Sara Mirassol Tomé E)-C-Glicosil-2-estirilcromonas com potencial ... 2.pdf · Por último, mas não menos importante, aos meus pais, os alicerces da minha felicidade, que sempre

Universidade de Aveiro

2010

Departamento de Química

Sara Mirassol Tomé

(E)-C-Glicosil-2-estirilcromonas com potencial actividade antioxidante

Universidade de Aveiro

2010

Departamento de Química

Sara Mirassol Tomé

(E)-C-Glicosil-2-estirilcromonas com potencial actividade antioxidante

Dissertação apresentada à Universidade de Aveiro para cumprimento dos requisitos necessários à obtenção do grau de Mestre em Química Orgânica e Produtos Naturais, realizada sob a orientação científica do Doutor Artur Manuel Soares da Silva, Professor Catedrático do Departamento de Química da Universidade de Aveiro

a ti pai…

o júri

presidente Prof. Doutora Maria da Graça de Pinho Morgado da Silva Neves professor a associada com agregação do Departamento de Química da Universidade de Aveiro

Prof. Doutor Artur Manuel Soares da Silva professor catedrático do Departamento de Química da Universidade de Aveiro

Prof. Doutor José Albertino Almeida de Figueiredo professor auxiliar do Departamento de Química da Universidade da Beira Interior

agradecimentos

Em primeiro lugar desejo expressar o meu mais sincero reconhecimento ao

Professor Doutor Artur Silva, orientador desta dissertação. Agradeço a sua

valiosa orientação científica, os ensinamentos que me transmitiu ao longo de

todo o meu percurso universitário, a sua disponibilidade, tranquilidade,

amizade e a confiança que depositou em mim.

À Professora Doutora Diana Pinto quero agradecer todos os ensinamentos e

inúmeras dicas experimentais que sempre me foi transmitindo ao longo deste

trabalho. Obrigada pela sua constante disponibilidade, ajuda e amizade.

Ao Professor Doutor José Cavaleiro, Professor Catedrático do grupo de

disciplinas de Química Orgânica do Departamento de Química da

Universidade de Aveiro e coordenador da Unidade de Investigação QOPNA.

Agradeço os experientes ensinamentos de Química Orgânica que me

transmitiu ao longo de todo o mestrado com um rigor que contribuiu de forma

inequívoca para o meu enriquecimento científico.

Ao Lic. Hilário Tavares e à Lic. Cristina Barros agradeço a disponibilidade na

obtenção dos espectros de RMN e de EM, respectivamente.

Ao grupo de investigação de Química Orgânica do Departamento de Química

da Universidade de Aveiro quero agradecer a ajuda e ensinamentos que de

todos sempre recebi, sempre que precisei. Agradeço em especial aos meus

colegas de laboratório, companheiros desta viagem, pelo espírito de

entreajuda, amizade e pelo bom ambiente de trabalho.

A cada sorriso que sempre recebi de todos aqueles que, de alguma forma,

fizeram parte integrante do meu percurso académico (colegas, verdadeiros

amigos que descobri, professores e familiares). A todos vós, no culminar desta

caminhada, a minha gratidão e o meu sorriso!

Ao Ricardo, o meu verdadeiro companheiro de todos os momentos. Ao seu

amor, apoio e presença incondicionais que se traduziram na minha serenidade

ao longo de toda a execução e escrita desta dissertação.

Ao meu irmão Pedro a inspiração que me deu durante a escrita da dissertação

com o som cristalino das suas peças de piano.

Por último, mas não menos importante, aos meus pais, os alicerces da minha

felicidade, que sempre me educaram e incentivaram no sentido de alcançar os

meus objectivos e os meus sonhos.

palavras-chave

floroacetofenona, método de Baker-Venkataraman, (E)-2-estirilcromonas, C-glicosilação, D-glucose, trifluorometanossulfonato de escândio(III), fluoreto de

2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo, RMN.

resumo

As 2-estirilcromonas, uma pequena classe de compostos heterocíclicos naturais, têm vindo a cativar o interesse dos químicos orgânicos devido às suas actividades biológicas, nomeadamente a actividade antioxidante. Por outro lado, nos últimos anos, a química dos compostos C-glicosilados, ainda pouco explorada, tem sofrido avanços muito significativos motivados pelo carácter hidrofílico e a estabilidade hidrolítica que a ligação C-glicosídica pode conferir a potenciais agentes farmacológicos, suscitando um promissor impacto medicinal. Nesta dissertação, e no seguimento da química dos compostos naturais explorada pelo grupo de investigação de química orgânica, é apresentado o estudo da rota sintética linear que permitiu a obtenção da (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona, pelo método de Baker-Venkataraman. É também estudado o processo de C-glicosilação de compostos polifenólicos através da adopção de dois métodos distintos de C-glicosilação, o uso de D-glucose e o

uso de fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo. Na elucidação estrutural dos compostos sintetizados recorreu-se essencialmente à espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN) [espectros de

1H,

13C e estudos bidimensionais de correlação espectroscópica

heteronuclear – HSQC e HMBC], mas também à espectrometria de massa (EM) e à análise elementar.

keywords

phloroacetophenone, Baker-Venkataraman method, (E)-2-styrylchromones, C-glycosylation, D-glucose, scandium(III) trifluoromethanesulfonate, 2,3,4,6-tetra-

O-benzyl--D-glucopyranosyl fluoride, NMR.

abstract

2-Styrylchromones, a small class of heterocyclic natural compounds, have been attracting the organic chemist’s interest due to their known biological activities, namely the antioxidant activity. On the other hand, in the latter years, the chemistry of C-glycosylated compounds, still little explored, has gained important and significant advances motivated by the electrophilic character and hydrolytic stability that C-glycoside linkage may confer to potential pharmacological agents, arising a promising medicinal impact. In this dissertation, and following the chemistry of natural compounds explored by the organic chemistry group, it is presented the study of the synthetic linear route leading to (E)-3’,4’,5,7-tetra-hydroxy-2-styrylchromone, by the Baker-Venkataraman method. It is also studied the process towards the C-glycosylation of polyphenolic compounds, following two distinct C-glycosylation

methods, the use of D-glucose and the use of 2,3,4,6-tetra-O-benzyl--D-glucopyranosyl fluoride. In the structural elucidation of the synthesized compounds the mainly used technique was the nuclear magnetic resonance spectroscopy (NMR) [

1H,

13C

and 2D-NMR techniques HSQC and HMBC], but also mass spectrometry (MS) and elemental analysis.

xvii

ABREVIATURAS

ADN Ácido desoxirribonucleico

aq. Meio aquoso

Ar Grupo arilo

ARN Ácido ribonucleico

BHA 2-t-Butil-4-metoxilfenol

BHT 2,6-Di-t-butil-4-metilfenol

Bn Grupo benzilo

Bu Grupo butilo

CoA Coenzima A

d Dupleto

DCC N,N-diciclo-hexilcarbodiimida

dd Duplo dupleto

DMAP Dimetilaminopiridina

DMAPP Difosfato de dimetilalilo

DMF N,N-Dimetilformamida

DMSO Dimetilsulfóxido

DPPH• Radical 2,2-difenil-1-picril-hidrazilo

ed. Edição

EM Espectrometria de massa

EMAR Espectrometria de massa de alta resolução

equiv. Equivalente(s) molar(es)

ESI Ionização por electrospray

Et Grupo etilo

glc Gupo glicosilo

h Horas

HMBC Correlação espectroscópica heteronuclear a longa distância, bidimensional, em RMN

HSQC Correlação espectroscópica heteronuclear, bidimensional, em RMN

J Constante de acoplamento (em Hz)

Lit. Literatura

xviii

Ln Lantanídeo

m Multipleto

m/z Razão massa carga em espectrometria de massa

M+. Ião molecular

Me Grupo metilo

NADPH Fosfato de nicotinamida adenina dinucleótido

OBn Grupo benziloxilo

OMe Grupo metoxilo

OPP Grupo difosfato

OTf Grupo trifluorometanossulfonato (triflato)

p.f. Ponto de fusão

Ph Grupo fenilo

ppm Partes por milhão

Pr Grupo propilo

Py Piridina

Rf Factor de retardação

RMN de 13C Espectroscopia de ressonância magnética nuclear de

carbono-13

RMN de 1H Espectroscopia de ressonância magnética nuclear de protão

RNS Espécies reactivas de azoto

ROS Espécies reactivas de oxigénio

s Singuleto

SIDA Síndrome da imunodeficiência adquirida

Temp. amb. Temperatura ambiente

THP Grupo tetra-hidropiranilo

tlc Cromatografia de camada fina

TMS Tetrametilsilano

TMSOTf Trifluorometanossulfonato de trimetilsililo

UDP Difosfato de uridina

UTP Trifosfato de uridina

δ Desvio químico em relação ao tetrametilsilano (em ppm)

Aquecimento

xix

xx

Índice

xxi

ÍNDICE

Agradecimentos ....................................................................................................... ix

Resumo ................................................................................................................... xiii

Abstract .................................................................................................................... xv

Abreviaturas .......................................................................................................... xvii

Índice ....................................................................................................................... xxi

1. Introdução ........................................................................................................... 1

1.1. Cromonas naturais: uma abordagem geral ................................................ 1

1.2. 2-Estirilcromonas ........................................................................................ 6

1.2.1. Importância biológica e potencial aplicação farmacológica .................... 6

1.2.2. Métodos de síntese ................................................................................ 8

1.2.2.1. Condensação de Allan-Robinson .................................................... 8

1.2.2.2. Condensação de 2-metilcromonas com benzaldeídos .................... 9

1.2.2.3. Condensação aldólica/ciclização oxidativa .................................... 10

1.2.2.4. Reacção de reagentes de Wittig com cloretos de cinamoílo.......... 11

1.2.2.5. Ciclização de cetonas acetilénicas ................................................ 12

1.2.2.6. Rearranjo de Baker-Venkataraman ............................................... 13

1.3. A ligação C-glicosídica ............................................................................. 15

1.3.1. Importância a nível biológico ................................................................ 15

1.3.2. Síntese de C-glicosilflavonóides .......................................................... 19

1.3.2.1. Uso de monossacarídeos fluorados .............................................. 20

1.3.2.2. Uso de trifluoroacetimidatos de glicosilo........................................ 21

1.3.2.3. Uso de monossacarídeos desprotegidos....................................... 22

1.3.2.4. O papel do triflato de escândio(III)................................................. 22

1.4. Antioxidantes ............................................................................................ 23

1.4.1. Importância e diversidade de antioxidantes naturais e sintéticos ......... 24

1.4.2. Acção antioxidante dos flavonóides ..................................................... 27

1.5. C-Glicosil-2-estirilcromonas: potencial actividade antioxidante ................ 30

Índice

xxii

2. Esquematização experimental ......................................................................... 33

3. Síntese de (E)-2-estirilcromonas pelo método de Baker-Venkataraman ...... 37

3.1. Preparação do composto de partida para a síntese da 5,7,4’,5’-

tetrametoxi-2-estirilcromona (61) .............................................................. 37

3.1.1. Dimetilação da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) ................................ 38

3.2. Cinamoílação da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57) ...................... 39

3.2.1. Método I ............................................................................................... 40

3.2.2. Método II .............................................................................................. 41

3.3. Síntese da 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 60a ........................... 45

3.4. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) ........................ 47

3.5. Desprotecção da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) .............. 48

3.5.1. Síntese da (E)-5-hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a) .............. 49

3.5.2. Síntese da (E)-5,3’,4’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona (62b) .......... 50

3.5.3. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c) .................. 53

4. C-Glucosilação de compostos polifenólicos .................................................. 55

4.1. Método A: uso de D-glucose desprotegida (63) ....................................... 55

4.1.1. C-Glucosilação da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) ........................... 55

4.1.1.1. Preparação da 3’-C-β-D-glucopiranosil-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (64): estudo de optimização das condições de reacção ..................................................................................... 58

4.2. Método B: uso de fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo

(68) ........................................................................................................... 65

4.2.1. C-Glucosilação da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57) ................ 65

4.3. C-Glucosilação directa de (E)-2-estirilcromonas....................................... 68

5. Caracterização estrutural ................................................................................. 71

5.1. Caracterização estrutural da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona

(61) ........................................................................................................... 71

5.2. Caracterização estrutural da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-

hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (64) ...................................................... 75

Índice

xxiii

5.3. Caracterização estrutural da 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (69) ..................... 79

6. Trabalho em estudo e perspectivas futuras ................................................... 85

7. Parte experimental ............................................................................................ 89

7.1. Reagentes, solventes, sílicas e equipamentos utilizados ......................... 89

7.1.1. Reagentes e solventes utilizados ......................................................... 89

7.1.2. Sílicas utilizadas .................................................................................. 89

7.1.3. Equipamentos utilizados ...................................................................... 90

7.2. Síntese dos compostos obtidos ................................................................ 91

7.2.1. Preparação do composto de partida para a síntese da (E)-5,7,4’,5’-tetrametoxi-2-estirilcromona (61).......................................................... 91

7.2.1.1. Síntese da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57) ..................... 91

7.2.2. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) pelo método de Baker-Venkataraman ...................................................................... 92

7.2.2.1. Síntese da 4’,6’-dimetoxi-2’-(3,4-dimetoxicinamoíloxi)acetofenona (59) ........................................... 92

Método I ...................................................................................................... 92

Método II ..................................................................................................... 93

7.2.2.2. Síntese da 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 60 .................. 94

7.2.2.3. Síntese da (E)-5,7,4’,5’-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) ............. 95

7.2.3. Desprotecção da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) .......... 97

7.2.3.1. Síntese da (E)-5-hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a) ....... 97

7.2.3.2. Síntese da (E)-5,3’,4’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona (62b) ... 98

7.2.3.3. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c)........... 99

7.2.4. C-glucosilação de compostos polifenólicos ........................................ 100

7.2.4.1. Método A: uso de D-glucose desprotegida (63)........................... 100

Síntese da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (66) .................................................................................... 100

Síntese da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (64) ................................................................................. 101

7.2.4.2. Método B: uso de fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo (68) ..................................................................... 103

Síntese da 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (69) ............................................................. 103

8. Referências ...................................................................................................... 105

xxiv

Introdução

1

1. Introdução

1.1. Cromonas naturais: uma abordagem geral

As 4H-1-benzopiran-4-onas, vulgarmente designadas de cromonas,

englobam todos os compostos heterocíclicos que possuam na sua estrutura o

núcleo cromona (1), resultante da fusão de um anel benzénico com um anel -

pirona (2).

1

cromona(4H-1-benzopiran-4-ona)(4-oxo-4H-benzopirano)

(4-oxo-4H-cromeno)

-pirona

(piran-4-ona)

2

345

6

78

8a

4a

O

O

O O

O O

2a 2b

As cromonas naturais constituem uma das maiores classes de compostos

polifenólicos heterocíclicos, encontrando-se abundantemente no reino vegetal.1-5

Entre os derivados destes compostos polifenólicos, os flavonóides são o grupo de

compostos naturais mais abundante, tendo sido identificados algumas centenas6

de derivados no meio natural. Estes, incluem as 2-fenilcromonas, as mais

representativas e vulgarmente designadas por flavonas 3, assim como as 3-

fenilcromonas, designadas também por isoflavonas 4.7,8 De entre as restantes

podem-se destacar as 2-estirilcromonas 5, estruturalmente semelhantes às

flavonas, possuindo um grupo 2-estirilo em vez de um grupo 2-fenilo.

Introdução

2

3

flavona(2-fenilcromona)

(2-fenil-4H-1-benzopiran-4-ona)

4

isoflavona(3-fenilcromona)

(3-fenil-4H-1-benzopiran-4-ona)

O O

O O

O

O

2

345

6

7

8

2'3'

4'

5'

6'

A C

B

5

2-estirilcromona(2-estiril-4H-1-benzopiran-4-ona)

1'

8a

4a

Os flavonóides ocorrem geralmente na superfície externa das plantas,

encontrando-se em diversos frutos e vegetais, assim como em 50 diferentes

espécies de ervas, abrangendo espécies como a Achillea millefolium e a Viola

tricolor.9

Os flavonóides naturais podem ocorrer como aglíconas mas, na maioria dos

casos, encontram-se ligados a hidratos de carbono, constituindo o vasto grupo

dos O-glicosilflavonóides assim como o menos abundante mas não menos

importante grupo dos C-glicosilflavonóides.10

As isoflavonas apresentam uma distribuição mais restrita no reino vegetal

em relação às flavonas, ocorrendo essencialmente em leguminosas.11

A impressionante diversidade estrutural de flavonóides e, mais em geral, de

cromonas naturais, está associada à possibilidade de existirem vários tipos de

substituintes, em diferentes posições, sendo os mais comuns, para além do grupo

glicosilo, os grupos hidroxilo, metoxilo, prenilo e acilo.7

Introdução

3

A abundância dos flavonóides no reino vegetal está relacionada com a sua

importante funcionalidade biológica. 12 Além de serem pigmentos responsáveis

pelos tons de azul, amarelo, laranja e vermelho nas plantas com flor, são também

importantes no seu crescimento e desenvolvimento protegendo os tecidos da

oxidação e defendendo-as contra agentes nocivos (radiação ultravioleta, fungos,

bactérias, vírus), tendo um papel importante no controlo hormonal e na inibição

enzimática.9

Os esquemas 1 e 2 ilustram o processo biossintético de cromonas (via do

acetato) e de flavonóides (via do xiquimato), respectivamente.13

SCoA

O

SCoA

O

OO H

C SCoA

O

CoAS

O

CO2 O

SCoA

O

CoAS

malonil-CoA

acetil-CoA

condensação de Claisendescarboxilação

acetoacetil-CoA

SCoA

O

OO

OO

OH

HO

O

OHO

OH

HO

O

OH OH

OH

HO OOH

H

OOH

HO O

O

condensação de Claisenaromatização

formação do anel heterocíclico via adição de Michael ao tautómeroenólico, seguido da perda de H2O

3 x malonil-CoA

poli-cetoéster

Esquema 1

OH

HO O

O

OPP

DMAPP

peucenina

5,7-di-hidroxi-2-metilcromona

C-alquilação

(5,7-di-hidroxi-2-metil-6-prenilcromona)

H2O

Introdução

4

OH

O

CoAS

OH

OO

O SCoA

O

4'-hidroxicinamoíl-CoA

3 x malonil-CoA

condensação de Claisenaromatização

OH

O

OHHO

OH

O

OH

HO

O

OH

naringenina(flavanona)

O

OH

HO

O

OH

apigenina(flavona)

adição deMichael

O2

2-oxoglutarato

Esquema 2

As 4H-1-benzopiran-4-onas, quer naturais quer de origem sintética, possuem

uma posição de destaque no contexto farmacológico dado ao seu potencial uso

como agentes biologicamente activos. Diversas propriedades biológicas

importantes associadas a estes compostos têm sido estudadas, incluindo

propriedades citotóxicas (anticancerígenas), 14 - 17 antimicrobianas5, 18 - 20 e

antifúngicas,18, 21 actividade antioxidante,18,21- 24 actividade contra o vírus da

síndrome da imunodeficiência adquirida (SIDA),5,18 sendo de destacar também a

actividade anti-inflamatória das cromonas, tão bem representada na espécie

vegetal Aloe,25 nomeadamente pelo seu derivado natural 6.26

O

CH3 O

H3CO

H OH

O

HOOH

O

OHO

6

Introdução

5

Actualmente sabe-se que uma dieta rica em flavonóides, que inclua vários

frutos (nomeadamente os frutos vermelhos) e vegetais, 27 , 28 - 30 é uma dieta

saudável rica em antioxidantes, 31 que previne doenças associadas ao stress

oxidativo,32 tais como as doenças cardiovasculares,33,34 neurodegenerativas e a

incidência de alguns tipo de cancros.35-42 Este facto, conjugado com a relativa

baixa toxicidade associada a estes compostos,5 tem atraído o interesse dos

químicos orgânicos e da indústria farmacêutica em geral, impulsionado a síntese

de novos derivados destes compostos naturais.43-45 Vários tipos de mecanismos

moleculares de acção destes compostos foram já estudados, como a inactivação

carcinogénica por indução de apoptose com inibição de células cancerígenas e a

sua acção antioxidante.18,22 Assim, além de contribuírem para a qualidade, a cor e

o sabor de muitos alimentos, como vegetais e frutas, e bebidas, como o chá46,47 e

o vinho,48 , 49 este grupo de compostos naturais suscita um interesse especial

tendo importantes efeitos benéficos no sistema imunitário.22,50,51

As cromonas são efectivamente interessantes modelos estruturais no

desenho de novos fármacos. Saliente-se dois derivados com uma impressionante

actividade anti-inflamatória: o cromoglicato dissódico (7) e o nedocromilo sódico

(8). 52 Estes medicamentos são eficazes no tratamento da asma e da rinite

alérgica, com a vantagem de serem pouco tóxicos e poderem ser administrados a

crianças. Refira-se também a silibina [(9a) e (9b), par diastereomérico], que

possui um impressionante efeito antioxidante,53 e a diosmina (10) que é usada no

tratamento dos sintomas crónicos das pernas decorrentes da insuficiência venosa

orgânica e funcional, no melhoramento dos sintomas de insuficiência e fragilidade

capilar de vasos venosos e linfáticos, e em hemorragias devidas ao uso do

dispositivo intra-uterino.11,54

Vários derivados de cromona, com diversos substituintes funcionalizados,

foram já usados como uma forma de mimetizar pequenos peptídeos.5,55 Outros

exibiram excelentes propriedades fluorescentes que poderão ser exploradas em

vários domínios de investigação como no estudo de membranas lipídicas e

proteínas.5

Introdução

6

O

O

O2C

OOH

O

O CO2

O

OO2C

O

nPr

N

O

CO2

Et7

8

OHO

OH

O

O

OCH3

OH

CH2OH

O

OH

RO

OCH3

OH

OR= Rutinosilo

9a

10

O

NaNa

NaNa

H

HOH

H

H

OHO

OH

O

O

OCH3

OH

CH2OH

9bO

H

HOH

H

H

A aplicabilidade das cromonas estende-se também às indústrias alimentar e

cosmética justificada pelo seu potencial antioxidante. Refira-se ainda a actividade

biocida de várias flavonas, tais como actividades fungicida, bactericida e

larvicida.56

1.2. 2-Estirilcromonas

1.2.1. Importância biológica e potencial aplicação farmacológica

Relativamente à ocorrência natural das 2-estirilcromonas apenas foram

identificados três derivados, a hormotamniona 57 (11) e a 6-desmetoxi-

hormotamniona 58 (12) ambos extraídos das algas azuis-esverdeadas

Introdução

7

Chrysophaeum taylori na década de 80; e a 5-hidroxi-2-estirilcromona (13),59

recentemente isolada da espécie Imperata cylindrica, embora a sua síntese tenha

sido anteriormente descrita.60

OCH3

H3CO

R

OH

O

O

CH3

OH

OH

11 R = OCH3

12 R= H OH

O

O 13

Estudos de actividade biológica revelaram que a hormotamniona (11)

apresenta actividade citotóxica in vitro face a algumas células cancerígenas

humanas, nomeadamente contra as células leucémicas P388.58 Demonstrou

ainda possuir actividade selectiva de inibição da síntese de ARN. A 6-desmetoxi-

hormotamniona exibiu também forte citotoxidade contra células cancerígenas.61-63

Relativamente à actividade biológica da 5-hidroxi-2-estirilcromona (13), ainda

manifestamente pouco estudada, apenas foi comprovada actividade antiviral no

análogo sintético.60

Mesmo antes de se terem isolado 2-estirilcromonas naturais já tinham sido

desenvolvidas rotas sintéticas deste tipo de compostos e já se conhecia o

potencial desta pequena mas bastante interessante família de compostos

heterocíclicos naturais. 64 As 2-estirilcromonas não são excepção a uma

característica que se tem verificado em diversas cromonas 2-substituídas: a

manifestação de uma impressionante variedade de actividades biológicas.65,66

A química destes compostos tem acolhido importantes desenvolvimentos

motivados sobretudo pelos interessantes resultados biológicos que se têm obtido

e, consequentemente, pelo potencial farmacológico que representam. Saliente-se

desde já o importante e reconhecido contributo do grupo de Química Orgânica do

Departamento de Química da Universidade de Aveiro para o avanço do estudo

Introdução

8

deste tipo de compostos sobretudo no desenvolvimento de metodologias

sintéticas que já possibilitaram a síntese de diversos análogos, mas também na

colaboração no estudo da química biológica deste tipo de compostos.

Vários derivados sintéticos de poli-hidroxi-2-estirilcromonas apresentaram

diversas actividades biológicas, nomeadamente actividade antialérgica, 67

antiviral,68,69 antitumoral,63,64,70,74 hepatoprotectora,64 anti-inflamatória71 e inibidora

da xantina oxidase (actividade antirradicalar).72

O uso das 2-estirilcromonas como potenciais agentes antioxidantes tem sido

um dos interesses centrais no estudo destes compostos. Efectivamente, a

presença de um grupo o-di-hidroxiestirilo conjugado com o grupo carbonilo

através da ligação dupla C2=C3, que permite uma forte estabilização dos radicais

fenóxilo formados na presença de agentes oxidantes, tem dado provas do

inequívoco potencial antioxidante destes compostos fenólicos.35,73-76

1.2.2. Métodos de síntese

O potencial uso medicinal das 2-estirilcromonas, assim como a sua escassa

bio-disponibilidade, tem estimulado fortemente o desenvolvimento de novas e

eficientes rotas sintéticas.61 Assim, ao longo dos tempos, têm sido desenvolvidos

diversos métodos de síntese de 2-estirilcromonas, sendo na sua maioria uma

adaptação dos métodos usados na preparação de flavonas.35 Seguidamente

serão abordados alguns desses métodos, dando especial ênfase ao que foi

explorado neste trabalho.

1.2.2.1. Condensação de Allan-Robinson

A síntese de Allan-Robinson,77 um dos métodos mais antigos usados na

preparação de flavonas,78 tem, nos últimos anos, perdido interesse sintético dado

Introdução

9

ao aparecimento progressivo de novas e eficientes rotas.11 Este método, que

também pode ser adaptado à síntese de 2-estirilcromonas 17, consiste no

aquecimento de uma 2’-hidroxiacetofenona 14 e de um anidrido cinâmico 15 na

presença do correspondente cinamato de sódio 16 ou de potássio, a cerca de 180

ºC,79 com rendimentos inferiores a 50% (esquema 3).

OH

R1

O

R2

R2

O

CO2

OR1

O

R2

Esquema 3

Na

+ O

O

14 15

16

17

Z = OMe ou H

ZZ

1.2.2.2. Condensação de 2-metilcromonas com benzaldeídos

Durante os anos 20 e 3080 foi desenvolvido um outro método de preparação

de 2-estirilcromonas 20 que consiste na condensação de 2-metilcromonas 18 com

benzaldeídos 19, em meio básico forte (esquema 4). Esta foi a metodologia

utilizada na preparação da hormotamniona (11), a primeira 2-estirilcromona

natural a ser isolada.81

Introdução

10

O CH3R1

O

R2

CHO

R3

O

R3

R2

R1

O

A

A: NaOEt/EtOH, temp.amb. ou piperidina/MeOH ou NaOMe/MeOH

Esquema 4

+

1819

20

1.2.2.3. Condensação aldólica/ciclização oxidativa

Um outro método de síntese de 2-estirilcromonas consiste na sequência de

dois passos reaccionais: uma condensação aldólica e uma ciclização oxidativa

(esquema 5).62 A condensação aldólica, em meio básico, de cinamaldeídos 22

com 2’-hidroxiacetofenonas 21 leva à obtenção de (E,E)-2’-

hidroxicinamilidenoacetofenonas 23 que, sofrendo ciclização oxidativa, dão lugar

à formação de (E)-2-estirilcromonas 24.82 O sistema de reagentes mais eficiente

usado na ciclização, entre os vários propostos, consiste no uso de dimetilsulfóxido

(DMSO) em refluxo em presença de uma quantidade catalítica de iodo ou de

bromo, sendo a quantidade de halogéneo usada, assim como o tempo de refluxo,

parâmetros com crucial influência a nível dos resultados reaccionais finais.61

O tratamento de 2’-hidroxicinamilidenoacetofenonas 23 com um

equivalente molar de halogéneo, em refluxo de DMSO durante 30 minutos,

permite tanto a ciclização oxidativa originando 2-estirilcromonas, como a

halogenação das suas posições mais activadas. Este método é uma nova rota

sintética de 2-estirilcromonas halogenadas 25. 83 A reacção de 2’-benziloxi-6’-

hidroxicinamilidenoacetofenonas (R = OBn) 23 na presença de uma quantidade

catalítica de halogéneo, em refluxo durante 2 horas, resulta não só na já esperada

ciclização oxidativa, como numa desbenzilação levando à formação de 5-hidroxi-

2-estirilcromonas 24 (R3 = OH).

Introdução

11

OH

R

O

R2

OHC

R1

NaOH/H2O; MeOH

temp. amb.

OH

R

O

R1 R2

ref luxo

I2 ou Br2 (cat.)DMSO

25

OR1

R3

R2

O

OR1

R3 O

X

X

X = H, Br, I

R = H, OBn

R1 = H, Me, Et

R2 = H, Cl

R3 = H,OH, OBn

Esquema 5

+

2122

23

24

1.2.2.4. Reacção de reagentes de Wittig com cloretos de cinamoílo

Este outro método de obtenção de 2-estirilcromonas 20, originalmente usado

na síntese de cromonas mais simples,84 consiste na condensação de cloretos de

cinamoílo 28 com [1-(2-hidroxibenzoíl)metilideno]trifenilfosforanos 27 em meio

fortemente alcalino, obtendo-se rendimentos moderadamente bons variando

consoante os substituintes presentes, podendo mesmo chegar aos 70% no caso

particular da 6-metoxi-8-vinil-2-estirilcromona.85 Os fosforanos podem ser obtidos

por tratamento de 2-halo-2’-hidroxiacetofenonas 25 com trifenilfosfina (26)

(esquema 6).35

Introdução

12

P(Ph)3

OH

OR1 R2

O

O

R1

X

OH O

R1

P(Ph)3C

Cl

O

R2

X = Cl ou Br 1. Piridina;2. NaOH ou NaOMe/MeOH

tolueno

Esquema 6

refluxo+ +

25

26

2728

20

Br

1.2.2.5. Ciclização de cetonas acetilénicas

Um outro método, bastante menos usado que os referidos anteriormente, e

que também possibilita a síntese de 2-estirilcromonas 20, baseia-se na ciclização,

por catálise em meio ácido, de cetonas acetilénicas 31 (esquema 7). Estas podem

ser obtidas por condensação de 2’-tetra-hidropiraniloxifenilacetilenos 29, na

presença de butil-lítio, com cinamaldeídos adequados 30, seguida da oxidação do

álcool obtido com MnO2.86

R1

OTHP

H O

R2

OH

R1

O

R2

OR2

O

R1

Esquema 7

BA

A: 1. BuLi, THF; 2. PhCH=CHCHO; 3. MnO2;

4. p-toluenossulfonato de piridínio/EtOH.

B: HBr (aq.), dioxano.

29

30

31

20

Introdução

13

1.2.2.6. Rearranjo de Baker-Venkataraman

Dado à sua eficiência sintética, o método de Baker-Venkataraman é um dos

métodos mais usados na síntese de 2-estirilcromonas. O procedimento base

deste método87 (esquema 8, passos ABC) consiste no tratamento de uma 2’-

hidroxiacetofenona 32 com um ácido cinâmico 30 (ou um derivado) originando

uma 2’-cinamoíloxiacetofenona 33, seguido de um rearranjo, por catálise básica,

que envolve a transposição do grupo cinamoílo do éster 34 obtido numa 1,5-diaril-

3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 35 (que em solução se encontra em equilíbrio com

a correspondente forma dicetónica). O último passo nesta síntese consiste na

ciclodesidratação dos compostos 35 levando à formação das desejadas 2-

estirilcromonas 36.

As modificações mais significativas a este método, introduzidas como forma

de adaptar as condições reaccionais a uma ampla variedade de compostos,

envolvem a mudança dos reagentes usados e/ou a eliminação de passos do

procedimento.60,61,88

Uma importante modificação ao método de Baker-Venkataraman foi a

suavização das condições experimentais inerentes ao passo de ciclodesidratação.

Esta, originalmente processada em condições ácidas fortes, misturas de ácido

acético e ácido clorídrico ou ácido acético e ácido sulfúrico, pode também ser

processada através do uso de ácido p-toluenossulfónico ou uma quantidade

catalítica de iodo em DMSO quente (90-100 ºC) (esquema 8, passo C.ii).61

A O-acilação é geralmente uma etapa simples mas, em alguns casos, o uso

dos procedimentos padrão torna-se difícil, como na síntese de 5-hidroxi-2-

estirilcromonas 36 (R1 = 5-OH). Através de trabalhos recentes concluiu-se que

uma boa maneira de contornar este caso é o tratamento de uma 2’,6’-di-

hidroxiacetofenona adequada com ácidos cinâmicos na presença de N,N-diciclo-

hexilcarbodiimida (DCC) e de uma quantidade catalítica de 4-pirrolidinopiridina

(esquema 8, passo A.ii)).60,61 Esta adaptação ao método permitiu, na síntese de

diversas 2-estirilcromonas, obter rendimentos muito mais satisfatórios em relação

ao procedimento original.89

Introdução

14

OH

R1XOC

R2

O

R1 OR2

O

O

A

E

R1

OOH OH

R2

R1O

O

R2

C

A: i) Z = H; X = OH; POCl3, py, temp. amb.,N2.

ii) X = OH, DCC, 4-pirrolidinopiridina, CH2Cl2, temp. amb., N2.

B: KOH, piridina, temp. amb. ou NaH, DMSO, temp. amb.

C: i) H2SO4, refluxo ou 2% H2SO4/HCl em AcOH, refluxo ou

ii) DMSO/ácido p-toluenossulfónico ou DMSO/I2, 90-100 ºC.

D: Z = H, X = -O2CAr, (n-Bu)4N+HSO4-, C6H6, K2CO3 (aq.), 70-80 ºC.

E: Z = CH3 ou Ph, X = Cl, K2CO3, acetona, refluxo, 12h.

R1 = H, OH

R2 = H,Me,OBn,Cl,NO2

Esquema 8

BD

Z

Z

+

32

3334

35

36

Z Z

Formadicetónica

A optimização da síntese de 2-estirilcromonas tem permitido o estudo da sua

reactividade. Sabe-se que através de reacções pericíclicas, como reacções de

electrociclização e cicloadição, as 2-estirilcromonas podem ser transformadas

noutros compostos heterocíclicos como xantonas, flavonas, pirazolinas, pirazóis e

triazóis.11,90-93

Introdução

15

1.3. A ligação C-glicosídica

Na natureza, os compostos fenólicos encontram-se frequentemente

associados a unidades de hidrato de carbono.

Estas, possuem um papel muitas vezes crucial na exibição das actividades

biológicas dos compostos aos quais estão ligadas.94 Dado à sua maior ocorrência

natural, a ligação O-glicosídica é a que possui maior destaque sendo, de longe, a

mais estudada e abordada em publicações científicas.94 Acontece que, na

natureza, para além da ligação O-glicosídica existem também as ligações S-, N- e

C-glicosídicas.13 Entre estas, a ligação C-glicosídica possui uma característica que

a distingue de todas as outras e que tem despertado o interesse dos cientistas.95

Esta última é extremamente estável em meio ácido, sendo, portanto, resistente à

hidrólise.13,96,97 Tal facto pode proporcionar vantagens e melhorias apreciáveis na

actividade biológica de alguns compostos usados como fármacos, aumentando a

hidrofilicidade dos mesmos, característica essencial para uma eficiente acção no

citoplasma celular.

A avaliação da actividade biológica de compostos C-glicosilados naturais

não deixa quaisquer dúvidas quanto ao interesse em sintetizar compostos com

esta característica.98

Neste tópico irá ser abordada a importância biológica da ligação C-

glicosídica, quer em compostos naturais, quer em derivados sintéticos com

elevado potencial medicinal. Serão também discutidos os métodos sintéticos mais

usados, salientando o importante papel do triflato de escândio(III) no processo de

C-glicosilação.

1.3.1. Importância a nível biológico

A grande maioria dos compostos C-glicosilados naturais encontra-se

distribuída pelo mundo vegetal.10

Introdução

16

Os metabolitos secundários C-glicosídicos encontrados nas plantas são,

maioritariamente, derivados dos seguintes cinco tipos de cromóforos aromáticos:

flavonas, como por exemplo a vitexina (37); xantonas, tal como a mangiferina

(38); cromonas99 como a aloesina (39); antronas como a aloina (40), e ácido

gálico, salientando-se a título de exemplo a bergenina (41).94

O

OH

OOH

HO

OHO

OH

HO

OH

O OHHO

HO

O OH O

OH

OH

OH

OH

O

CH3 O

CH3

O

HO

OHO

HO

OH OH

O

OH

OH

OHHO

OH

OH O OH

O

O

OH

HO

H3CO

OH

O

OH

OH

H

H

37

38

39

40

41

A ligação C-glicosídica foi também detectada no metabolismo dos

mamíferos, tendo sido comprovada a existência de C-glucoronídeos de

fenilbutazona, por exemplo, na urina humana e de um derivado de tetra-

hidrocanabinol C-glicosilado num rato.94 Os C-glicosídeos também se encontram

em insectos, sendo um exemplo clássico o corante vermelho designado de ácido

carmínico (42) que pode ser encontrado na espécie Dactylopius. Também já

foram identificados derivados C-glicosilados no metabolismo secundário de

determinadas bactérias.94

Introdução

17

O OH

OHOCH3

HO

HO2C

OH

O

OH

OH

OH

OH

42

Tal como já foi referido, os compostos C-glicosilados ocorrem

abundantemente no reino vegetal, sendo os flavonóides a família de compostos

mais representativa da existência da ligação C-glicosídica nos compostos

naturais.10 Nos flavonóides, as unidades C-glicosídicas encontram-se geralmente

ligadas às posições C6 e/ou C8 do anel A.100

O processo biossintético de C-glicosilação encontra-se ilustrado do esquema

9. Este, envolve a C-alquilação resultante do ataque de um carbono nucleofílico

adequado (existente por exemplo em sistemas aromáticos activados por grupos

fenólicos 43) ao hidrato de carbono activado pela UTP (uridina trifosfato) -

estrutura 44.13 Os C-glicosídeos resultantes 45 possuem uma nova ligação C-C

muito estável e resistente quer à hidrólise química, quer à hidrólise enzimática,101

requerendo a sua clivagem o tratamento com um agente oxidante.13

Os C-glicosilflavonóides podem ser encontrados na natureza em quatro

diferentes formas possíveis: mono-C-glicosilflavonóides, di-C-glicosilflavonóides,

O-glicosil-C-glicosilflavonóides e O-acil-C-glicosilflavonóides.10

Relativamente às suas propriedades biológicas, os C-glicosilflavonóides são

eficientes agentes insecticidas, moluscicidas e antibacterianos, protegendo as

plantas de variados agressores.10,102 Além destas actividades, estudos biológicos

têm vindo a comprovar o elevado potencial farmacológico destes compostos

noutros tipos de actividades biológicas.104 Para além de possuírem elevada

actividade antioxidante, 103 possuem também actividade antibiótica, anti-

inflamatória (destaque-se a 6,8-di-C-glucosilapigenina (46), vulgarmente

designada por vicenina-2, que demonstrou possuir superior actividade em relação

à sua aglícona naringenina),100 antibacterial, 104 antiviral,104 hipotensiva 105

Introdução

18

(nomeadamente variados 6,8-di-C-glicosilflavonóides, 106 encontrados

principalmente nas árvores de citrinos e na camada exterior destes frutos105,106 e

as 6-C-glicosilflavonas).98 Alguns destes compostos possuem também actividade

antitumoral,107 tendo sido demonstrado que derivados que contenham um grupo

trans-cafeoílo possuem actividade citotóxica contra as células leucémicas

linfócitas P388.98

glucose 1-fosfato

UTPP

OH

O

O

P

OH

O

O CH2 O

HO OH

N

O

O

UDP glucose

OH

HO

OH

Esquema 9

OHOHO

OH

OH

OP

H

OHOHO

OH

OH

O

H

OHOHO

OH

OH

H

+

HO

C--D-glucopiranosil-2,6-di-hidroxibenzeno

43

44

45

Uma prova convincente do interesse neste tipo de compostos é a patente,

que data do ano 2008, de uma série de análogos da C-glicosil-apigenina com

actividades oftalmológica (interesse no tratamento da degeneração macular); anti-

diabética, anti-arteriosclerótica, vasotrópica, neuroprotectiva, anti-inflamatória e

citostática.108

Introdução

19

HO

OH

46

OHO

HOOH

OH O

OH

O

O

HO

HO

HO

OH

O interesse farmacológico dos compostos C-glicosilados não se resume às

suas propriedades biológicas. Identificar substâncias naturais ou sintetizar novas

substâncias que possam ter propriedades biológicas não é, hoje em dia, o passo

limitante para a síntese de um fármaco. O grande dilema com que os cientistas se

deparam é sim a funcionalização e a compatibilidade desses mesmos compostos

no organismo humano. Um dos problemas que se pode levantar é o da

hidrofilicidade dos compostos a nível celular. Ora, além dos compostos C-

glicosilados serem bastante estáveis em ambientes hidrolíticos, é possível

modular a hidrofilicidade/hidrofobicidade destes protegendo ou não os grupos

hidroxilo do hidrato de carbono.109 Este facto suscita uma promissora esperança a

nível farmacológico e tem tornado a química dos compostos C-glicosilados uma

química cada vez mais explorada e, consequentemente, mais vasta a nível da

síntese de novos derivados e da elucidação de novas e eficientes rotas sintéticas.

1.3.2. Síntese de C-glicosilflavonóides

Embora tenham já sido conseguidos progressos satisfatórios a nível da

síntese de C-glicosídeos, o desenvolvimento de métodos simples e práticos de C-

Introdução

20

glicosilação continua a ser um tópico importante e desafiante para os químicos

orgânicos sintéticos.109

A síntese de C-glicosilflavonóides, inicialmente, era concretizada recorrendo

à reacção de Friedel-Crafts entre um dador glicosídico e um composto aromático

activado, rico em electrões, à semelhança do que sucede na natureza. 110

Contudo, os rendimentos obtidos eram muito baixos.10 Na última década têm sido

propostos novos métodos mais eficientes.10,98,111 Seguidamente irão ser descritos

os métodos mais conhecidos para a síntese de C-glicosilflavonóides.

1.3.2.1. Uso de monossacarídeos fluorados

O conceito inerente a este método de C-glicosilação 112 de compostos

aromáticos desenvolvido por Kumazawa et al.10 exige que, numa fase inicial,

tendo em conta o composto final que se pretende obter, se planifique uma

estratégia de protecção regiosselectiva da acetofenona de partida (normalmente a

2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona).10 Relativamente ao passo da C-glicosilação, tal

como o esquema 10 ilustra, faz-se reagir a acetofenona (adequadamente

protegida) 47 com um monossacarídeo fluorado na posição anomérica e

protegido nas restantes posições (normalmente O-benzilado) 48, na presença de

um catalisador de Lewis, o complexo do trifluoreto de boro e éter etílico. Trata-se

de uma reacção controlada termodinamicamente. A temperatura reaccional inicial

(-78ºC) é gradualmente elevada até à temperatura ambiente, havendo a formação

inicial de um composto O-glicosilado intermediário que, através de um rearranjo

de Fries, no ambiente reaccional, dá lugar à formação estereosselectiva de um

composto -C-glicosilado.113,114

A reacção descrita permite a formação de uma ligação C-glicosídica entre o

carbono anomérico do hidrato de carbono (previamente fluorado) e a acetofenona

[na posição não substituída e mais activada que se encontra orto a um grupo

hidroxilo (estrutura 49)] via um rearranjo OC glicosídico altamente regio- e

esterosselectivo.10

Introdução

21

BnO

OH

BF3 . Et2O

CH2Cl2-78 ºC --> temp .amb.

OH

Esquema 10

OBnOBnO

FBnO

OBn

OBnOBnO

BnO

BnO BnO

OO

OBnOBn

47

48

49

1.3.2.2. Uso de trifluoroacetimidatos de glicosilo

Uma outra estratégia de C-glicosilação consiste na reacção de compostos

fenólicos 50 com tricloro- ou trifluoroacetimidatos de glicosilo 51, usando como

catalisador o triflato de trimetilsililo (TMSOTf) (esquema 11).115

Tanto este método como o anterior envolvem, numa primeira fase, a

formação do composto O-glicosilado que posteriormente sofre um rearranjo OC,

dando origem ao o-hidroxiaril-C-glicosídeo, de forma regiosselectiva. Este tipo de

reacções implica controlo termodinâmico. A conjugação das reactividades do

glicosilo dador e do aceitador aromático determina as condições reaccionais e

influencia a obtenção do C-glicosídeo pretendido 52 ou a formação de uma

mistura complexa composta por produtos de acoplamento, resultantes de

reacções colaterais.115 O rearranjo OC glicosídico pode ser compreendido como

um rearranjo de Fries.10

O

NPh

CF3

OHHO

OHTMSOTf, CH2Cl20 ºC--> temp .amb.

Esquema 11

OBnOBnO

BnO

OBn

OBnOBnO

BnO

OBn HO

50

51

52

Introdução

22

1.3.2.3. Uso de monossacarídeos desprotegidos

O uso de hidratos de carbono desprotegidos como dadores glicosídicos e a

“química verde” dos hidratos de carbono, é a nova geração de reacções de C-

glicosilação. 116 Têm-se feito esforços no sentido de desenvolver novas rotas

sintéticas ambientalmente favoráveis usando, sempre que possível, meios

aquosos e recorrendo também, mais recentemente, ao uso de líquidos iónicos.117

Esta nova técnica de glicosilação (esquema 12), devido em grande parte

ao uso de triflato de escândio(III) como catalisador, permite uma síntese

altamente regio- e β-estereosselectiva.100,105

O principal inconveniente desta técnica é a formação não desejada de

produtos de acoplamento entre as moléculas de hidrato de carbono.105 Apesar

deste facto, esta síntese tem vindo a proporcionar bons rendimentos reaccionais,

além de que é uma síntese extremamente segura quer para o investigador quer

para o meio ambiente.

OH OHOH

Esquema 12

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OH

O

OHOH

HO

OH

O OO

HO OH OHHOHO OH

+

Sc(OTf)3

OHOHO

OHOH

OH

EtOH/H2O (2:1)refluxo

1.3.2.4. O papel do triflato de escândio(III)

O trifluorometanossulfonato de escândio(III) [Sc(OTf)3] é um ácido de Lewis

extremamente forte, relativamente a qualquer outro trifluorometanossulfonato de

um metal de terras raras.118 Nos últimos anos, tem dado provas de ser um óptimo

Introdução

23

catalisador em síntese orgânica, apesar do inconveniente económico justificado

pela escassez de fontes de escândio.119

O triflato de escândio(III) é um ácido de Lewis que se destaca, pela sua

distinção, dos outros mais vulgarmente usados até à data, tais como o AlCl3, o

BF3, o SnCl4, etc. Enquanto que a maioria dos ácidos de Lewis se decompõe ou

desactivam na presença de água, o Sc(OTf)3 é estável e actua como ácido de

Lewis quer em meios orgânicos, quer em meios aquosos. Além deste facto, após

o término da reacção, o Sc(OTf)3 pode ser recuperado e reutilizado. Apesar dos

triflatos de lantanídeos [Ln(OTf)3; Ln= La, Ce, Pr, Nd, Sm, Eu, Gd, Tb, Dy, Ho, Er,

Tm, Yb, Lu] e do triflato de ítrio [Y(OTf)3] possuírem propriedades similares, está

comprovado que a actividade catalítica do Sc(OTf)3 é, geralmente, superior à dos

Ln(OTf)3.119 Este catalisador, tem-se revelado muito promissor em diversos tipos

de reacções orgânicas, nomeadamente em reacções que envolvem o rearranjo de

Fries, como os métodos de C-glicosilação abordados, dado que, como ácido de

Lewis, permite catalisar a formação de ligações C-C sem haver o problema da

possibilidade deste reagir com a água em vez de reagir com o substrato que se

pretende.119

1.4. Antioxidantes

Recentemente, quer por parte dos cientistas, quer mesmo por parte da

população mais informada, tem havido um interesse crescente nas propriedades

antioxidantes dos produtos naturais,120,121 muito motivado pela incidência cada

vez mais significativa de doenças crónicas tais como o cancro e doenças

cardiovasculares.122-124

Neste tópico será discutida a diversidade de antioxidantes naturais e

sintéticos, assim como a sua importância a nível biológico. Pretende-se também

explicitar o mecanismo de actuação dos antioxidantes quer nos organismos vivos,

quer nos alimentos.

Introdução

24

1.4.1. Importância e diversidade de antioxidantes naturais e sintéticos

O oxigénio é um componente essencial na vida dos organismos aeróbios. A

geração de intermediários reactivos de oxigénio (radicais hidroxilo, alcoxilo,

peroxilo e o anião superóxido) é inevitável no metabolismo celular. Estas espécies

são altamente tóxicas para os tecidos biológicos podendo originar danos celulares

permanentes e tornar o organismo mais susceptível a estados patológicos. Uma

vez que possuem um papel importante em reacções bioquímicas/fisiológicas do

corpo humano, são mantidas sob controlo por uma série de agentes protectores

enzimáticos e não enzimáticos.11 Vários são os antioxidantes naturais que os

organismos vivos biossintetizam como mecanismo de auto-protecção, nomeie-se,

por exemplo, no reino das plantas, os tocoferóis (vitamina E),125 a vitamina A, o

ácido ascórbico,126 os carotenóides, os flavonóides e os polifenóis em geral127 e,

no reino animal, a título de exemplo, a enzima superóxido dismutase, o ácido

úrico e lipóico, a glutationa e o NADPH.128,130

Caso haja uma deficiência por parte do sistema protector antioxidante ou na

presença de factores ambientais adversos (radiação ionizável, radiação

ultravioleta, xenobióticos, etc.) ocorre uma geração excessiva de espécies

reactivas de oxigénio e azoto (ROS e RNS, respectivamente) no metabolismo

celular que podem causar vários danos oxidativos nas biomoléculas (como os

ácidos gordos insaturados em membranas e o ADN), podendo levar à inactivação

enzimática, mutação, ruptura de membranas e mesmo à morte celular.128,129

A produção excessiva de radicais livres nas células, designada de stress

oxidativo, está associada ao desenvolvimento de doenças crónicas, inflamatórias

e degenerativas 130 assim como ao envelhecimento precoce dos tecidos

cutâneos.131 Estudos realizados têm demonstrado que algumas doenças como a

arteriosclerose, diabetes, atrite, epilepsia, cancro, Parkinson e Alzheimer têm

como causa e/ou sintomas relacionados a geração excessiva de espécies

radicalares.35,130-134

O estudo das propriedades biológicas dos antioxidantes naturais despertou

para o seu inequívoco interesse farmacológico.135,136

Introdução

25

As antocianinas 53, no âmbito da química dos agentes antioxidantes

polifenólicos, possuem um destaque especial.10 São pigmentos pertencentes ao

grupo dos flavonóides, frequentemente glicosilados na posição 3,10 existentes em

diversas plantas e frutos vermelhos.137

Uma das estratégias adoptadas na síntese de antioxidantes com potencial

aplicação farmacológica consiste na modificação estrutural (introdução/eliminação

de grupos funcionais; alterações no arranjo espacial molecular) de compostos

antioxidantes naturais de forma a tentar aprimorar/potenciar a sua actividade

biológica. A estratégia alternativa envolve a síntese total ou a semi-síntese de

novos compostos líder atendendo às características estruturais conhecidas que

caracterizam um bom agente antioxidante.138,139

O

R5

R6

R7

O

R5'

OH

R3'

glc

A C

B

53

Estudos acerca da relação estrutura/actividade antioxidante evidenciam a

importância e o destaque do grupo dos flavonóides na química dos agentes

antioxidantes. Concluiu-se que a presença do núcleo cromona (importância da

insaturação C2=C3 conjugada com a função cetónica em C4, de grupos orto-di-

hidroxilo no anel B e de grupos hidroxilo nas posições C3 e C5, constituem as

características estruturais óptimas para um potente agente antioxidante.140 , 141

Constatou-se ainda que a glicosilação do grupo 3-OH reduz fortemente a

actividade antioxidante dos flavonóis e que a ausência de um grupo catecol no

anel B pode ser compensada pela sua presença no anel A (assumindo o papel

central de acção antioxidante) mas nunca com superior actividade biológica.142

Introdução

26

Outra aplicação dos agentes antioxidantes é o seu uso na indústria

alimentar, desde 1940, 143 tendo por objectivo o prolongamento do prazo de

validade dos alimentos, nomeadamente das gorduras. Este facto impulsionou o

fabrico e o uso de antioxidantes sintéticos, tais como o 2-t-butil-4-metoxilfenol

(BHA) (54) e o 2,6-di-t-butil-4-metilfenol (BHT) (55). O esquema 13 ilustra a

actividade sinérgica destes dois aditivos alimentares.144

OH

OCH3

54

O

OCH3

ROO

Esquema 13

OH

CH3

55

O

OCH3

54

O

ROO CH3

ROOH

O

CH3

ROO

+

+

+

+

Trabalhos recentes145 têm vindo a alertar a comunidade científica acerca das

desvantagens dos agentes antioxidantes sintéticos, principalmente para uso na

indústria alimentar, salientando a sua elevada toxicidade, comparada com os

antioxidantes naturais. Como resposta a esta realidade, tem-se vindo a

desenvolver culturas de plantas in vitro, idealizadas, neste contexto, para a

biossíntese controlada e acumulação de compostos antioxidantes nas células

vegetais.146

Introdução

27

1.4.2. Acção antioxidante dos flavonóides

A actividade antioxidante de um composto é determinada pela sua

capacidade de doação de átomos de hidrogénio e/ou de electrões e/ou pelo seu

potencial quelante de iões de metais de transição, pela sua reactividade com

outros antioxidantes e capacidade de neutralização de radicais (estabilização

radicalar).35

Entre os metabolitos fitoquímicos, as flavonas e os flavonóis (3-

hidroxiflavonas), assim como as antocianinas, como já foi referido, são os

flavonóides que, devido à sua abundância natural e contribuição para a protecção

contra várias doenças em que estão envolvidas espécies oxidantes, têm merecido

maior destaque no âmbito da química dos agentes antioxidantes.147-149

Os flavonóides possuem excelente capacidade de captação/sequestração

de radicais livres e de complexação com iões metálicos, assim como de exibir

efeitos sinérgicos com outros agentes antioxidantes.10,141,150

O potencial de oxidação-redução dos flavonóides, viabilizado pela

presença de grupos substituintes doadores de átomos de hidrogénio/electrões,

permite a redução de radicais livres. O elemento estrutural de maior relevância

para a actividade antioxidante dos flavonóides é, claramente, a presença de um

grupo catecol no anel B. A estabilidade dos radicais formados nestas unidades

resulta do estabelecimento de interacções de hidrogénio entre o grupo hidroxilo e

o átomo de oxigénio com um electrão desemparelhado (esquema 14).150

O

OR

R

OH

O

OR

R

O

O

H

X X H

X = ROS ou RNS

R = H ou OH

Esquema 14

+ +

RR

OH

Introdução

28

Por outro lado, são compostos estruturalmente dotados de uma excelente

capacidade de estabilização radicalar resultante da deslocalização de electrões

desemparelhados com formação de radicais fenoxilo que, sendo bastante

estáveis, impedem a formação e a propagação de novos radicais.35 Saliente-se a

importância estrutural, evidenciada no esquema 15, da insaturação presente no

anel C conjugada com o grupo 4-oxo na possibilitação de deslocalização

electrónica.

O

O

OH

OH

O

O

O

O

O

O

O

OH

O

O

O

OHO

O

O

OH

O

O

O

OHO

O

O

OH

ROO

H

Esquema 15

Um outro modo de estabilização dos radicais flavonóide é através da

reacção de término da reacção radicalar com a formação de quinonas – reacção

de disproporção (esquema 16).35

Outro dos mecanismos de acção antioxidante dos flavonóides, como já foi

referido, é a complexação de iões metálicos, fortemente dependente do arranjo

Introdução

29

espacial dos grupos hidroxilo e do grupo carbonilo do anel C na molécula.150,151 A

interacção existente entre flavonóides e iões metálicos não está totalmente

compreendida conhece-se, no entanto, a importância da presença de um sistema

o-di-hidroxilo, 3-hidroxi-4-oxo ou 5-hidroxi-4-oxo para a viabilização de formação

de complexos metálicos (sendo o primeiro sistema o que proporciona maior

estabilidade) e ainda que o pH do meio tem um papel preponderante.88,152

O

O

OH

O

2

O

O

O

O

O

O

OH

OH

Esquema 16

+

Sabe-se que, atendendo à reacção de Fenton, os iões ferro(II) e também os

de cobre(I) induzem stress oxidativo nos sistemas biológicos.

H2O2 Fe2+ OHOH Fe3+Reacção de Fenton: + + +

Os iões metálicos são necessários ao organismo humano e estão

envolvidos em diversos processos fisiológicos contudo, quando se acumulam

exageradamente, podem catalisar a formação de espécies reactivas e

desencadear estados patológicos. 153 Os fármacos usados no tratamento de

doenças devido à acumulação excessiva de ferro(II) têm efeitos secundários

tóxicos e, portanto, uma boa alternativa é a exploração do potencial quelante dos

flavonóides. A complexação de iões metálicos pró-oxidantes pelos flavonóides é

também importante na inibição da oxidação do ácido ascórbico presente em

sumos de fruta, oxidação esta gerada pelo oxigénio e catalisada por iões ferro(II)

e cobre(II).11

Introdução

30

Como já foi referido, a actividade antioxidante é importante tanto para

proteger o corpo humano dos malefícios dos radicais livres, como para ajudar a

conservar os alimentos. A peroxidação lipídica pode ocorrer nos alimentos através

da auto-oxidação de ácidos gordos insaturados, levando ao rançar dos óleos e

gorduras, mas também pode ocorrer no organismo humano através do ataque de

espécies reactivas de oxigénio às camadas fosfolipídicas das membranas

celulares. Os flavonóides ao complexar iões de metais de transição

(principalmente o cobre e o ferro) e ao captarem/sequestrarem os radicais livres

impedem o início da oxidação de ácidos gordos poli-insaturados, aniquilando

também os radicais formados (radicais peroxilo e alcoxilo) nos passos de

propagação (actividade antilipoperoxidante).11

Relativamente à relação estrutura/actividade antilipoperoxidante dos

flavonóides sabe-se que a presença de grupos 3,5-di-hidroxilo ou 3’,4’-di-hidroxilo

em conjugação com a ligação dupla C2=C3 e a função carbonílica do anel C

conferem uma actividade óptima.154

Existem vários métodos para a avaliação do potencial antioxidante de um

composto entre os mais usados saliente-se o estudo da redução de iões

metálicos (Fe(III), Cu(II)) e de radicais livres, como o como o método do radical

2,2-difenil-1-picril-hidrazilo (DPPH•). Este último, frequentemente usado na

determinação do potencial antioxidante de compostos polifenólicos, consiste no

controlo espectrofotométrico da redução do radical DPPH• (solúvel em metanol,

etanol ou DMSO) por parte do composto em estudo.155

1.5. C-Glicosil-2-estirilcromonas: potencial actividade antioxidante

No âmbito do estudo de compostos com potencial actividade antioxidante,

pelos motivos já explicitados, é muito pertinente considerar um grupo muito

peculiar de cromonas, as estirilcromonas. Efectivamente, dado ao historial de

sucesso a nível do poder antioxidante das cromonas (em especial dos

flavonóides), e ao já abastado número de publicações neste campo, é

Introdução

31

interessante ampliar os horizontes de estudo e explorar outro tipo de compostos

análogos, menos estudados, que partilhem aspectos de estrutura/actividade

semelhantes e que, portanto, possam ser tanto ou mais capazes de actuar como

agentes antioxidantes.

As estirilcromonas, amplamente estudadas pelo grupo de Química Orgânica

da Universidade de Aveiro, têm vindo a demonstrar, como já referenciado, várias

actividades nomeadamente actividade antioxidante. O grande desafio deixou de

ser a actividade antioxidante destes compostos in vitro para passar a ser a sua

actividade nos sistemas biológicos, a sua actividade in vivo. Ora, tal objectivo

implica não só sintetizar um composto com potencial actividade antioxidante mas

também um composto compatível e receptível pelo organismo humano, capaz de

interaccionar com o citoplasma celular. Sabe-se que os flavonóides, entre outros

compostos naturais, se encontram na natureza predominantemente na forma de

glicosídeos. A perfeição da natureza jamais será alcançada pelos cientistas mas a

observação e a compreensão dos processos naturais é certamente um bom

caminho para a idealização de fármacos que possam mimetizar os segredos que

a natureza encerra nomeadamente na biossíntese de agentes fitoquímicos tão

poderosos a nível medicinal, já explorados desde há muito tempo pelas

civilizações antigas. À glicosilação de 2-estirilcromonas está associada uma

grande potencialidade de lhes proporcionar uma característica essencial para a

sua actuação no citoplasma celular, a hidrofilicidade. A C-glicosilação, em

especial, permite que a ligação estirilcromona-hidrato de carbono seja estável em

meios hidrolíticos, o que tem todo o interesse no contexto da possível aplicação

destes compostos como fármacos no organismo humano.

Em suma, o desenvolvimento de rotas sintéticas de C-glicosil-2-

estirilcromonas e a posterior avaliação da actividade biológica é um estudo que

pode ser extremamente enriquecedor no âmbito da química dos agentes

antioxidantes e da química orgânica em geral.

32

Esquematização experimental

33

2. Esquematização experimental

Esta dissertação, no âmbito da síntese de (E)-C-glucosil-2-estirilcromonas,

aborda duas temáticas distintas, a síntese de (E)-2-estirilcromonas através do

método de Baker-Venkataraman (esquema 16) e a C-glucosilação de compostos

polifenólicos (esquemas 17 e 18).

Inicialmente, é abordada a síntese da (E)-5,7,4’,5’-tetrametoxi-2-

estirilcromona (61) através do método referido e o estudo da sua desmetilação

selectiva que permitiu a obtenção da (E)-5-hidroxi-7,3’,4’-trimetoxi-2-

estirilcromona (61a), da (E)-4’,5,5’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona (61b) e da

(E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (61c). A síntese do composto de partida

para o seguimento do método de Baker-Venkataraman, a 2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (57), foi procedida da dimetilação da floroacetofenona

[2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56)] (esquema 17).

Relativamente à C-glucosilação de compostos polifenólicos é feito o estudo

de optimização da mono-C-glucosilação da floroacetofenona (56), através do uso

de D-glucose desprotegida (62) em meio aquoso, tendo-se preparado com

sucesso o derivado C-glicosilado dimetoxilado, a 3’-C-β-D-glucopiranosil-2’-

hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (63) (esquema 18). É ainda estudado um outro

método regio- e estereosselectivo de C-glucosilação, o uso de fluoreto de 2,3,4,6-

tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo (67) que, partindo da 2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (57), permitiu a obtenção do composto glicosilado

pretendido, a 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-

4’,6’-dimetoxiacetofenona (68) (esquema 19). A C-glucosilação das acetofenonas

referidas foi encarada como um estudo prévio das duas metodologias sintéticas

para a sua aplicação na C-glicosilação directa de (E)-2-estirilcromonas mas

também como potenciais reagentes de partida chave na síntese de 2-

estirilcromonas C-glicosiladas.


34

OMeMeO

OH O

OHHO

OH O

56

57

Me2SO4 (3 eq.),K2CO3 (6 eq.),

acetona, refluxo

COMe

OMe

OMeMeO

O O

O

CO2H

OMe

MeO

58

Py, POCl3, 60 ºC (método I)

ou

CH2Cl2, DCC, 4-pirrolidinopiridina,temp. amb. (método II)

59

OMe

OMe

OMeMeO

OH O OH

OMe

OMe

OMeMeO

OH O O

60b 60a

DMSO, KOH, temp.amb.

O

O

MeO

OMe

OMe

61

Ácido p-toluenossulfónico,DMSO, 90 ºC

OMe O

O

MeO

OH

OMe

62a

BBr3/CH2Cl2, -78 ºC ->

temp. amb.

OMe

Composto de partida:floroacetofenona

O

O

HO

OH

OH

62c

OH

O

O

MeO

OH

OH

62b

OH

BBr3/CH2Cl2, -78 ºC

-> temp. amb.

i)AlCl3, CH3CN,

ref luxo.

ii)HCl (aq)

Esquema 17

Síntese de (E)-2-estirilcromonas pelo método de Baker-Venkataraman


35

OHHO

OH O

56

O

O

HO

OH

OH

62c

OH

OMeMeO

OH

OH

a) Sc(OTf)3, EtOH:H2O (2:1)

HO OH

b) Me2SO4, K2CO3, acetona

OH

O OH

rearranjoO -> C

glicosídico

64

65 66

O

OO

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OH

OHOHO OH

OH

OH

a) Sc(OTf)3, CH3CN:H2O (2:1)

b) Py, Ac2O, 4-DMAP, temp. amb.

OHOHO OH

OH

OH

Reacção ainda em estudo...

O

O

AcO

OAc

OAc

OAc

OAcOAcO

OAc

OAc

Esquema 18

C-Glucosilação de compostos polifenólicos pelo método dos glicosídeos desprotegidos

63

63

67


36

OMeMeO

OH O

57

O

O

MeO

OH

OMe

62a

OMe

BF3 . Et2O


OH

OBnOBnO

FBnO

OBn

OBnOBnO

BnO

BnO MeO

O

OMe

68

69

OOBnO

BnOBnO

BnO

MeO

O

OMe

70

O

O

MeO

OH

OMe

OMe

OBnOBnO

OBn

OBn

Esquema 19

OBnOBnO

FBnO

OBn

68

OHHO

OH O

56

C-Glucosilação de compostos fenólicos pelo método dos glicosídeos fluorados

O

O

MeO

OMe

OMe

OMe

61

71

diclorometano

BF3.Et2O


37

3. Síntese de (E)-2-estirilcromonas pelo método de Baker-Venkataraman

3.1. Preparação do composto de partida para a síntese da 5,7,4’,5’-

tetrametoxi-2-estirilcromona (61)

O método de Baker-Venkataraman envolve, incialmente, como já foi referido,

a cinamoílação (selectiva) de uma 2’-hidroxiacetofenona. Dado pretender-se

proceder à monocinamoílação houve a necessidade de proteger previamente a

floroacetofenona (56).

A escolha de um grupo protector terá que envolver, entre vários critérios, a

facilidade e selectividade da sua introdução e clivagem final assim como a

resistência às condições reaccionais envolvidas ao longo de todos os passos

sintéticos. Entre os diversos grupos protectores que podem ser usados na

protecção de grupos hidroxilo fenólicos os mais usados são os grupos metilo e

benzilo.156 Sabe-se que a clivagem de éteres metílicos exige condições mais

agressivas do que a clivagem de éteres benzílicos, suscitando alguns problemas

na clivagem selectiva dos grupos existentes, como se irá abordar neste trabalho.

No entanto, estudos já concretizados156 evidenciam a dificuldade da 4’,6’-

dibenzilação da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) dado à formação da 2’-hidroxi-

3’-benzil-4’,6’-dibenziloxi-acetofenona como produto secundário e de difícil

separação do composto pretendido. Neste trabalho, tendo-se procedido a uma

síntese linear e tendo em consideração a inevitável desfavorável repercussão a

nível do rendimento global inerente a este tipo de síntese, optou-se pela

protecção da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) na forma de éteres metílicos de

forma a obter o melhor rendimento possível e contornando a necessidade do uso

de métodos cromatográficos logo no primeiro passo reaccional.


38

3.1.1. Dimetilação da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56)

A síntese da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57) de partida, envolveu a

protecção de grupos hidroxilo fenólicos sob a forma de éteres metílicos. Tratou-se

a 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) com sulfato de dimetilo (3 equiv.) e carbonato

de potássio (6 equiv.), em refluxo de acetona durante 30 min. (esquema 20). O

composto desejado foi facilmente isolado por cristalização em etanol, obtendo-se

o composto puro na forma de cristais brancos com o rendimento de 65%.

OMeMeO

OH O

OHHO

OH O

56 57

A

A: Me2SO4 (3 equiv.), K2CO3 (6 equiv.),acetona, refluxo, 30 min.

Esquema 20

Trata-se de uma reacção regiosselectiva em que há a metilação selectiva

dos grupos hidroxilo das posições C-4’ e C-6’ da acetofenona 56. A ligação em

ponte de hidrogénio em que o grupo hidroxilo da posição C-2’ está envolvido não

facilita a sua metilação. Porém, se se prolongar ligeiramente o tempo de reacção,

nas condições reaccionais descritas, há o favorecimento da formação da

acetofenona trimetilada, surgindo como composto secundário e que, para além de

representar um decréscimo do rendimento reaccional, implica proceder a uma

purificação cromatográfica (usando como eluente diclorometano).

Uma outra metodologia experimental consiste no tratamento da 2’,4’,6’-tri-

hidroxiacetofenona (56) com apenas 2 equiv. de sulfato de dimetilo, envolvendo

um período reaccional de 12 h e obtendo-se o composto desejado com um

rendimento de 86%.89


39

A metodologia mais rentável terá que envolver, certamente, um

compromisso entre a economia de reagentes, o tempo reaccional mas, sobretudo,

o rendimento obtido. Assim, uma vez que o método alternativo publicado permite

a obtenção de um melhor rendimento, considera-se que será o método mais

eficiente, embora envolva um maior período reaccional.

3.2. Cinamoílação da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57)

A primeira etapa na síntese de 2-estirilcromonas através do método de

Baker-Venkataraman, já anteriormente explicitado, consiste na cinamoílação de

2´-hidroxiacetofenonas apropriadas.

No presente trabalho procedeu-se à síntese da 2’-cinamoíloxiacetofenona 59

através de dois métodos alternativos que revelaram eficiências bastante distintas

na síntese particular do composto 59. Recorreu-se ao uso de cloretos de

cinamoílo preparados in situ, através da adição de ácidos cinâmicos e cloreto de

fosforilo (método I, condições experimentais A - esquema 21), e a um segundo

método (identificado como método II), a reacção de Steglich,157 que surge neste

contexto como uma modificação/adaptação ao método original e envolve o uso do

ácido cinâmico apropriado 58, de N,N-diciclo-hexilcarbodiimida (DCC) e 4-

pirrolidinopiridina como catalisador (condições experimentais B, esquema 21).

Ambos métodos encontram-se mais pormenorizadamente discutidos em seguida.


40

OMeMeO

OH O

57

COMe

OMe

OMeMeO

O O

O

+

CO2H

OMe

MeO

58

A ou B

A: Py, POCl3, 60 ºC, 2 h. (método I - = 49%)B: CH2Cl2, DCC, 4-pirrolidinopiridina, temp. amb., 6 dias (método II - = 89%)

59

Esquema 21

3.2.1. Método I

Inicialmente optou-se pela cinamoílação da acetofenona 57 pelo

procedimento original do método de Baker-Vankataraman recorrendo, portanto,

ao uso de cloretos de cinamoílo. Para tal, a uma solução de acetofenona 57 em

piridina seca adicionou-se o ácido cinâmico apropriado 58 e cloreto de fosforilo,

permanecendo a mistura com agitação magnética, a 60 ºC, sob uma atmosfera de

azoto durante um período de 2 horas. O produto da reacção foi isolado do ácido

cinâmico 58 usado em excesso, por purificação cromatográfica em coluna de

sílica, usando clorofórmio como eluente, obtendo-se o composto sólido desejado

(cristais brancos) por cristalização em etanol.

O mecanismo da reacção envolve a formação incial de um cloreto de

cinamoílo i) que, posteriomente, é alvo de um ataque nucleofílico (ao carbono

carbonílico) pelo grupo hidroxilo da acetofenona 57, levando à obtenção do éster

cinâmico desejado 59 (esquema 22).

O insatisfatório rendimento obtido nesta transformação (49%), sugeriu a

exploração de um outro método que, como já foi referido na introdução deste

trabalho, tem revelado ser bastante eficente na síntese de determinados ésteres


41

cinâmicos em que não se obtinham rendimentos satisfatórios pelo método em que

se usa POCl3.

OH

OMe

OMe

C

OMe

OMe

O

O

P

O

Cl ClCl

OMe

OMe

OP

OCl

ClCl

C

OMe

OMe

O

P

O

ClCl

OClC

OMe

OMe

OP

O

ClCl

OCl H

C

OMe

OMe

O

ClOC

OMe

OMe

O

Cl

H

Py

O

OMeMeO

C COHO

O

OMe

MeO

MeO

OMe

O

O

Esquema 22

i)

59

57

58

H

3.2.2. Método II

O segundo método adoptado60 para a síntese do éster cinâmico 59

consistiu na O-acilação da acetofenona de partida 57 por tratamento, em

dicloromentano, com o ácido cinâmico adequado 58, DCC e uma quantidade

catalítica de 4-pirrolidinopiridina. Este método alternativo envolve condições


42

experimentais mais suaves que a metodologia anterior, permanecendo a mistura

reaccional com agitação magnética à temperatura ambiente.

OHC

OMe

OMe

O

OH

O

OMeMeO

N C N

C

OMe

OMe

OO

HN

N

O O

OMeMeO

C

OMe

OMe

O

NH

O

NH

Esquema 23

58

59

57

+

O mecanismo genérico desta transformação (esquema 23) prevê a

formação de uma O-acilureia intermediária 1 que promove o ataque nucleofílico

do grupo hidroxilo da acetofenona 57 ao aglomerado cinâmico, formando-se a

diciclo-hexilureia 2 que precipita nas condições reaccionais usadas e pode ser

facilmente removida por filtração.

Este método revelou ser muito mais eficiente em relação ao método I (já

discutido) quer em termos de rendimento da reacção, obtendo-se um óptimo

rendimento de 89%, quer no que diz respeito à purificação do éster cinâmico

obtido 59 que não implica forçosamente purificação cromatográfica, ao contrário


43

do que sucede no método I. Porém, dado à aptidão da DCC para a formação de

produtos secundários, através do rearranjo da O-acilureia 1 (esquema 24) dando

origem a uma N-acilureia , na presença de ácidos cinâmicos,90 houve a

necessidade de adoptar determinados cuidados experimentais.

MeO

OMe

CO

O

NHN MeO

OMe

CN

O

NH

O

Esquema 24

Concluiu-se que a adição de 1 equiv. de ácido cinâmico no início da reacção

promovia a formação da N-acilureia referida, inviabilizando a formação do éster

59 e portanto, para além de haver a formação de um composto secundário

extremamente difícil de separar cromatograficamente, dado à proximidade de Rf

com o éster, induzia um drástico decréscimo no rendimento da reacção ( = 45

%). Como forma de contornar este problema alterou-se a quantidade de ácido

cinâmico 58 adicionada inicialmente na reacção. Adicionou-se 0,6 equiv. de ácido

e, após um período de 3 dias adicionou-se novamente 0,6 equiv. (adicionando-se

também ao fim deste período metade da quantidade molar de DCC e 4-

pirrolidinopiridina adicionados no início da reacção dado à natural degradação

destes últimos ao longo do tempo). Tal procedimento inibiu a formação da N-

acilureia, , permitindo a obtenção do éster cinâmico em bom rendimento (89%) e

a sua fácil purificação (que apenas envolve uma cristalização em etanol).

É de salientar que, nesta reacção, o catalisador interveniente, a 4-

pirrolidinopiridina (72), actua como agente transferidor do grupo acilo da O-

acilureia 1 formada no percurso da reacção (tal como se encontra ilustrado

seguidamente no esquema 25), catalisando a reacção no sentido da formação do

éster 58 contornando a possibilidade do rearranjo da mesma no composto .


44

Acontece que, atendendo ao que foi anteriormente discutido, a adição catalítica

de 69 no caso específico desta reacção, por si só, não revelou ser suficiente para

suprimir a formação da N-acilureia .

MeO

OMe

CO

O

NHN

OH O

OMeMeO

O

O OMe

OMeC

MeO

MeO O

NH

O

NH

59

MeO

OMe

CO

O

NHN

H

H

N N

MeO

OMe

C

O

N N

MeO

OMe

C

O

N N

N

N

72

72

Esquema 25

Outro inconveniente associado a este método é o tempo da reacção que é

verdadeiramente compensado a nível do rendimento obtido.


45

3.3. Síntese da 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 60a

O segundo passo na síntese de 2-estirilcromonas pelo método adoptado

consiste na transposição do grupo cinamoílo da posição C-O-2’ para a posição C-

2 da acetofenona, dando origem a uma 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona.

A preparação da 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona sintetizada

envolveu o tratamento da 2’-cinamoíloxiacetofenona 59 com hidróxido de potássio

moído (5 equiv.), usando DMSO como solvente, à temperatura ambiente, durante

cerca de 2 horas (esquema 26). Esta transformação, assim como para outros

compostos semelhantes já descritos, permitiu a obtenção do composto desejado

em bom rendimento (79%).

Tal como ilustrado no esquema 25 as 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-

onas 60a, em solução, existem em equilíbrio com a correspondente forma

dicetónica, as 1,5-diarilpenta-2,4-dien-1-onas 60b. A análise por RMN comprovou

que, em solução de clorofórmio deuterado, a forma predominante é a forma

enólica. O deslocamento do equilíbrio ceto-enólico no sentido do enol pode ser

entendido pela conjugação total inerente à estrutura da forma enólica 60a.

O mecanismo da reacção envolve a formação de um carbanião i), resultante

da abstracção de um protão do grupo acilo da acetofenona 57 pela base (KOH)

que, por sua vez, induz à transposição do grupo cinamoílo dando origem ao

composto -dicetónico 60b (esquema 27).


46

OMe

OMe

OMeMeO

OH O OH

COMe

OMe

OMeMeO

O O

O

59

OMe

OMe

OMeMeO

OH O O

60b

60a

A

A: DMSO, KOH, 2 h., temp. amb.

Esquema 26

= 79 %

C

O

CH2

O

O

OH

OH

H OH

C

O

CH2

O

O

C

O

CH2

O

O

OO

H

MeO OMe OMeMeO

OMeMeO

MeO OMe MeO OMeMeO OMe

MeO OMe

O O

Ar

O O

Ar

O OH

Ar

- H2O

Ar

Ar

O

CH2C

Ar

O

OMe

OMe

Ar

Esquema 27

60a

60b

59

i)


47

3.4. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61)

A terceira e última etapa na síntese de 2-estirilcromonas pelo método de

Baker-Venkataraman consiste na ciclização das 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-

1-onas 60a e subsequente desidratação.

Dissolveu-se a 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 60 em DMSO e

adicionou-se ácido p-toluenossulfónico em quantidade catalítica. A mistura

reaccional foi aquecida a cerca de 90-100 ºC e permaneceu com agitação

magnética e em atmosfera de azoto durante 9 horas (esquema 28). Após

purificação cromatográfica, a 2-estirilcromona 61, facilmente identificada em tlc

pela característica forte fluorescência a um comprimento de onda de 254 nm, é

facilmente cristalizada em etanol na forma de finas agulhas amarelo-douradas,

obtendo-se um bom rendimento de 74%

OMe

OMe

OMeMeO

OH O OH

OMe

OMe

OMeMeO

OH O O

60b

60a

O

O

MeO

OMe

OMe

61

A

A: Ácido p-toluenossulfónico, DMSO, 90 ºC, 9 h.

Esquema 28

= 74%

OMe

O mecanismo da reacção envolve o ataque nucleofílico do oxigénio do

grupo hidroxilo no anel A ao carbono C-3 da forma enólica 60a, havendo


48

ciclização com a formação de um anel pirano, dando origem a uma cromanona

que, por posterior desidratação (e restabelecimento de aromaticidade), leva à

formação da (E)-2-estirilcromona 61 (esquema 29).

OMe

MeO OH

O

O

MeOOMe

Ar

H

OMe

MeO OH

O

OH

Ar

HH OMe

MeO O

O

OH

Ar

H

OMe

MeO O

O

H

OH

ArH

HOMe

MeO O

O

OH2

Ar

HHH

OMe

MeO O

O

Ar

- H2O

- H

Esquema 29

60a

H

61

3.5. Desprotecção da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61)

Neste trabalho, tendo sempre como plano de fundo o objectivo central de C-

glicosilar a (E)-2-estirilcromona 61, procedeu-se à desprotecção (quer parcial,

quer total) desta, uma vez que os métodos de C-glicosilação adoptados assim o

exigiam. Seguidamente irão ser discutidas as metodologias sintéticas usadas na

desmetilação da 3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) que permitiu a mono-,

a tri- e a tetradesmetilação de 61, resultando na obtenção da (E)-5-hidroxi-7,3’,4’-


49

trimetoxi-2-estirilcromona (62a), da (E)-5,3’,4’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona

(62b) e da (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c), respectivamente

(esquema 30).

O

O

MeO

OMe

OMe

61

O

O

R2

R1

R4

62

a) ou b)

a) BBr3/CH2Cl2, -78 ºC -> temp. amb. 3-7 dias

62a R1 = OH; R2, R3, R4 = OMe [condições a)]

62b R1, R3, R4 = OH; R2 = OMe [condições b)]

62c R1, R2, R3, R4 = OH [condições b)]

Esquema 30

OMe R3

b) 1. AlCl3, CH3CN , refluxo. 2. HCl

3.5.1. Síntese da (E)-5-hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a)

A monodesmetilação da (E)-polimetoxi-2-estirilcromona 61 na posição C5 foi

efectuada através da adição de 10 equiv. de AlCl3 em refluxo de acetonitrilo. A

mistura permaneceu em agitação magnética e sob atmosfera de azoto durante

aproximadamente 24 h. Passado este período adicionou-se uma solução diluída

de HCl e deixou-se em agitação a temperatura ambiente durante cerca de 12

horas. A reacção é terminada em água e gelo e o precipitado obtido é filtrado e

posteriormente dissolvido em clorofórmio. O composto obtido é purificado por

recristalização em etanol com a obtenção do composto sólido ou,

alternativamente, dado à dificuldade de filtragem do sólido (muito fino), poderá

proceder-se à purificação cromatográfica por coluna de sílica usando como


50

eluente acetato de etilo. A (E)-5-hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a) foi

obtida com o rendimento moderadamente bom de 55% (rendimento não

optimizado).

O procedimento adoptado para a obtenção do composto 62a158 teve como

critério a facilidade de desmetilação da posição C5 em relação às restantes,

devido à sua proximidade com o grupo carbonilo que facilita a complexação do

agente desmetilante. Assim, foram usadas condições mais suaves relativamente

às que serão discutidas na síntese dos compostos 62b e 62c.

O mecanismo da reacção é ilustrado no esquema 31.

O

O

MeO

OMe

OMe

61

O

O

MeO

O

OMe

OMe OMe

H3C AlCl2

AlCl3

Cl

O

O

MeO

O

OMe

OMe

AlCl2

HCl

O

O

MeO

OMe

OMe

OH

Esquema 31

62a

3.5.2. Síntese da (E)-5,3’,4’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona (62b)

A clivagem parcial grupos metílicos na (E)-polimetoxi-2-estirilcromona 6

pa1ra a obtenção do composto tridesmetilado 62b foi efectuada através do


51

método que consiste na adição de uma solução de BBr3 1 M em diclorometano

(esquema 30), método este que se tem revelado bastante eficiente em trabalhos

já desenvolvidos pelo grupo de investigação de química orgânica.68,75,89,91

O uso de BBr3 exige o seguimento de condições experimentais

especialmente cuidadas. Há que ter em consideração que, em contacto com a

humidade, o reagente decompõe-se rapidamente libertando-se vapores de ácido

bromídrico e que as reacções em que participa são extremamente exotérmicas.

Assim, quer por razões de segurança, quer pelo uso do reagente nas suas

melhores condições, a adição de BBr3 (2,5 equiv. por grupo metilo a clivar) foi

efectuada a baixa temperatura (-78 ºC) num banho de 2-propanol termostatizado.

O material de vidro usado assim como o composto a desmetilar 61 deverão estar

totalmente secos e o solvente usando, neste caso o diclorometano, deverá

encontrar-se também bem seco pelo que deverá ser recentemente destilado.

Deve-se manter a mistura reaccional sob uma atmosfera inerte, tendo sido usado

azoto para este fim. Após a adição do agente desprotector retirou-se a mistura

reaccional do banho frio e deixou-se em agitação, a temperatura ambiente,

durante 3 dias. Passado este período adicionou-se água e deixou-se a agitar até

à formação de um precipitado. O sólido obtido, lavado abundantemente com água

e, posteriormente, com éter etílico, foi removido por filtração. Deste procedimento

resultou um composto na forma de uma pasta, que teria possivelmente produtos

de oxidação formados durante o tratamento da mistura reaccional no período pós-

reaccional. Optou-se por dissolver o sólido em metanol. Verificou-se que se

estaria a proceder à extracção do composto pretendido dado à coloração amarelo

torrado da solução metanólica obtida contrastante com o resíduo preto insolúvel

que permanecia intacto no papel de filtro. Evaporou-se à secura e cristalizou-se o

composto em metanol/água obtendo-se um sólido amarelo que por RMN revelou

ser o composto tridesmetilado puro, (E)-5,3’,4’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona

(62b), obtido com rendimento de 65%.

O mecanismo da reacção envolve o ataque do par desemparelhado de

electrões do oxigénio da ligação éter do composto a desmetilar i) ao átomo de

boro do agente desprotector usado levando à formação do ileto ii). O

despedimento de um ião brometo leva à formação do intermediário catiónico iii)


52

que, após o ataque nucleofílico por parte do ião brometo e a consequente

eliminação de brometo de metilo dá lugar à formação do intermediário

borodibromado iv). Este último, após a adição de água no término da reacção,

hidrolisa dando origem ao derivado hidroxilado v) formando-se também ácido

bromídrico e ácido bórico (esquema 32).

OCH3

BBr3

OCH3

BBr Br

Br

OCH3

BBr Br

Br

CH3Br

OBBr2

OHH2O

B(OH)3HBr

Esquema 32

i) ii)iii)

iv)v)

R R R

RR

A selectividade da reacção de desmetilação, uma vez que, neste caso, se

está perante grupos da mesma natureza química, depende apenas das suas

posições na estrutura do composto. O grupo metílico mais fácil de clivar é o que

se encontra na posição 5 da (E)-2-estirilcromona 61 dado à proximidade do grupo

carbonilo que faculta a complexação com átomo de boro promovendo assim a

desmetilação. Os grupos orto metílicos presentes no anel B, seguidamente ao 5-

OMe, são os mais fáceis de clivar dado à sua localização relativa que facilita a

complexação ao agente desprotector. Já a desprotecção do grupo presente na

posição 7 é, de todas, a mais difícil. Note-se que este grupo se encontra em

posição para relativamente ao grupo carbonilo cujo efeito sacador e consequente

deslocalização electrónica dificulta a complexação com o tribrometo de boro e a

consequente clivagem do grupo metilo.


53

3.5.3. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c)

De forma a proceder à desprotecção total da (E)-2-estirilcromona 61

seguiu-se o mesmo procedimento experimental usado para a tridesmetilação do

mesmo composto discutida no tópico anterior, exceptuando a quantidade de

agente desmetilante adicionada (mais 2,5 equiv. que na anterior) e também o

tempo reaccional que se prolongou por uma semana. A já explicada dificuldade

de desprotecção do grupo 7-OMe justifica a necessidade de um período de

reacção muito mais prolongado do que na síntese do composto tridesmetilado.

Por outro lado, relativamente à reacção anterior, o produto 62c revelou envolver

um work up reaccional mais fácil. À semelhança do que se procedeu

anteriormente, lavou-se abundantemente com água o precipitado formado e,

seguidamente, com éter etílico. Obteu-se um sólido castanho-avermelhado

facilmente isolável do papel de filtro que, ao contrário do composto anterior, não

necesssitou de outro tipo de tratamento e, por análise RMN revelou ser o

composto tetradesmetilado puro, tendo-se obtido um bom rendimento (80%).

O mecanismo da reacção encontra-se esquematizado no tópico anterior

(esquema 32).

Tentou-se proceder à monodesmetilação do composto monometilado 62b

para a obtenção do composto 62c. Pelo método explicitado tal foi impossível dado

à exigência do uso de diclorometano como solvente, no qual o composto 62b é

insolúvel. Procedeu-se ao seguimento de um método alternativo, o uso de uma

solução de HI (55%) em água como agente desmetilante a 130 ºC, durante um

período de 5 horas. Este método, apesar de permitir a obtenção do composto

tetradesmetilado pretendido 62c, envolve condições muito agressivas que se

refletem na dificuldade do término da reacção no que diz respeito sobretudo à

precipitação do composto, tornando este método inapropriado e inviável para o

efeito que se pretende, pelo que foi abandonado. Assim, concluiu-se que a melhor

forma de obter o composto 62c seria partindo da (E)-2-estirilcromona tetra-

protegida 61, usando como agente desmetilante uma solução de tribrometo de

boro (esquema 30).

54

C-Glucosilação de compostos polifenólicos

55

4. C-Glucosilação de compostos polifenólicos

A C-glucosilação de compostos polifenólicos neste trabalho foi efectuada

recorrendo a dois métodos distintos, o uso de D-glucose desprotegida (63) em

meio aquoso, usando como catalisador triflato de escândio(III) – método A; e o

uso de fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo (68) e BF3.Et2O –

Método B. Para tal, atendendo à exigência do método usado, partiu-se dos

compostos referidos adequadamente protegidos ou desprotegidos.

4.1. Método A: uso de D-glucose desprotegida (63)

O uso de D-glucose desprotegida (63) nesta dissertação na C-glucosilação

de compostos polifenólicos (método A) teve como base experimental o método

regio- e -estereosselectivo de Sato et al.105 assente nos princípios da “química

verde”. A reacção envolve o uso do hidrato de carbono e do composto a glucosilar

ambos desprotegidos, em meio aquoso e na presença de

trifluorometanossulfonato de escândio(III) (ácido de Lewis) como catalisador.

4.1.1. C-Glucosilação da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56)

Neste trabalho, a C-glucosilação da 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56), mais

do que uma possível rota para a síntese de (E)-glicosil-2-estirilcromonas, podendo

funcionar como reagente de partida, foi abordada como uma preparação para a

C-glucosilação directa de 2-estirilcromonas.

Tendo como base experimental o método de Sato et al.,105 procedeu-se ao

estudo da C-glucosilação da floroacetofenona (56) (esquema 33). A uma solução


56

de 56 e de 3 equiv. de D-glucose (63) em etanol/água (2:1), adicionou-se 0,2

equiv. de triflato de escândio(III). A mistura reaccional permaneceu em refluxo,

sob agitação magnética e sob uma atmosfera de azoto durante cerca de 14 horas.

Adicionou-se 100 mL de água à mistura reaccional e passou-se a mistura por uma

coluna MCI® gel (coluna de fase reversa com um polímero de elevada

porosidade) previamente lavada com água. A eluição com água permitiu a

remoção da glucose livre (63) e do triflato de escândio(III). Tal procedimento

constitui uma separação prévia de elevada utilidade na posterior purificação por

sílica dado à menor polaridade resultante da mistura.

Os restantes compostos formados foram eluidos da coluna MCI® gel com

100 mL de 50% acetona/água e, posteriormente com 30 mL de acetona.

Evaporou-se à secura obtendo-se um resíduo castanho pálido que foi

cuidadosamente estudado por tlc, usando como agente revelador (de hidratos de

carbono) uma solução metanólica de H2SO4 a 10% e posterior activação por

aquecimento. A mistura reaccional foi separada por cromatografia em coluna de

sílica e, posteriormente, purificado por cromatografia em placas de sílica usando

uma mistura de Me2CO-EtOAc-H2O-EtOH (15:30:2:1) como eluente, obtendo-se o

composto desejado, a 3’-C-β-D-glucopiranosil-2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (64).

OH OH

D-glucose (63), Sc(OTf)3

EtOH:H2O (2:1)OHHO HO OH

rearranjoO -> C

glicosídico

56 66

Produto maioritário

OH

O OH

65

Esquema 33

O O

O

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OH


57

O mecanismo da reacção envolve, num momento inicial, a interacção do

triflato de escândio(III) (ácido de Lewis) com a D-glucose (63) tornando-a um bom

electrófilo.

OH

OHSc

TfOOTf

OTf

OH

Sc

TfO OTf

OHHO

OH

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OHOHO

HOOH

OH

OHOHO

OH

OH

OH

O

O

HO

OH

OH

OHOHO

OH

OH

O

O

- H

- OTf

Sc

OTfTfO OH

Sc

TfOTfO

OH

OTf

H

regeneraçãodo catalisador

Sc

OTfOTf

OTf

OH

OH

OHOHO

OH

OH

O

O

Sc OTf

OTf

OH

OH

OHOHO

OH

OH

O

O

ScOTf

OTf

OH

OH

OHOHO

OH

OH

O

O

OTf

H

H

- H2O

56

66

65

63

Esquema 34

O ataque da acetofenona 56 ao carbono anomérico da D-glucose (63) leva à

formação da ligação O-glucosídica (estrutura 65). Posteriormente, através de um

rearranjo O C glicosídico de Fries,77 que envolve novamente a complexação da

D-glucose ao triflato de escândio(III), há a quebra da ligação O-glucosídica para

dar lugar a uma nova ligação C-glucosídica levando, por posterior aromatização, à

formação do composto 66 (esquema 34). Uma característica descrita105 para este

método “verde” de C-glicosilação é a possibilidade de recuperação e reciclagem

do catalisador, não explorada no âmbito deste trabalho.

Apesar de ser ter obtido o composto desejado 66 houve bastante dificuldade

no processo de separação cromatográfica, dado à elevada polaridade do


58

composto (aglomerado glucosídico desprotegido associado a uma aglícona

também com grupos hidroxilo livres). Como já se referiu, houve a necessidade de,

após separação por coluna cromatográfica, proceder à purificação por placas de

uma das fracções cromatográficas obtidas. Ora, tal procedimento, não sendo

eficiente, houve a necessidade de adoptar uma nova estratégia sintética.

Como já foi referido, a C-glucosilação da floroacetofenona (56), neste

trabalho, foi encarada como uma preparação da abordagem metodológica para a

C-glucosilação da 2-estirilcromona sintetizada. Contudo, a floroacetofenona C-

glicosilada poderá ser um bom reagente chave de partida para a síntese da 2-

estirilcromona glicosilada, à semelhança do que sucede na síntese de C-

glicosilflavonas através deste método com monossacarídeos desprotegidos,

recentemente descrita na literatura.106,111

Neste sentido, idealizou-se a preparação da C-glucosilfloroacetofenona 4’,6’-

dimetilada 64 que, para além de permitir diminuir a polaridade do composto de

interesse constitui um potencial reagente de partida para a síntese de 2-

estirilcromonas C-glicosiladas por seguimento do método já estudado (método de

Baker-Venkataraman).

4.1.1.1. Preparação da 3’-C-β-D-glucopiranosil-2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (64): estudo de optimização das

condições de reacção

A preparação da floroacetofenona 4’,6’-dimetilada e 3’-C-glucosilada 64

(esquema 35) consistiu, em traços gerais, no seguimento do método

anteriormente discutido de C-glucosilação da floroacetofenona (56), seguido de

dimetilação, usando como agente metilante o sulfato de dimetilo, à semelhança

da dimetilação da floroacetofenona (56) não glicosilada, já discutida no início

deste trabalho no âmbito da preparação da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona

(57). Apenas foi necessário proceder a uma purificação final.


59

OMeMeO

OH

OH

OH

a) D-glucose (60), Sc(OTf)3EtOH/H2O (2:1)

OHHO

HO OH

b) Me2SO4, K2CO3

acetona

OH

O OH

Produto maioritário

rearranjoO -> C

glicosídico

56 64

65 66

Esquema 35

O

O

OO

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OH

OHOHO

OH

OH

Foram estudadas várias condições reaccionais que serão abordadas

seguidamente:

Inicialmente, seguiram-se as condições experimentais de C-glucosilação

descritas anteriormente para a síntese do composto 66 (3 equiv. de D-

glucose (63), EtOH/H2O (2:1), 0,2 equiv. de Sc(OTf)3, 14 h, o mesmo work

up - exceptuando a separação cromatográfica) e de dimetilação descritas

para a acetofenona 56 (3 equiv. de Me2SO4 , 30 min., idêntico work up).

Para além se ter obtido composto C-glucosilado pretendido 64, surgiram

como compostos secundários floroacetofenona trimetilada e o composto C-

glucosilado monometilado. Tais conclusões evidenciaram problemas quer a

nível da reacção de C-glucosilação, quer a nível da reacção de metilação

que estariam a contribuir para o surgimento de produtos secundários e,

consequentemente, para o acentuado descréscimo de rendimento da

reacção do composto desejado 64. Procedeu-se portanto à optimização das

condições reaccionais.


60

Assim, relativamente à reacção de C-glucosilação, optou-se por aumentar a

quantidade de catalisador usada (0,3 equiv.) mantendo inalteradas todas as

outras condições experimentais (quer de C-glucosilação quer de metilação).

Não se evidenciaram mudanças significativas em relação ao procedimento

anterior, tendo-se concluído que a promoção da eficiência da reacção de C-

glucosilação não passaria pelo aumento da quantidade de catalisador.

Perante este resultado e entendendo-se que já se estaria a usar um excesso

suficientemente grande de D-glucose (63) (3 equiv.), optou-se apenas pelo

prolongamento da reacção por 30 horas. Após este período, e sabendo que

nas condições anteriores houve a formação do composto C-glucosilado

monometilado, usaram-se 4 equiv. de Me2SO4, prolongando o período de

metilação por um dia de forma a tentar garantir a dimetilação total da

aglícona floroacetofenona. dificultada estériamente pela sua ligação à D-

glucose (grupo extremamente volumoso). Estas foram as condições

optimizadas obtidas para a síntese da 3’-C-β-D-glucopiranosil-2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (64), com um rendimento total de cerca de 60%.

Outras considerações experimentais relevantes:

Relativamente à reacção de C-glucosilação há que referir que o

prolongamento do tempo reaccional não leva ao total consumo da

acetofenona de partida 56, não sendo portanto uma reacção completa,

apesar do prolongamento do tempo reaccional ter demonstrado ser crucial

na melhoria do rendimento reaccional.

Refira-se ainda, relativamente à reacção de C-glucosilação, a provável

formação de dímeros de floroacetofenona ligados via cadeia de D-glucose

que surgem como compostos secundários previstos na literatura.105


61

Relativamente ao solvente usado na reacção de dimetilação, a acetona,

dado à natural acentuada polaridade dos compostos em estudo, houve

alguma ponderação inicial no seu uso. A difícil solubilização total do

composto em acetona sugeriu o uso de um solvente mais polar como a DMF

(seca em peneiros moleculares activados). A inviabilidade do uso deste

solvente neste contexto, sem discutir o efeito que poderia ou não ter na

própria reacção de metilação com Me2SO4 (geralmente conduzida a refluxo

de acetona), explica-se pelo facto de que nas condições reaccionais usadas

não há precipitação dos compostos e torna-se difícil, no work up reaccional,

lidar com um solvente com um ponto de ebulição tão elevado. É difícil

proceder à sua total evaporação em vácuo, através do uso de evaporador

rotativo sem aumentar excessivamente a temperatura (não sendo tal

aconselhável dado à possível degradação do composto), havendo sempre

vestígios de solvente que teriam uma indesejável influência a nível da

separação cromatográfica dos compostos em sílica e mesmo na

caracterização estrutural dos mesmos. O uso de uma mistura de acetona

com uma pequena quantidade de metanol (o uso exclusivo de metanol

dissolveria o carbonato de potássio usado na reacção, que tem um papel

importante aquando do uso do agente metilante estudado) ou o uso de

acetona com uma pequena quantidade de água, por exemplo, também não

seria adequado. Decidiu-se optar pelo solvente normalmente usado e mais

apropriado nesta reacção, a acetona, deixando a mistura glucosilada em

refluxo e em agitação vigorosa durante uma hora antes da adição do agente

metilante, permitindo a dissolução practicamente total da mistura a metilar.

Considerações relativas ao work up reaccional:

Inicialmente, analogamente ao procedido na síntese do composto 66, após a

reacção de C-glucosilação, adicionou-se 100 mL de água à mistura


62

reaccional e passou-se a mistura por uma coluna MCI® gel previamente

lavada com água. Eluiu-se com água a D-glucose (63) livre e o triflato de

escândio(III), tendo sido desprezados. Os restantes compostos formados

foram eluidos da coluna MCI® gel com 100 mL de 50% acetona/água e,

posteriormente com 30 mL de acetona. Após evaporação à secura (tendo o

cuidado de não usar uma temperatura superior a 65 ºC), e se ter procedido à

reacção de metilação, o tlc da mistura reaccional revelou a formação

significativa de um composto estranhamente apolar. A análise por RMN de

1H [5,86 (d, J = 3,5 Hz, 1 H, H-1) configuração anomérica ; 1,41; 1,36;

1,29; 1,26 (s, 4 x CH3)] e de 13C,* deu a indicação inequívoca de se constar

da conversão da D-glucose (63) no seu respectivo diacetonídeo, a 1,2:5,6-di-

O-isopropilideno--D-glucofuranose (). Tal constatação, inicialmente, por

análise da literatura, 159 causou alguma dúvida, dado à formação de

acetonídeos envolver o uso, em acetona, de meios ácidos relativamente

fortes (frequentemente H2SO4) e não o uso de um ácido de Lewis. A única

justificação possível para a obtenção do diacetonídeo seria o possível

ineficiente uso da coluna MCI® gel, não se estando a eluir suficientemente

com água para excluir todo o triflato de escândio(III) e D-glucose livre (63)

que poderiam estar, posteriormente, a ser eluídos da coluna juntamente com

os compostos de interesse e que, na reacção de metilação em refluxo de

acetona, poderiam originar este tipo de compostos indesejados.

Procedeu-se a uma “reacção-teste” em que se fez reagir, nas mesmas

proporções reaccionais usadas, D-glucose (63) e Sc(OTf)3 em refluxo de

acetona sob atmosfera de azoto e agitação magnética durante um dia. Pode-

se assim, desta forma, comprovar a efectiva formação do diacetonídeo de

D-glucose (63) nas condições reaccionais usadas. O mecanismo proposto

para esta transformação encontra-se ilustrado no esquema 36. O rendimento

obtido para o composto secundário , 25%, é certamente superior ao

esperado dado à quase total insolubilidade da D-glucose desprotegida (63)

em acetona e à fraca acididade do catalisador usado.


63

OO

OOO

OH1

23

4

56

a

a'

Assim, procedeu-se novamente à C-glucosilação e, no término da reacção,

adicionou-se 500 mL de água à mistura reaccional tendo-se passado a

mistura pela coluna MCI® gel previamente lavada com água. Fez-se passar

1,5 L de água pela coluna MCI® gel para a eluição e remoção total da

glucose livre (63) e de triflato de escândio(III) com o objectivo de excluir

totalmente estes antes de se proceder à reacção de metilação. Este cuidado

experimental demonstrou inibir totalmente a formação do diacetonídeo

que, apesar de não alterar o rendimento da reacção não facilitaria o

processo de separação cromatográfica.

À semelhança do procedido na reacção de C-glucosilação anteriormente

abordada que conduziu à síntese do composto 66, eluiram-se os compostos

de interesse com 50% acetona/H2O e, posteriormente, com acetona.

No término da reacção de metilação procedeu-se à remoção do K2CO3, por

filtração, lavando-se várias vezes com acetona, evaporou-se o solvente à

secura e a mistura obtida foi separada por cromatografia em coluna usando

um eluente em gradiente (CHCl3/Me2CO (3:1) CHCl3/Me2CO (1:1)

Me2CO Me2CO/CH3OH (5:1)).

*

*1,2:5,6-Di-O-isopropilideno--D-glucofuranose ():

RMN de 13

C (75,47 MHz, acetona-d6): δ= 25,47; 26,30; 26,91; 27,01 (4 x CH3); 67,33 (C-6);

73, 26 (C-5); 74,65 (C-3); 82,01 (C-2); 86,05 (C-4); 105,73 (C-1); 109,02 (a/a’), 111,69

(a/a’) ppm.


64

- OTf

Sc

OTfTfO OH

Sc

TfOTfO OH

OTf

H

regeneraçãodo catalisador

- H2O

Sc

OTf

OTfTfO

OHO

HOOH

OH

OH

OH

OHOHO

OH

O

Sc

OTfTfO

O

OHO

OHOHO

OH

Sc

OTfTfO

O

OHH

- H

O

OHOHO

OH

Sc

OTfTfO

O

OH

H

O

OHOHO

OH

Sc

OTfTfO

O

OH

H

O

OHOHO

OH

OH

O

OHOHO

OH

O

OO

OO OOH

63

Esquema 36

Resumo do processo sintético:

a) C-glucosilação (floroacetofenona (56), 3 equiv. de D-glucose (63), 0,2

equiv. de Sc(OTf)3, EtOH/H2O (2:1), 30 h);

b) Total exclusão de D-glucose livre (63) e Sc(OTf)3 (por eluição em

coluna MCI® gel);

c) Metilação da mistura reaccional (9 equiv. de K2CO3, 4 equiv. de

Me2SO4, acetona, 24 horas);


65

d) Work up final - Remoção do K2CO3 por filtração seguida de purificação

cromatográfica usando o gradiente de eluentes CHCl3/Me2CO (3:1)

CHCl3/Me2CO (1:1) Me2CO Me2CO/CH3OH (5:1).

A mancha cromatográfica eluída com acetona (100%) (mancha maioritária)

revelou, por RMN, ser o composto 64 puro, um óleo amarelo pálido, com um

rendimento satisfatório total de 60%.

4.2. Método B: uso de fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranosilo (68)

O uso de monossacarídeos fluorados na síntese de compostos C-

glucosilados nesta dissertação (método B) teve como base experimental o

método regio- e -estereosselectivo de Kumazawa et al.113 A reacção envolve o

uso do composto a glucosilar devidamente protegido e de fluoreto de 2,3,4,6-

tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo (68) na presença de BF3.Et2O como catalisador.

4.2.1. C-Glucosilação da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57)

Como já foi referido, tendo como base experimental o método de Kumazawa

et al.,105 procedeu-se à C-glucosilação da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona

(57), esquema 37.

A uma solução de 57 (3 equiv.), fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranosilo (68) e peneiros moleculares (500 mg) em diclorometano

recentemente destilado e com agitação magnética a -78 ºC, adicionou-se

lentamente 2 equiv. de BF3.Et2O. A mistura permaneceu a esta temperatura, com

agitação magnética e em atmosfera de azoto, durante cerca de 30 minutos.


66

Aumentou-se lentamente e gradualmente a temperatura até aos 0 ºC durante um

período de 5h, ao fim do qual se retirou a solução do banho frio mantendo a

agitação magnética a temperatura ambiente durante cerca de 15 horas. No

término da reacção adicionou-se água e procedeu-se a uma extracção líquido-

líquido da fase orgânica da mistura reaccional com clorofórmio. Após secagem do

composto sobre sulfato de sódio anidro e evaporação à secura a pressão

reduzida, separou-se a mistura em placas de sílica usando como eluente

diclorometano. A mancha maioritária foi analisada por RMN comprovando-se

corresponder ao composto pretendido 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (69) com um rendimento de

54%, calculado com base na quantidade de hidrato de carbono usada.

MeO

OH

BF3 . Et2O


OH

OBnOBnO

FBnO

OBn

OBnOBnO

BnO

BnO MeO

OO

OMeOMe

57

68

69

Esquema 37

OOBnO

BnOBnO

BnO

MeO

O

OMe

70

Tal como no método A de C-glucosilação adoptado neste trabalho, a

reacção com monossacarídeos fluorados envolveu a formação de um composto

intermediário O-glucosilado 70 que, através de um rearranjo de Fries, dá lugar à

gradual formação do composto C-glucosilado 69.


67

Ao longo da reacção a monotorização por tlc foi auxiliada pelo uso de uma

solução etanólica de FeCl3 a 5% (activação por aquecimento) como método

revelador de compostos C-glucosilados. Este método permitiu acompanhar a

conversão do composto O-glucosilado 70 no correspondente composto C-

glucosilado 69 ao longo do aumento gradual de temperatura, tendo-se concluído

que a formação do composto C-glucosilado 69 apenas se inicia a cerca de -10 ºC,

havendo a sua gradual formação essencialmente a temperatura ambiente.

Relativamente ao mecanismo da reacção será muito idêntico ao ilustrado no

esquema 33 (no âmbito do método A), sendo o papel de ácido de Lewis do triflato

de escândio(III) substituído pelo BF3.Et2O e o ataque inicial da acetofenona 57

procedido pelo par desemparelhado de electrões do 2’-OH (o único grupo fenólico

livre existente).

Relativamente ao método de C-glucosilação A, o método em discussão

(método B), apesar de não seguir os princípios da “química verde” e de

economicamente ser menos viável, revelou apresentar vantagens experimentais

indiscutíveis. Neste último método ambas unidades polifenólica e de hidrato de

carbono, encontravam-se inicialmente protegidas permitindo a obtenção directa

de uma mistura facilmente tratada no período pós-reaccional. Já no método

inicialmente estudado A, o uso de excesso de hidrato de carbono (3 equiv.)

associado ao facto de este estar desprotegido e da reacção ser efectuada em

solução aquosa, exige o procedimento a uma pré-separação por coluna MCI® gel

e posterior metilação da unidade polifenólica, sendo que, mesmo após este

tratamento do composto glucosilado, o método B demonstrou permitir um

tratamento cromatográfico muito mais facilitado. Ambos métodos permitem um

óptimo controlo regiosselectivo com a obtenção de rendimentos de reacção finais

semelhantes. Relativamente à -estereosselectividade característica de ambas as

reacções concluiu-se que, na C-glucosilação da floroacetofenona (56) o método B

é menos selectivo, tendo sido identificada neste último método através da análise

RMN (assunto posteriormente abordado), a formação de uma pequena

percentagem do anómero -glucosilado.


68

4.3. C-Glucosilação directa de (E)-2-estirilcromonas

No seguimento deste trabalho, procedeu-se à tentativa de C-glucosilação

das (E)-2-estirilcromonas 62c e 62a por ambos métodos discutidos A e B,

respectivamente (esquema 38).

Relativamente à reacção de C-glucosilação da (E)-2-estirilcromona 62c pelo

método A, foram seguidas as condições base de C-glucosilação aplicadas na

síntese do glucosídeo 66 (3 equiv. de D-glucose (63) e 0,2 equiv. de Sc(OTf)3)

com excepção do solvente da reacção, tendo-se usado uma mistura CH3CN/H2O

(2:1), durante um período de 25 horas. Após este período, e sem recorrer ao uso

prévio da coluna MCI® gel, procedeu-se à acetilação da mistura reaccional obtida

usando como agente acetilante anidrido acético. Após um período de reacção de

12 horas, em agitação magnética a temperatura ambiente, adicionou-se água e

gelo e fez-se uma extracção líquido-líquido com acetato de etilo. O tratamento

cromatográfico da mistura reaccional, usando como eluente hexano/acetato de

etilo (1:1), permitiu isolar uma pequena fracção cromatográfica que, por análise

RMN de 1H, deu a indicação de corresponder a uma (E)-2-estirilcromona O-

glucosilada 73a ou 73b, não se tendo obtido o composto esperado 67 (atendendo

ao resultado obtido na C-glucosilação do composto 56). A ausente ocorrência de

glucosilação no anel A (surgimento dos dois sinais em forma de dupleto

característicos da aglícona, correspondentes aos protões aromáticos H-6 e H-8)

justifica-se pelo efeito sacador do grupo carbonilo que, em conjugação com a

dupla C2=C3, desactiva fortemente o anel aromático. A presença de um dupleto,

na zona do espectro correspondente ao hidrato de carbono, a aproximadamente

5,2 ppm com constante de acoplamento de 9,4 Hz, em conjunto com a evidência

da ausência dos protões de um dos quatro grupos acetilo sugere a ocorrência de

O-glucosilação no anel B e não no anel A dado à já justificada inactivação deste

último. Uma questão pertinente, especulando a O-glucosilação no anel B (que

também se encontra desactivado pelo grupo carbonilo em conjugação com a

dupla ligação C2=C3, ainda que sofra menos o seu efeito), será a justificação da

reacção não evoluir no sentido da formação de um 2’’- ou 5’’-C-glucosilo, através

de um rearranjo de Fries característico do método de C-glucosilação adoptado.


69

Existem dois cenários especulativos possíveis: ou não se proporcionaram as

condições reaccionais necessárias para a C-glucosilação específica do composto

62c em estudo (necessidade de optimização das condições de reacção

possivelmente no que diz respeito à quantidade de catalisador usada ou ao tempo

de reacção, por exemplo) ou então a inviabilidade de ocorrência do rearranjo de

Fries dado à natureza estrutural da própria molécula. Note-se que o núcleo de

maior reactividade das estirilcromonas é o núcleo cromona e não o núcleo estirilo,

encontrando-se o anel B muito pouco activado (para além de também sofrer o

efeito desactivante do grupo carbonilo) pelo que será teoricamente difícil a sua C-

glicosilação. Analisando a literatura106 tais resultados mostraram-se concordantes

com os resultados já obtidos na tentativa de C-glicosilação directa flavonas que

apenas foi possível com a redução prévia destas a flavanonas. Apesar dos

resultados pouco apelativos relativos à C-glicosilação directa de flavonas, uma

vez que, por um lado, ainda não existem quaisquer estudos publicados acerca da

C-glucosilação de estirilcromonas e, por outro lado, estes possuem reactividades

distintas apesar da sua aproximação estrutural, justificou-se, como primeira

abordagem de C-glucosilação de 2-estirilcromonas a tentativa de C-glucosilação

directa.

O seguimento do método B na C-glucosilação directa da (E)-2-estirilcromona

62a revelou-se ineficiente, à semelhança da aplicação deste método na síntese

directa de C-glicosilflavonas, já referida na literatura.160 Nestas, o seguimento

deste método apenas é eficiente caso se proceda à redução prévia tanto da dupla

ligação C2=C3 (à semelhança do método anterior), como também forçosamente

do grupo carbonilo.

A tentativa de C-glicosilação directa de 2-estirilcromonas no âmbito da

iniciação ao estudo e compreensão desta reacção, ainda nunca explorada nestes

compostos, clarificou a efectiva necessidade de adopção de uma diferente

metodologia experimental que, à semelhança do que já foi aplicado na síntese de

C-glicosilflavonóides, envolverá necessariamente a exploração da C-glicosilação

num estádio prévio à construção estrutural final do composto, em especial

previamente à inserção do grupo carbonilo e da insaturação C2=C3,

funcionalidades tão características e importantes nestes compostos,


70

nomeadamente na expressão da actividade antioxidante destas tão peculiares

aglíconas em estudo.

O

O

MeO

OH

OMe

62a

OMe

O

O

MeO

OH

OMe

OMe

OBnOBnO

OBn

OBn

OBnOBnO

FBnO

OBn

65

O

O

HO

OH

OH

62c

OH

a) Sc(OTf)3, CH3CN/H2O (2:1)


OHOHO

OHOH

OH

O

O

AcO

OAc

OAc

OAc

OAcOAcO

OAc

OAc63

C-glucosilação directa de (E)-2-estirilcromonas

-> Método do uso de D-glucose desprotegida

-> Método do uso de glicosídeos fluorados

71

O

O

AcO

OAc

O

OAc

O OAcOAc

AcO

AcO

O

O

AcO

OAc

OAc

O O

OAcOAcAcO

OAc

ou

Esquema 38

diclorometano

-80 ºC --> tem. amb.

67

73a

73b

Caracterização estrutural

71

5. Caracterização estrutural

5.1. Caracterização estrutural da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-

estirilcromona (61)

A elucidação estrutural completa da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona

(61) foi possibilitada através da análise dos espectros unidimensionais (1H e 13C)

e bidimensionais (HSQC e HMBC) de RMN. Através da análise do espectro de

RMN de 1H (figura 1) foi possível identificar os sinais mais característicos deste

composto:

dois sinais em forma de dupleto correspondentes à ressonância dos protões

vinílicos H-7,45 ppm) e H- 6,56 ppm) surgindo a desvios químicos

muito diferentes, com constante de acoplamento de 16,1 Hz. Esta diferença

de desvios químicos resulta do efeito mesomérico do grupo carbonilo,

justificando-se assim o facto do protão H-estar mais desprotegido e,

portanto, a sua ressonância surgir a valores de frequência superiores;

os sinais dos protões do anel A, H-8 e H-6, surgem ambos na forma de

dupletos a 6,54 e a 6,36 ppm com constantes de acoplamento de 2,1 e

2,3 Hz, respectivamente;

relativamente aos protões do anel B da 2-estirilcromona é possível identificar

um sinal em forma de duplo dupleto a 7,13 ppm relativo à ressonância do

protão H-6’ com constantes de acoplamento de 9 e 1,9 Hz, e dois sinais em

forma de dupleto a 7,11 e a 6,89 ppm correspondentes à ressonância

dos protões H-2’ e H-5’, com constantes de acoplamento de 8,34 e 2,0 Hz,

respectivamente;

um sinal em forma de singuleto a 6,16 ppm correspondente à ressonância

do protão H-3 do anel C da (E)-2-estirilcromona;


72

4 sinais em forma de singuleto correspondentes aos 12 protões dos

grupos metoxilos das posições 3’-OMe, 5-OMe, 4’-OMe e 7-OMe, com

desvios químicos de 3,96, 3,94, 3,93, 3,91 ppm, respectivamente.

O

O

2

345

6

7

8

2'3'

4'

6'

1'

9

10

MeO

OMe

OMe

61

OMe

5'

Figura 1: Espectro de 1H do composto 61 e correspondente expansão.


73

A identificação inequívoca dos carbonos do composto 61 (figura 3) foi

auxiliada pelo estudo da correlação heteronuclear HSQC (figura 2) e através da

análise do espectro de correlação heteronuclear a longa distância HMBC.

A distinção entre as ressonâncias relativas dos carbonos dos 4 grupos

metoxilo presentes na molécula apenas foi possível através da interpretação

conjunta dos espectros HMBC e HSQC. Por intermédio da interpretação do

espectro de HMBC, através da correlação dos carbonos C-3’, C-4’, C-5 e C-7 foi

possível a identificação dos sinais dos quatro grupos metoxilos que, por sua vez,

por da análise do espectro HSQC, possibilitou a identificação das ressonâncias

dos carbonos destes grupos.

Figura 2: Expansão do espectro HSQC do composto 61.


74

Figura 3: Espectro de RMN de 13C do composto 61 e correspondente expansão.

Todas as atribuições de sinais foram suportadas pelo espectro de HMBC. As

conectividades observadas neste espectro encontram-se apresentadas na figura

4.

O

O

2

345

6

7

8

2'

3'4'

6'

1'

9

10

H3CO

CH3O

OCH3

61

OCH3

5'

H

H

H

H

H

H

H

H

O

O

2

345

6

7

8

2'

3'4'

6'

1'

9

10

H3CO

CH3O

OCH3

61

OCH3

5'

H

H

H

H

H

H

H

H

Figura 4: Conectividades mais relevantes observadas no espectro de HMBC do composto 61.


75

5.2. Caracterização estrutural da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-

hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (64)

Através dos estudos de RMN unidimensional (1H e 13C) e bidimensional

(HSQC e HMBC) (figuras 5 a 7) foi possível proceder à total elucidação estrutural

da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (64). A

análise do espectro de RMN de 1H permitiu a identificação dos sinais estruturais

mais característicos deste composto:

a existência de um sinal em forma de dupleto a 4,57 ppm com constante

de acoplamento de 9,2 Hz, correspondente à ressonância do protão H-1’’

(evidência da configuração estrutural );

a existência de um conjunto significativo de sinais entre 3 - 5 ppm,

correspondentes às ressonâncias dos protões da unidade de glucose;

um sinal em forma de singuleto a 2,41 ppm com integral 3 correspondente

à ressonância dos protões do grupo acetilo;

um sinal em forma de singuleto largo, a 6,55 ppm com integral 1

correspondente à ressonância do protão H-5’ como o único protão

aromático, indicando a formação de um composto mono-C-glucosilado.

OMeMeO

OH O

12

1'2'

3'

4'5'

6'

64

1''2''3''

4''5''

6''OHO

HOOH

OH

H


76

Figura 5: Espectro de 1H do composto 64 à temperatura ambiente e correspondente expansão.

A análise dos espectros de RMN de 1H e de 13C conduzida à temperatura

ambiente (figuras 5 e 6) foi dificultada dado à lenta rotação em torno da ligação C-

1’’-C3’, resultando na duplicação de sinais (mais evidente no espectro de 13C,

figura 3a) mas também evidenciado no espectro de RMN de 1H – duplicação dos

sinais dos protões H-1’’, H-4’’, H-6’’ e surgimento do sinal do protão H-5’ na forma

de singuleto largo). Esta duplicação de sinais, tal como já previsto na

literatura,113,161 , 162 a temperatura ambiente evidenciou a existência efectiva de

dois rotâmeros diferentes, correspondentes às formas 4C1 e 1C4 do resíduo de

hidrato de carbono. Conduzindo a análise por RMN a uma temperatura superior

(50 ºC), dado à rápida interconversão induzida entre os dois rotâmeros, foi

possível a conversão aparente numa única conformação permitindo uma análise

estrutural por RMN mais clara do composto.


77

Figura 6: Espectro HSQC do composto 64 à temperatura ambiente e correspondente

expansão.

Comparando os espectros de RMN de 13C às duas diferentes temperaturas

estudadas é evidente o desaparecimento do efeito de duplicação de sinais com o

aumento de temperatura, clarificando o fenómeno abordado [figuras 7(a) e 7(b)].

Todas as atribuições de sinais foram suportadas pelo espectro de HMBC, tal

como se pode observar através das conectividades apresentadas na figura 8.

OH

CH3

O

12

1'2'3'

4'

5'

6'

64

1''

2''

3''

4''

5''

6''OHO

HOOH

OH

H

O

H3C

OCH3

H

H

HH

H H

HOH

CH3

O

12

1'2'3'

4'

5'

6'

64

1''

2''

3''

4''

5''

6''OHO

HOOH

OH

H

O

H3C

OCH3

H

H

HH

H H

H

Figura 8: Conectividades mais relevantes observadas no espectro de HMBC do

composto 64.


78

Figura 7: Espectros de RMN de 13C do composto 64 e correspondente expansão (a) a temperatura ambiente e (b) a 50 ºC.


79

5.3. Caracterização estrutural da 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (69)

A elucidação estrutural da 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (69) foi feita através da

análise dos espectros de RMN unidimensionais (1H e 13C) e bidimensionais

(HSQC e HMBC).

Analogamente à análise do composto anterior, composto 64, houve a

necessidade de aumentar a temperatura para a identificação inequívoca de

alguns sinais que a temperatura ambiente surgiam duplicados dado à existência

de diferentes rotâmeros. Saliente-se o caso mais evidente dos protões H-5’ e 2-

CH3.

No espectro de RMN de 1H os sinais estruturais que caracterizam o

composto em análise são os seguintes:

a existência de um sinal em forma de dupleto a 5,3 ppm correspondente à

configuração do protão H-1’’ do hidrato de carbono, indicando a presença

ainda que pouco significativa deste anómero (integral correspondente a 0,3

protões) e a existência de um sinal pouco definido a aproximadamente 4,8

ppm cuja análise HMBC clarificou corresponder à ressonância do protão H-

1’’, correspondente à configuração estrutural ;

a existência de um conjunto de sinais entre 3 - 5 ppm, correspondentes às

ressonâncias dos protões da unidade de D-glucose;

a existência de um conjunto de sinais a aproximadamente 7 ppm,

correspondentes às ressonâncias dos protões benzílicos OCH2C6H5 da

unidade de glucose;

dois sinais em forma de singuleto a 3,88 e 3,96 ppm ambos com integral 3

correspondentes, respectivamente, à ressonância dos protões dos grupos

metoxilo 4’-OMe e 6’-OMe;

um sinal em forma de singuleto a 2,59 ppm (nítido no espectro a 140 ºC)

com integral 3 correspondente à ressonância dos protões do grupo acetilo;


80

um sinal em forma de singuleto (nítido no espectro a 140 ºC), a 6,23 ppm

com integral 1 correspondente à ressonância do protão H-5’ como o único

protão aromático da unidade de acetofenona, indicando a formação de um

composto mono-C-glucosilado. A análise deste sinal no espectro a

temperatura ambiente (dois singuletos colapsados na forma de aparente

dupleto) revela imediatamente a proporção relativa de 1:1 existente entre os

dois rotâmeros existentes.

1''2''3''

4'' 5''6''

OBnO

BnOOBn

OBn

H OH

MeO

O

OMe

12

1'2'

3'

4'5'

6'

69

O espectro HSQC (figura 10) permitiu identificar, no espectro de 13C, os

conjuntos de sinais dos carbonos característicos quer da unidade de hidrato de

carbono quer da unidade de acetofenona.

A análise do espectro HMBC (figura 11) do composto foi crucial na

identificação da presença do sinal correspondente ao protão anomérico da

estrutura estudada.


81

Figura 9: Espectros de RMN de 1H do composto 69 (a) a temperatura ambiente e (b) a 140ºC.


82

Figura 10: Expansão do espectro HSQC do composto 69 a 140 ºC.

É de referir que na caracterização estrutural por RMN de ambos compostos

64 e 69, apesar do aumento de temperatura de análise ter clarificado bastante os

espectros obtidos com a conversão maioritária num dos rotâmeros (como já foi

explicado) a anulação da duplicação de sinais, embora evidente, não foi total.

Assim, em ambos os casos, para um estudo mais cuidado dos espectros deverá

ser estudado o aumento da temperatura necessário para se atingir um estádio em

que a interconversão entre os dois rotâmeros é tão rápida que apenas é

detectada uma conformação intermédia entre estes, surgindo apenas um conjunto

de sinais.


83

Figura 11: Expansão do espectro HMBC do composto 69 e esquematização das conectividades assinaladas.

84

Trabalho em estudo e perspectivas futuras

85

6. Trabalho em estudo e perspectivas futuras

Como já se referiu, no âmbito da síntese de (E)-C-glicosil-2-estirilcromonas,

estudou-se detalhadamente o processo de síntese de (E)-2-estirilcromonas,

através do seguimento do método de Baker-Venkataraman, tendo também sido

estudadas, paralelamente, duas metodologias diferentes de C-glucosilação de

compostos polifenólicos. Um dos objectivos futuros no âmbito da temática deste

trabalho será naturalmente a optimização da reacção de C-glucosilação directa de

(E)-2-estirilcromonas pelo método A estudado (trabalho ainda em curso),

esquema 39, e já aplicado com sucesso na C-glucosilação da acetofenona 56.

Esquema 39

O

O

HO

OH

OH

62c

OH

a) Sc(OTf)3, CH3CN:H2O (2:1)


OHOHO OH

OH

OH

O

O

AcO

OAc

OAc

OAc

OAcOAcO

OAc

OAc63

O

O

HO

OH

OH

OH

OHOHO

OH

OH

Clivagem total dosgrupos protectores

Avaliação daactividade

antioxidante

C-glucosilação directa de (E)-2-estirilcromonas

-> Método de D-glucose desprotegida

67

74


86

Terá interesse a exploração do percurso sintético alternativo ilustrado no

esquema 40, com o mesmo âmbito final, a síntese de (E)-C-glicosil-2-

estirilcromonas. Este último método envolve o uso dos compostos 64 e 69, já

sintetizados, como compostos de partida, tendo como metodologia sintética na

construção estrutural da (E)-2-estirilcromona, novamente, o método de Baker-

Venkataraman. Esta rota sintética, já descrita na literatura para a síntese de C-

glicosilflavonas,106,111,113 é considerada muito mais eficiente em termos de

rendimento final relativamente à C-glicosilação directa da aglícona (flavanona)

(rendimentos descritos de cerca de 50% e de 20%, respectivamente)106 e,

portanto, mais sinteticamente apelativa.

Dado à já abordada potencialidade antioxidante associada a este tipo de

compostos será também objectivo futuro a avaliação da actividade antioxidante

dos mesmos na sua forma desprotegida 74 (clivagem total dos grupos

protectores). Pretende-se assim tirar partido do grupo catecol presente no anel B

do composto polifenólico em estudo e também da extensa conjugação aromática

que tanto caracteriza as (E)-2-poli-hidroxiestirilcromonas. Por outro lado, a

associação de uma ou mais unidade(s) de hidrato de carbono poderá constituir

interessantes resultados a nível do metabolismo destas aglíconas já tão

conhecidas pela sua potente actividade antioxidante in vitro71,72,75,76 e,

possivelmente, contribuir para a expressão da sua potencial actividade

antioxidante in vivo.


87

OHHO

OH O

56

OMeMeO

OH64

O

OHOHO

OH

OH

O

O

MeO

OH

OMe

OMe

OHOHO

OH

OH

O

O

HO

OH

OH

OH

OHOHO

OH

OH

Desmetilação total dosgrupos protectores

Avaliação daactividade

antioxidante

OH

OBnOBnO

BnO

BnO MeO

O

OMe

69

Seguimento do método deBaker-Venkataraman

O

O

MeO

OH

OMe

OMe

OBnOBnO

BnO

BnO

Método B de C-glicosilação estudado(uso de glicosídeos

fluorados)

Método A de C-glicosilação estudado(uso de glicosídeos

desprotegidos)

Esquema 40

75 71

74

88

Parte experimental

89

7. Parte experimental

7.1. Reagentes, solventes, sílicas e equipamentos utilizados

7.1.1. Reagentes e solventes utilizados

Os reagentes comerciais foram usados sem qualquer purificação prévia.

Os solventes necessários nas transformações estudadas eram

analiticamente puros ou foram, sempre que necessário, purificados por

destilação.

A piridina foi seca, a refluxo, sobre hidróxido de sódio e destilada em

seguida.

O diclorometano foi seco na presença de carbonato de cálcio por

refluxo seguido de uma destilação fraccionada.

Os solventes usados na purificação dos compostos foram previamente

destilados.

Na cristalização dos compostos foram usados solventes de pureza

analítica.

7.1.2. Sílicas utilizadas

A evolução das reacções químicas foi seguida por cromatografia de

camada fina, (tlc), em folhas plastificadas revestidas de sílica gel 60 F254,

da Merck.

Parte experimental

90

As purificações realizadas por cromatografia em coluna foram efectuadas

em colunas de sílica gel 60 da Merck, de granulometria 0,040-0,063 mm

(sílica “flash”).

As purificações em cromatografia de camada fina preparativa foram

efectuadas em placas de vidro (20 x 20 cm), previamente revestidas com

uma camada de sílica gel 60 GF254, da Merck, com 0,5 mm de espessura e

activadas na estufa a 100 ºC durante 6-8 horas.

Na purificação dos compostos glucosilados, previamente ao tratamento

cromatográfico em sílica, quando indicado, procedeu-se a uma pré-

separação numa coluna MCI® gel CHP20P da Mitsubishi Chemical

Corporation - coluna de fase reversa com um polímero de elevada

porosidade (75-150 m).

7.1.3. Equipamentos utilizados

Nas cromatografias de camada fina efectuadas, após a eluição dos

compostos, as placas foram observadas à luz ultravioleta a λ 254 e/ou a

366 nm.

As soluções dos compostos sintetizados foram secas com sulfato de sódio

anidro (caso se tenha procedido a lavagem em água) e concentradas num

evaporador rotativo Büchi modelo RE-111. A eliminação final de vestígios

de solvente foi efectuada numa bomba de vácuo e/ou numa estufa a 55 ºC

ventilada.

Os espectros de RMN de 1H e 13C foram obtidos num espectrómetro

Bruker Avance 300 operando a uma frequência de 300,13 e 70,47 MHz,

respectivamente. Como padrão interno usou-se o tetrametilsilano (TMS).

Os desvios químicos (,ppm) indicados para cada composto foram obtidos

a temperatura ambiente (excepto nos casos indicados) e num solvente

Parte experimental

91

deuterado indicado para cada composto. Nas caracterizações efectuadas

por RMN de protão indica-se, além do desvio químico, a multiplicidade dos

sinais e as correspondentes constantes de acoplamento (J, Hz). Os

assinalamentos inequívocos das ressonâncias dos protões e carbonos

foram, em alguns casos, auxiliados recorrendo às técnicas bidimensionais

heteronucleares HSQC e HMBC.

Os pontos de fusão foram determinados num aparelho Büchi Melting Point

B-540 e não foram corrigidos.

Os espectros de massa foram efectuados num espectrómetro Micromass

Q-Tof-2TM, recorrendo-se a técnica de electrospray como fonte de

ionização operando com o cone a 30 V. Os dados obtidos a partir dos

espectros de massa são apresentados em termos de razão massa/carga

dos iões correspondentes e entre parêntesis a intensidade relativa.

Os espectros de massa de alta resolução foram realizados num

espectrómetro APEX-Qe, na Universidade de Vigo.

A análise elementar foi efectuada num aparelho de microanálise elementar

Carlo Erba 1108, na Universidade de Vigo.

7.2. Síntese dos compostos obtidos

7.2.1. Preparação do composto de partida para a síntese da (E)-

5,7,4’,5’-tetrametoxi-2-estirilcromona (61)

7.2.1.1. Síntese da 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57)

A uma solução de 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) (5,00 g; 29,7 mmol) em

acetona (100 mL) adicionou-se K2CO3 (24,7 g; 0,18 mol) e Me2SO4 (8,4 mL, 89,2

Parte experimental

92

mmol). A mistura reaccional foi mantida em refluxo durante 30 min. sob agitação

magnética, em atmosfera de azoto. Após a remoção do K2CO3, por filtração,

evaporou-se o solvente e o composto obtido foi cristalizado em etanol, dando

origem à acetofenona desejada 57 ( = 65%, 3,25 g).

OMeMeO

OH O

12

1'2'

3'

4'

5'

6'

57

2’-Hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57): p.f. 80-81ºC (Lit.156 77-79 ºC);

RMN de 1H (300,13 MHz, CDCl3): δ = 2,61 (s, 3 H, H-2); 3,82 (s, 3 H, 4’-OCH3);

3,86 (s, 3 H, 6’-OCH3); 5,92 (d, J = 2,4 Hz, 1 H, H-3’); 6,06 (d, J = 2,4 Hz, 1 H, H-

5’); 14,0 (s, 1 H, 2’-OH) ppm.

7.2.2. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) pelo

método de Baker-Venkataraman

7.2.2.1. Síntese da 4’,6’-dimetoxi-2’-(3,4-dimetoxicinamoíloxi)acetofenona

(59)

Método I

Adicionou-se ácido 3’,4’-dimetoxicinâmico (58) (3,11 g; 14,8 mmol) e POCl3

(3,7 mL, 40,6 mmol) a uma solução de 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57)

(1,50 g; 7,6 mmol) em piridina seca (60 mL). A mistura reaccional permaneceu em

Parte experimental

93

agitação magnética, a 60 ºC e sob atmosfera de azoto durante 2 horas. Após este

período, verteu-se a solução em gelo (50 g) e água (100 mL) e o pH foi ajustado a

4 com uma solução diluída de ácido clorídrico. O precipitado formado foi removido

por filtração e posteriormente dissolvido em clorofórmio (100 mL). A fase orgânica

foi lavada com água (3 x 100 mL), seca sobre sulfato de cobre anidro e evaporou-

se o solvente à secura. Purificou-se o resíduo obtido numa coluna sílica usando

como eluente clorofórmio e evaporou-se o solvente à secura. Cristalizou-se o

composto em etanol obtendo-se a 4’,6’-dimetoxi-2’-(3,4-

dimetoxicinamoíloxi)acetofenona (59) ( = 49%, 740 mg).

Método II

A uma solução de 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57) (1,50 g; 7,6

mmol) em diclorometano (80 mL) adicionou-se ácido 3’,4’-dimetoxicinâmico (58)

(0,95 g; 4,6 mmol), 4-pirrolidinopiridina (72) (0,17 g; 1,1 mmol) e N,N’-diciclo-

hexilcarbodiimida (1,58 g; 11,4 mmol). Manteve-se a mistura reaccional em

agitação, à temp. amb., durante 3 dias. Após este período adicionou-se

novamente ácido 3’,4’-dimetoxicinâmico (58) (0,95 g; 4,6 mmol), 4-

pirrolidinopiridina (72) (90,0 mg, 0,6 mmol) e N,N’-diciclo-hexilcarbodiimida (0,47

g; 2,3 mmol). Ao fim de mais 3 dias, período no qual a mistura reaccional

permaneceu em agitação à temp. amb., filtrou-se o sólido obtido, lavando-o bem

com diclorometano (50 mL). Evaporou-se o filtrado e o resíduo foi cristalizado em

etanol, obtendo-se a 4’,6’-dimetoxi-2’-(3,4-dimetoxicinamoíloxi)acetofenona (59)

com óptimo rendimento ( = 89%, 1,30 g).

Parte experimental

94

12

A

B

1'2'3'

4'

5'6'

1''

2'' 3''

4''

5''6''59

COMe

OMe

OMeMeO

O O

O

4’,6’-Dimetoxi-2’-(3,4-dimetoxicinamoíloxi)acetofenona (59): p.f. 145-147 ºC

(Lit.91 140-142 ºC);

RMN de 1H (300,13 MHz, CDCl3): δ = 2,50 (s, 3 H, H-2); 3,83 (s, 3 H, 4’-OCH3);

3,86 (s, 3 H, 6’-OCH3); 3,93 (s, 6 H, 3’’,4’’-OCH3); 6,31 (d, J = 2,2 Hz, 1 H, H-3’);

6,39 (d, J = 2,2 Hz, 1 H, H-5’); 6,46 (d, J = 15,9 Hz, 1 H, H-α); 6,88 (d, J = 8,3 Hz,

1 H, H-5’’); 7,10 (d, J = 2,0 Hz, 1 H, H-2’’); 7,15 (dd, J = 2,0; 8,3 Hz, 1 H, H-6’’);

7,78 (d, J = 15,9 Hz, 1 H, H-β) ppm.

7.2.2.2. Síntese da 1,5-diaril-3-hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 60

Adicionou-se KOH moído (pó; 0,70 g; 12,7 mmol) a uma solução de 4’,6’-

dimetoxi-2’-(3,4-dimetoxicinamoíloxi)acetofenona (59) (0,97 g; 2,55 mmol) em

DMSO (15 mL). A solução foi mantida em agitação magnética, à temp. amb., sob

atmosfera de azoto e protegida da humidade com sílica gel durante 2 h.

Seguidamente, a solução foi vertida em gelo (100 g) e água (100 mL) e o pH

ajustado a 4 com uma solução diluída de HCl. Deixou-se a solução em repouso

até à formação de um precipitado laranja. O sólido obtido foi filtrado e

posteriormente dissolvido em clorofórmio. A solução foi lavada com água (3 x 100

mL), seca sobre sulfato de cobre anidro e evaporou-se o solvente à secura.

Cristalizou-se o resíduo resultante em etanol obtendo-se a 1,5-diaril-3-

hidroxipenta-2,4-dien-1-ona 60 com bom rendimento ( = 79%, 766 mg).

Parte experimental

95

OMe

OMe

OMeMeO

OH O OH

12

34

5

A

B1'2'

3'

4'

5'

6'

1''

2'' 3''

4''

5''6''60a

5-(3,4-Dimetoxifenil)-3-hidroxi-1-(2-hidroxi-4,6-dimetoxifenil)penta-2,4-dien-1-

ona (60a): p.f. 149-151 ºC (Lit.91 148-150 ºC);

1H RMN (300,13 MHz, CDCl3): δ = 3,82; 3,90; 3,92; 3,95 (4xs, 12 H, 4’,6’,3’’,4’’-

OCH3); 5,97 (d, J = 2,4 Hz, 1 H, H-5’); 6,10 (d, J = 2,4 Hz, 1 H, H-3’); 6,44 (d, J =

15,7 Hz, 1 H, H-4); 6,74 (s, 1 H, H-2); 6,88 (d, J = 8,3 Hz, 1 H, H-5’’); 7,07 (d, J =

1,6 Hz, 1H, H-2’’); 7,14 (dd, J = 8,3; 1,6 Hz, 1 H, H-6’’); 7,54 (d, J = 15,7 Hz, 1 H,

H-5); 13,61 (s, 1 H, 2’-OH); 14,84 (s, 1 H, 3-OH) ppm.

7.2.2.3. Síntese da (E)-5,7,4’,5’-tetrametoxi-2-estirilcromona (61)

Adicionou-se ácido p-toluenossulfónico mono-hidratado (20,0 mg; 0,12

mmol) a uma solução de 5-(3,4-dimetoxifenil)-3-hidroxi-1-(2-hidroxi-4,6-

dimetoxifenil)penta-2,4-dien-1-ona 60a (96,0 mg, 0,25 mmol) em DMSO (30 mL).

A solução foi mantida a 90 ºC, sob atmosfera de azoto, e em agitação vigorosa

durante 9 horas. Após este período verteu-se a mistura reaccional sobre água

(100 mL) e gelo (80 g). O precipitado amarelo formado foi removido por filtração,

dissolvido em diclorometano (100 mL) e a fase orgânica foi lavada com água (2 x

100 mL). Após secagem sobre sulfato de cobre anidro e evaporação do solvente

à secura, o resíduo obtido foi purificado por cromatografia em coluna de sílica

usando-se como eluente clorofórmio/acetona (5:1). Evaporou-se o solvente à

Parte experimental

96

secura e o resíduo foi cristalizado em etanol, obtendo-se a (E)-5,7,4’,5’-

tetrametoxi-2-estirilcromona (61) com bom rendimento ( = 74%, 71,0 mg).

O

O

2

345

6

7

8

2'3'

4'

5'6'

A C

B1'

9

10

MeO

OMe

OMe

61

OMe

(E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61): p.f. 165-167 ºC

Análise elementar (%): C21H20O6, esperado: C (68,47) e H (5,47), obtido: C

(68,16) e H (5,50).

RMN de 1H (300,13 MHz, CDCl3): δ = 3,90 (s, 3 H, 7-OCH3); 3,92 (s, 3 H, 4’-

OCH3); 3,93 (s, 3 H, 5-OCH3); 3,95 (s, 3 H, 3’-OCH3); 6,16 (s, 1 H, H-3); 6,35 (d, J

= 2,2 Hz, 1 H, H-6); 6,54 (d, J = 2,2 Hz, 1 H, H-8); 6,56 (d, J = 16,1 Hz, 1 H, H-α);

6,90 (d, J = 8,3 Hz, 1 H, H-5’); 7,06 (d, J = 8,3 Hz, 1 H, H-2’); 7,12 (dd, J = 8,3; 1,9

Hz, 1 H, H-6’); 7,46 (d, J = 16,1 Hz, 1 H, H-) ppm.

RMN de 13C (75,47 MHz, CDCl3): δ= 55,7 (7-CH3); 55,9 (4’-CH3); 56,0 (5-CH3);

56,4 (3’-CH3); 92,7 (C-8); 95,9 (C-6); 109,1 (C-2’); 109,3 (C-10); 111,1 (C-5’);

111,6 (C-3); 117,7 (C-), 121,7 (C-6’); 128,2 (C-1’); 135,6 (C-); 149,2 (C-3’);

150,5 (C-4’); 159,4 (C-2); 159,6 (C-9); 160,8 (C-7); 163,9 (C-5); 177,7 (C-4) ppm.

EM/ESI (m/z, %): 369 ([M+H]+, 100), 391 ([M+Na]+, 12), 759 ([2M+Na]+, 30).

Parte experimental

97

7.2.3. Desprotecção da (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61)

7.2.3.1. Síntese da (E)-5-hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a)

Uma solução de (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) (23,3 mg; 0,06

mmol) em acetonitrilo em refluxo adicionou-se AlCl3 (84,3 mg; 0,63 mmol). A

mistura permaneceu em agitação magnética, sob atmosfera de azoto durante

aproximadamente 24 h. Passado este período adicionou-se uma solução diluída

de HCl a 18% (1 mL) e deixou-se em agitação a temp. amb. durante cerca de 12

horas. No término da reacção adicionou-se água e gelo e agitou-se

vigorosamente até à formação de um precipitado que foi filtrado e posteriormente

dissolvido em clorofórmio. O resíduo foi recristalizado em etanol ou

alternativamente purificado cromatograficamente por coluna de sílica usando

como eluente acetato de etilo, obtendo-se com rendimento moderado a (E)-5-

hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a) ( = 55%, não optimizado, 46,4 mg).

O

O

MeO

OMe

OMe

OH62a

2

345

67

8

2'3'

4'5'

6'

A C

B1'

9

10

(E)-5-hidroxi-3’,4’,7-metoxi-2-estirilcromona (62a):

RMN de 1H (300,13 MHz, CDCl3): δ = 3,87 (s, 3H, 7-OCH3); 3,94 (s, 3 H, 4’-

OCH3); 3,97 (s, 3 H, 3’-OCH3); 6,16 (s, 1 H, H-3); 6,41 (d, J = 2,2 Hz, 1 H, H-6);

6,47 (d, J = 2,2 Hz, 1 H, H-8); 6,61 (d, J = 16,0 Hz, 1 H, H-α); 6,91 (d, J = 8,3 Hz,

Parte experimental

98

1 H, H-5’); 7,10 (d, J = 1,7 Hz, 1 H, H-2’); 7,16 (dd, J = 8,3; 1,6 Hz, 1H, H-6’); 7,53

(d, J = 16,0 Hz, 1 H, H-); 12,82 (s, 1 H, 5-OH) ppm.

7.2.3.2. Síntese da (E)-5,3’,4’-tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona

(62b)

Uma solução de (E)-3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) (150 mg;

0,41 mmol) em diclorometano recentemente destilado (15 mL), foi arrefecida até -

78 °C (num banho criostático de 2-propanol). Adicionou-se lentamente uma

solução 1 M de tribrometo de boro em diclorometano (2,5 equiv. por cada grupo a

remover). A mistura reaccional permaneceu com agitação à temp. amb., em

atmosfera de azoto, durante 2 dias. Após este período, adicionou-se água (30 mL)

e deixou-se em agitação vigorosa até se observar a formação de um precipitado.

Este, depois de filtrado, foi abundantemente lavado com água (4 x 50 mL) e éter

etílico (2 x 20 mL) e posteriormente dissolvido em metanol. Após evaporação à

secura, recristalizou-se o resíduo obtido em metanol/água, obtendo-se a (E)-

5,7,4’,5’-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62b) com bom rendimento ( = 65%, 97,5

mg).

2

345

67

8

2'3'

4'

5'6'

A C

B1'

9

10

O

O

MeO

OH

OH

62b

OH

(E)-4’,5,5’-Tri-hidroxi-7-metoxi-2-estirilcromona (62b): p.f. 302-304 ºC

Parte experimental

99

RMN de 1H (300,13 MHz, DMSO-d6): δ = 3,87 (s, 3 H, 7-OCH3); 6,36 (s largo, 1

H, H-6); 6,37 (s, J = 1,8 Hz, 1 H, H-3); 6,72 (s largo, 1 H, H-8); 6,81 (d, J = 8,2 Hz,

1 H, H-5’); 6,85 (d, J = 16,1 Hz, 1 H, H-α); 7,01-7,03 (m, 1 H, H-6’); 7,10 (s largo, 1

H, H-2’); 7,54 (d, J = 16,1 Hz, 1 H, H-); 9,22 (s largo, 1 H, 3’-OH); 9,66 (s largo, 1

H, 4’-OH); 12,95 (s, 1 H, 5-OH) ppm.

RMN de 13C (75,47 MHz, DMSO-d6): δ= 56,1 (7-CH3); 92,6 (C-8); 97,9 (C-6);

104,9 (C-10); 107,2 (C-3); 114,4 (C-2’); 115,9 (C-); 116,1 (C-5’), 121,9 (C-6’);

126,5 (C-1’); 138,0 (C-); 145,7 (C-3’); 148,3 (C-4’); 157,2 (C-2); 161,3 (C-5);

163,4 (C-9); 165,2 (C-7); 181,9 (C-4) ppm.

EM/ESI (m/z, %): 327 ([M+H]+, 87).

EMAR (ESI), m/z: C18H15O6, esperado: 327,08623 [M+H]+, obtido: 327,08631.

7.2.3.3. Síntese da (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c)

Uma solução de 3’,4’,5,7-tetrametoxi-2-estirilcromona (61) (170 mg; 0,46

mmol) em diclorometano recentemente destilado (5 mL), foi arrefecida até -78 °C

(num banho criostático de 2-propanol). Adicionou-se lentamente uma solução 1 M

de tribrometo de boro em diclorometano (4,6 mL; 4,61 mmol; 10 equiv.). A mistura

reaccional permaneceu com agitação à temp. amb., em atmosfera de azoto,

durante 7 dias. Após este período, adicionou-se água (40 mL) e deixou-se em

agitação vigorosa até à formação de um precipitado. Este último foi filtrado e

lavado abundantemente com água (5 x 60 mL) e com éter dietílico (2 x 30 mL),

obtendo-se desta forma a (E)-3’,4’,5,7-tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c) com

bom rendimento ( = 80%, 136 mg).

Parte experimental

100

2

345

67

8

2'3'

4'

5'6'

A C

B1'

9

10

O

O

HO

OH

OH

62c

OH

(E)-5,7,4’,5’-Tetra-hidroxi-2-estirilcromona (62c): p.f. 306-308 ºC (Lit.8 304-306

ºC)

RMN de 1H (300,13 MHz, DMSO-d6): δ = 6,17 (d, J = 2,1 Hz, 1 H, H-6); 6,32 (s, 1

H, H-3); 6,45 (d, J = 2,1 Hz, 1 H, H-8); 6,80 (d, J = 8,2 Hz, 1 H, H-5’); 6,83 (d, J =

16,0 Hz, 1 H, H-α); 7,03 (dd, J = 8,3; 1,9 Hz, 1 H, H-6’); 7,10 (d, J =1,9 Hz, 1 H, H-

2’); 7,51 (d, J = 16,0 Hz, 1 H, H-); 9,22 (s, 1 H, 3’-OH); 9,65 (s, 1 H, 4’-OH); 10,88

(s, 1 H, 7-OH); 12,96 (s, 1 H, 5-OH) ppm.

7.2.4. C-glucosilação de compostos polifenólicos

7.2.4.1. Método A: uso de D-glucose desprotegida (63)

Síntese da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’,4’,6’-tri-

hidroxiacetofenona (66)

Uma mistura de 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) (300 mg; 1,78 mmol), D-

glucose (63) (964 mg; 5,36 mmol) e Sc(OTf)3 (175,5 mg; 0,357 mmol), dissolvida

em EtOH (6 mL)/H2O (3 mL), permaneceu em refluxo e sob agitação magnética

Parte experimental

101

durante 14 horas. Adicionou-se 100 mL de água à mistura reaccional e passou-se

a mistura por uma coluna MCI® gel previamente lavada com água. Adicionou-se

mais 200 mL de água à coluna MCI® gel para a remoção da D-glucose livre (63) e

de triflato de escândio(III). Os compostos de interesse foram eluidos com 100 mL

de 50% acetona/água e, posteriormente com 30 mL de acetona. Evaporou-se à

secura obtendo-se um resíduo castanho pálido que foi separado por

cromatografia em coluna de sílica e, posteriormente, purificado por cromatografia

em placas de sílica usando uma mistura de Me2CO-EtOAc-H2O-EtOH (15:30:2:1)

como eluente. Obteve-se a 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’,4’,6’-tri-

hidroxiacetofenona (66) como mancha maioritária.

OHHO

OH O

12

1'2'

3'

4'5'

6'

66

1''2''3''

4'' 5''6''

OHO

HOOH

OH

H

3’-(1-Desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (66):

1H RMN (300,13 MHz, DMSO-d6): δ = 2,54 (s, 3 H, H-2); 3,15-3,58 (m, 4 H, H-2’’,

H-3’’, H-6’’); 3,87-5,16 (m, 5 H, 2’’-OH, H-4’’, 6’’-OH, 3’’-OH, 4’’-OH); 4,50 (d, J =

9,8 Hz, 1 H, H- 1’’); 5,89 (s, 1 H, H- 5’) ppm.

Síntese da 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (64)

Uma mistura de 2’,4’,6’-tri-hidroxiacetofenona (56) (1,00 g; 5,95 mmol), D-

glucose (3,21 g; 17,8 mmol) e Sc(OTf)3 (590 mg; 1,20 mmol), dissolvida em EtOH

(30 mL)/H2O (15 mL), permaneceu em refluxo e sob agitação magnética durante

Parte experimental

102

30 horas. Adicionou-se 500 mL de água à mistura reaccional e passou-se a

mistura por uma coluna MCI® gel previamente lavada com água. Fez-se passar

1,5 L de água pela coluna MCI® gel para a eluição e remoção total da glucose

livre e de triflato de escândio(III). Os compostos de interesse foram eluidos com 1

L de 50% acetona/água e, posteriormente com 200 mL de acetona. Evaporou-se

à secura obtendo-se um resíduo castanho pálido que foi posteriormente dissolvido

em refluxo de acetona (50 mL), sob agitação magnética e atmosfera de azoto.

Adicionou-se à solução 9 equiv. de K2CO3 (7,40 g; 53 mmol) e 4 equiv. de Me2SO4

(2,25 mL, 23,8 mmol) e deixou-se reagir durante um período de 24 horas. Após a

remoção do K2CO3, por filtração, evaporou-se o solvente à secura e a mistura

obtida foi separada por cromatografia em coluna usando um eluente em gradiente

(CHCl3/Me2CO (3:1) CHCl3/Me2CO (1:1) Me2CO Me2CO/CH3OH (5:1)). A

mancha cromatográfica maioritária (eluição com 100% de acetona) revelou por

RMN corresponder à 3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (64), um óleo amarelo pálido, com bom rendimento ( =

60%, 600 mg).

OMeMeO

OH O

12

1'2'

3'

4'5'

6'

64

1''2''3''

4'' 5''6''OHO

HOOH

OH

H

3’-(1-desoxi-β-D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (64):

1H RMN (300,13 MHz, acetona-d6): δ = 2,41 (s, 3 H, H-2); 3,38 (s, 1 H, H-5’’);

3,42-3,48 (m, 2 H, H-2’’, H-3’’); 3,62-3,67 (m, 1 H, H-6’’); 3,76 (s, 3 H, 4’-OMe);

3,88 (s, 3 H, 6’-OMe); 4,26 (s largo, 1 H, 2’’-OH); 4,40 (s largo, 1 H, H-4’’); 4,57 (d,

J = 9,2 Hz, 1 H, H- 1’’); 4,68 (s largo, 1 H, 6’’-OH); 4,81 (s largo, 1 H, 3’’-OH); 4,87

(s largo, 1 H, 4’’-OH); 6,55 (s, 1 H, H-5’) ppm.

Parte experimental

103

RMN de 13C (75,47 MHz, acetona-d6, 50 ºC): δ= 32,6 (2-CH3); 56,4 (6’-CH3); 56,8

(4’-CH3); 63,5 (C-6’’); 64,6 (C-2’’, C-4’’); 72,3 (C-1’’); 80,5 (C-3’’); 81,6 (C-5’’); 93,8

(C-5’); 113,6 (C-3’); 119,4 (C-1’); 158,3 (C-2’); 162,4 (C-4’); 201,4 (C-1) ppm.

EM/ESI (m/z, %): 357 ([M-H]-).

7.2.4.2. Método B: uso de fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-

glucopiranosilo (68)

Síntese da 3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranos-1-il)-2’-

hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (69)

A uma solução de 2’-hidroxi-4’,6’-dimetoxiacetofenona (57) (42,0 mg; 0,21

mmol, 3 equiv.), fluoreto de 2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranosilo (68) (39,0

mg; 0,07 mmol) e peneiros moleculares activados (500 mg) em diclorometano

recentemente destilado (10 mL) e em agitação magnética a -78 ºC, adicionou-se

lentamente uma solução de BF3.Et2O a 45% (39,5 L, 2 equiv.). A mistura

permaneceu sob agitação magnética e atmosfera de azoto durante 30 minutos.

Aumentou-se gradualmente a temperatura até aos 0 ºC durante um período de

5h, ao fim do qual se retirou a solução do banho frio mantendo a agitação

magnética a temp. amb. durante cerca de 15 horas. Adicionou-se água à mistura

reaccional e procedeu-se a uma extracção com clorofórmio. Secou-se o composto

sobre sulfato de sódio anidro e evaporou-se à secura. Separou-se

cromatográficamente a mistura em placas de sílica usando como eluente

diclorometano. Obteve-se o composto pretendido 69, um óleo amarelo pálido ( =

54%, 22,7 mg).

Parte experimental

104

1''2''3''

4''5''

6''OBnO

BnOOBn

OBn

H OH

MeO

O

OMe

12

1'2'

3'

4'5'

6'

69

3’-(1-desoxi-2,3,4,6-tetra-O-benzil--D-glucopiranos-1-il)-2’-hidroxi-4’,6’-

dimetoxiacetofenona (69):

1H RMN (300,13 MHz, acetona-d6, 140 ºC): δ = 2,59 (s, 3 H, H-2); 3,54-3,72 (m,

5H, H-2’’, H-3’’, H-4’’, H-5’’, H-6’’); 3,88 (s, 3 H, 4’-OMe); 3,96 (s, 3 H, 6’-OMe);

4,20-4,74 (m, 4 H, OCH2C6H5); 4,79-4,87 (m, 1 H, H-1’’); 6,23 (s, 1 H, H-5’); 6,95-

7,30 (m, 25 H, OCH2C6H5) ppm.

RMN de 13C (75,47 MHz, acetona-d6, 140 ºC): δ= 31,2 (2-CH3); 55,4 (6’-CH3);

55,4 (4’-CH3); 69,2 (*); 71,4 (*); 71,9 (*); 72,1 (*); 72,7 (*); 73,3 (*); 74,1 (*); 78,1

(*); 78,4 (*); 78,8 (*); 86,0 (*) (4xOCH2C6H5; C-2’’, C-3’’; C-4’’; C-5’’; C-6’’; C-1’; C-

3’); 88,1 (C-5’); 96,6 (*); 101,8 (*); 105,7 (*); 106,2 (*); 126,0 (*); 126,1 (*); 126,2

(*); 126,4 (*); 126,4 (*); 126,5 (*); 126,6 (*); 126,8 (*); 137,0 (*); 127,0 (*); 127,1 (*);

127,2 (*); 127,2 (*); 137,6 (*); 137,8 (*); 138,0 (*); 138,1 (*); 138,4 (*) (OCH2C6H5);

162,6 (C-4’); 163,2 (C-2’); 164,4 (C-4’); 202,2 (C-1) ppm.

* Não foi possível identificar inequivocamente

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