37
UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO QUALITTAS – INSTITUTO DE PÓS-GRADUAÇÃO CURSO DE ESPECIALIZAÇÃO EM CLÍNICA MÉDICA DE PEQUENOS ANIMAIS HEMOPLASMOSE FELINA – RELATO DE CASO Adriana Wolf Wander Porto Alegre, jul. 2009

Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

Embed Size (px)

Citation preview

Page 1: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO

QUALITTAS – INSTITUTO DE PÓS-GRADUAÇÃO

CURSO DE ESPECIALIZAÇÃO EM CLÍNICA MÉDICA DE PEQUENOS ANIMAIS

HEMOPLASMOSE FELINA – RELATO DE CASO

Adriana Wolf Wander

Porto Alegre, jul. 2009

Page 2: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

UNIVERSIDADE CASTELO BRANCO

ADRIANA WOLF WANDER

Aluna do curso de Especialização em Clínica Médica de Pequenos Animais

HEMOPLASMOSE FELINA

RELATO DE CASO

Trabalho monográfico de conclusão do curso de Especialização em Clínica Médica de Pequenos Animais (TCC), apresentado à UCB como requisito parcial para a obtenção do título de Especialização em Clínica Médica de pequenos Animais, sob a orientação da Profa Fernanda Vieira Amorim da Costa.

Porto Alegre, jul. 2009

Page 3: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

iii

ADRIANA WOLF WANDER

HEMOPLASMOSE FELINA – RELATO DE CASO

Foi analisado e aprovado com

grau: .............................

Porto Alegre, ______ de ____________ de ______.

_____________________________ Professora Orientadora

Porto Alegre, jul. 2009

Page 4: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

iv

RESUMO

A hemoplasmose felina é causada por hemoplasmas hemotrópicos, ou seja, bactérias

pleomórficas que parasitam os eritrócitos dos gatos domésticos. Seus agentes etiológicos já foram chamados de Eperythrozoon felis, Haemobartonella feliz e atualmente são conhecidos como Mycoplasma haemofelis, Candidatus Mycoplasma haemominutum e Candidatus Mycoplasma turicensis. Estes agentes podem causar anemia primária em gatos, mas quando há co-infecção com as retroviroses felinas, incluindo o vírus da imunodeficiência felina e o vírus da leucemia felina, o quadro clínico é mais grave. Foi demonstrado que as transfusões de sangue infectado são eficazes na transmissão do microorganismo (Gary et al 2006), mas ainda não está provado que parasitas hematófagos, por exemplo, mosquitos e pulgas, são vetores adequados. Os sinais clínicos desta enfermidade incluem principalmente anorexia, anemia regenerativa, icterícia e esplenomegalia. O diagnóstico deve ser firmado quando encontrarmos o microorganismo na avaliação hematoscópica, juntamente com sinais clínicos da doença e a presença de anemia regenerativa, porém, o teste da Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) é conhecido por ser mais sensível do que a citologia para o diagnóstico e permite a diferenciação das duas espécies de hemoplasmas. O tratamento preconizado inlcui o uso de doxiciclina, mas o uso de enrofloxacina vem sendo sugerido recentemente. O presente trabalho objetiva relatar um caso de hemoplasmose felina, enfatizando os sinais clínicos, diagnóstico e eficácia do tratamento com o uso da doxiciclina.

Palavras-chave: hemoplasmas; anemia; gatos.

ABSTRACT

The feline hemoplasmosis is caused by hemoplasmas hemotrópics, or pleomorphic bacterias that parasite the domestic cats erythrocytes. Their etiologic agents have already been called Eperythrozoon felis, Haemobartonella felis and nowadays they are known as Mycoplasma haemofelis, Candidatus Mycoplasma haemominutum and Candidatus Mycoplasma turicensis. These agents may cause primary anemia in cats, but when there are co-infection with feline retrovirosis, including the feline immunodeficiency virus and the feline leukemia virus, the clinical picture is more severe. It was shown that the transfusion of infected blood are effective in the transmission of the microorganism (Gary et al 2006), but is not yet proven that hematophagous parasites, such as mosquitoes and fleas, are suitable vectors. The clinical signs of this disease mainly include anorexia, regenerative anemia, jaundice and splenomegaly. The diagnosis must be established when the microorganism is found in the hematoscopic assessment, in assossiation with clinical signs of the disease and the presence of regenerative anemia, however, the test of Polymerase Chain Reaction (PCR) is known to be more sensitive than cytology for the diagnosis and also allows the differentiation of two species of hemoplasmas The recommended treatment includes the use of doxycycline, but the use of enrofloxacin has been suggested recently. This study aims to report a case of feline hemoplasmosis, emphasizing the clinical signs, diagnosis and effective treatment with the use of doxycycline.

Key-words: hemoplasma; anemia; cat.

Page 5: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

v

SUMÁRIO

Resumo.................................................................................................................. iv

Lista de Figuras...................................................................................................... vi

Parte

1. ...............................................................................................................................R

evisão bibliográfica ............................................................................................1

1.1........................................................................................................................I

ntrodução.....................................................................................................1

1.2........................................................................................................................E

tiologia .........................................................................................................2

1.3........................................................................................................................H

istórico .........................................................................................................5

1.4........................................................................................................................E

pidemiologia ................................................................................................6

1.5........................................................................................................................P

atogênese....................................................................................................8

1.6........................................................................................................................S

inais Clínicos .............................................................................................10

1.7........................................................................................................................D

iagnóstico ..................................................................................................10

Page 6: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

vi

1.8........................................................................................................................T

ratamento ..................................................................................................15

1.9........................................................................................................................P

rognóstico ..................................................................................................17

2. ...............................................................................................................................R

elato de caso....................................................................................................18

3. ...............................................................................................................................D

iscussão e conclusão.......................................................................................20

Anexos ..................................................................................................................22

Referências bibliográficas .....................................................................................23

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - M. haemofelis e M. haemominutum em sangue de gatos infectados ................ 3

Figura 2 - Precursores imaturos de células eritróides em um gato portador do vírus para

leucemia viral felina ............................................................................................................ 9

Figura 3 - Esfregaço sanguíneo demostrando a presença de M. haemofelis em

aproximadamente 50% dos eritrócitos ............................................................................. 11

Page 7: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

vii

Figura 4 - Esfregaço sanguíneo demostrando a presença de M. haemofelis em

aproximadamente 65% dos eritrócitos ............................................................................. 12

Page 8: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

1

1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

1.1. INTRODUÇÃO

A anemia infecciosa felina ou hemoplasmose felina é causada por hemoplasmas

hemotrópicos, ou seja, bactérias pleomórficas que parasitam os eritrócitos dos gatos domésticos.

Por esta razão, suas principais espécies, Mycoplasma haemofelis e Candidatus Mycoplasma

haemominutum, são comumente conhecidas como hemoplasmas felinos (Neimark et al 2001,

Messick 2004). A hemoplasmose causa um distúrbio hemolítico extravascular que também pode

acometer caninos, bovinos, búfalos, veados, ratos, porcos da Índia, esquilos, caprinos, macacos e

pessoas (Harvey e Gaskin 1978). A doença tem maior importância em gatos domésticos e, nos

caninos, é uma patologia incomum, acometendo principalmente animais esplenectomizados

(Jones 2000).

O modo de transmissão ainda não foi completamente elucidado, mas suspeita-se que

ocorra através da transferência de sangue de um gato para outro (Norsworthy 2004). Foi

demonstrado que as transfusões de sangue infectado são eficazes na transmissão do

microorganismo (Gary et al 2006), mas ainda não está provado que parasitas hematófagos, por

exemplo, mosquitos e pulgas, são vetores adequados (Norsworthy 2004). A infecção já foi

realizada experimentalmente por injeções parenterais de sangue e também por administração de

sangue infectado por via oral (Hoskins 1991).

Acredita-se não haver predileção por raça ou sexo, contudo, parece que os machos são

mais propensos a apresentarem a hemoplasmose devido aos hábitos mais freqüentes de

ambulação e luta, e, com isso, maior exposição a gatos infectados por M. haemofelis (Harvey

1998). Gatos mais jovens do que 6 anos de idade, têm maior risco de desenvolver hemoplasmas

hemotrópicos, porém, esse risco declina em gatos idosos (Hayes e Priester 1973, Grindem et al

1990, Harrus et al 2002). Um resultado positivo no exame de detecção do vírus da Leucemia felina

Page 9: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

2

(FeLV) e histórico de abscessos causados por mordidas de outros gatos também têm sido

identificados como um fatores de risco (Grindem et al 1990).

Apesar de ser uma das principais causas de anemia em gatos, ainda existem poucas

informações disponíveis em relação à sua epidemiologia e às doenças que este parasito causa.

Um dos principais fatores limitantes à investigação desse organismo é que ainda não há sucesso

no seu cultivo fora do hospedeiro. Contudo, recentemente, estudos moleculares têm avançado

nosso entendimento sobre a sua natureza e patogenicidade (Tasker e Lappin 2002).

A hemoplasmose é uma doença comum em felinos domésticos. Porém, o seu diagnóstico

só pode ser firmado quando encontrarmos o microorganismo na análise hematoscópica,

juntamente com sinais clínicos da doença e a presença de anemia regenerativa (Grace 2004).

Entretanto, devido à alta freqüência de falso-negativo na avaliação hematoscópica de esfregaços

sanguíneos, a enfermidade é pouco diagnosticada. O teste da Reação em Cadeia da Polimerase

(PCR) é conhecido por ser mais sensível do que a citologia para o diagnóstico e permite a

diferenciação das duas espécies de hemoplasmas (Berent et al., 1998; Foley et al., 1998; Westfall

et al., 2001).

O presente trabalho objetiva relatar um caso de hemoplasmose felina, enfatizando os

sinais clínicos, diagnóstico e eficácia do tratamento com o uso da doxiciclina.

1.2. ETIOLOGIA

Os hemoplasmas hemotrópicos são organismos pequenos (0,3 a 0,8 µm), gram-negativos,

epicelulares, firmemente aderidos à membrana dos eritrócitos (Davenport 1994). Não possuem

parede celular nem flagelo, são resistentes à penicilina e seus análogos, mas são suscetíveis à

tetraciclina (Neimark et al 2001, 2002). Estudos ultra-estruturais, em meados dos anos 60,

mostraram claramente que esses parasitas estão na superfície das células vermelhas sanguíneas

e não parecem penetrar no interior das mesmas. (Small e Ristic 1967).

Os hemoplasmas possuem DNA e RNA e se replicam por divisão binária. Esses

organismos não têm sido cultivados fora de seus hospedeiros, diferenciando-os assim da espécie

Bartonella, pois essas são bactérias que podem ser cultivadas em células livres (Harvey 1998).

Page 10: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

3

Foram identificadas duas linhagens distintas de M. felis (Figura 1 ). A forma grande,

Mycoplasma haemofelis (Mhf), relativamente patogênica associada à anemia hemolítica grave em

gatos imunocompetentes, e a forma pequena, Candidatus Mycoplasma haemominutum (Mhm),

não associada à doença em gatos imunocompetentes. (Foley et al 1998, Jensen et al 2001,

Westfall et al 2001). Entretanto, gatos co-infectados com Mhm e FeLV são mais susceptíveis a

desenvolver a anemia clínica do que gatos infectados apenas com o Mhm. Há alguns indícios que

o desenvolvimento de doenças mieloproliferativas é acelerado em gatos infectados

concomitantemente com Mhm e FeLV (George et al 2002).

Análises da seqüência do gene 16S do DNA ribossômico mostraram uma semelhança

genética de 83% entre o M. haemofelis e Candidatus M. haemominutum (Foley e Pedersen 2001).

Figura 1: M. haemofelis (nas células azuis) e M. haemominutum (seta, nas células vermelhas) em sangue de gatos infectados. Fonte: Foley et al 1998.

Recentemente, um novo hemoplasma, Candidatus Mycoplasma turicensis (Mtc), foi

detectado em gatos na Suiça com história de hemólise intravascular grave (Willi et al 2005).

Posteriormente, esta espécie foi descrita em gatos na Austrália, Reino Unido, África do Sul e

Estados Unidos, sugerindo uma distribuição mundial. No Brasil este parasita foi descrito apenas

Page 11: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

4

em felinos selvagens mantidos em zoológicos (Willi et al 2007). Análises da seqüência do gene

16S rRNA revelaram que esse organismo está mais estreitamente ligado ao Mycoplasma

coccoides e ao Mycoplasma haemomuris, ambos espécies de hemoplasmas de roedores (Iralu e

Ganong 1983), do que a outros hemoplasmas felinos. Sua inoculação em gatos resultou em

anemia, apesar de sua patogenicidade em condições naturais ainda não ser bem entendida

(Sykes et al 2008). Também foram detectadas, por meio da Reação em Cadeia da Polimerase

(PCR), provas moleculares de infecção em 2 de 263 gatos com e sem anemia por um organismo

semelhante, o Candidatus Mycoplasma haematoparvum, que é um hemoplasma canino(Sykes et

al 2008).

Através de testes de análises da seqüência do gene 16S rRNA, verificou-se que o M.

haemofelis apresenta mais semelhanças com o M. haemocanis, que causa anemia em cães

esplenectomizados, do que com outros M. haemofelis isolados, e por causa disso, foi sugerido que

M. haemofelis e M. haemocanis sejam o mesmo organismo infectando diferentes espécies de

animais (Brison e Messick 2001, Birkenheuer et al 2002). Ao se inocular o sangue de cães

infectados com M. haemocanis em gatos sadios, estes permaneceram assintomáticos, mas o

sangue desses gatos, quando inoculado em cães, reproduz a doença (Lumb 2001). Em outro

experimento, o sangue de gatos infectados com M. haemofelis foi inoculado em gatos suscetíveis,

em cães esplenectomizados e em cães não esplenectomizados, não resultando em anemia ou

bacteremia citologicamente detectável nesses animais (Splitter et al 1956 e Lumb 2001). Por

causa desses resultados e devido à morfologia diferente desses dois organismos, alguns autores

acreditam que o seqüenciamento do gene 16S rRNA pode não ser adequado para diferenciar

essas espécies (Sykes 2003).

Desde o desenvolvimento da PCR para a detecção dos hemoplasmas hemotrópicos,

vários estudos têm investigado a prevalência da infecção com Mhm e Mhf em diferentes países,

incluindo África do Sul (Lobetti e Tasker 2004), EUA (Hackett et al e Eberhardt et al 2006, Ishak et

al 2007), Austrália (Tasker et al 2004), Suiça (Willi et al 2006), Reino Unido (Tasker et al 2003) e

Japão (Watanabe et al 2003).

Page 12: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

5

Morais et al (2008) descreveram a primeira infecção dupla com Mhf e Mhm, na América do

Sul, descrevendo sinais clínicos e anormalidades laboratoriais idênticos às observadas em outras

partes do mundo.

1.3. HISTÓRICO

Em 1942, Clark descreveu uma infecção por Eperythrozoon em um gato anêmico na África

do Sul nomeando a espécie de Eperythrozoon felis. Flint & Moss, em 1953, através de um método

experimental, descreveram nos EUA, um organismo similar causando anemia infecciosa em gatos.

Em 1955, Flint e Mc Kelvie sugeriram que esse organismo fosse nomeado de Haemobartonella

felis, pois ao contrário da espécie Eperythrozoon, ele não era visto livremente no plasma, além de

serem identificadas formas anelares do parasito.

A H. felis foi então descrita mundialmente (Anderson & Charleston 1967, Bedford1970,

Bobade & Akinyemi 1981, Clark 1942, Espada et al 1991, Flagstad & Larsen 1969, Hatakka 1972,

Maede et al 1974, Manusu 1961, Mrljak et al 1995, Prieur 1960, Seamer & Douglas 1959, Théry

1966) embora estudos descrevendo a prevalência da infecção em gatos de diferentes partes do

mundo sejam escassas. A descrição em gatos domésticos no Brasil foi relatada pela primeira vez

em 1976 (Massard et al).

Em 1993, o microorganismo foi classificado na família Anaplasmataceae, na ordem

Rickettsiales (Carney e England).

Posteriormente, achados moleculares provaram que a H. felis era a causa da anemia

infecciosa felina (Berent et al 1998, Cooper et al 1999). Em 1997, a análise da seqüência do gene

16S rRNA demonstrou que alguns membros dos gêneros Hemobartonella e Eperythrozoon

pertencem ao gênero Mycoplasma (Neimark e Kogan, Rikihisa et al). Em 1998, alguns estudos

também documentaram a existência de diferentes linhagens que podem, em última análise, provar

haver espécies diferentes de Haemobartonella (Berent et al 1998, Foley et al 1998, Messick et al

1998, Rikihisa et al 1997). Sendo assim, a Haemobartonella felis foi reclassificada como

Mycoplasma haemofelis (Neimark et al 2001).

Page 13: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

6

Para Sykes et al 2003, a reclassificação desses microorganismos como hemoplasmas

pode parecer inapropriado inicialmente, com base na sua associação com eritrócitos, pois outros

agentes micoplasmas patogênicos geralmente estão associados com superfícies mucosas dos

tratos respiratórios e urogenital causando, ocasionalmente, doenças artríticas. Mas, acredita que a

reclassificação das espécies Haemobartonella e Eperythrozoon como Mycoplasma irá ajudar nos

estudos desses organismos no futuro.

1.4 EPIDEMIOLOGIA

Gatos mais jovens do que 6 anos de idade têm maior risco de desenvolver hemoplasmas

hemotrópicos, porém, esse risco declina em gatos idosos (Hayes e Priester 1973, Grindem et al

1990, Harrus et al 2002). Acredita-se não haver predileção por raça ou sexo, contudo, parece que

os machos são mais propensos a apresentarem a hemoplasmose, devido aos hábitos mais

freqüentes de ambulação e luta, com maior exposição a gatos infectados por M. haemofelis

(Harvey 1998). A freqüência pode também ser maior nos meses de primavera e verão,

presumivelmente como conseqüência do aumento dos passeios dos gatos para fora de casa

(Hayes e Priester 1973).

Um resultado positivo no exame de detecção de FeLV e histórico de abscessos também

têm sido identificados como fatores de risco (Grindem et al 1990).

O Mycoplasma haemofelis pode causar anemia primaria em gatos e também é

comumente reconhecido com um patógeno associado às retroviroses, incluindo o vírus da

imunodeficiência felina e o vírus da leucemia felina, assim como outras doenças debilitantes

(Kociba et al 1983, Bobade et al 1988, Lappin 1995, Grindem et al 1990, Harrus et al 2002,

George et al 2002).

Estudos indicam o Candidatus Mycoplasma haemominutum como a espécie mais

prevalente, seguido pelo Candidatus Mycoplasma turicensis e em seguida M. haemofelis (Willi et

al 2006, Sykes et al e Peters at al 2008). Willi et al (2006) detectaram DNA de Mhm e Mhf tanto

em gatos saudáveis como em gatos doentes, já o Mtc foi detectado somente em gatos doentes.

Page 14: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

7

O modo de transmissão ainda não foi completamente elucidado, mas suspeita-se que

ocorra através da transferência de sangue de um gato para outro (Norsworthy 2004). Foi

demonstrado que as transfusões de sangue infectado são eficazes na transmissão do

microorganismo (Gary et al 2006), mas ainda não está provado que parasitas hematófagos, por

exemplo, mosquitos e pulgas, são vetores adequados (Norsworthy 2004). A infecção já foi

realizada experimentalmente por injeções parenterais de sangue e também por administração de

sangue infectado por via oral (Hoskins 1991).

Os gatos portadores servem como reservatórios da infecção, uma vez que o M.

haemofelis pode ser um organismo comensal em gatos saudáveis e a infecção pode resultar em

doença aguda quando os gatos infectados são submetidos a condições de estresse ou

acometidos por infecções ou doenças concomitantes, como a infecção pelo vírus da leucemia

felina, Diabetes melittus, dentre outras (Harvey 1998).

Segundo Messick (2003), o M. haemofelis pode desaparecer e reaparecer ciclicamente na

superfície das células vermelhas do sangue dos gatos. Em menos de uma hora, múltiplos

organismos detectados em eritrócitos infectados podem transformar-se em não detectáveis, pois é

possível que os organismos alterem os antígenos de superfície celular permitindo que eles se

separem da célula sanguínea. A perda da capacidade de aderência às células de seus

hospedeiros traz vários benefícios para o M. haemofelis, contribuindo para a sua sobrevivência.

Ela permite o desenvolvimento de um estado de portador, por mutação ou por sobreposição de

certos antígenos superficiais, o que inibe a resposta imune e faz com que o M. haemofelis

estabeleça uma infecção em outro tipo de célula. O retorno da aderência nos eritrócitos auxilia em

um novo ciclo de infecção, facilitando assim a transmissão do M. haemofelis para um vetor

sugador de sangue. Lappin et al (2003), em seu estudo, mostraram que pulgas infectadas com M.

haemofelis podem transmitir o parasita e produzir a doença em gatos suscetíveis. Entretanto, a

transmissão do M. haemominutum por pulgas não foi bem sucedida e os autores sugeriram que o

baixo número de pulgas usado no estudo poderia ser responsável por esses achados negativos.

(Lappin et al 2003).

Para Woods et al (2005), o vetor em potencial para ambos os hemoplasmas de gatos é a

pulga Ctenocephalides felis. Pereita e Santos (1998) acreditam que, por serem encontradas

Page 15: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

8

comumente nos gatos brasileiros, as pulgas podem servir como vetores da doença na América do

Sul.

1.5 PATOGÊNESE

A hemoplasmose causa um distúrbio hemolítico (Harvey e Gaskin 1978), sendo a

hemólise classificada primariamente como extravascular. As células parasitadas são identificadas

como anormais pelo sistema imune e retiradas da circulação sanguínea através de

eritrofagocitose, a qual é realizada pelos macrófagos no baço, fígado, pulmões e medula óssea

(Norsworthy 2004 e Fighera 2001). Os organismos podem ainda ser retirados dos eritrócitos por

um processo denominado corrosão (“pitting”). Em alguns casos, desenvolve-se uma anemia

hemolítica imune-mediada secundária à infecção, podendo ocorrer hemólise intravascular e,

assim, hemoglobinúria (Fighera 2001).

Diversos mecanismos estão envolvidos no desenvolvimento da anemia, dentre eles

destacam-se: 1) lesão direta das hemácias, causada pela interação de anticorpos e sistema

complemento contra os antígenos de M. haemofelis; 2) hemólise imune-mediada pela exposição

de antígenos das próprias hemácias que resultam na produção de anticorpos; 3) eritrofagocitose,

na qual hemácias parasitadas são fagocitadas por macrófagos e destruídas no baço; 4) seqüestro

de hemácias nos pequenos vasos por causa da formação de esferócitos que, por serem menores

e pouco deformáveis, são destruídos no sistema mononuclear fagocitário (Harvey 1998).

A infecção aguda com M. haemofelis está associada com uma parasitemia massiva dos

eritrócitos, causando anemia hemolítica grave e, às vezes, fatal. A anemia associada com a

infecção por M. haemofelis é tipicamente regenerativa, mostrando anisocitose e policromasia, com

um aumento absoluto do número de reticulócitos. Contudo, a gravidade da anemia depende do

estágio da infecção e o hematócrito pode cair para menos de 20% no pico da parasitemia. A PCR

tem sido usada para correlacionar a presença da parasitemia com a doença clínica em gatos que

foram experimentalmente infectados com M. haemofelis (Berent et al 1998, Messick et al 1998).

Os gatos saudáveis que foram infectados experimentalmente com M. haemominutum

desenvolveram apenas mínimos sinais clínicos da doença aguda e mudanças hematológicas

Page 16: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

9

negligenciáveis. O hematócrito dos gatos declinou ao longo de todo o curso da infecção, mas

nunca abaixo dos valores de referência para gatos (Foley et al 1998).

Foi sugerido que gatos que possuem infecção retroviral pré-existente podem ter um

grande risco de se infectarem por hemoplasmas felinos, desenvolvendo sinais de anemia mais

graves do que gatos infectados apenas com o parasita (Nash e Bobade 1986, Grindem et al 1990,

Lappin 1995, Harrus et al 2002, Hartmann et al 2001, George et al 2002, Inokuma et al 2004).

Sendo assim, gatos que estão co-infectados com hemoplasma e retrovírus apresentam risco maior

de desenvolver linfoma, leucemia e síndrome da imunodeficiência adquirida (Priester e 1973;

Cotter et al 1975; Bobade et al 1988; George et al 2002; Harrus et al 2002).

A infecção crônica por M. haemofelis pode promover transformações neoplásicas das

células hematopoiéticas em gatos infectados por FeLV (Figura 2 ). É também importante

reconhecer que apesar de uma intensa resposta imunológica ou tratamento com antibiótico, os

gatos infectados tanto com M. haemofelis ou M. haemominutum provavelmente ainda serão

portadores crônicos do parasita (Messick 2003).

Figura 2 : Precursores imaturos de células eritróides em um gato portador do vírus para leucemia viral felina. Notar os parasitas epicelulares nos eritrócitos. Fonte: Messick (2003).

Page 17: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

10

1.6 SINAIS CLÍNICOS

Os sinais clínicos observados incluem letargia, anorexia, febre e anemia, tanto em gatos

infectados naturalmente e como experimentalmente. Em geral, a temperatura retal é normal,

exceto na fase aguda, quando se encontra aumentada e, na fase terminal da doença, pode ainda

se apresentar diminuída (Hagiwara 2003). Entretanto, a pirexia normalmente é intermitente e o

animal pode apresentar picos febris que ocorrem quando o número de parasitas é maior na

circulação periférica.

A esplenomegalia e a icterícia são causadas principalmente pela hemólise intravascular e

podem ser vistas ocasionalmente (Messick 2003).

O exame físico revela mucosas pálidas ou ictéricas, aumento do esforço ventilatório

(especialmente em situação de estresse), sopro cardíaco sistólico suave, taquicardia, taquipnéia e

esplenomegalia palpável (Norsworthy 2004; Grace 2004).

A infecção pode ser assintomática na doença subclínica, de forma que os animais

apresentem apenas uma anemia discreta. Os sintomas estão na dependência do estado da

doença e da rapidez com que se desenvolve a anemia. Se a anemia se desenvolver

gradualmente, o gato pode exibir perda de peso, mas se mantém vivaz e alerta. Ao contrário, a

diminuição precoce e acentuada do hematócrito, em associação com a parasitemia grave, pode

causar pouca diminuição do peso corporal, mas uma marcante depressão mental (Hagiwara

2003).

1.7 DIAGNÓSTICO

Os achados hematológicos são de anemia hemolítica com intensa regeneração,

resultando em uma anemia macrocítica hipocrômica. Evidencia-se policromasia e anisocitose

excessivas, presença de grande quantidade de corpúsculos de Howell-Jolly e precursores

eritróides nucleados (metarrubrícitos e rubrícitos). O plasma mostra-se ictérico, podendo

raramente apresentar-se avermelhado, em virtude de eventual hemólise intravascular. Quando

Page 18: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

11

ocorre o desenvolvimento da anemia hemolítica imune-mediada, podemos encontrar esferócitos

em grande quantidade, bem como eritrofagocitose (Fighera (2001).

O método mais comumente usado para o diagnóstico definitivo da hemoplasmose é a

verificação dos organismos na superfície dos eritrócitos durante o exame microscópico de um

esfregaço sanguíneo de bem confeccionado (Butt 1990). O microorganismo é encontrado ao redor

da periferia do eritrócito, podendo estar sozinho, em pares ou em cadeias nas infestações graves

(Figura 3 ). Na avaliação da hematoscopia, o parasita encontra-se em forma de anel, bastão ou

pequenos pontos formando cadeias. É importante salientar que esses não devem ser confundidos

com precipitados de proteína, debris que se depositam no fundo da lâmina ou artefatos

(VanSteenhouse et al 1993). Estes se diferenciam dos hemoplasmas por apresentarem bordas

irregulares e aparecerem com menor coloração quando os eritrócitos estão focados no

microscópio (Tasker e Lappin 2002). Os M. haemofelis também devem ser diferenciados de outras

inclusões eritrocitárias, como por exemplo, os corpúsculos de Howell-Jolly, que são encontrados

constantemente em qualquer anemia regenerativa (Hahn 1999) e representam resquícios de

núcleo eritrocitário, os quais podem ser diferenciados do M. haemofelis simplesmente por

apresentarem maior tamanho (Figura 4 ) (Bobade e Nash 1987, Small e Ristic 1967).

Figura 3 : Esfregaço sanguíneo demostrando a presença de M. haemofelis em aproximadamente 50% dos eritrócitos. Fonte: Tasker e Lappin (2002).

Page 19: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

12

Figura 4 : Esfregaço sanguíneo demostrando a presença de M. haemofelis em aproximadamente 65% dos eritrócitos. Formas anelares de M. haemofelis são visíveis (setas grandes). Corpúsculos de Howell-Jolly, que se apresentam maiores e mais densos, podem ser vistos para comparação (setas menores). Fonte: Tasker e Lappin (2002).

O diagnóstico de hemoplasmose pode ser firmado quando encontrarmos o

microorganismo juntamente com sinais clínicos e a presença de anemia regenerativa. O M.

haemofelis é observado em muitos gatos assintomáticos, portanto, a simples presença desse

microorganismo no esfregaço sanguíneo não deve resultar em um diagnóstico de hemoplasmose.

Quando o microorganismo é identificado, além de associar o diagnóstico aos sinais clínicos do

paciente, deve-se investigar alguma causa adjacente, pois a hemoplasmose pode ocorrer

secundariamente à outra doença ou um evento gerador de estresse (Grace 2004).

Os microorganismos se destacam das hemácias quando o sangue é preservado com

anticoagulante. Por esta razão, recomenda-se a confecção do esfregaço com sangue fresco,

imediatamente após a sua colheita (Hagiwara 2003, Alleman et al 1999). A súbita ausência da

parasitemia detectável é atribuída à rápida depuração das hemácias parasitadas por macrófagos

no baço, fígado e medula óssea (GAUNT 2000), o que contribui para a anemia progressiva. A

menos que os parasitas estejam presentes na circulação sanguínea, é praticamente impossível

diferenciar hemoplasmose de anemia hemolítica auto-imune (Harvey 1998), já que o teste de

Coomb´s pode ser positivo na fase aguda e negativo na fase crônica (Hagiwara 2003).

Devemos proceder a contagem de reticulócitos (eritrócitos imaturos) circulantes sempre

que o hematócrito estiver menor que 20 %, para que possa ser avaliada a resposta da medula

Page 20: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

13

óssea à anemia (Grace 2004). A contagem de reticulócitos fica substancialmente aumentada, a

menos que ela tenha sido feita imediatamente após uma queda abrupta no volume globular, ou se

existe concomitantemente alguma doença supressora da medula óssea. Depois da hemólise,

deverão transcorrer quatro a seis dias para que aumente a contagem de reticulócitos (Norsworthy

2004).

Podem estar presentes dois tipos de reticulócitos. Os reticulócitos agregados refletem

mais uma resposta regenerativa recente, pois contém numerosos aglomerados de ribossomos que

se coram intensamente de azul, enquanto que reticulócitos pontilhados contém pequenos

aglomerados de material ribossômico (Grace 2004). A presença de reticulócitos agregados é o

indicador mais confiável de uma resposta regenerativa recente, sabendo-se que diante de uma

anemia grave, que estimule a produção de eritrócitos, há a presença de 0,5% a 5% de reticulócitos

agregados (Grace 2004). Eritrócitos nucleados circulantes não indicam resposta regenerativa, a

menos que estejam acompanhados por aumento da contagem de reticulócitos. As causas do

aparecimento de eritrócitos nucleados circulantes na ausência de anemia regenerativa são

neoplasia, lesão hipóxica ou tóxica da medula óssea, intoxicação por chumbo e esplenomegalia

(Grace, 2004).

Cerca da metade de todos os gatos com hemoplasmose clínica são positivos para FeLV.

Embora se saiba que a infecção por FeLV suprime a imunidade e predispõe gatos a diversas

doenças infecciosas, o oposto também pode ser verdade. Estudos experimentais demonstram que

a hemoplasmose pode predispor gatos à infecção por FeLV (Norsworthy 2004).

Na avaliação bioquímica, destacam-se os altos níveis de bilirrubina, principalmente em

sua fração não-conjugada (indireta), e o aumento da atividade da alanina aminotransferase,

decorrentes da necrose hepática secundária à anemia aguda e hipóxia decorrente. Em casos mais

raros, nos quais ocorre um componente hemolítico intravascular, podemos ter aumento da uréia e

creatinina, pela ação tóxica que a hemoglobina exerce no néfron (Grauer e Lane 1995).

Devido à dificuldade de cultivo do M. haemofelis, até recentemente o diagnóstico da

infecção era primariamente baseado na identificação citológica dos organismos na superfície das

células sanguíneas vermelhas. Entretanto, há vários fatores que resultam em casos falso-positivos

e falso-negativos quando se utiliza esse método de diagnóstico (Tasker e Lappin, 2002). O teste

Page 21: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

14

da Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) é conhecido por ser mais sensível do que a citologia

para o diagnóstico e permite a diferenciação das duas espécies de hemoplasmas (Berent et al.,

1998; Foley et al., 1998; Westfall et al., 2001), sendo atualmente o teste de escolha para o

diagnóstico da infecção por M. hemofelis por ser comercialmente viável em muitos laboratórios

da América do Norte. A disponibilidade de um teste de diagnóstico sensível tem permitido estudos

mais precisos, inclusive para se avaliar a eficácia do tratamento (Tasker e Lappin, 2002).

O exame da Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) é uma técnica molecular sensível

que permite a amplificação de um fragmento particular de DNA de um microorganismo (Messick

2003). A amplificação do gene 16S do DNA ribossômico é a base para todos os ensaios de PCR

desenvolvidos até hoje para a detecção de hemoplasmas hemotrópicos (Foley et al 1998, Berent

at al 1998, Messick 1998, Jensen et al 2001). Dois ensaios distintos baseados na PCR são

utilizados para detectar a infecção no gato: um ensaio detecta M. haemofelis, e outro detecta C. M.

haemominutum (Messick 2003). A PCR que foi desenvolvida para a detecção do M. haemofelis

(Berent at al 1998) também detecta o parasita canino M. haemocains (Brinson e Messick 2001).

Jensen e colaboradores desenvolveram, em 2001, um único teste de PCR para a detecção de

ambas as espécies de hemoplasmas hemotrópicos que infectam gatos.

Braddock, J.A.; Tasker, S.; Malik R. (2004) relataram pela primeira vez a utilização de uma

PCR em tempo real para a confirmação do diagnóstico de infecção por M. haemofelis e para

quantificar a resposta a um tratamento em gatos infectados naturalmente.

Para chegar-se a um diagnóstico, deve-se associar a visualização de organismos em um

esfregaço sanguíneo, a presença de um elevado número de cópias de M. haemofelis

quantificados por PCR e a identificação de uma grave anemia regenerativa com uma resposta ao

tratamento com doxiciclina, pois resultados positivos da PCR para M. haemofelis têm sido

relatados em gatos saudáveis assintomáticos (Tasker et al 2003a). A eficiência do tratamento é

obtida com um resultado negativo na PCR obtido 383 dias após o término do tratamento de 42

dias com doxiciclina.

Existe a possibilidade de um resultado falso-negativo quando os microorganismos são

seqüestrados em órgãos como o baço e os pulmões, pois desse modo, a PCR do sangue

periférico produz um resultado negativo (Tasker et al 2003b).

Page 22: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

15

Recentemente, um estudo realizado por Peters et al (2008) mostrou que é possível

desenvolver um teste de PCR espécie-específico para hemoplasmas felinos, baseado na

seqüência 16S do DNA ribossômico do microorganismo, duplicado com um ensaio de controle

interno baseado no 28S do DNA ribossômico felino. Essa foi a primeira descrição desse tipo de

ensaio para o diagnóstico de infecções por hemoplasmas felinos (Peters et al 2008). Os testes

descritos anteriormente (Tasker at al 2003, Willi et al 2005, Willi et al 2006) não tinham incluído

uma avaliação de controle interno. A vantagem do uso de um ensaio de controle interno é que ele

permite a confirmação de que a amostra contém DNA amplificado e que os fatores inibitórios da

PCR não estão presentes. Além disso, a utilização de um teste de controle interno em uma

duplicação permite a confirmação de que a amostra foi adicionada à reação. O sangue contém

uma série de potenciais inibidores de PCR (Al-Soud and Radstrom 2001) e embora alguns, como

a hemoglobina, possam ser visíveis no DNA extraído, outros poderão ser incolores e sua presença

impossível de detectar sem a utilização de um teste de controle interno (Peters et al 2008).

1.8 TRATAMENTO

As medicações recomendadas pela literatura incluem tetraciclina1 na dosagem de 20

mg/Kg a cada 8 horas, por via oral, durante 21 dias (Harvey 1998), cujos efeitos colaterais incluem

principalmente febre. A tetraciclina não elimina totalmente o microorganismo, e desta maneira, os

animais recuperados permanecem infectados de forma crônica, o que pode ser verificado pela

PCR (Berent et al 1997, Gaunt 2000).

Outra medicação de escolha é a doxiciclina2, na dosagem de 5 a 10 mg/Kg a cada 12 ou

24 horas, por via oral, durante 21 dias (Berent et al 1998, Foley et al 1998). O efeito colateral mais

observado foi irritação da mucosa gastrointestinal, resultando em desconforto abdominal, vômito e

anorexia em gatos e cães (Melendez et al 2000). Foram relatados casos de formação de

estenose esofágica após a administração oral de comprimidos de doxiciclina. (McGrotty e

Knottenbelt 2002, Melendez et al 2000), devido à esofagite e posterior fibrose que o medicamento

causa no local. Para minimizar esse efeito, sugere-se a administração da medicação antes de uma

1 Tetraciclina – Schering-Plough, Cotia – São Paulo 2 Doxiciclina – Univet, São Paulo – SP

Page 23: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

16

refeição ou seguida por um pequeno volume de água dado através de uma seringa, por via oral,

para encorajar o felino a engolir completamente o comprimido. Vários gatos infectados

experimentalmente tiveram episódios recorrentes dos sinais clínicos e apresentaram resultados

laboratoriais anormais, incluindo parasitemia e anemia após o tratamento com doxiciclina (Foley et

al 1998).

Outros antibióticos anti-hemoplasmas, incluindo enrofloxacina3 e azitromicina4, têm sido

propostos para o tratamento da hemoplasmose (Winter 1993, Westfall et al 2001).

O uso da enrofloxacina, na dosagem de 5 a 10 mg/Kg a cada 24 horas, por via oral,

durante 14 dias, foi considerado igual ou superior à doxiciclina no tratamento de infecções por

hemoplasmas em gatos (Dowers et al 2002). A sua freqüência de utilização de uma vez ao dia e a

baixa incidência de efeitos adversos tornam seu uso atrativo (Dowers et al 2002). Cegueira aguda

e irreversível e degeneração de retina têm sido relatadas em gatos tratados com enrofloxacina,

entretanto, a prevalência dessa toxicidade é desconhecida (VanSteenhouse et al 1993). Tem sido

demonstrado que a azitromicina controla surtos de infecções no trato respiratório por

hemoplasmas em humanos, mas foi ineficaz como tratamento os parasitas de eritrócitos na

dosagem de 15 mg/kg, por via oral, com intervalos de 12 horas (Wesfall et al 2001). Estudos

também demonstraram que a administração de diproprionato de imidocarb5 na dose de 5 mg/kg,

por via intramuscular, duas vezes por semana, tanto em gatos com M. haemofelis como em gatos

com M. haemominutum não é efetiva em deixar o animal livre da infecção. (Lappin et al 2002).

Deste modo, o tratamento com doxiciclina ou enrofloxacina pode controlar efetivamente a infecção

aguda nos gatos, mas nenhum dos antibióticos testados até hoje conseguem curar o paciente de

forma consiste (Messick 2003).

Norsworthy (2004) preconiza ainda o confinamento em gaiolas para minimizar o estresse

em gatos anêmicos e a transfusão de sangue total em gatos que apresentam volumes globulares

abaixo de 15%, lembrando apenas que os eritrócitos transfundidos também estão sujeitos ao

3 Baytril – Bayer, São Paulo - SP 4 Zitrex – Cepav, São Paulo - SP 5 Imizol - Schering-Plough, Cotia – São Paulo

Page 24: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

17

parasitismo. O autor sugere ainda o uso de prednisolona6 na dose de 1 a 2 mg/kg, por via oral, a

cada 8 ou 12 horas, para reduzir a eritrofagocitose, estimular a medula óssea e aumentar o

apetite, não esquecendo do apoio nutricional com alimentação por sonda orogástrica ou

nasogástrica

A administração de sangue total, na dosagem de 2 a 3 mL/Kg por hora, com dose máxima

de 30 ml/kg pode ser uma medida útil em gatos com anemia intensa. Contudo, apenas o uso do

hematócrito como indicador da necessidade de transfusão pode ser errôneo, pois muitos gatos

com anemia crônica grave mostram-se relativamente estáveis. A presença de hemólise ou

hemorragia aguda justifica uma transfusão sangüínea se o hematócrito estiver menor que 20%

(Grace 2004).

1.9. PROGNÓSTICO

O prognóstico para a hemoplasmose felina geralmente é bom se a crise anêmica puder

ser rapidamente revertida. Porém, alguns gatos sofrem anemias fatais em decorrência de

baixíssimos volumes globulares. O estado de portador que freqüentemente ocorre deixa o gato

susceptível à recidiva. Esse gato não deve doar de sangue, mas é considerado como não-

contagioso para outros gatos, mesmo sendo portador (Norsworthy 2004).

6 Predi-Medrol – União Química, Pouso Alegre – MG

Page 25: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

18

Page 26: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

19

2. RELATO DE CASO

Um animal da espécie felina, sem raça definida, fêmea, com aproximadamente seis anos

de idade, pesando 2,3 Kg foi atendido na Clínica Veterinária A Casa do Snoopy, em Porto Alegre -

Rio Grande do Sul. O animal apresentava anorexia, emagrecimento e apatia há cerca de dois

meses. Ela era proveniente de um sítio que abrigava cerca de 60 gatos, todos recolhidos da rua,

castrados, alimentados com alimento super Premium e tratados há nove meses contra endo e

ectoparasitas. O exame clínico revelou mucosas pálidas. desidratação, desnutrição, fraqueza,

taquipnéia e esplenomegalia. O animal foi submetido à oxigênio-terapia por vinte minutos por

causa da dificuldade respiratória e recebeu fluidoterapia intravenosa com 150 ml durante 2 horas

de Solução de cloreto de sódio a 0,9%7 como tratamento emergencial. Após este período, a gata

já estava um pouco mais ativa e respirava melhor, demonstrando inclusive aumento do apetite.

Os exames hematológicos mostraram grave anemia regenerativa macrocítica

normocrômica, leucocitose com desvio à esquerda, trombocitopenia, plasma ictérico e presença

de Mycoplasma haemofelis na avaliação da hematoscopia (ANEXO 1). O exame ultra-sonográfico

evidenciou esplenomegalia, presença de gás no estômago, linfonodos mesentéricos

hipoecogênicos e aumentados, hepatomegalia e presença de líquido abdominal livre. O

proprietário declinou em realizar a pesquisa de anticorpos para o vírus da imunodeficiência felina e

antígenos para o vírus da leucemia viral felina por razões financeiras.

Devido ao resultado do eritrograma, o paciente foi hospitalizado e submetido a uma

transfusão sanguínea de 40 mL de sangue.

Durante os quinze dias seguintes, o paciente recebeu 50 mL/kg/dia de fluidoterapia

endovenosa com Solução de cloreto de sódio a 0,9% adicionada de 0,2 ml/Kg/dia de um complexo

vitamínico8 a base de cianocobalamina, cloridrato de tiamina, cloridrato de piridoxina,

nicotinamida, pantotenato de cálcio, frutose, cloridrato de L-arginina, acetil metionina, aspartato de

potássio, aspartato de magnésio e selenito de sódio, até começar a se alimentar sozinha.

7 Cloreto de Sódio 0,9% - Basa Indústria Farmacêutica, Caxias do Sul - RS 8 Bionew - Vetnil, Louveira - SP

Page 27: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

20

Como tratamento específico foi utilizado doxiciclina, na dosagem de 5 mg/Kg a cada 12

horas, por via oral, durante 15 dias, quando então a formulação injetável foi substituída pela oral

na mesma dosagem, durante mais 7 dias. Também foi instituída terapia com acetato de

metilprednisolona, na dose de 40 mg/gato, por via via intra-muscular, em dose única.

Foi realizado novo hemograma para acompanhamento do paciente, no qual ainda se

observou anemia regenerativa e plasma ictérico, mas não havia mais hemoparasitas visíveis na

hematoscopia e o leucograma se encontrava dentro dos valores de normalidade para a espécie

(ANEXO 2). Após este resultado, a gata recebeu alta hospitalar para a manutenção do tratamento

em casa. Após 31 dias foi trazida para revisão. Apresentava-se mais disposta, com mucosas

rosadas, bom apetite, mostrando-nos que o tratamento surtiu efeito.

Page 28: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

21

3.0. DISCUSSÃO E CONCLUSÃO

Os sinais clínicos apresentados pelo animal relatado neste trabalho estão de acordo com

os descritos em literatura (Hagiwara 2003, Norsworthy 2004, Grace 2004). Através deles e dos

resultados dos exames laboratoriais, que demonstraram uma anemia regenerativa e a presença

do hemoplasma no esfregaço sanguíneo, podemos concluir o diagnóstico definitivo de

hemoplasmose, o que nos fez optar pelo tratamento indicado pelos autores, com doxicilcina e

prednisolona, além do tratamento de suporte (Berent et al 1998, Foley et al 1998). Entretanto, não

foi verificado aumento de temperatura corporal no paciente, provavelmente porque a pirexia é

intermitente e o animal pode apresentar picos febris, os quais ocorrem quando há um alto número

de parasitas na circulação periférica (Messick 2003).

Apesar da PCR ser mais específica para a identificação do microorganismo causador da

hemoplasmose felina (Messick 2003, Tasker et al 2003a), há restrição do acesso a este exame na

cidade em que ocorreu o caso relatado. O diagnóstico foi então realizado com base na

identificação do hemoplasma no esfregaço sanguíneo, juntamente com os sinais clínicos e

histórico do animal (Grace 2004, ). A PCR seria indicada para confirmar a infecção e identificar a

espécie envolvida (Brinson e Messick 2001, Peters et al 2008). O teste imunoenzimático para a

detecção dos vírus da imunodeficiência felina e da leucemia viral felina também são indicados

nestes casos para verificar se não havia doença imunodepressora concomitante (Norsworthy

2004), mas infelizmente este não foi realizado, pois a proprietária declinou por questões

financeiras.

O tratamento do paciente foi baseado nos achados clínicos e laboratoriais. Não foram

identificados efeitos colaterais, como esofagite, por exemplo, mesmo após o tratamento oral

(Melendez et al 2000). O uso da metilprednisolona objetivou evitar a eritrofagocitose conforme

indicação de Norsworthy (2004).

Page 29: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

22

Após o acompanhamento clínico da paciente, concluímos que o tratamento escolhido foi

eficaz, visto que o animal apresentou-se clinicamente saudável após 21 dias de tratamento.

Devido à elevada casuística de animais portadores de anemias serem atendidos na clínica

médica de pequenos animais, torna-se imprescindível a melhor compreensão dos aspectos

epidemiológicos desta enfermidade, assim como seus métodos diagnósticos e formas de

tratamento. Embora o modo de transmissão da hemoplasmose ainda não esteja completamente

elucidado, a infestão por pulgas deve ser prevenida em gatos por causa da grande suspeita de

seu envolvimento como vetor da doença. Como esta infecção é bastante frequente em felinos e

seu tratamento é eficaz, a hemoplasmose deve ser sempre lembrada como diagnóstico diferencial

nos casos de anemia nesta espécie.

Page 30: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

23

ANEXO 1

Hemograma: Valores de Referência Eritrócitos 1,95 milhões/mm3 5,0 – 9,5 Hemoglobina 3,8 g/mm3 8 – 16 Hematrócito(VG) 10% 28 – 45 VGM 51,28 U 39 - 55 CHGM 38% 32 – 35 Leucócitos 23600 mm3 6000 – 17000 Neutrófilos - Núcleo em bastão 1% - 236/mm3 0 – 2 - Neutrófilos - Núcleo Segmentado 82% - 19352/mm3 40- 75 Eosinófilos 3% - 708/mm3 1 – 12 Linfócitos 8% - 1888/mm3 20 – 50 Monócitos 6% - 1416/mm3 1 – 5 ALT (TGP) 26,1 U/l Fosfatase Alcalina 40 U/l Creatinina 0,48 GGT 6 (1,3 -5,1) Contagem de plaquetas 107,250 (300.000 - 800.000)

Fonte: Laboratório Petlab Observações : Plasma ictérico Pesquiza de hemocitozoários: presença de Mycoplasma haemofelis ANEXO 2

Hemograma: Eritrócitos 3,89 milhões/mm3 Hemoglobina 6,6 g/mm3 Hematrócito(VG) 17% VGM 43,7 U CHGM 38,82% Leucócitos 13900 mm3 Neutrófilos - Núcleo em bastão - Neutrófilos - Núcleo Segmentado 80% - 11120/mm3 Eosinófilos 3% - 417/mm3 Linfócitos 14% - 417/mm3 Monócitos 3% - 417/mm3

Observações : Plasma ictérico. Pesquisa de hemocitozoários: Não foram observados hemoparasitas na amostra enviada.

Page 31: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

24

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. ALLEMAN, A.R. et al. Western immunoblot analysis of the antigens of Haemobartonella felis with sera from experimentally infected cats. Journal of Clinical Microbiology, Florida, v. 37, n. 5, p.1474–79, may. 1999.

2. ANDERSON, D.C.; CHARLESTON, W.A.G. Haemobartonella felis. Veterinary Journal, New Zealand, v.15, n. 3, p.47, mar. 1967.

3. BEDFORD, P.G. Feline infectious anaemia in the London area. Vererinary Record, London, v.87, n. 11, p. 305-10, sep. 1970

4. BERENT, L.M.; MESSICK, J.B.; COOPER, S.K. Use of a PCR test to detect a fragment of the 16SrRNA of Haemobartonella felis in the blood of acutely parasitic and steroid challenged cats. (abstract). Veterinary Pathology, Illinois, v.34, n.6, p.515. 1997

5. BERENT, L.M.; MESSICK, J.B.; COOPER, S.K. Detection of Haemobartonella felis in cats with experimentally induced acute and chronic infections, using a polymerase chain reaction assay. American Journal of Veterinary Research, Illinois, v. 59, n.10, p. 1215–20, oct. 1998.

6. BERENT, L.M. et al. Specific in situ hybridization of Haemobartonella felis with a DNA

probe and tyramide signal amplification. Veterinary Pathology, Illinois, v. 37, n.1, p. 47 – 53, jan. 2000.

7. BIRKENHEUER, A.J. et al. Differentiation of Haemobartonella canis and Mycoplasma haemofelis on the basis of comparative analysis of gene sequen ces. American Journal Veterinary Researsh, North Carolina, v.63, n. 10, p.1385-88, oct. 2002.

8. BOBADE, P.A.; AKINYEMI, J.O. A case of haemobartonellosis in a cat in Ibadan. Nigerian Veterinary Journal, v. 10,p. 23-5. 1981.

9. BOBADE, P.A.; NASH, A.S. A comparative study of the efficiency of acridine o range and some Romanowsky staining procedures in the demo nstration of Haemobartonella felis in feline blood. Veterinary Parasitology, Gt. Britain, v.26, n.1-2, p. 169–72, dec. 1987.

10. BOBADE, P.A.; NASH, A.S.; ROGERSON, P. Feline haemobartonellosis: clinical,

haematological and pathological studies in natural infections and the relationship to infection with feline leukaemia virus. Veterinary Record, Bearsden, v. 122, n. 2, p.32-6, jan. 1988.

11. BRADDOCK, J.A.; TASKER, S.; MALIK, R. The use of real-time PCR in the diagnosis and monitoring of Mycoplasma haemofelis copy number in a naturally infected cat. Journal of Feline Medicine and Surgery, Australia, v. 6, n. 3, p. 161-5, jun. 2004.

12. BRAUER, N.; BALZER., H.J.; THÜRE,S.; MORITZ, A. Prevalence of feline haemotropic mycoplasmas in convenience samples of cats in Germa ny. Journal of Feline Medicine and Surgery, Germany, v. 10, n.3, p. 252-8, jul. 2008.

Page 32: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

25

13. BRINSON, J.J.; MESSICK, J.B. Use of a polymerase chain reaction assay for detection of Haemobartonella canis in dog. Journal of the American Veterinary Medical Association, Urbana, v. 218, n. 12, p. 1943-5, jun. 2001.

14. BUTT, M.T. Diagnosing erythrocytic parasitic diseases in cats. Compendium of Continuing Education for the Practising Veterinarian 1990. v. 12, p.628–38.

15. CARNEY, H.C.; ENGLAND, J.J. Feline hemobartonellosis. The Veterinary clinics of North America Small animal practice, Baton Rouge, v. 23, n. 1, p. 79-90, jan. 1993.

16. CLARK, R. Eperythozoon felis (sp.Nov) in a cat. Journal of the South African Veterinary Medical Association. v. 13, p.15-6. 1942.

17. COTTER, S.M. et al. Association of feline leukemia virus with lymphosar coma and other disorders in the cat. Journal of the American Veterinary Medical Association, v. 166, n.5, p.449-54, mar. 1975.

18. DAVENPORT, D.J. Bacterial and rickettsial diseases. In: SHERDING, R.G. The cat: Diseases and Clinical Management. 2 ed. Philadelphia: W B Saunders Company, 1994. cap. 8. p. 527-51.

19. DOWERS, K.L.; OLVER, C.; RADECKI, S.V.; LAPPIN, M.R. Use of enrofloxacin for

treatment of large-form Haemobartonella felis in experimentally infected cats. Journal of the American Veterinary Medical Association, Colorado, v. 221, n. 2, p. 250–3, jul. 2002.

20. EBERHARDT, J.M. et al. Prevalence of selected infectious disease agents in cats from Arizona. Journal of Feline Medicine and Surgery, Fort Collins, n. 8, v. 3, p. 164-8, jun. 2006.

21. ESPADA, Y.; PRATS, A.; ALBO, F. Feline haemobartonellosis. Veterinary International;

1991. v. 3, p. 35-40.

22. FLAGSTAD, A.; LARSEN, S.A. The occurrence of feline infectious anaemia in Denmark. Nordisk Veterinaer Medicin. 1969. v. 21, p. 129-41.

23. FLINT,J.C.; MOSS, L.C. Infectious anaemia in cats. Journal of the American Veterinary Medical Association. v. 122, n. 910, p. 45-8, jan, 1953.

24. FLINT, J.C.; MCKELVIE, D.H. Feline infectious anemia diagnosis and treatment. In: Proceedings of the American Veterinary Medical asso ciation . Salt Lake City (UT); 1955. p. 240-2

25. FOLEY, J.E. et al. Molecular, clinical, and pathologic comparison of t wo distinct

strains of Haemobartonella felis in domestic cats. American Journal of Veterinary Research, Davis, v. 59, n. 12, p. 1581–8, dec. 1998.

26. FOLEY, J.E.; PEDERSEN, N. Candidatus Mycoplasma haemominutum, a low-

virulence epierythrocytic parasite of cats. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, Davis, n. 51, n. 3, p. 815–7, may. 2001.

27. GARY, A.T. et al. Survival of Mycoplasma haemofelis and ‘Candidatus Mycoplasma

haemominutum’ in blood of cats used for transfusions. Journal of Feline Medicine and Surgery, Ft. Collins, v. 8, n. 5, p. 321-6, oct .2006.

Page 33: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

26

28. GAUNT, S.D. Hemolytic anemias caused by blood rickettsial agents and Protozzoa. In: FELDMAN, B.F.; ZINKL, J.G.; JAIN, N.C. Schalm´s Veterinary Hematology. 5.ed. Philadelphia:Lippincott Williams &Wilkins. 2000. cap.27, p. 154-62.

29. George, J.W. et al. Effect of preexisting FeLV infection or FeLV and fe line immunodeficiency virus coinfectionon pathogenicity of the small variant of Haemobartonella felis in cats. American Journal of Veterinary Research, Davis, v.63, n. 8, p.1172–78, aug. 2002.

30. GRACE, S.F. In: GARY, D. et al. O paciente felino , 2. ed. São Paulo: Manole, 2004. Cap. 69, p. 08-13.

31. GRAUER, G.F.; LANE, I.F. Acute renal failure: ischemicand chamical nephrosis. In: Osborne, C.A. & Finco, D.R. Canine and Feline Nephology and Urology. Philadelphia: Williams & Wilkins, 1995. cap. 22, p.441.

32. GRINDEM, C.B.; CORBETT, W.T.; TOMKINS, M.T. Risk factors for Haemobartonella felis infection in cats. Journal of the American Veterinary Medical Association, Raleigh, v. 196, n. 1, p. 96-9, jan. 1990.

33. HACKETT, T.B. et al. Prevalence of DNA of Mycoplasma haemofelis, Candidatus Mycoplasma haemominutum, Anaplasma phagocytophilum, and species of Bartonella, Neorickettsia, and Ehrlichia in cats used as blood donors in the United Satates. Journal of the American Veterinary Medical Association, Fort Collins, v. 229, n.5, p. 700-5, sep. 2006.

34. HAGIWARA, M.K. Anemia. In: Souza, H.J. Coletâneas em medicina e cirurgia felina, v.1. Rio de Janeiro: L.F.Livros, 2003. Cap. 2, p. 15-24.

35. HAHN, N.E. Parasitas do Sangue. In: Sloss, M.W. et al. Parasitologia Clínica Veterinária. São Paulo: Manole, 1999, cap. 3, p. 101.

36. HARRUS, S. et al Retrospective study of 46 cases of feline haemobart onellosis in Israel and their relationships with FeLV and FIV in fections . Veterinary Record, Israel, v.62, n.4, p.604-8, jul. 2002.

37. HARTMANN, K. et al. Comparison of six in-house tests for the rapid dia gnosis of feline immunodeficiency and feline leukaemia virus infections. Veterinary Record, Germany, v.149, n. 11, p.317-20, sep. 2001.

38. HARVEY, J.W.; GASKIN, J.M. Experimental feline haemobartonellosis. J Am Anim

Hosp Assoc, v.13, p.28-38. 1977.

39. HARVEY, J.W.; GASKIN, J.M. Feline haemobartonellosis: attempts to induce relap ses of clinical disease in chronically infected cats. JAAHA, v. 14, p. 453. 1978.

40. HARVEY, J.W. Haemobartonelisis. In: GREEN, C.E. Infectious Disease of the Dog and Cat. 2.ed. Philadelphia: W.B. Saunders Company. 1998. cap.30. p. 166-71.

41. HATAKKA, M. Haemobartonellosis in the domestic cat. Acta Veterinaria Scandanavica. v. 13, n. 3, p. 323-31. 1972.

42. HAYES, H.M.; PRIESTER, W.A. Feline infectious anaemia. Risk by age, sex and breed; prior disease; seasonal ocuurence; mortality . J Small Anim Pract, v.14, n.12, p.797-804, dec. 1973.

Page 34: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

27

43. HOSKINS, J..D. Canine haemobartonellosis, ccanine hepatozoonosis and feline cytauxzoonosis . Vet Clin North Am Small Anim Pract, Baton Rouge, v.21, n. 1, p.129-40, jan. 1991.

44. Inokuma, H. et al. Molecular survey of Mycoplasma haemofelis and ‘Cand idatus Mycoplasma haemominutum’ infection in cats in Yamag uchi and surrounding areas . Journal of Veterinary Medical Science, Japan, v.66, n. 8, p.1017- 20, aug. 2004.

45. IRALU, V.; AND, K. D.; GANONG. Agglutination of mouse erythrocytes by Eperythrozoon coccoides . Infect. Immun, v.39, n. 2, p.963–5, feb. 1983.

46. ISHAK, A.M.; RADECKI, S.; LAPPIN, M.R. Prevalence of Mycoplasma haemofelis,

Candidatus Mycoplasma haemominutum, Bartonella species, Ehrlichia species, and Anaplasma phagocytophilum DNA in the blood of cats with anemia. Journal of Feline Medicine and Surgery, Fort Collins, n. 9, n. 1, p.1-7, feb. 2007.

47. JENSEN, W.A. et al. Use of a polymerase chain reaction assay to detect and differentiate two strains of Haemobartonella felis in naturaly infected cats. American Journal Veteterinary Research, Fort Collins, v. 62, n. 4, p. 604-8, apr. 2001.

48. JONES, T. C. et al. Patologia veterinária . 6 ed. São Paulo: Manoel, 2000.

49. KOCIBA, G.J.; WEISER, M.G.; OLSEN, R.G. Enhanced susceptibility to feline leukemia virus in cats with Haemobartonella felis infection . Leukaemia Reviews International, v.1, p.88-9. 1983.

50. LAPPIN, M.R. Opportunistic infections associated with retroviral infections in cats. Seminars in Veterinary Medicine and Surgery (Small Animal), Fort Collins, v.10, n. 4, p.244-50, nov. 1995.

51. LAPPIN, R.M.; BREWER, M.; RADECKI, S. Effects of imidocarb dipropionate in cats

with chronic haemobartonellosis. Vet Therapeut, v. 2, p. 144-9. 2002.

52. LAPPIN, R.M. et al. Bartonella spp and Mycoplasma haemominutum DNA in blood of cats and their fleas. 21st American College of Veterinary Internal Medicine Forum Proceedings, Charlotte, NC, v. 4, n. 8, p.929-30, June. 2003.

53. LOBETTI, R.G.; TASKER, S. Diagnosis of feline haemoplasma infection using a r eal-

time PCR assay. Journal of the South African Veterinary Association, South Africa, v. 75, n. 2, p.94-9, jun. 2004.

54. LUMB, W.V. More information on haemobartonellosis in dogs. Journal of the American Veterinary Medical Association, v. 219, n.6, p. 732 – 3, sep. 2001.

55. MACIEIRA, D.B. et al. Prevalence and risk factors for micoplasmas in dome stic cats naturally infected with feline immunodeficiency vir us and/or feline leukemia virus in Rio de Janeiro – Brazil. Journal of Feline Medicine and Surgery, Rio de Janeiro, v. 10, n. 2, p. 120-9, apr. 2008.

56. MAEDE, Y. et al. Clinical observation on 6 cases of feline infectiou s anaemia. Journal of the Japanese Veterinary Medical Association. v. 27, p. 267-72. 1974.

57. MANUSU, H.P. Infectious feline amaemia in Australia. Australian Veterinary Journal. v. 37, p. 405. 1961.

Page 35: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

28

58. MCGROTTY, Y.L.; KNOTTENBELT, C.M. Oesophageal stricture in a cat due to oral administration of tetracyclines. J Small Anim Pract, Bearsden, n. 43, n. 5, p. 221-3, may. 2002.

59. MELENDEZ, L.D.; TWEDT, D.C.; WRIGHT, M. Suspected doxycycline induced esophagitis with esophageal stricture formation in three cats. Feline Pract, n. 28, p. 10-2. 2000.

60. MESSICK, J.B.; BERENT, L.M.; COOPER, S.K. Development and evaluation of a PCR-based assay for detection of Haemobartonella felis in cats and differentiation of H. felis from related bacteria by restriction fragment lengt h polymorphism analysis. Journal of Clinical Microbiology, Urbana, v. 36, n. 2, p. 462–6, feb. 1998.

61. MESSICK, J.B. et al. Candidatus Mycoplasma haemodidelphis sp. nov., Candidatus Mycoplasma haemolamae sp. nov and Mycoplasma haemocanis comb. nov.,haemotrophic parasites from a naturally infect ed opossum ( Didelphis virginiana) , alpaca ( Lama pacos) and dog ( Canis familiaris) : phylogenetic and secondary structural relatedness of their 16S rRNA genes to other mycoplasmas. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, Michigan, v. 52, n. 3, p. 693-8, may. 2002.

62. MESSICK, J.B. New perspectives about Hemotripic mycoplasma (formely, Haemobartonella and Epeerythrozoon species) infections in dogs and cats). The Veterinary Clinics Small Animal Practice, Illinois, v. 33, n. 6, p. 1453-65, nov. 2003.

63. MORAIS, H.A. et al. Co-infection with Micoplasma haemofelis and ‘ Candidatus Mycoplasma haemominutum’ in three cats from Brazil. Journal of Feline Medicine and Surgery, Madison, v. 9, n. 6, p. 518-20, dec. 2007.

64. MRLJAK, V. et al. Haemobartonella felis as a cause of infectious anae mia in a cat in Croatia. Kleintierpraxis. p. 403-8. 1995.

65. NASH, A.S.; BOBADE, P.A. Haemobartonella felis infection in cats from the Gl asgow area. Veterinary Record, v.119, n. 15, p. 373-5, oct. 1986.

66. NEIMARK, H.; KOGAN, K.M. The cell wall-less rickettsia Eperythrozoon wenyonii is a Mycoplasma. FEMS Microbiol Lett, Brooklyn, v.156, n. 2, p.287–91, nov. 1997.

67. NEIMARK, H. et al. JG Proposal to transfer some members of the genera Haemobartonella and Eperythrozoon to the genus Mycoplasma with descriptions of ‘Candidatus Mycoplasma haemofelis’, ‘ Candidatus Mycoplasma haemomuris’, ‘Candidatus Mycoplasma haemosuis’ and ‘ Candidatus Mycoplasma wenyonii’. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, Brooklyn, v. 51, n. 3, p. 891–9, may. 2001.

68. NEIMARK, H. et al. Revision of haemotrophic Mycoplasma species names. International Journal of Systemic and Evolutionary Microbiology, New York, v. 52, n. 2, p. 683-4, mar. 2002.

69. NORSWORTHY, G.D. In: GARY, D. et al. O paciente felino , 2. ed. São Paulo: Manole, 2004. Cap 69, p. 299-302.

70. PACHALY, J.R. 2008. Comunicação pessoal

Page 36: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

29

71. PEREIRA, M.C.; SANTOS, A.P. Ctenocephalides felis felis: biologia, ecologia e controle integrado (1a parte e biologia e ecologia) . Clínica Veterinária. v. 16, p.34 e 38. 1998.

72. PETERS, I.R. et al. The prevalence of three species of feline haemoplas mas in samples sbumited to a diagnostics service as determ ined by three novel real-time duplex PCR assays. Veterinaty Microbiology, Brisol, v. 126, n. 1-3, p.142-50, jan. 2008.

73. PRIESTER, W.A.; HAYES, H.M. Feline leukemia after feline infectious anemia. Journal of the National Cancer Institute, v. 51, n. 1, p. 289-91, jul. 1973.

74. PRIEUR, W.D. Beitrag zur infektiösen anämie der Katze. Kleintier praxis. v.5, p.87-9. 1960.

75. PUNTARIC, V. et al. Eperythrozoonosis in man . Lancet, v. 2, n. 8511, p.868-9, oct. 1986.

76. RIKIHISA, Y. et al. Western immunoblot analysis of Haemobartonella muris and comparison of 16S rRNA gene sequences of H. muris , H felis , and Eperythrozoon suis . Journal of Clinical Microbiology, Columbus, v. 35, n. 4, p. 823–9, apr. 1997.

77. SEAMER, J.; DOUGLAS, S.W. A new blood parasite of Btitish cats. Veterinary Record. v. 71, 405-8. 1959.

78. SMALL, E.; RISTIC, M. Morphologic features of Haemobartonella felis. American Journal of Veterinary Research, v.28, n. 124, p.845-51, may. 1967.

79. SPLITTER, E.J.; CASTRO, E.R.; KANAWYER, W.L. Feline infectious anemia . Vet Med v.51, p.17-22. 1956.

80. SYKES, J.E. Feline hemotropic mycoplasmosis (feline hemobartone llosis). The Veterinary Clinics Small Animal Practice, Davis, v. 33, n. 4, p. 773-89, jul. 2003.

81. SYKES, J.E., et al. Candidatus Mycoplasma haematoparvum , a novel small

haemotropic mycoplasma from a dog. Int J Syst Evol Bact, Davis, n. 55, n. 1, p. 27-30, jan. 2005.

82. SYKES, J.E. et al. Use of conventional and real-time polymerase chain reaction to determine the epidemiologyof micoplasma infections in anemic and nonanemic cats. J Vet Intern Med, Davis, v. 21, n. 4, p. 685–93, jul-aug. 2007.

83. SYKES, J.E. et al. Prevalences of various micoplasma species among ca ts in the United States with possible hemoplasmosis . Journal of the American Veterinarian Medical Association, Davis, v. 232, n.3. p.372-9, feb. 2008.

84. TASKER, S. et al. Use of a PCR assay to assess prevalence and risk fa ctors for Mycoplasma haemofelis and ‘ Candidatus Mycoplasma haemominutum’ in cats in the United Kingdom. Veterinary Record, Bristol, v. 152, n, 7, p. 193–8, feb. 2003a.

85. TASKER, S. et al. Use of Real-Time PCR to detect and quantify Mycoplasma

haemofelis and ‘ Candidatus Mycoplasma haemominutum’ DNA. Journal of Clinical Microbiology, Bristol, v. 41, n. 1, p. 439–41, jan. 2003b.

Page 37: Hemoplasmose Felina - Adriana Wolf Wander

30

86. TASKER, S. et al. Diagnosis of haemoplasma infections in Australian c ats using real-time PCR assay. Journal of Feline Medicine and Surgery, Bristol, v. 6, n. 6, p. 1-10, dec. 2004.

87. TASKER, S.; LAPPIN, M.R. Haemobartonella felis: recent developments in diagnosis

and treatment. Journal of Feline Medicine and Surgery, Langford, v. 4, n. 1, p. 3–11, mar. 2002.

88. TASKER, S. 16S rDNA comparision demonstrates near identity be tween an United

Kindom Haemobartonella felis strain an the American California strain. Vet Microbiol, Langford, v. 81, n. 1, p. 73-8, jul,. 2001.

89. TASKER, S. Feline haemobartonellosis: lessons from reclassific ation and new

methods of diagnosos. In: Proceedings of the 20 th American College of Veterinary Internal Medicine Forum. Dallas (TX); 2002. p. 636-8.

90. THÉRY, A. Un foyer d´hémobartonellose feline à Paris. Recueil de Medicine Veterinaire. v. 142, p. 1163-6. 1966.

91. VANSTEENHOUSE, J.L.; TABOADA, J.; MILLARD, J.R. Feline hemobartonellosis. Compend Contin Educ Pract Vet, 1993. Cap. 15, p. 535-45.

92. WATANABE, M. et al. Molecular detection and characterization of Haemoba rtonella felis in domestic cats in Japan employing sequence- specific polymerase chain reaction (SS - PCR ). J Vet Med Sci, Japan, v. 65, n. 10, p. 1111-4, oct. 2003.

93. WESTFALL, D.S. et al. Inoculation of two genotypes of Haemobartonella felis (California and Ohio variants) to induce infection in cats and the response to treatment with azithromycin. American Journal of Veterinary Research, v. 62, p. 687–91. 2001.

94. WILLI, B. et al. Identification, molecularcharacterization, and expe rimental transmission of a new micoplasma isolate from a cat with hemolytic anemia in Switzerland. Journal of Clinical Microbiology, Switzerland, v.3, p.2581-5. 2005.

95. WILLI, B. et al. Prevalence, risk factor analysis, and follow-up of infections caused by

three feline micoplasma species in cats in Switzerl and. Journal of Clinical Microbiology, Switzerland, v. 44, n. 3, p. 961-69, mar. 2006.

96. WILLI, B. et al. Phylogenetic analysis of “ Candidatus Mycoplasma turicensis” isolates from pet cats in the United Kingdom, Austr alia, and South Africa, with analysis of risk factors for infection. Journal of Clinical Microbiology, Switzerland, n. 44, v. 12, p.4430–5, dec. 2006.

97. WILLI, B. et al. Worldwide occurrence of feline micoplasma infection s in wild felid species. Journal of Clinical Microbiology, Switzerland, v.45, n.4, p.1159-66, apr. 2007.

98. WINTER, R.B. Using quinolones to treat hemobartonellosis (let). Vet Med Small Anim Clin, v.88, p. 306-7. 1993.

99. WOODS, J.E. Evaluation of experimental transmission of Candidatus Mycoplasma haemominutum and Mycoplasma haemofelis by Ctenocephalides felis to cats. American Journal of Veterinary Research, Fort Collins, v. 66, n. 6, p. 1008-12, jun. 2005.