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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
INSTITUTO DE FÍSICA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM FÍSICA
ESTUDO DOS MODOS VIBRACIONAIS DO FLAVONÓIDE 3-
METOXIQUERCETINA COMPLEXADO COM ZINCO E COBRE.
Thiago Andrade de Toledo
Cuiabá-MT, Setembro de 2010
Livros Grátis
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
INSTITUTO DE FÍSICA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM FÍSICA
ESTUDO DOS MODOS VIBRACIONAIS DO FLAVONÓIDE 3-
METOXIQUERCETINA COMPLEXADO COM ZINCO E COBRE.
Thiago Andrade de Toledo
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Física do Instituto de
Física da Universidade Federal de Mato
Grosso como parte dos requisitos para
obtenção do título de Mestre em Física.
Orientador: Prof. Dr. Luiz Everson da Silva
Cuiabá-MT, Setembro de 2010
FICHA CATALOGRÁFICA
T649e Toledo, Thiago Andrade de
Estudo dos modos vibracionais do flavonóide 3-
metoxiquercetina complexado com zinco e cobre / Thiago
Andrade de Toledo. – 2010.
xiv, 113 f. : il. ; color. ; 30 cm.
Orientador: Prof. Dr. Luiz Everson da Silva.
Dissertação (mestrado) – Universidade Federal de Mato
Grosso, Instituto de Física, Pós-graduação em Física, 2010.
Bibliografia: f. 107-113.
1. Física da matéria condensada. 2. Flavonóides. 3. Fla-
vonóide – Atividades vibracionais. 4. Espectroscopia vibra-
cional. I. Título.
CDU – 538.9
Ficha elaborada por: Rosângela Aparecida Vicente Söhn – CRB-1/931
ii
iii
DEDICATÓRIA
À minha mãe por todo amor, carinho, apoio,
incentivo e paciência que teve comigo e à memória
de meu pai.
iv
Agradecimentos
Ao Pai Celestial que nos concedeu força e saúde na realização deste trabalho.
À minha família por todo apoio, amor, paciência e dedicação que foram essenciais a
realização deste trabalho.
Ao Professor Luiz Everson da Silva que demonstrou um grande profissionalismo,
paciência, amizade e inestimável apoio orientaram-me na realização deste trabalho
e de outrose pela disponibilização do Laboratório de Pesquisas Químicas em
Produtos Naturais, sem o qual não teria sido possível a realização deste trabalho.
Ao Professor Jorge Luiz Brito de Faria (Hulk) que nos auxiliou, incentivo e contribuiu
na construção deste trabalho.
Aos Professores Ricardo Bento e Rogério Prado pelo apoio, incentivo e pelas
sugestões e contribuições dadas a este trabalho.
Ao Professor Romildo Jerônimo Ramos pela disponibilização do Laboratório de
Novos Materiais, apoio e orientações além da possibilidade de participar do
Workshop do Instituto Nacional de Eletrônica Orgânica (INEO).
A todos os professores da graduação e mestrado que contribuíram efetivamente
com a minha formação acadêmica.
Aos amigos do Laboratório de Pesquisas Químicas em Produtos Naturais Thiara
Cruz Botelho, José Carlos Germino, Shawan Kelvyn e Guilherme Ferbonink que nos
ensinaram e auxiliaram na preparação das amostras.
À FAPEMAT pelo apoio financeiro prestado na realização deste trabalho.
v
EPÍGRAFE
O único lugar aonde o sucesso vem antes
do trabalho é no dicionário.
Albert Einstein
vi
Sumário
Lista de Figuras ......................................................................................................... viii
Lista de Tabelas ......................................................................................................... xi
Lista de abreviações e siglas .................................................................................... xii
Resumo .....................................................................................................................xiii
Abstract .................................................................................................................... xiv
Capítulo 1 - Introdução ................................................................................................ 1
1.1 Estudo de Fitoterápicos ......................................................................................... 1
1.2 Definições .............................................................................................................. 3
1.3 Objetivos e Organização do Trabalho ................................................................... 3
Capítulo 2 – Flavonóides ............................................................................................. 5
2.1 Definição e importância dos Flavonóides .............................................................. 5
2.2 Algumas Propriedades Físico-Químicas dos Flavonóides .................................. 13
2.3 Metais em sistemas biológicos ............................................................................ 15
2.4 – Strychnos pseudoquina .................................................................................... 17
Capítulo 3 – Espectroscopia Vibracional ................................................................... 19
3.1 Espectroscopia no Infravermelho ........................................................................ 19
3.2 Espectroscopia Raman ....................................................................................... 21
3.3 Molécula Diatômica ............................................................................................. 29
3.4 Regras de Seleção .............................................................................................. 34
3.5 Tipos de Vibrações .............................................................................................. 36
3.6 Instrumentação .................................................................................................... 38
vii
Capítulo 4 – Cálculos de Primeiros Princípios ........................................................... 41
4.1 História e Potencialidades dos Cálculos de Primeiros Princípios ........................ 41
4.2 Formalismo do DFT ............................................................................................. 42
4.2.1 Equações de Kohn-Sham .......................................................................... 43
4.2.2 Tipos de Funcionais de Troca e Correlação .............................................. 47
4.3 Conjunto de Bases .............................................................................................. 49
4.4 Método B3LYP .................................................................................................... 51
4.5 Fator de Escala ................................................................................................... 53
4.6 Cálculo de Freqüências ....................................................................................... 53
4.7 Modelo de Solvente ............................................................................................. 53
Capítulo 5 - Metodologia ........................................................................................... 55
5.1 Isolamento do Flavonóide ................................................................................... 55
5.2 Metodologia de Preparação dos complexos metálicos........................................ 56
5.3 Preparação da Amostra para as medidas de Infravermelho e Raman ................ 59
5.4 Instrumentação .................................................................................................... 60
Capítulo 6 – Análise de Resultados e Discussões .................................................... 64
6.1 Interpretações FT-IV............................................................................................ 65
6.2 Comparação entre FT-IR, FT-Raman e DFT ....................................................... 74
6.2.1 Flavonóide Livre......................................................................................... 75
6.2.2 Flavonóide complexado com Zinco............................................................ 88
6.2.3 Flavonóide complexado com Cobre ........................................................... 96
Capítulo 7 - Conclusões .......................................................................................... 104
Bibliografia ............................................................................................................... 107
viii
Lista de Figuras
Figura 1: Estrutura básica do flavonóide ..................................................................... 7
Figura 2: Flavonol e Flavona. ...................................................................................... 8
Figura 3: Chalcona e Isoflavona. ................................................................................. 8
Figura 4: Flavanona e Flavanonol. .............................................................................. 9
Figura 5: Quercetina. ................................................................................................. 12
Figura 6: Sítios ativos da Quercetina (a), (b) e (c). .................................................... 14
Figura 7: Estrutura do composto proveniente da aniline. .......................................... 16
Figura 8: Árvore (A), folhas (B), frutos (C), sementes (D), casca (E), madeira (F) de
S. pseudoquina. ........................................................................................................ 18
Figura 9: Representação do espectro eletromagnético. ............................................ 19
Figura 10: Polarização de uma molécula diatômica em um campo elétrico. ............. 22
Figura 11: Esquema dos mecanismos de espalhamento. ......................................... 27
Figura 12: Representação do Espectro Raman. ....................................................... 28
Figura 13: Sistema Massa-Mola, onde k é a constante de força e x1 e x2 são as
posições das partículas e x0 a posição de equilíbrio. ................................................ 29
Figura 14: Absorção e Emissão de energia. .............................................................. 34
Figura 15: Representação da deformação axial. ....................................................... 36
Figura 16: Tipos de Vibrações. .................................................................................. 37
Figura 17: Deformação do metil C-H. ........................................................................ 38
Figura 18: Estiramento do metil C-H. ........................................................................ 38
Figura 19: Diagramas esquemáticos dos espectrômetros (a) infravermelho e (b)
Raman. ...................................................................................................................... 39
Figura 20: Ciclo de autoconsistência. ........................................................................ 43
Figura 21: 3-Metoxiquercetina. .................................................................................. 56
Figura 22: (a) Flavonóide dissolvido em metanol; (b)Sob agitação magnética. ........ 57
Figura 23: Sal contendo o íon metálico dissolvido em metanol. ................................ 57
Figura 24: Complexo sob refluxo. .............................................................................. 58
Figura 25: Complexo em pó no filtro. ........................................................................ 59
ix
Figura 26: Espectrômetro FTIR Prestige-21. ............................................................. 60
Figura 27: RAMII acoplado ao VERTEX 70 FT-IV. .................................................... 61
Figura 28: Interface do Avogadro. ............................................................................. 62
Figura29: Arquivo de Entrada (input). ....................................................................... 62
Figura 30: Espectro de FT-IV do Flavonóide 3-Metoxiquercetina Livre. .................... 66
Figura 31: Espectro de FT-IV da Quercetina. ............................................................ 67
Figura 32: Sítios ativos do flavonóide 3-Metoxiquercetina (a) e (b). .......................... 68
Figura 33: Espectro de IV do Flavonóide Zn-3-Metoxiquercetina. ............................. 70
Figura 34: Espectro de IV comparativo entre o Flavonóide puro e o complexado com
Zinco.......................................................................................................................... 71
Figura 35: Espectro de IV do Flavonóide Cu-3-Metoxiquercetina. ............................ 72
Figura 36: Espectro de IV comparativo entre o Flavonóide puro e o complexado com
Cobre......................................................................................................................... 73
Figura 37: (a) apigenina, (b) luteolina. ....................................................................... 76
Figura 38: Otimização geométrica da 3-MetoxiQuercetina........................................ 77
Figura 39: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, 4000-
2000 cm-1. ................................................................................................................. 78
Figura 40: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, 2000-
400 cm-1. ................................................................................................................... 78
Figura 41: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, região
de 3000-3750 cm-1. ................................................................................................... 81
Figura 42: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, região
de 1000-1750 cm-1. ................................................................................................... 82
Figura 43: Comparativo DFT entre Luteolina e 3-Metoxiquercetina, região de 0-1750
cm-1. .......................................................................................................................... 83
Figura 44: Comparativo DFT entre Apegenina e 3-Metoxiquercetina, região de 0-
1750 cm-1. ................................................................................................................. 83
Figura 45: Comparativo entre DFT e experimental para a 3-Metoxiquercetina, região
de 0-1000 cm-1. ......................................................................................................... 84
Figura 46: Comparativo DFT entre Luteolina e 3-Metoxiquercetina, região de 2800-
3750 cm-1. ................................................................................................................. 85
Figura 47: Comparativo DFT entre Apegenina e 3-Metoxiquercetina, região de 2800-
3750 cm-1. ................................................................................................................. 85
x
Figura 48: Otimização geométrica do Zn-3-MetoxiQuercetina. ................................. 89
Figura 49: Comparativo entre DFT e experimental para Zn-3-Metoxiquercetina, 4000-
2000 cm-1. ................................................................................................................. 90
Figura 50: Comparativo entre DFT e experimental para Zn-3-Metoxiquercetina, 2000-
400 cm-1. ................................................................................................................... 90
Figura 51: Comparativo entre o espectro experimental e teórico para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Zn-3-Metoxiquercetina, respectivamente, região de 2800-3750
cm-1. .......................................................................................................................... 93
Figura 52: Comparativo entre o espectro experimental e teórico para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Zn-3-Metoxiquercetina, respectivamente, região de 1250-1700
cm-1. .......................................................................................................................... 93
Figura 53: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Zn-3-Metoxiquercetina, respectivamente, região de 0-1000 cm-1.
.................................................................................................................................. 94
Figura 54: Otimização geométrica do Cu-3-Metoxiquercetina. .................................. 97
Figura 55: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, 4000-2000 cm-1. ........ 98
Figura 56: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, 4000-2000 cm-1. ........ 98
Figura 57: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, região de 3000-3500
cm-1. ........................................................................................................................ 100
Figura 58: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, região de 1250-1700
cm-1. ........................................................................................................................ 101
Figura 59: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, região de 0-1000 cm-1.
................................................................................................................................ 102
xi
Lista de Tabelas
Tabela 1: Grupos de Flavonóides, componentes e fontes alimentares. ...................... 6
Tabela 2: Principais Classes de Flavonóides. ............................................................. 9
Tabela 3: Atividades farmacológicas atribuídas a alguns flavonóides. ...................... 10
Tabela 4: Posição taxonômica de S. pseudoquina (JOLY, 1998). ............................ 17
Tabela 5: Sistema de Solvente. ................................................................................. 55
Tabela 6: Comparação dos pontos de fusão do flavonóide 3-Metoxiquercetina, livre e
complexado com os valores conhecidos para os metais de transição. ..................... 59
Tabela 7: Informações do Flavonóide 3-Metoxiquercetina e de seus complexos
obtidos pelo software Avogadro. ............................................................................... 63
Tabela 8: Comparação entre grupos funcionais em cm-1. ......................................... 74
Tabela 9: Modos vibracionais DFT e experimentais no IV para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina em cm-1. ........................................................................................ 79
Tabela 10: Modos vibracionais DFT e experimental Raman para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina em cm-1. ........................................................................................ 86
Tabela 11: Comparação dos modos vibracionais entre os flavonóides 3-
Metoxiquercetina, Luteolina e Apegenina para o Raman em cm-1. ........................... 88
Tabela 12: Modos vibracionais calculados e medidos no IV para o flavonóide Zn-3-
Metoxiquercetina em cm-1. ........................................................................................ 91
Tabela 13: Modos vibracionais teóricos no Raman para o flavonóide Zn-3-
Metoxiquercetina em cm-1. ........................................................................................ 95
Tabela 14: Modos vibracionais calculados e medidos no IV para o flavonóide Cu-3-
Metoxiquercetina em cm-1. ........................................................................................ 99
Tabela 15: Modos vibracionais calculados no Raman para o flavonóide Cu-3-
Metoxiquercetina em cm-1. ...................................................................................... 102
xii
Lista de abreviações e siglas
DFT – Teoria do Funcional da Densidade
LDA – Aproximação da Densidade Local
LSDA - Aproximação da Densidade de spin Local
LSD - Densidade de spin Local
GGA – Aproximação do Gradiente Generalizado
GTO – Orbitais do Tipo Gaussiano
PCM - Modelo Contínuo Polarizável
Hex – Hexano
CHCl3 – Clorofórmio
MeOH – Metanol
AcOEt – Acetato de Etila
CC – Coluna clássica
CCDA – Cromatografia de camada delgada analítica
CCDP - Cromatografia de camada delgada preparativa
HPLC – Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
IV – Infravermelho
FT – Transformada de Fourier
xiii
Resumo
Os flavonóides representam um dos grupos fenólicos mais importantes e
diversificados entre os produtos de origem natural e presentes na dieta humana.
Várias propriedades destes compostos têm sido estudadas nos últimos anos, sendo
uma delas a propriedade de quelação de metais. Neste trabalho, realizamos um
estudo das propriedades vibracionais do flavonóide 3-Metoxiquercetina, puro e
complexado com metais de transição, zinco e cobre (II), extraído do caule da arvore
Strychnos pseudoquina St. Hil (Loganiaceae) por meio das técnicas de
espectroscopia no Infravermelho (FT-IV) e Raman (FT-Raman) e por meio de
métodos computacionais, Teoria do Funcional da Densidade (DFT). Os cálculos
computacionais empregados com método B3LYP (Parâmetro DFT do tipo Becke 3,
usando a função de correlação Lee-Yang-Parr) e o conjunto de bases 6-31G(d)
mostraram uma boa concordância com os resultados experimentais.
Palavras-Chave: Flavonóides, Espectroscopia Vibracional, DFT.
xiv
Abstract
The flavonoids a class of natural product with phenolic groups, present a big
chemical diversity and they are important constituents of the human diet. Several
properties of these compounds have been studied in recent years and one of them
the metal chelation properties. In this work, we have study the vibrational properties
of the flavonoid 3-Methoxyquercetin, pure and complexed with transition metals, zinc
and cooper (II), extracted from stem bark of Strychnos pseudoquina St. Hil
(Loganiaceae). We have used Infrared (FT-IR) and Raman (FT-Raman)
Spectroscopy and first principles calculation based on density functional theory (DFT)
to analyze the vibrational behavior of this flavonoid and their metal derivatives. The
DFT calculations were carried out with Becke‟s three parameter using the Lee-Yang-
Parr correlation functional (B3LYP) method and 6-31G(d) set bases are in good
agreement with experimental data.
Keywords: Flavonoids, Vibrational Spectroscopy, DFT.
1
Capítulo 1 - Introdução
1.1 Estudo de Fitoterápicos
O homem primitivo já realizava o processo de seleção de plantas tanto para
sua alimentação quanto para fins medicinais, o que lhe permitiu acumular e
transmitir experiência e conhecimentos adquiridos ao decorrer dos anos. (SANTOS,
2006)
No Brasil, a utilização de plantas com propósitos curativos tem sua origem
inicialmente nas culturas indigenas, posteriormente através dos conhecimentos
trazidos da África e, finalmente, por imigrantes.O uso de plantas medicinais é uma
prática comum em todas as regiões do país e desenvolvida por todas as camadas
da sociedade. (MELO, 1991)
Isto se deve ao fato do Brasil abrigar uma vasta diversidade de tipos de
vegetação, distribuída nos diferentes biomas e, conseqüentemente uma enorme
riqueza de flora. Segundo estimativas realizadas no ano de 2006, apontavam a
ocorrência entre 40 mil e 60 mil espécies de plantas para o Brasil, atingindo cerca de
20% da projeção aceita para a diversidade global de plantas. No entanto, as
estimativas não provêem informações sobre o estado do conhecimento taxonômico
da flora brasileira. (SCARANO et al., 2010; MARTINELLI, 2010)
Já o Estado do Mato Grosso possui um bioma formado por cerrado, pantanal
e floresta amazônica, e muita das quais permanecem desconhecidas, tanto do ponto
de vista químico como farmacológico. O cerrado é um dos 34 hotspots de
biodiversidade do planeta, ou seja, é uma área de alta diversidade biológica com
espécies únicas ao bioma e composto por uma variedade de formas de vegetação
que se alteram na paisagem e estima-se que haja mais de 12 mil espécies de
plantas. A diversidade de plantas do Pantanal é bem menor que a do cerrado e está
estimada em 2 mil espécies. (GOTTLIEB et al., 1978; CAVALCANTI, 2010)
2
No ano de 2001, a venda de fitoterápicos atingiu US$ 270 milhões,
representando 5,9% do mercado de medicamentos (CALIXTO, 2003). Entretanto, o
aumento no número de medicamentos disponíveis à população não é proporcional à
qualidade dos mesmos. (NASCIMENTO et al., 2005)
As políticas de programas sistemáticos para a investigação químico-
farmacológica visando o descobrimento de novos agentes fitoterápicos pode
contribuir para o estabelecimento de uma indústria nacional baseada em matérias-
primas obtidas do cultivo em grande escala de plantas medicinais, ou mesmo na
síntese de compostos isolados dos extratos, fortalecendo a economia regional e
local.
Além disso, o segmento de fitoterápicos e fitocosméticos tem sido alvo de
interesse de profissionais altamente qualificados, propiciando um índice elevado de
pesquisas científicas em países desenvolvidos, fundamentais para o contínuo
desenvolvimento e lançamento de produtos.
Atualmente, cerca de 25% dos fármacos utilizados na terapêutica são de
origem vegetal, enquanto que 50% são de origem sintética, mas relacionados aos
princípios isolados de plantas medicinais. Além disso, com o aumento de estudos
realizados nos últimos anos que comprovam o que se conhece empiricamente, visto
que a medicina popular é rica em exemplos de plantas utilizadas para diversos fins,
substituem muitas vezes a prescrição médica. (MESSIAS, 2005)
O setor de cosméticos é protagonista, no Brasil, da utilização de
instrumentos inovadores aliando o diferencial da biodiversidade ao seu produto. Um
caso interessante é o da linha Ekos, da Natura, na qual o uso sustentável de ativos
da biodiversidade com um conjunto de produtos específicos da empresa (PRADO,
2010) tem feito sucesso, como, por exemplo, mate-verde e andiroba em produtos
como sabonete e xampu.
Já a divisão de classes terapêuticas dos fitoterápicos vendidos na União
Européia está em sintonia com as doenças que afetam sua população. Em termos
de produtos por classes terapêuticas, na Alemanha, entre os cem fitoterápicos mais
prescritos, 29 são voltados para desordens respiratórias, e 19 para desordens do
sistema nervoso central. (APL DE FITOTERÁPICOS E COSMÉTICOS, 2008)
3
1.2 Definições
Uma Planta medicinal é um vegetal que produz em seu metabolismo
substâncias, em quantidade e qualidade, capazes de provocar modificações nas
funções biológicas. Essas substâncias são chamadas de princípios ativos, que tem
a finalidade terapêutica. Alguns princípios ativos podem apresentar elevada toxidade
e, portanto, a dosagem deve ser cuidadosamente avaliada. (ANVISAa, 2010; SILVA,
AGUIAR e MEDEIROS, 2000)
O Ministério da Saúde define como produto fitoterápico todo medicamento
manufaturado obtido exclusivamente de matérias-primas ativas vegetais, com a
finalidade de interagir com meios biológicos, a fim de diagnosticar, suprimir, reduzir
ou prevenir estados e manifestações patológicas, com benefício para o usuário.
Os fitoterápicos, assim como todos os medicamentos, devem oferecer
garantia de qualidade, ter efeitos terapêuticos comprovados, composição
padronizada e segurança de uso para a população, sendo que a última determinada
pelos ensaios que comprovem a ausência dos efeitos tóxicos como, por exemplo,
metais pesados, agrotóxicos, microorganismos nocivos e seus produtos
metabólicos, entre outros.
O fitoterápico é o produto final obtido a partir da planta medicinal, contendo a
relação quantitativa de todos os componentes do medicamento. (ANVISAb, 2010)
1.3 Objetivos e Organização do Trabalho
O objetivo deste trabalho é caracterizar os modos das atividades
vibracionais do flavonóide 3-Metoxiquercetina, puro e complexado com metais de
transição, nominalmente zinco e cobre (II), retirado do caule da Strychnos
Pseudoquina utilizando as técnicas de espectroscopia Raman (Ra), espectroscopia
no Infravermelho (IR) e cálculos de primeiros princípios (ab initio) de modo a obter
4
informações consistentes a respeito da estrutura molecular do flavonóide, bem como
determinar como o flavonóide complexa com metais.
O trabalho está organizado em capítulos de acordo com o resumo que
segue:
No capítulo 2 – Flavonóides – são apresentadas a definição e a importância
dos flavonóides, as principais classes e características, as ações dos flavonóides em
sistemas biológicos que tem despertado tanto interesse na comunidade científica,
além de algumas propriedades físico-químicas e a espécie Strychnos pseudoquina
St. Hil (Loganiaceae).
No capítulo 3 – Espectroscopia Vibracional - são apresentados alguns
aspectos das técnicas de espectroscopia no Infravermelho e Raman, bem como,
arcabouço matemático, regras de seleção, possibilidades de aplicação das técnicas.
No capítulo 4 – Cálculos de primeiros princípios - são apresentados
alguns fatos históricos a respeito dos cálculos de primeiros princípios, bem como
métodos, tipos de funções de base e modelos.
No capítulo 5 - Metodologia - são apresentados os procedimentos de
extração e síntese do flavonóide 3-Metoxiquercetina com zinco e cobre (II) realizado
no Laboratório de Pesquisa Química em Produtos Naturais da Universidade Federal
de Mato Grosso, bem como a instrumentação empregada na aquisição dos
espectros de infravermelho e Raman além dos procedimentos computacionais e
programas empregados.
No capítulo 6 – Resultados e Discussões - são apresentadas as análises
dos espectros do flavonóide e de seus complexos metálicos obtidos pelas técnicas
de infravermelho e Raman, assim como comparações com os espectros obtidos por
meio das simulações computacionais do flavonóide 3-Metoxiquercetina além das
comparações com outros flavonóides que possuem estruturas similares como é o
caso do Luteolina, Apigenina e Quercetina.
No capítulo 7 – Conclusões – são apresentadas as discussões a respeito
dos mecanismos de complexação do flavonóide com os íons metálicos tendo como
base a análise tanto experimental quanto teórica, dificuldades, contribuições dadas
pelo trabalho, bem como perspectivas de trabalhos futuros.
5
Capítulo 2 – Flavonóides
2.1 Definição e importância dos Flavonóides
Uma “substância fenólica ou polifenólica” é aquela que possui um ou mais
núcleos aromáticos contendo substituintes hidroxilados e/ou derivados funcionais
(ésteres, éteres, glicosídeos e outros). Entretanto uma definição levando em conta
somente a estrutura química não é apropriada, uma vez que existem compostos
contendo hidroxilas fenólicas que fazem parte de outras classes de metabólitos.
Dessa forma, é mais conveniente empregar uma definição que leva em conta
também a origem biogenética. (ZUANAZZI, 2007)
Os compostos fenólicos podem ser divididos em dois grupos: os flavonóides
e os não flavonóides, sendo que ambos são compostos de baixo peso molecular,
denominados metabólitos secundários1. (VOLP et al., 2008)
Os flavonóides representam um dos grupos fenólicos mais importantes e
diversificados entre os produtos de origem natural. São encontrados na natureza,
em sementes, grãos, e sendo os responsáveis pelo aspecto colorido das folhas e
flores, em frutas (maçã, uva, morango), vegetais (cebola, couve, brócolis) – na
Tabela 1 são apresentados alguns grupos de flavonóides e respectivas fontes
alimentares - e ocorrem também em plantas medicinais. (BEHLING et al., 2004;
PEDRIALI, 2005; VOLP et al., 2008)
A distribuição dos flavonóides nos vegetais depende de diversos fatores de
acordo com a fila/ordem/família do vegetal, bem como da variação das espécies. Os
flavonóides encontrados nas folhas podem ser diferentes daqueles presentes nas
1 O termo metabolismo secundário tem sido gradativamente substituído por metabolismos especiais.
Denominação aceita pela comunidade científica e amplamente divulgado pelos pesquisadores.
6
flores, nos caules ou ramos, raízes e frutos. O mesmo composto pode ocorrer em
diferentes concentrações, dependendo do órgão vegetal em que se encontra.
Tabela 1: Grupos de Flavonóides, componentes e fontes alimentares.
Grupos Componentes Fonte Alimentar
Flavononas
Apigenina Cascas de maçãs
Crisina Cerejas
Kaempferol Brócolis
Miricetina Cranberries
Luteolina Peles de frutas
Rutina Uvas
Sibelina Alfaces
Quercetina Oliva, alho
Flavanonas
Fisetina Frutas cítricas
Hesperetina
Peles de frutas cítricas Narigina
Naringenina
Taxifolina
Catequinas
Catequina Vinho tinto
Epicatequina Chá
Epigalocatequina galate
Antocianinas
Cianidina Cerejas
Delfinidina Uvas
Malvidina Raspberries
Pelargonidina Uvas vermelhas
Peonidina Morangos
Petunidina Chá; Peles de frutas com pigmentos
escuros
O termo flavonóide tem origem na palavra latina flavus (amarelo), e sua
estrutura básica consiste de 15 átomos de carbono em seu núcleo fundamental,
7
apresentando a configuração C6-C3-C6 (difenil propano) com dois anéis benzênicos
(A e B) ligados a um anel pirano (C). (GROTEWOLD, 2006)
Nos compostos tricíclicos, as unidades são chamadas núcleos A, B e C e os
átomos de carbono recebem numeração com números ordinários para os núcleos A
e C e os mesmos números seguidos de uma linha („) para o núcleo B [Figura 1].
O
O
A C
B
3
2
9
10
5
6
7
8
2'
3'
4'
5'
6'
Figura 1: Estrutura básica do flavonóide
Atualmente são conhecidos mais de 4.200 flavonóides diferentes, sendo que
o número de novas estruturas identificadas praticamente dobrou nos últimos vinte
anos. Os flavonóides de origem natural apresentam-se, freqüentemente, oxigenados
e um grande número ocorre conjugado com açucares. Esta forma chamada
conjugada, também é conhecida como heterosídeo. São chamados de O-
heterosídeos quando a ligação se dá por intermédio de uma hidroxila e de C-
heterosídeos quando a ligação se dá com um átomo de carbono. Quando o
metabólito (flavonóide) encontra-se sem o açúcar, é chamado de aglicona ou
genina, sendo freqüentemente denominado de forma livre.
As atividades bioquímicas dos flavonóides e de seus metabólitos dependem
da estrutura química [Figura 2, Figura 3 e Figura 4], que podem variar, sendo elas:
flavonas, flavanonas, flavonóis, di-hidroflavonóis, chalconas, auronas, di-hidro-
chalconas, isoflavonas, isoflavononas, neoflavonas, leucoantocianidinas e
antocianidinas.
8
O interesse econômico no estudo deste princípio ativo é decorrente de suas
diferentes propriedades, como por exemplo, o fato de alguns apresentarem cor e
poderem ser usados como pigmentos, sua importância no processo de tanagem do
couro, na fermentação do chá-da-índia, na manufatura do cacau e por conferir cor e
valor nutricional para alguns alimentos. (ZUANAZZI, 2007)
O
O
OH
Flavonol
O
Flavona
O
Figura 2: Flavonol e Flavona.
OH
O
OH
Chalcona
O
Isoflavona
O
Figura 3: Chalcona e Isoflavona.
9
O
O
O
O
OH
Flavanona Flavanonol
Figura 4: Flavanona e Flavanonol.
Na Tabela 2, são apresentadas as principais classes de flavonóides e suas
características.
Além disso, combinações isoladas revelam que os flavonóides exibem uma
grande ação sobre os sistemas biológicos, demonstrando efeitos anti-microbiano,
anti-viral e anti-tumoral, antioxidante, anti-hipertensivo, anti-inflamatório, controle da
ação de hormônios (menor incidência de osteoporose – isoflavonas), agentes
alopáticos e inibidores de enzimas, como pode ser visualizado na [Tabela 3].
(MACHADO, 2006; VOLP et al., 2008; ZUANAZZI, 2007)
Tabela 2: Principais Classes de Flavonóides.
Classes
Número aproximado
de estruturas
conhecidas
Características
Flavonas, flavonóis e seus
O-heterosídeos 1660
Co-pigmentação em flores;
protetores contra raios UV nas
folhas
C-heterosídeos 303
Antocianos 256 Pigmentação do vermelho até
o azul
Chalconas 197 Pigmentação amarela
Auronas 29 Pigmentação amarela
Di-hidro-flavonóis 110 Estão presentes
10
Classes
Número aproximado
de estruturas
conhecidas
Características
freqüentemente em tecidos de
madeiras
Flavononas 319 Podem apresentar sabor
amargo
Di-hidro-chalconas 71 Podem apresentar sabor
amargo
Flavanas,
leucoantocianidinas 309
Substâncias adstringentes
com propriedades tanantes
Isoflavonóides 630 Propriedades estrogênicas
e/ou antifúngicas
Neoflavonóides 70
Biflavonóides 134 Propriedades antifúngicas
Outras estruturas 100
Tabela 3: Atividades farmacológicas atribuídas a alguns flavonóides.
Atividade Flavonóide Referências
Antitumoral Quercetina Formica e Regelson, 1995
Antiespasmódica Quercetina-3-glicosídeo;
rutina; pinostrobina Mata et al., 1997
Antiinflamatória
5,7,3‟ – triidróxi -3, 6, 4‟ –
tri-metóxi-flavona
5,3‟ –diidróxi-4‟-metóxi-7-
carbometóxi-flavonol
Abad et al., 1993
Buteína; coparina; 3‟-O-
metil-violanona;
xenognosina B
Chan et al., 1998
Ternatina Lima et al., 1996
Quercetina Duwiejua e Zeitlin, 1993
Antimicrobiana 7‟,4‟-diidróxi-5-metóxi- Gutkind et al., 1984
11
Atividade Flavonóide Referências
flavona
4‟,2,4‟-tri-diidróxi-6‟-
metóxi-chalcona
3‟,4‟,5,7-tetra-hidróxi-3-
metóxi-flavona; quercetina
Beil et al., 1995
Antimutagênica Nobilentina; tangeretina Calomme et al., 1996
Antiúlcera Quercetina Alarcon et al., 1994
Beil et al., 1995
Antiviral
Quercetina Formica e Regelson, 1995
Acacetina; apigenina;
crisina Critchfield et al., 1996
Pectolinargenina Perry e Foster, 1994
Canferol; galangina;
luteolina; quercetina Amoros et al., 1992
Quercetina; quercitrina Muesi e Pragai, 1985
Amentoflavona Ma et al., 2001
Antioxidante
Quercetina;
diidroquercetina; rutina Larson, 1998
Mistura 90% diosmina e
10% hesperidina Cypriani et al, 1993
Diosmina; catequina;
quercetina Morel et al., 1993
Luteolina-3‟-O-β-D-
glicuronídeo; Luteolina-3‟-
O-(4‟‟-O-acetil)-β-D-
glicuronídeo; Luteolina-3‟-
O-(3‟‟-O-acetil)-β-D-
glicuronídeo; hesperidina
Okamura et al., 1994
Estrogênica 8-isopentenilnaringenina Kitaoka et al., 1998
Tripanossomicida
5,4‟-diidróxi-7-metóxi-
flavonona; 5,4‟-diidróxi-
3,6,7-trimetóxi-flavonona
Ribeiro et al., 1997
12
A ação antioxidante do flavonóide depende da sua estrutura e pode ser
determinada por cinco fatores: reatividade como agente doador de H e elétrons,
estabilidade do radical flavonoil formado; reatividade frente a outros antioxidantes,
capacidade de quelar metais de transição, solubilidade e interação com as
membranas (BARREIROS et al, 2000). De modo geral, quanto maior o número de
hidroxilas, maior a atividade como agente doador de H e de elétrons. Flavonóides
mono-hidroxilados apresentam atividade muito baixa, por exemplo, a 5-hidroxi-
flavona tem atividade não detectável (CAO et al, 1997). Entre os flavonóides
diidroxilados, destacam-se aqueles que possuem o sistema catecol (3‟,4‟-di-hidroxi)
no anel B. Os flavonóides com múltiplas hidroxilas como a quercetina [Figura 5]
possui forte atividade antioxidante (Yang et al., 2001) apud (ALVES et al. , 2007).
O
OH
OH
OH
O
HO
OH
A C
B
Figura 5: Quercetina.
Apesar de alguns estudos com complexos metálicos com flavonóides
(quercetina e rutina) contendo íons Fe (II), Cu (II) e Zn (II) já serem encontrados na
literatura (DE GIONANI et al,TORREGGIANI, et al; HYNES, et al., 2008), o uso de
metodologias diferentes (solvente, temperatura e tempo de reação) tem conduzido a
obtenção de complexos distintos com propriedades químicas e biológicas diferentes
(CHENG et al., 2005; FERRETTI et al., 2007) apud (PEREIRA, 2010).
Isto sugere que a atividade de ligante orgânico pode aumentar quando
coordenado ou misturado com um íon metálico devido à habilidade de atuar como
aceitador de radical livre. (BUKHARI et al., 2008)
13
Além disso, dados experimentais indicam que compostos quelantes são
mais efetivos com radicais livres do que o flavonóide sozinho. (GRAZUL e BUDZISZ,
2009)
Os flavonóides podem ser utilizados como marcadores taxonômicos, isto é
devido, sobretudo, a sua abundância relativa em quase todo reino vegetal,
especificidade em algumas espécies, relativa facilidade de identificação, relativa
estabilidade, acumulo com menor influência no meio ambiente. Eles ainda podem
ser utilizados na determinação de parentescos de híbridos e em determinação de
novos cultivares.
2.2 Algumas Propriedades Físico-Químicas dos Flavonóides
Em geral, as agliconas aparecem sob a forma de cristais amarelos. Os
heterosídeos são geralmente solúveis em água e em alcoóis diluídos, mas insolúveis
nos solventes orgânicos habituais, enquanto que as respectivas agliconas são
normalmente solúveis em solventes apolares e, por possuírem caráter fenólico, em
soluções aquosas alcalinas. A posição ocupada pela porção açúcar, o grau de
insaturação, bem como o grau e natureza dos substituintes influem grandemente na
solubilidade da molécula e na sua capacidade de precipitação na presença de
metais.
O aquecimento, mesmo em soluções diluídas, pode levar à hidrólise dos O-
heterosídeos e muitas vezes interferir na análise estrutural de flavonóides. As
hidrólises alcalina e ácida facilitam a identificação dos núcleos flavônicos, enquanto
que a hidrólise enzimática rompe pontos específicos da molécula, facilitando a
identificação dos constituintes da parte heterosídia (açúcar).
Os flavonóides são quelantes efetivos de metais iônicos e desempenham um
papel fundamental na inibição de processos de radicais livres. A quelação de metal é
outro mecanismo da atividade antioxidante dos flavonóides, que juntamente com
14
alguns efeitos biológicos dos flavonóides, podem alterar a interação flavonóide-
metal. Os flavonóides podem facilmente quelar íons metálicos e criar compostos
denominados complexos.
Em geral, os flavonóides possuem três domínios capazes de reagir com íons
metálicos: o 3‟,4‟-dihidroxi, sistema localizado no anel B, os grupos 3-hidroxi ou 5-
hidroxi e o grupo 4-carbonil no anel C. Os grupos 3- ou 5-hidroxipirano-4-1 (algumas
vezes o orto-hidroxil) no anel B do flavonóide desempenha o papel principal de
quelação [Figura 6].
Os flavonóides atuam como ácidos polibásicos fracos, portanto, o pH
(Potencial Hidrogeniônico) é um fator importante na formação do complexo. Um pH
ótimo para a formação de complexos é em torno de 6, apesar de depender
fortemente do íon metálico. Em um pH abaixo de 3 o flavonóide permanece
insolúvel, o que é desfavorável à formação do complexo. Em um pH com valor alto,
os flavonóides são desprotonados e formam mais espécies de complexos.
O
A C
B
HO
O O
OH
OH
(a)Metal
O
A C
B
HO
OH O
O
O
(b)
Metal
O
A C
B
HO
OH O
OH
OH
(c)
OHOH
O
Metal
Figura 6: Sítios ativos da Quercetina (a), (b) e (c).
15
2.3 Metais em sistemas biológicos
Vários elementos químicos são importantes para o bom funcionamento de
qualquer organismo, apesar das quantidades necessárias variarem de espécie para
espécie. O homem necessita de 21 elementos químicos diferentes, alguns deles são
essenciais para o funcionamento normal dos nervos e músculos, para a coagulação
do sangue ou como componente de certos hormônios e outros compostos
orgânicos.
Particularmente, o cobre e o zinco são necessários em uma quantidade
inferior a 20 mg por dia. Ambos são componente de muitas enzimas, sendo o
primeiro essencial para a síntese da hemoglobina, e o segundo de enzimas
envolvidas na digestão. Em altas concentrações, eles podem exercer um caráter tão
tóxico quanto o do chumbo (Pb) e do cádmio (Cd), dependendo da concentração.
(AMABIS e MARTHO, 1999)
Embora estes metais sejam essências ao bom funcionamento do organismo,
mas quando seu transporte é desordenado pode causar acumulo em determinadas
partes do corpo resultando em algumas doenças, tais como, Menke e Wilson.
Uma pessoa com a doença de Menke sofre grandes problemas no
desenvolvimento do cérebro e finalmente morre devido à neurodegeneração. Esta
doença genética é causada pelo transporte desordenado do cobre, o acumulo de
metal no intestino, nos rins, na cultura dos fibroblastos do paciente.
Um método de controlar a concentração de cobre dentro da célula é a
complexação química. In vitro, esta estratégia tem sido utilizada na terapia da
doença associada com a homeostase de cobre.
Pacientes com a doença de Wilson também tem demonstrado uma
desordem no metabolismo2 devido ao cobre. O cobre é acumulado em vários
tecidos, tais como, fígado, rins, cérebro, e placenta devido à falta de excreção biliar
2 Conjunto de atividades de transformações químicas.
16
do cobre do corpo. O nível de cobre (II) pode ser medido por foto indução na
transferência de elétrons, onde é possível detectar a presença de cobre (II) através
de um quimiosensor que faz uma ligação quelante para dissociar a coumarina. A
intensidade da fluorescência do complexo de cobre (II) é nove vezes maior que do
composto sozinho [Figura 7].
In vivo, os sensores fluorescentes são capazes de influenciar a
concentração intracelular de ferro e tem o poder de quelar este metal. Portanto,
estudos científicos para fármacos potenciais deveriam ser realizados in vivo e tendo
como alvo biomoléculas e tecidos. (GRAZUL e BUDZISZ, 2009)
N N N O O
CC2O2H5
CC2O2H5
Figura 7: Estrutura do composto proveniente da aniline.
O desenvolvimento de complexos metálicos como drogas anti-câncer é uma
atividade realmente promissora, mas não é fácil, pois o acumulo de íons metálicos
no corpo pode causar efeitos indesejáveis.
Estes complexos, por serem antioxidantes podem ser úteis na redução dos
efeitos colaterais oriundos da quimioterapia e radioterapia por reduzir sua toxicidade.
Contudo, há divergências quanto ao seu uso, pois acredita-se que os antioxidantes
reduziriam a eficiência dos tratamentos radio e quimioterápicos.
Há evidências de que os antioxidantes podem ser uma boa escolha na
intervenção terapêutica junto à quimioterapia por auxiliar na redução do tamanho do
tumor e no aumento da longevidade dos pacientes. (BEHLING, et al. 2004)
17
2.4 – Strychnos pseudoquina
A Strychnos pseudoquina St. Hil. (Loganiaceae) [Figura 8, Tabela 4], é uma
espécie nativa da América do Sul, é uma árvore de médio porte, que pode alcançar
de 3 a 5m de altura, tem a casca do caule espessa, gretada e suberosa, de cor
acinzentada com a entrecasca mole de cor amarelada. É a única árvore dentro do
gênero Strychnos, pois as outras espécies encontram-se na forma de pequenos
arbustos (LORENZI, 1998). Popularmente a Strychnos pseudoquina é conhecida
como “quina do campo” e “falsa quina”. (NICOLETTI, 1984)
De acordo com Frederich et al., 2000, o chá das folhas ou cascas da S.
pseudoquina é utilizado na medicina popular como estimulante, tônico, contra
problemas estomacais e abdominais, assim, como antipirético e antimalárico.
Apesar da S. pseudoquina ser uma espécie muito utilizada na medicina
popular brasileira, há poucos estudos científicos realizados, merecendo assim, maior
atenção por parte das instituições de pesquisas, no sentido de que sejam realizados
novos estudos tanto químicos quanto biológicos. Desta forma, os resultados obtidos
contribuirão de maneira satisfatória para a ampliação do banco de dados fitoquímico
de nossa flora apud RODRIGUES (2008) e BOTELHO (2009).
Tabela 4: Posição taxonômica de S. pseudoquina (JOLY, 1998).
Divisão: Angiospermae
Classe: Dicotyledoneae
Subclasse: Archichlamydeae
Subfamília: Loganioideae
Família: Loganiaceae
Gênero: Strychnos
Espécie: Strychnos pseudoquina St Hil.
18
Figura 8: Árvore (A), folhas (B), frutos (C), sementes (D), casca (E), madeira (F) de
S. pseudoquina.
19
Capítulo 3 – Espectroscopia Vibracional
3.1 Espectroscopia no Infravermelho
A radiação infravermelha corresponde à parte do espectro eletromagnético
[Figura 9] situada entre as regiões do visível e das microondas.
Figura 9: Representação do espectro eletromagnético.
O espectro no infravermelho é formado como uma conseqüência da
absorção da radiação eletromagnética em freqüências que correspondem às
vibrações características de um conjunto de ligações químicas de uma molécula.
(SOLOMONS e FRYHLE, 2005)
Uma molécula absorve apenas freqüências (energias) específicas de
radiação do infravermelho. No processo de absorção são absorvidas as freqüências
de radiação no infravermelho que equivalem às freqüências vibracionais naturais da
molécula em questão, e a energia absorvida serve para aumentar a amplitude dos
20
movimentos vibracionais das ligações da molécula. O momento de dipolo para tais
movimentos vibracionais pode ser expresso matematicamente da seguinte maneira,
𝑝 𝑗 = 𝑝0 + 𝛿𝑝
𝛿𝑞 𝑞 +
1
2 𝛿2𝑝
𝛿𝑞2 𝑞2 + ⋯ (3.1)
Na equação (3.1), q é a coordenada normal que descreve o movimento dos
átomos durante a vibração normal, p0 é o vetor do momento de dipolo permanente e
as derivadas são consideradas na posição de equilíbrio e j representa as
componentes x, y e z.
E para transferir energia, uma ligação deve apresentar um dipolo elétrico
que mude na mesma freqüência da radiação que está sendo introduzida. O dipolo
oscilante da ligação pode então acoplar-se com o campo eletromagnético da
radiação incidente, que varia deforma senoidal. Assim, uma ligação simétrica que
contenha grupos idênticos como, por exemplo, H2 e Cl2 não absorvem no
infravermelho, ou seja, não há variação do momento de dipolo ao mesmo tempo em
ocorre a vibração, dizemos que tal vibração não é ativa no infravermelho. (PAVIA et
al., 2010)
Pela mecânica quântica, a transição entre dois estados, caracterizados pelas
funções de onda Ψm e Ψn·, é descrita pelo momento de transição de dipolo:
𝑝 𝑗 𝑚𝑛= Ψ𝑚
∗ 𝑝 𝑗𝛹𝑛𝑑𝜏 (3.2)
Ou em termo das componentes:
𝑝𝑥 𝑚𝑛 = Ψ𝑚∗ 𝑝𝑥𝛹𝑛𝑑𝜏 (3.2a)
𝑝𝑦 𝑚𝑛
= Ψ𝑚∗ 𝑝𝑦𝛹𝑛𝑑𝜏 (3.2b)
𝑝𝑧 𝑚𝑛 = Ψ𝑚∗ 𝑝𝑧𝛹𝑛𝑑𝜏 (3.2c)
21
O momento de transição pode ser interpretado como a medida do dipolo
associado com o movimento dos elétrons durante a transição entre dois estados. Os
valores das integrais das componentes da equação 3.2 (equações 3.2 a, 3.2 b, 3.2
c) determinam a intensidade no infravermelho, que é proporcional à probabilidade de
transição 𝑝𝑚𝑛 2.
Para a transição ser permitida é necessário que pelo menos uma das
integrais das componentes da equação 3.2 seja diferente de zero (equações 3.2 a,
3.2 b, 3.2 c).
Substituindo a equação 3.2 na equação 3.1 temos que o momento de dipolo
fica:
𝑝𝑗 𝑚𝑛= p0 Ψ𝑚
∗ Ψn dτ + dp
dq
0
Ψ𝑚∗ qΨn dτ (3.3)
Onde o subscrito „0‟ refere-se à configuração de equilíbrio e Ψ𝑚∗ Ψn dτ =
𝛿𝑚𝑛 = 1, 𝑚 = 𝑛0, 𝑚 ≠ 𝑛
, mostra a dependência das condições de ortogonalidade dada
pelas funções de onda. (SALAa, 2008; VIANNA et al., 2004)
A equação 3.3 será discutida em detalhes na seção 3.4 – Regras de
seleção.
3.2 Espectroscopia Raman
Em 1928, estudando o efeito de espalhamento de luz, Raman observou que
usando um feixe de luz monocromático que a radiação sofria espalhamento
(mudança de direção) após atingir a amostra; examinando com um espectrógrafo
esta radiação verificou que além da linha de radiação incidente havia outras, com
pequenos deslocamentos do comprimento de onda em relação a esta.
22
Em outras palavras, havia um espalhamento elástico, onde os fótons da
radiação incidente somente mudavam de direção, e outro inelástico, onde além da
mudança de direção ocorria variação do comprimento de onda, ou seja, da energia.
Este espalhamento inelástico é conhecido como espalhamento Raman e o
espalhamento elástico, como espalhamento Rayleigh. (SALAb, 2008)
O espalhamento Rayleigh é forte e tem a mesma freqüência do feixe
incidente (𝜈0) e o espalhamento Raman é muito fraco (cerca de 10-5do feixe
incidente).
Na espectroscopia Raman, medimos a freqüência vibracional (𝜈𝑚 ) como
uma alteração da freqüência do feixe incidente (𝜈0).
A espectroscopia Raman é uma técnica rápida e, em geral, não destrutiva
utilizada na identificação e caracterização de compostos, tais como, materiais
carbonosos, identificando os tipos de ligação e fornecendo informações sobre o grau
de desordem da rede cristalina (LOBO et al., 2005), bem como empregada em
análises farmacêuticas, permitindo identificar substâncias presentes nas
formulações, sem o tratamento prévio das amostras (BORIO et al., 2007), entre
outras. O espectro Raman pode ser obtido de líquidos, sólidos, papel, polímeros,
entre outros (DEAN e ALEXANDER, 2010).
No efeito Raman deve ser considerado o momento de dipolo induzido pelo
campo elétrico da radiação incidente. A presença de um campo elétrico causa, na
molécula, deslocamento da nuvem eletrônica em relação aos núcleos; os centros
das cargas positivas e negativas não mais coincidirão, havendo formação de um
dipolo induzido [Figura 10].
Figura 10: Polarização de uma molécula diatômica em um campo elétrico.
23
Para o tratamento clássico do efeito Raman, vamos considerar um campo
elétrico em um dado tempo é expresso como:
𝐸 = 𝐸0𝑐𝑜𝑠2𝜋𝜈0𝑡 (3.4)
Onde 𝐸0 é a amplitude e 𝜈0 é a freqüência do feixe incidente.
Quando uma luz linearmente polarizada interage com uma molécula, a
nuvem eletrônica é distorcida por uma quantidade que depende da habilidade dos
elétrons polarizarem como, por exemplo, a polarizabilidade 𝛼. A luz faz com que o
efeito seja polarizado em um plano, mas o efeito da nuvem eletrônica é em todas as
direções. Isto pode ser descrito como uma mudança no momento de dipolo na
molécula em cada uma das três direções (x, y, z) das coordenadas Cartesianas.
Portanto, para descrever o efeito de polarizabilidade molecular de uma interação
com uma radiação polarizada linearmente, exige que os três dipolos sejam
considerados.
A propriedade das cargas se rearranjarem sob a ação do campo constitui a
polarizabilidade, que depende da facilidade com que ocorre a redistribuição
eletrônica da molécula sob um campo elétrico.
A polarizabilidade é uma grandeza física de grande interesse, pois se
relaciona com propriedades tão diversas quanto o índice de refração, interação entre
átomos e moléculas, capacidade de uma substância espalhar luz despolarizada, etc.
Como o nome sugere, a polarizabilidade mede a capacidade de polarização de um
sistema quântico, como um átomo, molécula ou um sólido. (Vianna et al., 2004)
Então, o momento de dipolo induzido (𝑝 ) criado na molécula pelo campo
elétrico (𝐸 ) incidente [Figura 10], dado pela seguinte relação:
𝑝 = 𝛼𝐸 (3.5)
Onde 𝛼, no caso mais simples, é uma constante de proporcionalidade. Em
termos das componentes x, y z, a equação (3.5) fica:
24
𝑝𝑥 = 𝛼𝑥𝐸𝑥 (3.5a)
𝑝𝑦 = 𝛼𝑦𝐸𝑦 (3.5b)
𝑝𝑧 = 𝛼𝑧𝐸𝑧 (3.5c)
Entretanto, está relação é mais complicada desde que a direção de
polarização não coincida com a direção do campo aplicado. Isto porque a direção da
cadeia química na molécula também afeta a direção de polarização, desta forma
temos a seguinte relação,
𝑝𝑖 = 𝛼𝑖𝑗 𝐸𝑗 (3.6)
Expandindo a equação (3.6), obtemos três equações para 𝑝𝑖 , como segue:
𝑝𝑥 = 𝛼𝑥𝑥 𝐸𝑥 + 𝛼𝑥𝑦 𝐸𝑦 + 𝛼𝑥𝑧𝐸𝑧 (3.6a)
𝑝𝑦 = 𝛼𝑦𝑥 𝐸𝑥 + 𝛼𝑦𝑦 𝐸𝑦 + 𝛼𝑦𝑧𝐸𝑧 (3.6b)
𝑝𝑧 = 𝛼𝑧𝑥𝐸𝑥 + 𝛼𝑧𝑦 𝐸𝑦 + 𝛼𝑧𝑧𝐸𝑧 (3.6c)
E na forma de matricial podemos escrever o momento de transição como:
𝑝𝑥
𝑝𝑦
𝑝𝑧
=
𝛼𝑥𝑥 𝛼𝑥𝑦 𝛼𝑥𝑧
𝛼𝑦𝑥 𝛼𝑦𝑦 𝛼𝑦𝑧
𝛼𝑧𝑥 𝛼𝑧𝑦 𝛼𝑧𝑧
∙
𝐸𝑥
𝐸𝑦
𝐸𝑧
(3.7)
A primeira matriz do lado direito é chamada de tensor de polarizabilidade.
(NAKAMOTO, 2009; SMITH e DENT, 2005)
No espalhamento Raman normal deve-se considerar as derivadas dos
componentes do tensor de polarizabilidade em relação ao modo vibracional,
25
𝛼′𝑖𝑗 =
𝑑𝛼𝑖𝑗
𝑑𝑞
0
(3.8)
de modo que formem um tensor simétrico, ou seja,
𝛼 ′𝑥𝑧 = 𝛼′
𝑧𝑥
𝛼 ′𝑧𝑦 = 𝛼′
𝑦𝑧
𝛼 ′𝑥𝑦 = 𝛼′
𝑦𝑥 (3.9)
Conhecido como tensor Raman.
Considere que uma molécula vibrando com a freqüência 𝜈𝑚 , o deslocamento
nuclear q é escrito como,
𝑞 = 𝑞0 𝑐𝑜𝑠 2𝜋𝜈𝑚 𝑡 (3.10)
Onde 𝑞0 é a amplitude vibracional.
E para uma pequena amplitude de vibração, 𝛼 pode ser desenvolvido em
termos da série de Taylor em função da coordenada interna q. Então, pode ser
escrito como
𝛼 = 𝛼0 + 𝑑𝛼
𝑑𝑞
0
𝑞 + ⋯ (3.11)
Onde 𝛼0 é a polarizabilidade em uma posição de equilíbrio, e 𝑑𝛼
𝑑𝑞
0 é a taxa
de variação de 𝛼 em relação à mudança em q, avaliado em uma posição de
equilíbrio.
Combinando as equações (3.4), (3.5), (3.10) e (3.11), teremos que o
momento de dipolo induzido resultará em:
26
𝑝 = 𝛼0𝐸0 𝑐𝑜𝑠 2𝜋𝜈0𝑡
+ 𝑑𝛼
𝑑𝑞
0
𝑞0 𝑐𝑜𝑠 2𝜋𝜈0𝑡 𝐸0 𝑐𝑜𝑠 2𝜋𝜈𝑚𝑡 (3.12)
E pela propriedade trigonométrica:
𝑐𝑜𝑠 𝐴 . 𝑐𝑜𝑠 𝐵 =1
2 𝑐𝑜𝑠 𝐴 + 𝐵 𝑐𝑜𝑠 𝐴 − 𝐵 (3.13)
Desta forma, podemos ainda escrever o momento de dipolo induzido como:
𝑝 = 𝛼0𝐸 0 𝑐𝑜𝑠 2𝜋𝜈0𝑡
+1
2 𝑑𝛼
𝑑𝑞
0
𝑞0𝐸 0 𝑐𝑜𝑠 2𝜋 𝜈0 + 𝜈𝑚 𝑡 𝑐𝑜𝑠 2𝜋 𝜈0 − 𝜈𝑚 𝑡 (3.14)
O primeiro termo contém somente a freqüência da radiação incidente que
corresponde ao espalhamento Rayleigh, enquanto que no segundo aparecem
termos referente ao espalhamento Raman Stokes 𝜈0 − 𝜈𝑚 , criação de fônons, e
espalhamento Raman anti-Stokes 𝜈0 + 𝜈𝑚 , destruição de fônons.
Já no tratamento quântico, para que haja atividade no espectro Raman, o
momento de transição (𝑃 𝑚𝑛 = 𝐸 𝛼𝑖𝑗 𝑚𝑛) deve ser diferente de zero, e sendo o
momento de dipolo induzido proporcional à polarizabilidade, o momento de transição
para o Raman pode ser descrito em termos da polarizabilidade:
𝛼𝑖𝑗 𝑚𝑛= Ψ𝑚
∗ 𝛼𝑖𝑗 Ψ𝑛 𝑑𝜏 (3.15)
E ainda se considerarmos o desenvolvimento em série de Taylor, temos:
𝛼𝑖𝑗 𝑚𝑛= 𝛼𝑖𝑗 0
Ψ𝑚∗ Ψ𝑛 𝑑𝜏 +
𝑑𝛼𝑖𝑗
𝑑𝑞
0
Ψ𝑚∗ 𝑞Ψ𝑛 𝑑𝜏 (3.16)
27
Onde
𝑖 = 𝑥, 𝑦, 𝑧𝑗 = 𝑥, 𝑦, 𝑧
(3.17)
A intensidade Raman depende da probabilidade de transição, ou seja, do
quadrado do tensor de polarizabilidade e da quarta potência da freqüência da
radiação espalhada,
𝐼𝑚𝑛 = 16𝜋2
9𝑐4 𝐼0𝜈4 𝛼𝑖𝑗 𝑚𝑛
2
𝑗𝑖
(3.18)
Sendo 𝐼0 a intensidade da radiação incidente e 𝜈 é a freqüência da radiação
espalhada.
Os mecanismos de espalhamento podem ser representados pelos seguintes
esquemas [Figura 11]:
Figura 11: Esquema dos mecanismos de espalhamento.
No espalhamento Raman Stokes a molécula no estado fundamental sofre
colisão com o fóton de energia ℎ𝜈0, passa para um estado intermediário e decai em
seguida para um estado vibracional excitado, de energia 𝜈𝑚 ; o fóton espalhado,
28
ℎ𝜈0 − 𝜈𝑚 , terá energia menor do que o incidente. No espalhamento Rayleigh, após a
interação do fóton com a molécula, esta volta ao mesmo nível de energia inicial. No
espalhamento Raman anti-Stokes o fóton encontra a molécula já num estado
excitado, ℎ𝜈0 + 𝜈𝑚 ·, e após a interação a molécula decai para o estado fundamental.
(SALAa, 2008; VIANNA et al., 2004)
O espectro Raman em relação as contribuições Rayleigh, Stokes e anti-
Stokes podem ser representado para o tetracloreto de carbono (líquido), conforme
Figura 12. Note que a banda atribuída ao espalhamento Rayleigh fica na origem
enquanto que as bandas atribuída ao espalhamento Stokes fica no lado positivo e as
bandas devido ao espalhamento anti-Stokes fica no lado negativo. (LONG, 2002) A
diferença na intensidade das bandas Stokes e anti-Stokes é apresentada na seção
3.4 – Regras de seleção.
Figura 12: Representação do Espectro Raman.
29
3.3 Molécula Diatômica
Vamos considerar o modelo do Oscilador Harmônico (O. H.) para o estudo
das vibrações de uma molécula diatômica ou menos precisamente de agrupamentos
diatômicos (O-H, N-H, C=O, etc.), que é o sistema de massas ligadas por molas
[Figura 13].
Figura 13: Sistema Massa-Mola, onde k é a constante de força e x1 e x2 são as
posições das partículas e x0 a posição de equilíbrio.
Partindo da 2ª Lei de Newton e da Lei de Hooke, teremos:
𝐹 = −𝑘𝑥 = 𝜇𝑥 (3.19)
Note que 𝜇 é a massa reduzida dada por,
𝜇 =𝑚1𝑚2
(𝑚1 + 𝑚2) (3.20)
onde 𝑚1 e 𝑚2 são as componentes da massa da ligação química em
consideração.
𝑘𝑥 + 𝜇𝑥 = 0 (3.21)
30
𝑘
𝜇𝑥 + 𝑥 = 0 (3.22)
E,
𝑘
𝜇= 𝜔2 (3.23)
E ainda, substituindo a equação 3.22 na equação 3.21, obtemos:
𝜔2𝑥 + 𝑥 = 0 ⇒ 𝑥 = −𝜔2𝑥 (3.24)
A equação 3.24 é uma equação diferencial, cuja solução é dada por:
𝑥(𝑡) = 𝐴𝑐𝑜𝑠(𝜔𝑡 + 𝜙) (3.25)
Daí, temos que:
𝑥 (𝑡) = 𝐴𝜔𝑠𝑒𝑛(𝜔𝑡 + 𝜙) (3.26)
𝑥 𝑡 = −𝐴𝜔2𝑐𝑜𝑠(𝜔𝑡 + 𝜙) (3.27)
Comparando as equações 3.26 e 3.27, notamos que elas satisfazem a
equação 3.24.
A grandeza (𝜔𝑡 + 𝜙) é chamada de fase do movimento. Note que a função
x(t) é periódica e seu valor é o mesmo cada vez que 𝜔𝑡 aumenta 2π radianos. A
constante 𝜔 é chamada de freqüência angular e tem unidades de rad/s e 𝜙 é
chamado de constante de fase (ou ângulo de fase).
Podemos relacionar o período à freqüência angular valendo-nos do fato de
que a fase aumenta 2π radianos no tempo T:
𝜔 𝑡 + 𝑇 + 𝜙 − (𝜔𝑡 + 𝜙) = 2𝜋 (3.28)
31
Simplificando a equação 3.28 chegamos a:
𝜔𝑇 = 2𝜋 (3.29)
Ou ainda:
𝑇 =2𝜋
𝜔 (3.30)
O inverso do período T é chamado de freqüência 𝜈 do movimento. Logo,
𝜈 =1
𝑇=
𝜔
2𝜋 (3.31)
Ou ainda:
𝜈 =1
2𝜋
𝑘
𝜇 (3.32)
Onde k é a constante de força, 𝜈 é a freqüência de vibração. (SERWAY e
JEWETT, 2004)
Note que só há uma freqüência de vibração possível, logo, a absorção de
um fóton de infravermelho não muda a freqüência de vibração, mas sim a amplitude,
o único parâmetro restante que pode ser variado neste modelo. Como é de ser
esperado de um oscilador harmônico. E, ainda se dividirmos a freqüências pela
velocidade da luz, obtém-se o comprimento de onda 𝜈 ,
𝜈 =1
2𝜋𝑐
𝑘
𝜇 (3.33)
32
Na equação 3.32 a constante de força pode permanecer como uma medida
de comprimento da mola no sistema de massa-mola para uma vibração molecular.
O uso da lei de Hooke na obtenção das freqüências aproximadas de
vibração de deformação axial deve levar em conta as contribuições relativas das
forças de ligação e as massas dos átomos envolvidos.
Já na Mecânica Quântica, a vibração de uma molécula diatômica pode ser
tratada como o movimento de uma partícula com massa 𝜇, cuja energia potencial é
expressa por
𝑉 =1
2𝑘𝑞2 (3.34)
E energia cinética dada por:
𝐾 =1
2𝜇𝑞 2 =
1
𝜇𝑝2 (3.35)
Onde k é a constante de força para a vibração.
E a energia total é dada por:
𝐸 = 𝐾 + 𝑉 (3.36)
A equação de Schrödinger para tal sistema pode ser escrito como
𝑑2𝜓
𝑑𝑞2 +8𝜋2𝜇
ℎ2 𝐸 −1
2𝑘𝑞2 𝜓 = 0 (3.37)
Se a equação acima é resolvida com a condição de que 𝜓 deve ter um único
valor, finito e contínuo, então, os autovalores serão dados por:
𝐸𝑛 = 𝑛 +1
2 ℎ𝜈 = ℎ𝑐𝜈 𝑛 +
1
2 (3.38)
33
Onde 𝜈 é a freqüência de vibração, 𝜈 é o comprimento de onda, e n é o
número quântico (0, 1, 2, 3, ...) e com freqüência de vibração dado pelas equações
3.31 e 3.32.
Em conformidade com o modelo clássico, nos vários níveis de energia
caracterizados pelo número quântico, só podemos pensar que as moléculas estejam
oscilando com a mesma freqüência e as amplitudes destas oscilações, para cada
valor de freqüência, seriam as responsáveis pelos diferentes níveis de energia.
Se considerarmos uma molécula que interage com um campo elétrico, a
transferência de energia do campo para a molécula ocorre apenas quando a
condição da freqüência de Bohr é satisfeita, ou seja,
Δ𝐸 = ℎ𝜈 (3.39)
onde Δ𝐸 é a diferença de energia entre dois estados quantizados, h é a constante
de Planck e 𝜈 é a freqüência é o número de oscilações eletromagnéticas na
distância em que a luz viaja em um segundo,
𝜈 =𝑐
𝜆 (3.40)
E 𝜆 é o comprimento de onda da onda eletromagnética.
O número de onda 𝜈 definido por
𝜈 =1
𝜆 (3.41)
é comumente usado na espectroscopia vibracional com dimensão de cm-1,
assim, a condição de Bohr pode ser reescrita como,
Δ𝐸 = ℎ𝑐𝜈 (3.42)
34
então, 𝜈 é diretamente proporcional a energia de transição.
Suponha que Δ𝐸 = 𝐸2 − 𝐸1, onde 𝐸2 e 𝐸1 são energias do estado excitado
(Excited Stated) e fundamental (Ground State), respectivamente. Então, a molécula
“absorve” Δ𝐸 quando excitada de 𝐸1 para 𝐸2 e “emite” Δ𝐸 quando é invertido de
𝐸2para 𝐸1 [Figura 14]. (NAKAMOTO, 2009)
Figura 14: Absorção e Emissão de energia.
3.4 Regras de Seleção
Para pequenos deslocamentos em relação a esta posição, podemos
desprezar os termos mais altos. A condição de variação do momento de dipolo com
a vibração, para haver absorção no infravermelho, implica em
dp
dq
0
≠ 0 (3.43)
ou seja, pelo menos para um dos componentes 𝑝𝑥 , 𝑝𝑦 , 𝑝𝑧. O momento de
dipolo é determinado pela configuração nuclear; quando a molécula vibra o
momento de dipolo pode sofrer variação.
Para o efeito Raman, temos que para o segundo termo ser diferente de zero,
é necessário que pelo menos um dos componentes do tensor de polarizabilidade
deve variar com a pequena vibração em torno da posição de equilíbrio, ou seja,
35
𝑑𝛼𝑖𝑗
𝑑𝑞
0
≠ 0 (3.44)
e ainda temos uma segunda regra válida tanto para o infravermelho quanto
para o Raman, que é a regra de seleção para o oscilador harmônico. Para a integral
da equação 3.45 ser diferente de zero o produto 𝜓𝑚𝑞𝜓𝑛 deve ser uma função par.
Como 𝑞 é uma função ímpar é necessário que o produto 𝜓𝑚𝜓𝑛 seja ímpar, isto é, as
duas funções de onda devem ter paridade diferente. E para o espalhamento Raman
Stokes ou anti-Stokes, os estados vibracionais m e n são diferentes e a primeira
integral do membro é igual a zero, pela ortogonalidade. Para m = n o primeiro termo
corresponde ao espalhamento Rayleigh.
𝜓𝑚∗ 𝑞𝜓𝑛 𝑑𝜏 ≠ 0 (3.45)
De acordo com a mecânica quântica apenas transições que envolvam
Δ𝑣 = ±1 são permitidas para o oscilador harmônico, o que explica bandas intensas
tanto para o infravermelho quanto para o Raman. Para o infravermelho a absorção
vale o sinal de “+” e para a emissão vale “-“ e para o Raman o sinal de “+” vale para
Stokes e o sinal “-“ para anti-Stokes.
Outro fato importante a ser analisado é a diferença das intensidades do
espalhamento Stokes e anti-Stokes. Por definição as bandas Stokes se originam no
estado fundamental de energia 𝐸0, e as bandas anti-Stokes do primeiro estado
excitado 𝐸1. Como a população dos estados excitados segue a relação de Maxwell-
Boltzmann, deve-se esperar que as linhas Stokes sejam mais intensas do que as
anti-Stokes,
𝐸1
𝐸0= 𝑒−∆𝐸/𝑘𝑡 (3.46)
36
3.5 Tipos de Vibrações
Uma vibração de estiramento é um movimento rítmico ao longo do eixo da
ligação de forma que a distância interatômica aumente e diminua alternadamente e
pode ser classificada como simétrica ou assimétrica [Figura 15].
A freqüência de uma determinada vibração de estiramento em um espectro
IV pode estar relacionada a dois fatores. Esses fatores são as massas dos átomos
ligados – átomos leves vibram a freqüências mais altas do que a dos átomos
pesados – e a rigidez relativa da ligação. (SOLOMONS e FRYHLE, 2005)
Simétrico
Assimétrico
(b)
(a)
Figura 15: Representação da deformação axial.
Quando uma molécula tem mais de dois átomos, algumas vibrações que
ocorrem podem ser consideradas como deformação angular (bending). As vibrações
de deformação angular correspondem às variações de ângulos de ligação, seja
internamente em um grupo de átomos, seja deste grupo de átomos em relação à
molécula como um todo e ainda pode ocorrer entre dois que não esteja diretamente
ligado por uma ligação química podendo mudar sua direção espacial.
As vibrações moleculares podem ainda ser classificadas como: deformações
axiais (stretching) simétricas e assimétricas, deformações angulares simétricas no
37
plano (scissoring) e fora do plano (wagging) e deformações angulares assimétricas
no plano (rocking) e fora do plano (twisting), Figura 16, Figura 17 e Figura 18.
Isso se deve ao fato de que cada átomo tem três graus de liberdade que
correspondem ao movimento ao longo de qualquer direção das coordenadas
cartesianas (x, y e z).
No caso da molécula não linear, três dos graus de liberdade descrevem a
rotação da molécula e três a translação. Os demais 3n-6 graus de liberdade
correspondem aos graus de liberdade de vibração, ou vibrações fundamentais. E
para as moléculas lineares têm 3n-5 graus de liberdade vibracionais, uma vez que
apenas dois graus de liberdade são suficientes para descrever a rotação molécula.
(b) assimétrica no plano (rocking)(a) simétrica no plano (scissoring)
(c) simétrica fora do plano (wagging) (d) assimétrica fora do plano (twisting)
Figura 16: Tipos de Vibrações.
38
Figura 17: Deformação do metil C-H.
Figura 18: Estiramento do metil C-H.
3.6 Instrumentação
Os instrumentos interferométricos atuais, tais como, os utilizados na
espectroscopia no Infravermelho e Raman [Figura 19.] são baseados no
interferômetro de Michelson, que consiste de dois espelhos colocados
ortogonalmente, sendo um fixo e outro móvel, e um semi-espelho.
39
Figura 19: Diagramas esquemáticos dos espectrômetros (a) infravermelho e (b)
Raman.
Parte do feixe de luz que incide no semi-espelho é refletido para o espelho
fixo e parte é transmitida, atingindo o espelho móvel. Estes dois feixes são refletidos,
voltam ao semi-espelho e atingem o detector. Se os caminhos ópticos forem iguais
eles chegam ao detector com a mesma fase, interferência construtiva. Se o
caminho óptico para o espelho móvel for modificado pela movimentação do
parafuso, ele poderá atingir o detector com fase diferente a do feixe do espelho fixo.
Se esta diferença de fase for de 180º a interferência será destrutiva.
40
Nos instrumentos interferométricos, as franjas de interferência que atingem o
detector geram um interferograma em função do deslocamento do espelho, que é
analisado por um computador, fornecendo os espectros através da Transformada
de Fourier.
Para haver uma boa relação sinal/ruído a varredura deve ser repetida um
número conveniente de vezes, acumulando espectros. A resolução espectral do
instrumento depende do comprimento do percurso feito pelo espelho móvel e quanto
maior for o percurso maior será a resolução. (TEMPERINI e SALA, 2009)
Para eliminar estas contribuições, o sinal do espectro deve ser normalizado
junto com o sinal do ruído. Conseqüentemente, o espectro de transmitância é obtido
pela sentença:
𝑇 =𝐼
𝐼0 (3.47)
onde I é a intensidade medida com uma amostra no suporte (para o sinal do
espectro) e I0 é a intensidade medida sem a amostra no suporte.
Note que as intensidades das bandas são expressas como transmitância (T)
ou absorbância (A). A transmitância é a razão entre a energia radiante transmitida
por uma amostra e a energia radiante que nela incide. A absorbância é o logaritmo,
na base 10, do recíproco da transmitância, isto é, a lei de Beer dada por:
A = log10 1
T = log10
I0
I (3.48)
Se a resposta do instrumento for a mesma com e sem a amostra, o valor da
transmitância será 1. Se a amostra absorver luz, menos energia chegará ao detector
e o valor da transmitância será menor do que 1. Se a amostra absorver totalmente, a
transmitância será zero. A maioria dos sistemas multiplica a transmitância por 100,
definindo a transmitância percentual.
41
Capítulo 4 – Cálculos de Primeiros Princípios
4.1 História e Potencialidades dos Cálculos de Primeiros Princípios
Em 1900, Drude iniciou a tentativa de utilizar a densidade eletrônica como
variável básica, porém somente em 1964, com a publicação dos dois teoremas de
Hohenberg e Kohn - no primeiro o potencial externo 𝜈(𝑟) sentido pelos elétrons é
um funcional único da densidade eletrônica 𝜌(𝑟), enquanto que no o segundo a
energia do estado fundamental 𝐸0[𝜌] é mínima para a densidade 𝜌(𝑟) exata. Desta
maneira, o uso da densidade eletrônica como variável básica foi legitimado e esses
teorema forneceram os fundamentos dateoria do funcional da densidade (DFT).
(VIANNA et al., 2004; ABREU, 2004)
O aumento do poder computacional e a redução de seu custo aliado ao
desenvolvimento e aperfeiçoamento de métodos computacionais, propiciaram o
desenvolvimento nesta área de pesquisa e, assim, a obtenção de parâmetros
moleculares aplicados a sistemas multi-eletrônicos baseados na Mecânica Quântica.
Os parâmetros, tais como, energia de um sistema em uma dada geometria,
bem como freqüências vibracionais podem auxiliar na determinação da estrutura e
das propriedades químicas de intermediários e de possíveis estados de transição
para um dado caminho de reação, além de assistirem na obtenção de correlações
entre as entalpias de reação e a temperatura, efeitos isotópicos e energias de
dissociação. E, comumente, nos estudos químico-quântico computacionais utiliza-se
como modelo uma molécula isolada no vácuo. (VESSECCHI et al., 2008)
As atividades de simulação, em geral, são métodos para resolver modelos
que descrevem partículas interagindo entre si. A simulação é interessante e
importante, pois é uma alternativa para aproximar soluções para modelos (teoria) e
serve como complemento e alternativa para pesquisas experimentais.
42
4.2 Formalismo do DFT
Os métodos de estrutura eletrônica usam as leis da Mecânica Quântica em
vez da física clássica como base de seus cálculos. Os estados da mecânica
quântica que a energia e outras propriedades relacionadas da molécula podem ser
obtidas resolvendo a equação de Schrödinger para a determinação precisa de
propriedades de sistemas atômicos e moleculares
𝐻𝜓 = 𝐸𝜓 (4.1)
Os métodos de estrutura eletrônica são caracterizados pelos métodos de
aproximação matemática empregados na resolução do problema. (FORESMAN e
FRISCH, 2003)
Os métodos computacionais, ab initio ou DFT, calculam as frequências
vibracionais pela aproximação harmônica. Isso faz com que as mesmas sejam
superestimadas em comparação com os valores experimentais. (VESSECCHI et al.,
2008)
Em 1965, foi proposta uma forma de fazer o cálculo usando DFT através das
Equações de Kohn-Sham (KS). A teoria do funcional da densidade, calcula a energia
eletrônica molecular 𝐸[𝜌] e outras propriedades moleculares através da densidade
eletrônica 𝜌. A DFT surgiu como um novo método aos já estabelecidos métodos ab
initio na descrição das propriedades atômicas e moleculares.
Nas derivações das equações DFT, nenhum parâmetro necessita ser
ajustado empiricamente, por isso pode ser considerado também como um método
ab initio.
Os métodos DFT são muito utilizados devido à possibilidade de se calcular
analiticamente as intensidades das bandas de absorção no infravermelho.
43
4.2.1 Equações de Kohn-Sham
O processo de resolver as equações de Kohn-Sham consiste em um
esquema autoconsistente comumente adotado, conforme Figura 20. (SOLER, 2002)
Figura 20: Ciclo de autoconsistência.
Estas equações consideram um sistema de referência fictício, onde existem
apenas partículas independentes, ou seja, um sistema de partículas que não
interagem entre si, definido para fornecer a mesma densidade do estado
44
fundamental. A energia do funcional da energia explicitando a repulsão Coulombiana
elétron-elétron é dada por
E ρ = G ρ +1
2
ρ r ρ r′
r − r′ drdr′ + ν r ρ r dr (4.2)
Onde G[ρ] funcional universal é dado por
𝐺 𝜌 ≡ 𝑇0 𝜌 + 𝐸𝑥𝑐 𝜌 (4.3)
E 𝑇0 𝜌 é a cinética de um sistema de elétrons não interagentes, que possui
a mesma densidade eletrônica de um sistema interagente. O termo 𝐸𝑥𝑐 inclui a
contribuição de interação elétron-elétron não clássica (troca e correlação) mais a
parte restante da energia cinética, 𝑇[𝜌] − 𝑇0 𝜌 , em que 𝑇[𝜌] é a energia cinética
exata para o sistema de elétrons que interagem.
A energia cinética de um sistema de eletrons não interagentes é definida
com a mesma densidade como em um sistema real,
𝑇0 𝜌 = 𝜓𝑖 −1
2∇2 𝜓𝑖
𝑁
𝑖
(4.4)
Considerando a restrição de que a densidade eletronica com o número de
elétrons (N) é fixa
𝑁 = 𝜌 𝑟 𝑑𝑟 (4.5)
Para reduzir a energia, introduzimos esta restrição com um Multiplicador de
Lagrande (-μ) que nos leva a
𝛿
𝛿𝜌 𝑟 𝐸 𝜌 𝑟 − 𝜇 𝜌 𝑟 𝑑𝑟 = 0 (4.6)
45
Da equação acima podemos escrever
𝜇 =𝛿𝐸 𝜌 𝑟
𝛿𝜌 𝑟 (4.7)
De acordo com Kohn-Sham é possível utilizar-se um sistema de referência
de elétrons que não interagem com um Hamiltoniano que tenha um potencial local
efetivo,
𝐻𝐾𝑆 = −1
2∇2 + νKS r (4.8)
Em que o potencial efetivo é dado por,
νKS r = ν r + ρ r′
r − r′ dr′ + νxc r (4.9)
E o potencial de troca-correlação νxc
νxc 𝜌 =δExc ρ
δρ r (4.10)
A densidade eletrônica, ρ(r), é dada em termos do orbital como sendo:
ρ r = ϕi r 2
N
i
(4.11)
Logo, os orbitais Kohn-Sham, 𝜓𝑖 , são obtidos a partir da Equação de
Schrödinger de um elétron,
−1
2∇2 + νKS 𝜓𝑖 = 휀𝑖𝜓𝑖 (4.12)
46
Uma vez que o potencial efetivo, νKS (r), depende da densidade eletrônica,
ρ r , as equações de Kohn-Sham são resolvidas através de um procedimento auto-
consistente.
Usando as equações de Kohn-Sham equações 4.11 e 4.12, pode-se obter a
energia total do sistema em função dos autovalores 휀𝑖 , como segue,
−1
2∇2 + ν r +
ρ r′
r − r′ dr′ + νxc 𝜌 𝜓𝑖 = 휀𝑖𝜓𝑖 (4.13)
Multiplicando por 𝜓𝑖∗, integrando em todo o espaço teremos
𝑇0 𝜌 + ν r 𝜌𝑑3𝑟 + ρ r′ 𝜌(𝑟)
r − r′ dr′ dr
+ νxc 𝜌 𝜌 𝑟 𝑑3𝑟 = 휀𝑖
(4.14)
Isolando 𝑇0 𝜌 da equação 4.14 e comparando com o funcional de energia
dado por
𝐸[𝜌] = 𝑇0 𝜌
+1
2
𝜌 𝑟 𝜌 𝑟 ′
𝑟 − 𝑟 ′ 𝑑𝑟𝑑𝑟 ′ + ν(r)𝜌 𝑟 𝑑3𝑟
+ 𝜖𝑥𝑐 [𝜌]𝜌 𝑟 𝑑𝑟
(4.15)
Teremos a energia total é então calculada através da seguinte equação
𝐸 = 휀𝑖
𝑁
𝑖=1
−1
2
𝜌 𝑟 𝜌 𝑟 ′
𝑟 − 𝑟 ′ 𝑑𝑟𝑑𝑟 ′ + 𝐸𝑥𝑐 𝜌 − 𝜈𝑥𝑐 𝑟 𝜌 𝑟 𝑑𝑟 (4.16)
47
Que é a energia escrita em função dos autovalores 휀𝑖 . A primeira integral da
equação 4.16 refere-se a interação coulombiana da densidade eletrônica e o terceiro
é a componente de troca (exchange), já a segunda integral mostra a relação um a
um entre a densidade 𝜌(𝑟) e o potencial externo 𝜈𝑥𝑐 𝑟 , o que implica que a
energia 𝐸 é um funcional da densidade eletrônica no estado fundamental.
(SEMINARIO e POLITZER, 1995)
A etapa mais difícil para resolver as equações de Kohn-Sham, é determinar
o funcional de troca-correlação (XC) 𝜈𝑥𝑐 𝑟 , pois a forma analítica exata do potencial
de troca-correlação não é conhecido. (DUARTE e ROCHA, 2007)
4.2.2 Tipos de Funcionais de Troca e Correlação
A idéia consiste em utilizar o modelo do gás uniforme de elétrons, no
entanto, o sistema não considera situações realísticas em átomos ou moléculas, os
quais são caracterizados por variações bruscas na densidade eletrônica.
A razão da utilização deste modelo na DFT reside no fato de que este é o
único sistema que conhecemos a forma dos potenciais de troca e correlação
exatamente, ou pelo menos com bastante precisão.
Neste modelo a energia de troca e correlação (𝐸𝑥𝑐 ) pode ser escrita como
𝐸𝑋𝐶𝐿𝐷𝐴 𝜌 = 𝜌 𝑟 휀𝑋𝐶 𝜌 𝑟 𝑑𝑟 (4.17)
Em que, 휀𝑋𝐶 𝜌 𝑟 é a energia de troca-correlação por partícula de um gás
uniforme de elétrons e densidade 𝜌 𝑟 .
48
A quantidade 휀𝑋𝐶 𝜌 𝑟 pode ser separada em duas parcelas, a de troca e
de correlação
휀𝑋𝐶 𝜌 𝑟 = 휀𝑋 𝜌 𝑟 + 휀𝐶 𝜌 𝑟 (4.18)
Quando consideramos a aproximação da densidade local (LDA), estamos
tratando apenas de sistemas de camada fechada, ou seja, um sistema onde todos
os elétrons estão emparelhados.
Para casos não restritos, a LDA, torna-se uma aproximação local da
densidade de spin (LSD). Formalmente, as duas aproximações diferem apenas
quanto a energia de troca-correlação que é reescrita como
𝐸𝑋𝐶𝐿𝑆𝐷 𝜌𝛼 , 𝜌𝛽 = 𝜌 𝑟 휀𝑋𝐶 𝜌𝛼 𝑟 , 𝜌𝛽 𝑟 𝑑𝑟 (4.19)
A aproximação do gradiente generalizado (GGA) pode ser escritas como
𝐸𝑋𝐶𝐺𝐺𝐴 𝜌 = −
3
4
3
𝜋
1
3
𝑑𝑟 𝜌4
3𝐹 𝑠 (4.20)
Onde
𝑠 = ∇𝜌 𝑟
2𝑘𝐹𝜌 (4.21)
E
𝑘𝐹 = 3𝜋2𝜌 1
3 (4.22)
A forma de modelar o termo F(s) define os diferentes funcionais GGA.
49
4.3 Conjunto de Bases
Um conjunto de base é uma representação matemática do orbital molecular
dentro da molécula. Este conjunto de bases pode ser interpretado com restrições de
cada elétron para uma região particular do espaço.
As funções gerais de um orbital do tipo Gaussiano (GTO) normalizado em
um átomo centrado em coordenadas cartesianas é dado por
𝜙 𝑥, 𝑦, 𝑧; 𝛼, 𝑖, 𝑗, 𝑘 = 2𝛼
𝜋
3
4
8𝛼 𝑖+𝑗+𝑘𝑖! 𝑗! 𝑘!
2𝑖 ! 2𝑗 ! 2𝑘 !
1
2
𝑥𝑖𝑦𝑗 𝑒−𝛼 𝑥2+𝑦2+𝑧2 (4.23)
Onde 𝛼 é um expoente controlando a largura do GTO, e i, j, k são inteiros
não negativos que ditam a natureza do orbital em senso com as coordenadas
cartesianas.
Em particular, quando todos os três índices são zeros, o GTO tem simetria
esférica e é chamado de GTO do tipo s. E quando um dos índices é exatamente
igual a um, a função tem simetria axial sobre um único eixo cartesiano e é chamada
de GTO do tipo p. Quando a soma dos índices forem iguais a 2, o orbital é chamado
GTO do tipo d.
As funções Gaussianas contraídas, também chamadas de orbitais atômico,
são expandidos em uma combinação linearde orbitais do tipo gaussiana,
𝜑 𝑥, 𝑦, 𝑧; 𝛼 , 𝑖, 𝑗, 𝑘 = 𝑐𝑎𝜙 𝑥, 𝑦, 𝑧; 𝛼𝑎 , 𝑖, 𝑗, 𝑘
𝑀
𝑎=1
(4.24)
Onde M é o número de Gaussianas usadas na combinação linear, e os
coeficientes c são escolhidos para optimizar a forma da soma da função de base e
assegurar a normalização.
50
Quando uma função de base é definida como uma combinação linear de
Gaussianas, ela é referenciada como sendo uma função de base “contraída”, e a
Gaussiana individual da qual ela é formada são chamadas de primitivas.
O grau de contração refere-se ao número total de primitivas usadas para
fazer toda a função contraída. (CRAMER, 2004)
Por outro lado as bases de valência são aquelas formadas somente pelos
orbitais das camadas de valência (orbitais mais externos) dos átomos que participam
da formação da molécula. Ela podem ser empregadas de forma conveniente em
cálculos moleculares, uma vez que as camadas mais interna dos átomos são pouco
afetadas na formação de moléculas.
Os orbitais de valência são os maiores responsáveis pelas mudanças
ocorridas nas funções moleculares em relação às funções atomicas.
Já as bases de valência separada são extensões das bases de valência,
visto que utilizam funções Gaussianas contraídas para as camadas interna e
funções extras para as camadas de valência. Os conjuntos de bases de valência
mais conhecidas, são: 4-31G, 6-21G, 6-31G e 6-311G.
Elas são formadas por uma função Gaussiana contraída para cada orbital da
camada interna enquanto que a camada de valência é representada por mais
funções.
O conjunto 6-31, que é formado por uma gaussiana contraída a partir de 6
gaussianas primitivas, para descrever cada orbital interno, mais duas funções de
base para a camada de valência, sendo uma delas uma gaussian primitiva difusa
e uma outra gaussiana contraída a partir de três gaussianas primitivas.
As funções difusas permitem descrever regiões distantes dos núcleos. São
mais usadas para átomos metálicos em seu estado neutro, com o propósito de
descrever satisfatoriamente complexos metálicos, uma vez que átomos metálicos
possuem orbitais de simetria d, que têm características difusa, ou seja, possuem
regiões de densidade eletrônica significativamente afastada do núcleo.
A presença de uma função difusa na familia de bases de Pople é indicada
por um sinal „+‟ no nome do conjunto de base, como por exemplo, 6-31+G(d) indica
51
que átomos pesados têm sido aumentados com a adição de funções de base s e p
que tem um coeficiente pequeno. O segundo sinal de mais „++‟, 6-311++G(3df,2pd),
indica a presença de função difusa s no Hidrogênio.
O conjunto de base conhecido como „single- ξ‟, ou mais comumente,
conjunto de bases mínimas. Esta nomeclatura implica que existe uma e apenas uma
função de base definida para cada tipo de orbital do núcleo através da camada de
valência, como por exemplo, para H e He, existe apenas uma função 1s.
O conjunto de bases com duas funções para cada orbital atômico é
chamado de base „double- ξ‟ e, assim por diante. Exemplos modernos de tais bases
são: cc-pCVDZ, cc-pCVTZ, etc.
A vantagem de tais esquemas é que isto aumenta o conjunto de bases que
deve se tornar mais próximo do limite do Hartree-Fock.
O conjunto de base Split, tal como, 3-21G e 6-31G tem dois (ou mais)
tamanhos de funções de base para cada orbital de valência.
As bases de valência Split permitem que os orbitais mudem de tamanho,
porém não a forma. As bases polarizadas removem esta limitação pela adição de
orbitais como momento angular além do que é requerido para o estado fundamental
para descrever cada átomo. Estas bases se tornaram muito popular para cálculos
envolvendo sistemas de tamanho médio. Estas bases são conhecidas como 6-
31G(d) (ou 6-31G*) e 6-31G(d, p) (ou 6-31G**).
4.4 Método B3LYP
As diferentes combinações dos funcionais de correlação e troca podem ser
usadas desde que em princípio sejam independentes, como é o caso do B3LYP e
BP86.
52
O método B3LYP (Parametro DFT do tipo Becke 3, usando a correlação
Lee-Yang-Parr, onde B3 – Troca e LYP – Correlação) (MASERAS e LLEDÓS, 2002)
é um método de funcionais híbridos que apresentam erros menores em relação aos
funcionais não híbridos no cálculo das freqüências vibracionais.
O interesse neste método deve se ao fato que os erros não dependem do
tamanho da função de base empregada, uma vez que os resultados obtidos com
uma das bandas base de zeta múltiplo são similares aos obtidos para as bases
mínimas. Uma outra vantagem é a possibilidade de se estimar as freqüências
vibracionais e as intensidades das bandas de absorção no infravermelho de
moléculas contendo átomos de primeiro e segundo períodos. (VESSECCHI et al.,
2008)
Os métodos híbridos utilizam funções de densidade de spin localizada
(LSD), bem como funções de grandiente generalizado (GGA) o que lhe permite bons
resultados das interações tanto próximas ao núcleo quanto distante.
A energia é dada por:
𝐸𝑋𝐶
𝐵3𝐿𝑌𝑃 = 1 − 𝑎0 − 𝑎𝑥 𝐸𝑋𝐿𝑆𝐷 + 𝑎0𝐸𝑋
𝑒𝑥𝑎𝑡𝑜 −𝐻𝐹 + 𝑎𝑥𝐸𝑋𝐵88
+ 1 − 𝑎𝑐 𝐸𝑐𝑉𝑊𝑁 + 𝑎𝑐𝐸𝑐
𝐿𝑌𝑃 (4.25)
Onde 𝐸𝑋𝑒𝑥𝑎𝑡𝑜 −𝐻𝐹 é a energia de troca de Hartree-Fock, e onde os parâmetros
são: 𝑎0 = 0,20, 𝑎𝑥 = 0,72 e 𝑎𝑐 = 0,81.
Como uma melhora nos funcionais híbridos, Becke propôs o seguinte
funcional:
𝐸𝑋𝐶 = 𝐸𝑋𝐶𝐺𝐺𝐴 + 𝑐𝑥𝐸𝑋
𝑒𝑥𝑎𝑡𝑜 + 𝐸𝐶𝐺𝐺𝐴 (4.26)
Onde 𝑐𝑥 é um parâmetro e 𝐸𝑋𝑒𝑥𝑎𝑡𝑜 𝐸𝐶
𝐺𝐺𝐴 são funcionais GGA. Este novo funcional
híbrido forneceu excelentes valores de energia comparados com dados
experimentais. (ABREU, 2004; ARTACHO, 2002)
53
4.5 Fator de Escala
A fim de corrigir o valor calculado de modo a coincidir com o valor observado
experimentalmente, foi desenvolvido um fator de escala para energias vibracionais
de ponto zero (ZPVEs), usada em cálculos teóricos de métodos de auto nível, tais
como G2 e G3. O conjunto mais antigo de fatores de escala para as frequencias
vibracionais foi obtido através dos modelos HF e (Moller-Plesset) MP2/6-31G(d). E
para o modelo B3LYP/6-31G(d) o fator de escala determinado foi 0,9613 para a
frequência e 0.9804 para ZPE/Térmico. (ANDRADE, 2009; FORESMAN e FRISCH,
2003)
4.6 Cálculo de Freqüências
Os cálculos de energia e otimização de geometria ignoram a vibração no
sistema molecular. Nesta idéia, estes cálculos idealizam uma visão da posição
nuclear. Na realidade, o núcleo nas moléculas estão em constante vibração. No
estado de equilíbrio, estas vibrações são regulares e previsíveis e a molécula pode
ser identificada por seu espectro característico.
A frequência molecular depende da derivada segunda da energia em relação
a posição nuclear. (FORESMAN e FRISCH, 2003)
4.7 Modelo de Solvente
O modelo de solvente empregado neste trabalho foi o contínuo, cujo
solvente é tratado como um material dielétrico, caracterizado por parâmetros
macroscópicos, principalmente, a constante dielétrica ε.
54
Tais modelos são baseados na equação de Poisson,
∇2Φ 𝑟 = −4𝜋𝜌 𝑟
휀 (4.27)
Onde Φ é o potencial eletrostático e 𝜌 a distribuição de cargas.
Nesses modelos, o soluto (ou molécula de referência) é colocado em uma
cavidade (휀 = 1) circundada por um dielétrico de constante 휀.
A distribuição de cargas no dielétrico resultante dessa polarização dá origem
ao campo de reação
𝑅 =2(휀 − 1)
2(휀 + 1)
𝑝
𝑎3 (4.28)
Onde 𝑎 é o raio da cavidade esférica e 𝑝 o momento de dipolo. Esse campo
é sempre paralelo ao momento de dipolo e, portanto atuará no soluto aumentando a
assimetria na sua distribuição de cargas. Contudo, a equação 4.28 é uma
aproximação que considera apenas o primeiro momento da distribuição de cargas.
A primeira vantagagem destes modelos é que eles permitem um tratamento
puramente quântico da interação soluto-solvente, pois tratam do solvente sem
aumentar o número de elétrons; a segunda é que a perturbação provocada pelo
solvente, a longas distâncias, pode ser bem representada por uma distribuição
contínua de cargas. O método mais popular dentre aqueles que utilizam esse tipo de
cavidade é o modelo contínuo polarizável (PCM). (GEORG e CANUTO, 2007)
55
Capítulo 5 - Metodologia
5.1 Isolamento do Flavonóide
O isolamento de metabólitos especiais foi realizado a partir da casca do
caule da S. pseudoquina por Thiara Cruz Botelho (VIC) do Laboratório de Pesquisa
Química de Produtos Naturais (LPQPN) do Instituto de Ciências Exatas e da Terra
da Universidade Federal de Mato Grosso.
Na separação do extrato bruto utilizou-se a técnica de cromatográfica de
coluna clássica (CC) com sílica gel. A eluição por gradiente em coluna clássica foi
realizada com a utilização de sistemas de solventes em ordem crescente por
polaridade [Tabela 5]. A seguir, foi submetida uma coluna clássica empregando
sephadex como fase estacionária. Posteriormente submeteu-se a amostra a uma
CCDP e submetida novamente a uma CC. E por análise de CCDA a amostra levou
ao isolamento de 5mg de um composto amarelo.
Tabela 5: Sistema de Solvente.
Sistema Eluente Volume do Eluente (mL)
Hex. 100% 1000
Hex-CHCl3; 8:2 800
Hex- CHCl3; 6:4 600
Hex-CHCl3; 4:6 700
Hex- CHCl3; 2:8 800
CHCl3 2100
CHCl3-MeOH; 8:2 1300
CHCl3-MeOH; 1:1 1000
MeOH 900
56
Foram realizadas análises comparativas de Ressonância Magnética Nuclear
(RMN) de Carbono (13C) e Hidrogênio (1H) com amostra autêntica encontrada no
Laboratório de Pesquisas Químicas em Produtos Naturais (LPQPN) da mesma
espécie pesquisada e, desta maneira concluiu-se que a substância isolada era o
flavonóide identificado como 3-Metoxiquercetina [Figura 21]. Inclusive através de
separação cromatográfica o mesmo flavonóide foi diversas vezes isolado resultando
em 6 g da substância pura, concluindo então, que este se comporta como
substância majoritária nesta espécie. (Botelho, 2009)
O
OH
OH
HO
O
OCH3
OH
A C
B
Figura 21: 3-Metoxiquercetina.
5.2 Metodologia de Preparação dos complexos metálicos
Os complexos foram preparados pela dissolução do flavonóide e do
respectivo íon metálico na forma de sal – Acetato de Zinco (CH3COO)2Zn.2H2O e
Acetato de Cobre (CH3COO)2 Cu.2H2O - em metanol, seguindo a relação molar
(Metal:Ligante), conforme será descrita a seguir.
No complexo de cobre utilizou-se 0,199 g de flavonóide (2 mmol) e 0,0628 g
de Acetato de Cobre (1 mmol). Já para o complexo de zinco utilizou-se 0,100 g de
57
flavonóide (2 mmol) e 0,043 g de Acetato de Zinco (1 mmol). Em ambos, o ligante foi
dissolvido em metanol HPLC e, a seguir, colocado sob agitação magnética [Figura
22]. Depois foi adicionado lentamente o sal na forma de íon metálico dissolvido em
metanol [Figura 23] e permaneceram sob agitação magnética cerca de 40 minutos,
mantendo a temperatura entre 50 ºC e 70 ºC.
(a) (b)
Figura 22: (a) Flavonóide dissolvido em metanol; (b) Sob agitação magnética.
Figura 23: Sal contendo o íon metálico dissolvido em metanol.
58
Encerrado os procedimentos anteriores, os complexos tanto de zinco quanto
de cobre foram colocados sob refluxo em torno de 2h e a manta térmica foi mantida
a uma temperatura de 80º C [Figura 24]. Tal procedimento tem como objetivo retirar
o excesso de metanol e melhorar o rendimento da reação.
Figura 24: Complexo sob refluxo.
Após a realização de tais procedimentos os complexos ficaram em repouso
em torno de 12 h e foram depois filtrados e colocados na estufa a temperatura de
50ºC por um dia. Ao verificar que os complexos estavam secos, iniciamos o
procedimento de raspagem de maneira cautelosa para não retirar no processo o
papel proveniente do filtro [Figura 25].
Os pontos de fusão do flavonóide livre de seus complexos foram
determinados em equipamento Fisaton modelo 430. A comparação entre os pontos
de fusão do flavonóide livre, dos complexos e metais de transição são apresentados
na Tabela 6. As analises do ponto de fusão podem nos dar informações importantes
quanto à pureza do ligante e dos complexos. Pode-se observar que a fusão do
flavonóide ocorreu em uma faixa estreita demonstrando que o mesmo se encontra
puro. Já para os complexos não foi possível a determinação exata do ponto de fusão
59
com o equipamento utilizado, uma vez que o mesmo determina temperatura até
312°C, porém podemos concluir que houve a complexação do ligante com os
metais.
Figura 25: Complexo em pó no filtro.
Tabela 6: Comparação dos pontos de fusão do flavonóide 3-Metoxiquercetina, livre e
complexado com os valores conhecidos para os metais de transição.
Amostra Fla Fla-Cu Fla-Zn Zn Cu
Ponto de
fusão 270-272 °C
Acima de
312 °C
Acima de
312 °C 419,53 °C 1084,68 °C
5.3 Preparação da Amostra para as medidas de Infravermelho e Raman
As amostras submetidas às análises de infravermelho e Raman foram
preparadas utilizando a técnica de disco em KBr. A técnica consiste em misturar a
amostra sólida moída bem fina com brometo de potássio para espectroscopia em pó
60
e comprimir a mistura sob alta pressão. Sob pressão, o brometo de potássio funde e
inclui o composto em uma matriz. O resultado é uma pastilha de KBr, que pode ser
inserida em um suporte do espectrômetro. (PAVIA et al., 2010)
5.4 Instrumentação
As medidas de Infravermelho foram realizadas na Universidade Federal de
Santa Catarina utilizando o espectrômetro Shimadzu, modelo FTIR Prestige-21
[Figura 26]. A região de coleta dos dados foi de 4000-400 cm-1 com resolução de 4
cm-1, com 20 scans, no modo de transmissão em pastilha de KBr a temperatura
ambiente. O referido equipamento possui correção atmosférica para eliminação da
influência de vapor d‟água e CO2 do meio externo e o detector empregado na
aquisição de dados foi DLATGS.
Figura 26: Espectrômetro FTIR Prestige-21.
As medidas de FT-Raman foram realizadas na Universidade Federal do
Ceará com o auxílio do professor Paulo de Tarso utilizando o equipamento FT-IR e
FT-Raman da Bruker, modelo Vertex 70 com sistema acoplado RAM II de dois
canais e uma fonte de laser com comprimento de 1064 nm [Figura 27]. A região de
coleta dos dados foi de 3100-0 cm-1 devido a uma especificidade da janela do
61
equipamento a temperatura ambiente. O espectro foi obtido no modo de absorção
em pastilha de KBr.
Figura 27: RAMII acoplado ao VERTEX 70 FT-IV.
No processo de simulação computacional foi utilizado um computador com
processador Intel quadcore com 8 Gb de memória DDR2. O software utilizado na
modelagem computacional foi o Avogadro, enquanto que o software Gaussian 03 foi
empregado na realização dos cálculos de primeiros princípios (ab initio).
O software Avogadro é um editor molecular livre [Figura 28] que permite a
modelagem de moléculas de uma maneira fácil, e possibilita também gerar o arquivo
de entrada de programas [Figura 29], tais como, Gaussian, NWchem, Molpac, entre
outros e ainda visualizar o arquivos de saída dos referidos programas, realizar
cálculos de Mecânica Molecular, obter os parâmetros e outras informações a
respeito da molécula. Por meio do mesmo obtivemos as seguintes informações a
respeito do flavonóide e de seus complexos [Tabela 7].
62
Figura 28: Interface do Avogadro.
Figura 29: Arquivo de Entrada (input).
63
Tabela 7: Informações do Flavonóide 3-Metoxiquercetina e de seus complexos
obtidos pelo software Avogadro.
Fórmula química Peso molecular
(g/mol)
Número de
ligações
Flavonóide C16H12 O7 316,262 37
Complexo de Zn C16H12 O9Zn 413,641 41
Complexo de Cu C16H10CuO7 377,792 37
Com o software Gaussian utilizamos a base B3LYP com o conjunto de base
6-31(d) para a otimização de geometria e cálculo das freqüências no Infravermelho e
Raman do flavonóide 3-Metoxiquercetina de seus complexos, sendo que para o
flavonóide complexado inserimos moléculas de água próximas ao metal e o metal
próximo ao flavonóide enquanto para o flavonóide puro consideramos o isolado sem
nenhuma interação com a vizinhança. As justificativas de tais fatos são
apresentadas e discutidas no capítulo 6 – Análise e Resultados. Na realização de
tais trabalhos disponibilizamos quatro processadores e 6 GB de memória o que
exigiu um tempo computacional em torno de 30 horas para a finalização dos
procedimentos.
64
Capítulo 6 – Análise de Resultados e Discussões
Os estudos sistemáticos da espectroscopia vibracional em flavonóides
ocorrem desde o início de 1950, e a maioria deles tem-se limitado as discussões de
freqüências absorvidas pela carbonila e a hidroxila. Entretanto, com os avanços das
técnicas nas últimas duas décadas, a aplicação da espectroscopia vibracional
tornou-se muito mais relevante no campo da análise dos flavonóides devido ao
amplo espectro de aplicações científicas e tecnológicas.
Neste contexto, as técnicas de espectroscopia IV e Raman estão sendo
usadas para obter informações estruturais e da geometria dos flavonóides,
acompanhada dos cálculos de mecânica quântica (simulação computacional).
(ANDERSEN e MARKHAM, 2006)
Neste capítulo, apresentaremos as interpretações do infravermelho e dos
cálculos quânticos computacionais relacionados às amostras em questão.
As interpretações do infravermelho serão divididas em duas seções: a
primeira enfocando a presença dos grupos funcionais no espectro e comparando
com alguns resultados de outros flavonóides presentes na literatura, como por
exemplo a quercetina. Neste caso, utilizou-se a quercetina como modelo em função
de resultados previamente descritos na literatura. (GIOVANI e SOUZA, 2005; ZHOU
et al., 2001; BEHLING et al., 2004)
Na segunda será abordada as interpretações dos espectros do
Infravermelho (FT-IV) e Raman (FT-Raman), relacionando-os com os espectros
calculados de modo a obter se informações relevantes a respeito das estruturas e
também será realizado comparações do espectro Raman com o de outros
flavonóides presentes na literatura. (CORREDOR et al., 2009; CAÑAMARES et al.,
2008)
65
6.1 Interpretações FT-IV
Um espectro no infravermelho determina as posições e intensidades
relativas às absorções, ou picos, dos modos ativos na região do infravermelho e os
registra graficamente em uma folha de papel. Esse gráfico de intensidade de
absorção versus número de onda (ou, às vezes, em comprimento de onda) é
chamado de espectro do infravermelho do composto. (PAVIA et al., 2010)
O espectro do infravermelho é dividido em duas regiões, sendo elas: a
região do espectro entre 4000-2000 cm-1 chamada de identificação de grupos
funcionais e a segunda região entre 2000-400 cm-1 é chamada de região de
impressão digital.
O primeiro procedimento para a interpretação de um espectro infravermelho
de um composto fenólico é identificar a absorção de dois picos fortes em torno de
3000 cm-1 e 1715 cm-1, referentes ao estiramento de C-H e C=O, respectivamente. O
grupo carbonila tem grande relevância para o estudo do mecanismo de
complexação de flavonóides com íons metálicos.
Na região entre 1600-1500 podem ser observados estiramento da dupla
ligação de carbono nos anéis aromáticos. Já na região entre 900-600 cm-1 estão
presentes as deformações fora do plano do C-H. E na região entre 630-400 cm-1
podem indicar a presença de íon metálico. Tais fatos são importantes para a análise
do espectro infravermelho, conforme será mostrado a seguir.
O espectro de IV da Metoxiquercetina [Figura 30] apresenta estiramento da
hidroxila em 3408 cm-1, estiramento de CH3 em 3074, 1456, 1188, 1157 cm-1,
estiramento da carbonila em 1647 cm-1, estiramento da dupla ligação de carbono de
aromático nas bandas em 1614, 1595, 1552 cm-1, e deformação angular no anel
aromático devido ao C-H entre as regiões de 719-459 cm-1, deformação angular CH3
em 1456 cm-1que encobre a deformação angular do C-O-H em 1443 cm-1, já em
1365 cm-1 a deformação angular do CH3 absorve fortemente.
66
Figura 30: Espectro de FT-IV do Flavonóide 3-Metoxiquercetina Livre.
67
Figura 31: Espectro de FT-IV da Quercetina.
68
Comparativamente observou-se para a quercetina [Figura 31] estiramento da
carbonila em 1664 (e/ou 1668) cm-1, estiramento da dupla ligação de carbono em
1589 cm-1, estiramento de C-O-C em 1260 cm-1 e em 1319 cm-1, e estiramento de
hidroxila na região de 3409-3144 cm-1. (GIOVANI e SOUZA, 2005; BUKHARI et al.,
2008).
Antes de realizarmos as análises dos espectros dos complexos metálicos,
devemos considerar as duas possibilidades de complexação do flavonóide 3-
Metoxiquercetina, conforme Figura 32. A complexação do flavonóide depende de
condições, tais como, temperatura, pH, que possibilitarão a coordenação do íon
metálico em determinado sítio ativo do flavonóide.
O
O
OH
HO
O
OCH3
O
A C
B
O
OH
O
HO
O
OCH3
OH
A C
B
(b)
(a)
Metal
Metal
Figura 32: Sítios ativos do flavonóide 3-Metoxiquercetina (a) e (b).
Informações interessantes foram obtidas ao submeter o composto 3-
metoxiquercetina à complexação. Para o complexo Zinco-Metoxiquercetina [Figura
69
33] tem-se um estiramento de hidroxila largo entre 3431-3207 cm-1 indicando a
presença de água. Estiramento da carbonila em 1653 cm-1, estiramento da dupla
ligação de carbono entre 1616-1473 cm-1e estiramento de C-O-C em 1269 cm-1. Um
fato importante a ressaltar é que o pequeno deslocamento da banda do grupo
carbonila de 1647 para 1653 cm-1 no complexo de Zinco-Metoxiquercetina em
relação ao ligante, sugere que a complexação com íon metálico não ocorreu com o
oxigênio da carbonila.
A banda larga e intensa em 615 cm-1 indica a presença de metal, visto que
tal banda não é observada no ligante e ainda sugere à coordenação do íon metálico
com água no anel B [Figura 34]. Já para a quercetina, temos estiramento da
carbonila em 1618 cm-1, estiramento da dupla ligação de carbono em 1586 cm-1,
estiramento de C-O-C em 1259 cm-1. O deslocamento da banda da carbonila em 33
cm-1 sugere que a complexação ocorreu entre o oxigênio da carbonila com o íon
metálico. (ZHOU et al., 2001)
A presença de metal, ν(M-O), também foi relatado para a quercetina em 612
cm-1. (GIOVANI e SOUZA, 2005)
Para o complexo de Cobre-Metoxiquercetina [Figura 35], observa-se uma
banda larga entre 3566-3227 cm-1 atribuída ao estiramento de hidroxila e ainda
indicando a presença de água. O deslocamento do grupo carbonila, ν(C=O), de 1647
para 1639 cm-1, não dá indícios de complexação do metal com o oxigênio da
carbonila. Complementarmente, tem-se a presença de banda de anel aromático
ν(C=C) em 1533 e 1474 cm-1 e aromático δ(C-H) em 810 cm-1, ν(C-O-CH3) em 1431
cm-1 e ν(C-O-C) em 1350 cm-1.
Por outro lado, a presença do metal pode ser evidenciada em 625 cm-1, visto
que tal banda não é observada no ligante e ainda sugere a coordenação do íon
metálico cobre com água [Figura 36]. No caso da quercetina a presença da ligação
metal-oxigênio é observada em 608 cm-1. (SOUZA, SUSSUCHI e GIOVANI, 2003).
Diante do exposto temos a coordenação do metal no anel B, visto que o grupo OH
no anel B é considerado importante para a quelação do Cu (II) por flavonóides.
(TORREGGIANI et al., 2005)
70
Figura 33: Espectro de IV do Flavonóide Zn-3-Metoxiquercetina.
71
Figura 34: Espectro de IV comparativo entre o Flavonóide puro e o complexado com Zinco.
72
Figura 35: Espectro de IV do Flavonóide Cu-3-Metoxiquercetina.
73
Figura 36: Espectro de IV comparativo entre o Flavonóide puro e o complexado com Cobre.
74
As principais bandas de IV dos grupos funcionais da 3-Metoxiquercetina e da
Quercetina, bem como seus complexos de zinco e cobre, podem ser observados de
forma sucinta na Tabela 8.
Tabela 8: Comparação entre grupos funcionais em cm-1.
Grupo
Funcional
3-
Metoxiquercetina Zinco Cobre Quercetina Zinco Cobre
ν(C=O) 1647 1653 1639 1664 1618 1609
ν(C=C) 1614 1616 1533 1589 1586 1587
ν(C-O-C) 1443 1269 1260 1259 1258
ν(O-H) 3408 3431-
2941
3566-
3227 3409-3144
3633-
2978
3630-
2390
ν(M-O) 615 625 612 608
6.2 Comparação entre FT-IR, FT-Raman e DFT
As interpretações a seguir, foram realizadas mediante a comparação entre a
faixa do espectro dos grupos funcionais conforme descrito na literatura adicionado
aos resultados obtidos utilizando modelo teórico. A comparação dos modos normais
de vibração é baseada no melhor ajuste entre o espectro calculado e o observado.
(CORREDOR et al., 2009)
De modo a obter-se mais informações sobre a otimização de geometria e
melhor ajuste nas freqüências calculadas considerou-se tanto a molécula no vácuo
(ou gás) e o modelo de solvente (Modelo de Contínuo Polarizável - PCM) utilizando
metanol ou inserindo moléculas de água próximas ao metal. Para o complexo de
zinco não se obteve êxito para o modelo empregando solvente, assim inseriu-se
75
duas moléculas de água no sistema sem efeito de solvente. Já para o complexo de
cobre o espectro calculado com o modelo de solvente não teve uma boa
concordância com o experimental, de tal modo que também inserimos duas
moléculas de água próximas ao metal. Tais procedimentos são justificados devido
aos seguintes fatos:
Os compostos aromáticos comumente exibem múltiplas bandas
fracas na região entre 3100-3000 cm-1 devido ao estiramento do C-H
do anel aromático;
A posição do estiramento ν(C=O) é muito sensível a fatores, tais
como estado físico, efeito eletrônico por substituintes e deformações
(strains) de anel. O estiramento da carbonila ocorre como uma forte
absorção na região entre 1730 a 1645 cm-1;
Além disso, esta porção do espectro do Infravermelho e do Raman é
muito útil, pois a posição da absorção da carbonila é bastante
sensível a efeitos de substituição e de geometria da molécula;
As vibrações de estiramento do O-H normalmente ocorrem na região
entre 3600-3500 cm-1. (V.KRISHNAKUMAR, SIVASUBRAMANIAN e
MUTHUNATESAN, 2009)
6.2.1 Flavonóide Livre
Nesta seção iremos comparar alguns modos vibracionais obtidos
experimentalmente e teoricamente considerando tanto a molécula no vácuo quanto
empregando modelo de solvatação PCM com metanol, e comparações com outros
flavonóides que possuem estrutura similar. Tais comparações se devem ao fato
destes flavonóides possuírem estruturas similares ao do flavonóide estudado, como
pode ser observado na Figura 37.
O espectro teórico para o Raman do flavonóide 3-Metoxiquercetina foi
escaldo por um fator semi-empírico de 0,9613 para melhor comparação entre os
76
dados calculados e os experimentais. Os espectros da Luteolina e Apegenina foram
obtidos com base na metodologia empregada na literatura. (CORREDOR et al.,
2009)
OHO
OH O
OH
OH
(a)
(b)
OHO
OH O
OH
B
A C
A B
C
Figura 37: (a) apigenina, (b) luteolina.
A otimização de geometria do flavonóide [Figura 38] resultou no verdadeiro
mínimo de energia para a conformação e, tal fato é confirmado pela presença de
apenas freqüências positivas. Se existe uma ou mais constante de força negativa,
que corresponde ao modo normal do movimento resulta em uma energia menor.
Como as freqüências são calculadas da raiz quadrada da constante de força,
equação 3.32, isto leva a uma freqüência imaginária. E como as freqüências
calculadas, em geral, são interpretadas como um mínimo local, logo, uma freqüência
imaginária implica na transição de fase estrutural. (KRAMER, 2004)
77
Figura 38: Otimização geométrica da 3-Metoxiquercetina.
O modo de estiramento hidroxila, ν(O-H), é observado experimentalmente
para o infravermelho em 3408 (ωvácuo=3711-3773) cm-1, já o estiramento assimétrico
da metila pode ser observado em 3165 (ωvácuo = 3178) cm-1, e o estiramento
simétrico pode ser observado em 3074 (ωvácuo= 3045) cm-1 [Figura 39].
Experimentalmente o estiramento característico da dupla ligação de carbono
(C=C) e da carbonila foi observado em 1614 e 1647 cm-1, respectivamente.
Entretanto tais modos vibracionais são observados por meio dos métodos
computacionais em 1634 cm-1 para C=C e 1728 cm-1 para C=O no vácuo [Figura 40]
e em 1620 cm-1 para C=C e entre 1647-1677 cm-1 para C=O no modelo utilizando
solvente.
Na Tabela 9 são apresentados os modos vibracionais, teórico e experimental
no IV para o flavonóide 3-Metoxiquercetina, com as respectivas interpretações.
78
Figura 39: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, 4000-
2000 cm-1.
Figura 40: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, 2000-
400 cm-1.
79
Tabela 9: Modos vibracionais DFT e experimentais no IV para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina em cm-1.
N. Vibrações Características ωExperimental ωvácuo ωescalada
1 δoop(O-H) (29 e 27); δoop (C-H) (12) 459 466 448
2 δoop(O-H) (19); δoop(C-H) (16); δoop (10C-OCH3) 489 496 477
3 δoop(C-H) (16); δoop(C-H) (6); δoop(5C-10C) 565 561 539
4 ν(A); ν(B); ν(C) 597 608 584
5 δoop(C-H) (2 e 6); δoop(2C-1C-6C) 638 639 614
6 δoop(B); δoop(5C-10C); δoop(C-H) (2 e 6) 671 661 635
7 ν(C-H) (15); ν(5C-4O-3C) 686 686 659
8 δoop(C-H) (12 e 16); δoop(5C-11C); δ(C-H) (2 e 6) 719 710 682
9 ν(B) 800 804 773
10 δoop(C-H) (12, 15 e 16) 833 840 807
11 δoop(C-H) (12, 15 e 16) 875 862 829
12 δ(C-H) (6, 15); ν(C-H) (16); δ(22O-10C-5C);
δass(CH3)
912 924 888
13 δ(C-H) (12, 15); ν(C-H) (16); ν(O-23CH3) 972 998 959
14 δ(C-H) (12, 15); ν(C-H) (16); ν(O-23CH3) 997 998 959
15 ν(C-O-C) (40); δ(C-H) (15 e 12); ν(A) 1018 1017 978
16 ν(O-23CH3); δ(C-H) (2 e 6) 1032 1052 1011
17 ν(O-23CH3); δ(C-H) (2, 6, 12 e 16); δ (C-O-H)
(17, 19 e 27); ν(5C-4O-3C)
1091 1110 1067
18 ν(O-23CH3); δ(C-H) (2, 6, 12 e 16); δ (C-O-H)
(17, 19 e 27); ν(5C-4O-3C)
1109 1110 1067
80
N. Vibrações Características ωExperimental ωvácuo ωescalada
19 δass(CH3) (23) 1157 1175 1129
20 δ(C-O-H) (27 e 29); δ(C-H) (12, 15 e 16) 1188 1189 1143
21 δ(C-O-H) (19, 27 e 29); δ(C-H) (2, 12 e 15);
δass(CH3) (23)
1211 1213 1166
22 δ(C-O-H) (17 e 19); ν(8C-9C) 1273 1266 1217
23 δ(C-O-H) (17, 19, 27 e 29); δ(C-H) (2, 6 12, 15 e
16)
1296 1294 1244
24 δ(C-H) (2, 6, 15 e 16); δ(C-O-H) (17, 19 e 27) 1312 1313 1262
25 δ(C-H) (2, 6 e 12); ν(B) 1337 1335 1283
26 δ(C-H) (12, 15, 16); ν(5C-10C); δ(CH3) (23); ν(A)
ν(C)
1365 1380 1327
27 ν(A); ν(C); ν(5C-4O-3C); δ(C-OH) (19 e 29);
δ(CH3) (23)
1442 1434 1378
28 δ(CH3) 1456 1481 1424
29 δass(CH3) 1506 1512 1453
30 δ(C-H) (12, 15 e 16); δ(C-O-H) (27) 1552 1575 1514
31 δ(C-H) (12, 15 e 16); δ(C-O-H) (27) 1595 1575 1514
32 ν(5C=10C) 1614 1634 1571
33 ν(9C=21O) 1647 1728 1661
34 ν(CH3) (23) 3074 3044 2926
35 νass(CH3) (23) 3165 3178 3055
36 ν(O-H) (29) 3408 3711 3567
81
A presença do grupo hidroxila não pode ser visualizada no espectro do FT-
Raman na região acima de 3200 cm-1 devido a uma característica da janela do
equipamento, porém é previsto entre 3773-3711 (ωescalado= 3607-3567) cm-1 pelos
métodos computacionais empregados [Figura 41] e, tal fato também é relatado na
literatura. (CAÑAMARES et al., 2008)
Figura 41: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, região
de 3000-3750 cm-1.
Já o estiramento do grupo metila pode ser observado na região entre 3078-
2945 (ωvácuo = 3044) cm-1e a deformação angular assimétrica é observado em 1505
(ωvácuo = 1512) cm-1. A deformação angular δ(C-O-H) pode ser observada na região
entre 1437-1294 (ωvácuo = 1434-997)cm -1. Já as regiões correspondentes ao
estiramento ν(C=O) e ν(C=C) ocorrem entre 1650-1616 (ωvácuo = 1727-1634) cm-1
[Figura 42].
82
Figura 42: Comparativo entre DFT e experimental para 3-Metoxiquercetina, região
de 1000-1700 cm-1.
Comparativamente, o surgimento de diferentes movimentos de δ(C-O-H)
devido à presença do grupo hidroxila, também foram observados nos flavonóides
luteolina e apigenina (CORREDOR et al., 2009) na região entre 1400-1000 cm-1 e
estiramento de carbonila em 1649 e 1653 cm-1 e estiramento de dupla ligação
carbono em 1625 e 1622 cm-1, podem ser observadas na Figura 43 e na Figura 44.
Note que o pico referente ao estiramento da carbonila é mais intenso na Apegenina
e Luteolina, por outro lado, o pico referente ao estiramento C=C é mais intenso na 3-
Metoxiquercetina, tais fatos podem ser justificados pela presença do grupo metoxi
no flavonóide 3-Metoxiquercetina.
83
Figura 43: Comparativo DFT entre Luteolina e 3-Metoxiquercetina, região de 0-1700
cm-1.
Figura 44: Comparativo DFT entre Apegenina e 3-Metoxiquercetina, região de 0-
1700 cm-1.
84
Em 807 e 797 cm-1 (ωvácuo = 804 cm-1) observamos deformação angular do
anel aromático B, e em 599 cm-1 (ωvácuo = 608 cm-1) deformação de aromático (anel
A, B e C) e ainda em 577 cm-1 (ωvácuo = 573 cm-1) dos anéis A e B. Na região entre
484-274 (ωvácuo = 496 - 294) cm-1 vibrações fora do plano de hidroxila e metila e
vibrações fora do plano e no plano de toda estrutura em 132 (ωvácuo = 136) e 78
(ωvácuo = 81) cm-1 [Figura 45].
Figura 45: Comparativo entre DFT e experimental para a 3-Metoxiquercetina, região
de 0-1000 cm-1.
Outro fato interessante são as diferenças na região entre 2800-3750 cm-1,
[Figura 46 e Figura 47], sendo o primeiro fato a presença do grupo metoxi
representado pelo estiramento simétrico em 3044 cm-1, estiramento de metila em
3207 e 3216 cm-1 e por último devido aos estiramentos de hidroxila entre 3711-3752
cm-1, evidenciando as diferenças estruturais entre os flavonóides. Na Tabela 10
apresentamos os modos vibracionais, DFT e experimental, Raman para o flavonóide
3-Metoxiquercetina. Já as informações provenientes das comparações podem ser
visualizadas na Tabela 11.
85
Figura 46: Comparativo DFT entre Luteolina e 3-Metoxiquercetina, região de 2800-
3750 cm-1.
Figura 47: Comparativo DFT entre Apegenina e 3-Metoxiquercetina, região de 2800-
3750 cm-1.
86
Tabela 10: Modos vibracionais DFT e experimental Raman para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina em cm-1.
N. Modos vibracionais ωExperimental ωvácuo ωescalado
1 ν(O-H) (27) 3752 3607
2 ν(O-H) (17) 3751 3606
3 ν(O-H) (19) 3730 3586
4 ν(O-H) (29) 3711 3567
5 ν(C-H) (15) 3274 3147
6 ν(C-H) (15) 3216 3091
7 ν(C-H) (12) 3207 3083
8 ν(CH3) (23) 3078 3044 2926
9 ν(CH3) (23) 3015 3044 2926
10 ν(CH3) (23) 2945 3044 2926
11 ν(9C=21O) 1650 1728 1661
12 ν(5C=10C) 1616 1634 1571
13 δ(C-H) (12, 15 e 16); δ(C-O-H) (27) 1567 1575 1514
14 δass(CH3) 1505 1512 1453
15 ν(A); ν(C); ν(5C-4O-3C); δ(C-OH) (19 e 29);
δ(CH3) (23) 1437 1434 1378
16 δ(C-H) (12, 15, 16); ν(5C-10C); δ(CH3) (23);
ν(A); ν(C) 1364 1380 1327
17 δ(C-H) (12, 15, 16); δ(C-O-H) (27 e 29) 1350 1353 1301
18 δ(C-H) (2, 6 e 12); ν(B) 1335 1335 1283
19 δ(C-O-H) (17, 19, 27 e 29); ν(C-H) (2, 6 12, 15,
16) 1294 1294 1244
20 δ(C-O-H) (17 e 19); ν(C-C) (8) 1271 1265 1216
21 δ(C-O-H) (17, 19 e 29); δ(C-H) (2, 6 e 15);
δass(CH3) (23) 1221 1222 1175
22 δ(C-O-H) (27 e 29); δ(C-H) (12, 15 e 16) 1185 1189 1143
23 δass(CH3) (23) 1173 1175 1129
24 δass(CH3) (23) 1159 1175 1129
25 δ(C-O-H) (27 e 29); δ(C-H) (15 e 16); ν(12C-H) 1129 1140 1096
87
N. Modos vibracionais ωExperimental ωvácuo ωescalado
26 ν(O-23CH3); δ(C-H) (2, 6, 12 e 16); δ(C-O-H)
(17, 19 e 27); ν(5C-4O-3C) 1112 1110 1067
27 ν(O-23CH3); δ(C-H) (2, 6, 12 e 16); δ (C-O-H)
(17, 19 e 27); ν(5C-4O-3C) 1093 1110 1067
28 δ(C-H) (2, 6, 12 e 15); ν(O-23CH3); ν(5C-4O-
3C) 1015 1017 978
29 δ(C-H) (12, 15); ν(C-H) (16); ν(O-23CH3) 999 998 959
30 δ(C-H) (12, 15); ν(C-H) (16); ν(O-23CH3) 972 998 959
31 δ(C-H) (6, 15); ν(C-H) (16); δ(O-C-H) (10);
δass(CH3) 914 924 888
32 δoop(C-H) (12, 15 e 16) 842 840 807
33 δ(B) 807 804 773
34 δ(B) 797 804 773
35 δoop(C-H) (12 e 16); δoop(5C-11C); δ(C-H) (2 e 6) 731 710 682
36 δoop(C-H) (12 e 16); δoop(5C-11C); δ(C-H) (2 e 6) 719 710 682
37 δ(C-H) (15); ν(5C-4O-3C) 686 686 659
38 δoop(C-H) (2 e 6); δoop(2C-1C-6C) 642 639 614
39 δ(A); δ(B); δ(C) 599 608 584
40 δ(A); δ(B) 577 573 551
41 δ(C-O-H) (17, 19); δ(C-H) (2 e 6) 527 531 510
42 δ(C-O-H) (17, 19); δ(C-H) (2 e 6) 519 531 510
43 δoop(O-H) (19);δoop(C-H) (16); δoop (C-23OCH3) 484 496 477
44 δoop(O-H) (29 e 27); δoop (C-H) (13) 463 466 448
45 δoop(O-H) (19);δ(O-H) (17); δ(C-H) (2 e 6);ν(C) 417 432 415
46 δoop(O-H) (17) 379 382 367
47 δoop(B); δoop(O-H) (19) 346 351 337
48 δoop(C-O-H) (27 e 29) 306 313 301
49 δoop(O-H) (17 e 19); δoop(C-H) (2 e 6); δoop(3C-
8C-9C) 274 294 283
50 δ(C-O-H) (17, 27 e 29); δ(C-H) (12, 15 e 16);
δass(CH3) 246 249 240
88
N. Modos vibracionais ωExperimental ωvácuo ωescalado
51 δ(O-H) (17, 27 e 29); δ(C-H) (12, 15 e 16);
δass(CH3) 233 249 240
52 δoop (toda estrutura) 132 136 131
53 δass(CH3) 103 97 93
54 δ(toda estrutura) 78 81 78
Tabela 11: Comparação dos modos vibracionais entre os flavonóides 3-
Metoxiquercetina, Luteolina e Apegenina para o Raman em cm-1.
Grupo
Funcional 3-Metoxiquercetina Luteolina Apegenina
Experimental Vácuo Solvente Vácuo Vácuo
ν(C=O) 1650 1728 1677-
1620 1649 1653
ν(C=C) 1616 1634 1620 1625 1622
ν(O-H) 3773-3711 3528-
3349 3772-3710
3215,
3752-3747
δ(C-O-H) 1437-1294 1434-997 1427-998 1400-1000 1400-1000
6.2.2 Flavonóide complexado com Zinco
Nesta seção iremos comparar o espectro tanto experimental quanto teórico
do infravermelho, sendo que o modelo teórico empregado é o da molécula no vácuo,
inserindo duas moléculas de água próximas ao íon metálico. A otimização de
geometria do flavonóide complexado com zinco [Figura 48] também resultou no
verdadeiro mínimo de energia para a conformação e, tal fato é confirmado pela
presença de apenas freqüências positivas. Além disso, temos a coordenação entre o
íon metálico e as moléculas de água resultaram na saída de dois hidrogênios e
89
ficando apenas as hidroxilas ligadas ao metal. O espectro Raman da Zn-3-
Metoxiquercetina foi escalado por um fator semi-empírico de 0,9613 para melhor
comparação entre o resultado teórico e o experimental.
Figura 48: Otimização geométrica do Zn-3-Metoxiquercetina.
Por meio de análise comparativa entre os espectros IV experimental e
teórico, observamos uma banda larga entre 3431-2941 (ωvácuo = 3214-3747) cm-1
atribuída a estiramento de hidroxila e a presença de água [Figura 49].
Em 1653 (ωvácuo = 1648) cm-1 e em 1616 (ωvácuo = 1601-1558) cm-1
estiramento de carbonila e de dupla ligação de carbono. Já na região entre 1543-
1481 cm-1 deformação angular simétrica e assimétrica de metoxi, respectivamente.
A presença de íon metálico pode ser observada em 804 (ωvácuo = 824), 615
(ωvácuo = 615) cm-1 e ainda pelos métodos computacionais deformação angular no
anel B e entre os oxigênios do anel B e o metal, δ(B) e δ(20O-Zn-21O), em 480 cm-1
e tal pico não foi observado experimentalmente [Figura 50].
Na Tabela 12, apresentamos os modos vibracionais experimentais e teóricos
no IV com suas respectivas interpretações.
90
Figura 49: Comparativo entre DFT e experimental para Zn-3-Metoxiquercetina, 4000-
2000 cm-1.
Figura 50: Comparativo entre DFT e experimental para Zn-3-Metoxiquercetina, 2000-
400 cm-1.
91
Tabela 12: Modos vibracionais calculados e medidos no IV para o flavonóide Zn-3-
Metoxiquercetina em cm-1.
N Vibrações Características ωExperimental ωvácuo
1 δ(B); δ(20O-Zn-21O) 480
2 δ(20O-Zn-21O); δoop(C-H) (13 e 15); δoop(13C-10C-9O);
δ(C-H) (2, 3 e 5) 615 615
3 δoop(C-H) (2 e 3); δ(C-H) (13 e 15); δ(C-O-H) (18) 698 701
4 ν (B); ν(20O-Zn-21O) 719 748
5 δ(Zn-35OH) 804 824
6 δoop(C-H) (5) 914 912
7 δ(C-H) (2 e 3);ν (O-28CH3) 976 964
8 ν(A); ν(O-28CH3); ν(10C-9O-7C) 999 1002
9 δ(C-H) (2 e 3) 1016 1023
10 ν(10C-9O-7C); δ(C-H) (5 e 15); δ(C-O-H) (17 e 18); ν(C-H)
(13) 1090 1125
11 ν(10C-9O-7C); δ(C-H) (5 e 15); δ(C-O-H) (17 e 18); ν(C-H)
(13) 1121 1125
12 δass(CH3) 1173 1174
13 δass(CH3); δ(C-O-H) (2, 3, 5 e 13) 1211 1214
14 ν(8C-27O-CH3); δ(CH) (5 e 15); δ(C-O-H) (17 e 18) 1269 1273
15 δ(C-H) (2, 3); ν(1C=6C-5CH) 1308 1331
16 δ(CH) (3, 5 e 13); δ(C-O-H) (18) 1354 1368
17 ν(10C-9O-7C); δ (C-O-H) (17); δ(CH3); δ(CH) (2 e 3) 1400 1408
18 ν(A); δ(C-H) (2 e 3); δ(CH3); δ(C-O-H) (17 e 18); ν(10C-
9O-7C) 1431 1442
19 ν(A); δ(C-H) (2 e 3); δ(CH3); δ(C-O-H) (17 e 18); ν(10C-
9O-7C) 1437 1442
20 δ(CH3); δ(C-O-H) (17 e 18) 1474 1475
21 δ(CH3) 1481 1487
22 δass(CH3) 1543 1541
23 ν(4C=5C); ν(2C=3C); δ(C-H) (5) 1558 1583
24 ν(8C=7C) 1616 1601
92
N Vibrações Características ωExperimental ωvácuo
25 ν(12C=19O) 1653 1665
26 ν(CH3) 2941 3063
27 δass(CH3) 3177 3199
28 ν(C-H) (13) 3208 3214
29 ν(C-H) (15) 3258 3244
30 ν(O-H) (17) 3339 3747
Para o espectro Raman iremos comparar o espectro experimental da 3-
Metoxiquercetina com o espectro teórico da Zn-3-Metoxiquercetina de modo a obter
algumas informações interessantes devido à complexação com metal de transição,
uma vez que a amostra absorveu muita energia e queimou. Na Figura 51,
observamos estiramento da hidroxila em ν(O-H) em 3632 e 3158 cm-1 para o
complexo e nenhum vibração na região acima de 3200 cm-1 devido à especificidade
da janela do equipamento utilizado na aquisição dos dados.
Já na região entre 1250-1700 cm-1 [Figura 52], observamos estiramento de
carbono-oxigênio-zinco, ν(6C-20O-Zn-21O-1C) em 1616 cm-1, de carbonila em 1616-
1601 cm-1, e ainda se compararmos o espectro teórico do complexo de zinco com o
experimental do flavonóide puro, percebemos que o pico atribuído a carbonila tem
uma intensidade muito menor e, tal fato também pode ser observado para a dupla
ligação de carbono ν(8C=7C) em 1540 cm-1.
93
Figura 51: Comparativo entre o espectro Raman experimental e teórico para o
flavonóide 3-Metoxiquercetina e Zn-3-Metoxiquercetina, respectivamente, região de
2800-3750 cm-1.
Figura 52: Comparativo entre o espectro experimental e teórico para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Zn-3-Metoxiquercetina, respectivamente, região de 1250-1700
cm-1.
94
Na região entre 0-1000 cm-1, observamos deformação angular δ(C-O-H) (18)
e δ(C-H) (13 e 15) em 1490 cm-1, δ(Zn-35OH) em 789 cm-1, δ(A e B) em 647 cm-1,
δoop(C-O-H) em 501 e 366 cm-1, δ(C-O-H) (17) em 393 cm-1, e ainda deformação
angular entre hidroxila-zinco em 73 cm-1. Em relação ao espectro experimental,
observamos no espectro teórico do complexo o surgimento de picos largos e
intensos, principalmente, na região entre 500-1000 cm-1 devido à deformação
angular combinada dos anéis A e B e entre hidroxila e zinco em 789 e 647 cm-1,
respectivamente [Figura 53].
Figura 53: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Zn-3-Metoxiquercetina, respectivamente, região de 0-1000 cm-1.
Por meio de análise comparativa entre os espectros DFT para o
infravermelho e Raman, notamos que os modos vibracionais entre a região de 1600-
1250 cm-1 são mais intensos no infravermelho, no entanto para o estiramento de
C=C é mais intenso no Raman e já o estiramento da carbonila tem intensidade
similar em ambos. E na região acima de 3000 cm-1, os modos ativos no Raman são
pouco intensos, enquanto que no infravermelho são bem intensos. Na Tabela 13
95
apresentamos os modos vibracionais teóricos no Raman com suas respectivas
interpretações.
Tabela 13: Modos vibracionais teóricos no Raman para o flavonóide Zn-3-
Metoxiquercetina em cm-1.
N Modos vibracionais ωvácuo ωEscalada
1 ν(O-H) (17) 3778 3632
2 ν(O-H) (18) 3285 3158
3 ν(6C-20O-Zn-21O-1C) 1681 1616
4 ν(12C=19O) 1665 1601
5 ν(8C=7C) 1601 1540
6 δ(C-O-H) (18); δ(C-H) (13 e 15) 1549 1490
7 δ(CH3) 1487 1430
8 ν(A); δ(C-H) (2 e 3); δ(CH3); δ(C-O-H) (17 e 18); ν(10C-9O-
7C)
1442 1387
9 ν(10C-9O-7C); δ (C-O-H) (17); δ(CH3); δ(CH) (2 e 3) 1408 1354
10 δ(C-H) (2, 3); ν(1C=6C-5CH) 1331 1280
11 δass(CH3);δ(C-O-H) (2, 3, 5 e 13) 1214 1168
12 δ(Zn-35OH) 820 789
13 δ(A e B) 673 647
14 δ(B e C); δoop(C-H) (15);δ(CH3) 521 501
15 δ(B);δ(20OH-Zn-21OH) 483 465
16 δ(C-O-H) (17) 408 393
17 δoop(C-H) (3);δ(12C=19O);ν(C-O-H) (17) 380 366
96
N Modos vibracionais ωvácuo ωEscalada
18 ν(20OH-Zn-21OH); δ(H35O-Zn-37OH); δ(C-H) (3 e 5) 248 239
19 δass(CH3); 178 172
20 δ(20OH-Zn-37OH); δ(B) 75 73
6.2.3 Flavonóide complexado com Cobre
Nesta seção iremos comparar o espectro tanto experimental quanto teórico
do infravermelho, sendo que o modelo teórico empregado é o da molécula no vácuo,
inserindo duas moléculas de água próximas ao íon metálico.
A otimização de geometria do flavonóide complexado com cobre [Figura 54]
também resultou no verdadeiro mínimo de energia para a conformação e, tal fato é
confirmado pela presença de apenas freqüências positivas. Note que não houve
coordenação entre as moléculas de água e íon metálico, fato que ocorreu com o
complexo de zinco, porém estas moléculas causam influência nas vibrações da
molécula devido a sua polaridade.
O espectro Raman do Cu-3-Metoxiquercetina foi escalada por um fator semi-
empírico de 0,9613 para melhor comparação entre o resultado teórico e o
experimental.
Na Tabela 14 e Tabela 15 são apresentados os modos vibracionais ativos no
IR e Raman com suas respectivas interpretações.
97
Figura 54: Otimização geométrica do Cu-3-Metoxiquercetina.
A banda larga vista no espectro IV experimental entre 3325-3566 (ωvácuo =
3643-3846) cm-1 se deve pela presença de água no complexo e foi observado
estiramento tanto de hidroxila ν(O-H) (18) em 3366 (ωvácuo= 3823) cm-1 quanto da
molécula de água ν(H-O-H) (36) em 3285 (ωvácuo= 3646) e 3383 (ωvácuo = 3844) cm-1
e ν(H-O-H) (38) em 3325 (ωvácuo= 3664) e 3400-3566 (ωvácuo = 3846) cm-1 [Figura
55].
Na Figura 56, observamos estiramento de carbonila em 1639 (ωvácuo = 1612-
1709) cm-1 e estiramento de anel aromático, A e B, bem como deformações no plano
de C-O-H e C-H. A presença do íon metálico é observada em 810 (ωvácuo = 828) e
625 (ωvácuo = 659) cm-1 e ainda apresenta deformação angular das moléculas de
água, δ(H-O-H) (36 e 38). Na região entre 401-500 (403-501) cm-1, deformações em
toda a molécula no plano e fora do plano.
98
Figura 55: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, 4000-2000 cm-1.
Figura 56: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, 4000-2000 cm-1.
99
Tabela 14: Modos vibracionais calculados e medidos no IV para o flavonóide Cu-3-
Metoxiquercetina em cm-1.
N. Vibrações Características ωExperimental ωvácuo
1 δ(Toda molécula) 401 403
2 δoop(B) 450 454
3 δoop(Toda molécula) 500 501
4 ν (21O-Cu-22O); δoop(B); δ(H-O-H) (36 e 38); δ(C-H) (14) 625 659
5 δ(21O-Cu-22O); δ(B); δ(H-O-H) (36 e 38) 810 828
6 ν(9O-28CH3); δ(C-H) (2, 3, 5, 14 e 16) 1026 1045
7 ν(9O-28CH3); δ(C-H) (2, 3, 5, 16); ν(C-H) (14); ν(C-O-H)
(19);δ(C-O-H) (18); ν(11C-10O-7C) 1094 1124
8 ν(9O-28CH3); δ(C-H) (2, 3, 5, 16); ν(C-H) (14); ν(C-O-H)
(19);δ(C-O-H) (18); ν(11C-10O-7C) 1119 1124
9 δass.(CH3) 1169 1173
10 δ(C-H) (2 , 5 e 16); δ(O-H) (18 e 19) 1258 1262
11 δ(C-O-H) (18); δ(C-H) (5, 14 e 16) 1273 1280
12 δ(C-O-H) (19); ν(B); ν(8C-9OCH3); δ(C-H) (2, 3 e 5) 1350 1357
13 ν(12C=11C); ν(11C-10O-7C); δ(C-O-H) (18 e 19); δ(CH3);
δ(C-H) (3) 1431 1440
14 δ(CH3); δ(C-O-H) (19) 1474 1472
15 δ(CH3); δ(C-H) (2 e 5); ν(C-O) (6-12 e 1-22); δ(O-H) (19) 1533 1533
ν(13C=20O); ν(A e C); δ(C-O-H) (18 e 19) 1639 1612
16 ν(13C=20O); ν(A e C); δ(C-O-H) (18 e 19); δ(C-H) (14) 1654 1653
17 ν(13C=20O); ν(A e C); δ(C-O-H) (19); δ(C-H) (13 e 16) 1700 1709
18 ν(C-H) (5) 3227 3227
19 ν(C-H) (16) 3246 3236
20 ν(C-H) (3) 3265 3261
21 ν(H-O-H) (36) 3285 3643
22 ν(H-O-H) (38) 3325 3664
23 ν(O-H) (18) 3366 3823
24 ν(H-O-H) (36) 3383 3844
25 ν(H-O-H) (38) 3400-3566 3846
100
Para o espectro Raman iremos comparar o espectro experimental da 3-
Metoxiquercetina com o espectro teórico do Cu-3-Metoxiquercetina de modo a obter
algumas informações interessantes devido à complexação com metal de transição,
uma vez que a amostra também absorveu muita energia e queimou.
No espectro Raman, observamos estiramento assimétrico da molécula de
água, νass.(H-O-H) (36) e νass.(H-O-H) (38), em 3843, 3642 e 3664 cm-1 e estiramento
da hidroxila, ν(O-H) (18) e ν(O-H) (19), em 3821 e 3150 cm-1, estiramento de metil,
ν(C-H) (16) e ν(C-H) (2), em 3232 e 3195 cm-1, respectivamente. Note que, tais
modos vibracionais não são observados no espectro FT-Raman da 3-
Metoxiquercetina [Figura 57].
Figura 57: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, região de 3000-3500
cm-1.
Em 3113 e 3031 cm-1 observamos estiramento simétrico e assimétrico da
metila e em 1712 cm-1 estiramento da carbonila, ν(C=O) e do anel aromático A, ν(A),
dentre outras deformações. Além disso, temos deformação angular da molécula de
101
água e estiramento do anel aromático B em 1638 cm-1 e em 1615 cm-1, temos
estiramento da dupla ligação de carbono ν(8C=7C), δ(C-O-H) (18 e 19) e
deformação angular δ(C-H) (2, 5, 14 e 16) com intensidade elevada.
Em 1325 cm-1, estiramento do anel aromático B e entre os oxigênios do anel
B e o metal e deformação angular de C-H (2) e C-O-H (19), já em 1258 cm-1
deformação angular de C-O-H (18 e 19), de (C-H) (2, 5 e 16) e assimétrico da metila
e estiramento entre oxigênio e metila [Figura 58].
Figura 58: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, região de 1250-1700
cm-1.
Em 1154 cm-1, deformação angular de C-H (2 e 3), e em 662 cm-1
deformação angular no plano de C-H (14 e 16) e fora do plano do anel aromático B
além do estiramento entre os oxigênios do anel B e o cobre. Em 595 cm-1,
estiramento de toda a molécula e em 572 cm-1 deformação fora do plano das
moléculas de água. [Figura 59].
102
Figura 59: Comparativo entre DFT e experimental para o flavonóide 3-
Metoxiquercetina e Cu-3-Metoxiquercetina respectivamente, região de 0-1000 cm-1.
Tabela 15: Modos vibracionais calculados no Raman para o flavonóide Cu-3-
Metoxiquercetina em cm-1.
N. Vibrações Características ωvácuo Intensidade
1 νass.(H-O-H) (36) 3843 143
2 ν(O-H) (18) 3821 127
3 νass.(H-O-H) (38) 3664 111
4 νass.(H-O-H) (36) 3642 80
5 ν(C-H) (16) 3232 217
6 ν(C-H) (2) 3195 132
7 ν(O-H) (19) 3150 172
8 νass.(CH3) 3113 84
9 ν(CH3) 3031 88
10 ν(A); δ(C-H) (14 e 16);δ (11C-10O-7C);δ(C-O-H)
(19);ν(13C=20O) 1712 282
103
N. Vibrações Características ωvácuo Intensidade
11 δ(H-O-H) (36 e 38); ν(B) 1638 507
12 ν(8C=7C); δ(C-O-H) (18 e 19); δ(C-H) (2, 5, 14 e 16);
δ(H-O-H) (38) 1615 878
13 δ(C-H) (2 e 3);ν(B); ν(8C-7C) 1593 904
14 δ(CH3); δ(C-O-H) (19); δ(C-H) (2 e 5); ν(C-O) (6-21 e 1-
22) 1533 736
15 δ(CH3); δ(C-O-H) (19) 1474 401
16 δ(CH3); ν(A e C); δ(C-O-H) (18 e 19); δ(C-H) (3) 1437 312
17 ν(A, B e C); ν(7C-4C); ν(11C-10O-7C); δ(CH3) 1392 1160
18 ν(B); δ(C-H) (2, 5, 14 e 16); ν(12C-17C); δ(C-O-H) (19);
ν(11C-10O-7C) 1370 331
19 ν(B); δ(C-H) (2);ν (21O-Zn-22O);δ(C-O-H) (19) 1325 783
20 δ(C-O-H) (18 e 19); δ(C-H) (2, 5 e 16); ν(9O-28CH3);
δass.(CH3) 1258 6
21 δass.(CH3); ν(9O-28CH3); δ(C-H) (2, 5); ν(11C-10O-7C) 1250 106
22 δ(C-H) (2 e 3) 1154 78
23 δoop(B); δ(C-H) (14 e 16); ν(21O-Cu-22O) 662 123
24 ν(Toda molécula) 595 67
25 δoop(H-O-H) (36 e 38) 572 16
Em geral, as análises comparativas entre o espectro FT-Raman para o
flavonóide 3-Metoxiquercetina e o teórico para os complexos serviram de base para
a comparação entre os picos de modo a verificar o deslocamento e o surgimento de
bandas devido à presença do íon metálico, além do suporte para analisar as
vibrações características e ainda verificou-se a possibilidade de quelação entre o
flavonóide 3-Metoxiquercetina e os metais de transição.
Legenda
Deformação no plano – δ, Deformação fora do plano – δoop; Estiramento simétrico –
ν, Estiramento assimétrico – νass; Metal - M
104
Capítulo 7 - Conclusões
Os resultados obtidos pelo estudo de espectroscopia no Infravermelho dão
suporte à possibilidade de quelação do flavonóide (3-Metoxiquercetina) com metal e
eliminação de radicais livres. Já os cálculos computacionais demonstram a
possibilidade de o flavonóide formar complexos tanto com Zinco quanto com Cobre
(II) e, além disso, o espectro do FTIR e o calculado por meio do método B3LYP
utilizando conjunto de base 6-31G(d) apresentam boa concordância, auxiliando na
elucidação da estrutura do flavonóide e de seus complexos metálicos e ainda
mostrando evidências da complexação do flavonóide com o íon metálico tanto de
cobre (II) quanto de zinco no anel B. Tais resultados também foram relatados na
literatura.
O resultado do espectro obtido pela espectroscopia Raman, mostrou alguns
grupos intensos, tais como, da carbonila e da dupla ligação de carbono sendo tal
fato observado também para o infravermelho. Já os estiramentos de hidroxila acima
de 3200 cm-1 não foram observados no espectro experimental devido à
especificidade da janela do equipamento empregado na aquisição dos dados, no
entanto foi observada pelos cálculos teóricos na região entre 3752-3711 cm-1 e,
sendo tal fato também relatado anteriormente. Já para os complexos, não foram
obtidos resultados satisfatórios, visto que as amostras absorveram muita radiação o
que fez com estas queimassem.
Entretanto os resultados computacionais nos deram uma boa perspectiva
dos modos vibracionais dos complexos metálicos, tendo como base a comparação
estabelecida entre o espectro obtido experimentalmente para o flavonóide livre por
meio do qual observamos uma diminuição na intensidade nas regiões entre 1500-
1000 cm-1 tanto para o complexo de zinco quanto de cobre (II), no entanto o
estiramento da dupla ligação de carbono e da carbonila apresentaram intensidade
similar a do flavonóide livre.
105
No modelo de polarização contínua (PCM) empregando metanol como
solvente forneceu melhores resultados para os grupos hidroxila e carbonila como foi
observado para a 3-Metoxiquercetina, entretanto para os demais modos vibracionais
o sistema sem solvente reproduz melhores resultados do que o PCM, tendo como
base o espectro experimental.
Já para o zinco, o PCM mostrou-se ineficaz, visto que após 150 ciclos de
convergência o programa não conseguiu encontrar o estado fundamental para tal
sistema, no entanto para o complexo de cobre (II), o PCM encontrou o estado
fundamental e realizou os cálculos dos modos vibracionais, porém seu espectro não
mostrou boa concordância com o espectro experimental do infravermelho. O
procedimento de colocar moléculas de água próximas tanto ao zinco quanto cobre
(II) produziu bons resultados, pois os íons metálicos na forma de sal são hidratados.
No caso do complexo de zinco as moléculas de água coordenaram com íon metálico
liberando dois Hidrogênios.
Concluímos que os cálculos DFT empregados forneceram bons resultados
para os modos vibracionais da molécula em estudo, bem como uma base de
comparação entre os cálculos para a molécula sem a influência de solvente (sistema
no vácuo ou gás) e com o efeito de solvente (metanol) em relação aos métodos
experimentais, além da comparação com outros flavonóides que possuem estrutura
similar ao do flavonóide estudado e possibilitou na elucidação da estrutura dos
complexos metálicos indicando a proporção de um ligante para um metal (1:1)
contrariando a proposta inicial de dois ligantes para um metal (2:1) e tal fato pode
ser atribuído a temperatura de reação, estabilidades química, pH, entre outros
fatores que são essenciais no processo de quelação de flavonóides com metais de
transição.
Este trabalho contribuiu para a classificação dos modos vibracionais da 3-
Metoxiquercetina livre e seus complexos metálicos, abrindo a possibilidade de novos
estudos, como testes farmacológicos de modo a verificar o mecanismo de quelação
deste flavonóide com metais transição e, assim, possibilitar a criação de novos
tratamentos para doenças devido ao excesso e/ou desordem de metais no
organismo.
106
Com relação a trabalhos futuros, a realização de novas medidas de FT-
Raman para flavonóide 3-Metoxiquercetina, puro e complexado; realizar novas
simulações computacionais empregando o software siesta a fim de obter
informações, tais como fônons, relaxação do material, otimização de geometria e
cálculo de freqüência vibracional utilizando metodologias diferentes.
107
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