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INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA - INPA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA, CONSERVAÇÃO E

BIOLOGIA EVOLUTIVA.

DEYLA PAULA DE OLIVEIRA

Manaus - Amazonas

Maio de 2015

DISTRIBUIÇÃO E DIVERSIDADE FILOGENÉTICA DE LAGARTOS DA

AMAZÔNIA BRASILEIRA

ii

DEYLA PAULA DE OLIVEIRA

ORIENTADOR: Ph.D Tomas Hrbek

Tese apresentada ao Programa de Pós - graduação

em Genética, Conservação e Biologia Evolutiva

do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia,

como parte dos requisitos para a obtenção do

título de Doutor em Genética, Conservação e

Biologia Evolutiva.

Manaus - Amazonas

Maio de 2015

DISTRIBUIÇÃO E DIVERSIDADE FILOGENÉTICA DE LAGARTOS DA

AMAZÔNIA BRASILEIRA

iii

FICHA CATALOGRÁFICA

(Catalogação realizada pela Biblioteca do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia -

INPA)

O48 Oliveira, Deyla Paula de

Distribuição e diversidade filogenética de lagartos da Amazônia

brasileira / Deyla Paula de Oliveira. --- Manaus: [s.n.], 2015.

230 p. : il.

Tese (Doutorado) --- INPA, Manaus, 2015.

Orientador: Tomas Hrbek.

Área de concentração : Genética, Conservação e Biologia

Evolutiva.

1. Lagartos. 2. Filogenética. I. Título.

CDD 597.95

1. Comunidade-Filogenética. 2. Diversidade genética. 3. Lagartos Amazônicos. I. Título

SINOPSE

Foram inventariadas seis áreas na Amazônia brasileira e quantificado a estrutura

filogenética dessas seis comunidades inventariadas; analisado as divergências genéticas

das espécies de lagartos de 22 localidades por meio do DNA barcode (gene CO1) e

inferido as divergências genéticas das espécies Plica plica e Plica umbra com os genes

mitocondriais CO1, 16S rRNA e um gene nuclear (PRLR). Os resultados obtidos

permitiram entender a distribuição e a diversidade filogenética de 54 espécies de

lagartos da Amazônia brasileira e contribuiram para o conhecimento da biodiversidade

do grupo foco do estudo

Palavras-chave: Amazônia, Diversidade filogenética, Lagartos

iv

Dedico este trabalho...

Ao meu pai, Raimundo Mendes de Oliveira e

minha mãe Leila Maria Oliveira Mendes. Essa

tese não seria possível sem toda a educação,

caráter e persistência proporcionada por vocês!

À minha pequena cidade natal, Alvorada-

Tocantins.

À Amazônia e sua rica biodiversidade.

v

Meus agradecimentos...

É exatamente disso que a vida é feita, de momentos, momentos que temos que

passar, sendo bons ou ruins, para o nosso próprio aprendizado, nunca esquecendo o mais

importante: nada nessa vida é por acaso, absolutamente nada. Por isso, temos que nos

preocupar em fazer a nossa parte da melhor forma possível. A vida nem sempre segue a

nossa vontade, mas ela é perfeita naquilo que tem que ser (Chico Xavier).

O doutorado não foi uma etapa fácil, agradável em alguns momentos, porém muito

proveitosa e uma fase de muito aprendizado e principalmente de muito crescimento

pessoal.

Esse sonho não teria se tornado realidade sem a ajuda de algumas pessoas, por isso

gostaria de agradecer em especial...

Primeiramente ao nosso criador, Deus;

Aos meus pais Raimundo e Leila, irmãos Ana Paula e Douglas e minha querida

sobrinha Raíssa. Minha família é meu porto seguro. Indiretamente essa conquista também

é deles;

A todos os meus professores (do ensino fundamental ao doutorado) pela bagagem

de conhecimento que me foi repassado. Gostaria de agradecer especialmente a professora

Maria do Socorro Souza por ter me mostrado o fascinante mundo dos livros e da literatura,

minha segunda paixão. De coração, muito obrigada. Considero todos vocês guerreiros, pois

ser professor no Brasil não é uma tarefa fácil e vocês brilhantemente excercem essa linda

profissão que é a docência;

Aos meus dois primeiros pais na pesquisa, Ricardo José Gunski, pela oportunidade

da monitoria na disciplina Biologia Molecular na graduação e Waldesse Piragé de Oliveira

Júnior pelos primeiros ensinamentos e encaminhamentos nesse fascinamente mundo da

Genética Molecular Animal;

Ao orientador Tomas Hrbek, pela orientação, pelos ensinamentos/sugestões,

perfeccionismo e pela confiança em mim depositada nesses sete anos de trabalho em

conjunto. Muito obrigada!

À Izeni Pires Farias, pelas imensas oportunidades, pelos direcionamentos em

muitos momentos e pelos “puxões de orelha”;

Ao Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA) e aos professores do

Programa de Pós-graduação em Genética, Conservação e Biologia Evolutiva (GCBEv),

vi

pela oportunidade desse aperfeiçoamento;

Aos colegas do laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), pela ajuda e

pelos momentos de convivência no dia-a-dia do laboratório;

Ao técnico do LEGAL Adriano Cantuária pela ajuda com as extrações dos DNAs;

À Maria da Conceição Freitas dos Santos (Concy) pela atenção, ajuda, amizade e

pela oportunidade em acompanhá-la no Estágio Docência na Universidade do Estado do

Amazonas (UEA);

Aos vários amigos que fiz em Manaus pelas alegrias e tristezas compartilhadas, em

especial ao meu grande amigo e porto seguro aqui em Manaus, Edson Júnior do Carmo (o

“ negão de tirar o chapéu ”). Meu amigo querido que levarei para sempre em meu coração;

Aos amigos que carinhosamente dispuseram um tempinho e fizeram as correções

no plano, resumos, manuscritos e na versão inicial da tese: Carlos Faresin (Cacá), Cleuton

Miranda, Fábio Muniz (Fabinho), Fabíola da Costa Rodrigues (FCR), João Paulo Barreira

de Sousa Segundo, Joiciane Farias (Joice), Julio do Vale, Maria Doris Escobar Lizarazo,

Patrik Ferreira Viana (meu primo), Sérgio Marques (Bogão) e Vinicius Carvalho;

Aos amigos que me ajudaram com alguma das análises, gráficos e mapas, Ana

Paula Costa de Carvalho (Aninha), Elivânia dos Santos Reis (Vaninha), Elciomar Oliveira,

Emanuell Duarte Ribeiro, Fabricio Baccaro, Jessica Motta de Sousa, Juan Miguel Ruiz

Ovalle;

Aos amigos e colegas que fiz nos cursos de inglês e espanhol, nas academias, nos

supermecados, bares, shoppings, pontos de ônibus, etc. Com vocês eu pude aprender um

pouco mais sobre a cultura local e vocês também me proporcionaram que eu saísse um

pouco desse mundo científico e não “pirasse” por completo;

Aos amigos Fabiano Waldez, Patrik Ferreira Viana, Priscila Azarak, Sérgio

Marques (Bogão), Vinicius Carvalho, por ceder tecidos de lagartos de várias localidades da

Amazônia brasileira;

À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) (n°

proc. 12002011) pela concessão da bolsa de doutorado;

Ao projeto de pesquisa Sisbiota/Rede - BioPHAM pela oportunidade da coleta das

amostras de lagartos em seis localidades da Amazônia brasileira;

Ao CNPq (n° proc. 563348/2010) e FAPEAM (021/2011 - Universal Amazonas

pelo financiamento do projeto de pesquisa.

vii

Certeza

De tudo, ficaram três coisas:

a certeza de que estava sempre começando,

a certeza de que era preciso continuar e a

certeza de que seria interrompido antes de

terminar.

Fazer da interrupção um caminho novo,

da queda um passo de dança,

do medo uma escada,

do sonho uma ponte,

da procura um encontro...”

“das dificuldades, um desafio”

Fernando Sabino

Cada fracasso ensina ao homem algo que

ele precisava aprender....

Charles Dickens

Era uma menina do interior que sonhava

alto, sonhava crescer, aprender sempre e

sempre e que desde criança se interessava

pelos animais e achava o máximo a

pesquisa científica... (D.P.O).

viii

RESUMO

Métodos para quantificar o esforço amostral, estimar as relações filogenéticas e as

divergências genéticas das espécies têm permitindo entender os processos evolutivos e

históricos envolvidos na estruturação das comunidades e na diferenciação entre as

espécies. Focando em lagartos, esta tese teve como objetivo investigar os seguintes temas:

(1) a quantificação do esforço amostral das coletas realizadas em seis localidades da

Amazônia brasileira; (2) inferir a estrutura filogenética dessas seis comunidades de

lagartos usando dados gerados a partir do DNA barcode (gene mitocondrial COI); (3) gerar

dados de distâncias genéticas dentro e entre as espécies de lagartos de 22 localidades da

Amazônia brasileira por meio de DNA barcode e (4) avaliar a divergência genética para

taxa chaves (Plica plica e P. umbra) a partir do DNA barcode, 16S rRNA, e do marcador

nuclear PRLR. A tese está organizada em cinco capítulos experimentais, bem como uma

introdução geral. Capítulos 1 a 5 são organizadas sob a forma de artigos científicos. No

capítulo I foi quantificado o esforço de amostragem de lagartos inventariados em um único

local e posteriormente no capítulo II em seis locais na Amazônia brasileira. No Capítulo III

foram utilizadas amostras de DNA de espécies de lagartos nas seis áreas inventariadas na

Amazônia brasileira para avaliar a estrutura filogenética das comunidades com base numa

árvore gerada com o marcador mitocondrial CO1. No Capítulo IV, um banco de dados

CO1 para 54 espécies de lagartos de 22 locais na Amazônia brasileira foi estabelecida. No

Capítulo V, inferiu-se a diversidade intra e interespecífica de duas espécies de lagartos

Plica (Plica plica e Plica umbra) com o uso dos marcadores mitocondriais CO1, 16S

rRNA e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR). A riqueza das espécies

inventariadas nas seis localidades foi similar ao encontrado em outros inventários

realizados em áreas da bacia Amazônica. A amostragem foi representativa da riqueza de

espécies esperada para cada área inventariada, com o encontro de espécies comuns, com

ampla distribuição pela bacia Amazônica e espécies com distribuição mais restrita a certas

áreas e ambientes. O DNA barcode permitiu conhecer a distribuição da diversidade

genética de 54 espécies de lagartos amazônicos. Encontrada alta divergência

intraespecífica e delimitação em mais do que uma entidade evolutiva em 34 espécies.

Sendo assim, pressume-se que a diversidade das espécies de lagartos encontra-se

subestimada. Plica plica e Plica umbra compreendem mais do que uma entidade evolutiva

distinta estruturada através da paisagem amazônica e as linhagens encontradas para ambas

ix

as espécies são em grande parte concordantes com a formação hipotética das áreas de

endemismo propostas para a Amazônia brasileira.

Palavras-chaves: Amazônia, diversidade genética, DNA mitocondrial e nuclear, estrutura

filogenética, lagartos.

x

ABSTRACT

Methods to quantify sampling effort and estimate phylogenetic relationships and genetic

divergences of species have allowed a better understanding of the evolutionary and

historical processes involved in community structuring and differentiation between species.

Focussing on lizards, this thesis aims to investigate these themes by: (1) quantifying

sampling effort of collections made across six locations in the Brazilian Amazon; (2)

inferring the phylogenetic structure these six communities of lizards using data generated

from the DNA barcodes (mitochondrial gene COI); (3) generating genetic distances within

and between lizard species at 22 locations in the Brazilian Amazon through DNA

barcoding; and (4) assessing genetic divergences for key taxa (Plica plica and P. umbra)

from DNA barcodes, 16S rRNA, and the nuclear PRLR marker. The thesis is organized

into five experimental chapters, as well as a general introduction. Chapters one to five are

organized in the form of scientific articles. In Chapter I, we quantified the sampling efforts

of inventoried lizards in one location , and subsequently in II, at six locations in the

Brazilian Amazon. In Chapter III, we used DNA samples of species of lizards in the six

scheduled areas of the Brazilian Amazon to assess the phylogenetic structure of the

communities with based on a tree generated with the mitochondrial marker CO1. In

Chapter IV an CO1 database for 54 species of lizards of 22 locations in the Brazilian

Amazon has been established. In Chapter V, it was inferred intra- and interspecific

diversity of two species of Plica lizards (Plica plica and Plica umbra) with the use of

mitochondrial markers CO1, 16S rRNA and a nuclear gene (prolactin receptor - PRLR).

Our results offer an overview of the lizards of the Brazilian Amazon and contributes to an

increased knowledge of the group in terms of their genetic and spatial diversity. The

richness of species inventoried in the six locations was similar to that found in other

inventoried conducted in areas of the Amazon basin. The sample was representative of the

richness of expected species inventoried for each area, with the encounter of common

species, widely distributed by the Amazon basin and species with more restricted

distribution to certain areas and environments. The DNA barcode allowed to know the

distribution of the genetic diversity of 54 species of Amazonian lizards. Found intraspecific

divergence and high definition of more than one entity 34 evolutionary species. Thus, it

assumes that the diversity of lizards is underestimated. Plica plica and Plica umbra

comprise more than a distinct evolutionary entity structured through the Amazonian

xi

landscape and the lineages found for both species are largely consistent with the

hypothetical formation of areas of endemism proposals for the Brazilian Amazon.

Key words: Amazon, genetic diversity, Mitochondrial and nuclear DNA, phylogenetic

structure, lizards.

xii

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO GERAL...............................................................................................17

1.1. Diversidade de lagartos.................................................................................................17

1.2. Padrões de diversificação dos vertebrados na Amazônia..............................................20

1.3. Entendimento dos padrões da biodiversidade...............................................................17

1.4. Marcadores moleculares como ferramenta para o conhecimento dos padrões e

diversidade genética das espécies.........................................................................................22

2. OBJETIVOS...................................................................................................................28

3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.........................................................................29

CAPÍTULO I - ARTIGO I.................................................................................................42

CAPÍTULO II - ARTIGO II.............................................................................................64

CAPÍTULO III - ARTIGO III..........................................................................................99

CAPÍTULO IV - ARTIGO IV.........................................................................................125

CAPÍTULO V - ARTIGO V............................................................................................186

3. CONCLUSÃO GERAL...............................................................................................222

ANEXO I...........................................................................................................................223

xiii

LISTA DE TABELAS

CAPÍTULO I

Tabela 1. Espécies de lagartos registradas na área de estudo e comparação da fauna de

lagartos do rio Jatapú com sete áreas da Amazônia brasileira, localizada no Escudo

Cristalino das Guiana...........................................................................................................56

CAPÍTULO II

Tabela 1. Espécies de lagartos registradas nas seis áreas invetariadas................................91

Tabela 2. Valores calculados dos estimadores de riqueza Jacknife2, Chao 2 e ICE, com

base nas amostragens feitas nas seis comunidades..............................................................98

CAPÍTULO III

Tabela 1. Nome e referência das seqüencias dos primers usados na amplificação e

sequenciamento utilizados no presente estudo...................................................................119

Tabela 2. Espécimes de lagartos analisados no estudo......................................................120

Tabela 3. Valores da diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de espécies

(RE) para as seis comunidades analisadas.........................................................................108

Tabela 4. Valores observados de MPD nas seis comunidades de lagartos analisadas......109

Tabela 5. Valores observados de MNTD nas seis comunidades de lagartos analisadas...110

CAPÍTULO IV

Tabela 1. Espécimes de lagartos analisados no estudo......................................................146

Tabela 2. Espécies de lagartos registradas nas 22 áreas de coleta. ...................................167

Tabela 3. Nome e referência das sequências dos primers usados na amplificação e

sequenciamento utilizados no presente estudo...................................................................172

Tabela 4. Porcentagem média da distância intraespecífica (K2P) para todos os táxons de

lagartos representados por mais de um espécime...............................................................173

Tabela 5. Porcentagem média da distância interespecífica (K2P) entre os genêros de

lagartos amazônicos representados por mais que uma espécie..........................................174

Tabela 6. Número das linhagens biológicas encontradas para cada espécie.......................176

CAPÍTULO V

Tabela 1. As amostras de Plica plica e Plica umbra analisadas neste

estudo.................................................................................................................................211

Tabela 2. Localização das áreas de endemismo da Amazônia mostradas na Figura 1......215

Tabela 3. Nome, sequências e referências dos primers mitocondriais utilizados na

xiv

amplificação e sequenciamento do presente estudo...........................................................216

xv

LISTA DE FIGURAS

INTRODUÇÃO GERAL

Figura 1. Áreas de endemismo baseada na distribuição de aves em áreas da Amazônia

brasileira...............................................................................................................................19

Figura 2: Esquema do genoma mitocondrial.......................................................................24

CAPÍTULO I

Figura 1. Algumas das localidades do Escudo das Guianas citado no texto.......................46

Figura 2. Algumas das espécies de lagartos da área central do rio Jatapú..........................57

Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletados na

região central do rio Jatapú..................................................................................................58

CAPÍTULO II

Figura 1. Mapa das seis áreas inventariadas.......................................................................69

Figura 2. Fotos dos espécimens representativos das seis áreas inventariadas....................95

Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletadas

nas seis áreas inventariadas no presente estudo...................................................................84

CAPÍTULO III

Figura 1. Mapa da bacia Amazônica brasileira, mostrando a localização das seis áreas

utilizadas para avaliar a estrutura filogenética das assembléias de lagartos......................104

Figura 2. Correlação entre a diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de

espécies para as seis comunidades analisadas....................................................................109

Figura 3. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdist) das seis comunidades de

lagartos com base no valor MPD.......................................................................................110

Figura 4. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdistnt) das seis comunidades de

lagartos com base no valor MNPD....................................................................................111

CAPÍTULO IV

Figura 1. Mapa das áreas de amostragem dos lagartos coletados no estudo.....................177

Figura 2. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1 mostrando os

clados das espécies de lagartos analisadas no estudo.........................................................179

CAPÍTULO V

Figura 1. Amostragem de Plica plica e Plica umbra ao longo da bacia Amazônica........191

Figura2. Fotografias de lagartos Plica plica de três localidades da Amazônia

brasileira.............................................................................................................................218

xvi

Figura3.Fotografias de lagartos Plica umbra de várias localidades da Amazônia

brasileira.............................................................................................................................219

Figura 4. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1 mostrando os

clados das espécies de Plica analisadas no estudo.............................................................221

17

1. INTRODUÇÃO GERAL

1.1. Diversidade de lagartos

Lagartos são um grupo parafilético de répteis que juntamente com as serpentes e

as anfisbenas, compõem o clado Squamata (Camargo et al., 2010). A maior diversidade

do clado concentra-se no grupo dos lagartos, com 5.987 espécies, distribuídas em 28

famílias (Uetz e Hošek, 2014). Townsend et al. (2011), em uma recente revisão

filogenética, propuseram separar as famílias parafiléticas Polychrotidae para o gênero

Polychrus e Dactyloidae para o gênero Anolis. Outras mudanças taxonômicas foram

propostas para o grupo de lagartos nos últimos anos, estabelecendo assim, novas

famílias (Dactyloidae) (Nicholson et al., 2012), novos gêneros (Chatogekko) (Gamble et

al., 2011), (Ameivula, Aurevela, Contomastix e Modopheros) (Harvey et al., 2012) e

novas espécies (Plica caribeana, Plica kathleenae, Plica medemi e Plica rayi) (Murphy

e Jowers, 2013).

Atualmente no Brasil são registradas 248 espécies de lagartos, distribuídas em

14 gêneros e 12 famílias, sendo a família Gymnophtalmidae a mais diversificada, com

87 espécies válidas (Bérnils e Costa, 2012). Para a Amazônia brasileira,

aproximadamente 100 espécies são encontradas (Ávila-Pires, 1995, 2007), variando de

12 a 40 espécies por inventários realizados em diferentes localidades (Cunha et al.,

1985; Nascimento et al., 1987; Zimmerman e Rodrigues, 1990; Martins, 1991; Vitt et

al., 2008; Ávila-Pires et al., 2009; 2010; França e Venâncio, 2010; Ilha e Dixo, 2010;

Mendes-Pinto e Souza, 2011; Waldez et al., 2013). Provavelmente a biodiversidade de

lagartos na Amazônia brasileira esteja sendo subestimada e espera-se que o número de

espécies encontradas nesse bioma aumente à medida que as lacunas de amostragem

forem preenchidas (Ávila-Pires et al., 1995; 2007). Geurgas e Rodrigues (2010)

detectaram cinco linhagens evolutivas na espécie Chatogekko amazonicus (Andersson,

1918) e representa um exemplo de como a biodiversidade do grupo é subestimada.

Embora um certo número de inventários tenha sido realizado com espécies de

lagartos amazônicos, o estudo do grupo ainda merece uma atenção especial (Rodrigues

e Ávila-Pires, 2005; Peloso et al., 2011). Os inventários são ferramentas importantes,

uma vez que permite conhecer a fauna, descobrir novas espécies, revelar áreas

endêmicas e os atuais níveis de biodiversidade dos grupos estudados (Lopes, 2000),

fornecendo assim, subsídios para pesquisas em diversas áreas, tais como: ecologia,

18

sistemática, filogeografia e filogenia e consequentemente permitir entender a história

evolutiva e a diferenciação entre as espécies.

1.2. Padrões de diversificação dos vertebrados na Amazônia

Durante as últimas décadas um grande esforço tem sido feito no intuito de

entender a alta biodiversidade encontrada na Amazônia brasileira. Isto se deve a

diferentes eventos, tais como, a teoria dos refúgios (Haffer, 1969), a formação dos rios e

seus afluentes (a hipótese dos rios como barreiras) (Wallace, 1852), a teoria da incursão

marinha (Bates, 2001) e o soerguimento dos Andes (Nores, 2004). Provavelmente não

haja um único processo que possa explicar toda a diversidade amazônica e sim, um

conjunto de fatores distintos que tenha contribuído para a formação dos padrões que se

têm hoje (Antonelli et al., 2010).

Estudos indicam que a distribuição da fauna Amazônica não ocorre ao acaso e

que segue alguns padrões gerais nos quais as espécies estariam distribuídas em

determinadas regiões geográficas, conhecidas como áreas de endemismo, delimitadas

pelos grandes interflúvios (Silva et al., 2005; Haseyama e Carvalho, 2011). Essas áreas

possuem congruência de táxons espacial e filogeneticamente com um conjunto próprio

de linhagens e com trajetórias evolutivas diferenciadas (Silva et al., 2005). Os padrões

de distribuição das espécies e táxons nessas áreas respondem a uma série de processos

que atuaram ao longo do tempo (Haseyama e Carvalho, 2011). Alfred R. Wallace

(1852) foi um dos primeiros pesquisadores a detectar que diferentes espécies de

primatas estavam confinadas em áreas geográficas isoladas pelos afluentes do rio

Amazonas. Cracraft (1985) propôs 33 áreas de endemismo para a Avifauna da América

do Sul. Posteriormente, padrões similares foram encontrados em outros grupos, como

por exemplo, anfíbios e répteis (Ron, 2000), borboletas (Racheli e Racheli, 2004) e aves

(Ribas et al., 2012).

As áreas de endemismos estão bem estabelecidas e os seus limites têm sido

raramente contestados (Naka, 2011). Silva et al. (2005) reconheceram oito grandes

áreas de endemismo para a Amazônia: Guiana, a leste do rio Negro por todo o Escudo

das Guianas; Imeri, a oeste do rio Negro e a leste do rio Japurá; Napo, a oeste do rio

Japurá e a norte do alto rio Amazonas; Inambari, sul do rio Amazonas e oeste do rio

Madeira; Rondônia, leste do rio Madeira e oeste do rio Tapajós; Tapajós, área a leste do

rio Tapajós e oeste do rio Xingu; Xingu, região a leste do rio Xingu e oeste do rio

19

Tocantins; Belém, área a leste do rio Tocantins. Recentemente, Borges e Silva (2012)

propuseram a existência de uma nova área denominada rio Negro devido à presença de

uma distinta avifauna no interflúvio Negro/Solimões, totalizando então, nove áreas de

endemismo para a Amazônia (Figura 1).

Figura 1. Áreas de endemismo baseada na distribuição de aves em áreas da Amazônia

brasileira, conforme Cracraft (1985) e Silva et al. (2005). Fonte: Borges e Silva (2012).

Para lagartos da Amazônia brasileira, Ávila-Pires (1995) propõe uma divisão

principal leste-oeste. No estudo de Ávila-Pires (1995) esta divisão se manifesta como a

substituição ou distribuição de espécies restritas tanto à parte Ocidental e Oriental da

Amazônia. Apesar da detecção de um padrão leste-oeste e/ou Ocidental-Oriental, um

padrão único de distribuição geográfica para lagartos Amazônicos, ainda não foi

encontrado (Souza et al., 2013).

As áreas de endemismo reconhecidas atualmente foram baseadas em estudos de

distribuição geográfica dos táxons morfologicamente distintos, sem considerar suas

relações evolutivas (Aleixo e Rossetti, 2007). Recentemente, dados moleculares

mostraram que as áreas de endemismos propostas para a Amazônia brasileira refletem

20

as relações históricas comuns entre as espécies co-distribuídas, como por exemplo em

espécies de aves (Fernandes et al., 2012, 2013).

1.3. Entendimento dos padrões da biodiversidade

O entendimento dos padrões e processos que geraram a biodiversidade é

essencial para o desenvolvimento de estratégias de conservação e monitoramento (Xu et

al., 2008) e tem sido tarefa central em pesquisas básicas e aplicadas (Economo et al.,

2015), fornecendo assim, dados para o entendimento da biodiversidade para diversos

grupos taxônomicos (Webb, 2000; Webb et al., 2002; Vitt et al., 2003).

Frequentemente, as explicações para os principais padrões e processos na

distribuição da biodiversidade têm, tradicionalmente, se concentrado apenas em fatores

ambientais (Donoghue et al., 2008), como por exemplo, os filtros ambientais e a

similaridade limitante (Webb et al., 2002). Os filtros ambientais atuariam como regras

de montagem nas comunidades por favorecer a coexistência de espécies mais similares

do que se esperaria ao acaso, pois as condições ambientais atuariam como um filtro

selecionando e possibilitando a persistência de um espectro relativamente pequeno de

traços funcionais das espécies (Funk et al., 2008). Por sua vez, a similaridade limitante

assumiria que a coocorrência de espécies somente é possível se as espécies possuíssem

características distintas entre si (ou seja, baixa sobreposição de nicho), pois espécies

com características similares tenderiam a se excluir devido à competição (Funk et al.,

2008).

Conforme Webb et al. (2002), comunidades biológicas podem exibir três

padrões contrastantes: um padrão do tipo agrupamento filogenético, padrão de dispersão

filogenética e um padrão aleatório ou igual ao esperado ao acaso. Em uma comunidade

com estrutura filogenética agrupada espera-se encontrar espécies filogeneticamente

próximas com altos níveis de coocorrência, e que apresentem o uso similar do nicho ou

traços ecológicos (como por exemplo, hábitat, microhábit e dieta) (Cianciaruso et al.

2009; Cavender-Bares et al., 2009), visto que as comunidades seriam estruturadas por

filtros ambientais. Deste modo, o conservadorismo do nicho e dos traços ecológicos faz

com que as comunidades apresentem uma estrutura filogenética similar e compartilhem

uma história evolutiva comum (Webb et al., 2002; Whitfeld et al., 2011).

Em contrapartida, para uma comunidade com estrutura filogenética do tipo

dispersa (Webb et al., 2002), espera-se que a similaridade limitante constitua a força

21

estruturadora e que as espécies estreitamente relacionadas e que têm o uso similar do

nicho, sejam localmente excluídas e espécies não relacionadas filogeneticamente que

convergiram num uso similar do nicho poderão coexistir, visto que essas espécies não

tenderiam a competir fortemente por não serem ecologicamente similares (Webb et al.,

2002; Cianciaruso et al. 2009). Finalmente, o padrão de estrutura filogenética seria

aleatório quando tanto a similaridade limitante quanto os filtros ambientais operassem

simultaneamente (Webb et al., 2002).

Porém, com o rápido crescimento do conhecimento filogenético, as taxas de

diversificação e os dados biogeográficos, ou seja, os processos históricos, forneceram

uma base teórica em um contexto evolutivo para o entendimento dos fatores que

geraram a biodiversidade existente (Donoghue et al., 2008), bem como proporcionaram

novas percepções sobre os padrões subjacente à estrutura das comunidades de plantas

(Baraloto et al., 2012; Hawkins et al., 2014), fungos (Edwards e Zak, 2010); formigas

(Smith et al., 2014); abelhas (Harmon-Threatt e Ackerly, 2013); mamíferos (Cardillo et

al., 2011; Raia, 2010) e aves (Gómez et al., 2010; Barnagaud et al., 2014).

Em lagartos, os primeiros estudos sobre os processos responsáveis pela estrutura

das comunidades foram efetuados em regiões áridas, tais como os desertos dos Estados

Unidos, Austrália, África e América do Sul (Huey e Pianka, 1981). No Brasil, estudos

com comunidades de lagartos foram realizados com comunidades encontradas em

restingas (Hatano et al., 2001; Teixeira 2001), áreas de cerrado (Gainsbury e Colli,

2003; Mesquita et al., 2006a; Werneck et al., 2009), savanas amazônicas (Vitt e Zani,

1998; Mesquita et al., 2006b) e na floresta amazônica (Vitt e Caldwell 1994; Vitt et al.,

1999; Garda et al., 2013). Basicamente os parâmetros utilizados para explicar a

estruturação das comunidades de lagartos nesses trabalhos e áreas, têm sido a dieta, o

microhabitat, morfologia e o período de forrageamento.

Vitt et al. (1999) analisaram a ecologia de 19 espécies de lagartos amazônicos do

rio Curuá-Una, Pará e as evidências mostram que as comunidades de lagartos são

estruturadas de acordo com o microhabitat e os tipos de presa (dieta) e que tal estrutura

é histórica, ou seja, não é o resultado direto de interações entre as espécies em

andamento a nível local. Porém Vitt et al. (1999), salientam que isso não significa

necessariamente que as interações locais e a história recente não tenham contribuído

com a estruturação desta comunidade, mas reforçam que as interações locais recentes

são provavelmente mais fortes entre táxons mais estreitamente relacionados. Lagartos

do gênero Anolis do Caribe apresentam caracteres morfológicos que evoluem

22

rapidamente quando as espécies interagem, sendo considerados exemplos de que a

história recente contribuiu com a estruturação das comunidades do grupo (Losos et al.,

1997). Esse padrão é repetido em diferentes ilhas e por diferentes linhagens evolutivas

de lagartos Anolis (Losos, 1992).

Determinantes históricos na diversificação das comunidades de lagartos de

enclaves de cerrado foram abordados por Gainsbury e Colli (2003). Os autores

argumentam que a riqueza de espécies de lagartos é menor em ambientes de enclaves de

cerrado, em comparação a outras regiões tropicais da América do Sul, em virtude da

retração do cerrado ao sul e à expansão da floresta amazônica ao norte, ocasionando

extinções e migrações de espécies. Recentemente, Rabosky et al. (2011) utilizaram uma

abordagem filogenética para entender como as comunidades de lagartos foram

estruturadas, levando em consideração sua história evolutiva. Nesse trabalho, os autores

fizeram um comparativo da estrutura filogenética de comunidades e a evolução do nicho

em três clados de lagartos do deserto da Austrália, com o uso de filogenias geradas com

quatro genes nucleares e dois genes mitocondriais.

Lagartos são excelentes organismos modelos para a investigação dos padrões da

estrutura filogenética de comunidades e de diversidade filogenética (Camargo et al.,

2010), pois apresentam baixa capacidade de dispersão em comparação a outros grupos

de vertebrados (ex. aves) (Miralles e Carranza, 2010), são taxonomicamente

diversificados (Zhou et al., 2006, Camargo et al., 2010) e relativamente abundantes.

Mesmo que o grupo seja considerado modelo para o teste de hipóteses ecológicas e

evolutivas em diferentes níveis (populações, comunidades) e em diferentes escalas

(espaciais e temporais) (Camargo et al., 2010), informações a respeito dos processos e

dos padrões que permitiram a organização e a diversificação na Amazônia brasileira,

onde o grupo apresenta elevada diversidade, ainda não é claro. Os fatores ambientais,

biogeográficos e evolutivos que determinam as diferenças na estrutura das comunidades

de lagartos e sua diversificação na Amazônia brasileira são pouco conhecidos (Neckel-

Oliveira e Gordo, 2004). Sendo assim, a inclusão de dados moleculares também é

essencial para a compreensão dos processos responsáveis pelos padrões que geraram a

atual configuração das comunidades de lagartos na Amazônia brasileira e a

diferenciação dentro e entre as espécies.

1.4. Marcadores moleculares como ferramentas para o conhecimento dos padrões e

diversidade genética das espécies

23

Marcadores moleculares mitocondriais e nucleares têm se tornado uma parte

fundamental e uma ferramenta essencial em estudos que visam conhecer os padrões e a

diversidade genética das espécies (Avise, 1994). Porém, em sua maioria, estudos

genéticos com espécies animais têm focado no DNA mitocondrial (DNAmt) (Zink e

Barrowclough, 2008). O genoma mitocondrial apresenta diversas características que

fazem dele um marcador amplamente utilizado em trabalhos com vertebrados (Lloyd et

al., 2012), por ser uma molécula de fácil amplificação; possuir elevada taxa de mutação,

de modo que seus genes codificadores de proteína evoluam a uma taxa de 5 a 10 vezes

maior que os genes codificadores de proteínas do DNA nuclear (Simon et al., 2006);

alta taxa de evolução, apresentando polimorfismo em nível intraespecífico (Avise,

2000); transmissão em sua maioria materna; ser constituído por uma molécula de DNA

circular com aproximadamente 16-20 kpb de tamanho, com conteúdo gênico

conservado (apenas 37 genes); estrutura gênica simples (não possui DNA repetitivo,

transposons, íntros ou pseudogenes), possuir genes codificadores de duas subunidades

ribossômicas (12S e 16S), 22 genes para RNAs transportadores, subunidades 6 e 8 de

ATP sintase (ATP6 e ATP8), sete subunidades da NADH desidrogenase (ND1-ND6 e

ND4L), uma região rica em A + T (em vertebrados é chamada D-loop) não-codificadora

e que parece conter o controle da replicação e transcrição do DNAmt, citocromo b

(cytb) e três subunidades da enzima citocromo c oxidase (COI, COII e COIII) (Moritz et

al., 1987; Nedbal e Flynn, 1998).

Parte do gene mitocondrial citocromo c oxidase subunidade I (COI), com

aproximadamente 648 pares de bases (Figura 2), foi proposto por Hebert et al. (2003

a,b), como um sistema universal de identificação e delimitação de espécies animais

(Gómez et al., 2007). Essa técnica, conhecida como DNA barcode, é uma iniciativa

mundial dedicada a produzir um inventário molecular da biodiversidade mundial

(Hebert et al., 2003 a,b).

24

Figura 2: Esquema do genoma mitocondrial. A seta indica posição do gene citocromo

oxidase subunidade I (COI). Fonte: Barcodes of Life (http://www.barcodinglife.org).

Em 2004, foi criado o ‘‘Consortium for the Barcode of Life’’ (CBOL), por meio

do qual surgiu o Barcode of Life Data Systems (BOLD), uma plataforma de

bioinformática que integra e suporta todas as fases desde a coleta do espécime até a

validação das seqüências de CO1 (Ratnasingham e Hebert, 2007). Posteriomente,

diversas iniciativas de projetos globais de barcode focada em grupos específicos estão

em andamento: em peixes, o Fish Barcode of Life Initiative (FISH-BOL,

www.fishbol.org) (Ward et al., 2009); em tubarões, o Shark Barcode of Life Project

(www.sharkbol.org); em aves, All Barcoding Initiative (ABBI, www.

barcodingbirds.org) (Kerr et al., 2009), em mamíferos, Mammal Barcode of Life (www.

mammaliabol.org) e em anfíbios e répteis, DNA Barconding Amphibians & Reptiles

(COLD CODE, http://www.ibol.org/herps-come-in-from-the-cold/) (Murphy et al.,

2013). No Brasil, existe um consórcio de identificação molecular da biodiversidade, o

Projeto BrBOL (http://brbol.org/pt-br). Tais projetos servem como banco de dados das

sequências geradas com o COI, cujas sequências depositadas permitem indentificar ou

descrever espécies (Stech et al., 2013). É importante ressaltar que os dados acerca dos

répteis são escassos no BOLD (Pincheira-Donoso et al., 2013) e no COLD, tornando

ainda mais importante os esforços no sentido de aumentar o volume de informações de

DNA barcode disponíveis para as espécies do grupo.

O principal pressuposto para a efetividade do DNA barcode é que a divergência

intraespecífica seja consideravelmente menor que a divergência interespecífica,

chamado de Barcoding Gap e que a monofilia recíproca seja o principal determinante

para a existência deste (Hebert et al., 2003 a,b; Hebert et al., 2004). Grupos que exibem

http://www.barcodinglife.org/

http://www.fishbol.org/

http://www.sharkbol.org/

http://www.ibol.org/herps-come-in-from-the-cold/

http://brbol.org/pt-br

25

um padrão geográfico de monofilia recíproca não compartilham mais nenhum dos

haplótipos ancestrais, comportando-se como linhagens evolutivas distintas (Avise et al.,

1987). Nesse contexto, para demilitar as espécies/linhagens e verificar a existência do

Barcoding Gap, usa-se métodos puros de distância genética, sendo aplicado um limiar

“x” (Hebert et al., 2003 a,b). Esse limiar “x” varia muito entre os táxons, podendo variar

entre 1% em cnidários a mais de 15% em anelídeos e crustáceos (Hebert et al. 2003 b).

Um limiar de 10% foi sugerido como indicativo de espécies crípticas em anfíbios

(Vences et al. 2005a). Xia et al. (2012) e Jeong et al. (2013), estabeleceram um limiar

de 5% para identificar e delimitar espécies de anfíbios e répteis. Porém, considera-se

que o limiar para identificar e diferenciar espécies de anfíbios e répteis ainda é arbitrário

e um valor único possa não ser apropriado. Em espécies que sofreram especiação há

muito tempo ou espécies em alopatria, as diferenças entre as divergências intra e

interespecíficas são bem demarcadas (Crawford et al., 2010). No entanto, espécies que

sofreram especiação rápida ou recente, pode não ser possível identificar um limiar entre

as divergências inter e intraespecíficas, devido à sobreposição entre os dois valores

(Meier et al., 2006).

Métodos tradicionais de delimitação das espécies/linhagens baseados apenas em

distâncias genéticas entre grupos definidos a priori, não levando em consideração as

diferenças do tempo de divergência entre elas, geraram questionamentos quanto a

utilidade do DNA barcode na delimitação e identificação das espécies (Vogler et al.,

2006). Com isso, uma série de métodos para delimitar as espécies com dados de DNA

barcode foram propostos (Pons et al., 2006; Puillandre et al., 2012; Monaghan et al.,

2009; Zhang et al. 2013).

Dos métodos concebidos para delimitar as espécies/linhagens com dados do

DNA barcode, tem-se o Automatic Barcode Gap Discovery Method (ABGD) (Puillandre

et al., 2012), o General Mixed Yulecoalescent Method (GYMC) (Pons et al., 2006;

Monaghan et al., 2009) e o modelo Poisson Tree Processes (bPTP) (Zhang et al. 2013).

O ABGD fornece um algoritmo eficiente que permite particionar o conjunto dos dados

das sequência do DNA barcode como grupos de táxons, ou seja, em espécies candidatas

ou hipóteses de espécies principais, de acordo com uma série de distâncias potenciais do

limiar do Barcode Gap (Puillandre et al., 2012). O método GMYC e bPTP são baseados

em um modelo evolutivo dado uma topologia de uma árvore, o que permite diferenciar

entre os processos interespecífico (''diversificação'') e intraespecífico (''coalescentes'')

dos processos de ramificação das linhagens (Pons et al., 2006;. Monaghan et al., 2009;

26

Zhang et al. 2013). O método bPTP, assim como o método GMYC, requer uma árvore

totalmente resolvida como entrada para as análises, mas ao contrário GMYC, o bPTP

não requer uma árvore ultramétrica para a demilitação objetiva das linhagens (Zhang et

al. 2013). O uso de diferentes métodos fornece uma abordagem mais eficiente e permite

demilitar as espécies/linhagens com maior robustez (Carstens et al., 2013).

Posteriormente, tendo como base os resultados primários, é possível incorporar dados

adicionais como: DNA nuclear, morfologia e distribuição geográfica das

espécies/linhagens para descrever possíveis espécies novas (Puillandre et al., 2012).

O DNA barcode, tem se mostrado bastante efetivo na identificação e delimitação

rápida de uma grande variedade de taxa, incluindo gastrópodes (Remigio e Hebert,

2003); crustáceos (Costa et al., 2007); mosquitos (Kumar et al., 2007); aranhas

(Greenstone et al., 2005); peixes (Ward et al., 2005; Ardura et al., 2010; Pereira et al.,

2013; Paz et al., 2014); anfíbios (Vences et al., 2005 a,b; Crawford et al., 2012); aves

(Vilaça et al., 2006; Kerr et al., 2007; Johnsen et al., 2010), morcegos (Clare et al.,

2007, 2011), répteis (Nagy et al., 2012; Jeong et al., 2013) e lagartos (Nguyen et al.,

2014; Ayala-Varela et al., 2014). Também tem provado ser útil em outras finalidades,

incluindo filogenética de comunidades e traços evolutivos (Joly et al., 2013), como por

exemplo no entendimento dos processos de distribuição e estrutura filogenética de

comunidades de árvores tropicais (Kress et al., 2009, 2010), formigas (Smith et al.,

2014), Lepidoptera (Craft et al., 2010) e bactérias (Barberán e Casamayor, 2010).

Apesar de todos os benefícios advindos dos estudos com os marcadores

mitocondriais, deve-se considerar que o genoma mitocondrial é herdado como uma

única unidade, com isso os genes individuais podem não ser considerados como fonte

de informações filogenéticas independentes (Townsend et al., 2008). Além do mais,

inferências baseadas apenas em um loco podem gerar conclusões incorretas quanto à

história evolutiva dos táxons, principalmente devido a dificuldade em distinguir

divergência populacional recente, que causa incomplete lineage sorting, de introgressão

histórica, na qual o material genético de uma espécie pode entrar no pool gênico de

outra através da hibridização (Milá et al., 2011). Sendo assim, é importante a inclusão

de dados dos genomas mitocondriais e nucleares em trabalhos de reconstruções

filogenéticas, uma vez que o uso de marcadores com locus únicos pode fornecer

inferências tendenciosas e simplistas (Funk e Omland, 2003; Townsend et al., 2008).

Em função disso, as informações de ambos os genomas, permitem gerar dados

filogenéticas mais robustas (Olave et al., 2011), já que o genoma nuclear apresenta

27

regulação e organização mais complexa que o genoma mitocondrial e ao contrário do

DNA mitocondrial, oferece uma variedade de marcadores independentes, por não

estarem ligados (Townsend et al., 2008). O genoma nuclear está organizado em

sequências de DNA codificante, com genes de cópia única ou famílias multigênicas,

sequências de DNA não codificante (como os íntrons e as regiões reguladoras) e DNA

repetitivo” (Townsend et al., 2008).

A maioria dos estudos com espécies de lagartos tem utilizado genes do mtDNA

como marcadores moleculares, como por exemplo em: Anolis grahami (Jackman et al.,

2002), Tarentola mauritanica (Harris et al., 2004), Hemidactylus (Carranza e Arnold,

2006), Thecadactylus (Bergmann e Russell, 2007), Eurolophosaurus (Passoni et al.,

2008), Eremias (Guo et al., 2011), Anolis chrysolepis (D’ Angiolella et al., 2011), Plica

plica (Murphy e Jowers, 2013), Alopoglossus (Torres - Carvajal e Lobos, 2014). Porém,

existem estudos que fizeram uso de apenas genes nucleares, como em: Gekkota (Han et

al., 2004) e Iguanídeos (Townsend et al., 2011); e outros que usaram uma combinação

de marcadores de ambos os genomas, como em: Hemidactylus (Arnold et al., 2008),

Gonatodes (Gamble et al., 2008), Chatogekko amazonicus (Geurgas e Rofrigues, 2010),

Atlantolacerta andreanskyi (Barata et al., 2012), Iphisa elegans (Nunes et al., 2012),

Timon (Ahmadzadeh et al., 2012). Estudos como os citados, contribuíram para o

entendimento dos processos evolutivos, das relações filogenéticas e filogeográficas e

descrição de novas espécies ou mudanças do status taxonômico, linhagens crípticas e

possíveis espécies candidatas, dados que podem ser utilizados para a conservação da

biodiversidade do grupo. Porém estudos genéticos com espécies de lagartos são

incipientes na Amazônia brasileira. Como o gene ribossomal 16S é um dos genes

mitocondriais mais utilizados em estudos filogenéticos em lagartos (e. g Murphy e

Jowers, 2013) e loci informativos codificadores de proteínas nucleares (NPCL) têm

permitido inferir as relações filogenéticas e variações intra e interespecífica em

Squamatas, incluindo lagartos (Townsend et al., 2008), neste estudo, foram utlizados

dois genes mitocondriais (CO 16S rRNA) e um gene nuclear (receptor de prolactina -

PRLR) a fim de analisar a diversidade genética das espécies de lagartos amazônicos e

elucidar a estrutura filogenética das comunidades. Além disso, foi quantificado o

esforço amostral das espécies de lagartos inventariados em seis localidades da

Amazônia brasileira.

28

2. OBJETIVO GERAL

Esta tese foi subdividida em cinco capítulos e cada capítulo objetivou:

CAPÍTULO I: Inventariar uma área do estado do Amazonas localizada no Escudo

Cristalino das Guianas e comparar com sete outras áreas localizadas no mesmo escudo;

CAPÍTULO II: Inventariar seis localidades da Amazônia brasileira localizadas no

Escudo das Guianas, Escudo Brasileiro e bacia sedimentar, estados do Amazonas e

Pará;

CAPÍTULO III: Analisar a estrutura filogenética das comunidades de lagartos das seis

localidades inventariadas na Amazônia brasileira com base em dados do marcador

mitocondrial CO1 (DNA barcode);

CAPÍTULO IV: Analisar a divergência genética de 54 espécies nominais de lagartos

provenientes de 22 localidades da Amazônia brasileira por meio do gene COI (DNA

barcode);

CAPÍTULO V: Analisar os padrões de distribuição da diversidade genética das

espécies Plica plica e Plica umbra a partir do DNA barcode, 16S rRNA e do marcador

nuclear PRLR.

29

3. Referências bibliográficas

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892.

42

CAPÍTULO I

Este manuscrito foi publicado na revista Check List e segue as normas dessa revista.

A versão em inglês encontra-se no Anexo I

Lagartos da área central do rio Jatapú, Amazonas, Brasil

43

Lagartos da área central do rio Jatapú, Amazonas, Brasil

Deyla Paula de Oliveira 1*, Sergio Marques Souza

2, Luciana Frazão

1, Alexandre

Pinheiro de Almeida 1 e Tomas Hrbek

1.

1 Universidade Federal do Amazonas (UFAM), Departamento de Biologia (ICB), Laboratório de

Evolução e Genética Animal (LEGAL), Avenida Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, Coroado II. CEP

69077-000, Manaus, AM, Brasil.

2 Universidade de São Paulo (USP), Departamento de Zoologia, Rua do Matão, travessa 14, 101, Butantã.

CEP 05422 - 970, São Paulo, SP, Brasil.

* Autor para correspondência: E-mail: [email protected].

Resumo: O presente estudo relata um inventário das espécies de lagartos da região

central do rio Jatapú localizado no estado do Amazonas, Brasil. Os lagartos foram

coletados por meio de três métodos: busca visual diurna e noturna, armadilhas de

interceptação e queda com cerca-guia e coletas ocasionais. Foram registradas 24

espécies de lagartos pertencentes a 18 gêneros e 8 famílias. Estimadores não-

paramétricos de riqueza (Bootstrap, Chao 2, Jackknife 1 e ACE) foram utilizados para

estimar a porcentagem total da riqueza amostrada. A riqueza esperada das espécies

variou de 27 espécies estimado via Bootstrap a 30 com Jackknife 1. A composição da

fauna de lagartos encontrada na área central do rio Jatapú foi comparada com 7 outras

áreas publicadas e coletadas na região do Escudo Cristalino das Guianas. A composição

da fauna de lagartos do rio Jatapú foi semelhante a FLOTA Faro (84%) e com menor

similaridade à ESEC Grão-Pará Centro (66%). Não houve associação entre a

similaridade faunística e a distância geográfica. A lista das espécies presentes contribuiu

para o conhecimento da fauna de lagartos da porção sul do Escudo Cristalino da Guiana,

no Brasil.

Introdução

A compilação mais atualizada da taxonomia indica, que o Brasil abriga 248

espécies de lagartos (Bérnils e Costa, 2012). Destes, aproximadamente 100 espécies são

encontradas na Amazônia brasileira (Ávila-Pires et al. 2007). A riqueza local de lagartos

previamente pesquisados em locais de floresta tropical amazônica, localizada na porção

brasileira do Escudo Cristalino da Guiana, inventariadas com armadilhas de queda com

44

cerca-guia e buscas visuais diurnas e noturnas, variou de 15 a 24 espécies (por exemplo

Ávila-Pires et al. 2010; Ilha e Dixo 2010). Em áreas fora do Escudo Cristalino da

Guiana porém dentro do bioma Amazônico, a diversidade variou de 20 a 40 espécies de

lagartos por área inventariada (e.g Cunha et al. 1985; Nascimento et al. 1987;

Zimmerman e Rodrigues 1990; Martins, 1991; Vitt e Zani 1996; Vitt et al. 2008;

Macedo et al. 2008; Ávila-Pires et al. 2009; França e Venâncio 2010; Mendes-Pinto e

Souza 2011). Um das explicações para as diferenças na riqueza local, incluindo espécies

endêmicas, é que a bacia Amazônica é um mosaico de distintas fito-fisionomias

observáveis em diferentes escalas geográficas (Silva et al. 2005). Um fator adicional

que contribui é que as diferentes porções da bacia Amazônica têm diferentes origens

geológicas e diferentes idades e, portanto, diferentes histórias evolutivas (Wesselingh et

al. 2010).

Embora um certo número de estudos tenha focado em espécies Amazônicas de

lagartos florestais (e.g. Cunha et al. 1985; Nascimento et al. 1987; Martins, 1991;

Ávila-Pires 1995, 2009, 2010), o conhecimento do grupo ainda é incipiente (Rodrigues

e Ávila-Pires 2005; Ávila-Pires et al. 2010; Peloso et al. 2011). A diversidade de

espécies de lagartos amazônicos é susceptível de ser subestimado dado que muitas áreas

da bacia amazônica continuam pouco inventariadas ou não foram inventariadas em sua

totalidade (Bernarde et al. 2011) e altos níveis de diversidade críptica foram relatados

em grupos distribuídos em toda a bacia (e.g. Glor et al. 2001; Geurgas e Rodrigues

2010; Bergmann e Russel 2007). A tendência é, portanto, que a diversidade bem como o

número de espécies aumente na medida em que novas áreas da Amazônia sejam

inventariadas e a taxonomia propriamente avaliada.

Como parte da floresta amazônica foi e continua a ser irreversivelmente perdida

antes mesmo de que investigações possam ser feitas (Queiroz et al. 2006), e

considerando que os lagartos estão sujeitos às perturbações ambientais e à degradação

ambiental (Vitt et al 2008; Sivervo et al. 2010), existe a necessidade de estudos e

pesquisas em localidades não inventariadas ou pouco inventariadas.

Inventários da fauna em regiões da Amazônia brasileira que não tenham sido

previamente pesquisadas fornecem informações sobre a história natural básica,

ecologia, distribuição geográfica. Além disso, os inventários de fauna pode fornecer

material para análises biogeográficas e padrões filogenéticos dos grupos, e assim,

fornecer dados essenciais para a tomada de decisão em relação às áreas prioritárias para

a conservação da biodiversidade (e.g. Capobianco et al. 2001; França e Venâncio 2010).

45

Aqui é apresentada uma lista das espécies de lagartos encontradas durante uma

expedição à área central do rio Jatapú, estado do Amazonas, Brasil. Também foram

feitas comparações da composição das espécies desta região com o encontrado em

outras sete regiões pesquisadas e amostradas na porção brasileira do Escudo Cristalino

das Guianas.

Material e métodos

Área de Estudo

O inventário da fauna de lagartos foi realizado em duas localidades situadas nas

margens opostas da área central do rio Jatapú, afluente do rio Uatumã, estado do

Amazonas, Brasil, localizado a aproximadamente 250 Km em linha reta a nordeste da

cidade de Manaus. As duas localidades foram São José do Jabote (SJJ - 01 ° 55'53 "S,

58 ° 15'21" W), na margem esquerda do rio e São João do Lago da Velha (SJLV - 02 °

1'31 " S, 58 ° 11'24 "W), na margem direita do rio (Figura 1). Ambas as localidades

estão situadas no município de São Sebastião do Uatumã, no estado do Amazonas,

Brasil. Uma grade padronizada foi aberta em cada local de amostragem, composta por

três trilhas paralelas de 5.0 km separadas por 1.0 km. As trilhas foram abertas

aproximadamente perpendicular ao rio. Ambos os conjuntos de trilhas estão localizados

em uma região de densa floresta tropical (Radambrasil 1976).

A vegetação na margem direita cresce em um terreno quaternário aluvial (paleo-

várzea), apresentando um terreno plano e não dissecado. Contém também áreas

sazonalmente inundadas e manchas de floresta densa de campina. A floresta na margem

esquerda tem um dossel mais alto, com menor penetração da luz solar e está situado em

um terreno de terra-firme altamente dissecado. Toda a área está dentro da formação

geológica conhecido como o Escudo Cristalino das Guianas.

O clima é equatorial pluvial (quente e úmido), com chuvas predominantes no

período de novembro a abril. A média diária da temperatura é de 28 °C e a umidade

relativa média é de 97.2%. A amostragem foi feita em setembro, que marca o fim da

estação seca (maio a setembro).

46

Figura 1. Algumas das localidades do Escudo Cristalino das Guianas citado no texto:

A) rio Jatapú; B) FLOTA Faro; C) FLOTA Trombetas; D) FLOTA Paru; E) ESEC Grão-

ParáSul; F) ESEC Grão-Pará Centro; G) REBIO Maicuru; e H) ESEC Grão-Pará Sul. A

área A foi ampliada para mostrar as duas áreas estudadas: São José do Jabote e (1) São

João do Lago da Velha (2).

47

Coleta de dados

As espécies de lagartos foram coletados ao longo de 16 dias de coleta em

setembro de 2011 (estação seca), utilizando-se três métodos: buscas visuais diurnas e

noturnas; armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (Cechin e Martins 2000;

Ribeiro-Jr et al. 2008) e coletas ocasionais (Sawaya et al., 2008).

Buscas visuais diurnas e noturnas consistiu em um pesquisador caminhando

lentamente ao longo das trilhas, procurando pelos espécimes. Buscas diurnas e noturnas

foram realizada por dois pesquisadores ao longo de um trecho de 1000 m durante

aproximadamente três (9 às 12 da manhã) e cinco (7 a 12 da noite) horas,

respectivamente. Foram feitos esforços para inspecionar todos os microhabitats

visualmente acessíveis encontrados ao longo das trilhas (por exemplo, troncos caídos,

cavidades, vegetação arbórea, etc).

As armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia consistiu num conjunto

de quatro recipientes 100 L enterrados no solo (69 cm de profundidade), colocados 8 m

eqüidistantes umas das outras em uma forma padrão de Y. Armadilhas foram

interligadas por cerca-guias de plástico com 80 cm de altura, que nortearam os animais

até as armadilhas. Cada conjunto de armadilhas de queda com cerca-guia caracterizava

uma estação de amostragem. Um total de nove estações (36 recipientes) foram

colocados na localidade SJLV. Um total de sete estações (28 recipientes) foram

colocados na localidade SJJ. Vegetação de floresta predominou em todas as estações,

variando de floresta baixa a floresta alta (planalto). Todas as estações foram

posicionados a 500 m uma das outras e foram mantidas entre 14-30 de setembro de

2011. As armadilhas foram vistoriadas diariamente.

Coletas ocasionais resultou da captura e / ou observações feitas por pessoas

envolvidas em pesquisas de outros grupos taxonômicos. Esta informação só foi

considerada para inclusão como um registro válido quando o espécime foi coletado ou

adequadamente fotografado. Espécimes de Ameiva ameiva e Tupinambis teguixin

também foram coletadas como captura ocasional em armadilhas Tomahawk®

implantado pela equipe de pesquisadores de pequenos mamíferos. Iguana iguana não

foi coletada, mas avistada várias vezes e contada entre as espécies encontradas na

região.

Algumas espécies arbóreas, aquáticas e fossoriais não foram amostradas na área

devido à natureza dos métodos de amostragem, embora provavelmente presentes. A

48

coleta e o transporte do material foram feitas mediante a autorização do ICMBio /

Sisbio (processo 28976- 1).

Os espécimes foram sacrificados com o anestésico cloridrato de lidocaína 2% e

éter dietílico (cf. AVMA 2001). Pequenas incisões foram então feitas na região ventral

de cada indivíduo para a retirada das amostras de fígado e / ou tecido muscular. Os

tecidos biológicos foram armazenadas em microtubos e preservados em álcool a 95%

para futuras análises moleculares. As amostras de tecido foram depositados na coleção

de tecido do Laboratório de Evolução e Genética Animal [CTGA - ICB / UFAM

(CGEN, deliberação n ° 75 de 26 de agosto de 2004)] da Universidade Federal do

Amazonas e na coleção de tecidos do INPA. Após a remoção das amostras de tecido, os

espécimes foram fixados em formaldeído 10% injetado na cavidade do corpo e trato

digestivo (Franco e Salomão 2002) e após a fixação preservados em álcool 70%.

Vouchers foram depositados Coleção de anfíbios e répteis do Instituto Nacional

de Pesquisas da Amazônia (INPA - H) e na Coleção Zoológica Paulo Bürhnheim da

Universidade Federal do Amazonas (CZPB / UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil

(Anexo 1). A nomenclatura utilizada neste estudo segue a lista brasileira de répteis

(Bérnils e Costa 2012), considerando as recentes mudanças propostas pelo Gamble et

al. (2011) e Hedges e Conn (2012).

Análises estatísticas

Eficiência do esforço amostral foi avaliada utilizando estimadores não-

paramétricos de riqueza de espécies na forma dos estimadores Bootstrap, Chao 2,

Jackknife 1 e Ace. As análises foram realizadas no programa EstimateS 9.1.0 (Colwell

et al. 2012). A suficiência da amostragem foi verificada com base na acumulação do

número de espécies como uma função dos dias de amostragem usando os quatro índices

acima, e o estimador Mao Tau.

A composição da fauna lagartos encontrada na área central do rio Jatapú foi

comparada com outras sete áreas publicadas e amostradas na região brasileira do

Escudo Cristalino das Guianas. Estas áreas foram: Floresta Estadual (FLOTA) Faro

(203 km da área central do rio Jatapú), FLOTA Paru (494 km), FLOTA Trombetas (238

km), Reserva Biológica (REBIO) Maicuru (660.11 km) e setores norte (294 km), centro

(333 km) e sul (420 km) da Estação Ecológica (ESEC) Grão - Pará (Ávila-Pires et al.

2010). O estudo de Ávila-Pires et al. (2010) foi escolhido com base nas semelhanças do

49

esforço de amostragem: armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia (que têm

importância considerável sobre a amostragem de espécies com hábitos fossoriais, por

exemplo, Gymnophthalmidae), tempo similar de amostragem e as localidades situadas

na parte brasileira do Escudo Cristalino das Guianas (ver Tabela 1).

Para o cálculo da semelhança com a fauna das sete localidades, foi adotado a

equação dois de Simpson (2) (Simpson, 1960), que leva em consideração a

possibilidade de que a amostragem possa não representar a riqueza propriamente dita

das espécies da área amostrada. A fórmula é a seguinte: C / N1 x 100; onde C é igual ao

número de espécies encontradas em comum em ambas as localidades e N1 é igual ao

número de espécies na localidade com a menor riqueza faunística ou presumivelmente a

amostragem mais incompleta. O índice é uma porcentagem da riqueza faunística, que é

compartilhada com a maior riqueza faunística. Para testar se a distância geográfica teve

influência sobre a similaridade das composições faunísticas, foram testados se a

distância geográfica está correlacionada com o valor da equação 2 de Simpson com o

uso do pacote estatístico R versão 3.0.2 (R Development Core Team, 2013).

Resultados e discussão

A fauna de lagarto da área central do rio Jatapú consistiu em 24 espécies,

distribuídas em 18 gêneros e oito famílias (ver Tabela 1). Fotografias das amostras

representativas são mostrados na Figura 2. Gymnophthalmidae foi a família com maior

riqueza de espécies na área amostrada, com nove espécies, sendo responsável por 39.1%

(nove espécies) da riqueza local, seguido de Dactyloidae Fitzinger de 1843,

Sphaerodactylidae Underwood, 1954, Teiidae Merrem, 1820 e Tropiduridae Bell in

Darwin, 1843 (cada uma com três espécies). As famílias Iguanidae Gray, 1827,

Phyllodactylidae Gamble, Bauer, Greenbaum & Jackman, 2008 e Mabuyidae Mittleman

de 1952 foram, cada uma representadas por apenas uma espécie (Tabela 1).

Onze espécies de lagartos foram coletados em ambas as margens do rio Jatapú:

Anolis fuscoauratus D'Orbigny, 1837, Anolis planiceps Troschel 1848, Anolis

chrysolepis Duméril & Bibron, 1837, Ameiva ameiva (Linnaeus, 1758), Arthrosaura

reticulata (O 'Shaughnessy, 1881), Iguana iguana (Linnaeus, 1758), Iphisa elegans

elegans Gray, 1851, Kentropyx calcarata Spix, 1825, Copeoglossum nigropunctatum

(Spix, 1825) sensu Nicholson et al. 2012, Plica umbra (Linnaeus, 1758) e Tupinambis

teguixin (Linnaeus, 1758). Nove espécies de lagartos foram coletados apenas na

50

margem direita do rio, a saber: Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789), Bachia panoplia

Thomas, 1965, Chatogekko amazonicus (Andersson, 1918) sensu Gamble et al. (2011),

Leposoma osvaldoi Ávila-Pires 1995, Leposoma percarinatum (Müller, 1923),

Pseudogonatodes guianensis Parker, 1935, Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger,

1912, Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) e Uranoscodon superciliosus

(Linnaeus, 1758). Quatro espécies foram coletadas apenas na margem esquerda do rio,

respectivamente: Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855), Leposoma guianense Ruibal

1952, Plica plica (Linnaeus, 1758) e Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758).

As diferenças nos parâmetros ecológicos como riqueza e composição de

espécies pode ser esperado como resposta à variação natural e fatores ambientais em

toda a paisagem (Gordo 2003; Fraga et al. 2011). Contudo algumas espécies registradas

em apenas uma das margens do rio Jatapú têm uma ampla distribuição, e em outras

áreas provavelmente ocorra em lados opostos do rio. Neste caso, o encontro destas

espécies numa das margens pode ser um efeito aleatório, não podendo ser interpretado

como um padrão verdadeiro da distribuição destas espécies. Por exemplo, Plica plica é

amplamente distribuída na bacia Amazônica e ocorre em habitats presentes em ambas as

margens do rio Jatapú, mas foi coletada apenas na margem esquerda do rio.

Analogamente, Uranoscodon superciliosus é tipicamente encontrado em áreas perto de

córregos (zonas ripárias) ou em áreas inundadas (igapós) e exibe fidelidade considerável

para este tipo de ambiente (Vitt et al. 2008). Estes habitats podem ser encontrados em

ambos os lados do rio Jatapú, mas estavam presentes apenas na parcela da margem

direita do rio, portanto, não é surpreendente que a espécie tenha sido coletada apenas

nessa margem do rio Jatapú. Ambos os casos gera variância na amostragem e falsas

ausências, mas a fonte subjacente desta aleatoriedade é diferente. A região central do rio

Jatapú parece só restringir o distribuição geográfica das espécies do gênero Leposoma.

As duas espécies de Leposoma osvaldoi e Leposoma percarinatum foram registradas

apenas na margem direita, enquanto Leposoma guianense foi registrada somente na

margem esquerda. A espécie L. percarinatum está amplamente distribuída em toda a

Amazônia e, provavelmente, também ocorre na margem esquerda do rio Jatapú, apesar

de não ter sido encontrada nessa presente pesquisa. No entanto, Leposoma osvaldoi e L.

guianense parecem ter distribuições alopátricas, com Leposoma osvaldoi sendo restrito

às áreas ao entorno da cidade de Manaus (identificado como Leposoma sp. em Vitt et al.

2008) e L. guianense sendo típico do Escudo Cristalino das Guiana na porção nordeste

da bacia Amazônica (não ocorrendo em Manaus; Vitt et al. 2008). Os limites da

51

distribuição de ambas as espécies são pouco conhecidas, especialmente os limites

ocidentais de L. guianense e os limites orientais de Leposoma osvaldoi. Neste contexto

geográfico, é razoável supor que o rio Jatapú atue como uma barreira para a distribuição

destas espécies. No entanto, não se pode descartar a possibilidade de que este fenômeno

possa ser explicada por diferenças na fito-fisionomia entre os locais de coleta. Para

testar essa hipótese, seria necessário amostrar um local pertencente ao baixo plateau na

sub-região da Amazônia na margem direita e um local pertencente aos aluviões

quaternários na margem esquerda do rio Jatapú.

Os estimadores de riqueza de espécies preveu 27 a 31 espécies de lagartos para a

região central do rio Jatapú. O estimador Bootstrap mostrou que 27 espécies seria o

esperado, enquanto Chao 2 e Ace mostraram 29 e Jackknife 1 estimou 31 espécies.

Embora todos os estimadores demonstrem que a estabilidade na riqueza de espécies não

tenha sido atingida (Figura 3), as análises demonstraram que o esforço de amostragem

atingiu 80 - 88% das espécies esperadas para esta área. Na verdade, algumas espécies de

lagartos não registradas no presente estudo podem ocorrer na região, tais como: Varzea

bistriata (Spix, 1825), Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758), Tretioscincus agilis

(Ruthven, 1916) e Uracentron azureum azureum (Linnaeus, 1758), todas espécies cujas

distribuições geográficas teoricamente abrange a área central do rio Jatapú (Martins,

1991).

Em outros inventários na Amazônia brasileira, a riqueza de espécie variou de 20

a 34 espécies por região pesquisada; por exemplo: Carajás, Pará (n = 20 espécies)

(Cunha et al. 1985); Belém, Pará (n = 20) (Nascimento et al. 1987); Usina Hidrelétrica

de Balbina, no rio Uatumã, AM (n = 20) (Martins, 1991); Espigão do Oeste, RO (n =

29) (Macedo et al. 2008); Reserva Florestal Adolpho Ducke, Amazonas (n = 34) (Vitt et

al. 2008); Curuá Una, Santarém, Pará (n = 22), Parque Estadual Guajará-Mirim,

Rondônia (n = 23); Fazenda Scheffer no rio Ituxi, Amazonas (n = 26), Porto Walter, no

rio Juruá, Acre (n = 26) (Ávila-Pires et al. 2010.); Boca do Acre, Amazonas (n = 19)

(França e Venâncio 2010); Rio Preto da Eva, Amazonas (n = 20) (Ilha e Dixo 2010) e

Floresta Nacional do Trairão, Pará (n = 23) (Mendes Pinto e Souza 2011); Juruti, Pará

(n = 33) (Prudente et al. 2013).

Somando todas as espécies de lagartos das sete áreas inventariados no Escudo

Cristalino da Guiana por Ávila-Pires et al. (2010) com a área do presente estudo,

contabiliza-se 38 espécies de lagartos; com cada área contendo entre 12 a 24 espécies

(Tabela 1). A parte norte da ESEC Grão-Pará compartilhou o maior número de espécies

52

com o rio Jatapú (17 espécies), seguido pela Flota Faro e REBIO Maicuru (16 espécies,

respectivamente). FLOTA Paru com 14 espécies, FLOTA Trombetas com 11 espécie,

região sul da ESEC Grão-Pará e parte central da ESEC Grão-Pará compartilharam 10

espécies, respectivamente (Tabela 1). Espécies em comum a todas as áreas foram:

Chatogekko amazonicus, Gonatodes humeralis, Plica umbra, Ameiva ameiva,

Kentropyx calcarata, Bachia flavescens e Leposoma guianense. Chatogekko

amazonicus, Gonatodes humeralis, Ameiva ameiva e Kentropyx calcarata são espécies

amplamente distribuídas na Amazônia brasileira (Prudente et al. 2013). Leposoma

guianense é considerada endêmica do Escudo Cristalino da Guiana (Ávila - Pires et al.

2010; Cole et al. 2013).

Outro aspecto interessante é que algumas espécies de lagartos parecem definir

um grupo com a distribuição mais restrita a locais na porção sudeste do Escudo das

Guianas. Este padrão é definido por duas espécies (Leposoma osvaldoi e Bachia

panoplia), ambas encontradas no rio Jatapú e com registro a oeste da FLOTA Faro. Já

não existe registros dessas duas espécies mais a leste, apesar do fato de que Leposoma

osvaldoi historicamente tem sido confundida com Leposoma guianense (S. M. Souza,

comunicação pessoal). Além disso, as duas espécies mencionadas anteriormente são

também conhecidas em áreas que circundam a cidade de Manaus (Vitt et al. 2008).

A similaridade da fauna de lagartos da área do rio Jatapú e as sete localidades do

Escudo Cristalino das Guianas, com base na Equação 2 de Simpson, variou de 84% a

66% (Tabela 1). A maior similaridade foi observada com a FLOTA Faro (84%), seguido

pela ESEC Grão Pará Sul (83%) e Flota Paru (82%). Rebio Maicuru mostrou 76% de

semelhança; ESEC Grão Pará Norte 70%; enquanto a Flota Trombetas (68%) e ESEC

Grão Pará Centro (66%) foram as menos semelhante à localidade do rio Jatapú (Tabela

1). No entanto, não houve correlação entre as distâncias geográficas das áreas

amostradas, com a similaridade medida pela equação 2 de Simpson (Kendall’s tau = -

0,07632858, p = 0,5775).

O presente estudo oferece um conhecimento mais amplo sobre a biodiversidade

dos lagartos em uma área da Amazônia não previamente amostrada. Os tecidos e as

amostras coletadas vão permitir responder perguntas que envolvam a filogeografia,

biogeografia e filogenética de comunidades em estudos futuros. Assim, os estudos das

relações evolutivas entre as espécies dos grupos, bem como a padrões de distribuição

das espécies poderam ser melhores investigadas. Além disso, as coleções herpetológicas

do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA - H) e Coleção Zoologica Paulo

53

Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB / UFAM) serão enriquecidas

com a inclusão das amostras coletadas.

54

Tabela 1. Espécies de lagartos registradas na área de estudo e comparação da fauna de lagartos do rio Jatapú com sete áreas da Amazônia

brasileira, localizada no Escudo Cristalino das Guiana e coletados por Ávila-Pires et al. (2010). X indica a presença das espécies, enquanto que

para a região central do rio Jatapú, D, E e D, E indicam que a espécie foi coletada à direita, à esquerda e em ambas as margens do rio,

respectivamente.

Nome das espécies Jatapú Flota Faro Flota Trombetas Grão Pará Norte Grão Pará Centro Grão Pará Sul Rebio Maicuru Flota Paru

LAGARTOS

Dactyloidae

Anolis auratus X

Anolis chrysolepis D, E X X X X

Anolis fuscoauratus D, E X X X X X X

Anolis ortonii X

Anolis philopunctata

Anolis planiceps D, E

Anolis punctatus X

Gymnophthalmidae

Alopoglossus angulatus

e X X

Amapasaurus tetradactylus X X

Arthrosaura kockii X X

Arthrosaura reticulata D, E X X X

Bachia flavescens D X X X X X X X

Bachia panoplia D X

55

Cercosaura argulus X X

Cercosaura ocellata ocellata X X X

Gymnophthalmus cf. underwoodi X

Iphisa elegans elegans D, E X X

Leposoma guianense E X X X X X X X

Leposoma percarinatum D X X X X

Leposoma cf. osvaldoi D X

Neusticurus bicarinatus X X

Neusticurus rudis X

Ptychoglossus brevifrontalis D X X

Tretioscincus agilis X X X X X X

Iguanidae

Iguana iguana iguana D, E X

Phyllodactylidae

Thecadactylus rapicauda D X X

Scincidae

Copeoglossum nigropunctatum D, E X X X X X

Sphaerodactylidae

Chatogekko amazonicus D X X X X X X X

Gonatodes annularis X X X

Gonatodes humeralis E X X X X X X X

Lepidoblepharis heyerorum X X X

Pseudogonatodes guianensis D X X X

Teiidae

Ameiva ameiva ameiva D, E X X X X X X X

56

Cnemidophorus sp.

Kentropyx calcarata D, E X X X X X X X

Kentropyx striata X X

Tupinambis teguixin D, E

Tropiduridae

Plica plica E X X X

Plica umbra umbra D, E X X X X X X X

Uranoscodon superciliosus D X X X X X X

Número de espécies 24 19 16 24 15 12 21 17

Número de espécies em comum - 16 11 17 10 10 16 14

Equação de simpson (2) - 84% 69% 71% 67% 83% 76% 82%

Amostragem por dia 19 15 16 18 22 16 17 16

Mês da amostragem Setembro Janeiro Abril Agosto-setembro Janeiro Junho Outubro-

novembro Dezembro

Estação Estação

seca Estação chuvosa

Estação chuvosa Estação seca Estação chuvosa Estação chuvosa Estação seca Estação chuvosa

57

Figura 2. Algumas das espécies de lagartos da área central do rio Jatapú (a)

Copeoglossum nigropunctatum (b) Anolis fuscoauratus, (c) Anolis chrysolepis, (d)

Bachia panoplia, (e) Alopoglossus angulatus, (f) Arthrosaura reticulata, (g) Leposoma

guianense macho, (h) Leposoma guianense fêmea. (Foto: S. M. Souza).

58

Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletados

na região central do rio Jatapú. O eixo X corresponde ao o número de espécies coletadas

por dia e o eixo Y representa a estimativa do número de espécies coletadas. Número das

espécies foram estimadas por meio de Mao Tau, Bootstrap, Chao 2, Jackknife 1 e ACE.

Agradecimentos: Os autores agradecem a Sebastião Batista e aos moradores das

comunidades de São José do Jabote e São João do Lago da Velha, que ajudou na

abertura das trilhas e no trabalho de campo; Emanuell D. Ribeiro, Guilherme F. Dias,

Maria N. Silva, Natália Carvalho, Mário S. Nunes, Olavo P. Colatreli, Rafael

Kautzmann e Carlos H. Schneider por contribuir com a amostragem; Marcelo Gordo,

Marcelo Menin e Vinícius Carvalho por auxiliar na identificação do material; sugestões

e correções foram feitas por Ermelinda Oliveira; Roberto Rojas Zamora ajudou com a

confecção do mapa e Izeni Pires Farias pelo apoio financeiro através do projeto CNPq /

SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010. Charles J. Cole e um revisor anônimo fizeram

valiosos comentários na versão anterior deste manuscrito. O inventário aqui mostrado é

baseado em coletadas feitas pelo projeto financiado pelo CNPq intitulado Sisbiota/

Rede-BioPHAM (Sistema Nacional de Pesquisa em Biodiversidade/Rede de

investigação para ampliar o conhecimento sobre a biodiversidade de vertebrados da

Amazônia brasileira com aplicações para o seu uso e conservação). DP Oliveira teve

bolsa de pesquisa da CAPES (n° proc. 12002011). S. M. Souza bolsa de pesquisa da

59

FAPESP. A. P. Almeida e L. Frazão foram bolsistas de pesquisa do CNPq. T. Hrbek

teve apoio de uma bolsa de pesquisa do CNPq durante o estudo.

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Apêndice 1. Voucher dos espécimens.

Anolis chrysolepis: INPA-H 31848, An. fuscoauratus: INPA-H 31854, An. planiceps:

INPA-H 31856, Alopoglossus angulatus: CZPB 29-40, Arthrosaura reticulata: CZPB

63

21-25, CZPB 21-26, CZPB 25-34, CZPB 22- 29, Bachia flavescens: CZPB 25-35, Ba.

panoplia: INPA-H 31847, Iphisa e. elegans: CZPB 23-31, CZPB 22-30, CZPB 28-39,

Leposoma guianense: INPA - H 31182 a 31189, Le. percarinatum: INPA-H 31178 a

31181, Le. cf. osvaldoi: INPA-H 31173 a 31177, Ptychoglossus brevifrontalis: CZPB

26- 36, CZPB 26-37, Thecadactylus rapicauda: CZPB 32-44), Copeoglossum

nigropunctatum: CZPB 21-27, CZPB 22-28, Chatogekko amazonicus: CZPB 24-32,

CZPB 27-38, Gonatodes humeralis: CZPB 30-41, CZPB 30- 42, Ameiva ameiva CZPB

33-45, Kentropyx calcarata: INPA-H 31712, Tupinambis teguixin: CZPB 34-46, Plica

plica: CZPB 35-47, Pl. umbra umbra: CZPB 31-43, Uranoscodon superciliosus: INPA-

H 31724.

64

CAPÍTULO II

Este manuscrito será submetido à revista Biodiversity Data Journal e segue as normas

dessa revista.

Lagartos (Squamata: Lacertilia) de seis áreas da Amazônia brasileira

65

Lagartos (Squamata: Lacertilia) de seis áreas da Amazônia brasileira

Deyla Paula de Oliveira 1*, Sergio Marques de Souza

2, Rommel Roberto Rojas

Zamora1, Elciomar Araújo de Oliveira

1, Vinicius Tadei de Carvalho

1, Tomas Hrbek

1

1 Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Departamento de Biologia (ICB), Universidade

Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000, Manaus - AM,

Brasil.

2 Universidade de São Paulo (USP), Departamento de Zoologia, Rua do Matão, travessa 14, 101, Butantã.

CEP 05422-970, São Paulo, SP, Brazil.

* Correspondência para: Deyla Paula de Oliveira

Fone: + 55 (92) 8255-9486, Email: [email protected]

RESUMO: Durante as últimas décadas um grande esforço tem sido feito com o intuito

de entender a origem da alta biodiversidade encontrada na Amazônia brasileira. Uma

parte importante desse esforço é conhecer a distribuição e a composição das espécies.

Sendo assim, no presente artigo, apresentamos e discutimos os resultados de inventários

de espécies de lagartos realizados em seis áreas da Amazônia brasileira localizadas no

Escudo Cristalino das Guianas, Escudo do Brasileiro e Bacia sedimentar, estados do

Amazonas e Pará, Brasil. Foram registrados um total de 53 espécies de lagartos em

todas as áreas, distribuídas em 9 famílias e 27 gêneros. A suficiência amostral e a

riqueza de espécies foram verificadas por meio do Mao Tau, Jackknife 2, Chao 2 e ICE.

Foram encontrados riquezas similares ao de outros inventários realizados na bacia

Amazônica e o número de espécies provavelmente esteja próximo da real diversidade de

espécies esperadas para cada localidade com sucesso amostral de 80% em média. As

diferenças na riqueza de espécies entre as localidades são inerentes a cada área.

Palavras-chave: Biodiversidade, Lagartos, inventário.

INTRODUÇÃO

Apesar de possuir reconhecidamente uma enorme diversidade faunística, o

bioma Amazônico continua a ser relativamente pouco conhecido e estudado (Lewinsohn

66

e Prado 2005). A enorme extensão e a dificuldade de acesso às localidades são alguns

dos fatores que propiciam a existência de lacunas no conhecimento (Bernarde et al.

2011). Com isso, inventários em áreas não amostradas ou pouco amostradas são

importantes e contribuem para ampliar o conhecimento da fauna Amazônica.

Inventários permitem conhecer a composição e a riqueza das espécies em

determinada área, descobrir novas espécies, revelar áreas de endemismo e

consequentemente entender a história evolutiva das espécies (Lopes, 2000; França e

Venâncio, 2010). Tais informações fornecem subsídios para pesquisas em diversas

áreas, como ecologia, sistemática, filogeografia e filogenia, podendo auxiliar inclusive,

no direcionamento de esforços de conservação mais apropriados em um contexto geral,

uma vez que são capazes de indicar hotspots de diversidade ou mesmo áreas que

precisam ser recuperadas (Capobianco et al. 2001).

Lagartos amazônicos são excelentes organismos modelos para inventários de

fauna, por ser um grupo taxonomicamente diversificado (Camargo et al. 2010), e

relativamente abundante na Amazônia brasileira, com aproximadamente 100 espécies

em toda a floresta Amazônica (Ávila-Pires et al. 2007), sendo que em nível local, a

diversidade tem variado de 12 a 40 espécies em inventários realizados em diversas

localidades da bacia Amazônica (Vitt et al. 2008, Ávila-Pires et al. 2009, 2010, França e

Venâncio 2010, Ilha e Dixo 201, Mendes-Pinto e Souza 2011, Waldez et al. 2013). Uma

das explicações para as diferenças em termos de riqueza local, incluindo espécies

endêmicas, é que a bacia Amazônica é um mosaico de regiões com fito-fisionomias

distintas, observáveis em diferentes escalas geográficas (Silva et al. 2005). Além disso,

a bacia amazônica apresenta diferentes origens geológicas com diferentes idades e,

portanto, diferentes histórias evolutivas (Wesselingh et al. 2010). Tem-se detectado que

diferentes espécies encontram-se confinadas em áreas geográficas isoladas pelos rios da

bacia Amazônica e seus afluentes, que funcionam como barreiras (Wallace, 1852),

reduzindo ou inibindo o fluxo gênico entre as populações de táxons irmãos que habitam

margens opostas de um mesmo rio, levando consequentemente à diferenciação e

especiação das mesmas, como por exemplo, para espécies de anfíbios e répteis (Ron,

2000), borboletas (Racheli e Racheli, 2004) e aves (Ribas et al., 2012)

Embora o conhecimento da fauna de lagartos ainda esteja longe do ideal

(Rodrigues e Ávila-Pires 2005; Peloso et al. 2011), espera-se, por conseguinte, que a

diversidade, bem como o número de espécies descritas aumentem, na medida em que

novas áreas forem inventariadas. Sendo assim, neste estudo propôs conhecer a riqueza

67

das espécies de lagartos em seis áreas da Amazônia brasileira localizadas no Escudo das

Guianas, Escudo Brasileiro e bacia sedimentar, estados do Amazonas e Pará, conforme

objetivos similares aos Rapid Biological Inventories (sensu Hayden 2007), sendo

direcionados a inventários em áreas não amostradas ou pouco amostradas e com alta

relevância biológica.

MATERIAL E MÉTODOS

Áreas do estudo

Foram realizados seis inventários entre 2011 e 2014, em áreas distribuídas ao

longo da bacia amazônica brasileira, em um transecto leste-oeste, nos estados do

Amazonas e Pará, Brasil, de modo que quatro dessas áreas estavam localizadas no

estado do Amazonas e duas áreas localizadas no estado do Pará (Figura 1). Em cada

localidade amostrada foram abertas duas grades padronizadas, situadas nas margens

opostas e perpendiculares ao curso dos rios. Cada grade era composta por três trilhas

paralelas de 3.0 km, cada uma distanciada 1.0 km da subjacente. A amostragem

padronizada permitiu quantificar, qualificar e comparar os resultados entre as áreas.

A primeira localidade corresponde à área do rio Japurá, pertencente à Amazônia

Ocidental, situados na Bacia sedimentar, ao norte do rio Solimões. As grades

encontravam-se nas margens opostas do rio Japurá, margem esquerda (1°43'25.1" S,

69°0.8'25.3" W) e margem direita (1°84'33.0" S, 69°0.3'1.73" W) (Figura 1).

A segunda localidade situa-se no município de Santa Isabel do Rio Negro,

distante 781 km da cidade de Manaus por via fluvial. A área pertence à Amazônia

Ocidental, Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades encontravam-se nas margens

opostas da bacia do alto rio Negro, sendo a primeira grade nas proximidades do rio

Ayuanã (0°33'36.90" S, 64°55'5.98" W), afluente da margem direita do rio Negro,

distante 17.2 km do município de Santa Isabel do rio Negro e a segunda grade nas

proximidades do rio Darahá (0°23'33.10"S, 64°44'52.00" W), afluente da margem

esquerda do rio Negro, distante 25.0 km do mesmo município (Figura 1).

A terceira localidade corresponde ao Igarapé do Jacinto, nas proximidades do

Parque Nacional Nascentes do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari

(Rebio Abufari), ambos localizados no município de Tapauá, estado do Amazonas,

Brasil. A área pertence à Amazônia Ocidental, situada na Bacia Sedimentar, ao sul do

68

rio Solimões. As duas grades encontravam-se nas margens opostas do rio Purus, sendo

uma grade situada no Igarapé do Jacinto (5°41'36.50" S, 63°11'57.30" W), margem

direita do rio Purus, distando 10.0 km do município de Tapauá e a segunda grade na

Rebio Abufari, comunidade Turiaçu (5°59'6.90" S, 62°58'38.40" W), margem esquerda

do rio Purus, distante 73.0 km a noroeste do município de Tapauá (Figura 1).

A quarta localidade corresponde à área do rio Jatapú, principal afluente do rio

Uatumã, município de São Sebastião do Uatumã, distando cerca de 250 km a nordeste

da cidade de Manaus, estado do Amazonas, Brasil. A área pertence à Amazônia Central,

Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades situavam-se nas margens opostas do rio

Jatapú, sendo a primeira grande situada na comunidade São José do Jabote (1°55'53.00"

S, 58°15'21.00" W), margem esquerda do rio Jatapú e a segunda grade na comunidade

São João do Lago da Velha (2° 1'31.00" S, 58°11'24.00" W), margem direita do rio

Jatapú (Figura 1).

A quinta área corresponde à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e

Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), ambos pertencentes a cidade

de Faro, estado do Pará, Brasil. A área encontra-se na Amazônia Oriental, situadas no

Escudo Cristalino das Guianas. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio

Trombetas, sendo a primeira grade na na ReBio Trombetas (1°11'50.90" S,

56°40'12.08" W), margem direita do rio Trombetas e a segunda grade na Flona Saracá-

Taquera (1°28'5.00" S, 56°46'60.00" W), margem esquerda do rio Trombetas (Figura 1).

A sexta área corresponde à Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex

Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), ambos pertecentes

ao município de Aveiro, estado do Pará, Brasil. A área pertence à Amazônia Oriental,

estando situadas no Escudo do Brasileiro. As grades encontravam-se nas margens

opostas do rio Tapajós, sendo a primeira grade na Resex Tapajós-Arapiuns, comunidade

Cametá (3°18'40.05"S, 55°20'43.91"W, margem esquerda do rio Tapajós e a segunda na

Flona Tapajós, comunidade Itapuama (3°20'26.22"S, 55°9'30.80"W), margem direita do

rio Tapajós (Figura 1).

69

Figura 1. Mapa das seis áreas inventariadas. As áreas foram indicadas de A1 a A6. A1

corresponde a área do rio Japurá, Amazonas, sendo 1.1, a margem esquerda do rio e 1.2,

a margem direito do rio, respectivamente; A2 corresponde a área de Santa Isabel do rio

Negro, Amazonas, sendo 2.1 a área do rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio

Negro e 2.2 a área do rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro; A3

corresponde a área Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascente

do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas,

sendo que 3.1 corresponde a margem esquerda do rio Purus no Igarapé do Jacinto e 3.2

corresponde a margem direita do rio Purus, Rebio Abufari; A4, corresponde a área do

rio Jatapú, Amazonas, 4.1, a margem esquerda do rio e 4.2 corresponde a margem

direito do rio, respectivamente; A5 corresponde a Reserva Biológica Trombetas (ReBio

Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), Pará, sendo

que 5.1 corresponde a margem esquerda do rio Trombetas (ReBio Trombetas) e 5.2, a

margem direita do rio Trombetas (Flona Saracá-Taquera); A6 são as áreas Reserva

Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós

(Flona Tapajós), Pará, sendo que 6.1 corresponde a margem esquerda do rio Tapajós

(Resex Tapajós-Arapiuns) e 6.2 a margem direita rio Tapajós (Flona Tapajós).

Coleta dos dados

70

O delineamento amostral deste trabalho foi traçado com o intuito de maximizar

o número de espécies amostradas em um período de tempo relativamente curto, 16 a 28

dias de coleta. Desse modo, foram utilizados três métodos de coletas complementares:

procura visual diurna e noturna, armadilhas de interceptação e queda com cerca-guia

(pitfalls traps) (Cechin e Martins, 2000; Ribeiro-Junior et al., 2008), além de coletas

ocasionais (Sawaya et al., 2008). A estratégia de integrar diferentes metodologias de

coleta, é reconhecidamente mais eficiente na capacidade de detectar a diversidade

durante inventários realizados em florestas tropicais (Ribeiro-Júnior et al., 2008).

A procura visual noturna e diurna consistiu no deslocamento a pé, em velocidade

lenta, ao longo das trilhas que compunham cada grade, à procura dos espécimes. A

busca ativa diurna foi realizada nos trechos entre as áreas onde estavam instalados os

pitfall traps (detalhado a seguir). Durante o período noturno, foram percorridos trechos

de 1.000 m durante aproximadamente um período de cinco horas. O esforço de captura

abrangeu todos os microhabitats possíveis e encontrados ao longo das trilhas, como

vegetação, troncos caídos, folhiços e igarapés, localizando espécimes tanto em

atividade, quanto em locais de abrigo.

As armadilhas de interceptação e queda com cerca guia (pitfall traps) foram

preparadas com um conjunto de quatro recipientes de 100 L enterrados no solo,

instalados equidistantemente entre si, à uma distância de 8 m e dispostos em forma de

Y. As armadilhas estavam interligadas por uma cerca guia de plástico com 80

centímetros de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas,

possibilitando a captura tanto de espécies terrestres, quanto fossoriais e de vida críptica

(eg. lagartos de liteira/folhiço). Cada conjunto de armadilhas descrito acima

caracterizava uma estação de amostragem. Em cada grade foram instaladas 12 estações

(48 recipientes de 100 L), ou seja, 24 estações de amostragem por região inventariada

(totalizando 96 recipientes de 100 L), uma vez que em cada uma das regiões foram

construídas duas grades, uma em cada margem do rio principal. Todas as estações foram

posicionadas 500 m uma das outras e as armadilhas permaneceram abertas por até 20

dias durante cada expedição, sendo vistoriadas diariamente. Os animais coletados foram

acondicionados em sacos plásticos transparentes ou de pano contendo anotações (data,

número da estação de armadilhagem, hora de coleta, etc). Além das duas metodologias

de coletas supracitadas, alguns dos espécimens foram coletados sem o uso de

armadilhas, fora da busca ativa e por terceiros, denominada de coletas ocasionais.

71

Os espécimes coletados foram anestesiados e eutanasiados com cloridrato de

lidocaína 2% e éter etílico (cf. American Veterinary Medical Association 2001). Foram

feitas pequenas incisões na região ventral e femural de cada animal para a retirada de

amostra de tecido hepático e / ou muscular. Os tecidos foram armazenados em

microtubos e preservados em álcool 95%. Após a retirada dos tecidos, aplicou-se

formaldeído 10 % nas cavidades corpóreas para fixação dos tecidos (Franco e Salomão

2002) e depois de 24 horas, conservados em etanol 70%. Alguns dos exemplares foram

fotografados e/ou tiveram suas características morfológicas e padrões de coloração

registrados in vivo. Os espécimes-testemunho foram coletados de acordo com as

licenças concedidas pelo ICMBio/Sisbio (processos 28976-1, 35424-1, 40186-1, 40186-

2).

A nomenclatura para identificar morfologicamente os exemplares coletados

neste estudo segue a lista brasileira de répteis (Bérnils e Costa 2012) e Reptile Database

(Uetz e Hošek 2014), considerando as recentes mudanças propostas por Gamble et al.

(2011), Hedges e Conn (2012) e Harvey et al. (2012). Embora as espécies do gênero

Anolis tenham sido recentemente realocadas em um novo gênero (Norops) por

Nicholson et al. (2012), que foi posteriormente questionado por diversos pesquisadores

(Poe 2013), foi adotado no presente artigo o nome Anolis para o gênero. Os exemplares

foram identificados com a ajuda dos pesquisadores do projeto SISBIOTA grupo

Herpetofauna.

Análises dos dados

A eficiência da amostragem em termos de representatividade da riqueza de

espécies de uma dada região pode ser verificada a posteriori por meio da rarefação

baseada em amostra (curva de acumulação de espécies). Sendo assim, para verificar se a

riqueza das espécies de lagartos das seis áreas estudadas foram totalmente amostradas,

foi utilizado o índice de Mao Tau (Sarmento-Soares et al. 2008).

Com o intuito de se estimar o número potencial de espécies, foi utilizado o

estimador de riqueza (Jackknife 2) (Smith e Van Belle, 1984). Esse estimador, faz uma

estimativa da riqueza total somando a riqueza observada com um parâmetro calculado a

partir do número de espécies raras e do número de amostras. Utiliza os uniques e o

número de indivíduos que ocorrem em duas amostras (duplicates), sendo calculado pela

equação:

72

1

2322

212

mm

mQ

m

mQSS obsjack

Onde:

Sjack2 = Estimativa Jacknife 2 da riqueza de espécies

Sobs = Número total de espécies observadas em todas as unidades amostrais

Q1 = Número de espécies “uniques” (que ocorreram em apenas uma amostragem)

Q2 = Número de espécies “duplicates” (que ocorreram em duas amostragens)

m = Número total de amostragens

Para reforçar a estimativa do potencial número da riqueza de espécies também

foi calculado o índice Chao 2 (Chao, 1987). Este índice se baseia na riqueza das

espécies que ocorreram em uma ou duas amostras (respectivamente uniques e

duplicates), tendo como pressuposto que quanto maior o número de espécies nestas

condições, maior a chance de ser encontrado espécies ainda não amostradas na

comunidade (Magurran, 2004).

O estimador de riqueza Chao 2 é calculado por:

2

2

12

2Q

QSS obschao

Onde:

Schao2 = Estimador de riqueza Chao 2

Sobs = Número total de espécies observadas em todas as unidades amostragens

Q1 = Número de espécies “uniques” (que ocorreram em apenas uma amostragens)

Q2 = Número de espécies “duplicates” (que ocorreram em duas amostragens)

Outro estimador utilizado foi o ICE (Incidence-based Coverage) (ICE)

(Chazdon et al.1998), que permite determinar os limites para que uma espécie seja

considerada infrequente (que ocorrem em poucas unidades amostrais). São consideradas

infrequentes, espécies com incidência entre 1 e 10 indivíduos por área.

Especificamente, estes três estimadores foram escolhidos dentre os inúmeros

73

existentes e descritos na literatura (Colwell et al. 2012), conforme algumas

recomendações. Por exemplo, Jackknife 2 é um dos estimadores menos influenciados

pelo tamanho amostral (Palmer 1991, Colwell e Coddington 1994), Chao 2 é um

estimador pouco influenciado pelo grau de agregação espacial das espécies nas amostras

(Colwell e Coddington 1994) e ICE é um estimador que apresenta um desempenho

superior aos demais para estimar a riqueza e verificar a suficiência amostral (Chazdon et

al. 1998). As análises foram realizadas no programa EstimateS 9.1.0 (Colwell et al.

2012). O gráfico da suficiência da amostragem verificada com base na acumulação do

número de espécies como uma função dos dias de amostragem usando os três

estimadores não-paramétricos acima, e o estimador Mao Tau (Colwell et al. 2004)

foram geradas com o auxílio do pacote estatístico R versão 3.0.2 (R Development Core

Team, 2013).

Recursos de dados

Todos os tecidos coletados foram depositados na Coleção da Universidade

Federal do Amazonas, (CTGA/UFAM), administrada pelo Laboratório de Evolução e

Genética Animal (LEGAL) (CGEN, resolução No 75 de 26/08/04) e na Coleção de

tecidos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA). Vouchers estão

depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da

Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo Bürhnheim da UFAM

(CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil.

rio Jatapú, Amazonas, Brasil: Alopoglossus angulatus (CZPB 29-40); Ameiva ameiva

(CZPB 33-45, INPA-H 34793, INPA-H 34793, INPA-H 34797, INPA-H 34795, INPA-

H 34799); Anolis chrysolepis (INPA-H 31848); Anolis planiceps (INPA-H 31856);

Anolis fuscoauratus (INPA-H 31854); Arthrosaura reticulata (CZPB 21-25, CZPB 21-

26, CZPB 25-34, CZPB 22-29; INPA-H 34830, INPA-H 34798, INPA-H 34827, INPA-

H 34821, INPA-H 34846); Bachia panoplia (INPA-H 31847); Bachia flavescens

(CZPB 25-35); Chatogekko amazonicus (CZPB 24-32, CZPB 27-38); Copeoglossum

nigropunctatum (CZPB 21-27, CZPB 22-28, INPA-H 34805, INPA-H 34840);

Gonatodes humeralis (CZPB 30-41, CZPB 30-42); Iphisa elegans elegans (CZPB 23-

31, CZPB 22-30, CZPB 28-39, INPA-H 34838, INPA-H 34807), Kentropyx calcarata

(INPA-H 31712); Leposoma osvaldoi (CTGA_L_0142); Plica umbra umbra (CZPB 31-

43); Plica plica (CZPB 35-47); Ptychoglossus brevifrontalis (CZPB 26-36, CZPB 26-

74

37); Thecadactylus rapicauda (CZPB 32-44); Tupinambis teguixiin (CZPB 34-46;

INPA-H 34800, INPA-H 34796); Uranoscodon superciliosus (INPA-H 31724).

Santa Isabel do Rio Negro, rio Ayuanã/ rio Darahá, Amazonas, Brasil: Ameiva

ameiva (INPA-H 34826, INPA-H 34794); Anolis planiceps (INPA-H 34764);

Arthrosaura reticulata (INPA-H 34796); Chatogekko amazonicus (INPA-H 34814,

INPA-H 34783, INPA-H 34731, INPA-H 34786); Copeoglossum nigropunctatum

(INPA-H 34809, INPA-H 34782, INPA-H 34775, INPA-H 34769); Enyalioides laticeps

(INPA-H 34808); Gonatodes humeralis (INPA-H 34768, INPA-H 34787, INPA-H

34747); Iphisa elegans elegans (INPA-H 34779); Kentropyx pelviceps (INPA-H 34752);

Kentropyx altamazonica (INPA-H 34813); Ptychoglossus brevifrontalis (INPA-H

34726, INPA-H 34728, INPA-H 34759); Pseudogonatodes guianensis (INPA-H 34776,

INPA-H 34739, INPA-H 34781, INPA-H 34784); Thecadactylus solimoensis (INPA-H

34802); Tretioscincus oriximinensis (INPA-H 34785); Uranoscodon superciliosus

(INPA-H 34803); Varzea bistriata (INPA-H 34814).

Igarapé do Jacinto/ Rebio Abufari, Amazonas, Brasil: Alopoglossus angulatus

(INPA-H 34780, INPA-H 34819, INPA-H 34770, INPA-H 34770); Alopoglossus

atriventris (INPA-H 34771, INPA-H 34767); Ameiva ameiva (INPA-H 34734, INPA-H

34792); Anolis fuscoauratus (INPA-H 34748); Anolis ortonii (INPA-H 34755); Anolis

tandai (INPA-H 34757, INPA-H 34730, INPA-H 34729); Anolis transversalis (INPA-H

34753, INPA-H 34746); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34735); Cercosaura argulus

(INPA-H 34761, INPA-H 34760); Cercosaura ocellata ocellata (INPA-H 34732);

Crocodilurus amazonicus (INPA-H 34804); Kentropyx pelviceps (INPA-H 34744,

INPA-H 34824, INPA-H 34841); Leposoma osvaldoi (INPA-H 31124, INPA-H 31127,

INPA-H 31119, INPA-H 31123, INPA-H 31126, INPA-H 31106, INPA-H 31112);

Leposoma percarinatum (INPA-H 31107, INPA-H 31111, INPA-H 31110, INPA-

H31122, INPA-H 31121, INPA-H 31105); Leposoma snethlageae (INPA-H 31104,

INPA-H 31113, INPA-H 31116, INPA-H 31118, INPA-H 31117, INPA-H 31109, INPA-

H 31120, INPA-H 31108, INPA-H 31114, INPA-H 31115)

Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns, Pará, Brasil: Ameiva ameiva (INPA-H

34750, INPA-H 34736, INPA-H 34810); Anolis tandai (INPA-H 34753, INPA-H

34778); Anolis planiceps (INPA-H 34745, INPA-H 34751, INPA-H 34723); Anolis

punctatus INPA-H 34825); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34742, INPA-H 34772,

INPA-H 34738); Bachia flavescens (INPA-H 34766, INPA-H 34741); Cercosaura

ocellata ocellata (INPA-H 34743, INPA-H 34737, INPA-H 34727); Cercosaura

75

oshaughnessyi (CTGA_L_0522); Chatogekko amazonicus (INPA-H 34762, INPA-H

34777, INPA-H 34754); Copeoglossum nigropunctatum (INPA-H 34818, INPA-H

34817, INPA-H 34832); Gonatodes humeralis (INPA-H 34765, INPA-H 34756, INPA-

H 34774, INPA-H 34740); Gonatodes hansemani (INPA-H 34773); Iguana i guana

(INPA-H 34801); Kentropyx calcarata (INPA-H 34725, INPA-H 34823, INPA-H 34831,

INPA-H 34724); Leposoma percarinatum (INPA-H 34763); Neuticurus bicarinatus

(CTGA_L_0725); Plica umbra ochrocollaris (CTGA_L_0579);

Flona Saracá-Taquera/ReBio Trombetas, Pará, Brasil: Anolis fuscoauratus (INPA-H

34842, INPA-H 34833); Anolis tandai (INPA-H 34829); Anolis chrysolepis (INPA-H

34822, INPA-H 34820); Arthrosaura reticulata (INPA-H 34845, INPA-H 34843, INPA-

H 34837, INPA-H 34844); Bachia flavescens (INPA-H 34811, INPA-H 34816);

Chatogekko amazonicus (INPA-H 34835); Copeoglossum nigropunctatum (INPA-H

34828); Iphisa elegans elegans (INPA-H 34836); Kentropyx calcarata (INPA-H 34815,

INPA-H 34812); Neuticurus ecpleopus (CTGA_L_0867); Tretioscincus agilis

(CTGA_L_0907);

rio Japurá, Amazonas, Brasil: Anolis auratus (CTGA_L_0995); Bachia peruana

(CTGA_L_1043); Cercosaura bassleri (CTGA_L_1183); Lepidoblepharis heyerorum

(CTGA_L_1096); Leposoma parietale (CTGA_L_1194); Neuticurus racenisi (UFAM:

CTGA_L_1021).

Resultados e Discussão

Ao total foram registradas 53 espécies, distribuídas em 9 famílias e 27 gêneros

(Tabela 1, Anexo A). As áreas apresentaram entre 17 a 30 espécies de lagartos, sendo

que a localidade com menor riqueza de espécies foi Santa Isabel do rio Negro (rio

Darahá/rio Ayuanã) com 17 espécies registradas e a área com maior número de riqueza

de espécies foi o rio Japurá, com 30 espécies registradas (Tabela 1, Anexo A). Fotos dos

espécimens representativos de quatro das seis áreas são mostradas na figura 2 (A-F,

Anexo B).

A família mais representativa em todas as áreas foi Gymnophthalmidae (n = 22,

41.50%), seguida por Dactyloidae (n = 8, 15.09 %), Teiidae (n = 7, 13.20 %);

Sphaerodactylidae (n = 6, 11.32 %); Tropiduridae (n = 4, 7.54 %); Mabuyidae e

Phyllodactylidae (n = 2, 3.77 % cada). Para as famílias Hoplocercidae e Iguanidae

apenas uma espécie foi registrada (Tabela 1, Anexo A).

76

Seis espécies (11.3%) foram compartilhadas em todas as seis áreas inventariadas

(Tabela 1, Anexo A). As três áreas localizadas no Escudo Cristalino das Guianas

compartilharam 8 espécies (15.09%), com registro de Anolis chrysolepis apenas nessas

três áreas. 15 espécies (28.30%) foram compartilhadas nas duas áreas localizadas na

bacia Sedimentar, com registro de Alopoglossus atriventris apenas para essas duas áreas

(Tabela 1, Anexo A). 11 espécies (1120.75%) foram coletados em ambas as margens da

localidade correspondente ao rio Jatapú, com 9 espécies (16.98%) coletadas apenas na

margem direita e 4 espécies (7.54%) na margem esquerda (Tabela 1, Anexo A). 10

espécies (18.86%) foram coletadas em ambas as margens da localidade correspondente

a Santa Isabel do rio Negro, com 6 espécies (11.32%) na margem direita e uma espécies

(1.88%) na margem esquerda. Na área do Igarapé do Jacinto/Rebio Abufari, 32.07% das

espécies foram coletadas em ambas as margem, com 9 espécies (16.98%) na margem

direita e 3 espécies (5.66%) na margem esquerda. Para a Flona Tapajós/Resex Tapajós-

Arapiuns, 13 espécies (24.52%) das espécies foram coletadas em ambas as margem,

com 8 espécies (15.09%) na margem direita e 7 espécies (13.20%) na margem esquerda.

Na Flona Saracá-Taquera/ ReBio Trombetas, 10 espécies (18.86%) foram coletadas em

ambas as margens, sendo 9 espécies (16.98%) apenas na margem direita e 3 espécies

(5.66%) na margem esquerda. No rio Japurá, 14 espécies (26.41%) foram coletadas em

ambas as áreas, com 13 espécies (24.52%) na margem direita e 2 espécies (3.77%)

apenas na margem esquerda (Tabela 1, Anexo A).

A riqueza encontrada em campo para a área do rio Jatapú (n = 24 espécies)

representou 70.58%, 85.71% e 82.75% da riqueza média estimada por Jackknife 2,

Chao 2 e ICE. Para a área de Santa Isabel do Rio Negro (rio Ayanã/Darahá), a riqueza

encontrada em campo (n = 17 espécies) representou 68.00%, 85.00% e 77.27% da

riqueza média estimada com os três estimadores. Na Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto, a

riqueza encontrada (n = 29 espécies) representou 82.85%, 93.54% e 90.62% da riqueza

média prevista com os três estimadores. Na área da Flona Tapajós/Resex Tapajós-

Arapiuns, foi estimada entre 87.50%, 62.22% e 68.29% como riqueza média prevista

com os três estimadores, com n = 28 espécies encontrada em campo. Entre 56.41% a

100%, respectivamente foi a riqueza média estimada na Flona Saracá-Taquera/ReBio

Trombetas, com n = 22 espécies, encontrada em campo. Sendo assim, poderíamos

considerar que encontramos a totalidade de espécies esperadas para essa área, porém

com base em um inventário realizado na Flona Saracá-Taquera (Morato et al. 2014), a

totalidade das espécies esperadas para essa localidade não foram atingidas. Na área do

77

rio Japurá a riqueza média prevista com os três estimadores foi de 76.92%, 88.23% e

88.23%, com n = 30 espécies, encontrada em campo. Os valores dos três estimadores de

riqueza para as seis localidades encontram-se na Tabela 2, Anexo C.

Considerações sobre algumas das espécies

As seis espécies compartilhadas em todas as áreas, Gonatodes humeralis, Anolis

fuscoauratus, Arthrosaura reticulata, Copeoglossum nigropunctatum, Ameiva ameiva e

Uranoscodon superciliosus, são espécies com ampla distribuição geográfica pela bacia

Amazônica. Gonatodes humeralis é um dos muitos lagartos comuns na região

Amazônica, sendo encontrada em quase toda a Floresta Amazônica, em ambientes de

floresta primária ou secundária, em ambientes de várzea ou de áreas úmidas, nas

florestas de galeria do Brasil Central, e em algumas ilhas, como Trinidad e Tobago (Vitt

et al. 2008; Ávila-Pires et al. 2012, Cole et al. 2013, Prudente et al. 2013). Da mesma

forma que Gonatodes humeralis, a espécie Anolis fuscoauratus é comumente

encontrada na região Amazônica, em vegetação, troncos, galhos ou cipós (Vitt et al.

2008). Essa espécie é distribuída em boa parte do norte da América do Sul a leste dos

Andes, Mata Atlântica, leste do Brasil, onde se estende ao sul até o Estado do Espírito

Santo (Vitt et al. 2008).

Arthrosaura reticulata é encontrada na região Amazônica, no Brasil, Guiana

Francesa, Guiana, Colômbia, Equador e Peru, na floresta primária ou secundária, em

bordas de matas (Ávila-Pires, 1995). Copeoglossum nigropunctatum é um lagarto

heliotérmico, que habita o interior das florestas tropicais, embora muitas vezes possa ser

encontrado em áreas abertas na floresta (clareiras naturais e ambientes de borda), em

galhos, troncos caídos e em ambientes perturbados (Vitt et al. 2008). Com ampla

distribuição em toda a Amazônia brasileira, estendendo-se ao sul até o estado brasileiro

de Mato Grosso do Sul, sendo encontrado também na Mata Atlântica brasileira (Vitt et

al. 2008). Evidênicas filogenéticas mostram que C. nigropunctatum é um complexo que

inclui várias espécie crípticas (Miralles e Carranza 2010, Hedges e Conn 2012). Ameiva

ameiva é uma espécie que pode ser encontrada em uma ampla variedade de ambientes,

em áreas de floresta, de vegetação aberta (clareiras naturais), em áreas antropizadas e

em cidades (Colli 1991, Sartorius et al. 1999), estando distribuída no Novo Mundo,

ocorrendo desde o sul do México, América Central em grande parte das áreas tropicais e

subtropicais da América do Sul (Vitt et al. 2008). Várias subespécies já foram

78

reconhecidas para A. ameiva (Peters e Donoso-Barros 1970), porém a maioria dos

autores adotam uma visão conservadora e a consideraram como uma espécie

monotípica, com ampla distribuição (Ávila-Pires 1995).

Uranoscodon superciliosus é uma espécie da família Tropiduridae, com distribuição

no Brasil (estados do Amazonas, Maranhão, Pará, Amapá, Roraima e Rondônia),

Guiana, Suriname, Guiana Francesa, Venezuela, Colômbia, Peru e Bolívia (Beni)

(Ávila-Pires 1995). Tipicamente encontrado em áreas nas proximidades de córregos

(zonas ripárias) ou em áreas inundadas (igapós), exibindo fidelidade considerável para

este tipo de ambiente (Vitt et al. 2008).

A espécie A. chrysolepis coletada apenas nas áreas correspondente ao Escudo

Cristalino das Guianas, corrobora com a endemicidade sugerida por Ávila-Pires et al.

(2010), que afirmou que a espécie é endêmica de áreas localizadas nesse escudo. Até

recentemente, essa espécie era considerada um complexo de espécies, agrupada em

cinco subespécies, a saber: A. chrysolepis chrysolepis, A. chrysolepis planiceps, A.

chrysolepis scypheus, A. chrysolepis tandai, A. chrysolepis brasiliensis, sendo todas

posteriomente elevadas ao status de espécies com base em dados morfológicos e

moleculares (D’Angiolella et al. 2011).

Assim como A. chrysolepis, a espécie fossorial e não heliotérmica, Bachia

panoplia também é endêmica do Escudo Cristalino das Guianas, porém, com registro no

presente estudo apenas para o rio Jatapú em sua margem direita (Tabela 1, Anexo A). A

espécie foi registrada em um inventário feito na FLOTA Faro, área localizada no Escudo

Cristalino das Guianas (Ávila-Pires et al. 2010).

Alopoglossus atriventris, espécie esta coletada apenas nas duas áreas localizadas

RebioAbufari/Igarapé do Jacinto e rio Japurá, é um lagarto da família

Gymnophthalmidae, encontrada na serapilheira da floresta tropical na bacia Amazônica,

mais comumente em floresta de terra firme (Ávila-Pires 1995, Vitt et al. 2007), com

ocorrência apenas para a parte Ocidental da Amazônia brasileira, Peru, Equador e

Colômbia (Köhler et al. 2012).

As espécies menos frequentes foram Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus e

Neusticurus bicarinatus, coletados apenas na margem direita do rio Tapajós (Flona

Tapajós) e a espécie Cercosaura oshaughnessyi, na margem esquerda do rio Tapajós

(Resex Tapajós-Arapiuns) (Tabela 1, Anexo A). Cnemidophorus lemniscatus

lemniscatus, é considerado um complexo de espécies, encontrado em áreas abertas ao

norte do Amazonas, sendo bastante difundida no estado do Pará, sul do Amazonas

79

(Ávila-Pires 1995). A biologia, sistemática e ecologia do complexo de espécie

Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus têm sido extensivamente estudada (Peters e

Donoso-Barros 1970, Cole e Dessauer 1993, Ugueto et al. 2009, Mojica et al. 2003).

Em uma recente revisão, os autores propuseram uma taxonomia revisada para o gênero

Cnemidophorus (Harvey et al. 2012). A espécie também foi coletada em uma área nas

proximidades do rio Curuá-Una, afluente da margem direita do Amazonas, 18.0 km a

leste da cidade de Santarém, estado do Pará, Brasil (Ávila-Pires et al. 2009).

Neusticurus bicarinatus é um lagarto diurno, semiaquático, sendo encontrado

nas proximidades de corpos de água, como córregos, igarapés e pântanos (Ávila-Pires

1995, Martins 1991). Distribui-se pelo nordeste da América do Sul, no leste da

Venezuela, Guiana, Suriname, Guiana Francesa e Brasil (Ávila-Pires 1995), sendo

considerado endêmico da regiões biogeográficas, Guiana, Belém e Xingu (Ávila-Pires

et al. 2010), apesar de que a Flona Tapajós, encontra-se na região biogeográfica

Tapajós. A espécie também foi coletada na Estação Ecológica Grão-Pará, parte central e

norte, área localizada no Escudo Cristalino das Guianas (Ávila-Pires et al. 2010).

Cercosaura oshaughnessyi distribui-se no Peru, Colômbia, Equador, Guiana Francesa e

Brasil (Amazonas e Amapá) (Uetz e Hošek 2014), também sendo encontrada em outro

inventário no rio Juruá (Ávila-Pires et al. 2009).

As espécies Anolis auratus e Bachia peruana, foram coletadas apenas na

margem direita do rio Japurá e as espécies Leposoma parietale e Neusticurus racenisi,

em ambas as margens do rio Japurá. Anolis auratus é um lagarto diurno, heliotérmico,

sendo encontrado na Guiana Francesa, Suriname, Guiana, Venezuela, Colômbia, norte

do Panamá e Brasil (Ávila-Pires 1995). No Brasil ocorre em enclaves de formação

abertas ao longo da Amazônia (Pará e leste do Amazonas) e nos estados do Amapá e

Roraima (Ávila-Pires 1995). Esta espécie também foi coletada por Ávila-Pires et al.

(2010) na Estação Ecológica Grão-Pará, parte central e por Mendes-Pinto e Souza

(2011) na Floresta Nacional do Trairão, ambos no estado do Pará, Brasil. A espécie

Bachia peruana é encontrada no Peru e no Brasil, nos estados do Acre e Amazonas,

sendo relatada pela primeira vez no Brasil, no estado do Acre (Ávila-Pires 1995).

Leposoma parietale, uma espécie da família Gymnophthalmidae, é encontrada

no sudeste da Colômbia, Venezuela (no estado de Táchira), leste do Equador, nordeste

do Peru e Brasil (Uetz e Hošek 2014), em floresta primária, secundária, bordas de

floresta, clareiras, em meio à serapilheira e em pequenos troncos (Ávila-Pires 1995).

Essa espécie apresenta caracteres em comum com Leposoma osvaldoi, como por

80

exemplo, a presença de um faixa lateral escura, no entanto, cada espécie tem uma

combinação única de caracteres próprios (Ávila-Pires 1995). Neusticurus racenisi

também incluida na família Gymnophthalmidae é uma espécie encontrada na Venezuela

e em Roraima, Brasil na Serra de Parima, em altitudes entre 400 a 1.215 m (Ávila-Pires

1995), não tendo sido até então relatada para o estado do Amazonas, Brasil.

A espécie Varzea bistriata foi coletada apenas na margem direita do rio Purus

(Rebio Abufari) e as espécies Leposoma snethlageae e Thecadactylus solimoensis

apenas na margem esquerda do rio Purus (Igarapé do Jacinto) (Tabela 1, Anexo A). A

distribuição de Varzea bistriata ainda não é clara, em virtude da espécie ser confundida

com a espécie Copeoglossum nigropunctatum (Uetz e Hošek 2014), mas segundo Uetz e

Hošek (2014) é uma espécie que distribui-se pela Guiana Francesa, Bolívia e Brasil

(estados do Amazonas, Pará, Amapá e Rio de Janeiro). Leposoma snethlageae é

encontrada no Brasil a sudoeste do estado do Amazonas, até pelo menos o Porto de

Urucu, rio Urucu e município de Tabatinga, Amazonas, Brasil (Uetz e Hošek 2014).

Thecadactylus solimoensis é uma espécie da família Phyllodactylidae, sendo descrita

recentemente por Bergmann e Russel (2007). A espécie apresenta ampla distribuição

geográfica, abrangendo ambientes tropicais a leste dos Andes no Equador, Peru, Bolívia

e nos estados de Rondônia e Amazonas, Brasil (Bergmann e Russel 2007). As espécies

Varzea bistriata, Thecadactylus solimoensis e Leposoma snethlageae também foram

encontradas em um inventário feito por Waldez et al. (2013), na Reserva de

Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS-PP), região do baixo rio Purus na

Amazônia Central, área contígua a Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari).

A espécie Leposoma osvaldoi foi coletada apenas nas margens direita dos rios

Jatapú, Purus (Rebio Abufari) e Tapajós (Flona Tapajós). L. osvaldoi é uma espécie com

ocorrência no Brasil, nos estados de Rondônia, Mato Grosso, Amazonas e Pará (Uetz e

Hošek 2014), sendo primeiramente descrita por Ávila- Pires (1995) nos estados de

Rondônia e Mato Grosso e posteriormente por Pinto (1999). Pellegrino et al. (2011)

relataram a ocorrência da espécie no estado do Amazonas, apesar de que os autores

sugerem que as populações do estado do Amazonas possam ser na verdade um táxon

ainda não descrito.

Tretioscincus agilis foi registrada apenas nas margens direita dos rios Purus

(Rebio Abufari) e Trombetas (Flona Saracá-Taquera) e a espécie Tretioscincus

oriximinensis apenas nas margens direita dos rios Darahá, em Santa Isabel do rio Negro

e Trombetas (Flona Saracá-Taquera). T. agilis é um lagarto diurno, heliotérmico, com

81

distribuição na Guiana, Suriname, Guiana Francesa, Venezuela, Colômbia e Brasil

(estados do Pará e Amazonas) (Ávila-Pires 1995, Uetz e Hošek 2014). A espécie foi

considerada endêmica das regiões biogeográficas, Guiana, Belém e Xingu por Ávila-

Pires et al. (2010), apesar de que a Rebio Abufari encontra-se na região biogeográfica

Inambari. Tretioscincus oriximinensis é um lagarto terrícola, encontrado em meio à

serapilheira ou sobre ambientes rochosos (Morato et al. 2014) em países como

Venezuela (território Amazônico), Colômbia e nos estados do Amazonas e Pará, Brasil

(Uetz e Hošek 2014), sendo descrita por Ávila-Pires (1995) com base em um exemplar

encontrado na vila de Oriximiná, estado do Pará, Brasil.

Como exemplificado, alguns dos táxons foram restritos a determinadas

localidades e margens. Estudos com diversos grupos taxonômicos têm mostrado que os

rios da bacia Amazônica e seus afluentes funcionam como barreiras (Wallace, 1852),


margens opostas de um mesmo rio, levando consequentemente à diferenciação e

especiação das mesmas. Em um estudo com espécies de anuros, os autores registraram

cinco espécies de anuros diurnos confinadas apenas na margem esquerda do rio

Madeira, Brasil e uma espécie restrita apenas à margem direita, o que indica que esse

rio funciona como uma barreira, limitando a distribuição das espécies de anuros (Dias-

Terceiro et al. 2015).

Comparação com outros estudos

Riqueza similar de espécies de lagartos inventariadas em diferentes tipos de

paisagens florestais pode ser encontrada quando se empregam esforços de coleta e

estratégias de amostragens similares (Waldez et al. 2013). Sendo assim, os números de

espécies encontradas em cada uma das seis localidades, que variou de 17 a 30 espécies,

estão de acordo com o registrado em outros inventários de lagartos feitos em áreas da

bacia Amazônica feitos em até cinco semanas e com métodos similares de coleta. Pode-

se citar como exemplos, o inventário de Bernardo et al. (2012), feito na Reserva

Biológica do Tapirapé (REBIOTA), uma área de Floresta Amazônica, localizado na

região sudeste do estado do Pará, Brasil, conhecida pela intensa indústria de mineração.

Nesse trabalho, os autores encontraram 14 espécies de lagartos em 21 dias de coleta nas

estações seca e chuvosa, utilizando como metodologias de coletas pitfalls e busca ativa.

Outro exemplo é o trabalho de França e Venâncio (2010), no qual os autores

82

encontraram 19 espécies de lagartos em um inventário realizado no município de Boca

do Acre, localizado a sudoeste do estado do Amazonas, Brasil em 23 dias de coleta na

estação chuvosa. Ilha e Dixo (2010), em 38 dias de coleta em uma área de terra-firma da

Amazônia Central, município de Rio Preto da Eva, Brasil, encontraram 20 espécies de

lagartos, por meio de pitfalls e busca ativa. Mendes-Pinto e Souza (2011) em 18 dias de

coleta na Floresta Nacional do Trairão, localizado na parte sudoeste do estado do Pará,

Brasil, encontraram 23 espécies de lagartos.

Eficiência da amostragem em termos de representatividade da riqueza

Tão importante quanto o uso de métodos complementares de coleta é a

verificação da eficiência de amostragem em termos de representatividade da riqueza de

espécies em uma dada região (Colwell et al. 2012), que no presente trabalho foram

verificados por meio de três estimadores não-paramétricos de riqueza: Jackknife 2,

Chao 2 e ICE. As curvas de acumulação de espécies de Mao Tau não alcançaram uma

assíntota (Figura 3), mostrando que a riqueza das comunidades não foram amostradas

completamente, fato esse confirmado com os três estimadores de riqueza utilizados

(Jackknife 2, Chao 2 e ICE). Por não alcançar a assíntota, os estimadores apresentaram

número de espécies superiores à riqueza amostrada nas seis áreas (Tabela 2, Anexo C).

De fato, a riqueza total das espécies de lagartos nas seis áreas inventariadas não foram

totalmente amostradas, mas foram amostradas espécies comuns, com ampla distribuição

pela bacia Amazônica e espécies com distribuição mais restrita a certas áreas e

ambientes. Porém, em todas as áreas, foi conseguido um sucesso amostral de 80% em

média, o que indica que o número de espécies nas seis áreas provavelmente esteja

próximo da diversidade real de espécies esperadas para cada localidade. No entanto, é

sabido que para conhecer a verdadeira riqueza e a diversidade herpetofaunística em uma

determinada área da bacia Amazônica brasileira, bem como coletar o maior número

possível de espécies raras e com distribuições restritas, é necessário estudos a longo

prazo, com grande esforço de amostragem, conforme estudos feitos por Vitt et al.

(2008), em uma área de floresta de terra firme próxima à cidade de Manaus, Amazonas,

a Reserva Florestal Adolfo Ducke, onde foram registradas 35 espécies de lagartos. Em

outro inventário feito por Waldez et al. (2013) na Reserva de Desenvolvimento

Sustentável Piagaçu-Purus, os autores encontradas 34 espécies de lagartos. Sendo assim,

propõe-se um maior esforço de coleta em termos de dias de coleta, nas áreas que

83

apresentaram menores números de riqueza de espécies (rio Ayuanã/Darahá e Flona

Saracá-Taquera/ReBio Trombetas). Atribui-se também o menor número de espécies

registradas nessas duas áreas, em virtude dos meses de amostragem, que corresponde à

estação chuvosa na Amazônia brasileira.

Considerações finais

A riqueza de espécies, em particular, continua a ser um dos principais parâmetros que

podem ser usados para explicar os padrões de biodiversidade de uma determinada área,

sendo um dos componentes centrais em muitos estudos que visam a conservação e o

manejo das espécies (Xu et al. 2008). Sendo assim, este estudo propôs conhecer a

composição e a riqueza das espécies de lagartos em seis áreas da Amazônia brasileira,

conforme objetivos similares aos Rapid Biological Inventories (sensu Hayden 2007),

sendo direcionados a inventários em áreas não amostradas ou pouco amostradas e com

alta relevância biológica. Algumas das áreas inventariadas são consideradas áreas

prioritárias para novos inventários (a saber, Bacia do alto rio Negro; Bacia do rio

Tapajós; Bacia do rio Japurá e Bacia do rio Purus), conforme recomendações do

MMA/SBF (2002). Embora preliminares, os inventários nas seis área da bacia

Amazônica apresentados neste artigo trazem importantes contribuições para o

entendimento da distribuição e composição das espécies de lagartos em mais seis áreas

da bacia Amazônica. Numa perspectiva atemporal, os seis inventários permitirão

responder perguntas que envolvam filogeografia, biogeografia e filogenética de

comunidades em outros estudos. Assim, os estudos das relações evolutivas entre os

grupos, bem como os padrões de distribuição das espécies de lagartos amazônicos

poderão ser melhor investigadas. Além disso, as coleções herpetológicas do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA - H) e da Coleção Zoológica Paulo

Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB/UFAM) foram enriquecidas

com a inclusão dos espécimens que foram coletados. Foram encontrados riquezas

similares ao de outros inventários realizados na bacia Amazônica e o número de

espécies provavelmente esteja próximo da real diversidade de espécies esperadas para

cada localidade com sucesso amostral de 80% em média. As diferenças na riqueza de

espécies entre as localidades são inerentes a cada área.

84

Figura 3. Amostragem baseado na curva de rarefação das espécies de lagartos coletadas

nas seis áreas inventariadas no presente estudo. O eixo X é o número de espécies

coletadas por dia e o eixo Y representa a estimativa do número de espécies. A riqueza

das espécies foram estimados através dos estimadores Jackknife 2, Chao 2, ICE e Mao

Tau.

Agradecimentos: Agradecemos ao Julio do Vale pela ajuda com a logística em duas

áreas de coleta (Santa Isabel do rio Negro e Igarapé do Jacinto/Rebio Abufari);

85

Sebastião Batista e os comunitários pela ajuda com a abertura das trilhas nas seis áreas

de coleta, Fabricio Baccaro pela ajuda com os gráficos de rarefação, Fabio Muniz e

María Doris Escobar Lizarazo pela leitura do primeiro manuscrito. Um agradecimento

especial vai para todos os participantes do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna.

Apoio logístico e financeiro foi fornecido pelo CNPq/SISBIOTA-BioPHAM

563348/2010 e FAPEAM 021/2011-Universal Amazonas. Os inventários aqui

mostrados são baseados nas coletadas feitas pelo projeto Sisbiota / Rede - BioPHAM

(Sistema Nacional de Pesquisa em Biodiversidade / Rede de investigação para ampliar o

conhecimento sobre a biodiversidade de vertebrados da Amazônia brasileira com

aplicações para o seu uso e conservação). D. P. Oliveira e E. A. Oliveira tiveram bolsa

de pesquisa da CAPES; S. M. Souza bolsa de pesquisa da FAPESP; R. R. R. Zamora

teve bolsa de pesquisa do CNPq; V. T Carvalho bolsa de pesquisa da FAPEAM e T.

Hrbek contou com uma bolsa de pesquisa do CNPq durante o estudo.

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91

ANEXO A

Tabela 1. Espécies de lagartos registradas nas seis áreas invetariadas. D, E e D-E, indicam margem direita, margem esquerda e margens direita-

esquerda, correspondentes às margens onde as espécies foram coletadas, respectivamente.

Nome das espécies por família Área 1 Área 2 Área 3 Área 4 Área 5 Área 6

Dactyloidae Fitzinger, 1843

Anolis auratus Daudin, 1802

D

Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 D, E D, E

D

Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 D, E D D, E D D, E D, E

Anolis ortonii Cope, 1868

D

Anolis planiceps Troschel 1848 D, E D, E

D, E

Anolis punctatus Daudin, 1802

E E D

Anolis tandai Avila-Pires, 1995

D, E D, E D, E

Anolis transversalis Duméril, 1851

D, E

D

Gymnophthalmidae Merrem, 1820

Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) E

D, E

D, E

Alopoglossus atriventris Duellman, 1973

D, E

D, E

Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) D, E D, E D, E D, E D, E D, E

Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) D

E D

Bachia panoplia Thomas, 1965 D

Bachia peruana (Werner, 1901)

D

Cercosaura argulus Peters, 1863

D D

Cercosaura ocellata ocellata Wangler, 1830

D, E D, E

Cercosaura ocellata bassleri Ruibal, 1952

D

Cercosaura oshaughnessyi (Boulenger, 1885)

E

92

Iphisa elegans elegans Gray, 1851 D, E

D, E D, E D, E D

Leposoma guianense Ruibal, 1952 E

D E

Leposoma percarinatum (Müller, 1923) D D, E E D, E

D

Leposoma parietale (Cope, 1885)

D, E

Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 D

D D

Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995

E

Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758)

D

Neusticurus ecpleopus Cope, 1876

D D, E

Neusticurus racenisi Roze, 1958

D, E

Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 D

D, E D D D, E

Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916)

D

D

Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995

D

D

Hoplocercidae Frost & Etheridge, 1989

Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855)

D, E

D, E

Iguanidae Gray, 1827

Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) D, E

E E D

Mabuyidae Mittleman, 1952

Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) D, E D D, E D, E D D

Varzea bistriata (Spix, 1825)

D

Phyllodactylidae Gamble, Bauer, Greenbaum & Jackman, 2008

Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) D

E E D

Thecadactylus solimoensis Bergmann & Russell, 2007

E

Sphaerodactylidae Underwood, 1954

Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) D

D, E D, E D, E D

Coleodactylus septentrionalisVanzolini, 1980

E

Gonatodes hasemani Griffin, 1917

D D, E

Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) E D, E D, E D, E D, E D, E

93

Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978

D, E

Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) D D, E

E

Teiidae Merrem, 1820

Ameiva ameiva(Linnaeus, 1758) D, E D, E D, E E D, E D, E

Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus (Linnaeus, 1758)

D

Crocodilurus amazonicus Spix, 1825

D D

Kentropyx altamazonica (Cope, 1876)

D, E D

Kentropyx calcarata Spix, 1825 D, E

D, E D, E

Kentropyx pelviceps Cope, 1868

E D, E D

D, E

Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) D, E

D

D

Tropiduridae Bell in Darwin, 1843

Plica plica (Linnaeus, 1758) E D D, E D, E

Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) D, E D

D, E

Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825)

D, E D, E

D, E

Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) D D, E D, E D D, E D

Número de espécies 24 16 29 28 22 30

Dia de amostragem 19 20 20 23 21 29

Mês da amostragem Março/Abril Março/Abril Agosto Agosto/Setembro Novembro/Dezembro Agosto/Setembro

Estação estação chuvosa estação chuvosa estação seca estação seca estação chuvosa estação seca

Região Biogeográfica Escudo Cristalino

das Guianas

Escudo Cristalino

das Guianas e

Bacia Sedimentar

Bacia Sedimentar Escudo do Brasil-Central Escudo Cristalino das

Guianas

Bacia

Sedimentar

As áreas foram indicadas de A1 a A6. A1 corresponde a área do rio Jatapú (margens esquerda e direita do rio); A2 corresponde a área de Santa

Isabel do rio Negro, Amazonas (rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro e Ayuanã, afluente da margem direita); A3 Reserva

Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, margem esquerda rio Purus e Igarapé do Jacinto nas proximidades do Parque Nacional

Nascente do Lago Jari (Parna Jari), Amazonas, margem direita rio Purus; A4 Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), Pará, margem direita

94

rio Tapajós e Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns), Pará, margem esquerda rio Tapajós; A5 Floresta Nacional Saracá-

Taquera (Flona Saracá-Taquera), Pará, margem direita do rio Trombetas e Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas), Pará, margem

esquerda do rio Trombetas e A6 Japurá, Amazonas (margens esquerda e direita do rio).

95

ANEXO B

Figura 2.A. Algumas das espécies de lagartos da área

central do rio Jatapú. (1) Copeoglossum

nigropunctatum (2) Anolis fuscoauratus, (3) Anolis

chrysolepis, (4) Bachia panoplia, (5) Alopoglossus

angulatus, (6) Arthrosaura reticulata, (7) Leposoma

guianense macho, (8) Leposoma guianense fêmea

(Foto: S. M. Souza)

Figura 2.B. Algumas das espécies de lagartos do rio

Ayuanã/Darahá. (1) Arthrosaura cf. reticulata, (2)

Tretioscincus sp. (3) Enyalioides laticeps (fêmea),

(4) Enyalioides laticeps (detalhe da cabeça), (5)

Plica plica, (6) Plica plica (juvenil), (7)

Copeoglossum nigropunctatum, (8) Kentropyx

pelviceps (juvenil) (Foto: V. T. Carvalho)

96

Figura 2.C. Algumas das espécies de lagartos da

Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto. (1) Chatogekko

amazonicus, (2) Alopoglossus atriventris, (3)

Arthrosaura cf. reticulata, (4) Cercosaura argulus,

(5) Iphisa elegans, (6) Cercosaura ocellata, (7)

Leposoma snethlageae,( 8) Copeoglossum

nigropunctatum (Foto: V. T. Carvalho)

Figura 2.D. Algumas das espécies de lagartos da

Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto. (1) Ameiva

ameiva, (2) Kentropyx pelviceps, (3) Anolis tandai

(macho), (4) Anolis tandai (apêndice gular), (5)

Anolis tandai (fêmea), (6) Anolis tandai (apêndice

gular), (7) Anolis transversalis (fêmea), (8) Anolis

transversalis (apêndice gular) (Foto: V. T.

Carvalho)

97

Figura 2.E. Algumas das espécies de lagartos do rio

Japurá. (1) Anolis sp., (2) Anolis sp. (apêndice gular),

(3) Anolis punctatus (fêmea), (4) Anolis fuscoauratus,

(5) Chatogekko amazonicus, (6) Thecadactylus

rapicauda, (7) Alopoglossus angulatus, (8)

Alopoglossus atriventris (Foto: V. T. Carvalho)

Figura 2.F. Algumas das espécies de lagartos do

rio Japurá. (1) Arthrosaura cf. reticulata, (2)

Bachia peruana, (3) Cercosaura ocellata (macho),

(4) Cercosaura ocellata, (5) Leposoma sp., (6)

Neusticurus cf. racenisi, (7) Enyalioides laticeps

(macho), (8) Uranoscodon superciliosus (Foto: V.

T. Carvalho)

98

Anexo C

Tabela 2. Valores calculados dos estimadores de riqueza de espécies Jacknife 2, Chao 2

e ICE, com base nas amostragens feitas nas seis comunidades na Amazônia brasileira

Localidades Riqueza observada (sp) Riqueza estimada

Jackknife 2 Chao 2 ICE

rio Jatapú

rio Ayuanã/Darahá

24

17

34

25

28

20

29

22

Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto 29 35 31 32

Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns 28 45 41 39

Flona Saracá-Taquera/ReBio Trombetas 22 20 21 22

rio Japurá 30 39 34 34

99

CAPÍTULO III

Lagartos da Amazônia brasileira: uma estimativa das relações filogenéticas de seis

comunidades

100

Lagartos da Amazônia brasileira: uma estimativa das relações filogenéticas de seis

comunidades

Deyla Paula de Oliveira 1, Tomas Hrbek

1*


Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000, Manaus - AM,

Brasil.

* Correspondência para: Deyla Paula de Oliveira

Fone: + 55 (92) 8255-9486. Email: [email protected]

RESUMO: Durante as últimas décadas um grande esforço tem sido feito, com o intuito

de entender a alta biodiversidade registrada na região Amazônica. Uma parte importante

dessa discussão é entender os fatores reponsáveis pela estruturação das comunidades.

Neste estudo, foi utilizado dados do marcador mitocondrial CO1 (DNA barcode), com o

objetivo de analisar a estrutura filogenética de seis comunidades de lagartos da

Amazônia brasileira. Foi calculado a alfa-diversidade filogenética por meio das métricas

diversidade filogenética de Faith’s (PD), distância filogenética média par-a-par (MPD) e

a distância média do táxon mais próximo (MNTD) e a beta diversidade filogenética.

Foram apresentados resultados preliminares sobre a estrutura filogenética de seis

comunidades de lagartos da Amazônia brasileira com indícios de agrupamento

filogenético em três comunidades e dispersão filogenética nas outras três comunidades

analisadas.

Palavras-chave: Biodiversidade, comunidades, filogenética.

INTRODUÇÃO

Nos últimos anos, estudos com comunidades de espécies tem focado nos

mecanismos e processos que influenciam a riqueza, composição e os padrões

filogenéticos que estruturam tais comunidades (Webb, 2000; Webb et al., 2002),

fornecendo dados para o entendimento da biodiversidade encontrada nessas

comunidades para diversos grupos taxômicos (Economo et al., 2015). Frequentemente,

101

as explicações para os principais processos e padrões responsáveis pela estruturação em

comunidades de espécies têm, tradicionalmente, se concentrado apenas nos fatores

ambientais (ver Donoghue et al., 2008), como por exemplo, os filtros ambientais e a

similaridade limitante (Webb et al., 2002; Verdú, 2010). Porém, sabe-se que tanto os

fatores ecológicos, quanto os fatores evolutivos são importantes na estruturação e

distribuição da biodiversidade em comunidades de espécies (Eiserhardt et al., 2013).

Sendo assim, a inclusão de informações evolutivas, como a diversidade filogenética,

pode ajudar no entendimento dos padrões atuais encontrados nas comunidades (Cadotte

et al., 2010; Gómez et al., 2010; Lanfear e Bromham, 2011). A diversidade filogenética

é crucial e pode ser utilizado para o melhor planejamento de medidas que visam

conservar as espécies inseridas nas comunidades e com isso, a perda da história

evolutiva dos táxons pode ser minimizada (Cavender-Bares et al., 2009).

Os marcadores moleculares têm se tornado uma parte fundamental e uma

ferramenta essencial em estudos com comunidades de espécies, o que permite elucidar

os padrões, o grau de diversidade genética dentro e entre as espécies e as relações

filogenéticas dos grupos (Thomson et al., 2010). Estudos com este enfoque têm

utilizado filogenias já publicadas e/ou seqüências de DNA disponíveis e depositadas em

bancos públicos de sequências (e.g. GenBank) (Gómez et al., 2010; Gonzalez-Caro et

al., 2012). Filogenias moleculares geradas com o gene mitocondrial CO1 (DNA

barcode) foram utilizados para o entedimento da distribuição, composição e da estrutura

filogenética de comunidades de bactérias (Barberán e Casamayor, 2010), floresta

tropical (Kress et al., 2009, 2010; Hollingsworth et al., 2009) e formigas (Smith et al.,

2014). Estudos utilizando abordagens filogenéticas com dados genéticos visando o

estudo das comunidades de lagartos são escassos. Rabosky et al. (2011), comparou a

estrutura filogenética de comunidades e a evolução do nicho em três clados de lagartos

do deserto da Austrália com o uso de filogenias geradas com genes nucleares e

mitocondriais.

Lagartos amazônicos são excelentes organismos modelos para a investigação

dos padrões da estrutura filogenética de comunidades (Camargo et al., 2010), pois

apresentam baixa capacidade de dispersão em comparação com outros grupos de

vertebrados (e.g. aves) (Miralles e Carranza, 2010), são taxonomicamente diversificados

(Zhou et al., 2006, Camargo et al., 2010) e relativamente abundantes na Floresta

Amazônia brasileira, com aproximadamente 100 espécies (Ávila-Pires et al., 2007),

sendo encontradas de 12 a 35 espécies por área (Vitt et al., 2008; Ávila-Pires et al.,

102

2009; 2010; Mendes-Pinto e Souza, 2011; Waldez et al., 2013; Oliveira et al., 2014).

A riqueza de espécies de lagartos, especialmente na Florestas Amazônica

brasileira, representa um grande desafio para compreender os padrões estruturantes das

comunidades de espécies do grupo. Sendo assim, no presente artigo, uma filogenia das

espécies de lagartos Amazônicos com dados do gene CO1 (DNA barcode) foram

utilizadas com vistas a analisar a estrutura filogenética do grupo em seis comunidades

da Amazônia brasileira.

MATERIAL E MÉTODOS

Coleta dos espécimens

As seis áreas foram amostradas entre os anos de 2011 a 2014, distribuídas ao

longo da bacia Amazônica, em um transecto leste-oeste, nos estados do Amazonas e

Pará, Brasil, de modo que quatro dessas áreas estavam localizadas no estado do

Amazonas e duas áreas localizadas no estado do Pará (Figura 1). Em cada localidade

amostrada foram abertas duas grades padronizadas, situadas nas margens opostas e

perpendiculares ao curso dos rios. Cada grade era composta por três trilhas paralelas de

3.0 km, cada uma distanciada 1.0 km da subjacente. A amostragem padronizada

permitiu quantificar, qualificar e comparar os resultados entre as áreas.

A primeira localidade correspondeu à área do rio Japurá, pertencente à

Amazônia Ocidental, situados na bacia sedimentar, ao norte do rio Solimões. As grades

encontravam-se nas margens opostas do rio Japurá, margem esquerda (1°43'25.1" S,

69°0.8'25.3" W) e margem direita (1°84'33.0" S, 69°0.3'1.73" W) (Figura 1).

A segunda localidade situava-se no município de Santa Isabel do Rio Negro,

distante 781 km da cidade de Manaus por via fluvial. A área pertence à Amazônia

Ocidental, Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades encontravam-se nas margens

opostas da bacia do alto rio Negro, sendo a primeira grade nas proximidades do rio

Ayuanã (0°33'36.90" S, 64°55'5.98" W), afluente da margem direita do rio Negro,

distante 17.2 km do município de Santa Isabel do rio Negro e a segunda grade nas

proximidades do rio Darahá (0°23'33.10"S, 64°44'52.00" W), afluente da margem

esquerda do rio Negro, distante 25,0 km do mesmo município (Figura 1).

A terceira localidade correspondeu ao Igarapé do Jacinto, nas proximidades do

Parque Nacional Nascentes do Lago Jari (Parna do Jari) e Reserva Biológica do Abufari

103

(Rebio Abufari), ambos localizados no município de Tapauá, estado do Amazonas,

Brasil. A área pertence à Amazônia Ocidental, estando situada na Bacia Sedimentar, ao

sul do rio Solimões. As duas grades encontravam-se nas margens opostas do rio Purus,

sendo uma grade situada no Igarapé do Jacinto (5°41'36.50" S, 63°11'57.30" W),

margem direita do rio Purus, distando 10.0 km do município de Tapauá e a segunda

grade na Rebio Abufari, comunidade Turiaçu (5°59'6.90" S, 62°58'38.40" W), margem

esquerda do rio Purus, distante 73.0 km a noroeste do município de Tapauá (Figura 1).

A quarta localidade correspondeu à área do rio Jatapú, principal afluente do rio

Uatumã, município de São Sebastião do Uatumã, distando cerca de 250 km a nordeste

da cidade de Manaus, estado do Amazonas, Brasil. A área pertence à Amazônia Central,

Escudo Cristalino das Guianas. As duas grades situavam-se nas margens opostas do rio

Jatapú, sendo a primeira grande situada na comunidade São José do Jabote (1°55'53.00"

S, 58°15'21.00" W), margem esquerda do rio Jatapú e a segunda grade na comunidade

São João do Lago da Velha (2° 1'31.00" S, 58°11'24.00" W) (Figura 1).

A quinta área correspondeu à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e

Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), ambos pertencentes à cidade

de Faro, estado do Pará, Brasil. A área encontra-se na Amazônia Oriental, situadas no

Escudo Cristalino das Guianas. As grades encontravam-se nas margens opostas do rio

Trombetas, sendo a primeira grade na na ReBio Trombetas (1°11'50.90" S,

56°40'12.08" W), margem direita do rio Trombetas e segunda grade na Flona Saracá-

Taquera (1°28'5.00" S, 56°46'60.00" W), margem esquerda do rio Trombetas (Figura 1).

A sexta área correspondeu à Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex

Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), ambos pertecentes

ao município de Aveiro, estado do Pará, Brasil. A área pertence à. As grades

encontravam-se nas margens opostas do rio Tapajós, sendo a primeira grade Resex

Tapajós-Arapiuns, comunidade Cametá (3°18'40.05"S, 55°20'43.91"W, margem

esquerda do rio Tapajós e a segunda na Flona Tapajós, comunidade Itapuana

(3°20'26.22"S, 55°9'30.80"W), margem direita do rio Tapajós (Figura 1).

104

Figura. 1. Mapa da bacia Amazônica brasileira, mostrando a localização das seis áreas

utilizadas para avaliar a estrutura filogenética das assembléias de lagartos.

O delineamento amostral deste trabalho foi traçado com o intuito de maximizar

o número de espécies amostradas em um período de tempo relativamente curto, 16 a 28

dias de coleta. Desse modo, foram utilizados três métodos de coletas complementares:



ocasionais (Sawaya et al., 2008). A estratégia de integrar diferentes metodologias de

coleta, é o reconhecidamente mais eficiente na capacidade de detectar a diversidade

herpetofaunística durante inventários realizados em florestas tropicais (Ribeiro-Júnior et

al., 2008).




pitfall traps (detalhado a seguir). Durante o período noturno, foram percorridos trechos





105



instalados equidistantemente entre si, à uma distância de 8 m e dispostos em forma de

Y. As armadilhas estavam interligadas por uma cerca guia de plástico com 80

centímetros de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas,

possibilitando a captura tanto de espécies terrestres, quanto fossoriais e de vida críptica

(eg. lagartos de liteira/folhiço). Cada conjunto de armadilhas descrito acima

caracterizava uma estação de amostragem. Em cada grade foram instaladas 12 estações

(48 recipientes de 100 L), ou seja, 24 estações de amostragem por região inventariada

(totalizando 96 recipientes de 100 L), uma vez que em cada uma das regiões foram

construídas duas grades, uma em cada margem do rio principal. Todas as estações foram

posicionadas 500 m uma das outras e as armadilhas permaneceram abertas por até 20

dias durante cada expedição, sendo vistoriadas diariamente. Os animais coletados foram

acondicionados em sacos plásticos transparentes ou de pano contendo anotações (data,

número da estação de armadilhagem, hora de coleta, etc). Além das duas metodologias

de coletas supracitadas, alguns dos espécimens foram coletados sem o uso de

armadilhas, fora da busca ativa e por terceiros, que nós denominamos de coletas

ocasionais.


lidocaína 2% e éter etílico, respectivamente (cf. American Veterinary Medical

Association, 2001). Foram feitas pequenas incisões na região ventral e femural de cada

animal para a retirada de amostra de tecido hepático e / ou muscular. Os tecidos foram

armazenados em microtubos e preservados em álcool 95%. Após a retirada dos tecidos,

aplicou-se formaldeído 10 % nas cavidades corpóreas para fixação dos tecidos (Franco e

Salomão, 2002) e depois de 24 horas, conservados em etanol 70%. Alguns dos

exemplares foram fotografados e / ou tiveram suas características morfológicas e

padrões de coloração registrados in vivo. Os espécimes-testemunho foram coletados de

acordo com as licenças concedidas pelo ICMBio/Sisbio (processos 28976-1, 35424-1,

40186-1, 40186-2).

Todos os tecidos coletados foram depositados na Coleção da Universidade

Federal do Amazonas, (CTGA/UFAM), administrada pelo Laboratório de Evolução e

Genética Animal (LEGAL) (CGEN, resolução No 75 de 26/08/04) e na Coleção de

tecidos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA). Vouchers estão

depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto Nacional de Pesquisas da

106

Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo Bürhnheim da UFAM

(CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil.


neste estudo segue a lista brasileira de répteis (Bérnils e Costa, 2012) e Reptile

Database (Uetz e Hošek, 2014), considerando as recentes mudanças propostas por

Gamble et al. (2011), Hedges e Conn (2012) e Harvey et al. (2012). Embora as espécies

do gênero Anolis tenham sido recentemente realocadas em um novo gênero (Norops)

por Nicholson et al. (2012), que foi posteriormente questionado por diversos

pesquisadores (Poe, 2013), foi adotado neste artigo o nome Anolis para o gênero.

Extração do DNA e sequenciamento do gene mitochondrial CO1

Os DNAs genômicos foram extraídos das amostras de tecido (fígado e/ou

músculo da cauda) preservadas em álcool 95% por meio do protocolo fenol-clorofórmio

(Sambrook e Russell, 2001). Posteriormente, os DNAs foram quantificados e avaliados

com o auxílio do espectrofotômetro NanoDrop 2000 (Thermo Scientific, Uniscience,

Brasil). As reação em cadeia da polimerase (PCR) (Innis et al., 1990) foi utilizada para

amplificar o gene mitocondrial COI (Ivanova et al., 2007) (Tabela 1). As amplificações

foram efetuadas em um termociclador Veriti® 96-well Thermal Cycler (Applied

Biosystems, Foster City, CA, USA) em um volume final de reação de 15 μL, contendo

5.3 μL de água ultrapura, 1.2 µL de 50 mM MgCl2 (Fermentas), 1.2 µL de 10 mM

dNTPs (Fermentas), 1.5 µL de tampão 10X (100 mM Tris-HCl, pH 8,5, 500 mM KCl)

(Fermentas), 1.5 µL de BSA; 1.5 μl do primer C_VF1LFt1–C_VR1LRt1 (2μM) (Tabela

1), 0.3 µL de 1 U da enzima Taq DNA polimerase (Fermentas) e 1.0 µL de DNA (50

ng/µL). Os ciclos de amplificação seguiram uma desnaturação inicial de 68°C por 1

minuto, seguido de 35 ciclos de desnaturação a 93°C por 30 segundos, anelamento a

50°C por 35 segundos e extensão a 68°C por 90 segundos. Uma extensão final foi

realizada a 68°C por 7 minutos.

Posteriomente, as amplificações foram checadas via eletroforese em gel de

agarose a 1% corado com GelRed™ (Biotium, Inc.) e purificados com uma solução de

Exonuclease I e Fosfatase alcalina de camarão (ExoSap-IT®) (USB Corporation)

(Hanke e Wink, 1994). Após a purificação, os fragmentos de PCR foram submetidas a

reação de sequenciamento que compreendeu 4.4 μL de água ultrapura; 1.3 μL de

tampão de sequenciamento 5X; 0.3 μL de BigDye Terminator v 3.1 (Applied

107

Biosystems, Foster City, CA, USA); 2.0 μL dos primers forward (M13F -21) (2 μM)

e/ou reverse (M13R -27) (2 μM) (Messing, 1983) (Tabela 1) e 2.0 μL do produto de

PCR purificado (20-50 ng/μL). As condições de termociclagem da reação seguiram os

passos de Platt et al. (2007). Posteriromente os produtos sequenciados foram

purificados por precipitação com EDTA/etanol e então sequenciados em um

sequenciador automático ABI PRISM® 3130 xl (Applied Biosystems, Foster City, CA,

USA).

Alinhamento das sequências CO1 e reconstrução filogenética

Os eletroferogramas de 108 indivíduos de 45 espécies (Tabela 2) foram

importados para o programa Geneious 6.1.8 (Kearse et al., 2012) e as seqüências

consensos foram geradas. Cada sequência consenso foi traduzida in silico, quando

apropriada e posteriormente editada e alinhada. O alinhamento foi exportado em um

arquivo de extensão FASTA (*.fasta/*.fas) para a reconstrução filogenética que foi feita

no programa BEAST 1.7.5 (Drummond et al. 2012).

Análises filogenéticas da estrutura das seis comunidades

Foi usado o pacote ‘Picante’ (Kembel et al., 2010) no ambiente computacional R

(R Development Core Team, 2013) para calcular as métricas da estrutura filogenética de

comunidades. Para as análises nesse pacote, pelo menos dois arquivos precisam ser

inseridos: (1) uma árvore filogenética, contendo uma sequência representantitava de

cada espécie e (2) uma matriz de dados com a a presença / ausência das espécies por

localidade.

Esse pacote contém funções para o cálculo das medidas mais comumente usadas

em α-diversidade filogenética (parentesco evolutivo dentro de comunidades ecológica),

incluindo a diversidade filogenética de Faith’s (PD), a distância filogenética média par-

a-par (MPD) e a distância média do táxon mais próximo (MNTD) dentro de uma

comunidade. Além das comparações feitas dentro de comunidades reais e nulas, o

pacote Picante possibilita ainda o cálculo de valores de diversidade β Filogenética por

meio das funções comdist e comdistnt, que permitem avaliar o equivalente ao MPD e

MNTD, respectivamente entre as comunidades.

A primeira métrica, a PD (Faith, 1992) é a soma de todos os comprimentos dos

108

ramos que separam taxa em uma comunidade (Cianciruso et al., 2009). Os valores

obtidos variam em função do número de espécies e das diferenças filogenéticas entre

elas (Cianciruso et al., 2009). A MPD quantifica as relações filogenéticas dos

indivíduos em cada área, por meio da distância média entre todos os pares de

indivíduos, gerando o valor geral da estrutura filogenética da comunidade (Webb,

2000). A métrica MNPD é a distância filogenética média do parente mais próximo de

todas as espécies, sendo o equivalente às taxas de espécies por gênero (Webb, 2000).

Comdist calcula a distância entre as comunidades usando a distância média entre todos

os pares de indivíduo e Comdistnt calcula a distância entre as comunidades usando

pares de espécies selecionadas entre as amostras.

Resultados

Os valores de diversidade filogenética de Faith’s (PD) das seis comunidades de

lagartos foram diferentes entre si (Tabela 3). Comunidades com os maiores números de

espécies analisadas (i.g. Igarapé Jacinto/Rebio Abufari) apresentaram os maiores

valores de PD e comunidades com os menores números de espécies analisadas (i.g.

Ayuanã/Darahá) apresentaram os menores valores de PD. A diversidade filogenética de

Faith’s e a riqueza de espécies de lagartos foram correlacionadas (Figura 2).

Tabela 3. Valores da diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de espécies

(RE) para as seis comunidades analisadas na Amazônia brasileira.

Localidades PD RE

Ayuanã/Darahá 1.73 9

Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas 1.74 10

Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns 3.20 21

Igarapé Jacinto/Rebio Abufari 4.27 31

rio Japurá 1.87 10

rio Jatapú 3.36 22

109

Figura 2. Correlação entre a diversidade filogenética de Faith’s (PD) e da riqueza de

espécies para as seis comunidades analisadas na Amazônia brasileira.

Os valores de MPD variaram de 0.76 a -0.84 entre as comunidades

Ayuanã/Darahá e Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns, respectivamente (Tabela 4).

Para os valores de MNTD, houve uma variação de 0.15 a -0.81, entre as comunidades

Flona Tapajós/Resex Tapajós-Arapiuns e rio Jatapú (Tabela 5).

Tabela 4. Valores observados de MPD nas seis comunidades de lagartos analisadas.

MPD.obs.z é o número efetivo padronizado do MPD versus a comunidade nula.

MPD.obs.p é o P-value da MPD observada versus a comunidade nula.

Localidades N. de taxa MPD.obs.z MPD.obs.p

Ayuanã/Darahá 9 0.76 0.75

Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas 10 0.26 0.56

Flona Tapajós/Resex Tapajós Arapiuns 21 -0.84 0.20

Igarapé Jacinto/Rebio Abufari 31 -0.29 0.36

rio Japurá 10 -0.03 0.44

rio Jatapú 22 0.12 0.53

110

Tabela 5. Valores observados de MNTD nas seis comunidades de lagartos analisadas.

MPD.obs.z é o número efetivo padronizado do MNTD versus a comunidade nula.

MPD.obs.p é o P-value da MNTD observada versus a comunidade nula.

Localidades N. de taxa MNTD.obs.z MNTD.obs.p

Ayuanã/Darahá 9 -0.61 0.25

Flona Saracá-Taquera/Rebio Trombetas 10 -1.48 0.07

Flona Tapajós/Resex Tapajós Arapiuns 21 0.15 0.55

Igarapé Jacinto/Rebio Abufari 31 -0.44 0.32

rio Japurá 10 -0.36 0.34

rio Jatapú 22 -0.81 0.21

O dendrograma da diversidade β filogenética, função comdist calculada com

base no valor de MPD, mostrou que a comunidade Ayuanã/Darahá (A) apresentou a

maior distância filogenética em comparação com as demais comunidades (Figura 3). Na

diversidade β filogenética, função comdistnt calculada com base no valor de MNTD, as

comunidades ao norte (comunidades C-D) e sul (comunidades A-B) do rio Amazonas,

foram respectivamente mais relacionados entre si (Figura 4), com uma divisão leste

(comunidades E-F) a oeste (comunidades C-D/ A-B) entre as comunidades.

Figura 3. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdist) das seis comunidades

de lagartos com base no valor MPD.

111

Figura 4. Dendrograma da diversidade β filogenética (Comdistnt) das seis comunidades

de lagartos com base no valor MNPD.

Discussão

O rápido crescimento do conhecimento filogenético, forneceram uma base

teórica em um contexto evolutivo para o entendimento dos processos que geraram a

biodiversidade existente (Donoghue et al., 2008), bem como proporcionaram novas

percepções sobre os padrões subjacentes à estrutura das comunidades de espécies

(Alexandrou et al., 2011; Lanfear e Bromham, 2011). Porém, poucos estudos têm

considerado a importância de fatores evolutivos com vistas a explicar a estrutura

filogenética de comunidades (Eiserhardt et al., 2013; Brunbjerg et al., 2014). Em um

dos trabalhos com esse enfoque, os autores utilizaram o DNA mitocondrial CO1 para

analisar a diversidade e a estrutura filogenética de comunidades de formigas da Costa

Rica (Smith et al., 2014). Os autores comentam que apesar da limitação e do CO1 não

apresentar um sinal filogenético profundo, o padrão de diversidade filogenética

encontrado com o gene CO1 foi similar ao encontrado a partir de dados multi-gene,

sendo assim, mostrou-se útil para medir a diversidade filogenética do grupo em estudo.

No presente trabalho, as informações filogenéticas geradas com o DNA mitocondrial

CO1 foram usadas para o entedimento dos fatores estruturantes em seis localidades e

suas comunidades de lagartos da Amazônia brasileira.

As informações sobre a estrutura das comunidades foram obtidas por meio dos

cálculos de algumas métricas filogenéticas. Essas métricas permitem “capturar” o

componente evolutivo no nível local, designado por Whittaker (1960) como diversidade

112

alfa ou diversidade de espécies por unidade de espaço (Magurran, 2004) e entre

comunidades, designada como diversidade beta (Whittaker, 1960). A primeira métrica, a

diversidade filogenética de Faith’s (PD) (Faith, 1992), tem sido utilizada com o intuito

de avaliar a importância da composição das espécies na estrutura das comunidades

(Gómez et al., 2010). Portanto, a PD de uma comunidade é uma função do número de

espécies e da diferença filogenética entre elas (Faith, 1992). Sendo assim, os valores

obtidos varia em função do número de espécies (sua riqueza) e das diferenças

filogenéticas entre elas (Cianciruso et al., 2009). Aqui, foi encontrado uma correlação

entre a diversidade filogenética de Faith’s e a riqueza de espécies para as seis

comunidades. Os valores relativamente baixos de PD para algumas das comunidades

estão diretamente relacionados à baixa riqueza de espécies analisadas nestes locais.

Os resultados sugerem que os mecanismos que conduzem os padrões de

estruturação filogenética entre as seis comunidades de lagartos amazônicos não são

idênticos. Foi encontrado valores positivos (MPD.obs.z > 0) de MPD e P-value

(MPD.obs.p > 0.5) para as comunidades Ayuanã/Darahá, Flona Saracá-Taquera/Rebio

Trombetas e rio Jatapú, indicativo de dispersão filogenética ou uma maior distância

filogenética entre as espécies coocorrentes do que o esperado. Dispersão filogenética é

resultante da exclusão competitiva dependendo da distribuição filogenética dos atributos

de habitats das espécies (Webb et al., 2002). Valores negativos de MPD (MPD.obs.z <

0) e P-value (MPD.obs.p < 0.5), indicativo de agrupamento filogenético ou pequenas

distâncias filogenéticas entre as espécies coocorrentes do que o esperado, foram

encontradas nas comunidades Flona Tapajós/Resex Tapajós Arapiuns, Igarapé

Jacinto/Rebio Abufari e rio Japurá. Em geral, estudos em diversas comunidades têm

encontrado um agrupamento filogenético (Vamosi et al., 2009) e, consequentemente,

apontam para um papel predominante dos filtros ambientais na estruturação dessas

comunidades (Webb et al., 2002). Isso é particularmente comum em florestas (Webb,

2000, Cavender-Bares et al., 2006, Kembel e Hubbell, 2006). Ao contrário das florestas,

um padrão de dispersão filogenética foi encontrado por Rabosky et al. (2011) em três

clados de lagartos (gênero Ctenotus, família Agamidae e geckonídeos do gênero

Diplodactylus) do deserto da Austrália, indicando que as interações atuais e históricas

levaram aos padrões semelhantes de estrutura da comunidade nesses três clados. Em

comunidades de lagartos Amazônicos do rio Curuá-Una, Pará, Brasil, o microhabitat e

os tipos de presa (dieta) foram os fatores estruturantes nessa comunidade, sendo assim,

a estrutura é histórica, ou seja, não é o resultado direto de interações entre espécies em

113

andamento a nível local (Vitt et al., 1999). Porém Vitt et al. (1999), salientam que isso

não significa necessariamente que as interações locais e a história recente não tenham

contribuído com a estruturação desta comunidade, mas reforçam que as interações

locais recentes são provavelmente mais fortes entre táxons mais estreitamente

relacionados. Lagartos do gênero Anolis do Caribe apresentam caracteres morfológicos

que evoluem rapidamente quando as espécies interagem, sendo considerados exemplos

de que a história recente contribuiu com a estruturação das comunidades do grupo

(Losos et al., 1997). Esse padrão é repetido em diferentes ilhas e por diferentes

linhagens evolutivas de lagartos Anolis (Losos, 1992).

O cálculo das funções comdist e comdistnt, permitiu avaliar o equivalente ao

MPD e MNTD, respectivamente entre as seis comunidades e verificar se os processos

históricos são fatores importantes na diferenciação entre as seis comunidades. O

comdist mostrou que a comunidade Ayuanã/Darahá apresentou a maior distância

filogenética em comparação com as demais comunidades estudadas (Figura 3). Por

meio do cálculo comdistnt, foi encontrado agrupamentos norte-sul do rio Amazonas e

uma divisão leste-oeste entre as comunidades (Figura 4). O padrão leste-oeste, contrasta

com a estrutura da faunas de lagarto da bacia amazônica proposta por Ávila-Pires

(1995). No estudo de Ávila-Pires (1995) esta divisão se manifesta como a substituição

ou distribuição de espécies restritas tanto à parte Ocidental e Oriental da Amazônia.

Estudos com hipóteses filogenéticas podem resultar em novidades no que diz

respeito aos fatores que influenciam os padrões de estruturação das comunidades de

espécies, pois permitem descrever os padrões de distribuição das espécies em cada uma

das comunidades analisadas e ainda identificar aquelas áreas que poderão garantir a

preservação do potencial evolutivo e daqueles táxons considerados raros

filogeneticamente. Neste trabalho foram apresentados resultados preliminares sobre a

estrutura filogenética de seis comunidades de lagartos da Amazônia brasileira com

indícios de agrupamento filogenético em três comunidades e dispersão filogenética nas

outras três comunidades analisadas.

Agradecimentos: Nós agradecemos ao Julio do Vale pela ajuda com a logística em

duas áreas de coleta (Santa Isabel do rio Negro e Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto);

Sebastião Batista e os comunitários pela ajuda com a abertura das trilhas em seis pontos

de amostragem (Jatapú; Santa Isabel do rio Negro; Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto;

Resex Tapajós-Arapiuns/Flona Tapajós; Rebio Trombetas/Flona Saracá-Taquera e

114

Japurá); Cleuton Miranda e João Paulo Barreira de Sousa Segundo por ler o primeiro

rascunho deste manuscrito, Patrik Ferreira Viana pela ajuda com a identificação de

alguns dos exemplares, Carlos Faresin pela ajuda com o desenho do mapa e Emanuell

Ribeiro Duarte pela ajuda com as análises. Um agradecimento especial vai para todos os

participantes do projeto SISBIOTA grupo Herpetofauna. Apoio logístico e financeiro foi

fornecido pelo CNPq/SISBIOTA-BioPHAM 563348/2010 e FAPEAM 021/2011-

Universal Amazonas. Permissão para a coleta das amostras foram concedidas pelo

ICMBio/SISBIO. D.P.O recebeu bolsa de doutorado da CAPES e T.H uma bolsa de

produtividade em pesquisa do CNPq durante a execução deste estudo.

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Tabela 1. Nome e referência das seqüencias dos primers usados na amplificação e sequenciamento da região COI do DNA utilizados no presente

estudo.

Gene Primer Primer sequence 5’ - 3’ Referências

CO1 (C_VF1LFt1 – C_VR1LRt1)

LepF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTATTCAACCAATCATAAAGATATTGG

Ivanova et al., 2007

VF1_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAAAGACATTGG

VF1d_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCACAARGAYATYGG

VF1i_t1 TGTAAAACGACGGCCAGTTCTCAACCAACCAIAAIGAIATIGG

LepR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAAACTTCTGGATGTCCAAAAAATCA

VR1d_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCRAARAAYCA

VR1_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGGCCAAAGAATCA

VR1i_t1 CAGGAAACAGCTATGACTAGACTTCTGGGTGICCIAAIAAICA

CO1 M13F (-21) TGTAAAACGACGGCCAGT

Messing, 1983 M13R (-27) CAGGAAACAGCTATGAC

120

Tabela 2. Espécimes de lagartos analisados no estudo. As informações incluem números das amostras depositadas no CTGA / UFAM de todas as

amostras analisadas no estudo.

Família/Nome das espécies Localidade ID Número CTGA

Dactyloidae

Anolis auratus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1054

Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0088

Anolis chrysolepis ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas CTGA_L_0903

Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0001

Anolis fuscoauratus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0383

Anolis fuscoauratus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0663

Anolis fuscoauratus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0770

Anolis fuscoauratus Flona Saracá-Taquera, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0894

Anolis planiceps rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0072

Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0172

Anolis planiceps Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0606

Anolis punctatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1187

Anolis tandai Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0305

Anolis tandai Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0443

Anolis tandai Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Trombetas,

PA CTGA_L_0552

Anolis transversalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0276

Anolis transversalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0462

Gymnophthalmidae Localidade ID Número CTGA

Alopoglossus angulatus rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0058

121

Alopoglossus angulatus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0299

Alopoglossus angulatus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0434

Alopoglossus angulatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1000

Alopoglossus atriventris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0423

Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1030

Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0014

Arthrosaura reticulata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0316

Arthrosaura reticulata Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0853

Arthrosaura reticulata rio Japurá, margem esquerda CTGA_L_1101

Bachia flavescens rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0081

Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0018

Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0277

Cercosaura argulus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0720

Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0273

Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0587

Cercosaura ocellata ocellata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós,

PA CTGA_L_0729


Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0054

Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0087

Iphisa elegans elegans Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0352

Iphisa elegans elegans Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0445

Iphisa elegans elegans Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0730

Iphisa elegans elegans Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0842

Leposoma guianense rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0041


122

Leposoma guianense Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0858


Leposoma guianense rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1151

Leposoma parietale rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1062

Leposoma percarinatum rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0208

Leposoma percarinatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0492

Leposoma osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0075

Leposoma osvaldoi Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0315

Leposoma osvaldoi Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0631

Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0425



Neusticurus bicarinatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0725

Neusticurus ecpleopus rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1169

Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0119

Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0484

Ptychoglossus brevifrontalis Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0565

Ptychoglossus brevifrontalis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1190

Tretioscincus oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0237

Hoplocercidae Localidade ID Número CTGA

Enyalioides laticeps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0238

Iguanidae Localidade ID Número CTGA

Iguana iguana iguana Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós,

PA CTGA_L_0641

Mabuyidae Localidade ID Número CTGA

Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0016

123

Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0091


Copeoglossum nigropunctatum Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0312

Copeoglossum nigropunctatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0491

Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós,

PA CTGA_L_0548

Copeoglossum nigropunctatum Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0594

Copeoglossum nigropunctatum ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0699

Copeoglossum nigropunctatum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1108


Varzea bistriata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0280

Phyllodactylidae Localidade ID Número CTGA

Thecadactylus rapicauda rio Jatapú CTGA_L_0094

Thecadactylus rapicauda ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0979

Sphaerodactylidae Localidade ID Número CTGA

Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0278

Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_495

Chatogekko amazonicus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0584

Chatogekko amazonicus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0915

Gonatodes hasemani Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0371

Gonatodes humeralis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0165

Lepidoblepharis heyerorum rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1096

Pseudogonatodes guianensis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0032

Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0185


Pseudogonatodes guianensis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1019

124

Teiidae Localidade ID Número CTGA

Ameiva ameiva ameiva rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0212

Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0758

Crocodilurus amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0306

Kentropyx altamazonica rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0260

Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0089


Kentropyx calcarata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós,

PA CTGA_L_0647

Kentropyx pelviceps rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1104

Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0140

Tupinambis teguixin Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0386

Tropiduridae Localidade ID Número CTGA

Plica plica rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0146

Plica plica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0186

Plica plica Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0363

Plica umbra umbra Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0980

Plica umbra ochrocollaris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0271

Plica umbra ochrocollaris Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós,

PA CTGA_L_0579

Plica umbra ochrocollaris Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0712

Plica umbra ochrocollaris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1105


Uranoscodon superciliosus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0385

Uranoscodon superciliosus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0747

Uranoscodon superciliosus rio Japura, margem direita CTGA_L_1097

125

CAPÍTULO IV

Este manuscrito será submetido à revista PLoS ONE e segue as normas dessa revista.

DNA barcode na estimativa da diversidade genética de espécies de lagartos

(Reptilia: Squamata) da Amazônia brasileira

126

DNA barcode na estimativa da diversidade genética de espécies de lagartos

(Reptilia: Squamata) da Amazônia brasileira

Deyla Paula de Oliveira 1, Sergio Marques de Souza

2, Vinicius Tadei de Carvalho

1,

Fabiano Waldez 3, Roberto Rommel Zamora

1, Priscila Azarak

1, Tomas Hrbek

1*


Federal do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, CEP 69077-000, Manaus -

AM, Brasil, 2 Universidade de São Paulo (USP), Departamento de Zoologia, Rua do Matão, travessa 14,

101, Butantã. CEP 05422 - 970, São Paulo - SP, Brasil, 3

Laboratório de Biologia, Instituto Federal de

Educação, Ciência e Tecnologia do Amazonas (IFAM), Rua Santos Dumont s/n, Vila Verde, CEP 69640-

000, Tabatinga - AM, Brasil.

* [email protected]

RESUMO: Os lagartos constituem um grupo de vertebrados terrestres altamente

diversificados e abundantes na Floresta Amazônica brasileira. Contudo a diversidade de

espécies de lagartos nessa paisagem pode estar sendo subestimada em virtude da sua

grande dimensão e dos poucos estudos direcionados ao grupo. Considerando a utilidade

do DNA barcode, como uma ferramenta eficaz e rápida para acelerar a identificação e

descoberta de espécies, no presente estudo a ferramenta foi utilizada para identificar e

delimitar 524 espécimens de lagartos amazônicos, representando 10 famílias, 29

gêneros e 54 espécies nominais de 22 localidades. As linhagens evolutivas para cada

uma das espécies foram delimitadas com o método ABGD. Encontrada alta divergência

genética com oito espécies apresentando divergência intraespecífica média ≥ 10%,

sugestivas de espécies crípticas. Delimitação de 62.96% (34 spp.) em mais do que uma

entidade evolutiva distinta, indicativo de que o número de espécies de lagartos

amazônicos pode ser maior do que o descrito e que a real diversidade do grupo está

sendo subestimada. Nesse caso, são necessárias investigações posteriores, com o uso da

taxonomia integrativa para confirmações desses taxa, contribuindo assim para a

melhoria da estimativa da riqueza das espécies do grupo. O presente estudo é o primeiro

a examinar um grande número de espécies de lagartos da Amazônia brasileira. Os

resultados confirmaram a eficácia do DNA barcode como uma ferramenta que permite

identificar as espécies. A ferramenta permitiu ainda conhecer a biodiversidade das

espécies de lagartos amazônicos, dando uma idéia da distribuição da divergência

127

genética intra e interespecífica do grupo em foco.

Palavras-chave: Biodiversidade; delimitação de espécies, gene mitocondrial.

INTRODUÇÃO

A Amazônia apresenta alta biodiversidade de espécies, sendo considerada uma

das regiões mais megadiversas do mundo [1]. Apesar disso, o conhecimento da

diversidade de boa parte das espécies amazônicas ainda é incipiente [1, 2]. Além do

mais, o aumento das ameaças de desflorestamento dessa paisagem, com a

implementação de estradas como a BR319, mudanças do código florestal, expansão das

fronteiras agrícolas representam um alerta para a urgente necessidade de acelerar o

conhecimento acerca da biodiversidade encontrada nessa região [3,4].

Os marcadores moleculares surgiram como uma nova ferramenta para facilitar e

complementar os estudos taxonômicos e com isso acelerar o acesso ao conhecimento da

biodiversidade animal [5, 6, 7]. O DNA mitocondrial citocromo C oxidase subunidade I

(CO1) tem sido defendido como uma ferramenta universal, eficaz, rápida e confiável

para a identificação e descoberta das espécies animais [8, 9, 10]. Conhecida também

como “DNA barcode”, essa ferramenta tem permitido solucionar problemas da

taxonomia clássica [8, 9] e detectar espécies crípticas [11, 12].

O DNA mitocondrial tem sido utilizado com sucesso em trabalhos com diversos

táxons, incluindo Lepidoptera [13, 14], peixes [15, 16, 17], aves [18, 11], morcegos [19,

20] e primatas [21]. O CO1 também foi utilizado com o intuito de ser estabelecido um

banco de “DNA barcode” para répteis não-aviários de Madagáscar (Squamata e

Testudines) [22], fornecendo uma ferramenta útil e padronizada para a identificação das

espécies da herpetofauna coreana, visando o monitoramento e o manejo das mesmas

[23] sendo utilizado para descrever uma nova espécie de lagarto Cyrtodactylus

puhuensis [24].

Lagartos (Squamata: Sauria) consituem um grupo de vertebrados terrestres

diversificado e abundante na floresta Amazônica brasileira, com aproximadamente 100

espécies [25]. Contudo a diversidade de espécies de lagartos nessa região pode estar

sendo subestimada em virtude da grande dimensão dessa paisagem, o que dificulta o

acesso à determinadas localidades com possíveis populações isoladas [26, 27], dos

poucos estudos de cunho genético direcionados ao grupo [28, 1, 29, 30] e da ausência

128

de revisões taxonômicas mais acuradas. Neste contexto, a metodologia do “DNA

barcode” pode desempenhar um papel importante e proporcionar uma ferramenta eficaz

na identificação e delimitação genética das espécies de lagartos Amazônicos, o que

permitirá conhecer melhor a biodiversidade do grupo. Sendo assim, esse artigo teve

como objetivo estabelecer um banco de dados de “DNA barcode” para 54 espécies

nominais de lagartos (54% das espécies de lagartos descritos até o momento para a

Amazônia brasileira) de 22 localidades da Amazônia brasileira. E com base nas

comparações dos padrões da divergência genética entre taxa coespecíficos e congêneres

poder fornecer informações valiosas sobre a história evolutiva recente das linhagens

com os dados do “DNA barcode”.

MATERIAL E MÉTODOS

Declaração de Ética

Todas as amostras usadas neste estudo foram coletadas de acordo com as leis

brasileiras e aprovadas pelo Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos

Naturais Renováveis (IBAMA), através do Sistema de Autorização e Informação em

Biodiversidade (SISBIO) (processos 28976-1, 35424-1, 40186-1, 40186-2).

Dados da amostragem

A amostragem inclui 524 espécimens de lagartos, representando 10 famílias, 29

gêneros e 54 espécies nominais de lagartos (Tabela 1 e 2, Anexo A) de 22 localidades da

Amazônia brasileira (Figura 1, Anexo B). O número amostral variou de 1 a 38

espécimens por espécie (Tabela 2, Anexo A).

Os lagartos foram coletados por meio de três métodos de coletas

complementares: i) procura visual diurna e noturna, ii) armadilhas de interceptação e

queda com cerca-guia (pitfalls traps) [31, 32], além de iii) coletas ocasionais [33].




pitfall traps (detalhados a seguir). Durante o período noturno, foram percorridos trechos


129






instalados equidistantemente entre si, à uma distância de 8 m e dispostos em forma de Y.

As armadilhas estavam interligadas por uma cerca guia de plástico com 80 centímetros

de altura, que permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas, possibilitando a

captura tanto de espécies terrestres, quanto fossoriais e de vida críptica (eg. lagartos de

liteira/folhiço). Além das duas metodologias de coletas supracitadas, alguns dos

espécimens foram coletados sem o uso de armadilhas, fora da busca ativa e com a ajuda

de terceiros, denominada de coletas ocasionais.


lidocaína 2% e éter etílico [34]. Foram feitas pequenas incisões na região ventral e

femural de cada animal para a retirada de amostras de tecido hepático e / ou muscular.

Os tecidos foram armazenados em microtubos e preservados em álcool 95%. Após a

retirada dos tecidos, aplicou-se formaldeído 10% nas cavidades corpóreas para a fixação

dos tecidos [35] e depois de 24 horas, conservados em etanol 70%. Alguns dos

exemplares foram fotografados e/ou tiveram suas características morfológicas e padrões

de coloração registrados in vivo.


neste estudo segue a lista brasileira de répteis [36] e Reptile Database [37],

considerando as recentes mudanças [38, 39]. Embora as espécies brasileiras do gênero

Anolis tenham sido recentemente realocadas em um novo gênero (Norops) [40], que foi

posteriormente questionado por diversos pesquisadores [41], neste artigo se escolheu

adotar a nomeclatura do gênero Anolis.

Os tecidos coletados foram depositados na Coleção de Tecidos de Genética

Animal (CTGA) do Laboratório de Evolução e Genética Animal, da Universidade

Federal do Amazonas (LEGAL/UFAM) (CGEN, deliberação n°75 de 26/08/04). Os

espécimes-testemunhos foram depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do

Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo

Bürhnheim da Universidade Federal do Amazonas (CZPB/UFAM), Manaus,

Amazonas, Brasil.

130

Extração, amplificação e sequenciamento do DNA

O DNA genômico foi extraído das amostras de tecido (fígado e/ou músculo da

cauda) preservadas em álcool 95% com o método fenol-clorofórmio [42]. O DNA foi

avaliado pela qualidade e quantidade no espectrofotômetro NanoDrop 2000 (Thermo

Scientific, Uniscience, Brasil).

A reação em cadeia da polimerase (PCR) [43] foi utilizada para amplificar o

gene mitocondrial COI [44]. As amplificações foram efetuadas em um termociclador

Veriti® 96-well Thermal Cycler (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) em um

volume final de reação de 15 μL, contendo 5.3 μL de água ultrapura, 1.2 µL de 50 mM

MgCl2 (Fermentas), 1.2 µL de 10 mM dNTPs (Fermentas), 1.5 µL de tampão 10X (100

mM Tris-HCl, pH 8,5, 500 mM KCl) (Fermentas), 1.5 µL de 5c de BSA; 1.5 μl do

primer cocktails C_VF1LFt1–C_VR1LRt1 (2μM) (Tabela 3), 0.3 µL de 1 U da enzima

Taq DNA polimerase (Fermentas) e 1.0 µL de DNA (50 ng/µL). Os ciclos de

amplificação seguiram uma desnaturação inicial de 68°C por 1 minuto, seguido de 35

ciclos de desnaturação a 93°C por 30 segundos, anelamento a 50°C por 35 segundos e

extensão a 68°C por 90 segundos. Uma extensão final foi realizada a 68°C por 7

minutos.

As amplificações foram checadas via eletroforese em gel de agarose a 1%

corado com GelRed™ (Biotium, Inc.) e purificados com uma solução de Exonuclease I

e Fosfatase alcalina de camarão (ExoSap-IT®) (USB Corporation) seguindo as

instruções do fabricante [45]. Após a purificação, os fragmentos de PCR foram

sequenciados bidirecionalmente com uma reação de 4.4 μL de água ultrapura; 1.3 μL de

tampão de sequenciamento 5X; 0.3 μL de BigDye Terminator v 3.1 (Applied

Biosystems, Foster City, CA, USA); 2.0 μL dos primers forward (M13F -21) (2 μM)

e/ou reverse (M13R -27) (2 μM) [46] (Tabela 3, Anexo 1) e 2.0 μL do produto de PCR

purificado (20-50 ng/μL). As condições de termociclagem da reação seguiram passos

padronizados [47]. Posteriormente os produtos sequenciados precipitados com

EDTA/etanol e sequenciados no ABI PRISM® 3130 xl (Applied Biosystems, Foster

City, CA, USA).

Sequências dos primers, locais de coleta e dados de ratreamentos das amostras

(identificações morfológicas e números dos registros depositadas nas coleções) serão

submetidas ao Barcode of Life Data Systems (BOLD) (http // www.bold systems.org)

no âmbito do projeto "Código de Barras de lagartos Amazônicos".

131

Análises dos dados

Os eletroferogramas foram importados para o programa Geneious 6.1.8 [48] e as

seqüências consensos foram geradas. Cada sequência consenso foi traduzida in silico,

quando apropriada e posteriormente editada e alinhada. Como grupo externo, foi usada

uma sequência de CO1 depositada no GenBank (CYTC4142-12.COI-5P) da espécie

tuatara Sphenodon punctatus (Gray, 1842), considerada como grupo irmão de Squamata

com base em dados morfológicos [49] e em análises filogenéticas [50]. Esse gênero

também foi utilizado como grupo externo em outros trabalhos filogenéticos com

Squamata [51].

Uma árvore de Máxima Verossimilhança com Bootstrap (1.000 réplicas),

modelo CAT-GTR + Gamma foi gerada no RAxML [52] com o uso da plataforma

CIPRES Science Gateway V. 3.3 (https://www.phylo.org/).

Para delimitar os grupos de espécies ou linhagens biológicas foi usada a

abordagem Automatic Barcode Gap Discovery Method (ABGD) [53]. O ABGD detecta

automaticamente as diferenças significativas entre a divergência intra e interespecífica

(Barcoding Gap) e define o limite da distância genética entre as divergências intra e

interespecíficas baseados no padrão par-a-par da distância genética [53]. As análises no

ABDG foram realizadas na interface web (http: //wwwabi.snv. jussieu.fr/public/abgd/)

utilizando o modelo de Kimura-2-Parâmetros (K2P) de substituição de bases [54]. O

limiar para a diversidade intraespecífica (p-distância) foi definido em um mínimo de

0.001 e máximo de 0.1. O valor padrão do Barcoding Gap foi X = 1.0.

Após a delimitação dos grupos de espécies ou linhagens biológicas por meio do

ABGD foram calculadas as distâncias par-a-par, distâncias intra e interespecífica, com

base no modelo evolutivo de Kimura-2-Parâmetros e Bootstrap com 2.000 replicações

para cada uma das espécies e as frequências de bases de nucleotídeos com o uso do

programa Mega v. 6 [55].

Resultados

Sequências de “DNA barcode” foram obtidas para 524 espécimens, pertecentes a

54 espécies nominais de lagartos, constituindo cerca de 54% de toda a fauna conhecida

de lagartos da Amazônia brasileira, representada por 29 gêneros, distribuídos em 10

famílias. Gymnophthalmidae com 19 espécies foi a família com maior número de

http://www.phylo.org/index.php/portal/v33

https://www.phylo.org/

132

espécies sequenciadas; seguida de Dactyloidae com 10 espécies; Teiidae com 7

espécies; Sphaerodactylidae com 6 espécies; Tropiduridae com 5 espécies; Mabuyidae e

Gekkonidae com 2 espécies, respectivamente. Nas famílias Hoplocercidae, Iguanidae e

Phyllodactylidae apenas uma espécie foi sequenciada (Tabelas 1 e 2, Anexo A).

As sequências obtidas foram maiores que 550 pb e nenhuma inserção, deleção

ou codón de parada foi observada. As frequências de bases de nucleotídeos foram: T

(27.28%), C (28.61 %), A (23.42%) e G (20.69%). A árvore de máxima verossimilhança

(ML) com suporte de bootstrap (1.000 réplicas) mostrando os agrupamentos e as

relações entre as espécies encontram-se na figura 2 (Anexo B). Todas as espécies

analisadas foram monofiléticas (Figura 2, Anexo B).

As divergências genéticas médias intraespecíficas variaram de 0% a 14% (média

= 4.4%) (Tabela 4). Em 21 espécies (39.21%) foram encontrados valores de

divergências genéticas intraespecíficas iguais ou inferiores a 2%. Em contraste, 29

espécies (53.70%) apresentaram divergências genéticas intraespecíficas superiores a

2%. Divergências genéticas intraespecíficas (≥ 10%) foram detectadas dentro de 8

espécies (15.68%), com o maior valor observado na espécie Anolis planiceps (14%). As

divergências genéticas médias interespecíficas variaram de 7% a 17% (média = 12.25%)

entre os gêneros representados por mais que uma espécie (Tabela 5).

Divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) foram encontradas em indivíduos

amostrados a partir das margens opostas dos rios e dentro das mesmas margens em

trilhas próximas) e em diferentes altitudes para algumas espécies. Foram observadas

divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) em indivíduos coletados entre as

margens opostas do rio Purus para as espécies Anolis tandai e Anolis transversalis, com

8% e 4% de divergência genética média intraespecíficas, respectivamente; entre

indivíduos das espécies Iphisa elegans elegans e Copeoglossum nigropunctatum, com

12% e 14.8% de divergências genéticas média intraespecíficas, respectivamente e em

indivíduos de Plica umbra ochrocollaris com 4%. Foram observadas divergências

genéticas intraespecíficas (> 2%) nas margens opostas do rio Jatapú para as espécies

Kentropyx calcarata e Tupinambis teguixin com 5% de divergência intraespecífica,

respectivamente e em indivíduos de Copeoglossum nigropunctatum e de Iphisa elegans

elegans com 7% de divergência intraespecífica, respectivamente. Na localidade de

Santa Isabel do rio Negro, divergência de 23% foi encontrada entre indivíduos de

Pseudogonatodes guianensis coletados nos rio Ayuanã e Darahá, afluentes das margens

direita e esquerda do rio Negro. Uma divergência de 4% foi encontrada entre indivíduos

133

da espécie Anolis fuscoauratus coletados nas margens opostas do rio Trombetas. No rio

Tapajós, divergências entre margens opostas foram encontradas em indivíduos de Plica

umbra ochrocollaris, com 12% de divergência genética média intraespecífica e em

indivíduos de Copeoglossum nigropunctatum com 9%. No rio Japurá, divergências

entre margens opostas foram encontradas em indivíduos de Plica umbra ochrocollaris,

com 3% de divergência genética intraespecífica.

Divergências genéticas intraespecíficas (> 2%) também foram encontradas em

indivíduos amostrados dentro das mesmas localidades para indivíduos da espécie

Arthrosaura kockii no rio Jari (UHE Jari) com 8% de divergência; para indivíduos das

espécies Leposoma snethlageae na Rebio Abufari (3% de divergência genética média

intraespecífica) e Chatogekko amazonicus (8%) no Igarapé do Jacinto, ambas

localidades situadas no rio Purus. Divergências entre trillhas diferentes dentro da Flona

Tapajós foram encontradas para indivíduos das espécies Cercosaura ocellata ocellata

(3%) e Copeoglossum nigropunctatum (4%). Indivíduos de Cercosaura ocellata

ocellata, também apresentaram divergências genéticas média intraespecíficas de 9%

entre duas trilhas diferentes da Resex Tapajós-Arapiuns. Para a espécie Plica plica, foi

encontrada divergência entre grupos de indivíduos amostrados na mesma área (Serra do

Apiaú, RR), porém em altitudes diferentes entre 200 e 800 m respectivamente, com

12% de divergência genética intraespecífica.

Foram identificadas de 2 a 69 linhagens biológicas entre as 54 espécies de

lagartos analisadas neste estudo. A família Gymnophthalmidae foi a mais diversificada,

com 13 das espécies compostas por mais que uma linhagem biológica, variando de um

grupo para as espécies Bachia panoplia, Leposoma parietale, Neusticurus bicarinatus,

Neusticurus ecpleopus, Tretioscincus agilis e Tretioscincus oriximinensis a oito grupos

para as espécies Arthrosaura reticulata, Cercosaura ocellata ocellata e Iphisa elegans

elegans (Tabela 6).

Discussão

A região Amazônica abriga uma rica diversidade de espécies de lagartos [25], no

entanto pouco se sabe sobre a biodiversidade da grande maioria das espécies do grupo.

Os poucos estudos que utilizaram métodos moleculares para analisar a diversidade

filogenética em lagartos têm encontrado elevada diversidade genética, linhagens

crípticas e possíveis espécies candidatas [28, 29, 4, 56], levando à descrição de novas

134

espécies [1] ou mudanças do status taxonômico [30]. Todos esses casos têm

demonstrado que a biodiversidade atual desse grupo tem sido subestimada. Levando em

consideração que um dos maiores problemas para a conservação e gestão da

biodiversidade de uma área é a falta de conhecimento da diversidade genética das

espécies [57], no presente estudo, foi analisada a divergência genética de 54 espécies

nominais de lagartos da Amazônia brasileira por meio do DNA barcode (gene CO1).

Geralmente, tem sido usada uma divergência de 2% como um valor limite de

corte heurístico para a delimitação das espécies animais [8, 9], no entanto, valores

abaixo ou acima do limite aceito podem ser capazes de discriminar corretamente as

espécies. Um valor de 10% foi sugerido como um limiar para identificar e delimitar

espécies crípticas de anfíbios [58], porém outros autores estabeleceram um limiar menor

de 5% para identificar e delimitar espécies de anfíbios e répteis [23, 59]. Apesar disso,

um limiar mínimo e único que seja considerado indicativo de divergência genética e que

permita delimitar lagartos ao nível de espécies ainda não existe. Este fato se deve à

escassez de trabalhos publicados com o grupo (< 10 na Web of Science) [60] o que não

permite um comparativo das divergências genéticas entre e dentro das espécies de

lagartos. Os poucos estudos realizados com espécies de répteis, incluindo espécies de

lagartos utilizando o DNA barcode como marcador molecular tende a encontrar valores

de divergência (≥ 3%) [12, 22, 24, 28, 59, 61]. No entanto, nesses estudos também são

relatados elevada divergência genética intraespecífica (4.3% a 28.7%) e espécies

crípticas, com delimitação de novas espécies (e. g. Cyrtodactylus puhuensis) [24]. No

presente estudo, 31 espécies (68.62%) mostraram divergências genéticas médias

intraespecíficas (≥ 2%), com 8 espécies (15.68%) apresentando divergências genéticas

intraespecíficas (≥ 10%), podendo ser consideradas fortes candidatas a potenciais novas

espécies, tais como Anolis ortonii, Anolis planiceps, Cercosaura ocellata ocellata,

Iphisa elegans elegans, Leposoma osvaldoi, Copeoglossum nigropunctatum,

Chatogekko amazonicus e Pseudogonatodes guianensis.

Mais do que uma linhagem biológica foram encontradas em nove das dez

famílias analisadas, com exceção da família Hoplocercidae (Tabela 6).

Gymnophthalmidae foi a família com o maior número de espécies (13 espécies)

(68.42%) agrupadas em mais do que uma linhagem biológica, com 14 espécies

(73.68%) apresentando divergência média intraespécifica (≥ 2%) e três espécies

(15.78%) (≥ 10%). Essa família é reconhecida como sendo monofilética, com base em

caracteres morfológicos e moleculares [62, 63], sendo considerada grupo-irmão da

135

família Teiidae [62, 63], porém ainda existem questões sistemáticas controversas a

serem resolvidas em alguns dos táxons dessa família [64], como exemplo dentro do

complexo de espécie críptica Iphisa elegans elegans [56] que no presente estudo

apresentou divergência média intraespecífica de 11%, subdivida em oito linhagens

biológicas, o que reforça que potenciais novas espécies possam ser encontradas dentro

do complexo Iphisa elegans elegans. Assim como para Iphisa elegans elegans,

potenciais novas espécies poderiam ser encontradas dentro de Cercosaura ocellata

ocellata e Leposoma osvaldoi, que no presente estudo apresentaram divergências

médias intraespecíficas de 11% e 10%, subdividas em oito e cinco linhagens

respectivamente. A distância genética média interespecífica entre as duas espécies do

gênero Alopoglossus analisadas no presente estudo foi de 10% e entre Alopoglossus e

sua espécie irmã, Ptychoglossus brevifrontalis foi de 25%, valor maior do que o relatado

em outro trabalho com as mesmas espécies (22.8%) [65]

A família Dactyloidae composta nesse trabalho por 10 espécies todas

pertencentes ao genêro Anolis, genêro este considerado hiperdiverso [66], apresentou

80% das espécies (8 sp.) agrupadas em mais do que uma linhagem biológica, com 7

espécies (70%) apresentando divergência média intraespécifica (≥ 2%) e duas espécies

(20%) (>10%). Anolis planiceps foi a espécie que apresentou a maior divergência média

intraespecífica dentre todas as espécies analisadas no presente estudo (14%), estando

subdividida em cinco linhagens biológicas. Possivelmente, potenciais novas espécies

possam ser encontradas dentro de Anolis planiceps. Essa espécie já foi considerada

como subespécie dentro da espécie Anolis chrysolepis, sendo recentemente elevada ao

status de espécie com base em análises morfológicas e moleculares [30]. Para as

espécies Anolis fuscoauratus, A. punctatus e A. ortonii foram encontradas divergências

médias intraespecíficas de 0-9% (média = 5%), 0-8% (média = 6%) e 10%,

respectivamente. Os valores de distâncias genéticas intraespecífica para essas mesmas

espécies variaram de 3-4%, 4-9% e 6-8% em outro estudo com o gene CO1 [28].

Distâncias genéticas interespecíficas entre as espécies Anolis chrysolepis versus Anolis

tandai; Anolis chrysolepis versus Anolis planiceps e Anolis tandai versus Anolis

planiceps foram de 13%, 25% e 23% respectivamente, valores superiores ao encontrado

em outro estudo com as mesmas espécies que variaram de 5%, 19.5% e 16.5%

respectivamente [30]. A divergência interespecífica média entre todas as espécies do

genêro Anolis analisadas no presente estudo foi de 16%.

As famílias Sphaerodactylidae, Teiidae e Tropiduridae apresentaram

136

respectivamente três espécies agrupadas em mais do que uma linhagem biológica. Em

Sphaerodactylidae, 2 espécies (40%) apresentaram divergências médias intraespecíficas

(≥ 2%) com uma espécie (Pseudogonatodes guianensis) apresentando divergência

média intraespecífica igual a 11%, subdivididas em 4 linhagens. Uma das espécies dessa

família, Chatogekko amazonicus, um pequeno gekonídeo de folhiço amplamente

distribuído em toda a bacia amazônica, apresentou divergência intraespecífica de 0-20%

(média=12%), distribuídas em sete linhagens. Em outro trabalho com essa mesma

espécie, os autores encontraram divergência de 9.1-20.7%, distribuídas em cinco

linhagens, o que sugere a existência de espécies crípticas dentro de C. amazonicus [29],

fato reforçado no presente estudo.

Das 7 espécies de Teiidae analisadas no presente estudo, 4 espécies (57.14%)

apresentaram divergências médias intraespécificas (≥ 2%). A maior divergência foi

encontrada dentro da espécie Kentropyx altamazonica (5%). Morfologicamente,

Kentropyx é o gênero mais divergente dentro dos Teiinae, sendo considerado grupo

irmão dos gêneros Tupinambis e Crocodilurus [39]. As distâncias interespecíficas média

entre as três espécies de Kentropyx, entre Tupinambis versus Kentropyx e entre

Crocodilurus versus Kentropyx foram de 7%, 31% e 25% respectivamente.

Em Tropiduridae, 4 espécies (89%) apresentaram divergências médias

intraespécificas (≥ 2%). Uma das espécies dessa família, Plica plica apresentou

divergência intraespecífica média de 6%, distribuídas em quatro linhagens, o que

reforça que Plica plica é um complexo de espécies crípticas conforme recente revisão

taxonômica que resultou na descrição de quatro novas espécies anteriormente

denominadas Plica plica [68]. A divergência interespecífica média entre todas as

espécies do genêro Plica analisadas no presente estudo foi de 16%.

As famílias Gekkonidae, Iguanidae, Mabuyidae e Phyllodactylidae, apresentam

respectivamente uma espécie agrupada em mais de uma linhagem biológica. Em

Gekkonidae, a espécie Hemidactylus palaichthus apresentou divergência média

intraespecífica de 5%, subdividida em duas linhagens biológicas. Iguana iguana iguana,

a única espécie da família Iguanidae encontrada na América do Sul continental [69],

apresentou divergência média intraespecífica de 1%, distribuída em duas linhagens. Em

Mabuyidae, a espécie Copeoglossum nigropunctatum apresentou divergência média

intraespecífica de 10%, subdividida em nove linhagens biológicas, valor de divergência

intraespecífica similar ao encontrado em outro trabalho com a mesma espécie,

indicativo de que Copeoglossum nigropunctatum é um complexo de espécies crípticas

137

[38]. A divergência média interespecífica entre as espécies C. nigropunctatum e Varzea

bistriata foi de 16%, similar ao encontrado em outro estudo [38]. Para Thecadactylus

rapicauda, a única espécie da família Phyllodactylidae analisada no presente estudo, foi

encontrado uma divergência média intraespecífica de 7%, distribuída em quatro

linhagens. Em outro estudo, os autores encontraram alta divergência genética, variando

de 23.0 - 26.9% para essa espécie, o que levou os autores, em conjunto com outras

fontes de dados, a descrever a espécie Thecadactylus solimoensis [1].

Em alguns casos, foram detectadas divergências genéticas intraespecíficas (>

2%) em grupos de indivíduos amostrados dentro das mesmas localidades e altitudes e a

partir de margens opostas dos rios Purus, Jatapú, Tapajós, Negro, Trombetas e Japurá,

indicativo de que esses rios comportam-se como barreiras físicas para algumas das

espécies de lagartos analisadas no presente estudo. O rio Purus apresentou divergência

genética intraespecífica média de 8.56% para cinco espécies (Anolis tandai, Anolis

transversalis, Iphisa elegans elegans, Copeoglossum nigropunctatum e Plica umbra

ochrocollaris) amostrados em suas margens opostas; rio Jatapú para quatro espécies

(Kentropyx calcarata, Tupinambis teguixin, Copeoglossum nigropunctatum e Iphisa

elegans elegans) com divergência genética intraespecífica média de 4.8% e no rio

Tapajós para Plica umbra ochrocollaris e Copeoglossum nigropunctatum com

divergência genética intraespecífica média de 10.5%. Nos rios Negro, Trombetas e

Japurá foram encontradas divergências genéticas intraespecíficas médias em suas

margens opostas de 23%, 4% e 3%, respectivamente para Pseudogonatodes guianensis,

Anolis fuscoauratus e Plica umbra ochrocollaris. Divergências genéticas

intraespecíficas (> 2%) também foram encontradas em grupos de indivíduos amostrados

dentro das mesmas localidades na UHE Jari para Arthrosaura kockii com 8% de

divergência genética intraespecíficas média entre as duas trilhas; em duas diferentes

trilhas da Rebio Abufari e Igarapé do Jacinto, respectivamente para as espécies

Leposoma snethlageae (3%) e Chatogekko amazonicus (8%), ambas localidades

situadas nas margens esquerda e direita do rio Purus e em duas diferentes trilhas da

Flona Tapajós para as espécies Cercosaura ocellata ocellata (3%) e Copeoglossum

nigropunctatum (4%) e para a espécie Cercosaura ocellata ocellata (9%) na Resex

Tapajós-Arapiuns, ambas localidades situadas nas margens direita e esquerda do rio

Tapajós. Na Serra do Apiaú, divergência genética média intraespecífica de 12% foi

encontrado entre indivíduos de Plica plica coletados em altitudes de 200 e 800 m

respectivamente. Particularmente altas divergências entre margens opostas foram

138

observadas no complexo de espécies Iphisa elegans elegans nas margens opostas dos

rios Purus e Jatapú e para Copeoglossum nigropunctatum nas margens opostas dos rios

Purus, Jatapú e Tapajós. A observação de grupos divergentes isolados por esses rios não

é inteiramente surpreendente. Estudos com diversos grupos taxonômicos têm mostrado

que os rios da bacia Amazônica e seus afluentes funcionam como barreiras [70],


as margens opostas de um mesmo rio, levando consequentemente à diferenciação e

especiação das mesmas em primatas [71] e aves [72].

O presente estudo é o primeiro a examinar um grande número de espécies de

lagartos da Amazônia brasileira, cerca de 54% das espécies descritas até o momento

para esta região [25]. Os resultados confirmaram a eficácia do DNA barcode como uma

ferramenta que permite identificar espécies, discriminando 100% das espécies

analisadas no presente estudo, concordando com as análises morfológicas feitas

anteriormente. A ferramenta permitiu conhecer a distribuição da divergência genética

intra e interespecífica do grupo em foco e um indicativo de que o número de espécies de

lagartos pode ser maior do que o descrito até o momento e que a real diversidade do

grupo está sendo subestimada.

Encontrada alta divergência genética com oito espécies apresentando

divergência intraespecífica média ≥ 10%, sugestivas de espécies crípticas. Delimitação

de 62.96% (34 spp.) em mais do que uma entidade evolutiva distinta, indicativo de que

o número de espécies de lagartos amazônicos pode ser maior do que o descrito e que a

real diversidade do grupo está sendo subestimada. Nesse caso, fica evidente a

necessidade de investigações posteriores, com o uso da taxonomia integrativa (junção

de dados morfológicos, juntamente com dados de outros marcadores moleculares) para

confirmações desses taxa, contribuindo assim para a melhoria da estimativa da riqueza

das espécies do grupo. A subestimação e a alta divergência genética também foram

observadas em outros grupos da herpetofauna tais como anuros [73, 74].

Por fim, o presente estudo constitui uma contribuição importante para o Barcode

of Life Data Systems (BOLD) e DNA Barconding Amphibians & Reptiles (COLD

CODE) [75], fornecendo as sequências de DNA barcode para uso em identificação das

espécies de lagartos e permitindo-lhes estar disponível para uso em outras aplicações e

estudos posteriores com enfoque populacional, ecológico, filogenético e filogeográfico.

Agradecimentos: Nós agradecemos Julio do Vale pela ajuda com a logística em duas

139

áreas de coleta (Santa Isabel do rio Negro e Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto);

Sebastião Batista e os comunitários pela ajuda com a abertura das trilhas em seis pontos

de amostragem (Jatapú; Santa Isabel do rio Negro; Rebio Abufari/Igarapé do Jacinto;

Resex Tapajós-Arapiuns/Flona Tapajós; Rebio Trombetas/Flona Saracá-Taquera e

Japurá); Luciano Naka pelo apoio logístico nas coletas do baixo rio Branco e a Romério

Briglia pelo apoio logístico através da expedição Terra Incógnita; Patrik Ferreira Viana e

Maria Doris Escobar Lizazaro por ler a primeira versão desse manuscrito, Juan Miguel

Ruiz Ovalle com a ajuda com o desenho do mapa e Patrik Ferreira Viana pela ajuda com

a identificação de alguns dos exemplares. Um agradecimento especial vai para todos os



Universal Amazonas. D.P.O, S.M.S, V.T.C , R.R.R.Z. receberam bolsa de doutorado da

CAPES, FAPESP, Fapeam, CNPq e CAPES, respectivamente e T. H recebeu uma bolsa

de produtividade em pesquisa do CNPq durante a execução deste estudo.

Contribuições dos autores

Concebeu e desenhou os experimentos: D.P.O e T.H. Coletou os dados: D.P.O, E.O,

F.W, P.A, R.R.Z, S.M, T.H, V.T.C. Interpretação e análises dos dados: D.P.O e T.H.

Escreveu o manuscrito: D.P.O, F.W, P.A, R.R.Z, S.M, T. H, V.T.C.

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146

ANEXO A

Tabela 1. Espécimens de lagartos analisados no estudo. As informações incluem números das amostras depositadas no CTGA / UFAM, número

dos vouchers despositados no INPA-H e CBZ.

Família/Nome das espécies Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Dactyloidae






Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0002



Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0088

Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0120

Anolis chrysolepis rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0123 INPA-H 31848

Anolis chrysolepis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0843

Anolis chrysolepis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0866

Anolis chrysolepis ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas CTGA_L_0903

Anolis chrysolepis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5035

Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0001

Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0009 INPA-H 31854

Anolis fuscoauratus rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0078

147

Anolis fuscoauratus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0381 INPA-H 34748

Anolis fuscoauratus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0383

Anolis fuscoauratus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0663

Anolis fuscoauratus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0770 INPA-H 34842

Anolis fuscoauratus Flona Saracá-Taquera, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0894

Anolis fuscoauratus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5140 INPA-H 31733

Anolis fuscoauratus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5144

Anolis fuscoauratus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5243

Anolis ortonii Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0365 INPA-H 34755

Anolis ortonii Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5057

Anolis planiceps rio Jatapú CTGA_L_0010

Anolis planiceps rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0025 INPA-H 31856



Anolis planiceps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0172 INPA-H 34764





Anolis planiceps Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0568



Anolis planiceps Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5129



Anolis planiceps Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5198

148

Anolis punctatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1187

Anolis punctatus rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1188

Anolis punctatus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5034

Anolis tandai Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0305 INPA-H 34730

Anolis tandai Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0317 INPA-H 34729



Anolis tandai Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0552 INPA-H 34778

Anolis tandai Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0622

Anolis tandai Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0630

Anolis tandai Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0753

Anolis tandai PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem

esquerda do Igarapé do Jacinto, AM CTGA_L_5075 INPA-H 27400

Anolis tandai PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem

esquerda do Igarapé do Jacinto, AM CTGA_L_5100

Anolis tandai Autazes, AM CTGA_L_5275

Anolis trachyderma Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5184

Anolis trachyderma Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5190 INPA-H 26251



Anolis transversalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0276 INPA-H 34753

Anolis transversalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0340 INPA-H 34746



Anolis transversalis RDS Uacari, AM CTGA_L_5156 INPA-H 20477

Anolis sp. Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5258


149





Gekkonidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Hemidactylus palaichthus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5112 INPA-H 31766

Hemidactylus palaichthus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5133 INPA-H 31767

Hemidactylus palaichthus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5313

Hemidactylus palaichthus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5314

Hemidactylus palaichthus Estação Ecológica de Niquiá, RR CTGA_L_5372

Hemidactylus mabouia RDS Uacari, AM CTGA_L_5158 INPA-H 20451

Gymnophthalmidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Alopoglossus angulatus rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0058 CZPB 29-40

Alopoglossus angulatus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0299 INPA-H 34780

Alopoglossus angulatus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0388 INPA-H 34819

Alopoglossus angulatus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0434

Alopoglossus angulatus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0456 INPA-H 34770

Alopoglossus angulatus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1000

Alopoglossus atriventris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0274 INPA-H 34771

Alopoglossus atriventris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0294 INPA-H 34767

Alopoglossus atriventris Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0327




Alopoglossus atriventris rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1018


150



Alopoglossus atriventris RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5007

Alopoglossus atriventris RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5015

Alopoglossus atriventris PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem


Alopoglossus atriventris PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem


Alopoglossus atriventris RDS Uacari, AM CTGA_L_5154 INPA-H 20414

Arthrosaura kockii Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5045 INPA-H 32811

Arthrosaura kockii Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5048 INPA-H 30040


Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0014 INPA-H 34830


Arthrosaura reticulata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0116 INPA-H 34846

Arthrosaura reticulata rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0262

Arthrosaura reticulata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0316 INPA-H 34735

Arthrosaura reticulata Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0853 INPA-H 34843

Arthrosaura reticulata rio Japurá, margem esquerda CTGA_L_1101

Arthrosaura reticulata RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5017

Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5183 INPA-H 26246

Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5187 INPA-H 26245

Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5188

Arthrosaura reticulata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5189

Arthrosaura reticulata Autazes, AM CTGA_L_5282



151

Arthrosaura reticulata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5308

Arthrosaura reticulata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5309

Bachia flavescens rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0081 CZPB 25-35

Bachia flavescens Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5182 INPA-H 26236





Bachia panoplia rio Jatapú, margem direita, AM CTGA_L_0056 INPA-H 31847



Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0277 INPA-H 34761

Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0290 INPA-H 34760

Cercosaura argulus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0378

Cercosaura argulus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0720

Cercosaura argulus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5226


Cercosaura ocellata ocellata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0296 INPA-H 34732




Cercosaura ocellata ocellata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0536 INPA-H 34743

Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0587 INPA-H 34737

Cercosaura ocellata ocellata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0729

Cercosaura ocellata ocellata Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0736 INPA-H 34727


152

Cercosaura ocellata ocellata RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5006

Cercosaura ocellata ocellata PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem










Cercosaura ocellata ocellata Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5145

Cercosaura ocellata ocellata Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5237

Cercosaura ocellata ocellata Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5262








Cercosaura ocellata ocellata Autazes, AM CTGA_L_5274

Cercosaura ocellata ocellata Autazes, AM CTGA_L_5276

Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0026 INPA-H 34838

Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0054


Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0098 INPA-H 34807

153


Iphisa elegans elegans rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0145 CZPB 28-39

Iphisa elegans elegans Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0352 INPA-H 34779

Iphisa elegans elegans Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0375



Iphisa elegans elegans Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0730



Iphisa elegans elegans Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5039

Iphisa elegans elegans Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5056 INPA-H 28955

Iphisa elegans elegans PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem

esquerda do Igarapé do Jacinto, AM CTGA_L_5076 INPA-H_27327





Leposoma guianense rio Jatapú CTGA_L_0023









154


Leposoma guianense ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0926 INPA-H 34836

Leposoma guianense Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5038 INPA-H 30041


Leposoma guianense Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5052




Leposoma percarinatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0027



Leposoma cf. percarinatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0158




Leposoma cf. percarinatum rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0208

Leposoma cf. percarinatum rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0248

Leposoma percarinatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0478 INPA-H 31122

Leposoma percarinatum Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0492 INPA-H 31105

Leposoma percarinatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5149

Leposoma percarinatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5150

Leposoma percarinatum Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5185

Leposoma percarinatum Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5269

Leposoma percarinatum Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5296

Leposoma percarinatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5347

Leposoma percarinatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5350

155

Leposoma cf. osvaldoi rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0029




Leposoma osvaldoi Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0295 INPA-H 31124



Leposoma osvaldoi Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0631

Leposoma osvaldoi PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem












Leposoma osvaldoi Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5257

Leposoma osvaldoi Autazes, AM CTGA_L_5292



Leposoma snethlageae Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0425 INPA-H 31104



Leposoma snethlageae Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5302

156

Neusticurus bicarinatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0725

Neusticurus ecpleopus rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1142

Neusticurus ecpleopus rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1169

Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0097

Ptychoglossus brevifrontalis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0125 CZPB 26-36



Ptychoglossus brevifrontalis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0272 INPA-H 34726

Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0458 INPA-H 34728

Ptychoglossus brevifrontalis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0473 INPA-H 34759



Ptychoglossus brevifrontalis Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0565

Ptychoglossus brevifrontalis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0844

Ptychoglossus brevifrontalis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0861

Ptychoglossus brevifrontalis rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1190

Ptychoglossus brevifrontalis Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5191 INPA-H 26287

Ptychoglossus brevifrontalis Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5199 INPA-H 26259

Tretioscincus aff. oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0150 INPA-H 34785

Tretioscincus aff. oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0236

Tretioscincus aff. oriximinensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0237

Tretioscincus agilis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5050 INPA-H 32805

Tretioscincus agilis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5054

Hoplocercidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Enyalioides laticeps rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0238

Enyalioides laticeps rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0256 INPA-H 34808

157

Iguanidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Iguana iguana iguana Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0640

Iguana iguana iguana Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0641 INPA-H 34801

Iguana iguana iguana ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0768

Iguana iguana iguana ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0948

Iguana iguana iguana Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5055 INPA-H 2884

Iguana iguana iguana RDS Uacari, AM CTGA_L_5155 INPA-H 20499

Iguana iguana iguana RDS Uacari, AM CTGA_L_5165 INPA-H 20498

Iguana iguana iguana baixo rio Branco, RR CTGA_L_5245

Mabuyidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú CTGA_L_0015

Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0016 INPA-H 34805


Copeoglossum nigropunctatum rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0043 INPA-H 34840




Copeoglossum nigropunctatum rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0174 INPA-H 34809

Copeoglossum nigropunctatum Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0312 INPA-H 34775

Copeoglossum nigropunctatum Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0314 INPA-H 34769



Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0547 INPA-H 34818

Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0548 INPA-H 34817

Copeoglossum nigropunctatum Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0594 INPA-H 34832

158

Copeoglossum nigropunctatum Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0605


Copeoglossum nigropunctatum Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0700

Copeoglossum nigropunctatum Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0839




Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5023

Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5025 INPA-H 28889

Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5029 INPA-H 28890

Copeoglossum nigropunctatum Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5030 INPA-H 28887

Copeoglossum nigropunctatum PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem






Copeoglossum nigropunctatum Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5109




Copeoglossum nigropunctatum RDS Uacari, AM CTGA_L_5161 INPA-H 20419

Copeoglossum nigropunctatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5322

Copeoglossum nigropunctatum Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5225 INPA-H 26243

Copeoglossum nigropunctatum baixo rio Branco, RR CTGA_L_5325

Copeoglossum nigropunctatum Estação Ecológica de Niquiá, RR CTGA_L_5376

159

Varzea bistriata Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0280 INPA-H 34814

Varzea bistriata RDS Uacari, AM CTGA_L_5162 INPA-H 20416



Phyllodactylidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Thecadactylus rapicauda rio Jatapú CTGA_L_0094 CZPB 32-44

Thecadactylus rapicauda ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0979

Thecadactylus rapicauda Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5119 INPA-H 31658


Thecadactylus rapicauda Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5128


Thecadactylus rapicauda Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5268

Sphaerodactylidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Chatogekko amazonicus rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0035 CZPB 24-32

Chatogekko amazonicus rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0062

Chatogekko amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0278 INPA-H 34783



Chatogekko amazonicus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0500

Chatogekko amazonicus Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0571 INPA-H 34762

Chatogekko amazonicus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0584

Chatogekko amazonicus Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0633 INPA-H 34777

Chatogekko amazonicus Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0840

Chatogekko amazonicus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0888 INPA-H 34835

Chatogekko amazonicus ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0915

Chatogekko amazonicus RDS Piagaçu-Purus, AM CTGA_L_5008

160

Chatogekko amazonicus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5042 INPA-H 28892

Chatogekko amazonicus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5046 INPA-H 30063

Chatogekko amazonicus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5168

Chatogekko amazonicus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5175

Chatogekko amazonicus Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5259



Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5107

Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5108 INPA-H 31739

Coleodactylus septentrionalis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5113





Gonatodes hasemani PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem


Gonatodes hasemani PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem


Gonatodes humeralis rio Jatapú, margem esquerda, AM CTGA_L_0042 CZPB 30-41

Gonatodes humeralis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0176 INPA-H 34768

Gonatodes humeralis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0165

Gonatodes humeralis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0217

Gonatodes humeralis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0390 INPA-H 34747

Gonatodes humeralis Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0346 INPA-H 34787

Gonatodes humeralis Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0506

Gonatodes humeralis Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0713 INPA-H 34774

Gonatodes humeralis Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0897

161

Gonatodes humeralis ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0908

Gonatodes humeralis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5033 INPA-H 28958

Gonatodes humeralis Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5040 INPA-H 28963

Gonatodes humeralis Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5123



Gonatodes humeralis baixo rio Branco, RR CTGA_L_5244







Lepidoblepharis heyerorum rio Japurá, margem direita, AM CTGA_L_1195


Pseudogonatodes guianensis rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0032

Pseudogonatodes guianensis rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0157 INPA-H 34739







Pseudogonatodes guianensis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0235 INPA-H 34776



162

Pseudogonatodes guianensis rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0266


Pseudogonatodes guianensis rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1027


Teiidae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Ameiva ameiva rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0162 INPA-H 34794

Ameiva ameiva rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0212

Ameiva ameiva Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0303 INPA-H 34792

Ameiva ameiva Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0450

Ameiva ameiva Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0498

Ameiva ameiva PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem






Ameiva ameiva RDS Uacari, AM CTGA_L_5163 INPA-H 20505

Cnemidophorus l. lemniscatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0758

Cnemidophorus l. lemniscatus Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0759

Cnemidophorus l. lemniscatus Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5037

Crocodilurus amazonicus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0306 INPA-H 34804



Crocodilurus amazonicus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0495

Crocodilurus amazonicus PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem




163



Crocodilurus amazonicus rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_5250

Crocodilurus amazonicus rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_5252

Kentropyx altamazonica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0257 INPA-H 34813

Kentropyx altamazonica rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0260

Kentropyx altamazonica rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_0267



Kentropyx calcarata rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0050








Kentropyx calcarata Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0647 INPA-H 34831

Kentropyx calcarata Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5041 INPA-H 28908

Kentropyx calcarata baixo rio Branco, RR CTGA_L_5321

Kentropyx pelviceps rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0231 INPA-H 34752

Kentropyx pelviceps Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0320 INPA-H 34824

Kentropyx pelviceps Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0452

Kentropyx pelviceps Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0497

Kentropyx pelviceps rio Japurá, margem direita CTGA_L_1025

Kentropyx pelviceps rio Japurá, margem esquerda, AM CTGA_L_1104

Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0070 INPA-H 34800

164

Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0136 INPA-H 34796

Tupinambis teguixin rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0140 CZPB 34-46

Tupinambis teguixin Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0386

Tupinambis teguixin Flona Saracá-Taquera, margem direita do rio Trombetas, PA CTGA_L_0904

Tupinambis teguixin Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5136

Tupinambis teguixin Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5265

Tupinambis teguixin Autazes, AM CTGA_L_5273

Tropiduridae Localidade ID Número CTGA ID Número do Voucher

Plica plica rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0146 CZPB 35-47






Plica plica Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0363

Plica plica Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0431

Plica plica Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0660

Plica plica Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0675

Plica plica Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0643

Plica plica Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0666

Plica plica Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5024 INPA_H_28864

Plica plica Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5059 INPA-H 28864

Plica plica Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5110 INPA-H 31618

Plica plica Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5111

Plica plica Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5148 INPA-H 31620

Plica plica Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5215 INPA-H 26231

165

Plica plica Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5256

Plica plica Serra da Mocidade, RR CTGA_L_5374

Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0007 CZPB 31-43

Plica umbra umbra rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0008





Plica umbra umbra rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0128

Plica umbra umbra rio Jatapú, margem esquerda CTGA_L_0129

Plica umbra umbra Mineração Taboca, rio Pitinga, AM INPA_H_0060



Plica umbra umbra Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras INPA_H_0077 INPA_H_18520

Plica umbra umbra Parque Nacional do Viruá, RR INPA_H_0275 INPA_H_26296



Plica umbra umbra Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus, AM INPA_H_0335

Plica umbra umbra ReBio Trombetas, margem esquerda do rio Trombetas, PA CTGA_L_0771








166

Plica umbra umbra Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, PA CTGA_L_5047 INPA_H_30071

Plica umbra umbra Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, AP CTGA_L_5058 INPA_H_30073

Plica umbra umbra baixo rio Branco, RR CTGA_L_5337




Plica umbra ochrocollaris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0420

Plica umbra ochrocollaris Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0466

Plica umbra ochrocollaris Resex Tapajós-Arapiuns, margem esquerda do rio Tapajós, PA CTGA_L_0579

Plica umbra ochrocollaris Flona Tapajós, margem direita do rio Tapajós, PA CTGA_L_0712






Plica umbra ochrocollaris PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem








Plica umbra ochrocollaris Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5205 INPA-H 26227

Plica umbra ochrocollaris Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5264

Tropidurus hispidus Serra do Apiaú, RR CTGA_L_5131

Uranoscodon superciliosus rio Jatapú, margem direita CTGA_L_0069

167

Uranoscodon superciliosus rio Ayuanã, afluente da margem esquerda do rio Negro, AM CTGA_L_0259

Uranoscodon superciliosus rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro, AM CTGA_L_5249

Uranoscodon superciliosus Igarapé do Jacinto, margem direita do rio Purus, AM CTGA_L_0385

Uranoscodon superciliosus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0447

Uranoscodon superciliosus Rebio Abufari, margem esquerda do rio Purus, AM CTGA_L_0490




Uranoscodon superciliosus rio Japura, margem direita CTGA_L_1097

Uranoscodon superciliosus PARNA do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem






Uranoscodon superciliosus RDS Uacari, AM CTGA_L_5159

Uranoscodon superciliosus Floresta Nacional do Trairão, PA CTGA_L_5222 INPA-H 26226

Uranoscodon superciliosus baixo rio Branco, RR CTGA_L_5239




Uranoscodon superciliosus Nova Olinda do Norte, AM CTGA_L_5300

168

Tabela 2. Espécies de lagartos registradas nas 22 áreas de coleta. D, E e D-E, indicam margem direita, margem esquerda e margens direita-

esquerda, correspondentes às margens onde as espécies foram coletadas, respectivamente e X corresponde às localidades sem amostragem em

margens opostas dos rios.

Nome das espécies por família A1 A2 A3 A4 A5 A6 A7 A8 A9 A10 A11 A12 A13 A14 A15 A16 A17 A18 A19 A20 A21 A22

Dactyloidae

Anolis auratus Daudin, 1802

D

Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837

D, E D, E

E

Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837

D

X X

D, E D, E D

Anolis ortonii Cope, 1868

D

D

Anolis planiceps Troschel 1848

D

X

D, E

D, E X

Anolis punctatus Daudin, 1802

D, E

D

Anolis tandai Avila-Pires, 1995 X D, E

X

D, E

Anolis trachyderma Cope, 1876

D, E

X

X

Anolis transversalis Duméril, 1851

D, E

X

Anolissp

X

Gekkonidae

Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969

X

X

Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès,

1818) X

Gymnophthalmidae

Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758)

D, E

D

E

Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 X D, E

X

D, E

Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904)

E

Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881)

D

X

E E

X D D, E

X

Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789)

D

X

169

Bachia panoplia Thomas, 1965

D

Cercosaura argulus Peters, 1863

D

D X

Cercosaura ocellata ocellata Wagler, 1830 X D

X

X

X X

D, E X

Iphisa elegans elegans Gray, 1851 X D, E

D, E D D

D

Leposoma guianense Ruibal, 1952

E D, E

E

Leposoma parietale (Cope, 1885)

D

Leposoma percarinatum (Müller, 1923)

E

X

D, E

X X

X

D

Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 X D

X X D

D

Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995

E

X

Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758)

D

Neusticurus ecpleopus Cope, 1876

D, E

Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912

D, E

D, E

D D D X

Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916)

D

Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995

D

E

Hoplocercidae

Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855)

D, E

Iguanidae

Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758)

X

X

E E

Mabuyidae Mittleman, 1952

Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) X D, E

X D D

X

X X

D, E D, E D, E X D, E

Varzea bistriata (Spix, 1825)

D

X

Phyllodactylidae

Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782)

X

X

X E

Sphaerodactylidae

Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918)

D, E

X

X

D D, E D, E X D

Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini,

1980) X

170

Gonatodes hasemani Griffin, 1917 X D

Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855)

D, E

E D, E

X X

E D, E D

D

Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978

D, E

Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935)

E D, E

D

Teiidae

Ameiva ameiva(Linnaeus, 1758) X D, E

X

D, E

Cnemidophorus lemniscatus lemniscatus

(Linnaeus, 1758) D

E

Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 X D, E

D

Kentropyx altamazonica (Cope, 1876)

D, E

Kentropyx calcarata Spix, 1825

X

D, E

E

E

Kentropyx pelviceps Cope, 1868

D, E

D E

Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758)

D

X

X X D, E D

Tropiduridae

Plica plica (Linnaeus, 1758)

D, E

D X

X

X

E

D, E X D, E

Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758)

X

X X X X

D, E D, E

D, E

Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) X D, E X

D, E

X

D, E X

Tropidurus hispidus (Spix, 1825)

X

Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) X D, E

X D D, E

X

X

D

D X

Número de espécies 11 27 1 5 8 15 14 1 2 1 11 9 1 1 1 11 5 22 14 18 12 14

As áreas foram indicadas de A1 a A22. A1 corresponde ao Parque Nacional Nascente do Lago Jari, margem direita do rio Purus, margem

esquerda do Igarapé do Jacinto, Amazonas; A2 Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas, margem esquerda rio Purus e Igarapé

do Jacinto, margem direita do rio Purus, Amazonas, Amazonas; A3 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS Piagaçu-

Purus) rio Purus, Amazonas; A4 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Uacari (RDS Uacari) rio Juruá, Amazonas; A5 Japurá, Amazonas

(margens direita e esquerda do rio); A6 Santa Isabel do rio Negro, Amazonas (rio Darahá, afluente da margem direita do rio Negro e rio Ayuanã,

171

afluente da margem direita), Amazonas; A7 Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco, Roraima; A8 Estação

Ecológica de Niquiá, Roraima; A9 Parque Nacional do Viruá, margem esquerda do rio Branco, Roraima; A10 Serra do Apiaú, Roraima; A11

baixo rio Branco, Roraima; A12 Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, Amazonas; A13 Parque Estadual do rio

Negro, Setor Sul, rio Cuieiras, Amazonas; A14 Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus, Amazonas; A15 Nova Olinda do Norte, rio

Madeira, Amazonas; A16 Autazes, rio Madeira, Amazonas; A17 Município de Silves, rio Urubu, Amazonas; A18 rio Jatapú, Amazonas (São José

do Jabote, margem esquerda do rio Jatapú e São João do Lago da Velha, margem direita do rio), Amazonas;

A19 Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), margem direita do rio Trombetas e Reserva Biológica Trombetas (ReBio

Trombetas), Pará, margem esquerda do rio Trombetas, Pará; A20 Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), margem direita rio Tapajós e

Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns), margem esquerda rio Tapajós, Pará; A21 Floresta Nacional do Trairão (Flona

Trairão), Pará; A22 Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari (UHE Jari), rio Jari, margem direita (estado do Pará) e margem esquerda (estado

do Amapá).

172

Tabela 3. Nome e referências das seqüencias dos primers usados na amplificação e sequenciamento no presente estudo.














173

Tabela 4. Porcentagem média da distância intraespecífica (K2P) para todos os táxons de

lagartos representados por mais de um espécime.

Família Espécies

Número de

espécimens

analisados

% média da

distância

intraespecífica

Dactyloidae Anolis auratus Daudin, 1802 5 1%

Dactyloidae Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 10 2%

Dactyloidae Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 12 5%

Dactyloidae Anolis ortonii Cope, 1868 2 10%

Dactyloidae Anolis planiceps Troschel 1848 13 14%

Dactyloidae Anolis punctatus Daudin, 1802 4 6%

Dactyloidae Anolis tandai Avila-Pires, 1995 11 6%

Dactyloidae Anolis trachyderma Cope, 1876 4 0%

Dactyloidae Anolis transversalis Duméril, 1851 5 2%

Dactyloidae Anolis sp 12 0%

Gekkonidae Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969 5 5%

Gekkonidae Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès, 1818) 1 N/A

Gymnophthalmidae Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) 6 3%

Gymnophthalmidae Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 15 4%

Gymnophthalmidae Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904) 2 8%

Gymnophthalmidae Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) 19 7%

Gymnophthalmidae Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) 4 1%

Gymnophthalmidae Bachia panoplia Thomas, 1965 5 0%

Gymnophthalmidae Cercosaura argulus Peters, 1863 5 6%

Gymnophthalmidae Cercosaura ocellata ocellata Wagler, 1830 28 11%

Gymnophthalmidae Iphisa elegans elegans Gray, 1851 18 11%

Gymnophthalmidae Leposoma guianense Ruibal, 1952 16 6%

Gymnophthalmidae Leposoma parietale (Cope, 1885) 2 2%

Gymnophthalmidae Leposoma percarinatum (Müller, 1923) 19 3%

Gymnophthalmidae Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 18 10%

Gymnophthalmidae Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 4 3%

Gymnophthalmidae Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) 1 N/A

Gymnophthalmidae Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 2 0%

Gymnophthalmidae Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 15 9%

Gymnophthalmidae Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) 3 6%

Gymnophthalmidae Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 3 0%

Hoplocercidae Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) 2 1%

Iguanidae Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) 8 1%

Mabuyidae Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) 38 10%

Mabuyidae Varzea bistriata (Spix, 1825) 4 0%

Phyllodactylidae Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) 7 7%

Sphaerodactylidae Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) 21 12%

174

Sphaerodactylidae Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini, 1980) 6 0%

Sphaerodactylidae Gonatodes hasemani Griffin, 1917 5 0%

Sphaerodactylidae Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) 21 4%

Sphaerodactylidae Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 3 1%

Sphaerodactylidae Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) 15 11%

Teiidae Ameiva ameiva (Linnaeus, 1758) 10 1%

Teiidae Cnemidophorus l. lemniscatus (Linnaeus, 1758) 3 0%

Teiidae Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 9 2%

Teiidae Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) 3 5%

Teiidae Kentropyx calcarata Spix, 1825 13 3%

Teiidae Kentropyx pelviceps Cope, 1868 6 3%

Teiidae Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) 8 1%

Tropiduridae Plica plica (Linnaeus, 1758) 20 6%

Tropiduridae Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) 35 2%

Tropiduridae Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) 24 9%

Tropiduridae Tropidurus hispidus (Spix, 1825) 1 N/A

Tropiduridae Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) 21 8%

Tabela 5. Porcentagem média da distância interespecífica (K2P) entre os genêros de

lagartos amazônicos representados por mais que uma espécie

Família Genêros Número de genêros analisados % média da distância interespecífica

Dactyloidae Anolis 10 16%

Gekkonidae Hemidactylus 2 13%

Gymnophthalmidae Alopoglossus 2 10%

Gymnophthalmidae Arthrosaura 2 12%

Gymnophthalmidae Bachia 2 14%

Gymnophthalmidae Cercosaura 2 10%

Gymnophthalmidae Iphisa 1 N/A

Gymnophthalmidae Leposoma 5 17%

Gymnophthalmidae Neusticurus 2 12%

Gymnophthalmidae Ptychoglossus 1 N/A

Gymnophthalmidae Tretioscincus 2 15%

Hoplocercidae Enyalioides 1 N/A

Iguanidae Iguana 1 N/A

Mabuyidae Copeoglossum 1 N/A

Mabuyidae Varzea 1 N/A

Phyllodactylidae Thecadactylus 1 N/A

Sphaerodactylidae Chatogekko 1 N/A

Sphaerodactylidae Coleodactylus 1 N/A

Sphaerodactylidae Gonatodes 2 7%

Sphaerodactylidae Lepidoblepharis 1 N/A

175

Sphaerodactylidae Pseudogonatodes 1 N/A

Teiidae Ameiva 1 N/A

Teiidae Cnemidophorus 1 N/A

Teiidae Crocodilurus 1 N/A

Teiidae Kentropyx 3 7%

Teiidae Tupinambis 1 N/A

Tropiduridae Plica 3 14%

Tropiduridae Tropidurus 1 N/A

Tropiduridae Uranoscodon 1 N/A

Tabela 6. Número das linhagens biológicas encontradas para cada espécie de lagartos

amazônicos

Família Espécies Número de linhagens

Dactyloidae Anolis auratus Daudin, 1802 2

Dactyloidae Anolis chrysolepis Duméril e Bibron, 1837 3

Dactyloidae Anolis fuscoauratus D’Orbigny, 1837 6

Dactyloidae Anolis ortonii Cope, 1868 2

Dactyloidae Anolis planiceps Troschel 1848 5

Dactyloidae Anolis punctatus Daudin, 1802 2

Dactyloidae Anolis tandai Avila-Pires, 1995 4

Dactyloidae Anolis trachyderma Cope, 1876 1

Dactyloidae Anolis transversalis Duméril, 1851 3

Dactyloidae Anolis sp 1

TOTAL 10 29

Gekkonidae Hemidactylus palaichthus Kluge, 1969 2

Gekkonidae Hemidactylus mabouia (Moreau de Jonnès, 1818) 1

TOTAL 2 3

Gymnophthalmidae Alopoglossus angulatus (Linnaeus, 1758) 4

Gymnophthalmidae Alopoglossus atriventris Duellman, 1973 4

Gymnophthalmidae Arthrosaura kockii (Lidth de Jeude, 1904) 2

Gymnophthalmidae Arthrosaura reticulata (O' Shaughnessy, 1881) 8

Gymnophthalmidae Bachia flavescens (Bonnaterre, 1789) 2

Gymnophthalmidae Bachia panoplia Thomas, 1965 1

Gymnophthalmidae Cercosaura argulus Peters, 1863 4

Gymnophthalmidae Cercosaura ocellata ocellata Wagler, 1830 8

Gymnophthalmidae Iphisa elegans elegans Gray, 1851 8

Gymnophthalmidae Leposoma guianense Ruibal, 1952 7

Gymnophthalmidae Leposoma parietale (Cope, 1885) 1

Gymnophthalmidae Leposoma percarinatum (Müller, 1923) 3

Gymnophthalmidae Leposoma osvaldoi Ávila-Pires, 1995 5

Gymnophthalmidae Leposoma snethlageae Ávila-Pires, 1995 3

176

Gymnophthalmidae Neusticurus bicarinatus (Linnaeus, 1758) 1

Gymnophthalmidae Neusticurus ecpleopus Cope, 1876 1

Gymnophthalmidae Ptychoglossus brevifrontalis Boulenger, 1912 5

Gymnophthalmidae Tretioscincus agilis (Ruthven, 1916) 1

Gymnophthalmidae Tretioscincus oriximinensis Ávila-Pires, 1995 1

TOTAL 19 69

Hoplocercidae Enyalioides laticeps (Guichenot, 1855) * 1

TOTAL 1 1

Iguanidae Iguana iguana iguana (Linnaeus, 1758) 2

TOTAL 1 2

Mabuyidae Copeoglossum nigropunctatum (Spix, 1825) 9

Mabuyidae Varzea bistriata (Spix, 1825) 1

TOTAL 2 10

Phyllodactylidae Thecadactylus rapicauda (Houttuyn, 1782) 4

TOTAL 1 4

Sphaerodactylidae Chatogekko amazonicus (Anderson, 1918) 7

Sphaerodactylidae Coleodactylus septentrionalis (Vanzolini, 1980) 2

Sphaerodactylidae Gonatodes hasemani Griffin, 1917 1

Sphaerodactylidae Gonatodes humeralis (Guichenot, 1855) 1

Sphaerodactylidae Lepidoblepharis heyerorum Vanzolini, 1978 1

Sphaerodactylidae Pseudogonatodes guianensis (Parker, 1935) 4

TOTAL 6 16

Teiidae Ameiva ameiva(Linnaeus, 1758) 1

Teiidae Cnemidophorus l. lemniscatus (Linnaeus, 1758) 1

Teiidae Crocodilurus amazonicus Spix, 1825 3

Teiidae Kentropyx altamazonica (Cope, 1876) 1

Teiidae Kentropyx calcarata Spix, 1825 3

Teiidae Kentropyx pelviceps Cope, 1868 1

Teiidae Tupinambis teguixin (Linnaeus, 1758) 2

TOTAL 7 12

Tropiduridae Plica plica (Linnaeus, 1758) 4

Tropiduridae Plica umbra umbra (Linnaeus, 1758) 1

Tropiduridae Plica umbra ochrocollaris (Spix, 1825) 6

Tropiduridae Tropidurus hispidus (Spix, 1825) 1

Tropiduridae Uranoscodon superciliosus (Linnaeus, 1758) 4

TOTAL 5 16

177

Anexo B

Figura 1. Mapa das áreas de amostragem dos lagartos coletados no estudo

As áreas foram indicadas de A1 a A22. A1 corresponde ao Parque Nacional Nascente

do Lago Jari, margem direita do rio Purus e margem esquerda do Igarapé do Jacinto,

Amazonas; A2 corresponde a área Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque

Nacional Nascente do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio

Abufari), Amazonas, sendo que 2.1 corresponde à margem esquerda do rio Purus no

Igarapé do Jacinto e 2.2 corresponde a margem direita do rio Purus, Rebio Abufari; A3

Reserva de Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS Piagaçu-Purus), rio

Purus, Amazonas; A4 Reserva de Desenvolvimento Sustentável Uacari (RDS Uacari),

rio Juruá, Amazonas; A5 corresponde a área do rio Japurá, Amazonas, sendo A5.1, a

margem dirieta do rio e A5.2, a margem esquerda do rio, respectivamente; A6

corresponde a área de Santa Isabel do rio Negro, Amazonas, sendo A6.1 a área do rio

Darahá, afluente da margem direita do rio Negro e A6.2 a área do rio Ayuanã, afluente

da margem esquerda do rio Negro; A7 Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da

margem direita do rio Branco, Roraima; A8 Estação Ecológica de Niquiá, Roraima; A9

Parque Nacional do Viruá, margem esquerda do rio Branco, Roraima; A10 Serra do

178

Apiaú, Roraima; A11 baixo rio Branco, Roraima; A12 Mineração Taboca, rio Pitinga,

município de Presidente Figueiredo, Amazonas; A13 Parque Estadual do rio Negro,

Setor Sul, rio Cuieiras, Amazonas; A14 Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro,

Manaus, Amazonas; A15 Nova Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas; A16 Autazes,

rio Madeira, Amazonas; A17 Município de Silves, rio Urubu, Amazonas; A18

corresponde a área do rio Jatapú, Amazonas, sendo que A18.1 corresponde à

comunidade de São José do Jabote, margem esquerda do rio Jatapú e A18.2 comunidade

São João do Lago da Velha, margem direita do rio Jatapú; A19 corresponde à Reserva

Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional Saracá-Taquera (Flona

Saracá-Taquera), sendo que A19.1 corresponde à margem esquerda do rio Trombetas

(ReBio Trombetas) e A19.2 à margem direita do rio Trombetas (Flona Saracá-Taquera);

A20 são as áreas Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e

Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós), Pará, sendo que A20.1 corresponde à

margem esquerda do rio Tapajós (Resex Tapajós-Arapiuns) e A20.2 à margem direita

rio Tapajós (Flona Tapajós); A21 Floresta Nacional do Trairão (Flona Trairão), Pará;

A22 corresponde à Usina Hidroelétrica Santo Antônio do Jari (UHE Jari), rio Jari, sendo

A22.1 margem direita da UHE Jari, Amapá e A22.2 margem esquerda da UHE Jari,

Pará.

179

180

181

182

183

184

185

Figura 2. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1

mostrando os clados das espécies de lagartos analisadas no estudo.

186

CAPÍTULO V

Este manuscrito foi submetido à revista Journal of Zoological Systematics and

Evolutionary Research e segue as normas de formatação dessa revista.

Diversidade críptica em lagartos do gênero Plica: diversidade filogenética e

biogeografia da Amazônia

187

Diversidade críptica em lagartos do gênero Plica: diversidade filogenética e

biogeografia da Amazônia

Deyla Paula de Oliveira 1, Vinícius Tadeu de Carvalho

1, Marcelo Gordo

2 e Tomas

Hrbek 1*

1 Laboratório de Evolução e Genética Animal (LEGAL), Departamento de Biologia, Universidade Federal

do Amazonas (UFAM), Av. Rodrigo Octávio Jordão Ramos, 3000, 69077-000, Manaus-AM, Brazil;

2 Departamento de Biologia, ICB, Universidade Federal do Amazonas, Av. Gen. Rodrigo Octávio Jordão

Ramos, 3000, CEP 69077-000, Manaus, AM, Brazil

Autor correspondente: Tomas Hrbek (tomas@ evoamazon.net)

Autores contribuintes: Deyla Paula de Oliveira ([email protected]), Vinícius Tadeu de Carvalho

([email protected]), Marcelo Gordo ([email protected])

Resumo: Foi analisado a diversidade genética intra e interespecífica das espécies de

lagartos Plica plica (9 localidades) e de duas subespécies de Plica umbra (19

localidades) da Amazônia brasileira, utilizando dois genes mitocondriais (16S rRNA e

CO1) e um gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR). Foi gerado uma hipótese

filogenética de máxima verossimilhança e bayesiana das relações filogenéticas e usado

métodos de delimitação de linhagens para inferir o número mais provável de linhagens

dentro de cada espécie. Os métodos delimitaram cinco linhagens distintas em Plica

plica com pPTP e quatro com ABGD. Para Plica umbra, os métodos delimitaram seis

linhagens distintas com pPTP e ABGD. As subespécies nominais de Plica umbra são

compostas de uma linhagem em Plica umbra umbra e de cinco linhagens em Plica

umbra ochrocollaris. Na maioria dos casos, as linhagens estavam restritas ao interflúvio

dos grandes rios amazônicos, com diferentes linhagens ocupando diferentes áreas de

endemismo. As relações filogenéticas das linhagens são em grande parte concordantes

com a formação hipotética das áreas de endemismo da Amazônia brasileira. A

estruturação geográfica dos clados e a delimitação destes clados como linhagens

distintas sugere a possibilidade de que essas linhagens representam espécies candidatas.

Se a diversidade observada de linhagens dentro do gênero Plica é característica de

répteis Squamata da região amazônica, a diversidade de Squamata está sendo

imensamente subestimada.

mailto:[email protected]

mailto:[email protected]

188

Palavras-chave: Espécies candidatas, áreas de endemismo, delimitação de espécies.

Introdução

O gênero Plica Gray, 1831 é um dos membros típicos da família Tropiduridae

Bell in Darwin, 1843 endêmica da América do Sul (Murphy & Jowers 2013).

Atualmente oito espécies são reconhecidas: Plica caribeana Murphy & Jowers, 2013;

Plica kathleenae Murphy & Jowers, 2013; Plica medemi Murphy & Jowers, 2013; Plica

rayi Murphy & Jowers, 2013; Plica lumaria Donnelly & Myers, 1991; Plica pansticta

(Myers e Donnelly 2001); Plica plica (Linnaeus, 1758) e Plica umbra (Linnaeus, 1758).

O calango-da-árvore Plica plica é diurno, arborícola, insetívoro, encontrado

principalmente em troncos grandes (+ 50 cm DAP) e lisos dentro da floresta primária e

de terra firme (Ávila-Pires 1995). Embora os indivíduos talvez em algumas ocasiões

sejam encontrados em florestas secundárias e antropizadas, a espécie geralmente não é

associada a áreas pertubadas (Ávila-Pires 1995, Vitt et al. 2008). O comprimento rostro-

cloacal (CRC) em machos foi reportado em 177 mm, mas eles atingem a maturidade

sexual aos 83 mm (Vitt 1991). As fêmeas atingem CRC máximo de 151 milímetros, e

são sexualmente maduras aos 88 mm (Vitt 1991). A espécie é diagnosticável por um

corpo achatado dorso-ventralmente, presença de tufos espinhosos nos lados do pescoço,

uma crista dorsal distinta e uma cor verde malhado sobreposto por um padrão de

indistintas bandas transversais escuras (Ávila-Pires 1995, Vitt et al. 2008). Uma recente

revisão taxonômica de Plica plica, resultou na descrição de quatro novas espécies da

Colômbia, Venezuela, Guiana e Trinidad (Murphy & Jowers 2013). No mesmo estudo,

os autores apontam que espécies não descritas e ainda adicionadas dentro do complexo

Plica plica pode ocorrer no Peru, Equador e Brasil.

A espécie congênere e simpátrica, o calango-corredor Plica umbra são lagartos

diurnos, arborícolas e insetívoros. A espécie ocorre principalmente em troncos de

árvores de médio porte (20-40 cm DAP) de terra-firme, várzea, floresta primária,

floresta inundada (igapó), e na floresta secundária (Ávila-Pires 1995 ). Duas

subespécies são reconhecidas dentro de P. umbra (Etheridge 1970), sendo elas Plica

umbra umbra (Spix, 1825), amplamente distribuída em toda a bacia Amazônica, e Plica

umbra ochrocollaris, que é restrito a borda sul da bacia Amazônica (Ávila-Pires 1995).

As subespécies são diagnosticáveis por diferenças nas proporções do corpo, número de

escama vertebral, paravertebral e ventrais e coloração (Ávila-Pires, 1995). O CRC

189

máximo de Plica u. ochrocollaris é de 93 mm em machos e 90 mm em fêmeas,

respectivamente (Etheridge 1970), e de Plica u. umbra é de 100 mm em machos e 94

mm em fêmeas, respectivamente (Etheridge 1970). Não há dimorfismo evidente,

embora os machos tendem a ter uma cabeça maior do que as fêmeas (Ávila-Pires 1995).

Embora as espécies Plica sejam amplamente distribuídas na bacia amazônica,

não parece ser comum e não são facilmente coletadas em grandes números, e, portanto,

estudos ecológicos das espécies são escassos (Magnusson & Lima 1987, Vitt 1991, Vitt

et al. 1997).

Identificar o que conservar é um dos principais desafios da conservação da

biodiversidade nos trópicos (Oliver et al. 2009). Enquanto os esforços de conservação

geralmente girem em torno das espécies, outras unidades evolutivas são frequentemente

avaliados quanto às suas prioridades de conservação pela IUCN. A identificação destas

unidades geralmente ocorre através do uso de ferramentas moleculares, que são muitas

vezes aplicadas em situações em que a delimitação morfológica não é viável (Jackson et

al. 2014), se houver suspeita de taxa morfologicamente enigmático e que contenham

diversidade críptica (Paz & Crawford 2012), ou nos casos em que são desejados

inventários rápidos da biodiversidade (Smith et al. 2005, Valentini et al. 2009, Douglas

et al. 2010, Gamble et al. 2012).

Abordagens baseadas em linhagens filogenéticas para avaliar a diversidade,

aumentou em importância com o aumento da disponibilidade de filogenias e do grande

esforço de pesquisas em biodiversidade molecular, tais como a iniciativa do Código de

Barras da Vida. Concomitante, estudos independentes além dos estudos que fazem uso

do DNA barcode, têm apontado que existe uma lacuna evidente no conhecimento

taxonômico para muitos grupos neotropicais, como anuros (Fouquet et al 2007, 2014,

Gehara et al 2014), lagartos (Glor et al 2001, Geurgas & Rodrigues 2010, Gamble et al

2012), morcegos (Clare et al 2007, 2011) e aves (Fernandes et al 2013, 2014).

Apesar destes estudos recentes, o conhecimento da biodiversidade Neotropical,

especialmente da biodiversidade Amazônica continua a ser limitado. Adicionalmente,

muitos dos estudos não exploram se os padrões observados na biodiversidade são

concordantes com os atuais modelos de diferenciação da fauna da bacia Amazônica, por

exemplo, áreas de endemismo (Haffer 1974, Cracraft 1985, Silva et al. 2005, Borges &

Silva 2012, Ribas et al. 2012) e hipótese dos rios como barreiras (Wallace 1852, Gascon

et al., 2000).

190

Neste artigo tentou-se preencher essa lacuna, com a análise das espécies de

lagartos tropidurídeos Plica plica e Plica umbra de 21 localidades dentro da bacia

amazônica com dois genes mitocondriais (16S rRNA e CO1) e um gene nuclear

(receptor de prolactina - PRLR). Com os dados foi possível testar se: 1) hipóteses

filogenéticas são concordantes nos dois taxa, 2) as diferentes linhagens ocorrem em

diferentes áreas de endemismo, e 3) rios isolam linhagens mesmo dentro da mesma área

de endemismo.

Material e métodos

Amostragem de campo

As amostras foram obtidas por meio de três métodos complementares de coletas:



ocasionais (Sawaya et al., 2008). A procura visual diurna e noturna consistiu no

deslocamento a pé, em velocidade lenta, ao longo das trilhas que compunham cada

grade, à procura dos espécimes. As armadilhas de interceptação e queda com cerca guia

consistiu em um set de quatro recipientes de 100 L enterrados no solo (69 cm de

profundidade), instalados equidistantemente entre si e dispostos em forma de Y. Pitfalls

foram interligados por uma cerca guia de plástico com 80 centímetros de altura, que

permitia guiar os espécimes para dentro das armadilhas. Adicionalmente os espécimens

foram capturados durante buscas visuais diurnas direcionadas a outros grupos

taxonômicos.

No total, foram amostrados 20 indivíduos de Plica plica de nove localidades e

60 espécimes de duas subespécies de Plica umbra de 19 localidades (Tabela 1, Anexo

A). O tamanho amostral por localidade variou 1-8 amostras (Tabela 1, Anexo A). As 21

localidades no total estavam distribuídas em seis a cinco das nove áreas de endemismo

da Amazônia sensu (Borges & Silva 2012) (Fig. 1, Tabela 2, Anexo B). Cinco das

localidades amostradas no âmbito do programa CNPq-SISBIOTA foram pareadas,

sendo localizadas em margens opostas de alguns dos grandes rios amazônicos. Estes

rios separam áreas de endemismo (Localidade 19), ou são encontrados dentro de uma

mesma área de endemismo (localidades 3, 17 e 18) (Fig. 1, Tabela 2). A localidade 5

correspondente ao rio Japurá encontra-se entre as áreas de endemismo Napo e Imeri

191

sensu (Silva et al. 2005, Lynch Alfaro et al. 2015), mas conforme (Cracraft 1985,

Borges & Silva 2012; Ribas et al. 2012) ambas as margens do rio Japurá estão dentro da

área de endemismo Napo. Na localidade de amostragem 6 correspondente ao alto rio

Negro também foram amostradas duas margens opostas, no entanto, no presente estudo,

Plica plica e Plica umbra correspondem apenas a uma das margens dessa localidade.

Seguindo Borges & Silva (2012), essa localidade pode ser considerada como parte da

área biogeográfica Imeri. Fotografias de exemplares de Plica plica e Plica umbra de

alguma das localidades são mostradas nas Figuras 2 e 3.

Todas as amostras de tecidos foram depositados na Coleção de tecidos da

Universidade Federal do Amazonas, (CTGA/UFAM), administrada pelo Laboratório de

Evolução e Genética Animal (LEGAL) (CGEN, resolução No 75 de 26/08/04) e na

Coleção de Recursos Genéticos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia

(INPA). Vouchers estão depositados na Coleção de Anfíbios e Répteis do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA-H) e na Coleção de Zoologia Paulo

Bürhnheim da UFAM (CZPB/UFAM), Manaus, Amazonas, Brasil. A tabela 1 (Anexo

1) resume as informações de localidades, amostras de tecido e números de vouchers.

Figura 1. Amostragem de Plica plica e Plica umbra ao longo da bacia Amazônica. As

192

localidades são apresentados como pontos de referência de 1 a 21. As áreas foram

indicadas de A1 a A21. A1 Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda,

afluente do rio Purus; A2 corresponde ao Parque Nacional Nascente do Lago Jari,

margem direita do rio Purus e margem esquerda do Igarapé do Jacinto, Amazonas; A3

corresponde a área Igarapé do Jacinto, nas proximidades do Parque Nacional Nascente

do Lago Jari (Parna Jari) e Reserva Biológica do Abufari (Rebio Abufari), Amazonas,

sendo que A3.1 corresponde à margem esquerda do rio Purus no Igarapé do Jacinto e

A3.2 corresponde a margem direita do rio Purus, Rebio Abufari; A4 Reserva de

Desenvolvimento Sustentável Piagaçu-Purus (RDS Piagaçu-Purus), rio Purus,

Amazonas; A4 rodovia BR319; A5 corresponde a área do rio Japurá, Amazonas, sendo

A5.1, a margem dirieta do rio e A5.2, a margem esquerda do rio, respectivamente; A6

corresponde a área de Santa Isabel do rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita

do rio Negro, Amazonas; A7 Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem

direita do rio Branco, Roraima; A8 Parque Nacional do Viruá, margem esquerda do rio

Branco, Roraima; A9 Serra do Apiaú, Roraima; A10 baixo rio Branco; A11 Mineração

Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, Amazonas; Roraima; A12

Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras, Amazonas; A13 Ponte do rio

Negro, Manaus, Amazonas; A14 Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, Manaus,

Amazonas; A15 Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas; A16 Município de Silves, rio

Urubu, Amazonas; A17 corresponde a área do rio Jatapú, Amazonas, sendo que A17.1

corresponde à comunidade de São José do Jabote, margem esquerda do rio Jatapú e

A17.2 comunidade São João do Lago da Velha, margem direita do rio Jatapú; A18

corresponde à Reserva Biológica Trombetas (ReBio Trombetas) e Floresta Nacional

Saracá-Taquera (Flona Saracá-Taquera), sendo que A18.1 corresponde à margem

esquerda do rio Trombetas (ReBio Trombetas) e A18.2 à margem direita do rio

Trombetas (Flona Saracá-Taquera); A19 são as áreas Reserva Extrativista Tapajós-

Arapiuns (Resex Tapajós-Arapiuns) e Floresta Nacional do Tapajós (Flona Tapajós),

Pará, sendo que A19.1 corresponde à margem esquerda do rio Tapajós (Resex Tapajós-

Arapiuns) e A19.2 à margem direita rio Tapajós (Flona Tapajós); A20 Floresta Nacional

do Trairão (Flona Trairão), Pará; A21 corresponde à Usina Hidroelétrica Santo Antônio

do Jari (UHE Jari), rio Jari, sendo A21.1 margem direita da UHE Jari, Amapá e A12.2

margem esquerda da UHE Jari, Pará.

Métodos laboratoriais

193

Extração do DNA e sequenciamento

O DNA genômico foi extraído das amostras de tecido muscular e fígado

preservadas em álcool 95% por meio do protocolo fenol-clorofórmio (Sambrook et al.,

2001). Posteriormente, os DNAs foram avaliados pela qualidade e suas concentrações

quantificadas em Espectrofotômetro NanoDrop 2000 (Thermo Scientific, Uniscience,

Brasil).

A reação em cadeia da polimerase (PCR) (Innis et al. 1990) foi utilizada para

amplificar os genes mitocondriais COI (Ivanova et al. 2007) e 16S rRNA (Palumbi et al.

1991) e o gene nuclear (receptor de prolactina - PRLR) (Townsend et al. 2008) (Tabela

3, Anexo C). Após a purificação dos produtos, os fragmentos de PCR foram

sequenciados usando o protocolo padrão do ciclo de sequenciamento de PCR e o

produto resultante foi injetado num sequenciador automático ABI 3130XL. Os

protocolos da PCR e do ciclo de sequenciamento detalhados, bem como os iniciadores

podem ser encontrados no suplemento 1.

Alinhamento e análise da diversidade intra e interespecífica

Os eletroferogramas foram importadas para o programa Geneious 6.1.8 (Kearse

et al. 2012) e as seqüências consenso foram geradas. Cada sequência consenso foi

posteriormente editada, traduzida in silico, quando apropriada, e, subsequentemente, um

alinhamento das sequências de consenso foi gerado.

Foi usado as inferências filogenéticas de máxima verossimilhança (Felsenstein

1981) e bayesiana (Rannala & Yang 1996, Mau et al. 1999) implementado nos

programas PHYML (Guindon & Gascuel 2003) e MrBayes 3.2.1 (Ronquist &

Huelsenbeck 2003), respectivamente. O modelo mais provável da evolução molecular

foi inferida usando o software jModelTest (Posada 2008). Em ambas as análises foi

implementado o modelo de evolução GTR + I + Γ (Rodríguez et al. 1990).

Topologias de máxima verossimilhança foram pesquisados usando uma

combinação dos algoritmos NNI e SPR (Guindon & Gascuel 2003) e a robustez da

inferência filogenética foi avaliada por meio de 1000 réplicas de bootstrap. A análise da

inferência bayesiana consistiu em uma busca heurística do espaço da árvore. Para

melhorar a precisão da reconstrução filogenética (Brandley et al. 2005, Castoe et al.

2004, Nylander et al. 2004), os dados foram repartidos a priori por posição do códon e

194

os fragmentos dos gene analisados, com cada partição assumido uma evolução de forma

independente. Cada corrida foi repetida duas vezes, com 10 milhões de gerações cada e

as amostras das árvores e do comprimento do ramo a cada 1000 gerações. Convergência

entre as corridas foi acessado usando o software AWTY (Nylander et al. 2008). Antes de

calcular as probabilidades posteriores dos clados, foi descartado 10% das primeiras

corridas como burn-in e uma árvore consenso mais robusta foi gerada em

TreeAnnotator 1.6.2 (incluído no pacote BEAST).

Para delimitação das linhagem, foram usadas duas abordagens: the Automatic

Barcode Gap Discovery Method (ABGD) (Puillandre et al. 2012a) e o modelo Poisson

Tree Processes (bPTP) (Zhang et al. 2013). Os dois métodos foram usados para verificar

a consistência na delimitação das linhagens sensu (Carstens et al. 2013).

O algoritmo ABGD detecta automaticamente as diferenças significativas entre a

divergência intra e interespecífica (ou seja, o Barcoding Gap) e define o limite da

distância genética entre as divergências intra e interespecíficas baseados no padrão par-

a-par da distância genética (Puillandre et al. 2012b). O alinhamento foi submetido a

uma interface da web (http: // www.abi. snv. jussieu.fr / public / abgd/ abgdweb. html)

para a análise. O limiar para a diversidade intraespecífica (p-distância) foi definido em

um mínimo de 0.001 e máximo de 0.1. O valor padrão do Barcoding Gap foi X = 1.0 e

tanto o modelo de evolução molecular JC69 (Jukes e Cantor 1969) e K2P (Kimura

1981) foram utilizados.

O método bPTP (Zhang et al. 2013) infere o número mais provável das

linhagens no qual pertence uma espécie dada uma hipótese filogenética. Esta conclusão

baseia-se na observação de que as relações intraespecíficas são marcadas por um

número significativamente menor de substituições do que as relações interespecíficas.

Similar ao método GMYC (Fujisawa & Barraclough 2013), bPTP requer uma árvore

filogenética totalmente resolvida como entrada, mas ao contrário do método GMYC,

não requer uma árvore ultramétrica. A análise bPTP foi realizada utilizando o script

Python (https://github.com/zhangjiajie/PTP) com a filogenia PHYML usada como

entrada.

Resultados

As sequências dos dois genes mitocondriais (CO1 e 16S rRNA) e o gene nuclear

(PRLR) foram obtidos a partir de 20 espécimes de Plica plica coletadas em nove

195

localidades e 60 espécimes de duas subespécies de Plica umbra procedentes de 19

localidades da bacia Amazônica. O tamanho amostral variou de 1 a 8 espécimes por

localidade (Tabela 1, Anexo A). O alinhamento final consistiu de 486 pares de bases

para 16S rRNA, 569 pares de bases para o gene COI e 435 pares de bases para o gene

PRLR.

As análises filogenéticas de todos os três genes resultou em topologias idênticas.

Os dois táxons são monofiléticos, mas difere em níveis de divergência intraespecífica.

Em Plica Plica foi observado divergência média abrangendo a raiz de 13%, 8% e 2%

nos genes COI, 16S rRNA e PRLR, respectivamente. Em Plica umbra, foi observado

divergência média abrangendo a raiz de 20%, 13% e 3% em COI, 16S rRNA e PRLR,

respectivamente. Divergências interespecíficas variaram de 24%, 15% e 4% nos genes

COI, 16S rRNA e PRLR, respectivamente.

Em muitos casos, também foi observado monofília recíproca e divergências de

grupos de indivíduos amostrados a partir de lados opostos dos rios. Foi observada

monofília recíproca e divergência entre margens opostas de rios que separam regiões

biogeográficas como o rio Tapajós separando a região biogeográfica Rondônia e

Tapajós (Área 19.1 e 19.2, Fig. 1) para Plica umbra, com 12% de divergência

intraespecífica para o gene CO1, bem como entre margens opostas de rios dentro da

mesma região biogeográfica, como o rio Purus, que flui no interior da região

biogeográfica Inambari (Área 2, Fig. 1) para Plica umbra, com 16% de divergência

intraespecífica para o gene CO1 e dentro de uma mesma região biogeográfica, a Guiana

(Área de 9.1 e 9.2, Fig. 1), mas em altitudes diferentes para Plica plica, com 5% de

divergência intraespecífica para o gene CO1.

O padrão filogenético observado entre as linhagens dentro de cada clado foram

em grande parte concordantes. Divergência principal foi encontrado entre o clado

ocupando o Escudo Cristalino das Guianas e um clado ocupando o Escudo Brasileiro e

Bacia sedimentar da Amazônia Ocidental. Dentro de cada clado localidades

geograficamente próximas, separadas por grandes rios foram identificadas linhagens

irmãs como reciprocamente monofiléticas.

Dentro do clado Plica plica, espécimes de localidades situadas no Escudo

Cristalino das Guianas formaram um grupo parafilético (Fig. 4). A principal diferença

além da falta de monofília das linhagens de Plica plica no Escudo das Guianas foi a

profunda divergênica vs. divergências rasas entre linhagens de Plica umbra e Plica

196

plica, respectivamente. As relações filogenéticas entre os clados foram bem suportadas

pela alta probabilidade posterior e valores de bootstrap (Fig. 4).

Os métodos ABGD e bPTP não foram concordantes apenas para Plica plica. Os

métodos delimitaram cinco linhagens distintas em Plica plica com bPTP e quatro com

ABGD. Para Plica umbra, os métodos delimitaram seis linhagens distintas com pPTP e

ABGD. A subespécie Plica umbra umbra foi composta por uma linhagem e Plica

umbra ochrocollaris por cinco linhagens.

As linhagens estavam restritas a apenas uma área biogeográfica com exceção de

duas linhagem em Plica plica e duas em Plica umbra ochrocollaris. Uma dessas

linhagens de Plica plica era composta por indivíduos de três localidades (Darahá, Serra

da Mocidade e Serra do Apiaú), localizadas dentro da região biogeográfica Guiana ou

conforme o autor em áreas indefinidas ou Imeri (Fig. 1, Tabela 2). A outra linhagem era

composta por indivíduos de localidades ao sul do rio Amazonas (Igarapé do Jacinto /

Rebio Abufari) dentro da região biogeográfica Inambari, localidades do rio Tapajós

(Flona Tapajós / Resex Tapajós - Arapiuns) dentro da região biogeográfica Tapajós e /

ou Pará e do rio Madeira, na região biogeográfica Rondônia (Fig. 1, Tabela 2). A

linhagem de Plica umbra ochrocollaris era composta por indivíduos do rio Purus (Parna

Jari) dentro da região biogeográfica Inambari e rio Tapajós (Flona Tapajós) dentro da

região biogeográfica Tapajós e / ou Pará (Fig. 1, Tabela 2 ). A outra linhagem de Plica

umbra ochrocollaris era composta por indivíduos das localidades dentro de Inambari

(Nova Olinda do Norte) e Tapajós e / ou Pará (Flona Trairão), respectivamente (Fig. 1,

Tabela 2).

Discussão

A região amazônica abriga uma rica assembléia de lagartos (Ávila-Pires et al.

2007), no entanto, pouco se sabe sobre a verdadeira diversidade deste grupo ou mesmo

sua ecologia básica. A descoberta e a descrição de espécies tem acelerado nos últimos

anos, em grande parte devido ao aumento no financiamento em investigação, que, por

sua vez, permitiu aos pesquisadores rever o material existente em coleções, bem como

material de novas amostras. Estudos moleculares são, no entanto, ainda escassos. Os

poucos estudos que usaram métodos moleculares para investigar a diversidade

filogenética em lagartos (por exemplo Glor et al. 2001, Bergmann & Russell 2007,

Geurgas & Rodrigues 2010, D'Angiolella et al. 2011, Gamble et al. 2012) têm

197

demonstrado que a taxonomia atual subestima à diversidade real. Todos os estudos

encontraram múltiplas linhagens, espécies candidatas, dentro das espécies estudadas, o

que, em vários casos, levaram à descrição de novas espécies (por exemplo Bergmann &

Russell 2007) ou mudanças de status taxonômico (por exemplo D'Angiolella et al.

2011). Embora não abordado neste estudo, é também evidente que as linhagens

observados e descobertas estão geograficamente estruturadas, e a distribuição das

linhagens Amazônica parece corresponder em grande parte às áreas propostas de

endemismo da Amazônia (Cracraft 1985, Borges & Silva 2012). Com base nesses

poucos estudos, assim parece que a nossa compreensão da diversidade de lagarto é

limitada, e muito da nova diversidade aguarda ser descoberta e identificada.

Assim, talvez não seja surpreendente, o encontro de quatro e cinco linhagens

dentro de Plica plica e seis linhagens dentro das duas subespécies de Plica umbra.

Identificação de linhagens evolutivas independentes foi realizada com bPTP e ABGD.

O método bPTP é um modelo do processo evolutivo de especiação, diferenciando

estatisticamente entre o padrão intra e interespecífico de ramificação. Este método leva

em conta o processo com o qual as linhagens evolutivas originaram e identifica as

linhagens evolutivas compatíveis com o processo de coalescencia. O método ABGD

tenta identificar um limiar da divergência comum que separa a divergência intra da

divergência interespecífica. Estes métodos se baseiam, portanto, em uma ruptura no

padrão do número de táxons identificados utilizando diferentes limiares como uma

transição de distâncias associadas com a divergência intra da interespecífica. GMYC e

assim como o bPTP tem uma tendência a sobre-estimar o número de linhagens, ou seja,

identificar linhagens intraespecíficas em espécies estruturadas como linhagens distintas,

ao mesmo tempo, dependendo da heterogeneidade das divergências intra e

interespecíficas, o uso do ABGD pode ser muito subjetivo se um limiar único para o

conjunto de dados não exista. Em situações em que existe relativamente pouca

estruturação populacional intraespecífica, e não há muito heterogeneidade na

divergência intra e interespecífica, os dois métodos devem identificar as mesmas

linhagens evolutivas (Paz & Crawford 2012;. Puillandre et al 2012b, Kekkonen &

Hebert 2014 ).

No caso do presente estudo, os métodos bPTP e ABGD não foram concordantes

apenas para Plica plica, identificando quatro linhagens com ABGD e cinco com pPTP.

Dentro de Plica umbra, seis linhagens foram encontradas. A confiança na existência

dessas linhagens foi reforçada pela observação de que indivíduos de localidades

198

distintas, mas dentro da mesma região biogeográfica foram identificadas como

pertencentes à mesma linhagem (ver discussão mais adiante), enquanto a p- divergência

não corrigida entre as linhagens foi de pelo menos 4% e 2% para os fragmentos de COI

e 16S rRNA, respectivamente.

No momento não existe nenhuma divergência mínima que seja considerada

como indicativo de divergências em nível de espécies em Squamata. Isto se deve

provavelmente, aos poucos estudos publicados (< 10 na Web of Science), porém estes

estudos tendem a descrever altas divergências nos taxa (20% +). Por outro lado,

Murphy & Jowers (2013) observaram, pelo menos, 4% de divergência entre espécies

candidatas dentro do complexo de espécies Plica plica. Neste caso, pode-se ter

confiança na existência dessas linhagens (Carstens et al. 2013).

Plica plica e Plica umbra não são o únicos grupos de lagartos amazônicos para

os quais foram observados mais do que uma linhagem evolutiva dentro entidades

taxonômicas. Até à data apenas alguns estudos de diversidade filogenética e / ou DNA

barcode com lagartos amazônicos foram realizadas (por exemplo, Glor et al. 2001,

Bergmann & Russell 2007, Geurgas & Rodrigues 2010, D'Angiolella et al. 2011,.

Gamble et al. 2012), com indícios de altos níveis de taxonomia críptica ou extrema

divergências profundas intraespecíficas.

Diversidade filogenética avaliada em lagartos Anoles da bacia Amazônica tem

revelado de 3-4%, 4-9% e 6-8%, respectivamente, nas espécies A. fuscoauratus D

Orbigny, 1837, A. punctatus Daudin, 1802 e A. ortonii Cope, 1868 entre as diferentes

localidades de amostragem e a divergência variou de 13 - 22% entre localidades para A.

nitens (Glor et al. 2001). A divergência entre Anolis punctatus e Anolis ortonii

corresponde a 6-7 milhões de anos de evolução intraespecífica, enquanto que para A.

fuscoauratus a divergência correspondeu a pelo menos 3 milhões de anos de evolução

intraespecífica. Evolução intraespecífica de Anolis nitens foi estimada em pelo menos

15 milhões de anos. Na sequência deste estudo, várias das subespécies de A. nitens

foram validados como táxons (D'Angiolella et al. 2011).

Mais recentemente, Gamble et al. (2011), analisou a diversidade filogenética de

Chatogekko amazonicus (Andersson 1918), um pequeno gekkonídeo de folhiço

amplamente distribuído em toda a bacia amazônica. Os autores observaram três

linhagens divergentes dentro de C. amazonicus, resultados consistentes com Geurgas &

Rodrigues (2010), que observou 9.1 - 20.7% de divergência entre cinco clados, e

sugeriu a existência de várias espécies crípticas dentro de C. amazonicus. Bergmann &

199

Russell (2007) também observaram divergências de 23.0-26.9% no lagarto neotropical

Thecadactylus rapicauda Houttuyn 1782 levando os autores, em conjunto com outras

fontes de dados, a descrever Thecadactylus solimoensis no sudoeste da bacia

amazônica.

Esses altos níveis de diversidade filogenética não se restringem à bacia

amazônica. Como exemplo, pelo menos 10 linhagens (4.7-15.6% de divergência) e

espécies candidatas foram identificados em Phyllopezus pollicaris (Spix 1825), uma

espécie de lagarto que habita a Caatinga Neotropical, Cerrado e biomas do Chaco

(Gamble et al. 2012).

Da mesma forma que na região neotropical, poucos estudos têm sido realizados

na região paleotropical. No entanto, esses estudos também sugerem diversidade

filogenética elevada. Por exemplo, um estudo abrangendo répteis de Madagáscar por

Nagy et al. (2012) sugerem a existência de 41 - 48 espécies candidatas dentro das 250

espécies analisadas, compreendendo 16-19% das espécies analisadas.

Embora o nosso, assim como esses estudos com foco em lagartos neotropicais

utilizando conjuntos de dados em grande parte não sobrepostos, todos os estudos

analisaram genes mitocondriais, e, assim, as divergências observadas são

aproximadamente comparáveis. Todos os estudos indicaram profunda divergência

filogenética, provavelmente correspondendo a divergência entre as espécies

taxonomicamente enigmáticas cujas origens filogenéticas são antigas, e, provavelmente,

precede ao Pleistoceno.

Os dados do mtDNA combinados com o gene nuclear PRLR gerou uma hipótese

filogenética final para Plica plica e Plica umbra. Essa hipótese filogenética manteve o

mesmo padrão e ordem de ramificação em ambas as espécies, mas apresentou maior

apoio para os clados inferidos. A contar pela diferença na amostragem, o padrão

topológico das relações filogenéticas entre as linhagens também foram concordantes

entre as duas espécies, com a seguinte exceção. A divergência basal em Plica umbra

correspondeu à separação das linhagens que ocorrem no Escudo Cristalino das Guianas,

por um lado, e no Escudo Brasileiro e da bacia sedimentar na Amazônia Central e

Ocidental, por outro lado. Linhagens do Escudo Brasileiro e bacia sedimentar na

Amazônia Central e Ocidental formaram grupos irmãos reciprocamente monofiléticos.

Esta divisão basal também corresponde à divergência de Plica u. umbra no Escudo das

Guianas e Plica u. ochrocollaris no Escudo Brasileiro e bacia sedimentar na Amazônia

Central e Ocidental. Em Plica plica, os grupos irmãos reciprocamente monofiléticos

200

que compreendem o Escudo Brasileiro e linhagens da Amazônia Central e Ocidental da

Amazônia foram filogeneticamente agrupados dentro do grupo do Escudo das Guianas.

Dentro destas três áreas geográficas mencionadas, as linhagens estavam restritas

a apenas uma área biogeográfica, mas algumas linhagens estavam separadas por mais

que uma área biogeográfica, isoladas por rios. Dos cinco rios com amostragem em

margens opostas, o rio Tapajós foi o local que apresentou linhagem divergente para

Plica u. ochrocollaris, separando duas áreas de endemismo, Rondônia e Tapajós e / ou

Pará (Cracraft 1985, Silva et al. 2005, Ribas et al. 2012, Borges & Silva 2012, Lynch

Alfaro et al. 2015). As diferenças entre as áreas de endemismo que separam o rio

Tapajós foram altas para Plica umbra, no entanto, a divergência dentro da mesma área

de endemismo, na região biogeográfica Inambari, no rio Purus, foi maior.

Quando Plica umbra de outras localidades do interior do interflúvio dos rios

Purus / Madeira foram incluídos, a divergência entre as amostras de ambos os lados do

rio Purus tornou-se ainda mais acentuada, e também tornou claro que o interflúvio

Purus / Madeira é heterogêneo em relação à composição das linhagens que ocorrem

dentro deste interflúvio. Dentro deste interflúvio existem linhagens que agruparam

juntamente com espécimes da região biogeográfica Rondônia, em vez de, com

exemplares da região biogeográfica Inambari.

A observação de linhagens isoladas por esses rios não é inteiramente

surpreendente, embora as forças causais não sejam claras. No entanto, uma possível

explicação é a conformação dos rios Purus e Madeira no Plioceno. Até o início do

Pleistoceno, a saída da bacia boliviana se dava através do rio Purus, enquanto o rio

Madeira a montante da sua confluência com o rio Aripuanã não existia (Wesselingh et

al. 2010). O rio Purus delimitava a região biogeográfica Inambari e Rondônia em suas

margens esquerda e direita, respectivamente, enquanto o Aripuanã em seu baixo curso,

atualmente a parte inferior do rio Madeira, era apenas um dos menores rios dentro da

região biogeográfica Rondônia. No seu curso inferior, o rio Aripuanã também era muito

dinâmico, uma região caracterizado por uma série de mega-leques ativos (Wilkinson et

al. 2010) no início do Pleistoceno. Este dinamismo promoveu a movimentação de

blocos de paisagem de um lado do rio para o outro, efetivamente eliminando qualquer

potencial efeito do rio como barreira. Curiosamente em um estudo com lagartos do

gênero Leposoma por Souza et al. (2013), não foi abservada diferenças morfológicas

entre Leposoma osvaldoi Ávila-Pires 1995 amostradas em margens opostas do rio

Madeira, no entanto, foram observadas diferenças entre os espécimes amostrados em

201

margens opostas do alto rio Aripuanã.

Não foram encontradas divergências significativas entre margens opostas do rio

Jatapú para Plica umbra, mas o rio Jatapú separa clados da margem leste e oeste. Esta

observação diz respeito tanto aos espécimes de localidades amostrais duplas bem como

quando incluídas outras localidades da região biogeográfica Guiana. O rio Jatapú não é

um rio com grandes dimensões, sendo o principal afluente da margem esquerda do rio

Uatumã, porém Oliveira et al. (2014) observaram que o rio Jatapú delimita a

distribuição das espécies de Leposoma.

O rio Branco, que drena as savanas de Roraima e, o gráben Tucutu, e assim

divide o Escudo Cristalino das Guiana em seções orientais e ocidentais também tem

sido sugerido delimitar grupos distintos de aves (Naka et al. 2012) e primatas

(Bonvicino et al. 2003) em suas margens ocidentais e orientais, embora um estudo

multitáxon com primatas não confirma essa hipótese (Boubli et al. 2014). Nosso estudo

também não suporta uma divisão biogeográfica no rio Branco para Plica da região

biogeográfica Guiana.

O padrão de ramificações na filogenia com base na análise dos dados

combinados é amplamente compatível com o relacionamento e com a sequência de

formação das regiões biogeográficas propostas por Hall & Harvey (2002) e atualizada

por Ribas et al. (2012). Aqui primeiramente foi observado uma divergência norte-sul

das áreas separadas pelo rio Amazonas. Posteriormente a essa divergência basal, foi

observada divergências leste-oeste entre as linhagens ocorrendo no Escudo Cristalino

das Guianas e Escudo Brasileiro e Bacia sedimentar da Amazônia Central e Ocidental.

Tais padrões, contrastam com a estrutura da fauna de lagarto da bacia amazônica

proposto por Ávila-Pires (1995) e Ron (2000). Ambos os autores propõem uma divisão

principal leste-oeste. No estudo de Ávila-Pires (1995) esta divisão se manifesta com a

substituição de espécies ou como distribuições restritas tanto a oriental do Escudo

Cristalino das Guinas ou na bacia Sedimentar Ocidental, enquanto que o estudo de Ron

(2000) é baseado em uma análise cladística de parcimônia de endemismo. No entanto,

também não é totalmente congruente nem com o estudo de Hall & Harvey (2002) nem

com o estudo de Ribas et al. (2012). Enquanto observamos um ancestral comum entre

as populações das regiões biogeográficas Inambari, Napo e Imeri (províncias da região

da bacia sedimentar da Amazônia Central e Ocidental), este grupo é irmão de um clado

ocupando o Escudo Brasileiro (regiões biogeográficas Rondônia, Tapajós, Xingu e

Belém), enquanto o estudo de Hall & Harvey (2002) propõe que as regiões

202

biogeográficas Inambari, Napo e Imeri seja irmã da província biogeográfica Guiana.

Ribas et al. (2012), por outro lado, sugere que a região biogeográfica Inambari seja irmã

das regiões que ocupam o Escudo Brasileiro, enquanto que as regiões biogeográficas

Napo e Negro (áreas equivalentes a Napo e Imeri em estudos anteriores) agrupam

juntamente com a região biogeográfica Guiana.

Em conclusão, está claro que as duas entidades taxonômicas Plica plica e Plica

umbra compreendem mais do que uma entidade evolutiva distinta estruturada através da

paisagem amazônica. É pouco provável que isso seja algo exclusivo para o gênero

Plica, já que múltiplas linhagens evolutivas foram observadas em outros táxons de

lagartos Neotropical investigados até o momento por Glor et al. (2001) e Geurgas &

Rodrigues (2010). Este fenômeno também foi observado em outros grupos da

herpetofauna tais como anuros (Fouquet et al. 2007).

Agradecimentos: Nós agradecemos Patrik F. Viana pelas amostras de Plica umbra do

Parque Estadual do Rio Negro, Amazonas, e pela leitura da primeira versão preliminar

do manuscrito; Priscila Azarak pelas amostras Plica plica do Parque Nacional Serra da

Mocidade, Roraima e Sergio M. Souza pelas amostras Plica plica e Plica umbra da

Serra do Apiaú, Roraima; Nova Olinda do Norte, Amazonas e Floresta Nacional do

Trairão, Pará e pelas comentários nas várias versões deste manuscrito, Jack Sites pelos

comentários da primeira versão preliminar do manuscrito e e Juan Miguel Ruiz Ovalle

pela ajuda com o desenho do mapa. Um agradecimento especial vai para todos os



Universal Amazonas. A permissão para a coleta das amostras concedida pelo

ICMBio/SISBIO. DPO e VTC foram apoiados pelas bolsas de doutorado da CAPES e

FAPEAM respectivamente, e TH por uma bolsa de produtividade em pesquisa do CNPq

durante a execução deste estudo.

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210

SUPLEMENTO 1

As reações de PCR para os genes mitocondriais e nuclear foram realizadas em

um termociclador Veriti™ Thermal Cycler (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA)

em um volume final de reação de 15 μL, contendo 5.3 μL de água ultrapura, 1.2 µL de

50 mM MgCl2 (Fermentas), 1.2 µL de 10 mM dNTPs (Fermentas), 1.5 µL de tampão

10X (100 mM Tris-HCl, pH 8,5, 500 mM KCl) (Fermentas), 1.5 µL de 5c de BSA; 1.5

μl de cada primer (2μM), 0.3 µL de 1 U da enzima Taq DNA polimerase (Fermentas) e

1.0 µL de DNA (50 ng/µL). Os ciclos de amplificação para os genes mitocondriais e

nucleares foram realizados como segue: desnaturação inicial de 68 °C por 1 minuto,

seguido de 35 ciclos de desnaturação a 93 °C por 30 segundos, anelamento a 50 °C por

35 segundos e extensão a 68 °C por 90 segundos. Uma extensão final foi realizada a 68

°C por 7 minutos. Para os genes nucleares, foi desenhado iniciadores internos (Tabela

2), sendo assim, foram realizadas dois ciclos de PCRs para esse marcador

As amplificações foram checadas via eletroforese em gel de agarose a 1%

corado com GelRed™ (Biotium, Inc.). Os produtos da PCR amplificados foram

purificados com uma solução de Exonuclease I e Fosfatase alcalina de camarão

(ExoSap-IT®) (USB Corporation) (Hanke e Wink, 1994). Os produtos purificados

foram marcados em uma reação com BigDye Terminator v 3.1 Cycle Sequencing Ready

Reaction kit (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) usando 4.4 μL de água

ultrapura; 1.3 μL de tampão de sequenciamento 5X; 0.3 μL de BigDye Terminator v 3.1;

2.0 μL do produto de PCR purificado (20 - 50 ng/μL); 2.0 μL dos primers forward. Para

o marcador CO1, foram sequenciadas as fitas foward e reverse, usando os primers

M13F (-21) (2 μM) e M13R (-27) (2 μM) (Messing, 1983). As condições de

termociclagem da reação de sequência seguiram os passos de Platt et al. (2007). Os

produtos marcados foram purificados por precipitação com EDTA/acetato de

sódio/etanol e então sequenciados em um sequenciador automático ABI PRISM® 3130

xl (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA).

211

ANEXO A

Tabela 1. Amostras de Plica plica e Plica umbra analisadas neste estudo. A informação incluem a localização, números das linhagens em cada

espécie, número das amostras depositadas no CTGA / UFAM e vouchers.

Espécies Localidades Linhagens CTGA Vouchers

Plica plica Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, comunidade São José do Jabote

1

CTGA_L_0146

Plica plica Brasil: AP: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem esquerda, município Larajal do Jari CTGA_L_5024 INPA_H_28864

Plica plica Brasil: PA: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem direita, município de Almerin CTGA_L_5059 INPA_H_32811

Plica plica Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 200 m 2

CTGA_L_5110 INPA-H 31618

Plica plica Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 200 m CTGA_L_5111

Plica plica Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 800 m

3

CTGA_L_5148 INPA-H 31620

Plica plica Brasil: RR: Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco CTGA_L_5374

Plica plica Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0219





Plica plica Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda

4

CTGA_L_0660

Plica plica Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda CTGA_L_0675

Plica plica Brasil: AM: Nova Olinda do Norte, rio Madeira CTGA_L_5256

Plica plica Brasil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, Tapajós River, margem direita CTGA_L_0643

Plica plica Brasil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, Tapajós River, margem direita CTGA_L_0666

Plica plica Brasil: AM: Igarapé Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0363

Plica plica Brasil: AM: Reserva Biológica de Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu CTGA_L_0431

212

TOTAL 9 20

Espécies Localidades ID Number CTGA

Plica umbra umbra Brasil: AP: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem esquerda, município Larajal do Jari

1

CTGA_L_5047 INPA_H_30071

Plica umbra umbra Brazil: PA: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, Jari River, right bank, Almerin municipality CTGA_L_5058 INPA_H_30073

Plica umbra umbra Brazil: RR: baixo rio Branco, rio Branco, margem esquerda CTGA_L_5337

Plica umbra umbra Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo INPA_H_0321


Plica umbra umbra Brasil: RR: Parque Nacional do Viruá, rio Branco, margem esquerda, município de Caracaraí INPA_H_0642 INPA_H_26301



Plica umbra umbra Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus INPA_H_0218 INPA_H_30391

Plica umbra umbra Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus INPA_H_0325 INPA_H_18693

Plica umbra umbra Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus INPA_H_0335

Plica umbra umbra Brasil: AM: Parque Estadual do Rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras INPA_H_0077 INPA_H_18520

Plica umbra umbra Brasil: AM: Parque Estadual do Rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras INPA_H_0116 INPA_H_18521

Plica umbra umbra Brazil: AM: Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, Novo Airão municipality CTGA_L_5377

Plica umbra umbra Brazil: AM: Mineração Taboca, Pitinga River, Presidente Figueiredo municipality INPA_H_0060



Plica umbra umbra Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_5251

Plica umbra umbra Brasil: AM: Ponte Negro River, rio Negro, município de Manaus INPA_H_0131 INPA_H_19809

Plica umbra umbra Brasil: AM: Município de Silves, rio Urubu, afluente do rio Amazonas INPA_H_0078 INPA_H_20084

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha CTGA_L_0065





213


Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, Comunidade São José do Jabote CTGA_L_0128

Plica umbra umbra Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, Comunidade São José do Jabote CTGA_L_0129

Plica umbra umbra Brazil: PA: Floresta Nacional Saracá-Taquera, rio Trombetas River, margem direita CTGA_L_0779


Plica umbra umbra Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda CTGA_L_0781






Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Purus

2

CTGA_L_5070 INPA-H_27292

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus CTGA_L_0368

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio

Purus CTGA_L_5079 INPA-H_27293



Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Reserva Biológica de Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu CTGA_L_0420


Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus INPA_H_0384 INPA_H_34401

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus INPA_H_0388 INPA_H_33178

Plica umbra ochrocollaris Brazil: AM: Rodovia BR 319 INPA_H_0548

Plica umbra ochrocollaris Brasil: PA: Floresta Nacional do Trairão, município de Itaituba 3

CTGA_L_5205

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Nova Olinda do Norte, rio Madeira CTGA_L_5264


Purus

4

CTGA_L_5069 INPA-H_27291

Plica umbra ochrocollaris Brazil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, rio Tapajós, margem direita CTGA_L_0712


Purus CTGA_L_5086 INPA-H_27294

214

Plica umbra ochrocollaris Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda 5 CTGA_L_0579

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira 6 CTGA_L_1105

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira

7

CTGA_L_1012

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem esquerda CTGA_L_1039

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem esquerda CTGA_L_1057

Plica umbra ochrocollaris Brasil: AM: Japurá River, margem direira CTGA_L_1013




TOTAL 19 60

215

ANEXO B

Tabela 2. Localização das áreas de endemismo da Amazônia mostradas na Figura 1.

Localização

Região de

Endemismo

sensu

Cracraft

1985

Região de

Endemismo

sensu Silva

et al. 2005

Região de

Endemismo

sensu Borges e

Silva 2012

Região de

Endemismo

sensu Ribas

et al. 2012

Região de

Endemismo

sensu Lynch-

Alfaro et al.

2015

Localidade

1 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Floresta Estadual Canutama, rio Paisse, margem esquerda, afluente do rio Purus

2 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, margem direita do igarapé do Jacinto, afluente da margem esquerda rio Purus

3.1 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Igarapé do Jacinto, margem direita, afluente da margem direita do rio Purus

3.2 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brasil: AM: Reserva Biológica de Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu

4 Inambari Inambari Inambari Inambari Inambari Brazil: AM: Rodovia BR 319

5.1 Napo Imeri Napo Napo Imeri Brasil: AM: Japurá River, margem esquerda

5.2 Napo Napo Napo Napo Napo Brasil: AM: Japurá River, margem direira

6 undefined Guiana Imeri Guiana Guiana Brasil: AM: Município de Santa Isabel do Rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do rio Purus

7 undefined Guiana undefined Guiana Guiana Brasil: RR: Parque Nacional Serra da Mocidade, afluente da margem direita do rio Branco

8 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: RR: Parque Nacional do Viruá, rio Branco, margem esquerda, município de Caracaraí

9.1 undefined Guiana undefined Guiana Guiana Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 200 m

9.2 undefined Guiana undefined Guiana Guiana Brazil: RR: Serra do Apiaú, município de Iracema, 800 m

10 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: RR: baixo rio Branco, rio Branco, margem esquerda

11 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo

12.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil, AM: Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, rio Cuieiras

12.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil, AM: Parque Estadual do rio Negro, Setor Sul, município de Novo Airão

13 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil, AM: Ponte Rio Negro, município de Manaus , rio Negro

14 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: Refinaria Isaac Sabbá (Reman), rio Negro, município de Manaus

216

15 Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Brazil, AM: Nova Olinda do Norte, rio Madeira, Amazonas

16 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: Município de Silves, rio Urubu, afluente do rio Amazonas

17.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: rio Jatapú, margem esquerda, Comunidade São José do Jabote

17.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AM: rio Jatapú, margem direita, comunidade São João do Lago da Velha

18.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil: PA: Reserva Biológica Trombetas, rio Trombetas, margem esquerda

18.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brazil: PA: Floresta Nacional Saracá-Taquera, rio Trombetas River, margem direita

19.1 Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Rondônia Brasil: PA: Reserva Extrativista Tapajós-Arapiuns, rio Tapajós, margem esquerda

19.2 Pará Tapajós Tapajós Tapajós Pará Brasil: PA: Floresta Nacional do Tapajós, Tapajós River, margem direita

20 Pará Tapajós Tapajós Tapajós Pará Brasil: PA: Floresta Nacional do Trairão, município de Itaituba

21.1 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: AP: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem esquerda, município Larajal do Jari

21.2 Guiana Guiana Guiana Guiana Guiana Brasil: PA: Usina Hidrelétrica Santo Antônio do Jari, rio Jari, margem direita, município de Almerin

217

ANEXO C

Tabela 3. Nome, sequências e referências dos primers mitocondriais e nuclear utilizados na amplificação e sequenciamento do presente estudo.














16S rRNA 16SA CGCCTGTTTATCAAAAACAT

Palumbi et al., 1991 16SB CCGGTCTGAACTCAGATCACGT

PRLR PRLR_f1 GACARYGARGACCAGCAACTRATGCC

Townsend et al., 2008 PRLR_r3 GACYTTGTGRACTTCYACRTAATCCAT

PRLR (primers internos) PRLR_f1

Presente estudo PRLR_r3

218

Figura 2. Fotografias de lagartos Plica plica de três localidades da Amazônia brasileira.

A) Município de Santa Isabel do rio Negro, rio Darahá, afluente da margem direita do

rio Purus, estado do Amazonas, Brasil; B) 2) Usina Hidrelétrica Jari, rio Jari, município

de Laranjal do Jari, margem esquerda, estado do Amapá, Brasil; C) Reserva Biológica

do Abufari, rio Purus, margem esquerda, comunidade Turiaçu, município de Tapauá,

estado do Amazonas.

219

Figura 3. Fotografias de lagartos Plica umbra de várias localidades da Amazônia brasileira. A) Parque Nacional Nascentes do Lago Jari, Igarapé

do Jacinto, município de Tapauá, estado do Amazonas; B) Floresta Estadual Canutama, rio Paissé, município de Canutama, estado do Amazonas;

220

C) Mineração Taboca, rio Pitinga, município de Presidente Figueiredo, estado do Amazonas; D) Parque Estadual Rio Negro Setor Sul, rio

Cuieiras, município de Manaus, estado do Amazonas; E) UHE Usina Hidrelétrica Jari, rio Jari, município de Laranjal do Jari, estado do Amapá;

F) Parque Nacional do Viruá, município de Caracaraí, estado de Roraima; G) Margem direita do rio Japurá, município de Japurá, estado do

Amazonas; H) Comunidade Bela Vista, margem esquerda do rio Japurá, município de Japurá, estado do Amazonas; I) Comunidade Turiaçu,

margem esquerda do rio Purus, município de Tapauá, estado do Amazonas.

221

Figura 4. Árvore de máxima verossimilhança a partir das sequências de CO1

mostrando os clados das espécies de Plica analisadas no estudo.

222

CONCLUSÃO GERAL

Foram inventariadas seis áreas da Amazônia brasileira localizadas no Escudo

Cristalino das Guianas, Escudo do Brasileiro e Bacia Sedimentar, nos estados do

Amazonas e Pará, com o intuito de entender a distribuição e composição das espécies de

lagartos ocorrentes nessas áreas. A riqueza das espécies foi avaliada por meio da curva

de rarefação de Mau Tao e por estimadores de riquezas não-paramétricos. Os resultados

demostraram uma aproximação à riqueza das espécies de lagartos esperadas para as seis

áreas inventariadas. Os inventários contribuiram para preencher uma lacuna no

conhecimento da biodiversidade do grupo, fornecendo informações sobre a distribuição

e a composição das espécies de lagartos encontradas nessas áreas. Para entender os

fatores reponsáveis pela estruturação dessas seis comunidades, foram utilizados dados

do gene citocromo oxidase c subunidade I (CO1) ou DNA barcode. Os resultados

permitiram compreender os fatores estruturantes nessas comunidades. Considerando

ainda a utilidade do DNA barcode como uma ferramenta eficaz e rápida para acelerar a

identificação, descrição e descoberta de espécies, o gene foi utilizado para sequenciar

524 espécimens de lagartos Amazônicos, representando 10 famílias, 29 gêneros e 54

espécies nominais de lagartos de 22 localidades da Amazônia brasileira. A alta

divergência intraespecífica e a delimitação em mais que uma linhagem biológica, sugere

a possibilidade da existência de espécies crípticas e possivelmente espécies candidatas.

Nesse caso, sugere-se investigações posteriores, com o uso da taxonomia integrativa

com outros marcadores moleculares e análises morfológicas para confirmações desses

taxa. Para dois taxa, as espécies Plica plica e Plica umbra, dados do DNA barcode,

juntamento com outro gene mitocondrial (16S rRNA) e um gene nuclear (receptor de

prolactina - PRLR) foram utilizados com o finalidade de inferir as relações filogenéticas

dessas duas espécies. As linhagens encontradas para as duas espécies são em grande

parte concordantes com a formação hipotética das áreas de endemismo propostas para a

Amazônia brasileira. A estruturação geográfica dos clados e a delimitação destes clados

como linhagens distintas sugere a possibilidade de que essas linhagens representem

espécies candidatas.

223

ANEXO 1

224

225

226

227

228

229

230

Documents

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