Estudo sistemático da composição química das fibras de ... theses/2007...O estudo da composição química das fibras, quer de madeiras quer de plantas herbáceas, utilizadas na

EEssttuuddoo ssiisstteemmááttiiccoo ddaa ccoommppoossiiççããoo qquuíímmiiccaa

ddaass ff iibbrr aass ddee AArruunnddoo ddoonnaaxx ee aa ssuuaa

eevvoolluuççããoo dduurr aannttee aa pprr oodduuççããoo ddee ppaassttaa ddee

ppaappeell aattrr aavvééss ddoo pprr oocceessssoo oorr ggaannoossoollvv

Dora Salomé Correia Coelho

(nº mec.: 25161)

DDeeppaarrttaammeennttoo ddee QQuuíímmiiccaa 22000055//22000066

Instituto de Recursos Naturales y Agrobiología de Sevilla

Universidade de Aveiro

Abreviaturas Arundo donax

Universidade de Aveiro I

AAAAAAAABBBBBBBBRRRRRRRREEEEEEEEVVVVVVVVIIIIIIIIAAAAAAAATTTTTTTTUUUUUUUURRRRRRRRAAAAAAAASSSSSSSS

λ: Comprimento de onda

δ: Desvio químico

η: Rendimento

εmax: Absortividade molar ao comprimento de onda de absorção máxima

A: Absorvância

AQ: Antraquinona

Ar : Anel aromático

BSTFA: N,O-bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida

GC: Cromatografía gasosa

CSIC: Consejo Superior de Investigaciones Científicas

Da: dalton

Dmax: Absortividade específica ao comprimento de onda de absorção máxima

DMSO: Dimetilsulfóxido

FID : Detector de ionização de chama

G: Unidades do tipo guaiacilo (derivado do álcool coniferílico)

GC: Cromatografia de gases

GC/FID : Cromatografia de gás com detector FID

GC/MS: Cromatografia de gás/espectrometria de massa

GPC: Cromatografia de exclusão molecular

GSH: Tipo de lenhina com unidades p-hidroxifenilo, guaiacilo e seringilo

H: Unidades do tipo p-hidroxifenilo (derivado do álcool p-cumarílico)

H:G:S: Proporção entre unidades p-hidroxifenilo, guaiacilo e seringilo

ICP-OES: Espectrometria de emissão óptica com plasma acoplado indutivamente

Abreviaturas Arundo donax

Universidade de Aveiro II

IRNAS: Instituto de Recursos Naturales y Agrobiología de Sevilla

IV : Espectrofotometria de infravermelho

LDf : lenhina dioxano fibra

LDp : lenhina dioxano da pasta

MS: Espectrometria de massa

M W: Peso molecular médio

MWL : “Milled Wood Lignin”

m/z: Relação massa carga (em espectrometria de massa)

OHal: Teor de grupos hidroxilo alifáticos

OHfen: Teor de grupos hidroxilo fenólicos

OME : Grupo metoxilo

Py: Pirólise

Py-GC/MS: Pirólise acoplada a GC/MS

RMN 1H: Ressonância magnética nuclear de protão

S: Unidades do tipo siringilo (derivado do álcool sinapílico)

S/G: Razão seringilo/guaiacilo

Soda-AQ: Processo com soda na presenta de antraquinona

SPE: Extracção em fase sólida

TMS: Trimetilsililo

UV: Espectrofotometria de ultravioleta

Resumo Arundo donax

Universidade de Aveiro III

RRRRRRRREEEEEEEESSSSSSSSUUUUUUUUMMMMMMMMOOOOOOOO

O papel é obtido por compressão de uma pasta de fibras celulósicas derivadas de madeira ou de

outras plantas fibrosas, das quais se separam previamente a lenhina e outros componentes não

celulósicos através de processos químicos ou mecânicos [1]. As civilizações mais antigas usavam

materiais como papiro, palha de cereais e bambu na produção de papel, mas devido à sua

disponibilidade, factores económicos e avanços técnicos, a madeira tornou-se a maior fonte de fibras

[2]. Nas últimas décadas, as plantas anuais de crescimento rápido têm recebido de novo uma atenção

particular como fontes alternativas de fibras madeireiras [3]. Este interesse deve-se à sobreprodução

de culturas agrícolas em alguns países, e à crescente preocupação em adoptar outros tipos de

matéria-prima, mais baratas, de modo a evitar a gradual desflorestação consequência do aumento

progressivo de consumo de madeira. Neste sentido, várias pesquisas têm sido realizadas na Europa e

na América do Norte, sendo as espécies promissoras para obtenção de fibras pertencentes à família

Graminae, Leguminosae e Malvaceae. As gramíneas e outras monocotiledóneas, o linho e o

cânhamo, são as que têm recebido mais atenção [1].

O estudo da composição química das fibras, quer de madeiras quer de plantas herbáceas,

utilizadas na indústria celulósica tem um papel muito importante, uma vez que as propriedades da

matéria-prima afectam a qualidade e uso do produto final [1]. Entre os constituintes principais estão

a celulose, um homopolímero linear constituído por unidades de D-glucopiranose unidas por ligações

glucosídicas β(1-4); as hemiceluloses, que são um conjunto de polissacarídeos não celulósicos; a

lenhina, um heteropolímero aromático constituído por unidades de fenilpropano, que confere rigidez

à parede celular e mantém as células unidas; e um conjunto de constituintes menores que incluem

uma grande variedade de compostos inorgânicos (cinzas) e orgânicos (extractáveis) [2,4,5]. Esta

última fracção, representada por compostos com baixo peso molecular, pode originar depósitos de

matéria orgânica (normalmente designados pitch) em vários pontos do processo (circuitos,

equipamentos, produto final), acarretando consequentemente problemas como níveis baixos de

produção, aumento dos custos de operação e reduzida qualidade do produto [2,5,6,7,8,9,10].

O presente trabalho, realizado entre o Departamento de Química-Universidade de Aveiro e o

IRNAS-Universidad de Sevilla (CSIC), tem como objectivo o estudo da composição química do

Arundo donax, gramínea vulgarmente conhecida como cana, de modo a ter-se um conhecimento

mais aprofundado da composição química desta planta herbácea para uma potencial aplicação na

Resumo Arundo donax

Universidade de Aveiro IV

indústria papeleira. A abordagem seguida tenta englobar as competências de ambos os grupos

envolvidos, tornando esta experiência o mais enriquecedora possível do ponto de vista da formação

técnico-científica.

A análise da composição química de uma fibra é fundamental para que esta seja reconhecida

como matéria-prima alternativa para a produção de pasta celulósica, permitindo a orientação dos

processos e tratamentos preliminares. A análise da respectiva pasta crua também se torna importante,

na medida que se pode comparar as composições químicas e averiguar se o processo foi eficaz, por

exemplo, em relação à lenhina. As amostras utilizadas neste trabalho, ambas fornecidas pela

Universidade de Huelva (Espanha), foram o caule (nós e internós) da cana e a pasta obtida pelo

processo organosolv (utilizando etanol a 60%, durante 130 minutos a 200 ºC).

Para uma melhor compreensão do estudo, dividiu-se o trabalho experimental em duas partes: na

primeira, abordar-se-à a caracterização química geral das amostras, incluindo a análise de lípidos por

GC/MS, de polissacarídeos e de metais pesados; enquanto que na segunda, faz-se uma caracterização

estrutural da lenhina dioxano através de métodos espectroscópicos (RMN de 1H, FTIR e UV),

análise funcional (grupos metoxilo, grupos carbonilo e carboxilo), análise elementar, análise de

açúcares, determinação da massa molecular (GPC) e pirólise.

Índice Geral Arundo donax

Universidade de Aveiro V

ÍÍ NNDDII CCEE GGEERRAALL

ABREVIATURAS ................................................................................................................................................................................................................................................................II

RESUMO ......................................................................................................................................................................................................................................................................................II II II

ÍNDICE GERAL ................................................................................................................................................................................................................................................................ VV

PARTE I - INTRODUÇÃO GERAL ................................................................................................................................................................................................ 22

1. CONSIDERAÇÕES GERAIS SOBRE A INDÚSTRIA DA PASTA DE PAPEL ............................................ 2

2. FONTES DE FIBRA PARA A PRODUÇÃO DE PASTA DE PAPEL.......................................................... 2

2.1. Fibras provenientes de madeiras ............................................................................................ 2

2.1.1. Madeira de resinosas ....................................................................................................... 3

2.1.2. Madeira de folhosas ........................................................................................................ 3

2.2. Fibras provenientes de materiais lenhosos ............................................................................. 4

2.2.1. Arundo donax.................................................................................................................. 5

3. COMPOSIÇÃO QUÍMICA GENÉRICA DAS PLANTAS (FONTES DE FIBRAS CELULÓSICAS) ............... 6

3.1. Componentes macromoleculares............................................................................................ 7

3.1.1. Polissacarídeos ................................................................................................................ 7

Celulose................................................................................................................................. 7

Hemiceluloses ....................................................................................................................... 9

3.1.2. Lenhina.......................................................................................................................... 10

3.2. Componentes de baixo peso molecular................................................................................ 12

3.2.1. Extractáveis ................................................................................................................... 13

Compostos alifáticos ........................................................................................................... 14

Terpenos e Terpenóides ...................................................................................................... 14

Compostos fenólicos ........................................................................................................... 17

3.2.2. Componentes inorgânicos ............................................................................................. 19

4. PRODUÇÃO DE PASTA DE PAPEL.................................................................................................. 20

4.1. Diferentes métodos de obtenção de pastas........................................................................... 20

4.1.1. Pastas mecânicas ........................................................................................................... 20

4.1.2. Pastas químicas ............................................................................................................. 21

Processo com soda .............................................................................................................. 21

Processo kraft ou ao sulfato ................................................................................................ 21

Processo com sulfito ácido.................................................................................................. 22


Universidade de Aveiro VI

4.1.3 Pastas químico-mecânicas.............................................................................................. 22

4.2. Processo orgnosolv............................................................................................................... 22

4.3. Processo de branqueamento da pasta ................................................................................... 23

PPAARRTTEE II II - CCAARRAACCTTEERRII ZZAAÇÇÃÃOO QQUUÍÍ MM II CCAA DDOO AARRUUNNDDOO DDOONNAAXX ........................................................................ 2255

1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................................... 26

1.1. Métodos de análise e caracterização da fracção de extractáveis .......................................... 28

1.2.1. Extracção e separação ................................................................................................... 28

1.2.2. Análise de extractos ...................................................................................................... 30

Cromatografia de gás e Espectrometria de massa (GC/MS)............................................... 30

Métodos de derivatização.................................................................................................... 31

2. MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................................................. 32

2.1. Amostras............................................................................................................................... 32

2.2. Isolamento de extractáveis ................................................................................................... 33

2.3. Análise da fracção de extractáveis por GC e GC/MS .......................................................... 33

2.4. Fraccionamento da fracção de extractáveis por extracção em fase sólida (SPE)................. 34

2.5. Determinação da fracção hidrossolúvel ............................................................................... 35

2.6. Determinação da lenhina Klason ou lenhina ácido insolúvel .............................................. 35

2.7. Análise da composição da fracção de hidratos de carbono.................................................. 35

2.8. Análise de ácidos urónicos na fibra...................................................................................... 36

2.9. Análise de metais pesados por espectrometria de emissão por plasma (ICP-OES)............. 37

2.10. Determinação do conteúdo de cinzas ................................................................................. 37

3. RESULTADOS ............................................................................................................................... 38

3.1. Determinação de catiões metálicos ...................................................................................... 39

3.2. Composição química de hidratos de carbono....................................................................... 40

3.3. Composição química da fracção de extractáveis.................................................................. 41

3.2.1. Hidrocarbonetos ............................................................................................................ 47

3.2.2. Ácidos gordos................................................................................................................ 47

3.2.3. Álcoois gordos............................................................................................................... 49

3.2.4. Aldeídos ........................................................................................................................ 50

3.2.5. Esteróis livres e esterificados ........................................................................................ 51

3.2.6. Cetonas esteroidais........................................................................................................ 54

3.2.7. Hidrocarbonetos Esteroidais ......................................................................................... 55


Universidade de Aveiro VII

3.2.8. Ceras.............................................................................................................................. 56

3.2.9. Glicerídeos .................................................................................................................... 57

Monoglicerídeos.................................................................................................................. 57

Diglicerídeos ....................................................................................................................... 59

PPAARRTTEE II II II - CCAARRAACCTTEERRII ZZAAÇÇÃÃOO EESSTTRRUUTTUURRAALL DDAASS LL EENNHHII NNAASS ...................................................................... 6611

1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................................... 62

1.1. Métodos de análise estrutural de lenhinas............................................................................ 63

1.1.1. Métodos de extracção de lenhina .................................................................................. 63

1.2.2. Métodos espectroscópicos na caracterização de lenhina............................................... 63

Caracterização estrutural de lenhinas por RMN de 1H....................................................... 64

Caracterização estrutural de lenhinas por UV..................................................................... 65

Caracterização estrutural de lenhinas por FTIR.................................................................. 65

1.2.2. Métodos clássicos na análise funcional de lenhina ....................................................... 66

1.2.3. Caracterização de polissacarídeos na lenhina isolada ................................................... 68

1.2.4. Determinação da massa molecular da lenhina .............................................................. 68

1.2.5. Pirólise-cromatografía de gases-espectrometria de massa (Py-GC/MS) na análise de

lenhina ..................................................................................................................................... 69

2. MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................................................. 70

2.1. Remoção de proteínas .......................................................................................................... 70

2.2. Isolamento da lenhina dioxano............................................................................................. 70

2.3. Análise de açúcares neutros na lenhina isolada................................................................... 70

2.4. Determinação do peso molecular por GPC – Gel Permeation Chromatography................. 70

2.5. Análise elementar................................................................................................................. 71

2.6. Obtenção dos espectros de UV/Vis...................................................................................... 71

2.7. Obtenção dos espectros de infravermelho............................................................................ 71

2.8. Análise da composição química da lenhina por pirólise – cromatografia de gases/

espectrometria de massa (Py-GC/MS) ........................................................................................ 71

2.9. Análise de grupos metoxilo em lenhinas.............................................................................. 71

2.10. Análise do teor de grupos carboxilo em lenhinas .............................................................. 72

2.11. Análise do teor de grupos carbonilo em lenhinas .............................................................. 72

2.12. Obtenção dos espectros de RMN 1H da lenhina................................................................ 73

3. RESULTADOS ............................................................................................................................... 74


Universidade de Aveiro VIII

3.1. Obtenção dos espectros de RMN 1H da lenhina.................................................................. 74

3.2. Caracterização por UV e IV das lenhinas extraídas............................................................. 76

3.3. Análise da composição química da lenhina por Py-GC/MS................................................ 78

3.4. Análise de açúcares neutros na lenhina isolada................................................................... 83

3.5. Determinação da fórmula média de uma unidade C9 .......................................................... 84

3.6. Análise de grupos funcionais nas lenhinas isoladas............................................................. 84

3.7. Determinação do peso molecular por GPC.......................................................................... 85

PPAARRTTEE II VV - CCOONNCCLL UUSSÃÃOO GGEERRAALL ............................................................................................................................................................................................ 8866

PPAARRTTEE VV - RREEFFEERRÊÊNNCCII AASS ...................................................................................................................................................................................................................... 8888

Parte I Arundo donax


PPPPPPPPAAAAAAAARRRRRRRRTTTTTTTTEEEEEEEE IIIIIIII::::::::

IIIIIIIInnnnnnnnttttttttrrrrrrrroooooooodddddddduuuuuuuuççççççççããããããããoooooooo GGGGGGGGeeeeeeeerrrrrrrraaaaaaaallllllll

Parte I – Introdução Geral Arundo donax

Universidade de Aveiro 2

11.. CCoonnssiiddeerr aaççõõeess ggeerr aaiiss ssoobbrr ee aa iinnddúússttrr iiaa ddaa ppaassttaa ddee ppaappeell

Ao longo do tempo, o Homem, em diferentes regiões do mundo e com diferentes métodos e

matérias-primas, tentou expressar-se através da escrita. O papiro e o pergaminho foram os meios

mais famosos e semelhantes ao papel. O papel, tal como conhecemos hoje, teve origem na China,

por volta de 105 d.C., pela mão de T'sai Lun. As matérias-primas usadas eram trapos, fibras de

cânhamo, palha e erva, que eram molhadas e esmagadas em almofarizes de pedra de modo a separar

a fibra original, à qual se adicionavam extractos de agar e algas marinhas para as manter unidas e

conferir-lhes a impermeabilidade necessária [11,12].

Os processos tecnológicos e equipamentos para a produção de papel desenvolveram-se

lentamente ao longo dos séculos. As primeiras máquinas contínuas de produção de papel foram

patenteadas nos finais do século XIX, início do século XX. Entre 1844 e 1884, desenvolveram-se os

primeiros métodos, que implicavam a abrasão mecânica e a aplicação de tratamentos químicos à base

de soda, sulfitos e sulfatos, para a obtenção de pasta a partir de madeira, uma fonte de fibra mais

abundante que as usadas até aí. [12]. Em Portugal, a produção de papel teve início em finais do

século XIV, no entanto, as primeiras fábricas só apareceram no início do século XVIII. Este foi o

primeiro país a produzir pastas químicas de eucalipto: ao sulfito em 1923 e ao sulfato em 1957 [13].

22.. FFoonntteess ddee ff iibbrr aa ppaarr aa aa pprr oodduuççããoo ddee ppaassttaa ddee ppaappeell

A pasta de papel é o produto resultante da separação das fibras celulósicas de madeira ou de

outras plantas fibrosas por destruição ou debilitação das ligações que as mantêm unidas. Esta

constitui o produto intermédio dentro do processo global da transformação da madeira em papel

[14,15,16]. Segundo dados da FAO, em 1998, 55% das fibras para a produção de pasta de celulose

provinha de madeira virgem, tanto de árvores resinosas como de folhosas, 9% de fibras de plantas

arbustivas e herbáceas obtidas de cultivos ou de resíduos vegetais, e 16% de papel reciclado [17]. A

fonte de fibras, assim como o processo utilizado na obtenção de pasta, influencia as propriedades da

pasta, as quais por sua vez influenciarão amplamente as propriedades dos produtos finais [15].

2.1. Fibras provenientes de madeiras

Na produção de pastas celulósicas utilizam-se madeiras de árvores gimnospérmicas – resinosas –

e de árvores angiospérmicas dicotiledóneas – folhosas [2,4]. Uma vez que a composição química e a



morfologia variam entre os dois grupos, o tipo de madeira utilizado na produção de pasta é uma das

variáveis do processo de maior importância na qualidade do produto final [4]. Dentro de cada grupo,

também se observam diferenças dependentes da planta, assim como da zona de onde se retiram as

fibras, da localização geográfica, características do solo, entre outros, o que torna difícil a atribuição

de uma composição química geral precisa e definitiva.

2.1.1. Madeira de resinosas

As principais madeiras de resinosas ou coníferas usadas para a produção de pasta de papel são o

pinheiro, abeto e a picea. A estrutura destas madeiras é simples, constituída principalmente por

traqueídos que representam mais de 90% do volume da madeira. Os traqueídos são elementos

morfológicos longos (2-5mm), cuja função é o suporte mecânico, a condução de água e nutrientes.

De um modo geral é atribuída a designação de fibras aos traqueídos de madeira de resinosas. Outro

tipo de célula também presente é o parênquima, não fibroso, curto, podendo estar agrupado radial ou

longitudinalmente, e tem como função o armazenamento de nutrientes (Figura 1) [4].

Figura 1 Cortes observados por microscopia electrónica. A: traqueídos (tr) e parênquima (rp) de madeira de coníferas. B: vasos elementares (ve), fibras (fi) e o parênquima (rp) de madeira de folhosa [4].

2.1.2. Madeira de folhosas

A madeira de folhosas possui uma estrutura mais complexa, sendo constituída por células de

parede grossa com pequenos espaços ocos, tornando-se mais pesadas, e por um tecido lenhoso mais

compacto, oferecendo maior resistência e maior dificuldade de processamento [18].

A B

rp

tr

rp

ve

rp

f i



Os principais elementos constituintes da madeira de folhosas são as fibras, essencialmente do

tipo libriforme, com funções de suporte, e os vasos, com funções de condução. As proporções

relativas são 50% para fibras, 30% para os vasos e cerca de 20% para o parênquima (Figura 1). A

percentagem de parênquima, em volume, é superior na madeira de folhosas influenciando

principalmente as propriedades físicas da madeira e das pastas resultantes [4].

Embora haja uma grande diversidade de espécies folhosas, principalmente nas florestas tropicais,

apenas um pequeno número de espécies é amplamente usado na indústria de pasta e de papel. Em

Portugal, indústria de pasta e de papel consome essencialmente Eucalyptus globulus, uma folhosa de

crescimento rápido [2].

2.2. Fibras provenientes de materiais lenhosos

A informação mais antiga sobre o uso de espécies de plantas não madeireiras para o fabrico de

papel data 3000 a.C. no Egipto, onde o papiro era o material mais usado [1]. Em 1970, a capacidade

mundial de produção de pasta a partir de fibras lenhosas foi de apenas 6,7%; no entanto, ao longo

dos anos, verificou-se um aumento substancial atingindo-se 11,5% em 1998, valor que tenderá a

aumentar [19].

Fibras procedentes de plantas anuais como o cânhamo, kenaf, linho, juta, algodão; resíduos

agrícolas como a palha de trigo, milho, arroz, bagaço de cana e sisal; plantas herbáceas como pastos,

bambu, erva elefante, entre outras, têm sido estudadas com o objectivo de serem usadas na produção

de pasta de papel [17]. Estas fibras representam uma alternativa para países com poucos recursos

madeireiros e/ou para os que dispõesm de abundantes resíduos agrícolas ou cultivos de plantas

anuais [20]. Estes são principalmente países em vias de desenvolvimento, como a Índia, China e

alguns países latino-americanos [17]. A China destaca-se do resto, uma vez que cerca de 80% da

matéria-prima usada pela indústria papeleira deriva de plantas anuais [1,16], seguida pela Austrália

(55,3%) e pela Índia (48,7%). Nos países com recursos florestais abundantes, como os EUA e

Canadá, o uso deste tipo de fibras é muito baixo, sendo limitado à produção de papel de alto valor

acrescentado [16].

O uso de fibras de origem herbácea apresenta algumas vantagens, nomeadamente elevada taxa de

crescimento e adaptação a diferentes solos, menor conteúdo de lenhina e equivalente conteúdo de

celulose, o que facilita o processo de obtenção da pasta e de branqueamento [17,20,21]; no entanto,

também possui aspectos que limitam o seu uso, como dificuldades na recolha, transporte e

armazenamento [1,17], assim como a origem de papel de baixa qualidade [20,21].



A B

C D E

A B

C D E

Figura 2 Exemplos de plantas não madeireiras usadas na produção de pasta de papel: A – Cânhamo; B – Kenaf; C – Linho; D – Sisal; E – Arundo donax

2.2.1. Arundo donax

O Arundo donax, uma gramínea nativa da região Mediterrânica pertencente à família Poaceae

(ou Gramineae) [22], devido à sua fácil adaptabilidade a diferentes condições ecológicas, elevada

produtibilidade de biomassa e capacidade de cultura intensiva, combinadas com uma composição

química apropriada, é uma das espécies não madeireiras mais atractivas como fonte alternativa de

fibras para a indústria de pasta de papel [23,24,25]. Os estudos sobre a adaptação de Arundo donax

para a produção de papel começaram há cerca de 50 anos atrás [23].

Figura 3 Aspecto da planta Arundo donax.



O Arundo donax L., vulgarmente conhecido por cana gigante ou selvagem, é uma planta

monocotiledónea, perene, com uma estrutura tubular segmentada, semelhante ao bambu [3,23]. Esta

planta é nativa da Ásia, mas tornou-se parte da flora característica da região Mediterrânea, em países

como Portugal e Espanha [26], tendo sido levada para a Califórnia nos anos 80, onde é vista como

uma planta invasiva [22]. É considerada uma das maiores gramíneas, podendo atingir entre 2 a 8

metros de altura [25]. O seu rápido crescimento e a sua forte capacidade vegetativa permitem uma

rápida invasão de novas áreas e o domínio da vegetação local, não havendo actualmente métodos

eficazes para controlar esta espécie [27].

Esta planta possui um rizoma tuberculoso e cresce em tufos a partir da raiz [3]. Habitualmente é

encontrada em terrenos bastante húmidos ou muito próximos de água, formando uma zona de plantas

altas e muito densa [28]. Os colmos crescem a partir do rizoma, sendo ocos e divididos em partições

nos nós; podem atingir 1 a 4 cm de diâmetro e 2 a 7 mm de espessura e geralmente ramificam-se

durante o segundo ano de crescimento. Os nós variam em comprimento entre 12 a 30 cm, e a partir

destes surgem as folhas alternadas e visivelmente afiladas, com nervuras paralelas. A base das folhas

reveste o caule com as bainhas do pecíolo, habitualmente inteiro [22,27]. As flores brancas ou

apurpuradas nascem em grandes inflorescências (30 a 60 cm) semelhantes a plumas durante Março e

Setembro [27].

Como é suficientemente flexível e forte, o caule do Arundo donax é usado no fabrico de flautas

há mais de 5.000 anos. Também é usado como suporte para plantas trepadeiras ou videiras e como

canas de foguetes na indústria pirotécnica [22,29]. Além disso, como cresce muito rapidamente, pode

ser usado como biomassa para produzir energia, e como fonte de fibras para produção de pasta

celulósica e de papel [25]. No entanto, embora o comprimento das fibras seja favorável, da ordem

dos 1360 µm, o baixo teor destas (30% do caule) sugere que a produção de pasta celulósica e de

papel não será a melhor aplicação para esta espécie [29].

33.. CCoommppoossiiççããoo qquuíímmiiccaa ggeennéérr iiccaa ddaass ppllaannttaass ((ffoonntteess ddee ff iibbrr aass

cceelluullóóssiiccaass))

Os principais componentes do material lenho-celulósicos (Figura 4) são os polímeros

constituintes de todas as paredes celulares de materiais vegetais: celulose, hemicelulose e lenhina. Os

componentes orgânicos de baixo peso molecular são menos abundantes e de natureza química

variada [4]. De um modo geral, pode-se dizer que 40-50% (por vezes valores superiores)



corresponde à celulose, 10-30% à lenhina, 20 a 30% às hemiceluloses e uma pequena percentagem

aos extractáveis. O conteúdo de cinza é variável: na madeira é inferior a 1%, nas fibras não

madeireiras normalmente é um valor superior [17].

Material Lenho-celulósico

Componentes de baixo peso molecular

Compostos Orgânicos

Extractáveis

Componentes macromoleculares

LenhinaPolissacarídeos

Celulose Hemiceluloses

Compostos Inorgânicos

Cinzas

Material Lenho-celulósicoMaterial Lenho-celulósico

Componentes de baixo peso molecular

Compostos Orgânicos

Extractáveis

Componentes macromoleculares

LenhinaPolissacarídeos

Celulose Hemiceluloses

Compostos Inorgânicos

Cinzas

Figura 4 Esquema geral da composição química dos materiais lenhino-celulósicos [30].

Pelo facto de estarmos perante produtos naturais, a composição química e a quantidade de cada

componente da parede celular variam dependendo da espécie, da zona onde é retirada a amostra, do

estado de maturação e de factores ambientais (solo, clima, condições vegetativas, etc.). Outro factor

de discrepância entre os diferentes valores pode estar relacionado com a utilização de diferentes

métodos de determinação dos componentes [25,31].

3.1. Componentes macromoleculares

3.1.1. Polissacarídeos

Os polissacarídeos, juntamente com a lenhina, são responsáveis pela estrutura de suporte das

paredes celulares, e são constituídos por dois tipos de polímeros, conjuntamente designados por

holocelulose:

� Celulose

� Hemiceluloses

Celulose

A celulose é o constituinte maioritário dos materiais lenho-celulósicos e a base estrutural das

células vegetais, sendo portanto a substância natural mais importante, quer pela sua abundância quer

pelo seu aproveitamento tecnológico [17].



Este homopolissacarídeo é constituído por cadeias lineares de unidades β-D-glucopiranose, em

conformação de cadeira, unidas por ligações glucosídicas β(1-4) (Figura 5) [2,4,31]. A configuração

β só é possível pela rotação da unidade de glucose relativamente à anterior sobre o eixo C1-C4, pelo

que a unidade base da cadeia é a celobiose [4].

Figura 5 Estrutura da celulose (1→4 β-D-glucopiranose) [32].

As moléculas de celulose têm uma forte tendência para formar ligações de hidrogénio intra e

inter-moleculares [31], as quais influenciam a morfologia, rigidez, orientação, resistência e

reactividade das cadeias [19]. As ligações intra-moleculares estabelecem-se entre grupos hidroxilo

de glucoses adjacentes na mesma cadeia, sendo responsáveis pela sua rigidez. Por sua vez, as

ligações inter-moleculares devem-se à interacção entre grupos hidroxilos de cadeias adjacentes e são

responsáveis pela formação de estruturas primárias organizadas: fibrilas elementares [4,30]. As

fibrilas elementares agrupam-se constituindo a microfibrila, considerada a unidade fundamental da

parede celular. O conjunto de microfibrilas associadas origina fibrilas, que constituem as camadas

celulósicas da parede celular, e estas, por sua vez, organizam-se formando as fibras de celulose

(Figura 6) [4].

Unidade de celobiose



Figura 6 Representação esquemática da organização da celulose na parede da fibra [33].

As fibrilas contêm sequências alternadas de zonas cristalinas e zonas amorfas [17]. A estrutura

organizada, ou seja, a alta cristalinidade, deve-se às ligações de hidrogénio inter moleculares pelo

que as zonas amorfas, sendo o número de ligações menor que nas cristalinas e a acessibilidade aos

grupos hidroxilo maior, são mais fáceis de dissolver e mais reactivas [4]. O grau de organização da

celulose é variável, dependendo da idade da árvore, do tipo de tecido e localização.

As propriedades das fibras, como a rigidez e a densidade, estão relacionadas com o elevado grau

de ordem e cristalinidade da celulose [4]. A resistência do papel é devida em parte à resistência

individual das cadeias de celulose, que diminui se estas são degradadas [19].

Hemiceluloses

As hemiceluloses são heteropolissacarídeos que, como a celulose, têm a função de suporte nas

paredes celulares [19,31], além de desempenharem funções na regulação do crescimento e

desenvolvimento das plantas [34]. São constituídas por diferentes tipos de açúcares formando

cadeias mais curtas e com ramificações. Como possuem baixo grau de polimerização, tornam-se

relativamente fáceis de hidrolisar por ácidos.



Os açúcares presentes podem ser divididos em diferentes grupos, como pentoses (D-xilose, L-

arabinose), hexoses (D-glucose, D-manose, D-galactose), ácidos hexurónicos (ácido 4-O-

metilglucurónico e ácido D-galacturónico) e desoxihexoses (L-ramnose e fucose) [4,17].

Figura 7 Estrutura da 4-O-metilglucuronoxilana (A) e da arabinoglucurono-β-D-xilana (B-1) isoladas da cortiça [32].

3.1.2. Lenhina

Depois da celulose, a lenhina é o polímero mais abundante e importante nas plantas, estando as

suas funções relacionadas com a protecção contra a humidade e agentes atmosféricos, além de

manter as células unidas e desempenhar um importante papel no transporte de água, nutrientes e

metabolitos na planta. A associação entre esta e os polissacarídeos confere rigidez e resistência

estrutural à parede celular dos tecidos vegetais [2,4,29,31]. A quantidade, localização e estrutura da

lenhina numa planta é muitas vezes considerada como o factor base para definir a aplicabilidade da

mesma em diferentes afins [29].

A lenhina é um biopolímero aromático, formado nos tecidos das plantas pela polimerização

oxidativa de derivados do álcool cinamílico, nomeadamente o álcool coniferílico, sinapílico e p-

cumarílico (Figura 8), os quais dão origem, respectivamente, às unidades guaiacilo (G), seringilo (S)

e p-hidroxifenilo (H) [2,19]. As unidades derivadas de fenilpropano estão ligadas entre si

principalmente por ligações éter (C-O-C) e carbono-carbono (C-C), formando uma estrutura

tridimensional irregular, amorfa e ramificada [2,31]. Como consequência da heterogeneidade das



ligações entre as unidades de fenilpropano, a lenhina não pode ser descrita por uma fórmula simples

como no caso dos polissacarídeos [4].

1 2 3

Figura 8 Percursores da lenhina: 1. álcool coniferílico, 2. álcool sinapílico, 3. álcool p-cumarílico.

A estrutura básica da lenhina difere entre os principais grupos de plantas. No caso das resinosas,

a estrutura que se repete predominantemente é a unidade de guaiacilo (G) (mais de 95% das

unidades), enquanto que nas folhosas, há um predomínio de unidades guaiacilo e seringilo (S). Por

outro lado, a lenhina de plantas herbáceas contém considerável quantidade de unidades do tipo p-

hidroxifenilo (H), sendo referidas como lenhina do tipo GSH [2,19].

A lenhina é eliminada na sua maioria durante o processo de cozimento [19,30]. Uma das razões

da difícil eliminação da lenhina residual nos passos finais do processo alcalino é a estabilidade das

ligações entre esta e os polissacarídeos [4,35], além de que a presença de maior quantidade de

unidades guaiacilo, devido à posição C-5 do anel aromático livre e disponível para a formação de

ligação carbono-carbono, torna a estrutura mais condensada, o que consequentemente dificulta a sua

eliminaçao [4,19].

CH2OH

OH

OCH3

CH2OH

OH

OCH3H3CO

CH2OH

OH

β α



Figura 9 Estrutura química da lenhina de coníferas. 1 a 4 são estruturas diméricas: (1) éter guaiacilglicerol-β-

arílico, (2) fenilcumarano, (3) pinoresinol e (4) éter difenílico; 5 é uma estrutura trimérica de

dibenzodioxocina [19].

3.2. Componentes de baixo peso molecular

Estes componentes estão presentes numa proporção muito menor que os outros constituintes, mas

têm grande influência nas propriedades e no processamento das fibras. Estes pertencem a diferentes

classes de compostos químicos mas simplificando podem-se dividir em dois tipos: extractáveis e

cinzas [17].



3.2.1. Extractáveis

O termo “extractáveis” é usado para designar os compostos orgânicos não poliméricos, tanto

lipofílicos como hidrofílicos, que são facilmente removíveis da madeira ou outros materiais

lenhosos, com solventes orgânicos como diclorometano, metanol e água [2,5]. Existem em menor

proporção que os constituintes macromoleculares e as suas funções na célula vegetal são, de um

modo geral, de protecção exterior e de reserva de nutrientes [17].

O estudo destes compostos tem grande interesse, uma vez que podem causar problemas de um

ponto vista ambiental, na medida que possuem um impacto negativo na flora e fauna do meio

receptor destes efluentes. Por outro lado, estes compostos de baixo peso molecular podem ser

responsáveis pela formação de depósitos orgânicos nos equipamentos de branqueamento, resultando

na quebra ou interrupção da produção, ou dando origem a manchas escuras na pasta e papel

branqueados – o designado pitch. A acumulação de extractáveis também pode originar elevado

consumo de reagentes químicos durante o branqueamento e a formação de cromóforos, reduzindo a

branqueabilidade da pasta (Figura 10) [2].

Figura 10 Mancha na pasta devido a problemas de pitch [33].

Os compostos com baixo peso molecular ou extractáveis podem ser divididos em três grupos

principais [2]:

- Compostos alifáticos

- Terpenos e terpenóides

- Compostos fenólicos



Isopreno

Compostos alifáticos

A fracção extraída com solventes apolares como clorofórmio e diclorometano, inclui compostos

alifáticos tais como alcanos (C16 a C24), alcanóis (C20 a C26), ceras (ésteres de álcoois alifáticos),

hidroxiácidos e ácidos gordos esterificados e livres. A quantidade de alcanos e álcoois é, em geral,

relativamente pequena e os ácidos gordos e álcoois alifáticos podem ser saturados ou insaturados [2].

Ácido Palmítico (16:0)

1-Nonadecanol

Figura 11 Estrutura de alguns compostos alifáticos [2].

Os ácidos gordos naturais mais importantes e mais abundantes na fibra têm entre 16 e 24 átomos

de carbono e em geral, os que possuem número par de carbonos são predominantes [5,31]. Estes

ácidos ocorrem maioritariamente como ésteres de glicerol (principalmente triglicerídeos) e ésteres de

esterilo [2,30,31]. Nas condições de cozimento alcalina (descritas mais à frente), os ésteres de

glicerol saponificam, levando à dissolução de ácidos gordos. No entanto, outras espécies químicas,

como os ésteres de esterol, os glicosídeos de esteróis, as ceras e os esteróis livres, sobrevivem a este

processo, porque não formam sais solúveis, tendo maior tendência a depositar-se e

consequentemente causar problemas de pitch [10,36].

Terpenos e Terpenóides

Os terpenos são formados por condensação de duas ou mais unidades de

isopreno (2-metilbutadieno), podendo ser divididos em várias classes de

acordo com o número de unidades que possui [2]:

- monoterpenos (2 unidades), sesquiterpenos (3), diterpenos (4),

sesterterpenos (5), triterpenos (6), tetraterpenos (8) e politerpenos (mais de 8). Os terpenóides são

terpenos substituídos com um ou mais grupos funcionais contendo oxigénio, tal como álcoois,

aldeídos, cetonas e ácidos [2].

O óleo volátil ou “essencial” das resinosas contém um grande número de monoterpenos e seus

derivados hidroxílicos, assim como pequenas quantidades de sesquiterpenos (Figura12) [31].

COOH

HO



Figura12 Exemplos de monoterpenos (C10) e sesquiterpenos (C15) presentes em resinosas. O 1,8-cineol surge nas folhas de Eucalyptus globulus [2].

Os diterpenos apresentam uma estrutura com 20 carbonos e podem surgir sob a forma acíclica,

mono, bi ou tricíclica. Os ácidos resínicos presentes na óleo-resina das resinosas são diterpenóides

tricíclicos, que podem ser classificados em dois tipos: o tipo pimárico, que possui ambos

substituintes metilo e vinilo na posição C-13; e o tipo abiético, com um grupo isopropilo simples na

mesma posição (Figura 13). Os ácidos resínicos são em geral ácidos dienóicos, e no caso de ácidos

tipo abiético, as duplas ligações são conjugadas [2,31].

Figura 13 Ácidos resínicos comuns na óleoresina de resinosas [2].

α-Cadinol α-Cedreno

α-Pineno β-Pineno Limoneno 3-Careno 1,8-Cineol

O

OH

COOH COOH COOH

COOH COOH COOH

Ácido Pimárico Ácido Sandaracopimárico Ácido Isopimárico

Ácido Abiético Ácido Neoabiético Ácido Palústrico



Os triterpenóides constituem um dos maiores grupos de compostos naturais; as plantas

madeireiras possuem mais de 1500 estruturas químicas com cerca de 40 tipos de esqueletos. A

Figura 14 mostra as estruturas de alguns triterpenóides encontrados na resina de folhosas. A maioria

destes ompostos possui um sistema pentacíclico com um grupo hidroxilo ou carbonilo no C-3, que

pode surgir tanto na forma livre como esterificada; como exemplo temos a β-amirina e o lupeol. Os

álcoois damareno e eufano têm um sistema tetracíclico como os esteróis, mas uma estereoquímica do

anel diferente; estes terpenóides ocorrem principalmente em folhosas tropicais [2].

Figura 14 Estruturas de alguns triterpenóides comuns em folhosas [2].

Os esteróis das plantas, também designados por fitosteróis, são componentes essenciais das

membranas celulares e a sua função parece ser controlar a sua permeabilidade e fluidez [37]. Os

O HO

R

HO HO

HO HO

HO

Friedelina R=CH3 Lupeol R=CH2OH Betulinol (esqueleto de lupano)

Eufol Damarenodiol (esqueleto de eufano) (esqueleto de damareno)

R=CH3 β-amirina R=CH3 α-amirina (esqueleto de oleanano) (esqueleto de ursano)



esteróides são derivados dos triterpenóides, possuindo um esqueleto tetracíclico, com um número de

carbonos que varia entre 28-32, um grupo hidroxilo em C-3 e uma cadeia lateral de comprimento

variável em C-17. Podem também conter alguns grupos metilo e insaturações em diversas posições

[2]. Estes compostos podem ser encontrados nas plantas na forma livre ou esterificados com ácidos

gordos, originando ésteres de esteróis, ou ainda formar glicosídeos com diversos açúcares, sendo,

geralmente, o β-D-glucopiranosídeo o mais abundante. O β-sitosterol é em geral o fitoesterol mais

abundante.

Devido à sua insolubilidade em água, os esteróis livres e conjugados estão na origem de muitos

problemas de pitch [36].

Figura 15 Estrutura de alguns esteróis comuns no reino vegetal.

Compostos fenólicos

A expressão “compostos fenólicos” abrange uma vasta gama de substâncias orgânicas, as quais

são compostos aromáticos com substituintes do tipo hidroxilo. Alguns possuem propriedades

fungicidas e assim podem proteger efectivamente a árvore contra ataques microbiológicos; e

contribuem para a coloração natural de algumas madeiras [2,31].

Os compostos fenólicos constituem uma classe heterogénea de compostos, a qual pode ser

dividida nos seguintes grupos (após cada grupo, estão indicados exemplos de cada um destes) [2]:

- Fenóis simples e ácidos fenólicos (ácidos benzóico e cinâmico): o fenol é o composto mais

simples desta família. Os ácidos tipo benzóico (C6-C1), como o ácido vanílico e os seus

aldeídos correspondentes são componentes comuns de muitas plantas. Os ácidos podem estar

presentes como glicosídeos, ésteres ou na forma livre. Os quatro ácidos do tipo cinâmico (C6-

C3), p-cumárico, cafeico, ferúlico e sinápico, ocorrem também, principalmente na forma

esterificada nas plantas superiores;

Campesterol β-Sitosterol Estigmastanol

HO HO HO



Fenol Ácido Vanílico R1=OCH3, R2=H Ácido Elágico Ácido p-cumárico R1= R2 =H

Ácido Gálico R1=R2 = OCH3 Ácido Cafeico R1=H, R2 = OH

Ácido Ferúlico R1=H, R2 = OCH3

Ácido Sinápico R1= R2 = OCH3

- Flavonóides: são compostos fenólicos que possuem um esqueleto carbonado do tipo C6-C3-C6.

Estes são conhecidos por surgirem amplamente em plantas lenhosas;

Catequina Leucoantocianidina

- Lenhanos: são formados por acoplamento oxidativo de duas unidades de fenilpropano (C6-C3),

as quais estão ligadas por acoplamento de oxigénio;

- Estilbenos: possuem um sistema de ligações duplas conjugadas, sendo, portanto, compostos

reactivos. A maioria dos compostos isolados de fontes naturais apresenta configuração trans

(E). Esta classe é um pequeno mas importante grupo de produtos naturais encontrados na

madeira;

Resveratrol

Pinoresinol



- Taninos: são compostos oligoméricos ou poliméricos, com múltiplas unidades estruturais com

grupos fenólicos livres, de peso molecular entre 500 e 20000. Esta classe de compostos pode

ser dividida em dois grupos [2,32]:

� Taninos hidrolisáveis, tipicamente ésteres de glucose com ácido gálico ou elágico;

� Taninos condensados, formados por condensação dos flavonóides do tipo catequina e

leucoantocianidina. São mais resistentes a quebras químicas.

Figura 16 Exemplo da estrutura de um tanino condensado [2].

3.2.2. Componentes inorgânicos

A composição mineral de um material é reflectida globalmente no seu teor de cinzas, o qual é

determinado após calcinação da amostra em mufla eléctrica a 550-600ºC. Fundamentalmente, estes

composots são sais inorgânicos de cálcio, potássio e magnésio, e formam carbonatos, silicatos,

oxalatos e fosfatos [17].

No processo de obtenção de pasta, os minerais da matéria-prima são considerados como

impurezas, devendo ser removidos durante a obtenção de pasta ou durante o branqueamento [1].



44.. PPrr oodduuççããoo ddee ppaassttaa ddee ppaappeell

A produção de pasta, papel e derivados alcança actualmente números que situam esta indústria

entre as maiores do mundo, sendo os países desenvolvidos como os EUA, Japão, Canadá, China,

países da Europa, os maiores produtores e também consumidores [12]. Em 1996/1997, o consumo

mundial de papel rondava os 300 milhões de toneladas, valor que se estima aumentar para mais de

400 milhões de toneladas em 2010 [38]. Em Portugal, as indústrias da pasta e do papel representam

um sector importante na economia; em 2004, as exportações deste sector representaram cerca de

4,5% do total das exportações nacionais [39].

No processo de produção de papel, a primeira etapa, designada por cozimento, tem como

objectivo a remoção de lenhina e outras fracções não celulósicas para formar uma pasta de fibras

individuais [40]. A eliminação da lenhina, por destruição ou debilitação das ligações existentes, deve

afectar o mínimo possível da parede secundária das fibras [4]. Nesta etapa podem utilizar-se

diferentes métodos – mecânicos, químicos ou mistos [14,40], os quais diferem em rendimento e

qualidade da pasta obtida e no caso de métodos químicos, em reagentes utilizados e na proporção

destes que se pode recuperar para reutilizar [12].

Segue-se então uma etapa de branqueamento da pasta, cujo objectivo é a dissolução ou

modificação da lenhina residual, não removida durante o processo de cozimento, mantendo a

integridade das fibras [12]. Este tratamento visa melhorar as propriedades da pasta e

consequentemente do produto final.

Nos últimos anos, com os avanços tecnológicos e com a crescente preocupação ambiental, tem

surgido um crescente interesse na procura de novas alternativas para os processos de produção de

pasta de papel, procurando-se melhorar os já existentes e tentando criar novos métodos.

4.1. Diferentes métodos de obtenção de pastas

4.1.1. Pastas mecânicas

O tratamento mecânico é o processo mais antigo na conversão de madeira em pasta [30] e tem

como finalidade a desagregação e separação física das fibras, obtendo-se uma pasta com coloração

muito intensa, a qual é posteriormente branqueada. Em geral, os constituintes do material fibroso não

sofrem transformações químicas substanciais. A produção deste tipo de pastas tem a vantagem de

originar rendimentos elevados (90-95%) tanto com madeiras de resinosas como de folhosas [14,17].



4.1.2. Pastas químicas

As pastas químicas são obtidas por cozimento da matéria-prima em reactores contínuos ou

descontínuos, a altas temperaturas e pressões e na presença de reagentes químicos [14,17]. A lenhina

que se encontra entre as fibras da madeira é degradada quimicamente e os produtos de degradação

são dissolvidos no licor de cozimento e removidos sem que ocorra danos substanciais na celulose.

Uma vez que se eliminam muitos dos compostos não fibrosos, o rendimento destas pastas é

normalmente de 40-55% [12], no entanto, a pasta branqueia melhor e o produto é mais resistente e de

melhor qualidade [17].

Os métodos químicos, dependendo do pH do reagente, dividem-se em alcalinos, onde o reagente

principal é o hidróxido de sódio, e em ácidos, onde se utiliza sulfito ácido [17,30]. Entre os processos

químicos mais importantes temos:

Processo com soda

O primeiro processo químico utilizado para a produção de pasta foi o processo com soda [4,14],

sendo o mais simples dos processos alcalinos. A fibra pré tratada é submetida, num digestor

contínuo, a um processo de cozedura com soda cáustica e vapor a alta pressão e temperatura. Este

processo produz fibras curtas e facilmente branqueáveis [17,20].

O hidróxido de sódio ou soda cáustica é um produto muito útil para a deslenhificação de

matérias-primas vegetais, principalmente de madeiras, palha de cereais e plantas fibrosas em geral

[20]. Além deste reagente, também se pode utilizar a antraquinona (AQ) – processo com soda-AQ,

que funciona como catalisador permitindo a aceleração da deslenhificação alcalina e a estabilização

dos hidratos de carbono, melhorando os rendimentos em relação ao processo convencional nas

mesmas condições de operação [17,20].

Processo kraft ou ao sulfato

Ao processo com soda foi introduzido o sulfureto de sódio, obtendo-se um novo método

conhecido como processo kraft [4,14], o qual se tornaria no processo alcalino mais importante e

dominante [30]. Este é realizado em digestores descontínuos ou contínuos a elevada temperatura

(160-180ºC) e pressão [15,17], obtendo-se rendimentos entre 40 e 60%. Requer tempos de cozedura

baixos, devido ao facto do sulfureto que actua como catalisador no processo de deslinhificação,

provocando degradação reduzida da celulose e consequentemente, pastas de melhor qualidade. Além



disso, é um processo pouco selectivo quanto à matéria-prima utilizada [4,14,17] e é dos processos

mais eficientes do ponto de vista de recuperação de reagentes químicos. Uma desvantagem é a cor

escura apresentada pelas pastas cruas, sendo necessário um posterior branqueamento [4,14].

As pastas obtidas por kraft possuem maior resistência físico-mecânica, sendo esta a sua principal

característica da qual deriva o nome “kraft” (do alemão resistência) [4,17].

Processo com sulfito ácido

Este processo, segundo mais utilizado nos processos químicos, baseia-se na deslenhificação com

sulfitos e bissulfitos. Sendo mais forte que o processo alcalino, permite uma melhor separação da

celulose, obtendo-se uma pasta menos resistente e mais fácil de branquear. O seu inconveniente é a

que está limitado quanto ao tipo de madeira que se pode utilizar, ou seja, não pode ser usado em

madeiras resinosas, pois a valores de pH baixos os fenóis e ácidos das resinas condensam com a

lenhina formando complexos insolúveis e coloridos que mancham a pasta. Nos métodos alcalinos,

essas substâncias eliminam-se nas lixívias residuais em forma de sais ou fenolatos solúveis. Outro

inconveniente é a contaminação criada ao eliminar o licor residual, sem tratamento, no leito dos rios

(tratamento muito caro) [17]. Apesar de ocorrer a digestão em meio ácido, existem variantes onde o

meio é neutro ou alcalino.

4.1.3 Pastas químico-mecânicas

As pastas químico-mecânicas podem ser obtidas a partir de madeiras de folhosas ou de resinosas.

A matéria-prima é introduzida em autoclaves horizontais e submetida à acção de produtos químicos,

sendo mais vulgarmente usada a solução quente de bissulfito de sódio. A pasta passa por

desfibradores, e depois é lavada e branqueada. O produto resultante é semelhante à pasta mecânica

[14].

4.2. Processo orgnosolv

Os processos de produção de pasta actualmente utilizados podem acarretar problemas

relacionados com a contaminação ambiental e por vezes, com custos de produção elevados. Deste

modo, métodos alternativos têm vindo a ser estudados, tendo em conta o menor custo de produção,

maior rendimento, com igual ou superior qualidade de pasta, e menor capital inicial de inversão [40],

e acima de tudo a minimização do impacto ambiental [41].



Recentemente, os processos que utilizam solventes orgânicos (etanol, metanol, butanol, propanol,

entre outros) têm sido intensamente estudados devido a [40]:

- maior selectividade de deslenhificação e consequentemente, maiores rendimentos;

- possibilidade de usar qualquer matéria-prima fibrosa (madeira de folhosas, resinosas e plantas

anuais);

- evitar os compostos de enxofre que podem ser tóxicos e originar odores desagradáveis;

- obtenção de pastas com baixo conteúdo de lenhina, que podem ser branqueadas sem o uso de

reagentes clorados;

- simplificação do processo de recuperação de reagentes, quer sejam para fins energéticos ou para

obtenção de subprodutos com valor comercial (açúcares hidrolisados e lenhina);

- redução do consumo de reagentes, água e energia, e dos custos de operação.

Os elevados preços dos reagentes, a dificuldade de recuperação dos mesmos e em muitos casos a

sua elevada toxicidade, favoreceram o uso de álcoois alifáticos de baixo peso molecular (etanol e

metanol) como solventes [16]; além disso, como possuem ponto de ebulição mais baixo que a água,

a sua recuperação do licor pode ser feita por simples destilação [40].

Neste momento não se tem conhecimento de um processo industrial organosolv ou um projecto

industrial que funcione apenas à base de álcool etílico– água [40].

4.3. Processo de branqueamento da pasta

No processo de branqueamento, a pasta crua é tratada quimicamente de modo a eliminar a

lenhina que ainda ficou depois do cozimento (lenhina residual), mantendo a integridade das fibras.

Os componentes corados da lenhina são degradados, dissolvidos ou descolorados, num procedimento

multietapas [17]. O número de etapas dependerá do ponto de brancura pretendido, isto é, da

qualidade da pasta que se quer obter, utilizando-se comummente cinco fases de branqueamento, onde

entre cada duas, há uma etapa de extracção onde se neutraliza a pasta [14].

Geralmente, utilizam-se dois tipos de reagentes: i) oxidantes (dióxido de cloro, ozono, oxigénio e

peróxido de hidrogénio), que degradam e descoloram a lenhina; e ii) bases (normalmente NaOH),

que hidrolisam e facilitam a posterior dissolução e remoção dos produtos de oxidação da lenhina.

Actualmente os reagentes de branqueamentos mais usados são os oxidantes acima referidos [17], e a

escolha destes é baseada em razões [2] como o custo, a selectividade, capacidade de branqueamento,

disponibilidade, riscos no manuseamento e impacto ambiental.



O cloro elementar (Cl2) já foi o reagente mais utilizado no branqueamento, no entanto pelo facto

de originar teores elevados de compostos organoclorados (entre os quais as dioxinas) nos efluentes

de branqueamento, encontra-se quase totalmente abandonado. Para minimizar a formação e

libertação destes compostos nocivos, a indústria celulósica adaptou tecnologias que substituem o Cl2

por outro reagente; é o caso do branqueamento ECF (Elemental-Clorine Free), que se baseia

essencialmente no ClO2, com ou sem reforço de reagentes à base de oxigénio, e do TCF (Totally

Clorine Free), baseado exclusivamente em reagentes à base de oxigénio.

Parte II Arundo donax


PPPPPPPPAAAAAAAARRRRRRRRTTTTTTTTEEEEEEEE IIIIIIIIIIIIIIII::::::::

CCCCCCCCaaaaaaaarrrrrrrraaaaaaaacccccccctttttttteeeeeeeerrrrrrrriiiiiiiizzzzzzzzaaaaaaaaççççççççããããããããoooooooo QQQQQQQQuuuuuuuuíííííííímmmmmmmmiiiiiiiiccccccccaaaaaaaa ddddddddoooooooo AAAAAAAArrrrrrrruuuuuuuunnnnnnnnddddddddoooooooo ddddddddoooooooonnnnnnnnaaaaaaaaxxxxxxxx

Parte II – Introdução Arundo donax


11.. II nnttrr oodduuççããoo

Apesar dos poucos estudos existentes sobre a caracterização do Arundo donax, sabe-se que de

um modo geral, este é constituído por 60-65% de holocelulose (dos quais 30-36% são celulose), 16-

22% de lenhina, 14-23% de extractáveis e 4-6% de cinzas. No entanto, esta composição varia de

acordo com as diferentes regiões morfológicas (nós, internós e folhas) e diferentes estados de

maturação [3,25,29].

Tabela 1 Composição química comparativa entre nós e internós do caule de Arundo donax [23].

Componente Nós (%) Internós (%) Extractáveis

Diclorometano Etanol

Água quente

13,04

0,46 5,88 6,70

11,16

0,37 4,18 6,61

HoloCelulose α-celulose

Hemiceluloses

61,21 29,18 32,03

61,41 32,93 28,48

Lenhina Klason

Ácido solúvel

20,92 19,03 1,89

21,31 19,60 1,71

Cinzas 4,77 6,14

O caule do Arundo donax, morfologicamente heterogéneo [23], consiste em duas partes

botanicamente distintas: internós e nós. A proporção de massa dos nós dentro do caule varia entre

10-25%, dependendo do comprimento dos internós (10-30 cm), e portanto, podem ter algum efeito

nos resultados da obtenção da pasta. O conteúdo em lenhina é aproximadamente igual nos nós e

internós (cerca de 21%), mas os primeiros são mais ricos em extractáveis (13% vs. 11%) e

hemiceluloses (32% vs. 28.5%) e mais pobre em celulose (29% vs. 33%, expressa como α-celulose)

e em cinzas (4,8% vs. 6,1%). Deste modo, os nós do caule de Arundo donax possuem uma proporção

mais elevada de componentes não estruturais de baixo peso molecular (exemplo extractáveis) e baixa

proporção de componentes estruturais macromoleculares (α-celulose) em comparação com os

internós [23].

As folhas também possuem uma composição química diferente do caule, possuindo menor

quantidade de extractáveis (12%) e maior conteúdo proteico (6%) e de cinzas (6%), do que os caules;

também a lenhina surge em menor quantidade do que as partes mais velhas dos caules [25].



Os nós podem ser considerados como componentes indesejáveis na produção de pasta, tendo um

efeito adverso no rendimento e propriedades da pasta obtida a partir de Arundo donax como um todo.

Este impacto negativo pode ser minimizado usando técnicas de peneira adequadas para remover os

nós dos caules triturados antes da produção. Além disso, também as folhas podem ter efeitos

indesejáveis, uma vez que as pastas produzidas a partir destas, usando processos alcalinos

tradicionais, possuem baixo rendimento (29%), baixa resistência e baixa consistência, além de causar

carga reduzida do digestor e aumento o consumo de reagentes químico [23]. Assim, a produção de

pasta usando fibras de Arundo donax como matéria-prima tem uma forte dependência da morfologia

da planta. Os caules, mais precisamente os internós, são os que têm maior interesse para a indústria

de papel, pois permite obter pastas químicas com maior nível aceitável de qualidade e economia

satisfatória [23].

Segundo os estudos realizados [3,25,29], a lenhina da cana é constituída maioritariamente por

unidades do tipo guaiacilo e seringilo e uma pequena proporção de unidades de p-hidroxifenilo,

estando associada a ácidos fenólicos, principalmente ácido cumárico, e a xilanas. Na fracção de

extractáveis foram identificados, como constituintes das folhas, compostos triterpénicos como o

acetato de β-amirina, friedelina, e esteróis como estigmasterol, β-sitosterol e campesterol, assim

como a presença de substâncias alcalóides [29]. O conteúdo em cinzas da cana é relativamente baixo

(3-6%) em comparação com outras monocotiledóneas [25]. Quanto aos açúcares neutros, a glucose e

a xilose foram identificados como os principais açúcares presentes nas folhas e caules, mas também

surgem, em pequenas quantidades, arabinose, galactose e ácidos urónicos. Na Tabela 2 estão

indicados as percentagens dos açúcares neutros e ácidos urónicos encontrados, após hidrólise, no

caule de Arundo donax [25].

Tabela 2 Percentagem de açúcares neutros e ácidos urónicos da fibra de Arundo donax [25] (tr = vestígios).

% Glucose 25-33 Xilose 24-28

Arabinose 1-2 Galactose 1 Manose tr

Ramnose tr Ácidos urónicos 1-2



O conteúdo de extractáveis e de lenhina são fortemente dependentes do grau de maturação da

planta, enquanto que as cinzas, proteínas, açúcares e ácidos urónicos não diferem significativamente

[25]. Estes componentes dependem também da planta, das condições de crescimento, e do método

usado no isolamento dos diferentes compostos.

1.1. Métodos de análise e caracterização da fracção de extractáveis

1.2.1. Extracção e separação

Na maioria dos casos, a análise de extractáveis requer a sua extracção e isolamento a partir da

amostra inicial. A extracção contínua de amostras sólidas é tipicamente realizada com extractor

Soxhlet, podendo utilizar-se diversos solventes como diclorometano, clorofórmio, acetona. A

escolha do solvente é essencial para o rendimento de extracção, assim como para a composição do

extracto obtido, uma vez que cada solvente produz o seu próprio extracto específico, o qual não é

directamente comparável com extractos obtidos com outros solventes. Um solvente ideal deveria

promover uma extracção completa, sequencial e selectiva de cada família ou grupo de compostos da

matriz em questão. Em muitos casos, o baixo rendimento de extracção é devido à incompleta

penetração do solvente. Por outro lado, o solvente deveria ser específico, de modo a extrair apenas os

componentes de interesse para originar um extracto limpo. O diclorometano é um solvente bastante

específico para extractáveis lipofílicos, pelo que os componentes mais polares poderão ser extraídos

usando solventes mais polares, como o metanol ou misturas metanol:água [2].

Neste trabalho, a extracção com Soxhlet (Figura 17) foi a técnica usada, pelo facto de ser simples

e normalmente estar disponível em todos os laboratórios. Esta consiste num condensador, tubo de

extracção (Soxhlet) e um balão de fundo redondo. A quantidade de amostra a utilizar pode variar das

décimas até às centenas de gramas [2].



Figura 17 Esquema do sistema de extracção Soxhlet.

O sólido a ser extraído é colocado num cartucho de celulose, que depois é inserido no extractor.

O solvente, com um ponto de ebulição não muito alto, é colocado no balão e é aquecido para que

haja refluxo. O vapor sobe através do braço lateral (assinalado por A) até ao condensador. As gotas

começam a gotejar no cartucho, preenchendo a câmara do extractor e extraindo o composto desejado

da amostra. Quando a câmara está cheia de solvente, o braço lateral (B) actua como um sifão e o

solvente que agora contém os compostos desejados volta para o balão de destilação. Este processo:

vaporização, condensação, extracção e passagem pelo sifão repete-se várias vezes de modo a que os

compostos desejados se concentrem no balão de destilação.

Após a extracção, é possível separar e purificar, através de um método de fraccionamento, as

distintas séries homólogas presentes no extracto lipofílico obtido. A extracção em fase sólida (SPE)

foi o método utilizado neste trabalho (Figura 18) e consiste num processo físico de extracçao

envolvendo uma fase estacionária sólida, depositada numa coluna própria, e uma fase líquida

(eluente). No nosso caso, os compostos lipofílicos de interesse são retidos numa coluna com fase de

aminopropilo (500mg) da Waters (Divisão de Millipore, Milford, MA, EUA) e eluídos por ordem

crescente de polaridade [42].

(A) (B)



Figura 18 Esquema de um fraccionamento por SPE.

A extracção por SPE depende da fase estacionária, da quantidade de amostra, do solvente

escolhido, do volume do mesmo e da velocidade de eluição, e as suas vantagens são a rapidez e

simplicidade da separação, redução do uso de solventes e a sua selectividade [33].

Outro método possível de separação e purificação do extracto obtido é o uso da cromatografia

de camada fina (TLC), no entanto a quantidade obtida para cada composto puro é pequena.

1.2.2. Análise de extractos

A determinação qualitativa e quantitativa de grupos de componentes ou componentes individuais

em extractos pode ser realizada por várias técnicas cromatográficas, tais como cromatografia gasosa

(GC), cromatografia líquida (HPLC), cromatografia de camada fina (TLC) e cromatografia de

fluidos supercríticos (SFC), ou por métodos espectroscópicos como ressonância magnética nuclear

(NMR), espectrometria de massa (MS), e/ou espectroscopia de infravermelho (IR) [2].

Como é impossível identificar inequivocamente, mesmo os compostos de estrutura química

conhecida, usando apenas os tempos de retenção, a separação cromatográfica com posterior detecção

por técnicas espectroscópicas das espécies eluídas, facilita as análises quantitativas e qualitativas das

amostras com elevada eficiência e selectividade, isto é, com alta resolução e análise rápida.

Cromatografia de gás e Espectrometria de massa (GC/MS)

A cromatografia de gás (GC) utiliza-se para separar compostos que se encontram em misturas

complexas, e também para identificar e determinar quantitativamente cada componente [5]. Neste

tipo de cromatografia, a fase móvel é um gás inerte (não interactua com o analito), que serve apenas

como transportador, e a fase estacionária é um líquido ligado quimicamente a um suporte sólido

apropriado. Os princípios básicos da operação envolvem a volatilização da amostra (0,1-1µL) no

injector, separação dos componentes da mistura numa coluna especialmente preparada, e detecção de



cada componente. Os solutos devem ser mantidos a uma pressão de vapor suficiente, mas não a uma

temperatura demasiado elevada, para que ocorra separação [2].

A combinação do poder de separação da cromatografia gasosa com o poder de identificação da

espectrometria de massa (GC-MS) dá-nos uma elevada capacidade para identificar os componentes

de misturas complexas, como são as amostras de extractáveis provenientes de madeiras e pastas [43].

A identificação de espectros de massa pode ser feita por comparação com bibliotecas de espectros de

massa da Wiley e Nist e para uma identificação mais segura, por análise detalhada dos espectros de

massa. Em muitos casos, os dados de GC-MS não são suficientes para caracterizar completamente os

compostos, sendo necessário isolá-los através de técnicas cromatográficas preparativas, as quais

possibilitam, posteriormente, uma caracterização estrutural mais detalhada através de técnicas de

espectroscopia de massa (MS) e de ressonância magnética nuclear NMR [2]. Além disso, a técnica

de GC-MS também possibilita a análise quantitativa dos componentes dos extractos. Por estas

razões, o GC-MS foi a principal técnica analítica usada no presente estudo.

Métodos de derivatização

Os procedimentos de GC-MS requerem normalmente uma pré-derivatização da mistura a

analisar, uma vez que a análise requer derivados voláteis para garantir uma separação adequada. A

formação de derivados de trimetilsililo (TMS) é uma das técnicas de derivatização mais comuns para

álcoois, ácidos carboxílicos, compostos fenólicos, entre outros. A introdução de grupos TMS em

grupos funcionais polares confere estabilidade térmica e química, aumenta a volatilidade e induz

fragmentações específicas que facilitam em muitos casos a identificação por espectroscopia de massa

ao usar o GC-MS. Há vários reagentes disponíveis para preparar estes derivados, porém o mais

usado é a N,O-bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida (BSTFA), com a adição de trimetilclorosilano

(TMSCl) (1-20%) como catalisador [2].

Os ácidos gordos podem também ser analisados como derivados de ésteres metilados [2], sendo a

metilação possível usando soluções, em metanol, de triflureto de boro, ácido clorídrico, ácido

sulfúrico, metóxido de sódio, diazometano, ou trimetilsilildiazometano, entre outros [44]. Neste caso,

a metilação foi realizada com trimetilsilildiazometano em metanol, o qual é mais seguro de

manipular e mais estável que o diazometano, e a esterificação ocorre instantaneamente com excesso

de reagente. A utilização deste reagente normalmente não altera nem a distribuição original do

isómero nem a configuração geométrica das duplas ligações [44].

Parte II – Materiais e Métodos Arundo donax


22.. MM aatteerr iiaaiiss ee MM ééttooddooss

2.1. Amostras

A fibra utilizada neste estudo foi fornecida pela Universidade de Huelva, sendo esta

pertencente à planta de Arundo donax (vulgarmente designado por cana gigante). A amostra,

previamente moída (2 mm) e peneirada, consistia no caule integral, ou seja, internós e nós, tendo

cerca de um ano de idade. A pasta, proporcionada pela mesma instituição, foi obtida pelo processo

organosolv, usando etanol a 60% durante 130 minutos a 200ºC.

Tabela 3 Condições e características da pasta organosolv de Arundo donax.

Propriedades da pasta % de matéria-prima inicial seca (sem tratamento hidrotérmico)

Processo Organosolv Rendimento (%) 38,2 Glucanos (%) 68,5 Holocelulose (%) 77,7 Lenhina (%) 12,1 Lenhina removida (%) a 80,0 Xilanos (%) 8,76 Grupos acetilos (%) 0,45 Viscosidade (ml g−1) 871 Índice Kappa 53,5 a Percentagem relativa ao contéudo do material inicial

Figura 19 A – cana de Arundo donax, B – pasta organosolv

A B



2.2. Isolamento de extractáveis

Alíquotas de fibra e de pasta organosolv da planta Arundo donax (ca.16-17g e 3-4g,

respectivamente) foram extraídas, num extractor do tipo soxhlet, com acetona durante oito horas.

Em cada caso, o solvente foi evaporado até secura e de seguida, os extractos foram pesados,

obtendo-se o “extracto em acetona”.

Tabela 4 Rendimento da extracção com acetona, em percentagem de fibra.

Rendimento (% de material inicial)

Fibra 1,56 Extracto em acetona

Pasta 1,54

Fibra 0,62 Extracto em clorofórmio

Pasta 1,23

A quantidade de lipofílicos presente foi determinada por redissolução do extracto obtido em

clorofórmio, o qual, posteriormente, foi evaporado com azoto até secura. O resíduo insolúvel

obtido corresponde aos compostos polares. É de salientar a coloração castanha intensa apresentada

quer pelo extracto em acetona quer em clorofórmio da pasta.

2.3. Análise da fracção de extractáveis por GC e GC/MS

Para ser analisada, a fracção em clorofórmio foi redissolvida num volume conhecido de

clorofórmio (10 mL), e retiraram-se três alíquotas de 500 µL para diferentes vials (frascos de 2

mL). Uma das alíquotas foi derivatizada com 200 µL de N,O-bis(trimetilsilil)trifluoroacetamida

(BSTFA), e 50 µL de piridina, sendo a mistura mantida a 70ºC durante duas horas (sililização); a

outra foi derivatizada com 30 µL de trimetilsilildiazometano e 100 µL de metanol (metilação).

Uma terceira alíquota foi analisada sem derivatização.

A sililação converte os grupos hidroxilo e carboxilo em éteres e ésteres trimetilsililicos (TMS),

respectivamente, enquanto que a metilação só converte os grupos carboxilo e os hidroxilos

fenólicos em, respectivamente, ésteres e éteres metílicos.

As análises por GC foram realizadas com um cromatógrafo HP 5890 equipado com um

detector de ionização de chama (FID) e uma coluna capilar curta DB-5HT de alta temperatura de

sílica fundida (5m×0,25mm i.d., com 0,1µm de espessura de filme). As temperaturas do injector e

do detector foram 300ºC e 350ºC, respectivamente. O gás transportador utilizado foi o Hélio e a



injecção foi realizada em modo splitless. A temperatura do forno foi programada desde 100ºC (1

minuto) até 350ºC (3 minutos), a uma velocidade de 15ºC/min, e manteve-se na temperatura final

por 5 minutos.

Para a separação e identificação dos compostos individuais utilizou-se um cromatógrafo de

gases Varian Star 3400 acoplado a um detector de massa ITD (ion detector) Varian Saturn 2000,

usando uma coluna capilar DB-5HT da J&W (15m×0,25mm, 0,1µm de espessura de filme). O gás

transportador usado foi o Hélio e a injecção foi realizada em modo splitless. As amostras foram

injectadas com um injector automático Varian 8200. A temperatura do injector no início foi 120ºC,

e 0,1 minutos depois, subiu para 380ºC a 200ºC/min e manteve-se durante 10 minutos. O forno

programou-se a 120ºC (1 minuto), subindo a uma velocidade de 10ºC/min para 380ºC (5 minutos).

As temperaturas do ITD e da linha de transferência foram, respectivamente, de 200ºC e 300ºC. A

identificação dos compostos como derivados TMS e metílicos foi realizada por comparação do seu

espectro de massa com a livraria espectral do GC-MS, com dados da literatura e pela

fragmentação.

2.4. Fraccionamento da fracção de extractáveis por extracção em fase sólida (SPE)

O fraccionamento por SPE é usado quando se requer uma caracterização mais detalhada de

alguns compostos que eluíram muito juntos ou que estão presentes numa quantidade muito baixa.

Neste método, os compostos lipofílicos são retidos numa coluna e eluídos por ordem crescente de

polaridade, obtendo-se distintas fracções. No presente trabalho, a coluna usada consistia num

cartucho com uma fase estacionária de aminopropilo (500mg) da Waters (Division of Millipore,

Milford, MA, USA), tendo-se usado hexano, clorofórmio, éter dietílico e ácido acético, como

eluentes. O procedimento seguido foi [42]:

- Dissolveram-se 20mg de extracto em clorofórmio, obtido a partir da fibra de Arundo donax,

numa quantidade mínima (<0,5 mL) de hexano-clorofórmio (4:1) e colocou-se na coluna

previamente condicionada com hexano (4 mL). A eluição foi realizada inicialmente com 8 mL de

hexano, obtendo-se uma fracção A; de seguida, com 6 mL de uma solução de hexano-clorofórmio

(5:1), obtendo-se uma fracção B; depois com 10 mL de clorofórmio, obtendo-se uma fracção C, e

por último, com 10 mL de uma solução de éter dietílico-ácido acético (98:2), obtendo-se uma

fracção D. Após separação, cada uma das fracções foi seca com azoto, pesada e analisada por GC

e GC/MS, para se confirmar a sua pureza.



2.5. Determinação da fracção hidrossolúvel

A percentagem de compostos solúveis em água foi determinada segundo a norma Tappi T207

cm-99:

- em cartuchos de celulose, pesaram-se 2 g de amostra sem extractáveis. Estes foram colocados

em copos de 250 mL contendo água destilada, os quais foram introduzidos num banho de água a

100ºC, durante 3 horas. O conteúdo do copo é evaporado quase até secura e de seguida transferido

para cadinhos de porcelana previamente tarados. Seca-se o extracto obtido numa estufa a 100ºC até

peso constante.

Após pesagem, verifica-se que a percentagem de compostos hidrossolúveis na fibra e na pasta

é, respectivamente, 8,4% e 1,18%.

2.6. Determinação da lenhina Klason ou lenhina ácido insolúvel

O conteúdo de lenhina foi determinado como lenhina Klason, segundo a norma Tappi T222

om-02 com algumas modificações:

- Colocaram-se cerca de 300 mg da amostra de fibra e de pasta sem compostos extractáveis e

hidrossolúveis em frascos pirex de 250 mL com 3 mL de H2SO4 72%; realizaram-se 3 réplicas. Os

frascos foram mantidos num banho de água a 30 ºC durante 1 hora. Posteriormente, diluiu-se com

84 mL de água para obter uma concentração de ácido de 4% e colocou-se num autoclave a 120 ºC

durante 1 hora. O resíduo obtido (lenhina Klason) foi separado por filtração em filtros de vidro

poroso (previamente colocados 4 horas a 100 ºC e depois pesados), e lavado com água destilada até

pH neutro. De seguida, secou-se a lenhina na estufa a 100ºC e pesou-se.

O valor obtido de lenhina para a fibra e pasta foi, respectivamente 24,5% e 7,4%.

2.7. Análise da composição da fracção de hidratos de carbono

A composição dos principais monossacarídeos da fibra e da pasta foi determinada com o

seguinte procedimento:

- Num tubo sovirel, pesa-se rigorosamente 20 mg de lenhina (em duplicado) e adiciona-se 800 µL

de H2SO4 72% (hidrólise ácida). A solução foi mantida a 25ºC durante 3 horas. Ao fim deste tempo

adiciona-se 6,6mL de água destilada e agita-se a amostra, voltando a aquecer a 100ºC durante 2,5

horas. O tubo foi arrefecido em gelo e adicionou-se 200 µL de 2-desoxiglucose como padrão

interno. A 1 mL de hidrolisado adicionou-se, mantendo os tubos em gelo, 0,2 mL de NH3 25%



(para neutralizar o ácido; não se faz nos padrões) e 0,1 mL de NH3 3 M contendo 150 mg/mL de

NaBH4 (para reduzir os açúcares a alditóis). Incubar a 30ºC durante 1 hora. Arrefecer em gelo e

adicionar 2 vezes 50 µL de ácido acético glacial (para eliminar o NaBH4 em excesso). A 0,3 mL de

solução adicionar 0,45 mL de 1-metilimidazole (catalisador) e 3 mL de anidrido acético, misturar

bem e manter a 30ºC durante 30 minutos. Arrefecer em gelo e adicionar 3,75 mL de água destilada

(para destruir o anidrido acético) e 2,5 mL de diclorometano (para extrair os acetatos de alditol).

Agitar no vortex e centrifugar a baixa velocidade durante 30 segundos. Aspirar a camada superior

(aquosa). Adicionar 3 mL de água destilada e 2 mL de diclorometano, agitar no vortex e

centrifugar. Remover a camada superior. Adicionar 3 mL de água destilada, agitar no vortex e

centrifugar; repetir esta última operação mais duas vezes. Evaporar o diclorometano com uma

corrente de azoto. Adicionar 1 mL de acetona e evaporar; repetir a adição e evaporação de acetona.

No final destes passos procede-se à injecção das amostras num cromatógrafo Varian 3350,

equipado com uma coluna DB 225 e detector de ionização de chama. A temperatura do detector,

injector e da coluna são, respectivamente, 250, 225 e 220ºC.

Os padrões utilizados foram (em mg/mL):

Padrão Rha Fuc Rib Ara Xyl Man Gal Glu

A 50 500 400 200 300 100 500 100

B 100 50 500 300 400 200 100 500

C 150 100 50 400 500 300 200 400

D 200 200 100 50 600 400 300 300

E 300 300 200 100 100 500 400 200

F 400 400 300 150 200 50 50 600

Rha: ramnose, Fuc: fucose; Rib: ribose, Ara: arabinose, Xyl: xilose, Man: manose, Gal: galactose; Glu: glucose.

2.8. Análise de ácidos urónicos na fibra

Para determinação de ácidos urónicos utilizou-se um método espectrofotométrico, que se baseia

na formação de um grupo cromóforo e posterior leitura da sua absorvância. O procedimento

seguido foi:

- Do hidrolisado de açúcares (ponto 2.8), retira-se 0,5 mL e dilui-se 4 vezes. De seguida, esta

solução é distribuída por três tubos de ensaio, colocando-se 0,5 mL em cada um. Adiciona-se 3 mL

de solução de Na2B4O7 75 mM em H2SO4 concentrado e após agitação, aquecem-se os tubos a

100ºC durante 10 minutos. Em seguida, adiciona-se 100 µL de 3-hidroxi-bifenilo a duas das três



réplicas e deixa-se repousar no escuro durante 30 minutos. Ao fim deste tempo, a absorvância a

520 nm é lida relativamente a um branco (réplica sem 3-hidroxi-bifenilo).

A quantificação é realizada por interpolação linear numa recta de calibração de soluções padrão

de ácido galacturónico.

2.9. Análise de metais pesados por espectrometria de emissão por plasma (ICP-OES)

As amostras da fibra de Arundo donax e da sua pasta, previamente moídas, sofreram digestão

ácida. Para 0,5 mg de amostra, adicionaram-se 4 mL de ácido nítrico concentrado, e deixou-se 15

minutos num forno microondas. Posteriormente, filtrou-se com um filtro Whatman número 2, e

recolheu-se num balão volumétrico onde se completou o volume até 50 mL.

A concentração de metais na dissolução obtida determinou-se por espectrometria de emissão

por plasma (ICP-OES) num espectrómetro Termo Jarrel Ash, modelo IRIS Advantages.

2.10. Determinação do conteúdo de cinzas

O teor de cinzas foi determinado segundo a norma Tappi 211 om-02:

- Pesaram-se 200 mg de amostra (fibra ou pasta) num cadinho de porcelana previamente tarado

(limpo com HCl e colocado na mufla a 575 ºC durante 1h). Posteriormente, colocou-se na mufla a

575 ºC durante 6 h. Após calcinação, retirou-se e deixou-se arrefecer num exsicador para posterior

pesagem.

A quantidade de cinzas obtida foi 4,3% e 3,0%, respectivamente, de fibra e pasta inicial.

Parte II – Resultados Arundo donax


33.. RReessuull ttaaddooss

A análise química de das amostras de Arundo donax, fibra e pasta, foi realizada com uma fracção

previamente moída de cada uma, após extracção com acetona. Determinaram-se o teor de

extractáveis, de hidrossolúveis, de lenhina Klason ou ácido insolúvel e de holocelulose; as cinzas e

os metais foram determinados a partir de fibra e de pasta moída não extraída. Os principais

constituintes e o seu teor encontram-se indicados na Tabela 5, estando expressos em percentagem de

amostra.

Tabela 5 Percentagem dos principais constituintes da fibra e da pasta de Arundo donax.

% na Fibra % na Pasta crua

Compostos extractáveis 1,56 1,54 Compostos hidrossolúveis 8,47 1,18 Lenhina Klason 24,5 7,4 Holocelulose (celulose+hemicelulose) 49,8 70,5

Cinzas 4,3 3,0

O extracto total em acetona para a fibra e para a pasta é, respectivamente, 1,56 e 1,54%. Os

compostos lipofílicos – solúveis em clorofórmio – representam 0,62% na fibra e 1,23% na pasta,

sendo este o valor usado para comparar com o da literatura [23]. Os restantes 0,94% e 0,31%

correspondem a compostos polares não solúveis em clorofórmio. A percentagem dos principais

constituintes é menor na pasta crua do que na fibra, com excepção da celulose, como esperado.

A percentagem obtida para o extracto em clorofórmio (0,62%) aproxima-se do valor esperado

0,37-0,46% (extracto em diclorometano), tendo em conta que as extracções foram realizadas com

diferentes solventes: clorofórmio neste trabalho e diclorometano na literatura. A baixa quantidade de

extractáveis, como já foi referido, é favorável na produção da pasta. O conteúdo de extractáveis na

pasta é ligeiramente inferior ao da fibra, o que seria de esperar uma vez que uma parte destes

compostos é eliminada durante o cozimento. Devido à forte coloração castanha apresentada pela

pasta, resíduos de lenhina não eliminados durante o processo de obtenção de pasta podem ter sido

extraídos conjuntamente com os compostos lipofílicos pretendidos, estando presentes no extracto

analisado. Deste modo, o valor obtido tem um erro associado.

Em relação à lenhina da fibra, o valor obtido (24,5%) foi um pouco superior ao da bibliografia

(19%) [23], provavelmente devido ao método de isolamento, mas está dentro da gama esperada (20-

30%) [17]. Comparando com a madeira cujo teor de lenhina ronda os 20-30% [14], verifica-se que o

Arundo donax possui relativamente a mesma quantidade deste constituinte. Tal quantidade, para uma



fibra não madeireira, não é favorável para a produção da pasta, pois a sua remoção torna-se mais

difícil. Em relação à pasta, verifica-se que esta possui muito menor quantidade de lenhina do que a

fibra, concluindo-se que houve remoção de cerca de 70% deste composto durante o cozimento.

Em relação aos valores referidos na literatura [25], a fibra apresenta menor teor de holocelulose.

No caso da pasta, verifica-se um aumento do teor desta fracção. Neste trabalho, não se determinou a

quantidade de celulose e hemiceluloses presente nas amostras, podendo ser um ponto a realizar

futuramente.

3.1. Determinação de catiões metálicos

A presença de metais, cujo conteúdo é variável, pode causar problemas na obtenção da pasta

celulósica, nomeadamente durante o processo de branqueamento, pois alguns metais como o ferro,

cobre e manganésio (metais de transição) interferem nas reacções dos agentes utilizados. No caso de

etapas com oxigénio, ozono e peróxido de hidrogénio, os metais catalizam a decomposição destes, e

muitas vezes originam a formação de radicais livres, responsáveis pela degradação da celulose. As

pastas, em geral, retêm os catiões através de dois mecanismos distintos: formando complexos

moleculares ou por intercâmbio iónico com grupos ácidos, carboxílicos, fenólicos e hexenurónicos,

caso a planta possua uma grande quantidade de xilanas [45].

É, portanto, importante determinar o conteúdo de catiões metálicos, principalmente na pasta, e

proceder à sua eliminação utilizando tratamentos adequados nos casos que se considere necessário

[45]. Estes processos irão consequentemente facilitar o processo de deslenhificação, reduzir o

consumo de reagentes químicos e melhorar o rendimento e a qualidade da pasta. Uma forma de

reduzir o conteúdo de catiões metálicos é realizar uma lavagem ácida na pasta inicial, o que não

afectará significativamente as propriedades da fibra [20].

O conteúdo de catiões metálicos na fibra e na pasta de Arundo donax está indicado na Tabela 6.

Tabela 6 Conteúdo de catiões metálicos da fibra de Arundo donax, em mg/Kg de amostra inicial

Ag Al B Ba Ca Co Cr Cu Fe K Li Mg Mn Na Ni P Pb S Sr Zn Zr

Fibra 3,9 13,2 0 4,17 800 0,02 1,31 10,2 36,5 7460 0,06 770 7,34 400 0,90 680 0,39 1142 2,47 8,23 0,18

Pasta 0 13,5 0,41 0 390 0 3,41 19,1 117 80 0,04 90 2,76 150 4,29 10 0,80 100 1,81 9,86 0,22

Pela análise da tabela, podemos concluir que a fibra possui uma grande quantidade de potássio e

enxofre, de cálcio, magnésio, sódio e fósforo; em menor quantidade surge o cobalto e o lítio. Em



relação à pasta, verifica-se uma diminuição das quantidades dos catiões, mas no caso do B, Cr, Cu,

Ni, Pb, Zn e Zr ocorre um ligeiro aumento. Comparativamente com os outros, a quantidade de Fe

aumenta consideravelmente, assim como a de Cu. Uma explicação para tal pode estar relacionada

com contaminações durante o processo de obtenção da pasta.

3.2. Composição química de hidratos de carbono

A composição de polissacarídeos pode ser estudada através de hidrólise ácida. Os açúcares

neutros são analisados por cromatografia de gás após a sua conversão em acetatos de alditol.

Mediante esta conversão, os isómeros de cada monossacarídeo transformam-se numa única espécie,

surgindo apenas um pico correspondente a um tipo de açúcar, ou seja, se temos seis tipos açúcares

neutros, então teremos apenas seis picos no cromatograma. Outra vantagem deste método é que

apenas se analisam os compostos susceptíveis à acetilação, evitando a interferência de outras

espécies presentes na amostra. Na Tabela 7 está apresentada a análise quantitativa de açúcares

neutros da fibra e pasta de Arundo donax.

Tabela 7 Açúcares neutros e ácidos urónicos presentes na fibra e na pasta organosolv de Arundo donax.

Glu Xyl Ara Gal Man Rha Ácidos Urónicos Fibra 56,3 39,2 3,4 0,76 0,34 0,0 1,94 Pasta 84,4 14,4 0,97 0,02 0,21 0,0 1,69

Resultados expressos em percentagem. Glu: glucose, Xyl: xilose, Ara: arabinose, Gal: galactose, Man: manose; Rha: ramnose.

Analisando a tabela, verifica-se que além da glucose, que provém fundamentalmente da celulose,

a xilose é o monossacarídeo predominante tanto na fibra como na pasta. Outros açúcares, como a

arabinose, manose e galactose, foram também identificados, mas em menores quantidades. Estes

resultados estão de acordo com os dados publicados em estudos anteriores [25], no entanto o valor

obtido para cada um dos açúcares é superiore aos da literatura.

A presença de grande quantidade de xilose no Arundo donax, além de confirmar a importância

das xilanas na estrutura da parede celular, pode ser particularmente interessante, na medida que esta

planta pode ser utilizada como fonte de pentosanas, por exemplo, para a indústria de furfural [4,25].

Em relação aos ácidos urónicos, os resultados estão apresentados na Tabela 7. Os valores obtidos

estão dentro da gama esperada (1-2%) [25].



3.3. Composição química da fracção de extractáveis

Nos últimos anos, vários estudos relacionados com o Arundo donax têm sido publicados

[3,23,24,25]. Os maiores grupos de compostos identificados são esteróis, cetonas esteroidais,

hidrocarbonetos esteroidais, ésteres de esteróis, glicéridos e ácidos gordos livres, cujas quantidades e

composição variam devido à diferença de idades e localização geográfica.

Neste trabalho, o extracto em clorofórmio foi preparado e analisado por cromatografia gás (GC)

e cromatografia de gás-espectrometria de massa (GC/MS) de modo a conhecer-se a composição

química da fracção de extractáveis da fibra e da pasta de Arundo donax, pois estes são os principais

responsáveis pelos problemas de pitch. Para identificação de algumas séries de compostos, como

ácidos, hidroxiácidos e álcoois, foi necessário derivatizar o extracto para uma melhor análise no

GC/MS. O cromatograma do extracto trimetilsililado é apresentado na Figura 20. Para além da

sililação, procedeu-se à metilação e metilação seguida de sililação, no entanto os respectivos

cromatogramas não serão apresentados. Na Tabela 8 estão identificados os componentes lipofílicos

do extracto quer da pasta quer da fibra, mas, devido a problemas no GC/MS e ao prazo estabelecido

para entrega deste relatório, não foi possível realizar a quantificação destes. Este é um ponto a ser

realizado posteriormente de modo a completar este estudo. Mais adiante é ainda apresentada uma

análise de cada família presente nos extractos, indicando a sua estrutura e respectivo espectro de

massa.



Figura 20 Cromatograma do extracto em clorofórmio, trimetilsililado, referente à a) fibra e à b) pasta de Arundo donax. Ac: ácidos gordos; MG: monoglicerídeos; ωOH: ω-hidroxiácido; Vit.E: vitamina E ou α-tocoferol; CG: campesteril β-glucopiranosídeo; EG: estigmasteril β-glucopiranosídeo; SG: sitosteril β-glucopiranosídeo; PS: diglicerídeo de ácido palmítico e esteárico; *: alguns picos de alcanos referentes a possível contaminação.

5 10 15 20 Minutos

Sitosterol

SG

EG

CG

Ac18

Ac18:2 Ac18:1

Ac16 Ac28

Ac20 MG18

Ac30

MG16

Campesterol

Ac17 MG26 Ac24

Estigmasterol

Vit.E Ac26

MG30 MG28

Glucosídeos de esteróis

Ésteres de esteróis

Éster de Triterpenol

Estigmastadieno Estigmast-4-en-3-ona

a)

Sitosterol + Estigmastanol ωOH22

Ac 18:1 MG18:1

*

Distearina

Estigmasterol + Ac 28

Diglicerídeo PS Dipalmitina

MG18 Campesterol

* * *

MG16 *

b)



Tabela 8 Compostos identificados no extracto em clorofórmio.

Composto Fragmentos característicos MW

Alcanos

n-eicosano 57/71/85/282 282

n-heneicosano 57/71/85/296 296

n-docosano 57/71/85/310 310

n-tricosano 57/71/85/324 324

n-tetracosano 57/71/85/338 338

n-pentacosano 57/71/85/352 352

n-hexacosano 57/71/85/366 366

n-heptacosano 57/71/85/380 380

n-octacosano 57/71/85/394 394

n-nonacosano 57/71/85/408 408

n-triacontano 57/71/85/422 422

n-hentriacontano 57/71/85/436 436

n-dotriacontano 57/71/85/450 450

n-tritriacontano 57/71/85/464 464

Hidrocarbonetos Esteroidais

Ergostatrieno 135/143/380 380

Ergostadieno 81/147/367/382 382

Estigmastadieno 81/147/381/396 396

Estigmasteno 81/215/383/398 398

Estigmasta-3,5,22-trieno 135/143/394 394

Estigmasta-3,5-dieno 81/147/381/396 396

Ácidos gordos

Ácido n-tetradecanóico 73/117/132/145/285/300 * 300*

Ácido n-pentadecanóico 73/117/132/145/299/314 * 314*

Ácido palmítico 60/73/129/256 256

Ácido n-heptadecanóico 73/117/132/145/327/342 * 342 *

Ácido linoleico 67/81/280 280

Ácido oleico 55/69/264 282

Ácido esteárico 60/73/129/284 284

Ácido n-nonadecanóico 73/117/132/145/355/370 370*

Ácido n-eicosanóico 60/73/129/312 312

Ácido n-eneicosanoico 55/69/129/326 326

Ácido n-docosanóico 60/73/129/340 340

Ácido 22-hidroxidocosanóico 75/117/204/395/469/485* 500*

Ácido n-tricosanóico 60/73/129/354 354

Ácido n-tetracosanóico 60/73/129/368 368

Ácido n-pentacosanóico 60/73/129/382 382

Ácido n-hexacosanóico 73/117/132/145/453/468 * 468 *

Ácido n-heptacosanóico 73/117/132/145/467/482 482*

Ácido n-octacosanóico 73/117/132/145/482/497 * 497 *

Ácido n-nonacosanóico 73/117/132/145/495/510 * 510 *

Ácido n-triacontanóico 73/117/132/145/509/525 * 525 *

Ácido n-hentriacontanóico 73/117/132/145/523/538 538*

Ácido n-dotriacontanóico 73/132/145/117/537/552 * 552 *

Ácido n-tetratriacontanóico 73/117/132/145/565/580* 580*



Tabela 8 Continuação Composto Fragmentos característicos MW

Álcoois gordos

n-docosanol 75/103/383* 398*

n-tetracosanol 75/103/411* 426*

n-pentacosanol 75/103/425* 440*

n-hexacosanol 75/103/439* 454*

n-heptacosanol 75/103/453* 468*

n-octacosanol 75/103/467* 482*

n-nonacosanol 75/103/481* 496*

n-triacontanol 75/103/495* 510*

n-hentriacontanol 75/103/509* 524*

n-dotriacontanol 75/103/523* 538*

n-tritriacontanol 75/103/537* 552*

Aldeídos

n-hexacosanal 82/96/362 380

n-octacosanal 82/96/390 408

n-tricosanal 82/96/418 436

Esteróis/Triterpenóides

Campesterol 55/145/213/382/400 400

Estigmasterol 55/81/255/494/412 412

Sitosterol 145/213/396/414 414

Estigmastanol 215/416 416

β-amirina 189/203/218/409/426 426

α-amirina 189/203/218/409/426 426

Tocoferois

β-tocoferol 151/416 416

Vitamina E ou α-tocoferol 165/430 430

Cetonas de Esteróis e de triterpenóides

β-amirenona 189/203/218/409/424 424

α-amirenona 189/203/218/409/424 424

cicloartenona 189/205/313/409/424 424

Estigmastan-3-ona 231/414 414

Estigmasta-3,5-dien-7-ona 174/269/410 410

Estigmasts-4-en-3-ona 124/229/412 412

Estigmastadienona isómero 57/136/174/269/410 410

Ergostano-3,6-diona 137/245/414 414

Estigmast-4-en-3,6-diona 137/398/408/411/426 426

Estigmastano-3,6-diona 245/287/428 428

7-oxo-sitosterol 135/161/187/396/428 428

Ceras

C36 229/257/285/536 536

C38 257/564 564

C40 257/285/313/592 592

C42 257/285/313/341/620 620



Tabela 8 Continuação

Composto Fragmentos característicos MW

Ceras

C44 257/285/313/341/648 648

C46 257/285/313/341/369/397/676 676

Ésteres de Esteróis

Éster de campesterol 147/367/382 -

Éster de sitosterol 147/382/396 -

Éster de estigmastanol 147/397 -

Éster de β-amirina 189/203/218 -

Éster de α-amirina 189/203/218 -

Ésterois Glucosídeos

3 β-D-glucopiranosídeo de Campesterilo 204/217/361/383 * 850 *

3 β-D-glucopiranosídeo Estigmasterilo 204/217/361/395 * 864 *

3 β-D-glucopiranosídeo Sitosterilo 204/217/361/397 * 862 *

Monoglicerídeos

Tetradecanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/343/431 * 446 *

Pentadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/129/147/203/357/445 * 460 *

Hexadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/371/459 * 474 *

Heptadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/129/147/203/385/473 * 488 *

9-octadecenoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/203/397/485 * 500 *

Octadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/399/487 * 502 *

Nonadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/129/147/203/413/501 * 516 *

Eicosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/427/515 * 530 *

Eneicosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/129/147/203/441/529 * 544 *

Docosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/455/543 * 558 *

Tricosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/129/147/203/469/557 * 572 *

Tetracosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/483/571 * 586 *

Hexacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/511/599 * 614 *

Heptacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/129/147/203/526/613 * 628 *

Octacosanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/539/627 * 642 *

Triancontanoato de 2,3-dihidroxipropilo * 73/103/129/147/567/655 * 670 *

Diglicéridos

1,2-Dipalmitina (P2) 57/129/314/386/625 *

1,3-Dipalmitina (P2) 57/129/314/372/385/625 * 640 *

57/129/314/342/386/414/579 *

57/129/314/372/386/579 * PS

57/129/314/372/399/579 *

594 *

57/129/342/414/607 * 1,2 e 1,3 - Distearina (S2)

57/129/342/399/607 * 622 *

* identificados no extracto sililados, ## identificados no extracto metilado e sililado.



Com o fim de isolar e purificar as distintas séries homólogas de compostos presentes e para a sua

melhor identificação, fraccionou-se, por SPE, o extracto em clorofórmio da fibra, obtendo-se quatro

fracções: A, B, C, D, as quais posteriormente foram analisadas por GC/MS. Os cromatogramas

característicos de cada fracção encontram-se na Figura 21.

Figura 21 Esquema do fraccionamento realizado por SPE. Cromatogramas do extracto lipofílico total e das diferentes fracções (A-D) para a fibra Arundo donax.

C D

5 10 15 20 25 Tempo de retenção (min)

Ácidos gordos

Ésteres de esterol

Esteróis

Hidrocarbonetos e cetonas esteroidais

Acondicionamento

Hexano 4 mL

Coluna com fase de aminopropilo

Hexano 8 mL CHCl3 10 mL

Éter/AcOH (98:2) 10 mL

A B

Hexano/CHCl3 (5:1) 6 mL

Extracto total em Hexano/CHCl (4:1) 0,5mL

3

Alcanos

Ésteres de Esterol Ceras

5 10 15 20 25

Cetonas triterpénicas

5 10 15 20

Ácidos gordos Aldeídos

5 10

Esteróis

10 15



As fracções C e D foram sililadas para uma melhor identificação dos compostos. A primeira

fracção contém alcanos, hidrocarbonetos esteroidais, ceras e ésteres de esteróis; a segunda, cetonas

triterpénicas e uma pequena quantidade de alcanos; a terceira, esteróis, álcoois, diglicerídeos e

cetonas esteroidais; e finalmente a quarta, ácidos gordos livres e aldeídos, sendo estes encontrados

também na terceira fracção. Os monoglicerídeos surgem tanto na fracção C como na D.

3.2.1. Hidrocarbonetos

A fibra e a pasta de Arundo donax apresentam uma série de alcanos desde C21 a C33, com um

predomínio dos de cadeia ímpar; no entanto, na última verifica-se uma contaminação de alcanos

desde C21 a C38, mais notável no cromatograma de pasta não derivatizada, cuja origem se

desconhece. Na Figura 22 está representado o espectro de massa do n-nonacosano (alcano C29), onde

o ião molecular surge a m/z 408 com uma abundância muito baixa. O espectro é caracterizado por

uma série de iões com massa ímpar e fórmula empírica CnH2n+1, estando estes separados por

incrementos de 14 unidades de massa. À medida que a massa dos iões aumenta, a sua abundância

relativa diminui, além disso a intensidade do ião molecular diminui com o aumento da cadeia [46].

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

43

57

71

85

99113

127141 169 183 211 225 253267 295309 337 351 408

Abundância

M+.

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

43

57

71

85

99113

127141 169 183 211 225 253267 295309 337 351 408

Abundância

M+.

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

43

57

71

85

99113

127141 169 183 211 225 253267 295309 337 351 408

Abundância

M+.

Figura 22 Espectro de massa do n-nonacosano.

3.2.2. Ácidos gordos

Os ácidos gordos encontram-se amplamente distribuídos na Natureza, onde os de cadeia grande

(>C22) derivam em grande parte de plantas superiores, enquanto que os de cadeia mais curta têm



uma origem mais universal, sendo característicos de algas e microrganismos [47]. Apesar do número

de ácidos gordos encontrados em plantas ser cerca de 300, a maioria deles surge apenas em algumas

espécies de plantas, sendo em grande parte ácidos monocarboxílicos saturados ou insaturados não

ramificados com número de carbonos par [48].

No presente trabalho identificou-se uma série de ácidos gordos predominantemente pares, desde

o ácido tetracosanóico (C14) até ao ácido tetratriacontanóico (C34); os ácidos gordos de cadeia ímpar

(C15 a C31) identificados nos extractos surgem em pequenas quantidades.

O espectro de massa destes compostos, sem derivatização prévia, apresenta um ião molecular

bastante intenso, assim como fragmentos característicos da cadeia carbonada. Além destes, também

se observam outros iões abundantes a m/z 60 devido a um rearranjo de McLafferty, a m/z 73

correspondente a uma quebra de ligação entre C-3 e C-4, e a m/z 129 (Figura 23) [49].

OH

O

20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 2600

50

100

29

43

60

69

73

8397

115

129

143157 171 185

199

213227

256[M]+.

Abundância

OH

O

20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 2600

50

100

29

43

60

69

73

8397

115

129

143157 171 185

199

213227

256[M]+.

Abundância

Figura 23 Espectro de massa do ácido n-hexadecanóico.

A identificação de ácidos gordos, por vezes, requer uma derivatização prévia, uma vez que

aumentando a volatilidade, melhora-se o seu comportamento cromatográfico gasoso [49], e assim

devido à fragmentação típica, são facilmente identificados.

No caso de serem derivados TMS (trimetilsililo), os iões mais abundantes derivam do grupo

introduzido: m/z 73 [(CH3)3Si]+, 75 [(CH3)2SiOH]+ e [M-15]+ [49]. Outros iões abundantes surgem a

m/z 117, 129, 132 e 145 [2,49], como se pode observar no espectro de massa do derivado TMS do

ácido hexadecanóico (Figura 24). Os iões a m/z 132 e a 145 surgem devido a uma rearranjo de



McLafferty [33]; o ião a m/z 117 parece resultar da perda de um radical metilo a partir de m/z 132;

por último, o ião a m/z 129 resulta da decomposição do 145 através de uma reacção de transferência

de protão [49]. Estes picos ajudam na distinção entre derivados TMS de ácidos gordos e de álcoois

gordos, uma vez que o ião a [M-15]+ do éster TMS do ácido gordo tem a mesma massa nominal que

o éter TMS do álcool gordo com maior número de carbonos seguinte [2].

40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 3400

50

100

4355

69

73

83 95 105

117

132

145

159 171 187 201213 227 241 257 269 285 299

313

328

Abundância

OTMS

O

[M-15]+

[M]+.

40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 3400

50

100

4355

69

73

83 95 105

117

132

145

159 171 187 201213 227 241 257 269 285 299

313

328

Abundância

OTMS

O

[M-15]+

[M]+.

Figura 24 Espectro de massa do derivado TMS do ácido hexadecanóico.

3.2.3. Álcoois gordos

Na fibra encontrou-se uma série de álcoois alifáticos desde C22 a C33, em quantidades vestigiais.

Também na pasta foram identificados alguns (C22 a C28) em pequenas quantidades. Estes compostos

foram identificados como derivados TMS com base em dados da literatura [2,10] e o seu espectro de

massa apresenta um ião intenso a m/z 75 e a [M-15]+ característicos. Os iões a m/z 89 e 103

[(CH3)3SiOCH2]+ também presentes ajudam a distinguir entre estes derivados TMS dos derivados

TMS de ácidos gordos [2]. Na Figura 25 é apresentado, como exemplo, o espectro de massa do

derivado TMS do n-octacosanol.



40 70 100 130 160 190 220 250 280 310 340 370 400 430 460 4900

50

100

43 57

75

83

89

103

111

129

467

Abundância

OTMS

103

[M-15]+

40 70 100 130 160 190 220 250 280 310 340 370 400 430 460 4900

50

100

43 57

75

83

89

103

111

129

467

Abundância

OTMS

103

OTMS

103

[M-15]+

Figura 25 Espectro de massa do derivado TMS do n-octacosanol.

Alguns álcoois podem surgir na fibra na forma de ésteres (por exemplo nas ceras), sendo

libertados durante a cozedura alcalina ao produzir-se a sua hidrólise. Deste modo, não são

identificados nas fibras mas sim nas lixívias e eventualmente nas pastas.

3.2.4. Aldeídos

A fibra apresenta uma série de aldeídos desde o C26 até C30, os quais não foram detectados na

pasta. Na Figura 26, é apresentado o espectro de massa do n-octacosanal. Os iões característicos

surgem a [M-18]+ (perda de água), [M-28]+ (perda de etileno), e a [M-44]+ (correspondente a um ião

do tipo enólico) [46].

CO

H

50 100 150 200 250 300 350m/z

0

25

50

75

100

67

81

95

123

364

390[M-18]+

Abundância

CO

H

50 100 150 200 250 300 350m/z

0

25

50

75

100

67

81

95

123

364

390[M-18]+

Abundância

Figura 26 Espectro de massa do octacosanal.



3.2.5. Esteróis livres e esterificados

Os esteróis de plantas, também designados por fitosteróis, são componentes essenciais das

membranas celulares e a sua função parece ser controlar a permeabilidade e fluidez da membrana

[37]. Estes compostos não são mais do que álcoois tetracíclicos de 27, 28, 29 ou 30 átomos de

carbonos, sendo os de 29 os mais comuns nas plantas superiores [47,50]. Os esteróis possuem um

grupo hidroxilo na posição C-3 e uma cadeia lateral de comprimento variável na posição C-17;

podem também conter alguns grupos metilo e ligações duplas em várias posições [2].

Tanto na fibra como na pasta organosolv de Arundo donax foram encontrados vários esteróis

livres, sendo o mais abundante o β-sitosterol, seguido do campesterol.

O espectro de massa do derivado TMS de esteróis livres apresenta um ião molecular intenso e

geralmente é caracterizado por um importante par de iões a m/z 129 e [M-129]+, assim como pelo ião

a m/z 396. Os dois primeiros iões correspondem à perda, favorecida pela ligação dupla-β no C5, de

um grupo TMS juntamente com um fragmento de três carbonos do anel A contendo C1, C2 e C3,

com retenção de carga em qualquer um dos iões [2,51]. O ião a m/z 396 [M-90]+ corresponde à

eliminação 1,2 do grupo trimetilsilanol (TMSOH) [52]. Estes iões podem ser facilmente visualizados

no espectro de massa do derivado TMS do β-sitosterol mostrado na Figura 27.

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 410 440 470 5000

50

100

43

5771 95

107

121

129

145161

175 215229

255

275303 329

357

381

396

471486

Abundância

[M]+.

[M-90]+[M-129]+

TMSO

m/z 129

H

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 410 440 470 5000

50

100

43

5771 95

107

121

129

145161

175 215229

255

275303 329

357

381

396

471486

Abundância

[M]+.

[M-90]+[M-129]+

TMSO

m/z 129

H

TMSO

m/z 129

H

Figura 27 Espectro de massa do derivado TMS do β-sitosterol.



Nas condições cromatográficas usadas no presente trabalho (coluna curta e com espessura

pequena, 0,1 µm), os esteróis livres também podem ser identificados sem derivatização prévia. O

espectro de massa destes apresenta um ião molecular intenso, como se pode observar na Figura 28.

HO

40 70 100 130 160 190 220 250 280 310 340 370 400 4300

50

100 43

55

69 81 107

145 161

173 199

213231 255 273 303

314

329

354381

396

414

Abundância

m/z

[M]+.

HO

40 70 100 130 160 190 220 250 280 310 340 370 400 4300

50

100 43

55

69 81 107

145 161

173 199

213231 255 273 303

314

329

354381

396

414

Abundância

m/z

[M]+.

Figura 28 Espectro de massa de β-sitosterol.

Devido ao uso de uma coluna curta, foi possível identificar três glicosídeos de esteróis na fibra:

β-D-glucopiranosídeo de sitosterilo, β-D-glucopiranosídeo de campesterilo e β-D-glucopiranosídeo

de estigmasterilo. Estes compostos foram identificados como derivados TMS e com base na

literatura [53]. Na pasta são encontrados em pequenas qauntidades.

O espectro de massa do β-D-glucopiranosídeo de sitosterilo, principal glicosídeo de esterilo

presente na fibra, é apresentado na Figura 29. Nele não se observa ião molecular, contudo o seu peso

molecular pode ser determinado a partir dos iões característicos de baixa abundância [M-15]+, [M-

15-90]+ e [M-Me-TMSOH]+ (m/z 745, 757 e 759, respectivamente, para o campesteril, estigmasteril

e sitosteril glucopiranosídeo) [2,53]. A perda do açúcar (TMS) com retenção da carga na parte do

açúcar e quebra da ligação glucosídica C-O, produz um ião a m/z 451 (para as hexoses) de baixa

abundância, o qual posteriormente perde o grupo trimetilsilanol (TMSOH) produzindo outro ião

mais intenso a m/z 361 [2,53]. Este último ião é encontrado em todos os espectros deste tipo de

compostos. Os grupos TMS também originam iões a m/z 73 e a 147, sendo este último formado após

ruptura de dois dos grupos TMS vicinais [53]. Por outro lado, com a quebra da fracção do esterol

com retenção da carga no mesmo produz-se iões a m/z 383, 395 e 397, respectivamente, para o

campesterol, estigmasterol e sitosterol [2,53].



Finalmente, a presença de um ião abundante a m/z 204 (pico base) e outro de abundância mais

baixa a m/z 217 confirma a configuração do piranosídeo [2]. Deste modo, podemos distinguir entre

um grupo piranosídeo de um furanosídeo, porque neste último caso o ião 217 é mais abundante que o

204 [53].

100 200 300 400 500 m/z0

25

50

75

100

73

147

204

287

331

361

397

217

O

TMSOOTMS

OTMS

OTMS

O

100 200 300 400 500 m/z0

25

50

75

100

73

147

204

287

331

361

397

217

100 200 300 400 500 m/z0

25

50

75

100

73

147

204

287

331

361

397

217

O

TMSOOTMS

OTMS

OTMS

O

O

TMSOOTMS

OTMS

OTMS

O

Figura 29 Espectro de massa do derivado TMS do β-D-glucopiranosídeo de sitosterilo.

Os principais ésteres de esteróis encontrados na fibra foram ésteres de sitosterol, de campesterol

e de estigmastanol, assim como ésteres de α- e β-amirina. Não é possível conhecer o peso molecular

destes compostos através do GC/MS, uma vez que raramente se observa o ião molecular e

geralmente os fragmentos observados são referentes ao esterol (Figura 30). Estes compostos não

foram identificados na pasta analisada.



50

100

100 200 300 4000

147

207

256

297 328

397

429 515

Abundância

500 m/z

73Abundância

50

100

100 200 300 4000

147

207

256

297 328

397

429 515

Abundância

500 m/z

73Abundância

Figura 30 Espectro de massa de um éster de sitosterol.

3.2.6. Cetonas esteroidais

Algumas cetonas esteroidais foram identificadas na fibra e na pasta analisada, entre as quais a

estigmast-3,5-dien-7-ona e a estigmast-4-en-3-ona. O espectro de massa destes compostos

caracteriza-se pela presença de um ião molecular abundante e um ião a [M-15]+ e um pico base

resultante da ruptura entre os anéis [50]. No espectro da estigmast-4-en-3-ona observam-se dois

picos intensos: um a m/z 124 (pico base), correspondente ao ião resultante da quebra do anel B, e

outro a m/z 229 resultante da quebra no anel D. No caso da estigmasta-3,5-dien-7-ona a quebra no

anel C origina o ião a m/z 174 (pico base).



20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

4355

6981 95

124

149

161 187

229

245271

289

299 327 355370 398

412

m/z

[M]+.

O

m/z 229

m/z 124

Abundância

O

m/z 174

30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 4200

50

100 43

55

69 81

91

105 134

145

161

174

187

199 229251

269

296 368 395

410[M]+.

Abundância

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

4355

6981 95

124

149

161 187

229

245271

289

299 327 355370 398

412

m/z

[M]+.

O

m/z 229

m/z 124

Abundância

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

4355

6981 95

124

149

161 187

229

245271

289

299 327 355370 398

412

m/z

[M]+.

O

m/z 229

m/z 124

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

4355

6981 95

124

149

161 187

229

245271

289

299 327 355370 398

412

m/z

[M]+.

20 50 80 110 140 170 200 230 260 290 320 350 380 4100

50

100

29

4355

6981 95

124

149

161 187

229

245271

289

299 327 355370 398

412

m/z

[M]+.

O

m/z 229

m/z 124

Abundância

O

m/z 174

30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 4200

50

100 43

55

69 81

91

105 134

145

161

174

187

199 229251

269

296 368 395

410[M]+.

Abundância

O

m/z 174

30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 4200

50

100 43

55

69 81

91

105 134

145

161

174

187

199 229251

269

296 368 395

410[M]+.

O

m/z 174

O

m/z 174

30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 4200

50

100 43

55

69 81

91

105 134

145

161

174

187

199 229251

269

296 368 395

410[M]+.

30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 4200

50

100 43

55

69 81

91

105 134

145

161

174

187

199 229251

269

296 368 395

410[M]+.

Abundância

Figura 31 Espectros de massa de cetonas esteroidais. (A) Estigmast-4-en-3-ona. (B) Estigmasta-3,5-dien-7-ona.

3.2.7. Hidrocarbonetos Esteroidais

No extracto lipofílico da fibra e da pasta identificaram-se alguns hidrocarbonetos esteroidais, tal

como o ergostatrieno, ergostadieno, estigmastadieno, estigmasta-3,5,22-trieno e estigmasta-3,5-

dieno. Os espectros de massa destes compostos apresentam um ião molecular intenso seguido do ião

a [M-15]+, como se pode observar na Figura 32.



40 70 100 130 160 190 220 250 280 310 340 370 4000

50

100 43

55

67

81105

133

147

159173 199

213228

255 288354

381

396

[M]+.

Abundância

40 70 100 130 160 190 220 250 280 310 340 370 4000

50

100 43

55

67

81105

133

147

159173 199

213228

255 288354

381

396

[M]+.

Abundância

Figura 32 Espectro de massa do estigmasta-3,5-dieno.

3.2.8. Ceras

As ceras são constituídas por ácidos gordos esterificados com álcoois de cadeia grande

[49,54,55,56]. São quimicamente estáveis e insolúveis em água e vários solventes orgânicos, pelo

que se encontram ampliamente distribuídas na superfície de plantas e animais actuando como

camada protectora de tecidos [54], sendo também encontrada em insectos e microorganismos. Estes

compostos também participam na prevenção de perda de água e como armazenadores de energia

[55,56].

Após a extracção por SPE da fibra, identificou-se uma série de ceras com número par de

carbonos, desde o C36 até ao C46, e com ácidos gordos saturados. Estes compostos surgem apenas em

quantidades vestigiais. Na Figura 33 temos como exemplo o espectro de massa do palmitato de

tetracosanilo. Nele podemos observar o ião molecular [M+.] que nem sempre é detectável, no entanto

é bastante útil na determinação do número de carbonos e do grau de insaturação das ceras. No

exemplo apresentado, o composto possui uma massa de 592, o que nos leva à fórmula molecular

C40H80O2. O pico intenso a m/z 257 corresponde ao ião [C15H31CO2H+H]+ produzido pela quebra da

ligação entre o oxigénio e a cadeia alquila, ou seja, o ácido gordo presente nesta cera é o ácido

palmítico (C16). A diferença entre estes dois iões permite identificar o álcool presente, no entanto, na

prática, a baixa abundância do ião M+. limita a confiança desta aproximação [46].

Na pasta não se identificou este tipo de compostos.



100 200 300 400 500 600 m/z0

50

100

57

83

147

257

285 313 341 381 592

O

O

m/z 257

M+.

Abundância

100 200 300 400 500 600 m/z0

50

100

57

83

147

257

285 313 341 381 592

O

O

m/z 257

M+.

Abundância

Figura 33 Espectro de massa do palmitato de tetracosanilo (cera C40).

Nas outras ceras identificadas também surge o ião a m/z 257, logo podemos concluir que estas

são todas constituídas pelo ácido palmítico, variando apenas a cadeia carbonada do álcool gordo.

3.2.9. Glicerídeos

Os glicéridos, também designados por gorduras, são ésteres de origem natural derivados de

glicerol (1, 2, 3-propanotriol) e ácidos carboxílicos de cadeia grande [57]. As gorduras naturais são

comummente misturas complexas de triésteres de glicerol (triglicerídeos) [57], sendo encontradas

tanto em plantas como em animais. Normalmente, os monoésteres (monoglicéridos) e os diésteres de

glicerol (diglicéridos) estão presentes como precursores na formação de triglicéridos [54].

Pela análise do cromatograma obtido pelo GC/MS verifica-se a presença de mono e diglicéridos

tanto na fibra como na pasta.

Monoglicerídeos

No extracto em clorofórmio foi identificada, após sililação, uma série de ésteres de glicerol com

ácidos gordos, desde C14 a C34, sendo os de cadeia par os maioritários. Apesar de estarem presentes

em quantidades vestigiais (identificados após SPE), encontram-se alguns com cadeia ímpar desde o

C15 até o C27 (Figura 34).



Figura 34 Cromatogramas da série de monoglicéridos pares. (A) Cromatograma total do extracto em acetona.

O espectro de massa dos derivados TMS destes compostos (Figura 35) caracteriza-se pela

ausência de ião molecular e presença de dois picos abundantes: um correspondente ao ião [M-15]+,

ou seja, perda de um grupo metilo do grupo TMS, e o outro ao ião [M-15-88]+, correspondente à

perda de um radical TMSO a partir do ião [M-15]+. Outros iões característicos surgem a [M-

RCOO]+, a [RCO]+ resultante da quebra de uma ligação α, e a [RCO+74]+ resultante de um rearranjo

nas estruturas TMS. Em todos os espectros destes compostos observam-se iões a m/z 73, 103, 129 e

147 que se encontram frequentemente nas moléculas que contêm um grupo trimetilsililo [49].

m/z 371

m/z 399

m/z 427

m/z 455

m/z 483

5 10 15 20 Minutos A

m/z 511

m/z 539

m/z 567

Monoglicerídeo C16

Monoglicerídeo C18

Monoglicerídeo C14 m/z 343

Monoglicerídeo C20

Monoglicerídeo C22

Monoglicerídeo C24

Monoglicerídeo C26

Monoglicerídeo C28 Minutos

Monoglicerídeo C30



O

O

OTMS

OTMS

20 60 100 140 180 220 260 300 340 380 420 460 5000

50

100

29

43

57

73

85103

129

147

159189

203

221

237

267

277341

355

399

415429

487

Abundância

[M-15]+

[M-15-88]+

O

O

OTMS

OTMS

20 60 100 140 180 220 260 300 340 380 420 460 5000

50

100

29

43

57

73

85103

129

147

159189

203

221

237

267

277341

355

399

415429

487

Abundância

[M-15]+

[M-15-88]+

Figura 35 Espectro de massa do derivado TMS do octadecanoato de 2,3-dihidroxipropilo.

Diglicerídeos

No extracto sililado da fibra e da pasta foram identificados diglicerídeos; no primeiro caso, tal só

foi possível após extracção por SPE. Estes são formados por uma molécula de glicerol e duas de

ácido hexadecanóico (dipalmitina – P2), por glicerol e duas moléculas de ácido octadecanóico

(distearina – S2) e ainda por glicerol, ácido hexadecanóico e ácido octadecanóico (PS).

O espectro de massa do derivado TMS destes compostos caracteriza-se por não apresentar ião

molecular, mas sim um abundante ião a [M-15]+, resultante da perda um radical metilo, e um ião a

[M-90]+. Também se observam os iões [M-R1,2COO]+ resultante da perda de uma das unidades de

ácido, [R1,2CO]+ resultante de uma ruptura α, e [R1,2CO+74]+ resultante da transposição da estrutura

TMS (Figura 36) [49].



[M-R1,2COO]+

[R1,2CO]+[R1,2CO+14]+

[M-15]+

57

98

239313

371

625

0

100

100 200 300 400 500 600 m/z

50

129

Abundância

[M-R1,2COO]+

[R1,2CO]+[R1,2CO+14]+

[M-15]+

57

98

239313

371

625

0

100

100 200 300 400 500 600 m/z

50

129

Abundância

Figura 36 Espectro de massa do derivado TMS da 1,3-dipalmitina.

Parte III Arundo donax


PPPPPPPPAAAAAAAARRRRRRRRTTTTTTTTEEEEEEEE IIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIIII::::::::

CCCCCCCCaaaaaaaarrrrrrrraaaaaaaacccccccctttttttteeeeeeeerrrrrrrriiiiiiiizzzzzzzzaaaaaaaaççççççççããããããããoooooooo

EEEEEEEEssssssssttttttttrrrrrrrruuuuuuuuttttttttuuuuuuuurrrrrrrraaaaaaaallllllll ddddddddaaaaaaaassssssss LLLLLLLLeeeeeeeennnnnnnnhhhhhhhhiiiiiiiinnnnnnnnaaaaaaaassssssss

Parte III – Introdução Arundo donax


11.. II nnttrr oodduuççããoo

Dentro dos constituintes macromoleculares, a lenhina é aquele que continua a suscitar maior

interesse científico, por causa da sua complexidade estrutural. Vários estudos realizados revelam que

esta não é uniforme na sua estrutura química nem na distribuição morfológica. Os estudos da lenhina

tornam-se ainda mais difíceis, pelo facto do seu isolamento, para posterior quantificação e

caracterização estrutural, numa forma não modificada ainda não ser possível. Esta característica

deve-se à sua função, estrutura molecular complexa, localização e interligação com outros

constituintes da parede celular. Este problema é ainda mais relevante quando se trata de plantas

anuais, devido à menor percentagem de lenhina associada ao elevado teor de material proteico. Por

estas razões, apesar da existência de muitos métodos para o isolamento e purificação da lenhina,

nenhum apresenta um rendimento de 100% nem uma lenhina estruturalmente autêntica [29].

As principais ligações entre unidades derivadas de fenilpropano da lenhina, como já foi referido,

são geralmente do tipo éter (C-O-C) e carbono-carbono (C-C), estando ilustradas na Figura 37.

Figura 37 Ligações inter monómeros e estruturas cíclicas mais frequentes na lenhina [29].

Ligação β-O-4 Ligação β-O-4 com Cα=O Ligação α-O-4

Ligação 4-O-5 Ligação β-5 Ligação β-β

Ligação 5-5 Estrutura do tipo resinol Estrutura tipo fenilcumarano

R

OAr

HO

R

OAr

O

R

OAr

HO

Ar

Ar

O

OAr

Ar

ROH

ArO

OHR

R

ROHOH

RROAr



1.1. Métodos de análise estrutural de lenhinas

1.1.1. Métodos de extracção de lenhina

Para extracção e purificação da lenhina existem diversos métodos, os quais podem ser divididos

em dois grupos: no primeiro, a lenhina obtida como um resíduo insolúvel após hidrólise e dissolução

dos restantes componentes com ácidos; no segundo, a lenhina extraída com um solvente apropriado,

como o dioxano. As lenhinas insolúveis, como a lenhina Klason, não são estruturalmente

representativas da lenhina “in situ”, devido à ocorrência de reacções de recondensação na presença

de ácidos fortes; no entanto, devido à simplicidade do procedimento, dos elevados rendimentos

obtidos e da reprodutibilidade do método, o método de Klason é amplamente usado em

determinações quantitativas do teor de lenhina [29,58]. As lenhinas solúveis, como a lenhina MWL

“Milled Wood Lignin” (ou lenhina de Bjorkmann) e a lenhina dioxano, são isoladas a partir da

madeira sem extractáveis, através de extracções com solventes orgânicos neutros ou acídicos [29]. A

lenhina MWL é considerada como sendo a mais representativa da lenhina “in situ” e tem sido

largamente utilizada nos estudos de caracterização deste polímero [31].

O dioxano é um bom solvente devido ao seu parâmetro de solubilidade, o qual é muito próximo

do valor óptimo para preparações de lenhinas isoladas. Este processo é muito utilizado no isolamento

de lenhina representativa da lenhina “in situ”, principalmente porque fornece, em tempo curto,

fracções de lenhina com elevado rendimento e numa forma que permite a sua posterior utilização

para investigações químicas e biotecnológicas. Além disso, estas lenhinas geralmente possuem uma

quantidade muito baixa de polissacarídeos. A desvantagem que tem é o facto de poderem ocorrer

reacções de condensaçao na matriz da lenhina [29].

Nesta parte do trabalho iremos estudar a lenhina dioxano da fibra e da pasta de Arundo donax.

Escolheu-se este método pelo facto do seu procedimento ser mais simples e rápido, e porque o

rendimento de extracção é superior ao obtido para a lenhina MWL [58].

1.2.2. Métodos espectroscópicos na caracterização de lenhina

A caracterização das lenhinas pode ser feita por métodos degradativos, no entanto estes não

permitem a análise do polímero “intacto”. Por esta razão, desde cedo se tem aplicado técnicas

espectroscópicas de análise estrutural com o objectivo de determinar, o mais precisamente possível, a

estrutura de compostos como a lenhina [29]. As técnicas não destrutivas usadas são a

espectrofotometria de UV/Vis e de infravermelho, e a ressonância magnética nuclear (RMN), sendo

esta última a mais utilizada.



Caracterização estrutural de lenhinas por RMN de 1H

A espectroscopia de RMN de 1H tem sido extensamente usada na caracterização e classificação

da lenhina, assim como na determinação da sua estrutura. Para melhor dissolução num solvente

comum, por vezes, é necessário derivatizar a amostra. Uma forma de o fazer é acetilar a lenhina,

ficando os grupos hidroxilo bloqueados, o que diminui consequentemente a possibilidade de ligações

por pontes de hidrogénio, permitindo a obtenção de um espectro com maior resolução. Além disso,

os desvios químicos dos sinais num espectro de RMN de 1H de lenhina acetilada em clorofórmio

deuterado, são praticamente independentes da concentração da amostra a apenas ligeiramente

dependentes de variações moderadas da temperatura [29,59]. Na Tabela 9 são apresentados os sinais

principais dos espectros de RMN 1H.

Tabela 9 Atribuição dos principais sinais em espectros de RMN 1H de lenhinas acetiladas [29].

δ (ppm) Atribuição 0,6 - 1,6 Protões de grupos CH2 e CH3

1,70 - 2,15 Protões metílicos de grupos acetiloxilo de cadeias alifáticas 2,15 - 2,35 Protões metílicos de grupos acetiloxilo de anéis aromáticos 2,50 - 3,05 Hβ em estruturas do tipo resinol 3,70 - 3,75 Protões em grupos metoxilo 4,15 - 4,5 Hγ em diversas estruturas como β-O-4 e β-5 4,55 - 4,65 Hβ em estruturas β-O-4; protões vinílicos em unidades tipo álcool cinamílico 5,95 - 6,01 Hα em estruturas β-O-4 (isómero eritro) e estruturas β1

6,09 Hα em estruturas β-O-4 (isómero treo) e estruturas β1 6,50 - 6,65 Protões aromáticos em unidades do tipo seringilo 6,65 - 7,00 Protões aromáticos em unidades do tipo guaiacilo 9,55 - 9,85 Protões em grupos aldeídos do tipo cinamaldeído e benzaldeído

Os principais grupos funcionais e subestruturas da lenhina podem ser determinados semi-

quantitativamente a partir dos referidos espectros, usando o integral do sinal correspondente à

ressonância dos protões dos grupos metoxilo como padrão interno; é então necessário conhecer

antecipadamente o teor de grupos metoxilo na lenhina em estudo [29]. Conhecendo o número de

metoxilo por unidade C9 pode-se fazer o valor do integral do pico a δ 3,70 ppm corresponder a 3

vezes esse número. Assim, todos os integrais do espectro ficam calibrados para uma unidade C9,

sendo possível calcular a intensidade do integral correspondente a apenas 1 protão (IH). Para

determinar o número de grupos funcionais ou teor de grupos CH2 e CH3 alifáticos por unidade C9,

basta dividir as áreas do pico correspondente pelo valor de IH. Por exemplo, para determinar por este

método o teor de grupos hidroxilo fenólicos e alifáticos basta dividir o valor do integral a δ 1,70-2,15

e 2,15-2-35 ppm, respectivamente, pelo valor do integral correspondente a um só protão [29].



Caracterização estrutural de lenhinas por UV

A espectrofotometria de ultravioleta/visível é um dos métodos mais simples e mais extensamente

usado na análise qualitativa e quantitativa de soluções. A absorção de radiação com comprimentos de

onda na gama do visível e ultravioleta por compostos orgânicos está associada a transições

electrónicas entre diferentes níveis de energia. Ao contrário dos polissacarídeos, que são incolores na

região do visível e ultravioleta, a lenhina, devido à sua natureza aromática, apresenta uma forte

absorvância nessa região do espectro, exibindo máximos de absorvância característicos. A

localização e a intensidade desses máximos dependem das características estruturais da lenhina

(substituintes do anel aromático, existência de duplas ligações conjugadas com o anel aromático,

entre outras), das suas modificações químicas e do solvente usado nas medições [29,60]. A

intensidade de uma banda de absorção no espectro de ultravioleta para determinado comprimento de

onda é função da concentração e da absortividade molar (εmax). Como na maioria dos casos o peso

molecular e a constituição da amostra de lenhina não são conhecidos, é frequente a absortividade ser

expressa em Lg-1cm-1 (a concentração vem em g/L), passando a designar-se por absortividade

específica (Dmax). Este valor é constante para as mesmas condições experimentais.

A escolha de um solvente para a preparação das soluções de lenhina é importante e difícil, uma

vez que apenas as soluções verdadeiras originam valores máximos de absortividade específica. A

dimetilformamida, o etanol e 2-metoxietanol são alguns dos solventes adequados para o estudo da

lenhina por esta técnica, no entanto cada investigador deve procurar o solvente mais adequado à sua

amostra.

De um modo geral, um típico espectro de lenhina é constituído por uma banda bem definida a

205 nm, acompanhada por um ombro mais ou menos acentuado, consoante a espécie, a 230 nm, e

ainda por uma banda a 280 nm. A banda a 205 nm, embora seja a que apresenta melhor definição é

provavelmente a que fornece menos informação, pois é atribuída às duplas ligações conjugadas do

anel aromático, podendo-se dizer que é a banda que confirma o carácter aromático da lenhina. A

banda a 280 nm deve-se maioritariamente a grupos hidroxilo fenólicos livres ou eterificados. Trata-

se de uma banda cujo máximo de absorção varia significativamente com a existência de substituintes

no anel aromático e duplas ligações na cadeia lateral das unidades base da lenhina [29,61,62].

Caracterização estrutural de lenhinas por FTIR

Desde 1950 que a espectrofotometria de infravermelho, sobretudo na região dos 400-4000 cm-1, é

uma técnica de rotina na análise estrutural de lenhinas. Embora num espectro de infravermelho de



lenhina seja possível a identificação de todas as bandas, apenas algumas podem ser consideradas

bandas puras e por isso, inequivocamente assinaladas. Esta técnica é rápida e não destrutiva,

necessitando de uma quantidade muito pequena de amostra (1-2 mg). Tipicamente as análises são

realizadas no estado sólido mas com o avanço da técnica também se pode fazer o espectro de IV com

amostras líquidas, o que é vantajoso quando há falta de tempo, pois não é necessário isolar a lenhina

de soluções de, por exemplo, licores provenientes do processo da pasta [29,63].

A análise de espectros de IV da lenhina permite classificá-la em várias classes e prever o teor

aproximado das suas diferentes unidades base, além de permitir a determinação do teor de grupos

metoxilo. Este método, embora não seja preciso como outros, permite determinar o teor de grupos

metoxilo sem recorrer ao ataque químico da lenhina. O método consiste em determinar a razão entre

as intensidades das bandas a 1430 cm-1 e 1510 cm-1, obtidas a partir de espectros das amostras e de

compostos modelo (p-hidroxibenzaldeído, vanilina e seringaldeído). A banda a 1510 cm-1 é atribuída

à vibração das ligações C=C do anel aromático e mantém-se praticamente constante para os

diferentes tipos de lenhina; a banda a 1430 cm-1 corresponde à vibração no plano da ligação C-H do

grupo metoxilo e varia proporcionalmente com o teor desses. Os resultados obtidos, regra geral, são

2 a 3% superiores aos obtidos por outros métodos [29].

Tabela 10 Bandas de IV de lenhina [62].

Frequência de vibração em cm-1

Atribuição

~3000 Alongamento de C-H aromáticos ~2900 Alongamento de C-H alifáticos

1700-1720 Alongamento de C=O de grupos cetona e carboxilo não conjugados 1650-1670 Alongamento de C=O de arilcetonas p-substituídas

1595 Vibrações C=C do esqueleto aromático 1500-1515 Vibrações C=C do esqueleto aromático 1470-1460 Deformação de C-H (assimétrica) em CH2 e CH3

1430 Deformação no plano de C-H em OCH3 1370-1365 Deformação de C-H (simétrica) 1330-1325 Alongamento de C-O no anel de seringilo

1275 Alongamento de C-O no anel de guaiacilo 1120-1140 Deformação, no plano, de C-H aromático do tipo seringilo

1035 Deformação, no plano, de C-H aromático do tipo guaiacilo 835 Deformação, fora do plano, de C-H aromático

1.2.2. Métodos clássicos na análise funcional de lenhina

A lenhina possui na sua estrutura diversos grupos funcionais, como grupos hidroxilo (alifáticos

e fenólicos), metoxilo, do tipo cetona, aldeído e ácido carboxílico, e ainda duplas ligações



conjugadas com o anel aromático. Estes grupos desempenham, uns mais que os outros, um papel

importantíssimo no comportamento da madeira quando submetida aos diversos tipos de cozimento,

assim como na degradibilidade, digestibilidade e propriedades mecânicas dos tecidos lenhificados,

pelo que se torna evidente a importância e necessidade de quantificar os referidos grupos funcionais,

ou pelo menos os mais abundantes. A quantificação pode ser realizada através de vários métodos.

Um dos parâmetros de maior interesse é a determinação do teor de grupos metoxilo, os quais

estão ligados a unidades do tipo seringilo e guaiacilo. Normalmente, recorre-se ao método de Zeisel,

que se baseia na análise quantitativa de iodeto de metilo formado por reacção dos grupos metoxilo

com HI. No entanto, este método possui algumas limitações como falta de reprodutibilidade,

interferências por contaminações, necessidade de equipamento específico e ainda o tempo de análise.

De facto, esta última limitação foi fundamental para a escolha do método a utilizar neste trabalho,

daí que estes grupos foram determinados com base no espectro de IV (referido anteriormente) [4,29].

Os grupos hidroxilo são uns dos grupos funcionais mais importante da lenhina, pois deles

depende em grande parte a reactividade da mesma. De entre estes, os grupos hidroxilo fenólicos são

os mais importantes devido à sua influência nas propriedades físicas e químicas da lenhina e o seu

papel nos diversos mecanismos de degradação catalisados por bases [4,29]. No presente trabalho não

se realizou a determinação destes grupos por um método específico, tendo-se feito uma aproximação

a partir do espectro de RMN 1H.

A presença de grupos carbonilo na lenhina contribui significativamente para a cor apresentada

por tecidos lenhificados e estão relacionados com o aparecimento de cor amarelada nos papéis

envelhecidos. Além de grupos carbonilo em estruturas do tipo cinamaldeído, a lenhina pode conter

grupos α-carbonilo conjugados com o grupo aromático [64]. O método utilizado neste trabalho para

determinação destes grupos consiste na oximação da lenhina com cloreto de hidroxilamina em

trietanolamina. Durante a reacção é libertada uma quantidade de HCl correspondente à quantidade de

grupos carbonilo. Tendo em conta que esta reacção é um equilíbrio, ou seja, a formação da oxima é

reversível, torna-se necessário adicionar um reagente, a trietanolamina, para consumir o ácido

clorídrico formado, assegurando o deslocamento do equilíbrio no sentido directo tornando a reacção

tão completa quanto possível. A quantificação é realizada por titulação potenciométrica da

treietanolamina em excesso na solução cm um ácido [64].

L-C=O + NH2OH.HCl L-C=NOH + H2O + HCl (L-lenhina)

(CH3CH2O)3N + HCl (CH3CH2O)3NH+ + Cl-



Os grupos carboxilo, se existem na lenhina nativa, surgem numa concentração extremamente

pequena quando comparada com a que pode ser encontrada em lenhinas sujeitas a tratamentos

químico ou biológico [29]. Deste modo, a determinação quantitativa dos grupos carboxilo pode dar

indicações sobre o grau de degradação ou outras modificaçoes da lenhina sujeita a determinado

tratamento. Praticamente todos os métodos químicos de determinação de grupos carboxilo baseiam-

se no carácter ácido desse grupo, pelo que passam quase todos pela realização de titulações em que

apenas varia a forma de determinação do ponto de equivalência. O método seleccionado neste

trabalho consiste na reacção dos grupos carboxilos livres da lenhina com acetato de cálcio. O ácido

acético formado por troca de Ca2+ por H+ proveniente dos grupos COOH pode ser determinado por

titulação colorimétrica com hidróxido de lítio.

1.2.3. Caracterização de polissacarídeos na lenhina isolada

Devido a ligações estabelecidas com outros polímeros da parede celular, a lenhina isolada pelos

métodos referidos acima está contaminada com maior ou menor percentagem de hidratos de carbono

e/ou complexos lenhina-hidratos de carbono. É pois de suma importância a quantificação e

caracterização da fracção de hidratos de carbono presentes nas amostras de lenhina. Um dos métodos

usados na quantificação e identificação de monómeros de açúcar nos polissacarídeos consiste na

hidrólise ácida da ligação glicosídica, redução dos monómeros a alditóis, acetilação destes e análise

por GC dos acetatos de alditol obtidos.

1.2.4. Determinação da massa molecular da lenhina

A determinação da massa molecular média (Mw) da lenhina foi realizada por GPC (Gel

Permeation Chromatography), também designada por SEC (Size Exclusion Chromatography), a qual

consiste basicamente no fraccionamento cromatográfico de macromoléculas de acordo com o seu

tamanho molecular, usando solventes aquosos ou orgânicos. A fase estacionária é um gel com poros

de diversos tamanhos, e é escolhida segundo a amostra a utilizar [65].

O procedimento consiste no empacotamento da coluna com o gel, seguido da eluição da

solução de macromoléculas. À medida que a solução se desloca pela coluna, ocorre uma separação:

as moléculas de baixo peso molecular (tamanho pequeno) são capazes de penetrar nos poros do gel

demorando mais tempo a eluir, ao passo que as maiores, que não podem entrar, são excluídas e

passam directamente pela coluna. Consequentemente, as moléculas pequenas eludem primeiro e as

mais pequenas em último.



1.2.5. Pirólise-cromatografía de gases-espectrometria de massa (Py-GC/MS) na análise de

lenhina

A pirólise é um método degradativo que transforma compostos complexos não voláteis numa

mistura de fragmentos voláteis por decomposição térmica em ausência de oxigénio [19,66],

ocorrendo tipicamente sob pressão e a temperaturas acima dos 430ºC. Na prática não é possível

atingir uma atmosfera completamente livre de oxigénio, o que provoca a ocorrência de uma pequena

quantidade de oxidação. Esta técnica tem sido amplamente usada na rápida caracterização de

polímeros naturais complexos, tal como a lenhina e polissacarídeos presentes na madeira, fornecendo

informação detalhada sobre as alterações moleculares.

Neste método, as ligações dissociam-se de uma forma previsível e reprodutível, podendo obter-se

certas informações em relação à molécula original através da análise dos produtos de degradação

[33,66]. No caso da lenhina, clivam-se não só as ligações de tipo éter como também algumas

ligações C-C, produzindo-se uma mistura de compostos fenólicos simples, e apesar das cadeias

laterais dos monómeros serem parcialmente destruídas, os substituintes das distintas unidades H, G e

S permanecem inalterados, permitindo a sua identificação [6,19,67,68]. Os fragmentos resultantes da

pirólise podem ser posteriormente separados por cromatografia de gás e identificados por

espectrometria de massa, utilizando-se para isso o método da pirólise acoplado com o GC/MS, sendo

designados por Py-GC/MS. Os produtos são identificados por comparação com os publicados na

bibliografia e em livrarias informáticas de Wiley e Nist [19,66].

A Py-GC/MS apresenta diversas vantagens em relação a outros métodos degradativos, pois é

uma técnica analítica rápida que proporciona resultados em apenas um passo, sendo necessário

pouca quantidade de amostra e uma preparação simples da mesma (secar e pesar) [6,68,66,69].

Também apresenta vantagens em relação aos métodos clássico de análise da lenhina, pois não é

necessário isolar a lenhina da amostra, permitindo a análise da lenhina in situ [66]. Além disso, é

uma técnica reprodutível permitindo resultados válidos tanto qualitativa como quantitativamente.

Parte III – Materiais e Métodos Arundo donax


22.. MM aatteerr iiaaiiss ee MM ééttooddooss

2.1. Remoção de proteínas

A remoção de proteínas foi realizada na amostra de fibra sem extractáveis (20 g) às quais foi

adicionada uma solução de 1% de pepsina em 0,1M de HCl (500 mL). A suspensão foi deixada

durante a noite a 40ºC, sendo de seguida filtrada e lavada com água quente até se obterem águas

límpidas e com pH neutro. As amostras foram secas ao ar e a 42ºC.

2.2. Isolamento da lenhina dioxano

Num balão com tubuladora lateral, sob atmosfera de azoto, colocaram-se 20 g de amostra (fibra

ou pasta) sem extractáveis e sem proteínas (no caso da fibra) e 500 mL de dioxano:água (9:1) com

0,1M de HCl. A mistura foi mantida em refluxo durante 30 minutos, ao fim dos quais se retirou o

líquido por decantação. Adiciona-se mais 400 mL do solvente atrás referido após reposição de

atmosfera de azoto; repete-se mais duas vezes estas operações. No final, obtém-se 4 fracções que são

concentradas com muito cuidado, para não ocorrer precipitação, no evaporador rotativo até um

volume total de 100 mL.

A solução obtida é precipitada sobre água destilada fria (1 L) sob agitação e com cuidado, e

depois centrifugada e lavada com água destilada até pH neutro. A lenhina resultante é seca sob vácuo

num exsicador contendo NaOH.

2.3. Análise de açúcares neutros na lenhina isolada

Ver ponto 2.7 na parte II.

2.4. Determinação do peso molecular por GPC – Gel Permeation Chromatography

A análise por GPC foi realizada num aparelho PL-GPC 110 system (Polymer Laboratories Ldt.,

U.K.) equipado com uma pré-coluna Plgel 10 µm e uma coluna Plgel 10 µm MIXED B 300×7,5 mm

e detectr de índice de refracção. O sistema de injecção e as colunas foram mantidos a 70ºC. As

soluções foram preparadas imediatamente antes da análise por dissolução em DMF. O fluxo de

eluente (N,N-dimetilformamida - DMF) foi de 0,9 mL/min.

Para a calibração utilizaram-se amostras de lenhina cujo peso molecular médio foi previamente

determinado por ESI-MS (espectroscopia de massa com ionização por electrospray) [4].



2.5. Análise elementar

A análise elementar foi realizada de modo a determinar a percentagem de C, H e N (este último

relativo a proteínas) presente em cada amostra.

2.6. Obtenção dos espectros de UV/Vis

Os espectros de ultravioleta foram obtidos num espectrofotómetro de UV-Vis Hitachi 2000 de

feixe duplo, usando uma célula de quartzo de 1cm. A gama de comprimento de onda utilizada foi

200-400 nm. Todas as soluções foram preparadas em balões volumétricos (50,00 mL) sendo o 2-

metoxietanol usado como solvente.

2.7. Obtenção dos espectros de infravermelho

Os espectros de infravermelho foram obtidos a partir de uma pastilha de KBr (300 mg) e lenhina

(1 mg) num espectrómetro Mattson 7020 com transformadas de Fourier, usando 64 scans e uma

resolução de 4,0 cm-1.

2.8. Análise da composição química da lenhina por pirólise – cromatografia de gases/

espectrometria de massa (Py-GC/MS)

Para a pirólise da fibra e da pasta de Arundo donax utilizou-se um pirolizador de micro-forno

Frontier Lab, acoplado a um equipamento Agilent GC/MS, com uma coluna DB-5 (30m×0,25mm,

0,25µm de espessura de filme). Numa cápsula metálica, colocaram-se 0,5-1 mg de amostra

finamente moída e introduziu-se na câmara do micro-forno onde se pirolizou a 600ºC. O

cromatógrafo programou-se desde 40ºC (1 minuto) até 300 ºC, com uma velocidade de 6ºC/min,

mantendo-se a temperatura final por 20 minutos. O injector e o detector mantiveram-se a 300ºC.

2.9. Análise de grupos metoxilo em lenhinas

Os grupos metoxilo foram determinados estimativamente por FTIR. Para tal, prepararam-se 3

padrões contendo respectivamente 0, 1, ½ e 2 grupos OMe. Os padrões utilizados foram: ácido 3,4-

diidroxibenzóico, 4-hidroxi-3-metoxiacetofenona, 4-hidroxi-3,5-dimetoxiacetofenona, e uma mistura

de 1:1 dos dois últimos.



A partir dos padrões obtém-se uma recta de onde se retira o número de metoxilos que a amostra

possui.

2.10. Análise do teor de grupos carboxilo em lenhinas

Para determinação do teor de grupos cxarboxilicos pesa-se rigorosamente 40-60 mg de lenhina

num erlenmeyer de 25 mL, onde, posteriormente, se adiciona 20mL de acetato de cálcio 0,2mol/dm3.

A solução é aquecida a 85ºC durante 30 minutos e de seguida, tapada e arrefecida durante mais 15

minutos. O erlenmeyer é cheio até à marca com água destilada. O conteúdo do balão é depois filtrado

com papel de filtro livre de cinzas e 20,0 mL de filtrado são titulados com uma solução padronizada

de LiOH 0,05mol/dm3, usando a fenolftaleína (solução 0,1%) como indicador. Todos os ensaios

devem ser feitos em duplicado e contra um ensaio branco.

A percentagem de grupos carboxilo livres foi calculada a partir da seguinte expressão:

COOH (%) = [(a-a0)×f×1,25×0,85×100]/A

onde:

a, a0 – mL de LiOH gastos a titular a amostra e o branco, respectivamente

f - factor de correcção para a concentração (0,0725/0,05)

A – mg de lenhina

1,25 – factor de correcção do volume total ou coeficiente de diluição (25/20mL)

0,45 – massa, em mg, de COOH equivalente a 1 mL de LiOH 0,05 mol/dm3

2.11. Análise do teor de grupos carbonilo em lenhinas

a) Preparação do reagente de oximação

- Solução A: num balão volumétrico de 50 mL colocar 1,2g de trietanolamina (TEA) em etanol a

96%.

- Solução B: num balão de 50 mL colocar 0,7g de NH2OH.HCl e dissolver em 5mL de água; a

esta solução adicionar 25 mL de solução A e perfazer o volume com etanol.

b) Oximação da lenhina

Num tubo do tipo sovirel, pesa-se cerca de 80 mg de lenhina e dissolve-se em 2 mL de

dimetilsulfóxido (DMSO). Após dissolução completa, adiciona-se 5mL de reagente de oximação e

faz-se passar uma corrente de azoto para substituir o ar do tubo. O tubo é depois fechado e aquecido

a 80±2ºC numa estufa, durante duas horas. No fim deste tempo, a solução é arrefecida e transferida

quantitativamente para um copo com o auxílio do menor volume possível de água destilada.



Procede-se à sua titulação com uma solução padronizada de HCl até pH 3,3, usando uma

microbureta. Todos os ensaios foram feitos em duplicado e contra um branco.

A percentagem de grupos carbonilo livres foi calculada a partir da seguinte expressão:

CO (%) = [(a0-a)×f×2,801×100]/A

onde:

a, a0 – mL de HCl 0,1M gastos a titular a amostra e o branco, respectivamente

f - factor de correcção para a concentração (0,0998/0,1)

A – mg de lenhina

2,801 – massa, em mg, de CO equivalente a 1 mL de HCl 0,1 mol/dm3

2.12. Obtenção dos espectros de RMN 1H da lenhina

Os espectros de RMN de 1H das lenhinas acetiladas foram registados num espectrómetro de

RMN FT Bruker AMX 300 à temperatura ambiente. A lenhina acetilada foi dissolvida em

clorofórmio-d1 (numa concentração de aproximadamente 5%) contendo TMS como padrão interno.

O número de pulsos de 90º aplicados foi de 200 a 250 com duração de 12 µs e um intervalo entre

pulsos de 2s.

Acetilação: Num tubo hermeticamente fechado, coloca-se 30 mg de lenhina e dissolve-se com 1

mL de piridina. Após dissolução completa, adiciona-se 1 mL de anidrido acético e coloca-se na

estufa a 40ºC durante 24 h. Ao fim deste tempo, adiciona-se 1,5 mL de metanol e cerca de 10 mL de

diclorometano, mantendo os tubos abertos e em gelo. Após arrefecimento, adicionar cerca de 5 mL

de HCl 7% e agitar suavemente, verificando a formação de duas fases distintas. Remove-se a fase

aquosa por sucção e lava-se a fase orgânica mais duas vezes com HCl 7% e depois três vezes com

água destilada. Por fim adiciona-se sulfato de sódio (Na2SO4) anidro e filtra-se, recolhendo a fase

orgânica limpa num balão de 25 mL. O solvente é evaporado até secura e a lenhina acetilada seca no

exsicador durante 3 dias.

Parte III – Resultados Arundo donax


33.. RReessuull ttaaddooss

A partir de serradura do caule completo (nós e internós) de Arundo donax e após remoção de

extractáveis, a lenhina dioxano foi extraída usando o procedimento acima descrito. No caso da fibra

removeram-se as proteínas antes da extracção da lenhina.

Ao longo da análise de resultados desta terceira parte, será usada a seguinte nomenclatura para

distinguir a lenhina de fibra da de pasta: LDf (lenhina dioxano fibra) e LDp (lenhina dioxano da

pasta).

3.1. Obtenção dos espectros de RMN 1H da lenhina

Os espectros de RMN de 1H das lenhinas dioxano acetiladas da fibra e da pasta são apresentados

na Figura 38.

a)

b)

9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm

9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm

a)

b)

9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm

9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 ppm Figura 38 Espectro de RMN 1H da lenhina dioxano acetilada de a) fibra e de b) pasta de Arundo donax.

Em ambos os espectros de lenhinas acetiladas, o pico a 3,5-4,0 ppm corresponde aos protões do

grupo metoxilo, cuja intensidade é usada como padrão interno. Conhecendo o número de metoxilo



por unidade C9, podemos calcular o número médio de cada grupo funcional, por unidade C9; os

resultados da análise estão apresentados na Tabela 11.

Os sinais que surgem na gama de 0,7-1,5 ppm correspondem a grupos CH2 e CH3 em cadeias

alifáticas; a forte ressonância a 1,35 ppm é provavelmente devido a CH2 nas partes alifáticas.

A partir dos sinais entre 2,0 e 2,3 ppm, atribuídos aos protões do grupo acetilo, respectivamente,

em estruturas alifáticas e aromáticas, é possível determinar aproximadamente o teor de grupos

hidroxilo fenólicos e alifáticos livres (Tabela 11).

Na LDp, entre 3,0-3,3 ppm, surge um sinal pouco intenso atribuído ao protão β em estruturas

com ligações Cβ-Cβ, demonstrando que tais estruturas estão presentes, embora em pequena

quantidade. No caso da LDf, este sinal também surge, no entanto a sua intensidade é superior à

esperada, devido talvez à contribuição de outro tipo de estrutura na mesma gama de desvio químico.

O protão Hα de estruturas β-O-4 surge a cerca de 5,9-6,2 ppm, enquanto que Hβ surge entre

4,55-4,65 ppm. Entre 5,45-5,6 ppm surgem os protões de estruturas α-O-4.

A proporção relativa dos sinais a 6,4-6,7 e 6,7-7,0 ppm, correspondentes aos protões aromáticos

em estruturas seringilo e guaiacilo, respectivamente, dão indicações sobre o teor relativo das

referidas unidades. Assim, pelo espectro b) verifica-se que o teor de unidades S diminui na LDp,

podendo-se concluir que a degradação durante o cozimento ocorre preferencialmente neste tipo de

unidades.

O sinal largo entre 7,4-7,6 ppm é atribuído à ressonância dos protões aromáticos em posição orto

em relação a grupos α-carbonilo em unidades do tipo S e G, assim como ao protão vinílico Hα em

estruturas de ácido cumárico. Este sinal é visível quer no espectro da fibra quer no da pasta,

confirmando assim a existência de estruturas do tipo p-cumárico e de grupos Cα=O. O protão

vinílico Hβ do ácido cumárico surge a cerca de 6,5 ppm, sobrepondo-se ao sinal dos protões em

estruturas do tipo S.

Tabela 11 Análise funcional por RMN de 1H (nº de grupo funcional e de ligações por unidade C9).

CH2 e CH3 OHalif OHfen

Ligações α-O-4

Ligações β-O-4

LDf 0,24 1,0 0,34 0,03 0,25 LDp 0,20 0,93 0,42 0,07 0,25

Não se observam diferenças significativas, sendo de esperar que haja um aumento dos grupos

funcionais na pasta e uma diminuição no número de ligações entre monómeros devido à degradação

sofrida pela lenhina durante o processo de obtenção de pasta.



3.2. Caracterização por UV e IV das lenhinas extraídas

Os espectros de UV (Figura 39) de LDf e LDp são bastantes semelhantes, exibindo máximos de

absorvância a cerca de 208, 280 e 308 nm, e não diferem dos espectros apresentados na literatura

para a lenhina do caule integral desta espécie [70]. O máximo de absorvância a 308-315 nm,

atribuído a duplas ligações conjugadas com o anel aromático (Cα=Cβ) e a grupos Cα=O, sugere o

conteúdo de ácidos fenólicos e grupos carbonilo na posição α presentes na lenhina da cana.

0,00,20,40,60,81,01,21,41,61,82,0

200 250 300 350 400Comprimento de onda / nm

Ab

sorv

ân

cia Fibra

Pasta

Figura 39 Espectros de UV de LDf e LDp de Arundo donax.

A partir dos espectros de UV/vis das amostras é possível calcular a absortividade específica (D)

aos comprimentos de onda de máxima absorvância, uma vez que Dλ=A/cb, onde A é a absorvância

da amostra ao comprimento de onda λ, c a concentração da solução em g/L e b o comprimento do

percurso óptico em cm. Os resultados são apresentados na Tabela 12, e os valores obtidos para D não

são significativamente diferentes dos indicados na literatura [70].

Tabela 12 Absortividade específica (D) das amostras de lenhina dioxano.

D319 Dλmax λmax (lg-1cm-1) (lg-1cm-1) (nm)

LDf 3,7 18,8 LDp 4,7 16,1

212



O espectro de IV de LDf e LDp é apresentado na Figura 40. Segundo a literatura [3], a presença

de bandas a 1125, 832 e a 1152 (ombro) cm-1 é característico de lenhinas do tipo HGS. Estas são

atribuídas, respectivamente, à deformação da ligação C-H aromática em essencialmente estruturas do

tipo S, à deformação fora do plano da ligação C-H aromática de unidades do tipo H, e à deformação

da ligação C-H aromática em estruturas do tipo G.

5001000150020002500300035004000

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60

Comprimento de onda /nm

Absorvância

5001000150020002500300035004000

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50


Absorvância

a)

b)

1512

1461

1423

146215

10

1423

834

1124

1265

1329

832

1124

1265

1327

1602

1635

1633 16

04

5001000150020002500300035004000

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60


Absorvância

5001000150020002500300035004000

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50

0.55

0.60


Absorvância

5001000150020002500300035004000

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50


Absorvância

5001000150020002500300035004000

0.20

0.25

0.30

0.35

0.40

0.45

0.50


Absorvância

a)

b)

1512

1461

1423

146215

10

1423

834

1124

1265

1329

832

1124

1265

1327

1602

1635

1633 16

04

Figura 40 Espectros de IV da lenhina dioxano da a) fibra e b) da pasta.

As bandas a 1265 e a 1329 cm-1 são atribuídas à vibração da ligação C=O em núcleos aromáticos

do tipo G e do tipo S, respectivamente. Devido à fraca intensidade da segunda banda em relação à

primeira, sugere que estes grupos encontram-se preferencialmente em unidades do tipo G.

A banda a cerca de 1630 cm-1 corresponde à ligação C=C conjugada com o anel aromático em

estruturas do tipo cumárico e ferúlico; a sua intensidade revela a quantidade presente deste tipo de

estruturas nas lenhinas analisadas.



O teor de grupos metoxilo (Tabela 13) pode ser determinado a partir da razão entre as

intensidades das bandas a 1423 e 1510 cm-1, que correspondem, respectivamente, à deformação no

plano da ligação C-H do grupo metoxilo e à vibração das ligações C=C do anel aromático.

Tabela 13 Determinação de grupos metoxilo por unidade C9. OCH3

LDf 1,25 LDp 1,25

3.3. Análise da composição química da lenhina por Py-GC/MS

O principal objectivo da produção de pasta é a remoção da lenhina, uma vez que esta se torna

indesejável principalmente durante o branqueamento. A eficiência da produção é directamente

proporcional à quantidade de unidades S, medida pela relação S/G. As unidades G e H não são

desejadas porque podem formar ligações carbono-carbono entre si, tornando a estrutura da lenhina

mais condensada, o que dificulta a deslenhificação. Nesta parte do trabalho pretende-se obter

informações sobre a relação entre os produtos derivados da lenhina e da celulose, assim como a

relação entre unidades de seringilo e guaiacilo da lenhina (S/G) da fibra e da pasta organosolv de

Arundo donax. Apesar de ainda haver poucos estudos, sabe-se que a lenhina é constituída

maioritariamente por unidades do tipo G e S e uma pequena proporção de unidades H [3], sendo a

sua quantidade aproximadamente igual nos nós e internós [23]. Na Figura 41 pode-se observar o

pirograma obtido para cada amostra; os números e respectivos compostos encontram-se na Tabela

14.

É de notar que a pirólise foi realizada nas amostras iniciais de fibra e de pasta, e não nas lenhinas

dioxano isoladas a partir dessas.



Figura 41 (A) Pirograma da fibra da planta de Arundo donax e (B) pirograma da pasta resultante do processo organosolv.

2 5

4 6 8 12 14 16 18 20 22 24 10

1

16

11

7

4 10

9

22

20

26

27

25 29

32

30

31

348 37,38

40

49

39 58 59

50

52 51 28 53

57 54 56

2

3

5

12 13

15 17 23 24

35,36

42 4445

46

47 48

minutos

6 14

18 21 33 41 43

A

2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 minutos

24

1

2

3 4

7

6

5

10

B

11

8 9

12

13 14

15

16

19

20

22

23 24

25

26

27

28

29

30

31 32

33 34

35,36 39 38

42

37

40

43

44

45

47 48

49

50 51

52

53 58 54 56



Tabela 14 Produtos derivados da pirólise da fibra de Arundo donax.

Nº Composto Fragmentos de massa MW Origem % na Fibra % na Pasta

1 ácido acético 45/60 60 C 38,0 27,5

2 2-hidroxipropanal 45/74 74 C 1,0 0,0

3 3-hidroxipropanal 57/73/74 74 C 1,6 2,4

4 (3H)Furan-2-ona 55/84 84 C 0,6 1,0

5 1,3-hidroxidihidro-2(3H) furanona 58/102 102 C 2,5 1,5

6 (2H)Furan-3-ona 55/84 84 C 0,6 1,2

7 furfural 67/95/96 96 C 3,2 5,1

8 2-(hidroximetil)furano 53/69/81/98 98 C 0,6 0,0

9 ciclopent-1-eno-3,4-diona 54/68/96 96 C 0,0 0,6

10 (5H)Furan-2-ona 55/84 84 C 1,6 2,8

11 2,3-dihidro-5-metilfurano-2-ona 55/69/98 98 C 2,3 3,0

12 4-hidroxi-5,6-dihidro-(2H)-piran-2-ona 58/85/114 114 C 1,6 7,0

13 3-hidroxi-2-metil-2-ciclopenten-1-ona 55/83/112 112 C 1,4 1,2

14 2-hidroxi-3-metil-2-ciclopenten-1-ona 55/84/112 112 C 0,0 1,0

15 4-metilfenol 77/107/108 108 LH 0,3 0,2

16 guaiacol 81/109/124 124 LG 3,6 2,1

17 4-etilfenol 77/107/122 122 LH 0,3 -

18 dimetildihidropiranona ? 55/83/111/126 126 C 0,4 0,0

19 2-furanoato de metilo? 55/71/97/126 126 C - 0,3

20 4-metilguaiacol 95/123/138 138 LG 1,1 1,8

21 catecol 64/85/92/110 110 LM/C 1,3 0,1

22 4-vinilfenol 65/91/120 120 LH 9,7 6,2

23 5-hidroximetil-2-furaldeído 69/97/109/126 126 C 0,5 0,9

24 3-metoxicatecol 51/97/125/140 140 LM 0,7 0,6

25 4-etilguaiacol 122/137/152 152 LG 0,5 0,5

26 4-vinilguaiacol 51/107/135/150 150 LG 5,6 5,2

27 siringol 96/139/154 154 LS 3,7 2,0

28 eugenol 77/149/164 164 LG 0,3 0,4

29 vanilina 109/151/152 152 LG 0,9 1,5

30 cis-isoeugenol 131/149/164 164 LG 0,3 0,3

31 4-metilsiringol 125/153/168 168 LS 0,8 1,5

32 trans-isoeugenol 131/149/164 164 LG 1,2 1,4

33 Homovanilina 122/137/166 166 LG 0,1 0,5

34 4-propinilguaiacol_1 91/147/162 162 LG 0,3 0,4

35 4-propinilguaiacol_2 91/147/162 162 LG 0,2 0,3

36 acetoguaiacona 123/151/166 166 LG 0,3 0,4

37 Levoglucosano 60/98 162 C 1,7 6,4

38 4-etilsiringol 167/182 182 LS 0,5 0,0

39 guaiacilacetona 122/137/180 180 LG 1,0 0,4

40 4-vinilsiringol 137/165/180 180 LS 2,1 2,1

41 Guaiacilvinilcetona 123/151/178 178 LG 0,1 0,5

42 4-alilsiringol 167/179/194 194 LS 0,4 0,6

43 4-propilsiringol 123/167/196 196 LS 0,1 0,1

44 cis-4-propenilsiringol 167/179/194 194 LS 0,4 0,5

45 siringaldeído 167/181/182 182 LS 0,7 1,2

46 álcool cis-coniferílico 124/137/151/180 180 LG 0,2 0,1

47 4-propinilsiringol_1 131/177/192 192 LS 0,3 0,4

48 4-propinilsiringol_2 131/177/192 192 LS 0,2 0,3

49 trans--4-propenilsiringol 167/179/194 194 LS 1,4 1,9

50 acetosiringona 153/181/196 196 LS 0,28 0,4



Tabela 14 Continuação

Nº Composto Fragmentos de massa MW Origem % na Fibra % na Pasta

51 trans-coniferaldeído 107/135/147/178 178 LG 0,6 0,6

52 álcool trans-coniferílico 124/137/151/180 180 LG 1,4 0,4

53 siringilacetona 123/167/210 210 LS 0,3 0,3

54 propiosiringona 151/181/210 210 LS 0,1 0,2

55 Siringilvinilcetona 123/181/208 208 LS - 0,1

56 desconhecido 145/177/208 208 0,1 0,1

57 álcool cis-sinapílico 149/154/167/210 210 LS 0,2 -

58 trans-sinapaldeído 137/165/180/208 208 LS 0,4 0,3

59 álcool trans-sinapílico 149/154/167/210 210 LS 0,3 -

%L 42,2 36,3

%C 57,8 63,7

L/C 0,73 0,57

%H 25,6 21,2

%G 44,2 52,2

%S 30,2 26,6

S/G 0,68 0,51 MW – peso molecular; % - abundância molar relativa; C – hidratos de carbono; LM – lenhina modificada; LS – unidades de lenhina S (seringilo); LH – unidades de lenhina H (p-hidroxifenil); G – unidades de lenhina G (guaiacilo); 1 e 2 refere-se aos isómeros do composto

Pela análise da Figura 41 e da Tabela 14, verifica-se que tanto na fibra como na pasta, há um

predomínio de compostos derivados de hidratos de carbono (com grandes quantidades de

levoglucosano) e quantidades mais pequenas de derivados fenólicos provenientes dos compostos

fenilpropano. O predomínio de levoglucosano (37), visível no pirograma da pasta, induz alguns erros

na quantificação dos picos que surgem nessa zona. Deste modo, é preciso ter especial atenção na

quantificação desses picos, nomeadamente ajustar bem as áreas de integração.

Figura 42 Principais compostos derivados de hidratos de carbono.

Furfural 3-hidroxipropanal (3H)Furan-2-ona

Levoglucosano 3-hidroxi-2-metil-2-ciclopenten-1-ona

O

O O OH

OO

O OHO

OHOH

OH

O



Os produtos da pirólise de hidratos de carbono representam, respectivamente, para a fibra e para

a pasta, 57,8 e 63,7%, enquanto que os compostos fenólicos da lenhina representam 42,2 e 36,3%,

respectivamente. A relação lenhina/hidratos de carbono na fibra é 0,73, enquanto que na pasta é 0,57.

A proporção das unidades estruturais H, G, S (H:G:S) fornece a informação básica sobre a natureza

da lenhina. Pela Tabela 14, verifica-se que a relação S/G na fibra é de 0,68, enquanto que na pasta é

de 0,51, sendo a lenhina do Arundo donax praticamente do tipo G, o que está de acordo com o

esperado. Verifica-se uma diminuição das unidades S ao longo do cozimento, o que confirma o que

já foi referido anteriormente: a degradação ocorre principalmente neste tipo de estruturas. Tal como

outras plantas monocotiledóneas, o Arundo donax possui uma grande quantidade de unidades H,

sendo a razão estimada de (H:G:S) de (26:44:30) para a fibra e (21:52:27) para a pasta. Quando se

compara com outros trabalhos [3], observam-se diferenças nos valores obtidos, o que pode ser

devido não só à variedade da espécie e condições naturais de crescimento, como também ao método

de isolamento da lenhina.

Entre os compostos derivados da lenhina (Figura 43), os identificados em maior quantidade na

fibra são guaiacol (16), 4-metilguaiacol (20), 4-vinilfenol (22), 4-vinilguaiacol (26), siringol (27),

trans-isoeugenol (32), 4-vinilsiringol (40), trans-4-propenilsiringol (49), álcool trans-coniferílico

(52). Na pasta, os compostos maioritários são guaiacol, 4-metilguaiacol, 4-vinilfenol, 4-

vinilguaiacol, siringol, 4-metilsiringol (31), trans-isoeugenol, 4-vinilsiringol, siringaldeído (45),

trans-4-propenilsiringol. Também se identificaram compostos derivados da lenhina mais oxidados,

como a vanilina (24), siringaldeído (36), acetosiringona (41), trans-coniferaldeído (42),

siringilacetona (44) e trans-sinapaldeído (48).



Figura 43 Principais compostos derivados da lenhina encontrados na fibra e pasta de Arundo donax.

3.4. Análise de açúcares neutros na lenhina isolada

Os açúcares neutros foram analisados em todas as amostras de LDf e LDp (Tabela 15). Pelos

valores obtidos podemos concluir que as nossas amostras possuem baixos teores de açúcares, como

seria de esperar (valor teórico 1-2%).

Tabela 15 Açúcares em lenhinas de fibra e de pasta de Arundo donax (mg/100mg lenhina)

Açúcares detectados Rha Fuc Ara Xyl Man Gal Glu

% Açúcares

LDf 0,03 1,62 4,33 67,17 2,46 14,77 9,63 1,8 LDp 27,46 0 41,08 26,4 5,05 0 0 0,9

Rha: ramnose, Fuc: fucose; Rib: ribose, Ara: arabinose, Xyl: xilose, Man: manose, Gal: galactose; Glu: glucose

OMeOH

OMeOH

MeO

OMeOH

CH3HC

OH

CH2

MeO

OH

OMe

HC CH2

OMeOH

HC CH2

HO

MeO

CH

HC

OHOMe

CHO

OHOMe

CHO

MeO

HO

MeO

C

MeO

CH3

O

CH3

Guaiacol 4-metil-guaiacol 4-vinilfenol 4-vinil-guaiacol

Seringol t-isoeugenol vinilseringol

Vanilina Seringaldeído Acetoseringona



3.5. Determinação da fórmula média de uma unidade C9

Na Tabela 16 estão indicadas as percentagens de carbono, hidrogénio e, por diferença, a de

oxigénio, obtidas por análise elementar. A partir da percentagem de grupos metoxilo existentes em

cada amostra calcula-se a fórmula C9HxOy(OCH3)n e a sua massa molecular relativa.

Tabela 16 Análise elementar e fórmula empírica para uma unidade C9 das lenhinas extraídas.

%C %H %O C9HxOy(OCH3)n Mr LDf 59,0 5,8 35,2 C9H8,48O3,36(OCH3)1,25 209,0

LDp 60,8 5,7 33,5 C9H7,92O3,01(OCH3)1,25 202,9

De uma maneira geral, não se verificam diferenças significativas entre as fórmulas empíricas de

uma unidade C9 de LDf e LDp. A análise elementar revela teores de carbono mais baixos do que os

indicados na literatura [70], e teores de oxigénio mais altos. Além disso, na fórmula empírica obtida

temos valores de oxigénio significativamente superiores ao limite teórico máximo de 3 O/C9, o que

pode ser justificado pela presença de teores elevados de grupo carbonilo e em menor quantidade,

pela presença de resíduos de hidratos de carbono.

.

3.6. Análise de grupos funcionais nas lenhinas isoladas

Na Tabela 17 estão apresentados os resultados referentes aos grupos funcionais, carbonilo e

carboxilo, determinados por métodos clássicos nas lenhinas extraídas. O teor de grupos carbonilo

engloba grupos cetona e aldeído.

Tabela 17 Determinação de grupos funcionais por métodos clássicos (nº/C9).

C=O COOH OCH3 LDf 0,26 0,03 1,25 LDp 0,28 0,04 1,25

O teor de metoxilos foi obtido por IV, devido à falta de tempo, e não pelo método clássico

(Tabela 13), assim como os grupos OH alifaticos e fenólicos, obtidos por RMN 1H (Tabela 11).



3.7. Determinação do peso molecular por GPC

A determinação da massa molecular média foi realizada por GPC, estando os resultados obtidos

apresentados na Tabela 18. Como seria de esperar, a LDf posui maior massa molecular média do que

a LDp, uma vez que nesta última, a lenhina é degradada.

Tabela 18 Massa molecular média da lenhina da fibra e da pasta.

Mw /Da LDf 2553 LDp 2312

13 14 15 16 17 18 19 20 21 22

Tempo (min)

Res

post

a R

I

Fibra

Pasta

Figura 44 Curvas GPC de LDf e LDp de Arundo donax.

Parte IV Arundo donax


PPPPPPPPAAAAAAAARRRRRRRRTTTTTTTTEEEEEEEE IIIIIIIIVVVVVVVV::::::::

CCCCCCCCOOOOOOOONNNNNNNNCCCCCCCCLLLLLLLLUUUUUUUUSSSSSSSSÃÃÃÃÃÃÃÃOOOOOOOO GGGGGGGGEEEEEEEERRRRRRRRAAAAAAAALLLLLLLL

Parte IV – Conclusão Geral Arundo donax


CCCCCCCCOOOOOOOONNNNNNNNCCCCCCCCLLLLLLLLUUUUUUUUSSSSSSSSÃÃÃÃÃÃÃÃOOOOOOOO

O estudo realizado sobre os extractos de clorofórmio de fibra e de pasta de Arundo donax

permite concluir que a fracção de extractáveis lipofilicos é constituída principalmente por séries de

ácidos gordos, alcanos, hidrocarbonetos esteroidais, monoglicerídeos, cetonas esteroidais e esteróis

(principalmente campesterol e sitosterol). Da análise de polissacarídeos, conclui-se que há um

predomínio da glucose e xilose quer na fibra quer na pasta, e quanto aos metais pesados, verifica-se

uma proporção alta de potássio, enxofre, cálcio e magnésio na fibra, e de cálcio, sódio e ferro na

pasta.

A análise química das amostras de lenhina dioxano mostra que não existem diferenças

substanciais entre a lenhina da fibra e a de pasta, o que nos permite concluir que o processo

organosolv elimina este componente macromolecular sem provocar grandes danos na sua estrutura.

Pela análise dos resultados da pirólise, verificou-se que a lenhina da fibra possui um predomínio

de unidades do tipo guaiacilo (G) em relação às de seringilo (S), sendo a razão S/G de 0,68. Por

outro lado, a relação S/G da lenhina residual na pasta foi 0,51, observando-se uma redução nas

unidades do tipo S. A degradação ocorre preferencialmente em unidades do tipo S, verificando-se

um aumento de unidades G na pasta, o que irá dificultar o processo de deslenhificação durante o

branqueamento.

Após este estudo será mais fácil seguir o processo de obtenção de pasta, assim como encontrar

novas aplicações para esta planta anual, uma vez que conhecendo as características estruturais dos

seus constituintes podemos prever o comportamento face a um determinado processo.

Parte V Arundo donax


PPPPPPPPAAAAAAAARRRRRRRRTTTTTTTTEEEEEEEE VVVVVVVV::::::::

RRRRRRRREEEEEEEEFFFFFFFFEEEEEEEERRRRRRRRÊÊÊÊÊÊÊÊNNNNNNNNCCCCCCCCIIIIIIIIAAAAAAAASSSSSSSS

Parte V – Referências Arundo donax


RRRRRRRREEEEEEEEFFFFFFFFEEEEEEEERRRRRRRRÊÊÊÊÊÊÊÊNNNNNNNNCCCCCCCCIIIIIIIIAAAAAAAASSSSSSSS::::::::

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