Upload
others
View
5
Download
0
Embed Size (px)
Citation preview
CURSO DE BIOMEDICINA
ALAN RENIER JAMAL OCCHIONI MOLTER
Identificação de Peptidases Expressas pelas Espécies de
Tripanossomatídeos Wallaceina inconstans e Wallaceina brevicula
IBMR– CAMPUS CATETE
2016
ALAN RENIER JAMAL OCCHIONI MOLTER
Identificação de Peptidases Expressas pelas Espécies de
Tripanossomatídeos Wallaceina inconstans e Wallaceina brevicula
Monografia apresentada à coordenação do curso
de Biomedicina, como cumprimento parcial das
exigências para conclusão do curso de
Bacharelado em Biomedicina do Instituto
Brasileiro de Medicina e Reabilitação.
Orientadores: Drª. Marta Helena Branquinha de Sá & Dr. André Luis Souza dos
Santos
Co-orientador: Doutorando Michel Gomes Chagas
IBMR – CAMPUS CATETE
2016
IBMR – CAMPUS CATETE
ALAN RENIER JAMAL OCCHIONI MOLTER
Identificação de Peptidases Expressas pelas Espécies de
Tripanossomatídeos Wallaceina inconstans e Wallaceina brevicula
Monografia apresentada à coordenação do
curso de Biomedicina, como cumprimento
parcial das exigências para conclusão do curso
de Bacharelado em Biomedicina do Instituto
Brasileiro de Medicina e Reabilitação.
Aprovada em___ de _________de _____.
Conceito:_________ (_____________).
Banca Examinadora
_______________________________________
Profª.
_______________________________________
Profº.
_______________________________________
Profª.
_______________________________________
...A vitória é o resultado de uma cuidadosa experimentação e inteligente
argumentação... Contra toda esta evidência, quase a única defesa restante para o
cientista cético é a ignorância.
(George R. Price, 1955)
RESUMO
As espécies do gênero Wallaceina são tripanossomatídeos flagelados monoxênicos
isolados de hospedeiros invertebrados pertencentes à ordem Hemíptera, que apresentam
ao longo do ciclo de vida as formas promastigota, endomastigota, coanomastigota,
brochomastigota e opistomorfa (Kotysgov et al.,2004). Sabe-se muito pouco a respeito
deste gênero e por isso o presente trabalho tem por objetivo investigar o perfil
proliferativo e a possível presença de peptidases produzidas por Wallaceina inconstans
e Wallaceina brevicula. Para se analisar o perfil proliferativo, as espécies foram
cultivadas a 28ºC e 37ºC em meio Warren, e as células foram estimadas pela contagem
em câmara de Neubauer. As células cultivadas a 28ºC atingiram o ápice da fase
logarítmica em 48 horas. Entretanto, as células cultivadas a 37ºC não apresentaram
proliferação relevante, observando-se uma morfologia típica de células mortas. Para se
analisar o perfil de peptidases expressas pelas duas espécies, extratos celulares totais
obtidos dos parasitos em diferentes tempos de cultivo foram utilizados em SDS-PAGE
contendo gelatina incorporada ao gel como substrato. Após a corrida, os géis foram
incubados em sistemas tampão com diferentes faixas de pH: 5,0, 7,0 e 9,0. Após a
incubação observou-se que os géis incubados em pH 5,0 apresentaram cinco bandas de
maior intensidade referentes ao tempo de 48 horas, representando o período de maior
expressão de peptidases nas duas espécies. Observou-se ainda que nos valores de pH 7,0
e 9,0 as cinco bandas se apresentavam com menor intensidade, para ambas as espécies.
Os géis das duas espécies incubados em pH 5,0 somados ao inibidor proteolítico E-64,
demonstraram uma inibição na expressão de bandas, enquanto que os demais não
apresentaram inibição proteolítica relevante. A inibição da expressão de bandas
observadas na utilização do inibidor E-64 sugere uma possível presença de cisteína-
proteases produzidas pelas duas espécies de tripanossomatídeos, e portanto, os
resultados obtidos indicam uma adaptação destes dois tripanossomatídeos a mesma
temperatura e pH encontrados no trato digestivo de insetos da ordem Hemíptera, 28ºC e
pH 5,0, as quais são ideais para proliferação e atividade proteolítica observadas nas
espécies estudadas.
Palavras Chave: Wallaceina brevicula , Wallaceina inconstans, Peptidase, Inibidor
proteolítico.
ABSTRACT
The species of the genus Wallaceina are trypanosomatid flagellated monoxenic
isolated of invertebrate hosts belonging to the order Hemiptera, which feature
throughout the life cycle the promastigote, endomastigote, choanomastigote,
brochomastigote and opisthomorphs forms (Kotysgov et al., 2004). We know very little
about this genre and so the present study aims to investigate the proliferative profile and
the possible presence of peptidases produced by Wallaceina inconstans and Wallaceina
brevicula. To analyze the proliferative profile, species were grown at 28 ° C and 37 ° C
in Warren medium, and the cells were estimated by counting in a Neubauer chamber.
Cells grown at 28°C reached the summit of the log phase in 48 hours. However, cells
grown at 37°C showed no significant proliferation, observing a typical morphology of
dead cells. To analyze the peptidase profile expressed by two kinds, total cell extracts
obtained from parasites at different cultivation times were used in SDS-PAGE
containing gelatin incorporated into the gel as substrate. After the run, the gels were
incubated in buffer systems with different pH values: 5,0, 7,0 and 9,0. When analyzing
the data, it was observed that the gels incubated at pH 5.0 showed five bands of greater
intensity related to the time of 48 hours, representing a period of increased expression of
peptidases in the two species. It was also observed that at pH 7,0 and 9,0 five bands
performed with lower intensity for both species. The gels of the two species incubated
at pH 5,0 added to proteolytic inhibitor E-64 showed an inhibition in the expression of
bands, while others showed no relevant proteolytic inhibition. Inhibition of the
expression of bands observed in the use of the E-64 inhibitor suggests a possible
presence of cysteine proteases produced by two species of trypanosomes, and therefore,
the results indicate an adaptation of these two trypanosomatids to the same pH and
temperature found in the digestive tract of Hemiptera order of insects, 28°C and pH
5,0,which are ideal for proliferation and proteolytic activity observed in the studied
species.
Key words: Wallaceina brevicula , Wallaceina inconstans, Peptidase, Proteolytic
inhibitor.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1. Representação da diversidade de hospedeiros e distribuição dos
tripanossomatídeos entre eles..........................................................................................13
Figura 2. Principais estruturas e organelas encontradas em um modelo de
tripanossomatídeo............................................................................................................14
Figura 3. As formas mais comumente encontradas dos tripanossomatídeos.................15
Figura 4. Fotografia dos insetos vetores Calocoris sexguttatus e Nabis brevis.............16
Figura 5. Coloraçao com Giensa de Wallaceina spp em cultura....................................16
Figura 6. Curva de proliferação de W.inconstans e W.brevicula a 28 ºC.......................27
Figura 7. Curva de proliferação de W.incontans e W.brevicula a 37 ºC........................28
Figura 8. Comparação das curvas de proliferação nas duas temperaturas estudadas.....29
Figura 9. SDS-PAGE com incubação em diferentes faixas de pH................................30
Figura 10. SDS-PAGE de extratos celulares totais das duas espécies incubados em pH
5,0 ,somados à DTT e inibidores de diferentes classes de peptidases...........................31
Figura 11. SDS-PAGE de extratos celulares totais incubados em pH 5,0 e DTT, com e
sem a adição do inibidor proteolítico E-64....................................................................31
LISTA DE ABREVIATURAS
AIDS - Acquired immunodeficiency syndrome
BHI - Brain heart infusion
DNA – Ácido desoxirribonucléico
DTT – Dithiothreitol
EGTA - Ethylenedioxy-bis-(Ethylenenitrilo)-Tetraacetic Acid
EDTA - Ethylenediaminetetraacetic acid
GP63 – Glicoproteína 63
HIV- Human immunodeficiency virus
HIV-1 - Human immunodeficiency virus do tipo 1
HAART - Highly active antiretroviral therapy
KDNA - Ácido desoxirribonucléico do cinetoplasto
kDa – Kilodalton
PMSF - Phenylmethanesulfonyl fluoride
SFB – Soro fetal bovino
SDS-PAGE - Polyacrylamide gel electrophoresis with sodium dodecyl sulfate
SIRS – Síndrome da resposta inflamatória sistêmica
TCD4 - Cluster of differentiation 4
Wi – Wallaceina inconstans
Wb – Wallaceina brevicula
Sumário
1- INTRODUÇÃO.........................................................................................................12
1.1.A Familia Trypanosomatidae.............................................................................12
1.2.Wallaceina spp....................................................................................................16
1.3.Enzimas Proteolíticas.........................................................................................19
1.4.Inibidores Proteoliticos.......................................................................................20
2 – JUSTIFICATIVA.....................................................................................................23
3 – OBJETIVO...............................................................................................................24
3.1. Objetivo Geral..................................................................................................24
3.2. Objetivos Especficos........................................................................................24
4 – METODOLOGIA.....................................................................................................25
4.1.Micro-organismo e Condicóes de Cultivo.........................................................25
4.2. Obtençao do Extrato Celular para Análise em Gel de Poliacrilamida.............25
4.3. Detecçao de Atividade Proteolitica para Análise em Diferentes Faixas de pH e
Temperatura, e Determinaçao da Classe de Peptidases..................................................25
5 – Resultados.................................................................................................................27
5.1. Detecçao de Atividade Proteolitica em Diferentes Faixas de pH e
Temperatura....................................................................................................................27
5.2. Determinaçao da Classe das Peptidases...........................................................30
6 – DISCUSSÃO............................................................................................................32
7 – CONCLUSÃO..........................................................................................................35
8 – REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS.....................................................................37
Este trabalho foi desenvolvido no Instituto de Microbiologia Paulo Góes (IMPG) na
Universidade Federal do Rio do Janeiro (UFRJ), no Laboratório de Investigação de
Peptidases (LIP) sob a orientação da professora Dra. Marta Helena Branquinha de Sá,
do professor Dr. André Luiz Souza dos Santos e sob a co-orientação do doutorando
Michel Gomes Chagas.
12
1- INTRODUÇÃO
1.1. A Família Trypanosomatidae
A classe Kinetoplastea está dividida em duas subclasses: Prokinetoplastina (ordem
Prokinetoplastida) e Metakinetoplastina (ordens Eubodonida, Parabodonida,
Neobodonida e Trypanosomatida). Prokinetoplastida, Eubodonida, Parabodonida,
Neobonida podem ser de vida livre, comensais ou parasitos; entretanto, todos os
membros da ordem Trypanosomatida são parasitos. Os tripanossomatídeos são
extremamente bem sucedidos e seus membros são encontrados parasitando vertebrados,
invertebrados (incluindo muitos insetos) e plantas. Estima-se que os tripanossomatídeos
tenham surgido há aproximadamente 100 milhões de anos atrás, e entre eles estão
reunidas espécies de parasitos causadores de doenças em humanos e animais, podendo
acarretar danos à saúde e prejuízos à economia e vida social humana (revisto por
LOPES et al., 2010).
Os tripanossomatídeos estão divididos em doze gêneros (Leishmania, Trypanosoma,
Endotrypanum, Herpetomonas, Leptomonas, Crithidia, Blastocrithidia, Phytomonas
Wallaceina, Angomonas, Strigomonas e Sergeia), figura 1, com base em características
morfológicas, filogenéticas e quanto à especificidade do hospedeiro (BORGHESAN et
al., 2013). Neste último caso, podem ser divididos em: monoxênicos, quando
desenvolvem todo o seu ciclo de vida em apenas um hospedeiro (geralmente um
invertebrado), ou heteroxênicos, quando desenvolvem o seu ciclo de vida em
hospedeiros diferentes (invertebrado e planta ou invertebrado e vertebrado) (revisto por
LOPES et al., 2010; TEIXEIRA et al., 2011). Cinco gêneros da família
Trypanosomatidae são constituídos por protozoários denominados heteroxênicos, sendo
inseridos nesse grupo, os gêneros Leishmania, Trypanosoma, Phytomonas,
Sauroleishmania e Endotrypanum. Os dois primeiros abrigam importantes agentes
etiológicos de doenças humanas como a leishmaniose, a tripanosomíase americana e a
africana (NASCIMENTO et al., 2010) O gênero Phytomonas inclui aqueles
tripanosomatídeos que utilizam como segundo hospedeiro plantas como cafeeiros e
palmeiras (REY, 2001; CAMARGO, 1999). Embora a família Trypanosomatidae inclua
protozoários de relevante importância médica, a maioria dos gêneros pertencentes a esta
família é formada por espécies que desenvolvem seus ciclos biológicos somente no
13
inseto (hospedeiro invertebrado) (WALLACE 1966; WALLACE et al., 1983). Esses
tripanossomatídeos denominados monoxênicos,pertencem aos gêneros Blastocrithidia,
Crithidia, Herpetomonas, Rhynchoidomonas e Leptomonas, além dos recentemente
criados: Angomonas, Strigomonas e Wallaceina ( TEIXEIRA, 2011; WALLACE,
1966).
Figura 1. Representação da diversidade de hospedeiros e distribuição dos tripanossomatídeos entre eles.
Os tripanossomatídeos heteroxênicos alternam entre hospedeiros invertebrados e vertebrados (vermelho)
ou plantas (verde). O desenvolvimento dos parasitos monoxênicos ocorre em um único hospedeiro
invertebrado (seta curva azul), embora tripanossomatídeos de insetos já tenham sido isolados de plantas e
vertebrados (setas azuis claras) (Adaptado de SANTOS et al. 2007).
A família Trypanosomatidae é constituída por protozoários flagelados e os diferentes
gêneros de tripanossomatídeos descritos compartilham características que podem ser
classificadas como comuns (observadas em outros grupos de organismos) ou singulares
(encontradas apenas entre os kinetoplastídeos). Dentre as características singulares deste
grupo está a presença de mitocôndria única e ramificada que percorre todo o corpo celular.
Esta organela apresenta uma porção especializada, localizada dentro da matriz mitocondrial,
perpendicular ao eixo do flagelo, rica em ácido desoxirribonucléico (20–30% DNA total),
identificada como cinetoplasto. O DNA desta estrutura é denominado k-DNA e se organiza
em redes de cadeias circulares, concatenadas e compactadas. Em muitos tripanossomatídeos,
a posição relativa do cinetoplasto em relação ao núcleo varia de acordo com o estagio no
ciclo de vida (LIU et al., 2005; LIU & ENGLUND, 2007; DE SOUZA, 2008). O glicossoma
também é uma organela singular dessa família e são distintos dos peroxissomas de
14
organismos eucariotos superiores. Além de tornar a transformação de glicose em piruvato
mais eficiente em tripanossomatídeos que em outros organismos eucariotos, já que
compartimentaliza a via glicolítica, o glicossoma também possui outras funções relacionadas
à biossíntese de pirimidinas, recuperação de purinas, síntese de éter-lipídios e β-oxidação de
ácidos graxos (revisto por MICHELS, HANNAERT & BRINGAUD, 2000). Os
reservossomos são organelas endocíticas encontradas nos parasitos do sub-gênero
Schizotrypanum, tal como em Trypanosoma vespertilionis, T. dionisii e T. cruzi. Estas
estruturas foram descritas inicialmente como corpos multivesiculares e compreendem um
importante estoque de proteínas e lipídeos que são assimilados por endocitose e proteínas
secretórias produzidas pelo parasito. A representação esquemática da morfologia dos
tripanossomatídeos pode ser observada na figura 2.
Reservossoma
Microtúbulos
subpeliculares
Acidocalcissoma
Mitocôndria
Glicossoma
Cinetoplasto
Bolsa Flagelar
Vacúolo Contrátil
Estrutura Paraflagelar
Axonema
Citóstoma
Golgi
Núcleo
Nucléolo
Retículo
Endoplasmático
Figura 2. Principais estruturas e organelas encontradas em um modelo de tripanossomatídeo (forma
epimastigota de Trypanosoma cruzi). As estruturas e organelas retratadas como detectadas por
microscopia eletrônica de transmissão. (O diagrama foi adaptado de LOPES et al, 2010).
Dentre as características comuns pode-se destacar a presença do citoesqueleto que é uma
estrutura formada por uma camada de microtúbulos subpeliculares, associados entre si e à
membrana plasmática, garantindo a sustentação da célula. Os microtúbulos subpeliculares
estão distribuídos por todo o corpo do protozoário, exceto na região da bolsa flagelar, que
representa o sítio de endocitose/exocitose de macromoléculas na maioria destes parasitos.
Outro componente comum dos tripanossomatídeos é o flagelo, organela responsável pela
15
motilidade do parasito, que emerge de um corpo basal no citoplasma através de uma
invaginação proeminente da membrana plasmática chamada de bolsa flagelar (LANDFEAR
& IGNATUSHCHENKO, 2001). Todos os estágios evolutivos dos tripanossomatídeos
apresentam um flagelo por célula, mesmo a forma amastigota. Além da motilidade, esta
estrutura também está envolvida nos processos de interação parasito-hospedeiro,
morfogênese celular, divisão celular e evasão do sistema imune (RALSTON et al., 2009).
As formas mais comuns observadas nos tripanossomatídeos estão representadas na figura 3.
Existem outras formas de distinção entre os gêneros que apresentam maior especificidade
avaliando as características nutricionais, bioquímicas, ultra-estruturais e genéticas,
possibilitando uma boa distinção em nível de espécies e cepas (revisto por LOPES et al.,
2010; BORGHESAN et al., 2013).
Figura 3. As formas mais comumente encontradas dos tripanossomatídeos. A. promastigota; B.
opistomastigota, C. amastigota, D. epimastigota, E. tripomastigota, F. coanomastigota, G.
esferomastigota. (Adaptado de LOPES et al.,2010).
16
1.2. Wallaceina spp.
As espécies do gênero Wallaceina são tripanossomatídeos flagelados
monoxênicos isolados de hospedeiros invertebrados pertencentes à ordem Hemíptera
figura 4, que apresentam ao longo do ciclo de vida as formas promastigota e
endomastigota, coanomastigota, brochomastigota e opistomorfa (KOTYSGOV et
al.,2004), figuras 5.
A B
Figura 4. Fotografia do inseto hospedeiro de Wallaceina inconstans, Calocoris sexguttatus (A);
Disponível em: (http://kinetoplast.ucr.edu/Wallaceina%20inconstans/HostMaps.htm). Acesso em:
13/11/2015. Vetor de Wallaceina brevicula, Nabis brevis (B). Disponível em:
(http://forosmedjan.se/Nabis.html). Acesso em 13/11/2015. (MERZLYAK, 2001).
Figura 5. Coloração com Giensa de Wallaceina spp em cultura. Cepa obtida do hospedeiro Nabis
flavomargin-tus (1); Cepa obtida do hospedeiro Nabis limbatus (2). Ch- coanomastigota; br-
brochomastigota; en- endomastigota; p- promastigota; om- opistomorfa(Adaptado de KOTYSGOV et
al.,2014).
17
Em relação à morfologia deste gênero de tripanossomatídeo, nota-se que um
subconjunto de endomastigotas possui um traço específico, um flagelo em loop em torno
do núcleo, figura 5. Essa morfologia foi considerada específica do gênero Wallaceina,
sendo proposto o nome de brochomastigotas para as células que possuem esta
característica. As formas endomastigotas, promastigotas e coanomastigotas possuem
uma variação na posição do cinetoplasto e flagelo que se flexiona dentro do corpo
celular. As formas coanomastigotas possuem tambem uma variação relativa ao
comprimento do flagelo (KOTYSGOV et al.,2004).
Primeiramente este grupo taxonômico foi descrito com o nome de Proteomonas
(PODLIPAEV et al. 1990), sendo subsequentemente renomeada para Wallaceina
(BULAT et al.1999). O gênero foi erguido para adotar as espécies recém descritas W.
inconstans, juntamente com a previamente caracterizada Crithidia brevicula (FROLOV
& MALYSHEVA 1989). Segundo KOTYSGOV (2014) todas estas espécies eram
morfologicamente diferentes dos representantes do gênero Crithidia, sendo que as
Wallaceinas apresentavam endomastigotas, um morfotipo geralmente nao reconhecido
em Crithidias. Este gênero possui uma caraterística completamente única: em alguns
endomastigotas, o flagelo forma um loop em torno do núcleo. A taxonomia estabelecida
deste grupo é bastante confusa. Ao longo dos anos alguns isolados atribuídos a várias
espécies descritas mostraram ter afinidade filogenética com o genero Wallaceina.
Atualmente, este gênero possui 7 espécies descritas de tripanossomatídeos
monoxênicos: Wallaceina brevicula, W. inconstans, W. vicina, W. podlipaevi, W.
collosoma, W.rígida e W. raviniae.
A classificação dos tripanossomatídeos baseada em morfologia e ciclo de vida se
mostra muito controversa, visto que é muito contrastante com os recentes achados
filogenéticos. Diferentes espécies de Wallaceinas não podem ser distinguidas umas das
outras mesmo usando marcadores moleculares altamente variáveis. Em resumo, as
numerosas espécies antigas de Wallaceina representam apenas uma espécie dentro do
gênero Crithidia, (KOTYSGOV et al., 2014).
Existem diversas razões que explicam porque diversos nomes diferentes foram
atribuídos aos isolados deste gênero. De acordo com a metodologia tradicional, cepas de
parasitos monoxênicos isolados de diferentes hospedeiros acabam sendo considerados
de diferentes espécies, e também as formas observadas em cultura ocasionalmente não
18
foram documentadas no ciclo de vida desta espécie. (FROLOV 1987; FROLOV et al.
1997). É proposto por KOTYSGOV (2014) que o antigo nome (Crithidia brevicula),
dado para estes flagelados seja retomado, visto que os novos achados filogenéticos
baseados em metodos moleculares corroboram que não há diferenças significativas
entre os isolados do gênero. Pode-se dizer que estes organismos apresentam uma
relação genética e morfológica próxima com outros tripanossamatídeos como,
Leptomonas peterhoffi, Leptomonas sp, e Blastocrithidia gerricola, e também estão
associados geneticamente a organismos patogênicos como Leishmania spp,
(MERZLYAK et al., 2001).
Apesar de importantes características como a posição relativa entre o núcleo e o
cinetoplasto, e a morfologia celular serem levadas em consideração na identificação e
caracterização dos tripanossomatídeos, está cada vez mais claro que este sistema nem
sempre reflete as suas proximidades filogenéticas, tão pouco sua diversidade. Por esse
motivo, a discrepância observada em as análises bioquímicas e moleculares frente à
metodologia taxonômica tradicional tem sido descrita em um número cada vez maior de
trabalhos (MERZLYAK et al., 2001).
Atualmente ainda é utilizada a nomenclatura W. inconstans e W. brevicula para os
tripanossomatídeos aqui estudados, porém sua classificação baseada em seu ciclo de
vida e critérios morfológicos vem se mostrando muito controversa e intrincada. Além
disso, ela não está em concordância com a filogenia conhecida ao se comparar com
novos estudos realizados utilizando-se marcadores moleculares específicos. Com isso,
sua classificação taxonômica exige mais estudos que confirmem sua espécie e gênero
(KOTYSGOV et al., 2014).
A identificação e caracterização de processos permeados por proteinases de uma
grande variedade de micro-organismos estão avançando consideravelmente, tanto em
nível molecular como em nível celular. Os diversos papéis desempenhados pelas
proteases em tripanossomatídeos estão se tornando foco de diversos estudos, visto que
papéis cruciais foram propostos em diferentes processos, como invasão celular,
catabolismo de proteínas, diferenciação, progressão do ciclo celular, citoaderência, e
ainda estimulação e evasão do sistema imune (SOUSA, 2013).
19
1.3. Enzimas Proteolíticas
Enzimas proteolíticas catalisam a clivagem de ligações peptídicas, as quais ligam
resíduos de aminoácidos em proteínas e peptídeos. Existe um conjunto de termos
utilizados pela comunidade científica para se referirem às enzimas proteolíticas,
incluindo: peptidases, proteases e peptídeo-hidrolases. Todas as proteases ligam seus
substratos no sulco ou fenda, onde ocorre a hidrólise da ligação peptídica (SANTOS,
2011).
Estas enzimas foram inicialmente classificadas em exopeptidases ou
endopeptidases, de acordo com a reação catalisada. Exopeptidases são capazes de
hidrolisar o peptídeo nas extremidades de uma cadeia polipeptídica única, liberando
aminoácidos, resíduos de dipeptídeos ou de tripeptídeos, enquanto endopeptidases agem
preferencialmente sobre as ligações peptídicas nas regiões internas de um polipeptídeo
(BARRETT, 1994; BEYNON & BOND, 2001). De acordo com a natureza do sítio
catalítico, as endopeptidases podem ser classificadas como aspártico-, cisteína-, metalo-,
serina-, treonina-, glutâmico- ou asparagino-peptidases (BARRETT, 1994; BEYNON &
BOND, 2001; RAWLINGS et al., 2012).
A intensa pesquisa sobre peptidases gera uma ampla quantidade de
informações, exigindo um sistema de classificação compatível com esta diversidade.
Um método de classificação pode ser facilmente acessado no servidor de base de dados
MEROPS (RAWLINGS et al., 2012). Neste sistema, peptidases das diferentes classes
são agrupadas em famílias com base nas semelhanças estatisticamente significativas e
na sequência de aminoácidos. Cada família é identificada por uma letra que representa o
domínio catalítico, onde A é utilizado para aspártico, C para cisteína, M para metalo, S
para serina, T para treonina, G para glutâmico, N para asparagina e U para mecanismo
de hidrólise desconhecido, seguido por um número característico.
Em organismos infecciosos, as peptidases desempenham papéis cruciais como
fatores de virulência, além do seu envolvimento em funções celulares básicas. Por
exemplo, peptidases são necessárias para a invasão, colonização, disseminação no
hospedeiro, além de evasão do sistema imune (LOPEZ-OTÍN & BOND, 2008;
VERMELHO et al., 2008). Há uma série de relatos sobre as funções e exploração de
peptidases de tripanossomatídeos como alvos para quimioterápicos. Cisteína- e metalo-
20
peptidases são as classes mais estudadas em tripanossomatídeos, seguidas por serina- e
aspártico-peptidases (YAO, DONELSON & WILSON, 2003; OLIVER et al., 2012).
Coletivamente, as proteases participam em diferentes etapas dos eventos de
interação entre estruturas dos micro-organismos e hospedeiros, sendo consideradas
portanto, fatores de virulência. Consequentemente, a caracterização bioquímica destas
enzimas proteolíticas é de interesse não somente para entender as proteases em geral,
mas, sobretudo para compreender seus papéis em infecções microbianas e desta forma
explorá-las como potenciais alvos no desenvolvimento de quimioterápicos para doenças
microbianas (SANTOS, 2011). A pesquisa por alvos potenciais para o desenvolvimento
de novas drogas tem sido desenvolvida com base nas vias bioquímicas e metabólicas
essenciais para a sobrevivência do parasito. As enzimas alvo destas vias deveriam
apresentar significantes diferenças estruturais e funcionais em relação às pertencentes
aos mamíferos, a fim de se obter uma inibição seletiva do sítio-alvo. Além disso, as
estratégias que visam atingir mais do que uma enzima de uma via metabólica pode ser
mais útil e eficaz (SINGH, KUMAR & SINGH, 2012).
1.4. Inibidores Proteolíticos
Muitos inibidores de peptidases têm se mostrado promissores em ensaios pré-
clínicos em animais e nos primeiros ensaios clínicos em humanos para as infecções
virais, infecções parasitárias, câncer, condições inflamatórias, imunológicas, e
respiratórias, e desordens cardiovasculares e degenerativas, incluindo a doença de
Alzheimer. Contudo, apesar de um grande esforço de investigação ao longo dos últimos
vinte anos, existem relativamente poucos inibidores de peptidases que tenham
progredido com sucesso através de ensaios clínicos e que estejam atualmente
disponíveis como medicamentos relativamente seguros e eficazes para seres humanos.
Estes incluem os inibidores para o tratamento de pressão sanguínea, os inibidores da
protease do HIV-1 para o tratamento da AIDS, inibidores da trombina para o tratamento
de acidente vascular cerebral, e um inibidor da elastase no tratamento da Síndrome da
Resposta Inflamatória Sistêmica (SIRS) (ABBENANTE & FAIRLIE, 2005).
Um exemplo de sucesso no tratamento de uma doença infecciosa com inibidores
proteolíticos é a terapia Antirretroviral Altamente Ativa (HAART) utilizada no
tratamento da AIDS. O HAART levou a uma acentuada melhoria na expectativa de vida
de pacientes com AIDS com a queda da viremia do HIV e com a restauração do sistema
21
imunológico com aumento do número de linfócitos TCD4+ e com a estimulação efetiva
da sobrevivência e ativação dos neutrófilos, monócitos, células endoteliais e células
dendríticas. Todas estas propriedades benéficas da HAART culminaram na redução
drástica de infecções oportunistas (PALELLA et al., 1998; POWDERLY, LANDAY &
LEDERMAN, 1998; MASTROIANNI et al., 1999; MEZZAROMA et al., 1999;
MALHOTRA et al., 2000; ALVAR et al., 2008; NISSAPATOM &
SAWANGJAROEN, 2011). Esta redução parece estar baseada não somente no
restabelecimento do sistema imunológico, mas também na inibição direta de aspártico-
peptidases produzidas por patógenos oportunistas, como demonstrado em algumas
bactérias, fungos e protozoários (CASOLARI et al., 2004; FALKENSAMMER et al.,
2007; CENCI et al., 2008; SANTOS et al., 2009; VALDIVIESO et al., 2010; TSANG
& HONG, 2010; BRAGA-SILVA et al, 2010).
A dificuldade no tratamento de doenças parasitárias é em parte devido à
complexidade dos organismos biológicos responsáveis por estas patologias. Assim,
existem diversas abordagens quimioterapêuticas sendo desenvolvidas (MORENO &
GONZALEZ, 2011; PEYROTTES et al., 2012), incluindo a utilização de inibidores
proteolíticos para tratar malária, leishmaniose e tripanossomíases. Por exemplo,
Plasmodium spp., agente causador da malária, tem enzimas proteolíticas que
desempenham papéis fundamentais na hidrólise de hemoglobina e este processo parece
envolver múltiplas classes de peptidases catalisadoras, incluindo cisteína-, metalo- e
aspártico-peptidases. Entre tais enzimas, plasmepsinas e, especialmente, falcipainas
(cisteína-peptidases) são alvos de drogas antimaláricas altamente promissoras
(TEIXEIRA, GOMES & GOMES, 2011).
A atual terapia para infecções causadas por fungos e tripanosomatídeos
apresenta limitações devido à toxicidade dos agentes terapêuticos disponíveis, bem
como a emergência de resistência pelos micro-organismos. Agregado a estes problemas
está o fato de que muitos países endêmicos são economicamente pobres. Por esta razão,
o desenvolvimento de novos antifúngicos e/ou drogas anti-tripanossomatídeos é uma
exigência atual. Um grande número de estratégias visando o bloqueio de processos
biológicos em fungos e tripanossomatídeos tem surgido, uma destas propostas está
baseada na utilização de inibidores proteolíticos. Atualmente, a principal abordagem
tem sido a obtenção de bons inibidores, utilizando proteases como alvo e acreditando
que a inibição da atividade proteolítica será terapêutica. Inibidores de aspártico-
22
peptidases usadas na HAART, tem apresentado propriedades anti-microbianas
(SANTOS, 2011). Tais efeitos tem sido reportados com sucesso em leveduras como
Candida albicans (BRAGA-SILVA et al., 2010), fungos filamentosos como Fonsecaea
pedrosoi (PALMEIRA et al., 2008) e protozoários do gênero Leishmania (SANTOS et
al., 2009; 2013).
23
2 - JUSTIFICATIVA
A identificação de peptidades das duas espécies de tripanossomatídeos aqui
analisadas e a melhor compreensão de suas características, assim como o perfil
proliferativo destes organismos, se mostra relevante para o melhor entendimento dos
mecanismos evolutivos e metabólicos da Família Trypanosomatidae. Assim também, se
mostram de grande valor para um melhor compreendimento a respeito do gênero
Wallaceina, o qual a atual classificação taxonômica se revela demasiadamente
controversa como aprsentado em estudos recentes que destacam a discrepâncias entre
análises morfológicas e moleculares (KOTYSGOV et al., 2014). Visto que as
peptidases apresentam uma larga e variada distribuição na natureza e, portanto, podem
ser encontradas em uma grande variedade de organismos, os estudos das proteases de
tripanossomatídeos são de suma importância, porque eles podem servir como modelo
para o entendimento da função e evolução das proteases em geral (SANTOS et al.,
2006). Este tipo de enzima realiza funções principais em diversos processos
metabólicos vitais à manutenção da fisiologia e dinâmica das células. A inibição
especifica de peptidases pode ser vista como uma abordagem terapêutica que pode gerar
resultados promissores quanto ao tratamento de infecções virais e parasitárias, assim
como de diversas outras patologias, visto que esta classe de enzimas muitas vezes atua
como fatores de virulência, produzida por protozoários e outros micro-organismos.
24
3 - OBJETIVO
3.1. Objetivo Geral
Investigar o perfil proliferativo e a presença de peptidases produzidas por Wallaceina
inconstans e Wallaceina brevicula.
3.2. Objetivos Específicos
Estabelecer as condições ideais de cultivo in vitro de Wallaceina inconstans e
Wallaceina brevicula;
Avaliar a atividade proteolítica associada à célula em lisados celulares totais de
Wallaceina inconstas e Wallaceina brevicula, por ensaios de SDS-PAGE.
25
4 – METODOLOGIA
4.1. Micro-organismo e condições de cultivo.
As espécies de W. inconstans e W. brevicula foram mantidas através de repiques
semanais em meio Warren (BHI 37g/L, ácido fólico 10µg/L, hemina 1mg/L),
suplementado com 4% de soro fetal bovino (SBF) a 28°C, utilizando-se 0,5% de
inóculo.
4.2. Análise do perfil proliferativo.
Para se analisar o perfil proliferativo, 106 células de cada espécie foram cultivadas a
28ºC e a 37ºC em 1 ml de meio Warren enriquecido com 4% de soro fetal bovino em
placa de 24 poços. Os testes foram realizados em triplicata ao longo de 96 horas
estimando-se as células diariamente na câmara de Neubauer. Ao final da contagem os
resultados foram traduzidos em gráficos estatísticos para se obter uma comparação dos
perfis proliferativos de ambas as espécies.
4.3. Detecção de atividade proteolítica e determinação da classe das peptidases.
4.3.1. Análise de faixas de pH ótimo para a atividade proteolítica.
Para se analisar as atividades proteoliticas expressas pelas duas espécies, extratos
celulares totais obtidos de parasitos em 48 horas de cultivo foram utilizados. As células
foram lisadas na proporção de 400µL de tampão de lise para cada 108 células. O extrato
foi utilizado em SDS-PAGE (gel de poliacrilamida com dodecil sulfato de sódio)
contendo 1 % de gelatina incorporada ao gel como substrato. Foram aplicados 30µL de
amostra em cada slot, utilizando 200 V e 20 mA para a corrida com um tempo
aproximado de 2 horas. Após a corrida os géis foram incubados em sistemas tampão de
diferentes faixas de pH por 48 horas a 37ºC. Utilizando-se os sistemas tampão, pH 5,0
26
citrato/fosfato, pH 7,0 fosfato e pH 9,0 glicina-hidroxido de sódio, para se analisar o pH
ótimo de expressão proteolítica.
4.3.2. Determinação da classe de peptidases
Para se analisar o perfil de peptidases os géis foram incubados em sistema
tampão pH 5,0. Contendo os seguintes inibidores proteolíticos: pepstatina A
para aspartico-proteases, EGTA, EDTA, 1,10-fenantrolina para metalo-
proteases, PMSF para serina-proteases, e E-64 para cisteína-proteases. Por fim,
foram adicionados aos géis 200 µL de DTT e então incubados a 37ºC por 48
horas.
27
5 - RESULTADOS
5.1. Análise do perfil proliferativo.
Para se analisar o perfil proliferativo, as espécies foram cultivadas a 28ºC e 37ºC
em meio Warren e as células foram estimadas pela contagem em câmara de Neubauer.
As células cultivadas a 28ºC atingiram o ápice da fase logarítmica em 48 horas figura 6.
Entretanto, as células cultivadas a 37ºC não apresentaram proliferação relevante figura
7, observando-se debri celular. O número reduzido de células quando cultivadas em
37ºC sugere uma proliferação reduzida ou quase inexistente, enquanto que as células
cultivadas à 28ºC demonstram uma elevada proliferação, com pico máximo da fase
logaritímica no período de 48 horas figura 8.
Figura 6. Curva de proliferação de Wallaceina inconstans a 28 ºC (A), Curva de proliferação de
Wallaceina brevicula a 28 ºC (B). Gráfico comparativo das duas espécies de parasito cultivadas a 28 ºC
(C). As células foram estimadas por meio de contagem em câmara de neubauer.
28
Pode-se observar que as células apresentam perfis proliferativos semelhantes
quando analisados. O ápice da fase logarítmica das duas espécies é alcançado no
período de 48 horas, apresentando um decaimento e o início da fase de morte logo após
este ponto.
Figura 7. Curva de proliferação de Wallaceina inconstans a 37℃ (A). Curva de proliferação de
Wallaceina brevicula (B) a 37℃. Gráfico comparativo das duas espécies de parasito cultivadas a 37℃
(C). Um elevado decaimento do montante de células da cultura é demonstrado nos gráficos acima, sendo
observado nas duas espécies.
Novamente, pode-se observar um padrão proliferativo semelhante nas duas espécies
analisadas, notando-se uma pequena diferença na contagem de células entre os parasitos
ao decorrer das 96 horas analisadas, em que a espécie Wallaceina brevicula, demonstra
um montante celular levemente mais elevado em comparação a outra espécie.
29
Figura 8. Curva de proliferação de W. inconstans e W. brevicula a 37ºC comparada com a curva de
proliferação das mesmas espécies a 28ºC. A diferença na quantidade de células cultivadas em
temperaturas diferentes é demonstrada acima.
Ao se realizar uma comparação entre as contagens nas duas temperaturas analisadas,
se obtém uma grande diferença no montante celular, em que no cultivo a 37ºC o número
de células decai bruscamente em comparação com o cultivo das células a 28ºC. Este
fato possivelmente pode estar relacionado a presença de uma morfologia de células
mortas e lizadas presente no cultivo celular realizado a 37ºC.
30
5.2. Análise de faixas de pH ótimo para a atividade proteolítica.
Após a eletroforese, os géis foram incubados em sistemas tampão com diferentes
fixas de pH: 5,0, 7,0 e 9,0, figura 9. Ao se analisar os dados, observou-se que os géis
incubados em pH 5,0 apresentaram quatro bandas de maior intensidade referentes ao
tempo de 48 horas, representando o período de maior expressão de peptidases nas duas
espécies. Observou-se ainda que nos valores de pH 7 e 9 as quatro bandas se
apresentavam com menor intensidade, para ambas as espécies.
Figura 9. SDS-PAGE com incubação em diferentes faixas de pH. Extratos celulares totais obtidos dos
parasitos Wallaceina inoconstans (Wi) e Wallaceina brevicula (Wb), em 48 horas de cultivo utilizados
em SDS-PAGE, e incubados em sistemas tampão com diferentes faixas de pH: 5,0, 7,0 e 9,0. Valores do
peso molecular aproximado das bandas representado à esquerda da figura.
5.3. Determinação da classe de peptidades
Os inibidores pepstatina A para aspartico-proteases, EGTA, EDTA, 1,10-
fenantrolina para metalo-proteases, e PMSF para serina-proteases, não apresentaram
inibição proteolítica significante, diferentemente dos géis das duas espécies incubados
em pH 5,0 somados ao inibidor proteolítico E-64 para cisteína-proteases que apresentou
expressiva inibição de expressão proteolítica, como demonstrado na figura 10.
48h
~ 70kDa
60kDa
20kDa
~
~
Wi Wb
pH 5,0 pH 7,0 pH 9,0
31
Figura 10. SDS-PAGE de extratos celulares totais das duas espécies Wallaceina inoconstans (Wi) e
Wallaceina brevicula (Wb), incubados em pH 5,0 ,somados à DTT e inibidores de diferentes classes de
peptidases. Nota-se uma relevante ausência de expressão de bandas na incubação com o inibidor
proteolítico E-64. Valores do peso molecular aproximado das bandas representado à esquerda da figura.
Nota-se também, que as duas espécies de parasitos apresentam expressão de bandas
de peptidase semelhante, mantendo uma expressão de bandas com praticamente mesmo
peso molecular e intensidade, quando utilizada as condições ideais de expressão
proteolítica. A inibição da expressão de bandas observadas na utilização do inibidor E-
64 figura 11, sugere uma possível presença de cisteína-proteases produzidas pelas duas
espécies de tripanossomatídeos.
Figura 11. SDS-PAGE de extratos celulares totais incubados em pH 5,0 e DTT, com e sem a adição do
inibidor proteolítico E-64. O inibidor proteolítico E-64, demonstra acentuada inibição na intensidade das
bandas, sugerindo uma possível presença de cisteína-proteases produzidas pelas duas espécies de
tripanossomatídeos Wallaceina inoconstans (Wi) e Wallaceina brevicula (Wb).
48h
~85kDa
~70kDa
~50kDa
~20kDa
48h
Controle E-64
Wi Wb
Controle Pepstatina A 1-10
Fenantrolina E-64 EGTA EDTA PMSF
Wi Wb
32
Portanto, os resultados obtidos indicam uma adaptação destes dois
tripanossomatídeos a mesma temperatura e pH encontrados no trato digestivo de insetos
da ordem Hemíptera, 28ºC e pH 5,0, as quais são ideais para proliferação e atividade
proteolítica observadas nas espécies estudadas.
6 – DISCUSSÃO
Analisando-se as curvas de crescimento das duas espécies de tripanossomatídeos
estudadas, observa-se que o montante de células cultivadas a 28ºC se mantem elevado,
atingindo o pico de sua fase logarítmica no período de 48 horas e iniciando sua fase de
morte logo após este período. Ao se comparar com as células cultivadas a 37ºC, nota-se
que o montante celular sofre uma queda brusca desde o início de sua fase logarítmica. A
grande diferença estatística entre os tempos de cultivo e a presença de uma morfologia
típica de células lisadas encontradas no cultivo a 37ºC, demonstra que as duas espécies
estudadas não conseguem realizar uma proliferação celular eficiente à temperatura de
37ºC.
As duas espécies apresentaram perfis de crescimento semelhantes nas duas
temperaturas analisadas, no qual sua fase logarítmica tem seu ápice no período de 48
horas, iniciando sua fase de morte após este período mantendo um decaimento constante
ao prosseguir das 96 horas analisadas.
Em relação ao cultivo dos micro-organismos, é importante frisar que a proporção de
soro fetal bovino (SFB), foi mantida a 4% em vez de sua proporção padrão de 10% para
tripanossomatídeos, devido ao fato de que as duas espécies estudadas apresentam uma
proliferação relativamente rápida e elevada, na qual se foi necessário utilizar baixa
concentração de soro a fim de se controlar o montante celular, assim como os ensaios de
SDS-PAGE das duas espécies foram incubados a 37c◦ visto que a atividade proteolítica
se apresentava com maior intensidade a esta temperatura do que a 28c◦.
Ao se observar os géis incubados em diferentes faixas de pH, nota-se que os géis
incubados em pH 5,0 demonstram um perfil de bandas com maior intensidade e, ao se
comparar com as outras duas faixas de pH testadas, é possível notar que a partir do pH
7,0 o perfil de bandas sofre uma queda relevante de intensidade até quase se esvair na
33
faixa de pH 9,0, sugerindo uma diminuição na atividade proteolítica nas duas espécies,
ao se promover uma alcalinização gradativa do meio.
ELIAS (2008) demonstrou que a atividade proteolitica de Phytomonas serpens foi
bloqueada por inibidores de cisteína clássicos (E-64, leupeptin, e cystatin),
demonstrando ser mais ativa em pH 5.0, e mostrando também uma dependência de
agentes redutores como dithiothreitol e l-cysteina para total atividade. Sabe-se também
que inibidores de cisteína-peptidase em determinada concentração causam alterações
ultra-estruturais e de crescimento no tripanosomatídeo Phytomonas serpens, sendo
capazes de parar o crescimento celular, bem como promover alterações na morfologia
celular do parasito (SANTOS et al,. 2006).
Dentre as faixas de pH estudadas, a faixa de pH 5,0 demonstrou ser a faixa de pH
ótimo para a atividade proteolítica nas duas espécies de Wallaceinas spp. analisadas,
podendo-se comprovar este fato, ao se observar uma grande intensidade no perfil de
bandas expressas por estas duas espécies de tripanossomatídeos.
Em tripanossomatídeos, as peptidases estão relacionadas às interações parasita-
hospedeiro, patogenicidade, sobrevivência intracelular e evasão da resposta imune do
hospedeiro, assim como reações de hidrólise de uma ligação peptídica altamente
específica em um substrato de proteína. As cisteínas e metalopeptidases continuam
sendo as atividades mais proeminentes nos tripanossomatídeos. Em Leishmania spp. por
exemplo, o agente causador da leishmaniose, é uma importante peptidase de superfície,
a gp63, sendo expressa em grande quantidade nas formas promastigotas, sendo a
metalopeptidase melhor caracterizada na família Trypanosomatidae. Curiosamente, a
gp63 é predominantemente expressa na forma evolutiva de Leishmania encontrada no
inseto, e diversos tripanossomatídeos de insetos e plantas analisados até o presente
momento possuem moléculas homólogas. Os homólogos da gp63 presentes nos
tripanossomatídeos inferiores desempenham um papel essencial na nutrição assim como
na interação com as células epiteliais do inseto (SANTOS et al., 2006).
O experimento de SDS-PAGE utilizando extratos celulares totais das duas espécies
de tripanossomatídeos estudadas, incubados em pH 5,0 e somados à diferentes
inibidores proteolíticos, demonstrou uma inibição completa da atividade proteolítica nas
duas espécies de Wallaceina spp. quando tratadas com o inibidor de cisteína-proteases
E-64. Os demais inibidores de diferentes classes de peptidases testados não
34
apresentaram inibição de bandas relativa, ou nem sequer apresentaram inibição ou
redução da atividade proteolítica nas duas espécies, que mantiveram a mesma
intensidade no padrão de bandas expressas.
Cisteínas-peptidades produzidas por Phytomonas serpens compartilham epítopos
comuns com a cruzipaína, outra cisteína-peptidase considerada um importante fator de
virulência em T. cruzi e muito bem caracterizada e estudada nesta espécie, além de
serem capazes de hidrolisar diversos substratos proteicos (ELIAS et al., 2008). Cisteína-
peptidades de protozoários têm sido implicados numa variedade de eventos biológicos,
e a expressão destas enzimas é modulada em resposta a diversos estímulos diferentes,
incluindo alterações ambientais e diferenciação (PEREIRA et al., 2009). A cruzipaína é
a cisteína-peptidase mais abundante do Trypanosoma cruzi, o qual é o agente etiológico
da Doença de Chagas. A cruzipaína é um importante fator de virulência do T. cruzi
envolvida em várias etapas cruciais na interação com células de mamíferos. Essa
enzima é expressa em níveis variáveis em todas as formas evolutivas e cepas do
parasito, sendo abundantemente expressa nas formas epimastigotas, encontradas apenas
no inseto vetor (UEHARA et al., 2010).
Portanto, a inibição completa de atividade de peptidades resultante da incubação
realizada com o inibidor proteolítico E-64, sugere uma provável presença de cisteína-
proteases produzidas pelas duas espécies de tripanossomatídeos aqui analisadas, visto
que as condições ótimas de atividade proteolítica foram mantidas, e a atividade se
manteve com a mesma intensidade na presença das outras classes de inibidores
proteolíticos testados.
35
7 - CONCLUSÃO
Os fatos aqui descritos mostraram que dentre as temperaturas analisadas para a
proliferação dos parasitos, quando cultivadas à 28ºC as espécies de tripanossomatídeos,
Wallaceina brevicula e Wallaceina inconstans desempenham uma proliferação celular
relevante, demonstrando que esta temperatura atua como um fator ideal para a sua
proliferação celular. Dentre as faixas de pH aqui estudadas para se analisar a expressão
peptídica, quando mantidas à faixa de pH 5,0 as duas espécies mostraram maior
intensidade de atividade proteolítica resultando em uma maior intensidade de bandas
expressas. Portanto, a temperatura de 28ºC revela-se sendo a condição ótima de cultivo
para as duas espécies descritas no presente estudo, assim como o pH ácido analisado
exerce um fator primordial na atividade proteolítica para estas duas espécies do gênero
Wallaceina.
A inibição total de atividade proteolítica na presença do inibidor de cisteína-
proteases E-64, somado ao fato de que a adição de DTT (dithiothreitol) intensificou a
expressão de bandas, sugere uma possível presença de uma enzima proteolítica desta
classe nas duas espécies de parasitos aqui analisados.
O fato de a proliferação celular se desencadear melhor à temperatura de 28ºC, e a
notável inibição da atividade proteolítica em decorrência da alcalinização do pH no
meio reacional, demonstra que ocorre uma melhor expressão de atividade proteolítica
em pH 5,0 à temperatura de 37ºC. Com isso, pode-se induzir uma reflexão acerca da
origem evolutiva e adaptação destas duas espécies de tripanossomatídeos, sugerindo-se
uma adaptação específica a um único hospedeiro da ordem hemíptera, dado que a
temperatura corpórea e pH do trato digestivo de insetos desta ordem (LUZ et al., 1999;
RAVAN et al., 2009) se assemelham com as condições ideais de proliferação e
atividade proteolítica das duas espécies de Wallaceinas spp. aqui estudadas.
Experimentos com o intuito de se investigar a bioquimica deste gênero, como por
exemplo um Western blotting, utilizando-se anticorpos específicos para cruzipaína e
gp63, possibilitaria se analisar melhor a presença de moléculas homólogas e seriam de
grande interesse para um melhor entendimento a respeito da evolução e proximidades
filogenéticas destas duas espécies em relação à família Trypanosomatidae, assim como
36
uma identificação do perfil proteolítico e de moléculas específicas localizadas no
secretado celular, ajudariam a elucidar melhor seu metabolismo.
A classificação taxonômica assim como outras análises do gênero Wallaceina,
permanece até o presente momento relativamente controversa e não está em
consonância com estudos recentes. Pouco se tem descrito na literatura à respeito deste
gênero que já apresentou diversas nomenclaturas, e por este motivo é nescessário que
sejam realizados mais estudos sobre a espécie, ao passo que se possa concluir de forma
definitiva sua classificação taxonômica e a identificação e expressão de moléculas intra
e extra celulares.
37
8- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABBENANTE, G.; FAIRLIE, D.P.; ABBENANTE, G & FAIRLIE, D.P. Protease
inhibitors in the clinic. Medicinal Chemistry, 1, 71-104, 2005.
ALVAR, J.; APARICIO, P.; ASEFFA, A.; DEN BOER, M.; CAÑAVATE, C.;
DEDET, J.P.; GRADONI, L.; TER HORST, R.; LÓPEZ-VÉLEZ, R. & MORENO, J.
The Relationship between Leishmaniasis and AIDS: the Second 10 Years. Clinical
Microbiology Reviews, 21, 334-59, 2008.
BARRETT, A.J.; RAWLINGS, N.D. AND O’BRIEN, E.A.The MEROPS database as
a protease information system. J. Struct. Biol. 134: 95–102, 2001.
BARRET, A.J. Classification of Peptidases. In: Methods in Enzymology Academic
Press, Inc., California, 244, 1-15, 1994.
BEYNON R.J. & BOND J.S. Proteolytic Enzymes: A Practical Approach, 2nd ed.;
Oxford University, Press: London, 2001.
BORGHESAN, T.C.; FERREIRA, R.C.; TAKATA, C.S.; CAMPANER, M.; BORDA,
C.C.; PAIVA, F.; MILDER, R.V.; TEIXEIRA, M.M. & CAMARGO, E.P. Molecular
phylogenetic redefinition of Herpetomonas (Kinetoplastea, Trypanosomatidae), a
genus of insect parasites associated with flies. Protist, 164 , 129-52, 2013.
BRAGA-SILVA, L.A.; MOGAMI, S.S.; VALLE, R.S.; SILVA-NETO, I.D. &
SANTOS, A.L.S. Multiple effects of amprenavir against Candida albicans. FEMS
Yeast Research, 10, 221-224, 2010.
BRANQUINHA, M.H., VERMELHO, A.B., GOLDENBERG, S. & BONALDO, M.C.
Ubiquity of cysteine- and metalloproteinase activities in a wide range of
trypanosomatids. J. Eukaryot. Microbiol. 43:131-135,, 1996.
152.BULAT SA, MOKROUSOV IV, PODLIPAEV SA (1999) Classifi-cation of
trypanosomatids from insects and plants by theUP-PCR (Universally Primed
PCR) technique and cross dotblot hybridization of PCR products. Eur J Protistol
35:319–326.
CASOLARI, C.; ROSSI, T.; BAGGIO, G.; COPPI, A.; ZANDOMENEGHI, G.;
RUBERTO, A.I.; FARINA, C.; FABIO, G.; ZANCA, A. & CASTELLI, M.
Interaction between saquinavir and antimycotic drugs on C. albicans and C.
neoformans strains. Pharmacological Research, 50, 605-610, 2004.
CENCI, E.; FRANCISCI, D.; BELFIORI, B.; PIERUCCI, S.; BALDELLI, F.;
BISTONI, F. & VECCHIARELLI, A. Tipranavir exhibits different effects on
opportunistic pathogenic fungi. Journal of Infection, 56, 58-64, 2008.
38
DE SOUZA, W. An introduction to the structural organization of parasitic
protozoa. Current Pharmatical Design, 14, 822-38, 2008.
ELIAS, CAMILA et al,. Cysteine peptidases in the tomato trypanosomatid
Phytomonas serpens: Influence of growth conditions, similarities with cruzipain
and secretion to the extracellular environment, v. 120, n. 4, dez 2008, p. 343 - 352
FALKENSAMMER, B.; PILZ, G.; BEKTIC, J.; IMWIDTHAYA, P.; JÖHRER, K.;
SPETH, C.; LASS-FLÖRL, C.; DIERICH, M.P. & WÜRZNER, R.; Absent reduction
by HIV protease inhibitors of Candida albicans adhesion to endothelial cells.
Mycoses, 50, 172-177, 2007.
F. M. PEREIRA, C. G. R. ELIAS, C. M. D'AVILA-LEVY, M. H. BRANQUINHA
AND A. L. S. SANTOS (2009). Cysteine peptidases in Herpetomonas samuelpessoai
are modulated by temperature and dimethylsulfoxide-triggered differentiation.
Parasitology, 136, pp 45-54.
FROLOV AO, MALYSHEVA MN (1989) [Description of Crithidia allaesp. n. and
Crithidia brevicula sp.n. (Protozoa, Trypanosomati-dae) from the predator bug
Nabis brevis Scholtz (Hemiplera,Miridae)]. Rus J Zool 68:5–10 (in Russian)
1793.FROLOV AO (1987) [Life cycle of Blastocrithidia miridarum(Kinetoplastida,
Trypanosomatidae)]. Zool Zh 66:655–661 (inRussian).
FROLOV AO, MALYSHEVA MN, PODLIPAEV S (1997) [Unusual pat-tern of cyst
formation in Blastocrithidia sp. (Kinetoplastida,Trypanosomatidae), parasites of
the intestine of water striders(Hemiptera, Gerridae)]. Parazitologiya + 31:356–363
(in Rus-sian).
KOSTYGOV, A.; GRYBCHUK-LEREMENKO, A.; MALYSHEVA, M.; FROLOV,
A.; YURCHENKO, V. Molecular revision of the genus Wallaceina. Protist, Vol. 165,
594–604, September 2014.
LANDFEAR, S.M., IGNATUSCHCHENKO, M. 2001. The flagellum and flagellar
pocket of trypanosomatids. Molecular and Biochemical Parasitology, 115, 1-17.
LOPES, A.G.; SOUTO-PADRÓN T.; DIAS, F.A.; GOMES, M.T.; RODRIGUES,
G.C.; ZIMMERMANN, L.T.; SILVA, T.L.A. & VERMELHO, A. Trypanossomatids :
Odd organisms, devasting diseases. Open Parasitology Journal, 4, 30-59, 2010.
LOPEZ-OTÍN, C. & BOND J.S. Proteases: multifunctional enzymes in life and
disease. The Journal Biological Chemistry, 283, 30433–30437, 2008.
LUZ, C.; FARGUES, J.; GRUNEWALD, J. Development of Rhodnius prolixus
(Hemiptera: Reduviidae) under Constant and Cyclic Conditions of Temperature
and Humidity. Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, Vol. 94(3): 403-409, MayJun.
1999.
39
MALHOTRA, U.; BERREI, M.M.; HUANG, Y.; MAREE, J.; BROWN, D.J. A.P. S.;
MUSEY, L.; SCHACKER, T.; COREY, L.& MCELRATH, M.J. Effect of
combination Antirretroviral therapy on T-cell immunity in acute human
immunodeficiency virus type 1 infection. The Journal of Infectious Diseases, 181,
121-131, 2000.
MASTROIANNI C.M.; LICHTNER M.; MENGONI F.; D'AGOSTINO C.; FORCINA
G.; D'ETTORRE G.; SANTOPADRE P. & VULLO V. Improvement in neutrophil
and monocyte function during highly active Antirretroviral treatment of HIV-1
infected patients. AIDS, 13, 883-890, 1999.
MEZZAROMA, I.; CARLESIMO, M.; PINTER, E.; ALARIO, C.; SACCO, G.;
MURATORI, D.S.; BERNARDI, M.L.; PAGANELLI, R. & AIUTI, F. Long-term
evaluation of T-cell subsets and T-cell function after HAART in advanced stage
HIV-1 disease. AIDS, 13, 1187-1193, 1999.
MICHELS, P.A.M.; HANNAERT, V. & BRINGAUND, F. Metabolic aspects of
glycosomas in trypanosomatidae – new data and views. Parasitology Today, 16, 482-
89, 2000.
MORENO, M. & GONZALEZ, V.M. Advances on Aptamers Targeting Plasmodium
and Trypanosomatids. Current Medicinal Chemistry, 18, 5003-5010, 2011.
NISSAPATORN, V. & SAWANGJAROEN, N. Parasitic infections in HIV infected
individuals: Diagnostic & therapeutic challenges. Indian Journal of Medical
Research, 134, 878-897, 2011.
NASCIMENTO, M.T.C 2010.Biologia da Interação de Invertebrados e Vertebrados
com Microrganismos: Um Estudo sobre Aspectos Celulares e imunológicos. Rio de
Janeiro, UFRJ/IMPPG.
OLIVIER M.; ATAYDE V.D.; ISNARD A.; HASSANI K. & SHIO M.T. Leishmania
virulence factors: focus on the metalloprotease GP63. Microbes and Infection,
14,1377-1389, 2012.
PALELLA F.J.J.R.; DELANEY K;M.; MOORMAN A.C.; LOVELESS M.O.;
FUHRER J.; SATTEN G.A.; ASCHMAN D.J. & HOLMBERG S.D. Declining
morbidity and mortality among patients with advanced human immunodeficiency
virus infection. HIV Outpatient Study Investigation. The New England Journal of
Medicine, 338, 853-886, 1998.
PALMEIRA, V.F.; KNEIPP, L.F.; ROZENTAL, S.; ALVIANO, C.S. & SANTOS,
A.L.S. Beneficial effects of HIV peptidase inhibitors on Fonsecaea pedrosoi:
promising compounds to arrest key fungal biological processes and virulence.
PLoS One., e3382, 2008.
40
PEYROTTES, S.; CALDARELLI, S.; WEIN, S.; PÉRIGAUD, C.; PELLET, A. &
VIAL, H. Choline Analogues in Malaria Chemotherapy. Current Pharmaceutical
Design, 18, 3454-3466, 2012.
PODLIPAEV SA (1990) [Catalogue of world fauna of Try-panosomatidae
(Protozoa)]. Zoologicheskii Institut AN SSSR,Leningrad (in Russian).
POWDERLY W.G.; LANDAY A. & LEDERMAN M.M. Recovery of the immune
system with Antirretroviral therapy. The end of opportunism?. JAMA, 280, 72-77,
1998.
RAVAN, S.; MEHRABADI, M.; BANDANI, A. Biochemical characterization of
digestive amylase of wheat bug, Eurygaster maura (Hemiptera:Scutelleridae).
African Journal of Biotechnology Vol. 8 (15), pp. 3640-3648, 4 August, 2009.
RALSTON, K.S.; KABUTUTU, Z.P.; MELEHANI, J.H.; OBERHOLZER, M. &
HILL, K.L. The Trypanosoma brucei flagellum: moving parasites in new directions.
Annual Review of Microbiology, 63, 335-62, 2009.
RAWLINGS N.D., BARRET A.J. & BATERMAN A. MEROPS: the database of
proteolytic enzymes, their substrates and inhibitors. Nucleic Acids Research, 40,
D343-350, 2012.
SANTOS A.L.S., D’AVILA-LEVY C. M & A. B., BRANQUINHA. The ubiquitous
gp63-like metalloprotease from lower trypanosomatids:in the search for a
function.Anais da Academia Brasileira de Ciências 78(4): 687-714, 2006.
SANTOS, André L.S.; BRANQUINHA, Marta H.; D'AVILA-LEVY, Claudia M.. The
ubiquitous gp63-like metalloprotease from lower trypanosomatids: in the search
for a function. An. Acad. Bras. Ciênc., Rio de Janeiro , v. 78, n. 4, p. 687-714, Dec.
2006 .
SANTOS, André et al. Phytomonas serpens: cysteine peptidase inhibitors interfere
with growth, ultrastructure and host adhesion, v. 36, n. 1, jan 2006, p. 47-56.
SANTOS L.O.; MARINHO F.A.; ALTOÉ E.F.; VITÓRIO B.S.; ALVES C.R.;
BRITTO C.; MOTTA M.C.; BRANQUINHA M.H.; SANTOS A.L. & D'AVILA-
LEVY C.M. HIV aspartyl peptidase inhibitors interfere with cellular proliferation,
ultrastructure and macrophage infection of Leishmania amazonensis. PLoS One., 4,
e4918, 2009.
SINGH N.; KUMAR, M. & SINGH, R.K. Leishmaniasis: Current status of available
drugs and new potential drug targets. Asian Pacific Journal of Tropical Medicine,
485-497, 2012.
41
SOUSA,K.P.Caracterização bioquímica de metaloproteinases de parasitas
tripanosomatídeos. Instituto de Higiene e Medicina Tropical, Universidade Nova de
Lisboa.
TEIXEIRA MM, BORGHESAN TC, FERREIRA RC, SANTOS MA, TAKATA CS,
CAMPANER M, NUNES VL, MILDER RV, DE SOUZA W, CAMARGO EP.
Phylogenetic validation of the genera Angomonas and Strigomonas of
trypanosomatids harboring bacterial endosymbionts with the description of new
species of trypanosomatids and of proteobacterial symbionts. Protist. 2011
Jul;162(3):503-24.
TEIXEIRA, C.; GOMES, J.R.B. & GOMES, P. Falcipains, Plasmodium falciparum
Cysteine proteases as key drug targets against malaria. Current Medicinal
Chemistry, 18, 1555-1572, 2011.
TSANG, C.S. & HONG, I. HIV protease inhibitors differentially inhibit adhesion of
Candida albicans to acrylic surfaces. Mycoses, 53, 488-494, 2010.
UEHARA, L. A. Determinação da relevância da cruzipaína na interação de
Trypanosoma cruzi com Rhodnius prolixus. 2010. 77 f. Dissertação (Mestrado em
Biologia Celular e Molecular) - Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, 2010.
VALDIVIESO, E.; RANGEL, A.; MORENO, J.; SAUGAR, J.M.; CAÑAVATE, C.;
ALVAR, J. & DAGGER, F. Effects of HIV aspartic-proteinase inhibitors on
Leishmania sp. Experimental Parasitology, 126, 557-563, 2010.
VERMELHO A.B.; MELO A.C.N.; BRANQUINHA M.H.S.; SANTOS A.L.S.;
D’ÁVILA-LEVY C.M.; COURI S. & BOM E.P.S. In: Enzimas em Biotecnologia-
Produção, Aplicações e Mercado; Interciência: Rio de Janeiro, Vol. 1, 273-287, 2008.
YURCHENKO, V.; KOLESNIKOV, A.; LUKES, J. Phylogenetic analysis of
Trypanossomatina (Protozoa:Kinetoplastida) based on minicircle conserved
regions. Folia Parasitologica 47: 1-5, 2000.
YAO, C., DONELSON, J.E. & WILSON, M.E. The major surface protease (MSP or
GP63) of Leishmania sp. biosynthesis, regulation of expression, and function. Mol.
Biochem. Parasitol. 132: 1–16, 2003.
YAO, C., LEIDAL, K.G., BRITTINGHAM, A., TARR, D.E., DONELSON, J.E. &
WILSON, M.E. 2002. Biosynthesis of the major surface protease GP63 of
Leishmania chagasi.Mol. Biochem. Parasitol. 121: 119–28.
WALLACE, F.G. 1966. The trypanosomatids parasites of insects and arachnids.
Exp. Parasitol. 18: 124-123
42
WALLACE, F.G., CAMARGO, E.P., McGhee, R.B. & Roitman, I. 1983. Guide-lines
for the description of new species of lower trypanosomatids. J. Protozool. 30:308-13.