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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁSUNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS
ESCOLA DE VETERINÁRIAESCOLA DE VETERINÁRIA
DEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIADEPARTAMENTO DE MEDICINA VETERINÁRIA
DISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIODISCIPLINA DE LABORATÓRIO CLÍNICO VETERINÁRIO
ROTEIRO DE PROCEDIMENTOS PARA
AULAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO
CLÍNICO VETERINÁRIO
Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno
Prof. Dr. Dirson Vieira
GOIÂNIA ‐ 2007
1
VISTO DE CONFERÊNCIA DAS AULAS PRÁTICAS
Turma: Bancada: 1° 2° 3° 4° 5°
Nº Matrícula: Nome:
AULA PRÁTICA 1
AULA PRÁTICA 2
AULA PRÁTICA 3
AULA PRÁTICA 4
AULA PRÁTICA 5
AULA PRÁTICA 6
AULA PRÁTICA 7
AULA PRÁTICA 8
AULA PRÁTICA 9
AULA PRÁTICA 10
2
AULA PRÁTICA Nº 1 – INTRODUÇÃO AO LABORATÓRIO CLÍNICO
1.1. Grupos de aula prática
Os alunos deverão se dividir em grupos com 4 a 5 componentes que deverão ser fixos até o final do
semestre letivo;
Cada grupo confeccionará um relatório de aulas práticas, onde deverá constar:
• a colagem das folhas referentes as aulas práticas nas folhas de um caderno brochura pautado;
• a descrição da explicação mais detalhada do princípio/procedimento das provas empregadas incluindo
suas vantagens e limitações no caderno de aulas práticas;
• as indicações gerais das provas executadas;
• discussão dos resultados à luz da literatura disponível.
1.2. Indumentária
Durante as aulas práticas, o aluno manipulará espécimes clínicos obtidos geralmente de animais doentes e
reagentes químicos potencialmente tóxicos. Assim exposto, sugere‐se que o aluno utilize:
• Jaleco de manga comprida (preferencialmente)
• Luvas de procedimento (adquiridas pelo aluno)
• Calças compridas
• Sapato fechado
Observação: além dos cuidados acima expostos, orienta‐se ao aluno não se alimentar dentro da sala de
aula prática e não utilizar bonés, chapéus ou similares.
1.3. Manuseio do material
Durante a execução das provas, os alunos deverão estar adequadamente paramentados e sentados;
O manuseio do material deverá ser feita cuidadosamente sobre a bancada;
Para o uso do microscópio recomenda‐se:
• descobri‐lo e ligá‐lo;
• certificar‐se se está regulado com a objetiva de menor aumento;
• que a visualização deverá ser feita sempre da objetiva de menor para a de maior aumento;
• o óleo de imersão para a utilização da objetiva 100x;
• limpar a objetiva de 100x após seu uso, para retirada de resíduo de óleo de imersão, empregando
solução própria de limpeza e papel/tecido macio;
• a retirada da lâmina, sua limpeza geral, desligamento e recobrimento ao final de sua utilização.
3
1.3. Geral
Antes de sair da sala de aula, certifique‐se que foram executadas a seguintes tarefas:
Descartar o lixo da bancada na lixeira;
Lavar cuidadosamente as vidrarias empregadas em aula prática;
Limpar as bancadas.
1.4. Atividades propostas
• Focar lâminas de esfregaço sanguíneo corado, conforme orientações anteriores;
• Homogeneização de amostras
• Pipetagem
• Micropipeta
• Pêra de borracha
4
AULA PRÁTICA Nº 2 ‐ HEMOGRAMA (ERITROGRAMA)
2.1. Determinação do volume globular (hematócrito)
2.1.1. Método do micro‐hematócrito
Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante).
Encher 2/3 de um tubo capilar com sangue.
Limpar o sangue de fora do tubo com algodão, mantendo o tubo na horizontal.
Fechar a extremidade livre do tubo com uma massa de modelar ou na chama.
Colocar o tubo na centrífuga com a extremidade fechada apontada para fora.
Certificar que a centrífuga esteja adequadamente fechada.
Centrifugar a 10,000 rpm durante 5 minutos.
Fazer a leitura do tubo em um gráfico com escala própria, considerando a relação do volume eritrocitário o
sobrenadante.
2.2. Contagem de hemácias
Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante).
Remover o sangue de fora da pipeta com papel absorvente.
Diluir 10 µL de sangue em 2 ml do diluidor num tubo e preencher a câmara de Neubauer com o auxílio da
micropipeta.
Após três minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio.
Contar as hemácias de 5 dos 25 quadrados da área reticulada central (quadrados escuros).
Para isso, focalizar com objetiva de 10x e contar com objetiva de 40x.
Somar o resultado e multiplicar por 10.000 para obtenção do resultado por µL (mm3).
À esquerda ‐ retículo da câmara de Neubauer (ao centro os quadrados para leitura do número de hemácias). À
direita – Exemplo de regra para contagem de hemácias em um dos cinco quadradinhos do retículo central.
5
2.3. Contagem de plaquetas
2.3.1. Método de Fônio
Fazer um esfregaço fino, secar e corar pelo método do Panótico rápido (aula prática nº 5).
Contar o número de plaquetas em 10 campos com objetiva de 100X (de imersão).
Multiplicar o resultado pelo número de hemácias (do hemograma) e dividir por 1000 para determinação do
número de plaquetas em µL (mm3).
2.3.2. Método direto
Aspirar 4 mL de solução de diluidora (citrato de sódio ‐ 3,8g; formol 40% ‐ 0,2 mL; azul cresil brilhante – 0,1g
e água destilada qsp – 100mL) de plaquetas em um tubo de vidro.
Homogeneizar bem a amostra de sangue.
Aspirar 20µL de sangue com a pipeta automática.
Remover o sangue de fora da pipeta com um algodão.
Diluir o sangue na solução diluidora e homogeneizar a mistura por três minutos.
Preencher a câmara de Neubauer previamente montada e colocá‐la em câmara úmida.
Após dez minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio.
Contar as plaquetas de 5 dos 25 quadrados da área reticulada central (para contagem de hemácias).
Multiplicar o resultado por 10.000 para a obtenção do resultado em µL (mm3).
2.4. Apresentação dos resultados
RESULTADO DE ERITROGRAMA E PLAQUETOGRAMA
Nº Ficha Clínica: Nome: Data: ____/____/________
Espécie: BOV Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) ERITROGRAMA RESULTADO
UND Hemácias: tera/L*
Reticulócitos: /100 leucócitos
Hematócrito: %
Hemoglobina: g/dL
VCM: fL
HCM: g/dL
CHCM: pg Obs.:
Plaquetas:
/µL
* unidade “tera” corresponde à 1012 ; unidade “giga” corresponde à 10
12
6
AULA PRÁTICA Nº 3 ‐ HEMOGRAMA (ERITROGRAMA)
3.1. Determinação da hemoglobina
3.1.1. Método direto
Identificar dois tubos de ensaio como branco (B) e amostra (A).
Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo.
TUBO ÁGUA DESTILADA SANGUE
A 4 mL 10μL
B 4mL ‐
Homogeneizar e deixar em repouso por 2 minutos.
Determinar as absorbâncias do branco e da amostra em 405 nm acertando o zero com o branco.
Multiplicar o valor obtido por um fator de correção de 6.2 para obter o valor da hemoglobina (g/dL)
3.2. Contagem de reticulócitos
3.2.1. Preparação seca
Aspirar 100 μL de corante novo azul de metileno (ou azul cresil brilhante) e transferir para um tubo de vidro.
Aspirar 100µL de sangue (remover o sangue de fora da pipeta com um algodão ou papel absorvente) e
transferir para o tubo contendo o corante.
Homogeneizar bem e incubar por 5 minutos em banho‐maria à 37°C.
Preparar um esfregaço conforme item 4.2.1.
Corar o esfregaço seco pela técnica do Giemsa ou panótico rápido (item 4.2.2)
Contar as hemácias em um campo microscópico de imersão (100x) onde as mesmas encontram‐se
distribuídas homogeneamente, para servir de valor médio do número de hemácias (NMH).
Contar os reticulócitos em 10 campos microscópicos de imersão e dividir por 10 para obter a média de
reticulócitos (NMR). Os reticulócitos são hemácias com grânulos e filamentos corados em escuro.
A percentagem de reticulócitos é determinada conforme a fórmula abaixo:
% reticulócitos= NMR
NMH
A % de reticulócitos pode ser multiplicada pelo número de hemácias do eritrograma para a obtenção do
número de reticulócitos em microlitros de sangue.
7
AULA PRÁTICA Nº 4 ‐ HEMOGRAMA (LEUCOGRAMA)
4.1. Contagem Global de Leucócitos
Aspirar 400µL de solução de Turk em um tubo de vidro;
Homogeneizar bem a amostra de sangue.
Aspirar 20µL de sangue com a pipeta automática.
Remover o sangue de fora da pipeta com papel absorvente.
Diluir o sangue na solução de Turk e homogeneizar a mistura por três minutos.
Preencher a câmara de Neubauer previamente montada.
Após três minutos em repouso, levar a câmara ao microscópio.
Contar os leucócitos dos 4 quadrados angulares (figura abaixo), conforme orientação.
Para isso, focalizar com objetiva de 10x e contar com objetiva de 40x.
Somar o resultado dos 4 quadrados e multiplicar por 50 para obtenção do resultado por µL (mm3).
Retículo da câmara de Neubauer
evidenciando em cinza os quadrados
angulares empregados na contagem de
leucócitos.
4.2. Determinação Diferencial Percentual de Leucócitos
4.2.1. Preparo do esfregaço
Homogeneizar bem a amostra de sangue (contendo anticoagulante ou fresco).
Com um tubo de micro‐hematócrito transferir uma gotícula de sangue para uma das extremidades de uma
lâmina de microscopia limpa e desengordurada.
Pegar uma lâmina de cantos recortados e colocar a referida extremidade à frente da gotícula de sangue,
num ângulo aproximado de 45°.
Fazer um ligeiro movimento para trás, até o sangue espalhar pela ponta da lâmina.
8
Com um movimento uniforme, para frente, fazer essa lâmina deslizar sobre a outra, arrastando atrás de si,
o sangue que se espalhará em fina camada (figura abaixo).
Agitar a lâmina até o esfregaço secar completamente.
Identificar a lâmina adequadamente
4.2.2. Coloração do esfregaço
Panótico rápido
Mergulhar esfregaco no corante 1 por 7 segundos.
Retirar esfregaço, deixar escorrer e,
Mergulhar no corante 2 por igual tempo.
Mergulhar no corante 3 por igual tempo, escorrer e lavar em água de torneira.
Secar ao ar e examinar.
Método de Giemsa
Cobrir esfregaço com álcool metílico por 3 min.
Cobrir esfregaço com Giemsa diluído com água tamponada.
Aguardar 20 a 30 min.
Escorrer e lavar com água de torneira.
4.2.3. Contagem diferencial de leucócitos
Focalizar com objetiva de 100x (usar óleo de imersão).
Proceder a leitura do esfregaço seguindo a forma de torre a cada 7 ou 8 campos (desenho abaixo) ou 10
campos em casos de leucopenia, contando e diferenciando os leucócitos, até totalização de 100 células.
Registrar a contagem em forma percentual e converter em valores absolutos a partir do resultado obtido
na contagem total.
9
4.3. Apresentação dos resultados
RESULTADO DE LEUCOGRAMA
Nº Ficha Clínica: Nome: Data: ____/____/________
Espécie: BOV Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
VALORES DE REFERÊNCIA RESULTADO
UND LEUCOGRAMA REL ABS REL ABS REL ABS
Leucócitos: % x 103/mm
3
Mielócitos % /mm3
Metamielócitos: % /mm3
Bastonetes: % /mm3
Segmentados: % /mm3
Eosinófilos: % /mm3
Basófilos: % /mm3
Linfócitos: % /mm3
Linfócitos atípicos: % /mm3
Monócitos: % /mm3
Plasmócitos % /mm3
PESQUISA RESULTADO Hematozoários: Inclusão viral: Observações: * unidade “tera” corresponde à 10
12 ; unidade “giga” corresponde à 10
12
10
AULA PRÁTICA Nº 5 – TESTE DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA
5.1. Prova cruzada maior
Diluir 500µL do sangue do doador colhido com EDTA em 3mL de solução de cloreto de sódio 0,9% (salina)
em um tubo de ensaio, homogeneizar e centrifugá‐lo a 1000rpm por 2 minutos.
Desprezar o sobrenadante e repetir o procedimento mais duas vezes.
Colocar 100µL de plasma ou soro do receptor e 100µL da suspensão de hemácias lavadas em um tubo de
ensaio.
Seguir o mesmo procedimento usando soro ou plasma do doador (controle negativo).
Homogeneizar bem e incubar por 15 a 30 minutos em banho‐maria a 37°C.
Centrifugar a 1000rpm por um minuto.
Analisar os tubos, para aglutinação ou hemólise. Não havendo hemólise nem aglutinação, considera‐se a
prova negativa para incompatibilidade.
Colocar sobre lâmina uma gota do tubo teste e cobrir com lamínula para visualização em microscópio de
campo claro, para verificar a ausência de coágulos.
5.2. Prova cruzada simples
Pingar 50µL de sangue a ser transfundido e 50µL de plasma do receptor sobre uma lâmina de microscópio.
Homogeneizar e analisar contra um foco de luz a ocorrência de formação de grumos (aglutinação).
5.3. Apresentação dos resultados
RESULTADO DA PROVAS DE COMPATIBILIDADE SANGUÍNEA
Nº Ficha Clínica: Nome: Data: ____/____/________
Espécie: BOV Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
EXAME RESULTADO
Prova cruzada maior: Prova cruzada simples:
11
AULA PRÁTICA Nº 6 – BIOQUÍMICA SÉRICA (PROTEÍNAS TOTAIS E ALBUMINA)
6.1. Dosagem sérica de proteínas totais
6.1.1. Método do Biureto
Identificar três tubos de ensaio como branco (B), padrão (P) e amostra (A).
Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo.
REAGENTE BRANCO PADRÃO TESTE
Reagente de Trabalho (Biureto) 1000 µL 1000 µL 1000 µL
Amostra ‐ ‐ 20 µL
Padrão nº 2 (7.0 g/dL) ‐ 20 µL ‐
Homogeneizar e deixar em repouso por dez minutos, em banho‐maria a 37°C.
Determinar as absorbâncias (A) do teste e padrão em 550 nm (ou filtro verde) acertando o zero com o
branco.
A cor final permanece estável por 3 horas.
O resultado do teste para proteínas totais é feito a partir da seguinte fórmula matemática:
PT= A do teste x 7.0g/dL
A do padrão
6.2. Dosagem sérica de Albumina
Identificar três tubos de ensaio como reagente de trabalho (B), padrão (P) e amostra (A).
Em seguida, transferir para os tubos, os reagentes conforme quadro abaixo.
REAGENTE BRANCO PADRÃO TESTE
Reagente de Trabalho (de Cor) 1000 µL 1000 µL 1000 µL
Amostra ‐ ‐ 10 µL
Padrão nº 2 (3.8g/dL) ‐ 10 µL ‐
Misturar e deixar em repouso por 2 minutos, à temperatura ambiente (20‐30 °C).
Determinar as absorbâncias (A) do teste e padrão 630 nm (625‐640 nm) acertando o zero com o branco.
A cor final permanece estável por 10 minutos.
12
O resultado do teste para albumina é feito a partir da seguinte fórmula matemática:
Albumina= A do teste x 3.8g/dL
A do padrão
6.3. Determinação da relação Albumina/Globulina (proteína total‐albumina)
Relação A/G= Albumina
PT ‐ Albumina
6.4. Apresentação dos resultados
RESULTADO DE BIOQUÍMICA SÉRICA
Nº Ficha Clínica: Nome: Data: ____/____/________
Espécie: BOV Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
VALORES DE REFERÊNCIA (ver anexo) EXAME RESULTADO
UND Proteína total: g/dL Albumina: g/dL Relação A/G:
13
AULA PRÁTICA Nº 7 ‐ URINÁLISE (EXAME FÍSICO E QUÍMICO)
7.1. Exame Físico
Transferir 10 mL de urina para um tubo de vidro transparente;
Avaliar visualmente colocando‐se o tubo contra a luz e anotar os achados referentes à cor, aspecto e
depósito;
Realizar a olfação do espécime clínico em questão e anotar o resultado referente ao odor;
Em seguida, transferir uma gota da urina para o refratômetro (área espelhada), cobrir o mesmo e proceder
a leitura da densidade pela ocular.
7.2. Exame Químico
Mergulhar rapidamente (2 segundos) a tira reagente na urina, de modo que todas as áreas reagentes
sejam imersas quase que simultaneamente;
Retirar a tira, deslizando pela borda do tubo para remover o excesso de urina da mesma;
Manter a tira na posição horizontal para prevenir mistura de produtos químicos de áreas adjacentes;
Realizar as leituras em 60 segundos e entre 60 e 120 segundos para leucócitos;
Comparar os resultados obtidos nas áreas reagentes com a tabela de referência contida no rótulo do
frasco (não realizar leitura após 120 segundos)
RESULTADO DE URINÁLISE
Nº Ficha Clínica: Data: ____/____/________
Nome: Espécie: CAN FEL BOV EQU OUTRA:
Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
REFERÊNCIA EXAME FÍSICO RESULTADO
CAN FEL BOV EQU Volume: 10 mL 10 mL 10 mL 10 mL
Cor: amarelo citrino amarelo citrino amarelo citrino amarelo citrino
Cheiro: sui generis sui generis sui generis sui generis
Aspecto: límpido límpido límpido turvo
Depósito: ausente ausente escasso escasso
Densidade: 1,015‐1,045 1,020‐1,040 1,025‐1,045 1,020‐1,050
EXAME QUÍMICO RESULTADO CAN FEL BOV EQU pH: 6,0‐7,0 6,0‐7,0 7,4‐8,4 7,0‐8,0
Proteína: ausente/traços ausente/traços ausente/traços ausente/traços
Glicose: ausente ausente ausente ausente
Corpos cetônicos: ausente ausente ausente ausente
Urobilinogênio: < 2mg/dL < 2mg/dL < 2mg/dL < 2mg/dL
Bilirrubina: ausente ausente ausente ausente
Hemoglobina: ausente ausente ausente ausente
Nitrito: ausente ausente ausente ausente
Sais biliares: ausente ausente ausente ausente
14
AULA PRÁTICA Nº 8 ‐ URINÁLISE (SEDIMENTOSCOPIA E OUTROS EXAMES)
8.1. Sedimentoscopia
Transferir 10 mL de urina para o tubo de centrífuga;
Ajustar a centrífuga para 3600 rpm por 5 minutos;
Ao final deste período, transferir o sobrenadante para outro frasco;
Ressuspender o pellet no volume de urina residual;
Transferir uma gota da suspensão para uma lâmina de vidro e cobrir com lamínula;
Proceder observação em microscópio de campo claro empregando objetiva de 40x;
Anotar e quantificar a presença de cilindros, células (renais, pélvicas, vesicais e de descamação), hemácias,
leucócitos, muco, espermatozóides, caso estejam presentes.
Adotar como referência:
Cilindro, células, muco e espermatozóides
Ausente Não encontrado
+ (raras) 2‐3 unidades por campo
++ (algumas) 4‐6 unidades por campo
+++ (várias) ≥ 7 unidades por campo
Leucócitos e hemácias – deverão ser contados em 4 a 5 campos de 400x, sendo o resultado a
média das unidades dos campos lidos.
8.2. Outros exames da urina
8.2.1. Indican
Tranferir 2 mL do sobrenadante para um tubo de ensaio;
Adicionar 2 mL de ácido clorídrico concentrado, agitando em seguida;
Acrescentar 2 gotas de água oxigenada;
Acrescentar 2 mL de clorofórmio;
Agitar vigorosamente por inversão e deixar em repouso.
O clorofórmio se deposita no fundo do tubo e caso adquira tonalidade azulada informa a presença de
indican.
15
8.2.2. Exame de sais biliares (Teste de Hay)
Transferir 4 mL do sobrenadante para um tubo de ensaio;
Polvilhar a flor de enxofre (enxofre em pó) sobre a superfície da urina com o tubo em repouso;
Observar o tubo contra uma fonte de luz para verificar a descida das partículas de enxofre pela urina, o que
indica presença de sais biliares.
RESULTADO DE URINÁLISE
Nº Ficha Clínica: Data: ____/____/________
Nome: Espécie: CAN FEL BOV EQU OUTRA:
Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
SEDIMENTOSCOPIA* RESULTADO CAN FEL BOV EQU Células renais: raras raras raras raras Células pélvicas: raras raras raras raras Células vesicais: raras raras raras raras Leucócitos (piócitos): < 6 < 6 < 6 < 6 Hemácias: < 6 < 6 < 6 < 6 Cilindros: hialinos ausente ausente ausente ausente gran. finos ausente ausente ausente ausente gran. grossos ausente ausente ausente ausente ausente ausente ausente ausente Cristais: ausentes ausentes ausentes raros (uratos) Muco: ausente ausente ausente raro Microbiota bacteriana: normal normal normal normal Espermatozóides:
* Sedimentoscopia realizada com objetiva de 40X
16
AULA PRÁTICA Nº 9 ‐ COPROLOGIA
9.1. Exames macroscópicos ou físicos
Com auxílio de um bastão de vidro e observação atenta, verificar:
Coloração
Consistência e forma
Odor (cheiro)
Elementos anormais
9.2. Exame microscópico direto
Sujar a ponta de um bastão de vidro com fezes.
Esfregar o conteúdo na superfície de uma lâmina de microscopia.
Instilar uma ou duas gotas de água sobre as fezes e homogeneizar.
Cobrir a lâmina com uma lamínula, separando por arrasto partículas que possam atrapalhar o perfeito
acoplamento das mesmas.
Examinar ao microscópio com objetiva de 10x
9.3. Método de flutuação segundo WILLIS
Dissolver a quantidade de fezes correspondente a uma ”ponta” de régua de madeira em 10 mL de solução
saturada de cloreto de sódio num Becker, com o auxílio de um bastão de vidro.
Filtrar a suspensão resultante em gaze para outro Becker.
Encher um frasco tipo borrel (frasco de boca larga de ± 3 cm de altura) até a borda com o filtrado.
Cobrir o frasco com lâmina limpa e desengordurada, de modo que o filtrado entre em contato com a
lâmina.
Deixar em repouso por 15 minutos, retirar a lâmina sem perder o líquido que ficar aderido à sua face
inferior, invertê‐la, cobrir com lamínula e examinar com objetiva de 10x e 40x (para oocistos a objetiva 40X
oferece melhor resolução)
9.4. Método de sedimentação segundo HOFFMAN
Dissolver a quantidade de fezes correspondente a uma ”ponta” de régua de madeira em água limpa num
Becker.
Com cuidado, filtrar em gaze para um cálice de sedimentação (fundo cônico).
Completar com água até encher o cálice.
17
Deixar em repouso por 30 minutos.
Após este tempo, ocorrerá formação de sedimento no cálice. Para melhor resolução das imagens,
recomenda‐se desprezar o sobrenadante e encher novamente o cálice para “lavar” o sedimento. Esta
operação poderá acontecer mais de uma vez.
Após 30 minutos, colher um pouco do sedimento com auxílio de uma pipeta e pingar uma gota na lâmina,
cobrir com lamínula e examinar com objetivas 10x e 40x.
9.5. Método do termotropismo para pesquisa de larvas, segundo BAERMAN
Encher um cálice de sedimentação com água na temperatura entre 40 a 43 °C.
Cobrir o cálice com tela de malha fina, de forma que a água toque na superfície inferior da tela.
Sobre a tela, abrir um pequeno pedaço de gaze e sobre a gaze depositar ± 10g de fezes.
Deixar em repouso por 1 hora, retirar a tela e as fezes.
Com auxílio de uma pipeta, recolher pequeno volume do sedimento formado e examinar em lâmina, sem
lamínula, com objetiva 10x
9.6. Pesquisa de tripsina fecal (Método do filme radiográfico)
Em um tubo de ensaio verter 10 mL de solução de bicarbonato de sódio a 10%.
Acrescentar duas “pontas” de régua de madeira de fezes e homogeneizar.
Mergulhar uma tira de filme radiográfico velado, de forma que o filme fique parcialmente fora da solução.
Em intervalos de 15 minutos, retirar o filme da solução e lavá‐lo em água corrente, fazendo leitura até 1
hora após preparo.
O descoramento da porção do filme mergulhado na solução de fezes indica presença de tripsina.
9.7. Apresentação dos resultados
Resultados esperados:
‐ Negativo na amostra analisada
+ Presença de 1 a 2 ovos/oocistos por lâmina
++ Presença de 3 a 5 ovos/oocistos por lâmina
+++ Presença de > 5 ovos/oocistos por lâmina
Observação:
Ao lado das cruzes colocar a espécie ou gênero dos ovos/oocistos encontrados utilizando como referência a
prancha ilustrada presente nas pastas fornecidas pelo professor.
18
RESULTADO DE EXAME DE FEZES
Nº Ficha Clínica: Data: ____/____/________
Nome: Espécie: CAN FEL BOV EQU OUTRA:
Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a):
Amostra (espécime clínico):
RESULTADO
ILUSTRAÇÃO DO(S) ACHADO(S) MICROSCÓPICO(S)
19
AULA PRÁTICA Nº 10 – EXAME PARASITOLÓGICO DE PELE
10.1. Microscopia
10.1.1. Método para exame de fungos e ácaros
Depositar o material que se deseja examinar sobre uma lâmina de microscópio;
Pingar duas a três gotas de uma solução de hidróxido de sódio ou de potássio a 10%;
Homogeneizar levemente com um bastão de vidro;
Cobrir com uma lamínula;
Aquecer suavemente a lâmina, sobre uma chama branda, o que facilitará o clareamento e a dissolução do
tecido raspado, auxiliando assim a visualização e a dissolução do tecido raspado;
Este material deverá ser examinado com objetiva 10X.
Observação: pode‐se melhorar a visualização, aumentando o contraste através do uso de tinta nanquim em
partes iguais, com uma solução de hidróxido de potássio a 20%.
10.1.2. Método para Dermatofilose
Mergulhe a crosta de material suspeito em solução fisiológica por um período de algumas horas, até seu
completo amolecimento;
Remova a crosta da solução fisiológica e colocá‐la sobre um papel absorvente, para que seja retirado o
excesso de umidade;
Coloque a crosta sobre uma lâmina de microscópio, com a superfície inferior voltada para a lâmina;
Faça uma compressão sobre esta crosta a fim de que este material deixe uma impressão sobre a lâmina;
Seque e fixe o material da lâmina sobre uma chama branda e core pelo GIEMSA, na proporção de uma gota
do corante para 1mL de água destilada, por um período de 20 minutos;
Lave, seque e examine ao microscópio, com ajuda do óleo de cedro, em objetiva de 100x.
20
10.2. Apresentação dos resultados
RESULTADO DE RASPADO DE PELE
Nº Ficha Clínica: Data: ____/____/________
Nome: Espécie: CAN FEL BOV EQU OUTRA:
Raça: Sexo: M F Idade:
Proprietário (a):
Médico(a) Veterinário(a): Amostra (espécime clínico):
RESULTADO
21
ANEXOS – VALORES DE REFERÊNCIA HEMATOLÓGICOS