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NORMAS EM CONTROLE DE INFECÇÕES HOSPITALARES Comissão de Controle de Infecção Hospitalar - CCIH Teresina 2003

Manual de Rotinas Em CCIH

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Page 1: Manual de Rotinas Em CCIH

NORMAS EM

CONTROLE DE INFECÇÕES

HOSPITALARES

Comissão de Controle de Infecção Hospitalar - CCIH

Teresina 2003

Page 2: Manual de Rotinas Em CCIH

INTRODUÇÃO

Transportai um punhado de terra todos os dias e fareis uma montanha.

(Confúcio)

O exercício do controle de infecções hospitalares é uma manifestação da excelência de

um serviço, sendo esta diretamente proporcional ao nível de qualidade do citado controle.

Conseqüentemente, uma instituição que zela pelo controle das infecções hospitalares oferece

um serviço de melhor padrão aos seus usuários.

Este manual é o resultado de uma iniciativa da Fundação Municipal de Saúde em

implantar o Programa de Controle de Infecções Hospitalares em seus Estabelecimentos de

Saúde. O manual intitula-se Normas em Controle de Infecções Hospitalares e resume o que

os componentes da Comissão de Controle de Infecções Hospitalares da Fundação Municipal

de Saúde (CCIH-FMS) puderam compilar tendo como referências livros, portarias, guias,

manuais e demais publicações sobre o assunto. Houve o cuidado, como pode ser percebido

nas bibliografias consultadas, em consultar-se material científico publicado por instituições de

grande credibilidade e em utilizar-se das publicações mais atuais possíveis.

O controle das infecções hospitalares é, em primeira instância, realizado no dia-a-dia

de trabalho de cada profissional, cabendo à CCIH o trabalho de educar de forma continuada e

estruturar de forma organizacional este controle. A CCIH-FMS tem como objetivo, com esta

compilação, oferecer aos administradores hospitalares e profissionais de saúde um guia

prático, confiável e de consulta rápida, possibilitando-os à implantação de normas

mundialmente recomendadas em seus serviços.

Comissão de Controle de Infecção Hospitalar Fundação Municipal de Saúde

Dr. Kelson Nobre Veras Médico Infectologista

Mestre em Doenças Infecciosas

Dr. Francisco Eugênio Deusdará de Alexandria Médico Infectologista

Dra. Ana Luiza Eulálio Dantas

Farmacêutica – Bioquímica

Page 3: Manual de Rotinas Em CCIH

ÍNDICE

INFECÇÃO HOSPITALAR __________________________________________________________1

HIGIENIZAÇÃO HOSPITALAR______________________________________________________4

LIXO HOSPITALAR ________________________________________________________________7

ESTERILIZAÇÃO E DESINFECÇÃO ________________________________________________13

LAVANDERIA HOSPITALAR_______________________________________________________22

NORMAS DE HIGIENE ALIMENTAR PARA O SETOR DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA ____27

ACIDENTES OCUPACIONAIS COM FLUIDOS ORGÂNICOS___________________________34

PREVENÇÃO DE PNEUMONIA NOSOCOMIAL ______________________________________40

PREVENÇÃO DE INFECÇÕES DO TRATO URINÁRIO ________________________________43

PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DA FERIDA CIRÚRGICA _______________________________47

PREVENÇÃO DAS INFECÇÕES ASSOCIADAS A CATETERES INTRAVASCULARES ____53

PREVENÇÃO DE INFECÇÕES HOSPITALARES NEONATAIS _________________________57

PRECAUÇÕES PARA O CONTROLE DE INFECÇÕES NO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA_60

PRECAUÇÕES E ISOLAMENTO DE PACIENTES COM DOENÇAS INFECTO-CONTAGIOSAS ___________________________________________________________________64

PADRONIZAÇÃO DE SOLUÇÕES ANTISSÉPTICAS __________________________________68

NORMAS PARA REALIZAÇÃO DE CURATIVOS _____________________________________70

NORMAS PARA COLETA DE MATERIAIS PARA CULTURA __________________________73

HIGIENIZAÇÃO DA CAIXA D’ÁGUA________________________________________________77

ANEXOS _________________________________________________________________________78

FICHA DE NOTIFICAÇÃO E ACOMPANHAMENTO DE ACIDENTES OCUPACIONAIS _____79 FICHA DE NOTIFICAÇÃO DE USO DE ANTIBIÓTICOS ________________________________81 NOTIFICAÇÃO DE INFECÇÕES COMUNITÁRIAS E HOSPITALARES____________________81 NOTIFICAÇÃO DE INFECÇÕES DE SÍTIO CIRÚRGICO ________________________________83 NOTIFICAÇÃO DE PROCEDIMENTOS DE RISCO _____________________________________84 ROTEIRO DE INSPEÇÃO DE ARQUITETURA HOSPITALAR____________________________85 ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE LIMPEZA HOSPITALAR _______________________89 ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE LAVANDERIA HOSPITALAR ___________________92 ROTEIRO DE INSPEÇÃO DA CENTRAL DE MATERIAL ESTERILIZADO _________________94 ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA ______________________96 ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE NEONATOLOGIA_____________________________99

BIBLIOGRAFIA CONSULTADA ___________________________________________________101

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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INFECÇÃO HOSPITALAR

DEFINIÇÃO Infecção comunitária. É a infecção constatada ou em incubação no ato de admissão do paciente, desde que não relacionada com internação anterior no mesmo hospital. São também comunitárias:

1. As infecções associadas a complicações ou extensão da infecção já presente na admissão, a menos que haja troca de microrganismo ou sinais ou sintomas fortemente sugestivo da aquisição de nova infecção.

2. Infecção em recém-nascido, cuja aquisição por via transplacentária é conhecida ou foi comprovada e que tornou-se evidente logo após o nascimento (exemplo: herpes simples, toxoplasmose, rubéola, citomegalovirose, sífilis e AIDS). Adicionalmente, são também consideradas comunitárias todas as infecções de recém-nascidos associadas com bolsa rota superior a 24 horas.

Infecção Hospitalar. É qualquer infecção adquirida após a internação do paciente e que se manifesta durante a internação ou mesmo após a alta, quando puder ser relacionada com a internação ou procedimentos hospitalares. Usa-se como critérios gerais:

1. Quando na mesma topografia em que foi diagnosticada infecção comunitária for isolado um germe diferente, seguido do agravamento das condições clínicas do paciente, o caso deverá ser considerado como hospitalar.

2. Quando se desconhecer o período de incubação do microrganismo e não houver evidência clínica e/ou dado laboratorial de infecção no momento da admissão, considera-se infecção hospitalar toda manifestação clínica de infecção que se apresentar 72 horas após a admissão. Também são consideradas hospitalares aquelas infecções manifestadas antes de se completar 72 horas da internação, quando associadas a procedimentos invasivos diagnósticos e/ou terapêuticos, realizados previamente.

3. As infecções no recém-nascido são hospitalares, com exceção das transmitidas de forma transplacentária e aquelas associadas a bolsa rota superior a 24 horas.

Nem todas as infecções diagnosticadas após a admissão são hospitalares. As doenças podem ainda

estar no seu período de incubação no momento da internação. Para se classificar uma infecção adquirida após a admissão, deve-se correlacionar o tempo de hospitalização com o de incubação. É considerada hospitalar se o tempo de hospitalização do paciente superar a duração mínima do período de incubação. Exemplo: • O período de incubação da varicela varia entre 15 a 21 dias; assim, se identificarmos uma varicela

no 16o dia de internação de um paciente, ela será considerada hospitalar. Entretanto, após a alta do paciente, considera-se infecção hospitalar se a infecção for detectada até o

valor máximo do período de incubação. Exemplo: • Uma varicela detectada 21 dias após a alta hospitalar é considerada como infecção hospitalar, pois

a mesma poderia ter sido contraída no hospital e ainda estar em incubação até o momento do diagnóstico.

• As infecções que se manifestam até 72 horas após a alta do paciente são consideradas hospitalares quando seu período de incubação não for conhecido.

Estas convenções foram estabelecidas para aumentar ao máximo a sensibilidade da detecção das infecções hospitalares. Para as infecções que não têm período de incubação conhecido, como as infecções urinárias e pneumonias, considera-se, como expresso acima, como infecção hospitalar, aquela diagnosticada 72 horas após a internação do paciente.

Os critérios para o diagnóstico das infecções hospitalares no paciente submetido a um procedimento invasivo no hospital, na mesma topografia da infecção, são os seguintes • infecção urinária que se desenvolve após cateterismo vesical pode ser classificada como hospitalar

antes de decorridos 72 horas da internação; • infecção urinária que se manifesta até 7 dias após a retirada de sonda vesical; • infecção de sítio cirúrgico que se manifesta até 30 dias após o procedimento e até 1 ano após o

mesmo quando há implante de prótese; • para os demais procedimentos, incluindo a ventilação mecânica e os cateteres vasculares, o prazo

é de 72 horas após a retirada do procedimento.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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Nas transferências entre unidades diferentes do mesmo hospital, utiliza-se o período de 72 horas para definir a unidade a qual será atribuída a infecção. Ou seja, a infecção será atribuída à nova unidade para a qual o paciente foi transferido somente se o diagnóstico for efetuado após 72 horas de transferência, caso contrário a infecção será creditada à unidade anterior.

Se o paciente é submetido a procedimento invasivo, exceto cirurgia, e depois transferido para outra unidade do hospital, os critérios são: • quando é transferido sem o procedimento, considera-se o intervalo de 7 dias após a retirada da

sonda vesical para o diagnóstico de infecção urinária para atribuí-la à unidade que realizou o procedimento;

• após 7 dias de retirada da sonda vesical, a infecção não será correlacionada ao procedimento e será atribuída à nova unidade;

• no caso de ventilação mecânica e cateteres intravasculares, o prazo é mantido em 72 horas; • quando o paciente é transferido ainda com o procedimento, a infecção é creditada à unidade em

que for identificada, pois a continuidade da instrumentação torna sem valor a incubação de 72 horas.

TIPOS DE INFECÇÃO HOSPITALAR. As infecções hospitalares mais comuns são:

• Infecção urinária • Infecção da ferida operatória • Pneumonia hospitalar • Infecção de pele e partes moles

MEDIDAS GERAIS DE CONTROLE DAS INFECÇÕES HOSPITALARES • Lavar sempre as mãos

Após qualquer trabalho de limpeza Ao verificar sujeira visível nas mãos Antes e após utilizar o banheiro Após tossir, espirrar ou assoar o nariz Antes e após atender o paciente Antes e após o término do dia de trabalho

• Não sentar no leito do paciente (pode-se carregar germes para casa ou deixar germes no leito do doente)

• Manter os cabelos compridos presos durante o manuseio do doente (em áreas críticas usar gorros) • Manter o avental sempre abotoado • Evitar o uso de jóias ao realizar procedimentos; elas são possíveis fontes de germes • Seguir corretamente as normas técnicas na realização de qualquer procedimento • Ter boa higiene pessoal

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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TRANSMISSÃO DE INFECÇÕES ♦ As principais formas de transmissão das infecções no hospital são: Através das mãos: caso não lavemos com freqüência as mãos, os germes aderem-se às nossas mãos

à medida em que tocamos nas diversas superfícies do hospital; nas nossas mãos os germes pegam uma “carona” e podem ser levados diretamente ao paciente ou para suas roupas e objetos pessoais e daí para o paciente.

Através das secreções orgânicas: o sangue, a urina, as fezes, os vômitos e todas as secreções dos pacientes podem conter germes e acidentes com estas secreções ou com equipamentos contaminados com estas podem transmitir doenças.

PREVENÇÃO DE EXPOSIÇÃO ACIDENTAL A SANGUE E OUTROS FLUIDOS

Durante seu trabalho, o profissional de saúde pode se contaminar acidentalmente com germes do paciente devido a exposição a sangue e outros fluidos orgânicos do mesmo.

As ocorrências mais comuns são as perfurações com objetos pontiagudos contaminados (agulhas, bisturis, etc.) ou contaminação da pele ou de mucosas com estes fluidos orgânicos

Dentre os germes, os que oferecem maior perigo são os vírus da hepatite B, vírus da hepatite C e vírus da imunodeficiência humana (HIV)

NÃO ADIANTA TER CUIDADO APENAS COM PACIENTES QUE SABIDAMENTE TÊM ESTAS

DOENÇAS. A MAIORIA DOS PACIENTES INFECTADOS COM ESTES VÍRUS NÃO APRESENTAM SINTOMAS INICIALMENTE E PODEM TRANSMITIR ESTAS INFECÇÕES

PRECAUÇÕES UNIVERSAIS: 1. 2.

3.

4.

5. 6.

7.

8.

Lavagem das mãos sempre que houver contato da pele com sangue e secreções de qualquer paciente Usar luvas ao manipular sangue e/ou secreções e sempre que houver possibilidade de contato com matéria orgânica Lavar as mãos após retirar as luvas (mesmo luvas de primeiro uso podem apresentar microfuros que permitem a passagem dos germes) Usar avental no ambiente de trabalho (para não levar germes do hospital para casa nas suas roupas); se estiver sendo manipulada grande quantidade de sangue ou outros líquidos corporais, deve-se usar avental impermeável Não reencapar, dobrar ou quebrar agulhas utilizadas Desprezar agulhas, lâminas e outros materiais perfurocortantes em depósito de paredes rígidas adequados; preencher estes recipientes somente até à linha demarcatória para que permitam seu fechamento adequado, sem riscos de acidentes Usar máscara quando houver risco de contaminação da mucosa oral e nasal com respingos de sangue ou outras secreções Realizar a limpeza, desinfecção e esterilização adequada de materiais e do ambiente

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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HIGIENIZAÇÃO HOSPITALAR

ÁREAS HOSPITALARES

O hospital é dividido em três áreas, cada uma com características distintas e com um tipo de limpeza e material adequado a cada uma.

1. Área Crítica

São aquelas que apresentam maior risco de transmissão de infecções devido à realização de procedimentos invasivos, pela presença de pacientes com falhas em seus mecanismos de defesa imunológica ou devido à facilidade para transmissão de infecções.

UTI Centro cirúrgico Sala de parto Berçário de alto risco Unidade de queimados Hemodiálise Isolamentos Laboratórios de patologia Cozinhas Lactários Lavanderia Central de Material Esterilizado

2. Área Semicrítica

São aquelas onde se encontram pacientes, mas o risco de adquirir infecções é menor. Enfermarias Ambulatórios Banheiros de pacientes

3. Área Não-Crítica

São todos os setores do hospital onde não há pacientes e, portanto, não há risco de transmissão de infecções.

Almoxarifado Escritórios Secretaria Serviços administrativos Farmácia Refeitórios Auditórios

DEFINIÇÕES DE LIMPEZA E DESINFECÇÃO LIMPEZA

É a remoção de toda sujeira local. DESINFECÇÃO

É a remoção de agentes infecciosos de uma superfície e deve ser realizada sempre que ocorrer a contaminação por matéria orgânica (sangue, urina, pus, fezes, vômitos, etc.).

LIMPEZA CONCORRENTE

É aquela realizada, de forma geral, diariamente, e inclui a limpeza de pisos, instalações sanitárias, superfícies de equipamentos e mobiliários, esvaziamento e troca de recipientes de lixo, de roupas e arrumação em geral.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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LIMPEZA IMEDIATA Trata-se da limpeza que é realizada quando ocorre sujidade após a limpeza concorrente em áreas

críticas e semicríticas, em qualquer período do dia, quando observada através de vistoria contínua ou de solicitação.

Tal sujidade refere-se, principalmente, àquela de origem orgânica, com risco de contaminação de pacientes ou funcionários.

Essa limpeza limita-se à remoção imediata dessa sujidade do local onde ela ocorreu e sua adequada dispensação; a técnica utilizada dependerá do tipo de sujidade e de seu risco de contaminação.

LIMPEZA DE MANUTENÇÃO

Limita-se principalmente ao piso, banheiros e esvaziamento de lixo, em locais de grande fluxo de pessoal e de procedimentos, sendo realizada nos três períodos do dia (manhã, tarde e noite), conforme a necessidade, através de rotina e de vistoria contínua.

Exemplos onde esse tipo de limpeza ocorre com freqüência são o pronto-socorro e o ambulatório, devido à alta rotatividade de atendimento.

LIMPEZA TERMINAL

Trata-se de uma limpeza mais completa, abrangendo pisos, paredes, equipamentos, mobiliários, inclusive camas, macas e colchões, janelas, vidros, portas, peitoris, varandas, grades do ar-condicionado, luminárias, teto, etc.

A limpeza terminal da unidade de um paciente internado deverá ser realizada logo após a alta, transferência ou óbito do paciente.

A limpeza terminal do centro cirúrgico é realizada diariamente, após a programação de cirurgias do dia.

PRODUTOS UTILIZADOS NA LIMPEZA/DESINFECÇÃO AMBIENTAL

Produto Indicação Como Solução de detergente líquido neutro

Limpeza para remoção de sujidades

Varredura úmida

Hipoclorito de sódio a 1%

Desinfecção de superfícies não-metálicas contaminadas com matéria orgânica

Deixar atuar por 10 minutos. Retirar o excesso com pano úmido.

Álcool a 70% Desinfecção de superfícies metálicas

Fricção e secagem espontânea por três vezes consecutivas.

Limpeza de Pisos ♦ Utilizar dois baldes durante a limpeza:

um com água pura um com solução de detergente neutro

♦ Retirar os detritos soltos com pano úmido e limpo, colocado em volta de um rodo. ♦ Limpar o local a ser lavado com a solução de água e detergente. ♦ Remover a solução suja com o rodo. ♦ Passar o rodo com pano úmido, embebido em água limpa para enxagüar bem o chão. ♦ Repetir o processo até que o pano fique bem limpo. ♦ Mudar a água pura sempre que necessário. ♦ Passar um pano seco enrolado no rodo para secar bem o chão. ♦ Limpar e guardar o equipamento.

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Desinfecção de Baixo Nível de Superfícies ♦ Segundo o Ministério da Saúde (Portaria 930/92), as superfícies, mesmo de áreas críticas e

semicríticas, não representam risco significativo de transmissão de infecções. ♦ Portanto, em situações normais, o procedimento a ser realizado nessas superfícies consiste apenas na

limpeza conforme explicado acima, porém com técnica rigorosa para garantir a retirada mecânica de sujidades, a redução da população microbiana no ambiente e evitar a veiculação dos microrganismos porventura existentes.

♦ Exceções a esta regra incluem banheiros, laboratório, posto de enfermagem e a área de recepção de material e expurgo da Central de Material Esterilizado, da lavanderia, do lactário e da cozinha.

♦ Nestes locais pias, sanitários, bancadas e pisos, após cada procedimento de limpeza, devem ser descontaminados com hipoclorito de sódio a 250 ppm ou álcool a 70o, no caso de superfícies metálicas.

♦ Hipoclorito de sódio a 250 ppm: 25 mL de hipoclorito a 1% em 975 mL de água. Desinfecção após Contaminação de Superfícies com Matéria Infectante ♦ Deve ser realizada sempre que houver contaminação de uma superfície com matéria orgânica

potencialmente infectante. ♦ Com o uso de luvas, retirar o excesso da carga contaminante em papel absorvível ou panos de limpeza. ♦ Desprezar o papel ou pano em saco plástico branco leitoso próprio para uso hospitalar. ♦ Aplicar sobre a área, hipoclorito de sódio a 1% durante 10 minutos. ♦ Remover o desinfetante com pano molhado. ♦ Proceder à limpeza de toda a área com a solução de detergente neutro. ♦ Secar bem a área com pano limpo. ♦ Encaminhar o pano usado para secagem da área para a lavanderia em saco plástico. REGRAS BÁSICAS PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO 1. Usar o equipamento de proteção individual (EPI): uniformes, luvas e sapatos impermeáveis. 2. LAVAR AS MÃOS ANTES E APÓS CADA TAREFA. FAÇA DA LAVAGEM DAS MÃOS UM HÁBITO. 3. As saboneteiras devem ser higienizadas cada vez que for feita a troca de sabão ou conforme a

necessidade. 4. Iniciar a limpeza da área menos contaminada para a mais contaminada. 5. Limpar em um único sentido e em linhas paralelas, nunca em movimentos de vaivém. 6. Ao lavar os corredores, dividir o corredor ao meio, deixando uma área livre para o trânsito de pessoal,

enquanto se procede à limpeza do outro. 7. No banheiro, lavar paredes, pias, balcões, torneiras e piso e, por último, o vaso sanitário, onde será

desprezada toda a água suja (contaminada). 8. Nunca toque uma maçaneta de porta com a mão enluvada. Retire a luva para abrir a porta ou abra o

trinco com o auxílio do cotovelo. 9. Todo material de limpeza (balde, panos, vassoura, etc.) deverá ser limpo após o uso e guardado em

local apropriado (depósito de material de limpeza – DML). 10. Áreas críticas devem ser limpas, no mínimo, duas vezes ao dia, além de sempre que necessário. 11. Áreas semicríticas devem ser limpas, no mínimo, uma vez ao dia, e sempre que necessário. 12. Quando ocorrer contaminação de superfícies com matéria orgânica (sangue, urina, fezes, pus, escarro,

etc.): Usar o hipoclorito de sódio a 1% no caso de superfícies não-metálicas, ou álcool a 70% no caso de

superfícies metálicas(camas, macas, comadre e papagaios, mesas, cadeiras, suporte de soro, telefones)

A higienização hospitalar é feita, portanto, com água e sabão, ficando as soluções desinfetantes para uso somente quando há contaminação com matéria orgânica.

12. Na limpeza terminal de apartamentos, enfermarias e salas cirúrgicas, lavar colchões, piso, paredes, teto, portas e janelas com detergente líquido neutro. Utilizar álcool a 70% na desinfecção das superfícies metálicas. Utilizar hipoclorito de sódio a 1% se houver contaminação com matéria orgânica.

13. Iniciar a limpeza terminal pelo teto, depois as paredes e, por último, o piso. 14. O instrumental e o material utilizado para a limpeza das áreas críticas devem ser exclusivos para o

setor. O funcionário responsável por estas áreas deve permanecer no local de trabalho, não podendo abandonar o setor até o fim do expediente.

15. Todos os utensílios utilizados na limpeza das áreas críticas devem sofrer limpeza após o uso e permanecer no DML localizado no ambiente de trabalho.

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LIXO HOSPITALAR

INTRODUÇÃO É de responsabilidade dos dirigentes dos estabelecimentos geradores de RSS: 1. A definição do Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde – PGRSS referente ao

estabelecimento sob sua responsabilidade, obedecendo a critérios técnicos, legislação ambiental e outras orientações contidas neste Regulamento. Cópia do PGRSS deve estar disponível para consulta sob solicitação da autoridade sanitária ou ambiental competente, dos funcionários, dos pacientes e do público em geral.

2. Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde é o documento que aponta e descreve as ações relativas ao manejo dos resíduos sólidos, observadas suas características, no âmbito dos estabelecimentos, contemplando os aspectos referentes à geração, segregação, acondicionamento, coleta, armazenamento, transporte, tratamento e destinação final, bem como a proteção à saúde pública.

3. Fazer constar nos termos de licitação e de contratação sobre os serviços referentes ao tema desta Resolução e seu Regulamento Técnico, as exigências de comprovação de capacitação e treinamento dos funcionários das firmas prestadoras de serviço de limpeza e conservação que pretendam atuar nos estabelecimentos de saúde, bem como no transporte, tratamento e destinação final destes resíduos.

TIPOS DE LIXO GRUPO A (POTENCIALMENTE INFECTANTES) - resíduos com a possível presença de agentes biológicos que, por suas características de maior virulência ou concentração, podem apresentar risco de infecção. A1 –- culturas e estoques de agentes infecciosos de laboratórios industriais e de pesquisa; resíduos de fabricação de produtos biológicos, exceto os hemoderivados; descarte de vacinas de microorganismos vivos ou atenuados; meios de cultura e instrumentais utilizados para transferência, inoculação ou mistura de culturas; resíduos de laboratórios de engenharia genética. A2 – bolsas contendo sangue ou hemocomponentes com volume residual superior a 50 ml; kits de aférese A3 – peças anatômicas (tecidos, membros e órgãos) do ser humano, que não tenham mais valor científico ou legal, e/ou quando não houver requisição prévia pelo paciente ou seus familiares; produto de fecundação sem sinais vitais, com peso menor que 500 gramas ou estatura menor que 25 centímetros ou idade gestacional menor que 20 semanas, que não tenham mais valor científico ou legal, e/ou quando não houver requisição prévia pela família; A4 – carcaças, peças anatômicas e vísceras de animais provenientes de estabelecimentos de tratamento de saúde animal, de universidades, de centros de experimentação, de unidades de controle de zoonoses e de outros similares, assim como camas desses animais e suas forrações. A5 – todos os resíduos provenientes de paciente que contenham ou sejam suspeitos de conter agentes Classe de Risco IV, que apresentem relevância epidemiológica e risco de disseminação. A6 – kits de linhas arteriais endovenosas e dialisadores, quando descartados. Filtros de ar e gases oriundos de áreas críticas, conforme,ANVISA. RDC 50/2002. A6 – órgãos, tecidos e fluidos orgânicos com suspeita de contaminação com proteína priônica e resíduos sólidos resultantes da atenção à saúde de indivíduos ou animais com suspeita de contaminação com proteína priônica (materiais e instrumentais descartáveis, indumentária que tiveram contato com os agentes acima identificados). O cadáver, com suspeita de contaminação com proteína priônica, não é considerado resíduo. GRUPO B (QUÍMICOS) - resíduos contendo substâncias químicas que apresentam risco à saúde pública ou ao meio ambiente, independente de suas características de inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade. GRUPO C (REJEITOS RADIOATIVOS)

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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GRUPO D (RESÍDUOS COMUNS) – são todos os resíduos gerados nos serviços abrangidos por esta resolução que, por suas características, não necessitam de processos diferenciados relacionados ao acondicionamento, identificação e tratamento, devendo ser considerados resíduos sólidos urbanos - RSU. • espécimes de laboratório de análises clínicas e patologia clínica, quando não enquadrados na

classificação A5 e A7; • gesso, luvas, esparadrapo, algodão, gazes, compressas, equipo de soro e outros similares, que tenham

tido contato ou não com sangue, tecidos ou fluidos orgânicos, com exceção dos enquadrados na classificação A5 e A7;

• bolsas transfundidas vazias ou contendo menos de 50 ml de produto residual (sangue ou hemocomponentes);

• sobras de alimentos não enquadrados na classificação A5 e A7; • papéis de uso sanitário e fraldas, não enquadrados na classificação A5 e A7; • resíduos provenientes das áreas administrativas; • resíduos de varrição, flores, podas e jardins; • materiais passíveis de reciclagem; • embalagens em geral; • cadáveres de animais, assim como camas desses animais e suas forrações. Grupo E – PERFUROCORTANTES – são os objetos e instrumentos contendo cantos, bordas, pontos ou protuberâncias rígidas e agudas, capazes de cortar ou perfurar. • lâminas de barbear, bisturis, agulhas, escalpes, ampolas de vidro, lâminas e outros assemelhados

provenientes de serviços de saúde. • bolsas de coleta incompleta, descartadas no local da coleta, quando acompanhadas de agulha,

independente do volume coletado.

ROTINA DE GERENCIAMENTO DO LIXO HOSPITALAR

Esta norma fixa os procedimentos exigíveis para garantir condições de higiene e segurança no processamento interno de resíduos infectantes, especiais e comuns nos serviços de saúde.

Descrição de Equipamentos de Proteção Individual (EPI)

Todos os EPI utilizados por pessoas que lidam com resíduos de serviço de saúde têm de ser desinfetados e lavados diariamente e sempre que ocorrer contaminação por contato com material infectantes.

1. Uniforme: calça comprida e camisa com mangas, de tecido resistente e cor clara, específico para uso

pelos funcionários do serviço de limpeza, de forma a identificação com sua função. 2. Luvas: impermeáveis, de PVC, resistentes, cor clara, antiderrapante e cano longo. 3. Botas: impermeáveis, de PVC, resistentes, cor clara, solado antiderrapante; para funcionários da coleta

interna I, admite-se o uso de sapatos impermeáveis e resistentes. 4. Gorro: cor clara e de forma a manter os cabelos presos permanentemente e em sua totalidade; em se

tratando de resíduos infectantes o uso do gorro é obrigatório. 5. Máscara: do tipo respiratória, tipo semifacial e impermeável. 6. Avental: impermeável, de PVC e comprimento médio. 7. Óculos protetores: para uso em situações com risco de respingos de material infectante. Geração e Segregação 1. Todo resíduo, no momento de sua geração, tem de ser acondicionado próximo ao local de geração. 2. As unidades geradoras têm de dispor de número suficiente de recipientes para cada tipo de resíduo. 3. Os resíduos do grupo A devem estar contidos em recipiente de material lavável, resistente à punctura,

ruptura e vazamento, com tampa provida de sistema de abertura sem contato manual, com cantos arredondados e ser resistente ao tombamento.

4. Todas as lixeiras devem ser forradas com sacos plásticos, sendo obedecida a padronização das cores de saco para cada tipo de resíduo ♦ Lixo comum: saco plástico colorido ♦ Resíduos infectantes: saco plástico branco leitoso, resistente a ruptura e vazamento e impermeável.

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5. Os sacos de lixo devem ser usados até quando dois terços de sua capacidade estiverem preenchidos, de modo a permitir seu correto fechamento, sendo proibido o seu esvaziamento ou reaproveitamento.

6. Todas as lixeiras, com exceção das utilizadas nas áreas não-críticas, devem possuir tampa que as fechem hermeticamente para evitar a atração de insetos pelo odor do lixo.

7. Os materiais pérfuro-cortantes devem ser acondicionados em recipientes rígidos que possam ser fechados, resistentes à perfuração e à prova de vazamentos.

8. As lixeiras das áreas críticas e todas aquelas que recebem resíduos infectantes devem ser higienizadas ao menos uma vez ao dia. As outras serão limpas sempre que apresentarem sujidade evidente ou semanalmente.

Identificação O símbolo que representa o GRUPO A, é o símbolo de substância infectante, com rótulos de fundo

branco, desenho e contornos pretos.

Na identificação dos sacos, devem ser indicadas, ainda as anotações descritas abaixo de acordo com

o tipo de resíduos: resíduos do tipo A3: data e nome da unidade geradora, a inscrição de “PEÇAS ANATÔMICAS” para os demais resíduos: data e nome da unidade geradora e a inscrição “RESÍDUO DE SERVIÇO

DE SAÚDE”. Os recipientes de transporte interno devem estar identificados com símbolo correspondente aos

resíduos do Grupo A. A identificação dos sacos de armazenamento e dos recipientes de transporte poderá ser feita através de

adesivos, desde que seja garantida a resistência destes aos processos normais de manuseio dos sacos e recipientes.

Manejo de Resíduos de Serviço de Saúde Para fins de aplicabilidade deste Regulamento, o manejo dos RSS nas fases de acondicionamento, identificação, armazenamento temporário e tratamento será tratado segundo a classificação dos resíduos supracitada. RESÍDUOS DO GRUPO A Classificação A1

Estes resíduos não podem deixar a unidade geradora sem tratamento prévio.

Os resíduos devem ser inicialmente acondicionados de maneira compatível com o processo de descontaminação a ser utilizado. Devem ser submetidos a descontaminação por autoclavação ou outros processos que vierem a ser validados para a obtenção de redução ou eliminação da carga microbiana, em equipamento compatível com Nível III de Inativação Microbiana (inativação de bactérias vegetativas, fungos, vírus lipofílicos e hidrofílicos, parasitas e micobactérias, e inativação de esporos do B. stearothermophilus com redução igual ou maior que 4Log10). Após o processo de descontaminação, os resíduos devem ser acondicionados e identificados como resíduos do tipo D. Os resíduos resultantes de atividades de vacinação em massa, incluindo frascos de vacinas vazios com restos do produto, agulhas e seringas, quando não puderem ser submetidos ao tratamento em seu local de geração, devem ser recolhidos e devolvidos às Secretarias de Saúde responsáveis pela distribuição, em recipiente rígido, resistente à punctura, ruptura e vazamento, com tampa e devidamente identificado, de forma a garantir o transporte seguro até a unidade de tratamento. Se houver resíduo perfurocortante, este deve ser submetido às orientações específicas para este resíduo.

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Classificação A2

Devem ser acondicionados em saco branco leitoso. As bolsas contendo sangue ou hemocomponentes, vencidas, contaminadas ou com produto residual acima de 50 ml e os kits de aferese devem ser encaminhadas diretamente para os Aterros Sanitários. Caso não haja a disponibilidade do tipo de destino final acima mencionado, as bolsas devem ser submetidas a processo de descontaminação por autoclavação ou serem submetidas a tratamento com tecnologia que reduza ou elimine a sua carga microbiana em equipamento compatível com Nível III de Inativação Microbiana (ver explicação no item anterior) e que desestruture as suas características físicas, de modo a se tornarem irreconhecíveis. Neste caso, os resíduos resultantes do tratamento devem ser acondicionados e identificados como resíduos do tipo D. Caso o tratamento previsto no item acima venha a ser realizado fora da unidade geradora, o acondicionamento para transporte das bolsas contendo sangue ou hemocomponentes deve ser em recipiente rígido, resistente à punctura, ruptura e vazamento, com tampa e devidamente identificado, de forma a garantir o transporte seguro até a unidade de tratamento.

Classificações A3 e A4 Devem ser acondicionados em saco branco leitoso, podendo ser: I – encaminhados para destinação final em Aterro Sanitário, ou II – encaminhados para enterramento em covas rasas em cemitério, desde que haja acordo com órgão competente do Estado, do Município ou do Distrito Federal, ou III – encaminhados para tratamento em equipamento que destrua as suas características morfológicas, licenciado para este fim. Classificação A5

Devem ser submetidos obrigatoriamente a processo de descontaminação por autoclavação, dentro da unidade. Posteriormente devem ser encaminhados a sistema de incineração, não podendo ser descartados diretamente. em qualquer tipo de destino final. Após o processo de descontaminação, devem ser acondicionados em saco branco leitoso. Todo manejo deste tipo de resíduo deve obedecer às normas de biossegurança para o nível Classe de Risco IV.

Classificação A6

Não necessitam de tratamento previamente à sua disposição final. Devem ser acondicionados em saco branco leitoso. Devem ser encaminhados diretamente para os Aterros Sanitários.

Classificação A7

Devem sempre ser encaminhados a sistema de incineração. Devem ser acondicionados em saco branco leitoso. Após incineração devem ser encaminhados para aterros sanitários, não sendo admitido qualquer outro tipo de disposição final.

RESÍDUOS DO GRUPO E

Os materiais perfurocortantes devem ser descartados separadamente, no local de sua geração, imediatamente após o uso, em recipientes, rígidos, resistentes à punctura, ruptura e vazamento, com tampa, devidamente identificados, sendo expressamente proibido o esvaziamento desses recipientes para o seu reaproveitamento. As agulhas descartáveis devem ser desprezadas juntamente com as seringas, quando descartáveis, sendo proibido reencapá-las ou proceder a sua retirada manualmente O símbolo que representa o GRUPO E, é o símbolo de substância infectante, acrescido da inscrição de RESÍDUO PERFUROCORTANTE, indicando o risco que apresenta aquele resíduo. Os resíduos do Grupo E devem ser encaminhados para destinação final em Aterro Sanitário, devidamente licenciado em órgão ambiental competente,

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Coleta Interna I 1. A coleta interna tem de ser efetuada de acordo com as necessidades da unidade geradora, no que se

refere à freqüência, horário e demais exigências do serviço. 2. Os horários de coleta não devem prejudicar outras atividades, evitando-se coincidir com as refeições,

com a distribuição das roupas, horário de visitas ou outros momentos de maior fluxo de pessoas na unidade.

3. Os trabalhadores destacados para o serviço de coleta e transporte interno não devem realizar serviços de conservação e limpeza em outras unidades, principalmente no centro cirúrgico e unidade de terapia intensiva, sem antes tomar banho e trocar de roupa.

4. Utilizar EPI: uniforme, gorro, máscara, luvas e botas. No manuseio de resíduo comum, pode ser dispensado o uso de gorro e máscara.

5. O saco plástico deve ser fechado torcendo e amarrando a sua abertura com nó. 6. Ao fechar o saco, retirar o excesso de ar. NUNCA PRESSIONAR O CONTEÚDO DO RECIPIENTE

COM MÃOS OU PÉS PARA EVITAR LESÕES COM PÉRFURO-CORTANTES. 7. Recipientes rompidos, danificados ou vazando devem ser colocados dentro de outro. 8. É expressamente proibido esvaziar os sacos de resíduos de serviços de saúde. 9. Nunca transferir lixo de um recipiente para outro. 10. No caso de acidente ou derramamento, deve-se imediatamente realizar a desinfecção e limpeza

simultânea do local. 11. Após a coleta interna, o funcionário deve lavar as mãos ainda enluvadas, retirando as luvas e

colocando-as em local apropriado. O funcionário deve lavar as mãos antes de calçar as luvas e depois de retirá-las.

Armazenamento Temporário 1. Consiste na guarda temporária dos recipientes contendo os resíduos já acondicionados, em local

próximo aos pontos de geração, visando agilizar a coleta dentro do estabelecimento, e otimizar o traslado entre os pontos geradores e o ponto destinado à apresentação para coleta externa. Não poderá ser feito armazenamento temporário com disposição direta dos sacos sobre o piso.

2. Após a coleta interna o material pode ir sendo acumulado em uma área específica, central em relação a vários pontos de descarte e próxima a eles. De preferência esta área deverá ter piso e paredes revestidos com material liso, resistente, lavável e impermeável, além de abertura para ventilação.

3. Os recipientes são deixados nesta área, por no máximo 8 horas, até que haja número suficiente para transporte adequado até o abrigo de resíduos.

4. No armazenamento temporário não é permitida a retirada dos sacos de resíduos de dentro dos recipientes ali estacionados.

5. Caso o volume de resíduos gerados e a distância entre o ponto de geração e o armazenamento final justifiquem, o armazenamento temporário poderá ser dispensado.

Coleta Interna II 1. O transporte dos resíduos para o abrigo de resíduos deve ser sempre realizado pelos carros de coleta

interna. 2. O carro coletor para transporte interno deve ser exclusivo para esta finalidade, feitos de material

resistente e de fácil limpeza, como plástico, fibra de vidro ou aço inox, provido de rodas revestidas de material que impeça ruído, com tampa basculante, com válvula de dreno no fundo e cantos e arestas arredondados.

3. Os carros coletores devem ser higienizados diariamente ou sempre que apresentar sinais de vazamento de resíduos.

4. Os EPI utilizados pelo pessoal que realiza a coleta interna II são os mesmos usados na coleta interna I (uniforme, gorro, máscaras, luvas, botas) com acréscimo de avental impermeável.

5. O trajeto para o traslado de resíduos desde a geração até o armazenamento externo deve permitir livre acesso dos recipientes coletores de resíduos, possuir piso com revestimento resistente à abrasão, superfície plana, regular, antiderrapante e rampa, quando necessária, com inclinação de acordo com a RDC da ANVISA N.º 50/2002.

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1.

2.

3.

4.

5.

6.

7.

8. 9.

Armazenamento Externo

Consiste na guarda dos recipientes de resíduos até a realização da coleta externa, em ambiente exclusivo com acesso facilitado para os veículos coletores. O armazenamento externo, denominado de abrigo de resíduos, deve ser construído em ambiente exclusivo, com acesso externo facilitado à coleta, possuindo, no mínimo, ambientes separados para atender o armazenamento de recipientes de resíduos do GRUPO A e do GRUPO D. O abrigo deve ser identificado e restrito aos funcionários do gerenciamento de resíduos, de fácil acesso aos recipientes de transporte e aos veículos coletores . O abrigo de resíduo não deve ser usado para guarda ou permanência de utensílios, materiais, equipamentos de limpeza ou qualquer outro objeto. O abrigo de resíduos do Grupo A e D deve ser dimensionado de acordo com o volume de resíduos gerados, com capacidade de armazenamento dimensionada de acordo com a periodicidade de coleta do sistema de limpeza urbana local. O piso deve ser revestido de material liso, impermeável, lavável e de fácil higienização. O fechamento deve ser constituído de alvenaria revestida de material liso, lavável e de fácil higienização, com aberturas para ventilação, de dimensão equivalente a, no mínimo, 1/20 (um vigésimo) da área do piso, com tela de proteção contra insetos . O abrigo deve ter porta provida de tela de proteção contra roedores e vetores, sentido de abertura para fora, de largura compatível com as dimensões dos recipientes de coleta externa, pontos de iluminação e de água, tomada elétrica, canaletas de escoamento de águas servidas direcionadas para a rede de esgoto do estabelecimento e ralo sifonado com tampa que permita a sua vedação. O abrigo de resíduo deve ser higienizado (limpeza e desinfecção) após a coleta externa ou sempre que ocorrer derramamento. O funcionário deve usar o mesmo EPI da coleta interna II, acrescido de óculos protetores. Os recipientes de transporte interno não podem transitar pela via pública externa à edificação para terem acesso ao abrigo de resíduos.

Abrigo de higienização 1. O abrigo de resíduos deve possuir área específica de higienização para limpeza e desinfecção

simultânea dos recipientes coletores e demais equipamentos utilizados no manejo de RSS. 2. O abrigo de higienização consiste em local exclusivo para limpeza e higienização dos utensílios, carros

coletores de resíduos, recipientes de suporte de sacos de resíduos, baldes, pás, vassouras, panos de chão e demais materiais destinados ao gerenciamento de resíduos de serviços de saúde.

3. O abrigo de higienização deve ser contíguo ao abrigo de resíduos; possuir cobertura com telhado, dimensões compatíveis com os equipamentos que serão submetidos à limpeza e higienização, piso e paredes resistentes, lisos, impermeáveis, laváveis e de cor clara, providos de pontos de luz e tomada, ponto de água com torneira baixa e alta, tanque com torneira, canaletas de escoamento de águas servidas direcionadas para a rede de esgotos do estabelecimento e ralo sifonado provido de tampa que permita a sua vedação.

4. A limpeza e desinfecção devem ser diárias.

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ESTERILIZAÇÃO E DESINFECÇÃO INTRODUÇÃO

Os artigos de múltiplo uso em estabelecimentos de saúde podem transportar agentes infecciosos se não sofrerem processo de descontaminação após o uso entre um paciente e outro. A limpeza, desinfecção e esterilização adequadas dos diversos artigos médico-hospitalares é essencial na prevenção das infecções hospitalares.

DEFINIÇÕES Limpeza: remoção de todo material estranho dos objetos (por exemplo: terra, sangue, fezes, alimento, etc.); deve preceder qualquer processo de esterilização ou desinfecção. Desinfecção: processo que elimina a maioria ou todos os microrganismos patogênicos, exceto os esporos bacterianos de superfícies inanimadas. • Desinfecção de alto nível: destrói todos os microrganismos e alguns esporos; pode ser realizada com

glutaraldeído a 2% ou hipoclorito de sódio a 0,1% (1.000 ppm) ambos com um tempo de exposição de 20 minutos ou mais.

• Desinfecção de médio nível: inativa o bacilo da tuberculose, bactérias na forma vegetativa, a maioria dos vírus e fungos, exceto esporos bacterianos; pode ser realizada com hipoclorito de sódio a 0,1% com tempo de exposição de 10 minutos ou com álcool a 70%.

• Desinfecção de baixo nível: mata a maioria das bactérias, alguns vírus e fungos, mas não destrói microrganismos resistentes como o bacilo da tuberculose e esporos bacterianos; é realizada com hipoclorito de sódio a 0,01% (100 ppm) durante 10 minutos ou com álcool a 70%.

Antissepsia: processo que elimina a maioria ou todos os microrganismos patogênicos, exceto os esporos bacterianos da pele e mucosas. Esterilização: destruição ou eliminação completa de todas as formas de vida microbiana. CLASSIFICAÇÃO DOS ARTIGOS MÉDICOS Artigos Críticos: artigos com alto risco de causar infecção, se contaminados com qualquer tipo de microrganismo, inclusive esporo bacteriano; são objetos que entram em contato com o sistema vascular ou com tecidos estéreis. Estes artigos devem ser esterilizados. Exemplos: Implantes ou próteses, materiais cirúrgicos, cateteres intravasculares, agulhas, laparoscópios, artroscópios. Artigos Semicríticos: artigos que entram em contato com membranas mucosas intactas ou com a pele lesada. Habitualmente a mucosa intacta é resistente à infecção por esporos bacterianos comuns, mas é susceptível a outros microrganismos como o bacilo da tuberculose e vírus. Estes artigos devem ser submetidos à desinfecção de alto nível. Exemplos: Instrumentos de fibra óptica (broncoscópios, colonoscópios, endoscópios), tubos endotraqueais circuito de anestesia, circuito de terapia respiratória, espéculos vaginais. Artigos Não-críticos: artigos que entram em contato apenas com a pele íntegra. Estes artigos podem apenas ser limpos ou submetidos à desinfecção de baixo nível. Exemplos: Estetoscópios, termômetro, otoscópios, utensílios de refeição, roupas

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ÁREAS DA CENTRAL DE MATERIAL ESTERILIZADO

A disposição dos equipamentos, pias e bancadas de trabalho deve permitir um fluxo contínuo sem retrocesso e sem cruzamento do material limpo com o contaminado. É necessário que haja uma barreira física separando a área limpa da contaminada. A estrutura física da central de material deve prever, ainda, um depósito para material de limpeza e vestiário com sanitários para funcionários.

Área Função Classificação Método EPI Expurgo Receber materiais

contaminados e executar processos de limpeza, descontaminação, lavagem e secagem. Deve estar separada das demais através de uma barreira física.

Área suja • Lavagem manual ou mecânica, utilizando água+sabão ou imersão em solução desincrostante ;

• Desmontar equipamentos articulados

• Enxágüe com água corrente potável

• Idealmente o último enxagüe deve ser feito com água destilada (evitar desgaste dos materiais devido ao depósito de metais oriundos da água ou das tubulações

• Secagem

• Luvas de borracha grossas, cano alto, antiderrapante

• Máscara antipartículas

• Óculos protetores

• Avental impermeável

• Botas impermeáveis

• Gorro

Preparo Empacotamento, identificação, controle químico

Área limpa • Empacotar conforme indicado

• Etiquetar, identificando o material, data e responsável

• Fixar fita de controle químico na face externa do pacote

• Uniforme • Gorro

Esterilização Eliminação completa de todas as formas de vida microbiana dos artigos

Área limpa a. Meio Físico • Calor seco • Calor úmido sob pressão b. Meio Químico Gasoso • Óxido de etileno • Pastilhas de formalina c. Meio Químico Líquido • Glutaraldeído

• Uniforme • Gorro

Armazenamento Armazenar com garantia de preservação da esterilidade do material

Área limpa Os pacotes devem estar íntegros e secos, resfriados naturalmente nas autoclaves(não resfriar em bancadas, pois ocorre formação de umidade) Estocar em armários fechados, exclusivos, de acesso restrito.

• Uniforme • Gorro

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ESTERILIZAÇÃO E DESINFEÇÃO DE ALTO NÍVEL DE ARTIGOS MÉDICO-HOSPITALARES EM SOLUÇÃO DE GLUTARALDEÍDO A 2%

Artigos utilizados

Limpeza

• Usar EPI • Desmontar artigos

articulados • Lavar com água e sabão ou

imergir em solução desincrostante

• Secagem

Expurgo

1. Imersão completa na solução 2. Preencher o interior das

tubulações com auxílio de seringas, se necessário

3. Manter o recipiente fechado 4. Observar o tempo de exposição:

• desinfecção: 30 minutos • esterilização: 10 horas

5. O glutaraldeído é excelente microbicida e é não-corrosivo para metais, além de não alterar borrachas, plásticos e lentes

Enxágüe e secagem

Acondicionamento

Área limpa

Área limpa

Área limpa

EPI: máscara com filtro químico, óculos, luva de borracha, avental impermeável Para se tornar esporocida, a solução deve ser “ativada”, ou seja, tornar-se alcalina através da adição de um agente alcalinizante (ativador) A vida média desta solução é de 14 a 28 dias Não misturar artigos de substâncias metálicas diferentes Contar o tempo após a imersão do último artigo Os recipientes devem conter volume suficiente da solução para imergir totalmente os artigos Os recipientes devem ficar bem tampados Identificar os recipientes por fora: solução, prazo de validade Retirar os artigos da solução com luva estéril

Esterilização: enxágüe em água estéril com técnica asséptica(luvas e baldes estéreis); secar com técnica asséptica e compressas estéreis ou com ar comprimido. Desinfecção: enxágüe com água potável; secagem.

Acondicionar em campo estéril

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ESTERILIZAÇÃO PELO CALOR ÚMIDO SATURADO SOB PRESSÃO (AUTOCLAVE)

EMBALAGENS PARA ESTERILIZAÇÃO EM AUTOCLAVE A VAPOR Materiais Embalagens Instrumentos Cirúrgicos Caixa metálica. Colocar campo simples no interior da caixa,

acondicionar os materiais semi-abertos e cobri-los com as pontas do campo

Tecidos Campo de algodão cru duplo Vidros Embalar individualmente em campo simples. A seguir,

embalar em grupos com campo de algodão cru duplo Borracha Drenos: envelope de polipropileno (filme plástico)

Luvas: papel grau cirúrgico PROCESSO GERAL DE ESTERILIZAÇÃO EM AUTOCLAVE A VAPOR Processo Método Disposição dos pacotes dentro da autoclave

• Empilhamento vertical • Não ultrapassar 2/3 da capacidade da câmara e não

encostar nas paredes • Dispor os pacotes de forma intercalada, com espaço

entre eles • Caixas metálicas devem estar deitadas e utilizadas

somente sem a tampa ou perfuradas e recobertas com embalagem adequada (algodão cru, papel crepado)

• Objetos côncavos devem ser colocados de boca para baixo

Remoção Remoção do ar do interior da câmara e dos pacotes através de vácuo

Admissão do vapor Após a exaustão do ar, ocorre a admissão do vapor, inicia-se a exposição dos materiais à esterilização. Compreende três fases: • Tempo de penetração • Tempo de esterilização • Intervalo de confiança

Exaustão do vapor Secagem da carga Aguardar 5 a 10 minutos. Não secar os materiais em

bancadas fora da autoclave, pois ocorre a formação de umidade, favorecendo a contaminação.

MONITORIZAÇÃO Teste biológico

Realizado semanalmente, sempre na primeira carga do dia e ao término de qualquer manutenção realizada (preventiva ou corretiva)

O pacote com o teste dever ser colocado no local de mais difícil acesso ao agente esterilizante (no caso, próximo à válvula de exaustão do vapor).

Teste da Fita de Autoclave

Colocar uma fita de autoclave na face externa de cada pacote a ser esterilizado na autoclave.

Verificar a mudança da coloração do indicador químico.

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Teste de Bowie-Dick (modificado) Avalia a adequação da etapa de remoção do ar da câmara interna da autoclave. Este teste pode ser improvisado com o uso de fita para autoclave colado em cruz cobrindo

toda uma folha de papel encerado, não absorvente, de cerca de 24 x 30 cm. Empilhar campos de 0,90 x 0,60 cm em número de 24 a 36 campos, obtendo-se uma pilha

de 25 a 28 cm de altura. Colocar a folha com a fita de autoclave no centro geométrico desta pilha. Empacotar normalmente e identificar como “pacote-teste”. Colocar somente o pacote-teste na autoclave, em local onde o acesso do vapor é mais difícil,

ou seja, na parte inferior e na frente. Efetuar a operação de pré-vácuo da câmara, de acordo com as especificações do fabricante,

e autoclavar o teste a 134-137 °C durante exatamente 3 minutos e meio. Se a fita estiver pálida em sua região central, comprova-se a presença de ar residual na

câmara interna e a autoclave deve ser interditada para avaliar o funcionamento da bomba de vácuo.

Recomenda-se que o teste de Bowie-Dick seja feito no primeiro ciclo do dia. ARMAZENAMENTO

Um correto processo de esterilização só acontece quando se completa com eficácia e segurança o armazenamento do material.

O material esterilizado deve ficar em local próprio e limpo, separado dos demais. Sua disposição deve ser preferencialmente em prateleiras com portas de fácil limpeza, com intervalos

de pelo menos 30 cm do chão e 50 cm do teto. É necessário que a circulação do pessoal seja restrita! Em nossa região geográfica, o ambiente deve ser climatizado para se obter uma temperatura em torno

de 25 °C. ESTOQUE E VALIDADE DA ESTERILIZAÇÃO

Invólucros Condições de estoque Prazo de validade (dias)

Tecido de algodão simples (duas camadas costuradas nas pontas)

Armário aberto Armário fechado

3-14 14-21

Tecido de algodão duplo Armário aberto Armário fechado

28-56 56-77

Papel crepado simples Armário aberto Armário fechado

28-49 > 63

Tecido de algodão simples + papel simples Armário aberto 77-98 Envelope de polipropileno Armário aberto 5 anos

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PADRONIZAÇÃO DE DESINFECÇÃO E ESTERILIZAÇÃO DE ARTIGOS DISPOSITIVOS RESPIRATÓRIOS

ARTIGO REPROCESSAMENTO TEMPO COMENTÁRIOS MÁSCARAS DE AMBU E MACRONEBULIZAÇÃO GLUTARALDEÍDO A 2% 30 MINUTOS

VÁLVULAS DE AMBU COM COMPONENTE METÁLICO

CÂNULA OROFARÍNGEA GLUTARALDEÍDO A 2% 30 MINUTOS LÂMINA DE LARINGOSCÓPIO (sem lâmpada) GLUTARALDEÍDO A 2% 30 MINUTOS

TUBO OROTRAQUEAL GLUTARALDEÍDO A 2% 30 MINUTOS CIRCUITOS DE RESPIRADORES GLUTARALDEÍDO A 2% 30 MINUTOS CONEXÕES E ACESSÓRIOS DE RESPIRADORES GLUTARALDEÍDO A 2% 30 MINUTOS

CIRCUITOS DE CPAP NASAL

GLUTARALDEÍDO A 2%

30 MINUTOS

• GLUTARALDEÍDO É PRONTO USO, BASTA ATIVÁ-LO;

• RETIRAR ARTIGOS DA SOLUÇÃO COM LUVAS ESTÉREIS;

• ENXAGÜE COPIOSO COM ÁGUA POTÁVEL;

• ACONDICIONAR ARTIGOS EMBALADOS EM CAMPOS ESTÉREIS EM RECIPIENTE FECHADO;

• TEMPO DE TROCA DE TROCA DA SOLUÇÃO: 15 DIAS APÓS ATIVAÇÃO;

• SECAGEM COM AR COMPRIMIDO

CÂNULA DE TRAQUEOSTOMIA

AUTOCLAVE (METÁLICA)

GLUTARALDEÍDO A 2%

(PLÁSTICA)

30 MINUTOS

FRASCOS DE ASPIRAÇÃO AUTOCLAVE LÁTEX PARA ASPIRAÇÃO AUTOCLAVE

CABO DE LARINGOSCÓPIO ÁLCOOL A 70%

FRICCIONAR E DEIXAR SECAR TRÊS VEZES CONSECUTIVAS

AMBU LAVAGEM COM ÁGUA E SABÃO

DESINFECÇÃO DE ALTO NÍVEL COM GLUTARALDEÍDO EM CASO DE CONTAMINAÇÃO COM MATÉRIA ORGÂNICA

MÁSCARA E COPO DE NEBULIZAÇÃO

HIPOCLORITO DE SÓDIO A 0,02% 60 MINUTOS ENXAGÜE COPIOSO

COM ÁGUA POTÁVEL

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PADRONIZAÇÃO DE DESINFECÇÃO E ESTERILIZAÇÃO DE ARTIGOS INSTRUMENTAL CIRÚRGICO E OUTROS ARTIGOS

ARTIGO REPROCESSAMENTO TEMPO COMENTÁRIOS INSTRUMENTAL CIRÚRGICO METÁLICO AUTOCLAVE

AGULHAS METÁLICAS AUTOCLAVE ELETROCAUTÉRIO AUTOCLAVE PONTAS DE CRIOCAUTÉRIO AUTOCLAVE TECIDO PARA PROCEDIMENTO CIRÚRGICO AUTOCLAVE

ESPÉCULO VAGINAL (metálico) AUTOCLAVE

OU GLUTARALDEÍDO A 2%

30 MINUTOS

COMADRES E PAPAGAIOS ÁLCOOL A 70%

FRICCIONAR E DEIXAR SECAR TRÊS VEZES CONSECUTIVAS

TERMÔMETRO ÁLCOOL A 70%

FRICCIONAR E DEIXAR SECAR TRÊS VEZES CONSECUTIVAS

ESTETOSCÓPIO ÁLCOOL A 70%

FRICCIONAR E DEIXAR SECAR TRÊS VEZES CONSECUTIVAS

ESFIGMOMANÔMETRO LAVAGEM DO

MANGUITO COM ÁGUA E SABÃO

ALMOTOLIAS LAVAGEM COM ÁGUA E SABÃO SEMANALMENTE

COPOS DE MAMADEIRAS E CHUCAS

FERVURA OU

ESTERILIZAÇÃO EM AUTOCLAVE

20 MINUTOS

INICIAR A CONTAGEM DO TEMPO DE FERVURA QUANDO A ÁGUA ESTIVER EM EBULIÇÃO

BICOS DE MAMADEIRAS HIPOCLORITO DE SÓDIO A 0,1% 10 MINUTOS ENXAGÜAR EM

ÁGUA FERVIDA

SONDAS PARA DIETA ENTERAL HIPOCLORITO DE SÓDIO A 0,1% 10 MINUTOS

- PREENCHER TODA A LUZ DA SONDA

- ENXAGÜAR COM ÁGUA FERVIDA

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LIMPEZA E DESINFECÇÃO DOS ARTIGOS UTILIZADOS EM TERAPIA INALATÓRIA

Tais procedimentos visam a eliminação do risco de transmissão de patógenos respiratórios para os pacientes durante o uso dos artigos supracitados. O processo deverá constituir-se de desinfecção com hipoclorito de sódio a 200 ppm por um período de 60 minutos, conforme recomendado no manual do Ministério da Saúde sobre Orientações Gerais para Central de Esterilização, 2001. Sumarizamos abaixo a rotina preconizada:

1. Imediatamente após o uso, retirar todos os artigos empregados na terapia inalatória, incluindo máscaras, copos, umidificadores e tubulações.

2. Lavar com água e detergente neutro, utilizando-se de escovas para uma limpeza adequada. 3. Enxaguar abundantemente para total remoção de resíduos de detergente. 4. Secar bem. 5. Colocar em solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm de modo que os artigos fiquem totalmente

submersos e que toda a superfície interna e externa permaneça em contato com a solução. 6. As tubulações devem ter todo seu lúmen preenchido com a solução, utilizando-se para tanto de uma

seringa estéril. Certificar-se que não há bolhas de ar no interior das tubulações, para garantir a desinfecção de toda a superfície interna.

7. Após 60 minutos, retirar todo o material com luvas e enxaguar copiosamente com água corrente, artigo por artigo.

8. Secar bem e guardar em recipiente limpo, seco e fechado. 9. A solução deverá ser trocada a cada 24 horas. 10. O recipiente usado na desinfecção deverá ser lavado diariamente, no momento da troca da solução,

com água e detergente neutro, bem como sua tampa. 11. Identificar o recipiente com o nome da solução, sua concentração, a data e a hora da troca. DILUIÇÃO DO HIPOCLORITO DE SÓDIO PARA DESINFECÇÃO DE UTENSÍLIOS HOSPITALARES

A solução de hipoclorito normalmente disponível para uso hospitalar é a 1% (10.000 ppm). A água sanitária contém 5,25% ou 52.500 ppm de cloro livre. Para se calcular qual o volume que deve ser retirado de uma destas soluções para obter-se uma nova solução em concentração diferente, emprega-se a fórmula:

Vr = (Cf x Vf) ÷ Ci

Onde: Vr = volume em mililitro a ser retirado da solução que se dispõe no hospital Cf = concentração final da solução que se quer preparar (em % ou ppm) Vf = volume final em mililitros que se quer obter Ci = concentração inicial da solução que se dispõe no hospital

Exemplo: preparar uma 1 litro de uma solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm (0,02%), a partir de uma solução a 1% (10.000 ppm):

• Vr = (Cf x Vf) ÷ Ci • Vr = (200 x 1000 mL) ÷ 10000 = 200000 ÷ 10000 = 20 mL (retirar 20 mL da solução de hipoclorito a 1%

e acrescentar a 980 mL de água para se obter 1 litro da solução a 200 ppm). • Calculando-se com a concentração em porcentagem, obtém-se o mesmo volume:

0;02% x 1000 ÷ 1% = 20 mL

A validade da solução após o preparo é de 24 horas (devido à volatilização do cloro e pela ação inativadora exercida pela luz solar).

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TABELA PARA O PREPARO DE HIPOCLORITO DE SÓDIO PARA DESINFECÇÃO DE ARTIGOS DE INALOTERAPIA

Volume de

hipoclorito a

1% (10.000

ppm)

Volume

de água

Volume total da

solução a

200 ppm

(0,02%)

Volume de

hipoclorito a

1% (10.000

ppm)

Volume de água Volume total da

solução a

200 ppm

(0,02%)

10 mL 490 mL 500 mL 120 mL 5880 mL 6 litros

20 mL 980 mL 1 litro 140 mL 6860 mL 7 litros

40 mL 1960 mL 2 litros 160 mL 7840 mL 8 litros

60 mL 2940 mL 3 litros 180 mL 8820 mL 9 litros

80 mL 3920 mL 4 litros 200 mL 9800 mL 10 litros

100 mL 4900 mL 5 litros

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LAVANDERIA HOSPITALAR INTRODUÇÃO

Os pioneiros do controle de infecção hospitalar identificaram o papel da roupa suja na sua cadeia epidemiológica. Assim, Semmelweis, mais conhecido pelo reconhecimento das mãos como importante mecanismo de veiculação de infecção, identificou um surto relacionado com a reutilização da roupa suja por diversos pacientes e recomendou, então, sua lavagem e cloração. Florence Nightingale, em hospitais de campanhas militares, organizou lavanderias com conceitos mantidos até hoje nas lavanderias hospitalares. A lavanderia hospitalar é um dos serviços de apoio ao atendimento dos pacientes, responsável pelo processamento da roupa e sua distribuição em perfeitas condições de higiene e conservação, em quantidade adequada a todas às unidades do hospital . O ser humano, dependendo de sua atividade física, elimina 3.000 a 60.000 bactérias por minuto, que aderem às fibras de tecido onde, se agitadas, podem ser dispersas pela poeira contaminante. Dois princípios básicos norteiam o controle de infecções em lavanderia hospitalar: não agitar a roupa e remover ou destruir os microrganismos contaminantes. A grande maioria das infecções hospitalares tem origem endógena, ou seja, origina-se a partir de microrganismos que fazem parte da microbiota humana normal do paciente. Estes germes, adaptados ao parasitismo, têm pouca capacidade de sobreviver independentes no meio ambiente. A presença de matéria orgânica, principalmente de origem humana, aumentam a capacidade de sobrevivência dos microrganismos no ambiente. O processo normal de lavagem, que consiste na remoção da sujidade, reduz até 99% da contaminação, através da ação mecânica da água, temperatura, alteração de pH, alvejante (cloro ou peróxido de hidrogênio) e amaciante (quaternário de amônio), embora para este último seja questionada sua ação germicida nas concentrações empregadas. Existe risco de recontaminação da roupa limpa na lavanderia por vários mecanismos: via aérea, relacionada ao efeito filtro da extratora, que pode ser evitado por barreira de contaminação; pelos próprios funcionários contaminados (mãos sujas, lesões de pele secretantes ou descamativas, etc.); ou ainda, pelo fato da roupa cair no chão, onde, pela umidade da área, é comum a proliferação de Pseudomonas, sem contar os riscos advindos da sujidade presente.

ROUPA CONTAMINADA

É a roupa que se apresenta suja com fluidos biológicos ou contém agulhas e/ou outros materiais perfurocortantes usados. Como é difícil saber se uma roupa suja está contaminada ou não, todas devem receber o mesmo tratamento, ou seja, transportadas em sacos impermeáveis, manipuladas o mínimo possível, evitando agitação e, na área suja, os materiais perfurocortantes encontrados devem ser depositados em recipientes de superfícies rígidas para descarte ou devolução.

PLANEJAMENTO

Estudos realizados na área da microbiologia vieram revelar que o processamento da roupa em um ambiente único, utilizado nas lavanderias tradicionais, propiciava a recontaminação constante da roupa limpa na lavanderia. Esses estudos mostraram ainda, que grande número de bactérias jogadas no ar, durante o processo de separação da roupa suja, contaminava todo o ambiente circundante. Tais descobertas revolucionaram a planta física da lavanderia hospitalar, as instalações, o equipamento e os métodos utilizados no processo da roupa. A principal medida introduzida na moderna lavanderia hospitalar, para o controle das infecções, foi a instalação da barreira de contaminação, que separa a lavanderia em duas áreas distintas: • área suja (considerada contaminada): utilizada para separação e lavagem; • área limpa: utilizada para acabamento e armazenamento. A Portaria do Ministério da Saúde 1.884/94 estabelece que deve existir uma barreira física, que é definida como um ambiente que minimiza a entrada de microrganismos externos através de soluções arquitetônicas. Esta barreira de contaminação só será realmente eficiente se existirem as lavadoras de desinfecção, com duas portas de acesso, uma para cada área, na parede que separa a área contaminada da área limpa. A barreira de separação também poderá ser dotada de visores, para facilitar a comunicação e o controle.

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Figura 1 – Fluxo da roupa no hospital.

COLETA

DISTRIBUIÇÃO

UTILIZAÇÃO PROCESSAMENTO

Figura 2 – Fluxograma da roupa na lavanderia.

COLETA

RECEPÇÃO

PESAGEM

LAVAGEMBARREIRA

CENTRIFUGAÇÃO

CALANDRAGEM

SECAGEM

DOBRAGEM

CONSERTO

BARREIRA

BARREIRA

ARMAZENAMENTO

DISTRIBUIÇÃO

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COLETA

A pele tem como mecanismo de defesa a descamação, que elimina microrganismos aderidos em suas células superficiais. Estas células, juntamente com as secreções, depositam-se no tecido das roupas, servindo de alimento para outras espécies, como o ácaro, que habita as roupas de cama, alimentando-se dos resíduos. Portanto, um lençol aparentemente limpo contem seres vivos que podem transmitir doenças. Na retirada da roupa, para evitar a dispersão dos germes, não deve haver agitação nem separação, e recomenda-se transportar a roupa dobrada ou enrolada. Na presença de grande quantidade de sangue, fezes, secreções ou outros fluidos orgânicos, está indicada a utilização de luvas. A roupa suja deve ser recolhida em sacos de material resistente e de cor diferente da escolhida para transportar o lixo, evitando, assim, um destino errado. O transporte da roupa coletada e embalada pode ser feitos por carros coletores. Estes carros coletores devem ser específicos para este fim, providos de tampas e feito de material que permitam uso de produtos químicos na sua limpeza e desinfecção.

Os carros de coleta e transporte de roupa suja devem ser leves, resistentes e pouco profundos, facilitando a operação de retirada da roupa e sua higenização. Os carros são confeccionados em diversos materiais (alumínio, aço, fibra de vidro, etc.) O transporte deve ser sempre separado, nunca cruzando roupa limpa com a suja na mesma carga. Deve-se usar carros diferentes para a coleta da roupa suja e o transporte da roupa limpa. Não deve-se arrastar sacos de roupa pelo chão. A coleta da roupa suja deve ser feita com muito cuidado, evitando o rompimento da embalagem e contaminação do ambiente. O funcionário que exercer esta função deve utilizar luvas de borracha em ambas as mãos, retirando-as logo após realizada a coleta de um local. Ao empurrar o carro, tocar maçanetas, etc., é obrigatório retirar as luvas para evitar a contaminação cruzada. Os carros utilizados no transporte das roupas devem possuir uma identificação para diferenciar o carro de coleta de roupa suja do carro de transporte da roupa limpa. Ambos os carros devem, diariamente, ser submetidos a limpeza com água e detergente neutro e desinfecção com hipoclorito de sódio a 250 ppm. Havendo extravasamento de uma embalagem, descontaminar imediatamente com hipoclorito de sódio a 1%, através da seguinte técnica: ♦ Com o uso de luvas, retirar o excesso da carga contaminante em papel absorvível. ♦ Desprezar o papel em saco plástico branco leitoso próprio para uso hospitalar. ♦ Aplicar sobre a área, hipoclorito de sódio a 1% durante 10 minutos. ♦ Remover o desinfetante com pano molhado. ♦ Proceder à limpeza de toda a área com a solução de detergente neutro. ♦ Secar bem a área com pano limpo. ♦ Encaminhar o pano usado para secagem da área para a lavanderia em saco plástico. No caso de lavanderias que processam a roupa de outros hospitais, atenção especial deve ser dado ao transporte da roupa suja para a lavanderia e para a distribuição da roupa limpa para os hospitais. Os mesmos princípios devem ser aplicados ao veículo de transporte, onde a separação entre roupa limpa e suja deve ser rigorosa, envolvendo, preferencialmente, veículos distintos ou, pelo menos, com áreas ou contêineres separados. A limpeza destes contêineres deverá ser semelhante à dos carrinhos coletores. Se a roupa limpa for embalada de forma individualizada, selada, a contaminação posterior ao reprocessamento da mesma é reduzida. A coleta deve ser realizada em horário preestabelecido e a roupa suja deve permanecer o menor tempo possível na unidade. Terminada a coleta nas unidades, a roupa suja é transportada à recepção do setor de roupa suja, para o processamento em nível de lavanderia.

PROCESSAMENTO DA ROUPA NA ÁREA SUJA Recepção

Na área de recepção, os sacos de roupa suja são recebidos e pesados. A pesagem das roupas é indispensável para indicar a carga correta das lavadoras, em geral 80% de sua capacidade de lavagem. Atualmente, os órgãos internacionais desaconselham a separação da roupa suja, seja na lavanderia ou nas unidades de atendimento aos pacientes, devido às precauções-padrão, que consideram toda roupa usada como contaminada.

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Entretanto, para adequação do processo de lavagem, é conveniente reunir no mesmo ciclo roupas com níveis de sujidade similares. Como está contra-indicada a manipulação da roupa para classificá-la, sabendo-se sua origem podemos prever o grau de sujidade, agrupando-as no reprocessamento. Por exemplo, as roupas encaminhadas pelo centro cirúrgico certamente diferem em nível de sujidade com as encaminhadas de uma enfermaria de clínica médica, podendo ser reprocessadas conjuntamente como de sujidade pesada. Na separação, é indispensável que todas as peças de roupa sejam cuidadosamente abertas, para a retirada de instrumentos cirúrgicos e outros objetos, visando evitar que estes elementos entrem no processo de lavagem, causando danos às máquinas e ao próprio processo. Além disso, os artigos perfurocortantes, como agulhas e material cirúrgico, apresentam risco de acidentes para os funcionários com a veiculação de patógenos sangüíneos. Na área suja, os funcionários devem usar botas e luvas de borracha, avental impermeável e máscara antipartículas. Óculos de proteção podem estar indicados.

Lavagem

A sujidade funciona como substrato para a multiplicação microbiana e a sua simples remoção diminui a contaminação. A finalidade primordial da lavanderia é remover a sujidade da roupa para que ela adquira odor e aparência agradáveis, reduzindo a contaminação a níveis aceitáveis, isto é, livre de patógenos em número suficiente para causar doenças aos pacientes. A maioria das roupas hospitalares tem contato apenas com a pele íntegra, sendo, portanto, classificada como artigo não-crítico, necessitando apenas estar limpas no final de seu reprocessamento. As roupas utilizadas em procedimentos críticos, como por exemplo, cirurgias, cateterizações vasculares e procedimentos em pacientes queimados, necessitam de esterilização após serem processadas na lavanderia, devendo ser posteriormente autoclavadas. Não há necessidade de esterilização das roupas utilizadas em berçários, sendo, porém, muito importante os enxagües para eliminar resíduos químicos que possam causar irritação na pele dos recém-nascidos. A água deve estar isenta de microrganismos patogênicos, caso contrário pode haver recontaminação da roupa durante os enxagües. A contagem total de bactérias não pode exceder 10 UFC por mililitro.

Lavadora

A lavadora compõe-se de dois cilindros, um que funciona como um tambor externo e outro como um cesto interno, perfurado, dotado de pás que giram alternadamente para um lado e para outro, a fim de evitar que a roupa fique totalmente torcida no final da lavagem.

Das máquinas de lavar, a mais utilizada na lavanderia hospitalar moderna é a lavadora de desinfecção, que fica encaixada na parede ou barreira de contaminação. Esta máquina caracteriza-se por possuir duas portas (de entrada e de saída), uma para acesso de roupa suja, na área suja e outra de saída da roupa limpa, na área limpa.

Lavadoras de desinfecção - devem preencher os seguintes requisitos: os tambores devem ser de aço inoxidável, a fim de resistirem à química da lavagem; o mecanismo de reversão deve estar equilibrado; possuir um dispositivo automático, a fim de impedir a abertura simultânea da ambas as portas o fluxo de ar, dentro da máquina, deve ser regulado por válvula, de modo a permitir a aspiração do ar

da área limpa, durante o escoamento da água, e a expulsão do ar contaminado para a área contaminada.

Após o processamento da roupa na área suja, pias, bancadas e pisos devem ser lavados e depois descontaminados com hipoclorito de sódio a 250 ppm ou álcool a 70%, no caso de superfícies metálicas.

PROCESSAMENTO DA ROUPA NA ÁREA LIMPA Centrífuga ou extratora

É a máquina usada para eliminar ou extrair até 40% da água da roupa saída da lavadora. A centrífuga é constituída de dois cilindros, um fixo externo e um giratório interno perfurado. Existem máquinas que incorporam a centrifugagem à própria lavadora: são as lavadoras extratoras, que

oferecem economia de espaço, mão-de-obra e tempo.

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Secadora Possui também dois cilindros: um interno, giratório, que movimenta a roupa pela rotação e presença de

pás, e outro externo fixo. Alguns requisitos devem ser observados para as secadoras:

ser equipada com seletor de temperatura; possuir o tambor interno de material resistente à corrosão; dispor de comando automático de tempo de secagem; ter dispositivo de segurança na porta. As secadoras destinam-se à secagem da roupa em altas temperaturas, através da passagem forçada de ar quente entre as peças. Os cestos que contêm as peças giram, enquanto um exaustor retira o ar aquecido que passou pelas roupas por um cabeçote.

Calandra

Após a secagem, a roupa pode ser passada pela calandra. É constituída de dois ou mais rolos ou cilindros de metal, perfurados ou não, revestidos, que giram dentro de calhas fixas de ferro, aquecidas a vapor ou eletricidade. É provida de um dispositivo que desliga automaticamente a máquina, evitando acidentes com as mãos do operador, entre os rolos. A roupa, passada sob pressão, entre a calha aquecida e o cilindro girando, seca e desenruga. Especial atenção deve ser dada durante esta fase para roupa não tocar o chão, uma vez que na calandra isto ocorre com maior freqüência.

Armazenamento

Posteriormente, a roupa é dobrada e guardada. Para armazenamento da roupa processada, esta área deve contar com armários específicos para este fim, com portas e construído de material de fácil limpeza. As roupas que necessitarem de conserto devem ser lavadas novamente antes do uso.

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NORMAS DE HIGIENE ALIMENTAR PARA O SETOR DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA

INSTALAÇÕES Ventilação

A ventilação deve ser adequada para proporcionar a renovação do ar, garantir o conforto térmico e manter o ambiente livre de fungos, gases, fumaças, gordura e condensação de vapores.

O ar ambiente das áreas de processamento de alimentos deve ser renovado freqüentemente através de equipamentos de exaustão.

O sistema de exaustão deve ser devidamente dimensionados e mantido em boas condições de funcionamento.

O ar-condicionado e o ventilador são equipamentos que não atendem a estes requisitos e, portanto, não devem ser utilizados nas áreas de processamento.

Piso

O piso deve ser de cor clara e de material liso, antiderrapante, resistente, impermeável, lavável, resistente ao tráfego e de fácil higienização (lavagem e desinfecção), não permitindo o acúmulo de alimentos ou sujidades.

Os ralos devem ser sifonados e com grelhas com proteção telada. Paredes

As paredes devem ser lisas, em cores claras, duráveis, laváveis, impermeáveis, resistentes a limpezas freqüentes e isentas de bolores.

As janelas e outras aberturas presentes na parede, quando usadas para a circulação do ar, devem ser dotadas de telas.

Teto

O teto deve ser isento de vazamentos e goteiras. O acabamento deve ser liso, impermeável, lavável, em cor clara e em bom estado de conservação. O forro deve ser livre de rachaduras, umidade, bolor e descascamento e deve estar em perfeitas

condições de limpeza, não devendo possuir aberturas. Água

A água de abastecimento deve ser ligada à rede pública ou ter sua potabilidade atestada semestralmente através de laudo oficial de laboratório especializado.

Sendo de rede pública, a caixa d’água deve ser lavada a cada 6 meses (vide técnica no capítulo “Higienização da Caixa D’água”) e a água deve ter sua potabilidade microbiológica atestada semestralmente.

ÁREAS DO SETOR DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA

Essas áreas devem seguir uma linha racional de produção, obedecer um fluxo coerente e evitar cruzamentos entre as atividades.

Na impossibilidade de áreas separadas para cada gênero, deve-se prever no mínimo um local para o preparo de produtos crus e outro para produtos prontos.

Esta separação em áreas servem para impedir a contaminação cruzada entre alimentos crus e prontos e/ou utensílios limpos e utensílios sujos.

Todas as bancadas destas áreas devem ser preferencialmente de aço inox ou outro material resistente e de fácil higienização.

As prateleiras devem estar distantes 25 cm do piso e a profundidade não deve ser superior a 45 cm.

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1. Área para a recepção de mercadorias Trata-se de uma área própria para o recebimento de mercadorias, situada de preferência em local

externo e próximo da estocagem. A mesma deve ser de fácil acesso aos fornecedores. Esta área deve possuir uma cobertura para a proteção dos alimentos na hora da entrega. Deve contar com área suficiente para acomodar a mercadoria no momento do recebimento e com

balança tipo plataforma e tanque para pré-higiene de verduras e frutas antes do seu armazenamento. 1. Área para armazenamento à temperatura ambiente

Entenda-se como temperatura ambiente uma temperatura em torno de 26°C. Para esta área são importantes um piso em material lavável e resistente, prateleiras e estrados. Produtos de limpeza devem ser armazenados em local distinto. Nesta área não deve haver equipamentos (refrigeradores, freezers) que possam alterar as condições

térmicas ambientais. A mesa do estoquista pode permanecer nesta área desde que não interfira no controle de qualidade dos

alimentos e/ou no fluxo de armazenamento. 2. Área para armazenamento à temperatura controlada

Destina-se à estocagem de gêneros perecíveis ou rapidamente deterioráveis em temperatura ambiente. Recomenda-se refrigeradores em número suficiente para atender à conservação de:

carnes refrigeradas e alimentos prontos: até 4°C sobremesas, massas, frios e laticínios: até 8°C hortifrutigranjeiros: até 10°C

Caso o armazenamento não possa ser feito em refrigeradores diferentes para cada produto, a temperatura deve ser regulada para o alimento que requeira a menor temperatura.

3. Área para pré-preparo e preparo dos alimentos

As operações preliminares de confecção são realizadas nesta área, comumente subdividida em: preparo de carnes preparo de verduras e frutas preparo de massas e sobremesas

É fundamental que esta área disponha de pia com sistema completo para a higienização das mãos, específica para esta finalidade.

Esta área necessita de pelo menos uma bancada provida de pia com tampo de inox ou outro material adequado para manipulação dos alimentos e fácil limpeza e desinfecção.

De forma ideal, deveria existir uma bancada para cada tipo de alimento supracitado. Na sua ausência, a bancada deve ser submetida a limpeza e desinfecção rigorosa após o manuseio de cada tipo de alimento, conforme técnica explicada mais adiante neste texto (tópico Higiene Ambiental).

4. Área para cocção

Nesta área devem permanecer apenas os equipamentos destinados ao preparo de alimentos quentes, não devendo ter refrigeradores ou freezers, pois o calor excessivo compromete o funcionamento de seus motores e conseqüentemente a garantia da temperatura específica de cada gênero.

Esta área deve dispor de pia com sistema completo para higiene das mãos. 5. Área para higienização de utensílios

Esta área deve ser diversa da utilizada no processamento dos alimentos. Deve possuir suprimento de água, local para dispor os utensílios que aguardam a higienização, cubas

profundas e local para armazenamento do material após a higienização. 6. Área para depósito e higienização do material de limpeza

Os materiais de limpeza, tais como rodos, esfregões, panos de chão, baldes e outros, devem ser higienizados e guardados em área própria, de maneira que não provoquem a contaminação de alimentos e utensílios.

7. Instalações sanitárias e vestiários para os funcionários

Os sanitários usados por outros funcionários do estabelecimento de saúde não podem ser compartilhados pelo pessoal que manuseia os alimentos.

É obrigatória a localização de sanitários exclusivos para os funcionários do setor de nutrição e dietética no âmbito da própria unidade funcional.

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HIGIENE DOS MANIPULADORES O manipulador é um elemento chave na produção do alimento. Ele pode ser motivo da contaminação, através de mãos sujas ou contaminadas, tosse, espirro e

conversa sobre os alimentos, ou por outras falhas na manipulação. Higiene corporal Os funcionários devem observar os seguintes hábitos de asseio: a) tomar banhos freqüentes; b) lavar a cabeça uma vez ao dia; c) fazer a barba diariamente; d) evitar bigodes e costeletas; e) conservar as unhas curtas, limpas e sem esmalte, bem como sem base incolor; f) não aplicar maquiagem em excesso; g) manter a higiene adequada das mãos; h) conservar os uniformes limpos. Sistema para higiene das mãos Consiste em: a) lavatórios exclusivos para a higiene das mãos; b) água corrente; c) saboneteiras específicas para sabão líquido; d) suporte para papel toalha; e) cesto com tampa acionada por pedal. OBSERVAÇÃO: devido ao alto risco de contaminação química dos alimentos, não deve existir depósito para sabão líquido nas pias e bancadas utilizadas para o preparo dos alimentos. Uniforme

Os funcionários devem usar uniformes de cor clara. O vestuário deve ser conservado em bom estado, sem rasgos, manchas, partes descosturadas ou

furos. Os uniformes devem ser mantidos limpos e trocados diariamente. Deve-se usar avental plástico quando o trabalho em execução propiciar que os uniformes se sujem ou

se molhem, não devendo ser usados próximo ao calor. Os funcionários uniformizados não devem sentar-se ou deitar-se no chão ou em outros locais

impróprios. Usar calçados fechados, em boas condições de higiene e conservação. È proibido, durante o trabalho, o uso de acessórios ou adereços, tais como anéis, colares, relógios,

correntes, amuletos, pulseiras, fitinhas, brincos e, inclusive, aliança. Os cabelos devem ser mantidos totalmente cobertos e protegidos através de touca, gorro ou similar. A utilização de máscaras na manipulação dos alimentos não é recomendada como um mecanismo de

prevenção da contaminação dos alimentos. Após 15 minutos de uso, a máscara torna-se úmida, agregando as fibras e permitindo a passagem de grande quantidade de microrganismos. Além disso, torna-se desconfortável, provocando prurido e ocasionando maior contaminação das mãos decorrente do ato de coçar-se.

O Patrão deve garantir:

que o manipulador com diarréia, resfriado, infecção nos olhos ou infecções da pele seja afastado para outra atividade, sem prejuízos de qualquer natureza;

exames médicos admissionais e periódicos; instalações adequadas para que possam ser guardadas roupas e pertences; sanitários e chuveiros em condições adequadas de funcionamento e limpeza; pias com água, sabão e papel toalha para a lavagem adequada das mãos; uniformes adequados e completos em número suficiente para troca diária.

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Não são permitidas as condutas abaixo nas áreas de preparo dos alimentos por representarem riscos de contaminação alimentar:

Falar, cantar ou assobiar sobre os alimentos; Assoar o nariz; Espirrar ou tossir sobre os alimentos:

ao tossir ou espirrar, o funcionário deve afastar-se do produto, cobrir a boca e o nariz, se possível com papel toalha descartável e depois lavar imediatamente as mãos.

Enxugar o suor com as mãos, panos de pratos, panos de copa, guardanapos, aventais ou qualquer outra peça da vestimenta:

o suor deve ser enxugado com papel toalha descartável e a seguir deve-se lavar imediatamente as mãos.

Por os dedos no nariz, na boca, ouvidos ou cabelos enquanto se prepara os alimentos; Experimentar a comida nas mãos ou com os dedos; Fazer uso de utensílios sujos; Provar alimentos com talheres e voltar a colocar o talher dentro da panela; Manipular dinheiro durante o preparo dos alimentos; Trabalhar diretamente com alimentos quando apresentar qualquer um dos seguintes sintomas: lesões

ou infecções na pele, diarréia, tosse, dor de garganta ou gripe; Deixar roupas e sapatos espalhados na área de produção; Fumar no local de preparo dos alimentos; Usar unhas pintadas e compridas; Enxugar as mãos no avental ou em panos; Fazer serviço de limpeza e manipular os alimentos ao mesmo tempo;

Controle de saúde dos manipuladores

A Vigilância Sanitária exige que os funcionários não sejam portadores aparente ou inaparente de doenças infecciosas ou parasitárias, sendo obrigatória a realização de exames médicos admissionais e periódicos, acompanhados das seguintes análises laboratoriais: hemograma, coproparasitológico, coprocultura e VDRL, devendo ser realizadas outras análises de acordo com avaliação médica.

O controle de saúde dos funcionários deve ser comprovado com os respectivos laudos médicos da unidade de saúde.

HIGIENE AMBIENTAL

A higiene do setor de nutrição e dietética deve ser mantida através de adequadas técnicas de limpeza, enxagüe e desinfecção (ver capítulo “Higienização Hospitalar”).

Para manutenção da higiene ambiental é necessário seguir rigorosamente os critérios e a freqüência dos procedimentos estabelecidos.

Bancadas e mesas de apoio devem ser lavadas diariamente através da seguinte técnica: lavar com água e detergente neutro; retirar o detergente usando rodo exclusivo para este fim; enxagüar; aplicar hipoclorito de sódio a 200 ppm (tabela 1); deixar secar naturalmente; lavar e desinfetar o rodo utilizado.

Pisos e rodapés devem ser lavados diariamente com água e detergente neutro e em seguida realizado desinfecção com hipoclorito de sódio a 200 ppm.

É proibido varrer a seco os pisos das áreas de manipulação e processamento dos alimentos. Os ralos devem ser limpos diariamente, recolhendo-se os resíduos acumulados, lavados com água e

detergente e enxagüados com hipoclorito de sódio a 200 ppm. Semanalmente, deve-se proceder a uma lavagem terminal do ambiente, iniciando a limpeza pelo teto,

seguido das paredes e por último do piso, finalizando com hipoclorito de sódio a 200 ppm. Limpar a coifa semanalmente. Promover a desinsetização a cada dois meses e a desratização periódica. Impedir a presença de animais domésticos no setor de nutrição e dietética.

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Lixo A área do lixo deve estar localizada em área externa. Remover o lixo diariamente em recipientes fechados e tampados Mantenha o lixo em recipiente limpo, revestindo de saco plástico e sempre tampado para evitar moscas,

baratas e ratos. Retire o lixo toda vez que achar necessário. Não deixe o lixo permanecer à noite no interior do

estabelecimento, para evitar presença de ratos e baratas.

HIGIENE DOS ALIMENTOS Limpeza e desinfecção de hortifrutigranjeiros:

Fazer a limpeza e desinfecção das bancadas, cubas, panelas, etc. pertencentes à área específica para o preparo destes gêneros

Escolher uma a uma as frutas, verduras e legumes, retirando as estragadas; Desfolhar as verduras, folha a folha, retirando as partes estragadas; Lavar em jato de água corrente, folhas, frutas e legumes, um a um, removendo com as mãos sujidades; Colocar os alimentos em uma vasilha com solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm (tabela 1),

cuidando para que fique totalmente imerso; aguardar 15 minutos; Enxagüar em água corrente tratada; sugere-se, para os vegetais folhosos, a imersão em vinagre a 2%,

por 5 minutos, para minimizar o gosto de cloro resultante da desinfecção; A solução clorada deve ser trocada a cada lote imerso; Ovos e sacos de leite devem ser lavados antes de serem usados; Frutas e legumes cujas cascas não são consumidas (banana, laranja, limão , abacate, batatas,

macaxeira, beterraba, etc.) podem ser higienizadas em água potável, uma a uma, dispensando o uso da solução clorada a 200 ppm.

Manipulação

Evitar muita manipulação e prepare o mais rápido possível os alimentos. De forma a minimizar o perigo de contaminação.

Manipular os alimentos somente quando absolutamente necessário. Usar sempre garfos, pinças, pegadores, etc. As partes dos equipamentos e utensílios que entram em contato com os alimentos não devem ser tocadas.

As verduras, legumes e frutas devem ser lavados e desinfetados em local ou horário diferente do preparo dos demais alimentos.

Os alimentos crus de origem animal também devem ter seu local ou horário determinado, para evitar a contaminação cruzada.

HIGIENE DOS UTENSÍLIOS

Os utensílios (facas, garfos, vasilhas, máquinas de moer, liqüidificadores, etc.) devem ser sempre lavados e desinfetados após o uso, através da técnica abaixo descrita:

1. Retirar o excesso de sujidades; 2. Lavar com água e detergente; 3. Enxagüar em água corrente até remoção total do detergente e demais resíduos; 4. Mergulhar os utensílios em uma vasilha com solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm (tabela 1) por

15 minutos; 5. Retirar os utensílios do recipiente e deixar secar naturalmente (não utilizar panos para secagem); 6. Guardar em local limpo e seco, de uso exclusivo para este fim, protegido contra poeira, insetos e

roedores.

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NUTRIÇÃO ENTERAL

As normas que regulamentam a Terapia de Nutrição Enteral encontram-se descritas na Resolução ANVISA/MS-RDC no 63 de 06/07/2000.

Além de todos os cuidados supracitados no preparo das dietas de modo geral, incluem-se alguns cuidados especiais: • Presença de sala de preparo exclusiva. • O acesso de pessoas às áreas de manipulação da nutrição enteral deve ser restrito ao pessoal

diretamente envolvido. • O uniforme usado na sala de manipulação deve ser substituído a cada sessão de trabalho e os

funcionários devem usar máscaras além da paramentação já descrita para os funcionários do setor de nutrição e dietética.

• Utilizar somente água tratada ou fervida no preparo das fórmulas enterais. • É proibido o congelamento de fórmulas. • Preparar, no máximo, quatro horas antes do uso ou com refrigerar imediatamente a 4o C e usar

dentro de 24 horas após o preparo. • Utilizar frascos descartáveis para o acondicionamento da dieta enteral. • O forno de microondas não deve ser usado devido à desnaturação proteica pelo calor. • A autoclavação terminal da fórmula é proibida pelo risco de alterar a dieta. • Para infusão no paciente a dieta só pode permanecer por quatro horas à temperatura ambiente. • O sistema de infusão deve ser trocado a cada 24 horas.

TABELA 1 – DILUIÇÃO DO HIPOCLORITO DE SÓDIO PARA DESINFECÇÃO DE UTENSÍLIOS, SUPERFÍCIES E ALIMENTOS

200 ppm HIPOCLORITO 1% ÁGUA TOTAL 1 ml 49 ml 50 ml 2 ml 98 ml 100 ml 4 ml 196 200 ml 10 ml 490 ml 500 ml 20 ml 980 ml 1 litro 40 ml 1960 ml 2 litros 100 ml 4900 ml 5 litros

• A solução de hipoclorito normalmente disponível para uso hospitalar é a 1% (10.000 ppm).

• A validade da solução após o preparo é de 24 horas (devido à volatilização do cloro e pela ação

inativadora exercida pela luz solar).

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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TABELA 2 – LIMPEZA DO AMBIENTE INANIMADO O quê Quando Com o quê Como Geladeiras Diário Hipoclorito de sódio(200 ppm) Organização dos

produtos. Remoção de sujidades

das prateleiras. Pano embebido em

solução de hipoclorito de sódio

Freezer e congelador Quinzenal Detergente líquido neutro + Hipoclorito de sódio(200 ppm)

Remoção dos produtos. Degelo do equipamento Higienização

Carros-prateleiras Diário Semanal

Detergente líquido neutro + Hipoclorito de sódio(200 ppm) Solução desincrostante + Hipoclorito de sódio(200 ppm)

Higienização

Desincrustação de sujidades mais pesadas

Utensílios Após o uso Água e detergente líquido + Hipoclorito de sódio (200 ppm)

Lavar e enxagüar com água corrente

Imergir em solução clorada por 15 minutos

Bancadas, pisos, paredes, ralos

Diário Água e detergente líquido + Hipoclorito de sódio (200 ppm)

Lavar e enxagüar em água corrente

Banhar em solução clorada por 15 minutos

Pratos e talheres de pacientes

Após o uso Água e detergente líquido + Hipoclorito de sódio (200 ppm)

Lavar e enxagüar com água corrente

Imergir em solução clorada por 15 minutos

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

ACIDENTES OCUPACIONAIS COM FLUIDOS ORGÂNICOS TRANSMISSÃO OCUPACIONAL DO VÍRUS DA IMUNODEFICIÊNCIA HUMANA (HIV)

O risco médio de se adquirir o HIV é de aproximadamente 0,3% após exposição percutânea e de 0,09% após exposição mucocutânea.

A quimioprofilaxia deve ser iniciada no máximo em 72 horas. O profissional exposto deve realizar o anti-HIV no momento do acidente; se negativo, repetir com 6 e 12

semanas e após 6 meses. Sangue, qualquer fluido orgânico que contenha sangue, secreção vaginal, sêmen e tecidos são

materiais biológicos envolvidos na transmissão do HIV. Líquidos de serosas (peritoneal, pleural, pericárdico), líquido amniótico, líquor, líquido sinovial e saliva

(quando em ambiente odontológico) são materiais geralmente considerados de baixo risco para a transmissão do HIV.

Exposição a estes materiais potencialmente infectantes devem ser avaliados de forma individual, a não ser que os mesmos estejam contaminados com sangue.

Líquidos biológicos sem risco de transmissão ocupacional do HIV: suor, lágrima, fezes, urina, saliva.

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HIV positivo assintomático ou carga viral baixa1

Mais grave

Menos grave

3 drogas

2 drogas

Grande volume

Pequeno volume

2 drogas

2 drogas

HIV positivo sintomático ou carga viral alta1

Mais grave

Menos grave

3 drogas

3 drogas

Grande volume

Pequeno volume

3 drogas

2 drogas

Fonte ou sorologia HIV

desconhecidos Em geral não

se recomenda2

Em geral não se

recomenda2

HIV negativo

Não se recomenda

Não se recomenda

Exposição percutânea

Exposição de mucosas e pele

(1) Estudos sobre exposição sexual e transmissão vertical sugerem que indivíduos com carga viral menor que 1.500 cópias/mL apresentam um risco muito reduzido de transmissão do HIV.

(2) Considerar uso de profilaxia com 2 drogas em locais com alta prevalência de indivíduos HIV positivos ou história epidemiológica para HIV ou outras DST.

Mais grave: Agulhas de grosso calibre e grande lúmen, lesão profunda, sangue visível no objeto contaminante ou agulha usada recentemente em artéria ou veia do paciente fonte. Menos grave: lesão superficial, agulha sem lúmen. Pequeno volume: poucas gotas de material biológico de risco. Grande volume: contato prolongado ou grande quantidade de material biológico de risco. 3 drogas: AZT + 3TC + nelfinavir ou indinavir por 30 dias 2 drogas: AZT + 3TC por 30 dias

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Medicamentos utilizados na quimioprofilaxia após exposição ocupacionalMedicamento

Dose Efeitos Adversos Interações

ZIDOVUDINA (AZT) Cápsula 100mg Dose: 300mg 2x/dia ou 200mg 3x/dia

Anemia, neutropenia, leucopenia, plaquetopenia, náuseas, vômitos, astenia, mal-estar geral, cefaléia, miopatia (dor muscular), insônia pigmentação ungueal e de mucosas, alteração das provas hepáticas, hepatite.

SMX-TMP, dapsona, pirimetamina, citostáticos, sulfadiazina (↑ risco de toxicidade hematológica). Monitorar anemia e neutropenia. Probenecida, fluconazol, paracetamol (↑ níveis séricos do AZT). Monitorar toxicidade do AZT. Estavudina e ribavirina ( potencial para redução da atividade antirretroviral). Evitar uso concomitante.

LAMIVUDINA (3TC) Comprimido 150mg Dose: 150mg 2x/dia

Pancreatite, diarréia, dor abdominal, náuseas, exantema e pancreatite.

SMX-TMP (↑ biodisponibilidade de 3TC). Não há necessidade de ajuste de dose. Zalcitabina (potencial antagonismo) . Evitar uso concomitante

INDINAVIR (IDV) Cápsula 400 mg Dose: 800mg 8/8h, com estômago vazio ou com alimentos com baixo teor degordura*. (ingerir diariamente 1,5 litros ou mais de líquidos para evitar aparecimento de nefrolitíase)

Nefrolítiase, hematúria, cefaléia,insônia, náusea, vômitos, astenia, fadiga, distúrbios do paladar, pele e boca secas, dor abdominal, trombocitopenia, hiperbilirrubinemia indireta assintomática, aumento de triglicerídeos, hipercolesterolemia, hiperglicemia e diabetes.

O indinavir não deve ser co-administrado com: rifampicina, astemizol, terfenadina, cisaprida, ergotamina e diidroergotamina, midazolam ou triazolam. Cetoconazol e itraconazol ( ↑ níveis séricos de indinavir). Considerar a redução da dose do indinavir para 600mg 8/8h )

NELFINAVIR (NFV) Comprimido 250mg Dose: 750mg 3x/dia, com alimento

Diarréia (efeito mais freqüente), exantema, flatulência, náusea, dor muscular, fraqueza, aumento de triglicerídeos, hipercolesterolemia, hiperglicemia e diabetes.

O nelfinavir não deve ser co-administrado com: rifampicina, fenobarbital, fenitoína, carbamazepina, ergotamina, diidroergotamina, astemizol, terfenadina, cisaprida, midazolam ou triazolam. Bloqueadores de cálcio ( possibilidade de aumento dos níveis séricos dos bloqueadores). Monitorar toxicidade. Etinilestradiol e noretindrona (↓ níveis séricos dos hormônios). Usar método contraceptivo alternativo ou adicional.

* leite desnatado, suco, café ou chá, ou com alimentos leves, como torradas com geléia, suco ou café com leite desnatado e açúcar, ou ainda leite desnatado com sucrilhos e açúcar.

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Monitoramento e Manejo da Toxicidade da Profilaxia Pós-Exposição Em acidentes em que a quimioprofilaxia antirretroviral foi iniciada, o acompanhamento clínico deverá ser

realizado semanalmente para avaliação de sinais de intolerância medicamentosa. Além disso, exames laboratoriais (hemograma completo, TGO, TGP, uréia e creatinina) deverão ser realizados para avaliação de efeitos adversos. Esses exames deverão ser colhidos no momento do acidente e para o seguimento, na segunda semana da quimioprofilaxia.

Nos pacientes em uso de inibidor de protease, a monitoração deve incluir também exames de glicemia de jejum.

Caso o profissional esteja recebendo indinavir, o mesmo deve ser avaliado quanto a presença de cristalúria e hematúria, além de anemia hemolítica e hepatite.

Os efeitos colaterais da utilização das medicações antirretrovirais são freqüentes, mas usualmente leves e transitórios. Mesmo os efeitos colaterais mais graves, geralmente, se resolvem com a suspensão das medicações. O profissional de saúde deve ser orientado para respeitar rigorosamente as doses, os intervalos de uso e a duração do tratamento.

Com o objetivo de avaliar a adesão, o fornecimento dos medicamentos antirretrovirais deve ser, preferencialmente, a cada 7 dias. Na presença de intolerância medicamentosa, o profissional deve ser reavaliado para adequação do esquema terapêutico. Na maioria das vezes, não é necessária a interrupção da profilaxia, podendo ser necessária a utilização de medicações sintomáticas (como antieméticos ou antidiarreicos, por exemplo). Nessa reavaliação, esquemas alternativos de antirretrovirais podem ser necessários e deverão ser discutidos na tentativa de se manter a quimioprofilaxia durante as 4 semanas.

TRANSMISSÃO OCUPACIONAL DO VÍRUS DA HEPATITE B (VHB)

O sangue contém a maior quantidade do VHB entre todos os fluidos corporais e é o veículo mais importante de transmissão no ambiente hospitalar.

A maioria dos outros fluidos orgânicos não são veículos eficientes de transmissão por conterem baixas quantidades do HBV.

O vírus da hepatite B sobrevive no sangue ressecado sobre as superfícies à temperatura ambiente por no mínimo 1 semana.

Assim, as infecções pelo VHB que ocorrem em profissionais de saúde sem história de exposição não-ocupacional ou lesões percutâneas ocupacionais podem ter resultado de exposição direta ou indireta com sangue ou fluidos corporais que inocularam o VHB em escoriações, queimaduras ou outras lesões cutâneas ou nas mucosas.

Vacina contra a hepatite B

a. Pode ser administrada em gestantes e nutrizes, assim como também pode ser administrada concomitantemente a outras vacinas.

b. Pode ser administrada concomitantemente à HBIG, desde que em locais diferentes (a vacina deve sempre ser administrada em um músculo deltóide).

c. Não se recomendam doses de reforço em pacientes com resposta satisfatória à vacinação (isto é, pessoas com uma dosagem no soro de anti-HBs de 10 mUI/mL ou mais);

d. Se a vacinação for interrompida após a primeira dose, a segunda dose deve ser administrada tão logo possível;

e. A segunda e a terceira dose são administradas com um intervalo de 5 meses; f. Se faltar apenas a terceira dose para completar a vacinação, esta deve ser administrada quando

conveniente. g. As pessoas que não respondem a um esquema de vacinação completo (isto é, aquelas com uma

dosagem no soro de anti-HBs menor que 10 mUI/mL) devem ser revacinadas com um segundo esquema completo de 3 doses;

h. Estas pessoas têm uma chance entre 30-50% de responder à este segundo esquema vacinal de 3 doses;

i. As pessoas que não respondem a uma segunda série de 3 doses de vacina devem ser particularmente orientadas quanto ao risco de adquirirem a hepatite B através de acidentes ocupacionais com sangue.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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Imunoglobulina humana anti-hepatite B (HBIG) a. É preparada a partir de plasma humano no qual foram feitos testes para o VHB, o VHC e o HIV.

Além disso, o processo usado para preparar a HBIG inativa e elimina o HIV e o VHC. b. Quando a HBIG for indicada, ela deve ser administrada tão logo possível após o acidente. c. A gamaglobulina hiperimune deve ser aplicada por via intramuscular na dose de 0,06ml/kg de peso

corporal. Se a dose a ser utilizada ultrapassar 5ml, dividir a aplicação em duas áreas diferentes. d. Maior eficácia na profilaxia é obtida com uso precoce da HBIG (dentro de 24 à 48 horas após o

acidente). Não há benefício comprovado na utilização da HBIG após 1 semana do acidente. Recomendações para profilaxia de hepatite B após exposição ocupacional a material biológico. # Profissional de Saúde exposto##

Paciente-fonte

AgHBs positivo AgHBs negativo AgHBs desconhecido ou não testado

Não Vacinado1

HBIG + iniciar vacinação

Iniciar vacinação

Iniciar vacinação

Previamente vacinado • Com resposta vacinal

conhecida e adequada • Sem resposta vacinal • Resposta vacinal

desconhecida

Nenhuma profilaxia HBIG + iniciar revacinação contra hepatite B ou HBIG 2 doses 2 Testar o profissional de saúde para anti-HBs: Se resposta vacinal adequada: Nenhuma profilaxia Se resposta vacinal inadequada: HBIG + iniciar revacinação contra hepatite B ou HBIG 2 doses 2

Nenhuma profilaxia Nenhuma profilaxia Nenhuma profilaxia

Nenhuma profilaxia Se fonte de alto risco 3, tratar como se fonte AgHBs positivo Testar o profissional de saúde para anti-HBs: Se resposta vacinal adequada: Nenhuma profilaxia Se resposta vacinal inadequada: HBIG + iniciar revacinação contra hepatite B ou HBIG 2 doses 2

# Os materiais biológicos com risco de transmissão do vírus da hepatite B são os mesmos descritos anteriormente para o HIV. ## Pessoas que previamente já tiveram hepatite B são imunes à reinfecção e não necessitam de profilaxia pós-exposição. 1. Pacientes expostos que estão em processo de vacinação devem completar o esquema como

programado e receber HBIG conforme indicado. 2. A opção de dar uma dose de HBIG e reiniciar a série vacinal é preferida para pacientes sem resposta à

vacina que não completaram uma segunda série vacinal com 3 doses. Para pessoas que completaram esta segunda série vacinal mas não obtiveram resposta adequada, duas doses de HBIG são preferidas, sendo a primeira dose logo após o acidente e a segunda dose 1 mês depois.

3. Alto risco: usuários de drogas injetáveis, pacientes em programas de diálise, contactantes domiciliares e sexuais de portadores de AgHBs positivo, homossexuais e bissexuais masculinos, heterossexuais promíscuos, história prévia de doenças sexualmente transmissíveis, pacientes provenientes de áreas geográficas de alta endemicidade para hepatite B, pacientes provenientes de prisões, instituições de atendimento a pacientes com deficiência mental.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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TRANSMISSÃO OCUPACIONAL DO VÍRUS DA HEPATITE C (VHC) O VHC não é eficientemente transmitido através de exposições ocupacionais ao sangue: a incidência

da soroconversão em um profissional de saúde após um exposição percutânea acidental a partir de uma fonte anti-VHC positiva é de 1,8%.

A transmissão raramente ocorre com a exposição de mucosas ao sangue e nenhuma transmissão foi documentada pela exposição ao sangue da pele intacta ou não.

Na ausência de profilaxia pós-exposição para o VHC, recomendações para a conduta frente aos acidentes ocupacionais limitam-se à identificação precoce da doença hepática crônica, para qual existe tratamento.

Para pessoas que apresentem soroconversão para hepatite C, monitorar TGO e TGP. CONDUTA FRENTE UM ACIDENTE OCUPACIONAL COM MATERIAL BIOLÓGICO

Os vírus mais comumente envolvidos nestes acidentes são o vírus da imunodeficiência humana (HIV), o vírus da hepatite B (VHB) e o vírus da hepatite C (VHC).

1. Lavar com água e sabão em caso de exposição percutânea. Soluções antissépticas não apresentam eficácia superior ao sabão neutro.

2. Exposição em mucosas – lavar copiosamente com água ou soro fisiológico. 3. A pessoa cujo sangue ou fluido corporal é a fonte de uma exposição ocupacional deve ser testada para

infecção pelos vírus da hepatite B, da hepatite C e infecção pelo HIV (solicitar AgHBs, anti-VHC e anti-HIV).

4. O teste rápido para o HIV é particularmente útil nestas situações e tem aprovação do FDA. Resultados repetidamente positivos devem ser considerados altamente sugestivos de infecção pelo HIV, enquanto que resultados negativos é um excelente indicador da ausência da infecção.

5. Para o funcionário exposto. O acompanhamento sorológico é desnecessário quando o paciente fonte é conhecido e tem sorologia negativa para HIV, VHB e VHC. Nas outras situações, siga as recomendações abaixo:

realize teste rápido para HIV ou solicite anti-HIV logo após o acidente; solicite nova sorologia após 1, 3 e 6 meses um profissional de saúde com teste anti-HIV reativo, no momento do acidente, deverá ser esclarecido que este resultado não se deve ao acidente e encaminhado para acompanhamento médico específico o profissional deve ser acompanhado por um ano, especialmente, nas seguintes condições: sintomas de possível infecção aguda pelo HIV durante os primeiros 6 meses de acompanhamento após o acidente, uma história clínica prévia sugerindo uma deficiência de resposta imune e a exposição ocupacional simultânea ao vírus da hepatite C. solicite anti-VHC para o profissional logo após o acidente e após 1, 3 e 6 meses da exposição; se o profissional apresentar soroconversão, encaminhe ao especialista para acompanhamento solicite anti-HBs logo após o acidente; se positivo não há necessidade de acompanhamento adicional; se negativo (< 10 mUI/mL), solicite novamente este exame após a série completa de vacinação para hepatite B solicite AgHBs para o profissional logo após o acidente e após 1, 3 e 6 meses da exposição, se negativo; se positivo, o profissional deverá ser esclarecido que este resultado não se deve ao acidente e encaminhar para acompanhamento médico específico Caso o profissional de saúde tenha utilizado gamaglobulina hiperimune no momento do acidente, a realização da sorologia anti-HBs só deve ser realizada após 12 meses do acidente.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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ACONSELHAMENTO PARA O PROFISSIONAL EXPOSTO AO HIV a. O profissional exposto exposto ao HIV deve manter abstinência sexual durante todo o período de

acompanhamento ou usar preservativos (masculino ou feminino) para prevenir uma potencial transmissão sexual para o parceiro.

b. Evitar gravidez. c. Abster-se de doação de sangue, plasma, órgãos ou sêmen. d. No caso de mulheres em amamentação, a descontinuação do aleitamento deve ser considerada,

principalmente nas exposições de alto risco. e. Deverá ser realizada avaliação clínica com o objetivo de detectar sinais e sintomas de infeção

aguda pelo HIV, que, usualmente, ocorrem de 3 a 4 semanas após a contaminação e incluem febre, adenopatias, faringite e erupção cutânea maculo-papular-eritematosa (síndrome de mononucleose-símile). Essa sintomatologia está presente em cerca de 80% dos profissionais que soroconvertem.

ACONSELHAMENTO PARA O PROFISSIONAL EXPOSTO À HEPATITE VIRAL

a. Os profissionais expostos a sangue contaminado com o vírus da hepatite B ou C deve evitar doação de sangue, plasma, órgãos ou sêmen durante o período de acompanhamento.

b. Não é necessário modificar práticas sexuais ou evitar a concepção. c. Se o profissional acidentado for uma mulher em amamentação, o aleitamento não necessita ser

descontinuado. d. As atividades do profissional não precisam ser modificadas.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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PREVENÇÃO DE PNEUMONIA NOSOCOMIAL I. Educação dos profissionais de saúde

A. Educar os profissionais de saúde a respeito da epidemiologia e dos procedimentos para controle das infecções hospitalares.

II. Interrupção da transmissão de microrganismos

A. Esterilização ou desinfecção e manutenção de equipamentos e dispositivos 1. Medidas gerais

a. Limpar completamente os equipamentos e dispositivos que serão esterilizados ou desinfetados.

b. Sempre que possível, utilizar esterilização a vapor (autoclave) para o reprocessamento de equipamentos e dispositivos semicríticos (itens que entram em contato direto ou indireto com as membranas mucosas do trato respiratório inferior) que não sejam sensíveis ao calor.

c. Quando o enxagüe for necessário após a desinfecção química de equipamentos e dispositivos semicríticos reutilizáveis, use água estéril ou pasteurizada ao invés de água destilada não estéril.

2. Ventilador mecânico, circuitos respiratórios, umidificadores, e nebulizadores a. Ventiladores mecânicos

(1) Não realizar esterilização ou desinfecção da maquinaria interna dos ventiladores mecânicos.

b. Circuitos respiratórios com umidificadores (1) Não trocar rotineiramente, com base no tempo de uso, os circuitos do ventilador que se

encontram em uso em um determinado paciente. Trocar estes circuitos quando os mesmos estiverem visivelmente contaminados ou com mal funcionamento mecânico.

(2) Esterilizar ou submeter a desinfecção de alto nível os umidificadores entre o uso por pacientes diferentes.

(3) Drenar e descartar periodicamente qualquer condensado que se coletar nos circuitos, tomando precauções para evitar que o condensado drene para o paciente. Descontaminar as mãos com água e sabão ou outro agente antisséptico após realizar este procedimento ou manipular o fluido.

(4) Não há recomendações sobre a colocação de um filtro na terminação distal da fase expiratória do circuito respiratório para coletar o condensado (item não resolvido).

(5) Não colocar filtros bacterianos entre o umidificador e a fase inspiratória do circuito respiratório.

c. Fluido do umidificador (1) Usar água estéril ou pasteurizada para preencher os umidificadores.

3. Umidificadores de parede a. Entre pacientes diferentes, trocar o circuito, incluindo cateteres nasais ou máscaras faciais,

usadas para fornecer oxigênio canalizado. 4. Nebulizadores de pequeno volume para medicações

a. Entre diferentes usos no mesmo paciente, desinfetar e enxagüar com água estéril ou pasteurizada.

b. Usar fluidos estéreis como diluente na nebulização, colocando-os de forma asséptica no nebulizador.

5. Outros dispositivos usados na terapia respiratória a. Esterilizar ou submeter a desinfecção de alto nível bolsas de ressuscitação (Ambu),

ventilômetros portáteis, oxímetros e outros dispositivos respiratórios usados em múltiplos pacientes.

B. Interrupção da transmissão pessoa-a-pessoa de bactérias

1. Precauções padrão a. Higiene das mãos (1) Descontaminar as mãos com água e sabão ou com outro agente antisséptico após contato

com membranas mucosas, secreções respiratórias ou objetos contaminados com secreções respiratórias, independentemente de usar luvas ou não.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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b. Luvas (1) Usar luvas para manusear secreções respiratórias ou objetos contaminados com secreções

respiratórias de qualquer paciente. (2) Trocar as luvas e descontaminar as mãos, como supracitado, entre contatos com pacientes

diferentes, após manipular secreções respiratórias ou objetos contaminados com as mesmas e entre contatos com uma área corporal contaminada e o trato respiratório ou dispositivos respiratórios do mesmo paciente.

c. Quando a contaminação com secreções respiratórias de um paciente for previsível, usar capote e trocá-lo após ocorrer a contaminação e também antes de atender a outro paciente.

2. Cuidados com pacientes com traqueostomia a. Realizar a traqueostomia com técnica cirúrgica asséptica. b. Ao trocar a cânula de traqueostomia, usar técnica asséptica e substituir a cânula por outra

submetida a esterilização ou desinfeção de alto nível. c. Não há recomendações quanto à aplicação diária de antimicrobianos tópicos na

traqueostomia (item não resolvido). 3. Aspiração de secreções respiratórias

a. Não há recomendações quanto a usar luvas estéreis ou apenas limpas ao realizar a aspiração endotraqueal ou traqueal (item não resolvido).

b. O cateter para aspiração deve ser de uso único e estéril. c. Usar apenas fluidos estéreis para remover secreções do cateter de aspiração caso o cateter

for reinserido no trato respiratório baixo do paciente.

III. Modificando fatores de risco do hospedeiro para infecção A. Medidas para aumentar as defesas do hospedeiro contra a infecção

1. Administração de imunomoduladores a. Vacinar pacientes sob alto risco para infecções pneumocócicas graves com a vacina anti-

pneumocócica. Estes pacientes incluem pessoas com mais de 65 anos, pessoas com doenças cardiovasculares crônicas, doenças pulmonares crônicas, diabetes mellitus, etilistas, doença hepática crônica, fístulas liqüórica, asplenia funcional ou anatômica, pacientes com infecção por HIV, leucemia, linfoma, mieloma múltiplo, neoplasia generalizada, insuficiência renal crônica, síndrome nefrótica, receptores de transplante de órgãos sólidos, pessoas em uso de quimioterapia imunossupressora, corticoesteróides sistêmicos e pessoas em asilos.

B. Precauções para a prevenção de aspiração 1. Remover dispositivos tais como tubos endotraqueais, cânulas de traqueostomia e/ou sondas

oro ou nasogástricas ou jejunais e descontinuar a alimentação por sonda enteral tão logo as indicações clínicas para os mesmos tenham se resolvido.

2. Prevenção de aspiração associada com a intubação endotraqueal a. Tanto quanto possível, a não ser que haja contraindicações médicas, utilizar ventilação

mecânica não invasiva ao invés de realizar a intubação endotraqueal. b. Tanto quanto possível, evitar submeter pacientes que receberam ventilação mecânica

assistida a intubações endotraqueais repetidas. c. Realizar intubação orotraqueal ao invés de nasotraqueal, a não ser que contraindicado

pelas condições do paciente. d. Usar preferencialmente, se possível, tubo endotraqueal com lúmem dorsal acima do cuff

que permita a drenagem por aspiração contínua das secreções traqueais que se acumulam na área subglótica do paciente.

e. Antes de desinsuflar o cuff de um tubo endotraqueal durante a remoção do tubo, certificar-se que as secreções acima do cuff sejam aspiradas.

3. Prevenção de aspiração associada com alimentação enteral a. Se não houver contraindicações médicas, elevar a cabeceira a 30 a 40° em pacientes com

alto risco para pneumonia aspirativa, como, por exemplo, pessoas recebendo ventilação mecânica e/ou com sondas enterais.

b. Verificar rotineiramente o posicionamento da sonda enteral. c. Avaliar rotineiramente a motilidade intestinal do paciente (por exemplo, auscultando o

peristaltismo intestinal e medindo o débito gástrico) e ajustar a velocidade e volume da dieta enteral para evitar regurgitação.

d. Não há recomendações quanto a se administrar preferencialmente dieta enteral de forma contínua ou intermitente (item não resolvido).

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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e. Não há recomendações quanto ao posicionamento preferencial da sonda enteral, como, por exemplo, sondas jejunais distais ao piloro (item não resolvido).

4. Prevenção da colonização gástrica a. Usar sucralfato, bloqueador H2 e/ou antiácidos intercambiavelmente para a profilaxia para a

profilaxia de úlcera de estresse em pacientes sob ventilação mecânica. b. Não há recomendações para o uso de descontaminação do trato digestivo de pacientes

críticos em ventilação mecânica para prevenção de pneumonia gram-negativa ou por Candida sp. (item não resolvido).

c. Nenhuma recomendação quanto à acidificação da dieta enteral (item não resolvido). 5. Prevenção da pneumonia pós-operatória

a. Orientar pré-operatoriamente os pacientes, especialmente aqueles em alto risco de adquirir pneumonia, em relação a inspirações profundas e deambulação precoce, assim que clinicamente indicado no pós-operatório. Pacientes sob alto risco incluem aqueles que se submeterão a cirurgia abdominal, torácica, de cabeça e pescoço ou que apresentam disfunção pulmonar importante, tal como pacientes com DPOC, anormalidades musculoesqueléticas da caixa torácica ou testes de função pulmonar anormal.

b. Usar espirometria de incentivo no pós-operatório em pacientes em alto risco de desenvolver pneumonia.

TÉCNICA DE ASPIRAÇÃO ENDO E NASOTRAQUEAL 1. Lavar as mãos. 2. Calçar as luvas. 3. Introduzir o cateter no tubo endotraqueal sem aspirar. 4. Realizar a aspiração com movimentos leves e circulares, aspirando intermitentemente. 5. Retirar o cateter e limpar a parte externa com gaze seca. 6. Introduzir o cateter no frasco de soro fisiológico e aspirá-lo para que seja lavado internamente. 7. Repetir este procedimento quantas vezes se fizer necessário, evitando traumatizar a mucosa. 8. Aspirar boca e nariz somente no final do procedimento, não retornando o mesmo cateter ao tubo

endotraqueal. 9. Desprezar o cateter e as luvas. 10. Lavar as mãos. 11. Anotar o procedimento realizado, registrando a característica da secreção. 12. A mesma técnica deverá ser seguida para aspiração de traqueostomia. 13. O cateter de aspiração é de uso único. 14. Trocar o frasco de soro fisiológico a cada procedimento. 15. Manter a borracha de aspiração e o Ambu protegidos quando não estiverem sendo usados. 16. Desprezar o conteúdo do frasco de aspiração quando atingir 2/3 do volume total. 17. A borracha do sistema de aspiração e o frasco devem ser trocados e esterilizados em autoclave, após a

alta do paciente. Lavar em água corrente sempre que acumular sujeira.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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PREVENÇÃO DE INFECÇÕES DO TRATO URINÁRIO INTRODUÇÃO

O trato urinário é a topografia mais comum de infecção hospitalar, respondendo por mais de 40% dos casos de infecção hospitalar. A maioria destas infecções (66% a 86%) segue-se à instrumentação do trato urinário, principalmente cateterização urinária. Embora as infecções do trato urinário associadas a cateter não possam ser prevenidas em sua totalidade, um grande número pode ser evitado através dos cuidados adequados com cateter de demora. EPIDEMIOLOGIA

O risco de adquirir uma infecção de trato urinário depende do método e duração da cateterização, a qualidade dos cuidados com o cateter e da suscetibilidade do paciente. As taxas de infecção variam amplamente, de 1% a 5% após uma única cateterização breve, para virtualmente 100% para pacientes com cateteres uretrais de demora com drenagem para sistema aberto com permanência maior que 4 dias. A adoção do sistema fechado de drenagem urinária reduziu notadamente o risco de adquirir uma infecção associada a cateter, mas o risco ainda é significativo.

Geralmente considera-se como benignas as infecções de trato urinário associadas a cateter. Tal infecção em pacientes saudáveis é freqüentemente assintomática e resolve-se espontaneamente com a remoção do cateter. Ocasionalmente, a infecção persiste e conduz a complicações tais como prostatite, epididimite, cistite, pielonefrite e bacteremia por bactéria gram-negativa, particularmente em pacientes de alto risco. Esta última complicação é muito séria, uma vez que é associado com uma mortalidade significante, mas felizmente ocorre em menos que 1% de pacientes cateterizados. Infecções do trato urinário associadas a cateter são causadas por uma variedade de patógenos, inclusive Escherichia coli, Klebsiella, Proteus, Enterococcus, Pseudomonas, Enterobacter, Serratia, e Candida. Muitos destes microorganismos são parte da flora intestinal endógena do paciente, mas eles também podem ser adquiridos através de contaminação secundária a partir de outros pacientes ou dos profissionais de saúde ou por exposição a soluções contaminadas ou equipamento não esterilizados.

Patógenos do trato urinário como Serratia marcescens e Pseudomonas cepacia têm significado epidemiológico especial. Considerando que estes microorganismos não residem comumente na área de gastrointestinal, o isolamento destes microrganismos de pacientes cateterizados sugere aquisição de uma fonte de exógena. MEDIDAS DE CONTROLE

Uma das medidas de controle de infecção do trato urinário mais importantes é restringir o uso de cateteres urinários a pacientes cuidadosamente selecionados, reduzindo, assim, o tamanho da população exposta ao risco.

Geralmente, a cateterização urinária é indicado:

1. Para aliviar obstrução do trato urinário; 2. Para permitir a drenagem da urina em pacientes com disfunção neurogênica da bexiga e retenção

urinária; 3. Para ajudar em cirurgias urológicas ou outras cirurgias em estruturas contíguas; 4. Para obter medidas precisas do débito urinário em pacientes criticamente enfermos.

Evitar a cateterização urinária:

1. Como meio de obter urina para cultura ou outros testes diagnósticos quando o paciente pode urinar espontaneamente;

2. Como substituto para os cuidados de enfermagem no paciente incontinente.

Em populações selecionadas, outros métodos de drenagem urinária existem como possíveis alternativas ao uso do cateter de uretral de demora. A drenagem através de preservativo pode ser útil para pacientes masculinos incontinentes sem obstrução urinária e com um reflexo miccional intacto. Porém, seu uso requer cuidados de enfermagem meticulosos para evitar complicações locais como maceração da pele ou fimose. Além disso, a manipulação freqüente do sistema com preservativo (por exemplo, paciente agitado) tem sido associado com um risco aumentado de infecção do trato urinário. Outra alternativa, a drenagem por punção suprapúbica, é mais usada em serviços urológicos ou de ginecologia. Embora dados preliminares sobre o risco de infecção sejam encorajadores, o benefício do cateter suprapúbico com respeito a controle de infecção não foi provado através de estudos clínicos controlados.

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Para certos tipos de pacientes com disfunção do esvaziamento vesical, como aqueles com lesão medular ou crianças com meningomielocele, uma terceira alternativa, a cateterização intermitente, é comumente empregada. Para pacientes que requerem cateterização uretral de demora, a aderência ao sistema de drenagem urinária contínua fechada estéril é a base de controle de infecção. Para cateterização de curto prazo, esta medida sozinha pode reduzir a taxa de infecção de um inevitável 100% quando drenagem aberta é empregada para menos de 25%. Todas as outras intervenções podem ser vistas como medidas auxiliares.

RECOMENDAÇÕES PARA A PROFILAXIA DAS INFECÇÕES URINÁRIAS RELACIONADAS A CATETER 1. Pessoal

a. Só profissionais de saúde que dominam a técnica correta de inserção asséptica e de manutenção do cateter urinário devem manipular estes cateteres.

b. Os profissionais de saúde devem receber treinamento periódico sobre as técnicas corretas e potenciais complicações da cateterização urinária.

2. Uso do cateter a. Só inserir cateteres urinários quando necessário e mantê-los apenas o tempo estritamente

necessário. Os mesmos não devem ser usados somente para a conveniência dos profissionais que prestam cuidado ao paciente.

b. Para pacientes selecionados, outros métodos de drenagem urinária como drenagem através de preservativo, cateterização suprapúbica e cateterização uretral intermitente podem ser alternativas úteis à cateterização uretral de demora.

3. Lavagem das mãos A lavagem das mãos deve ser feita imediatamente antes e após qualquer manipulação do local de inserção do cateter ou do sistema de drenagem.

4. Inserção de cateter a. Inserir os cateteres usando técnica asséptica e equipamento estéril.

b. Luvas, gazes, uma solução anti-séptica para a limpeza periuretral adequada e um frasco de uso único de lubrificante devem ser usados para a inserção.

c. Deve ser usado um cateter do menor diâmetro possível, que seja compatível com uma boa drenagem, para minimizar trauma uretral.

d. Fixar adequadamente os cateteres de demora após a inserção para prevenir movimentação e tração uretral.

5. Drenagem estéril fechada a. Usar sempre sistema de drenagem contínua fechada estéril

b. Nunca desconectar o cateter do sistema de drenagem, exceto nas situações de irrigação contínua abaixo descritas.

c. Se acontecerem falhas na técnica asséptica, desconexão ou vazamento, o sistema coletor deve ser trocado usando técnica asséptica após desinfecção da junção cateter-sistema de drenagem.

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6. Irrigação a. Evitar irrigação a menos que obstrução já seja prevista (por exemplo, como pode ocorrer devido ao

sangramento após cirurgia prostática ou vesical). Nestes casos, a irrigação contínua fechada deve ser usada. Para aliviar obstrução devido a coágulos, muco, ou outras causas, pode ser usado um método intermitente de irrigação. Irrigação contínua da bexiga com antimicrobianos não se mostrou útil e não deve ser executada como uma medida de prevenção de infecção rotineira.

b. A junção cateter-sistema de drenagem deve ser desinfetada antes de desconexão.

c. Uma seringa de grande volume e uma solução irrigante estéreis devem ser usados e posteriormente descartados. A pessoa que executa a irrigação deve usar técnica asséptica.

d. Se o cateter obstruir e só poder ser mantido pérvio através de irrigação freqüente, o cateter deve ser mudado caso seja provável que o próprio cateter está contribuindo para a obstrução.

7. Coleta de urina a. Para coleta de volumes pequenos de urina para exame, a terminação distal do cateter deve ser

limpa com detergente líquido neutro e, posteriormente, realizada desinfecção para, então, aspirar a urina com uma seringa e agulha estéreis.

b. Para obter volumes maiores de urina para análises especiais devem ser colhidos assepticamente da bolsa de drenagem.

8. Fluxo urinário a. Deve-se manter um fluxo urinário desobstruído (ocasionalmente, é necessário obstruir o cateter

temporariamente para coleção de espécime ou outros propósitos médicos).

b. Para se manter livre fluxo da urina:

i. Evitar dobras do cateter e do circuito coletor;

ii. a bolsa de drenagem deve ser esvaziada regularmente usando um separado para cada paciente (a bolsa de drenagem e o recipiente coletor não-estéril nunca devem entrar em contato);

iii. cateteres funcionando mal ou obstruídos devem ser irrigados ou, se necessário, substituídos;

iv. as bolsas coletoras devem sempre ser mantidas abaixo do nível da bexiga. 9. Cuidados com o meato uretral

A antissepsia diária com solução de PVPI ou a limpeza com sabão e água não reduziram a infecção do trato urinário associada ao cateter em dois recentes estudos. Assim, atualmente, o cuidado meatal diário com qualquer um destes dois esquemas não pode ser endossado.

10. Intervalo de troca de cateter Os cateteres de demora não devem ser mudados a intervalos fixos arbitrários.

12. Monitoramento bacteriológico da urina O valor do monitoramento bacteriológico regular de pacientes cateterizados como uma medida de controle de infecção não foi estabelecido e não é recomendado.

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TÉCNICA PARA SONDAGEM VESICAL DE DEMORA Preparar todo o material. Lavar as mãos e secar com papel toalha. Posicionar o paciente e descobrir apenas a região genital do mesmo. Colocar adequadamente a comadre (no caso de paciente do sexo feminino). Abrir a bandeja de cateterismo com técnica asséptica. Calçar as luvas de procedimento. Lavar a região perivaginal com água e sabão ou PVP-I degermante com movimentos contínuos de cima

para baixo. Em pacientes do sexo masculino, segurar o corpo do pênis, retirar o prepúcio delicadamente e fazer a

limpeza com movimentos circulares em toda a glande. Enxagüar com soro fisiológico ou água destilada. Retirar as luvas e friccionar álcool glicerinado nas mãos. Calçar luvas estéreis. Colocar o campo estéril sobre a região genital do paciente. Fazer assepsia do meato uretral com PVP-I tópico: na direção da uretra para ânus em pacientes do

sexo feminino; e em movimentos circulares para pacientes do sexo masculino. Lubrificar a sonda com vaselina ou glicerina estéril. Segurar a sonda firmemente e introduzi-la na uretra até o retorno da urina. Em pacientes do sexo masculino, segurar o corpo do pênis, elevando-o a um ângulo de

aproximadamente 65º, com o prepúcio já retraído, e introduzir a sonda até o retorno da urina. Insuflar o balonete com 15 ml de água destilada, usando seringa estéril. Fixar a sonda e na parte interna-superior da coxa do paciente com esparadrapo. Conectar a bolsa coletora na parte distal da sonda, tomando cuidado para não contaminá-las. Fixar a bolsa coletora abaixo do nível da bexiga e acima do chão. Retirar todo o material utilizado. Retirar as luvas, lavar as mãos e anotar no prontuário.

TÉCNICA PARA A SONDAGEM VESICAL DE ALÍVIO Preparar todo o material. Lavar as mãos e secar com papel toalha. Posicionar o paciente e descobrir apenas a região genital do mesmo. Colocar adequadamente a comadre (no caso de paciente do sexo feminino). Abrir a bandeja de cateterismo com técnica asséptica. Calçar as luvas de procedimento. Lavar a região perivaginal com água e sabão ou PVP-I degermante com movimentos contínuos de cima

para baixo. Em pacientes do sexo masculino, segurar o corpo do pênis, retirar o prepúcio delicadamente e fazer a

limpeza com movimentos circulares em toda a glande. Enxagüar com soro fisiológico ou água destilada. Retirar as luvas e friccionar álcool glicerinado nas mãos. Calçar luvas estéreis. Colocar o campo estéril sobre a região genital do paciente. Fazer assepsia do meato uretral com PVP-I tópico: na direção da uretra para ânus em pacientes do

sexo feminino; e em movimentos circulares para pacientes do sexo masculino. Lubrificar a sonda com vaselina ou glicerina estéril. Segurar a sonda firmemente e introduzi-la na uretra até o retorno da urina. Em pacientes do sexo masculino, segurar o corpo do pênis, elevando-o a um ângulo de

aproximadamente 65º, com o prepúcio já retraído, e introduzir a sonda até o retorno da urina. Esperar a drenagem completa. Retirar cuidadosamente a sonda. Recolher todo o material. Medir o volume drenado. Retirar as luvas. Lavar as mãos, friccionar álcool glicerinado e anotar no prontuário.

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• •

PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DA FERIDA CIRÚRGICA INTRODUÇÃO

A infecção da ferida cirúrgica (IFC), está entre as 3 infecções hospitalares mais freqüentes. Ela é uma das principais causas de morbidade e. menos freqüentemente, de mortalidade do paciente cirúrgico .

A IFC, em média, duplica o tempo e aumenta os custos da hospitalização em 2 a 4 vezes. A incidência de IFC varia entre cirurgiões, hospitais, procedimentos cirúrgicos e entre pacientes. A

interação de diversas variáveis é que irá determinar sua ocorrência. Com o objetivo de reduzir as taxas de IFC, um número crescente de condutas têm sido adotadas, tanto

na sala operatória como no período peri-operatório. EPIDEMIOLOGIA

Quase todas as IFC são adquiridas durante o ato operatório. Assim, a epidemiologia da IFC está intimamente associada a eventos que ocorrem na sala cirúrgica. A maioria dos microrganismos que chegam à incisão são levados pela equipe cirúrgica ou provém de alguma área do corpo do próprio paciente.

Fontes ou reservatórios de microrganismos causadores de infecção de ferida cirúrgica

A maioria das infecções de ferida cirúrgica é causada por microrganismos endógenos da flora normal da pele e varias superfícies mucosas do próprio paciente. As mãos, pele e pêlos, além do trato respiratório superior da equipe cirúrgica também são um reservatório potencial de microrganismos causadores de infecção da ferida operatória. Escamas de pele e fios de cabelos desprendem-se continuamente de nosso corpo e podem carrear microrganismos para o sítio cirúrgico. A fala, tosse e espirro podem levar microrganismos do trato respiratório até a ferida cirúrgica (especialmente Staphylococcus aureus, o agente principal destas infecções). Instrumental cirúrgico mal esterilizado é uma fonte grosseira de transmissão de infecção. O meio ambiente da sala de cirurgia muito raramente pode ser responsabilizado como reservatórios de microrganismos causadores de infecção cirúrgica.

Fatores de Risco para Infecção de Ferida Cirúrgica Associados ao Hospedeiro

Idade, obesidade mórbida, tabagismo, doenças graves subjacentes, escore ASA (maior pontuação = maior risco), carreamento nasal de Staphylococcus aureus, infecção em sítio remoto, duração da hospitalização pré-operatória (maior permanência = maior risco), má-nutrição, diabetes mellitus, doença maligna, uso de imunossupressores, tamanho das mamas em cirurgias desta região.

PREVENÇÃO Preparo do Paciente Cirúrgico: Medidas Pré-Hospitalares O quê Quem Quando Onde Como Por que

Menor duração possível da hospitalização pré-operatória

O médico Antes de internar No ambulatório

Compensar o paciente e tratar todas as condições que possam ser fatores de risco

Relação direta entre a duração da internação pré-operatória e a taxa de infecção de ferida cirúrgica

Tratar infecção de sítio remoto O médico

Antes da cirurgia e de preferência antes de internar

No ambulatório

Relação direta entre a presença de infecção remota e a taxa de infecção de ferida cirúrgica

Controle de fatores de risco associados

O médico Antes da cirurgia e de preferência antes de internar

No ambulatório

Compensar situações como diabetes, obesidade mórbida e desnutrição; limitar uso de corticóides, etc.

Relação direta entre a presença destes fatores de risco e a taxa de infecção de ferida cirúrgica

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Preparo do Paciente Cirúrgico: Medidas Pré-Operatórias O quê Quem Quando Onde Como Por que Tricotomia Auxiliar de

enfermagem Imediatamente antes da cirurgia e se for absolutamente necessário

Na S. O. Tonsurador elétrico (de preferência) ou raspagem com aparelho adequado com lâmina estéril imediatamente antes da cirurgia

A tricotomia com lâmina(principalmente mais de 2 horas antes da cirurgia) tem relação direta com a taxa de infecção de ferida cirúrgica, provavelmente pela liberação da flora residente nas camadas profundas da pele pelo traumatismo da tricotomia

Antissepsia da pele no local da cirurgia

O cirurgião Imediatamente antes da cirurgia

Na S. O. Aplicar PVP-I degermante no local onde se fará a incisão com fricção por 10 minutos, remover com SF e em seguida aplicar PVP-I alcoólico e deixar secar. Em mucosas, usar PVP-I aquoso (tópico). Em RN e pacientes alérgicos ao iodo, usar clorexidina e tintura de clorexidina, respectivamente.

Redução do reservatório de microrganismos da pele ao nível mais baixo possível e manutenção de efeito residual prolongado

Colocação de campos cirúrgicos

O cirurgião Após antissepsia

Na S. O. Cobrir o corpo do paciente, exceto a região da cirurgia e as regiões necessárias para anestesia e controle do paciente

Evitar que microrganismos de fora da área operatória atinjam a ferida cirúrgica

Antibioticoprofilaxia cirúrgica

O anestesista Geralmente na indução anestésica

Na S. O. Esquema próprio O papel antibioticoprofilaxia é colaborar com as defesas humorais e celulares, diminuindo o número de patógenos nos tecidos a um nível manejável pelo sistema imune

Preparo do Paciente Cirúrgico: Medidas Intra-Operatórias O quê Quem Quando Onde Como Por que Boa técnica operatória

O cirurgião Durante a cirurgia Na S. O. • Hemostasia efetiva

• Manutenção de suprimento sangüíneo adequado

• Remoção de todo tecido desvitalizado

• Obliteração de espaço morto

• Material de sutura fino e não-absorvível

• Fechamento da ferida sem tensão

São princípios básicos da prática cirúrgica

Menor duração possível da cirurgia, compatível com a segurança do paciente

O cirurgião Na S. O. Utilizando com habilidade a técnica mais adequada para o caso

Relação direta entre o tempo de cirurgia e a taxa de infecção de ferida cirúrgica

Eletrocautério O cirurgião Durante a cirurgia Na S. O. Utilizar somente quando estritamente necessário

Uso de eletrocautério pode associar-se a aumento da taxa de infecção de ferida cirúrgica

Órteses e próteses O cirurgião Durante a cirurgia Na S. O. Utilizar somente quando estritamente necessário

Material estranho possibilita melhor crescimento de bactérias

Drenos O cirurgião Durante a cirurgia Na S. O. Drenar de acordo com os princípios aceitos na literatura

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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Preparo da Equipe Cirúrgica O quê Quem Quando Onde Como Por que Lavagem de mãos e colocação de luvas estéreis

Equipe cirúrgica Antes de vestir o capote

No bloco cirúrgico (pia de degermação)

Ver abaixo da tabela Redução do reservatório de microrganismos das mãos ao nível mais baixo possível e manutenção de efeito residual

Colocação de máscara

Todos que entrarem no bloco cirúrgico*

Durante o tempo de permanência no bloco cirúrgico*

No bloco cirúrgico*

Colocar máscara cobrindo boca e nariz

Reduz a eliminação de microrganismo do trato respiratório para o campo cirúrgico. Protege a equipe cirúrgica da contaminação das mucosas com sangue

Redução da conversação

Equipe cirúrgica Durante a cirurgia

Na S. O. Conversar só o essencial Com a conversação, a contaminação da ferida cirúrgica pode aumentar

Colocação de capote

Equipe cirúrgica Após a lavagem das mãos, antes da colocação de luvas estéreis

Na S. O. Proteção da equipe cirúrgica da contaminação com sangue. Cria barreira física entre o campo cirúrgico e fontes potenciais de bactérias

Colocação de gorro/capuz

Todos que entrarem no bloco cirúrgico*

Durante o tempo de permanência no bloco cirúrgico*

No bloco cirúrgico*

Cobrir todo o cabelo. Membro da equipe cirúrgica com barba deverá usar capuz para, juntamente com a máscara, cobri-la totalmente

Prevenir queda de cabelo e escamas de pele dentro da ferida cirúrgica

Colocação de propé

Equipe cirúrgica Antes de fazer antissepsia das mãos

Na S. O. Proteger os calçados da equipe cirúrgica de contaminação com sangue (não previne contra infecção de sítio cirúrgico)

Promover um mínimo de aglomeração de pessoas e movimentação na S. O.

Todos que entrarem no bloco cirúrgico

Durante a cirurgia

Na S. O. Na S. O. deve ficar o mínimo de pessoas necessário para a cirurgia. As portas devem ser mantidas fechadas. Todo o material necessário deve estar na S. O. antes do início da cirurgia

Promover a mínima movimentação possível de ar

Curativos Auxiliares de enfermagem

Após a cirurgia Na S. O. A incisão cirúrgica deve permanecer com curativo oclusivo por 24 horas. Após este período pode ficar aberta, sem curativos. Caso exista drenagem de secreções ou sangramento, deverá ser trocado sempre que necessário, com o cuidado de sempre se realizar a técnica asséptica

Após a oclusão da ferida com o coágulo de fibrina (24 a 48 horas), a incidência de infecções da ferida cirúrgica é menor nas feridas sem curativos do que naquelas em que o curativo é mantido

* O Guideline for prevention of surgical site infection, CDC, 1999, só exige seu uso enquanto na S.O., durante o ato cirúrgico ou quando o instrumental estéril já estiver exposto. Técnica de escovação cirúrgica das mãos e antebraços: • Deixe as mãos mais elevadas que os cotovelos durante todo o procedimento. Retire todos os anéis e

pulseiras antes de iniciar a lavagem de mãos. • Abra a torneira sem usar as mãos e enxágüe mãos e antebraços • Espalhe o PVP-I degermante nas mãos e antebraços • Com escova estéril, escove as unhas, dedos, mãos e antebraços, nesta ordem, sem retorno, por 5

minutos • Detenha-se, particularmente, nos sulcos, pregas e espaços interdigitais, articulações e extremidades dos

dedos • Enxagüar com os cotovelos no ponto mais baixo • Enxugar em toalha ou compressa estéril • Aplique o PVP-I alcoólico e deixe secar antes de calçar as luvas (forma uma luva química bacteriostática

sobre a pele das mãos). Alérgicos ao PVP-I podem usar clorexidina (degermante e tintura)

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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ANTIBIOTICOPROFILAXIA EM CIRURGIA Os antibióticos profiláticos estão claramente indicados aos pacientes submetidos a cirurgias limpas com

implante de um corpo estranho e na maioria dos procedimentos potencialmente contaminados. O uso de antibióticos nos pacientes submetidos a cirurgia contaminada ou infectada deve ser

considerado terapêutico e adequado às bactérias causadoras da infecção estabelecida. O papel da antibioticoprofilaxia é colaborar com as defesas humorais e celulares, diminuindo o número

de patógenos nos tecidos a um nível manejável pelo sistema imune. Os antibióticos profiláticos parenterais devem ser administrados 30 minutos antes da incisão

cirúrgica(indução anestésica); este procedimento resulta em níveis terapêuticos da droga na ferida operatória e tecidos adjacentes durante a cirurgia.

A profilaxia em dose única é preferível, a menos que a duração da cirurgia seja maior que 3 horas; neste caso deve-se administrar uma dose intraoperatória adicional após 3 horas de cirurgia(repique).

Extensas pesquisas demonstram que prolongar a antibioticoprofilaxia por mais de 24 horas não leva a reduções extras da taxa de infecção de ferida operatória, aumenta o custo e está associado a um maior número de complicações para o paciente

Cefalotina e cefazolina são utilizadas na maioria dos esquemas profiláticos, porém a cefazolina é preferível por causa de sua meia-vida mais longa e níveis teciduais maiores.

CLASSIFICAÇÃO DAS CIRURGIAS SEGUNDO O POTENCIAL DE CONTAMINAÇÃO De acordo com os riscos de contaminação, as cirurgias são classificadas em: limpas, potencialmente contaminadas, contaminadas e infectadas. 1 - Cirurgias Limpas São realizadas em tecidos estéreis ou passíveis de descontaminação, na ausência de processo infeccioso local. Consideram-se limpas as cirurgias realizadas na epiderme, tecido celular subcutâneo, sistemas músculoesquelético, nervoso e cardiovascular. 2 - Cirurgias Potencialmente Contaminadas São as realizadas em tecidos colonizados por flora microbiana pouco numerosa, em tecidos cavitários com comunicação com o meio externo, ou de difícil descontaminação, na ausência de processo infeccioso local. Consideram-se potencialmente contaminadas as cirurgias realizadas nos tratos gastrintestinal (exceto cólon), respiratório superior e inferior, genitourinário, cirurgias oculares e de vias biliares. 3 - Cirurgias Contaminadas São as realizadas em tecidos colonizados por flora microbiana abundante, de difícil descontaminação, na ausência de processos infeccioso local. Consideram-se contaminadas as cirurgias realizadas no cólon, reto e ânus; em tecido com lesões cruentas e cirurgias de traumatismo crânio encefálicos abertos. 4 - Cirurgias Infectadas São as realizadas em qualquer tecido, na presença de processo infeccioso local ou após trauma penetrante com mais de 4 horas. Incidência Esperada de infecção em ferida Cirúrgica Segundo o Potencial de Contaminação. Limpas: 1 a 5% Potencialmente Contaminadas: 3 a 11% Contaminadas: 10 a 17% Infectadas: > 27%

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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Esquemas de Antibioticoprofilaxia Cirúrgica Procedimento Indicações e observações Primeira escolha Alternativa Cirurgia Geral

Esofágica cefazolina clindamicina + gentamicina

Gastroduodenal

Neoplasia, obstrução, úlcera gástrica, hemorragia, alteração da motilidade, gastrostomia percutânea

cefazolina clindamicina + gentamicina

Trato biliar e pâncreas

Idade > 70 anos, colecistite aguda, icterícia obstrutiva, coledocolitíase, cirurgia de urgência, cirurgia endoscópica

cefazolina clindamicina + gentamicina

Apendicectomia Manter por 3 a 5 dias em caso de perfuração ou gangrena

metronidazol + gentamicina

gentamicina + cloranfenicol ou clindamicina

Colorretal Usar por mais 24 horas; associar à limpeza mecânica do cólon

metronidazol + gentamicina

gentamicina + cloranfenicol ou clindamicina

Trauma abdominal penetrante

Em caso de perfuração de víscera oca, usar por 3 a 5 dias

metronidazol + gentamicina

gentamicina + cloranfenicol ou clindamicina

Neurocirurgia Derivação ventriculoperitoneal Usar por mais 24 horas sulfametoxazol +

trimetoprim vancomicina

Craniotomia Reexploração, microcirurgia cefazolina vancomicina Cirurgia transesfenoidal ou translabirintica cefazolina clindamicina

Laminectomia Com fusão espinhal cefazolina vancomicina Cirurgia Ortopédica Colocação de prótese ou material de osteossíntese Usar por mais 24 horas cefazolina clindamicina

Artroplastia de quadril Usar por mais 24 horas cefazolina clindamicina

Fratura exposta Até 6 horas: mais 24 horas Mais de 6 horas: terapêutico cefazolina clindamicina +

gentamicina Cirurgia Cardíaca Implante de prótese valvar Usar por mais 24 horas cefazolina vancomicina Revascularização do miocárdio Usar por mais 24 horas cefazolina vancomicina

Inserção de MP cefazolina vancomicina

Cirurgia de Cabeça e Pescoço

Cirurgia de grande porte com abordagem pela mucosa oral ou faríngea

cefazolina clindamicina + gentamicina

Cirurgia Oftalmológica Somente com colocação de lente intraocular gentamicina (tópica)

Cirurgia Torácica Pneumectomia ou lobectomia Usar por mais 24 horas cefazolina clindamicina

Mediastino e mediastinoscopia Usar por mais 24 horas cefazolina clindamicina

Cirurgia vascular Aorta abdominal, extremidades inferiores, amputação, prótese vascular

cefazolina vancomicina

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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Esquemas de Antibioticoprofilaxia Cirúrgica (continuação) Cirurgia Urológica Prostatectomia abdominal, nefrectomia, litotomia, nefrostomia com molde uretral, derivação urinária, prótese peniana

cefazolina norfloxacina

Transplante renal Usar por mais 24 horas cefazolina gentamicina Ginecologia Histerectomia abdominal ou vaginal cefazolina vancomicina

Vulvectomia, fístulas ginecológicas, colpectomia, prolapso de cúpula vaginal, neovagina

Nas cirurgias de fístulas retovaginais, colpectomias e neovagina é necessário a limpeza mecânica prévia do cólon

cefazolina + metronidazol

vancomicina + metronidazol

Mastectomia

Não indicada nas quadrantectomias, agulhamentos, cirurgia para ginecomastia e exérese de nódulo mamário

cefazolina vancomicina

Obstetrícia

Aborto 1° trimestre Com histórico de DIP, gonorréia ou múltiplos parceiros

penicilina cristalina clindamicina + gentamicina

Aborto 2° trimestre cefazolina clindamicina + gentamicina

Cesárea

Cirurgia de emergência, cirurgia em gestantes de alto risco, rotura de membranas por mais de 6 horas e trabalho de parto prolongado (mais de 12 horas)

cefazolina vancomicina

As cirurgias que não estão acima relacionadas não necessitam de antibioticoprofilaxia.

Doses para antibioticoprofilaxia Antibiótico Dose adulto Dose pediátrica cefazolina 1 g 50 mg clindamicina 600 mg 7,5 mg/kg cloranfenicol 1 g 50 mg/kg gentamicina 80 mg 1,5 mg/kg metronidazol 1 g 7,5 mg/kg norfloxacina 800 mg (via oral) não indicado penicilina cristalina 2 milhões de unidades ⎯ sulfametoxazol + trimetoprim 800 mg/160mg 5 mg/kg (trimetoprim) vancomicina 1 g 15 mg/kg

As doses acima descritas referem-se a uma dose única endovenosa do antibiótico administrada durante a indução anestésica. Doses adicionais serão empregadas apenas quando assim indicado.

Nas cesáreas, o antibiótico é administrado após o clampeamento do cordão. Para paciente com peso ≥ 80 kg, a dose da cefazolina deve ser de 2g. Em caso de perda maciça de sangue ou quando a duração do procedimento se prolongue por mais de 3 horas,

doses adicionais de cefazolina devem ser administradas no intraoperatório. Mesmo em situações de contaminações acidentais, o prolongamento da profilaxia não está associado a um melhor

resultado clínico.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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PREVENÇÃO DAS INFECÇÕES ASSOCIADAS A CATETERES INTRAVASCULARES

DEFINIÇÕES PARA INFECÇÃO ASSOCIADA AO CATETER Colonização localizada do cateter:

Crescimento maior ou igual a 15 UFC (cultura semiquantitativa) ou maior que 1000 UFC (cultura quantitativa) do segmento distal do cateter, na ausência de sintomas clínicos.

Infecção do sítio de saída:

Eritema ou edema dentre 2 cm a partir do sítio de saída do cateter, na ausência de infecção da corrente sangüínea ou purulência concomitantes.

Infecção clínica do sítio de saída (ou infecção do túnel):

Dor, eritema ou edema local maior que 2 cm a partir do sítio do cateter, ao longo do trajeto subcutâneo de um cateter tunelizado, na ausência de infecção da corrente sangüínea.

Infecção da corrente sangüínea relacionada ao cateter:

Isolamento do mesmo microrganismo (ou seja, espécie e antibiograma idênticos) de uma cultura semiquantitativa (maior ou igual a 15 UFC) ou quantitativa (maior que 1000 UFC) de um segmento de cateter e do sangue (preferivelmente obtido de uma veia periférica) de um paciente com sintomas clínicos de infecção da corrente sangüínea (febre, calafrios e/ou hipotensão) e nenhuma outra fonte aparente de infecção.

RECOMENDAÇÕES GERAIS PARA A REDUÇÃO DAS COMPLICAÇÕES INFECCIOSAS ASSOCIADAS AO USO DE CATETERES INTRAVASCULARES I. Educação dos profissionais de saúde: educar os profissionais de saúde em relação às indicações

para o uso dos cateteres intravasculares, sobre os procedimentos para sua inserção e manutenção adequadas e sobre as medidas apropriadas para o controle de infecções relacionadas a este tipo de dispositivo.

II. Vigilância para infecções relacionadas ao cateter: A. Monitorar rotineiramente a região do cateter por visualização direta ou por palpação através do

curativo intacto, dependendo individualmente da situação de cada paciente. Se o paciente apresentar dor no local de inserção, febre sem fonte óbvia ou outras manifestações sugerindo infecção local ou da corrente sangüínea, o curativo deve ser removido para permitir uma avaliação completa do local.

B. Anotar a data e hora da inserção e remoção do cateter e de trocas do curativo de uma forma padronizada.

C. Não são recomendadas culturas de rotina da ponta de cateteres. III. Higienização das mãos:

A. Lavar as mãos antes e após palpar sítios de inserção de cateteres, assim como antes e depois de inserir, substituir ou aplicar um curativo em qualquer dispositivo intravascular.

B. O uso de luvas não desobriga da lavagem das mãos. IV. Técnica asséptica durante a inserção e cuidados com o cateter:

A. Manter técnica asséptica para a inserção e cuidados com o cateter intravascular. B. Usar luvas durante a inserção do cateter. Para a inserção de cateteres arteriais ou centrais, as luvas

devem ser estéreis. C. Use luvas limpas durante as trocas de curativo. D. Não utilizar a dissecção venosa ou arterial como método preferencial para inserção de cateteres

intravasculares.

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V. Cuidados locais com o cateter: A. Realizar antissepsia local da pele com um antisséptico apropriado, incluindo álcool 70%, PVP-I ou

clorexidina a 2%, antes de inserção do cateter e nas trocas de curativo. B. Não há atualmente recomendações pertinentes ao uso de clorexidina em crianças menores de 2

meses (item não resolvido). C. Deixar o antisséptico permanecer no local de inserção e secar naturalmente antes da inserção do

cateter. O PVP-I deve permanecer em contato com a pele por no mínimo 2 minutos antes da inserção.

VI. Curativos: A. Usar gaze estéril ou curativo transparente semi-permeável para cobrir o local do cateter. B. Caso o pacientes estiver diaforético ou se houver sangramento local ou secreção, um curativo com

gazes é preferível. C. Substituir o curativo quando o mesmo estiver úmido, frouxo ou visivelmente contaminado. D. Trocar o curativo no mínimo semanalmente para pacientes adultos e adolescentes, dependendo das

circunstâncias individuais de cada paciente E. Não use antibióticos tópicos no sítio de inserção (exceto em cateter de diálise) devido ao potencial de

promover infecções fúngicas e resistência antimicrobiana. F. Não submergir o cateter sob água. Ao banhar o paciente, tomar precauções para reduzir a

possibilidade de introduzir microrganismos no cateter (exemplo: proteger o cateter e o dispositivo de conexão com uma cobertura impermeável durante o banho).

VII. Seleção e substituição de dispositivos intravasculares: A. Selecionar o cateter, a técnica de inserção e o local de inserção que apresente o menor potencial

para complicações (infecciosas e não infecciosas) para o tipo e duração antecipados de terapia endovenosa. 1. Cateter venoso periférico: em adultos, puncionar veia de membros superiores para a inserção do

cateter; em pacientes pediátricos, a mão, o dorso do pé ou o couro cabeludo pode ser usado como locais para inserção do cateter.

2. Cateter venoso central: utilizar preferencialmente a veia subclávia em relação às veias jugular interna ou femoral, em pacientes adultos, para minimizar o risco de infecção; as veias jugular interna ou femoral são preferidas à veia subclávia para cateteres usados para hemodiálise com o objetivo de evitar a estenose venosa.

B. Remover qualquer cateter intravascular tão logo seu uso não seja mais essencial. C. Não substituir rotineiramente cateteres venosos centrais ou arteriais apenas devido ao propósito de

reduzir a incidência de infecções. D. Trocar cateteres venosos periféricos no mínimo cada 72 a 96 horas em adultos para prevenção de

flebites. Manter cateteres venosos periféricos em crianças até o fim da terapia endovenosa, a não ser que ocorram complicações como, por exemplo, flebite ou infiltração.

E. Quando a aderência à técnica asséptica não puder ser garantida (exemplo: quando um cateter é inserido durante uma emergência), trocar todos os cateteres assim que possível e com não mais de 48 horas.

F. Usar o julgamento clínico para determinar quando trocar um cateter que pode ser uma fonte de infecção (exemplo: não trocar de rotina cateter em pacientes cuja única indicação de infecção é a febre). Não trocar rotineiramente cateteres venosos em pacientes que estão bacteriêmicos ou fungêmicos, se for improvável que o cateter é a fonte de infecção.

G. Substituir qualquer cateter venoso central de curta duração se for observado purulência no sítio de inserção, o que indica infecção.

H. Trocar todo cateter venoso central se o paciente estiver hemodinamicamente instável e suspeitar-se de infecção da corrente sangüínea relacionada ao cateter.

I. Não utilizar a técnica do fio-guia para substituir cateteres em pacientes suspeitos de ter infecção relacionada ao cateter.

VIII. Substituição dos circuitos de administração e de fluidos parenterais: A. Circuitos

1. Substituir os circuitos, incluindo “torneirinhas”, não mais freqüentemente que a intervalos de 72 horas, exceto quando for diagnosticada infecção associada ao cateter.

2. Substituir o circuito para administração de sangue, hemoderivados ou emulsões lipídicas (tanto as misturas 3 em 1 combinadas com aminoácidos e glicose como as emulsões lipídicas puras) dentro de 24 horas após iniciar a infusão.

3. Se a solução contiver apenas glicose e aminoácidos, o sistema não deve ser trocado com freqüência maior que a cada 72 horas.

4. Substituir o circuito utilizado para administrar infusões de propofol a cada 6 a 12 horas, dependendo das recomendações do fabricante.

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B. Fluidos parenterais 1. Completar as Infusões de soluções lipídicas (exemplo: soluções 3 em 1) dentro de 24 horas

após o início da infusão. 2. Completar emulsões lipídicas puras dentro de 12 horas após início da infusão. Se devido a

considerações de volume a infusão necessitar de mais tempo, a infusão deve completar-se dentro de 24 horas.

3. Completar a infusão de sangue e hemoderivados dentro de 4 horas após início da infusão. 4. Não há recomendações quanto ao tempo de infusão de outros fluidos parenterais (item não

resolvido). RECOMENDAÇÕES ADICIONAIS PARA A REDUÇÃO DAS COMPLICAÇÕES INFECCIOSAS ASSOCIADAS AO USO DE CATETERES VENOSOS CENTRAIS I. Princípios gerais:

A. Usar um cateter venoso central com o menor número de lúmens essenciais às necessidades do paciente.

B. Usar técnica asséptica incluindo o uso de gorro, máscara, capote estéril, luvas estéreis e campos estéreis para a inserção de cateteres venosos centrais.

C. Não remover um cateter venoso central apenas com base na presença de febre. Usar o julgamento clínico para avaliar a adequação da remoção do cateter se houver evidência de infecção em outro local ou se uma causa não infecciosa para a febre for suspeitada.

D. Designar um dos lúmens exclusivamente para alimentação parenteral se um cateter multilúmen for usado.

II. Substituição do cateter usando fio-guia: A. Não usar trocas com fio-guia rotineiramente como forma de prevenir infecções. B. Usar a troca com fio-guia para substituir um cateter com mal funcionamento apenas se não houver

evidência de infecção. C. Usar um novo par de luvas estéreis antes de manusear o novo cateter quando executar uma

substituição de cateter com fio-guia. D. Na suspeita de uma infecção relacionada ao cateter, o acesso venoso pode ser preservado

removendo o cateter através de um fio-guia e inserindo-se um novo cateter através do mesmo fio-guia. Se os resultados das culturas semiquantitativas ou quantitativas do segmento de cateter forem negativos, o cateter inserido através do fio-guia pode ser mantido. Se o cateter removido apresentar resultado de cultura sugestivo de colonização ou infecção, a inserção de um novo cateter em um outro local é indicada.

III. Cuidados com o cateter: A. Trocar o curativo quando o mesmo estiver úmido, frouxo ou contaminado ou quando a inspeção do

local for necessária. B. Trocar o curativo de um cateter venoso central a cada 2 dias para curativos com gazes e no mínimo

cada 7 dias para curativos transparentes, exceto em pacientes pediátricos, nos quais o risco de deslocar o cateter se sobrepõe ao benefício da troca do curativo.

RECOMENDAÇÕES ADICIONAIS PARA A REDUÇÃO DAS COMPLICAÇÕES INFECCIOSAS ASSOCIADAS AO USO DE CATETERES ARTERIAIS PERIFÉRICOS I. Troca do cateter d do sistema de monitorização da pressão:

A. Não trocar de forma rotineira os cateteres arteriais periféricos apenas como forma de prevenir infecções associadas ao cateter.

B. Trocar os transdutores em intervalos de 72 horas, conjuntamente com os outros componentes do sistema (circuitos, dispositivo de irrigação contínua, solução de irrigação).

C. Minimizar o número de manipulações no sistema de monitorização. Usar preferencialmente um sistema de irrigação fechado ao invés de um sistema aberto (que requer seringas e torneiras).

II. Substituição do cateter usando fio-guia: A. Não usar trocas com fio-guia rotineiramente como forma de prevenir infecções. B. Usar a troca com fio-guia para substituir um cateter com mal funcionamento apenas se não houver

evidência de infecção.

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RESUMO DAS RECOMENDAÇÕES SOBRE A FREQÜÊNCIA DA TROCA DE CATETERES, CURATIVOS, CIRCUITOS E FLUIDOS

TIPO DE CATETER TROCA DO CATETER

TROCA DO CURATIVO

TROCA DO CIRCUITO

TEMPO DE ADMINISTRAÇÀO DOS FLUIDOS EV

Cateter venoso periférico

Adultos: não trocar o cateter e mudar de local antes de 72 a 96 horas; trocar cateteres inseridos em situações de emergência para um local diferente dentro de 48 horas. Crianças: não trocar o cateter exceto se clinicamente indicado.

Trocar o curativo quando o cateter for removido ou trocado ou quando o curativo estiver úmido, frouxo ou contaminado. Trocar o curativo com mais freqüência em pacientes diaforéticos. Em pacientes que têm curativos grandes e volumosos que impedem a palpação ou visualização direta do sítio de inserção do cateter, trocar o curativo e inspecionar visualmente o cateter no mínimo diariamente.

Não trocar o circuito com freqüência menor que 72 horas, a não ser que indicado clinicamente. Trocar o circuito utilizado para administrar sangue, hemoderivados ou soluções lipídicas dentro de 24 horas do início da infusão.

• Completar a infusão de fluidos de nutrição parenteral contendo lipídios dentro de 24 horas do início da infusão.

• Completar infusão de soluções lipídicas puras dentro de 12 horas.

• Completar infusões de sangue e hemoderivados dentro de 4 horas.

• Nenhuma recomendação para o tempo de permanência de outras soluções endovenosas.

Cateter venoso central

Não trocar rotineiramente.

Trocar os curativos com gaze cada 2 dias e curativos transparentes cada 7 dias em cateteres de curta permanência. Trocar os curativos quando o cateter for trocado ou quando o curativo estiver úmido, frouxo ou contaminado ou houver necessidade de inspecionar o sítio do cateter.

Não trocar o circuito mais freqüentemente que a cada 72 horas. Trocar o circuito usado para administrar sangue ou hemoderivados ou soluções lipídicas dentro de 24 horas do início da infusão.

Igual acima.

Cateter arterial periférico

Nenhuma recomendação para a freqüência da troca do cateter.

Trocar o curativo quando o cateter for substituído ou quando o curativo estiver úmido, frouxo ou contaminado ou quando o sítio do cateter necessitar ser examinado.

Trocar o circuito no momento da troca do transdutor (ou seja, em intervalos de 72 horas).

Trocar a solução de irrigação no momento da troca do transdutor (ou seja, em intervalos de 72 horas).

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PREVENÇÃO DE INFECÇÕES HOSPITALARES NEONATAIS

COLONIZAÇÃO NEONATAL O feto, dentro da bolsa amniótica, está relativamente protegido contra microrganismos, embora muitas

vezes possa ser colonizado ou infectado através da placenta ou por germes que ascendem pelo trato genital materno.

A colonização inicial do RN e da placenta ocorre habitualmente após ruptura da membrana amniótica. Se a ruptura for precoce, mas o parto não for imediato, a microflora vaginal pode ascender pelo trato

genital. Se o parto ocorrer logo após a ruptura da membrana, o RN será colonizado durante a passagem pelo canal de parto.

Após o nascimento, o processo de colonização continua com a aquisição de novos germes adquiridos pelo contato com a própria mãe, familiares, profissionais de saúde e objetos inanimados.

A colonização não implica em infecção. Estima-se que 20 a 30% das gestantes estão colonizadas por estreptococos do grupo B e que 50% destas mulheres irão transmitir esta bactéria para o RN antes ou durante o parto. Contudo, somente 1 a 2% desses RN colonizados irão desenvolver doença invasiva.

FATORES DE RISCO 1. RN de baixo peso/prematuridade. O fator de risco predominante é o baixo peso ao nascimento, porém

o baixo peso está intimamente relacionado à prematuridade. Em relação, especificamente, à sepse neonatal, a incidência em RN com peso < 1.000 g é de 26% e em RN com peso > 2.500 g é de 1,1%.

2. Internação prolongada. Todos os RN internados por mais de 30 dias estão colonizados com flora patogênica.

3. Excesso de pacientes e/ou número insuficiente de pessoal. Como exemplo, o risco de infecção estafilocócica aumenta 16 vezes quando há número insuficiente de pessoal e aumenta 7 vezes quando há excesso de pacientes. Grandes fatores contribuintes nesta situações são o descuido com a lavagem das mãos e a quebra nos procedimentos de controle de infecção hospitalar.

4. Antibioticoterapia. O tratamento com vários cursos de antibióticos, muitas vezes empiricamente, com emprego de antimicrobianos de largo espectro, favorece a colonização com bactérias patogênicas muitas vezes resistentes às medicações habituais.

5. Procedimentos. Cateteres intravasculares, sondas urinárias, tubos endotraqueais, sondas para alimentação enteral facilitam as infecções hospitalares ao romperem as barreiras anatômicas naturais.

6. Nutrição parenteral. A infusão de lipídios é o maior fator e risco para bacteremia por estafilococos coagulase-negativos, contribuindo também para o risco de fungemia.

ETIOLOGIA

Os germes que habitualmente causam infecção no RN saudável são adquiridos da mãe (estreptococos do grupo B, Listeria monocytogenes, vírus do herpes simples) ou no próprio berçário (Staphylococcus aureus, enterococos, bactérias entéricas, vírus respiratórios).

Na Unidade de Terapia Intensiva Neonatal, além das enterobactérias, comensais como Candida sp. e estafilococos coagulase-negativos são importantes.

PREVENÇÃO DA INFECÇÃO HOSPITALAR NEONATAL Área Física

Uma vez que a infecção hospitalar pode relacionar-se à distância entre os berços e os equipamentos e, por conseqüência, ao número de leitos por metro quadrado, algumas recomendações mínimas devem ser obedecidas.

No berçário de cuidados intermediários, recomenda-se uma distância mínima de 1 m entre os berços ou incubadoras, enquanto na Unidade de Terapia Intensiva Neonatal, a distância deve ser de 2 m.

Além dos benefícios para o binômio mãe-filho que o alojamento conjunto propicia, não se demonstrou aumento na taxa de infecção hospitalar com este procedimento. O berço deve ficar ao lado do leito da mãe e afastado 60 cm de outro berço.

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Equipe O excesso de pacientes e/ou redução na equipe médica e/ou paramédica é um fator extremamente

importante, com aumento evidente na taxa de infecção hospitalar, muitas vezes motivadas pela simples falta de tempo para uma adequada lavagem das mãos entre o manuseio dos pacientes. As proporções recomendadas são as seguintes: • Berçário de risco intermediário: uma auxiliar de enfermagem para cada 3 a 4 RN; • Unidade de Terapia Intensiva Neonatal: uma auxiliar de enfermagem para cada um a dois RN.

A equipe de funcionários designados para esta unidades deve ser submetida a uma programação de saúde mais rigorosa. A imunidade para rubéola, varicela e hepatite B deve ser avaliada e a vacinação providenciada nos casos necessários.

As infecções cutâneas, faringite, viroses respiratórias, gastroenterites, lesões herpéticas e conjuntivites devem ser comunicadas ao responsável pela unidade e o funcionário afastado temporariamente.

Visitas

As visitas devem ter as unhas curtas, cabelos presos (gorros), retirar pulseiras, anéis e relógios. Após estes cuidados proceder à lavagem das mãos.

É muito importante enfatizar para as visitas que lavem as mãos antes de qualquer contato com o RN. A lavagem das mãos deve ser supervisionada por profissional conhecedor da técnica correta de

lavagem das mãos. Ambiente

Partículas de poeira, fluídos corporais, secreções e umidade favorecem a disseminação e proliferação bacteriana, devendo ser rigorosa a limpeza da unidade.

A limpeza do piso e paredes deve ser feita com água e sabão. O chão e outras superfiícies devem ser limpos diariamente. O período de limpeza da parede é semanal

ou mais se necessário O hipoclorito de sódio a 1% é utilizado em superfícies (piso, paredes) somente na presença de sangue

ou secreção (descontaminação). Os métodos de limpeza devem minimizar a dispersão de pó.

Equipamento

Todo equipamento, instrumento ou material que entre em contato com qualquer região estéril do RN deve ser esterilizado.

Se o contato se fizer com mucosas ou com a pele, o material deve ser cuidadosamente desinfetado. Estetoscópios, termômetros e outros aparelhos de uso rotineiro devem ser desinfetados antes e depois

do uso no RN. Na Unidade de Terapia Intensiva Neonatal, esse material deve ser de uso exclusivo de cada RN.

Incubadoras e berços devem ser limpos e desinfetados após o uso entre cada paciente. A roupa usada no berçário ou na Unidade de Terapia Intensiva Neonatal não necessita ser autoclavada,

assim como a roupa do RN. Brinquedos devem ser limpos e desinfetados e não é permitida a troca de brinquedos entre pacientes.

Lavagem das Mãos

A lavagem de mãos visa a remoção da flora transitória, células descamativas, suor, oleosidade da pele e ainda, quando associado a um anti-séptico, promove a diminuição da flora residente.

Quando lavar? • quando as mãos estiverem sujas sempre que entrar ou sair da unidade de internação • antes e após o contato com o paciente • após contato com secreções e fluídos corporais • sempre que manipular materiais ou equipamentos que estão ou que estiveram conectados aos

pacientes • antes dos procedimentos invasivos (utilizar clorexidina degermante, remover com soro fisiológico e

enxugar as mãos com compressas estéreis)

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Vestimenta O uso rotineiro de avental não reduz a colonização e/ou infecção. No entanto, em algumas situações

específicas recomenda-se o seu uso, de preferência com mangas compridas: • ao manusear o RN fora da incubadora • quando o RN estiver em isolamento de contato • ao carregar, segurar ou amamentar o RN • na realização de procedimentos cirúrgicos, incluindo inserção de cateteres vasculares, quando os

aventais devem ser estéreis Após o uso o avental deve ser descartado ou mantido exclusivamente para aquele RN específico e

trocado a cada 12 horas. Luvas, máscaras e gorros não necessitam ser usados rotineiramente, mas somente conforme as

precauções padrões, realização de procedimentos de risco e as demais normas de isolamento. Cuidados com o RN

O curativo seco do coto umbilical é usualmente suficiente, sendo pouco provável que qualquer agente antisséptico tenha realmente efeito benéfico.

Não é necessário o uso de antissépticos degermantes na higiene corporal do RN, exceto em situações de surto infeccioso. Nestas situações, o uso da clorexidina degermante é preferível ao PVP-I devido ao seu menor potencial irritante para a pele.

O nitrato de prata deve ser preparado diariamente, devido ao risco de contaminação, protegido contra a luz, com o frasco mantido sempre fechado. Freqüentemente, o mesmo causa conjuntivite química.

Mãe Infectada

Os microrganismos do trato genital ascendem para o útero, podendo contaminar o feto. Contudo, após o nascimento, raramente estes microrganismos infectam o RN. Por essa razão, a puérpera com processo febril não identificado e clinicamente bem pode amamentar e manusear o RN, observando o uso de avental e a lavagem adequada das mãos.

A mãe portadora de doença infectocontagiosa reconhecida deve ser separada do RN até o término do período de contagiosidade.

A endometrite puerperal requer isolamento até 24 horas após início do tratamento, devendo a amamentação ser temporariamente interrompida neste período.

RN não infectado, nascido de mãe com varicela em atividade, devem ser separados até todas as lesões secarem.

Em casos de lesões extensas por S. aureus com drenagem importante, mãe e filho devem ficar separados.

A amamentação é contraindicada em algumas situações, destacando-se: mães soropositivas para o HIV mães soropositivas para o HTLV 1 e 2 CITOMEGALOVÍRUS: RN prematuros com sorologia negativa para citomegalovírus não devem receber leite materno de mãe soropositiva HERPES SIMPLES: o bebê pode amamentar-se, mesmo que a mãe tenha infecção ativa, desde que a lavagem cuidadosa das mãos e as precauções que evitem o contato direto com as lesões ativas sejam fielmente seguidas; na presença de lesões herpéticas no seio, a amamentação é suspensa até que as lesões desapareçam VARICELA ZÓSTER: a infecção materna no periparto requer isolamento temporário do bebê, e a imunoglobulina específica para varicela zóster deve ser feita no RN; a amamentação é restabelecida quando a mãe não estiver mais no período de transmissão (todas as lesões em fase de crostas) a TUBERCULOSE pulmonar é contraindicação para manuseio e amamentação do RN até o término do período de contágio (habitualmente, após 14 dias de tratamento); contudo, o leite materno não contém o bacilo e o leite ordenhado pode ser oferecido ao RN HEPATITES: não são contraindicações à amamentação

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PRECAUÇÕES PARA O CONTROLE DE INFECÇÕES NO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA

INTRODUÇÃO Os pacientes e profissionais de saúde de odontologia podem ser expostos a uma variedade de microrganismos via sangue ou secreções orais ou respiratórias. Estes microrganismos incluem o citomegalovírus, o vírus da hepatite B, o vírus da hepatite C, os vírus do herpes simples tipo 1 e 2, o vírus da imunodeficiência humana (HIV), o Mycobacterium tuberculosis, estafilococos, estreptococos e outros vírus e bactérias, especificamente aqueles que infectam o trato respiratório superior. As infecções podem ser transmitidas nas cirurgias odontológicas através de várias rotas, incluindo o contato direto com sangue, fluidos orais ou outras secreções; contato indireto com instrumentos contaminados, equipamento cirúrgico ou superfícies ambientais; ou contato com contaminantes presentes no ar tanto em droplet spatter ou aerossóis de fluidos respiratórios ou orais. Um conjunto de medidas de medidas de controle de infecções hospitalares podem quebrar os elos desta cadeia de transmissão de agentes infecciosos, prevenindo, assim as infecções.

BARREIRAS DE PROTEÇÃO Luvas

Devem ser calçadas sempre que houver riscos de contato manual com mucosa, fluidos biológicos ou superfícies contaminadas com estes fluidos. Como a ação odontológica é predominantemente na cavidade oral, o uso de luvas é obrigatório. Após o atendimento a cada cliente, as luvas devem ser removidas, as mãos lavadas e luvas novas deverão ser calçadas no atendimento ao próximo cliente. Não é recomendável a reutilização de luvas, desinfetando-as ou esterilizando-as. Os potenciais microtraumas nas luvas submetidas ao reprocessamento comprometem a segurança quando as mesmas são reutilizadas. Luvas de látex ou vinil não estéreis são indicadas para exames e outros procedimentos não cirúrgicos. As luvas estéreis ficam reservadas aos procedimentos cirúrgicos. Luvas mais resistentes (luvas de borracha) devem ser preferidas para a limpeza do instrumental e do ambiente. Luvas de plástico, do tipo usualmente adotado para a manipulação de alimentos, podem ser calçadas sobre as de procedimentos com o objetivo de tocar objetos ou superfícies durante um atendimento, tal como pegar na alça de um refletor, painel de controle dos movimentos da cadeira odontológica, torneiras, interrruptores, canetas, receituários, etc., prevenindo a contaminação do ambiente. Quando o procedimento exigir técnica asséptica, o cirurgião-dentista não deverá contaminar a luva estéril calçando a sobreluva. Nesse caso, deve contar com uma auxiliar odontológica par ajuste de refletores, da posição da cadeira, dos painéis de controle dos periféricos em geral e outras atividades.

Roupas Especiais de Proteção

Quando há possibilidade de contato ou respingo das secreções biológicas com a roupa e/ou pele e cabelos do profissional, este deve utilizar gorro, aventais, jalecos ou similares, reprocessáveis ou descartáveis, para proteção. Os mesmos devem ser trocados a cada atendimento. Num mesmo procedimento, o acessório deverá ser trocado toda vez que estiver visivelmente suja, principalmente se houver contaminação com fluidos biológicos.

Máscaras

É característica da atividade odontológica o alto grau de proximidade física entre o profissional e o ciente durante o atendimento. As máscaras cirúrgicas com tripla proteção devem ser usadas como uma barreira para a pele perioral e as mucosas oral e nasal dos profissionais, ao mesmo tempo que protegem os clientes dos microrganismos eliminados pelos atos de respirar, falar e tossir do odontólogo. As máscaras devem ser trocadas na presença de contaminação com fluidos biológicos ou quando úmidas, além de periodicamente de duas em duas horas, em média.

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Protetores Oculares Óculos de proteção ou protetores faciais totais protegem o odontólogo contra infecções locais (conjuntivites, infecções respiratórias) e sistêmicas (infecção por HIV, infecção pelo vírus da hepatite B), além de oferecerem proteção contra traumas mecânicos provenientes de fragmentos de amálgama, dentes, cimentos e outros originados durante procedimentos técnicos. Estes utensílios devem ser limpos com água e detergente, sempre que necessário.

Lavagem das Mãos

É o procedimento reconhecido como o núcleo das ações de controle das infecções. As mãos devem ser lavadas sempre ao iniciar o trabalho, antes e após de atender cada paciente, antes de calçar as luvas e após removê-las, na troca da máscara e nas vezes em que, inadvertidamente, tocar em fluidos biológicos do cliente ou superfícies inanimadas contaminadas com os mesmos. Sob a perspectiva da proteção do cliente durante procedimentos odontológicos rotineiros como o exame clínico e outros não cirúrgicos, a simples lavagem das mãos antes de calçar as luvas é adequada quanto à segurança do paciente. Para procedimentos cirúrgicos, o ritual da degermação das mãos e antebraços com o uso de um degermante químico está indicado, podendo-se usar o PVP-I ou a clorexidina.

LIMITANDO A CONTAMINAÇÃO AMBIENTAL

Uma medida importante de controle da contaminação ambiental é não tocar com as mãos contaminadas nas superfícies como telefone, maçanetas, alças e interruptor do foco de luz, ponta da mangueira do sugador, haste de mesa auxiliar, tubo, alça e disparador do aparelho de raio X, etc. Como já foi citado, uma sobreluva plástica devem ser utilizadas sobre as luvas de procedimento quando for necessário manipular estes objetos. Outra maneira de se limitar a propagação de microrganismos é a utilização de filmes plásticos de PVC para revestir estas superfícies. Os mesmos devem ser descartados após atendimento de cada paciente. Vale ressaltar que a presença de uma auxiliar odontológica durante os procedimentos indubitavelmente minimiza os riscos da contaminação ambiental.

DESTINO DOS DEJETOS

Todo material perfurocortante (agulhas, lâminas de bisturi, instrumental endodôntico, etc.) deve ser desprezado em recipiente rígido e devidamente lacrado para evitar acidentes. Os dejetos sólidos (gaze, algodão, pontas de sugadores, aventais e campos descartáves, etc.) devem ser colocados em saco plástico, resistente e à prova de vazamentos, acondicionado em recipiente com tampa para posterior coleta. Os tubetes anestésicos, quando não utilizados em sua totalidade, devem ser descartados, pois uma pesquisa bacteriológica de tubetes previamente utilizados constatou a presença de estafilococos e a pesquisa de sangue oculto foi positiva nestes materiais. Nas clínicas em que o resíduo líquido dos aspiradores é acumulado em frascos, não se deve esvaziá-los nas pias do consultório, podendo ser desprezados nas instalações sanitárias anexas.

ROTINAS ROTINAS PARA O FINAL DO ATENDIMENTO

1. Retirar as pontas (alta-rotação, micro-motor, ultra-som, fotopolimerizador, etc) 2. Acionar o "flush" durante 1 minuto nas linhas de abastecimento das respectivas pontas para

desinfecção. 3. Esvaziar o reservatório de água e do desinfetante para o "flush". 4. Drenar as linhas de abastecimento dos equipamentos. 5. Retirar as barreiras (PVC), descartá-las. 6. Limpar e realizar desinfecção do equipamento, bancadas, unidades auxiliares, refletor, cadeira,

mocho, piso, etc. 7. Retirar o ralo da cuspideira, lavá-lo e desinfetá-lo. 8. Desprezar os resíduos em sacos de lixo brancos. 9. Retirar o lixo das lixeiras, que devem estar em sacos brancos com a indicação de "produto

contaminado", "lixo hospitalar".

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ROTINAS PARA O INÍCIO DO TRATAMENTO 1. Colocar barreiras (filmes de PVC): equipos, encosto da cabeça, apoio de braço, raios-x, puxadores

de gavetas, periféricos, etc. 2. Colocar água potável com 3 ppm de cloro no reservatório de água. 3. Colocar desinfetante, hipoclorito de sódio 500 ppm, no "flush". 4. Desinfetar as seringas tríplice antes de serem colocadas as barreiras. 5. Colocar campos estéreis nas mesas auxiliares e bancadas antes do atendimento. 6. Selecionar o material a ser utilizado após a orientação do profissional. 7. Abrir os pacotes estéreis sobre o campo estéril, estando o profissional e auxiliar de luvas e prontos

para o atendimento. ROTINA ENTRE OS PACIENTES

1. Encaminhar todo material contaminado para a Central de Esterilização embrulhados no campo que foi utilizado no procedimento.

2. Realizar a desinfecção das barreiras ou sua substituição se houver sujidade visível em sua superfície.

3. Substituir máscaras, aventais e goros se houver sujidade ou estiverem úmidos. 4. Óculos de proteção devem limpos e desinfetados. 5. Descartar as luvas no lixo. 6. Se houver sujidade no chão, deve-se realizar a desinfecção com hipoclorito de sódio a 1%. 7. O "flush" deve ser acionado durante 30 segundos em cada ponta, nos equipamentos modernos

todas as pontas podem ser desinfetadas juntas. 8. Pontas estéreis devem ser colocadas sobre o campo estéril na bancada ou mesa auxiliar. 9. Não negligenciar o cabo do refletor, quanto à desinfeção, tomando cuidado com o vidro refletor.

ROTINA PARA O CIRURGIÃO-DENTISTA E AUXILIARES

1. Utilizar EPI (Equipamentos de Proteção Individual), em todos procedimentos clínicos, substituindo-os caso apresentem manchas de sangue, exudatos orgânicos ou estiverem úmidos.

2. Trocar as luvas entre cada paciente, realizando a lavagem prévia das mãos. 3. Pedir ao paciente que faça bochecho com anti-séptico antes do atendimento, aplicar PVP-I tópico

na área a ser anestesiada, operada ou isolada, usando cotonetes. 4. Antes de usar a seringa tríplice ou alta-rotação acionar os equipamentos por 30 segundos na

cuspideira para remover o hipoclorito a 500 ppm do flush que deve ter sido usado. 5. Se necessitar manipular produtos, abrir gavetas, revelar radiografias, vazar modelos, etc, usar

sempre sobre luvas de plástico estéril (luvas plástica estéril descartável). 6. Se durante os procedimentos houver acidente com perfurocortantes, comunicar o profissional

responsável. PREPARAÇÃO DOS DESINFETANTES.

1. Hipoclorito 500 ppm, para o "flush": colocar 25 ml de hipoclorito à 10.000 ppm (1%) em 475ml de água.

2. Hipoclorito a 3 ppm para o reservatório de água: colocar 0,15 ml de hipoclorito à 10.000 ppm (1%) em 500ml de água.

3. A solução que não for usada durante o dia ao final do expediente deve ser desprezada. 4. Usar provetas, pipetas ou seringas descartável para as diluições serem corretas.

ANTISSEPSIA, LIMPEZA, DESINFECÇÃO E ESTERILIZAÇÃO

Os compostos quaternários de amônio e o líquido de Dakin não são mais indicados como antissépticos. O PVP-I aquoso tem indicação de uso para antissepsia bucal, mas deve-se utilizar preferencialmente envases unitários de 50 ml (disponíveis comercialmente) para cada paciente, desprezando-se o volume residual, devido à facilidade de contaminação destas soluções. Caso esta prática não seja possível, o PVP-I deve ser veiculado em pequenas quantidades m almotolias limpas que não deverão ser recarregadas, sem previamente desprezar-se o resíduo e proceder-se a limpeza da mesma.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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Assim como para outros instrumentos médicos e cirúrgicos, o instrumental odontológico é classificado em três categorias – críticos, semicríticos e não-críticos – dependendo do seu risco de transmissão de infecção e da necessidade de esterilização dos mesmos entre seus usos. Críticos. Instrumentos cirúrgicos e outros instrumentos usados para penetrar tecidos moles ou ossos

devem ser esterilizados após cada uso. Semicríticos. Instrumentos como espelhos e condensadores de amálgama que não penetram tecidos

moles ou ossos, mas entram em contato com os tecidos orais. Estes instrumentos devem ser esterilizados após cada uso. Contudo, se a esterilização não for possível porque o instrumento pode ser danificado pelo calor, o instrumento deve ser submetido a desinfecção de alto nível.

Não-críticos. Instrumentos ou aparelhos que têm contato apenas com a pele intacta. Uma vez que estas superfícies não-críticas têm um risco relativamente baixo de transmissão de infecção, os mesmos podem ser reprocessados entre pacientes através da limpeza com água e detergente.

Como método mais indicado para a esterilização de materiais termorressistentes em consultórios odontológicos, o calor úmido na forma de vapor saturado sob pressão através de autoclave é o processo mais seguro, eficiente, rápido e econômico. O método de esterilização mais difundido no Brasil é pelo calor seco através de estufas elétricas. A uma temperatura de 170 °C, o tempo de exposição requerido para esterilização é de 60 minutos, e quando a 160 °C, é de 120 minutos, portanto, indicado apenas para artigos termorressistentes. O uso de raios ultravioletas como processo de esterilização foi vetado pelo Ministério da Saúde através da Portaria n° 930/92. A ação microbicida deste agente físico é limitada à superfície de incidência destes raios, não podendo garantir a esterilidade. Apesar do processo mais indicado para a esterilização de artigos termossensíveis ser o óxido de etileno, o recurso mais aplicado em consultório odontológico é a imersão em solução de glutaraldeído a 2% por 10 a 12 horas à temperatura em torno de 25 °C seguida de enxagüe asséptico com água destilada ou soro fisiológico estéreis. Para a desinfecção de alto nível, utiliza-se a imersão no glutaraldeído a 2% durante 30 minutos. O enxagüe após a desinfecção pode ser feita com água potável tratada.

Processos de esterilização indicados para materiais e instrumental odontológicos MATERIAL TIPO DE MATERIAL PROCESSO

Brocas aço, carbide, tungstênio Autoclave ou estufa Instrumental de endodontia aço inox e outros Autoclave ou estufa Moldeiras (resistentes ao calor) alumínio ou inox Autoclave ou estufa Moldeiras (não resistentes ao calor)

cera ou plástico Glutaraldeído

Instrumental aço Autoclave ou estufa Bandejas ou caixas metal Autoclave ou estufa Discos e brocas de polimento borracha

pedra Glutaraldeído

Autoclave ou estufa Placas e potes vidro Autoclave ou estufa

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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• • •

PRECAUÇÕES E ISOLAMENTO DE PACIENTES COM DOENÇAS INFECTO-CONTAGIOSAS

PRECAUÇÃO PADRÃO: designada para o cuidado de todos os pacientes. • Quem usa? Todos que trabalham direta e indiretamente com pacientes. • Quando usar? Sempre que tiver contato direto e indireto com qualquer paciente. • Por que usar? Considerar que todo paciente é potencialmente portador sintomático ou assintomático de

patógenos que podem ser transmitidos para outros pacientes e profissionais de saúde. Lavagem das mãos • Antes e após contato com o paciente; • Imediatamente após tocar acidentalmente em sangue, secreções, excreções e/ou objetos contaminados

com estes fluidos corpóreos; • Imediatamente após retirar as luvas (estas podem apresentar defeitos inaparentes ou tornar-se

defeituosas durante o uso ou as mãos podem se contaminar durante sua remoção). Luvas de procedimentos • Quando se for realizar procedimentos onde possa haver contato com sangue, secreções, excreções,

objetos contaminados com estes fluidos corpóreos, mucosa e pele não-intacta; • Após retirar as luvas, o mesmo par não deve ser recolocado; • Trocar as luvas entre pacientes diferentes. Máscaras e óculos • Usar para proteger as mucosas dos olhos, nariz e boca quando houver o risco de respingos com

sangue, secreções, excreções e outros fluidos corpóreos. Capote • Deve ser usado para proteger a pele quando houver o risco de respingos com sangue, secreções,

excreções e outros fluidos corpóreos; • Tirá-lo imediatamente após o uso, enviar para a lavanderia e lavar as mãos.

Se estiver sendo manipulada grande quantidade de sangue ou outros líquidos corporais, deve-se usar capote impermeável.

PRECAUÇÕES DE TRANSMISSÃO • Quem usa? Todos que trabalham com pacientes. • Quando usar? Quando o paciente for suspeito ou tiver o diagnóstico de uma doença altamente

transmissível ou for portador de patógeno epidemiologicamente importante. • Por que usar? Para evitar a transmissão de patógenos conhecidos. I. PRECAUÇÕES DE TRANSMISSÃO AÉREA: elaborada para evitar a transmissão de infecções

veiculadas através de partículas ≤ 5 mícrons contendo agentes infecciosos que ficam em suspensão no ar e que podem ser transportadas por longas distâncias, depositando-se nas mucosas ou sendo inaladas.

Consiste nas precauções padrão acrescida de: Quarto

Privativo. Em condições ideais, equipado com sistema de pressão negativa; Manter a porta fechada; Pacientes com igual patologia podem ocupar o mesmo quarto.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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• •

• •

• •

• •

• • •

• •

Proteção respiratória Os susceptíveis a varicela e sarampo não devem entrar no quarto; Usar máscara equipada com filtro HEPA (respirador N95) apenas para tuberculose. Todos os outros casos, máscara comum.

Transporte

O transporte do paciente deve ser restrito; Máscara cirúrgica para o paciente.

II. PRECAUÇÕES COM GOTÍCULAS: elaboradas para evitar a transmissão pela deposição de gotículas

(perdigotos) nas mucosas do nariz, boca ou olhos de pessoas susceptíveis; eliminados durante a tosse, fala ou espirros, os perdigotos, por serem maiores (> 5 mícrons) que as partículas de transmissão aérea, só se mantêm no ar por curta distância (1 metro) e, por isso, esta via de transmissão exigem uma proximidade com o paciente.

Precauções padrão acrescidas de: Quarto

Privativo e compartilhável por doentes de patologia igual; Usar biombos para separação dos outros pacientes e visitas com uma distância de 1 metro, quando não houver disponibilidade de segregá-los de outros pacientes.

Proteção respiratória

Usar máscara sempre que se aproximar a uma distância menor que 1 metro. Transporte

Evite; se necessário, o paciente deverá usar máscara. III. PRECAUÇÕES DE CONTATO: elaboradas para evitar as transmissões de infecções através do

contato físico de um paciente ou profissional com a superfície corporal de outro paciente ou com objetos contaminados com o agente infeccioso; as mãos são importante veículo desta forma de transmissão.

Precauções padrão acrescidas de: Quarto

Privativo e compartilhável por doentes de patologia igual; Na ausência de quarto privativo, usar biombos para separação dos outros pacientes e visitas com uma distância de 1 metro.

Luvas

Luvas limpas são o suficiente; Usar se tiver contato com o paciente; Retire as luvas antes de sair do quarto e lave as mãos com antisséptico (PVPI degermante) imediatamente após retirar as luvas; Certifique-se de não tocar ao sair em superfícies potencialmente contaminadas do quarto do paciente (por exemplo, trinco da porta).

Capote

Vista-o antecipadamente, se tiver contato importante com o paciente(por exemplo, virar ou banhar o paciente), ou se este apresentar doenças com alta concentração bacteriana (diarréia, ferida drenante). Retire-o antes de sair e lave as mãos.

Transporte

Limitar a saída do paciente do quarto a apenas procedimentos indispensáveis. Ao transportar o paciente, mantenha as precauções de contato para minimizar a transmissão de microrganismos para outros pacientes e para as superfícies inanimadas e equipamentos.

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• Equipamento

De preferência exclusivo (termômetro, estetoscópio, etc.); se não for possível, proceda a limpeza e desinfecção antes do uso entre os pacientes.

NORMAS DE PRECAUÇÕES DE ISOLAMENTO PARA CONTROLE DE INFECÇÃO EM HOSPITAIS

PRECAUÇÃO

PRECAUÇÕES PADRÃO

PRECAUÇÕES DE TRANSMISSÃO

AÉREA

PRECAUÇÕES COM GOTÍCULAS PRECAUÇÕES DE CONTATO

DOENÇAS Todos os pacientes, incluindo os pacientes com hepatite B e C e HIV

• Tuberculose pulmonar ou laríngea, as formas drenantes e meníngea

• Sarampo • Varicela • Herpes zóster

disseminado ou em imunocomprometido

• H. influenzae invasiva (meningite, pneumonia, epiglotite, septicemia)

• Meningococo • Infecções

estreptocócicas (faringite, pneumonia, escarlatina)

• Difteria faríngea • Pneumonia por

micoplasma • Coqueluche • Forma pneumônica

da peste • Caxumba • Infecções

respiratórias virais (influenza, parainfluenza, adenovírus, VRS)

• Parvovírus B19 (eritema infeccioso)

• Rubéola

• Bactéria multirresistente • Impetigo • Pediculose • Escabiose • Infecções de pele e partes moles

drenante • Diarréia em paciente incontinente

ou criança que não controla o esfíncter

• Colite pseudomembranosa (Clostridium difficile)

• Rubéola congênita • Herpes simples neonatal ou

mucocutâneo • Hepatite A em paciente

incontinente

QUARTO PRIVATIVO Não Sim – porta fechada Sim1 Sim1

LAVAGEM DAS MÃOS

• Antes e após contato com o paciente

• Após tocar acidentalmente em secreções corpóreas

• Após usar luvas

Igual às precauções padrão

Igual às precauções padrão Igual às precauções padrão

LUVAS Na possibilidade de contato com fluidos corpóreos

Igual às precauções padrão

Igual às precauções padrão

Sempre que for necessário tocar o paciente

CAPOTE Se há possibilidade de respingos com fluidos corpóreos

Igual às precauções padrão

Igual às precauções padrão

Sempre que for haver contato físico intenso com o paciente

MÁSCARA Se há possibilidade de respingos com fluidos corpóreos

Respirador N95 apenas para TB. Todos os outros casos, máscara comum

Sempre que se aproximar do paciente Igual às precauções padrão

ÓCULOS DE PROTEÇÃO

Se há possibilidade de respingos com fluidos corpóreos

Igual à precauções padrão

Igual às precauções padrão Igual às precauções padrão

EQUIPAMENTO Precauções normais com limpeza, desinfecção e esterilização

Igual às precauções padrão

Igual às precauções padrão

Uso individual para o paciente ou desinfetar antes do próximo paciente

TRANSPORTE Ausência de recomendações especiais

Máscara cirúrgica para o paciente

Máscara cirúrgica para o paciente Mantenha as precauções de contato

MISCELÂNEA Remover luvas e capote e lavar as mãos antes de deixar o quarto do paciente

1. Na sua impossibilidade, utilizar quarto coletivo compartilhado por outros pacientes com patologias diferentes, desde que exista

uma distância mínima de 1 metro e uma delimitação do local com biombo.

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DURAÇÃO DA MANUTENÇÃO DAS PRECAUÇÕES DE TRANSMISSÃO

Precauções de transmissão aérea

Doença Tempo Tuberculose pulmonar ou laríngea, as formas drenantes e meníngea 14 dias após início da terapêutica Sarampo DI Varicela Até a fase de crosta Herpes zóster disseminado ou em imunocomprometido Até a fase de crosta DI = durante a internação

Precauções com gotículas Doença Tempo

H. influenzae invasiva (meningite, pneumonia, epiglotite, septicemia) 24 horas de terapia Meningococo 24 horas de terapia Infecções estreptocócicas (faringite, pneumonia, escarlatina) 24 horas de terapia Difteria faríngea Cultura negativa Pneumonia por micoplasma DI Coqueluche 5 dias Caxumba 9 dias após início do edema Influenza, parainfluenza DI Adenovírus DI Parvovírus B19 (eritema infeccioso) 7 dias Rubéola DI DI = durante a internação

Precauções de contato Doença Tempo

Bactéria multirresistente DI Impetigo 24 horas de terapia Pediculose 24 horas de terapia Escabiose 24 horas de terapia Infecções de pele e partes moles drenante DI Diarréia em paciente incontinente ou criança que não controla o esfíncter DI Colite pseudomembranosa (Clostridium difficile) DI Rubéola congênita 1 ano Herpes simples neonatal ou mucocutâneo DI Hepatite A em paciente incontinente DI DI = durante a internação

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PADRONIZAÇÃO DE SOLUÇÕES ANTISSÉPTICAS PVP-I tópico (veículo aquoso) • anti-sepsia em curativos (pele e mucosas) PVP-I degermante (com tensoativo) • lavagem e anti-sepsia de mãos pré operatória e antes de demais procedimentos invasivos • degermação da pele pré-operatória e antes de demais procedimentos invasivos, através da lavagem

mecânica com fricção e remoção com soro fisiológico. PVP-I tintura (veículo alcoólico) • anti-sepsia complementar da pele do campo operatório e em demais procedimentos invasivos, ou seja,

após o processo de degermação com a solução degermante acima descrito, aplica-se a solução alcoólica, que deixará uma película bacteriostática sobre a pele (luva química).

Toxicidade A Polivinilpirrolidona-iodo, per se, tem baixa toxicidade para os tecidos. O ressecamento da pele pode ocorrer com o uso consecutivo e prolongado. Concentrações elevadas de iodo no plasma, por absorção em pacientes queimados, podem ser responsáveis por intoxicações ocasionais. A aplicação tópica em recém nascidos pode resultar em hipotireoidismo. ANTI-SÉPTICOS INADEQUADOS A legislação vigente (Port. 930/92) classifica as seguintes soluções como inadequadas para anti-sepsia: • Compostos mercuriais: merbromina (mercurocromo), timerosal (mertiolato), líquido de Dakin • Compostos de amônio quaternário: cloreto de benzalcônio, cloreto ou brometo de cetilmetilamônio e

cetilpiridona. • Éter: substância irritante que, quando aplicado localmente, produz uma reação inflamatória nos tecidos

cutâneo e mucoso. Por suas propriedades físico-químicas, não tem indicação como solução anti-séptica.

• Clorofórmio • Acetona CUIDADOS COM A MANIPULAÇÃO E ESTOCAGEM DE SOLUÇÕES • colocar as soluções preferencialmente em recipientes pequenos e reutilizáveis, mantendo-os fechados

para uso único ou diário. • não deixar gaze ou algodão embebidos em soluções anti-sépticas aquosas, para evitar sua

contaminação • utilizando grandes vasilhames para estocagem de soluções, colocar pequenas quantidades e

semanalmente realizar a troca e limpeza dos recipientes utilizados. • guardar os recipientes protegidos da ação direta da luz ou calor. • a limpeza dos recipientes deve ser com água e sabão e secagem completa antes da reposição da

solução. • é fundamental a rotulagem dos fracos com a especificação da solução e data da troca.

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VEÍCULOS INDICAÇÕES CONTRA-INDICAÇÕES Aquoso • Curativos

Degermante

• Lavagem e anti-sepsia de mãos • Degermação de pele pré-operatória e para

demais procedimentos invasivos de risco para infecção

Não deve ser utilizado em tecidos lesados, pois interfere em prejuízo do processo cicatricial por possuir ação citolítica, através da diminuição da tensão superficial da célula, afetando a permeabilidade da membrana e desintegrando-a.

Alcoólico

• Anti-sepsia complementar da pele pré-operatória e antes de demais procedimentos invasivos de risco para infecção

Não deve ser utilizada em tecidos lesados por desnaturar proteínas e possuir ação lítica agindo em prejuízo do processo cicatricial. Em pele lesada, provoca forte sensação de ardor.

SOLUÇÕES PADRONIZADAS PROCEDIMENTOS SOLUÇÃO

FISIOLÓGICA ÁLCOOL 70% ÁLCOOL 70% + GLICERINA

PVP-I DEGERMANTE

PVP-I TÓPICO PVP-I TINTURA CLOREXIDINA

DEGERMANTE CURATIVOS LIMPOS 1º 2º CURATIVOS COM DRENO 1º 2º

CURATIVOS INFECTADOS 1º 2º

VENOPUNÇÃO 1º PROCEDIMENTO VASCULAR INVASIVO

2º 1º 3º ou 1º

ANTISSEPSIA PRÉ OPERATÓRIA DA PELE

2º 1o 3º ou 1º

ANTISSEPSIA DE MÃOS PRÉ-OPERATÓRIA E P/ PROC. DE RISCO

2º 1o 3º ou 1º

HEMOCULTURA 1º 2º SONDAGEM VESICAL 1º

ANTI-SEPSIA DE MÃOS EM UNIDADE DE INTERNAÇÃO

Ordem de execução do procedimento: 1º, 2º, 3º Números iguais significa que ambas as soluções podem ser utilizadas.

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NORMAS PARA REALIZAÇÃO DE CURATIVOS

INTRODUÇÃO A ferida é uma injúria à qual o organismo reage através de alterações biológicas locais e sistêmicas. A necessidade de um curativo e o tempo de permanência do mesmo depende da maneira como esta ferida é produzida, do grau de contaminação e do processo de cicatrização.

Quanto ao grau de contaminação, a ferida é classificada como: 1. Limpa: realizada em condições assépticas e em tecido estéril. 2. Potencialmente contaminada: realizada em tecido colonizado por flora microbiana pouco abundante

ou ferimento por arma de fogo em tecido estéril. 3. Contaminada: realizada em tecido colonizado por flora microbiana abundante e de difícil

descontaminação, ou ferimento por arma branca em tecido estéril. 4. Infectada: na presença de um processo infeccioso local. O processo cicatricial, dependendo do tipo de lesão, pode se dar pelas seguintes formas: 01. Cicatrização por primeira intenção Se dá quando as superfícies das bordas da ferida estão estreitamente ajustadas uma à outra. Este é o objetivo das feridas fechadas cirurgicamente com os requisitos de assepsia, anti-sepsia e sutura das bordas. 02. Cicatrização por segunda intenção Se dá quando as bordas da ferida estão dilaceradas por trauma, infecção, queimadura ou ferimentos intencionalmente deixados abertos. A cicatrização é muito mais lenta do que por primeira intenção.

03. Cicatrização por terceira intenção É a corrigida ou estimulada cirurgicamente após a formação do tecido de granulação, a fim de que apresente melhores resultados funcionais e estéticos. O processo cicatricial normal, sem nenhum fator local ou geral de interferência, obedece algumas fases no decorrer do tempo, como a seguir: FINALIDADES DOS CURATIVOS

Os curativos devem ter por finalidade, pelo menos uma das seguintes funções: 1. Proteger de traumatismo mecânico 2. Prevenir contaminação exógena 3. Exercer ação microbicida e microbiostática com o uso de anti-sépticos tópicos 4. Absorver secreções 5. Minimizar acúmulo de fluidos por compressão 6. Imobilizar Este procedimento deve obrigatoriamente obedecer as seguintes normas básicas de assepsia: 1. Lavar as mãos antes e após a realização do curativo. 2. Utilizar instrumental estéril. 3. Obedecer os princípios de assepsia para evitar a contaminação do material. 4. Obedecer o princípio de realização do procedimento do local menos para o mais contaminado. 5. Utilizar luvas na possibilidade do contato com sangue ou demais fluidos corporais. Utilizando-se a

técnica correta não é necessário o uso de luvas estéreis. 6. Nunca colocar material contaminado na cama, mesa de cabeceira ou outras superfícies da enfermaria. 7. Jamais poderão ser reutilizadas pinças de um paciente para outro, mesmo que se trate de feridas

limpas.

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TIPOS DE CURATIVOS 01. Curativo limpo: ferida limpa e fechada. a) O curativo limpo e seco deve ser mantido oclusivo por 24 horas. b) Após este período, a incisão pode ser exposta e lavada com água e sabão. c) Utilizar PVP-I tópico somente para ablação dos pontos. 02. Curativo com dreno a) O curativo do dreno deve ser realizado separado do da incisão e o primeiro a ser realizado será sempre

o do local menos contaminado. b) O curativo com drenos deve ser mantido limpo e seco. Isto significa que o número de trocas está

diretamente relacionado com a quantidade de drenagem. c) Se houver incisão limpa e fechada, o curativo deve ser mantido oclusivo por 24 horas e após este

período poderá permanecer exposta e lavada com água e sabão. d) Sistemas de drenagem aberta (por exemplo, penrose ou tubulares), devem ser mantidos ocluidos com

bolsa estéril ou com gaze estéril por 72 horas. Após este período, a manutenção da bolsa estéril fica a critério médico.

e) Alfinetes não são indicados como meio de evitar mobilização dos drenos penrose, pois enferrujam facilmente e propiciam a colonização do local.

f) A mobilização do dreno fica a critério médico. g) Os drenos de sistema aberto devem ser protegidos durante o banho. 03. Curativo contaminado Estas normas são para feridas infectadas e feridas abertas ou com perda de substância, com ou sem infecção. Por estarem abertas, estas lesões são altamente susceptíveis à contaminação exógena. 1. O curativo deve ser oclusivo e mantido limpo e seco. 2. O número de trocas do curativo está diretamente relacionado à quantidade de drenagem, devendo ser

trocado sempre que úmido para evitar colonização. 3. O curativo deve ser protegido durante o banho. 4. A limpeza da ferida deve ser mecânica com solução fisiológica estéril. 5. A anti-sepsia deve ser realizada com PVP-I tópico (aquoso). 6. As soluções anti-sépticas degermantes são contra-indicadas em feridas abertas, pois os tensoativos

afetam a permeabilidade das membranas celulares, produzem hemólise e são adsorvidos pelas proteínas, interferindo prejudicialmente no processo cicatricial.

7. Gaze vaselinada estéril é recomendada nos casos em que há necessidade de prevenir aderência nos tecidos.

8. Pacientes com feridas infectadas devem possuir sem seu quarto uma bandeja individualizada contendo: éter, PVP-I tópico (aquoso), soro fisiológico, álcool a 70% (para antissepsia das mãos). Os frascos devem ser identificados com o nome do produto e a data de preparo e as soluções devem ser trocadas a cada 7 dias.

9. Em feridas com drenagem purulenta deve ser coletada cultura semanal (swab), para monitorização microbiológica.

TÉCNICA DE CURATIVOS 1. Lavar as mãos com água e sabão, secar e friccionar álcool a 70% glicerinado. 2. Reunir em uma bandeja o material necessário: pacotinhos de gaze, pacote de curativo, fita adesiva,

cuba-rim, saco plástico pequeno, soro fisiológico, antisséptico (PVP-I) e outros que se fizerem necessários.

3. Abrir o pacote de curativos e colocar as pinças de modo que a parte de segurar fique fora do campo. Não tocar na parte interna do campo.

4. Abrir os pacotes de gaze e colocá-las no campo de curativo. 5. Com as pinças de Kocher e dente-de-rato, fazer um chumaço de gaze. Prendendo-o com a pinça de

Kocher, embebê-lo em éter. 6. Friccionar este chumaço na extremidade da fita adesiva, tracionando-a com o auxílio da pinça dente-de-

rato, até desprendê-la. A remoção do curativo também pode ser feita com as mãos enluvadas, dispensando o uso das pinças.

7. Desprezar o chumaço e o curativo sujo no saco plástico e a pinça dente-de-rato na cuba-rim. 8. Pegar a pinça Kelly e, com o auxílio da Kocher, tendo o cuidado de não encostar uma pinça na outra,

fazer outro chumaço de gaze e embebê-lo em soro fisiológico.

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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9. Proceder à limpeza da área, seguindo o princípio do menos para o mais contaminado, utilizando tantos chumaços quanto for necessário.

10. Secar toda a área com chumaços secos de gaze, seguindo as orientações acima citadas, desprezando-os no saco plástico.

11. Fazer novo chumaço, embebê-lo na solução antisséptica (PVP-I tópico) e aplicar na ferida. 12. Cobrir a ferida com gazes e fixá-las com fita adesiva. 13. Desprezar o saquinho de plástico no lixo hospitalar. 14. Encaminhar o material utilizado para a esterilização. 15. Lavar as mãos com água e sabão, secar e friccionar álcool 70% glicerinado.

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NORMAS PARA COLETA DE MATERIAIS PARA CULTURA Cultura de Orofaringe 1. Dirigir um foco de luz para a cavidade oral aberta. 2. O paciente deve respirar profundamente enquanto, com um abaixador de língua, o técnico abaixa a

língua do paciente. 3. Solicita-se ao paciente que fale “aah” de forma a erguer a úvula e ajudar a reduzir o reflexo de náuseas. 4. Passar o swab rapidamente para cima e para baixo na mucosa da faringe posterior atrás da úvula e

entre os pilares tonsilares. 5. Cuidado para que as paredes laterais da cavidade bucal não sejam tocadas. 6. Após a coleta o swab deve ser colocado dentro de um tubo estéril até ser semeadas no meio de cultura. Coprocultura 1. Introduzir o swab após a passagem do esfíncter anal e deixar por 20 a 30 segundos. 2. Colocar o swab em tubo estéril. 3. Se houver atraso no transporte ao laboratório, colocar o swab em meio de transporte. Hemocultura 1. Lavar as mãos. 2. Desinfetar a área da punção com álcool a 70% e deixar secar. 3. Em seguida, tornar a limpara a área com PVPI a 10% e deixar secar. O mesmo deverá ser removido

com álcool a 70% após a punção para evitar possível irritação da pele. 4. O local de punção venosa não deve ser palpado após a desinfecção, a menos que se use uma luva

estéril. 5. Utilizar agulha e seringa estéreis ou sistema fechado. 6. O volume ideal de sangue a ser coletado corresponde a 10% do volume total do frasco de coleta,

geralmente 10 mL para adultos e 0,5 a 5 mL para crianças. 7. Fazer a antissepsia do frasco de hemocultura com álcool a 70% na porção de borracha onde será

introduzida a agulha. 8. Transferir vagarosamente o sangue para o interior do frasco de hemocultura, evitando hemólise. 9. Colocar as hemoculturas na estufa a 37º C. 10. Número de amostras:

Infecções sistêmicas ou localizadas (sepse, meningite, osteomielite, artrite séptica, pneumonia): coletar 2 amostras de punções venosas diferentes com intervalos de 5 minutos entre as punções.

Endocardite bacteriana aguda: coletar 3 amostras de punções venosas diferentes com intervalo de 15 a 30 minutos.

Endocardite bacteriana subaguda: coletar 3 amostras de punções venosas diferentes com intervalo mínimo de 15 minutos; se após 24 horas de cultivo não houver crescimento bacteriano, colher mais 2 amostras.

Febre de origem indeterminada: coletar 2 a 3 amostras de punções venosas diferentes, com intervalos superiores a 1 hora; se após 24 horas de cultivo não houver crescimento, colher mais 2 amostras.

Crianças: colher 2 amostras. Urocultura •

• •

A coleta deve ser feita do jato médio da primeira micção da manhã em um frasco estéril, desprezando-se o primeiro jato. Todas as amostras devem ser refrigeradas se houver demora no transporte para o laboratório. Nunca colher urina estagnada na bolsa coletora, nem desconectar a bolsa coletora da sonda vesical.

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Mulheres 1. Lavar as mãos com água e sabão e secá-las com papel toalha. 2. Com uma das mãos, o paciente ou a enfermeira deverá afastar os grandes lábios e mantê-los afastados

enquanto limpa e colhe a urina. 3. Usando uma compressa de gaze estéril embebida em povidine tópico (aquoso), limpar a região (para

cada lado deve-se usar gazes novas). 4. Secar a região com gaze estéril. 5. Segurar o recipiente pela parte externa durante a coleta. 6. Tampar o recipiente adequadamente. Homens 1. Lavar as mãos com água e sabão e secá-las com papel toalha. 2. Retrair o prepúcio. 3. Limpar a glande e meato com povidine tópico e secar com gaze estéril. 4. Segurar o recipiente pela parte externa durante a coleta. 5. Tampar o recipiente adequadamente. Crianças 1. Limpar o tecido periuretral com povidine tópico e secar com gaze estéril. 2. Colocar o coletor urinário pediátrico estéril sobre a genitália. 3. Se não houver urina após 30 minutos, limpar novamente a região e colocar novo coletor. Cateterismo Vesical 1. Clampear o equipo da bolsa coletora. 2. Lavar o cateter urinário com sabão líquido próximo à sua junção com o sistema de drenagem. 3. Retirar o sabão com soro fisiológico e friccionar álcool a 70% por 30 segundos. 4. Coletar a urina com uma seringa e agulha estéreis, puncionando a sonda vesical no local onde foi

realizada a desinfecção. 5. Transferir o material par um recipiente estéril e enviar ao laboratório. 6. Amostras de urina coletadas da extremidade do cateter de Foley são impróprias para cultura porque as

pontas do cateter estão invariavelmente contaminadas com microrganismos. OBSERVAÇÃO: As amostras obtidas de pacientes cateterizados nem sempre refletem uma real infecção do trato urinário, pois pode-se isolar bactérias do biofilme que se forma na superfície interna da sonda. Cultura de lesões de pele e partes moles fechadas (lesões bolhosas, celulites, petéquias, vesículas, ferida cirúrgica fechada) 1. As margens e superfície da lesão devem ser descontaminadas com álcool a 70% e depois com solução

de povidine-iodine (PVPI a 10%), a qual deverá ser removida com álcool a 70% para evitar irritação da pele.

2. A lesão não deve ser rompida durante o preparo da pele. 3. Coletar o material purulento localizado na parte mais profunda da ferida, utilizando, de preferência,

aspirado com seringa e agulha. 4. Se não for possível aspirar, injetar pequena quantidade de soro fisiológico e aspirar. 5. Não usar swabs para coletar o pus emergente (isso evita a contaminação com a flora da superfície). 6. Se a coleta for feita através de biópsia, o material das margens da lesão e a parte mais profunda do

sítio escolhido são mais representativos e possuem maior viabilidade de microrganismos. 7. A coleta de ferida de queimadura deve ser realizada após extensa limpeza e debridamento da lesão.

Biópsia da pele é a técnica mais recomendada. 8. Tampar a seringa e enviar ao laboratório.

Page 78: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

75

Lesões de pele e partes moles abertas (ferida cirúrgica aberta, escaras) 1. Limpar a superfície da ferida com uma gaze estéril embebida em água estéril. 2. Aspirar o material com seringa e agulha estéreis. 3. Não usar swab pois os germes coletados podem representar apenas colonização da superfície da

ferida. 4. Se a quantidade de secreção for pequena, injetar uma pequena quantidade de soro fisiológico e aspirar. 5. Tampar a seringa e enviar ao laboratório. Todas as amostras devem ser refrigeradas se houver demora

no transporte ao laboratório. Cultura de ponta de cateter intravascular 1. Proceder a antissepsia da pele ao redor do cateter com álcool a 70% e, em seguida, com PVPI a 10%,

o qual deverá ser posteriormente removido com álcool a 70% para evitar irritação da pele pelo iodo. 2. Retirar o cateter vagarosamente utilizando pinça estéril. 3. Cortar, assepticamente, 5 cm do cateter (parte do trajeto subcutâneo e ponta distal) com uma lâmina de

bisturi ou tesoura estéril. Não usar tesouras embebidas em soluções antissépticas. 4. Colocar o pedaço do cateter num frasco estéril, sem meio de cultura. 5. Enviar o frasco imediatamente ao laboratório. Recomenda-se que o semeio ocorra no máximo 1 hora

após a remoção do cateter. 6. Antes da remoção do cateter intravascular, se houver suspeita de bacteremia ou sepse relacionada ao

cateter, colher primeiro 3 amostras de sangue periférico em veia distante do cateter, conforme técnica de hemocultura.

7. A presença de um número maior ou igual a 15 colônias de um único tipo de bactéria sugere que a ponta de cateter pode estar sendo fonte de infecção (técnica de Maki).

Líquidos Corporais (Líquido Pleural, Pericárdico, Peritoneal, Sinovial) 1. A coleta dos materiais é um procedimento médico que deve ser realizado assepticamente. 2. O material coletado deve ser acondicionado em frasco estéril com tampa de rosca. 3. O frasco deve conter 0,2 a 0,5 ml de heparina estéril. Tecidos e Biópsias 1. As amostras de tecido para cultura devem ser acondicionadas em frasco estéril, de boca larga,

perfeitamente adaptada. 2. Adicionar assepticamente soro fisiológico ou água destilada estéril, caso haja possibilidade de

ressecamento. 3. As amostras conservadas em formol não são adequadas para cultura.

AMOSTRAS NÃO RECOMENDADAS PARA CULTURA POR FORNECEREM RESULTADOS QUESTIONÁVEIS

Amostra Alternativa ou comentário Ponta de cateter de Foley Não processar Swab de secreção de lesão de partes moles aberta Não processar Swab de amostra de queimadura Processar biópsia ou aspirado Swab de úlcera de decúbito Processar biópsia ou aspirado Swab de abscesso perirretal Processar biópsia ou aspirado Swab de lesão de gangrena Processar biópsia ou aspirado Swab de lesão periodontal Processar biópsia ou aspirado Swab de úlcera varicosa Processar biópsia ou aspirado Material de colostomia Não processar

Page 79: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

76

TEMPO CRÍTICO PARA A ENTREGA DA AMOSTRA AO LABORATÓRIO E MEIOS DE TRANSPORTE Amostra Tempo crítico Frascos e meios de transporte

Líquor Imediatamente Tubo seco estéril Líquido pleural Imediatamente Tubo seco estéril Swab Imediatamente Tubo seco estéril ou meio semi-

sólido (Stuart, Amies) Feridas e tecidos 30 minutos ou até 12 horas (meio de

transporte) Meio de transporte apropriado

Hemocultura 30 minutos Frascos com meio de cultura Trato respiratório 30 minutos Tubo seco estéril Trato gastrointestinal 1 hora Tubo seco estéril Urina Até 1 hora ou refrigerada até 24 horas Tubo seco estéril Fezes Até 12 horas em meio de transporte Cary-Blair Ponta de cateter intravascular

Até 1 hora Tubo seco estéril

MATERIAIS CLÍNICOS E REFRIGERAÇÃO Podem ser refrigerados Não podem ser refrigerados

Urina Líquor Fezes Líquido pleural e outros fluidos corporais Materiais do trato respiratório Materiais do trato genital/cervical Materiais de lesões de partes moles Sangue

Page 80: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

77

HIGIENIZAÇÃO DA CAIXA D’ÁGUA

Cálculo da Capacidade do Reservatório 1. Verificar as dimensões do reservatório: altura, largura e comprimento (para caixas d’água em forma de

poliedros) ou altura e raio (para caixas d’água cilíndricas). 2. Calcular o volume em litros usando uma das seguintes fórmulas:

a. poliedros: volume (litros) = altura x largura x comprimento x 1000 b. cilíndricas: volume (litros) = πr2h x 1000 (3,14 x raio ao quadrado x altura x 1000)

Lavagem do Reservatório 1. Fechar o registro; 2. Esvaziar o reservatório; 3. Lavar cuidadosamente o interior do reservatório com água e escova, esfregando bem as paredes, a fim

de eliminar toda a sujeira aderida (não utilizar escovas de aço para não danificar as paredes do reservatório);

4. Escoar a sujeira; 5. Nunca usar sabão, detergente ou similar para essa operação, pois poderá permanecer nas paredes do

reservatório e, posteriormente, na água armazenada. Cálculo da quantidade de hipoclorito de sódio a ser utilizada 1. Calcular o volume da solução de hipoclorito, obedecendo à proporção de 1 litro de água sanitária para

cada 1000 litros de capacidade do reservatório, de modo a obter uma diluição final entre 20 a 25 ppm de cloro livre.

2. Abrir o registro até a água cobrir o fundo da caixa; 3. Fechar novamente o registro e despejar o volume calculado da solução de hipoclorito; 4. Encher novamente a caixa para promover a agitação do líquido e uma adequada homogeinização da

solução desinfetante com a água do reservatório; 5. Manter a solução em contato com a água por um tempo superior a 2 horas; 6. Transcorrido este tempo, esvaziar totalmente o reservatório, mediante abertura de todos os pontos de

utilização de água (torneiras, vaso sanitário, etc.), de modo a promover a desinfecção das tubulações (ATENÇÃO: esta água não deve ser utilizada como bebida, preparo de alimentos ou para higiene pessoal);

7. Encher novamente o reservatório e utilizar a água normalmente.

A HIGIENIZAÇÃO DA CAIXA D’ÁGUA DEVE SER REPETIDA A CADA 6 MESES

Page 81: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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ANEXOS

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Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

FICHA DE NOTIFICAÇÃO E ACOMPANHAMENTO DE ACIDENTES OCUPACIONAIS (FOLHA 1)

HOSPITAL: ___________________________________________________________________________

DATA : ____ / ____ / ____

NOME DO ACIDENTADO: ________________________________________________________________

SEXO: M F IDADE: _________

OCUPAÇÃO: ___________________________________________________

UNIDADE ONDE OCORREU O ACIDENTE: _________________________________

DATA / HORA ACIDENTE: ____ / ____ / ____ _____ : _____

PARTE DO CORPO ACIDENTADO: ________________________________________________________

TIPO DE EXPOSIÇÃO: PERCUTÂNEA MUCOSA PELE ÍNTEGRA PELE LESADA

OBJETO DA LESÃO: AGULHA OCA AGULHA SEM LÚMEN LÂMINA DE BISTURI

OUTROS _______________________

CONDIÇÕES DO OBJETO: SANGUE VISÍVEL AUSÊNCIA DE SANGUE VISÍVEL

AGULHA RECENTEMENTE USADA EM VASO SANGÜÍNEO

MATERIAL ORGÂNICO: SANGUE FLUIDO CONTENDO SANGUE

LÍQUIDO PERITONEAL LÍQUIDO AMNIÓTICO LÍQUIDO PERICÁRDICO

LÍQUIDO PLEURAL LÍQUOR OUTROS _______________________

VOLUME: POUCAS GOTAS RESPINGO DE GRANDE VOLUME

SITUAÇÃO: RECAPAMENTO DE AGULHAS MANUSEIO DE ROUPAS

ADMINISTRAÇÃO DE MEDICAMENTOS MANUSEIO DE PACIENTES

MANUSEIO DE MATERIAL CIRÚRGICO MANUSEIO DE LIXO

OUTRAS ________________________________________________________________

PACIENTE FONTE

CONHECIDO: SIM NÃO

SOROLÓGIA PRÉVIA: POSITIVO NEGATIVO DESCONHECIDO

TESTE RÁPIDO P/ HIV: POSITIVO NEGATIVO NÃO REALIZADO DATA: ____ / ____ / ____

AgHBs: POSITIVO NEGATIVO NÃO REALIZADO DATA: ____ / ____ / ____

ANTI-HIV: POSITIVO NEGATIVO NÃO REALIZADO DATA: ____ / ____ / ____

PACIENTE POSITIVO PARA HIV: SINTOMÁTICO ASSINTOMÁTICO

CARGA VIRAL: ___________________ cópias/mL ; ______ log

CD4: _____________ / mm3

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Page 83: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

FICHA DE NOTIFICAÇÃO E ACOMPANHAMENTO DE ACIDENTES OCUPACIONAIS (FOLHA 2)

PROFISSIONAL ACIDENTADO

SOROLOGIA PRÉVIA: POSITIVO NEGATIVO DESCONHECIDO

TESTE RÁPIDO P/ HIV: POSITIVO NEGATIVO NÃO REALIZADO DATA: ____ / ____ / ____

ACOMPANHAMENTO SOROLÓGICO:

SOROLOGIA PÓS-ACIDENTE 1o MÊS PÓS-EXPOSIÇÃO 3° MÊS PÓS-EXPOSIÇÃO 6° MÊS PÓS-EXPOSIÇÃO

ANTI-HIV

AgHBs

ANTI-HBs NÃO NÃO

ANTI-HCV

IMUNIZAÇÃO PRÉVIA CONTRA HEPATITE B: SIM NÃO DATA: ____ / ____ / ____

VACINAÇÃO CONTRA HEPATITE B: 1a DOSE: ____ / ____ / ____ ; 2a DOSE: ____ / ____ / ____ ; 3a DOSE: ____ / ____ / ____

ANTI-HBs (1-2 meses após a vacinação): ____________ mIU/mL

SEGUNDA SÉRIE DE VACINA PARA HEPATITE B: SIM NÃO

1a DOSE: ____ / ____ / ____ ; 2a DOSE: ____ / ____ / ____ ; 3a DOSE: ____ / ____ / ____

ANTI-HBs (1-2 meses após a vacinação): ____________ mIU/mL

IMUNOGLOBULINA ANTI-HEPATITE B (HBGI) ATÉ 7 DIAS APÓS EXPOSIÇÃO ____ / ____ / ____

PROFILAXIA PÓS-EXPOSIÇÃO PARA HIV: SIM NÃO

DATA DE INÍCIO: ____ / ____ / ____

DROGAS: 1. _____________________ DOSE: ____________________________

2. _____________________ DOSE: ____________________________

3. _____________________ DOSE: ____________________________

ACOMPANHAMENTO DE EFEITOS TÓXICOS:

EXAMES PÓS-ACIDENTE 2a SEMANA DE PROFILAXIA

Hematócrito

Leucócitos

Plaquetas

Glicemia

TGO

TGP

Uréia

Creatinina

EAS

OBSERVAÇÕES: ____________________________________________________________________________________________________________

____________________________________________________________________________________________________________

____________________________________________________________________________________________________________

____________________________________________________________________________________________________________

____________________________________________________________________________________________________________

____________________________________________________________________________________________________________

80

Page 84: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

FICHA DE NOTIFICAÇÃO DE USO DE ANTIBIÓTICOS

HOSPITAL: ____________________________________________________________________________

MÊS/ANO: _____________________________________________

I. PACIENTES EM USO DE ANTIBIOTICOTERAPIA: ADEQUADO

INCORRETO:

II. PACIENTES EM USO DE ANTIBIOTICOPROFILAXIA CIRÚRGICA: ADEQUADO:

INCORRETO:

ANTIBIÓTICOS:

Amicacina: Cloranfenicol:

Amoxicilina: Gentamicina:

Ampicilina: Metronidazol:

Cefalexina: Oxacilina:

Cefalotina: Penicilina benzatina:

Cefazolina: Penicilina cristalina:

Cefotaxima: Penicilina procaína:

Ceftazidima: SMZ/TMP:

Ceftriaxona: Vancomicina:

Clindamicina:

MOTIVOS DE USO INCORRETO:

1.

2.

3.

4.

5.

6.

7.

8.

9.

10.

11.

12.

13.

14.

15.

16.

81

Page 85: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

82

NOTIFICAÇÃO DE INFECÇÕES COMUNITÁRIAS E HOSPITALARES DATA DA NOTIFICAÇÃO: _____ / _____ / __________

HOSPITAL ____________________________________________________________________________

NOME DO PACIENTE____________________________________________________________________

IDADE_________ SEXO: M F

SETOR ____________________________ ENFERMARIA _______________ LEITO _________

TIPO DE INFECÇÃO: INFECÇÃO COMUNITÁRIA

INFECÇÃO EXTRA-INSTITUCIONAL

INFECÇÃO HOSPITALAR

DATA DA INTERNAÇÃO: ____ / ____ / ____ DATA DIAGNÓSTICO DA INFECÇÃO: ____ / ____ / ____

DOENÇAS ASSOCIADAS: ________________________________________________________________

TOPOGRAFIA DA INFECÇÃO:

CIRÚRGICA GASTROINTESTINAL TRATO RESPIRATÓRIO SUPERIOR

SEPSE RELACIONADA A CATETER IV TRATO REPRODUTOR

TRATO RESPIRATÓRIO INFERIOR URINÁRIA SNC

PELE E PARTES MOLES OUTRA: _____________________________

CULTURA: SIM NÃO

GERME(S) ISOLADO(S) ___________________________________________

SENSIBILIDADE: ________________________________________________________________________

RESISTÊNCIA: _________________________________________________________________________

PROCEDIMENTOS INVASIVOS:

NPT CIV SVD VMI OUTRO _________________________

ÓBITO:

SIM NÃO DATA: ____ / ____ / ________

OBSERVAÇÕES: _______________________________________________________________________

Page 86: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

83

NOTIFICAÇÃO DE INFECÇÕES DE SÍTIO CIRÚRGICO (ISC)

HOSPITAL ____________________________________________________________________________

NOME DO PACIENTE___________________________________________IDADE_________

SEXO: M F

SETOR ____________________________ ENFERMARIA _______________ LEITO _________

CIRURGIA REALIZADA: ____________________________ CIRURGIÃO: ________________________

DATA DA CIRURGIA: ____ / ____ / ____ DATA DA CONSULTA: ____ / ____ / ____

DOENÇAS ASSOCIADAS: ________________________________________________________________

ASPECTO DA INCISÃO CIRÚRGICA:

HIPEREMIA: SIM NÃO

HIPERTERMIA: SIM NÃO

DOR LOCAL: SIM NÃO

EDEMA: SIM NÃO

DEISCÊNCIA: SIM NÃO

HEMATOMA: SIM NÃO

DRENAGEM PURULENTA: SIM NÃO

SECREÇÃO NÃO-PURULENTA: SIM NÃO

CULTURA SIM NÃO

GERME(S) ISOLADO(S) ___________________________________________

SENSIBILIDADE: ________________________________________________________________________

RESISTÊNCIA: _________________________________________________________________________

OBSERVAÇÃO: não classificar como infecção incisional:

• A infecção relacionada apenas à incisão do dreno.; classificá-la como infecção de pele ou de partes

moles, conforme a extensão do processo. • Inflamação e secreção mínimas, restritas aos pontos de penetração da sutura não devem ser

consideradas ISC.

Page 87: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

NOTIFICAÇÃO DE PROCEDIMENTOS DE RISCO HOSPITAL ______________________________________________MÊS________________ANO_______

DIA NPT CIV SVD VMI 1 2 3 4 5 6 7 8 9

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31

TOTAL

NUTRIÇÃO PARENTERAL (NPT):

CATETER INTRAVASCULAR (CIV):

SONDA VESICAL DE DEMORA (SVD):

VENTILAÇÃO MECÂNICA INVASIVA (VMI):

84

Page 88: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

ROTEIRO DE INSPEÇÃO DE ARQUITETURA HOSPITALAR RELACIONADA AO CONTROLE DAS INFECÇÕES HOSPITALARES

HOSPITAL: DATA: / / 20 .

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS

HIGIENIZAÇÃO HOSPITALAR 1. Existe Depósito de Material de Limpeza (DML) exclusivo para os seguintes setores? a. Central de Material Esterilizado b. Centro Cirúrgico c. UTI d. Serviço de Nutrição e. Lavanderia f. Enfermarias 2. Existe uma área com características

adequadas para o acúmulo do lixo antes do mesmo ser transportado ao abrigo externo?

3. Existe sanitários e vestiários exclusivos para os funcionários do setor de limpeza?

4. Existe abrigo de resíduos? 5. O abrigo de resíduos apresenta: a. Dimensões adequadas à geração de

resíduos equivalente a dois dias?

b. Cobertura adequada? c. Pisos e paredes com revestimento

adequado?

d. Aberturas para ventilação com tela milimétrica?

e. Fonte de água? f. Ralo sifonado com tampa? 6. Existe abrigo de higienização? 7. O abrigo de higienização apresenta: a. Cobertura adequada? b. Pisos e paredes com revestimento liso e de

fácil higienização?

c. Fonte de água? d. Ralo sifonado com tampa? LAVANDERIA 8. Existe uma barreira física entre a área limpa

da área suja?

9. Existe lavadora de desinfecção com duas portas de acesso?

10. A lavadora de desinfecção está posicionada na parede que separa a área suja da área limpa?

10. Existe vestiário com sanitários para os funcionários da área suja?

11. Existem exaustores nas áreas suja e limpa? 12. Existem pias com saboneteira e depósito de

papel toalha em ambas áreas?

13. Pisos, paredes e portas são revestidos com material liso e lavável?

14. Existem armários específicos e de fácil limpeza para armazenamento da roupa limpa?

CENTRAL DE MATERIAL ESTERILIZADO 15. Existe uma barreira física separando a área

limpa da área contaminada?

16. Existe vestiário com sanitários para os funcionários do setor?

17. Pisos e paredes são revestidos com material liso e lavável?

18. Pias adequadas para a lavagem do material contaminado?

19. Bancadas de material liso e lavável para acomodação do material que aguarda limpeza?

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Page 89: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 20. Bancadas de material liso e lavável para a

secagem do material limpo?

21. O armazenamento do material esterilizado é feito em prateleiras de material liso e de fácil higienização?

SETOR DE NUTRIÇÃO 22. A ventilação do setor proporciona renovação

do ar, conforto térmico e ambiente isento de fumaças?

23. O setor é equipado de exaustores? 24. O piso é de cor clara, material liso, lavável e

de fácil higienização?

25. Existem ralos sifonados com proteção telada?

26. As paredes são de cor clara, material liso, lavável e de fácil higienização?

27. As janelas são dotadas de telas? 28. O teto é de cor clara, material liso, lavável e

de fácil higienização?

29. O teto é isento de vazamentos, rachaduras, umidade, bolor e descascamento?

30. As portas são de cor clara, material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

31. Os armários do setor são de cor clara, material liso, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

32. As prateleiras do setor obedecem uma distância de 25 cm do piso?

33. Existem instalações sanitárias e vestiários exclusivos para os funcionários do setor de nutrição e dietética?

34. Existem instalações adequadas para os funcionários guardarem suas roupas e pertences?

35. Existe área para recepção das mercadorias? 36. A área para a recepção das mercadorias é

situada em local externo?

37. A área para a recepção das mercadorias é de fácil acesso aos fornecedores?

38. A área para a recepção das mercadorias possui cobertura para a proteção dos alimentos na hora da entrega?

39. A área para a recepção das mercadorias possui área suficiente para acomodar as mercadorias no momento do recebimento?

40. A área para a recepção das mercadorias possui tanque para pré-higienização de verduras e frutas antes de seu armazenamento?

41. Existe uma área para armazenamento dos produtos alimentares?

42. A área para armazenamento possui condicionamento da temperatura ambiente em torno de 26 °C?

43. A área para armazenamento possui piso de cor clara, de material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

44. A área para armazenamento possui paredes de cor clara, de material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

45. A área para armazenamento possui prateleiras, de material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

46. Existe uma área própria para refrigeradores e freezers?

47. Existe uma área separada para o processamento de cada gênero alimentício (carnes cruas, verduras e frutas, massas e sobremesas, alimentos cozidos)?

Page 90: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 48. Cada uma destas áreas possui bancada

provida de pia, confeccionada em material liso e de fácil higienização?

49. Cada área destas possui sistema para a higienização das mãos específico para esta finalidade?

50. O sistema de higienização das mãos possui: a. Pia b. Água corrente c. Saboneteira para sabão líquido d. Papel-toalha e. Cesto de lixo com tampa acionada por pedal 51. O setor possui uma área específica para a

cocção de alimentos?

52. Existe uma área específica para higienização dos utensílios?

53. A área de higienização dos utensílios dispõe de: a. Cubas profundas b. Água corrente c. Local para dispor os utensílios que aguardam

higienização

d. Local para a permanência dos utensílios limpos durante a secagem?

54. Os utensílios são armazenados de forma adequada após a higienização (local exclusivo, de fácil higienização, protegido contra poeira, insetos e roedores)?

CENTRO CIRÚRGICO 55. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

56. Presença de expurgo no local? 57. Pia de degermação com características

adequadas?

UTI 58. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

59. Presença de expurgo no local? 60. Presença de pia adequada para a lavagem das

mãos?

61. Presença de quarto de isolamento? 62. Bancadas de material liso e de fácil

higienização?

63. Armários de material liso e de fácil higienização?

ENFERMARIAS 64. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

65. Presença de expurgo no local? 66. Presença de pias adequadas para a lavagem

das mãos em cada enfermaria?

67. Presença de quartos de isolamento? 68. Bancadas de material liso e de fácil

higienização nos Postos de Enfermagem?

69. Armários de material liso e de fácil higienização nos Postos de Enfermagem?

SALA DE AEROSSOL 70. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

71. Presença de pia adequada para a lavagem das mãos?

72. Bancadas de material liso e de fácil higienização?

73. Armários de material liso e de fácil higienização?

SALA DE MEDICAÇÕES INJETÁVEIS 74. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

75. Presença de pia adequada para a lavagem das mãos?

76. Bancadas de material liso e de fácil higienização?

Page 91: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

88

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 77. Armários de material liso e de fácil

higienização?

SALA DE CURATIVOS 78. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

79. Presença de pia adequada para a lavagem das mãos?

80. Bancadas de material liso e de fácil higienização?

81. Armários de material liso e de fácil higienização?

SALA DE SUTURAS 82. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

83. Presença de pia adequada para a lavagem das mãos?

84. Bancadas de material liso e de fácil higienização?

85. Armários de material liso e de fácil higienização?

CONSULTÓRIOS MÉDICOS 86. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

87. Presença de pia adequada para a lavagem das mãos?

CONSULTÓRIOS ODONTOLÓGICOS 88. Pisos, paredes e portas de material liso e

lavável?

89. Presença de pia adequada para a lavagem das mãos?

90. Bancadas de material liso e de fácil higienização?

91. Armários de material liso e de fácil higienização?

RESULTADO: Taxa de adequação às normas de controle de infecções hospitalares: %

Page 92: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE LIMPEZA HOSPITALAR HOSPITAL: DATA: / / 20 .

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 1. Utiliza hipoclorito de sódio a 1% para

desinfecção de superfícies contaminadas com material infectante?

2. Utiliza hipoclorito de sódio a 250 ppm para desinfecção de baixo nível de pisos de banheiros, laboratório, central de esterilização, lavanderia?

3. Utiliza álcool a 70% para desinfecção de superfícies metálicas?

4. Técnica adequada para limpeza dos pisos? 5. Técnica adequada para desinfecção de

superfícies após contaminação com material infectante?

6. Técnica correta de lavagem dos banheiros? 7. Áreas críticas limpas no mínimo 2 vezes ao

dia?

8. Áreas semi-críticas limpas no mínimo 1 vez ao dia?

9. Técnica adequada de limpeza terminal? 10. Saboneteiras higienizadas após cada troca

do sabão?

11. Existe Depósito de Material de Limpeza (DML) exclusivo para os seguintes setores? (a) CME (b) Centro Cirúrgico (c) UTI (d) Serviço de Nutrição (e) Lavanderia (f) Enfermarias 12. Os funcionários são orientados a retirar a

luva antes de tocar trincos de portas

13. Material de limpeza de áreas críticas é exclusivo para o setor?

14. O funcionário responsável pela limpeza das áreas críticas permanece no setor durante todo o expediente?

15. EPI adequado? (a) Uniforme (b) Luvas (c) Botas ou sapatos (d) Gorro (e) Máscara (f) Avental (g) Óculos protetores 16. Os funcionários do serviço de limpeza são

proibidos a ajudar no transporte de pacientes?

17. O hospital já conta com seu Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde – PGRSS?

18. Os resíduos são coletados em sacos plásticos de cores diferentes conforme o tipo de resíduo?

19. O resíduo infectante é coletado em saco plástico branco leitoso com símbolo impresso de risco biológico?

20. Os sacos de lixo são usados somente até o preenchimento de dois terços de sua capacidade?

21. Todas lixeiras, com exceção das áreas não-críticas, possuem tampas?

22. Nas áreas críticas e semi-críticas as lixeiras possuem tampas acionadas por pedais?

23. Existem recipientes específicos e adequados para o descarte de material pérfurocortantes?

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Page 93: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 24. As lixeiras das áreas críticas são

higienizadas pelo menos 1 vez ao dia?

25. As lixeiras das outras áreas são higienizadas pelo menos semanalmente?

26. Todas as lixeiras são higienizadas quando apresentam sujidade evidente?

27. Os funcionários têm conhecimento da recomendação de não pressionar com pés ou mãos o conteúdo dos sacos de lixo?

28. É realizada higienização correta em casos de acidente com derramamento de material infectante?

29. Resíduos de classificação A1 (descarte de vacinas de microorganismos vivos ou atenuados) são descartados adequadamente (submetidos a descontaminação, acondicionados e identificados como resíduos do tipo D)?

30. Resíduos de classificação A2 (bolsas contendo sangue ou hemocomponentes com volume residual superior a 50 ml) recebem destinamento adequado (acondicionadas em saco branco leitoso e encaminhadas diretamente para os Aterros Sanitários)?

31. Resíduos de classificação A3 (peças anatômicas e produto de fecundação sem sinais vitais, com peso menor que 500 gramas ou estatura menor que 25 centímetros ou idade gestacional menor que 20 semanas) recebem destinamento adequado (acondicionados em saco branco leitoso com a identificação da data, nome da unidade geradora e a inscrição “PEÇAS ANATÔMICAS” e encaminhados para destinação final em Aterro Sanitário)?

32. O serviço dispõe de carro de coleta interna de resíduos?

33. O carro de coleta interna é adequado? 34. Os carros coletores são higienizados

diariamente e sempre que apresentam sujidade?

35. Os funcionários lavam as mãos ainda enluvadas e após retirar as luvas ao fim da coleta dos sacos de lixo?

36. Em caso de necessidade de armazanamento temporário de resíduos, o mesmo segue as normas recomendadas? (a) Piso e paredes são revestidos com material

liso, resistente, lavável e impermeável, e existe abertura telada para ventilação.

(b) Não é permitida a retirada dos sacos de resíduos de dentro dos recipientes ali estacionados, evitando-se o armazenamento com disposição direta dos sacos sobre o piso.

(c) Os recipientes são deixados nesta área por no máximo 8 horas.

37. O trajeto para o traslado de resíduos até o armazenamento externo permite livre acesso dos recipientes coletores de resíduos, possui piso com revestimento resistente à abrasão, superfície plana, regular, antiderrapante e rampa, quando necessária?

38. Existe abrigo de resíduos? 39. O abrigo de resíduos apresenta: (a) Identificação externa? (b) Ambientes separados para atender o

armazenamento de recipientes de resíduos do GRUPO A e do GRUPO D?

(c) Dimensões adequadas à geração de resíduos equivalente a dois dias?

(d) Cobertura adequada? (e) Portas em bom estado de conservação? (f) Pisos e paredes com revestimento

adequado?

Page 94: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS (g) Aberturas para ventilação com tela

milimétrica?

(h) Fonte de água? (i) Ralo sifonado com tampa? (j) Acesso restrito aos funcionários? 40. Os sacos de resíduos permanecem dentro

dos recipientes ali estacionados, evitando-se o armazenamento com disposição direta dos sacos sobre o piso?

41. O abrigo de resíduos é utilizado exclusivamente para armazenamento do lixo?

42. O abrigo de resíduos é higienizado após a coleta externa?

43. Existe abrigo de higienização? 44. O abrigo de higienização apresenta: (a) Cobertura adequada? (b) Pisos e paredes com revestimento liso e de

fácil higienização?

(c) Fonte de água? (d) Ralo sifonado com tampa?

Page 95: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE LAVANDERIA HOSPITALAR HOSPITAL: DATA: / / 20 .

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS

1. Existe uma barreira física separando a área limpa da área suja?

2. Existe lavadora de desinfecção com duas portas de acesso?

3. A lavadora de desinfecção está posicionada na parede que separa a área suja da área limpa?

4. Os funcionários das respectivas áreas ficam restritos ao seu setor?

5. O acesso ao setor é restrito a seus funcionários?

6. Existe vestiário com sanitários para os funcionários da área suja?

7. Existem exaustores nas áreas suja e limpa? 8. Existe material para descarte de material

pérfurocortante em ambas áreas?

9. Existem pias com saboneteira e depósito de papel toalha em ambas áreas?

10. Existe depósito para material de limpeza no próprio setor?

11. Pisos, paredes e portas são revestidos com material liso e lavável?

12. Utiliza-se hipoclorito de sódio a 250 ppm para desinfecção de baixo nível do piso da área suja?

13. Os funcionários estão orientados sobre evitar agitação da roupa durante a coleta?

14. A roupa coletada é transportada em saco resistente de cor diferente do utilizado para o lixo?

15. Havendo extravasamento dos sacos roupa suja, é feita a descontaminação local com hipoclorito de sódio a 1% seguido pela lavagem do local?

16. O funcionário responsável pela coleta utiliza uniforme e luvas de borracha (e não luvas de procedimento)?

17. Os funcionários estão orientados sobre retirar as luvas ao tocar maçanetas de portas?

18. O transporte da roupa coletada é feita com carros coletores específicos para este fim?

19. As características do carro coletor são adequadas (leves, com tampa, material lavável, pouco profundos)?

20. O carro de transporte da roupa suja é submetido diariamente a lavagem com água e detergente seguido de desinfecção com hipoclorito de sódio a 250 ppm?

21. As roupas com sujidades similares presumidas (mesma origem) são reunidas em um mesmo ciclo de lavagem?

22. Todas as peças são cuidadosamente examinadas para a presença de instrumentos estranhos antes da lavagem?

23. Os funcionários estão orientados sobre evitar agitação da roupa?

24. Existe controle microbiológico semestral da água?

25. O funcionário responsável pela lavagem usa EPI adequado? (g) Uniforme (h) Luvas de borracha e cano alto (i) Botas impermeáveis (j) Gorro (k) Máscara antipartículas

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Page 96: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS (l) Avental impermeável (m) Óculos protetores 26. Após o processamento da roupa na área

suja, pias, bancadas e pisos são lavados e depois descontaminados com hipoclorito de sódio a 250 ppm ou álcool a 70%, no caso de superfícies metálicas?

27. Durante o processamento da roupa na área limpa, os funcionários são cuidadosos quanto a evitar que a roupa toque o chão?

28. A mesa para dobragem da roupa é de fácil higienização e dimensões apropriadas?

29. Existem armários específicos e de fácil limpeza para armazenamento da roupa limpa?

30. As roupas limpas com defeitos recebem conserto?

31. As roupas que necessitam de conserto são lavadas novamente antes do uso?

32. A roupa limpa é transportada embalada em sacos plásticos individuais para reduzir os riscos de recontaminação?

33. O transporte da roupa limpa é feita com carros específicos para este fim?

34. O carro de transporte da roupa limpa é submetido diariamente a lavagem com água e detergente seguido de desinfecção com hipoclorito de sódio a 250 ppm?

32. O acondicionamento das mudas de roupa que ficam na reserva dos postos de enfermagem é feita em local específico e de fácil higienização?

RESULTADO: Taxa de adequação às normas de controle de infecções hospitalares: %

Page 97: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

ROTEIRO DE INSPEÇÃO DA CENTRAL DE MATERIAL ESTERILIZADO HOSPITAL: DATA: / / 20 .

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS

1. Existe uma barreira física separando a área limpa da área contaminada?

2. Os funcionários das respectivas áreas ficam restritos ao seu setor?

3. O acesso à CME é restrito a seus funcionários?

4. Existe depósito para material de limpeza no próprio setor?

5. Existe vestiário com sanitários para os funcionários do setor?

6. Pisos e paredes são revestidos com material liso e lavável?

7. Utiliza-se hipoclorito de sódio a 250 ppm para desinfecção de baixo nível do piso da área suja da central de esterilização?

8. Pias adequadas para a lavagem do material contaminado?

9. Bancadas de material liso e lavável para acomodação do material que aguarda limpeza?

10. Técnica adequada de lavagem manual (solução desincrostante, água e sabão, enxagüe)?

11. Após a lavagem, o último enxagüe é feito com água destilada?

12. A técnica de secagem dos materiais é adequada (panos limpos ou secagem espontânea em superfície limpa)?

13. Bancadas de material liso e lavável para a secagem do material limpo?

14. O funcionário responsável pela lavagem do material usa EPI adequado? (a) Uniforme (b) Luvas de borracha e cano alto (c) Botas impermeáveis (d) Gorro (e) Máscara (f) Avental impermeável (g) Óculos protetores 15. É utilizado papel grau cirúrgico para

embalagem dos artigos autoclavados?

16. A técnica de empacotamento do material limpo é adequada?

17. Material limpo etiquetado adequadamente (identificação, data)?

18. Fita de controle químico na face externa do pacote?

19. Autoclave(s) em boas condições de funcionamento?

20. Revisões periódicas nas autoclaves? 21. Estufas em boas condições de

funcionamento?

22. Revisões periódicas nas estufas? 23. Os materiais acondicionados em caixas

metálicas são esterilizadas com as mesmas semi-abertas recobertas com embalagem adequada (tecido de algodão cru, papel crepado)?

24. Observa-se o limite de dois terços da capacidade da autoclave na disposição dos pacotes em seu interior?

25. Os pacotes são dispostos de forma intercalada, com espaços entre os mesmos no interior da autoclave?

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Page 98: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 26. Aguarda-se a secagem da carga no interior

da autoclave após o processo de esterilização?

27. É realizado monitoramento biológico pelo menos semanal do processo de esterilização na autoclave ?

28. É realizado teste do Bowie-Dick no primeiro ciclo do dia na autoclave?

29. Desinfecção/esterilização com glutaraldeído a 2%: (a) È obedecido a duração de 30 minutos para

desinfecção com glutaraldeído a 2%?

(b) È obedecido a duração de 10 horas para esterilização com glutaraldeído a 2%?

(c) Os artigos submetidos à desinfecção/esterilização com glutaraldeído ficam completamente imersos na solução?

(d) As tubulações de artigos ocos são preenchidas com o glutaraldeído?

(e) O recipiente com glutaraldeído é mantido fechado?

(f) O glutaraldeído é ativado antes do uso? (g) É obedecido a vida média de 14 a 28 dias

para as soluções de glutaraldeído em uso?

(h) Os recipientes com glutaraldeído são identificados (solução, prazo de validade)?

(i) Os artigos são retirados da solução com luva estéril?

(j) A técnica do enxagüe após esterilização é adequada (água estéril, baldes estéreis, compressas estéreis ou ar comprimido)?

(k) A técnica do enxagüe após desinfecção é adequada (água potável, baldes limpos, pano limpo ou ar comprimido)?

30. Adequação processamento de artigos à desinfecção e esterilização: (a) Instrumental metálico cirúrgico. (b) Tecido para procedimento cirúrgico. (c) Artigos críticos de PVC, nylon, látex, acrílico

ou plástico.

(d) Máscaras de ambu e de macronebulização (e) Válvula de ambu com componente metálico (f) Cânula de Guedel. (g) Lâmina de laringoscópio (h) Tubo orotraqueal (i) Circuitos de respiradores (j) Conexões e acessórios de respiradores (k) Cânulas plásticas de traqueostomia (l) Cânulas metálicas de traqueostomia (m) CPAP (n) Frascos de aspiração (o) Látex para aspiração (p) Ambu (q) Máscara e copo para nebulização (r) Espéculo vaginal metálico (s) Termômetros 31. O armazenamento do material esterilizado é

feito em prateleiras de material liso e de fácil higienização?

32. O setor é climatizado? 33. A circulação de pessoal neste setor é

restrita?

RESULTADO: Taxa de adequação às normas de controle de infecções hospitalares: %

Page 99: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA HOSPITAL: DATA: / / 20 .

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS

1. A ventilação do setor proporciona renovação do ar, conforto térmico e ambiente isento de fumaças?

2. O setor é equipado de exaustores? 3. O piso é de cor clara, material liso, lavável e

de fácil higienização?

4. Existem ralos sifonados com proteção telada?

5. As paredes são de cor clara, material liso, lavável e de fácil higienização?

6. As janelas são dotadas de telas? 7. O teto é de cor clara, material liso, lavável e

de fácil higienização?

8. O teto é isento de vazamentos, rachaduras, umidade, bolor e descascamento?

9. As portas são de cor clara, material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

10. Os armários do setor são de cor clara, material liso, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

11. As prateleiras do setor obedecem uma distância de 25 cm do piso?

12. Existem instalações sanitárias e vestiários exclusivos para os funcionários do setor de nutrição e dietética?

13. Existem instalações adequadas para os funcionários guardarem suas roupas e pertences?

14. Uniforme dos funcionários: (h) Uniformes de cor clara (i) Uniformes em bom estado de conservação (j) Uniformes lavados e trocados diariamente (k) Avental plástico (l) Calçados fechados (m) Touca, gorro ou similar (n) Ausência de acessórios e adereços 15. Manipuladores de alimentos com diarréia,

infecções respiratórias, cutâneas ou oculares são afastados de suas atividades temporariamente?

16. Os funcionários realizam exames médicos admissionais e periódicos?

17. Os funcionários têm conhecimentos sobre as regras de higiene alimentar abaixo (o conjunto deste item vale 1 ponto no total, considerando-se como adequada às normas se a maioria das respostas for “sim” ou o contrário se a maioria das respostas for “não”):

(a) Deve-se evitar falar, cantar ou assobiar sobre os alimentos.

(b) Deve-se evitar espirrar ou tossir sobre os alimentos: ao tossir ou espirrar, o funcionário deve afastar-se do produto, cobrir a boca e o nariz com papel toalha descartável e depois lavar imediatamente as mãos.

(c) Deve-se evitar enxugar o suor com as mãos, panos de pratos, panos de copa, guardanapos, aventais ou qualquer outra peça da vestimenta: o suor deve ser enxugado com papel toalha descartável e a seguir deve-se lavar imediatamente as mãos.

(d) Deve-se evitar por os dedos no nariz, na boca, ouvidos ou cabelos enquanto se prepara os alimentos.

(e) Deve-se evitar experimentar a comida nas mãos ou com os dedos.

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Page 100: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS (f) Deve-se evitar fazer uso de utensílios sujos. (g) Deve-se evitar provar alimentos com talheres

e voltar a colocar o talher dentro da panela.

(h) Deve-se evitar manipular dinheiro durante o preparo dos alimentos.

(i) Deve-se evitar fumar no local de preparo dos alimentos.

(j) Deve-se evitar usar unhas pintadas e compridas.

(k) Deve-se evitar enxugar as mãos no avental ou em panos.

(l) Deve-se evitar fazer serviço de limpeza e manipular os alimentos ao mesmo tempo.

18. Bancadas e mesas de apoio são lavadas com água e detergente neutro e desinfetadas com hipoclorito de sódio a 200 ppm?

19. É evitado a varredura a seco na área de manipulação e processamento dos alimentos?

20. O piso é lavado diariamente com água e detergente neutro e desinfetadas com hipoclorito de sódio a 200 ppm?

21. Os ralos são limpos diariamente, lavados com água e detergente e enxagüados com hipoclorito de sódio a 200 ppm?

22. Semanalmente é realizada uma lavagem terminal no setor?

23. A coifa é limpa semanalmente? 24. Geladeiras, freezers e carros prateleiras

possuem uma programação periódica de higienização?

25. O lixo é acondicionado em recipientes revestidos com sacos de lixo e tampados?

26. O lixo é retirado para não permanecer à noite dentro do setor?

27. Existe área para depósito do material de limpeza (rodos, baldes, etc.)?

28. É realizado desinsetização e desratização periódicas?

29. É impedida a presença de animais domésticos no setor?

30. É realizado controle microbiológico semestral da água?

31. É realizado a higienização da caixa d’água semestralmente?

32. Existe área para recepção das mercadorias? 33. A área para a recepção das mercadorias é

situada em local externo?

34. A área para a recepção das mercadorias é de fácil acesso aos fornecedores?

35. A área para a recepção das mercadorias possui piso e paredes resvestidos de material de cor clara, liso e de fácil higienização?

36. A área para a recepção das mercadorias possui cobertura para a proteção dos alimentos na hora da entrega?

37. A área para a recepção das mercadorias possui área suficiente para acomodar as mercadorias no momento do recebimento?

38. A área para a recepção das mercadorias possui tanque para pré-higienização de verduras e frutas antes de seu armazenamento?

39. Existe uma área para armazenamento dos produtos alimentares?

40. A área para armazenamento possui condicionamento da temperatura ambiente em torno de 26 °C?

41. A área para armazenamento possui piso de cor clara, de material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

Page 101: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 42. A área para armazenamento possui paredes

de cor clara, de material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

43. A área para armazenamento possui prateleiras, de material liso, lavável, de fácil higienização e em bom estado de conservação?

44. A área para armazenamento possui estrados no piso?

45. Evita-se guardar produtos de limpeza na área de armazenamento?

46. Existe uma área própria para refrigeradores e freezers?

47. Existe uma área separada para o processamento de cada gênero alimentício (carnes cruas, verduras e frutas, massas e sobremesas, alimentos cozidos)?

48. Cada uma destas áreas possui bancada provida de pia, confeccionada em material liso e de fácil higienização?

49. Cada área destas possui sistema para a higienização das mãos específico para esta finalidade?

50. O sistema de higienização das mãos possui: (a) Pia (b) Água corrente (c) Saboneteira para sabão líquido (d) Papel-toalha (e) Cesto de lixo com tampa acionada por pedal 50. Caso não exista uma área para

processamento de cada gênero, é realizado a limpeza e desinfecção rigorosa da bancada após o manuseio de cada tipo de alimento?

51. Frutas e verduras são lavadas em água corrente, uma a uma, imersos em solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm por 15 minutos e enxagüados em água corrente?

52. Ovos e sacos de leite são lavados com água e detergente antes de serem usados?

53. O setor possui uma área específica para a cocção de alimentos?

54. Ausência de freezers e refrigeradores na área de cocção dos alimentos?

55. Esta área possui um sistema completo e específico para higienização das mãos?

56. Existe uma área específica para higienização dos utensílios?

A área de higienização dos utensílios dispõe de: (a) Cubas profundas (b) Água corrente (c) Local para dispor os utensílios que aguardam

higienização

(d) Local para a permanência dos utensílios limpos durante a secagem?

57. Os utensílios utilizados para o preparo dos alimentos são higienizados antes e após cada procedimento?

58. O procedimento de higienização destes utensílios envolve sua lavagem com água e detergente, imersão em solução de hipoclorito de sódio a 200 ppm por 15 minutos e secar naturalmente sem uso de panos?

59. Equipamentos como liquidificadores, batedeiras, etc., são desmontados para uma higienização adequada?

60. Os utensílios são armazenados de forma adequada após a higienização (local exclusivo, de fácil higienização, protegido contra poeira, insetos e roedores)?

RESULTADO: taxa de adequação às normas de controle de infecções hospitalares: %

Page 102: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

99

ROTEIRO DE INSPEÇÃO DO SETOR DE NEONATOLOGIA HOSPITAL: DATA: / / 20 .

NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS

1. Piso, paredes e portas do berçário revestidos de material de cor clara, liso e lavável?

2. Existem pias específicas para a lavagem das mãos equipadas com papel-toalha e lixeiras com tampas acionadas com pedal?

3. Obedecida a distância mínima de 1 metro entre as incubadoras?

4. Existe uma auxiliar de enfermagem para cada 3 a 4 RN?

5. A equipe recebeu vacinação para rubéola, varicela e hepatite B (ou teve sua imunidade para estas viroses avaliada)?

6. É exigido o uso de avental nas seguintes situações: (a) Ao manusear o RN fora da incubadora? (b) Quando o RN estiver em isolamento de

contato?

(c) Ao carregar, segurar e amamentar o RN? 7. O avental é descartado após o uso ou

mantido exclusivamente para um único RN, sendo trocado a cada 12 horas?

8. As visitas são orientadas em relação a: (a) usar gorros (b) retirar pulseiras, anéis e relógios (c) lavagem das mãos (supervisionada) 9. O chão é limpo diariamente? 10. É realizada limpeza terminal do berçário

semanalmente?

11. Estetoscópios, termômetros e outros aparelhos de uso rotineiro são de uso exclusivo para cada RN?

12. Existem normas escritas sobre os tipos de isolamento?

13. As pias e bancadas são higienizadas diariamente e após contaminação?

(água e detergente + álcool 70%)

14. As incubadoras são higienizadas diariamente e após contaminação?

(água e detergente + álcool 70%)

15. As balanças são higienizadas diariamente e após contaminação?

(água e detergente + álcool 70%)

16. Os halos de oxigênio são higienizadas diariamente e após contaminação?

(água e detergente + álcool 70%)

17. Conjunto de ressuscitação (máscara, ambu e reservatório de oxigênio) são higienizados após cada uso?

(água e detergente + glutaraldeído 2% por 30 minutos)

18. As traquéias do CPAP nasal são higienizados após cada uso?

(água e detergente + glutaraldeído 2% por 30 minutos)

19. As cânula de Guedel são higienizados após cada uso?

(água e detergente + glutaraldeído 2% por 30 minutos)

20. Tubos endotraqueais são descartáveis? 21. As lâminas de laringoscópio são higienizados

após cada uso? (água e detergente + glutaraldeído 2% por 30 minutos)

Page 103: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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NORMA CORRETA SIM NÃO COMENTÁRIOS 22. Os circuitos de respiradores são higienizados

após cada uso? (água e detergente + glutaraldeído 2% por 30 minutos)

19. Os frascos de aspiração e látex são higienizados com água e detergente diariamente e esterilizados em autoclave entre pacientes diferentes?

20. Máscaras e copos para nebulização são higienizados após cada uso?

(água e sabão + hipoclorito a 0,1% por 30 minutos)

23. Os processos de desinfecção e esterilização são centralizados na Central de Material Esterilizado?

24. É realizada a profilaxia adequada para oftalmia neonatorum?

25. Existe área específica para assistência do RN após o parto?

26. No alojamento conjunto os berços estão juntos ao leito da mãe e distanciados por 60 cm dos outros leitos?

27. As cubas dos berços do alojamento conjunto são de acrílico ou outro material de fácil higienização e desinfecção?

28. Existem isolamentos na maternidade? 29. O coto umbilical é cuidado apenas com

curativo seco na rotina?

RESULTADO: Taxa de adequação às normas de controle de infecções hospitalares: %

Page 104: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

101

BIBLIOGRAFIA CONSULTADA 1. ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE EMPRESAS DE REFEIÇÕES COLETIVAS (ABERC). Manual ABERC de

práticas de elaboração e serviço de refeições para coletividade, 6. Ed., 2000.

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Communications. 2000; 2(5): 49-54.

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União, Brasília 5 de julho de2000.

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5. BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução - RDC nº 63, Regulamento

técnico para a terapia de nutrição enteral. Diário Oficial da União. Brasília 7 de julho de 2000.

6. BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução – RDC nº 50. Regulamento

técnico para planejamento, programação, elaboração e avaliação de projetos físicos de estabelecimentos

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7. BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Manual de procedimentos básicos em

microbiologia clínica para o controle de infecção hospitalar. Brasília, 2000.

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superfícies em estabelecimentos de saúde. Brasília, Centro de Documentação do Ministério da Saúde, 1994.

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odontológica em tempo de AIDS – manual de condutas. Brasília, 2000.

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humano. Diário Oficial da União, Brasília 22 de fevereiro de 2001.

11. BRASIL. Ministério da Saúde. Portaria nº 1091. Normas e critérios para inclusão da unidade de cuidados

intermediários neonatal no SUS. Diário Oficial da União. Brasília 26 de agosto de 1999.

12. BRASIL. Ministério da Saúde. Portaria nº 2.616, Diário Oficial da União, Brasília 13 de maio de 1998.

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Brasília, 2001.

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(REFORSUS). Gerenciamento de resíduos de serviços de saúde. Brasília, 2001.

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Page 105: Manual de Rotinas Em CCIH

Normas em Controle de Infecções Hospitalares – CCIH/FMS

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19. CENTERS FOR DISEASE CONTROL AND PREVENTION (CDC). Guidelines for the prevention of

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