephala (Platyhelminthes: Temnocephalida) in Immatures of Kempnyia reticulata

(Enderlein) (Insecta: Plecoptera: Perlidae)*

Fernanda Avelino-Capistrano¹, Leandro Silva Barbosa² & André Mallemont Cunha²

1. Universidade Federal do Rio de Janeiro, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência). 2. Museu nacional - Universidade Federal do Rio de Janeiro, e-mail: [email protected], [email protected].

_____________________________________


Com

un

ica

ção

Cie

ntí

fica

Abstract. First register of Temnocephala (Platyhelminthes: Temnocephalida) in immature of Kempnyia reticulata (Enderlein) (Plecoptera: Perlidae). The insects were collected in rivers of Estação Biológica de Santa Lúcia, Santa Teresa, Espirito Santo, Brazil.

Keywords: Espírito Santo; Phoresy; Preserved streams.

Primeiro Registro de Temnocephala (Platyhelminthes: Temnocephalida) em Imaturos de Kempnyia reticulata (Enderlein) (Plecoptera: Perlidae)

Resumo. Primeiro registro de Temnocephala (Platyhelminthes: Temnocephalida) em imaturos de Kempnyia reticulata (Enderlein) (Plecoptera: Perlidae). Os insetos foram coletados em um riacho da Estação Biológica de Santa Lúcia, Santa Teresa, Espírito Santo, Brasil.

Palavras-Chave: Espírito Santo; Foresia; Riachos preservados.

_____________________________________

emnocephala (Temnocephalida) is a genus of flatworms that have ectocommensals habits and live in aquatic environment of Tropical regions from America, Australia,

New Zeland, New Guinea and Madagascar. In Neotropics, there are 19 species associated to different hosts, e.g. mollusks (Gastropod), crustaceans (Anomura and Brachyura), turtles (Chelidae) and insects (Heteroptera) (bRusa & DaMboRena 2000; Vianna & Melo 2002; soaRes et al. 2007).

Phoresia is a kind of commensalism very common in the aquatic insects group. This association is found in larvae of many Diptera and nymphs of Plecoptera, Ephemeroptera and Megaloptera (Roque et al 2004; seGuRa et al 2007). For Plecoptera, DoRVillé et al (2000) described relation of commensalism between immatures of Kempnyia tijucana Dorvillé & Froehlich and Nanocladius (Chironimidae). The same relation was recorded by Roque et al (2004) with nymphs of Anacroneuria and Nanocladius. However, the relation between Plecoptera nymphs and Temnocephalida were unknown until now.

The material was collected from July 2008 to February 2009 in a section of first order of Córrego Bonito (19°58’28,4”S/40°31’54,4”W/elevation-712m), in Estação Biológica de Santa Lúcia (EBSL), Santa Teresa, Espírito Santo, Brazil (Figure 1). The study area belongs to the Atlantic rainforest. The nymphs were collected by manual method, with aid of forceps, and preserved in 80% ethyl alcohol. The material is deposited in the Coleção do Departamento de Entomologia, Museu Nacional/Universidade Federal do Rio de Janeiro (MNRJ) and Coleção Helmintológica do Departamento de Zoologia/ Universidade Federal do Rio Grande do Sul (CHDZ).

During this study, 29 nymphs of Kempnyia reticulata (Enderlein) were collected, but only five (17%) had Temnocephala sp. associated. These flatworms were found in the head, mesonotum and median legs (Figure 2A). One of K. reticulata, beyond to the adults, had a lot of eggs in the intrathoracic gills (Figure 2B). Nymphs of Kempnyia are usually found in the litter held in riffle areas of low order systems. However, in the present study, these nymphs were found in litter deposited in pool areas, those areas were interconnected by small gutters with low current and litter that were formed in the dry station.

Studies in Neotropical Region presented many species colonized by of Temnocephala (bRusa & DaMboRenea 2000; Viana & Melo 2002; iláRio et al 2006; noVelli et al 2009). In these papers, numerous temnocephlans were found on the surface of their hosts [e.g. iláRio et al (2006) – 21 temnocephlans by Pomacea lineate Spix], but we identified a few temnocephlans in K. reticulata. Other species of Plecoptera (e.g. Kempnyia gracilenta Enderlein, Macrogynoplax sp. and Anacroneuria sp., Tupiperla sp. Froehlich) were collected in Córrego Bonito, but only K. reticulata had the Temnocephala.

The relation between the two species possibly occurs because K. reticulata is the largest Plecoptera species (with 2.0 to 3.5 cm) found in these little pools of litter with low current that offer a better adherence to this flatworms. Vianna & Melo (2002)

*This Research was funded by Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (Capes) and Fundação de Amparo

à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ - Proc. E-26/171.281/2006).



92

First occurrence of Temnocephala (Platyhelminthes: … Avelino-Capistrano et al.

e-ISSN 1983-0572

suggested that the preference of Temnocephala by adults of Heteroptera may be associated with absence of moulting process during this stage of life. In the nymph, according to the same authors, during the moulting process that could be losses of the temnocephalids and eggs that could be present on them. This fact

could explain the low number of colonization found in this paper. Nevertheless, more studies are necessary to comprehend the relationship between the Temnocephalidae and the Plecoptera’s nymphs.

Figure 2. A - Temnocephala sp.; B – Eggs of Temnocephala sp. on K. reticulata mesonotum.

Figure 1. Locality of the study area, in Estação Biológica de Santa Lúcia, Santa Teresa, Espírito Santo, Brazil.

A B


e-ISSN 1983-0572

93

ACKNOWLEDGEMENTS

I thank to the biologists Eduardo Barros and Sueli Pereira (Museu Nacional/UFRJ), and Mr. José Molina (ESBL) for their help in field work. My gratitude also to Dr. Roberto Dias (UFJF) and Dr. José Amato (UFRS) for their help in identification of the material. This study was supported by Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (Capes) and Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ - Proc. E-26/171.281/2006).

REFERENCES

Brusa, F. & M.C. Damborenea, 2000. First report of Temnocephala brevicornis Monticelli 1889 (Temnocephalidae: Platyhelminthes) in Argentina. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 95: 81-82.

Dorvillé, L.F.M., Nemissian, J.L. & A.M. Sanseverino, 2000. First record of symphoresy between nymphs of the stonefly Kempnyia tijucana and chironomid larvae, Nanocladius (Plecopteracoluthus) sp., in the Neotropics. Studies on Neotropical Fauna and Environment, 35:109-114.

Ilário, R.J.; Bighetti, R.H., Silva, R.J. & M.G. Fonseca, 2006. Ocorrência de Temnocephala sp. Blanchard (Platyhelminthes, Temnocephalida) em Pomacea lineata Spix, 1927 (Mollusca, Gastropoda, Ampullariidae). Revista Fafibe on line, 2: 120-123.

Novelli, I.N., Souza, B.M., Carvalho, A.R., Bessa, E.C.A. & S. Souzalima, 2009. Ocorrência de Temnocephala brevicornis

Monticelli, 1889 (Platyhelmintes, Temnocephalidae) associada a Hydromedusa maximiliani (Mikan, 1820) (Testudines, Chelidae) em Juiz de Fora, Minas Gerais, Brasil. Revista Brasileira de Zoociências, 11: 175-179.

Roque, F.O., Trivinho-Strixino, S., Jancso, M. & E.N. Fragoso, 2004. Records of Chironomidae larvae living on other aquatic animals in Brazil. Biota Neotropica, 4: 1-9.

Segura, M.O., Fonseca-Gessner, A.A., T.C.A. Batista, 2007. Associação forética entre larvas de Rheotanytarsus (Chironomidae, Tanytarsini) e adultos de Elmidae (Coleoptera), coletados em córregos no Parque Estadual de Campos do Jordão, São Paulo, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 24: 503-504.

Soares, J.F., Oliveira, C.B., Silva, A.S., Souza, C.P. & S.G. Monteiro, 2007. Temnocefalídeo em tartaruga de água doce, Hydromedusa tectifera, da região central do Rio Grande do Sul. Ciência Rural, 37: 901-902..

Vianna, G.J.C. & A.L. Melo, 2002. Aquatic Heteroptera as host of Temnocephala Blanchard (Platyhelminthes: Temnocephalidae) in Minas Gerais, Brazil. Lundiana, 3: 151-153.


**********


Avelino-Capistrano, F., L.S. Barbosa & A.M. Cunha, 2013. First occurrence of Temnocephala (Platyhelminthes: Temnocephalida) in Immatures of Kempnyia reticulata (Enderlein) (Plecoptera: Perlidae). EntomoBrasilis, 6(1): 91-93. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/226. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.226






Aspectos Ecológicos de Atta sexdens piriventris Santschi (Hymenoptera: Formicidae) no Município de

Capinzal, Santa Catarina, BrasilManuelly Sartori Spier¹, Edson Fernando Spier², Máira Aparecida Dalavéquia³ & Mario Arthur Favretto²

1. Autônoma, e-mail: [email protected]. 2. Ecoativa Consultoria Ambiental Ltda, e-mail: [email protected], [email protected] (Autor para correspondência) 3. Universidade do Oeste de Santa Catarina - campus de Joaçaba, e-mail: [email protected]

_____________________________________


Com

un

ica

ção

Cie

ntí

fica

Resumo. Entre as espécies de formigas economicamente importantes, devido aos danos que muitas vezes causam à agricultura, as mais significativas são as formigas-cortadeiras por possuírem o hábito de cortar e transportar fragmentos vegetais diversos para os seus ninhos subterrâneos. O objetivo deste estudo foi caracterizar alguns aspectos ecológicos de Atta sexdens piriventris Santschi no município de Capinzal, estado de Santa Catarina, Sul do Brasil. O material de origem vegetal transportado pelas formigas apresentou como característica folhas verdes/frescas 57%, folhas secas 23%, pedaços de frutos 7%, sementes 7% e flores 3%. Já os de origem animal tiveram uma representação de 3%, e eram compostos por pedaços de insetos. A média de distância percorrida pelas formigas em busca do substrato foi de 12,54 m.

Palavras-chaves: Forrageio; Myrmicinae; Ninhos; Substratos.

Ecological Aspects of Atta sexdens piriventris Santschi (Hymenoptera: Formicidae) in the Municipality of Capinzal, Santa Catarina, Brazil

Abstract. Among the economically important species of ants, due to the damage they often cause the agriculture the most significant are the leaf-cutting ants because they have the habit of cut and transport various plant fragments to their underground nests. The objective of this study was characterized some ecological aspects of Atta sexdens piriventris Santschi in the municipality of Capinzal, Santa Catarina state, Southern Brazil. The plant material transported by the ants was 57% of green leaves, 23% of dried leaves, 7% of fruits, 7% of seeds, 3% of flowers and only 3% of animal parts, mostly compounds by insect parts. The average distance walked by the ants in search of the substrate was 12.54 m.

Keywords: Foraging; Myrmicinae; Nests; Substrates.

_____________________________________

stima-se existir aproximadamente 12.116 espécies de formigas, ocupando diferentes habitats (bolton 2012). As formigas-cortadeiras, pertencentes à família

Formicidae, subfamília Myrmicinae, tribo Attini, representam um grupo especial de formigas associadas à vegetação, neste grupo encontram-se os gêneros Atta e Acromyrmex. Embora existam outros gêneros, estes assumem pouca importância no forrageamento de plantas cultivadas (Giesel 2007). Dentre os insetos-praga da agricultura e da silvicultura brasileira, as formigas-cortadeiras destacam-se como os principais agentes de danos devido aos prejuízos que causam pelo fato de atacarem praticamente todas as plantas cultivadas (GonçalVes 1945).

A preocupação com o controle de formigas-cortadeiras é constante em muitos agroecossistemas, estimando-se um consumo nacional de aproximadamente 12.000 toneladas/ano de iscas tóxicas, forma mais comumente utilizada para minimizar efeitos negativos destes insetos (boaRetto & FoRti 1997). Cada espécie de formiga-cortadeira apresenta características próprias de nidificação, comportamento, hábitos de corte de folhas, especificidade de coleta de material, etc. O desconhecimento desses fatores tem levado vários métodos de controle ao insucesso (auGustin et al. 1999). Levando em consideração a gravidade dos problemas causados pelas formigas-cortadeiras, torna-se muito importante caracterizar alguns aspectos ecológicos destas espécies.

Foram utilizadas duas áreas no município de Capinzal, Meio-Oeste de Santa Catarina, Sul do Brasil, sendo uma das áreas

lavoura e a outra próxima localizada interior de mata, ambas na localidade 27º23’12,38”S 51º34’59,10”O. A área de mata é caracterizada como um remanescente de floresta estacional semidecidual. As áreas foram monitoradas por um período de seis meses a cada 21 dias do mês de outubro de 2007 até o mês de março de 2008 sempre no período diurno com prevalência entre os horários 09:30 h às 10:50 h, tendo por objetivo coletar e identificar as espécies de formigas-cortadeiras ocorrentes nestas áreas, identificar os substratos transportados aos ninhos, verificar a distância percorrida pelas formigas em busca do alimento e caracterizar o tipo do ninho

Os animais foram coletados com auxílio de um aspirador entomológico, posteriormente esses animais foram acondicionados em álcool 70%. A identificação das espécies foi realizada com o auxílio de chaves de identificação de Della-lúCia (1993), e posteriormente confirmada pelo professor Dr. Benedito C. Lopes da Universidade Federal de Santa Catarina.

Para a observação dos substratos utilizados pelas formigas o esforço amostral foi de 10 minutos por ninho, metodologia proposta por loPes (2007) sempre no período diurno, sendo o material diferenciado em vegetal e animal, e para evitar alterações no comportamento das formigas/operárias foi adotada apenas observação visual. Para conhecer a distância percorrida pelas formigas, estas foram acompanhadas em seus deslocamentos dos ninhos até as fontes alimentares e o trajeto percorrido foi então medido. Para a caracterização do tipo de ninho foi observado a



95

Aspectos Ecológicos de Atta sexdens piriventris Santschi … Spier et al.

e-ISSN 1983-0572

sua localização (superficiais ou subterrâneos).

Um total de 45 indivíduos de formigas cortadeiras foi coletado para identificação, todas as formigas coletadas pertenciam à Atta sexdens piriventris Santschi. Estes animais apresentam como características morfológicas três pares de espinhos no dorso do tórax e a superfície dorsal do gáster lisa, não apresentando tubérculos. loeCk et al. (2001) em estudo realizado no Rio Grande do Sul também encontrou apenas esta espécie, confirmando as informações de GonçalVes (1945) referente à distribuição desta formiga para os estados de Santa Catarina e Rio Grande do Sul.

No presente trabalho foi observada a existência de preferências quanto ao substrato transportado pelas formigas cortadeiras, onde 97% do material era de origem vegetal e 3% de origem animal. O material de origem vegetal transportado pelas formigas apresentou como característica folhas verdes/frescas 57%, folhas secas 23%, pedaços de frutos 7%, sementes 7%, flores 3% e 3 insetos (Tabela 1). A preferência por este tipo de substrato (folhas verdes/frescas) pode estar relacionada ao fato deste tipo de substrato apresentar maior concentração de aminoácidos (Della-lúCia 1993).

Tabela 1. Material coletado por Atta sexdens piriventris e respectiva quantidade durante os meses de outubro de 2007 a março de 2008.

Material Coletado Número de exemplares do material

Folhas verdes/frescas 17

Folhas secas 7

Pedaços de frutos 2

Flores 1

Sementes de frutos 2Pedaços de insetos 1

As formigas aqui registradas que apresentavam os ninhos na lavoura percorreram em média 16,83 m em busca do substrato, enquanto que as formigas que apresentavam seus ninhos no interior da mata a distância média percorrida foi de 8,31 m. Esta distância foi obtida acompanhando o deslocamento das

formigas até suas fontes alimentares. Em estudo realizado com Atta vollenweideri Forel em Barra do Quaraí, Rio Grande do Sul (siMas et al. 2002), os caminhos estabelecidos por estas formigas, partindo do ninho e afastando-se dele em direção aos locais de coleta de folhas, bifurcando e diversificando-se, alcançaram mais de 100 m de distância do ninho.

Nas duas áreas de estudo foram encontrados ninhos subterrâneos, que apresentam como característica terra solta na superfície do solo e composto por diversos olheiros. Os resultados do presente estudo corroboram Della-lúCia et al. (2001), onde a autora descreve os ninhos, sendo os olheiros como pequenos orifícios por onde as formigas saem em busca de seus recursos e o utilizam para a retirada da terra escavada do interior do ninho durante a sua construção, e alguns olheiros cumprem a função de ventilação da colônia.

Os ninhos observados no presente trabalho também foram semelhantes aos descritos por MaRiConi (1970), os quais apresentam na superfície do solo um acúmulo de terra solta, chamado de murundu, que é o produto das escavações subterrâneas. Nos meses que antecedem a revoada o depósito de terra na superfície é mais intenso e praticamente não ocorrendo nos períodos de chuva (dezembro a abril). O tipo de murundu varia de acordo com a espécie. De baixo da superfície são encontrados canais, galerias ou túneis que ligam as câmaras ou que possibilitam o acesso à superfície. Os canais podem ser classificados em canais de aterro, ventilação e alimentação.

Nas duas áreas de estudo (mata nativa e lavoura) A. sexdens piriventris foi a única espécie de formiga-cortadeira presente, não havendo assim diferenças entre espécies, tipo de ninho e substrato transportado nas duas áreas estudadas. A correta identificação da espécie Atta sexdens piriventris bem como os substratos carregados e identificados poderão auxiliar na determinação de métodos de controle a serem utlizados a campo. A falta de informação sobre estes animais, os métodos de controle inadequados aliados ao desconhecimento por parte dos agricultores acabam ocasionando problemas secundários como, o não carregamento das iscas e até mesmo impactos ambientais, entre eles o excesso de veneno no solo.

Figura 1. Olheiro de ninho de Atta sexdens piriventris no Município de Capinzal, Estado de Santa Catarina. Foto: E.F. Spier.


e-ISSN 1983-0572

96

AGRADECIMENTOS

Os autores são gratos aos revisores do periódico EntomoBrasilis por todas as críticas e sugestões.

REFERêNCIAS

Augustin, E., A.E. Loeck, G. Storch, D.D. Grützmacher, A.P.S. Afonso & L.G. Gusmão, 1999. Identificação de formigas cortadeiras do gênero Acromyrmex (Hymenoptera: Formicidae) através de isoenzimas. Revista Brasileira de Agrociência, 5: 217-220.

Boaretto, M.A.C. & L.C. Forti. 1997. Perspectivas no controle de formigas cortadeiras. Série Técnica IPEF, 11: 31 - 46.

Bolton, B., 2012. Taxonomic History. Antweb. Disponível em: <http://www.antweb.org/description.do?name=formicidae&rank=family&project=allantwebants> [01/08/2012]

Della-Lúcia, C.M.T., A.C. Lima & A.N. Silva, 2001. Formigas Cortadeiras: Biologia e controle. Viçosa: UFV (Boletim de Extensão, 44), 28p.

Della-Lúcia, C.M.T. 1993. As Formigas Cortadeiras. Viçosa: Ed. Folha de Viçosa. 262p.

Giesel, A., 2007. Preparados Homeopáticos, Iscas Fitoterápicas, Conhecimento Popular e Estudo do Comportamento para o Manejo das Formigas Cortadeiras no Planalto Serrano

Catarinense. Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Universidade do Estado de Santa Catarina. 94p.

Gonçalves, R.C., 1945. Saúvas do Sul e Centro do Brasil. Rio de Janeiro: Ministério da Agricultura do Brasil. (Boletim Fitossanitário, 2: 183-218.

Loeck, A.E., D.D. Grützmacher & G. Storch, 2001. Distribuição Geográfica de Atta sexdens piriventris (Santschi, 1919) nas principais regiões agropecuárias do estado do Rio Grande do Sul. Revista Brasileira de Agrociências, 7: 54-57.

Lopes, C.B., 2007. Ecologia do forrageio por Cyphomyrmex morschi Emery (Hymenoptera, Formicidae) em vegetação de restinga do Sul do Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 24: 52-56.

Mariconi, F.A.M., 1970. As saúvas. São Paulo, Agronômica Ceres. 167p.

Simas, R.V., C.C. Costa & A.C. Simas, 2002. Características Externas do Ninho de Atta vollenweideri Forel, 1893 (Hymenoptera: Formicidae). Uruguaiana, 9: 69-75.


**********


Spier, M.S., E.F. Spier, M.A. Dalavéquia & M.A. Favretto, 2013. Aspectos Ecológicos de Atta sexdens piriventris Santschi (Hymenoptera: Formicidae) no Município de Capinzal, Santa Catarina, Brasil. EntomoBrasilis, 6(1): 94-96. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/248. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.248

http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/248






Formigas (Hymenoptera, Formicidae) Associadas a Ninhos de Cornitermes cumulans (Kollar) (Isoptera,

Termitidae) no Cerrado do Planalto Central do Brasil*María Cristina Gallego-Ropero¹, Rodrigo Machado Feitosa² & Jose Roberto Pujol-Luz³

1. Universidad del Cauca - Facultad de Ciencias Naturales, Exactas y de la Educación, e-mail: [email protected] (Autor para correspondência). 2. Museu de Zoologia, e-mail: [email protected]. 3. Universidade de Brasília, Departamento de Zoologia, e-mail: [email protected]

_____________________________________


Com

un

ica

ção

Cie

ntí

fica

Resumo. Com o objetivo de conhecer a fauna de formigas que coabita os cupinzeiros de Cornitermes cumulans (Kollar) no Cerrado sensu stricto do Brasil Central, foram realizadas coletas em 36 cupinzeiros em três localidades. Os cupinzeiros foram fragmentados e o material coletado foi armazenado em frascos com álcool a 80%. Apresentamos aqui uma lista das formigas associadas aos cupinzeiros de C. cumulans. Um total de 61 espécies distribuídas em nove subfamílias e 32 gêneros foi coletado. A subfamília Myrmicinae apresentou o maior número de gêneros (15) e de espécies (22). Estes resultados indicam que ninhos de cupins são importantes recursos de nidificação para várias espécies de formigas no Brasil Central.

Palavras-chave: Cupins; Inquilinos; Nidificação; Riqueza de espécies.

Ants (Hymenoptera, Formicidae) Associated with Nests of Cornitermes cumulans (Kollar) (Isoptera, Termitidae) in the Cerrado of Central Brazil

Abstract. In order to survey the ant fauna inhabiting termite nests of Cornitermes cumulans (Kollar) in the Cerrado sensu stricto of Central Brazil, we collected inquiline ants in 36 termitaries in three localities. Termite mounds were fragmented and the ants collected and preserved in 80% ethanol. Here we present a list of the associated ants found in mounds of C. cumulans. A total of 61 species belonging to nine subfamilies and 32 genera were collected. The subfamily Myrmicinae had the largest number of genera (15) and species (22). The results indicate that termite mounds are an important nesting resource for several ant species in the Brazilian Cerrado.

Keywords: Inquilines; Nesting resource; Species richness; Termites.

_____________________________________

inhos de cupins abrigam diferentes grupos de artrópodes como Arachnida, Crustacea, Diplopoda e Hexapoda. Entre os Hexapoda destacam-se pela frequência os

besouros, moscas, percevejos, baratas (ReDFoRD 1984; kistneR 1990) e, principalmente, formigas e outros cupins por sua riqueza, os quais podem ocupar o ninho parcial ou totalmente (holt & GReenslaDe 1979; ReDFoRD 1984; yaMaDa et al. 2007; Costa et al. 2009). Animais associados aos cupinzeiros são chamados de inquilinos (kistneR 1990).

No Cerrado existem espécies de cupins que são dominantes e podem apresentar altas densidades em algumas áreas. O gênero Cornitermes tem distribuição neotropical (CanCello 1989; Constantino 1998), e Cornitermes cumulans (Kollar) é dominante neste bioma (ReDFoRD 1984), sendo muito abundante no Cerrado das regiões do Brasil Central e do Sudeste (ARauJo 1970). Os cupinzeiros construídos por C. cumulans são grandes e resistentes e oferecem proteção para diferentes espécies contra o clima e predadores, além de ser uma importante fonte nutricional para organismos termitófagos (banDeiRa 1979; Coles De neGRet & ReDFoRD 1982; CanCello 1989).

As formigas (Hymenoptera: Formicidae) são organismos muito importantes no funcionamento dos ecossistemas terrestres, já que ocupam quase todos os hábitats possíveis e são parte chave na cadeia trófica como predadoras e fonte de alimento para outros artrópodes e vertebrados (aves, anfíbios e mamíferos). Além disso, as formigas encontram-se estreitamente relacionadas a processos ecológicos como proteção de plantas, dispersão de

sementes, polinização e obtenção de recursos como secreções de homópteros, cadáveres de outros animais, detritos, fungos e néctar das flores (höllDobeR & wilson 1990). As formigas podem intervir na modificação dos solos e no fluxo de nutrientes, devido à movimentação e enriquecimento do solo, arejando e incorporando restos na superfície como fazem as minhocas (MaJeR 1983; stoRk & eGGleton 1992; kasPaRi 2003).

As relações entre cupins e formigas são predominantemente agonísticas e as formigas são os principais predadores de cupins (höllDobeR & wilson 1990; BuCzkowski & bennett 2008). Como resposta ao ataque das formigas, os cupins têm desenvolvido defesas físicas e químicas (PRestwiCh 1979). Alguns estudos registram relações comensais ou mutualísticas. Segundo JaFFé et al. (1995) e Cunha & bRanDão (2000), as formigas podem construir ninhos dentro de cupinzeiros, principalmente nas paredes e na base hipógea (de ninhos), ficando isoladas do construtor e só entrando em contato com eles quando o cupinzeiro é perturbado, por exemplo, quando quebrado por grandes predadores. Embora as formigas sejam predadoras de cupins, a maioria é oportunista e são poucas as espécies registradas como termitófagas especialistas. Este trabalho teve como objetivo conhecer a fauna de formigas que coabita os cupinzeiros construídos pelo cupim C.

*Este trabalho foi fomentado pela CAPES-PECPG (MCGR), CNPq (MCGR, JRPL), PRONEX-FAPDF-CNPQ (MCGR, JRPL),

Universidad del Cauca (MCGR), bolsa fornecida pela FAPESP (proc. 11/24160–1)



98

Formigas (Hymenoptera, Formicidae) Associadas a Ninhos de… Gallego-Ropero et al.

e-ISSN 1983-0572

cumulans. Apresentamos aqui uma lista das espécies de formigas coletadas nos cupinzeiros em áreas de Cerrado sensu stricto do Brasil Central.

O estudo foi realizado em três localidades: (1) Fazenda Água Limpa (FAL) (15°94’S 47°93’W) da Universidade de Brasília, DF, com uma área de aproximadamente 4.340 ha, altitude de aproximadamente 1.150 m, temperatura média anual de 20,4 °C e precipitação média anual de 1.600 mm; (2) Estação Experimental da Embrapa Cerrados (15°36’35,5”S; 47°44’09,5”W), localizada em Planaltina, DF, a 35 quilômetros de Brasília, com 3.500 ha, altitude entre 800 m e 1.100 m, temperatura média anual de 20,4 °C e precipitação média anual de 1.574 mm; e (3) Reserva Particular de Patrimônio Natural do Acangau (17°13’S 46°52’W), localizada no município de Paracatu, MG, com 3.000 ha, temperatura média anual de 23ºC e precipitação média anual de 1.350 mm (inMet 2011) (Figura 1).

Entre outubro de 2010 e agosto de 2011, um total de 36 cupinzeiros de C. cumulans, com tamanhos entre 60 e 120 cm de altura da base ao topo, foi derrubado e escavado até a parte hipógea com auxílio de picolas e picaretas. Todas as formigas encontradas no interior foram coletadas e fixadas em álcool a 80%. O material foi triado e posteriormente identificado com as chaves taxonômicas para gêneros de formigas neotropicais de PalaCio & FeRnánDez (2003). O material foi então identificado ao nível específico através das chaves de identificação mais atuais para os gêneros e da comparação com o material do acervo de formigas do Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo. Os vouchers foram depositados na coleção de insetos do Instituto de Biologia da Universidade de Brasília.

Foram coletadas 61 espécies em 32 gêneros e nove subfamílias. A subfamília Myrmicinae apresentou maior riqueza de espécies (22 espécies em 15 gêneros), seguida por Formicinae (11 em um) e Ponerinae (10 em seis), as outras subfamílias Dolichoderinae, Ectatomminae, Ecitoninae, Pseudomyrmecinae, Cerapachyinae e Amblyoponinae apresentaram menores valores de riqueza (Tabela 1). Aproximadamente 2,1% das espécies (3.100) e 28% dos gêneros (118) conhecidos para a região Neotropical foram coletados.

Espécies dos gêneros Camponotus (Formicinae); Forelius

(Dolichoderinae); Odontomachus e Thaumatomyrmex (Ponerinae); Acanthostichus (Cerapachyinae); Pseudomyrmex (Pseudomyrmecinae); Cephalotes, Octostruma, Pheidole, Rogeria e Trachymyrmex (Myrmicinae) são aparentemente capazes de fundar suas colônias nas cavidades internas do cupinzeiro, principalmente na base hipógea, como sugere a coleta de rainhas e imaturos.

Com relação à classificação feita por silVestRe et al. (2003) para grupos tróficos de formigas do Cerrado, é interessante destacar que foram coletadas nos cupinzeiros espécies de formigas cultivadoras de fungos a partir de folhas frescas (Acromyrmex landolti Forel, Atta sexdens Linnaeus) e a partir de matéria em decomposição (Mycocepurus goeldii Forel); predadoras generalistas (Labidus coecus Latreille, Neivamyrmex modestus Borgmeier, Odontomachus brunneus Patton); predadoras especializadas (Thaumatomyrmex mutilatus Mayr); e onívoras-detritívoras (Pseudomyrmex termitarius Fr. Smith, Camponotus melanoticus Emery, Linepithema cerradense Wild e Crematogaster evallans Forel).

Os resultados obtidos neste estudo sugerem que existem condições adequadas no interior do cupinzeiro para o estabelecimento de diferentes espécies de formigas que aproveitam este recurso de nidificação e, possivelmente, utilizam os cupins e demais artrópodes hospedeiros como recurso alimentar. A próxima etapa é o estudo das interações que ocorrem no interior do cupinzeiro, na tentativa de se compreender como se deu o processo evolutivo que originou a síndrome de inquilinismo de formigas em cupinzeiros e de todas as características biológicas derivadas deste comportamento.

AGRADECIMENTOS

Ao laboratório de Termitología da UnB, às pessoas da FAL, da Embrapa e da Fundação Acangau por permitir nos amostrar nas diferentes áreas. À V. Sandoval da Universidade Federal de Viçosa pela identificação das espécies de Cephalotes. A CAPES-PECPG (MCGR) e CNPq (MCGR, JRPL), ao PRONEX-FAPDF-CNPQ (MCGR, JRPL) pelo financiamento e à Universidad del Cauca (MCGR). R.M. Feitosa agradece a bolsa fornecida pela FAPESP (proc. 11/24160–1).

Figura 1. Localização das áreas amostradas no Brasil Central: 1. Fazenda Água Limpa (FAL), 2. Embrapa cerrados, 3. Reserva do Acangau. Adaptado de http://maps.google.com.

http://maps.google.com


e-ISSN 1983-0572

99

Tabela 1. Lista das subfamílias e espécies de formigas coletadas em cupinzeiros de C. cumulans em três áreas de Cerrado sensu stricto no Brasil Central (período de coleta: entre outubro de 2010 e agosto de 2011).

TAXA FAL EMBRAPA ACANGAU

AMBLYOPONINAE

Stigmatomma armigera Mayr x

CERAPACHYINAE

Acanthostichus brevicornis Emery x x

DOLICHODERINAE

Dorymyrmex pyramicus Roger x x

Forelius maranhaoensis Cuezzo x

Linepithema cerradense Wild x x

ECITONINAE

Labidus coecus Latreille x

Neivamyrmex modestus Borgmeier x

ECTATOMMINAE

Ectatomma brunneum Smith x

Ectatomma edentatum Roger x x x

Ectatomma opaciventre Roger x

Ectatomma permagnum Forel x

Ectatomma planidens Borgmeier x

Ectatomma tuberculatum Olivier x x

Gnamptogenys schmitti Forel x

FORMICINAE

Camponotus arboreus Fr. Smith x

Camponotus atriceps Fr. Smith x

Camponotus blandus Fr. Smith x x

Camponotus cingulatus Mayr x x

Camponotus crassus Mayr x x x

Camponotus cf genatus Santschi x x

Camponotus leydigi Forel x x

Camponotus melanoticus Emery x

Camponotus renggeri Emery x x

Camponotus rufipes Fabricius x x

Camponotus trapeziceps Forel x

MYRMICINAE

Acromyrmex landolti Forel x

Atta sexdens Linnaeus x

Cephalotes depressus Klug x xContinua...

100

Formigas (Hymenoptera, Formicidae) Associadas a Ninhos de… Gallego-Ropero et al.

e-ISSN 1983-0572

TAXA FAL EMBRAPA ACANGAU

Cephalotes pusillus Klug x x x

Cephalotes pavonii Latreille x

Cephalotes grandinosus Smith x

Crematogaster evallans Forel x x

Crematogaster cf obscurata Emery x

Cyphomyrmex tranversus Emery x x x

Megalomyrmex silvestrii Wheeler x

Mycetarotes carinatus Mayhé-Nunes x

Mycocepurus goeldii Forel x x x

Octostruma iheringi Emery x

Pheidole reflexans Santschi x

Pheidole fracticeps Wilson x x

Rogeria blanda Fr. Smith x

Rogeria cf foreli Emery x

Strumigenys cf tanymastax Brown x

Trachymyrmex bugnioni Forel x x

Trachymyrmex holmgreni Wheeler x

Tranopelta gilva Mayr x x x

Wasmannia lutzi Forel x

PONERINAE

Anochetus diegensis Forel x

Centromyrmex brachycola Roger x

Centromyrmex alfaroi Emery x

Dinoponera cf mutica Emery x

Odontomachus brunneus Patton x x x

Odontomachus meinerti Forel x

Pachycondyla stigma Fabricius x x

Pachycondyla striata Fr. Smith x

Pachycondyla villosa Fabricius x

Thaumatomyrmex mutilatus Mayr x x

PSEUDOMYRMECINAE

Pseudomyrmex gracilis Fabricius x

Pseudomyrmex gr. gracilis sp. x

Pseudomyrmex gr. pallidus sp. x x

Pseudomyrmex termitarius Fr. Smith x

Tabela 1. Continuação...


e-ISSN 1983-0572

101

REFERêNCIAS

Araujo, R.L., 1970. Termites of the Neotropical region, p. 527-571. In: Krishna, K. & F.M. Weesner (Eds.). Biology of termites. New York, Academic Press, vol. 2. 643p.

Bandeira, A.G., 1979. Ecologia de cupins (Insecta: Isoptera) da Amazônia Central: efeitos do desmatamento sobre as populações. Acta Amazônica, 9: 481-499.

Buczkowski, G. & G. Bennett, 2008. Behavioral Interactions between Aphaenogaster rudis (Hymenoptera: Formicidae) and Reticulitermes flavipes (Isoptera: Rhinotermitidae): The Importance of Physical Barriers. Journal of Insect Behavior, 21: 296-305

Cancello, E.M., 1989. Revisão de Cornitermes Wasmann (Isoptera: Termitidae: Nasutitermitinae). Tese (Doutorado em Ciências Biológicas-Zoologia). Universidade de São Paulo, USP.

Coles de Negret, H.R. & K.H. Redford, 1982. The biology of nine termite species (Isoptera: Termitidae) from cerrado of Central Brazil. Psyche, 89: 81-106.

Constantino, R., 1998. Catalog of the living termites of the New World (Insecta: Isoptera). Arquivos de Zoologia, 35:135-231.

Costa, D.A., R. Carvalho, G. Lima-Filho & D. Brandão, 2009. Inquilines and invertebrate fauna associated with termite nest of Cornitermes cumulans, Goiás, Brazil. Sociobiology, 53:443-453.

Cunha, H. & D. Brandão, 2000. Invertebrates associated with the Neotropical termite Constrictotermes cyphergaster (Isoptera: Termitidae, Nasutitermitinae). Sociobiology, 37: 593-599.

Jaffé, K., C. Ramos & S. Issa, 1995. Trophic interactions between ants and termites that share common nests. Annals of the Entomology Society of America, 88: 328- 333.

Hölldobler, B. & E.O. Wilson, 1990. The Ants. Harvard University Press, Harvard. 732 p.

Holt, J.A. & P.J.M. Greenslade, 1979. Ants (Hymenoptera: Formicidae) in mound of Amitermes laurensis (Isoptera: Termitidae). Journal of the Australian Entomological Society, 18: 349-361.

INMET (Instituto Nacional de Metereologia). Normais climatológicas. Disponível em: <http://www.inmet.gov.br/html/clima.php>. Acessado em: 20/02/2011.

Kaspari, M., 2003. Introducción a la Ecología de las hormigas de la región Neotropical. p. 97-106. In: Fernández, F. (Ed.). Introducción a las Hormigas de la región Neotropical.. Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt, Bogotá, Colombia. 398p.

Kistner, D.H., 1990. The integration of foreign insects into termite societies or why do termites tolerate foreign insects in their societies. Sociobiology, 17: 191–215.

Majer, J.S., 1983. Ants: bioindicators of mine-site rehabilitation, land use, and land conservation. Enviromental Management, 7: 375-383.

Palacio, E.E. & F. Fernández., 2003 Clave para las subfamilias y géneros. p. 233-260. In: Fernández, F. (Ed.) Introducción a las hormigas de la Región Neotropical, capítulo 15. Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt, Bogotá, Colombia, 398p.

Prestwich, G.D., 1979. Chemical defence by termites. Journal of Chemical Ecology, 5: 459-480.

Redford, K.H., 1984. The termitaria of Cornitermes cumulans (Isoptera, Termitidae) and their role in determining a potential keystone species. Biotropica, 16: 112-119.

Silvestre, R., C.R. Brandão & R. Rosa da Silva., 2003. Grupos funcionales de hormigas: El caso de los gremios del Cerrado. p. 101-136. In: Fernández, F. (Ed.) Introducción a las hormigas de la Región Neotropical, capítulo 7. Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt, Bogotá, Colombia, 398p

Stork, N. E. & P. Eggleton. 1992. Invertebrates as determinants and indicator of soil quality. American Journal of Alternative Agriculture, 7: 38-55.

Yamada, A., T. Inoue, F. Hyodo, I. Tayasu & T. Abe, 2007. Effects of mound occupation by the meat ant Iridomyrmex sanguineus (Hymenoptera: Formicidae) on the Termite Amitermes laurensis (Isoptera: Termitidae) in an Australian Woodland. Sociobiology, 50: 1-9.


**********


Gallego-Ropero, M.C., R.M. Feitosa & J.R. Pujol-Luz, 2013. Formigas (Hymenoptera, Formicidae) Associadas a Ninhos de Cornitermes cumulans Kollar (Isoptera, Termitidae) no Cerrado do Planalto Central do Brasil. EntomoBrasilis, 6(1): 97-101. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/283. doi:10.12741/ebrasilis.v6i1.283

http://www.inmet.gov.br/html/clima.php

http://www.inmet.gov.br/html/clima.php






Dionisio Link (1943-2013)

Editor-Chefe

EntomoBrasilis, e-mail: [email protected]_____________________________________

EntomoBrasilis 6 (1): 102-103 (2013)

Nec

rólo

go

ionísio Link (Figura 1) professor titular da Universidade Federal de Santa Maria – RS (UFSM) e chefe do Departamento de Defesa Fitossanitária, na

Especialização de Educação Ambiental da UFMS) (CCR 2013; CuRRíCulo lattes 2013; UAB 2013). Foram 46 anos de atuação na UFSM onde ingressou em 01/03/1966. Era o professor mais antigo em atividade na Universidade (UAB 2013).

Figura 1. Professor Dr. Dionísio Link (Fonte: UAB – Universidade Aberta do Brasil)

Desenvolvia suas pesquisas no Centro de Ciências Rurais, Departamento de Defesa Fitossanitária da UFSM desde 1966, com as linhas de pesquisa: Entomologia Agrícola e Florestal, Zoologia Aplicada e Controle Integrado (CuRRíCulo lattes 2013).

Suas áreas de atuação foram segundo o CurríCulo lAttEs (2013):

Grande área: Ciências Agrárias / Área: Agronomia / Subárea: Fitossanidade / Especialidade: Entomologia Agrícola.

Grande área: Ciências Agrárias / Área: Agronomia / Subárea: Fitossanidade / Especialidade: Defesa Fitossanitária.

Grande área: Ciências Agrárias / Área: Agronomia / Subárea: Fitossanidade / Especialidade: Parasitologia Agrícola.

Grande área: Ciências Biológicas / Área: Ecologia / Subárea: Ecologia Aplicada.

No blog do Grupo cultivar pudemos encontrar um texto que reflete exatamente quem era Dionisio Link “...deixa uma enorme lacuna na área de ensino e de pesquisa e grande tristeza entre

familiares, colegas, alunos, amigos… Nas edições de Cultivar Grandes Culturas e Cultivar Hortaliças e Frutas foi colaborador assíduo, desde os primeiros números. Nos congressos e eventos agrícolas era sempre uma presença agradável e generosa, pronto para dispender seu tempo e partilhar conhecimento com quem se dispusesse a ouvi-lo.” (GRuPo CultiVal 2013).

Como Educador Ambiental orientou de graduação o projeto Pequeno Maracajá (esCoteiRos Do bRasil 2011; Pequeno MaRaCuJá 2011) (Figura 2), que tem como objetivo realizar ações para conscientizar a população local, especialmente os moradores de áreas rurais sobre a preservação do gato do mato das espécies Leopardus tigrinus Schreber e Leopardus wiedii (Schinz), em franco processo de extinção na região Alto Uruguai (Pequeno MaRaCuJá 2009). Esta atuação demonstra a grande preocupação do prof. Link com a preservação ambiental, onde ministrava na graduação a disciplina de Controle Integrado de Animais Daninhos e na especialização Elementos de Sustentação da Vida/ Fauna.

Figura 2. Membros da banca da monografia Projeto Pequeno Maracajá. Da esquerda para a direita: Prof. Dr. Dionisio Link, Prof. Dr. Paulo Edelvar Correa Peres, Paulo Roberto Hubner (autor da monografia) e Prof. Dr. Toshio Nishijima (Foto: João Paulo Santin Hubner).

Publicou 54 artigos, dentre eles 2 na EntomoBrasilis, inclusive o último cadastrado em seu Lattes (veja abaixo) foi publicado por nós o que nos honra muito, mas gostaríamos de publicar mais artigos dele em vida. Publicou em anais de eventos 74 trabalhos e 184 resumos, dentre outras produções (Figuras 3 e 4).

doi:10.12741/ebrasilis.v6.1.338


103

Dionisio Link (1943-2013) Editor-Chefe

e-ISSN 1983-0572

Como citar este artigo: Editor-Chefe, 2013. Dionisio Link (1943-2013). EntomoBrasilis, 6(1): 102-103. Acessível em: http://www.periodico.ebras.bio.br/ojs/index.php/ebras/article/view/338. doi:10.12741/ebrasilis.v6.1.338

Artigos Publicados na EntomoBrasilis

Pasini, M.P.B. & D. Link, 2012. Occurence of Zaprionus indianus (Diptera: Drosophilidae) in Agudo, Rio Grande do Sul, Brazil. EntomoBrasilis, 5: 70-74.

Pasini, M.P.B, D. Link & D. Fronza, 2011. Eficácia de atrativos alimentares na captura de Zaprionus indianus (Gupta) em pomar de figo em Santa Maria, RS. EntomoBrasilis, 4: 56-60.

Atuou de forma exemplar e com extrema dedicação, nos artigos enviados para sua apreciação e parecer, quando atuou como Avaliador da EntomoBrasilis e de incontáveis revista científicas, até o seus últimos dias. Na EntomoBrasilis avaliou 18 artigos e sempre de forma sensata e imparcial cumpria seu papel de Professor, Orientador, Avaliador e amigo anônimo dos autores. No projeto Entomologistas do Brasil e na EntomoBrasilis deixa uma imenso vazio com sua partida para o oriente eterno onde inicia sua nova jornada.

O professor Link nos deixou no dia 24.03.2013, próximo de completar 70 anos (27.03.2013) e após aposentar-se em 22.03.2013. De forma singela o projeto Entomologistas do Brasil presta uma última homenagem, incluído-o no seu rol de Entomologistas Brasileiros homenageados (entoMoloGistas Do bRasil 2013).

REFERêNCIAS

CCR (Centro de Ciências Rurais/UFSM), 2013. Nota de Falecimento. Disponível em <http://www.ufsm.br/ccr/index.php/component/content/article/35-noticias/387--

nota-falecimento.html>. Acesso em: 31.03.2013.Currículo Lattes, 2013. Dionisio Link – Currículo Lattes

atualizado em: 31/01/2013. Disponível em <http://lattes.cnpq.br/0883632225702268>. Acesso em: 31.03.2013.

Entomologistas do Brasil, 2013. Entomologistas Brasileiros: Dionisio Link. Disponível em <http://www.ebras.bio.br/entomol/entomol_desc.asp?code=0798DBA1B>. Acesso em: 31.03.2013.

Escoteiros do Brasil. 2011. Projeto de Escoteiro da Pátria ganha monografia de especialização na UFSM. Disponível em: <http://www.escoteiros.org.br/noticias/noticia_detalhe.php?id=195>. Acesso em: 31.03.2013.

Grupo Cultivar, 2013. Pesquisa perde Dionísio Link. Disponível em <http://www.grupocultivar.com.br/blog/cultivar/2013/03/pesquisa-perde-dionisio-link>. Acesso em: 31.03.2013.

Pequeno Maracujá, 2009. Projeto Pequeno Maracajá. Disponível: <http://www.pequenomaracaja.blogspot.com.br>. Acesso em: 31.03.2013.

Pequeno Maracujá, 2011. Projeto Pequeno Maracajá é tema de Monografia de especialização em Educação Ambiental. Disponível: <http://www.pequenomaracaja.blogspot.com.br>. Acesso em: 31.03.2013.

UAB (Universidade Aberta do Brasil), 2013, Faleceu professor do Curso de Especialização em Educação Ambiental da UFSM, Dionisio Link. Disponível em <http://www.uabpanambi.com.br/novo/ver.php?codigo=696>. Acesso em: 31.03.2013.

Recebido em: 31/03/2013**********

Figura 3. Produção científica do Dr. Dionisio Link entre os anos de 1995 a 2012. Fonte: CuRRíCulo lattes (2013).

Figura 4. Produção científica do Dr. Dionisio Link por tipo de produção. Fonte: CuRRíCulo lattes (2013).

http://dx.doi.org/10.12741/ebrasilis.v6iX.

http://www.ufsm.br/ccr/index.php/component/content/article/35-noticias/387--nota-falecimento.html



http://lattes.cnpq.br/0883632225702268

http://lattes.cnpq.br/0883632225702268

http://www.ebras.bio.br/entomol/entomol_desc.asp?code=0798DBA1B

http://www.ebras.bio.br/entomol/entomol_desc.asp?code=0798DBA1B

http://www.escoteiros.org.br/noticias/noticia_detalhe.php?id=195

http://www.escoteiros.org.br/noticias/noticia_detalhe.php?id=195

http://www.grupocultivar.com.br/blog/cultivar/2013/03/pesquisa-perde-dionisio-link

http://www.grupocultivar.com.br/blog/cultivar/2013/03/pesquisa-perde-dionisio-link

http://www.pequenomaracaja.blogspot.com.br



http://www.uabpanambi.com.br/novo/ver.php?codigo=696

http://www.uabpanambi.com.br/novo/ver.php?codigo=696

Documents

EntomoBrasilis volume 6, número 1