PARTIÇÃO DE BETALAÍNA DO FRUTO DE MANDACARU EM … · 2 rui gomes nascimento partiÇÃo de betalaÍna do fruto de mandacaru em sistemas aquosos bifÁsicos formados por peg, sulfato

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UNIVERSIDADE ESTADUAL DO SUDOESTE DA BAHIA – UESB PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA DE ALIMENTOS

CAMPUS JUVINO OLIVEIRA

PARTIÇÃO DE BETALAÍNA DO FRUTO DE MANDACARU EM SISTEMAS AQUOSOS BIFÁSICOS FORMADOS POR PEG, SULFATO DE SÓDIO E ÁGUA.

RUI GOMES NASCIMENTO

ITAPETINGA – BA

FEVEREIRO 2017

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RUI GOMES NASCIMENTO

PARTIÇÃO DE BETALAÍNA DO FRUTO DE MANDACARU EM SISTEMAS AQUOSOS BIFÁSICOS FORMADOS POR PEG, SULFATO DE SÓDIO E ÁGUA.

Dissertação apresentada como requisito para

a obtenção do grau de Mestre em

Engenharia e Ciência de Alimentos, área de

concentração em Engenharia de Alimentos, da

Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia –

UESB.

ORIENTADOR:

Profª. DSc. Leandro Soares Santos

CO-ORIENTADORES:

Prof. DSc. Rafael da Costa Ilhéu Fontan

Prof. DSc. Renata Cristina Ferreira Bonômo

ITAPETINGA-BA

FEVEREIRO 2017

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Catalogação na Fonte: Rogério Pinto de Paula – CRB 1654 - 5ª Região

Diretor da Biblioteca – UESB – Campus de Itapetinga-Ba Presidente do Conselho de Bibliotecas da UESB

Índice Sistemático para desdobramentos por Assunto:

1. Engenharia de Alimentos - Corante natural 2. Betalaína - Sistema aquoso bifásico - Coeficiente de partição

664.8 NASCIMENTO, Rui Gomes. N198c Partição de Betalaína do Fruto de Mandacaru em Sistemas Aquosos

Bifásicos Formados por Peg, Sulfato de Sódio e Água. / Rui Gomes Nascimento. – Itapetinga-Ba: UESB/Mestrado em Engenharia de Alimentos, 2017.

106p. Il.

Dissertação de Mestrado do Programa de Pós-Graduação em Engenharia de Alimentos da Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia (UESB) - campus de Itapetinga. Sob a orientação do Profº. D.Sc. Leandro Soares Santos e coorientação do Profº. D.Sc. Rafael da Costa Ilhéu Fontan e Profª. D.Sc. Renata Cristina Ferreira Bonômo. 1. Engenharia de Alimentos – Corante natural. 2. Betalaína - Sistema aquoso bifásico - Coeficiente de partição. I. Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia - Programa de Pós-Graduação em Engenharia de Alimentos, UESB, Campus de Itapetinga. II. SANTOS, Leandro Soares (Orient.) III. FONTAN, Rafael da Costa Ilheu (Coorient.). IV. BONÔMO, Renata Cristina Ferreira. V. Título.

CDD: 664.07

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5

“Não se pode ter tudo na vida, mas não existe lei alguma que proíba as pessoas de lutar por

seus objetivos.

Dom, talento, inteligência... nada disso adianta se não existir gana e determinação”.

Kelly Slater

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A Deus

Aos meus pais

A Nicolle

Dedico!

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Agradecimentos

Agradeço primeiramente a Deus, pelo dom da vida, por guiar meus passos e

permitir superar todos os obstáculos para o alcance dessa vitória e a minha rainha Maria

que sempre me amparou em maus momentos.

Aos meus pais Ney e Áurea, razões do meu viver, pelo carinho e amor

inigualavel, por cada gota de suor derramado, pelo esforço durante toda a vida e por

se fazerem sempre presentes, amo vocês mais que tudo!

Á minha irmã Nicolle que sei que posso contar com o apoio, carinho e amor, é a

melhor irmã do mundo, te amo!

À Cida e Teté por se fazerem da família e pelo carinho e apoio de sempre.

Á minha namorada Ilca, pelo amor e companheirismo, sempre me anima,

incentiva e nunca deixou duvidar da minha capacidade.

Ao professor Leandro Soares, pela excelente orientação, pelas sugestões

valiosas ao longo do trabalho, pelos esclarecimentos nos momentos de dúvidas, pela

amizade e boa convivência.

Ao professor Sérgio Castro, por me acompanhar em grande parte do trabalho

com exceletes contribuiçãoes e pela amizade adquirida, meu muito obrigado!

Ao professore Rafael Fontan, pelas valiosas contribuições e pela amizade

adquirida, Meu muito obrigado!

À professora Cristiane Veloso, pelas sugestões e por fazer parte da banca

examinadora.

Um agradecimento em especial ao casal de amigos Gabriel e Olga, que além da

grande amizade e companherismo de sempre, tiveram imensa importância para a

realização dessa vitória e de outras vitórias. Obrigado por tudo mesmo.

Aos grandes amigos, em especial a Dexter, Jequié, Guigo, Paca, Daniel,

Pitágoras, Manu, Michelle, Ben, Grazi e Fabíola. Sem vocês a caminhada seria mais

complicada

Aos alunos e professores do LEP, que me ajudaram e tornaram os dias de

trabalho menos cansativos.

À Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia (UESB).

À CAPES pela concessão da bolsa.

Muito Obrigado!

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RESUMO

Nascimento, R. G. Partição de betalaína do fruto de mandacaru e obtenção de dados de equilíbrio e modelagem termodinâmica para sistemas aquosos formados por peg, sulfato de sódio e água e aplicação. Itapetinga – BA: UESB, 2017. 104 p. (dissertação – mestrado em engenharia de alimentos). *

As Betalaínas são pigmentos que apresentam alto poder tintorial, tornando-as de grande importância para substituição de corantes artificiais. No entanto, este corante natural vem acompanhado de moléculas de açúcar em seu extrato bruto, tornando necessário promover sua purificação. Dentre os processos de purificação existentes, a utilização dos Sistemas Aquosos Bifásicos (SAB’s) tem sido recentemente aplicada à extração e purificação de corantes, pois é um metodo que separa o composto de interesse em condições que mantêm suas características físico-químicas. Sendo assim, esse trabalho teve como objetivo obter dados de equilíbrio de sistemas aquosos bifásicos compostos por polietilenoglicol, sal e água, fazer a modelagem termodinâmica desses dados e aplicá-los para a partição da Betalaína. Portanto, foram determinados 24 diagramas de fases, com três linhas de amarração em cada diagrama. Os dados de equilíbrio dos sistemas aquosos bifásicos contendo PEG 400 + sulfato de sódio + água e PEG 1500 + sulfato de sódio + água nos valores de pH 3,0, 4,0 e 5,0 nas temperaturas de 20ºC, 25ºC 30°C e 35°C foram obtidas mediante a técnica turbidimétrica e as linhas de amarração foram determinadas através regra da alavanca. Os resultados mostraram que, para a maioria dos sistemas, o efeito da temperatura não apresentou grandes variações na região bifásica. Foi verificado também que quanto maior o valor do pH e a massa molar do polímero, maior a região bifásica. Além disso, os dados de equilíbrio foram modelados termodinâmicamente através do modelo UNIFAC e calculado o volume de exclusão. O modelo UNIFAC, que é basicamente preditivo, foi capaz de representar satisfatoriamente os sistemas estudados a partir dos dados experimentais obtidos pela regra da alavanca e forneceu valores relativamente baixos de desvio. Pode-se observar também que com o aumento dos valores de pH o volume de exclusão teve uma tendência a aumentar, esses valores foram comprovados através dos resultados da energia de interação. Posteriormente foi realizada a partição da betalaína a 25 ºC, nos pH’s 3, 4 e 5. Os coeficientes de partição da betalaína foram determinados pela relação da concentração do pigmento na fase superior e inferior e posteriormente investigados em função da massa molar do polímero e o comprimento da linha de amarração. Nos sistemas, pôde-se verificar que o aumento da massa molar do polímero promoveu o aumento do coeficiente de partição, assim como o aumento do valor do pH promoveu o aumento do coeficiente de partição da betalaína. Assim sendo conclui-se que os SAB’s em estudo pode ser uma alternativa para a separação da betalaína, uma vez que estes proporcionam a separação da mesma.

Palavras chave: Betalaína, sistema aquoso bifásico e coeficiente de partição.

____________________________ * Orientador: DSc. UESB. Leandro Soares Santos; Co-orientadores: DSc. UESB. Rafael

da Costa Ilhéu Fontan; DSc. UESB, Renata Cristina Ferreira Bonômo.

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SUMMARY

Nascimento, R. G. Partition of betalain of the mandacaru fruit and obtaining equilibrium data and thermodynamic modeling for aqueous systems formed by peg, sodium sulfate and water and application. Itapetinga - BA: UESB, 2017. 104 p. (Dissertation - master's degree in food engineering). * The Betalaínas are pigments that have high tintorial power, making them of great importance for the replacement of artificial dyes. However this natural dye comes accompanied by sugar molecules in its crude extract, making it necessary to promote its purification. Among the existing purification processes, the use of Biphasic Aqueous Systems (SAB's) has recently been applied to the extraction and purification of dyes, since it is a method that separates the compound of interest under conditions that maintain their sensorial characteristics. Thus, the objective of this work was to obtain equilibrium data of biphasic aqueous systems composed of polyethylene glycol, salt and water, to thermodynamic model these data and to apply them to the Betalaína partition. Therefore, 24 phase diagrams were determined with three mooring lines in each diagram. The equilibrium data of the biphasic aqueous systems containing PEG 400 + sodium sulphate + water and PEG 1500 + sodium sulphate + water at pH values 3.0, 4.0 and 5.0 at temperatures of 20 ° C, 25 ° C 30 ° C And 35 ° C were obtained by the turbidimetric technique and the mooring lines were determined through the lever rule. The results showed that, for most systems, the temperature effect did not show large variations in the biphasic region. It was also verified that the higher the pH value and the molar mass of the polymer, the greater the biphasic region. In addition, the equilibrium data were modeled thermodynamically through the UNIFAC model and calculated the exclusion volume. The UNIFAC model, which is basically predictive, was able to satisfactorily represent the studied systems with some functional groups and parameters of interaction existing in the literature and others estimated from the experimental data obtained in this work providing relatively low values of deviation, it can be observed Also that with the increase of the pH values the exclusion volume had a tendency to increase, these values were proved through the results of the interaction energy. Subsequently, Betalaine was partitioned at 25 ° C at pH 3, 4 and 5. The partition coefficients of betalain were determined by the ratio of the pigment concentration in the upper and lower phases and subsequently investigated as a function of the molar mass of the polymer and Length of the mooring line. In the systems, it was verified that the increase of the molar mass of the polymer promoted the increase of the partition coefficient, just as the increase of the pH value promoted the increase of the partition coefficient of betalain. Thus, it is concluded that the SAB's under study may be an alternative for the separation of betalaine, since these provide the separation of the same. Keywords: Betalain, biphasic aqueous system and phase diagram.

______________________________

* Advisor: DSc. UESB. Leandro Soares Santos; Co-orientadores: DSc. UESB. Rafael

da Costa Ilhéu Fontan; DSc. UESB, Renata Cristina Ferreira Bonômo.

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Sumário

1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 16

2. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................ 19

2.1. Betalaínas ..................................................................................................... 19

2.1.1. Aspectos Gerais ..................................................................................... 19

2.1.2. Fontes de Betalaínas ............................................................................. 21

2.2. Fruto de Mandacaru ..................................................................................... 21

2.3. Métodos de purificação da Betalaína ......................................................... 23

2.4. Sistemas aquosos bifásicos ....................................................................... 24

2.4.1. Tipos de sistemas aquosos bifásicos .................................................. 25

2.4.2. Diagrama de fases ................................................................................. 27

2.4.3. Variáveis que influenciam no diagrama de fases ............................... 29

2.4.4. Coeficiente de partição ......................................................................... 31

2.5. Propriedades termofísicas .......................................................................... 31

2.6. Modelagem termodinâmica ......................................................................... 32

2.6.1. Métodos de contribuições de grupos .................................................. 32

2.6.2. UNIFAC (Universal Functional Activity Coefficient model) ................ 33

2.7. Aplicação dos SAB’s na separação de pigmentos .................................... 37

3. OBJETIVOS ......................................................................................................... 39

3.1. Objetivo geral ............................................................................................... 39

3.2. Objetivos específicos ................................................................................... 39

4. MATERIAL E MÉTODOS ..................................................................................... 40

4.1. Material .......................................................................................................... 40

4.2. Preparo dos sistemas aquosos bifásicos .................................................. 40

4.2.1. Determinação das curvas binodais. ..................................................... 40

4.2.2. Determinação das linhas de amarração. ............................................. 41

4.2.3. Quantificação dos componentes do sistema. ..................................... 43

4.3. Determinação da Densidade ....................................................................... 44

4.4. Obtenção dos dados modelados ................................................................ 44

4.4.1. Cálculo dos Coeficientes de Atividade ................................................ 44

4.4.2. Calculo das energias de interação ....................................................... 45

4.4.3. Cálculo do volume de exclusão ............................................................ 45

4.5. Obtenção do extrato de betalaína da casca do fruto de Mandacaru ....... 46

11

4.6. Determinação dos parâmetros de partição. ............................................... 46

4.8. Determinação da quantidade de açúcar redutor. ...................................... 47

5. RESULTADOS E DISCUSSÕES ......................................................................... 49

5.1. Diagrama de fases de equilíbrio.................................................................. 49

5.1.1. Efeito da massa molar no diagrama de fases de equilíbrio. .............. 50

5.1.2. Efeito da temperatura no diagrama de fases de equilíbrio. ............... 53

5.1.3. Efeito do pH no diagrama de fases de equilíbrio. ............................... 56

5.2. Estudo do Comportamento das Linhas de Amarração. ............................ 58

5.3. Propriedades termofísicas. ......................................................................... 66

5.3.1. Densidade ............................................................................................... 66

5.4. Estimativa dos parâmetros e energia de interação. .................................. 69

5.4.1. Desvio dos sistemas e gráficos comparativos dos dados

experimentais e calculados através do modelo UNIFAC. ............................... 73

5.5. Volume de exclusão dos sistemas ............................................................. 79

5.6. Partição da Betalaína e dos açúcares redutores em Sistemas Aquosos

Bifásicos ................................................................................................................. 80

6. CONCLUSÃO ....................................................................................................... 84

7. REFERÊNCIAS .................................................................................................... 85

ANEXOS ..................................................................................................................... 98

12

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1: ESTRUTURA GERAL DA BETALAÍNA: (A) MOLÉCULA DE ÁCIDO BETALÂMICO,

PRESENTE EM TODAS AS MOLÉCULAS DE BETALAÍNA; (B) ESTRUTURA QUE

REPRESENTARÁ UMA BETACIANINA OU BETAXANTINA DEPENDENDO DOS

RADICAIS R1 E R2. ........................................................................................................ 19

FIGURA 2: ESTRUTURA BÁSICA DE BETACIANINAS VERMELHAS E BETAXANTINAS

AMARELAS. .................................................................................................................... 20

FIGURA 3: DIAGRAMA DE FASE PARA SISTEMAS AQUOSOS BIFÁSICOS, EXPRESSOS

EM COORDENADAS RETANGULARES. ....................................................................... 27

FIGURA 4: DIAGRAMA DE FASES DO SISTEMA PEG + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA, A

TEMPERATURA 20ºC (A), 25ºC (B), 30ºC (C) E 35ºC, NO PH 3 EM DIFERENTES

MASSAS MOLARES DO POLÍMERO. ............................................................................ 51







FIGURA 7: DIAGRAMA DE FASES DO SISTEMA PEG 400 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA,

A PH 3,0 (A), PH 4,0 (B), E PH 5,0 (C), EM DIFERENTES TEMPERATURAS. .............. 55

FIGURA 8: DIAGRAMA DE FASES DO SISTEMA PEG 1500 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA,

A PH 3,0 (A), PH 4,0 (B), E PH 5,0 (C), EM DIFERENTES TEMPERATURAS. .............. 56

FIGURA 9: DIAGRAMA DE FASES PARA SISTEMAS FORMADOS POR PEG + SULFATO DE

SÓDIO + ÁGUA, PARA O PEG 400 (A) E PEG 1500 (B), NA TEMPERATURA DE 20 ºC.

........................................................................................................................................ 57

FIGURA 10: DIAGRAMA DE FASES PARA SISTEMAS FORMADOS POR PEG + SULFATO

DE SÓDIO + ÁGUA, PARA O PEG 400 (A) E PEG 1500 (B), NA TEMPERATURA DE 25

ºC. ................................................................................................................................... 57



ºC. ................................................................................................................................... 58



ºC. ................................................................................................................................... 58

FIGURA 13: EFEITO DA TEMPERATURA SOBRE A REGIÃO BIFÁSICA NA LINHA DE

AMARRAÇÃO FORMADO POR PEG 1500 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA A PH 3,0 (A),

PH 4,0 (B), E PH 5,0 (C). ................................................................................................ 62

FIGURA 14: EFEITO DO PH NO CLA E ILA NOS SISTEMAS DE PEG 1500 + SULFATO DE

SÓDIO + ÁGUA, NAS TEMPERATURAS DE 20ºC (A), 25ºC (B), 30ºC (C) E 35ºC (D). . 63

FIGURA 15: EFEITO DA MASSA MOLAR NO CLA E ILA DOS SISTEMAS FORMADOS POR

PEG 1500 E PEG 4000 A 20ºC (A), 25ºC (B), 30ºC (C) E 35ºC (D) NO PH 3. ............... 65





13

FIGURA 18: DADOS EXPERIMENTAIS E CALCULADOS DO EQUILÍBRIO LIQUIDO-LIQUIDO

PARA O SISTEMA PEG 1500 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA PELO MODELO UNIFAC

A PH 3. ............................................................................................................................ 75

FIGURA 19: DADOS EXPERIMENTAIS E CALCULADOS DO EQUILÍBRIO LÍQUIDO-LÍQUIDO


A PH 4. ............................................................................................................................ 75

FIGURA 20:DADOS EXPERIMENTAIS E CALCULADOS DO EQUILÍBRIO LIQUIDO-LIQUIDO


A PH 5. ............................................................................................................................ 76

FIGURA 21:FIGURA 21: DADOS EXPERIMENTAIS E CALCULADOS DO EQUILÍBRIO

LIQUIDO-LIQUIDO PARA O SISTEMA PEG 400 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA PELO

MODELO UNIFAC A PH 3. ............................................................................................. 77


PARA O SISTEMA PEG 400 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA PELO MODELO UNIFAC A

PH 4. ............................................................................................................................... 77


PARA O SISTEMA PEG 400 + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA PELO MODELO UNIFAC A

PH 5. ............................................................................................................................... 78

14

LISTA DE TABELAS

TABELA 1: COMPOSIÇÃO FÍSICO-QUÍMICA DO FRUTO MANDACARU ........................... 22

TABELA 2: VALORES MÉDIOS OBTIDOS DA COMPOSIÇÃO FÍSICO-QUÍMICA DA CASCA

DO FRUTO DE MANDACARU. ....................................................................................... 23

TABELA 3: COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DO EXTRATO DE BETERRABA........................ 24

TABELA 4: SAB’S UTILIZADOS NA SEPARAÇÃO DE PIGMENTOS. .................................. 37

TABELA 5: COMPOSIÇÕES GLOBAIS PARA OS SISTEMAS EM PH = 3 FORMADOS POR

SULFATO DE SÓDIO + PEG + ÁGUA, EXPRESSAS EM PORCENTAGEM MÁSSICA

(%W/W). .......................................................................................................................... 41



(%W/W). .......................................................................................................................... 42



(%W/W). .......................................................................................................................... 42

TABELA 8: PARÂMETROS RK E QK DOS GRUPOS PARA OS MODELOS UNIFAC. ........ 45

TABELA 9: PREPARO DAS SOLUÇÕES DILUÍDAS DE GLICOSE, USADAS NA

ELABORAÇÃO DA CURVA-PADRÃO, A PARTIR DA SOLUÇÃO-MÃE DE GLICOSE 1,0

G/ L. ................................................................................................................................ 48

TABELA 10: PARÂMETROS A, B, C, E D E O COEFICIENTE DE DETERMINAÇÃO (R2)

OBTIDOS PARA O SISTEMAS PEG- SULFATO DE SÓDIO PELA EQUAÇÃO DE HU ET

AL. (2003). ...................................................................................................................... 49

TABELA 11: DADOS DAS LINHAS DE AMARRAÇÃO EM PORCENTAGEM MÁSSICA

(%M/M) DOS SISTEMAS FORMADOS POR PEG 400 (W1) + SULFATO DE SÓDIO (W2)

+ ÁGUA, EM DIFERENTES VALORES DE PH A DIFERENTES TEMPERATURAS. ..... 59

TABELA 12:DADOS DAS LINHAS DE AMARRAÇÃO EM PORCENTAGEM MÁSSICA (%M/M)

DOS SISTEMAS FORMADOS POR PEG 1500 (W1) + SULFATO DE SÓDIO (W2) +

ÁGUA, EM DIFERENTES VALORES DE PH A DIFERENTES TEMPERATURAS. ........ 60

TABELA 13: DENSIDADE, DAS FASES DOS SISTEMAS COMPOSTOS POR PEG (400/1500)

+ SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA EM DIFERENTES VALORES DE PH E TEMPERATURA.

........................................................................................................................................ 67

TABELA 14:VALORES DOS PARÂMETROS DE INTERAÇÃO, ENCONTRADOS NA

LITERATURA, ESTIMADOS E ENERGIAS DE INTERAÇÃO REFERENTES AO SISTEMA

PEG 400, PH 3 E T=25ºC. .............................................................................................. 69

TABELA 15:VALORES DOS PARÂMETROS DE INTERAÇÃO, ENCONTRADOS NA


PEG 400, PH 4 E T=25ºC. .............................................................................................. 70

TABELA 16: VALORES DOS PARÂMETROS DE INTERAÇÃO, ENCONTRADOS NA


PEG 400, PH 5 E T=25ºC. .............................................................................................. 70

TABELA 17: VALORES DOS PARÂMETROS DE INTERAÇÃO (AIJ E AJI), ENCONTRADOS

NA LITERATURA E ESTIMADOS E ENERGIAS DE INTERAÇÃO (TIJ ETJI)

REFERENTES AO SISTEMA PEG 1500, PH 3 E T=25ºC. ............................................. 71

TABELA 18:VALORES DOS PARÂMETROS DE INTERAÇÃO (AIJ E AJI), ENCONTRADOS



15

TABELA 19: VALORES DOS PARÂMETROS DE INTERAÇÃO (AIJ E AJI), ENCONTRADOS



TABELA 20: DESVIOS NAS COMPOSIÇÕES DOS SISTEMAS POR MODELAGEM

TERMODINÂMICA (UNIFAC). ........................................................................................ 73

TABELA 21:VALORES CALCULADOS DO VOLUME DE EXCLUSÃO DOS SISTEMAS

FORMADOS POR PEG (400/1500) + SULFÁTO DE SÓDIO + ÁGUA A 25ºC. ............... 80

TABELA 22: COEFICIENTE DE PARTIÇÃO DA BETALAÍNA (KP), NOS SISTEMAS

FORMADOS POR PEG (1500 OU 400) + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA A 25ºC. ........ 81

TABELA 23:COEFICIENTE DE PARTIÇÃO (KP) DO AÇÚCAR REDUTOR, NOS SISTEMAS

FORMADOS POR PEG (1500 OU 400) + SULFATO DE SÓDIO + ÁGUA A 25ºC. ........ 81

16

1. INTRODUÇÃO

Betalaínas são pigmentos naturais de ocorrência restrita a algumas famílias de

plantas. Por sua manifestação na natureza não ser tão abrangente, como as

antocianinas, esta classe de pigmentos foi subestimada e não foi devidamente

pesquisada ao longo dos anos (HERBACH et al., 2012). São corantes naturais

hidrossolúveis, divididos em duas classes: as betacianinas e as betaxantinas. Esses

pigmentos são ausentes de toxicidade e destacam-se pelo seu poder tintorial,

estabilidade em uma ampla faixa de pH (3-7), prevalecendo a faixa de pH (3-5), e

principalmente, pelos efeitos protetores a saúde devido ao potencial antioxidante

(VOLP et al., 2009).

Existem poucas fontes disponíveis conhecidas de betalaínas, sendo a principal, a

beterraba vermelha, que contém alto teor de betacianina (CHANDRASEKHAR et al.,

2015). Entretanto, a beterraba apresenta em sua composição elevados teores de nitrato

(6,43g / 100g) e geosmina, esse último confere a beterraba sabor residual similar ao de

terra. Essas características acabam por limitar a aplicação da beterraba e seus

derivados em formulações alimentícias. É importante ressaltar que as betalaínas

extraídas de diferentes fontes apresentam alterações em sua estrutura, resultando em

pigmentos com diferentes tonalidades e estabilidade (KOUL et al., 2012).

Em razão do que foi exposto fica evidente a necessidade e importância de estudar

diferentes fontes botânicas na extração e caracterização das betalaínas, de modo a

viabilizar a sua aplicação comercial. Dentre as fontes alternativas de extração de

betalaínas os frutos da família Cactaceae têm se destacado em razão de: apresentarem

teores elevados de betacianina; apresentarem facilidade de extração das betalaínas;

ausência de compostos que geram depreciação e níveis reduzidos de nitrato. Dentre

os frutos da família Cactaceae, a Pitaya é o fruto mais utilizados para extração e

purificação da betalaína (DOS SANTOS et al., 2015). Entretanto há outros frutos dessa

mesma família, como o Mandacaru, que não é explorado comercialmente e nem

estudado quanto à viabilidade da extração de betalaína, mesmo apresentando as

mesmas vantagens da pitaya.

A betalaína é, geralmente, comercializada na forma de extrato líquido (KOUL et

al., 2012), extrato concentrado (SEDIYAMA et al ., 2010), e extrato em pó (AGRAWAL

et al ., 2013). Entretanto, as técnicas aplicadas para a concentração e produção do

extrato da betalaína não são capazes de levar a um produto com betalaína pura, ao

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0260877414003264

17

invés disso, o produto final apresenta carboidratos, lipídeos, fibras, proteínas e outros

compostos, o que pode inviabilizar o estudo da estabilidade das betalaínas. Além do

mais, betalaína, como corante alimentar natural está sempre acompanhada de

açúcares livres, e estes aceleram a degradação da biomolécula, dessa forma, é

importante que as moléculas de betalaína sejam separadas das moléculas de açucar

(CHETHANA et al., 2007). A fim de superar essas limitações as betalaínas foram

extraídas e purificadas por outros métodos, como cromatografia e microfiltração

(GONÇALVES et al.,2013; SCHERER et al., 2015). Esses processos que garantiram

pureza do produto final, contudo, apresentaram a necessidade de um aparato de alto

valor aquisitivo, tornando necessário o uso de uma técnica que purifique a betalaína de

modo mais econômico.

Entre os processos de purificação existentes, a utilização dos sistemas aquosos

bifásicos (SAB’s) apresenta-se como uma excelente alternativa, na extração e

purificação da betalaína. Tendo em vista que os SABs são constituídos por duas fases

imiscíveis que promovem a separação do composto de interesse em condições

amenas, de forma que sejam preservadas as suas características. Além disso,

apresenta alto teor de água em cada fase (entre 70% a 90%), o que favorece a

estabilidade dos compostos. Os componentes utilizados na formação dos sistemas

apresentam ainda as vantagens de serem atóxicos, não inflamáveis e possuírem baixo

custo de aquisição quando comparados a outros métodos de extração e purificação

(OLIVEIRA, 2006).

Entretanto, ao se fazer um estudo de extração e purificação de corantes é

necessário conhecer os dados de equilíbrio dos sistemas que serão utilizados. Para

cada sistema seja polímero/polímero ou polímero/sal existe um diagrama de fases que

define as proporções entre os componentes formadores das fases. Alguns já estão

disponíveis na literatura (ANATHAPADMANABHAN e GODDARD, 1987; SNYDER et

al.,1992; SALABAT, 2001; FERREIRA e TEIXEIRA; 2011; LEMOS et al., 2011). As

informações sobre o diagrama de fases, bem como o desenvolvimento da modelagem

termodinâmica do equilíbrio de fases, são pontos importantes para o desenvolvimento,

projeto, simulação e operação dos processos de separação. No entanto, os sistemas

compostos por polímero e sal a determinadas faixas de temperaturas e valores de pH

ainda são pouco estudados, tendo como conseqüência a escassez de dados na

literatura.

18

Dessa forma, neste trabalho são determinados dados do equilíbrio líquido-

líquido para os sistemas de duas fases aquosas constituídos por água + polietilenoglicol

(PEG) (1500, 400) + sulfato de sódio nas temperaturas (20, 25, 30, 35)ºC, nos pHs (3,

4, 5) e obtidos parâmetros de interação via modelo termodinâmico UNIFAC, com o

objetivo de auxiliar as melhores condições para a separação e purificação da betalaína

presente na casca do fruto de mandacaru.

19

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1. Betalaínas

2.1.1. Aspectos Gerais

As informações sobre os possíveis ou comprovados efeitos nocivos dos corantes

alimentares artificiais tem aumentado a busca por fonte de corantes naturais. As

betalaínas foram um dos primeiros corantes naturais desenvolvidos para uso em

indústrias de alimentos, sendo utilizados com sucesso para colorir produtos como

balas, iogurtes, molhos de salada, mistura para bolos, substitutos da carne, bebidas em

pó, refrigerantes, entre outros (CAI et al., 2003; CONSTANT et al., 2002; GANDÍA-

HERRERO et al., 2005; KAPADIA et al., 2003; STINTZING e CARLE, 2007).

Quimicamente, as betalaínas agrupam os compostos cuja estrutura é baseada na

fórmula geral apresentada na Figura 1. Sua estrutura contém o ácido betalâmico (A)

acompanhado de um radical (B). Esses radicais podem ser de um simples hidrogênio

a um substituinte complexo, a variação desses radicais é função das diferentes fontes

de onde podem ser obtidos esses pigmentos e determinam a sua tonalidade e

estabilidade. Dessa forma, esse pigmento é subdividido em duas classes: as

betacianinas (Figura 2a), responsável pela coloração vermelho-violeta e as

betaxantinas (Figura 2b), de coloração amarelo-laranja. (VOLP et al., 2009).

Figura 1: Estrutura geral da betalaína: (A) molécula de ácido betalâmico, presente em

todas as moléculas de betalaína; (B) estrutura que representará uma betacianina ou

betaxantina dependendo dos radicais R1 e R2.

Fonte: Volp et al., 2009.

20

Figura 2: Estrutura básica de betacianinas vermelhas e betaxantinas amarelas.

a) b)

Fonte: GONÇALVES et al., 2015

Assim como as antocianinas, clorofila e carotenoides, as betalaínas são ausentes

de toxicidade, apresentam propriedades farmacológicas relevantes e, ainda assim, são

pouco estudadas. Além de se destacarem por suas propriedades colorantes, exercem

efeitos protetores à saúde humana, como: atividade anti-radical, principalmente devido

a sua capacidade de sequestrar radicais livres; proteção contra doenças relacionadas

ao estresse oxidativo e a quimioprevenção a alguns tipos de câncer (KANNER et al.,

2001; CAI et al., 2003; STINTZING, 2007).

Quando usadas como corantes em alimentos, as betalaínas oferecem maior

interesse quanto à cor e estabilidade. Diversos fatores afetam a estabilidade destes

pigmentos durante as etapas de preparação dos alimentos como luz, pH, temperatura

entre outros. Segundo Trichterborn (2006), as betalaínas são mais solúveis em água e

possuem uma força tintorial três vezes maior que as antocianinas. Segundo Almeida et

al., (2005) sua estabilidade depende do pH, sendo os valores de pH ótimo entre 3 a 5,

e razoável entre 5 a 7. É instável em presença de luz e oxigênio, e degradada quando

exposta a temperaturas elevadas.

A estabilidade física e química da betalaína é um parâmetro fundamental para sua

aplicação como substituto de corantes sintéticos em alimentos. Essa estabilidade é

influenciada, principalmente, pela natureza ou estrutura química da molécula, como o

ácido betalâmico é a estrutura presente nas duas classes em que a betalaína se

21

subdivide, é de se imaginar que a diferença de estabilidade esteja associada à

presença de diferentes radicais, os quais são determinados dentre outros fatores pela

fonte da qual as betalaínas são extraídas. Em razão disto, a fonte passa a ser um

parâmetro fundamental na busca por betalaínas com maior estabilidade a aplicação na

indústria de alimentos.

2.1.2. Fontes de Betalaínas

A principal fonte de obtenção comercial das betalaínas são as beterrabas vermelhas

(Beta vulgaris L.), que contêm consideráveis concentrações de betacianina. Os

principais problemas das beterrabas vermelhas são o seu alto nível de nitrato e seu

cheiro desagradável de terra, causado pela presença de derivados pirazínicos e

geosmina (KANNER et al., 2005).

No intuito de ampliar a gama de fontes de betalaína para viabilizar a sua aplicação

comercial, Gonçalves et al., (2015) estudou algumas espécies de flores e plantas da

família cactacae, as quais, têm se destacado por conter em seus frutos, a presença de

betalaína, em especial as frutas Opuntia (Opuntia spp) e Pitaya (Hylocereus spp). Estas

plantas podem ser cultivadas em regiões áridas e semiáridas, o que é uma grande

vantagem em termos de economia agrícola, e a ausência de geosmina e os níveis

reduzidos de nitrato aumentam sua aplicabilidade em alimentos no lugar de extrato de

beterraba (GONÇALVES et al., 2015). No Brasil a espécie do fruto de mandacaru é uma

representante desta família que ainda não foi devidamente estudada.

2.2. Fruto de Mandacaru

O mandacaru (Cereus jamacaru D.C.) é um cacto de porte arbóreo que possui

tronco multi-ramificado e pode atingir até dez metros de altura, com artículos fortemente

costados e espinhos amarelos medindo cerca de 20cm de comprimento, flores grandes,

brancas, numerosas, que se abrem à noite (LIMA, 1996). Cresce em solos pedregosos

e, junto a outras espécies de cactáceas, forma a paisagem típica da região semiárida

do Nordeste (LIMA, 1996, ROCHA e AGRA, 2002). Sua aparição ocorre principalmente

nos estados do Ceará, Rio Grande do Norte e Bahia. O mandacaru, entre outras

cactáceas nativas da caatinga é bastante utilizada como alternativa de consumo

alimentar de animais, e ainda, possui frutos atrativos em cor e sabor, sendo consumidos

in natura pela população (SILVA et al., 2005).

22

O fruto possui forma de baga, com formato oval, seu comprimento chega a

aproximadamente 12 centímetros, coloração vermelha, carnoso, de polpa branca, com

inúmeras sementes pretas e bem pequenas, porém comestíveis (BRAGA, 1960).

Ao realizar estudo químico e farmacológico nos frutos do mandacaru, Valente (2001)

observou a presença de esteróides ergosterol e colesterol e Almeida (2005) verificou

que essa fruta oferece grande potencial de aproveitamento industrial por exibir teores

relativamente altos de sólidos solúveis totais (SST) e açúcares redutores (AR),

constituintes importantes em processos biotecnológicos, como a fermentação alcoólica.

Ainda assim, não são explorados comercialmente, ocorrendo seu desperdício ou,

então, sendo utilizados, na elaboração de doces e geleias caseiros (SILVA, 2009;

AWAD, 1993). Na Tabela 1 é apresentada a composição centesimal do fruto do

mandacaru.

Tabela 1: Composição do fruto Mandacaru

ANÁLISES Média DP CV%

SST (ºBrix) 14,12 - -

Umidade (%) 83,29 ± 0,413 0,49%

Cinzas Totais (%) 0,48 ± 0,023 4,88%

pH 4,65 ± 0,010 0,20%

Fibra (%) 0,88 ± 0,140 0,0012%

Pectina (%) 4,36 ± 3,252 7,46%

Gordura (%) 12,43 ± 1,044 8,40%

Açúc. Redutores (%) 10,42 ± 0,000 0,00%

Açúc. Não-Redutores (%) 2,93 ± 0,000 0,00%

Ferro (mg/100g) 0,6 ± 0,100 16,66%

Fonte: BAHIA et al.,2010.

Poucas informações são encontradas na literatura a respeito das propriedades dos

frutos do mandacarú, que apesar de serem encontrados em grande quantidade de

fevereiro a setembro, não são explorados comercialmente com consequente

desperdício dos mesmos (SILVA e ALVES, 2009).

23

A qualidade desses frutos é atribuída às características físicas que respondem pela

aparência externa, entre os quais se destacam o tamanho, a forma do fruto e o alto

grau de coloração da casca, a qual possui um pigmento natural de capacidade

antioxidativa. A importância de usufruir ao máximo a diversidade da fruticultura

brasileira faz com que um maior número possível de frutas silvestres e nativas sejam

fontes de comercialização. A casca do fruto de mandacaru, por sua vez apresenta além

de betalaína, quantidades de açúcar, proteína e outros componentes (Tabela 2), por

isso a intenção de separar e purificar a betalaína presente na casca do fruto de

mandacaru é promissora.

Tabela 2: Valores médios obtidos da composição química da casca do fruto de Mandacaru.

Determinações Valores médios

Sólidos solúveis (ºBRIX) 5,6400

Acidez (%Ácido cítrico) 0,3300

pH 5,2300

Teor de água (%bu) 94,300

Açúcar total (g/L) 2,0100

Açúcar redutor (g/L) 1,6400

Proteína (g/100g) 0,0014

Betalaína (g/100g) 1,4900

2.3. Métodos de purificação da Betalaína

Como a beterraba é a fonte de betalaína mais utilizada em processos industriais,

a mesma também se tornou a principal representante comercial da betalaína, sendo na

maioria das vezes, comercializada na forma de extrato líquido (KOUL et al., 2012),

extrato concentrado (SEDIYAMA et al ., 2010), e extrato em pó (AGRAWAL et al .,

2013). Entretanto, estas técnicas aplicadas para a concentração e produção do extrato

da betalaína, não são capazes de obter um produto com betalaína pura, ao invés disso,

o produto final oferece altos teores de carboidratos, lipídeos, fibras, proteínas e nitrato,

como retrata a Tabela 3:

24

Tabela 3: Composição centesimal do extrato da beterraba vermelha.

Nutrientes Extrato de Beterraba (g/100g)

Umidade

76,14 ± 0,48

Proteína 3,02 ± 0,09

Carboidratos 13,62 ± 0,31

Lipídeos 0,56 ± 0,01

Fibra alimentar total 4,65 ± 0,28

Cinzas 2,01 ± 0,13

Nitrato 6,43 ± 0,41

Fonte: DA SILVA et al., 2015

As betalaínas também já foram extraídas e purificadas por outros métodos.

Gonçalves, (2015) purificou betalaína utilizando diversos métodos de cromatografia

(Cromatografia de fase reversa (RPC), Cromatografia de troca iônica (IEX),

Cromatografia liquida de alta eficiência com fase reversa (RP-HPLC)). E por fim,

Scherer et al ., (2015), estudara, a extração da betalaína por esmagamento dos talos e

posteriormente purificou o extrato utilizando a microfiltração feita por membranas.

Entretanto tais técnicas utilizadas além de necessitarem de alto custo financeiro, podem

reduzir os efeitos benéficos da betalaína, devido à sensibilidade desses componentes

à degradação promovida pelos solventes orgânicos e altas temperaturas.

Diante disso, torna-se necessária a busca por técnicas que promovam a separação

desta biomolécula sem que afete suas características e não apresente alto custo

financeiro. Entre as várias tecnologias existentes, a utilização dos sistemas aquosos

bifásicos (SAB’s) vem se tornando uma alternativa promissora para a separação e

purificação de pigmentos.

2.4. Sistemas aquosos bifásicos

25

A extração líquido-líquido (ELL) é uma operação muito utilizada na indústria

química como técnica de separação. A extração de biocompostos em sistemas de duas

fases líquidas imiscíveis constituídas de uma fase aquosa e um solvente orgânico é

utilizada há cerca de 60 anos na purificação de antibióticos e ácidos orgânicos. Para

pigmentos e biomoléculas, no entanto, tais sistemas não são completamente

adequados, devido à sensibilidade desses componentes à degradação promovida

pelos solventes orgânicos, além do que, os solventes utilizados são normalmente

tóxicos, cancerígenos e inflamáveis (REIS et al., 2014)

Assim, uma variante da extração líquido-líquido tradicional, compatível com os

processos de biosseparações, é a purificação utilizando sistemas aquosos bifásicos, os

quais vem sendo usados com sucesso no isolamento de pigmentos e de outras

biomoléculas (COIMBRA e TEIXEIRA, 2009). Sistemas de duas fases aquosas são

formados pela combinação de soluções aquosas imiscíveis (em concentrações

específicas) de polímero-polímero, sal-sal e polímero-sal, que são denominados de

sistemas aquosos bifásicos (SAB’s) (GARZA-MADRID et al., 2011). A técnica de

separação em SAB tem sido utilizada na partição e/ou concentração de compostos

como células animais ou vegetais, microrganismos, fungos e seus esporos,

cloroplastos, mitocôndria, membrana vesicular, enzimas, proteínas, ácidos nucleicos,

vírus, metais, entre outros (REIS, 2014). Grande parte do interesse de aplicação dos

Sab’s está associado a possibilidade de separação seletiva, boa biocompatibilidade e

boa relação custo-benefício.

2.4.1. Tipos de sistemas aquosos bifásicos

Os SAB’s podem ser obtidos pela mistura de diversos componentes, entre eles:

dois polímeros hidrossolúveis, que apresentam estruturas quimicamente diferentes;

pela mistura de um polímero e um sal (orgânico ou inorgânico); e mais recentemente,

pela mistura de líquidos iônicos e sais inorgânicos, como mostrado na Tabela 4:

Tabela 4: Exemplos de componentes e tipos de Sistemas Aquosos Bifásicos

Tipos de sistema Constituintes Referências

PEG + Sulfato de Sódio BARBOSA et al., 2016

26

Polímero + Sal PEO + Sulfato de Lítio PATRÍCIO et al., 2012

PEG + Sais de fosfato SOUZA JR. et al.,

2014

Polímero + Polímero

PEG + Dextrana

ANTOV, 2006

PEG + PVA GUNDUZ, 2004

Líquido iônico + PEG

PEG + [C4mim]Cl

FREIRE et al., 2012

Líquido iônico+Sal

inorgânico

[C4min]Cl+Fosfato Potássio

LOUROS et al., 2010

Solvente orgânico + Sal

inorgânico

Álcool Isopropílico+

Sulfatos

PIMENTEL et al.,2015

Atualmente existe uma grande variedade de polímeros hidrofílicos, naturais ou

sintéticos, apropriados para formar fases, quando misturados com um segundo

polímero ou com um sal. Dentre estes se destaca o polietilenoglicol (PEG), um dos

principais polímeros sintéticos utilizados industrialmente (MURRAY; JENKINS, 1994).

Por excluir outros polímeros de sua vizinhança, não se solubilizando com eles, a

utilização do PEG é de grande interesse em aplicações biotecnológicas. Outro fator

importante é a sua contribuição ao meio ambiente, por ser um elemento altamente

biodegradável e atóxico (SILVA, 2007). Estes fatores podem explicar a utilização do

PEG na purificação de biomoléculas quando se emprega sistemas aquosos bifásicos.

Os SAB’s mais utilizados são os compostos por PEG-Dextrana (DEX) ou PEG-

sais, pois são formados por constituintes disponíveis em grandes quantidades no

mercado e não são tóxicos (REIS et al., 2014). Os sistemas PEG-sais apresentam

maior atratividade em relação aos sistemas compostos por polímeros-polímeros, pois

apresentam: menor tempo de separação de fases; custo reduzido, e propriedades

físicas favoráveis à operação em larga escala. Os sistemas PEG-sal têm sido utilizado

para a extração, concentração ou purificação, sendo a fase superior composta em sua

maioria por PEG, e a fase inferior, por sal. Um dos fatores que torna a separação das

fases mais rápida que em outros sistemas é porque a fase salina possui maior

densidade em relação à fase polimérica, o que facilita o uso de sistemas polímeros-sal

27

em aplicações industriais (HUSTED et al., 1985; SALABAT, 2001; GARZA-MADRID et

al., 2011).

Para a utilização dos SAB’s é imprescindível o conhecimento do comportamento

das fases nos sistemas. Tal comportamento é detalhado na obtenção dos diagramas

de equilíbrio, os quais representam graficamente a composição na qual se formam

duas fases líquidas em equilíbrio termodinâmico.

2.4.2. Diagrama de fases

O diagrama de equilíbrio de fases é uma representação gráfica das composições

de cada uma das fases dos SAB’s, podendo ter a forma triangular ou retangular, sob

temperatura e pressão constantes. Estes diagramas são muito importantes para os

estudos de separação de biomoléculas, pois são usados como ferramenta básica para

o início e desenvolvimento de um processo de extração. A Figura 3 representa um

diagrama de fases, mostrando a composição das fases em equilíbrio em coordenadas

retangulares.

Figura 3: Diagrama de fase para sistemas aquosos bifásicos, expressos em

coordenadas retangulares.

Fonte: ALCANTARA, 2009.

A curva que divide a região em duas fases é chamada curva binodal ou curva de

equilíbrio, acima dela o sistema terá duas fases e abaixo dela o sistema terá uma fase.

Os componentes presentes em maior quantidade nas fases salinas e poliméricas,

exceto a água, são representados no eixo das abscissas e das ordenadas,

respectivamente. A quantidade de água é calculada por diferença. A posição da binodal

varia de acordo com o tipo e a massa molar do polímero, a natureza química do sal, a

28

temperatura e o pH do meio. As linhas são chamadas “tie-lines” ou linhas de amarração

(LA), ligam pontos no diagrama e representam a composição das duas fases em

equilíbrio. Qualquer ponto que pertença à mesma região bifásica e que esteja em uma

mesma linha de amarração fornecerão fases que possuirão propriedades

termodinâmicas intensivas iguais (densidade, volume molar, entalpia molar, etc.) e as

propriedades extensivas diferentes (massa, volume, etc.).

Para se estudar a separação de fases em SAB’s, faz-se uso de uma medida

numérica de referência para a composição das fases. O comprimento da linha de

amarração (CLA), utilizado como variável determinante dos processos de partição dos

solutos em SAB’s formados por diferentes componentes. CLA é a raiz quadrada da

soma do quadrado da diferença das concentrações dos componentes formadores do

sistema, exceto água, nas fases superior e inferior (NANDINI e RASTOGI, 2011).

Sendo assim, o CLA é uma linha que liga os pontos de diagrama que representa a

composição das duas fases em equilíbrio termodinâmico (ALVARENGA et al., 2015).

O CLA de sistema de duas fases aquosa é calculado a partir do seu diagrama de fase,

como mostrado na Equação 1.

𝐶𝐿𝐴 = √[∆𝐶1]2 + [∆𝐶2]2 (1)

Onde [∆𝐶1] e [∆C2] correspondem a diferença de concentração de componente 1 (C1) e

componente 2 (C2) nas fases superior e inferior expressa em %m/m, respectivamente.

À medida que o valor da CLA aumenta, torna-se maior a diferença de

composição entre as fases, pois gera um aumento das contribuições entalpias e

entrópicas na transferência do composto para uma das fases, elevando a eficiência na

extração e/ou partição do soluto de interesse (PEI et al., 2012). À medida que a CLA

diminui, torna-se menor a diferença das propriedades termodinâmicas intensivas das

fases, fazendo com que a composição das fases vá de encontro ao ponto crítico do

sistema (Pc). Neste ponto, a diferença entre as propriedades termodinâmicas intensivas

das fases diminuem até que, teoricamente, tornam-se iguais. (PEI et al., 2012;

RODRIGUES et al., 2013).

Outra característica importante dos diagramas de fases é a inclinação da linha

de amarração (ILA). Ela é uma medida de como a composição das fases pode variar

com a alteração de uma propriedade termofísica, como a temperatura e a massa molar

29

dos constituintes, por exemplo (CARVALHO, 2004). O valor da inclinação pode ser

calculado pela Equação 2:

ILA = (CC2S − CC2I)/(CC1S − CC1I) (2)

Onde, C1S e C1I são as concentrações do componente 1 na fase superior e inferior,

respectivamente, enquanto, C2S e C2I são as concentrações do componente 2 na fase

superior e inferior, respectivamente.

2.4.3. Variáveis que influenciam no diagrama de fases

No processo de separação de fases em sistemas aquosos bifásicos, a região

bifásica é fortemente afetada por diversas variáveis que influenciam a partição de

biomoléculas entre as duas fases dos SABs. Essas variáveis podem ser classificadas

como variáveis essenciais ao próprio sistema, como por exemplo, componentes dos

sistemas, massa molar do polímero, pH e temperatura (MARTINS, 2012).

2.4.3.1. Efeito da temperatura

Estudos apontam que o aumento da temperatura pode provocar o aumento da

região bifásica em diagramas do tipo PEG + sal (JAYAPAL et al., 2007; AMARESH et

al., 2008; REGUPATHI et al., 2009). Contudo, em alguns estudos como o de Martins et

al., (2008) mostram que a temperatura pode ter um resultado tão pequeno que não há

diferença entre as curvas binodais.

O aumento da temperatura favorece o aumento da concentração de PEG na fase

superior do sistema e consequentemente ocorre uma redução da concentração de

polímero na fase inferior.

Isso ocorre, pois o aumento da temperatura faz com que a transferência de água

da fase superior para a fase inferior seja maior e, dessa forma, o volume das fases se

altera. O aumento da temperatura causa o aumento da hidrofobicidade da fase superior

e, assim, há exclusão de moléculas de água de solvatação do polímero, de modo a

transportá-las para fase mais hidrofílica, a salina.

A pesquisa feita por Graber et al. (2004), estudando o efeito das temperaturas

de 5 °C, 25 °C e 45 ºC em sistemas PEG 4000 + sulfato de Sódio + água, mostraram

que o aumento da temperatura provoca o deslocamento da curva binodal, aumentando

30

a região bifásica, o que implica numa menor concentração do sal e do polímero

necessários para a formação do sistema aquoso bifásico. Resultado semelhante obtido

por Regupathi et al. (2011).

2.4.3.2. Efeito da massa molar do polímero

A influência do comprimento da cadeia polimérica nos diagramas de fase é

evidente, sendo observada inicialmente por Albertsson (1960). Quanto maior a massa

molar do polímero formador do SAB menor será a concentração de sal (ou do outro

componente constituinte do sistema) requerida para que ocorra a separação de fases.

Este comportamento é observado tanto para sistemas polímero-polímero-água quanto

para sistemas polímero-sal-água e outros (SAMPAIO, 2011).

BARBOSA et al., (2015) analisaram o efeito da massa molar do PEG nas curvas

binodais para o sistema PEG + Sulfato de sódio + água, a 20, 30, 40 e 50 °C,

constatando que o aumento da massa molar do PEG provocou o deslocamento das

curvas binodais para menores concentrações de PEG e sal a qualquer temperatura, ou

seja, quanto maior a massa molar do polímero, menor será a quantidade de

constituintes necessários para a formação das fases, facilitando assim o processo.

Resultados semelhantes também foram obtidos por Tubío et al. (2006); Graber et al.

(2004), para sistemas aquosos contendo polietilenoglicol e sais. Esse efeito ocorre pela

redução da solubilidade do PEG em água, com o aumento da massa molar do PEG.

2.4.3.3. Efeito do potencial hidrogeniônico

A influência do pH na separação das fases foi inicialmente estudada por diversos

autores, dentre eles Huddleston et al. (1998), Ferreira et al. ( 2007) e Padilha et al.

(2015). Em todos os estudos, observou-se que a redução do pH, provoca um

deslocamento da curva binodal, no sentido de maiores concentrações de polímero e

sal, ou seja, dificulta a formação de fases no sistema e consequentemente ira ocorrer

uma redução na região bifásica.

A redução do pH implica em uma maior concentração de íons H+ na solução.

Uma maior concentração desses íons no meio causa uma redução no estado de

oxidação de algumas moléculas. Moléculas com menores estados de oxidação

possuem menor capacidade de hidratação resultando em maior quantidade de água

disponível para hidratação do PEG e consequentemente dificultando a formação de

fases do sistema.

31

2.4.4. Coeficiente de partição

No momento em que materiais biológicos são adicionados em um sistema

aquoso bifásico, eles se distribuem entre a fase superior e a fase inferior. A relação

entre as concentrações de certa biomolécula nessas fases define o coeficiente de

partição. Assim, o coeficiente de partição (Kp) é a razão entre a concentração de uma

biomolécula nas fases de topo e de fundo, conforme apresentado na Equação 3.

Kp =[C]sup

[C]inf

(3)

Onde: [C]sup e [C]inf são as concentrações do soluto na fase superior e inferior,

respectivamente.

Tal distribuição irá depender de inúmeros fatores, sejam eles referentes às

características da biomolécula que se distribui ou da natureza do próprio SAB utilizado.

Os mecanismos que interferem na partição das biomoléculas ainda não são

entendidos por completo. Segundo Johansson et al., (2008) e Dreyer et al., (2009),

quando um soluto é adicionado ao SAB sua distribuição entre as duas fases em

equilíbrio termodinâmico é determinada por duas contribuições termodinâmicas:

entropia e entalpia. A contribuição entrópica está associada com a variação das

possibilidades de distribuição do soluto entre as duas fases do sistema, e a contribuição

entálpica está relacionada com as interações intermoleculares rompidas e formadas ao

longo do processo de partição do soluto.

As propriedades das fases também podem contribuir na partição das

biomoléculas, como a natureza química, composição do SAB, presença de ligantes ao

longo da cadeia polimérica, pH, temperatura e densidade (CHAIWUT et al., 2010).

2.5. Propriedades termofísicas

O Processo de extração e o modo de preparo dos SAB’s envolvem basicamente

as operações unitárias de mistura, dispersão e separação. Portanto, propriedades

físicas, tais como densidade, índice de refração e condutividade são importantes na

formação e no tipo de aplicação de um SAB. Soluções aquosas de PEG e de Sais têm

32

sido utilizados na engenharia química e bioquímica para separar e purificar produtos

biológicos, biomateriais e corantes (Roberts; Bently; Harris, 2002; Nascimento et al.,

2015).

Diversos autores (HENRI et al., 2004; SEKI et al., 2009; PINKERT et al., 2011)

afirmam que o conhecimento das propriedades volumétricas de soluções aquosas

contendo macromoléculas e eletrólitos são importantes em processos de

purificação.Dentre as propriedades volumétricas, a densidade é uma das mais

importantes.

Costa et al., (2014) determinaram a densidade de soluções aquosas de PEG

1500, nas temperaturas (15, 25, 35, 45) ºC e concluíram que conforme aumentaram a

temperatura diminuía a densidade, fato observado por diversos autores (ZHOU et al.,

2010 ; MORÁVKOVÁ et al., 2011; SIONGCO; LERON; LI, 2013). Zafarani-Moattar e

Mehrdad (2000) determinaram a densidade de soluções aquosas de sistemas PEG +

Sal nas temperaturas de 25 °C, 35 °C, 45 °C. Nos estudos, utilizaram PEG de massa

molar 2000 e 4000 e sais. Com os resultados obtidos, concluíram que, conforme

aumentava a massa molar do PEG, aumentava a densidade e, conforme aumentava a

temperatura, diminuía a densidade.

2.6. Modelagem termodinâmica

A modelagem é uma ferramenta para a análise de dados, classificação, previsão

e controle do processo. A modelagem é um “conjunto de hipóteses sobre a estrutura e

o comportamento de um sistema físico pelo qual se procura explicar ou prever, dentro

de uma teoria científica, as propriedades do sistema (ALVES, 2008)”. No caso do

equilíbrio de fases, a teoria científica em questão é a termodinâmica. A modelagem

termodinâmica pode ser entendida como a criação ou modificação de um modelo

utilizando o raio e volume de cada grupo funcional presente no sistema, cujo principal

objetivo é estabelecer uma relação quantitativa para caracterizar qual a influência da

contribuição de um grupo fincional com os demais (PERUMALSAMY e MURUGESAN,

2009).

2.6.1. Métodos de contribuições de grupos

A análise dos dados experimentais permite avaliar relações qualitativas não

casuais, porém não expressa como uma variável afeta a outra. Para estudos

relacionados à engenharia, é necessário fazer estimativas da contribuição que cada

33

molécula fornece ao sistema. No entanto, estes modelos não admitem que uma mistura

consista de moléculas, mas sim de grupos de contribuição (CUNHA, 2008). Por

exemplo, a molécuma de PEG não deve ser estudada apenas como uma molécula de

PEG e sim pelos grupos de contribuição que formam essa molécula, os quais são CH2,

CH2O e OH. Outra referência deve ser feita à quantidade desses grupos funcionais

presentes dentro de uma molécula. No caso do PEG, por exemplo, o PEG de massa

molar 1500 possui 32 grupos de CH2, 30 de CH2O e 1 de OH. Então a análise da

contribuição de grupos, será feita em cada grupo de contribuição deste supracitado.

O calculo da contribuição de grupos foi proposto por Langmuir (1925) e trata uma

mistura como um conjunto de grupos de contribuição, podendo-se determinar o

coeficiente de atividade da mistura somando-se as contribuições individuais de cada

um dos grupos que a constituem. Neste trabalho, o modelo UNIFAC foi utilizado para

estimar coeficientes de atividade. A vantagem deste modelo é que ele permite

representar uma quantidade muito grande de misturas partindo de uma pequena

quantidade de grupos.

2.6.2. UNIFAC (Universal Functional Activity Coefficient model)

O modelo UNIFAC desenvolvido por Prausnitz e colaboradores (1975) utiliza o

conceito de contribuição de grupos para o cálculo dos coeficientes de atividade. Nessa

abordagem o coeficiente de atividade de cada componente é a soma de todas as

interações binárias entre os grupos funcionais desse componente com todos os outros

grupos dos componentes que compreendem a mistura (TESTER e MODELL, 1996).

O modelo UNIFAC determina o coeficiente de atividade da mistura em duas

partes: residual e combinatória. A parte residual considera as interações energéticas

formadas pelos grupos funcionais quando rompem e fazem interações até o sistema

entrar em equilíbrio, sendo identificada como uma contribuição entálpica. Já a parte

combinatorial leva em consideração diferenças na forma e tamanho entre as moléculas

na mistura e pode ser identificada como uma contribuição entrópica. (OLIVEIRA, 2010).

A metodologia de cálculo por contribuição de grupos comparativamente a outros

métodos é mais precisa na análise dos coeficientes de atividade. Entretanto, a

eficiência desse modelo depende da divisão das moléculas em grupos que interagem

entre si (Perumalsamy e Murugesan, 2009).

34

Portanto, as hipóteses para o desenvolvimento dos métodos de contribuição de

grupo para o cálculo de coeficientes de atividade foram estabelecidas por Wilson e Deal

(1962) com base nas seguintes suposições:

• "Uma solução líquida é considerada como uma mistura dos grupos que

constituem os componentes da solução"

• "A energia livre de Gibbs excedente é a soma de duas contribuições: uma

combinatorial, devido essencialmente às diferenças de tamanho e forma das moléculas,

e outra residual, que considera as interações energéticas entre as moléculas", que pode

ser expressa em termos do coeficiente de atividade de uma molécula em uma solução

líquida como:

lnγi

= lnγi𝑐𝑜𝑚 + lnγ

i𝑟𝑒𝑠

(4)

A parte combinatorial do método UNIFAC é dada pela equação 5 (REID;

PRAUSNITZ; POLING, 1988).

𝑙𝑛𝑦𝑖𝑐 = (𝑙𝑛

𝜑𝑖

𝑋𝑖+ 1 −

𝜑𝑖

𝑋𝑖) −

𝑧

2𝑞(𝑙𝑛

𝜑𝑖

𝜃𝑖+ 1 −

𝜑𝑖

𝜃𝑖) (5)

Onde:

Φi∗

=rixi

∑ rjxjj

(5.1)

θi =qixi

∑ qjxjj

(5.2)

ri = ∑ 𝑉k(𝑖)𝑅k

k

(5.3)

qi = ∑ 𝑉k(𝑖)𝑄k

k

Onde:

(5.4)

35

ri é o parâmetro de volume para o componente i; Z é o número de coordenação; qi é

o parâmetro de área superficial para o componente i; Φi∗ é a fração volumétrica do

componente em termos de ri ; θi é a fração de área superficial e 𝑉k(𝑖) é o número de

grupos do tipo k na molécula i.

Os valores dos parâmetros de Grupos, Rk e Qk estão tabelados na literatura

(REID; PRAUSNITZ; POLING, 1988).

Os Parâmetros dos componentes puros, ri e qi (ou rj e qj ), são,

respectivamente, medidas moleculares de volumes de Van der Waals e áreas

superficiais.

A parte residual é composta pelas contribuições individuais de cada grupo

presente na solução, menos a soma das contribuições individuais dos mesmos grupos

no componente puro. Por exemplo, em um sistema formado por PEG + Sulfato de sódio

+ água, teremos os seguintes grupos de contribuição, CH2, CH2O, OH, Na, SO4 e H2O.

A parte residual será referente a contribuição individual que cada grupo funcional faz

com o sistema, menos a soma que cada grupo funcional deste faz com seu componente

puro. O CH2, por exemplo, faz parte da estrutura do PEG, então a parte residual deste

componente será a contribuição que ele tem com todas as moléculas menos a

contribuição que ele tem com as moléculas do PEG (CH2O, OH).

Este termo constitui a chamada "solução por grupos", onde as contribuições

individuais de cada grupo são funções da concentração e da temperatura (WILSON e

DEAL, 1962).

𝑙𝑛𝑦𝑖𝑟 = ∑ 𝑣𝑘

(𝑖)𝑔𝑟𝑢𝑝𝑜𝑠𝐾 (𝑙𝑛𝛤𝑘 − 𝑙𝑛𝛤𝑘

(𝑖)) (6)

Os coeficientes de atividade residual dos grupos são dados pela Equação 7.

𝑙𝑛𝛤𝑘 = 𝑄𝑘[1 − ln(∑ 𝜃𝑚𝑚 𝛹𝑚𝑘) − ∑𝜃𝑚𝛹𝑘𝑚

∑ 𝜃𝑛𝛹𝑛𝑚𝑛𝑚 ] (7)

θ𝑚 =Q𝑚X𝑚

∑ Q𝑛X𝑛𝑛 (7.1)

X𝑚 =∑𝑖

𝑀𝑉𝑚(𝑖)

𝑋𝑖

∑𝑖𝑀∑𝑖

𝑁 𝑉𝑗

(𝑖)𝑋𝑖

(7.2)

36

Sendo que θ𝑚 e Xm são a fração de área do grupo m e a fração molar do grupo

m, respectivamente. O coeficiente de atividade residual é definido como função da fração

de grupo Xm.

Na contribuição residual, as interações entre os grupos são expressas em termos

de parâmetros, dados pela equação 7.3.

𝛹𝑚𝑛 = exp [−𝑈𝑚𝑛−𝑈𝑛𝑚

𝑅𝑇] = exp(−

𝑢𝑚𝑛

𝑇) (7.3)

No qual Umn é a medida da energia de interação entre os grupos m e n.

Parâmetros de interação de grupos, Umn, podem ser avaliados a partir de dados

experimentais de equilíbrio de fases. Parâmetros de interação de grupo amn para uma

grande quantidade de grupos têm sido sistematicamente reportados por vários autores,

como Zarkarian et al. (1979), Herskowitz e Gottlieb (1981), Gmehling et al. (1982),

Macedo et al. (1983), Tiegs et al. (1987) Hansen et al. (1991).

A aplicação de UNIFAC a sistemas aquosos bifásicos contendo sais tem sido feita

feita por alguns autores que utilizam as abordagens propostas por Kikic et al. (1991) e

Dahl e Macedo (1992). A diferença entre as duas abordagens é que Kikic e

colaboradores consideraram um sal como composto de dois grupos, cátion e ânion,

enquanto Dahl e Macedo consideraram um sal como sendo um grupo funcional

diferenciado. Aznar (1996) utilizou a abordagem de Dahl e Macedo para representar o

equilíbrio líquido-vapor de sistemas binários e ternários contendo sais e encontrou baixos

valores de desvio. Entretanto neste trabalho, com o intuito de detalhar mais o

experimento e ter noção de qual componente do sal tem maior interação com os outros

componentes da amostra, foi utilizado a abordagem de Kikic e colaboradores, pois a

mesma considera o sal como um grupo de cátion e ânion e não como um único grupo

diferenciado

A modelagem termodinâmica de sistemas aquosos bifásicos constituídos por

polímeros apresenta inúmeras dificuldades relacionadas ao comportamento das

soluções poliméricas que diferem muito de outros tipos de soluções principalmente no

que se refere à caracterização das fases e diferença do tamanho e interação entre as

37

moléculas do polímero e do solvente (HUANG et al.,2001). Para contornar tal problema,

a caracterização das fases neste trabalho foi feita por regra da alavanca, a qual estimou

a concentração do PEG nas fases. Já o tamanho do polímero era especificado ao

computar quantos grupos de contribuição existiam na molécula a ser modelada

termodinamicamente.

No entanto, a modelagem termodinâmica em sistemas aquosos bifásicos pode

confirmar muitas teorias acerca desse processo de separação, pois tem como objetivo

demonstrar como ocorre e quais fatores influenciam a separação de fases por meio de

correlações entre os parâmetros ajustáveis do modelo e as variáveis pertinentes do

sistema, como o tamanho da cadeia do polímero e pH.

2.7. Aplicação dos SAB’s na separação de pigmentos

Devido à manutenção da atividade biológica das biomoléculas e por

apresentarem constituintes ambientalmente seguros, os SAB’s vêm sendo empregados

com muito sucesso na separação de diversas biomoléculas. Encontram-se na literatura

diversos trabalhos que evidenciam o seu potencial de aplicação e que auxiliam na

identificação dos sistemas mais adequados para a separação de certas biomoléculas.

As primeiras observações sobre a partição de pigmentos em sistemas aquosos

bifásicos começaram em 1954, quando Albertsson notificou a partição de cloroplastos

em sistemas constituídos por polietileno glicol e sal. Recentemente, NASCIMENTO et

al., (2015), como pode ser visto na Tabela 4, estudou a partição do corante betalaína

em SABs constituídos por polímero e sal. Os estudos sobre a partição de pigmentos

em sistemas aquosos bifásicos têm sido pouco retratados na literatura, embora existam

relatos de que a utilização do SAB para a extração e purificação de corantes é uma

excelente alternativa por ser de baixo custo e por ter princípios da química verde, pela

não utilização de solventes tóxicos (LENARDÃO et al., 2003).

Tabela 4: SAB’s utilizados na separação de pigmentos.

Pigmentos SAB’s Referência

Antocianina PEG + Sulfato de sódio BARBOSA et al., 2016

Betalaína PEG + Sulfato de sódio NASCIMENTO et al., 2015

38

Betalaína PEG + Sulfato de Amônia Chandrasekhar et al., 2015

Carmim de cochonilha PEG + Tartarato de sódio MAGESTE et al., 2009

Antocianina PEG + Sulfato de Amônia XIANGYANG et al., 2011

Antocianina PEG + Sulfato de Lítio PATRICIO et al., 2012

Norbixina PEG + Tartarato de Sódio MAGESTE et al., 2012

39

3. OBJETIVOS

3.1. Objetivo geral

Extrair betalaína presente na casca do fruto de mandacaru e determinar dados

de equilíbrio e parâmetros de interação para a formação de sistemas aquosos bifásicos

compostos por Sal, PEG e água.

3.2. Objetivos específicos

• Determinação de dados experimentais do equilíbrio líquido-líquido para os

sistemas PEG 1500/sulfato de sódio/água e PEG 400/sulfato de sódio/água às

temperaturas de 20 ºC, 25 ºC, 30 ºC, 35ºC e valores de pH 3, 4, 5.

• Utilização dos dados experimentais para estimar novos parâmetros de interação

de grupo utilizando modelo UNIFAC.

• Avaliar a partição da Betalaína nos sistemas aquosos bifásicos formados a

temperatura de 25ºC em diferentes pH’s e concentração de sal.

40

4. MATERIAL E MÉTODOS

4.1. Material

Os reagentes utilizados na condução deste trabalho foram: Sulfato de Sódio,

polietilenoglicol 1500 g.mol-1 e 400 g.mol-1 da Synth, Brasil. Foi utilizada água destilada

em todo o experimento.

4.2. Preparo dos sistemas aquosos bifásicos

Para preparar os SAB’s, compostos de PEG, sulfato de sódio e água, foram

preparadas soluções estoque com cada PEG (1500 e 400) em água e de sal em água,

utilizando uma balança analítica. A concentração da solução de PEG 1500 foi de 50 %

m/m, PEG 400 foi de 70% e da solução de sulfato de sódio foi de 22 % m/m. O pH da

solução salina de sulfato de sódio foi ajustada com ácido sulfúrico e conferida em

pHmetro a fim de obter-se valores de pH desejados.

4.2.1. Determinação das curvas binodais.

As curvas binodais dos sistemas aquosos foram obtidas utilizando soluções

aquosas de PEG 1500 + Sulfado de Sódio + água, PEG 400 + Sulfato de Sódio + água,

nas temperaturas de (20 ºC, 25 ºC, 30 ºC, 35ºC e valores de pH 3, 4 e 5. Para esta

determinação foi aplicado o método turbimétrico (ALBERTSSON, 1986), que indica o

início da região bifásica.

O procedimento consistiu em pesar 1 g da solução estoque de PEG em tubos de

ensaio, M254A (Bel Engineering, Piracicaba, Brasil). O tubo contendo a solução de

PEG foi levado ao banho termostático (Tecnal, Te- 184, Piracicaba, Brasil) com

precisão ±0,1ºC, onde foi incubado até atingir o equilíbrio térmico, na temperatura

experimental desejada. Em seguida, foram adicionadas alíquotas da solução estoque

de Sulfato de Sódio (20µL) com uma micropipeta, até ocorrer à turvação do sistema

(solução bifásica). A quantidade de Sulfato de Sódio que provocou a turvação foi

registrada e em seguida, o sistema foi titulado com água destilada até o

desaparecimento da turvação, registrando o seu valor. Esse procedimento foi repetido

diversas vezes até a saturação do sistema. Após saturado, o sistema pesou-se 1g da

solução estoque de sulfato de sódio e foram adicionadas alíquotas da solução estoque

de PEG (20µL) com uma micropipeta, repetindo o mesmo procedimento, até obtenção

41

dos pontos necessários para fazer a curva. As curvas binodais experimentais foram

ajustadas a equação empírica sugerida por Hu et al., (2003):

𝑋Sulf = exp(𝑎 + 𝑏 (𝑋𝑃𝐸𝐺)0,5 + 𝑐𝑋𝑃𝐸𝐺 + 𝑑(𝑋𝑃𝐸𝐺)²) (8)

Em que XSulf e XPEG são as composições em fração mássica do Sulfato de sódio e PEG,

respectivamente, e a, b, c e d são parâmetros de ajuste da equação.

4.2.2. Determinação das linhas de amarração.

As linhas de amarração que foram usadas para a construção dos diagramas

foram obtidas com base no método gravimétrico descrito por Merchuk et al. (1998), que

consiste em selecionar um ponto acima da região bifásica, através do qual a linha de

amarração vai passar. Foram utilizados três pontos globais para cada sistema PEG/

Sulfato de sódio/ água, os quais estão apresentados nas Tabelas 5, 6 e 7. Os pontos

que deram origem às linhas de amarração foram obtidos em cada temperatura e pH,

com composições conhecidas em tubos de centrífuga graduados de fundo cônico, a

partir da massa das soluções estoques de Sulfato de sódio, PEG 400/1500 e água para

uma massa total do sistema de 40 g.

Tabela 5: Composições globais para os sistemas em pH = 3 formados por Sulfato de

Sódio + PEG + Água, expressas em porcentagem mássica (%w/w).

Ponto

Global

20ºC 25ºC 30ºC 35ºC

Sal PEG Sal PEG Sal PEG Sal PEG

PEG 1500

1 7,5 18,0 7,5 18,0 8,0 17,0 9,0 13,0

2 8,5 19,5 8,5 19,5 9,0 18,0 10,0 14,5

3 9,5 21,0 9,5 21,0 10,0 19,0 11,0 16,0

PEG 400

1 7,0 32,0 8,0 30,0 8,0 28,0 8,0 28,0

2 8,0 34,0 9,0 31,5 9,0 30,0 9,0 30,0

3 9,0 36,0 10,0 33,0 10,0 32,0 10,0 32,0

Fonte: Dados da Pesquisa

42

Tabela 6: Composições globais para os sistemas em pH = 4 formados por Sulfato de Sódio + PEG + Água, expressas em porcentagem mássica (%w/w).

Ponto

Global



PEG 1500

1 8,0 18,0 8,0 17,5 8,0 14,0 9,0 12,5

2 9,0 19,5 9,0 19,0 9,0 15,0 10,0 14,0

3 10,0 21,0 10,0 20,5 10,0 16,0 11,0 15,5

PEG 400

1 8,0 28,0 7,5 29,0 8,0 26,0 9,0 25,0

2 9,0 30,0 8,5 30,5 9,0 28,0 10,0 27,0

3 10,0 32,0 9,5 32,0 10,0 30,0 11,0 29,0


Tabela 7: Composições globais para os sistemas em pH = 5 formados por Sulfato de

Sódio + PEG + Água, expressas em porcentagem mássica (%w/w).

Ponto

Global



PEG 1500

1 8,5 16,0 8,5 15,0 8,5 14,0 9,0 12,0

2 9,5 17,5 9,5 16,5 9,5 15,0 10,0 13,5

3 10,5 19,0 10,5 18,0 10,5 16,0 11,0 15,0

PEG 400

1 7,5 29,5 7,5 29,5 8,0 27,0 9,0 24,0

2 8,5 31,0 8,5 31,0 9,0 29,0 10,0 26,0

3 9,5 32,5 9,5 32,5 10,0 31,0 11,0 28,0


A mistura foi agitada vigorosamente e então centrifugada a uma força centrifuga

de 2000 g por 10 minutos, para acelerar a separação de fases. Os tubos foram mantidos

em repouso, durante 24 horas em estufa B.O.D, nas temperaturas de trabalho

estudadas, para se alcançar o equilíbrio das fases. Todas as soluções e diluições foram

preparadas, usando uma balança analítica na pesagem dos reagentes.

43

Alcançado o equilíbrio, uma alíquota de cada uma das fases resultante foram

separadas utilizando seringa de 5 mL com agulhas longas. Primeiramente, coletou-se

a fase superior até que restasse uma pequena camada desta fase acima da interface.

Este procedimento visou garantir que a interface não fosse perturbada. Em seguida,

após a coleta da fase superior, uma seringa foi introduzida cuidadosamente na célula

de equilíbrio para a retirada da fase inferior, evitando que a interface fosse perturbada.

As fases foram coletadas, pesadas e armazenadas em recipientes com tampa sob

refrigeração até que todas as análises fossem realizadas.

4.2.3. Quantificação dos componentes do sistema.

Depois das fases terem sido separadas, elas foram pesadas. A concentração de

cada componente nas fases coletadas foi estimada pela aplicação da regra da

alavanca, na relação entre a composição em massa da fase superior e a composição

total do sistema. Para determinação dos componentes da linha de amarração o

seguinte sistema de quatro equações (Equações 9-12) e quatro valores desconhecidos

(XSulf s, XSulf i, XPEG s, XPEG i) foi resolvido (HU et al., 2003):

𝑋Sulf 𝑠 = 𝑒𝑥𝑝(𝑎 + 𝑏 (𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑠)0,5 + 𝑐𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑠 + 𝑑(𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑠)2) (9)

𝑋Sulf 𝑖 = 𝑒𝑥𝑝(𝑎 + 𝑏 (𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑖)0,5 + 𝑐𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑖 + 𝑑(𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑖)2) (10)

𝑋Sulf 𝑠 − 𝑋Sulf 𝑀 / 𝑋Sulf 𝑀 − 𝑋Sulf 𝑖 = 𝑚𝑖/ 𝑚𝑠 (11)

𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑀 − 𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑠 / 𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑖 − 𝑋𝑃𝐸𝐺 𝑀 = 𝑚𝑖/ 𝑚𝑠 (12)

Onde XSulf s, XPEG s, XSulf i, XPEG i, XSulf M, XPEG M são as composições em fração

mássica do Sal e do PEG na fase superior, inferior e na mistura, respectivamente. E 𝑚𝑖

e 𝑚𝑠 é a massa da fase inferior e superior, respectivamente.

44

4.3. Determinação da Densidade

A densidade foi determinada nas temperaturas de 20°C, 25°C, 30°C e 35°C.

Para determinação desta propriedade, foi utilizado um Densímetro Digital de Bancada

DMA 5000M (ANTON PAAR, Graz, Áustria).

4.4. Obtenção dos dados modelados

Para a obtenção dos dados modelados pelo modelo UNIFAC, foi escrito uma

série de linhas de código computacional FORTRAN. Foram gerados arquivos

específicos para o cálculo do equilíbrio líquido-líquido para o ajuste de parâmetros em

sistemas aquosos bifásicos. Tais arquivos podem ser separados em três partes, como

visto a seguir.

A primeira parte diz respeito ao cálculo dos coeficientes de atividade a partir do

modelo termodinâmico apresentado no item 2.6.2 da revisão bibliográfica. A segunda

parte diz respeito à conversão dos coeficientes de atividade em valores físicos de fração

mássica dos componentes das duas fases do sistema em equilíbrio. Tal cálculo é

realizado a partir das condições de equilíbrio e conservação de massa e energia do

sistema. A última etapa corresponde ao ajuste dos parâmetros de cada modelo

termodinâmico. Nessa fase utiliza-se um algoritmo computacional de minimização de

uma função objetivo definida para realizar o acerto dos parâmetros.

4.4.1. Cálculo dos Coeficientes de Atividade

O cálculo dos coeficientes de atividade foi realizado conforme o modelo UNIFAC,

descrito na revisão bibliográfica seção n° 2.6.2 da revisão de literatura. Para o modelo

de contribuição de grupos, descritos na Tabela 8 foram utilizados nos cálculos de cada

grupo:

Cálculo dos coeficientes de atividade.

Resolução

das

equações de

equilíbrio.

Ajuste dos

parâmetros.

45

Tabela 8: Parâmetros Rk e Qk dos grupos para os modelos UNIFAC.

Grupo de contribuição Rk Qk Referências

CH2 0,6744 0,5400 Magnussen, 1981

ETIL 1,5927 1,3200 Ninni, 1999

OH 1,0 1,2 Magnussen, 1981

SO4 2,8560 2,0150 Weast, 1973

NA 3,0 3,0 Bondi, 1968

H2O 0,92 1,4 Magnussen, 1981

4.4.2. Calculo das energias de interação

A energia de interação é calculada utilizando os parâmetros de interação, obtidos

pelo modelo UNIFAC, que cada grupo funcional de contribuição exerce sobre o meio,

com a temperatura e a constante ideal dos gases. Os valores de energia de interação

podem ser obtidos pelas Equações 13 e 14.

τij = exp (−Δuij

RT) = exp (−

aij

T) (13)

τji = exp (−Δuji

RT) = exp (−

aji

T) (14)

Em que, ∆𝑢𝑖𝑗 e ∆𝑢𝑗𝑖 são os parâmetros de interação característicos da energia

de interação i-j, T é a temperatura e R é a constante ideal dos gases.

4.4.3. Cálculo do volume de exclusão

O volume de exclusão foi determinado utilizando as massas e concentrações

experimentais obtidos na confecção das curvas binodais. Esses dados foram inseridos

no programa Origin 6 que utiliza o método numérico Levenberg-Marquadt para que o

ajuste acontecesse e se descobrisse o volume de exclusão pela Equação 15.

ln (𝑉213∗ 𝑤2

𝑀2+ 𝑓213) + (𝑉213

∗ 𝑤1

𝑀1) = 0 (15)

Onde o V213 * e f 213 indicam o volume de exclusão do sal e a fração volumétrica

efetiva do sal na fase polimérica, M e w representam a massa molecular e a fração de

46

massa, os índices "1" e "2" mostram referência à quantidade de PEG e sal nas fases,

respectivamente.

4.5. Obtenção do extrato de betalaína da casca do fruto de Mandacaru

Os frutos de Mandacaru foram colhidos na região sul da Bahia e selecionados

de acordo com a intensidade da cor. Foram imersos em água corrente para remoção

das sujidades. Após a lavagem, as cascas foram separadas das frações comestíveis.

Em seguida, foram homogeneizadas na proporção 1:2, em peso da casca e volume de

água, com auxílio de liquidificador semi-industrial. O extrato líquido obtido foi submetido

à centrifugação durante 10 minutos, e filtrado com peneira. O extrato, assim preparado,

foi armazenado ao abrigo da luz congelado, para posterior uso durante a execução das

etapas seguintes do trabalho.

4.6. Determinação dos parâmetros de partição.

Após o equilíbrio das fases dos sistemas PEG-Sulfato de sódio-água, realizou-

se a separação das fases superior e inferior dos sistemas formados a 25ºC em todos

os pH’s, mantendo a massa do polímero constante com base na primeira linha de

amarração e variando apenas a massa da solução salina. O extrato da betalaína foi

adicionado (300 µL) diretamente na fase salina, durante a montagem dos sistemas, em

um volume de 3,0 mL. Em seguida, foram adicionados 3mL da fase superior aos

sistemas, os quais foram centrifugados a 2000 g, por 10 minutos, e mantidos a 25ºC,

por 24 horas, para que fosse estabelecido o equilíbrio. As concentrações dos sais e do

polímero nos sistemas foi escolhida com base nos diagramas de fases, posto que são

funções dos dados de equilíbrio. A temperatura de 25ºC foi escolhida como absoluta

pois, a maioria os sistemas formados à 20ºC formavam cristais após a injeção do

extrato de betalaína e, segundo Chethana et al., (2007) os sistemas formados acima

de 30 ºC degradavam a biomolécula de interesse.

O coeficiente de partição da betalaína (Kp), o qual é a relação entre a

concentração de equilíbrio da betalaína na fase superior (Csup) e inferior (Cinf) foi

determinado como descrito na equação 3, já citada.

4.7. Determinação das betalaínas totais.

47

A quantificação de betalaínas foi realizada de acordo com a metodologia descrita

por Nilson (1970) utilizando um espectrofotômetro. Para cada amostra fez-se a leitura

nos comprimentos de onda 476 nm, 537 nm e 600 nm, respectivamente. A

determinação em termos de concentração de betacianina (16) e betaxantinas (17):

𝑥 = 1,094 (𝐴537 + 𝐴600) (16)

𝑦 = −0,258 ∗ 𝐴537 + 𝐴476 − 0,742 ∗ 𝐴600 (17)

Onde “x” é a concentração de betacianina, “y” é a concentração de betaxantina.

E a soma de x e y é a concentração total de betalaína

4.8. Determinação da quantidade de açúcar redutor.

A quantificação do açúcar redutor na partição do extrato de betalaína foi feita

pelo método DNS descrito inicialmente por (Miller, 1959). Primeiramente fez-se a curva

padrão de glicose. Para o preparo da curva padrão, pesou-se 1,0 g de glicose anidra e

a transferiu analiticamente para balão volumétrico de 1,0 L. Após dissolução, aferiu-se

o volume com água destilada. A partir da solução de glicose 1,0 g L-1, preparou-se

soluções com concentrações variando de 0,1 g/L a 0,9 g/L de glicose, conforme Tabela

9. Transferiram-se alíquotas de volume conveniente de cada solução preparada,

incluindo a solução inicial, para tubos de ensaio. Realizou-se a leitura da intensidade

da cor em espectrofotômetro a 540 nm e com os valores encontrados obteve-se a curva

padrão.

48

Tabela 9: Preparo das soluções diluídas de glicose, usadas na elaboração da curva-padrão, a partir da solução-mãe de glicose 1,0 g/ L.

Solução de glicose (mL) Água destlada mL Concentração final (g/L)

10 90 0,1

20 80 0,2

30 70 0,3

40 60 0,4

50 50 0,5

60 40 0,6

70 30 0,7

80 20 0,8

Após obtida a curva de glicose padrão, pipetou-se 1 mL da solução de DNS para

tubos de ensaios previamente identificados, adicionou-se 0,2 mL de cada fase

separada após a partição da betalaína e completou-se com 0,8 mL de água destilada.

A mistura foi aquecida em banho-maria, com água fervente, por 5 minutos e

posteriormente resfriada com água gelada. Após atingir temperatura ambiente as

amostras foram analisadas por espectrofotômetro com comprimento de onda de 570

nm e assim obtidas as concentrações de açúcar redutor após a partição.

49

5. RESULTADOS E DISCUSSÕES

5.1. Diagrama de fases de equilíbrio.

Diagramas de equilíbrio de fase foram obtidos para sistemas aquosos bifásicos

compostos por PEG, sulfato de sódio e água, onde foi variada a massa molar do PEG

(400 e 1500), a temperatura (20, 25, 30 e 35) ºC e o pH (3, 4 e 5). Os dados obtidos

experimentalmente na obtenção das curvas binodais dos sistemas foram

correlacionados pela equação não linear (Equação 5) proposta por Hu et al. (2003) e

os valores obtidos para os parâmetros “a”, “b”, “c”, “d” e os coeficientes de determinação

(R²) da equação ajustadas para os sistemas estudados estão apresentados na Tabela

10. Com base nos valores de R² pode-se concluir que a equação se ajustou de forma

satisfatória aos dados experimentais.

Tabela 10: Parâmetros a, b, c, e d e o coeficiente de determinação (R2) obtidos para o sistemas PEG- Sulfato de Sódio pela equação de HU et al. (2003).

T (ºC) a b c d R2

PEG 400 – pH 3

20 0,599 -13,5492 27,7112 -46,7902 0,9978

25 0,1659 -8,2546 10,4861 -9,9832 0,9930

30 -0,0332 -5,4854 -0,574 14,9585 0,9954

35 0,1883 -8,4031 9,2296 -13,0375 0,9984

PEG 1500 – pH 3

20 0,5458 -16,3206 42,8412 -204,2557 0,9921

25 0,076 -10,0045 18,5079 -117,7607 0,9921

30 0,095 -9,7662 21,9694 -188,2237 0,9918

35 0,4596 -15,918 48,0031 -302,149 0,9897

PEG 400 – pH 4

20 0,5279 -11,9740 18,0777 -14,6565 0,9946

25 -0.0879 -5,8078 3,5287 3,2796 0,9916

30 -0,0332 -5,4854 -0,5741 14,9586 0,9925

35 0,358 -11,2774 17,9455 -31,4398 0,9893

PEG 1500 – pH 4

20 -0,1907 -1,3798 -11,5558 -54,8424 0,9914

25 0,6234 -15,6268 37,6488 -201,7939 0,9927

50

30 0,5093 -16,8915 46,2375 -298,7005 0,9896

35 0,395 -13,95 29,1038 -170,4458 0,9894

PEG 400 – pH 5

20 0,1516 -8,3506 11,0659 -7,5055 0,9996

25 0,2192 -11,0199 22,8031 -50,4037 0,9923

30 -0,0145 -6,6852 4,5003 1,0642 0,9985

35 0,7885 -18,1253 39,7724 -78,5807 0,9993

PEG 1500 – pH 5

20 0,5153 -16,4549 42,1829 -219,3390 0,9994

25 0,5555 -17,1446 46,7176 -245,0172 0,9997

30 0,537 -16,9985 43,3216 -224,1548 0,9996

35 0,7157 -19,7607 56,3709 -302,5592 0,9994

Os diagramas fornecem informações sobre a concentração dos componentes

necessárias para a formação das duas fases. Foi observado que quanto mais a curva

se aproximava da origem, menor concentração dos componentes seria necessária para

formar o SAB’s. Abaixo das curvas obtidas para cada condição estudada de massa

molar do polímero, temperatura e pH, a mistura dos constituintes do sistema encontrou-

se miscíveis formando uma fase homogênea e acima das curvas verificou-se a

formação de duas fases.

5.1.1. Efeito da massa molar no diagrama de fases de equilíbrio.

As Figuras 4, 5 e 6, relacionam os diagramas formados por PEG (400 e 1500),

sulfato de sódio e água nas temperaturas e valores de pH estudadas. Foi observada,

uma redução da região bifásica nos diagramas formados por polímero de menor massa

(PEG 400) em todas as temperaturas e valores de pH utilizados, quando comparado

ao PEG 1500. PEG de menor massa molar apresenta menor hidrofobicidade, como

consequência tem-se a formação de fase superior e inferior com menor diferença de

propriedades físico-químicas, fazendo com que necessite de maiores quantidades de

sal e polímero para que ocorra a separação das fases. Portanto, a redução da massa

molar do polímero provoca a redução da região bifásica e o contrário ocorre para o PEG

1500.

51

As Figuras 4, 5 e 6, exemplificam como as curvas binodais deslocam-se para

concentrações menores de PEG e sal com o aumento da massa molar do polímero.

Esta afirmação é sustentada desde estudos antigos até pesquisas atuais, por exemplo,

Albertsson (1971) ao estudar sistemas formados por PEG (400 e 4000) e sais, observou

que as curvas binodais deslocaram-se para concentrações menores de PEG e sal com

o aumento da massa molar do polímero e RENGIFO et al., (2015), estudaram o efeito

do peso molecular de PEG (10000 e 35000), e sais compostos do cátion sódio em

diferentes temperaturas (10, 20, 30 e 40) C, e também observaram que a região de

duas fases se expandiu com o aumento da massa molecular do PEG. Esse

comportamento é atribuído à diminuição de solubilidade do PEG em água, que aumenta

com a elevação da sua massa molar, por isso, menores concentrações são requeridas

para separação de fases. A fase rica em PEG satura-se em concentrações

relativamente baixas com o aumento da massa molar do polímero. Esse

comportamento também está de acordo com resultados encontrados por SAMPAIO et

al. (2016), BARBOSA et al. (2016), COSTA et al. (2015) e OLIVEIRA et al. (2008), para

sistemas aquosos formados por PEG + sulfato de sódio.

Figura 4: Diagrama de fases do sistema PEG + Sulfato de Sódio + água, a temperatura 20ºC (a), 25ºC (b), 30ºC (c) e 35ºC, no pH 3 em diferentes massas molares do polímero.

(a)

(b)

(c)

52

(d)


(a)

(b)

(c)

(d)


53

(a)

(b)

(c)

(d)

5.1.2. Efeito da temperatura no diagrama de fases de equilíbrio.

O efeito da temperatura em sistemas aquosos bifásicos varia de acordo com o

tipo de sistema analisado, sendo bastante complexo devido ao seu efeito na

composição das fases em equilíbrio. Para sistema PEG + sal, é aguardado que o

aumento da temperatura gere um deslocamento da binodal no sentido de menor

concentração dos constituintes das fases, ou seja, leve a redução da quantidade de sal

e PEG, necessária para a formação de fases e consequente aumento da região bifásica

do diagrama de equilíbrio.

Entretanto, a análise gráfica dos sistemas formados por PEG 400+ sulfato de

sódio+ água e PEG 1500+ sulfato de sódio+água, para a maioria dos casos, mostrou

que não houve variação significativa da região bifásica com aumento da temperatura

(Figuras 7 e 8). Outros autores avaliaram a influência da temperatura em diagramas de

54

fases formados por PEG + sulfato de sódio e observaram mesmo comportamento.

BARBOSA et al. (2015) estudando o efeito da temperatura de 20°C, 30ºC, 40°C e 50°C

em diferentes pesos molares (PEG 1500, PEG 2000, PEG 4000 e PEG 6000) com

sulfato de sódio e água, observaram que não houve variação da região bifásica com a

variação da temperatura. COSTA et al. (2015) estudando o efeito da temperatura nos

sistemas formados por PEG 4000 e sulfato de sódio nas temperaturas de 20°C, 30ºC,

40°C e 50°C, chegou às mesmas conclusões deste estudo, não foi possível observar o

efeito da temperatura na composição do equilíbrio de fase. A falta de efeito da

temperatura sobre a composição do equilíbrio das fases indica que não há uma

variação, expressiva, de entalpia do sistema durante o processo de separação de fases

(PATRÍCIO et al., 2011).

Em relação aos sistemas PEG 400+ sulfato de sódio+ água (Figura 7, a e c) e

PEG 1500+ sulfato de sódio + água (Figura 8 b), observa-se um pequeno aumento das

regiões bifásicas com o aumento da temperatura, este aumento indica que é necessária

uma menor quantidade dos compostos (Sal e PEG) para a formação de fase. Sampaio

et al. (2016), ao estudarem o efeito das temperaturas de 20 ºC, 40ºC e 60ºC em

sistemas PEG (400, 4000, 6000) + sulfato de sódio + água, observou que o aumento

da temperatura provocou o deslocamento da curva binodal, aumentando a região

bifásica, o que implica em uma menor quantidade do sal e do polímero necessários

para a formação do SAB. Resultados semelhantes também foram encontrados por

Rengifo et al. (2015) e Hamzehzadeh (2015). Segundo Patrìcio et al. (2011) esse

resultado pode ser explicado tendo em vista que o processo de separação de fases é

endotérmico, ou seja, a formação do SAB é favorecida pelo aumento da temperatura,

requerendo menores quantidades de sal e PEG para formação do sistema.

Uma análise geral das forças motrizes que regem o comportamento do sistema

é necessária a fim de permitir melhor compreensão a cerca da influência da

temperatura sobre o equilíbrio da composição das fases. Com o aumento da

temperatura, ocorrerá agitação molecular, fazendo com que ligações sejam rompidas e

formadas durante o processo de separação de fases, aumentando assim, a variação

da entalpia, entretanto, a entropia configuracional do polímero também aumenta devido

ao processo de enovelamento da cadeia, expulsando as moléculas de água que antes

formavam camadas de solvatação ao redor das moléculas de PEG e desta forma

possibilitando as moléculas de alcançarem inúmeras possibilidades de se rearranjarem.

Assim, ocorre transferência de água da fase superior para a fase inferior. Em outras

55

palavras, a separação de fases é facilitada quando a temperatura é elevada, pois, à

medida que se aumenta a temperatura observa-se maior diferença das propriedades

físico-químicas entre as fases do sistema.

Figura 7: Diagrama de fases do sistema PEG 400 + Sulfato de Sódio + água, a pH 3,0 (a), pH 4,0 (b), e pH 5,0 (c), em diferentes temperaturas.

(a)

(b)

(c)

56

Figura 8: Diagrama de fases do sistema PEG 1500 + Sulfato de Sódio + água, a pH 3,0 (a), pH 4,0 (b), e pH 5,0 (c), em diferentes temperaturas.

(a)

(b)

(c)

5.1.3. Efeito do pH no diagrama de fases de equilíbrio.

Os diagramas formados por PEG 400 + sulfato de sódio e PEG 1500 + sulfato

de sódio nos valores de pH 3,0, 4,0, e 5,0 nas temperaturas de 20ºC, 25ºC, 30°C e

35°C, respectivamente, estão representados nas Figuras 9, 10 e 11.

As curvas binodais obtidos para os sistemas estudados têm formas semelhantes

para valores de pH diferentes. No entanto, a região bifásica se expande com o aumento

do valor do pH, e as curvas binodais deslocam-se para a origem, indicando menor

necessidade de PEG e concentrações de sal para a separação das fases. Tal

comportamento também foi descrito por PADILHA et al. (2015), que estudou sistemas

contendo PEG 400 e PEG 4000 e fosfato de sódio em valores de pH de 7,0 e 8,0;

57

Os resultados encontrados podem ser explicados com base no seguinte

argumento. Os ânions de sulfato são espécies químicas iônicas, de estado de oxidação

-2, que se originam a partir do ácido sulfúrico com fórmula molecular SO4-2 (BARBOSA,

2000). A adição de ácido sulfúrico a uma solução de sulfato de sódio aumenta a

quantidade de íons H+ no meio formando um novo tipo de ânion monovalente, HSO4-.

Dessa forma, quanto menor for o pH menor será a concentração de íons divalentes

aumentado a razão HSO4-/SO4

-2. A importância da presença de uma maior

concentração de íons de sais divalentes, comparado aos monovalentes, está associada

a maior capacidade de hidratação desse ânion resultando em menor quantidade de

água disponível para hidratação do PEG. Segundo Chakraborty e Sen (2016), os ânions

com valências mais elevadas em soluções com um valor de pH próximos ao básico são

mais eficientes na formação de duas fases, em comparação com aqueles com

valências mais baixas em soluções de pH ácido.

Figura 9: Diagrama de fases para sistemas formados por PEG + Sulfato de sódio + Água, para o PEG 400 (a) e PEG 1500 (b), na temperatura de 20 ºC.

(a)

(b)


(a)

(b)

http://www.infoescola.com/quimica/acido-sulfurico/

58


(a)

(b)


(a)

(b)

5.2. Estudo do Comportamento das Linhas de Amarração.

Com o intuito de caracterizar os diagramas de fases, foram obtidas as linhas de

amarração pela regra da alavanca. As composições de equilíbrio, comprimento da linha

de amarração (CLA) e inclinação da linha de amarração (ILA) para os sistemas

formados por PEG (400 e 1500), Sulfato de sódio e água, estudados em diferentes

condições de temperatura e pH estão apresentadas na Tabelas 11 e 12, em que os

dados referentes aos componentes das fases estão expressos em termos de

porcentagem mássica. Três linhas de amarração foram determinadas para cada

sistema estudado. O comprimento das linhas de amarração (CLA) representa a

59

diferença entre a concentração de sal e do PEG nas fases superior e inferior, quanto

maior o CLA, maior é a concentração de PEG na fase superior e a concentração do sal

na fase inferior. A inclinação da linha de amarração, segundo Barbosa et al., (2015) é

uma medida de como a composição das fases pode variar com a alteração de uma

propriedade termofísica.

Tabela 11: Dados das linhas de amarração em porcentagem mássica (%m/m) dos sistemas formados por PEG 400 (W1) + Sulfato de Sódio (W2) + Água, em diferentes valores de pH a diferentes temperaturas.

Composição global Fase Superior Fase Inferior pH LA W1 W2 W1 W2 W1 W2 CLA ILA

20 ºC

1 31,9 7,1 36,543 3,2981 14,339 22,133 29,116 -1,179

3 2 33,4 8,6 40,451 2,6005 13,022 23,370 34,406 -1,321

3 36,0 9,0 44,687 2,0726 12,337 24,016 39,090 -1,474

1

28,0

8,0 34,487 3,2869 16,54 20,139 24,619 -1,065

4 2 30,0 9,0 37,411 2,8117 15,916 23,497 29,831 -1,039

3 32,0 10,0 40,53 2,4068 15,429 26,051 34,483 -1,062

1

29,5

7,5 32,403 4,3922 19,202 18,526 19,34 -0,934

5 2 31,0 8,5 35,38 3,5553 18,182 22,97 25,937 -0,886

3 32,5 9,5 39,094 2,7822 17,913 24,361 30,237 -0,982

25 ºC

1 30,0 8,0 34,728 3,7865 15,788 20,665 25,369 -1,122

3 2 31,5 9,0 38,871 2,9056 14,947 22,685 31,042 -1,21

3 33,0 10,0 43,459 2,2042 14,508 23,783 36,108 -1,342

1

29,0

7,5 25,735 6,9413 22,082 9,4479 4,4306 -1,057

4 2 30,5 8,5 24,966 7,3842 20,032 11,491 6,4197 -1,002

3 32,0 9,5 40,091 2,487 14,73 27,568 35,668 -0,911

1

29,5

7,5 35,772 2,817 7,2485 24,114 35,597 -1,339

5 2 31,0 8,5 40,01 2,071 4,6331 27,313 43,459 -1,402

3 32,5 9,5 45,068 1,4884 4,6969 27,223 47,876 -1,569

30 ºC

1 28,0 8,0 35,515 3,3196 13,422 22,068 28,976 -1,178

3 2 30,0 9,0 39,517 2,6354 13,497 23,292 33,223 -1,26

3 32,0 10,0 43,978 2,0364 13,59 24,08 37,541 -1,379

1 26,0 8,0 30,624 4,4264 13,418 21,392 24,163 -1,014

4 2 28,0 9,0 34,894 3,4414 13,528 23,591 29,369 -1,06

3 30,0 10,0 37,636 2,9369 14,459 27,605 33,848 -0,94

60

1

27,0

8,0 30,505 4,1459 11,45 25,101 28,323 -0,909

5 2 29,0 9,0 34,941 3,1035 11,177 26,691 33,482 -1,007

3 31,0 10,0 38,686 2,4481 10,762 29,885 39,147 -1,018

35 ºC

1 28,0 8,0 34,218 3,4698 9,9532 21,149 30,022 -1,373

3 2 30,0 9,0 39,194 2,6065 8,5466 23,918 37,329 -1,438

3 32,0 10,0 43,874 2,015 7,338 26,584 44,029 -1,487

1

25,0

9,0 31,568 3,4366 6,5471 24,631 32,791 -1,181

4 2 27,0 10,0 36,396 2,5766 5,0765 27,321 39,915 -1,266

3 29,0 11,0 42,912 1,8153 5,4938 26,519 44,837 -1,515

1

24,0

9,0 31,125 2,6693 1,8938 28,641 39,103 -1,125

5 2 26,0 10,0 36,759 1,9639 2,3304 27,679 42,972 -1,339

3 28,0 11,0 41,757 1,558 1,7375 29,026 48,539 -1,457

Tabela 12:Dados das linhas de amarração em porcentagem mássica (%m/m) dos sistemas formados por PEG 1500 (W1) + Sulfato de Sódio (W2) + Água, em diferentes valores de pH a diferentes temperaturas.

Composição global Fase Superior Fase Inferior pH LA W1 W2 W1 W2 W1 W2 CLA ILA

20 ºC

1 18,0 7,5 26,77 3,9 3,38 13,5 25,28 -2,44

3 2 19,5 8,5 31,98 2,77 0,78 17,1 34,33 -2,177

3 21,0 9,5 36,35 2,11 0,23 19,5 40,09 -2,077

1 18,0 8,0 24,57 5,92 7,93 10,8 27,34 -3,406

4 2 19,5 9,0 32,09 4,61 3,01 14,4 30,67 -2,983

3 21,0 10,0 37,78 3,78 1,4 16,9 38,67 -2,777

1 16,0 8,5 26,21 3,4 1,3 14,7 27,37 -2,2

5 2 17,5 9,5 31,08 2,5 0,38 17,2 34,05 -2,082

3 19,0 10,5 35,87 1,88 0,13 19,1 39,68 -2,073

25 ºC

1 18,0 7,5 26,91 3,62 3,64 13,7 25,38 -2,3

3 2 19,5 8,5 32,31 2,57 1,41 16,9 34,06 -2,16

3 21,0 9,5 36,26 1,99 0,53 19,6 39,82 -2,033

1 17,5 8,0 29,38 3,47 2,12 13,9 29,17 -2,625

4 2 19,0 9,0 34,81 2,61 0,7 16,4 36,79 -2,473

3 20,5 10,0 39,63 2,04 0,25 18,4 42,65 -2,405

1 15,0 8,5 26,27 3,62 1,34 14,4 29,45 -2,31

61

5 2 16,5 9,5 30,37 2,77 0,28 17,4 33,44 -2,061

3 18,0 10,5 34,52 2,13 0,07 19,6 38,61 -1,974

30 ºC

1 17,0 8,0 27,29 4,13 1,73 13,7 27,31 -2,657

3 2 18,0 9,0 31,15 3,37 0,46 16,5 33,38 -2,335

3 19,0 10,0 35,82 2,57 0,17 18,3 38,97 -2,265

1 14,0 8,0 23,21 3,81 0,51 14,1 24,93 -2,201

4 2 15,0 9,0 27,18 3,02 0,12 16,3 30,14 -2,038

3 16,0 10,0 31,48 2,34 0,04 17,9 35,08 -2,02

1 14,0 8,5 23,21 3,84 0,97 15,1 24,93 -1,976

5 2 15,0 9,5 27,97 2,82 0,37 17 31,05 -1,941

3 16,0 10,5 32,01 2,2 0,14 18,7 35,9 -1,928

35 ºC

1 13,0 9,0 28,55 3,79 1,8 12,8 28,21 -2,983

3 2 14,5 10,0 30,57 3,35 0,28 15,9 32,78 -2,417

3 16,0 11,0 32,79 2,91 0,03 18,7 36,36 -2,075

1 12,5 9,0 26,03 3,2 1,97 13,5 26,18 -2,332

4 2 14,0 10,0 27,86 2,88 0,49 16,9 30,77 -1,946

3 15,5 11,0 31,73 2,32 0,16 19,3 35,83 -1,864

1 12,0 9,0 23,11 0,04 0,89 14 26,24 -1,591

5 2 13,5 10,0 26,49 0,03 0,14 17 31,33 -1,555

3 15,0 11,0 29,98 0,03 0,02 19,4 35,69 -1,544

Pode-se observar pelas Tabelas 11 e 12, que a fase superior foi composta por

PEG e a fase inferior composta por sal. Com o aumento da composição global a

concentração de Sal na fase superior para a maioria dos sistemas é muito baixa, e em

alguns casos o Sal é quase que totalmente excluído desta fase, enquanto que o

comportamento contrário é observado na fase superior. Comportamento similar foi

observado por Barbosa et al., (2015) que utilizou PEG (1500, 2000, 4000 e 6000) +

sulfato de sódio, para a obtenção dos dados de equilíbrio. Entretanto, observa-se ainda

que para alguns sistemas compostos por PEG 400 + sulfato de sódio, a concentração

de PEG na fase inferior foi maior que a concentração do Sal. Isto pode ter ocorrido em

virtude do PEG 400 ser bastante hidrofílico e assim, fazer mais interações com a fase

salina, a qual é composta majoritariamente por água e sulfato de sódio.

Nas Tabelas 11 e 12 observou-se uma relação proporcional entre o CLA e a

composição global do sistema nas temperaturas e valores de pH de estudo. O aumento

do valor do CLA ocorre nessa condição em razão de uma maior diferença de

62

composição entre as fases. O conhecimento do comprimento da linha de amarração de

cada SAB é um parâmetro termodinâmico, normalmente utilizado para indicar o

comportamento da partição de biomoléculas, sendo que, quanto maior o CLA, maior

será a partição (SOUSA et al., 2009; MARTINS, 2010 e SAMPAIO et al., 2012).

Foi observado que o aumento da massa molar do PEG, ocasionou o aumento

do CLA. Este comportamento pode ser explicado por que o aumento da massa molar

do polímero provoca aumento da hidrofobicidade da fase superior, promovendo a

transferência de água da fase superior para a fase inferior. Portanto, tem-se a elevação

da concentração de PEG na fase superior aumentando a diferença de composição

entre fases. Tendência semelhante foi relatada por Zafarani-Moattar e Sadeghi (2004),

para PEG 6000 + hidróxido de sódio; Oliveira et al. (2008), para PEG4000 + Sulfato de

zinco; Carvalho et al. (2008), de PEG4000 + sulfato de sódio, PEG4000 + sulfato de

lítio e PEG4000 + fosfato de potássio; BARBOSA et al., (2016) PEG (1500, 2000, 4000

e 6000) + sulfato de sódio.

Não foi possível obervar o efeito da temperatura e do pH sobre os parâmetros

CLA e ILA, como pode ser observado nas Figuras 12 e 13. Para um mesmo tipo de

PEG observa-se que as curvas de temperaturas e valores de pH distintos, não

influenciam no comportamento das linhas de amarração. Ao analisar as figuras 12 e 13,

tal particularidade pode ser comprovada, pois ao comparar as linhas de amarração,

obtidas por diferentes parâmetros estudados (Temperatura e pH), percebe-se que, as

mesmas possuem tamanhos relativamente parecidos e inclinações bem próximas,

chegando a ficarem paralelas umas com as outras.

Efeito similar foi observado por CARVALHO et al. (2007), ao analisar sistema

formado por PEG 4000 + fosfato de potássio.

Figura 13: Efeito da temperatura sobre a região bifásica na linha de amarração formado

por PEG 1500 + Sulfato de Sódio + Água a pH 3,0 (a), pH 4,0 (b), e pH 5,0 (c).

63

(a)

(b)

(c)

Figura 14: Efeito do pH no CLA e ILA nos sistemas de PEG 1500 + Sulfato de Sódio + água, nas temperaturas de 20ºC (a), 25ºC (b), 30ºC (c) e 35ºC (d).

(a)

(b)

64

(c)

(d)

Assim como o comprimento da linha de amarração (CLA), o parâmetro que gerou

comportamento significativo na inclinação da linha de amarração (ILA), foi o aumento

da massa molar do PEG que causou um aumento da ILA. De acordo com os resultados

observa-se que uma elevação na massa molar do polímero, promove um aumento da

ILA (Tabelas 9 e 10). Isto pode ser explicado pelo aumento de hidrofobicidades das

moléculas de PEG com a elevação da massa molar promovendo menor interação com

as demais moléculas. Em outras palavras, o aumento da massa molar irá causar uma

redução de atração entre o PEG e as moléculas de água e sulfato de sódio, o que

resulta em um aumento da concentração deste polímero na fase superior e uma

diminuição da concentração de sal na fase inferior, implicando no aumento da ILA. Tal

peculiaridade pode ser comprovada ao analisar as Figuras 15 e 16, as quais possuem

linhas de amarração obtidas por polímeros de diferentes massas molares, percebe-se

que o polímero que tem maior massa molar, produziu linhas de amarração com

inclinação mais acentuada.

Outro fato que pode ser observado é que, quanto maior for a inclinação das

linhas de amarração, menor será a quantidade de sal necessária para separar as fases,

isso é característico em PEG maiores massas molares maiores (ALVARENGA, 2013).

65

Figura 15: Efeito da massa molar no CLA e ILA dos sistemas formados por PEG 1500 e PEG 4000 a 20ºC (a), 25ºC (b), 30ºC (c) e 35ºC (d) no pH 3.

(a)

(b)

(c)

(d)

Figura 16: Efeito da massa molar no CLA e ILA dos sistemas formados por PEG 1500 e PEG 4000 a 20ºC (a), 25ºC (b), 30ºC (c) e 35ºC (d) no pH 4.

(a)

(b)

(c)

(d)

66

Figura 17: Efeito da massa molar no CLA e ILA dos sistemas formados por PEG 1500

e PEG 4000 a 20ºC (a), 25ºC (b), 30ºC (c) e 35ºC (d) no pH 4.

(a)

(b)

(c)

(d)

5.3. Propriedades termofísicas.

A densidade das soluções aquosas do PEG e do sulfato de sódio foram medidas

em diferentes temperaturas T = 20 ºC, 25 ºC, 30 ºC e 35ºC para o PEG 400 e PEG

1500. As interações do PEG com a água e do sal com a água desempenham um papel

crucial na separação de fases (BEGUM et al., 2015). Dados das propriedades físicas

de soluções aquosas podem ser úteis na elucidação das interações entre as moléculas

nas misturas líquidas.

5.3.1. Densidade

Na Tabela 13 são apresentados os dados obtidos experimentalmente para

densidade (g.cm-3), das fases superior e inferior para os sistemas formados por PEG

(400/1500) + sulfato de sódio + água nos valores de pH 3,0, 4,0, e 5,0, nas temperaturas

de 20, 25, 30 e 35°C

67

Tabela 13: Densidade, das fases dos sistemas compostos por PEG (400/1500) + sulfato de sódio + água em diferentes valores de pH e Temperatura.

PEG 400 PEG 1500

Superior Inferior

Superior Inferior

pH L.A g.cm-3 g.cm-3 g.cm-3 g.cm-3

20ºC

1 1076,65 1136,118

1078,36 1137,4

3 2 1078,87 1158,973

1080,3 1159,92

3 1080,9 1173,554

1082,99 1175,62

1 1069,06 1140,002

1070,56 1140,22

4 2 1068,14 1151,985

1070,5 1152,88

3 1071,00 1176,46

1073,19 1176,55

1 1063,96 1137,421

1065,96 1138,43

5 2 1064,10 1163,918

1065,9 1164,98

3 1066,00 1180,016 1068,59 1180,88

25ºC

1 1075,98 1134,455

1077,46 1135,47

3 2 1077,79 1148,665

1079,24 1149,85

3 1080,01 1161,231

1081,54 1163,24

1 1068,00 1136,736

1069,33 1138,77

4 2 1068,97 1151,683

1069,27 1151,69

3 1069,98 1173,335

1071,96 1174,58

1 1062,97 1137,01

1064,73 1138

5 2 1063,06 1162,112

1064,67 1162,11

3 1065,01 1178,434 1067,36 1178,43

30ºC

1 1074,22 1130,008

1076,22 1130,91

3 2 1076,34 1140,119

1078,34 1141,89

3 1078,34 1151,144

1080,34 1153,53

1 1067,99 1135,394

1069,19 1137,39

4 2 1068,02 1148,309

1069,12 1150,32

3 1069,41 1172,003

1071,82 1173,2

1 1063,01 1135,627

1064,59 1136,63

68

5 2 1063,94 1155,74

1064,52 1160,74

3 1065,22 1172,062 1067,22 1177,06

35 ºC

1 1073,08 1122,221

1074,92 1125,4

3 2 1073,85 1140,091

1075,34 1140,59

3 1074,94 1150,799

1075,94 1151,75

1 1066,10 1136,695

1068,18 1136,7

4 2 1066,73 1145,608

1068,13 1149,61

3 1069,81 1170,678

1070,81 1172,68

1 1063,38 1131,129

1063,58 1136

5 2 1064,00 1155,047

1064,03 1160,04

3 1067,09 1170,167 1067,01 1174,36

Na Tabela 13, é possível observar que a densidade das fases superior e inferior

do sistema composto por PEG 400+sulfato de sódio+ água na temperatura de 20°C

variou de 1063,961 g.cm-3 a 1080,9 g.cm-3 e 1136,345 g.cm-3 a 1180,112 g.cm-3,

respectivamente. Fazendo uma análise geral dos dados, verificou-se que a densidade

aumenta com a elevação das concentrações dos constituintes dos sistemas, tanto na

fase superior, quanto na fase inferior. Além disso, verificou-se que as fases inferiores

do sistema, compostas majoritariamente por sal e água, possuem maior densidade que

as fases superiores, ricas em PEG e água, fazendo com que, a separação das fases

seja mais rápida em razão dessa diferença de densidade dos constituintes da fase

inferior. Tais afirmações, também podem ser feitas para as temperaturas de 25°C,

30°C, 35°C e para os demais sistemas compostos por PEG 1500 + sulfato de sódio +

água.

A densidade das misturas binárias de PEG 400, PEG 15000 e Sulfato de Sódio

+ água, diminuíram com o aumento da temperatura. Trivedi, Bhanot e Pandey (2010),

também encontraram comportamento similar, ao estudar o efeito da temperatura sobre

a densidade de soluções aquosas de polietilenoglicol. A redução da densidade com o

aumento da temperatura pode ser conferida à maior vibração e agitação das moléculas

do líquido, que causam um possível aumento do volume e, consequentemente, a

diminuição de interações moleculares (SIANGCO; LERON; LI, 2013). Outro fator

69

observado na Tabelas 11 é que houve uma grande proximidade dos valores da

densidade do PEG 400 e do PEG 1500, estando de acordo aos resultados encontrados

por Kirinčič e Klofutar (1998) que utilizaram soluções aquosas de polietilenoglicol de

peso molecular na faixa de 300 a 35000 g.mol-1 a 298,15 K, para determinar a

densidade, e verificaram que os valores da densidade são praticamente independentes

da massa molecular do polietilenoglicol.

5.4. Estimativa dos parâmetros e energia de interação.

Nesse trabalho os dados experimentais do equilíbrio liquido-liquido foram

utilizados para estimar novos parâmetros de interação de grupo com o modelo UNIFAC

original.

Os parâmetros de interação usados da literatura, os estimados (negrito) e os valores

da energia de interação (Tij) encontrada com os dados experimentais deste trabalho a

25ºC estão disponíveis nas Tabelas (14-19). As Tabelas referentes às demais

temperaturas estão nos Anexos.

Tabela 14:Valores dos parâmetros de interação, encontrados na literatura, estimados e energias de interação referentes ao sistema PEG 400, pH 3 e T=25ºC.

Grupo i Grupo j Aij Aji Tij Tji Referências

CH2 ETIL -524,46 -3,234 5,9892 1,0111 Parâmetro estimado

CH2 OH 644,6 328,2 0,1108 0,3262 Magnussen, 1981

CH2 SO4 -1686,8 -1005,3 316,3966 30,9093 Parâmetro estimado

CH2 Na 1257,7 1681,1 0,0137 0,0032 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,0118 0,3107 Magnussen, 1981

ETIL OH 545,68 -2953,1 0,1553 23833,3131 Parâmetro estimado

ETIL SO4 963,1 -2735,6 0,0374 11344,8454 Parâmetro estimado

ETIL Na 1101,3 590,2 0,0233 0,1334 Parâmetro estimado

ETIL H2O 319,95 -1821,7 0,3356 501,401 Parâmetro estimado

OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549 Cunha, 2008

OH Na 1610,4 783,6 0,0041 0,0689 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9066 1,5185 Magnussen, 1981

SO4 Na -1106,6 -2049,5 43,6757 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381 663,781 Cunha, 2008

Na H2O -165 22,38 1,7562 0,9265 Yan et al., 1999

70

Tabela 15:Valores dos parâmetros de interação, encontrados na literatura, estimados e energias de interação referentes ao sistema PEG 400, pH 4 e T=25ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108 0,3262 Magnussen, 1981


CH2 Na 1257,7 1681,1 0,0137 0,0032 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,0118 0,3107 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549 Cunha, 2008

OH Na 1610,4 783,6 0,0041 0,0689 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9066 1,5185 Magnussen, 1981

SO4 Na -1106,6 -2049,5 43,6757 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381 663,781 Cunha, 2008

Na H2O -165 22,38 1,7562 0,9265 Yan et al., 1999

Tabela 16: Valores dos parâmetros de interação, encontrados na literatura, estimados e energias de interação referentes ao sistema PEG 400, pH 5 e T=25ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,3262353 Magnussen, 1981


CH2 Na 1257,7 1681,1 0,0136708 0,0032227 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,3106955 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494 Cunha, 2008

OH Na 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 Na -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,78096 Cunha, 2008

Na H2O -165 22,38 1,7561781 0,926462 Yan et al., 1999

71

Tabela 17: Valores dos parâmetros de interação (Aij e Aji), encontrados na literatura e estimados e energias de interação (Tij eTji) referentes ao sistema PEG 1500, pH 3 e T=25ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108 0,3262 Magnussen, 1981

CH2 SO4 -2325,5 2023,4 2798,5594 0,001 Parâmetro estimado

CH2 Na 1257,7 1681,1 0,0137 0,0032 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,0118 0,3107 Magnussen, 1981

ETIL OH -2252,2 -2935 2179,1484 22405,5695 Parâmetro estimado

ETIL SO4 -1216,3 -2139,8 63,5098 1484,8539 Parâmetro estimado

ETIL Na -837,24 -601,21 17,4175 7,7828 Parâmetro estimado


OH SO4 -2364,7 -1174,5 3199,1757 55,066 Cunha, 2008

OH Na 1480,3 367,01 0,0064 0,2858 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9066 1,5185 Magnussen, 1981

SO4 Na -1106,6 -2049,5 43,6757 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381 663,781 Cunha, 2008

Na H2O 165 22,38 0,5694 0,9265 Yan et al., 1999

Tabela 18:Valores dos parâmetros de interação (Aij e Aji), encontrados na literatura e estimados e energias de interação (Tij eTji) referentes ao sistema PEG 1500, pH 4 e T=25ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108 0,3262 Magnussen, 1981


CH2 Na 1257,7 1681,1 0,0137 0,0032 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,0118 0,3107 Magnussen, 1981

ETIL OH -638,12 -2735,4 8,8276 11337,1041 Parâmetro estimado




OH SO4 -2338,2 -1109,1 2922,5295 44,05 Parâmetro estimado

OH Na 1403,2 523,8 0,0083 0,1673 Parâmetro estimado

OH H2O 28,73 -122,4 0,9066 1,5185 Magnussen, 1981

SO4 Na -1106,6 -2049,5 43,6757 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381 663,781 Cunha, 2008

Na H2O 165 22,38 0,5694 0,9265 Yan et al., 1999

72

Tabela 19: Valores dos parâmetros de interação (Aij e Aji), encontrados na literatura e estimados e energias de interação (Tij eTji) referentes ao sistema PEG 1500, pH 5 e T=25ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 Na 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2422 -1134,6 3890,1835 48,05542099 Parâmetro estimado

OH Na 1457,2 215,59 0,0069197 0,479121027 Parâmetro estimado

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 Na -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

Na H2O 165 22,38 0,5694183 0,926461996 Yan et al., 1999

De acordo com os valores da energia de interação expostos nas Tabelas 14-19,

pode-se observar que para os sistemas formados por PEG 400 (Tabelas 14, 15 e 16),

a energia de interação dos grupos funcionais do sal (Na, SO4) com a água (H2O) foram

maiores que os grupos funcionais do PEG (ETIL) com sal (Na, SO4) e PEG/-Agua. Tal

comportamento era esperado, pois a fase salina dos sistemas tem maior capacidade

de intergir com moléculas de água que a fase polimérica. Outro fator observado nas

Tabelas 14, 15, 16, é que, à medida que se aumenta o valor do pH, ocorre uma redução

da energia de interação do grupo de contribuição ETIL com o grupo de contribuição da

água. Esse comportamento ocorre por que em maiores valores de pH há maior

concentração de íons com maior valência no sistema. Como moléculas que possuem

maior valência, possuem maior capacidade de hidratação, possivelmente as energias

de interação do grupo de contribuição ETIL com a água seriam mais baixos em maiores

valores de pH, quando comparadas com as energias de interação em menores valores.

Estes fatos estão relacionados com o volume de exclusão, pois quanto maior a

capacidade de hidratação das moléculas de sal, maior será a quantidade de sítios

configuracionais livres para que ocorra a interação com as moléculas de água, sendo

assim, maior o valor do volume de exclusão. A ocorrência que anteriormente foi

descrita, será possivelmente determinante na partição da biomolécula de interesse,

73

pois à medida que ocorrem ligações entre sal e água predominantes na fase inferior,

cavidades e sítios configuracionais livres serão formadas na fase superior, ficando

suscetíveis a receber as biomoléculas que serão particionadas.

Nas demais tabelas (17, 18 e 19) observou-se comportamento distinto. Além

das energias de interação dos grupos funcionais do PEG com os da água serem

maiores que as energias de interação dos grupo SAL/Água, foi observado que o

aumento dos valores de pH provocou uma maior interação dos grupos funcionais do

PEG com os grupos de sal e água, quando esse resultado deveria ser oposto, pois à

medida que aumenta o valor do pH aumenta os valência dos íons de sal, e com esse

aumento terão maior capacidade de hidratação, logo, estariam mais ligados às

moléculas de água, sobrando assim menores quantidades moléculas de sal e água

para interagirem com a fase polimérica.

Essa contradição pode ser explicada pelo fato do modelo UNIFAC se tratar de

um modelo de ajuste de composição local o qual analisa a interação de um grupo

funcional com todos os grupos funcionais presentes no sistema. Entretanto, a eficiência

desse modelo depende de um comando de ajustes de cada interação, esse comando

de ajuste é realizado pelo operador e nesse trabalho só foram estimados os parâmetros

de interação das moléculas de PEG com as moléculas de sal e água. Já os parâmetros

de interação das moléculas de sal com a água foram obtidos da literatura, os tornando

fixos durante processo de modelagem, impossibilitando assim, estimar novos valores

de interação para eles, fato este, provavelmente interferiu nas análises.

5.4.1. Desvio dos sistemas e gráficos comparativos dos dados

experimentais e calculados através do modelo UNIFAC.

O desvio médio calculado para cada sistema utilizando o modelo UNIFAC, aparece

na Tabela 20.

Tabela 20: Desvios nas composições dos sistemas por modelagem termodinâmica (UNIFAC).

Sistemas ∆w (%)

74

PEG 1500 + Sulfato de sódio+ água, pH 3, T = 20ºC. 3,12
























Desvio médio global 2,58

Nas figuras 18 a 24 são apresentados os gráficos comparativos dos dados

experimentais e calculados através do modelo UNIFAC.

75

Figura 18: Dados experimentais e calculados do equilíbrio liquido-liquido para o sistema PEG 1500 + sulfato de sódio + água pelo modelo UNIFAC a pH 3.

a- 20ºC

b- 25ºC

c- 30ºC

d- 35ºC

Figura 19: Dados experimentais e calculados do equilíbrio líquido-líquido para o sistema PEG 1500 + sulfato de sódio + água pelo modelo UNIFAC a pH 4.

a- 20ºC

b- 25ºC

76

c- 30ºC

d- 35ºC

Figura 20:Dados experimentais e calculados do equilíbrio liquido-liquido para o sistema PEG 1500 + sulfato de sódio + água pelo modelo UNIFAC a pH 5.

a- 20ºC

b- 25ºC

c- 30ºC

d- 35ºC

77

Figura 21:Figura 21: Dados experimentais e calculados do equilíbrio liquido-liquido para o sistema PEG 400 + sulfato de sódio + água pelo modelo UNIFAC a pH 3.

a- 20ºC

b- 25ºC

c- 30ºC

d- 35ºC


a- 20ºC

b- 25ºC

78

c- 30ºC

d- 35ºC


a- 20ºC

b- 25ºC

c- 30ºC d- 35ºC

79

Observando a Tabela com os desvios e as Figuras (18 a 23), percebe-se que

modelo UNIFAC teve uma representação excelente para os sistemas analisados,

apresentando um desvio médio global muito baixo. Para os sistemas contendo PEG

1500 (Figuras 18, 19 e 20) a representação gráfica pode ser considerada boa, pois

apesar dos extremos das linhas de amarração não coincidirem, essas estão muito

próximas. Para o sistema contendo PEG 400 (Figuras 21, 22 e 23) os dados calculados

praticamente se sobrepõem aos experimentais, representando, portanto melhor esse

sistema. Isso pode ser atribuído ao fato do PEG 400 conter uma menor cadeia de

etileno, fazendo com que o programa precise ajustar menos dados calculados aos

experimentais.

5.5. Volume de exclusão dos sistemas

A fim de melhor estudar a capacidade de ligação do sulfato de sódio com a

água, o volume de exclusão, que é denominado como uma espécie de espaços vazios

disponíveis para interações moleculares, foi calculado para os sistemas formados a

25ºC nos valores de pH 3, 4 e 5, para as respectivas linhas de amarração. Os valores

do volume de exclusão estão representados na Tabela 20. Os volumes de exclusão

referentes às demais temperaturas são apresentados no Anexo 2:

80

Tabela 21:Valores calculados do volume de exclusão dos sistemas formados por PEG (400/1500) + Sulfáto de sódio + água a 25ºC.

SAB's V*213 R²

PEG (1500) + Sulfáto de sódio + água, pH 3

2437.69 0.9949


2654.39 0.9879


2795.86 0.9907


411.34 0.9498


459.53 0.9824


488.29 0.9943

As condições de equilibrio e a distribuição dos componentes nos sistemas

estão normalmente sob a influência dos eletrólitos presentes. Sabe-se que o tipo e a

concentração do sal são fatores efetivos na separação de fases. Conforme mostrado

na Tabela 20 o volume de exclusão dos sistemas contendo maiores valores de pH

(maior concentração de íons divalentes) são significativamente mais elevados do que

aqueles com maior concentração de íons monovalentes. Isso acontece pois, quanto

maior a concentração de íons divalentes, maior a capacidade de hidratação as

moléculas de sal e dessa forma terão mais sítios configuracionais livres para que ocorra

a interação com as moléculas de água, sendo assim, maior o valor do volume de

exclusão. O mesmo comportamento foi observado por Chethana et al., (2007) ao

estudar dados de equilíbrio formados por PEG (2000, 4000) + cloreto de sódio + água.

Esse fato possivelmente será determinante na partição da biomolécula de

interesse, pois à medida que ocorrem ligações entre sal e água predominantes na fase

inferior, cavidades e sítios configuracionais livres serão formadas na fase superior,

ficando suscetíveis a receber as biomoléculas que serão particionadas.

5.6. Partição da Betalaína e dos açúcares redutores em Sistemas Aquosos Bifásicos

Nas tabela 22 e 23 estão apresentados os valores para o coeficiente de

partição da betalaína (Kp), em sistemas aquosos bifásicos formados por PEG

(1500/400)+Sulfato de sódio+água a 25ºC.

81

Tabela 22: Coeficiente de partição da betalaína (Kp), nos sistemas formados por PEG (1500 ou 400) + sulfato de sódio + água a 25ºC.

L.A pH PEG 1500 + Sulfato de

sódio

PEG 400 + Sulfato de

sódio

Kp Kp

1 3,82 2,24

2 3 3,91 3,33

3 4,56 3,96

1 3,97 2,98

2 4 4,24 3,41

3 4,65 3,45

1 4,88 4,08

2 5 5,67 4,23

3 8,44 5,87

Tabela 23:Coeficiente de partição (Kp) do açúcar redutor, nos sistemas formados por PEG (1500 ou 400) + sulfato de sódio + água a 25ºC.

L.A pH PEG 1500 + Sulfato de sódio PEG 400 + Sulfato de sódio

Kp Kp

1 0,21 0,34

2 3 0,22 0,28

3 0,07 0,33

1 0,19 0,31

2 4 0,21 0,24

3 0,15 0,38

1 0,15 0,18

2 5 0,09 0,26

3 0,12 0,19

Os resultados indicaram que, para todos os sistemas testados, com diferentes

valores de pH e concentrações de sal, houve a predominância da betalaína na fase

superior (rica em polímero) e dos açucares na fase inferior (rica em sulfato de sódio),

como mostrado nas Tabelas 22 e 23. Mesmo comportamento foi descrito por

Chandrasekhar et al., (2015) e Chethana et al., (2007) quando estudaram a partição

82

da betalaína e açucares em sistemas formados por polímeros e sais. A afinidade das

betalaínas presentes no extrato da casca do fruto de Mandacaru pela fase polimérica

se deve a dois fatores. Primeiro fator influente é a facilidade das betalaínas em associar-

se a compostos moléculares com características similares. A betalaína possui em sua

estrutura compostos, como as carboxilas, que estão distribuídos na cadeia e, que

proporcionam à betalaína uma certa afinidade com moléculas, como o CH2, que é uma

molécula característica da fase superior. Outro fator é a cavidade formada na fase

superior pela influência do volume de exclusão, que interfere na partição da betalaína

que mesmo sendo um composto hidrossolúvel e tenha ótima interação com moléculas

de água, não é possível que estas interações sejam formadas, pois, as moléculas de

sal, as quais possuem maior afinidade com a água ocupam a maioria dos sítios

configuracionais livres para interação e, dessa forma, espaços vazios são formados na

fase superior e ocupados pela betalaína.

Pode-se observar pelas tabelas 22 e 23, que à medida que se aumenta o pH,

aumenta o coeficiente de partição. Com relação ao efeito do pH, CHAKRABORTY e

SEN (2016) relatam que , íons com valências mais elevadas em soluções com um valor

de pH próximos ao básico são mais eficientes na capacidade de hidratação. Devido a

maior hidratação, a fase salina possuirá maior disponibilidade de interação com

moléculas de água, por isso o volume de exclusão dos sistemas formados com pH 5

são maiores que os demais. Além disso, quanto mais moléculas de água estiverem

ligadas aos íons, significa que as mesmas romperam suas ligações com a fase

polimérica, formando então uma cavidade na fase superior a qual possivelmente foi

ocupada pelas betalaínas e por isso o coeficiente de partição (Kp) foi maior em maiores

valores de pH, como mostrado nas tabelas 22 e 23. Em relação ao coeficiente de

partição dos açucares, não apresentou tendências com a variação do pH, percebeu-se

apenas que essas moléculas, por terem menor peso molecular e por apresentam

numerosos grupos funcionais OH que formam facilmente ligações de hidrogênio com a

moléculas de água, migram para a fase inferior.

Em relação ao efeito comprimento da linha de amarração (CLA), o qual decresce à

medida que a concentração de sal diminui, pode-se observar pela tabela 22 que quanto

menor o (CLA) menor é o coeficiente de partição da betalaína. Segundo Duarte et al.

(1998), pequenas concentrações salinas podem elevar a solubilidade de solutos pelo

aumento da solvatação. Devido a esta maior solvatação, menor será a quantidade de

betalaína disponível para interagir com a fase polimérica e, portanto, menor é a

83

concentração da mesma verificada na fase superior. Isso pode justificar as menores

concentrações betalaína verificadas na fase superior e consequentemente menores

coeficientes de partição em sistemas com menores concentrações salinas.

Chethana et al., (2007), ao estudarem a partição de betalaína em sistemas aquosos

bifásicos, formados por PEG (1500, 4000 e 6000) e sais de sulfato, observou que o

coeficiente de partição diminuía ao diminuir a quantidade de sal presente no sistema.

O aumento da massa molar do PEG aumenta o coeficiente de partição da betalaína,

por causa do aumento da hidrofobicidade da fase superior. Ou seja, quanto maior a

massa molar do PEG, menor quantidade de água ficará disponível para solvatar as

moléculas de betalaína como descrito acima. Este comportamento também foi

observado por Chandrasekhar et al., (2015) e Chethana et al., (2007) .

84

6. CONCLUSÃO

Foram obtidos dados de equilíbrio de sistemas formado por PEG (400 ou 1500),

sulfato de sódio e água, onde foi verificado que, a variavel temperatura não apresentou

grandes variações na região bifásica.

Os resultados mostraram, também, que maiores valores de pH e massa molar

do polímero favorecem a formação das duas fases, com aumento da região bifásica.

Em relação às linhas de amarração, para sistemas formados por PEG 400 e

1500 não foi observado um comportamento significativo ao avaliar o efeito da

temperatura e pH. No entanto, o comprimento e a inclinação da linha de amarração

(CLA e ILA) aumentam quando a composição global e massa molar do polímero é

maior.

Analisando as propriedades termofisicas, notou-se que a fase inferior apresenta

maior densidade e a densidade diminui com o aumento da temperatura e não sofre

variação significativa com a variação do pH.

O modelo UNIFAC apresentou excelentes resultados, com baixos desvios entre

as composições experimentais e calculadas.

Os valores de volume de exclusão se ajustaram bem aos valores obtidos no

coeficiente de partição da betalaína.

A partição da betalaína na temperatura de 25 °C foi maior para o sistema de PEG

1500, pH 5,0 e linha de amarração 3, em razão da maior capacidade de hidratação dos

íons e do aumento da hidrofobicidade quando houve o aumenta da massa molar do

polímero.

Dessa forma, pode-se concluir que os sistemas aquosos bifásicos podem ser

utilizados como um método de separação para as betalaínas presentes no extrato da

casca do Fruto de Mandacaru.

85

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98

ANEXOS

Anexo 1. Valores dos parâmetros de interação (Aij e Aji), encontrados na literatura

e estimados e energias de interação (Tij eTji) referentes ao sistema PEG 400, pH

3 e T=20ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981


ETIL SO4 980,67 -1970 0,0351899 831,7646166 Parâmetro estimado

ETIL NA 1254,3 1015,1 0,0138304 0,031288486 Parâmetro estimado


OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494012 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068947997 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926461996 Yan et al., 1999



3 e T=30ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981




ETIL H2O 309,24 -1905 0,3480439 666,2776561 Parâmetro estimado

OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494012 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068947997 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926461996 Yan et al., 1999

99



3 e T=35ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926462 Yan et al., 1999



4 e T=20ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981


ETIL SO4 1142 -1974,2 0,0202903 843,773386 Parâmetro estimado



OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926462 Yan et al., 1999

100



4 e T=30ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981

ETIL OH 491,95 -2909 0,1865585 20503,0236 Parâmetro estimado




OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926462 Yan et al., 1999



4 e T=35ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981



ETIL NA 1179 619,8 0,0178832 0,12059007 Parâmetro estimado


OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926462 Yan et al., 1999

101



5 e T=20ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494012 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068947997 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926461996 Yan et al., 1999



5 e T=30ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926462 Yan et al., 1999

102



5 e T=35ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981

CH2 SO4 282,35 475,07 0,3814972 0,19762197 Parâmetro estimado

CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981


ETIL SO4 1031,9 -2676 0,0295449 9256,726932 Parâmetro estimado



OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494012 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068947997 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O -165 22,38 1,7561781 0,926461996 Yan et al., 1999

Anexo 10. Valores dos parâmetros de interação (Aij e Aji), encontrados na

literatura e estimados e energias de interação (Tij eTji) referentes ao sistema PEG

1500, pH 3 e T=20ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981



ETIL NA -807,42 -617,77 15,732044 8,23530199 Parâmetro estimado


OH SO4 -2297,9 -1132,9 2546,9762 47,7774084 Cunha, 2008

OH NA 1441,5 514,78 0,0073006 0,17257414 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926462 Yan et al., 1999

103



1500, pH 3 e T=30ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926462 Yan et al., 1999



1500, pH 3 e T=35ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,32623525 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,00322268 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981


ETIL SO4 -1194 -2235,2 58,855502 2056,31113 Parâmetro estimado


ETIL H2O 674,69 -2052,3 0,0999889 1101,50958 Parâmetro estimado OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,8549401 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,03334 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,780962 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926462 Yan et al., 1999

104



1500, pH 4 e T=20ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,3262353 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,0032227 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,3106955 Magnussen, 1981


ETIL SO4 -1257,1 -2060 72,99885 1130,8408 Parâmetro estimado



OH SO4 -2358,5 -1148 3132,191 50,304208 Cunha, 2008

OH NA 1441,7 534,72 0,0072956 0,1612204 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,78096 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926462 Yan et al., 1999



1500, pH 4 e T=30ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2373 -1171,4 3291,0966 54,48645935 Cunha, 2008

OH NA 1203,5 454,4 0,0164487 0,212066952 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926461996 Yan et al., 1999

105



1500, pH 4 e T=35ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494012 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068947997 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926461996 Yan et al., 1999



1500, pH 5 e T=20ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981





OH SO4 -2318,7 -1153,2 2734,3578 51,20494849 Cunha, 2008

OH NA 1049,4 470,95 0,027832 0,200420447 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926461996 Yan et al., 1999

106



1500, pH 5 e T=30ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,326235254 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,003222678 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,31069549 Magnussen, 1981


ETIL SO4 -1253,4 -1873 72,082817 597,3429879 Parâmetro estimado



OH SO4 -2355,7 -1119,4 3102,4014 45,62600393 Cunha, 2008

OH NA 1290,8 488,35 0,0122105 0,188864859 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,518537105 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,033342 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,7809619 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926461996 Yan et al., 1999



1500, pH 5 e T=35ºC.



CH2 OH 644,6 328,2 0,1108032 0,3262353 Magnussen, 1981


CH2 NA 1257,7 1681,1 0,0136708 0,0032227 Yan et al., 1999

CH2 H2O 1300 342,5 0,011833 0,3106955 Magnussen, 1981

ETIL OH -497,17 -2845 5,4566003 16479,914 Parâmetro estimado




OH SO4 -2292,6 -1107,8 2501,3188 43,85494 Cunha, 2008

OH NA 1610,4 783,6 0,0041021 0,068948 Yan et al., 1999

OH H2O 28,73 -122,4 0,9065994 1,5185371 Magnussen, 1981

SO4 NA -1106,6 -2049,5 43,675697 1091,0333 Cunha, 2008

SO4 H2O -416,13 -1903,9 4,1381089 663,78096 Cunha, 2008

NA H2O 165 22,38 0,5694183 0,926462 Yan et al., 1999

107

Anexo 19. Valores calculados do volume de exclusão dos sistemas formados por

PEG (400/1500) + Sulfáto de sódio + água a 20ºC.

SAB's, T=20ºC V*213 R²

PEG (1500) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 1984.89 0.9885




PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 4 445.53 0.9307 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 498.29 0.9422



SAB's V*213 R²

PEG (1500) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 2359.77 0.9965 PEG (1500) + Sulfáto de sódio + água, pH 4

2678.98 0.9907 PEG (1500) + Sulfáto de sódio + água, pH 5

2798.22 0.9498 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 760.64 0.9456 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 4 769.43 0.9179 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 788.55 0.9307



SAB's V*213 R²



PEG (1500) + Sulfáto de sódio + água, pH 5 2800.02 0.9907 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 781.62 0.9498 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 4 769.43 0.9024 PEG (400) + Sulfáto de sódio + água, pH 3 788.55 0.9299

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