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Régis Fernando Spadotim
AVALIAÇÃO ECOTOXICOLÓGICA E IDENTIFICAÇÃO DA
TOXICIDADE NO RIBEIRÃO PIRES, LIMEIRA – SP
Limeira
2015
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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
Faculdade de Tecnologia
Régis Fernando Spadotim
AVALIAÇÃO ECOTOXICOLÓGICA E IDENTIFICAÇÃO DA
TOXICIDADE NO RIBEIRÃO PIRES, LIMEIRA – SP
Dissertação apresentada à Faculdade de Tecnologia da
Universidade Estadual de Campinas como parte dos
requisitos exigidos para a obtenção do título de Mestre em
Tecnologia, na área de Tecnologia e Inovação.
Orientadora: Profa. Dra. Cassiana Maria Reganhan Coneglian
Co-orientadora: Profa. Dra. Gisela de Aragão Umbuzeiro
Este exemplar corresponde à versão final da
dissertação defendida pelo aluno Régis
Fernando Spadotim, e orientado pela Profa.
Dra. Cassiana Maria Reganhan Coneglian
Limeira
2015
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Resumo
O ribeirão Pires é o principal afluente do ribeirão Pinhal, manancial utilizado na captação de águas
para distribuição à população de Limeira, SP. Estudos anteriores realizados na micro bacia do
ribeirão Pinhal apontaram toxicidade aguda apenas nas águas do ribeirão Pires, para o organismo-
teste Ceriodaphnia dubia. Desta forma torna-se importante conhecer as fontes de contaminação,
bem como seus contaminantes para assegurar água de qualidade para o município. No presente
trabalho realizou-se a avaliação ecotoxicológica mediante testes de toxicidade aguda e crônica de
amostras de água superficial coletadas no ribeirão Pires, e identificação da toxidade utilizando o
estudo de Avaliação e Identificação da Toxicidade (AIT). O princípio desse método baseia-se no
fracionamento das amostras por meio de uma série de processos físicos e químicos, objetivando
eliminar ou separar grupos de compostos para verificação de seu potencial tóxico. Para realização
do AIT utilizou-se os organismos-testes Ceriodaphnia dubia e Daphnia similis, mediante testes de
toxicidade aguda, após a manipulação das amostras verificou-se a redução significativa da
toxicidade com tratamento em coluna C18 em pH 9 e quelação com EDTA. Estes tratamentos de
AIT (Fase I) apontaram respectivamente, compostos orgânicos não polares, além de metais
catiônicos como responsáveis pela toxicidade aguda. Manipulações da Fase II utilizando
espectrofotometria ICP-MS permitiram identificar o zinco em concentrações entre 270-1330 µg L-
1. A caracterização e confirmação de compostos orgânicos nem sempre é necessária, visto que em
alguns casos somente a classe dos compostos tóxicos pode fornecer informações suficientes para
determinar o tratamento apropriado ou opções de controle da fonte da toxicidade. De acordo com
os resultados obtidos nas análises, pode-se concluir que o zinco foi o principal agente responsável
pela toxicidade das amostras coletadas no ribeirão Pires, para os organismos testados e a provável
ocorrência de outros contaminantes.
Palavras-chave: AIT; Toxicologia ambiental; ribeirão Pires; Ceriodaphnia dubia e Daphnia
similis.
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Abstract
The stream Pires is the main tributary of the stream Pinhal, source used in water catchment for
distribution to the population of Limeira, SP. Previous studies in micro basin stream Pinhal pointed
acute toxicity only in stream Pires of water to the organism Ceriodaphnia dubia. Thus it is
important to know the sources of contamination and its contaminants to ensure quality water for
the city. In the present work to review ecotoxicological by acute and chronic toxicity tests of surface
water samples collected in the stream Pires and identification of toxicity study using the Toxicity
Identification and Evaluation (TIE). The principle of this method is based on the fractionation of
the samples through a series of physical and chemical processes in order to eliminate or separate
groups of compounds to check their toxic potential. To perform the TIE was used the organism
Ceriodaphnia dubia and Daphnia similis by acute toxicity tests after handling the samples there
was a significant reduction in toxicity with treatment C18 column at pH 9 and chelation with
EDTA. These treatments TIE (Phase I) indicated respectively nonpolar organic compounds, and
cationic metal responsible for acute toxicity. Manipulations of Phase II using spectrometry ICP-
MS permitted the identification zinc at concentrations of 270-1330 μg L-1. The characterization
and confirmation of organic compounds is not always necessary because in some cases only the
class of toxic compounds can provide sufficient information to determine the appropriate treatment
or control options of the toxicity source. According to the analysis results, it can be concluded that
zinc is the primary agent responsible for the toxicity of the samples collected in stream Pires for
the tested organisms and the likely occurrence of other contaminants.
Keywords: TIE; Environmental toxicology; stream Pires; Ceriodaphnia dubia and Daphnia
similis.
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SUMÁRIO
1 Introdução ................................................................................................................................. 01
2 Objetivos .................................................................................................................................... 03
3 Revisão de literatura ................................................................................................................ 05
3.1 Ribeirão Pires ....................................................................................................................... 05
3.2 Contaminação da Água ........................................................................................................ 07
3.3 Ensaios Ecotoxicológicos .................................................................................................... 08
3.3.1 Testes de toxicidade aguda............................................................................................ 11
3.3.2 Testes de toxicidade crônica ......................................................................................... 12
3.4 Avaliação e identificação da Toxicidade ............................................................................. 12
3.4.1 Avaliação e identificação da Toxicidade – Fase I ......................................................... 13
3.4.2 Avaliação e identificação da Toxicidade – Fase II ....................................................... 16
3.4.3 Avaliação e identificação da Toxicidade – Fase III ...................................................... 17
3.4.4 Estudos relacionados a AIT .......................................................................................... 18
4 Material e métodos ................................................................................................................... 21
4.1 Material ................................................................................................................................ 21
4.1.1 Local de coleta .............................................................................................................. 21
4.1.2 Caracterização da área de estudo .................................................................................. 22
4.1.3 Equipamentos, reagentes e vidrarias ............................................................................. 24
4.2 Métodos ................................................................................................................................ 24
4.2.1 Métodos de coleta e preservação das amostras ............................................................. 24
4.2.2 Métodos para análises físico-químicas.......................................................................... 24
4.2.3. Métodos dos testes ecotoxicológicos ........................................................................... 24
4.2.4 Avaliação e Identificação da Toxicidade – AIT (Fase I) ............................................. 26
4.2.5 Avaliação e Identificação da Toxicidade – AIT (Fase II) ............................................ 35
4.2.6 Avaliação e Identificação da Toxicidade – AIT (Fase III) .......................................... 35
5 Resultados e discussões ............................................................................................................ 37
5.1 Testes de Sensibilidade ........................................................................................................ 37
5.2 Avaliação dos parâmetros físico-químicos .......................................................................... 39
5.3 Testes de Toxicidade ............................................................................................................ 41
xii
5.3.1 Testes de Toxicidade aguda .......................................................................................... 41
5.3.2 Testes de Toxicidade crônica ........................................................................................ 43
5.4 Avaliação e Identificação da Toxicidade (Fase I) ............................................................... 44
5.4.1 Recuperação da toxicidade da coluna C18 em pH 9 (Fase I) ...................................... 47
5.5 Avaliação e Identificação da Toxicidade (Fase II) ............................................................. 49
5.6 Avaliação e Identificação da Toxicidade (Fase III) ............................................................ 52
Conclusões .................................................................................................................................... 55
Referências bibliográficas ........................................................................................................... 57
Apêndices ...................................................................................................................................... 69
Anexos ........................................................................................................................................... 81
xiii
Agradecimentos
Agradeço, primeiramente a Deus, que tem sido minha fortaleza.
A Orientadora Cassiana Maria Reganhan Coneglian pela amizade e apoio que me ajudou muito a
atingir mais esse objetivo acadêmico.
A Co-orientadora Gisela de Aragão Umbuzeiro pelo apoio.
Ao amigo e técnico do laboratório de microbiologia, Gilberto de Almeida.
Aos amigos do laboratório Laboratório de Ecotoxicologia e Microbiologia Ambiental Profº Dr.
Abílio Lopes – LEAL que me apoiaram.
Ao técnico do laboratório Físico-químico, Geraldo Dragoni Sobrinho.
Aos membros da banca, Regina Teresa Rosim Monteiro e Clarice Maria Rispoli Botta.
Agradeço à Capes pela bolsa concedida.
xiv
xv
Ele fortalece ao cansado e dá grande vigor ao que está sem forças.
Até os jovens se cansam e ficam exaustos, e os moços tropeçam e caem;
mas aqueles que esperam no Senhor renovam as suas forças. Voam bem alto como águias;
correm e não ficam exaustos, andam e não se cansam.
“Isaías 40:29-31”
xvi
xvii
Lista de Ilustrações
FIGURA 1 - Mapa das bacias hidrográficas de Limeira – SP, com destaque para o ribeirão
Pires ..................................................................................................................................... 05
FIGURA 2 - Microcrustáceos (a) Daphnia similis e (b) Ceriodaphnia dubia, organismos-
teste utilizados nos ensaios de toxicidade ........................................................................... 11
FIGURA 3 - Etapas para caracterização de substâncias tóxicas na Fase I - AIT ............... 13
FIGURA 4 - Resultados de toxicidade encontrados em AIT, em diversas matrizes através de
(n) artigos pesquisados nos EUA e Europa ......................................................................... 20
FIGURA 5 - Fotografia aérea das estações de coleta de agua no ribeirão Pires ................ 22
FIGURA 6 - Fotografias dos pontos de amostragem no ribeirão Pires .............................. 22
FIGURA 7 - Mapeamento do entorno do ribeirão Pires baseado em possiveis fontes de
contaminação das águas....................................................................................................... 23
FIGURA 8 - (a) Fotografia da manipulação de graduação de pH, (b) Ilustração dos
procedimentos aplicados...................................................................................................... 27
FIGURA 9 - (a) Fotografia da manipulação de aeração com ajuste de pH, (b) Ilustração dos
procedimentos aplicados...................................................................................................... 28
FIGURA 10 - (a) Fotografia da manipulação de filtração com ajuste de pH, (b) Ilustração
dos procedimentos aplicados ............................................................................................... 29
FIGURA 11 - (a) Fotografia da manipulação de filtração com ajuste de pH, (b) Ilustração
dos procedimentos aplicados ............................................................................................... 31
FIGURA 12 - (a) Fotografia da manipulação de adição de EDTA e tiossulfato de sódio, (b)
Ilustração dos procedimentos aplicados para a adição de EDTA, (c) Ilustração dos
procedimentos aplicados para a adição de Tiossulfato de sódio ......................................... 34
FIGURA 13 - Procedimento adotado em Fase II para as amostras do ribeirão Pires, baseado
nos resultados de Fase I ....................................................................................................... 35
FIGURA 14 - Procedimento adotado em Fase III para as amostras do ribeirão Pires, baseado
nos resultados de Fase II ...................................................................................................... 35
FIGURA 15 - Carta controle provisória referente à sensibilidade do organismo-teste
Ceriodaphnia dubia ao cloreto de sódio (NaCl), em 7 dias de exposição .......................... 37
FIGURA 16 - Carta controle provisória referente à sensibilidade do organismo-teste
Daphnia similis ao cloreto de sódio (NaCl), em 48 horas de exposição ............................. 38
xviii
FIGURA 17 - Resultados dos testes de toxicidade aguda (48 horas) realizados com as
amostras de agua superficiais do ribeirão Pires ................................................................... 43
FIGURA 18 - Média de neonatas de Ceriodaphnia dubia por fêmea adulta nos ensaios de
toxicidade crônica (7 dias), realizados com as amostras de água superficial do ribeirão Pires
............................................................................................................................................. 44
FIGURA 19 - Resultados de toxicidade aguda mediante o organismo-teste Daphnia similis
obtidos na Fase I de AIT, realizados com amostras de água superficial do ribeirão Pires (E2)
............................................................................................................................................. 45
FIGURA 20 - Resultados de toxicidade aguda mediante o organismo-teste Ceriodaphnia
dubia obtidos na Fase I de AIT, realizados com amostras de água superficial do ribeirão Pires
(E2) ..................................................................................................................................... 46
FIGURA 21 - Resultados do ensaio de recuperação da toxicidade da coluna C18 em pH 9,
referente a coleta do mês de Julho de 2014 ......................................................................... 48
FIGURA 22 - Redução da toxicidade de metais para o organismos-teste Ceriodaphnia dubia
quando tratados com Tiossulfato de Sódio e EDTA, com destaque aos resultados obtidos na
Fase I ................................................................................................................................... 50
FIGURA 23 - Fórmula estrutural do Zinco complexado pelo EDTA ................................ 51
FIGURA 24 - Resultados de correlação de toxicidade relativa do zinco presente na amostra
............................................................................................................................................. 53
xix
Lista de Tabelas
TABELA 1 - Manipulações da Fase I e seus respectivos agentes alvo .............................. 16
TABELA 2 - Resumo de trabalhos de AIT realizados no Brasil ........................................ 19
TABELA 3 - Resumo dos requisitos para os ensaios de toxicidade crônica, mediante o
organismo-teste Ceriodaphnia dubia .................................................................................. 25
TABELA 4 - Resumo dos requisitos para os ensaios de toxicidade aguda, mediante os
organismos-testes Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia .................................................. 26
TABELA 5 – Resultados de testes de sensibilidade (Toxicidade aguda) ao EDTA e
Tiossulfato de Sódio em agosto de 2013 ............................................................................. 39
TABELA 6 – Resultados dos parâmetros físico-químicos das amostras de água superficiais
do ribeirão Pires coletadas de setembro de 2013 a julho de 2014 ....................................... 40
TABELA 7 – Resultados dos testes de toxicidade aguda (48 horas) realizados com as
amostras de agua superficiais do ribeirão Pires ................................................................... 42
TABELA 8 – Análises dos elementos químicos realizadas por empresa terceirizada com as
amostras de água superficial do ribeirão Pires .................................................................... 49
xx
1
1 Introdução
A degradação dos recursos hídricos nunca foi tão evidente, é notável o uso abusivo e
irresponsável do mesmo, se medidas extremas não forem tomadas esse recurso que já é escasso,
pode em curto prazo se tornar um dos maiores problemas a ser enfrentado pela humanidade.
Os ambientes aquáticos são extremamente complexos, devido a diversos fatores físicos,
químicos e biológicos que se interagem, podendo tornar esse ambiente mais vulnerável a
substâncias tóxicas. Por outro lado os contaminantes possuem características que variam em
relação a sua capacidade de dispersão de pluma, adsorção na matéria orgânica, solubilidade,
biotransformação, etc. Além disso, dependendo da sua toxicidade e persistência no ambiente
aquático, essas substâncias podem interferir em processos básicos dos ecossistemas, como a
disponibilidade de oxigênio dissolvido, a ciclagem de nutrientes, alterações em níveis tróficos, bem
como redução de sua biodiversidade, além de outros efeitos adversos, como a dificuldade de
tratamento com qualidade da água para o abastecimento público.
Portanto, avaliar o potencial tóxico dos contaminantes lançados nos corpos d’água
mediante testes de toxicidade se faz importante e identificar o composto ou grupo de compostos
responsáveis pela toxicidade se faz necessário para tomada de medidas de controle, para tanto foi
desenvolvido o método conhecido como Avaliação e Identificação da Toxicidade (AIT). Este
método compreende três fases distintas: identificação, caracterização e confirmação da toxidade;
Nessas etapas as análises químicas e os testes de toxicidade se complementam, possibilitando a
implantação de medidas mitigadoras e efetiva redução da toxidade.
Apesar da importância do AIT, no Brasil é pouco utilizado, sendo poucas as publicações
utilizando essa metodologia, com isso pouco se conhece sobre a presença de contaminantes
específicos, em ambientes aquáticos no cenário brasileiro, seu potencial tóxico voltado para a
preservação da vida aquática, bem como a eficiência de sua remoção nas estações de tratamento de
água, destinadas ao consumo humano.
Sendo o ribeirão Pires o principal afluente do ribeirão Pinhal, que é utilizado como fonte
de abastecimento para a população de Limeira – SP, a proposta deste trabalho foi avaliar e
identificar a toxicidade no ribeirão Pires por meio de testes de toxicidade aguda e crônica,
empregando a metodologia de Avaliação e Identificação da Toxicidade (AIT).
2
3
2 Objetivos
2.1 Objetivo Geral
Realizar a avaliação e identificação da toxicidade de amostras de águas do ribeirão Pires,
na micro bacia do ribeirão Pinhal, utilizando a metodologia de Avaliação e Identificação da
Toxicidade (AIT) – Fase I e II.
2.2 Objetivos Específicos
Avaliar a toxicidade de amostras de água superficial em três pontos do ribeirão Pires
utilizando testes de toxicidade aguda e crônica, mediante os organismos-testes
Ceriodaphnia dubia e Daphnia similis;
Caracterizar as amostras de água superficial em relação às variáveis físico-químicas (pH,
oxigênio dissolvido e condutividade);
Identificar os compostos ou classes de compostos responsáveis pela toxicidade aguda das amostras de água superficial do ribeirão Pires.
4
5
3 Revisão de Literatura
3.1 Ribeirão Pires
A cidade de Limeira - SP, tem aproximadamente 294 mil habitantes (IBGE, 2014) e o
município de Limeira localiza-se na bacia hidrográfica do rio Piracicaba, cuja área total é de 12.400
km2, dos quais 11.020 km2 estão no estado de São Paulo e o restante em Minas Gerais (MANSOR,
2005).
O município abrange duas micro bacias, sendo: micro bacia do ribeirão Pinhal (uma das
fontes de captação de água) que acolhe as águas dos ribeirões Tabajara e Pires e a do Tatu que
acolhe as águas do ribeirão Barroca Funda e ribeirão Duas Barras. A micro bacia do ribeirão Pinhal
desemboca no rio Jaguari, enquanto as micro bacias dos ribeirões Tatu, Graminha e Águas da Serra
desembocam no rio Piracicaba (Figura 1).
FIGURA 1 - Mapa das bacias hidrográficas de Limeira – SP, com destaque para o ribeirão Pires
Fonte: Adaptado de LIMEIRA (2013).
6 Capítulo 3. Revisão de Literatura
A Sub-bacia do ribeirão dos Pires pertencente à Unidade de Gerenciamento de Recursos
Hídricos Integrada nº 5 - Piracicaba, Capivari, Jundiaí (UGRHI n º 5 - PCJ) e enquadra-se nas
classes II e III do Conama 357/2005, encontra-se localizada na área de abrangência das bacias do
ribeirão Pinhal, afluente direto do rio Jaguari (LIMEIRA, 2008).
O rio Jaguari por sua vez constitui-se importante tributário do rio Piracicaba, localizado
no centro-leste do Estado de São Paulo (MANSOR, 2005).
A sub-bacia do ribeirão dos Pires está totalmente inserida no município de Limeira e
localiza-se na porção leste, limítrofe à área urbana. O ribeirão dos Pires abrange uma porção dentro
do perímetro urbano de Limeira, onde localiza-se sua nascente nas proximidades do bairro Egisto
Ragazzo, as margens da rodovia Anhanguera, passando posteriormente pelo bairro Nova Limeira
e por fim sua maior parte encontra-se além do perímetro urbano, percorrendo o bairro dos Pires,
área rural do município (MANSOR, 2005).
O uso e ocupação das terras ao redor do ribeirão Pires próximos a nascente são
tipicamente industriais, já a jusante predomina atividades agrícolas, caracterizados
respectivamente por citrus, pastagens e outras culturas em pequena escala como cana-de-açúcar,
restando pouca mata ciliar (BRANDÃO, 2001).
O ribeirão Pires é o principal afluente do ribeirão do Pinhal e possui aproximadamente 18
km de extensão, já a área total da sua sub-bacia é de aproximadamente 49 km² (MANSOR, 2005).
A captação de água da cidade de Limeira é realizada junto à foz do ribeirão Pinhal com o
rio Jaguari, podendo o recurso ser captado tanto de um, como de outro manancial. A bacia do
ribeirão Pinhal é importante e essencial para o abastecimento de água do município de Limeira –
SP, sendo o principal curso d´água da área rural a leste do município (LIMEIRA, 2008).
O ribeirão Tabajara está localizado em uma região de grande ocupação de chácaras de
recreio, sendo esta uma preocupação para garantia de preservação deste manancial que apesar de
ser o menor dos mananciais também compõe a bacia do ribeirão Pinhal (MANSOR, 2005).
O ribeirão Tabajara possui água de melhor qualidade na bacia do Pinhal, suas nascentes
estão localizadas nas divisas com os municípios de Limeira, Araras e Cordeirópolis, afastadas de
aglomerados urbanos, livres de lançamentos de esgotos domésticos e com poucas habitações na
área agrícola ocupada com cana de açúcar e pomares cítricos (BRANDÃO, 2001).
Estudos anteriores realizados na bacia do ribeirão Pinhal apontam as águas do ribeirão
Pires como sendo a mais tóxica para o organismo-teste Ceriodaphnia dubia. Foram realizados
7 Capítulo 3. Revisão de Literatura
ensaios com amostras de água superficial do ribeirão Pires, Pinhal e Tabajara entre o período de
2008 à 2009 e 2011 à 2012 e as amostras do ribeirão Pires coletadas próximo a Igreja Luterana no
Bairro dos Pires, apresentaram toxicidade aguda para o organismo em questão em todos os ensaios
(CRUZ e REGANHAN-CONEGLIAN, 2012; RUIZ et al., 2008).
3.2 Contaminação da Água
À medida que a humanidade aumenta seu potencial tecnológico de intervir na natureza,
para satisfazer suas necessidades e desejos crescentes, surgem os conflitos de interesse quanto ao
uso do espaço, dos recursos hídricos e da disposição dos resíduos no ambiente (ZAGATTO e
BERTOLETTI, 2008).
As principais fontes de contaminação dos recursos hídricos são os defensivos agrícolas
que escoam com a chuva, sendo arrastados para os rios e lagos, lançamentos de esgotos sem
tratamento, aterros sanitários que afetam os lençóis freáticos e as indústrias que utilizam os rios
como corpos receptores de seus efluentes (YU, 2005).
A qualidade final nos corpos d’água reflete as atividades que são desenvolvidas em toda
a bacia e cada um dos usos do seu espaço físico produz efeito específico e característico, ou seja,
as características dos compostos determinam a sua capacidade de percolação no solo, solubilidade,
bioacumulação, adsorção na matéria orgânica, etc (PLAA, 1982).
Nas últimas décadas, para atender o crescimento populacional, aumentou-se a produção
agrícola para atender o mercado interno e externo. Este aumento agrícola contribuiu de forma
efetiva para a contaminação das águas superficial e subterrânea, essa contaminação pode ocorrer
através do despejo de nutrientes, como os fertilizantes a base de fósforo e nitrogênio, detritos de
animais, que através da chuva são carreados para os recursos hídricos, e que em excesso podem
levar ao processo de eutrofização (MACÊDO, 2002).
De acordo com o Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Renováveis
(IBAMA) o Brasil é o maior consumidor de agrotóxicos do mundo, devido ao amplo uso em áreas
agrícolas e urbanas. Estes apresentam diferentes graus de toxicidade, tanto para os seres humanos
como para a biota e dependendo das características dos mesmos, como solubilidade em água,
persistência e mobilidade no solo, podem alcançar o lençol freático por lixiviação ou os rios
diretamente por escoamento superficial. As principais culturas da produção agrícola nacional em
8 Capítulo 3. Revisão de Literatura
2008 foram: cana-de-açúcar, soja, milho, mandioca, laranja e arroz, onde cada cultura emprega
diferentes ingredientes ativos, sendo assim a ocorrência de um praguicida no ambiente é decorrente
da atividade agrícola existente em determinada região (IBAMA, 2010).
Armas et al. (2007) detectaram resíduos de atrazina, ametrina, simazina, hexazinona,
clomazona e glifosato nas águas superficiais do rio Corumbataí, afluente do rio Piracicaba - SP, no
período entre 2004 e 2005. As concentrações de ametrina e atrazina excederam em alguns períodos
os valores máximos permitidos, descritos nas Portaria MS 2.914/2011 (BRASIL, 2011) e na
Resolução CONAMA 396/2008 (BRASIL, 2008).
As atividades industrias também contribuem drasticamente, impactando os ambientes
aquáticos, devido ao lançamento de efluentes líquidos nos corpos receptores. Esses efluentes além
de tóxicos, são de difícil caracterização, podendo variar de acordo com a atividade industrial,
qualidade de matéria-prima e ciclo produtivo. Assim, os efluentes gerados são formados por
misturas complexas de substâncias químicas, muitas delas tóxicas aos organismos aquáticos e
também aos seres humanos (ZAGATTO e BERTOLETTI, 2008).
Através de estudos realizados com amostras de água superficial e sedimento do ribeirão
Graminha e ribeirão Águas da Serra no município de Limeira-SP, verificou-se a presença de metais
como ferro, cromo, níquel, cobre, zinco e paládio. As concentrações de cromo, níquel e zinco em
algumas amostras de sedimento atingiram valores superiores ao Valor de Referência de Qualidade
(VRQ) estabelecido como valor orientado pela Companhia Ambiental do Estado de São Paulo
(CETESB, 2001). Estes resultados podem indicar a interferência da indústria de produção de jóias,
uma vez que esses metais são amplamente utilizados no setor citado (FAZZA, 2007).
Segundo a legislação brasileira CONAMA 357/2005, a qualidade da água em seus
parâmetros físicos, químicos, microbiológicos e ecotoxicológicos deve ser monitorada, de modo a
assegurar seus usos múltiplos que inclui a proteção das comunidades aquáticas (BRASIL, 2005).
3.3 Ensaios Ecotoxicológicos
A ecotoxicologia foi reconhecida mundialmente a partir dos anos 60. O Dr. Rene Truhaut,
membro da Academia de Ciências da França criou o termo “Ecotoxicologia” em 1969 e o definiu
como “o estudo dos efeitos adversos de substâncias químicas com o objetivo de proteger espécies
naturais e populações” (TRUHAUT, 1977).
9 Capítulo 3. Revisão de Literatura
Atualmente a ecotoxicologia é reconhecida como a ciência que estuda os efeitos tóxicos
de agentes químicos e físicos, sejam eles naturais ou sintéticos nos organismos vivos, populações
e comunidades, animais ou vegetais, terrestres ou aquáticos, que constituem a biosfera; esses
estudos incluem as vias de entrada e transporte dos agentes tóxicos, bem como a sua interação e
respostas sobre a biota (PLAA, 1982; BERTOLETTI, 1990; YU, 2005). É uma ciência
multidisciplinar que engloba várias áreas de conhecimento, tais como biologia, ecologia, química
(orgânica, analítica e bioquímica), anatomia, genética, fisiologia, epidemiologia, estatística entre
outras (YU, 2005).
Os estudos ecotoxicológicos possibilitam uma visão mais ampla dos efeitos tóxicos não
apenas de uma substância isolada, mas também da interação e magnitude de vários agentes
presentes em determinado ambiente. Assim, a avaliação ecotoxicológica de determinado ambiente
passa pelo conhecimento das fontes de emissão dos poluentes, bem como de suas transformações,
difusões e destinos no ambiente (ZAGATTO e BERTOLETTI, 2008).
Os testes de toxicidade são ensaios laboratoriais realizados em condições experimentais
específicas e controladas, utilizados para estimar a toxidade de substâncias, efluentes e amostras
ambientais. Consiste em expor os organismos-teste a diferentes concentrações de uma ou mais
substâncias durante determinado período de tempo de exposição, analisando os efeitos adversos
observados (COSTA et al., 2008). Mediante estes ensaios é possível, por exemplo, estabelecer
limites permissíveis para diversas substâncias químicas através de critérios de derivação. Ou seja
valores máximos toleráveis que garantem os usos pretendidos da água definidos para condições
genéricas de exposição, no caso de organismos aquáticos os dados podem ser usados para definir
critérios para proteção da vida aquática (MOURA, 2009).
Sendo assim, estes testes deveriam ser utilizados como rotina nos órgãos ambientais no
âmbito do licenciamento e da fiscalização de atividades potencialmente tóxicas, bem como no
monitoramento da qualidade das águas, sendo mais aplicado em ações preventivas por meio de
bioensaios que utilizam organismos de diversos hábitos e níveis tróficos (MOURA, 2009).
Várias espécies de organismos vêm sendo empregadas em ensaios de ecotoxicidade,
gerando subsídios importantes para melhor compreensão dos efeitos agudos e crônicos de
substâncias em diversas matrizes ambientais (BARBOSA, 2010).
São exemplos de organismos-teste bactérias (i.e. Vibrio fisheri), algas
(Pseudokirchneriella subcaptata), moluscos (Perna perna) crustáceos (Daphnia sp., Ceriodaphnia
10 Capítulo 3. Revisão de Literatura
sp., Hyallela azteca, entre outros), insetos (Chironomus sp., Hexagenia sp.), peixes (Danio rerio,
Pimephales promelas), organismos terrestres (Eisenia, sp., Folsomia sp.), além de muitas outras
espécies de diferentes hábitos e nichos ecológicos (KEDDY et al, 1995).
A utilização de cladóceros como organismo-teste em ensaios de toxicidade tem como
principais vantagens: ciclo de vida relativamente curto, o que permite avaliar respostas crônicas;
possibilidade para cultivo em laboratório; reprodução em condições normais por partenogênese,
com descendentes geneticamente idênticos, o que assegura certa uniformidade de respostas nos
ensaios; sensibilidade para a maioria das substâncias potencialmente tóxicas, além disso, são
adequados para testes estáticos, semi-estáticos ou de fluxo contínuo (BORRELY, 2001; RAND e
PETROCELLI, 1985).
Os microcrustáceos Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia (Figura 2) são da ordem
Cladocera, família Daphniidae, atingem comprimento aproximado de 3 mm e 0,8 mm,
respectivamente, em geral desempenham papel importante na cadeia alimentar, pois são
consumidores primários, alimentam-se de algas e servem de alimento para os consumidores
secundários, como peixes e outros vertebrados. Assim sendo, mudanças no comportamento destes
organismos podem interferir nos outros níveis tróficos do ecossistema aquático (ALLAN, 1976;
CETESB, 1999)
Como em todo cladócera, o ciclo de vida da Daphnia similis e da Ceriodaphnia dubia
consiste em fases alternadas de partenogênese. Neste tipo de reprodução, a população é composta
apenas por fêmeas. O desenvolvimento direto, ou seja, aquele em que os indivíduos jovens são
semelhantes aos adultos, ocorre em uma câmara incubadora dorsal. Quando o jovem deixa a
câmara, a fêmea sofre ecdise, ou troca de carapaça, e uma nova desova é liberada na nova câmara
incubadora (RUPPERT et al., 2005).
Em condições desfavoráveis esses microcrustáceos adotam estratégias de sobrevivência,
por isso no ambiente da cultura, tais como variações fora dos limites na temperatura e no
fotoperíodo, excesso ou falta de alimento e superpopulação, interferem na reprodução desses
microcrustáceos, favorecendo o aparecimento de machos e conseqüentemente de efípios
(espessamento de coloração escura contendo ovos de resistência), resultantes da reprodução
sexuada. Quando mais de um efípio surgir em um lote do cultivo, os organismos jovens produzidos
neste lote não devem ser utilizados no ensaio e o procedimento do cultivo deve ser reavaliado
imediatamente (ABNT, 2009).
11 Capítulo 3. Revisão de Literatura
FIGURA 2 - Microcrustáceos (a) Daphnia similis e (b) Ceriodaphnia dubia, organismos-teste utilizados
nos ensaios de toxicidade
(a) (b) Fonte: Sakata (2013).
3.3.1 Testes de toxicidade aguda
O teste de toxicidade aguda é utilizado com o objetivo de estabelecer a concentração de
determinando contaminante que produz efeitos danosos a um organismo, por meio de curto tempo
de exposição, geralmente em intervalo de 0 a 96 horas, resultando em danos biológicos severos ou
a morte destes. Geralmente, o efeito observado é a letalidade ou outra manifestação que a antecede,
como o estado de imobilidade em invertebrados (PANKRATZ, 2001; MAGALHÃES e FERRÃO
FILHO, 2008).
Os resultados dos testes de efeito agudo são expressos em Concentração Efetiva (CE) e/ou
Concentração Letal (CL), onde a CE e/ou CL50, são respectivamente a concentração efetiva média
ou concentração letal média, isto é, a concentração da substância em análise que causa efeito agudo
em 50% dos organismos testados (ABNT, 2009).
De forma geral, os testes agudos não apresentam custos elevados, são confiáveis e simples
de serem desenvolvidos, possuem resposta relativamente rápida, porém existem algumas
12 Capítulo 3. Revisão de Literatura
limitações, tais como: não avaliam a maneira como a mortalidade aumenta após a exposição, uma
vez que esses testes são de curta duração (MAGALHÃES e FERRÃO FILHO, 2008).
3.3.2 Testes de toxicidade crônica
Os testes de toxicidade crônica são ferramentas indispensáveis na ecotoxicologia, pois no
ambiente aquático, em geral, os organismos estão expostos a níveis subletais dos poluentes que,
embora não apresentem efeito adverso agudo, podem causar distúrbios fisiológicos e/ou
comportamentais em longo prazo. É interpretado pela resposta a um estímulo da substância em
análise que continua por longo tempo, geralmente por períodos que podem abranger parte ou todo
o ciclo de vida do organismo-teste (ZAGATTO e BERTOLETTI, 2008).
Os resultados obtidos nos testes de toxicidade crônica geralmente são expressos como
Concentração de Efeito Não Observado (CENO), ou seja, a maior concentração testada que não
causa efeito adverso aos organismos-teste; e tambem como Concentração de Efeito Observado
(CEO), ou seja é a menor concentração que causa efeito estatisticamente significativo nos
organismos-teste; Concentração de Inibição 25% (CI25) (ABNT, 2010).
Em ambientes aquáticos os efeitos adversos crônicos são mais frequentes devido à
concentração ser influenciada pela diluição (toxicidade crônica na maioria dos casos), e demais
interações relacionadas diretamente a biodisponibilidade dos contaminantes presentes. Dessa
forma, os organismos são expostos às baixas concentrações de determinados poluentes durante
longos períodos de tempo, ocasionando efeitos crônicos a níveis subletais e até mesmo letais
durante seu ciclo de vida (MAGALHÃES e FERRÃO FILHO, 2008).
3.4 Avaliação e Identificação da Toxicidade
Apesar dos testes de toxicidade serem ferramentas importantes para identificar os
impactos de substâncias tóxicas no ambiente, eles não fornecem indicações diretas da causa ou
origem específica da toxicidade (MELO et al., 2013; HONGXIA et al., 2004; MAGALHÃES e
FERRÃO FILHO, 2008). Portanto, conhecer a causa da toxicidade é fundamental para o seu
eficiente controle. Por isso a USEPA em 1991 desenvolveu um método para auxiliar na
13 Capítulo 3. Revisão de Literatura
identificação de substâncias tóxicas em efluentes, esse método é conhecido como Avaliação e
Identificação da Toxicidade (AIT).
Os estudos de AIT têm sido desenvolvidos como parte integrante dos protocolos de
Avaliação e Redução da Toxicidade (ART), que apresentam como objetivo a redução da toxicidade
de efluentes ou sua manutenção em níveis aceitáveis (USEPA, 1989b). O protocolo de ART
apresenta outros componentes, como de Investigação das Fontes (IF) e Avaliação da Tratabilidade
da Toxicidade (ATT), que além de identificar a substância causadora da toxicidade, também avalia
medidas mitigadoras (BLAISE e FÉRARD, 2005; MELO, 2012).
O método de AIT compreende 3 fases distintas, sendo de caracterização (USEPA; 1991,
1992b), identificação (USEPA, 1993a) e confirmação da toxicidade (USEPA, 1993b). O princípio
do método de AIT baseia-se no fracionamento das amostras por meio de uma série de processos
físicos e químicos, objetivando eliminar ou separar grupos de compostos para verificação de seu
potencial tóxico (MELO et al., 2013).
3.4.1 Avaliação e identificação da Toxicidade – Fase I
As séries de manipulações da fase I tem como objetivo caracterizar a natureza físico-
química das substâncias tóxicas presentes na amostra, identificando classes destas substâncias, ou
seja, a amostra é dividida em diversas alíquotas que são submetidas a variadas manipulações físicas
e/ou químicas de modo a remover, alterar ou tornar biologicamente não disponível determinado
grupo de agentes tóxicos (USEPA; 1991,1992b).
A Figura 3 apresenta em forma de fluxograma as manipulações realizadas nessa etapa,
são elas: ajustes e graduação de pH, adição de EDTA, adição de tiossulfato de sódio, extração em
fase sólida (SPE) com C18, filtração e aeração (USEPA; 1991,1992b).
14 Capítulo 3. Revisão de Literatura
FIGURA 3 - Etapas para caracterização de substâncias tóxicas na Fase I - AIT (Adaptado de USEPA,
1992b)
pH 3pH inicial
pH 9
Teste de toxicidade
inicialAmostra
Teste de toxicidade
Adição de tiossulfato de sódio
Adição de EDTA
pH 3pH inicial
pH 11
Aeração Filtração
Graduação de pH (6 e 9)
Ajuste para pH inicial
Extração em fase sólida
Na graduação de pH a amostra é ajustada em uma faixa fisiologicamente tolerável pelo
organismo-teste (pH 6,0 e 9,0). Geralmente, a forma não-ionizada de algumas substâncias
apresenta maior toxidade do que formas ionizadas, como no caso da amônia (NH3) que se forma
em pH elevado e apresenta toxicidade mais elevada em relação a sua forma ionizada (NH4+), o
equilíbrio iônico de sulfetos, cianetos e alguns compostos orgânicos como certos pesticidas
também tem sua toxicidade e propriedades físico‐químicas afetadas pela graduação de pH
(ERICKSON, 1985; USEPA; 1991, 1992b).
No ajuste de pH os compostos catiônicos e aniônicos têm sua toxicidade alterada em
função de sua biodisponibilidade. Pelo fato de espécies ionizadas e não-ionizadas apresentarem
propriedades influenciadas pelo pH, por isso são realizados ajustes de pH antes de outras
manipulações na amostra, como filtração, aeração e extração em fase sólida, visto que a
combinação desses tratamentos poderá detectar alterações na solubilidade, volatilidade, especiação
e estabilidade das substâncias (ERICKSON, 1985; MELO, 2012; USEPA, 1991).
A filtração da amostra pode separar compostos tóxicos associados com sólidos suspensos
ou material particulado em diferentes valores de pH. No caso de suspeita de metais pode-se usar
15 Capítulo 3. Revisão de Literatura
filtros de acetato de celulose. Caso exista a redução da toxidade e seja necessário a confirmação da
toxidade, pode-se realizar um ensaio de recuperação da toxicidade, onde o filtro pode ser
ultrassonificado utilizando-se água de cultivo (USEPA, 1991).
Na etapa de aeração substâncias oxidáveis, voláteis ou subláteis podem ser identificadas
caso esta manipulação reduza a toxicidade. Sendo assim torna-se necessário a realização de testes
complementares para diferenciação dos compostos, posteriormente pode-se aerar a amostra com
nitrogênio; se ocorrer a redução da toxidade os compostos são voláteis, caso a aeração com
nitrogênio não diminua a toxicidade os compostos presentes são oxidáveis; para detectar se os
compostos tóxicos são subláteis é necessário lavar a parede do recipiente onde a aeração foi
realizada e utiliza-la em um ensaio de recuperação da toxicidade (USEPA, 1991).
A adição do ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) pode identificar a toxicidade
relacionada a metais catiônicos. Esse agente quelante complexa os metais catiônicos reduzindo a
toxicidade do alumínio, cadmio, bário, cobalto, cobre, ferro, chumbo, níquel, manganês, estrôncio
e zinco. O EDTA não complexa metais aniônicos e complexa fracamente alguns metais catiônicos
como prata, cromo e tálio. Deve- se observar que o excesso de EDTA na solução pode aumentar
sua toxicidade e levar a falsos resultados. Portanto, deve- se avaliar a sensibilidade dos organismos
testados e utilizar concentrações do agente quelante que não causem toxicidade intrínseca (USEPA,
1991, 1992b, 2007; MELO, 2012).
A adição de tiossulfato de sódio (Na2S2O3) tem por finalidade detectar a toxicidade de
substâncias oxidantes como cloro, ozônio, bromo e íons de manganês, além de reduzir a
biodisponibilidade de alguns metais catiônicos, como cádmio, cobre e mercúrio. Assim como o
EDTA o tiossulfato de sódio em determinadas concentrações pode ser tóxico para o organismo
teste, portanto, testes preliminares de sensibilidade devem ser realizados e concentrações que não
produzam efeito adverso devem ser utilizadas nos testes de toxicidade (USEPA; 1991, 1992b).
A extração em fase sólida ou Solid Phase Extraction (SPE) tem por objetivo identificar a
toxicidade de compostos orgânicos apolares neutros como certos pesticidas, e em pH 3 e 9 ocorre
a remoção de compostos orgânicos moderadamente apolares ácidos ou básicos, ou seja o composto
que estiver predominantemente em sua forma não ionizada será adsorvido na coluna/cartucho de
C-18 (Paschoal, 2002). Ensaios de recuperação da toxicidade podem ser realizados, pois os
compostos retidos estão concentrados e podem ser eluídos com solventes específicos e utilizados
16 Capítulo 3. Revisão de Literatura
em testes de toxicidade; desta forma é possível identificar se a coluna funcionou como extração de
fase sólida ou apenas como filtro (DURHAN et al., 1993; BARBOSA, 2010).
A Tabela 1 expressa de forma simplificada as manipulações da amostra fracionada na
Fase I e seus respectivos grupos de agentes tóxicos que podem ser identificados em cada
manipulação realizada.
TABELA 1 - Manipulações da Fase I e seus respectivos agentes alvo (Adaptado de BURATINI et al, 2007;
BARBOSA, 2010)
Manipulação Agente alvo
Graduação de pH Amônia, sulfetos, metais, cianetos, substâncias orgânicas
ionizáveis com toxicidade influenciadas pelo pH
Ajuste de pH Compostos orgânicos e inorgânicos (sulfetos, cianetos,
amônia, metais) com propriedades influenciadas pelo pH
Filtração Sólidos orgânicos filtráveis ou com solubilidade dependente
do pH
Aeração Voláteis (solventes orgânicos), oxidáveis (cloro) e subláteis
(surfactantes)
Adição de EDTA Metais catiônicos (Cr, Al, Cd, Cu, Fe, Pb, Mn, Ni, Zn)
Adição de Tiossulfato de
Sódio
Oxidantes (cloro, peróxidos) e metais catiônicos (Cu, Cd e
Hg)
Extração em Fase Sólida Compostos orgânicos não polares (solventes, pesticidas,
fenóis)
3.4.2 Avaliação e Identificação da Toxicidade – Fase II
Corresponde à fase de identificação do agente tóxico, em que as técnicas de fracionamento
da amostra tóxica obtidas na Fase I são aplicadas em conjunto com análises químicas, voltadas à
identificação dos contaminantes suspeitos (USEPA, 1993b).
A redução na toxicidade após tratamento com EDTA orientam as metodologias de análises
para identificação e quantificação de metais, podendo estas serem realizadas por
Espectrofotometria de Absorção Atômica, Plasma Indutivamente Acoplado, Fluorescência de raio
X ou testes complementares podem ser feitos com resinas de troca iônica, fornecendo evidências
17 Capítulo 3. Revisão de Literatura
mais fortes para as análises quali‐quantitativas (BARBOSA, 2010; RESGALLA Jr, 2012;
MOREIRA e FAZZA, 2008; USEPA, 1993a); na redução após tratamento com C18 pode-se usar
diversas técnicas para detecção de substâncias orgânicas apolares como Cromatografia Gasosa ou/e
acoplada a Espectroscopia de Massa (CG-MS) e Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
(HPLC), etc (BARBOSA, 2010; QUEIROZ et al., 2009; SILVA et al., 2011; USEPA, 1993a).
Embora existam diversas técnicas é importante ressaltar que o método analítico escolhido
na Fase II dependerá da concentração de interesse que cause toxicidade ao organismo teste utilizado
na Fase I. Mesmo sendo frequentemente identificada a classe dos compostos responsáveis pela
toxicidade da amostra, a confirmação de compostos individuais é mais difícil, como no caso dos
compostos orgânicos polares (BLAISE e FÉRARD, 2005). Porém, essa confirmação nem sempre
é necessária, visto que em alguns casos somente a classe dos compostos tóxicos pode fornecer
informações suficientes para determinar o tratamento apropriado ou opções de controle da fonte da
toxicidade (MELO, 2012).
3.4.3 Avaliação e identificação da Toxicidade – Fase III
Considerada a fase mais crítica do AIT, esta última Fase tem como finalidade confirmar
se de fato o agente tóxico caracterizado na Fase I e identificado na Fase II é realmente o responsável
pela toxicidade encontrada na amostra ambiental (USEPA, 1993b; BLAISE e FÉRARD, 2005;
LEUSCH et al., 2012; MELO, 2012).
Existem diferentes métodos para a confirmação da toxicidade: análises de correlação,
observação de sintomas, sensibilidade comparada de espécies e adição de contaminante (spiking).
A aplicação de mais de um método implica em maior confiança nos resultados finais da
confirmação da toxicidade (USEPA, 1993b; LEUSCH et al., 2012).
3.4.3.1 Análises de correlação
Resultados dos testes de toxicidade são correlacionados com a concentração medida do
composto suspeito de conferir toxicidade às amostras ambientais com a toxicidade relativa do
composto suspeito. Se o composto for de fato responsável pela toxicidade, então essa comparação
irá apresentar uma correlação significativa. A análise de correlação deve ser sempre usada com
pelo menos um dos outros métodos descritos a seguir, pois os resultados obtidos podem ser
18 Capítulo 3. Revisão de Literatura
atribuídos a um evento distinto ou a poluentes de ocorrência constante (USEPA, 1993b; LEUSCH
et al., 2012; MELO, 2012).
3.4.3.2 Observação de sintomas
Este método consiste em testar a toxicidade de presumível tóxico quer in vitro ou in vivo
para confirmar que essa exposição resulta em sintomas semelhantes a exposição para a amostra
ambiental. Se o composto suspeito é de fato a fonte de toxicidade, os sintomas devem ser
semelhantes (USEPA, 1993b; LEUSCH et al., 2012; MELO, 2012).
3.4.3.3 Sensibilidade comparada de espécies
Este método baseia-se no fato de que diferentes espécies e diferentes ensaios apresentam
sensibilidades diferentes para a mesma substância tóxica (USEPA, 1993b; LEUSCH et al., 2012;
MELO, 2012). Por exemplo, as microalgas Monoraphidium arcuatum são significativamente mais
sensíveis ao arsênio V do que as microalgas Chlorella sp. Se o arsênio V for o presumível agente
tóxico, deveria se prever que a amostra testada também seria significativamente mais tóxica para a
M. arcuatum que para a Chlorella sp (LEVY et al., 2005).
3.4.3.4 Método de adição de contaminantes (spiking)
O método consiste em adicionar o composto tóxico suspeito à amostra em concentrações
crescentes, e determinar se a toxicidade aumenta proporcionalmente à quantidade do composto
adicionado, esse método pode revelar o comportamento geralmente inerente de certas substâncias
frente a um tratamento específico (USEPA, 1993b; LEUSCH et al., 2012; MELO, 2012).
3.4.4 Estudos relacionados a AIT
Grande número de estudos científicos tem realizado o procedimento de AIT na tentativa
de identificar compostos tóxicos, incluindo pesticidas (AMATO et al., 1992; BAILEY et al., 2005;
BAILEY et al., 2000), metais (BURGESS et al., 1995), e compostos que estão relacionados a
desreguladores endócrinos (HEWITT et al., 1998; QUINN et al., 2004; THOMAS et al., 2004a;
THOMAS et al., 2004b; DESBROW et al., 1998), em uma variedade de matrizes.
Segundo Melo (2012) os EUA é o país que apresenta maior volume de trabalhos
científicos empregando o protocolo de AIT, seguido pela Inglaterra e Canadá. No Brasil o
19 Capítulo 3. Revisão de Literatura
protocolo de AIT é pouco estudado, porém alguns estudos podem ser citados, como: em efluentes
de indústria de cosméticos (MELO et al, 2013), efluentes de refinaria (TORRES et al., 2005),
efluentes de fábricas de papel e celulose (FURLEY, 2009), bem como sedimentos (ARAÚJO et
al., 2006; PASCHOAL, 2002) águas superficiais (BURATINI et al, 2007; BARBOSA, 2010).
Estes estudos apontam que a identificação de classes químicas associadas com a toxicidade é
frequentemente possível, mas a confirmação de compostos individuais tem sido mais difícil
(HEWITT e MARVIN, 2005).
A Tabela 2 apresenta de forma resumida alguns trabalhos de AIT realizados no Brasil
com diferentes amostras e suas respectivas substâncias tóxicas encontradas.
TABELA 2 – Resumo de trabalhos de AIT realizados no Brasil
Amostra Substância(s) identificada(s) Referência
Sedimento Cianobactérias MATOS et al., 2014
Sedimento Amônia ARAÚJO et al., 2006
Água superficial Orgânicos e pH BARBOSA, 2010
Água superficial Zinco e orgânicos BURATINI et al, 2007
Efluentes Orgânicos FURLEY, 2009
Efluentes Orgânicos, voláteis e suspensos MELO et al, 2013
Efluentes Surfactantes TORRES et al., 2005
Sedimento Orgânicos, amônia e metais PASCHOAL, 2002
Na Austrália os procedimentos de AIT foram utilizados com sucesso na identificação dos
pesticidas clorfenvinfos como a causa da toxicidade aguda em águas residuais oriundas de
tratamento de esgotos municipais. Medidas de controle na fonte poluidora foram implementadas
com sucesso para eliminar a toxidade associada aos clorfenvinfos lançados no corpo d’água
(BAILEY et al., 2005).
Levantamentos realizados nos EUA e Europa apontam amônia e pesticidas como
principais responsáveis pela toxicidade em efluentes, da mesma forma outras matrizes como água
doce e marinha intersticial apontam combinações de diversos contaminantes; sendo a combinação
20 Capítulo 3. Revisão de Literatura
mais frequente amônia e compostos orgânicos não polares. Na Figura 4 esse cenário é
caracterizado através de diversos artigos pesquisados (n), onde os valores de toxicidade estão
expressos em porcentagem.
FIGURA 4 – Resultados de toxicidade encontrados em AIT, em diversas matrizes através de (n) artigos
pesquisados nos EUA e Europa (Adaptado de BURGESS et al., 2013)
21
4 Material e métodos
4.1 Material
4.1.1 Local de coleta
Para o presente trabalho foram selecionados 3 pontos de coleta no ribeirão Pires localizados
nas proximidades da rodovia Limeira – 340 (Figuras 5 e 6). De acordo com estudos realizados por
Cruz e Reganhan-Coneglian (2012) e Ruiz et al. (2008) foi selecionado o ponto de coleta E2, que
nos respectivos trabalhos sempre apresentou toxicidade aguda em ensaios de toxicidade crônica
para o organismo-teste Ceriodaphnia dubia.
Esta estação de coleta E2 situa-se as proximidades da igreja Luterana do Bairro dos Pires,
existe uma rotatória no local, vestígios de mata ciliar e um bambuzeiro na margem oposta ao local
da coleta.
O ponto de coleta E1 situa-se próximo à estação elevatória - Pires, da empresa Odebrecht
Ambiental. As amostras foram coletadas sobre uma ponte de madeira existente no local, próximo
à área urbana e a montante do ponto E2.
Por fim a jusante do ponto E2 está o ponto de coleta E3 localizado em uma estrada de
cascalho paralela ao Km 9 da rodovia Limeira – 340. Situa-se sobre a ponte 36 do bairro dos Pires,
apresenta sobre o entorno grande parte de mata ciliar.
Para a realização das análises com amostras de água do ribeirão Pires foram realizadas 6
campanhas de coletas entre o período de setembro de 2013 a julho de 2014 nas 3 estações de coleta
conforme a Figuras 5 e 6.
22 Capítulo 4. Material e métodos
FIGURA 5 - Fotografia aérea das estações de coleta de agua no ribeirão Pires. E1 (22°33'22.89"S e
47°21'59.68"O), E2 (22°34'15.73"S e 47°20'32.59"O), E3 (22°35'45.62"S e 47°18'59.19"O)
Fonte: Adaptado (Google Earth)
FIGURA 6 – Fotografias dos pontos de amostragem no ribeirão Pires
E1 E2 E3
Fonte: Autoria própria
23 Capítulo 4. Material e métodos
4.1.2 Caracterização da área de estudo
Para a efetivação desse projeto foram realizadas visitas periódicas ao entorno da área de
estudo, sendo possível demarcar as prováveis fontes de contaminação das águas do ribeirão Pires,
conforme ilustrado na Figura 7.
Traçou-se o trajeto da nascente até a foz do ribeirão Pires. Na nascente nota-se que a
mesma foi aterrada e canalizada para a construção de um estacionamento de Shopping Center e no
entorno do Shopping situa-se uma indústria de tanques de lavar roupas e outra de recipientes
plásticos, um grande supermercado e uma loja de materiais de construção.
Seguindo o curso d’água o ribeirão Pires ainda canalizado passa por debaixo da rodovia
Anhanguera, forma uma pequena lagoa as margens da rodovia seguindo por uma região urbana
onde passa a céu aberto pelo Jardim Nova Limeira.
Encontra-se a sua margem direita uma estação elevatória de esgoto que recebe efluentes
de várias indústrias de grande porte do ramo automotivo, e uma indústria que produz máquinas
agrícolas.
A seguir suas águas começam a percorrer a área rural da cidade pelo Bairro dos Pires,
onde a plantação de pomares de laranja é a atividade agrícola predominante, seguida em menor
proporção pelo cultivo de cana de açúcar, sendo essas as maiores responsáveis pela introdução de
possíveis agrotóxicos ao manancial.
Na margem direita existe um cemitério antigo situado próximo de uma churrascaria,
posteriormente há vestígios de mata ciliar, e por fim após percorrer cerca de 18 Km suas águas
desembocam na margem direita do ribeirão Pinhal.
24 Capítulo 4. Material e métodos
FIGURA 7 - Mapeamento do entorno do ribeirão Pires baseado em possiveis fontes de contaminação das
águas
Fonte: Autoria própria
4.1.3 Equipamentos, reagentes e vidrarias
Foram utilizados os equipamentos e vidrarias usuais do laboratório de microbiologia, de
análises físico-químicas de águas e de ecotoxicologia aquática. Os reagentes utilizados foram de
grau p.a., armazenados e preparados de acordo com Apha (2012).
4.2 Métodos
4.2.1 Métodos de coleta e preservação das amostras
As amostras de água superficial foram coletadas de acordo com protocolos para coleta e
amostragem de água superficial (CETESB, 2011). No local da coleta foram realizadas as análises
de temperatura, oxigênio dissolvido e logo ao chegar ao laboratório as análises de condutividade,
dureza e pH.
As amostras de água foram coletadas com balde de inox e transferidas para frascos de 1
L de polipropileno, as mesmas foram resfriadas e/ou congeladas até o momento dos testes. Para os
25 Capítulo 4. Material e métodos
testes de AIT (Fase I) as amostras foram coletadas em frascos de 5 L de polipropileno, onde
alíquotas reservadas foram refrigeradas e/ou congeladas de acordo com a norma NBR 12713
(ABNT, 2009) que recomenda a refrigeração das amostras utilizadas em até 7 dias e o
congelamento das amostras utilizadas em até 40 dias. Para os testes de AIT (Fase II) as amostras
foram coletadas em frascos de vidro âmbar de 500 mL e preservadas com 5 mL de ácido nítrico,
refrigeradas em caixa térmica e levadas no mesmo dia da coleta a um laboratório terceirizado
encarregado pelas análises.
4.2.2 Métodos para análises físico-químicas
Foram realizadas análises de temperatura, pH, Oxigênio Dissolvido (OD), condutividade e
dureza de acordo com Apha (2012).
4.2.3 Métodos dos testes ecotoxicológicos
4.2.3.1 Testes de sensibilidade
Os testes de sensibilidade foram realizados quando possível mensalmente de acordo com
as recomendações da norma técnica (ABNT, 2009; ABNT, 2010), com a substância de referência
cloreto de sódio (NaCl) para Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia, para avaliar as condições
fisiológicas do lote de organismos-teste. Os resultados devem estar compreendidos entre os dois
desvios ‐ padrão (superior e inferior) da média acumulada de uma série de testes mensais que
compõem a carta‐controle (USEPA, 1992a; ABNT, 2009).
4.2.3.2. Ceriodaphnia dubia e Daphnia similis
Os testes de toxicidade crônica utilizando-se o organismo-teste Ceriodaphnia dubia foram
realizados de acordo com o protocolo padronizado (ABNT, 2010), o mesmo ocorreu para
toxicidade aguda com Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia (ABNT, 2009).
Os resultados obtidos para toxicidade aguda foram calculados e reportados como CE50,
acrescidos de seus respectivos intervalos de confiança com o auxílio do software Trimmed
Spearman-Karber Method (HAMILTON, 1977).
26 Capítulo 4. Material e métodos
Para a metodologia de AIT (Fase I) após calculado a CE50 da amostra bruta (teste
preliminar), as amostras fracionadas foram testadas em dose única (100%) e os resultados foram
expressos em não tóxico ou tóxico e presença de toxicidade aguda quando foi o caso.
As Tabelas 3 e 4 apresentam de forma resumidas os requisitos para os ensaios de toxicidade
crônica, com o organismo-teste Ceriodaphnia dubia e toxicidade aguda, com os organismos-testes
Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia, respectivamente.
TABELA 3 - Resumo dos requisitos para os ensaios de toxicidade crônica, mediante o organismo-teste
Ceriodaphnia dubia
Requisitos Condições
Duração Aprox. 7 dias (~ 168h)
Neonatas ≤ 24 horas
Agua de diluição Agua deionizada reconstituída
Volume da solução (teste) 50 mL
Número de réplicas por diluição 10
Número de indivíduos por replica 1
Reposição da solução teste A cada 48h
Alimentação A cada 48h
Temperatura 23oC ± 2 oC
Fotoperíodo 16 horas com luz/8 horas sem luz
Endpoint Reprodução e sobrevivência
Expressão dos Resultados Toxico ou não toxico
27 Capítulo 4. Material e métodos
TABELA 4 - Resumo dos requisitos para os ensaios de toxicidade aguda, mediante os organismos-testes
Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia
Requisitos Condições
Duração 48 horas
Neonatas ≤ 24 horas
Agua de diluição Agua deionizada ou natural reconstituída
Volume da solução (teste) 10 mL
Número de réplicas por diluição 4
Número de indivíduos por replica 5
Reposição da solução teste Sem reposição
Alimentação Sem alimento
Temperatura 21oC ± 2 oC
Fotoperíodo Sem luz
Endpoint Morte e imobilidade
Expressão dos Resultados Toxico ou não toxico
Realizou-se os testes de toxicidade aguda com os organismos-teste Daphnia similis e
Ceriodaphnia dubia e toxicidade crônica com Ceriodaphnia dubia, nas amostras de água
superficial do ribeirão Pires e nas amostras manipuladas de acordo com protocolo de AIT.
4.2.4 Avaliação e Identificação da Toxicidade – AIT (Fase I)
Os procedimentos descritos a seguir foram realizados na FT-UNICAMP, onde as
manipulações foram aplicados às amostras e brancos (água de cultivo), de acordo
com o protocolo da USEPA (1992b).
4.2.4.1 Graduação de pH
O pH das amostras e seus respectivos brancos foram ajustados a faixa fisiologicamente
tolerável aos organismos teste (6 e 9) com a adição de ácido clorídrico (HCl) 1N e/ou 0,1N
(ECIBRA) e hidróxido de sódio (NaOH) 1N e/ou 0,1N (SIGMA - ALDRICH), não permitindo
que os reagentes adicionados ultrapassassem 10% do volume inicial da amostra. O ajuste foi
realizado com o auxílio de um pHmetro (Marte modelo MB-10) devidamente calibrado, onde a
28 Capítulo 4. Material e métodos
amostra permaneceu sob agitação magnética até a estabilização da leitura conforme Figura 8 (a)
e (b). Após esse processo as amostras foram armazenadas para realização dos testes de toxicidade
conforme protocolos da CETESB (2011).
FIGURA 8 – (a) Fotografia da manipulação de graduação de pH, (b) Ilustração dos procedimentos
aplicados
(a)
pHmetro Marte modelo
MB-10
Agitador
magnético
NaOH e/ou HCl
(1N e/ou 0,1N)
Amostra
armazenadaTeste de
toxicidade
aguda
pH 6 e 9
(b)
Fonte: Autoria própria
29 Capítulo 4. Material e métodos
4.2.4.2 Aeração com ajuste de pH
As amostras em diferentes valores de pH (3, inicial e 11) (Figura 9 a) foram dispostas em
frascos Erlenmeyers de 500 mL. Em seguida foram posicionadas ao centro de cada recipiente com
o auxílio de uma rolha de borracha, com diâmetro de furo aproximadamente 3 vezes maior que da
pipeta de vidro de 5 mL, para a retirada de possíveis voláteis. O sistema foi conectado por meio
de mangueiras de silicone a uma bomba de aquário e mantidos por 2 horas sob aeração moderada.
Ao final do processo, as amostras foram retiradas com as mesmas pipetas utilizadas no processo
de aeração, para que não houvesse contato com a parede interna do recipiente. Em seguida o pH
das amostras foi ajustado ao pH inicial e as amostras foram armazenadas para realização dos testes
de toxicidade conforme protocolos da CETESB (2011) conforme ilustrado na Figura 9 (a) e (b).
30 Capítulo 4. Material e métodos
FIGURA 9 – (a) Fotografia da manipulação de aeração com ajuste de pH, (b) Ilustração dos procedimentos
aplicados
(a)
bomba
de
aquário
amostras em
diferentes valores de
pH (3, inicial e 11)
2 horas sob aeração
moderada
ajustado
ao
pH inicial
Amostra
armazenada
Teste de
toxicidade
aguda
pipeta de
vidro de 5
mL
Folga na
rolha
(b)
Fonte: Autoria própria
4.2.4.3 Filtração com ajuste de pH
Alíquotas das amostras em diferentes valores de pH (3, inicial e 11) (Figura 8 a) foram
filtradas a vácuo com membranas esterilizadas de 0,45 µm de porosidade (SeS – ME25/21ST),
31 Capítulo 4. Material e métodos
previamente lavadas com água ultra pura. Em seguida o pH das amostras foi ajustado ao pH inicial
e as amostras foram armazenadas para realização dos testes de toxicidade conforme protocolos da
CETESB (2011) conforme ilustrado na Figura 10 (a) e (b)
FIGURA 10 – (a) Fotografia da manipulação de filtração com ajuste de pH, (b) Ilustração dos
procedimentos aplicados
(a)
amostras em
diferentes valores de
pH (3, inicial e 11)
Bomba a
vácuo
membrana
esterilizada de
0,45 μm de porosidade
(SeS – ME25/21ST)
ajustado
ao
pH inicial
Amostra
armazenada Teste de
toxicidade
aguda
Amostra
filtrada
válvula
(b)
Fonte: Autoria própria
32 Capítulo 4. Material e métodos
4.2.4.4 Extração em fase sólida
Para a extração em fase sólida foram empregados cartuchos de fase-reversa C18, modelo
C18- 55µm, 70A (Strata) com dimensões de 1000 mg X 6mL adaptados em sistema Manifold
conectado a uma bomba de vácuo. Os cartuchos empregados foram ativados passando-se 10 mL
de metanol 100%, seguidos de 30 mL de água ultra pura (“Mili Q”). O metanol e a água foram
descartados e seguiu-se à extração de aproximadamente 200 mL, volume necessário para
realização de teste de toxicidade aguda em diferentes valores de pH (3, inicial e 9) das amostras
pela sua passagem através dos cartuchos por gotejamento contínuo e lento, para não provocar a
perda de substâncias por carreamento.
Para que não ocorresse sobrecarga dos cartuchos, as amostras foram filtradas em papel
filtro modelo Qualy - maioria dos poros de 14 µm (JProlab) antes do processo de extração
conforme a descrito anteriormente conforme ilustrado na Figura 11 (a) e (b).
33 Capítulo 4. Material e métodos
FIGURA 11 – (a) Fotografia da manipulação de filtração com ajuste de pH, (b) Ilustração dos
procedimentos aplicados
(a)
amostras em diferentes valores de
pH (3, inicial e 9) e filtradas em
papel filtro modelo Qualy com
maioria dos poros de 14 μm (JProlab)
Bomba a
vácuo
Cartucho de fase
reversa C18, modelo C18- 55μm, 70A
(Strata)
ajustado
ao
pH inicial
Amostra
Armazenada
50 mL
Teste de
toxicidade
aguda
Amostra
filtrada
válvula
ativado com 10 mL de metanol
100%, seguidos de 30 mL de
água ultra pura (“Mili Q”)
(b)
Fonte: Autoria própria
34 Capítulo 4. Material e métodos
4.2.4.4.1 Recuperação da toxicidade (metais)
No ensaio de recuperação da toxidade dos possíveis metais retidos nos cartuchos foram
utilizados cartuchos de fase-reversa C18, modelo C18/18% (Spe-ed SPE) com dimensões de 1000
mg X 6mL adaptados em sistema Manifold, conectado a uma bomba de vácuo. Os cartuchos
empregados foram ativados passando-se 10 mL de metanol 100%, seguidos de 200 mL da amostra
de agua em pH 9, logo em seguida o metanol e a água foram descartados e seguiu-se à recuperação
de possíveis metais utilizando 50 mL de água de cultivo (meio MS) em pH 3 com passagem através
dos cartuchos por gotejamento contínuo e lento.
Para provocar o maior carreamento possível de metais retidos no cartucho, logo a seguir
a agua de cultivo extraída teve seu pH ajustado ao pH inicial da amostra, que foram armazenadas
para realização dos testes de toxicidade aguda conforme protocolos da CETESB (2011).
4.2.4.4.2 Recuperação da toxicidade (orgânicos)
Neste ensaio de recuperação da toxicidade dos possíveis compostos orgânicos retidos nos
cartuchos foram utilizados cartuchos de fase-reversa C18, modelo C18/18% (Spe-ed SPE) com
dimensões de 1000 mg X 6mL adaptados em sistema Manifold conectado a uma bomba de vácuo.
Os cartuchos empregados foram ativados passando-se 10 mL de metanol 100%, seguidos de 200
mL da amostra de água em pH 9, logo em seguida o metanol e a água foram descartados e seguiu-
se à recuperação de possíveis compostos orgânicos passando-se apenas 2 mL de metanol 100% no
cartucho, onde este foi armazenado e posteriormente foram adicionados 150 µL deste metanol
utilizado como solvente dos possíveis contaminantes orgânicos para cada 10 mL de água de cutivo
(meio MS) e em seguida foram realizados os testes de toxicidade aguda.
4.2.4.5 Adição de ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA)
A escolha da concentração de EDTA adicionada na amostra foi baseada em testes
preliminares de sensibilidade do organismo-teste ao EDTA (Dinâmica – Limite máximo de
impurezas: insolúveis 0,005%, Ácido Nitriloacetico 0,1%, Metais pesados - Max. 50 ppm), onde
utilizou-se apenas a maior concentração que não apresentou efeito em testes preliminares.
Preparou-se a solução a partir de uma solução estoque de 2 g L-1 preparada em água destilada. A
amostra permaneceu em contato com o EDTA sob agitação por cerca de 1 hora para possibilitar as
reações do agente quelante, em seguida foram realizados os testes de toxicidade conforme Figura
12 (a) e (b).
35 Capítulo 4. Material e métodos
4.2.5.6 Adição de Tiossulfato de Sódio
De forma similar ao procedimento anterior, após testes preliminares de sensibilidade do
organismo-teste ao tiossulfato de sódio (ECIBRA – Limite máximo de impurezas: insolúveis
0,005%, compostos nitrogenados como N - 0,002%, sulfato e sulfito como SO4 - 0,1%, sulfite (S)
- Passa o teste), utilizou-se apenas a maior concentração que não apresentou efeito em testes
preliminares. A solução foi preparada a partir de uma solução estoque de 10 g L-1 preparada em
água destilada. A amostra permaneceu em contato com o tiossulfato sob agitação por cerca de 1
hora para que ocorresse as reações entre o reagente oxidante e a amostra, em seguida foram
realizados os testes de toxicidade conforme Figura 12 (a) e (c).
36 Capítulo 4. Material e métodos
FIGURA 12 – (a) Fotografia da manipulação de adição de EDTA e tiossulfato de sódio, (b) Ilustração dos
procedimentos aplicados para a adição de EDTA, (C) Ilustração dos procedimentos aplicados para a adição
de Tiossulfato de sódio
(a)
maior
concentração que
não apresentou
efeito em testes
preliminares
Agitador
magnético
Teste de
toxicidade
aguda
Após 1 horaAmostra bruta + EDTA
solução
estoque
de 2 g/L
preparada
em água
destilada
maior
concentração que
não apresentou
efeito em testes
preliminares
Agitador
magnético
Teste de
toxicidade
aguda
Após 1 horaAmostra bruta + Tiossulfato
solução
estoque
de 10 g/L
preparada
em água
destilada
(b)
(c)
Fonte: Autoria própria
37 Capítulo 4. Material e métodos
4.2.5 Avaliação e Identificação da Toxicidade – AIT (Fase II)
As análises químicas de identificação da toxicidade referentes a fase II foram realizadas
por empresa terceirizada, de acordo com os resultados de fase I optou-se pelo método de
espectrometria de massas com plasma indutivamente acoplado (Figura 13). Dados da metodologia
utilizada encontram-se no Anexos A.
FIGURA 13 – Procedimento adotado em Fase II para as amostras do ribeirão Pires, baseado nos resultados
de Fase I
CompostoTóxico
MetalICP-MS
(APHA,2012)
Fonte: Autoria própria
4.2.6 Avaliação e Identificação da Toxicidade – AIT (Fase III)
Para a confirmação dos resultados foi utilizado o método de análise de correlação,
utilizando o cálculo de toxicidade relativa do composto suspeito pela toxidade da amostra analisada
conforme ilustra a Figura 14, onde as Unidades Tóxicas (UT) da amostra pura são comparadas
com os resultados de UT do composto suspeito quantificado na Fase II.
FIGURA 14 – Procedimento adotado em Fase III para as amostras do ribeirão Pires, baseado nos resultados
de Fase II
100CE50 da amostra
UT da amostra
bruta
[Zn] amostra
CE50 do zinco
UT do zinco na amostra
Fonte: Autoria própria
38
39
5 Resultados e discussões
5.1 Testes de Sensibilidade
As cartas-controles provisórias obtidas nos testes de sensibilidade com os organismos-
testes Ceriodaphnia dubia e Daphnia similis estão apresentadas nas Figuras 15 e 16. Conforme a
norma ABNT (2010) na inexistência de 20 resultados de ensaio, deve ser calculada a média
provisória com no mínimo cinco resultados com lotes diferentes. A carta controle de ambas as
culturas foi elaborada a partir de testes de sensibilidade realizados entre Julho de 2013 a Novembro
de 2014, período que todos os testes desta pesquisa foram realizados.
Para o organismo-teste Ceriodaphnia dubia obteve-se média acumulada de CI50=0,19 g
L-1 de NaCl expostos por de 7 dias e limites superiores e inferiores de 0,31 e 0,08 g L-1 (Figura
15), respectivamente; para 16 testes de sensibilidade nota-se que o cultivo apresenta qualidade
aceitável para a utilização em testes, pois os mesmos apresentaram-se dentro do limite estabelecido
pela norma ABNT (2010).
FIGURA 15 – Carta controle provisória referente à sensibilidade do organismo-teste Ceriodaphnia dubia
ao cloreto de sódio (NaCl), em 7 dias de exposição
Fonte: LEAL-UNICAMP (participação do autor)
40 Capítulo 5. Resultados e discussões
Para a Daphnia similis obteve-se média acumulada de CE50 =2,74 g L-1 de NaCl (48
horas) e limites superiores e inferiores de 3,33 e 2,15 g L-1, respectivamente. Os valores de
toxicidade aguda referentes a testes de sensibilidade apresentam-se próximos aos resultados de
outros trabalhos, como o de Melo (2012) que obteve média acumulada de CE50= 2,41 g L-1 de
NaCl. Os resultados mostram que os organismos-testes mantiveram a sensibilidade aceitável frente
à substância de referência (NaCl), uma vez que os valores de CE50 ou CI50 permaneceram entre
os limites estabelecidos, com exceção do teste 9 referente ao mês de março de 2014 que apresentou
CE50 de 2,12 g L-1, resultado extremamente próximo ao limite aceitável de 2,15 g L-1 conforme
apresentado na Figura 16.
FIGURA 16 – Carta controle provisória referente à sensibilidade do organismo-teste Daphnia similis ao
cloreto de sódio (NaCl), em 48 horas de exposição
Fonte: LEAL-UNICAMP (participação do autor)
No presente estudo, utilizou-se o teste de toxicidade aguda para avaliar as condições
fisiológicas dos organismos-testes Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia para o EDTA e
tiossulfato de sódio (Tabela 5), como testes preliminares do AIT (Fase I). As concentrações foram
testadas até encontrar a maior concentração que não apresentasse efeito de imobilidade aos
organismos em questão, utilizando-se posteriormente a mesma concentração na amostra de água
bruta.
41 Capítulo 5. Resultados e discussões
TABELA 5 – Resultados de testes de sensibilidade (Toxicidade aguda) ao EDTA e Tiossulfato de Sódio
em agosto de 2013
Organismo-teste EDTA (mg L-1) Tiossulfato de Sódio (mg L-1)
CE50; 48h CE50; 48h
Daphnia similis 50* 80 (70 - 90) 400* 1000 (610 – 1630)
Ceriodaphnia dubia 40* 60 (50 – 60) 400* 760 (650 -870)
Nota: * Maior concentração testada que não apresentou efeito de imobilidade no teste de toxicidade aguda.
5.2 Avaliação dos parâmetros físico-químicos
As análises físico-químicas das amostras de água superficial do ribeirão Pires, cujos
resultados estão reportados na Tabela 6, mostraram durante todo período de coletas valores de
temperatura médio de 22,6 oC. Os valores de pH se apresentaram dentro da faixa de tolerância para
os organismos-testes, resultado importante já que o pH é fator limitante para manutenção da vida
aquática. O Oxigênio Dissolvido (OD), apresentou-se em todas as coletas realizadas result