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1 UNIVERSIDADE TECNÓLGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO ACADÊMICO DE QUÍMICA E BIOLOGIA CURSO DE BACHARELADO E LICENCIATURA EM QUÍMICA TECNOLÓGICA COM ÊNFASE AMBIENTAL AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV LARISSA RICHTER THAYS H. RIBAS BRITO RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA RELATÓRIO ACADÊMICO CURITIBA 2012

Relatório Bromatologia

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Page 1: Relatório Bromatologia

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UNIVERSIDADE TECNÓLGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO ACADÊMICO DE QUÍMICA E BIOLOGIA

CURSO DE BACHARELADO E LICENCIATURA EM QUÍMICA TECNOLÓGICA COM ÊNFASE AMBIENTAL

AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV

LARISSA RICHTER THAYS H. RIBAS BRITO

RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA

RELATÓRIO ACADÊMICO

CURITIBA 2012

Page 2: Relatório Bromatologia

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AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV LARISSA RICHTER

THAYS H. RIBAS BRITO

RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA

Relatório acadêmico, apresentado à disciplina de Bromatologia, do Curso de Bacharelado e Licenciatura em Química Tecnológica com Ênfase Ambiental do Departamento Acadêmico de Química e Biologia – DAQBI – da Universidade Tecnológica Federal do Paraná – UTFPR, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel e Licenciado. Professora: Lucia Regina Martins

CURITIBA 2012

Page 3: Relatório Bromatologia

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SUMÁRIO

1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS) ........................................................................................................................ 5

1.1 OBJETIVOS .............................................................................................................. 5

1.2 MATERIAIS UTILIZADOS ......................................................................................... 5

1.3 METODOLOGIA ........................................................................................................ 5

1.4 RESULTADOS .......................................................................................................... 8

1.5 DISCUSSÃO ............................................................................................................. 9

2 PRÁTICA 2 DETERMINAÇÃO DE CLORETOS E FOSFATOS EM CINZAS .......... 13

2.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 13

2.2 MATERIAIS UTILIZADOS ....................................................................................... 13

2.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 14

2.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 16

2.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 20

3 PRÁTICA 3 - DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS TOTAIS E DE ÍNDICE DE IODO .... 26

3.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 26

3.2 MATERIAIS UTILIZADOS ....................................................................................... 26

3.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 26

3.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 28

3.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 29

4 PRÁTICA 4 - DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO DO BIURETO ......... 32

4.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 32

4.2 MATERIAIS UTILIZADOS ................................................................................ 32

4.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 32

4.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 34

4.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 36

5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES ...................................................................................................................................... 39

5.1 OBJETIVOS ............................................................................................................ 39

5.2 MATERIAIS UTILIZADOS ....................................................................................... 39

5.3 METODOLOGIA ...................................................................................................... 39

5.4 RESULTADOS ........................................................................................................ 41

5.5 DISCUSSÃO ........................................................................................................... 43

6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA ................................... 44

Page 4: Relatório Bromatologia

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7 CONCLUSÃO ............................................................................................................ 45

REFERÊNCIAS ............................................................................................................ 46

ANEXOS ....................................................................................................................... 48

Page 5: Relatório Bromatologia

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1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO

(CINZAS)

1.1 OBJETIVOS

Preparo da amostra alimentícia que será utilizada nas demais práticas.

Determinação do teor de umidade e de resíduo fixo mineral (cinzas) presentes na

mistura alimentícia elaborada.

1.2 MATERIAIS UTILIZADOS

Na prática 1 foram utilizados os seguintes equipamentos: uma Estufa a 105°C,

uma Mufla a 550°C, Liquidificador, Mixer e Chapa de Aquecimento. Os materiais e

reagentes utilizados foram um dessecador, uma cápsula de porcelana, três cadinhos

de porcelana, duas pinças metálicas, um copo metálico, três béqueres de 500 mL, um

bico de Bunsen, um tripé, uma tela de amianto, cinco espátulas metálicas, uma pipeta

de 10 mL, um pissete com água deionizada, uma pêra de sucção, um bastão de vidro,

um vidro de relógio, e utensílios diversos de cozinha (copo, colheres, recipientes, etc)

para preparo da amostra. Como reagente utilizado tem-se o óxido de magnésio.

1.3 METODOLOGIA

1.3.1 Preparo da Amostra

Page 6: Relatório Bromatologia

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Iniciou-se o procedimento experimental preparando-se a mistura alimentícia.

Essa foi composta por 200 mL de leite, 3 ovos, 1 copo (200 mL) de açúcar, 1 colher

(sopa) de sal, 2 colheres (sopa) de extrato de soja, 2 colheres (sopa) de fubá amarelo,

2 colheres (sopa) de fubá branco, 3 colheres (sopa) de farinha de trigo integral, 3

colheres (sopa) de trigo para quibe, 2 colheres (sopa) de gérmen de trigo, 100 mL óleo

vegetal de soja, 2 colheres (sopa) de margarina, ½ copo (200 mL) de aveia em flocos,

3 colheres (sopa) de fibra de trigo e 3 colheres (sopa) de linhaça.

Tendo-se escolhido os alimentos supracitados e suas respectivas quantidades,

iniciou-se a homogeneização desses em um Liquidificador. Em seguida, transferiu-se a

amostra homogeneizada para um copo metálico. Desses foram separadas quantidades

para as análises de umidade e cinzas, e o restante foi levado a estufa para secagem,

atentando-se a movimentar os béqueres a cada duas horas para a correta

homogeneização durante a secagem. Após a secagem, a mistura foi retirada da estufa

e transferida para um recipiente limpo e seco, sendo em seguida armazenada

corretamente e identificada.

1.3.2 Determinação de umidade (Sólidos totais)

Pesou-se uma cápsula de porcelana, previamente seca em estufa a 105°C por

24 horas, e anotou-se a massa dessa. Na cápsula, inseriu-se e pesou-se 5g da mistura

alimentícia preparada no item 1.3.1. A cápsula foi então levada a estufa a 105°C por

aproximadamente 60 minutos, sendo então retirada e deixada para resfriar a

temperatura ambiente. Quando a temperatura do recipiente baixou, pesou-se a cápsula

e anotou-se a massa. Em seguida, levou-se a cápsula novamente a estufa a 105°C por

mais 30 minutos, repetindo-se o procedimento (resfriamento, pesagem e anotação), até

quando se verificou peso constante. Com esses valores calculou-se então os teores de

umidade e substâncias voláteis.

Page 7: Relatório Bromatologia

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1.3.3 Determinação de Resíduo Mineral Fixo

Um cadinho de porcelana, previamente aquecido em mufla a 550°C durante 5

horas, foi pesado e, após a anotação desses dados, pesou-se 5 g de amostra

preparada no item 1.3.1 nesse recipiente, sendo então levado a secagem do excesso

de umidade em chapa elétrica e carbonizado em bico de Bunsen. O cadinho foi então

levado a mufla, onde foi incinerado até eliminação completa do carvão. Após a

incineração retirou-se o cadinho da mufla e esse foi resfriado até temperatura ambiente

em um dessecador e posteriormente pesado. Com esses dados pôde-se então calcular

o teor de resíduo mineral fixo na amostra. Após isso, reservou-se o material do cadinho

para a posterior determinação de cloretos, realizada na semana seguinte.

1.3.4 Preparo de Amostra Comercial e Cinzas para Determinação de Cloretos

Escolheu-se um salgadinho de preferência da equipe e se homogeneizou esse

em um Béquer, utilizando-se uma espátula e uma colher para reduzir a amostra a

pedaços menores. Pesou-se então 5g de amostra em um cadinho de porcelana,

previamente mantido em dessecador, carbonizando-se o salgadinho presente nesse

em um bico de Bunsen. Em seguida, incinerou-se em mufla até eliminação completa do

carvão até as cinzas ficarem brancas. Retirou-se o conteúdo da mufla, esse foi

resfriado e mantido em dessecador para a posterior utilização na prática seguinte.

1.3.5 Preparo de Amostra e Cinzas para Determinação de Fosfatos

Pesou-se um cadinho de porcelana, o qual foi previamente aquecido em mufla

até 550°C durante 5 horas, e nesse inseriu-se 2 g de germe de trigo. Adicionou-se

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então 2 g de óxido de magnésio e 10 mL de água destilada, homogeneizando a mistura

com bastão de vidro e levando-a para secagem em chapa elétrica e posterior

carbonização em bico de Bunsen. Incinerou-se em mufla até a eliminação completa do

carvão. Após a incineração, retirou-se o cadinho da mufla, resfriou-se e foi então

levado ao dessecador, para posterior utilização na determinação de fosfatos.

1.4 RESULTADOS

1.4.1 DETERMINAÇÃO DE UMIDADE (SÓLIDOS TOTAIS)

Os resultados da pesagem da cápsula de porcelana, da cápsula de porcelana

adicionada da amostra antes e depois da secagem, e as massas da amostra seca e in

natura podem ser verificados na tabela 1.

Tabela 1 - Valores das pesagens da determinação de umidade de uma massa alimentícia

Material de Pesagem Massa (g)

Cápsula de Porcelana 55,4697 Cápsula de Porcelana + amostra 60,7936

Amostra 5,3239 Cápsula de Porcelana + amostra seca 59,0295

Amostra Seca 3,5598

Com base nos dados verificados, pode-se encontrar o teor de umidade da

amostra alimentícia através da equação 1.

𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝑻 = (𝑚1− 𝑚2)

𝑚1∗ 100 (1)

Onde: 𝒎𝟏 = Massa da amostra

𝑚2 = Massa da amostra seca

Desse modo, tem-se que o teor de umidade é:

𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝑻% = (5,3239 − 3,5598)

5,3239∗ 100,00

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𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑼𝒎𝒊𝒅𝒂𝒅𝒆 𝑻% = 33,135 %

1.4.2 DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS)

Na determinação de resíduo mineral fixo, aplicando-se a metodologia descrita

em 1.3.2, obtiveram-se os resultados mostrados na tabela 2, na qual pode-se verificar

as massas dos cadinhos, das amostras úmidas e secas e o de cinzas.

Tabela 2 - Massas relativas do experimento de Determinação de Resíduo Mineral Fixo

Material de Pesagem Massa (g)

Cadinho de Porcelana 48,0067 Cadinho de Porcelana + amostra 53,1108

Amostra 5,1041 Cadinho de Porcelana + cinzas 48,2003

Cinzas 0,1936

Através das pesagens efetuadas e mostradas na tabela 2, calculou-se o teor de

cinzas da mistura alimentícia através da equação 2.

𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝑪% = 𝟏𝟎𝟎 ∗ (𝟏 − 𝑐1− 𝑐2

𝑐1) (2)

Onde: 𝒄𝟏 = Massa da amostra

𝑐2 = Massa de cinzas

Aplicando-se a equação tem-se:

𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝑪𝒊𝒏𝒛𝒂𝒔 𝑪% = 𝟏𝟎𝟎 ∗ ( 𝟏 − 5,1041 − 0,1936

5,1041)

𝑻𝒆𝒐𝒓 𝒅𝒆 𝐶𝑖𝑛𝑧𝑎𝑠 𝐶% = 𝟑, 𝟗𝟕𝟑 %

1.5 DISCUSSÃO

Page 10: Relatório Bromatologia

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1.5.1 Determinação De Umidade (Sólidos Totais)

Os valores de umidade e cinzas obtidos pelo grupo e pelas demais equipes do

laboratório e o desvio padrão observado por esses pode-se verificado na tabela 1.

Tabela 3 - Valores de Umidade da mistura alimentícia

Grupo 1 Grupo 2 Grupo 3 Grupo 4 Grupo 5

Valor de umidade (g por

100 g de amostra)

31,7181 31,1528 33,135 34,5607 34,8046 g

Desvio Padrão 1,6397

Comparando-se os valores de umidade e obtidos pela equipe e pelos demais

grupos do laboratório, pode-se verificar poucas variações entre esses, verificando-se

esses dados através do gráfico 1.

Gráfico 1 - Variação dos teores de Umidade para os diferentes grupos do Laboratório

Aplicando-se no gráfico o desvio padrão encontrado (σ = 1,6397) pode-se

verificar com mais facilidade as diferenças observadas nas equipes. Essas diferenças

sugerem a heterogenicidade da amostra, que por possuir diversos compostos

diferentes e não ser homogênea, tem justificada as variações apresentadas.

29

30

31

32

33

34

35

36

1 2 3 4 5

Val

ore

s d

o t

eo

r d

e u

mid

ade

Grupos do Laboratório

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O método de determinação de umidade utilizado é o mais utilizado em

alimentos, tendo por base a remoção da água por aquecimento, no qual o ar quente é

absorvido por uma camada muito fina do alimento e é então conduzido para o interior

por condução. Considerando-se que a contuditividade térmica dos alimentos é

geralmente baixa, o ensaio toma muito tempo, visto que o calor pode demorar pra

atingir as porções mais internas do alimento (PARK & ANTÔNIO, 2006).

Em seu trabalho, Park & Antonio (2006) confirmam que a evaporação por um

tempo determinado pode resultar numa remoção incompleta da água, se ela estiver

fortemente presa por forças de hidratação, ou se o seu movimento for impedido por

baixa difusividade ou formação de crosta na superfície. Por outro lado, na evaporação

até peso constante, pode ocorrer uma superestimação da umidade por perda de

substâncias voláteis ou por reações de Decomposição, sendo essas as principais

desvantagens apresentadas pelo processo.

Como outro método proposto para a determinação da umidade tem-se a

utilização de um aparelho portátil de infravermelho, que garante rapidez ao processo e

poucas variações aos resultados (quando seguidas boas práticas de laboratório

durante o uso desse método) sendo todo o processo controlado por um gerador de

funções e balança digital.

A amostra é colocada em um prato de alumínio dentro de uma câmara que

protege a balança do calor por meio de um colchão de ar, que garante que haja

circulação de ar interna para que os vapores de água saiam da amostra sem que seja

perturbada a leitura da balança. No manual do aparelho existem informações sobre as

condições recomendadas de análise para cada tipo de produto (tempo, temperatura e

massa inicial de produto) (PARK & ANTONIO, 2006).

1.5.2 DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL FIXO

A cinza obtida não é necessariamente da mesma composição que a matéria

mineral presente originalmente no alimento, pois pode haver perda por volatilização ou

Page 12: Relatório Bromatologia

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alguma interação entre os constituintes da amostra. Os elementos minerais se

apresentam na cinza sob a forma de óxidos, sulfatos, fosfatos, silicatos e cloretos,

dependendo das condições de incineração e da composição do alimento. Algumas

mudanças podem ocorrer como oxalatos de cálcio podem ser transformados em

carbonatos, ou até em óxidos. A composição da cinza vai depender da natureza do

alimento e do método de determinação utilizado (PACK & ANTONIO, 2006).

Análises de cinzas em alimentos são importantes de diversas maneiras, visto

que esse material pode vir a interferir nas características do alimento. Como exemplo,

tem-se no açúcar, no qual açúcares com altos teores de cinzas apresentarão

dificuldades na cristalização e na descolarização (ARAÚJO et al, 2006).

Além disso, as análises de cinzas podem levar a determinação de uma série de

fatores na amostra. As principais análises efetuadas são as cinzas totais, secas e

úmidas, podendo-se encontrar então valores da alcalinidade das amostras, presença

de contaminação, entre outros.

Os resultados obtidos (3,973g de cinzas por 100g de mistura alimentícia) são

condizentes com boa parte do material encontrado, visto que, comumente cereais

possuem teores de até 3,3% de cinzas e alimentos processados até 12%, logo, por ser

uma mistura com esses e alguns outros componentes os valores encontram-se dentro

do esperado.

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2 PRÁTICA 2 DETERMINAÇÃO DE CLORETOS E FOSFATOS EM CINZAS

2.1 OBJETIVOS

Determinar a quantidade de cloreto (em % de NaCl) nas cinzas das amostras

alimentícia e de salgadinho utilizando o método de volumetria comparando os

resultados, quando possível, com os demais grupos e/ou os dados contidos na

embalagem das amostras.

Determinar por espectrofotometria a quantidade de fosfato na amostra de germe

de trigo.

2.2 MATERIAIS UTILIZADOS

Como materiais das práticas utilizaram-se dez Balões volumétrico de 100 mL,

um Bastão de vidro, um Béquer 500 mL com água deionizada quente, uma Bureta de

25 mL, Cubetas de Vidro, três Erlenmeyers de 125 mL, uma Espátula metálica, um

Funil de Buchner, um Funil de vidro, um Kitassato, Papel absorvente Macio, Papel

Alumínio, uma pêra, Papel de filtro, uma Pipeta Pasteur, seis Pipetas graduadas de 5

mL, duas Pipetas graduadas de 10 mL, uma Pipeta volumétrica 20 mL, um Pissete com

água deionizada, uma Proveta de 50 mL, uma proveta de 100 mL, Tiras de Papel

indicador de pH, um Vidro de relógio

Os equipamentos utilizados foram uma Chapa elétrica ou aquecedor de água,

um Espectrofotômetro UV-Vis e um Sistema de filtração a vácuo.

As soluções e reagentes utilizados foram Óxido de Magnésio, Solução de

cromato de potássio 10% (m/v), Solução padrão de nitrato de prata 0,1 mol.L-1

(instável: proteger da luz e manter em geladeira), Solução de hidróxido de sódio 0,1

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mol.L-1, Solução de ácido clorídrico 0,1 mol.L-1, Solução de ácido clorídrico 50% (v/v),

Solução de molibdato de amônio, Solução de hidroquinona, Solução de sulfito de sódio,

Solução padrão de fosfato.

2.3 METODOLOGIA

2.3.1 Determinação de cloretos por volumetria

Pesou-se 5g das cinzas de amostra alimentícia em um béquer de 50mL e

adicionou-se 30mL de água deionizada quente, agitando com o bastão de vidro.

Transferiu-se quantitativamente a solução, com auxílio de um funil, para um balão

volumétrico de 100 mL, lavando o béquer e o bastão de vidro com mais duas porções

de 30 mL de água quente e, transferindo essas águas de lavagem para o balão

volumétrico. Após ter deixado esfriar, primeiramente verificou-se se o pH da solução

estava compreendido entre o intervalo 6,5 e 9,0 e completou-se o volume do balão.

Transferiu-se, com pipeta volumétrica, 20 mL da solução de amostra para um

Erlenmeyer de 125 mL, e adicionou-se duas gotas de solução de cromato de potássio a

10% (m/v) (solução indicadora). Prosseguiu-se o experimento realizando titulação com

solução padrão de nitrato de prata 0,1 mol/L, até o aparecimento de coloração

vermelho-tijolo, anotando o volume consumido e o fator de correção da solução padrão

(fez-se em triplicata). Descartou-se o resíduo em recipiente adequado e determinou-se

a concentração de cloretos na amostra (média e desvio padrão), expressando os

resultados em cloreto de sódio (% m/m). O mesmo procedimento experimental foi

adotado para a amostra de salgadinho.

2.3.2 Determinação de fosfatos por espectrofotometria

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2.3.2.1 Preparo da curva de calibração com solução padrão de fosfato.

Transferiu-se, quantitativamente, para balões volumétricos de 50 mL, os

seguintes volumes da solução padrão de fosfato: 1, 2, 3, 4 e 5 mL. Adicionou-se um

pouco de água deionizada e homogeneizou a solução. Adicionou-se 1 mL da solução

de molibdato de amônio, 1 mL de solução de hidroquinona e 1 mL de solução de sulfito

de sódio, homogeneizando completamente após cada adição de reagente. O branco foi

feito utilizando apenas água deionizada e os demais reagentes, completando com água

e homogeneizando.

Deixou-se em repouso por 30 minutos, ao abrigo da luz, cada uma das soluções.

Efetuaram-se as leituras em espectrofotômetro (650nm): para cada concentração, fez-

se a leitura em triplicata (três alíquotas diferentes de cada concentração). A curva de

calibração foi estabelecida utilizando regressão linear considerando os valores de

absorbância de cada uma das leituras da triplicata.

2.3.2.2 Análise da amostra.

Etapa anterior: foi pesado 2 g da amostra de germe de trigo em cadinho de

porcelana, adicionando 2 g de óxido de magnésio e 10 mL de água destilada; deixando

secar sob chapa de aquecimento e, posteriormente, carbonizando em bico de Bunsen

e incinerando em mufla a 550°C. Deixou-se as cinzas da amostra esfriando em

dessecador. Com o auxílio de luvas dissolveu-se as cinzas, no cadinho, em 10 mL de

solução de ácido clorídrico 50% (v/v). Filtrou sob vácuo, lavando o cadinho e o funil

com água deionizada (atentando ao volume). Transferiu-se o filtrado para um balão

volumétrico de 50 mL e completou-se o volume: essa era a solução-estoque.

Adicionou-se 1 mL da solução de molibdato de amônio, 1 mL de solução de

hidroquinona e 1 mL de solução de sulfito de sódio, homogeneizando completamente

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após cada agitação de reagente; e completando o volume com água deionizada e

homogeneização. Deixou-se em repouso ao abrigo da luz durante 30 minutos. A leitura

em espectrofotômetro (650 nm) foi feita em triplicata; seguida de posterior

determinação da concentração de fósforo através da regressão obtida com a curva de

calibração.

2.4 RESULTADOS

2.4.1. Determinação de cloretos por volumetria

Considerando o procedimento experimental adotado, utilizando os valores

obtidos na titulação da amostra de mistura alimentícia bem como da amostra de

salgadinho que constam na Tabela 4, pode-se determinar os resultados para a

concentração de cloreto nas amostras analisadas, tais resultados constam na Tabela 5

abaixo:

Tabela 4. Titulação das amostras utilizando solução de AgNO3 e indicador de K2CrO4.

Amostra n = 1 n =2 n = 3

Mistura alimentícia 5,4mL 5,0mL 5,1mL

Fator de correção 0,002565 0,002375 0,002423

Salgadinho 3,9mL 3,8mL 3,9mL

Fator de correção 0,001853 0,001805 0,001853

Tabela 5. Concentração de cloreto nas amostras (resultados expressos em % de NaCl m/m).

Mistura alimentícia

Massa de NaCl (g)

Massa da amostra

% NaCl Média Desvio padrão

n = 1 0,14991 4,9851 3,00709

2,87715 0,11592 n = 2 0,1388 4,9851 2,78434

n = 3 0,14158 4,9851 2,84003

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Salgadinho Massa de NaCl (g)

n =2 n = 3 Média Desvio padrão

n = 1 0,10827 5,0186 2,15729

2,13885 0,03194 n = 2 0,10549 5,0186 2,10197

n = 3 0,10827 5,0186 2,15729

O volume de solução titulante durante o procedimento de titulação para a

amostra de mistura alimentícia pode ser comparado com os resultados obtidos pelas

outras equipes, tais valores constam na tabela 6 abaixo:

Tabela 6. Titulação da amostra alimentícia das demais equipes.

Mistura

alimentícia

Volume de AgNO3 (mL)

Fator de correção

Massa de NaCl (g)

Massa da amostra

(g) % NaCl Média

Desvio padrão

Grupo 1

n = 1 4,80 0,0023 0,1333 5 2,67

2,67 0,00 n = 2 4,80 0,0023 0,1333 5 2,67

n = 3 4,80 0,0023 0,1333 5 2,67

Grupo 2

n = 1 4,70 0,0022 0,1305 5 2,61

2,55 0,06 n = 2 4,60 0,0022 0,1277 5 2,55

n = 3 4,50 0,0021 0,1249 5 2,50

Grupo 3

n = 1 5,10 0,0024 0,1416 5 2,83

2,85 0,03 n = 2 5,10 0,0024 0,1416 5 2,83

n = 3 5,20 0,0025 0,1444 5 2,89

Grupo 4

n = 1 5,15 0,0024 0,1430 5 2,86

2,89 0,03 n = 2 5,20 0,0025 0,1444 5 2,89

n = 3 5,25 0,0025 0,1457 5 2,91

Ou seja, comparando-se os valores obtidos pelos outros grupos, obteve-se uma

concentração média de cloreto na amostra alimentícia de 2,74% com um desvio padrão

de 0,14%; valor este que comparado com o valor encontrado por nosso grupo (2,88%)

corresponde a um desvio padrão de 0,09%.

Não consta na embalagem da amostra de salgadinho utilizada para esta prática

(Figura 1) a quantidade de cloreto presente, apenas a quantidade de sódio , com uma

Page 18: Relatório Bromatologia

18

participação de 129mg para cada porção de 25g. Desta forma, considerando que todo

cloreto presente na amostra esteja associado ao sódio na forma de NaCl, esse valor

descrito na embalagem corresponde a 24,46% do valor experimental encontrado.

Figura 1. Informação nutricional da embalagem da amostra de salgadinho utilizada:

Ruffles original.

2.4.2. Determinação de fosfatos por espectrofotometria

2.4.2.1 Preparo da curva de calibração com solução padrão de fosfato.

Seguindo-se a metodologia proposta, os valores de absorbância obtidos no

espectrofotômetro para a construção da curva de calibração constam na tabela 7

abaixo:

Tabela 7. Dados experimentais para a construção da curva de calibração. Leituras em λ = 650nm.

Page 19: Relatório Bromatologia

19

Branco Solução

1 Solução

2 Solução

3 Solução

4 Solução

5

Concentração (mg/mL) 0,0004 0,0008 0,0012 0,0016 0,0020

Absorbância (650nm)

0,001 0,047 0,089 0,130 0,176 0,220

0,002 0,045 0,089 0,131 0,176 0,221

0,002 0,046 0,089 0,131 0,177 0,221

Média 0,002 0,046 0,089 0,131 0,176 0,221

Para a linearidade foi usado a média dos três intervalos, que contemplavam as 5

concentrações diferentes de fosfatos 0,020mg/mL (0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5mg/mL), e

como resultado obteve-se a equação de reta y = 109,25x + 0,0015 e o coeficiente de

correlação apresentou o valor R² = 0,9998.

2.4.2.2. Análise da amostra.

Tendo feito este procedimento, prosseguiu-se com o experimento de forma a

determinar o teor de fosfato na amostra de germe de trigo. Ao fazer a leitura no

espectrômetro em triplicata, os valores obtidos constam na tabela 8 a seguir:

Tabela 8. Dados experimentais da espectrofotometria para a amostra de germe de trigo.

Amostra de germe de trigo n = 1 n = 2 n = 3

Absorbância 0,173 0,176 0,18

Fator de correção 0,015708391 0,015983494 0,016350298

Utilizando a regressão obtida com a curva de calibração foi possível determinar

o teor de fosfato para cada uma das leituras, fazendo uso da equação y = 109,25x +

0,0015 (Tabela 9):

Tabela 9. Concentração de fósforo na amostra de germe de trigo, análise e tratamento estatístico.

Amostra de germe de trigo

n = 1 n = 2 n = 3 Média (𝑥 ) Desvio (S) Coeficiente de variação (CV)

Erro (E)

Page 20: Relatório Bromatologia

20

Concentração de fósforo

0,00157 0,00160 0,00163 0,00160 0,00003 0,01640 0,00003

O coeficiente de variação (CV) e o erro (E) foram calculados a partir das

equações abaixo:

𝐶𝑉 = 𝑆

𝑥 𝐸 =

𝑥 × 𝐶𝑉(%)

100

Segundo a Dietary Reference Intakes (DRI), (1997), a recomendação de fósforo

para um indivíduo adulto sadio é de 700mg por dia, desta forma, o valor médio de

1,60mg/mL de fósforo encontrado na amostra corresponde a menos que 0,23% da

quantidade diária necessária.

2.5 DISCUSSÃO

2.5.1. Determinação de cloretos por volumetria

O procedimento experimental adotado para a determinação de cloretos nas

amostras alimentícia e de salgadinho se apoia no fato de que os cloretos são

precipitados na forma de cloreto de prata, em pH levemente alcalino em presença de

cromato de potássio como indicador. O ponto final da titulação é visualizado quando o

primeiro excesso de íons Ag+ reage com o indicador ocasionando a precipitação do

cromato de prata com a formação de um precipitado de coloração vermelho-tijolo

(INSTITUTO ADOLFO LUTZ, pág. 112).

AgNO3(aq) + NaCl(aq) ↔ NaNO3(aq) + AgCl(s) (ppt branco)

2 Ag+(aq) + CrO4

2-(aq) ↔ Ag2CrO4(s) (ppt vermelho)

Page 21: Relatório Bromatologia

21

Atentou-se para que a titulação fosse realizada no intervalo de pH 6,5 a 9, ou

seja, solução neutra ou levemente alcalina, pois em solução ácida ocorre a seguinte

reação:

2CrO42- + 2H+ ↔ 2HCrO4

- ↔ Cr2O72- + H2O

O HCrO4- é um ácido fraco e por isso a concentração do íon cromato se reduz e

é possível que o produto de solubilidade do cromato de prata não seja excedido. Em

solução muito alcalinas, é possível a precipitação do hidróxido de prata (Ksol. = 2,3 x

10-8) (VOGEL, pág. 282).

O procedimento experimental adotado nesta prática é conhecido como método

de Mohr e a teoria do método é a seguinte. É um processo de precipitação fracionada,

no qual os dois sais pouco solúveis são o cloreto de prata (Ksol. = 1,2 x 10-10) e o

cromato de prata (Ksol. = 1,7 x 10-12). O cloreto de prata é o sal menos solúvel, e a

concentração inicial do cloreto é elevada; então haverá precipitação do cloreto de

prata, sólido branco de difícil visualização. No primeiro ponto em que o cromato de

prata principia a precipitar, os dois sais estarão em equilíbrio com a solução (VOGEL,

pág. 281).

A titulação, por se tratar de uma determinação visual e, por isso, ser influenciada

pela observação do laboratorista, costuma apresentar resultados diferentes, que neste

caso, refletem na concentração de cloreto da amostra, conforme mostraram os

resultados.

A discrepância nos valores entre as equipes pode ser melhor visualizada pelo

gráfico abaixo:

Gráfico 2. Comparação dos resultados obtidos pelas equipes para a concentração de cloretos na

amostra alimentícia.

Page 22: Relatório Bromatologia

22

2.5.2. Determinação de fosfatos por espectrofotometria

A determinação da concentração de uma substância por espectrofotometria é

baseada na transformação química dessa substância num complexo colorido

(Carmouze, 1994). Essa determinação baseia-se na reação do fosfato com o molibdato

de amônio, em meio fortemente ácido, para formar um complexo de fosfomolibdato de

amônio, que é reduzido a azul de molibdênio, cuja intensidade de cor é proporcional à

concentração de íons fósforo presentes na amostra (Revista Analytica, 2007/2008).

Para proceder à leitura de uma determinada análise no espectrofotômetro é

necessário um referencial para garantia de precisão do resultado obtido na análise,

bem como de todo o seu procedimento e preparo. Para que isto ocorra, é preciso

calibrar e aferir o aparelho com soluções padrão de concentração conhecidas para a

respectiva análise.

Esse procedimento foi realizado utilizando uma solução padrão de fosfato

monobásico de potássio (KH2PO4).

O método de calibração por mínimos quadrados utilizado somente poderá ser

empregado se existir uma relação linear entre a resposta medida, y, e a concentração

2.3

2.4

2.5

2.6

2.7

2.8

2.9

3

dia

s d

as

co

nc

en

tra

çõ

es

de

clo

reto

Page 23: Relatório Bromatologia

23

analítica do padrão, x. A relação matemática que descreve essa consideração é

denominada modelo de regressão (COSTA, pág. 16), representada por:

y = mx + b (3)

Onde:

y = representa a leitura do aparelho (absorbância)

m = a absortividade (molar ou específica)

b = o intercepto, representando o valor de y quando a concentração é zero

x = é a concentração

O método dos mínimos quadrados encontra a soma dos quadrados dos resíduos

e os minimiza de acordo com a técnica de cálculo de minimização. Para o cálculo da

inclinação (m) e do intercepto (b), algumas quantidades são definidas (COSTA, pág.

16):

𝑆𝑋𝑋 = 𝑋𝑖2 −

𝑋𝑖 ²

𝑁 𝑆𝑋𝑌 = 𝑋𝑖𝑌𝑖 −

𝑋𝑖 𝑌𝑖

𝑁

𝑚 = 𝑆𝑋𝑌

𝑆𝑋𝑋 𝑏 = 𝑌 − 𝑚𝑋

Fazendo os cálculos:

Xi Yi XiYi Xi² Yi²

0,0004 0,046 0,00001840 0,00000016 0,00211600

0,0008 0,089 0,00007120 0,00000064 0,00792100

0,0012 0,131 0,00015720 0,00000144 0,01716100

0,0016 0,176 0,00028160 0,00000256 0,03097600

0,0020 0,221 0,00044200 0,00000400 0,04884100

𝑋𝑖 0,0060 0,663 0,00097040 0,00000880 0,10701500

Média 0,0012 0,133

Page 24: Relatório Bromatologia

24

Determinando SXX e SXY:

SXX 0,0000016

SXY 0,0001748

Portanto, a inclinação da reta, ou seja, o coeficiente angular (m) encontrado foi

de 109,25; e o intercepto (b) foi 0,0015; resultando na equação de reta y = 109,25x +

0,0015, utilizada para a determinação do teor de fosfato.

Como já mencionado anteriormente, a calibração do espectrômetro relaciona a

concentração do cromóforo com a leitura de absorbância do aparelho de forma linear,

porém, essa relação nem sempre se dá linearmente. Para isso, deve-se calcular o

coeficiente de correlação, R², onde quanto mais próximo de 1 este coeficiente se

encontrar, mais linear estará a relação entre os dados experimentais, no caso, a

concentração e a absorbância (COSTA, pág. 18).

R² foi expresso pela equação:

𝑅² = 𝑆𝑋𝑌

2

𝑆𝑋𝑋 × 𝑆𝑌𝑌

Onde:

𝑆𝑌𝑌 = 𝑌2 − 𝑌 2

𝑁

Apresentando um coeficiente de correlação no valor de R² = 0,9998.

Com a ajuda do software Excel® foi feito o plot dos pontos, obtendo assim a

curva de concentração, bem como a equação da reta e o coeficiente R².

Gráfico 3. Gráfico absorbância x concentração.

Page 25: Relatório Bromatologia

25

y = 108.7x + 0.001R² = 0.999

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0 0.0005 0.001 0.0015 0.002 0.0025

Ab

so

rbân

cia

(U

.A.)

Concentração (g/L)

Page 26: Relatório Bromatologia

26

3 PRÁTICA 3 - DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS TOTAIS E DE ÍNDICE DE IODO

3.1 OBJETIVOS

Determinar o teor de lipídios totais em amostras de uma mistura alimentícia

através do método Bligh-Dyer e determinar o Índice de Iodo em amostras de manteiga

e óleo de Canola.

3.2 MATERIAIS UTILIZADOS

Foram utilizados como materiais da prática:espátulas metálicas; béquer de 150

mL; béquer de 50 mL, previamente aquecido (105°C) 2 por grupo ;pipeta volumétrica

de 5, 10 e 20 mL; pipeta graduada de 10 mL (2 por grupo); proveta de 50 mL; funil de

vidro pequeno; grade de tubos; tubo de ensaio grande (30 mL); vidro relógio; papel de

filtro; funil de separação; argolas (2) e suporte universal; peras de sucção.

Os equipamentos foram: Balança analítica; Estufa a 100°C. Para auxilio, foram

utilizados ainda um dessecador com os béqueres e um liquidificador industrial.

Os reagentes utilizados foram: metanol; clorofórmio; solução aquosa de sulfato

de sódio 1,5%; sulfato de sódio anidro.

3.3 METODOLOGIA

3.3.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer

Page 27: Relatório Bromatologia

27

Pesou-se 3 g de amostra seca e triturada, em seguida transferiu-se a amostra

para funil de separação e foi adicionado exatamente 10 mL de clorofórmio, 20 mL de

metanol e 8 mL de água deionizada, tampando hermeticamente. Agitou-se

vigorosamente por 30 minutos. Posteriormente, foi adicionado exatamente 10 mL de

clorofórmio e 10 mL da solução de sulfato de sódio 1,5%, tampou-se e agitou-se por

mais 2 minutos.

Deixaram-se separar as fases, de forma natural, mantendo o funil de separação

no suporte. Foram retirados aproximadamente 15 mL da camada inferior (clorofórmio)

em tubo de 30 mL e adicionado aproximadamente 1 g de sulfato de sódio anidro.

Agitou-se para remover os traços de água da fração clorofórmica. Filtrou-se

rapidamente em funil pequeno, recebendo o filtrado (solução límpida) em béquer de

150mL. Exatamente 5 mL do filtrado foram medidos e transferidos para béquer de 50

mL (dessecador), previamente pesado. O procedimento foi repetido duas vezes.

Colocaram-se os béqueres em estufa a 100 ºC, até que se evaporasse

completamente o solvente. Resfriou-se em dessecador e pesaram-se os béqueres. O

teor de lipídeos na amostra seca e na amostra in natura (%m/m) foi calculado e

anotado.

3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs

Análise de duas amostras: Manteiga e óleo de Canola. Para cada amostra foi

feito o procedimento descrito abaixo.

Pesou-se, em béquer de 50mL, 250mg de amostra e transferiu-se,

cuidadosamente, para um erlenmeyer de 250mL (com tampa), utilizando 10mL de

clorofórmio. Em seguida, Adicionou-se com bureta, 20mL de solução de Wijs, tampou-

se e agitou por rotação, para que o reagente entre totalmente em contato com a

amostra. Envolveu-se em papel alumínio. Preparou-se igualmente um branco com

0,25mL de água deionizada. Deixou-se em repouso por 60 minutos, ao abrigo da luz

Page 28: Relatório Bromatologia

28

(temperatura ±25°C). Posteriormente, adicionou-se 10mL de solução de iodeto de

potássio 15% (m/v) e 100mL de água recentemente fervida e fria; titulou-se lentamente

com solução padrão de tiossulfato de sódio 0,1N, sob agitação constante, até que a

coloração amarela foi atingida. Neste ponto da titulação,foi adicionado 2 mL de solução

de amido 1% e continuou-se a titulação até que a cor azul desapareceu; o mesmo

procedimento de titulação foi feito com um branco.

3.4 RESULTADOS

3.4.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer

Considerando-se que o método Bligh-Dyer utiliza métodos gravimétricos para a

determinação do teor de lipídeos, na tabela 10 pode-se verificar os dados das massas

iniciais e finais obtidas no experimento para as amostras 1 e 2, ambas contendo a fase

oleosa da mistura alimentícia, preparada de acordo com a bem como o teor de lipídeo

encontrado para cada uma dessas.

Tabela 10 - Valores obtidos para a Determinação de Lipídeos

Béquer 1 (g) 31,3573 Béquer 2 (g) 32,9349 Béquer 1 + Lipídeos (g) 32,1108 Béquer 2 + Lipídeos (g) 33,1960

Lipídeos (g) 0,7535 Lipídeos (g) 0,2611 Teor de Lipídeo na amostra seca (%)

0,25 Teor de Lipídeo na amostra seca (%)

0,09

3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs

Os valores encontrados para a quantidade de mL de tiossulfato de sódio gasto

com o Branco foi de 38,5 mL, para a amostra de manteiga de 32,4mL e para a amostra

Page 29: Relatório Bromatologia

29

de óleo de Canola de 16,7 mL. Para que se encontre o valor do índice de iodo, aplica-

se a equação 4

𝐼𝐼2 = 𝑉𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 −𝑉𝑏𝑟𝑎𝑛𝑐𝑜 ∗𝐹𝑎𝑡𝑜𝑟 ∗1,27

𝑃𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (4)

Onde:

Vbranco é o volume em mL da solução de tiossulfato de sódio consumido na

titulação do Branco;

Vamostra é o volume em mL da solução de tiossulfato de sódio consumido na

titulação da amostra;

F é o fator da solução padrão (0,964 N);

Pamostra é a massa da amostra.

Aplicando os cálculos para a manteiga (Pmanteiga= e Vmanteiga= 38,5 mL) e para o

óleo de canola (PO. Canola) =0,2636 e VO. Canola.= 16,7 mL) temos que:

𝐼𝑀𝑎𝑛𝑡𝑒𝑖𝑔𝑎 = 38,5 𝑚𝐿 − 32,4 𝑚𝐿 ∗ 0,964 ∗ 1,27

0,2527= 29, 5𝑔 𝑑𝑒

𝑖𝑜𝑑𝑜

100𝑔𝑑𝑒 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎

𝑰𝑶.𝑪𝒂𝒏𝒐𝒍𝒂 = 𝟑𝟖,𝟓 𝒎𝑳 − 𝟏𝟔,𝟕 𝒎𝑳 ∗ 𝟎, 𝟗𝟔𝟒 ∗ 𝟏, 𝟐𝟕

𝟎, 𝟐𝟔𝟑𝟔= 𝟏𝟎𝟏, 𝟐𝒈 𝒅𝒆

𝒊𝒐𝒅𝒐

𝟏𝟎𝟎𝒈𝒅𝒆 𝒂𝒎𝒐𝒔𝒕𝒓𝒂

3.5 DISCUSSÃO

3.5.1 Extração De Lipídeos - Método Bligh-Dyer

O lipídeo é quantificado através de métodos gravimétricos, onde se realiza a

evaporação do solvente com o lipídeo num balão, finaliza a remoção do solvente por

Page 30: Relatório Bromatologia

30

aquecimento em estufa e pela diferença do peso do balão vazio e do balão com a

gordura obtêm-se a quantidade de lipídeo extraído.

Com base nisso, obteve-se os resultados para as amostras de um teor de 25% e

9%, tendo-se como média (m) 17% o desvio padrão dessa (σ) ±11,3%. O desvio é

muito grande, considerando-se os valores obtidos, o que sugere a presença de erros

experimentais. Comparando-se os valores de teor de lipídeos obtidos para as misturas

alimentícias das demais equipes do laboratório, pôde-se constatar que esse foi de,

aproximadamente, 9 %. Logo, sugere-se a maior evaporação do conteúdo do béquer 1,

que, tendo-se os valores sendo muito discrepantes dos demais, indica um teor muito

elevado para as práticas esperadas.

3.4.2 Determinação Do Índice De Iodo - Método De Wijs

Basicamente, a determinação do índice de iodo consiste na adição de um

halogênio a uma massa determinada de amostra, com posterior determinação da

quantidade de halogênio que reagiu. Como o I2 é pouco reativo, é mais comum a

adição de ICl e IBr. Independentemente de ser adicionado I, Cl ou Br, o resultado é

sempre expresso em índice de iodo, e, portanto, deve-se adicionar KI antes da titulação

do excesso do halogênio, para fornecer a quantidade equivalente de iodo do ICl,

através da seguinte reação:

ICl + KI → I2 + KCl

O I2 proveniente do excesso de ICl é titulado com tiosulfato de sódio (Na2S2O3),

usando amido como indicador, através da reação:

2 S2O32-(aq)+I2(aq) → S4O6

2-(aq) + 2 I-(aq)

Durante a titulação, o iodo vai desligando-se do amido e a cor azulada indica a

presença de iodo livre, ou seja, não ligado ao óleo.Quanto maior a insaturação de um

Page 31: Relatório Bromatologia

31

ácido graxo, maior será a sua capacidade de absorção de iodo e, consequentemente,

maior será o índice de iodo.

Com relação aos resultados obtidos para a manteiga (, I = 29,5 g de I2/100g de

amostra), pode-se observar que, de acordo com os valores de referência do RIISPOA

(Regulamento da Inspeção Industrial e Sanitária de Produtos de Origem Aninal), o

índice para manteiga deve estar na faixa de 25 a 40, estando portanto conforme o

esperado.

Já os resultados obtidos para a amostra de óleo de canola (I = 101,2 g de

I2/100g de amostra), verificou-se que, de acordo com valores de Referência de Physical

and Chemical Characteristics of Oils, Fats, and Waxes – AOCS, temos que o valor

deveria estar entre 110 e 126, sendo, portanto um pouco menos abaixo do esperado.

Como método sugerido para análise de lipídeos pode-se utilizar o método de

Soxhlet, cuja metodologia é descrita no Anexo I.

Page 32: Relatório Bromatologia

32

4 PRÁTICA 4 - DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS – MÉTODO DO BIURETO

4.1 OBJETIVOS

Determinar o teor de proteínas na mistura alimentícia e na clara de ovo, usando o

método do Biureto.

4.2 MATERIAIS UTILIZADOS

Utilizaram-se Tubos de ensaio, Pipetas graduadas de 2 mL, Pipetas graduadas

de 5 mL, Balão volumétrico de 100 mL, Béqueres de 50 mL, 150 mL e 500 mL, Pissete

com água deionizada, Funil de buchner, Kitassato, Erlenmeyer de 125 mL, Proveta de

50 mL, Espátula, Papel de filtro, Cubeta de vidro e Papel absorvente.

Os equipamentos utilizados foram um Espectrofotômetro UV-Vis, uma Balança

analítica, um Sistema de filtração a vácuo, um Agitador de tubos e um Mixer ou

liquidificador.

Os reagentes utilizados foram uma Solução salina (NaCl 0,9%), Reativo de

Biureto e Solução padrão de Ovoalbumina (2 mg/mL)

4.3 METODOLOGIA

4.3.1 Preparo da curva de calibração com solução de ovoalbumina:

Page 33: Relatório Bromatologia

33

Em seis tubos (n=3) foram preparadas soluções de ovoalbumina para a curva de

calibração, conforme a Tabela 11.

Tabela 11. Dados para a curva de calibração.

Branco 1 2 3 4 5

Volume (mL) de Solução padrão de ovoalbumina

- 0,5 1,0 1,5 2,0 2,5

Volume (mL) de água deionizada 3,0 2,5 2,0 1,5 1,0 0,5

Foi adicionado 3,0 mL do Reativo de biureto em cada tubo e em seguida

homogeneizado suavemente, aguardando 20 minutos a temperatura ambiente. Depois

foi feito a leitura em espectrofotômetro a 540nm, estabelecendo a curva de calibração.

4.3.2 Análise da mistura alimentícia:

Foi pesado na balança analítica 5,0095 g de amostra, em seguida foi transferido

para um béquer de 500 mL e adicionado 50 mL de solução salina e homogeneizado

com mixer. A amostra foi transferida quantitativamente para o balão volumétrico de 100

mL, utilizando a solução salina, completando o volume. A amostra foi filtrada sob

vácuo.

Em seguida foi transferida uma alíquota de 3,0 mL do filtrado para tubo se

ensaio (n=6). Adicionando em três tubos 3,0 mL de Biureto e 3,0 mL de solução salina

nos outros três tubos, foi homogeneizado suavemente e deixado reagir por 20 minutos.

Procedendo a leitura em espectrofotômetro a 540nm.

4.3.3 Análise de amostra de clara de ovo

Foi pesado 0,5152 g da clara de ovo em um béquer, adicionando 30 mL de

solução salina, homogeneizando suavemente, evitando a formação de espuma. A

Page 34: Relatório Bromatologia

34

amostra foi transferida quantitativamente para balão volumétrico de 100 mL, utilizando

solução salina, completando o volume.

Transferindo uma alíquota de 3,0 mL da amostra para tubos de ensaio (n=6).

Adicionando 3,0 mL do reativo de biureto em três tubos e 3,0 mL de solução salina nos

outros três tubos, deixando reagir por 20 minutos. Em seguida foi feita a leitura no

espectrofotômetro a 540nm.

4.4 RESULTADOS

4.4.1 Preparo da curva de calibração com solução de ovoalbumina

Os valores observados no espectrofotômetro a 540nm se encontram na Tabela

12:

Tabela 12 - Absorbância das amostras em diferentes concentrações (mg/mL) a 540nm.

Branco 1 (0,33mg/mL)

2 (0,66mg/mL)

3 (1,00mg/mL)

4 (1,3mg/mL)

5 (1,7mg/mL)

0,033 0,131 0,180 0,193 0,217 0,161

0,036 0,127 0,165 0,194 0,215 0,303

0,035 0,124 0,172 0,199 0,216 0,269

Usando o programa Origin 8, foi possível formar uma reta da absorbância em

função da concentração:

Gráfico 4. Gráfico da absorbância em função da concentração

Page 35: Relatório Bromatologia

35

Achando a equação pelo método dos mínimos quadrados:

𝑦 = 0,0741 + 0,0819 𝑥 (5)

O coeficiente de correlação foi de 0,968.

4.4.2 Análise da mistura alimentícia

Os valores obtidos na análise da mistura alimentícia estão apresentados na Tabela 13:

Tabela 13 - Absorbância do branco e da amostra alimentícia a 540nm.

Branco Amostra

Absorbância 0,249 0,362 (540nm) 0,249 0,346 0,246 0,347

Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 4.3, foi possível determinar a

concentração de proteína na mistura, que foi 0,365 mg/mL. E o seu teor foi de 0,73g/

100g da mistura.

Page 36: Relatório Bromatologia

36

4.4.3 Análise de amostra de clara de ovo

Os valores obtidos na análise da amostra de clara de ovo estão apresentados na

Tabela 14:

Tabela 14 - Absorbância da amostra de clara de ovo a 540nm

Branco Amostra

Absorbância 0,033 0,142 (540nm) 0,032 0,142 0,033 0,143

Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 14 foi possível determinar a

concentração de proteína da clara do ovo, que foi 0,426 mg/mL, e o seu teor foi de

8,27g / 100g de clara.

4.5 DISCUSSÃO

4.5.1 Determinação de proteínas – Método do Biureto

O método por Biureto foi proposto por Riegler em 1914, baseado na informação

de que substâncias que contém duas ou mais ligações peptídicas formam um

complexo de cor roxo com sais de cobre em solução alcalina. A intensidade da cor

formada é proporcional à quantidade de proteína, e a medida é feita num colorímetro.

Esse método é bastante específico por não apresentar problemas de

interferentes, sendo simples, rápido e barato. Porém possuí duas desvantagens: a

necessidade de uma curva de calibração tomada com um padrão conhecido de

proteína, por exemplo, uma proteína determinada por Kjeldahl, e a cor formada no

complexo não é idêntica para todas as proteínas, porém os desvios são menores do

que em outros métodos colorimétricos. (CECCHI, 2003)

Page 37: Relatório Bromatologia

37

4.5.2 Análise da mistura alimentícia:

A comparação da mistura alimentícia com os demais grupos se apresenta na

Tabela 15:

Tabela 15 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra.

Grupo

Concentração (mg/mL)

Massa de proteína (g)

em 5 g de amostra

Teor de proteína em 100 g de amostra

(g)

3 0,365 0,0365 0,73

2 0,294 0,0294 0,58

5 0,192 0,0192 0,38

1 1,014 0,1014 2,03

4 0,202 0,0202 0,40

Usando a equação 6 e 7 para os valores de teor encontrados pelos grupos,

pode-se achar à média e o desvio padrão:

(6)

(7)

A média dos valores, em relação ao teor, e o seu desvio padrão foi de 0,824 g ±

0,689 g. Dando um erro grande, porque a um grupo com um teor muito alto (1) e outro

com um teor muito baixo (5) A equipe 3 ficou perto da média, tendo um teor de 0,73g.

4.5.3 Análise de amostra de clara de ovo:

Page 38: Relatório Bromatologia

38

A comparação da amostra de clara de ovo com os demais grupos se apresenta

na Tabela 16:

Tabela 16 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra.

Grupo

Concentração (mg/mL)

Massa de proteína (g)

em 5 g de amostra

Teor de proteína em 100 g de amostra

(g)

3 0,426 0,0426 8,27

2 0,602 0,0602 11,14

5 3,42 0,342 68,4

1 0,452 0,0452 10,84

4 0,554 0,0554 11,08

Usando as equações 6 e 7, pode-se achar a média e o desvio padrão que foi de

21,946 g ± 25,996 g do teor de proteína na amostra da clara de ovo. O erro foi alto,

porque o grupo do Carlos apresentou uma concentração muito mais elevada do que os

demais grupos, tendo o teor de proteína elevado. Procurando em dados da literatura, o

teor médio de proteína da clara de um ovo de galinha está próximo de 10%-13%. O

nosso grupo apresentou um teor abaixo do esperado, talvez por causa do biureto, que

não reagiu completamente com a amostra, dando um valor abaixo da literatura. Desse

modo, para melhores resultados, é indicado que se efetue um outro método de

determinação de proteínas, podendo um outro método (Método de Kjhedahl) ser

verificado no anexo I.

Page 39: Relatório Bromatologia

39

5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES

5.1 OBJETIVOS

Os objetivos do procedimento experimental são de se determinar os teores de

açúcares redutores e não-redutores em amostras da mistura alimentícia.

5.2 MATERIAIS UTILIZADOS

Os materiais utilizados foram: barra magnética para agitação, funil de Buchner,

Kitassato, Bico de Bunsen, tripé e tela de amianto, pêra, Erlenmeyer de 250 mL,

pipetas graduadas de 5 mL, pipetas graduadas de 10 mL, bureta de 50 mL, Béquers de

50, 100 e 500 mL, proveta de 50 mL, bastão de vidro, balões volumétricos de 100 mL,

espátula, pissete de água deionizada, pipeta Pasteur e bulbo, vidro de relógio, papel de

filtro qualitativo, pipetas volumétricas de 10 mL e luvas.

Os equipamentos utilizados foram: balança analítica, chapa de aquecimento

com agitação magnética, banho-maria, Sistema de Filtração a Vácuo e um Mixer.

Os reagentes utilizados foram as soluções de Fehling, Solução de glucose

1000%, Solução saturada de Acetato de Chumbo, Sulfato de Sódio anidro PA, Ácido

Clorídrico concentrado, Carbonato de Sódio PA e a solução indicadora de Azul de

Metileno 1%.

5.3 METODOLOGIA

Page 40: Relatório Bromatologia

40

Transferiu-se, para erlenmeyer de 250mL, 10 mL de cada uma das soluções A e

B de Fehling; adicionou-se 40 mL de água;em seguida aqueceu-se até ebulição (em

Bico de Bunsen); Transferiu-se a solução-padrão de glucose 1% m/v para bureta de

50mL; Adicionou-se, gota a gota, à solução de glucose ao líquido sob fervura (mantido

sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até a solução tornar-se

incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no fundo,adicionou-

se 1mL de solução indicadora de azul de metileno e continou-se a titulação até o

completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir do volume

consumido da solução de glucose, calculou-se a massa equivalente de glucose para a

redução dos íons cúpricos do reagente de Fehling.

5.3.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento

Pesou-se 5,00g de amostra em béquer de 50mL e transferiu-se para béquer de

500mL; em seguida adicionou-se 50mL de água deionizada e o homogenizou em

mixer. Aqueceu-se em BM por 20 minutos, esfriou-se e o transferiu para um balão de

100mL; Adicionou-se 2mL de solução saturada de acetato de chumbo (para

precipitação de interferentes), o homogenizou e completou-se o volume com água.

Filtrou-se, adicionou-se sulfato de sódio seco (para precipitar o excesso de chumbo) e

novamente filtrou-se; Transferiu-se o filtrado para bureta de 50mL; Em erlenmeyer de

250mL adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B de Fehling e 40 mL de

água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de Bunsen);

Adicionou-se, gota a gota, o filtrado contido na bureta ao líquido sob fervura

(mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até que a

solução ficou incolor. . Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no

fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-se a

titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir dos

dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares redutores (expressos em glucose).

Page 41: Relatório Bromatologia

41

5.3.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento:

Transferiu-se, para balão de 100mL, uma alíquota de 30mL do filtrado preparado

para a determinação de açúcares redutores; adicionou-se 5mL de ácido clorídrico

concentrado e aqueceu-se em banho-maria fervente por 15 minutos;

Esfriou-se e o neutralizzou com carbonato de sódio, até que não houvesse

desprendimento do CO2; completou-se o volume para 100 mL com água deionizada e

o homogeneizou; Transferiu-se o hidrolisado para uma bureta de 50mL;

Em erlenmeyer de 250mL: adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B

de Fehling e 40 mL de água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de

Bunsen); Adicionou-se, gota a gota, o hidrolisado contido na bureta ao líquido sob

fervura (mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até

que a solução ficou incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso

no fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-

se a titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução.

A partir dos dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares não-redutores (expressos

em sacarose).

5.4 RESULTADOS

Os experimentos se realizados tiveram como base os experimentos utilizando o

método de Fehling. Sabendo-se que a solução de glucose utilizada era de 1% e que o

volume obtido para a titulação dessa foi de 9,35 mL, tem-se que o título da solução é

de 0,0935% de glucose.

Page 42: Relatório Bromatologia

42

5.4.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento

Durante a execução dos experimentos de açúcares redutores nas amostras

alimentícias ocorreu o fato de que não foi efetuada solução suficiente para a completa

titulação dos açúcares redutores.

5.4.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento

Nos experimentos de determinação de açúcares não-redutores na amostra de

alimento encontrou-se o volume da titulação de 54,0 mL. Sabendo-se que para que se

encontre o valor de açúcares totais da solução utiliza-se a equação X e através do

valor encontrado nessa pode-se encontrar o valor de açúcares não redutores, tem-se:

𝐴𝑅𝑇(%) =100∗𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑜 ∗𝑉𝑜𝑙𝐵𝑎𝑙 ã𝑜∗ 0,95

𝑉𝑜𝑙𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑎 çã𝑜∗𝑃 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 ∙∗0,3 (Equação 8)

Onde:

T= Título de Fehling (0,0935 g);

Volbalão= Volume do balão de diluição da amostra (100 mL)

Voltitulação= Volume de amostra gasto na titulação (54,0 mL)

Pamostra= Peso da amostra (5,0128 g)

Os valores 0,95 e 0,3 são, respectivamente, o fator de correção entre a diferença

e a soma das massas moleculares de glucose+frutose com a sacarose e o fator de

correção da diluição da amostra. Aplicando-se os valores tem-se:

𝐴𝑅𝑇 % =100 ∗ 𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑜 ∗ 𝑉𝑜𝑙𝐵𝑎𝑙ã𝑜 ∗ 0,95

𝑉𝑜𝑙𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑎 çã𝑜 ∗ 𝑃 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 ∙∗ 0,3=

100 ∗ 0,0935 𝑔 ∗ 100𝑚𝐿 ∗ 0,95

54,0 𝑚𝐿 ∗ 5,0128𝑔 ∗ 0,3= 10,938 %

Page 43: Relatório Bromatologia

43

5.5 DISCUSSÃO

` Fazendo-se uma comparação entre os resultados obtidos pela equipe e pelos

demais grupos do laboratório, podem ser verificadas diversas discrepâncias (Tabela

17). As equipes 1, 3 e 4 realizaram experimentos simplificados apenas, logo, não se

torna possível calcular o desvio padrão dessas. Com relação a determinação do teor de

açúcares redutores, as equipes 1, 3 e 4 tiveram problemas com relação ao volume de

amostra produzido, visto que aquele disponível não foi o suficiente para promover a

total oxidação da solução de Fehling a óxido cuproso, logo, não se tem resultados para

esses. Além disso, verificou-se grandes variações nos valores dos teores de açúcares

não-redutores, o que sugere incertezas pro método.

Tabela 17 - Valores obtidos para as titulações dos diferentes grupos

Equipe

Volume Titulação Glucose (média)

Desvio-padrão

Volume Titulação Açúcares redutores

Desvio-padrão

Volume Titulação

Açúcares não-redutores

Desvio-padrão

1 22,1 mL - - - 28,5 - 2 17,5 mL 2,758 78,4 - 31,2 - 3 9,35 - - - 54,0 - 4 23,0 mL - - - 54,0 - 5 18,8 mL 1,39 73,2 - 29,0 -

Média 20,35 2,27 75,5 2,16 39,34 12,0

Durante os experimentos obteve-se na titulação com a solução de glucose o

volume de 9, 35 mL, o que destoa totalmente dos demais e ocasiona em um teor de

açúcares totais diferenciado dos demais (10,938%). Logo, podem-se sugerir erros

experimentais nesses dados, o que torna necessário uma nova análise da amostra

alimentícia para que se possam garantir esses. Possíveis fontes dos erros são as

chapas de aquecimento, que ao não manter a solução de Fehling em ebulição

possibilitam a oxidação do cobre pelo oxigênio do ar (DEMIATE et al, 2002), pelo

tempo de titulação superior a 3 minutos, o que ocasiona a decomposição dos açúcares

em função do calor (DEMIATE et al, 2002).

Page 44: Relatório Bromatologia

44

6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA

Através das análises realizadas pode-se então calcular a composição centesimal

da mistura, visto que se encontraram os dados dos principais componentes dessa

(tabela 18). Para o cálculo do valor calórico da mistura considera-se:

1 g de proteína = 4 kcal

1 g de Lipídeo = 9 kcal

1 g de carboidrato = 4 kcal

Sendo o valor energético total o somatório desses.

Tabela 18 - Composição da mistura alimentícia por 100 g de amostra.

Unidade Valor

Umidade (%) 33,135 Energia (kcal) 199,752 Proteínas g 0,73 Lipídeos g 17,00 Carboidratos g 10,938 Cinzas g 3,973 Cloreto de sódio g 2,87715

Page 45: Relatório Bromatologia

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7 CONCLUSÃO

Com os experimentos foi possível determinar a umidade, os cloretos e fosfatos

em cinzas, os lipídeos totais, o índice de iodo, as proteínas os açúcares não redutores,

com os mais diversos métodos de análise, desde o método de Fehling até o método de

Biureto. Os métodos utilizados nos experimentos são simples, rápidos e baratos,

porém, alguns desses métodos, podem apresentar problemas como, por exemplo,

interferentes, dando um valor no qual não era esperado. Pode-se perceber isso durante

alguns experimentos, no qual o teor deu acima ou abaixo do esperado.

Através destas composições calculou-se o valor energético da amostra, cujo

valor foi considerado bastante calórico, principalmente devido a grande porção lipídica

da receita vindo principalmente da quantidade de óleo utilizada. Ainda nota-se um

baixo teor de proteínas.

Assim conclui-se que os métodos clássicos para análise de alimentos possuem

uma boa margem de aplicação.

Page 46: Relatório Bromatologia

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REFERÊNCIAS

ARAÚJO, A.A.S; MERCURI, L.P.; SEIXAS, S.R.S; STORPIRTIS, S; MATOS, J.R.M.; Determinação dos teores de umidade e cinzas de amostras comerciais de guaraná utilizando métodos convencionais e análise térmica. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences. Vol. 42, n. 2, abr./jun., 2006 CECCHI, H. M.. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2 ª edição. São Paulo, Editora da Unicamp, 2003. DEMIATE, I.M.; WOSIACKI, G.; CZELUSNIAK, C.; NOGUEIRA, A.; Determinação de açúcares redutores totais em alimentos. Comparação entre Método Colorimétrico e Titulométrico. Exact and Soil Sciences, Agrarian S. and Engineering, 8 (1): 65 – 78, 2002 INSTITUTO ADOLFO LUTZ, São Paulo. Normas analíticas do Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, 2005. PARK, K.J; ANTONIO, G.C.; ANÁLISES DE MATERIAIS BIOLÓGICOS. Apostila. Universidade Estadual De Campinas - Faculdade De Engenharia Agrícola. 2006. Disponível em <http://www.feagri.unicamp.br/ctea/manuais/analise_matbiologico.pdf>. Acesso em 01 de Julho de 2012.’ DEMIATE, I.M; WOSIACHI, G; CZELUSNIAK, C; NOGUEIRA, A. Determinação de açúcares redutores e totais em alimentos. Comparação entre método colorimétricos e titulométricos. Disponível no site <http://www.revistas2.uepg.br/index.php/exatas/article/viewFile/772/677>, acessado no dia 29 de junho de 2012. SEBRAE; Regulamento da inspeção industrial e sanitária de produtos de origem animal – RIISPOA. Disponível no site <http://www.sebrae.com.br/setor/leite-e-derivados/o-setor/legislacao/RIISPOA-Dec.30691-52.pdf> acessado no dia 29 de junho de 2012. CAMPESTRE IND; Especificações técnicas do óleo de canola. Disponível no site <http://www.campestre.com.br/especificacao_canola.shtml> acessado no dia 29 de junho de 2012.

Page 47: Relatório Bromatologia

47

HEALTH & SAFETY; Iodine clock reaction. Novembro de 2006, disponível no site <http://www.nuffieldfoundation.org/practical-chemistry/iodine-clock-reaction> acessado no dia 29 de junho de 2012.

Page 48: Relatório Bromatologia

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ANEXOS

Anexo I

MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS EM ALIMENTOS:

MÈTODO SOXHLET

Soxhlet é um método de extração a quente que trabalha com um refluxo

descontínuo e intermitente de solvente com a vantagem de evitar a temperatura alta de

ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato direto com o solvente quente,

evitando assim a decomposição da gordura na amostra. Os dois solventes mais

utilizados são o éter de petróleo e o éter etílico (Cecchi, 2003).

MATERIAIS:

Aparelho Soxhlet;

Condensador de refluxo;

Rotaevaporador;

Cartucho;

Manta de aquecimento;

Balança Analítica de Pesagem ( 0,001 g)

REAGENTES:

Amostra ;

Éter de petróleo

PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL:

Pesar uma porção da amostra e adicioná-la a um cartucho extrator já tarado.

Feito isso, pesar um balão previamente seco à elevada temperatura e previamente

mantido no dessecador. Em seguida adicionar um pequeno volume do éter de petróleo

ao balão, e conectar ao equipamento Soxhlet, montado sobre a manta de aquecimento.

A amostra contida no cartucho extrator deve ser inserida no equipamento Soxhlet.

Page 49: Relatório Bromatologia

49

Posteriormente, adicionar 100 mL de éter de petróleo, acrescentar pérolas de

vidro ao balão. Em seguida, conectar ao sistema um condensador de refluxo e as

mangueiras para a passagem de água, adicionar também uma quantidade a mais de

solvente, o suficiente para encher o extrator.Logo em seguida ligar a chapa, e fixar a

uma temperatura que satisfaça uma extração controlada, mudar durante o tempo a fim

de melhor controlar a ebulição.

Manter o sistema até que se passe 10 sifonadas, assim que atingir este ponto,

desligar o sistema e deixar em descanso por um pequeno período. Após isso, leva o

balão ao rotava por durante 30 minutos para recuperação da maior parte possível do

solvente, objetivando uma maior pureza. Por fim, levar o balão para estufa para

eliminação do que sobrar de solvente, e então resfriar e levar ao dessecador para

posteriormente realizar-se a pesagem.

Page 50: Relatório Bromatologia

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Anexo II

1 MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS –

MÉTODO KJELDAHL

O método de Kjeldahl determina o teor de nitrogênio de origem orgânica. Como

o teor de nitrogênio dos diferentes tipos de proteína é aproximadamente o mesmo (em

torno de 16%), pode-se multiplicar a porcentagem de nitrogênio total encontrado pelo

fator de 6,25 para obter a porcentagem de proteína na amostra. (CECCHI, 2003)

1.1 MATERIAIS

Balões microkjeldahl de 100 mL

Buretas de 50 mL com suporte

Erlenmeyers de 250 mL, 125 mL e 50 mL

Frascos comuns de 1L

Digestores

Balão volumétrico de 100 mL

Pipeta volumétrica de 25 mL

Bureta com ponta larga para H2SO4 concentrado

Destiladores

1.2 REAGENTES

Carbonato de Sódio

Alaranjado de metila 0,1%

HCl 0,1 M

NaOH 0,02

NaOH concentrado

Ácido bórico 2,0%

Fenolftaleína

Verde de bromocresol 0,1% em álcool

Page 51: Relatório Bromatologia

51

HCl concentrado

Mistura de catalisadores: 96% K2SO4, 4% CuSO4.5H2O bem moídos e

misturados

Ácido sulfúrico concentrado

1.3 DIGESTÃO

Juntar num balão microkjeldahl de 100 mL, 200 mg de amostra (pesada em

balança analítica até 0,1 mg), 1,5 g de mistura de catalisadores e 3,0 mL de H2SO4

concentrado. Fazendo com que a amostra e os reagentes caiam no fundo do balão

sem tocar nas paredes.

Colocar o balão no digestor e digerir por 20 minutos. Tirar o balão e deixar

resfriar até a temperatura ambiente. Coloque 5 mL de água oxigenada com uma

proveta. Repor o balão no digestor e aquecer devagar. Se não se tornar translúcido em

15 minutos, resfriar novamente e adicionar mais 5 mL de água oxigenada. Aquecer até

tornar-se translúcido e não haver mais resíduos carbonizados. Deixar resfriar por 15 a

20 minutos à temperatura ambiente e a seguir resfriar em água de torneira. Colocar

vagarosamente, com agitação, 40 mL de água destilada.

1.4 DESTILAÇÃO

Pesar aproximadamente 7,0 mg de NaOH e colocar em um erlenmeyer de 50

mL. Juntar 11 mL de água destilada ao frasco e agitar até que o NaOH esteja

dissolvido. Esfriar sob água corrente.

Colocar aproximadamente 10 mL de ácido bórico em um erlenmeyer. Adicionar

4 gotas de vermelho de metila e 6 gotas de verde de bromocresol. Colocar o frasco

com ácido bórico e a mistura de indicadores na saída do destilador. Colocar a amostra

digerida no destilador e em seguida a solução de soda. Proceder à destilação até que

cerca de 2/3 do líquido contendo a amostra tenha sido recolhido no erlenmeyer com

ácido bórico.

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Deixar destilando durante alguns minutos para permitir que a água destilada lave

a superfície interna do condensador e do tubo de saída. Usar um pissete para a parte

externa do tubo.

1.5 TITULAÇÃO

Utilizar solução padrão de ácido clorídrico 0,1 N com o titulante até a viragem do

indicador.