Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de ... · Gilsane, Kauê, Maria Fernanda, Mateus, Mônica, Orlando, Raquel, Samara e Tatiani por dividir conhecimento e amizade,

UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO

FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS DE RIBEIRÃO PRETO

Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de emulsões múltiplas

A/O/A em etapa única empregando óleo de canola e tensoativo não iônico

derivado do óleo de rícino

Jacqueline Moreira de Morais

Ribeirão Preto

2008

UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO

FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS DE RIBEIRÃO PRETO

Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de emulsões múltiplas

A/O/A em etapa única empregando óleo de canola e tensoativo não iônico

derivado do óleo de rícino

Tese de Doutorado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Farmacêuticas para obtenção do título de Doutor em Ciências Farmacêuticas. Área de concentração: Medicamentos e Cosméticos.

Orientada: Jacqueline Moreira de Morais Orientador: Prof. Dr. Pedro A. Rocha Filho

Ribeirão Preto

2008

“AUTORIZO A DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE TRABALHO, POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO, PARA FINS DE ESTUDO OU PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE - O AUTOR”

FICHA CATALOGRÁFICA Preparada pela Biblioteca Central do Campus Administrativo

de Ribeirão Preto – USP

MORAIS, Jacqueline Moreira Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de emulsões múltiplas

A/O/A em etapa única empregando óleo de canola e tensoativo não iônico derivado do óleo de rícino. Ribeirão Preto, 2008.

231 p. : il. ; 30cm

Tese apresentada à Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto, USP

Área de Concentração: Medicamentos e Cosméticos Orientador: ROCHA-FILHO, Pedro Alves

1. emulsão múltipla. 2. nanoemulsão. 3. emulsificação em etapa única. 4

óleo de canola. 5. tensoativo não iônico derivado do óleo de rícino. 6. fenômenos de superfície. 7. inversão de fases.

Folha de Aprovação

Jacqueline Moreira de Morais

Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de emulsões múltiplas A/O/A em etapa

única empregando óleo de canola e tensoativo não iônico derivado do óleo de rícino

Tese de Doutorado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Farmacêuticas para obtenção do título de Doutor em Ciências Farmacêuticas. Área de concentração: Medicamentos e Cosméticos. Orientador: Prof. Dr. Pedro Alves da Rocha-Filho

Aprovada em: ____/____/____

Banca Examinadora Prof. (a) Dr. (a):________________________________________________________

Instituição:____________________________Assinatura:_______________________

Prof. (a) Dr. (a):________________________________________________________


Prof. (a) Dr. (a):________________________________________________________


Prof. (a) Dr. (a):________________________________________________________


Prof. (a) Dr. (a):________________________________________________________


Trabalho realizado no Departamento de

Ciências Farmacêuticas da Faculdade de

Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto da

Universidade de São Paulo, Laboratório de

Tecnologia de Cosméticos.

Apoio Financeiro

Capes

“Daqui a alguns anos você estará mais

arrependido pelas coisas que não fez do que

pelas que fez. Então solte as amarras.

Afaste-se do porto seguro. Agarre o vento

em suas velas. Explore. Sonhe. Descubra.”

Mark Twain

Dedico este trabalho aos meus pais, Idair e

Norma, que com estímulo, apoio moral e

financeiro, dedicação e abnegação me

impulsionaram a seguir em frente, sempre.

Agradecimentos

À Deus, que através de sua imensa misericórdia e amor me permitiu chegar até aqui.

Ao Prof. Dr. Pedro Alves da Rocha-Filho pela orientação, dedicação e humanidade com as

quais divide seus conhecimentos, sempre abrindo as portas ao diálogo e a busca pelo bem

comum.

À Profa. Dra. Diane J. Burgess, uma mãe escocesa em terras norte-americanas. Que além de

ciência, me ensinou o valor da amizade e da humildade diante de extraordinárias conquistas

profissionais.

Ao meu namorado, Rodrigo, que com amor e abnegação, apoiou incondicionalmente cada uma

das minhas decisões, me incentivando nos momentos de desânimo.

Às minhas irmãs, Sabrina e Eveline Rachel que nunca duvidaram do meu potencial, muitas

vezes acreditando em mim em momentos em que eu mesma duvidava.

Aos amigos e colegas de laboratório Bárbara, Bianca, Cínthia, Daniela, Fernanda, Gabriela,

Gilsane, Kauê, Maria Fernanda, Mateus, Mônica, Orlando, Raquel, Samara e Tatiani por

dividir conhecimento e amizade, ciência e futilidades, lágrimas e risos, sem dúvida, novos

irmãos para toda uma vida.

Aos amigos e colegas do laboratório Interfacial Phenomena e Dissolution da University of

Connecticut, Archana, Charu, Ellen, Jeremy, Mamta, Tuncer, Upkar e Xiaoming pela acolhida

calorosa, cobertor certeiro para suportar o frio da Nova Inglaterra.

Às minhas irmãs de coração, Adriane, Ana Cristina, Fernanda e Luciana, que dividindo as

saudades de casa, as dificuldades do dia a dia me ensinaram que família vai muito além de laços

de sangue.

Aos meus amigos Flávio, Fábio, Cláudia Adriane, Cristiane, Claudinha, Rafaela, Viviane, Ana

Paula, Alexandre, Ivar, Silvana, Denise e Warley pelo apoio e companheirismo.

À Profa. Dra. Juliana Maldonado Marchetti pelas valiosas contribuições durante o exame de

qualificação.

Ao Prof. Dr. Osvaldo de Freitas pela disponibilização de equipamento para caracterização

microscópica de sistemas dispersos.

Aos funcionários e amigos da FCFRP pelo suporte e apoio. Em especial aos funcionários

Eduardo Bortolin, José Maria, Cenzi, Seu Antônio e Toninho pela pronta ajuda durante o

desenvolvimento deste trabalho.

À funcionária Izabel Cristina pela disponibilidade em me auxiliar com as medidas de

Espectrofotometria no Infra-Vermelho.

À Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo pela

oportunidade de fazer parte de um centro de excelência e referência.

À School of Pharmacy da University of Connecticut pelo apoio incondincional à minha

pesquisa, suportes financeiro e intelectual.

À Coordenação de Apoio de Pessoal de Nível Superior (Capes) pela concessão de bolsa de

doutorado e doutorado sanduíche, viabilizando minha dedicação exclusiva a esta pesquisa.

Meus sinceros agradecimentos!

SUMÁRIO

RESUMO ......................................................................................................................................... i

ABSTRACT ................................................................................................................................... ii

LISTA DE FIGURAS ................................................................................................................... iii

LISTA DE TABELAS .................................................................................................................. vi

1. INTRODUÇÃO ......................................................................................................................... 1

2. REVISÃO DA LITERATURA ................................................................................................ 5

2.1. Emulsões ................................................................................................................................................ 6

2.2. Caracterização Físico-Química de Emulsões ......................................................................................... 8

2.2.1. Tensão Superficial/Interfacial ............................................................................................................. 8

2.2.2. Reologia ............................................................................................................................................ 11

2.2.2.1. Reologia de Fluxo ou Não-linear (Volume) ................................................................................... 12

2.2.2.2. Reologia Oscilatória/Dinâmica ou Linear (Superfície) .................................................................. 13

2.2.3. Isotermas de Langmuir ...................................................................................................................... 16

2.3. Estabilidade Físico-Química de Emulsões ........................................................................................... 18

2.4. Emulsificação - Processos de Inversão de Fases .................................................................................. 24

2.5. Nanoemulsões ...................................................................................................................................... 30

2.6. Emulsões múltiplas............................................................................................................................... 32

2.6.1. Definição .......................................................................................................................................... 32

2.6.2. Aplicações ......................................................................................................................................... 33

2.6.3. Estabilidade ...................................................................................................................................... 35

2.6.4. Mecanismos de Liberação ................................................................................................................. 39

2.6.5. Métodos de Obtenção ........................................................................................................................ 42

3. OBJETIVOS ............................................................................................................................ 45

4. MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................................... 47

4.1. Material ................................................................................................................................................ 48

4.1.1. Fase oleosa. ....................................................................................................................................... 48

4.1.2. Tensoativos. ....................................................................................................................................... 48

4.1.3. Fase aquosa. ...................................................................................................................................... 50

4.1.4. Aditivos. ............................................................................................................................................ 51

4.2. Métodos. ............................................................................................................................................... 53

4.2.1. Preparo da Emulsão Simples O/A ..................................................................................................... 53

4.2.2. Caracterização Físico-Química da Emulsão Simples O/A ................................................................ 53

4.2.2.1. Determinação do Valor de pH ........................................................................................................ 53

4.2.2.2. Determinação da Temperatura de Inversão de Fases ..................................................................... 54

4.2.2.3. Influência da Adição de Tensoativos e Eletrólitos à Emulsão Simples.......................................... 54

4.2.2.4. Determinação do Potencial Zeta e Distribuição Granulométrica ................................................... 54

4.2.3. Teste de Estabilidade da Emulsão Simples O/A ............................................................................... 55

4.2.3.1. Teste Preliminar de Estabilidade .................................................................................................... 55

4.2.3.1.1. Estresse Térmico ......................................................................................................................... 55

4.2.3.1.2. Centrifugação .............................................................................................................................. 54

4.2.4. Testes de Estabilidade Acelerada ...................................................................................................... 56

4.3. Preparo da Emulsão Múltipla A/O/A ................................................................................................... 56

4.3.1. Análise de Variáveis da Composição dos Sistemas Múltiplos Propostos ......................................... 57

4.3.1.1. Influência da Temperatura .............................................................................................................. 57

4.3.1.1.1. Emulsificação a Frio .................................................................................................................... 57

4.3.1.1.2. Emulsificação com Aquecimento de Fases ................................................................................. 57

4.3.1.1.3. Emulsificação com Aquecimento de Fases e Resfriamento sob Temperatura Controlada ......... 58

4.3.1.2. Influência da Ordem de Adição das Fases Aquosa, Oleosa e dos Tensoativos .............................. 58

4.3.1.3. Influência da Velocidade e Tempo de Agitação ............................................................................. 58

4.3.2. Análise de Variáveis do Processo de Obtenção dos Sistemas Múltiplos Propostos .......................... 59

4.3.2.1. Influência do Emprego de Matérias-primas de Diferentes Fornecedores ...................................... 59

4.3.2.2. Influência do Tipo de Fase Oleosa ................................................................................................. 59

4.3.2.3. Influência de Diferentes Frações Volumétricas de Fase Aquosa para Razão Fixa

Óleo/Tensoativo .......................................................................................................................................... 60

4.3.2.4. Influência do Valor de EHL da Emulsão ....................................................................................... 60

4.3.2.5. Influência da Variação da Razão Fase Aquosa/Fase Oleosa para cada Valor de EHL .................. 61

4.3.2.6. Determinação da Região de Obtenção de Emulsões Múltiplas através do Diagrama Ternário

(Diagrama de Fases) ................................................................................................................................... 62

4.4. Mapa de Inversão de Fases ................................................................................................................... 65

4.5. Caracterização Físico-química dos Tensoativos Empregados para Obtenção do Sistema Múltiplo .... 65

4.5.1. Determinação do Ponto de Turvação (cloud point) ........................................................................... 65

4.5.2. Determinação da Tensão Superficial/Interfacial ............................................................................... 66

4.5.2.1. Método da Gota Pendente .............................................................................................................. 66

4.5.2.2. Método da Placa de Wilhelmy ....................................................................................................... 67

4.5.3. Determinação da Concentração Micelar Crítica (CMC) ................................................................... 68

4.5.4. Determinação da Reologia de Fluxo (Volume) ................................................................................. 68

4.5.5. Determinação da Reologia Dinâmica/Oscilatória (Superfície) ......................................................... 69

4.5.6. Isotermas de Langmuir ...................................................................................................................... 71

4.6. Caracterização Físico-química da Emulsão Múltipla A/O/A ............................................................... 72

4.6.1. Análise Macroscópica ....................................................................................................................... 72

4.6.2. Análise Microscópica ........................................................................................................................ 72

4.6.3. Quantificação e Distribuição Granulométrica ................................................................................... 72

4.6.4. Determinação do Valor do pH .......................................................................................................... 73

4.6.5. Determinação da Condutividade Elétrica .......................................................................................... 73

4.6.6. Determinação do Potencial Zeta ........................................................................................................ 73

4.6.7. Determinação da Viscosidade ........................................................................................................... 73

4.6.8. Influência da Adição de Polímeros e Sólidos Finamente Divididos ................................................. 74

4.6.9. Determinação do Perfil Reológico .................................................................................................... 74

4.6.10. Identificação de Grupos Funcionais de Moléculas dos Tensoativos na Fase Oleosa da Emulsão .. 74

4.7. Teste Preliminar de Estabilidade da Emulsão Múltipla A/O/A ............................................................ 75

4.8.Estudos Premilinares da Liberação do Ativo Modelo (Cafeína Anidra) in vitro .................................. 75

4.8.1. Sistema Cromatográfico .................................................................................................................... 75

4.8.2. Determinação do Coeficiente de Partição da Cafeína Anidra .......................................................... 76

4.8.3. Determinação da Porcentagem de Cafeína Anidra presente na Fase Dispersa da Emulsão Múltipla

A/O/A .......................................................................................................................................................... 77

4.8.4. Estudos de Liberação do Ativo Modelo (Cafeína) a partir das Emulsões Múltiplas A/O/A ............. 77

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................................ 79

5.1. Caracterização Físico-química da Emulsão Simples ............................................................................ 80

5.1.1. Teste de Estabilidade da Emulsão Simples ....................................................................................... 81

5.1.2. Determinação da Temperatura de Inversão de Fases ........................................................................ 85

5.1.3. Avaliação da Influência da Adição de Eletrólitos (Sais e Tensoativos Ionizáveis) ......................... 86

5.2. Desenvolvimento da Emulsão Múltipla ............................................................................................... 94

5.2.1. Análise de Variações da Composição dos Sistemas Dispersos Propostos ........................................ 96

5.2.1.1. Influência da Temperatura no Processo de Obtenção da Emulsão Múltipla .................................. 96

5.2.1.2. Influência da Ordem de Adição dos Tensoativos e das Fases Aquosa e Oleosa ............................ 98

5.2.1.3. Influência da Velocidade e Tempo de Agitação ............................................................................. 99

5.2.2. Análise de Variações do Processo de Obtenção dos Sistemas Dispersos Propostos ....................... 100

5.2.2.1. Influência de Matérias-Primas de Diferentes Procedências ......................................................... 100

5.2.2.2. Influência de Diferentes Tipos de Fase Oleosa ............................................................................ 101

5.2.2.3. Influência de Diferentes Frações Volumétricas de Fase Aquosa em Razão Fixa entre Fase

Oleosa e Tensoativos (p/p) ........................................................................................................................ 102

5.2.2.4. Influência do Valor EHL da Emulsão (Screening do EHL) ......................................................... 103

5.2.2.5. Influência de Variações na Fração Volumétrica Fase Aquosa/Fase Oleosa para cada Valor de

EHL na Obtenção da Emulsão Múltipla .................................................................................................... 105

5.2.2.6. Aplicação do Diagrama Ternário na Otimização da Obtenção de Glóbulos Múltiplos ............... 113

5.3. Mapa de Inversão de Fases ................................................................................................................. 119

5.4. Caracterização Físico-química dos Tensoativos ................................................................................ 120

5.4.1. Determinação do Ponto de Turvação (cloud point) ......................................................................... 120

5.4.2. Determinação da Tensão Superficial/Interfacial ............................................................................. 121

5.4.3. Determinação da Concentração Micelar Crítica (CMC) ................................................................. 127

5.4.4. Determinação da Reologia de Fluxo (Volume) ............................................................................... 128

5.4.5. Determinação da Reologia Dinâmica/Oscilatória (Superfície) ....................................................... 130

5.4.6. Determinação das Isotermas de Langmuir ...................................................................................... 139

5.5. Caracterização Físico-química da Emulsão Múltipla A/O/A ............................................................. 142

5.5.1. Análise Macroscópica ..................................................................................................................... 142

5.5.2. Análise Microscópica ...................................................................................................................... 143

5.5.3. Quantificação e Distribuição Granulométrica ................................................................................. 148

5.5.4. Determinação dos Valores de pH e Condutividade Elétrica ........................................................... 151

5.5.5. Determinação dos Valores de Potencial Zeta .................................................................................. 151

5.5.6. Determinação da Viscosidade Relativa em Relação à Água ........................................................... 152

5.5.7. Influência da Adição de Polímeros e Sólidos Finamente Divididos ............................................... 153

5.5.8. Determinação do Perfil Reológico .................................................................................................. 156

5.5.9. Identificação de Grupos Funcionais de Moléculas dos Tensoativos na Fase Oleosa da Emulsão .. 158

5.6. Testes Preliminares de Estabilidade da Emulsão Múltipla A/O/A ..................................................... 159

5.7. Estudos Preliminares da Liberação do Ativo Modelo (Cafeína Anidra) a partir da Emulsão Múltipla

A/O/A ........................................................................................................................................................ 161

5.7.1. Sistema Cromatográfico .................................................................................................................. 161

5.7.2. Determinação do Coeficiente de Partição do Ativo Modelo. .......................................................... 162

5.7.3. Determinação da Porcentagem de Cafeína na fase Dispersa da Emulsão Múltipla A/O/A. ........... 163

5.7.4. Liberação do Ativo Modelo a partir da Emulsão Múltipla A/O/A .................................................. 164

5.8. Obtenção de emulsões múltiplas A/O/A em etapa única ................................................................... 165

6. CONCLUSÃO ........................................................................................................................ 171

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................ 175

8. APÊNDICES .......................................................................................................................... 195

i

RESUMO MORAIS, J. M. Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de emulsões múltiplas A/O/A em etapa única empregando óleo de canola e tensoativo não iônico derivado do óleo de rícino. 2008. Tese (Doutorado). Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, 2008. As emulsões múltiplas mostram-se como veículos promissores em várias áreas das ciências cosmética e farmacêutica. O estudo dos métodos de obtenção de emulsões múltiplas é necessário para elucidar seus aspectos físico-químicos, viabilizando sua aplicação tecnológica. O objetivo da pesquisa foi desenvolver e caracterizar os aspectos físico-químicos do processo de emulsificação em etapa única, das emulsões múltiplas A/O/A obtidas e dos tensoativos empregados. Testes preliminares de estabilidade e avaliação do seu perfil de liberação (cafeína) foram realizados. Nanoemulsões foram inicialmente obtidas pela metodologia proposta, resultado de processo de emulsificação por inversão de fases. Suas características físico-químicas foram determinadas (valores de pH, potencial zeta e granulometria) e a influência de aditivos avaliada. Para o desenvolvimento da emulsão múltipla foram realizadas análises qualitativas e quantitativas das variáveis relevantes à composição (tipo de fase oleosa, de tensoativo hidrofílico, valor de EHL, emprego de diagrama ternário) e ao método de emulsificação (temperatura de aquecimento das fases e de emulsificação, ordem de adição e velocidade de agitação). Os estudos das propriedades físico-químicas dos tensoativos e do filme interfacial formado (cloud point, tensão superficial, CMC, reologia interfacial, reologia de fluxo e isotermas de Langmuir) foram primordiais para compreensão dos fenômenos envolvidos e relevantes ao processo de emulsificação proposto. As emulsões múltiplas foram caracterizadas quanto aos aspectos macro e microscópico, granulometria, valores de pH, potencial zeta, viscosidade relativa, perfil reológico e influência da adição de macromoléculas. A temperatura de manipulação e de emulsificação (78±2⁰C) foram parâmetros fundamentais para obtenção destes sistemas em etapa única. Seus aspectos macro e microscópico foram extremamente dependentes da temperatura de emulsificação. Os resultados indicam glóbulos múltiplos consideravelmente menores do que os relatados pela literatura. Foi possível observar, no intervalo de temperatura considerado crítico para o processo, valores de tensão superficial/interfacial mínimos. Os resultados de elasticidade superficial sugerem que o comportamento das moléculas de tensoativos, em associação ou não, foi marcadamente influenciado pela temperatura e que o aumento do número de moléculas do tensoativo hidrofólico na superfície foi desfavorável as interações intramoleculares. A isoterma para os tensoativos em associação e em função da temperatura exibiu marcante inflexão para a faixa de temperatura crítica. Este comportamento indica uma dramática alteração na microestrutura do filme interfacial. O processo de encapsulação foi considerado eficiente. Os resultados obtidos indicam que, no atual estágio de desenvolvimento, não foi possível definir um perfil de liberação para a emulsão múltipla em análise. O método de emulsificação escolhido permitiu a obtenção de sistema múltiplo em etapa única, determinado pelas características físico-químicas dos tensoativos empregados, em especial do tensoativo hidrofílico derivado do óleo de rícino e do processo proposto. A formação de emulsões múltiplas anormais não ocasionais ou momentâneas sugere uma combinação dos processos de inversão de fases transicional, influência do emprego de tensoativos não-iônicos etoxilados, e catastrófica, influência da razão entre o volume da fase dispersa e dispersante. As emulsões múltiplas obtidas apresentaram difícil reprodutibilidade microestrutural; entretanto podem ser consideradas estáveis frente às metodologias de avaliação e análise empregadas. Palavras-chave: emulsão múltipla, nanoemulsão, emulsificação em etapa única, óleo de canola, tensoativo não iônico derivado do óleo de rícino, fenômenos de superfície, inversão de fases.

ii

SUMMARY MORAIS, J. M. Development and evaluation of the production process of multiple emulsions W/O/W by one step employing canola oil and derivative castor oil non ionic surfactant. 2008. Tese (Doutorado). Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo, 2008. Multiple emulsions are potential vehicles not only for the cosmetic science, but also for the pharmaceutical science. Study the manufacture process of multiple emulsions is a useful tool for understanding their physical-chemistry aspects and making their technological application practicable as well. The goals of this research were to development and characterize the physical chemistry features of the emulsification process by one step, the W/O/W multiple emulsions produced and the surfactants employed. Preliminary stability tests and evaluation of the release profile (caffeine) were carried out. Initially, nano-emulsions were produced by the proposed methodology, resulting from phase inversion emulsification process. Their physical chemistry aspects (pH and zeta potential values and size distribution) and electrolytes addition influence were evaluated. In order to develop the multiple emulsions, noteworthy qualitative and quantitative variables related to the composition (oil phase and hydrophilic surfactant types, HLB values, phase diagram) and to emulsification process (heating and emulsification temperatures, addition order and agitation speed) were analyzed. Analyses of the physical chemistry aspects of the surfactants in solution and their interfacial film (cloud point, surface tension, CMC, interfacial and flux rheology, and Langmuir isotherms) were essential in order to understand the phenomena related to proposed emulsification process. Multiple emulsion analyses (macroscopic, microscopic, size distribution, pH and zeta potential values, relative viscosity, rheological profile and macromolecule addition influence) were carried out. Production and emulsification temperatures (78±2⁰C) were fundamental parameters in order to obtain multiple droplets by one step. Their macro and microscopic aspects were completely conditioned by the emulsification temperature. The sizes of the multiple droplets obtained were significantly smaller than those reported in the literature. For the critical temperature range, the minimum surface tension values were reached. Surface elasticity results suggest that the behavior of the surfactant molecules, in association or not, was fundamentally influenced by the temperature. Increasing surfactant molecule moieties on the surface, the intra molecular interactions were misplaced. The Langmuir isotherm as a function of the temperature demonstrated distinctive behavior for the critical temperature range, where the transition phase into solid state and soon afterwards some collapse could be observed. This phenomenon indicated some dramatic alteration of the surface film microstructure. The encapsulation process was regarded as efficient. The release profile studies demonstrated that the dispersed system in analysis was not ready yet for this research stage. The proposed emulsification process was able to produce multiple droplets by one step; moreover this result presented direct influence of the surfactant physical chemistry features, particularly the hydrophilic one, castor oil derivate, and of the methodology employed. The abnormal, non-occasional and non-transitory, multiple emulsion formation suggest a combination of transitional (ethoxylated non ionic surfactant influence), and catastrophic (dispersed/dispersant ratio influence) phase inversion processes. The obtained multiple emulsions presents microstructure aspects were not easily reproducible; however those were regarded stable for the analysis methodology employed. Key-words: multiple emulsions, nano emulsions, one step emulsification, canola oil, derivative castor oil non ionic surfactant, surface phenomena, phase inversion.

iii

Lista de Figuras

Figura 1 - Desequilíbrio das forças de coesão de um líquido na superfície entre líquido e ar (HIEMENZ;

RAJAGOPALAN, 1997)............................................................................................................................... 9

Figura 2 - Mapa de transição de fases, fração volumétrica das fases aquosa e oleosa versus a diferença

de afinidade do par de tensoativos(BROOKS; RICHMOND, 1991; BROOKS; RICHMOND; ZERFA,

1998; SALAGER et al., 2000, 2004) .......................................................................................................... 29

Figura 3 - Morfologia dos glóbulos múltiplos, segundo Florence e Whitehill (1982) ............................... 33

Figura 4 - Estrutura molecular de Span80®

(www.sigmaaldrich.com/catalog/search/ProductDetail/SIGMA/S6760) .................................................... 48

Figura 5 - Estrutura molecular do óxido de etileno, para o CremophorRH40® n=40 (aproximadamente)

(MEYER; WAIDELICH; FRAHM, 2002 e CROY; KWON, 2005) .......................................................... 49

Figura 6 - Estrutura molecular do óleo de rícino (MEYER; WAIDELICH; FRAHM, 2002 e e CROY;

KWON, 2005) ............................................................................................................................................ 49

Figura 7 - Estrutura molecular do Triton X100®, n=9,5 (aproximadamente)

(www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail/SIAL/P1754) ................................................................... 50

Figura 8 - Estrutura molecular do Tween 80®, w+x+y+z=20

(www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail/SIAL/X100) .................................................................... 50

Figura 9 - Representação do diagrama ternário .......................................................................................... 62

Figura 10 - Esquema do método de medida de tensão superficial/interfacial utilizando a placa de

Wilhelmy ..................................................................................................................................................... 68

Figura 11 - Esquema do mecanismo de funcionamento do reômetro de superfície, empregando o

método do anel oscilatório de superfície (Camtel® Ltd., 2000) .................................................................. 70

Figura 12 - Resultados de valores de pH (a), potencial zeta em mV (b) e tamanho dos glóbulos em nm

(c) após o teste de estabilidade acelerada (média e desvio padrão, n = 3) .................................................. 85

Figura 13 - Resultados de potencial zeta (mV): (a) tensoativos, (b) sais/cátions (c) sais/anions nas

concentrações de 0,1, 0,5 e 1,0 % (exceto para o tensoativo anfotérico que foi usado também a 0,25%).

Resultados foram obtidos 48 horas após a adição (média e desvio padrão, n = 3) ..................................... 88

Figura 14 - Resultados de granulometria (nm): (a) tensoativos, (b) sais/cátions (c) sais/anions nas

concentrações de 0,1, 0,5 e 1,0 % (exceto para o tensoativo anfotérico que foi usado também a 0,25%).

Resultados foram obtidos 48 horas após a adição, (média e desvio padrão, n = 3) ................................... 93

Figura15 - Fotomicrografias das primeiras emulsões múltiplas obtidas. (a) aumento de 200X; (b)

aumento de 400X ........................................................................................................................................ 95

Figura 16 - Diagrama ternário com áreas especificadas de acordo com os aspectos macro e

microscópico dos sistemas dispersos obtidos. Glóbulos múltiplos foram formados no vértice inferior

esquerdo e região subjacente .................................................................................................................... 114

iv

Figura 17 - Mapa de inversão de fases (valores de EHL x razão volumétrica A/O) para amostras

analisadas microscopicamente imediatamente após (a) e 24 horas após o preparo (b) ............................ 119

Figura 18 - Curvas de tensão superficial ou tensão interfacial líquido-ar: (a) tensoativo hidrofílico

hidrogenado e etoxilado 40EO (CremophorRH400®) e (b) tensoativo hidrofílico não hidrogenado e

etoxilado 40EO (Surfom/UltroilR400®) ................................................................................................... 122

Figura 19 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola em função do aumento

da temperatura (em ⁰C) ............................................................................................................................. 123

Figura 20 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola acrescido de Span80®

(concentração de 24,2p/p%) em função do aumento (1) e diminuição da temperatura (2) (em ⁰C) ......... 124

Figura 21 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola acrescido de

CremophorRH40® (concentração de 25,8p/p%) em função do aumento (1) e diminuição da temperatura

(2) (em ⁰C) ................................................................................................................................................ 124

Figura 22 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) de solução aquosa de CremophorRH40®

em função do aumento da temperatura (em ⁰C), concentração 25,8p/p% ............................................... 125

Figura 23 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola acrescido de Span80 e

CremophorRH40® (concentrações de 2,42 e 2,58p/p%, respectivamente) em função da temperatura

(em⁰C) ....................................................................................................................................................... 126

Figura 24 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) de óleo de canola acrescido de

CremophorRH 40 e Span80 (concentração de 25,8 e 24,2% p/p%, respectivamente) em função do

aumento da temperatura, aquecimento rápido (1) e aquecimento lento (2) .............................................. 126

Figura 25 - Curvas de concentração micelar crítica (CMC): (a) tensoativo hidrofílico hidrogenado e

etoxilado 40EO (CremophorRH400®) e (b) tensoativo hidrofílico não hidrogenado e etoxilado 40EO

(SurfomR400®) .......................................................................................................................................... 127

Figura 26 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de solução aquosa de CremophorRH40®

(concentração de 25,8p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C) .......................................... 129

Figura 27 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de óleo de canola acrescido de CremophorRH40®

(concentração de 25,8p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C) ......................................... 129

Figura 28 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de óleo de canola acrescido de Span80®

(concentração de 24,2p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C) .......................................... 130

Figura 29 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de óleo de canola acrescido de CremophorRH40® e

Span80® (concentração de 25,8 e 24,2p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C) ................ 130

Figura 30 - Caracterização da elasticidade superficial (em mN/m) de soluções aquosas de

CremophorRH40® em função de diferentes concentrações (25±2⁰C) ...................................................... 135

Figura 31 - Caracterização da viscosidade dinâmica(em mN) de soluções aquosas de CremophorRH40®

em função de diferentes concentrações (25±2⁰C) ..................................................................................... 135

v

Figura 32 - Caracterização da pressão de superfície (em mN/m) de soluções de 0,5µm de

CremophorRH40®, Span80® e CremophorRH40® + Span80® em metanol (25±2⁰C) .............................. 140

Figura 33 - Caracterização da pressão de superfície (em mN/m) de soluções de 0,5µm de

CremophorRH40® + Span80®+Cafeína em metanol (25±2⁰C) ................................................................. 140

Figura 34 - Caracterização da pressão de superfície (em mN/m) de soluções de 0,5 µm de

CremophorRH 40® + Span80® em metanol em função da temperatura .................................................... 141

Figura 35 - Amostras 60, 66 e 70 do diagrama ternário analisadas após 24 horas, 7 e 30 dias do preparo.

Apenas as melhores resoluções foram selecionadas ................................................................................. 146

Figura 36 - Fotomicrografias de amostras 66 obtidas 24 horas após o preparo (1) (78±1⁰C) (TM = 2,48)

e (2) (79±1⁰C) (TM = 1,54). TM = tamanho médio em µm. Aumento de 400x ....................................... 147

Figura 37 - Distribuição granulométrica das amostras 60 (1), 66 (2) e 70 (3) em µm. Amostras

caracterizadas 24 horas após o preparo ..................................................................................................... 150

Figura 38 – Reograma (tensão de cisalhamento x taxa de cisalhamento) das amostras 60, 66 e 70

obtidas a partir do diagrama ternário. ........................................................................................................ 157

Figura 39 - Cromatograma da cafeína anidra (6,43 minutos). Condições cromatográficas: coluna

Symetric C8 (3,5µm), fase móvel: solução aquosa de acetato de sódio, acetonitrila e tetraidorfurano

(95,5:2,5:2,0), fluxo de 2,9mL/min, e comprimento de onda ajustado para 273nm ................................. 161

Figura 40 - Representação gráfica da curva de calibração da cafeína na faixa de concentração de 0 a

100µg/mL. Equação da reta: y=40,61-7,107. Coeficiente de correla;áo linear (r)=1,0), n=3 ................... 162

Figura 41 - Mapa de transição de fases (composição x diferença de afinidade do tensoativo DAT),

indicando onde ocorre a formação de emulsões normais, anormais e quando estão na região Winsor I e II

(BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SALAGER et al., 2000, 2004) .............................................. 168

vi

Lista de Tabelas

Tabela 1 - Concentrações em % (p/p) dos componentes das formulações (1 a 11) e razão final ............... 60

Tabela 2 - Concentração em % (p/p) de tensoativo lipofílico e hidrofílico utilizado para obtenção do

EHL da emulsão .......................................................................................................................................... 61

Tabela 3 - Concentração em % (p/p) dos volumes das fases aquosa e fase oleosa para diferentes

sistemas dispersos obtidos ........................................................................................................................... 61

Tabela 4 - Concentrações dos componentes da emulsão para cada amostra .............................................. 63

Tabela 5 - Amostras preparadas para determinação da tensão superficial em função da temperatura ....... 67

Tabela 6 - Amostras preparadas para determinação do perfil reológico em função da temperatura .......... 69

Tabela 7 - Amostras preparadas para determinação da reologia superficial em função do tempo ............. 71

Tabela 8 - Amostras preparadas para determinação da reologia interfacial em função do tempo ............ 71

Tabela 9 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho dos glóbulos antes e após o teste de

estresse térmico (média e desvio padrão, n = 3) .......................................................................................... 81

Tabela 10- Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho dos glóbulos após o teste de

estabilidade acelerada (média e desvio padrão, n = 3) ................................................................................ 82

Tabela 11 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho de glóbulos para amostras sem

aditivos, 48 horas após o preparo (média e desvio padrão, n = 3) ............................................................... 86

Tabela 12 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho dos glóbulos após adição de

tensoativos, 48 horas após o preparo (média e desvio padrão, n = 3) ......................................................... 87

Tabela 13 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanhos após adição de cátions, 48 horas

após o preparo (média e desvio padrão, n = 3) ............................................................................................ 88

Tabela 14 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanhos com adição de ânions, 48 horas

após o preparo (média e desvio padrão, n = 3) ............................................................................................ 89

Tabela 15 - Formulação base e/ou inicial escolhida para desenvolvimento da emulsão múltipla, valor de

EHL de 9,3 .................................................................................................................................................. 95

Tabela 16 - Razão final entre tensoativos (p/p), fase oleosa e fase aquosa e possível formação de

glóbulos múltiplos ..................................................................................................................................... 103

Tabela 17 - Análise macro e microscópica das amostras formuladas com diferentes valores de EHL .... 105

Tabela 18 - Formulações com valor de EHL 7,3; análise do aspecto macro e microscópico das amostras

logo após o preparo ................................................................................................................................... 107


24 horas após o preparo ............................................................................................................................. 107


logo após o preparo ................................................................................................................................... 108

vii


24 horas após o preparo ............................................................................................................................. 108

Tabela 22 - Formulações com valor de EHL 10,2; análise do aspecto macro e microscópico das

amostras logo após o preparo .................................................................................................................... 109


amostras 24 horas após o preparo .............................................................................................................. 109


amostras logo após o preparo .................................................................................................................... 110




amostras 24 logo após o preparo ............................................................................................................... 111




amostras 24 logo após o preparo ............................................................................................................... 112



Tabela 30 - Análise macro e microscópica das formulações 1 a 36 obtidas a partir do diagrama ternário,

logo após o preparo e 24 horas após o preparo ......................................................................................... 115

Tabela 31 - Análise macro e microscópica das formulações 37 a 70 obtidas a partir do diagrama

ternário, logo após o preparo e 24 horas após o preparo ........................................................................... 116

Tabela 32 - Análise macro e microscópica das formulações obtidas a partir do diagrama ternário, 30

dias após o preparo .................................................................................................................................... 118

Tabela 33 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície do óleo de canola em

diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3........................................... 132

Tabela 34 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície do óleo de canola

acrescido de Span80 (24,2p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio

padrão, n = 3 .............................................................................................................................................. 131


acrescido de CremophorRH40 (25,8p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e

desvio padrão, n = 3 .................................................................................................................................. 132


acrescido de Span80 e CremophorRH40 (24,2 e 25,8p/p%, respectivamente) em diferentes temperaturas,

em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3 .................................................................................. 133

viii

Tabela 37 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície da água acrescida de

CremophorRH40, TritonX 100 e Tween80 (25,8p/p%), em diferentes temperaturas, em função do

tempo. Média e desvio padrão, n = 3 ........................................................................................................ 136

Tabela 38 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água/óleo de canola em

diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600

segundos .................................................................................................................................................... 137

Tabela 39 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água/óleo de canola

acrescido de Span80 (24,2p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos

(média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos ................................................................................ 138


acrescido de CremophorRH 40 (25,8p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores

obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos ................................................................... 138


acrescido de Span 80 e CremophorRH 40 em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores

obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos ................................................................... 138

Tabela 42 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água acrescida de

CremophorRH40/óleo de canola acrescido de Span80, em diferentes temperaturas, em função do tempo.

Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos ...................................................... 138

Tabela 43 - Análise da distribuição granulométrica de formulações obtidas a partir do diagrama ternário,

48 horas, 7 e 30 dias após o preparo .......................................................................................................... 149

Tabela 44 - Distribuição granulométrica (média e desvio padrão, n = 3) das formulações 60, 66 e 70

obtidas a partir do diagrama ternário (78±2⁰C) ......................................................................................... 149

Tabela 45 - Análise da estabilidade eletrostática das formulações 60, 66 e 70 obtidas a partir do

diagrama ternário, 48 horas (2 dias) e 240 horas (10 dias) após o preparo ............................................... 152

Tabela 46 - Análise microscópica da formulação 60 obtida a partir do diagrama ternário acrescida de

polímeros, em três períodos distintos ........................................................................................................ 155

Tabela 47 - Análise da estabilidade macroscópica das formulações 60, 66 e 70 obtidas a partir do

diagrama ternário, 48 horas após o preparo ............................................................................................... 160

Tabela 48 - Análise da estabilidade macroscópica das formulações 60, 66 e 70 obtidas a partir do

diagrama ternário, 48 horas após o preparo .............................................................................................. 160

INTRODUÇÃO

Introdução 2

1. INTRODUÇÃO

Emulsões são amplamente empregadas como veículos pela indústria cosmética e

farmacêutica. Estes sistemas permitem o transporte de ativos e/ou fármacos lipofílicos e

hidrofílicos em uma mesma formulação e dependendo de suas características microestruturais

possibilitam um perfil sustentado de liberação do ativo e/ou fármaco encapsulado. A

possibilidade de se controlar aspectos sensoriais e organolépticos permite adequá-las às

necessidades e às exigências da via de administração pretendida para tal emulsão, o que é

extremamente importante para o formulador cosmético e/ou farmacêutico que deseje produzir

veículos eficazes, eficientes e que concomitantemente sejam aprovados pelo consumidor e/ou

paciente.

Os estudos e avanços no conhecimento dos mecanismos envolvidos na obtenção e

estabilidade de sistemas dispersos, entre estes as emulsões, têm viabilizado o desenvolvimento

de sistemas cada vez mais complexos, como por exemplo, emulsões múltiplas e de sistemas

estáveis como nanoemulsões. Outro aspecto importante é o avanço das técnicas de avaliação e

análise que predizem com maior precisão a estabilidade em longo prazo destas emulsões,

exigência que qualquer produto cosmético e/ou farmacêutico deve possuir para ser

comercializado. Conhecimentos mais amplos da microestrutura da emulsão e de como

relacioná-los à estabilidade do produto cosmético vem corroborar com estes avanços teóricos e

tecnológicos (MARTI-MESTRES; NIELLOUD, 2002).

As nanoemulsões e emulsões múltiplas mostram-se promissoras em várias áreas das

ciências cosmética e farmacêutica. No entanto, para viabilizar sua utilização como veículo, é

necessário que fatores envolvidos no processo de obtenção e na estabilidade do sistema em

dispersão sejam criteriosamente estudados.

Introdução 3

As nanoemulsões apresentam vantagens desejáveis à aplicação cosmética, como

considerável estabilidade físico-química e sensorial agradável. O tamanho dos glóbulos em

dispersão pode apresentar maior facilidade em alcançar o substrato desejado para ação

cosmética: o estrato córneo e a epiderme (TADROS et al., 2004b).

O estudo dos métodos de obtenção de nanoemulsões e em especial de emulsões

múltiplas em etapa única, para os quais muitos aspectos continuam pouco esclarecidos, é

necessário tanto para elucidação de aspectos físico-químicos destes sistemas, quanto à

viabilização tecnológica, que vai ao encontro das necessidades e anseios das indústrias em

questão (BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998).

Considerando seu potencial de liberação sustentada, as emulsões múltiplas podem ser

veículos de escolha para administração tópica de ativos e/ou fármacos que necessitem de

contato prolongado com a pele, diminuindo assim, a freqüência de aplicações do produto pelo

consumidor, o que sem dúvida amplia a aceitação por parte do consumidor e/ou paciente da

posologia prescrita. Além disso, a viabilidade do sistema múltiplo em estudo pode ser

justificada pelo seu potencial emprego em disfunções e/ou patologias cutâneas que necessitem

de tratamento profilático e/ou prolongado (FLORENCE; WHITEHILL, 1982; FOX, 1986;

DAVIS; WALKER, 1987; BENICHOU; ASERIN; GARTI, 2004; VASILJEVIC; VULETA;

PRIMORAC, 2005).

A aplicação de emulsões múltiplas pelas ciências cosmética, farmacêutica e química em

geral tem suas limitações no que diz respeito a dificuldades em caracterizar e elucidar os

parâmetros envolvidos em sua estabilidade e seus mecanismos de liberação e de obtenção (em

especial em etapa única) (LAUGEL et al., 1998a e b; SCHUELER; ROMANOWSKI, 1998).

Assim, a viabilidade do emprego das emulsões múltiplas como veículo para liberação

sustentada depende do desenvolvimento de formulações adequadas ao uso pretendido,

empregando-se óleos e emulsificantes que produzam características adequadas de estabilidade e

Introdução 4

possuam baixa toxicidade para aplicações cosméticas e farmacêuticas, além de processos de

manipulação comercialmente viáveis (FLORENCE; WHITEHILL, 1982; FOX, 1986; DAVIS;

WALKER, 1987; BENICHOU; ASERIN; GARTI, 2004; VASILJEVIC; VULETA;

PRIMORAC, 2005).

O emprego de óleos e de agentes tensoativos de origem vegetal garantem ao formulador

o desenvolvimento de produtos seguros e compatíveis com a pele (KUNIEDA et al., 1996), e ao

consumidor, o uso de produtos de origem natural, o que sem dúvida, é um interessante apelo

mercadológico.

É necessário que novos ativos cosméticos ou fármacos com funções preventivas e/ou

curativas para a pele sejam avaliados, porém é indispensável o desenvolvimento concomitante

das ciências relacionadas à produção e à avaliação de seus possíveis veículos, onde o papel

primordial das emulsões não pode ser negligenciado.

É fundamental que cosméticos de tratamento sejam desenvolvidos e seu uso viabilizado.

Porém, para que estes possam ser comercializados, constantemente melhorados, parâmetros

como mecanismos de obtenção, estabilidade e perfil de liberação dos ativos devem ser

elucidados. Exigindo-se assim da ciência cosmética, não só a descoberta de novos ativos, bem

como o aprimoramento das técnicas de preparo, da farmacotecnia dos sistemas emulsionados

que veiculam esses ativos (SCHUELER; ROMANOWSKI, 1998).

O objetivo geral da pesquisa foi desenvolver emulsões múltiplas A/O/A, elucidando as

variáveis relevantes à formulação e ao processo de emulsificação em etapa única, caracterizar

os aspectos físico-químicos das emulsões múltiplas A/O/A obtidas e dos tensoativos

empregados, e realizar testes preliminares de estabilidade e do perfil de liberação de um ativo

modelo (cafeína).

REVISÃO DA LITERATURA

Revisão da Literatura 6

2. REVISÃO DA LITERATURA

2.1. Emulsões

Emulsões são sistemas heterogêneos, termodinamicamente instáveis, definidos como a

mistura íntima de dois líquidos imiscíveis, um dos quais está disperso no outro na forma de

glóbulos (BECHER; SCHICK, 1987; FRIBERG; HILTON; GOLDSMITH, 1987; FRIBERG;

GOLDSMITH; HILTON, 1988; MYERS, 1988; LOCHHEAD, 1994; SILVA; SOARES, 1996;

BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SCHUELER; ROMANOWSKI, 1998; HOLMBERG

et al., 2002; MORRISON; ROSS, 2002). Entretanto, para que possam ser aplicadas às mais

diversas áreas como cosmética, farmacêutica e química em geral, as emulsões devem apresentar

um período definido e pré-determinado de estabilidade físico-química, sendo este dependente

das aplicações pretendidas (BECHER; SCHICK, 1987; SCHULLER; ROMANOWSKI, 1998;

ATTWOOD, 2005).

De acordo com a hidrofilia ou lipofilia da fase dispersante, estes sistemas classificam-se

em óleo em água (O/A) ou água em óleo (A/O). As emulsões, em geral são compostas por três

fases: fase aquosa, fase oleosa e fase emulsificante (BECHER; SCHICK, 1987; PINHO;

STORPIRTIS, 1998; SCHULLER; ROMANOWSKI, 1998; MORRISON; ROSS, 2002). As

propriedades físico-químicas destas fases influenciam o processo de obtenção, o

comportamento de fases, o tipo e a estabilidade do sistema em dispersão (BOUCHAMA et al.,

2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003).

Emulsões são sistemas estabilizados cineticamente pela adição de agentes tensoativos

capazes de diminuir a tensão interfacial do sistema e de formar um filme interfacial com

propriedades estéricas e eletrostáticas em torno dos glóbulos da fase interna (FRIBERG;

HILTON; GOLDSMITH, 1987; LOCHHEAD, 1994; JEONG; OH; KIM, 2001; HOLMBERG


et al., 2002; MORRISON; ROSS, 2002; CAPEK, 2004). Os agentes tensoativos ou

emulsificantes são moléculas com características anfifílicas que se adsorvem na interface entre

a fase dispersa e a dispersante durante o processo de emulsificação, e podem prontamente

prevenir fenômenos de instabilidade, e conseqüentemente uma possível separação de fases

(LOCHHEAD, 1994; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SCHULLER;

ROMANOWSKI, 1998).

As principais etapas e/ou mecanismos de processos de instabilidade observados em

emulsões podem ser assim descritos: floculação, cremeação, coalescência, maturação de

Ostwald (Ostwald ripening) e inversão de fases (LOCHHEAD, 1994; SCHULLER;

ROMANOWSKI, 1998).

Floculação pode ser definida como uma adesão mútua entre os glóbulos da fase

dispersa, formando uma rede tridimensional. Entretanto, os glóbulos permanecem com sua

estrutura interfacial inalterada e uma simples agitação pode reverter o processo. O processo de

cremeação ocorrerá inevitavelmente quando existe diferença de densidades entre a fase dispersa

e dispersante da emulsão, ocorrendo separação entre estas em resposta à ação da gravidade. Se a

fase dispersa é menos densa do que a fase dispersante, então os glóbulos da emulsão formarão

um creme na região superior da amostra, o inverso ocorre quando a fase dispersa é mais densa

do que a fase dispersante. Coalesência, um processo irreverssível, ocorre quando dois glóbulos

alcançam proximidade suficiente, têm a estrutura de suas interfaces comprometidas e perdem

sua individualidade, tornando-se um único glóbulo (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON,

1988; LOCHHEAD, 1994; SCHULLER; ROMANOWSKI, 1998; MORRISON; ROSS, 2002).

Maturação de Ostwald (Ostwald rippening) e inversão de fases e serão considerados adiante,

itens 2.4. e 2.5. respectivamente.

Os agentes tensoativos foram empiricamente classificados por Griffin de acordo com o

equilíbrio entre as regiões hidro e lipofílicas da molécula. Este equilíbrio é descrito

numericamente com um determinado valor de equilíbrio hidrofílico-lipofílico (EHL). Os


tensoativos hidrofílicos geralmente possuem valores de EHL ≥ a 7,0 e os lipofílicos ≤ a 7,0

(BECHER; SCHICK, 1987; SCHULLER; ROMANOWSKI, 1998; MORRISON; ROSS,

2002).

Os pesquisadores Becher e Schick (1987), Morrison e Ross (2002); Sajjadi et al. (2003)

e Sajjadi, Zerfa e Brooks (2003) reafirmam a contribuição do uso em conjunto de tensoativos

com características de liofilia diferentes para obtenção de emulsões consideravelmente estáveis.

Entretanto, as emulsões, de acordo com sua definição, são sistemas

termodinamicamente instáveis. Valores de tensão interfacial de emulsões estão geralmente entre

1,0 e 10,0mN.m-1; valores estes relacionados a uma grande área de superfície, o que

conseqüentemente determina valores de energia livre de formação consideravelmente positivos

(BECHER; SCHICK, 1987; HOLMBERG et al., 2002; MORRISON; ROSS, 2002; CAPEK,

2004).

2.2. Caracterização Físico-química de Emulsões

2.2.1. Tensão Superficial/Interfacial

A tensão superficial ocorre devido a forças de coesão assimétricas na superfície de um

líquido, água e ar, por exemplo, (Figura 1), ou na interface entre dois líquidos de polaridades

distintas, como água e óleo. As moléculas situadas no interior de um líquido são, em média,

sujeitas a forças de atração iguais em todas as direções, ao passo que as moléculas numa

superfície ou interface estão submetidas a forças de atração não equilibradas, do que resulta em

uma força em direção ao interior do líquido (SHAW, 1975; RABOCKAI, 1979; MYERS, 1988;

HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997).


A tensão superficial/interfacial é um reflexo das forças coesivas de um líquido. Por sua

vez, a energia de coesão depende das forças de dispersão, interações moleculares, em um

líquido. A força entre moléculas distintas em uma interface são desiguais e conhecidas como

forças de adesão (SHAW, 1975; MARTIN, 1993; HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997;

OPAWALE; BURGESS, 1998b; HOLMBERG et al., 2003).

Figura 1 - Desequilíbrio das forças de coesão de um líquido na superfície entre líquido e ar (HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997)

Tensão superficial é definida como a força (por unidade de comprimento) que deve ser

aplicada paralelamente à uma superfície com o intuito de contrabalancear a força imposta em

direção ao interior do líquido, sua unidade é mNewton/m no sistema internacional de medidas

ou dinas/cm2 no sistema cgs. Esta definição também se aplica a tensão interfacial,

considerando-se a interface entre dois líquidos imiscíveis (RABOCKAI, 1979; MARTIN, 1993;

HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997).

Geralmente a tensão interfacial entre dois líquidos é menor do que a tensão superficial

de um destes líquidos com o ar por exemplo, porque a força de adesão que ocorre na interface

entre dois líquidos é maior do que a formada entre um líquido e um gás (SHAW, 1975;

MYERS, 1988).


A tensão superficial da maioria dos líquidos diminui com o aumento da temperatura, de

maneira quase linear (alguns metais constituem uma exceção), e se torna muito baixa nas

proximidades da temperatura crítica, onde as forças coesivas intermoleculares tendem a zero

(SHAW, 1975; MYERS, 1988; HOLMBERG et al., 2003). A formação de emulsões múltiplas

em uma etapa estaria relacionada a esta re-estruturação molecular dos tensoativos na interface

fase aquosa/oleosa durante o processo de emulsificação, em determinado intervalo (crítico) de

temperatura (BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SALAGER et al., (2000, 2004).

As moléculas de tensoativos afetam a tensão superficial/interfacial diminuindo esta

significativamente mesmo em baixas concentrações, esta diminuição é crescente com o

aumento da concentração de tensoativos até que a concentração micelar crítica (CMC) seja

alcançada. A partir deste ponto, a adição de tensoativos não promove alterações relevantes

sobre os valores de tensão superficial (SHAW, 1975; MYERS, 1988; HOLMBERG et al.,

2003; OPAWALE; BURGESS, 1998a e 1998b).

Os valores de tensão superficial em função do tempo podem ser correlacionados com a

eficiência da formação do filme interfacial entre a fase dispersante e dispersa da emulsão.

Quanto mais rápido se atingem valores mínimos de tensão superficial, maior a velocidade de

alteração das tensões interfaciais, indicando a formação do filme interfacial, prevenindo assim,

fenômenos como coalescência ainda durante o processo de emulsificação (RABOCKAI, 1979;

BEIRD, 1997, SIMOVIC et al., 1999).

Reduções efetivas da tensão interfacial, durante o processo de emulsificação, promovem

de maneira mais eficiente à formação de glóbulos menores, resultando usualmente em emulsões

com estabilidade cinética superior (OPAWALE; BURGESS, 1998a e 1998b).

Informações sobre a tensão superficial/interfacial são fundamentais para se compreender

o processo de emulsificação e a estabilidade das emulsões e suspensões, importantes veículos

na indústria farmacêutica e cosmética (SCHUELER; ROMANOWSKI, 1998).


2.2.2. Reologia

Reologia é o estudo das propriedades de fluxo e deformação da matéria (IDSON, 1978;

BARNES, 1994; ANSEL; POPOVICH; ALLEN, 1999). Segundo Tadros, 1994 e 2004a,

análises reológicas fornecem informações quanto à estabilidade física de emulsões e podem

expressar diretamente interações como floculação, cremeação, sedimentação, coalescência,

inversão de fases e maturação de Ostwald (Ostwald ripening). Estes dois útilmos itens serão

considerados adiante, itens 2.4. e 2.5. respectivamente.

A compreensão adequada das propriedades reológicas de produtos cosméticos e/ou

farmacêuticos é essencial ao seu desenvolvimento, avaliação de sua estabilidade e desempenho.

É de grande importância para os formuladores de produtos cosméticos e/ou farmacêuticos o

desenvolvimento de metodologias que permitam a correlação entre o perfil reológico de uma

determinada formulação com a avaliação sensorial dos consumidores e/ou pacientes

(MARRIOTT, 2005; TADROS, 1994, 2004a; MORRISON; ROSS, 2002).

As características de fluxo de emulsões podem ser influenciadas pelos seguintes fatores:

viscosidade e composição química da fase externa da emulsão, fração volumétrica da fase

dispersa; distribuição granulométrica da dispersão, deformabilidade e viscosidade dos glóbulos

dispersos, reologia do filme interfacial (concentração e estrutura dos tensoativos) e a adição de

modificadores reológicos como espessantes e sólidos inertes finamente divididos (BARNES,

1993; MARRIOTT, 2003; TADROS, 1994 e 2004a; JIAO; BURGESS, 2003).

As medidas de propriedades de fluxo podem ser divididas em comportamento linear e

não-linear (BARNES, 1993):


2.2.2.1. Reologia de Fluxo ou Não-linear (Volume)

As propriedades não-lineares são determinadas e dependem diretamente da tensão e da

taxa de cisalhamento aplicado e avalia variações na viscosidade do sistema.

Estas propriedades podem ser determinadas a partir das seguintes equações 1 e 2:

F = η . D (1)

η = F/D (2) Onde: F = tensão de cisalhamento (Pa), D = taxa de cisalhamento (1/segundos), η = viscosidade (Pa/segundos)

A tensão de cisalhamento (F) é a força por unidade de área imposta a um líquido e a

taxa de cisalhamento (D) é o gradiente de velocidade de fluxo produzido por F. Viscosidade é

definida como a medida da fricção interna entre camadas adjacentes de fluido, esta fricçao está

diretamente relacionada à resistência das camadas do fluido ao movimento imposto (IDSON,

1978; BARNES, 1994, HOLMBERG et al., 2003).

O reograma utilizado para se caracterizar o perfil reológico de uma amostra, é

constituído pela plotagem da tensão de cisalhamento versus a taxa de cisalhamento. O perfil

reológico de uma amostra pode ser dividido em fluxos Newtoniano e não-Newtoniano (plástico,

pseudoplástico e dilatante), estes apresentando ou não tixotropia ou reopexia (IDSON, 1978;

BARNES, 1994; ANSEL; POPOVICH; ALLEN, 1999).

Fluidos Newtonianos exibem proporcionalidade direta entre a tensão de cisalhamento e

a taxa de cisalhamento, assim a uma determinada temperatura, a viscosidade é independente da

taxa de cisalhamento. Desta forma, um único ponto do reograma é suficiente para se determinar

a viscosidade do sistema. São exemplos os líquidos formados por móleculas de baixo peso

molecular e soluções poliméricas diluídas (IDSON, 1978; BARNES, 1994; TADROS, 1994).


Para fluidos não-Newtonianos, tensão de cisalhamento e taxa de cisalhamento não são

diretamente proporcionais. Assim, a viscosidade depende da taxa de cisalhamento aplicada,

diferentes valores de viscosidade podem ser obtidos para diferentes medidas de uma mesma

amostra. Estes fluidos apresentam assim, viscosidade aparente ou não verdadeira. São exemplos

deste perfil reológico, cremes e loções cosméticas e/ou farmacêuticas em sua grande maioria

(TADROS, 2004; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005).

2.2.2.2. Reologia Oscilatória/Dinâmica ou Linear (Superfície)

A reologia interfacial estuda a resposta de superfícies e interfaces móveis à deformação.

Emulsões contêm um filme molecular ou macromolecular de tensoativos na interface fluida

(móvel), entre as fases aquosa/fase oleosa (VAN DEN TEMPEL, 1977; JUNGINGER, 1992;

TADROS, 1994, BOS; VAN VLIET, 2001; MORRISON; ROSS, 2002; WILDE, 2007).

Este filme além de necessário para estabilizar a dispersão, também inicia estresses

interfaciais adicionais aos estresses produzidos pela tensão interfacial (γ). Gradientes de tensão

interfacial ocorrem quando concentrações não uniformes de tensoativos ou polímeros se

desenvolvem numa interface fluida. A região que apresenta depleção destas moléculas

apresenta maior valor de tensão interfacial. A elasticidade dilatacional de Gibbs é definida

como ε = dγ/dlnA (onde A representa a área interfacial), resultante do gradiente de tensão

interfacial estabelecido. Este gradiente pode ocorrer durante o processo de emulsificação ou

quando dois glóbulos em dispersão se aproximam. Quando a interface é esticada, as moléculas

adsorvidas não são mais suficientes para cobri-lá por completo e áreas escassas de tensoativos

ou polímeros são criadas. Este gradiente permite então que moléculas de tensoativos ou

polímeros se difundam das fases dispersa/dispersante para a interface, preenchendo as possíveis

lacunas formadas no filme. Durante este processo, líquido pode ser transportado para interface,


fenômeno denominado como efeito Marangoni. Em adição, outros estresses reológicos de

natureza viscosa podem surgir, e são relacionados à estresses interfaciais e viscosidades

dilatacionais (VAN DEN TEMPEL, 1977; JUNGINGER, 1992; TADROS, 1994, BOS; VAN

VLIET, 2001; MORRISON; ROSS, 2002; Camtel Ltd., 2007).

A reologia de superfície pode ser realizada atraves de métodos dilatacionais e de

cisalhamento. Os métodos dilatacionais avaliam alterações nos valores de tensão interfacial em

função de mudanças específicas na área interfacial. Esta análise avalia a resistência da camada

adsorvida à fenômenos de compressão e expansão. Os métodos de cisalhamento são realizados

dentro de uma faixa pré-definida de taxa e tensão de cisalhamento, assim as propriedades do

sistema são analisadas em função da freqüência e do tempo, bem como da temperatura e da

pressão. Este método fornece os módulos viscoelásticos de estocagem e perda, que são

dependentes da freqüência aplicada (VAN DEN TEMPEL, 1977; WARBURTON, 1993; PY et

al, 1994; TADROS, 1994; BOS; VAN VLIET, 2001; MORRISON; ROSS, 2002;

HOLMBERG et al, 2003, Camtel Ltd., 2007; WILDE, 2007):

G∗ = módulo complexo,

G’ = módulo de estocagem ou solid-like;

G’’= módulo de perda ou liquid-like.

Para as análises oscilatórias, os módulo de estocagem (G’) e de perda (G’’) serão

obtidos a partir dos parâmetros descritos nas equações 3 e 4:

G’ = (τ0/γ0) cos δ (3)

G’’ = (τ0/γ0) sen δ (4) Onde: G’= modulo de estocagem em Pa; G’’ = módulo de perda em Pa; τ0 =amplitude de stress; γ0 = amplitude de tensão; cos/sen δ = co-seno e seno do ângulo de mudança de fases

A viscosidade dinâmica (η’) será calculada de acordo com a equação 5:

η’ = G’’/ω (5) Onde η’= viscosidade dinâmica, G’’ = módulo de perda em Pa e ω = freqüência em rad/segundos


Para experimentos de reologia dinâmica de cisalhamento, o estresse é variado

periodicamente com alterações a uma determinada frequência (stress sweep test) ou, o estresse

é mantido constante para uma determinada faixa de frequência (frequency sweep test), assim os

valores de viscoelasticidade, viscosidade dinâmica interfacial (η’) e elasticidade

superficial/interfacial (G’) são determinados. O ângulo (δ) é definido em fase quando está na

faixa entre 0⁰ e 90⁰. Valores de δ entre 0 e 45⁰ caracterizam sistemas elásticos, e entre 45 e 90⁰

sistemas viscosos. A maioria das soluções de tensoativos/polímeros possui características

intermediárias (viscoelásticas) (WARBURTON, 1993; TADROS, 1994; TERRISSE et al.,

1994; BOS; VAN VLIET, 2001; MORRISON; ROSS, 2002; HOLMBERG et al, 2003;

LIPPACHER; MULLER; MADER, 2004, Camtel Ltd., 2007).

A ação do filme interfacial ou da barreira mecânica formada na interface fase

aquosa/fase oleosa de emulsões pode ser quantificado através de determinação de reologia

interfacial. A força do filme interfacial está diretamente relacionado a estabilidade de emulsões

(WARBURTON, 1993; OPAWALE; BURGESS, 1998a e 1998b; MORRISON; ROSS, 2002;

JIAO; BURGESS, 2003; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005).

Segundo Myers (1998) e Opawale e Burgess (1998b), para a estabilidade a longo prazo

de emulsões, a força da barreira mecânica formada pelos tensoativos, é mais relevante do que a

tensão interfacial resultante. O emprego de tensoativos poliméricos promove a formação de

barreira ou interface com estabilidade física superior quando comparado ao emprego de

tensoativos monoméricos (VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005). Hameyer e Jenni

(1996) relataram a superioridade de tensoativos poliméricos para estabilidade em longo prazo

de emulsões múltiplas.

Um dos principais fatores, segundo Florence e Whitehill (1982) para a estabilidade a

longo prazo de emulsões múltiplas é a força dos filmes interfaciais formados, primário e

secundário. Informações sobre as interações entre as moléculas de tensoativos nestas interfaces


podem promover um enfoque racional no desenvolvimento destes sistemas (TERRISSE et al.,

1994; OPAWALE; BURGESS, 1998a e 1998b).

2.2.3. Isotermas de Langmuir

Existe uma ampla gama de tensoativos (propriedades anfifílicas) que reduzem

drasticamente a tensão superficial da água. Muitos destes compostos são insolúveis em água e

podem com a ajuda de solventes voláteis e hidrofóbicos se espalharem facilmente na superfície

da água (interface água/ar) e formar uma monocamada insolúvel. Estas monocamadas são

denominadas filmes de Langmuir (L), e representam uma situação específica na adsorção

interfacial, porque todas as moléculas estão concentradas em uma camada de espessura

molecular. A natureza anfifílica do tensoativo determina a orientação das moléculas na interface

(se ar/água ou água/ar) (SHAW, 1975; MYERS, 1988; MARTIN, 1993; HIEMENZ;

RAJAGOPALAN, 1997; KSV Instruments Ltd., 2001).

Quando a solução de substância anfifilíca em solvente lipofóbico é colocada na

superfície da água com auxílio de uma microseringa, a solução se espalha rapidamente e cobre

a área disponível. A evaporação do solvente permite que a formação da monocada. Quando a

área disponível para a monocamada é extensa, a distância entre as moléculas adjacentes é

considerável e assim a interação entre elas é fraca. Sob estas condições, a monocamada de

tensoativos tem efeito não significativo sob a tensão superficial da água. Se a área disponível

para monocada é reduzida com o auxílio de um sistema de barreiras, as moléculas começam a

exercer efeito repulsivo umas sobre as outras (MARTIN, 1993; KSV Instruments Ltd., 2001).

Estes dois fenômenos de superfície são denominados pressão de superfície (Π), sendo

esta determinada pela equação 6:


Π = γ – γ0 (6) Onde: γ0 = tensão superficial na ausência da monocamada; γ = tensão superficial na presença da monocamada

Durante a compressão da monocamada, a pressão de superfície e a área molecular (em

média) é continuamente monitorada. A pressão superficial é usualmente determinada pelo

método da placa de Wilhelmy (MARTIN, 1993; HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997; KSV

Instruments Ltd., 2001).

Um indicador importante das propriedades da monocamada de um material anfifílico é

dado pela medida da pressão de superfície em função da área superficial de água disponível

para cada molécula. Este experimento é conduzido sob temperatura constante e é definido como

pressão superficial, área de isoterma ou simplesmente isoterma. Usualmente uma isoterma é

obtida pela compressão do filme (reduzindo a área com o auxílio de barreiras) a uma velocidade

constante, enquanto a pressão superficial é constantemente monitorada (SHAW, 1975;

MARTIN, 1993; HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997).

Dependendo do material estudado, repetidas compressões e expansões podem ser

necessárias para se obter um perfil reprodutível. Regiões podem ser distinguidas na análise de

uma isoterma e são denominadas fases. Conforme a monocamada é comprimida, é possível

visualizar as mudanças de fases através de descontinuidades na isoterma. O comportamento de

fases da monocamada é principalmente determinado pelas propriedades físicas e químicas da

molécula e da temperatura e composição da subfase. A microestrutura da monocamada

depende, por exemplo, do comprimento da cadeia hidrocarbônica da molécula e da magnitude

de forças atrativas e repulsivas entre os grupos polares (SHAW, 1975; MARTIN, 1993;

HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997; KSV Instruments Ltd., 2001).

A terminologia utilizada para classificar as diferentes fases da monocamada foi proposta

por Harkins, no início dos anos 50 (SHAW, 1975). Monocamadas estendidas apresentam-se no

estado bidimensional gasoso (G), e conforme a compressão e transição de fases ocorrem, a


monocamada adquire o estado líquido expandido (L1), estado intermediário (I), e em seguida,

líquido condensado (L2) e finalmente a monocamada pode apresentar o estado bidimensional

sólido (S). Se a monocamada for comprimida além da fase S, entrará em colapso, que poderá ou

não ser observado por uma diminuição rápida da pressão de superfície (SHAW, 1975; MYERS,

1988; MARTIN, 1993; HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997; KSV Instruments Ltd., 2001).

Os resultados obtidos a partir de estudos de fenômenos de superfície possuem

imensurável aplicabilidade para as ciências farmacêuticas, em especial para o desenvolvimento

de sistemas dispersos. Por exemplo, considerando-se a importância da microestrutura do filme

interfacial formado entre fases aquosa/oleosa para a estabilidade cinética de emulsões, conhecer

a área ocupada por cada molécula de tensoativo nesta interface permitiria a otimização da

estabilidade do sistema. A eficiência nos processos de molhabilidade e detergência dependem

diretamente da concentração de material adsorvido (MARTIN, 1993; MORRISON; ROSS,

2002).

2.3. Estabilidade Físico-química de Emulsões

Os mecanismos de estabilidade da emulsão podem ser descritos como: (a)

eletrostático; (b) estérico e (c) eletroestérico (BECHER; SCHICK, 1987; BROOKS;

RICHMOND; ZERFA, 1998; LOCHHEAD, 1994; HOLMBERG et al, 2002; MORRISON;

ROSS, 2002).

A estabilidade da emulsão é controlada pelas propriedades do filme interfacial formado

entre a fase aquosa e oleosa e pelas características físico-químicas da camada de adsorção

formada na superfície dos glóbulos dispersos. Estas propriedades incluem além da diminuição

do valor da tensão interfacial, as características da solução contínua próxima a interface,

dependentes da composição e da concentração do agente tensoativo e/ou polímeros utilizados


(FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; LOCHHEAD, 1994;WIACEK; CHIBOWSKI,

1999, HOLMBERG et al., 2002; MORRISON; ROSS, 2002).

Este filme pode induzir forças estéricas e eletrostáticas repulsivas entre glóbulos

próximos. A adição de tensoativos permite a formação de uma monocamada adsorvida à

interface e uma dupla camada iônica pode ser formada ao redor dos glóbulos (FRIBERG;

GOLDSMITH; HILTON, 1988; SOARES; SILVA, 1996; RIBEIRO, 1996; MORRISSON;

ROSS, 2002; ROLAND et al., 2003: CAPEK, 2004).

Esta dupla camada é formada por uma região interna denominada camada de Stern,

onde os íons estão fortemente ligados; estes íons de carga oposta ou contra-íons e por uma

região denominada camada Difusa, onde os íons estão fracamente ligados; estes íons de mesma

carga ou co-íons. O modelo da dupla camada permite visualizar a atmosfera/densidade iônica

nas proximidades de um glóbulo carregado e explica como atuam as forças de repulsão

eletrostática. Um glóbulo carregado, por exemplo, negativamente e sua atmosfera carregada

positivamente produzem um potencial elétrico relativo à solução. Este possui um valor máximo

na superfície do glóbulo e diminui gradualmente com a diminuição da densidade iônica,

aproximando-se a zero fora da camada Difusa (PINHO; STORPIRTIS, 1998; ATTARD, 2001;

HOLMBERG et al., 2002; MORRISON; ROSS, 2002; ZETA-METER Inc., 2006).

A teoria DLVO, assim denominada em homenagem aos seus autores Derjaguin,

Landau, Vervey e Overbeek, descreve a estabilidade de sistemas dispersos através de dois

potenciais independentes. O potencial da dupla camada elétrica é positivo (repulsivo) e o

potencial de van der Waals é negativo (atrativo). Estes atuam quando dois glóbulos e/ou

partículas dispersos em solução se aproximam (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988;

PINHO, STORPIRTIS, 1998; WIACEK; CHIBOWSKI 1999; HOLMBERG et al., 2002;

MORRISON; ROSS, 2002; ZETA-METER Inc., 2006).

O potencial de superfície não pode ser determinado diretamente e assim, usualmente

para o cálculo da interação eletrostática, este é substituído pelo potencial eletrocinético ou zeta.


O potencial zeta é uma maneira efetiva de controlar o comportamento dos glóbulos, pois indica

a relação entre o potencial de superfície e as forças de repulsão entre os glóbulos (FRIBERG;

GOLDSMITH; HILTON, 1988; STACHURSKI; MICHALEK, 1996; RIBEIRO, 1996;

WIACEK; CHIBOWSKI, 1999; HOLMBERG et al., 2002; MORRISON; ROSS, 2002;

ROLAND et al., 2003).

O potencial zeta é definido como a diferença de potencial entre a superfície de íons

fortemente ligados à superfície da partícula e uma região neutra (não-carregada) da solução,

onde há uma diferença relevante de viscoelasticidade quando comparada à solução adjacente

aos glóbulos. Quando o potencial zeta é de 30mV (em módulo) ou maior, a força repulsiva da

dupla camada é maior do que a força atrativa de van der Waals evitando assim, uma possível

floculação (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; JEONG; OH; KIM, 2001 e ROLAND

et al., 2003; ZETA-METER Inc., 2006).

O método mais utilizado para mensurar o potencial zeta é o emprego da mobilidade

eletroforética das partículas em dispersão em um campo elétrico carregado (FRIBERG;

GOLDSMITH; HILTON., 1988, MORRISON; ROSS, 2002; KULMYRZAEV; SCHUBERT,

2003 e ROLAND et al., 2003).

Pode-se alterar a carga superficial do glóbulo, aumentando ou diminuindo a barreira

energética. Esta barreira é formada pela dupla camada elétrica e por mecanismos de repulsão

estérica. Alterações na atmosfera iônica, como a provocada pela adição de eletrólitos,

tensoativos iônicos e alterações no valor do pH da solução, podem afetar diretamente a carga do

glóbulo. Em cada caso, a determinação do potencial zeta indicará o efeito da alteração,

principalmente em relação a sua estabilidade. O valor do potencial zeta, por si só é um dado

limitado. Entretanto, alterações neste valor com relação a mudanças na constituição e

características da suspensão/emulsão, são informações significativas sobre as condições da

interface e, assim, sobre a fase dispersa da emulsão (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON,


1988; STACHURSKI; MICHALEK, 1996; GU; LI, 1997, 1998; HOLMBERG et al., 2002;

MORRISON; ROSS, 2002; ZETA-METER Inc., 2006; MORAIS et al., 2006b).

A adição de eletrólitos à fase contínua de emulsões O/A provoca redução do potencial

repulsivo da dupla camada elétrica, contudo o potencial atrativo de van der Waals permanece

inalterado. Esta redução provoca uma redução do potencial total de superfície e dependendo da

quantidade de eletrólitos adicionados, a altura da barreira energética é reduzida, perdendo-se

assim a estabilidade do sistema (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988).

O termo estabilidade estérica é geralmente empregado para descrever a atuação de

macromoléculas, polímeros e/ou tensoativos poliméricos adsorvidos na superfície da fase

descontínua ou dispersa da emulsão. Sua atuação está baseada na demanda conformacional por

espaço (FRIBERG; HILTON; GOLDSMITH, 1987; FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON,

1988; MARTIN, 1993; LOCHHEAD, 1994; SCHULLER; ROMANOWSKI, 1998).

Existem algumas exigências para que a estabilização estérica seja eficiente: (a) a

macromolécula deve se adsorver fortemente na superfície, pois moléculas adsorvidas

fracamente podem ser desorvidas quando da aproximação entre os glóbulos; (b) a

macromolécula deve cobrir toda a superfície do glóbulo, caso contrário, a mesma molécula

poderá se adsorver em mais de um glóbulo, provocando o fenômeno denomidado floculação

por ponte (bridging flocculation), mais comumente observado para polímeros constituídos por

cadeias lineares e de alto peso molecular; (c) a maneira como o polímero se adsorve na

superfície do glóbulo é crítica, se a molécula se adsorver na conformação esticada ou estendida,

não promoverá proteção estérica. O polímero ancorado na superfície do glóbulo deve apresentar

loops e caudas extendidas na fase dispersante; (d) estes segmentos da molécula devem ser

solúveis na fase contínua, fenômeno diretamente correlacionado a conformação apresentada

pelo polímero em solução (FRIBERG; HILTON; GOLDSMITH, 1987; FRIBERG;

GOLDSMITH; HILTON, 1988; MARTIN, 1993; LOCHHEAD, 1994; HOLMBERG et al.,

2002; MORRISON; ROSS, 2002).


Os mecanismos de estabilização estérica estão baseados no comportamento das

macromoléculas adsorvidas na interface quando ocorre aproximação entre os glóbulos em

dispersão. Existem dois principais mecanismos: (a) quando os segmentos (loops e caudas) das

moléculas de polímero/macromolécula adsorvidos em glóbulos adjacentes podem se sobrepor e

daí se associar ou, (b) ou quando esta associação é termodinamicamente inviável e os

segmentos são comprimidos (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; MARTIN, 1993;

LOCHHEAD, 1994; HOLMBERG et al., 2002).

No primeiro caso, ocorre aumento da concentração de moléculas entre os glóbulos.

Este aumento é responsável pelo fenômeno denominado exclusão/repulsão por osmose, onde

ocorre um influxo de solvente/fase dispersante para esta região mais concentrada em moléculas,

promovendo afastamento entre os glóbulos. Para o segundo caso, as macromoléculas adsorvidas

na superfície de glóbulos adjacentes tornam-se comprimidas quando ocorre aproximação entre

estes. Este fenômeno induz estas moléculas a adquirirem uma conformação mais articulada ou

dobrada do que aquela favorecida pelo solvente no qual a molécula está dissolvida, ou seja,

ocorre uma diminuiçao no número de possíveis configurações para os loops e caudas. Esta

alteração da configuração molecular conduz a uma diminuição da entropia das moléculas

adsorvidas, aumentado a energia livre do sistema, e assim, o tornando termodinamicamente

desfavorável. Um aumento da energia livre do sistema correlaciona-se com a força de repulsão

entre os glóbulos, com os loops e caudas se extendendo a partir da superfície do glóbulo. Este

fenômeno é denominado repulsão por restrição de volume (FRIBERG; HILTON;

GOLDSMITH, 1987; FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; LOCHHEAD, 1994).

Partículas sólidas finamente divididas também promovem estabilização estérica. Para

que isto ocorra, é preciso que estas partículas sejam pequenas em comparação ao tamanho do

glóbulo e se adsorvam na interface (BECHER; SCHICK, 1987; FRIBERG; HILTON;

GOLDSMITH, 1987; FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; LOCHHEAD, 1994).


Estas partículas precisam ser removidas para que o processo de coalescência ocorra e a

energia necessária para a desorção desta depende do seu ângulo de contato com os líquidos em

questão. Um ângulo de contato ≥90⁰ seria o ideal, pois valores superiores indicam que a

partícula poderia ser removida para a fase contínua e valores ≤30⁰ para a fase dispersante

(FRIBERG; HILTON; GOLDSMITH, 1987).

Algumas variáveis do processo, como a velocidade de agitação das fases, a ordem de

adição das fases e a temperatura, influenciam marcadamente as características físico-químicas

finais da emulsão (LIN; KURIHARA; OHTA, 1975; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998;

SIMOVIC et al., 1999).

Assim, diferentes tamanhos de glóbulos podem ser obtidos dependendo do método de

emulsificação escolhido, o que explica a influência do método de obtenção na estabilidade do

sistema obtido (JEONG; OH; KIM., 2001; FERNANDEZ et al., 2004; MORAIS et al., 2006a).

A distribuição granulométrica de um sistema em dispersão depende da velocidade de

agitação entre as fases dispersa e dispersante durante o processo de emulsificação e da

velocidade de adição de uma das fases sobre a outra (BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998).

O tamanho dos glóbulos de uma emulsão determina a probabilidade da ocorrência de

fenômenos como floculação e coalescência. Geralmente, quanto menor o tamanho dos glóbulos

dispersos, maior a estabilidade do sistema (JEONG; OH; KIM, 2001). É possível obter

emulsões com glóbulos de dimensões abaixo de 1 μm empregando-se métodos de emulsificação

de baixa energia (ZERFA; SAJJADI; BROOKS, 2001; FERNANDEZ et al., 2004). São

exemplos desta metodologia: (a) o método de temperatura de inversão de fases que faz uso de

tensoativos não iônicos polietoxilados sensíveis às mudanças de temperatura, e (b) o método de

emulsificação por inversão de fases (ZERFA; SAJJADI; BROOKS, 2001; MARSZAL, 1987;

MILLER; HENNING; GRÜNBEIN, 2001; SALAGER et al., 2004; MORAIS et al., 2006a).


2.4. Emulsificação - Processos de Inversão de Fases

Existem dois métodos principais de emulsificação: o de emulsificação direta e o de

wash-out. Para o primeiro método, frações volumétricas de fases aquosa e oleosa pré-

determinadas são diretamente homogeneizadas. Durante este processo despende-se grande

quantidade de tensoativos, energia térmica e mecânica (BOUCHAMA et al., 2003; SAJJADI et

al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003). Na segunda metodologia, o recipiente de

preparo é preenchido com a fase oleosa e esta submetida à agitação constante, a fase aquosa,

que será inicialmente a fase dispersa, é então adicionada sob velocidade constante à fase oleosa

(BOUCHAMA et al., 2003).

Emulsões podem ser obtidas pelo processo de inversão de fases, que geralmente é

observado quando o método wash-out é empregado. Durante o processo de inversão de fases da

emulsão, um sistema O/A inverte para A/O ou vice-versa e a curvatura da interface O/A se

altera gradualmente. Como neste ponto a tensão interfacial do sistema decresce a valores

mínimos, o processo de inversão de fases empregado na obtenção de emulsões despenderia

gasto energético mínimo (BECHER; SCHICK, 1987; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998;

HOLMBERG et al., 2002; MORRISON & ROSS, 2002; SAJJADI et al, 2003a e b; SALAGER

et al, 2004).

Como os valores de condutividade para emulsões O/A e A/O diferem entre si em várias

ordens de grandeza, a determinação da condutividade elétrica pode ser empregada para

caracterizar o locus de inversão de fases da emulsão (BOUCHAMA et al., 2003).

Podem ocorrer dois tipos de inversão de fases em emulsões (BROOKS; RICHMOND,

1991; VAESSEN; STEIN, 1995; SAJJADI et al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003;

ROBERTS; XIE; BROOKS, 2006): (a) inversão transicional e (b) inversão catastrófica.

A inversão transicional pode ocorrer com mudanças na afinidade dos tensoativos não-

iônicos etoxilados pelas fases aquosa e/ou oleosa e pode ser induzida por fatores como


temperatura, valores de EHL, salinidade da fase aquosa e polaridade da fase oleosa (BECHER;

SCHICK, 1987; VAESSEN; STEIN, 1995; ZERFA; SAJJADI; BROOKS, 2001; SAJJADI et

al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003; SALAGER et al., 2000, 2004 e XIE; BROOKS,

2004).

Aumentos na temperatura do sistema em dispersão promovem alterações nas possíveis

interações (pontes de hidrogênio, interações dipolo-dipolo e dipolos induzidos) entre os

tensoativos não iônicos etoxilados e a fase aquosa dispersante. Estes tensoativos apresentam

valores de EHL ≥10,0, sendo moléculas anfifílicas com predominância evidente do aspecto

hidrofílico. Acima da temperatura de EHL, ou da temperatura de inversão de fases (TIF), phase

inversion temperature (PIT), a molécula do tensoativo torna-se predominantemente lipofílica

(SHINODA; FRIBERG, 1986; BECHER; SCHICK, 1987; MARSZALL, 1987; FRIBERG;

GOLDSMITH; HILTON, 1988).

É importante ressaltar que o ponto de turvação ou cloud point pode ocorrer para os

tensoativos não iônicos etoxilados em solução aquosa, ou seja, trata-se do tensoativo em

solução. Quando há aumento da temperatura da solução, esta pode alcançar um ponto crítico,

onde a molécula de tensoativo torna-se insolúvel, fenômeno visualizado através da turvação da

solução (BECHER; SCHICK, 1987; MARSZALL, 1987; FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON,

1988; LOCHHEAD, 1994; HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997; HOLMBERG et al., 2002).

A emulsificação pelo método da temperatura de inversão de fases (TIF), phase inversion

temperature (PIT), também definida como temperatura de equilíbrio hidrofílico-lipofílico

(EHL), produz emulsões com distribuição granulométrica abaixo de 1μm e baseia-se no

conceito de inversão transicional. Este método depende da temperatura de manipulação; quando

o equilíbrio hidrofílico-lipofílico do par de tensoativo atinge o equilíbrio na interface dos

glóbulos, este sistema tensoativo exibe algumas características próprias como forte poder

solubilizante e tensão interfacial mínima (MARSZAL, 1987; ZERFA; SAJJADI; BROOKS,

2001; SALAGER et al., 2004). Contudo, para que ocorra a inversão de fases transicional é


necessário que a concentração dos tensoativos empregados na formulação esteja acima da

concentração micelar crítica (CMC) (SAJJADI et al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS,

2003).

Para sistemas constituídos por um único tensoativo não iônico, o valor da temperatura

de EHL é fixa e independe de mudanças na composição da emulsão à pressão constante,

contudo para emulsões contendo mais que um tensoativo não iônico, a temperatura de EHL é

dependente da concentração dos tensoativos, da razão em peso entre os tensoativos empregados

e da fração volumétrica entre fase aquosa e oleosa. Isto ocorre principalmente devido a

diferenças na distribuição de cada tensoativo em agregados ou na fase oleosa (KUNIEDA et al.,

1996).

A inversão de fases catastrófica pode ocorrer quando há um aumento do volume da fase

dispersa ou variações na razão dos volumes da fase aquosa e oleosa. Este tipo de inversão é

irreversível e pode ocorrer em ampla faixa de frações volumétricas. O termo catástrofe significa

mudança brusca no comportamento de um sistema e ocorre como resultado de mudanças

graduais nas condições de processo. O número de possíveis estruturas e parâmetros envolvidos

determina a complexidade da catástrofe (VAESSEN; STEIN, 1995; BROOKS; RICHMOND;

ZERFA, 1998; ZERFA; SAJJADI; BROOKS, 2001; SAJJADI; JAHANZAD; BROOKS, 2002;

SAJJADI et al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003; BOUCHAMA et al., 2003;

SALAGER et al., 2000, 2004; ROBERTS; XIE; BROOKS, 2006). Quando a fração

volumétrica da fase dispersa aumenta, as diferenças estruturais entre dispersões O/A e A/O

tornam-se aparentes (PACEK; NIENOW; MOORE, 1994). A inversão de fases catastrófica,

embora influenciada pela presença do tensoativo, é primordialmente dependente do tipo e

distribuição granulométrica dos glóbulos formados, ou seja, quantidade e morfologia da fase em

dispersão (BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998).

A emulsificação através de inversão de fases (EIF), emulsion phase inversion (EPI),

pode ser considerada um tipo de inversão catastrófica, onde o ponto de inversão de fases (PIF) é


o ponto no qual a emulsão, constituída por fase aquosa, oleosa e tensoativos; inverte de fases à

temperatura constante. O PIF representa a razão volumétrica entre a quantidade de fase aquosa

e a quantidade de óleo presente no sistema, quando a inversão de fases ocorre. A adição

sucessiva de água à fase oleosa, promove a formação inicial de fase aquosa dispersa e de fase

oleosa dispersante. Entretanto, com o aumento da fração volumétrica de água há uma mudança

espontânea na curvatura das moléculas de tensoativo e conseqüentemente a emulsão A/O

inverte para O/A no locus de inversão (MARSZALL, 1987; SALAGER et al., 2004). A

distribuição granulométrica dos glóbulos dispersos da emulsão próxima ao locus de inversão

catastrófica (PIF) é consideravelmente polidispersa e os glóbulos são relativamente grandes

(VAESSEN; STEIN, 1995; XIE; BROOKS, 2004).

Quando há aumento da fase dispersa, a coalescência entre os glóbulos dispersos se

sobrepõe à quebra de glóbulos e é freqüentemente considerado um dos mecanismos que

controla a inversão de fases. Quanto maior a fração volumétrica da fase dispersa, maior o

número de colisões entre os glóbulos dispersos, aumentando o tamanho destes devido à

coalescência. Estes mecanismos estão diretamente relacionados à densidade e à viscosidade das

fases em dispersão e da tensão interfacial (PACEK; NIENOW; MOORE, 1994; BOUCHAMA

et al., 2003).

No processo de inversão transicional, a estabilidade da emulsão antes e após a inversão

de fases é comparável. Entretanto para o processo de inversão catastrófica, a emulsão inverte de

um sistema com estrutura mais estável para outro menos estável (VAESSEN; STEIN, 1995).

Porém, Zerfa et al. (2001) descreveram a obtenção de sistemas estáveis após processo de

inversão catastrófica.

A teoria de Winsor baseia-se na influência da razão volumétrica das fases dispersa e

dispersante sendo pormenorizada dependendo da região do diagrama de fases onde a emulsão é

formulada: (a) Winsor I: há predominância de emulsões O/A e pode estar dividida em duas

fases, uma fase oleosa + unímeros de tensoativos dissolvidos na CMC e uma microemulsão


O/A contento óleo solubilizado em micelas normais; (b) Winsor II: emulsões A/O e fase aquosa

+ unímeros de tensoativos dissolvidos na CMC + microemulsão A/O e (c) Winsor III: que pode

estar dividida em três comportamentos diferentes: excesso de fase aquosa + microemulsão

oleosa, excesso de fase oleosa + microemulsão aquosa; e uma fase tensoativa ou middle phase,

estrutura bicontínua, formada por água e óleo solubilizado, separados por camada interfacial de

tensoativos (BROOKS; RICHMOND, 1991; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998;

SALAGER et al., 2000, 2004).

De acordo com o sistema e a nomenclatura desenvolvida por Winsor para caracterizar as

emulsões considerando a razão volumétrica entre fase aquosa e oleosa e não só a liofilia do

agente tensoativo, durante a inversão de fases da emulsão, o sistema estará na fase III, onde

existe excesso de fases aquosa e oleosa e há a formação de microemulsão, neste ponto a

estabilidade é mínima e o gasto energético para formação da emulsão também será mínimo

(BECHER; SCHICK, 1987; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SAJJADI et al., 2003;

SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003; SALAGER et al., 2004).

Mapas de transição de fases que descrevem o comportamento de sistemas constituídos

por fase aquosa/fase oleosa/tensoativo (não-iônico) têm sido desenvolvidos por Brooks et al.

(1998) e Salager et al. (2000, 2004).

De acordo com a região (Figura 2), estes mapas descrevem os possíveis tipos e

morfologias de uma emulsão, dependendo de variáveis relacionadas à formulação e ao processo

de emulsificação, além de indicar o locus de inversão de fases das emulsões. Estes têm sido

empregados e adaptados a sistemas constituídos por diferentes fases oleosas e agentes

tensoativos (ZERFA; SAJJADI; BROOKS, 2001; SAJJADI; JAHANZAD; BROOKS, 2002;

SAJJADI et al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003; XIE; BROOKS, 2004; ROBERTS;

XIE; BROOKS, 2006); e consideram a polaridade, a natureza e a concentração do tensoativo, a

fração volumétrica água/óleo, a salinidade da fase aquosa, a natureza da fase oleosa e a


temperatura de emulsificação. (BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SALAGER et al.,

2000, 2004).

Figura 2 - Mapa de transição de fases, fração volumétrica das fases aquosa e oleosa versus a diferença de afinidade do par de tensoativos, representando os diferentes tipos de emulsão obtidos em função da região. Os locus de transição de fases também são descritos (BROOKS; RICHMOND, 1991; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SALAGER et al., 2000, 2004)

Estes mapas de transição integram as variáveis relacionadas à formulação e ao processo

de emulsificação porque consideram concomitantemente: (a) a liofilia dos agentes tensoativos

empregados, ou seja, a molécula do tensoativo per si como o clássico trabalho desenvolvido por

Griffin; (b) os conceitos formulados por Winsor no início da década de 50, que, além da liofilia

do tensoativo empregado, também considera a influência da fração volumétrica da fase oleosa e

aquosa utilizada e (c) a influência da temperatura de emulsificação nas características de liofilia

dos agentes tensoativos não iônicos em uma determinada formulação, teoria da temperatura de

inversão de fases desenvolvida alguns anos depois por Shinoda. Estas teorias foram e são

fundamentais para o desenvolvimento da ciência de emulsões; entretanto isoladamente não

podem acomodar todas as variáveis da formulação e do processo envolvidas na emulsificação

(BROOKS; RICHMOND, 1991; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SALAGER et al.,

2000, 2004; IZQUIEDO et al., 2005).


2.5. Nanoemulsões

Nanoemulsões são constituídas por glóbulos com distribuição de tamanho entre 20 e

500nm, ou seja, com dimensões entre os glóbulos de microemulsões e emulsões convencionais

ou macroemulsões (FERNANDEZ et al., 2004). Estudos quanto à aplicação de emulsões com

glóbulos menores que 1 μm e de nanoemulsões têm sido desenvolvidos como: (a) carreadores

de fármacos, tanto para uso tópico e/ou cosmético (TADROS et al., 2004b; SONNEVILLE-

AUBRUN; SIMONNET; L’ALLORET, 2001; MORAIS et al., 2006a); (b) aplicações

farmacêuticas, incluindo parenteral (BENITA; LEVY, 1993; SZNITOWSKA et al., 2001);

ocular (KLANG et al., 1994; CALVO; VILA-JATO; ALONSO, 1996) e transdérmica (WU;

RAMACHANDRAN; WEINER, 2001).

Alguns aspectos físico-químicos destes sistemas coloidais são determinantes para sua

estabilidade superior quando comparados aos sistemas de macroemulsões (TADROS et al.,

2004b). O tamanho dos glóbulos permite grande redução da força gravitacional sobre o sistema,

o que permite que o movimento Browniano dos glóbulos seja suficiente para sobrepô-la e

assim, evitar fenômenos como cremeação e sedimentação durante o período de armazenagem.

A granulometria do sistema também é responsável por prevenir o fenômeno da coalescência,

como estes glóbulos são não facilmente deformáveis, flutuações em sua superfície são

minimizadas. Em adição, a espessura do filme interfacial de tensoativos (relativa ao raio do

glóbulo) previne qualquer diminuição e rompimento do filme entre os glóbulos em dispersão

(CAPEK, 2004).

As nanoemulsões podem ser obtidas, empregando-se métodos de emulsificação de baixa

energia, em especial o processo de inversão de fases transicional, com ou sem a formação de

estruturas líquido-cristalinas ao redor dos nano-glóbulos. O emprego destes métodos para

obtenção de nanoemulsões tem sido amplamente descrito (BOUCHEMAL et al., 2004;


FERNANDEZ et al., 2004; TADROS et al., 2004; SONNEVILLE-AUBRUN; SIMONNET;

L’ALLORET, 2001; USÓN; GARCIA; SOLANS, 2004; IZQUIERDO et al., 2005; MORAIS

et al., 2006a).

Dentre os processos de instabilidade de emulsões, maturação de Ostwald (Ostwald

ripening), citado nos itens 2.1. e 2.2.2., é o mais preocupante para as nanoemulsões. Afinal

quanto maior a curvatura interfacial do glóbulo em dispersão, maior a solubilidade da fase

dispersa na fase dispersante. Este processo envolve o movimento de moléculas da fase dispersa

para dispersante através de difusão passiva ou mesmo através de transporte assistido por

micelas. Assim, o mecanismo de maturação de Ostwald (Ostwald ripening) permite que os

glóbulos maiores aumentem em tamanho as expensas dos menores. Deve-se observar ainda que,

quanto mais polidisperso o sistema, mais pronunciado será este mecanismo, afinal mais

pronunciada será a diferença de solubilidades e/ou potencias químicos entre os glóbulos em

dispersão (CAPEK, 2004).

Algumas vantagens da aplicação de nanoemulsões como veículo farmacêutico e/ou

cosmético tem sido descritas: (a) a grande área de superfície do sistema permite liberação

rápida e eficiente dos ativos a partir da formulação; (b) a granulometria do sistema poderia

promover maior penetração de ativos na pele e (c) a fluidez do sistema, estável mesmo na

ausência de agentes espessantes, pode conferir sensação agradável ao consumidor durante a

aplicação do produto na pele (SONNEVILLE-AUBRUN; SIMONNET; L’ALLORET, 2001;

BOUCHEMAL et al., 2004; TADROS et al., 2004b; USÓN; GARCIA; SOLANS, 2004). As

nanoemulsões podem ser empregadas como substitutas de lipossomas e vesículas, sistemas que

apresentam estabilidade inferior. É possível em alguns casos haver a formação de fases líquido-

cristalinas lamelares ao redor dos glóbulos da nanoemulsão, o que sem dúvida amplia sua

estabilidade físico-química. Ao contrário das microemulsões que geralmente exigem elevadas

concentrações de tensoativos, o que em muitos aspectos inviabiliza a aplicação cosmética e/ou


farmacêuticas destes sistemas, as nanoemulsões podem ser preparadas empregando-se

concentrações de tensoativos entre 3,0 e 10,0% (BOUCHEMAL et al., 2004).

2.6. Emulsões Múltiplas

2.6.1. Definição

Emulsão múltipla é uma emulsão na qual a fase dispersa contém pequenas gotas de uma

outra fase dispersa em seu interior. Esta segunda fase dispersa está fisicamente separada por

uma fase dispersa de composição distinta. São sistemas onde os dois tipos de emulsão (A/O e

O/A ou O/A e A/O) existem simultaneamente, podendo assim ser do tipo A/O/A (Figura 3) ou

O/A/O. Sistemas ainda mais complexos como A/O/A/O e O/A/O/A, glóbulos múltiplos

contendo glóbulos múltiplos, têm sido descritos (FLORENCE; WHITEHILL, 1982; FOX,

1986; MATSUMOTO, 1983, 1986, 1987; OMOTOSHO, 1990; YAZAN; SEILLER;

PUISIEUX, 1993; GARTI, 1997a e b; RIEGER; BANKER, 1998; ROSANO; GANDOLFO;

HIDROT, 1998; KANOUNI; ROSANO; NAOULI, 2002; VASUDEVAN; NASER, 2002;

BENICHOU et al., 2004; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005).

Segundo Florence e Whihehill (1982) as emulsões podem ser classificadas de acordo

com sua morfologia em: (a) tipo A, glóbulos múltiplos que apresentam um único glóbulo

grande interno; (b) tipo B, glóbulos múltiplos que apresentam quantidade razoável de glóbulos

pequenos internos e (c) tipo C, glóbulos múltiplos que apresentam grande quantidade de

glóbulos pequenos internos. O tipo C é o mais útil para o emprego como veículos cosméticos

e/ou farmacêuticas (VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005) (Figura 3).


Figura 3 - Morfologia dos glóbulos múltiplos, segundo Florence e Whitehill (1982)

2.6.2. Aplicações

Emulsões múltiplas possuem várias aplicações em áreas da indústria cosmética,

farmacêutica, alimentícia e química em geral (FLORENCE; WHITEHILL, 1982; RAYNAL et

al., 1993; SELA; MAGDASSI; GARTI, 1995; GARTI, 1997a e b; NAKHARE; VYAS, 1996;

ARNEJO; GARCIA; LORENZO, 2001; KANOUNI; ROSANO; NAOULI, 2002; YU et al.,

2003; BENICHOU et al., 2004; DEVANI; ASHFIRD; CRAIG, 2005).

Este sistema possui propriedades particulares, tais como: (a) capacidade de

encapsulamento de ativos cosméticos ou fármacos; (b) proteção da substância encapsulada

quanto a processo de oxidação; (c) habilidade de veicular substâncias incompatíveis, por

exemplo, com características hidrofílico/lipofílico/hidrofílico para emulsões A/O/A,

respectivamente, em um mesmo sistema e (d) liberação prolongada do ativo ou fármaco

encapsulado (FLORENCE; WHITEHILL, 1982; DAVIS; WALKER, 1983; LUCA et al., 1990;

LIN; WU, 1991; ROCHA-FILHO, 1989, 1992; TERRISSE et al., 1993; YAZAN et al., 1995;

JAGER-LEZER et al, 1996; LAUGEL et al., 1996; RIEGER; BANKER, 1998; ARNEJO;

GARCIA; LORENZO, et al., 2001; YU et al., 2003 e BENICHOU et al., 2004).

A aplicação de emulsões múltiplas pelas ciências cosmética, farmacêutica e química em

geral tem suas limitações no que diz respeito a dificuldades em caracterizar e elucidar os

parâmetros envolvidos em sua estabilidade e seus mecanismos de liberação e de obtenção (em

especial em etapa única) (LAUGEL et al., 1998a e b). Assim, o uso de emulsões múltiplas


como veículo para liberação controlada de ativos cosméticos ou fármacos depende do sucesso

de formulações, usando óleos e emulsificantes que produzam características adequadas de

estabilidade e possuam baixa toxicidade (FLORENCE; WHITEHILL, 1982; FOX, 1986;

DAVIS; WALKER, 1987; BENICHOU et al., 2004; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC,

2005).

Luca et al. (1990) salientaram que a possibilidade de introduzir ativos na fase aquosa

interna e externa permite um perfil de liberação com ação prolongada e imediata numa mesma

formulação, pois a liberação prolongada do ativo contido na primeira fase dispersa, ou a mais

interna, é esperada pelo fato deste ter que transpor duas interfaces. A possibilidade de se

desenvolver sistemas com perfil de liberação sustentado proporciona benefícios em termos de

cinética de liberação do ativo/ou fármaco e possibilita redução nas dosagens e número de

aplicações usuais do produto cosmético e/ou farmacêutico (BRODIN; KAVALIUNAS;

FRANK, 1978; DAVIS; WALKER, 1987).

Apesar desta gama de aplicações em potencial, as emulsões múltiplas, assim como as

macroemulsões e nanoemulsões, são sistemas termodinamicamente instáveis podendo

apresentar problemas de instabilidade durante o período de armazenamento. Portanto, o

formulador de sistemas múltiplos deve estar atento a processos como: lixiviação de

componentes da fase interna (ativos, fármacos, tensoativos e polímeros); floculação da primeira

e segunda fase dispersa; coalescência das fases de mesma liofilia e, por fim, separação de fases

(FLORENCE; WHITEHILL, 1982; FOX, 1986; DAVIS; WALKER, 1987; NAKHARE;

VYAS, 1996; ROSANO; GANDOLFO; HIDROT, 1998; KANOUNI; ROSANO; NAOULI,

2002).


2.6.3. Estabilidade

Segundo Fox (1986) alguns fatores são fundamentais para tornar uma emulsão múltipla

comercialmente bem sucedida: determinar o tipo e as características químicas dos agentes

emulsionantes utilizados; caracterizar a influência da razão entre o volume da fase oleosa e

aquosa na produção e estabilidade da emulsão múltipla; determinar a proporção mais adequada

entre os tensoativos da emulsão primária e múltipla, determinar o método de manipulação mais

adequado e padronizar e validar os métodos de análise da estabilidade do sistema múltiplo.

A estabilidade de uma emulsão múltipla depende das variáveis da formulação, e também

das variáveis do processo de obtenção. Os objetivos ao se produzir um sistema múltiplo devem

ser eficiência na encapsulação do ativo na fase mais interna da emulsão, estabilidade adequada

deste ativo in vitro e um perfil de liberação adequado para aplicações in vivo. As propriedades

da fase oleosa e do tensoativo estão diretamente envolvidas com a estabilidade da emulsão

primária e sem dúvida uma emulsão primária instável conduzirá a formação de uma emulsão

múltipla instável (DAVIS; WALKER, 1987).

Vários trabalhos têm sido desenvolvidos a fim de elucidar os fatores concernentes à

estabilidade de emulsões múltiplas A/O/A e O/A/O. Garti (1997b) enumera os fatores que têm

sido primordialmente avaliados: estabilização da interface interna da primeira emulsão; seleção

de fase oleosa adequada, o uso de possíveis carreadores; o emprego de complexantes e doadores

de viscosidade e, finalmente a estabilização da interface externa.

A estabilidade das emulsões múltiplas pode ser ampliada utilizando-se vários métodos

como a estabilização na presença de eletrólitos; a formação de um gel polimérico na fase

aquosa, e a complexação interfacial entre tensoativos não-iônicos e macromoléculas

(NAKHARE; VYAS, 1996). Yazan et al. (1995) sugeriram que este último fator seria explicado

pelo fato deste filme interfacial complexo poder restringir a migração dos tensoativos de uma


interface para a outra, fator que parece ser uma das causas de instabilidade das emulsões

A/O/A.

Segundo Baillet et al. (1994) a estabilidade também poderia ser ampliada em função do

aumento da viscosidade da fase dispersante e da diminuição do tamanho dos glóbulos múltiplos

dispersos. Entretanto, o tamanho dos glóbulos não poderia ser muito reduzido, pois promoveria

aumento pronunciado da área de superfície de contato, descaracterizando possível ação

sustentada do sistema.

A influência da velocidade e do tempo de adição da emulsão primária à fase externa

sobre o tamanho dos glóbulos formados deve ser considerada para o processo de re-

emulsificação. Um período de tempo insuficiente pode produzir glóbulos muito grandes,

inaceitáveis para a estabilidade do sistema, enquanto períodos prolongados podem formar

emulsões com glóbulos consideravelmente pequenos, porém não múltiplos (FOX, 1986;

DAVIS; WALKER, 1987). Luca et al. (1990) e Fox (1986) concluíram que o processo de re-

emulsificação é crítico para estabilidade da emulsão múltipla. Fatores como a adição das fases

aquosa ou oleosa e o valor da temperatura de manipulação também são relevantes.

Florence e Whitehill (1982) afirmaram que a natureza da fase oleosa pode ter grande

influência na estabilidade de um sistema múltiplo. Como regra geral sabe-se que óleos minerais

produzem sistemas mais estáveis do que óleos vegetais (DAVIS; WALKER, 1987). Vasudevan

e Naser (2002) observaram que a eficiência na produção de sistemas múltiplos é maior quando

o óleo mineral é utilizado ao invés de óleos vegetais, que apresentam composição mais

complexa. Quanto aos tensoativos utilizados, Laugel et al. (1996) verificaram que

concentrações muito baixas do tensoativo hidrofílico utilizado no processo de re-emulsificação

para sistemas (A/O/A) podem não ser suficientes para produzir uma emulsão estável.

Entretanto, em altas concentrações, principalmente acima da concentração micelar crítica

(CMC), pode haver solubilização através de micelas das moléculas do tensoativo lipofílico da

interface para a fase aquosa externa, conduzindo à desestabilização do sistema.


Hameyer e Jenni (1996) afirmaram que, para aprimorar a escolha dos tensoativos

utilizados em emulsões múltiplas alguns fatores devem ser considerados: (a) tensoativos

hidrofílicos devem possuir valores de EHL acima de 15,0; esta característica minimizaria a

solubilização do tensoativo hidrofílico na fase oleosa e assim, sua tendência de migração; (b) o

uso de quantidades mínimas de tensoativos, o que dificultaria a adsorção parcial destes na

interface com liofilia oposta evitando a desestabilização destas interfaces.

Métodos para a avaliação da estabilidade das emulsões múltiplas têm sido descritos,

submetendo as amostras a estresses mais moderados do que os utilizados para emulsões simples

(BURBAGE; DAVIS, 1980; FLORENCE; WHITEHILL, 1982; LAUGEL et al., 1994 e 1996).

Alterações na estabilidade podem ser mensuradas através da quantificação dos glóbulos

múltiplos durante um período de tempo determinado ou através de estudos das propriedades

reológicas. Estas incluem tanto análises interfaciais quanto do comportamento reológico do

sistema disperso. Análises microscópicas podem monitorar mudanças significativas na

morfologia dos glóbulos (LIN; WU, 1991; DAVIS; WALKER, 1993; NAKHARE; VYAS,

1996; OPAWALE; BURGESS, 1998b e JIAO; BURGESS, 2003).

Análises reológicas de emulsões múltiplas têm sido empregadas na caracterização

estrutural, avaliação da estabilidade física e na análise de possíveis desestruturações do sistema

múltiplo. Contudo muitos parâmetros desta correlação continuam pouco esclarecidos (PY et al.,

1994; TERRISSE et al., 1994; OPAWALE; BURGESS, 1998; MUGUET et al., 1999; JIAO;

BURGUESS, 2003; TADROS, 2004b).

JIAO et al., (2002) avaliaram a importância da correlação entre análises reológicas,

como por exemplo, da determinação da viscoelasticidade interfacial com a estabilidade de

emulsões múltiplas. Estudos recentes têm demonstrado a viabilidade do emprego de análises

reológicas oscilatórias, correlacionando os fatores G’ e G’’ com mudanças da quantidade de

fase dispersa de emulsões múltiplas após períodos pré-determinados e assim com a estabilidade

(JIAO; BURGESS, 2003; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005).


Outro método indireto para estimar a estabilidade consiste na adição de marcadores

químicos em uma das fases, seguido de estudos de diálise calculando-se posteriormente o

rendimento (DAVIS; WALKER, 1987). A eficiência de encapsulação pode ser determinada

utilizando marcadores disponíveis comercialmente como eletrólitos, glicose ou corantes.

Alterações na estabilidade podem ser mensuradas através da quantificação dos glóbulos

múltiplos durante um período de tempo determinado ou através de estudos das propriedades

reológicas, e análises microscópicas podem monitorar mudanças significativas na morfologia

dos glóbulos, (DAVIS; WALKER, 1987; LIN; WU, 1991; NAKHARE; VYAS, 1996;

OPAWALE; BURGESS, 1998b, JIAO; BURGESS, 2003).

Nakhare e Vyas (1996) avaliaram a estabilidade de emulsões múltiplas A/O/A

acrescidas de macromoléculas e polímeros (gelatina, albumina sérica bovina, álcool polivinílico

e ácido poliacrílico) presentes na fase aquosa interna e concluíram que as emulsões contendo

macromoléculas apresentaram maior estabilidade e maior eficiência no encapsulamento do

diclofenaco de sódio.

Yazan et al. (1995) também avaliaram a adição de polivinilpirrolidona (PVP) em

emulsões A/O/A e a hipótese seria da formação de uma rede polimérica na região adjacente a

interface, particularmente na fase aquosa externa, fato que aumentaria a estabilidade do sistema.

Entretanto, os resultados sugerem que o PVP possui baixa influência sobre a estabilidade ou

sobre o comportamento reológico da emulsão formulada e, quando submetida a altas

temperaturas, a emulsão contendo PVP foi menos estável que o controle sem PVP, indicando

que o polímero não foi capaz de formar uma rede polimérica satisfatória na fase aquosa da

emulsão para ampliar sua estabilidade.

A adição de eletrólitos, como por exemplo, de cloreto de sódio (NaCl), em soluções de

tensoativos ou em emulsões, pode provocar o fenômeno denominado salt-out. Em emulsões,

este promove um rearranjo das moléculas de tensoativos nas interfaces O/A e A/O, que se

modificam, tornando-se mais rígidas, formando então uma barreira mecânica, aumentando a


estabilidade. Este fenômeno pode ser explicado como resultado de um rearranjo/reorganização

do filme interfacial, consequência de sua desidratação. Com o aumento da concentração de

NaCl as interfaces tornam-se mais condensadas. Contudo, dependendo da quantidade de sal

utilizada, o sistema pode se desestabilizar progressivamente, proporcionando a destruição dos

glóbulos múltiplos (BRODIN et al., 1989).

As emulsões múltiplas são sistemas ainda mais instáveis quando comparados a

emulsões simples, considerando-se a presença de duas interfaces, das possíveis interações entre

estas e do aumento ainda maior de área interfacial, os mecanismos de estabilidade cinética e

termodinâmica desses sistemas tornam-se ainda mais complexos, exigindo do formulador

conhecimento acurado dos parâmetros físico-químicos envolvidos tanto em seu processo de

obtenção, quanto para a sua estabilidade.

2.6.4. Mecanismos de Liberação

A avaliação do perfil de liberação do sistema múltiplo permite traçar um modelo de

liberação sustentada além de ser um método útil para análise da integridade do filme ou

membrana oleosa para emulsões A/O/A. A seleção do ativo marcador para este tipo de sistema

possui alguns requisitos: solubilidade aquosa; solubilidade oleosa mínima; difusão mínima ou

mesmo inexistente pela fase oleosa; ser facilmente analisado e não possuir efeitos significativos

sobre as propriedades da emulsão (ZATZ; CUEMAN, 1988).

Vários estudos têm demonstrado a capacidade de encapsulamento e o perfil de liberação

de substâncias ativas em emulsões O/A/O. Estes sistemas têm sido empregados em cosméticos

por possuírem grande quantidade de fase oleosa e daí serem capazes de formar um filme

oclusivo (barreira) na superfície da pele, aumentando seu conteúdo hídrico por diminuir a perda

de água transepidermal (ROCHA-FILHO, 1997; SILVA et al., 1997).


As características de liberação do ativo ou fármaco a partir desses sistemas podem ser

influenciadas por vários fatores como a composição da emulsão (concentração e tipo de

tensoativo empregado), o método de preparo (volume das fases aquasa e oleosa), tamanho dos

glóbulos, viscosidade, valores de pH, e a natureza das moléculas encapsuladas, em particular

quando do emprego de eletrólitos (GARTI, 1997a; JAGER-LEZER et al., 1996; LAUGEL et

al., 1996; LIN; WU, 1991; NAKHARE; VYAS, 1996).

Davis e Walker (1987), Yazan et al. (1995), Garti (1997a e b) e Benichou et al. (2004)

identificaram os possíveis mecanismos para liberação do princípio ativo a partir de sistemas

múltiplos: difusão do ativo não ionizado através da camada intermediária; difusão do ativo

ionizado ou não ionizado através de membranas líquidas óleo/água e coalescência da fase

interna e ruptura dos glóbulos múltiplos. Laugel et al. (1996) consideraram a difusão e a

diferença de pressão osmótica como fatores determinantes para a modulação da liberação de

princípios ativos a partir de sistemas múltiplos.

Yazan et al. (1995) sugerem que o aumento no tempo de liberação do ativo a partir

desses sistemas depende de vários fatores, incluindo a natureza da fase oleosa, o gradiente

osmótico das duas fases aquosas para sistemas A/O/A, a concentração das fases, a liofilia do

ativo e possíveis interações deste com os componentes da interface do glóbulo. Para que haja

liberação sustentada do ativo encapsulado os sistemas múltiplos devem se manter físico-

quimicamente estáveis. Outras propriedades têm sido demonstradas pelos sistemas múltiplos

como: imobilização de enzimas, camuflagem do sabor desagradável de alguns fármacos;

remoção de drogas ou fármacos em incidentes envolvendo overdose; tratamento de efluentes

industriais; preparo de vesículas lipídicas e de microcápsulas; além de formulações como

aerossol e cosméticos para liberação prolongada de fragrâncias (FLORENCE; WHITEHILL,

1982; FOX, 1986; DAVIS; WALKER, 1987; BENICHOU et al., 2004; VASILJEVIC;

VULETA; PRIMORAC, 2005).


Laugel et al. (1996) utilizaram a diidralazina como marcador e avaliaram o perfil de

liberação de emulsões A/O/A. Os autores desenvolveram metodologia analítica que permite

avaliar se a liberação do marcador ocorreria por difusão passiva ou rompimento dos glóbulos

múltiplos. O marcador foi quantificado na fase externa da emulsão imediatamente após seu

preparo e em função do tempo para avaliar o rompimento dos glóbulos múltiplos durante o

período de estocagem. O coeficiente de partição foi um parâmetro eficiente para predizer a taxa

de difusão a partir do sistema em análise (LAUGEL et al., 1996, 1998a e b).

A estabilidade de emulsões A/O/A na presença de substâncias ativas hidratantes (uréia e

ácido glicólico) foi avaliada por Jeger-Lezer et al. (1996). Os autores concluíram que estas

substâncias ativas não interferem na estabilidade da emulsão. Análises microscópicas não

revelaram mudanças na natureza ou tamanho dos glóbulos múltiplos. As emulsões foram

preparadas com o ácido glicólico na forma ionizada, assim, o perfil de liberação foi avaliado

através da determinação da condutividade elétrica. Pelo fato do ativo estar ionizado, a liberação

não poderia ter ocorrido por difusão passiva, assim os autores propõem transporte micelar,

devido à concentração do tensoativo hidrofílico acima da CMC, ou através do rompimento dos

glóbulos múltiplos.

Laugel et al. (1998a) observaram que a incorporação de derivados triterpênicos em

emulsões múltiplas O/A/O protelou o processo oxidação e proporcionou um perfil de liberação

sustentado após aplicação tópica. Os autores concluíram que compostos triterpênicos e seus

derivados osídicos em níveis terapêuticos (1%) podem ser encapsulados em emulsões O/A/O. A

função de reservatório desta emulsão foi demonstrada após sua aplicação tópica. Os altos níveis

de compostos triterpênicos e a permanência por longos períodos na epiderme e na derme, em

comparação com aqueles obtidos com o uso de uma emulsão simples, viabilizam o uso

terapêutico da formulação desenvolvida.

Laugel et al. (1998b) também observaram que a liberação de hidrocortisona a partir de

sistemas múltiplos O/A/O foi prolongada quando comparada a emulsões simples e que a


liberação do fármaco depende marcadamente das características do veículo. A emulsão múltipla

favoreceu a retenção de hidrocortisona na derme, aumentando a concentração do fármaco em

seu sítio de ação, o que pode prolongar o efeito terapêutico local e diminuir possíveis efeitos

sistêmicos.

A possibilidade de se desenvolver veículos com perfil de liberação sustentado

proporciona benefícios em termos de cinética de liberação do ativo/ou fármaco, possibilitando

redução nas dosagens e número de aplicações usuais de determinado ativo/ou fármaco (DAVIS;

WALKER, 1987; LUCA et al., 1990).

2.6.5. Métodos de Obtenção

Estas emulsões complexas podem ser obtidas principalmente pelos métodos: (a)

emulsificação em uma e (b) em duas etapas, utilizando-se o diagrama ternário com a finalidade

de aprimorar a emulsificação em uma única etapa (ROCHA-FILHO; VAUTION; SEILLER,

1989; ROCHA-FILHO, 1992; LUCA et al., 1990; GOMES; ROCHA-FILHO, 1993; YAZAN

et al., 1995; GARTI, 1997a e b; DEVANI; ASHFIRD; CRAIG, 2005).

Dentre estes, o mais utilizado é o processo de emulsificação em duas etapas que consiste

no preparo de uma emulsão primária A/O ou O/A que é então re-emulsificada (segunda etapa) e

adicionada à outra fase aquosa ou oleosa contendo tensoativos hidrofílicos ou lipofílicos,

respectivamente, formando emulsões múltiplas do tipo A/O/A ou O/A/O (LUCA et al., 1990;

GARTI, 1997a e b; ROCHA-FILHO, 1997; LAUGEL et al., 1998a; TOGNIOLO;

GONÇALVES; ROCHA-FILHO, 1999; YU et al., 2003; CARLOTTI et al., 2005).

Um método de obtenção de emulsões múltiplas A/O/A foi proposto por Gomes e

Rocha-Filho (1993) e consiste em utilizar misturas binárias dos tensoativos (álcoois e ésteres

graxos etoxilados) com valores finais de EHL de 8,5; 10,5; 11,5 e 12,0 e diferentes óleos

vegetais (rícino, girassol e milho) na produção de emulsões A/O/A. Também foi avaliada a


adição de macromoléculas (hidroxietilcelulose) à fase aquosa e sua possível interação com o

tensoativo lipofílico. As emulsões múltiplas mais estáveis foram obtidas quando existia uma

similaridade entre a região hidrofóbica do tensoativo hidrofílico com a fase lipofílica. O

aumento do caráter hidrofílico da mistura de tensoativos (aumento do EHL) provocou redução

no tamanho dos glóbulos múltiplos o que favoreceu sua estabilidade.

Ferrari, Lofredo e Rocha-Filho (2000) desenvolveram e avaliaram emulsões múltiplas

O/A/O utilizando o óleo de copaíba como fase oleosa. As emulsões foram obtidas pelo método

de diagramas de fase e por emulsificação em duas etapas. Dentre as formulações desenvolvidas

a mais estável foi a formulada com 5% de monooleato de sorbitano como tensoativo lipofílico.

A estabilidade destas formulações foi ampliada com a adição de eletrólitos (cloreto de sódio

0,1%), que tornaram a membrana intermediária mais rígida, devido à desidratação da superfície;

e com uso de ozoquerita 1,0% que aumentou a viscosidade da fase externa oleosa.

Emulsões múltiplas (A/O/A ou O/A/O) podem ser obtidas pelo método em etapa única

baseando-se no conceito de que estas emulsões consistem em mesofase (sistema intermediário)

entre sistemas simples O/A e A/O e podem ser formadas durante processo de inversão de fases,

sobretudo quando tensoativos não-iônicos são empregados na manipulação (SHINODA;

FRIBERG, 1986; MARSZALL, 1987; GARTI, 1997; ZERFA; SAJJADI; BROOKS, 2001;

SAJJADI; JAHANZAD; BROOKS, 2002; SAJJADI et al., 2003; SAJJADI; ZERFA;

BROOKS, 2003; BOUCHAMA et al., 2003; XIE; BROOKS, 2004; SALAGER et al., 2004;

DEVANI; ASHFIRD; CRAIG, 2005; BR Pat. 0180700074452; MORAIS et al., 2008). Quando

há formação de sistemas complexos contendo glóbulos múltiplos estas inversões podem ser

descritas como não verdadeiras (BROOKS; RICHMOND, 1991).

Pacek, Nienow e Moore (1994) sugeriram que o processo de inversão de fases ocorre

como resultado do desenvolvimento de emulsões múltiplas. Assim, dependendo da escolha dos

componentes da formulação e das condições escolhidas para execução do processo, emulsões

múltiplas podem ser obtidas sem a necessidade da etapa de re-emulsificação. Oh et al. (2004)


descreveram a obtenção de emulsões O/A/O em etapa única. Entretanto, os autores não

correlacionaram este mecanismo de obtenção com processo de inversão de fases, mas sim com

a migração de tensoativos entre as fases dispersas e dispersante.

Lin, Kurihara e Ohta (1975) e Matsumoto (1983) já especulavam a possibilidade de

formação de emulsões múltiplas durante o processo de inversão de fases e a provável migração

do par de tensoativos entre as interfaces interna e externa e Brooks, Richmond e Zerfa (1998)

investigaram a importância em conhecer a localização dos tensoativos empregados durante o

processo de inversão de fases para a formação de emulsões múltiplas.

O desenvolvimento de emulsões múltiplas através de método em etapa única simplifica

a técnica para obtenção destes sistemas quando comparado ao processo em duas etapas

(MATSUMOTO, 1983, 1986, 1987; OH; KURIHARA; OHTA, 2004). Os estudos com a

finalidade de aperfeiçoar o método de obtenção de sistemas dispersos são etapas primordiais

para compreensão das variáveis relevantes do processo e os mecanismos envolvidos em sua

estabilidade.

OBJETIVOS

Objetivos 46

3. OBJETIVOS

O objetivo geral da pesquisa foi desenvolver emulsões múltiplas A/O/A, elucidando as

variáveis relevantes à formulação e ao processo de emulsificação em etapa única, caracterizar

os aspectos físico-químicos das emulsões múltiplas A/O/A obtidas e dos tensoativos

empregados, e realizar testes preliminares de estabilidade e do perfil de liberação de um ativo

modelo (cafeína).

Os objetivos específicos da pesquisa foram:

Caracterizar físico-quimicamente as emulsões simples obtidas durante o processo

pretendido;

Avaliar e caracterizar a estabilidade físico-química dos sistemas dispersos simples

obtidos;

Analisar a influência de variações qualitativas e quantitativas na composição dos

sistemas múltiplos propostos e no processo/método de emulsificação em etapa única;

Determinar as características físico-químicas dos tensoativos hidrofílico e lipofílico

empregados na formulação dos sistemas múltiplos;

Determinar as características físico-químicas e microestruturais da emulsão múltipla

A/O/A, correlacionando-as ao processo de obtenção e à estabilidade do sistema;

Realizar estudos preliminares de estabilidade das emulsões múltiplas obtidas;

Realizar estudos preliminares da liberação do ativo modelo (cafeína) a partir dos

sistemas múltiplos obtidos.

MATERIAL E MÉTODOS

Material e Métodos 48

4. MATERIAL E MÉTODOS

4.1. Material

4.1.1. Fase Oleosa

Óleos vegetais: canola e soja de grau alimentício (Bunge Alimentos S.A.) e rícino,

oliva, maracujá e germe de trigo de grau farmacêutico (Beraca);

Óleo mineral: vaselina líquida grau USP (Labsynth);

Derivados de silicone (dimeticone, fluido de silicone de média viscosidade, 350 CSt),

200 Fluid® (Dow Corning).

4.1.2. Tensoativos

Monooleato de sorbitano (Figura 4): mono-éster do ácido oléico e hexitol anidrido

derivado de sorbitol, denominado pelo CTFA como Sorbitan oleate (C24H44O6), massa

molar (g/mol) de 428,61; com valor de EHL de 4,3. Fongragen MOS® (Clariant),

Span80® (Oxiteno);

Figura 4 - Estrutura molecular de monooelato de sorbitano (Span80®) (www.sigmaaldrich.com/catalog/search/ProductDetail/SIGMA/S6760)


Óleo de rícino hidrogenado e etoxilado: éster obtido pela reação de óxido de etileno

com óleo de rícino hidrogenado, denominado pelo CTFA como PEG 40 hydrogenated

castor oil, massa molar (g/mol) de 2.589, valor de EHL de 14,1. ChremophorRH40®

(Basf), Croduret 50 Special® (Croda), Emulsogen HCO040® (Clariant), UltroilRH400®

(Oxiteno); A Figura 5 representa a estrutura molecular do poli óxido de etileno e a

Figura 6 a estrutura molecular do óleo de rícino (a estrutura polimérica do

CremophorRH40® não está disponível na literatura);

Óleo de rícino etoxilado: éster obtido pela reação de óxido de etileno com óleo de

rícino não-hidrogenado, denominado pelo CTFA como PEG 40 castor oil, peso

molecular (g/mol) de 2.695, valor de EHL de 13. SurfomR400® (Oxiteno), UltroilR400®

(Oxiteno);

Figura 5 - Estrutura molecular do óxido de etileno, para o Cremophor RH40® n=40 (aproximadamente) (MEYER; WAIDELICH; FRAHM, 2002 e CROY; KWON, 2005)

Figura 6 - Estrutura molecular do óleo de rícino (MEYER; WAIDELICH; FRAHM, 2002 e CROY; KWON, 2005)


TritonX100®: éter fenil octil polioxietileno, denominado pelo CTFA como Octoxynol-

9, (C14H22O(C2H4O)n), valor de EHL de 13,5 (Sigma) (Figura 7);

Figura 7 - Estrutura molecular do Triton X100®, n=9,5 (aproximadamente) (www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail/SIAL/P1754)

Tween80®: polietilenoglicol (20) monooleato de sorbitano, denominado pelo CTFA

como Polysorbate 80, (C64H124O26), massa molar (g/mol) de 1.310, valor de EHL de

15,0 (Sigma) (Figura 8).

Figura 8 - Estrutura molecular do Tween80®, w+x+y+z=20 (www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail/SIAL/X100)

4.1.3. Fase aquosa

Água destilada recém obtida.


4.1.4. Aditivos

Sais hidrolisáveis

Cloreto de alumínio (AlCl3), Cloreto de cálcio (CaCl2), cloreto de sódio (NaCl),

bicarbonato de sódio (NaHCO3) e carbonato de sódio (Na2CO3), (Nuclear Ind.

Química);

Agentes Tensoativos

Cloreto de cetiltrimetilamônio (CCTA), cocamidapropilbetaína (CPB), lauril sulfato de

sódio (LSS);

Polímeros

Polímeros Naturais: polissacarídeo obtido por fermentação (Goma xantana);

polissacarídeo derivado de celulose (Natrosol®) e Carboximetilcelulose (Cmc) e

polissacarídeo obtido a partir de extratos de sementes (Goma Guar) (D’Altamare

Química);

Polímeros Sintéticos: sodium polyacrilate (Rapithix A-100® fornecido pela ISP),

(Aculyn 44® fornecido pela D’Altamare Química), polyacrylamide (and) C13-14

isoparaffin (and) laureth-7 (Sepigel 305® fornecido pela Chemyunion); hydroxylpropyl

starch phosphate (Structure XL® fornecido pela National Starch & Chemical);


Partículas Sólidas Finamente Divididas: Silicato de alumínio e magnésio (Veegun

Ultra® fornecido pela R.T.Vanderbilt Company Inc.);

Fase Móvel: acetato de sódio, água destilada e deionizada (Nanopure® Ultrapure water

system – Barnstead), acetonitrila (grau CLAE, Fisher Scientific), tetraidrofurano

(OPTIMA – Fisher Scientific), ácido acético glacial (grau reagente, Sigma-Aldrich);

Solventes para Processo de Extração do Ativo a partir da Emulsão Múltipla: etanol

desidratado para CLAE (Acros);

Solvente para Isoterma de Langmuir: metanol (grau CLAE, 0,2 mícrons filtrado,

Fisher Scientific);

Solução Tampão: acetato de sódio (Sigma), solução de ácido acético 2N (pH 5,5);

Ativo Modelo: cafeína anidra (Sigma, grau para cromatografia líquida de alta eficiência

(CLAE) ≥99%).


4.2. Métodos

4.2.1. Preparo da Emulsão Simples O/A

As emulsões simples foram obtidas pelo método de emulsificação por inversão de fases

(EIF). Foi empregada uma mistura de tensoativos (monooleato de sorbitano 2,58% p/p e éster

derivado do óleo de rícino hidrogenado e etoxilado, 2,42% p/p). A quantidade total de

tensoativos foi mantida em 5,0% p/p, resultando em um valor de EHL de 8,9 (GONÇALVES,

2000). A mistura de tensoativos foi solubilizada na fase oleosa (óleo de canola, 5,0% p/p). As

fases aquosa (90 %p/p) e oleosa foram aquecidas separadamente à temperatura de 70±2°C, em

seguida a fase aquosa foi vertida lentamente sobre a oleosa sob agitação constante e contínua de

400rpm (agitador mecânico Fisaton® – 702R) até que a emulsão adquirisse a temperatura

ambiente (25±5°C), conforme metodologia desenvolvida por Gonçalves (2000).

4.2.2. Caracterização Físico-química da Emulsão Simples O/A

4.2.2.1. Determinação do Valor de pH

O eletrodo foi inserido diretamente na amostra e o valor de pH determinado

(peagômetro Digmed® – Modelo DMPH-2).


4.2.2.2. Determinação da Temperatura de Inversão de Fases

A temperatura de inversão de fases da emulsão simples O/A foi determinada com

auxílio de um condutivímetro (DIGIMED® – Modelo CD-20) com aquecimento da amostra sob

temperatura monitorada (FERNANDEZ et al., 2004).

4.2.2.3. Influência da Adição de Tensoativos e Eletrólitos à Emulsão Simples

O/A

Os eletrólitos (cátions e ânions) e os tensoativos (caráter iônico e anfotérico) descritos

no item 4.1.4. foram acrescidos separadamente à fase externa da emulsão simples, nas seguintes

concentrações: 0,1%, 0,5% e 1% (e 0,25% somente para o tensoativo catiônico). Todos os

aditivos (na forma sólida) foram adicionados às amostras logo após o preparo e as análises

foram realizadas após 48 horas.

4.2.2.4. Determinação do Potencial Zeta e Distribuição Granulométrica

Os valores de potencial zeta foram obtidos a partir da derivação da mobilidade

eletroforética determinada utilizando o counter DELSA 440 SX® (Coulter Eletronics, MA,

USA). Este sistema analisa a mobilidade das partículas e colóides (0,02 a 3,0µm de diâmetro)

em dispersões líquidas utilizando medições independentes e simultâneas com laser Doppler em

quatro ângulos diferentes (8,9; 17,6; 26,3; 35,2°). A distribuição de tamanho das partículas é

baseada em espectroscopia de correlação de fótons ou espalhamento quase-elástico de luz. Esta

caracteriza o tamanho das partículas (granulometria) iluminando-as com laser. As amostras


foram inicialmente diluídas em água destilada na proporção de 1:20 e aplicadas na cubeta do

aparelho com o auxílio de uma seringa hipodérmica adaptada.

4.2.3. Teste de Estabilidade da Emulsão Simples O/A

4.2.3.1.Teste Preliminar de Estabilidade

As emulsões classificadas macroscopicamente como estáveis após 24 horas da

manipulação foram submetidas aos testes preliminares de estabilidade. As amostras submetidas

ao teste foram classificadas quanto a possíveis alterações macroscópicas em: N = normal; LM =

levemente modificada; M = modificada e IM = intensamente modificada (FERRARI, 1998,

2002).

4.2.3.1.1. Estresse Térmico

As amostras foram submetidas a aquecimento (banho-maria termostatizado) (Nova

Técnica Ltda® – Modelo 281 NT) na faixa de temperatura de 40 a 80±5°C, durante ciclos de 30

minutos, com incrementos de temperatura de 5°C após cada ciclo. Após o término do teste, as

emulsões simples foram avaliadas quanto ao aspecto macroscópico, valor do pH, análise do

potencial zeta e da distribuição granulométrica.

4.2.3.1.2. Centrifugação

Em tubo de ensaio cônico graduado para centrífuga foram adicionadas amostras de cada

formulação e submetidas a ciclos de 30 minutos de duração a 1000, 2500 e 3500rpm (70, 440 e


863G, respectivamente) (Fanem® Ltda. – Modelo 206 R; Excelsa BABY II) (ANSEL;

POPOVICH; ALLEN, 1999).

4.2.4. Teste de Estabilidade Acelerada

As amostras foram submetidas à diferentes temperaturas (4±2°C, 25±2°C e 45±2°C) por

um período de 30 dias. As leituras foram realizadas no 1º, 7º, 15º e 30º dia, após o preparo. As

amostras foram avaliadas quanto a possíveis variações nos valores de pH, potencial zeta e

distribuição granulométrica. (RIBEIRO, 1996; FERRARI, 1998, 2002).

4.3. Preparo da Emulsão Múltipla A/O/A

O método descrito a seguir foi considerado base para o preparo da emulsão múltipla,

exceção para o estudo das variáveis da composição ou método de obtenção desta, quando as

devidas exceções são especificadas.

As emulsões múltiplas foram obtidas pelo método de Emulsificação por Inversão de

Fases (EIF) e pelo método de temperatura de inversão de fase (TIF). Tensoativos, monooleato

de sorbitano 2,42% p/p e éster derivado do óleo de rícino hidrogenado e etoxilado, 2,58% p/p,

foram empregados.

A quantidade total de tensoativos foi mantida em 5,0% p/p, resultando em um valor de

EHL de 9,3. A mistura de tensoativos foi solubilizada na fase oleosa (óleo de canola). As fases

aquosa e oleosa foram aquecidas separadamente à temperatura de 78±2°C, com auxílio de

banho termostatizado, com controle do incremento de temperatura (⁰C/minutos) (Haake

Phoenix II B5® – ThermoFisher Scientific), e em seguida a fase aquosa foi vertida lentamente


sobre a oleosa sob agitação constante e contínua de 450rpm (agitador mecânico) até que a

emulsão adquirisse a temperatura ambiente (25±5°C).

Para os estudos de liberação do ativo modelo (cafeína), foi escolhida a amostra

considerada mais estável em relação aos parâmetros avaliados. A cafeína (1,0 %p/p) foi

solubilizada na fase aquosa previamente ao aquecimento de fases.

4.3.1. Análise de Variáveis da Composição dos Sistemas Múltiplos Propostos

4.3.1.1. Influência da Temperatura

4.3.1.1.1. Emulsificação a Frio

A fase oleosa (óleo de canola) e o par de tensoativos foram homogeneizados. A fase

aquosa foi gotejada nesta mistura com o auxílio de uma bureta (velocidade de gotejamento não

controlada). Nenhuma das fases foi aquecida, sendo o experimento conduzido sob temperatura

ambiente monitorada de 25±5°C. As concentrações das matérias-primas utilizadas não foram

alteradas. A formulação foi obtida sob agitação contínua e constante de 400rpm.

4.3.1.1.2. Emulsificação com Aquecimento de Fases

As fases aquosa e oleosa foram aquecidas separadamente à temperatura de 70±2°C. Em

seguida, a fase aquosa foi vertida lentamente sobre a oleosa sob agitação constante e contínua, a

velocidade de 400rpm até que a emulsão atingisse a temperatura ambiente (25±5°C). As fases

aquosa e oleosa foram ainda manipuladas com aquecimentos de 65, 70, 75 e 80±2°C.


4.3.1.1.3. Emulsificação com Aquecimento de Fases e Resfriamento sob

Temperatura Controlada

A fase oleosa adicionada de tensoativos e a fase aquosa foram aquecidas em banho-

maria até atingirem temperatura de 75±5°C. Em seguida, a fase oleosa contendo tensoativos

(tensoativo lipofílico/Span80® e tensoativo hidrofílico/SurfomR400®) foi colocada em banho-

maria termostatizado a 80±2°C° e a fase aquosa adicionada lentamente sobre esta mistura.

A amostra foi então submetida à agitação constante de 400rpm. A emulsão foi resfriada

sob temperatura controlada; a temperatura do banho foi decrescida de 80 até 30±2°C em

intervalos constantes de 5±1°C. Assim para cada temperatura foi possível analisar

microscopicamente a amostra e observar a presença ou não de glóbulos múltiplos e/ou possíveis

alterações em sua morfologia em resposta às mudanças de temperatura.

4.3.1.2. Influência da Ordem de Adição das Fases Aquosa, Oleosa e dos

Tensoativos

Os tensoativos hidrofílico e lipofílico foram adicionados à fase oleosa ou o tensoativo

hidrofílico à fase aquosa e o lipofíco à fase oleosa; a fase aquosa foi vertida lentamente sobre a

fase oleosa.

4.3.1.3. Influência da Velocidade e Tempo de Agitação

As amostras após emulsificação foram imediatamente submetidas à agitação constante e

contínua de 400; 800 1200 e 1500rpm - agitador mecânico (Fisaton® – Modelo 713) e a ciclos


de agitação de 30 segundos sob alta rotação (2000 a 8000rpm) (Ultra Turrax® - Modelo T25

Janke & Kunkel) até que a amostra adquiresse temperatura ambiente (25±2°C)

(MATSUMOTO, 1986,1987).

4.3.2. Análise de Variáveis do Processo de Obtenção dos Sistemas Múltiplos

Propostos

4.3.2.1. Influência do Emprego de Matérias-primas de Diferentes

Fornecedores

Foram empregados tensoativos hidro e lipofílicos, conforme descrito no item 4.1.2.,

provenientes de diferentes fornecedores comerciais, com a finalidade de avaliar possível

influência da composição da matéria-prima na formação de sistemas múltiplos.

4.3.2.2. Influência do Tipo de Fase Oleosa

Foram empregados para esta análise diferentes óleos vegetais (canola, rícino, oliva,

maracujá, soja e germe de trigo) com composições graxas distintas. O uso de óleo mineral

(vaselina líquida) e de dimeticone (200 Fluido®) como fase oleosa também foi avaliado.


4.3.2.3. Influência de Diferentes Frações Volumétricas de Fase Aquosa para

Razão Fixa Óleo/Tensoativo

Foram pesadas diferentes quantidades das três matérias-primas base desta formulação:

tensoativo, óleo de canola e água destilada (Tabela 1). Incrementou-se gradativamente a

concentração da fase aquosa, entretanto a relação tensoativo/fase oleosa em 1:1 foi preservada.

Mesmo variando a proporção da mistura de tensoativos o valor de EHL 9,3 foi mantido para

todas as amostras.

Tabela 1 - Concentrações em % (p/p) dos componentes das formulações (1 a 11) e razão final

Formulações Tensoativo% (p/p) Fase Oleosa% (p/p) Fase Aquosa% (p/p) Razão final

1 33,3 33,3 33,3 1:1:12 25,0 25,0 50,0 1:1:2 3 16,7 16,7 66,7 1:1:4 4 12,5 12,5 70,0 1:1:65 10,0 10,0 80,0 1:1:8 6 8,3 8,3 83,4 1:1:10 7 7,1 7,1 85,7 1:1:128 6,3 6,3 87,5 1:1:14 9 5,7 5,6 88,8 1:1:16 10 5,0 5,0 90,0 1:1:1811 4,5 4,5 90,9 1:1:20

4.3.2.4. Influência do Valor de EHL da Emulsão

A seleção (screnning) do valor EHL foi realizada a partir de 4,3 (valor do EHL do

tensoativo lipofílico/Span80®) até 13,0 (valor do EHL do tensoativo hidrofílico/SurfomR400®).

Para o cálculo das quantidades de tensoativos hidrofílico e lipofílico necessárias (Tabela 2)

para obtenção de cada valor de EHL a Equação 7 foi empregada:

EHLA x 0,01A + EHLB x 0,01B = EHL (7) Onde: EHL = equilíbrio hidrofílico-lipofílico, A = quantidade de tensoativo hidrofílico em %, B = quantidade de tensoativo lipofílico em %, A + B = 100% (ANSEL; POPOVICH; ALLEN, 1999)


Tabela 2 - Concentração em % (p/p) de tensoativo lipofílico e hidrofílico utilizado para obtenção do EHL da emulsão

Valor de EHL Tensoativo lipofílico% (p/p) Tensoativo hidrofílico% (p/p) 4,3 5,00 - 5,0 4,60 0,40 6,0 4,02 0,98 7,0 3,45 1,55 8,0 2,87 2,13 8,8 2,41 2,59 9,0 2,30 2,70

10,0 1,72 3,28 11,0 1,15 3,85 12,0 0,57 4,43 13,0 - 5,00

4.3.2.5. Influência da Variação da Razão Fase Aquosa/Fase Oleosa para cada

Valor de EHL

Para avaliar a influência de diferentes proporções dos volumes das fases aquosa e oleosa

na obtenção deste sistema disperso, mistura de tensoativos hidrofílico e lipofílico

(SurfomR400® e Span80®, respectivamente) a 5,0%, com valores finais de EHL de 7,0 a 11,0

(Tabela 3) foi empregada.

Tabela 3 - Concentração em % (p/p) dos volumes das fases aquosa e fase oleosa para diferentes sistemas dispersos obtidos

Formulação Fase Aquosa % (p/p) Fase Oleosa % (p/p) Tensoativo % (p/p) 1 90,0 5,0 5,0 2 85,0 10,0 5,0 3 80,0 15,0 5,0 4 75,0 20,0 5,0 5 70,0 25,0 5,0 6 65,0 30,0 5,0 7 60,0 35,0 5,0 8 55,0 40,0 5,0 9 50,0 45,0 5,0 10 47,5 47,5 5,0


4.3.2.6. Determinação da Região de Obtenção de Emulsões Múltiplas através

do Diagrama Ternário (Diagrama de Fases)

O diagrama ternário foi construído variando-se inicialmente as concentrações de 10 em

10%, a fim de cobrir toda a superfície do triângulo, obtendo-se assim 36 formulações para cada

sistema proposto (Figura 9 e Tabela 4). Após determinação da região onde foi possível obter

sistemas múltiplos, repetiu-se o digrama nesta região variando-se as concentrações dos

componentes da formulação de 5 em 5%.

Figura 9: Representação do diagrama ternário


Tabela 4 - Concentrações dos componentes da emulsão para cada amostra Número da Amostra Óleo % (p/p) Tensoativo % (p/p) Água destilada % (p/p)

1 80 10 10 2 70 20 10 3 70 10 20 4 60 30 10 5 60 20 20 6 60 10 30 7 50 40 10 8 50 30 20 9 50 20 30 10 50 10 40 11 40 50 10 12 40 40 20 13 40 30 30 14 40 20 40 15 40 10 50 16 30 60 10 17 30 50 20 18 30 40 30 19 30 30 40 20 30 20 50 21 30 10 60 22 20 70 10 23 20 60 20 24 20 50 30 25 20 40 40 26 20 30 50 27 20 20 60 28 20 10 70 29 10 80 10 30 10 70 20 31 10 60 30 32 10 50 40 33 10 40 50 34 10 30 60 35 10 20 70 36 10 10 80 37 60 15 25 38 60 5 35 39 55 15 30 40 55 10 35 41 55 5 40 42 50 15 35 43 50 5 45 44 45 15 40 45 45 10 45


Continuação

46 45 5 50 47 40 15 45 48 40 5 55 49 35 20 45 50 35 15 50 51 35 10 55 52 35 5 60 53 30 15 55 54 30 5 65 55 25 20 55 56 25 15 60 57 25 10 65 58 25 5 70 59 20 15 65 60 20 5 75 61 15 20 65 62 15 15 70 63 15 10 75 64 15 5 80 65 10 15 75 66 10 5 85 67 5 20 75 68 5 15 80 69 5 10 85 70 5 5 90


4.4. Mapa de Inversão de Fases

Após caracterizar as variáveis relevantes da composição, do processo de obtenção do

sistema múltiplo e a temperatura de inversão de fases; o mapa de inversão de fases da emulsão

foi construído, adaptado a partir da literatura (BROOKS; RICHMOND, 2002, BROOKS,

RICHMOND; ZERFA, 2003e SALAGER et al, 2000, 2004). Foi elaborado plotando-se as

frações volumétricas entre fase aquosa/oleosa pelos valores de EHL empregados para o par de

tensoativos utilizados na obtenção da emulsão múltipla.

4.5. Caracterização Físico-química dos Tensoativos empregados para

Obtenção do Sistema Múltiplo

4.5.1. Determinação do Ponto de Turvação (cloud point)

Solução aquosa do tensoativo hidrofílico, derivado do óleo de rícino etoxilado,

hidrogenado ou não (CremophorRH400® ou Ultroil®/Surfom®R400, respectivamente) numa

concentração de 1,0% foi aquecida sob temperatura controlada até 92±2°C e com agitação

contínua e constante (MARSZALL, 1987). O procedimento foi realizado tanto em banho-maria,

como em chapa metálica. O cloud point foi determinado pela temperatura de turvação da

solução.


4.5.2. Determinação da Tensão Superficial/Interfacial

4.5.2.1. Método da Gota Pendente

As tensões superficiais das soluções aquosas de CremophorRH400® e

Ultroil/Surfom®R400 foram mensuradas pelo método da gota pendente usando o método da

análise do perfil eixo-simétrico da gota, tensiômetro automático (Modelo - OCA-20,

Dataphysics®) com o objetivo de se observar o comportamento do tensoativo em tempos de

cinética curtos e obter o gráfico para cálculo de CMC das soluções. Uma gota da solução de

interesse é formada na extremidade de uma agulha com ponta reta (d=1,65mm) conectada a

uma seringa com dosagem eletronicamente controlada, dentro de uma cubeta de vidro óptico,

contendo um volume da solução no fundo, para manter a atmosfera saturada, de forma a evitar a

evaporação da gota durante as medidas.

A gota é sujeita às forças de tensão superficial e gravidade e pode ser filmada por meio

de uma câmara. As medidas foram realizadas em intervalos de 60 segundos. O volume da gota

formada variou em função da tensão superficial e, dessa forma em função da concentração da

solução. A tensão superficial foi determinada digitalizando a imagem e analisando o seu perfil e

ajustando-o à equação de Young-Laplace (Equação 8):

ΔP = (ρd – ρl) g h = (1/R1) + (1/R2) (8)

Onde: ΔP = diferença de pressão entre o interior e a parte externa da gota; ρd – ρl = densidades da fase líquida e do ar, respectivamente; g = aceleração da gravidade, h = altura da coluna líquida na gota e R1 e R2 = os dois raios principais de curvatura.


4.5.2.2. Método da Placa de Wilhelmy

Tensiômetro de superfície, utilizando o método da placa de Wilhelmy (Figura 10),

(Modelo K12, Krüss®, Alemanha) foi empregado para determinar a tensão superficial das

amostras descritas na Tabela 5 em função da temperatura.

Tabela 5 - Amostras preparadas para determinação da tensão superficial em função da temperatura Amostras preparadas para determinação dos valores de Tensão Superficial

Óleo de canola Óleo de canola + Span80 (24,2%)

Óleo de canola + Cremophor (25,8%) Água + Cremophor RH40 (25,8%)

Óleo de canola + Span80 (2,42%) + Cremophor RH40 (2,58%) Óleo de canola + Span80 (24,2%) + Cremophor RH40 (25,8%)

Um banho termostatizado foi utilizado para controle da temperatura (Haake Phoenix II

B5 ® – ThermoFisher), com controle da taxa de aumento da temperatura (em ⁰C/minuto,

conforme a necessidade do experimento). A concentração de tensoativo empregada foi a mesma

utilizada no preparo da emulsão múltipla em uma etapa.

Os valores de tensão superficial foram inicialmente determinados a 25±2⁰C. Em

seguida as amostras foram aquecidas a uma taxa de ±1⁰C/minuto, considerado aumento lento

para as condições experimentais. Já a amostra de solução aquosa CremophorRH40® à 25,8%,

foi aquecida à taxa de ±5⁰C/minutos, considerada rápida para as condições experimentais.


Figura 10 ‐ Esquema do método de medida de tensão superficial/interfacial utilizando a placa de Wilhelmy (HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997)

4.5.3. Determinação da Concentração Micelar Crítica (CMC)

Com auxílio dos gráficos obtidos de cinética de tensão interfacial, tensiômetro

automático – (Modelo OCA-20, Dataphysics®, 4.5.2.1.) os valores de tensão superficial para

cinco diferentes valores de concentrações dos tensoativos foram plotados versus a concentração

dos tensoativos em log.

4.5.4. Determinação da Reologia de Fluxo (Volume)

As propriedades reológicas foram obtidas empregando-se medidas não-lineares. Foi

utilizado Reômetro Rotacional (Modelo - DVIII, Brookfild Instruments®), spindlle cilíndrico e

adaptador para pequenas quantidades de amostras, modelo UL Adapter. O adaptador, com o

auxílio de um banho, permitia a termostatização da amostra em análise. Foram empregadas 15g

de amostra (Tabela 6). Inicialmente a análise foi realizada para amostras a temperatura de

25±2⁰C. Em seguida, as amostras foram aquecidas (taxa de aquecimento de ±1⁰C/minuto)

(Haake Phoenix II B5® – ThermoFisher) até valores considerados críticos para obtenção da


emulsão múltipla em uma etapa (78±2⁰C) e os valores de viscosidade monitorados durante o

processo de aquecimento (dados coletados a cada 5⁰C). Reogramas de taxa de cisalhamento em

função da tensão de cisalhamento foram obtidos para o intervalo de temperatura de 78±2⁰C.

Tabela 6 - Amostras preparadas para determinação do perfil reológico em função da temperatura Amostras preparadas para determinação do perfil reológico (bulk rheology)

Água + Cremophor RH40 (25,8%) Óleo de canola + Cremophor (25,8%)

Óleo de canola + Span80 (24,2%) Óleo de canola+CremophorRH40+Span80 (50,0%)

4.5.5. Determinação da Reologia Dinâmica/Oscilatória (Superfície)

A reologia interfacial do sistema múltiplo (propriedades viscoelásticas das interfaces

constituídas pelos tensoativos hidro e lipofílicos empregados, associados ou não) foi avaliada.

O reômetro Interfacial Rheometer (Modelo CIR A-100, Camtel®, Reino Unido, software

CIR100) é formado por um galvanômetro (movimento em forma de rosca), um anel de Du

Nouy (Pt/Ir) 13mm de diâmetro, fixado ao galvanômetro, sistema para movimentação da

amplitude do anel e de um sensor para detecção do deslocamento do anel (Figura 11). O anel

oscila ±1⁰ sobre seu eixo vertical. O movimento de amplitude do anel é medido através de uma

sonda (displacement sensor control) e a análise automática do sinal gerado fornece os dados de

viscoelasticidade.


Figura 11 - Esquema do mecanismo de funcionamento do reômetro de superfície, empregando o método do anel oscilatório de superfície (Camtel® Ltd., 2000)

Para o experimento, foram utilizados pratos de 50mm de diâmetro. Para as análises

superficiais, ao recipiente foi adicionado volume conhecido das amostras (10mL) e o anel

imerso automaticamente. Para as análises interfaciais, as amostras de menor densidade (2mL)

foram adicionadas sobre a fase de maior densidade com auxílio de pipeta volumétrica.

Inicialmente, as amostras (Tabelas 7 e 8) foram analisadas a 25±2⁰C. Em seguida,

aquecidas com auxílio de um banho (Haake Phoenix II B5® – ThermoFisher) e avaliadas a

50±2⁰C, com incrementos de temperatura de 1⁰C/minuto. Os valores de viscoelasticidade foram

obtidos em função do tempo (time sweep). A amplitude de distorção foi mantida em

5.000mRadianos/segundos e a freqüência oscilatória em 3,0 Hz. Os fatores calculados de G’e

G’’ utilizados pelo software foram 7.657E-13 e 2.429E-11, respectivamente.


Tabela 7 - Amostras preparadas para determinação da reologia superficial em função do tempo Amostras preparadas para determinação dos valores de Reologia Superficial

Água + Cremophor RH40 (0,5; 1,0; 5,0; 10,0; 15,0; 25,8%) Óleo de canola

Óleo de canola + Span80 (24,2%) Óleo de canola + Cremophor (25,8%)

Óleo de canola+CremophorRH40+Span80 (50,0%) Óleo de canola+Span80 (24,2%)+Água+CremophorRH40 (25,8%)

Água + Cremophor RH40 (25,8%) Água + TritonX100 (25,8%)

Água + Tween80 (25,8%)

Tabela 8 - Amostras preparadas para determinação da reologia interfacial em função do tempo Amostras preparadas para determinação dos valores de Reologia Interfacial

Água + Cremophor RH40 (5,0%) Água + Cremophor RH40 (25,8%)

Água +Óleo de canola Água +Óleo de canola + Span80 (24,2%)

Água +Óleo de canola + Cremophor (25,8%) Água +Óleo de canola+CremophorRH40+Span80 (50,0%)

4.5.6. Isotermas de Langmuir

Para determinação da pressão superficial dos tensoativos empregados em função da área

ocupada sobre água destilada e deionizada, soluções em metanol de 5,0 µL/mL dos tensoativos

(isolados ou associados) foram preparadas. Foi avaliada a influência da temperatura e da adição

do ativo modelo (cafeína) sobre o comportamento das amostras. Para este experimento foi

empregada Balança de Langmuir – Langmuir/Blodgett (Modelo KVS 2000, software KVS

2000), cujo princípio utilizado para produzir as isotermas é o da placa de Wilhelmy, velocidade

de deposição de 0,1 a 85mm/minuto, e velocidade das barreiras de 0,01 a 400mm/minuto. Cuba

de Teflon, espessura da base de 1,5mm, área efetiva do filme de 570x150mm2, montada sobre

placa com termoregulador.


4.6. Caracterização Físico-química da Emulsão Múltipla A/O/A

4.6.1. Análise Macroscópica

O aspecto macroscópico e as propriedades organolépticas da emulsão múltipla foram

avaliados após 24 horas do preparo.

4.6.2. Análise Microscópica

As emulsões foram observadas em microscópio óptico (Olympus® – Modelo BX50) e

(Zeiss® – Modelo Micro Tech Optical (Ne) Inc. Alemanha), com câmera (HyperHD CCD-

IRIS/RBG Color Video Camera, Sony, Japão software FBG32) e hot plate acoplados. Neste

último, as amostras foram observadas em função da temperatura (30 a 85±2⁰C).

4.6.3. Quantificação e Distribuiçao Granulométrica

A contagem estimada de glóbulos múltiplos foi realizada utilizando câmara para

contagem de hemácias por cm3 de amostra (NAKHARE; VYAS, 1996) e com auxílio do

Microscópio Leica® - Mod. DMLB (10μl para cada amostra); acoplado a uma câmera que

digitalizava as imagens captadas no software Leica Q win®.

O tamanho e a distribuição granulométrica dos glóbulos múltiplos também foram

determinados através de counter - Accusizer Optical Particle Size® (intervalo de medida: 1-

500μm, Modelo 770, Particle Sizing Systems Inc.), software Nicomp PPS cw788.


4.6.4. Determinação do Valor do pH

Conforme descrito em 4.2.2.1.

4.6.5. Determinação da Condutividade Elétrica

Foi determinada a 25±5°C inserindo diretamente o eletrodo nas amostras. O aparelho foi

aferido com solução de KCl 0,1N (DIGIMED® – Modelo CD-20).

4.6.6. Determinação do Potencial Zeta

Conforme descrito no item 4.2.2.4.

4.6.7. Determinação da Viscosidade

A viscosidade relativa (em relação à água) das amostras consideradas viáveis para as

análises conseguintes foi avaliada a 25±5°C com auxílio do aparato de viscosímetro de

Ostwald, segundo a Equação 9:

η2,1 = ρ2/ρ1 x t2/t1 (9) Onde: η2,1 = viscosidade relativa; ρ = densidade; t = tempo de escoamento, 1 = água; 2 = emulsão em análise (ANSEL; POPOVICH; ALLEN, 1999)

A densidade das amostras foi obtida com auxílio do densímetro Anton Paar®, Modelo -

DMA4500.


4.6.8. Influência da Adição de Polímeros e Sólidos Finamente Divididos

Foram adicionados separadamente diferentes polímeros (descritos no item 4.1.4.) nas

concentrações de 0,1; 0,2; 0,3%.

4.6.9. Determinação do Perfil Reológico

Os reogramas, de taxa de cisalhamento em s-1 (S) versus tensão de cisalhamento

dinas/cm2 (F) e de taxa de cisalhamento em s-1 (S) versus viscosidade (η), foram obtidos

utilizando o reômetro Brookfield Instruments® – Modelo LVDV-I, cilindro axial, spindles S18

e S34. O índice de consistência foi obtido a partir dos dados de tensão de cisalhamento (F), taxa

de cisalhamento (S) através do modelo de Herschel-Bulkley (PY, et al. 1994) descrito pela

Equação 10:

F = K x Sε (10)Onde: K = índice de consistência; F’ = tensão de cisalhamento; S = taxa de cisalhamento; ε = índice de fluxo (ANSEL; POPOVICH; ALLEN, 1999; PY, et al. 1994).

4.6.10. Identificação de Grupos Funcionais de Moléculas dos Tensoativos na

Fase Oleosa da Emulsão – Avaliação de Possível Migração (Determinação do

Coeficiente de Partição dos Tensoativos)

As amostras 60, 66 e 70 do diagrama ternário foram centrifugadas em 3 ciclos de 15

minutos cada a 1.000, 2.000 e 3.000rpm e em seguida mantidas durante 30 dias sob temperatura

controlada de 45°C ±2°C. A fase oleosa (fase superior) foi submetida a análises qualitativas por

espectrofotometria no infravermelho (IV), visando à identificação de grupos funcionais dos

tensoativos empregados nesta fase (COZZOLI, 1993). Os espectros de absorção no IV foram


registrados em espectrofotômetro Perkin-Elmer Spectrum RX IFTIR System®, em celas de KBr

para líquidos (filme).

4.7. Teste Preliminar de Estabilidade da Emulsão Múltipla A/O/A

Conforme descrito no item 4.2.3.1. Exceção para o período e velocidade empregados no

processo de centrifugação para retirada de fase oleosa para análise em infravermelho (1 ciclo de

30 minutos a 3000rpm).

4.8. Estudos Preliminares da Liberação do Ativo Modelo (Cafeína) in vitro

4.8.1. Sistema Cromatográfico

A fase móvel, composta por solução aquosa de acetato de

sódio/acetonitrila/tetraidrofurano (95,5:2,5:2,0) foi preparada segundo a Farmacopéia

Americana (United States Pharmacopeia XXV) (2002). 2L de solução aquosa contendo 1,64g

de acetato de sódio anidro foi preparada, 1.910mL desta solução foram transferidos para frasco

volumétrico de 2L e daí adicionados 50mL de acetonitrila e 40 mL de tetraidrofurano. Esta

solução teve o valor de pH ajustado para 4,5 com o auxílio de ácido acético glacial. A solução

final foi filtrada (Millipore Type: HVP® 0,45µm) e sonicada durante 30 minutos. O sistema

utilizado foi cromatógrafo Perkin Elmer® 785A, com detector UV/Vis, forno, bomba (Series

200), coletor automático, coluna Symmetric C8 3,5µm (4,6x100mm), Software Peak 3.56, taxa

de fluxo da fase móvel de 2,0 mL/minuto, detector UV no comprimento de onda de 273nm,

volume de injeção de 20µL, e pressão de 2.000psi, com degaseificador acoplado (Membrane

Degasser SP – Thermo®, Separation Products). Para determinação da concentracão de cafeína

nas amostras analisadas foi desenvolvida curva de calibração utilizando-se concentrações


conhecidas do ativo (3,125; 6,25; 12,5; 25,0; 50,0 e 100,0 µg/mL) em solução aquosa. As

análises foram realizadas em triplicata.

4.8.2. Determinação do Coeficiente de Partição da Cafeína Anidra

O óleo de canola foi empregado como fase oleosa, solução aquosa tamponada (tampão

acetato) no valor de pH 5,5 como fase aquosa, numa temperatura de 32±2ºC. Inicialmente as

fases aquosa, contendo cafeína numa concentração de 25,82mg/mL (concentração teórica de

saturação) e oleosa foram colocadas em contato, sob agitação magnética, para saturação da fase

oleosa, durante um período de 24 horas. Em seguida, a agitação foi retirada, e as fases foram

mantidas em contato durante 24 horas para alcançar o equilíbrio. A concentração de cafeína na

fase oleosa foi determinada após extração conforme o método desenvolvido para extração do

ativo a partir da emulsão múltipla e analisada utilizando-se cromatografia líquida de alta

eficiência, conforme item 4.8.1. O coeficiente de partição foi determinado pelo emprego da

Equação 11 (RITSCHEL & KEARNS, 1999):

CPA = (C°2 – C’2) X a (11) C’2 X b

Onde: CPA = coeficiente de partição aparente; C°2 = concentração da substância na fase aquosa antes do equilíbrio; C’2 = concentração da substância na fase aquosa após o equilíbrio; a = volume de fase aquosa; b = volume de fase oleosa.


4.8.3. Determinação da Porcentagem de Cafeína presente na Fase Dispersa

da Emulsão Múltipla A/O/A

Imediatamente após o preparo da amostra, a emulsão múltipla 66 do diagrama ternário

foi centrifugada a 300rpm/15minutos, obtendo-se cremeado concentrado em glóbulos múltiplos

e uma fase límpida formada por emulsão simples (nanoemulsão). À 10µL de cada fase etanol

3mL e fase móvel 1mL foram adicionados. A solução resultante foi homogeneizada com o

auxílio de um vórtex e então filtrada utilizando-se sistema formado por seringa hipodérmica e

filtro (Millex – Syringe Driven Filter Unit, PVDF Durapore®, Millipore) com a finalidade de se

retirar qualquer resíduo de componente lipofílico. A porcentagem de cafeína presente em cada

uma das amostras foi determinada por cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE)

conforme item 4.8.1.

4.8.4. Estudos de Liberação do Ativo Modelo (cafeína) a partir das Emulsões

Múltiplas A/O/A

O cremeado da amostra 66 obtido conforme item 4.8.3. foi avalidado quanto a liberação

do ativo modelo (cafeína).

Para os estudos de liberação do ativo, sistema de diálise USP 2 (Dissolution

System:Distek-Premiere5100®), acoplado a um aparato de análise automática, baseado em

detecção no ultra-violeta (Rainbow – Dynamic Dissolution Monitor System®, in situ Delphian

UV fiber optic system), software Indigo foi empregado. As amostras (emulsões múltiplas

A/O/A e simples O/A) foram pesadas com auxílio de seringa hipodérmica e injetadas em

membranas de diálise (Sterille DispoDializer: Spectra/Por®CE), constituídas de éster de

celulose e MWCO de 100.000Kda. O experimento foi conduzido em recipientes de 900mL, sob


agitação constante de 75rpm (utilizando-se pás) e temperatura controlada de 32±2ºC. As

detecções foram feitas automaticamente com o auxílio de sondas metálicas inseridas na solução

receptora. A solução receptora era constituída de tampão acetato pH 5,5.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Resultados e Discussão 80

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1. Caracterização Físico-química da Emulsão Simples

As emulsões simples inicialmente obtidas pela metodologia proposta foram

caracterizadas quanto aos valores de potencial zeta, tamanho dos glóbulos, pH e temperatura de

inversão de fases. Em seqüência as amostras foram submetidas a variações de temperatura e à

adição de aditivos ionizáveis, sais e tensoativos iônicos e anfotérico, para verificar possíveis

influências nestes parâmetros. Mudanças na carga dos glóbulos podem ser detectadas através do

potencial zeta. Quanto maior o potencial zeta, em módulo, maior a estabilidade do sistema

disperso. Entretanto, informações sobre mudanças no valor do potencial zeta são relevantes

apenas quando podem ser relacionadas às mudanças no processo de obtenção e/ou na

composição da emulsão (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; STACHURSKI;

MICHALEK, 1996; ROLAND et al., 2003).

A manuntenção do tamanho dos glóbulos, durante o período de armazenamento e após

os testes preliminares de estabilidade e os de estabilidade acelerada indica um sistema estável;

pois quanto mais rápido os glóbulos aumentam em tamanho, menor será sua estabilidade

(JEONG; OH; KIM, 2001; ROLAND et al., 2003; IZQUIERDO et al., 2005).


5.1.1. Teste de Estabilidade da Emulsão Simples

Avaliação da Influência da Temperatura e de Estresse Gravitacional

Inicialmente a composição do sistema foi mantida inalterada, apenas as condições de

armazenamento das amostras foram variadas. O aquecimento das amostras (estresse térmico)

permitiu um incremento da energia cinética do sistema e com mudanças bruscas nos valores de

temperatura em períodos definidos (teste de estabilidade acelerada) foi possível avaliar a

susceptibilidade do sistema a este parâmetro. Becher e Schick (1987) descreveram a

importância dos testes de estabilidade acelerada para se prever a estabilidade da emulsão em

longo prazo. O teste de análise de variância – ANOVA, foi aplicado aos resultados em análise

(resultados com valores de p>0,05 são considerados não significativos).

As características macroscópicas das emulsões permaneceram inalteradas, após serem

submetidas à temperatura de 80±2°C durante estresse térmico e ao final dos três ciclos de

centrifugação, assim estas podem ser classificadas como N (normal, sem alteração) (FERRARI,

1998, 2000).

Alterações não significativas foram observadas para os valores de potencial zeta, antes e

após o estresse térmico. Valores de p = 0,79269 (Tabela 9) foram obtidos.

Tabela 9 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho dos glóbulos antes e após o teste de estresse térmico (média e desvio padrão, n = 3)

Antes do teste de estresse térmico Após o teste de estresse térmico

pH pz (mV) tamanho (nm) pH pz (mV) tamanho (nm)

6,35±0,19 -49,54±5,69 214,7±0,47 6,51±0,02 -37,04±0,87 232,33±24,51

Onde: pz = Potencial zeta, mV = milivolts, nm = nanômetros


Para o teste de estabilidade acelerada, temperaturas de 4±2, 25±2 e 45±2°C, os valores

de p foram 0,14473; 0,96121 e 0,89379; respectivamente (Tabela 10).

Tabela 10 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho dos glóbulos após o teste de estabilidade acelerada (média e desvio padrão, n = 3)

Teste de estabilidade acelerada Temp

(°C) → 4 25 45

Tempo (dias) ↓ pH pz (mv) tam. (nm) pH pz (mV) tam. (nm) pH pz (mV) tam. (nm)

1 6,63± 0,01

-52,96± 7,23

233,33± 24,51

6,35± 0,19

-49,54± 5,69

214,7± 0,47

6,61± 0,02

-45,81± 5,56 216±0,0

7 6,0± 0,04

-39,47± 6,18 268±0,0 5,92±

0,04 -41,44±

4,31 216±0,0 5,82± 0,03

-49,03± 0,64

250,67± 24,51

15 6,89± 0,01

-46,9± 10,02 268±0,0 6,73±

0,02 -51,71± 13,16 216±0,0 6,71±

0,02 -45,55±

4,01 233,33±

24,51

30 7,26± 0,01

-39,47± 6,18 268±0,0 6,92±

0,01 -46,18±

4,78 233,33±

24,51 5,59± 0,32

-56,97± 6,36 216±0,0

Onde: Temp. = temperatura, d = tempo em dias

Os valores de potencial zeta obtidos, entre -30 e -60 mV, indicam estabilidade

eletrostática de moderada a adequada, mesmo após os testes a temperaturas elevadas

(LOCHHEAD, 1994; ZETA-METER Inc., 2008). Além disso, os resultados estão de acordo

com dados da literatura, que sugerem que a temperatura é um parâmetro de influência pouco

relevante para a carga superficial de uma partícula e/ou glóbulo e assim para os valores de

potencial zeta do sistema (KONG; BEATTIE; HUNTER, 2001).

Considerando a possibilidade de formação de pontes de hidrogênio entre os grupos etóxi

da cadeia polietilênica, com subseqüente formação de grupos oxônio e interações dipolo-dipolo,

valores negativos de potencial zeta podem ser produzidos em sistemas dispersos obtidos a partir

de misturas de tensoativos não-iônicos. Conseqüentemente, a carga superficial dos glóbulos

deve ser proporcional ao número de grupos polietilênicos da cadeia e a concentração destas

cadeias na superfície dos glóbulos em dispersão. Assim, é incorreto dizer que tensoativos não-


iônicos não sejam afetados pela presença de eletrólitos no sistema (BECHER; SCHICK, 1987,

FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; STACHURSKI; HICHALEK, 1996; HO;

AHMAD, 1999; HSU; NACU, 2003).

Outro aspecto relevante para a análise dos valores de potencial zeta para emulsões

obtidas a partir de tensoativos não iônicos é que em altas concentrações, as moléculas de

tensoativo na interface podem se rearranjar e proteger os grupos éter-oxigênio possivelmente

formados, diminuindo os valores de potencial zeta observados (BECHER; SCHICK, 1987).

A análise da distribuição granulométrica das emulsões simples, imediatamente após o

preparo, confirmou a formação de nanoemulsões, com glóbulos de 214,7±0,47nm (Tabela 9) e

233,33±24,51nm (Tabela 10 e Figura 12 (c)). O tamanho dos glóbulos de uma emulsão

depende do método de emulsificação empregado. Os resultados obtidos sugerem a viabilidade

do método de emulsificação por inversão de fases (EIF) para o desenvolvimento destes sistemas

e vai ao encontro da demanda industrial atual por emulsões estáveis, obtidas através de métodos

que consumam baixa energia, diminuindo assim o custo do processo (LIN; KURIHARA;

OHTA, 1975; MARSZALL, 1987; SALAGER et al., 2000; ZERFA; SAJJADI; BROOKS,

2001; FERNANDEZ et al., 2004; TADROS, 2004; USÓN; GARCIA; SOLANS, 2004;

IZQUIERDO et al., 2005).

O ponto de máxima energia de repulsão entre os glóbulos dispersos em uma emulsão

(onde há o predomínio máximo do potencial de repulsão/positivo) é denominado barreira

energética, o valor desta barreira indica a estabilidade do sistema (FRIBERG; GOLDSMITH;

HILTON, 1988). Quando há fornecimento de energia cinética suficiente, térmica, por exemplo,

deve haver incremento do movimento Browniano dos glóbulos da emulsão. Assim dois

glóbulos podem superar a barreira energética e se chocar e fenômenos como floculação e

coalescência tornam-se possíveis (BECHER; SCHICK, 1987; FRIBERG; GOLDSMITH;

HILTON, 1988; JEONG; OH; KIM, 2001; KONG; BEATTIE; HUNTER, 2001).


Com o aumento da energia cinética do sistema disperso em análise, foi possível

observar um incremento no tamanho dos glóbulos, entretanto não significativo (p ≥ 0,05)

(Figura 12 (c)). Alguns autores têm descrito comportamentos semelhantes entre temperatura e

tamanho de glóbulos para sistemas dispersos específicos (nanoemulsões) (JEONG; OH; KIM,

2001; KONG; BEATTIE; HUNTER, 2001). Os resultados sugerem que mesmo após

incremento da energia cinética do sistema, fenômenos de instabilidade inerentes a sistemas de

nanoemulsões, como coalescência e Ostwald ripening não foram observados.

Nas mesmas condições de teste, os valores de pH também não apresentaram variações

significativas (p ≥ 0,05) (Tabelas 9 e 10 e Figura 12 (a)).

Os resultados obtidos para os valores de potencial zeta, tamanho de glóbulos e de pH,

sugerem que o sistema em estudo é consideravelmente estável. As amostras permaneceram

macroscopicamente estáveis por até 30 dias após sua manipulação (Figura 12 (a), (b) e (c)).


(a) (b)

(c) Figura 12 - Resultados de valores de pH (a), potencial zeta (em mV) (b) e tamanho dos glóbulos (em nm) (c) em função do tempo (em dias) durante o teste de estabilidade acelerada (média e desvio padrão, n = 3)

5.1.2. Determinação da Temperatura de Inversão de Fases

Amostras simples manipuladas de acordo com formulação e metodologia (descritas no

item 4.2.1.) foram submetidas a aquecimento controlado. Não foi possível observar quaisquer

variações abruptas no valor de condutividade a temperaturas ≥92±2°C quando a fase aquosa das

amostras avaliadas começou a evaporar. O béquer foi vedado com auxílio de filme parafinado

com o intuito de evitar perdas relevantes de fase aquosa por evaporação, contudo ao final do

teste as amostras já apresentavam o volume visualmente reduzido. Como as amostras foram

obtidas empregando-se tensoativo não iônico com grau de etoxilação igual a 40 em média,


valores de temperatura de inversão de fases acima de 100°C são esperados (HOLMBERG et al.,

2003; FERNANDEZ et al., 2004).

5.1.3. Avaliação da Influência da Adição de Eletrólitos (Sais e Tensoativos

Ionizáveis)

Para esta análise os parâmetros concernentes ao processo foram mantidos, entretanto a

composição da amostra foi alterada pela adição de aditivos ionizáveis (eletrólitos). Os valores

de pH, potencial zeta e tamanho de glóbulos para as nanoemulsões sem aditivos são descritos

na Tabela 11.

Tabela 11 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho de glóbulos para amostras sem aditivos, 48 horas após o preparo (média e desvio padrão, n = 3)

pH pz (mV) Tamanho (nm) 6,59±0,06 -44,01±5,06 268±0,0

Onde: pz = Potencial zeta, mV = milivolts, nm = nanômetros

O valor de potencial zeta para as amostras em análise foi significativamente alterado

após adição dos aditivos (Tabela 12 e Figura 13). O teste de análise de variância - ANOVA foi

aplicado.


Tabela 12 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanho dos glóbulos após adição de tensoativos, 48 horas após o preparo (média e desvio padrão, n = 3) Tens. → LSS (aniônico) CCTA (catiônico) CPB (anfotérico)

Conc. (%) ↓ pH pz (mV) tam.

(nm) pH pz (mV) tam. (nm) pH pz (mV) tam.

(nm)

0,1 7,62± 0,05

-55,22± 7,4

267,67± 0,5

5,96± 0,09

-26,01± 2,3 268±0,0 6,51±

0,09 -44,99±

5,4 268±0,0

0,25 - - - 4,57± 0,45

-5,27± 5,6

250± 24,7 - - -

0,5 7,58± 0,09

-66,81± 4,9

267,67± 0,5

4,65± 0,01

4,87± 5,7

268±0,0

6,30± 0,02

-45,07± 1,84

267,67± 0,47

1,0 7,48± 0,08

-73,02± 1,7 268±0 3,80±

0,04 12.92±

2,1 268±0,0 6,22± 0,07

-47,76± 3,4

233,33± 24,5

Onde: pz = Potencial zeta, mV = milivolts, tam. = tamanho, nm = nanômetros. LLS=lauril sulfato de sódio, CCTA=cloreto de cetiltrimetilamônio, CPB=cocomidapropilbetaína.

O tensoativo aniônico (LSS) aumentou em módulo o potencial zeta das amostras em

todas as concentrações empregadas, de -55,22 a 0,1%, -66,81 a 0,5% até -73, 02 mV a 1,0%, p

= 0,00266. Este incremento no valor absoluto do potencial zeta pode ser atribuído aos grupos

sulfato das moléculas de tensoativo adsorvidas na interface dos glóbulos (GRACIAA et al.,

2002). Já o tensoativo catiônico (CCTA) exibiu influência significativa, porém em sentido

inverso, os valores de potencial zeta diminuíram em módulo de -26,01 a 0,1%,-5,57 a 0,5% até

+12,92 mV a 1,0%, p = 8,1349E-7. Entre 0,25 e 0,5% ocorreu reversão da carga de negativa

para positiva. O tensoativo anfotérico (CPB) não alterou significativamente os valores de

potencial zeta, p = 0,8404. Possíveis alterações nos valores de potencial zeta para estas

amostras estão diretamente relacionadas às mudanças nos valores de pH da emulsão. Os

resultados sugerem que no valor de pH de 6,34 (em média) o tensoativo anfotérico não se

dissocia e conseqüentemente não pôde alterar a carga dos glóbulos em dispersão (Figura 13

(a)).


(a) (b)

(c) Figura 13 - Resultados de potencial zeta (mV): (a) tensoativos, (b) sais/cátions (c) sais/anions em função da concentração de aditivo (em %p/p). Concentrações de 0,1, 0,5 e 1,0 % (exceto para o tensoativo anfotérico que foi usado também a 0,25%). Resultados foram obtidos 48 horas após a adição (média e desvio padrão, n = 3)

Para as amostras acrescidas de sais ionizáveis, apenas o AlCl3 produziu alterações

significativas nos valores de potencial zeta: ocorreu um decréscimo (em módulo) de -42,47 a

0,1%; -39,57 a 0,5% e de -28,17 mV a 1,0%, p= 0,03025. Os resultados demonstram que os

cátions mono (NaCl) e divalente (CaCl2), nas concentrações empregadas, não alteraram o

potencial zeta das amostras em análise (Tabela 13 e Figura 13 (b)).


Tabela 13 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanhos após adição de cátions, 48 horas após o preparo (média e desvio padrão, n = 3)

Eletrólitos (sais/cátions) Elet. → NaCl (Na+) CaCl2 (Ca+2) AlCl3 (Al+3)

Conc. (%) ↓ pH pz

(mV) tam. (nm) pH pz

(mV) tam. (nm) pH pz

(mV) tam. (nm)

0,1 6,67± 0,11

-47,27± 0,40

250,67± 24,51

6,52± 0,04

-46,33± 6,62 268±0,0 4,15±

0,04 -42,47±

0,92 268±0,0

0,5 6,40± 0,02

-38,72± 2,44

267,67± 0,47

6,47± 0,04

-46,1± 0,20

250,33± 24,98

3,64± 0,09

-39,57± 0,76 268±0,0

1,0 6,4± 0,03

-36,97± 1,87 268±0,0 6,54±

0,06 -42,2± 4,53

233,33± 24,51

3,27± 0,02

-28,16± 9,11

250,33± 24,98

Onde: Elet. = eletrólitos, mV = milivolts, tam., Conc. = concentração (% p/p), tam. = tamanho = nm=nanômetros

Os ânions NaHCO3 e Na2CO3 alteraram os valores do potencial zeta de -53,56 a 0,1%

para -62,02 mV a 1,0% (p = 0,00145) e de -62,81 a 0,1% para -50,25 mV a 1,0% (p = 0,00755),

respectivamente (Tabela 14 e Figura 13 (c)).

Tabela 14 - Resultados de valores de pH, potencial zeta e tamanhos com adição de ânions, 48 horas após o preparo (média e desvio padrão, n = 3)

Eletrólitos (sais/ânions) Elet. → NaHCO3 (CO3

-) Na2CO3 (CO3-2)

Conc. (%) ↓ pH pz

(mV) tamanho

(nm) pH pz (mV)

tamanho (nm)

0,1 8,68± 0,11

-53,56± 2,62

268,33± 1,25

9,48± 0,11

-62,81± 0,59 268±0,0

0,5 8,92± 0,08

-63,94± 3,75

267,67± 0,47

10,0± 0,05

-64,54± 8,13 268±0,0

1,0 9,03± 0,03

-62,02± 1,17 268±0,0 10,12±

0,09 -50,25±

1,72 267,67±

0,47

Onde: Elet. = eletrólitos, Conc. = concentração (% p/p), tam = tamanho


Para as emulsões em análise, o valor de potencial zeta foi de -44,01±5,06mV (Tabela

11) antes da adição de aditivos.

A magnitude do potencial zeta (em módulo) está diretamente correlacionada à

estabilidade eletrostática de sistemas dispersos. A determinação do potencial zeta é um

instrumento útil para se caracterizar as propriedades das cargas superficiais de sistemas

coloidais, pois determina a repulsão ou a atração eletrostática entre glóbulos próximos

(FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988, JEONG; OH; KIM, 2001, KULMYRZAEV;

SCHUBERT, 2003; ROLAND et al., 2003).

Os eletrólitos aumentam a força iônica na fase aquosa de emulsões O/A comprometendo

a repulsão eletrostática entre os glóbulos dispersos. Alguns eletrólitos se ligam a grupos

carregados com carga oposta na superfície dos glóbulos (KULMYRZAEV; SCHUBERT,

2003). A adição de eletrólitos à fase contínua de uma emulsão O/A pode reduzir o potencial

repulsivo da dupla camada, diminuindo conseqüentemente o potencial total (líquido) do sistema

disperso. Entretanto, o potencial de van der Waals permanece essencialmente inalterado, e por

isto a altura da barreira energética pode ser reduzida a um nível que provoque perda total da

estabilidade do sistema (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988).

Kulmyrzaev e Schubert (2003), Jayme, Dustan e Gee (1999) sugeriram que esta

diminuição da barreira energética e, por conseguinte, da estabilidade, é resultado da diminuição

da espessura da dupla camada, assim a extensão da repulsão eletrostática ficaria espacialmente

restrita. Jayme, Dustan e Gee (1999) descreveram ainda que a adição de macromoléculas, além

de comprimir a dupla camada, poderia provocar rearranjo na estrutura da interface alterando a

estabilidade do sistema.

A influência da adição de eletrólitos em sistemas dispersos depende da quantidade

empregada. Para emulsões O/A, a quantidade de aditivos que pode ser adsorvida na interface é

proporcional a hidrofobicidade (JEONG; OH; KIM, 2001). Contudo, para as três diferentes

concentrações de sais ionizáveis, não foram detectadas diferenças significativas para os valores


de granulometria (p ≥ 0,05) e para o aspecto macroscópico das amostras. Entretanto, para os

valores de potencial zeta e pH as alterações foram significativas (Tabelas 12 a 14). Friberg,

Goldsmith e Hilton (1988) afirmaram que após a adição de eletrólitos em sistemas dispersos,

existe um intervalo determinado para o qual as emulsões demonstrariam sinais de instabilidade,

portanto a adição de concentrações elevadas inviabilizaria a identificação deste intervalo e a

avaliação da sua influência nos valores de potencial zeta do sistema.

A influência de eletrólitos na carga superficial de partículas e/ou glóbulos depende não

apenas de sua concentração, mas também de suas valências. Cátions divalentes e trivalentes,

como Ca+2 e Al+3, são mais prontamente adsorvidos na interface O/A (GU; LI, 1997). O Ca+2 é

adsorvido por espécies carregadas negativamente, resultado da carga divalente e do seu grau de

hidratação em solução aquosa (KULMIRZAEV; SCHUBERT, 2003). Os cátions di e

trivalentes promovem em solução valores de potencial zeta mais negativos do que os cátions

monovalentes por apresentarem maior capacidade de comprimir a dupla camada elétrica

(MARSZALL, 1987). O AlCl3 exibiu influência determinante sobre os valores de potencial

zeta. Os resultados mostram-se coerentes com aqueles descritos pela literatura.

Apesar das alterações significativas dos valores de potencial zeta e da densidade de

cargas na interface O/A, as amostras não apresentaram quaisquer sinais evidentes de

instabilidade como, por exemplo, alterações organolépticas ou fenômenos como, cremeação ou

separação de fases. Assim, é razoável sugerir duas possíveis explicações: (a) apesar da

blindagem da carga criada através de dipolo/dipolo ou dipolo-induzido pelo tensoativos não

iônicos e moléculas adjacentes na interface da emulsão, a ponto de diminuir marcadamente os

valores de potencial zeta, a predominância marcante da estabilidade estérica conferida pelos

tensoativos não-iônicos é corroborada; (b) e/ou que os aditivos utilizados não se adsorveram

especificamente na interface da dispersão.

Dependendo dos valores de pH, as concentrações de íons H+ e OH- adsorvidos na

interface O/A alteram a carga do glóbulo. Em baixos valores de pH há aumento da


concentração de H+ em solução e conseqüentemente, aumento da concentração deste íon na

interface da emulsão, que neutraliza a carga negativa líquida do sistema disperso. Para o íon

OH- o efeito de adsorção seletiva na interface ocorre em altos valores de pH resultando em

aumento da carga líquida negativa da emulsão (JAYME; DUSTAN; GEE, 1999). Assim, para

emulsões com valores de pH próximos à neutralidade, (Tabelas 12 a 14), os íons H+ e OH-

adsorvidos na interface (tensoativo não-iônico do tipo polietoxilado) possivelmente não

permitiram uma ligação efetiva entre os aditivos em estudo e a superfície dos glóbulos.

Entretanto, com os aditivos CCTA, AlCl3, NaHCO3 e Na2CO3, para os quais as amostras

apresentaram mudanças significativas nos valores de pH (p ≤ 0,05), ou seja, valores não

próximos da neutralidade; também não foi possível detectar fenômenos de instabilidade

macroscópica. Assim, para as emulsões em análise, uma possível alteração eletrostática não

pôde ser correlacionada aos valores obtidos de pH para as amostras.

A diminuição no valor absoluto do potencial zeta deve ser normalmente correlacionada

ao aumento na tendência de floculação do sistema disperso, ou seja, a aumentos no tamanho dos

glóbulos e/ou partículas em dispersão (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; JEONG;

OH; KIM, 2001 e Zeta-Meter Inc., 2008). Porém, as Tabelas de 12 a 14 e a Figura 14 (a), (b) e

(c) indicam que para as amostras em análise, o tamanho dos glóbulos não foi alterado

significativamente (p ≥ 0,05). Para os valores de pH, apenas as amostras contendo CCTA,

AlCl3, NaHCO3 e Na2CO3 exibiram influência significativa (p ≤ 0,05) (Tabelas 12 a 14).


(a) (b)

(c) Figura 14 - Resultados de granulometria (em nm) em função da concentração de aditivos (em %p/p). (a) tensoativos, (b) sais/cátions (c) sais/anions nas concentrações de 0,1, 0,5 e 1,0 % (exceto para o tensoativo anfotérico que foi usado também a 0,25%). Resultados foram obtidos 48 horas após a adição, (média e desvio padrão, n = 3)

O aspecto macroscópico destes sistemas mesmo após a adição de aditivos ionizáveis em

quantidades relevantes, indica que o mecanismo de estabilidade eletrostático não é relevante

para a estabilidade deste sistema e sugere que para o par de tensoativos escolhido, o

componente estérico é o principal constituinte do mecanismo de estabilidade eletroestérica da

nanoemulsão.

A adição gradual da fase aquosa à fase oleosa contendo tensoativo hidrofílico e

lipofílico produz micelas intumescidas, a adição de água produz fase aquosa dispersa em fase

oleosa dispersante. A migração do tensoativo hidrofílico para a fase aquosa permite a inversão


de fases da emulsão para O/A. Esta inversão ocorre em um ponto energético mínimo, formando

glóbulos de diâmetros menores que 1μm. Assim, a fase na qual o tensoativo é previamente

solubilizado é outro aspecto relevante para obtenção de nanoemulsões pelo método de inversão

de fases, determinando algumas propriedades físico-químicas da emulsão. (LIN; KURIHARA;

OHTA, 1975; MARSZALL, 1987; SALAGER et al., 2000, 2004; USÓN; GARCIA; SOLANS,

2004; FERNANDEZ et al., 2004).

Com a determinação da temperatura de inversão de fases (TIF) da nanoemulsão foi

possível especificar qual o tipo de inversão envolvida em seu processo de obtenção. Valores de

(TIF) ≥90±2°C para este sistema (conforme item 5.1.2.) indicam a possível exclusão do método

de emulsificação por temperatura de inversão de fases do processo, já que a metodologia

desenvolvida utilizou aquecimento de fases de 70±2°C.

Os resultados sugerem que a formação de nanoemulsões deve ser atribuída à cinética do

processo de emulsificação e à mudança de curvatura da molécula do tensoativo durante o

processo de emulsificação por inversão de fases e não à temperatura de obtenção ou aos

parâmetros relacionados à temperatura de inversão de fases.

5.2. Desenvolvimento da Emulsão Múltipla A/O/A

A nanoemulsão desenvolvida e caracterizada na primeira parte desta pesquisa foi

escolhida como formulação base e/ou inicial para a subseqüente etapa de obtenção de emulsões

múltiplas (exceção para a cadeia do tensoativo hidrofílico, hidrogenada para emulsões

múltiplas). A formulação base escolhida é a descrita em seguida, apresentando valor de EHL de

9,3:


Tabela 15 - Formulação base e/ou inicial escolhida para desenvolvimento da emulsão múltipla, valor de EHL de 9,3

Composição % (p/p) Óleo de canola 5,00

Éster derivado do óleo de rícino hidrogenado e etoxilado 2,58 Monooleato de sorbitano 2,42

Água destilada 90,0

As fotomicrografias (Figura 15) são das primeiras amostras de emulsões múltiplas

obtidas. Foram manipuladas conforme composição descrita acima; ambas as fases aquecidas

separadamente a 78±2°C, o par de tensoativos adicionados à fase oleosa, a fase aquosa foi

lentamente adicionada à fase oleosa, sob agitação mecânica constante de 450rpm.

(a) (b) Figura15 - Fotomicrografias das primeiras emulsões múltiplas obtidas. (a) aumento de 200X; (b) aumento de 400X.


5.2.1. Análise de Variações da Composição dos Sistemas Dispersos Propostos

5.2.1.1. Influência da Temperatura no Processo de Obtenção da Emulsão

Múltipla

Emulsificação a Frio

Após a manipulação, o aspecto macroscópico da emulsão era leitoso e esta se

apresentava levemente cremeada, com odor característico do óleo de canola. Na análise

microscópica, quantidade relevante de glóbulos múltiplos (ocupando todo campo em análise)

foi observada, entretanto estes não apresentavam morfologia e distribuição granulométrica

uniforme, além de pouco conteúdo interno. Estes resultados vêm corroborar com a teoria de que

o processo de temperatura de inversão de fases (inversão de fases transicional) não deve ser o

único envolvido para a obtenção de glóbulos múltiplos em etapa única para este sistema em

análise.

Emulsificação com Aquecimento de Fases

As emulsões manipuladas à temperatura de 70±2°C apresentaram aspecto macroscópico

leitoso, com odor característico do óleo de canola e nenhum sinal de instabilidade macroscópica

após 48 horas do preparo. Quanto ao aspecto microscópico, estas amostras apresentaram

glóbulos pequenos e dificilmente visualizados ao microscópio (aumento de 400X).

As emulsões manipuladas a 78±2°C apresentaram cremeação logo após o preparo. Este

sinal de instabilidade se acentuou após 48 horas do preparo, entretanto nenhum sinal de

separação de fases foi detectado mesmo após 180 dias do preparo. Quanto ao aspecto


microscópico, grande quantidade de glóbulos múltiplos foi observada (não quantificados),

apresentando morfologia homogênea quanto à distribuição de tamanhos e forma, além de

apresentarem alto conteúdo interno.

As amostras também foram manipuladas a 65±2°C e exibiram aspectos macro e

microscópicos semelhantes aos apresentados pela amostra obtida a 70±2°C. Já as amostras

manipuladas a 82±2°C apresentam morfologia semelhante às amostras obtidas a 78±2°C.

Os resultados sugerem que a temperatura é um fator relevante para formação de

glóbulos múltiplos nestes sistemas e que possivelmente qualquer discussão sobre os resultados

deve levar em consideração o intervalo de temperatura entre 80±4°C.

Emulsificação com Aquecimento das Fases Oleosa e Aquosa com

Resfriamento sob Temperatura Monitorada

O objetivo desta análise foi observar em qual temperatura, ou faixa de temperatura, os

glóbulos múltiplos seriam formados. Glóbulos múltiplos foram observados para todas as

temperaturas analisadas, desde 80±2°C, logo após a dispersão completa da fase aquosa na

oleosa, porém houve mudança na morfologia desses glóbulos durante o período de resfriamento

da emulsão.

No intervalo de temperatura de 80 a 45±2°C as alterações mostraram-se gradativas,

como por exemplo, o aumento no tamanho dos glóbulos múltiplos e diminuição da carga

interna. A 55±2°C glóbulos simples foram visualizados e a 45±2°C os glóbulos múltiplos

apresentaram-se disformes e com distribuição de tamanhos não homogêneos. Entretanto, a

40±2°C este padrão muda e o sistema readquire as características que possuía a 80±2°C

(glóbulos pequenos, carregados internamente e distribuição de tamanhos não uniformes)

mantendo este padrão até atingir 30±2°C.


Após 24 horas do preparo a amostra manteve o aspecto microscópico obtido na última

temperatura de análise, porém apresentava-se cremeada. Este aspecto sugere a formação de

glóbulos múltiplos, que contendo maior quantidade de fase oleosa, e assim, menos densos que

os glóbulos simples, ascenderiam mais prontamente à superfície da amostra. Estes resultados

sugerem possível relação entre o processo de formação do sistema múltiplo às temperaturas

próximas a 80±2°C (aproximadamente 12±2°C abaixo da temperatura de inversão de fases), e

no intervalo de 30 a 40±2°C, onde os glóbulos múltiplos readquirem as morfologias

apresentadas inicialmente. Novamente, os resultados sugerem que a temperatura de inversão de

fases (TIF) do sistema influencia no aspecto morfológico dos glóbulos múltiplos, entretanto não

é o único fator determinante para obtenção do sistema múltiplo em estudo.

5.2.1.2. Influência da Ordem de Adição dos Tensoativos e das Fases Aquosa e

Oleosa

A adição dos tensoativos hidro e lipofílico na fase aquosa e a solubilização do

tensoativo hidrofílico na fase aquosa e do tensoativo lipofílico na fase oleosa conduzem à

separação total de fases da emulsão após 24 horas da manipulação. A composição foi formulada

conforme item 5.2. e temperatura de manipulação de 78±2°C, mantendo agitação de 450rpm. A

análise microscópica demonstrou que a adição dos tensoativos na fase aquosa diminui a

quantidade de glóbulos múltiplos e tem efeito deletério sobre a distribuição granulométrica do

sistema disperso. Entretanto, a solubilização dos tensoativos na fase de liofilia semelhante, não

diminui a quantidade de glóbulos múltiplos produzidos, porém, a forma e a distribuição

granulométrica foram influenciadas negativamente. Após 24 horas do preparo, as duas amostras

em análise não apresentaram glóbulos múltiplos. Foi possível visualizar gotas de óleo no campo

microscópico em análise para todas as amostras logo após o preparo, indicando ineficiência do


par de tensoativos em dispersar a fase oleosa e que a fase na qual o tensoativo é solubilizado

determina sua eficiência de emulsificação, independente da quantidade e valor de EHL

empregado.

Estes resultados sugerem que o mecanismo de emulsificação por inversão de fases (EPI)

é determinante para obtenção de glóbulos múltiplos a partir do sistema proposto. Molliet, Collie

e Black (1961) já relataram que a adição de tensoativos que facilmente se solubilizavam na fase

oleosa, também se difundiriam mais rapidamente para interface, formando assim a interface

entre as fases aquosa e oleosa mais prontamente. Os resultados estão em concordância com Lin,

Kurihara e Ohta (1975) que em análise de obtenção de emulsões múltiplas em única etapa,

observaram que estas eram formadas apenas quando o par de tensoativos era adicionado na fase

oleosa.

5.2.1.3. Influência da Velocidade e Tempo de Agitação

A velocidade de agitação influenciou consideravelmente a obtenção de sistemas

múltiplos a partir da formulação escolhida. A composição foi formulada conforme item 5.2. e

temperatura de manipulação de 78±2°C. Com o emprego de agitação mecânica houve formação

de glóbulos múltiplos que, entretanto, diminuíram em quantidade e tamanho com o aumento da

agitação.

No intervalo de velocidades de 800 a 1500rpm, os glóbulos múltiplos apresentaram

alteração na forma, em especial na estrutura da interface (glóbulo múltiplo/fase externa), sendo

este totalmente irregular. Após análise qualitativa, foi possível observar poucos glóbulos

múltiplos, contáveis no campo de análise, não permitindo a caracterização do sistema como

múltiplo para as amostras manipuladas sob ciclo de agitação de alta pressão (Ultra Turrax®). As

amostras manipuladas no intervalo de agitação de 400 a 1200rpm apresentaram halo de


cremeação logo após o preparo; as amostras manipuladas em velocidades de 1200 a 8000rpm

apresentaram intensa formação de espuma e após 24 horas do preparo não apresentavam

quaisquer estruturas múltiplas, permitindo somente a identificação de glóbulos simples com a

visualização microscópica do movimento Browniano (aspecto macro e microscópico igual ao

apresentado pela amostra obtida em 5.1.).

Sugere-se que em altas velocidades, o sistema que possivelmente estaria em Winsor III,

onde a tensão interfacial já é mínima e permite velocidades de coalescência significativamente

elevadas, coalesceria em taxas ainda maiores, não consentindo tempo suficiente para a

formação da emulsão múltipla. Conseqüentemente, após análises qualitativas, a velocidade de

agitação de 450rpm foi escolhida como ideal para as próximas formulações.

5.2.2. Análise de Variações do Processo de Obtenção dos Sistemas Dispersos

Propostos

5.2.2.1. Influência de Matérias-Primas de Diferentes Procedências

Para avaliar a possível interferência de variações na composição da matéria-prima na

obtenção de glóbulos múltiplos, a emulsão base foi novamente manipulada (composição

conforme item 5.2. e temperatura de manipulação de 78±2°C) utilizando o mesmo tipo de

tensoativo lipofílico (monooleato de sorbitano), porém de outros dois fornecedores

(Span80®/Brenntagla e FongragenMOS®/Clariant).

Sistemas múltiplos foram obtidos com características macro e microscópicas

semelhantes. Avaliou-se também a possível interferência do tensoativo hidrofílico (éster

derivado do óleo de rícino hidrogenado e etoxilado), utilizando matéria-prima de três

fornecedores diferentes (SurfomRH400®/Oxiteno, EmulsogenHCO 40®/Clariant,


CremophorRH400®/Basf e Croduret50Special®/Croda). Emulsões múltiplas com características

microscópicas semelhantes, exceto para a amostra manipulada com a matéria-prima

Croduret50Special®/Croda, onde glóbulos múltiplos se apresentaram disformes, foram obtidas.

Os resultados sugerem que prováveis impurezas ou maiores variações no grau de

etoxilação das cadeias dos tensoativos hidrofílicos podem alterar a morfologia do glóbulo,

porém não a obtenção destes.

5.2.2.2. Influência de Diferentes Tipos de Fase Oleosa

Os óleos vegetais utilizados na manipulação foram escolhidos considerando-se a

diversidade de sua composição graxa. Também foi avaliada a influência do óleo mineral e do

óleo de silicone na obtenção de glóbulos múltiplos. A composição da formulação foi formulada

conforme item 5.2. e temperatura de manipulação de 78±2°C, mantendo agitação de 450rpm.

As amostras obtidas com óleos vegetais e vaselina líquida apresentaram aspecto macro e

microscópicos semelhantes, emulsão leitosa cremeada, com odor característico do óleo

empregado, e quantidade e morfologia de glóbulos múltiplos semelhantes (carregados

internamente e com distribuição homogênea de tamanhos).

O emprego do óleo de silicone (dimeticone) como fase oleosa influenciou

negativamente a obtenção da emulsão múltipla. Quanto ao aspecto macroscópico, o silicone

produziu emulsões heterogêneas, que apresentaram separação de fases 24 horas após o preparo.

A morfologia dos glóbulos múltiplos não sofreu alterações relevantes, porém a quantidade e o

tamanho apresentaram diminuição quando comparados às outras fases oleosas empregadas. Foi

possível observar gotículas de óleo no campo em análise. O par de tensoativos empregado não

foi adequado, em composição e/ou proporção, para emulsificar a quantidade de silicone

utilizada.


Deve-se assim, considerar a relevância da constituição/estrutura química da fase oleosa

na obtenção de sistemas múltiplos a partir da formulação proposta. Uma possível interferência

negativa da fase oleosa vegetal estaria baseada na possibilidade de haver maior número de

interações entre as moléculas de tensoativos e as cadeias graxas insaturadas dos óleos vegetais

provocando alterações na integridade do filme interfacial (BECHER; SCHICK, 1987),

entretanto para o sistema em estudo, empregando óleos vegetais, tal interferência não foi

observada.

5.2.2.3. Influência de Diferentes Frações Volumétricas de Fase Aquosa em

Razão Fixa entre Fase Oleosa e Tensoativos (p/p)

As amostras foram analisadas macro e microscopicamente após a manipulação, 24 e 48

horas após o preparo. Na Tabela 16 a formação de emulsões múltiplas e o aspecto

macroscópico imediatamente após o preparo, em função da variação da fração volumétrica de

fase aquosa empregada estão descritos. Temperatura de manipulação de 78±2°C e agitação de

450rpm.

Os resultados descritos demonstram que o volume de fase dispersante deve estar pelo

menos em uma concentração 6 a 20 vezes maior que o da fase dispersa, para que haja formação

de glóbulos múltiplos. Para as menores frações volumétricas avaliadas a formação de glóbulos

múltiplos pode ser considerada não relevante (amostras de 4 a 7). Outro aspecto proeminente é

o de que não há necessidade do uso de tensoativos em altas concentrações para a formação de

glóbulos múltiplos, o que seria prejudicial para formulações com finalidade cosmética e/ou

farmacêutica. É importante notar que para razão de 1:1:16 (amostra 9) não houve formação de

glóbulos múltiplos, enquanto que para razão 1:1:18 (amostra 10) os mesmos foram

identificados. Isto sugere que existe uma proporção ótima entre a concentração de tensoativos e


a fração volumétrica das fases oleosa e aquosa, onde ocorreria a formação de glóbulos

múltiplos, demonstrando a importância da construção e análise de diagrama de fases para

identificar e analisar o comportamento de fases para este sistema.

Não se deve deixar de abordar a formação de emulsões múltiplas A/O/A com

quantidades mínimas de óleo se comparadas à fração volumétrica de fase aquosa. Este aspecto

pode ser prontamente identificado na morfologia (fotomicrografias) dos glóbulos múltiplos nos

quais dificilmente visualiza-se a fase oleosa intermediária. Não houve mudanças macro e

microscópicas perceptíveis para todas as formulações após 24 e 48 horas do preparo.

Tabela 16 - Razão final entre tensoativos (p/p), fase oleosa e fase aquosa e possível formação de glóbulos múltiplos

Amostra Razão Final Emulsão Múltipla Aspecto

Macroscópico Microscópico

1 1:1:1 não Gel não homogêneo GS 2 1:1:2 não Gel não homogêneo GS 3 1:1:4 não Aspecto leitoso homogêneo GS 4 1:1:6 sim Aspecto leitoso homogêneo GM+ 5 1:1:8 sim Aspecto leitoso homogêneo GM+ 6 1:1:10 sim Aspecto leitoso homogêneo GM+ 7 1:1:12 sim Aspecto leitoso homogêneo GM+ 8 1:1:14 sim Aspecto leitoso/ cremeada GM+++ 9 1:1:16 não Aspecto leitoso homogêneo GS 10 1:1:18 sim Aspecto leitoso/ cremeada GM+++ 11 1:1:20 não Aspecto leitoso homogêneo GS

Onde: As amostras são discriminadas em função das razões finais óleo/tensoativo/água. Apenas a fase aquosa sofreu variação. A formação e o aspecto macro e microscópicos das emulsões múltiplas obtidas também são descritas. GS=glóbulo simples, GM=glóbulos múltiplos

5.2.2.4. Influência do Valor EHL da Emulsão (Screening do EHL)

A influência do valor de EHL da emulsão na formação de glóbulos múltiplos foi

avaliada. A composição foi formulada conforme item 5.2. (exceção para a cadeia do tensoativo

hidrofílico, não hidrogenada para esta análise), temperatura de manipulação de 78±2°C,

mantendo agitação de 450rpm.


As formulações foram analisadas logo após a manipulação, 24 horas e 168 horas (07

dias) após o preparo. Após 24 horas do preparo as mesmas foram submetidas à centrifugação

(30 minutos a 3000rpm), para avaliar a influência do estresse mecânico (gravitacional) na

morfologia dos glóbulos múltiplos e na estabilidade da emulsão. Os resultados estão descritos

na Tabela 17.

A formulação com valor de EHL de 4,3 exibiu cremeação logo após o preparo e aspecto

macroscópico não homogêneo. A formulação EHL 5,0 apresentou estruturas disformes

contendo glóbulos, entretanto, estas não podem ser consideradas glóbulos propriamente ditos

(não apresentaram morfologia esférica). A amostra com valor de EHL de 6,0 apresentou

glóbulos múltiplos com forma e distribuição de tamanhos pouco homogêneos.

As formulações de 7,0 a 9,0 após 24 horas do preparo apresentaram aspecto

macroscópico homogêneo, sem alterações significativas na análise microscópica (exceção para

7,0 e 8,0 onde visualizamos diminuição dos glóbulos múltiplos). Para as formulações 10,0 a

13,0 os glóbulos múltiplos sofreram alterações morfológicas significativas quanto à forma e à

distribuição de tamanhos, assumindo aspectos heterogêneos, glóbulos simples também foram

visualizados.

As formulações com valores de EHL de 7,0 a 13,0 foram submetidas à centrifugação.

Microscopicamente as amostras de 8,0 a 12,0 sofreram nítida diminuição no tamanho dos

glóbulos múltiplos, mantendo sua morfologia.

As amostras que apresentaram separação de fases (alteração macroscópica) após 24

horas do preparo não foram conseqüentemente submetidas à centrifugação, contudo estas não

apresentaram alterações quanto aos aspectos microscópicos. Todas as amostras submetidas ao

teste de centrifugação não sofreram alterações microscópicas perceptíveis e o rompimento dos

glóbulos múltiplos não foi observado, o que vem corroborar com a possibilidade de formação

de um filme interfacial bastante coeso e viscoelástico para o sistema em estudo.


Tabela 17 - Análise macro e microscópica das amostras formuladas com diferentes valores de EHL

Valores de EHL ↓

Após preparo

1 dia (24 h após)

7 dias (Após 168 horas)

Centrifugação

Imediata Após 24 h

4,3 Cremeação

Separação de fases

Separação de fases - -

5,0 Cremeação

Separação de fases

Separação de fases - -

6,0 Cremeação GM

Separação de fases GM

Separação de fases GM - -

7,0 Aspecto

homogêneo GM

Aspecto homogêneoGM

Cremeação GM

Não separou e não cremeou

GM


GM

8,0 Aspecto

homogêneo GM




GM


GM

8,8 Aspecto

homogêneo GM



Cremeação GM

Cremeação GM

9,0 Aspecto

homogêneo GM

Aspecto homogêneo GM

Cremeação GM

Cremeação GM


10,0 Aspecto

homogêneo GM

Cremeação GM

Cremeação GM

Cremeação GM


11,0 Aspecto

homogêneo GM

Cremeação GM




12,0 Aspecto

homogêneo GM

Cremeação GM




13,0 Cremeação GM

Cremeação GM




Onde: Valores de EHL = valores do equilíbrio hidrofílico-lipofílico para cada amostra em análise; GM = glóbulo múltiplo, GS = glóbulo simples

5.2.2.5. Influência de Variações na Fração Volumétrica Fase Aquosa/Fase

Oleosa para cada Valor de EHL na Obtenção da Emulsão Múltipla

As formulações com aspecto macro e microscópico adequados à estabilidade de

sistemas dispersos, obtidas a partir do screening dos valores de EHL, estão no intervalo de EHL

de 7,0 a 13,0 (Tabela 17).

A composição foi formulada conforme item 5.2., temperatura de manipulação de

78±2°C, sob agitação de 450rpm. As diferentes frações volumétricas entre fases aquosa/ oleosa,


mantendo a mistura de tensoativos em 5,0% (amostras de 1 a 10) descritas na Tabela 3, foram

aplicadas para cada valor de EHL escolhido.

As análises macro e microscópica das emulsões múltiplas formuladas estão resumidas

nas Tabelas 18 a 29. Quanto ao aspecto macroscópico: consistência e possíveis sinais de

instabilidade como: (a) alterações na cor ou odor, (b) cremeação e (c) separação de fases, foram

criteriosamente avaliadas. Quanto aos aspectos microscópicos: avaliaram-se os parâmetros (a)

presença e quantidade de glóbulos múltiplos; (b) características morfológicas, quantidade de

glóbulos simples e/ou múltiplos dentro dos glóbulos múltiplos (carga interna); (c) morfologia

do glóbulo, esférica ou não; (d) distribuição de tamanhos, e (e) presença de glóbulos simples.

Análises preliminares demonstram a formação de glóbulos múltiplos para todos os

valores de EHL avaliados. Entretanto, os sinais de instabilidade são menos evidentes nas

amostras com valores de EHL de 9,3; 10,2 e 10,4 (Tabelas de 20 a 25); apesar de diferentes

morfologias e quantidade de glóbulos múltiplos terem sido observadas para cada caso.

Estes resultados indicam que a formação e morfologia dos glóbulos múltiplos estão

correlacionadas ao valor de EHL escolhido para a emulsão, ou seja, o equilíbrio entre os

tensoativos hidro e lipofílico. Vale ressaltar que os valores ótimos de EHL para o sistema

múltiplo identificados estão próximos ao valor do EHL requerido do óleo de canola (8,8)

conforme previamente definido por Gonçalves (2000) e que empregando a mesma formulação,

porém metodologia de preparo distinta nanoemulsões estáveis foram obtidas (item 5.1.)

(MORAIS et al., 2006b).

Os resultados sugerem ainda, que a razão (p/p) entre os tensoativos empregados está em

um valor ótimo para formação de emulsões múltiplas. De acordo com a literatura, altas

concentrações do tensoativo hidrofílico influenciam negativamente a estabilidade do sistema

múltiplo, o que não é o caso para este sistema, onde concentrações próximas dos tensoativos

hidro e lipofílicos foram empregadas (MATSUMOTO, 1982, 1986, 1987; GARTI, 1997).


Tabela 18 - Formulações com valor de EHL 7,3; análise do aspecto macro e microscópico das amostras logo após o preparo

Formulação com EHL 7,3. Análise após o preparo.

Amostra Aspecto Macroscópico

Aspecto Microscópico

Glóbulo Múltiplo (GM) (GS)

QDT AGL TAM CARGA MORF Uniforme

DIST TAM Homogênea QTD

1 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + +++ +++ +++ +++

2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ + ++ +++ +++ +++ +++

3 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ ++ +++ +++ + + -

4 Separação de fases +++ ++ +++ +++ ++ ++ - 5 Cremeação +++ +++ +++ ++ ++ + - 6 Separação de fases +++ ++ +++ + + + - 7 Separação de fases +++ ++ +++ + + + - 8 Separação de fases +++ ++ +++ ++ ++ ++ - 9 Separação de fases +++ ++ +++ + + + - 10 Separação de fases +++ +++ ++ ++ ++ ++ -

Onde: glóbulo múltiplo (GM), glóbulo simples (GS), quantidade de glóbulos (QDT.), nível de aglomeração (AGL.), conteúdo do glóbulo múltiplo (CARGA), estrutura globular (MORF. Uniforme), glóbulos com tamanhos próximos (DIST. TAM. Homogênea). Parâmetros estimados por análise microscópica. Presença em quantidade relevante (+++), quantidade moderada (++), quantidade pequena (+), ausência de glóbulos múltiplos (-)

Tabela 19 - Formulações com valor de EHL 7,3, análise do aspecto macro e microscópico das amostras 24 horas após o preparo

Formulação com EHL 7,3. Análise 24 horas após o preparo.






1 Separação de fases +++ + + +++ ++ ++ +++ 2 Separação de fases +++ +++ ++ +++ ++ ++ +++ 3 Separação de fases +++ +++ +++ +++ + + - 4 Separação de fases +++ +++ +++ +++ + + - 5 Separação de fases + + +++ + + + - 6 Separação de fases + + +++ + + + - 7 Separação de fases ++ + +++ + + + - 8 Separação de fases +++ ++ +++ + + + +++ 9 Separação de fases + + +++ + + + - 10 Separação de fases +++ +++ ++ + + + -



Tabela 20 - Formulações com valor de EHL 9,3, análise do aspecto macro e microscópico das amostras logo após o preparo








2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ ++ ++ +++ +++ +++ +++

3 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ +++ +++ +++ + + -

4 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ + +++ +++ ++ ++ -

5 Cremeação +++ + +++ +++ + + +++ 6 Separação de fases +++ +++ +++ +++ ++ + - 7 Separação de fases +++ + +++ + + + - 8 Separação de fases +++ ++ +++ ++ ++ ++ - 9 Separação de fases +++ + +++ + + + - 10 Separação de fases +++ +++ ++ ++ + + -



Formulação com EHL 9,3. Análise 24 horas após preparo.






1 Cremeação + + + +++ +++ +++ +++

2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ + + +++ +++ +++ +++



5 Separação de fases +++ +++ ++ +++ + + ++ 6 Separação de fases +++ +++ ++ +++ ++ + ++ 7 Separação de fases +++ +++ ++ +++ ++ + ++ 8 Separação de fases +++ +++ ++ ++ +++ +++ ++ 9 Separação de fases +++ + +++ + ++ ++ +++ 10 Separação de fases +++ +++ ++ ++ + + +++










1 Cremeação ++ + + +++ +++ +++ +++

2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + + +++ +++ +++

3 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ + + +++ ++ ++ -

4 Cremeação +++ +++ + +++ ++ ++ - 5 Separação de fases + + + +++ + + - 6 Separação de fases +++ +++ +++ +++ + + - 7 Separação de fases +++ +++ +++ +++ + + - 8 Separação de fases ++ ++ + +++ + + - 9 Separação de fases +++ +++ +++ + + + - 10 Separação de fases ++ ++ ++ + + + -









1 Cremeação + + + +++ +++ +++ +++


3 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ + ++ +++ ++ ++ +++

4 Cremeação +++ +++ +++ +++ + + - 5 Separação de fases +++ ++ ++ + + + - 6 Separação de fases +++ ++ ++ + + + - 7 Separação de fases +++ +++ +++ +++ + + ++ 8 Separação de fases +++ +++ ++ + + + - 9 Separação de fases +++ +++ +++ + + + - 10 Separação de fases +++ +++ ++ + + + ++













4 Cremeação +++ +++ +++ + + + - 5 Cremeação +++ +++ ++ + ++ ++ - 6 Cremeação +++ +++ ++ + + + - 7 Separação de fases +++ +++ +++ + + + - 8 Separação de fases +++ +++ +++ + + + - 9 Separação de fases +++ +++ ++ + + + - 10 Separação de fases +++ +++ +++ + ++ ++ -


Tabela 25 - Formulações com valor de EHL 10,4; análise do aspecto macro e microscópico das amostras 24 horas após o preparo

Formulação com EHL 10,4. Análise 24 horas após manipulação.








3 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ + + + + + +++

4 Cremeação +++ +++ ++ + + + - 5 Separação de fases ++ ++ ++ + + + - 6 Separação de fases +++ +++ ++ + ++ ++ - 7 Separação de fases +++ +++ +++ + + + +++ 8 Separação de fases +++ +++ +++ + + + +++ 9 Separação de fases +++ +++ ++ + + + - 10 Separação de fases +++ +++ +++ ++ +++ +++ -



Tabela 26 - Formulações com valor de EHL 11,6; análise do aspecto macro e microscópico das amostras 24 logo após o preparo







1 Cremeação +++ +++ ++++ +++ + + -

2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ + ++ ++ ++ + -

3 Separação de fases ++ +++ ++ +++ +++ +++ - 4 Separação de fases +++ +++ ++ +++ +++ +++ - 5 Separação de fases +++ +++ ++ +++ ++ ++ - 6 Separação de fases +++ +++ ++ +++ ++ ++ - 7 Separação de fases +++ +++ +++ +++ + + - 8 Separação de fases +++ +++ +++ ++ + + - 9 Separação de fases +++ +++ +++ ++ + + - 10 Separação de fases +++ +++ +++ ++ + + -









1 Cremeação +++ +++ ++ +++ +++ ++ -

2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ ++ ++ +++ +++ +++ +++

3 Separação de fases + + + ++ + +++ +++ 4 Separação de fases +++ + ++ + ++ ++ - 5 Separação de fases +++ +++ ++ +++ +++ +++ - 6 Separação de fases +++ + ++ +++ ++ ++ - 7 Separação de fases +++ +++ +++ + + + +++ 8 Separação de fases ++ +++ +++ ++ ++ ++ +++ 9 Separação de fases ++ +++ +++ ++ ++ ++ +++ 10 Separação de fases ++ +++ +++ ++ ++ ++ +++



Tabela 28 - Formulações com valor de EHL 12,7; análise do aspecto macro e microscópico das amostras 24 logo após o preparo


Amostra Aspecto macroscópico

Aspecto microscópico

Glóbulo múltiplo (GM) (GS)




2 Cremeação ++ + + +++ +++ + +++ 3 Cremeação ++ + + +++ + + +++

4 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ +++ ++ +++ + ++ -

5 Cremeação ++ ++ ++ + + + - 6 Separação de fases +++ +++ +++ + + + - 7 Separação de fases + ++ +++ + + + - 8 Separação de fases +++ +++ +++ + + + -

9 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ ++ ++ +++ ++ + -

10 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + ++ ++ ++ + + -




Amostra Aspecto macroscópico

Aspecto microscópico

Glóbulo múltiplo (GM) (GS)



1 Cremeação +++ + +++ +++ +++ ++ +++

2 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ + ++ +++ +++ ++ +++

3 Separação de fases +++ ++ +++ +++ + + ++ 4 Separação de fases ++ ++ + +++ + ++ ++ 5 Separação de fases +++ +++ + +++ + + ++ 6 Separação de fases +++ +++ + ++ + + ++ 7 Separação de fases +++ +++ + ++ + + ++ 8 Separação de fases +++ +++ + +++ + + ++ 9 Separação de fases +++ +++ ++ ++ + + ++

10 Separação de fases + ++ ++ ++ + + - Onde: glóbulo múltiplo (GM), glóbulo simples (GS), quantidade de glóbulos (QDT.), nível de aglomeração (AGL.), conteúdo do glóbulo múltiplo (CARGA), estrutura globular (MORF. Uniforme), glóbulos com tamanhos próximos (DIST. TAM. Homogênea). Parâmetros estimados por análise microscópica. Presença em quantidade relevante (+++), quantidade moderada (++), quantidade pequena (+), ausência de glóbulos múltiplos (-)


5.2.2.6. Aplicação do Diagrama Ternário na Otimização da Obtenção de

Glóbulos Múltiplos

O emprego do método de obtenção de emulsões através de diagrama ternário é um pré-

requisito para identificação e análise do comportamento de fases dos sistemas dispersos

formados por água/óleo/tensoativo (KUNIEDA et al., 1996; TESTARD; ZEMB, 2002). O

diagrama ternário (Figura 9) é representado no plano como triângulo eqüilátero onde os três

constituintes são simétricos. Os três vértices do triângulo correspondem a 100% dos três

constituintes: óleo/ água/ tensoativo. O vértice superior representa 100% do óleo, o inferior

direito representa 100% do tensoativo e o inferior esquerdo representa 100% da fase aquosa.

Foi possível identificar, através do emprego do diagrama de fases, a região, ou seja, as

razões entre fase aquosa, fase oleosa e tensoativos que podem formar glóbulos múltiplos a partir

da metodologia proposta. Composição conforme item 5.2., tensoativos previamente adicionados

na fase oleosa, temperatura de 78±2°C e agitação de 450rpm até resfriamento (25±2°C). O

vértice esquerdo e região subjacente, onde a quantidade de fase dispersante é maior (fase

aquosa) produziu sistemas múltiplos (Figura 16). Os resultados estão de acordo com Salager et

al. (2000 e 2004) que afirmam que o volume de fase dispersa e de fase dispersante em razões

bastante divergentes de 1:1 em emulsões, pode conduzir a fenômenos de inversão catastrófica,

produzindo assim, um sistema disperso anormal e ocasionalmente múltiplo. Contudo, é

importante salientar que o diagrama aqui desenvolvido não pode ser considerado um diagrama

ternário real, melhor seria defini-lo como diagrama de fases; afinal os tensoativos não iônicos

polietoxilados comerciais são misturas de moléculas de diferentes cadeias, com uma fração

média de grau de etoxilação; outro aspecto que deve ser considerado é o emprego de um par, e

não de apenas um tensoativo não iônico (KUNIEDA et al., 1996; XIE; BROOKS, 2004).


Figura 16 - Diagrama ternário com áreas especificadas de acordo com os aspectos macro e microscópico dos sistemas dispersos obtidos. Glóbulos múltiplos foram formados no vértice inferior esquerdo e região subjacente. Onde: ME (E) = microemulsão estável após 24 horas, ME (I) = microemulsão instável após 24 horas

As análises macro e microscópicas realizadas logo após a manipulação e após 24 horas

do preparo estão reunidas nas Tabelas 30, 31 e 32. O aspecto macro e microscópico das

emulsões foram avaliados quanto a fenômenos como cremeação, separação de fases, e a

formação de glóbulos múltiplos e/ou simples. Os glóbulos múltiplos foram avaliados quanto à

morfologia e resistência à ruptura em função do tempo (em horas e/ou dias).

Foi possível identificar regiões no diagrama onde glóbulos múltiplos são formados sem

quaisquer sinais de cremeação ou separação de fases, contudo sua quantidade é na maioria das

vezes não significativa para classificar a emulsão como sistema múltiplo. Em outras áreas,

próximas ou subjacentes, glóbulos múltiplos são formados em quantidades consideráveis,

porém os sinais de instabilidade são visualmente detectados. Constituem toda área azul

emulsão/loção A/O/A.


Tabela 30 - Análise macro e microscópica das formulações 1 a 36 obtidas a partir do diagrama ternário, logo após o preparo e 24 horas após o preparo

Amostras obtidas pelo diagrama ternário (EHL 9,3)

Amostra Aspecto Macro Após preparo

Aspecto Macro Após 24 horas

Aspecto Micro Após preparo

Aspecto Micro Após 24 horas

1 Separação de fases Separação de fases - GS 2 Separação de fases Separação de fases - GS3 Separação de fases Separação de fases GM GM 4 Microemulsão Microemulsão - - 5 Creme branco Creme branco GS GS

6 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo

Emulsão leitosa Separação de fases GS/GM GS/GM

7 Microemulsão Microemulsão - -8 Gel Gel - GS 9 Creme branco Creme branco GS GS



11 Microemulsão Emulsão amarelada - - 12 Microemulsão Emulsão amarelada - GS13 Gel Gel - - 14 Creme branco Creme branco GS/GM GS


Emulsão leitosa Separação de fases GM GM

16 Gel Gel - - 17 Microemulsão Microemulsão - - 18 Gel Gel - GS 19 Gel Gel - GS



21 Emulsão leitosa Cremeação


22 Emulsão amarelada Emulsão amarelada GS GS 23 Microemulsão Microemulsão - - 24 Gel Gel GS GS 25 Gel Gel GS GS 26 Gel Gel - GS





29 Gel Gel - GS

30 Gel Gel Separação de fases - GS

31 Gel Gel Separação de fases - GS

32 Gel Gel - GS 33 Gel Gel GS GS 34 Gel Gel GS/GM GS 35 Gel Gel - GS


Emulsão leitosa Cremeação GS/GM GS/GM

Onde: A formação e o aspecto macro e microscópicos das emulsões múltiplas obtidas são descritos, GM = glóbulo múltiplo; GS = glóbulo simples


Tabela 31 - Análise macro e microscópica das formulações 37 a 70 obtidas a partir do diagrama ternário, logo após o preparo e 24 horas após o preparo

Amostras obtidas pelo diagrama ternário (EHL 9,3).

Amostra Aspecto Macro Após preparo

Aspecto Macro Após 24 horas

Aspecto Micro Após preparo

Aspecto Micro Após 24 horas


Emulsão leitosa Aspecto homogêneo - GS

38 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo Separação de fases GM GM


Emulsão leitosa Aspecto homogêneo GS GS


Emulsão leitosa Aspecto homogêneo GM GS/GM

41 Separação de fases Separação de fases GS/GM GS/GM


Emulsão leitosa Aspecto homogêneo GS GS

43 Separação de fases Separação de fases GM GM


Emulsão leitosa Cremeação GS GS


Emulsão leitosa Cremeação GM GM


47 Aspecto homogêneo Loção

Aspecto homogêneo Loção GS/GM GS/GM

48 Emulsão leitosa Cremeação Separação de fases GS/GM GS/GM

49 Aspecto homogêneo Loção

Aspecto homogêneo Loção GS GS


Emulsão leitosa Separação de fases GM GM


Emulsão leitosa Cremeação GS/GM GS/GM

52 Separação de fases Separação de fases GS/GM GS/GM


Emulsão leitosa Cremeação GS/GM GS



55 Separação de fases Separação de fases GM GS







Emulsão leitosa Aspecto homogêneo GS/GM GS






63 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo Separação de fases GS/GM GS/GM


Emulsão leitosa Cremeação GS GS/GM

65 Emulsão leitosa Cremeação Separação de fases GS GS

66 Emulsão leitosa Cremeação Separação de fases GS/GM GM


Continuação

67 Emulsão amarelada Cremeação


68 Emulsão amarelada Cremeação Separação de fases GS GS

69 Emulsão amarelada Cremeação



Emulsão leitosa Cremeação GS/GM GM

Onde: A formação e o aspecto macro e microscópicos das emulsões múltiplas obtidas são descritos, GM = glóbulo múltiplo; GS = glóbulo simples


Tabela 32 - Análise macro e microscópica das formulações obtidas a partir do diagrama ternário, 30 dias após o preparo

Formulação com EHL 9,3. Análise 30 dias após o preparo.






37 Cremeação + + + +++ +++ +++ +++ 38 Separação de fases +++ ++ ++ + ++ ++ -

39 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + +++ +++ +++ ++

40 Cremeação +++ +++ ++ ++ ++ + - 41 Separação de fases +++ +++ +++ ++ +++ ++ -

42 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + ++ +++ ++ +

43 Separação de fases +++ +++ +++ + + + -

44 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo ++ + + ++ +++ ++ -

45 Cremeação +++ +++ ++ ++ + + - 46 Separação de fases + + + ++ + + + 47 Loção ++ + + +++ ++ ++ + 48 Separação de fases +++ ++ +++ + + + +

49 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + ++ +++ ++ +

50 Cremeação ++ ++ + ++ +++ ++ - 51 Cremeação +++ +++ + +++ +++ + - 52 Separação de fases +++ +++ +++ +++ ++ + -

53 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + ++ +++ ++ -

54 Cremeação +++ +++ +++ +++ ++ + -

55 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + + +++ ++ -

56 Cremeação + + + + +++ ++ -

57 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + + +++ ++ -

58 Cremeação +++ +++ ++ +++ ++ + -

59 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo + + + ++ +++ ++ -

60 Cremeação +++ +++ ++ +++ ++ + - 61 Separação de fases - - - - - - + 62 Cremeação + + ++ + ++ ++ - 63 Cremeação ++ ++ ++ ++ +++ ++ -

64 Emulsão leitosa Aspecto homogêneo +++ +++ + +++ +++ ++ -

65 Cremeação + + + ++ +++ ++ - 66 Cremeação ++ ++ + +++ +++ +++ - 67 Separação de fases - - - - - - + 68 Separação de fases - - - - - - + 69 Separação de fases + + ++ ++ +++ ++ - 70 Cremeação ++ + + ++ +++ +++ -



5.3. Mapa de Inversão de Fases

Com os resultados obtidos a partir da avaliação da influência de diferentes razões

volumétricas O/A em função de diferentes valores de EHL para a emulsão múltipla (4.3.2.5.),

mapas de transição de fases foram construídos logo após e 24 horas após a manipulação das

emulsões múltiplas.

Apesar de considerar o valor de EHL calculado e assim estimado; e não o valor de EHL

verdadeiro, que como visto a priori leva em consideração as variáveis da composição e do

processo de emulsificação; os mapas elaborados permitem identificar a região na qual ocorre a

formação de sistemas múltiplos e analisar a influência do balanço hidro-lipofílico do par de

tensoativos e das diferentes razões volumétricas empregados. É possível observar que o

comportamento do mapa muda em apenas 24 horas, indicando o dinamismo do processo, a

região onde podem ser obtidas emulsões múltiplas sofre razoável diminuição.

Os resultados sugerem que para o desenvolvimento e a formulação de novos veículos

cosméticos e/ou farmacêuticos é necessário ao formulador pensar nas emulsões como um todo,

em todo o sistema disperso, e nunca em variáveis ou parâmetros isolados.

(a) (b) Figura 17 - Mapa de inversão de fases (valores de EHL x razão volumétrica A/O) para amostras analisadas microscopicamente imediatamente após (a) e 24 horas após o preparo (b)


5.4. Caracterização Físico-química dos Tensoativos

5.4.1. Determinação do Ponto de Turvação (cloud point)

Soluções aquosas contendo 1,0% de cada um dos tensoativos hidrofílicos empregados

(óleo de rícino não hidrogenado e etoxilado Surfom/UltroilR400® e óleo de rícino hidrogenado

e etoxilado40EO, CremophorRH400®), foram aquecidas até 80±5°C em banho-maria e sem

agitação e em placa de aquecimento sob agitação magnética constante. A temperatura foi

monitorada com auxílio de termômetro. Nenhum sinal de turvação foi visualmente observado;

mesmo contra fundo escuro.

O emprego de matéria-prima comercial e de água não deionizada deveria diminuir a

temperatura de cloud point (FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988) apesar disso não foi

possível determiná-la pela metodologia proposta. A limitação prática para obtenção do cloud

point para tensoativos não iônicos etoxilados com grau de etoxilação acima de 15, como o

empregado nesta pesquisa (óleo de rícino hidrogenado ou não e etoxilado 40EO), tem sido

descrita pela literatura e há relato de valores superiores a 100±2°C (BECHER; SCHICK, 1987;

HOLMBERG et al., 2002).


5.4.2. Determinação da Tensão Superficial/Interfacial

Cinética em Tempos Curtos

Os tensoativos SurfomR400® e CremophorRH400® exibem rápida velocidade de

adsorção, afinal não foi possível registrar seu tempo inicial (Figura 18). A cinética de adsorção

é conduzida por difusão e quanto maior a concentração da solução, mais rápida é sua difusão.

Isto demonstra que os tensoativos analisados, apesar do caráter comercial e sem purificação,

não apresentam variações significativas para os tamanhos de cadeia, o que resultaria em uma

cinética lenta de adsorção (até horas). Outro aspecto observado é a ausência de ponto mínimo

na curva de tensão superficial. Tensoativos contendo impurezas mais insolúveis ou com

atividade tensoativa mais acentuada que o próprio tensoativo, adsorvem-se preferencialmente

na interface líquido-ar e podem proporcionar maior empacotamento molecular com

conseqüente diminuição da tensão superficial (SHAW, 1975; RABOCKAI, 1979; BEIRD,

1997).

Os gráficos indicam que para elevadas concentrações de tensoativo a presença de

impurezas tem menor influencia sobre os valores de tensão superficial (Figura 18). O equilíbrio

de adsorção-dessorção rápido indica que a polidispersidade do SurfomR400®/UltroilR400® e

CremophorRH400® são semelhantes e não elevadas. Para este parâmetro, não houve diferenças

consideráveis entre o tensoativo hidrogenado e etoxilado, do não hidrogenado.


(a) (b) Figura 18 - Curvas de tensão superficial ou tensão interfacial líquido-ar em função do tempo (em segundos): (a) tensoativo hidrofílico hidrogenado e etoxilado 40EO (CremophorRH400®) e (b) tensoativo hidrofílico não hidrogenado e etoxilado 40EO (Surfom/UltroilR400®)

Influência da Temperatura – Ponto de Tensão Superficial/Interfacial Mínimo

Durante os processos de emulsificação por inversão de fases (EIF) e pela temperatura de

inversão de fases (TIF), o fenômeno de tensão interfacial mínima entre as fases aquosa/oleosa

que ocorre na fase Winsor III, favorecendo curvatura interfacial nula entre as fases aquosa e

oleosa e assim, a formação de emulsões múltiplas anormais tem sido reportado (SHINODA;

FRIBERG, 1986; MARSZAL, 1987; SALAGER et al., 2000, 2004).

Assim, com o objetivo de caracterizar a influência da temperatura sobre o filme de

tensoativos formado na interface aquosa/oleosa dos glóbulos múltiplos, os valores de tensão

superficial/interfacial foram determinados para soluções com a adição de tensoativos de liofilia

compatível, em associação ou não. A determinação do ponto teórico de tensão

superficial/interfacial mínima, fundamental para a formação de glóbulos múltiplos em etapa

única foi o objetivo principal. Uma superfície planar entre a fase aquosa/oleosa foi empregada

como modelo e daí seus valores correlacionados à interface dos glóbulos (OPAWALE;

BURGESS, 1998a, 1998b).


Os resultados de tensão superficial/interfacial obtidos para as amostras analisadas, estão

descritos nos gráficos seguintes (Figuras 19 a 24).

O óleo de canola exibiu leve decréscimo no valor de tensão superficial a partir 50±2⁰C,

entretanto nenhuma mudança relevante foi observada (Figura 19). A análise do comportamento

do óleo de canola (puro) em função da temperatura foi realizado para comparação com as

amostras contendo tensoativos. As alterações observadas podem ser resultado de uma

reestruturação/reorganização dos ácidos graxos constituintes do óleo de canola (GENNIS,

1989).

Figura 19 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola em função do aumento da temperatura (em ⁰C)

Para a análise das amostras de óleo de canola acrescidas de um dos tensoativos,

lipofílico (Span80®) ou hidrofílico (CremophorRH40®), foram empregadas as concentrações de

24,2 e 25,8 (p/p%), respectivamente. Estas concentrações são as mesmas empregadas no

preparo das emulsões múltiplas (valor de EHL de 8,9).

Os valores de tensão superficial para estas amostras exibiram decréscimo gradativo com

o aumento da temperatura (Figuras 20 (a) e 21 (a)), mas nenhuma inflexão foi observada no

gráfico obtido. Durante o resfriamento (Figuras 20 (b) e 21 (b)), estas amostras apresentaram

aumento gradativo dos valores de tensão, exceto para a amostra óleo de canola e


CremophorRH40® que durante o resfriamento, demonstrou um ponto de inflexão, não

relevante, em 60±2⁰C.

(a) (b) Figura 20 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola acrescido de Span80® (concentração de 24,2p/p%) em função do aumento (a) e diminuição da temperatura (b) (em ⁰C)

(a) (b) Figura 21 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola acrescido de CremophorRH40® (concentração de 25,8p/p%) em função do aumento (a) e diminuição da temperatura (b) (em ⁰C)

Soluções aquosas do tensoativo hidrofílico também foram avaliadas. Foi possível

observar que para a faixa de temperatura de 80±2⁰C, a amostra exibiu um ponto relevante de

inflexão (de aproximadamente10mN/m) (Figura 22). Estes resultados sugerem que a molécula

de tensoativo hidrofílico sofre reorganização intramolecular e intermolecular (com a água), em

um valor específico de temperatura (MARTIN, 1993; HIEMENZ; RAJAGOPALAN, 1997;


HOLMBERG et al., 2003) e é importante ressaltar que o mesmo está no intervalo de

temperatura considerada crítica para o processo de obtenção de emulsões múltiplas em etapa

única.

Figura 22 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) de solução aquosa de CremophorRH40® em função do aumento da temperatura (em ⁰C), concentração 25,8p/p%

As amostras contituídas de óleo de canola e da mistura dos tensoativos (lipofílico e

hidrofílico) também foram avaliadas em função da temperatura. Foram empregadas

concentrações as de 5,0% (Figura 23) e 50,0% (Figura 24). Em todos os testes, as amostras

exibiram pontos de inflexão relevantes durante o processo de aquecimento. Contudo, foi

possível observar que este ponto é diretamente proporcional a concentração de tensoativos

empregada. A amostra contendo 5,0% apresentou uma queda em torno de 10mN/m, enquanto

nas amostras contendo 50,0% a queda foi de aproximadamente 30mN/m, apresentando valores

de tensão próximos a zero, ou seja, valores de tensão superficial/interfacial mínimo.

Outra variável analisada foi a influência da taxa de aumento da temperatura, se rápida

ou lenta (Figura 24), sobre os valores de tensão para as amostras contendo o par de tensoativos.

Os resultdos indicam que a taxa considerada lenta apenas protelou o ponto de tensão mínima

em ±2mN/m.


Figura 23 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) do óleo de canola acrescido de Span80® e CremophorRH40® (concentrações de 2,42 e 2,58p/p%, respectivamente) em função da temperatura (em ⁰C)

(a) (b) Figura 24 - Caracterização da tensão superficial (em mN/m) de óleo de canola acrescido de CremophorRH40® e Span80® (concentração de 25,8 e 24,2% p/p%, respectivamente) em função do aumento da temperatura, aquecimento rápido (a) e aquecimento lento (b)

A análise da tensão superficial/interfacial em função da temperatura, para as amostras,

com ou sem a adição de tensoativos de liofilia compatível, associados ou não, e em função da

temperatura, permitiu que fosse determinado o ponto de tensão superficial/interfacial mínima.

Estes resultados corroboram com a literatura e permitiram a análise experimental de sistemas

múltiplos obtidos em etapa única.


5.4.3. Determinação da Concentração Micelar Crítica (CMC)

Os valores de CMC dos tensoativos em análise foram calculados utilizando a

descontinuidade brusca, quebra (indicada pela linha vermelha), na reta do gráfico de tensão

superficial versus log da concentração (OPAWALE; BURGESS, 1998b) (Figura 25). De

acordo com os gráficos foi possível observar valores idênticos de CMC de 10-3 mol/L-1para os

tensoativos hidrofílicos avaliados (CremophorRH400® e SurfomR400®) constituídos por cadeia

carbônica etoxilada e hidrogenada e não hidrogenada, respectivamente. A característica da

cadeia do tensoativo, hidrogenada ou não, parece não interferir neste parâmetro. Outro aspecto

relevante é que, mesmo em se tratando de amostras comerciais a quantidade de impurezas não

foi suficiente para alterar os valores de CMC.

(a) (b)

Figura 25 - Curvas de concentração micelar crítica (CMC): (a) tensoativo hidrofílico hidrogenado e etoxilado 40EO (CremophorRH400®) e (b) tensoativo hidrofílico não hidrogenado e etoxilado 40EO (SurfomR400®)


5.4.4. Determinação da Reologia de Fluxo (Volume)

Estudos reológicos de soluções de tensoativos monoméricos e/ou poliméricos, em

especial a avaliação dos valores de viscosidade em função de estresses como o aumento da

temperatura, permitem a caracterização de interações intramoleculares (cadeias hidrofóbicas) e

intermoleculares, como por exemplo, (grupos polares e moléculas do solvente, pontes de

hidrogênio), além de fornecer informações sobre a organização destas moléculas em solução.

Estas informações podem ser correlacionadas ao comportamento destas moléculas na interface

de sistemas dispersos, como emulsões e suspensões (GENNIS, 1989; HOLMBERG et al., 2003;

SCHRAMM et al., 2003).

Neste sentido, a viscosidade de soluções de tensoativos (Span80® e CremophorRH40®)

foi avaliada em função do aumento da temperatura (Figuras 27 a 29).

A solução aquosa de CremophorRH40® (25,8p/p%) (Figura 26) apresentou diminuição

relevante para os valores de viscosidade até valores de temperatura próximos a 80±2⁰C, a partir

deste ponto, o aumento da temperatura provocou aumento de aproximadamente 20cP, no valor

da viscosidade da solução. Este comportamento é denominado “enrijecimento térmico”

(thermal gelation), e ocorre devido à transição de fases, de uma solução micelar para uma fase

cristalina cúbica (HOLMBERG et al., 2003). Este fenômeno indica que a a molécula de

CremophorRH40® possui comportamento distinto, reorganizando-se com mudanças de fases

dentro da faixa de temperatura considerada crítica para a obtenção de emulsões múltiplas em

etapa única.


Figura 26 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de solução aquosa de CremophorRH40® (concentração de 25,8p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C)

Os resultados obtidos para as soluções de óleo de canola contendo CremophorRH40®

(25,8%), Span80® (24,8%) e a associação de ambos (50,0%) estão descritos nas Figuras 27, 28

e 29, respectivamente. Os valores de viscosidade diminuíram gradualmente com o aumento da

temperatura e não apresentaram nenhuma peculiaridade na faixa de temperatura considerada

crítica para o processo de emulsificação em etapa única.

Figura 27 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de óleo de canola acrescido de CremophorRH40® (concentração de 25,8p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C)


Figura 28 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de óleo de canola acrescido de Span80® (concentração de 24,2p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C)

Figura 29 - Caracterização da viscosidade (em cPs) de óleo de canola acrescido de CremophorRH40® e Span80® (concentração de 25,8 e 24,2p/p%) em função do aumento da temperatura (em ⁰C)

5.4.5. Determinação da Reologia Dinâmica/Oscilatória (Superfície)

Considerando-se a maior complexidade das emulsões múltiplas, Tadros, Dederen e

Taelman (1997); Opawale e Burgess, (1998a, 1998b); Jiao, Rhodes e Burgess (2002); Jiao e

Burguess (2003); Lippacher et al. (2004); Vasiljevic, Vuleta e Primorac (2005) sugerem que a

reologia dinâmica (oscilatória) de volume e de surperfície são os métodos mais adequados para

análise da microestrutura e avaliação da estabilidade de emulsões múltiplas em função do

tempo, quando comparada ao emprego de reologia não-linear ou de fluxo.


Parâmetros como a elasticidade, viscosidade dinâmica superficial de cisalhamento e a

viscoelasticidade permitem caracterizar quantitativamente o equilíbrio entre as propriedades

elásticas e viscosas do sistema em análise. Quanto menor o valor de (δ), mais pronunciada o

caráter elástico e vice-versa (OPAWALE; BURGESS, 1998a, 1998b; BOS; VAN VLIET,

2001; LIPACHER, et al., 2004; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005).

Análises de reologia dinâmica superficial foram realizadas para amostras constituídas

por óleo de canola, óleo de canola acrescido de tensoativos lipo e hidrofílicos, em associação ou

não. Para as análises de reologia dinâmica interfacial, foi caracterizada a superfície planar entre

a água deionizada e destilada (exceção para a amostra contento tensoativo hidrofílico) e as

amostras acima citadas em função da temperatura. Com o aumento desta, aumenta-se a

mobilidade das moléculas, o que dependendo do rearranjo/reorganização do filme de

tensoativos, pode aumentar ou diminuir o grau de interação entre as mesmas (LIPPACHER et

al., 2004).

Os resultados de reologia superficial (Tabelas 33 a 36) indicam que as amostras em

análise apresentam-se viscoelásticas, com predominância do aspecto viscoso (δ≥45⁰). Estes

resultados são esperados para interfaces estabilizadas por tensoativos, que são fluidas e

respondem prontamente às diferenças de grandiente criadas por quaisquer distúrbios na

interface (efeito Gibbs Marangoni) (Manual Camtel Ltd., 1998; BOS; VAN VLIET, 2001). Os

valores de viscoelasticidade diminuíram com o aumento da temperatura para todas as amostras,

exceto para amostra constituída de óleo de canola puro, para qual ocorreu um aumento do

aspecto viscoso com o aumento da temperatura (Tabela 33).


Tabela 33 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície do óleo de canola em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3

Óleo de Canola (após 2.600 segundos)

Temperatura (⁰C) Viscoelasticidade δ (⁰) Elasticidade (mN/m) Viscosidade (mN.s/m)

25±2 48,06±7,34 39,35±2,33 34,8±6,93 50±2 70,92±2,87 46,6±9,76 24±4,82

Tabela 34 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície do óleo de canola acrescido de Span80® (24,2p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3

Óleo de Canola+Span80® (após 2.600 segundos)


25±2 77,11±6,39 96,2±4,67 135±5,66 50±2 61,61±4,96 80,5±2,83 54,53±5,12

Resultado peculiar apresentou a amostra constituída de óleo de canola e

CremophorRH40®, exibindo um descréscimo de aproximadamente 60⁰ (Tabela 35), e

tornando-se assim predominantemente elástica a 50±2⁰C. Estes resultados indicam que o

sistema exibe maior capacidade de recuperação após estresses com o aumento da temperatura.

Tabela 35 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície do óleo de canola acrescido de CremophorRH40® (25,8p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3

Óleo de Canola+CremophorRH40® (após 2.600 segundos)


25±2 72,87±5,13 82,9±0 55,9±13,57 50±2 9,38±0,78 12,3±0,56 33,7±1,27

Os valores de elasticidade superficial (mN/m) demonstraram decréscimo com o

aumento da temperatura, exceção para o óleo de canola (Tabela 33). Contudo, o padrão deste

decréscimo foi distinto para as diferentes amostras. A amostra contendo Span80® exibiu

diminuição de aproximadamente 15mN/m (Tabela 34), já para a amostra contendo

CremophorRH40®, a diminuição foi em torno de 70mN/m (Tabela 35) e para a amostra

contendo os tensoativos em associação, o decréscimo foi de aproximadamente 410mN/m

(Tabela 36).


Tabela 36 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície do óleo de canola acrescido de Span80® e CremophorRH40® (24,2 e 25,8p/p%, respectivamente) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3

Óleo de Canola+Tensoativos (após 2.600 segundos)


25±2 86,42±0,59 464,5±113,84 88,6±7,35 50±2 61,57±1,17 55,8±15,55 86±19,79

Os resultados sugerem que a molécula de CremophorRH40®, em associação ou não com

Span80®, foi marcadamente influenciada pelo aumento da temperatura. Estes resultados

sugerem ainda que existe sinergismo entre as moléculas de CremophorRH40® e Span80® na

diminuição dos valores de elasticidade superficial sob influência de aumentos da temperatura.

A elasticidade de um filme está diretamente relacionada a possíveis pontos de interação

entre as moléculas. Assim, os resultados sugerem que com o aumento de temperatura e da

mobilidade molecular, as moléculas de CremophorRH40® se reorganizaram, provocando

diminuição crítica nos valores de elasticidade superficial (OPAWALE; BURGESS, 1998a,

1998b; BOS; VAN VLIET, 2001;SCHRAMM et al., 2003 e LIPACHER et al., 2004). Este

comportamento pode estar relacionado a obtenção de emulsões múltiplas em única etapa com o

par em análise, por inviabilizar apropriadamente pontos de interações moleculares, permitindo

que as forças de adesão entre as moléculas de tensoativos e as fases aquosa e oleosa sejam

diminuídas, fenômeno que ocorreria durante a fase de Winsor III.

Com o aumento da temperatura, as moléculas de tensoativos não-iônicos etoxilados

tornam-se mais lipofílicas (MYERS, 1989; HOLMBERG et al., 2003), e assim ampliariam suas

interações hidrofóbicas (entre si e com o óleo de canola) e entre os monômeros na superfície

com micelas invertidas em solução (OPAWALE; BURGESS, 1998a, 1998b; SCHRAMM et

al., 2003 e LIPACHER et al., 2004). Entretanto, não foi possível observar aumentos da

elasticidade superficial para o CremophorRH40® até a temperatura avaliada (50±2⁰C), os

resultados sugerem que o aumento de temperatura em questão não foi suficiente para inverter a

lipofilia do tensoativo analisado.


Para os valores de viscosidade dinâmica, todas as amostras analisadas apresentaram

decréscimo gradativo com o aumento da temperatura. Entretanto, para este parâmetro, a

amostra óleo de canola contendo Span80® exibiu diminuição de aproximadamente 85mN.s/m, e

assim maior susceptibilidade a aumentos de temperatura (Tabela 34).

Como a amostra óleo de canola acrescida de CremophorRH40® exibiu decréscimo

relevante, inclusive com mudança de fases para δ, em função do aumento da temperatura,

soluções aquosas de CremophorRH40®, em diferentes concentrações (0,5; 1,0; 5,0; 10,0; 15,0;

20,0 e 25,8 p/p%) foram avaliadas (25±2⁰C). A análise de solução de CremophorRH40® em

função da temperatura não foi realizada porque com o aumento da tempertaura a solução

tornava-se heterogênea, áreas com aspecto de gel, áreas com aspecto de solução (a agitação

magnética não pode ser mantida durante a realização do experimento), inviabilizando os

resultados obtidos.

Os valores de elasticidade superficial diminuíram em função do aumento das

concentrações analisadas (Figura 30). Para os valores de viscosidade dinâmica o

comportamento foi exatamente o oposto (Figura 31). Os resultados indicam que o aumento do

número de moléculas do tensoativo na superfície, à temperatura ambiente, é desfavorável as

interações intramoleculares, as três cadeias hidrofóbicas da molécula (Figura 6), além do

número de grupos etóxi (40 para o CremophorRH40®, e somente 10 para o TritonX100® e 20

para o Tween80®) na interface líquido-ar, limitariam espacialmente estas interações indicando

que, a formação de micelas em solução seria a localização mais viável para o excesso de

moléculas de tensoativos. O nível de organização molecular parece diminuir com o aumento da

concentração do tensoativo analisado, explicando o aumento da viscosidade dinâmica.

(OPAWALE; BURGESS, 1998a, 1998b; SCHRAMM et al., 2003; LIPACHER, et al., 2004;

VASILJEVIC et al., 2005).


Figura 30 - Caracterização da elasticidade superficial (em mN/m) de soluções aquosas de CremophorRH40® em função de diferentes concentrações (25±2⁰C)

Figura 31 - Caracterização da viscosidade dinâmica(em mN) de soluções aquosas de CremophorRH40® em função de diferentes concentrações (25±2⁰C)

Considerando o comportamento peculiar do CremophorRH40®, tanto em função do

aumento da temperatura, como em função do aumento na concentração, análises da reologia

superficial para diferentes tensoativos hidrofílicos foram realizadas, com a finalidade de se

correlacionar os valores de viscoelasticidade, elasticidade superficial e viscosidade dinâmica em

função da estrutura química (Figuras 6 a 8).

Todas as amostras apresentaram perfil viscoelástico, entretanto a solução de

CremophorRH40® exibiu o maior caráter elástico.

Quanto a elasticidade superficial, as amostras de TritonX100® e Tween80® exibiram

valores maiores. Os resultados sugerem que estas moléculas apresentariam maior número de

pontos passíveis a interações intra e intermoleculares quando comparadas à molécula de


CremophorRH40®. Este comportamento deve estar diretamente relacionado a presença das três

cadeias carbônicas e ao número elevado de grupos etóxi (40), que dificultariam possíveis

interações intramoleculares e intermoleculares, inclusive deve-se considerar possíveis

dobramentos ao longo destas cadeias.

Para os valores de viscosidade dinâmica, a solução de Tween80® foi relativamente

maior (Tabela 37).

Tabela 37 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para superfície da água acrescida de CremophorRH 40®, TritonX100® e Tween80® (25,8p/p%), em diferentes temperaturas, em função do tempo. Média e desvio padrão, n = 3

Água+Tensoativos Hidrofílicos (após 2.600 segundos à 25±2⁰C)

Tensoativo Viscoelasticidade δ (⁰) Elasticidade (mN/m) Viscosidade (mN.s/m)

CremophorRH40® 82,0±3,43 204,33±105,29 53,73±1,72 TritonX100®

Tween80® 87,87±0,60 85,80±0,67

356,67±82,58 312,67±44,79

95,73±5,50 53,83±3,48

Os valores de reologia interfacial (Tabelas 38 a 42) indicam que todas as amostras

analisadas exibiram perfil viscoelástico, mesmo a 50±2⁰C. Os resultados de elasticidade

interfacial indicam que as amostras não apresentaram perfil uniforme com o aumento da

temperatura, entretanto nenhuma variação foi definida como anormal, considerando-se a

sensibilidade do experimento em questão.

As amostras contendo Span80® e ambos os tensoativos na fase oleosa (Tabelas 39 e

41), apresentaram valores de elasticidade interfacial elevados. Os resultados indicam atividade

molecular dos tensoativos na interface, capacidade de formar interfaces resistentes a colapsos

e/ou multilamelares (OPAWALE; BURGESS, 1998a, 1998b; SCHRAMM et al., 2003).

Quando o CremophorRH40® foi adicionado à fase aquosa e o Span80® à fase oleosa

(Tabela 42) os valores exibidos são extremamente menores àqueles obtidos em associação na

fase oleosa. Este resultado poderia explicar o fato de que a adição do tensoativo hidrofílico na


fase aquosa e do lipofílico na oleosa, não permitiu a formação de emulsões múltiplas em etapa

única, sugerindo a formação de filmes menos rígidos e resistentes a estresses.

Os resultados de viscosidade dinâmica indicam que a interface com óleo de canola

acrescido de Span80® (Tabela 39) apresenta valores maiores do que para as amostras de óleo

de canola contendo CremophorRH40® (Tabela 40). Para as amostras empregando ambos os

tensoativos, quando ambos foram adicionados ao óleo de canola os valores de viscosidade

dinâmica foram relevantemente maiores, comparados à adição de cada um separadamente nas

fases de liofilia semelhante (Tabelas 41 e 42). Estes resultados indicam que a interface

formada, quando ambos os tensoativos estão inicialmente na fase oleosa, é mais fluido e assim

responde melhor a diferenças de gradiente, distúrbios (efeito Gibbs Marangoni).

Quanto maior a viscosidade interfacial (dinâmica) do sistema, maior será a estabilidade

do mesmo. Quando os glóbulos se aproximam, a taxa de drenagem entre glóbulos de fase

oleosa (para emulsões O/A por exemplo) será determinada parcialmente pela viscosidade da

interface, que se suficientemente elevada pode ser uma barreira à coalescência (SCHRAMM et

al., 2003).

A adição de ambos os tensoativos na fase oleosa produziu filmes com maior elasticidade

e viscosidade interfacial, e poderia embasar teoricamente este parâmetro considerado

fundamental para obtenção de emulsões múltiplas em etapa única.

Tabela 38 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água/óleo de canola em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos

Água+Óleo de Canola (após 2.600 segundos)


25±2 83,98±5,31 148±24,04 51,77±1,9950±2 63,34±1,55 197±24,91 12,57±2,18


Tabela 39 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água/óleo de canola acrescido de Span80® (24,2p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos

Água+Óleo de Canola+Span80® (após 2.600 segundos)


25±2 89,85±0,01 2620±360,42 371,3333±39,3250±2 89,82±0,01 3346,667±179,54 243,6667±10,02

Tabela 40 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água/óleo de canola acrescido de CremophorRH40® (25,8p/p%) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos

Água+Óleo de Canola+CremophorRH40® (após 2.600 segundos)


25±2 89,35±0,04 358,5±2,12 74,4±1,7 50±2 85,99±3,78 290±0 86,2±17,11

Tabela 41 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água/óleo de canola acrescido de Span80® e CremophorRH40® (24,2 e 25,8p/p%, respectivamente) em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos

Água+Óleo de Canola+Tensoativos (após 2.600 segundos)


25±2 89,99±0 19.133,33±461,88 993±050±2 89,99±0 13.600±624,5 1.060±0

Tabela 42 - Determinação dos parâmetros de viscoelasticidade para interface água acrescida de CremophorRH40® (25,8p/p%) /óleo de canola acrescido de Span80® (24,28p/p%), em diferentes temperaturas, em função do tempo. Valores obtidos (média e desvio padrão, n = 3) após 2.600 segundos

Água+CremophorRH40®+Óleo de Canola+Span80® (após 2.600 segundos)


25±2 88,82±0,18 669±95,6 189±4,24 50±2 88,84±0,74 617,5±132,23 189±45,25


5.4.6. Determinação das Isotermas de Langmuir

Os resultados obtidos a partir de estudos de fenômenos de superfície permitem

caracterizar a interface formada entre fase aquosa/oleosa de emulsões, correlacioná-los a

estabilidade do sistema, apresentando desta forma, imensurável aplicabilidade para o

desenvolvimento de sistemas dispersos. O emprego de isotermas de Langmuir permite

caracterizar a monocamada de substâncias anfifílicas (tensoativos) adicionada sobre uma

subfase em função da diminuição/compressão da área depositada. As características deste filme

dependem de fatores como as propriedades físico-químicas da molécula anfifílica

(comprimento da cadeia hidrocarbônica e magnitude das forças de atração e repulsão entre os

grupo polares, por exemplo), e da composição e temperatura da subfase (MARTIN, 1993;

MORRISON; ROSS, 2002).

Para as análises da isoterma de Langmuir, foram preparadas amostras do tensoativo

hidrofílico (CremophorRH40®), lipofílico (Span80®) e do ativo marcador (cafeína anidra).

Estas amostras foram avaliadas isoladamente ou em associação, à temperatura de 25±2⁰C

(Figuras 32 e 33) ou para incrementos de temperatura (de 30 a 80⁰C) (Figura 34).

A solução de cafeína foi avaliada com a finalidade de se analisar possíveis influências

do ativo marcador na interface dos glóbulos da emulsão.

As amostras do tensoativo hidrofílico, do par de tensoativos e do par de tensoativos

acrescidos do ativo marcador não apresentaram qualquer mudança de fases à 25±2⁰C,

evidenciadas por ausência de inflexões na curva da isoterma (Figuras 32 e 33). A cafeína não

apresentou qualquer influência sobre o par de tensoativos, detectável por esta metodologia. O

comportamento da molécula de Span80® (tensoativo monomérico) pode ser justificado pela

relevante diferença entre o tamanho/peso molecular do mesmo com o da molécula do tensoativo

hidrofílico, considerado um tensoativo polimérico.


Figura 32 - Caracterização da pressão de superfície (em mN/m) de soluções de 0,5µm de CremophorRH40®, Span80® e CremophorRH40® + Span80® em metanol adicionadas a água destilada e deionizada (25±2⁰C)

Figura 33 - Caracterização da pressão de superfície (em mN/m) de soluções de 0,5µm de CremophorRH40® + Span80® +Cafeína em metanol adicionadas a água destilada e deionizada (25±2⁰C)

Os resultados apresentados pelas amostras de tensoativo hidrofílico e lipofílico

associados em função de incrementos da temperatura estão representados na Figura 34. É

possível observar que para a faixa de temperatura considerada crítica para obtenção de

emulsões múltiplas em etapa única (78±2⁰C), a isoterma exibiu um comportamento distinto,

com uma marcante inflexão, caracterizando mudança para fase sólida (S). Este comportamento

deve ser considerado e indica uma dramática alteração na microestrutura do filme interfacial em

função da temperatura. A linha horizontal observada em seguida, pode indicar que a

monocamada readiquiriu o estado líquido e entrou em colapso (MARTIN, 1993; MORRISON;

ROSS, 2002, HOLMBERG et al., 2003).


Figura 34 - Caracterização da pressão de superfície (em mN/m) de soluções de 0,5µm de CremophorRH40®+Span80® em metanol adicionadas a água destilada e deionizada, em função da temperatura


5.5. Caracterização Físico-Química da Emulsão Múltipla A/O/A

Para este teste e para os testes seguintes, as amostras 60, 66 e 70 (Tabela 31) obtidas a

partir do diagrama ternário, salvo exceções indicadas, foram escolhidas por terem sido

consideradas as mais estáveis, quanto aos parâmetros macro e microscópicos previamente

analisados (Tabela 46), como por exemplo, morfologia e manutenção dos glóbulos múltiplos

em função do tempo.

5.5.1. Análise Macroscópica

As amostras foram avaliadas quanto ao aspecto macroscópico: consistência e possíveis

sinais de instabilidade como: (a) alterações na cor ou odor, (b) cremeação e (c) separação de

fases. Emulsões manipuladas a faixa de 78±2⁰C apresentaram-se fluidas, leitosas, e fenônemos

como cremeação e separação de fases não foram observados imediatamente após o preparo. O

processo de cremeação foi observada 24 horas após o preparo para as amostras 60 e 70. A

amostra 60 (fase aquosa/fase oleosa 75/20 p/p%) exibiu maior volume de cremeado. Amostras

manipuladas com diferença de ±1⁰C deste intervalo apresentaram separação de fases

imediatamente após o preparo, com a emulsão 60 exibindo maior volume de óleo na superfície.

Os resultados indicam que o aspecto macroscópico de emulsões múltiplas A/O/A é

extremamente dependente da temperatura de emulsificação.


5.5.2. Análise Microscópica

Análise Morfológica

Quanto aos aspectos microscópicos, os seguintes parâmetros foram avaliados: (a)

presença e quantidade de glóbulos múltiplos; (b) características morfológicas, quantidade de

glóbulos simples e/ou múltiplos dentro dos glóbulos múltiplos (carga interna); (c) morfologia

do glóbulo, esférica ou não; (d) distribuição de tamanhos, e (e) presença de glóbulos simples.

A Figura 35 apresenta as fotomicrografias obtidas 24 horas, 7 e 30 dias após o preparo,

apenas as fotos com melhores resoluções foram selecionadas.

Amostra 60 1 dia 200x Amostra 60 1 dia 1000x


Amostra 66 1 dia 200x Amostra 66 1 dia 1000x

Amostra 70 1 dia 1000x

Amostra 60 7 dias 200x Amostra 60 7 dias 1000x


Amostra 66 7 dias 1000x

Amostra 70 7 dias 200x Amostra 70 dias 1000x




Amostra 70 30 dias 200x Amostra 70 30 dias 1000x Figura 35 - Amostras 60, 66 e 70 do diagrama ternário analisadas após 24 horas, 7 e 30 dias do preparo. Apenas as melhores resoluções foram selecionadas, assim o valor da ampliação pode variar para algumas fotos

Segundo Florence e Whihehill (1982) as emulsões podem ser classificadas de acordo

com sua morfologia em: (a) tipo A, glóbulos múltiplos que apresentam um único glóbulo

grande interno; (b) tipo B, glóbulos múltiplos que apresentam quantidade razoável de glóbulos

pequenos internos e (c) tipo C, glóbulos múltiplos que apresentam grande quantidade de

glóbulos pequenos internos. O tipo C é o mais útil para o emprego como veículos cosméticos

e/ou farmacêuticas (VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005). As amostras 60 e 70 podem

ser classificadas como do tipo C e a amostra 66 como do tipo B.

Os resultados indicam que a obtenção de emulsões múltiplas A/O/A é extremamente

dependente da temperatura de emulsificação. Para as formulações 66 e 70 foi possível observar


glóbulos múltiplos uniformes, morfologia adequada (glóbulos esféricos), razoável carga interna

e adequada distribuição granulométrica. A amostra 60 apresentou maior quantidade de glóbulos

múltiplos, porém com morfologia e distribruição granulométrica inferiores a 66 e 70. Dentre as

amostras analisadas, a emulsão 66 foi considerada mais estável para aos parâmetros macro e

microscópicos avaliados.

A faixa de temperatura considerada ótima foi de 78±2⁰C. Amostras manipuladas com

±1⁰C deste intervalo apresentam glóbulos com morfologia disforme. É importante ressaltar que

mesmo dentro da estreita faixa de temperatura considerada ótima, diferenças microestruturais

foram observadas para temperaturas de emulsifcação distintas em apenas ±1⁰C (Figura 36), o

que, sem dúvida, dificultou a reprodutibilidade do aspecto microscópico da amostra durante a

pesquisa. Os resultados sugerem que a temperatura é um fator relevante para a

formação/morfologia/granulometria.

(a) (b) Figura 36 - Fotomicrografias de amostras 66 obtidas 24 horas após o preparo (a) (78±1⁰C) (TM = 2,48) e (b) (79±1⁰C) (TM = 1,54). TM = tamanho médio em µm. Aumento de 400x


Análise Morfológica sob Estresse Térmico

Com o intuito de estudar o comportamento/morfologia dos glóbulos múltiplos quando

submetidos a relevantes estresses térmicos, a amostra 66 foi submetida a aquecimento, e teve

sua morfologia monitorada. Até 65±2⁰C, nenhuma alteração foi detectada. Aumentos na

temperatura provocaram alterações graduais na morfologia, com inicial rompimento dos

glóbulos internos, seguido da perda do formato esférico. A partir de 85±2⁰C foi possível

observar a ruptura de alguns dos glóbulos múltiplos.

Estes resultados indicam que a interface dos glóbulos múltiplos (especialmente a

secundária) é extremamente resistente a estresses térmicos, permitindo sugerir ridigez/força da

microestrutura interfacial do sistema, afinal a interface apresentou relevante capacidade de não

alteração e/ou recuperação, mesmo quando submetidas a estresses térmicos ≤65±2⁰C para a

interface primária e ≤85±2⁰C para a interface secundária.

5.5.3. Quantificação e Distribuição Granulométrica

A quantificação estimada de glóbulos múltiplos por cm3 de emulsão utilizando câmara

de Neubauer® para contagem de hemácias conforme metodologia empregada por Nakhare e

Vyas (1996) mostrou-se inviável para as amostras em análise. Como a distribuição de tamanhos

de glóbulos múltiplos diverge inter e intra-amostras, o fator densidade desses glóbulos deve ser

considerado, pois os mesmos se distribuíram distintamente em profundidade no compartimento

da lâmina, influenciando a contagem entre amostras, impossibilitando assim, a possível

padronização do método. A inviabilidade prática deste método já havia sido descrita por Becher

e Schick (1987).


De acordo com Becher e Schick (1987) uma contagem estimada de até 300 glóbulos

com auxílio de um microscópico pode fornecer resultados com desvio padrão <8% e um limite

de confiança de 95%, parâmetros aceitáveis para as análises em questão. Os resultados da

contagem estimada para as amostra 60, 66 e 70 após 1, 7 e 30 dias são descritos na Tabela 43.

As amostras apresentaram aumento de tamanho dos glóbulos múltiplos após 30 dias do preparo.

Tabela 43 - Análise da distribuição granulométrica das formulações 60, 66 e 70 obtidas a partir do diagrama ternário, 48 horas, 7 e 30 dias após o preparo

Distribuição granulométrica das amostras obtidas a partir do diagrama ternário Amostra→ Tempo↓

60 66 70 Cont. Méd. Max DP Cont. Méd. Max DP Cont. Méd. Max DP

1 227 4,32 24,21 4,32 398 1,01 5,29 0,58 189 9,28 24,28 4,01 7 335 2,27 28,26 0,11 369 0,97 7,15 0,62 268 6,08 16,67 2,59

30 505 20,79 69,82 9,31 186 17,01 53,88 10,36 404 26,91 126,27 16,7 Onde: Tempo em dias; Cont.= número de glóbulos contados; Méd. = tamanho médio (em μm); Max = tamanho máximo identificado (em μm) e DP = desvio padrão para Cont.

O intervalo de distribuição granulométrica para as emulsões múltiplas através do

counter para partículas e/ou glóbulos de até 3,0µm foi de 298 a 2.285nm. Quando comparados

os valores de distribuição granulométrica para as amostras 70 obtidas em diferentes

temperaturas, 70±2°C e 78±2°C, respectivamente, notam-se considerável diferença (207 a

378nm e 1670 e 2426nm).

Os resultados da distribuição granulométrica das emulsões múltiplas obtidas através de

counter para partículas e/ou glóbulos de até 500µm estão descritos na Tabela 44 e Figura 37.

Tabela 44 - Distribuição granulométrica (média e desvio padrão, n = 3) das emulsões múltiplas A/O/A manipuladas a 78±2⁰C

Distribuição Granulomética (µm) 60 3,92±0,45 66 2,96±0,44 70 2,73±0,62


(a) (b)

(c) Figura 37 - Distribuição granulométrica das amostras 60 (a), 66 (b) e 70 (c) em µm. Amostras caracterizadas 24 horas após o preparo

Os resultados indicam glóbulos múltiplos consideravelmente menores do que os

relatados pela literatura (FLORENCE; WHITEHILL, 1982), indicando que a análise pode ter

sido comprometida pela necessidade prévia de diluição (etapa exigida pela metodologia em

questão). Esta metodologia tem sido questionada em trabalhos como os de Becher e Schick,

(1987); Py et al. (1994); Rosano, Gandolfo e Hidrot (1998).

Para as emulsões múltiplas em análise, diluindo as amostras, a fração volumétrica

água/óleo/tensoativo é alterada, ou seja, a região de obtenção desta amostra no diagrama de

fases é inevitavelmente alterada. Outra possibilidade é a de que a diluição poderia causar algum

processo de instabilidade, rompendo os glóbulos múltiplos em glóbulos simples menores.

Deve-se considerar ainda, que o aparelho não diferencia entre glóbulos maiores ou glóbulos


floculados, o que é possivelmente provável, considerando-se as modificações do sistema em

análise.

Porém, a possibilidade da metodologia desenvolvida permitir a produção de glóbulos

múltiplos com granulometria bem abaixo da relatada pela literatura, característica relevante

para estabilidade cinética em longo prazo de emulsões, deve ser considerada.

Independente da interferência da diluição no tamanho dos glóbulos múltiplos, os

resultados indicam que a temperatura de emulsificação é determinante para a formação de

glóbulos múltiplos.

5.5.4. Determinação dos valores de pH e Condutividade Elétrica

Os valores de pH e condutividade elétrica observados para as amostras 60, 66 e 70

foram 6,65; 6,35 e 6,7 e 68,4; 81,0 e 93,8μS/cm, respectivamente. Os resultados sugerem que

assim como os valores de potencial zeta, os valores de pH das emulsões múltiplas não sofreram

modificações quando comparados aos da nanoemulsão ou emulsão simples. Os valores de

condutividade apenas confirmam o tipo de emulsão múltipla obtida A/O/A, devido às razões

óleo/água de 1:16 a 1:18.

5.5.5. Determinação dos Valores de Potencial Zeta

As formulações produzidas a partir do diagrama de fases que exibiram melhores

resultados quanto à avaliação macro e microscópicos (Tabela 45) foram submetidas a análises

dos valores de potencial zeta. A análise da estabilidade eletrostática do sistema múltiplo através

da determinação de seu valor de potencial zeta sugere que as características físico-químicas da

interface não sofreram alterações expressivas na mudança do sistema de nano para emulsões


múltiplas. Os valores de potencial zeta também foram próximos, independente da área do

diagrama ternário na qual a emulsão múltipla tenha sido obtida.

Tabela 45 - Análise da estabilidade eletrostática de formulações obtidas a partir do diagrama ternário, 48 horas (2 dias) e 240 horas (10 dias) após o preparo

Potencial zeta em mV de emulsões múltiplas obtidas através do diagrama de fasesAmostras 28 36 40 44 45 50 51 54 58 60 63 64 66 70

48 -52,6 -47,2 -40,4 -41,7 -42,5 -44,6 -43,2 -41,6 -45,9 -46,1 -47,3 -46,2 -43,7 -54,9240 -47,5 -47,8 -48,7 -48,9 -47,9 -46,1 -50,3 -50,0 -58,0 -66,5 -47,7 -56,9 -49,8 -60,7

5.5.6. Determinação da Viscosidade Relativa em Relação à Água

Os valores de viscosidade relativa em relação à água para as amostras 60, 66 e 70 foram

obtidos: 2,34; 1,74 e 1,42; respectivamente. Para amostra 70 obtida a temperatura de 70±2°C,

ou seja, na temperatura onde glóbulos múltiplos não são formados, o valor de viscosidade

relativa obtido foi de 1,14; consideravelmente menor do que o valor para amostra 70 contendo

glóbulos múltiplos. Os resultados estão dentro do esperado, afinal as emulsões foram

formuladas com alta fração volumétrica de fase aquosa e a emulsão 70 múltipla deve ter

viscosidade maior que a nanoemulsão 70, afinal a quantidade de fase dispersa no primeiro caso

é maior.

A emulsão 60 apresentou viscosidade maior que as amostras 66 e 70, pois a quantidade

de fase dispersa (fase oleosa/intermediária) é maior. Os resultados indicam que a viscosidade

das amostras aumentou conforme aumento da granulometria das emulsões (IDSON, 1978;

BARNES, 1993). Outro ponto relevante é que para valores baixos de viscosidade, o fenômeno

de cremeação foi facilitado.


5.5.7. Influência da Adição de Polímeros e Sólidos Finamente Divididos

As características físicas do filme interfacial formado entre os glóbulos múltiplos

dispersos (A/O) e a fase aquosa (A) dispersante devem prevenir fenômenos como coalescência

entre glóbulos próximos e protelar a difusão de água da fase dispersa para dispersante. Filmes

condensados com forte interação lateral e boa elasticidade funcionam como barreira e podem

inviabilizar colisões entre glóbulos próximos (MYERS, 1988; SELA et al., 1994; BENICHOU,

et al., 2004).

Uma constante no comportamento das emulsões múltiplas em análise é que quanto

maior a quantidade de glóbulos múltiplos, maiores e mais evidentes os sinais de instabilidade

(cremeação e/ou separação de fases). A cremeação ocorreu provavelmente devido à diferença

nos valores de densidade das fases dispersa e dispersante da emulsão, para as amostras em

análise este fenômeno poderia ser resultado da diferença de densidades entre os glóbulos

múltiplos (fase dispersa) e a fase aquosa ou mesmo a emulsão simples externa (fase

dispersante).

A formulação 60 do diagrama ternário, com evidente sinal de cremeação, foi escolhida

para a avaliação da influência sobre a morfologia dos glóbulos múltiplos após adição de

polímeros à emulsão, por apresentar quantidade superior e morfologia adequada dentro dos

aspectos microscópicos considerados relevantes. Polímeros iônicos e não-iônicos, amplamente

empregados na produção de cosméticos e medicamentos, foram utilizados na tentativa de

eliminar o fenômeno da cremeação, sem alterar os aspectos morfológicos dos glóbulos

múltiplos obtidos.

As formulações acrescidas de Raphitix® a 0,1 e 0,2% exibiram glóbulos múltiplos com

morfologia alterada (perda de carga e da forma esférica e aglomeração), entretanto não

apresentaram alteração quanto à quantidade de glóbulos múltiplos do sistema. A adição de


Raphitix® a 0,3% produziu efeito negativo tanto na quantidade como na morfologia dos

glóbulos múltiplos. O polímero evitou a cremeação a 0,2 e 0,3%.

As formulações contendo Aculyn44® a 0,1 e 0,2% não apresentaram alterações

morfológicas, contudo os glóbulos diminuíram em tamanho na análise após 48 horas do preparo

(dados não apresentados); as amostras com 0,3% exibiram perda da forma observada na análise

inicial, porém após 15 dias os glóbulos perderam carga. Apenas as formulações contendo 0,2%

não exibiram sinais de cremeação. Apesar de ainda creamadas, as amostras contendo

Aculyn44® em todas as concentrações mantiveram a quantidade, porém não a morfologia dos

glóbulos múltiplos, que perderam material interno.

Para as formulações acrescidas de cmc, goma guar e goma xantana os glóbulos

múltiplos aumentaram em quantidade em função do tempo, não obstante demonstraram

separação de fases a 0,1% e 0,2% e acentuada alteração morfológica. Para goma guar, os

aspectos macro e microscópicos da emulsão foram negativamente influenciados para todas as

concentrações empregadas. A cremeação foi protelada para as amostras contendo cmc a 0,2% e

goma xantana em todas as concentrações. O cmc em todas as concentrações influenciou

negativamente o aspecto macroscópico da emulsão (separação de fases), contudo a formação de

glóbulos múltiplos não foi prejudicada, porém os glóbulos se apresentaram intensamente

floculados. O oposto ocorreu para o Veegun® em todas as concentrações, onde apenas glóbulos

simples foram observados.

Os polímeros que se mostraram mais adequados às finalidades propostas foram o

Aculyn44® e Raphitix® a 0,2%. Os resultados relativos da análise microscópica quanto à

quantidade de glóbulos múltiplos, 24, 48 horas e 15 dias após o preparo estão resumidos na

Tabela 46.


Tabela 46 - Análise microscópica de formulação obtida a partir do diagrama ternário acrescida de polímeros, em três períodos distintos

Emulsões múltiplas (Amostras 60 do diagrama de fases) acrescidas de polímeros Polímeros→ Conc.(%) ↓

Raphitix® Aculyn44® Cmc Goma Guar Goma Xantana 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3

0,1 +++ +++ +++ +++ +++ ++ ++ ++ +++ +++ ++ ++ + ++ ++ 0,2 +++ ++ ++ +++ +++ ++ + + ++ ++ ++ +++ ++ ++ ++ 0,3 + + ++ +++ +++ ++ + + ++ ++ ++ ++ + ++ ++

Onde: 1 = 24 horas após o preparo (1 dia); 2 = 48 horas após o preparo (2 dias) e 3 = 360 horas após o preparo (15 dias) e Conc. = concentração empregada de polímeros. + = quantidade de glóbulos múltiplos

A adição de polímeros e macromoléculas provoca compressibilidade e rearranjo na

superfície dos glóbulos, causando alterações na dupla camada. Considera-se que a interação

tensoativo/polímero ocorra individualmente entre a molécula do tensoativo e a cadeia do

polímero, ou seja, através de adsorção ou mesmo através da formação de complexos

poliméricos agregados. Interações entre polímeros e tensoativos não-iônicos são geralmente não

substanciais. Algumas características físico-químicas comuns à maioria dos tensoativos não-

iônicos, como o tamanho dos seus grupos hidrofílicos e baixos valores de CMC inviabilizam

interações entre os grupos polares do tensoativo com as cadeias/caudas hidrofóbicas destes

polímeros (BECHER; SCHICK, 1987; FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; MYERS,

1988; ATTWOOD, 2003).

No entanto, para as amostras acrescidas de polímeros não-iônicos (Aculyn44®, goma

guar e xantana), os resultados sugerem que interações entre os aditivos e a interface dos

glóbulos múltiplos foram possíveis, afinal estes apresentaram algum tipo de alteração

morfológica ou mesmo separação de fases.

A presença de grupos carregados ao longo das cadeias de polímeros iônicos (Raphitix®

e cmc) introduz a possibilidade (e assim a probabilidade) de interações eletrostáticas relevantes,

acrescidas aos fatores estéricos. As interações entre regiões hidrofóbicas do polímero e

tensoativo são favorecidas pela neutralização das cargas distribuídas ao longo da cadeia

polimérica após sua adsorção às moléculas de tensoativos (BECHER; SCHICK, 1987;


FRIBERG; GOLDSMITH; HILTON, 1988; MYERS, 1988). Para as amostras acrescidas de

Cmc as interações interferiram negativamente para a estabilidade da emulsão. As interações

entre o par de tensoativos e o Raphitix® foram semelhante a dos polímeros não-iônicos.

O aditivo que apresentou melhores resultados foi o Raphitix® a 0,1 e 0,2%, pois a 0,3%

os glóbulos múltiplos foram detectados apenas no aumento de 400X com tamanhos

razoavelmente menores (dados não apresentados). Os polímeros naturais, goma guar e xantana

em todas as concentrações empregadas, influenciaram negativamente, tanto na estabilidade,

quanto no sensorial das amostras, mantendo, contudo a morfologia e tamanho dos glóbulos

múltiplos.

5.5.8. Determinação do Perfil Reológico

As emulsões 60, 66 e 70 exibiram perfil reológico Newtoniano, observado tanto para os

gráficos em função da tensão de cisalhamento (dinas/cm2), quanto para os gráficos em função

da viscosidade (cP). Para as amostras em análise não foi possível calcular o índice de

consistência (K), segundo modelo de Herschel-Bulkley, conforme proposto, pois este só se

aplica as amostras de fluxo não-Newtoniano (PY, et al., 1994; TADROS, 1994 e 2004).


Figura 38 - Reograma (tensão de cisalhamento x taxa de cisalhamento) das amostras 60, 66 e 70 obtidas a partir do diagrama ternário. GM=cremeado da amostra 70, GS=fase límpida da amostra.

A construção de reogramas é útil para caracterizar quaisquer tipos de emulsões.

Processos de instabilidade que causam a destruição dos glóbulos aumentam o volume da fase

externa, e consequentemente provocam diminuição da viscosidade aparente da amostra em

função do tempo. Contudo, foi inviável utilizar este parâmetro (bulk rheology) para avaliar a

estabilidade das emulsões A/O/A em análise, onde a quantidade de fase aquosa externa é muito

alta e determina marcadamente o comportamento Newtoniano das emulsões (PY et al., 1994;

TERRISSE et al., 1994; VASILJEVIC; VULETA; PRIMORAC, 2005).

Quanto maior a diminuição da viscosidade com o tempo, maior a quantidade de fase

dispersa, ou seja, menor a quantidade de glóbulos múltiplos. Porém, esta análise (estabilidade

versus tempo) para as emulsões em análise, baseadas apenas nos reogramas (Figura 38) torna-

se inviável na prática, onde a quantidade de fase aquosa externa é muito alta (VASILJEVIC;

VULETA; PRIMORAC, 2005).

Assim, vale ressaltar que a correlação de reogramas com a microestrutura de emulsões

deve ser criteriosa, por exemplo, em situações como o emprego de concentrações elevadas de

espessantes na fase externa pode limitar a avaliação a interações entre a fase externa da emulsão

com agente doador de viscosidade/polímero utilizado, e não necessariamente entre a fase

dispersa e dispersante da emulsão (HOLMBERG et al., 2003; SCHRAMM et al., 2003).


5.5.9. Identificação de Grupos Funcionais de Moléculas dos Tensoativos na

Fase Oleosa da Emulsão – Avaliação de Possível Migração (Determinação do

Coeficiente de Partição dos Tensoativos)

Segundo Cozzoli (1993) a análise estrutural de moléculas de tensoativos por

infravermelho permite identificar grupos químicos comuns aos tensoativos não iônicos

etoxilados e propoxietoxilados. Estes grupos teriam absorção na faixa entre 1.500 e 1800nm.

Especificando, grupo oxietileno 1.725 nm (banda forte) e 1.780 (banda fraca).

Inicialmente a avaliação de uma possível migração das moléculas de tensoativos hidrofílico

tinha o intuito de incluir ou descartar este fenômeno do processo de emulsificação pesquisado.

Este fato está diretamente relacionado à formação de glóbulos múltiplos segundo Lin, Kurihara

e Ohta (1975); Matsumoto (1982) e Oh et al. (2004). A priori houve a tentativa de se adequar a

metodologia de análise de coeficiente de partição de fármacos para os tensoativos empregados

na formulação. Entretanto, mesmo quando as duas fases eram colocadas em contato (fase

aquosa com tensoativo hidrofílico) e submetidas a temperaturas muito superiores a empregada

na metodologia supracitada, como a própria temperatura de emulsificação (78±2°C) e amostras

imediatamente retiradas de fase oleosa, análises em IV não permitiram a identificação de

grupos químicos dos tensoativos. Além disso, a análise pelo IV não permite quantificar, apenas

identificar a presença de moléculas de tensoativos na fase oleosa.

Em uma etapa seguinte, as amostras foram submetidas a ciclos alternados de

centrifugação e estresse térmico com a finalidade de se separar a fase oleosa, com o intuito de

se avaliar a presença ou não de tensotivos hidrofílicos na fase oleosa. Mesmos após serem

mantidas por 30 dias a 45±2°C, após os ciclos supracitados, a amostra 66 apresentou apenas

gotículas de óleo na superfície, o que inviabilizou a retirada de amostra para análise

espectrofotométrica.


De acordo com os espectros obtidos para as amostras 60 e 70 (dados não apresentados),

utilizando o espectro do óleo de canola para comparação, a amostra 60 apresentou grupos do

tensoativo hidrofílico em maior intensidade, enquanto a amostra 70 em menor intensidade.

Estes perfis diferentes permitem sugerir que para a amostra 60, onde houve formação mais

eficiente de glóbulos múltiplos; o tensoativo hidrofílico migraria mais eficientemente da fase

oleosa para interface.

Este mecanismo confirmaria os dados da literatura que demonstram a importância da

migração do tensoativo hidrofílico inicialmente colocado na fase oleosa para interface A/O na

formação do glóbulo múltiplo. E que como demonstrado pelos resultados apresentados,

independentemente da quantidade de tensoativo hidrofílico empregado, e sim do

comportamento apresentado pelas variáveis de composição e processo utilizados.

5.6. Testes Preliminares de Estabilidade da Emulsão Múltipla A/O/A

As amostras 60, 66 e 70 do diagrama ternário foram submetidas aos testes preliminares

de estabilidade após 24 horas do seu preparo. O comportamento das emulsões submetidas a

elevadas temperaturas e à centrifugação estão resumidos nas Tabelas 47 e 48, respectivamente.

As emulsões múltiplas começaram a apresentar modificação intensa, quando submetidas

a temperaturas superiores a 50±2°C. As amostras 60 e 70 separaram de fases a 60±2°C,

enquanto a amostra 66 apenas a 70±2°C. As amostras múltiplas submetidas a protocolo de

centrifugação semelhante ao indicado para emulsões simples apresentaram-se creamadas logo

no primeiro ciclo, sendo que a amostra 70 apresentou também separação de fases.


Tabela 47 - Análise da estabilidade macroscópica de formulações obtidas a partir do diagrama ternário, 48 horas após o preparo

Amostras do diagrama ternário submetidas a estresse térmico Amostra →

Temp. (em °C) ↓ 60 66 70

30 NM NM NM 40 LM NM LM 45 LM NM LM 50 IM IM IM 55 IM IM IM 60 Separação de fases IM Separação de fases 65 - IM - 70 - Separação de fases -

Onde: NM = não modificado, LM = levemente modificado, IM = intensamente modificado, Temp. = temperatura em °C

Com o aumento da força gravitacional aplicada, os sinais de instabilidade macroscópica

aumentaram até se estabilizarem para as emulsões 60 e 70, contudo a amostra 66 não

apresentou separação de fases, mesmo a 3.000rpm. Análises microscópicas demonstraram que

para ambos os testes, a quantidade de glóbulos múltiplos nas amostras diminui, o que era

esperado, afinal a fase oleosa que continha os glóbulos de água separou em uma fase superior;

entretanto, a morfologia dos glóbulos remanescentes permaneceu inalterada, indicando a

capacidade de recuperação do filme interfacial, mesmo quando submetidos a situações extremas

de estresse.

Tabela 48 - Análise da estabilidade macroscópica de formulações obtidas a partir do diagrama ternário, 48 horas após o preparo

Amostras do diagrama ternário submetidas à centrifugação (volume de cremeado em mL)Amostra →

Ciclos (em rpm) ↓ 60 66 70

1.000 3,7 NM 1,7/ SF 2.000 3,1/ SF 1,0 1,4/ SF 3.000 3,1/SF 3,0 1,4/ SF

Onde: NM = não modificado e SF = separação de fases


5.7. Estudos Preliminares da Liberação do Ativo Modelo (Cafeína Anidra) in

vitro a partir da Emulsão Múltipla A/O/A

5.7.1. Sistema Cromatográfico

Com o objetivo de se avaliar a concentração de cafeína anidra nos estudos de coeficiente

de partição, porcentagem do ativo modelo na fase dispersa da emulsão e liberação in vitro foi

padronizada uma metodologia analítica para quantificar a cafeína por cromatografia líquida de

alta eficiência (CLAE). A fase móvel empregada eluiu o ativo rapidamente (6,316±0,0665

minutos), com pico fino e bem definido (Figura 39).

Figura 39 – Cromatograma da cafeína anidra (6,43 minutos). Condições cromatográficas: coluna Symetric C8 (3,5µm), fase móvel: solução aquosa de acetato de sódio, acetonitrila e tetraidorfurano (95,5:2,5:2,0), fluxo de 2,9mL/min, e comprimento de onda ajustado para 273nm

As condições cromatográficas possibilitaram a elaboração de uma curva de calibração

linear na faixa de concentração de 0 a 100 µg/mL do ativo (Figura 40).

Para verificar possíveis interferências do tensoativo nas amostras analisadas, solução

aquosa de CremophorRH40® foi injetada no CLAE. Não se observou alterações no pico de

eluição da cafeína e nem pico algum correspondente ao tensoativo até 20 minutos de análise.


Figura 40 - Representação gráfica da curva de calibração da cafeína na faixa de concentração de 0 a 100µg/mL. Equação da reta: y=40,61-7,107. Coeficiente de correla;áo linear (r)=1,0), n=3

5.7.2. Determinação do Coeficiente de Partição do Ativo Modelo

O coeficiente de partição representa a avaliação da afinidade relativa de um

ativo/fármaco entre dois solventes imiscíveis, assim como um indicador do valor de partição

deste ativo/fármaco de uma fase para a outra. Ativos hidrofílicos, contendo grupos polares

(como por exemplo, hidroxil, carboxil, amino e etc), tem sua solubilidade relativa aumentada na

fase aquosa e diminuída na fase oleosa ou orgânica, assim o coeficiente de partição óleo/água

(O/A) aparente para estes componentes são baixos (MARTIN, 1993; RITSCHE; KEARNS,

1999).

O valor do coeficiente de partição O/A aparente obtido para uma fase oleosa ou

orgânica e fase aquosa em específico deve ser empregado apenas para este sistema em

particular (RITSCHEL; KEARNS, 1999). Desta forma, o coeficiente de partição aparente da

cafeína anidra foi determinado para a água deionizada e destilada e o óleo de canola.

A concentração inicial da cafeína na solução tampão foi de 24,91mg/mL e após partilha

foi de 22,30mg/mL. Aplicando-se a equação de Ritschel e Kearns (1999), o coeficiente de

partição aparente (CPA) obtido foi de 0,1170, confirmando a hidrofilia da cafeína (DIAS et al.,

1999; CLÉMENT et al., 2000).


O coeficiente de partição é um parâmetro eficiente para predizer a taxa de liberação de

fármacos a partir de emulsões (LAUGEL et al., 1996, 1998a, 1998b). É preciso considerar, por

exemplo, que fármacos extensamente lipofílicos podem não migrar da fase oleosa para fase

aquosa, em um sistema como uma emulsão O/A. Entretanto, é importante salientar que este é

um parâmetro que não define, mas auxilia na compreensão de mecanismos envolvidos para

determinação do perfil de liberação de um ativo/fármaco a partir de dispersões.

5.7.3. Determinação da Porcentagem de Cafeína na Fase Dispersa da

Emulsão Múltipla A/O/A

Uma análise macro e microscópica criteriosa da emulsão mostrou que o sistema é

constituído por glóbulos múltiplos, mas também por glóbulos simples de dimensões

nanométricas (dados não apresentados). Quando ocorre cremeação, este aspecto fica evidente, o

cremeado constituído basicamente por glóbulos múltiplos (fato explicado pela diferença de

densidade entre fases dispersa e dispersante) e o não cremeado, por emulsão O/A. Sendo assim,

o objetivo deste experimento foi determinar se o ativo marcador, componente altamente

hidrofílico, adicionado à fase aquosa estaria encapsulado pelos glóbulos múltiplos da emulsão,

ou se estaria apenas na fase aquosa externa da emulsão simples.

A concentração de cafeína adicionada na emulsão foi de 10mg/mL. Considerando-se

que a quantidade de amostra utilizada para o processo de extração foi de 10µL, e o volume de

solventes empregados de 4,0mL, a concentração esperada de cafeína era de 24,94µg/mL.

Os resultados obtidos, 15,42±1,22µg/mL de cafeína anidra para o cremeado e

16,81±0,93µg/mL para a emulsão simples sugerem que o processo de encapsulação foi

eficiente, pois a quantidade de cafeína detectada no cremeado (glóbulos A/O) foi similar ao

obtido para a fase aquosa (externa, dispersante) da emulsão simples.


É importante salientar que estes resultados são apenas indicativos, afinal não foi

possível determinar com exatidão (limitações experimentais) se o cremeado era constituído

apenas por glóbulos múltiplos, e o não cremeado apenas pela emulsão simples.

5.7.4. Liberação do Ativo Modelo a partir da Emulsão Múltipla A/O/A

Os resultados obtidos indicam que, no atual estágio de desenvolvimento, a porcentagem

de ativo liberado da emulsão múltipla estudada em função do tempo variou muito de uma

amostra para outra. Perfis distintos como a liberação de todo ativo em 60 minutos, assim como

a liberação de apenas 80% em 48 horas foram exibidos (dados não apresentados).

As possíveis causas desta relevante variação poderiam ser assim resumidas: (a) os

resultados da análise microscópica da emulsão indicam que mesmo dentro de uma faixa estreita

de temperatura de emulsificação, morfologias distintas para os glóbulos múltiplos foram

observadas. O processo é extremamente dependente da temperatura, e dentro das condições

experimentais disponíveis, foi impossível garantir uma variação menor que ±2⁰C; (b) a

utilização do cremeado (obtido após centrigugação) para os estudos de liberação não garantiu

que apenas glóbulos múltiplos estavam sendo empregados, emulsão simples com cafeína mais

prontamente disponível para transpor a membrana de diálise explicaria um perfil de liberação

tão rápido quanto 60 minutos; e (c) considerando que os glóbulos múltiplos da emulsão 66,

empregada para os estudos de liberação, apresentavam tamanho de 2,96±0,44µm, a suposição

de que os glóbulos internos estariam na faixa nanométrica, além da presença de duas

membranas para serem transpostas, do aspecto altamente hidrofílico do ativo explicariam o

perfil de liberação onde 80% do ativo não foi liberado mesmo depois de 48 horas de análise.

O controle da temperatura de aquecimento das fases aquosa e oleosa e do processo de

emulsificação, por mais que preciso, não garantiram a uniformidade da microestrutura da


emulsão. Assim, mais importante do que a determinação do valor exato de temperatura ótima

para o processo de emulsificação, seria uma compreensão mais ampla do processo, a

possibilidade de tornar a temperatura fator menos determinante, o que sem dúvida, viabilizaria

na prática a obtenção de sistemas com morfologia reprodutível e daí, aplicáveis a etapa

seguinte, de avaliação do perfil de liberação.

Deve-se considerar também possíveis limitações da técnica empregada para análise de

liberação de ativos a partir de sistemas dispersos desenvolvidos para aplicação tópica. O

emprego de células de diálise vertical ou célula de Franz seria mais adequado para o sistema

desenvolvido, pois representaria com maior fidelidade o processo de liberação do ativo para a

pele.

5.8. Obtenção de Emulsões Múltiplas A/O/A em Etapa Única

A formação de emulsões múltiplas pelo método de emulsificação em etapa única pode

ser fundamentada no conceito de que sistemas múltiplos são uma mesofase (estruturas

intermediárias) entre emulsões simples O/A e A/O. O desenvolvimento de sistemas múltiplos

pode preceder o processo de inversão de fases para emulsões simples e vários estudos têm

relatado este tipo de fenômeno (MATSUMOTO, 1983; VAESSEN; STEIN, 1995; ZERFA;

SAJJADI; BROOKS, 2001; BOUCHAMA et al., 2003; SAJJADI; JAHANZAD; BROOKS,

2002, SAJJADI; et al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003; XIE; BROOKS, 2004; BR

Pat. 0180700074452; MORAIS et al., 2008).

O tipo de emulsão obtida (O/A ou A/O) depende essencialmente da natureza das

matérias-primas empregadas e da fração volumétrica entre as fases dispersa e dispersante:

quando estes parâmetros são alterados pode ocorrer inversão de fases. Em resposta a uma

determinada perturbação do sistema, alterações da temperatura e/ou razão volumétrica das fases

dispersa e dispersante, as emulsões (dispersões líquido/líquido em geral) podem exibir inversão


de fases (BROOKS; RICHMOND, 1991; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SAJJADI;

et al., 2003; SAJJADI; ZERFA; BROOKS, 2003; XIE; BROOKS, 2004; ROBERTS; XIE;

BROOKS, 2006).

Emulsões normais são definidas como aquelas em concordância com a teoria de

Brancroft, ou seja, a fase na qual o tensoativo é predominantemente solubilizado ou ainda, a

fase onde o tensoativo forma solução micelar torna-se a fase contínua ou dispersante da

emulsão, esquematicamente O/A (micelas) (O/Am) ou A/O(micelas) (A/Om) (BECHER; SCHICK,

1987; MARSZAL, 1988; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998). Pode-se inferir que

emulsões O/A devem ser produzidas quando o par de tensoativos empregado exibe valores

elevados de EHL, característica do par de tensoativos empregados nesta pesquisa e possíveis

inversões de fases estariam relacionadas a mudanças no equilíbrio hidrófilo-lipófilo do par de

tensoativos.

De acordo com a regra de empacotamento de Ostwald, inversões de fases ocorrem

quando o sistema em dispersão atinge uma condição de empacotamento próxima a valores

críticos. Estudos demonstram que se emulsões múltiplas são formadas neste ponto, a fração

volumétrica efetiva da fase dispersa é muito maior do que a fração volumétrica verdadeira,

afinal existe glóbulos dispersos dentro dos glóbulos dispersos (BROOKS; RICHMOND, 1991).

No intuito de relacionar as variáveis relevantes à formulação, como a natureza dos

componentes empregados (parâmetro crítico para teoria de Bancroft) e ao processo e a

composição, ou melhor, a quantidade dos componentes da emulsão (parâmetro crítico para

teoria de Ostwald) a inversões de fases durante o processo de emulsificação, Brooks, Richmond

e Zerfa (1998) e Salager et al. (2000, 2004) criaram o termo SAD (surfactant affinity difference)

ou diferença de afinidade do tensoativo (DAT), que segundo os autores representaria o mesmo

conceito desenvolvido por Winsor, mas que, entretanto é baseado em termos experimentalmente

obtidos. A teoria de Winsor baseia-se na influência da razão volumétrica das fases dispersa e


dispersante sendo pormenorizada dependendo da região do diagrama de fases onde a emulsão é

formulada.

Na fase Winsor III, fase tensoativa ou middle phase, em uma faixa estreita de

temperatura, a solubilidade do tensoativo é extremamente baixa, tanto na fase aquosa quanto na

oleosa. Consequentemente há a formação de uma terceira fase, formada por líquido isotrópico

separado (SHINODA; FRIBERG, 1986).

Correlacionando DAT com as fases de Winsor observa-se que DAT<0

(negativo)=Winsor I, DAT>0 (positivo)=Winsor II e DAT=0 =Winsor III, middle phase ou fase

de tensoativo (BROOKS; RICHMOND, 1991, BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998;

SALAGER et al., 2000, 2004).

De acordo com o mapa de transição (Figura 41), emulsões na região A apresentam

frações volumétricas O/A próximas a 1, emulsões na região B apresentam frações volumétricas

de água ≤30% e na região C ≥70%. Assim, as regiões B- e C+ favoreceriam a formação de

emulsões anormais, em B- e C+ DAT favorece a formação de um tipo de emulsão, enquanto a

razão volumétrica O/A favorece outro.


Figura 41 - Mapa de transição de fases (composição x diferença de afinidade do tensoativo DAT), indicando onde ocorre a formação de emulsões normais, anormais e quando estão na região Winsor I e II. O mapa indica a região de uma possível histerese para inversão de fases transicional e a linha verde indica a microestrutura das emulsões ao longo do processo (BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; SALAGER et al., 2000, 2004)

A formação de emulsões anormais é favorecida quando a concentração empregada de

tensoativos é muito alta ou muito baixa e/ou quando a fração volumétrica entre fase aquosa e

oleosa é muito diferente de 1 (SALAGER et al., 2002, 2004; XIE; BROOKS, 2004). Para as

emulsões múltiplas formuladas, foram empregados tensoativos na concentração de 5,0%, razão

volumétrica fase oleosa/tensoativos de 1:1 e razão volumétrica entre fase dispersa/dispersante

de 1:16 a 1:18, condições estas que seguramente remetem estas formulações a um possível

processo de inversão de fases. A formação das emulsões começaria em B- e finalizariam em C-.

Sugere-se que o processo possa ser assim descrito. A água é inicialmente solubilizada

pelas micelas dispersas na fase oleosa (Am/O), formando assim micelas inversas intumescidas

(B-). No início do processo de emulsificação a temperatura está elevada (78±2ºC). Como

sugerido pelos resultados já apresentados, o valor da temperatura de emulsificação, mesmo que

abaixo do valor de temperatura de inversão de fases, influencia no processo de emulsificação.

Como o sistema não atravessou a linha transicional de inversão, pode-se sugerir que o locus de

inversão para este sistema estaria deslocado no sentido de maior lipofilia, como esquematizado

no mapa de transição de fases (Figura 41).


Assim, a emulsão não inverteria de fases, mas a característica predominante do par de

tensoativos seria lipofilica e a emulsão inverteria de Am/O para A/Om. Inicialmente, com o

resfriamento da emulsão, prevalece ainda o caráter lipofílico do par de tensoativos, ao mesmo

tempo em que o aumento gradual de água continua resultando em aumento da fração

volumétrica da fase dispersa. Quando o sistema alcança Winsor III, a tensão interfacial mínima

do sistema permite a inversão de A/Om para Om/A, inversão catastrófica pelo aumento contínuo

na proporção de fase dispersa. Estes resultados estariam em conformidade com a regra de

empacotamento de Ostwald, entretanto em oposição à teoria de Bancroft. Acredita-se que para

estes sistemas, na middle phase, durante a inversão de A/Om para Om/A pode ocorrer

simultaneamente a inclusão de fase aquosa na solução oleosa micelar interna e daí haveria

também a formação de A/O/Am+O/Am a partir de Om/A, com concomitante resfriamento do

sistema.

Esta emulsão múltipla estaria de acordo com a regra de Ostwald, afinal deve-se

considerar que seu volume real é bem maior que seu volume efetivo, e em acordo com a regra

de Bancroft, pois o par de tensoativos predominantemente hidrofílico formará micelas na fase

aquosa externa.

No processo de emulsificação em análise, a fase aquosa foi gradualmente adicionada à

fase oleosa contendo as moléculas dos tensoativos hidrofílico e lipofílico, no mapa de transição

de fases (Figura 41) a emulsão deslocou-se da esquerda para direita, ou seja, a emulsão inicia

sua formação em B-, onde há pouca água para a formação de um sistema hidrofílico (Winsor I),

ocorrendo à formação de emulsões anormais. Assim emulsões A/O anormais seriam formadas

para uma região onde há muita água, com DAT>0 (lipofílico) onde óleo deveria constituir a

fase externa (Winsor II).

A tensão interfacial mínima que ocorre durante os processos de emulsificação por

inversão de fases (EIF) e a temperatura de inversão de fases (TIF), fase Winsor III, favorece

curvatura interfacial nula e inversões de emulsões simples tornam-se prontamente possíveis. A


formação de emulsões múltiplas anormais ocorreria provavelmente porque este sistema em

análise pode ser temporariamente incompatível com a existência de macroemulsões normais

(SHINODA; FRIBERG, 1986; MARSZAL, 1987; SALAGER et al., 2000, 2004; BR Pat.

0180700074452; MORAIS et al., 2008).

A metodologia e formulação propostas neste estudo produzem sistemas múltiplos que

podem ser definidos como emulsões anormais, comumente definidas como emulsões múltiplas

formadas durante processo de inversão de fases. A formação destes sistemas anormais ocorre

provavelmente como resultado de conflito entre as teorias de Bancroft e Ostwald. (BECHER;

SCHICK, 1987; MARSZAL, 1987; BROOKS; RICHMOND; ZERFA, 1998; BR Pat.

0180700074452; MORAIS et al., 2008).

A emulsão múltipla anormal obtida sugere que a formação de glóbulos múltiplos para a

metodologia e formulação propostos é resultado de uma combinação entre mecanismos de

inversão transicional e catastrófica, com possível predominância da inversão catastrófica, e

seria formada como um sistema intermediário que satisfaria duas situações distintas (através

dos processos de EIF e TIF) (BR Pat. 0180700074452; MORAIS et al., 2008).

Os resultados indicam que a estrutura química e propriedades físico-químicas dos

tensoativos, extensamente avaliadas por análises de fenômenos de superfície, bem como a

metodologia empregada no processo de emulsificação são aspectos determinantes para a

obtenção, morfologia e estabilidade de glóbulos múltiplos formados em etapa única.

Referências Bibliográficas 171

CONCLUSÃO

Conclusão 171

6. CONCLUSÃO

Após avaliação da influência de estresse térmico e gravitacional e da adição de

eletrólitos sobre os sistemas simples (nanoemulsões), os valores de potencial zeta e

granulometria indicam a inexistência de quaisquer sinais de instabilidade e sugerem que seu

mecanismo de estabilidade eletroestérica seja essencialmente constituído pelo componente

estérico;

A temperatura de manipulação e de emulsificação foram parâmetros fundamentais para

obtenção de sistemas dispersos múltiplos A/O/A em uma única etapa;

Os aspectos macro e microscópico das emulsões múltiplas A/O/A obtidas apresentaram-

se extremamente dependentes da temperatura de emulsificação;

Os resultados indicam glóbulos múltiplos consideravelmente menores do que os

relatados pela literatura;

Os valores de EHL, ou seja, a proporção entre o tensoativo hidrofílico e lipofílico,

influenciaram na obtenção dos glóbulos múltiplos;

O emprego do diagrama ternário ou de fases aperfeiçoou a escolha das concentrações de

água/óleo/tensoativos empregadas na formulação das emulsões múltiplas;

As características físico-químicas dos tensoativos hidrofílicos empregados foram

consideradas semelhantes para os parâmetros avaliados e parecem não interferir na obtenção da

emulsão múltipla;

O processo de emulsificação influenciou na obtenção e na morfologia dos glóbulos

múltiplos;

Foi possível observar valores de tensão superficial próximos a zero, ou seja, valores de

tensão superficial/interfacial mínimo. Este ponto foi diretamente proporcional a concentração

de tensoativos empregada e observado no intervalo específico de temperatura considerada

crítica para o processo de obtenção de emulsões múltiplas em etapa única;

Conclusão 172

Para este mesmo intervalo de temperatura, a molécula de tensoativo hidrofílico em

solução aquosa sofreu reorganização intramolecular e intermolecular;

Foi inviável utilizar a reologia de fluxo para avaliar a estabilidade das emulsões A/O/A

em análise, onde a quantidade de fase aquosa externa era muito alta e determinou o

comportamento Newtoniano das emulsões;

Os resultados de reologia de fluxo sugerem que o tensoativo hidrofílico apresentou

transição de fases, de uma solução micelar para uma fase cristalina cúbica, no intervalo de

temperatura considerado crítico para a obtenção de emulsões múltiplas em etapa única;

Os resultados de elasticidade superficial sugerem que a molécula de CremophorRH40®,

em associação ou não com Span80®, foi marcadamente influenciada pelo aumento da

temperatura. Estes resultados sugerem ainda que existe sinergismo entre as moléculas de

CremophorRH40® e Span80®. Este comportamento pode estar relacionado a obtenção de

emulsões múltiplas em única etapa com o par em análise por inviabilizar apropriadamente

pontos de interações moleculares, permitindo então que as forças de adesão entre as moléculas

de tensoativos e as fases aquosa e oleosa sejam diminuídas, fenômeno que ocorreria durante a

fase de Winsor III;

Os resultados de elasticidade superficial indicam ainda que o aumento do número de

moléculas do tensoativo na superfície foi desfavorável as interações intramoleculares, as três

cadeias hidrofóbicas da molécula na interface líquido-ar, limitariam espacialmente estas

interações. O nível de organização molecular parece diminuir com o aumento da concentração

do tensoativo analisado, explicando o aumento da viscosidade dinâmica;

A isoterma para os tensoativos em associação e em função da temperatura, exibiu um

comportamento distinto, com marcante inflexão, caracterizando mudança para fase sólida (S) na

a faixa de temperatura considerada crítica para obtenção de emulsões múltiplas em etapa única.

Este comportamento indica uma dramática alteração na microestrutura do filme interfacial;

Conclusão 173

O emprego de tensoativos não-iônicos etoxilados deve estar envolvido com o processo

de inversão de fases transicional;

A razão entre o volume da fase dispersa e dispersante está envolvida na obtenção de

sistemas múltiplos em uma única etapa e deve estar relacionada ao processo de inversão de

fases catastrófico;

O processo de encapsulação foi eficiente, afinal a quantidade de cafeína detectada no

cremeado (glóbulos A/O) foi similar ao obtido para a fase aquosa (externa, dispersante) da

emulsão simples;

Os resultados obtidos indicam que, no atual estágio de desenvolvimento, não foi

possível definir um perfil de liberação para a emulsão múltipla em análise. Perfis distintos como

a liberação de todo ativo em 60 minutos, assim como a liberação de apenas 80% em 48 horas

foram exibidos;

Os estudos das propriedades físico-químicas dos tensoativos, do filme interfacial

formado entre as fases oleosa e aquosa empregadas, foram primordiais para compreensão dos

fenômenos envolvidos e relevantes ao processo de obtenção de glóbulos múltiplos em etapa

única. Aspectos até então considerados teóricos puderam ser exibidos experimentalmente;

O método de emulsificação escolhido permitiu a obtenção do sistema múltiplo em etapa

única e determinou as características físico-químicas dos sistemas dispersos obtidos;

A formação de emulsões múltiplas anormais não ocasionais ou momentâneas sugere

uma combinação dos processos de inversão de fases transicional e catastrófica;

As emulsões múltiplas obtidas podem ser consideradas estáveis frente às metodologias de

avaliação e análise empregadas.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS


7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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Apêndices

Documents

Desenvolvimento e avaliação do processo de obtenção de ... · Gilsane, Kauê, Maria Fernanda, Mateus, Mônica, Orlando, Raquel, Samara e Tatiani por dividir conhecimento e amizade,