ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA ... · ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA ANOPHELINOS (CEBO HUMANO Y TRAMPA DE LUZ “CDC”), ... VIII Materiales

ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA ANOPHELINOS (CEBO

HUMANO Y TRAMPA DE LUZ “CDC”), DURANTE LA EPOCA LLUVIOSA Y SECA,

YURIMAGUAS – ALTO AMAZONAS, LORETO

MINISTERIO DE SALUDINSTITUTO NACIONAL DE SALUDCENTRO DE INFORMACIÓN Y DOCUMENTACIÓN CIENTÍFICA

2005

NEIL EDWIN SALAZAR CAPCHAWERTHER FERNANDO FERNÁNDEZ RENGIFO

JOSÉ ALBERTO IANNACONE OLIVERANA MARIA MORALES AVALOS

MANUEL ESPINOZA SILVA

SERIE INFORMES TÉCNICOS Nº74

ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA ANOPHELINOS (CEBO HUMANO Y TRAMPA DE LUZ “CDC”), DURANTE LA EPOCA LLUVIOSA Y SECA, YURIMAGUAS – ALTO AMAZONAS, LORETO

2

INSTITUTO NACIONAL DE SALUD

OFICINA GENERAL DE INVESTIGACIÓN Y TRANSFERENCIA TECNOLÓGICA.

RED DE SERVICIOS DE SALUD ALTO AMAZONAS –

HOSPITAL “SANTA GEMA” YURIMAGUAS, LORETO, PERÚ

INFORME FINAL DEL PROYECTO REALIZADO:

ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA

ANOPHELINOS (CEBO HUMANO Y TRAMPA DE LUZ “CDC”), DURANTE LA

EPOCA LLUVIOSA Y SECA, YURIMAGUAS – ALTO AMAZONAS, LORETO

INVESTIGADORES

Neil Edwin Salazar Capcha, Werther Fernando Fernández Rengifo, José Alberto Iannacone Oliver, Ana Maria Morales Avalos & Manuel Espinoza Silva

PROCEDENCIA : ALTO AMAZONAS, LORETO

CODIGO OGITT : 2 – 04 -10 – 04 - 032

RESOLUCIÓN JEF. N : 786-2004 - J-OPD/INS – (15-10-2004)

FINANCIAMIENTO : INS - MINSA. En el marco del “V” Concurso Nacional

para Proyectos de Investigación en Enfermedades

Emergentes, Reemergentes y otras enfermedades

regionales no infecciosas Año 2004.

2004 - 2005


3

II. AUTORES:

INVESTIGADOR: Biólogo. Neil Edwin Salazar Capcha1.1 Oficina de Salud Ambiental de la Red Alto Amazonas – Loreto, Perú. Hospital “Santa Gema” Yurimaguas, Calle Progreso N° 305 - 307 – Yurimaguas - Alto Amazonas, Perú. E-mail: [email protected]

CO-INVESTIGADOR: Biologo. Werther Fernando Fernández Rengifo2,2 Oficina de Salud Ambiental de la Red Alto Amazonas – Loreto, Perú. Hospital “Santa Gema” Yurimaguas, Calle Progreso N° 305 - 307 – Yurimaguas - Alto Amazonas, Perú. E-mail: [email protected]

CO-INVESTIGADOR: Biologo. Dr. José Alberto Iannacone Oliver3,

3 Laboratorio de Ecofisiología Animal. Facultad de Ciencias Naturales y matemáticas. Universidad Nacional Federico Villarreal. Calle San Marcos 383, Lima – Perú. E-mail: [email protected]

CO-INVESTIGADOR: Dra. Ana Maria Morales Avalos 4

4 Oficina General de Investigación y Transferencia Tecnológica. Instituto Nacional de Salud. Calle Cápac Yupanqui 1400, Lima - Perú.E-mail: [email protected]

CO-INVESTIGADOR: Dr. Manuel Espinoza Silva 5

5 Oficina General de Investigación y Transferencia Tecnológica. Instituto Nacional de Salud. Calle Cápac Yupanqui 1400, Lima - Perú.


4

III. INDICE

Pag.I Titulo 01II Autores – filiación institucional 02III Índice 03IV Resumen en español 04V Resumen en Ingles 05VI Introducción 06VII Objetivos 07

VII. 1. Objetivo General 07VII. 2. Objetivo Especifico 07

VIII Materiales y métodos 08VIII. 1 Zona de estudio 08VIII. 2 Criterios de selección de las viviendas y personal para la vigilancia

entomológica con los dos métodos de estudio.09

VIII. 3 Colecta de Anopheles spp 09VIII. 4 Método de captura con cebo humano 10VIII. 5 Método de captura con trampas de luz “CDC” 11VIII. 6 Determinación de las proteínas de circumesporozoito (CE) de

Plasmodium falciparum (Pf), Plasmodium vivax (Pv), PvVK247 y PvVK210, mediante la prueba de Elisa.

13

VIII. 7 Diseño de estudio 13VIII. 8 Criterios de inclusión 14VIII. 9 Identificación de Anopheles spp 14VIII. 10 Análisis de datos 14

IX Resultados 16IX. 1. Incidencia de Plasmodium 20

X Discusión 22X. 1 Incidencia de Plasmodium 26

XI Conclusiones 27XII Recomendaciones 28XIII Agradecimientos 28XIV Fuente de financiamiento 29XV Referencias bibliográficas 29XVI Tablas Nº 01 – 11 33 - 41XVII Figuras Nº 01 – 10 51XVIII Anexos: A - Z., - AB 52


5

IV. RESUMEN

Objetivo: Evaluar la efectividad de dos métodos de colectas para Anofelinos adultos

(cebo humano y trampas de luz CDC), en el intra y peri-domicilio durante la época

lluviosa y seca de la región, así como determinar el grado de incidencia a malaria por

el personal capturador con cebo humano, entre enero a Junio del 2005 en una

localidad endémica de malaria del distrito de Yurimaguas, Loreto, Perú. Material y

métodos: Se realizaron las colectas de los mosquitos adultos con cebo humano y

trampas de luz CDC en cinco barrios: San Juan, Santa Rosa, Central, San Antonio y

Florida de la localidad de Munichis, Yurimaguas. En cada barrio se seleccionaron dos

casas por cada método de colecta. Se estimaron ecuaciones de regresión lineal,

cuadrática y cúbica para calcular el número de anofelinos colectados por cebo

humano a partir de los datos de captura con trampas de luz. Resultados: Se capturó

un total de 7790 anofelinos en cebos humanos y 1525 en trampas de luz. Durante toda

la evaluación se encontraron nueve especies de Anopheles, siendo las cuatro más

abundantes: Anopheles benarrochi Gabaldon, Cova & López, 1941 (85,2%),

Anopheles rangeli Gabaldon, Cova & López, 1940 (7,3%), Anopheles konderi Galvao

& Damasceno, 1942 (4,0%), y Anopheles triannulatus Neiva & Pinto, 1922 (3,1%) y. La

trampa de luz CDC capturó el 16,4%, 15,3%, 17,1% de anofelinos totales, en el

intradomicilio y en el peridomicilio, respectivamente, en comparación con los

capturados por cebo humano. No existieron diferencias entre la época seca y lluviosa

en ninguno de los parámetros evaluados. Conclusiones: Se proponen tres modelos

de regresión para estimar el número de anofelinos en cebos humanos intra y

peridomiciliario a partir de trampas de luz CDC.

Palabras clave: Anopheles; Cebo humano; Malaria; Métodos de captura, Perú,

Trampas de luz, Yurimaguas (Fuente. BIREME)


6

V. ABSTRACT

Objective: Evaluate the effectivy of two methods of catching of adult Anophelines

(human bait and CDC light trap), in intra and peridomiciliary during wet and dry period,

and also determinate malaria incidence level by capturer person by human bait,

between January and June 2005 in an endemic locality of malaria from Yurimaguas

district, Loreto, Peru. Material and methods: Catching of adult mosquitoes was

performed by human bait and CDC light traps in five village: San Juan, Santa Rosa,

Central, San Antonio and Florida of locality of Munichis, Yurimaguas. In each village

were selected two houses by each method of catching. Equations of lineal, quadratic

and cubic regression was estimated to determinate number of anophelines collected by

human bait since dates of CDC light trap caughts. Results: A total of 7790 anophelines

in human baits and 1525 in CDC light trap were collected. During all evaluation a total

of nine species of Anopheles was found, being the four more common: Anopheles

benarrochi Gabaldon, Cova & Lopez, 1941 (85.2%), Anopheles rangeli Gabaldon,

Cova & López, 1940 (7.3%), Anopheles konderi Galvao & Damasceno, 1942 (4.0%),

and Anopheles triannulatus Neiva & Pinto, 1922 (3.1%). CDC Light trap caught about

16,4%, 15,3%, 17,1% of total anophelines, in intradomiciliar and in peridomiciliar,

respectively in comparison with catching by human bait. Not difference significanty

exists between dry and wet season in none of parameters evaluated. Conclusions:

three models of regression to estimate the number of anopheline on human bait

intradomiciliar and peridomiciliar since CDC light traps were propoused.

Key words: Anopheles, human bait, light trap, malaria, methods of catch, Peru,

Yurimaguas. (Fuente. BIREME)


7

VI. INTRODUCCIÓN

La malaria es una enfermedad metaxénica que está considerada como uno de los

principales problemas de Salud Publica en América y en el mundo, situación que

tiende a agravarse cada vez más, debido a factores climáticos, geográficos y a

dificultades de orden económico o técnico1,2,3. Así mismo la incidencia de casos de

malaria esta relacionada a cambios sociales y demográficos en los últimos años4,5.

Otro factor es la ausencia de un control efectivo del mosquito en áreas donde la

malaria es endémica5. Adicionalmente, la densidad poblacional de los mosquitos ha

aumentado en áreas urbanas tropicales debido al incremento de hábitats larvario6,7.

Otras causas son el movimiento constante de personas infectadas con el Plasmodium

vivax ó P. falciparum, cambios en la Política de Salud Pública que pone énfasis en

responder a las epidemias con alta tecnología dirigida al control del mosquito más que

a prevenir las epidemias con medidas de saneamiento ambiental para reducir la

población del mosquito8,9. La malaria es considerada por la Organización Mundial de la

salud (OMS), como una enfermedad re-emergente10,11.

En la provincia de Alto Amazonas, región Loreto, Perú, la malaria, tiene antecedentes

tan antiguos como en el resto de la Amazonía, complicándose el escenario

epidemiológico a partir de 1991, con el ingreso de P. falcíparum a Perú por la frontera

Norte con el Ecuador, distrito de Pastaza y en el mismo año en zonas del distrito de

Yurimaguas (5° 53´ 30´´ L.S y 76° 05´ 26´´ L.O), centros poblados menor de Pampa

Hermosa y Munichis. Siendo que la lucha antivectorial con frecuencia es costosa, se

hace necesario elaborar nuevas estrategias de vigilancia Entomológica técnico -

científica que permita tener un programa sostenible en el tiempo8, especialmente

dirigidas a evitar el mayor contacto vector - hombre, en la transmisión de la malaria. El

uso de las trampas de luz “CDC” resulta prometedor como un método alternativo de

capturas para anofelinos2,12,13. El cual remplazaría al método de colecta tradicional de

cebos humanos, en la cual el personal se expone a la picadura y por ende al peligro

de infectarse de malaria y posiblemente sería un vehículo más de transmisión de la


8

enfermedad. Este método requiere de esfuerzo laboral, es tedioso, agotador y costoso

para los programas debido a las remuneraciones de horas nocturnas. En adición, este

método presenta una serie de objeciones de carácter ético y práctico12,14.

VII. OBJETIVOS DEL ESTUDIO

VII. 1. OBJETIVO GENERAL

Realizar un estudio comparativo con dos métodos de colectas para Anofelinos

adultos (cebo humano y trampas de luz “CDC”), a fin de evaluar la efectividad,

el riesgo o el complemento en las colectas, en el intradomicilio y peridomicilio

respectivamente, en una de las principales áreas maláricas del distrito de

Yurimaguas, Loreto, Perú, durante la época lluviosa y seca de la región.

VII. 2. OBJETIVOS ESPECIFICOS

Conocer la dinámica poblacional de anofelinos spp. en el intradomicilio y

peridomicilio de nueve casas, por cada método de captura (cebo humano y

trampas de luz “CDC”), distribuidas en las zonas con mayores reportes e

incidencia a casos de malaria de la localidad de Munichis.

Relacionar los parámetros entomológicos, físicos y parasitológicos, obtenidos

en el estudio comparativo (cebo humano y trampas de luz CDC), a través del

análisis de sus componentes principales (CP), durante la época lluviosa y seca.

Determinar la presencia de proteínas, circumesporozoito (CE) de Plasmodium

falciparum (Pf), Plasmodium vivax (Pv) PvVK247 Y PvVK210, en los anofelinos

capturados con ambos métodos de colecta, mediante la prueba de Elisa.

Determinar a partir de las colectas de Anopheles spp. en las trampas de luz

“CDC”, lo que se obtendría en el cebo humano (intradomiciliarimente y

peridomiciliarimente), mediante el estimado de tres ecuaciones propuestas

(regresión lineal, cuadrática o cúbica).

Determinar el grado de incidencia a contraer malaria por parte del personal

capturador con el método de cebo humano, en la localidad de Munichis.


9

VIII. MATERIALES Y MÉTODOS

VIII. 1. ZONA DE ESTUDIO

El presente estudio fue realizado en la localidad del Centro Poblado Menor de

Munichis (Figura. 1), ubicado al extremo Nor-Oeste del distrito de Yurimaguas (5º 53´

38´´ LS; 76º 06´ 19´´ LO), Perú, en un total de 18 (100%), de casas seleccionadas

para la vigilancia entomológica mensual (Figura 2). La ubicación y elevación de cada

vivienda fue registrada mediante un sistema de posicionamiento geográfico (GPS)-

Garmín - 12 canales, así como el tipo de superficie de cada vivienda (Tabla 1). Las

dieciocho casas seleccionadas para la vigilancia entomológica de anofelinos por tipo

de superficie (Figura. 3 y 4), fueron: 55,5 % son de madera, 22,2 % de topa, 11,1 % de

pona y 11,1 % de adobe (Tabla 1).

La localidad de Munichis, estratégicamente es considerada como una zona centinela o

punto fijo, en la vigilancia entomológica del vector de la malaria, al pertenecer a la

región de selva baja, con una topografía accidentada, cuya altitud máxima no supera

los 180 msnm. El clima es húmedo tropical con lluvias frecuentes durante todo el año,

pero con dos épocas o periodos bien definidos: Noviembre – Abril que es el periodo de

mayor incidencia de las lluvias (Época lluviosa) y Mayo – Octubre que es el periodo de

menos lluvias (Época seca). La precipitación pluvial anual es de 2200 mm. La

temperatura promedio en la fase de campo durante las seis evaluaciones fue 25,6º C.

En cambio, durante el invierno fue 26,0º C y 25,2º C en verano. La humedad relativa

promedio fue de 85%, en invierno fue 84,9 % y 85,1 % en verano (Tabla anexo. T). El

Centro Poblado Menor de Munichis está zonificada en 05 zonas y/o barrios, con una

población de 1330 habitantes, distribuida en 258 viviendas, con condiciones bastante

precarias de saneamiento ambiental. Esta localidad se caracteriza por ser una zona

fuertemente intervenida por el hombre como consecuencia de la extracción de

recursos naturales de la región, lo cual ha ocasionado deforestación y destrucción del

suelo, generando espacios para la formación de criaderos potenciales para formas

inmaduras de anofelinos (Figura. 7), que sumado a las condiciones climáticas, la


10

accidentada geografía y el flujo constante de personas por el creciente intercambio

comercial, convierten a Munichis en una zona de riesgo para la transmisión de malaria.

En este escenario se han presentado los primeros brotes epidémicos de malaria de la

provincia en el año 1991.

VIII. 2. CRITERIOS DE SELECCIÓN DE LAS VIVIENDAS Y PERSONAL PARA

LA VIGILANCIA ENTOMOLOGICA CON LOS DOS MÉTODOS DE

ESTUDIO

En cada barrio se seleccionaron dos casas por cada método de colecta (Cebo humano

y Trampas de Luz CDC); las cuales se eligieron de acuerdo a los reportes de

pacientes con malaria (P. vivax y/o P. falciparum), registrados en el Puesto de Salud

del CPM de Munichis en el año 2004. Así como de encontrarse cerca de criaderos

potenciales (Figura. 7), a larvas de anofelinos spp. La ubicación geográfica de cada

vivienda seleccionada, en total (18 =100%), para la vigilancia entomológica mensual,

fue registrada mediante un sistema de posicionamiento geográfico (GPS) - Garmín -

12 canales.

El trabajo de campo, referido a la capturas de Anofelinos con los dos métodos (Cebo

humano y Trampas de Luz “CDC”), fue realizado en un 60% por personal de la

localidad del CPM de Munichis, previa coordinación con las autoridades locales, y del

sector salud (Puesto de salud de Munichis), para su convocatoria, selección y

capacitación previamente para este fin (Figura 9), mediante la realización in situ de

tres cursos - talleres sobre vigilancia entomológica; el 40% restante fue personal con

experiencia de la oficina de Salud Ambiental – Hospital “Santa Gema” Yurimaguas, los

cuales fueron contratados exclusivamente para estas evaluaciones. Además se contó

con un riguroso sistema de supervisión de campo y de gabinete.

VIII. 3. COLECTA DE Anopheles spp

Se realizaron las colectas de los mosquitos adultos con los métodos de cebo humano

(Figura. 5), y trampas de luz CDC12 (Figura. 6), mensualmente, entre enero a junio del

2005 en cinco barrios de la localidad del Centro Poblado Menor de Munichis. La


11

distribución por barrios se presenta en la Tabla 1. La metodología que se empleó en

cada método de captura para anofelinos, es la estandarizada por la OPS/OMS1 y

OPS15.

VIII. 4. MÉTODO DE CAPTURA CON CEBO HUMANO

Las colectas de mosquitos con el método de colecta de cebo humano (Figura. 5), se

realizaron teniendo como materiales indispensables: tubos colectores, vasos de

colecta, linternas de mano, pilas y focos de linterna de recambio, los cuales se

emplearon en las capturas con el método de cebo humano en las zonas del intra-

domicilio y peri-domicilio respectivamente, en dos viviendas seleccionadas por cada

barrio, las cuales se utilizaron durante todo el estudio (épocas de invierno y verano de

la región). Todas las colectas se efectuaron durante tres noches consecutivas, en

cada mes, donde el periodo completo de captura por noche se considero (12 horas).

En el intradomicilio y peridomicilio las colectas de mosquitos se realizo a partir de las

18.00 hasta las 6.00 horas, en parejas y por turnos (01 persona en el intradomicilio y

01 en el peridomicilio). Teniendo como características: 1º.- El personal contratado para

la actividad, debe conocer al mosquito anofelino ó “Virote”, para tener una mayor

facilidad en las capturas durante las horas de colecta en cada vivienda seleccionada.

2º.- Preparar su materia indispensable para las capturas: Linterna de mano con pilas,

un tubo aspirador y sus vasos colectores rotulados por cada hora, un reloj, Lápiz y

cinta de masking. 3º.- El personal debe de estar 10 minutos antes de iniciado las

capturas en cada vivienda elegida para las capturas por barrios. 4º.- Escoger un sitio

adecuado en donde sentarse, puede ser una silla o un tronco, tanto para el personal

ubicado en al zona del Intradomicilio como en el peridomicilio, en cada casa

seleccionada. 5º.- Sacarse los dos zapatos y las medias y en lo posible arremangarse

los pantalones hasta las rodillas. 6º.- Si existen anofelinos en la zona, estos llegan

poco a poco o en cantidad y se comenzaran a posar para picar especialmente en las

piernas, tobillos y dedos del pie. 7º.- Chequear regularmente la presencia de

anofelinos prendiendo la linterna y enfocándola en piernas, pies y brazos. 8º.- Si un


12

mosquito anofelinos esta picando, lentamente tomar el tubo aspirador y colocar la

boca del tubo rápidamente sobre el insecto en la piel para capturarlo. 9º.- verificar que

el anofelino este dentro del tubo y se haya desprendido de la piel o para esto mover a

penas el tubo hacia un lado mientras ejerce presión sobre la piel para forzar al

zancudo a dejar de picar y separarse de la piel. 10º.- Poner rápidamente el dedo

pulgar o índice sobre la boca del tubo para impedir que escape el mosquito. 11º.-

Colocar inmediatamente en los vasos colectores, rotulados por cada hora, todos los

mosquitos anofelinos capturados en su turno. 12º.- Los mosquitos colectados con el

método de cebo humano, fueron identificados, contados y embalados a la mañana

siguiente. Las personas que realizaron las colectas con cebo humano, fueron rotadas

en todas las casas seleccionadas para la vigilancia entomológica por barrios, del CPM

de Munichis, durante tres noches consecutivas, cada mes; siendo, supervisado tres

veces durante las capturas en cada turno.

VIII. 5. METODO DE CAPTURA CON TRAMPAS DE LUZ “CDC”.

El CDC (CDC miniature light trap) es una trampa luminosa utilizada para la captura de

dípteros pequeños en especial vectores de enfermedades como los mosquitos,

flebótomos y otros pequeños insectos atraídos por la luz24. Las colectas de mosquitos

con trampas de luz CDC (Figura. 6), se realizaron teniendo como materiales: Trampas

de luz CDC, mangas de tul con liga en un extremo, baterías de moto de 12 voltios - 5

amperios, soga o piola para sujetar al CDC, lápiz, alcohol al 75%, cinta de masking,

linternas de mano, focos de 12 voltios y ligas de jebe.

El CDC consiste de un tubo de aproximadamente 14 cm de largo x 11 de ancho de

polietileno transparente y en su interior se encuentra centrado un pequeño motor de

12 voltios para mover una hélice de metal acoplado en su parte inferior. Por arriba del

motor se encuentra acoplado un pequeño foco, el motor que mueve la hélice y

enciende al foco funciona por medio de una batería de 12 voltios y 5 amperios. En la

parte superior del CDC se encuentra acoplado un techo circular de metal el cual va a

proteger al aparato de la lluvia y servir de reflejo para la luz emitida por el pequeño


13

foco de 12 voltios. En la parte inferior del CDC se coloca una bolsa de tul ó trampa de

tela transparente en donde serán capturados los especimenes que son atraídos por la

luz y absorbidos o chupado por la corriente de aire de la hélice. Lo más conveniente

es usar un elástico en el anillo de la bolsa para que se sostenga a la parte inferior

(boca) del CDC, y en el cambio de manga por hora, se utiliza ligas de jebe para sujetar

la entrada de la bolsa y no puedan escapar las especies colectadas en cada hora de

muestreo. Para el funcionamiento de las trampas CDC se conecta a las baterías de

12 voltios - 5 amperios, el cable negro al polo negativo y el cable rojo al polo positivo.

Una vez que el CDC funciona, asegurarse de que los cables están colocados en el

polo correcto sintiendo con la palma de la mano la dirección del flujo de aire en el

CDC. El flujo debe ser de arriba del CDC hacia abajo. La altura de ubicación de cada

trampa CDC, tanto en el intradomicilio como en el peridomicilio de cada vivienda

evaluada por barrio, fue a un metro del suelo, (este aporte en el presente estudio

referido a la altura de ubicación de la trampa de luz, se debió a la propia experiencia

por parte del personal de campo, quien comprobó in situ que a esa distancia los

anofelinos eran mas susceptibles de ser capturados); a diferencia para las colectas de

Lutzomyias en donde se recomienda que se cuelgue a una altura de 1.8 m a 2 m del

suelo o un poco más alto25. Es muy importante que la trampa luminosa (hélice) siga

funcionando al momento del cambio de manga ó al recoger el CDC en la mañana,

caso contrario muchos de los especimenes capturados se escaparían antes de

recoger los CDC. En lo que se refiere al lugar de trampeo (biotopos), de cada vivienda

se colocaron simultáneamente dos trampas de luz CDC, distribuido en cada zona (01

en el peridomicilio y 01 en el intradomicilio), durante toda la noche las colectas de

mosquitos se realizo a partir de las 18.00 hasta las 6.00 horas, en parejas (01 persona

en el intradomicilio y 01 en el peridomicilio), por turnos, las personas que realizaron las

colectas con trampas de luz CDC, fueron rotadas en las casas seleccionadas para la

vigilancia entomológica por barrios, de la localidad de Munichis, durante tres noches

consecutivas, de cada mes; siendo, supervisado tres veces por día, durante las


14

capturas, y en el cambio de mangas. Los mosquitos colectados con el método de

trampas de luz CDC, fueron identificados in situ, contados y embalados a la mañana

siguiente.

VIII. 6. DETERMINACIÓN DE LAS PROTEÍNAS DE CIRCUMESPOROZOITO

(CE) DE Plasmodium falciparum (Pf), Plasmodium vivax (Pv) PvVK247 Y

PvVK210, MEDIANTE LA PRUEBA DE ELISA.

Los mosquitos fueron evaluados en grupos que contuvieron la misma especie, la

misma fecha, el mismo tipo de colecta, y el mismo barrio donde se realizo la colecta,

Munichis. Los mosquitos individualmente se dividieron en dos partes, colocándose la

cabeza y el tórax de 1 a 10 mosquitos en tubos de microcentrífuga de 1,5 mL. Las

muestras fueron puestas en una solución amortiguadora de bloqueamiento 0,05%

(Nonidet P-40) y después congeladas a -20°C hasta la realización de la prueba de

ELISA. Los mosquitos fueron analizados para la presencia de proteínas de

circumesporozoito (CE) de Plasmodium falciparum (Pf), Plasmodium vivax (Pv)

PvVK247 y PvVK210 en armonía con los procedimientos de Wirtz et al33, 34, con ligeras

modificaciones. Los tres ensayos de ELISA se corrieron consecutivamente

transfiriendo las muestras de una placa de ensayo a una siguiente placa después de

2h de incubación. Los valores de absorbancia fueron registrados en un lector de

placas de ELISA a 405 nm, 30 min después de la adición del sustrato (Faraj et al)27.

Cinco controles negativos se corrieron en cada placa para su confirmación. Estas

pruebas se realizaron en las instalaciones del Instituto de Investigación de

Enfermedades Tropicales – NMRCD – Departamento de la marina de los Estados

Unidos de América, gracias a las gestiones de la Bióloga Entomóloga carmen Flores.

VIII. 7. DISEÑO DEL ESTUDIO

El estudio fue de tipo longitudinal y comparativo en el tiempo. Se incluyó en el análisis

para los índices entomológicos los obtenidos de la vigilancia entomológica realizados

por cada método de captura (cebo humano y trampas de luz CDC), en sus cinco barrio

(San Juan, Santa Rosa, Central, San Antonio y Florida), de la localidad del CPM de


15

MUNICHIS, durante los meses de invierno (enero, febrero y marzo), y verano (abril

mayo y junio), del 2005. Se relacionó los índices entomológicos (IPHH, IPHN (Tabla

anexo U – Z), ICMH y ICMN), con los casos de malaria de la población del CPM de

Munichis, registrados mensuales en el Puesto de Salud durante la fase de campo del

estudio (Tabla anexo AA), así como en el personal de campo que realizo las capturas

con el método de cebo humano, en la época de lluvias y seca de la región (Tabla

anexo AB).

VIII. 8. CRITERIOS DE INCLUSIÓN

Los datos registrados en el presente trabajo, se obtuvieron de las capturas de

anofelinos spp., en 18 viviendas (09 para cebo humano y 09 en trampas de luz CDC)

(Figura 2), en cada mes y durante la época lluviosa o invierno (enero a marzo 2005), y

la época seca o verano (abril a junio 2005), distribuidos en cinco barrios: (San Juan

(04 casas), Santa Rosa (04 casas), Central (04 casas), San Antonio (04 casas) y la

Florida (02 casas), de la jurisdicción del Centro Poblado Menor de Munichis, distrito de

Yurimaguas. El método de Cebo Humano fue específico para hembras de anophelinos

spp, por ser hematófago a diferencia del macho que es fitófago.

VIII. 9. IDENTIFICACIÓN DE ANOPHELES SPP.

La determinación específica de las formas adultas de los culícidos (Figura. 8), se

realizó in situ en la localidad de Munichis, y el control de calidad se realizo en el

Laboratorio de Entomología de la Dirección de Salud Ambiental del Hospital Santa

Gema Yurimaguas, empleando claves taxonómicas especializadas16. Así mismo los

especimenes recolectados en campo, fueron derivaros a las instalaciones del área de

entomología del NMRCD - Lima, para su control de calidad y pruebas de Elisa en los

anofelinos spp., capturados en la localidad de Munichis

VIII. 10. ANÁLISIS DE DATOS

Se empleó la prueba de t de student para determinar si existen diferencias en la

elevación geográfica entre las casas con cebos humanos y Trampas de luz CDC. Se

uso el análisis de correlación de Pearson (r) para determinar si las diferentes especies


16

de mosquitos colectados intra y peridomiciliariamente en cebos humanos y en trampas

de luz, respectivamente, estaban relacionadas. Se usó el ANDEVA para determinar si

existen diferencias en el número de anofelinos capturados por cebo humano y por

trampas de luz CDC, intra y peridomiciliariamente entre los seis meses de evaluación y

entre las nueve Casas de los barrios de la localidad de Munichis. En adición se usaron

diferentes ecuaciones de regresión (lineal, cuadrática y cúbica) para estimar el N° de

anofelinos en cebos humanos a partir de trampas de luz CDC intra y

peridomiciliariamente en 12 h durante tres días de evaluación. La correlación lineal se

usó para relacionar el número de anofelinos por cebos humanos y por trampas de luz

CDC, intra y peridomiciliario durante los seis meses del 2005 en la localidad de

Munichis, Yurimaguas, Perú. Se empleó el análisis de componentes principales (ACP)

como un criterio de reducción y ordenación de los dos parámetros físicos y de veinte

índices para anofelinos: (IPHNF = IPHN – barrio Florida; IPHNSA 1 = IPHN – barrio

San Antonio, Casa 1; IPHNSA 2 = IPHN – barrio San Antonio, Casa 2; IPHNSJ 1 =

IPHN – barrio San Juan, Casa 1; IPHNSJ 2 = IPHN – barrio San Juan, Casa 2; IPHNC

1 = IPHN – barrio Central, Casa 1; IPHNC 2 = IPHN – barrio Central, Casa 2; IPHNSR

1 = IPHN – barrio Santa Rosa, Casa 1; IPHNSR 2 = IPHN – barrio Santa Rosa, Casa

2; IPHNT = IPHN Total; CHI = Número de anofelinos colectados con cebo humano

intradomiciliario; CDCI = Número de anofelinos colectados en trampas de luz CDC

intradomiciliario; CHP = Número de anofelinos colectados con cebo humano

peridomiciliario; CDCP = Número de anofelinos colectados en trampas de luz CDC

peridomiciliario; CHI A. benarrochi = Nº de Anopheles benarrochi en cebo humano

intradomiciliario en 12 h durante tres días de evaluación; CHP A. benarrochi = Nº de

Anopheles benarrochi en cebo humano peridomiciliario en 12 h durante tres días de

evaluación; CHI A. rangeli = Nº de Anopheles rangeli en cebo humano intradomiciliario

en 12 h durante tres días de evaluación; CHP A. rangeli = Nº de Anopheles rangeli en

cebo humano peridomiciliario en 12 h durante tres días de evaluación; CDCI A.

benarrochi = Nº de Anopheles benarrochi en trampas de Luz CDC intradomiciliario en


17

12 h durante tres días de evaluación; CDCP A. benarrochi = Nº de Anopheles

benarrochi en trampas de Luz CDC peridomiciliario en 12 h durante tres días de

evaluación), obtenidos de cada uno de los seis muestreos, para producir variables

compuestas no relacionadas. La rotación varimax fue realizada para facilitar la

interpretación de los componentes del ACP17,18. Se empleó la prueba de t de student

para determinar si existen diferencias estaciónales entre la estación seca y lluviosa

para los dos parámetros físicos y los entomológicos. Con el fin de asegurar la

homogeneidad de las varianzas y la normalidad, los datos fueron previamente

transformados a log(n+1). En caso que existiera diferencias significativas entre los

tratamientos se empleó la prueba de Tukey. Los datos se analizaron mediante el

paquete SPSS ver. 13,0.

Para el calculo de la diversidad ecológica alfa (Tabla 10), de los mosquitos se empleó

el índice de Shannon-Wiener (H’) (bits·ind), el índice de Simpson (C), el índice de

Margalef (Dmg), el índice de equidad de Pielou (J´) y el índice de Berger-Parker (d)

(Moreno et al)29. Para el análisis de la diversidad ecológica beta (Tabla 11),

comparativo de similaridad para los mosquitos entre cebo humano intra-domiciliario

(CH-I) y peri-domiciliario (CH-P), trampa de luz CDC intra-domiciliario (CDC-I) y

trampa de luz CDC peri-domiciliario (CDC-P) se aplicó el índice cuantitativos de

Sörensen (Bray-Curtis)(Iscuantitativo)(Moreno et al) 29

IX. RESULTADOS

No existieron diferencias en la elevación geográfica entre las casas con cebos

humanos (152,2 ± 4,6) y Trampas de luz CDC (151,5 ± 5,10) (t=0,29 P =0,77; Prueba

de Levene, F=0,33, P=0,57) (Tabla 1).

Anopheles benarrochi Gabaldon, Cova & López, 1941 fue la especie más abundante

en intra y peridomicilio en cebo humano y en trampas de luz CDC (Tabla 2). En el

intradomicilio en cebo humano las cuatro especies más abundantes en orden de

mayor a menor fueron: A. benarrochi (92,2%) > Anopheles konderi Galvao &

Damasceno, 1942 (3,4%) > Anopheles rangeli Gabaldon, Cova & López, 1940 (2,7%)


18

> Anopheles triannulatus Neiva & Pinto, 1922 (1,1%). En cambio en el peridomicilio en

cebo humano las especies más abundantes en orden de mayor a menor fueron: A.

benarrochi (90,7%) > A. konderi (4,5%) > A. rangeli (2,8%) > A. triannulatus (1,5%). En

el intradomicilio en trampas de luz CDC las tres especies más abundantes en orden de

mayor a menor fueron: A. benarrochi (63,5%) > A. rangeli (22,2%) > A. triannulatus

(14%). En el peridomicilio en trampas de luz CDC las cuatro especies más abundantes

en orden de mayor a menor fueron: A. benarrochi (47,3%) > A. rangeli (35,4%) > A.

triannulatus (10,7%) > A. konderi (5,8%) (Tabla 2). Durante toda la evaluación se

encontraron un total de nueve especies de Anopheles, siendo las cinco más

abundantes en orden de mayor a menor: A. benarrochi (85,2%) > A. rangeli (7,3%) >

A. triannulatus (3,1%) > A. konderi (3,9%) > A. strodei (0,3%) (Tabla 2). Con relación al

número de especies de Anopheles colectadas por cebo humano y trampa de luz CDC

en el intradomicilio y peridomicilio se encontró en orden de mayor a menor lo siguiente:

Cebo humano peridomicilio (n= 7) > Cebo humano intradomicilio (n=6) = Trampa de

luz CDC peridomicilio (n=6) > Trampa de luz intradomicilio (n= 4). Anopheles forattinii

Wilkerson & Sallum, 1999, se colectó por ambos procedimientos de captura; mientras

Anopheles shannoni Davis, 1931, Anopheles nuñeztovari Gabaldón, 1940 y

Anopheles strodei Root, 1926 fueron solo colectadas en cebo humano. En cambio A.

mattogrossensis Lutz and Xeiva, 1911 sólo fue colectada en trampas de luz CDC

(Tabla 2).

La trampa de luz CDC capturó el 16,4%, 15,3%, 17,1% de anophelinos totales,

anophelinos en el intradomicilio y peridomicilio, respectivamente en comparación con

los capturados por cebo humano. La trampa de luz CDC capturó el 10,3 %, 12,5%,

9,7% de A. benarrochi total, A. benarrochi en el intradomicilio y A. benarrochi en el

peridomicilio, respectivamente en comparación con los capturados por cebo humano.

Igual comportamiento se encontró en A. konderi, en donde la trampa de luz CDC

capturó el 14,9%, 0,8%, 2,1% del total, en el intradomicilio y en el peridomicilio,

respectivamente en comparación con los capturados por cebo humano. Un patrón


19

opuesto se encontró para A. rangeli, en donde el cebo humano capturó el 31,8%,

40,5%, y 27,6% del total, en el intradomicilio y en el peridomicilio, respectivamente en

comparación con los capturados por trampas de luz CDC. Este mismo comportamiento

se encontró en A. triannulatus, en donde el cebo humano capturó el 36,4%, 31,4% y

40% del total, en el intradomicilio y en el peridomicilio, respectivamente en

comparación con los capturados por trampas de luz CDC (Tabla 2).

Se encontró una alta correlación lineal significativa entre la abundancia de mosquitos

de las diferentes especies de Anopheles colectados durante todo el estudio con cebo

humano y trampas de luz CDC intradomiciliaria y peridomiciliaria (Tabla 3a). Se

encontró una alta correlación lineal significativa entre el número de Anopheles

colectados en 12 h durante tres días de evaluación con cebo humano y trampas de luz

CDC intradomiciliaria y peridomiciliaria respectivamente (Tabla 3b).

Se observó una variación del total del número de Anopheles capturados por cebo

humano en el intradomicilio, encontrándose diferencias entre enero y junio del 2005, y

entre mayo y junio del 2005, respectivamente (Tabla 4). No se encontraron variaciones

significativas en el total de Anopheles capturados por trampas de luz CDC en el

intradomicilio (Tabla 4). Se encontraron variaciones significativas en el total de

Anopheles capturados por cebo humano en el peridomicilio entre Junio y Enero-Mayo

y 2005. En adición se vieron diferencias significativas entre el total de Anopheles

capturados por trampas de luz CDC en el peridomicilio entre Abril y Junio (Tabla 4).

No se encontraron variaciones en el número de Anopheles capturados por cebo

humano en el intradomicilio y peridomicilio, y por trampas de luz CDC en el

intradomicilio entre las casas en los barrios de la localidad de Munichis (Tabla 4). Sin

embargó, solo se encontró diferencias entre el número de Anopheles capturados por

trampas de luz CDC en el peridomicilio entre la casa de Santa Rosa 1, y las casas

Central 1 y San Juan 1 (Tabla 4).


20

Con relación a la temperatura, se encontró que existieron diferencias estaciónales

entre febrero y mayo, y en la humedad relativa entre marzo y el resto de meses de

2006 (Tabla 4).

El ACP produjo cuatro componentes con Eigenvalues > 1 para los parámetros físicos,

y entomológicos (Tabla 5). Estos parámetros fueron ordenados en un espacio de dos

dimensiones, deacuerdo al ACP. La temperatura y 13 parámetros entomológicos

estuvieron correlacionados con el primer componente, que explicó el 50,925 % de la

variabilidad. La humedad relativa, el índice de picadura hombre noche de la Casa

Florida 1 (IPHNF), el índice de picadura hombre noche de la Casa San Antonio 1

(IPHNSA1), el índice de picadura hombre noche de la Casa San Antonio 2 (IPHNSA2)

y el índice de picadura hombre noche de la Casa Central 1 (IPHNC1) estuvieron

correlacionados con el segundo componente que explicó el 27,489 % de la variabilidad

(Tabla 5). El tercer componente describió la variación del número de A. rangeli

colectados en trampas de luz CDC intradomiciliario (A.r.-CDCI) (Tabla 5) y el cuarto

componente el número de anofelinos en Trampas de luz CDC intradomiciliario (CDCI).

El CP1 va incluyó 14 variables (Tabla 5). No existieron diferencias significativas entre

la época lluviosa (muestreo 1 al 3) y seca (muestreo 4 al 6) para 20 parámetros

entomológicos, y los dos parámetros físicos (temperatura y la humedad relativa) (Tabla

6).

Se realizaron regresiones para estimar CHI intradomiciliario y peridomiciliario a partir

de CDCI y CDCP, respectivamente. Tres modelos de regresión (lineal, cuadrático y

cúbico) para estimar los CH intra y peridomiciliario a partir de los valores promedio de

CDC fueron válidos (Tabla 7), aunque los coeficientes de determinación (R2) fueron

relativamente bajos (entre 0,25 y 0,36).

Un total de 7984 mosquitos anofelinos spp., fueron analizados por la técnica CE-

ELISA (Tabla 8). Ocho especies fueron analizadas, siendo la secuencia en relación al

número de especies evaluadas en orden descendente: An. benarrochi, An. rangeli, An.

konderi, An. triannulatus, An. Strodei, An. forattinii y An. mattogrossensis con


21

nuñeztovari. An. benarrochi correspondió al 86,2% de los mosquitos anofelinos

evaluados. Solo 10 (0,1%) de los mosquitos anofelinos fue positivo a la prueba de

ELISA para Pv-VK247, el cual fue colectado entre el 18 al 20 de junio del 2005, del

barrio de San Juan, y procedente de las colectas con cebo humano. Ningún otro

anofelino fue positivo a la prueba de CE-ELISA para Pf, PvVK210 y PvVK247 (Tabla

8).

IX. 1. INCIDENCIA DE PLASMODIUM

La incidencia (x 1000 habitantes) de malaria por P. vivax o P. falciparum durante el

periodo de estudio en la localidad de Munichis varió entre 11 a 29 casos por 1000

habitantes (Fig. 10). El 82,6% de los casos fue para P. vivax y el 17,4% para P.

falciparum. El Promedio para el total de casos para Plasmodium, P. vivax y P.

falciparum fue 17,29±6,45 (11-29); 14,29± 3,01 (11-20), y 3,00±4,69 (0-14),

respectivamente. Los mayores picos se encontraron en Mayo y Julio del 2005 (Fig.

10).

Los niveles propuestos para el Índice de Colecta Manga Noche (ICMN) en cinco

categorías (Tabla 9), comparables a los niveles para IPHN fueron estimados a partir

de las seis ecuaciones de regresión lineal, cuadrática y cúbicas peri-domiciliarias e

intra-domiciliarias calculadas (Tabla 7). Este índice es catalogado en cinco categorías:

muy alta, alta, mediana, baja y muy baja empleando las colectas de anofelinos adultos

en las trampas de luz CDC, a través del Índice de Colecta Manga Noche (ICNM).

Mathenge20 encontró que los anofelinos capturados por trampas de luz eran

directamente proporcionales a los colectados por cebo humano, indicando que los

valores de anofelinos obtenidos por trampas podían ser convertidos a lo obtenido por

cebo humano.

Los seis índices de diversidad alfa calculados para la fauna anofelina en la localidad

de Munichis, Yurimaguas mostró que los índices J´ y H´ para los anofelinos capturados

por las trampas de luz CDC fueron más altos que los colectados por cebo humano

(Tabla 10), esto es debido a que los anofelinos colectados por cebo humano


22

mostraron una mayor dominancia de An. benarrochi, especie antropofílica según los

índices D y C en comparación a los colectados por Trampa de luz CDC. Con relación a

los valores de riqueza y Dmg presentaron mayores valores en el peridomiciliario que el

intradomiciliario (Tabla 10). El índice de diversidad beta de similaridad de Sörensen

cuantitativo (Iscuantitativo) mostró que los mayores valores de similaridad se encontraron

entre los anofelinos colectados por el cebo humano peridomiciliario e intradomiciliario

(89,93%), y entre los anofelinos colectados por las trampas de luz CDC peridomiciliario

e intradomiciliario (78,60%) (Tabla 11). Estas altas similaridades encontradas,

justifican el proponer una sola catalogación (Índice manga noche = IMN), sin tomar en

cuenta si es peridomiciliaria o intradomiciliaria en cinco categorías para densidades de

anofelinos adultos a partir de trampas de luz CDC equivalentes a las IPHN empleadas

(Tabla 9). Sin embargo, esta propuesta del ICMN, aún solo ha sido validada para la

zona de Munichis, Yurimaguas. Por lo que debería evaluarse si es que pudiera ser

empleada en otras localidades del Perú.

Durante los seis meses de evaluación (enero a junio del 2005), se encontró una

incidencia promedio de 2,5±0,8 (2 a 4) casos mensuales de malaria en el personal de

campo que participó en las colecta de los anofelinos mediante el método de cebo

humano. Siendo un total de 15 casos de las 54 personas que participaron en la colecta

de los anofelinos por cebo humano (Tabla anexo AB). Se encontraron diferencias

significativas en la incidencia de casos de malaria entre el personal de campo que

participó en la colecta de anofelinos como cebo humano (2,5±0,8) frente al personal

que participó en las trampas de luz CDC (0±0) (t= 7,31; P= 0,001). Siendo por lo tanto

el 4,8±1,2% mensual del total del personal que participó en la colecta empleando el

cebo humano. En el caso de aquellos que participaron colectando por cebo humano,

no existieron diferencias en la incidencia de malaria, entre los meses de invierno y

verano (t =1,73; P = 0,16). A pesar de que Roper30 no encontró en los adultos de

Padre Cocha, Loreto, Perú, que las actividades ocupacionales como: agricultura,

pesca, docencia, o entre los que salen de casa antes de la seis de la mañana o los


23

que retornan después de las seis de la tarde incrementen el riesgo de malaria.

Tampoco encontró riesgo a malaria en aquellos que ingresan al bosque amazónico o

que participan en actividades recreativas u otras como: pasear después de las 18:00

horas, bañarse en ríos o cochas, ir a bailar, ir a beber a un bar local o participar en

actividades religiosa. Sin embargo, observó que ver televisión de noche disminuía el

riesgo a malaria en los adultos mayores de 16 años. En el presente trabajo, a pesar de

que Munichis es considerada una zona de bajo riesgo a malaria en comparación a

otras localidades de la provincia de Alto Amazonas y de la Amazonía peruana30, se

puede observar que la actividad laboral de los adultos en participar temporalmente

como personal de campo en las colecta de anofelinos por cebo humano incrementa la

incidencia de riesgo a la malaria, los cuales al pasarse a incidencia (x1000) fluctúan

entre 37 a 74 (45,2±13,6) (Fig. 9), por lo que estos resultados sustentan el no emplear

el IPHN debido a fuertes razones éticas, y más bien continuar evaluando las trampas

de luz “CDC” como método alternativo para la vigilancia epidemiológica vectorial.

X. DISCUSIÓN

El presente estudio evaluó la eficacia de dos métodos de colectas para anophelinos

adultos: Trampas de luz “CDC” y Cebo Humano, en las zonas del en el intra y

peridomicilio, en una localidad endémica a Malaria (Figura. 9). Muchos estudios han

evaluado la eficiencia relativa de las trampas de luz CDC en relación al cebo humano,

pero es muy dificultoso de comparar los resultados debido a que se han empleado

diferentes metodologías y procedimientos. Así, algunas investigaciones emplean la

misma casa en diferentes noches19. Pequeñas diferencias en la forma de dormir,

disponibilidad de hospederos alternativos, temperatura, humedad, velocidad de viento

y su dirección entre los diferentes días pudiera inducir variaciones en los resultados.

En adición, los procedimientos usados para los estudios con cebos humanos también

varían apreciablemente, algunos estudios usan un humano por casa, en cambio otros

emplean dos personas por casa. Es necesario estandarizar las condiciones

operacionales y los procedimientos de muestreo empleados si se requiere realizar


24

comparaciones validas entre varios estudios19,20,21. Nuestra metodología y

procedimiento fue similar a Mathengue19, quienes emplearon en paralelo diferentes

casas en la misma noche comparando trampas CDC y cebos humanos.

Las fluctuaciones poblacionales de Anophelinos, mostraron como especie

predominante a A. benarrochi (Tabla 2) La abundancia de esta especie, tanto en el

intradomicilio y en el peridomicilio en cebo humano y en trampas de luz CDC, señalan

a esta especie como de gran riesgo potencial antropofílico por incursionar en

ambientes antropizados9. Los estudios sobre dinámica poblacional o comportamiento

poblacional del vector permiten diseñar nuevas y mejores estrategias de lucha22.

Las trampas de tipo CDC, al utilizar la luz como atrayente, a diferencia del método con

cebo humano, captura indistintamente machos y hembras y por ende no permite

determinar niveles de antropofilia. Esta trampa se puede utilizar tanto en intradomicilio,

peri-domicilio o extradomicilio, y puede trabajar toda la noche o por un determinado

número de horas, según los requerimientos del estudio a realizar12. Las evaluaciones

de las trampas de luz CDC, han encontrado resultados prometedores2; aunque

algunos autores mencionan que sólo se deben emplear en ambientes cerrados, no

muy ventilados y no en el peridomicilio2, 12. También las trampas CDC han sido

utilizadas con éxito para evaluar medidas de intervención en la selva amazónica,

donde las densidades de Anopheles darlingi Root, 1926 son sumamente elevadas23.

En el presente estudio de tipo longitudinal se compara en el tiempo las capturas

realizados con los métodos de las trampas de luz CDC y cebo humano, en donde este

último tipo de colecta, es más eficiente en los siguientes cuatro criterios: 1) El número

total de anofelinos capturados, 2) Al número de hembras de An. benarrochi

capturados, el cual es el anofelino más importante como vector principal de malaria en

la provincia de Alto Amazonas y por ende en el distrito de Yurimaguas, 3) Presenta

altos niveles de antropofilia de esta especie, y 4) Se encuentra estandarizado los

niveles de densidad de anofeles adultos en cinco categorías de IPHN (índice de

picadura hombre noche). La eficacia no sólo debería incorporar los cuatro parámetros


25

previamente señalados, sino que el procedimiento que emplea las trampas de luz

CDC podría remplazar al método de colecta tradicional de cebos humanos, debido a

que esté último presenta las siguientes tres desventajas que deberían incorporarse al

evaluar comparativamente su eficiencia: 1) El personal se expone a la picadura y por

ende al peligro de infectarse de malaria, presentando una serie de objeciones de

carácter ético y práctico; 2) Requiere de un mayor esfuerzo laboral, es tedioso y

agotador, y finalmente, 3) Es más costoso para los programas de vigilancia

epidemiológica de anofelinos vectores debido al pago de horas nocturnas.

Algunos estudios han pretendido comparar las capturas por trampas de luz y el cebo

humano, con diferentes conclusiones. Las discrepancias se atribuyen parcialmente a

diseños experimentales diferentes, diferencias en la composición y densidades de

especies en el área de estudio. Nuestros resultados concuerdan con lo encontrado por

Mathengue20 quienes indicaron capturas proporcionales de anofelinos entre las

trampas de luz CDC y el cebo humano. Sin embargo, las trampas de luz CDC solo

capturaron entre el 16,4% al 17,1% de los anofelinos totales capturados por el cebo

humano (Tabla 2). En el presente trabajo los datos que corresponden a seis meses de

muestreo permiten proponer tres modelos de ecuaciones de regresión para estimar a

partir del número de anofelinos de las capturas en trampas CDC en el intradomicilio y

peridomicilio, el número de anofelinos capturados por cebo humano (Tablas 7). Por lo

que es posible convertir el número de anofelinos capturados por trampas de luz CDC

en su equivalente en cebo humano, para el cual existen rangos de riesgo para

transmisión de malaria1.

El ACP indicó una fuerte relación entre la temperatura y otros 13 parámetros

entomológicos con el primer componente. Estos resultados muestran el alto grado de

correlación entre la temperatura, el número de anofelinos intra y peridomicilio en cebos

humanos y el número de anofelinos en el peridomicilio por trampas de luz CDC (Tabla

5). Guimaraes et al12 han encontrado una influencia de los factores climáticos, entre

ellos la temperatura con la captura de anofelinos por cebo humano. Sin embargo, se


26

observa poca relación entre la temperatura y el número de anofelinos en el

intradomicilio por trampas de luz CDC. En el presente estudio, sin embargo, cuando

los resultados se analizaron por época lluviosa y seca, no existieron diferencias

significativas en ninguno de los parámetros analizados (Tabla 6). Durante el presente

estudio la época seca-lluviosa no fue un factor clave de influencia en la estacionalidad

de Anofelinos en el intra y peridomicilio de cebo humano y trampas de luz CDC. En

Anopheles darlingi Root 1926, se observó un incremento en sus poblaciones adultas

en la estación lluviosa en Loreto y Madre de Dios capturados por cebo humano23.

Se propone el índice de Colecta Manga Noche (ICMN) en cinco categorías (Tabla 9),

con relación a la densidad de anofeles capturados: muy alta (>375), alta (180 – 375),

mediana (35 – 180), baja (3 – 35) y muy baja (1 a 2) comparables a las cinco

categorías de IPHN como muy alta (> 1000), alta (500 – 1000), mediana (100 – 500),

baja (10 – 100) y muy baja (1 a 10). El ICMN se estimó a partir de las seis ecuaciones

de regresión lineal, cuadrática y cúbica (Tabla. 7). Mathenge et al20 encontraron que

los anofelinos capturados por trampas de luz eran directamente proporcionales a los

colectados por cebo humano, indicando que los valores de anofelinos obtenidos por

trampas de luz podrían ser convertidos a los obtenido por cebo humano. El método

que empleo cebo humano capturo 411% más anofelinos que las trampas de luz CDC;

así para obtener la misma cantidad de anofelinos totales por noches por cada colecta

realizadas por cebo humano individual (IPHN), se requieren cuatro a cinco trampas de

luz CDC. Sin embargo esta propuesta del uso del ICMN, sólo ha sido validada para la

localidad del centro poblado menor de Munichis (zona de bajo riesgo a malaria),

Yurimaguas, Loreto, Perú. Por lo que se recomienda que se debiera evaluar este

método de trampas de luz CDC en otras localidades de mediano y alto riesgo a

malaria de la provincia y del país.

De los resultados obtenidos por la prueba de CE-ELISA se obtiene que solo An.

benarrochi se encontró naturalmente infectado por P. vivax. Flores-Mendoza et al

(2004)28 encontró para Loreto y Ucayali, Perú, que solo An. benarrochi y An. darlingi


27

se encontraron infectados por P. falciparum y P. vivax, entre 13 especies de

anophelinos evaluados durante el 2001 y el 2002. Al igual en el presente estudio, An.

rangeli, An. triannulatus y An. mattogrossensis, tampoco se encontraron infectados por

alguna especie de Plasmodium (Tabla 8). An. benarrochi es considerado como un

vector primario de malaria en los departamentos de Loreto y Ucayali, Perú donde An.

darlingi no está reportado26. Sin embargo, estudios previos realizados por Need et al

31, han encontrado a An. rangeli, An. triannulatus, An. oswaldoi y An. mattogrossensis

positivos a la presencia de P. vivax-KV210 y P.vivax-KV247 durante 1990 y 1991. El

porcentaje de infectividad natural de An. benarrochi a Plasmodium en Yurimaguas, es

bajo en comparación a varios anofelinos de la amazonía: Anopheles neomaculipalpus

Curry (0,84%), An. darlingi (0,82%) y Anopheles marajoara Galvao & Damasceno

(0,27%) en Venezuela (Moreno et al)30; An. darlingi (0,98%) y An. benarrochi (0,14%)

en Perú (Flores – Mendoza et al)28. Los bajos resultados obtenidos por la prueba CE-

ELISA en An. benarrochi, no deben ser empleados como una confirmación de la

ausencia de esporozoitos circulantes en la población total, pues estos resultados

deben combinarse con lo obtenido por la investigación parasitológica (láminas

positivas o negativas). En este estudio se observó en la localidad de Munichis un total

de 161 casos de malaria por P. vivax y P. falciparum entre enero a julio del 2005, a

pesar de que la prueba de CE-ELISA dio una tasa de infección de Plasmodium para

An. benarrochi muy baja (Tabla 8). Estudios adicionales para la presencia de

Plasmodium en estas especies son requeridos para determinar su importancia

potencial en la epidemiología de la malaria en la zona de Yurimaguas.

X. 1. INCIDENCIA DE PLASMODIUM

La incidencia de casos totales de Plasmodium fue ligeramente menor a otras

localidades de Loreto, como Padre Cosha, Iquitos (Roper et al)32. En cambio la

proporción de casos de P. falciparum y P. vivax para Padre Cosha (P. vivax de 83,3%

y P. falciparum de 16,7%) fue similar (Roper et al) 32.


28

XI. CONCLUSIONES

El método que capturo mayor número de anofelinos spp, correspondió al cebo humano (83.6% =7790), mas que las trampas de luz CDC (16.4%=1525). Sin embargo, las ecuaciones obtenidas (regresión lineal, cuadrática o cúbica), para el intradomicilio y el peridomicilio indica que existe una relación directamente proporcional entre lo colectado con cebo humano y lo capturado por las trampas de luz CDC por 12h/3dias. Por lo que se recomienda el empleo de las trampas de luz, aunado a fuertes razones éticas para no usar el cebo humano, debido a que en el personal de campo se incrementa el riesgo a contraer malaria, después de la actividad.

En cuanto al método y la zona de evaluación, donde se obtuvo el mayornúmero de anofelinos spp., se clasifico en orden de mayor a menor lo siguiente: Cebo humano peridomicilio (n= 7) > Cebo humano intradomicilio (n=6) = Trampa de luz CDC peridomicilio (n=6) > Trampa de luz intradomicilio (n= 4).

De las especies de anofelinos spp. que fueron específicas por cada método fue: Anopheles shannoni, An nuñeztovari y An. strodei se colectaron en cebo humano. En el caso de An. mattogrossensis solo fue colectada en trampas de luz CDC. Mientras An forattinii, se colectó por ambos métodos de captura.

Durante toda la evaluación se encontraron un total de nueve especies de Anopheles, siendo las cuatro más abundantes: Anopheles benarrochi (85,2%), Anopheles rangeli (7,3%), Anopheles konderi (4,0%) y Anopheles triannulatus(3,1%).

La trampa de luz CDC capturó el 16,4%, 15,3%, 17,1% de anofelinos totales, anofelinos en el intradomicilio y en el peridomicilio, respectivamente en comparación con los capturados por cebo humano.

Se proponen tres modelos (regresión lineal, cuadrática o cúbica), válidos para estimar el número de anofelinos capturados con cebos humanos en el intradomiciliario y peridomiciliario, a partir de las capturas de anofelinos con trampas de luz CDC; esta operación se realiza reemplazando en cada ecuación, la constante CDCIntra o CDCPeri, por el número total de anofelinos spp, capturados por 12h /3días, la cual nos estimara y/o indicara el número de anofelinos capturados con cebo humano, sin necesidad de realizar este último.

No existieron diferencias significativas en ninguno de los parámetros evaluados, entre la época lluviosa (muestreo 1 al 3) y seca (muestreo 4 al 6), referidos al análisis de componentes principales (ACP), para 20 parámetros entomológicos y dos físicos (Tº y HR).

De un total de 7984 anofelinos analizados, mediante la técnica CE-ELISA. An. benarrochi correspondió al 86.2% de mosquitos evaluados, resultando solamente de un pool de 10 (0,1%), An benarrochi fue positivo a la prueba de ELISA para Pv-VK247, del barrio San Juan, y procedente de colectas con cebo humano.

Durante los seis meses de evaluación (enero a junio del 2005), se encontró una incidencia promedio de 2,5±0,8 (2 a 4) casos mensuales de malaria en el personal de campo que participó mediante el método de cebo humano.


29

XII. RECOMEDACIONES

Continuar con la evaluación de este método de trampas de luz “CDC”, en otras

localidades del distrito de Yurimaguas, como Pampa Hermosa (zona de

mediano riesgo), y en otras zonas de bajo riesgo, como de alto riesgo a malaria

de la Provincia de Alto Amazonas.

Continuar con la validación del índice de Colecta Manga Noche (ICMN),

propuesto en el presente estudio, realizado en el centro poblado de Munichis,

Yurimaguas, Alto Amazonas, Loreto.

Proponer otros métodos de colecta para anofelinos spp, alternativos a los

utilizados en el presente estudio, y así mantener una vigilancia entomológica

permanente del vector transmisor de la malaria, en zonas con alto riesgo,

mediano y bajo riesgo a malaria y OEM, de nuestra amazonia.

Continuar con investigaciones referidas al vector transmisor de la malaria, así

como de otros vectores de enfermedades metaxénicas de la región amazónica

del país.

Investigar la relación que pudiera existir entre el vector transmisor de la malaria

con otros artrópodos, y posibles reservorios animales del Plasmodium spp

Continuar con investigaciones de la fauna entomológica, de importancia

biomédica, en beneficio de la población de las localidades con riesgo a

enfermedades metaxénicas.

XIII. AGRADECIMENTOS

A la Dra. Ana María Morales Avalos y al Dr Manuel Espinoza Silva, Oficina General de

Investigación y Transferencia Tecnológica, OGITT del INS, por sus valiosos aportes en

la realización del presente estudio. A la Dra. Carmen Flores, Departamento de

Entomología, NMRCD, por el apoyo, gestión y opinión constante durante el desarrollo

del presente estudio, así como el abastecimiento de materiales necesarios para la

preservación, embalaje y control de calidad de las muestras entomológicas, y su

análisis respectivo. A la Dra. Lidia E. Navarro Bardales, Directora del Hospital “Santa

Gema” Yurimaguas, Alto Amazonas, por el constante apoyo y estimulo mostrado para

la ejecución de la presente investigación, nuestro mas sincero aprecio y gratitud. A

toda la población, autoridades y responsables del Puesto de Salud del Centro Poblado

Menor de Munichis, Yurimaguas, nuestra más sincera gratitud, por su apoyo, interés y

desempeño demostrado, en la fase de campo y de gabinete. Así mismo al personal

técnico y profesional de la Oficina de Salud Ambiental – Red de Salud Alto Amazonas,

participante por su valioso apoyo, durante la fase de campo; en especial a los


30

Técnicos entomólogos. Julio Tello Pinedo, Adelina Altamirano Silva y Miguel García

Dávila.

XIV. FINANCIAMIENTO

“Este estudio de investigación contó con el apoyo técnico-financiero del Instituto

Nacional de Salud - INS - MINSA”. En el marco del “V” Concurso Nacional para

Proyectos de Investigación en Enfermedades Emergentes, Reemergentes y otras

enfermedades regionales no infecciosas Año 2004.

XV. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. Organización Panamericana de la Salud (OPS). Técnicas entomológicas de

campo para la lucha antipalúdica. Parte I. Ginebra: OMS. 1993.

2. Rubio P. Evaluation of light trap combined with carbon dioxide and 1-octen-3-ol

to collect anophelines in Venezuela. J Am Mosq Control Assoc 1996; 12: 91-96.

3. Iannacone JO, Caballero C. La técnica de precoloración de Walker para

evaluar Plasmodium vivax Grassi y Plasmodium malariae Levenan en

comunidades Ashaninkas en Satipo (Junín, Perú). Rev per Biol 1999; 6: 171-

180.

4. Consoli R A, de Oliveira R L Principais Mosquitos de importancia Sanitaria do

Brasil. Ed. Fiocruz, Río de Janeiro, Brasil. 1994. 225 p.

5. Calderón G, Fernández R, Valle J. Especies de la fauna anophelina, su

distribución, y algunas consideraciones sobre su abundancia e infectividad en

el Perú. Re Per Epidemiol 1995; 8:5-23

6. López D, González R. Análisis de la dispersión y la abundancia de los estadios

larvales de Anopheles nuñeztovari (gabaldón) en estanques piscícolas del

municipio de Buenaventura. Colomb Bol Mus Entomol Univ Valle 1994; 2: 73-

84.

7. Iannacone J A, Alvariño L, Moreno R, Reyes M, Chauca J. Culícidos

(Díptera) del río Chillón y sectores adyacentes de la Provincia Constitucional

del Callao, Perú, durante el Niño 1997-1998. Acta Entomol Chilena 2000; 24:

51-60.

8. Berti J, Venegas C, Amarista J, González J, Montañés H, Castillo M,

Guzmán H; González Jr J. Inventario preliminar y observaciones biológicas

sobre los anofelinos (Diptera: Culicidae) de una región minera del estado

Bolívar, Venezuela. Bol. Entomol Venez 1998; 13: 17- 26.


31

9. Pérez D, Iannacone J. Efecto insecticida de Sacha Yoco (Paullinia clavigera

var. Bullata Simpson) (Sapindaceae) y oreja de tigre (Tradescantia zebrina Hort

ex Bosse) (Commelinaceae) en el control de Anopheles benarrochi Gabaldon,

Cova García y López, 1941, principal vector de malaria en Ucayali, Perú. Ecol

Apl 2004; 3:64-72.

10. Olano V, Carrasquilla G, Méndez F. Transmisión de la malaria en

Buenaventura, Colombia: aspectos entomológicos. Rev Panam Salud Publica

1997; 1:4.

11. Moreno J, Rubio P Y, Pérez E, Sánchez V, Páez E. Evaluación de tres

métodos de captura de anofelinos en un área endémica de malaria del estado

de Bolívar, Venezuela. Entomotropica 2002; 17: 157-165.

12. Guimarães A E, Gentile C, Alencar J, Macedo L C, Pinto R. Ecology of

Anopheline (Diptera, Culicidae), malaria vectors around the Serra da Mesa

reservoir, State of Goiás, Brazil. 1- Frequency and climatic factors. Cad. Saúde

Pública 2004; 20:291-302.

13. Juri M J D, Zaidenberg M, Almirón W. Spatial distribution of Anopheles

pseudopunctipennis en las Yungas de Salta, Argentina. Rev Saúde Pública

2005; 39:565-570.

14. Magbyti EB, Lines JD. Spatial and temporal distribution of Anopheles gambiae

s.l. (Diptera: Culicidae) in two Tanzanian villages: implications for designing

mosquito sampling routines. Bull Entomol Res 2002; 92:483-488.

15. Organización Panamericana de la Salud (OPS). Situación de los programas

de malaria en las américas. Bol Epid Org Panam Salud 2001; 22:10-14.

16. Stone A. Culicidae. En: Manual of Neartic Diptera. Volume 1 (J.F. Mc Alpine,

B.V. Peterson, G.E. Shewell, H.J. Teskey, J.R. Vockeroth, D.M. Wood Editors).

Research Brach Agriculture Canada. 1981. Monograph 27: 341-350.

17. Zar J H. Bioestatistical analysis. 3th Ed. Prentice–Hall. Inc. Upper Saddle

River, New Jersey. 1996. 662 p.

18. Vivanco M. Análisis estadístico multivariable. Teoría y práctica. Editorial

Universitaria. Santiago de Chile. 1999. 234 p.

19. Mathenge E M, Misiani G O, Oulo D O, Irungu L W, Ndegwa P N, Smith T A,

Killeen G F, Knols B G J, Comparative performance of the Mbita trap, CDC

light trap and the human landing catch in the sampling of Anopheles arabiensis,

An. funestus and culicine species in a rice irrigation in western Kenya. Malaria

Journal 2005; 4: 1-6.

20. Mathengue E M, Omweri G O, Irungu L W, Ndegwa P N, Walczak E, Smith

T A, Killeen G F, Knols B G J. Comparative field evaluation of the mbita trap,


32

the centers fo disease control light trap, and the human landing catch for

sampling of malaria vectors in Western Kenya. Am J Trop Med Hyg 2004; 70:

33-37.

21. Constantini C, Sargon NF, Sanogo E, Merzagora L, Coluzzi M.

Relationships to human bitting collections and the influence of light and betnet

in CDC light-trap of West African malaria vectors. Bull Entomol Res 1998;

88:503-511.

22. Marquetti M C, Valdez V, Aguilera L, Navarro A. Vigilancia entomológica de

Aedes (S) aegypti y otros culícidos en Ciudad de La Habana, Cuba 1991-1996.

Rev Cubana Med Trop 2000; 52: 133-137.

23. León W, Valle J, Naupay R, Tineo E, Rosas A, Palomino S M. 2003.

Comportamiento estacional del Anopheles (Nyssorhynchus) darlingi Rot 1926

en localidades de Loreto y Madre de Dios, Perú 1999 – 2000. Rev Perú Med

Exp Salud Pública 2003; 20:22-27.

24. Universidad San Francisco de Quito – Instituto de Microbiología. Técnicas

de captura (CDC, Shannon, ovitrampas, etc). 2003. 14 pp.

25. Ministerio de Salud. Manual de Procedimientos para la Vigilancia

Entomológica y de Reservorios del Perú. Ministerio de Salud. Documento

referencial y de consulta. Lima. 2002. 140 pp.

26. Calderón G, Fernández F, Valle J. 1995. Especies de la fauna anofelina, su

distribución y algunas consideraciones sobre su abundancia e infectividad en el

Perú. Rev per Epidemiol 8: 5-23.

27. Faraj C, Adlaoui E, Rhajaoui M, Lyagoubi. 2003. Estimation of malaria

transmission in high-risk provinces of Morocco. La Revue de Santé de la

Mediterranée orientale 9: 542-547.

28. Flores-Mendoza C, Fernández R, Escobedo-Vargas K S, Vela-Peréz Q,

Schoeler G B. 2004. Natural Plasmodium infection in Anopheles darlingi

(Diptera: Culicidae) from eastern Peru. J Med Entomol. 41: 489-494.

29. Moreno C E. 2001. Métodos para medir la biodiversidad. Manuales y Tesis

SEA. Sociedad Entomológica Aragonesa Ed. Madrid, España. 80 pp.

30. Moreno J E, Rubio-Palis Y, Páez E, Pérez E, Sánchez V, Vaccari E. 2005.

Anopheles (Anopheles) neomaculipalpus: a new malaria vector in the Amazon

basin?. Med Vet Entomol 19: 329-332.

31. Need J T, Wirtz R A, Franke E D, Fernández R, Carbajal F, Falcon R,

SanRoman E. 1993. Plasmodium vivax VK247 and VK210 circumesporozoite

proteins in Anopheles mosquitoes from Andoas, Peru. J Med Entomol 30: 597-

600.


33

32. Roper M H, Carrión T R S, Cava G C G, Andersen E M, Aramburú G J S,

Calampa C, Hightower A W, Magill A J. 2000. The epidemiology of malaria in

an epidemic area of the Peruvian amazon. Am. J Trop Med Hyg 62: 247-256.

33. Wirtz RA, Sattabongkot J, Hall T, Burkot T R, Rosenbeg R. 1992.

Development and evaluation of an enzyme-linked inmunosorbent assay for

Plasmodium vivax-VK247 sporozoites. J Med Entomol. 29: 854-857.

34. Wirtz RA, Zavala F, Charoenvit Y, Campbell G H, Burkot TR, Schneider I,

Esser K M, Beaudoin RI, Anders RG. 1987. Comparative testing of

monoclonal antibodies against Plasmodium falciparum sporozoites for ELISA

development. Bull WHO 65: 39-45.

Correspondencia: NNEEIILL EEDDWWIINN SSAALLAAZZAARR CCAAPPCCHHAA..Oficina de Salud Ambiental de la Red Alto Amazonas – Hospital Santa Gema Yurimaguas, Loreto, Perú. Dirección: Calle Progreso N° 305 - 307 – Yurimaguas - Alto Amazonas, Perú.Teléfono: (065) 352290 . Correo electrónico: [email protected]


34

Tabla Nº 1.- Coordenadas geográficas, elevación (msnm), y tipo de superficie de las casas empleadas para el estudio comparativo de dos métodos de colecta para anofelinos (Cebo Humano (CH) y Trampas de Luz (CDC)), en la localidad de Munichis, Yurimaguas, Loreto, Perú.

Casas por Barrios Coordenadas geográficas Elevación Tipo de (msnm) Superficie

Con cebo Humano

San Juan (casa 1) 5º 53´ 30.9´´ LS; 76º 13´ 45.7´´LW 152 Madera


Santa Rosa (casa 1) 5º 53´ 42.6´´ LS; 76º 13´ 32´´LW 150 Madera

Santa Rosa (casa 2) 5º 53´ 37.4´´ LS; 76º 13´ 49.6´´LW 158 Madera

Central (casa 1) 5º 53´ 35´´ LS; 76º 14´ 01.6´´LW 148 Madera

Central (casa 2) 5º 53´ 42.5´´ LS; 76º 13´ 55.8´´LW 153 Madera

San Antonio (casa 1) 5º 53´ 42.9´´ LS; 76º 14´ 0.16´´LW 158 Pona

San Antonio (casa 2) 5º 53´ 43.5´´ LS; 76º 14´ 05.7´´LW 151 Topa

Florida (casa 1) 5º 53´ 53.4´´ LS; 76º 14´ 09´´LW 156 Adobe

Con trampas de luz(CDC)


San Juan (casa 2) 5º 53´ 25.2´´ LS; 76º 13´ 47.9´´LW 145 Pona

Santa Rosa (casa 1) 5º 53´ 42.4´´ LS; 76º 13´ 32.2´´LW 152 Madera

Santa Rosa (casa 2) 5º 53´ 36.5´´ LS; 76º 13´ 50.7´´LW 159 Topa

Central (casa 1) 5º 53´ 35.7´´ LS; 76º 13´ 59.2´´LW 146 Madera

Central (casa 2) 5º 53´ 40.9´´ LS; 76º 13´ 57´´LW 153 Madera



Florida (casa 1) 5º 53´ 53.2´´ LS; 76º 14´ 08.7´´LW 157 Adobe


35

Tabla Nº 2.- Mosquitos colectados por cebos humanos y por trampas de luz CDC en el Intra y Peri-domicilio, Enero a Junio del 2005, en la localidad de Munichis, Yurimaguas, Loreto, Perú.

Cebo Humano Trampas de luz CDCEspecies de I P T I P T TotalAnopheles

benarrochi 3011 4107 7118 376 441 817 7935rangeli 90 126 216 132 331 463 679konderi 112 203 315 1 54 55 370triannulatus 38 67 105 83 100 183 288strodei 12 18 30 0 0 0 30forattinii 1 3 4 0 3 3 7mattogrossensis 0 0 0 0 4 4 4shannoni 0 1 1 0 0 0 1nuñeztovari 0 1 1 0 0 0 1Total 3264 4526 7790 592 933 1525 9315

I = Intra-domicilio. P = Peri-domicilio. T = Total.


36

Tabla Nº 3a.- Matriz de correlación de Pearson entre la abundancia de especies de mosquitos colectados en cebos humanos y Trampas de Luz CDC, en el intra-domicilio y peri-domicilio durante el periodo 2005 en la localidad de Munichis, Yurimaguas, Loreto, Perú.

SignificanciaACH-I ACH-P ACDC-I ACDC-P

Correlación ACH-I − 0,00 0,00 0.01de Pearson ACH-P 1.00** − 0,00 0.01

ACDC-I 0.93** 0.93** − 0,00ACDC-

P 0.78* 0.78* 0.94**−

Tabla Nº 3b.- Matriz de correlación de Pearson entre el número de mosquitos colectados en cebos humanos y Trampas de Luz CDC, en el intra-domicilio y peri-domicilio durante el periodo 2005, en la localidad de Munichis, Yurimaguas, Loreto, Perú.

SignificanciaCH-I CH-P CDC-I CDC-P

Correlación CH-I − 0,00 0,00 0,00de Pearson CH-P 0.81** − 0.01 0,00

CDC-I 0.49** 0.32** − 0,00CDC-P 0.65* 0.56* 0.55** −

ACDC-I = Abundancia de especies de anofelinos capturados en trampas de luz CDC intra-domicilio durante todo el periodo de evaluación.

ACH-I = Abundancia de especies de anofelinos capturados en cebos humanos intra-domicilio durante todo el periodo de evaluación.

ACDC-P = Abundancia de especies de anofelinos capturados en trampas de luz CDC Peri-domicilio durante todo el periodo de evaluación.

ACH-P = Abundancia de especies de anofelinos capturados en cebos humanos Peri-domicilio durante todo el periodo de evaluación.

CDC-I = Número de especies de anofelinos capturados en trampas de luz CDC intra-domicilio en 12 horas, durante tres días de evaluación.

CH-I = Número de especies de anofelinos capturados en cebos humanos intra-domicilio en 12 horas, durante tres días de evaluación.

CDC-P = Número de especies de anofelinos capturados en trampas de luz CDC peri-domicilio en 12 horas, durante tres días de evaluación.

CH-P = Número de especies de anofelinos capturados en cebos humanos peri-domicilio en 12 horas, durante tres días de evaluación.

** = Correlación es significativa a un nivel de 0.01.


37

Tabla Nº 4.- Variación en el número de anofelinos capturados por cebo humano y por trampas de luz CDC en el intra y peri-domicilio, (a) 12 h durante tres días de evaluación en el periodo de Enero a Junio del 2005, y entre casas de los barrios de la localidad de Munichis, Yurimaguas, Loreto, Perú.

Mes de colecta CH-I CDC-I CH-P CDC-P TºC HR

(X ± DE) Sig. (X ± DE) Sig. (X ± DE) Sig. (X ± DE) Sig.

Enero 101,77 ± 81,22 b 8,33 ± 9,47 a 134,33 ± 103 b 11,77 ± 11,76 ab 25,2ab 86,9a

Febrero 42,66 ± 36,65 ab 7,66 ± 7,95 a 54,66 ± 40,98 ab 8,00 ± 10,13 ab 27,5b 86,7a

Marzo 72,77 ± 46,99 ab 17,33 ± 12,13 a 92,00 ± 56,75 ab 22,22 ± 15,30 ab 25,5ab 81b

Abril 69,00 ± 82,42 ab 16,22 ± 13,10 a 67,88 ± 40,98 ab 29,22 ± 31,23 b 25,3ab 86,9a

Mayo 67,66 ± 43,12 ab 10,00 ± 6,34 a 139,55 ± 100 b 24,77 ± 20,75 ab 24,6ab 82,9b

Junio 8,77 ± 5,60 a 5,66 ± 2,87 a 14,55 ± 9,93 a 7,66 ± 3,61 a 25,8ab 85,4a

F 2,85 2,40 4,59 2,46 2,49 2,87

Sig. 0,02 0,05 0,002 0,04 0,04 0,02

Barrios CH-I CDC-I CH-P CDC-P

(X ± DE) Sig. (X ± DE) Sig. (X ± DE) Sig. (X ± DE) Sig.

Florida - Casa 1 98,66 ± 66,02 a 98,66 ± 66,02 a 142,33 ± 108 a 33,33 ± 20,84 ab

San Antonio

Casa 1 67,00 ± 82,74 a 67,00 ± 82,74 a 77,66 ± 63,88 a 17,66 ± 11,97 ab

San Antonio

Casa 2 82,83 ± 48,81 a 82,83 ± 48,81 a 87,66 ± 51,20 a 20,83 ± 7,52 ab

Central-Casa 1 44,33 ± 44,74 a 44,33 ± 44,74 a 75,00 ± 68,34 a 5,33 ± 3,01 a

Central-Casa 2 42,66 ± 26,50 a 42,66 ± 26,50 a 148,00 ± 136 a 10,33 ± 7,03 ab

Santa Rosa

Casa 1 109,16 ± 105 a 109,16 ± 105 a 33,00 ± 20,89 a 32,00 ± 39,83 b

Santa Rosa

Casa 2 23,00 ± 14,46 a 23,00 ± 14,46 a 42,33 ± 47,33 a 10,50 ± 13,12 abSan Juan-Casa 1 20,66 ± 11,52 a 20,66 ± 11,52 a 80,16 ± 52,84 a 4,00 ± 2,82 aSan Juan-Casa 2 57,66 ± 43,71 a 57,66 ± 43,71 a 83,83 ± 78,10 a 21,50 ± 15,69 ab

F 1,77 1,47 1,65 2,29

Sig. 0,11 0,19 0,14 0,04

Letras iguales en una misma columna indican que los promedios son estadísticamente iguales. Sig.= Probabilidad. X= Promedio; DE = Desviación estándar.

CDC-I = Nº de anofelinos capturados en trampas de luz CDC intra-domicilio en 12 h durante tres días de evaluación.

CH-I = Nº de anofelinos capturados en cebos humanos intra-domicilio en 12 h durante tres días de evaluación.

CDC-P = Nº de anofelinos capturados en trampas de luz CDC, peri-domicilio en 12 h durante tres días de evaluación.

CH-P = Nº de anofelinos capturados en cebos humanos, peri-domicilio en 12 h durante tres días de evaluación.


38

Tabla Nº 5.- Resumen del análisis de componentes principales (CP) de los parámetros físicos y entomológicos.

Parámetros CP1 CP2 CP3 CP4Eigenvalue 11,71 6,32 2,27 1,96

% de la varianza 50,92 27,48 9,90 8,55

IPA 0,735 -0,575 -0,023 -0,324Temperatura -0,71 0,21 -0,11 0,38IPHN-SJ-1 0,77 -0,42 -0,32 -0,30IPHN-SJ-2 0,93 0,02 -0,22 -0,23IPHN-C-2 0,78 -0,46 -0,38 -0,12

IPHN-SR-1 0,76 -0,61 0,13 -0,08IPHN-SR-2 0,98 0,12 -0,07 -0,06IPHN-PT 0,93 0,35 -0,08 0,01

CH-I 0,86 0,43 0,16 0,19CH-P 0,92 0,26 -0,23 -0,09

CDC-P 0,71 -0,55 0,43 0,00A-b.-CH-I 0,87 0,43 0,11 0,19A-b.-CH-P 0,91 0,27 -0,27 -0,09A.r.-CDC-P 0,66 -0,39 0,55 -0,27A.b.-CDC-P 0,67 -0,54 0,20 0,44

HR -0,38 0,61 0,51 -0,35IPHN-F 0,57 0,78 0,07 0,15

IPHN-SA-1 0,45 0,86 -0,03 0,13IPHN-SA-2 0,42 0,71 -0,11 0,37IPHN-C-1 0,45 0,87 -0,12 -0,04A.r.-CDC-I 0,31 0,43 0,82 -0,14

CDC-I 0,53 -0,44 0,46 0,55A-b.-CDC-I 0,30 -0,58 -0,17 0,72

Los valores más altos en cada componente para cada variable son mostardos en negrita

Temp.= Temperatura; HR = Humedad Relativa; IPHN -F= Índice de Picadura Hombre Noche - barrio Florida; IPHN-SA-1= Índice de Picadura Hombre Noche - barrio San Antonio Casa 1; IPHN-SA-2: Índice de Picadura Hombre Noche - barrio San Antonio Casa 2; IPHN-SJ-1: Índice de Picadura Hombre Noche - barrio San Juan Casa 1;IPHN-SJ-2: Índice de Picadura Hombre Noche - barrio San Juan Casa 2; IPHN-C-1: Índice de Picadura Hombre Noche - barrio Central -Casa 1; IPHN-C-2: Índice de Picadura Hombre Noche -barrio Central Casa 2; IPHN-SR-1: Índice de Picadura Hombre Noche - barrio Santa Rosa Casa 1; IPHN-SR-2: Índice de Picadura Hombre Noche - barrio Santa Rosa Casa 2; IPHN -T = Índice de Picadura Hombre Noche Total; CH-I = Nº de anofelinos en Cebo Humano intra-domiciliario;CDC -I = Nº de anofelinos en Trampas de Luz CDC - Intra-domiciliario;CH-P = Nº de anofelinos en Cebo Humano Peri-domiciliario; CDC -P = Nº de anofelinos en Trampas de Luz CDC - Peri-domiciliario; CH -I An. benarrochi = Nº de Anopheles benarrochi en cebo humano intra-domiciliario en 12 h durante tres días de evaluación; CH -P An. benarrochi = Nº de An. benarrochi en cebo humano Peri-domiciliario en 12 h durante tres días de evaluación.

CH-I An rangeli= Nº de Anopheles rangeli en cebo humano intra-domiciliario en 12 horas durante tres días de evalución; CH-P An rangeli= Nº de Anopheles rangeli en cebo humano peri-domiciliario en 12 horas durante tres días de evalución; CDC -I An benarrochi= Nº de An. benarrochi capturados en trampas de luz CDC intra-domiciliario en 12 h durante tres días de evaluación; CDC -P An benarrochi = Nº de An. benarrochi capturados en trampas de luz CDC peri-domiciliario en 12 h durante tres días de evaluación


39

Tabla Nº 6.- Comparación entre la estación lluviosa y seca para parámetros físicos y entomológicos en al localidad de Munichis, Yurimaguas, Loreto, Perú.

Parámetros Estación Estación t Sig.Lluviosa Seca

IPA 13,0 17,6 1,15 0,31Temperatura 26,1 25,2 1,04 0,35

HR 84,8 85,1 0,08 0,93IPHN-F 53,1 22,3 1,39 0,23

IPHN-SA-1 36,9 9,5 1,58 0,18IPHN-SA-2 38,9 15,4 2,74 0,06IPHN-SJ-1 7,5 13,0 0,64 0,55IPHN-SJ-2 22,3 23,5 0,08 0,93IPHN-C-1 29,0 10,4 1,30 0,26IPHN-C-2 16,6 20,8 0,39 0,71

IPHN-SR-1 28,9 54,6 0,84 0,44IPHN-SR-2 10,2 9,0 0,25 0,81IPHN-PT 27,1 19,8 0,64 0,55

CH-I 72,4 48,4 0,91 0,41CH-P 93,6 73,9 0,45 0,67CDC-I 11,1 10,6 0,11 0,91CDC-P 13,9 20,5 0,84 0,45

A-b.-CH-I 605 398 0,93 0,40A-b.-CH-P 773 592 0,49 0,64A.r.-CDC-I 20,6 23,3 0,18 0,86A.r.-CDC-P 38,6 71,6 1,24 0,28A-b.-CDC-I 73,0 52,3 0,55 0,61A.b.-CDC-P 73,3 73,6 0,01 0,99

IPA = Índice Parasitario Anual; Temp.= Temperatura; HR= Humedad Relativa; IPHN-F= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio Florida; IPHN -SA-1= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio San Antonio, casa 1; IPHN -SA-2 = Índice de Picadura Hombre Noche, barrio San Antonio, casa 2; IPHN -SJ-1= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio San Juan, casa 1; IPHN -SJ-2= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio San Juan, casa 2; IPHN -C-1= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio Central, casa 1; IPHN -C-2= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio Central, casa 2; IPHN -SR-1= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio San Rosa, casa 1; IPHN -SR-2= Índice de Picadura Hombre Noche, barrio San Rosa, casa 2; IPHN-PT= Índice de Picadura Hombre Noche, Promedio Total; CH -I= Nº de anofelinos capturados con cebo humano, intra-domiciliario; CH -P= Nº de anofelinos capturados con cebo humano, peri-domiciliario; CDC -I = Nº de anofelinos capturados en trampas de luz CDC, intradomiciliario; CDC -P = Nº de anofelinos capturados en trampas de luz CDC, peridomiciliario.

CH-I An benarrochi = Nº de Anopheles benarrochi en cebo humano intra-domiciliario, en 12 horas, durante tres días de evaluación; CH-P An benarrochi = Nº de Anopheles benarrochi en cebo humano, peri-domiciliario, en 12 horas, durante tres días de evaluación; CH-I An rangeli= Nº de Anopheles rangeli en cebo humano intra-domiciliario en 12 horas durante tres días de evaluación; CH-P An rangeli= Nº de Anopheles rangeli en cebo humano peri-domiciliario en 12 horas durante tres días de evaluación; CDC -I Anbenarrochi en trampas de luz CDC intradomiciliario en 12 horas durante tres días de evaluación; CDC -P An benarrochi en trampas de luz CDC peridomiciliario en 12 horas durante tres días de evaluación;.


40

Tabla Nº 7:- Ecuaciones de regresión válidas para estimar las capturas de anofelinos en cebos humanos a partir de las trampas de luz CDC, en el intra y peri-domicilio, en 12 horas, durante tres días de evaluación en la localidad de Munichis, Yurimaguas, Alto Amazonas, Loreto, Perú.

Modelo Ecuación de regresiónValores de F, Sig. y R2

I CHI = 27,47 + 3,03 (CDCI) F = 16,85;(Lineal) Sig. = 0,000;

R2 = 0,25;II CHI = 39,53 + 0,24 (CDCI) + 0,08 (CDCI)2 F = 8,96;

(Cuadrático) Sig. = 0,000;

R2 = 0,26;III CHI = 27,60 + 5,31 (CDCI) - 0,34(CDCI)2 + 0,0088 (CDCI)3 F = 6,20;

(Cúbico) Sig. = 0,001;

R2 = 0,27.I CHP = 43,30 + 2,34 (CDCP) F = 24,93;

(Lineal) Sig.= 0,000;

R2 = 0,32.

II CHP = 30,45 + 3,92 (CDCP) - 0,02 (CDCP)2 F = 13,82;(Cuadratico) sig. = 0,000;

R2 = 0,35.

IIICHP = 42,93 + 1,23 (CDCP) + 0,0693(CDCP)2 + 0,0007

(CDCP)3 F = 9,60;(Cúbico) Sig. = 0,000;

R2 = 0,36.CDC-I = Nº de anofelinos capturados en trampas de luz CDC intra-domicilio, en 12 h durante tres días de evaluación.

CH-I = Nº de anofelinos capturados en cebos humanos intra-domicilio, en 12 h durante tres días de evaluación.

CDC-P = Nº de anofelinos capturados en trampas de luz CDC peri-domicilio, en 12 h durante tres días de evaluación.

CH-P = Nº de anofelinos capturados en cebos humanos peri-domicilio, en 12 h durante tres días de evaluación.

F = Estadístico de Fisher. Sig. = Significancia. R2 = Coeficiente de determinación. n = 54


41

Tabla Nº 8.- Mosquitos analizados por ELISA, para detectar la proteína CS de Plasmodium falciparum, P. vivax 210 and P.v 247, CPM de Munichis, Yurimaguas, Alto Amazonas, Loreto, Perú.

Especies de Anopheles Tipo de Número de CS proteínaColección mosquitos Pv 247

An benarrochi Cebo humano 6885"pool" (1) positivo

An benarrochiCDC trampas de luz 429

An konderi Cebo humano 123

An konderiCDC trampas de luz 13

An rangeli Cebo humano 256

An rangeliCDC trampas de luz 163

An triannulatus Cebo humano 51

An triannulatusCDC trampas de luz 54

An strodei Cebo humano 4An nuñeztovari Cebo humano 1An mattogrossensis Cebo humano 1

An mattogrossensisCDC trampas de luz 1

An forattinnii Cebo humano 2

An forattinniiCDC trampas de luz 1

Total 7984

CE= Circumesporozoito.Pf= Plasmodium falciparum. Pv= Plasmodium vivax.


42

Tabla 9. Catalogación de los niveles de densidad anofelina adulta mediante el índice decolecta manga noche (ICMN), estimados mediante las ecuaciones de regresión propuestas.

Densidad Anophelina IPHN ICMNMuy alta > 1000 >375Alta 500 a 1000 180-375Mediana 100 a 500 35-180Baja 10 a 100 3 a 35Muy baja 1 a 10 1 a 2Negativa 0 0IPHN = Índice picadura hombre noche.ICMN= Índice de colecta manga noche.

Tabla 10. Índices de diversidad alfa de la fauna anophelina.

Índices CH-I CH-P CDC-I CDC-P

Pielou, J' 0,19 0,21 0,65 0,62

Berger-Parker, d 0,92 0,91 0,63 0,47

Simpson, C 0,86 0,83 0,48 0,37

Shannon-Wiener, H' 0,16 0,19 0,39 0,52

Riqueza específica 7 8 4 7

Margalef, D 0,74 0,83 0,47 0,87

CH-I = cebo humano Intradomiciliario. CH-P= cebo humano peridomiciliario.

CDC-I= trampa de luz CDC Intradomiciliario. CDC-P= trampa de luz CDC Peridomiciliario.

Tabla 11. Diversidad beta de similaridad empleando el índice de Sörensen cuantitativo

Indice de Sörensen cuantitativo (IScuantitativo)

CH-I CH-P CDC-I CDC-PCH-I -CH-P 89,93 -CDC-I 55,17 52,83 -CDC-P 62,81 60,73 78,60 -

CH-I = cebo humano Intradomiciliario. CH-P= cebo humano peridomiciliario.

CDC-I= trampa de luz CDC Intradomiciliario. P-CDC-P= trampa de luz CDC Peridomiciliario.

Documents

ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA ... · ESTUDIO COMPARATIVO DE DOS MÉTODOS DE COLECTA PARA ANOPHELINOS (CEBO HUMANO Y TRAMPA DE LUZ “CDC”), ... VIII Materiales