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LAÉRCIO WANDERLEY DOS SANTOS
PROPAGAÇÃO E PRODUÇÃO DE MUDAS DE MULUNGU,
Erythrina velutina WILLD. (FABACEAE) E JUCÁ, Caesalpinia
ferrea MART. EX TUL. (CAESALPINIACEAE) EM MOSSORÓ-RN
Tese apresentada à
Universidade Federal Rural do
Semiárido, como parte das
exigências para obtenção do
título de Doutor em Agronomia:
Fitotecnia
ORIENTADORA:
Profª Titular Maria de Fátima Barbosa Coelho
Mossoró - RN
2011
“...agora sim! Chegamos ao
sancto - dos – sanctos das três
águas. A suínã grossa, com
poucos espinhos, marca o meio
da clareira. Muito mel, muita bojuí,
jataí, urucu, e toda raça de
abelhas e vespas, esvoaçando;
formigas marinhando tronco
acima. A sombra é farta. E há os
ramos, que trepam por outros
ramos. E as flores rubras, em
cachos extremos-vermelhíssimas
ofuscantes, queimando os olhos,
escaldantes de vermelhas...”
ROSA, JOÃO GUIMARÃES,
Sagarana . Rio de Janeiro. Nova
Fronteira, 2001. 280 p.
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus e ao Divino Pai Eterno por tudo que tenho
recebido, pela força, serenidade e coragem concedidas na realização
deste trabalho.
Agradecimento especial à minha esposa Ciraide Rodrigues de
Sousa Santos e meus filhos Tayná Maria de Sousa Santos e Laércio
Wanderley dos Santos Júnior pelo apoio, compreensão e torcida para
que eu pudesse chegar a este momento.
A professora DS. Maria de Fátima Barbosa Coelho pela
orientação, confiança, dedicação, amizade e ensinamentos na
execução do trabalho e na minha vida profissional.
Agradeço também a Universidade Federal Rural do Semiárido
(UFERSA), a CAPES e a Universidade Federal de Mato Grosso
(UFMT) pela oportunidade de fazer esse curso de pós-graduação;
Aos professores Rodrigo Aleixo Brito de Azevedo e Jefferson
Luís Dallabrona Dombroski pelo apoio e orientações e aos colegas
pela amizade.
BIOGRAFIA
LAÉRCIO WANDERLEY DOS SANTOS, filho de Álvaro de Almeida
Wanderley e Maria Luíza dos Santos Wanderley, nasceu em 21 de
maio de 1955 no Rio de Janeiro-RJ. Graduou-se em Agronomia pela
Universidade Federal de Mato Grosso em 1980. Especialista em
Fundamentação Metodológica do Ensino Superior pela UFMT em
1983 (Cuiabá-MT) e, em Biologia Geral pela Faculdade Auxilium de
Lins em 1988 (Lins-SP). Cursou Mestrado em Agricultura Tropical no
período de 2004 a 2006 na Universidade Federal de Mato Grosso. É
professor Adjunto IV pela UFMT/CUA desde 1981. Ingressou no
Doutorado em Fitotecnia pela UFERSA - Universidade Federal Rural
do Semiárido em março de 2009.
SUMÁRIO
CAPÍTULO I – INTRODUÇÃO GERAL E REVISÃO DE LITERATURA DE
MULUNGU, Erythrina velutina Willdenow. (FABACEAE) E JUCÁ,
Caesalpinia ferrea MART. EX TUL. (CAESALPINIACEAE) .......................
Pg. 17
1INTRODUÇÃO GERAL ................................................................................ 18
2 REVISÃO DE LITERATURA. ...................................................................... 19
2.1 MULUNGU (E. velutina)............................................................................ 19
2.1.1 Ocorrência............................................................................................... 19
2.1.2 Descrição botânica.................................................................................. 21
2.1.3 Propriedades fitoterápicas....................................................................... 22
2.1.4 Ornamentação......................................................................................... 23
2.1.5 Outras utilidades...................................................................................... 23
2.1.6 Fenologia.................................................................................................. 23
2.1.7 Obtenção de sementes............................................................................ 24
2.1.8 Armazenamento....................................................................................... 24
2.1.9 Reprodução.............................................................................................. 24
2.2 JUCÁ (C. ferrea)......................................................................................... 25
2.2.1 Ocorrência................................................................................................. 25
2.2.2 Descrição botânica.................................................................................... 25
2.2.3 Propriedades fitoterápicas......................................................................... 28
2.2.4 Outras utilidades........................................................................................ 29
2.2.4.1Madereira.................................................................................................. 29
2.2.4.2 Ornamental............................................................................................. 30
2.2.4.3 Industrial................................................................................................. 30
2.2.4.4 Forrageira............................................................................................... 30
2.2.5 Ecologia..................................................................................................... 30
2.2.6 Fenologia................................................................................................... 30
2.2.7 Reprodução............................................................................................... 31
2.3 GERMINAÇÃO E DORMÊNCIA DE SEMENTES ...................................... 31
2.4 PROPAGAÇÃO POR ESTAQUIA .............................................................. 33
2.5 REFERÊNCIAS........................................................................................... 45
CAPÍTULO II – ÉPOCAS DE COLETA E SUPERAÇÃO DA DORMÊNCIA DE
SEMENTES DE MULUNGU E JUCÁ ................................................................
52
RESUMO............................................................................................................ 53
ABSTRACT ........................................................................................................ 54
1 INTRODUÇÃO................................................................................................ 55
2 ÉPOCA DE COLETA E SUPERAÇÃO DE DORMÊNCIA DE SEMEN TES DE
E. velutina.........................................................................................................
56
2.1 MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................. 56
2.1.1 Local........................................................................................................... 56
2.1.2 Clima.......................................................................................................... 57
2.1.3 Teste de emergência................................................................................. 57
2.1.4 Delineamento estatístico........................................................................... 58
2.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................. 58
3 ÉPOCA DE COLETA E SUPERAÇÃO DE DORMÊNCIA DE SEMENTES DE
C. ferrea.............................................................................................................
62
3.1 MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................ 62
3.1.1 Local.......................................................................................................... 62
3.1.2 Teste de emergência................................................................................. 62
3.1.3 Delineamento estatístico........................................................................... 63
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................. 63
4 CONCLUSÔES............................................................................................... 66
5 REFERÊNCIAS............................................................................................... 67
CAPÍTULO III – CONDIÇÕES DE AMBIENTES E SUBSTRATOS NA
PRODUÇÃO DE MUDAS DE Erythrina velutina Willd. E Caesalpinia ferrea
MART. EX TUL. EM MOSSORÓ-RN ................................................................
72
RESUMO............................................................................................................ 73
ABSTRAC T........................................................................................................ 74
1 INTRODUÇÃO................................................................................................ 75
2 CONDIÇÕES DE AMBIENTE E SUBSTRA TOS NA PRODUÇÃO DE
MUDAS DE E. velutina........................................................................................
76
2.1 MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................ 76
2.1.1 Local.......................................................................................................... 76
2.1.2 Produção de mudas.................................................................................. 76
2.1.3 Delineamento estatístico........................................................................... 77
2.1.4 Área foliar.................................................................................................. 77
2.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................. 79
3 CONDIÇÕES DE AMBIENTES E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO D E
MUDAS DE C. ferrea.........................................................................................
86
3.1 MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................ 86
3.1.1 Local.......................................................................................................... 87
3.1.2 Produção de mudas................................................................................... 87
3.1.3 Delineamento estatístico........................................................................... 87
3.1.4 Área foliar................................................................................................... 88
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................. 89
3.3 CONCLUSÕES............................................................................................ 94
4 REFERÊNCIAS............................................................................................... 95
CAPÍTULO IV – PROPAGAÇÃO DE E. velutina E C. ferrea, PELO MÉTODO
DE ESTAQUIA, EM MOSSORÓ-RN ..................................................................
99
RESUMO............................................................................................................. 100
ABSTRACT ........................................................................................................ 101
1 INTRODUÇÃO................................................................................................. 102
2 PROPAGAÇÃO DE E. velutina POR ESTAQUIA......................................... 103
2.1 MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................. 103
2.1.1 Experimento 01 – Propagação de E. velutina por estacas lenhosas, em
diferentes substratos, na estação seca...............................................................
104
2.1.2 Experimento 02 – Propagação de E. velutina por estacas lenhosas e
doses de AIB (ácido indolbutírico) na estação
chuvosa............................................................................................................
105
2.1.3 Experimento 03 – Propagação de E. velutina por meio de estacas
herbáceas, em diferentes substratos, na estação chuvosa.................................
106
2.1.4 Experimento 04 – Propagação de E. velutina por estacas semilenhosas
procedentes de brotações de árvore jovem, e uso de AIB, na estação
seca......................................................................................................................
106
2.1.5 Experimento 05 - Propagação de E. velutina por estacas semilenhosas
procedentes de mudas, com até 12 meses de idade e uso de AIB, na estação
seca......................................................................................................................
106
2.1.6 Experimento 06 - Propagação de E. velutina por estacas semilenhosas,
procedentes de mudas com 6 meses de idade e uso do AIB, na estação
chuvosa...............................................................................................................
107
2.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................... 107
3 PROPAGAÇÃO DE C. ferrea POR ESTAQUIA ............................................. 119
3.1 MATERIAL E MÉTODOS .............................................................................. 119
3.1.1 Experimento 01 - Propagação de C. ferrea por meio de estacas lenhosas
extraídas de árvores, e doses de AIB, na estação seca.....................................
121
3.1.2 Experimento 02 - Propagação de C. ferrea, por meio de estacas
semilenhosas oriundas de brotações, e doses de AIB (0 a 4.000 mg L-1) na
estação seca........................................................................................................
121
3.1.3 Experimento 03 - Propagação de C. ferrea por meio de estacas
semilenhosas, oriundas de brotações, e doses de AIB (0 a 8.000 mgL-1) na
estação seca........................................................................................................
121
3.1.4 Experimento 04 - Propagação de C. ferrea por meio de estacas
semilenhosas provenientes de brotações, e tipos de substratos, na estação
seca..................................................................................................................
122
3.1.5 Experimento 05 – Propagação de C. ferrea por estacas semilenhosas
oriundas de brotações, e doses de AIB, na estação
chuvosa...............................................................................................................
122
3.1.6 Experimento 06 – Propagação por estacas semilenhosas oriundas de
brotações de C. ferrea e tipos de substratos na estação
chuvosa..............................................................................................................
122
3.1.7 Experimento 07 – Propagação de C. ferrea por estacas herbáceas e tipos
de substratos na estação seca............................................................................
123
3.1.8 Experimento 08 – Propagação por estacas herbáceas de C. ferrea e
doses de AIB na estação
chuvosa................................................................................
123
3.1.9 Experimento 09 – Propagação por estacas semilenhosas extraídas de
mudas de C. ferrea, obtidas por meio de sementes, com 14 meses de idade, e
doses de AIB na estação seca...........................................................................
123
3.1.10 Experimento 10 – Propagação por estacas semilenhosas extraídas de
mudas de C. ferrea obtidas por meio de sementes, com 6 meses de idade, e
doses de AIB, na estação chuvosa....................................................................
123
3.1.11 Experimento 11 – Propagação por estacas extraídas de raízes de C.
ferrea com 11 cm de comprimento, obtidas de mudas e submetidas a diferentes
substratos na estação seca................................................................................
124
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO.................................................................. 124
4 CONCLUSÕES............................................................................................... 130
5 REFERÊNCIAS............................................................................................... 131
LISTAS DE TABELAS E FIGURAS
CAPÍTULO I Pg.
Figura 1. Árvore de E. velutina em área de ocorrência natural, a 100 m na
margem direita do rio Melancia. Setembro de 2010. Mossoró –
RN..................................................................................................
20
Figura 2. Ocorrência de Mulungu (E. velutina), no Brasil (Carvalho,
2008)..............................................................................................
21
Figura 3. Floração em agosto e frutos/sementes coletados no mês de
outubro de 2010, no campus da UFERSA, Mossoró-RN..............
24
Figura 4. Árvore (A), folhas alternas (B), frutos e sementes (C) de C. ferrea
em Mossoró-RN, 2010...................................................................
27
Figura 5. Bancas de “raizeiros” que comercializam frutos de C. ferrea em
Mossoró-RN,2010..........................................................................
29
CAPÍTULO II
Tabela 1. Médias das características de sementes de E.velutina sob
diferentes métodos de superação de dormência tegumentar e
épocas de coleta em Mossoró-RN..................................................
60
Tabela 2. Médias das características de sementes de C. ferrea sob diferentes
técnicas para superação de dormência tegumentar e épocas de
coleta, em Mossoró-RN...................................................................
64
CAPÍTULO III
Figura 1. Folha de mulungu, discos e furador de rolhas................................. 78
Figura 2. Emergência das plântulas de E. velutina em ambiente sombreado e
a pleno sol. Mossoró – RN, 2010.....................................................
80
Tabela 1. Médias das características de mudas de E.velutina sob condições
de ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009....................... 81
Figura 3. Umidade e precipitação em Mossoró-RN, 2009.Fonte: Estação
Meteorológica da UFERSA - Universidade Federal Rural do
Semiárido.......................................................................................
82
Figura 4. Temperaturas em Mossoró-RN, 2009. Fonte: Estação
Meteorológica da UFERSA - Universidade Federal Rural do
Semiárido.......................................................................................
83
Tabela 2. Características dos substratos utilizados na produção de mudas de
E. velutina, em Mossoró, RN, 2009. Fonte: Laboratório de solos da
UFERSA.........................................................................................
84
Tabela 3. Médias estimadas em cm2, das áreas foliares de mudas de
E.velutina, corrigidas pela equação Y= 0,843x, sob condições de
ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009..............................
85
Figura 5. Comparação entre as médias de áreas foliares de mudas de E.
velutina, cultivada à pleno sol e à 50% de sombreamento, pelo
método do disco e do scanner........................................................
86
Figura 6. Foliólulos de C. ferrea e integrador de área foliar modelo Área
Meter AM 300, e balança modelo ACCULAB Sartorius
group..............................................................................................
88
Figura 7. Início da emergência de C. ferrea no terceiro dia após a semeadura
e ao final de quarenta e sete dias, em Mossoró-RN,
2009................................................................................................
89
Tabela 4. Médias das características de mudas de C. ferrea sob condições
de ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009.........................
90
Tabela 5. Médias estimadas em cm2, das áreas foliares de mudas de
C.ferrea, sob condições de ambientes e substratos em Mossoró-
RN, 2009........................................................................................
92
Figura 8. Médias de áreas foliares de mudas de C. ferrea, cultivada em
ambiente sombreado pelo método do integrador de área
foliar................................................................................................
93
CAPÍTULO IV
Figura 1. Estacas lenhosas de E. velutina, em casa de vegetação, no
campus da UFERSA, em Mossoró-RN, maio de
2010...............................................................................................
105
Figura 2. Plântulas oriundas de estacas semilenhosas de E. velutina
extraídas de árvore jovem, tratadas com AIB, após 45 dias no leito
de enraizamento. Mossoró-RN, 2010.............................................
110
Figura 3. Número de raízes das estacas semilenhosas extraídas de árvore
jovem de E. velutina. Mossoró-RN, 2010.......................................
111
Figura 4. Plântulas oriundas de estacas semilenhosas de E. velutina,
extraídas de mudas com até 12 meses de idade, tratadas com AIB.
Mossoró-RN, 2010........................................................................
111
Figura 5. Plântulas de E. velutina oriundas de estacas, procedentes de
mudas com 6 meses de idade, no período chuvoso, submetidas à
dose de 0 mgL-1 de AIB. Mossoró-RN, 2011.................................
112
Figura 6. Plântulas de E. velutina oriundas de estacas, procedentes de
mudas com 6 meses de idade, no período chuvoso, submetidas à
doses de 1.000; 2.000; 3.000; 4.000; 5.000 e 6.000 mgL-1 de AIB.
Mossoró-RN, 2011.........................................................................
113
Figura 7. Médias do número de folhas e brotações de E. velutina obtidas de
estacas extraídas de mudas com 6 meses de idade, no período
chuvoso, submetidas ao AIB. Mossoró-RN, 2011
114
Figura 8. Médias do número e biomassa seca de raízes de E. velutina
obtidas de estacas extraídas de mudas com 6 meses de idade, no
período chuvoso, submetidas ao AIB. Mossoró-RN,
2011................................................................................................
114
Figura 9. Médias de temperatura máxima e umidade relativa do ar no local,
sombreado, dos experimentos em 2010. Mossoró-RN..................
116
Figura 10. Médias de temperatura máxima e umidade relativa do ar no local,
sombreado, dos experimentos em 2011. Mossoró-RN.................. 116
Tabela 1. Características do substrato (casca de arroz carbonizada) utilizado
para o enraizamento de E. velutina, em Mossoró-RN,
2010.........................................................................................................
119
Figura 11 Estacas semilenhosas, extraídas de mudas de C. ferrea com 14
meses de idade, em outubro de 2010............................................
125
Figura 12. Estacas semilenhosas extraídas de mudas de C. ferrea com 6
meses de idade e testemunha (0 mg.L -1 de AIB) em 2011...........
126
Figura 13. Estacas semilenhosas extraídas de mudas de C. ferrea com 6
meses de idade e doses de AIB (2.000 a 8.000 mg.L -1 ) em maio
de 2011...........................................................................................
126
Figura 14 Estacas extraídas de raízes de C. ferrea, com 18 cm de
comprimento, que foram submetidas a doses de AIB: 0; 2.000;
4.000; 6.000 e 8.000 mgL-1, em dezembro de 2010.....................
128
Figura 15. Percentual de enraizamento, biomassa seca das raízes, número de
raízes e comprimento da maior raiz de estacas extraídas de raízes
de C. ferrea, com 18 cm de comprimento, em dezembro de 2010.
129
RESUMO
SANTOS, Laércio Wanderley dos. Propagação e produção de
mudas de mulungu ( Erythrina velutina Willd.) e jucá
(Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul.) em Mossoró-RN. 2011. Tese
(Doutorado em Agronomia: Fitotecnia) – Universidade Federal Rural
do Semiárido (UFERSA), Mossoró-RN, 2011.
Erythrina velutina Willd. e Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. são
utilizadas na medicina popular do Nordeste. A casca de E. velutina
apresenta ação antiepatotóxica, anti-inflamatória e sedativa. O
extrato hidroalcoólico dos frutos de C. ferrea tem ação anti-
inflamatória, imunoestimulante, hiperglicemiante e inibitória de
tumores. Este trabalho foi desenvolvido na UFERSA. O objetivo foi
avaliar o efeito de métodos de propagação em diferentes ambientes
e épocas na produção de mudas de E. velutina e C. ferrea em
Mossoró-RN. O delineamento utilizado foi inteiramente casualizado.
As sementes destas espécies apresentam dormência tegumentar,
que é superada quando escarificadas na extremidade oposta à
micrópila, podendo ser armazenadas em câmaras frias, sem perdas
significativas na emergência das plântulas por um período de 2 anos
para E. velutina e 3 para C. ferrea. Mudas de E. velutina e C. ferrea
podem ser produzidas, por meio de sementes, a pleno sol e em
substratos que contenham matéria orgânica. Podem ser produzidas,
também, por meio de estacas semilenhosas oriundas de plantas
jovens de E. velutina com 6 a 12 meses de idade obtendo-se 90 a
95% de enraizamento, e por meio de estacas, com 18 cm de
comprimento, provenientes de raízes de mudas de C. ferrea.
Quando submetidas à dose de 6.000 mgL-1 de AIB pode-se obter até
85% de enraizamento.
Palavras chave: germinação, Erythrina velutina, Caesalpinia ferrea, mudas
ABSTRACT
SANTOS, Laércio Wanderley dos. Propagation and production of
seedlings of Erythrina velutina WILLD. e Caesalpinia ferrea Mart.
ex Tul. in Mossoró-RN. Thesis (Doctorate in Agronomy: Plant
Science) - Universidade Federal Rural do Semiárido (UFERSA),
Mossoró-RN, 2011.
Erythrina velutina Willd. and Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. are
used in folk medicine of northeastern Brazil. The bark of E. velutina
has antiepatotoxica, anti-inflammatory and sedative action. The
hydroalcoholic extract of the fruits of C. ferrea has action anti-
inflammatory, immunostimulant, hyperglycaemic and inhibition of
tumors.
The study was conducted at the UFERSA. The aim of this study was
to evaluate the effect of methods of propagation in different
environments and times in the production of the seedlings of the E.
velutina and C. ferrea in Mossoró-RN. The experiment was
conducted in a completely ramdomized. The seeds of this species
present tegument dormancy that is overcome when scarified the end
opposite the micropyle and may be stored in cold storage without
significant losses in seedling emergence for a period of 2 years for E.
velutina and 3 for C. ferrea. Seedlings of E. velutina and C. ferrea
can be produced from seed in full sun and substrates with organic
matter. They can also be produced by means of semihardwood
cuttings derived from seedlings of E. velutina with 6 to 12 months,
resulting in 90 to 95% rooting. And the cuttings, with 18 cm in length,
from roots of seedlings of C. ferrea, when subjected to a dose of
6.000 mg L-1 of IBA, can get up to 85% rooting.
Key words: germination, Erythrina a velutina, Caesalpinia ferrea, seedlings
17
CAPITULO I
INTRODUÇÃO GERAL E REVISÃO DE LITERATURA SOBRE
MULUNGU, Erythrina velutina WILLDENOW. (FABACEAE), E JUCÁ,
Caesalpinia ferrea MART. EX TUL. (CAESALPINIACEAE)
18
1 INTRODUÇÃO GERAL
A espécie Erythrina velutina Willdenow (Fabaceae) apresenta
árvore decídua, heliófita e é nativa da Caatinga do nordeste brasileiro,
possuindo dispersão mais ligada às subáreas úmidas das margens de
rios, mesmo de pequeno porte, ou áreas rebaixadas, um pouco alagáveis
durante a época das chuvas. É conhecida popularmente como mulungu,
suinã, canivete, corticeira, pau-de-coral, sanaduí, sanaduva, saranduba,
bico-de-pássaro dentre outros. Suas aplicações vão desde o
sombreamento dos cacaueiros e arborização de praças e parques
públicos até a confecção de tamancos e jangada (LIMA, 1989). A casca é
empregada com frequência na medicina popular do nordeste brasileiro
(LORENZI, 2002; VIRTUOSO, 2005). A demanda crescente e o extenso
extrativismo vêm paulatinamente inserindo diversas espécies medicinais,
inclusive o mulungu, na categoria de plantas vulneráveis, ou seja, aquelas
com probabilidade de passar à categoria de espécie em perigo de
extinção, se continuar sendo explorada excessivamente, se seu habitat
for destruído e se sua sobrevivência não tiver sido assegurada (FACHIM
e GUARIM, 1995).
A Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. é uma espécie arbórea, de
pequeno porte, própria da Região Nordeste, do Ceará à Bahia, na
Caatinga arbórea e arbustiva (DUCKE, 1953; MAIA, 2004). Esta espécie é
encontrada em quase todo o Estado do Ceará, sendo, porém, mais
frequente nas serras do Araripe e do Apodí, parte Leste, Oeste e Sul do
Estado (MAIA, 2004; LORENZI, 2008). O jucá é uma espécie de múltiplos
usos pela população da Caatinga: medicinal, madeireira, ornamental,
tintorial, forrageira dentre outros (MAIA, 2004). O emprego do jucá, por
tão longo tempo, nas práticas caseiras da medicina popular, bem como as
comprovações experimentais da atividade anti-inflamatória e antitumoral,
são motivos suficientes para o desenvolvimento de estudos
19
complementares (LORENZI, 2008). A espécie corre perigo de diminuição
drástica, não apenas pelo corte da sua madeira, mas, em médio prazo,
pela falta de estabelecimento de novas plantas (MAIA, 2004). As áreas
desmatadas por conta do corte de lenha para carvão e estacas,
anualmente, atingem aproximadamente 1x106 ha computando-se
unicamente CE, RN, PB e PE (SALCEDO e SAMPAIO, 2008). Desta
forma, é urgente multiplicar o mulungu e o jucá em reflorestamentos de
áreas degradadas, sendo indispensável o manejo do pastoreio (MAIA,
2004). É necessário, portanto, assegurar a conservação desses
importantes recursos genéticos. Embora a conservação in situ seja o tipo
mais adequado para populações perenes naturais, estas devem ser
complementadas pela conservação ex situ (SANTOS e COELHO, 2008).
Tais obstáculos podem ser sanados através de pesquisas agronômicas,
determinando as técnicas adequadas de produção de mudas vigorosas e
isentas de pragas e doenças (AMARAL et al., 2006). O objetivo deste
trabalho foi avaliar o efeito de diferentes métodos de propagação,
ambientes e épocas na produção de mudas de mulungu (Erithrinyna
velutina Willd.) e jucá (Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul.) em Mossoró-RN.
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 MULUNGU (E. velutina)
2.1.1 Ocorrência
Ocorre na Caatinga do Nordeste e na floresta latifoliada
semidecídua de Minas Gerais, preferencialmente nas formações
secundárias, apresentando, entretanto, dispersão bastante irregular e
descontínua (Figura 2) e, nas Antilhas, no norte da Venezuela, no norte
da Colômbia, no Equador, e no Peru (LIMA, 1989; LORENZI, 2002;
CARVALHO, 2008).
20
Figura 1 . Árvore de E. velutina em área de ocorrência natural, a 100 m na
margem direita do rio Melancia. Setembro de 2010. Mossoró – RN. Foto do
autor.
Outras espécies deste gênero com características semelhantes e
com o mesmo nome popular ocorrem em outras regiões do país: BA, PE,
DF, GO, MT, MS, MG, RJ, PR e SP (LIMA, 1989; ALMEIDA et al., 1998).
Ocorre também com os nomes: arbe-a-coral na Guiana Francesa; bucare,
pinon-da-costa e pinon-espinhosa em Cuba; bucare e peonita na
Venezuela; cocho e coral na Colômbia; coral-bean-tree na Inglaterra; e
poro-blanco em Costa Rica (EPAMING, 1993).
21
Figura 2. Ocorrência de Mulungu (E. velutina), no Brasil (Carvalho, 2008).
2.1.2 Descrição botânica
Divisão: Angiospermae; Classe: Dicotyledoneae; Sub-classe:
Archiclamydeae; Ordem: Rosales; Família: Leguminosae; Sub-família:
Faboídeae; Gênero: Erythrina; Espécie: Erythrina velutina Willdenow
(JOLY, 1987). Divisão: Magnoliophyta; Classe: Magnoliopsida; Sub-
classe: Rosideae; Ordem: Fabales; Família: Fabaceae; Gênero: Erythrina;
Espécie: Erythrina velutina Willdenow (CRONQUIST, 1981). Sinônimos:
Chirocalix velutina Walp, Corallodendron velutinum (Willd.) Kuntze,
Erythrina aculeatissima Desf. e Erythrina splendida Diels (LORENZI,
2008). Neste trabalho foi utilizada a classificação de Cronquist (1981). O
gênero apresenta 115 espécies distribuídas em todas as regiões tropicais.
22
Destas, 70 ocorrem na América, 12 no Brasil, havendo 8 especificamente
no Nordeste (CARVALHO, 2008).
A árvore é decídua, de copa aberta e arredondada, muito florífera e
ornamental (LIMA, 1989; LORENZI, 2002), aculeada, de 6 a 12 m de
altura (Figura 1). Apresentando folhas compostas trifolioladas, alternas,
de folíolos cartáceos, velutino-pubescentes, medindo de 3 a 12 cm de
comprimento e flores vermelho-coral, grandes, dispostas em panículas
racemosas com raque pulverulenta, formadas com a árvore totalmente
despida de sua folhagem (Figura 4). Os frutos são do tipo legume,
deiscente, com 5 a 8 cm de comprimento, contendo 1-3 sementes
reniformes de cor vermelha e brilhantes (LORENZI, 2002).
2.1.3 Propriedades fitoterápicas
São atribuídas às preparações da casca de E. velutina
propriedades sudorífica, sedativa, emoliente (hidratante) e peitoral, e a
preparação do seu fruto seco, atribui-se ação anestésica local, usado na
forma de cigarro como odontálgico. O infuso da casca é empregado como
sedativo e calmante de tosses e bronquites, bem como para o tratamento
de verminoses e hemorróidas e, o seu cozimento (decocto) é usado para
acelerar a maturação de abcessos nas gengivas (MATOS, 1999;
LORENZI, 2002; VIRTUOSO, 2005). Estudos farmacológicos de E.
velutina constataram significativa atividade espasmolítica do extrato e
atividades curarizante, antimuscarínica e depressora do SNC (Sistema
Nervoso Central), compatíveis com as propriedades preconizadas pela
medicina popular para esta planta. Sua análise fitoquímica mostrou
também a presença de diversos alcalóides do tipo comumente encontrado
nas espécies de Erythrina (LORENZI, 2002). Virtuoso (2005) atribuiu a
esta espécie atividade antibacteriana moderada contra Staphilococcus
aureus e Streptococcus pyogenes e constatou a presença de uma
23
substância denominada estigmasterol, com funções antiepatotóxica, anti-
inflamatória, sedativa e preventiva de vários tipos de câncer.
2.1.4 Ornamentação
A árvore é ornamental, principalmente quando em flor (Figura 3),
empregada no paisagismo de ruas, praças e jardins (LORENZI, 2002).
2.1.5 Outras utilidades
As aplicações de E. velutina vão desde o sombreamento de
cacaueiros e, como cerca viva pela facilidade com que brota de estacas
espetadas no próprio local até a confecção de tamancos, jangadas,
brinquedos e caixotaria pela maciez da madeira (LORENZI, 2002); é
usada também para mourões de cerca (Lima, 1989). A espécie apresenta
efeitos alelopáticos. Centenaro et al. (2009) observaram que o extrato
etanólico e frações de E. velutina, em ensaio alelopático com sementes
de Lactuca sativa, são capazes de influenciar a germinação e crescimento
de L. sativa. Trata-se de uma árvore de grande resistência à seca,
apresentando rusticidade e podendo ser usada para recuperação de
áreas degradadas (LORENZI, 2002).
2.1.6 Fenologia
Floresce a partir do final do mês de agosto com a planta sem
folhas, até dezembro (Figura 3). Os frutos amadurecem de janeiro a
fevereiro (LORENZI, 2002). As flores são polinizadas por pássaros
(GRATIERI-SOSSELLA, 2005; SAZIMA et al., 2009). Estudo realizado por
Façanha (1996) revelou a presença de nectários estruturais posicionados
em diferentes regiões da estrutura floral.
24
Figura 3 . Floração em agosto e frutos/sementes coletados no mês de
outubro de 2010, no campus da UFERSA, Mossoró-RN. Fotos do autor.
2.1.7 Obtenção de sementes
Segundo Lorenzi (2002) os frutos devem ser colhidos diretamente
da árvore quando iniciarem a abertura e queda espontâneas. Em seguida
deixa-los ao sol para completar a abertura e liberação das sementes. Um
quilograma contém aproximadamente 2.850 sementes.
2.1.8 Armazenamento
As sementes de mulungu são ortodoxas e quando acondicionadas
nas embalagens de papel, pano ou vidro podem ser armazenadas nos
ambientes de laboratório, geladeira e câmara fria, durante 225 dias sem
perdas significativas na emergência das plântulas (SILVA, 2008).
2.1.9 Reprodução
E. velutina reproduz-se tanto por sementes como por estacas
(LORENZI, 2002). No entanto, Carvalho (2008) afirma que a espécie
propaga-se muito mal por estacas. A reprodução seminal é obtida
colocando-se as sementes para germinar, logo após serem colhidas, sem
nenhum tratamento, diretamente em embalagens individuais contendo
25
substrato organoarenoso peneirado; as sementes devem ser irrigadas
diariamente (LORENZI, 2002). No gênero Erythrina já foi demonstrado
que as sementes apresentam dormência tegumentar (SILVA et al., 2006).
A testa ou partes endurecidas dos envoltórios da semente são
impermeáveis à água, mantendo-a dormente ou quiescente
(FACHINELLO et al., 2005). A germinação de E. velutina é epígea do tipo
fanerocotiledonar com início no terceiro e finalização no décimo quinto dia
e, a escarificação manual do tegumento com lixa nº. 80, na extremidade
oposta à micrópila ou nas duas extremidades, sem embebição é eficiente
para a superação da dormência das sementes (SILVA, 2008). A
emergência ocorre em 10-25 dias (LORENZI, 2002).
2.2 JUCÁ (C. ferrea)
2.2.1 Ocorrência
Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. é uma espécie própria da Região
Nordeste, do Ceará à Bahia, na Caatinga arbórea e arbustiva (DUCKE,
1953; MAIA, 2004). No Estado do Ceará, sendo é mais frequente nas
serras do Araripe e do Apodí, parte leste, Oeste e Sul do estado (MAIA,
2004; LORENZI, 2008).
2.2.2 Descrição botânica
A família Caesalpiniaceae compreende cerca de 150 gêneros
(JOLY, 1987). O gênero Caesalpinia L. é composto de 100-150 espécies
cujo centro de distribuição na América do Sul encontra-se no Norte da
Argentina e Nordeste do Brasil (DUCKE, 1953). Caesalpinia ferrea Mart.
ex Tul (=C.ferrea var. cearensis Huber) é conhecida popularmente como
jucá, ibirá - obi, Baje de jucá, pau - ferro, imirtá - itá, muirá - obi, muirá -
itá, jucazeiro e pau – de - jucá (DUCKE, 1953; MACHADO et al., 1992;
26
MAIA, 2004; LORENZI, 2008). O nome Caesalpinia é em homenagem ao
botânico italiano, Andréa Caesalpinio (CARVALHO, 1994) e jucá vem da
palavra indígena yuca, que significa matar, pois com ela os índios kariri-
shoko faziam seus tacapes (MAIA, 2004).
O jucá é uma espécie arbórea de pequeno porte com até 5 a 7 m
(até 10 m) de altura, de tronco curto, ramificado quase desde a base,
medindo até 30 cm de diâmetro (DAP) e, provido de casca fina que se
renova anualmente, deixando manchas mais claras resultantes da queda
de placas de ritidoma (Figura 4A). O lenho, tanto do tronco como dos
galhos, é quase branco, muito duro e difícil de quebrar. Tem folhas
alternas (Figura 4B), compostas bipinadas de 2 a 4 pinas com 4 a 6 pares
de folíolos, oval-elíticos a levemente obovados (os do ápice). As flores
são amarelas, pequenas, dispostas em panículas terminais, com corola
zigomorfa com quatro pétalas laterais e uma superior, com finas listras na
face interna das pétalas; estames em número de dez, agrupados em
oposição à pétala superior com filetes pilosos na base e alternadamente
de 2 tamanhos, 0,4 e 0,5 cm, rosados; ovário central, verde-claro com
estilete vermelho e estigma claro (JOLY, 1987; LIMA, 1989; VIDAL e
VIDAL, 2000; MAIA, 2004; LORENZI, 2008).
Os frutos (Figura 4C) são do tipo legume achatado: bivalvo, com
duas deiscências longitudinais, monocárpico, geralmente polispérmico, de
cor cinza amarelada, quase pretos quando maduros e secos, bem
achatados e um pouco encurvados, medindo até 10 cm de comprimento
por 2 cm de largura e 0,5 cm de espessura, contendo algumas sementes
(2-5 por fruto), pardo claras, lisas, lustrosas, duríssimas, dificilmente
separadas da vagem (JOLY, 1987; VIDAL e VIDAL, 2000).
27
Figura 4. Árvores (A), folhas alternas (B), frutos e sementes (C) de C.
ferrea em Mossoró-RN, 2010. Fotos do autor.
Com o nome popular pau-ferro são conhecidas, no entanto, outras
variedades de Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. designadas por
Caesalpinia ferrea var. leiostachya Benth., de porte bem maior,
alcançando altura de 20-30 m, com tronco liso e descamante com
manchas brancas sobre fundo escuro e folhas glabras com 9-11 pinas, e,
Caesalpinia ferrea var. ferrea, de porte pequeno a médio, conhecida
também como pau-ferro, usada na arborização de ruas (CARVALHO,
1994; LORENZI, 2002; LORENZI, 2008). A variedade parvifolia apresenta
de 12 a 20 folíolos (DUCKE, 1953; CARVALHO, 1994).
B
C
A
28
Pela detalhada descrição de Tulasne torna-se evidente que
Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. (=C.ferrea var. cearensis Huber)
corresponde ao jucá e não ao pau-ferro da mata do Rio de Janeiro e das
serras do Nordeste (DUCKE, 1953). O tronco é tortuoso e sempre mais
baixo em relação às outras variedades, até 10 m; o número de pinas é de
2 a 3, raramente 4; o de folíolos 4 a 6 pares. Os pecíolos pubescentes do
lado inferior dos folíolos; o tipo de inflorescência; a coloração da casca do
tronco e o fruto geralmente curvado (Figura 4C) distinguem esta espécie
da Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. var. leiostachya Benth. (DUCKE,
1953).
2.2.3 Propriedades fitoterápicas
A tintura obtida dos frutos é tida como excelente medicação em
curativos de contusões e ferimentos, para estancar hemorragias e, em
compressas no tratamento de luxações (LORENZI, 2008). Segundo
antigo costume da medicina popular do Nordeste, a tintura é preparada à
quente, na proporção de 100 g das vagens trituradas para um litro de
álcool diluído a 70% com água. Diluída com água na proporção de 10 por
1 e espessada com açúcar forma um xarope muito popular no Nordeste
para o tratamento caseiro da tosse, bronquite e coqueluche. A infusão da
entrecasca é usada para os mesmos fins (LORENZI, 2008). A entrecasca
do caule e os frutos também são usados como adstringentes,
antidiabéticos e para combater diarréia e sangramentos (MAIA, 2004;
MATOS, 1999). O chá das folhas ou dos frutos e das raízes é
antidiarréico, sendo as raízes também antitérmicas. Os índios kariri-shoko
e shoko fazem da madeira o chá ou lambedor para fortalecer o sangue
(tônico) e contra gripes. A garrafada da casca diminui o fluxo menstrual
(MAIA, 2004). Em recente estudo farmacológico do extrato hidroalcoólico
dos frutos dessa planta foi comprovada a ação contra tumores
provocados pelo vírus Epstein-Barr (LORENZI, 2008).
29
O extrato mostrou também, em outros ensaios, ação
imunoestimulante e anti-inflamatória, bem como atividade
hiperglicemiante, atribuídas ao derivado do ácido elágico e seu derivado
trihidroxilado e uma potente atividade inibitória de tumores. O emprego do
jucá, por tão longo tempo, nas práticas caseiras da medicina popular
(Figura 5), bem como as comprovações experimentais da atividade anti-
inflamatória e antitumoral, são motivos suficientes para o desenvolvimento
de estudos complementares, visando a sua validação como medicamento
fitoterápico (LORENZI, 2008).
Figura 5. Bancas de “raizeiros” que comercializam frutos de C. ferrea em Mossoró-RN, 2010. Fotos do autor. 2.2.4 Outras utilidades 2.2.4.1 Madeireira
A madeira de C. ferrea é rígida, muito pesada, com cerne bem
distinto do alburno por causa da sua cor castanho escuro, quase preto e
duro, fácil de trabalhar. A madeira grossa e seca é ligeiramente elástica,
todavia, quando nova, com pequeno diâmetro, obedece as torções com
muita facilidade. É usada para confecção de cabos de ferramentas,
canzis, esteios, clavas, arcos, móveis que necessitam de dobraduras,
rodas, aros, estacas, lenha e carvão. Contém grande quantidade de
celulose e lignina, podendo ser utilizada para a produção de álcool
combustível e coque metalúrgico (MAIA, 2004).
30
2.2.4.2 Ornamental
C. ferrea é utilizada na arborização de ruas, parques e jardins
devido às suas características morfológicas: casca de colorido variado,
folhagem perene e floração abundante (LIMA, 1989; MAIA, 2004).
2.2.4.3 Industrial
Seus frutos triturados e misturados com argila ferruginosa
constituem tintura negra para peças de vestuário (LIMA, 1989; MAIA,
2004).
2.2.4.4 Forrageira
A importância forrageira do jucá aumenta pelo fato de ser uma das
poucas plantas da Caatinga que mantém a folhagem verde durante a
estação seca (MAIA, 2004).
2.2.5 Ecologia
O jucá cresce sob um amplo espectro de condições, mas prefere
solos argilosos profundos, ou solos de tabuleiro e coluviões profundos. A
espécie é encontrada ao longo de margens de rios e riachos e pés de
serra. A vagem é muito procurada pelos animais domésticos e silvestres
como os veados. A planta nova não sobrevive ao pastoreio (MAIA, 2004).
De acordo com Maia (2004) o jucá não forma matas puras, mas se
encontra em agrupamentos, junto com o cumaru, angico, pau-d’arco,
mofumbo, juazeiro e jurema-preta. O tronco, quando atinge maturação
natural, às vezes apresenta-se oco. Essa espécie é utilizada em
programas de reflorestamento de áreas degradadas.
2.2.6 Fenologia
A floração ocorre na época chuvosa e na época de transição
chuvosa/seca, seguida pela frutificação (MAIA, 2004). A polinização é
31
feita por abelhas, provavelmente, da espécie Melipona subnitida (ROSA
et al., 2010).
2.2.7 Reprodução
A espécie reproduz-se facilmente por sementes e brotações do
caule. Os frutos são indeiscentes e devem ser quebrados para a liberação
das sementes e, contém aproximadamente 2.000 a 2.500 sementes por
Kg. As sementes apresentam dormência mecânica, que é quebrada pelo
trato intestinal de ruminantes ou atritando-se a semente sobre lixa ou
outra superfície áspera (MAIA, 2004). Fowler e Bianchetti (2000)
recomendam a escarificação mecânica para a superação da dormência
das sementes de jucá. Após isto as sementes germinam, com boa taxa,
dentro de dez dias após a semeadura, a qual pode ser feita em
recipientes (MAIA, 2004).
2.3 GERMINAÇÃO E DORMÊNCIA DE SEMENTES
A germinação de uma semente, segundo Bewley e Black (1994),
começa com a absorção de água (embebição) e termina com o início do
alongamento do eixo embrionário, culminando com a emissão da radícula
e, consequentemente, o rompimento dos envoltórios. No entanto, muitas
espécies apresentam dormência tegumentar (MARCOS FILHO, 2005;
SILVA et al., 2007; MELO e CUNHA, 2008) e só germinam quando
submetidas a condições especiais que alterem o tegumento.
Conforme revisão de Reis e Martins (1989), a dormência é um dos
fatores de importância fundamental para a permanência da espécie em
campo, sob condições de adversidade climática. Algumas dessas
sementes mantidas no solo podem, em determinadas situações, embeber
água e emergir em intervalos sucessivos, quando as condições
ambientais passarem a favoráveis (REIS e MARTINS, 1989).
32
A dormência representa uma condição em que o conteúdo de água
nos tecidos é pequeno e o metabolismo das células é praticamente nulo,
permitindo que a semente seja mantida sem germinar por um período
relativamente longo (FACHINELLO et al., 2005), mesmo em condições
favoráveis de umidade, temperatura, luz e oxigênio (IPEF, 1997). Cerca
de dois terços das espécies arbóreas, possuem algum tipo de dormência
das sementes (IPEF, 1997). É, portanto, um recurso utilizado pelas
plantas para a perpetuação e o estabelecimento nos mais variados
ambientes (IPEF, 1997, ZAIDAN e BARBEDO, 2004). No entanto, para os
viveiristas o mecanismo de dormência se torna uma desvantagem,
induzindo grande desuniformidade entre as mudas além de perda das
sementes por deterioração, uma vez que permanecem mais tempo no
solo antes da germinação (SMIDERLE et al., 2005).
As principais causas de dormência estão a existência de sementes
com: (a) tegumento impermeável à água e/ou oxigênio; (b) embrião
fisiologicamente imaturo ou rudimentar; (c) substâncias inibidoras da
germinação; (d) embrião dormente, nesse caso a dormência é superada
com choque térmico ou luz e, (e) combinação dessas causas. E os
principais processos para a superação de dormência das sementes são:
(a) escarificação química, que é feita geralmente com ácidos sulfúrico,
clorídrico etc.; (b) escarificação mecânica (abrasão das sementes sobre
uma superfície áspera); (c) estratificação, tratamento úmido à baixa
temperatura; (d) choque de temperatura, com alternância de temperaturas
variando em aproximadamente 20ºC, em períodos de 8 a 12 horas e, (e)
água quente, utilizada em sementes que apresentam impermeabilidade
do tegumento, consistindo na imersão das sementes em água com
temperatura de 76 a 100ºC, com um tempo de tratamento específico para
cada espécie (IPEF, 1997).
Todos esses métodos apresentam vantagens e desvantagens, de
modo que cada um deles deve ser estudado levando-se em conta,
33
também, o custo efetivo e sua praticidade de execução; além disso, as
sementes podem apresentar diferentes níveis de dormência; assim, de
modo que o método empregado deve ser efetivo na superação da
dormência, sem prejudicar as sementes (PASSOS et al., 2007). Segundo
Smiderle e Souza (2003) a busca de metodologias para análise de
sementes, principalmente florestais, é de fundamental importância dentro
da pesquisa científica para a preservação de espécies ameaçadas e para
a multiplicação dessas em programas de reflorestamento. A dormência é
de ocorrência comum em sementes de muitas espécies de leguminosas
(REIS e MARTINS, 1989) como Erythrina speciosa Andr. e Erythrina
crista-galli,L. (CARVALHO et al., 1980; SILVA et al., 2006) entre outras.
2.4 PROPAGAÇÃO POR ESTAQUIA
O método de propagação consiste em um conjunto de práticas
destinadas a perpetuar as espécies de forma controlada e tem o objetivo
de aumentar o número de plantas, garantindo a manutenção das
características essenciais da cultura. Podem ser agrupados em dois tipos:
propagação sexuada, que se baseia no uso de sementes e propagação
assexuada, baseada no uso de estruturas vegetais (HOFFMANN et al.,
2005 b). Fundamentalmente, a diferença entre as duas formas é a
ocorrência da mitose e da meiose. Enquanto na propagação assexuada a
divisão celular implica na multiplicação simples (mitose), mantendo o
número de cromossomos inalterado, na propagação sexuada a meiose
proporciona a redução do número de cromossomos (HOFFMANN et al.,
2005 b). Como consequência da forma de propagação, pode-se observar
que as variações fenotípicas entre plantas propagadas assexuadamente
oriundas de um mesmo antecessor são decorrentes apenas das
variações ambientais. Entretanto, quando a propagação se realiza por
meio de sementes, as variações observadas entre as plantas são
34
proporcionadas pelas variações genéticas e ambientais, bem como pela
interação entre ambas (XAVIER et al., 2009).
A propagação por sementes, em fruticultura, é importante na
produção de porta-enxertos; em casos em que a semente é a única forma
viável de propagação como o mamoeiro, o coqueiro e o maracujazeiro, e
em espécies em fase inicial de exploração comercial como é o caso das
frutíferas nativas (FACHINELLO et al., 2005). Esse tipo de propagação é
responsável pela variação populacional, devido à segregação e à
recombinação de genes e pelo surgimento de novas variedades, uma vez
que na natureza, predomina a polinização cruzada, que assegura o maior
intercâmbio de genes dentro de uma mesma espécie (HOFFMANN et al.,
2005b).
Quando as plantas matrizes são homozigotas e a autofecundação
é predominante, os descendentes apresentarão características muito
semelhantes às plantas que os originaram (HOFFMANN et al., 2005b). A
propagação vegetativa é o processo de multiplicação que ocorre por meio
da regeneração de partes da planta: ramos, gemas, folhas, raízes e
outros (FACHINELLO et al., 2005).
Na produção comercial de mudas, a propagação assexuada é, por
vezes, mais importante que a propagação sexuada, por diversas razões:
normalmente é mais rápida que a propagação por semente, o período
improdutivo é mais curto, devido à redução da fase juvenil cuja duração é
de 2 ou mais anos; há uma padronização das características agronômicas
das plantas matrizes previamente selecionadas (FACHINELLO et al.,
2005; XAVIER et al., 2009); o teor de RNA (Ácido Ribonucléico) produzido
é maior; possibilita uma maior uniformidade das plantas e permite a
produção de plantas idênticas à planta-mãe, o que é importante na
preservação das características agronômicas desejáveis. A propagação
pelo método de estaquia possibilita a perpetuação de clones de plantas,
35
que são altamente heterozigotas, e perderiam suas características com a
propagação sexuada (HOFFMANN et al., 2005 a).
Por outro lado, indivíduos propagados por estacas podem
apresentar desvantagens: são susceptíveis ao ataque de patógenos
devido ao corte provocado na formação das estacas (MAIA et al., 2008); a
exposição a um ambiente continuamente desfavorável pode conduzir à
deterioração progressiva do clone, com perda gradual do vigor e da
produtividade, ainda que o genótipo básico não se altere (HOFFMANN et
al., 2005 a). O método de estaquia tem sido utilizado em espécies de
clima temperado há muito tempo. No entanto, a clonagem de árvores
adultas por meio da estaquia somente foi obtido com sucesso no início da
década de 1970, na Australia. No Brasil, os trabalhos pioneiros com
sucesso no enraizamento de estacas de Eucalyptus, em nível
experimental, remontam ao ano de 1975 (XAVIER et al., 2009). Pouco se
conhece sobre a propagação vegetativa pela técnica de enraizamento de
estacas de espécies florestais brasileiras. A maior parte da produção de
mudas dessas espécies ainda é por meio de sementes (XAVIER et al.,
2009).
Ao longo dos últimos anos, foram desenvolvidos trabalhos de
estaquia com: erva-mate (Ilex paraguaiensis), araucária (Araucaria
angustifólia), pau-brasil (Caesalpinia echnata), aroeira (Schinus
terebinthifolius), pau-de-leite (Sapium glandulatum) fícus (Ficus enormis)
corticeira-do-banhado (Erythrina crista-galli), corticeira-do-mato (Erythrina
falcata), pau-de-sangua (Croton celtidifolius), araticum-de-porco (Rollinia
rugulosa), cedro rosa (Cedrela fissilis), mogno (Swietenia macrophylla),
angico-vermelho (Anadenanthera macrocarpa), imbuia (Ocotea porosa) e
jequitibá-rosa (Cariniana estrellensis) (XAVIER et al., 2009).
Os tipos mais adequados de estaca varia com a espécie ou com a
cultivar e são classificadas de acordo com o grau de lignificação em
herbáceas, semilenhosas ou lenhosas. Cada tipo permite uma
36
capacidade diferente de enraizamento (FACHINELLO et al., 2005). Todo
o processo de regeneração de uma planta pela propagação vegetativa
somente é possível devido à desdiferenciação, processo pelo qual células
de um tecido já diferenciado retornam à atividade meristemática e
originam um novo ponto de crescimento, dada a totipotencialidade, uma
vez que ela contém toda a informação genética necessária para
reconstituir todas as partes da planta e suas funções (FACHINELLO et al.,
2005; XAVIER et al., 2009).
As células que se tornam meristemáticas dividem-se e originam
primórdios radiculares. Depois, células adjascentes ao câmbio e ao
floema iniciam a formação de raízes (FACHINELLO et al., 2005). Em
estacas herbáceas, que não possuem um câmbio desenvolvido, as raízes
podem surgir acompanhando os feixes vasculares, a partir da epiderme e
do periciclo, as semilenhosas do floema e as lenhosas do câmbio
(FACHINELLO et al., 2005). A estaca herbácea possui maior capacidade
para regeneração de uma nova planta, devido à sua maior juvenilidade
fisiológica, no entanto, dada a sua consistência tenra, apresenta o
inconveniente de ter baixa resistência à desidratação com posterior
decomposição. A lenhosa apresenta maior capacidade de sobrevivência,
porém possui maior dificuldade em enraizar devido ao maior grau de
maturação fisiológica e de lignificação da estaca. Quanto à estaca
semilenhosa, esta apresenta consistência intermediária entre a herbácea
e a lenhosa (XAVIER et al., 2009).
A época do ano pode exercer grande influência no enraizamento,
pelo fato de as condições fisiológicas da planta matriz serem
influenciadas pelas variações sazonais (XAVIER et al., 2009). A época do
ano em que as estacas são coletadas, está estreitamente relacionada à
consistência da estaca, sendo que aquelas coletadas em um período de
crescimento vegetativo intenso (primavera/verão), portanto mais
herbáceas, tendem a enraizar mais, enquanto que as coletadas no
37
inverno são mais lignificadas e possuem menor capacidade de
enraizamento. A influência da época de coleta das estacas para o
enraizamento pode ser atribuída às condições climáticas, especialmente
temperatura e disponibilidade de água (FACHINELLO et al., 2005).
Estacas devem ser coletadas no seu máximo vigor vegetativo e de
turgidez, visto a vulnerabilidade ao estresse hídrico, diante da dificuldade
de reidratação dos tecidos sem a presença de um sistema radicular
(XAVIER et al., 2009). A casca pode constituir-se numa barreira à
emergência das raízes. Um anel de esclerênquima contínuo, altamente
lignificado, entre o floema e o córtex, pode ser uma das causas da
dificuldade de enraizamento em determinadas espécies. Caso esse
esclerênquima não seja rompido mecanicamente, as raízes podem
emergir na base da estaca (FACHINELLO et al., 2005; XAVIER et al.,
2009). Para algumas espécies, cortes laterais na base da estaca
favorecem o enraizamento, especialmente naquelas em que o
esclerênquima se constitui numa barreira física á emissão de raízes.
Propiciada por esses cortes, a exposição do câmbio também pode facilitar
a absorção de substâncias promotoras do enraizamento. A divisão celular
é estimulada pelo aumento na taxa respiratória e nos teores de auxinas,
carboidratos e etileno nessa área lesionada. Para tanto, efetuam-se 1 a 2
cortes superficiais (em bisel) de 2,5 a 5,0 cm na base da estaca
(FACHINELLO et al., 2005).
As estacas provenientes de plantas jovens enraízam com mais
facilidade e isso se manifesta com mais frequência em espécies de difícil
enraizamento. Possivelmente, esse fato está relacionado com o aumento
no conteúdo de inibidores e com a diminuição no conteúdo de cofatores
do enraizamento, à medida que aumenta a idade da planta. É
recomendável a obtenção de brotações jovens em plantas adultas, as
quais, mesmo não caracterizando uma verdadeira condição de
38
juvenilidade, apresentam maior potencial de enraizamento (FACHINELLO
et al., 2005).
O rejuvenescimento pode ser considerado uma forma de reverter a
planta do estágio adulto para o juvenil, recuperando a competência da
totipotência. A poda drástica e a indução de ramos adventícios em
porções de raízes são métodos utilizados para o rejuvenescimento de
plantas (XAVIER et al., 2009). No rejuvenescimento por estaquia seriada,
as estacas são enraizadas e, a partir de suas brotações, são coletadas
novas estacas, as quais são novamente enraizadas, e assim
seriadamente, até obter os resultados desejados. Resultados satisfatórios
são obtidos em Eucalyptus, após duas ou mais gerações de estaquia
seriada (XAVIER et al., 2009).
Segundo Xavier et al. (2009) quanto mais juvenil for o propágulo
maior é a chance de sucesso de enraizamento, quer em termos de
percentual, rapidez de formação e qualidade das raízes, quer pela
capacidade de crescimento da nova planta. Esses autores citam
pesquisas com Ilex paraguaiensis (erva-mate) nas quais obtiveram-se
91,7% e 39,4% de enraizamento em estacas caulinares e foliares,
respectivamente, provenientes de plantas matrizes de um ano de idade, e
de apenas 6,8% e 2,6% para aquelas oriundas de plantas de 60 anos.
Geralmente, estacas com maior diâmetro apresentam maior
quantidade de substâncias de reserva e tendem a enraizar mais
(FACHINELLO et al., 2005). De modo geral, existem evidências de que o
enraizamento adventício demanda grande gasto de energia, e o manejo
fisiológico para aumentar os carboidratos na planta matriz se torna,
muitas vezes, essencial para alcançar resultados satisfatórios na
propagação por estaquia (FACHINELLO et al., 2005; XAVIER et al.,
2009). A importância dos carboidratos refere-se ao fato de que a auxina
requer uma fonte de carbono para a biossíntese dos ácidos nucléicos e
proteínas para a formação de raízes (FACHINELLO et al., 2005; XAVIER
39
et al., 2009). Um conteúdo equilibrado de alguns nutrientes como o
fósforo, o potássio, o cálcio e o magnésio também favorece o
enraizamento. O fósforo desempenha papel importante na transferência
de energia da célula, na respiração e na fotossíntese, cujas limitações de
disponibilidade no início do ciclo vegetativo podem causar em restrições
no desenvolvimento, das quais a planta não se recupera posteriormente
mesmo aumentando o suprimento de P a níveis adequados (GRANT et
al., 2001). O potássio (K) atua na ativação de grande número de enzimas
e está envolvido no controle estomático e transporte de carboidratos. O
cálcio (Ca) é requerido para a elongação e divisão celular, o que sugere
uma grande importância desse elemento na iniciação radicular
(FACHINELLO et al., 2005; XAVIER et al., 2009).
O zinco é ativador do triptofano, precursor da auxina (AIA), e deve
estar presente para que se dê a formação das raízes. Cuidados devem
ser tomados, especialmente, com o conteúdo de nitrogênio e de
manganês na planta-mãe. Níveis elevados de nitrogênio favorecem as
brotações em detrimento do enraizamento (FACHINELLO et al., 2005;
XAVIER et al., 2009). A alta relação C/N é um índice que tem sido
correlacionado positivamente com o percentual de enraizamento. Estacas
com baixa relação C/N, devido a um elevado teor de N, são pobres em
compostos necessários ao enraizamento. O manganês (Mn) atua como
ativador do AIA oxidase, o qual destrói as auxinas endógenas, afetando
negativamente o enraizamento (FACHINELLO et al., 2005; XAVIER et al.,
2009). O boro (B) faz parte da síntese do RNA, atua no processo de
divisão celular, regula os níveis de auxinas pelo aumento da atividade do
AIA oxidase e é necessário para a emissão de novas raízes (XAVIER et
al., 2009).
A sanidade durante a estaquia é influenciada pelo grau de
contaminação do material propagativo, pelo substrato, pela qualidade da
água de irrigação e pelos tratamentos fitossanitários que venham a ser
40
feitos nesse período (FACHINELLO et al., 2005). Caso as estacas
permaneçam mergulhadas em água durante muito tempo, pode ocorrer a
anaerobiose, ou seja, falta de oxigenação das estacas, resultando em
perdas de seu potencial de enraizamento (XAVIER et al., 2009).
Outro fator que pode ser prejudicial ao enraizamento é a luz devido
à degradação de compostos fotolábeis, como as auxinas. Geralmente, a
baixa intensidade luminosa sobre a planta-mãe, antes da coleta das
estacas, tende a favorecer a formação de raízes, provavelmente devido à
preservação das auxinas e de outras substâncias endógenas em
detrimento dos compostos fenólicos (FACHINELLO et al., 2005). Nas
condições brasileiras, a maioria dos estudos mostra que a diminuição nos
níveis de luz natural promove aumento no enraizamento de estacas
(XAVIER et al., 2009). O estiolamentro dos ramos, dos quais serão
retiradas as estacas, facilita o enraizamento e é prática recomendada,
especialmente no caso de espécies de difícil enraizamento. Nos tecidos
estiolados são encontrados teores baixos de lignina e altos de auxinas
endógenas e de outros cofatores do enraizamento, uma vez que esses
últimos compostos são sensíveis à luz (FACHINELLO et al., 2005).
Na região basal da estaca, onde serão formadas as raízes, é
necessário que se mantenha um ambiente completamente escuro, para
favorecer o enraizamento (FACHINELLO et al., 2005). Maior porcentagem
de enraizamento em estacas de guaranazeiros foi obtida devido ao
estiolamento de ramos com fita preta plástica e adesiva, ainda na planta,
na base da futura estaca (RODRIGUES e LUCHESI, 1987). Além do
estiolamento e da aplicação de reguladores de crescimento, outras
técnicas podem ser utilizadas para favorecer o enraizamento das estacas,
dentre as quais podemos citar a injúria mecânica, que consiste de
incisões (ferimentos) na base das estacas. As lesões nos tecidos
estimulam a divisão celular, produzindo primórdios radiculares,
41
possivelmente devido ao acúmulo de carboidratos, auxinas e síntese de
etileno nessa região lesada (HARTMANN et al., 2002).
Quanto à temperatura, em espécies florestais, um bom
enraizamento pode ser conseguido em um amplo intervalo de
temperatura, variando de 15 e 35 ºC. As temperaturas do ar
excessivamente altas devem ser evitadas, pois podem promover a
brotação da parte aérea antes do enraizamento, levando a um consumo
excessivo de reservas, devido à elevação da transpiração, e à
consequentemente perda de água pelas folhas. Por outro lado, as baixas
temperaturas diminuem o metabolismo das estacas, levando a um maior
tempo para o enraizamento, ou, até mesmo, o não desenvolvimento e
crescimento radicial (XAVIER et al., 2009).
O aumento da temperatura, especialmente em espécies herbáceas
e semilenhosas, estimula uma taxa de transpiração, induzindo o
murchamento da estaca. Além disso, pode favorecer a brotação das
gemas antes que o enraizamento tenha ocorrido, o que é indesejável
(FACHINELLO et al., 2005). Para Hoffmann et al. (2005 a) um dos
problemas a serem enfrentados em estufas, na maioria das regiões
brasileiras, é o aumento excessivo da temperatura, o que geralmente
limita a produção de mudas. Temperaturas ao redor de 35 a 40ºC limitam
o crescimento das raízes da maioria das espécies lenhosas. Por isso,
além de uma boa ventilação, é fundamental um bom sistema de
resfriamento e de sombreamento (HOFFMANN et al., 2005 a).
A pressão de turgor também é essencial para promover a força
necessária à expansão celular, facilitando a emergência das novas raízes
das estacas (XAVIER et al., 2009). Para que haja divisão celular, é
necessário que as células se mantenham túrgidas. Por sua vez, a alta
umidade favorece o desenvolvimento de patógenos, para os quais devem
ser dispensados cuidados especiais (FACHINELLO et al., 2005). Além do
controle de temperatura, umidade e doenças, o substrato também é um
42
fator importante para o enraizamento de estacas (TILLMANN et al., 1994;
HOFFMANN et al., 2005 a).
O substrato destina-se a sustentar as estacas durante o
enraizamento, mantendo sua base num ambiente úmido, escuro e
suficientemente aerado. Diferentes materiais são utilizados como meios
para enraizamento, tais como areia, vermiculita, casca de arroz
carbonizada, turfa, solo ou mistura de ambos. A escolha do substrato é
feita levando-se em consideração a espécie, o tipo de estaca, as
características do substrato, a facilidade de obtenção e o custo de
aquisição (HOFFMANN et al., 2005a). Compostos orgânicos podem ser
fonte de inóculos de organismos saprófitos (HOFFMANN et al., 2005a). A
casca de arroz carbonizada é um substrato de fácil obtenção e baixo
custo, no entanto, a presença de sais pode ser prejudicial em estacas
herbáceas (HOFFMANN et al., 2005a). A casca de arroz carbonizada
apresenta pH neutro, baixa salinidade (115 gL-1), boa porosidade (72%),
elevado espaço de aeração (55%), baixa retenção de água (17% de água
disponível, 7% de facilmente disponível e 1% de água tamponante) e
estabilidade estrutural (FIRMINO e BELLÉ, 2000; KÄMPF, 2000).
As auxinas também são essenciais no processo do enraizamento,
possivelmente porque estimulam a síntese de etileno que por sua vez
favorece a emissão de raízes. O AIA (ácido Indolacético) constitui-se na
auxina natural que é sintetizada nas gemas apicais e folhas novas, de
onde é translocada para a base da planta, por um mecanismo de
transporte polar. Os ápices radiculares também produzem auxinas, mas
não há acumulação nas raízes, devido ao elevado teor de substâncias
inativadoras de auxinas nessa parte da planta (Fachinello et al., 2005).
As giberelinas (ácido giberélico) têm como principal ação o
estímulo ao crescimento do caule e, em concentrações a partir de 10-3
molar, inibem o enraizamento. Em espécies com elevados teores de
citocininas, em geral são mais difícil de enraizar. Por outro lado, uma
43
relação auxina/citocinina alta estimula a formação de raízes. O ácido
abscísico, embora ao inibir a síntese de giberelinas, possa favorecer o
enraizamento, os resultados com esse hormônio são contraditórios. O
etileno, em baixas concentrações (próximas a 10 mg.L-1), estimula a
formação e o desenvolvimento de raízes. Entretanto, o efeito do etileno é
mais dependente de interações complexas do que da simples
concentração desse regulador (FACHINELLO et al., 2005).
No entanto, os níveis de AIA na planta são baixos em tecidos já
diferenciados. Assim, é necessário que haja um balanço adequado,
especialmente entre auxinas, giberelinas e citocininas. As principais
auxinas sintéticas são: AIA (ácido indolacético); AIB (ácido indolbutírico);
ANA (ácido naftaleno acético) e 2,4-D (ácido 2,4-diclorofenoxi-acético).
No entanto, o AIA é fotossensível, sujeito à decomposição enzimática
(oxidase do AIA) e bacteriana; o ANA é mais fitotóxico que o AIA; o 2,4D
é altamente fitotóxico, a concentração ótima fica muito próximo do limite
de toxidez. Em altas concentrações, são produzidas raízes grossas e
atrofiadas (FACHINELLO et al., 2005).
Entre os produtos sintéticos o AIB é, provavelmente, o melhor
material para uso geral, porque geralmente não é tóxico para plantas
sobre uma ampla faixa de concentração e é eficaz na promoção do
enraizamento de um grande número de espécies de plantas (HARTMANN
et al., 2002). Este produto geralmente é utilizado na forma de solução
diluída ou concentrada. Entende-se por solução diluída aquela cuja
concentração do fitorregulador varia de 20 a 200 mg.L-1, e concentrada
aquela que apresenta uma concentração do fitorregulador variando entre
200 e 10.000 mg L-1, por isso, a imersão da base das estacas (1,5 a 2,5
cm) é feita por um período em torno de 5 segundos. A exposição por um
tempo mais prolongado, bem como a utilização de concentrações muito
elevadas, podem ocasionar efeitos fitotóxicos (FACHINELLO et al., 2005).
44
Em algumas espécies, é possível a propagação por meio de
estacas provenientes de raízes. Segundo Manica et al. (2000) a formação
de mudas de goiabeira por meio de estacas de raízes é obtida com
facilidade e sempre resulta em elevada porcentagem de pegamento. Para
Manica et al. (2000) deve se fazer uma rigorosa seleção da planta-matriz
e ao redor do tronco da planta selecionada, remover cuidadosamente a
terra e, quando aparecerem as raízes, devem ser coletadas aquelas com
0,7 a 1,2 cm de diâmetro, quando serão retiradas e preparadas as
estacas com 15 a 22 cm de comprimento.
45
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52
CAPÍTULO II
ÉPOCAS DE COLETA E SUPERAÇÃO DA DORMÊNCIA DE
SEMENTES DE MULUNGU E JUCÁ
53
ÉPOCAS DE COLETA E SUPERAÇÃO DA DORMÊNCIA DE
SEMENTES DE MULUNGU E JUCÁ
RESUMO
Estas espécies são utilizadas na medicina popular do nordeste brasileiro.
O objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito de diferentes métodos de
superação de dormência de sementes de mulungu e jucá coletadas em
duas épocas. O delineamento experimental utilizado foi inteiramente
casualizado em esquema fatorial 4 x 2 (quatro métodos de superação de
dormência e duas épocas de coleta) com quatro repetições de 25
sementes. Os métodos de superação de dormência foram (T1)
testemunha; (T2) sementes escarificadas do lado oposto à micrópila; (T3)
imersas em água à 80 ºC por cinco minutos e (T4) imersas em água à
100ºC por dois minutos. As características avaliadas foram: porcentagem
de emergência; índices de velocidade de emergência; altura da parte
aérea; comprimento da maior raiz; biomassa seca das raízes e da parte
aérea. As sementes de E. velutina e C. ferrea apresentam dormência
tegumentar, que é superada quando escarificadas na extremidade oposta
à micrópila, e não são afetadas pela época de coleta podendo ser
armazenadas em câmaras frias, sem perdas significativas na emergência
das plântulas por um período de 2 anos para E. velutina e 3 para C.
ferrea.
Palavras chave: germinação, Erythrina velutina, Caesalpinia ferrea, Caatinga
54
HARVEST TIMING AND OVERCOMING DORMANCY IN MULUNGU
AND JUCA SEEDS
ABSTRACT
These species are used folk medicine of northeastern Brazil. The aim of
this study was to evaluate the different methods of overcoming of mulungu
and juca seeds dormancy colleted in two seasons. It was used a
completely randomized design in schema factorial 4 x 2 (four methods of
overcoming of dormance and two seasons of colletcted) with four
replications of 25 seeds. The methods of overcoming of dormancy were
(T1) witness; (T2) scarified seed opposite micropyle; (T3) seeds in water
at 80 ºC for five minutes and (T4) seeds boiled at 100ºC for two minutes.
The evaluated characteristics were: emergency percentage; emergency
speed index; plant height; root lenght; dry biomass of roots an shoots. The
seeds of E. velutina and C. ferrea presents tegumental dormancy that is
overcome when scarified on the opposite the micropyle and is not
affected by the of time of collected. May be stored in cold chambers,
without significant losses in seedling emergence for a period of 2 years for
E. velutina and 3 for C. ferrea.
Key words: germination, Erythrina velutina, Caesalpinia ferrea, Caatinga
55
1 INTRODUÇÃO
O estudo da propagação através de sementes envolve a germinação
que vai desde a ativação dos processos metabólicos da semente até a
emergência da radícula e da plúmula (FACHINELLO et al., 2005). No
entanto, em algumas espécies as sementes apresentam dormência
tegumentar e só germinam quando submetidas a condições especiais que
alteram o tegumento. Neste tipo de dormência a testa ou partes
endurecidas dos envoltórios da semente são impermeáveis à água,
mantendo-a dormente ou quiescente (FACHINELLO et al., 2005) e isto
ocorre devido à presença de tegumento duro, impermeável à água que
dificulta o processo de absorção de água pela semente e restringe os
processos físicos e as reações metabólicas básicas da germinação
(BORGES et al., 2004; MARCOS FILHO, 2005).
A impermeabilidade do tegumento pode ser superada por meio da
escarificação, termo que se refere a qualquer tratamento que resulte na
ruptura ou no enfraquecimento do tegumento, permitindo a passagem de
água e dando início ao processo germinativo (MARCOS FILHO, 2005). A
escarificação mecânica constitui-se em um método simples e de baixo
custo, sendo indicada como o método mais eficiente para a promoção da
germinação em sementes de várias espécies como o cambucí (Capsicum
baccatum L.); a cássia gigante (Cassia grandis L.); a chorona (Samanea
saman Merril) e o camboatá (Cupania vernalis Camb.(LOPEs et al., 1998;
LIMA JÚNIOR, 2004; CARNEIRO et al., 2010). A água quente é outro
método utilizado na quebra da dormência, sendo eficiente em sementes
de Leucaena leucocephala (Lam.) Wit. (Teles et al., 2000) e Peltophorum
dubium Sprengel (Taubert) (OLIVEIRA, 2000).
A aplicação e a eficiência desses tratamentos dependem da
porcentagem da dormência, a qual está relacionada com a espécie, o
lote, a idade da semente e a época de maturação/colheita dos frutos
56
(TOKUHISA et al., 2008). Como exemplo tem-se as sementes de
Dimorphandra mollis Benth. que submetidas a diferentes tratamentos pré-
germinativos apresentaram variações na germinação, em função da data
e do local de coleta das sementes, o que pode estar associado ao estágio
de maturação e à influência do ambiente (OLIVEIRA et al., 2008). Apesar
de sua importância econômica, o mulungu e o jucá possuem limitações
quanto ao processo de formação de mudas devido à ocorrência de
dormência tegumentar, dificultando a germinação das sementes, que
ocorre de forma lenta e em baixa porcentagem (et al., 2006a; MAIA,
2004).
A dormência tegumentar é comum em muitas espécies de
leguminosas e constitui um dos fatores de importância fundamental para a
permanência, sob condições de adversidade climática, da espécie em
campo, pois algumas dessas sementes mantidas no solo podem, em
determinadas situações, embebere água e emergir em intervalos
sucessivos, quando as condições ambientais passarem a ser favoráveis
(REIS e MARTINS, 1989). Entretanto, para o uso de uma espécie na
regeneração de áreas degradadas, sistemas agroflorestais e produção de
mudas, faz-se necessária a emergência rápida e uniforme. Assim, o
objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito de diferentes métodos de
superação de dormência em sementes de mulungu e jucá coletadas em
duas épocas diferentes.
2 ÉPOCA DE COLETA E SUPERAÇÃO DE DORMÊNCIA DE
SEMENTES DE E. velutina
2 .1 MATERIAL E MÉTODOS 2.1.1 Local
A semeadura foi realizada, em 11 de dezembro 2010, no viveiro do
Departamento de Ciências Vegetais, da UFERSA - Universidade Federal
57
Rural do Semiárido, localizado em Mossoró-RN, coordenadas geográficas
5º 11’S e 37º20’W, com altitude de 18 m a.n.m (SILVA et al., 2002). O
material coletado, contendo folhas flores e frutos de Erythrina velutina
Willd. encontra-se tombado no Herbário Dárdano de Andrade Lima-
MOSS sob número 13041.
2.1.2 Clima
O clima da região, de acordo com a classificação de Köppen, é
BSwh’, isto é, seco e muito quente, com duas estações climáticas: uma
seca que vai geralmente de junho a janeiro, e uma chuvosa, de fevereiro
a maio (CARMO FILHO et al., 1991).
2.1.3 Teste de emergência
As sementes usadas no experimento foram coletadas nos meses
de novembro de 2008 e novembro de 2010, em 6 árvores, no campus da
UFERSA. As sementes coletadas em 2008 foram armazenadas no
laboratório de sementes do Departamento de Ciências Vegetais da
UFERSA em ambiente de câmara fria com temperaturas de 16 a 18 ºC e
umidade relativa do ar de 50 a 55%. Para o teste de emergência de E.
velutina foram utilizadas bandejas de polietileno com 50 células tendo
cada célula a capacidade de 115 cm³. Nos tratamentos as sementes
foram escarificadas e imersas em água com temperaturas de 80 ºC por 5
minutos e 100 ºC por 2 minutos. Para a escarificação mecânica
(desponte) foi utilizada uma tesoura de poda. Foram semeadas com o hilo
voltado para cima, no substrato composto de areia. As bandejas foram
mantidas em ambiente de casa de vegetação. Foram analisadas, em 12
de dezembro de 2010, as seguintes variáveis: altura da parte aérea (mm);
comprimento da maior raiz (mm); biomassa seca das raízes e parte aérea
(mg), percentuais de emergência e IVE (índice de velocidade de
emergência).
58
As medidas de altura e comprimento da maior raiz foram obtidas
com o auxilio de uma régua e as de biomassa por meio de uma balança
analítica modelo ACCULAB Sartorius group. As etapas da emergência
foram observadas e anotadas diariamente até o décimo quinto dia após a
semeadura. A porcentagem de germinação foi calculada pela fórmula: %E
= N/A x 100. Com N = número total de plântulas emergidas e A = número
total de sementes semeadas. Para o IVE, anotou-se diariamente o
número de sementes germinadas até o décimo quinto dia. O cálculo foi
efetuado pela fórmula proposta por Maguire (1962): IVE = E1/N1 + E2/N2
+...+ En/Nn. Sendo E = número de plântulas emergidas na primeira,
segunda até a última contagem e N = número de dias da semeadura à
primeira, segunda até a última contagem.
2.1.4 Delineamento estatístico
Foi utilizado o delineamento experimental inteiramente casualizado,
em esquema fatorial 4 x 2 (quatro métodos de superação de dormência e
duas épocas de coletas), com 4 repetições de 25 plantas na parcela.
Sendo cada parcela composta de vinte e cinco plântulas. Os tratamentos
foram: (T1) Testemunha; (T2) desponte das sementes do lado oposto à
micrópila; (T3) sementes imersas em água à 80°C por cinco minutos e
(T4) a 100 ºC por dois minutos. As épocas de coleta das sementes foram
(1) 2008 e (2) 2010 a fim de comparar o percentual de emergência em
função do envelhecimento. As análises dos dados foram realizadas
empregando-se o programa SAEG - Sistema Para Análises Estatísticas e
Genéticas - versão 9.1 (RIBEIRO JR. e MELO, 2009), obtendo-se análise
de variância e teste de médias (Tukey ao nível de 5% de probabilidade).
2.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO
A germinação iniciou-se no terceiro dia após a semeadura e ao
final do décimo quinto dia verificou-se que o maior percentual de
59
germinação, 98%, ocorreu nas sementes coletadas nas duas épocas, que
foram despontadas (escarificadas) no lado oposto à micrópila (Tabela 1),
concordando com Silva (2008) de que a germinação de E. velutina inicia-
se no terceiro e é finalizada no décimo quinto dia, e que a escarificação
manual do tegumento na extremidade oposta à micrópila (ou nas duas
extremidades) é eficiente para a superação da dormência das sementes.
Verificou-se que as plântulas oriundas das sementes que foram
escarificadas (despontadas), apresentaram os maiores valores para todas
as características analisadas independente da época de coleta das
sementes (Tabela 1), concordando com Alves et al. (2004) que também
verificaram os maiores valores de comprimento da parte aérea (altura),
comprimento da maior raíz e biomassa seca de plântulas de Bauhinia
divaricata L. obtidas de sementes que foram despontadas na região
oposta à micrópila. No gênero Erythrina já foi demonstrado que as
sementes apresentam dormência tegumentar (SILVA et al., 2006b). A
testa ou partes endurecidas dos envoltórios da semente são
impermeáveis à água, mantendo-a dormente ou quiescente
(FACHINELLO et al., 2005). O percentual de emergência depende de
fatores internos como estado de dormência, qualidade da semente e
potencial de emergência da espécie e externos como água, temperatura,
gases e luz (FACHINELLO et al., 2005).
Os maiores percentuais de emergência, 98%, e índices de
velocidade de emergência, 34,7%, foram verificados nas plântulas nas
quais o método utilizado para eliminar a dormência das sementes foi o
desponte manual do tegumento com tesoura de poda na extremidade
oposta à micrópila, possivelmente por ter permitido a embebição de água
pela semente (Tabela 1). Este método tem se mostrado eficiente em
muitas espécies de Leguminosas. Carvalho et al. (1980) verificaram que
sementes da espécie Erythrina speciosa Andr. são, logo após colhidas,
profundamente dormentes devido à impermeabilidade de sua casca à
60
água, e perceberam que a escarificação das sementes é capaz de
promover rapidamente a germinação com plântulas resultantes maiores e
mais pesadas.
TABELA 1. Médias das características de sementes de E.velutina sob
diferentes métodos de superação de dormência tegumentar e épocas de
coleta em Mossoró-RN.
TRATAMENTOS*
Características ÉPOCAS T1 T2 T3 T4 C.V. (%)
Al (mm) 2010 101,0 Ba 162,5 Aa 36,2 Cb 33,7 Cb 25,5
2008 101,5 Ba 164,7 Aa 88,7 Ba 98,2 Ba
CMR (mm) 2010 59,5 ABa 83,7 Aa 28,7 BCb 15,5 Cb 25,8
2008 70,2 ABa 99,0 Aa 61,2 Ba 66,5 ABa
BSA (mg) 2010 300,0 ABa 425,0 Aa 125,0 BCb 100,0 Cb 27,8
2008 300,0 Ba 500,0 Aa 275,0 Ba 300,0 Ba
BSR (mg) 2010 100,0 ABa 175,0 Aa 100,0 ABa 25,0 Ba 48,9
2008 100,0 Aa 150,0 Aa 125,0 Aa 100,0 Aa
E (%) 2010 17,0 Ba 98,0 Aa 2,0 Cb 2,0 Cb 7,5
2008 20,0 Ba 98,0 Aa 19,0 Ba 24,0 Ba
IVE (%) 2010 3,9 Ba 34,7 Aa 0,3 Ba 0,5 Ba 33,9
2008 11,5 Ba 34,3 Aa 3,4 Ba 3,6 Ba Letras maiúsculas comparam médias dentro das linhas e minúsculas dentro das colunas, pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. * T1 (testemunha); T2 (sementes despontadas na extremidade oposta à micrópila); T3 (imersas em água à 80ºC por 5 minutos) e T4 (imersas em água à 100ºC por 2 minutos).
Esses dados concordam com os resultados de Crepaldi et al.(1998)
que avaliaram métodos de superação de dormência de sementes de jucá
através da escarificação mecânica, na região lateral com lixa n. 80 e
química (ácido sulfúrico) e verificaram que os métodos foram altamente
eficientes na quebra de dormência. Eles concordam também com os
resultados de Alves et al. (2004) que obtiveram as maiores porcentagens
de emergência de plântulas de Bauhinia divaricata L. quando utilizaram a
escarificação por meio do desponte na região oposta à micrópila.
No entanto, as provenientes de sementes que foram fervidas antes
da semeadura apresentaram os menores valores em todas as variáveis
61
analisadas, principalmente para as oriundas de sementes coletadas em
2010. Os menores índices de germinação, 2%, ocorreram nas sementes
que foram fervidas a 80°C por cinco minutos e 100ºC por dois minutos,
quando se utilizou sementes coletadas em 2010 e 19% para as sementes
coletadas em 2008 (Tabela 1). A imersão em água quente não foi
eficiente para a superação da dormência de sementes de leguminosas:
Erythrina crista-galli L. (SILVA et al., 2006b); Copaifera langsdorffii
(PEREZ e PRADO, 1993); Trifolium repens L. (MEDEIROS e NABINGER,
1996); Bauhinia monandra Britt. e Bauhinia ungulata L. (ALVES et al.,
2000); Mimosa caesalpiniaefolia Benth. (BRUNO et al., 2001); Bauhinia
divaricata L. (ALVES et al., 2004) e de Peltophorum dubium (Spreng.)
Taub (OLIVEIRA et al., 2003; PIROLI et al., 2005).
A dormência representa uma condição em que o conteúdo de água
nos tecidos é pequeno e o metabolismo das células é praticamente nulo,
permitindo que a semente seja mantida sem germinar por um período
relativamente longo (FACHINELLO et al., 2005). Conforme revisão de
Reis e Martins (1989), essa característica é de ocorrência comum em
muitas espécies de leguminosas e constitui um dos fatores de importância
fundamental para a permanência da espécie em campo, sob condições
de adversidade climática. Algumas dessas sementes mantidas no solo
podem, em determinadas situações, embeber água e emergir em
intervalos sucessivos, quando as condições ambientais sem tornarem
favoráveis (REIS e MARTINS, 1998). As sementes da maioria das
espécies de Erythrina podem ser armazenadas com sucesso por muitos
anos, em câmara com cerca de 5 ºC e 30 a 40% de umidade relativa,
condição encontrada em geladeira doméstica (SILVA et al., 2006b). As
sementes de mulungu são ortodoxas e podem ser armazenadas nos
ambientes de laboratório, geladeira e câmara fria, por um período de 2
anos sem perdas significativas na emergência das plântulas, superior
portanto, aos 225 dias apontados por Silva (2008).
62
3 ÉPOCA DE COLETA E SUPERAÇÃO DE DORMÊNCIA DE
SEMENTES DE C.ferrea
3.1 MATERIAL E MÉTODOS
3.1.1 Local
As sementes de jucá foram semeadas em 11 de dezembro 2010,
no viveiro do Departamento de Ciências Vegetais da UFERSA -
Universidade Federal Rural do Semiárido, em Mossoró-RN, coordenadas
geográficas 5º 11’S e 37º20’W, com altitude de 18 m a.n.m (SILVA et al.,
2002), BR-110, Km 47, Bairro Costa e Silva. O material coletado,
contendo folhas flores e frutos de Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul.,
encontra-se tombado no Herbário Dárdano de Andrade Lima- MOSS sob
número 11752.
3.1.2 Teste de emergência
As sementes usadas no experimento foram coletadas em outubro
de 2007 e novembro 2010, em duas árvores, no campus da UFERSA. As
sementes coletadas em 2007 foram armazenadas no laboratório de
sementes do Departamento de Ciências Vegetais da UFERSA. Para o
teste de germinação de C. ferrea foram utilizadas bandejas de polietileno
com 50 células, tendo cada célula a capacidade de 115 cm³ de volume.
Nos tratamentos as sementes foram escarificadas e fervidas. Para a
escarificação mecânica foi utilizada lixa n° 60. As sementes foram
semeadas no substrato composto de areia. As bandejas foram mantidas
em ambiente de casa de vegetação e as etapas de emergência foram
observadas e anotadas diariamente, até o décimo oitavo dia após a
semeadura.
Foram analisadas as seguintes características: altura da parte
aérea (cm); comprimento da maior raiz (cm); biomassa seca das raízes e
parte aérea (g) percentuais de emergência e índices de velocidade de
63
emergência. As medidas de altura e comprimento da maior raiz foram
obtidas com o auxilio de uma régua e de biomassa por meio de balança
de precisão. A porcentagem de emergência foi calculada pela fórmula:
%E = N/A x 100. Com N = número total de plântulas emergidas e A =
número total de sementes semeadas. Para índice de velocidade de
emergência (IVE), anotou-se diariamente o número de sementes
germinadas até o décimo oitavo dia. O calculo foi efetuado pela fórmula
proposta por Maguire (1962): IVE = E1/N1 + E2/N2 +...+ En/Nn. Sendo E
= número de plântulas emergidas na primeira, segunda até a última
contagem e N = número de dias da semeadura à primeira, segunda até a
última contagem.
3.1.3 Delineamento estatístico
Foi utilizado o delineamento experimental inteiramente casualizado,
em esquema fatorial 4 x 2 (quatro métodos de superação de dormência e
duas épocas de coletas), com 4 repetições de 25 plântulas parcelas. Os
tratamentos foram: (T1) testemunha; (T2) sementes escarificadas do lado
oposto à micrópila; (T3) fervidas à 80°C por cinco minutos e (T4) fervidas
à 100ºC por dois minutos. As épocas de coleta das sementes foram (1)
2007 e (2) 2010. As análises dos dados foram realizadas empregando-se
o programa SAEG - Sistema Para Análises Estatísticas e Genéticas -
versão 9.1 (RIBEIRO JR. e MELO, 2009), obtendo-se análise de variância
e teste de médias (Tukey ao nível de 5% de probabilidade).
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO
As menores médias de porcentagens de germinação foram
verificados para as testemunhas, 23% (2007) e 29% (2010). A
germinação iniciou-se no terceiro dia após a semeadura e ao final do
décimo oitavo dia verificou-se que os maiores percentuais de germinação
(82,7% e 74,7%) ocorreram nas sementes coletadas em 2007 e 2010,
64
respectivamente, as quais foram submetidas à escarificação mecânica no
lado oposto à micrópila (Tabela 2). As sementes de jucá apresentam
dormência tegumentar, que é quebrada pelo trato intestinal de ruminantes
ou atritando-se a semente sobre lixa ou outra superfície áspera (MAIA,
2004). As sementes coletadas em 2007, que permaneceram
armazenadas em laboratório apresentaram maior percentual de
emergência; altura (T3); comprimento da maior raíz (T2) e biomassa seca
da parte aérea (T1) superior às coletadas em 2010, tal fato pode estar
relacionado à maior maturação fisiológica das sementes coletadas em
2007 que permaneceram armazenadas até 2010.
Carvalho et al. (1980) verificaram que sementes da espécie
Erythrina speciosa Andr. são, logo após colhidas, profundamente
dormentes devido à impermeabilidade de sua casca à água.
TABELA 2. Médias das características de sementes de C. ferrea sob
diferentes técnicas para superação de dormência tegumentar e épocas de
coleta, em Mossoró-RN.
TRATAMENTOS
Características ÉPOCAS T1 T2 T3 T4 C.V. (%)
Al (cm) 2007 6,6 BCa 8,3 Aa 7,1 ABa 5,5 Ca 11,2
2010 6,2 ABa 7,4 Aa 5,4 Bb 5,0 Ba
CMR (cm) 2007 9,3 Ba 13,0 Aa 10,2 Ba 8,3 Ba 13,6
2010 8,8 Aa 11,0 Ab 9,3 Aa 8,8 Aa
BSA (g) 2007 1,9 Ba 3,6 Aa 0,9 Bb 0,9 Ba 28,7
2010 0,8 Cb 3,2 Aa 1,9 Ba 1,3 BCa
BSR (g) 2007 0,2 Ba 0,8 Aa 0,3 Ba 0,2 Ba 10,6
2010 0,3 ABa 0,7 Aa 0,4 ABa 0,2 Ba
E (%) 2007 23,0 Da 82,7 Aa 52,5 Bb 34,5 Cb 10,6
2010 29,0 Da 74,7 Ab 64,0 Ba 43,0 Ca
IVE (%) 2007 0,8 Ca 9,7 Aa 2,5 Ba 1,0 Ca 11,8
2010 0,8 Ca 9,4 Aa 2,5 Ba 1,0 Ca Letras maiúsculas comparam médias dentro das linhas e minúsculas dentro das colunas, pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. * T1 (testemunha); T2 (sementes escarificadas na extremidade oposta à micrópila); T3 (imersas em água à 80ºC por 5 minutos) e T4 (imersas em água à 100ºC por 2 minutos). AL (altura); CMR (comprimento da maior raiz); BSA/BSR (Biomassa seca aérea e das raízes); GE (germinação) e IVE (índice de velocidade de emergência).
65
Smith et al. (1987) verificaram que a germinação de sementes de
grão-de-bico (cultivar garnet), conservadas a 22 ºC, melhora com a idade,
atingindo o máximo aos 23 meses após a colheita. Sementes de uvaia
(Eugenia uvalha Cambess) também não devem ser semeadas logo após
sua retirada dos frutos (SCALON et al., 2004). A técnica de escarificação
de sementes aplicada proporcionou as maiores médias para quase todas
as variáveis analisadas, independente da época em que as sementes
foram coletadas. Apenas o comprimento da maior raiz das plântulas
oriundas de sementes coletadas em 2010 não apresentou diferença entre
as médias dos tratamentos analisados. Esses resultados são
concordantes com os de Alves et al. (2004) que também verificaram os
maiores valores de porcentagem de germinação, índice de velocidade de
emergência, comprimento da parte aérea, comprimento da maior raíz e
biomassa seca de plântulas de Bauhinia divaricata L. obtidas de
sementes que foram despontadas (escarificadas) na região oposta à
micrópila. Para Lima et al., (2006) a escarificação mecânica do tegumento
de sementes de C. ferrea recém coletadas é eficiente para a superação
da dormência por favorecer a embebição de água e promover maior
porcentagem de germinação.
A escarificação mecânica constitui-se num método simples e de
baixo custo, indicado como o mais eficiente para a promoção da
germinação em sementes de pau-ferro (Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul.
var. leiostachia Benth.), cássia gigante (Cassia grandis L.), chorona
(Samanea saman Merril) (Lopes et al., 1998) e camboatá (Cupania
vernalis Camb.) (Lima júnior, 2004). A escarificação mecânica com lixa é,
portanto, recomendada para a superação da dormência das sementes de
jucá, que após isto, germinam com boa taxa dentro de dez dias após a
semeadura (FOWLER e BIANCHETTI, 2000; Maia, 2004).
66
4 CONCLUSÕES
Nas condições em que os experimentos foram conduzidos, os
resultados permitem concluir que a germinação de sementes de E.
velutina e C. ferrea é rápida, podendo atingir médias de até 98 e 82,7%
de emergência, respectivamente, quando escarificadas na extremidade
oposta à micrópila, e essas sementes podem ser armazenadas nos
ambientes de laboratório, em câmaras frias, sem perdas significativas na
emergência das plântulas.
67
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72
CAPÍTULO III
CONDIÇÕES DE AMBIENTE E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO DE
MUDAS DE Erythrina velutina WILLD. E Caesalpinia ferrea MART. EX
TUL. EM MOSSORÓ - RN
73
CONDIÇÕES DE AMBIENTE E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO DE
MUDAS DE Erythrina velutina WILLD. E Caesalpinia ferrea MART. EX
TUL. EM MOSSORÓ - RN
RESUMO
Erythrina velutina Willd. e Caesalpinia ferrea Mart ex Tul. são espécies
utilizadas na medicina popular que ocorrem no Nordeste brasileiro. O
objetivo deste estudo foi avaliar o efeito de diferentes substratos e
ambientes na produção de mudas de E. velutina e C. ferrea. O
delineamento experimental utilizado foi inteiramente casualizado em
esquema fatorial 5 x 2 (cinco substratos e dois ambientes) com quatro
repetições de 10 plantas na parcela. Os substratos foram solo, solo +
esterco bovino 2:1 v/v, solo + esterco bovino 3:1 v/v, areia + esterco bovino
2:1 v/v e areia + esterco bovino 3:1v/v. As características avaliadas foram:
diâmetro do coleto, altura, biomassa das raízes, da parte aérea e área
foliar. Para E. velutina não houve diferença significativa para o diâmetro
entre os diferentes substratos. Os substratos que continham esterco bovino
favoreceram o desenvolvimento em altura e biomassa. O ambiente a pleno
sol favoreceu o diâmetro e a biomassa das raízes enquanto a altura foi
favorecida pelo sombreado. Para C. ferrea não houve diferença
significativa para o diâmetro do coleto entre os diferentes substratos e
ambientes. Os substratos que continham esterco bovino favoreceram o
desenvolvimento em altura e biomassa nos dois ambientes. A área foliar foi
favorecida pelo ambiente sombreado e pelos substratos que continham
esterco bovino em ambas as espécies. Mudas de E. velutina e C. ferrea
podem ser produzidas a pleno sol em substratos que contenham matéria
orgânica.
Palavras-chave : plantas medicinais, propagação, matéria orgânica,
Caatinga.
74
AMBIENT CONDITIONS AND SUBSTRATES IN THE PRODUCTION OF
SEEDLINGS OF Erythrina velutina WILLD. E Caesalpinia ferrea
MART. EX TUL. IN MOSSORÓ - RN
ABSTRACT
Erythrina velutina Willd. and Caesalpinia ferrea Mart ex Tul. are species
used in folk medicine that occur in Northeastern Brazil. The aim of this
study was to evaluate the effect of different substrates and environments
in the production of seedling of E. velutina. It was used completely
randomized design in factorial 5 x 2 (five substrates and two
environments) with four replications of 10 plants in each plot. The
substrates were soil, soil + cattle manure 2:1 v/v, soil + cattle manure 3:1
v/v, sand + cattle manure 2:1 v/v and sand + cattle manure 3:1 v/v. The
evaluated characteristics were: diameter, height, biomass of roots, shoots
and leaf area. In E. velutina there was no significant difference for the
diameter between the different substrates. The substrates containing
manure promoted the development in height and biomass. The
environment in full sun favored the diameter and biomass of the roots
while the height was increased shade. In C. ferrea there was no significant
difference for the diameter between the different environments and
substrates. The substrates containing manure promoted the development
in height and biomass in both environments. Leaf area was favored by
shade and substrates containing cattle manure in both species. Seedlings
of E. velutina and C. ferrea may be grown in full sun on substrates
containing organic matter.
Keywords : medicinal plants, propagation, organic matter, Caatinga.
75
1 INTRODUÇÃO
Nos últimos anos a procura por mudas de espécies florestais
nativas tem crescido no Brasil em razão da necessidade de
reflorestamento. No entanto, há poucos dados sobre o crescimento de
espécies nativas como o mulungu (CARVALHO, 2008) e o jucá em
plantios, o que torna importante a produção de mudas destas espécies. A
produção de mudas florestais com qualidade, quantidade e diversidade
suficiente é uma das fases mais importantes para o estabelecimento de
bons povoamentos com espécies nativas (GONÇALVES et al., 2000).
Na formação de mudas, o substrato deve apresentar fácil
disponibilidade de aquisição e transporte, ausência de patógenos, riqueza
em nutrientes essenciais, pH adequado, boa textura e estrutura, para
proporcionar uma boa germinação e desenvolvimento do sistema
radicular (ARAÚJO et al., 2010) e, o uso de matéria orgânica no substrato
é um dos fatores que influenciam na absorção de nutrientes (YAMANISHI
et al., 2004). O substrato deve ser preferencialmente argiloarenoso para
que, ao ser retirado do saco de plástico, por ocasião do plantio, o torrão
com a muda não se quebre facilmente e ocasione perda de mudas no
campo (GOMES e COUTO, 1986).
Nos últimos anos o agricultor passou a ter uma nova visão sobre a
adubação orgânica dando importância à utilização de estercos que,
normalmente eram descartados na propriedade, passando a fazer uso
desse material como agente modificador das condições físicas e químicas
do solo e elevando o nível de fertilidade (ARF et al., 2000; SOUTO et al.,
2005). Conforme explicações de Malavolta (1979) o esterco bovino, além
de melhorar os aspectos químicos, físicos e biológicos do solo e aumentar
a retenção de água, funciona como um armazém de nutrientes, liberando-
os gradativamente para a planta. A diferença no tempo de decomposição
76
dos estercos assegura um fluxo contínuo de nutrientes no solo (SOUTO
et al., 2005).
Outro fator a ser estudado, pelo fato de a região semiárida ser
caracterizada por altos índices de iluminação diária, é a interferência de
diferentes níveis de luz recebidos pelas plantas em seu desenvolvimento
(MELO e CUNHA, 2008). Por isso, o objetivo deste trabalho foi avaliar o
efeito de diferentes substratos na produção de mudas de mulungu
Erythrinyna velutina Willd. e jucá Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. a pleno
sol e sob 50% de sombreamento, no viveiro do campus da UFERSA em
Mossoró-RN.
2 CONDIÇÕES DE AMBIENTE E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO DE
MUDAS DE E. velutina
2.1 MATERIAL E MÉTODOS 2.1.1 Local
A semeadura das sementes de mulungu foi realizado, em 20 de junho
2009, no viveiro do Departamento de Ciências Vegetais, campus da
UFERSA - Universidade Federal Rural do Semiárido, localizado em
Mossoró-RN, coordenadas geográficas 5º 11’S e 37º20’W, com altitude
de 18 m a.n.m (SILVA et al., 2002), BR-110, Km 47, Bairro Costa e Silva.
O material coletado, contendo folhas flores e frutos de Erythrina velutina
Willd., encontra-se tombado no Herbário Dárdano de Andrade Lima-
MOSS sob número 13041.
2.1.2 Produção de mudas
As sementes de E.velutina foram escarificadas, utilizando-se lixa nº
60, do lado oposto à micrópila, e semeadas em vinte de junho de dois mil
e nove, com o hilo voltado para cima, em substratos acondicionados em
sacolas de polietileno com dimensões de 15 x 25 cm, em dois ambientes:
77
pleno sol e 50% de sombreamento. Os substratos utilizados foram solo do
local de origem das plantas, mistura deste solo e esterco bovino, areia e
mistura de areia e esterco. O solo que participou da composição dos
substratos é o mesmo tipo utilizado na construção civil e recebe a
denominação de “arisco” em Mossoró-RN. É definido pela ABNT
(Associação Brasileira de Normas Técnicas) como solo proveniente de
granitos e gnaisses, com minerais parcialmente decompostos, sendo
arenosos ou siltosos, com baixo teor de argila e de cor variada (MATTOS,
2001). Para cada substrato foi realizada a análise química e física no
laboratório da UFERSA. As observações foram realizadas a cada 15 dias.
As plântulas foram irrigadas uma vez ao dia.
2.1.3 Delineamento estatístico O delineamento experimental foi inteiramente casualizado em
esquema fatorial 5 x 2 (cinco substratos e dois ambientes) com quatro
repetições de 10 plantas na parcela. Os substratos foram solo, solo +
esterco bovino 2:1 v/v, solo + esterco bovino 3:1 v/v, areia+esterco bovino
2:1 v/v e areia+esterco bovino 3:1 v/v. Os ambientes foram pleno sol e
50% de sombreamento. As características analisadas foram o diâmetro à
altura do coleto (cm), altura da planta (cm), biomassa verde e seca da raiz
e da parte aérea (g) e área foliar (cm2). As análises dos dados foram
realizadas empregando-se o programa SAEG - Sistema Para Análises
Estatísticas e Genéticas - versão 9.1 (RIBEIRO JR. e MELO, 2009),
obtendo-se análise de variância e teste de médias (Tukey ao nível de 5%
de probabilidade).
2.1.4 Área foliar A área foliar foi determinada para as plântulas, nos dois ambientes,
pelo método do disco (FERNANDES, 2000), utilizando-se as fórmulas:
78
Este método consistiu na coleta de 5 plântulas por parcela e na
extração de 10 discos dos folíolos por plântula, com o auxilio de um
furador de rolhas de diâmetro de 14,5 mm, aleatoriamente, evitando-se as
nervuras. Foi obtido o peso (g) dos discos e dos folíolos de cada plântula
separadamente em balança analítica modelo ACCULAB Sartorius group.
A validação do método do disco foi realizada empregando-se o programa
computacional Sigma Scann Pro 5. Foram extraídos folíolos de 4 - 5
plântulas por tratamento, em cada ambiente, aleatoriamente. Este método
consistiu na extração de 4 discos por plântula, com o auxilio de um
furador de rolhas de diâmetro de 14,5 mm, evitando-se as nervuras
(Figura 1). Os discos e os folíolos de cada plântula foram pesados
separadamente, e em seguida, foram escaneados e submetidos ao
programa Sigma Scann Pro 5.
Figura 1. Folha de mulungu, discos (esquerda) e furador de rolhas
(direita).
79
Os dados foram submetidos à análise de regressão. O método do
disco utilizado foi comparado com o método de referência (Scanner). Os
dados das áreas foliares obtidas pelo método do disco foram corrigidos
pela equação Y= 0,843x resultante da análise de regressão linear dos
dois métodos (Figura 09).
2.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Verificou-se que a emergência das sementes iniciou-se no terceiro
dia após a semeadura (Figura 2), e ao final do décimo quinto dia,
verificou-se uma média de 96,4 % de emergência de plântulas no
ambiente sombreado e 86% a pleno sol, concordando com Silva (2008)
em que a emergência de E. velutina inicia-se no terceiro e finaliza no
décimo quinto dia e, a escarificação manual do tegumento com lixa na
extremidade oposta à micrópila é eficiente para a superação da
dormência das sementes. Na Tabela 1 pode-se constatar, após 80 dias
da instalação do experimento, que não houve diferença significativa a 5%
de probabilidade pelo teste de Tukey para o diâmetro entre os diferentes
substratos, enquanto o ambiente a pleno sol favoreceu esta variável
(Tabela 1). A maior quantidade de luz disponível permitiu, provavelmente,
uma maior produção de fotoassimilados, que se acumularam no caule das
plantas, proporcionando os maiores diâmetros no ambiente a pleno sol.
Muitos autores têm verificado a tendência de maiores diâmetros do caule
quando as plantas são submetidas a condições de pleno sol. Com relação
às suas respostas à luminosidade o mulungu apresenta indícios de
comportamento ecológico de espécies pioneiras, com relação às suas
respostas à luminosidade (MELO e CUNHA, 2008).
80
Figura 2 . Emergência das plântulas (A) e plântulas de E. velutina em
ambiente sombreado (B) e a pleno sol (C e D). Mossoró – RN, 2009.
Almeida et al. (2005) verificaram um comportamento diferencial em
espécies pioneiras. Plantas pioneiras ou intolerantes à sombra são aquelas
que necessitam de clareiras naturais como sítio de regeneração
(HARTSHORN, 1978). Em acácia (pioneira), houve uma redução no
diâmetro do caule à medida em que foi aumentado o sombreamento. Melo
e Cunha (2008) avaliando o crescimento de E. velutina sob diferentes
níveis de luminosidade no município de Patos-PB, consideraram o sol
pleno como o mais indicado para a produção de mudas. No entanto, o
maior desenvolvimento em altura das mudas ocorreu no ambiente
A B
C D
81
sombreado e nos substratos que continham esterco bovino (Tabela 1).
Segundo Melo e Cunha (2008) a altura da parte aérea apresenta
comportamento inversamente proporcional aos níveis de luminosidade
recebidos pelas plantas. O rápido desenvolvimento obtido pelas mudas
sombreadas deve-se à busca de luminosidade pelas plantas menos
favorecidas, de acordo com Melo e Cunha (2008), este comportamento é
comum em áreas florestais, onde há competitividade entre as espécies.
TABELA 1. Médias das características de mudas de E.velutina sob
condições de ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009.
CARTERÍSTICAS.* AMB. SUBSTRATOS**
S1 S2 S3 S4 S5 C.V.%
DC (cm) Pleno sol 1,95 Aa 2.21 Aa 2.04 Aa 2.10 Aa 2.18 Aa 9,6
50% somb. 1.61 Ab 1.83 Ab 1.84 Aa 1.81 Ab 1.80 Ab
AL (cm) Pleno sol 45.85 Ba 60.30 ABb 69.35 Ab 69.40 Ab 65.55 Ab 11,2
50% sombr. 55.80 Ba 80.10 Aa 93.02 Aa 90.50 Aa 80.75 Aa
BFA(g) Pleno sol 63.10 Aa 102.96 Aa 103.36 Ab 104.05 Aa 109.72 Aa 24,7
50% somb. 65.51 Ba 123.85 Aa 143.52 Aa 119.90 Aa 112.04 ABa
BFR(g) Pleno sol 15.35 Ba 27.47 ABa 23.00 ABa 29.95 ABa 35.67 Aa 31,2
50% sombr. 13.84 Aa 22.30 Aa 24.08 Aa 21.94 Aa 23.11 Ab
BSA(g) Pleno sol 12.15 Aa 22.83 Aa 21.91 Aa 20.72 Aa 22.22 Aa 26,8
50% sombr. 11.78 Ba 22.12 ABa 25.06 Aa 22.32 ABa 20.55 ABa
BSR(g) Pleno sol 2.77 Ba 6.20 Aa 4.64 ABa 5.85 Aa 5.65 Aa 26,5
50% somb. 2.72 Aa 3.89 Ab 4.60 Aa 3.96 Ab 4.18 Aa Letras maiúsculas comparam médias dentro das linhas e minúsculas dentro das colunas, pelo teste de Tukey a 5%. *DC (diâmetro do coleto); AL (altura); BFA (biomassa fresca da parte aérea); BFR (biomassa fresca da raiz); BSA (biomassa seca da parte aérea) e BSR (biomassa seca da raiz). ** S1 (solo); S2 (solo + esterco 2:1); S3 (solo + esterco 3:1); S4 (areia + esterco 2:1) e S5 (areia + esterco 3:1).
Siebeneichlen et al. (2008) verificaram em plantas da espécie
Tabebuia heptaphyilla, cultivadas em ambiente de 50% de luminosidade
um maior crescimento em altura do que as cultivadas em pleno sol.
Resultados obtidos por Almeida et al. (2005) para moreira e fedegoso,
também concordam que a maior altura em espécies lenhosas ocorre em
82
condições sombreadas. Ao se comparar as espécies isoladamente,
Almeida et al. (2005) observaram que no tratamento de 50% de
sombreamento, as espécies jatobá e fedegoso acumularam maiores teores
de clorofila total, e a moreira nos tratamentos 30% e 50% de
sombreamento. Este maior acúmulo de clorofila nos níveis de maior
sombreamento pode ser devido à compensação da espécie a menor
quantidade de radiação disponível.
O plantio das mudas coincidiu com o declínio do período chuvoso
na região de Mossoró, que elevou a umidade relativa do ar em torno de
70% e amenizou as temperaturas médias neste período (25,4 a 28,1 ºC),
o que pode ter contribuído para o desenvolvimento inicial das mudas
(Figuras 3 e 4).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
jun jul ago set out nov
meses
umid
ade
(%)
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
prec
ipita
ção
(mm
)
Umidade Precipitação
Figura 3 . Umidade e precipitação em Mossoró-RN, 2009. Fonte: Estação
Meteorológica da UFERSA - Universidade Federal Rural do Semiárido.
83
Temperaturas médias (2009)
24
24,5
25
25,5
26
26,5
27
27,5
28
28,5
Jun Jul Ago Set Out Nov
Figura 4 . Temperaturas em Mossoró-RN, 2009. Fonte: Estação Meteorológica da
UFERSA - Universidade Federal Rural do Semiárido.
No ambiente sombreado, a irrigação foi realizada por aspersão,
proporcionando maior volume de água para as plântulas, enquanto no
ambiente a pleno sol as mudas foram regadas manualmente após o
período chuvoso, o que também pode ter contribuído para a obtenção de
maiores médias de altura e biomassa aérea no ambiente sombreado. A
matéria orgânica supriu as necessidades nutricionais exigidas pelas mudas
de E. velutina, para o seu desenvolvimento e produção de biomassa fresca
ou seca. O alumínio na forma de cátion trocável (Al3+) pode ser tóxico para
muitas espécies vegetais, afetando a morfologia das raízes, o que influi
diretamente na absorção dos nutrientes e da água (MEURER et al. (2004),
no entanto, foi verificado, 0,0 (zero) cmolc.dm-3 de Al3+ e teores de Ca2+,
Mg2+, P, K+, nos substratos que continham esterco bovino curtido (Tabela
2), números considerados bons, segundo recomendações para uso de
corretivos e fertilizantes da CFSEMG (1999). O Al precipita-se com valores
de pH acima de 5,5.
84
TABELA 2. Características dos substratos utilizados na produção de
mudas de E. velutina, em Mossoró, RN, 2009. Fonte: Laboratório de solos
da UFERSA.
IDENTIFICAÇÃO pH P K + Na+ Ca2+ Mg2+ Al3+
(água) mg.dm-³ cmolc.dm-3 Solo 5,8 1,9 26,2 16,7 1,8 2,4 0,05 Solo + Esterco (2:1) 7,1 165,9 550,1 127,3 2,1 2 0 Solo + Esterco (3:1) 6,9 92,3 355,5 82,7 1,6 1,4 0 Areia + Esterco (2:1) 7,6 152,1 461,5 96,9 2,1 1,6 0
Areia + Esterco (3:1) 7,7 108,3 223,8 62,4 2 2,2 0 Fonte: Laboratório de fertilidade do solo e nutrição de plantas da UFERSA.
A biomassa fresca da parte aérea apresentou as maiores médias,
para as mudas produzidas no substrato composto por solo e esterco (3:1),
no ambiente sombreado. A biomassa seca da parte aérea, no entanto,
não foi influenciada pelas condições do ambiente e foi maior nos
substratos com esterco bovino (Tabela 1). Segundo Larcher (2000) as
plantas sob baixa luminosidade tendem a expandir o limbo foliar,
aumentando a área de captação de luz sem, no entanto, aumentar a
massa seca. Os menores valores da biomassa das raízes ocorreram no
substrato testemunha (solo) e no ambiente sombreado (Tabela 1). Para
este substrato (Tabela 2), foram verificados valores considerados baixos
para K3+, muito baixos para P e, médios para Ca2+, Mg2+ e Al3+ (CFSEMG,
1999).
Um conteúdo equilibrado de alguns nutrientes como o cálcio (Ca) o
magnésio (Mg) o fósforo (P) e o potássio (K) favorece o enraizamento e o
desenvolvimento das plantas. O Ca é requerido para a elongação e
divisão celular. O K atua na ativação de grande número de enzimas e
está envolvido no controle estomático e transporte de carboidratos
(FACHINELLO et al., 2005; XAVIER et al., 2009). O fósforo desempenha
papel importante na transferência de energia da célula, na respiração e na
fotossíntese, cujas limitações na sua disponibilidade no início do ciclo
85
vegetativo, podem resultar em restrições no desenvolvimento, das quais a
planta não se recupera posteriormente mesmo que se aumente o
suprimento de P a níveis adequados (GRANT et al., 2001).
A elevação nos preços dos insumos básicos, principalmente dos
fertilizantes dependentes de petróleo, associada à queda na produtividade
das culturas, decorrente do mau uso do solo, evidencia a necessidade de
se buscar alternativas que ofereçam possibilidades de aumento da
fertilidade, como forma de melhorar os recursos naturais, sem onerar a
produção (ARF et al., 2000).
O esterco bovino melhora os aspectos químicos, físicos e
biológicos do solo, aumenta a estabilidade de agregados e a retenção de
água, favorecendo a disponibilização dos nutrientes (MALAVOLTA, 1979).
As maiores médias de área foliar foram verificadas no ambiente
sombreado, para as plântulas cultivadas nos substratos que continham as
misturas de solo e esterco (3:1 v/v) e areia e esterco (2:1 v/v) e as
menores para as cultivadas no tratamento com solo (Tabela 3 e Figura 5).
Para Siebeneichlen et al. (2008) trabalhando com Tabebuia heptaphyilla,
verificou que há uma tendência dos valores de área foliar desta espécie
serem maiores no ambiente com 50% de luminosidade.
TABELA 3 . Médias estimadas em cm2, das áreas foliares de mudas de
E.velutina, corrigidas pela equação Y= 0,843x, sob condições de
ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009. S1 S2 S3 S4 S5 Ambiente Solo Solo + E (2:1) Solo + E (3:1) Areia + E (2:1) Areia + E (3:1) Are foliar
Pleno sol
1095,69 Ba
1742,55 ABa
1954,91 ABb
1790,16 ABb
2275,04 Aa
50% somb.
1564,64 Ca
2527,19 ABa
3378,00 Aa
2883,33 Aa
2353,97 ABa
C.V.% 25.36 * Letras maiúsculas comparam médias dentro das linhas e minúsculas dentro das colunas pelo teste de Tukey a 5%. E= esterco bovino.
86
Área Foliar (E. velutina )
y = 0,8433xR2 = 0,9715
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0 50 100 150 200 250Mét. Disco
Mét
. Sca
nner
Figura 5 . Comparação entre as médias de áreas foliares de mudas de E.
velutina, cultivada à pleno sol e à 50% de sombreamento, pelo método do
disco e do scanner.
Desse modo a determinação da área foliar é fundamental para
estudar aspectos fisiológicos que envolvam análise de crescimento,
fotossíntese e transpiração (MARROCOS et al., 2010). Quanto menor a
luminosidade, maior área foliar é necessária para produzir um grama de
matéria seca (BENINCASA, 2003). Para Benincasa (2003) muitas vezes
as condições de autosombreamento, que diminuem a eficiência
fotossintética da cultura, diminuem também a evapotranspiração, a qual,
na maioria dos casos, é mais limitante para a produtividade do que a
diminuição da fotossíntese líquida. Pela análise de regressão linear
verificou-se que o método do disco é eficiente para a determinação de
área foliar de E. velutina.
3 CONDIÇÕES DE AMBIENTES E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO D E
MUDAS DE C. ferrea
3.1 MATERIAL E MÉTODOS
87
3.1.1 Local
As sementes de jucá foram semeadas em 20 de junho de 2009, no
viveiro do Departamento de Ciências Vegetais, campus da UFERSA -
Universidade Federal Rural do Semiárido, localizado em Mossoró-RN,
coordenadas geográficas 5º 11’S e 37º20’W, com altitude de 18m a.n.m
(SILVA et al., 2002), BR-110, Km 47, Bairro Costa e Silva. O material
coletado, contendo folhas flores e frutos de Casalpinia ferrea Mart. ex Tul.,
encontra-se tombado no Herbário Dárdano de Andrade Lima- MOSS sob
número 11752.
3.1.2 Produção de mudas
As sementes usadas no experimento foram extraídas de frutos de
jucá coletados em maio de 2009, de três árvores existentes no campus da
UFERSA. Para a quebra da dormência das sementes foi utilizado o
método de escarificação mecânica com lixa de nº 60 do lado oposto ao
hilo. Os substratos utilizados foram, também, solo, mistura de solo e
esterco bovino, areia e mistura de areia e esterco bovino. Os substratos
foram acondicionados em sacolas de polietileno de 15 x 25 cm. Para cada
substrato foi realizada a análise química no laboratório da UFERSA. As
observações foram realizadas a cada sete dias. Para as medidas de
diâmetro e altura do caule utilizou-se um paquímetro digital e uma trena,
respectivamente.
3.1.3 Delineamento estatístico
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado em
esquema fatorial 5 x 2 (cinco substratos e dois ambientes) com quatro
repetições de 10 plantas na parcela. Os substratos foram arisco, solo +
esterco bovino 2:1 v/v, solo + esterco bovino 3:1 v/v, areia+esterco bovino
2:1 v/v e areia+esterco bovino 3:1 v/v. Os ambientes foram pleno sol e
50% de sombreamento. As características analisadas foram o diâmetro à
88
altura do coleto (mm), altura da planta (mm), biomassa verde e seca da
raiz e parte aérea (g) e área foliar (cm2). As análises dos dados foram
realizadas empregando-se o programa SAEG - Sistema Para Análises
Estatísticas e Genéticas - versão 9.1 (RIBEIRO JR. e MELO, 2009),
obtendo-se análise de variância e teste de médias (Tukey ao nível de 5%
de probabilidade).
3.1.4 Área foliar A área foliar foi determinada para as plântulas, nos dois ambientes,
pelo método do disco (FERNANDES, 2000), utilizando-se a fórmula:
A área dos discos foi determinada pelo integrador de área foliar
modelo Área Meter AM 300 (Figura 6). Este método consistiu na coleta de
5 plântulas por parcela e na extração de 15 foliólulos (unidade da folha
composta) por plântula. Foi obtido o peso(g) da amostra (PD) de 15
foliólulos e das folhas (PF) de cada plântula, separadamente, em balança
analítica modelo ACCULAB Sartorius group (Figura 6). Cada amostra de
15 foliólulos foi submetida ao integrador de área foliar para a obtenção da
área.
Figura 6. Foliólulos de C. ferrea e integrador de área foliar modelo Área
Meter AM 300 (B), e balança modelo ACCULAB Sartorius group (A).
B A
89
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO
A emergência das plântulas iniciou-se no terceiro dia após a
semeadura, no ambiente sombreado (Figura 7), e ao final de quarenta e
sete dias, verificou-se uma média de 82% de emergência de plântulas no
ambiente sombreado e 89,5% a pleno sol, concordando com Fowler e
Bianchetti (2000), que recomendam a escarificação mecânica por três
segundos, para a superação da dormência das sementes de jucá. Para
Maia (2004) as sementes de C. ferrea germinam com boa taxa, dentro de
dez dias após a semeadura.
Figura 7. Início da germinação de C. ferrea no terceiro dia após a
semeadura (A) e plântulas (B), em Mossoró-RN, 2009.
O início do experimento coincidiu com o declínio do período
chuvoso na região de Mossoró, que elevou a umidade relativa do ar, em
torno de 70% e amenizou as temperaturas médias neste período de
condução do experimento (25 a 27 ºC), o que pode ter contribuído para o
desenvolvimento inicial das mesmas (Figuras 3 e 4). No ambiente
sombreado a irrigação foi realizada por aspersão, enquanto no ambiente
a pleno sol, as mudas foram regadas manualmente após o fim do período
chuvoso. Para as mudas produzidas, verificou-se, após 90 dias após a
instalação do experimento, que não houve diferença significativa a 5% de
A B
90
probabilidade pelo teste de Tukey, para o diâmetro entre os diferentes
substratos e ambientes (Tabela 4). Tal fato pode ser decorrente do
pequeno diâmetro do caule de jucá no início do desenvolvimento das
plântulas, conforme verificado na Tabela 4.
TABELA 4. Médias das características de mudas de C. ferrea sob
condições de ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009.
CARACT.* AMBIENTE SUBSTRATOS** C.V.%
S1 S2 S3 S4 S5 DC (mm) Pleno sol 3.52 Aa 3.80 Aa 3.65 Aa 3.50 Aa 3.60 Aa 11.24
50% somb. 3.32 Aa 3.78 Aa 3.75 Aa 3.67 Aa 3.47 Aa
AL (mm) Pleno sol 215.5 Bb 378.5 Ab 415.5 Ab 403.0 Ab 397.0 Ab
11.31
50% somb. 394.0 Ba 704.0 Aa 649.0 Aa 625.0 Aa 597.0 Aa
BFA (g) Pleno sol 2.19 Bb 5.96 Ab 6.56 Ab 6.96 Ab 6.96 Ab 16.02
50% somb. 3.97 Ba 9.75 Aa 10.36 Aa 10.37 Aa 9.21 Aa
BFR (g) Pleno sol 2.74 Ba 3.18 Ba 5.91 Aa 6.25 Aa 6.40 Aa 26.37
50% somb. 4.16 Aa 4.08 Aa 3.75 Ab 4.15 Ab 3.99 Ab
BSA (g) Pleno sol 1.11 Ba 3.07 Aa 3.16 Ab 2.98 Ab 3.07 Aa 15.74
50% somb. 1.77 Ba 3.52 Aa 3.87 Aa 3.94 Aa 3.59 Aa
BSR (g) Pleno sol 1.34 Ba 2.11 ABa 2.81 Aa 2.49 Aa 2.75 Aa 23.34
50% somb. 1.87 Aa 1.69 Aa 1.63 Ab 1.78 Ab 1.68 Ab
Letras maiúsculas comparam médias dentro das linhas e minúsculas dentro das colunas, pelo teste de Tukey a
5%. DC (diâmetro do coleto); AL (altura); BFA (biomassa fresca da parte aérea); BFR (biomassa fresca da
raiz); BSA (biomassa seca da parte aérea) e BSR (biomassa seca da raiz). ** S1 (solo); S2 (solo + esterco 2:1);
S3 (solo + esterco 3:1); S4 (areia + esterco 2:1) e S5 (areia + esterco 3:1).
No entanto, o maior crescimento das plântulas em altura ocorreu
no ambiente sombreado e nos substratos que continham esterco bovino
(Tabela 4). Para Melo e Cunha (2008) a altura da parte aérea apresenta
comportamento inversamente proporcional aos níveis de luminosidade
recebidos pelas plantas. O rápido desenvolvimento obtido pelas mudas
91
sombreadas deve-se à busca de luminosidade pelas plantas menos
favorecidas. De acordo com Melo e Cunha (2008), este comportamento é
comum em áreas florestais, onde há competitividade entre as espécies.
Siebeneichlen et al. (2008) verificaram em plantas da espécie
Tabebuia heptaphyilla, cultivadas em ambiente com 50% de luminosidade
um maior crescimento em altura do que nas cultivadas em pleno sol.
Resultados obtidos por Almeida et al. (2005) para moreira e fedegoso,
também concordam que a maior altura em muitas espécies lenhosas
ocorre em condições sombreadas. O ambiente sombreado também
favoreceu o desenvolvimento da biomassa fresca da parte aérea (Tabela
4). Segundo Larcher (2000) as plantas sob baixa luminosidade tendem a
expandir o limbo foliar, aumentando a área de captação de luz, sem no
entanto, aumentar a massa seca. Tal fato pode ter contribuído para que a
biomassa seca da parte aérea tenha tido pouca variação entre os
ambientes (Tabela 4). A biomassa das raízes também apresentou as
maiores médias quando se utilizou substratos que continham esterco
bovino na composição. No entanto, estes resultados ocorreram no
ambiente a pleno sol (Tabela 4). A matéria orgânica supriu as
necessidades nutricionais exigidas pelas mudas de C. ferrea, para o seu
desenvolvimento e produção de biomassa (Tabela 2) por apresentar
valores de Ca, Mg, P e K considerados bons, segundo recomendações da
CFSEMG (1999).
Os maiores valores de biomassa das raízes ocorreram nos
substratos que continham esterco e no ambiente a pleno sol (Tabela 4).
Para o substrato que não continha esterco foram verificadas as menores
médias de biomassa das raízes. Este substrato com pH igual a 5,8
também apresentou alumínio na sua composição. O alumínio na forma de
cátion trocável (Al3+) pode ser tóxico para muitas espécies vegetais,
afetando a morfologia das raízes, o que influi diretamente na absorção
dos nutrientes e da água (MEURER et al., 2004). No entanto, o ambiente
92
sombreado favoreceu o maior desenvolvimento de área foliar para as
mudas de C. ferrea cultivadas nos substratos que continham esterco
bovino na composição (Tabela 5 e Figura 8). As menores médias de área
foliar foram verificadas para as plântulas que emergiram no substrato sem
mistura de esterco. Para este substrato (Tabela 2), foram verificados
valores considerados baixos para potássio (K3+) e muito baixos para
fósforo (P) (CFSEMG, 1999).
A diminuição de aportes orgânicos nos solos produz perdas do
equilíbrio do ecossistema edáfico, diminuindo a atividade biológica e a
biodiversidade (VALARINI, 2009). O esterco bovino, além de melhorar os
aspectos químicos, físicos e biológicos do solo e aumentar a retenção de
água, funciona como um armazém de nutrientes, liberando-os
gradativamente para a planta (MALAVOLTA, 1979).
TABELA 5 . Médias estimadas em cm2, das áreas foliares de mudas de C.
ferrea, sob condições de ambientes e substratos em Mossoró-RN, 2009. S1 S2 S3 S4 S5
Ambiente Solo Solo + E. (2:1) Solo + E. (3:1) Areia + E. (2:1) Areia + E. (3:1)
Afol Pleno sol 447.09 Aa 478.88 Ab 477.26 Ab 485.06 Ab 507.21 Ab
50% somb. 358.24 Ba 843.40 Aa 808.29 Aa 908.23 Aa 840.23 Aa
C.V.% 26.26
* Letras maiúsculas comparam médias dentro das linhas e minúsculas dentro das colunas pelo
teste de Tukey a 5%. E= Esterco bovino
As médias de área foliar determinadas pelo método do integrador
apresentaram elevado coeficiente de determinação (R2), com um bom
ajuste dos pontos, indicando elevada concordância (Figura 8). Para
Siebeneichlen et al. (2008) há uma tendência dos valores de área foliar
serem maiores no ambiente com 50% de luminosidade.
93
Jucá (50% Sombreamento)y = -69,376x2 + 519,13x - 42,593
R2 = 0,8715
0100200300400500600700800900
1000
0 2 4 6
Substratos
Áre
a fo
liar
Figura 8 . Médias de áreas foliares de mudas de C. ferrea, cultivada em
ambiente sombreado, pelo método do integrador de área foliar.
O aumento da área foliar da planta mostra a habilidade da espécie
em utilizar a radiação fotossinteticamente ativa e alocar os
fotoassimilados. Quanto menor a luminosidade, maior área foliar é
necessária para produzir um grama de matéria seca (BENINCASA, 2003).
Para Benincasa (2003), muitas vezes as condições de
autosombreamento, que diminuem a eficiência fotossintética da cultura,
diminuem também a evapotranspiração, a qual, na maioria dos casos, é
mais limitante para a produtividade do que a diminuição da fotossíntese
líquida. Comparando as espécies de jatobá, fedegoso e moreira,
isoladamente, Almeida et al. (2005) observaram que no tratamento de
50% de sombreamento, as espécies jatobá e fedegoso acumularam
maiores teores de clorofila total, o mesmo aconteceu com a moreira nos
tratamentos 30% e 50% de sombreamento. Este maior acúmulo de
94
clorofila nos níveis de maior sombreamento pode ser devido à
compensação da espécie à menor quantidade de radiação disponível.
3.3 CONCLUSÕES
Mudas de E. velutina e C. ferrea podem ser produzidas a pleno sol,
ou em ambiente sombreado, em substratos que contenham esterco
bovino curtido.
95
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99
CAPÍTULO IV
PROPAGAÇÃO DE Erythrina velutina WILLD. E Caesalpinia ferrea
MART. EX TUL. PELO MÉTODO DE ESTAQUIA, EM MOSSORÓ-R N
100
PROPAGAÇÃO DE Erythrina velutina WILLD. E Caesalpinia ferrea
MART. EX TUL. PELO MÉTODO DE ESTAQUIA, EM MOSSORÓ-R N
RESUMO
Erythrina velutina Willd. e Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. ocorrem no
Nordeste brasileiro e são usadas na medicina popular. O objetivo deste
estudo foi avaliar o efeito do método de estaquia em E. velutina e C.
ferrea usando diferentes substratos, tipos de estacas (lenhosas, semi-
lenhosa e herbáceas) e doses de AIB (ácido indolbutírico) em ambiente
sombreado. As estacas foram coletadas em duas épocas (estação seca e
chuvosa). Foi usado o delineamento experimental inteiramente
casualizado, com quatro repetições. As características avaliadas foram
número de folhas; número de raízes; comprimento da maior raiz;
biomassa seca da parte aérea; biomassa seca das raízes; porcentagem
de brotações e de enraizamento. Os resultados indicaram que estacas
semilenhosas, coletadas de plantas jovens de E. velutina, com 6 a 12
meses de idade, são as mais recomendadas para a propagação desta
espécie, com 90% a 95% de enraizamento. No entanto, não houve efeito
significativo do AIB para o percentual de enraizamento de E. velutina.
Estacas coletadas a partir de raízes de mudas de C. ferrea, com 18 cm de
comprimento, são as mais recomendadas para a propagação desta
espécie, com 85% de enraizamento. O maior índice de enraizamento
ocorreu quando aplicou-se a dose de 6.000 mgL-1 de AIB. Recomenda-se
a formação e manutenção de plantas matrizes através da técnica de
jardim clonal para fornecer material jovem e saudável em maior escala
para a propagação destas espécies por estacas.
Palavras-chave : mulungu, jucá, Caatinga, estaquia
101
PROPAGATION OF Erythrina velutina Willd. AND Caesalpinia ferrea
MART. EX TUL. BY THE METHOD OF CUTTING, IN MOSSORÓ- RN
ABSTRACT
Erythrina velutina Willd. and Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul. occur in
Northeastern Brazil and are used in folk medicine. The aim of this study
was to evaluate the effect of cutting method in E. velutina and C. ferrea
using different types of cuttings (woody, semi-woody and herbaceous),
substrates and IBA (indolebutyric acid) in shaded environment. The
cuttings were collected in two times (dry and rainy seasons). It was used
completely randomized design with four replications. Was evaluated the
number of leaves; number of roots; length of roots; shoot dry biomass; dry
biomass of roots; percentage of shoots and rooting. The results indicated
that semi-hardwood cuttings, collected from young plants of E. velutina,
with 6 to 12 months old, are most recommended for the propagation of this
species, with 90% to 95% rooting. However, there was no significant effect
of IBA for rooting percentage of E. velutina. Cuttings collected from roots
of seedlings of C. ferrea, with 18 cm of lenght, are more recommended for
the propagation of this species, with 85% rooting. The highest rooting
occurred when was applied the level of 6.000 mg L-1 IBA. It is
recommended the formation and maintenance of mother plants through
the technique of clonal garden to provide young and healthy material on a
larger scale for the propagation of these species by cuttings.
Keywords: coral tree, jucá, Caatinga, cutting
102
1 INTRODUÇÃO
O mulungu (Erythrina. velutina) e o jucá (Caesalpinia ferrea) são
espécies utilizadas na medicina popular do Nordeste brasileiro com ação
comprovada por pesquisas científicas (VIRTUOSO, 2005; LORENZI,
2008). São utilizadas, também, para fins madeireiros, ornamentais e
industriais, entre outros. Assim, a crescente demanda e o intenso
extrativismo têm contribuído para a redução do número de plantas nas
áreas de ocorrência natural destas espécies. Segundo Fachim e Guarim
(1995) o mulungu corre o risco de passar à categoria de espécies em
perigo de extinção se continuar sendo explorado excessivamente e se
sua sobrevivência não for assegurada. O jucá embora seja de fácil
germinação, corre perigo de diminuição drástica, não apenas pelo corte
da sua madeira, mas, a médio prazo, pela falta de estabelecimento de
novas plantas (MAIA, 2004).
É necessário, portanto, assegurar a conservação desses
importantes recursos genéticos, que por se tratar de espécies de
interesse medicinal, torna-se necessária a preservação de suas
características genéticas. No entanto, a produção de mudas destas
espécies ainda é feita por meio de sementes, as quais apresentam
dormência tegumentar que requerem escarificação. Segundo Hoffmann et
al. (2005b) esse tipo de propagação é responsável pela variação
populacional, devido à segregação e à recombinação de genes e pelo
surgimento de novas variedades, uma vez que na natureza, predomina a
polinização cruzada, que assegura o maior intercâmbio de genes dentro
de uma mesma espécie.
A propagação vegetativa pelo método de estaquia possibilita a
perpetuação de clones de plantas, que são altamente heterozigotas, e
perderiam suas características com a propagação sexuada (HOFFMANN
et al., 2005a) utilizada atualmente para estas espécies. A propagação por
estaquia é considerada uma importante ferramenta no melhoramento de
103
plantas, especialmente no cultivo de plantas medicinais (EHLERT et al.,
2004).
Na produção comercial de mudas, a propagação assexuada é, por
vezes, mais importante que a propagação sexuada, por diversas razões:
normalmente é mais rápida que a propagação por semente. O período
improdutivo é mais curto, devido à redução da fase juvenil cuja duração é
de dois ou mais anos (FACHINELLO et al., 2005; XAVIER et al., 2009),
além de possibilitar uma maior uniformidade das plantas e permitir a
produção de plantas idênticas à planta-mãe, o que é importante na
preservação das características agronômicas desejáveis (HOFFMANN et
al., 2005 b). Pouco se conhece sobre a propagação vegetativa pela
técnica de enraizamento de estacas de espécies florestais brasileiras,
principalmente de plantas medicinais. Deve-se, portanto, investigar por
meio de pesquisas as técnicas adequadas de produção de mudas
vigorosas e isentas de pragas e doenças pelo método de estaquia. O
objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito do método de estaquia em
ambiente sombreado utilizando-se diferentes substratos, doses de AIB
(ácido indol butírico) e diferentes tipos de estacas (coletadas em duas
épocas), de na produção de mudas de mulungu (Erythrina velutina Willd.)
e jucá (Caesalpinia ferrea Mart. ex Tul.) em Mossoró-RN.
2 PROPAGAÇÃO DE E. velutina POR ESTAQUIA 2.1 MATERIAL E MÉTODOS Foram testados, no campus da UFERSA, diferentes tipos de
estacas e substratos, doses de AIB (ácido indolbutírico) e épocas de
coleta do material propagativo. Foram utilizadas estacas lenhosas e
semilenhosas, com o mínimo de duas gemas, extraídas das porções
basais e medianas dos ramos e herbáceas extraídas dos ápices dos
104
ramos. Foi efetuada uma lesão de 2 a 3 cm, em bisel, na base de cada
estaca para expor o câmbio e favorecer o enraizamento.
As estacas foram imersas, por 5 minutos, em solução de hipoclorito
de sódio a 0,6% para a desinfecção e, em seguida, lavadas em água
corrente. As estacas foram imersas por 5 segundos na solução de AIB. A
solução foi preparada diluindo-se o produto em 125 mL de álcool 93º GL e
completando-se o volume com 125 mL de água destilada de acordo com
a metodologia indicada por Hartmann et al. (1990) e Fachinello et al.
(2005).
Nos experimentos em que o AIB foi utilizado o substrato foi
constituído de casca de arroz carbonizada. Foi enterrado, em torno de 2/3
de cada estaca nos substratos, acondicionados em sacolas ou bandejas
de polietileno. As estacas foram envolvidas com saquinhos de polietileno
como forma de prevenção contra a desidratação. Foram efetuadas duas
irrigações diárias na estação seca, e uma a cada dois dias, na chuvosa.
Utilizou-se o delineamento experimental inteiramente casualizado em 6
(seis) experimentos descritos abaixo. O experimento 01 foi instalado em
casa de vegetação e os demais em ambiente sombreado. As análises dos
dados foram realizadas empregando-se o programa SAEG - Sistema Para
Análises Estatísticas e Genéticas - versão 9.1. As médias foram
comparadas pela análise de regressão.
2.1.1 Experimento 01 - Propagação de E. velutina por estacas
lenhosas, em diferentes substratos, na estação seca
As estacas de mulungu foram colocadas para enraizar em 22 de
maio de 2010, em casa de vegetação, sob irrigação por aspersão. As
estacas, com diâmetros entre 0,4 e 1,2 cm e comprimento de 12 cm,
foram extraídas de duas árvores existentes no campus da UFERSA. Os
105
substratos foram acondicionados em sacolas de polietileno com
dimensões de 15 x 25 cm (Figura 1A).
Figura 1 . Estacas lenhosas de E. velutina (A), em casa de vegetação (B),
no campus da UFERSA, em Mossoró – RN, maio de 2010.
Os tratamentos consistiram de cinco tipos de substratos (solo; fibra
de coco; solo + esterco bovino 2:1 v/v; solo + resíduo de jitirana 3:1v/v e
esterco bovino + resíduo de jitirana 1:1 v/v.) com quatro repetições de 10
estacas na parcela, totalizando 200 estacas. O resíduo de Jitirana
(Merremia aegyptia L.), espécie expontânea da Caatinga, tem sido
utilizado no Rio Grande do Norte na produção orgânica de hortaliças
(LIMA et al., 2007).
2.1.2 Experimento 02 - Propagação de E. velutina por estacas
lenhosas e doses de AIB (àcido Indolbutírico) na estação chuvosa
Iniciou-se no período chuvoso, em 01 de abril de 2011. Foram
utilizadas estacas lenhosas, com 18 cm de comprimento e 1,0 cm de
diâmetro que foram acondicionadas em bandejas de polietileno com 50
células de 115 cm³ de volum. Utilizou-se casca de arroz carbonizada
(CAC) como substrato. Aplicou -se cinco tratamentos (0, 2.000, 4.000,
A B
106
6.000 e 8.000 mg.L-1 de AIB) com quatro repetições de 10 estacas na
parcela.
2.1.3 Experimento 03 - Propagação de E. velutina por meio de
estacas herbáceas, em diferentes substratos, na est ação chuvosa
O experimento foi instalado em 13 de maio de 2011. Utilizou-se
estacas herbáceas, com 12 cm de comprimento e 0,4 a 1,0 cm de
diâmetro, acondicionadas em bandejas de polietileno, com 50 células de
115 cm³ de volume. Os tratamentos foram casca de arroz carbonizada;
fibra de coco; vermiculita e areia, com quatro repetições de 10 estacas na
parcela, totalizando 160 estacas. As parcelas foram subdivididas em 5
estacas com um par de folíolos seccionados ao meio, e 5 estacas nuas.
2.1.4 Experimento 04 - Propagação de E. velutina por estacas
semilenhosas procedentes de brotações de árvore jov em, e uso de
AIB, na estação seca
O experimento foi instalado em 10 de agosto de 2010. As estacas
foram extraídas de brotações de árvores que sofreram poda severa há
aproximadamente doze meses, aproximadamente. Consistiu no
tratamento das estacas com 5 doses de AIB (0; 1.000; 2.000; 3.000 4.000
e 5.000 mg L-1) com 4 repetições de 5 estacas na parcela, totalizando 120
estacas. Utilizou-se CAC como substrato. Foram utilizadas estacas com
12 cm de comprimento e diâmetros variando de 0,3 a 1,3 cm,
acondicionadas em sacolas de polietileno com dimensões de 11 x 22 cm.
2.1.5 Experimento 05 - Propagação de E. velutina por estacas
semilenhosas procedentes de mudas, com até 12 meses de idade e
uso de AIB, na estação seca
107
O experimento foi instalado em 08 de agosto de 2010. As estacas
foram extraídas de plantas jovens, remanescentes de mudas de E.
velutina com até 12 meses, obtidas de sementes e cultivadas no ano
anterior. Consistiu de 5 tratamentos (0; 1.000; 2.000; 3.000 e 4.000 mg L-1
de AIB) com quatro repetições de 5 estacas na parcela, totalizando 100
estacas, considerando-se a escassez de material. As mudas foram
envolvidas com fita escura para protegê-las da luz, durante os sete dias
anteriores à extração das estacas. Foram utilizadas estacas com 12 cm
de comprimento e diâmetros de 0,4 a 1,2 cm as quais foram
acondicionadas em bandejas de polietileno, com 50 células de 115 cm³ de
volume. Utilizou-se o substrato constituído de CAC.
2.1.6 Experimento 06 - Propagação de E. velutina por estacas
semilenhosas, procedentes de mudas com 6 meses de i dade e uso
do AIB, na estação chuvosa
O experimento foi instalado em 12 de maio de 2011. As estacas
com 12 cm de comprimento e 0,5 a 1,2 de diâmetro foram extraídas de
mudas de E. velutina, com 6 meses de idade, e acondicionadas em
bandejas de polietileno com 50 células de 115 cm³ de volume. Consistiu
de sete tratamentos (0; 1.000; 2.000; 3.000, 4.000, 5.000 e 6.000 mg L-1
de AIB) com quatro repetições de 10 estacas na parcela, totalizando 280
estacas. Utilizou-se CAC como substrato.
2.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO Após 85 dias, da instalação do experimento 01 (estacas lenhosas
na estação seca) em casa de vegetação, verificou-se que apenas o
substrato desprovido de matéria orgânica (solo) não apresentou
brotações. No entanto, apenas uma estaca enraizou. Houve ocorrência
de patógenos e decomposição ocasionando a morte de mais de 80% das
108
estacas. Tal fato pode ter ocorido porque elas ficaram susceptíveis ao
ataque de patógenos, devido ao corte efetuado por ocasião da extração
das estacas, houve também elevação da temperatura e umidade
proporcionada pela irrigação por aspersão no interior da estufa (Figura 1).
A alta umidade pode ocasionar a anerobiose, ou seja, falta de
oxigenação das estacas, resultando em perdas de seu potencial de
enraizamento (XAVIER et al., 2009). Para Hoffmann et al. (2005a),
temperaturas ao redor de 35 a 40ºC, limitam o crescimento das raízes da
maioria das espécies lenhosas. Os substratos utilizados, à base de
resíduos orgânicos, também podem ter contribuído para a decomposição
das estacas. Compostos orgânicos podem ser fonte de inóculos de
organismos saprófitos (HOFFMANN et al., 2005a).
No experimento 02 (estacas lenhosas coletadas na estação
chuvosa e tratadas com doses de AIB) verificou-se após 35 dias da
instalação, índices de 50 a 75% de brotações e enraizamento de apenas
duas estacas. Comparando-se, no entanto, com as condições ambientais
do experimento anterior constatou-se que neste não houve a morte das
estacas. Observou-se, no entanto, que mesmo entre as estacas que
sobreviveram nos dois experimentos a taxa de enraizamento verificada
em ambos foi de apenas 0,5 e 1%, respectivamente. Tal fenômeno pode
estar relacionado com a consistência das estacas. Segundo Xavier et al.
(2009) estacas lenhosas apresentam maior capacidade de sobrevivência
em relação às herbáceas e semilenhosas, mas possuem maior
dificuldade em enraizar devido ao maior grau de maturação fisiológica e
de lignificação da estaca.
O Experimento 03 (propagação de E. velutina por meio de estacas
herbáceas, em diferentes substratos, na estação chuvosa) não
apresentou enraizamento aos 18 dias após serem fixadas no leito de
enraizamento. Ocorreu a decomposição das estacas. Conforme
explicações de Xavier et al. (2009) a estaca herbácea possui maior
109
capacidade para regeneração de uma nova planta devido à sua maior
juvenilidade fisiológica, no entanto dada a sua consistência tenra,
apresenta o inconveniente de ter baixa resistência à desidratação com
posterior decomposição.
Para o experimento 04 (estacas semilenhosas procedentes de
brotações de árvore jovem e doses de AIB na estação seca) aos 45 dias
após as estacas serem colocadas para enraizar, em ambiente
sombreado, verificou-se que apenas o número de raízes apresentou
efeito significativo para as estacas em que foi aplicada a maior dose,
5.000 mg L-¹, de AIB. A maior média de número de raízes foi verificada
nas estacas que receberam a maior dose do fitorregulador (Figura 3). A
média de enraizamento entre os tratamentos foi de 40% (Figura 2). No
entanto, o fitorregulador não apresentou efeito significativo para a
porcentagem de enraizamento.
110
Figura 2. Plântulas oriundas de estacas semilenhosas de E. velutina
extraídas de árvore jovem, tratadas com AIB, após 45 dias no leito de
enraizamento. Mossoró-RN, 2010.
111
y = 0,0005x + 1,2357R2 = 0,8309
00,5
11,5
22,5
33,5
44,5
0 2.000 4.000 6.000
mgL- 1 (AIB)
Nº
raíz
es
Figura 3. Número de raízes das estacas semilenhosas extraídas de
árvore jovem, de E. velutina. Mossoró-RN, 2010.
No experimento 05 utilizando-se estacas semilenhosas
procedentes de mudas de E. velutina com até 12 meses, tratadas com
AIB na estação seca, não foi verificado aos 28 dias após serem fixadas ao
substrato, diferenças significativas para nenhuma das características
avaliadas.
Figura 4. Plântulas oriundas de estacas semilenhosas de E. velutina,
extraídas de mudas com até 12 meses de idade tratadas com AIB.
Mossoró-RN, 2010.
1000 e 2000mg. L-1 4000 mg. L-1
112
Verificou-se que o fitorregulador não influenciou no enraizamento.
No entanto, a média entre os tratamentos foi de 71% de estacas
enraizadas (Figuras 5 e 6). No experimento 06 (propagação de E. velutina
por estacas semilenhosas, procedentes de mudas com 6 meses de idade
e uso do AIB na estação chuvosa) verificou-se, após 33 dias da
instalação, uma média de 88,6% de enraizamento.
Figura 5. Plântulas de E. velutina oriundas de estacas, procedentes de
mudas com 6 meses de idade, no período chuvoso (A), submetidas à
dose de 0 mgL-1 de AIB. Mossoró-RN, 2011.
A B
113
Figura 6. Plântulas de E. velutina oriundas de estacas, procedentes de
mudas com 6 meses de idade, no período chuvoso, submetidas à doses
de 1.000 (A); 2.000 (B); 3.000 (C); 4.000 (D); 5.000 (E) e 6.000 mgL-1 de
AIB (F). Mossoró-RN, 2011.
E F
A
D C
B
114
Número de folhas
y = -0,0004x + 2,4839R2 = 0,8463
00,5
11,5
22,5
3
0 2.000 4.000 6.000 8.000
mg/L (AIB)
Brotações (%)
y = -0,0112x + 89,196R2 = 0,95
0
20
40
60
80
100
0 2.000 4.000 6.000 8.000
mg/L (AIB)
Figura 7. Médias do número de folhas e brotações de E. velutina obtidas
de estacas extraídas de mudas com 6 meses de idade, no período
chuvoso, submetidas ao AIB. Mossoró-RN, 2011.
O fitorregulador aplicado proporcionou, no entanto, uma relação
inversa entre o desenvolvimento da parte aérea e do sistema radicular
(Figuras 7 e 8). O crescente aumento nas concentrações do AIB
favoreceu o desenvolvimento do sistema radicular em detrimento da parte
aérea.
Número de raízes
y = 0,0015x + 3,375R2 = 0,9773
02468
101214
0 2.000 4.000 6.000 8.000
mg/l (AIB)
Biomassa seca das raízes (mg)
y = 3E-06x2 + 0,0021x + 55,238R2 = 0,8917
0
50
100
150
200
0 2.000 4.000 6.000 8.000
mg/L (AIB)
Figura 8. Médias do número e biomassa seca de raízes de E. velutina
obtidas de estacas extraídas de mudas com 6 meses de idade, no
período chuvoso, submetidas ao AIB. Mossoró-RN, 2011.
115
Verificou-se para os experimentos 04, 05 e 06 (estacas
semilenhosas de E. velutina) que o percentual de enraizamento aumentou
com a redução da idade das plantas matrizes das quais foram extraídas
as estacas, independente da estação do ano. Esse fato está relacionado
com o aumento no conteúdo de inibidores e com a diminuição de
cofatores de enraizamento, à medida que aumenta a idade da planta
(FACHINELLO et al., 2005). Por isso, de modo geral, os estudos com
propagação vegetativa de espécies florestais pela técnica de
enraizamento de estacas têm-se concentrado em materiais juvenis
(XAVIER et al., 2009).
Fatores ambientais como sombreamento, influenciaram na redução
das temperaturas e aumento do percentual de umidade no local dos
experimentos podendo ter contribuído para o sucesso do enraizamento
das estacas. A luz está relacionada à degradação de compostos
fotolábeis como as auxinas. Portanto, a baixa intensidade luminosa sobre
as estacas tende a favorecer a formação de raízes, provavelmente devido
à preservação das auxinas e de outras substâncias endógenas em
detrimento aos compostos fenólicos (FACHINELLO et al., 2005).
As temperaturas máximas (médias de 30,9 a 32,3ºC) e umidade
relativa do ar (médias de 48,7 a 58,1%) verificadas no local (sombreado)
do experimento no período de agosto a dezembro de 2010 (Figura 9) e
médias de 29,9 a 31,3 ºC de temperaturas máximas e 61 a 70% de UR
nos meses de março a junho de 2011 (Figura 10) podem ter influenciado
favoravelmente no enraizamento das estacas.
116
30,0
30,5
31,0
31,5
32,0
32,5
Ago Set Out Nov Dez2010
Tem
. máx
ima
(ºC
)
444648505254565860
UR
(%
)
T. máxima (ºC) UR (%)
Figura 9 . Médias de temperatura máxima e umidade relativa do ar no
local, sombreado, dos experimentos em 2010. Mossoró-RN.
29,0
29,5
30,0
30,5
31,0
31,5
Mar Abr Mai Jun2011
Tem
p. m
áxim
a (º
C)
565860626466687072
UR
(%
)
T. máxima (ºC) UR (%)
Figura 10 . Médias de temperatura máxima e umidade relativa do ar no
local, sombreado, dos experimentos em 2011. Mossoró-RN.
117
Nas condições brasileiras, a maioria dos estudos mostra que a
diminuição nos níveis de luz natural promove aumento no enraizamento
de estacas. Para Xavier et al. (2009) em espécies florestais, um bom
enraizamento pode ser conseguido em um amplo intervalo de
temperatura, variando de 15 e 35 ºC. As temperaturas do ar
excessivamente altas (35 a 45º C) devem ser evitadas, pois podem
promover a brotação da parte aérea antes do enraizamento levando a um
consumo excessivo de reservas devido à elevação da transpiração, com a
consequente perda de água pelas folhas (HOFFMANN et al., 2005a).
O aumento da temperatura em espécies herbáceas e
semilenhosas, estimula a taxa de transpiração, induzindo o murchamento
da estaca. Além disso, pode favorecer a brotação das gemas antes que o
enraizamento tenha ocorrido, o que é indesejável (FACHINELLO et al.,
2005). Portanto, de acordo com Hoffmann et al. (2005a), além de uma
boa ventilação é fundamental um bom sistema de resfriamento e de
sombreamento. Neves et al. (2006) comparando estacas caulinares
procedentes de árvores adultas (herbáceas, semilenhosas e de rebrota) e
estacas de mudas oriundas de sementes de Erythrina falcata, coletadas
em quatro épocas do ano e o efeito do AIB em casa de vegetação
climatizada (25 a 30ºC e UR do ar acima de 80%), verificaram uma maior
porcentagem de enraizamento (73%) para estacas oriundas de mudas,
sem influência do AIB.
Trabalhando com Erythrina crista-galli L. em clima subtropical
úmido com chuvas bem distribuídas durante o ano e temperatura média
anual em torno de 17ºC, Gratieri-Sossella et al. (2008) utilizando o mesmo
tipo de estacas, substrato e doses de AIB, obtiveram resultados
semelhantes (75 a 100% de enraizamento), também, sem influência direta
do AIB. Utilizando-se explantes de plântulas com 14 dias de idade em
temperatura média de 25ºC, Costa et al. (2010) obteve enraizamento in
vitro de E. velutina, independente das doses de fitorreguladores utilizadas
118
nos meios de cultura. Esses resultados reforçam que o AIB pode não ter
influência direta no percentual de enraizamento de estacas E. velutina.
Outros fatores como condicionamento da estaca e substrato
podem, também, ter favorecido o enraizamento das estacas de E.
velutina. Os cortes laterais na base das estacas, principalmente em
espécies que apresentam esclerênquima que se constitui em barreira
física à emissão de raízes, propiciam a exposição do câmbio, o que pode
facilitar a absorção de substâncias promotoras do enraizamento. A divisão
celular é estimulada pelo aumento da taxa de respiração e nos teores de
auxinas, carboidratos e etileno nessa área lesionada (FACHINELLO et al.,
2005).
O substrato constituído de casca de arroz carbonizada utilizado
apresenta as condições necessárias para o enraizamento tais como pH
neutro, baixa salinidade (115 gL-1), boa porosidade (72%), elevado
espaço de aeração (55%), baixa retenção de água (17% de água
disponível, 7% de facilmente disponível e 1% de água tamponante) e
estabilidade estrutural (FIRMINO e BELLÉ, 2000; KÄMPF, 2000c). Esse
substrato é livre de plantas daninhas; nematóides e patógenos; não
necessita de tratamento químico para esterilização, em razão de ter sido
esterilizado com a carbonização.
Para Fachinello et al. (2005) o substrato mais adequado para o
enraizamento varia conforme a espécie, podendo-se considerar que um
bom substrato deve reunir as seguintes características: reter água
suficiente para manter as células túrgidas, evitando o murchamento da
estaca; garantir aeração suficiente, por meio de um adequado espaço
poroso; aderir bem à estaca e as raízes formadas; não favorecer a
contaminação e o desenvolvimento de patógenos e saprófitos; ter baixo
custo e fácil aquisição e, não conter ou liberar substâncias fitotóxicas á
estaca. Os resultados da análise do substrato (Tabela 1) apresentaram
valores de Ca, Mg e K, considerados como muito bons pela CFSEMG
119
(1999). A relação C/N foi alta em função do baixo teor de N. Estacas com
alta relação C/N, devido a um baixo teor de N, são ricos em compostos
necessários ao desenvolvimento das raízes (FACHINELLO et al., 2005;
XAVIER et al., 2009). O N é fundamental no início do enraizamento, por
participar da síntese de ácidos nucléicos e proteínas (HARTMANN et al.,
1990).
TABELA 1. Características do substrato (casca de arroz carbonizada)
utilizado para o enraizamento de E. velutina, em Mossoró, RN, 2010.
IDENTIFICAÇÃO K+ Ca2+ Mg2+ Al3+
M.O.
N
C/N
Casca de arroz carbonizada mg.dm-³ cmolc.dm-3
g.kg-1
554,6 19,7 7,30 0,0
82,33
0,81
58,9 Fonte: Laboratório de solos da UFERSA.
Um conteúdo equilibrado de cálcio (Ca), magnésio (Mg), fósforo (P)
e potássio (K) favorece o enraizamento e o desenvolvimento das plantas.
O (Ca) é requerido para a elongação e divisão celular. O (K) atua na
ativação de grande número de enzimas e está envolvido no controle
estomático e transporte de carboidratos e o Magnésio (Mg) é ativador de
grande número de enzimas e tem participação na clorofila (FACHINELLO
et al., 2005; XAVIER et al., 2009). Embora o resultado da análise não
tenha apresentado fósforo (P) os minerais existentes apresentam as
condições mínimas para o desenvolvimento inicial das plântulas até
serem transplantadas para o campo.
3 PROPAGAÇÃO DE C. ferrea POR ESTAQUIA
3.1 MATERIAL E MÉTODOS
O trabalho foi desenvolvido na UFERSA - Universidade Federal
Rural do Semiárido. Foram utilizadas estacas lenhosas e semilenhosas,
com duas ou mais gemas, extraídas das porções basais e medianas dos
120
ramos e herbáceas extraídas dos ápices dos ramos. Foi efetuada uma
lesão de 2 a 3 cm, em bisel, na base de cada estaca para expor o câmbio
e favorecer o enraizamento. As estacas foram imersas, por 5 minutos, em
solução de hipoclorito de sódio a 0,6% para a desinfecção e, em seguida,
lavadas em água corrente. Foi retirado o ápice das estacas lenhosas e
semilenhosas. As estacas tratadas com doses de AIB (ácido Indolbutírico)
foram imersas por 5 segundos em soluções preparadas, diluindo-se o
produto em 125 mL de álcool 93º GL e completando-se o volume com 125
mL de água destilada, de acordo com a metodologia indicada por
Hartmann et al. (1990) e Fachinello et al. (2005).
Foram enterrados cerca de 2/3 de cada estaca nos substratos,
acondicionados em bandejas de polietileno com 50 células de 115 cm³ de
volume, nos experimentos de 01 a 10, e em sacolas de polietileno com
dimensões de 11 x 22 cm nos experimentos 11 e 12. As estacas foram
envolvidas com saquinhos de polietileno como forma de prevenção contra
a desidratação. Foram avaliadas as seguintes características: número de
raízes; comprimento da maior raiz (cm); biomassa seca da parte aérea e
das raízes (mg); brotações (%) e enraizamento (%). Utilizou-se o
delineamento experimental inteiramente casualizado nos experimentos
que apresentaram médias superiores a 30% de enraizamento. As
análises dos dados foram realizadas empregando-se o programa SAEG -
Sistema Para Análises Estatísticas e Genéticas - versão 9.1 (RIBEIRO
JR. e MELO, 2009), obtendo-se análise de variância e teste de médias
(Tukey a 5% de probabilidade) e a comparação de doses de AIB, pela
análise de variância da regressão.
O experimento foi mantido em ambiente sombreado. Foram feitas
duas irrigações diárias na estação seca, e uma a cada dois dias, na
chuvosa. A espécie estudada foi C. ferrea, testando tipos de substrato,
doses de AIB, épocas de coleta e comprimento de estacas em 11
experimentos descritos a seguir.
121
3.1.1 Experimento 01 - Propagação de C. ferrea por meio de estacas
lenhosas extraídas de árvores, e doses de AIB, na e stação seca
O experimento foi instalado em 21 de agosto de 2010, utilizando-se
estacas com 12 cm de comprimento e diâmetros ao redor de 1,0 cm, que
foram extraídas de árvores adultas. E consistiu no tratamento das estacas
com doses de 0; 1.000; 2.000; 3.000, 4.000 e 5.000 mg L-1 de AIB, em
quatro repetições de cinco estacas na parcela, totalizando 120 estacas.
Utilizou-se como substrato casca de arroz carbonizada.
3.1.2 Experimento 02 - Propagação de C. ferrea, por meio de estacas
semilenhosas oriundas de brotações, e doses de AIB (0 a 4.000 mg L -
1) na estação seca
O experimento foi instalado em 21 de setembro de 2010. Foram
utilizadas estacas extraídas de árvore de C. ferrea, aos 60 dias após poda
severa, com medidas de 12 cm de comprimento e diâmetros de 0,6 a 1,0
cm. Como substrato foi utilizada a mistura de casca de arroz carbonizada
e esterco bovino curtido (3:1 v/v). Os tratamentos foram doses de 0;
1.000; 2.000; 3.000 e 4.000 mg L-1 de AIB, com quatro repetições de cinco
estacas na parcela, totalizando 100 estacas.
3.1.3 Experimento 03 - Propagação de C. ferrea por meio de estacas
semilenhosas, oriundas de brotações, e doses de AIB (0 a 8000 mgL -
1) na estação seca
O experimento foi instalado em 27 de outubro de 2010. Foram
utilizadas estacas com medidas de 13 cm de comprimento e 0,8 a 1,2 cm
de diâmetros. Como substrato foi utilizada a mistura de casca de arroz
carbonizada e esterco bovino curtido (3:1 v/v). Os tratamentos foram
doses de 0; 2.000; 4.000; 6.000 e 8.000 mg L-1 de AIB, com quatro
repetições de dez estacas na parcela, totalizando 200 estacas.
122
3.1.4 Experimento 04 - Propagação de C. ferrea por meio de estacas
semilenhosas provenientes de brotações, e tipos de substratos, na
estação seca
Foram utilizadas, em 03 de dezembro de 2010, 4 tratamentos
(casca de arroz carbonizada; areia; fibra de coco e solo da área de
ocorrência natural da espécie) distribuídos em 4 repetições de 10 estacas
na parcela. Foram utilizadas estacas com 18 cm de comprimento e média
de 1,0 cm de diâmetro.
3.1.5 Experimento 05 – Propagação de C. ferrea por estacas
semilenhosas oriundas de brotações, e doses de AIB, na estação
chuvosa
O experimento foi instalado em 29 de março de 2011. Foram
utilizadas estacas com medidas de 18 cm de comprimento e diâmetros de
0,9 a 1,2 cm e substrato de casca de arroz carbonizada. Os tratamentos
foram doses de 0; 2.000; 4.000; 6.000 e 8.000 mg L-1 de AIB, com quatro
repetições de dez estacas na parcela, totalizando 200 estacas.
3.1.6 Experimento 06 – Propagação por estacas semil enhosas
oriundas de brotações de C. ferrea e tipos de substratos na estação
chuvosa
O experimento foi instalado em 21 de março de 2011. Foram
utilizadas estacas medindo 18 cm de comprimento e média de 1,0 cm de
diâmetro. Os tratamentos foram: areia, casca de arroz carbonizada, fibra
de coco, vermiculita e solo, com quatro repetições de cinco estacas na
parcela, totalizando 100 estacas.
123
3.1.7 Experimento 07 – Propagação de C. ferrea por estacas
herbáceas e tipos de substratos na estação seca
O experimento foi instalado em 30 de outubro de 2010. Foram
utilizadas estacas, com dois foliólulos, medindo 10 cm de comprimento e
diâmetros em torno de 0,3 a 0,4 cm. Os tratamentos foram casca de arroz
carbonizada; fibra de coco; vermiculita e solo + esterco (3:1 v/v) com
quatro repetições de cinco estacas na parcela, totalizando 80 estacas.
3.1.8 Experimento 08 – Propagação por estacas herbá ceas de C.
ferrea e doses de AIB na estação chuvosa
O experimento foi instalado em 16 de abril de 2011. Foram
utilizadas estacas com dois foliólulos, seccionados ao meio, medindo 12
cm de comprimento e diâmetros em torno de 0,25 a 0,4 cm. Os
tratamentos foram 0; 1.000; 2.000; 3.000 e 4.000 mg.L-1 de AIB, com
quatro repetições de cinco estacas na parcela, totalizando 100 estacas.
3.1.9 Experimento 09 – Propagação por estacas semil enhosas
extraídas de mudas de C. ferrea, obtidas por meio de sementes, com
14 meses de idade, e doses de AIB na estação seca
O experimento foi instalado em 21 de agosto de 2010. Foram
utilizadas estacas medindo 12 cm de comprimento e diâmetros em torno
de 1,0 cm. Os tratamentos foram doses de 0; 1.000; 2.000; 3.000 e 4.000
mg.L-1 de AIB, com quatro repetições de cinco estacas na parcela,
totalizando 100 estacas.
3.1.10 Experimento 10 – Propagação por estacas semi lenhosas
extraídas de mudas de C. ferrea obtidas por meio de sementes, com
6 meses de idade, e doses de AIB, na estação chuvos a
O experimento foi instalado em 20 de março de 2011. Foram
utilizadas estacas medindo 18 cm de comprimento e diâmetros em torno
124
de 1,0 cm. Os tratamentos foram 0; 2.000; 4.000; 6.000 e 8.000 mg.L-1 de
AIB, com quatro repetições de cinco estacas na parcela, totalizando 100
estacas.
3.1.11 Experimento 11 – Propagação por estacas extr aídas de raízes
de mudas de C. ferrea com 16 meses de idade e 18 cm de
comprimento, submetidas a diferentes doses de AIB, na estação
seca
O experimento foi instalado em 29 de outubro de 2010. Foram
utilizadas estacas medindo 18 cm de comprimento e diâmetros em torno
de 0,8 a 1,2 cm. Os tratamentos foram 0; 2.000; 4.000; 6.000 e 8.000
mg.L-1 de AIB, com quatro repetições de cinco estacas na parcela,
totalizando 100 estacas.
3.2 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Verificou-se, após 60 dias da instalação do experimento, que as
estacas lenhosas de C. ferrea coletadas na estação seca (experimento
01) não enraizaram e apresentaram apenas 17% de brotações. As
semilenhosas, retiradas de brotações, com até 60 dias no leito de
enraizamento, na estação seca, e com até 23 dias na chuvosa
(experimentos 02 a 06), também não enraizaram e apresentaram apenas
15 a 30% de brotações independente dos tratamentos aplicados e da
época de coleta das estacas. Foi constatada a presença de patógenos
nas estacas que foram submetidas a substratos compostos de resíduo
orgânico. As estacas herbáceas (experimentos 07 e 08) não brotaram e
também não enraizaram após 15 dias, independente da época de coleta
das estacas.
Segundo Neves et al. (2006) as desvantagens da estaquia incluem
a dificuldade de se induzir a produção de raízes adventícias em muitas
espécies.
125
Para as estacas semilenhosas extraídas de mudas de C. ferrea com 14
meses de idade (experimento 09), verificou-se aos 60 dias, a presença de
18% de brotações e de três estacas enraizadas: uma no tratamento de
3.000 e duas no de 4.000 mg.L-1 de AIB (Figura 11).
Figura 11. Estacas semilenhosas, extraídas de mudas de C. ferrea com
14 meses de idade, em outubro de 2010.
No entanto, as estacas semilenhosas extraídas de mudas de C.
ferrea com 6 meses de idade (Figura 12), na estação chuvosa
(experimento 10), apresentaram, após 45 dias no leito de enraizamento,
uma média de 17% de enraizamento entre os tratamentos, com maior
percentual, 30%, para as estacas que não foram tratadas com AIB,
embora não tenha havido diferenças significativas entre os tratamentos
aplicados (Figura 12B).
126
Figura 12. Estacas semilenhosas extraídas de mudas de C. ferrea com 6
meses de idade e testemunha (0 mgL -1 de AIB) em 2011.
Figura 13. Estacas semilenhosas extraídas de mudas de C. ferrea com 6
meses de idade e doses de AIB (2.000 a 8.000 mg.L -1 ) em maio de 2011.
A B
D C
B A
127
No experimento 11 (estacas com medidas de 18 cm de
comprimento extraídas de raízes de mudas de C. ferrea, na estação seca)
aos 50 dias após as estacas serem enterradas no substrato, constatou-se
que a dose de 6.000 mgL-1 de AIB aplicada (Figura 13C) proporcionou as
maiores médias de enraizamento das estacas (85%). As menores médias
de enraizamento (40%), número de raízes (1,8) e de comprimento de
raízes (3,2 cm) ocorreram nas estacas em que não foi aplicado o
fitorregulador (Figura 14). Silva et al. (2011) trabalhando com estacas de
raízes de mama-cadela (Brosimum gaudichaudii Tréc.) também obtiveram
os maiores índices de enraizamento no tratamento em que foi aplicada a
maior dose de AIB (1.000 mgL-1).
Verificou-se que o NR, o CMR, a BSR e o ENR% apresentaram
maiores médias à medida que se aumentou a concentração do
fitorregulador até a dose de 6.000 mg.L-1 (Figura 15). Esses resultados
comprovam que o jucá pode ser propagado a partir de estacas oriundas
de raízes. Embora estacas de raízes não apresentem gemas vegetativas,
observou-se nesta espécie, uma boa média de brotações (Figura 14A),
demonstrando boa totipotencialidade (capacidade de uma só célula
originar um indivíduo multicelular) conforme explicações de Fachinello et
al. (2005) e Xavier et al. (2009), resultando em um equilibrio entre a parte
aérea (média de 65% de brotações) e o sistema radicular (média de 68%
de enraizamento).
Para Hartmann et al. (1990) melhores resultados com estacas de
raízes são susceptíveis de ser atingidos se forem retiradas a partir de
plantas jovens no final do Inverno ou início da primavera, quando as
raízes estão bem abastecidas com alimentos armazenados, e antes da
planta iniciar um novo crescimento. A retirada da estaca deve ser evitada
na primavera, quando a planta está se desenvolvendo. É importante
manter a polaridade correta da estaca quando plantada.
128
Figura 14. Estacas extraídas de raízes de C. ferrea, com 18 cm de
comprimento (A), que foram submetidas a doses de AIB: 0 (B); 2.000 (C);
4.000 (D); 6.000 (E) e 8.000 mgL-1 (F), em dezembro de 2010.
Trabalhando com goiaba, Manica et al., (2000) verificou que a
formação de mudas dessa espécie, por meio de estacas de raízes, é
A
D C
B
F E
129
obtida com facilidade e sempre resulta em elevada porcentagem de
pegamento, quando são escolhidas aquelas com 0,7 a 1,2 cm de
diâmetro e 15 a 22 cm de comprimento.
Silva et al. (2011) obteve 51,3% de enraizamento, por meio de
estacas oriundas de raízes de Brosimum gaudichaudii com 2 anos de
idade em ambiente sombreado.
.
y = -2E-06x2 + 0,021x + 24,239R2 = 0,9453
0102030405060708090
0 5.000 10.000
mg/L (AIB)
Enr
aiza
men
to (
%)
y = 0,0107x + 15,765R2 = 0,9732
0
20
40
60
80
100
120
0 2.000 4.000 6.000 8.000 10.000
mg/L (AIB)
Bio
mas
sa s
eca
das
raíz
es
(mg)
y = 0,0027x + 0,9841R2 = 0,9361
0
5
10
15
20
25
0 5.000 10.000
mg/L (AIB)
Núm
ero
de R
aíze
s
y = -4E-07x2 + 0,0048x - 0,0697
R2 = 0,82350
2
4
6
8
10
12
14
16
0 5.000 10.000
mg/L (AIB)
Com
p.M
aior
Raí
z (c
m)
Figura 15 . Percentual de enraizamento, biomassa seca das raízes,
número de raízes e comprimento da maior raiz de estacas extraídas de
raízes de C. ferrea, com 18 cm de comprimento, em dezembro de 2010.
Estes resultados concordam com os de Fachinello et al. (2005) de
que estacas provenientes de plantas jovens enraízam com mais
130
facilidade. Segundo estes autores, isso se manifesta com mais frequência
em espécies de difícil enraizamento. Portanto, fatores como a idade das
mudas das quais foram retiradas as estacas de jucá (16 meses), o
comprimento (18 cm) e o diâmetro das estacas (0,8 a 1,2 cm), podem ter
contribuído positivamente no enraizamento. Esses resultados apontam
para a perspectiva de se trabalhar com estacas retiradas de materiais
jovens preferencialmente de jardins clonais.
4 CONCLUSÕES
Nas condições em que os experimentos foram conduzidos, os
resultados permitiram concluir que a partir de estacas semilenhosas
procedentes de brotações de árvore jovem de mulungu (E. velutina) pode-
se obter até 55% de enraizamento; concluiu-se também que estacas
semilenhosas extraídas de mudas de E. velutina com até 12 meses de
idade pode se obter até 90% de enraizamento e, de estacas procedentes
de mudas com 6 meses de idade até 95%;
O jucá (C. ferrea) pode ser propagado por meio de estacas
extraídas de mudas com 6 meses de idade, podendo obter até 30% de
enraizamento; e concluiu-se também qu estacas com 18 cm de
comprimento, procedentes de raízes de plântulas de C. ferrea são as
mais indicadas para a propagação, podendo-se obter até 85% de
enraizamento; outra conclusão resultante deste trabalho é que o AIB
influencia no enraizamento de estacas de jucá obtidas a partir de raízes
de plântulas;
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