ROTEIRO DE PROCEDIMENTOS PARA AULAS · PDF file2 AULA PRÁTICA Nº 1 – INTRODUÇÃO AO LABORATÓRIO CLÍNICO 1.1. Grupos de aula prática Os alunos deverão se dividir em grupos

UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁSUNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS

ESCOLA DE VETERINÁRIAESCOLA DE VETERINÁRIA

DEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIADEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIA

DISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIODISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIO

ROTEIRO DE PROCEDIMENTOS PARA

AULAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO

CLÍNICO VETERINÁRIO

Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno

Prof. Dr. Dirson Vieira

GOIÂNIA – 2010/2° SEMESTRE

1

VISTO DE CONFERÊNCIA DAS AULAS PRÁTICAS

Turma: Bancada: 1° 2° 3° 4° 5°

Nº Matrícula: Nome:

AULA PRÁTICA 1

AULA PRÁTICA 2

AULA PRÁTICA 3

AULA PRÁTICA 4

AULA PRÁTICA 5

AULA PRÁTICA 6

AULA PRÁTICA 7

AULA PRÁTICA 8

AULA PRÁTICA 9

AULA PRÁTICA 10

AULA PRÁTICA 11

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AULA PRÁTICA Nº 1 – INTRODUÇÃO AO LABORATÓRIO CLÍNICO

1.1. Grupos de aula prática

Os alunos deverão se dividir em grupos com 5 a 6 componentes que deverão ser fixos até o final do

semestre letivo;

• Cada grupo confeccionará um relatório de aulas práticas, onde deverá constar os resultados e a sua

discussão à luz da literatura disponível quando se fizer necessário.

1.2. Indumentária

Durante as aulas práticas, o aluno manipulará espécimes clínicos obtidos geralmente de animais doentes e

reagentes químicos potencialmente tóxicos. Assim exposto, sugere‐se que o aluno utilize:

• Jaleco de manga comprida (preferencialmente)

• Luvas de procedimento (adquiridas pelo aluno)

• Calças compridas

• Sapato fechado

Observação: além dos cuidados acima expostos, orienta‐se ao aluno não se alimentar dentro da sala de

aula prática e não utilizar bonés, chapéus ou similares.

1.3. Manuseio do material

Durante a execução das provas, os alunos deverão estar adequadamente paramentados e sentados;

O manuseio do material deverá ser feita cuidadosamente sobre a bancada;

Para o uso do microscópio recomenda‐se:

• descobri‐lo e ligá‐lo;

• certificar‐se se está regulado com a objetiva de menor aumento;

• que a visualização deverá ser feita sempre da objetiva de menor para a de maior aumento;

• o óleo de imersão para a utilização da objetiva 100x;

• limpar a objetiva de 100x após seu uso, para retirada de resíduo de óleo de imersão, empregando

solução própria de limpeza e papel/tecido macio;

• a retirada da lâmina, sua limpeza geral, desligamento e recobrimento ao final de sua utilização.

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1.3. Geral

Antes de sair da sala de aula, certifique‐se que foram executadas a seguintes tarefas:

Descartar o lixo da bancada na lixeira;

Lavar cuidadosamente as vidrarias empregadas em aula prática;

Limpar as bancadas.

1.4. Atividades propostas

• Focar lâminas de esfregaço sanguíneo corado, conforme orientações anteriores;

• Homogeneização de amostras

• Pipetagem com micropipetas (ver figura 1.1)

Figura 1.1 – Desenho esquemático de procedimento de preenchimento e esvaziamento de micropipetas.

• Pipetagem com pêra de borracha

Figura 1.2 – Desenho esquemático de procedimento de preenchemiento e esvaziamento de pipetas

volumétricas com o auxílio de uma pêra de borracha.

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AULA PRÁTICA Nº 2 – EXAME PARASITOLÓGICO DE PELE

2.1. Microscopia

2.1.1. Método para exame de fungos e ácaros

Depositar o material que se deseja examinar sobre uma lâmina de microscópio;

Pingar duas a três gotas de uma solução de hidróxido de sódio ou de potássio a 10%;

Homogeneizar levemente com um bastão de vidro;

Cobrir com uma lamínula;

Aquecer suavemente a lâmina, sobre uma chama branda, o que facilitará o clareamento e a dissolução do

tecido raspado, auxiliando assim a visualização e a dissolução do tecido raspado;

Este material deverá ser examinado com objetiva 10X.

Observação: pode‐se melhorar a visualização, aumentando o contraste através do uso de tinta nanquim em

partes iguais, com uma solução de hidróxido de potássio a 20%.

2.1.2. Método para exame de fungos e ácaros de orelha externa (exame parasitológico de cerúmen)

Introduzir a ponta com algodão de um suabe ou zaragatoa estéril no conduto auditivo externo e friccioná‐la

à parede para a obtenção de cerúmen ou secreção.

Por meio da rolagem do suabe, transferir o cerúmen ou secreção para uma lâmina de microscópio.

Corar o esfregaço pela técnica do panótico e deixar secar. Examinar ao microscópio, em objetiva de 40x, com ajuda do óleo mineral.

2.2. Apresentação dos resultados

RESULTADO DE RASPADO DE PELE

Nº Identificação da amostra: Data: ____/____/________

Espécie: CAN FEL BOV EQU OUTRA:

Amostra (espécime clínico):

RESULTADO

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AULA PRÁTICA Nº 3 ‐ HEMOGRAMA (ERITROGRAMA)

3.1. Determinação do volume globular (hematócrito)

3.1.1. Método do micro‐hematócrito

Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante).

Encher 2/3 de um tubo capilar com sangue.

Limpar o sangue de fora do tubo com algodão, mantendo o tubo na horizontal.

Fechar a extremidade livre do tubo com uma massa de modelar ou na chama.

Colocar o tubo na centrífuga com a extremidade fechada apontada para fora.

Certificar que a centrífuga esteja adequadamente fechada.

Centrifugar a 10,000 rpm durante 5 minutos.

Fazer a leitura do tubo em um gráfico com escala própria, considerando a relação do volume eritrocitário o

sobrenadante.

3.2. Contagem de hemácias

Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante).

Remover o sangue de fora da pipeta com papel absorvente.

Diluir 10 µL de sangue em 2 ml do diluidor num tubo e preencher a câmara de Neubauer com o auxílio da

micropipeta.

Após três minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio.

Contar as hemácias de 5 dos 25 quadrados da área reticulada central (quadrados escuros).

Para isso, focalizar com objetiva de 10x e contar com objetiva de 40x.

Somar o resultado e multiplicar por 10.000 para obtenção do resultado por µL (mm3).

Figura 3.1 ‐ À esquerda ‐ retículo da câmara de Neubauer (ao centro os quadrados para leitura do

número de hemácias). À direita – Exemplo de regra para contagem de hemácias em um

dos cinco quadradinhos do retículo central.

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RESULTADO DE ERITROGRAMA




VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) ERITROGRAMA RESULTADO

UND Hemácias: tera/L*

Hematócrito: %

Hemoglobina: g/dL

VCM: fL

HCM: g/dL

CHCM: pg

Obs.:

* unidade “tera” corresponde à 1012 ; unidade “giga” corresponde à 10

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AULA PRÁTICA Nº 4 ‐ HEMOGRAMA (ERITROGRAMA)

4.1. Determinação da hemoglobina

4.1.1. Método direto

Identificar dois tubos de ensaio como branco (B) e amostra (A).

Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo.

TUBO ÁGUA DESTILADA SANGUE

A 4 mL 10μL

B 4mL ‐

Homogeneizar e deixar em repouso por 2 minutos.

Determinar as absorbâncias do branco e da amostra em 405 nm acertando o zero com o branco.

Multiplicar o valor obtido por um fator de correção de 6.2 para obter o valor da hemoglobina (g/dL)

4.2. Contagem de reticulócitos

4.2.1. Preparação seca

Aspirar 100 μL de corante novo azul de metileno (ou azul cresil brilhante) e transferir para um tubo de vidro.

Aspirar 100µL de sangue (remover o sangue de fora da pipeta com um algodão ou papel absorvente) e

transferir para o tubo contendo o corante.

Homogeneizar bem e incubar por 5 minutos em banho‐maria à 37°C.

Preparar um esfregaço conforme item 4.2.1.

Corar o esfregaço seco pela técnica do Giemsa ou panótico rápido (item 4.2.2)

Contar as hemácias em um campo microscópico de imersão (100x) onde as mesmas encontram‐se

distribuídas homogeneamente, para servir de valor médio do número de hemácias (NMH).

Contar os reticulócitos em 10 campos microscópicos de imersão e dividir por 10 para obter a média de

reticulócitos (NMR). Os reticulócitos são hemácias com grânulos e filamentos corados em escuro.

A percentagem de reticulócitos é determinada conforme a fórmula abaixo:

% reticulócitos= NMR

NMH

A % de reticulócitos pode ser multiplicada pelo número de hemácias do eritrograma para a obtenção do

número de reticulócitos em microlitros de sangue.

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RESULTADO DE HEMOGLOBINA E RETICULÓCITOS




VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) ERITROGRAMA RESULTADO

UND Hemácias: tera/L*

Hemoglobina: g/dL

Reticulócitos: %

* unidade “tera” corresponde à 1012 ; unidade “giga” corresponde à 10

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AULA PRÁTICA Nº 5 ‐ HEMOGRAMA (LEUCOGRAMA)

5.1. Contagem Global de Leucócitos

Aspirar 400µL de solução de Turk em um tubo de vidro;

Homogeneizar bem a amostra de sangue.

Aspirar 20µL de sangue com a pipeta automática.

Remover o sangue de fora da pipeta com papel absorvente.

Diluir o sangue na solução de Turk e homogeneizar a mistura por três minutos.

Preencher a câmara de Neubauer previamente montada.

Após três minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio.

Contar os leucócitos dos 4 quadrados angulares (figura abaixo), conforme orientação.

Para isso, focalizar com objetiva de 10x e contar com objetiva de 40x.

Somar o resultado dos 4 quadrados e multiplicar por 50 para obtenção do resultado por µL (mm3).

Figura 5.1 ‐ Retículo da câmara de Neubauer

evidenciando em cinza os quadrados

angulares empregados na contagem

de leucócitos.

5.2. Determinação Diferencial Percentual de Leucócitos

5.2.1. Preparo do esfregaço

Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante ou fresco).

Com um tubo de micro‐hematócrito transferir uma gotícula de sangue para uma das extremidades de uma

lâmina de microscopia limpa e desengordurada.

Pegar uma lâmina de cantos recortados e colocar a referida extremidade à frente da gotícula de sangue,

num ângulo aproximado de 45°.

Fazer um ligeiro movimento para trás, até o sangue espalhar pela ponta da lâmina.

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Com um movimento uniforme, para frente, fazer essa lâmina deslizar sobre a outra, arrastando atrás de si,

o sangue que se espalhará em fina camada (figura abaixo).

Agitar a lâmina até o esfregaço secar completamente.

Identificar a lâmina adequadamente

Figura 5.2 – Etapas de confecção de esfregaço sanguíneo (para mais detalhes vide técnica de preparação 5.2.1)

5.2.2. Coloração do esfregaço

Panótico rápido

Mergulhar esfregaco no corante 1 por 7 segundos.

Retirar esfregaço, deixar escorrer e,

Mergulhar no corante 2 por igual tempo.

Mergulhar no corante 3 por igual tempo, escorrer e lavar em água de torneira.

Secar ao ar e examinar.

Método de Giemsa

Cobrir esfregaço com álcool metílico por 3 min.

Cobrir esfregaço com Giemsa diluído com água tamponada.

Aguardar 20 a 30 min.

Escorrer e lavar com água de torneira.

5.2.3. Contagem diferencial de leucócitos

Focalizar com objetiva de 100x (usar óleo de imersão).

Proceder a leitura do esfregaço seguindo a forma de torre a cada 7 ou 8 campos (desenho abaixo) ou 10

campos em casos de leucopenia, contando e diferenciando os leucócitos, até totalização de 100 células.

Registrar a contagem em forma percentual e converter em valores absolutos a partir do resultado obtido

na contagem total.

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Figura 5.3 – Desenho esquemático da técnica de contagem de leucócitos no esfregaço sanguíneo corado. O

corpo é a porção mais larga e espessa do esfregaço, local em que as células estão sobrepostas e os

leucócitos apresentam‐se aglomerados. A cauda do esfregaço corresponde à sua porção final,

onde é possível observar leucócitos rompidos, hemácias com perda de palidez central, mas pode

ser útil para a detecção de microfilárias, agregados de plaquetas e células grandes incomuns. O

local de contagem situa‐se entre o corpo e a cauda do esfregaço e caracteriza‐se por apresentar

uma monocamada de células uniformemente distribuída. Os leucócitos encontram‐se achatados

com detalhes internos mais evidentes. As hemácias apresentam características morfológicas

típicas.


RESULTADO DE LEUCOGRAMA




VALORES DE REFERÊNCIA RESULTADO

UND LEUCOGRAMA REL ABS REL ABS REL ABS

Leucócitos: % x 103/mm

3

Mielócitos % /mm3

Metamielócitos: % /mm3

Bastonetes: % /mm3

Segmentados: % /mm3

Eosinófilos: % /mm3

Basófilos: % /mm3

Linfócitos: % /mm3

Linfócitos atípicos: % /mm3

Monócitos: % /mm3

Plasmócitos % /mm3

PESQUISA RESULTADO Hematozoários: Inclusão viral: Observações: * unidade “tera” corresponde à 10

12 ; unidade “giga” corresponde à 10

12

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AULA PRÁTICA Nº 6 – CONTAGEM DE PLAQUETAS

6.3.1. Método de Fônio

Fazer um esfregaço fino, secar e corar pelo método do Panótico rápido (aula prática nº 5).

Contar o número de plaquetas em 10 campos com objetiva de 100X (de imersão).

Multiplicar o resultado pelo número de hemácias (do hemograma) e dividir por 1000 para determinação do

número de plaquetas em µL (mm3).

6.3.2. Método direto

Aspirar 4 mL de solução de diluidora (citrato de sódio ‐ 3,8g; formol 40% ‐ 0,2 mL; azul cresil brilhante – 0,1g

e água destilada qsp – 100mL) de plaquetas em um tubo de vidro.

Homogeneizar bem a amostra de sangue.

Aspirar 20µL de sangue com a pipeta automática.

Remover o sangue de fora da pipeta com um algodão.

Diluir o sangue na solução diluidora e homogeneizar a mistura por três minutos.

Preencher a câmara de Neubauer previamente montada e colocá‐la em câmara úmida.

Após dez minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio.

Contar as plaquetas de 5 dos 25 quadrados da área reticulada central (para contagem de hemácias).

Multiplicar o resultado por 10.000 para a obtenção do resultado em µL (mm3).


RESULTADO DE PLAQUETOMETRIA




VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo)

PLAQUETOMETRIA RESULTADO UND

Plaquetas: giga/L*

Obs.:

unidade “giga” corresponde à 109

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AULA PRÁTICA Nº 7 – TESTE DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA

7.1. Prova cruzada maior

Diluir 500µL do sangue do doador colhido com EDTA em 3mL de solução de cloreto de sódio 0,9% (salina)

em um tubo de ensaio, homogeneizar e centrifugá‐lo a 1000rpm por 2 minutos.

Desprezar o sobrenadante e repetir o procedimento mais duas vezes.

Colocar 100µL de plasma ou soro do receptor e 100µL da suspensão de hemácias lavadas em um tubo de

ensaio.

Seguir o mesmo procedimento usando soro ou plasma do doador (controle negativo).

Homogeneizar bem e incubar por 15 a 30 minutos em banho‐maria a 37°C.

Centrifugar a 1000rpm por um minuto.

Analisar os tubos, para aglutinação ou hemólise. Não havendo hemólise nem aglutinação, considera‐se a

prova negativa para incompatibilidade.

Colocar sobre lâmina uma gota do tubo teste e cobrir com lamínula para visualização em microscópio de

campo claro, para verificar a ausência de coágulos.

7.2. Prova cruzada simples

Pingar 50µL de sangue a ser transfundido e 50µL de plasma do receptor sobre uma lâmina de microscópio.

Homogeneizar e analisar contra um foco de luz a ocorrência de formação de grumos (aglutinação).


RESULTADO DA PROVAS DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA Nº Identificação da amostra: Data: ____/____/________



EXAME RESULTADO

Prova cruzada maior: Prova cruzada simples:

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AULA PRÁTICA Nº 8 – BIOQUÍMICA SÉRICA (PROTEÍNAS TOTAIS E ALBUMINA)

8.1. Dosagem sérica de proteínas totais

8.1.1. Método do Biureto

Identificar três tubos de ensaio como branco (B), padrão (P) e amostra (A).


REAGENTE BRANCO PADRÃO TESTE

Reagente de Trabalho (Biureto) 1000 µL 1000 µL 1000 µL

Amostra ‐ ‐ 20 µL

Padrão nº 2 (7.0 g/dL) ‐ 50 µL ‐

Hidróxido de sódio 1 gota 1 gota 1 gota

Homogeneizar e deixar em repouso por 5 minutos, em banho‐maria a 37°C.

Determinar as absorbâncias (A) do teste e padrão em 550 nm (ou filtro verde) acertando o zero com o

branco.

A cor final permanece estável por 3 horas.

O resultado do teste para proteínas totais é feito a partir da seguinte fórmula matemática:

PT= A do teste x 4,0g/dL

A do padrão

8.2. Dosagem sérica de Albumina

Identificar três tubos de ensaio como reagente de trabalho (B), padrão (P) e amostra (A).


REAGENTE BRANCO PADRÃO TESTE

Reagente de Trabalho (de Cor) 2,5 mL 2,5 mL 2,5 mL

Amostra ‐ ‐ 10 µL

Padrão nº 2 (3.8g/dL) ‐ 10 µL ‐

Misturar e deixar em repouso por 2 minutos, à temperatura ambiente (20‐30 °C).

Determinar as absorbâncias (A) do teste e padrão 630 nm (625‐640 nm) acertando o zero com o branco.

A cor final permanece estável por 10 minutos.

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O resultado do teste para albumina é feito a partir da seguinte fórmula matemática:

Albumina= A do teste x 4,0g/dL

A do padrão

8.3. Determinação da relação Albumina/Globulina (proteína total‐albumina)

Relação A/G= Albumina

PT ‐ Albumina


RESULTADO DE BIOQUÍMICA SÉRICA Nº Identificação da amostra: Data: ____/____/________



VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) EXAME RESULTADO

UND Proteína total: g/dL Albumina: g/dL Relação A/G:

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AULA PRÁTICA Nº 9 ‐ URINÁLISE (EXAME FÍSICO E QUÍMICO) 9.1. Exame Físico

Transferir 10 mL de urina para um tubo de vidro transparente;

Avaliar visualmente colocando‐se o tubo contra a luz e anotar os achados referentes à cor, aspecto e

depósito;

Realizar a olfação do espécime clínico em questão e anotar o resultado referente ao odor;

Em seguida, transferir uma gota da urina para o refratômetro (área espelhada), cobrir o mesmo e proceder

a leitura da densidade pela ocular.

9.2. Exame Químico

Mergulhar rapidamente (2 segundos) a tira reagente na urina, de modo que todas as áreas reagentes

sejam imersas quase que simultaneamente;

Retirar a tira, deslizando pela borda do tubo para remover o excesso de urina da mesma;

Manter a tira na posição horizontal para prevenir mistura de produtos químicos de áreas adjacentes;

Realizar as leituras em 60 segundos e entre 60 e 120 segundos para leucócitos;

Comparar os resultados obtidos nas áreas reagentes com a tabela de referência contida no rótulo do

frasco (não realizar leitura após 120 segundos)

RESULTADO DE URINÁLISE




REFERÊNCIA EXAME FÍSICO RESULTADO

CAN FEL BOV EQU Volume: 10 mL 10 mL 10 mL 10 mL

Cor: amarelo citrino amarelo citrino amarelo citrino amarelo citrino

Cheiro: sui generis sui generis sui generis sui generis

Aspecto: límpido límpido límpido turvo

Depósito: ausente ausente escasso escasso

Densidade: 1,015‐1,045 1,020‐1,040 1,025‐1,045 1,020‐1,050

EXAME QUÍMICO RESULTADO CAN FEL BOV EQU pH: 6,0‐7,0 6,0‐7,0 7,4‐8,4 7,0‐8,0

Proteína: ausente/traços ausente/traços ausente/traços ausente/traços

Glicose: ausente ausente ausente ausente

Corpos cetônicos: ausente ausente ausente ausente

Urobilinogênio: < 2mg/dL < 2mg/dL < 2mg/dL < 2mg/dL

Bilirrubina: ausente ausente ausente ausente

Hemoglobina: ausente ausente ausente ausente

Nitrito: ausente ausente ausente ausente

Sais biliares: ausente ausente ausente ausente

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AULA PRÁTICA Nº 10 ‐ URINÁLISE (SEDIMENTOSCOPIA E OUTROS EXAMES)

10.1. Sedimentoscopia

Transferir 10 mL de urina para o tubo de centrífuga;

Ajustar a centrífuga para 3600 rpm por 5 minutos;

Ao final deste período, transferir o sobrenadante para outro frasco;

Ressuspender o pellet no volume de urina residual;

Transferir uma gota da suspensão para uma lâmina de vidro e cobrir com lamínula;

Proceder observação em microscópio de campo claro empregando objetiva de 40x;

Anotar e quantificar a presença de cilindros, células (renais, pélvicas, vesicais e de descamação), hemácias,

leucócitos, muco, espermatozóides, caso estejam presentes.

Adotar como referência:

Cilindro, células, muco e espermatozóides

Ausente Não encontrado

+ (raras) 2‐3 unidades por campo

++ (algumas) 4‐6 unidades por campo

+++ (várias) ≥ 7 unidades por campo

Leucócitos e hemácias – deverão ser contados em 4 a 5 campos de 400x, sendo o resultado a

média das unidades dos campos lidos.

10.2. Outros exames da urina

10.2.1. Indican

Tranferir 2 mL do sobrenadante para um tubo de ensaio;

Adicionar 2 mL de ácido clorídrico concentrado, agitando em seguida;

Acrescentar 2 gotas de água oxigenada;

Acrescentar 2 mL de clorofórmio;

Agitar vigorosamente por inversão e deixar em repouso.

O clorofórmio se deposita no fundo do tubo e caso adquira tonalidade azulada informa a presença de

indican.

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10.2.2. Exame de sais biliares (Teste de Hay)

Transferir 4 mL do sobrenadante para um tubo de ensaio;

Polvilhar a flor de enxofre (enxofre em pó) sobre a superfície da urina com o tubo em repouso;

Observar o tubo contra uma fonte de luz para verificar a descida das partículas de enxofre pela urina, o que

indica presença de sais biliares.

RESULTADO DE URINÁLISE Nº Identificação da amostra: Data: ____/____/________



SEDIMENTOSCOPIA* RESULTADO CAN FEL BOV EQU

Células renais: raras raras raras raras Células pélvicas: raras raras raras raras Células vesicais: raras raras raras raras Leucócitos (piócitos): < 6 < 6 < 6 < 6 Hemácias: < 6 < 6 < 6 < 6 Cilindros: hialinos ausente ausente ausente ausente gran. finos ausente ausente ausente ausente gran. grossos ausente ausente ausente ausente ausente ausente ausente ausente Cristais: ausentes ausentes ausentes raros (uratos) Muco: ausente ausente ausente raro Microbiota bacteriana: normal normal normal normal Espermatozóides:

* Sedimentoscopia realizada com objetiva de 40X

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AULA PRÁTICA Nº 11 ‐ COPROLOGIA

11.1. Exames macroscópicos ou físicos

Com auxílio de um bastão de vidro e observação atenta, verificar:

Coloração

Consistência e forma

Odor (cheiro)

Elementos anormais

11.2. Exame microscópico direto

Sujar a ponta de um bastão de vidro com fezes.

Esfregar o conteúdo na superfície de uma lâmina de microscopia.

Instilar uma ou duas gotas de água sobre as fezes e homogeneizar.

Cobrir a lâmina com uma lamínula, separando por arrasto partículas que possam atrapalhar o perfeito

acoplamento das mesmas.

Examinar ao microscópio com objetiva de 10x

11.3. Método de flutuação segundo WILLIS

Dissolver a quantidade de fezes correspondente a uma ”ponta” de régua de madeira em 10 mL de solução

saturada de cloreto de sódio num Becker, com o auxílio de um bastão de vidro.

Filtrar a suspensão resultante em gaze para outro Becker.

Encher um frasco tipo borrel (frasco de boca larga de ± 3 cm de altura) até a borda com o filtrado.

Cobrir o frasco com lâmina limpa e desengordurada, de modo que o filtrado entre em contato com a

lâmina.

Deixar em repouso por 15 minutos, retirar a lâmina sem perder o líquido que ficar aderido à sua face

inferior, invertê‐la, cobrir com lamínula e examinar com objetiva de 10x e 40x (para oocistos a objetiva 40X

oferece melhor resolução)

11.4. Método de sedimentação segundo HOFFMAN

Dissolver a quantidade de fezes correspondente a uma ”ponta” de régua de madeira em água limpa num

Becker.

Com cuidado, filtrar em gaze para um cálice de sedimentação (fundo cônico).

Completar com água até encher o cálice.

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Deixar em repouso por 30 minutos.

Após este tempo, ocorrerá formação de sedimento no cálice. Para melhor resolução das imagens,

recomenda‐se desprezar o sobrenadante e encher novamente o cálice para “lavar” o sedimento. Esta

operação poderá acontecer mais de uma vez.

Após 30 minutos, colher um pouco do sedimento com auxílio de uma pipeta e pingar uma gota na lâmina,

cobrir com lamínula e examinar com objetivas 10x e 40x.

11.5. Método do termotropismo para pesquisa de larvas, segundo BAERMAN

Encher um cálice de sedimentação com água na temperatura entre 40 a 43 °C.

Cobrir o cálice com tela de malha fina, de forma que a água toque na superfície inferior da tela.

Sobre a tela, abrir um pequeno pedaço de gaze e sobre a gaze depositar ± 10g de fezes.

Deixar em repouso por 1 hora, retirar a tela e as fezes.

Com auxílio de uma pipeta, recolher pequeno volume do sedimento formado e examinar em lâmina, sem

lamínula, com objetiva 10x

11.6. Pesquisa de tripsina fecal (Método do filme radiográfico)

Em um tubo de ensaio verter 10 mL de solução de bicarbonato de sódio a 10%.

Acrescentar duas “pontas” de régua de madeira de fezes e homogeneizar.

Mergulhar uma tira de filme radiográfico velado, de forma que o filme fique parcialmente fora da solução.

Em intervalos de 15 minutos, retirar o filme da solução e lavá‐lo em água corrente, fazendo leitura até 1

hora após preparo.

O descoramento da porção do filme mergulhado na solução de fezes indica presença de tripsina.


Resultados esperados:

‐ Negativo na amostra analisada

+ Presença de 1 a 2 ovos/oocistos por lâmina

++ Presença de 3 a 5 ovos/oocistos por lâmina

+++ Presença de > 5 ovos/oocistos por lâmina

Observação:

Ao lado das cruzes colocar a espécie ou gênero dos ovos/oocistos encontrados utilizando como referência a

prancha ilustrada presente nas pastas fornecidas pelo professor.

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RESULTADO DE EXAME DE FEZES




RESULTADO

ILUSTRAÇÃO DO(S) ACHADO(S) MICROSCÓPICO(S)

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ANEXOS – VALORES DE REFERÊNCIA HEMATOLÓGICOS

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