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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA ESCOLA DE VETERINÁRIA DEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIA DEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIA DISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIO DISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIO ROTEIRO DE PROCEDIMENTOS PARA AULAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIO Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno Prof. Dr. Dirson Vieira GOIÂNIA ‐ 2007

LCV Roteiro de aulas praticas 3 - addevufg.files.wordpress.com · 5 2.3. Contagem de plaquetas 2.3.1. Método de Fônio Fazer um esfregaço fino, secar e corar pelo método do Panótico

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁSUNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS   

ESCOLA DE VETERINÁRIAESCOLA DE VETERINÁRIA   

DEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIADEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIA   

DISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIODISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIO   

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

ROTEIRO DE PROCEDIMENTOS PARA  

AULAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO  

CLÍNICO VETERINÁRIO  

 

 

 

 

Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno 

Prof. Dr. Dirson Vieira 

 

 

 

 

 

 

 

 

GOIÂNIA ‐ 2007

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VISTO DE CONFERÊNCIA DAS AULAS PRÁTICAS 

 

 

Turma:    Bancada:    1°    2°    3°    4°    5°        

Nº Matrícula:    Nome:          

              

              

              

              

              

 

AULA PRÁTICA 1 

 

 

 

AULA PRÁTICA 2 

 

 

 

AULA PRÁTICA 3 

 

 

 

AULA PRÁTICA 4 

 

 

 

AULA PRÁTICA 5 

 

 

 

AULA PRÁTICA 6 

 

 

 

AULA PRÁTICA 7 

 

 

 

AULA PRÁTICA 8 

 

 

 

AULA PRÁTICA 9 

 

 

 

AULA PRÁTICA 10 

 

 

 

   

 

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AULA PRÁTICA Nº 1 – INTRODUÇÃO AO LABORATÓRIO CLÍNICO 

 

1.1. Grupos de aula prática 

 

Os  alunos  deverão  se  dividir  em  grupos  com  4  a  5  componentes  que  deverão  ser  fixos  até  o  final  do 

semestre letivo; 

Cada grupo confeccionará um relatório de aulas práticas, onde deverá constar: 

• a colagem das folhas referentes as aulas práticas nas folhas de um caderno brochura pautado; 

• a descrição da explicação mais detalhada do princípio/procedimento das provas empregadas incluindo 

suas vantagens e limitações no caderno de aulas práticas; 

• as indicações gerais das provas executadas; 

• discussão dos resultados à luz da literatura disponível. 

 

 

1.2. Indumentária 

 

Durante  as  aulas  práticas,  o  aluno manipulará  espécimes  clínicos  obtidos  geralmente  de  animais  doentes  e 

reagentes químicos potencialmente tóxicos. Assim exposto, sugere‐se que o aluno utilize: 

• Jaleco de manga comprida (preferencialmente) 

• Luvas de procedimento (adquiridas pelo aluno) 

• Calças compridas 

• Sapato fechado 

Observação:  além dos  cuidados  acima  expostos,  orienta‐se  ao  aluno  não  se  alimentar  dentro  da  sala  de 

aula prática e não utilizar bonés, chapéus ou similares. 

 

 

1.3. Manuseio do material 

 

Durante a execução das provas, os alunos deverão estar adequadamente paramentados e sentados; 

O manuseio do material deverá ser feita cuidadosamente sobre a bancada; 

Para o uso do microscópio recomenda‐se: 

• descobri‐lo e ligá‐lo; 

• certificar‐se se está regulado com a objetiva de menor aumento; 

• que a visualização deverá ser feita sempre da objetiva de menor para a de maior aumento; 

• o óleo de imersão para a utilização da objetiva 100x; 

• limpar  a  objetiva  de  100x  após  seu  uso,  para  retirada  de  resíduo  de  óleo  de  imersão,  empregando 

solução própria de limpeza e papel/tecido macio; 

• a retirada da lâmina, sua limpeza geral, desligamento e recobrimento ao final de sua utilização. 

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1.3. Geral 

 

Antes de sair da sala de aula, certifique‐se que foram executadas a seguintes tarefas: 

Descartar o lixo da bancada na lixeira; 

Lavar cuidadosamente as vidrarias empregadas em aula prática; 

Limpar as bancadas. 

 

1.4. Atividades propostas 

 

• Focar lâminas de esfregaço sanguíneo corado, conforme orientações anteriores; 

• Homogeneização de amostras 

• Pipetagem 

• Micropipeta 

 

 

• Pêra de borracha 

 

 

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AULA PRÁTICA Nº 2 ‐ HEMOGRAMA (ERITROGRAMA) 

 2.1. Determinação do volume globular (hematócrito) 

 2.1.1. Método do micro‐hematócrito 

  Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante). 

Encher 2/3 de um tubo capilar com sangue. 

Limpar o sangue de fora do tubo com algodão, mantendo o tubo na horizontal. 

Fechar a extremidade livre do tubo com uma massa de modelar ou na chama. 

Colocar o tubo na centrífuga com a extremidade fechada apontada para fora. 

Certificar que a centrífuga esteja adequadamente fechada. 

Centrifugar a 10,000 rpm durante 5 minutos. 

Fazer a leitura do tubo em um gráfico com escala própria, considerando a relação do volume eritrocitário  o 

sobrenadante. 

 

2.2. Contagem de hemácias 

 

Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante). 

Remover o sangue de fora da pipeta com papel absorvente. 

Diluir 10 µL de sangue em 2 ml do diluidor num tubo e preencher a câmara de Neubauer com o auxílio da 

micropipeta. 

Após três minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio. 

Contar as hemácias de 5 dos 25 quadrados da área reticulada central (quadrados escuros). 

Para isso, focalizar com objetiva de 10x e contar com objetiva de 40x. 

Somar o resultado e multiplicar por 10.000 para obtenção do resultado por µL (mm3). 

 

 

 

À esquerda ‐ retículo da câmara de Neubauer (ao centro os quadrados para leitura do número de hemácias). À 

direita – Exemplo de regra para contagem de hemácias em um dos cinco quadradinhos do retículo central. 

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2.3. Contagem de plaquetas 

 

2.3.1. Método de Fônio  

Fazer um esfregaço fino, secar e corar pelo método do Panótico rápido (aula prática nº 5). 

Contar o número de plaquetas em 10 campos com objetiva de 100X (de imersão). 

Multiplicar o resultado pelo número de hemácias (do hemograma) e dividir por 1000 para determinação do 

número de plaquetas em µL (mm3). 

 

2.3.2. Método direto  

Aspirar 4 mL de solução de diluidora (citrato de sódio ‐ 3,8g; formol 40% ‐ 0,2 mL; azul cresil brilhante – 0,1g 

e água destilada qsp – 100mL) de plaquetas em um tubo de vidro. 

Homogeneizar bem a amostra de sangue. 

Aspirar 20µL de sangue com a pipeta automática. 

Remover o sangue de fora da pipeta com um algodão. 

Diluir o sangue na solução diluidora e homogeneizar a mistura por três minutos. 

Preencher a câmara de Neubauer previamente montada e colocá‐la em câmara úmida. 

Após dez minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio. 

Contar as plaquetas de 5 dos 25 quadrados da área reticulada central (para contagem de hemácias). 

Multiplicar o resultado por 10.000 para a obtenção do resultado em µL (mm3). 

 

2.4. Apresentação dos resultados 

 

RESULTADO DE ERITROGRAMA E PLAQUETOGRAMA  

Nº Ficha Clínica:    Nome:    Data:  ____/____/________                  

Espécie:    BOV        Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    

VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) ERITROGRAMA  RESULTADO 

  UND Hemácias:        tera/L* 

Reticulócitos:        /100 leucócitos 

Hematócrito:        % 

Hemoglobina:        g/dL 

VCM:        fL 

HCM:        g/dL 

CHCM:        pg Obs.:    

Plaquetas:    

  /µL  

* unidade “tera” corresponde à  1012 ; unidade “giga” corresponde à 10

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AULA PRÁTICA Nº 3 ‐ HEMOGRAMA (ERITROGRAMA) 

 

3.1. Determinação da hemoglobina 

 

3.1.1. Método direto  

Identificar dois tubos de ensaio como branco (B) e amostra (A). 

Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo. 

 

TUBO  ÁGUA DESTILADA  SANGUE 

A  4 mL  10μL 

B  4mL  ‐ 

 

Homogeneizar e deixar em repouso por 2 minutos. 

Determinar as absorbâncias do branco e da amostra em 405 nm acertando o zero com o branco. 

Multiplicar o valor obtido por um fator de correção de 6.2 para obter o valor da hemoglobina (g/dL) 

 

3.2. Contagem de reticulócitos 

 

3.2.1. Preparação seca  

Aspirar 100 μL de corante novo azul de metileno (ou azul cresil brilhante) e transferir para um tubo de vidro. 

Aspirar  100µL  de  sangue  (remover  o  sangue  de  fora  da  pipeta  com um  algodão ou  papel  absorvente)  e 

transferir para o tubo contendo o corante. 

Homogeneizar bem e incubar por 5 minutos em banho‐maria à 37°C. 

Preparar um esfregaço conforme item 4.2.1. 

Corar o esfregaço seco pela técnica do Giemsa ou panótico rápido (item 4.2.2) 

Contar  as  hemácias  em  um  campo  microscópico  de  imersão  (100x)  onde  as  mesmas  encontram‐se 

distribuídas homogeneamente, para servir de valor médio do número de hemácias (NMH). 

Contar  os  reticulócitos  em  10  campos microscópicos  de  imersão  e  dividir  por  10  para  obter  a média  de 

reticulócitos (NMR). Os reticulócitos são hemácias com grânulos e filamentos corados em escuro. 

A percentagem de reticulócitos é determinada conforme a fórmula abaixo: 

 

% reticulócitos=  NMR 

  NMH 

 

A % de  reticulócitos pode  ser multiplicada pelo número de hemácias do eritrograma para  a obtenção do 

número de reticulócitos em microlitros de sangue. 

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AULA PRÁTICA Nº 4 ‐ HEMOGRAMA (LEUCOGRAMA) 

 

4.1. Contagem Global de Leucócitos 

 

Aspirar 400µL de solução de Turk em um tubo de vidro; 

Homogeneizar bem a amostra de sangue. 

Aspirar 20µL de sangue com a pipeta automática. 

Remover o sangue de fora da pipeta com papel absorvente. 

Diluir o sangue na solução de Turk e homogeneizar a mistura por três minutos. 

Preencher a câmara de Neubauer previamente montada. 

Após três minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio. 

Contar os leucócitos dos 4 quadrados angulares (figura abaixo), conforme orientação. 

Para isso, focalizar com objetiva de 10x e contar com objetiva de 40x. 

Somar o resultado dos 4 quadrados e multiplicar por 50 para obtenção do resultado por µL (mm3). 

 

Retículo  da  câmara  de  Neubauer 

evidenciando  em  cinza  os  quadrados 

angulares  empregados  na  contagem  de 

leucócitos. 

 

4.2. Determinação Diferencial Percentual de Leucócitos 

 

4.2.1. Preparo do esfregaço  

 

Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante ou fresco). 

Com um tubo de micro‐hematócrito transferir uma gotícula de sangue para uma das extremidades de uma 

lâmina de microscopia limpa e desengordurada. 

Pegar uma lâmina de cantos recortados e colocar a referida extremidade à frente da gotícula de sangue, 

num ângulo aproximado de 45°. 

Fazer um ligeiro movimento para trás, até o sangue espalhar pela ponta da lâmina. 

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Com um movimento uniforme, para frente, fazer essa lâmina deslizar sobre a outra, arrastando atrás de si, 

o sangue que se espalhará em fina camada (figura abaixo). 

Agitar a lâmina até o esfregaço secar completamente. 

Identificar a lâmina adequadamente 

 

4.2.2. Coloração do esfregaço 

 

Panótico rápido 

Mergulhar esfregaco no corante 1 por 7 segundos. 

Retirar esfregaço, deixar escorrer e, 

Mergulhar no corante 2 por igual tempo. 

Mergulhar no corante 3 por igual tempo, escorrer e lavar em água de torneira. 

Secar ao ar e examinar. 

 

Método de Giemsa 

Cobrir esfregaço com álcool metílico por 3 min. 

Cobrir esfregaço com Giemsa diluído com água tamponada. 

Aguardar 20 a 30 min. 

Escorrer e lavar com água de torneira. 

 

4.2.3. Contagem diferencial de leucócitos 

 

Focalizar com objetiva de 100x (usar óleo de imersão). 

Proceder a leitura do esfregaço seguindo a forma de torre a cada 7 ou 8 campos (desenho abaixo) ou 10 

campos em casos de leucopenia, contando e diferenciando os leucócitos, até totalização de 100 células. 

Registrar a contagem em forma percentual e converter em valores absolutos a partir do resultado obtido 

na contagem total. 

 

 

 

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4.3. Apresentação dos resultados 

 

 

RESULTADO DE LEUCOGRAMA  

Nº Ficha Clínica:    Nome:    Data:  ____/____/________                  

Espécie:    BOV        Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    

VALORES DE REFERÊNCIA RESULTADO 

  UND LEUCOGRAMA REL    ABS  REL  ABS  REL  ABS 

Leucócitos:                %  x 103/mm

Mielócitos                %  /mm3 

Metamielócitos:                %  /mm3 

Bastonetes:                %  /mm3 

Segmentados:                %  /mm3 

Eosinófilos:                %  /mm3 

Basófilos:                %  /mm3 

Linfócitos:                %  /mm3 

Linfócitos atípicos:                %  /mm3 

Monócitos:                %  /mm3 

Plasmócitos                %  /mm3 

 

PESQUISA  RESULTADO Hematozoários:   Inclusão viral:   Observações:    * unidade “tera” corresponde à  10

12 ; unidade “giga” corresponde à 10

12  

   

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AULA PRÁTICA Nº 5 – TESTE DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA 

 

5.1. Prova cruzada maior 

 

Diluir 500µL do sangue do doador colhido com EDTA em 3mL de solução de cloreto de sódio 0,9% (salina) 

em um tubo de ensaio, homogeneizar e centrifugá‐lo a 1000rpm por 2 minutos. 

Desprezar o sobrenadante e repetir o procedimento mais duas vezes. 

Colocar 100µL de plasma ou soro do receptor e 100µL da suspensão de hemácias  lavadas em um tubo de 

ensaio.  

Seguir o mesmo procedimento usando soro ou plasma do doador (controle negativo). 

Homogeneizar bem e incubar por 15 a 30 minutos em banho‐maria a 37°C. 

Centrifugar a 1000rpm por um minuto. 

Analisar os  tubos, para  aglutinação ou hemólise. Não havendo hemólise nem aglutinação,  considera‐se  a 

prova negativa para incompatibilidade. 

Colocar sobre  lâmina uma gota do tubo teste e cobrir com  lamínula para visualização em microscópio de 

campo claro, para verificar a ausência de coágulos. 

 

5.2. Prova cruzada simples 

 

Pingar 50µL de sangue a ser transfundido e 50µL de plasma do receptor sobre uma lâmina de microscópio. 

Homogeneizar e analisar contra um foco de luz a ocorrência de formação de grumos (aglutinação). 

 

5.3. Apresentação dos resultados 

 

RESULTADO DA PROVAS DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA  

Nº Ficha Clínica:    Nome:    Data:  ____/____/________                  

Espécie:    BOV        Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):     

EXAME  RESULTADO 

Prova cruzada maior:     Prova cruzada simples:          

 

 

 

 

 

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AULA PRÁTICA Nº 6 – BIOQUÍMICA SÉRICA (PROTEÍNAS TOTAIS E ALBUMINA) 

 

6.1. Dosagem sérica de proteínas totais 

 

6.1.1. Método do Biureto 

 

Identificar três tubos de ensaio como branco (B), padrão (P) e amostra (A). 

Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo. 

 

REAGENTE  BRANCO  PADRÃO  TESTE 

Reagente de Trabalho (Biureto)  1000 µL  1000 µL  1000 µL 

Amostra  ‐  ‐  20 µL 

Padrão nº 2 (7.0 g/dL)  ‐  20 µL  ‐ 

 

 

Homogeneizar e deixar em repouso por dez minutos, em banho‐maria a 37°C.  

Determinar as absorbâncias (A) do teste e padrão em 550 nm (ou filtro verde) acertando o zero com o 

branco. 

A cor final permanece estável por 3 horas. 

O resultado do teste para proteínas totais é feito a partir da seguinte fórmula matemática: 

 

PT=  A do teste  x  7.0g/dL 

  A do padrão   

 

6.2. Dosagem sérica de Albumina 

 

Identificar três tubos de ensaio como reagente de trabalho (B), padrão (P) e amostra (A). 

Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo. 

 

REAGENTE  BRANCO  PADRÃO  TESTE 

Reagente de Trabalho (de Cor)  1000 µL  1000 µL  1000 µL 

Amostra  ‐  ‐  10 µL 

Padrão nº 2 (3.8g/dL)  ‐  10 µL  ‐ 

 

 

Misturar e deixar em repouso por 2 minutos, à temperatura ambiente (20‐30 °C).  

Determinar as absorbâncias (A) do teste e padrão 630 nm (625‐640 nm) acertando o zero com o branco. 

A cor final permanece estável por 10 minutos. 

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O resultado do teste para albumina é feito a partir da seguinte fórmula matemática: 

 

Albumina=  A do teste  x 3.8g/dL 

  A do padrão   

 

 

6.3. Determinação da relação Albumina/Globulina (proteína total‐albumina)  

 

Relação A/G=  Albumina   

  PT ‐ Albumina   

 

6.4. Apresentação dos resultados 

 

RESULTADO DE BIOQUÍMICA SÉRICA  

Nº Ficha Clínica:    Nome:    Data:  ____/____/________                  

Espécie:    BOV        Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    

VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) EXAME  RESULTADO 

  UND Proteína total:        g/dL Albumina:        g/dL Relação A/G:                  

                        

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AULA PRÁTICA Nº 7 ‐ URINÁLISE (EXAME FÍSICO E QUÍMICO) 

 7.1. Exame Físico 

 

Transferir 10 mL de urina para um tubo de vidro transparente; 

Avaliar  visualmente  colocando‐se  o  tubo  contra  a  luz  e  anotar  os  achados  referentes  à  cor,  aspecto  e 

depósito; 

Realizar a olfação do espécime clínico em questão e anotar o resultado referente ao odor; 

Em seguida, transferir uma gota da urina para o refratômetro (área espelhada), cobrir o mesmo e proceder 

a leitura da densidade pela ocular. 

 7.2. Exame Químico 

  Mergulhar  rapidamente  (2  segundos)  a  tira  reagente  na  urina,  de modo  que  todas  as  áreas  reagentes 

sejam imersas quase que simultaneamente; 

Retirar a tira, deslizando pela borda do tubo para remover o excesso de urina da mesma; 

Manter a tira na posição horizontal para prevenir mistura de produtos químicos de áreas adjacentes; 

Realizar as leituras em 60 segundos e entre 60 e 120 segundos para leucócitos; 

Comparar  os  resultados  obtidos  nas  áreas  reagentes  com  a  tabela  de  referência  contida  no  rótulo  do 

frasco (não realizar leitura após 120 segundos) 

 RESULTADO DE URINÁLISE 

 

Nº Ficha Clínica:      Data:  ____/____/________                  

Nome:    Espécie:    CAN    FEL    BOV    EQU    OUTRA:                    

Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    

REFERÊNCIA EXAME FÍSICO  RESULTADO 

CAN  FEL  BOV  EQU Volume:    10 mL  10 mL  10 mL  10 mL 

Cor:    amarelo citrino  amarelo citrino  amarelo citrino  amarelo citrino 

Cheiro:    sui generis  sui generis  sui generis  sui generis 

Aspecto:    límpido  límpido  límpido  turvo 

Depósito:    ausente  ausente  escasso  escasso 

Densidade:    1,015‐1,045  1,020‐1,040  1,025‐1,045  1,020‐1,050            

EXAME QUÍMICO  RESULTADO  CAN  FEL  BOV  EQU pH:    6,0‐7,0  6,0‐7,0  7,4‐8,4  7,0‐8,0 

Proteína:    ausente/traços  ausente/traços  ausente/traços  ausente/traços 

Glicose:    ausente  ausente  ausente  ausente 

Corpos cetônicos:    ausente  ausente  ausente  ausente 

Urobilinogênio:    < 2mg/dL  < 2mg/dL  < 2mg/dL  < 2mg/dL 

Bilirrubina:    ausente  ausente  ausente  ausente 

Hemoglobina:    ausente  ausente  ausente  ausente 

Nitrito:    ausente  ausente  ausente  ausente 

Sais biliares:    ausente  ausente  ausente  ausente            

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AULA PRÁTICA Nº 8 ‐ URINÁLISE (SEDIMENTOSCOPIA E OUTROS EXAMES) 

 

8.1. Sedimentoscopia 

 

Transferir 10 mL de urina para o tubo de centrífuga; 

Ajustar a centrífuga para 3600 rpm por 5 minutos; 

Ao final deste período, transferir o sobrenadante para outro frasco; 

Ressuspender o pellet no volume de urina residual; 

Transferir uma gota da suspensão para uma lâmina de vidro e cobrir com lamínula; 

Proceder observação em microscópio de campo claro empregando objetiva de 40x; 

Anotar e quantificar a presença de cilindros, células (renais, pélvicas, vesicais e de descamação), hemácias, 

leucócitos, muco, espermatozóides, caso estejam presentes. 

 

Adotar como referência: 

 

 Cilindro, células, muco e espermatozóides 

Ausente  Não encontrado 

+ (raras)  2‐3 unidades por campo 

++ (algumas)  4‐6 unidades por campo 

+++ (várias)  ≥ 7 unidades por campo 

 

 Leucócitos e hemácias – deverão ser contados em 4 a 5 campos de 400x, sendo o resultado a 

média das unidades dos campos lidos. 

 

 

8.2. Outros exames da urina 

 

8.2.1. Indican 

 

Tranferir 2 mL do sobrenadante para um tubo de ensaio; 

Adicionar 2 mL de ácido clorídrico concentrado, agitando em seguida; 

Acrescentar 2 gotas de água oxigenada; 

Acrescentar 2 mL de clorofórmio; 

Agitar vigorosamente por inversão e deixar em repouso. 

O clorofórmio se deposita no fundo do tubo e caso adquira tonalidade azulada informa a presença de 

indican. 

 

 

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8.2.2. Exame de sais biliares (Teste de Hay) 

 

Transferir 4 mL do sobrenadante para um tubo de ensaio; 

Polvilhar a flor de enxofre (enxofre em pó) sobre a superfície da urina com o tubo em repouso; 

Observar o tubo contra uma fonte de luz para verificar a descida das partículas de enxofre pela urina, o que 

indica presença de sais biliares. 

 

RESULTADO DE URINÁLISE  

Nº Ficha Clínica:      Data:  ____/____/________                  

Nome:    Espécie:    CAN    FEL    BOV    EQU    OUTRA:                    

Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    

SEDIMENTOSCOPIA*  RESULTADO  CAN  FEL  BOV  EQU Células renais:    raras  raras  raras  raras Células pélvicas:    raras  raras  raras  raras Células vesicais:    raras  raras  raras  raras Leucócitos (piócitos):    < 6  < 6  < 6  < 6 Hemácias:    < 6  < 6  < 6  < 6 Cilindros:  hialinos    ausente  ausente  ausente  ausente   gran. finos    ausente  ausente  ausente  ausente   gran. grossos    ausente  ausente  ausente  ausente       ausente  ausente  ausente  ausente Cristais:    ausentes  ausentes  ausentes  raros (uratos) Muco:    ausente  ausente  ausente  raro Microbiota bacteriana:    normal  normal  normal  normal Espermatozóides:                      

* Sedimentoscopia realizada com objetiva de 40X 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

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AULA PRÁTICA Nº 9 ‐ COPROLOGIA 

 

9.1. Exames macroscópicos ou físicos 

 

Com auxílio de um bastão de vidro e observação atenta, verificar: 

Coloração 

Consistência e forma 

Odor (cheiro) 

Elementos anormais 

 

9.2. Exame microscópico direto 

 

Sujar a ponta de um bastão de vidro com fezes. 

Esfregar o conteúdo na superfície de uma lâmina de microscopia. 

Instilar uma ou duas gotas de água sobre as fezes e homogeneizar. 

Cobrir  a  lâmina  com  uma  lamínula,  separando  por  arrasto  partículas  que  possam  atrapalhar  o  perfeito 

acoplamento das mesmas. 

Examinar ao microscópio com objetiva de 10x 

 

9.3. Método de flutuação segundo WILLIS 

 

Dissolver a quantidade de fezes correspondente a uma ”ponta” de régua de madeira em 10 mL de solução 

saturada de cloreto de sódio num Becker, com o auxílio de um bastão de vidro. 

Filtrar a suspensão resultante em gaze para outro Becker. 

Encher um frasco tipo borrel (frasco de boca larga de ± 3 cm de altura) até a borda com o filtrado. 

Cobrir  o  frasco  com  lâmina  limpa  e  desengordurada,  de modo  que  o  filtrado  entre  em  contato  com  a 

lâmina. 

Deixar  em  repouso  por  15  minutos,  retirar  a  lâmina  sem  perder  o  líquido  que  ficar  aderido  à  sua  face 

inferior, invertê‐la, cobrir com lamínula e examinar com objetiva de 10x e 40x (para oocistos a objetiva 40X 

oferece melhor resolução) 

 

9.4. Método de sedimentação segundo HOFFMAN 

 

Dissolver a quantidade de fezes correspondente a uma ”ponta” de régua de madeira em água limpa num 

Becker. 

Com cuidado, filtrar em gaze para um cálice de sedimentação (fundo cônico). 

Completar com água até encher o cálice. 

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Deixar em repouso por 30 minutos. 

Após  este  tempo,  ocorrerá  formação  de  sedimento  no  cálice.  Para  melhor  resolução  das  imagens, 

recomenda‐se  desprezar  o  sobrenadante  e  encher  novamente  o  cálice  para  “lavar”  o  sedimento.  Esta 

operação poderá acontecer mais de uma vez. 

Após 30 minutos, colher um pouco do sedimento com auxílio de uma pipeta e pingar uma gota na lâmina, 

cobrir com lamínula e examinar com objetivas 10x e 40x. 

 

9.5. Método do termotropismo para pesquisa de larvas, segundo BAERMAN 

 

Encher um cálice de sedimentação com água na temperatura entre 40 a 43 °C. 

Cobrir o cálice com tela de malha fina, de forma que a água toque na superfície inferior da tela. 

Sobre a tela, abrir um pequeno pedaço de gaze e sobre a gaze depositar ± 10g de fezes. 

Deixar em repouso por 1 hora, retirar a tela e as fezes. 

Com auxílio de uma pipeta, recolher pequeno volume do sedimento formado e examinar em lâmina, sem 

lamínula, com objetiva 10x 

 

9.6. Pesquisa de tripsina fecal (Método do filme radiográfico) 

 

Em um tubo de ensaio verter 10 mL de solução de bicarbonato de sódio a 10%. 

Acrescentar duas “pontas” de régua de madeira de fezes e homogeneizar. 

Mergulhar uma tira de filme radiográfico velado, de forma que o filme fique parcialmente fora da solução. 

Em  intervalos de  15 minutos,  retirar o  filme da solução e  lavá‐lo em água corrente,  fazendo  leitura até  1 

hora após preparo. 

O descoramento da porção do filme mergulhado na solução de fezes indica presença de tripsina. 

 

9.7. Apresentação dos resultados 

 

Resultados esperados: 

‐    Negativo na amostra analisada 

+   Presença de 1 a 2 ovos/oocistos por lâmina 

++  Presença de 3 a 5 ovos/oocistos por lâmina 

+++  Presença de > 5 ovos/oocistos por lâmina 

 

Observação: 

Ao  lado  das  cruzes  colocar  a  espécie  ou  gênero  dos  ovos/oocistos  encontrados  utilizando  como  referência  a 

prancha ilustrada presente nas pastas fornecidas pelo professor. 

 

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RESULTADO DE EXAME DE FEZES  

Nº Ficha Clínica:      Data:  ____/____/________                  

Nome:    Espécie:    CAN    FEL    BOV    EQU    OUTRA:                    

Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    

 

Amostra (espécime clínico):    

 

RESULTADO  

 

 

 

 

 

ILUSTRAÇÃO DO(S) ACHADO(S) MICROSCÓPICO(S) 

 

 

 

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AULA PRÁTICA Nº 10 – EXAME PARASITOLÓGICO DE PELE 

 

10.1. Microscopia  

10.1.1. Método para exame de fungos e ácaros  

Depositar o material que se deseja examinar sobre uma lâmina de microscópio; 

Pingar duas a três gotas de uma solução de hidróxido de sódio ou de potássio a 10%; 

Homogeneizar levemente com um bastão de vidro; 

Cobrir com uma lamínula; 

Aquecer suavemente a lâmina, sobre uma chama branda, o que facilitará o clareamento e a dissolução do 

tecido raspado, auxiliando assim a visualização e a dissolução do tecido raspado; 

Este material deverá ser examinado com objetiva 10X.  

Observação:  pode‐se melhorar  a  visualização,  aumentando  o  contraste  através  do  uso  de  tinta  nanquim  em 

partes iguais, com uma solução de hidróxido de potássio a 20%.  

 

10.1.2. Método para Dermatofilose 

 

Mergulhe a crosta de material  suspeito em solução  fisiológica por um período de algumas horas, até  seu 

completo amolecimento; 

Remova  a  crosta  da  solução  fisiológica  e  colocá‐la  sobre  um  papel  absorvente,  para  que  seja  retirado  o 

excesso de umidade; 

Coloque a crosta sobre uma lâmina de microscópio, com a superfície inferior voltada para a lâmina; 

Faça uma compressão sobre esta crosta a fim de que este material deixe uma impressão sobre a lâmina; 

Seque e fixe o material da lâmina sobre uma chama branda e core pelo GIEMSA, na proporção de uma gota 

do corante para 1mL de água destilada, por um período de 20 minutos; 

Lave, seque e examine ao microscópio, com ajuda do óleo de cedro, em objetiva de 100x. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

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10.2. Apresentação dos resultados 

 RESULTADO DE RASPADO DE PELE 

 Nº Ficha Clínica:      Data:  ____/____/________                  

Nome:    Espécie:    CAN    FEL    BOV    EQU    OUTRA:                    

Raça:    Sexo:    M    F  Idade:                    

Proprietário (a):                    

Médico(a) Veterinário(a):    Amostra (espécime clínico):   

 

RESULTADO  

 

 

 

 

 

 

 

 

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ANEXOS – VALORES DE REFERÊNCIA HEMATOLÓGICOS