PDF (P) para download (1.116 KB)

BIOLOGIA E BIOTEC. VEGETAL

20 Atividades Selecionadas

Dra. Maria Antonia Malajovich

Maria Antonia Malajovich / Biotecnologia: ensino e divulgação (http://bteduc.com)

BIOLOGIA E BIOTECNOLOGIA VEGETAL (2015) 20 Atividades Selecionadas

Dra. Maria Antonia Malajovich Biotecnologia: ensino e divulgação

http://bteduc.com

PROGRAMA

INTRODUÇÃO: AS PLANTAS E O HOMEM UNIDADE 1: CRESCIMENTO, NUTRIÇÃO E DESENVOLVIMENTO Germinação. Nutrientes. Meristemas e crescimento. Auxinas e tropismos. Multiplicação in vivo e multiplicação in vitro. Aspectos tecnológicos.

A1. Germinação e desenvolvimento A2. Tropismos A3. Nutrição mineral e hidroponia A4. Micropropagação de tecidos vegetais A5. Crescimento in vitro de embriões de milho A6. O cultivo de calos de cenoura A7. O cultivo de meristemas de alho

UNIDADE 2: O TRANSPORTE DE SUBSTÂNCIAS ATRAVÉS DA PLANTA Raiz, caule e folhas. Xilema e floema. A absorção. O sistema foliar e a transpiração. Teoria de Dixon.

A8. A absorção de água A9. A estrutura da raiz e do caule A10. Transporte através do caule A11. A transpiração

RESPIRAÇÃO E FOTOSSÍNTESE Aspectos químicos e fisiológicos. Estudo quali e quantitativo. Fatores que influem na fotossíntese. Produção primária. Mecanismos alternativos da fixação de carbono (Plantas em C3, C4 e CAM)

A12. Os pigmentos dos vegetais A13. A estrutura foliar A14. A fotossíntese A15. Evidências experimentais da fotossíntese A16. Fatores que influem na fotossíntese A17. Fotossíntese e respiração (parâmetros disponíveis) A18. Fotossíntese e respiração (medidas) A19. Fotossíntese e respiração (ponto de compensação) A20. Fotossíntese e produção primaria

BIBLIOGRAFIA

3 BIOLOGIA E BIOTECNOLOGIA VEGETAL


AS PLANTAS E O HOMEM

AS PLANTAS COMO ALIMENTO

Das 3000 espécies de plantas que vêm sendo usadas como alimento pelo homem, o mundo depende de umas 20 para a obtenção da maioria de suas proteínas e calorias. As principais plantas cultivadas são:

Cereais: trigo, arroz, milho, centeio, aveia, cevada, sorgo.

Leguminosas: ervilha, diversos tipos de feijão, soja, lentilha, grão de bico, amendoim.

Raízes e tubérculos: batata, cará, batata doce, mandioca, cenoura, beterraba.

Produtoras de açúcar: beterraba, cana-de-açúcar.

Frutas e hortaliças: banana, tâmara, coco, azeitona, abacate, manga, fruta-pão, alcachofra, couve-brócolos, couve-flor, tomate, pimenta, quiabo, berinjela, pepino, abóbora.

Considerando a necessidade calórica média e a produção de cereais alguns autores estimaram o número de pessoas que podem ser alimentadas. Os cálculos sugerem que 1 Ha pode suprir 14 pessoas em uma dieta exclusivamente vegetariana. Entretanto, o número se reduz a 4 ou 5 se a metade da dieta provier de produtos animais. Extrapolando os dados para a quantidade de solo arável e levando em conta que nem todo o solo pode ser utilizado para o cultivo de cereais, os mesmos autores calcularam que a Terra poderia manter aproximadamente 15 bilhões de pessoas em uma dieta vegetariana ou cinco bilhões em uma dieta mista.

Com o progresso das tecnologias agrícolas (Revolução Verde) tem havido um aumento considerável na quantidade de alimentos. Entretanto, algumas cifras divulgadas pelo CGIAR (Consultative Group on International

Agricultural Research) nos informam que 2,8 bilhões de pessoas sobrevivem com menos de 2 dólares diários, aproximadamente 40.000 pessoas morrem diariamente de causas relacionadas com a fome e 180 milhões de crianças morrem anualmente de doenças relacionadas com a falta de vitamina A. Apesar de haver suficiente alimento, a pobreza impede que este chegue a todos os seres humanos.

AS PLANTAS MEDICINAIS

A saúde de 75 a 90% da população rural depende da utilização de plantas medicinais e, segundo a OMS (Organização Mundial da Saúde), não é possível nem desejável substituí-las nos próximos anos por medicamentos ocidentais.

Algumas dessas substâncias e sua utilização, assim como as plantas das quais são extraídas, figuram no quadro:

Substância Utilização Origem

Diosinina Fabricação de anticoncepcionais. Espécies silvestres da Dioscorea.

Vincristina e Vinblastina (alcaloides)

Tratamento de leucemia e doença de Hodgkin.

Vinca rósea.

Morfina Anestésico, em hospitais. Papoula ou Papaver somnífera.

Curare Relaxante, em cirurgias. Chondrodendrom tomentosum.



Até o momento, têm sido identificadas 20.000 espécies de plantas medicinais. A metade das drogas é extraída de plantas silvestres (não cultivadas) e seu comércio se calcula em 40.000 milhões de dólares. Em muitos casos, o princípio ativo pode ser identificado e sintetizado quimicamente. O ácido acetilsalicílico, por exemplo, um analgésico tradicionalmente extraído da casca do salgueiro foi copiado na fórmula da aspirina e produtos análogos.

AS PLANTAS INDUSTRIAIS

As plantas industriais produtoras de fibras, óleos, perfumes, madeiras, etc. têm um valor incalculável e seu comércio internacional representa muitos milhões de dólares por ano.

Recentemente, algumas plantas começaram a ser utilizadas na indústria. Como, por exemplo, algumas espécies de Chrysantemum produtoras de piretrina, um produto contra os insetos voadores que, sendo mais forte que o DDT resulta inócuo contra mamíferos. Ou como a jojoba (Simmondsia chinensis) que substitui o espermacete de baleia.

A exploração de madeiras tem um rol importante na economia dos países tropicais. Muitas árvores são utilizadas ainda como lenha constituindo um recurso energético básico para muitas populações. Por isso é particularmente grave a destruição de 11 milhões de Ha de florestas e a desertificação de 27 milhões de Ha de terra por ano.

Espera-se que os avanços da tecnologia permitam a recuperação do solo, o reflorestamento e a multiplicação de espécies produtoras de madeira ou de polpa de papel.

PESQUISA: Quais as utilizações da soja? E do algodão? E do milho?

AS PRÁTICAS AGRÍCOLAS

As práticas agrícolas e as plantas que hoje cultivamos se desenvolveram em um período curto da história evolutiva dos vegetais.

Pouco se sabe da passagem de vida nômade do homem coletor e caçador para uma vida sedentária que permite o cultivo e domesticação de plantas e animais. Mas podemos dizer, com certeza, que as plantas atuais guardam muito pouca semelhança com suas ancestrais selvagens. Em algumas como, por exemplo, o trigo e as leguminosas, o processo de dispersão das sementes depende hoje exclusivamente da atividade humana.

Desde o neolítico até o final do século dezenove, o melhoramento das plantas utilizadas pelo homem dependia daqueles diretamente envolvidos em seu cultivo. Nos últimos 100 anos, a agricultura passou por grandes mudanças devido ao progresso da Genética clássica e à introdução de novas práticas agronômicas (uso de fertilizantes e herbicidas, irrigação, mecanização).

Recentemente, começaram a ser aplicadas técnicas de cultura de células e tecidos vegetais que, juntamente com a utilização de alguns dos avanços recentes da Engenharia Genética, têm facilitado o melhoramento de plantas. Este se tornou muito mais rápido, eficiente e produtivo.

Estima-se que até 2025 haverá um aumento da população de 2 bilhões de pessoas, alcançando o tamanho da população o valor de 8 bilhões de pessoas. A maior parte do incremento ocorrera nos países em vias de desenvolvimento, onde as populações urbanas poderão triplicar. O Prêmio Nobel Norman Borlaug calcula que, em 2025, a demanda de alimentos só poderá ser satisfeita se a produção média de cereais for 80% maior que a produção média em 1990. Ao desafio de erradicar a pobreza se soma um novo desafio tecnológico: aumentar a produção sem expandir a área de terra cultivada nem aumentar o consumo de água e energia (que começam a escassear). As novas tecnologias agrícolas terão um papel importante a cumprir.



A EROSÃO GENÉTICA

A prática agrícola moderna tem como consequência a uniformização das culturas com a consequente perda de diversidade genética. Um arroz de origem filipino, o IR8, por exemplo, se cultiva de Taiwan ao Benin. Este dado é particularmente impressionante quando sabemos que na Índia, existiam no início do século mais de 30.000 variedades nativas de arroz. Calcula-se que daqui a 30 anos não haverá mais de 50 variedades, sendo que 10 delas poderão cobrir as ¾ partes do subcontinente.

Sabendo que a uniformidade genética aumenta à vulnerabilidade as doenças, os agrônomos têm tratado de diversificar as variedades, mesmo dentro dos limites impostos pela reprodução comercial. Porém, segundo o WWF (World Wildlife Foundation) umas 40.000 espécies vegetais estarão extintas entre 1985 e 2050. Este número é maior que o registrado 65 milhões de anos atrás durante o período cretáceo, quando houve a maior extinção de seres vivos conhecida.

Um tipo de seleção diferente também pode levar à erosão genética. Este é o caso das plantas medicinais e industriais onde muitas das espécies utilizadas não são cultivadas. As “melhores” plantas são as primeiras a ser colhidas enquanto que as menos interessantes ficam no terreno e produzem as sementes que darão origem às próximas gerações. Trata-se de uma seleção negativa.

A CONSERVAÇÃO DA BIODIVERSIDADE

Hoje se admite que existam pontos geográficos nos quais existe maior diversidade das plantas cultivadas e silvestres. Geralmente, esses pontos (=centros de diversidade) coincidem com o lugar onde se originou a cultura. A batata, por exemplo, se originou nos Andes e, nessas montanhas, onde elas foram cultivadas durante milhes de anos, encontramos a diversidade máxima.

As migrações humanas permitiram a aparição de centros de diversidade secundária. Mas, é interessante observar que devido a diversos fatores, como as glaciações, são poucos os centros que se encontram fora de uma faixa limitada pelos trópicos e que coincide com o que denominamos hoje Terceiro Mundo. A pressão decorrente da expansão da área dedicada à agricultura constitui mais uma ameaça à biodiversidade. Neste sentido, seria benéfico dispor de uma tecnologia agrícola mais eficiente.

A conservação da biodiversidade e dos recursos genéticos vai muito além da salvação de espécies. O objetivo é conservar suficiente diversidade dentro de cada espécie como para garantir que seu potencial genético seja usado no futuro. A produção comercial do tomate, por exemplo, seria impossível sem a contribuição de genes silvestres de América Latina. Neste sentido é fundamental a contribuição das novas tecnologias na salvaguarda do germoplasma.

A biodiversidade pode ser conservada In situ mediante a proteção ambiental de uma região determinada. Este método é ideal no caso de plantas silvestres, já que permite manter a dinâmica evolutiva da espécie, mas é caro e desencadeia muitas vezes conflitos políticos e sociais.

A conservação ex situ envolve a coleta de amostras representativas de uma população e sua manutenção em bancos de germoplasma e/ou jardins botânicos, na forma de sementes, estacas, tecidos in vitro, plantas inteiras etc. O período de conservação depende da espécie e da técnica utilizada. Este método se aplica especialmente a plantas cultivadas que se reproduzem por sementes. Além de facilitar o acesso à informação dos melhoristas, ele tem a vantagem de conservar o material em um espaço reduzido e com cuidados intensivos. Entretanto, congela a evolução natural das espécies e devido às limitações do tamanho das amostras pode ser insuficiente para conservar os recursos fitogenéticos.



1. GERMINAÇÃO E DESENVOLVIMENTO

Em uma semente encontramos um embrião rodeado por uma quantidade variável de albúmen (substâncias de reserva) e tegumento. A semente permanece dormente até que as condições ambientais tornam-se apropriadas para a germinação. Fatores como a disponibilidade de água e oxigênio são críticos para o início do processo. A raiz é a primeira estrutura a emergir da maioria das sementes em germinação, capacitando a plântula a fixar-se no solo e absorver água.

As sementes parecem aumentar de volume até o tegumento rasgar. Por quê? Qual é a primeira estrutura que emerge da semente? Por que algumas sementes não germinaram? Desenhar uma plantinha em detalhe indicando o hipocótilo, a raiz, os pelos radiculares e o caule.

Quando aparece a clorofila? Qual a função primária dos cotilédones? Qual a diferença entre crescimento e desenvolvimento?

Germinação epígea (Feijão)

Germinação hipógea (Milho)



2. TROPISMOS

2.1. GRAVITROPISMO

Objetivo: estudar a influência da gravidade na direção do crescimento da raiz e do broto, quando a semente é plantada em diferente orientação.

Orientações possíveis do embrião de uma semente de milho:

Materiais (por grupo): 18 sementes milho (previamente embebidas), 1 envelope germinador, régua e transferidor.

Procedimento:

a) Distribuir 15 sementes no envelope germinador, na direção atribuída a seu grupo.

b) Depois de uma semana retirar 5 sementes e medir o tamanho (régua) e a direção (transferidor) da raiz e do broto. Registrar os valores na Tabela 1.

c) Repetir o item anterior na segunda e na terceira semana.

d) Anotar os dados na Tabela 1.

Discussão:

Como interpretar os resultados obtidos?

A regulação é uma importante característica dos seres vivos. Como este experimento ilustra essa propriedade? Deve um agricultor ficar preocupado com a orientação em que planta as sementes?



Tabela 1: Os dados

Orientação da semente: __________________________________

Variável Semana 1 Semana 2 Semana 3

Tamanho da raiz (mm)

Orientação da raiz (0)

Tamanho do broto (mm)

Orientação do broto (0)



2.2. FOTOTROPISMO

Assim como a resposta à luz, o crescimento para baixo da raiz e para cima do caule são comportamentos necessários para a sobrevivência de uma planta. Nesta atividade tentaremos responder a duas questões: qual estímulo é mais forte, a luz ou a gravidade? Quais os tipos de luz que estimulam uma resposta mais forte?

Material: Caixas de filme 35 mm opacas ou tubos de PVC, tampas, celofane colorido, furador, fita adesiva transparente, fita adesiva escura, algodão, gaze, sementes de mostarda.

Resposta ao estímulo simultâneo da luz e da gravidade

a) Preparar 2 câmaras abrindo uma janela na parte lateral da caixa como indicado no esquema.

b) Cobrir as janelas com celofane transparente. Fixar o celofane com fita transparente. Por quê?

c) Colocar algodão molhado nas tampas e semear 3 sementes de mostarda em cada uma.

d) Fechar as caixas e colocá-las na luz.

e) Três a quatro dias depois abrir a câmara e observar o crescimento das plantinhas.

Resposta ao estímulo de luzes de diversas cores

a) Preparar uma câmara abrindo 3 janelas na parte lateral da caixa como indicado no esquema.

b) Cobrir as janelas com celofane vermelho, azul e verde. Fixar o celofane com fita transparente. Por quê?

c) Colocar algodão ou uma esponja molhada nas tampas e semear as sementes de mostarda em cada una. Como?

d) Fechar as caixas e colocá-las na luz.

e) Uma semana depois abrir a câmara e observar o crescimento das plantinhas.

Descreva o comportamento das plantinhas nos dois casos. Qual dos dois estímulos é mais forte, a luz ou a gravidade? Qual das cores estimulou um comportamento mais forte? Justifique.



3. NUTRIÇÃO MINERAL E HIDROPÔNIA

Através do cultivo em soluções nutritivas de diferente composição, podem-se investigar quais os elementos químicos indispensáveis ao desenvolvimento de uma planta. Também podem ser estudadas as alterações nesse desenvolvimento causadas por falta ou quantidade insuficiente de alguns deles.

Uma solução nutritiva que contenha todos os elementos essenciais é chamada solução completa; caso contrário, será incompleta, e os vegetais nela cultivados evidenciarão sintomas de carência característicos, tais como clorose, necrose, deformações, raquitismo, etc. Existem diferenças de comportamento, a depender das espécies vegetais, tanto na forma em que se apresentam os sintomas de carência, como em sua tolerância à mesma.

Nesta atividade, serão testadas plantas jovens de tomate, milho, girassol e/ou Tradescantia, para observação do comportamento das mesmas em soluções completas e incompletas.

Material: uma vez lida e analisada cuidadosamente a informação complementar, cada grupo preparará a lista correspondente.

Procedimento

a) Preparação das soluções nutritivas. Utilizando a informação da tabela anexa, cada grupo irá preparar os 4 tipos de soluções (solução completa, solução faltando fósforo, solução faltando potássio e solução faltando nitrato). Os frascos serão tampados, etiquetados, envoltos em papel laminado e conservados na geladeira.

Tabela: Composição das soluções nutritivas

Substância Meio completo

Ausência de fosfato

Ausência de potássio

Ausência de nitrato

Água destilada 1 L 1 L 1 L 1 L

Nitrato de potássio 1 g 1g - -

Nitrato de sódio - - 1 g -

Cloreto de potássio - 1g - 1g

Fosfato de potássio 0,5 g - 0,5 g

Fosfato de sódio - - 0,5 g -

Sulfato de cálcio 0,5 g 0,5 g 0,5 g 0,5 g

Sulfato de magnésio 0,5 g 0,5 g 0,5 g 0,5 g

Cloreto de ferro 0,05 g 0,05g 0,05 g 0,05 g



Montagem do experimento Envolva com algodão a região mediana da planta (figura1), coloque-a no frasco junto com um canudinho e feche-o. Não deixe o algodão tocar a solução (figura 2). Coloque os frascos em ambiente iluminado.

b) Manutenção das culturas. Será feita durante 1 mês, arejando frequentemente (com bomba de aquário) e trocando as soluções 1 vez por semana.

c) Acompanhamento da experiência: 1 vez por semana anotando as observações sobre o desenvolvimento das plantas.

d) Organizar as observações Na tabela.

DIA

SOLUÇÃO

COMPLETA SEM FOSFATO SEM POTÁSSIO SEM NITRATO

Quando e como aparecem os primeiros sintomas de deficiência?

Quais são esses sintomas?

Discussão

Qual o significado do rótulo NPK nos fertilizantes comerciais?

Qual o papel de cada nutriente inorgânico essencial no metabolismo e na estrutura das plantas?

Quais as vantagens dos cultivos hidropônicos?



4. MICROPROPAGAÇÃO DE TECIDOS VEGETAIS

Algumas plantas superiores podem ser multiplicadas ou propagadas por via vegetativa, por exemplo, através de mudas, estacas, gemas ou enxertos. As plantas filhas, desenvolvidas a partir de regiões vegetativas, são idênticas à planta-mãe e idênticas entre si, já que são partes transplantadas de um mesmo indivíduo. Um grupo de indivíduos como este, geneticamente uniforme e derivado de um único indivíduo por propagação assexuada, é denominado “clone”.

As técnicas de propagação tradicional podem ser conduzidas no laboratório, numa escala miniatura e em condições assépticas. A propagação clonal “in vitro” é denominada micropropagação.

Além da capacidade para a multiplicação rápida de plantas, a micropropagação também oferece um meio de eliminação de muitas doenças de plantas cultivadas. As principais aplicações da micropropagação se encontram no cultivo de plantas ornamentais e hortaliças e, também, na silvicultura.

A técnica de cultura de tecidos vegetais está baseada no conceito de totipotência, isto é a capacidade de uma célula regenerar novas réplicas do mesmo organismo, completo e diferenciado, do qual ela é derivada. Células de plantas em fases relativamente iniciais do desenvolvimento, tais como algumas células de parênquima e dos meristemas, tecidos de câmbio vascular e tecidos embrionários se encontram em um estado que denominamos “indeterminado”. Estas células são capazes de mudar para diversas vias metabólicas do desenvolvimento, dependendo das condições ambientais impostas a elas. Também podem proliferar rapidamente (desdiferenciar-se) para produzir massas celulares ou calos.

As células vegetais indeterminadas apresentam muita plasticidade em sua resposta a estímulos fisiológicos e ambientais. Esta característica pode ser atribuída, nas plantas vasculares, à necessidade de responder de maneira versátil ao ataque de herbívoros, pragas e patógenos. No caso das plantas perenes esta característica permitiria a sobrevivência através de propagação vegetativa quando as condições ambientais se tornam desfavoráveis.

Uma vez estabelecidas, as culturas podem ser utilizadas em:

Técnicas básicas de propagação (organogênese, embriogênese, cultivo de brotos apicais e axilares).

Técnicas especializadas (produção de metabolitos secundários, bioensaios, isolamento e fusão de protoplastos, transformação genética ou produção de novas variedades vegetais).

Além de permitir a micropropagação e facilitar o melhoramento vegetal, as técnicas de cultivo de tecidos vegetais tem possibilitado a eliminação de doenças (Ex.: batata) e a produção de metabólitos secundários (Ex.: shikonina), logros de grande importância do ponto de vista industrial.

4.1. DIFERENTES TIPOS DE CULTURA DE TECIDOS VEGETAIS

Cultura de plantas inteiras

A semente é cultivada in vitro dando origem a uma plântula que irá se transformar em uma planta (Ex.: orquídeas). No caso da CULTURA DE EMBRIÕES, o embrião, maduro ou imaturo, é cultivado in vitro depois de retirados o resto da semente. Ex.: cevada, centeio, feijão, maçã, cereja, tomate etc.



Cultura de órgãos isolados

Geralmente, se isola e cultiva um pedaço da planta (= explante). O explante pode ser extraído de um tecido ou um órgão. Ex.: meristemas, gemas ou brotos, raízes, anteras etc.

Um broto de aproximadamente 1 mm ou mais de comprimento inclui no explante o meristema apical, os primórdios foliares e o tecido caulinar subapical; por isso a cultura de brotos tem sido utilizada para a propagação rápida de muitas plantas de importância econômica.

Quando limitado o explante ao meristema apical ou da raiz a técnica permite a eliminação de vírus e patógenos. Por isso os brotos derivados dos cultivos de meristemas apicais têm sido usados para a preservação de germoplasma e a produção de estoques livres de vírus.

Cultura de calo

Denominamos calo uma massa de células que cresce a partir de um explante; o calo está formado por células vacuoladas irregularmente diferenciadas entre as quais se observam algumas células meristemáticas.

Uma vez estabelecido em um meio de cultivo, o calo pode ser subdividido a cada três ou quatro semanas e mantido indefinidamente no mesmo meio nutriente. As subdivisões também podem ser transferidas a meios de cultivo com diferentes concentrações de hormônios, para induzir a embriogênese ou a organogênese.

Uma característica do cultivo de calo é que à medida que as células proliferam, mudanças genéticas tais como poliploidia, aneuploidia e mudanças na estrutura cromossômica podem ocorrer (variação somaclonal). A pesar de haver mais variação nessas células de calo que nas plantas regeneradas a partir delas, novas variedades de plantas com características úteis têm sido obtidas mediante esta técnica.

Aplicações: dendê, cenoura, tomate, milho, batata, batata doce, inhame.

Cultura de células isoladas

Uma suspensão contendo células isoladas e pequenos agregados celulares pode ser obtida colocando um calo em meio líquido e incubando-o com agitação (shaker). À medida que se formam células novas, a agitação as separa do calo.

Como as células cultivadas são geneticamente instáveis pode-se fazer uma triagem para selecionar linhagens celulares diferentes. Além do isolamento de mutantes, o cultivo em meio solidificado com ágar, de células isoladas e de pequenos agregados, permite estudos sobre tolerância ao stress e variação somaclonal.

Aplicações: produção de metabólitos secundários em fermentadores industriais (alcaloides, perfumes, enzimas, hormônios etc.); estudo das organelas celulares e embriogênese.

Na cultura de protoplastos, células que sofreram a digestão enzimática da parede são cultivadas e utilizadas em experiências de Engenharia Genética. A fusão de protoplastos possibilita a hibridação somática; a tecnologia do DNA-recombinante permite combinações genéticas novas.



4.2. FUNDAMENTOS TÉCNICOS

Para os técnicos, a cultura de tecidos pode ser definida como “um processo, através do qual, pequenos fragmentos de tecido vivo (explantes) são isolados de um organismo e cultivados assepticamente, por períodos indefinidos em um meio nutritivo semi definido ou definido”. Assim como o meio nutriente e os fatores fisiológicos de crescimento, determinadas características do material experimental (isto é, o tipo de planta estudado) podem influir no crescimento e desenvolvimento in vitro de um explante.

As principais etapas são as seguintes:

SEPARAÇÃO DOS EXPLANTES

ESTERILIZAÇÃO DA SUPERFÍCIE

VÁRIAS LAVAGENS EM ÁGUA DESTILADA

DISSECÇÃO FINAL E ESTABELECIMENTO DA CULTURA

INCUBAÇÃO

SUBCULTURA OU REPICAGEM

4.2.1. SELEÇÃO DO MATERIAL EXPERIMENTAL

As principais características do material experimental que influenciam o crescimento “in vitro” são o genótipo, a idade da planta, do órgão e/ou do tecido, o estado fisiológico, o estado sanitário, as condições em que a planta cresceu no campo, o tamanho e a posição do explante na planta e a posição do explante no cultivo.

4.2.2. A SEPARAÇÃO DO EXPLANTE

Piérik (1988), Dodds e Roberts (195) e Smith R.A. (1997) descrevem as seguintes etapas:

LIMPAR: com água e detergente, eliminando a parte externa se isto for necessário;

DESINFETAR

Mergulhar a peça em etanol 70% durante alguns segundos para eliminar as bolhas. Evitar o uso de etanol 96% que produz desidratação dos tecidos.

Mergulhar 10-30 minutos em NaClO 1% com algumas gotas de detergente (0,08 a 0,012%), mantendo a agitação; (Observação: A água sanitária contém geralmente concentrações de 1,5 a 2% de matéria ativa ou NaClO).



Observação: Vários autores relatam que basta uma concentração de 20% de água sanitária para a obtenção de uma percentagem alta de plantas decontaminadas. Contudo, há variações na concentração de NaClO presente na água sanitária comercializada em diferentes países. Para nós, a concentração adequada de água sanitária como agente desinfetante estaria entre 20 e 50% Por outro lado, o tempo de desinfecção e a concentração do desinfetante variam com o tipo de explante.

LAVAR: 3 vezes em água destilada estéril durante 2, 5 e 15 minutos;

CORTAR O MATERIAL: em condições estéreis, utilizando instrumentos esterilizados antes de iniciar o trabalho (para eliminar esporos).

4.2.3. COMPOSIÇÃO DO MEIO NUTRIENTE

Os principais nutrientes necessários para o crescimento do explante figuram no quadro que segue.

A ÁGUA

SUBSTÂNCIAS ORGÂNICAS: Açúcares, Aminoácidos, Vitaminas, Reguladores: auxinas, citocininas, giberelinas, ácido abcíssico, etileno.

MACRO ELEMENTOS: N, P, K, Ca, Mg, S

MICRO ELEMENTOS: Fe, Co, Zn, Ni, B, Al, Mn, Mo, Cu, I.

MISTURAS DE SUBSTÂNCIAS POUCO DEFINIDAS: Extrato de levedura, Leite de coco, Extratos vegetais, Hidrolisado de caseína, Peptona e triptona.

Um explante necessita basicamente de água, açúcar e sais minerais. A água deve ser destilada ou bi-destilada. O açúcar pode ser sacarose (concentração = 2 a 3%), glicose ou frutose e deve ser acrescentado aos meios nutrientes porque os tecidos verdes não são suficientemente autotróficos “in vitro”. Os minerais também são indispensáveis e são acrescentados aos meios a partir de soluções mães de macro e micro-sais.

Apesar da maior parte das plantas serem capaz de sintetizar vitaminas in vitro, às vezes estas são adicionadas ao meio. Também se adicionam misturas de composição mal definida como o leite de coco, peptona ou extrato de levedura como fonte de nitrogênio e vitaminas.

Os hormônios regulam a distribuição das substâncias elaboradas pela planta assim como o crescimento relativo de seus órgãos. Na cultura in vitro costumam serem usados os seguintes:

HORMÔNIO EFEITO EXEMPLOS

AUXINAS Alongamento celular e expansão dos tecidos, divisão celular e formação de calos, formação de raízes adventícias, inibição da formação de vástagos axilares e adventícios e, frequentemente, embriogênese nos cultivos em suspensão.

IAA, IBA, NAA, 2,4 D

CITOCINAS Diminuem a dominância apical estimulando a formação de vástagos axilares; retardam o envelhecimento.

Cinetina, BA, 2iP e PBA

IAA: ácido indol-acético; NAA: ácido naftaleno-acético; 2,4 D: ácido 2,4- diclorofenoxiacético; cinetina 2iP: 2-isopentiladenina; PBA: benzilaminopurina



Os meios podem ser gelificados com agar em uma concentração de 0,6 a 0,8 %. O pH deve variar 5 e 6,5 sendo ideal o valor de pH = 6. O meio deve ser autoclavado para sua esterilização. Se necessário, alguns dos componentes serão esterilizados por filtração. Em anexo, figura a composição de alguns dos meios mais utilizados na cultura in vitro de tecidos vegetais.

Quando não se conhece a fórmula ideal para determinado cultivo, um desenho experimental permite escolher a melhor concentração dos componentes de um meio. Neste desenho, 4 grupos de substâncias (açúcares, macro-sais, auxinas e citoquininas) variam em 3 concentrações (baixa, média, alta) como indicado no quadro.

SUBSTÂNCIA CONCENTRAÇÃO Podem ser obtidas assim 34=81 combinações das quais será escolhida a que apresentar melhores resultados.

Analise a composição de alguns meios usuais, que figuram na página seguinte

AÇÚCAR (sacarose) 1-2-4%

MACRO-SAIS (MS) 1:4; 1:2 ; 1:1

AUXINA 0,01-0,5-5 mg/l

CITOCININA 0,01-0,5-5,0 mg/l

4.2.4. INFLUÊNCIA DE ALGUNS FATORES FÍSICOS

Geralmente os cultivos são incubados com luz artificial, porém a necessidade de luz é variável até para a germinação de sementes. Pouco se sabe sobre a duração do dia in vitro, mas geralmente se escolhe um período luminoso de 14-16 horas ou contínuo. A temperatura se conserva entre 24 e 26 0 C aceitando-se que a temperatura ideal in vitro é 3 a 4 0 C maior que in vivo. Pela própria composição do meio, nem a umidade nem a disponibilidade de água são fatores limitantes e a umidade relativa atinge 90-100%. Finalmente, deve-se garantir a aeração para uma boa oxigenação.

4.3. ESTABELECIMENTO E MANUTENÇÃO DAS CULTURAS

Mantell et al. (1994) definem a cultura de tecidos como “um processo, através do qual, pequenos fragmentos de tecido vivo (explantes) são isolados de um organismo e cultivados assepticamente, por períodos indefinidos em um meio nutritivo semidefinido ou definido”.

Vimos anteriormente como explantes adequados (gemas, tecidos de reserva, seções do caule ou sementes em germinação) podem ser limpos, desinfetados, lavados e dissecados antes de ser colocados no meio de cultura de composição adequada e em estado semissólido ou líquido. A intervalos frequentes são preparadas as subculturas pela subdivisão de uma única cultura mãe em várias culturas filhas

4.4. COMO PASSAR DO CULTIVO IN VITRO A TERRA

Para o desenvolvimento da planta pode ter sido necessário a transferência a outro recipiente com um meio nutriente de composição igual ou diferente. Às vezes, para regenerar uma planta a partir de um calo são necessários vários destes repiques.

Trata-se de uma etapa delicada, porque em alguns aspectos as plantas cultivadas in vitro são diferentes das plantas cultivadas in vivo. A cutícula (cera) está pouco desenvolvida, as folhas são fotossinteticamente pouco ativas e pode haver uma conexão vascular fraca entre folhas e raiz. São plantas criadas como heterótrofas que devem se adaptar ao modo de vida autótrofo.

Quando o desenvolvimento da planta justifica seu traspasso a terra, deve-se eliminar o agar e todo vestígio de açúcar e transferir a planta a um solo estéril finamente tamisado e pobre em sais. A aclimatação é uma etapa que deve ser acompanhada de muito perto.



5. CRESCIMENTO in vitro DE EMBRIÕES DE MILHO

O milho (Zea mays) é um cereal da família Graminaceae originária do continente americano e atualmente cultivada em quase todo o mundo.

Como em todas as monocotiledôneas, o cotilédone tem como função a transferência dos nutrientes do endosperma à plântula em desenvolvimento. No cultivo in vitro o meio nutriente substitui o endosperma, já que o embrião é retirado junto com o cotilédone.

Em Biotecnologia vegetal, esta modalidade de cultivo in vitro permite resgatar embriões híbridos, resultantes de cruzamentos incompatíveis. Também se utiliza para quebrar a dormência das sementes, encurtando assim o ciclo de vida de algumas plantas. Trata-se de um bom modelo para os estudos fisiológicos ligados à germinação da semente e ao desenvolvimento das plântulas.

Assim como outros órgãos das plantas, os embriões podem ser cultivados em um meio nutriente contendo água, sais minerais, açúcar e ágar.

Materiais: 1 pedaço de espiga de milho, tubos de ensaio com meio nutriente* estéril, 1 faca ou 1 bisturi, palitos estéreis, água sanitária diluída à metade, 3 frascos de água destilada estéril, álcool 960, álcool 700, bico de Bunsen (opcional). Os alunos trabalharão em duplas.

* O meio nutriente (Murashige&Skoog, Taji ou Knop) é uma solução de sais minerais às quais se adiciona sacarose (1 a 5%), ágar (0,7%) e água de coco.

Procedimento

A limpeza do lugar de trabalho é fundamental, assim como a higiene das mãos. O lugar de trabalho será desinfetado com álcool 700. Os participantes lavarão muito bem as mãos e os antebraços com água e sabão, antes de passar álcool 700. Cuidado! O álcool é inflamável. Esterilizar o material contaminado antes de descarta-lo.

1. Desinfecção dos explantes o Separar com uma faca os grãos de milho. o Desinfetar os grãos com a solução de água sanitária (15 minutos), agitando suavemente. o Lavar os grãos três vezes com água destilada estéril (1, 3 e 5 minutos)

2. Extração do embrião

o Perto do bico de Bunsen acesso e com muito cuidado, pressionar suavemente o grão de milho para facilitar a saída do embrião.

o Colher o embrião com um palito estéril (Participante A). O procedimento pode ser visto no vídeo Extração e semeadura do embrião de milho.

Pericarpo Endosperma

Embrião

Cotilédone



3. Semeadura do embrião o Abrir o tubo de ensaio contendo meio de cultivo estéril e flambar a boca do tubo (Participante B). o Deixar cair o embrião dentro do tubo (Participante A). o Flambar novamente a boca do tubo e fecha-lo (Participante B). o A seguir, verificar que o embrião se encontre em contato com o meio. Se não for assim, agitar

suavemente o tubo de modo a acomodar o embrião no meio. 4. Incubação

Na luz, a temperatura ambiente. 5. Estabelecimento da cultura

Resultados

Acompanhar semanalmente medindo a altura (mm) do epicótilo.

Semana 1 2 3 4

Altura do epicótilo (mm)

Representar graficamente a altura (mm) do epicótilo em função do tempo.

Interpretar os dados.



6. O CULTIVO DE CALOS DE CENOURA

O consumo da raiz da cenoura (Daucus carota, família Apiaceae) data do tempo dos Romanos. Documentos do período medieval mostram que as cenouras eram brancas ou púrpura. No século XVI, uma mutação deu origem a uma variedade de cor laranja, selecionada por horticultores holandeses como homenagem à casa de Orange. Hoje essa variedade é a mais frequentemente encontrada.

Em 1958, cultivando explantes de cenoura em água de coco, dentro de um dispositivo rotatório, F. C. Steward mostrou a totipotência das células vegetais. Esse trabalho inovador abriu as portas para o cultivo de tecidos vegetais e para a regeneração de plantas modificadas por engenharia genética.

Muitas das plantas cultivadas não podem ser propagadas diretamente por multiplicação vegetativa. Contudo, explantes de raiz colocados em um meio com os nutrientes adequados podem dar origem a um calo, que é uma massa de células não diferenciadas. No calo aparecem, eventualmente, embrióides que podem ser transferidos a um meio de diferente composição, onde se desenvolverão regenerando a planta inteira.

Um corte longitudinal de cenoura (Figura 1) mostra uma fina epiderme com pelos radiculares, o córtex de tecidos fundamentais e o endoderme. O cilindro vascular está rodeado pelo periciclo, que forma as raízes laterais. Dentro encontram-se os vasos do xilema e do floema), o câmbio que os origina e tecido parenquimatoso.

Figura 1. Corte longitudinal de raiz de cenoura

Objetivo: Cultivar explantes de tecidos de cenoura, in vitro.

Materiais

Cenoura, faca, azulejo, frasco desinfetante com água sanitária 50%, 3 frascos com água estéril, pinças, papel toalha, béquer com álcool 950, duas placas de Petri com papel toalha estéril, 4 frascos com meio nutriente estéril *, palitos estéreis, álcool 700, bico de Bunsen (opcional).

* O meio nutriente (Murashige&Skoog ou Taji) é uma solução de sais minerais às quais se adiciona sacarose (1 a 5%), ágar (0,7%) e água de coco.

Pelos radiculares

Cilindro vascular

Exoderme

Córtex

Endoderme



Procedimento

A limpeza do lugar de trabalho é fundamental, assim como a higiene das mãos. O lugar de trabalho será desinfetado com álcool 700. Os participantes lavarão muito bem as mãos e os antebraços com água e sabão, antes de passar álcool 700. Cuidado! O álcool é inflamável. Esterilizar o material contaminado antes de descarta-lo.

1. Esterilização da superfície da cenoura

o Em um azulejo bem limpo, cortar com uma faca um pedaço de cenoura de 3 a 6 cm, descartando ambas as extremidades da raiz.

o Raspar para retirar a epiderme e marcar com algum corte a extremidade inferior da raiz.

o Desinfetar durante 20 a 30 minutos em água sanitária (hipoclorito de sódio) diluída à metade (50%) e com uma gota de detergente.

o Lavar 3 vezes em água estéril durante 1, 3 e 5 minutos, tendo a precaução de limpar previamente o frasco e a tampa com álcool.

o Agitar suavemente durante todo o procedimento.

2. Obtenção dos explantes

o Sempre em condições assépticas, transferir o pedaço de cenoura a uma placa de Petri com papel toalha estéril para eliminar as partes queimadas, com uma faca ou bisturi estéril.

o Transferir novamente o pedaço de cenoura a uma segunda placa de Petri com papel de filtro estéril e cortar uma rodela fina de 1 a 2 mm de espessura.

o Separar o cilindro vascular e corta-lo em 4 partes, como indicado abaixo:

Descartar Conservar Descartar

Explantes



3. Estabelecimento da cultura

Em condições assépticas, semear os quatro explantes mantendo a polaridade, nos frascos com meio nutriente.

4. Incubação

A 25 0 C, na escuridão.

5. Subcultura ou repique

Sempre em condições assépticas, descartar mensalmente o tecido necrosado e transferir os explantes a meio novo. Depois de um tempo, transferir os explantes a um meio nutriente contendo sais minerais e sem água de coco, e incubar na luz.

Resultados

Detalhar em relatório.



7. O CULTIVO DE MERISTEMAS DE ALHO

O alho (Allium sativum, família Amaryllidaceae) é uma monocotiledônea, originária da Ásia. O bulbo, ou cabeça de alho, está formado por bulbilhos ou dentes de alho (Figura 1).

Devido às propriedades aromáticas conferidas pela alicina, esses bulbilhos têm-se tornado um condimento indispensável na culinária de vários povos.

Com algumas propriedades antimicrobianas, o alho também é utilizado na medicina popular para o controle da pressão sanguínea, do colesterol, da doença coronária e da aterosclerose.

A propagação é assexuada, a partir dos bulbilhos. No alho-semente, consegue-se eliminar os vírus por cultivo in vitro dos meristemas próximos ao disco caulinar basal. Existem diversas estratégias de melhoramento genético, baseadas na informação existente nos Bancos de Germoplasma.

Figura 1. O alho (Allium sativum).

Acima: corte da cabeça de alho; abaixo: corte longitudinal de um dente de alho, mostrando o disco caulinar basal.

Materiais

Um dente de alho, bisturi ou faca afiada, azulejo, frasco desinfetante com água sanitária diluída à metade, 3 frascos com água destilada estéril, pinças, papel toalha, uma placa de Petri com papel toalha estéril, 4 frascos com meio nutriente estéril *, palitos estéreis, álcool 700, bico de Bunsen (opcional).

* O meio nutriente é uma solução de sais minerais às quais se adiciona sacarose (1 a 5%), ágar (0,7%) e água de coco.

Procedimento

A limpeza do lugar de trabalho é fundamental, assim como a higiene das mãos. O lugar de trabalho será desinfetado com álcool 700. Cuidado! O álcool é inflamável. Os participantes lavarão muito bem as mãos e os antebraços com água e sabão, antes de passar álcool 700.

Esterilizar o material contaminado antes de descarta-lo.

Disco caulinar basal

Broto



1. Separação dos explantes

Descascar o bulbilho (dente de alho) e cortar rente à parte seca da base, como observado na figura abaixo.

2. Desinfecção da superfície dos explantes

Esterilizar o bulbilho por imersão, durante 20 minutos, em água sanitária diluída à metade adicionada de uma gota de detergente.

3. Lavagens em água destilada estéril

Fazer 3 lavagens de 1, 3 e 5 minutos, agitando suavemente.

4. Estabelecimento da cultura

o Em condições assépticas, levar os dentes de alho a uma placa de Petri contendo papel toalha estéril.

o Com um bisturi afiado, separar uma lâmina de 2 mm no disco basal e cortá-la ao meio.

o Transferir os dois explantes para o frasco com meio de cultivo estéril, mantendo a polaridade de um dos fragmentos e invertendo a do outro.

5. Acompanhamento

Observar semanalmente o crescimento dos explantes. Preparar o relatório correspondente.



8. A ABSORÇÃO DE ÁGUA

A embebição consiste na absorção de água pelas células, devido ao poder higroscópico dos colóides existentes no protoplasma. Nesta atividade estudaremos a variação de peso e superfície de fragmentos de algas devido à embebição em diferentes condições.

8.1. INFLUÊNCIA DA PRESSÃO OSMÓTICA

Material (por grupo): kombu, tesouras, 5 placas de Petri, água destilada, 100 mL de c/solução de NaCl (5,0 M, 2,0 M, 1 M, 0,5 M), papel milimétrico, papel de filtro, papel manteiga ou magipack, espátula, balança.

a) Cortar 15 quadradinhos de 2 cm de lado de "kombu";

b) Dividir os quadradinhos em 5 grupos e pesá-los;

c) Colocar o primeiro grupo em uma placa de Petri com 20 ml de água destilada, o segundo grupo em 20 ml de NaCl 0,5 M, o terceiro grupo em 20 ml de NaCl 1,00 M, o quarto grupo em 20 ml de NaCl 2,0 M, o quinto grupo em 20 ml de NaCl 5,0 M. Deixar em repouso duas horas;

d) Determinar a variação da massa (referido a 100%) e superfície do material;

e) Depois de anotar os dados, construir o gráfico correspondente.

CONCENTRAÇÃO DE NaCl 0 0,5 M 1 M 2 M 5 M

SUPERFÍCIE INICIAL (mm2)

SUPERFÍCIE FINAL (mm2)

VARIAÇÃO DE SUPERFÍCIE (%)

MASSA INICIAL (mg)

MASSA FINAL (mg)

VARIAÇÃO DE MASSA (%)

Como a pressão osmótica influi na embebição?



8.2. INFLUÊNCIA DO pH

Material: kombu, tesouras, 9 placas de Petri, água destilada, 100 mL de solução de NaOH 0,1 N, 100 mL de solução HCl 0,1 N, provetas e pipetas, papel indicador de pH, papel milimétrico, papel de filtro, papel manteiga ou Magipack, espátula, balança.

a) A partir de soluções 0,1 N já existentes, preparar 20 ml de cada uma das seguintes soluções de NaOH e HCl: 0,01, 0,001 e 0,001 N;

b) Colocar em diferentes placas de Petri, 20 ml de cada uma das soluções acima indicadas. Em outra placa colocar 20 ml de água destilada. Determinar o pH de cada solução usando papel indicador universal;

c) Preparar 9 lotes de Kombu, cada um com 3 quadradinhos de 2 x 2 cm de peso conhecido. Colocar um lote em cada placa de Petri;

d) Após uma hora aproximadamente verificar as variações de peso e superfície dos quadradinhos.

CUIDADOS: Remover os quadradinhos com espátula. Secá-los rapidamente antes das pesagens, entre 2 folhas de papel de filtro. Usar para as pesagens, papel manteiga. Para verificar as variações de superfície, colocar papel milimétrico sob a placa de Petri.

e) Anotar os dados na tabela:

SOLUÇÕES SUP. INICIAL (mm2) SUP. FINAL (mm2) MASSA INICIAL (mg) MASSA FINAL (mg)

HCl 0,1 N

HCl 0,01 N

HCl 0,001 N

HCl 0,0001 N

H2O

NaOH 0,0001 N

NaOH 0,001 N

NaOH 0,01 N

NaOH 0,1 N

Com os dados obtidos construa uma curva cujo eixo das ordenadas corresponda às variações de peso e o das abcissas aos valores de pH. Interprete.

Como o pH influi na embebição?



9. A ESTRUTURA DA RAIZ E DO CAULE

9.1. OBSERVAÇÃO MICROSCÓPICA DE LÂMINAS PRONTAS

9.2. A RAIZ

Observe a variação morfológica das raízes e preencha o quadro abaixo:

PLANTA TIPO DE RAIZ CARACTERÍSTICA PRINCIPAL

9.2. O CAULE

Observe os diversos tipos de caule e preencha o quadro abaixo:

PLANTA TIPO DE CAULE CARACTERÍSTICA PRINCIPAL



10. TRANSPORTE ATRAVÉS DO CAULE

A água e os sais minerais sobem das raízes às folhas e, daí se dirige para todas as partes da planta. É um fato surpreendente que colunas de água possam subir dez metros ou mais através do tronco de uma árvore muito alta. A quantidade de água transportada e a velocidade com que se efetua o transporte dependem de vários fatores externos e internos. O mais importante dos fatores internos é a estrutura anatômica.

Utilizando seus conhecimentos sobre estrutura do caule, explique por que a remoção de uma parte circular da casca de uma árvore poderá resultar em morte para a mesma.

No vegetal circulam dois tipos de seiva que são de constituição química diferente. Cite as substâncias que entram na composição de cada uma deles.

Várias teorias tentam explicar a ascensão da seiva bruta na planta. Comente as causas que atualmente são consideradas como responsáveis por esta ascensão.

A ASCENSÃO DA SEIVA (observação)

Material: 2 frascos de 100 mL, solução de azul de metileno a 0,1%, solução de eosina a 0,1%, lâmina de barbear, cuba com água, Lâminas e lamínulas, microscópio, plantas de caule herbáceo envasadas.

Procedimento:

a) Colocar, em um frasco, um pouco da solução de eosina e, em outro, a de azul de metileno.

b) Pegar uma planta herbácea e, com as raízes e parte do caule submersos em uma cuba com água, secionar, transversalmente, com a lâmina de barbear, a região entre a raiz e o caule.

c) Deixar a planta em posição vertical, dentro da cuba. Cuidado para não molhar as folhas.

d) Repetir o procedimento anterior com outra planta de igual porte.

e) Retirar as duas plantas da cuba, cuidadosamente, em posição vertical, mergulhando a extremidade secionada de cada uma na solução de cada frasco (uma na solução de eosina, e a outra na solução de azul de metileno).

f) Observar e anotar o tempo de ascensão das soluções em cada planta até chegar às folhas.

g) Qual das soluções sobe mais rapidamente?

Sabe-se que a celulose, em contato com a água, apresenta carga elétrica negativa em sua superfície. O azul de metileno tem carga elétrica negativa, e a eosina tem carga positiva. Considerando estes fatos, explique por que ocorre diferença de velocidade na ascensão das soluções usadas.

h) Utilizando os caules da experiência, fazer cortes transversais e longitudinais, montando em lâmina com água e observando ao microscópio, para comprovação da ascensão da seiva até as folhas.

i) Identificar os vasos condutores das soluções coradas (eosina e azul de metileno)



11. A TRANSPIRAÇÃO

11.1. DETECÇÃO DA TRANSPIRAÇÃO

Depois de ler atentamente as instruções preparar uma lista e separar o material necessário.

Preparação do papel de cobalto: cortar tiras de papel de filtro de 2 x 6 cm, mergulhá-las em solução aquosa de CoCl2 a 5 %; colocá-las distendidas sobre uma placa de

vidro e levá-las à estufa a 80. Depois de secas, manté-las em dessecador.

a) Tomar fitas de papel de cobalto secas (cor azul) e colocá-las em contato com as epidermes inferior e superior de várias folhas. Isto é feito com auxílio de madeira (pregador de roupa).

b) Examinar as folhas e anotar o tempo necessário para mudar a cor primitiva do papel de cobalto.

Organize seus resultados numa tabela.

11.2. OS ESTÔMATOS E A TRANSPIRAÇÃO

A estrutura das folhas favorece a perda de água por evaporação. Os estômatos são estruturas foliares que se abrem e fecham-se permitindo a modulação da transpiração. Nesta atividade verificaremos o grau de abertura estomática em folhas de diversos tipos.

Depois de ler atentamente as instruções, preparar uma lista e separar o material necessário.

a) Separar os seguintes líquidos: éter de petróleo, xilol, álcool etílico absoluto, vaselina líquida. Estes líquidos têm a capacidade de se infiltrar através das fendas estomáticas, e a série acima está disposta segundo a capacidade decrescente de penetração através de pequenas fendas (ordem crescente de viscosidade).

b) Tomar folhas da planta que quiser verificar o grau de abertura estomática, e depositar sobre a mesma uma pequena gota de um dos líquidos indicados, observando imediatamente. Se houver infiltração, deverão aparecer manchas que serão vistas contra a luz.

Notação para o grau de abertura:

- = infiltração nula

+ = infiltração duvidosa ou fraquíssima (pontuações raras)

++ = infiltração reduzida (pontos esparsos)

+++ = infiltração regular (manchas pequenas e interrompidas)

++++ = infiltração intensa (manchas completas)

c) Anotar os dados nas tabelas anexas.



Data: Hora: Temperatura: Umidade relativa:

PLANTA EPIDERME ÉTER XILOL ÁLCOOL VASELINA

Superior

Inferior



Superior

Inferior



Superior

Inferior

Compare seus resultados com os obtidos na atividade anterior. Faça a crítica do método. Esse método é aplicável a todas as plantas?

Complemente esta atividade com a observação microscópica de lâminas.

11.3. MEDIDAS DA TRANSPIRAÇÃO

11.3.1. MÉTODO DA BALANÇA

Material (por grupo): plantas envasadas (várias espécies), cordão. Para a turma: balança.

Cada grupo trabalhará com um tipo de planta.

Procedimento.

a) Tarar a balança.

b) Retirar uma folha de uma das plantas envasadas e pesá-la o mais rápido possível. Anotar o valor no quadro que segue.

c) Amarrar, com um cordão, o pecíolo da folha e pendurá-la, de modo que ambas as faces fiquem nas mesmas condições de arejamento. Não deve haver incidência direta de luz solar na folha.

d) Fazer o mesmo com uma folha de cada uma das outras plantas (sempre uma de cada vez);

e) Pesar, de 10 em 10 minutos, as folhas utilizadas na experiência, tendo o cuidado de retirar, previamente, o cordão;

f) Anotar no quadro todos os valores obtidos nas pesagens.



Planta:

Tempo (minutos)

0 10 20 30 40 50

Massa (mg)

Planta:

Tempo (minutos)

0 10 20 30 40 50

Massa (mg)

Planta:

Tempo (minutos)

0 10 20 30 40 50

Massa (mg)

g) Construir um gráfico com os dados obtidos.

h) Interpretar.

Qual das plantas transpirou mais no mesmo espaço de tempo? Que causas poderiam ser apontadas como responsáveis pela maior ou menor intensidade da transpiração das plantas utilizadas?

11.3.2. POTOMETRIA

Material (por grupo): 1 erlenmeyer, plasticina, parafina, algodão, espátula, um tubo de vidro curvado em

90·, bico de bunsen, ramo de arbusto com várias folhas, foco de luz.

Procedimento

a) Encher, completamente, o frasco com água;

b) Colocar o ramo num dos orifícios da tampa e, no outro, a pipeta;

c) Tampar o frasco. Nenhuma bolha de ar deve ficar no conjunto;

d) Enxugar os orifícios e a borda da tampa, e fechá-los com algodão e com parafina derretida, ou com plasticina.

e) Marcar o nível da água na pipeta e iluminar a planta;

f) Observar a descida do nível da água na pipeta.

Por que as folhas do ramo usado na experiência não devem estar molhadas? Que conclusões podem ser tiradas a respeito desta experiência?

MONTAGEM OUTRA MONTAGEM ALTERNATIVA



11.4. GUTAÇÃO (demonstração)

Material: 3 plantas jovens de milho (de 6 a 8 dias), envasadas,

cujo solo esteja bem seco, água de torneira de 35 a 40C, água

da torneira a 0C, termômetro, 3 frascos de boca larga.

Procedimento

a) Etiquetar cada um dos vasos que contêm as plantas com as seguintes indicações:

A = solo seco; B = água de 35 a 40C; C = água a 0C

b) Regar, abundantemente, os vasos II e III com a água nas temperaturas indicadas;

c) Cobrir cada uma das plantas com um frasco invertido;

d) Observar o comportamento de cada uma das plantas.

Qual das plantas realizou a gutação? Que condições ambientais possibilitaram a gutação nesta experiência? Em que região da folha foi observada a gutação? Identifique as estruturas 1, 2, 3 e 4 na figura anexa, representando um corte transversal de folha hidatódio. Os hidatódios eliminam apenas água pura? Por quê?



12. OS PIGMENTOS DOS VEGETAIS

A grande maioria dos seres vivos depende direta ou indiretamente da fotossíntese. O produto primário da fotossíntese é a glicose, um açúcar que, além de servir como fonte de energia para os processos vitais, pode ser convertida em diversos tipos de substâncias que a planta utiliza.

Nos vegetais superiores, encontram-se pigmentos contidos em plastos, como as clorofilas e os carotenoides, e aqueles contidos em vacúolos, como as antocianinas.

Estes pigmentos têm capacidade de absorver algumas das faixas do espectro luminoso e refletir outras. As radiações absorvidas são particularmente importantes pela quantidade de energia que poderão fornecer para as reações intracelulares, sendo que as clorofilas se destacam dentre os demais, sob este aspecto, enquanto as radiações refletidas determinam a variação de coloração apresentada pelos mesmos.

Quais as faixas do espectro luminoso que são absorvidas e refletidas, respectivamente pelas clorofilas a e b?

Estruturalmente, em que diferem as moléculas de clorofila a e b?

Explique a relação que existe entre comprimento de onda e quantidade de energia na radiação luminosa. Dentre os pigmentos vegetais, quais os que participam diretamente na fotossíntese?

Nesta atividade iremos separar pigmentos de folhas de vegetais.

Material (por grupo): Folhas verdes e de outras cores (de diversos vegetais), bisturi ou lâmina de barbear. Pra a turma: placa de aquecimento, bastão de vidro, pipetas Pasteur, béquer com água, placas de Petri, discos de papel de filtro, tubos de ensaio, estante, pinças para tubo de ensaio, foco de luz, solução fraca de

um ácido, solução fraca de uma base, álcool a 80, acetona.

Procedimento

a) Cortar as folhas verdes (grama) em pedaços bem pequenos e coloque-os em tubos de ensaio contendo

álcool a 80 (2/3 do tubo).

b) Colocar os tubos de ensaio em banho Maria, até que o álcool tenha dissolvido os pigmentos das folhas.

c) Decantar o líquido para outro tubo de ensaio.

d) Observar a coloração apresentada pelo extrato de folhas verdes sob a ação da luz direta e refletida.

e) Marcar o centro de um disco de papel de filtro com um ponto a lápis (não usar tinta, não dobrar e não machucar o papel).

f) Colocar o disco de papel de filtro sobre uma placa de Petri.

g) Tirar um pouco de extrato com uma pipeta e gotejar no ponto marcado no disco. Aguardar a difusão dos pigmentos.

h) Colocar, se o disco de papel apresentar círculos azulados ou avermelhados, uma gota de solução básica ou ácida nos mesmos. Observar.

Você pode variar o procedimento utilizando folhas coloridas e acetona como solvente a temperatura ambiente.



Perguntas

Qual a coloração apresentada pelo extrato de folhas verdes sob a ação da luz direta e refletida? Qual o comportamento dos pigmentos sob a ação de um ácido ou de uma base? Anexe setores de papel de filtro mostrando os diferentes pigmentos separados. Escreva a legenda correspondente.

Explique o comportamento da clorofila sob a luz direta e refletida.

Que interpretação poderá ser dada ao comportamento dos pigmentos sob a ação de um ácido ou de uma base?

Algumas folhas são totalmente avermelhadas. Neste caso, como estas plantas realizam a fotossíntese?

Como se explica a mudança da cor verde de algumas árvores para vermelho, em certa época do ano.



13. A ESTRUTURA FOLIAR

A fotossíntese ocorre em células que têm clorofilas. Esses pigmentos absorvem a energia luminosa que, no processo, transforma-se em energia química utilizada na síntese de glicose.

A glicose é consumida na respiração de todas as células, clorofiladas ou não. Assim as células clorofiladas realizam os dois processos, fotossíntese e respiração; as aclorofiladas só realizam respiração.

Embora a fotossíntese ocorra em qualquer órgão clorofilado dos vegetais, é nas folhas, graças a sua estrutura, que esse processo é mais eficiente. Nesta atividade, analisaremos a estrutura das folhas e sua relação com fotossíntese e respiração.

13.1. MORFOLOGIA DA FOLHA

Quais as principais características morfológicas de uma folha? Que células das folhas realizam fotossíntese? Que estrutura parece adequada para a entrada de ar nas folhas? Se a folha estiver sob uma intensidade luminosa que favoreça a fotossíntese, que gás as células do parênquima absorvem do ar existente nas lacunas? Que gás elimina para ele? O oxigênio eliminado para as lacunas corresponde ao total produzido nos protoplastos? Compare os teores de CO2 e de O2 do ar que entra e sai da folha nesta situação.

Em laminas prontas ou em imagens, reconhecer as estruturas representadas a seguir.



13.2. OS ESTÔMATOS E A FOTOSSÍNTESE

A estrutura das folhas permite trocas rápidas de CO2 e O2, fazendo delas órgãos perfeitamente adaptados para a fotossíntese. Por outro lado a estrutura das folhas favorece a perda de água por evaporação. Os estômatos são estruturas foliares que podem abrir e fechar permitindo a modulação de ambos os processos.

Material (por grupo): 1 folha de vegetal, 1 microscópio, 2 lâminas e lamínulas, 1 lâmina de barbear, papel de filtro, pincel, 10 mL de solução de sacarose a 10%.

Procedimento:

a) Destacar com uma pinça ou com a unha um pedaço da epiderme de uma folha e colocá-la entre lâmina e lamínula, com uma gota d’água. Distende-la com um pincel e observar ao microscópio, sob objetiva de aumento médio.

b) Focalizar um estômato e representá-lo em desenho esquemático.

c) Procurar outros estômatos e representá-los em desenho esquemático.

d) Substituir a água da preparação por uma solução concentrada de água e açúcar. Observar ao microscópio.

e) Procurar outros estômatos na preparação e observar se eles apresentam o mesmo aspecto. Os estômatos estão abertos ou fechados?

Explique o comportamento dos estômatos em água e solução de sacarose. Qual a importância deste comportamento para a troca gasosa? Qual a importância deste comportamento para o controle da perda de água?



14. A FOTOSSÍNTESE

14.1. CONCEITOS BÁSICOS

DESCOBERTAS DE PRIESTLEY

A descoberta da fotossíntese é relativamente recente. Esse processo foi mencionado pela primeira vez em 1772, em um artigo escrito pelo químico inglês Joseph Priestley (1733-1804), onde ele diz: “Fiquei muito feliz em encontrar acidentalmente um método de restaurar o ar que foi injuriado pela queima das velas e descobrir pelo menos um dos restauradores que a natureza emprega para essa finalidade: a Vegetação”.

Naquela época, sabia-se que a queima de velas ou a respiração animal em um ambiente fechado “esgota” o ar, tornando-o irrespirável. Priestley foi o primeiro a observar que quando uma planta era introduzida no ambiente “esgotado”, depois de algum tempo o ar se tornava novamente respirável.

Ar “esgotado” Ar “puro”

(irrespirável) plantas (respirável)

Essa descoberta causou um grande impacto no mundo científico. O fato de a vegetação “recuperar” o ar explicava porque ele permaneceu respirável durante milhões de anos, sem ter se deteriorado com a respiração dos animais e com os processos de combustão.

DESCOBERTAS DE INGEN-HOUZS

Outro passo importante na elucidação do processo de “recuperação” do ar pelas plantas foi dado em 1779, quando o médico holandês Jan Ingen-Houzs (1730-1799) descobriu que, para realizar a recuperação do ar, as plantas precisavam ser iluminadas. Assim, acrescentou-se à descoberta de Priestley um novo elemento: a luz.

Ar “esgotado” luz Ar “puro”

(irrespirável) plantas (respirável)

Os químicos logo descobriram que o ar esgotado pela respiração era pobre em gás oxigênio e rico em gás carbônico, e que as plantas, na presença de luz, invertiam essa situação. A equação de Priestley passou a ser escrita, então, de forma mais elaborada:

Ar rico em luz Ar rico em

gás carbônico oxigênio

(CO2) plantas (O2)

Por essa equação, tinha-se a impressão de que as plantas decompunham CO2 e liberavam os átomos de oxigênio desse gás, na forma de O2. Admitindo-se que fosse assim, onde teriam ido parar os átomos de carbono?

Em 1776, Ingen-Houzs propôs a hipótese de que as plantas usavam o carbono do CO2 para fabricar suas próprias substâncias orgânicas; o O2 liberado seria apenas um subproduto dessa utilização.



A partir de então, o processo passou a ser chamado de fotossíntese para indicar que nele ocorria síntese de substâncias de carbono (que hoje sabemos ser primariamente a glicose) em presença da luz.

Gás carbônico luz Compostos orgânicos + Gás oxigênio

(CO2) plantas (ricos em carbono) (O2)

DESCOBERTAS DE SAUSSURE

Em 1804, o cientista suíço Nicolas Théodore de Saussure (1767-1845) mostrou que a água era um dos reagentes no processo de fotossíntese, juntamente com o gás carbônico. A equação foi então novamente modificada:

Gás carbônico + Água luz Compostos orgânicos + Gás oxigênio

(CO2) (H2O) plantas (ricos em carbono) (O2)

As pesquisas mostraram que, na maioria dos casos, o composto orgânico formado diretamente na fotossíntese era a glicose, um açúcar de fórmula C6H12O6. Acertando as proporções dos átomos entre os reagentes e os produtos, a equação da fotossíntese passou a ser escrita em símbolos químicos:

6 CO2 + 6 H2O luz 1 C6H12O6 + 6 O2

(gás carbônico) (água) plantas (glicose) (oxigênio)

EXPERIMENTOS DE CALVIN

Na década de 1940, uma importante experiência trouxe nova compreensão sobre o processo da fotossíntese. Pesquisadores da equipe de Melvin Calvin (1911-) forneceram à alga verde Chlorella moléculas de água cujos átomos de oxigênio eram mais “pesados” que os oxigênios comuns. Essa foi a maneira encontrada pelos cientistas para “marcar” os átomos de oxigênio da água, distinguindo-os dos átomos de oxigênio do gás carbônico. (A forma mais comum de átomos de oxigênio encontrados na natureza é o isótopo O16, com oito prótons e oito nêutrons. Outro isótopo do oxigênio é o O18, com oito prótons e dez nêutrons: essa forma mais rara e mais pesada que o oxigênio comum).

Os pesquisadores verificaram que, na fotossíntese realizada pela alga citada, apenas o gás oxigênio apresentava átomos “pesados”. Não havia qualquer oxigênio “pesado” na glicose formada. A conclusão foi que todo o gás oxigênio (O2) produzido na fotossíntese era constituído por átomos provenientes, exclusivamente, das moléculas de água segundo a reação de Hill:

2H2O 4 e- + 4 H+ + O2

(para a clorofila) (para o NADP) (liberado)

Analisando os coeficientes da equação do item anterior, vemos ser impossível surgirem seis moléculas de O2 (que contem doze átomos de O) a partir de seis moléculas de água ( que contem apenas seis átomos de O).

Para explicar os resultados do experimento de Calvin, é preciso considerar a participação de, pelo menos, doze moléculas de água como reagentes. No final do processo de fotossíntese, surgem novamente seis moléculas de água.

A equação completa fica, então, escrita da seguinte forma:

6 CO2 + 12 H2O luz C6H12O6 + 6 O2 + 6 H2O

(gás carbônico) (água) plantas (glicose) (gás oxigênio) (água)



A etapa química da fotossíntese independe da luz e compreende as reações de síntese de glicose, uma via metabólica cíclica conhecida como ciclo das pentoses ou ciclo de Calvin-Benson, em homenagem aos cientistas que elucidaram suas principais reações. Estas foram identificadas através do emprego de isótopos radioativos.

Os pesquisadores forneceram CO2 marcado com carbono radioativo à alga Chlorella e, de tempos em tempos, identificavam que substâncias orgânicas da alga haviam se tornado radioativas. Cerca de 30 segundos depois de fornecido o CO2 marcado à alga já era possível detectar moléculas radioativas de glicose.

Na etapa química da fotossíntese, os hidrogênios provenientes das moléculas de água e temporariamente armazenados no NADPH2 reagem com moléculas de gás carbônico (CO2) provenientes do meio produzindo glicose. Para que essas reações ocorram é necessário o fornecimento de energia, garantido pelo ATP que se formou nas fotofosforilações (adição de fosfatos no ADP usando energia da luz).

Podemos representar os principais acontecimentos como na figura da página seguinte.

CLARO

Fotólise da água

ESCURO

Redução do CO2

24 H 12 H2O 6 O2 para a atmosfera

12 H + 6 CO C6H12O6 Para ser armazenado 12 H + 6 O 6 CO2 6 H2O da atmosfera

RESUMO

A molécula responsável pela absorção da energia luminosa é a clorofila. Nos eucariontes ela se encontra numa estrutura especializada, o cloroplasto.

Para a realização da fotossíntese, além dos plastos contendo os pigmentos fotossinteticamente ativos, são indispensáveis luz, água e CO2.



As radiações participam ativamente do processo fotossintético, possibilitando 2 etapas distintas: etapa fotoquímica e etapa enzimática.

Na etapa fotoquímica, ocorre a transformação da energia luminosa em energia química, enquanto na etapa enzimática, esta energia é utilizada para a redução de CO2 a carboidrato.

Perguntas

Qual a importância do Sol e das plantas para nosso planeta?

Onde se localiza a clorofila nas cianofíceas? E nos eucariontes?

Quais as cores mais importantes para a fotossíntese?

Escreva a equação geral da fotossíntese.

De onde vem o oxigênio desprendido na fotossíntese? Como se chegou a essa descoberta?

O que acontece com a molécula de clorofila quando recebe luz?

Onde ocorre a fase luminosa? Quais suas matérias primas e seus produtos?

Qual a diferença entre a fosforilação cíclica e a acíclica?

Qual o papel da água na fotossíntese?

Qual o destino das substâncias produzidas na fase luminosa?

Onde ocorre a fase escura? O que é gasto e qual o primeiro açúcar produzido nesta etapa?

O aldeído fosfoglicérico pode seguir vários caminhos, além da produção da glicose. Quais são eles?

Qual o destino da glicose na planta?



15. EVIDENCIAS EXPERIMENTAIS DA FOTOSSÍNTESE (demonstrações)

15.1. A ABSORÇÃO DE CO2

Aproximadamente um 90% da matéria viva está formado por carbono, hidrogênio e oxigênio. Destes elementos o carbono (C) representa 50% da matéria seca. Considerando a ínfima proporção de C nos meios abióticos, este deve ser absorvido e concentrado nos seres vivos durante o processo de fotossíntese.

Material (por grupo): 2 ramos de Elodea, 3 tubos de ensaio, água de aquário, azul de bromotimol, amoníaco diluído, canudinho, óleo mineral, papel de alumínio, fonte de luz.

Procedimento:

a) Com água de aquário, preparar aproximadamente 50 mL de azul de bromotimol. Acrescentar amoníaco gota a gota até o líquido ficar azul. Borbulhar CO2 até a solução ficar amarela.

b) Distribuir a solução de azul de bromotimol em 3 tubos de ensaio (A, B e C).

c) Colocar os ramos de Elodea nos tubos A e B.

d) Cobrir o líquido dos 3 tubos com um pouco de óleo mineral.

e) Colocar os tubos A e C perto de uma fonte de luz e cobrir o tubo B com papel de alumínio.

f) Observar a cor dos tubos 30 minutos depois.

Qual a importância da fonte de luz nas mudanças observadas?

Numerosas substâncias orgânicas (indicadores de pH) mudam de cor quando a acidez do meio varia. O azul de bromotimol, por exemplo, é muito sensível as variações de acidez devidas ao CO2 dissolvido em meios próximos à neutralidade. Considere a equação a seguir:

CO2 + H2O HCO3+ + H3O+

Como se modificou o equilíbrio e qual a cor do meio quando acrescentamos amoníaco? Como se alterou o equilíbrio e qual a cor do meio quando borbulhamos CO2? Explique as mudanças de cor observadas nesta experiência.

15.2. PESQUISA DO AMIDO

A glicose produzida na fotossíntese é, em parte, transformada em amido e armazenada nas células da folha. Esta produção de amido pode ser demonstrada por meio do experimento a seguir.

Material (por grupo): Folhas de flor de chagas (Tropaeolum), de gerânio (Phyllanteus) e/ou de Coleus, placa de Petri, lugol. Para a turma: placa elétrica, álcool 95,



Procedimento

a) Tomar folhas manchadas ou colocar um papel à prova de luz, cobrindo-as parcialmente. Desenhar aproximadamente as regiões clorofiladas e as albinas.

b) Após expor as plantas ao sol por cerca de 2 dias, cortar as folhas, mergulhá-las durante 1-2 minutos em álcool 95 em ebulição, até a retirada total da clorofila.

c) Colocá-las então num prato ou placa de Petri contendo lugol e verificar a distribuição do amido.

Compare a distribuição do amido com a distribuição de clorofila que você desenhou.

Como se explica o aparecimento do amido em células que realizaram a fotossíntese?

15.3. O DESPRENDIMENTO DE O2

A fotossíntese é resumida pela seguinte equação:

6 CO2 + 6 H2O C6H12O6 + 6 O2

Nesta atividade observaremos a produção de O2 por plantas aquáticas.

Material (por grupo): Cuba, funil, tubo de ensaio, água de aquário, solução de bicarbonato de sódio 2%, Elodea.

Procedimento

a) Tomar uma cuba e encha-a com água de aquário e solução de bicarbonato de sódio 2% na proporção 1:1.

b) Tomar alguns ramos, recém-cortados, de Elodea, colocá-los sob um funil invertido, e mergulhar o conjunto na cuba, prendendo o funil por ganchos laterais. O pescoço do funil deve ficar totalmente imerso.

c) Encher com água um tubo de ensaio, tapar sua abertura com um dedo, invertê-lo sobre o tubo de funil, retirando o dedo lentamente depois de mergulhado, de modo a ficar totalmente cheio de água.

d) Colocar o conjunto ao sol ou sob uma lâmpada forte. Observe o que acontece com as plantas e com a água do tubo.

e) Quando o nível da água no tubo estiver bem baixo, retirá-lo tapando-lhe a abertura com um dedo; invertê-lo e verificar qual o gás contido, tentando reacender uma estilha de madeira.

Descreva e interprete o que observou.



16. FATORES QUE INFLUEM NA FOTOSSÍNTESE

16.1. AÇÃO ISOLADA

Entre os fatores que influem na taxa de fotossíntese estão a intensidade luminosa, a concentração de CO2 e a temperatura.

16.1.1. INTENSIDADE LUMINOSA

Das intensidades luminosas assinaladas, qual é a ótima, x ou y? O que acontece com a taxa de fotossíntese quando a planta é mantida sob intensidade luminosa ótima? O que são plantas de sol? E plantas de sombra?

16.1.2. CONCENTRAÇÃO DE CO2

Compare esse gráfico ao anterior. As curvas obedecem ao mesmo padrão? Qual a concentração ótima de CO2 no gráfico da figura ao lado? O que acontece com a taxa de fotossíntese quando a concentração de CO2 se torna ótima?

16.1.3. TEMPERATURA

De que maneira a temperatura influi na velocidade das reações enzimáticas? Qual a temperatura ótima para a planta correspondente à fig anexa? O que ocorre com a taxa de fotossíntese quando a temperatura

aumenta de 37C para 40C? O que deve acontecer à fotossíntese se a temperatura continuar a aumentar?



16.2. AÇÃO SIMULTÂNEA

Quando diversos fatores influem sobre um processo fisiológico, seu rendimento depende do fator menos favorável. Assim, em temperaturas extremas, a taxa de fotossíntese é pequena, mesmo que a concentração de dióxido de carbono e a intensidade luminosa sejam ótimas. Da mesma forma, se a quantidade de CO2 ou a intensidade luminosa forem insuficientes, o processo será prejudicado, mesmo que todas as outras condições sejam ótimas.

O fator menos favorável limita a taxa do processo e por isso é chamado de FATOR LIMITANTE.

EXEMPLO I: A figura permite comparar as taxas de fotossíntese de uma mesma planta em ambiente diferentes.

Considere os ambientes 1 e 2. Que ambiente foi o mais favorável para a fotossíntese dessa planta? Em que poderiam diferir os ambientes 1 e 2? No ambiente 1 a temperatura era igual à do ambiente 2. Que fator prejudicou o rendimento da fotossíntese no ambiente 2? Entre 0 e x que fator determinou a taxa de fotossíntese?

Considere os ambientes 2 e 3. Neste último a temperatura era mais baixa. O que limitou inicialmente o processo de fotossíntese no ambiente 3?

EXEMPLO 2. Como se mediu a taxa de fotossíntese nas experiências que levaram ao gráfico da figura 2? Que variáveis influíram na taxa de fotossíntese?

Na faixa de 1 a 200 watts, qual foi o fator limitante da fotossíntese nos 3 ambientes. Justifique.

Na faixa de 200 a 400 watts, qual foi o fator limitante para as plantas do ambiente 1? E para as dos ambientes 2 e 3?



Em uma atmosfera cuja concentração de CO2 seja de 0,03 % qual é a intensidade luminosa ótima para as plantas consideradas? Se as plantas consideradas forem colocadas em uma atmosfera na qual a concentração de carbono seja de 0,12 % e submetidas a uma intensidade luminosa fornecida por uma lâmpada de 600 watts, qual será sua taxa de fotossíntese. Nessa situação, que fator tornou-se limitante?

EXEMPLO 3. Em concentrações de CO2 inferiores a “a”, as intensidades luminosas consideradas na figura 3 influem na taxa de fotossíntese? Justifique.

Qual é o fator limitante nesta situação? A partir de que concentração de CO2 a intensidade luminosa torna-se fator limitante? Pode-se prever a concentração ótima de CO2 para uma planta submetida a uma intensidade luminosa intermediária entre as fornecidas por lâmpadas de 150 a 600 watts? E para uma planta submetida à intensidade luminosa fornecida por uma lâmpada de 1000 watts?

EXEMPLO 4. Segundo a figura 4, qual é o fator limitante da fotossíntese entre 0 e 35C? Explique o que ocorre

a 40C.



17. FOTOSSÍNTESE E RESPIRAÇÃO (PARAMETROS DISPONÍVEIS)

Teoricamente é possível calcular a taxa de fotossíntese através de medidas de qualquer um dos reagentes ou produtos do processo.

Vamos analisar essas medidas e ver quais são as mais adequadas.

GLICOSE

O que acontece com esse açúcar à medida que é sintetizado nas células que fazem fotossíntese?

OXIGÊNIO

O que acontece ao oxigênio produzido na fotossíntese? A quantidade de oxigênio que uma planta elimina em determinado intervalo de tempo não corresponde ao total de oxigênio produzido, porque parte desse gás é usada na respiração e não sai da planta. Medindo-se a quantidade de oxigênio eliminado, mede-se apenas a taxa de fotossíntese aparente e não a taxa de fotossíntese real. Para se obtiver a taxa de fotossíntese real é preciso determinar a taxa de fotossíntese aparente e a taxa de respiração.

Exemplo: sabe-se que uma planta elimina 5 mL de oxigênio por hora, em determinada temperatura e pressão. O que se deve fazer para calcular a taxa de fotossíntese real dessa planta, nessas condições?

ÁGUA

Para avaliar a água nas medidas de fotossíntese é necessário considerar que:

As células utilizam água em muitas reações do seu metabolismo e não apenas na fotossíntese. A quantidade consumida nesta é muito pequena em relação a que é consumida em outros processos.

Diversos processos que ocorrem nas células liberam água que é utilizada.

A água entra na composição química das células.

DIÓXIDO DE CARBONO

O que acontece com o CO2 que uma planta absorve? A quantidade de CO2 que uma planta absorve do ambiente, em determinado intervalo de tempo, corresponde à taxa real ou a taxa aparente de fotossíntese?

Atribua um valor entre 0 e 10 para o uso de oxigênio em medidas de fotossíntese. Justifique.

Em livros de Fisiologia Vegetal, as taxas de fotossíntese geralmente são dadas em função das quantidades de CO2 absorvidas ou de O2 eliminadas. Raramente usa-se matéria orgânica e nunca se usa água. Os valores que você atribuiu aos reagentes e produtos da fotossíntese, em medidas do processo, estão de acordo com os dados?



18. FOTOSSÍNTESE E RESPIRAÇÃO (MEDIDAS)

Explique sabendo que

CO2 + H2O H2CO3 H+ + HCO3

água

Bicarbonato de

sódio

1. Coloque uma pitada de bicarbonato de sódio em um copinho plástico. Acrescente água e mexa até dissolver o bicarbonato.

2. Com um furador de rolhas, separe 4 discos das folhas dos cotilédones de mostarda.

3. Cuidadosamente,

coloque os discos

foliares na seringa.

5. Coloque o seu dedo sobre o topo da seringa e puxe o êmbolo. Isto vai criar vácuo, que irá extrair o ar e o oxigênio dos discos foliares.

4. Sugue 4 cm3 da solução de bicarbonato de sódio. Inverta a seringa. Empurre com cuidado o êmbolo para retirar todo o ar.

6. Deixe a seringa com a ponta para cima de forma a deixar cair os discos foliares. Ajude os discos a afundar com batidas

suaves nas laterais.

9. Depois que todos os discos flutuarem, cubra a parte de cima da seringa com uma caixa de filme preto. Quando, devido à respiração, o oxigênio seja consumido, os discos foliares irão afundar.

7. Coloque a seringa no sol forte ou a 5 cm de uma luz branca. Anote a hora. A cada 20-30 segundos dê algumas batidas fracas na seringa.

8. A medida que houver fotossíntese e produção de oxigênio, os discos começarão a flutuar. Anote a hora em que

cada disco flutua.

10. Anote a hora em que cada disco afunda.

Luz

branca



19. FOTOSSÍNTESE E RESPIRAÇÃO (PONTO DE COMPENSAÇÃO)

Todos os organismos clorofilados trocam substâncias com o meio onde vivem, em decorrência da fotossíntese e da respiração.

Consideremos a alga unicelular (lâmina 65369.17).

Nas horas não iluminadas do dia, que substância essa alga troca com o ambiente?

Nas horas pouco iluminadas, a alga respira e faz fotossíntese, mas a taxa de fotossíntese é menor de que a de respiração. Nessas condições, quais são as trocas entre a alga e o ambiente?

À medida que a intensidade luminosa aumenta, a taxa de fotossíntese também aumenta. Em uma determinada intensidade luminosa a taxa de fotossíntese iguala a taxa de respiração. Nessas condições há trocas entre a alga e o ambiente? Justifique.

Nas horas mais iluminadas, a taxa de fotossíntese é muito maior do que a da respiração. Quais são as trocas entre a alga e o ambiente nessas condições?

Suponhamos que algas unicelulares sejam mantidas em laboratório em condições favoráveis para a fotossíntese e a respiração, mas submetidas a diferentes intensidades luminosas. Medindo-se as taxas de fotossíntese e respiração dessas algas obtém-se o gráfico a seguir.

Interprete o gráfico representado.

Indique no gráfico o ponto de compensação, isto é, a intensidade luminosa na qual as taxas de respiração e fotossíntese são iguais.

Que trocas ocorrem entre as algas e o ambiente quando a intensidade luminosa for superior ao ponto de compensação? E quando a intensidade luminosa for inferior? E no ponto de compensação?

O que vimos para as algas unicelulares vale para todas as células clorofiladas e organismos fotossintéticos.



20. FOTOSSÍNTESE E PRODUÇÃO

O esquema abaixo resume a importância da fotossíntese para os seres vivos. Com base nele responda às questões a seguir:

Quais são as duas importantes funções da glicose sintetizada na fotossíntese?

As células aclorofiladas (de vegetais ou de animais) produzem suas próprias substâncias a partir de outras substâncias, também orgânicas que recebem como alimento. Suponha células de levedo mantidas em solução de sacarose. Baseando-se no esquema, explique como esses organismos podem usar esse açúcar.

Células que sintetizam glicose a partir de CO2 e H2O chamam-se autotróficas. Células que não conseguem fazer essa síntese chamam-se heterotróficas. De acordo com o esquema, quais são as células autotróficas? E quais as células heterotróficas? Uma célula heterotrófica pode produzir substâncias orgânicas?

Considere a seguinte cadeia alimentar:

Vegetais clorofilados Herbívoros Carnívoros

Explique o fluxo de energia ao longo dessa cadeia. Explique o fluxo das substâncias orgânicas ao longo dessa cadeia.

Por que os vegetais são classificados como produtores de alimento e os animais são classificados como consumidores?



BIBLIOGRAFIA

AMABIS & MARTHO Conceitos de Biologia, vol.1, 2 e 3. Editora Moderna, São Paulo. AMABIS & MARTHO (2007) Fundamentos de Biologia Moderna Editora Moderna, São Paulo. BIOTECNOLOGIA:ENSINO E DIVULGAÇÃO http://bteduc.com CUBERO J.I e MORENO M.T. Ed. (1993) La agricultura del siglo XXI Ediciones Mundi-Prensa, Madrid DODDS J.H E ROBERTS L.W. (1995) Experiments in Plant Tissue Culture. Cambridge University Press, Cambridge FUNBEC (Textos sobre fotossíntese) GUIMARÃES FERRI et al. (1981) Botânica. Nobel Ed., São Paulo. MALAJOVICH M.A. (2004) Biotecnologia,. Editora Axcell do Brasil, Rio de Janeiro MALAJOVICH M.A. (2012) Biotecnologia 2011. Edições Biblioteca Max Feffer do Instituto de Tecnologia ORT, Rio de Janeiro MANTELL S.H., MATTHEWS J.A. E McKEE R.A. (1994) Princípios de biotecnologia em plantas. Sociedade Brasileira de Genética.

MARQUES DA ROCHA Z. et al. (1988) Manual de Fisiologia Vegetal Universidade Federal da Bahia MOTTA MODESTO Z.M. e N.J.BARALDI SIQUEIRA (1981) Botânica. CEB Editora Pedagógica e Universitária Ltda, São Paulo. PIERIK R.L.M. (1990) Cultivo in vitro de las plantas superiores Ediciones Mundi-Prensa, Madrid RAVEN, et. Al. (2001) Biologia Vegetal. Editora Guanabara Koogan Internet EMPRESA BRASILEIRA DE PESQUISA AGROPECUÁRIA (EMBRAPA) www.embrapa.br NATIONAL BIOLOGY INFRASTRUCTURE INFORMATION www. nbii.gov/discipline/botany/index.htm PLANT IMAGE GALLERY www.plant-pictures.com KITCHEN CULTURE www.turbonet.com Site comercial com informações muito interessantes. REVISTA BIOTECNOLOGIA www.biotecnologia.com.br TEXAS HORTICULTURE PROGRAM http://aggie-horticulture.tamu.edu

Observação: Este curso foi elaborado ao longo de muitos anos, de modo que peço desculpas por qualquer omissão na elaboração da bibliografia.

http://aggie-horticulture.tamu.edu/

Documents

PDF (P) para download (1.116 KB)