RELATÓRIO TRIMESTRAL 6ª COLETA - copel.com · Laboratório de Morfofisiologia Animal – UNEMAT, Cáceres – MT Email: á[email protected] Dr. Antonio Francisco Malheiros Laboratório

MONITORAMENTO E RESGATE DA ICTIOFAUNA NO RIO TELES PIRES, NA ÁREA DE INFLUÊNCIA DA USINA HIDRELÉTRICA

COLÍDER – MT PROJETO PEIXES UHE COLÍDER

Relatório Trimestral - 05 1 / 61

LABORATÓRIO DE ICTIOLOGIA DA AMAZÔNIA MERIDIONAL - Rodovia MT 208 Km 147 CaixaPostal 324 – CEP: 78580-000 – Alta Floresta, MT Fone/Fax: (66) 3521-2041 – E-mail: [email protected]

RELATÓRIO TRIMESTRAL 6ª COLETA

Drª SOLANGE APARECIDA ARROLHO DA SILVA Coordenadora do Monitoramento e Resgate da Ictiofauna UHE Colíder

CRBio 43528/01 - D

ALTA FLORESTA – MT MARÇO 2013





SUMÁRIO

1. EQUIPE DE TRABALHO: MONITORAMENTO E RESGATE DA ICTIOFAUNA NO RIO TELES PIRES, NA ÁREA DE INFLUÊNCIA DA USINA HIDRELÉTRICA COLÍDER – MT

03

2. APRESENTAÇÃO 04

3. ATIVIDADES REALIZADAS 04

4. MATERIAIS E MÉTODOS 04

4.1. Descrição da Área de Estudo 04

4.2. Descrição dos Trechos de Coleta 05

4.3. Materiais (apetrechos utilizados) 11

4.4. Metodologia 11

5. RESULTADOS 14

5.1. Abundância, Riqueza e Diversidade de Peixes 14

5.2. Guildas Tróficas 25

5.3. Processo Reprodutivo 42

5.4. Ovos e Larvas 43

5.5. Captura por Unidade de Esforço (CPUE) 44

5.6. Táxons de Interesse para a Conservação (Espécies Endêmicas, Raras, Ameaçadas e de Especial Interesse)

45

5.7. Níveis de Mercúrio na Ictiofauna 45

6. AVALIAÇÃO GERAL DOS RESULTADOS 46

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 47

8. ANEXOS 53





1. EQUIPE DE TRABALHO: MONITORAMENTO E RESGATE DA ICTIOFAUNA NO RIO TELES PIRES, NA ÁREA DE INFLUÊNCIA DA USINA HIDRELÉTRICA COLÍDER – MT Coordenadora: Drª Solange Aparecida Arrolho da Silva Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Membros da equipe: Drª Aurea Regina Alves Ignácio Laboratório de Morfofisiologia Animal – UNEMAT, Cáceres – MT Email: á[email protected] Dr. Antonio Francisco Malheiros Laboratório de Parasitologia – UNEMAT, Cáceres – MT Email: [email protected] Dr. Claumir Cesar Muniz Laboratório de Ictiologia – UNEMAT, Cáceres – MT Email: [email protected] Drª Kelli Aparecida Cristina Munhoz Moreira Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Mestrando Biólogo James Machado Bilce Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT Email: [email protected] Especialista Bióloga Andréia Aparecida Franco Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Especialista Biólogo Luis Carlos Tonelo Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Especialista Biólogo Reginaldo Carvalho dos Santos Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Especialista Biólogo Rosalvo Duarte Rosa Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Equipe de Assessores: NOME: Alberto Akama Laboratório de peixes – UFT, Palmas - TO Email: [email protected] NOME: Elineide Eugênio Marques Laboratório de peixes – UFT, Palmas - TO Email: [email protected]

mailto:[email protected]

mailto:á[email protected]









2. APRESENTAÇÃO

Este documento contém as informações básicas obtidas através da execução do Programa Básico

Ambiental de Ictiofauna “Monitoramento e resgate da ictiofauna existente no rio Teles Pires, na área de

influência da Usina Hidrelétrica Colíder (UHE Colíder)”.

O objetivo do presente relatório é apresentar os resultados da coleta realizada no período de 01 a

10 de março de 2013 e as atividades desenvolvidas pela equipe do monitoramento da icitofauna.

3. ATIVIDADES REALIZADAS

A sexta coleta foi realizada no período de 01 a 10/03/20123 conforme resultados apresentados

neste documento.

4. MATERIAIS E MÉTODOS

4.1. Descrição da Área de Estudo

Situada entre 7°10’ e 14°45’ de latitude sul e 53°45’ e 58°10’ de longitude oeste, a bacia hidrográfica

do rio Teles Pires abrange setores territoriais dos estados do Pará e principalmente do estado do Mato

Grosso, totalizando uma área de drenagem de 141.905 km2.

A bacia está situada ainda entre as bacias dos rios Juruena, a oeste, e Xingu, a leste. Em conjunto

com o rio Juruena, que também drena importante porção territorial do estado do Mato Grosso, o rio Teles

Pires forma o rio Tapajós, um dos principais afluentes da margem direita do rio Amazonas (Mapa de

Unidades de Relevo do Brasil – IBGE, 2006).

A partir da região das cabeceiras, o rio desenvolve percurso na direção NNW, por cerca de 1.600

km, até a sua confluência com o rio Juruena, em altitude de 95 metros, onde ocorre a formação do rio

Tapajós.

A UHE COLIDER será localizada na região do médio rio Teles Pires, na região norte do estado do

Mato Grosso, aproximadamente 1,5 km à jusante de um ponto do rio conhecido localmente por Estreito

(Figura 01).





Figura 01 – Mapa de localização das UHEs a serem implantadas no Rio Teles Pires, de

acordo com Avaliação Ambiental Integrada do Rio Teles Pires.

4.2. Descrição dos Trechos de Coleta

Os trechos foram selecionados de forma a incluir a maior gama possível de ambientes habitados

por peixes, visando atingir toda a área de abrangência da UHE Colíder (as coordenadas geográficas dos

trechos amostrados foram registradas com uso de aparelhos de GPS) e em consonância com os trechos

estabelecidos nos Estudos de Impacto Ambiental (EIA da UHE Colíder). A conectividade dos cursos d’água

foi levada em conta, buscando aumentar a independência das amostras nos diferentes trechos de coleta.

As coletas foram realizadas em 15 trechos (Tabela 01), sendo estes distribuídos de forma o mais

equidistantes possível,cobrindo toda a área de abrangência do futuro reservatório.

Tabela 01 – Localização dos trechos de coleta de peixes na área de abrangência da UHE Colíder, municípios de Itaúba, Colíder e Nova Canaã do Norte – MT.

Trecho Local Latitude (S) Longitude (W)

Ictio 001 Canal do Rio Teles Pires – Final reservatório 11° 14' 6,366" 55° 27' 6,384" Ictio 002 Canal do Rio Teles Pires - Poço 11° 8' 4,427" 55° 22' 13,837" Ictio 003 Foz do Rio Renato 11° 5' 12,300" 55° 18' 17,400" Ictio 004 Rio Renato 11° 3' 24,400" 55° 16' 22,100" Ictio 005 Rio Teles Pires – Corredeira ilhas 11° 1' 16,377" 55° 22' 7,123" Ictio 006 Córrego Cruzeiro 11° 2' 59,759" 55° 32' 28,150"





Trecho Local Latitude (S) Longitude (W)

Ictio 007 Córrego Cruzeiro 11° 1' 39,404" 55° 32' 45,117" Ictio 008 Foz do Córrego Cruzeiro 11° 0' 38,100" 55° 31' 38,000" Ictio 009 Rio Teles Pires – três ilhas 10° 57' 17,634" 55° 38' 58,137" Ictio 010 Foz igarapé 3º braço 10° 59' 5,500" 55° 40' 56,100" Ictio 011 Foz igarapé 2º braço 10° 59' 14,953" 55° 44' 37,919" Ictio 012 Canal do Rio Teles Pires 10° 58' 5,000" 55° 45' 8,400" Ictio 013 Rio Teles Pires - Barragem 10° 59' 12,600" 55° 46' 15,300" Ictio 014 Rio Teles Pires - jusante 10° 59' 4,497" 55° 49' 25,515" Ictio 015 Ribeirão das águas - Margem esquerda jusante 11° 1' 13,483" 55° 51' 3,608"

Foram marcados dois trechos de coleta de peixes a jusante, um na área da barragem e doze

trechos a montante da área da futura barragem (Figura 02).

Figura 02 – Mapa com 15 trechos de amostragem de peixes na UHE Colíder.

Trechos Ictio 001, 002 e 005 – Rio Teles Pires:

Floresta ombrófila aberta com vegetação ciliar em contato com a água.

Apresenta sinais de antropização, devido a implantação de acampamentos de pesca e fazendas.

Barrancos de até 4 metros entremeados de áreas alagadas.

Ambiente lótico de elevada vazão e alta energia.

Com largura acima de 350 metros e profundidade extremamente variável entre 2 a 8 metros.

Muitas rochas e ilha formando pequena corredeira.





Solo areno-argiloso de cor amarela-acinzentado.

Águas claras (Figuras 3A Cheia e 3B Seca).

Trechos Ictio 003 e 004 – Rio Renato:

Vegetação de floresta ombrófila aberta secundária na foz do rio (trecho 003), o qual na direção da

subida do curso d’água se torna antropizado devido a presença de desmatamento e locais de

acampamento.

Ambiente lótico de média energia.

Troncos caídos ao longo de todo o leito do rio.

Profundidade muito variável de 0,5 a 4 metros e largura entre 5 a 15 metros.

Solo areno-argiloso de cor amarelada.

Água barrenta, provavelmente devido ao carreamento de sedimentos em suas nascentes (Figuras

3C Cheia e 3D Seca).

Trechos Ictio 006, 007 e 008 – Córrego Cruzeiro:

Floresta ombrófila aberta típica de áreas alagadas.

Na foz do curso d’água existe barranco de cerca de 1 a 2 metros de altura, sendo que ao longo do

leito a área se torna baixa e a água entra na vegetação ciliar.

Ambiente lótico de média vazão e energia.

Devido às margens estarem inundadas não foi possível medir a largura.

Profundidade entre 1 e 4 metros.

Galhos e troncos caídos no leito do curso d’água.

Solo arenoso de cor amarelada.

Águas claras (3E Cheia e 3F Seca).

Trecho Ictio 009 – Rio Teles Pires – três ilhas:

Floresta ombrófila aberta em alguns trechos secundária devido ao processo de regeneração (áreas

anteriormente desmatadas) e presença de fazenda com pastagem até as margens.



Com largura entre 200 a 400 metros e profundidade variável entre 4 a 12 metros.

Ilhas e rochas formando pequenas corredeiras.

Solo areno-argiloso de cor amarela-acinzentada.

Águas claras (Figuras 3G Cheia e 3H Seca).

Trechos Ictio 010 e 011 – Igarapés:

Floresta ombrófila aberta entremeada com áreas alagadas e presença de palmeiras.

Algumas áreas com barranco de até 2 metros de altura, sendo que ao longo do leito a área se torna

baixa e a água entra na vegetação ciliar.

Ambiente lótico de baixa vazão e energia.

Devido às margens estarem inundadas não foi possível medir a largura.

Profundidade entre 0,5 a 2 metros.





Galhos e troncos caídos no leito do curso d’água.

Solo arenoso de cor amarelada.

Águas claras com presença de húmus (Figuras 3I Cheia e 3J Seca).

Trechos Ictio 012, 013 e 014 – Rio Teles Pires:

Floresta ombrófila aberta com vegetação ciliar em contato com a água.

Apresenta sinais de antropização, devido a implantação de acampamentos de pesca.

Margem direita (Trecho 013) completamente transformada em decorrência da implantação da

barragem.



Com largura acima de 250 metros e profundidade extremamente variável entre 2 a 10 metros.

Rochas formando pequena corredeira na seca.

Solo areno-argiloso de cor amarela-acinzentada.

Águas claras (Figuras 3K e M Cheia; 3L e N Seca).

Trecho Ictio 015 – Ribeirão das Águas:

Vegetação de floresta ombrófila aberta secundária na foz do rio, ambiente antropizado devido a

presença de desmatamento e locais de acampamento.

Ambiente lótico de alta energia.

Troncos caídos ao longo de todo o leito do rio.

Profundidade muito variável de 5 a 4 metros e largura entre 5 a 15 metros.

Solo areno-argiloso de cor amarelada.

Água barrenta, provavelmente devido ao carreamento de sedimentos em suas nascentes (Figuras

3O Cheia e 3P Seca).





Figuras 3 A a H: Trechos de amostragem de peixes na época de cheia e seca, UHE Colíder. Fotos Arrolho, S.

x





Figuras 3 I a P: Trechos de amostragem de peixes na época de cheia e seca, UHE Colíder. Fotos Arrolho, S.





4.3. Materiais (apetrechos utilizados)

Coleta com redes de mão/peneira: Este é um método ativo de coleta de peixes, que geralmente acessa

uma fauna de pequeno porte (<100 mm), e visa a captura de exemplares alojados em áreas de vegetação

densa, folhiço submerso ou nas margem. Esta técnica de captura foi aplicada em todos os trechos, em

locais próximos a vegetação aquática e em contato com a água. Este método foi aplicado em áreas de até

1,5 m de profundidade. O tempo de coleta foi duas horas em cada período (matutino e vespertino).

Coleta com rede de arrasto: Este método foi utilizado por, no mínimo, dois coletores, e buscou acessar

uma fauna mais pelágica e/ou associada ao leito dos corpos d’águas. As redes de arrasto foram aplicadas

manualmente em locais menos profundos até 1,5 metros e com o auxílio do barco em áreas mais profundas

(margens, ilhas e canal do rio).

Coleta com rede de espera e tarrafas: Este método passivo de coleta de peixes foi empregado para a

captura de peixes de maior porte que habitam ou esporadicamente utilizam os igarapés ou as margens do

rio para alguma de suas atividades biológicas. Nos trechos foi empregada uma bateria de redes de

diferentes malhas (2, 3, 4, 5, 10 e 20 cm entre nós opostos), a fim de capturar exemplares de vários

tamanhos e formas. Essa bateria possui entre 10 e 100 metros de extensão e entre 2 e 5 metros de altura.

As redes foram mantidas expostas, paralelamente aos corpos d’água, por até 24 horas e revisadas a cada

seis horas.

Coleta com varas de pesca: No intervalo entre as verificações das redes,foram realizadas coletas com o

uso de material de pesca convencional, ou seja, com varas de fibra de carbono equipadas com carretilha ou

molinete. Este equipamento usa linhas de nylon de capacidade de tensão apropriada para o tipo de peixe

esperado. Foram arremessadas com este equipamento, iscas artificiais de diversos modelos, tamanhos e

formas e iscas naturais (Minhoca, milho, etc), no intuito de capturar os peixes de médio e grande porte.

4.4. Metodologia

Cada corpo d’água teve um trecho demarcado de 150 metros de comprimento por toda largura do

corpo d’água (Figura 04).

Figura 4 – Esquema dos métodos utilizados para o protocolo de peixes. Rede de mão utilizada nas margens; rede de arrasto nos leitos dos corpos d’água; e rede de espera expostas paralelamente ao





igarapé. Os três métodos foram empregados ao longo dos 150 metros do trecho.

Coleta e Observação de Ovos e Larvas

As amostras de ovos e larvas de peixes foram obtidas utilizando-se redes de plâncton do tipo

cônico-cilíndrica (malha 0,5 mm), com comprimento de 1,5 m e área de boca igual a 0,07 m². A rede

permaneceu fixada a um cabo estendido perpendicularmente ao rio, nas margens direita, esquerda

superficialmente e no meio ao fundo, com exposição de 15 minutos contra a correnteza.

As amostras de ovos e larvas de peixes foram acondicionadas em frascos plásticos de 500 ml com

tampa rosqueada e fixadas em formol 4% tamponado com carbonato de cálcio (CaCO3). Em laboratório, os

ovos e larvas de peixes foram analisados sob microscópio estereoscópico e identificados conforme

bibliografia específica.

Fixação e conservação dos espécimes

Cada sequência de amostras (rede, tarrafa, puçá ou vara de pesca) foi devidamente etiquetada, e o

material coletado anestesiado com o uso de Eugenol, conforme Resolução N° 714 do Conselho Federal de

Medicina Veterinária e sequentemente fixados em solução de formalina a 10% no local de coleta.

Para exemplares de proporções corporais maiores, estes foram fixados através de injeções de

formol 10% ao longo de toda a musculatura e no interior da cavidade abdominal. Posteriormente, esses

exemplares foram mergulhados em recipientes contendo formol 10% permanecendo por cinco a sete dias.

Os peixes capturados, depois de fixados, foram transportados para o Laboratório de Ictiologia da

Universidade do Estado de Mato Grosso – UNEMAT, Campus de Alta Floresta, onde foram identificados e

anotadas as medidas de comprimento total, comprimento padrão e pesados. Foi efetuada incisão abdominal

para determinação de sexo e estádio de maturação gonadal, fotografados in situ, e retirados tratos

digestivos para determinação da dieta alimentar.

Todos os exemplares coletados foram depositados na Coleção de Peixes do Campus de Alta Floresta –

UNEMAT, estando a disposição para visitas técnicas dos órgãos ambientais e pesquisadores

interessandos.

Marcação das espécies migratórias

Cada exemplar de espécies de comprovado valor comercial maior de 30 cm capturado, através do

método de pesca, foi marcado através de TAGS de cor laranja na base da nadadeira dorsal (para peixes de

escama ou de couro). Os TAGS tem um número que corresponde às informações obtidas naquele

momento. Todo esse processo demora menos de 60 segundos, evitando estressar o peixe.

Unidade amostral

Considera-se uma Unidade Amostral (UA) o resultado do total de exemplares coletados na(s)

sequência(s) realizada(s) com cada método (peneira, rede de arrasto ou rede de espera).

Análises Biológicas

As análises biológicas (reprodução e alimentação) foram realizadas somente com as espécies

coletadas com número amostral maior que 10 indivíduos, para permitir a fidedignidade dos cálculos.

a. Análise Reprodutiva





Os estádios de maturação gonadal utilizados serão: 1 – Imaturo; 2 – Em maturação; 3 – Maturo; e 4 –

Esvaziado.

Os pesos das gônadas foram utilizados para estabelecer a relação com o peso dos peixes, por

estádio de maturação, determinando os Índices Gonadossomáticos e as curvas de reprodução. Este

procedimento permite observar a dinâmica da reprodução das diferentes espécies dentro do mesmo

período reprodutivo por tipo de ambiente onde a comunidade é estabelecida.

b. Análise Trófica

A determinação do regime alimentar foi efetuada através da aplicação do índice alimentar proposto por

Kawakami & Vazzoler (1980), segundo a fórmula:

IAi = Fi x Vi / (Fi x Vi) (1)

i=1

Sendo:

IAi = índice alimentar;

I = 1,2,...n determinado item alimentar;

Fi = freqüência de ocorrência (%) de determinado item alimentar;

Vi = volume (%) de determinado item alimentar.

A análise da estrutura trófica foi efetuada utilizando os seguintes procedimentos:

Uma guilda trófica foi considerada abundante quando seu valor for maior que o valor médio, dividindo o

número de peixes ou o produto de Ni x Pi pelo número de guildas tróficas em cada local de amostragem:

Ni x Pi x 100/ Ni x Pi (2)

onde Ni será igual ao número de exemplares da espécie i e Pi, o peso da espécie i.

c. Análises Estatísticas

A densidade dos peixes foi calculada através da Captura por Unidade de Esforço (CPUE = (C/E)),

onde,

(3)

Sendo:

CPUEn = captura em número por unidade de esforço;

CPUEb = captura em biomassa (peso corporal) por unidade de esforço;

Nm = número total dos peixes capturados na malha m;

Bm = biomassa total capturada na malha m;

Epm = esforço de pesca, que representa a área em m² das redes de malha m; e m = tamanho da malha

(entre nós 2, 3, 4, 5, 10 e 20 cm consecutivos).

Deste modo, foram obtidas as seguintes CPUE's:

CPUE(n,b) malha = CPUE, em número e biomassa, por malha de coleta;





CPUE(n,b) espécie = CPUE, em número e biomassa, por espécie.

A constância de ocorrência (C) das espécies foi calculada pela seguinte fórmula: C = p. 100/P,

onde p é o número de coletas contendo as espécies i e P é o número total de espécies, sendo que em

função do valor de C, distinguem as seguintes categorias: Espécies Constantes, presentes em mais de 50%

das coletas; Espécies acessórias, presentes em 25 a 50% das coletas; Espécies acidentais, presentes em

menos de 25% das coletas.

A diversidade foi avaliada utilizando-se o índice de Shannon-Wiener:

H = pi.log pi (4)

Sendo: pi a freqüência de cada uma das espécies e logaritmo na base 10.

A fim de evidenciar diferenças ou semelhanças, aos resultados dos índices de Shannon-Wiener

obtidos foram aplicados testes “t” de significância, onde:

T= H1 – H2 (5)

var. (H1) + var. (H2)

Sendo:

H1 é o valor da diversidade no local 1;

H2 é o valor da diversidade no local 2;

var (Hs), a variância do valor da diversidade, calculada como.

Var (Hs)= ( pi ln2 pi) – (Hs)

2 + S -1 (6)

N 2N2

Sendo:

S é o número de espécies;

N, o número de indivíduos da biocenose 1;

N2, o número de indivíduos da biocenose 2.

d. Análise de metais pesados

Para análise de mercúrio foram utilizados exemplares de piranha (Serrasalmus rhombeus), matrinxã

(Brycon pesu) e piau (Leporinus fridericii) que foram enviados ao Laboratório de Ictiologia do Campus de

Tangará da Serra – UNEMAT.

e. Comparabilidade dos resultados

As análise dos dados foram realizadas de forma cumulativa e os resultados serão descritos e

discutidos com os dados de todas as seis coleta realizadas até o momento.





5. RESULTADOS

5.1. Abundância, Riqueza e Diversidade de Peixes

Nos quinze trechos de amostragem foram registrados ao todo 19.234 exemplares de peixes, sendo

2.049 da primeira coleta, 4.436 da segunda coleta, 2.384 da terceira coleta, 2.553 da quarta coleta, 1.803

da quinta coleta e 6.009 na sexta coleta na área de abrangência da UHE Colíder. Os peixes registrados

pertencem a 07 ordens, 31 famílias, 96 gêneros e 293 espécies (Tabela 02).

Tabela 2 – Lista dos taxons (peixes) coletados em cada trecho de amostragem na área de abrangência da Usina Hidrelétrica Colíder, nas seis coletas (dezembro/2011 a março/2013). As colunas com numeração de 01 a 15 correspondem aos trechos de coleta da ictiofauna.

Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Ordem Beloniformes

Família Belonidae

Potamorrhaphis guianensis (Miranda Ribeiro, 1915)

1

2

Potamorrhaphis sp.

1 2 16

6

Ordem Characiformes

Família Acestrorhynchidae

Acestrorhynchus falcatus (Bloch, 1794) 2

1

9 2 1

1 1

Acestrorhynchus microleps (Schomburgk,1841 )

1 5 4 1

2 5

1

1 1 7

Acestrorhynchus pantaneiro Menezes, 1992 2

3

5 2

1 2

Família Anostomidae

Laemolyta taeniata (Kner, 1859)

1

16

Leporinus britsk 1

6

1 5 7 2

2 10

1

Leporinus fasciatus (Bloch, 1794)

3 3

3 4

12 1

2 1

Leporinus fridericii (Bloch, 1794) 44 12 13 4 3 7 4 2 90 52 10 10 25 17 36

Leporinus agassizi Steindachner, 1876

1

5 1

5 1 3 1

Leporinus aff. Granti

2

1

Leporinus granti Eigenmann, 1912

1

1

1

Leporinus guttatus Birindelli & Britski, 2009

1

Leporinus octomaculatus Britski & Garavello, 2005

2

1

1

1

Leporinus sp.

1

Leporinus vanzoi (Britski & Garavello, 2005)

1

4

Leporellus vittatus (Valenciennes, 1850)

1

Schizodon cf. isognathus Kner, 1858

1

Schizodon sp.

1

10

2

Synaptolaemus cingulatus 1

8 2 2 1

8 3

Família Characidae

Astyanacinus sp.

1

9

Moenkhausia sp gr chrysargyrea "9/45/8"

1


1 4

Astyanax aff. fasciatus (Cuvier, 1819)

1

Asyanax. aff. henseli Melo & Buckup, 2006

1

Astyanax aff. scabripinnis (Jenyns, 1842)

6

Astyanax argyrimarginatus Garutti, 1999 3

3

4

6





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Astyanax cf. abramis (Jenyns, 1842)

2 27 166 13 16

1

1

Astyanax bimaculatus

1

Astyanax gr. Bimaculatus 5

3 29

2

1

Astyanax cf. ajuricaba Marinho & Lima, 2009

21

4

Astyanax cf. bockmanni Vari & Castro, 2007

72 23 1

6

2 4 2

Astyanax cf. marionae Eigenmann, 1911

10

12 2 13

30 10 43

3

Astyanax gr. asuncionensis Géry, 1972

3

Astyanax gr. obscurus (Hensel, 1870)

4

Astyanax gr. vermilion Zanata & Camelier, 2009

38 24 11 15

44

Astyanax siapae Garutti, 2003

1

Astyanax sp.

4 1

1

1

1 4

Astyanax sp 2. "aff. Hemigrammus levis" 18 2

55

1 2 65 80 14

6

38

Astyanax sp.1

33

1

6

Astyanax sp. 2

1

Astyanax sp. 3

6

Astyanax sp. 4

9

Astyanax sp. 5

1

Astyanax anterior (Eigenmann, 1908)

3

Astyanax utiariti Garutti & Bertaco 2007

2

Brachychalcinus aff. Nummus

12

Brachychalcinus copei (Steindachner, 1882)

4

Brachychalcinus orbicularis (Valenciennes, 1850)

9

37 6 3

1

1 52 2 12

Brycon falcatus (Müller & Troschel, 1844)

3 3 1

48 16

2 18

2

Brycon pesu (Müller & Troschel, 1845) 2 6 4 3 6

1 13 15

3 6

Bryconamericus exodon (Eigenmann, 1907) 120 89 297 76 150 1 32 40 14 8 10 2 5 10 3

Bryconamericus sp.

5

Bryconamericus sp.1 19

3 3 148

4

53

Bryconamericus sp.2 3

12

4

Bryconamericus stramineus Eigenmann, 1908

4

550 92 8 7 14

Bryconexodon trombetasi Jégu, Santos & Ferreira, 1991

14 3 7 17 31

8 36 61 65

58 10 5 20

Bryconops alburnoides Kner, 1858

46

2 19

7

Bryconops caudomaculatus (Gunther, 1864) 31

33

6 9 78 3

34

3

Bryconops aff. caudomaculatus (Gunther, 1864)

11

17 8 45

17

5

Bryconops aff. colanegra

2

Bryconops melanurus (Bloch, 1794)

28 7 1 1 53 1 5 43

4 8

Bryconops cf. melanurus (Bloch, 1794)

13 10

6

2 5

Bryconops sp.

1 6

844

Bryconops sp. 1

21 11

1

Bryconops sp. 2 13

1

17

63 20

31

19 20 7

Bryconops sp. 3

3

Bryconops sp. 4

2

Characidae "juvenil"

1 1

2

1 2 1

1 2





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Caiapobrycon tucurui Malabarba & Vari, 2000

5

16

Creagrutus aff. cracentis V ari & Harold 2001 12

Creagrutus sp.

4 2 7

10

1

Hemigramus analis (Durbin,1909) 4

Gephyrocharax sp.

1

Gnathocharax sp.

1

1

Hemigrammus sp. 1 5 4

1

Hemigramus sp.1 7

12 12

1

2 4 4

Hemigramus coeruleus Durbin, 1908

38 5 4 8

2

7

Hemigrammus levis Durbin, 1908

16 13

28 9

Hemigrammus ocellifer (Steindachner, 1882) 2 20 21

6

14 6 8

1 1

Hemigrammus aff. tridens Eigenmann, 1907

2

Hyphessobrycon bentosi Durbin, 1908 10 2 3 2

51 51 4

7

1 15 5

Hyphessobrycon gr. bentosi Durbin, 1908 5

2 9 1 25 88 36 9 27 6 5

140

Hyphessobrycon heliacus Moreira, Landim & Costa, 2002

1 42 23 9 21

11 32 2

2 1 1

Hyphessobrycon aff. loretoensis Ladiges, 1938

1

Hyphessobrycon moniliger Moreira, Landim & Costa, 2002

1

2

Hyphessobrycon aff. moniliger Moreira, Lima & Costa, 2002

3

Hyphessobrycon aff. stegemanni Gery,1961

10

13

Hyphessobrycon scutulatus Lucena, 2003

29

2 1

1

Hyphessobrycon gr. Callistus

4

Hyphessobrycon pulchripinnis

1

Hyphessobrycon sp. 1 - gr. Agulha

2

1

3

5

Hyphessobrycon sp.

1

Hyphessobrycon sp. "gr. heterorhabdus"

6 30

Hyphessobrycon sp. 1 8 2 9 55 16 22

8

1 21 13 61

Hyphessobrycon sp. 2

5

4


21


3


1

Hyphessobrycon herbertaxelrodi

2

Hyphessobrycon vilmae Géry, 1966

5

Iguanodectes sp.

2

Iguanodectes aff. Spilurus

1

Jupiaba sp.

9 1

Jupiaba acanthogaster 61

5 14

9

Jupiaba anteroides

2

1

Jupiaba apenima Zanata, 1997 5 8 2 10

3 2 8 180 8 4 15 22 54 15

Jupiaba cf. abramoides

1 1

2

Jupiaba poranga

47

5

Jupiaba polylepis (Günther, 1864) 4 2

4 3 2 12 10 72 58 3 19 32 45 5





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Knodus heteresthes (Eigenmann, 1908) 1

13 2

6 4

1 4 2 4

Knodus cf. moenkhausii

1

Knodus shinahota (Ferreira & Carvajal, 2007) 1

Knodus sp. 1

3

15

Knodus cf. cracentis

2

Knodus sp. 3

2

8 10

Knodus sp. 2 cf. K. heteresthes

8

1

Macropsobrycon xinguensis

15

2 5

1

Larva characidae

1

Metynnis maculatus (Kner, 1858)

4 1

1

Metynnis lippincottianus

10

Mileinae jovenil 16

2 1

2

4 8 7

1

Microschemobrycon sp. n.1

13


2

2

Microschemobrycon guaporensis Cavallaro, 2010

1

28 1 3

3

1

12 1

Microschemobrycon sp.

24

57

Myleus arnoldi (Ahl, 1936)

1

Myleus setiger Müller & Troschel, 1844 16

20 12 3

2

1

Myleus sp. "juvenil" 6

2 3

1 1

Myloplus sp. 1

1

Moenkhausia sanctaefilomenae (Steindachner, 1907)

1

1

1

Moenkhausia collettii (Steindachner, 1882) 34 29 70 59 21 6

26 71 56 11 1 61 33 73

Moenkhausia cotinho 76 21 22

11 2 229 691

80

345

Moenkhausia aff. chlorophtalma Souza, Neto-Ferreira & Birindelli, 2010

10

2

17

Moenkhausia cf. copei (Steindachner, 1882)

27

Moenkhausia dichroura

30

122

5

Moenkhausia gr. Chrysargyrea

53

1

Moenkhausia grandisquamis (Muller & Troschel, 1845)

10 12 4

7

5 53 3 13

7

60

Moenkhausia lepidura (Kner, 1858) 34 9 94 4

2 121 49 746 294

23 89 40 90

Moenkhausia lopezi Britski & Silimon, 2001

4

Moenkhausia oligolepis (Günther, 1994) 24 38 14 28 31 12 7 16 28 21 8 3 64 6 9

Moenkhausia pirauba (Zanata, Berindelli & Moreira, 2010)

24

1

7

34

5

Moenkhausia plúmbea 6

7

1

4 45

2

Moenkhausia sp. gr. chrysargyrea "11/63/9"

1

Moenkhausia sp. 1 " aff. M. grandisquamis, 2 mancha"

3 2 10 3 2

3 222 11

22 6 1 4

Moenkhausia sp

6

Moenkhausia sp.1 204

6

12

Moenkhausia sp.2

4

18

Moenkhausia sp.3 3 11 36 1

6

2

3


7





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Phenacogaster aff. megalostictus Eigenmann, 1909

2

Phenacogaster gr. Pectinatus

2

3

2 4

1

Phenacogaster sp. "Juvenil"

1

Phenacogaster sp. 1 3

2 1

1

Serrapinnus kriegi (Schindler, 1937)

28 1

8

1

Serrapinnus sp.

1

3 2

Serrasalmus rhombeus (Linnaeus, 1766) 5

1 11

6 5 1 2

6

4

Tetragonopterus argenteus Curvier, 1816 3 1 1

5

Tetragonopterus carvalhoi Melo, Benine, Mariguela & Oliveira 2011

1

Tetragonopterus chalceus (Spix & Agassiz, 1829)

10 35

9 5 24

72 2

2

Tetragonopterus sp.

3

1

3 6

Thayeria boehlkei (Weintzman, 1957)

55 11

4 3 20 8 15

2 1

Thayeria obliqua Eigenmann, 1908

1

1

FamíliaChilodontidae

Caenotropus schizodon Scharcansky & Lucena 2007

6 12 39 2 5 6 3 20 5 45

22 1

4

Família Ctenoluciidae

Boulengerella cuvieri (Agassiz,1829)

1 2 3

4

4 6 5 3

2

Família Curimatidae

Curimata aff. acutirostris Vari & Reis, 1995 2

1 4 1

14

Curimata inornata Vari, 1989

2

1

Curimatopsis cf. macrolepis

1

Cyphocharax cf. notatus (Steindachner, 1908)

1

1

1

Cyphocharax gangamon Vari, 1992 4

24 17 2

1 2 6 14 3

Cyphocharax gillii (Eigenmann & Kennedy, 1903)

3

1 16

2

Cyphocharax leucostictus (Eigenmann & Eigenmann, 1889)

3

285 16

9

Cyphocharax helleri (Steindachner, 1910)

1

Steindachnerina argentea

2

Steindachnerina brevipinna (Braga & Azpelicuetta, 1987)

1 4 36 1

1 2 1

Steindachnerina cf. conspersa

1

Steindachnerina fasciata (Vari & Géry, 1985)

8 12

1

1

1 1

Steindachnerina aff. Guentheri

1

Steindachnerina sp.

1

Família Cynodontidae

Hydrolycus armatus (Jardine & Schomburgk, 1841)

1 1 1 1

3 3 6 1

2

Hydrolicus tatauaia (Toledo-Piza, Menezes &Santos, 1999)

3 2 3 20 6

1 5 5

2

Hydrolycus sp. "juvenil"

1

Família Crenuchidae

Amnocryptocharax cf. elegans Weitzman & Kanazawa, 1976

1

1

Melanocharacidium dispilomma (Buckup, 1993)

1





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Melanocharacidium sp.

1 1

Characidium gomesi (Travassos, 1956) 2

Characidium sp.

1

1 2

Characidium zebra (Eigenmann, 1909) 3 3 7 18 2 13 8 10 11 21 5 3 19 2 14

Família Erythrinidae

Hoplias gr. malabaricus (Bloch, 1794) 2 6

1 1

1

1 2

3

Hoplias lacerdae (Miranda Ribeiro, 1908)

2

1

2

1

Hoplias malabaricus (Bloch, 1794) 3 3

9

5 2 4 3 17 6 5 2

14

Hoplerythrinus unitaeniatus (Agassiz, 1829)

1 1 1 1

4 2 1

27

Família Hemiodontidae

Argonectes robertsi 1 2

2

Hemiodus sp. "juvenil" 42 1

1

14 2

23

4

Hemiodus microlepis Kner, 1858 2 5 4 6 1

2 3

1 39 6

1

Hemiodus sterni (Géry, 1964)

15 1

1 5 1 1 3 1 1 5

Hemiodus orthonops Eigenmann & Kennedy, 1903

1

Hemiodus unimaculatus (Bloch, 1794)

13

18

1

16 18 2 1

2

Família Lebiasinidae

Nannostomus eques Steindachner, 1876

1

Pyrrhulina brevis Steindachner, 1876

1

Pyrrhulina semifasciata Steindachner, 1876

1

Pyrrhulina sp.

18 2 17 3

1

Família Parodontidae

Parodon buckleyi (Boulenger, 1887)

1

Família Prochilodontidae

Prochilodus lineatus (Valenciennes,1836) 1 6 4 11 3

2

8

4

Prochilodus nigricans 2

5

6

1 7

3

Ordem Cyprinodontiformes

Família Rivulidae

Melanorivulus sp. 4 6

3

Rivulus zygonectes Myers, 1927

10

Família Poeciliidae

Poecilia reticulata Peters, 1859

1

1

Pamphorichthys aff. araguaiensis Costa, 1991

3 51 52

1 7

12

1 4

Pamphorichthys aff. Scalpridens

3

7

Ordem Gymnotiformes

Família Gymnotidae

Gymnotus carapo (Linnaeus, 1758) 4 10 5 12 1

1 1 1 11

9 8

11

Família Hypopomidae

Brachyhypopomus sp (nova)

1

Brachyhypopomus brevirostris (Steindachner, 1868)

2

6 1

5

3 4

Hypopygus lepturus Hoedeman, 1962

3

1

4

Família Rhamphichthyidae





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Gymnorhamphichthys sp. 1

1

1

Gymnorhamphichthys sp. 2

2

Gymnorhamphichthys rondoni (Miranda Ribeiro, 1920)

24 8 1 4 4 7

17 6 2 2 10 2 23 60

Gymnorhamphichthys petite

1

Família Sternopygidae

Eigenmannia limbata (Schreiner & Miranda Ribeiro,1903)

1

1

1

Sternopygus macrurus (Bloch & Scheneider, 1801)

1 1 3

10 4 6

9 12 6

2

2

Ordem Perciformes

Família Cichlidae

Aequidens aff. plagiozonatus Kullander, 1984

1

Aequidens epae (Kullander,1995)

4 11 16 2 4

3 2 1 4

1 6 8

Aequidens tetramerus 3 14 5 23 4 1

4 3 2 1 1 2

1

Apistogramma agassizii (Steindachner, 1875) 7

4

1

Apistogramma borelli (Regan, 1906)

11

Apistogramma aff. eunotus Kullander, 1981

4 14 2 2

27 13 16 2 35 1 13 113

Apistogramma sp. "juvenil! 5

1

1

3

Apistogramma sp. 2

1

Cichla monoculus Spix & Agassiz, 1831

1 1

2 1 1

Cichla sp.

1 2

1

1

Crenicichla anthurus

3

Crenicichla centrarchus (Kullander 1988)

1

Crenicichla cf. hemera

1

2

1

2

Crenicichla inpa Ploeg, 1991 7 2 8 2 2

5

10 7

5 1

Crenicichla labrina (Spix & Agassiz, 1831)

7 20 2

10 8 10 10 6

3

Crenicichla lepidota Heckel, 1840 15 8 13 18 2 9 4 3 8 7 1

2 1

Crenicichla maculata Kullander & Lucena, 2006

2 1

Crenicichla reticulata (Heckel, 1840)

7

2

2

7

Crenicichla sp. "juvenil" 14 1

Crenicichla cf. stocki

1

Crenicichla strigata (Günther,1862) 4 5 5

3

1

1

Crenicichla gr. saxtilis 6

Satanoperca acuticeps (Heckel, 1840)

12

Satanoperca gr. acuticeps (Heckel, 1840)

2

Satanoperca jurupari

1

Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840)

1

3

1

Satanoperca sp.

1

Teleocichla proselytus

1

3

Família Sciaenidae

Plagioscion squamossismus (Heckel,1840)

1 1 1

1

3

1

Ordem Siluriformes

Família Auchenipteridae

Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766) 4 2 6

1

1

7





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Tatia aulopygia 2

1

Tatia intermedia (Steindachner, 1877)

2

1

1 2

Tatia sp. 15

1 1 2

Trachelyopterus galeatus (Linnaeus, 1766)

1 1

Família Callichthyidae

Aspidoras albater (Nijssen & Isbrucker, 1976)

2

18

2

13

Caliichctys caliichctys (Linnaeus, 1758) 7 2

1 2

Corydoras xinguensis (Nijssen, 1972) 56 9 6 23 21 39 6 37 16 41 168 26 48 15 96

Corydoras sp.1 4 14 1

1 2 2 9 4

17

Corydoras sp2

1

0Família Heptapteridae

Imparfinis sp. 1

1

Nanorrhandia stictonotus Regan, 1913 48 38 14 54 40 17 43 45 83 12 71

41 23 74

Phenacorhamdia sp. 3

1 1

7 6 3

1

1 1

Pimelodella cristata (Muller & Troschel, 1848)

4

2

Pimelodella aff. steindachneri Eigenmann, 1917 2

35

2 2

6 2 1 5

Pimelodella gracilis 8 8

27 10 1 60 5 33 8 7

14

Pimelodella cf. taenioptera

2

Pimelodella sp.

3 1

Rhamdia sp.

1

2

Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard, 1824) 1 2

3 16

1

1

1

3

3

Família Loricariidae

Ancystrus sp. 8 4

3 2 3 6 1

1 3 2 1

Farlowella smithi Fowler, 1913 3

1

2 3 1

3

Hisonotus luteofrenatus 16

1

6

5

Hisonotus armatus (Carvalho, 2008)

9

5

4

Hypostomus cf. plecostomus (Linnaeus, 1758)

7

Hypostomus cochliodon Kner, 1854 15

Hypostomus emaginatus

3

1

Hypostomus gr. cochiodon Kner, 1854

2 1

Hypostomus rondoni (Miranda Ribeiro, 1912)

10

Hypostomus símios Hollanda Carvalho & Weber, 2005

8

3

Hypostomus soniae Hollanda, Carvalho & Weber, 2004

41 5

2 5

15 1 1 17 1 6 1

Hypostomus cf. pyrineusi (Miranda Ribeiro, 1920)

3

8

Hypostomus sp. "juvenil"

1

6

4

Hypostomus sp. 1 2

1 1

1

3

6

Hypostomus sp. 2

10 2

1

Otocinclus arnoldi Regan, 1909

14

Otocinclus caxarari Schaefer, 1997

15 5

8

3

Otocinclus hasemani Steindachner, 1915 15 7 10 18 13 14 13 9 3 30

5

4 11

Otocinclus sp.

1 5 7

7 7

2





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Otocinclus sp. 1 5

11 3 8

1

2 4 4

2

Otocinclus sp. 2 1

15

Otocinclus vittatus Regan, 1904

12

Rineloricaria sp.

2

1

2 1

2

Rineloricaria hasemani Isbrucker & Nijssen, 1979

1

Rineloricaria lanceolata Guinther, 1868 1

1 1

Sturissoma rostratum Regan, 1904

2

1

Família Pimelodidae

Pimelodus albofasciatus Mees, 1974 1 1 1

1

5 1

Pimelodus blochii Valenciennes, 1840 1 3

1

1

Pimelodus tetrâmeros

2

3 13 1 1

Pseudoplatystoma fasciatus (Linnaeus, 1766)

4

1

Pseudoplatystoma punticfer

1 1

Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840)

6 6

2 1

1 2 1 1

1

Sorubim lima (Bloch & Scheider, 1801)

3

1

1 5 1

6

Sorubim trigonocephalus Miranda Ribeiro 1920

1 1 1

3 2

Zungaro zungaro (Humbolt, 1821)

1

1 1 2

Família Pseudopimelodidae

Pseudopimelodus pulcher (Boulenger, 1887)

6

FamíliaTrichomycteridae

Ituglanis amazonicus (Steindachner, 1882) 12 19

7

61 5 1 6 7 13 2 21 7 6

Parastegophilus sp.

1

Ordem Synbranchiformes

FamíliaSynbranchidae

Synbranchus marmoratus (Bloch, 1795) 3 1 1

1 2

4 1

1

As espécies registrada na UHE Colíder estão distribuídas da seguinte forma: Beloniformes (1

família, 1 gênero e 2 espécies), Characiformes (14 famílias, 51 gêneros e 197 espécies),

Cyprinodontiformes (2 famílias, 4 gêneros e 4 espécies), Gymnotiformes (4 famílias, 6 gêneros e 10

espécies), Perciformes (2 famílias, 7 gêneros e 27 espécies), Siluriformes (7 famílias, 26 gêneros e 52

espécies), e Symbranchiformes (1 família, 1 gênero e 1 espécie).

Dentre as espécies de peixes coletadas na área de abrangência da UHE Colíder, tem-se a seguinte

proporção (Figura 05): 67% das espécies são representantes dos Characiformes; 18% das espécies

representam os Siluriformes; 9% representam os Perciformes; 3,5% representam os Gymnotiformes;

Beloniformes, Symbranchiformes e Cyprinodontiformes juntos representam 2,5%.

Apesar da acentuada riqueza de espécies e da abundância de indivíduos de poucas espécies,

houve um incremento de espécies capturas apenas uma única vez. Das espécies registradas 56 são de

singletons (taxon com ocorrência de apenas um indivíduo) e 16 espécies são doubletons (táxon com

apenas dois indivíduos em todos os trechos de coleta) (Tabela 02).





Estes resultados são semelhantes aos encontrados por Castilhos & Buckup (2011) para a área da

ecorregião aquática Tapajós, evidenciando que as ordens Characiformes e Siluriformes representam mais

de 80% da ictiofauna da região.

Figura 05 – Representação das ordens de peixes coletadas na área de abrangência da UHE Colíder, nos meses de dezembro de 2011 a março de 2013.

Os reusltados das análises de abundância (N), riqueza (R) e diversidade (H’) de espécies das seis

coletas acumuladas, apontam que o trecho 04, correspondente ao Rio Renato, após seis coletas continua

apresentando o valor mais alto de diversidade e riqueza de espécies (H’ = 4,185 e R = 134) e o trecho 09 no

Rio Teles Pires apresenta o maior valor de abundância (N = 4744), já o valores mais baixo de diversidade

está representado no trecho 10 (H’ = 3,043) (Tabela 3).

Tabela 03 – Dados básicos da ictiofauna na área de abrangência da UHE Colíder nas coletas de dezembro de 2011 a março de 2013. Sendo que os números de 01 a 15 na coluna inicial correspondem aos trechos de coleta de peixes.

Dados Básicos 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Riqueza 96 84 105 134 73 88 71 94 132 98 75 72 96 58 94

Abundância 1305 631 1380 1268 611 745 694 1193 4744 2110 663 591 978 516 1609

Dominancia 0,146 0,101 0,131 0,166 0,240 0,135 0,371 0,176 0,137 0,285 0,198 0,084 0,110 0,153 0,286

Shannon_H’ 3,641 3,76 3,572 4,185 3,332 3,706 3,392 3,543 3,219 3,043 3,227 3,504 3,704 3,361 3,232

Equitabilidade 0,797 0,848 0,767 0,854 0,776 0,827 0,795 0,779 0,659 0,663 0,747 0,819 0,811 0,827 0,711

Assim, os análises dos índices ecológicos obtidos para os quinze trechos de coleta de peixes na

área de abrangência da UHE Colíder, indicam que a diversidade pode variar de acordo com a

disponibilidade de ambientes em cada trecho. Assim os trechos que possuem áreas de abrigo e

alimentação, podem apresentar maior diversidade, caso específico do Rio Renato. Estes resultados podem

também estar refletindo a boa qualidade da água e a diversificação ambiental na área de estudo o que

possibilita a existência de uma acentuada riqueza de espécies. Condição semelhante a verificada por





Castilhos & Buckup (2011) que afirmam que a heterogeneidade da ecorregião aquática Tapajós possibilita a

existencia de uma ictiofauna bastante específica, diferente do restante da bacia Amazônica.

5.2. Guildas Tróficas

Os hábitos alimentares das espécies coletadas apontam para uma distribuição equitativa das

guildas tróficas na comunidade (Tabela 04), com composição específica de 28% de onívoros, 22% das

espécies não foram realizadas análises da dieta em decorrência do número insuficiente de exemplares

coletados, 11% de detritívoros, 10% de insetívoros, 9% de piscívoros, 7% de iliófagos, 6% de carnívoros e

7% de espécies que compõem as demais guildas (Figura 06). Estes resultados podem estar refletindo a

disponibilidade de recursos em todos os habitats e um compartilhamento dos mesmos pela diferentes

espécies das comunidades aquáticas.

TABELA 04 – Lista de Espécies da Ictiofauna da área de abrangência da Usina Hidrelétrica de Colíder, no período de dezembro de 2011 a março de 2013. Classificação com base em Reis et al. (2003). Legenda: Guilda: NAIA – Número Amostral Insuficiente para Análise; e Hábitos: MT – migratório trófico; MR – migratório reprodutivo; S – hábitos sedentários (Classificação com base em Agostinho et al. 2007); Ambiente: ar - águas rasas; co – corredeiras; cn - canais; ea - encontro de águas; ig – igarapé; le - lêntico; lo - lótico;pd - pedras; pc – poço; rz - raízes de plantas; re – remansos.

Taxons Nome Comum Guilda Hábitos Ambiente

Ordem Beloniformes

Família Belonidae

Potamorrhaphis guianensis (Miranda Ribeiro, 1915)

Peixe-agulha Carnívoro MT Lo, ar

Potamorrhaphis sp. Peixe-agulha Carnívoro MT Lo, ar

Ordem Characiformes


Acestrorhynchus falcatus (Bloch, 1794) Peixe-Cachorro Piscívoro MT, MR Lo

Acestrorhynchus microleps (Schomburgk,1841 )

Cachorrinha Piscívoro MT, MR Lo

Acestrorhynchus pantaneiro Menezes, 1992

Cachorra Piscívoro MT, MR Lo


Laemolyta taeniata (Kner, 1859) Piau Onívoro MT,MR Cn, Lo

Leporinus britsk Piau Onívoro MT,MR Cn, Lo

Leporinus fasciatus (Bloch, 1794) Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus fridericii (Bloch, 1794) Piau-Três-Pintas Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus agassizi Steindachner, 1876 Piau Iliófago MT, MR Cn, Lo

Leporinus aff. granti Piau Iliófago MT, MR Cn, Lo

Leporinus granti Eigenmann, 1912 Piau Frugívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus guttatus Birindelli & Britski, 2009

Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus octomaculatus Britski & Garavello, 2005

Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus sp. Piau NAIA MT, MR Cn, Lo

Leporinus vanzoi (Britski & Garavello, 2005)

Piau-listrado Frugívoro MT, MR Cn, Lo

Leporellus vittatus (Valenciennes, 1850) Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Schizodon cf. isognathus Kner, 1858 Piau NAIA MT, MR Cn, Lo

Schizodon sp. Piau NAIA MT, MR Cn, Lo






Synaptolaemus cingulatus Piau NAIA - Lo

Família Characidae

Astyanacinus sp. Lambari Insetívoro MT Ar, Rz


Lambari NAIA MT Ar, Rz



Astyanax aff. fasciatus (Cuvier, 1819) Lambari NAIA MT Ar, Rz

Asyanax. aff. henseli Melo & Buckup, 2006


Astyanax aff. scabripinnis (Jenyns, 1842)


Astyanax argyrimarginatus Garutti, 1999 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax cf. abramis (Jenyns, 1842) Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax bimaculatus Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax gr. bimaculatus Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax cf. ajuricaba Marinho & Lima, 2009


Astyanax cf. bockmanni Vari & Castro, 2007


Astyanax cf. marionae Eigenmann, 1911 Lambari NAIA - Cn

Astyanax gr. asuncionensis Géry, 1972 Lambari NAIA - Cn

Astyanax gr. obscurus (Hensel, 1870) Lambari NAIA MT Cn

Astyanax gr. vermilion Zanata & Camelier, 2009

Lambari NAIA MT Cn

Astyanax siapae Garutti, 2003 Lambari Insetívoro - Ar, Rz

Astyanax sp. Lambari Onívoro MT Cn

Astyanax sp 2. "aff. Hemigrammus levis" Lambari NAIA MT Cn

Astyanax sp.1 Lambari NAIA MT Cn

Astyanax sp. 2 Lambari NAIA MT Cn

Astyanax sp. 3 Lambari NAIA MT Cn

Astyanax sp. 4 Lambari Onívoro MT Ar, Lo

Astyanax sp. 5 Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Astyanax anterior (Eigenmann, 1908) Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Astyanax utiariti Garutti & Bertaco 2007 Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Brachychalcinus aff. nummus Lambari moeda Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Brachychalcinus copei (Steindachner, 1882)

Lambari moeda Insetívoro MT Ar, Lo

Brachychalcinus orbicularis (Valenciennes, 1850)

Lambari moeda NAIA MT Ar, Lo

Brycon falcatus (Müller & Troschel, 1844)

Matrinxã Insetívoro MT Ar, Lo

Brycon pesu (Müller & Troschel, 1845) Matrinxã Herbívoro/

Piscívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus exodon (Eigenmann, 1907)

Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus sp. Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus sp.1 Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconamericus sp.2 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus stramineus Eigenmann, 1908


Bryconexodon trombetasi Jégu, Santos & Ferreira, 1991


Bryconops alburnoides Kner, 1858 Lambari Insetívoro MT Ar, Lo






Bryconops caudomaculatus (Gunther, 1864)

Lambari NAIA - Lo

Bryconops aff. caudomaculatus (Gunther, 1864)

Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconops aff. colanegra Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconops melanurus (Bloch, 1794) Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconops cf. melanurus (Bloch, 1794) Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd

Bryconops sp. Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd

Bryconops sp. 1 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd


Bryconops sp. 3 Lambari NAIA - Lo


Characidae "juvenil" Lambari NAIA - Pd

Caiapobrycon tucurui Malabarba & Vari, 2000

Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd

Creagrutus aff. cracentis V ari & Harold 2001

Lambari NAIA - Lo

Creagrutus sp. Lambari NAIA - Lo

Hemigramus analis (Durbin,1909) Piaba Insetívoro MT Ar, Lo, Pd

Gephyrocharax sp. Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo,

Ea, Pd

Gnathocharax sp. Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo,

Ea, Pd

Hemigrammus sp. Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo,

Ea, Pd

Hemigramus sp.1 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo,

Ea, Pd

Hemigramus coeruleus Durbin, 1908 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo,

Ea, Pd

Hemigrammus levis Durbin, 1908 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo,

Ea, Pd Hemigrammus ocellifer (Steindachner, 1882)

Lambari Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hemigrammus aff. tridens Eigenmann, 1907

Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon bentosi Durbin, 1908 Piaba NAIA - Cn

Hyphessobrycon gr. bentosi Durbin, 1908


Hyphessobrycon heliacus Moreira, Landim & Costa, 2002


Hyphessobrycon aff. loretoensis Ladiges, 1938

Piaba Insetívoro/Onívoro MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon moniliger Moreira, Landim & Costa, 2002

Piaba NAIA MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon aff. moniliger Moreira, Lima & Costa, 2002

Piaba Onívoro MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon aff. stegemanni Gery,1961

Piaba Insetívoro/Onívoro MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon scutulatus Lucena, 2003


Hyphessobrycon gr. callistus Piaba Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon pulchripinnis Piaba Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. 1 - gr. Agulha Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. "gr. heterorhabdus" Piaba

Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. 1 Piaba NAIA - Ar

Hyphessobrycon sp. 2 Piaba Carnívoro MT Cn

Hyphessobrycon sp. 3 Piava Onívoro MT Ar, Ea, Lo






Hyphessobrycon sp. 4 Piava NAIA - Lo

Hyphessobrycon sp. 5 Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon herbertaxelrodi Piaba NAIA - Lo

Hyphessobrycon vilmae Géry, 1966 Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Iguanodectes sp. Piaba NAIA - Lo

Iguanodectes aff. spilurus Piaba NAIA - Cn

Jupiaba sp. Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Jupiaba acanthogaster Piaba NAIA - Cn

Jupiaba anteroides Piava Onívoro MT Ar, Ea, Lo

Jupiaba apenima Zanata, 1997 Piaba Onívoro MT Ar, Pd, Rz

Jupiaba cf. abramoides Piaba NAIA - Ar

Jupiaba poranga Piaba NAIA - Lo

Jupiaba polylepis (Günther, 1864) Piaba Insetívora - Lo

Knodus heteresthes (Eigenmann, 1908) - NAIA - Ar

Knodus cf. moenkhausii - NAIA - Lo

Knodus shinahota (Ferreira & Carvajal, 2007)

- NAIA - Pd

Knodus sp. 1 - NAIA - Rz

Knodus cf. cracentis - NAIA - Lo

Knodus sp. 3 - NAIA - Ar

Knodus sp. 2 cf. K. heteresthes - NAIA - Lo

Macropsobrycon xinguensis - NAIA - Lo

Larva characidae - NAIA - Lo

Metynnis maculatus (Kner, 1858) Pacu Onívoro MT, MR Ar, Pd, Rz,

Lo

Metynnis lippincottianus Pacu Onívoro MT, MR Ar, Pd, Rz,

Lo

Mileinae jovenil Pacupeva Onívoro MT Cn

Microschemobrycon sp. n.1 - NAIA MT Lo

Microschemobrycon sp. n.2 - NAIA - Lo

Microschemobrycon guaporensis Cavallaro, 2010

- NAIA - Lo

Microschemobrycon sp. Pacupeva Onívoro MT, MR Lo, Cn

Myleus arnoldi (Ahl, 1936) Pacu Frugívoro MT, MR Lo, Cn

Myleus setiger Müller & Troschel, 1844 Pacu Frugívoro MT, MR Lo, Cn

Myleus sp. "juvenil" Pacu NAIA MT Lo

Myloplus sp. 1 Lambari Olho-de-Fogo Frugívoro MT, MR Lo, Cn

Moenkhausia sanctaefilomenae (Steindachner, 1907)

Lambari Olho-de-Fogo Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia collettii (Steindachner, 1882)

Lambari Onívoro MT Lo

Moenkhausia cotinho Lambari Olho-de-Fogo Onívoro MT Ar, Rz, Lo


Lambari Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia cf. copei (Steindachner, 1882)


Moenkhausia dichroura Lambari Olho-de-Fogo Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia gr. chrysargyrea Lambari Olho-de-Fogo Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia grandisquamis (Muller & Troschel, 1845)







Moenkhausia lepidura (Kner, 1858) Lambari Olho-de-Fogo Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Moenkhausia lopezi Britski & Silimon, 2001

Lambari Olho-de-Fogo Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Moenkhausia oligolepis (Günther, 1994) Lambari NAIA - Cn

Moenkhausia pirauba (Zanata, Berindelli & Moreira, 2010)

Lambari Onívoro MT Cn, ar

Moenkhausia plumbea Lambari Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia sp. gr. chrysargyrea "11/63/9"

Lambari Olho-de-Fogo Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Moenkhausia sp. 1 " aff. M. grandisquamis, 2 mancha"

Lambari Olho-de-Fogo Piscívoro/Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Moenkhausia sp Lambari Olho-de-Fogo Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Moenkhausia sp.1 Lambari gordo Onívoro MT Ar, Ea, Lo



Microschemobrycon sp. n.2 Lambari NAIA - Lo

Phenacogaster aff. megalostictus Eigenmann, 1909

Lambari NAIA - Lo

Phenacogaster gr. pectinatus Lambari NAIA - Lo

Phenacogaster sp. "Juvenil" Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Phenacogaster sp. 1 Lambari NAIA - Lo

Serrapinnus kriegi (Schindler, 1937) Lambari NAIA - Lo

Serrapinnus sp. Lambari NAIA - Lo

Serrasalmus rhombeus (Linnaeus, 1766)

Piranha-preta Onívoro MT Ar, Ea, Lo

Tetragonopterus argenteus Curvier, 1816

Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo



Tetragonopterus chalceus (Spix & Agassiz, 1829)


Tetragonopterus sp. Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Thayeria boehlkei (Weintzman, 1957) Piava Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Thayeria obliqua Eigenmann, 1908 Piava Onívoro MT Cn, Ea, Lo


Caenotropus schizodon Scharcansky & Lucena 2007

Durinho, cabeça-dura Iliófago MT cn, le


Boulengerella cuvieri (Agassiz,1829) Bicuda Piscívoro MT, MR Cn, Lo


Curimata aff. acutirostris Vari & Reis, 1995

Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Curimata inornata Vari, 1989 Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Curimatopsis cf. macrolepis Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax cf. notatus (Steindachner, 1908)


Cyphocharax gangamon Vari, 1992 Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax gillii (Eigenmann & Kennedy, 1903)


Cyphocharax leucostictus (Eigenmann & Eigenmann, 1889)


Cyphocharax helleri (Steindachner, 1910)

Branquinha Insetívoro S Ar, Lg, Le

Steindachnerina argentea Curimba Insetívoro - Lg

Steindachnerina brevipinna (Braga & Azpelicuetta, 1987)







Steindachnerina cf. conspersa Curimba NAIA - Rz

Steindachnerina fasciata (Vari & Géry, 1985)

Curimba NAIA - Rz

Steindachnerina aff. guentheri Curimba NAIA S Lg, Le, Rz

Steindachnerina sp. Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Família Cynodontidae

Hydrolycus armatus (Jardine & Schomburgk, 1841)

Cachorra Piscívoro MT, MR Cn, Lo

Hydrolicus tatauaia (Toledo-Piza, Menezes &Santos, 1999)

Cachorra Piscívoro MT, MR Cn, Lo

Hydrolycus sp. "juvenil" Cachorra Piscívoro MT, MR Cn, Lo

Família Crenuchidae

Amnocryptocharax cf. elegans Weitzman & Kanazawa, 1976

Onívoro MT Rz

Melanocharacidium dispilomma (Buckup, 1993)

Onívoro MT Rz

Melanocharacidium sp. Onívoro MT Rz

Characidium gomesi (Travassos, 1956) Onívoro MT Rz

Characidium sp. NAIA MT Rz

Characidium zebra (Eigenmann, 1909) Onívoro MT Rz


Hoplias gr. malabaricus (Bloch, 1794) Traíra Piscívoro S cn, re

Hoplias lacerdae (Miranda Ribeiro, 1908)

Trairão Piscívoro S cn, re

Hoplias malabaricus (Bloch, 1794) Traíra Piscívoro S cn, re, le

Hoplerythrinus unitaeniatus (Agassiz, 1829)

Jeju Piscívoro S cn, re


Argonectes robertsi Sardinhão Iliófago MR Ea, cn

Hemiodus sp. "juvenil" Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus microlepis Kner, 1858 Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus sterni (Géry, 1964) Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus orthonops Eigenmann & Kennedy, 1903

Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus unimaculatus (Bloch, 1794) Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê


Nannostomus eques Steindachner, 1876

- Insetívoro S lo, lg

Pyrrhulina brevis Steindachner, 1876 - Insetívoro S lo, lg

Pyrrhulina semifasciata Steindachner, 1876

- NAIA S lo, lg

Pyrrhulina sp.


Parodon buckleyi (Boulenger, 1887) Canivete Iliófago MT cn, lo, lg


Prochilodus lineatus (Valenciennes,1836)

Curimbatá Iliófago MR cn, lo, lg

Prochilodus nigricans Curimbatá Iliófago MR Lo


Família Rivulidae

Melanorivulus sp. - NAIA S ar, pd, pc

Rivulus zygonectes Myers, 1927 - NAIA S ar, pd, pc







Poecilia reticulata Peters, 1859 - NAIA s Pc

Pamphorichthys aff. araguaiensis Costa, 1991

- NAIA S Pd

Pamphorichthys aff. scalpridens - Onívoro S ar, pd, pc

Ordem Gymnotiformes

Família Gymnotidae

Gymnotus carapo (Linnaeus, 1758) Tuvira Invertívoro S ar, rz, lg, le


Brachyhypopomus sp (nova) Sarapó NAIA S Ig

Brachyhypopomus brevirostris (Steindachner, 1868)

Sarapó Invertívoro S Ig

Hypopygus lepturus Hoedeman, 1962 Sarapó Invertívoro S ar, rz, lg


Gymnorhamphichthys sp. 1 Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le

Gymnorhamphichthys sp. 2 Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le

Gymnorhamphichthys rondoni (Miranda Ribeiro, 1920)

Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le

Gymnorhamphichthys petite Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le


Eigenmannia limbata (Schreiner & Miranda Ribeiro,1903)

Tuvira Invertívoro S ar, rz, lg, le

Sternopygus macrurus (Bloch & Scheneider, 1801)

Tuvira Invertívoro S ar, rz, lg, le

Ordem Perciformes

Família Cichlidae

Aequidens aff. plagiozonatus Kullander, 1984

Cará Onívoro MT Todos ambientes

Aequidens epae (Kullander,1995) Cará Onívoro MT Todos

ambientes

Aequidens tetramerus Cará Onívoro - Ar, rz

Apistogramma agassizii (Steindachner, 1875)

Cará Detritívoro MT Todos ambientes

Apistogramma borelli (Regan, 1906) Cará Detritívoro MT Todos

ambientes Apistogramma aff. eunotus Kullander, 1981

Cará Detritívoro MT Todos ambientes

Apistogramma sp. "juvenil! Cará Detritívoro MT Todos

ambientes

Apistogramma sp. 2 Cará NAIA - Margem

Cichla monoculus Spix & Agassiz, 1831 Tucunaré Piscívoro MT Margens e renansos

Cichla sp. Tucunaré Piscívoro MT Margens e

renansos

Crenicichla anthurus Joaninha NAIA - Margens e

renansos Crenicichla centrarchus (Kullander 1988)

Joaninha Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla cf. hemera Joaninha Onívoro MT Todos

ambientes

Crenicichla inpa Ploeg, 1991 Joaninha Insetívoro - Margens e

renansos Crenicichla labrina (Spix & Agassiz, 1831)


Crenicichla lepidota Heckel, 1840 Joaninha Onívoro MT Todos

ambientes Crenicichla maculata Kullander & Lucena, 2006


Crenicichla reticulata (Heckel, 1840) Joaninha Onívoro MT Todos






ambientes

Crenicichla sp. "juvenil" Joaninha Onívoro MT Todos

ambientes

Crenicichla cf. stocki Joaninha NAIA - Le

Crenicichla strigata (Günther,1862) Joaninha Onívoro MT Todos

ambientes

Crenicichla gr. saxtilis Joaninha NAIA - Le

Satanoperca acuticeps (Heckel, 1840) Cará-bicudo Detritívoro MT Todos

ambientes Satanoperca gr. acuticeps (Heckel, 1840)

Cará-bicudo Detritívoro MT Todos ambientes

Satanoperca jurupari Cará-bicudo Detritívoro MT Todos

ambientes

Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840) Cará-bicudo NAIA - Margem

Satanoperca sp. Cará Onívoro MT Todos

ambientes

Teleocichla proselytus Cará NAIA MT Margem

Família Sciaenidae

Plagioscion squamossismus (Heckel,1840)

Curvina-branca Piscívoro MT, MR cn, lo, re

Ordem Siluriformes


Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766)

Bagre Piscívoro S re, cn, lo

Tatia aulopygia Bagre Piscívoro S re, cn, lo

Tatia intermedia (Steindachner, 1877) Bagre Piscívoro S re, cn, lo

Tatia sp. Bagre Piscivoro S re, cn, lo

Trachelyopterus galeatus (Linnaeus, 1766)

Bagre Piscívoro S re, cn, lo


Aspidoras albater (Nijssen & Isbrucker, 1976)

Cascudinho Planctófago MT rz, ar, pd, lo

Caliichctys caliichctys (Linnaeus, 1758) Tamboatá Planctófago MT rz, ar, pd,

lo

Corydoras xinguensis (Nijssen, 1972) Cascudinho Planctófago MT rz, ar, pd,

lo

Corydoras sp.1 Cascudinho Planctófago MT rz, ar, pd,

lo

Corydoras sp2 Cascudinho Planctófago MT rz, ar, pd,

lo

Família Heptapteridae

Imparfinis sp. 1 Bagre NAIA - Rz

Nanorrhandia stictonotus Regan, 1913 Bagre Onívoro MT Todos

ambientes

Phenacorhamdia sp. Bagre Onívoro MT Rz

Pimelodella cristata (Muller & Troschel, 1848)

Bagre Onívoro/ Piscívoro

MT Todos ambientes

Pimelodella aff. steindachneri Eigenmann, 1917

Bagre Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Pimelodella gracilis Bagre Detritívoro S pd, ar, pc

Pimelodella cf. taenioptera Bagre Onívoro S pd, ar, rz,

pc

Pimelodella sp. Bagre Detritívoro S pd, ar, pc

Rhamdia sp. Bagre Onívoro/

Piscívoro MT Todos

ambientes Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard, 1824)

Bagre Onívoro/ Piscívoro

MT Todos ambientes







Ancystrus sp. Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Farlowella smithi Fowler, 1913 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Hisonotus luteofrenatus Cascudo - S pd, ar, rz,

pc

Hisonotus armatus (Carvalho, 2008) Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc Hypostomus cf. plecostomus (Linnaeus, 1758)

Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus cochliodon Kner, 1854 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Hypostomus emaginatus Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Hypostomus gr. cochiodon Kner, 1854 Cascudo NAIA S pd, ar, rz,

pc Hypostomus rondoni (Miranda Ribeiro, 1912)


Hypostomus símios Hollanda Carvalho & Weber, 2005

Cascudo - S Ar

Hypostomus soniae Hollanda, Carvalho & Weber, 2004


Hypostomus cf. pyrineusi (Miranda Ribeiro, 1920)


Hypostomus sp. "juvenil" Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Hypostomus sp. 1 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Hypostomus sp. 2 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Otocinclus arnoldi Regan, 1909 Cascudo Iliógafo S pd, rz, pc

Otocinclus caxarari Schaefer, 1997 Cascudo Iliófago S pd, ar, rz,

pc Otocinclus hasemani Steindachner, 1915

Cascudo Iliófago S pd, ar, rz, pc

Otocinclus sp. Cascudo Iliófago S pd, ar, rz,

pc

Otocinclus sp. 1 Cascudo Iliógafo S pd, ar, rz,

pc

Otocinclus sp. 2 Cascudo Iliógafo S pd, ar, rz,

pc

Otocinclus vittatus Regan, 1904 Cascudo Iliógafo S pd, ar, rz,

pc

Rineloricaria sp. Cascudo Iliófago S pd, ar, rz,

pc Rineloricaria hasemani Isbrucker & Nijssen, 1979


Rineloricaria lanceolata Guinther, 1868 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz,

pc

Sturissoma rostratum Regan, 1904 Cascudo - S pd, ar, rz,

pc


Pimelodus albofasciatus Mees, 1974 Bagre NAIA S Cn

Pimelodus blochii Valenciennes, 1840 Bagre Onívoro

MT Cn

Pimelodus tetrameros Bagre barrigudo Onívoro/

Insetívoro MT Todos

ambientes Pseudoplatystoma fasciatus (Linnaeus, 1766)

Cachara Piscívoro MT e MR pd, pc e co

Pseudoplatystoma punticfer Sutubim Piscívoro MT e MR pd, pc e

co Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840)

Bagre Insetívoro MT Todos ambientes

Sorubim lima (Bloch & Scheider, 1801) Bagre Insetívoro MT Co

Sorubim trigonocephalus Miranda Ribeiro 1920

Chinelo Piscívoro MT Todos Ambientes

Zungaro zungaro (Humbolt, 1821) Jaú Piscívoro MT e MR pd, pc e

co







Pseudopimelodus pulcher (Boulenger, 1887)

Bagre Carnívoro MR Lo


Ituglanis amazonicus (Steindachner, 1882)

Candiru Carnívoro S pc, ar, pd,

cn

Parastegophilus sp. Candiru Carnívoro S pc, ar, pd,

cn



Synbranchus marmoratus (Bloch, 1795) Muçum Iliófago S Rz, pc

Especialmente na região amazônica, segundo Barthem & Goulding (1997) a relação entre a

disponibilidade de alimentos e o espectro alimentar de espécies tropicais frequentemente esta sujeita a

pulsos de inundação; na cheia os alimentos de origem alóctone são amplamente aproveitados pelos peixes,

permitindo o desenvolvimento de reservas de gordura, das quais as espécies sobrevivem durante as aguas

baixas. Estes são informações semelhantes as encontradas nos peixes da área de coleta da UHE Colíder.

De modo geral os itens consumidos pelos peixes analisados são partes vegetais, detritos, algas

zooplâncton, insetos, outros invertebrados aquáticos (caranguejos, camarões, moluscos, anelídeos) e

peixes. Verifica-se pouco nível de especialização alimentar, segundo Agostinho et al. (2007) essa deve ser

uma boa estratégia para ambientes com alta flutuação sazonal, pode ocorrer que em determinadas épocas

do ano alguns recursos alimentares não estejam disponíveis e outros sim, favorencendo os indivíduos

onívoros ou menos especialistas.

Figura 06 – Representação das guildas em porcentagem das espécies de peixes coletados na

área de influência da UHE Colíder, no período de dezembro/2011 a março/2013.

Com relação a freqüência de ocorrência de cada espécie, os resultados apontam o alto grau de

exclusividade, onde 72% delas são classificadas como acidentais, 11% constantes e apenas 17% como

acessórias (Tabela 05).





Isso pode ser explicado devido ao processo de especialização na ocupação dos espaços pelas

espécies, bem como pela grande heterogeneidade ambiental na área amostral, confirmando resultados

encontrados para outras regiões da bacia do Rio Teles Pires por Arrolho et. al. (2006, 2011 e 2012).

TABELA 05 – Lista de Espécies da Ictiofauna da área de abrangência da Usina Hidrelétrica de Colíder, dezembro de 2011 a março de 2013. Classificação com base em Reis et al. (2003). Legenda: Ocorrência: Co: Constante; Ace: Acessória; Aci: Acidenta; e Método de Coleta: pc – puçá; ra – rede de arrasto; re – rede de espera; pe – pesca.

Taxons Abundância Ocorrência Método de

Coleta

Ordem Beloniformes

Família Belonidae

Potamorrhaphis guianensis (Miranda Ribeiro, 1915) 3 Aci Pc

Potamorrhaphis sp. 25 Aci Pc

Ordem Characiformes


Acestrorhynchus falcatus (Bloch, 1794) 17 Ace Re

Acestrorhynchus microleps (Schomburgk,1841 ) 28 Co Re

Acestrorhynchus pantaneiro Menezes, 1992 15 Aci Re


Laemolyta taeniata (Kner, 1859) 17 Aci Re

Leporinus britsk 35 Aci Re

Leporinus fasciatus (Bloch, 1794) 29 Aci Re

Leporinus fridericii (Bloch, 1794) 329 Co Re

Leporinus agassizi Steindachner, 1876 17 Ace Re

Leporinus aff. Granti 3 Aci Re

Leporinus granti Eigenmann, 1912 3 Aci Re

Leporinus guttatus Birindelli & Britski, 2009 1 Aci re e pe

Leporinus octomaculatus Britski & Garavello, 2005 5 Aci Re

Leporinus sp. 1 Aci Re

Leporinus vanzoi (Britski & Garavello, 2005) 5 Aci Re

Leporellus vittatus (Valenciennes, 1850) 1 Aci Re

Schizodon cf. isognathus Kner, 1858 1 Aci Re

Schizodon sp. 13 Aci Re

Synaptolaemus cingulatus 25 Aci ra e pc

Família Characidae

Astyanacinus sp. 10 Aci pc

Astyanax aff. fasciatus (Cuvier, 1819) 1 Ace ra e pc

Asyanax. aff. henseli Melo & Buckup, 2006 1 Ace ra e pc

Astyanax aff. scabripinnis (Jenyns, 1842) 6 Aci pc

Astyanax argyrimarginatus Garutti, 1999 16 Aci pc

Astyanax cf. abramis (Jenyns, 1842) 226 Ace ra e pc

Astyanax bimaculatus 1 Ace ra e pc

Astyanax gr. bimaculatus 40 Ace ra e pc

Astyanax cf. ajuricaba Marinho & Lima, 2009 25 Aci pc

Astyanax cf. bockmanni Vari & Castro, 2007 110 Aci pc

Astyanax cf. marionae Eigenmann, 1911 123 Co ra e pc

Astyanax gr. asuncionensis Géry, 1972 3 Aci pc

C051971

Realce






Coleta

Astyanax gr. obscurus (Hensel, 1870) 4 Aci ra e pc

Astyanax gr. vermilion Zanata & Camelier, 2009 132 Aci pc

Astyanax siapae Garutti, 2003 1 Aci ra e pc

Astyanax sp. 12 Aci pc

Astyanax sp 2. "aff. Hemigrammus levis" 281 Aci ra e pc

Astyanax sp.1 40 Aci ra e pc

Astyanax sp. 2 1 Aci pc

Astyanax sp. 3 6 Aci ra e pc



Astyanax anterior (Eigenmann, 1908) 3 Aci Ra

Astyanax utiariti Garutti & Bertaco 2007 2 Aci ra e pc

Brachychalcinus aff. Nummus 12 Aci pe e re

Brachychalcinus copei (Steindachner, 1882) 4 Aci Re

Brachychalcinus orbicularis (Valenciennes, 1850) 123 Co re e pe

Brycon falcatus (Müller & Troschel, 1844) 93 Co ra e pc

Brycon pesu (Müller & Troschel, 1845) 59 Co ra e pc

Bryconamericus exodon (Eigenmann, 1907) 857 Aci ra e pc

Bryconamericus sp. 5 Aci ra e pc

Bryconamericus sp.1 230 Co ra e pc

Bryconamericus sp.2 19 Aci ra e pc

Bryconamericus stramineus Eigenmann, 1908 675 Ace ra e pc

Bryconexodon trombetasi Jégu, Santos & Ferreira, 1991 335 Co ra e pc

Bryconops alburnoides Kner, 1858 74 Aci ra e pc

Bryconops caudomaculatus (Gunther, 1864) 197 Ace ra e pc

Bryconops aff. caudomaculatus (Gunther, 1864) 103 Aci ra e pc

Bryconops aff. colanegra 2 Ace ra e pc

Bryconops melanurus (Bloch, 1794) 151 Aci ra e pc

Bryconops cf. melanurus (Bloch, 1794) 36 Aci ra e pc

Bryconops sp. 851 Aci pc

Bryconops sp. 1 33 Aci pc

Bryconops sp. 2 191 Aci pc

Bryconops sp. 3 3 Aci ra e pc

Bryconops sp. 4 2 Ace ra e pc

Characidae "juvenil" 12 Aci ra e pc

Caiapobrycon tucurui Malabarba & Vari, 2000 24 Aci pc

Creagrutus aff. cracentis V ari & Harold 2001 4 Aci pc

Creagrutus sp. 11 Ace ra e pc

Hemigramus analis (Durbin,1909) 2 Aci ra e pc

Gephyrocharax sp. 1 Aci ra e pc

Gnathocharax sp. 2 Ace ra e pc

Hemigrammus sp. 64 Aci ra e pc

Hemigramus sp.1 66 Aci ra e pc

Hemigramus coeruleus Durbin, 1908 64 Ace ra e pc

Hemigrammus levis Durbin, 1908 66 Ace ra e pc

C051971

Realce

C051971

Realce






Coleta

Hemigrammus ocellifer (Steindachner, 1882) 79 Co ra e pc

Hemigrammus aff. tridens Eigenmann, 1907 2 Aci pc

Hyphessobrycon bentosi Durbin, 1908 151 Co pc

Hyphessobrycon gr. bentosi Durbin, 1908 353 Co pc

Hyphessobrycon heliacus Moreira, Landim & Costa, 2002 145 Co ra e pc

Hyphessobrycon aff. loretoensis Ladiges, 1938 3 Aci ra e pc

Hyphessobrycon moniliger Moreira, Landim & Costa, 2002 23 Aci pc

Hyphessobrycon aff. moniliger Moreira, Lima & Costa, 2002 33 Aci pc

Hyphessobrycon aff. stegemanni Gery,1961 4 Aci pc

Hyphessobrycon scutulatus Lucena, 2003 1 Aci pc

Hyphessobrycon gr. Callistus 11 Aci ra e pc

Hyphessobrycon pulchripinnis 1 Aci ra e pc

Hyphessobrycon sp. 1 - gr. Agulha 36 Aci ra e pc

Hyphessobrycon sp. 216 Aci pc

Hyphessobrycon sp. "gr. heterorhabdus" 9 Aci pc

Hyphessobrycon sp. 1 21 Co pc

Hyphessobrycon sp. 2 3 Aci pc




Hyphessobrycon herbertaxelrodi 89 Aci ra e pc

Hyphessobrycon vilmae Géry, 1966 3 Aci ra e pc

Iguanodectes sp. 2 Aci pc

Iguanodectes aff. Spilurus 4 Aci pc

Jupiaba sp. 10 Aci ra e pc

Jupiaba acanthogaster 89 Ace pc

Jupiaba anteroides 3 Aci pc

Jupiaba apenima Zanata, 1997 336 Co pc

Jupiaba cf. abramoides 4 Aci pc

Jupiaba poranga 52 Aci ra e pc

Jupiaba polylepis (Günther, 1864) 271 Co Re

Knodus heteresthes (Eigenmann, 1908) 37 Co pc

Knodus cf. moenkhausii 1 Aci ra e pc

Knodus shinahota (Ferreira & Carvajal, 2007) 1 Aci ra e pc

Knodus sp. 1 18 Aci ra e pc

Knodus cf. cracentis 2 Aci Re

Knodus sp. 3 20 Co Re

Knodus sp. 2 cf. K. heteresthes 9 Aci Re

Macropsobrycon xinguensis 23 Aci Re

Larva characidae 1 Aci re, ra e pc

Metynnis maculatus (Kner, 1858) 6 Co ra e pc

Metynnis lippincottianus 10 Aci ra e pc

Mileinae jovenil 41 Aci pc

Microschemobrycon sp. n.1 13 Aci Re

Microschemobrycon sp. n.2 7 Aci ra e pc






Coleta

Microschemobrycon guaporensis Cavallaro, 2010 50 Co ra e pc

Microschemobrycon sp. 81 Aci ra e pc

Myleus arnoldi (Ahl, 1936) 1 Aci Ra

Myleus setiger Müller & Troschel, 1844 54 Ace ra, re e pc

Myleus sp. "juvenil" 13 Aci pc

Myloplus sp. 1 1 Aci ra

Moenkhausia sanctaefilomenae (Steindachner, 1907) 3 Aci pc

Moenkhausia collettii (Steindachner, 1882) 551 Co ra e pc

Moenkhausia cotinho 1477 Co ra e pc


29 Aci ra e pc

Moenkhausia cf. copei (Steindachner, 1882) 27 Aci pc

Moenkhausia dichroura 157 Ace ra e pc

Moenkhausia gr. Chrysargyrea 54 Aci ra e pc

Moenkhausia grandisquamis (Muller & Troschel, 1845) 174 Co pc

Moenkhausia lepidura (Kner, 1858) 1593 Co re, ra e pc

Moenkhausia lopezi Britski & Silimon, 2001 4 Aci pc

Moenkhausia oligolepis (Günther, 1994) 336 Co pe

Moenkhausia pirauba (Zanata, Berindelli & Moreira, 2010) 71 Aci ra e pc

Moenkhausia plúmbea 65 Aci Ra

Moenkhausia sp. gr. chrysargyrea "11/63/9" 1 Co pc

Moenkhausia sp. 1 " aff. M. grandisquamis, 2 mancha" 289 Aci ra e pc

Moenkhausia sp 6 Co pc

Moenkhausia sp.1 222 Aci ra e pc

Moenkhausia sp.2 22 Aci pc

Moenkhausia sp.3 62 Co re, ra e pc

Microschemobrycon sp. n.2 7 Aci pc

Phenacogaster aff. megalostictus Eigenmann, 1909 2 Aci pc

Phenacogaster gr. Pectinatus 12 Aci pc

Phenacogaster sp. "Juvenil" 1 Aci pc

Phenacogaster sp. 1 7 Aci ra e pc

Serrapinnus kriegi (Schindler, 1937) 38 Aci Ra

Serrapinnus sp. 6 Aci ra e pc

Serrasalmus rhombeus (Linnaeus, 1766) 41 Ace re e pe

Tetragonopterus argenteus Curvier, 1816 10 Ace ra e pc


1 Aci pc

Tetragonopterus chalceus (Spix & Agassiz, 1829) 159 Aci pc

Tetragonopterus sp. 13 Aci re, ra e pc

Thayeria boehlkei (Weintzman, 1957) 119 Co re, ra e pc

Thayeria obliqua Eigenmann, 1908 2 Aci Ra


Caenotropus schizodon Scharcansky & Lucena 2007 170 Co Ra


Boulengerella cuvieri (Agassiz,1829) 30 Ace Re


Curimata aff. acutirostris Vari & Reis, 1995 22 Ace Re

C051971

Realce

C051971

Realce






Coleta

Curimata inornata Vari, 1989 3 Aci pc

Curimatopsis cf. macrolepis 1 Aci pc

Cyphocharax cf. notatus (Steindachner, 1908) 3 Aci pc

Cyphocharax gangamon Vari, 1992 91 Aci pc

Cyphocharax gillii (Eigenmann & Kennedy, 1903) 22 Aci pc

Cyphocharax leucostictus (Eigenmann & Eigenmann, 1889) 313 Aci pc

Cyphocharax helleri (Steindachner, 1910) 1 Co pc

Steindachnerina argentea 2 Aci pc

Steindachnerina brevipinna (Braga & Azpelicuetta, 1987) 46 Aci re e ra

Steindachnerina cf. conspersa 1 Aci Re

Steindachnerina fasciata (Vari & Géry, 1985) 24 Co re e ra

Steindachnerina aff. Guentheri 1 Aci pc

Steindachnerina sp. 1 Aci pc

Família Cynodontidae Aci Re

Hydrolycus armatus (Jardine & Schomburgk, 1841) 19 Aci re e ra

Hydrolicus tatauaia (Toledo-Piza, Menezes &Santos, 1999) 47 Ace re e ra

Hydrolycus sp. "juvenil" 1 Ace re e ra

Família Crenuchidae Aci Re

Amnocryptocharax cf. elegans Weitzman & Kanazawa, 1976 2 Aci re e ra

Melanocharacidium dispilomma (Buckup, 1993) 1 Aci pc

Melanocharacidium sp. 2 Aci pc

Characidium gomesi (Travassos, 1956) 2 Aci pc

Characidium sp. 4 Aci pc

Characidium zebra (Eigenmann, 1909) 139 Co pc


Hoplias gr. malabaricus (Bloch, 1794) 17 Aci pc

Hoplias lacerdae (Miranda Ribeiro, 1908) 6 Aci Re

Hoplias malabaricus (Bloch, 1794) 73 Aci pc, ra e re

Hoplerythrinus unitaeniatus (Agassiz, 1829) 38 Aci Re


Argonectes robertsi 5 Aci Ra

Hemiodus sp. "juvenil" 87 Aci pc

Hemiodus microlepis Kner, 1858 70 Aci pc

Hemiodus sterni (Géry, 1964) 43 Aci pc

Hemiodus orthonops Eigenmann & Kennedy, 1903 1 Aci pc

Hemiodus unimaculatus (Bloch, 1794) 71 Ace pc, ra e re


Nannostomus eques Steindachner, 1876 1 Aci pc

Pyrrhulina brevis Steindachner, 1876 1 Aci pc

Pyrrhulina semifasciata Steindachner, 1876 1 Aci pc

Pyrrhulina sp. 41 Aci pc


Parodon buckleyi (Boulenger, 1887) 1 Aci pc


Prochilodus lineatus (Valenciennes,1836) 39 Aci pc






Coleta

Prochilodus nigricans 24 Aci pc


Família Rivulidae

Melanorivulus sp. 13 Aci pc

Rivulus zygonectes Myers, 1927 10 Aci pc


Poecilia reticulata Peters, 1859 2 Aci ra e pc

Pamphorichthys aff. araguaiensis Costa, 1991 131 Co ra e pc

Pamphorichthys aff. Scalpridens 10 Ace Ra

Ordem Gymnotiformes

Família Gymnotidae

Gymnotus carapo (Linnaeus, 1758) 74 Co pc


Brachyhypopomus sp (nova) 1 Aci pc

Brachyhypopomus brevirostris (Steindachner, 1868) 21 Aci pc

Hypopygus lepturus Hoedeman, 1962 8 Aci Re


Gymnorhamphichthys sp. 1 2 Aci pc

Gymnorhamphichthys sp. 2 2 Aci pc

Gymnorhamphichthys rondoni (Miranda Ribeiro, 1920) 170 Ace ra e pc

Gymnorhamphichthys petite 1 Co pc


Eigenmannia limbata (Schreiner & Miranda Ribeiro,1903) 3 Aci ra e pc

Sternopygus macrurus (Bloch & Scheneider, 1801) 56 Aci ra e pc

Ordem Perciformes

Família Cichlidae

Aequidens aff. plagiozonatus Kullander, 1984 1 Aci pc

Aequidens epae (Kullander,1995) 62 Co ra e pc

Aequidens tetramerus 73 Co pc

Apistogramma agassizii (Steindachner, 1875) 12 Aci ra e pc

Apistogramma borelli (Regan, 1906) 11 Aci ra e pc

Apistogramma aff. eunotus Kullander, 1981 242 Co ra e pc

Apistogramma sp. "juvenil! 10 Aci Ra

Apistogramma sp. 2 1 Aci ra e pc

Cichla monoculus Spix & Agassiz, 1831 6 Aci Re

Cichla sp. 5 Aci Re

Crenicichla anthurus 3 Aci ra e pc

Crenicichla centrarchus (Kullander 1988) 1 Aci pc

Crenicichla cf. hemera 6 Aci pc

Crenicichla inpa Ploeg, 1991 49 Aci pc

Crenicichla labrina (Spix & Agassiz, 1831) 76 Co pc

Crenicichla lepidota Heckel, 1840 91 Co pc

Crenicichla maculata Kullander & Lucena, 2006 3 Aci pc

Crenicichla reticulata (Heckel, 1840) 18 Aci pc

Crenicichla sp. "juvenil" 15 Aci ra e pc






Coleta

Crenicichla cf. stocki 1 Aci pc

Crenicichla strigata (Günther,1862) 19 Aci pc

Crenicichla gr. Saxtilis 6 Aci pc

Satanoperca acuticeps (Heckel, 1840) 12 Aci ra e pc

Satanoperca gr. acuticeps (Heckel, 1840) 2 Aci ra e pc

Satanoperca jurupari 1 Aci pc

Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840) 5 Aci ra e pc

Satanoperca sp. 1 Aci pc

Teleocichla proselytus 4 Aci ra e pc

Família Sciaenidae

Plagioscion squamossismus (Heckel,1840) 8 Aci Pe e Re

Ordem Siluriformes


Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766) 21 Aci ra e pc

Tatia aulopygia 3 Co pc

Tatia intermedia (Steindachner, 1877) 6 Aci ra e pc

Tatia sp. 19 Aci ra e pc

Trachelyopterus galeatus (Linnaeus, 1766) 2 Aci pc


Aspidoras albater (Nijssen & Isbrucker, 1976) 35 Aci ra e pc

Caliichctys caliichctys (Linnaeus, 1758) 12 Aci ra e pc

Corydoras xinguensis (Nijssen, 1972) 607 Aci ra e pc

Corydoras sp.1 54 Aci ra e pc

Corydoras sp2 1 Co pc

Família Heptapteridae

Imparfinis sp. 1 1 Aci pc

Nanorrhandia stictonotus Regan, 1913 603 Co ra e pc

Phenacorhamdia sp. 24 Ace ra e pc

Pimelodella cristata (Muller & Troschel, 1848) 6 Aci ra e pc

Pimelodella aff. steindachneri Eigenmann, 1917 55 Ace ra e pc

Pimelodella sp. 4 Aci ra e pc

Rhamdia sp. 3 Co pc

Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard, 1824) 31 Ace ra e pc


Ancystrus sp. 34 Co ra e pc

Farlowella smithi Fowler, 1913 13 Ace ra e pc

Hisonotus luteofrenatus 28 Aci ra e pc

Hisonotus armatus (Carvalho, 2008) 18 Aci ra e pc

Hypostomus cf. plecostomus (Linnaeus, 1758) 7 Aci ra e pc

Hypostomus cochliodon Kner, 1854 15 Aci ra e pc

Hypostomus emaginatus 4 Aci ra e pc

Hypostomus gr. cochiodon Kner, 1854 3 Ace ra e pc

Hypostomus rondoni (Miranda Ribeiro, 1912) 10 Ace ra e pc

Hypostomus símios Hollanda Carvalho & Weber, 2005 11 Aci ra e pc

Hypostomus soniae Hollanda, Carvalho & Weber, 2004 95 Co pc

C051971

Realce






Coleta

Hypostomus cf. pyrineusi (Miranda Ribeiro, 1920) 11 Aci ra e pc

Hypostomus sp. "juvenil" 11 Aci ra e pc

Hypostomus sp. 1 14 Aci ra e pc

Hypostomus sp. 2 13 Aci ra e pc

Otocinclus arnoldi Regan, 1909 14 Aci ra e pc

Otocinclus caxarari Schaefer, 1997 31 Aci ra e pc

Otocinclus hasemani Steindachner, 1915 152 Co ra e pc

Otocinclus sp. 29 Aci ra e pc

Otocinclus sp. 1 49 Aci ra e pc

Otocinclus sp. 2 16 Aci ra e pc

Otocinclus vittatus Regan, 1904 12 Aci Pc

Rineloricaria sp. 8 Aci ra e pc

Rineloricaria hasemani Isbrucker & Nijssen, 1979 1 Aci ra e pc

Rineloricaria lanceolata Guinther, 1868 3 Aci ra e pc

Sturissoma rostratum Regan, 1904 3 Aci ra e pc


Pimelodus albofasciatus Mees, 1974 10 Ace ra e pc

Pimelodus blochii Valenciennes, 1840 6 Aci ra e pc

Pimelodus tetrâmeros 20 Aci Pe

Pseudoplatystoma fasciatus (Linnaeus, 1766) 5 Aci ra e pc

Pseudoplatystoma punticfer 2 Aci Re

Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840) 21 Ace Re

Sorubim lima (Bloch & Scheider, 1801) 17 Aci Pe

Sorubim trigonocephalus Miranda Ribeiro 1920 2 Aci Pe

Zungaro zungaro (Humbolt, 1821) 8 Aci Pe


Pseudopimelodus pulcher (Boulenger, 1887) 6 Aci Pc


Ituglanis amazonicus (Steindachner, 1882) 217 Aci Pc

Parastegophilus sp. 1 Ace ra e pc



Synbranchus marmoratus (Bloch, 1795) 14 Aci ra e pc

5.3. Processo Reprodutivo

Foram analisadas gônadas de 204 espécimes de 13 espécies (Tabela 6), sendo: Acestrorhynchus

microleps (8), Boulengerella cuvieri (3), Brycon falcatus (21), Brycon pesu (10), Caenotropus schizodon (42),

Hemiodus unimaculatus (40), Hydrolycus armatus (8), Hydrolycus tatauaia (3), Leporinus friderici (32),

Leporinus fas0ciatus (25), Myleus setiger (5), Prochilodus nigricans (3) e Sorubim trigonocephalus (4).





TABELA 6 – Estádios de desenvolvimento gonadal (1, 2, 3 e 4) das espécies de peixes analisadas na

área de influência da UHE Colíder, no período de dezembro/2012. M – Macho e F – Fêmea.

Espécies (N) Estádios de Maturação Gonadal 1 2 3 4

Hábito Reprodutivo

Acestrorhynchus microleps (8) 1(M) 1(F)

2(M) 1(F)

3(F) Não migradora

Boulengerella cuvieri (3) 1(M) 2(F) Não migradora

Brycon falcatus (21) 5(M) 6(F)

2(M) 1(F)

3(M) 4(F)

Migradora

Brycon pesu (10) 1(M) 1(M) 8(F) Migradora

Caenotropus schizodon (42) 1(M) 5(F)

3(M) 2(F)

3(M) 1(F)

9(M) 17(F)

Migradora

Hemiodus unimaculatus (40) 6(M) 4(F)

5(M) 6(F)

1(M) 2(F)

8(M) 8(F)

Migradora

Hydrolycus armatus (8) 1(M) 3(M) 5(F)

Não migradora

Hydrolycus tatauaia (3) 1(M)

2(M)

Não migradora

Leporinus friderici (32) 2(M) 6(F)

2(M) 2(F)

1(M) 1(F)

2(M) 6(F)

Migradora

Leporinus fasciatus (25) 3(M) 2(F)

2(M) 3(F)

1(M) 2(F)

8(M) 4(F)

Migradora

Myleus setiger (5) 1(M) 4(F) Migradora

Prochilodus nigricans (3) 2(F) 1(M) Migradora

Sorubim trogonocephalus (4) 3(F) 1(M) Migradora

Para o mês de março houve um aumento do número de exemplares com gônadas em estádio

reprodutivo 4 (repouso), comparado a coleta anterior do mes de dezembro houve declínio no processo

reprodutivo. Isso deve-se ao fato da coleta se dar no final do período chuvoso e a maioria das espécies já

ter passado pelo ciclo reprodutivo anual. Segundo Vazzoler (1996) as variáveis ambientais atuam sobre os

indivíduos, de modo que as condições na época de desova sejam favoráveis à sobrevivência e crescimento

da prole. Assim, afirma a autora, que a época de desova constitui tática reprodutiva e varia de acordo com a

distribuição da espécie, em função do compromisso entre a dinâmica do processo reprodutivo e da

prevalência das exigências ambientais.

Os resultados desta coleta corroboram com as indicações de Smerman (2007) para afluentes do

rio Teles Pires onde o período da piracema pode variar entre outubro a março, o que deve favorecer a

coleta de indivíduos em estádio avançado de maturação gonadal, bem como elevada taxa de indivíduos nas

fases iniciais.

5.4. Ovos e Larvas

O volume de água filtrada para as coletas de março foi de foi 3.577 m3. As coletas foram realizadas

no canal dos corpos d’água, acredita-se que as larvas no período do final das chuvas já estão em grau mais

avançado de desenvolvimento, passando a fase juvenil. O que explica a coleta de indivíduos jovens com

puça e rede de arrasto. Sendo confirmado pelo número de larvas registradas, que não passou de 1,8

larvas/m3 no rio Matrinxã (Tabela 7).





TABELA 07 – Densidade de Ictioplâncton (larvas/10m3) coletado na área de influência da Usina Hidrelétrica Colíder,

Março/2013.

Período T 1 T 2 T 3 T 4 T 5 T 6 T 7 T 8 T 9 T 10 T 11 T 12 T 13 T 14 T 15

Manhã 0,5 0,6 1,2 1,2 0,74 1,2 0,9 1,2 0,2 1 - 1,1 - 0,43 1,4

Tarde - - 0,5 0,7 0,3 1,1 - 0,4 0,6 - - 0,5 - 0,2 -

Noite 1 - 1,4 1,1 0,69 1,9 1,6 1,3 - 1,7 0,2 1 - - 1,8

Com relação ao desenvolvimento ontogênico 11% encontravam-se no estágio larval vitelínico

(apresentavam ainda o saco vitelínico), 13% das larvas coletadas estavam em estágio de pré-flexão

(estágio que se estende do início da alimentação exógena até o início da flexão da notocorda), 18% em

estágio de flexão (início da flexão da notocorda com aparecimento de elementos de suporte da nadadeira

caudal) e 58% em estágio de pós-flexão (completa formação da notocorda com formação das nadadeiras e

raios).

A ordem Characiformes foi a mais abundante (76% das larvas encontradas) com representantes da

família Anostomidae, Characidae e Hemiodontidae, seguido 19% de siluriformes das famílias Pimelodidae e

Trichomycteridae, e 15% das larvas não puderam ser identificadas e deverão compor as amostras que

serão identificadas com auxílio dos especialistas do NUPELIA - PR.

5.5. Captura por Unidade de Esforço (CPUE)

O resultado das amostras com malhadeiras (redes de espera) seguiu o mesmo padrão das coletas

anteriores, sendo mínima comparada aos outros equipamentos (Tabela 8), 12 taxons foram capturados com

rede de espera, com abundância representativa de 16% (1081 exemplares). As espécies coletadas através

das redes de espera apresentaram comprimento padrão entre 12 a 87 cm e peso variando entre 93 gramas

a 2,6 kilos.

A maioria das espécies foi capturada com puçás e redes de arrasto, sendo estas de pequeno e

médio porte, com baixa representatividade, totalizando 4% da biomassa total da comunidade. A pesca

convencional (vara e molinete) representou 50% da biomassa. A coleta com tarrafa representou 1% da

biomassa de toda a coleta.

TABELA 8 – Métodos de captura, representatividade dos táxons, exemplares capturados e biomassa dos peixes na área de

influência da UHE Colíder, em março/2013.

Método de Captura Número de

Taxons

Número de

exemplares

Representatividade do número

de exemplares (%) Biomassa (%)

Rede de espera 27 1081 16 46

Puça - peneirão 73 1264 32 2

Rede de arrasto 32 3638 51,9 3

Pesca 12 17 0,08 48

Tarrafa 2 9 0,02 1

O esforço de pesca, apenas com redes de espera, empregado em cada trecho e época foi o mesmo

(120 m2

e 1800m2, respectivamente) durante 24 horas, os resultados obtidos da análise da Captura por

Unidade de esforço (CPUE) estão na Tabela 08.





TABELA 08 – Valores da CPUE, das redes de espera, em número de exemplares capturados e biomassa (g), por m2 por dia,

por periodo sazonal na área de influência da UHE Colíder, em março/2013.

CPUE –

Trecho T 1 T 2 T 3 T 4 T 5 T 6 T 7 T 8 T 9 T 10 T 11 T 12 T 13 T 14 T 15

CPUE

(n/m2/dia)

0,23 0,64 0,38 0,98 0,19 0,82 1,29 0,81 1,44 1,17 0,75 0,91 0,18 0,52 0,74

CPUE

(g/m2/dia)

102 68 59 56 52 81 71 69 78 51 66 106 67 78 62

Estes resultados são esperados para um rio com as condições ambientais do Teles Pires, um rio

encaixado e com forte correnteza e com águas claras que possibilitam a visualização das redes pelos

peixes, que não propicia ambiente favorável à captura com malhadeiras. Nos rios de águas brancas os

valores variaram entre 114 e 181 g/m2/dia (Zuanon et al., 2004).

5.6. Táxons de Interesse para a Conservação (Espécies Endêmicas, Raras, Ameaçadas e de Especial Interesse)

Apesar de muitas espécies serem registradas apenas para um trecho, em uma única coleta estas

não podem ser consideradas endêmicas ou raras devido, pois espera-se que possam ser coletadas em

outras campanhas. Não foram registradas espécies que se encontram nas listas oficiais de peixes

ameaçados.

Até o momento, não foram recapturados exemplares das espécies de peixes marcados com TAGs.

Não foram registradas para a sexta coleta nenhuma espécie considerada exótica, invasora ou

alóctone.

5.7 Níveis de mercúrio na ictiofauna

Foram submetidos a análise de mercúrio 2 piranhas (Serrasalmus rhombeus), 2 matrinxãs (Brycon

pesu) e 2 piaus (Leporinus fridericii). Os resultados obtidos nas análises de mercúrio nos peixes apontam

que a concentração do metal pesado não ultrapassa os valores de 0,09mg/kg para a espécie Serrasalmus

rhombeus (piranha) com habito alimentar piscívoro (Tabela 10).

Tabela 10 – Níveis de concentração de mercúrio nos peixes coletados na área de abrangência da UHE

Colíder, MT. Sendo (-) correspondente a níveis menores que 0,001 na concentração de mercúrio nos

peixes analisados.

Espécie (número de exemplares) 1ª Coleta 2ª Coleta 3ª Coleta 4ª Coleta 5ª Coleta 6ª Coleta

Serrasalmus rhombeus (10) 0,09 0,07 0,09 0,09 0,07 0,07

Boulengerela cuvieri (4) 0,03 0,04 0,07 0,04 0,07 -

Brycon pesu (6) - 0,01 0,04 0,01 0,01 0,03

Leporinus frederici (10) 0,06 - - 0,05 - 0,03

Prochilodus nigricans (8) 0,03 0,02 0,02 - - -

Até o momento os resultados obtidos demonstram não haver perigo de contaminação por ingestão

de peixes da área de abrangência da UHE Colíder. Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), o

nível máximo aceitável para o ser humano é de 50 partes por milhão (ppm) de mercúrio no organismo.

Estudos recomendam que o homem não deve ingerir mais que 0,3 mg de Hg por semana em sua dieta

total. A OMS sugere como nível máximo tal 0,3 mg/kg, não incluindo mais de 0,2 mg/semana de

metilmercúrio (Hacon et. al., 2006).





6. AVALIAÇÃO GERAL DOS RESULTADOS

Pela análise da curva acumulada da riqueza obtida com os resultados das seis coletas verifica-se

que a riqueza de espécies de peixes do sistema correspondente a área de abrangência da UHE Colíder

deva ser superior ao registrado até o momento (Figura 07). Portanto, os resultados de seis coletas

realizadas para o Programa de Monitoramento da Ictiofauna da UHE Colíder evidenciam que o número de

espécies capturadas pode aumentar.

Figura 07 – Curva acumulada de espécies de peixes da área de abrangência da UHE Colíder, MT.

Considerando que durante a sexta coleta foi registrada abundância de formas juvenis nos afluentes

do rio Teles Pires (Renato, Cruzeiro, Matrinxã, entre outros de menor porte), verifica-se que tanto a

diversidade como a abundância aumentam em ambientes com disponibilidade de micro-habtats, devendo-

se levar em consideração que estas áreas, bem como as margens de alagamento no período das cheias

podem servir como refúgio e possíveis locais de reprodução.

Com incremento de coletas verifica-se que a similaridade apresentada entre os 15 trechos ainda é

baixa, oscilando de 12-48% (Figura 08).

Os resultados apontam que tanto a diversidade, como a estrutura e composição da ictiofauna,

devem ser entendidas como consequências de mudanças no meio ambiente, principalmente no que diz

respeito à disponibilidade de recursos. Confirmando as observações de Castilhos & Buckup (2011) onde

estes apontam que a heterogeneidade da ecorregião aquática Tapajós possibilita a existencia de uma

ictiofauna bastante específica, diferente do restante da bacia Amazônica.





Figura 11 – Dendograma de similaridade (Índice de Sorensen) em quinze trechos de coleta de peixes na área de influência da Usina Hidrelétrica Colíder. Agrupamento pela Análise de Cluster Aglomerativa Hierárquica (CAH).

Desta forma, avalia-se que os resultados obtidos nas coletas são expressivos e permitiram o

alcance dos objetivos planejados para esta fase do Programa de Monitoramento da Ictiofauna da UHE

Colíder.

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AGOSTINHO AA, GOMES LC, PELICICE FM. Ecologia e Manejo de Recursos Pesqueiros em Reservatórios do Brasil. EDUEM, Maringá, 2007. 510p.

AGOSTINHO, C. S.; PELICICE, F. M. & MARQUES, E. E. (orgs) Reservatório de Peixe Angical: Bases Ecológicas para o manejo da ictiofauna. RiMa Editora. São Carlos: SP. 2009. 179p.

ARROLHO, S.; GODOI, D. S.; ROSA, R.D. Relatório da Ictiofauna para o Plano de Manejo do Parque Nacional do Juruena, MT/AM. ICV / WWF Brasil /ICMBio – Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade. 2011. 120 p.

ARROLHO, S.; GODOI, D. S.; ROSA, R.D. Relatório da Ictiofauna para o Plano de Manejo das Unidades de Conservação do Noroeste do Estado de Mato Grosso, MT/AM/RO. SEMA / WWF Brasil. 2012. 40 p.





ARROLHO, S.; ROSA, R.G.D.; RAMIRES, D.G. GODOI, D.S.; SMERMAN, W.; PASCOAL, V.P. Relatório da Ictiofauna para o Plano de Manejo da Reserva Biológica Nascentes da Serra do Cachimbo. Pará. ICV / WWF Brasil /IBAMA. 2006. 98 p.

BARTHEM, R.B. & GOULDING, M. The Catfish Connection: Ecology, Migration, and Conservation of Amazon Predators. New York, Columbia University Press, 1997. 144p.

CASTILHOS, C. Z. & BUCKUP, P. A. Ecorregião Aquática Xingu-Tapajós. Rio de Janeiro: CETEM/MCT, 2011. 248 p.

IBGE - INSTITUTO BRASILEIRO DE GEOGRAFIA E ESTATISTICA. Mapas de Unidades de Relevo do Brasil. Rio de Janeiro, 2006. Escala 1: 5.000.000.

HACON, S.; AZEVEDO F.; Plano de ação regional para prevenção e controle da contaminação por mercúrio nos Ecossistemas Amazônicos Brasília – DF – OTCA 2006. pp.8-46.

KAWAKAMI, E. & G. VAZZOLER. Método gráfico e estimativa de índice alimentar aplicado no estudo de alimentação de peixes. Boletim do Instituto Oceanográfico, São Paulo, 29 (2): 1980. 205-207.

REIS, R. E.; KULLANDER, S. O. & FERRARIS JR, C.J. Check list of the freshwater fishes of South and Central America. Porto Alegre/RS. Ed EDIPUCRS, 2003; 729p.

SMERMAN, W. Ictiofauna de Riachos formadores do Teles Pires, drenagem do rio Tapajós, Bacia Amazônica. Dissertação. Programa de Pós- graduação em Aquicultura, Universidade Estadual Paulista,Centro de Aquicultura da Unesp, Jaboticabal, 2007. 88p.

VAZZOLER, A.E.A M. Biologia da reprodução de peixes teleósteos: teoria e prática. Maringá: EDUEM, 1996.196p.

ZUANON, J.A.S.; FERREIRA, E.J.G.; SANTOS, G.M.; AMADIO, S.A.; BITTENCOURT, M.M.; DARWICH, A.J.; ALVES, L.F.; MERA, P.A.S.; RIBEIRO, M.C.L.B.; AMARAL, B.D. Parque Estadual do Cantão. Ictiofauna. Naturatins. Seplan. Governo do Estado do Tocantins. Palmas. 2004. 92pp.





ANEXOS

ESPÉCIES REPRESENTANTES DA ICTIOFAUNA DA UHE colider

Peixes de Pequeno Porte

Ordem Characiformes

Ammocryptocharax cf. elegans

Thayeria boehlkei





Microschemobrycon sp.1

Hemiodus sterni

Characidium zebra





Jupiaba apenina

Bryconops caudomaculatus

Astyanax gr. bimaculatus





Brycon pesu

Bryconexodon trombetasi





Knodus sp.

Myleus sp. “juvenil”





Jupiaba cf. abramoides

Moenkhausia lepidura





Caenotropus schizodon

Ordem Gymnotiformes

Eigenmannia limbata





Ordem Siluriformes

Tatia sp. 1

Ancystrus sp.

Ordem Perciformes

Aequidens tetramerus





Peixes de Médio Porte Ordem Characiformes

Argonectes robertsi

Prochilodus nigricans





Leporinus britski

Myleus setiger





Leporinus fasciatus

Hydrolicus armatus

Boulengerella cuvieri





Ordem Siluriformes

Hypostomus sp. 2

Ancystrus sp.

Peixe de Grande Porte





Pseudoplatystoma punctifer

Zungaro zungaro

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RELATÓRIO TRIMESTRAL 6ª COLETA - copel.com · Laboratório de Morfofisiologia Animal – UNEMAT, Cáceres – MT Email: á[email protected] Dr. Antonio Francisco Malheiros Laboratório