NOVOS SISTEMAS DE TOMADA DE DECISÃO A …livros01.livrosgratis.com.br/cp106554.pdfacalanto que o silêncio canta. Costumo dizer que algumas almas são perfumadas, porque acredito

UNIVERSIDADE FEDERAL DA PARAÍBA - UFPB CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA CAMPUS II- AREIA-PB

NOVOS SISTEMAS DE TOMADA DE DECISÃO A SEREM USADOS

NO MANEJO DO PULGÃO Aphis gossypii (GLOVER,1877) (HEMIPTERA: APHIDIDAE) NA CULTURA DO ALGODOEIRO

LÚCIA HELENA AVELINO ARAUJO

AREIA-PB 2009

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NOVOS SISTEMAS DE TOMADA DE DECISÃO A SEREM USADOS NO MANEJO DO PULGÃO Aphis gossypii (GLOVER,1877)

(HEMIPTERA: APHIDIDAE) NA CULTURA DO ALGODOEIRO

UNIVERSIDADE FEDERAL DA PARAÍBA - UFPB CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA CAMPUS II- AREIA-PB


NO MANEJO DO PULGÃO Aphis gossypii (GLOVER, 1877) (HEMIPTERA: APHIDIDAE) NA CULTURA DO ALGODOEIRO


Tese apresentada ao Programa de Pós-graduação em Agronomia da Universidade Federal da Paraíba-Campus II, área de concentração Agricultura Tropical em cumprimento às exigências para obtenção do título de Doutor em Agronomia.

ÀREA DE ATUAÇÃO: AGRICULTURA TROPICAL COMITÊ DE ORIENTAÇÃO: Dr. JACINTO DE LUNA BATISTA

Dr.ª LUCIANA CORDEIRO DO NASCIMENTO Dr.ª CRISTINA SCHETINO BASTOS

AREIA-PB

2009

iv

Ficha Catalográfica Elaborada na Seção de Processos Técnicos da Biblioteca

Setorial de Areia-PB, CCA/UFPB.

A659n Araujo, Lúcia Helena Avelino.

Novos sistemas de tomada de decisão a serem usados no manejo do pulgão Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) na cultura do algodoeiro./ Lúcia Helena Avelino Araujo. – Areia - PB: UFPB/CCA, 2009.

89 f.

Tese (Doutorado em Agronomia) - Universidade Federal da Paraíba - Centro de Ciências Agrárias, Areia, 2009.

Bibliografia.

Orientador: Jacinto de Luna Batista.

1. Pulgão 2. Algodoeiro – pragas – controle 3. Algodoeiro – manejo 4. Gossypium Hirsutum I. Batista, Jacinto de Luna (Orientador) II. Título.

CDU: 632.752

v



NO MANEJO DO PULGÃO Aphis gossypii (GLOVER, 1877) (HEMIPTERA: APHIDIDAE) NA CULTURA DO ALGODOEIRO

APROVADO EM: 13/02/2009

BANCA EXAMINADORA

__________________________________ Prof. Dr. Jacinto de Luna Batista - Orientador

UFPB

__________________________________ Profa. Dr.ª Adriana Evangelista Rodrigues

UFPB

__________________________________ Prof. Dr. Eduardo Barbosa Beserra

UEPB

__________________________________ Profa. Dr.ª Luciana Cordeiro do Nascimento

UFPB

vi

AREIA – PB

2009 OFEREÇO

A meu pai Jurandir do Egypto (In memorian) que nos deixou há pouco tempo e está em outro plano, ao lado de Deus e, com certeza está brilhando no céu! Pra você painho...”Tem gente que tem cheiro de passarinho quando canta. De sol quando acorda. Ao lado delas, a gente se sente no balanço de uma rede que dança gostoso numa tarde grande, sem relógio e sem agenda. Ao lado delas, a gente se sente comendo pipoca na praça. Lambuzando o queixo de sorvete. Melando os dedos com algodão doce da cor mais doce que tem pra escolher. Ao lado delas, a gente se sente visitando um lugar feito de alegria. Tocando com os olhos os olhos da paz.Tem gente que tem cheiro de cafuné sem pressa. Do acalanto que o silêncio canta. Costumo dizer que algumas almas são perfumadas, porque acredito que os sentimentos também têm cheiro e tocam todas as coisas com os seus dedos de energia. Meu pai era alguém assim. Ele perfumou muitas vidas com sua luz e suas cores. A minha, foi uma delas. E o perfume era tão gostoso, tão branco, tão delicado, que ele mudou de frasco, mas ele continua vivo no coração de tudo o que ele amou. E tudo o que eu amar vai encontrar, de alguma forma, os vestígios desse perfume de Deus, que, numa temporada, se vestiu de Jurandir, para me falar de amor”.

DEDICO

A minha mãe Antônia por todo carinho e por me ensinar a sonhar

A minha filha Paloma Maria razão de minha vida Aos meus irmãos Jurandir, Rouse mayre, Marcio e Dante

Que sempre me apoiaram, mostrando o real caminho da vida, com trabalho, conhecimento, saúde, lazer e alegria.

Com estas pessoas formei meu caráter, obtive minha força e expressei meu amor.

Muito obrigado!

vii

AGRADECIMENTOS A MEU DEUS E MEU TUDO

A Drª Cristina Schetino Bastos pesquisadora da EMBRAPA Sede, Co-orientadora,

uma amiga verdadeira, com grande generosidade, dando-me muito apoio e

presenteando-me com o projeto desse trabalho, sem o que esta investida seria

impossível. Assim, por ser eternamente grata, exprimo aqui meus sinceros

agradecimentos e alegria de poder encontrar pessoas como você

verdadeiramente dispostas a ajudar, contribuir e incentivar.

Ao Dr. Jacinto de Luna Batista meu orientador pelo apoio e paciência.

A EMBRAPA pelo suporte financeiro tanto pessoal como pelo projeto de

pesquisa.

A EMEPA por ceder a área experimental onde os ensaios foram conduzidos.

A Universidade Federal da Paraíba pela oportunidade de realização deste curso.

A Dr. Fábio Suinaga, Dr.Joaquim Nunes, Dr.Wellington, Fabrício Lira, Sebastião

Lemos, José e Jânio da Embrapa Algodão pelo imenso auxílio na análise, coleta

de dados e condução dos ensaios.

Ao Dr. Ezio Silva e Dr. Marcio Dionizio do Departamento de Biologia Animal da

Universidade Federal de Viçosa pelo incansável e inestimável auxilio.

A Drª Marcia Vidal pesquisadora da Embrapa pela valiosa colaboração como

minha primeira conselheira acadêmica.

A todos os amigos da EMBRAPA Algodão pela força.

Ao professor da Universidade Federal do Ceará Dr. Ervino Bleicher pela revisão e

amizade.

Aos professores Napoleão Beltrão, Julita, Riselane, Walter, Egberto, Luciana,

Ademar, Eduardo Beserra, Adriana, Albericio, Ítalo

Aos colegas Edson, Marcele, Andréia,Marlene, Cícero, Erllens, Ricardo, Socorro,

Anne Eveline, Jandiê, Josy, Noelma, Antônia, Isabel, Selma, Ely,Nice, Fábio,

Laesio, Aldenir, Suenildo, Ivanildo,Carlos pelos bons momentos.

A todos aqueles que de alguma forma contribuíram para a realização deste

trabalho.

viii

SUMÁRIO

CAPÍTULO I - Novos sistemas de tomada de decisão a serem usados no

manejo do pulgão Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) na

cultura do algodoeiro

RESUMO............................................................................................................... 02

ABSTRACT ........................................................................................................... 03

1. INTRODUÇÃO .................................................................................................. 04

2. OBJETIVOS ...................................................................................................... 07

2.1. Objetivo Geral ................................................................................................ 07

2.2. Objetivos específicos ..................................................................................... 07

3. REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................ 08

3.1. A cultura do algodoeiro: importância econômica e potencial de uso .............. 08

3.2. Algodão Colorido ............................................................................................ 11

3.3. Pulgão do Algodoeiro Aphis gossypii (Glover,1877) (Hemiptera:

Aphididae) ............................................................................................................ .12

3.4. Manejo Integrado de Pragas .......................................................................... 16

3.4.1. Amostragem de Insetos ............................................................................... 18

3.4.2. Métodos de levantamento de pragas .......................................................... 19

3.4.3. Distribuição Espacial de Insetos .................................................................. 20

4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................... 22

CAPÍTULO II- Seleção da unidade amostral para compor plano de

amostragem de Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) em

plantas do algodoeiro

RESUMO............................................................................................................... 33

ABSTRACT ........................................................................................................... 34

1. INTRODUÇÃO .................................................................................................. 35

2. OBJETIVO ........................................................................................................ 36

3. MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................. 37

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................ 41

5. CONCLUSÕES ................................................................................................. 69

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................. 70

ix

CAPÍTULO III - Seleção da técnica amostral para compor plano de


plantas do algodoeiro

RESUMO............................................................................................................... 75

ABSTRACT ........................................................................................................... 76

1. INTRODUÇÃO .................................................................................................. 77

2. OBJETIVO ........................................................................................................ 78

3. MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................. 79

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................ 82

5. CONCLUSÃO ................................................................................................... 85

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................. 86

x

LISTA DE FIGURAS

CAPÍTULO II

Figura 1. Área experimental de algodão localizada na Fazenda Veludo. Itaporanga-PB ...................................................................................................... 38 Figura 2. Esquema de frutificação do algodoeiro evidenciando-se as folhas da haste principal (FHP), folhas dos ramos frutíferos (FRF), ramos frutíferos (RF) e os frutos (F) nos ramos frutíferos mostrando as posições frutíferas (PF) ............ 39

xi

LISTA DE TABELAS

CAPÍTULO II

Tabela 1. Média ( X ) ± erro padrão (EP), variância relativa (VR), coeficiente de

correlação (r) e coeficiente angular com a probabilidade (p) entre as densidades

absolutas (ninfas/planta) com as das densidades relativas (ninfas/terço do dossel)

de Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) em plantas da cultivar

BRS- Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 .................................................. 41

Tabela 2. Média ( X ) ± erro padrão (EP), variância relativa (VR),coeficiente de




BRS-8H de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005....................................................... 43

Tabela 3. Média ( X ) ± erro padrão (EP),variância relativa (VR),coeficiente de




BRS- Verde de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 .................................................. 44





BRS-Safira de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 .................................................. 45



absolutas (ninfas/planta) com as das densidades relativas (ninfas/parte do dossel)


BRS-8H de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005....................................................... 47

xii





BRS-Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 .................................................... 49





BRS-Verde de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 ................................................... 50





BRS-Safira de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 ................................................... 52



absolutas (ninfas/planta) com as das densidades relativas (ninfas/folha do dossel)


BRS-8H de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 ....................................................... 54





BRS-Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 ..................................................... 56

xiii













absolutas (ninfas/planta) com as das densidades relativas (ninfas/ramo do dossel)


BRS-8H de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 ....................................................... 62





BRS-Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005 ..................................................... 64






xiv






CAPÍTULO III

Tabela 1. Média ( X ) ± erro padrão (EP), coeficiente de correlação (r),

probabilidade (p), coeficiente angular (b) e variância relativa (VR), de

comparações estabelecidas entre as densidades de Aphis gossypii em cada uma

das técnicas amostrais e as densidades de A.gossypii na unidade amostral (folhas

dos ramos 1 e 2 das plantas de algodoeiro) contabilizada através de contagem

direta. Itaporanga, PB, 2006.................................................................................. 82

CAPÍTULO I

2

ARAUJO, L.H.A. Novos sistemas de tomada de decisão a serem usados

no manejo do pulgão Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera:

Aphididae) na cultura do algodoeiro. Areia. 2009. 89f. Tese (Doutorado

em Agronomia)-Centro de Ciências Agrárias,Universidade Federal da

Paraíba.

RESUMO: O pulgão Aphis gossypii (Hemiptera: Aphididae) é considerado uma

das pragas-chave do algodoeiro, destacando-se em função de sua grande

capacidade de injúria. O ataque de A. gossypii no início é localizado ou em

reboleira, tornando-se com o tempo, generalizado. Apesar das diversas táticas

que compõem o manejo integrado de pragas (MIP), o controle desse pulgão tem

sido realizado predominantemente pelo uso intensivo de inseticidas, favorecendo

mais ainda os surtos dessa praga, os quais têm sido atribuídos a perda da

eficiência dos inseticidas e a eliminação dos inimigos naturais. No MIP, o melhor

momento para aplicação de inseticidas é determinado pelo monitoramento das

densidades populacionais dos insetos-praga e seus inimigos naturais, as quais

são comparadas com índices de tomada de decisão. Portanto, o controle de

pragas deve basear-se em pesquisas que permitam o desenvolvimento de

metodologia de amostragem de suas populações e de seus inimigos naturais. A

adoção de sistemas de amostragem e tomada de decisão para uma dada praga,

normalmente reduz a necessidade de pulverizações, uma vez que a decisão de

controle só é tomada quando a densidade da praga atinge certos limiares.

Palavras-chave: Gossypium hirsutum, pulgão-do-algodoeiro, manejo integrado

de pragas.

3

ARAUJO, L.H.A. New decision system to be used in Aphis gossypii

(Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) management in cotton

plantation. Areia. 2009. 89f. THESIS (DOCTOR SCIENCE IN AGRONOMY)-

CENTER OF AGRICULTURAL SCIENCES, FEDERAL UNIVERSITY OF

PARAIBA

ABSTRACT: The cotton aphid Aphis gossypii (Hemiptera: Aphididae), may be

considered one of the key cotton pests, mainly due to its great injury capacity. The

A. gossypii attack is initially localized or aggregated being staring from winged

migrants, becoming with time, generalized. Even the different tactics that compose

the integrated pest management (IPM), aphid control is done mainly by the

intensive use of insecticides. Due to this, it has been observed insect outbreaks,

witch are blamed to the lack of insecticide efficacy and elimination of natural

enemies. In IPM the timing of insecticides sprays is determined by insect pest and

its natural enemies population densities monitoring that are compared to decision

indexes. So, pest control should be based on research witch permit development

of a sampling methodology for the population and for their natural enemies. The

adoption of sampling methodology and decision index for a given pest, normally

decrease to necessity to spray, once that the control decision is only taken when

the pest density reached certain levels.

Key words: Gossypium hirsutum, cotton aphid, integrated pest management.

4

1. INTRODUÇÃO

A produção de algodão tem influenciado o desenvolvimento econômico de

muitos países no mundo. O Brasil destaca-se como o oitavo maior produtor

mundial, depois da China, Índia, EUA, Paquistão, Uzbequistão, Turquia e

Austrália (CONAB, 2009).

Estima-se que o número de espécies-praga na cultura do algodoeiro esteja

entre 20 e 60. Segundo Degrande (2008), prejuízos significativos nessa cultura

podem ser causados por aproximadamente 13 espécies-praga na maioria dos

sistemas de produção. Entre os insetos-pragas que atacam a cultura do

algodoeiro, o pulgão Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae),

destaca-se em função dos severos danos que causa a esta cultura. O afídeo A.

gossypii é uma praga cosmopolita e tem sido observado em 63 famílias, 192

gêneros e 302 espécies de plantas (DEGUINE et al., 1999) atacando

preferencialmente as culturas do algodão e quiabo (EKUKOLE, 1990). Ocorre

também em outras culturas como: melão, melancia, pimenta, pepino, batata, caju,

tomate, citrus, café, cacau, berinjela e plantas ornamentais. Esta praga possui

ainda como hospedeiras alternativas diversas plantas consideradas daninhas.

Os danos ocasionados pelo pulgão do algodoeiro podem ser qualitativos e

quantitativos. Este inseto alimenta-se das plantas sugando continuamente a

seiva, o que ocasiona deformação dos brotos, encarquilhamento, redução severa

e paralisação do desenvolvimento da planta, com conseqüente redução da

produtividade. Ao sugar a seiva das plantas excreta um líquido açucarado

(honeydew) que cai sobre as folhas e maçãs, favorecendo o desenvolvimento do

fungo Capnodium sp. (fumagina), que recobrindo a folha dificulta a respiração e a

fotossíntese. Na fase do aparecimento dos capulhos, o açúcar e a fumagina

depreciam a fibra, afetando sua utilização industrial. O pulgão A. gossypii também

é vetor de duas viroses importantes, o Vermelhão e o Mosaico das Nervuras

(FREIRE, 1999).

Apesar das diversas táticas que compõem o manejo integrado de pragas

do algodoeiro, o controle desse pulgão tem sido realizado predominantemente

pelo uso intensivo de inseticidas (GRAFTON-CARDWELL, 1991), o que tem

levado a surtos dessa praga, os quais têm sido atribuídos a perda da eficiência

dos inseticidas e a eliminação dos inimigos naturais. Além dos prejuízos

5

econômicos, o uso excessivo de inseticidas pode comprometer a qualidade da

água, ar e solo interferindo na harmonia do ambiente e saúde do homem.

As táticas de controle de uso planejado como o controle biológico e

práticas culturais, podem contribuir para manter as densidades populacionais

desse inseto abaixo do nível de dano econômico. Todavia, a maioria dessas

táticas é preventiva, e mesmo sendo utilizado de forma correta, o inseto pode

atingir o “status” de praga. Nessa situação, segundo a filosofia do manejo

integrado de pragas (MIP), deve-se adotar uma medida de controle terapêutica,

sendo, o controle químico o mais empregado. A escolha do inseticida a ser usado,

assim como o melhor momento de sua aplicação é de extrema importância para

se ter eficiência de controle, agredindo o mínimo possível o ambiente.

No Manejo Integrado de Pragas o melhor momento para aplicação de

inseticidas é determinado pelo monitoramento das densidades populacionais dos

insetos-praga e seus inimigos naturais, as quais são comparadas com índices de

tomada de decisão: nível de controle (NC) e nível de não ação (NNA). O NC ou

de ação corresponde a intensidade de ataque da praga em face de qual devemos

adotar medidas de controle. O NNA corresponde a densidade populacional do

inimigo natural capaz de controlar a praga. Deve-se controlar a praga quando sua

densidade populacional for igual ou superior ao nível de controle e a densidade

populacional do inimigo natural inferior ao nível de não ação. Portanto, o controle

de pragas deve-se basear em pesquisas que permitam o desenvolvimento de

metodologia de amostragem de suas populações e de seus inimigos naturais

(PICANÇO et al., 2001).

A técnica de avaliação amostral que melhor estima a densidade

populacional do inseto deve levar em consideração a precisão, o custo e a

distribuição estatística dos dados, de forma a dar subsídio para uma tomada de

decisão eficiente e barata (PEDIGO, 1988; SHUSTER, 1998). Entre as técnicas

de amostragem mais empregadas para determinar as densidades de pulgões está

a batida de folhas em bandeja, contagem direta dos insetos nas folhas e o uso de

armadilhas adesivas. Entretanto, não se conhece a eficiência dessas técnicas na

determinação das populações relativas A. gossypii na cultura do algodoeiro

(GUSMÃO, 2000).

A eficiência das armadilhas depende, entre outros fatores, de sua

atratividade. A radiação refletida é o estímulo mais conhecido para os pulgões, e

6

as armadilhas amarelas desenvolvidas por Moericke são praticamente seletivas

para afídeos alados (ROSSI, 1989). Um dos fatores limitantes no uso de

armadilhas seletivas para afídeos alados é que a atividade de vôo das espécies

sofre variações, já que suas populações são reguladas por fatores bióticos e

abióticos que atuam em interações complexas (GUSMÃO, 2000).

A densidade populacional e a distribuição dos afídeos ao longo do dossel

da planta são afetadas por fatores climáticos e por fatores da planta

(aleloquímicos). Assim, na escolha de uma folha particular, como unidade de

amostragem, é necessário que, se conheça qual folha melhor representa a real

infestação de A. gossypii na cultura do algodoeiro.

A adoção de sistemas de amostragem e tomada de decisão para uma

dada praga normalmente reduz a necessidade de pulverizações, uma vez que a

decisão de controle só é tomada quando a densidade da praga atinge certos

limiares.

7

2. OBJETIVOS

2.1. Objetivo Geral

Desenvolver novos sistemas de tomada de decisão a serem usados no

manejo do pulgão Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) na cultura

do algodoeiro de forma favorecer a redução no número de aplicações de

inseticidas e dar subsídio ao processo de tomada de decisão eficiente e

econômica.

2.2. Objetivos Específicos

• Determinar a unidade amostral para compor plano de amostragem de A.

gossypii em plantas do algodoeiro;

• Determinar a técnica amostral para compor plano de amostragem de A.

gossypii em plantas do algodoeiro.

8

3. REVISÃO DE LITERATURA

3.1. A cultura do algodoeiro: importância econômica e potencial de uso

O algodão Gossypium spp. é cultivado em mais de 60 países em uma área

superior a 34 milhões de hectares. A cadeia produtiva do algodão gera por ano

aproximadamente US$ 300 bilhões e somente de fibra se produzem 20 milhões

de ton./ano (FNP, 2007). É uma cultura de alta rentabilidade e de imensas

possibilidades para o Brasil, responsável por 1 milhão de hectares, tanto para o

cultivo de sequeiro como para o irrigado, que poderá avançar paulatinamente e

levar o país a ganhar posições entre os quatro maiores produtores de fibras do

mundo, hoje representados pela China, EUA, Índia e Paquistão. Isso será factível

caso as reduções nos subsídios à produção nos Estados Unidos sejam

executadas em concomitância com o determinado pela Organização Mundial do

Comércio e a demanda mundial cresça a taxas acima dos 2,49 % a.a.,

observadas nos últimos cinco anos. A competitividade do algodão e da cadeia

têxtil brasileira está entre as melhores do mundo (FNP, 2007).

O Brasil já chegou a plantar mais de 4,6 milhões de hectares. Atualmente,

a área plantada é inferior a um milhão de hectares e a produção insuficiente para

suprir o consumo de pluma que ultrapassa 820.000 t/ano. A região Centro-Oeste

tem se destacado como a maior produtora de algodão brasileiro, tendo como

principal produtor o Estado do Mato Grosso que corresponde a mais de 50% da

produção nacional. Desta forma, os tradicionais pólos produtores, como Paraná e

São Paulo, perdendo sua importância relativa na produção de algodão (CONAB,

2009).

A última safra brasileira de algodão em pluma (2007/2008) rendeu 1,6

milhões de toneladas. Desse volume, 400 mil toneladas foram exportadas.

Embora a cultura esteja presente em 15 Estados, a maior produção se concentra

em São Paulo, Goiás, Mato Grosso e Bahia, dando ao País o sexto lugar no

cenário mundial. Na atual temporada, a 2008/09, o plantio ocupou cerca de 1,096

milhão de hectares. A colheita está estimada em 1,608 milhão de toneladas. Em

2008/09, a migração foi maior em Mato Grosso e Goiás, respectivamente,

primeiro e terceiro maiores produtores do país. No oeste baiano, a área deverá

ser mantida (CONAB, 2009). A escassez, o encarecimento e as possíveis

9

limitações ao consumo do petróleo tendem a afetar também a utilização das fibras

sintéticas, com reflexo no preço do algodão que é a fibra têxtil natural mais

importante do mundo (MATHEWS & TUNSTALL, 1994).

O algodoeiro herbáceo Gossypium hirsutum L. latifolium Hutch. faz parte da

família Malvaceae contribuindo com 90% da fibra natural produzida em todo o

mundo. O gênero agrega mais cinqüenta e uma espécies e, além dessa, apenas

três são cultivadas economicamente: Gossypium barbadense L., Gossypium

herbaceum L. e Gossypium arboreum L. (CARVALHO, 1999).

O algodão está entre as fibras vegetais mais utilizadas pelo homem. Como

possui poucas exigências em relação a tipo de solo e clima, esta malvácea pode

ser produzida, praticamente em todos os continentes, constituindo um dos

produtos de maior importância econômica do grupo das fibras e tanto pelo

volume, quanto pelo valor da produção. Além disso, é de grande importância

social, devido ao número de empregos gerados direta e indiretamente (RICHETTI

& MELO FILHO, 2001).

A cultura do algodoeiro se insere no grupo de produtos bioenergéticos,

despontando como opção na produção de combustível em função da utilização do

óleo de sua semente. Estas condições serão fatores determinantes para o avanço

da cotonicultura no Brasil. Além do grande valor para o setor têxtil, que consome

cerca de 25,5 milhões de toneladas de fibra ao ano, o algodão (caroço) também é

utilizado para alimentação animal, produção de óleo e biodiesel e até mesmo na

rotação de culturas como soja e milho, por exemplo. Suas sementes são ricas em

óleo (18 a 25%) contendo cerca de 20 a 25% de proteína bruta. O óleo extraído

da mesma é utilizado na alimentação humana e na fabricação de margarina e

sabão. Aproveita-se, também, a torta, subproduto da extração do óleo que é

utilizada na alimentação animal devido possuir alto valor protéico com 40 a 45%

de proteínas. E por último aproveita-se ainda, o tegumento, o qual é usado para

fabricar certos tipos de plásticos e de borracha sintética (RICHETTI & MELO

FILHO, 2001;BELTRÃO, 2003). Também são utilizados vários outros subprodutos

do algodoeiro, sendo os mais importantes, o farelo, o caroço e as cascas do

caroço do algodão, além da torta, na alimentação animal (BELTRÃO & SOUZA,

2001).

O algodoeiro herbáceo é um dos fitossistemas de maior complexidade que

a natureza criou, tendo hábito de crescimento indeterminado (BELTRÃO &

10

SOUZA, 2001), apresentando pelo menos dois tipos de ramificação (monopodiais

e simpodiais), dois tipos de folhas verdadeiras (dos ramos e dos frutos) e pelo

menos duas gemas (axilar e extra-axilar) situadas na base de cada folha

(MAUNEY, 1984). Estas características, em conjunto com outros apanágios

morfológicos e fisiológicos, conferem a esta planta uma elevada plasticidade

fenotípica, ajustando-se aos mais diversos ambientes de clima e solo, sendo

cultivado em cerca de 33 milhões de hectares, em áreas de latitude entre 40º N e

30º S e com mais de 50% da área plantada sob irrigação (AMORIM NETO &

BELTRÃO, 1999; BELTRÃO & SOUZA, 2001).

As folhas da haste principal, também chamadas de folhas vegetativas, são

maiores que as folhas dos ramos reprodutivos e vivem mais (WULLSCHLEGER &

OOSTERHUIS, 1990). De acordo com Beltrão & Souza (2001), essas folhas são

responsáveis pela maior parte da retenção e da nutrição dos ramos e dos frutos

localizados nas primeiras e segundas posições frutíferas, principalmente nos nós

abaixo do nono ramo frutífero, que correspondem a aproximadamente 70% da

produção do algodão. Através do processo fotossintético, as plantas fixam

carbono nas folhas, o qual é distribuído para as demais partes dos órgãos não

fotossintetizantes. Por serem maiores, as folhas vegetativas possuem maior área

disponível para a fotossíntese, permitindo grande produção de fotoassimilados.

Como a produção do algodoeiro é limitada pela área foliar, pela disposição das

folhas, envolvendo o ângulo foliar e distribuição vertical macrofoliar e pela

quantidade de CO2 existente na atmosfera (JENSEN, 2003), qualquer fator que

afete a área fotossinteticamente ativa afetará por conseqüência a produção da

cultura.

A taxa de crescimento da cultura (Tcc) do algodoeiro herbáceo é baixa,

variando em torno de 15 g.m-2

. dia-1

, tendo elevado consumo de água para

produção de fitomassa, média de 646 g de água por grama de fitomassa. Podem

chegar a uma produtividade potencial de 16.500 Kg.ha-1

de algodão em caroço,

ou 300 frutos.m-2

, caso não houvesse a queda das estruturas de reprodução ou

“shedding”. Para o cultivo do algodoeiro, o estabelecimento da melhor época de

semeadura em conformidade com o zoneamento agroecológico é de extrema

importância, em razão da sensibilidade que a espécie possui frente à variação

das condições ambientais (LAZZAROTTO et al., 2001). Por isso, a semeadura é

11

aconselhável em regiões ou épocas em que as temperaturas permaneçam entre

18 e 30ºC, nunca ultrapassando o limite inferior de 14ºC e superior de 40ºC.

Dependendo do clima e da duração do ciclo, o algodoeiro necessita de 700 a

1.300 mm de chuva para atender suas necessidades de água; 50 a 60% dessa

água são necessárias durante o período de floração (50 a 70 dias), enquanto a

massa foliar está completamente desenvolvida. Um déficit hídrico capaz de

reduzir 50% a evapotranspiração relativa nesse período pode significar a redução

no rendimento de algodão na ordem de 28 a 45%, dependendo da duração do

déficit (CHIAVEGATO, 2001).

Vale ressaltar que o algodão é uma cultura com altos custos de produção,

o que torna constantemente necessária a busca por novas tecnologias que visem

à redução da participação dos insumos e de outras variáveis sobre o custo total.

3.2. Algodão colorido

O algodão de fibra colorida é tão antigo quanto o de fibra branca, de acordo

com amostras encontradas em escavações na costa setentrional do Peru, que

remontam a 2.500 a.C., idade também próxima a dos achados arqueológicos de

algodão de fibra branca no velho mundo, que datam de 2.700 a.C., em

escavações no Paquistão (CARVALHO et al., 2002).

A maioria das espécies silvestres de algodão possui fibras naturalmente

coloridas, principalmente de marrom, em várias tonalidades, porém a maioria

delas não possui fibra fiável. A fibra e o línter de algodões tetraplóides ocorrem

em cores que vão do branco a várias tonalidades em marrom e verde. Estes

mutantes têm sido usados em programas de melhoramento visando obtenção de

cultivares de fibra colorida. As cores mais comuns são o verde e marrom

(CARVALHO et al., 2002).

O Nordeste do Brasil, no entanto, desponta como nicho propício para o

cultivo do algodoeiro de fibras coloridas. A região poderá se tornar um grande

centro produtor deste tipo de algodão, pois aí predomina a agricultura familiar,

com abundância de mão-de-obra, detendo um dos mais baixos custos de

produção do país (FREIRE et al., 1997), solos e clima propícios. O interesse pelo

plantio do algodão colorido vem aumentando expressivamente no Nordeste

brasileiro, principalmente no estado da Paraíba, devido o aumento da demanda

12

por esse produto, pesquisadores da Embrapa Algodão têm trabalhado na

obtenção de cultivares de algodão herbáceo de fibras coloridas.

O algodão colorido obtido pelo processo de melhoramento apresenta bons

padrões de resistência, comprimento, textura e uniformidade, pode ser

processado por indústrias têxteis modernas e o tecido possui qualidade e

estabilidade de coloração, semelhante aos coloridos artificialmente (EMBRAPA

ALGODÃO, 2004).

Foram lançadas pela Embrapa Algodão três cultivares: a BRS Verde (fibra

verde), a BRS Rubi (fibra marrom avermelhado ou marrom telha) e a BRS Safira

(fibra marrom avermelhado ou marrom telha, um pouco mais claro que o Rubi).

Esses materiais podem ser cultivados, sob regime de sequeiro ou irrigado.

Adaptadas às condições do semi-árido, essas cultivares têm baixo custo de

produção e podem ser processadas em fiação de alta velocidade, gerando

produtos de elevada qualidade têxtil e preço competitivo. A inclusão destas novas

cultivares de fibras coloridas no mercado poderá trazer vantagens aos produtores

da região (EMBRAPA ALGODÃO, 2004).Os preços obtidos com os produtos de

algodão colorido no mercado internacional, variaram de US$ 3,79 a US$ 5,00/kg

de fibra de cor verde e de US$ 1,84 a US$ 3,35/kg de fibra marrom, propiciando

maior margem de lucro aos industriais, quando se compara o lucro obtido com o

algodão branco, que alcançou preço médio de US$1,65/Kg de fibra (EMBRAPA

ALGODÃO, 2004).

Assim, o desenvolvimento genético de outras tonalidades de cores, e os

testes industriais processados com os algodões coloridos podem abrir novos

mercados, inclusive para o algodão colorido orgânico (algodão produzido sem

utilização de fertilizantes, inseticidas ou outros insumos químicos de síntese), bem

como industrialização sem o uso de corantes sintéticos, para resultar num produto

ecologicamente limpo, sem agressões ao homem e ao ambiente (EMBRAPA

ALGODÃO, 2004).

3.3. Pulgão do algodoeiro Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera:

Aphididae)

Entre as pragas mais importantes da cultura do algodão, destaca-se o

pulgão do algodoeiro A. gossypii, causando prejuízos quantitativos e qualitativos à

13

cultura do algodão. Considerada uma praga cosmopolita, encontrada em todos os

continentes, sendo particularmente abundante nos trópicos (SOGLIA et al., 2003;

HENEBERRY & JECH, 2008). Sua ocorrência foi relatada em 63 famílias, 192

gêneros e 302 espécies de plantas (DEGUINE et al., 1999) atacando

preferencialmente as culturas do algodão e quiabo (EKUKOLE, 1990). Esta praga

possui ainda como hospedeiras alternativas diversas plantas daninhas (PERING,

2002; MICHELOTTO & BUSOLI, 2003).

Os pulgões formam colônias com indivíduos de 0,15 mm a 1,7 mm de

tamanho, formato periforme e coloração variável do amarelo claro ao verde

escuro. Com duas expansões no final do abdômen denominadas sifúnculos. As

fêmeas colocam ninfas em vez de ovos. A reprodução esta associada ao clima,

sendo dividido em dois tipos. Em clima quente se reproduzem por partenogênese

telítoca, isto é, sem a participação do macho e originando apenas fêmeas. Já em

clima extremamente frio, estes realizam a reprodução sexuada, pois os machos

aparecem apenas no inverno.

O ciclo de vida do pulgão dura, em torno, de 5 a 20 dias, durante este

período cada individuo tem o poder reprodutivo de 100 a 120 descendentes. O

período ninfal de A. gossypii possui quatro instares durando de um a três dias

totalizando de 4 a 12 dias o seu estágio de ninfa (PAPA, 2006).

As formas aladas são fêmeas com finalidade de migração e dispersão,

enquanto as ápteras são as ninfas e, também adultas reprodutivas das colônias.

As colônias ficam na parte inferior das folhas (principalmente nas folhas do

ponteiro), brotações, brácteas e demais tecidos tenros do algodoeiro

(DEGRANDE, 2008).

O desenvolvimento, sobrevivência e fecundidade dos pulgões são afetados

por fatores externos, como temperatura e alimentação (XIA et al., 1999; LIU et al.,

2005). Essas características permitem que o afídeo produza várias gerações e

altas densidades populacionais a cada safra, o que favorece a rápida seleção de

indivíduos resistentes a fatores do ambiente restritivos ao seu crescimento

populacional (LIU et al., 2005). A densidade populacional dos afídeos é afetada

pela pluviosidade, pois quando essa se torna baixa, a população tende aumentar

consideravelmente, a população de afídeos, e também é afetada pela

temperatura, o que pode condicionar o tamanho da população, bem como seu

comportamento individual. Nickel (1987) verificou que os fatores climáticos e de

14

alimentação influenciaram a dinâmica populacional dos afídeos, em que as

chuvas, variação de temperatura e uma alimentação insuficiente seriam os fatores

condicionantes à migração de pulgões.

O desenvolvimento de pulgões na planta hospedeira depende de dois

fatores principais: as características da planta e as condições climáticas. Sabe-se

que os pulgões do algodoeiro desenvolvem-se melhor entre 25oC e 30oC, sendo a

temperatura de 27oC considerada ótima para o desempenho de suas funções

biológicas (DEGUINE et al., 1999). Segundo Soglia et al. (2003); Slosser &

Eparajulee (2002) o potencial de reprodução deste inseto pode ser afetado pela

planta hospedeira e pela ocorrência natural de resistência pela temperatura e pelo

o mês do ano. Sua temperatura ótima para reprodução varia de 21oC a 27oC

(SLOSSER & EPARAJULEE, 2002), decrescendo em temperaturas extremas

como 15oC a 30oC (SOGLIA et al., 2003). As chuvas reduzem seu nível

populacional. Porém, as condições de tempo nublado e clima quente e úmido

favorecem as infestações do inseto-praga.

Embora haja preferência do pulgão do algodoeiro pela face inferior da

folha, adultos e ninfas podem também ocupar a face superior da mesma

(GONZAGA et al., 1991). Numa única folha encontram-se colônias de indivíduos

ápteros e alados, em diferentes estágios, sendo que as formas aladas aparecem

com maior freqüência em altas densidades de infestação, quando a competição

por alimento é maior ( O’BRIEN et al., 1993).

O ataque inicia-se logo após a emergência sob forma de pequenas

reboleiras, para depois se disseminar por toda a cultura, que ocorre entre 40 e 70

dias após a emergência especialmente a partir das primeiras adubações

nitrogenadas, em plantas com mais de 15 cm de altura. Os insetos são

favorecidos por temperaturas elevadas e condições normais de umidade relativa

(RAMALHO, 1994; DEGRANDE, 2008).

Em infestações severas as folhas tornam-se quebradiças, secam e caem,

como resultado a produção se reduz consideravelmente. Numa única folha

encontram-se colônias de indivíduos ápteros e alados, em diferentes estágios,

sendo que as formas aladas aparecem com maior freqüência em altas

densidades de infestação, quando a competição por alimento é maior

(RAMALHO, 1994; DEGRANDE, 2008). O pulgão A. gossypii pode levar a

reduções em torno de 40% na produção do algodoeiro (PESSOA et al., 2004).

15

Este inseto praga também causa danos indiretos são mais de 50 tipos de

doenças em diversas plantas, devido a transmissão de vírus (HENEBERRY &

JECH, 2008). No algodoeiro é vetor de mosaico-das-nervuras ou doença azul e

vermelhão, que reduzem drasticamente a produtividade da cultura (SANTOS et

al., 2004). Para o manejo e o controle das populações do pulgão é importante

dividir os sistemas de produção em dois: não vetor e vetor da doença azul. Para

não vetor de viroses o nível de controle é 70% de plantas infestadas com colônias

(mais que 35 insetos) (BLEICHER et al., 1981;ALMEIDA & SILVA, 1999); 40% de

plantas atacadas (DEGRANDE, 1998 ); 20 pulgões / folha ou 50 % de plantas

com pulgões (SANTOS, 1999). Para vetor de viroses os níveis de controle serão:

5 a 10% de plantas atacadas, se plantas doentes 2%; 3 a 5% de plantas

atacadas, se plantas doentes entre 2-6%; controle total de plantas 6%

(DEGRANDE, 1998); cinco pulgões/folha ou cinco a 10% de plantas com pulgões

(SANTOS,1999). A escolha das cultivares também influencia a severidade dos

danos (MICHELOTTO & BUSOLI, 2003). Variedades de folha mais pilosa, que

predominam no mercado, são mais suscetíveis aos pulgões que as folhas lisas.

Também as cultivares de fibra longa como Pima, mostram-se mais sensíveis ao

ataque destes afídeos comparativamente às convencionais (DEGRANDE, 2008).

Apesar das diversas táticas que compõem o manejo integrado de pragas

do algodoeiro, o controle desse pulgão tem sido realizado predominantemente

pelo uso intensivo de inseticidas (GRAFTON-CARDWELL, 1991). Com isso, tem-

se observado surtos dessa praga, o qual tem sido atribuído a perda da eficiência

dos inseticidas e a eliminação dos inimigos naturais. O desenvolvimento de

resistência dessa praga a inseticidas já foi reportado para carbamatos,

organofosforados e piretróides (KERNS & GAYLOR, 1992). A utilização freqüente

desses produtos tem apresentado várias desvantagens como a resistência dos

insetos-pragas aos inseticidas; efeitos adversos sobre organismos não alvos de

controle; resíduos e riscos diretos aos usuários de tais produtos; ressurgência de

pragas secundárias, como ocorrido com a lagarta das maçãs (Heliothis virescens

Fabr.) e o pulgão-do-algodoeiro (A. gossypii ) em algumas regiões do Brasil

(RAMALHO et al.,1995).

16

3.4. Manejo Integrado de Pragas (MIP)

Para o controle de pragas tem-se buscado alterar o mínimo possível o meio

ambiente, através do Manejo Integrado de Pragas (MIP), adotando técnicas que

privilegiam o manejo da população dos artrópodes que se inter-relacionam dentro

do agroecossistema, alcançando uma compatibilidade ambiental e obtendo

soluções sustentáveis para o controle das pragas (LEAKE, 2000). A adoção do

sistema de manejo integrado de pragas (MIP) preconiza a manutenção e

incremento dos fatores de mortalidade natural das pragas, usando de forma

integrada táticas de controle selecionadas com base em parâmetros técnicos,

econômicos e ecológicos (PEDIGO, 1988; DENT, 1993). Neste sistema um inseto

é considerado praga quando ocasiona dano econômico e o controle químico deve

ser usado com base em níveis de tomada de decisão (HIGLEY & PEDIGO, 1997).

Apesar do agroecossistema apresentar uma biodiversidade menor que o

ecossistema natural, mesmo assim é um sistema totalmente complexo, onde os

organismos que o compõem, sejam pragas ou não, estão interagindo na

comunidade. Considerando todas as categorias de pragas, verifica-se que as

mesmas não existem isoladas umas da outra e na maioria das culturas, elas têm

ocorrido simultaneamente. Para o MIP, é importante levar em consideração esse

fato, pois muitas vezes, o uso de uma determinada tática de controle visando uma

categoria de praga pode potencialmente influenciar todas as outras categorias

presentes no agroecossistema (BASTOS & TORRES, 2006).

A avaliação da densidade populacional de insetos em diferentes estágios

fenológicos das culturas (variação no tempo), através da amostragem, fornece

subsídios para a tomada de decisão que é feita levando-se em conta níveis pré-

estabelecidos ou toleráveis de ocorrência (BASTOS & TORRES, 2006).

A amostragem ou seleção de uma unidade amostral representativa do

todo, constitui-se em ferramenta de suporte à decisão de controlar ou não um

organismo via comparação com níveis de controle adotados para o organismo em

questão. Logo, o nível de controle corresponde ao número de insetos (densidade

ou intensidade) que desencadeia ações de controle, situando-se abaixo do nível

de dano econômico (NDE) (STERN et al., 1959; HIGLEY & PEDIGO, 1997). Caso

as ações de controle sejam tomadas quando a população da praga atingir o NDE,

provavelmente esta população tenderá a crescer e a ultrapassar o NDE, antes

17

que o método de controle empregado possa surtir efeito sobre ela. Neste caso, o

prejuízo econômico já terá ocorrido. A adoção de medidas de manejo quando o

NC é atingido faz com que a população da praga seja reduzida a densidades não

econômicas antes que esta possa atingir o NDE.

Na prática, os agricultores utilizam o NC como guia para adoção de

medidas de manejo curativas (controle químico) ou, quando é necessário realizar-

se uma correção no sistema devido a falhas nas medidas de controle preventivas

adotadas. Como o NC não pode ser calculado diretamente, ele é gerado a partir

do NDE, passível de ser estimado (SOUTHWOOD, 1978; HIGLEY & PEDIGO,

1997; PEDIGO, 2002). O nível de não ação (NNA) corresponde à densidade

populacional dos inimigos naturais capazes de manter a população de insetos-

pragas abaixo do nível de dano econômico (PEDIGO, 1988).

Quando da inexistência de técnicas de amostragem que sejam eficientes

em avaliar as infestações das pragas e de níveis que subsidiem a tomada de

decisão, o controle de pragas através do uso de inseticidas é realizado de

maneira empírica o que pode resultar em baixa eficiência de controle ou em

gastos desnecessários (PEDIGO, 2002).

O manejo integrado de pragas dá ênfase ao processo de tomada de

decisão, que é o componente básico que o distingue do sistema convencional de

controle de pragas. Isto implica em dizer que é importante aprender a tolerar a

presença de pragas e a injúria provocada, enquanto isso não significar prejuízo

econômico, pois é possível esperar que a população desses organismos atinja o

nível de dano econômico para considerá-los como pragas. Essa tolerância, pode-

se dizer que é um fator chave dentro dos programas de MIP, favorecendo a ação

do ambiente, principalmente com relação à atuação dos inimigos naturais, que

poderão ter a sua eficiência incrementada, em face do seu crescimento

populacional.

Considerando que na grande maioria dos casos, os fatores abióticos

possuem capacidade restrita de serem manipulados, todo o esforço deve ser

dirigido no sentido de minimizar as perdas impostas pelos fatores bióticos. Neste

caso, atenção especial deve ser dada ao ataque de pragas que, a despeito da

maioria das enfermidades que assolam o algodoeiro, geralmente não possuem

ações dirigidas para a busca de resistência nos programas de melhoramento de

plantas (BASTOS & ALBUQUERQUE, 2004). Sendo assim, o sistema de convívio

18

com as pragas em níveis aceitáveis baseia-se predominantemente na imposição

de mortalidade a estes organismos (ALMEIDA & SILVA, 1999; DEGRANDE,

2008).

Apesar da maior parte do conhecimento que subsidia as ações do manejo

integrado de pragas do algodoeiro já estar consolidada, a evolução tecnológica,

que vem ocorrendo nas últimas décadas, permite que se evolua muito neste

aspecto. Esta evolução caminhará no sentido do aprimoramento dos sistemas de

manejo de pragas em vigência através de geração de ferramentas específicas

para as novas cultivares obtidas, via melhoramento tradicional, da incorporação

de técnicas da agricultura de precisão, do emprego de modelos multicomponentes

na tomada de decisão, da utilização de técnicas de convívio com pragas, que

demonstrem menor impacto sobre organismos não alvo e sobre o ambiente como

um todo, dentre outras (BASTOS & TORRES,2006).

O Brasil encontra-se defasado, em muitos aspectos, em relação à forma

como o manejo de pragas do algodoeiro é praticado em outros países produtores

e competidores no mercado mundial. A sustentabilidade da cultura encontra-se

seriamente ameaçada, em grande parte, devido a um custo de produção elevado,

do qual grande parte deve-se aos gastos com controle de pragas. Logo, a

tendência do manejo de pragas do algodoeiro no Brasil é, a exemplo do que vem

ocorrendo mundialmente, absorver as novas tecnologias, aprimorando os

sistemas de amostragem, de tomada de decisão e de convívio com as pragas,

afim de que o país possa manter sua importância no cenário mundial de produção

de algodão (BASTOS & TORRES,2006).

3.4.1. Amostragem de insetos

O conhecimento de uma forma rápida e eficiente de amostragem das

pragas, principalmente em extensas áreas de cultivo, é fundamental para que o

MIP seja aplicado satisfatoriamente (FERNANDES et al., 2003).

Verificar se a densidade populacional de uma praga está sob nível tolerado

de infestação é considerado um aspecto crucial em um programa de Manejo

Integrado de Pragas (MIP). Normalmente a avaliação da densidade populacional

requer a contagem da espécie por unidade amostral (amostragem enumerativa),

ou de maneira alternativa, verificar se a espécie está ou não presente na unidade

19

amostral (BARRIGOSSI,1997).Segundo Estefanel (1977), um plano de

amostragem pode levar a uma decisão errada, já que não inspeciona toda a

população. Tal plano não pode garantir que uma decisão correta seja sempre

tomada. A inspeção completa da população é, muitas vezes, impossível ou

excessivamente dispendiosa, então se podem tolerar riscos de tomar decisões

erradas se, isso permitir uma redução na quantidade de inspeções.

A escolha por um método de amostragem depende, entre outros fatores,

do custo operacional e da proteção que ele oferece contra a tomada de decisões

erradas, ou da combinação desses fatores. A disposição espacial dos indivíduos

em seu habitat tem uma grande influência em planos de amostragem

(BARRIGOSSI, 1997). Dependendo do tipo de disposição, métodos diferenciados

de amostragem são necessários, exigindo muito cuidado na implementação de

estratégias, visando seu manejo quando se trata de pragas agrícolas (RUESINK,

1982).

Para a classificação das densidades populacionais de insetos e, posterior

comparação com níveis de tomada de decisão, torna-se necessário o

estabelecimento de sistemas de amostragens que apresentem técnicas com

planos precisos e viáveis para obtenção de resultados que aproximem o máximo

possível da realidade (GUSMÃO, 2000).

Análises de regressão linear e correlação entre as densidades absolutas

(variável independente) com as densidades relativas (variável dependente) são

ferramentas estatísticas que podem ser utilizadas na determinação de métodos e

unidades representativas da variabilidade total (CRESPO, 2003; OLIVEIRA,

2003).

3.4.2. Métodos de levantamento de pragas

Para realizar estudos da dinâmica de vôo, incluindo o simples

conhecimento da presença ou ausência ou de haver alcançado os níveis de

controle, se recorre ao uso de armadilhas, as quais proporcionam também

interessantes dados para os conhecimentos faunísticos de afídeos (TOLEDO,

2006). As armadilhas utilizadas usualmente são de sucção e de cor, que se pode

incluir em dois dos três tipos de armadilhas estabelecido por Taylor & Palmer,

(1972): armadilhas filtrantes e de impacto, respectivamente. Tem-se utilizado

20

armadilhas de água e de Moericke de cor amarela. Estas armadilhas estão

baseadas na atração que a cor amarela exerce sobre os pulgões, de

aproximadamente 500 a 600 nm de espectro de absorção luminosa (RABASSE et

al., 1976). As armadilhas de Moericke são utilizadas para estudar a atividade de

vôo das espécies de pulgões. Não há um sistema universal de eleição de um ou

outro tipo, depende dos fins que se pretendem. Os diversos métodos são

complementares e, se deve ter em conta todas as fontes de decisões pertinentes.

Muitos trabalhos descrevem a totalidade dos sistemas de monitoramento através

de armadilhas (HERMOSO DE MENDOZA et al.,1986,1989; MELIA, 1986, 1989;

SECO FERNANDEZ,1989).

As armadilhas adesivas e armadilhas de bandeja amarela com água são

usadas para monitorar a atividade do vôo de pulgão, e são mais econômicas do

que armadilhas de sucção. Entretanto, as armadilhas adesivas são atrativas a

muitos insetos e devem ser substituídas freqüentemente. Além disso, os afídeos

capturados em tais armadilhas requerem inevitáveis solventes especiais para

removê-los e são geralmente danificados, tornando a identificação difícil. A melhor

condição do espécime ocorre nas armadilhas de bandeja amarela com água, mas

também necessita ser esvaziada durante períodos de chuva pesada (TOLEDO,

2006). Além disso, deve ser observado que se monitora somente a atividade do

vôo dos alados, não fornecendo informação sobre os afídeos ápteros

(GOTTWALD et al., 1993).

3.4.3. Distribuição espacial de insetos

A maioria dos insetos não se distribui ao acaso no habitat, tendo em vista

que poucos ambientes são homogêneos e que fatores etológicos que determinam

a sua distribuição são específicos (WATERS, 1959). O padrão de distribuição

espacial de uma espécie é representado pela sua distribuição na área em estudo,

em termos de freqüência de ocorrência dentro das unidades amostrais coletadas

(RUESINK & KOGAN, 1982; JANKAUSKIS, 1990).

Uma espécie vegetal, embora apresente uma grande ocorrência em uma

determinada área, sua distribuição espacial, nas diferentes classes de tamanho,

pode ser bastante irregular. O grau de agregação pode apresentar diferentes

valores, com as plantas das menores classes de tamanho apresentando

21

tendência ao agrupamento e as plantas das maiores classes de tamanho

podendo ocorrer, de maneira, fortemente agrupadas (TAYLOR, 1984 ).

De acordo com SILVEIRA NETO et al. (1976) não há um método de

amostragem universal para avaliar insetos. Para estes autores, um bom método

deve se basear em princípios da estatística e no conhecimento da distribuição

espacial, do ciclo de vida e do comportamento do inseto.

Em geral, classifica-se a disposição espacial dos indivíduos em três

padrões básicos: uniforme, aleatório e agrupado (BARBOSA, 1992; PERECIN &

BARBOSA, 1992). No padrão uniforme, existe uma tendência das espécies

apresentarem a mesma infestação por unidade espacial (ELLIOT, 1990). Já no

padrão aleatório, o número de indivíduos, em certas unidades espaciais, não

afeta a ocorrência de outros na vizinhança. No padrão agrupado, a presença de

espécies é afetada pela maior ou menor densidade na vizinhança, com tendência

de formação de grupos. Estatisticamente, esse fenômeno é chamado de contágio

e, é típico de algumas espécies de insetos e ácaros cuja mobilidade é reduzida,

como certos pulgões e cochonilhas. Assim, à medida que se reproduzem, os

grupos vão sendo formados (BINNS & BOSTANIAN, 1992).

A disposição dos organismos no espaço é uma característica ecológica da

espécie, resultante do nascimento, morte e migração de indivíduos. O

conhecimento das distribuições de probabilidades que descrevem as disposições

espaciais de insetos pragas, obtidas a partir dos dados de contagens, é

importante para o estabelecimento de planos de amostragem, análises

estatísticas e, conseqüentemente na decisão sobre o controle de pragas

(TOLEDO, 2006).

22

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32

CAPÍTULO II

33

ARAUJO, L.H.A. Seleção da unidade amostral para compor plano de


plantas do algodoeiro. Areia. 2009. 89f. Tese (Doutorado em Agronomia)-Centro

de Ciências Agrárias, Universidade Federal da Paraíba.

RESUMO- Este trabalho teve por objetivo determinar a unidade amostral para

compor o plano de amostragem de Aphis gossypii (Glover,1877) (Hemiptera:

Aphididae) em plantas do algodoeiro. Foram avaliadas as densidades de ninfas

de A. gossypii, em áreas de um hectare para as variedades BRS Safira, Rubi,

Verde (coloridas) e BRS 8H (branca). Para seleção da unidade amostral foi

contabilizados o número de ninfas de A. gossypii em todas estruturas das plantas

de algodoeiro, considerando o ramo número 1 primeiro a partir do ápice. A folha

mais distal em relação a inserção do ramo na haste principal foi considerada a

folha número 1 de cada ramo. Foram realizadas análises de correlação e de

regressão linear simples entre as densidades absolutas (n o de pulgões/planta) e

densidades relativas (no de pulgões/unidade amostral) e calcularam-se as

variâncias relativas das unidades amostrais. Verificou-se que a unidade amostral

a ser utilizada para amostragem de A. gossypii no algodoeiro foi no terço apical

dos ramos 1 e 2 das plantas, avaliando-se as folhas 1,2 e 3 destes ramos.

Palavras-chave: Gossypium hirsutum, pulgão-do-algodoeiro, distribuição

espacial, amostragem.

34

ARAUJO, L.H.A Selection of the sample unit to compose a sampling plant for

Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) in cotton plants. Areia,

2009. 89f. Thesis (Doctor Science in Agronomy)-Center of Agricultural Sciences,

Federal University of Paraiba

ABSTRACT - The objective of this work was to determine the sample unit to be

used in Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) sampling plan on

cotton plantation. The A. gossypii nymphs densities were evaluated in one hectare

area of the BRS Safira, Rubi, Verde (coloreds) and BRS- 8H (white) varieties. For

the sample unit selection the number of A. gossypii were computed on all cotton

structures, considering branch number 1 the first branch from top down. The most

distal leaf in relation to branch insertion in the main steam was considered the

number 1 leaf in each branch. The data was subjected to correlation and linear

regression analyses between the absolute densities (number of aphids/plant) and

relative densities (number of aphids/unit sample). The relative variances of the

sample units were calculated. The sample unit to be used to sampling A. gossypii

in cotton was determined to be the first and second branch of the upper third the

plant, observing the leaf of the first, second and third branches.

Key words: Gossypium hirsutum, cotton aphid, spatial distribution, sampling

35

1. INTRODUÇÃO

O algodoeiro, Gossypium spp., é conhecido mundialmente como uma das

culturas que mais enfrenta problemas com insetos-pragas, possuindo nas

condições brasileiras, cerca de 30 espécies de pragas potenciais (DEGRANDE,

2008). Muitas delas possuem ocorrência generalizada podendo, entretanto,

alcançar status diferenciado (praga-chave ou secundária) dependendo da região

onde o cultivo é realizado ou da época do ano em que este é realizado (BASTOS,

2004).

O pulgão Aphis gossypii (Glover, 1877) causa danos diretos e indiretos por

meio do seu hábito alimentar, ocasionando fitotoxemias, transmissão de vírus.

Sendo que resulta em perdas na produtividade o que torna essencial o

monitoramento da atividade desse inseto, o que pode ser feito com a previsão de

ocorrência, para decidir a melhor estratégia de controle a ser adotada

(PRIMIANO, 2005).

A base do manejo integrado de pragas (MIP) de qualquer cultura é a

adoção de um programa de amostragem sistemática, a fim de que as densidades

das pragas sejam conhecidas e possam ser controladas, sempre que estas

atinjam o nível de controle. Dessa forma, o conhecimento de uma forma de

amostragem rápida e eficiente das pragas e seus inimigos naturais é fundamental

para que o MIP seja implementado satisfatoriamente (FERNANDES et al., 2001).

Para se determinar o padrão de arranjo espacial de uma espécie é necessário

que se tenha dados de contagem de indivíduos. Fundamental para isso é que o

ecossistema em questão permita a realização de amostragens (YOUNG &

YOUNG, 1998).

Análises de regressão linear entre densidades absolutas (variável

independente) com as densidades relativas (variável dependente) e de correlação

são ferramentas estatísticas que podem ser utilizadas na determinação de

métodos e unidades amostrais representativas da variabilidade total (CRESPO,

2003; OLIVEIRA, 2003).

A unidade de amostragem ideal baseia-se em critérios de

representatividade, precisão e rapidez. Através do critério de representatividade

são selecionadas unidades amostrais cujas densidades relativas representam as

variações ocorridas na densidade absoluta (SANCHEZ et al., 2002; CRESPO,

36

2003; OLIVEIRA, 2003). Pelo critério de precisão são selecionadas unidades

amostrais que apresentam variâncias relativas até 25%, já que valores até esse

percentual são considerados ideais para geração de planos de amostragem

(SOUTHWOOD, 1978). Pelo critério de rapidez são selecionadas aquelas

unidades amostrais constituídas pelo menor número de órgãos da planta, haja

vista que na maioria dos casos, o tempo de amostragem é diretamente

proporcional ao tamanho da unidade amostral (CRESPO, 2003; OLIVEIRA, 2003;

GORING, 2004).

2. OBJETIVO

A pesquisa teve como objetivo determinar a unidade amostral para compor

plano de amostragem de Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae)

em plantas do algodoeiro.

37

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Localização e condução do ensaio

Esta pesquisa foi realizada em área experimental pertencente à Empresa

de Pesquisa Estadual da Paraíba (EMEPA), Fazenda Veludo, município de

Itaporanga, PB, no ano agrícola de 2005/2006. A sede está localizada na

coordenada geográfica 7o15’18’’ de latitude Sul e 35 o 52’28’’ de longitude Oeste e

a uma altitude de 548m. Segundo a classificação de Köpen o clima da área é do

tipo Aw’ – quente e úmido com chuvas de verão-outono. A precipitação média

anual atinge 800mm, todavia, a irregularidade da mesma dá lugar a

características de aridez quase tão acentuadas quanto às que ocorrem na região

de clima Bsh, havendo anos de período chuvoso quase ausente. A temperatura

média de 26,5 ºC com umidade relativa de 75-85%.

A semeadura foi realizada em 16/08/2005 e a emergência das plantas

ocorreu em 25/08/2005. A adubação de semeadura foi de 117 kg/ha MAP, 40

kg/ha Sulfato de Amônia e 32 kg/ha de Cloreto de Potássio e a adubação de

cobertura foi com 40 kg/ha Uréia e 25 kg/ha Sulfato de Amônia, dividida em duas

aplicações, a primeira com 30 dias após a emergência das plantas (DAE) e a

mesma dose aos 55 DAE.

Foram cultivados campos de um hectare para cada cultivar de algodoeiro

(Figura 1). As cultivares testadas foram: BRS-Safira, BRS-Rubi, BRS-Verde

(coloridas) e BRS-8H (branca).

No controle químico dos pulgões foi utilizado o carbosulfan-0,4L/ha

aplicado quando se atingia o nível de controle adotado de 70% de plantas

infestadas. Foi realizado o controle de Anthonomus grandis Boheman com

aplicações de 0,23 mL/ha de endosulfan; Planococcus minor Maskell com

aplicações de 0,23 mL/ha de óleo de algodão utilizando o aparelho Electrodyn® e

uma segunda aplicação após 10 dias com 2,0 L/ha metamidofós. As plantas

invasoras foram controladas através de aplicação de herbicidas (2,5L/ha

Pendimethalin e 1,5 L/ha Diuron. A necessidade hídrica foi complementada por

irrigação.

38

Figura 1. Área experimental de algodão localizada na Fazenda Veludo. Itaporanga-PB

3.2. Avaliação da densidade populacional do pulgão Aphis gossypii no

algodoeiro

As avaliações da infestação foram semanais, realizadas no período de

setembro a novembro de 2005 até o término da infestação ou por ocasião da

colheita.

As cultivares de algodoeiro BRS-Verde e BRS-8H foram amostradas sete

vezes, enquanto as cultivares BRS-Rubi e BRS-Safira foram amostradas nas

mesmas datas, mas com seis e cinco vezes, respectivamente. Foi determinado o

seguinte critério de amostragem: 20 plantas por lavoura na primeira e na segunda

amostragem; 15 plantas na terceira amostragem; 10 plantas na quarta

amostragem; na quinta, na sexta e na sétima amostragens foram inspecionadas

cinco plantas por lavoura.

39

Para seleção da unidade amostral foi contabilizado o número de A. gossypii

em todas as folhas do dossel da planta para todos os ramos, sendo o ramo no1 o

primeiro a partir do ápice. Considerou a folha no1 de cada ramo, a mais distal em

relação a inserção do ramo ao caule (folha da haste principal) (Figura 2). O dossel

da planta foi dividido em três terços: apical, mediano e basal, sendo que o número

de ramos inserido em cada terço do dossel tem variação em função do número

total de ramos na planta e o número de folhas por ramo é função da idade do

ramo.

Figura 2. Esquema de frutificação do algodoeiro evidenciando-se as folhas da haste principal(FHP), folhas dos ramos frutíferos (FRF), ramos frutíferos (RF) e os frutos (F) nos ramos frutíferos mostrando as posições frutíferas (PF). Fonte: Jácome et al.(2001).

40

3.3 Seleção da unidade amostral do pulgão A. gossypii em algodoeiro

Na seleção da unidade amostral foram usados os critérios de

representatividade (PODOLER & ROGERS, 1975; SANCHEZ, 2002; OLIVEIRA,

2003; CRESPO, 2003), precisão (SOUTHWOOD, 1978; CRESPO 2003;

OLIVEIRA, 2003) e rapidez (OLIVEIRA, 2003; CRESPO, 2003). Para o critério de

representatividade foram selecionadas unidades amostrais que apresentaram

correlações significativas (p<0,05) entre as densidades absolutas e relativas do

número de pulgões A. gossypii e que na análise de regressão linear apresentarem

os maiores coeficientes angulares a p<0,05. Para o critério de precisão foram

selecionadas unidades amostrais que apresentarem variâncias relativas inferiores

a 25% (SOUTHWOOD, 1978). Para o critério de rapidez foram selecionadas entre

as unidades amostrais mais representativas e precisas àquelas constituídas por

menor número de folhas, já que o tempo de amostragem geralmente é

diretamente proporcional ao tamanho da unidade amostral.

Foram calculadas as densidades de pulgões A. gossypii para unidades

amostrais formadas pela combinação seqüencial de uma, duas e três folhas dos

ramos das plantas. As médias e erros-padrão a 1% de probabilidade foram

obtidos através do PROC MEANS e os coeficientes de correlação e angular da

regressão através do PROC REG (SAS Institute,1998). As variâncias relativas

das densidades dos pulgões A. gossypii em cada unidade amostral foram

calculadas conforme a equação proposta por Southwood (1978):

[ ]

X

EPVR

)(*100= onde,

=VR variância relativa, =)(EP erro-padrão da média e =)(X média dos dados.

41

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1. Seleção do terço do dossel das cultivares do algodoeiro

As maiores densidades de A. gossypii estimadas em cada época de

amostragem foram no dossel apical e mediano (Tabela 1), com predominância no

dossel apical da cultivar BRS-Rubi do algodoeiro. Verificaram-se coeficientes

angulares superiores neste dossel. Mas, no terço mediano da quinta e sexta

amostragem (cinco plantas) apresentaram coeficientes angulares superiores ao

apical. As variâncias relativas foram inferiores a 25%, principalmente no dossel

apical. A partir da quinta e sexta amostragem (cinco plantas) as variâncias foram

inferiores no terço mediano. Os elevados valores de variância relativa,

encontrados na amostragem de ninfas de A. gossypii nos terços do dossel da

planta, se devem às baixas densidades detectadas, já que a variância relativa é

inversamente proporcional à densidade (PEDIGO, 1996). O número total de

ninfas de A. gossypii no terço apical apresentou correlação positiva e significativa

(p<0,0001) nas primeiras amostragens, exceto na quinta e sexta amostragem

(cinco plantas).





BRS- Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005

Terço do dossel N X ± EP r b p VR

AP 20 9,65 ± 1,94 0,81* 1,822 <.0001 20,11 ME 20 2,11 ± 1,09 0,40* 0,721 0,0024 51,53 BA 20 2,94 ± 1,80 0,70* 1,572 <.0001 61,42 AP 20 16,04 ± 2,09 0,91* 3,489 <.0001 13,02 ME 20 11,64 ± 1,68 0,74* 2,554 <.0001 14,49 BA 20 2,30 ± 0,52 0,49* 0,650 0,0005 22,85 AP 10 37,93 ± 5,50 0,71* 6,366 0,0020 14,51 ME 10 14,33 ± 3,03 0,85* 3,843 0,0001 21,19 BA 10 5,82 ± 3,07 0,35ns 2,495 0,0701 52,84

42

Tabela 1. Continuação AP 5 131,37 ± 14,53 0,51* 7,000 0,1723 11,07 ME 5 74,11 ± 7,76 0,77* 4,577 0,0494 10,47 BA 5 62,43 ± 13,04 0,05ns 2,088 0,6989 20,88 AP 5 5,50 ± 2,44 -0,19ns -5,316 0,4638 44,32 ME 5 6,96 ± 1,41 0,31* 3,944 0,3263 20,20 BA 5 8,03 ± 1,69 0,09ns 2,549 0,6233 21,09 AP 5 13,94 ± 4,32 0,21ns 2,393 0,4370 30,96 ME 5 18,95 ± 3,99 0,97* 4,760 0,0018 21,08 BA 5 10,32 ± 4,42 0,85* 4,940 0,0244 42,83

N- Número de unidades amostrais; AP- Apical; ME- Mediano e BA- Basal *;ns/ significativo e não significativo, respectivamente a 1% de probabilidade.

As médias estimadas para plantas da cultivar BRS-8H de algodoeiro

evidenciaram que a maior densidade populacional de pulgões ocorreram no terço

apical do dossel da planta tanto na fase vegetativa como também na frutificação

(Tabela 2).Observa-se que as variâncias tendem a acompanhar o comportamento

das médias, conforme preconiza Pedigo (1996), com os menores valores

encontrados nos terços de maior densidade populacional dos pulgões e vice-

versa, neste caso o terço apical. Para o terço basal, as variâncias relativas foram

superiores a 25%. Essa relação é comum em insetos e ácaros, sendo inclusive

utilizada para definir metodologias para detectar índice de agregação de várias

espécies. Foram verificadas correlações positivas e significativas (p< 0,0001)

entre as densidades absolutas de ninfas/planta com densidades relativas de

ninfas nos diferentes terços do dossel. Os maiores coeficientes angulares foram

obtidos no terço apical do dossel das plantas do algodoeiro da cultivar BRS-8H,

resultando no fato de que o dossel apical é o melhor segmento para amostragem

de ninfas de A.gossypii nessa cultivar.

43





BRS-8H de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005

Terço do dossel

N X ± EP r b p VR

AP 20 15,29 ± 3,36 0,61* 1,738 <.0001 21,99 ME 20 5,49 ± 2,61 0,46* 1,175 0,0009 47,56 BA 20 6,47 ± 3,14 0,38* 1,283 0,0036 48,49 AP 20 20,37 ± 3,86 0,93* 4,627 <.0001 18,95 ME 20 4,41 ± 0,87 0,68* 0,903 <.0001 19,91 BA 20 4,52 ± 1,54 0,57* 1,451 0,0001 34,05 AP 15 21,94 ± 5,66 0,82* 2,871 <.0001 25,08 ME 15 20,80 ± 5,46 0,87* 2,864 <.0001 26,29 BA 15 15,09 ± 5,65 0,80* 2,841 <.0001 37,48 AP 10 47,71±8,84 0,95* 6,416 <.0001 18,53 ME 10 29,87±4,68 0,96* 3,407 <.0001 15,67 BA 10 9,24±2,00 0,28ns 0,792 0,1114 21,64 AP 5 172,71±17,97 0,93* 3,203 0,0065 10,41 ME 5 173,80±34,76 0,97* 6,314 0,0016 20,00 BA 5 109,90±17,84 0,33ns 1,887 0,3103 16,23 AP 10 52,25±10,82 0,62* 4,912 0,0065 20,72 ME 10 85,74±12,82 0,92* 7,071 <.0001 14,95 BA 10 54,93±16,69 -0,06ns -2,455 0,4673 30,38 AP 5 13,19±6,10 0,95* 5,800 0,0045 46,28 ME 5 13,48±4,76 0,95* 4,534 0,0038 35,32 BA 5 24,96±19,59 0,96* 18,666 0,0038 78,48


Para a seleção do melhor dossel da planta cultivar BRS-Verde do

algodoeiro, as maiores densidades de A.gossypii foram constatadas no terço

apical, com maiores coeficientes angulares (Tabela 3). No terço mediano na

quinta e sexta amostragem os coeficientes foram superiores ao apical. Além

disso, o dossel apical da planta na maioria das amostragens apresentaram

variâncias relativas inferiores a 25%, em relação ao terço basal. Para o terço

apical foram verificadas correlações positivas e significativas (p<0,0001) entre as

44

densidades de ninfas. Assim, o dossel apical é o melhor para amostragem de

ninfas de A. gossypii.





BRS- Verde de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005


AP 20 10,42 ± 3,66 0,94* 2,820 <.0001 35,2 ME 20 3,12 ± 1,46 0,06ns 0,280 0,3003 46,8 BA 20 1,02 ± 0,49 0,01ns 0,050 0,6202 48,7 AP 20 15,61 ± 3,08 0,95* 2,920 <.0001 19,8 ME 20 6,86 ± 2,16 0,74* 1,800 <.0001 31,5 BA 20 2,46 ± 1,00 0,62* 0,770 <.0001 40,9 AP 15 26,51 ± 9,01 0,88* 2,940 <.0001 34,0 ME 15 29,85 ± 8,26 0,93* 2,760 <.0001 27,7 BA 15 32,64 ± 6,41 0,75* 1,930 <.0001 19,6 AP 10 75,44 ± 11,43 0,90* 6,570 <.0001 15,2 ME 10 23,09 ± 5,30 0,81* 2,890 0,0004 23,0 BA 10 5,68 ± 1,57 0,25ns 0,480 0,1350 27,8 AP 10 147,77 ± 10,27 0,46* 3,430 0,0639 6,95 ME 10 98,02 ± 12,18 0,80* 6,000 0,0005 12,4 BA 10 28,74 ± 5,69 0,27ns 1,460 0,1746 19,8 AP 5 6,18 ± 1,46 0,40* 3,290 0,2483 23,7 ME 5 8,20 ± 2,64 0,90* 8,910 0,0112 32,2 BA 5 4,88 ± 2,18 0,00 0,460 0,9243 44,7 AP 5 25,97 ± 8,36 0,68* 8,220 0,0842 32,2 ME 5 17,90 ± 6,19 0,16ns 2,990 0,4970 34,6 BA 5 8,66 ± 7,50 0,79* 8,030 0,0418 87,3


As maiores densidades de A. gossypii foram observadas no terço apical da

planta, cultivar BRS-Safira de algodoeiro, apresentado maiores coeficientes

angulares, obtidas entre as densidades absolutas com as densidades relativas de

ninfas nas folhas deste terço (Tabela 4). Ao se considerar a variância relativa, o

terço apical foi o mais adequado na amostragem de A.gossypii, por apresentarem

valores inferiores a 25%. Para o terço mediano, na quinta e sexta amostragem

45

apresentaram variâncias relativas inferiores ao limite de 25%. Foram observadas

correlações positivas e significativas (p< 0,0001) no terço apical.





BRS-Safira de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005


AP 20 10,30 ± 2,88 0,99* 2,919 <.0001 27,96 ME 20 1,07 ± 0,39 0,01ns 0,032 0,7432 37,08 BA 20 0,60 ± 0,18 0,39ns 0,117 0,0034 31,072 AP 20 28,42 ± 6,99 0,81* 3,361 <.0001 24,60 ME 20 22,66 ± 6,06 0,89* 3,049 <.0001 26,76 BA 20 7,37± 2,76 0,69* 1,226 <.0001 37,47 AP 10 9,84 ± 1,64 0,67* 3,661 0,0034 16,73 ME 10 8,25 ± 2,21 0,89* 5,643 <.0001 26,83 BA 10 2,95 ± 0,85 0,14ns 0,877 0,2773 28,85 AP 5 56,57±12,72 0,92* 9,524 0,0100 22,48 ME 5 46,22 ± 5,78 0,76* 3,929 0,0554 12,51 BA 5 7,16 ± 1,50 0,19ns 0,510 0,4635 20,94 AP 5 4,63 ± 0,87 0,79* 12,811 0,0816 18,97 ME 5 5,09 ± 0,58 0,01ns 1,158 0,8569 11,46 BA 5 0,78 ± 0,31 0,00 0,494 0,8853 39,82


Suzuki (2004) estudando a dispersão de A.gossypii em quiabeiro observou

maior abundância no terço apical. Segundo Kidd (1995), nos brotos mais jovens

há maior concentração de nutrientes, o que influenciaria na preferência dos

afídeos por essas partes das plantas e tecidos mais tenros. Segundo Klingauf

(1987) as folhas mais velhas da planta são infestadas com dificuldade pelos

afídeos, devido a longa distancia entre a superfície da folha e o floema, sendo

difícil este ser alcançado pelo estilete destes insetos.

Embora discordem de Vendramim & Nakano (1981),Weathersbee &

Hardee (1994),Fernandes et al.(2001) que observaram maior densidade de

pulgões na região mediana. Enquanto, Khalifa & Sharaf el-Din (1964) observaram,

46

por sua vez, preferência de A. gossypii pela região basal da planta. Segundo

Gonzaga et al. (1991), a distribuição vertical das populações de A. gossypii sobre

a planta de algodão varia de acordo com a idade da cultura, sendo que a

concentração na região apical, detectada cerca de 90 dias após a germinação,

não é constatada nas demais idades da planta.

Wellings & Dixon (1987) afirmaram que as populações de pulgões podem

flutuar e manter níveis de densidade altos ou podem apresentar períodos de

abundância seguidos por períodos de baixa densidade. Essas alterações que

ocorrem nas densidades de pulgões podem estar relacionadas com a adubação,

presença de inimigos naturais, fenologia da planta e fatores climáticos.

Neste trabalho, constatou-se que a distribuição de afídeos ao longo da

planta tem grande importância na elaboração de planos de amostragem, fato que

é citado por Pedigo (1996) que afirma que artrópodes podem ser coletados em

partes específicas das plantas, tornando-se de grande valia o conhecimento desta

distribuição, a fim de direcionar as amostragens, tornando o processo de

monitoramento mais eficiente e ao mesmo tempo menos dispendioso.

Ao se comparar o melhor dossel a partir da densidade populacional de

pulgões (A.gossypii) nos períodos observados, verificou-se maiores proporções

entre as cultivares testadas para região apical. Assim, os resultados deste

trabalho concordam com os estudos de Silva et al.(2004) onde verificaram maior

abundância de A. gossypii no terço apical, vindo a seguir os terços mediano e

basal, respectivamente. Que segundo o autor tal preferência pelo terço superior

pode estar também ligada a presença de folhas novas e tenras no ponteiro, que

são mais ricas em nutrientes essenciais e não essenciais (AKEY &

BUTLER,1989), e de mais fácil penetração pelo aparelho bucal do insetos, além

da maior radiação solar presente neste dossel favorecendo, assim o processo

metabólico dos indivíduos.

Também Fernandes et al.(2001) comentam que pulgões são

tradicionalmente observados com maior freqüência nos estratos superior e

mediano da planta, possivelmente devido à maciez do tecido foliar, que facilita

substancialmente a extração de carboidratos pelos afídeos.

47

4.2. Seleção da parte do dossel das cultivares do algodoeiro

Para seleção da parte da planta na cultivar BRS-8H do algodoeiro, as

maiores densidades de A.gossypii foram encontradas na folha (P4); com maiores

coeficientes angulares (Tabela 5). Além disso, essa parte do dossel da planta

apresentou variâncias relativas inferiores a 25%. Nas demais estruturas da planta

foram verificadas variâncias superiores a 25%. Também foram observadas

correlações positivas e significativas (p<0,0001) entre as densidades absolutas

ninfas/planta com as densidades relativas ninfas na folha (P4).






Parte do dossel N X ±EP r b p VR

P1 20 14,05 ± 2,62 -0,03ns -0,106 0,8140 18,7 P2 20 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P3 20 0,14 ± 0,13 0,05ns 0,070 0,7654 96,9 P4 20 14,56 ± 3,02 0,99* 2,168 <.0001 20,8 P5 0 . . . . - P6 0 . . . . - P7 0 . . . . - P1 20 18,30 ± 4,50 0,50* 3,850 0,0004 24,6 P2 20 1,55 ± 0,70 -0,05ns -0,019 0,9241 45,7 P3 20 0,18 ± 0,08 0,18ns 0,043 0,0620 46,2 P4 20 9,49 ± 1,78 0,99* 2,131 <.0001 18,8 P5 20 0,55±0,362 0,17ns 0,180 0,0668 65,8 P6 0 . . . . - P7 0 . . . . - P1 12 11,58±2,24 0,27ns 0,675 0,0796 19,4 P2 12 0,00±0,00 . 0,000 . - P3 12 0,40±0,17 0,32ns 0,058 0,0518 44,2 P4 12 14,74±3,94 0,99* 2,249 <.0001 26,8 P5 12 8,96 ± 1,62 0,72* 0,790 0,0004 18,1 P6 0 . . . . - P7 0 . . . . -

48

Tabela 5. Continuação P1 10 7,30 ± 2,39 0,25ns 0,889 0,1407 32,7 P2 10 3,70 ± 2,47 0,20ns 0,826 0,1931 66,9 P3 10 0,79 ± 0,27 0,38ns 0,124 0,0559 34,3

P4 10 13,60 ± 2,81 0,86* 1,944 0,0001 20,7 P5 10 22,15 ± 4,27 0,27ns 1,664 0,1205 19,3 P6 0 . . . . - P7 0 . . . . - P1 5 5,80 ± 3,58 -0,06ns -0,174 0,6818 61,8 P2 5 21,00 ± 14,85 -0,79ns -2,546 0,0423 70,7 P3 5 4,12 ± 0,87 -0,35ns -0,145 0,0574 21,2 P4 5 91,24 ± 16,38 0,97* 3,111 0,0017 18,0 P5 5 30,45 ± 5,59 0,35ns 0,643 0,2927 18,4 P6 0 . . . . - P7 0 . . . . - P1 10 2,40 ± 1,15 0,14ns 0,259 0,2697 48,2 P2 10 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P3 10 0,18 ± 0,05 0,17ns 0,013 0,2300 31,0 P4 10 48,76 ± 5,70 0,99* 3,303 <.0001 11,7 P5 10 6,61 ± 1,43 0,14ns 0,321 0,2719 21,8 P6 10 9,08 ± 2,48 0,00 0,134 0,7983 27,4 P7 10 8,96 ± 2,08 0,38ns 0,753 0,0543 23,2 P1 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P2 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P3 5 0,20 ± 0,14 0,98* 0,140 0,0012 70,1 P4 5 6,94 ± 2,91 0,99* 2,851 0,0002 41,9 P5 5 2,83 ± 1,77 0,91* 1,675 0,0110 62,8 P6 5 1,86 ± 1,17 -0,04ns -0,252 0,7229 62,8 P7 5 0,91 ± 0,17 0,00 0,044 0,9600 18,7

- Sem padrão ou não houve como fazer a seleção por falta de dados. N- Número de unidades amostrais; P1 – Primórdio foliar; P2 – Haste principal; P3 – Pecíolo; P4 – Folha; P5 – Botão; P6 –Flor; P7 – Maçã *;ns/ significativo e não significativo, respectivamente a 1% de probabilidade.

Para seleção da parte da planta na cultivar BRS-Rubi, as maiores

densidades de A.gossypii foram observadas na folha (P4); verificando-se nesta

parte da planta maiores coeficientes angulares. Além disso, também observaram

que as variâncias relativas foram inferiores a 25% e correlações positivas e

significativas (P<0,0001) (Tabela 6). Na haste principal (P2) as variâncias relativas

foram superiores a 25%, sendo que valores inferiores a este são considerados

ideais para geração de planos de amostragem (SOUTHWOOD, 1978). Assim,

para esta cultivar a melhor representatividade do número médio do pulgão A.

gossypii foi observada na folha (P4), em relação a outras estruturas da planta do

algodoeiro.

49





BRS-Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005

Parte do dossel N X ± EP r b p VR

P1 20 18,60 ± 4,20 0,64* 3,325 <.0001 22,6 P2 20 0,25 ± 0,25 0,04ns 0,053 0,3580 100,0 P3 20 0,20 ± 0,08 0,02ns 0,013 0,5410 43,8 P4 20 7,97±1,91 0,98* 1,873 <.0001 24,0 P5 0 . . . . P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 20 9,25 ± 2,12 0,09ns 1,140 0,1910 22,9 P2 20 1,65 ± 1,14 0,13ns 0,727 0,1170 69,1 P3 20 0,51 ± 0,10 0,19ns 0,081 0,0490 19,9 P4 20 8,81 ± 1,27 0,97* 2,205 <.0001 14,4 P5 20 1,97 ± 0,72 -0,01ns -0,151 0,6220 36,9 P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 12 6,30 ± 2,47 0,60* 2,610 0,0081 39,3 P2 12 1,60 ± 1,60 0,00 0,144 0,8551 100,0 P3 12 0,23 ± 0,12 0,01ns 0,024 0,7050 55,5 P4 12 6,78 ± 1,48 0,86* 1,878 <.0001 21,9 P5 12 13,8 ± 72,38 0,48* 2,244 0,0260 17,2 P6 0 . . . . - P7 0 . . . . - P1 10 13,60 ± 0,81 0,56ns 0,421 0,1430 6,0 P2 10 15,60 ± 5,97 -0,05ns -0,946 0,7120 38,3 P3 10 2,66 ± 0,72 0,56ns 0,377 0,1411 27,2 P4 10 53,66 ± 4,51 0,87* 2,909 0,0191 8,4 P5 10 23,60 ± 3,33 0,00 -0,000 0,9951 14,1 P6 10 4,30 ± 4,30 -0,26ns -1,526 0,3763 100,0 P7 10 3,16 ± 2,65 -0,11ns -0,614 0,5823 83,9 P1 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P2 5 1,80 ± 1,80 -0,30ns -5,046 0,3373 100,0 P3 5 0,00 ± 0,00 0,00 0,000 0,9891 42,9 P4 5 3,99 ± 0,53 0,97* 2,700 0,0011 13,4 P5 5 0,71 ± 0,24 0,50ns 0,882 0,1771 34,1 P6 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P7 5 0,67 ± 0,42 0,46ns 1,496 0,2031 63,2

50

Tabela 6. Continuação P1 10 0,20 ± 0,20 -0,35ns -0,145 0,2883 100,0 P2 10 1,80 ± 1,80 0,18ns 0,942 0,4711 100,0 P3 10 0,44 ± 0,33 0,46ns 0,274 0,2071 73,8 P4 10 2,59 ± 0,77 0,87* 0,882 0,0201 29,9 P5 10 1,00 ± 1,00 0,43ns 0,806 0,2251 100,0 P6 10 18,8 ± 018,80 0,00 0,639 0,9651 100,0 P7 10 13,66 ± 3,14 0,96* 3,767 0,0021 23,0


Na cultivar BRS-Verde do algodoeiro, as maiores densidades de A.gossypii

foram à folha (P4); apresentando maiores coeficientes angulares (Tabela 7).Como

também valores de correlações positivas e significativas (p<0,0001). Além disso, a

parte da planta representada pela folha (P4) apresentaram variâncias relativas

inferiores a 25% em relação a outras estruturas da planta do algodoeiro.





BRS-Verde de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005


P1 20 8,25 ± 1,65 0,15ns 0,545 0,0901 20,06 P2 20 0,55 ± 0,38 -0,02ns -0,053 0,4891 69,14 P3 20 0,10 ± 0,05 0,00 0,002 0,8611 48,86 P4 20 8,43 ± 2,51 0,99* 2,124 <.0001 29,83 P5 0 . . . . P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 20 11,75 ± 2,76 0,74* 1,986 0,0002 23,56 P2 20 4,10 ± 1,84 0,08ns 0,162 0,7031 44,90 P3 20 0,23 ± 0,06 0,12ns 0,023 0,1251 28,50 P4 20 10,71 ± 2,46 0,99* 2,370 <.0001 22,94 P5 20 2,48 ± 0,87 0,04ns 0,058 0,7721 35,09 P6 0 . . . . P7 0 . . . .

51

Tabela 7. Continuação P1 15 12,73 ± 3,13 0,27ns 0,583 0,0431 24,62 P2 15 0,86 ± 0,86 -0,01ns -0,031 0,7211 100,00 P3 15 0,61±0,34 0,45ns 0,081 0,0061 55,48 P4 15 26,03 ± 7,14 0,98* 2,500 <.0001 27,44 P5 15 8,33 ± 2,09 0,34ns 0,436 0,0211 25,19 P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 10 15,30 ± 3,64 -0,09ns -0,712 0,3761 23,80 P2 10 19,30 ± 9,84 0,03 ns 0,366 0,8701 51,02 P3 10 1,76 ± 0,44 0,77* 0,243 0,0011 25,08 P4 10 15,23 ± 3,14 0,93* 1,896 <.0001 20,65 P5 10 25,93 ± 3,40 0,55* 1,581 0,0131 13,12 P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 10 20,10 ± 5,49 -0,02ns -0,296 0,7881 27,32 P2 10 35,70 ± 10,47 0,20ns 2,600 0,1911 29,33 P3 10 2,95 ± 0,54 0,11ns 0,101 0,3361 18,30 P4 10 57,09 ± 4,61 0,82* 2,305 0,0001 8,07 P5 10 20,81 ± 2,56 0,06ns 0,350 0,4901 12,33 P6 10 28,20 ± 15,86 0,36ns 5,268 0,0651 56,24 P7 10 28,83 ± 11,56 0,47* 4,380 0,0281 40,11 P1 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P2 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P3 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P4 5 3,09 ± 0,74 0,97* 2,647 0,0021 24,12 P5 5 0,73 ± 0,58 -0,01ns -0,217 0,8681 79,25 P6 0 . . . . - P7 5 0,93 ± 0,32 0,10ns 0,374 0,5931 34,13 P1 5 0,80 ± 0,58 0,92* 0,678 0,0091 72,88 P2 5 7,00 ± 6,26 -0,08ns -2,212 0,6341 89,44 P3 5 0,25 ± 0,16 0,90* 0,193 0,0131 64,74 P4 5 4,43 ± 1,51 0,97* 1,807 0,0011 34,06 P5 5 7,34 ± 2,84 0,71* 2,912 0,0711 38,76 P6 5 3,90 ± 3,90 0,04ns 1,013 0,7291 100,00 P7 5 6,94 ±1,85 0,13ns 0,829 0,5411 26,77

- Sem padrão ou não houve como fazer a seleção por falta de dados. N-Número de unidades amostrais; P1 – Primórdio foliar; P2 – Haste principal; P3 – Pecíolo; P4 – Folha; P5 – Botão; P6 –Flor; P7 – Maçã *;ns/ significativo e não significativo, respectivamente a 1% de probabilidade.

Verificou-se que, em média a densidade populacional de A. gossypii na

parte da planta, cultivar BRS-Safira foi superior na folha (P4); apresentando

coeficientes angulares superiores nesta parte da planta com relação a outras

estruturas da planta. Verificando-se variâncias relativas inferiores a 25% (Tabela

8). Foram observadas correlações positivas e significativas (p<0,0001) entre

52

densidades absolutas de A.gossypii apenas com densidades relativas desse

inseto na folha (P4) (Tabela 8).







P1 20 10,30 ± 2,16 0,19ns 0,992 0,0501 21,0 P2 20 1,25 ± 1,05 0,40ns 0,688 0,0033 84,1 P3 20 0,30 ± 0,10 0,12ns 0,040 0,1224 35,6 P4 20 7,18 ± 1,93 0,99* 1,987 <.0001 26,9 P5 0 . . . . P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 20 14,65 ± 2,32 0,06ns 0,325 0,2771 15,9 P2 20 3,50 ±1,82 0,13ns 0,372 0,1053 52,1 P3 20 0,73 ± 0,19 0,16ns 0,042 0,0821 26,4 P4 20 15,96 ± 4,19 0,99* 2,289 <.0001 26,3 P5 20 3,56 ± 0,98 -0,01ns -0,036 0,7802 27,6 P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 10 9,80 ± 1,79 0,18ns 2,081 0,2151 18,3 P2 10 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P3 10 0,14 ± 0,09 0,44ns 0,170 0,0341 66,5 P4 10 3,40 ± 0,61 0,87* 1,562 <.0001 18,2 P5 10 4,48 ± 1,07 0,76* 2,527 0,0011 23,9 P6 0 . . . . P7 0 . . . . P1 5 4,60 ± 3,48 -0,03ns -0,547 0,7492 75,8 P2 5 2,00 ± 2,00 0,35ns 0,935 0,2931 100,0 P3 5 0,45 ± 0,15 0,37ns 0,075 0,2751 34,3 P4 5 18,49 ± 3,67 0,85* 2,680 0,0263 19,9 P5 5 15,47 ± 2,67 0,06ns 0,532 0,6824 17,3 P6 5 21,40 ± 13,99 0,00ns 0,969 0,8895 65,4 P7 5 6,46 ± 5,16 0,12ns 1,461 0,5547 79,9

53

Tabela 8. Continuação P1 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - P2 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . P3 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . P4 5 1,72 ±0,21 0,89* 3,530 0,0151 12,3 P5 5 0,35± 0,20 0,06ns 0,906 0,6791 55,8 P6 5 0,20 ± 0,20 0,08ns 1,023 0,6381 100,0 P7 5 0,22 ± 0,11 -0,45ns -1,411 0,2120 51,8


De acordo com os resultados para seleção da melhor parte da planta do

algodoeiro pode-se observar maior predominância de pulgões na folha (P4) para

todas as cultivares estudadas em relação as outras estruturas da planta. Wilson &

Gutierrez (1979) reportaram que a parte da planta influencia significativamente na

abundância de artrópodes. Que segundo Degrande (2008) e Santos et al. (2004)

as colônias de A. gossypii, geralmente ficam localizadas na região abaxial da

folha (principalmente nas folhas do ponteiro), brotações e demais tecidos tenros e

meristemáticos do algodoeiro. As folhas atacadas ficam mais escuras e

brilhantes, com bordos virados para baixo, em forma de campânulas

(encarquilhamento de folhas), os ponteiros atrofiam e as plantas apresentam

desenvolvimento reduzido e crescimento retardado-enfezamento (DEGRANDE,

2008). Mas segundo Slosser & Parajulee (2002) A.gossypii também infesta outras

estruturas do algodoeiro, principalmente no ciclo final quando as folhas não estão

mais favoráveis a alimentação.

Normalmente, as amostragens realizadas para A.gossypii em algodoeiro é

observando a presença de colônias deste inseto no lado ventral das folhas

existentes na metade superior das plantas, inspecionando principalmente as

brotações (BLEICHER et al.,1981;RAMALHO,1994;DEGRANDE, 1998; SANTOS,

1999; ALMEIDA & SILVA, 1999; GALLO et al., 2002; BASTOS, 2004; MIRANDA,

2006).

54

4.3. Seleção das folhas ou combinação seqüencial do dossel das cultivares

do algodoeiro

As maiores densidades de A. gossypii para seleção ou combinação

seqüencial de todas as folhas do dossel da cultivar BRS-8H do algodoeiro foram

observados nas folhas FO1 e FO2 e a seqüência de FO1a2; como também

maiores coeficientes angulares. A unidade amostral formada pelas seqüências

FO1a2, FO2a3, FO1a3, FO2a4 e FO1a4 apresentaram precisão visto que a

variância relativa foi inferior a 25%. As correlações foram positivas e significativas

(p<0,0001) na FO1 e FO2 e nas combinações seqüenciais FO1a2, FO2a3,

FO1a3, FO2a4 e FO1a4 (Tabela 9).






Folha do dossel N X ±EP r b p VR

FO1 20 10,17 ± 3,55 0,46* 0,722 0,0009 34,9 FO2 20 24,37 ± 7,98 0,65* 1,919 <.0001 32,8 FO3 20 18,50 ± 4,88 0,35ns 0,867 0,0055 26,4 FO4 20 8,12 ± 2,87 0,33ns 0,411 0,0079 35,3

FO1a2 20 17,27 ± 5,30 0,70* 1,321 <.0001 30,7 FO2a3 20 21,43 ± 4,85 0,93* 1,393 <.0001 22,6 FO3a4 20 13,31 ± 3,69 0,38ns 0,679 0,0036 27,7 FO1a3 20 17,68 ± 4,00 0,96* 1,170 <.0001 22,7 FO2a4 20 17,00 ± 3,77 0,94* 1,093 <.0001 22,2 FO1a4 20 15,29 ± 3,36 1,00* 1,000 <.0001 22,0 FO1 20 14,52 ± 5,51 0,46* 0,980 0,0009 38,0 FO2 20 37,87 ± 8,05 0,67* 1,711 <.0001 21,3 FO3 20 9,67 ± 2,72 0,19ns 0,309 0,0541 28,2 FO4 0 . . . . .

FO1a2 20 26,20±5,33 0,94* 1,304 <.0001 20,3 FO2a3 20 23,77±4,38 0,78* 1,091 <.0001 18,4 FO3a4 20 9,67±2,72 0,19ns 0,300 0,0541 28,2 FO1a3 20 20,69±3,85 1,00* 1,000 <.0001 18,6 FO2a4 20 23,77±4,38 0,78* 1,010 <.0001 18,4 FO1a4 20 20,69±3,85 1,00* 1,000 <.0001 18,6

55

Tabela 9. Continuação FO1 12 9,95 ± 2,68 0,48* 0,869 0,0118 26,9 FO2 12 20,70 ± 6,27 0,73* 1,697 0,0477 30,3 FO3 12 14,37 ± 6,14 0,41ns 1,843 0,0236 42,8 FO4 12 1,75 ± 1,27 0,37ns 0,364 0,0342 73,1

FO1a2 12 15,33 ± 4,08 0,45* 1,283 0,0152 26,7 FO2a3 12 17,54 ± 3,91 0,94* 1,770 <.0001 22,3 FO3a4 12 8,06 ± 3,62 0,42ns 1,104 0,021 45,0 FO1a3 12 15,01 ± 3,21 0,96* 1,470 <.0001 21,4 FO2a4 12 12,27 ± 2,85 0,95* 1,301 <.0001 23,3 FO1a4 12 11,69 ± 2,57 0,99* 1,193 <.0001 22,0 FO1 10 48,00 ± 13,96 0,74* 2,283 0,0013 29,1 FO2 10 5,30 ± 2,79 0,51ns 0,300 0,0193 52,7 FO3 10 5,50 ± 5,50 0,10ns 0,337 0,3611 100,0 FO4 0 . . . . .

FO1a2 10 26,65 ± 7,49 0,88* 1,331 <.0001 28,1 FO2a3 10 5,40 ± 3,99 0,22ns 0,359 0,1667 74,1 FO3a4 10 5,50 ± 5,50 0,10ns 0,337 0,3611 100,0 FO1a3 10 19,60 ± 5,28 1,00* 1,000 <.0001 26,9 FO2a4 10 5,40 ± 3,99 0,22ns 0,359 0,1667 74,1 FO1a4 10 19,60 ± 5,28 1,00* 1,000 <.0001 26,9 FO1 5 83,10 ± 26,13 0,99* 1,895 <.0001 31,5 FO2 5 5,60 ± 1,80 0,60* 0,105 0,1235 33,2 FO3 0 . . . . . FO4 0 . . . . .

FO1a2 5 44,35 ± 13,78 1,00* 1,000 <.0001 31,1 FO2a3 5 5,60 ± 1,86 0,60ns 0,105 0,1235 33,2 FO3a4 0 . . . . . FO1a3 5 44,35 ± 13,78 1,00* 1,000 <.0001 31,1 FO2a4 5 5,60 ± 1,86 0,60 * 0,100 0,1235 33,2 FO1a4 5 44,35 ± 13,78 1,00* 1,000 <.0001 31,1 FO1 10 12,35 ± 3,10 0,99* 1,885 <.0001 25,2 FO2 10 0,25 ± 0,25 0,51ns 0,115 0,0114 100,0 FO3 0 . . . . . FO4 0 . . . . .

FO1a2 10 6,30 ± 1,64 1,00* 1,000 <.0001 26,1 FO2a3 10 0,25 ± 0,25 0,51ns 0,115 0,0114 100,0 FO3a4 0 . . . . . FO1a3 10 6,30 ± 1,64 1,00* 1,000 <.0001 26,1 FO2a4 10 0,25 ± 0,25 0,57ns 0,115 0,0114 100,0 FO1a4 10 6,30 ± 1,65 1,00* 1,000 <.0001 26,1

- Sem padrão ou não houve como fazer a seleção por falta de dados. N- Número de unidades amostrais; FO- Folha *;ns/ significativo e não significativo, respectivamente a 1% de probabilidade.

Na Tabela 10, pode-se verificar que a melhor seleção da folha ou

combinação seqüencial das mesmas, através das maiores densidades de pulgão

presente para a cultivar BRS-Rubi de algodoeiro foi nas folhas FO1 e FO2 e

56

FO1a2. Com coeficientes angulares superiores na folha FO1 e nas seqüências de

FO1a2 e FO1a3. As unidades amostrais formadas pela combinação das FO1a2,

FO1a3 e FO1a4 apresentaram variâncias relativas inferiores ao limite de 25%.A

partir das últimas amostragens (cinco plantas) observaram variâncias relativas

superiores a 25% nas unidades amostradas, que conforme preconiza Pedigo

(1996), variâncias tendem a acompanhar o comportamento das médias. Foram

verificadas correlações positivas e significativas (p< 0,0001) entre as densidades

absolutas de A.gossypii apenas com as densidades relativas deste inseto na FO1

e nas combinações seqüenciais FO1a2, FO1a3 e FO1a 4.





BRS-Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005

Folha do dossel N X ±EP r b p VR

FO1 20 3,40 ± 1,26 0,31* 0,361 0,0108 37,1 FO2 20 6,87 ± 1,79 0,02ns 0,132 0,5464 26,1 FO3 20 22,05 ± 5,86 0,89* 2,857 <.0001 26,6 FO4 20 6,30 ± 1,92 0,43ns 0,349 0,0017 30,5

FO1a2 20 5,13 ± 1,16 0,17ns 0,247 0,0703 22,6 FO2a3 20 14,46 ± 2,96 0,95* 1,495 <.0001 20,5 FO3a4 20 14,17 ± 3,56 0,91* 1,753 <.0001 25,1 FO1a3 20 10,77 ± 2,22 0,95* 1,117 <.0001 20,6 FO2a4 20 11,74 ± 2,38 0,97* 1,213 <.0001 20,3 FO1a4 20 9,65 ± 1,94 1,00* 1,000 <.0001 20,1 FO1 20 17,72 ± 5,87 0,49* 1,849 0,0005 33,1 FO2 20 24,57 ± 4,57 0,52* 1,481 0,0003 18,6 FO3 20 9,42 ± 2,52 0,02ns 0,170 0,5262 26,8 FO4 20 0,00 ± 0,00 . 0,000 . .

FO1a2 20 21,15 ± 3,93 0,89* 1,665 <.0001 18,6 FO2a3 20 17,00 ± 2,78 0,44 * 0,826 0,0014 16,4 FO3a4 20 4,71 ± 1,26 0,02ns 0,085 0,5262 26,8 FO1a3 20 17,24 ± 2,61 1,00* 1,000 <.0001 15,1 FO2a4 20 11,33 ± 1,85 0,44* 0,550 0,0014 16,4 FO1a4 20 12,93±1,95 1,00* 0,875 <.0001 15,1

57

Tabela 10. Continuação FO1 10 13,50 ± 3,98 0,83* 1,571 0,0002 29,5 FO2 10 4,55 ± 1,88 0,27ns 0,429 0,1171 41,5 FO3 0 . . . . . FO4 0 . . . . .

FO1a2 10 9,02 ± 2,32 1,00* 1,000 <.0001 25,7 FO2a3 10 4,55 ± 1,88 0,27ns 0,429 0,1171 41,5 FO3a4 0 . . . . . FO1a3 10 9,02 ± 2,32 1,00* 1,000 <.0001 25,7 FO2a4 10 4,55 ± 1,88 0,27ns 0,429 0,1171 41,5 FO1a4 10 9,02 ± 2,32 1,00* 1,000 <.0001 25,7 FO1 5 27,40 ± 7,30 1,00* 1,050 <.0001 26,6 FO2 0 . . . . . FO3 0 . . . . . FO4 0 . . . . .

FO1a2 5 27,40 ± 7,30 1,00* 1,000 <.0001 26,6 FO2a3 0 . . . . . FO3a4 0 . . . . . FO1a3 5 27,40 ± 7,30 1,00* 1,000 <.0001 26,6 FO2a4 0 . . . . . FO1a4 5 27,40 ± 7,30 1,00* 1,000 <.0001 26,6 FO1 5 1,40 ± 1,16 1,00* 2,000 <.0001 83,3 FO2 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . . FO3 0 . . . . . FO4 0 . . . . .

FO1a2 5 0,70 ± 0,58 1,00* 1,000 <.0001 83,3 FO2a3 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . . FO3a4 0 . . . . . FO1a3 5 0,70 ± 0,58 1,00* 1,000 <.0001 83,3 FO2a4 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . . FO1a4 5 0,70 ± 0,58 1,00* 1,000 <.0001 83,3 FO1 5 2,20 ± 1,70 0,97* 1,963 0,0021 77,6 FO2 5 0,60 ± 0,29 0,01ns 0,037 0,8602 48,6 FO3 0 . . . . . FO4 0 . . . . .

FO1a2 5 1,40 ± 0,85 1,00* 1,000 <.0001 61,2 FO2a3 5 0,60 ± 0,29 0,01ns 0,037 0,8602 48,6 FO3a4 0 . . . . . FO1a3 5 1,40 ± 0,85 1,00* 1,000 <.0001 61,2 FO2a4 5 0,60 ± 0,29 0,01ns 0,037 0,8602 48,6 FO1a4 5 1,40 ± 0,85 1,00* 1,000 <.0001 61,2


A melhor seleção da folha ou combinação seqüencial das mesmas, através

das maiores densidades de pulgão realizada para cultivar BRS-Verde de

algodoeiro, foi nas folhas FO1 e FO2 e as melhores combinações sequenciais das

folhas FO1a2 e FO2a3 (Tabela 11). Foram verificados maiores coeficientes

58

angulares nas folhas FO2 e FO3 e na combinação seqüencial FO1a2. As

unidades amostrais formadas pela combinação seqüencial FO1a2, FO1a3 e

FO1a4 apresentaram variâncias relativas inferiores a 25%,sendo que os valores

inferiores a este são considerados ideais para geração de planos de amostragem

(SOUTHWOOD,1978).






Folha do dossel N X ± EP r b p VR

FO1 20 2,70 ± 1,99 0,63* 0,432 <.0001 73,75 FO2 20 17,12 ± 8,32 0,48* 1,576 0,0007 48,59 FO3 20 17,57 ± 7,21 0,71* 1,664 <.0001 41,06 FO4 20 4,27 ± 1,72 0,48ns 0,325 0,0007 40,28

FO1a2 20 9,91 ± 4,41 0,89* 1,004 <.0001 44,55 FO2a3 20 17,35 ± 6,04 0,96* 1,620 <.0001 34,85 FO3a4 20 10,92 ± 4,38 0,69* 0,995 <.0001 40,16 FO1a3 20 12,46 ± 4,50 0,99* 1,224 <.0001 36,17 FO2a4 20 12,99 ± 4,37 0,99* 1,189 <.0001 33,70 FO1a4 20 10,41 ± 3,66 1,00* 1,000 <.0001 35,19 FO1 20 10,72 ± 6,21 0,70* 1,629 <.0001 57,99 FO2 20 48,97 ± 10,9 0,30ns 1,762 0,0123 21,02 FO3 20 20,85 ± 8,90 0,34ns 1,633 0,0065 42,71 FO4 20 0,15 ± 0,15 -0,01ns -0,000 0,5810 100,0

FO1a2 20 29,85 ± 6,53 0,89* 1,697 <.0001 21,87 FO2a3 20 34,91 ± 5,70 0,90* 1,693 <.0001 16,34 FO3a4 20 10,50 ± 4,46 0,34ns 0,815 0,0068 42,48 FO1a3 20 26,85 ± 5,36 0,99* 1,675 <.0001 19,98 FO2a4 20 23,32 ± 3,79 0,90* 1,129 <.0001 16,27 FO1a4 20 20,17 ± 4,01 0,99* 1,254 <.0001 19,92 FO1 15 42,53 ± 19,2 0,63* 2,472 0,0004 45,20 FO2 15 41,66 ± 16,7 0,65* 2,133 0,0002 39,05 FO3 15 5,16 ± 2,07 0,32ns 0,191 0,0261 40,10 FO4 15 2,96 ± 2,23 0,32ns 0,204 0,0279 75,36

FO1a2 15 42,10 ± 14,5 0,98* 2,303 <.0001 34,09 FO2a3 15 23,41 ± 8,96 0,64* 1,162 0,0003 38,29 FO3a4 15 4,06 ± 2,09 0,34ns 0,197 0,0219 51,45 FO1a3 15 29,78 ± 9,91 0,99* 1,599 <.0001 33,28 FO2a4 15 16,60 ± 6,50 0,64* 0,843 0,0003 39,17 FO1a4 15 23,08 ± 7,73 1,00* 1,000 <.0001 33,52

59

Tabela 11. Continuação FO1 10 37,65 ± 9,05 0,46ns 1,228 0,0311 24,06 FO2 10 26,90 ± 11,0 0,65* 1,793 0,0047 41,28 FO3 10 0,40 ± 0,40 -0,07ns -0,021 0,4441 100,00 FO4 0 . . . .

FO1a2 10 32,27 ± 7,55 0,99* 1,510 <.0001 23,41 FO2a3 10 13,65 ± 5,53 0,63* 0,885 0,0055 40,58 FO3a4 10 0,40 ± 0,40 -0,07ns -0,021 0,4441 100,0 FO1a3 10 21,65 ± 5,00 1,00* 1,000 <.0001 23,09 FO2a4 10 13,65 ± 5,53 0,63* 0,885 0,0055 40,58 FO1a4 10 21,65 ± 5,00 1,00* 1,000 <.0001 23,09 FO1 10 62,75 ± 17,3 0,98* 1,816 <.0001 27,47 FO2 10 2,85 ± 2,85 0,36 0,183 0,0640 100,0 FO3 0 . . . . FO4 0 . . . .

FO1a2 10 32,80 ± 9,40 1,00* 1,000 <.0001 28,68 FO2a3 10 2,85 ± 2,85 0,36 0,183 0,0640 100,0 FO3a4 0 . . . . FO1a3 10 32,80 ± 9,40 1,00* 1,000 <.0001 28,68 FO2a4 10 2,85 ± 2,85 0,36ns 0,183 0,0640 100,0 FO1a4 10 32,80 ± 9,40 1,00* 1,000 <.0001 28,68 FO1 5 1,10 ± 0,66 1,00* 1,000 <.0001 59,96 FO2 0 . . . . FO3 0 . . . . FO4 0 . . . .

FO1a2 5 1,10 ± 0,66 1,00* 1,000 <.0001 59,96 FO2a3 0 . . . . FO3a4 0 . . . . FO1a3 5 1,10 ± 0,66 1,00* 1,000 <.0001 59,96 FO2a4 0 . . . . FO1a4 5 1,10 ± 0,66 1,00* 1,000 <.0001 59,96



seqüencial de todas as folhas do dossel da cultivar BRS-Safira do algodoeiro

foram observados na FO1 e FO2 e a combinação seqüencial da FO1a2 (Tabela

12), apresentando maiores coeficientes angulares. Entretanto, as variâncias

relativas foram superiores a 25%. Foram verificadas correlações positivas e

significativas (p<0,0001) nas FO1 e FO2 e nas combinações seqüenciais FO1a2,

FO1a3 e FO1a4.

60






Folha do dossel N X ± EP r b p VR

FO1 20 7,30 ± 3,56 0,48* 0,863 0,0006 48,88 FO2 20 6,47 ± 2,35 0,77* 0,718 <.0001 36,33 FO3 20 15,97 ± 4,02 0,74* 1,203 <.0001 25,22 FO4 20 11,45 ± 4,47 0,61* 1,216 <.0001 39,04

FO1a2 20 6,88 ± 2,83 0,64* 0,791 <.0001 41,11 FO2a3 20 11,22 ± 2,96 0,86* 0,960 <.0001 26,45 FO3a4 20 13,71 ± 3,86 0,81* 1,209 <.0001 28,21 FO1a3 20 9,91 ± 2,82 0,89* 0,928 <.0001 28,52 FO2a4 20 11,30 ± 3,13 0,92* 1,046 <.0001 27,70 FO1a4 20 10,30 ± 2,88 1,00* 1,000 <.0001 27,96 FO1 20 21,00 ± 5,98 0,67* 0,955 <.0001 28,50 FO2 20 38,00 ± 10,35 0,92* 1,932 <.0001 27,23 FO3 20 5,80 ± 1,93 0,09ns 0,114 0,1972 33,42 FO4 0 . . . . -

FO1a2 20 29,50 ± 7,47 0,98* 1,443 <.0001 25,34 FO2a3 20 21,90 ± 5,52 0,90* 1,023 <.0001 25,25 FO3a4 20 5,80 ± 1,93 0,09ns 0,114 0,1972 33,42 FO1a3 20 21,60 ± 5,14 1,00* 1,000 <.0001 23,80 FO2a4 20 21,90 ± 5,52 0,90* 1,023 <.0001 25,25 FO1a4 20 21,60 ± 5,14 1,00* 1,000 <.0001 23,80 FO1 10 9,90 ± 2,78 0,71* 2,322 0,0022 28,16 FO2 10 3,20 ± 1,63 0,12ns 0,576 0,3108 50,99 FO3 10 0,20 ± 0,20 0,27ns 0,103 0,1239 100,00 FO4 0 . . . .

FO1a2 10 6,55 ± 1,47 0,99* 1,449 <.0001 22,44 FO2a3 10 1,70 ± 0,82 0,17ns 0,339 0,2308 48,47 FO3a4 10 0,20 ± 0,20 0,27ns 0,103 0,1239 100,00 FO1a3 10 4,43 ± 1,01 1,00* 1,000 <.0001 22,84 FO2a4 10 1,70 ± 0,82 0,17ns 0,339 0,2308 48,47 FO1a4 10 4,43 ± 1,01 1,00* 1,000 <.0001 22,84 FO1 5 7,10 ± 3,05 0,97* 0,728 0,0013 43,03 FO2 5 5,30 ± 5,30 0,99* 1,272 0,0003 100,00 FO3 0 . . . . FO4 0 . . . .

FO1a2 5 6,20 ± 4,15 1,00* 1,000 <.0001 66,97 FO2a3 5 5,30 ± 5,30 0,99* 1,272 0,0003 100,00 FO3a4 0 . . . . FO1a3 5 6,20 ± 4,15 1,00* 1,000 <.0001 66,97 FO2a4 5 5,30 ± 5,28 0,99* 1,272 0,0003 100,00 FO1a4 5 6,20 ± 4,15 1,00* 1,000 <.0001 66,97

61

Tabela 12. Continuação FO1 5 0,80 ± 0,56 1,00* 1,000 <.0001 70,16 FO2 0 . . . . FO3 0 . . . . FO4 0 . . . .

FO1a2 5 0,80 ± 0,56 1,00* 1,000 <.0001 70,16 FO2a3 0 . . . . FO3a4 0 . . . . FO1a3 5 0,80 ± 0,56 1,00* 1,000 <.0001 70,16 FO2a4 0 . . . . FO1a4 5 0,80 ± 0,56 1,00* 1,000 <.0001 70,16



seqüencial das folhas em todas as cultivares do algodoeiro foram observados na

folhas FO1, FO2 e FO3 e a combinação seqüencial da folha FO1a2 e FO2a3.

Segundo Suzuki (2004) maiores densidades de pulgões são observadas na folha

do algodoeiro. As médias estimadas em cada data de amostragem para maioria

das cultivares, evidenciaram redução da densidade populacional de A.gossypii

principalmente nas últimas amostragens. Então, como as variâncias tendem a

acompanhar o comportamento das médias, com os maiores valores encontrados

no período de menor densidade populacional e vice-versa. Estas amostragens

neste período não se tornam precisa (VR>25). Mesmo assim, as folhas FO1e FO2

mantiveram-se representativas (p<0,0001). Pode-se, explicar que o aumento da

incidência do inseto ocorreu durante a fase vegetativa (início da amostragem)

quando os assimilados fotossintéticos são destinados para o surgimento e

desenvolvimento de folhas.

Por sua vez, a redução no nível de infestação coincidiu com o início da fase

reprodutiva, período em que a planta começa a direcionar os fotossintatos,

principalmente para a produção de flores e frutos. Então, as folhas já não se

tornam tão atrativas para os insetos.

Nas maiores repetições utilizadas (20 repetições) na determinação da

variância relativa do número de ninfas de A. gossypii em cada unidade amostral

permitiu a obtenção de valores de variância relativa inferiores a 25%. De acordo

com SOUTHWOOD (1978), valores de variância relativa inferiores a 25% são

considerados ideais para geração de planos de amostragem.

62

Baseando-se na dinâmica de crescimento do algodoeiro, foi verificado que

as menores densidades de ninfas de A.gossypii encontrava-se em plantas

maiores nas unidades amostrais e nos baixos número de repetições; verificando-

se altas variâncias relativas.

4.4. Seleção dos ramos do dossel das cultivares do algodoeiro

Os resultados referentes a distribuição média de A. gossypii no ramos da

cultivar BRS-8H mostraram-se abundante no ramo RA1(Tabela 13), possibilitando

uma amostragem precisa (VR<25%) (SOUTHWOOD, 1978). Verificaram-se

variâncias superiores a 25% nos demais ramos. Nas plantas foram observadas

correlações positivas e significativas (p<0,0001) dos ramos RA1, RA2, RA4,

RA5,RA6,RA7 e RA8.






Ramo do dossel N X ±EP r b p VR RA1 20 99,45 ± 22,89 0,58* 0,563 <.0001 23,01 RA2 20 19,30 ± 9,47 0,45* 0,205 0,0010 49,06 RA3 20 16,85 ± 10,25 0,43* 0,216 0,0020 60,86 RA4 20 9,70 ± 4,29 0,01ns 0,016 0,6320 44,29 RA5 0 . . . . RA6 0 . . . . RA7 0 . . . . RA8 0 . . . . RA9 0 . . . .

RA10 0 . . . . RA11 0 . . . . RA12 0 . . . . RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . .

63

Tabela 13. Continuação

RA1 20 203,85 ± 31,18 0,72* 0,086 <.0001 15,29 RA2 20 111,65 ± 30,00 0,94* 0,095 <.0001 26,87 RA3 20 144,05 ± 40,11 0,97* 0,129 <.0001 27,85 RA4 20 135,45 ± 37,53 0,91* 0,117 <.0001 27,71 RA5 20 94,75 ± 27,53 0,94* 0,087 <.0001 29,06 RA6 20 120,35 ± 40,04 0,91* 0,125 <.0001 33,27 RA7 20 85,10 ± 28,30 0,95* 0,090 <.0001 33,25 RA8 10 140,67 ± 59,95 0,80* 0,127 <.0001 42,62 RA9 10 100,80 ± 34,04 0,89* 0,070 <.0001 33,77

RA10 10 79,80 ± 27,10 0,92* 0,057 <.0001 33,97 RA11 10 36,10 ± 16,04 0,66* 0,029 0,0040 44,43 RA12 5 49,00 ± 18,59 0,24ns 0,025 0,4010 37,95 RA13 5 5,00 ± 3,69 0,02ns 0,001 0,8350 73,76 RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . . RA1 10 24,10 ± 8,37 0,66* 0,026 0,0040 34,72 RA2 10 84,60 ± 22,18 0,59* 0,064 0,0100 26,22 RA3 10 122,40 ± 31,40 0,22ns 0,056 0,1710 25,66 RA4 10 167,50 ± 42,81 0,80* 0,145 0,0010 25,56 RA5 10 207,50 ± 53,88 0,77* 0,180 0,0010 25,97 RA6 10 242,70 ± 62,05 0,71* 0,199 0,0020 25,57 RA7 10 228,60 ± 48,42 0,24ns 0,091 0,1440 21,18 RA8 10 225,40 ± 42,13 0,78* 0,142 0,0010 18,69 RA9 10 211,60 ± 36,53 0,48* 0,091 0,0390 17,27

RA10 10 142,80 ± 34,23 -0,04ns -0,024 0,6020 23,97 RA11 10 61,70 ± 20,85 0,00 -0,005 0,8530 33,79 RA12 10 31,40 ± 11,78 -0,10ns -0,014 0,3620 37,50 RA13 10 21,10 ± 10,25 0,26ns 0,020 0,1270 48,57 RA14 10 9,90 ± 6,74 0,08ns 0,008 0,4030 68,07 RA15 5 16,00 ± 14,27 0,85* 0,028 0,0260 89,20 RA16 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - RA17 5 0,40 ± 0,40 0,00 0,000 0,9030 100,00

- Sem padrão ou não houve como fazer a seleção por falta de dados. N- Número de unidades amostrais; RA- Ramo *;ns/ significativo e não significativo, respectivamente a 1% de probabilidade.

A unidade amostral formada pelo ramo RA1 foi que apresentou a menor

variância relativa (Tabela 14). Entretanto, o valor é superior a 25% na maioria dos

ramos, sendo que valores inferiores a este são considerados ideais para geração

de planos de amostragem (SOUTHWOOD, 1978). Dos ramos RA1 ao RA11

pode-se observar que as variâncias foram inferiores a 25% ,se devem às altas

densidades, já que a variância relativa é inversamente proporcional à densidade

(PEDIGO,1996). Foram verificadas correlações positivas e significativas

(p<0,0001) nos ramos RA1, RA2, RA3, RA4, RA5, RA6, RA7 e RA8.

64





BRS-Rubi de algodoeiro. Itaporanga-PB, 2005.

Ramo do dossel N X ± EP r b p VR

RA1 20 20,00 ± 3,65 0,71* 0,599 <.0001 18,27 RA2 20 3,10 ± 1,22 0,39* 0,149 0,0030 39,57 RA3 20 2,15 ± 1,84 0,47* 0,245 0,0010 85,58 RA4 20 0,30 ± 0,14 0,05ns 0,006 0,3460 48,97 RA5 0 . . . . RA6 0 . . . . RA7 0 . . . . RA8 0 . . . . RA9 0 . . . .

RA10 0 . . . . RA11 0 . . . . RA12 0 . . . . RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . . RA1 20 36,25 ± 7,28 0,23ns 0,116 0,0300 20,10 RA2 20 15,70 ± 4,92 0,46* 0,110 0,0011 31,39 RA3 20 25,60 ± 5,17 0,66* 0,137 <.0001 20,20 RA4 20 26,00 ± 6,91 0,80* 0,202 <.0001 26,60 RA5 20 14,45 ± 4,55 0,76* 0,130 <.0001 31,53 RA6 20 13,00 ± 5,60 0,72* 0,156 <.0001 43,08 RA7 20 7,35 ± 2,47 0,41* 0,052 0,0021 33,64 RA8 10 6,30 ± 2,01 0,20ns 0,023 0,1993 32,01 RA9 10 7,30 ± 3,91 0,06ns 0,026 0,4833 53,68

RA10 10 6,10 ± 5,23 0,03ns 0,024 0,6305 85,79 RA11 10 3,00 ± 2,67 0,02ns 0,010 0,6775 89,17 RA12 10 0,60 ± 0,40 0,21ns 0,005 0,1775 66,67 RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . .

65


RA1 5 44,80 ± 8,00 0,36ns 0,053 0,2875 17,85 RA2 5 100,60 ± 24,04 0,16ns 0,106 0,5045 23,90 RA3 5 136,40 ± 16,64 0,72* 0,156 0,0087 12,20 RA4 5 204,80 ± 30,78 0,24ns 0,166 0,4027 15,03 RA5 5 165,60 ± 32,08 0,46* 0,241 0,207 19,38 RA6 5 158,00 ± 43,47 0,50* 0,341 0,1797 27,51 RA7 5 126,80 ± 33,88 0,05ns 0,026 0,9112 26,72 RA8 5 115,20 ± 26,50 0,56* 0,219 0,1462 23,00 RA9 5 102,20±27,54 -0,13ns -0,111 0,5469 25,05 RA10 5 83,60 ± 11,12 0,03ns 0,022 0,7737 13,31 RA11 5 39,20 ± 8,94 -0,60ns -0,077 0,1183 22,82 RA12 5 39,40 ± 10,36 -0,25ns -0,057 0,3916 26,31 RA13 5 10,80 ± 4,40 -0,37ns -0,030 0,2756 40,82 RA14 5 14,80 ± 6,59 0,00 -0,002 0,9736 44,58 RA15 5 12,00 ± 11,02 -0,04ns -0,026 0,7350 91,89 RA16 5 4,40 ± 3,29 -0,10ns -0,012 0,5900 74,90 RA17 5 7,40 ± 6,91 -0,05ns -0,017 0,7216 93,39



seqüencial de todas as folhas do dossel da cultivar BRS-Verde do algodoeiro

foram observadas nos ramos RA1, RA2 e RA3. As variâncias relativas foram

inferiores a 25% (Tabela 15). Correlações positivas e significativas (p<0,0001)

entre as densidades absolutas de ninfas com densidades relativas nos ramos

RA1 e RA2. Os maiores coeficientes angulares foram obtidos nos ramos RA1 e

RA2.

66






Ramo do dossel

N X ± EP r b p VR RA1 20 19,80 ± 6,98 0,82* 0,738 <.0001 35,85 RA2 20 5,45 ± 2,87 0,34ns 0,197 0,6964 45,48 RA3 20 1,00 ± 0,65 0,10ns 0,025 0,7054 56,70 RA4 20 1,55 ± 0,7 0,20ns 0,040 0,8926 82,27 RA5 0 . . . . RA6 0 . . . . RA7 0 . . . . RA8 0 . . . . RA9 0 . . . . RA10 0 . . . . RA11 0 . . . . RA12 0 . . . . RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . . RA1 20 93,65 ± 21,37 0,68* 0,232 <.0001 17,50 RA2 20 66,85 ± 14,08 0,85* 0,171 <.0001 22,34 RA3 20 77,35 ± 19,21 0,83* 0,232 0,0005 22,90 RA4 20 41,60 ± 11,14 0,78* 0,130 0,0006 24,70 RA5 20 37,65 ± 9,99 0,65* 0,107 <.0001 28,17 RA6 20 24,75 ± 7,56 0,45ns 0,067 0,1692 24,41 RA7 20 14,62 ± 4,80 0,45ns 0,039 0,0204 23,43 RA8 10 12,73 ± 2,49 0,34ns 0,018 0,1656 22,43 RA9 10 2,50 ± 1,49 -0,34ns -0,010 0,6047 77,19 RA10 10 0,70 ± 0,47 -0,16 ns -0,002 0,8711 85,32 RA11 10 . . . . RA12 10 . . . . RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . . RA1 5 74,40 ± 25,11 0,30 * 0,121 <.0001 25,09 RA2 5 174,30 ± 17,05 0,65* 0,121 <.0001 11,70 RA3 5 207,40 ± 16,64 -0,56ns 0,110 0,3271 9,72 RA4 5 218,90 ± 22,97 -0,17ns 0,085 0,3032 10,82 RA5 5 207,20 ± 34,16 -0,45ns 0,203 0,5055 17,55 RA6 5 183,80 ± 24,38 -0,23ns 0,103 0,3294 20,40 RA7 5 178,10 ± 29,86 -0,03ns 0,048 0,1571 16,88 RA8 5 105,20±29,44 -0,21ns 0,119 0,6793 25,86 RA9 5 67,30 ± 16,15 -0,01ns 0,018 0,1750 24,82

67


RA10 5 30,40 ± 5,30 -0,11ns 0,016 0,1487 25,35 RA11 5 19,00 ± 4,44 -0,28ns 0,021 0,7572 19,47 RA12 5 9,60 ± 6,13 0,07ns 0,015 0,3912 41,03 RA13 5 14,00 ± 6,23 -0,40ns -0,042 0,7652 87,64 RA14 5 4,60 ± 3,02 -0,00ns -0,003 0,7511 91,89 RA15 5 4,40 ± 2,73 0,03ns 0,006 0,6164 60,18 RA16 5 15,80 ±15,06 0,05ns 0,001 0,7733 100,00 RA17 5 0,40 ± 0,40 0,06ns 0,000 0,7733 100,00


Para cultivar BRS-Safira os ramos RA1, RA2 e RA3 apresentaram maiores

densidades de ninfas de A. gossypii, com maiores coeficientes angulares

(Tabela16). Nestas unidades amostrais pode-se verificar variância relativa inferior

a 25%. Nos ramos RA1, RA2, RA3, RA4, RA5 e RA6 foram verificadas

correlações positivas e significativas (p<0,0001).






Ramo do dossel N X ± EP r b p VR

RA1 20 53,15 ± 17,38 0,99* 0,984 <.0001 32,71 RA2 20 2,40 ± 1,05 0,00 -0,004 0,8000 44,05 RA3 20 1,05 ± 0,49 0,24ns 0,014 0,0270 47,10 RA4 20 0,95 ± 0,57 0,03ns 0,006 0,4660 59,88 RA5 0 . . . . RA6 0 . . . . RA7 0 . . . . RA8 0 . . . . RA9 0 . . . . RA10 0 . . . . RA11 0 . . . . RA12 0 . . . . RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . .

68


RA1 20 110,25 ± 24,87 0,81* 0,275 <.0001 22,56 RA2 20 53,65 ± 15,54 0,86* 0,178 <.0001 28,97 RA3 20 84,45 ± 19,94 0,83* 0,224 <.0001 23,61 RA4 20 49,05 ± 13,98 0,59* 0,132 <.0001 28,50 RA5 20 25,50 ± 8,83 0,73* 0,093 <.0001 34,65 RA6 20 16,60 ± 5,14 0,64* 0,051 <.0001 31,00 RA7 20 8,15 ± 3,25 0,55* 0,030 0,0000 39,88 RA8 10 3,50 ± 2,13 -0,02ns -0,002 0,6930 60,87 RA9 10 5,60 ± 2,22 0,31ns 0,010 0,0460 39,77 RA10 10 4,70 ± 1,42 0,06ns 0,003 0,4830 30,26 RA11 10 0,10 ± 0,10 0,09ns 0,000 0,4060 100,00 RA12 0 . . . . RA13 0 . . . . RA14 0 . . . . RA15 0 . . . . RA16 0 . . . . RA17 0 . . . . RA1 5 73,20 ± 12,55 0,60* 0,074 0,1271 17,16 RA2 5 38,80 ± 7,02 0,89* 0,054 0,0162 18,10 RA3 5 96,60 ± 23,85 0,98* 0,194 0,0011 24,69 RA4 5 110,80 ± 20,03 0,86* 0,152 0,0241 18,09 RA5 5 99,80 ± 20,09 0,79* 0,146 0,0451 20,14 RA6 5 175,20 ± 22,07 0,92* 0,173 0,0101 12,60 RA7 5 28,80 ± 17,73 0,26 ns 0,079 0,3821 61,56 RA8 5 105,40 ± 9,10 0,53 ns 0,059 0,1081 8,64 RA9 5 30,20 ± 10,83 0,51 ns 0,059 0,1732 35,87 RA10 5 26,40 ± 6,41 -0,72 ns -0,045 0,0670 24,30 RA11 5 15,20 ± 1,77 0,08 ns 0,004 0,6540 11,66 RA12 5 4,80 ± 1,59 0,27 ns 0,007 0,3740 33,20 RA13 5 5,60 ± 2,24 -0,13 ns -0,007 0,5450 40,17 RA14 5 0,00 ± 0,00 . 0,000 . - RA15 5 11,00 ± 6,73 0,65* 0,045 0,0970 61,25 RA16 5 0,20 ± 0,20 -0,09ns 0,000 0,6240 100,00 RA17 5 0,40 ± 0,40 0,38ns 0,002 0,2682 100,00


69

5. CONCLUSÕES

Considerando-se o grau de precisão (variâncias relativas menores que

25%) e a representatividade da densidade absoluta (densidades relativas se

correlacionam com a densidade absoluta e as curvas entre estas densidades

apresentaram maiores coeficientes angulares) entre as unidades amostrais pode-

se concluir que:

- O terço apical do dossel da planta do algodoeiro é a melhor unidade

amostral para amostragem de A.gossypii nas cultivares estudadas de algodoeiro;

- A folha do dossel da planta do algodoeiro é a melhor unidade amostral

para amostragem de A.gossypii nas cultivares estudadas de algodoeiro;

- As folhas 1, 2 e 3 do dossel da planta do algodoeiro são as melhores

unidades amostrais para amostragem de A.gossypii nas cultivares estudadas de

algodoeiro;

- Os ramos 1 e 2 são as melhores unidades amostrais para amostragem de

A.gossypii nas cultivares estudadas de algodoeiro.

70


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74

CAPITULO III

75

ARAUJO, L.H.A. Seleção da técnica amostral para compor plano de


plantas do algodoeiro. Areia. 2009. 89f. Tese (Doutorado em Agronomia)-Centro

de Ciências Agrárias, Universidade Federal da Paraíba.

RESUMO: Este trabalho teve por objetivo determinar a técnica amostral para

compor o plano de amostragem de Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera:

Aphididae) em plantas do algodoeiro. Foram avaliadas as densidades de ninfas

de A. gossypii, em áreas de um hectare para as variedades BRS-Safira, Rubi,

Verde e BRS-8H. Foram avaliadas as técnicas de amostragem: contagem direta

(folhas 1, 2 e 3 dos ramos 1 e 2 do algodoeiro), coleta em sacola de papel, batida

da unidade amostral previamente selecionada em bandeja plástica, e armadilha

adesiva amarela posicionada na altura das plantas, na metade da altura das

plantas e 30 cm acima da altura da cultura. Os valores da variância relativa, do

coeficiente de correlação e do coeficiente angular permitiram concluir que

contagem direta representa o método viável para compor plano de amostragem

de A. gossypii em plantas do algodoeiro.

Palavras-chave: Gossypium hirsutum, pulgão-do-algodoeiro, amostragem,

armadilhas

76

ARAUJO, L.H.A Selection of the sample technique to compose a sampling

plan for Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) on cotton

plants. Areia, 2009. 89f. Thesis (Doctor Science in Agronomy)-Center of

Agricultural Sciences, Federal University of Paraiba

ABSTRACT: This work had the objective to determine a sampling technique to

prepare an Aphis gossypii (Glover, 1877) (Hemiptera: Aphididae) sampling plan on

cotton plants. A. gossypii nymphs densities were evaluated in one hectare area of

BRS-Safira, Rubi, Verde and BRS-8H varieties. The following techniques were

evaluated: direct counts using the sampling unit determined by the latter

experiment (first, second and third leave of the first and second cotton branch);

colleting the selected sample unit into a paper bag; shaking the previously

determined sample unit into a plastic pan and a sticky yellow trap located at the

plant canopy, at the half plant high and 30 cm above plant canopy. The leaf

shaking technique consisted to put a tray bellow the sample unit previously

selected, being those shacked for ten times into the tray, whit posterior counts of

the fallen insects. In the paper bag collection technique the previously sample unit

was cut into the paper bag and identified. Relative variance, correlation coefficient

and angular coefficient values reached a conclusion that no one of the tested

techniques showed to be adequate to predict consistently A. gossypii densities

when compared do direct visual counts. In this case, the sample technique, using

the direct count of the insect represent a viable method to compose a sampling

plan for A. gossypii on cotton plants.

Key words: Gossypium hirsutum, cotton aphid, sampling, traps.

77

1. INTRODUÇÃO

O pulgão Aphis gossypii (Hemiptera: Aphididae) apresenta ampla

distribuição mundial encontra-se associado a culturas de grande importância

econômica, constituindo-se em uma das principais pragas agrícolas, tanto nas

regiões temperadas como nas tropicais (FERNANDES et al., 2001). No Brasil,

essa praga coloniza o algodoeiro desde a fase de plântula reproduzindo-se de

forma rápida e abundante (SANTOS, 2004) até a época da colheita.

A tomada de decisão de controle de pragas, no MIP, é baseada na

quantificação das populações das pragas e dos inimigos naturais. Assim os

planos de amostragens representam importante instrumento na tomada de

decisão no controle de pragas (PEDIGO, 1996), por configurarem o ponto inicial

de geração de sistemas nos programas de manejo integrado de pragas.

Existe uma necessidade de determinar uma técnica de amostragem

adequada para cada cultura. Uma armadilha pode ser definida como o processo

mecânico, físico ou químico que captura um organismo, constituída de dois

dispositivos básicos: o de atração e o de captura (NIETO & MIER, 1998; NAKANO

& LEITE, 2000). A batida de folhas em bandeja e a contagem direta dos insetos

nas folhas (PAULA et al., 1998, MIRANDA et al., 1998; GUSMÃO, 2000) e a

coleta de folhas em sacola de plástico (WAQUIL, 1997) são técnicas normalmente

empregadas na avaliação de inimigos naturais e insetos-pragas (SCHUSTER,

1998; GUSMÃO, 2000).

As populações de pulgões alados podem ser monitoradas através de três

tipos de armadilhas: bandeja de água, armadilhas adesiva e de sucção. As

armadilhas de sucção são muito eficientes para a captura de pulgões, porém são

caras e não seletivas, enquanto que os outros dois tipos são relativamente mais

baratos. Todavia, a eficiência dessas duas armadilhas depende da sua

atratividade, que está relacionada às diferentes respostas dos diversos grupos de

insetos a estímulos visuais (ÀLVAREZ-ÀLVAREZ, 2004).

No caso dos pulgões, o estímulo mais conhecido é a atração pela radiação

amarela refletiva (RABASSE & VAN STEENIS, 1999). Portanto, as armadilhas

amarelas com água ou adesivas são os mais importantes instrumentos de

amostragem e monitoramento de pulgões no mundo (SECO-FERNANDEZ, 1989).

Entre as vantagens que apresentam é a seletividade ao atrair por igual a todas as

78

espécies de pulgões, como também menor custo e menor complexidade

(ÀLVAREZ-ÀLVAREZ, 2004). Portanto, são bastante precisas da colonização dos

afídeos e podem oferecer uma relação quantitativa entre o número de alados

capturados e o nível de indivíduos encontrados no cultivo. O inconveniente é que

apresentam um campo de ação pequeno, necessitando colocar mais pontos de

amostragem (RABASSE & VAN STEENIS, 1999; ÀLVAREZ-ÀLVAREZ, 2004).

2. OBJETIVO

A pesquisa teve como objetivo determinar a técnica amostral para compor

plano de amostragem de Aphis gossypii (Glover,1877) (Hemiptera: Aphididae) em

plantas do algodoeiro.

79

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Localização e condução do experimento

Esta pesquisa foi realizada em área experimental pertencente à Empresa

de Pesquisa Estadual da Paraíba (EMEPA), Fazenda Veludo, município de

Itaporanga, PB, no ano agrícola de 2006. Com a sede localizada na coordenada

geográfica 7o15’18’’ de latitude Sul e 35o 52’28’’ de longitude Oeste e a uma

altitude de 548m.

Segundo a classificação de Köpen o clima da área é do tipo Aw’ – quente e

úmido com chuvas de verão-outono. A precipitação média anual atinge 800mm,

todavia, a irregularidade da mesma dá lugar a características de aridez quase tão

acentuadas quanto às que ocorrem na região de clima Bsh, havendo anos de

período chuvoso quase ausente. A temperatura média de 26,5 ºC com umidade

relativa variando de 75-85%.

A semeadura foi realizada em 14/02/2006 e a emergência das plantas

ocorreu em 23/02/2006. A adubação de semeadura foi de 117 kg/ha MAP, 40

kg/ha Sulfato de Amônia e 32 kg/ha de Cloreto de Potássio e a adubação de

cobertura foi com 40 kg/ha Uréia e 25 kg/ha Sulfato de Amônia, dividida em duas

aplicações, a primeira com 30 dias após a emergência das plantas (DAE) e a

mesma dose aos 55 DAE.

Foram cultivados campos de um hectare para cada variedade. As

variedades testadas foram: BRS-Safira, BRS-Rubi, BRS-Verde (coloridas) e BRS-

8H (branca).

No experimento fez-se o controle químico dos pulgões com carbosulfan-

0,4L/ha aplicado quando se atingia o nível de controle adotado de 70% de plantas

infestadas. Foi realizado o controle do bicudo (Anthonomus grandis Boheman)

com aplicações de 0,23mL/ha de endosulfan; cochonilha (Planococcus minor

Maskell) com aplicações de 0,23mL/ha de óleo de algodão utilizando o aparelho

Electrodyn® e uma segunda aplicação após 10 dias com 2,0 L/ha metamidofós.

Foram realizadas três pulverizações para controle de curuquerê (Alabama

argillacea Hübner) com 60g/ dimilin. As plantas invasoras foram controladas

através de aplicação de herbicidas (2,5 L/ha Pendimethalin e 1,5 L/ha Diuron. A

necessidade hídrica foi complementada por irrigação através de Pivot.

80

3.2. Avaliação da densidade populacional do pulgão Aphis gossypii no

algodoeiro

As avaliações foram realizadas semanalmente desde o início da infestação

prolongando-se até o término da infestação ou por ocasião da colheita. Sempre

que as densidades da praga alcançavam o nível de controle adotado na região

(70% de plantas infestadas) ações de controle foram empregadas. O número de

repetições (armadilhas implantadas) foi variável em função do estágio de

desenvolvimento das plantas e do esforço despendido no processo de

monitoramento.

Durante o ciclo de cultivo das plantas, os dados foram coletados em duas

lavouras na primeira época de avaliação e em três lavouras na segunda época de

avaliação. Na primeira época de avaliação (fase 1) foram instaladas um total de

15 armadilhas adesivas sendo cinco posicionadas na altura das plantas, cinco

posicionadas na metade da altura das plantas e cinco posicionadas numa altura

de 30cm acima da altura da cultura. Nesta mesma fase, as demais técnicas foram

avaliadas em cinco plantas selecionadas ao acaso.

Na segunda época de avaliação (fase 2) foram instaladas um total de 30

armadilhas adesivas sendo dez posicionadas na altura das plantas, dez

posicionadas na metade da altura das plantas e dez posicionadas numa altura de

30cm acima da altura da cultura. Nesta mesma fase, as demais técnicas foram

avaliadas em 30 plantas selecionadas ao acaso.

3.3. Seleção da técnica amostral do pulgão Aphis gossypii no algodoeiro

Os tratamentos que constituíram as técnicas de amostragem foram:

contagem direta utilizando-se a unidade amostral (folhas 1, 2 e 3 dos ramos 1 e 2

do algodoeiro), coleta de folhas da unidade amostral em sacola plástica

(ensacolamento), batida de folhas em bandeja plástica e armadilha adesiva

amarela posicionada nas alturas da planta, metade da altura da planta e numa

altura de 30cm acima da altura da cultura, sendo que em cada lavoura constituiu

uma repetição.

A técnica da batida de folha em bandeja consistiu na colocação de uma

bandeja abaixo da unidade amostral previamente selecionada, sendo estas

81

agitadas por dez vezes consecutivas, no interior da bandeja, com posterior

contagem dos insetos caídos na mesma. Na técnica de contagem direta os

insetos foram contados nas estruturas constituintes da unidade amostral

selecionada através do ensaio anterior. Na técnica da coleta da unidade amostral

previamente selecionada e acondicionamento em sacola de papel, a unidade

amostral foi destacada das plantas e, rapidamente envolvida pela sacola que foi

identificada. Posteriormente, as sacolas contendo as folhas, foram trazidas para o

laboratório onde foram contados os insetos vivos na folha e sacola, técnicas

baseadas nos estudos de Imenes et al. (1992); Waquil (1997); Paula et al. (1998)

e Moura (2001).

A determinação dos dados foi realizada levando-se em conta os dados do

ciclo de cultivo e as duas diferentes datas de amostragem (fases). Além disso,

para efeitos comparativos realizou-se a análise levando-se em conta as diferentes

alturas utilizadas para instalação das armadilhas e a combinação dos dados

oriundos das diferentes alturas de instalação da armadilha.

Os dados de amostragem foram submetidos à análise descritiva para

obtenção de valores de média e erro padrão das amostragens para cada técnica

amostral. Esses valores foram utilizados no cálculo da variância relativa (VR) por

meio da expressão descrita por Southwood (1978):

[ ]X

XSVR

)(*100= , onde: (1)

=VR variância relativa (%); =)(XS erro padrão da média e =)(X média dos

dados.

A variância relativa mede a precisão da técnica e indica a variabilidade dos

dados amostrais, sendo que as melhores técnicas são aquelas que apresentam

menores variâncias relativas. Foram realizadas ainda análises de correlação de

Pearson e de regressão entre a densidade de pulgões em cada uma das técnicas

amostrais e a densidade de pulgões na unidade amostral (folhas dos ramos 1 e 2

das plantas de algodão) contabilizada através de contagem direta.

82

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

As maiores densidades de pulgões na unidade amostral (folhas 1, 2 e 3

dos ramos 1 e 2 do algodoeiro) foram detectadas pela batida de folha em bandeja

e ensacolamento na fase 1 e 2 (Tabela 1). Verificou-se que não houve dispersão

de parte dos adultos antes da contagem. Quando foi usada a sacola de plástico

(ensacolamento), parte de alguns insetos não foram contados porque morreram e

ficaram aderidos às paredes da sacola, em razão da condensação de água

proveniente da transpiração da folha.

Tabela 1. Média ( X ) ± erro padrão (EP), coeficiente de correlação (r),

probabilidade (p), coeficiente angular (b) e variância relativa (VR), de

comparações estabelecidas entre as densidades de Aphis gossypii em cada uma

das técnicas amostrais e as densidades de A.gossypii na unidade amostral (folhas

dos ramos 1 e 2 das plantas de algodoeiro) contabilizada através de contagem

direta. Itaporanga, PB, 2006

Fase Técnica ( X ±EP) r p b VR

(%)

1 Armadilha 1 6,47 ± 0,58 0,025ns 0,573 0,007±0,013 8,91

1 Armadilha 2 6,93 ± 0,74 0,010ns 0,721 -0,006±0,016 10,67

1 Armadilha 3 6,80 ± 0,80 0,424* 0,009 0,041±0,013 11,76

1 Bandeja 297,53±35,62 0,069ns 0,345 0,740 ±0,755 11,97

1 Ensacolamento 102,20±41,33 0,004ns 0,817 -0,214±0,906 40,44

2 Armadilha 1 3,40 ± 0,80 0,002ns 0,861 0,003 ±0,017 23,46

2 Armadilha 2 4,53 ± 1,09 0,005ns 0,798 0,006 ±0,023 24,06

2 Armadilha 3 4,93 ± 0,91 0,000ns 0,997 0,000 ±0,019 18,50

2 Bandeja 239,87±20,38 0,014ns 0,672 0,181 ±0,419 8,50

2 Ensacolamento 166,33 ± 43,43 0,284* 0,041 172,85 ±0,761 26,11

1 Armadilha 6,43 ± 0, 388 0,033ns 0,617 -0,009± 0,018 6,03

1 Bandeja 357,70 ± 34,83 0,280ns 0,116 -2,449± 1,387 9,74

1 Ensacolamento 325,70±0,52 0,053ns 0,521 1,505 ± 2,243 15,07

2 Armadilha 5,05 ± 0,472 0,002ns 0,742 0,019 ± 0,059 9,35

2 Bandeja 74,73 ± 7,079 0,005ns 0,600 -0,463± 0,878 9,47

2 Ensacolamento 12,85 ± 1,900 0,023ns 0,251 0,271 ± 0,234 14,79

*; ns – significativo e não significativo,respectivamente a 5% de probabilidade.

83

As densidades médias de pulgões nas armadilhas 1, 2 e 3 foram menores

em todas fases (Tabela 1). Duviard & Mercadier (1973), utilizando o mesmo tipo

de armadilha, verificaram menores densidades de A.gossypii em algodoeiro na

África. Michelotto & Busoli (2003) observaram através de armadilhas adesivas

que, os pulgões alados estiveram presentes em pequena quantidade em todo o

período de avaliação das plantas de algodoeiro. No entanto, essa observação é

interessante, pois esses indivíduos podem se constituir em importantes vetores,

sendo responsáveis pela introdução de vírus fitopatogênicos na cultura.

Ao se considerar a variância relativa, a maioria dos sistemas estudados foi

adequado na amostragem de A. gossypii, por apresentarem valores inferiores a

25%, com exceção da técnica de ensacolamento da fase 1 e 2 com variâncias

relativas de 40,44 e 26,11%, respectivamente (Tabela 1), tal limite (25%) é

utilizado na seleção de sistemas que devem fazer parte dos planos de

amostragem (SOUTHWOOD, 1978).

Verificou-se que não houve correlação entre as médias de pulgões

coletados em relação a maioria das técnicas estudadas, mesmo quando os dados

das diferentes alturas das armadilhas foram agrupados, os resultados

encontrados não foram diferentes. Portanto, o que pode ser explicado pelos

baixos valores do coeficiente de correlação (r) (Tabela 1).

Foram observados baixos valores de coeficientes angulares entre as

densidades de A. gossypii em cada uma das técnicas amostrais e as densidades

de A.gossypii na unidade amostral (folhas dos ramos 1 e 2 das plantas de

algodoeiro), exceto no ensacolamento da fase 2 (coeficiente b igual a 172,85).

A escolha de um determinado método de amostragem depende de muitos

fatores, entre os quais a espécie a ser capturada, as características da cultura no

momento da coleta, a precisão desejada na estimativa populacional e os custos

operacionais (MUSSURY, 2002). Segundo Kring (1972) a maioria das armadilhas

é adequada para insetos que voem bem, que não é o caso de pulgões alados que

são ajudados no deslocamento pelos ventos dominantes. Hernandez (2005)

observou que não existe uma armadilha perfeita na captura de pulgões cada uma

tem suas limitações, o tamanho, a forma e cor da armadilha que se escolhe

dependerá, sobretudo das informações que se quer obter para amostragem.

A contagem direta de formas biológicas de A.gossypii, nas folhas, tem sido

o sistema mais freqüentemente empregado pelo produtor de algodão em áreas

84

infestadas por esta praga no Brasil. Tal procedimento tem garantido praticidade

desejada em trabalhos de monitoramento e tem mantido boa precisão na

obtenção das estimativas amostrais (KHALIFA & SHARAF EL-DIN, 1964;

VENDRAMIM & NAKANO, 1981; BLEICHER et al.,1981; AKEY & BUTLER, 1989;

GONZAGA et al., 1991; LUTTRELL,1994; WEATHERSBEE & HARDEE, 1994;

DEGUINE, 1995; SOARES et al., 1996; DEGRANDE, 1998; ALMEIDA &

SILVA,1999; SANTOS,1999; GODFREY, 2000; REED, 2000; FERNANDES et al.,

2001; MICHELOTTO et al., 2003; BASTOS, 2004;SANTOS et al., 2004; SANTOS

et al., 2004). Considerando-se também que a utilização de armadilhas adesivas

em cultivos agrícolas no Brasil é praticamente inexistente, ou pouco expressivo,

ou ainda não apresenta credibilidade como método de controle, ou de

monitoramento.

85

5. CONCLUSÃO

A contagem direta dos pulgões é o método mais viável para compor plano

de amostragem de Aphis gossypii em plantas do algodoeiro.

86


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NOVOS SISTEMAS DE TOMADA DE DECISÃO A …livros01.livrosgratis.com.br/cp106554.pdfacalanto que o silêncio canta. Costumo dizer que algumas almas são perfumadas, porque acredito