TCC Carina

MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO

SECRETARIA DA EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA

INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO CIÊNCIA E TECNOLOGIA DO RIO

GRANDE DO SUL – CAMPUS BENTO GONÇALVES

CURSO SUPERIOR DE TECNOLOGIA EM VITICULTURA E ENOLOGIA

A EVOLUÇÃO DOS POLIFENÓIS DO VINHO TINTO MERLOT

DURANTE A MATURAÇÃO EM BARRICAS DE CARVALHO

FRANCÊS

CARINA ARIOTTI MILANI

BENTO GONÇALVES – RS

2011

MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO

SECRETARIA DA EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA

INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO CIÊNCIA E TECNOLOGIA DO RIO

GRANDE DO SUL – CAMPUS BENTO GONÇALVES

CURSO SUPERIOR DE TECNOLOGIA EM VITICULTURA E ENOLOGIA

A EVOLUÇÃO DOS POLIFENÓIS DO VINHO TINTO MERLOT

DURANTE A MATURAÇÃO EM BARRICAS DE CARVALHO

FRANCÊS

Trabalho de conclusão do Curso superior de

Tecnologia em Viticultura e Enologia,

apresentado como requisito parcial para a

obtenção do título de Enólogo.

Autora: Carina Ariotti Milani

Orientador: Prof. Dr. Julio Meneguzzo

Co-orientador: Prof. Msc. Luis Henrique Gularte Ferreira

Supervisor: Enólogo Gilberto Simonaggio (Vinícola Miolo)

BENTO GONÇALVES – RS

2011

AGRADECIMENTOS

Fica um agradecimento especial e justo:

A Deus pela sua fidelidade na proteção, orientação e condução da minha vida.

Ao meu marido Fábio Milani, pela paciência, compreensão das horas em que estive

ausente dedicando-me aos estudos, e pelo amor dedicado em todos os momentos,

principalmente nos mais difíceis.

Aos meus pais, Darci e Ires, um dos meus alicerces fundamentais na formação moral e

ética, agradeço pelo amor incondicional, e pelo apoio dedicado em todos os momentos.

As minhas irmãs e grande amigas, Cristina e Carla pela força, pela amizade e por

estarem sempre presentes.

As amigas, Michele Zortéa, Marcela Mariani Pires de Campos, Isabelle de Azevedo

Castro e Morgana Soldi que foram verdadeiras irmãs, e a todos os demais amigos, juntamente

com a turma de Eno 2008, que contribuíram na minha formação.

Aos meus mestres, pelos seus sábios ensinamentos que proporcionaram e

proporcionam crescimento e especialização profissional.

Ao meu orientador, Professor Julio Meneguzzo, juntamente com o co-orientador,

Professor Luis Henrique Gularte Ferreira, pela paciência, dedicação e disponibilidade na

orientação deste trabalho.

A todos da Vinícola Miolo Ltda.; que me deram a primeira oportunidade do contato

mais próximo com a enologia, em especial ao Enólogo Gilberto Simonaggio, pela paciência,

disponibilidade e conhecimentos transmitidos na orientação e acompanhamento durante o

desenvolvimento deste trabalho e ao supervisor Loiri de Villa por autorizar que este estudo

fosse realizado nas instalações da empresa.

A todas as pessoas que de uma forma ou de outra contribuem para o meu

desenvolvimento, minha eterna gratidão.

"O vinho molha e tempera os espíritos e acalma as preocupações da mente... ele reaviva nossas alegrias e é o óleo para a chama da vida que se apaga. Se você bebe moderadamente em pequenos goles de cada vez, o vinho gotejará em seus pulmões como o mais doce orvalho da manhã... Assim, então, o vinho não viola a razão, mas sim nos convida gentilmente a uma agradável alegria."

Sócrates

RESUMO

Este trabalho apresenta a avaliação da evolução dos polifenóis do vinho tinto Merlot safra

2010 durante o tempo de envelhecimento em carvalho Francês. Neste estudo, o vinho foi

analisado bimestralmente, sendo avaliadas, as densidades ópticas (DO) a 420 nm, 520 nm e

620 nm, a intensidade corante, a tonalidade, as antocianinas, os taninos e o IPT (índice de

polifenóis totais). Durante o tempo de maturação em carvalho pode-se observar que as

densidades ópticas (DO) a 420 nm, 520 nm e 620 nm, obtiveram uma diminuição, o que,

reflete na diminuição da intensidade corante, que embora ocorra perda de cor, é de certo modo

importante para a estabilização desta. Durante a maturação do vinho, nos primeiros meses em

barricas, devido à precipitação de colóides e matéria corante houve uma diminuição na

quantidade de antocianinas, taninos e no IPT. Com o passar dos meses os taninos começam a

aumentar lentamente no vinho, devido às reações de condensação e polimerização, o que

ocorre também com a relação taninos/antocianinas, bem como com o IPT. O uso da madeira

de carvalho é importante porque através das polimerizações e outras reações químicas, torna-

se possível prolongar a vida do vinho.

Palavras-chave: polifenóis, maturação, carvalho Francês, Merlot.

ABSTRACT

This assignment presents the Merlot red wine of the harvest 2010 phenols evolution during

the aging time in French oak. In this study the wine was analyzed each two months, being

analyzed the 420 nm, 520 nm and 620 nm optical densities (OD), the coloring intensity, the

shade, the anthocyanins, the tannins and the total phenols rate. During the time of maturation

in oak it could be observed that the 420 nm, 520 nm and 620 nm optical densities got a

decrease which reflects on the coloring intensity decrese, which although occuring a loss of

color, is in certain way important for the estabilization of this one. During the wine

maturation, in first months in barrels, due to a colloidal and coloring materials precipitation,

occured a decrease on the amount of anthocyanins, tannins and total phenols rate. With the

passing of the months the tannins started to increase slowly on the wine, due to the

condensation and polymerization reactions, which also occurs related to the

tannins/anthocyanins, as well as with the total phenols rate. The use of the oak wood is

important because, through the polymerization and other chemical reactions, it becames

possible to prolong the wine life.

Key-words: phenols, maturation, French oak, Merlot.

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Decomposição dos graus de liberdade do experimento..........................................48

Tabela 2 - Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 420nm...............................49



Tabela 5 - Quadro da análise da variância da Intensidade de cor (420nm + 520nm +

620nm)..................................................................................................................................... 51

Tabela 6 - Quadro da análise da variância da Tonalidade de cor (420nm / 520nm).................52

Tabela 7 - Quadro da análise da variância das Antocianinas....................................................53

Tabela 8 - Quadro da análise da variância dos Taninos............................................................54

Tabela 9 - Quadro da análise da variância da Relação Tanino/Antocianina.............................55

Tabela 10 - Quadro da análise da variância do Índice de Polifenóis Totais (IPT)....................56

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 – Fenol comum – Hidroxibenzeno.............................................................................17

Figura 2 – Ácidos fenólicos da uva e do vinho.........................................................................19

Figura 3 – Flavonoíde...............................................................................................................20

Figura 4 – Fórmula estrutural da antocianina 3-monoglucosídeos...........................................21

Figura 5 – Fórmula estrutural da antocianina 3,5-diglucosídeos..............................................21

Figura 6 – Estrutura das antocianidinas da uva e do vinho.......................................................22

Figura 7 – Unidades estruturais de base (flavan-3-ol), precursores das proantocianidinas .....25

Figura 8 – Estrutura das proantocianidinas condensadas..........................................................25

Figura 9 – Estrutura dos ácidos gálico e elágico.......................................................................26

Figura 10 – Estrutura dos elagitaninos......................................................................................27

Figura 11 – Estrutura dos produtos de adição de tipo A-T.......................................................28

Figura 12 – Estrutura dos produtos de adição de tipo T-A.......................................................29

Figura 13 – Estrutura de produtos de adição por ponte via de etanal.......................................29

Figura 14 – Evolução dos compostos fenólicos durante a conservação do vinho tinto............35

Figura 15 – Densidades Ópticas nas faixas 420nm (a), 520nm (b) e 620nm (c)......................50

Figura 16 – Resultado da intensidade corante durante a maturação.........................................51

Figura 17 – Evolução da tonalidade de cor do vinho durante a maturação..............................52

Figura 18 – Resultado das antocianinas do vinho durante a maturação...................................53

Figura 19 – Evolução dos taninos do vinho durante a maturação............................................54

Figura 20 – Evolução da relação tanino/antocianina do vinho durante a maturação................55

Figura 21 – Resultado do índice de polifenóis totais do vinho durante a maturação...............56

SUMÁRIO

RESUMO ..................................................................................................................

ABSTRACT ..............................................................................................................

LISTA DE TABELAS ................................................................................................

LISTA DE FIGURAS .................................................................................................

INTRODUÇÃO .........................................................................................................

1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ...........................................................................................14

1.1 Maturação fenólica..........................................................................................................14

1.2 Maceração.......................................................................................................................15

1.2.1 Princípios da maceração...........................................................................................15

1.3 Síntese e evolução dos compostos fenólicos nas uvas....................................................16

1.4 Compostos fenólicos.......................................................................................................17

1.4.1 Ácidos fenólicos (não-flavonóides).........................................................................18

1.4.2 Flavonóides..............................................................................................................19

1.4.3 Antocianinas.............................................................................................................20

1.4.4 Taninos.....................................................................................................................24

1.4.4.1 Taninos condensados.........................................................................................24

1.4.4.2 Taninos hidrolisáveis.........................................................................................26

1.4.5 Reações de condensação das antocianinas e dos taninos.........................................27

1.4.6 Polimerização fenólica no vinho..............................................................................30

1.5 Cor...................................................................................................................................31

1.5.1 Evolução da cor para um matiz amarelo-alaranjado................................................32

1.6 Madeira de carvalho........................................................................................................32

1.6.1 Espécies de carvalho................................................................................................33

1.6.2 Compostos extraídos da madeira pelo vinho...........................................................34

1.7 Envelhecimento dos vinhos............................................................................................34

2 MATERIAIS E MÉTODOS ...............................................................................................36

2.1 Local de realização do estágio........................................................................................36

2.2 Elaboração do vinho Merlot............................................................................................36

2.3 Obtenção das amostras....................................................................................................37

2.4 Metodologias analíticas conforme o Laboratório da Vinícola Miolo.............................38

2.4.1 Determinação da cor................................................................................................38

2.4.2 Determinação das antocianinas................................................................................39

2.4.3 Determinação dos taninos........................................................................................41

2.4.4 Determinação do índice de polifenóis totais (IPT)..................................................42

2.4.5 Determinação da turbidez........................................................................................44

2.4.6 Determinação do anidrido sulfuroso livre................................................................45

2.4.7 Determinação do anidrido sulfuroso total................................................................47

2.5 Técnica para análise dos dados.......................................................................................48

3 RESULTADOS E DISCUSSÕES.......................................................................................49

3.1 Densidades Ópticas a 420nm, 520nm e 620nm..............................................................49

3.2 Intensidade de cor...........................................................................................................51

3.3 Tonalidade de cor............................................................................................................51

3.4 Antocianinas....................................................................................................................52

3.5 Taninos............................................................................................................................53

3.6 Relação Taninos/Antocianinas........................................................................................54

3.7 Índice de Polifenóis Totais (IPT)....................................................................................55

4 CONCLUSÃO......................................................................................................................57

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................58

BIBLIOGRAFIA CONSULTADA ........................................................................................61

APÊNDICES............................................................................................................................63

INTRODUÇÃO

Para muitos, o vinho tinto é o produto mais nobre obtido da videira, permitindo à

agroindústria agregar mais valor ao produto final. Mas ele exige do enólogo maior

conhecimento e dedicação, é produto da ciência e da arte.

O vinho, em especial o tinto, assim como qualquer ser vivo, possui fases evolutivas: a

maceração e as fermentações corresponderiam ao nascimento; a fase de estabilizações ao

crescimento; a etapa de maturação e envelhecimento em garrafa equivaleria à fase adulta, na

qual o vinho atingiria o seu apogeu qualitativo; e, por fim, o declínio ou morte, com a perda

significativa de aroma e sabor, e uma progressiva degradação oxidativa (GIOVANNINI e

MANFRÓI, 2009).

Para a elaboração de um vinho tinto de qualidade é essencial que a uva alcance um

estádio adequado de maturação, a relação açúcar/acidez não é garantia total de que se realizou

a colheita no ápice ou próximo a este, do potencial máximo qualitativo. É importante também

avaliar a maturação dos compostos fenólicos e compostos aromáticos existentes na matéria

prima uva. Segundo Ribéreau-Gayon et al., (2003) faz-se necessária à análise da maturação

fenólica, que não é somente o conteúdo total desses compostos, mas também a sua estrutura e

capacidade de extração durante a vinificação.

Nunca é demais referir que o vinho é uma mistura hidroalcoólica complexa, formada

de inúmeros compostos orgânicos e elementos minerais (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009),

na composição química do vinho denota-se água, álcool (em especial álcool etílico), ácidos

orgânicos (ácido tartárico, málico e cítrico e outros ácidos gerados na fermentação), açúcares

(depende do estilo de vinho), minerais, proteínas, peptídeos, polissacarídeos, polifenóis e

vitaminas.

Os polifenóis ou compostos fenólicos encontram-se no vinho em teores que variam de

2 a 7 g L-1. E como expõe Guerra (apud Seminário Franco-Brasileiro de Viticultura, Enologia

e Gastronomia – ANAIS, 1998), são estes compostos que direta ou indiretamente influenciam

na longevidade, qualidade e complexidade dos vinhos.

Os principais compostos fenólicos presentes nos vinhos são as antocianinas e os

taninos. Os taninos condensados são originários da uva, enquanto os taninos hidrolisáveis são

adicionados através de insumos enológicos ou por barricas de carvalho (RIBÉREAU-

GAYON et al., 2003). As principais reações que ocorrem entre os compostos fenólicos

encontrados nos vinhos são oxidativas, podendo ser benéficas ou não à evolução e

longevidade destes.

Neste contexto, este trabalho tem por objetivo acompanhar a evolução destes

polifenóis durante o tempo de maturação do vinho em barricas de carvalho, com os recursos

disponíveis na empresa que o estágio foi realizado.

14

1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

1.1 Maturação Fenólica

Devido à evolução na Vitivinicultura, percebeu-se que somente os parâmetros de

análise da maturação como açúcar e acidez não eram suficientes para determinar a qualidade

da colheita (TOGORES, 2003). Faz-se necessário a análise da maturação fenólica, que não é

somente o conteúdo total desses compostos, mas também a sua estrutura e capacidade de

extração durante a vinificação (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

Foi a partir dos estudos de Glories e seus colaboradores, que se passou a dar uma

abordagem mais sistematizada ao domínio da evolução de polifenóis durante a maturação das

uvas, de modo a utilizar essa variável como parâmetro para definição do ponto de colheita.

Esse controle passou a ser decisivo na elaboração de vinhos tintos superiores, com um

diferencial de estrutura.

Tratando-se da evolução dos principais compostos fenólicos da uva, as antocianinas

começam a se acumular na baga alguns dias antes da mudança de cor, enquanto os taninos

acumulam-se regularmente na película da baga, o que determina o ponto de colheita. A

velocidade e intensidade de acumulação dependem em muito do clima, do solo e das práticas

culturais (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

Durante a maturação da uva o teor de compostos fenólicos se modifica: os polifenóis

simples, encontrados na semente, tendem a diminuir, proporcionando a formação de

estruturas polimerizadas, enquanto na película da baga, os polifenóis reagem de forma mais

contundente, formando, proporcionalmente, um número maior de compostos polimerizados.

A maturação fenólica consiste no aumento da concentração das antocianinas e dos

taninos. Os taninos da semente são sempre mais adstringentes que os taninos da película, ao

longo da maturação da uva, os teores da fração extratível dos taninos da semente diminuem,

pois se polimerizam e também são bioconvertidos em outras moléculas, dado que a

adstringência dos taninos da película diminui e a adstringência dos taninos das sementes

permanece praticamente invariável. No entanto, este equilíbrio proveniente da maturação da

uva proporciona vinhos menos adstringentes e livres de características herbáceas provenientes

dos taninos verdes. Sendo assim, o que diminui durante a maturação da uva não é

necessariamente a quantidade de taninos, mas sim sua extratibilidade. Pode-se constatar que

ao retardar a vindima, e, portanto aumentar o nível de maturação da uva, se produz um

15

incremento na sensação de volume de boca e na sensação de tanicidade, diminuindo a acidez,

a adstringência e o sabor amargo do vinho (ZAMORA, 2003).

1.2 Maceração

Além do efeito das condições edafoclimáticas, de cultivo e de colheita, uma das

operações enológicas, senão a mais importante, que afeta grandemente a extração e o perfil de

extração de diferentes compostos é a maceração (RYANE e REVILLA, 2003).

Os vinhos tintos são caracterizados por serem provenientes somente de uvas tintas e,

principalmente, por passarem por um período de maceração; sendo este processo o

responsável por todas as suas características específicas, visuais, olfativas e gustativas, o que

os diferencia dos vinhos brancos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

Segundo a resolução nº 126/2009 da Organização Internacional da Uva e do Vinho

(OIV) a maceração é um procedimento que consiste em deixar a parte sólida da uva (cascas,

sementes e eventualmente engaço) e líquida (mosto de uvas esmagadas) em contato por um

determinado tempo, que pode ser antes, durante e depois da fermentação alcoólica.

A maceração possibilita a dissolução dos compostos presentes na fração sólida da uva,

sendo os compostos fenólicos (taninos e antocianinas) os principais, como também

substâncias aromáticas, compostos nitrogenados, polissacarídeos e elementos minerais

(TOGORES, 2003).

Assim sendo, a maceração confere ao vinho tinto as quatro características principais

do ponto de vista sensorial: cor, aroma, sabor e volume de boca. Conforme o tipo de uva e as

características desejadas para o vinho a maceração pode ser mais ou menos intensa

(GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

1.2.1 Princípios da maceração

A composição fenólica do vinho não está somente relacionada com a maceração,

como também depende da matéria-prima, do sistema de vinificação adotado e dos fenômenos

químicos e bioquímicos sobre os polifenóis (FLANZY, 2003).

Os polifenóis, ou seja, as antocianinas e os taninos apresentam diferentes perfis de

extração (FLANZY, 2003). As antocianinas são facilmente extraídas, devido estar localizadas

nas células das camadas externas da película (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009) e, também

16

por serem solúveis em água. Sua extração ocorre a partir, principalmente, da fase de

maceração pré-fermentativa e começo da fermentação alcoólica. Os taninos são extraídos uma

parte no começo da maceração e a outra parte no decorrer da fermentação alcoólica com a

formação de etanol, uma vez que é solúvel neste (OREGLIA, 1978). Os taninos da película

são os primeiros a serem extraídos em seguida os da semente. Sua extração segue até a fase de

maceração pós-fermentativa (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

1.3 Síntese e evolução dos compostos fenólicos nas uvas

Para que a maceração aconteça e tenha um bom rendimento, é importante que os

compostos fenólicos estejam presentes em quantidade e qualidade satisfatórias, e que sejam

extraíveis (TOGORES, 2003). As condições climáticas, a composição do solo e sua

capacidade de drenagem têm uma grande importância sobre a concentração de compostos

fenólicos na baga da uva e consequentemente no vinho. Este é o conceito de terroir que

condiciona que em determinados lugares uma mesma variedade vinífera, proporciona

produtos mais ou menos concentrados (ZAMORA, 2003), além desses aspectos existem ainda

fatores genéticos da própria uva, condições de cultivo, tratos culturais e estádio de maturação

fenólica que podem influenciar na quantidade e extratibilidade destes compostos


Para melhor compreender os processos que influenciam sobre a acumulação de

compostos fenólicos da uva é necessário compreender a sua biossíntese (ZAMORA, 2003).

Através da transformação da fenilalanina em ácido cinâmico que posteriormente serão

sintetizados os compostos fenólicos. Isso se torna possível devido à ação de uma enzima

(fenilalanina amoniolase – PAL) que irá desaminar a fenilalanina. Sua origem é o ácido

fosfoenopirúvico (PEP) que provém da glicólise anaeróbica. Isso explica porque os

compostos fenólicos se formam mais facilmente quando os teores de açúcares são elevados

(CHAMPAGNOL, 1984).

No entanto, existe uma concorrência entre dois metabolismos pela fenilalanina. Um

primário, que a utiliza para a síntese protéica, e o outro secundário, que é o de acumulação de

compostos fenólicos. O que determinará qual metabolismo será seguido são as condições já

citadas acima.

Segundo Zamora (2003), um dos principais fatores que influencia sobre a síntese dos

compostos fenólicos é evidentemente a insolação, que influi de forma indireta sobre a síntese

destes. Por um lado é imprescindível para garantir a fotossíntese, necessária para abastecer de

17

energia a planta, e por outro lado atua diretamente sobre a enzima PAL, já que existe uma

relação direta entre o nível de atividade e a presença de radiação solar.

Outro fator relevante para acumulação de compostos fenólicos é o vigor da planta, que

tem relação com a fertilidade do solo, e a disponibilidade de água. Em terrenos mais férteis

com plantas mais vigorosas, e grande disponibilidade de água, o excesso de nitrogênio fará

com que a síntese de proteínas seja maior, ou seja, a fenilalanina será utilizada para o

metabolismo primário. Isso trará safras mais abundantes, porém com conteúdo de compostos

fenólicos insuficiente. Já o contrário trará menor quantidade de uva, menor desenvolvimento

vegetativo, certo estresse hídrico, e essa baixa de vigor se traduzem em menor síntese

protéica, no entanto, disponibilidade de fenilalanina para o metabolismo secundário

(ZAMORA, 2003; CHAMPAGNOL, 1984).

As variedades de uva, independentemente das condições de cultivo, têm características

próprias que condicionam seu potencial de acumulação de polifenóis (TOGORES, 2003). O

tipo de clone e porta-enxerto também influenciam, pois condicionam o vigor e a

produtividade da planta e podem adiantar ou atrasar a colheita (ZAMORA, 2003).

1.4 Compostos Fenólicos

Os compostos fenólicos desempenham diversas funções na uva e nos vinhos, tendo

grande importância, pois é fator determinante da cor e da qualidade dos vinhos (BLIONIS et

al., 2001). Os polifenóis são estruturas contendo a função fenol. Esta resulta de um radical

hidroxila –OH, ligado a um anel benzênico.

A figura 1 apresenta o Fenol comum – hidroxibenzeno.

Figura 1 – Fenol comum - hidroxibenzeno (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

São caracterizados por um núcleo benzênico que possui um ou mais grupos hidroxila,

e são classificados em não-flavonóides e flavonóides (FLANZY, 2003). Os flavonóides têm

sua estrutura caracterizada por dois fenóis ligados por um anel carbônico oxigenado chamado

pirano, e os não-flavonóides são moléculas estruturalmente mais simples que derivam dos

ácidos hidroxicinâmico e hidroxibenzóicos (JACKSON, 2000), mas que possuem ao menos

um grupo fenólico (JACKSON, 2009).

18

O conteúdo destes compostos esta presente principalmente nas partes sólidas da uva.

A película e a semente são as principais áreas de acumulação de compostos fenólicos. As

antocianinas e as flavonas estão localizadas nos vacúolos das células da película (no caso das

cultivares tintórias também se depositam nos vacúolos da polpa). Os taninos são mais

abundantes nas sementes do que na película (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

As antocianinas, também chamadas de antocianidinas, pigmentos de cor viva,

vermelha ou azul, que existem nas películas das cepas de uvas negras; (NAVARRE, 1997),

são responsáveis pela coloração dos vinhos tintos.

Afirma Parodi, (apud Vignevini Rivista Italiana de Viticoltura e di Enologia, 1999),

que a dissolução ocorre durante o processo de maceração, bem como o aporte ao vinho, de

substâncias polifenólicas responsáveis pela cor, estrutura, corpo, sabor e aroma bem como as

demais substâncias como: matérias nitrogenadas, polissacarídeos, pectinas, substâncias

minerais, pirazinas, terpenos etc, localizados em sua maioria nas películas.

Complementa Parodi (apud Vignevini Rivista Italiana de Viticoltura e di Enologia,

1999), a maceração é variável em função do contato do mosto com as partes sólidas e nesta

fase é definitiva a qualidade do futuro vinho.

As antocianinas e os flavonóis extraídos na maceração reagem entre si, desde o início

da vinificação até o envelhecimento do vinho. São as seguintes as principais reações químicas

envolvendo esses compostos: condensação indireta flavanol-antocianina, polimerização

indireta flavanol-flavanol, condensação direta flavanol-antocianina, oxidação não enzimática

dos flavanóis e degradação das antocianinas. Essas reações de oxidação formam um grande

número de compostos polifenólicos incolores ou coloridos, que estão em relação direta com a

evolução da cor e a qualidade organoléptica do vinho (FALCÃO, 2007).

A matéria fenólica da uva tinta tem um valor elevado para o amadurecimento dos

vinhos em barricas de carvalho e posterior envelhecimento, assim como a matéria fenólica

extraída da madeira.

Os compostos fenólicos são substâncias de vital importância, visto que contribuem nas

características organolépticas do vinho, favorecem a estabilização da coloração e protéica

deste, bem como o protege contra oxidações.

Dentre os compostos fenólicos (ou polifenóis) podem ser distinguidos dois grupos:

ácidos fenólicos (não-flavonóides) e flavanóides.

1.4.1 Ácidos Fenólicos (não-flavonóides)

19

Os ácidos fenólicos estão presentes na casca, na polpa, nas sementes e no engaço

(ZAMORA, 2003). Apresentam-se na uva sob a forma de ésteres principalmente, formando

uma função ácida de um fenol e a função álcool de um açúcar ou de um ácido orgânico.

Podem ser derivados do ácido benzóico (ácido gálico e vanílico) ou derivados do ácido

cinâmico (ácido p-cumárico e cafeico), (figura 2), portadores de uma cadeia lateral insaturada

(C6-C3) (CROUZET, 2000), sua concentração no vinho tinto é de 100 a 200 mg L-1

(RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

A figura 2 apresenta os ácidos fenólicos da uva e do vinho.

Ácido benzóico Ácido cinâmico

Figura 2 – Ácidos fenólicos da uva e do vinho (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

No envelhecimento de vinhos em barricas de carvalho, tem-se o acúmulo de ácido

vanílico, ácido gálico, e ácido elágico pela hidrólise do tanino de carvalho (HERNÁNDEZ,

2002). O ácido gálico e o ácido elágico (dímero do ácido gálico) formam parte dos taninos

hidrolisáveis: os taninos gálicos e os taninos elágicos. Ambos os tipos de taninos

hidrolisáveis, procedem majoritariamente da madeira e, portanto estão presentes em vinhos

criados em barricas (ZAMORA, 2003).

1.4.2 Flavonóides

São compostos com estrutura carbônica C6C3C6 que possuem anéis benzênicos,

alternados com fragmento alifático C3 oxigenado (FILIPPON, 2003).

As moléculas dos compostos fenólicos estão, normalmente, no estado combinado, seja

com um ácido orgânico ou com um açúcar (flavonóis e antocianóis, respectivamente).

Combina-se com elas mesmas na formação de polímeros (caso dos taninos) (CROUZET,

2000).

A figura 3 apresenta a estrutura de um flavonoíde.

20

Figura 3 – Flavonoíde (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

1.4.3 Antocianinas

As antocianinas (do grego anthos flor e kyanos azul) são responsáveis pela cor

vermelho azulada da película das uvas tintas e naturalmente pela cor dos vinhos tintos

(ZAMORA, 2003). Representam uma parte importante tanto a nível quantitativo como

qualitativo dos flavonóides da baga das uvas tintas (FLANZY, 2003). A estrutura básica das

antocianinas é C6C3C6 (HERNÁNDEZ, 2002).

São heterosídeos formados pela combinação de uma aglicona (antocianidínea) e de um

açúcar (geralmente glicose), fixada no C3 em Vitis vinifera. A antocianina mais abundante é a

3-monoglucosídeo da malvidínea. Na maioria das viníferas a antociana presente em maior

quantidade é a malvidina (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009). Pode-se considerar que a

malvidina monoglucosídeo é a base da cor das uvas tintas e dos vinhos tintos (RIBÉREAU-

GAYON et al., 2003).

Em outras espécies de Vitis e na maioria de seus descendentes, encontram-se

heterosídeos com moléculas de açúcar nas posições 3 e 5 (3-5 diglucosídeos).

Isso permite a distinção entre viníferas, que têm somente monoglucosídeos (figura 4),

e americanas e/ou híbridas, que também têm diglucosídeos (principalmente malvidina),

(figura 5) (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

A figura 4 apresenta a fórmula estrutural da antocianina 3-monoglucosídeos.

21

Figura 4 - Fórmula estrutural da antocianina 3-monoglucosídeos (TOGORES, 2003).

A figura 5 apresenta a fórmula estrutural da antocianina 3,5-diglucosídeos.

Figura 5 - Fórmula estrutural da antocianina 3,5-diglucosídeos (TOGORES, 2003).

Sob a forma heterosídica (antocianinas), essas moléculas são muito mais estáveis que

sob a forma aglicona (antocianidinas) (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

Existem cinco antocianidinas no vinho: Cianidina, Peonidina, Delfinidina, Petunidina,

Malvidina, esta última está em maior concentração no vinho e na uva (RIBÉREAU-GAYON

et al, 2003; OREGLIA, 1978).

A figura 6 apresenta a estrutura das antocianidinas da uva e do vinho.

22

Figura 6 – Estrutura das antocianidinas da uva e do vinho (RIBÉREAU-GAYON et

al., 2003).

As antocianidinas diferem pela natureza dos radicais R’3 e R’

5, conforme figura acima,

pela hidroxilação sobre o C3, pela glucosidificação, isto é, o número e a natureza dos açúcares

fixados e pela acilação, ou seja, a esterificação dos açúcares.

Assim, por ação das glucosidificações, das esterificações, das hidroxilificações e das

acilações a matéria corante existe sob numerosas formas. Identificam-se dezessete substâncias

nos vacúolos das células da epiderme das uvas. A sua mistura e as diferentes proporções

conduzem as uvas de coloração negra ou cinzenta, vermelha ou rosada (NAVARRE, 1997).

Na verdade, a cor do vinho é o resultado da cor do conjunto das cinco antocianas

presentes. A porcentagem aproximada das antocianas na uva madura é variada em função da

variedade, da safra e do local, porém apresenta-se de 5% a 10% de cianidina, 10% a 20% de

delfinidina, 15% a 25% de petunidina, 15% a 30% de peonidina e 50% a 80% de malvidina

(FALCÃO, 2007).

Conforme Ruiz Hernández (2002) cabe salientar que nas uvas aparecem 70 dias da

floração e depois de 50 dias acumulam em até 1200 ppm. Após a maturação as antocianas

podem degenerar via combustão respiratória, na supermaturação.

A coloração do vinho tinto tem direta relação às antocianinas, tendo uma amplitude do

laranja ao vermelho violácea que passa pelo vermelho rubi.

Declara Ricardo da Silva, (apud X Congresso de Viticultura e Enologia – ANAIS,

2003) na vinificação em especial no período da maceração, há alguns fatores que influenciam

a solubilidade dos compostos fenólicos em especial as antocianinas, como: a temperatura, o

teor de etanol, teor de Dióxido de Enxofre, o pH, a ação enzimática, tipo de remontagem

praticada e o tempo de maceração.

Ainda afirma Ruiz Hernández (2002), que o vinho pode perder de 200 ppm a 500

ppm, especificamente a intensidade pode cair 20%. Nas barricas de carvalho novas pode cair

23

em torno de 7%, já em barricas de carvalho usadas ou velhas cai até 18%.

Alguns fatores favorecem a evolução e instabilidade ocorrendo alguns fenômenos:

com o oxigênio ocorre a polimerização e por condensação gera macromoléculas coloidais,

sensíveis a lacase, sensíveis a luminosidade ao polimerizar-se com os taninos condensados,

com intervenção dos aldeídos.

Nos vinhos tintos encontram-se:

• Antocianinas livres, que tendem a depositar-se. Em cada ano o vinho perde

metade de seu teor;

• Antocianinas mais ou menos condensadas, que conferem cor vermelha aos

vinhos. Uma pequena proporção passa para a forma coloidal. Interessa a sua

eliminação, antes do engarrafamento, pela passagem pelo frio, ou então por

filtração;

• Antocianinas combinadas, que, com o tempo, se depositam no fundo das

garrafas dos vinhos velhos.

De um modo geral, a evolução das antocianinas nos vinhos feitos depende das

condições de fabricação e, sobretudo do valor de pH e da quantidade de etanol presente

durante o envelhecimento (NAVARRE, 1997).

A cor de um vinho tinto não depende da riqueza em antocianas, mas do processo de

polimerização fundamentalmente com os taninos (HERNÁNDEZ, 2002).

A cor das antocianinas depende muito das condições do meio, como o pH do vinho, e

também da estrutura molecular e o meio ambiente (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Um

dos principais fatores que a determinam é o equilíbrio das antocianas em função do pH mais

alto ou mais baixo. No pH do vinho há um equilíbrio entre as formas vermelha, azul e incolor

(ZAMORA, 2003).

A maioria dos pigmentos se associa, se condensam com os taninos do vinho para

formar outra classe de moléculas de cor mais estável, porém que encontram-se mascaradas

frente aos métodos de análise, são as antocianas combinadas de estruturas complexas,

responsáveis pela cor dos vinhos, porém não quantificadas mediante os métodos analíticos

clássicos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Estima-se que até o final da fermentação cerca

de 25% das antocianinas podem ter se polimerizado com os taninos, e em um ano esse nível

pode subir para 40% ou mais (JACKSON, 2000).

Afirma Ribéreau-Gayon et al., (2003) que as moléculas de antocianinas não são muito

estáveis, seu teor nos vinhos cai de maneira notável nos primeiros meses de crianza e

desaparece em alguns anos, mesmo o vinho permanecendo com a coloração vermelha. Essa

24

diminuição se deve, por um lado devido a reações de combinações com diversos compostos

do vinho, em particular com os taninos, por outro lado com reações de degradação.

1.4.4 Taninos

Na uva apenas existem taninos concentrados. São chamados taninos catéquicos e

pirocatéquicos. Resultam da co-polimerização do ácido catéquico e das matérias glicídicas

(NAVARRE, 1997). Estão presentes no fruto desde a mudança de cor. Na uva aparece tanto

na película como nas sementes, além de estar presente no engaço (GIOVANNINI, 2008).

Os taninos podem se classificar segundo a sua procedência em dois grandes grupos:

taninos condensados provenientes da uva e taninos hidrolisáveis provenientes da madeira de

carvalho, no caso do vinho vir a permanecer em contato com este material (TOGORES,

2003).

1.4.4.1 Taninos condensados

São compostos intermediários. Por polimerizações sucessivas conduzem à formação

de substâncias tânicas complexas. Inversamente, por decomposição, tornam a produzir os

próprios fenóis de onde derivam. Dividem-se em:

• Catequinas (flavan-3-ol), que por polimerização, dão os taninos. Do ponto de

vista químico, são flavonóis.

• Procianidinas (flavan-3,4 dioles), também chamadas leucoderivados de

materiais corantes (NAVARRE, 1997).

Os taninos monômeros, ou catequinas, são amargos e ligeiramente adstringentes, e

alguns autores não os consideram taninos, pois não precipitam as proteínas, por não

possuírem uma massa molecular suficientemente grande para reagir de maneira estável


Os principais monômeros 3-flavanóis da uva são a (+)-catequina e seu isômero a (-)-

epicatequina (figura 7), podendo ser encontrado este último sob a forma de éster gálico (3-

galato de epicatequina) (FLANZY, 2003).

A figura 7 apresenta as unidades estruturais de base (flavan-3-ol), precursores das

procianidinas.

25

Figura 7 – Unidades estruturais de base (flavan-3-ol), precursores das

proantocianidinas (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

São considerados taninos as proantocianidinas dímeras, trímeras, oligoméricas e as

proantocianidinas condensadas (figura 8).

A figura 8 apresenta a estrutura das proantocianidinas condensadas.

Figura 8 – Estrutura das proantocianidinas condensadas (RIBÉREAU-GAYON et al.,

2003).

Os taninos que designam geralmente dos oligômeros e polímeros de flavanóis

destacam-se pela capacidade de interatuar com as proteínas (FLANZY, 2003). Os taninos são

moléculas relativamente volumosas, resultantes da polimerização de moléculas de função

fenol, e é esse volume aliado à sua configuração espacial, que proporcionará combinações

estáveis com as proteínas. (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Por outro lado, estas

moléculas possuem a propriedade de liberar as antocianidinas, em meio ácido e aquecido, por

ruptura das uniões intermonoméricas, o que origina as procianidinas (FLANZY, 2003). As

26

procianidinas são responsáveis pelo sabor amargo dos vinhos, pelos componentes da parte de

coloração amarela, pela sensação de estrutura e corpo do vinho, pela capacidade de este

envelhecer, entendendo por elas como a capacidade de manter a cor ao longo do tempo

(ZAMORA, 2003).

Os taninos estão envolvidos com reações de polimerização, e essa polimerização dará

lugar a moléculas cada vez maiores, inicialmente aumentando a adstringência e diminuindo o

amargor, mas quando alcança um grau de polimerização alto, ele precipita diminuindo a

adstringência (JACKSON, 2000, ZAMORA, 2003).

Na condução da maceração busca-se sempre extrair de forma fracionada os

componentes nobres da uva, ou seja, que são dotados de bom sabor e aroma. O rendimento da

extração e qualidade dos compostos extraídos dependerá de vários fatores químicos,

bioquímicos e físicos (FLANZY, 2003), principalmente da natureza da cultivar, do grau de

maturação fenólica e sanidade da uva (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

1.4.4.2 Taninos hidrolisáveis

Provenientes da madeira de carvalho são formados por galotaninos e os elagitaninos,

que por hidrólise ácida liberam respectivamente ácido gálico (figura 9 - a) e ácido elágico

(figura 9 – b), e contendo ambos uma molécula de glicose (TOGORES, 2003).

A figura 9 apresenta a estrutura dos ácidos gálico e elágico.

a) b)

Figura 9 – Estrutura dos ácidos gálico e elágico (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

Na madeira de carvalho utilizada em tanoaria, aparecem em maior parte os

elagitaninos isômeros como a vescalagina e a castalagina (figura 10) (RIBÉREAU-GAYON

et al., 2003). Estas substâncias são muitos solúveis em meios hidroalcoólicos como é o caso

do vinho e possui propriedades muito distintas dos taninos condensados da uva, sendo a

presença de ácido gálico uma característica de vinhos acondicionados em barricas, ou ainda

de vinhos que receberam taninos comerciais (TOGORES, 2003).

A figura 10 apresenta a estrutura dos elagitaninos.

27

Figura 10 – Estrutura dos elagitaninos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

Os taninos são oxidáveis. Dão, por esse processo, quinonas e melaninas. Esta

transformação liberta hidrogênio. Este tem como efeito proteger os outros constituintes de

uma possível oxidação; os taninos são chamados “antioxigênio”, são antioxidantes.

Protegendo os constituintes dos vinhos, eles permitem o desenvolvimento de reações

bioquímicas favoráveis à sua maturação (NAVARRE, 1997).

Entre os componentes de um vinho para envelhecer, o tanino é tão importante quanto

o álcool e a acidez. Além disso, é necessário ter taninos de qualidade (GIOVANNINI e

MANFRÓI, 2009).

Os taninos possuem um ligeiro poder antisséptico. Eles podem inibir o

desenvolvimento de microrganismos responsáveis por doenças no vinho (NAVARRE, 1997).

1.4.5 Reações de Condensação das Antocianinas e dos Taninos

Os pigmentos formados são de estrutura complexa, formados durante o

envelhecimento do vinho, pouco sensíveis à variação de pH e SO2. Trata-se de condensações

de antocianinas e taninos que podem ocorrer por vários mecanismos e, em função dos

compostos envolvidos, podem formar compostos de características diferentes, a cor varia de

vermelho-tijolo a marrom. Comprovando assim, o desaparecimento das antocianinas livres

com o envelhecimento do vinho (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Distinguem-se três tipos

de reações de condensações entre taninos e antocianinas:

• Condensação Antocianinas - Taninos (A-T): é uma reação na qual as

antocianinas sob a forma catiônica (A+), reagem sobre as valências negativas

28

dos carbonos 6 ou 8 das procianidinas (P), formando um flavano incolor (A-P).

A presença de oxigênio ou de um meio oxidante é indispensável para a

coloração (vermelho) do flavano (figura 11). A conservação das soluções de

antocianinas ao abrigo do oxigênio, em presença de flavanóis e a uma

temperatura superior a 20ºC, é acompanhada por uma diminuição de cor que

pode reaparecer depois de uma aeração. No vinho, tratasse de uma reação de

mesmo tipo que intervém durante o descube; o vinho ganha cor com a aeração

que acompanha essa operação (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003; TOGORES,

2003).

A figura 11 apresenta a estrutura dos produtos de adição de tipo A-T.

Figura 11 – Estrutura dos produtos de adição de tipo A-T (FLANZY, 2003).

• Condensação Taninos - Antocianinas (T-A): neste caso, que afeta unicamente

os flavonóis polímeros, o eletrófilo é um carbocátion liberado por ruptura das

uniões interflavánicas dos taninos que reagem com o carbono 6 e 8 de uma

antociana ou de outra molécula de flavanol (FLANZY, 2003). O novo

complexo formado é incolor e adquire uma cor vermelho laranja depois da

desidratação (figura 12). Essa reação ocorre em sua totalidade ao abrigo do

oxigênio e não necessita de nenhuma oxidação. É favorecida pela temperatura

e depende da quantidade de 18 antocianinas do meio. A cor varia com a

natureza do carbocátion e seu grau de polimerização. A conservação do vinho

em cuba fechada ou em garrafa são condições favoráveis para esse tipo de

condensação (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003; TOGORES, 2003).

A figura 12 apresenta a estrutura do produto de adição de tipo T-A.

29

Figura 12 – Estrutura do produto de adição de tipo T-A (FLANZY, 2003).

• Condensação com uma ponte de etanal: as reações são mais rápidas em

presença de etanal que se forma durante a fermentação, por oxidação do etanol

ou por descarboxilação do ácido pirúvico. Existem dois mecanismos de reação

que levam a produtos diferentes. No primeiro, o par livre de oxigênio do etanal

sofre um ataque eletrófilo por parte do cátion flavilium: o novo cátion assim

formado reaciona com as posições nucleófilas do flavanol. No segundo, que se

favorece em meio ácido, o par livre de oxigênio do etanal sofre um ataque

eletrófilo por parte de um próton. O cátion formado reage com o flavanol

nucleófilo para dar um condensado flavanol-etanal. Este condensado que dá

lugar a um novo carbocátion por perda de uma molécula de água, fixa-se sobre

um dos carbonos nucleófilos (C6 e C8) de uma antociana (figura 13)

(FLANZY, 2003).

Enquanto a cor das combinações antocianas-taninos é vermelho-amarelada, mais

intensa e menos sensível ao efeito do pH e do SO2 que o das antocianas livres, a cor dos

produtos gerados por reação entre as antocianas com os flavonóis em presença de etanal é

vermelho-violáceo (FLANZY, 2003).

A figura 13 apresenta as estruturas de produtos de adição por ponte via de etanal.

30

Figura 13 – Estruturas de produtos de adição por ponte via de etanal (FLANZY,

2003).

1.4.6 Polimerização fenólica no vinho

Polímeros são grandes moléculas constituídas pela união de pequenas moléculas que

recebem o nome de monômeros.

Sob o ponto de vista enológico os polímeros têm grande importância já que denotam

ao longo do tempo, a “vida” do vinho.

Os polímeros podem formar-se por adição ou por condensação. Na reação de adição

uma molécula do monômero adiciona-se a outra, formando uma nova molécula composta de

duas unidades do monômero. Depois uma outra molécula se adiciona novamente gerando uma

molécula com três unidades, e assim por diante (FLANZY, 2003).

Numa reação de condensação, sempre duas moléculas reagem formando uma

molécula mais complexa e eliminando uma outra pequena molécula. Geralmente, essa

polimerização envolve dois tipos de monômeros (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

A polimerização fenólica do vinho é de condensação. O processo mais importante nos

vinhos está constituído por condensação entre antocianos e taninos (procianidinas) com

intervenção de acetaldeído. A polimerização da matéria fenólica, antocianas e flavonóis

(taninos e leucoantocianas) são essenciais para a qualidade do vinho de amadurecimento e

envelhecimento (TOGORES, 2003).

Segundo Hernández (2002), em vinhos encubados por períodos pequenos, as

antocianas também se apresentam com cor viva, mas são monômeros. Este caráter de baixo

peso molecular supõe instabilidade, que se combate propiciando a condensação com taninos

com incidência de oxigênio. Portanto, fixar a cor vermelha é propiciar, com oxigênio, a

polimerização com tanino.

A uva madura possui antocianas já com certa condensação entre si e com taninos. Os

taninos por sua vez, são adstringentes e reativos à saliva quando o seu peso molecular chega a

500. Inicialmente, os monômeros são ásperos. Com a associação polimérica com antocianas,

perde-se essa atividade.

A harmonia em polimerização antocianas-taninos com intervenção de oxigênio gera

cor estável e suavidade. A falta de oxigênio o evita, prolongando o sabor herbáceo e perdendo

cor vermelha.

31

1.5 Cor

O pigmento predominante na uva verde é a clorofila. À medida que ocorre a

maturação outros pigmentos, até então mascarados, começam a ser discernidos. Geralmente,

os pigmentos encontram-se nas primeiras quatro camadas de células internas da película,

fazendo exceção das cultivares tintórias que têm pigmentos na polpa (GIOVANNINI, 2008).

A cor do vinho tinto depende da quantidade das diversas formas de antocianinas:

antocianinas livres e antocianinas combinadas com os taninos (RIBÉREAU-GAYON e

SUDRAUD, 1991), e também pelo modo que se ligam com as moléculas de glicose

(GIOVANNINI, 2008).

Além das características genéticas, diversos fatores ambientais afetam a coloração da

uva. Os principais são a luminosidade, a temperatura, a umidade do solo e a nutrição.

Também fatores fisiológicos podem determinar alterações na pigmentação da uva como área

foliar, a carga de frutos e a disposição do dossel vegetativo. Quanto maior a diferença de

temperatura do dia para a noite, melhor a coloração da uva (GIOVANNINI, 2008).

A maceração pré-fermentativa a frio que se realiza entre 12ºC e 15ºC

aproximadamente durante 3 a 6 dias, provoca uma extração lenta porém progressiva dos

compostos fenólicos totais, principalmente as antocianinas. O arranque da fermentação

alcoólica e o aquecimento provocado pela maceração provocam um enriquecimento rápido

em polifenóis, sobretudo na cor (FLANZY, 2003).

No vinho novo as antocianinas são os elementos essenciais da cor. Mas no decorrer do

envelhecimento, os taninos têm uma participação mais importante, e os vinhos de maceração

mais longa apresentam maior intensidade de cor que os vinhos de curta maceração, mesmo

quando no início se observou o contrário (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

Se o vinho não possuir quantidade suficiente de antocianinas combinadas com taninos,

a sua cor tenderá a dissociar-se rapidamente pela reação de degradação das antocianinas livres

(RIBÉREAU-GAYON e SUNDRAUD, 1981).

Segundo Togores (2003), a medição da cor dos vinhos tintos se realiza com um

espectrofotômetro, donde se podem determinar os seguintes parâmetros:

• Intensidade de cor (IC), cujos valores oscilam nos vinhos de 0,3 a 1,8.

IC = DO420 + DO520 + DO620

• Tonalidade de cor (T), que expressa o nível de evolução da cor, da tonalidade

telha ao laranja, oscilando desde 0,5 a 0,7 nos vinhos jovens, para 1,2 a 1,3 nos

vinhos velhos.

32

T = DO420/DO520

• Composição da cor que mede a contribuição de cada cor sobre o total.

DO420 (% amarelo) = 100 . DO420/IC

DO520 (% vermelho) = 100 . DO520/IC

DO620 (% azul) = 100 . DO620/IC

• Brilho da cor vermelha (B), cujos valores do vinho oscilam entre 40 a 60.

B (%) = (1 - DO420 + DO620 ) . 100

2 . DO520

Conforme Zamora (2003) é precisamente este espectro que definirá a cor real do

vinho, porém sua apreciação por parte do consumidor dependerá de outros fatores entre os

quais a iluminação e as cores do ambiente em que se encontra serão determinantes.

1.5.1 Evolução da cor para um matiz amarelo-alaranjado

Outras reações de degradação das antocianinas e dos taninos podem produzir uma

diminuição da cor. Traduzem-se geralmente por uma evolução da cor para matizes amarelo -

laranja característico da evolução normal dos vinhos tintos no transcurso de seu

amadurecimento em garrafa.

A degradação das antocianinas é acompanhada por uma perda da estrutura molecular

da cor vermelha com a aparição eventualmente de um matiz amarelo.

A oxidação violenta atua sobre todas essas moléculas quando não estão protegidas por

uma quantidade suficiente de taninos. O risco de reações de degradação com uma oxidação

controlada é muito mais reduzido, pois a malvidina, principal antocianina do vinho, não está

dihidroxilada e, por conseqüência, é pouco sensível a oxidação suave.

O amadurecimento dos vinhos a uma temperatura elevada conduz sempre à evolução

da cor para o laranja, com o aumento da proporção da cor amarela (DO 420 nm).

Também é possível uma degradação dos taninos por via oxidativa. No entanto, é mais

difícil que a das antocianinas. Essas modificações de estrutura produzem uma evolução da cor

para o amarelo-marrom e eventualmente precipitações. Essas reações caracterizam vinhos

muito ricos em taninos e pobres em antocianinas.

1.6 Madeira de carvalho

O carvalho começou a ser utilizado porque era uma das árvores mais abundantes da

33

Europa, e também, pela localização das florestas próxima às zonas vitivinícolas importantes.

Logo após sua utilização em enologia ser considerada agradável e/ou essencial ao vinho, é

que as características da madeira foram exploradas.

O carvalho apresenta uma estrutura definida por raios medulares que rompem os anéis

anuais de crescimento, enquanto que a castanheira e a cerejeira parecem a nível vascular mais

compactos por não possuirem os raios medulares (HERNÁNDEZ, 2002). O raio do carvalho

é duro, resistente e impermeável. Segundo Flanzy (2003), o carvalho é uma madeira fácil de

ser cortada e trabalhada para formar as aduelas, além de ser elástica, suave e flexível.

No interior da barrica, a difusão do vinho se dá por capilaridade. Estudos realizados,

demostram que a zona branda da madeira permite a penetração do vinho, o que não é

verificado nos raios medulares. O carvalho cede ao vinho material tânico hidrolisável, mais

precisamente glicoses, ácidos gálico e elágico. O material tânico depende diretamente da zona

de cultivo, tipo de secagem, tostagem e idade da barrica (HERNÁNDEZ, 2002).

A madeira de carvalho, origina no vinho um conteúdo sensorial agradável, conhecido

pela palavra “maderizado” ou “amadeirado” (FLANZY, 2003).

O tipo de carvalho utilizado na construção das barricas e o seu lugar de cultivo, junto

as técnicas de secagem da madeira e o grau de tostagem desta, aplicado ao processo

construtivo, são fatores de grande importância no comportamento da barrica frente ao vinho

que permanecerá no seu interior (TOGORES, 2003).

1.6.1 Espécies de carvalho

As árvores mais utilizadas na enologia são do gênero Quercus. Este é formado por

mais de 600 espécies (TOGORES, 2003), porém, somente umas 50 espécies são empregadas

na Enologia, seja em forma de barris ou chips (FLANZY, 2003).

Flanzy (2003), afirma que os carvalhos com importância econômica para a tonelaria

podem ser divididos em dois grupos:

• Carvalho branco da américa do Norte, também conhecido popularmente

como Carvalho Americano, representados por espécies de Quercus alba L..

Os tonéis deste tipo eram destinados ao envelhecimento de wiskies e

atualmente estão sendo utilizados na Enologia.

• Carvalho do tipo “rubra”(Quercus petraea Liebl.) e pedunculata (Quercus

robur L.) da Europa, conhecido popularmente como Carvalho Francês.

34

1.6.2 Compostos extraídos da madeira pelo vinho

A madeira de carvalho é muito rica em substâncias que se desprendem de sua estrutura

pela ação do vinho em sua superfície. Sua proporção varia segundo o tipo de solvente, mas

podem apresentar mais de 10% da massa de madeira seca (FLANZY, 2003). São muitos os

compostos da madeira, e desta podem ser extraídos compostos terpênicos, lactonas,

compostos alifáticos, hidrocarbonetos, ácidos graxos, compostos fenólicos, tais como

lignanos, cumarinas, fenóis e taninos.

Dois grupos específicos de taninos hidrolisáveis são encontrados na madeira, os

galotaninos e os elagitaninos (TOGORES, 2003).

Os taninos elágicos estão presentes tanto no carvalho europeu quanto no americano,

porém em quantidades mais baixas neste último. As concentrações dos taninos extraídos da

madeira variam de 6 a 42 mg g-1 de madeira seca (FLANZY, 2003).

1.7 Envelhecimento dos vinhos

O envelhecimento dos vinhos é definitivamente um processo de oxirredução e pode

ocorrer no tanque, em barricas de carvalho ou garrafa (meio redutivo).

Ao envelhecer os vinhos, estes tendem a aumentar o seu valor enológico,

organoléptico e comercial (HERNÁNDEZ, 2002). O envelhecimento do vinho é uma soma de

fenômenos elementares, que constituem uma reação global. Durante este processo, ocorre

uma série de modificações, que Ribéreau-Gayon et al. (2003) resumiu nas seguintes reações:

Químicas: oxidação e hidrólise dos polifenóis, condensação e polimerização dos

polifenóis, oxidação dos álcoois, formação de aldeídos, formação de ésteres e hidrólise de

polissacarídeos, reações de oxirredução, formação e precipitação de colóides;

Físicas: insolubilização de sais, formação e desprendimento de gás carbônico,

evaporação de substâncias voláteis (inclusive o álcool), solubilização das substâncias

extrativas da madeira;

Biológicas: fermentação lática, formação de ácido acético, autólise de células de

microrganismos, alterações provocadas por bactérias.

As antocianinas e os taninos extraídos da uva causam diferentes reações que

dependem, em particular, das condições externas e que conduzem a estruturas variadas. Trata-

se de reações de degradação, de estabilização da cor, de polimerização dos taninos e de

condensação com outros constituintes (figura 14) (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).

35

A figura 14 apresenta a evolução dos compostos fenólicos durante a conservação do

vinho tinto.

Figura 14 – Evolução dos compostos fenólicos durante a conservação do vinho tinto.

Influência dessas reações sobre as características organolépticas. : precipitação; Y:

produtos de degradação das antocianinas (ácidos fenólicos); TA: combinações taninos -

antocianinas; TP: combinações taninos-polissacarídeos e combinações taninos-proteínas; TtC:

taninos muito condensados; TC: taninos condensados; Td: taninos degradados (RIBÉREAU-

GAYON et al., 2003).

O desenvolvimento das características típicas de um vinho e sua conservação, são

fenômenos estritamente ligados ao tipo de vinho, sua procedência (local e cultivar) e do ano

da colheita (USSEGLIO-TOMASSET, 1998). Para os vinhos tintos, são determinantes de sua

longevidade, o conteúdo de polifenóis e a acidez total, porém não são os únicos fatores

analisados (JACKSON, 2000).

36

2. MATERIAIS E MÉTODOS

2.1 Local de realização do Estágio

O estágio curricular, um dos requisitos para a conclusão do curso Superior de

Tecnologia em Viticultura e Enologia foi realizado na Vinícola Miolo Ltda, localizada no Vale

dos Vinhedos, Bento Gonçalves, RS. O período de realização do mesmo foi de 05 de julho de

2010 a 01 de janeiro de 2011.

As análises realizadas no intervalo bimestral compreenderam as densidades ópticas

(DO) a 420 nm, 520 nm e 620 nm, a intensidade corante, a tonalidade, as antocianinas, os

taninos e o IPT (índice de polifenóis totais). Além dessas foram realizadas as análises do teor

de SO2 livre e SO2 total e turbidez (NTU), somente para controle e não para discussão.

2.2 Elaboração do Vinho Merlot

O vinho que foi utilizado no experimento foi elaborado na Vinícola Miolo, com a

cultivar Merlot, safra 2010 pelo método de vinificação com maceração pré-fermentativa a frio

e pós-fermentativa acompanhada de operações especiais.

As uvas foram colhidas dia 12/03/2010 em caixas plásticas com capacidade para 18 kg

e transportadas até a vinícola no mesmo dia. Imediatamente foi medido o grau Babo por meio

de um aerômetro específico, que no caso do vinho elaborado foi de 20º Babo.

Ao chegar à vinícola as caixas foram descarregadas em uma esteira que conduz até a

desengaçadeira, onde ocorre a separação da ráquis das bagas. As bagas caem inteiras dentro

de tanques móveis chamados de “aranhas” que são conduzidos ao topo do tanque de

fermentação com capacidade de 23.000 L para despejar as bagas, que serão esmagadas

somente pela força da gravidade. Isso ajuda a manter o máximo possível a integridade destas

e principalmente das sementes, o que auxilia na extração suave dos compostos fenólicos, e

pouca formação de borras (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).

No próprio tanque “aranha” foi adicionado enzima pectolítica também com função

proteolítica, ou seja, as pectinas e proteínas são degradadas, no caso dos vinhos tintos isso

ajuda na extração dos compostos fenólicos da casca, e na estabilização da cor (RIBÉREAU-

GAYON et al., 2003). Também foi adicionado 1L de solução de dióxido de enxofre (SO2) a

5% para cada 1000 kg de uva.

Quando o tanque estava cheio, além do sistema de refrigeração das cintas, foram

37

colocadas placas para auxiliar no resfriamento das uvas, pois estas ficaram cinco dias em

maceração pré-fermentativa a frio (MPF), a temperaturas que variam de 6ºC a 12ºC.

No segundo dia de maceração foi realizada uma sangria de 10% do volume do tanque,

com o objetivo de aumentar a relação sólido/líquido, para melhor extração de compostos

fenólicos, e o volume retirado foi utilizado para concentração. Também iniciou-se

remontagens fechadas diárias, para somente molhar o bagaço.

Após os cinco dias de MPF, antes da adição das leveduras foi adicionado o mosto

concentrado para aumentar 1% v/v de álcool. A levedura utilizada foi da marca comercial

Maurivin BP 725 da cepa Saccharomyces cerevisiae, que possui como características ressaltar

o sabor varietal, realçar a cor e é indicada para a cultivar Merlot (MAURIVIN, 2010), foi

também adicionado o nutriente ativante de fermentação Gesferm na dose de 20g hL-1.

Até o pico de fermentação foram realizadas três remontagens fechadas diárias

acompanhadas de pigeage. No pico de fermentação que ocorreu no 7º dia de fermentação ou

no 12º dia de maceração, foi realizado uma délestage e seguiram três remontagens abertas

diárias. No fim da fermentação o esquema de remontagens foi igual ao início.

Quando ocorreu a constatação de que o vinho estava seco, iniciou-se a fase de

maceração pós-fermentativa. Manteve-se a temperatura a 28ºC, foi realizada uma remontagem

diária e frequentemente adicionava-se gás carbônico. O vinho foi mantido nesta operação por

doze dias, e após foi descubado e prensado.

Após a fermentação malolática o vinho permaneceu em tanques de inóx até maio de

2010 quando seguiu para maturação e envelhecimento em barricas de carvalho Francês, de

segundo uso, tostagem média, com capacidade de 250L.

No dia 17/05/2010, quando o vinho seguiu para as barricas foram realizadas em

triplicata no que estava estocado em tanque de inóx, chamado “amostra 1” as análises de cor,

antocianinas, taninos, IPT, turbidez, SO2 livre e total.

O vinho Merlot foi acompanhado analiticamente durante o período de 17/05/2010 à

19/01/2011, neste período as barricas foram atestadas quatro vezes, num intervalo de 2 meses

entre um atesto e outro, com cerca de 0,5% do volume, sendo que ao final o total de atesto

equivale a 2% do volume total ou seja aproximadamente 4,5L de vinho por barrica. Nesse

período também foram feitas correções de SO2, a dose aplicada foi cerca de 15 mg L-1, em

cada correção.

2.3 Obtenção das amostras

38

Foram coletadas num intervalo de tempo equivalente há dois meses amostras do vinho

que estava estagiando em barricas de carvalho Francês para acompanhar a evolução dos

polifenóis, neste caso foram definidas três barricas com a sequencia de numeração 1235, 1236

e 1237, para a realização destas. Todas as análises foram realizadas em triplicata, sempre

antes das correções de SO2 e dos atestos, no laboratório da própria empresa. As amostras

coletadas foram acondicionadas em garrafas de 375 mL, arrolhadas e identificadas por data e

número da barrica, foram analisadas no mesmo dia da coleta.

2.4 Metodologias analíticas conforme o Laborátorio da Empresa Vinícola Miolo

2.4.1 Determinação da cor

Método

Espectrofotometria

Princípio do método

A cor de um vinho é medida determinando a quantidade de luz absorvida de certa

radiação luminosa em absorbância, o tempo desta densidade óptica e sua extinção.

Materiais

� Espectrofotômetro Micronal B 582

� Cubetas de 1mm de quartzo

� Lenços de papel

� Funil

� Proveta de 100mL

� Pipeta de 1mL

� Papel filtro

Procedimento analítico

Para vinhos no tanque ou em barricas

� Ligar o equipamento 15 minutos antes de utilizá-lo

39

� Preparar o papel filtro no funil

� Filtrar os primeiros 20mL e descartá-los

� Recolher na proveta o vinho a ser analisado

� O vinho deve estar límpido para fazer a leitura

� Com o auxílio da pipeta colocar o vinho na cubeta de 1mm

� Em outra cubeta adicionar água destilada

� Colocar a cubeta de água no porta-cubetas do espectrofotômetro

� No display, digitar a faixa de onda 420 nm e selecionar enter

� Após ter atingido a faixa 420 nm e a cubeta estar na posição do feixo de

luz apertar o botão zero, para zerar o equipamento com água

� Posicionar a cubeta com vinho no espectrofotômetro e conduzi-la a

posição do feixo de luz

� Fazer a leitura diretamente no display

� Voltar para a posição em que a cubeta com água seja transpassada pelo

feixo de luz e mudar a faixa de onda para 520 nm

� Proceder como no caso anterior

� Fazer a leitura

� Mesmo procedimento para a faixa de onda a 620 nm

Cálculo

� As leituras são diretas

Cálculo da intensidade de cor

� Leitura a 420 nm + Leitura a 520 nm + Leitura a 620 nm

Cálculo da tonalidade de cor

� Leitura a 420 nm / Leitura a 520 nm

2.4.2 Determinação das antocianinas

Método

Espectrofotometria

40


O princípio do método baseia-se na descoloração das antocianinas em meio ácido

através do anidrido sulfuroso.

Materiais

� Tubo de ensaio

� Funil

� Papel filtro


� Pipeta volumétrica de 1mL


� Proveta volumétrica de 20mL


� Pipeta graduada de 5mL


� Espectrofotômetro Micronal B582

� Cubetas de vidro de 10mm

Reagentes

� Etanol 96% a 0,1% de ácido clorídrico P.A

� Ácido clorídrico a 2%

� Bissulfito de sódio a 15%


� Filtrar o vinho descartando os primeiros 20mL

� Pipetar 1mL e colocar em um tubo de ensaio

� Agregar ao tudo de ensaio 1mL de etanol a 0,1% de ácido clorídrico

� Adicionar 20mL de ácido clorídrico a 2%

� Separar em dois tubos de ensaio 10mL cada de solução acidificada de

vinho

� No primeiro tubo colocar 4mL de água destilada e ao segundo 4mL de

bissulfito de sódio

� Aguardar 20 minutos

41

� Selecionar a faixa de onda 520 nm

� Preparar as cubetas, uma com água destilada e outra com a solução de

amostra

� Zerar o espectrofotômetro com água destilada


Cálculo

863,4 X Leitura + 1,2 = mg L-1 de antocianos

Leitura = Leitura 1 - Leitura 2

Leitura 1 se refere ao tubo de ensaio com água destilada

Leitura 2 se refere ao tubo de ensaio com bissulfito de sódio ou metabissulfito de

potássio

863,4 = peso molecular das antocianinas

1,2 = fator de correção

2.4.3 Determinação dos taninos

Método

Espectrofotometria


O método se baseia na coloração pelo cloreto férrico dos taninos a marrom-verde em

meio alcalino e leitura em espectrofotometria.

Materiais

� Tubo de ensaio


� Funil

� Papel filtro

42




� Cubetas de vidro de 10mm

Reagentes

� Cloreto férrico a 5%

� Hidróxido de sódio 1N


� Filtrar o vinho descartando os primeiros 20mL

� Pipetar 1mL e colocar em um tubo de ensaio

� Agregar ao tudo de ensaio mais 9mL de água destilada

� Adicionar 1mL de cloreto férrico

� Colocar 2mL de hidróxido de sódio 1N

� Aguardar 15 minutos

� Filtrar a amostra

� Selecionar a faixa de onda 550 nm e pressionar enter

� Zerar o espectrofotômetro com água destilada


Cálculo

Leitura direta no display

2.4.4 Determinação do índice de polifenóis totais (IPT)

Método

Espectrofotometria

43


Os núcleos benzênicos, característicos dos compostos fenólicos, absorvem

considerável radiação ultravioleta, num máximo de 280-282 nm, constituindo uma estimativa

válida do conjunto dos compostos fenólicos totais.

Materiais


� Cubetas de 10mm de quartzo

� Balão volumétrico de 100mL com tampa



� Funil


� Papel filtro


Para vinhos no tanque ou barricas

� Ligar o equipamento 15 minutos antes de utilizá-lo

� Preparar o papel filtro no funil

� Filtrar os primeiros 20mL e descartá-los

� Recolher na proveta o vinho a ser analisado

� O vinho deve estar límpido para fazer a diluição

� Medir 1mL de vinho e colocá-lo no balão volumétrico

� Completar com água destilada

� Homogenizar a amostra diluída

� No display, digitar a faixa de onda 280 nm e selecionar enter

� Após ter atingido a faixa 280 nm aparece no display o “D2”

� Esperar que este código desapareça, o que indicará que a lâmpada de

deutério está estável

� Colocar a amostra diluída em uma cubeta de quartzo de 10mm

� Em outra cubeta adicionar água destilada

44

� Colocar a cubeta de água no porta-cubetas do espectrofotômetro

� Quando a cubeta estiver na posição do feixo de luz, apertar o botão

zero, para zerar o equipamento com água

� Posicionar a cubeta com a amostra diluída no espectrofotômetro e

conduzi-la a posição do feixo de luz


� Voltar para a posição em que a cubeta com água seja transpassada pelo

feixo de luz

Cálculo

Leitura a 280 nm X 100 = índice de polifenóis totais

2.4.5 Determinação da turbidez

Método

Turbidimetria


Mede a turvação através da medida da radiação que e dispersada ou difundida pelas

partículas suspensas.

Materiais

� Turbidímentro

� Cubetas para turbidímetro


Reagentes

45

� Não se aplica

Procedimento do método

� Desgaseificar a amostra

� Ligar o turbidímetro na rede elétrica

� Pressionar a tecla ON/OFF e aguardar a estabilização

� Enxaguar a cubeta com amostra a analisar

� Encher novamente a cubeta com amostra até a marca de 10mL (não

exceder o volume) e tampá-la

� Limpar a cubeta com papel macio

� Efetuar imediatamente a leitura da turbidez

� Apertar a tecla READ.

Cálculo

O resultado aparece direto no display

A turbidez é expressa em NTU (Unidade Nefelométrica)

2.4.6 Determinação do anidrido sulfuroso livre

Método

Titulometria (Ripper)


Primeiramente o vinho é acidificado para evitar a oxidação dos polifenóis e em

seguida o anidrido sulfuroso é oxidado pelo iodo utilizando-se amido como indicador até o

aparecimento da cor azul.

No caso do desconto de polifenóis para mostos e vinhos tintos e rosados a água

oxigenada oxida o anidrido sulfuroso livre, permitindo somente a titulação destes polifenóis.

A diferença entre as duas titulações resulta no anidrido sulfuroso real.

46

Materiais

� Erlenmeyer de 250mL com tampa




� Bureta de 50mL de cor âmbar com reservatório

� Pipetador

Reagentes

� Iodo 0,02N

� Ácido sulfúrico 1:3

� Amido 1%

� Água oxigenada 10 volumes


Quantificação do anidrido sulfuroso livre

� Medir 25mL de amostra e colocá-la no erlenmeyer

� Adicionar 2,5mL de amido a 1%

� Colocar 2,5mL de ácido sulfúrico 1:3

� Titular com iodo 0,02N

� Ponto de viragem azul escuro que persista por 10 segundos

Desconto dos polifenóis para vinhos tintos


� Colocar 5 gotas de água oxigenada 10 volumes


� Colocar 2,5mL de ácido sulfúrico 1:3



47

Cálculo

Para mostos, vinhos e espumantes brancos:

mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de SO2 livre.

Para mostos, vinhos e espumantes rosados e tintos:

mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de SO2 livre.

mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de polifenóis expressos em SO2

g L-1 de SO2 livre – g L-1 de polifenóis expressos em SO2 = g L-1 de SO2 livre real.

2.4.7 Determinação do anidrido sulfuroso total

Método

Titulometria (Ripper)


O anidrido sulfuroso combinado passa para livre em meio alcalino, em seguida sofre

uma enérgica acidificação para a fixação da cor, e é quantificado através de sua oxidação com

iodo até o aparecimento da cor azul, usando-se amido como indicador.

Materiais

� Erlenmeyer de 250mL com tampa





� Bureta de 50mL de cor âmbar com reservatório

� Pipetador

Reagentes

� Iodo 0,02N

48

� Hidróxido de sódio 1 N

� Ácido sulfúrico 1:3

� Amido 1%



� Agregar 12,5mL de hidróxido de sódio 1N e fechar o erlenmeyer

� Esperar 15 minutos


� Colocar 5mL de ácido sulfúrico 1:3



Cálculo

mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de SO2

2.5 Técnica para análise dos dados

Os dados foram analisados de acordo com o modelo experimental completamente ao

acaso, com a decomposição de variação conforme apresentado na tabela abaixo.

A tabela 1 apresenta a decomposição dos graus de liberdade do experimento.

Tabela 1. Decomposição dos graus de liberdade do experimento. Fonte de variação Gl

Tempo 4 Erro 19 Total 23

49

3 RESULTADOS E DISCUSSÕES

3.1 Densidades Ópticas a 420nm, 520nm e 620nm

As cores, amarela, representada pela densidade óptica a 420nm (figura 15-a),

vermelha, representada pela densidade óptica a 520nm (figura 15-b) e violeta, representada

pela densidade óptica a 620 nm (figura 15-c), obtiveram um decréscimo, durante o estágio em

carvalho.

Através da análise estatística, foi possível observar, que avaliando a cor em relação ao

tempo de maturação do vinho em carvalho, houve uma perda maior na cor vermelha, quando

comparada à cor amarela e violeta.

Segundo Zamora (2003) a oxidação das antocianinas, provocará uma perda maior da

coloração vermelha, o que é absolutamente necessário tratar de minimizar.

Afirma Ribéreau-Gayon e Sudraud (1991), que quanto maior a quantidade de

antocianas livres no vinho, maior é a diminuição dos valores da densidade óptica a 520 nm,

pois as antocianas livres precipitam; devido essa precipitação há também uma diminuição nas

densidades ópticas a 420 nm e 620 nm, o que justifica o resultado obtido.

As tabelas 2, 3 e 4, apresentam a análise da variância da densidade óptica a 420nm,

520nm e 620nm, respectivamente.

Tabela 2. Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 420nm

Fonte Gl SQ QM F p>F

Tempo 4 0,01407 0,003518 66,983567 0,0000 Erro 19 0,001 0,000053 ... ... Total 23 0,01507 0,000655 ...

Tabela 3. Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 520nm Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,294904 0,073726 232,407134 0,0000 Erro 19 0,006027 0,000317 ... ... Total 23 0,300932 0,013084 ...

Tabela 4. Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 620nm


Tempo 4 0,00486 0,001216 129,28862 0,0000 Erro 19 0,00018 0,000009 ... ... Total 23 0,00504 0,000219 ...

50

Figura 15 – Densidades Ópticas nas faixas 420nm (a), 520nm (b) e 620nm (c).

b) Densidade Óptica a 520nm

y = -0,0489x + 1,2393

R2 = 0,9743

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Tempo de permanência em barricas (meses)

Co

r

a) Densidade Óptica a 420nm

y = -0,0106x + 0,656

R2 = 0,958

0,56

0,58

0,60

0,62

0,64

0,66

0,68

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


Co

r

c) Densidade Óptica a 620nm

y = -0,0062x + 0,2234

R2 = 0,9588

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


Co

r

51

3.2 Intensidade de cor

Os valores de intensidade de cor são obtidos através da soma dos comprimentos de

onda obtidos nas faixas de leitura a 420 nm, 520 nm e 620 nm.

Podemos observar que houve uma diminuição da intensidade de cor nesse período,

isso devido à precipitação de matéria corante, o que mais uma vez justifica a figura 15 pelo

decréscimo nas densidades ópticas.

A tabela 5 apresenta a análise da variância da intensidade de cor.

Tabela 5. Quadro da análise da variância da Intensidade de cor (420nm +520nm +620nm)


Tempo 4 0,5304 0,132600 171,44205 0,0000 Erro 19 0,0147 0,000773 ... ... Total 23 0,54509 0,023700 ...

Intensidade de cor (420nm + 520nm +620nm)

y = -0,0656x + 2,1175

R2 = 0,9726

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

0 2 4 6 8 10


Inte

nsi

da

de

Figura 16 – Resultado da intensidade corante do vinho durante a maturação.

3.3 Tonalidade de cor

A tonalidade de cor é representada pela divisão dos valores das densidades ópticas a

420 nm e 520 nm. O aumento da tonalidade foi discreto durante a maturação em carvalho,

indicando pouca diminuição da leitura a 420 nm em relação a 520 nm.

52

Durante o envelhecimento em barricas a tonalidade de cor aumentou, variando de 0,52

a 0,67, esta evolução da cor é muito importante para os vinhos e para a sua estabilização,

principalmente quando ocorre durante o período de maturação em carvalho.

A tabela 6 apresenta a análise da variância da tonalidade de cor.

Tabela 6. Quadro da análise da variância da Tonalidade de cor (420nm / 520nm)


Tempo 4 0,03653 0,009133 509,39892 0,0000 Erro 19 0,00034 0,000018 ... ... Total 23 0,03687 0,001603 ...

Tonalidade de cor (420nm / 520nm)

y = 0,0174x + 0,5246

R2 = 0,9945

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0 2 4 6 8 10


To

na

lida

de

Figura 17 – Evolução da tonalidade de cor do vinho durante a maturação.

3.4 Antocianinas

Ocorre uma diminuição na quantidade de antocianinas no vinho devido à precipitação

de matéria corante. Segundo Navarre (1997), nos vinhos tintos encontram-se antocianinas

livres que tendem a depositar-se, em cada ano o vinho perde metade de seu teor, existem

ainda as antocianinas mais ou menos condensadas, que conferem cor vermelha aos vinhos.

Uma pequena proporção passa para a forma coloidal.

53

Afirma Ribéreau-Gayon et al (1998), que a maioria dos pigmentos se associa, se

condensam com os taninos do vinho para formar outra classe de moléculas de cor mais

estável, porém que se encontram mascaradas frente aos métodos de análise, são as

antocianinas combinadas de estruturas complexas, responsáveis pela cor dos vinhos, porém

não quantificadas mediante os métodos analíticos clássicos.

A tabela 7 apresenta a análise da variância das antocianinas.

Tabela 7. Quadro da análise da variância das Antocianinas


Tempo 4 57850,2 14462,556557 234,45795 0,0000 Erro 19 1172,02 61,685077 ... ... Total 23 59022,2 2566,184465 ...

Antocianinas

y = -21,509x + 736,77

R2 = 0,9596

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00

500,00

600,00

700,00

800,00

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


An

toci

an

ina

s (m

g L-1

)

Figura 18 – Resultado das antocianinas do vinho durante a maturação.

3.5 Taninos

Observamos num primeiro momento uma diminuição da quantidade de taninos

presentes no vinho, isso se deve a lenta atuação da madeira, além disso, nos primeiros meses

ocorreu uma maior precipitação de colóides. No apêndice “L” podemos observar o resultado

da turbidez que diminui bastante nos dois primeiros meses de maturação em barricas, o que

justifica a redução de taninos, bem como de outros polifenóis.

A linha pontilhada no gráfico representa o valor referente aos taninos da “amostra 1”,

analisando o gráfico, nota-se que é necessário, cerca de seis meses de maturação para que a

54

evolução de taninos chegue próximo ao valor inicial – referente à “amostra 1”(vinho no

tanque). Após o segundo mês de maturação em barricas observa-se uma evolução lenta na

quantidade de taninos, isso pode ser conseqüência das reações de polimerização e

condensação, serem mais lentas devido às barricas não serem de primeiro uso.

A tabela 8 apresenta a análise da variância dos taninos.

Tabela 8. Quadro da análise da variância dos Taninos

Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,05636 0,014091 30,101848 0,0000 Erro 19 0,00889 0,000468 ... ... Total 23 0,06526 0,002837 ...

Taninos

y = 0,0295x + 1,8075

R2 = 0,9677

1,80

1,85

1,90

1,95

2,00

2,05

2,10

0 2 4 6 8 10


Ta

nin

os

Figura 19 – Evolução dos taninos do vinho durante a maturação.

3.6 Relação Taninos/Antocianinas

A relação taninos/antocianinas é calculada dividindo o resultado dos taninos pelo

resultado das antocianinas. Ocorreu um aumento gradativo desta relação tanino/antocianas,

onde se deve que os taninos aumentaram com o passar do tempo em barricas de carvalho,

conforme figura 19, e as antocianinas diminuíram com o passar do tempo em barricas de

carvalho, conforme figura 18.

Segundo Ribéreau-Gayon et al (1998), a relação tanino/antocianina que se espera em

um vinho, para ser considerada ideal é de 4:1, ou seja, 4 taninos para 1 antocianina, nesse caso

55

para que se possa atingir este resultado o vinho deve permanecer por mais algum tempo em

maturação.

A tabela 9 apresenta a análise da variância da relação tanino/antocianina.

Tabela 9. Quadro da análise da variância da Relação Tanino/Antocianina

Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 1,73087 0,432717 180,56259 0,0000 Erro 19 0,04553 0,002396 ... ... Total 23 1,7764 0,077235 ...

Relação Tanino/Antocianina

y = 0,1178x + 2,5687

R2 = 0,9626

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

0 2 4 6 8 10


Re

laçã

o T

/A

Figura 20 – Evolução da relação tanino/antocianina do vinho durante a maturação.

3.7 Índice de Polifenóis Totais (IPT)

Afirma Ribéreau-Gayon et al (1998), que o IPT indica a riqueza polifenólica do vinho,

ou seja, o conjunto dos compostos derivados da estrutura básica do fenol.

Assim como no caso dos taninos, nos primeiros meses de barrica, ocorreu uma

diminuição no índice de polifenóis totais (IPT), porém, depois de aproximados seis meses de

maturação inicia um lento aumento nesse índice.

O que explica esse aumento é a intervenção da madeira de carvalho sobre o vinho.

Segundo Hernández (2002), o carvalho, possui taninos elágicos que catalisam a polimerização

entre os taninos proantocanidinícos e as antocianinas do vinho.

A tabela 10 apresenta a análise da variância do índice de polifenóis totais.

56

Tabela 10. Quadro da análise da variância do Índice de Polifenóis Totais (IPT)


Tempo 4 61,0493 15,262333 14,270883 0,0000 Erro 19 20,32 1,069474 ... ... Total 23 81,3693 3,537797 ...

Índice de Polifenóis Totais (IPT)

y = 0,1429x2 - 1,6595x + 72,636

R2 = 0,7494

66,00

67,00

68,00

69,00

70,00

71,00

72,00

73,00

0 2 4 6 8 10


IPT

Figura 21 – Resultado do índice de polifenóis totais do vinho durante a maturação.

As tabelas referentes aos resultados analíticos de cada bimestre que foram realizados,

com suas respectivas datas, todos os resultados em triplicata, estão apresentadas em apêndices

“A” a “F”.

Os resultados referentes às análises de SO2 Livre e Total, estão apresentados em

apêndices “G” a “J” e os resultados referentes à turbidez, estão apresentados em apêndice

“L”. Estas análises foram realizadas somente para controle, pois se houvesse algum erro de

dosagem, no caso do SO2, poderia interferir no objetivo do trabalho, e no caso da turbidez

com o passar do tempo teve uma diminuição bastante acentuada, devido uma decantação

espontânea que ocorreu durante a maturação do vinho, isso se deve a precipitação de colóides,

juntamente com a matéria corante, o que justifica alguns resultados.

57

4 CONCLUSÃO

Durante o estudo e desenvolvimento deste trabalho pode-se observar que houve uma

evolução dos polifenóis do vinho tinto Merlot durante a maturação em barricas de carvalho

Francês, conforme esperado frente o objetivo inicial.

Foi possível comprovar pelas metodologias analíticas que em muito se confirma à

literatura nos aspectos relacionados com a evolução dos polifenóis no vinho tinto durante o

envelhecimento e maturação na presença do carvalho.

Como foi observado nos resultados e discussões houve uma diminuição nas

densidades ópticas, o que influenciou na diminuição da intensidade corante, resultado

aparentemente negativo, no entanto, importante para a estabilização desta. No caso da

tonalidade houve uma evolução, justificada pelo envelhecimento. As antocianinas diminuíram

devido à precipitação de antocianinas livres, também importante para a estabilização da cor.

Os taninos diminuem num primeiro momento pela precipitação de colóides, porém,

aumentam depois de alguns meses em barricas devido às polimerizações e outras reações

influenciadas pela ação do carvalho, bem como aumenta a relação tanino/antocianina. O

índice de polifenóis totais é decadente nos primeiros meses, porém com evolução lenta após

esse período pela intervenção da madeira.

É sabido que além da evolução polifenólica do vinho durante a maturação em

carvalho, há uma importante evolução organoléptica que permite através da madeira agregar

maior complexidade ao produto, tornando-o mais agradável ao paladar.

Conclui-se, então, que os compostos fenólicos são de vital importância, visto que

contribuem nas características organolépticas do vinho, favorecem a estabilização da cor e

protéica deste, bem como o protege contra oxidações. No entanto, a intervenção da madeira

sobre o vinho tinto é indispensável, pois participa na evolução destes compostos fenólicos,

sendo que esta evolução é muito importante principalmente para prolongar a vida do vinho

após o engarrafamento.

58

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63

APÊNDICES

64

APÊNDICE A - Análise do vinho testemunha realizada no dia 17 de maio de 2010.

Característica avaliada Amostra 1 (vinho do tanque)

Média Desvio padrão

Coeficiente de variação

(%) 1 2 3

SO2 Total (g L-1) 0,031 0,036 0,033 0,03 0,00 7,5 SO2 Livre (g L-1) 0,021 0,021 0,021 0,02 0,00 0,00 SO2 Desconto (g L-1) 0,013 0,013 0,013 0,01 0,00 0,00 SO2 Livre Real (g L-1) 0,008 0,008 0,008 0,01 0,00 0,00 Cor 420 nm 0,664 0,666 0,664 0,66 0,00 0,17 Cor 520 nm 1,268 1,273 1,269 1,27 0,00 0,21 Cor 620 nm 0,228 0,229 0,228 0,23 0,00 0,25 Intensidade de cor 2,16 2,162 2,161 2,16 0,00 0,05 Tonalidade de cor 0,524 0,523 0,523 0,52 0,00 0,11 Antocianas (mg L-1) 759,27 739,41 755,81 751,50 10,61 1,41 Taninos 1,959 2 2 1,99 0,02 1,19 IPT 72,6 73,6 70,2 72,13 1,75 2,42 Relação T/A 2,58 2,7 2,64 2,64 0,06 2,27 Turbidez (NTU) 92,9 93 88,9 91,60 2,34 2,55

65

APÊNDICE B - Análise do vinho em barricas realizada no dia 16 de julho de 2010.

Característica avaliada Barrica 1 Barrica 2 Barrica 3



(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237

SO2 Total (g L-1) 0,036 0,036 0,036 0,04 0,00 0,0 SO2 Livre (g L-1) 0,023 0,023 0,023 0,02 0,00 0,00 SO2 Desconto (g L-1) 0,008 0,008 0,008 0,01 0,00 0,00 SO2 Livre Real (g L-1) 0,015 0,015 0,015 0,02 0,00 0,00 Cor 420 nm 0,607 0,635 0,632 0,62 0,02 2,46 Cor 520 nm 1,077 1,127 1,141 1,12 0,03 3,02 Cor 620 nm 0,198 0,207 0,21 0,21 0,01 3,05 Intensidade de cor 1,882 1,969 1,983 1,94 0,05 2,81 Tonalidade de cor 0,563 0,563 0,553 0,56 0,01 1,03 Antocianas (mg L-1) 679,51 682,42 674,65 678,86 3,93 0,58 Taninos 1,886 1,796 1,886 1,86 0,05 2,80 IPT 69,5 71,4 73,3 71,40 1,90 2,66 Relação T/A 2,77 2,63 2,79 2,73 0,09 3,19 Turbidez (NTU) 17,00 17,10 17,20 17,10 0,10 0,58

66

APÊNDICE C - Análise do vino em barricas realizada no dia 17 de setembro de 2010.




(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237


67

APÊNDICE D - Análise do vinho em barricas realizada no dia 19 de novembro de 2010.




(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237


68

APÊNDICE E - Análise do vinho em barricas realizada dia 19 de janeiro de 2011.




(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237


69

APÊNDICE F - Médias temporais referentes às análises realizadas

Característica avaliada Tempo de permanência em barrica (meses)

0 2 4 6 8

SO2 Total (g L-1) 0,03 0,04 0,1 0,0 0,1 SO2 Livre (g L-1) 0,02 0,02 0,03 0,03 0,03 SO2 Desconto (g L-1) 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01 SO2 Livre Real (g L-1) 0,01 0,02 0,02 0,02 0,02 Cor 420 nm 0,66 0,62 0,61 0,59 0,57 Cor 520 nm 1,27 1,12 1,02 0,95 0,86 Cor 620 nm 0,23 0,21 0,20 0,19 0,18 Intensidade de cor 2,16 1,94 1,83 1,73 1,61 Tonalidade de cor 0,52 0,56 0,60 0,62 0,67 Antocianas (mg L-1) 751,50 678,86 649,90 595,22 578,23 Taninos 1,99 1,86 1,93 2,00 2,03 IPT 72,13 71,40 66,77 68,33 68,50 Relação T/A 2,64 2,73 2,97 3,35 3,51 Turbidez 91,60 17,10 12,33 7,79 7,37

70

APÊNDICE G - Quadro da análise da variância do SO2 Total


Tempo 4 0,00152 0,000379 71,489073 0,0000 Erro 19 0,0001 0,000005 ... ... Total 23 0,00162 0,000070 ...

Teor de SO2 Total (g L-1)

y = 0,0031x + 0,033R² = 0,77**

0,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

0,06

0,07

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


Te

or d

e S

O2 (g

L-1

)

71

APÊNDICE H - Quadro da análise da variância do SO2 Livre Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,00030 0,000074 31,5059701 0,0000 Erro 19 0,00004 0,000002 ... ... Total 23 0,00034 0,000015 ...

Teor de SO2 Livre (g L-1)

y = 0,0013x + 0,0217R² = 0,68**

0,00

0,01

0,01

0,02

0,02

0,03

0,03

0,04

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9Tempo de permanência em barricas (meses)

Te

or

de

SO2

(g

L-1

)

72

APÊNDICE I - Quadro da análise da variância do SO2 Desconto de Polifenóis

Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 5E-05 0,000013 12,791071 0,0000 Erro 19 1,9E-05 0,000001 ... ... Total 23 6,9E-05 0,000003 ...

Teor de SO2 Desconto de Polifenóis (g L-1)

y = 0,0002x2 - 0,0017x + 0,0124

R² = 0,64*

0,00

0,00

0,00

0,01

0,01

0,01

0,01

0,01

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


Te

or

de

SO2

(g

L-1

)

73

APÊNDICE J - Quadro da análise da variância do SO2 Livre Real

Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,00045 0,000112 83,675 0,0000 Erro 19 2,5E-05 0,000001 ... ... Total 23 0,00047 0,000021 ...

Teor de SO2 Livre Real (g L-1)

y = -0,0003x2 + 0,0043x + 0,0082

R2 = 0,8847

0,00

0,01

0,01

0,02

0,02

0,03

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


Te

or

de

SO2

(g L

-1)

74

APÊNDICE L - Quadro da análise da variância da turbidez


Tempo 4 15720,7 3930,170740 5813,168

1 0,0000 Erro 19 12,8455 0,676081 ... ... Total 23 15733,5 684,066456 ...

NTU (Unidade Nefelométrica)

y = -1,6865x + 19,582

R2 = 0,9122

0,00

20,00

40,00

60,00

80,00

100,00

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9


Tu

rbid

ez

14

15

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