Sociedade Brasileira de Nematologia - spp. a uma População denematologia.com.br/files/revnb/31_1.pdfDesenvolvimento Vegetativo e Reação de Genótipos de Coffea spp. a uma População

Desenvolvimento Vegetativo e Reação de Genótipos de Coffea spp. a uma População de Meloidogyne exigua Virulenta a Cultivares Resistentes

Nematologia BrasileiraPiracicaba (SP) Brasil

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Desenvolvimento Vegetativo e Reação de Genótipos de Coffea spp. a umaPopulação de Meloidogyne exigua Virulenta a Cultivares Resistentes

Dimmy H.S.G. Barbosa1, Henrique D. Vieira1, Ricardo M. Souza1, Pedro P. Dias1 & Alexandre P. Viana1

1Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, CCTA, Av. Alberto Lamego 2000, 28013-602, Campos dosGoytacazes (RJ), Brasil.

Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 21/06/2006. Aceito em 16/02/2007

Resumo - Barbosa, D.H.S.G., H.D. Vieira, R.M. Souza, P.P. Dias, & A.P. Viana. 2007. Desenvolvimento vegetativoe reação de genótipos de Coffea spp. a uma população de Meloidogyne exigua virulenta a cultivares resistentes.

Com o objetivo de testar a resistência genética a M. exigua relatada em outras regiões brasileiras, mudas de 33genótipos de cafeeiro foram inoculadas com uma população fluminense desse nematóide, e avaliadas quanto aodesenvolvimento vegetativo e à reprodução do parasito. De maneira geral, M. exigua pouco afetou odesenvolvimento das mudas mantidas em tubetes por seis meses. Vinte e três seleções e as cultivares CatuaíVermelho IAC 144, IAC Obatã, Catucaí 785/15 e Paraíso MG H 419-1 comportaram-se como suscetíveis, enquantoque outras quatro seleções e as cultivares Iapar 59 e IAC Apoatã 2258 comportaram-se como resistentes, mascom fatores de reprodução iguais a 0,75 e 0,03, respectivamente. No total, dez seleções ou cultivares apresentaramreação a M. exigua diferente daquela relatada em outras regiões cafeeiras, sugerindo a existência de variabilidadegenética entre populações de M. exigua.

Palavras-chaves: nematóides de galha, cafeeiro, resistência, variabilidade intraespecífica, variabilidade genética.

Summary - Barbosa, D.H.S.G., H.D. Vieira, R.M. Souza, P.P. Dias & A.P. Viana. 2007. Development and hoststatus of Coffea spp. genotypes towards a Meloidogyne exigua population virulent to resistant cultivars.

Thirty-three coffee genotypes, whose host status to M. exigua had been assessed in other regions in Brazil,were inoculated with a population from Rio de Janeiro state, and evaluated in greenhouse for vegetative developmentand nematode reproduction. Six months after inoculation, most of the coffee genotypes had not been affectedin their development by M. exigua. Twenty-three breeding selections and the cultivars Catuaí Vermelho IAC 144,IAC Obatã, Catucaí 785/15 and Paraíso MG H 419-1 were classified as susceptible, while four other selectionsand the cultivars Iapar 59 and IAC Apoatã 2258 were classified as resistant, although presenting nematodereproduction factor of 0.75 and 0.03, respectively. In total, ten breeding selections or cultivars presented hoststatus to M. exigua that were distinct from those previously reported, what suggests genetic variability across M.exigua populations in Brazil.

Key words: root-knot nematode, coffee, resistance, intraspecific variability, genetic variability.

ARTIGO

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Dimmy H.S.G. Barbosa, Henrique D. Vieira, Ricardo M. Souza, Pedro P. Dias & Alexandre P. Viana

2 Vol. 31(1) - 2007

IntroduçãoDentre as espécies de nematóides-de-galhas (NDG)

que afetam o cafeeiro, Meloidogyne exigua Goeldi, 1887 éa mais disseminada em toda a América Latina (Campose Villain, 2005), sendo endêmica no estado do Rio deJaneiro, nas regiões cafeeiras tradicionais e emergentes(como Alto Paranaíba, Triângulo Mineiro e Bahia), ondegrandes reduções de produtividade foram relatadas(Arruda e Reis, 1962; Pinheiro et al., 2000; Souza et al.,2000; Barbosa et al., 2004a,b).

Das diversas táticas que podem ser empregadas nocontrole do NDG, poucas se mostram eficientes epráticas em culturas perenes como o café, sendo autilização de cultivares e porta-enxertos resistentes aalternativa mais econômica para o produtor (Campose Villain, 2005). Embora fontes de resistência ao NDGnão sejam conhecidas em Coffea arabica L., elas estãopresentes em C. canephora Pierre, C. congensis Froehnere C. dewevrei De Wild. & T. Durand (Curi et al., 1970,citado por Gonçalves, 1992; Fazuoli & Lordello, 1977,1978).

A variabilidade genética intraespecífica, já conhecidaem vários fitonematóides, deve ser considerada nostrabalhos de melhoramento vegetal e nasrecomendações de plantio para os produtores rurais.Ao longo dos anos, vários autores detectaramvariabilidade em M. exigua, como Chitwood & Berger(1960) e Curi et al. (1970), citados por Eisenback &Triantaphyllou (1991), Santos & Triantaphyllou (1992),Carneiro et al. (2004) e Oliveira et al. (2005).

Em 2004, Dias detectou uma população fluminensede M. exigua, denominada Fazenda Fortaleza, quemostrou-se virulenta à cultivar Iapar 59, consideradaresistente a essa espécie. Dias observou um fator dereprodução (FR) igual a 1,28, portanto acima do valorzero relatado por Salgado et al. (2002). Para a cultivarresistente IAC Apoatã 2258, Dias (2004) observou FRde até 0,40.

No sentido de melhor orientar os cafeicultoresfluminenses, este trabalho avaliou o desenvolvimentovegetativo inicial e a reação de cultivares e de seleçõesavançadas do cruzamento entre Catuaí Amarelo eHíbrido de Timor em relação à mesma população(Fazenda Fortaleza) de M. exigua. Essa população,identificada por morfometria e padrão eletroforético(Barbosa et al., 2004a), não foi purificada a partir de

massas-de-ovos, objetivando-se com isto manter a suavariabilidade genética original.

Material e MétodosO trabalho foi realizado em casa-de-vegetação na

Estação Experimental da Pesagro em Campos dosGoytacazes (RJ). As sementes das seleções avançadas(F5 ou F6) do cruzamento entre Catuaí Amarelo eHíbrido de Timor (C. arabica x C. canephora), bem comodas cultivares Paraíso MG H 419-1, IAC Obatã, IACApoatã 2258 e Catuaí Vermelho IAC 144 foram cedidaspelo Instituto Agronômico de Campinas. O InstitutoAgronômico do Paraná cedeu as sementes da cultivarIapar 59, e o Mapa/Procafé o fez para a cultivar Catucaí785/15, totalizando-se assim 33 genótipos testados(Tabela 1).

O substrato utilizado para plantio continha umamistura de 3:1:1 de solo, esterco bovino e areia detextura média, e foi desinfestado com brometo de metilaconforme recomendação do fabricante. A semeadurafoi feita diretamente em tubetes com volume de 180cm3, dispostos em bandejas com 54 tubetes cada,situadas a 80 cm de altura do solo. A irrigação foirealizada por microaspersão em três turnos de rega (às8, 12 e 17 h), com duração de cinco minutos cada turno.

A população de M. exigua utilizada neste trabalhofoi denominada “Fazenda Fortaleza”, foi colhida napropriedade de mesmo nome, no município de Varre-Sai (RJ). O inóculo foi obtido pela técnica de Hussey& Barker (1973) modificada por Boneti & Ferraz (1981),e calibrado em câmara de Peters para 500 ovos e juvenisde segundo-estádio (J2) por ml.

O experimento foi instalado em delineamento emblocos casualizados. Quando as plântulas atingiram oestádio de desenvolvimento “orelha-de-onça”, seismudas de cada genótipo foram inoculadas com 3000ovos e J2 de M. exigua em dois orifícios no solo, aolado do colo das plântulas. Além das mudas inoculadascom nematóides (CN), seis outras foram mantidas semnematóides (SN) como testemunhas, para se avaliar ainfluência de M. exigua no desenvolvimento inicial doscafeeiros.

Cento e oitenta dias após a inoculação, efetuaram-se as avaliações da altura das mudas, diâmetro do colo,massa da matéria fresca da parte aérea, área foliar total,número de folhas, massa fresca das raízes e índice de

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Tabela 1 – Desenvolvimento vegetativo e reação de genótipos de cafeeiro inoculados ou não com a população Fazenda Fortaleza deMeloidogyne exigua.

galhas (IG) (Taylor e Sasser, 1978). A reprodução donematóide foi avaliada pelo FR, definido como oquociente entre as densidades populacionais final einicial (FR=Pf/Pi) (Oostenbrink, 1966, citado porSasser et al., 1984). A reação dos cafeeiros foiclassificada com base no FR, sendo resistentes (R) os

genótipos com FR<1 e suscetíveis (S) aqueles comFR>1.

Os resultados das variáveis avaliadas foramsubmetidos à análise de variância ao nível de 5% deprobabilidade pelo programa de análise estatísticaGenes.

Genótipo Trat* Alt Dia Mfpa Aft Nf Mfr IG FR C

H 484-2-1154-26 CN 30,9 4,9 11,2 336,0 13,6 14,1 4,33 0,25 RSN 33,8 4,9 17,3 466,0 17,6 19,5

H 514-11-5-5-20 CN 19,8 2,4 5,8 230,4 13,0 10,1 4,83 4,05 SSN 23,2 3,5 10,9 385,7 16,5 13,4

H 514-11-5-5-22 CN 21,2 3,0 5,8 222,2 11,8 10,3 4,33 3,54 SSN 27,6 3,8 12,5 382,4 13,5 9,1

H 514-11-5-5-13 CN 29,1 3,8 12,3 366,4 b 12,3 b 10,3 4,17 1,43 SSN 26,8 3,7 16,4 589,7 a 18,6 a 17,6

H 514-11-5-5-4 CN 28,6 5,0 14,3 434,0 16,0 17,1 5,00 0,59 RSN 24,9 2,9 13,0 447,4 16,6 16,6

H 514-11-5-5-21 CN 27,2 3,7 12,8 378,7 13,1 10,4 4,50 2,82 SSN 23,9 3,8 8,8 339,1 13,1 13,2

H 514-11-5-5-19 CN 21,6 3,0 8,8 291,2 14,0 8,07 b 4,83 4,54 SSN 28,8 4,8 14,3 462,8 14,5 18,7 a

H 514-11-5-5-7 CN 27,5 3,5 13,3 414,9 15,5 16,1 4,33 7,67 SSN 24,0 4,2 12,9 430,9 14,5 15,4

H 516-2-1-5-15-1 CN 26,6 3,8 12,0 337,2 13,6 8,2 b 4,50 3,65 SSN 35,6 4,1 19,2 509,2 19,6 18,8 a

H 514-11-5-5-88 CN 25,6 4,1 14,9 436,1 16,0 11,9 5,00 9,81 SSN 28,7 4,4 14,9 497,6 20,0 15,1

H 514-11-5-5-6 CN 23,8 3,9 9,4 350,9 16,1 8,8 4,67 2,58 SSN 26,1 3,6 16,6 451,8 18,6 16,6

H 514-11-5-5-9 CN 26,4 3,1 9,6 301,7 13,1 13,0 5,00 3,01 SSN 17,7 2,4 6,5 236,7 15,1 8,3

H 419-5-5-5-4-1 CN 21,7 b 2,9 13,7 434,2 15,5 11,8 5,00 9,01 SSN 33,3 a 4,2 18,8 639,0 20,3 18,2

H 419-5-4-5-2 CN 22,7 3,7 11,6 350,4 13,3 b 10,9 4,33 1,18 SSN 28,5 3,5 13,3 452,6 18,6 a 18,4

H 419-10-6-2-7-98 CN 24,7 4,8 17,4 531,0 17,1 21,1 4,50 1,59 SSN 37,9 4,6 16,3 485,1 16,5 17,5

H 419-10-6-2-6 CN 24,2 3,5 9,1 378,5 13,6 b 18,3 4,67 4,01 SSN 26,1 3,3 16,8 500,9 18,8 a 16,6

H 419-10-6-2-7-90 CN 32,1 a 4,5 13,5 446,9 13,1 17,4 5,00 3,02 SSN 21,1 b 3,8 15,2 446,6 17,8 19,0

H 419-10-6-4-4-4 CN 18,8 b 2,5 b 5,3 b 208,3 11,5 b 4,26 b 4,83 1,61 SSN 28,6 a 6,2 a 19,5 a 1744,1 19,2 a 34,1 a

H 419-3-1-1-14 CN 26,9 5,2 11,1 380,2 14,5 17,4 4,67 2,05 SSN 31,3 4,9 18,6 596,0 17,1 26,3

* Para os tratamentos inoculado com nematóide (CN) e mantidas sem nematóide (SN), os dados são valores médios das variáveis altura (Alt, em cm),diâmetro do colo (Dia, em mm), massa fresca da parte aérea (Mfpa, em g), área foliar total (Aft, em cm2), número de folhas (Nf), massa fresca de raízes(Mfr, em g), índice de galhas (IG) e fator de reprodução (FR). Os genótipos foram classificados como resistente (R) ou suscetível (S). Somente asmédias seguidas de letras diferentes na mesma coluna, entre os tratamentos CN e SN, diferem entre si estatisticamente pelo teste F ao nível de 5% deprobabilidade.

continua...

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Tabela 1 (continuação) – Desenvolvimento vegetativo e reação de genótipos de cafeeiro inoculados ou não com a população FazendaFortaleza de Meloidogyne exigua.

Genótipo Trat* Alt Dia Mfpa Aft Nf Mfr IG FR C

H 419-10-6-2-12-5 CN 28,7 4,5 10,8 333,8 b 10,5 b 20,4 4,67 2,66 SSN 34,2 4,0 16,1 538,3 a 16,3 a 14,8

H 419-10-6-2-7-89 CN 27,3 3,0 8,6 290,7 12,5 6,9 4,67 2,63 SSN 27,5 3,4 13,4 435,1 14,5 16,1

H 419-10-6-2-7-92 CN 28,9 4,4 14,0 481,0 16,1 20,4 4,50 8,54 SSN 32,7 4,1 12,9 423,3 17,0 22,4

H 419-10-6-2-7-96 CN 36,9 5,1 16,4 528,1 16,3 18,8 4,67 0,85 RSN 35,0 4,7 20,7 593,1 18,8 23,7

H 419-10-6-2-7-94 CN 26,6 3,9 9,0 311,6 14,3 17,9 b 4,33 1,62 SSN 26,9 4,5 15,9 447,0 17,6 27,1 a

H 419-10-6-2-7-99 CN 24,6 3,1 9,3 350,7 13,1 9,8 b 4,33 0,58 RSN 28,3 4,6 15,5 486,2 18,6 24,4 a

H 419-10-6-2-12-4 CN 25,8 3,8 11,1 b 373,1 b 13,8 b 13,1 4,67 3,49 SSN 33,4 5,1 18,9 a 604,3 a 20,2 a 21,4

H 419-10-6-2-7-95 CN 28,5 3,9 11,3 349,7 12,6 14,0 3,67 2,12 SSN 32,9 4,1 12,7 527,5 17,0 16,0

Catuaí IAC 144 CN 23,1 3,3 9,7 363,9 15,3 9,1 4,83 1,62 SSN 25,3 3,8 14,3 432,1 16,6 10,7

IAC Obatã CN 22,7 4,7 12,4 369,5 14,8 17,6 5,00 1,99 SSN 24,7 4,4 14,3 420,8 14,8 17,5

IAC Apoatã 2258 CN 25,7 4,2 8,0 258,9 9,3 8,5 2,00 0,03 RSN 20,5 5,3 8,2 336,7 8,8 10,0

Catucaí 785/15 CN 31,1 4,1 13,8 409,6 12,3 12,8 5,00 5,39 SSN 30,5 5,0 13,4 347,9 12,8 20,4

Iapar 59 CN 25,7 3,7 10,3 363,4 13,6 10,6 3,67 0,75 RSN 22,3 3,3 13,4 469,4 16,0 15,2

Paraíso MG H419-1 CN 24,8 3,1 11,1 364,1 13,3 9,0 5,00 2,11 SSN 31,3 3,5 13,5 414,5 14,1 12,4

* Para os tratamentos inoculado com nematóide (CN) e mantidas sem nematóide (SN), os dados são valores médios das variáveis altura (Alt, em cm),diâmetro do colo (Dia, em mm), massa fresca da parte aérea (Mfpa, em g), área foliar total (Aft, em cm2), número de folhas (Nf), massa fresca de raízes(Mfr, em g), índice de galhas (IG) e fator de reprodução (FR). Os genótipos foram classificados como resistente (R) ou suscetível (S). Somente asmédias seguidas de letras diferentes na mesma coluna, entre os tratamentos CN e SN, diferem entre si estatisticamente pelo teste F ao nível de 5% deprobabilidade.

Resultados e DiscussãoApenas 12 genótipos (todos seleções do cruzamento

de Catuaí Amarelo e Híbrido de Timor) tiveramvariáveis de crescimento vegetativo afetadas pelonematóide. Foram encontradas diferenças significativasentre os tratamentos CN e SN em quatro seleções paraa variável altura, em uma seleção para a variável diâmetrodo colo, em três para a área foliar total, em oito para onúmero de folhas e em três seleções para a massa frescade raízes.

Quatro seleções (H 484-2-1154-26, H 514-11-5-5-4, H 419-10-6-2-7-96 e H 419-10-6-2-7-99) e ascultivares IAC Apoatã 2258 e IAPAR 59 foram

classificadas como resistentes à população FazendaFortaleza de M. exigua. Mostraram-se suscetíveis 23seleções e as cultivares Catuaí Vermelho IAC 144, IACObatã, Catucaí 785/15 e Paraíso MG H 419-1.

As seleções testadas nesse trabalho já haviam sidoavaliadas quanto à resistência a uma população paulistade M. exigua [Wallace Gonçalves, Instituto Agronômiode Campinas (SP), comunicação pessoal]. Acomparação dos resultados desses testes reveloudiferenças marcantes: os cafeeiros H 484-2-1154-26,H 419-10-6-2-7-96 e H 419-10-6-2-7-99 mostraram-se suscetíveis à população paulista e resistentes àpopulação Fazenda Fortaleza. O contrário foi

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observado para H 514-11-5-5-20, H 514-11-5-5-22, H514-11-5-5-13, H 514-11-5-5-21, H 514-11-5-5-19, H514-11-5-5-7 e H 514-11-5-5-6. As demais seleçõesapresentaram a mesma reação frente a ambas aspopulações de M. exigua.

A suscetibilidade da cultivar Catucaí 785/15 àpopulação Fazenda Fortaleza (FR= 5,39) discorda dorelato de Matiello et al. (2003), que classificaram estacultivar como resistente a uma população de Manhuaçu(MG).

A cultivar Iapar 59 foi classificada como resistenteà população Fazenda Fortaleza, não obstante os valoresobservados (IG = 3,67 e FR= 0,75) sejam distintosdaqueles obtidos por Salgado et al. (2002) (IG= 0 eFR=0). A mesma população apresentou FR aindamaior (1,28) quando inoculada na cultivar Iapar 59 porDias (2004). Esses mesmos cultivares estão sendoavaliados a campo em Varre-Sai (RJ), em uma áreanaturalmente infestada por M. exigua. Após três anosde cultivo, as cultivares Catucaí 785/15 e Iapar 59apresentaram em torno de 30 galhas e 40 ovos/J2 porgrama de raiz (Barbosa et al., 2006).

A cultivar Paraíso MG H 419-1 mostrou-sesuscetível (FR= 2,11) à população Fazenda Fortaleza.Uma outra população fluminense de M. exigua (FazendaCandelária), coletada em Bom Jesus do Itabapoana (RJ)e enviada à Embrapa/Cenargen, quebrou a resistênciade uma linhagem da cultivar Paraíso MG H 419-1 e dacultivar Iapar 59 (Maria F. Muniz, UFLA/Embrapa-Cenargen, comunicação pessoal).

Por fim, neste trabalho o cafeeiro IAC Apoatã 2258apresentou valores médios de IG= 2 e FR= 0,03 frenteà população Fazenda Fortaleza, ao passo que Dias(2004) observou FR de até 0,40 à esta mesmapopulação. Ambos os resultados discordam deSilvarolla et al. (1998) e Ribeiro et al. (2005), querelataram IG e FR iguais a zero. A campo, Barbosa etal. (2006) observaram até 10 ovos/J2 por grama deraiz no porta-enxerto IAC Apoatã 2258.

Variações na reação de um mesmo genótipo adiferentes populações de um nematóide podem resultarde questões metodológicas (como em Heterodera glycinesIchinohe, 1952), ou da variabilidade genética do parasito(como em Nacobbus aberrans Thorne & Allen, 1944)(Souza, 2001; Niblack, 2002). No caso de M. exigua,

Morera & Lopez (1987) e Avendaño & Morera (1988)observaram diferenças entre populaçõescostarriquenhas quando essas foram inoculadas nosmesmos genótipos de C. arabica e C. canephora.Gonçalves & Pereira (1998) e Ribeiro et al. (2005)observaram resultados distintos na reação das mesmasprogênies do Híbrido de Timor e de seleções deCatimor frente a populações oriundas de São Sebastiãodo Paraíso e Miraí (MG).

A variabilidade genética de M. exigua evidenciadapelo presente trabalho está sendo confirmada porcaracterizações moleculares em andamento de algumaspopulações deste nematóide (Maria F. Muniz,comunicação pessoal). Em conjunto, todos estes dadosindicam a necessidade de um esforço latino-americanopela coleta e manutenção de diversas populações deM. exigua, as quais seriam caracterizadas quanto a váriosparâmetros, incluindo a virulência a genótipos de Coffeasp. relevantes para o melhoramento genético. Esteseria um importante passo para a caracterização davariabilidade de M. exigua em bases genéticas úteis aomelhoramento vegetal, como realizado em H. glycines eGlobodera spp. (Cook & Noel, 2002).

AgradecimentosOs autores agradecem a Wallace Gonçalves

(Instituto Agronômico de Campinas, São Paulo) e JoséBraz Matiello (Mapa/Procafé) pela cessão dosgenótipos testados neste trabalho.

Literatura CitadaARRUDA, H. V. de & A. J. REIS. 1962. Redução nas duas

primeiras colheitas de café devida ao parasitismo denematóide. O Biológico, 28 (12): 349.

AVENDAÑO, H. F. & N. MORERA. 1988. Evaluaction dela resistencia d cinco clones de Coffea canephora cv.Robusta, al ataque de dos poblaciones de Meloidogyneexigua. Agronomia Costarricense, 12 (1): 87-92.

BARBOSA, D.H.S.G., H. D. VIEIRA, R. M. de SOUZA &C. P. SILVA. 2004a. Levantamento de nematóides degalhas (Meloidogyne spp) em áreas cafeeiras do Estadodo Rio de Janeiro. Nematologia Brasileira, 28 (1): 43-48.

BARBOSA, D.H.S.G., H. D. VIEIRA, R. M. de SOUZA, A.P. VIANA & C. P. SILVA. 2004b. Estimativas a campode perdas de produção e níveis de dano em lavourascafeeiras afetadas por Meloidogyne exigua. NematologiaBrasileira, 28 (1): 49-54.

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6 Vol. 31(1) - 2007

BARBOSA, D.H.S.G., H.D.VIEIRA, R.M. SOUZA & A.P.VIANA. 2006. Avaliação de genótipos de Coffea arábicaem áreas isenta ou infestada com Meloidogyne exigua noNoroeste Fluminense. 32o Congresso Brasileiro dePesquisas, Trabalhos Apresentados, p. 236-237.

BONETI, J. I. S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação dométodo de Hussey & Barker para extração de ovos deMeloidogyne exigua de raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6: 553.

CAMPOS, V. P & L. VILLAIN. 2005. Nematode parasitesof coffee and cocoa. In: LUC, M., R. SIKORA & J.BRIDGE (eds) Plant Parasitic nematodes in subtropicaland tropical agriculture. Wallingford: CABI, 2.ed, p. 529-579.

CARNEIRO, R. M. D. G., M. S. TIGANO, O. RANDIG,M. R. A. ALMEIDA & J. L. SARAH. 2004.Identification and genetic diversity of Meloidogyne spp.(Tylenchida: Meloidogynidae) on coffee from Brazil, CentralAmerica and Hawaii. Nematology, 6: 287-298.

COOK, R. & G. R NOEL. 2002. Cyst Nematodes:Globodera and Heterodera Species.In: STARR, J. L., R.COOK & J. BRIDGE (eds.). Plant Resistance toParasitic Nematodes. CABI Publishing, Wallingford, p.71-105.

DIAS, P. P. 2004. Avaliação de mudas de quatrogermoplasmas de café (Coffea arabica L.), enxertadas enão enxertadas submetidas aos nematóides formadoresde galha Meloidogyne exigua. Campos dos Goytacazes, RJ:UENF, 2004. 142p. Tese (Mestrado em ProduçãoVegetal) Universidade Estadual do Norte FluminenseDarcy Ribeiro.

EISENBACK, J. D. & H. H. TRIANTAPHYLLOU. 1991.Root-knot nematodes: Meloidogyne species and races. In:NICKLE, W. R. (ed) Manual of AgriculturalNematology. Marcel Dekker, New York, p. 191-274.

FAZUOLI, L. C. & R. R. A. LORDELLO. 1977. Resistênciade Coffea liberica e C. dewevrei a Meloidogyne exigua.Nematologia Brasileira 2: 197-199.

FAZUOLI, L. C. & R. R. A. LORDELLO. 1978. Fontes deresistência em espécies de cafeeiros ao nematóideMeloidogyne exigua. Nematologia Brasileira 3: 49-52.

GONÇALVES, W. 1992. Melhoramento do cafeeiro visandoresistência a nematóides. Informe Agropecuário, 16: 72-77.

GONÇALVES, W. & A. A. PEREIRA. 1998. Resistênciado cafeeiro a nematóides IV – Reação de cafeeirosderivados do Híbrido de Timor a Meloidogyne exigua.Nematologia Brasileira, 22 (1): 39-49.

HUSSEY, R. S. & K. R. BARKER. 1973. A comparison ofmethods for collecting inocula of Meloidogyne spp.including a new technique. Plant Disease Reporter, 57(2): 1025-1028.

MATIELLO, J. B., S. R. ALMEIDA & A. R. QUEIRÓZ.2003. Resistência ao nematóide Meloidogyne exigua emnovas seleções de cafeeiros. In: CONGRESSOBRASILEIRO DE PESQUISAS CAFEEIRAS, 29,Araxá. Resumos, p. 30.

MORERA, N. & R. LÓPEZ. 1987. Evaluación de lavirulencia de tres poblaciones de Meloidogyne exiguaGoeldi, 1887, en el cafeto y de la resistencia de seis lineasde dicho cultivo a una base de esas poblaciones. Boletínde Promecafe, 35: 9-15.

NIBLACK, T. L., P. R. ARELLI, G. R. NOEL, C. H.OPPERMAN, J. H. ORF, D. P. SCHMITT, J. G.SHANNON & G. L. TYLKA. 2002. A revisedclassification scheme for genetically diverse populationsof Heterodera glycines. Journal of Nematology, 34: 279-288.

OLIVEIRA, D.S., R.D.L. OLIVEIRA, L.G. FREITAS & R.V.SILVA. 2005. Variability of Meloidogyne exigua on coffeein the Zona da Mata of Minas Gerais State, Brazil.Journal of Nematology, 37: 323-327.

PINHEIRO, J. B., M. A. SANTOS, C. M. SANTOS & A. M.LELLES. 2000. Ocorrência de fitonematóides emamostras oriundas de cafezais do Triângulo Mineiro eAlto Paranaíba. In: SIMPÓSIO DE PESQUISA DOSCAFÉS DO BRASIL, 1, Poços de Caldas. Resumos, p.257-259.

RIBEIRO, R. C. F., A. A. PEREIRA, C. H. OLIVEIRA &R. D. de LIMA. 2005. Resistência de progênies dehíbridos interespecíficos de Coffea arabica e Coffeacanephora a Meloidogyne exigua. Nematologia Brasileira, 29(1): 11-16.

SALGADO, S. M. L., V. P. CAMPOS, M. L. V. RESENDE& A. A. KRYZANOWSKI. 2002. Reprodução deMeloidogyne exigua em cafeeiros Iapar 59 e Catuaí.Nematologia Brasileira, 26 (2): 205-207.

SANTOS, J. M. & H. H. TRIANTAPHYLLOU. 1992.Determinação dos fenótipos isoenzimáticos e estudoscomparativos da morfologia de 88 populações deMeloidogyne spp. parasitas do cafeeiro. NematologiaBrasileira, 16. Resumos, p. 88.

SASSER, J. N., C. C. CARTER & K. M. HARTMAN. 1984.Standartization of host suitability studies and reportingof resistence to root-knot nematodes. Raleigh: NorthCarolina State University/USAID, 7p.

SILVAROLLA, M. B., W. GONÇALVES & M. M. A. LIMA.1998. Resistência do cafeeiro a nematóides V –Reprodução de Meloidogyne exigua em cafeeiros derivadosda hibridação de Coffea arabica com C. canephora.Nematologia Brasileira, 22 (1): 51-59.

SOUZA, R.M. 2001. O falso nematóide-das-galhas. RevisãoAnual de Patologia de Plantas, 9: 237-266

SOUZA, S. E., J. M. SANTOS, R. V. MATOS, J. A. RAMOS,F. S. SANTOS, R. C. N. FERRAZ, G. S. CARVALHO& C. A. OLIVEIRA. 2000. Levantamento preliminarde Meloidogyne em cafeeiros no Estado da Bahia –Planalto de Vitória da Conquista e Chapada Diamantina.In: SIMPÓSIO DE PESQUISA DOS CAFÉS DOBRASIL, 1, Poços de Caldas. Resumos, p. 167-170.

TAYLOR, A. C. & J. N. SASSER. 1978. Biology,identification and control of root-knot nematodes:International Meloidogyne Project. North Carolina StateUniversity Graphics, Raleigh, 111p.

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Resistência de Porta-Enxertos Cítricos a Pratylenchus jaehni (Nematoda: Pratylenchidae)


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Resistência de Porta-Enxertos Cítricos a Pratylenchus jaehni(Nematoda: Pratylenchidae)

Sérgio A. Calzavara1, Jaime M. Santos2 & Luciany Favoreto3

1Doutorando em Produção Vegetal, Bolsista CNPq, Auxílio FAPESP. Universidade Estadual Paulista, Faculdade deCiências Agrárias e Veterinárias (UNESP – FCAV), 14884-900, Jaboticabal (SP), Brasil.

2Professor Assistente Doutor. UNESP – FCAV, Departamento de Fitossanidade, Laboratório de Nematologia.3Doutoranda em Entomologia. UNESP – FCAV, Departamento de Fitossanidade.



Resumo - Calzavara, S.A., J.M. Santos & L. Favoreto. 2007. Resistência de porta-enxertos cítricos a Pratylenchusjaehni (Nematoda: Pratylenchidae).

O nematóide das lesões radiculares dos citros, Pratylenchus jaehni, já foi registrado em 29 municípios paulistas,dois mineiros e três paranaenses. Possivelmente mudas infectadas foram a principal via de disseminação dessapraga. Com o objetivo de se estudar a resistência de porta-enxertos a esse nematóide, instalou-se experimento emcasa de vegetação no câmpus da UNESP - FCAV, em Jaboticabal, SP, tendo-se avaliado seis porta-enxertos:limoeiro Cravo (Citrus limonia Osbeck), tangerina Cleópatra (C. reshni Hort. ex Tanaka), tangerina Sunki (C. sunkiHort. ex Tanaka), trifoliata [Poncirus trifoliata (L.) Raf.], citrumelo Swingle (C. paradisi x Poncirus trifoliata) e citrangeCarrizo (P. trifoliata x C. sinensis). Dez plantas de cada porta-enxerto, foram individualmente transplantadas paravasos de 5 litros, contendo uma mistura de terra e areia (1:1) autoclavada. No ato do transplantio, cada mudarecebeu inóculo contendo 3.000 espécimens (Pi = população inicial) de P. jaehni obtidos in vitro em cilindros decenoura. O experimento foi conduzido no delineamento inteiramente casualizado por 220 dias. Ao final doperíodo, os nematóides foram extraídos dos sistemas radiculares de cada muda e de uma alíquota do substrato decada vaso para a estimativa da população final (Pf), assim como do fator de reprodução (FR = Pf/ Pi). Os porta-enxertos que propiciaram valores de FR < 1 foram considerados resistentes, enquanto aqueles com FR > 1foram considerados suscetíveis. Com base nesse critério, tangerina Cleópatra, tangerina Sunki, trifoliata, citrumeloSwingle e citrange Carrizo foram resistentes a P. jaehni, enquanto o limão Cravo foi suscetível.Palavras-chaves: nematóide das lesões radiculares dos citros, fator de reprodução, limão Cravo, tangerinaCleópatra, tangerina Sunki, trifoliata, citrumelo Swingle, citrange Carrizo.

Summary - Calzavara, S.A., J.M. Santos & L. Favoreto. 2007. Citrus rootstocks resistance to Pratylenchus jaehni(Nematoda: Pratylenchidae).

Twenty-nine populations of Pratylenchus jaehni (citrus lesion nematode) have been recorded in São Paulo, twoin Minas Gerais and three in Paraná State. Nursery trees were probably the main factor of this nematode dispersion.The objective of this research was to study the resistance of six citrus rootstocks in greenhouse condition. Thefollowing rootstocks were tested: Rangpur lime (Citrus limonia Osbeck), Cleopatra tangerine (C. reshni Hort. exTanaka), trifoliata [P. trifoliata (L.) Raf.], Swingle citrumelo (C. paradisi x Poncirus trifoliata), Sunki tangerine (C. sunkiHort. ex Tanaka) and Carrizo citrange (P. trifoliata x C. sinensis). Ten nursery trees of each rootstock were transplantedto 5 liters pots containing a mixture of soil and sand (1:1) autoclavated. During the transplant, each nursery treewas inoculated with 3,000 specimens of P. jaehni (Pi = initial population) obtained from in vitro carrot cylinders. Acompletely randomized design was used for the experiment. After 220 days, the nematodes were extracted from

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IntroduçãoNa citricultura mundial as primeiras espécies foram

propagadas por sementes, técnica que predominou atéa metade do século XIX, quando problemasrelacionados com Phytophthora sp., na Ilha dos Açores,levaram ao uso de porta-enxertos tolerantes a estefungo (Pompeu Jr., 1991). Os citricultores brasileirospassaram a usar a laranja doce [Citrus sinensis (L.)Osbeck] como porta-enxerto no inicio do séculopassado. Entretanto, a suscetibilidade à seca e à gomosecausada por Phytophthora sp. determinaram suasubstituição pela laranja azeda (Citrus aurantium L.) apartir de 1920. A laranja azeda, por sua vez, apresentou-se suscetível ao vírus da tristeza, que chegara em 1937,sendo substituída pelo limão cravo que, na década de1970, participou com 99% do total de mudasproduzidas pelos viveiristas. Com o advento dodeclínio-dos-citros, o limoeiro cravo mostrou-sesuscetível e outros porta-enxertos tolerantescomeçaram a ser utilizados, como por exemplo atangerina Cleópatra (Moreira & Moreira, 1991).

Nenhuma das substituições de porta-enxertos decitros no Brasil foi motivada por problemas causadospor nematóides. Embora espécies de nove gêneros defitonematóides sejam incluídas entre as pragas-chaveda citricultura, atualmente no Brasil somente duasespécies, o nematóide dos citros (Tylenchulus semipenetransCobb) e o nematóide das lesões radiculares dos citros(Pratylenchus jaehni Inserra, Duncan, Troccoli, Dunn,Santos & Vovlas), detêm esse status. A distribuiçãogeográfica do nematóide dos citros praticamentecoincide com a distribuição da citricultura no mundo(Duncan & Cohn, 1990). Por sua vez, o nematóide daslesões radiculares dos citros foi descrito em 2001 a partirde uma população coletada em Itápolis (SP). Desdeentão, Campos (2002) relatou a ocorrência de P. jaenhiem sete viveiros de citros a céu aberto no estado deSão Paulo do total de 595 analisados. Segundo Campos

& Santos (2005), P. jaehni foi registrado em 29municípios paulistas, dois municípios mineiros e umparanaense. Calzavara & Santos (2005) registraram aocorrência do nematóide das lesões radiculares em doistalhões de um pomar localizado no Município deCruzeiro do Sul (PR). Posteriormente, Maceda et al.(2006) registrou a ocorrência do nematóide em outrosdois municípios paranaenses, elevando para três onúmero de ocorrências naquele estado.

Até 1999 eram reconhecidas 64 espécies validas dePratylenchus Filipjev, conforme menção de Ferraz (1999).Dessas, apenas três podem ser consideradas pragas-chaves da citricultura mundial (Duncan & Cohn, 1990),a saber, P. coffeae (Zimmermann) Filipjev & S.Stekhoven,P. brachyurus (Godfrey) Filipjev & S.Stekhoven e P. vulnusAllen & Jensen, sendo que as três ocorrem no Brasil(Ferraz, 1999). O encontro de P. jaehni em Itápoliselevou para quatro o rol das espécies de Pratylenchusalistadas como patógenos atuais ou potenciais dos citrosno Brasil, e os dados de estudos recentes indicam queessa espécie é muito mais danosa para os citros que T.semipenetrans (Campos, 2002; Santos et al., 2005).

As estimativas das perdas anuais causadas pornematóides em citros, em termos mundiais, chegam a14,2 %, embora essas estimativas tenham sidopublicadas no final da década de 1980 (Sasser &Freckmann, 1987). Segundo Duncan [Larry W. Duncan,University of Florida, comunicação pessoal], em outrasregiões produtoras do mundo, como o estado daFlórida, nos EUA, a introdução de porta-enxertosresistentes, somada a programas de certificação demudas, resultou em significativo avanço no controledessas pragas.

A espécie Poncirus trifoliata (L.) Raf. vem sendofacilmente cruzada com a maioria das espécies de Citruspara ser utilizada como fonte de resistência na produçãode porta-enxertos visando ao manejo de T. semipenetrans(Duncan & Cohn. 1990). Devido à carência de

the root systems of each nursery tree and from an aliquot of the substratum of each pot for the final population(Pf) estimation, as well as the calculation of the reproduction factor (RF = Pf/ Pi). The Cleopatra tangerine,Swingle citrumelo, Sunki tangerine, trifoliata and Carrizo citrange were considered resistant (RF < 1) to P. jaehni,while the Rangpur lime was considered susceptible (RF > 1).Key words: citrus lesion nematode, reproduction factor, Rangpur lime, Cleopatra tangerine Sunki tangerine,trifoliata, Swingle citrumelo, Carrizo citrange.

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informações, esta pesquisa teve por objetivo estudar aresistência de porta-enxertos de citros a P. jaehni.

Material e MétodosMultiplicação e preparo do inóculo. O nematóide

Pratylenchus jaehni foi multiplicado in vitro, em cilindrosde cenoura, segundo a técnica descrita por Gonzaga &Santos (2006), a partir de uma amostra da populaçãotopótipo processada conforme Coolen & D’Herde(1972). Os nematóides foram axenizados comampicilina a 0,1 % e inoculados assepticamente noscilindros de cenoura acondicionados em vidros de 100ml, previamente lacrados com papel alumínio eautoclavados a 120 ºC e 1 atm de pressão por 20minutos. A seguir, foram incubados a 25 ± 1 oC emB.O.D. no escuro, por no mínimo 90 dias. Então, osnematóides foram extraídos dos cilindros de cenourapela técnica de Coolen & D’Herde (1972). Aconcentração dos nematóides na suspensão aquosa foiobtida com auxílio da câmara de contagem de Peters eajustada para 300 espécimens por ml.

Inoculação, condução do teste e avaliação. Seisporta-enxertos fornecidos pelo Fundo de Defesa daCitricultura (Fundecitrus) foram avaliados, a saber,limão Cravo (Citrus limonia Osbeck), tangerina Cleópatra(C. reshni Hort. ex Tanaka), tangerina Sunki (C. sunkiHort. ex Tanaka), trifoliata [P. trifoliata (L.) Raf.],citrumelo Swingle (C. paradisi x Poncirus trifoliata) ecitrange Carrizo (P. trifoliata x C. sinensis). No ato dotransplante das mudas individuais (cavalinhos), paravasos de argila de cinco litros de capacidade contendomistura de terra e areia 1:1 autoclavada, 10 ml dasuspensão contendo 300 espécimens de P. jaehni porml [3.000 espécimens por vaso, doravante referidoscomo a população inicial (Pi)], obtida como descritono item anterior, foram aplicados sobre as raízes dasmudas com auxílio de uma pipeta automática.Utilizaram-se dez repetições por porta-enxerto sendocada repetição constituída por uma planta. Os vasosforam mantidos na casa de vegetação e irrigadosdiariamente por 220 dias. Ao final desse período foirealizada a avaliação, coletando-se uma repetição portratamento de cada vez. No ato da coleta, o substratode cada vaso foi homogeneizado e uma alíquota de 100cm3 foi retirada para extração e estimativa da população

dos nematóides no substrato (Jenkins, 1964). A massade matéria fresca das raízes foi determinada e osnematóides extraídos pelo método de Coolen &D’Herde (1972) de uma alíquota de 10 g. A populaçãofinal dos nematóides (Pf) por vaso foi o somatório daestimativa do número de nematóides nas raízes e nosubstrato. O fator de reprodução do nematóide (FR)foi determinado conforme Cook & Evans (1987), pelarazão Pf/ Pi. Os porta-enxertos que propiciaramvalores de FR < 1 foram considerados resistentes,enquanto os com FR > 1, suscetíveis.

Resultados e DiscussãoSomente as mudas de limão Cravo exibiram abscisão

prematura de folhas e clorose generalizada. Nas raízesdeste porta-enxerto foram detectadas necrosesalongadas e escuras, conforme ilustrado na Figura 1.

Os dados da Tabela 1 evidenciam que o limão Cravopropiciou a maior média da população final donematóide, diferindo significativamente dos demaispelo teste de Tukey a 1% de probabilidade. Conformeo critério adotado, o valor médio de FR = 6,83 indicareação de suscetibilidade do limão Cravo ao nematóide,enquanto os demais, com FR < 1 foram resistentes.

Figura 1 - Raízes de limão Cravo exibindo necroses 220dias após inoculação com Pratylenchus jaehni.

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Demant & Wilcken (2005) estudaram a reproduçãode P. jaehni e de P. coffeae em citros (limão Cravo) ecafeeiro, em dois experimentos, e observaram valoresde FR para P. jaehni de 21,5 e 6,61 em limão Cravo nosdois experimentos, evidenciando a suscetibilidade dolimão Cravo ao nematóide.

Com base nos dados obtidos no presente estudo,tangerina Cleópatra, citrumelo Swingle, tangerina Sunki,trifoliata e o citrange Carrizo podem ser usados comoporta-enxertos, visando o manejo do nematóide daslesões radiculares dos citros.

Em pomares já implantados, mudas produzidasnesses porta-enxertos podem ser utilizadas no replantiode reboleiras, assim como na renovação de pomaresinfestados com P. jaehni. Contudo, como evidenciamos dados da Tabela 1, os porta-enxertos resistentes nãoforam imunes ao nematóide. Esse fato sugere que asubenxertia de plantas infectadas com P. jaehniutilizando esses porta-enxertos pode favorecer aadaptação da praga ao parasitismo, comprometendo aresistência. Por conseguinte, a subenxertia com essesmateriais resistentes deveria se evitada como práticade manejo de P. jaehni.

A renovação de pomares infestados, utilizando-semudas enxertadas com porta-enxertos resistentes,deveria ser precedida de medidas que reduzam apopulação do nematóide, para minimizar os riscos deperda da resistência do porta-enxerto por adaptaçãode P. jaehni ao parasitismo, uma vez que a condição deplanta perene por si só favorece a pressão de seleção.

Nos pomares que exibem reboleiras de plantasinfectadas por P. jaehni, a população do nematóide na

Tabela 1 - População final de nematóides por vaso (Pf), fator de reprodução (FR) de Pratylenchus jaehni e classificação dos porta-enxertoscítricos em suscetível (S) ou resistente (R) aos 220 dias após inoculação.

*Médias na coluna seguidas de mesma letra não diferem significativamente entre si, pelo teste de Tukey a 1% de probabilidade.

Porta-enxertos Pf* FR Classificação

limão Cravo 20.483 a 6,83 S

tangerina Cleópatra 11 b 0,00 R

citrumelo Swingle 19 b 0,01 R

tangerina Sunki 13 b 0,00 R

trifoliata 16 b 0,01 R

citrange Carrizo 8 b 0,00 R

plantas centrais usualmente é muito mais baixa do quenas plantas da periferia da reboleira. Em geral, oscitricultores tradicionais removem as plantasdepauperadas do centro das reboleiras para efetuar oreplantio. A utilização de porta-enxertos resistentes,nesses casos, poderia ser uma prática de menor risco.

Literatura CitadaCALZAVARA, S.A. & J.M. SANTOS. 2005. Ocorrência do

nematóide das lesões radiculares dos citros (Pratylenchusjaehni) no estado do Paraná. In: CONGRESSOBRASILEIRO DE NEMATOLOGIA, XXV,Piracicaba. Anais, p.112.

CAMPOS, A.S. 2002. Distribuição de Tylenchulus semipenetranse Pratylenchus jaehni em citros, no estado de São Paulo, eestudo morfométrico comparativo de populaçõesanfimíticas de Pratylenchus spp. (Dissertação deMestrado). Jaboticabal, Universidade Estadual Paulista- Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (UNESP– FCAV), 65 p.

CAMPOS, A.S. & J.M. SANTOS. 2005. Distribuição atualdo nematóide das lesões radiculares dos citros(Pratylenchus jaehni). In: CONGRESSO BRASILEIRODE NEMATOLOGIA, XXV, Piracicaba. Anais, p. 70.

COOLEN, W.A. & C.J. D’HERDE. 1972. A Method forthe Quantitative Extraction of Nematodes from PlantTissue Culture. State Agricultural Research Center,Ghent, 77 p.

COOK, R. & K. EVANS. 1987. Resistance and tolerance.In: BROWN, R.H. & B.R. KERRY (ed). Principles andPractice of Nematode Control in Crops. AcademicPress, Marrickville (Australia), p. 179-231.

DEMANT, C.A.R. & S.R.S. WILCKEN. 2005. Reproduçãode Pratylenchus coffeae e P. jaenhi em citros e cafeeiro. In:CONGRESSO BRASILEIRO DE NEMATOLOGIA,XXV, Piracicaba. Anais, p. 81.

DUNCAN, L.W. & E. COHN. 1990. Nematode parasitesof citrus. In: LUC, M., R.A. SIKORA & J. BRIDGE

Capitulo 02.pmd 25/4/2007, 17:0310



11

(ed). Plant Parasitic Nematodes in Subtropical andTropical Agriculture. C.A.B. International, Wallingford(UK), p. 321-346.

FERRAZ, L.C.C.B. 1999. Gênero Pratylenchus: os nematóidesdas lesões radiculares. In: LUZ, W.C. Revisão Anual dePatologia de Plantas, 7: 157-195.

GONZAGA, V., J.M. SANTOS & M.A.F. COSTA. 2006.Multiplicação de Pratylenchus spp. “in vitro” em cilindrosde cenoura. In: CONGRESSO BRASILEIRO DEFITOPATOLOGIA, XXIX, Salvador. Resumos, p. 208.

INSERRA, R.N., L.W. DUNCAN, A. TROCCOLI, D.DUNN, J.M. SANTOS & N. VOVLAS. 2001.Pratylenchus jaehni sp. n. from citrus in Brazil and its arelationship with P. coffeae and P. loosi (Nematoda:Pratylenchidae). Nematology, 3: 653-665.

JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation techniquefor separating nematodes from soil. Plant DiseaseReporter, 48 (6): 629.

MACEDA, A., D.A.M.F. RINALDI, S. VICENTINI, A.M.PEREIRA, E.H. CANSIAN & R. TRATCH. 2006.Levantamento de Tylenchulus semipenetrans e Pratylenchusjaehni em pomares cítricos (Citrus spp.) da região noroeste

do Paraná. In: CONGRESSO BRASILEIRO DENEMATOLOGIA, XXVI, Campos dos Goytacazes.Anais, p. 89.

MOREIRA, C.S. & S. MOREIRA. 1991. História dacitricultura no Brasil. In: RODRIGUES, O., J.TEÓFILO SOBRINHO, J. POMPEU Jr. & A.A.AMARO (ed). Citricultura Brasileira. Fundação Cargill,Campinas, p. 1-21.

POMPEU Jr., J. 1991. Porta-enxertos para citros. In:RODRIGUES, O., F.C.P. VIEGAS, J. POMPEU Jr. &A.A. AMARO (ed). Citricultura Brasileira. FundaçãoCargill, Campinas, p. 265-280.

SANTOS, J.M., A.S. CAMPOS & C. I. AGUILAR-VIDOSO.2005. Nematóide dos citros. In: MATOS Jr., D., J.D.DE NEGRI, R.M. PIO & J. POMPEU Jr. (ed). Citros.Instituto Agronômico e Fundag, Campinas, p. 606-628.

SASSER, J.N. & D.W. FRECKMAN. 1987. A worldperspective on nematology: the role of the society. In:VEECH, J.A. & D.W. DICKSON (ed). Vistas onNematology. Society of Nematologists, Hyattsville, p.7-14.

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Fernando M. Tavares, Antonio Batista Filho, Luis G. Leite, Luiz C. Almeida, Alexandre C. Silva, Carmen M. G. Ambrós

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Efeito de Heterorhabditis indica e Steinernema sp. (Nemata: Rhabditida) sobreLarvas do Bicudo da Cana-de-Açúcar, Sphenophorus levis (Coleoptera:

Curculionidae), em Laboratório e Casa-de-Vegetação*

Fernando M. Tavares1,3, Antonio Batista Filho1, Luis G. Leite1, Luiz C. Almeida2,Alexandre C. Silva1, Carmen M. G. Ambrós1

*Parte da Dissertação do primeiro autor, para obtenção do título de Mestre em Proteção de Plantas pela UniversidadeEstadual Paulista, Botucatu, SP.

1Instituto Biológico, Laboratório de Controle Biológico, Rodovia Heitor Penteado km 3, C. Postal 70, 13001-970,Campinas (SP), Brasil.

2Centro de Tecnologia Canavieira, Fazenda Santo Antônio s/n, Bairro Santo Antônio, C. Postal 162,13400-970, Piracicaba (SP), Brasil.

3Bolsista da Fundação de Apoio à Pesquisa Agrícola.Autor para correspondência: [email protected]


Resumo - Tavares, F.M., A. Batista Filho, L.G. Leite, L.C. Almeida, A.C. Silva, C.M.G. Ambrós. 2007. Efeito deHeterorhabditis indica e Steinernema sp. (Nemata: Rhabditida) sobre larvas do bicudo da cana-de-açúcar Sphenophoruslevis (Coleoptera: Curculionidae), em laboratório e casa-de-vegetação.

Buscando novas alternativas para o controle do bicudo da cana-de-açúcar, Sphenophorus levis Vaurie, 1978,avaliaram-se os efeitos dos nematóides entomopatogênicos Heterorhabditis indica isolado IBCB-n5 e Steinernema sp.isolado IBCB-n6 na mortalidade de larvas desse inseto em laboratório e em casa-de-vegetação. Os nematóidesforam avaliados nas dosagens de 2,4; 12; e 60 juvenis infectivos (JI) por cm2. Heterorhabditis indica IBCB-n5proporcionou mortalidades de 26, 63 e 95% em laboratório e 42, 65 e 85% em casa-de-vegetação, nas respectivasdosagens. Para Steinernema sp. IBCB-n6, as mortalidades foram de 32, 47 e 42% em laboratório e 69, 73 e 73% emcasa-de-vegetação, respectivamente. Em ambos os casos, a mortalidade do inseto foi corrigida pela fórmula deAbbott. Em laboratório, também foi estimada a quantidade de JIs produzidos por larva, sendo obtida uma médiade 48.602 para H. indica IBCB-n5 e 8.952 para Steinernema sp. IBCB-n6. No teste em casa-de-vegetação, Steinernemasp. IBCB-n6 mostrou melhores resultados contra a praga, não havendo diferenças significativas entre as dosagensdesse nematóide, nem entre esses tratamentos e a maior dosagem de H. indica IBCB-n5. Apesar de Steinernema sp.IBCB-n6 gerar uma menor quantidade de JI por inseto, os dados obtidos indicam que esse nematóide é maisadequado para ser testado sob condição de campo visando ao controle de larvas de S. levis, podendo ser utilizadona menor dosagem avaliada (2,4 JI/ cm2).Palavras-chaves: controle biológico, nematóide entomopatogênico, bicudo da cana-de-açúcar.

Summary - Tavares, F.M., A. Batista Filho, L.G. Leite, L.C. Almeida, A.C. Silva, C.M.G. Ambrós. 2007. Effect ofHeterorhabditis indica and Steinernema sp. (Nemata: Rhabditida) against larvae of the sugarcane billbug, Sphenophoruslevis (Coleoptera: Curculionidae), under laboratory and greenhouse conditions.

Searching for new alternatives to control the sugarcane billbug, Sphenophorus levis, the entomopathogenicnematodes Heterorhabditis indica strain IBCB-n5 and Steinernema n. sp. strain IBCB-n6 were evaluated against theinsect larvae under laboratory and greenhouse conditions. The nematodes were evaluated at the dosages of 2.4;12; and 60 infective juveniles (IJ) per cm2. Heterorhabditis indica IBCB-n5 caused 26, 63 and 95% mortality in thelab trial, and 42, 65 and 85% in the greenhouse, at the respective dosages. In the same way, Steinernema sp. IBCB-

ARTIGO

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Efeito de Heterorhabditis indica e Steinernema sp. (Nemata: Rhabditida) sobre Larvas do Bicudo da Cana-de-Açúcar, Sphenophorus levis (Coleoptera: Curculionidae),...


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IntroduçãoO bicudo da cana-de-açúcar, Sphenophorus levis

Vaurie, 1978 (Coleoptera: Curculionidae), é uma dasprincipais pragas da cana-de-açúcar no estado de SãoPaulo (Gallo et al., 2002). Já em 1990, foi mencionadasua ocorrência na região de Piracicaba, sendoconsiderada praga primária por causar a morte de 50 a60% dos perfilhos ainda na fase de cana-planta, comcinco a sete meses de crescimento (Precetti & Arrigoni,1990). Nos últimos anos, esse inseto foi encontradoem 41 municípios no estado de São Paulo, sendo 11deles mais distantes da região de Piracicaba. Este fatose deve principalmente ao descuido no transporte demudas infestadas de uma região para outra, já que oinseto possui baixa taxa de dispersão, da ordem de 6,60a 11,10 metros por mês (Degaspari et al., 1987)

O dano causado pelo inseto na planta é verificadono rizoma abaixo do nível do solo, local onde a larva sealimenta e abriga, abrindo galerias circulares elongitudinais na base da brotação. Esse ataque resultano amarelecimento das folhas e morte do perfilho,conseqüentemente, ocasionando em falha nas rebrotasdas soqueiras. Também pode ser observado aumentona proliferação de plantas invasoras, que ocupam osespaços deixados pela falha no perfilho (Precetti &Arrigoni, 1990). Todos esses fatores levam a reduçãoda tonelagem de cana produzida por hectare (Precetti& Terán, 1983).

O método de controle mais utilizado no manejo deS. levis é a destruição mecânica das soqueiras no períodode plantio (momento da reforma do canavial),procurando-se expor ao máximo as larvas aos seuspredadores e ao secamento dos rizomas. Recomenda-se também eliminar o mato infestante que pode servirde alimento para larvas (Precetti & Arrigoni, 1990).

Entretanto, essa prática apresenta resultado satisfatóriosomente no 1o corte, pois muitas larvas do insetoconseguem sobreviver alimentando-se da matériaorgânica deixada no campo, após a destruição dassoqueiras, não afetando também as formas adultas doinseto (Almeida, 2005).

Uma alternativa para o controle dessa praga seria ouso de nematóides entomopatogênicos das famíliasSteinernematidae e Heterorhabditidae, havendodisponível no mercado externo diversos produtos àbase desses agentes para o controle de curculionídeosde importância agrícola (Alves, 1998). Esses agentessão encontrados no solo, em diversas regiões do globo,e após penetrarem no hospedeiro pelas aberturasnaturais, liberam uma bactéria entomopatogênica quecarregam em seu trato digestório, causando septicemiado inseto entre 24 a 48 horas (Ferraz, 1998; Hominick,2002).

McCoy et al. (2000) obtiveram bons resultados comSteinernema riobrave Cabanillas, Poinar & Raulston, 1994no controle de larvas do curculionídeo Diaprepesabbreviatus L., 1758, porém altas doses do nematóideforam requeridas. Shapiro-Ilan & McCoy (2000)também conseguiram bons resultados no controle dessapraga sob condições de campo, independentemente domodo de produção do entomopatógeno.

Nos Estados Unidos e Japão, os “bicudos dasgramíneas”, Sphenophorus spp., têm sido eficientementecontrolados pelo uso dos nematóides Heterorhabditisbacteriophora Poinar, 1976 e Steinernema carpocapsae(Weiser, 1955) Wouts, Mracek, Gerdin & Bedding, 1982.Este último, na dosagem de 2,5 x 109 juvenis infectivospor ha, proporcionou níveis de controle variáveis de70,4 a 91,2 % para Sphenophorus purvulus Gyllenhal, emestudos realizados nos Estados Unidos, e de 77,3 a 96,2

n6 caused 32, 47 and 42% mortality in the lab trial and 69, 73 and 73% in the greenhouse. In both cases, insectmortality was corrected by using Abbott’s formula. In the lab trial, the number of IJ emerged from larva was alsoestimated, with an average of 48,602 for H. indica IBCB-n5 and 8,952 for Steinernema sp. IBCB-n6. In the greenhousetrials, Steinernema sp. IBCB-n6 showed better results, with neither significative differences among the tested dosagesfor this nematode nor among these dosages and the highest dosage for H. indica IBCB-n5. Although Steinernemasp. IBCB-n6 generated lower amounts of IJ/insect, our data indicate that this nematode is more suitable forfuture tests under field conditions and it can be used at the lowest dosage (2.4 IJ/ cm2) evaluated here.Keywords: biological control, entomopathogenic nematodes, sugarcane billbug.

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% para Sphenophorus venatus Say, em testes no Japão. JáH. bacteriophora, na mesma dosagem, foi um poucomenos eficiente para S. purvulus, com níveis variáveisde 67,0 a 84,1 %. Todos os estágios imaturos dessesinsetos são suscetíveis aos dois nematóides, o mesmoocorrendo com os adultos de S. venatus em relação a S.carpocapsae (Smith, 1994; Shapiro-Ilan et al., 2002).

Com base nesses resultados, foi realizado o presenteestudo com o objetivo de avaliar o efeito deHeterorhabditis indica Poinar, Karunakar & David, 1992isolado IBCB-n5 e de Steinernema sp. isolado IBCB-n6sobre larvas de S. levis, em laboratório e casa-de-vegetação.

Material e MétodosOs experimentos foram realizados nas dependências

do laboratório de controle biológico do InstitutoBiológico, sediado em Campinas (SP). Nos estudos,foram utilizados os nematóides Heterorhabditis indica euma espécie de Steinernema, ao que tudo indica novapara a Ciência e a ser descrita oportunamente, aquireferida como Steinernema sp., que se encontramdepositados na coleção de nematóidesentomopatogênicos, do banco de entomopatógenos“Oldemar Cardim Abreu”, pertencente ao InstitutoBiológico, registrados como IBCB-n5 e IBCB-n6,respectivamente.

Heterorhabditis indica IBCB-n5 foi isolado de amostrade solo coletada em área de cultivo de citros, nomunicípio de Itapetininga (SP). Já Steinernema sp. IBCB-n6, foi isolado de amostra de solo coletada em área demata nativa, no município de Porto Murtinho (MS).

Os nematóides foram multiplicados em larvas deGalleria mellonella (L.) (Lepidoptera: Pyralidae), criadasconforme a metodologia descrita por Machado (1988).Os nematóides foram armazenados a 15 ºC, no escuropor um período de dez dias, antes de serem usados emcada experimento.

As larvas de S. levis, fornecidas pelo Centro deTecnologia Canavieira (CTC), de Piracicaba (SP), foramobtidas através de criação em laboratório, sobre dietaartificial, conforme Degaspari et al. (1987).

Experimento em laboratório. Foram utilizadaslarvas de S. levis de diferentes estádios dedesenvolvimento (3o – 4o ínstares), sendo estabelecidos

sete tratamentos: H. indica IBCB-n5 e Steinernema sp.IBCB-n6 nas dosagens de 2,4; 12; e 60 juvenis infectivos(JI) por cm2, e testemunha (água destilada).

Os tratamentos foram constituídos por cincorepetições, sendo cada uma formada por cinco larvasagrupadas em um recipiente plástico (9 cm de diâmetropor 5 cm de altura) e alimentadas com um pedaço decolmo de cana-de-açúcar (3,5 cm de comprimento).Para permitir a alimentação das larvas, o pedaço decolmo foi perfurado em cinco pontos com auxílio deum vazador (0,5 cm de diâmetro por 0,5 cm deprofundidade) e em cada perfuração foi introduzidauma larva. Os pedaços de colmo foram colocados nospotes e posteriormente cobertos com 287 cm3 de soloarenoso esterilizado, com umidade aproximada de 10%(massa por massa).

Os nematóides, suspensos em água, foram aplicadoscom auxílio de pipeta plástica na superfície do solo,utilizando-se volume de 0,3 ml por recipiente. Asdosagens foram calculadas com base na área dorecipiente considerando-se uma calda de 400 litros porhectare. Os potes foram fechados com tampasperfuradas em cinco pontos, para permitir aeração, eacondicionados em câmara de crescimento comtemperatura, umidade relativa e luminosidadecontroladas (T = 25 1 ºC, UR = 70 10% e fotofasede 12 horas). A avaliação foi feita nove dias após aaplicação, considerando-se o número de insetos vivose mortos. As larvas mortas pelos nematóides foramutilizadas para a determinação do número denematóides produzidos por cadáver do inseto. Para isso,as larvas mortas foram esterilizadas superficialmenteem solução de hipoclorito a 2% durante 10 minutos,sendo posteriormente enxaguadas e transferidasindividualmente para armadilha de White (White, 1927).

Após o término do período de emergência dejuvenis infectivos (aproximadamente 10 e 15 dias paraSteinernema sp . IBCB-n6 e H. indica IBCB-n5 ,respectivamente), os nematóides foram quantificadosem câmara de Peters, para determinação do númerode JI produzidos por larva.

Experimento em casa-de-vegetação. Noexperimento em casa-de-vegetação, foram consideradosos mesmos tratamentos do experimento realizado emlaboratório, formados por oito repetições, e cada

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repetição representada por cinco larvas (3o – 4o ínstares)agrupadas em recipiente plástico (21 cm de diâmetropor 20 cm de altura). As larvas foram alimentadas comono experimento de laboratório, apenas que com doispedaços de rizoma de cana-de-açúcar, cada umperfurado em dois ou três pontos. Os rizomas forammantidos enterrados adicionando-se, em cadarecipiente, 4.710 cm3 de solo arenoso com umidadeaproximada de 10%.

Os nematóides suspensos em água foram aplicadoscom auxílio de pipeta plástica na superfície do solo,utilizando-se um volume de 1,4 ml por recipiente. Asdosagens dos nematóides foram calculadas com basena área do recipiente considerando-se uma calda de400 litros por hectare. O experimento foi irrigado acada dois dias, para evitar o ressecamento do solo. Aavaliação foi feita 12 dias após a aplicação, contando-se os números de insetos vivos e mortos.

Análise estatística. Os dados foram submetidos àanálise da variância (ANOVA) e as médias comparadaspelo teste de Tukey (P < 0,05). Para o cálculo demortalidade de larvas de S. levis, foi utilizada a fórmulade correção de Abbott (Abbott, 1925).

Resultados e DiscussãoExperimento em laboratório. No ensaio em

laboratório, H. indica IBCB-n5 proporcionou níveis demortalidade corrigida de 26, 63 e 95% nas dosagens de2,4; 12 e 60 JI/ cm2 (Figura 1), respectivamente, havendodiferença significativa entre as duas maiores dosagense a testemunha quanto à mortalidade real, com a maiordosagem diferindo também da menor (P < 0,001)(Tabela 1). Já para Steinernema sp. IBCB-n6 houve umapequena resposta na mortalidade do inseto em funçãodo aumento das dosagens, com mortalidades corrigidasde 32, 47 e 42%, respectivamente (Figura 1), nãohavendo diferença significativa entre as dosagensquanto à mortalidade real (P = 0,079) e tendo somenteas duas maiores dosagens diferido da testemunha (P <0,001).

Os presentes dados indicam que larvas de S. levissão suscetíveis à ação de H. indica IBCB-n5 e Steinernemasp. IBCB-n6, reforçando uma tendência de altasuscetibilidade de espécies de Sphenophorus e de outrosmembros da família Curculionidae a nematóidesentomopatogênicos que tem sido verificada em estudosde laboratório semelhantes (Cabanillas, 2003; Duncan

Figura 1 - Mortalidade corrigida (Abbott) de larvas do bicudo da cana-de-açúcar, Sphenophorus levis, expostas a Heterorhabditis indica IBCB-n5 (H) e Steinernema sp. IBCB-n6 (S), nas dosagens de 2,4; 12 e 60 juvenis infectivos (JI) por cm2 em laboratório (T = 25 ± 1ºC, UR = 70± 10% e fotofase de 12 horas).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

Test. H 2,4 H 12 H 60 S 2,4 S 12 S 60

Mor

talid

ade

corr

igid

a(%

)

Tratamentos

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et al., 2003; Shapiro-Ilan et al., 2003). S. carpocapsae nadosagem de 40 JI/ cm2 proporcionou 60% demortalidade de larvas de Curculio caryae Horn, besouropraga de pecã, 14 dias após a aplicação (Shapiro-Ilan etal., 2003). Shapiro-Ilan & McCoy (2000) avaliaram S.riobrave na dosagem de 52 JI/ cm2 contra larvas de D.abbreviatus, obtendo 90% de mortalidade do inseto 13dias após a aplicação. Já Stuart et al. (2004) testaramdez isolados do mesmo nematóide contra larvas de D.abbreviatus, na dosagem de 20 JI/ cm2, obtendomortalidade de 65,8 %, 10 dias após a aplicação.

Experimento em casa-de-vegetação. No testeem casa-de-vegetação, H. indica IBCB-n5 proporcionouníveis de mortalidade corrigida do inseto de 42, 65, e85% nas dosagens de 2,4; 12 e 60 JI/ cm2 (Figura 2),respectivamente, havendo diferença significativa entreas duas maiores dosagens e a testemunha quanto àmortalidade real, com a maior dosagem diferindotambém da menor (P < 0,001) (Tabela 2). ParaSteinernema sp. IBCB-n6, da mesma forma comoocorreu no teste em laboratório, houve uma pequenaresposta na mortalidade do inseto em função doaumento da dosagem, com mortalidades corrigidas de69, 73 e 73%, respectivamente, não ocorrendo diferençasignificativa entre esses tratamentos quanto àmortalidade real (P = 0,587).

Todas as larvas mortas encontravam-se dentro dorizoma da planta, alojadas nas galerias construídas peloinseto, em distâncias de até 4 cm da abertura originalfeita no rizoma, com o auxílio do vazador. Issodemonstra a capacidade que esses dois nematóides

possuem para localizar o hospedeiro, locomovendo-seinicialmente pelo solo até encontrar o orifício no rizomae, posteriormente, entrar na galeria até localizar ohospedeiro. Essa habilidade de invadir ambientescrípticos também foi verificada para nematóidesentomopatogênicos testados contra larvas deAnthonomus grandis Boheman, 1843, também conhecidocomo bicudo do algodão. O nematóide S. riobravedemonstrou grande habilidade para localizar e matar oinseto dentro do capulho (Cabanillas, 2003).

Steinernema sp. IBCB-n6 proporcionou nível demortalidade do inseto em casa-de-vegetação bemsuperior quando comparado ao teste em laboratório, oque pode ser explicado da seguinte forma: estenematóide possui ciclo de vida bastante curto, com osJI emergindo do hospedeiro já a partir do 5o dia após ainfecção, de acordo com observações já feitas emlaboratório (dados não publicados). Considerando-seque o teste em casa-de-vegetação foi avaliado com 12dias, sendo três dias a mais que o teste em laboratório,é provável que a concentração de JIs naquela condiçãotenha aumentado mais que nesta última, em decorrênciada reprodução no hospedeiro, resultando em maioresníveis de infecção. O mesmo não foi verificado paraH. indica IBCB-n5, já que o nematóide se comportouda mesma forma nos dois experimentos, não havendoincremento na taxa de mortalidade em função dotempo. O aumento da população no ambienteresultante da reprodução no hospedeiro, verificado paraSteinernema sp. IBCB n-6, também foi verificado porLoya & Hower Jr. (2003) em estudo de laboratório com

Tabela 1 - Mortalidade média de larvas do bicudo da cana-de-açúcar expostas a Heterorhabditis indica IBCB-n5 e Steinernema sp. IBCB-n6, em laboratório (T = 25 ± 1 ºC, UR = 70 ± 10% e fotofase de 12 horas).

*Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade.

Tratamentos % mortalidade total *

Testemunha 24 a

H. indica (2,4 JI/ cm2) 44 a b

H. indica (12 JI/ cm2) 72 b c

H. indica (60 JI/ cm2) 96 c

Steinernema sp. (2,4 JI/ cm2) 48 a b

Steinernema sp. (12 JI/ cm2) 60 b

Steinernema sp. (60 JI/ cm2) 56 b

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Figura 2 - Mortalidade corrigida (Abbott) de larvas do bicudo da cana-de-açúcar, Sphenophorus levis, expostas a Heterorhabditis indica IBCB-n5 (H) e Steinernema sp. IBCB-n6 (S), nas dosagens de 2,4; 12 e 60 juvenis infectivos (JI) por cm2 em casa-de-vegetação. Centro ExperimentalCentral do Instituto Biológico, Campinas (SP), Brasil (temperaturas entre 22 e 28 ºC).

0

10

20

30

40

50

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70

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Test. H 2,4 H 12 H 60 S 2,4 S 12 S 60

Mor

talid

ade

corr

igid

a(%

)

Tratamentos

Tabela 2 - Mortalidade média de larvas do bicudo da cana-de-açúcar, Sphenophorus levis, expostas a Heterorhabditis indica IBCB-n5 eSteinernema sp. IBCB-n6, em casa-de-vegetação, no Centro Experimental Central do Instituto Biológico, Campinas (SP), Brasil (temperaturasentre 22 e 28 ºC).

*Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade.

Tratamentos % mortalidade total *

Testemunha 35 a

H. indica (2,4 JI/ cm2) 62,5 b

H. indica (12 JI/ cm2) 77,5 b c

H. indica (60 JI/ cm2) 90 c

Steinernema sp. (2,4 JI/ cm2) 80 b c

Steinernema sp. (12 JI/ cm2) 82,5 b c

Steinernema sp. (60 JI/ cm2) 82,5 b c

H. bacteriophora para controle de larvas do curculionídeoSitona hispidulus Fabricius, 1777.

A pequena resposta na mortalidade do inseto emfunção do aumento da dosagem de Steinernema sp.IBCB-n6, observada nos testes de laboratório e casa-de-vegetação, tem sido também verificada em testescom nematóides entomopatogênicos para o controlede outras espécies de insetos. Rosales & Suárez (1998),em condições de laboratório, avaliando diferentes dosesdos isolados HV1 e HV5 de Heterorhabditis sp. contraadultos da broca-da-bananeira, Cosmopolites sordidusGermar, 1824 (Curculionidae), não registraram

aumento na taxa de mortalidade do inseto em funçãodo aumento das dosagens de 20.000 para 25.000 JI porml, com taxas de mortalidade de 63 e 63,33 % para oisolado HV1, e 70 e 60% para o isolado HV5,respectivamente. H. indica IBCB-n5, avaliado emcondições de campo para o controle de ninfas dacigarrinha-da-raiz da cana-de-açúcar Mahanarvafrimbriolata Stal, 1854 (Cercopidae), proporcionou níveisde controle variáveis de 66 a 73% quando aplicado soba palhada, ao lado das plantas, nas dosagens de 6,6 x107 a 3,3 x 109 JI por ha (Leite et al., 2005). Avaliando-se H. bacteriophora contra o cercopídeo Aeneolamia varia

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(Fabricius) em condições de campo, também foiobservada uma pequena resposta nas taxas demortalidade de ninfas do inseto em função do aumentodas dosagens, com médias de 75,3, 75,4 e 71,4 % paraas concentrações de 50, 75 e 100 x 106 de nematóidespor ha, respectivamente (Ferrer et al., 2004). A razãopara essa pequena resposta na mortalidade do insetoainda não é bem conhecida, porém pode estarrelacionada ao fato de o nematóide ser mais atraídopara insetos previamente infectados pela mesmaespécie. O pouco conhecimento da interação entre JI eo hospedeiro dificulta a interpretação da dinâmica deinfecção causada pelos nematóides entomopatogênicos(Lewis et al., 2002).

Os nematóides H. indica IBCB-n5 e Steinernema sp.IBCB-n6 reproduziram-se dentro das larvas infectadasde S. levis, sendo que o número de juvenis infectivosemergidos por larva do inseto foi bastante superior paraa primeira espécie de nematóide, com uma média de48.602 indivíduos, comparada à segunda, com médiade 8.952 indivíduos, havendo diferença significativaentre os mesmos (P < 0,001) (Tabela 3). A menorprodução de juvenis infectivos para Steinernema sp.IBCB-n6 pode ser devida ao maior tamanho dessenematóide comparado a H. indica IBCB-n5, o queresulta em limitações de espaço e alimento nohospedeiro, acarretando na geração de um menornúmero de descendentes (Leite et al., 2003). A produçãodesses nematóides em larvas de S. levis pode serconsiderada baixa, se comparada à produção obtidacom outros hospedeiros, podendo alcançar 200.000 JIpor inseto usando-se larvas de G. mellonella (Dutky etal., 1964). No entanto, essa baixa produção de JI obtidosnas larvas do inseto pode ser a fonte que assegura areciclagem e persistência desse agente no campo (Kaya,1990).

Steinernema sp. IBCB-n6, embora promova pequenoaumento na mortalidade de larvas em função doaumento das dosagem, acarreta mortalidade do insetobastante elevada já na menor dosagem, pouco superioràquela obtida com a dosagem intermediária do H. indica,e sem diferir significativamente da maior (P = 0,587).Portanto, Steinernema sp. IBCB n-6 apresenta-se comomais adequado para uso no controle do bicudo da cana-de-açúcar, comparado com H. indica IBCB-n5.

Como dito, para Steinernema sp. IBCB-n6 obteve-seuma produção de JI por larva cinco vezes menorquando comparada à determinada para H. indica IBCB-n5. Entretanto, os nematóides produzidos porSteinernema sp., embora em menores concentrações,foram capazes de causar mortalidade do inseto umpouco mais elevada, conforme verificado no teste emcasa-de-vegetação. Os dados indicam que Steinernemasp. IBCB-n6 é mais adequado para ser testadofuturamente em campo visando ao controle de larvasde S. levis, podendo inclusive ser utilizado na menordosagem avaliada (2,4 JI/ cm2), já que não se verificaramdiferenças significativas em relação às outras. Apropósito, estudos de campo já estão sendo conduzidoscom a finalidade de avaliar a eficiência dessesnematóides no controle da praga.

AgradecimentosAo Centro de Tecnologia Canavieira-Piracicaba e à

Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de SãoPaulo (FAPESP).

Literatura CitadaABBOTT, W.S. 1925. A method of computing the

efectiveness of an inseticide. Journal of EconomicEntomology, 18: 265-267.

ALMEIDA, L.C. 2005. Bicudo da Cana-de-Açúcar. Centrode Tecnologia Canavieira, Piracicaba. (Boletim Técnico)

Tabela 3 - Número de juvenis infectivos de Heterorhabditis indica IBCB-n5 e Steinernema sp. IBCB-n6 produzidos por larva de Sphenophoruslevis (T = 25 ± 1 ºC, UR = 70 ± 10% e fotofase de 12 horas).

*Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. **Valores máximo e mínimo.

Nematóide Número de larvas Média de juvenis infectivos Máx ** Mín* *produzidos por larva *

H. indica 11 48.602 a 72.856 10.547

Steinernema sp. 9 8.952 b 12.566 3.254

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ALVES, S.B. 1998. Controle Microbiano de Insetos.Fundação de Estudos Agrários Luiz de Queiroz,Piracicaba, 1.163 p.

CABANILLAS, H.E. 2003. Susceptibility of the boll weevilto Steinernema riobrave and other entomopathogenicnematodes. Journal of Invertebrate Pathology, 82: 188-197.

DEGASPARI, N., P.S.M. BOTELHO, L.C. ALMEIDA &H.J. CASTILHO. 1987. Biologia de Sphenophorus levisVaurie, 1978 (Coleoptera: Curculionidae), em dietaartificial e no campo. Pesquisa Agropecuária Brasileira,22: 553-558.

DUNCAN, L.W., D.C. DUNN, G. BAGUE & K.B.NGUYEN. 2003. Competition betweenentomopathogenic and free-living bacterivorousnematodes in larvae of the weevil Diaprepes abbreviatus.Journal of Nematology, 35: 187-193.

DUTKY, S.R., S.W. MAC COY & G.E. CANTWELL. 1964.A technique for the mass propagation of DD-136nematode. Journal of Insect Pathology, 6: 417-422.

FERRAZ, L. C. C. B. 1998. Nematóides entomopatogênicos.In: ALVES, S.B. (ed). Controle Microbiano de Insetos.Fundação de Estudos Agrários Luiz de Queiroz,Piracicaba, p. 541-569.

FERRER, F., M. ARIAS, A. TRELLES, G. PALENCIA, J.M.NAVARRO & R. COLMENAREZ. 2004. Posibilidadesdel uso de nematodos entomopatógenos para controlde Aeneolamia varia en caña de azúcar. Manejo Integradode Plagas y Agroecología, 72: 39-43.

GALLO, D., O. NAKANO, S. SILVEIRA NETO, R.P.L.CARVALHO, G.C. BAPTISTA, E. BERTI FILHO,J.R.P. PARRA, R.A. ZUCCHI, S.B. ALVES, J.D.VENDRAMIM, L.C. MARCHINI, J.R.S. LOPES & C.OMOTO. 2002. Entomologia Agrícola. Fundação deEstudos Agrários Luiz de Queiroz, Piracicaba.

HOMINICK, W. M. 2002. Biogeography. In: GAUGLER,R. (ed). Entomopathogenic Nematology. RutgersUniversity, New Jersey, p. 115-143.

KAYA, H.K. 1990. Soil ecology. In: GAUGLER R. & H.K.KAYA (ed). Entomopathogenic Nematodes inBiological Control. CRC Press, Boca Raton, p. 93-115.

LEITE, L.G., L.A. MACHADO, M.M. AGUILLERA,R.C.D. RODRIGUES & A.S. NEGRISOLI Jr. 2003.Patogenicidade de Steinernema spp. e Heterorhabditis sp.(Nematoda: Rhabditida) a ninfas da cigarrinha da raizda cana-de-açúcar (Mahanarva fimbriolata). Revista deAgricultura, 78: 139-148.

LEITE, L.G., L.A. MACHADO, R.M. GOULART, F.M.TAVARES & A. BATISTA FILHO. 2005. Screening ofentomopathogenic nematodes (Nemata: Rhabditida)and the efficiency of Heterorhabditis sp. against thesugarcane root splittlebug Mahanarva fimbriolata (Fabr.)(Hemiptera: Cercopidae). Neotropical Entomology, 34:785-790.

LEWIS, E.E., B. BARBAROSA & R. GAUGLER. 2002.Mating and sexual communication of Steinernemacarpocapsae (Nemata: Steinernematidae). Journal ofNematology, 34: 328-331.

LOYA, L.J. & A.A. HOWER JR.. 2003. Infectivity andreproductive potencial of the Oswego strain ofHeterorhabditis bacteriophora associated with life stages ofthe clover root curculio, Sitona hispidulus. Journal ofInvertebrate Pathology, 83: 63-72.

MACHADO, L.A. 1988. Criação de insetos em laboratóriopara utilização em pesquisas de controle biológico. In:CRUZ, B.B. (ed). Pragas das Culturas e ControleBiológico. Fundação Cargill, Campinas, p. 8-35.

MCCOY, C.W., D.I. SHAPIRO-ILAN, L.W. DUNCAN &K.B. NGUYEN. 2000. Entomopathogenic nematodesand other natural enemies as mortality factors for larvaeof Diaprepes abbreviatus (Coleoptera: Curculionidae).Biological Control, 19: 182-190.

PRECETTI, A.A.C. & F.O. TERÁN. 1983. Gorgulhos dacana-de-açúcar, Sphenophorus levis Vaurie, 1978 eMetamasius hemipterus (L., 1765) (Col., Curculionidae). In:Cooperativa Central dos Produtores de Açúcar e Álcooldo Estado de São Paulo (ed.). Reunião TécnicaCopersucar, Piracicaba, p. 32-37.

PRECETTI, A.A.C. & E.A. ARIGONI. 1990. Aspectosbioecológicos e controle do besouro Sphenophorus levisVaurie, 1978 (Coleoptera, Curculionidae) em cana-de-açúcar. In: Cooperativa de Produtores de Cana, Açúcare Álcool do Estado de São Paulo (ed). Boletim TécnicoCopersucar, p. 3-15.

ROSALES, L.C. & Z. SUÁREZ. 1998. Nematodosentomopatógenos como posibles agentes de control delgorgojo negro del plátano Cosmopolites sordidus (Germar1824) (Coleoptera: Curculionidae). BoletínEntomológico de Venezuela, 13: 123-140.

SHAPIRO-ILAN, D.I. & C.W. McCOY. 2000. Effects ofculture method and formulation on the virulence ofSteinernema riobrave (Rhabditida: Steinernematidae) toDiaprepes abbreviatus (Coleoptera: Curculionidae). Journalof Nematology, 32: 281-288.

SHAPIRO-ILAN, D.I., D.H. GOUGE & A.M.KOPPENHÖFER. 2002. Factors affecting commercialsuccess: case studies in cotton, turf and citrus. In:GAUGLER, R. (ed). Entomopathogenic Nematology.Rutgers University, New Jersey, p. 333-355.

SHAPIRO-ILAN, D.I.; R. STUART & C.W. McCOY. 2003.Comparison of beneficial among strains of theentomopathogenic nematode, Steinernema carpocapsae, forcontrol of Curculio caryae (Coleoptera: Curculionidae).Biological Control, 28: 129-136.

SMITH, K.A. 1994. Control of insect pests withentomopathogenic nematodes. Disponível em: <http://www.fftc.agnet.org/library/article/tb139a.html>acesso em: 21 set. 2005.

STUART, R.J., D.I. SHAPIRO-ILAN, R.R. JAMES, K.B.NGUYEN & C.W. McCOY. 2004. Virulence of newand mixed strains of the entomopathogenic nematodeSteinernema riobrave to larvae of the citrus root weevilDiaprepes abbreviatus. Biological Control, 30: 439-445.

WHITE, G.F. 1927. A method for obtaining infectivenematode larvae from culture. Science, 66: 302-303.

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João M. Charchar, Carlos A. Lopes, Valter R. Oliveira & Antônio W. Moita

20 Vol. 31(1) - 2007

Efeitos de Nematicidas Fumigantes e da Resistência de Genótipos nos Danos deMeloidogyne spp. e Ralstonia solanacearum em Batata


Embrapa Hortaliças, C. Postal 218, 70359-970, Brasília, (DF), Brasil.Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 30/11/2006. Aceito em 21/03/2007.

Resumo - Charchar, J.M., C.A. Lopes, V.R. Oliveira & A.W. Moita. 2007. Efeitos de nematicidas fumigantes e daresistência de genótipos nos danos de Meloidogyne spp. e Ralstonia solanacearum em batata.

Os nematóides de galhas (Meloidogyne spp.) e a murcha bacteriana (Ralstonia solanacearum) podem ocorrer isoladosou simultaneamente em campos de batata, provocando sérios prejuízos, principalmente em cultivos de verãosujeitos a altas temperatura e umidade de solo. Com base em relatos de que a presença de Meloidogyne spp.favorece a infecção por R. solanacearum, este trabalho teve como objetivo avaliar o efeito da aplicação de nematicidasfumigantes na redução de incidência da murcha bacteriana em genótipos de batata com diferentes níveis deresistência aos nematóides e à bactéria. Foram avaliados os fumigantes brometo de metila, metam sódio e dazometno controle de M. incognita raça 1, de M. javanica e de R. solanacearum em solo argiloso de cerrado, naturalmenteinfestado com R. solanacearum raça 1, biovar 1, cultivado com diferentes genótipos de batata. Produtos nãofumigantes (aldicarb e carbofuran) foram também usados para fins de comparação. Os fumigantes nãoproporcionaram controle da murcha bacteriana em nenhum dos genótipos de batata avaliados. O clone RM9801-01 apresentou alto grau de resistência à murcha bacteriana, com 70% de sobrevivência das plantas, comparadoscom 100% de plantas afetadas das cultivares Achat (resistência intermediária) e Bintje (suscetível). O clone RM9801-01 foi também altamente resistente a Meloidogyne spp. Entretanto, o controle dos nematóides não teve efeito sobrea murcha bacteriana em genótipos com diferentes níveis de resistência à doença, indicando que, sob alta pressãodo inóculo de R. solanacearum no campo, o controle de nematóides não reduz a incidência de murcha bacteriana,embora o uso de cultivar resistente ainda seja recomendado no controle integrado de nematóides de galhas versusmurcha bacteriana nos campos de batata.Palavras-chaves: Solanum tuberosum, nematóides de galhas, murcha bacteriana, controle químico.

Summary - Charchar, J.M., C.A. Lopes, V.R. Oliveira & A.W. Moita. 2007. Effects of fumigant nematicides andgenotype resistances on the damages of Meloidogyne spp. and Ralstonia solanacearum in potato.

Root-knot nematodes (Meloidogyne spp.) and the bacterial wilt caused by Ralstonia solanacearum can occur separatelyor simultaneously in potato field, causing severe damage mainly in the summer growing season, when soiltemperature and humidity are high. Based on reports indicating that Meloidogyne species favor the infection of R.solanacearum, the objective of this paper was to evaluate the effect of fumigant nematicides (methyl-bromide,metham-sodium and dazomet) in reducing the attack of M. incognita race 1 and M. javanica, and its consequenceon the incidence of bacterial wilt on potato genotypes grown in a cerrado clay soil naturally infested with race 1,biovar 1 of R. solanacearum. Nonfumigant nematicides (aldicarb and carbofuran) were used for comparison. Noneof the nematicides resulted in bacterial wilt control in any of the genotypes. Seventy percent of the potato cloneRM9801-01 plants survived in the field, compared with no survival on ‘Achat’ (intermediate resistant) or ‘Bintje’(susceptible). Potato clone RM9801-01 showed also high resistance to Meloidogyne spp. However, controllingMeloidogyne spp. did not decrease bacterial infection incidence, indicating that, under high R. solanacearum pressure,

ARTIGO

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Efeitos de Nematicidas Fumigantes e da Resistência de Genótipos nos Danos de Meloidogyne spp. e Ralstonia solanacearum em Batata


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IntroduçãoA interação da população mista de Meloidogyne

incognita (Kofoid & White) Chitwood e M. javanica(Treub) Chitwood com Ralstonia solanacearum (Smith)Yabuuchi, Kosako, Yano, Hotta & Nishiuchi na batata(Solanum tuberosum L.) está bem documentada naliteratura (Johnson & Powell, 1969; Feldmesser & Goth,1970; Stevenson et al., 2001). Esta interação foi melhorentendida quando Suatmadji (1986) comprovou queferimentos causados por nematóides nas raízes servemnão somente para a entrada da bactéria, mas tambémprovocam a exsudação de substâncias nutricionalmenteimportantes para o desenvolvimento de váriosmicrorganismos fitopatogênicos.

Os nematóides do gênero Meloidogyne causam galhasque depreciam os tubérculos para comercialização econsumo (Charchar & Buso, 1996; Charchar, 1997),enquanto que a bactéria R. solanacearum causa sintomastípicos de murcha e podridão vascular (Lopes, 2005).O controle das duas doenças é muito difícil, pois nãohá níveis de resistência suficientes nas cultivaresadotadas pelos produtores de batata no Brasil. Ocontrole químico só é conseguido, no caso dosnematóides, às custas de aplicações intensivas denematicidas (Charchar et al., 2003). O complexo de R.solanacearum com Meloidogyne spp. em batata foiparcialmente controlado com a aplicação de nematicidasfumigantes (Weingartner & Shumaker, 1990). Acloropicrina foi mais eficiente no controle da interaçãoem batata e fumo, enquanto que DD, metam sódio,1,3-D e EDB controlaram parcialmente a bacterioseem batata e tomate nos EUA e na Índia (Jones et al.1966; Weingartner & Shumaker, 1990).

A ocorrência da mistura populacional de M. incognitaraça 1 e M. javanica com R. solanacearum é comum emsolos tipicamente argilosos de cerrado no DistritoFederal e Goiás, com maiores danos incidindo noperíodo chuvoso de verão (novembro a março), quando

a umidade e a temperatura do solo são elevadas(Charchar, 1995). Ocorrência da murcha bacterianaisoladamente ou combinada com a infecção pornematóides refletem em danos econômicos altos,implicando muitas vezes a perda total da cultura nocampo (Charchar et al., 2005).

O objetivo deste trabalho foi avaliar, em soloargiloso de cerrado, o efeito dos fumigantes brometode metila, metam sódio e dazomet no controle docomplexo Meloidogyne incognita raça 1 e M. javanica, e seusefeitos na redução de incidência da murcha bacterianaem campos de batata.

Material e MétodosOs experimentos foram instalados em áreas

contíguas no campo da Embrapa Hortaliças em Brasília(DF). O solo das áreas foi classificado como LatossoloVermelho Escuro (LVE), textura argilosa, com 20%de areia, 15% de silte, 65% de argila e pH 5,9.

As áreas foram inicialmente infestadas com apopulação mista de Meloidogyne incognita raça 1 e M.javanica, pelo plantio de quiabeiro ‘Santa Cruz 47’, muitosuscetível às duas espécies de nematóide. O plantio foifeito no espaçamento de 0,50 x 0,50 m e as plantasinoculadas com 10 ml da suspensão contendo 6.000ovos e juvenis de segundo estádio (J2) dos nematóides,em partes iguais por planta, aos 30 dias após agerminação no campo.

Antes da infestação artificial das áreas pelosnematóides, procedeu-se à uniformização das parcelasexperimentais com R. solanacearum, caracterizada comoraça 1, biovar 1, pelo cultivo prévio da cultivar suscetívelBintje, pois as duas áreas experimentais possuíamhistóricos anteriores de ocorrência da murchabacteriana.

Nas áreas infestadas com os três patógenos,instalaram-se dois experimentos, um para avaliação dareação de genótipos aos nematóides e a murcha

controlling root knot nematodes is not enough to control potato bacterial wilt in cerrado clay soils, although theuse of resistant cultivar is still being recommended for the integrated control of root-knot nematodes versusbacterial wilt in potato fields.Keywords: Solanum tuberosum, root-knot nematodes, bacterial wilt, chemical control.

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bacteriana e outro para avaliação do efeito defumigantes no controle dos patógenos:

1) Avaliação da reação de genótipos. Foramavaliados 20 genótipos, sendo 11 clones originados doCentro Internacional de La Papa (CIP) comcaracterísticas de resistências aos nematóides de galhase à murcha bacteriana (RM9801-01, RM9802-01,RM9803-01, RM9806-01, RM9817-01, RM9817-02,RM9817-03, RM9817-04, RM9817-05, RM9817-06 eRM9837-01) e nove cultivares (Achat, Aracy, Asterix,Atlantic, Bintje, Canoinhas, Delta-S, Jette-Bintje eMonalisa).

2) Avaliação do efeito de fumigantes. Foramplantados três genótipos, o clone RM9801-01 e ascultivares Achat e Bintje, previamente identificadoscomo resistente, moderadamente resistente e suscetível,respectivamente, aos nematóides e à murcha bacteriana(Charchar et al., 2005; Lopes, 2005). Aplicaram-se osfumigantes brometo de metila, metam sódio e dazometcomo tratamentos nas parcelas, com doses de 450 kg/ha, 100 l/ ha e 100 kg/ ha do produto comercial,respectivamente. Dois nematicidas não fumigantes(aldicarb 40 kg/ ha e carbofuran 80 kg/ ha) foramusados para comparação. Parcelas sem aplicação denematicida foram mantidas como testemunhas.

Após a aplicação dos fumigantes, as parcelas foramcobertas com plástico preto por cinco dias pararetenção dos gases tóxicos aos nematóides, comexceção das parcelas com brometo de metila, em que oplástico foi colocado anteriormente à aplicação doproduto. Aos 10 dias após a retirada do plástico dasparcelas, foram plantados os genótipos de batata. Osnematicidas aldicarb e carbofuran foram aplicados nosulco das parcelas no momento de plantio dosgenótipos.

Nos dois experimentos, ambos com quatrorepetições, instalaram-se parcelas de 3,0 x 0,80 m. Odelineamento experimental para ambos osexperimentos foi de bloco ao acaso, sendo que noexperimento com fumigantes utilizou-se o arranjofatorial (produtos químicos versus genótipos de batata).

A adubação dos dois experimentos foi feita pelaaplicação de 300 gramas de NPK 10-10-10 por metrode sulco no plantio e 100 gramas de sulfato de amôniopor metro de sulco, aos 30 dias após o plantio, naamontoa. A temperatura do solo foi monitorada por

termógrafo automático com dois sensores enterradosa 20 cm de profundidade distanciados em 10 m, emcada área experimental. A irrigação dos doisexperimentos foi por aspersão.

A extração dos nematóides para as estimativas daspopulações inicial (Pi) e final (Pf) nos dois experimentosbaseou-se na coleta de amostras de 2 kg de solo decinco pontos distintos por parcela. Porções de 200 mlde solo foram retiradas das amostras homogeneizadasde 2 kg para determinação das Pi e Pf dos nematóidesusando, respectivamente, os processos de Flegg &Hooper (1970) e de Jenkins (1964). O fator dereprodução (FR) dos nematóides nos doisexperimentos foi obtido pela relação Pf/ Pi em cadaparcela.

A infecção pela população mista de Meloidogyne spp.foi avaliada com base na presença de galhas nostubérculos de tamanho comercial (tubérculos com 12cm de comprimento ou superior), separando-os emtrês categorias: 1) tubérculos comerciais com infecção(com galhas); 2) tubérculos comerciais sem infecção(sem galhas); e 3) tubérculos refugos (menor de 12 cmde comprimento). O peso de tubérculos com galhasfoi adicionado ao peso de tubérculos sem galhas paraobtenção da produção total de tubérculos comerciaisem cada parcela. A infecção de tubérculos comerciaisem percentagem por parcela foi calculado pela divisãoda massa de tubérculos comerciais com galhas pelamassa total de tubérculos produzidos (x 100).

A infecção de R. solanacearum, em ambos osexperimentos, foi avaliada pela incidência de plantascom sintoma de murcha em percentagem (%),considerando na contagem somente plantas com maisde 50 % das folhas com murcha irreversível.

Resultados e DiscussãoA temperatura do solo a 20 cm de profundidade

flutuou de 22,7 a 31,5 ºC durante o períodoexperimental nos dois experimentos de campo,condição que foi muito favorável à manifestação desintomas das doenças, em especial da murchabacteriana, em virtude da alta densidade de inóculo deR. solanacearum nas duas áreas experimentais.

No experimento 1 (avaliação da reação degenótipos), somente o clone RM9801-01 foiconsiderado resistente à murcha bacteriana na presença

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das duas espécies de Meloidogyne. A mortalidade deplantas desse genótipo foi de 30 % quando mantidoem campo por 110 dias. Como não houve infecçãopor nematóides em tubérculos comerciais dessegenótipo, conclui-se que possui também alto nível deresistência à população mista de M. incognita raça 1 e M.javanica, considerando que as condições de cultivo desteclone, época de verão quente e úmido no DistritoFederal, foram altamente favoráveis ao aparecimentode galhas (Tabela 1).

A resistência de RM9801-01 à R. solanacearum foiobservada nos dois experimentos, considerando que

cerca de 70 % das plantas deste clone sobreviveu aoataque da bactéria quando mantido no campo até ofinal do ciclo de 110 dias (Tabelas 1 e 2). Em genótiposmais precoces (RM9803-01, RM9806-01, RM9817-01,RM9817-03, RM9817-06, RM9837-01, Achat, Asterix,Delta-S e Monalisa), que morreram pela ação da bactériaaos 70 dias, ainda foi possível visualizar poucas galhasdos nematóides em tubérculos comerciais (Tabela 1).

Os genótipos mais suscetíveis à murcha bacteriana,que morreram precocemente aos 40 dias (clonesRM9802-01, RM9817-02, RM9817-04 e RM9817-05 ecultivares Aracy, Atlantic, Bintje, Jette-Bintje e

Tabela 1 - Reação de genótipos de batata à mistura populacional de Meloidogyne incognita raça 1, M. javanica e Ralstonia solanacearum, emcondições de campo, Brasília (DF).

*Médias seguidas da mesma letra na coluna não diferem estatisticamente pelo teste Tukey a 5% de probabilidade.1(FR=Pf/ Pi) - fator de reprodução dos nematóides, calculado pela razão entre população final (Pf) dos nematóides obtida na colheita dos genótipos ea população inicial (Pi) dos nematóides obtida no plantio dos genótipos de batata.2Clone resistente às infecções por Meloidogyne spp. e a R. solanacearum.3Genótipos mortos por Ralstonia aos 70 dias após o plantio, com produção de tubérculos.4(-)Genótipos mortos por Ralstonia aos 40 dias após o plantio, sem produção de tubérculo. Valores referentes aos genótipos que morreram precocementeaos 40 dias, não foram incluídos no cálculo da média.

Clones e cultivares Fator de reprodução (FR)1 Produtividade de Infecção de tubérculos Plantas mortas porde batata de Meloidogyne(Pf/ Pi)* tubérculos(t/ ha)* por Meloidogyne (%)* Ralstonia (%)*

RM9801-012 1,5 a 9,6 ab 0,0 b 30,0 b

RM9803-013 1,2 a 3,0 bc 100,0 a 100,0 a

RM9806-01 2,1 a 7,7 abc 100,0 a 100,0 a

RM9817-01 1,2 a 1,4 c 100,0 a 100,0 a

RM9817-03 1,4 a 2,6 bc 100,0 a 100,0 a

RM9817-06 1,1 a 1,0 c 100,0 a 100,0 a

RM9837-01 1,5 a 2,1 bc 100,0 a 100,0 a

Achat 1,5 a 3,9 abc 100,0 a 100,0 a

Asterix 1,1 a 11,7 a 100,0 a 100,0 a

Delta-S 1,0 a 2,1 bc 100,0 a 100,0 a

Monalisa 1,8 a 2,3 bc 100,0 a 100,0 a

RM9802-014 2,0 a - 4 - 100,0 a

RM9817-02 2,0 a - - 100,0 a

RM9817-04 1,3 a - - 100,0 a

RM9817-05 2,2 a - - 100,0 a

Aracy 1,6 a - - 100,0 a

Atlantic 2,4 a - - 100,0 a

Bintje 1,6 a - - 100,0 a

Jette-Bintje 2,8 a - - 100,0 a

Canoinhas 2,1 a - - 100,0 a

Média 1,4 4,3 90,9 93,6

C.V. (%) 35,3 66,7 0,1 2,1

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Tabela 2 - Efeitos de produtos fumigantes no controle da mistura populacional de Meloidogyne incognita raça 1, M. javanica e Ralstoniasolanacearum, em três genótipos de batata, Brasília (DF).

*Médias seguidas da mesma letra maiúscula na coluna e minúscula na linha não diferem estatisticamente pelo teste de Tukey a 5 % de probabilidade.**FR=Pf/ Pi - fator de reprodução dos nematóides determinado pela razão entre população final (Pf) dos nematóides obtida na colheita dos genótipose a população inicial (Pi) dos nematóides obtida no plantio dos mesmos.Testemunha, parcela sem aplicação de nematicida.1clone que sobreviveu ao ataque de Ralstonia até 110 dias no campo.2cultivar morta por Ralstonia aos 70 dias após o plantio, com produção de tubérculos.3cultivar morta por Ralstonia aos 40 dias após o plantio, sem produção de tubérculo.4(-) - plantas mortas por R. solanacearum aos 40 dias, sem produção de tubérculo comercial.5(dna) - dados não analisados pela impossibilidade da análise de variância.(sm) - tratamentos sem média por falta de dados.

Produtos Genótipos de batata*

Clone RM9801-011 Cultivar Achat2 Cultivar Bintje3 Média

Fator de reprodução dos nematóides (FR) =Pf/ Pi**Brometo de metila 1,3 1,8 1,7 1,6 AMetam sódio 1,7 1,1 1,9 1,6 ADazomet 2,4 1,4 1,1 1,6 AAldicarb 3,0 1,7 2,1 2,3 ACarbofuran 2,0 2,1 1,3 1,8 ATestemunha 1,5 1,5 1,6 1,5 A

Média 2,0 a 1,6 a 1,6 a -

C.V. (%) 38,5

Produtividade de tubérculos (t/ ha)Brometo de metila 11,3 A a 4,8 A b -4 5,4Metam sódio 9,3 AB a 4,7 A b - 3,0Dazomet 7,6 ABC a 7,3 A a - 5,0Aldicarb 5,2 BC a 3,3 A b - 1,7Carbofuran 4,1 C a 3,5 A b - 1,4Testemunha 9,6 AB a 3,9 A b - 6,7

Média 7,8 4,6 - -

C.V. (%) 49,8

Infecção por Meloidogyne spp. (%)Brometo de metila 0,0 0,0 dna5 - smMetam sódio 0,0 0,0 - smDazomet 0,0 16,0 - smAldicarb 0,0 100,0 - smCarbofuran 0,0 100,0 - smTestemunha 0,0 100,0 - sm

Média 0,0 52,7 - sm

C.V. (%) 0,1

Plantas mortas por Ralstonia solanacearum (%)Brometo de metila 26,7 100,0 100,0 75,6Metam sódio 33,3 100,0 100,0 77,8Dazomet 30,0 100,0 100,0 76,7Aldicarb 36,7 100,0 100,0 78,9Carbofuran 36,7 100,0 100,0 78,9Testemunha 30,0 100,0 100,0 76,7

Média 32,2 b 100,0 a 100,0 a -

C.V. (%) 5,9

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Canoinhas), não produziram tubérculos (Tabela 1).Teste anteriores realizados sem a presença da bactériamostraram que estes foram altamente suscetíveis aosnematóides, em condições de campo.

No Experimento 2 (avaliação do efeito defumigantes), onde os produtos fumigantes foramutilizados no controle dos patógenos, demonstrou-seque as aplicações de brometo de metila, metam sódio edazomet não foram efetivos no controle da murchabacteriana. Esta conclusão pode ser tomada com baseno resultado observado no clone resistente RM9801-01, que apresentou semelhante percentual de plantasmurchas ( 30 %), quando tratada ou não comfumigantes de solo (Tabelas 1 e 2). Não houve infecçãopor Meloidogyne spp. em tubérculos comerciais de‘RM9801-01’ nos cinco tratamentos com aplicação dosnematicidas, indicando que este clone é tambémresistente aos nematóides (Tabela 2).

As produtividades mais elevadas de tubérculoscomerciais de ‘RM9801-01’ foram obtidas com osprodutos químicos fumigantes, embora não tenhamdiferido estatisticamente da testemunha (semnematicida) (Tabela 2). A produtividade de ‘RM9801-01’ superou estatisticamente ‘Achat’ em todos ostratamentos, exceto no tratamento com dazomet ondeas produtividades dos dois genótipos foram idênticas(Tabela 2).

As produtividades de ‘RM9801-01’ nos doisexperimentos (avaliação da reação de genótipos eavaliação do efeito de fumigantes) foram semelhantes,mostrando a boa produtividade deste clone, mesmoconstatando a mortalidade de 30% de plantas pelamurcha bacteriana (Tabelas 1 e 2). O nível de resistênciaà murcha bacteriana do clone RM9801-01 tem sidoequivalente à resistência mostrada pelos melhoresclones que já vêm sendo selecionados na EmbrapaHortaliças com esta finalidade (Lopes et al., 1998).

O fato de 70 % das plantas de ‘RM9801-01 tersobrevivido por 110 dias e de 100 % das plantas de‘Achat’ ter morrido aos 70 dias, pode ter contribuídopara baixa performance em produtividade de ‘Achat’em relação a RM9801-01, já que em experimentosanteriores sem a presença da bactéria, ‘Achat’ foi sempremais precoce e mais produtiva que ‘RM9801-01’ (Lopes& Quezado-Soares, 1995).

A cultivar Bintje, que é mais tardia que ‘Achat’, nãosobreviveu à murcha bacteriana em nenhum dostratamentos, morrendo aos 40 dias após o plantio,portanto antes da formação de tubérculos,comprovando sua condição de alta suscetibilidade àmurcha bacteriana (Tabela 2).

O fator de reprodução (FR) dos nematóides nosdois experimentos permaneceu praticamente invariável,considerando o valor médio de FR = 1,4 noexperimento de avaliação de genótipos, em relação aoexperimento de avaliação do efeito de fumigantes, queapresentou FR médios de 2,0 em RM9801-01 e de 1,6em ‘Achat’ e ‘Bintje’ (Tabelas 1 e 2). A baixa variabilidadepopulacional dos nematóides nos dois experimentos,que manteve a homogeneidade dos FR, pode ter sidomais favorecido pelo ambiente (umidade e temperaturaelevadas no solo) que propriamente pela presença degenótipos hospedeiros no campo, já que, com exceçãode ‘RM9801-01’, os demais genótipos sobreviveram porno máximo 70 dias, no campo.

Weingartner & Shumaker (1990) relatam que R.solanacearum pode ser controlada por diversosfumigantes (cloropicrina, DD, 1,3-D, EDB, metamsódio e brometo de metila) na batata e outras culturasem solos arenosos. Nestas condições experimentais desolos argilosos, os fumigantes aparentementecontrolaram a infecção de Meloidogyne spp. nostubérculos de ‘RM9801-01 e de ‘Achat’, mas nãocontrolaram R. solanacearum em ambos os genótipos, jáque, em média, 30 % das plantas de ‘RM9801-01’ e100 % das de ‘Achat’ morreram pela infecção da bactéria(Tabela 2).

Sem dúvida, o menor índice de mortalidade dasplantas de ‘RM9801-01’ pela incidência da murchabacteriana pode ser atribuído à presença de genes deresistência genética a esta doença. O fato de a resistênciaser, pelo menos em parte, mediada pela resistência aosnematóides de galhas, não pode ser confirmado paraeste clone, já que não houve diferença entre os níveisde incidência da murcha bacteriana em plantas tratadasou não tratadas com fumigantes (Tabelas 1 e 2).

Na cultivar Achat, que apresenta resistênciamoderada a Meloidogyne spp. e a R. solanacearum (Charchar& Buso, 1996; Lopes et al., 1998), os nematóidesinfectaram 16 % dos tubérculos comerciais com a

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aplicação de dazomet e não foi possível observarsintomas dos nematóides com a aplicação de brometode metila e metam sódio. É possível que os dois últimostenham retardado por mais tempo à infecção deMeloidogyne spp. nos tubérculos comerciais de ‘Achat’(Tabela 2).

Portanto, observando que os produtos químicos nãocontrolaram 100 % os nematóides, visto que os FRmínimos de Meloidogyne spp. foram de 1,3 em ‘RM9801-01’ e de 1,1 em ‘Achat’, e que a aplicação dos fumigantesnão reduziu a incidência da murcha bacteriana em‘Achat’, conclui-se que, sob alta pressão do inóculo deR. solanacearum, o controle dos nematóides não ésuficiente para reduzir significativamente a incidênciaa bactéria.

Outra grande barreira no controle dos patógenosno período quente e úmido (época chuvosa) no DistritoFederal, é a presença do alto percentual de argila dossolos de cerrados (até 65 %) que dificulta muito a ação/difusão dos produtos químicos, inclusive de fumigantes(Charchar et al., 2005).

O clone RM9801-01 tem sido recomendado parauso como progenitor em cruzamentos nos programasde melhoramento genético da Embrapa Hortaliças, natentativa de selecionar cultivares com boascaracterísticas comerciais aliadas às resistências aMeloidogyne spp. e a R. solanacearum.

Literatura CitadaCHARCHAR, J.M. 1995. Meloidogyne em hortaliças. In:

CONGRESSO INTERNACIONAL DENEMATOLOGIA TROPICAL, XXVII, Rio Quente.Resumos, p. 149-153.

CHARCHAR, J.M. 1997. Nematóides fitoparasitasassociados à cultura da batata nas principais regiões deprodução do Brasil. Nematologia Brasileira, 21 (2): 49-60.

CHARCHAR, J.M. & J.A. BUSO. 1996. Reação de clones debatata à infecção por nematóides de galhas, misturapopulacional de Meloidogyne incognita raça 1 e M. javanica.Horticultura Brasileira, 14 (1): 81.

CHARCHAR, J.M., C.A. LOPES & A. REIS. 2005. Controlede nematóides das galhas (Meloidogyne spp.) em batata.

Embrapa Hortaliças, Brasília, 9 p. (Relatório Final deSubprojeto).

CHARCHAR, J.M., J. PACCINI NETO & F.A.S. RAGÃO.2003. Controle químico de Meloidogyne spp. em batata.Nematologia brasileira, 27 (1): 35-40.

FELDMESSER, J. & R.W. GOTH. 1970. Association ofroot-knot with bacterial wilt of potato. Phytopathology,60: 1014.

FLEGG, J.J. & D.J. HOOPER, 1970. Extraction of free-living stages from soil. In: Southey, J.F. (ed). LaboratoryMethods for Working with Plant and Soil Nematodes.Ministry of Agriculture, Fisheries and Food, London.

JENKINS, W.R., 1964. A rapid centrifugal flotationtechnique for separating nematode from soil. PlantDisease Reporter, 48: 692.

JOHNSON, H.A. & N.T. POWELL, 1969. Influence ofroot-knot nematodes on bacterial wilt development influe-cured tobacco. Phytopathology, 59: 486-491.

JONES, J.P., A.J. OVERMAN & C.M. GERALDSON. 1966.Effects of fumigants and plastic film on the control ofseveral soil-borne pathogens of tomato. Phytopathology,56: 929-932.

LOPES, C.A. 2005. Murchadeira da Batata. AssociaçãoBrasileira da Batata, Itapetininga, 66p.

LOPES, C.A., A.M. QUEZADO-SOARES, J.A. BUSO &P.E. MELO. 1998. Breeding for resistance to bacterialwilt of potatoes in Brazil. In: PRIOR, P., C. ALLEN &J. ELPHINSTONE (ed). Bacterial Wilt Disease -Molecular and Ecological Aspects. Spinger, Berlin, p.290-293.

LOPES, C.A. & A.M. QUEZADO-SOARES. 1995.Estabilidade da resistência da batata ‘Achat’ à murcha-bacteriana. Horticultura Brasileira, 13 (1): 57-58.

STEVENSON, W.R., R. LORIA; G.D. FRANC & D.P.WEINGARTNER. 2001. Compendium of PotatoDiseases. 2 ed. The American Phytopathological Society,Saint Paul, 106 p.

SUATMADJI, R.W. 1986. Complex deseases involvingnematodes and Pseudomonas solanacearum in potatoes inthe tropics and subtropics. In: PERSLEY, G.J. (ed).Bacterial Wilt Diseases in Asia and the South Pacific.INTERNATIONAL WORKSHOP HELD ATPCARRD, XIII, Los Baños (Filipinas). ACIARProceeding 1985, p. 120-125.

WEINGARTNER, D.P. & J.R. SHUMAKER, 1990. Effectsof soil fumigants and Aldicarb on bacterial wilt and root-knot nematodes in potato. Journal of Nematology, 22(4S): 681-688.

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Proteção de Tomateiro a Meloidogyne incognita pelo Extrato Aquoso de Tagetes patula


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Proteção de Tomateiro a Meloidogyne incognita peloExtrato Aquoso de Tagetes patula

Gilmar Franzener1, Alexandra S. Martinez-Franzener1, José R. Stangarlin1,Cléber Furlanetto1 & Kátia R.F. Schwan-Estrada2

1Universidade Estadual do Oeste do Paraná, Centro de Ciências Agrárias, Rua Pernambuco 1777,C. Postal 1008, 85960-000, Marechal Cândido Rondon (PR), Brasil.

2Universidade Estadual de Maringá, Departamento de Agronomia, Av. Colombo 5790,87020-900, Maringá (PR), Brasil.



Resumo – Franzener, G., A.S. Martinez-Franzener, J.R. Stangarlin, C. Furlanetto, K.R.F. Schwan-Estrada. 2007.Proteção de tomateiro a Meloidogyne incognita pelo extrato aquoso de Tagetes patula.

O objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito protetor do extrato aquoso (EA) de Tagetes patula em tomateiro aMeloidogyne incognita. Os EA de flores, folhas e raízes foram obtidos por infusão na proporção de 50 gramas dematerial vegetal desidratado em 1.000 ml de água destilada. O EA foi testado in vitro sobre ovos e juvenis desegundo estádio (J2) de M. incognita sem diluição e diluído nas proporções de 1:1, 1:2, 1:3 e 1:4 (extrato:água, v:v)e em plantas inoculadas de tomateiro cv. Santa Cruz Kadá cultivadas em vasos, sem diluição e diluído 1:1 In vivo,os EAs foram aplicados na parte aérea, no solo ou em ambos, semanalmente até oito semanas, no transplante(uma semana antes da inoculação), na inoculação e uma semana após a inoculação. Os EAs de flores, folhas eraízes inibiram a eclosão e a motilidade, e causaram mortalidade de J2 in vitro. Maior efeito nematicida foi obtidocom extrato de raiz que promoveu a mortalidade de até 68% dos J2. Em plantas de tomateiro não foram obtidosresultados expressivos com apenas uma aplicação de EA. Aplicações semanais promoveram efeito positivo nodesenvolvimento das plantas e negativo na formação de galhas e na população do nematóide. Melhores resultadosforam obtidos pelo EA de flor, seguido de folhas e menores ou nenhum com EA de raiz. O EA de flor semdiluição inibiu em até 62,2% a formação de galhas e 61,5 e 52,8% o número de J2 no solo e de ovos nas raízes,respectivamente. Aplicações no solo e na parte aérea apresentaram resultados semelhantes. Os resultadosdemonstraram o potencial do EA de T. patula, sobretudo de flores, em proteger tomateiro a M. incognita, e que,possivelmente, além de efeito nematicida e/ou nematostático, envolve o aumento da resistência das plantas aonematóide.Palavras-chaves: resistência induzida, Lycopersicon esculentum, cravo-de-defunto, nematóide de galhas.

Summary - Franzener, G., A.S. Martinez-Franzener, J.R. Stangarlin, C. Furlanetto, K.R.F. Schwan-Estrada. 2007.Protection of tomato plants by Tagetes patula aqueous extract against Meloidogyne incognita.

The aim of this work was evaluate the potential of the aqueous extract (AE) of Tagetes patula against Meloidogyneincognita in tomato plants. The AE of flowers, leaves and roots were obtained by infusion in the proportion of 50grams of dehydrated material in 1,000 ml of distilled water. They were tested in vitro on eggs and second-stagejuveniles (J2) of M. incognita without dilution and diluted 1:1, 1:2, 1:3 and 1:4 (extract:water, v:v) and in plants oftomato cv. Santa Cruz Kadá cultivated in pots, without dilution and diluted 1:1. For in vivo assays, the AE weresprayed on the leaves, soil or both, and weekly during eight weeks, at the transplanting (one week before inoculation),and together or one week after inoculation. The AE of flowers, leaves and roots inhibited the hatching, themobility, and caused mortality of J2 in vitro. Greater nematicide effect was obtained with roots extract, which

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Gilmar Franzener, Alexandra S. Martinez-Franzener, José R. Stangarlin, Cléber Furlanetto & Kátia R.F. Schwan-Estrada

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IntroduçãoA cultura do tomateiro (Lycopersicon esculentum Mill.),

além de estar sujeita a várias doenças que podem limitara sua produção, é hospedeira de dezenas de espéciesde nematóides. Embora vários gêneros de nematóidespossam infectar as raízes de tomateiro, são as espéciesdo gênero Meloidogyne Goeldi que têm provocado asmaiores perdas à tomaticultura no Brasil (Lopes &Santos, 1994). Têm sido constatadas no Brasil seisespécies de Meloidogyne em tomateiros, compredominância de M. incognita (Kofoid & White)Chitwood e M. javanica (Treub) Chitwood (Campos,2000). O controle de fitonematóides é uma tarefa difícil.Geralmente o produtor precisa conviver com opatógeno através do manejo dos níveis populacionaisno solo (Ferraz & Valle, 2001).

A rotação de culturas com plantas com efeitoantagônico a determinadas espécies de nematóidesconstitui um dos métodos mais promissores de controlede tais organismos (Mauch & Ferraz, 1996). Estasplantas podem produzir metabólitos com propriedadesnematicidas, após a penetração de fitonematóides, oupodem possuir tais compostos constitutivamente(Cunha et al., 2003; Pérez et al., 2003).

Entre as espécies com efeito antagônico anematóides, as do gênero Tagetes estão entre as maisestudadas, sendo particularmente eficientes no controlede Pratylenchus spp. e Meloidogyne spp., embora sejamtambém eficientes no controle de outros nematóides(Ferraz & Valle, 2001). Tagetes patula L., T. erecta L. e T.minuta L. são as três espécies mais utilizadas naspesquisas de controle de nematóides, sendo que T. patulageralmente se mostra mais eficiente (Ferraz & Valle,2001).

A ação supressiva de Tagetes spp. sobre

fitonematóides é atribuída a presença dos compostosnematicidas α-tertienil e derivados desses compostosnas raízes dessas plantas. No entanto, compostos comatividade nematicida podem ser encontrados em outraspartes da planta (Jacobs et al., 1995) e seu conteúdopode alterar com o desenvolvimento da mesma. Assim,vários trabalhos com Tagetes têm sido direcionados paraestudos in vitro (Loíza et al., 1996) ou cultivo e/ouincorporação ao solo desta planta para o controle denematóides (Ploeg, 2000; El-Hamawi et al., 2004).

Uma das formas de controle de fitopatógenos quetem merecido bastante atenção nos últimos anos é aindução de resistência. Contudo, a grande maioria dostrabalhos nesta área está relacionada apenas às doençasfoliares (Silva, 2003). Pouca atenção tem sidodirecionada a possibilidade de indução de resistênciano sistema radicular. Embora vários pesquisadoresrelatem o amplo espectro de ação da resistênciainduzida, são escassos os relatos em literatura quecomprovem a eficácia de indutores no manejo defitonematóides (Silva, 2003).

Silva et al. (2004) avaliaram o efeito do indutor deresistência acibenzolar-S-metil (ASM) no patossistemaMeloidogyne incognita x tomateiro. O ASM quandoaplicado previamente à inoculação através depulverização ou irrigação, promoveu reduçõessignificativas no número de galhas, massas de ovos eovos por grama de raiz em relação à testemunha cultivarSanta Clara. Resultados semelhantes foram obtidos comesse produto em plantas de soja contra M. javanica eHeterodera glycines (Hoffmann & Cardoso, 2005).

Lopes et al. (2004) também observaram redução donúmero de galhas de M. incognita em raízes de plantasde tomateiro que tiveram a parte aérea pulverizada comextratos aquosos de folhas e sementes de mucuna preta

promoted mortality up to 68% of J2. In tomato plants, results were not satisfactory with only one application ofAE. Weekly applications promoted plant development and decreased galling and the nematode population. Greatereffect was obtained by flower AE application, followed by leaves. Slight or non effect was observed by root AE.Flower AE without dilution inhibited galling up to 62.2% and decreased 61.5 and 52.8% the number of J2 in thesoil and eggs in the roots, respectively. Applications on the soil or leaves presented similar results. These resultsdemonstrated the potential of T. patula AE, mainly of flowers, to protect tomato plants against M. incognita.Furthermore, it was hypothesized that induced resistance was involved in the responses observed.Key words: induced resistance, Lycopersicon esculentum, marigold, root-knot nematodes.

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(Mucuna pruriens var. utilis) e de folhas de manjericão(Ocimum basilicum).

Embora existam vários estudos de Tagetes spp. paracontrole de nematóides (Loíza et al., 1996; Ploeg, 2000;El-Hamawi et al., 2004), o emprego de extratos tem selimitado basicamente à estudos in vitro. São poucas asinformações da eficácia de extratos de Tagetes para ocontrole de fitonematóides em aplicações após aimplantação da cultura.

Diante disso, este trabalho teve por objetivo avaliaro efeito in vitro do extrato aquoso de T. patula sobreovos e juvenis de M. incognita, bem como o efeitoprotetor e/ou indutor de resistência desse extrato emplantas de tomateiro a M. incognita.

Material e MétodosOs testes in vitro foram realizados no Laboratório

de Nematologia da UNIOESTE – UniversidadeEstadual do Oeste do Paraná, campus de MarechalCândido Rondon, no período de março a maio de 2005.Os ensaios in vivo foram conduzidos em casa devegetação na área de cultivo protegido do Núcleo deEstações Experimentais da mesma instituição.

Plantas de tomate cultivar Santa Cruz Kadá foramsemeadas em bandejas de isopor de 200 célulascontendo substrato comercial esterilizado porautoclavagem. Trinta dias após a semeadura as mudasforam transplantadas para vasos contendo 2 litros demistura solo:areia (2:1) esterilizado por autoclavagem.Este procedimento foi adotado tanto para as plantasdoadoras de inóculo quanto para aquelas usadas nosensaios.

Para o cultivo de T. patula foram utilizadas sementescomerciais que foram semeadas em vasos contendomistura de solo:areia na proporção 2:1. Trinta dias apósa semeadura, as plantas foram transplantadas paracanteiros onde permaneceram até a colheita.

As plantas de T. patula foram colhidas quandoestavam em plena floração, aproximadamente 80 diasapós a semeadura. Foram realizadas colheitas semanaisdurante quatro semanas no mês de março de 2005. Istofoi realizado para obtenção de material vegetal maisrepresentativo da população de plantas. Para ascolheitas, realizadas sempre no início da manhã, asplantas foram arrancadas com cuidado e o sistemaradicular foi lavado em água corrente para eliminar o

solo aderido. Na seqüência, foram destacadas eseparadas as flores, folhas e raízes. Cada uma destaspartes foi cortada em pequenos fragmentos (1-2 cm),os quais foram colocados em bandejas em camadasfinas e mantidos em ambiente escuro e ventilado atemperatura ambiente (26 ºC ± 3). A secagem foirealizada durante o período de aproximadamente umasemana, com revolvimento periódico para secagemhomogênea. Depois de secas, as partes das plantasforam acondicionadas em sacos de papel onde forammantidas ao abrigo de umidade até o preparo dosextratos para emprego nos experimentos.

O material vegetal foi utilizado na forma de extratoaquoso obtido por infusão através da adição de águafervente sobre as partes do vegetal. Para obtenção doextrato, 50 g de cada parte da planta foram colocadosem béquer e, em seguida, foram adicionados 1.000 mlde água destilada fervente. O béquer foi tampado compapel alumínio até esfriar (aproximadamente 15 min.)e, em seguida, o material foi filtrado em peneira demalha fina de nylon (0,5 mm de abertura). Para obteroutras concentrações o extrato foi diluído com águadestilada. Os extratos foram utilizados nos ensaios logoapós o preparo.

A população de M. incognita utilizada nos ensaiosfoi obtida de plantas sintomáticas de tomateirocultivadas no município de Quatro Pontes (PR). Para aidentificação de M. incognita, utilizou-se a metodologiadescrita por Taylor & Sasser (1983), baseada naconfiguração da região perineal de fêmeas maduras, eo fenótipo apresentado para a isoenzima esterase(Carneiro & Almeida, 2001). A obtenção de ovos foirealizada de acordo com a metodologia de extração deBoneti & Ferraz (1981).

Efeito do extrato aquoso de T. patula naeclosão, motilidade e mortalidade de juvenis desegundo estádio (J2) de M. incognita. Pararealização do ensaio de eclosão, os ovos de M. incognitaforam separados dos resíduos de raízes e impurezaspela técnica de Coolen & D’Herde (1972), baseada nacentrifugação em solução de sacarose com adição decaulim. Para produção de juvenis foi utilizada umacâmara de eclosão, formada por tela de nylon de 1 mmde abertura e papel absorvente, fixados na boca de umbéquer com água. A suspensão de ovos foi colocadasobre o papel, de forma que os juvenis de segundo

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estádio (J2) eclodidos pudessem migrar para o fundodo béquer.

Os tratamentos foram extratos de folhas, flores eraízes de T. patula nas diluições de 1:1, 1:2, 1:3, 1:4 (v:v)(extrato:água) e sem diluição, além de duas testemunhas:12 ml de água destilada esterilizada e 12 ml donematicida carbofuran (50 mg i.a. por litro). Oexperimento foi conduzido em delineamentointeiramente casualizado com quatro repetições.

Para avaliar a eclosão, foram colocadas em uma placade Petri estéril 12 ml do extrato aquoso e 1 ml desuspensão contendo aproximadamente 200 ovos de M.incognita, sendo a mistura incubada por 15 dias a 25 ºC.Após este período foi determinada a percentagem deJ2 eclodidos (Costa et al., 2001).

Para o teste de motilidade foram colocadas em umaplaca de Petri estéril 12 ml do extrato aquoso e 1 ml desuspensão contendo aproximadamente 200 J2 de M.incognita. Após 24 h foi avaliado o número de J2aparentemente inativos. A seguir, os J2 foramtransferidos para peneira de 400 mesh, substituíndo-seo extrato por água de torneira. Os juvenis quepermaneceram inativados após 24 h em água foramconsiderados mortos. Consideraram-se inativos e/oumortos os J2 de aspecto retilíneo ou levementeretorcidos (Rocha et al., 2005).

Efeito protetor do extrato aquoso de T. patulaem tomateiro a M. incognita. Uma semana após otransplante, cada planta foi inoculada com 5.000 ovosde M. incognita. Constituíram tratamentos o extrato defolhas, flores e raízes sem diluição e diluído 1:1. Ostratamentos controle foram plantas de tomateinoculadas e não tratadas, plantas inoculadas e tratadascom o nematicida carbofuran, e plantas não submetidasà inoculação e aos tratamentos. O tratamento comnematicida foi realizado no momento do transplante,onde cada vaso recebeu 0,2 g i.a. de carbofuran diluídosem 30 ml de água, aplicados na cova de plantio. Osdemais tratamentos foram realizados através depulverização da parte aérea, aplicação de 100 ml porvaso no solo junto a planta e aplicação concomitantena parte aérea e no solo. Antes da pulverização da parteaérea, o solo das respectivas plantas foi coberto compapel toalha para evitar contato direto dos extratos comos nematóides (Alves et al., 2004).

Além disto, foram adotados quatro épocas de

aplicação: a) no momento do transplante esemanalmente até oito semanas; b) somente notransplante (uma semana antes da inoculação); c)somente na inoculação e d) uma semana após ainoculação. O ensaio foi conduzido em delineamentode blocos ao acaso com quatro repetições (blocos),sendo cada parcela representada por uma planta.

Oito semanas após a inoculação das plantas detomate com M. incognita foi avaliada a altura das plantase foram coletados os seguintes materiais, em seqüência,para posterior análise em laboratório: a) a parte aéreadas plantas para determinação da massa da matéria seca;b) sistema radicular de cada planta para posteriordeterminação da massa fresca, do número de galhas ede ovos e juvenis de M. incognita e c) uma amostra de100 cm3 solo de cada vaso para determinação donúmero de ovos e juvenis.

Para determinação da massa da matéria seca da parteaérea fez-se secagem da mesma em estufa a 60 ºC atéatingir massa constante (aproximadamente quatro dias).Após este período os materiais foram pesados embalança analítica. Para matéria fresca, número de galhase número de ovos do sistema radicular as raízes de cadaplanta foram lavadas em água corrente, secas em papelabsorvente e pesadas em balança analítica. Em seguidarealizou-se a contagem do número de galhas. Após acontagem foi realizada a extração de ovos conformemetodologia de Boneti & Ferraz (1981). A extração denematóides presentes nas amostras de solo foi realizadapelo método de Jenkins (1964), baseado nacentrifugação em solução de sacarose. O número deovos e J2 no sistema radicular e no solo foi determinadocom auxílio de lâmina de contagem de Peters.

A partir desses dados foi calculado o fator dereprodução (FR = Pf/ Pi), representado pela relaçãoentre o número de ovos por sistema radicular somadosaos J2 encontrados no solo (Pf) e o número de ovosutilizados no inóculo (Pi). Os resultados obtidos foramanalisados pelo programa ESTAT (V.2.0 UNESPFCAV) e as médias comparadas pelo teste de Tukey a5% de probabilidade. Os dados do fator de reproduçãoforam transformados em log (x+1) para análise.

Resultados e DiscussãoEfeito do extrato aquoso de T. patula na

eclosão, motilidade e mortalidade de juvenis de

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segundo estádio (J2) de M. incognita. Quanto àeclosão, extratos de flor e folha apresentaramcomportamento semelhante. Em maioresconcentrações inibiram a eclosão em relação atestemunha (água), apresentando resultadossemelhantes ao nematicida. No entanto, este efeito foimenor com a diluição. O extrato de raiz foi o que maisinibiu a eclosão em todas as concentrações, semapresentar redução significativa de efeito com a diluição.Tal inibição chegou a 78,4% em relação a testemunha(água) (Figura 1).

Loíza et al. (1996) avaliaram o efeito do extrato hidro-alcoólico de raízes, hastes, flores e folhas de Tagetesfilifolia na eclosão de M. incognita e também obtiverammaior efeito ovicida com extrato obtido de raízes. Osautores atribuíram tal efeito a presença do compostoα-tertienil que é também encontrado em T. patula.

Quanto à motilidade, os extratos de flor, folha eraiz apresentaram resultados semelhantes, promovendoelevada inibição na motilidade de juvenis de segundoestádio (J2), maior inclusive que o tratamento comnematicida. O extrato de flor, embora em maioresconcentrações tenha apresentado inibição superior aosdemais, teve seu efeito diminuído significativamente emmenores concentrações.

Maior efeito na mortalidade foi promovido peloextrato de raiz, cujo resultado foi de até 62,2% e 31,5%superior as testemunhas água e nematicida,respectivamente. Valores intermediários foram obtidoscom extrato de flores, e um pouco menores pelo extratode folhas. Todos os extratos tiveram a atividade reduzidana maior diluição (1:4).

Estes resultados indicam o elevado efeito nematicidado extrato aquoso de raízes de T. patula, enquanto queos extratos de flores e, principalmente de folhas, secaracterizaram por efeito nematostático, inibindoprincipalmente a motilidade, embora também tenhamapresentado efeito nematicida em menor grau.

O produto carbofuran também apresentou efeitonematicida, porém com resultados inferiores ao extratode raiz e semelhantes aos de flores e folhas de T. patulaem algumas concentrações. Embora o nematicidacarbofuran tenha apresentado valores intermediários,possivelmente maiores efeitos seriam obtidos emconcentrações superiores a 50 mg i.a. por litro. Noentanto, em ensaios semelhantes, foi obtido expressivo

efeito nematicida nesta concentração com aldicarb, commortalidade de até 100% de J2 de Meloidogyne (Cunha etal., 2003).

Costa et al. (2001) também avaliaram o efeito doextrato de folhas de T. patula sobre ovos e J2 de M.incognita. O extrato aquoso apresentou maior efeitonematicida do que o metanólico. Quando comparadoao nematicida aldicarb, o extrato aquoso tambémpromoveu maior efeito nematostático, porém commenor efeito nematicida, sendo semelhantes aosresultados obtidos neste trabalho.

Jacobs et al. (1995) citam que embora compostosnematicidas em Tagetes sejam mais abundantes emraízes, estes também podem ser encontrados em outraspartes da planta.

Efeito do extrato aquoso de T. patula nodesenvolvimento de plantas de tomateiroinoculadas com M. incognita. As plantas detomateiro do experimento apresentaram altura médiade 84,3 cm. A análise da variância indicou não haverdiferença significativa entre as médias dos tratamentos,que apresentaram coeficiente de variação igual a 18,7%.

Maiores valores de matéria seca foram obtidos emaplicações semanais de extratos de folha e sobretudode flor, que por sua vez apresentaram resultadossemelhantes tanto para aplicações no solo como naparte aérea (Tabela 1). No entanto, não houve efeitosomatório de aplicações concomitantes no solo e naparte aérea.

O extrato de raiz não promoveu incremento namassa da matéria seca da parte aérea,independentemente da época e forma de aplicação.Poucas diferenças foram observadas com apenas umaúnica aplicação dos extratos, ou seja, nas épocas antesda inoculação, na inoculação e após a inoculação.

Assim, este incremento na massa da matéria secada parte aérea pelos extratos de flor e folha emaplicações no solo e solo/ parte aérea não é funçãoapenas do efeito sobre o nematóide. Possivelmente hajafornecimento de nutrientes ou, aliado a isso, algumefeito tônico sobre a planta.

Não houve diferença estatística entre astestemunhas, indicando que nas condições impostasno trabalho, a inoculação com M. incognita não afetousignificativamente estes parâmetros. A massa da matériafresca de raízes apresentou a mesma tendência, mas

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Figura 1 - Efeito do extrato aquoso (EA) de flores, folhas e raízes de T. patula na eclosão, motilidade e mortalidade de juvenis de segundoestádio (J2) de M. incognita. As barras representam o erro padrão da média.

0

20

40

60

80

100ÁguaCarbofuranFlorFolha

Raiz

0

20

40

60

80

100

Água Carbofuran Puro 1:1 1:2 1:3 1:4

Testemunhas Extratos

0

20

40

60

80

Por

cen

tage

md

eJ2

imóv

eis

Por

cen

tage

md

eJ2

mor

tos

Por

cen

tage

md

eJ2

eclo

did

os

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33

Tabela 1 - Efeito do tratamento com extrato aquoso de T. patula na massa da matéria seca da parte aérea de plantas de tomateiroinoculadas com M. incognita.

1Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha não diferem entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade;2Pa: parte aérea.

Época de Local de Matéria seca da parte aérea (g)aplicação aplicação

Flor Folha RaizPuro Diluído Puro Diluído Puro Diluído

Semanal Solo 6,4 aA1 4,2 aBC 5,5 aAB 5,6 aAB 3,8 aC 3,2 aC

Solo/Pa2 6,5 aA 5,1 aAB 5,8 aAB 4,3 abBC 3,5 aC 3,0 aC

Pa 3,7 bA 3,0 bA 2,5 bA 2,8 cbA 2,6 aA 2,6 aA

Antes do transplante Solo 3,7 bA 3,5 abA 3,5 bA 2,7 cA 2,4 aA 2,5 aA

Solo/Pa 3,8 bA 2,5 bA 2,8 bA 2,8 cbA 2,5 aA 2,7 aA

Pa 3,0 bA 3,1 bA 3,1 bA 2,6 cA 2,6 aA 2,8 aA

No transplante Solo 3,1 bA 3,5 abA 3,7 bA 3,1 abAc 2,7 aA 2,5 aA

Solo/Pa 3,5 bA 2,9 bA 3,0 bA 2,9 abcA 2,6 aA 2,3 aA

Pa 2,8 bA 3,5 bA 2,6 bA 2,5 cA 2,8 aA 2,5 aA

Após transplante Solo 4,2 bA 3,6 abAB 3,3 bAB 3,4 abcAB 2,6 aAB 2,9 aB

Solo/Pa 3,7 bA 2,8 bA 3,2 Ab 3,9 abcA 2,9 aA 2,5 aA

Pa 2,8 bA 2,6 bA 3,0 bA 2,5 cA 2,6 aA 3,1 aA

Carbofuran (0,2 g i.a. por vaso) 3,2 b b b bc a a

Inoculadas e não tratadas 2,9 b b b bc a a

Não inoculadas e não tratadas 4,1 b ab ab abc a a

CV (%) 22,38

apenas aplicações semanais no solo e solo/ parte aéreade extrato puro de flores promoveram incrementosuperior aos demais tratamentos.

Embora normalmente plantas com altas infestaçõesde Meloidogyne sp. apresentem redução no sistemaradicular, no desenvolvimento da parte aérea e naprodutividade, El-Hamawi et al. (2004), estudando oefeito da incorporação de restos culturais de Ambrosiamaritima no controle de M. incognita em plantas de soja,também não observaram incrementos na massa deraízes e parte aérea das plantas, embora tenhamverificado redução no número de galhas e nareprodução do nematóide.

Pérez et al. (2003) avaliaram a incorporação de partesde várias plantas da família Asteraceae na reproduçãode Meloidogyne artiellia em grão de bico. Embora tenhahavido redução no fator de reprodução do nematóide,os autores não observaram diferenças significativas namassa da parte aérea e de raízes de grão de bico, nem

com a testemunha não inoculada com o nematóide.Efeito do extrato aquoso de T. patula na

formação de galhas e reprodução de M. incognitaem tomateiro. A maioria das plantas de tomateiroapresentaram número abundante de galhas, porém suacontagem foi facilitada pela formação de galhasindividualizadas (Tabela 2). O menor número de galhasocorreu no tratamento com o nematicida carbofuran,que promoveu redução de 89,6% em relação atestemunha não tratada.

Entre os extratos utilizados, a maior redução naformação de galhas foi promovida pelo extrato de florpuro aplicado semanalmente e independente do localde aplicação. Apresentaram número de galhassemelhante ou um pouco maior os extratos puro ediluído de folhas e o diluído de flores. Os extratosobtidos de raiz praticamente não reduziram o númerode galhas, apresentando resultados semelhantes aos dasplantas não tratadas. Estas diferenças entre os extratos

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34 Vol. 31(1) - 2007

foram observadas quase que unicamente quandoutilizadas aplicações semanais.

Para todos os extratos e dentro de cada época deaplicação não houve diferença significativa entre oslocais de aplicação. Desta forma, no caso do tratamentode flor puro que promoveu maior redução no númerode galhas (até 62,2% em relação a testemunha nãotratada) houve redução semelhante tanto em aplicaçõesno solo como na parte aérea ou concomitante solo/parte aérea.

O número de J2 no solo e de ovos de M. incognitanas raízes (resultados não apresentados) seguiu a mesmatendência que o número de galhas. Para ambas asvariáveis, o maior efeito negativo sobre o nematóidefoi obtido pelo tratamento com nematicida. A reduçãoem relação a testemunha não tratada chegou a 88,4%para J2 e 94,4% para ovos.

Novamente o extrato de flor puro quando aplicadosemanalmente foi o que apresentou menores valoresde J2 no solo e ovos nas raízes, promovendo redução

de até 61,5 e de 52,8% em relação à testemunha nãotratada, respectivamente. Assim, houve significativainfluência dos tratamentos no fator de reprodução deM. incognita (Tabela 3).

O único tratamento a apresentar fator dereprodução menor que 1 foi o nematicida, indicandoque reduziu a população do nematóide. Os extratospor sua vez, promoveram redução na reprodução deM. incognita em relação à testemunha não tratada apenasem aplicações semanais. Estes resultados indicam queapenas uma aplicação de extrato aquoso de T. patula,independente da época, pode não apresentar efeito naproteção do tomateiro ao nematóide. Nesse sentido,maior redução na reprodução de M. incognita foipromovida pelos extratos puro e diluído de flores epuro de folhas. Embora extratos de raiz possamapresentar resultados semelhantes aos extratos de folhase flor diluídos, estes não diferiram de forma significativada testemunha não tratada.

Estudos realizados com a incorporação ao solo de

Tabela 2 - Efeito do tratamento com extrato aquoso de T. patula no número de galhas por sistema radicular de tomateiro inoculado comM. incognita.




Semanal Solo 156 bA1 317 bBC 291 bAB 276 bAB 448 bC 388 bC

Solo/Pa2 182 bA 333 bAB 319 bAB 340 bcB 431 bB 409 bB

Pa 259 bcA 417 bBC 285 bAB 434 bcBC 471 bC 355 bBC

Antes da inoculação Solo 401 cdA 421 bA 437 bA 433 bcA 466 bA 431 bA

Solo/Pa 434 cdA 414 bA 392 bA 434 bcA 420 bA 413 bA

Pa 369 cdA 384 bA 385 bA 423 bcA 408 bA 376 bA

Na inoculação Solo 282 bcdA 460 bB 450 bB 446 bcAB 405 bAB 447 bB

Solo/Pa 299 bcdA 463 bA 438 bA 490 bcA 422 bA 425 bA

Pa 383 cdA 416 bA 427 bA 446 bcA 412 bA 410 bA

Após inoculação Solo 458 dA 438 bA 394 bA 451 bcA 397 bA 425 bA

Solo/Pa 437 dA 457 bA 390 bA 479 bcA 476 bA 397 bA

Pa 451 dA 440 bA 417 bA 450 bcA 390 bA 453 bA

Carbofuran (0,2 g i.a./vaso) 43 a a a a a a

Inoculadas e não tratadas 413 d b b c b b

Não inoculadas e não tratadas 0

CV (%) 18,83

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35

Tagetes spp. também indicaram redução na formaçãode galhas e na população de Meloidogyne spp. em tomate(Ploeg, 2000) e em outras culturas (El-Hamawi et al.,2004).

Quando estes resultados de formação de galhas ereprodução de M. incognita em tomateiro sãocomparados aos resultados in vitro, o comportamentodos extratos de folhas e flores de T. patula sãopertinentes, mas não os de raízes que in vivoapresentaram baixa atividade, apesar de compostosnematicidas como α-tertienil e derivados ocorreremnas raízes de T. patula e possivelmente também noextrato aquoso, conforme sugerido pelo resultado invitro. Assim, a baixa atividade do extrato de raízes invivo pode ser explicada por Ferraz & Valle (2001), querelatam que a ação nematicida destes compostos édependente de foto-ativação com irradiação na faixado ultravioleta próximo. No solo, na ausência de luz, afoto-ativação não ocorre, explicando por que estescompostos e seus análogos sintéticos com excelente

ação nematicida in vitro foram ineficientes em controlarnematóides nesse local de aplicação. Os mesmosautores complementam que a atividade de α-tertienilin vivo ainda não foi elucidada, merecendo maioresestudos.

Os resultados tanto da formação de galhas comoda reprodução do nematóide, indicam que o efeito dosextratos neste parâmetros não é devido exclusivamenteao efeito nematicida e/ou nematostático dos extratos,mas que outros mecanismos de proteção às plantas detomateiro devem estar envolvidos. Este indicativo éfortalecido pelo fato do extrato de raiz não tercorrespondido in vivo ao elevado efeito nematicidaapresentado in vitro. Além disso, praticamente não houvediferença do efeito dos extratos na reprodução donematóide entre os locais de aplicação, tendo sidoobservado efeito principalmente dos extratos de folhae, sobretudo, de flor puros, tanto em aplicação no solocomo na parte aérea. Nesta última sem haver contatodireto com o nematóide. Desta forma é possível que o

Tabela 3 - Fator de reprodução de M. incognita em plantas de tomateiro submetidas ao tratamento com extrato aquoso de T. patula.




Semanal Solo 7,1 bA1 8,5 bA 11,9 bB 12,1 bB 13,7 bB 15,4 bB

Solo/Pa2 7,8 bA 10,8bcABC 9,9 bAB 12,5 bcCD 14,1 bCD 15,2 bD

Pa 8,7 bA 12,9 cdBC 10,5 bcAB 15,1 bcC 13,9 bBC 13,5 bBC

Antes da inoculação Solo 13,5 cA 15,3 dA 14,9 dA 14,9 bcA 18,0 bA 15,9 bA

Solo/Pa 16,5 cA 14,6 dA 13,8 cdA 16,0 bcA 16,5 bA 15,2 bA

Pa 14,8 cA 14,2 dA 15,0 dA 15,2 bcA 14,9 bA 15,8 bA

Na inoculação Solo 16,0 cA 15,2 dA 13,2 cdA 14,3 bcA 16,4 bA 17,7 bA

Solo/Pa 13,1 cA 16,3 dA 14,9 cdA 17,0 cA 16,7 bA 17,1 bA

Pa 15,1 cA 16,4 dA 14,7 dA 15,9 bcA 15,7 bA 14,7 bA

Após inoculação Solo 15,0 cA 17,2 dA 14,2 cdA 17,3 cA 14,8 bA 15,7 bA

Solo/Pa 13,9 cA 16,5 dA 14,3 cdA 15,2 bcA 16,7 bA 15,8 bA

Pa 16,5 cA 15,4 dA 13,9 cdA 15,4 bcA 17,3 bA 15,6 bA

Carbofuran (0,2 g i.a. por vaso) 0,8 a a a a a a

Inoculadas e não tratadas 14,9 c d cd bc b b

Não inoculadas e não tratadas 0

CV (%) 4,98

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extrato aquoso de T. patula tenha ativado mecanismosde defesa em raízes de tomateiro tanto através deaplicações na parte aérea como no solo, uma vez queesta ativação pode ser local ou sistêmica.

Silva et al. (2004) também observaram aumento naresistência de plântulas de tomateiro a M. incognita comaplicações tanto por irrigação ou pulverização doativador de plantas acibenzolar-S-metil. Resultadossemelhantes foram obtidos com esse produto emplantas de soja contra M. javanica e H. glycines (Hoffmann& Cardoso, 2005).

Portanto, o extrato aquoso de T. patula, sobretudode flores, apresenta potencial para controle de M.incognita em tomateiro, porém maiores estudos sãonecessários para compreender os mecanismosenvolvidos.

Literatura CitadaALVES, F.R., P.R.P. MARTINELLI, L.G. FREITAS, S.

FERRAZ & A.P.G. LARA NETO. 2004. Efeito de umfungicida a base de enxofre e inseticidas aplicados empulverizações foliares sobre Meloidogyne spp. emtomateiro. Nematologia Brasileira, 28 (2): 187-190.

BONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação dométodo de Hussey e Barker para a extração de ovos deMeloidogyne exigua em raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6 (S): 553.

CAMPOS, V.P. 2000. Doenças causadas por nematóides emtomate. In: ZAMBOLIM, L., VALE, F.X.R. & H.COSTA (ed). Controle de Doenças de Plantas –Hortaliças. UFV, Viçosa, p. 801-841.

CARNEIRO, R.M.D.G. & M.R.A. ALMEIDA. 2001. Técnicade eletroforese usada no estudo de enzimas dosnematóides de galhas para identificação de espécies.Nematologia Brasileira, 25: 35-44.

COOLEN, W.A. & C.J. D’HERDE. 1972. A Method forthe Quantitative Extraction of Nematodes from PlantTissue. State Agriculture Research Centre, Ghent, 77 p.

COSTA, M.J.N., V.P. CAMPOS, D.F. OLIVEIRA & L.H.PFENNING. 2001. Toxidade de extratos vegetais e deestercos a Meloidogyne incognita. Fitopatologia Brasileira,27: 245-250.

CUNHA, F.R., D.F. OLIVEIRA & V.P. CAMPOS. 2003.Extratos vegetais com propriedades nematicidas epurificação do princípio ativo do extrato de Leucaenaleucocephala. Fitopatologia Brasileira, 28 (4): 438-441.

EL-HAMAWI, M.H., M.M.A. YOUSSEF & H.S. ZAWAM.2004. Management of Meloidogyne incognita, the root-knotnematode, on soybean as affected by marigold and seaambrosia (damsisa) plants. Journal of Pest Science, 77:95-98.

FERRAZ, S. & L.A.C. VALLE. 2001. Controle deFitonematóides por Plantas Antagônicas. Editora UFV,Viçosa, 73p.

HOFFMANN, L.V. & E.J.B.N. CARDOSO. 2005. Effectof BTH on soybean plants infected by Heterodera glycinesIchinohe, 1952 and Meloidogyne javanica (Treub., 1885)Chitwood, 1949. Summa Phytopathologica, 31 (1): 9-13.

JACOBS, J.M.R., M. STALMAN, A.F. CROES & G.J.WULLEMS. 1995. Thiophene bioconversions in Tagetesprotoplasts. Plant Science, 104: 139-145.

JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation techniquefor separating nematodes from soil. Plant DiseaseReporter, 48: 692.

LOÍZA, J., A. ESQUIVEL, I. RODRIGUEZ & P.L.CHAVARRÍA. 1996. Potencial ovicida de extractos deTagetes fili folia contra Meloidog yne incognita . In:CONGRESSO NACIONAL AGRONÓMICO, X -CONGRESSO DE FITOPATOLOGIA, III. Resumen,181.

LOPES, C.A. & J.R.M. SANTOS. 1994. Doenças doTomateiro. EMBRAPA-SPI, Brasília, 67 p.

LOPES, E.A., S. FERRAZ, P.A. FERREIRA, D.X. AMORA& L.G. FREITAS. 2004. Efeito da pulverização dosextratos aquosos de mucuna preta e manjericão emtomateiros infectados por Meloidogyne incognita e M.javanica. Fitopatologia Brasileira, 29 (S): 224.

MAUCH, N. & S. FERRAZ. 1996. Efeito antagônico deplantas da família Compositae a Meloidogyne incognita Raça3. Nematologia Brasileira, 20: 13-20.

PÉREZ, M.P., J.A. NAVAS-CORTÉS, M.J. PASCUAL-VILLALOBOS & P. CASTILHO. 2003. Nematicidalactivity of essential oils and organic amendments fromAsteraceae against root-knot nematodes. PlantPathology, 52: 395-401.

PLOEG, A.T. 2000. Effects of amending soil with Tagetespatula cv. Single Gold on Meloidogyne incognita infestationof tomato. Nematology, 2: 489.

ROCHA, F.S., V.P. CAMPOS & R.M. SOUZA. 2005. Efeitodo extrato de calos de diversas plantas na adesão deendósporos de Pasteuria penetrans e na infectividade eparasitismo de juvenis de segundo estádio de Meloidogyneincognita. Summa Phytopathologica, 31 (1): 46-51.

SILVA, L.H.C.P. 2003. Potencial da indução de resistênciano controle de fitonematóides Meloidogyne X tomateiro.Summa Phytopathologica, 29 (1): 126-127.

SILVA, L.H.C.P., J.R. CAMPOS, M.R. DUTRA & V.P.CAMPOS. 2004. Aumento da resistência de cultivaresde tomate a Meloidogyne incognita com aplicações doacibenzolar-S-metil. Nematologia Brasileira, 28 (2): 199-206.

TAYLOR, A.L. & J.N. SASSER. 1983. Biología,Identification y Control de los Nematodos del Nódulode la Raíz. Agencia de Estados Unidos para DesarrolloInternational, Raleigh.

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On the occurrence of Scutellonema bizanae and a new record ofNeodolichodorus rostrulatus in Brazil

Luiz Carlos C.B. Ferraz1, Ailton R. Monteiro1 & Claudio M.G. Oliveira2

1Universidade de São Paulo, ESALQ, Setor de Zoologia, 13418-900, Piracicaba (SP), Brasil.2Instituto Biológico, C. Postal 70, 13001-970, Campinas (SP), Brasil.


Received for publication on October 27, 2006. Accepted on February 14, 2007.

Summary - Ferraz, L.C.C.B., A.R. Monteiro & C.M.G. Oliveira, 2007. On the occurrence of Scutellonema bizanaeand a new record of Neodolichodorus rostrulatus in Brazil.

Scutellonema bizanae is reported for the first time in Brazil. Measurements of male and female specimens arepresented and briefly discussed. Neodolichodorus rostrulatus, originally described from a single female collected inthe state of Bahia, is recorded for the second time in Brazil, from soil collected at Cananéia, state of São Paulo.The variabilility observed on morphological (tail shape of the juvenile stages in particular) and morphometrical(body length, stylet length, distance from anterior end to the pharyngo-intestinal junction, distance from anteriordata to the excretory pore, length of spicules and gubernaculum) data among populations from Brazil, CostaRica, and Senegal are discussed. It is suggested that N. rostrulatus may represent a species complex.

Key words: Scutellonema, Neodolichodorus, occurrence, Brazil.

Resumo - Ferraz, L.C.C.B., A.R. Monteiro & C.M.G. Oliveira, 2007. Ocorrência de Scutellonema bizanae e novoregistro de Neodolichodorus rostrulatus no Brasil.

O encontro de Scutellonema bizanae no Brasil é relatado pela primeira vez. Dados morfométricos de machos ede fêmeas são apresentados e brevemente discutidos. Neodolichodorus rostrulatus, espécie descrita originalmentecom base em uma única fêmea coletada no Estado da Bahia, é registrada no Brasil pela segunda vez, tendo sidoobtida de solo coletado em Cananéia, estado de São Paulo. A variabilidade observada na morfologia (forma dacauda dos juvenis, em particular) e morfometria (comprimento do corpo, comprimento do estilete, distância dotérmino anterior ao final do esôfago, distância do término anterior ao poro excretor, comprimento dos espículose do gubernáculo) da espécie entre populações do Brasil, Costa Rica e Senegal é discutida. Sugere-se que N.rostrulatus possa representar, na verdade, um complexo de espécies.

Palavras-chaves: Scutellonema, Neodolichodorus, ocorrência, Brasil.

COMUNICAÇÃO

Capitulo 01 Com.pmd 25/4/2007, 16:5937

38 Vol. 31(1) - 2007

ContentDuring a nematological survey in the Atlantic forest

region in São Paulo state, southeastern Brazil, two soilsamples collected from around roots of an unidentifiedweed species growing in a sandy beach located in themunicipality of Cananéia yielded specimens ofScutellonema bizanae van der Berg and Heyns, 1973 andNeodolichodorus rostrulatus (Siddiqi, 1976) Siddiqi, 1977.Because the first species represents a new record forBrazil and the latter has rarely been found, a noteregarding their morphometrics has been prepared.Nematodes were extracted from soil using a sieving-centrifugation technique (Jenkins, 1964), relaxed in hotwater, fixed in hot formalin and mounted in dehydratedglycerin by the glycerol-ethanol method (Seinhorst,1959).

Scutellonema bizanaeIn a study dealing with the Hoplolaiminae from

South Africa, Van der Berg & Heyns (1973) describedScutellonema bizanae and S. multistriatum, two closelyrelated species that, according to the authors, could bedifferentiated mainly by spicule length and body annulewidth. However, Germani et al. (1985) reexaminatedparatypes of both species and concluded that, in lightof the similarities between the measurements recordedfor these two characters, S. multistriatum should beconsidered a synonym of S. bizanae, an action that wassubsequently supported by Fortuner (1987) and lateralso by Siddiqi (2000). This is the first report of S.bizanae in Brazil, where S. bradys (Steiner & LeHew,1933) Andrássy, 1958 and S. brachyurus (Steiner, 1938)Andrássy, 1958 are the only previously recordedmembers of the genus (Costa Manso et al., 1994).Measurements (mean ± sd and range) for a number ofBrazilian female and male specimens were as follows:

Female (n = 18): L = 757 µm ± 39.9 (686-828); a = 22.7± 3.23 (18.2-30.0); b’ = 5.9 ± 0.55 (4.7-6.5); c = 40.6 ±4.65 (36.5-51.0); c’ = 0.8 ± 0.06 (0.72-0.88); V = 58 %± 1.35 (55.2-60.5); spear = 28.1 µm ± 0.92 (25.9-29.2);o = 26.7 % ± 4.79 (19.8-32.8).

Male (n = 10): L = 745 µm ± 37.4 (680-788); a = 21.1± 2.98 (18.5-25.8); b’ = 5.3 ± 0.26 (4.9-5.5); c = 37.3 ±2.34 (34.5-41.0); c’ = 1.15 ± 0.07 (1.08-1.32); spear =

27 µm ± 0.75 (25.8-28.4); o = 21.2 % ± 2.5 (17.8-24.5);spicules = 28.1 µm ± 1.56 (25.2-30.1); gubernaculum= 12.7 µm ± 1.4 (10.0-13.8).

Measurements of Brazilian adult male and femalespecimens accord with those of African specimens ofS. bizanae (Van den Berg & Heyns, 1973; Germani etal., 1985). The morphometrical values calculated formost characters of the Brazilian and Africanpopulations overlapped. This should be expected as arelatively large variation already had been reported forthe measurements of S. bizanae and particularly S.multistriatum in their original descriptions (Van den Berg& Heyns, 1973). Despite this, some minor differenceswere noticed in our study. For example, values of c’obtained from Brazilian females were closer to thoseof S. multistriatum than of S. bizanae, as recorded byGermani et al. (1985) for African specimens. The sameoccurred with the males, regarding the measurementsof spicules and gubernaculum. However, in generalboth species are morphologically and morphometricallyalmost indistinguishable. Accordingly, S. multistriatumshould be regarded as a synonym of S. bizanae asproposed by Germani et al. (1985).

Neodolichodorus rostrulatusNeodolichodorus rostrulatus was originally described as

Plesiodorus rostrulatus based on a single female recoveredfrom a Brazilian marine sandy soil, from around rootsof coconut (Cocos nucifera L.) at Valença, state of Bahia(Siddiqi, 1976). Subsequently, Plesiodorus was consideredas a junior synonym of Neodolichodorus Andrassy, 1976(Siddiqi, 1977). An adequate redescription of thespecies was provided from an African population foundin soil collected from the rizosphere of tomato(Lycopersicon esculentum Mill.) near Tiaroye, Senegal (Lucet al., 1987). Subsequently, the species was recordedfrom Costa Rica, occurring around roots of coconutand a wild gramineous species (Eustachys petraea) in asandy soil at Westfalia, province of Limón (Lopez &Salazar, 1989). This is the second report of N. rostrulatusfrom Brazil. Measurements of a small Brazilianpopulation comprising two males, one female and fiveJ4 juveniles are provided in Table 1.

Except for a few characters, the two populationsfrom the Americas (Costa Rica and Brazil) were quite

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Table 1 - Morphometrical data of Neodolichodorus rostrulatus populations from Brazil [present study and type population (Siddiqi, 1976)],Costa Rica (Lopez & Salazar, 1989) and Senegal (Luc et al., 1987).

similar morphologically and fitted well themeasurements of the holotype (Table 1). However, asfor the population from Costa Rica, the Brazilianspecimens showed quantitative differences from theAfrican specimens used in the redescription of thespecies (Table 1). For example, the mean valuescalculated for the body length, distance from theanterior end to the pharyngo-intestinal junction,distance from the anterior end to the excretory pore,stylet length of males and females, and spicules andgubernaculum length from Senegal were higher thanthose of the adult specimens from Costa Rica andBrazil. Similar differences were noticed in relation tothe J4 juveniles when African specimens were comparedonly to specimens from Brazil. Only the valuesdetermined for the ratios a, b, V, and m (= stylet conelength/stylet total length) in all populations overlappedand fitted the holotype’s measurements. Some otherfeatures, such as the position of the hemizonid (usually

3-4 annules posterior to the excretory pore) andphasmids (anterior to the anus), also did not differ inall cases. A distinct but shallow ventral depression ofthe cuticle at the vulva seems to be a remarkable specificcharacter as it was evident in the holotype and femalesof all other populations. A heavy sclerotization is oftennoticeable at the distal part of vagina in lateral view,sometimes being asymmetrical and looking like the beakof a bird of prey, but appearing flattened and moreattenuated in ventral view, as recorded in the singlefemale examined in our study. The basic structure ofthe female reproductive system was identical in allpopulations. The most remarkable difference betweenthe specimens we studied and those from Senegal andCosta Rica was in the length and shape of the tail. TheBrazilian female and J4 juveniles examined did notexhibit the typical obtuse, subclavate to hemispherical,tail of the species. Actually, it was more elongated thanthe usual, resulting in higher c’ values (Table 1) and

Brazil Brazil Costa Rica Africa(present study) (Siddiqi, 1976)

J4 J4

n 5 1 2 1 10 10 10 20 20

L 992 1230 1223 1560 1495 1152 1200 1800 1500864-1109* 1185-1260 1372-1676 1040-1356 1030-1300 1570-2010 1360-1660

phij 170 190 201 - 216 196 204 250 235160-174 190-212 200-227 177-212 183-215 225-263 221-248

exc. pore 131 138 139 - - - 155 188 173123-136 130-148 135-163 166-207 152-186

a 33.9 37 45 41 39.2 35.8 33.5 40 4031-38 43-47 33.4-45.9 30.4-41.1 29.2-35.9 34.2-44.5 32.4-46.6

b 5.8 6.6 5.9 7.2 6.9 5.87 5.8 7.2 6.45.4-6.5 5.8-6.0 6.2-7.7 5.62-6.86 5.5-6.1 6.6-7.8 5.6-7.0

c 35.8 50 51.5 78 92.0 40.6 50.5 79.4 53.032-38 50.5-52.5 80.7-127.3 33.3-54.0 40.5-69.2 63.3-106.1 43.6-66.7

c’ 1.22 1.1 1,28 0.65 0.54 1.40 0.9 0.6 1.21.10-1.28 1.21-1.35 0.44-0.64 1.00-1.68 0.7-1.0 0.5-0.8 0.9-1.4

V - 55 - 56 55.4 - - 55.9 -52.4-58.4 53.1-58.2

stylet 78.5 83 82 91 85 78 81.5 96 9477-80 80-88 73-83 74-85 91-103 87-99

spicule - - 45.5 - - 44 - - 5545-46 42-46 52-59

All measurements are in µm; phij = distance from anterior end to pharyngo-intestinal junction* minimum and maximum values determined.

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gradually tapering to the rounded terminus.In addition to the quantitative differences, Lopez

& Salazar (1989) noted that morphological variationalso occurred between the population from Costa Rica,the Brazilian holotype (Siddiqi, 1976) and thepopulation from Senegal (Luc et al., 1987). Accordingto their observations, except in the African females,the lateral fields at the level of the phasmids werecompletely areolated, a condition that also existed inthe female examined in this study. Another importantdistinction was the tail shape in the juvenile stages. Inthe redescription of the species, Luc et al. (1987)observed that the tail was conical and typically pointed,in both J2 and J3, but rounded in the J4 juveniles fromSenegal. However, Lopez & Salazar (1989) reportedthat the J2 juveniles had a pointed tail while it wasrounded and hemispherical in the J3 and J4 in thepopulation from Costa Rica. In the Brazilian populationonly J4 juveniles were obtained.

The large variation reported here for severalmeasurements (body length, stylet length, distancefrom anterior end to the pharyngo-intestinal junction,distance from anterior end to excretory pore, spiculelength) and a few ratios (c, c’) among the populationsfrom Brazil, Costa Rica and Senegal may suggest, aspreviously speculated by Lopez & Salazar (1989), thatN. rostrulatus is a species complex. The differences inthe tail shapes of the juvenile stages from Senegalcompared to those from Costa Rica provide additionalsupport for this view. An adequate reexamination ofthe morphology of additional populations fromdifferent geographical areas combined with molecularanalysis is needed to clarify the status of N. rostrulatus,as it has been done for Pratylenchus cof feae(Zimmermann, 1898) Filipjev and SchuurmannsStekhoven, 1941 (Duncan et al., 1999) and Xiphinemakrugi Lordello and Costa, 1961 (Oliveira et al., 2006).Until this is done, the current taxonomic status of N.rostrulatus should be retained.

Vovlas et al. (2003) and Hodda & Nambiar (2005)published keys for the identification of Neodolichodorusspecies (currently eleven) based on female and malecharacters. Although no special mention was made of

N. rostrulatus, Hodda & Nambiar noted the largevariability in the diagnostic characters within the genusand stated that further analysis of diagnostic charactersof the various species and also the genera of thesubfamily Dolichodorinae may be warranted.

Literature CitedCOSTA MANSO, E., R.C.V. TENENTE; L.C.C.B.,

FERRAZ, R.S. OLIVEIRA & R. MESQUITA. 1994.Catálogo de nematóides fitoparasitos encontradosassociados a diferentes tipos de plantas no Brasil.Embrapa-SPI, Brasília.

DUNCAN, L.W., R.N. INSERRA, W.K. THOMAS, D.DUNN, I. MUSTIKA, L.M. FRISSE, M.L. MENDES,K. MORRIS & T. KAPLAN. 1999. Molecular andmorphological analysis of isolates of Pratylenchus coffeaeand closely related species. Nematropica, 29 (1): 61-80.

FORTUNER, R. 1987. A reappraisal of Tylenchina(Nemata). 8. The family Hoplolaimidae Filip’ev, 1934.Revue de Nématologie, 10 (2): 219-232.

GERMANI, G., J.G. BALDWIN, A.H. BELL & X.Y. WU.1985. Revision of the genus Scutellonema Andrássy, 1958(Nematoda: Tylenchida). Revue de Nématologie, 8 (4):289-320.

HODDA, M. & L. NAMBIAR. 2005. Neodolichodorus australisn. sp. (Nematoda: Dolichodoridae) on carrot in Australia.Australasian Plant Pathology, 34: 1-9.

JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation techniquefor separating nematodes. from soil. Plant DiseaseReporter, 48: 692.

LOPEZ, R. & L. SALAZAR. 1989. Neodolichodorus rostrulatus(Nemata: Dolichodoridae) en la costa atlantica de CostaRica. Agronomia Costarricense, 13 (2): 197-202.

LUC, M., A. COOMANS & E. SARR. 1987. Redescriptionof Neodolichodorus rostrulatus (Siddiqi, 1976) Siddiqi, 1977(Nematoda: Tylenchida). Revue de Nematologie, 10 (1):29-37.

OLIVEIRA, C.M.G., R. NEILSON & L.C.C.B. FERRAZ,2006. Xiphinema krugi: species complex or complex ofcryptic species ? Journal of Nematology, 38 (in press)

SEINHORST, J.W. 1959. A rapid method for the transferof nematodes from fixative to anhydrous glycerin.Nematologica, 4: 67-69.

Capitulo 01 Com.pmd 25/4/2007, 16:5940


41

SIDDIQI, M.R. 1976. New plant nematode genera Plesiodorus(Dolichodorinae), Meiodorus (Meiodorinae subfam. n.),Amplimerlinius (Merliniinae) and Gracilancea (Tylodoridaegrad. n). Nematologica, 22: 390-416.

SIDDIQI, M.R. 1977. Plesiodorus Siddiqi, 1976 (Nematoda:Dolichodoridae), a junior objective synonym ofNeodolichodorus Andrássy, 1976. Nematologica, 23: 265.

SIDDIQI, M.R. 2000. Tylenchida: Parasites of Plants andInsects. 2. ed., CABI, London.

VAN DEN BERG, E. & J. HEYNS. 1973. South AfricanHoplolaiminae. 2. The genus Scutellonema Andrássy, 1958.Phytophylactica, 5: 23-40.

VOVLAS, N., A. TROCOLLI & F. LAMBERTI. 2003. Anillustrated diagnostic compendium of NeodolichodorusAndrássy, 1976 with additional data on the morphologyof N. citri s’Jacob & Loof, 1996. Journal of NematodeMorphology and Systematics, 6 (2): 129-138.

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Aline F.R. Sereia, Guilherme L. Asmus & Amoacy C. Fabrício

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Influência de Diferentes Sistemas de Produção sobre a População deRotylenchulus reniformis (Linford & Oliveira, 1940) no Solo*

Aline F.R. Sereia1, Guilherme L. Asmus2 & Amoacy C. Fabrício2

*Parte do trabalho de conclusão de curso de graduação em Ciências Biológicas da primeira autora.1Graduanda em Ciências Biológicas, UFMS, C. Postal 322, 79804-970, Dourados (MS), Brasil.

2Embrapa Agropecuária Oeste, C. Postal 661, Dourados (MS), Brasil.Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 30/11/2006. Aceito em 26/02/2007.

Resumo – Sereia, A.F.R., G.L. Asmus & A.C. Fabrício. 2007. Influência de diferentes sistemas de produçãosobre a população de Rotylenchulus reniformis (Linford & Oliveira, 1940) no solo.

Rotylenchulus reniformis é importante patógeno que causa danos significativos a várias culturas de interesseeconômico. Em Mato Grosso do Sul, são freqüentemente observadas perdas expressivas devido a este nematóidenas culturas de soja e algodoeiro. O presente trabalho objetivou conhecer a influência de diferentes sistemas deprodução agrícola sobre a população de R. reniformis. Os sistemas (SCM - sistema convencional com monocultivode soja; SPD - sistema de plantio direto com rotação de culturas; SILP - sistema integrado lavoura/pecuária; SPP- sistema de pastagem permanente), que haviam sido implantados há oito anos, foram comparados entre si e coma mata conservada – MC. Foi realizada amostragem de cinco pontos eqüidistantes em cada sistema. Para aextração dos nematóides, as amostras compostas por 12 subamostras foram processadas pelo método de flutuação-sedimentação-peneiramento e clarificadas pela técnica de flutuação centrífuga em solução de sacarose. A análiseestatística mostrou diferença significativa (p < 0,01) na média da abundância de R. reniformis no SCM (3.424nematóides por 300 cm3 de solo) em relação aos demais sistemas (máximo de 24 nematóides por 300 cm3 desolo). Estes resultados sugerem que sistemas mais diversificados de produção agrícola podem limitar o crescimentopopulacional de R. reniformis.Palavras-chaves: nematóide reniforme, manejo, pressão de seleção

Summary - Sereia, A.F.R., G.L. Asmus & A.C. Fabrício. 2007. Effect of agricultural systems on Rotylenchulusreniformis (Linford & Oliveira, 1940) soil population.

Rotylenchulus reniformis is a major pathogen to several tropical and subtropical economic crops. Frequently thisnematode has caused substantial crop losses to soybean and cotton in the State of Mato Grosso do Sul, Brazil.The objective of this work was to know the effect of different agricultural systems on R. reniformis soil population.The systems, SCM (mono-cropping soybean with disc preparation of the soil = conventional system), SPD (no-tillage planting system with crop rotation), SILP (integrated agriculture/pasture system), and SPP (permanentpasture system), were established 8 yrs ago, contiguous to a preserved forest (MC = natural system), that wasused for comparison. Five soil samples, comprised of 12 sub samples, were taken from each system. Nematodeswere extracted by elutriation/sieving method followed by sucrose centrifugation. There were significant differences(p < 0.01) between R. reniformis abundance in SCM (3,424 nematodes per 300 cm3 of soil) and those from othersystems (maximum of 24 nematodes per 300 cm3 of soil, in SPD) suggesting that diversified agricultural systemscould limit the build-up of R. reniformis soil population.Keywords: management, reniform nematode, selection pressure

COMUNICAÇÃO

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Influência de Diferentes Sistemas de Produção sobre a População de Rotylenchulus reniformis (Linford & Oliveira, 1940) no Solo


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ConteúdoO nematóide reniforme, Rotylenchulus reniformis

Linford & Oliveira, 1940, é importante patógeno desoja e algodoeiro em Mato Grosso do Sul (Asmus etal., 2003; Asmus, 2005). Sua crescente importância noestado pode estar associada à preferência por solos detextura argilosa (Koenning et al., 1996), à elevadacapacidade de sobrevivência em camadas profundas doperfil do solo (Robinson et al., 2005), bem como aoplantio continuado de culturas consideradas boashospedeiras, tais como a soja e o algodoeiro.Teoricamente, o plantio sucessivo de culturashospedeiras pode exercer pressão de seleção sobre apopulação de nematóides edáficos, que culminaria como aumento populacional de espécies capazes de semultiplicar nas culturas suscetíveis. Neste aspecto,sistemas de exploração agrícola simplificados, commonocultivo de culturas hospedeiras, seriam favoráveisao aumento da população do nematóide reniforme nosolo. O presente trabalho teve por objetivo conhecer ainfluência de diferentes sistemas de produção agrícolasobre a população de R. reniformis no solo.

O trabalho foi realizado em área de 28 hectares docampo experimental da Embrapa Agropecuária Oeste,em Dourados (MS), onde foram estabelecidos, há dezanos, os seguintes sistemas de produção: a) sistemaconvencional com monocultivo - SCM: este sistemarepresenta a forma tradicional de agricultura na região,ocupando uma gleba de 2 ha. É conduzido com sojano verão e aveia no inverno; o preparo do solo érealizado com grades, sem o uso de rotação de culturas;são utilizadas variedades recomendadas para a região emanejo integrado de pragas, entre outras práticasculturais. b) sistema plantio direto - SPD: agriculturaem plantio direto com rotação de culturas, tendo a sojae o milho como culturas de verão e trigo, aveia e naboforrageiro como culturas de inverno. A área ocupadapelo sistema é de 6 ha divididos em três talhões de 2 hacada, em função das culturas de inverno. c) sistemaintegrado lavoura-pecuária - SILP: sistemaconduzido em plantio direto e utilizando pastagemperene. É realizada rotação lavoura-pastagem a cadadois anos. O sistema ocupa 8 ha de área divididos emdois talhões de 4 ha cada. A implantação da soja após apastagem é efetuada em plantio direto com a dessecação

da pastagem com herbicidas. A implantação dapastagem após a cultura é efetuada com semeaduradireta (sem preparo do solo) no início do verão. d)sistema pecuária permanente - SPP: pecuária decorte em pastagem de braquiária permanente,conduzida em sistema de pastejo contínuo, comsuplementação no inverno através de silagem,utilizando-se animais provenientes de cruzamento deNelore com raça européia, e manejados sanitariamenteconforme as recomendações técnicas disponíveis. Aárea para este sistema é de 8 ha. e) mata conservada- MC: fragmento de mata conservada representando asituação original do ecossistema regional, mantidaintacta, com ambiente ainda não perturbado. Talsituação é mantida indefinidamente, possibilitandoassim a realização de amostragens para caracterizaçãodo solo regional, sem a ação antrópica, e compará-laaos sistemas em estudo – sistema testemunha.

Em abril de 2005, oito anos após a implantação dossistemas, foram estabelecidos cinco pontos de coletaem cada sistema, distantes 30 m um do outro. A partirde cada ponto, foram estabelecidas duas circunferências,com 3 e 6 m de raio, respectivamente. Utilizando umtrado, foram retiradas quatro amostras de soloeqüidistantes na circunferência menor e oito amostrasna circunferência maior, todas na profundidade de 0,0a 0,2m, de forma a obterem-se amostras compostaspor 12 subamostras de solo. As subamostras foramhomogeneizadas, colocadas em sacos plásticos earmazenadas a 4 ºC até a realização das extrações.

Os nematóides presentes em amostras de trabalho,compostas de 300 cm3 de solo, foram suspensos em 2litros de água, coletados em peneira de malha de 0,037mm e clarificados pela técnica de flutuação centrífugaem solução de sacarose de Jenkins (1964). Depois deextraídos da terra, os nematóides foram inativados embanho-maria, na temperatura de 55 ºC por cincominutos, e fixados em fixador Golden (Hopper, 1986),onde permaneceram até a comprovação da espécie(Robinson et al., 1997) e quantificação, em lâmina dePeters. Os dados obtidos foram submetidos a testesde normalidade (teste de Lilliefors), análise de variância(ANOVA) e ao teste de comparação de médias deDuncan, pelo programa de computação SAEG, daUniversidade Federal de Viçosa.

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Aline F.R. Sereia, Guilherme L. Asmus & Amoacy C. Fabrício

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Tabela 1 - Abundância de Rotylenchulus reniformis em diferentes sistemas de produção agropecuária. SCM = sistema convencional commonocultivo; SPD = sistema de plantio direto; SILP = sistema integrado lavoura-pecuária; SPP = sistema pastagem permanente; MC =mata conservada. Dourados, 2006.

O monocultivo de soja em plantio convencional poroito anos exerceu efeito significativo sobre a populaçãodo nematóide reniforme, quando comparado aosdemais sistemas (Tabela 1). Dos 3.436 nematóidesfitófagos presentes em 300 cm3 de solo, compreendidosem quatro gêneros, 99,65 % pertenciam à espécie R.reniformis neste sistema de cultivo; densidadepopulacional semelhante àquelas associadas a perdasem rendimento na cultura da soja (Asmus et al., 2003).Por outro lado, em todos os demais sistemas ondehouve maior diversificação de culturas (SPD e SILP),a população do nematóide foi significativamentesemelhante ao que ocorre na mata conservada (MC).A não detecção de R. reniformis em sistema de pastagemcontínua refletiu a resistência da braquiária, utilizadacomo pastagem, ao nematóide.

A alta população do nematóide no SCM indica queo plantio continuado de uma cultura de verão suscetível– a soja – pode ter permitido a elevada multiplicaçãodo nematóide, caracterizando um exemplo claro depressão de seleção. Ao compararem comunidades denematóides em vegetação de Cerrado original com áreascultivadas por 10 anos com goiabal e milharal, Goulartet al. (2003) observaram aumento na abundância deHelicotylenchus e Pratylenchus sob cultivo de milho. Deforma semelhante, Cares & Huang (1991) encontraramaumento relativo nas populações de Ditylenchus sp. eTylenchus sp. em cultivos anuais, quando comparadoscom plantas perenes ou vegetação nativa de Cerrado.De acordo com Ferris & Ferris (1974), monoculturaspodem favorecer alguns grupos de nematóides, o queficou evidenciado no presente estudo.

O plantio convencional, com intensa movimentaçãode solo pelo uso de grades, pode ter ajudado nadisseminação do nematóide, a partir de focos deintrodução. Trabalho realizado por Lee et al. (2003),evidenciou que R. reniformis pode ser facilmenteintroduzido e disseminado em áreas de cultivo por meiodo preparo de solo e outras operações agrícolas. A nãodetecção de R. reniformis na pastagem contínua e namata conservada, onde não há trânsito de máquinas,sugerem que o nematóide tenha sido introduzido naárea experimental por meio de máquinas ouimplementos. A baixa população detectada no SPD eno SILP sugere que, mesmo tendo sido introduzido, onematóide não encontrou condições adequadas paramultiplicação. O cultivo de milho, bem como o uso deculturas de inverno não hospedeiras, no SPD e a rotaçãoda soja com a braquiária no SILP, certamentecontribuíram para que R. reniformis se mantivesse empopulações muito abaixo da necessária para causardanos a soja, sugerindo que sistemas mais integradosde produção, com rotação com culturas nãohospedeiras, podem limitar o crescimento populacionaldo nematóide.

Literatura CitadaASMUS, G.L. 2005. Evolução da ocorrência de Rotylenchulus

reniformis em Mato Grosso do Sul, durante o quinquênio2001/2005. In: REUNIÃO DE PESQUISA DE SOJADA REGIÃO CENTRAL DO BRASIL, XXVII,Cornélio Procópio. Resumos, p. 221-222.

ASMUS, G.L., E. RODRIGUES & K. ISENBERG. 2003.Danos em soja e algodão associados ao nematóidereniforme (Rotylenchulus reniformis) em Mato Grosso doSul. Nematologia Brasileira, 27 (2): 267.

Médias seguidas da mesma letra não diferem entre si pelo teste de Duncan ao nível de 1% de probabilidade.

Sistemas de produção Nematóides/ 300 cm3 de solo

SCM 3.424 a

SPD 24 b

SILP 4 b

SPP 0 b

MC 0 b

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Influência de Diferentes Sistemas de Produção sobre a População de Rotylenchulus reniformis (Linford & Oliveira, 1940) no Solo


45

CARES, J.H. & S.P. HUANG. 1991. Nematode fauna innatural and cultivated cerrados of Central Brazil.Fitopatologia Brasileira, 19 (3): 199-209.

FERRIS, V.R. & J.M. FERRIS. 1974. Inter-relationshipsbetween nematode and plant communities in agriculturalecosystems. Agro-ecosystems, 1 (4): 275-299.

GOULART, A.M.C, A.R. MONTEIRO & L.C.C.B.FERRAZ. 2003. Comunidades de nematóides emCerrado com vegetação original preservada ousubstituída por culturas. 2. Diversidade taxionômica.Nematologia Brasileira, 27 (2): 129-137.

HOOPER, D.J. 1986. Handling, fixing, staining andmounting nematodes. In: SOUTHEY, J.F. (ed).Laboratory Methods for Work with Plant and SoilNematodes. Her Majesty´s Stationery Office, London.p. 59-80.


KOENNING, S.R., S.A. WALTERS & K.R. BARKER. 1996.Impact of soil texture and damage potentials ofRotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita in cotton.Journal of Nematology, 28 (4): 527-536.

LEE, H.K., G.W. LAWRENCE, J.L. BIEN & A.T. KELLEY.2003. Cultural practices and the dispersion of thereniform nematode in Mississipi. Journal ofNematology, 35 (3): 350.

ROBINSON, A.F., R.N. INSERRA, E.P. CASWELL-CHEN, N. VOVLAS & A. TROCCOLI. 1997.Rotylenchulus species: identification, distribution, hostranges, and crop plant resistance. Nematropica, 27 (2):127-180.

ROBINSON, A.F., R. AKRIDGE, J.M. BRADFORD, C.G.COOK, W.S. GAZAWAY, T.L. KIRKPATRICK, G.W.LAWRENCE, G. LEE, E.C. McGAWLEY, C.OVERSTREET, B. PADGETT, R. RODRIGUEZ-KABANA, A. WESTPHAL & L.D. YOUNG. 2005.Vertical distribution of Rotylenchulus reniformis in cottonfields. Journal of Nematology, 37 (3): 265-271.

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Cláudia R. Dias-Arieira, Daniela A.S. Morita & Maria H. Machado

46 Vol. 31(1) - 2007

Nematóides Associados a Plantas Ornamentais em Viveiros do Paraná

Cláudia R. Dias-Arieira1, Daniela A.S. Morita1 & Maria H. Machado1

1Universidade Estadual de Maringá, Departamento de Agronomia, Estrada da Paca s/n,87508-210, Umuarama (PR), Brasil.

Autora para correspondência: [email protected]

Resumo - Dias-Arieira, C.R., D.A.S. Morita & M.H. Machado. 2007. Nematóides associados a plantas ornamentaisem viveiros do Paraná.

Muitas ornamentais são suscetíveis a fitonematóides e essa associação resulta em sintomas que comprometemo valor comercial da planta. No entanto, pouco se sabe a respeito da sanidade das plantas comercializadas emviveiros para implantação de jardins urbanos e rurais. Assim, este trabalho teve como objetivo realizar levantamentode nematóides associados a raízes, solo e substrato de plantas ornamentais em mudas comercializadas nas regiõesnorte e noroeste do Paraná. Os nematóides foram extraídos de 38 espécies vegetais e as amostras examinadas sobmicroscópio óptico. As maiores médias de nematóides foram para Meloidogyne em Zoysia japonica (grama esmeralda),com 997 e 239 espécimes em 100 cm3 de solo e dez gramas de raiz, respectivamente. Seguiram-se Helicotylenchuscom 302 e 1.470 espécimes no solo e raízes de Schlumbergera truncata (flor-de-maio), e 452 e 341 nematóides nosolo e na raiz de Hemerocallis flava (lírio). Nas 114 amostras examinadas, Helicotylenchus ocorreu em 35,1%, Tylenchusem 16,7%, Meloidogyne e Paratylenchus em 14,9%, Mesocriconema em 12,3%, tricodorídeos em 8,8% e Pratylenchus em5,3%. Os nematóides dos gêneros Rotylenchulus, Xiphinema, Aorolaimus e Hoplolaimus ocorreram em baixa freqüência.Palavras-chaves: nematóides, plantas ornamentais, ocorrência.

Summary - Dias-Arieira, C.R., D.A.S. Morita & M.H. Machado. 2007. Nematodes associated to ornamentalplants in greenhouse from Paraná state, Brazil.

Many ornamental plants are susceptible to phytonematodes and this association resulted in symptoms thatcompromise the plant commercial value. However, little information is current available about the sanity ofplants commercialized to establish urban and country gardens. This work aimed to survey nematodes associatedto roots, soil and substratum of ornamental plants in seedlings commercialized in the North and Northwestregions of Paraná state. The nematodes were extracted from 38 plant species, and the samples were examinedunder optical microscope. The highest densities of nematodes were 997 and 239 specimens of Meloidogyne in 100cm3 of soil and 10 grams of roots of Zoysia japonica, 302 and 1,470 specimens of Helicotylenchus in soil and rootsof Schlumbergera truncata, and 452 and 341 specimens of Helicotylenchus in soil and roots of Hemerocallis flava. Fromthe 114 samples examined, Helicotylenchus occurred in 35.1%, Tylenchus in 16.7%, Meloidogyne and Paratylenchus in14.9%, Mesocriconema in 12.3%, tricodorideous nematodes in 8.8%, and Pratylenchus in 5.3%. The nematodesRotylenchulus, Xiphinema, Aorolaimus and Hoplolaimus occurred in low frequency.Key words: nematodes, ornamental plants, occurrence.

COMUNICAÇÃO

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ConteúdoA produção de flores no Brasil vem crescendo de

forma significativa nos últimos anos. Segundo dadosdo Instituto de Economia Agrícola (IEA), o valor dasexportações dos produtos da floricultura brasileira nosanos de 2003, 2004 e 2005 teve um crescimento de30,0, 20,9 e 9,4%, respectivamente, enquanto aimportação seguiu queda contínua nesses mesmos anos(IEA, 2006). No estado do Paraná, o crescimento entreos anos de 1997 e 2004 alcançou a marca de 237%.Nesse período, o número de municípios que temprodução de flores como uma das principais baseseconômicas passou de 13 para 26 (Andretta, 2006). Essecrescimento é vivenciado por praticamente todos ossetores desse agronegócio, alcançando plantas vendidascomo mudas, maços, dúzias ou vasos.

Um importante aspecto do aumento nas áreas deprodução de flores é a ocorrência de pragas e doenças.As condições de cultivo, como umidade, temperaturae densidade de plantio, são alguns dos fatores quefavorecem a ocorrência de fitopatógenos, especialmentefungos e nematóides (Lins & Coelho, 2004). SegundoOliveira & Kubo (2006), já foram relatadas mais de 30espécies de nematóides associados a plantasornamentais, em cultivos de casa-de-vegetação, porémalgumas não tiveram patogenicidade comprovada.

Neste contexto, os maiores prejuízos econômicosna produção de plantas ornamentais estão associadosa espécies pertencentes ao gênero Meloidogyne Goeldi.Oliveira & Kubo (2006) traz um resumo das principaisespécies de nematóides do gênero Meloidogyne queparasitam plantas ornamentais, sendo as mais comunsM. incognita (Kofoid & White) Chitwood e M. javanica(Treub) Chitwood, porém relatou-se ainda a ocorrênciade M. arenaria (Neal) Chitwood, M. hapla Chitwood eM. petuniae Charchar, Eisenback & Hirschmann.

O parasitismo por Meloidogyne spp. promove aformação de galhas no sistema radicular das plantas,comprometendo absorção de água e nutrientes. Comoresultado, observam-se plantas com sintomas dedeficiência nutricional, nanismo, clorose, necrose damargem foliar e murcha (Sharma & Rich, 2005). Emlevantamento de nematóides associados a plantasornamentais realizado no estado de Pernambuco, M.incognita apareceu como patógeno mais freqüente emespécies de plantas das famílias Zingiberaceae e

Musaceae (Lins & Coelho, 2004). Meloidogyne incognitatambém causou significativa redução no crescimentode plantas e produção de flores em Petunia hybrida ePapaver rhoeas em trabalhos realizados sob condiçõescontroladas (Khan et al., 2005). McSorley & Frederick(1994) avaliaram a suscetibilidade de algumas espéciesde plantas ornamentais aos nematóides de galhas eobservaram que Anthirrinum majus L. foi bastantesuscetível aos isolados de Meloidogyne avaliados.

O nematóide causador de lesão radicular, PratylenchusFilipjev, também é citado como parasita de diversasespécies de plantas ornamentais, entre as quais Cassiaspp., Chrysanthemum spp. e Rosa multiflora (Oliveira &Kubo, 2006). Dentre as espécies causadoras deprejuízos em ornamentais estão P. brachyurus (Godfrey)Filipjev & S.Stekhoven, P. penetrans (Cobb) Filipjev &S.Stekhoven, P. coffeae (Zimmermann) Filipjev &S.Stekhoven, P. vulnus Allen & Jensen e P. zeae Graham.

Radopholus similis (Cobb) Thorne foi encontradoassociado a antúrio numa freqüência de 69% das áreasamostradas, mas, a ocorrência desse e de outrosnematóides variou entre as variedades estudadas;enquanto para algumas combinações nematóide-hospedeiro detectaram-se mais de 1.000 nematóidesem dez gramas de raízes, em outras a população foimuito baixa (Bala & Hosein, 1996).

Aphelenchoides Fischer, Helicotylenchus Steiner eXiphinema Cobb também são relatados como parasitasde plantas ornamentais (Pinochet & Duarte, 1986; Lins& Coelho, 2004). Trabalho com plantas ornamentaisrealizado em Minas Gerais detectou a presença deTylenchulus semipenetrans Cobb associado ao sistemaradicular de Strelitzia reginae (Costa et al., 2001).

Além dos danos diretos que os nematóides causamàs plantas, tal associação pode trazer sérios problemasna implantação de jardins e gramados em propriedadesagrícolas, uma vez que essas plantas podem servir comofonte de inóculo. Desta forma, este trabalho teve comoobjetivo avaliar a ocorrência de nematóides associadosa plantas ornamentais, em viveiros das regiões norte enoroeste do estado do Paraná.

As amostras foram coletadas em viveiros de plantasornamentais dos municípios de Londrina, no norte doParaná, Juranda, Paranavaí e Umuarama, no noroestedo Paraná, durante o período de dezembro de 2005 ajunho de 2006. Para cada espécie de planta foram

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coletadas de duas a cinco amostras, de acordo com adisponibilidade e comercialização das plantas paraimplantação de jardins, totalizando 114 amostras de38 espécies vegetais, dentro de 24 famílias botânicas(Tabela 1). As identificações foram feitas com base emLorenzi & Souza (2001).

As amostras coletadas foram armazenadas em sacosplásticos, devidamente identificados, e mantidas emgeladeira a 4 ºC até o momento de serem processadasno Laboratório de Fitopatologia da UniversidadeEstadual de Maringá - Campus Avançado de Umuarama.Para raízes, 10 gramas foram cortadas em pedaços deaproximadamente um centímetro e submetidas àextração segundo a metodologia proposta por Hussey& Barker, adaptada por Boneti & Ferraz (1981). Osnematóides extraídos foram recolhidos em béqueres emortos em banho-maria, por cinco minutos a 60 ºC.Posteriormente, as amostras foram armazenadas emgeladeira até o momento da avaliação.

Para a extração de nematóides de solo e substrato,100 cm3 foram submetidos à metodologia decentrifugação em solução de sacarose, segundo Jenkins(1964). As amostras obtidas receberam o tratamentotérmico supracitado, para promover a morte dosnematóides. Por fim, foram avaliadas quanto aosgêneros ocorrentes e número de espécimes denematóides, sob microscópio óptico, usando-secâmaras de Peters. Lâminas temporárias forampreparadas para identificação de alguns nematóides,usando-se a chave de identificação de gêneros defitonematóides de Mai & Mullin (1996).

Nenhum nematóide fitoparasito foi encontrado nasamostras de raízes de Nerium oleander, Catharanthus roseus,Anthurium andraeanum, Dieffenbachia amoena, Alcantareaimperiales, Tradescantia pallida, Kalanchoe blossfeldiana, Irisgermanica, Salvia splendens, Dracaena saderiana, Hibiscus rosa-sinensis, Ficus pumila, Strelitzia reginae, Heliconia spp., Ixoracoccinea, Solanum seaforthianum e Petunia axillaris. Soloobtido das espécies Epipremnum pinnatum, Tagetes spp.,Nopalea cochenillifea, Cycas revoluta, Raphis excelsa e Phoenixroebelenii, e substrato de Tagetes spp., Salsevieria trifasciatae Cuphea gracilis também não apresentaram nematóidesparasitos de plantas, apesar da constatação denematóides de vida livre em algumas dessas amostras.

Considerando a importância de substratos orgânicospara preparação de mudas, não se esperava encontrar

nematóides associados a esses materiais, porém foiverificada a presença de nematóides de vida livre emtodas as amostras e alguns fitoparasitos, comoHelicotylenchus spp. em substrato cultivado com H. rosa-sinensis e S. splendens e nematóides tricodorídeos em P.axillaris (Tabela 1).

Alguns gêneros de nematóides foram encontradosem baixa freqüência, como é o caso de Aorolaimus Shere Xiphinema Cobb, verificados na rizosfera de vinca (C.roseus) e de antúrio (A. andraeanum), respectivamente, eHoplolaimus Von Daday na rizosfera de buxinho (Buxussempervirens) e nas raízes de roseira (Rosa x grandiflora).Tylenchus Bastian, apesar de ter sido encontrado em16,7% das amostras (Figura 1), não tem sido associadoa prejuízos para espécies ornamentais, uma vez queconsiste em um fitoparasito facultativo e alimenta-seprincipalmente de fungos.

Dos diversos fitonematóides associados às plantasornamentais avaliadas, a maior freqüência foi observadapara Helicotylenchus spp., presente em 35,1% dasamostras (Figura 1). Helicotylenchus spp. foi encontradona rizosfera de N. oleander, C. roseus, D. amoena, S. truncata,T. pallida, I. germanica, S. splendens, S. trifasciata, Ophiopogonjaponicus, Hemerocallis flava, H. rosa-sinensis, F. pumila, S.reginae, Roystonea oleracea, Axonopus compressus e Zoysiajaponica, e nas raízes de S. truncata, H. flava e O. japonicus(Tabela 1). Apesar da baixa população de Helicotylenchusnas amostras de algumas espécies, é importante ressaltaro número elevado desse nematóide associado à rizosferae raízes de S. truncata, chegando a 302 nematóides em100 cm3 de solo e 1.470 em dez gramas de raiz. Essenúmero também foi bastante elevado nas amostras deH. flava, com 452 e 341 nematóides associados àsamostras de solo e raízes, respectivamente. Além dessas,D. amoena apresentou 287 espécimes por 100 cm3 desolo.

Em levantamento de nematóides realizado emTrinidad e Tobago, espécies de Helicotylenchus, como H.dihystera (Cobb) Sher e H. pseudorobustus (Steiner)Golden, foram frequentemente associadas às espéciesHeliconia spp. e Alpinia spp. e em menor freqüência aA. compressus e outras ornamentais (Bala & Hosein,1996). Segundo os autores, altas populações dessenematóide ocasionaram podridão de raízes, nanismo eclorose de plantas ornamentais, principalmente nasinterações com Meloidogyne spp.

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Tabela 1 - Nematóides associados a plantas ornamentais de diferentes famílias botânicas, extraídos de 100 cm3 de solo ou substrato e dezgramas de raízes.

Família Nome Científico Nome Comum Material Nematóides Número

Apocynaceae Nerium oleander espirradeira solo Helicotylenchus 66N. oleander espirradeira raiz ausência de nematóidesCatharanthus roseus vinca solo Aorolaimus 25

Helicotylenchus 4Paratylenchus 50Tylenchus 118

C. roseus vinca raiz ausência de nematóides

Araceae Anthurium andraeanum antúrio solo Tylenchus 138Xiphinema 69

A. andraeanum antúrio raiz ausência de nematóidesDieffenbachia amoena comigo-ninguém-pode solo Helicotylenchus 287

Tylenchus 41D. amoena comigo-ninguém-pode ausência de nematóides

Bromeliaceae Alcantarea imperiales bromélia solo Paratrichodorus 296A. imperiales bromélia raiz ausência de nematóides

Buxaceae Buxus sempervirens buxinho solo Hoplolaimus 42Pratylenchus 21Tylenchus 11

B. sempervirens buxinho raiz Tylenchus 22

Cactaceae Nopalea cochenillifera cacto raiz Tylenchus 47Schlumbergera truncata flor-de-maio solo Helicotylenchus 302S. truncata flor-de-maio raiz Helicotylenchus 1470

Commelinaceae Tradescantia pallida trapoeraba roxa solo Helicotylenchus 70T. pallida trapoeraba roxa raiz ausência de nematóides

Crassulaceae Kalanchoe blossfeldiana calanchoê solo Mesocriconema 84Paratrichodorus 28

K. blossfeldiana calanchoê raiz ausência de nematóides

Iridaceae Iris germanica íris solo Helicotylenchus 78Paratylenchus 117

I. germanica íris raiz ausência de nematóides

Laminaceae Salvia splendens salvia substrato Helicotylenchus 17(Labiatae) S. splendens salvia raiz ausência de nematóides

Liliaceae Dracaena saderiana dracena solo Paratylenchus 240D. saderiana dracena raiz ausência de nematóidesSansevieria trifasciata espada-de-são-jorge solo Helicotylenchus 12

Tylenchus 17S. trifasciata espada-de-são-jorge raiz Pratylenchus 55Ophiopogon japonicus grama preta raiz Paratylenchus 69

Helicotylenchus 58O. japonicus grama preta solo Helicotylenchus 11

Paratrichodorus 6Paratylenchus 33Tylenchus 18

Hemerocallis flava lírio-de-são-josé solo Helicotylenchus 452Meloidogyne 55Mesocriconema 49Tylenchus 3

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Tabela 1 (continuação) - Nematóides associados a plantas ornamentais de diferentes famílias botânicas, extraídos de 100 cm3 de soloou substrato e dez gramas de raízes.

Família Nome Científico Nome Comum Material Nematóides Número

Liliaceae H. flava lírio-de-são-josé raiz Helicotylenchus 341Mesocriconema 6Paratylenchus 316

Malvaceae Hibiscus rosa-sinensis mimo substrato Helicotylenchus 45H. rosa-sinensis mimo raiz ausência de nematóides

Moraceae Ficus pumila fícus solo Helicotylenchus 31F. pumila fícus raiz ausência de nematóides

Musaceae Strelitzia reginae estrelítzia solo Helicotylenchus 127S. reginae estrelítzia raiz ausência de nematóidesHeliconia spp. helicônia solo Tylenchus 168Heliconia spp. helicônia raiz ausência de nematóides

Palmae Roystonea oleracea palmeira imperial solo Helicotylenchus 21(Palmaceae) Paratylenchus 7

Tylenchus 10Chamaedorea cataractarum palmeira solo Meloidogyne 95

Paratrichodorus 19

Poaceae Axonopus compressus grama São Carlos solo Helicotylenchus 7Mesocriconema 16Trichodorus 13

A. compressus grama São Carlos raiz Mesocriconema 30Zoysia japonica grama esmeralda solo Helicotylenchus 67

Meloidogyne 977Mesocriconema 28R. reniformis 17

Z. japonica grama esmeralda raiz Meloidogyne 239R. reniformis 237

Rosaceae Rosa x grandiflora rosa raiz Hoplolaimus 60Meloidogyne 58Pratylenchus 31

Rosa x grandiflora rosa solo Meloidogyne 29Mesocriconema 33Paratrichodorus 17Pratylenchus 8

Rubiaceae Ixora coccinea ixora solo Pratylenchus 42I. coccinea ixora raiz ausência de nematóides

Solanaceae Solanum seaforthianum trepadeira-doce-amarga solo Tylenchus 46S. seaforthianum trepadeira-doce-amarga raiz ausência de nematóidesPetunia axillaris petúnia substrato Trichodorus 76P. axillaris petúnia raiz ausência de nematóides

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Dentre as espécies que apresentaram maiorpopulação de Meloidogyne spp., destaca-se a gramaesmeralda (Z. japonica), com números médios iguais a977 e 239 espécimes em 100 cm3 de solo e dez gramasde raiz, respectivamente (Tabela 1). Essa Poaceae já foirelatada como hospedeira de M. marylandi Jepson &Golden (Golden) e de M. sasseri Handoo, Huettel &Golden (Handoo et al., 1993). Handoo et al. (1993)verificaram que juvenis de M. sasseri obtidos do sistemaradicular de Z. japonica eram morfometricamentemaiores do que quando extraídos de outras setegramíneas avaliadas.

Meloidogyne spp. também foi recuperado da rizosferae do sistema radicular de Rosa x grandiflora, com númeromédio de juvenis igual a 29 e 58, respectivamente(Tabela 1). Trabalhos realizados anteriormenteapontaram suscetibilidade de Rosa spp. às espécies M.arenaria, M. javanica e M. hapla (Oliveira & Kubo, 2006).Hart & Maggenti (1971) constataram que M. haplacausou grandes injúrias no sistema radicular de R.multiflora e que o aumento na produção de rosas estavadiretamente relacionado ao controle do nematóide.

Outro nematóide associado ao sistema radicular deRosa x grandiflora foi Pratylenchus spp., com oito e 31nematóides em 100 cm3 de solo e em dez gramas de

raízes, respectivamente. Pratylenchus brachyurus e P. vulnussão algumas das espécies de nematóides de lesõesradiculares que comprometem o desenvolvimento deroseiras (Oliveira & Kubo, 2006).

Pratylenchus spp. foi encontrado nas amostras de solode B. sempervirens e raízes de S. trifasciata. Além disso, asespécies ornamentais Ficus elastica, Hippeastrum vittatum,Peperomia obtusifolia e Zebrina pendula são citadas comoboas hospedeiras de P. coffeae (Pinochet & Duarte, 1986).Por outro lado, Pratylenchus spp. não foi relatado emplantas ornamentais nos levantamentos realizados emMinas Gerais e Pernambuco (Costa et al., 2001, Lins &Coelho, 2004).

Além das espécies supracitadas, 42 espécimes dePratylenchus spp. foram extraídos da rizosfera de I.coccinea. Giblin-Davis et al. (1992) avaliaram asuscetibilidade de diferentes variedades de Ixora aalgumas populações de Meloidogyne e constataram queas variedades de I. coccinea comportam-se de formavariável frente às populações dos nematóides de galha.As cultivares Bonnie Lynn, Maui e Petite Redcomportaram-se como boas hospedeiras de M. incognitaraça 1, mas não hospedeira de M. javanica; por outrolado, Singapore e Petite Yellow não foram boashospedeiras de M. incognita raça 1, mas foram excelentes

Figura 1 - Freqüência de nematóides associados a 114 amostras de solo e raízes de plantas ornamentais, em viveiros das região norte enoroeste do Paraná.

100

90

80

70

60

50

40

30

20

10

0

a - Vida Livreb - Helicotylenchusc - Tylenchusd - Meloidogynee - Paratylenchusf - Mesocriconemag - Trichodoridaeh - Pratylenchusi - Rotylenchulusj - Outros

a b c d e f g h i j

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hospedeiras de M. javanica. No entanto, no presentetrabalho nenhum exemplar de Meloidogyne foi detectadonas amostras dessa espécie.

Constatou-se a ocorrência de ParatylenchusMicoletzky em 14,9% das amostras avaliadas (Figura1), sendo as maiores médias observadas nas amostrasde raízes de H. flava (316 em dez gramas) e no solo deD. amoena (240 em 100 cm3), ambas da família Liliaceae.Esse nematóide ocorreu ainda nas amostras de solo eraízes de O. japonicus, também da família Lilaceae (Tabela1). Números elevados de Paratylenchus foram aindaencontrados no solo de I. germanica (117 em 100 cm3).Tenente (1996) citou este nematóide como importanteparasita de plantas formadoras de bulbos, como íris,alho e cebola. Bala & Hosein (1996) observaram aespécie P. minutus Lindford, Oliveira e Ishii, em 11,8%das amostras de plantas ornamentais em Trinidad eTobago, sendo a principal hospedeira A. andreanum.

O nematóide Rotylenchulus reniformis Lindford &Oliveira foi detectado nas amostras de Z. japonica commédia de 237 nematóides nas amostras de sistemaradicular e 17 nas de solo. A suscetibilidade de plantasornamentais a R. reniformis foi evidenciada por Starr(1991), que observou que nas espécies Chlorophytumcomosum, Ficus elastica, Philodendrum selloum, Brassaiaactinophylla, Radermachera sinica, Sansevieria trifasciata eBeaucarnea recurvata esse nematóide apresentava fatorde reprodução (FR = Pf/ Pi) superior ao do tomateiro.A avaliação da suscetibilidade de palmáceas e cica a R.reniformis em condições controladas mostrou queAcoelorrhaphe wrightii e Washingtonia robusta comportaram-se como suscetíveis, ocorrendo formação de sincícioem ambas as espécies (Inserra et al., 1994).

Nematóides da família Trichodoridae foramobservados em 8,8% das amostras (Figura 1), estandoo maior número relacionado ao solo da BromeliaceaeA. imperialis, com 296 nematóides em 100 cm3 de solo(Tabela 1). Em Lavras (MG), Trichodorus spp. foiencontrado em 7,8% das amostras de plantasornamentais, estando associado a Aegopodium podograria,Helichrysum petiolatum, Livistona chinensis, Strelitzia reginaee Wedelia paludosa (Costa et al., 2001).

O trabalho aponta para a necessidade de adoção demedidas fitossanitárias em viveiros de plantasornamentais visando à redução das populações de

nematóides associados a tais plantas, com o intuito deaumentar a vida útil de jardins e reduzir os riscos deintrodução de patógenos em áreas urbanas e rurais.

Literatura CitadaANDRETTA, G.M.A.C. 2006. Valor Bruto da Produção

Agropecuária Paranaense 1997 e 2004. V.89. DERAL/SEAB/DEB, Curitiba, 91 p.

BALA, G. & F. HOSEIN. 1996. Plant-parasitic nematodesassociated with anthuriums and other tropicalornamentals. Nematropica, 26 (1): 9-14.

BONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação dométodo de Hussey e Barker para extração de ovos deMeloidogyne exigua de raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6: 553.

COSTA, M.J.N., S. OLIVEIRA, S.J. COELHO & V.P.CAMPOS. 2001. Nematóides em plantas ornamentais.Ciência e Agrotecnologia, 25 (5): 1127-1132.

GIBLIN-DAVIS, R.M., A.W. MEEROW & F.G. BILZ. 1992.Host suitability of Ixora spp. for the root-knotnematodes Meloidogyne incognita raça 1 e M. javanica.Journal of Nematology, 24 (4S): 722-728.

HANDOO, Z.A., R.N. HUETTEL & A.M. GOLDEN.1993. Description and SEM observations of Meloidogynesasseri n. sp. (Nematoda: Meloidogynidae) parasitizingbeachgrasses. Journal of Nematology, 25 (4): 628-641.

HART, W.H. & A.R. MAGGENTI. 1971. Control of root-knot nematode, Meloidogyne hapla, on 2-year-old field-grown roses, Rosa multiflora japonica. Plant DiseaseReporter, 55: 89-92.

IEA. 2006. Floricultura: desempenho do comércio exteriorem 2005. Disponível em: <http://www.iea.sp.gov.br/OUT/verTexto.php?codTexto=4623>. Acesso em: 20jun. 2006.

INSERRA, R.N., R.A. DUNN & N. VOVLAS. 1994. Hostresponse of ornamental palms to Rotylenchulus reniformis.Journal of Nematology, 26 (4S): 737-743.


KHAN, M.R., S.M. KHAN & F. MOHIDE. 2005. Root-knot nematode problem of some winter ornamental andits biomanagement. Journal of Nematology, 37 (2): 198-206.

LINS, S.R.O. & R.S.B. COELHO. 2004. Ocorrência dedoenças em plantas ornamentais tropicais no Estadode Pernambuco. Fitopatologia Brasileira, 29 (3): 332-335.

LORENZI, H.& H.M. SOUZA. 2001. Plantas Ornamentaisno Brasil: Arbustivas, Herbáceas e Trepadeiras. 3 ed.Instituto Plantarum, Nova Odessa,1.088p.

MAI, W.F. & P.G. MULLIN. 1996. Plant-parasitic nematodes.Cornell University Press, Ithaca, 277 p.

McSORLEY, R. & J.J. FREDERICK. 1994. Response ofsome common annual bedding plants to three species

Capitulo 03 Com.pmd 25/4/2007, 17:0552



53

of Meloidogyne. Journal of Nematology, 26 (4S): 773-777.OLIVEIRA, C.M.G. & R.K. KUBO. 2006. Nematóides

parasitos de plantas ornamentais. In: REUNIÃOITINERANTE DE FITOSSANIDADE DOINSTITUTO BIOLÓGICO, XIV (PlantasOrnamentais), Pariquera-Açu. Anais..., p. 27-33.

PINOCHET, J. & O. DUARTE. 1986. Additional list ofornamental foliage plants host of the lesion nematodePratylenchus coffeae. Nematropica, 16 (1): 11-19.

SHARMA, J. & J.R. RICH. 2005. Host status of woodyornamental plants native to Southeastern U.S.A. to threeMeloidogyne species. Nematropica, 35 (1): 23-30.

STARR, J.L. 1991. Rotylenchulus reniformis on greenhouse-grown foliage plants: host range and source of inoculum.Journal of Nematology, 23 (4S): 634-638.

TENENTE, R.C.V. 1996. Nematodes problems of bulbs,with special reference to Ditylenchus dipsaci. Nematropica,26 (1): 91-99.

Capitulo 03 Com.pmd 25/4/2007, 17:0553

Documents

Sociedade Brasileira de Nematologia - spp. a uma População denematologia.com.br/files/revnb/31_1.pdfDesenvolvimento Vegetativo e Reação de Genótipos de Coffea spp. a uma População