AVALIAÇÃO DA CAPACIDADE BIODEGRADADORA DE FUNGOS EM FILMES ... · FUNGOS EM FILMES POLIMÉRICOS Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado do Departamento de Engenharia Química

UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO

CENTRO DE TECNOLOGIA E GEOCIÊNCIAS

ESCOLA DE ENGENHARIA DE PERNAMBUCO

DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA

COORDENAÇÃO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA QUÍMICA

DISSERTAÇÃO DE MESTRADO

AVALIAÇÃO DA CAPACIDADE BIODEGRADADORA DE

FUNGOS EM FILMES POLIMÉRICOS

Eraldo de Jesus Argôlo

RECIFE-PE

AGOSTO/2002

ERALDO DE JESUS ARGÔLO

AVALIAÇÃO DA CAPACIDADE BIODEGRADADORA DE

FUNGOS EM FILMES POLIMÉRICOS

Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado do Departamento de Engenharia Química da Universidade Federal de Pernambuco, como requisito parcial à obtenção do título de Mestre em Engenharia Química. Área de concentração: Processos Bioquímicos.

Orientadores: Profa. Dra. Maria Alice Gomes de Andrade Lima

Profa. Dra. Yêda Medeiros B. de Almeida

Recife

2002

Dissertação de Mestrado defendida e aprovada em 23 de Agosto de 2002 pela banca

examinadora constituída pelos professores:

Profa. Dra. Maria Alice Gomes de Andrade Lima (DEQ-UFPE)

Orientadora

Profa. Dra. Yêda Medeiros B. de Almeida (DEQ-UFPE)

Orientadora

Prof. Dr. Elmo Silvano de Araújo Almeida (DEN-UFPE)

Profa. Dra. Maria de Los Angeles Perez Fernandez Palha (DEQ-UFPE)

Este trabalho é dedicado a “DEUS”, à

minha mãe Maria Epifânia, e aos meus

irmãos e sobrinhos que sempre me

deram a maior de todas as forças, o

“Amor”. Também dedico às minhas

grandes amigas Profa. Dra. Sandra

Sarmento e Olga Marques, e aos

amigos Winslow Neves, José Tibério

G. de Miranda, Flávio Lago e Márcia

Feitosa pela amizade e o

companheirismo a mim dedicado ao

longo desta grande jornada.

“AS DIFICULDADAS DOMADAS SÃO

OPORTUNIDADES CONQUISTADAS”.

Winston Churchill.

AGRADECIMENTOS

Às minhas orientadoras Profa. Dra. Maria Alice Gomes de Andrade Lima e

Profa. Dra. Yêda Medeiros B. de Almeida pela dedicação e compreensão durante todo

o trabalho.

Ao Prof. Dr. César Augusto Moraes de Abreu pela dedicação à Coordenação

da Pós-Graduação do Departamento de Engenharia Química da Universidade Federal

de Pernambuco.

À CAPES pela bolsa concedida, possibilitando assim a realização deste

curso.

À POLITENO pelo fornecimento do polietileno de baixa densidade utilizado

neste trabalho.

À PETROFLEX unidade Cabo de Santo Agostinho pela realização dos

ensaios mecânicos, no nome do Eng° José Martins Palha Júnior.

À Estação Experimental de Cana-de-açúcar e do Álcool de Carpina/UFRPE,

na pessoa do pesquisador Francisco de Assis Dutra Melo e aos técnicos Josias Rufino,

Lucinete Sabino e Antônio Gonçalves, pela confecção do biopolímero.

Ao Dr. Guilhermino José Macedo Fechine pelo apoio durante a realização

das análises físico-químicas realizadas no Departamento de Engenharia dos Materiais

da Universidade Federal de Campina Grande-PB.

A minha grande amiga Manuela Cristina e as técnicas Conceição, Márcia e

Evaneide do Laboratório de Microbiologia do Departamento de Engenharia Química

da Universidade Federal de Pernambuco, pela ajuda na parte experimental, sempre

mostrando amizade e muita dedicação no que faz a cada dia.

Aos Professores que passaram seus conhecimentos durante as disciplinas, em

especial à Profa Dra. Valdinete Lins da Silva.

Aos membros da banca de leitura Prof a. Dra. Maria Fernanda Pimentel

Avelar, Prof. Maurício Alves da Motta Sobrinho e Dra. Laisse Carvalho de

Albuquerque Maranhão, pela valiosa colaboração na correção deste trabalho.

Aos colegas de Mestrado Luciano, Ana Luiza, Éden, João, Lidiane, Geovana,

Flávio Garrett, Voleide Barros, Tânia Oliveira, Ronaldo Morais, Niedja Regina e a

Dra. Laisse Maranhão e o M. Sc. Henrique Baudel por sua amizade, apoio e incentivo.

A todos aqueles que colaboraram direta ou indiretamente, para a realização

deste trabalho.

vii

SUMÁRIO

Página

LISTA DE FIGURAS ................................................................................................. ix

LISTA DE TABELAS................................................................................................. xi

LISTA DE SÍMBOLOS............................................................................................. xii

RESUMO ................................................................................................................... xiii

INTRODUÇÃO............................................................................................................ 1

1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA................................................................................ 6

1.1. POLÍMEROS .......................................................................................................6

1.1.1. POLIETILENO ______________________________________________ 7

1.2. POLISSACARÍDEOS..........................................................................................8

1.2.1 AMIDO ____________________________________________________10

1.3. EXOPOLISSACARÍDEOS...............................................................................14

1.4. MICRORGANISMOS.......................................................................................17

1.4.1. Talaromyces wortmannii______________________________________17

1.4.2. Phanerochaete chrysosporium _________________________________ 18

1.4.3. Zoogloea __________________________________________________19

1.5. DEGRADAÇÃO DE POLÍMEROS..................................................................21

1.5.1. MECANISMOS DA BIODEGRADAÇÃO DA MISTURA PEBD/amido __23

1.6. MÉTODOS DE AVALIAÇÃO DA BIODEGRADAÇÃO...............................25

1.6.1. ESPECTROSCOPIA NO INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA

DE FOURIER – FTIR_____________________________________________ 27

1.6.2. CALORIMETRIA DIFERENCIAL EXPLORATÓRIA - DSC __________28

1.6.3. MEDIDA DO ÍNDICE DE FLUIDEZ –- MFI _____________________ 28

1.6.4. ENSAIOS MECÂNICOS ______________________________________29

2. MATERIAIS E MÉTODOS.................................................................................. 32

2.1. MICRORGANISMOS.......................................................................................32

2.2. MANUTENÇÃO DAS CULTURAS DE FUNGOS.........................................32

2.3. MANUTENÇÃO DA CULTURA DA BACTÉRIA Zoogloea sp. ...................33

2.4. PREPARAÇÃO DA SUSPENSÃO DE ESPOROS..........................................33

viii

2.5. PREPARAÇÂO DOS FILMES POLIMÉRICOS .............................................34

2.5.1. BIOPOLÍMERO ____________________________________________34

2.5.2. PEBD E MISTURA PEBD/AMIDO. _____________________________ 34

2.6. TESTE DA ATIVIDADE BIODEGRADADORA EM FILMES

POLIMÉRICOS. .......................................................................................................36

2.6.1. VARIAÇÃO DE MASSA ______________________________________37

2.6.2. ESPECTROSCOPIA NO INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA

DE FOURIER – FTIR_____________________________________________ 37

2.6.3. CALORIMETRIA EXPLORATÓRIA DIFERENCIAL - DSC __________38

2.6.4. MEDIDA DO ÍNDICE DE FLUIDEZ____________________________38

2.6.5. ENSAIOS MECÂNICOS ______________________________________38

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................... 39

3.1. ASPECTOS MACROSCÓPICOS DA DEGRADAÇÃO DA AMOSTRA DO

BIOPOLÍMERO........................................................................................................ 39

3.2. ANÁLISES DE VARIAÇÃO DE MASSA.......................................................41

3.3. ESPECTROSCOPIA NO INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA DE

FOURIER – FTIR .....................................................................................................44

3.4. CALORIMETRIA DIFERENCIAL EXPLORATÓRIA - DSC........................ 48

3.5. MEDIDA DO ÍNDICE DE FLUIDEZ ( MFI )..................................................53

3.6. ANÁLISES MECÂNICAS................................................................................ 55

4. CONCLUSÕES ...................................................................................................... 60

5. PERSPECTIVAS DE NOVOS TRABALHOS ................................................... 62

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................. 63

7. ANEXO I ................................................................................................................. 73

ix

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 1 Estrutura da cadeia da Amilose com ligação α-1,4 (IRACEMA,1981)

13

Figura 2 Estrutura da cadeia da Amilopectina (IRACEMA,1981) 13

Figura 3 Aspecto microscópico do fungo Phanerochaete chrysosporium (www.google.com.br, 2002).

20

Figura 4 Zoogléias amorfas ramificadas coletadas da superfície dos filtros de gotejamento que recebem primariamente águas residuais domésticas (PELCZAR,1996).

21

Figura 5 Mecanismo de hidrólise enzimática do amido (GOULD et al., 1990 apud CHANDRA & RUSTGI, 1996b).

24

Figura 6 Mecanismo de biodegradação da mistura PEBD/amido: (A) via oxidação tanto da cadeia principal como dos grupos terminais; (B) via oxidação exclusivamente das cadeias terminais (LENZ, 1993; ALBERTSSON & KARLSSON, 1995 ).

25

Figura 7 Seqüência da biodegradação do biopolímero inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii.

39

Figura 8 Aspectos macroscópicos do fungo Phanerochaete chrysosporium crescido em filmes de PEBD puro após 14 dias de incubação.

39

Figura 9 Variação média da massa para os filmes de PEBD puro e PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii e incubados durante o período de 30 dias.

41

Figura 10 Variação média da massa para os filmes de PEBD puro e PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium e incubados durante o período de 7 e 14 dias.

41

Figura 11 Variação média da massa para os filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium e incubados durante o período de 30 dias.

42

Figura 12 Variação média da massa para os filmes de PEBD/amido inoculados com os fungos Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium e incubados durante o período de 30 dias.

43

Figura 13 Espectro do filme de PEBD puro inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii e incubado por 30 dias .

45

Figura 14 Espectro do filme de PEBD/amido inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii e incubado por 30 dias .

45

x

Figura 15 Termograma do biopolímero antes da inoculação. 48

Figura 16 Termograma do PEBD puro inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii e incubados por 30 dias

49

Figura 17 Termograma do PEBD/amido inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii e incubado por 30 dias

50

Figura 18 Médias e desvios padrão do índice de fluidez das amostras PEBD puro e PEBD/amido inoculadas com o fungo Talaromyces wortmannii.

52

Figura 19 Gráfico de tensão í¾ deformação para os filmes de PEBD puro e PEBD/amido.

54

Figura 20 Módulo a 300% e seus desvios padrão dos filmes de PEBD/amido e PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

55

Figura 21 Resistência à tração na ruptura e seus desvios padrão em função do tempo para os filmes de PEBD/amido e PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

56

Figura 22 Alongamento e seus desvios padrão em função do tempo dos filmes de PEBD/amido e PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

56

xi

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 1 Composição do meio Sabouraud-Ágar (PELCZAR et al., 1996). 31

Tabela 2 Composição do meio de cultura (PATERSSON-BEEDLE et al.,1999).

32

Tabela 3 Propriedades físico-mecânicas do Polietileno PEBD FC-31 D. 34

Tabela 4 Principais bandas do polietileno e do amido no infravermelho. 44

Tabela 5 Resultados dos índices de carbonila e vinila nos filmes de PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

46

Tabela 6 Resultados dos índices de carbonila dos filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

46

Tabela 7 Resultados dos índices de carbonila e vinila dos filmes de PEBD puro inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium.

46

Tabela 8 Resultados do índice de carbonila dos filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium.

47

Tabela 9 Resultados dos DSC dos filmes de PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

51

Tabela 10 Resultados do DSC dos filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

51

Tabela 11 Resultados dos ensaios mecânicos dos filmes de PEDB puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

54

Tabela 12 Resultados dos ensaios mecânicos dos filmes de PEDB/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

55

xii

LISTA DE SÍMBOLOS

Letras latinas

DAT Análise térmica diferencial

ASTM “American Society for Testing Materials”

DSC Calorimetria diferencial exploratória

FTIR Espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier

IC Índice de carbonila

IV Índice de vinila

MFI Medida de índice de fluidez

SEM Microscopia eletrônica de varredura

% Mt Percentual da perda de massa da amostra

Mi Massa inicial da amostra

Mf Massa final da amostra

PE Polietileno

PEAD Polietileno de alta densidade

PEBD Polietileno de baixa densidade

PEBDL Polietileno linear de baixa densidade

RT Resistência à tração na ruptura

DTG Termogravimetria derivada

TG Termogravimetria

Tm Temperatura de fusão

Tm1 Temperatura obtida na primeira fusão

Tm2 Temperatura obtida na segunda fusão

Letras gregas

åmáx Alongamento na ruptura (%)

σ Tensão na ruptura

xiii

RESUMO

O presente trabalho teve como principal objetivo avaliar a capacidade biodegradadora de uma linhagem selvagem do fungo Talaromyces wortmannii, isolada do solo do Aterro da Muribeca (Jaboatão dos Guararapes-PE) e de uma linhagem do fungo Phanerochaete chrysosporium em três filmes poliméricos: PEBD puro (polietileno de baixa densidade), PEBD/amido 80%/20%(m/m) (mistura de polietileno de baixa densidade com amido) e no biopolímero obtido através da fermentação de mosto de melaço, utilizando-se uma cultura mista da bactéria Zoogloea. Os filmes do PEBD puro e da mistura de PEBD/amido de espessura 0,06cm foram preparados em um reômetro Haake 90, à temperatura de 130°C. Os níveis de biodegradação dos filmes foram caracterizados antes e após a inoculação dos fungos através de análises de perda de peso, espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier – FTIR, calorimetria diferencial exploratória – DSC, medida do índice de fluidez e determinação da resistência à tração na ruptura e alongamento. As análises da variação de perda de massa mostraram que ocorreu um aumento significativo para o filme PEBD/amido enquanto que o filme PEBD manteve praticamente inalterada a sua massa após trinta dias de incubação com o fungo Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium. Os experimentos com o biopolímero mostraram que a biodegradação ocorreu completamente após 14 dias com a espécie Talaromyces wortmannii e após sete dias com a espécie Phanerochaete chrysosporium. As análises de espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier – FTIR mostraram que não ocorreu aumento dos grupos carbonila e vinila nas bandas de absorbância de 1720 cm-1 e 910 cm-1 respectivamente. Os resultados de MFI e DSC sugerem que o mecanismo de biodegradação inicia -se pela parte amorfa do amido devido à penetração do microrganismo que pode continuar atacando de forma lenta e gradual o PEBD. Os resultados dos ensaios mecânicos mostraram que não ocorreu modificação significativa na resistência à tração na ruptura para o PEBD/amido após trinta dias de incubação com o fungo Talaromyces wortmannii. A não alteração das propriedades mecânicas é justificada pelo curto período de exposição dos filmes aos fungos. De um modo geral, observou-se a maior habilidade do fungo Phanerochaete chrysosporium na biodegradação dos materiais estudados que o fungo Talaromyces wortmannii. _____________________________________________________________________ PALAVRAS-CHAVE: Amido, Biodegradação, Biopolímero, Polietileno, Phanerochaete chrysosporium, Talaromyces wortmannii, Zoogloea sp.

xiv

ABSTRACT

The current work to assess the capacity of a wild strain of Talaromyces wortmannii (Klocker) C.R. Bejamim 1955, which was isolated from the landfill of Muribeca (Jaboatão dos Guararapes – PE), and the strain of Phanerochaete chrysosporium, in biodegradation of three kinds of polymeric films, i.e.: pure LDPE (low-density polyethylene), LDPE/starch (80/20%) (mixture of low-density polyethylene and starch) and biopolymer obtained from the fermentation of molasses by the strain Zoogloea Itzigsohn 1868, 30. The films of LDPE and of the mixture LDPE/starch, 0.6 mm of thickness, were formulated in a rheometer Haake 90, at the temperature of 130 °C. The biodegration levels of films were characterized before and after the spores inoculation by the following analyses: weight loss analyse; infrared spectroscopy with Fourier transformed – FTIR; scanning differential calorimetry – DSC; measurement of the fluidity index – MFI and determination of the resistance to tension at rupture and elogation. The analysis of the weight loss showed that there was a significant effect with LDPE/starch whilst for LDPE the was little change; following thirty days of inoculation with Talaromyces wortmannii fungus and Phanerochaete chrysosporium one. The experiments with the biopolimer showed that biodegradation was complete after 14 days with Talaromyces wortmannii and 7 days with Phanerochaete chrysosporium.The infrared spectroscopy with Fourier Transformed analysis showed that there was no increase in the carbonil and vynil groups at the absorbance bands of 1720 cm-1 and 910 cm-1. The results of the MFI and DSC analysis suggested that the biodegradation mechanism, begins with the amorphous part of the starch due to the penetration of the microorganism that can carry on attacking the LDPE in a slow and gradual way. The results of the mechanics analysis showed that no significant changes in the film resistance to tension at rupture were found. The changeless of the mechanics properties are justified by the short period of exposition of the films by fungi. In a general way, it was observed that Phanerochaete chrysosporium fungus has greater ability to biodegrate the material studied than the Talaromyces wortmannii one. _____________________________________________________________________

KEYWORDS: Biodegradation, Biopolymer, Polyethylene, Phanerochaete chrysosporium, Starch, Talaromyces wortmannii, Zoogloea sp.

INTRODUÇÃO

1

INTRODUÇÃO

A relevância do solo, como comunidade microbiana, para mediar a degradação

de macromoléculas, é um aspecto importante a ser estudado principalmente quando se

pretende utilizar a biorremediação. Esta técnica emprega os microrganismos para

desintoxicar o meio ambiente, estabilizar e/ou degradar compostos considerados

contaminantes. A elevada potencialidade do uso dos microrganismos, em especial dos

fungos, apontados na literatura como agentes degradadores das mais diversas

substâncias, aliada cada vez mais ao emprego da biotecnologia, indicam esta classe de

microrganismos para a biorremediação de áreas contaminadas por resíduos

ecologicamente impactantes (URURARY, 1998).

O sucesso de um programa de biorremediação de áreas contaminadas

dependerá, em parte, de um bom planejamento inicial sobre isolamento e da seleção de

um microrganismo ou de um consórcio de microrganismos eficientes na degradação

da molécula em estudo. O isolamento permite estudar com mais detalhes as vias

metabólicas, as enzimas, produtos intermediários, entre outros (MELO & AZEVEDO,

1997).

A preservação ambiental tem sido uma preocupação importante no mundo atual.

Numerosas pesquisas na área de meio ambiente vêm sendo desenvolvidas com a

finalidade de restringir o uso indiscriminado de determinados materiais poluentes ao meio

ambiente. Uma das preocupações dos ambientalistas e pesquisadores é o uso em excesso

de material plástico (ISHIGAKI, FUJITA & KAWAGOSHI, 1998).

Os plásticos têm um papel fundamental na sociedade moderna, onde são utilizados

de múltiplas formas. Devido ao fato de algumas aplicações destes materiais, como por

exemplo, o seu uso em embalagens, serem de descartabilidade muito rápida, associado à

grande dificuldade de degradação no ambiente, eles têm despertado forte preocupação nos

dias atuais (ALMEIDA et al., 2001). Mais de 60 milhões de toneladas de “commodities”

são produzidos e despejados anualmente no meio ambiente (PRN.USM. MY, 2000).

Os plásticos são materiais relativamente inertes e não degradáveis, higiênicos,

convenientes, confortáveis, que têm facilitado e melhorado a qualidade de vida da

INTRODUÇÃO

2

população mundial. Diferentemente da madeira, papel, fibras naturais e outros materiais,

os plásticos apresentam uma propriedade indesejável sob o ponto de vista ambiental: a

durabilidade, podendo levar mais de 50 anos para serem degradados (PRN.USM. MY,

2000).

Desde a segunda guerra mundial, os plásticos têm sido um substituto para as

matérias-primas naturais como borracha, seda, metais, vidro, madeira, papel, etc. A

indústria de embalagens é a principal consumidora dessa matéria-prima utilizando cerca

de 40% do total de plásticos produzidos no mundo (PRN.USM. MY, 2000).

A maioria dos países industrializados tem tentado banir ou restringir o uso de

embalagens plásticas e assim, reduzir os problemas ambientais resultantes. No momento,

estes materiais têm sido considerados uma parte essencial da vida moderna devido a

características como leveza, custo e processamento.

O Brasil produz anualmente cerca de 2.000.000 toneladas de resinas plásticas, o

que corresponde à cerca de 2% do mercado mundial. O consumo destas resinas no Brasil

é de 10 kg/habitante ano (ALMEIDA et al., 2001).

Milhões de toneladas de embalagens são descartadas como resíduos sólidos a cada

ano. Em média, nos países desenvolvidos, são gerados 398 kg de resíduos domésticos per

capita. Embora o conteúdo de material plástico em um aterro tenha sido estimado entre

7% e 12% em peso, esta proporção contribui, em volume, com 18% a 30% do aterro. Este

aumento é devido a sua baixa densidade, requerendo, portanto, maior área do aterro. Uma

estimativa da quantidade de plásticos presente nos resíduos domésticos mostrou que 60%

terminam nos aterros (PRN.USM. MY, 2000).

O aumento de forma descontrolada da geração de resíduos sólidos urbanos é um

fato de grande preocupação, uma vez que é difícil a obtenção de novas áreas para

implantação de aterros sanitários ou controlados. A falta de um planejamento adequado

para solução deste problema, traz como conseqüência, impactos ambientais ao solo, ar e

particularmente, aos recursos hídricos. A disposição inadequada dos plásticos é

preocupante, pois devido à dificuldade de sua degradação, acabam comprometendo a

INTRODUÇÃO

3

circulação de gases e líquidos, dificultando a degradação de outros materiais constituintes

do lixo e deste modo, retardando a estabilização das áreas dos aterros (ALMEIDA et al.,

2001).

Diversos estudos têm sido propostos para o reaproveitamento de resíduos

plásticos, incentivados tanto por fatores econômicos, quanto com a finalidade de diminuir

a poluição causada no ambiente pelo seu descarte (DOMENE, 1990). Entre as soluções

oferecidas para a diminuição do volume de plásticos descartados estão: a reciclagem,

incineração, incorporação de aditivos aos plásticos convencionais e obtenção de novos

materiais termoplásticos que sejam mais facilmente degradados quando descartados no

meio ambiente (ALMEIDA et al., 2001).

A reciclagem é, dentre essas alternativas, a que mais tem sido aplicada, embora os

custos elevados tenham impedido que a reciclagem de plásticos convencionais atinja

níveis compatíveis àqueles de descarte. É óbvio que a reciclagem, além de apresentar

normalmente uma grande perda de qualidade, sozinha não será suficiente para tratar todos

os resíduos plásticos utilizados na próxima década. No Brasil, são esperadas taxas de 12%

ao ano de reciclagem destes resíduos, sendo o restante descartado em aterros e lixões

(PRN.USM. MY, 2000).

A incineração, inicialmente foi alvo de grandes críticas, principalmente devido à

geração de gases tóxicos. Atualmente, com a utilização de filtros que permitem minimizar

a emissão desses gases e também provavelmente devido às dificuldades encontradas para

reciclagem, tem se procurado associar à incineração, um papel de reciclagem, não do

material propriamente, mas da energia nele contida (EVANS & SIKDAR, 1991).

Torna-se claro, portanto, a necessidade de novas soluções, que venham contribuir

de forma mais eficaz para a eliminação dos resíduos plásticos e seus artefatos. Esta

solução pode ser obtida através das seguintes vias: obtenção de plásticos fotodegradáveis,

ou seja, plásticos que se degradam sob a ação de raios ultravioleta (EVANS & SIKDAR,

1991); incorporação de materiais biodegradáveis aos plásticos (o principal material usado

para esse fim é o amido); obtenção de novos materiais que possuam propriedades

termoplásticas e características de desempenho semelhante aos plásticos convencionais,

INTRODUÇÃO

4

mas que são mais facilmente degradados pela ação de microrganismos no meio ambiente

(plásticos biodegradáveis).

Diversos materiais que reúnem essas duas características (termoplasticidade e

biodegradabilidade) têm sido estudados e produzidos comercialmente, dentre estes

podemos citar: polilactato, poliglicolato, poli-e-caprolactona (PLC), álcool polivinílico

(PVOH), polihidroxialcanoatos (PHAs) (ALMEIDA et al., 2001).

O estudo sobre plásticos biodegradáveis é um estágio recente da evolução

tecnológica. Estes biopolímeros são materiais que se degradam ao ataque microbiano sob

condições apropriadas do meio ambiente. Os microrganismos, quando em contato com os

polímeros biodegradáveis, secretam enzimas que quebram o material em segmentos cada

vez menores, ou seja, reduzem a sua massa molar média (ABIQUIM, 2001).

Os principais polímeros biodegradáveis são os derivados de amido ou os

poliésteres baseados nos ácidos hidroxi-carbônicos. Os produtos derivados de amido

são atrativos devido ao baixo custo, enquanto que a vantagem dos ácidos carbônicos e

hidroxi-poliésteres, é o fato de serem produzidos por fermentação. Entre os polímeros

existentes, o polihidroxi-butirato (PHB) é o mais conhecido, no entanto, seu custo é

relativamente elevado (ABIQUIM, 2001).

O plástico biodegradável já vem aparecendo em aplicações nobres na área

médica. Porém, há uma preocupação com a utilização dos plásticos biodegradáveis em

aplicação de rápido descarte, como sacolas, sacos de lixo e embalagens de produtos

agrícolas fotodegradáveis. No caso dos filmes agrícolas, o problema é que somente a

parte exposta à luz se degrada, ou seja, a parte enterrada fica intacta ou fracionada em

pedaços, tornando difícil sua extração ao final da colheita. Por outro lado, isso acaba

sendo somente uma fotofragmentação onde as macromoléculas não foram

transformadas, mas apenas cortadas pela fragilização dos aditivos. Para estes casos a

biodegradação através de microrganismo torna-se necessária para que ocorra uma total

remoção dos fragmentos indesejáveis ao solo (ABIQUIM, 2001).

O conhecimento das espécies de fungos que são naturais do ambiente (solo) e

do chorume é de fundamental importância, não só sob o aspecto social (fungos

INTRODUÇÃO

5

patogênicos para o homem) bem como para o aproveitamento destes na produção de

substâncias (antibióticos e enzimas) e suas aplicações como biodegradadores de filmes

poliméricos (PELCZAR, CHAN, KRIEG, 1996).

A identificação de novos fungos e sua avaliação como biodegradadores de

polímeros constitui uma alternativa para a diminuição de rejeitos. Na literatura

consultada, não foram encontrados trabalhos relacionados a biodegradação de filmes

poliméricos pela espécie Talaromyces wortmannii. Porém, por ter sido uma linhagem

isolada de um aterro de resíduos sólidos (Aterro da Muribeca - Jaboatão dos

Guararapes-PE) e por não se tratar de um fungo patógeno, foi selecionada para a

avaliação da capacidade biodegradadora nos filmes estudados. Já com relação ao

fungo Phanerochaete chrysosporium, alguns trabalhos são citados na literatura, nos

quais este microrganismo apresenta, uma promissora atividade para biodegradar

filmes poliméricos (LEE et al., 1991; MANZUR et al.,1997; ORHAN &

BUYUKGUNGOR, 2000).

Este trabalho teve como principal objetivo avaliar a capacidade biodegradadora

dos fungos Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium em três filmes

poliméricos: PEBD (polietileno de baixa densidade); PEBD/amido (80%/20% (m/m))

(mistura de polietileno de baixa densidade com amido) e em biopolímero obtido

através da fermentação de mosto de melaço, utilizando-se Zoogloea sp.

Os níveis de biodegradação dos filmes foram caracterizados antes e após a

inoculação com os fungos através das seguintes análises:

• Variação de massa;

• Espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier – FTIR;

• Calorimetria diferencial exploratória – DSC;

• Medida do índice de fluidez – MFI;

• Determinação da resistência à tração e alongamento dos corpos de provas.

1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

6


1.1. POLÍMEROS

Podemos definir polímeros como substâncias macromoleculares sintéticas ou

naturais formadas pela união de monômeros as quais apresentam características físico-

químicas adequadas para uso na fabricação de artefatos, podendo atingir alto peso

molecular (ODIAN, 1991). O polímero pode ser classificado como homopolímero,

quando as unidades são idênticas, ou heteropolímero, quando são constituídas por duas

ou mais espécies de monômeros (WALTON & BACKWELL, 1973; TAGER, 1978;

MANO, 1985).

Como espécies de macromoléculas sintéticas orgânicas destaca-se poliestireno,

náilon, poli(cloreto de vinila), teflon, entre outros. Como macromoléculas sintéticas

inorgânicas podemos citar os ácidos polifosfóricos e poli(cloreto de fosfonitrila). Os

polissacarídeos, as proteínas e os ácidos nucléicos são considerados macromoléculas

orgânicas naturais e finalmente como exemplo de macromoléculas naturais

inorgânicas, podemos destacar o diamante, grafite, sílica (MANO 1985).

Os homens têm tirado vantagens da versatilidade dos polímeros por séculos,

sob a forma de óleos, resinas, colas, asfalto. Contudo, somente após a revolução

industrial é que as modernas indústrias de polímeros começaram a surgir. Em 1830,

Charles Goodyear obteve êxito ao desenvolver um processo de vulcanização para

produção de borracha sintética. Quarenta anos após, o celulóide, um plástico rígido

formado de nitrocelulose, foi comercializado com sucesso. Apesar destes avanços, os

progressos na ciência dos polímeros foram lentos até a década de 1930, quando

materiais como vinil, neopreno, poliestireno e náilon foram descobertos. O

aparecimento destes materiais revolucionários desencadeou uma intensa pesquisa que

persiste até hoje (CANTO, 1995).

Polímeros sintéticos ou naturais podem ser produzidos com uma larga variação

de propriedades como rigidez, resistência mecânica, resistência térmica, densidade.


7

Com a contínua pesquisa a respeito da ciência dos polímeros e suas aplicações, estes

materiais estão adquirindo um papel cada vez maior na sociedade.

O aspecto tecnológico dos polímeros permite classificá-los em termoplásticos e

termorrígidos. Os materiais termoplásticos quando submetidos à ação do calor, sofrem

um amolecimento e depois de resfriados retornam ao estado sólido, podendo esta

operação ser repetida. São exemplos de termoplásticos as resinas acrílicas, poliestireno

e o polietileno. As substâncias termorrígidas quando submetidas à ação do calor

podem sofrer um amolecimento, mas quando resfriadas não retornam mais ao seu

estado inicial. Como exemplos de polímeros termorrígidos pode-se citar os poliésteres,

resinas fenólicas, epóxi e alguns poliuretanos (MILES & BRISTON, 1996).

A ciência dos polímeros começa com a compreensão de como estes materiais

são sintetizados. A síntese de polímeros é um complexo procedimento e pode dar-se

de várias formas. De acordo com o mecanismo de polimerização, os polímeros podem

sofrer o processo de polimerização em cadeia ou por etapas. Polimerização em cadeia

descreve o método em que monômeros são adicionados um a um a uma posição

“ativa” na cadeia em desenvolvimento, enquanto na polimerização em etapas

quaisquer das espécies reativas podem reagir entre si. O tipo mais comum de

polimerização em cadeia é a polimerização via radical livre. Um radical livre é

simplesmente uma molécula com um elétron desemparelhado. Este excesso de carga

torna a molécula muito reativa, de forma que ela irá facilmente unir-se a outro radical

livre (ODIAN, 1991). O polietileno utilizado neste trabalho é um exemplo deste tipo

de polimerização.

1.1.1. POLIETILENO

O polietileno é o polímero de maior produção mundial. Em função de seu

processo de polimerização, podem ser distinguidos em polietileno de baixa densidade

(PEBD), polietileno de baixa densidade linear (PEBDL) e o polietileno de alta

densidade (PEAD). Um novo grupo de termoplástico vem aparecendo com aplicações

restritas e com custo de produção maior que os polietilenos convencionais. São eles: o


8

polietileno de alto peso molecular – alta densidade, o polietileno de ultra-alto peso

molecular e o polietileno de densidade muito baixa (MANDERS, 1993).

O PEBD tem o aspecto de um sólido opaco, de alta espessura e de toque

parafínico. Sua flexibilidade varia segundo a espessura, com temperatura de fusão

compreendida entre 104 °C e 120 °C, e de degradação de aproximadamente 300 °C.

Não-tóxico, totalmente insolúvel em água, é fracamente permeável ao vapor d’água.

Sua resistência aos agentes químicos (em particular ácidos ou bases) é notável. O

PEAD é mais rígido e mais opaco que o PEBD; flui entre 130 °C e 140 °C, e possui

boa resistência ao choque térmico em baixas temperaturas. É cerca de quatro vezes

menos permeável aos gases que o PEBD, e a permeabilidade ao vapor d’água é quase

nula. Apresenta inércia química bastante elevada. As principais aplicações do PEBD

são obtidas por extrusão. Por extrusão e sopro são produzidos filmes para embalagens

ou para uso agrícola. Por extrusão são revestidos cabos e outros materiais (GRANDE,

1998).

O polietileno de densidade entre 0,91-0,94 g/cm3 é classificado como

polietileno de baixa densidade (PEBD), e pode ser processado a alta ou baixa pressão.

O polietileno de alta densidade (PEAD) apresenta esta propriedade compreendida

entre 0,94-0,96 g/cm3 (BRANDRUP, IMMERGUT, GRULKE, 1989).

1.2. POLISSACARÍDEOS

Segundo WALTON & BLACKWELL (1973), a produção de biopolímeros

através da síntese biológica in vivo envolve macromoléculas como proteínas, ácidos

nucléicos e polissacarídeos.

Os polissacarídeos ocorrem em quase todos os seres vivos e desempenham

várias funções. Estas macromoléculas são formadas pela união de várias unidades

monossacarídicas ou de seus derivados, como os açúcares aminados, ácidos urônicos e

outros, através de ligações glicosídicas. Diferem dos oligossacarídeos não apenas pelo

tamanho da molécula e pelas propriedades físicas que lhes conferem características de

polímeros, mas também pela maior facilidade de combinações possíveis durante a


9

biossíntese, permitindo a formação de ramificações em diferentes espécies de

monossacarídeos com diferentes configurações (BOBBIO & BOBBIO, 1989; BROCK

& MADIGAN, 1991; GLAZER & NIKAIDO, 1995).

Considera-se, como polissacarídeos, apenas as moléculas que possuem mais de

dez unidades monossacarídicas; até este valor a molécula é considerada como

oligossacarídeo. A maioria dos polissacarídeos naturais contém de 80 a 1000 unidades

monossacarídicas, podendo ainda exceder 3000 unidades monossacarídicas por cadeia

polimérica. Por hidrólise completa com ácido ou enzimas específicas, esses

polissacarídeos produzem monossacarídeos e/ou derivados monossacaridicos. Assim

como os monossacarídeos, estas moléculas apresentam grande afinidade pela água

(BOBBIO & BOBBIO, 1989; BROCK & MADIGAN, 1991; GLAZER & NIKAIDO,

1995). A dissolução ocorre por um processo contínuo de hidratação, com substituição

das ligações polímero-polímero, por ligações polímero-solvente. As interações, nestes

casos, são relativamente fracas, do tipo pontes de hidrogênio (LOPES, 1996). Em

geral a facilidade com que um polissacarídeo se dissolve, depende não somente de sua

estrutura primária (composição química), mas também da conformação da cadeia

polimérica no solvente considerado (LOPES, 1996). A unidade predominante na

maioria dos polissacarídeos é a D-glicose. Também são encontrados polissacarídeos

de D-manose, D-frutose, D e L-galactose, D-xilose e L-arabinose. Outros açúcares,

como L-ramnose e L-fucose podem também estar presentes (ROLLER & DEA, 1992;

GARRET & GRISHAM, 1995).

Pode-se classificar os polissacarídeos de acordo com a sua composição

química e estrutural. Chamamos de homopolissacarídeo aquele formado por um único

tipo de monossacarídeo, ao contrário dos heteropolissacarídeos, que possuem mais de

um tipo de monossacarídeos (GARRET & GRISHAM, 1995).

Com relação à estrutura, os polissacarídeos podem ser lineares ou ramificados.

O polímero pode conter uma ou várias ramificações de tamanhos diferentes. Se a

ramificação é composta por uma única unidade do mesmo monossacarídeo ao longo

de toda a cadeia polimérica, a macromolécula é denominada de polissacarídeo linear

substituído. Normalmente, em um homopolissacarídeo, a ligação glicosídica entre a


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cadeia principal e a ramificação é idêntica à que une os monossacarídeos no esqueleto

polimérico. Nos heteropolissacarídeos, todas as unidades do mesmo açúcar nas

ramificações estarão ligadas à cadeia principal pelo mesmo tipo de ponte glicosídica.

Uma característica importante dos polissacarídeos é a sua carga iônica. São

classificados como aniônicos, neutros ou catiônicos. Exemplos de polissacarídeos

microbianos aniônicos incluem xantana, fosfomanana e alginato, enquanto levana,

escleroglucana, pululana, dextrana e curdulana são caracterizados como

polissacarídeos neutros. Estas propriedades segundo MARGARITIS & PACE (1985),

decorrem da presença de grupamentos como carboxila, fosfato, sulfeto ou amino.

GLAZER & NIKAIDO (1995) relatam que os polissacarídeos desempenham papéis

específicos nas células, seja pela sobrevivência em condições adversas ou apenas

como material de reserva no citoplasma.

Na natureza, os polissacarídeos apresentam distintas funções celulares (IMRIE

& TILBURY, 1972; BROCK & MADIGAN, 1991), que podem ser resumidas da

seguinte forma: constituintes estruturais das paredes celulares de plantas superiores ou

algas marinhas (celulose, hemicelulose e pectina); constituintes estruturais das paredes

celulares de animais (quitina e mucopolissacarídeo); reserva metabólica das plantas

(amido, dextrana, frutanas); reserva metabólica de animais (glicogênio); proteção das

plantas (retenção de água).

1.2.1 AMIDO O amido e a sacarose são as duas principais formas de armazenamento de

glicídios dos vegetais, sendo o polissacarídeo mais utilizado na nutrição pelos seres

humanos. O amido é formado na fotossíntese, a partir de dióxido de carbono e água. É

constituído essencialmente pela mistura de dois polissacarídeos: a amilose, tipo não

ramificado de amido formado por unidades de glicose com ligação α- 1,4 podendo

alcançar um peso molecular médio de até 500.000 unidades de glicose, solúvel em

água quente (Figura 1); e a amilopectina, forma ramificada com cerca de uma ligação

α-1,6 para cada 30 ligações α-1,4 e insolúvel em água quente (Figura 2). Ou seja,

semelhante ao glicogênio, mas menos ramificado porque contém uma menor

proporção de ligações glicosídicas α-1,6 (STRYER, 1996).


11

Figura 1. Estrutura da cadeia da Amilose com ligação α-1,4 (IRACEMA 1981).

Figura 2. Estrutura da cadeia da Amilopectina (IRACEMA,1981).

O amido é um polissacarídeo encontrado principalmente no milho, batata,

batata-doce, mandioca, sagu, trigo e arroz, sendo que o processo de extração depende

do vegetal empregado (NOVA, 1999). Parte da produção do amido é utilizada

principalmente na alimentação, nas indústrias de papel e têxteis. Outra parte é

utilizada para a obtenção de derivados como dextrina, glicose e xaropes. O amido é

usado como cobertura das raízes das plantas na agricultura, protegendo-as, pois se

degrada quando em contato com os microrganismos do solo, sem liberar produtos

tóxicos (CHANDRA & RUSTGI, 1998 b).

O amido de milho e outros aditivos como a atapulgita, que é um forte pró-oxidante

mineral composto de óxido de magnésio, óxido de alumínio, óxido de potássio, óxido de

silício, óxido de cálcio, óxido de sódio, óxido de ferro e resíduo insolúvel, podem ser


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misturados ao polietileno, com a finalidade de deixar o polímero mais sensível à foto-

oxidação e à oxidação térmica, iniciando as reações degradativas, quando exposto ao uso

(ANDERSON et al., 1995; ERLANDSSON et al., 1997).

A incorporação de materiais biodegradáveis aos plásticos convencionais é uma

forma de aditivação que vem conquistando espaços (EVANS & SIKDAR, 1991). O

amido tem aplicação nos plásticos biodegradáveis, aos quais pode ser misturado

fisicamente, mantendo-se intacto ou fundido com um polímero apropriado. Com o

recheio biodegradável no PEBD, os filmes de polietileno tornam-se porosos depois

que o amido é extraído. Estes poros podem ser prontamente invadidos por

microrganismos e rapidamente saturados em oxigênio, aumentando-se deste modo, a

degradação do polímero por via biológica e oxidativa (CHANDRA & RUSTGI, 1998

b). Diversas empresas têm produzido e comercializado polietileno aditivado com amido

(PERRONE, 1991).

Os estudos sobre o amido incluem sua capacidade de adsorção, sua modificação

molecular, seu comportamento a altas temperaturas e sob agitação, além de suas

propriedades termomecânicas. Embora o amido seja um polímero, sua estabilidade a

tensões não é alta. A temperaturas superiores a 150°C, as ligações glicosídicas começam a

se romper, e acima de 250°C os grãos de amido sofrem um colapso endotérmico. A

temperaturas mais baixas, ocorre um fenômeno conhecido como retrogradação. Durante o

resfriamento ocorre uma reorganização das ligações de hidrogênio e um alinhamento de

suas cadeias, podendo até ocorrer uma precipitação se a temperatura for menor que 10°C.

Assim, mesmo que o amido possa ser disperso em água quente e formar filmes, estes

podem se tornar quebradiços se ocorrer a retrogradação (CHANDRA & RUSTGI,

1998b).


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Quando o amido é aquecido em presença de uma quantidade suficiente de água,

ocorre um fenômeno chamado gelatinização. A gelatinização inclui: (1) perda das franjas

dos grãos; (2) difusão pela ruptura dos grãos e dissolução das moléculas lineares; (3)

diminuição da turvação da mistura amido-água; (4) hidratação e intumescimento dos

grãos por muito tempo; (5) aumento de sua densidade, e (6) formação de uma massa

pastosa ou gel. A gelatinização ocorre freqüentemente a temperaturas entre 10°C a 15°C.

Contudo, um simples grão de amido pode tornar-se gelatinoso entre 1°C. e 2°C. (ROOS,

1995).

Duas tecnologias foram estudadas para a produção de plásticos, principalmente o

polietileno, misturado com amido (COULD, 1990; CHANDRA & RUSTGI, 1998 b). *GRIFFIN desenvolveu um processo de incorporação dos grãos de amido nos filmes

plásticos, contendo amido entre 6% a 12% (m/m). Já **OTEY, estabeleceu um processo

de incorporação de 20% a 60% (m/m) de amido gelatinizado em filmes plásticos,

permitindo uma melhor distribuição do amido no filme.

Devido à natureza hidrófila do amido, e a natureza hidrófoba dos plásticos, a

mistura obtida fica com suas propriedades mecânicas fracas, pois há pouca adesão

interfacial entre eles. Assim, o amido não forma uma fase contínua na mistura

(SIMMONS, & THOMAS, 1995). A fim de que as misturas fiquem com uma morfologia

estável, as pesquisas também estão voltadas para a busca de compatibilizantes entre amido

e o PE, ou seja, a busca por um polímero contendo grupos funcionais, tais como, ácidos

carboxílicos, anidrido, epóxi-uretano, que promovam ligações entre hidrogênio do

polietileno e as hidroxilas do amido (ABURTO et al., 1997). Outra forma de melhorar a

adesão entre as fases, seria o uso de amidos modificados. Estes têm sido preparados pela

* GRIFFIN, apud RODRIGUES, J. C. Biodegradação de misturas de polietileno de baixa densidade

(PEBD) e amido, 2000. 75f. Tese (Mestrado em Processos Químicos e Bioquímicos). Universidade

federal do Rio de Janeiro. ** OTEY, apud RODRIGUES, J. C. Biodegradação de misturas de polietileno de baixa densidade

(PEBD) e amido, 2000. 75f. Tese (Mestrado em Processos Químicos e Bioquímicos). Universidade

federal do Rio de Janeiro.


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esterificação do amido com acetatos (PARANDOOSH & HUDSON, 1993) ou com

cloreto de octanoíla (ABURTO et al, 1997).

A maioria dos polímeros é considerada resistente ao ataque microbiano. Sua

degradação depende das propriedades químicas e físicas (CHANDRA & RUSTGI,

1998 b). As misturas poliméricas entre amido e polímeros inertes, tais como polietileno,

recebem muita atenção pela sua possível aplicação na degradação do lixo plástico. Se o

componente biodegradável estiver presente em quantidade suficiente e se for removido

por microrganismos do ambiente contaminado, o plástico remanescente pode perder a sua

integridade, diminuindo o seu tempo de degradação (COULD et al., 1990).

O contínuo aumento de uso de polímeros para embalagens de alimentos e o fato

de serem materiais recalcitrantes a processos de degradação, quando jogados no ambiente,

vem estimulando as pesquisas no campo de embalagem de alimentos. Neste contexto, as

misturas PEBD/Amido também vêm sendo muito estudadas (PSOMIADOU et al., 1997).

1.3. EXOPOLISSACARÍDEOS

Muitos microrganismos têm a habilidade de sintetizar polissacarídeos

extracelulares ou excretá-los como polímeros solúveis ou insolúveis (SUTHERLAND,

1990a). A quantidade de estruturas estudadas é relativamente pequena a nível mundial.

Nos últimos anos é crescente o interesse pelo isolamento e identificação de

polissacarídeos microbianos e suas aplicações.

Os exopolissacarídeos são produzidos largamente por bactérias e microalgas e,

menos freqüentemente, por leveduras e fungos filamentosos (ROLLER & DEA,

1992). Os polímeros de origem bacteriana apresentam maior viabilidade industrial e

comercial. Entretanto, apenas uma pequena fração tem sido comercializada apesar da

potencialidade para substituir as gomas obtidas de plantas e algas marinhas

(ROSEIRO, ESGALHADO, COLLAÇO, 1992; ROLLER & DEA, 1992; LOPES &

ANDRADE, 1995).


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Os polissacarídeos microbianos extracelulares podem ser encontrados sob duas

formas diferentes: ligados à parede celular, denominado de capsulares, ou como

mucos solúveis aumentando substancialmente a viscosidade do caldo em fermentação.

Estes são os mais produzidos industrialmente (FENTANES, 1985).

Em decorrência da grande diversidade bacteriana, do rápido crescimento e da

versatilidade nutricional, estes microrganismos se destacam como fonte promissora na

produção de biopolímeros. Segundo SUTHERLAND (1990a), os polímeros

microbianos apresentam alto grau de regularidade, uma vez que não apresentam

flutuações de ordem climáticas ou sazonais. Este fato é raro de ocorrer nos

polissacarídeos obtidos a partir de outras fontes.

Os polissacarídeos microbianos apresentam grande interesse comercial como

membro da classe dos biopolímeros ou gomas industriais que são amplamente usados

como espessantes, estabilizantes, gelificantes, emulsificantes, agentes de suspensão e

de floculação ou colóides de proteção nas indústrias alimentícia, petrolífera,

farmacêutica, cosmética, de tinta, têxtil e de produtos agrícolas (MULCHANDANI,

LUONG, LEDUY, 1988; ASHTAPUTRE & SHAH, 1995, apud LIMA, 1999). KAY

et al. (1993) enfatizam que estes biopolímeros são na sua maioria compostos atóxicos,

biodegradáveis e produzidos extracelularmente por microrganismos não patogênicos a

partir de fermentações em batelada com eficiência próxima a 50% na conversão do

substrato.

O conhecimento de técnicas avançadas do controle genético e das rotas

biossintéticas efetuadas pelos microrganismos pode levar ao desenvolvimento de

novos materiais poliméricos, implementando assim a indústria dos biopolímeros

(LOPES & ANDRADE, 1995).

Recentes pesquisas na área médica apontam para a aplicação de alguns

polissacarídeos como agentes terapêuticos importantes. Entre eles podemos citar: β-D-

glucanas como imunomodulador e agente anti-tumoral (SUTHERLAND, 1998b) e


16

levanas na terapia do câncer (CALAZANS et al., 1997), além da prevenção de

doenças causadas por vírus (como AIDS e influenza) e bactérias (YALPANI &

SANDFORD, 1987). SUTHERLAND (1998b) também cita o uso das celuloses

bacterianas, assim como o emprego do ácido hialurônico em cosméticos.

Como relatam YALPANI & SANDFORD (1987) e GEDDIE &

SUTHERLAND (1990a), polissacarídeos bacterianos também são importantes na área

ambiental, agindo na retirada de metais pesados ou radioativos de ambientes poluídos.

Com a crescente preocupação dos pesquisadores na área, alguns trabalhos

mostram a utilização da pululana na obtenção de material plástico biodegradável, não

poluente, comestível, assim como outros artigos moldados (ALMEIDA et al., 2001).

A celulose não é produzida só por plantas, mas também por bactérias. Poucas

bactérias, tal como Acetobacter xylinum tem a capacidade de produzir celulose. Essa

produção se dá na forma de uma película extracelular que rapidamente se agrega em

microfibrilas celulósicas (SUTHERLAND, 1990a; ALMEIDA et al., 2001). Nos

últimos anos cresceu o interesse pelo uso da celulose bacteriana surgindo diversas

aplicações potenciais que incluem, entre outros, o diafragma acústico, aplicadores

tópicos estéreis, pele artificial, membranas de filtros, elemento aditivo para papel e

fibra dietética (OKIYAMA et al., 1992).

COELHO et al., (2001) estudando um biopolímero, produzido a partir de cana-

de-açúcar, realizaram testes de cicatrização em animais. Neste estudo, foi avaliado o

processo cicatricial em perdas cutâneas com a aplicação tópica do biopolímero sobre a

ferida, observando-se a redução gradual da secreção presente. A infecção foi

controlada através do efeito bacteriostático ou bactericida apresentado. A evolução do

processo cicatricial envolve uma série de eventos que, em conjunto, representam uma

tentativa de manter a estrutura anatômica e a função normal da região. Este

biopolímero pode assim ser utilizado em lesões cutâneas, levando em conta os


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aspectos relacionados ao comportamento terapêutico, baixo custo econômico e

simplicidade de aplicação.

1.4. MICRORGANISMOS

1.4.1. Talaromyces wortmannii

Talaromyces wortmannii pertence à classe dos Deuteromycetes. Possui fase

conidial assexuada do gênero Penicillium e fase perfeita ascal sexuada do gênero

Talaromyces. Este fungo é conhecido também como Penicillium wortmannii

(Kloecker) 1903. Talaromyces wortmannii, é a segunda espécie mais comum do

gênero existente em solos, sendo isolado em vários continentes (DOMSCH & GAMS,

1980).

Quanto à morfologia, este fungo caracteriza-se macroscopicamente por

apresentar colônias amareladas com 3cm - 4cm de diâmetro em 14 dias a 25oC em

meio de malte-ágar. Microscopicamente, possui ascomata de 75µm - 300 µm de

diâmetro discreta ou confluente que surge dentro de duas semanas, tendo ascospóros

elipsoidais com filamentos em forma de espinhos e dimensões de 3,7µm - 4,7µm x

2,5µm - 3,5 µm. Possuem conidióforos esparsos aparecendo submerso das hifas e

penicilo biverticulado simetricamente. Os conídios variam de hialinos a verdes e o seu

micélio contém polissacarídeos muciloginosos semelhante ao ácido lutéico

(DOMSCH & GAMS, 1980).

Talaromyces wortmannii não apresenta crescimento a 5o C e 37oC. A celulose,

não é atacada apesar da formação de 1,3-β-D-glucanase e 1,4-β-mananase. O nitrito

pode ser usado como fonte de nitrogênio. Este fungo apresenta alguma atividade

antifúngica e antibacteriana. O herbicida metabromuron é degradado por esta espécie

(DOMSCH & GAMS, 1980).


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1.4.2. Phanerochaete chrysosporium

Phanerochaete chrysosporium pertence à classe dos Basidiomycetes. Os

basideomicetos, dos quais existem mais de 25.000 espécies, incluem carvão, ferrugem,

fungos limosos, bufa-de-lobo e cogumelos. Várias espécies devastam plantações,

enquanto outras, como o cogumelo cultivável Agaricus, são consideradas itens

alimentícios muito apreciados (PELCZAR, CHAN, KRIEG, 1996; G.F.G. NAUTA,

2002).

Nesta classe de fungos, os esporos assexuais são relativamente raros, e a

reprodução sexual é realizada pela fusão de hifas compatíveis, levando à produção de

basidiósporos produzidos exogenamente em célula em forma de clava denominada

basídeo; os basídeos são formados em basideocarpos bem diferenciados (GFC.

NAUTA, 2002).

Phanerochaete chrysosporium apresenta colônias de coloração esbranquiçadas

sem pigmento solúvel em meio de Sabouraud após crescimento a 35oC durante 7 dias

(AITKEN & IRVINE, 1989; ORHAN & BUYUKGUNGOR, 2000).

Este fungo é conhecido cientificamente pelos seus esporos dourados e pela sua

grande capacidade em degradar lignina e celulose. Na degradação da celulose pela

espécie Phanerochaete chrysosporium estão presentes três classes de enzimas

celulolíticas identificadas e estas são utilizadas para caracterizar a putrefação branca

na madeira: (1) enzimas hidrolíticas (endo e exoglucanases), (2) enzima oxidativa

(celobiase); e (3) enzima oxidoredutiva (celobiase-quinona redutase). No processo

oxidativo da lignina estão presentes enzimas extracelulares importantes como as

fenoloxidases, lacases, peroxidases (ERIKSSON, BLANCHETTE, ANDER, 1990).

Além de ser um degradador da lignina, este fungo pode também degradar uma

variedade de poluentes e substâncias químicas usando suas enzimas intracelulares e

extracelulares. Como exemplos podem ser citados: benzeno, tolueno, etilbezeno,


19

xileno, combinações cloradas como 2,4,5-tricloroetileno e os triclorofenóis (AITKEN

& IRVINE, 1989; ORHAN & BUYUKGUNGOR, 2000).

Na Figura 3 observa-se o aspecto microscópico das hifas do fungo

Phanerochaete chrysosporium.

Figura 3. Aspecto microscópico das hifas do fungo Phanerochaete chrysosporium (GOOGLE, 2002) 1.4.3. Zoogloea

As bactérias do gênero Zoogloea pertencem à família Pseudomonadaceae,

apresentam células em forma de bastonetes ligeiramente arredondadas tendo em média

de 1,0µm a 1,3 µm de diâmetro por 2,1µm a 3,6 µm de comprimento e são gram

negativas. Não formam esporos nem cistos. As células em culturas velhas são

encapsuladas. São móveis, especialmente em culturas novas, apresentando um único

flagelo polar. Grânulos intracelulares de â- hidroxibutirato são formados no meio

contendo sais de ácidos orgânicos (UNZ, 1984). As culturas iniciam a formação de

flocos e filmes no meio líquido, no estágio posterior à fase de crescimento; as células

formam uma massa que está embebida em uma matriz comum gelatinosa denominada

zoogléia que é distinguida por uma morfologia típica em forma de árvore e dedos

apresentada na Figura 4 (PELCZAR, CHAN, KRIEG, 1996).

As colônias jovens da bactéria em meio sólido sob atmosfera normal de ar são

translúcidas e puntiformes, podendo aumentar de 1mm a 2mm em diâmetro e exibir


20

centros opacos. As células não são pigmentadas. São aeróbicas, podendo também

apresentar crescimento anaeróbico na presença de nitrato. A desnitrificação ocorre

com a formação de N2. A temperatura ideal para o crescimento é de 28°C -37 °C, o pH

ótimo está compreendido entre 7,0 e 7,5. O teste de oxidase é positivo e raramente a

catalase é positiva. São quimiorganotróficas (UNZ, 1984).

Muitas cepas são urease positivas. São capazes de utilizar como fonte de

carbono muitos sais de vários ácidos orgânicos (lactato, piruvato e fumarato),

aminoácidos dicarboxílicos (aspartato, glutamato e asparagina), álcoois e sais de

certos ácidos aromáticos (benzoato e m-toluato). Utilizam como fonte de nitrogênio

orgânicos aminoácidos dicarboxilados e amônia, o nitrato é inadequado (UNZ, 1984).

Zoogloea ramigera produz “zooglan”, polissacarídeo composto por D-glucose,

D-galactose e ácido pirúvico, na relação de aproximadamente 11:3:1,5 (IKEDA et

al.,1982). A estrutura do “zooglan” varia com as condições de fermentação (LEE et

al.,1997). O polissacarídeo tem uma estrutura irregular com uma composição que

varia devido às diferenças nas condições de crescimento do microrganismo.

Estas bactérias são encontradas principalmente em águas frescas

organicamente poluídas e em todos os estágios do tratamento de águas (UNZ, 1984).

Em recente trabalho, COELHO et al., 2001, estudaram a utilização de um

biopolímero obtido por fermentação do melaço por Zoogloea sp. em processos

cicatriciais de animais. Os resultados obtidos pelos pesquisadores mostram a

viabilidade da utilização deste biopolímero de Zoogloea sp.


21

Figura 4. Zoogléias amorfas ramificadas coletadas da superfície dos filtros de gotejamento que recebem primariamente águas residuais domésticas (PELCZAR, CHAN, KRIEG, 1996).

1.5. DEGRADAÇÃO DE POLÍMEROS

A degradação de polímeros é iniciada por diversos mecanismos, como calor,

oxigênio, radiação e microrganismos. Estes fatores levam à formação de produtos

oxidáveis, especialmente grupos carbonilas, que juntamente com cisões moleculares,

causam mudanças em suas propriedades levando ao amarelamento, fissuramento,

fragilização, migração de aditivos, etc (FECHINE, 1998; TORIKAI, 1994), podendo

causar falhas prematuras e tornando o produto inadequado para uso (HULME &

MILLS, 1994). Por outro lado, existem situações em que a degradação é desejada,

como no caso de mastigação de borracha, reações de acoplamento em compósitos,

polímeros biodegradáveis, etc. (FECHINE, 1998).

Dentre as situações onde a degradação de polímeros é desejável, a

biodegradação é certamente o processo mais importante. O mecanismo da

biodegradação de polímeros consiste em um processo químico em que a

decomposição da matriz polimérica ocorre pela ação das enzimas produzidas pelos

microrganismos (SCOTT, 1995). O ataque enzimático nos polímeros ocorre através de

reações na presença de oxigênio e umidade, provocando cisão de cadeia na matriz


22

polimérica. Para que o polímero seja degradado pelo ambiente são necessários meios

apropriados, além dos microrganismos agentes do processo (ABIQUIM, 2001).

Na biodegradação devem ser considerados os parâmetros físicos (temperatura,

pressão, ação mecânica dos ventos, chuva, ação da luz, umidade do solo), a

composição química da água, do ar e do solo, além dos parâmetros biológicos (ação

dos animais, vegetais e microrganismos) (ABIQUIM, 2001).

Na realidade, podemos concluir que a biodegradação não é resultado de uma

simples ação de microrganismos, e sim uma conseqüência das condições nas quais

eles atuam e que estão relacionadas com todas as características do meio (ABIQUIM,

2001).

A disponibilidade de polímeros degradáveis deve estar associada a custo

competitivo em relação aos materiais convencionais, propriedade compatível para uso

generalizado, destino final do produto e período estimado para sua vida útil

(ABIQUIM, 2001).

Atualmente, a obtenção de plásticos biodegradáveis ainda é incipiente e de alto

custo. Nos EUA os plásticos biodegradáveis custam de 5 à 12 dólares o quilo, o que

significa um valor cinco vezes maior se comparado com os termoplásticos comuns.

Tanto na Europa como no Japão, há uma prioridade pela busca de plásticos

degradáveis. Na Itália, por exemplo, existem leis para minimizar o uso de embalagens

não degradáveis. Em 1993, o governo do Japão destinou 14,4 milhões de dólares para

o desenvolvimento de plásticos biodegradáveis, que foi distribuído entre institutos de

pesquisas e companhias privadas. (MOORE, 1993).


23

1.5.1. MECANISMOS DA BIODEGRADAÇÃO DA MISTURA PEBD/amido

Apesar dos esforços dos pesquisadores, ainda não foi encontrado um modelo

satisfatório para o mecanismo de biodegradação de misturas PEBD/amido obtidas com

ajuda de compatibilizantes ou amidos modificados. Por enquanto há apenas modelos

semi-empíricos. O que se sabe é que altas taxas de amido na mistura, ou seja, uma

mistura com mais de 10% (m/m) de amido, prejudica o desempenho das propriedades

mecânicas desse material, mas aumentam a sua degradabilidade (CHANDRA &

RUSTGI, 1998 b).

O amido é a parte mais fácil de se degradar por hidrólise enzimática, desde que

se esteja em um ambiente contendo microrganismos que excretem enzimas

amilolíticas. As amilases quebram as ligações α-1,4 enquanto que as

amiloglicosidases quebram as ligações α-1,6 da amilopectina. A hidrólise enzimática

completa transforma o amido em maltose e glicose. A Figura 5 apresenta o mecanismo

de ataque da enzima numa ligação α-1,4 do amido (CHANDRA & RUSTGI, 1998b).

O

O

CH2OH

OH

OOH OH

O

O

CH2OH

OH

O

O

CH2OH

OH

HOOHOH

O

OH

CH2OH

OH

O+

Enzima

H2O

Figura 5. Mecanismo de hidrólise enzimática do amido (GOULD et al., 1990 apud CHANDRA & RUSTGI, 1998b).


24

A remoção do amido da matriz da mistura (PEBD/amido) altera as

propriedades físicas do plástico, facilitando sua desintegração física no ambiente. Esta

característica é muito útil em produtos de plástico não-recicláveis, como por exemplo,

os sacos de lixo e os filmes de polietileno que servem para proteger vegetais e raízes

(GOULD et al., 1990 apud CHANDRA & RUSTGI, 1998b).

As investigações sobre uma possível degradação enzimática do PEBD da

mistura polimérica com amido modificado são recentes e seus resultados não são

conclusivos, mostrando apenas uma tentativa de se obter um modelo do mecanismo de

biodegradação para este tipo de mistura (PSOMIADOU et al., 1997). Na Figura 6 é

apresentada uma proposição para o mecanismo de biodegradação da mistura

PEBD/amido (ARVANITOYANNIS et al.,1998).


25

CH3COOH

CoASH

CH2 CH2 CH2 C O OH

OH

CH CH CH2

CH2 CH2 CH2

CH2 CH CH2

O

CH2 CH CH CH2 C CH2 C

O

OH

H2O2

CH2 CH CH CH CH CH2 CH3)

(A)(B)

CH2 C C CH CH2 CH2CH2

OH

CH2 CH CH CH2 CH

OH

CH2CH2

OH

H2O

CH2 CH

OH

CH2 C

O

SCoA

CH2 C CH2

O

C

O

SCoACH2 CH CH C

O

SCoA

CoASH

CH2 CH CH C

O

OHCH3 C

O

SCoA

Ciclo do Ácido Cítrico

Figura 6. Mecanismo de biodegradação da mistura PEBD/amido (A) via oxidação

tanto da cadeia principal como dos grupos terminais; (B) via oxidação exclusivamente

das cadeias terminais (LENZ, 1993; ALBERTSSON & KARLSSON, 1995 ).

1.6. MÉTODOS DE AVALIAÇÃO DA BIODEGRADAÇÃO

Segundo a “American Society of Testing and Materials” (ASTM, 1982),

polímero biodegradável é por definição “aquele em que sua degradação resulta da

ação natural de microrganismos, tais como bactérias, fungos ou algas”. Para este tipo

de avaliação, é preciso que se considere como medir a biodegradação do plástico, em


26

que meio ambiente esse será testado, a simplicidade e qualidade do teste e sua

aceitação. A ASTM vem desenvolvendo normas para testes de biodegradação de

plásticos utilizando inóculos de lodo ativado e de lodo proveniente de digestor

anaeróbio, em condições de bancada (SWIFT, 1993). Há estudos sobre a

biodegradação de plásticos que utilizam culturas isoladas, a partir de seu

enriquecimento utilizando o próprio poluente. No entanto, a utilização de culturas

mistas em processos de biodegradação propicia uma resposta mais rápida

(CHRISTOPHER, HOLZER, HUBBARD, 1992).

Diferentes técnicas existem para avaliar a suscetibilidade degradativa de um

material polimérico. Estas técnicas monitoram mudanças físicas, químicas ou

mecânicas ocorridas em períodos de processamento, uso e manipulação do polímero.

Técnicas de caracterização que não alteram a estrutura do polímero são

freqüentemente preferidas uma vez que elas limitam o número de espécies requeridas.

(KARLSSON & ALBERTSSON, 1995).

A microscopia eletrônica de varredura (SEM) serve para observar as

superfícies dos filmes poliméricos antes e após o teste de biodegradação. Assim, pode-

se verificar a existência de possíveis fraturas provocadas nos polímeros durante a

biodegradação, como conseqüência da perda de suas propriedades mecânicas

(RODRIGUES, 2000).

A viscosimetria é um método que serve para determinação da massa molar dos

filmes poliméricos e tem como vantagem apresentar baixo custo e aparelhagem

simples. Este método fornece apenas um valor médio da massa molar viscosimétrica

(Mv), porém é largamente utilizado pelos pesquisadores (GIROIS et al., 1996; FANN

et al., 1996).

O processo de biodegradação e a avaliação dos sistemas que envolvem filmes

poliméricos necessitam ainda de muitos estudos para que se tenha um melhor

desempenho de seu controle operacional.


27

1.6.1. ESPECTROSCOPIA NO INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA DE FOURIER – FTIR

Vários pesquisadores utilizam análise de espectroscopia no infravermelho com

transformada de Fourier para caracterização da degradação de materiais poliméricos

(CHANDRA & RUSTGI, 1996a; FECHINE, 1998; SANTOS, 2000; ORHAN &

BUYUKGUNGOR, 2000).

SANTOS (2000) utilizou o FTIR no reprocessamento do PEBD através do uso

de um pró-oxidante. ORHAN & BUYUKGUNGOR (2000) estudaram a

biodegradabilidade controlada de PEBD em meio sólido através do FTIR.

Modificações na estrutura química do polímero com a formação de grupos

funcionais específicos podem ser qualificadas e quantificadas por espectroscopia no

infravermelho com transformada de Fourier (GUERRICA et al., 1996; GIROIS et al.,

1996). Os principais grupos químicos resultantes da degradação ocorrida em

poliolefínas, por exemplo, a carbonila, é observada facilmente nas áreas de

absorbância com pico correspondente entre 1700cm-1 - 1800cm-1, e os hidroperóxidos

em 3300cm-1 - 3600 cm-1 (RABELLO & WHITE, 1997). A quantificação mais

utilizada é chamada de Índice de Carbonila (IC), a qual é feita através da razão entre

as áreas do pico referente ao grupo carbonila e de um outro pico de referência, sendo

que este último não deve ser afetado pela degradação (RABELLO & WHITE, 1997).

Um outro grupo químico detectado por FTIR para definir o nível de degradação

ocorrida em polímeros é o grupo vinil terminal (a 910 cm-1), que ocorre comumente no

polietileno (SÁNCHEZ & ESTRADA, 1996).


28

1.6.2. CALORIMETRIA DIFERENCIAL EXPLORATÓRIA - DSC

A análise térmica de polímeros tem sido cada vez mais utilizada como

instrumento de caracterização destes materiais. Pode ser definida como um conjunto

de técnicas que permitem medir as mudanças de uma propriedade física ou química de

uma substância ou material, em função da temperatura (SANTOS, 2000).

A caracterização térmica por calorimetria diferencial exploratória (DSC) tem

como principal vantagem a utilização de um equipamento de fácil manuseio e que

necessita de pouca quantidade de material para efetuar a análise (4 mg – 20 mg). O

resultado da análise do DSC fornece informações a respeito de mudanças

morfológicas, cisões moleculares ou reticulações ocorridas no polímero durante a

biodegradação, as quais terão um reflexo direto sobre as propriedades térmicas do

mesmo, sendo de fundamental importância o monitoramento destas propriedades

durante o período de biodegradação (FECHINE, 1998).

FECHINE (1998) utilizou o método do DSC para caracterizar a

fotodegradação de termoplásticos. CHANDRA & RUSTGI (1996 a) trabalharam com

o DSC para constatação da biodegradação do polietileno linear de baixa

densidade/amido contendo o anidrido maléico, através da determinação do grau de

cristalinidade das amostras estudadas.

1.6.3. MEDIDA DO ÍNDICE DE FLUIDEZ –- MFI

Aumentos ou diminuições na massa molar podem ser detectados através da

medida do índice de fluidez (FECHINE, 1998; SANTOS, 2000). Os valores de MFI

variam de polímero para polímero. Caso as cisões de cadeia predominem, ocorre um

aumento, caso haja reticulação, há uma diminuição nos valores de MFI (WHELAN,

1999).

Alguns pesquisadores utilizam este método pelo fato de ser rápido e simples,

além de fornecer dados que estão diretamente relacionados à massa molar do


29

polímero. (SANCHEZ et al., 1997). O MFI também favorece o conhecimento do

comportamento do polímero durante o processamento, devido à existência de uma

força cisalhante durante a análise.

1.6.4. ENSAIOS MECÂNICOS

Os testes mecânicos são sensíveis a mudanças de algumas características

físicas dos polímeros devido à degradação, tais como: fissuramento, concentração de

moléculas atadoras, tamanho de cristais, etc, não necessariamente fornecendo dados

que elucidem a degradação a nível químico (WHELAN, 1999).

Muitos são os pesquisadores que utilizam esta ferramenta para acompanhar a

degradação de polímeros como determinação da resistência à tração (RT) e

alongamento na ruptura (εmax) (GUERRICA et al., 1996; FANN et al., 1996;

CHANDRA & RUSTGI 1996 a; BIKIARIS et al., 1997; XINGZHOU, 1997;

ARVANITOYANNIS et al., 1998; BALDEV et al., 2000; ROSA, FRANCO &

CALIL 2001) compararam as propriedades mecânicas dos corpos poliméricos

PEBDL/Amido, PEBDL/Amido contendo anidrido maleico, PEBDL/Amido de milho

contendo etileno e anidrido maleico e novas misturas poliméricas com diferentes

teores de amido contendo Policaprolactona (PCL), Polihidroxibutirato (PHB) e um

copolímero Poli (hidroxibutirato-co-valerato) (PHBV). Os resultados dos testes

mecânicos mostraram que adição do amido faz com que ocorra um decréscimo do

módulo da tensão de ruptura e na percentagem de alongamento. Os melhores

resultados foram obtidos em misturas contendo uma faixa de 20 a 30% de amido e os

piores foram abaixo de 10%. Para o PCL ocorreu uma redução de 14%, para o PHB de

69% e PHBV de 44% nas propriedades mecânicas com a incorporação de 25% em

massa de amido. Para as misturas com 50% em massa, o amido provocou uma redução

mais severa em 35%, no caso do PCL e 60% no PHBV quando comparados com os

valores da propriedade dos materiais puros. Não foi conseguida a preparação dos

corpos de prova dos ensaios mecânicos para as misturas de PHB com mais de 50% de


30

amido, provavelmente porque neste teor de amido ocorre uma forte incompatibilidade

entre este material e o PHB. Uma justificativa para a perda da propriedade mecânica é,

provavelmente é devido a pouca miscibilidade do amido com os polímeros estudados.

Num teste de tensão, uma amostra de material plástico é submetida à tração

sob uma taxa controlada, no sentido paralelo ao eixo longitudinal do corpo de prova.

Quando o corpo de prova é submetido a um esforço de tração o mesmo sofre um

encolhimento em ambas as direções perpendiculares ao eixo longitudinal. Os corpos

de prova podem ser cortados mediante uma guilhotina afiada, uma lâmina, ou

usinados a partir de uma peça extrudada. O método de preparação deve permitir a

fabricação de uma amostra de cantos lisos e sem entalhes. Amostras com entalhes

podem produzir resultados errôneos devido ao fato de que a tensão será concentrada

no entalhe. Quando possível, as extremidades da peça de teste devem ser executadas

com dimensões maiores, para considerar a parte mais larga durante o teste sem

prejudicar o corpo de prova. A máquina de teste estica a amostra, de modo que as

extremidades se afastam numa velocidade constante, que pode ser escolhida dentro

das faixas de velocidades disponíveis na máquina. Enquanto a amostra está sendo

esticada, a máquina também indica e normalmente memoriza a carga aplicada na

prova (WHELAN, 1999).

Os fatores que podem influenciar as propriedades mecânicas de um polímero

são aumento da velocidade de teste ou a diminuição da temperatura de teste, que em

geral, aumenta a tensão e o módulo de elasticidade, porém diminui a elongação à

quebra. Em alguns casos a mudança é drástica, e amostras que cedem, quando puxadas

lentamente, se tornam quebradiças, quando puxadas numa velocidade maior. As

mesmas mudanças diminuem a tenacidade ou a resistência ao impacto do material

(WHELAN, 1999).

A resistência à tração é a tensão máxima que um material suporta quando

submetido à tensão (WHELAN, 1999). A extensão de deformação na peça, durante

um teste de tensão, é quantificada pelo alongamento. O alongamento indica a alteração


31

dimensional em relação à dimensão original. Neste caso, o alongamento é a alteração

do comprimento dividido pelo comprimento original sem estiramento.

O resultado do ensaio mecânico é apresentado como uma curva da carga versus

extensão em intervalos regulares de alongamento (WHELAN, 1999). Na ruptura da

amostra, o sistema de monitoramento memoriza o valor de alongamento neste instante.

MATERIAIS E MÉTODOS

32

2. MATERIAIS E MÉTODOS

2.1. MICRORGANISMOS

Foi utilizada uma linhagem da espécie Phanerochaete chrysosporium

proveniente de coleção de cultura da Universidade Federal do Rio de Janeiro, uma

linhagem selvagem da espécie Talaromyces wortmannii isolada do solo do Aterro da

Muribeca (Jaboatão dos Guararapes - PE) e uma linhagem da bactéria Zoogloea sp.

isolada na Estação Experimental de Cana de Açúcar/Divisão de Indústria/UFRPE. A

identificação da bactéria foi realizada no Departamento de Antibióticos da

Universidade Federal de Pernambuco.

Para identificação do Talaromyces wortmannii foram realizadas observações

macroscópicas e microscópicas no laboratório de Microbiologia Ambiental do

Departamento de Engenharia Química da Universidade Federal de Pernambuco. As

provas bioquímicas foram conduzidas no Departamento de Micologia da Universidade

Federal de Pernambuco.

2.2. MANUTENÇÃO DAS CULTURAS DE FUNGOS

As linhagens de fungos foram mantidas em meio Sabouraud - Ágar com a

composição apresentada na Tabela 1.

Tabela 1. Composição do meio Sabouraud-Ágar (PELCZAR et al., 1996)

Meio Sabouraud-Ágar

Peptona - 10g/L

Glicose - 40g/L

NaCl-7,5g/L

Extrato de carne - 3,5g/l

Ágar-12g/L

Água destilada – 1000mL


33

A esterilização foi a 110°C por 20 min e o pH foi ajustado para 4,5. Após o

crescimento a 30°C por 7 dias, as linhagens foram estocadas a uma temperatura de

5oC. Os repiques foram realizados mensalmente.

2.3. MANUTENÇÃO DA CULTURA DA BACTÉRIA Zoogloea sp.

A linhagem do gênero Zoogloea foi mantida em meio de cultura com a

composição mostrada Tabela 2.

Tabela 2. Composição do meio de cultura (PATERSSON -BEEDLE et al.,1999).

Meio de Cultura

Glicose (20,0 g/L)

Extrato de carne (5,0 g/L)

Peptona (3,0 g/L)

Ágar (15,0 g/L)

Água bidestilada (1000mL)

O pH do meio foi ajustado para 6,8 e a esterilização foi a 120°C por 20 min.

2.4. PREPARAÇÃO DA SUSPENSÃO DE ESPOROS

As culturas foram manipuladas com alça de transplante e os esporos foram

introduzidos em tubos de ensaio contendo 10mL de solução de Tween 80 esterilizada

a 0,01%. Os esporos foram contados em câmara de Neubauer e as suspensões

ajustadas para 106 esporos/mL.


34

2.5. PREPARAÇÂO DOS FILMES POLIMÉRICOS

2.5.1. BIOPOLÍMERO

O biopolímero foi obtido através da fermentação de mosto de melaço,

utilizando-se Zoogloea sp.

O meio de melaço para obtenção do biopolímero foi ajustado a 15° Brix e pH

5. Em seguida foi autoclavado durante 15 minutos a 120°C. Após o resfriamento, o

mosto foi inoculado com a cultura do gênero Zoogolea sp. em erlenmeyers contendo

100 mL de meio e mantidos sem agitação à temperatura ambiente. Utilizou-se como

inóculo 10% em volume de um cultivo crescido à temperatura ambiente por 72 horas.

As películas do biopolímero formadas nos erlenmeyers foram removidas após

15 dias de fermentação. Para sua secagem, foi utilizada uma estufa a 56° C durante 24

horas. Posteriormente foram esterilizadas a 120 °C por 20 min.

O biopolímero foi caracterizado pela metodologia descrita por PATERSON-

BEEDLE et al. (1999) e é constituído de glicose (87%), xilose (8,6%), manose (0,8%),

ribose (1,7%), galactose (0,1%), arabinose (0,4%), e ácido galacturônico (0,89%).

2.5.2. PEBD E MISTURA PEBD/AMIDO.

Neste trabalho foram utilizados filmes de PEBD e mistura de PEBD/amido na

proporção de 80%/20% (m/m).

O amido empregado foi da marca Vetec com densidade aparente igual a 0,483

g/mL. O PEBD utilizado como matriz foi o polietileno de baixa densidade do tipo FC-

31D, fornecido pela Politeno (Camaçari – BA). Este “grade” comercial é aditivado

com agente de processamento, antibloqueio, antioxidante e deslizante. As

propriedades físico-mecânicas estão descritas na Tabela 3, conforme catálogo

fornecido pela Politeno.


35

Tabela 3. Propriedades físico-mecânicas do Polietileno- PEBD FC-31 D.

Propriedades Método ASTM Valor Unidade

MFI (2,16 kg/190°C) D 1238 0,75 g/10 min

Temperatura de Fragilidade D 746 - 68 °C

Ponto de amolecimento Vicat D 1525 105 °C

Resistência à tração D 638 26 MPa

Alongamento na Ruptura D 638 750 %

Neste trabalho foram misturados por fusão na câmara de mistura do reômetro

modelo HAAKE 90 o PEBD puro e a mistura de polietileno/amido na proporção de

80% e 20% (m/m) nas seguintes condições:

• Temperatura de controle: 140º C

• Torque máximo: 50 Nm

• Velocidade de rotor: 50 rpm

• Tempo total de mistura: 10 min.

As resinas de PEBD (puro) e da mistura de PEBD/amido processadas no reômetro

foram trituradas no triturador do tipo eixo motor. A resina triturada de PEBD/amido

foi então colocada durante 1 hora em estufa a 100ºC, para diminuição da umidade. A

seguir foram prensadas em uma prensa hidráulica sob as seguintes condições:

• Força: 5 ton

• Tempo de Prensagem: 1 min

• Temperatura do prato inferior: 130º C

• Temperatura do prato superior: 130ºC

• Molde: quadrado vazado de área aproximadamente 400 cm2

A resina triturada de PEBD/amido foi colocada durante 1 hora dentro de uma

estufa a 100ºC, para diminuição da umidade.


36

2.6. TESTE DA ATIVIDADE BIODEGRADADORA EM FILMES

POLIMÉRICOS.

Os microrganismos isolados foram testados quanto à sua capacidade em

biodegradar filmes poliméricos segundo a metodologia desenvolvida por LEE et

al.(1991), consistindo nas seguintes etapas:

1. Padronização: os corpos de prova tiveram dimensões de 7,62cm de

comprimento e 2,54cm de largura, com espessura de 0,06 cm;

2. As amostras foram colocadas em um recipiente estéril contendo 980 mL de

água bidestilada, 14 mL de Tween 80 (polioxietileno) e 20 mL de hipoclorito

de sódio a 5% durante uma hora. Após esta etapa foi feita a transferência das

amostras para um recipiente estéril com solução de etanol a 70% durante 30

minutos. As amostras já desinfetadas foram transferidas para placas de Petri

previamente esterilizadas e colocadas em dessecador por 72 horas;

3. As amostras secas foram pesadas em balança analítica e transferidas para o

meio específico (Sabouraud líquido);

4. Inoculação e incubação das suspensões de esporos em erlenmeyer com 100 mL

de Sabouraud líquido contendo as amostras a serem estudadas PEBD,

PEBD/amido e biopolímero. As suspensões foram mantidas sob agitação (200

rpm) em agitador rotativo G25- Superhomn a 30 °C por períodos variáveis de

7, 14, 21 e 30 dias. Os filmes foram avaliados em triplicata.

5. Após o período de incubação os filmes foram submetidos a lavagem em etanol

(70%) por 30 min., sendo secos para posterior avaliação da biodegradabilidade

por perda de massa, espectroscopia no infravermelho com transformada de

Fourier – FTIR, calorimetria diferencial exploratória (DSC), medida do índice

de fluidez (MFI) e ensaios mecânicos.


37

2.6.1. VARIAÇÃO DE MASSA

Antes da inoculação e após, por períodos variáveis, as amostras foram pesadas

nas placas de Petri em balança analítica modelo AND (HR-120). Para o cálculo do

percentual de perda de massa, foi utilizada a Equação 1:

100% XMi

MfMiMt

−=

)01(Eq

Sendo:

=Mt% Diferença percentual do peso

=Mi Peso inicial do filme.

=Mf Peso final do filme.

2.6.2. ESPECTROSCOPIA NO INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA DE FOURIER – FTIR

Os filmes de PEBD puro e PEBD/amido, antes e após a inoculação das

culturas, foram analisados diretamente sem que houvesse nenhum tipo de preparação,

as amostras apenas foram desinfetadas conforme o item 2.6. As análises foram feitas

em Espectrofotômetro AVATAR 360 de marca NICOLET, numa faixa de 400 cm-1 a

4000 cm-1 com resolução de 2 cm-1.

Para o cálculo do índice de carbonila – IC do polietileno puro e do PEBD/

amido, utilizou-se como referência à área de absorbância correspondente ao pico de

2030 cm-1. No caso do polietileno puro, mais especificamente, forma-se também o

grupo vinil terminal (área de absorbância correspondente ao pico de 910 cm-1). Para

quantificar a evolução dos grupos vinis terminais, foi utilizado o índice de vinila – IV.

IC = área de absorbância correspondente ao pico de 1720 cm-1/ área de absorbância

correspondente ao pico de 2030 cm-1

IV = área de absorbância correspondente ao pico de 910 cm-1/ área de absorbância

correspondente ao pico de 2030 cm-1


38

2.6.3. CALORIMETRIA EXPLORATÓRIA DIFERENCIAL - DSC

Os filmes de PEDB, PEBD/amido 80%/20%(m/m) e o biopolímero, antes e

após o teste de biodegradação, foram comparados por calorimetria diferencial

exploratória (DSC) para determinação das suas propriedades térmicas.

As amostras de PEBD, PEBD/amido e a biomembrana, pesando entre 5 mg –

20 mg, foram cortadas e colocadas no porta-amostra de alumínio do aparelho de DSC-

50 da marca Shimadzu. No método de fusão/cristalização/fusão utilizou-se ar

ambiente, com razão de aquecimento de 10°C/min até 180°C. A temperatura de

equilíbrio foi de 50°C o resfriamento a 10°C/min até 50°C e a isoterma de 1 min a

50°C.

2.6.4. MEDIDA DO ÍNDICE DE FLUIDEZ

O teste do índice de fluidez foi realizado em um Plastômetro DSM, sob

condições controladas (temperatura de 190°C ± 0,2°C e peso de 2,16 kg) seguindo a

ASTM D 1238 – 82. Todos os ensaios foram realizados após um tempo fixo de um

minuto para pré-aquecimento. Esta padronização foi necessária para evitar flutuações

de decomposição térmica nas amostras.

2.6.5. ENSAIOS MECÂNICOS

Os ensaios mecânicos foram conduzidos em máquina universal de ensaio da

marca INSTRON modelo 4464 seguindo a norma ISO 37, nas seguintes condições:

• Temperatura de 25°C

• Umidade relativa do ar de 50%

• Velocidade entre as garras: 500 mm/min

• Distância entre as garras: 75 mm.

A partir desta análise determinou-se a resistência à ruptura, alongamento e

módulo de elasticidade.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

39

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os resultados obtidos nos experimentos com os filmes estudados serão

discutidos neste capítulo, através dos aspectos macroscópicos, das análises de variação

de massa, espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier – FTIR,

calorimetria diferencial exploratória (DSC), medida do índice de fluidez (MFI) e

propriedades mecânicas (resistência à tração e alongamento).

As amostras foram analisadas em triplicata, tendo sido empregado o teste t de

Student para avaliar diferenças estatisticamente significativas nas suas propriedades

(MILLER & MILLER, 1984).

3.1. ASPECTOS MACROSCÓPICOS DA DEGRADAÇÃO DA AMOSTRA DO

BIOPOLÍMERO

A Figura 7 mostra uma seqüência da biodegradação da amostra do

biopolímero, onde foi possível verificar que após um período de 14 dias ocorreu uma

biodegradação total da amostra inoculada com a espécie Talaromyces wortmannii.

Com a espécie Phanerochaete chrysosporium, observou-se a biodegradação total do

biopolímero após o período de 7 dias, não sendo possível desta forma, executar a

análise de perda de massa. Neste caso, observou-se uma maior habilidade deste fungo

em biodegradar o biopolímero. Isto provavelmente ocorreu porque o microrganismo

apresentou um complexo enzimático mais atuante. Não foram encontrados na

literatura dados com relação a biodegradação de biopolímeros pelos fungos estudados.

O aspecto macroscópico da espécie Phanerochaete chrysosporium em

filmes de PEBD após 14 dias de incubação pode ser observado na Figura 8. É possível

visualizar por esta figura o aspecto de cogumelo (típico de basidiomiceto),

apresentado pelo fungo estudado.


40

Amostra antes da inoculação Amostra após 7 dias Amostra após 14 dias

Amostra após 21 dias Amostra após 30 dias

Figura 7. Seqüência da biodegradação do biopolímero inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii.

Figura 8. Aspectos macroscópicos do fungo Phanerochaete chrysosporium crescido em filmes de PEBD puro após 14 dias de incubação.


41

3.2. ANÁLISES DE VARIAÇÃO DE MASSA

Os filmes constituídos de PEBD puro e da mistura de PEBD/amido sofreram

alterações significativas em suas massas após 30 dias de incubação com o fungo

Talaromyces wortmannii (MILLER & MILLER, 1984). Com o fungo Phanerochaete

chrysosporium ocorreu uma degradação estatisticamente significativa em torno de

95% de confiança, após sete dias. Os resultados do percentual das perdas de massa das

amostras podem ser observados nas Figuras 9 e 10.

Para a mistura PEBD/amido, a perda de massa pode ser atribuída

inicialmente à remoção e degradação do amido, e em segundo lugar à degradação

gradual e lenta do PEBD. Estes resultados são concordantes com o trabalho de

ARVANITOYANNIS et al. (1998). De acordo com os autores, a degradação de

misturas PEBD/amido está relacionada à acessibilidade dos microrganismos ao amido.

Embora vários fatores influenciem na capacidade do microrganismo em atacar o

amido, como o número, mobilidade e taxa de reprodução, em geral a cinética de

degradação da mistura obedece a três fases: 1- as cadeias amorfas do amido,

facilmente acessíveis aos microrganismos, normalmente estão localizadas próximas à

superfície. A penetração dos microrganismos para o interior da mistura PEBD/amido

pode ser explicada pela teoria da percolação; 2- invasão dos microrganismos,

persistindo ainda cadeias de amido que não sofreram o ataque dos mesmos; 3- a

degradação aproxima-se do estágio final, diminuindo a quantidade de microrganismos

devido à escassez de nutrientes. Uma grande área superficial gerada pela remoção do

amido a partir da mistura aumenta o processo de degradação química, que por sua vez

favorece a biodegradação.


42

0.0009

0.01

0.000

0.002

0.004

0.006

0.008

0.010

0.012

Var

iaçã

o de

Mas

sa

(%M

)

PEBD puro PEBD/amido

Figura 9. Variação média da massa para os filmes de PEBD puro e PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii e incubados durante o período de 30 dias.

0,0067 0,0069

0,0046

0,015

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

0,010

0,012

0,014

0,016

Var

iaçã

o de

Mas

sa (

%M

)

PEBD puro PEBD/amido

7 dias

14 dias

Figura 10. Variação média da massa para os filmes de PEBD puro e PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium e incubados durante o período de 7 e 14 dias.


43

0,005

0,0150,017

0,023

0,000

0,005

0,010

0,015

0,020

0,025

Var

iaçã

o de

mas

sa (

%M

)

7 14 21 30

Tempo (dias)

Figura 11. Variação média da massa para os filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium e incubados durante o período de 30 dias.

Na Figura 11, está apresentada a variação da massa dos filmes de

PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium ao longo de 30

dias, onde se observa que os filmes estudados sofreram uma biodegradação gradativa

durante o tempo de exposição. Analisando ainda esta figura, pode-se sugerir que o

consumo do substrato está associado ao metabolismo do fungo, o que pode ser

estimado pela perda de massa. O mesmo foi observado por MANZUR et al. (1997)

que estudaram o crescimento da espécie Phanerochaete chrysosporium em mistura de

PEBD/bagaço de cana. Neste trabalho a perda de massa foi atribuída ao consumo do

bagaço de cana pelo microrganismo. Da mesma forma, podemos sugerir que a perda

de massa, atingida nos experimentos com PEBD/amido foi devido ao consumo do

amido.


44

0,023

0,01

0,000

0,005

0,010

0,015

0,020

0,025

Var

iaçã

o de

mas

sa (

%M

)

Phanerochaetechrysosporium

Talaromyceswortmannii

Figura 12. Variação média da massa para os filmes de PEBD/amido inoculados com os fungos Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium, incubados durante o período de 30 dias.

Fazendo-se uma comparação da variação da massa das amostras de

PEBD/amido incubadas durante um período de 30 dias com o fungo Talaromyces

wortmannii e com o fungo Phanerochaete chrysosporium, apresentada na Figura 12,

foi possível concluir que a variação de massa sofrida nas amostras inoculadas com o

fungo Phanerochaete chrysosporium corresponde a cerca de duas vezes valor obtido

pelo fungo Talaromyces wortmannii. Sugerindo a maior habilidade para a

biodegradação pelo fungo Phanerochaete chrysosporium.

3.3. ESPECTROSCOPIA NO INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA

DE FOURIER – FTIR

Os espectros de infravermelho para os filmes em estudo foram obtidos numa

região de 200 cm-1 a 4000 cm-1. As principais bandas de absorção características do

polietileno e do amido estão apresentadas na Tabela 4.


45

Tabela 4: Principais bandas do polietileno e do amido no infravermelho.

Componente Número de onda (cm-1) Atribuições

PEBD

2896 (F)

1466,1455 (m-F)

1378,1369,1353 (f)

724

772

Estiramento C-H

Estiramento assimétrico do CH2

C-H devido ao CH2 e CH3

Rotação CH2

-CH2-CH3 do grupo etil ligado à cadeia principal

AMIDO

3000-3650 (F, l)

2926 (F)

1640 (f-m)

1461 (m, e)

1445-1325 (m-F)

1244 (m-F)

400-930 (f-m, e)

Estiramento O-H com absorção de água

Estiramento C-H

Estiramento O-H (água absorvida)

CH2

C-H

Estiramento C-O (C-O-C e C-O-H)

Deformação O-H, vibração do anel C-O-C

F-Forte; m-média; f-fraca; l-larga; e-estreita.

O processo degradativo em mistura de PEBD/amido na presença de fungos

pode provocar o aparecimento de uma variedade de compostos carbonilados, incluindo

ésteres, aldeídos e ácidos carboxílicos (1650 cm-1 – 1860 cm-1). O aparecimento destes

grupos é indicativo da formação de vários produtos de oxidação durante a

biodegradação do filme. Pode também ser observada a presença de álcoois primários e

secundários pelo aumento da intensidade de absorção entre 900 cm-1 – 1200 cm-1. Os

resultados obtidos, apresentados na Figura 13, confirmam em parte os trabalhos

realizados por ORHAN & BUYUKGUNGOR (2000) e WEILAND et al. (1995). Os

autores estudaram a degradação de misturas PEBD/amido em solos inoculados com a

espécie Phanerochaete chrysosporium. Neste trabalho os pesquisadores observaram

um aumento da absorção na faixa de 900 cm-1 - 1200 cm-1 que foi correlacionado ao

aparecimento de álcoois. Os espectros de FTIR para a mistura de PEBD/amido, deste


46

trabalho não permitiram a observação de bandas correspondentes aos álcoois (Figura

14).

2 4 0 0 2 0 0 0 1 6 0 0 1 2 0 0 8 0 0 4 0 0

0

2

4

6

8

P E B D 3 0 d i a s

T a l a r o m y c e s w o r t m a n n i i

Ab

so

rb

ân

ci

a

N ú m e r o s d e o n d a ( c m- 1

)

Figura 13. Espectro do PEBD puro inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii e incubado por 30 dias.

2 8 0 0 2 4 0 0 2 0 0 0 1 6 0 0 1 2 0 0

0

2

4

6

8

P E B D / A m i d o 3 0 d i a s


Ab

so

rb

ân

ci

a


)

1720 cm-1

2030 cm -1

2 8 0 0 2 4 0 0 2 0 0 0 1 6 0 0 1 2 0 0

0

2

4

6

8

P E B D / A m i d o 3 0 d i a s


Ab

so

rb

ân

ci

a


)

1720 cm-1

2030 cm -1

Figura 14. Espectro do PEBD/amido inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii e incubado por 30 dias.

2030 cm-1

1720 cm-1 910 cm-1


47

Para a avaliação das modificações químicas do PEBD puro e do PEBD/amido,

determinou-se o índice de carbonila (IC) e o índice de vinila (IV), conforme os

resultados apresentados nas Tabelas 5, 6, 7, e 8.

A presença do grupo carbonila e vinila antes do período de incubação pode ser

atribuída a uma possível degradação do PEBD durante o processamento no HAAKE.

Tabela 5. Resultados dos índices de carbonila e vinila nos filmes de PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

Tempo (dias)

Carbonila (1720 cm-1)

Vínila (910 cm-1)

Referência (2030 cm-1)

IC IV

0 0,367 0,673 0,605 0,607 1,112

7 1,211 1,584 1,503 0,805 1,054

14 0,435 0,832 0,736 0,600 1,130

21 0,425 0,891 0,719 0,600 1,139

30 0,401 0,780 0,699 0,573 1,110

Tabela 6. Resultados dos índices de carbonila dos filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

Tempo (dias) Carbonila

(1720 cm-1) Referência (2030 cm-1)

IC

0 1,959 1,476 1,327

7 1,388 1,121 1,238

14 2,160 1,660 1,301

21 1,809 1,428 1,267

30 1,829 1,443 1,267

Tabela 7. Resultados dos índices de carbonila e vinila dos filmes de PEBD puro inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium.

Tempo (dias) Carbonila (1720 cm-1)

Vinila (910 cm-1)

Referência (2030 cm-1)

IC IV

0 dias 0,367 0,673 0,605 0,607 1,112

7 dias 0,503 0,841 0,788 0,638 1,067


48

Tabela 8. Resultados do índice de carbonila dos filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Phanerochaete chrysosporium.

Tempo (dias) Carbonila

(1720 cm-1) Referência (2030 cm-1) IC

0 1,959 1,476 1,327

7 1,136 0,734 1,547

A interpretação do teor de vinila das amostras de PEBD/amido inoculadas com

o fungo Talaromyces wortmannii e também com o fungo Phanerochaete

chrysosporium foram dificultadas, pois, não foi possível encontrar uma resolução

nítida da banda de absorbância correspondente a este grupo nestas amostras. Na

análise dos resultados obtidos pelo FTIR, não ocorreu nenhuma mudança significativa

nas propriedades químicas (IC e IV) das amostras do PEBD puro e do PEBD/amido

inoculadas com as espécies Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium.

Alguns fatores que podem ter contribuído para a não variação das propriedades

químicas, foram o curto período de exposição das amostras ao fungo e a ausência de

um número elevado de reações foto-oxidativas as quais são geradoras de grupos como

carbonilas e vinilas entre outros.

3.4. CALORIMETRIA DIFERENCIAL EXPLORATÓRIA - DSC

O amido é um composto que, dependendo da temperatura e do tempo de

aquecimento, pode começar a se degradar termicamente, adquirindo uma coloração

amarelada (RODRIGUES, 2000). Isto ocorreu neste trabalho com as misturas de

PEBD/amido durante a produção dos filmes.

Utilizou-se o DSC a fim de correlacionar as mudanças físicas ocorridas nas

amostras poliméricas de PEBD, PEBD/amido e do biopolímero durante o período de

incubação. Os termogramas obtidos mostram a influência do tempo de exposição dos

filmes ao fungo Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium nas

amostras de PEBD puro, PEBD/amido.


49

A Figura 15 indica que o biopolímero apresenta apenas uma temperatura de

fusão cristalina bem definida Tm1 em torno de 118°C antes da inoculação.

As análises de DSC do biopolímero realizadas após o período de 1 e 2 semanas

de incubação com as espécies Talaromyces wortmannii e Phanerochaete

chrysosporium não apresentaram nenhum ponto de fusão cristalina. O não

aparecimento da Tm1 após o período, deveu-se possivelmente, à remoção de toda

camada polimérica existente na amostra.

20 40 60 80 100 120 140 160 180 200-14

-12

-10

-8

-6

-4

-2

0

2

BIOPOLÍMERO

Flu

xo d

e ca

lor

cal/g

Temperatura (°C)

Figura 15. Termograma do biopolímero antes da inoculação.

A Figura 16 mostra que o PEBD puro apresenta apenas uma temperatura de

fusão cristalina bem definida, Tm1, em torno de 122°C. Os resultados da análise do

DSC dos filmes de PEBD puro incubados com o fungo Talaromyces wortmannii até

30 dias e também com o fungo Phanerochaete chrysosporium até 7 dias (Tm1 = 122,8°

C) indicam que não houve nenhuma mudança significativa nas propriedades físicas ao

longo de todo o período, isto é Tm permaneceu constante.


50

O fato de não ter ocorrido no período de incubação nenhuma modificação dos

valores de Tm nas amostras de PEBD puro, possivelmente deve estar relacionado à

ausência de oxigênio na região cristalina do polímero, o qual é necessário para que a

biodegradação ocorra de forma eficaz.

40 60 80 100 120 140-12

-10

-8

-6

-4

-2

0

PEBD 100%

Flu

xo d

e ca

lor

cal/g

Temperature (°C)

Figura 16. Termograma do PEBD puro inoculado com o fungo Talaromyces wortmannii, após30 dias de incubação.

A Figura 17 mostra que adição do amido provocou o surgimento de uma

segunda temperatura de fusão cristalina na mistura PEBD/amido, Tm2 em torno de

126°C, a qual por sua vez confirma a presença de novos cristais bem definidos, com

ligações covalentes com o PEBD puro, que se funde a uma temperatura maior do que

Tm1. A formação destes novos cristais na mistura PEBD/amido confirmou também a

presença do amido como um agente nucleante.

Os resultados da análise do DSC dos filmes da mistura PEBD/amido

inoculados com a espécie Talaromyces wortmannii por 30 dias e também com a

espécie Phanerochaete chrysosporium por 7 dias (Tm1=121,6°C, Tm2 = 126,9°)


51

indicaram que não houve nenhuma mudança significativa na temperatura de fusão

cristalina ao longo de todo o período de inoculação, isto é, Tm permaneceu constante,

tanto para a primeira fusão (Tm1), quanto para a segunda fusão (Tm2).

40 60 80 100 120 140 160

16

14

12

10

8

6

4

2

0

PEBD/Amido (80/20)%

Flu

xo d

e ca

lor

cal/g

Temperatura °C

Figura 17. Termograma do PEBD/amido inoculado com o fungo Talaromyces

wortmannii, após30 dias de

Quanto à morfologia, de acordo com as Tabelas 9 e 10, observou-se um

aumento no calor de fusão dos filmes PEBD/amido após a inoculação. Durante o

processo de biodegradação, geralmente a fração amorfa do material é exposta ao

ataque do microrganismo, favorecendo ao aumento do calor de fusão indicando um

aumento do grau de cristalinidade das misturas PEBD/amido. De acordo com os dados

da Tabela 10, os valores do calor de fusão têm uma tendência a diminuir após 14 dias

de exposição ao fungo, embora permaneça maior que o valor obtido para o filme

controle (0 dia ). Este efeito pode ser atribuído pela combinação de dois mecanismos

possíveis. Além do consumo do amido, Talaromyces wortmannii, pode também

consumir o polietileno, principalmente, a sua fase amorfa, que é menos resistente ao


52

ataque enzimático que a fase cristalina. Esta fase amorfa tem 2 componentes: um que

circunda as partículas cristalinas, e outro que define as vizinhanças e separa os blocos

cristalinos em pequenas partes cristalinas. Com o consumo de parte desta fase amorfa

pelo microrganismo, as partículas cristalinas podem ser divididas em partículas de

tamanhos menores. Devido à forma como os filmes foram preparados, é razoável

esperar a incorporação do amido predominantemente na fase amorfa do polietileno,

aumentando a fase amorfa ao redor da região cristalina, ao invés de aumentar a região

amorfa entre os blocos cristalinos. O ataque microbiano é limitado principalmente à

superfície e as partículas próximas à superfície. Então, o valor do calor de fusão

diminui porque o tamanho da partícula diminui. Já para o PEBD não foram observadas

mudanças significativas para o fluxo de calor indicando a não ocorrência de processo

degradativo (MANZUR et al.,1997).

Tabela 9. Resultados dos DSC dos filmes de PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

Tempo (dias)

Temperatura°C (Tm1)

Fluxo de calor (cal/g)

0 122,18 14,85

7 121,99 13,24

14 124,76 13,55

21 122,11 13,58

30 123,33 14,26


53

Tabela 10. Resultados do DSC dos filmes de PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

Tempo (dias) Temperatura

°C (Tm1) Temperatura

°C (Tm2) Fluxo de calor 1

(cal/g) Fluxo de calor 2

(cal/g)

0 121,39 125,24 9,93 11,75

7 121,20 126,32 12,45 15,22

14 121,43 125,87 14,14 16,12

21 122,82 127,26 13,43 14,37

30 122,78 127,42 13,43 14,34

3.5. MEDIDA DO ÍNDICE DE FLUIDEZ ( MFI )

Na mistura do PEBD puro com o amido ocorreu uma diminuição do MFI em

relação ao PEBD puro, isto é devido a reticulação na cadeia da mistura, que provoca

um aumento significativo da massa molar antes da inoculação, como pode ser visto na

Figura 18. O fato de ter ocorrido um aumento significativo da massa molar da mistura

antes do inóculo possivelmente deve-se à formação de novos cristais reticulados na

região amorfa da mistura durante a extrusão no HAAKE.

No período inicial de incubação, ocorreu um aumento estatisticamente

significativo em torno de 95% de confiança do MFI do PEBD/amido, atribuído a

biodegradação, uma vez que esta geralmente está associada à perda de massa, o que

foi verificado nas análises de comparação de massas (MILLER & MILLER, 1984).


54

Figura 18. Médias e desvios padrão do índice de fluidez das amostras PEBD puro e PEBD/amido inoculadas com o fungo Talaromyces wortmannii.

A partir de 7 dias e ao longo do processo utilizando-se o fungo Talaromyces

wortmannii, o MFI do PEBD/amido permaneceu sem variações estatisticamente

significativas. Ainda na Figura 18 pode-se observar que não ocorreu nenhuma

mudança estatisticamente significativa nos valores de MFI das amostras de PEBD

puro antes e após a inoculação com o fungo Talaromyces wortmannii. De acordo com

os resultados obtidos, pode-se concluir que o PEBD puro não atingiu estágios de

biodegradação que levassem a mudanças significativas do MFI durante o período

estudado.


55

3.6. ANÁLISES MECÂNICAS

A resistência à tração (RT), o módulo de elasticidade (E) e o alongamento

(åmax) foram as propriedades mecânicas observadas em filmes de PEBD puro e de

PEBD/amido inoculadas com o fungo Talaromyces wortmannii.

A partir da curva tensão/deformação (Figura 19) obteve-se os resultados da

resistência à tração e do alongamento nas amostras com o fungo Talaromyces

wortmannii. A tensão de ruptura diminuiu com a incorporação do amido.

Durante o processo, os filmes de PEBD/amido e do PEBD puro, não sofreram

mudanças estatisticamente significativas em suas propriedades mecânicas (Tabelas 11

e 12). Como a alteração na massa foi pequena, não se produz alteração significativa

nas propriedades mecânicas analisadas. Os resultados reportados representam valores

médios obtidos utilizando-se quatro corpos de prova para cada tipo de amostra.

As curvas típicas de resistência à tração, módulo de elasticidade e alongamento

obtidos durante os ensaios mecânicos para as formulações contendo PEBD puro,

PEBD/amido 80%/20% (m/m) durante todo o período, são apresentadas nas Figuras

20, 21, e 22 respectivamente. A incorporação do amido, de uma maneira geral, reduziu

os valores de resistência à tração e alongamento, quando comparados com os valores

obtidos para o PEBD puro. Fisicamente, a incorporação do amido na matriz de PEBD

enfraquece as forças de London entre as camadas de PEBD diminuindo o

alongamento.


56

Figura 19. Gráfico de tensão í¾ deformação para os filmes de PEBD puro e PEBD/amido.

Tabela 11. Resultados dos ensaios mecânicos dos filmes de PEDB puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

Tempo (dias) Espessura

(mm) (E) Módulo a 300% (MPa)

(RT) Resistência à tração na

ruptura (MPa)

(å) Alongamento na Ruptura (%)

0 0,670 ± 0,049 10,35 ± 0,29 22,48 ± 0,99 771 ± 20

7 0,640 ± 0,064 10,96 ± 0,20 22,0 ± 1,1 761 ± 11

14 0,640 ± 0,040 11,06 ± 0,15 22,46 ± 0,66 655,5 ± 31,5

21 0,590 ± 0,014 12,80 ± 0,42 27,25 ± 0,63 722,5 ± 2,1

30 0,650 ± 0,040 10,80 ± 0,10 21,2 ± 1,0 789,0± 3,1

Alongamento (%)

Ten

são

(MPa

)

Alongamento (%)

Ten

são

(MPa

)


57

Tabela 12. Resultados dos ensaios mecânicos dos filmes de PEDB/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

Tempo (dias)

Espessura (mm)

(E) Módulo a 300% (MPa)

(RT) Resistência à tração na

ruptura (MPa)

(å)Alongamento na Ruptura (%)

0 0,688 ± 0,037 8,32 ± 0,3 16,86 ± 0,82 732 ± 11

7 0,630 ± 0,110 8,8 ± 0,1 13,60 ± 2,26 705 ± 21

14 0,730 ± 0,076 9,1 ± 0,1 16,06 ± 2,05 698 ± 7

21 0,540 ± 0,080 9,6 ± 0,5 17,56 ± 1,15 711 ± 10

30 0,676 ± 0,064 8,7 ± 0,1 17,00 ± 0,20 698 ± 26

0 5 10 15 20 25 30

6

8

10

12

14

PEBD/Amido

PEBD

Mó

du

lo a

30

0%

Tempo (dias)

Figura 20. Módulo a 300% e seus desvios padrão dos filmes de PEBD/amido e PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.


58

0 5 1 0 1 5 2 0 2 5 3 0

5

1 0

1 5

2 0

2 5

P E B D

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Figura 21. Resistência à tração na ruptura e seus desvios padrão em função do tempo para os filmes de PEBD/amido e PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.


59

0 5 1 0 1 5 2 0 2 5 3 06 0 0

6 4 0

6 8 0

7 2 0

7 6 0

8 0 0

P E B D

P E B D / A m i d o

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%)

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Figura 22. Alongamento e seus desvios padrão em função do tempo dos filmes de PEBD/amido e PEBD puro inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii.

ORHAN & BUYUKGUNGOR (2000), observaram uma diminuição

do percentual de alongamento em filmes de PEBD/amido onde a degradação

iniciou-se a partir do primeiro mês. No nosso trabalho, as mudanças não

foram observadas devido ao curto período de incubação.

CONCLUSÕES

60

4. CONCLUSÕES

Seguindo o objetivo principal deste trabalho, de avaliar a capacidade

biodegradadora dos fungos Talaromyces wortmannii e Phanerochaete chrysosporium

em filmes de PEBD puro, PEBD/amido 80%/20% (m/m) e do biopolímero por meio

de modificações em propriedades físicas e químicas, pode-se tirar algumas conclusões

sobre os aspectos biodegradativos dos filmes utilizados. Deve-se, antes de tudo,

considerar que os polímeros estudados apresentaram diferenciações entre eles, como

estrutura química e morfologia e que o processo biodegradativo é muito lento e não

conhecido certamente.

A partir de análises de perda de massa foi possível afirmar que o fenômeno da

biodegradação se processou, onde as amostras constituídas de PEBD e a mistura de

PEBD/amido sofreram uma biodegradação estatisticamente significativa após um

período de trinta dias de incubação para o fungo Talaromyces wortmannii e após 7

dias para o fungo Phanerochaete chrysosporium. Por sua vez, as amostras do

biopolímero sofreram biodegradação completa após 14 dias com o fungo Talaromyces

wortmannii e após 7 dias com o fungo Phanerochaete chrysosporium.

A medida do índice de fluidez – MFI permitiu observar que a incorporação do

amido ao PEBD provocou uma certa reticulação na mistura em relação ao filme de

PEBD. Porém, apenas a mistura de PEBD/amido apresentou mudanças

estatisticamente significativas do índice de fluidez, resultado este concordante com a

análise da variação da perda de massa.

Os espectros obtidos nas análises de FTIR mostraram o aparecimento de

grupos carbonila provenientes do processo de biodegradação.

Pelas análises de DSC podemos concluir que o aumento do fluxo de calor após

a inoculação do PEBD/amido com o fungo Talaromyces wortmannii por um período

de 30 dias foi atribuído ao desaparecimento da fase amorfa e conseqüente aumento da

fase cristalina do polímero.

Através dos dados obtidos nos ensaios mecânicos, nota-se que não ocorreu

nenhuma modificação significativa das propriedades mecânicas dos filmes de PEBD

puro e PEBD/amido inoculados com o fungo Talaromyces wortmannii. Assim pode-se

concluir que é necessário um tempo de incubação maior para que os filmes possam

apresentar alterações significativas nas propriedades mecânicas.

CONCLUSÕES

61

O fungo Phanerochaete chrysosporium apresentou nas condições

desenvolvidas nos experimentos deste trabalho uma maior capacidade biodegradadora

para os filmes estudados que o fungo Talaromyces wortmannii.

Por fim, após todas observações terem sido feitas, fica claro notar o caráter

diversificado que o processo biodegradativo possui, quando este é comparado entre

diferentes misturas poliméricas. Estrutura química, estado cristalino e condições

ambientais são fatores essenciais para predição do comportamento do polímero diante

de um processo biodegradativo, e isto foi observado nesta pesquisa

PERSPECTIVAS DE NOVOS TRABALHOS

62

5. PERSPECTIVAS DE NOVOS TRABALHOS

Após as discussões serem feitas, conclusões obtidas, uma série de idéias surge,

a fim de elucidar dúvidas restantes, ou dar continuação ao trabalho proposto, sendo

que com enfoques mais detalhados e aprofundados. Especificamente, a partir deste

trabalho, um grande campo de pesquisa foi aberto, em relação a biodegradação de

polímeros. A seguir, estão enumeradas algumas perspectivas para trabalhos futuros.

1. Realizar um estudo comparativo da biodegradação do PEBD puro,

PEBD/amido e do biopolímero, utilizando uma célula de aterro controlado,

observando o fator de aceleração da biodegradação natural através das

propriedades físico-químicas monitoradas;

2. Desenvolver biopolímero a partir do mel, xarope e mel de amido, visando a

obtenção de um material com melhor consistência estrutural;

3. Realizar teste de biodegradação utilizando amidos modificados e outros

percentuais de mistura polietileno/amido;

4. Aumentar o período de exposição, a fim de verificar as mudanças que não

foram observadas no PEBD puro e no PEBD/amido após 30 dias com o fungo

Talaromyces wortmannii e com o fungo Phanerochaete chrysosporium;

5. Realizar teste de biodegradação utilizando culturas mistas de fungos;

6. Estudos com a biodegradação no laboratório, utilizando outras variáveis,

como medição do pH e produção de CO2, a fim de verificar a resposta dos

polímeros em condições extremas de uso.

7. Realizar análise de microscopia eletrônica de varredura (SEM) para verificar

mudanças na morfologia dos filmes estudados.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

63

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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ANEXO 1

73

7. ANEXO I

Documents

AVALIAÇÃO DA CAPACIDADE BIODEGRADADORA DE FUNGOS EM FILMES ... · FUNGOS EM FILMES POLIMÉRICOS Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado do Departamento de Engenharia Química