1
Análise de prevalência de salmonelose em criações não tecnificadas de Gallus
gallus no Distrito Federal
HELENA KOCH GUIMARÃES
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO EM CIÊNCIAS AGRÁRIAS
BRASÍLIA/DF
MAIO/2006
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA FACULDADE DE AGRONOMIA E MEDICINA VETERINÁRIA
2
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA
FACULDADE DE AGRONOMIA E MEDICINA VETERINÁRIA
ANÁLISE DE PREVALÊNCIA DE SALMONELOSE EM CRIAÇÕES NÃO TECNIFICADAS DE GALLUS GALLUS NO DISTRITO FEDERAL
HELENA KOCH GUIMARÃES
ORIENTADOR: FRANCISCO ERNESTO MORENO BERNAL CO-ORIENTADOR: VITOR SALVADOR PICÃO GONÇALVES
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO EM CIÊNCIAS AGRÁRIAS
PUBLICAÇÃO: 226/2006
BRASÍLIA/DF MAIO/2006
3
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA FACULDADE DE AGRONOMIA E MEDICINA VETERINÁRIA
ANÁLISE DE PREVALÊNCIA DE SALMONELOSE EM CRIAÇÕES NÃO TECNIFICADAS DE GALLUS GALLUS NO DISTRITO FEDERAL
HELENA KOCH GUIMARÃES
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO SUBMETIDA À FACULDADE DE AGRONOMIA E MEDICINA VETERINÁRIA DA UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA, COMO PARTE DOS REQUISITOS NECESSÁRIOS À OBTENÇÃO DO GRAU DE MESTRE EM CIÊNCIAS AGRÁRIAS NA ÁREA DE CONCENTRAÇÃO DE DISCIPLINAS DE PRODUÇÃO ANIMAL. APROVADA POR: ______________________________________________________ Prof. FRANCISCO ERNESTO MORENO BERNAL, doutor (UnB) (ORIENTADOR) CPF: 000.810.096-90 E-mail: [email protected] ______________________________________________________ Profa. SIMONE PERECMANIS, doutora (UnB) (EXAMINADORA INTERNA)CPF:010.126.137-39 E-mail:[email protected] ______________________________________________________ Prof. MILTON THIAGO DE MELLO, doutor (EXAMINADOR EXTERNO) CPF: 265.895.677-00 E-mail: [email protected] BRASÍLIA/DF, 19 de MAIO de 2006.
4
FICHA CATALOGRÁFICA REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA GUIMARÃES, H.K. Análise de prevalência de salmonelose em criações não tecnificadas de Gallus gallus no Distrito Federal. Brasília: Faculdade de Agronomia e Medicina Veterinária, Universidade de Brasília, 2006, 54 p. Dissertação de Mestrado.
CESSÃO DE DIREITOS NOME DO AUTOR: Helena Koch Guimarães TÍTULO DA DISSERTAÇÃO DE MESTRADO: Análise de prevalência de salmonelose em criações não tecnificadas de Gallus gallus no Distrito Federal. GRAU: Mestre ANO: 2006 É concedida à Universidade de Brasília permissão para reproduzir cópias desta dissertação de mestrado e para emprestar ou vender tais cópias somente para propósitos acadêmicos e científicos. O autor reserva-se a outros direitos de publicação e nenhuma parte desta dissertação de mestrado pode ser reproduzida sem a autorização por escrito do autor. ______________________________________ Helena Koch Guimarães CPF: 852.319.751-68 SQN 316 bloco G apartamento 602, Asa Norte CEP – 70.775-070 - Brasília/DF - Brasil (61)3274-1183 - [email protected]
Guimarães, Helena Koch
Análise de prevalência de salmonelose em criações não tecnificadas de Gallus gallus no Distrito Federal. Helena Koch Guimarães; orientação de Francisco E.M.Bernal. - Brasília, 2006.
54 p.; il. Dissertação de Mestrado (M) – Universidade de Brasília/Faculdade de Agronomia e Medicina Veterinária, 2006.
1.Salmonella 2.Gallus gallus 3.aves caipiras 4. suabe cloacal I. Bernal, F.E.M. II. Dr.
5
Dedico... A minha mãe, amigos e familiares pelo
apoio e compreensão. Aos professores que ajudaram na
minha formação profissional e pessoal.
6
Agradeço...
A minha mãe, pela minha criação e formação.
Aos meus amigos, pelos momentos que passamos juntos, sejam estes
bons ou ruins, e por sempre me apoiarem, mesmo à distância.
Aos meus professores, que sempre me ajudaram neste trabalho e em
outros, em especial aos meus orientadores Francisco e Vitor. As minhas
“orientadoras” que não levam o nome neste projeto, mas que me ajudaram
neste trabalho: Simone Perecmanis, Ângela Patrícia Santana, Débora Cléa
Ruy.
Aos técnicos da EMATER que ajudaram na coleta das amostras e aos
técnicos Hudson, Nara e Daniela do laboratório de microbiologia da UnB que
me auxiliaram nas análises das amostras.
Aos meus amigos e “fotógrafos” de salmonelas que me ajudaram nas
fotos presentes neste trabalho, Taís e Diego.
Ao meu gato Viggo que tanta alegria me proporciona com sua presença
e ao apoio enquanto escrevia este trabalho às três horas da manhã e ele
permanecia quietinho ao lado do computador, me dando forças para continuar
a escrever.
7
“Se você não diz o que pensa,
logo ousará dizer o que não pensa”
Theodore Parker (1810-1860)
8
ÍNDICE
PÁGINA
Introdução 13 Objetivos 14 Revisão de literatura 15
Etiologia das salmoneloses 15 Antígenos 15 Antígenos O” 16 Antígenos “H” 16 Antígenos “K” 16 Exclusão competitiva 17 Nomenclatura 18 Diagnóstico 18 Meios de cultura 20 Epidemiologia 21 Distribuição 21 Hospedeiros suscetíveis 21 Reservatórios e fontes de infecção 22 Morbidade, letalidade e mortalidade em animais 23 Vias de eliminação 23 Transmissão 23
Transmissão entre as aves 24 Salmonelose em animais 25 Salmoneloses em aves 25 Pulorose 27 Tifo aviário 28 Paratifos aviários 29
Diagnóstico diferencial 30 Tratamento 30 Controle e Prevenção 31 Salmonelose em humanos 33 Prevenção das toxiinfecções alimentares 35 Surtos de infecção alimentar 37 Salmonelas em produtos de origem aviária 37 Contaminação em ovos 37
Material e métodos 39 Método de amostragem 39 Análise laboratorial 41 Resumo do esquema utilizado no trabalho 52 Resultados e discussão 53 Conclusões 59 Bibliografia 60
9
ÍNDICE DE TABELAS
TABELA PÁGINA Tabela 1- Nomenclatura anterior e atual das subespécies que
compõem a Salmonella enterica 18
10
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURA PÁGINA
Foto 1- Rappaport-Vassiliadis 42 Foto 2- Agar MacConkey 42 Foto 3- TSI 44 Foto 4- Agar fenilalanina 45 Foto 5- VM/VP 46 Foto 6- Indol 47 Foto 7- Salicina 48 Foto 8- Citrato de Simmons 49 Foto 9- Arginina 50 Foto 10- Malonato 51
11
Análise de prevalência de salmonelose em criações não tecnificadas de Gallus gallus no Distrito Federal.
Resumo geral
A distribuição mundial das Salmonellas já é conhecida, tanto em populações
animais, como em grupos humanos, convertendo-se em sérios problemas de
saúde pública, e juntamente com o gênero Campylobacter, é responsável por
cerca de 90% das toxinfecções alimentares registradas. As populações de
aves de produção encontram-se entre as principais espécies animais
fornecedoras de proteína para os humanos, e acrescentando a fácil
contaminação a nível de campo, as tornam um dos principais grupos de
transmissores das Salmonellas, devido ao alto consumo de aves inteiras ou de
partes ou subprodutos das mesmas. O presente trabalho teve como objetivo
pesquisar a prevalência de salmonelas em 300 aves Gallus gallus adultos
criados em propriedades não tecnificadas do Distrito Federal, bem como
tipificá-las posteriormente na Fundação Oswaldo Cruz do Rio de Janeiro/RJ e
realizar antibiograma para ver a sensibilidade das salmonelas encontradas a
diferentes antibióticos. De cada ave foi coletado um suabe cloacal que era
incubado no Rappaport-Vassiliadis por 48 horas a 37o C, posteriormente foi
repicado em ágar MacConkey a 37o C por 24 horas e as colônias típicas de
Salmonella eram repassadas no TSI a 37o C por 24 horas, de onde os
resultados típicos eram repassados para diversos testes bioquímicos. Nas
aves analisadas não foi encontrada nenhuma Salmonella.
Palavras chaves: Salmonella, Gallus gallus, ave caipira, suabe cloacal
12
Salmonellosis's prevalence analysis in Gallus gallus's farms with no technical means in the Distrito Federal. Abstract
Salmonellas are world-wide spread and besides being cause of disease for
poultry, they still constitute a problem in what concerns public health, since
Salmonella combined with Campylobacter sp. are estimated to be responsible
for over 90% of the cases in the world related to food bacterial toxic infection; in
case of Salmonellas, products derived from aviculture (poultry production), are
the principal responsible. The present work aimed at developing a research on
the predominance of Salmonellas, involving 300 Gallus Gallus poultry raised in
farms with no technical means, in Distrito Federal, as well as typifying them
later in the Foundation Oswaldo Cruz- Rio de Janeiro/RJ and also carrying out
antibiograms to verify the Salmonellas‘susceptibility to different antibiotics. It
was collected- from each poultry- a swab cloacal which was incubated in the
Rappaport-Vassiliads for 48 hours at 37º degrees centigrade; later on, it was
transplanted to a MacConkey agar at 37º degrees centigrade per hour and the
typical Salmonella colonies it was *re-passed to the TSI at 37º centigrade for a
period of 24 hours, from where the typical results it was* re-passed for several
biochemical tests. No Salmonelas were found in the poultry analyzed.
Key words: Salmonella, Gallus gallus, tacky chicken, swab cloacal
13
Introdução
As salmonelas são microorganismos que podem causar doenças
no homem e nos animais (PELCZAR et al, 1981; NASCIMENTO et al, 2000 e
JACOB et al, 2002), sendo um dos gêneros bacterianos mais estudados
(NASCIMENTO et al, 2000).
O gênero Salmonella tem este nome devido ao americano Dr.
Salmon, veterinário bacteriologista do século XIX (KORSAK, 2004). Em 1884,
Salmon e Smith isolaram microorganismos que posteriormente foram
denominados Salmonella Choleraesuis; em 1888, Gärtner descobriu a
Salmonella Enteritidis; em 1889, Loeffler descobriu a Salmonella Typhimurium
(STELLMACHER, 1999).
São conhecidos mais de 2500 sorotipos de Salmonella, no
entanto, apenas 80 a 90 são os mais comuns em casos de infecções nas aves
e nos humanos (BERCHIERI JR, 2000). Dentre esses sorotipos, alguns podem
infectar as aves e também podem estar associados a casos de toxinfecção
alimentar no homem (HUMBERT e SALVAT, 1997 e BERCHIERI JR, 2000).
As toxinfecções alimentares são um grave problema de saúde
pública, sendo que a maioria dessas doenças estão associadas ao consumo de
carne de aves e de produtos avícolas contaminados com os sorotipos
paratifóides de Salmonella e com Campylobacter jejuni (WHITE et al, 1997).
As salmonelas são um grave problema para a avicultura industrial e, portanto,
para a saúde pública (ANDRADE et al, 1995 e TESSARI, 2003), pois o
consumo de carne de frango é cada vez maior (TESSARI et al, 2003).
14
Objetivos
O presente trabalho teve como objetivos:
__determinar a prevalência de Salmonella em Gallus gallus adultos
criados em propriedades não tecnificadas do Distrito Federal;
__tipificar as salmonelas encontradas no Instituto Oswaldo Cruz
localizado no Rio de Janeiro/RJ;
__verificar a sensibilidade das salmonelas isoladas a diferentes
antibióticos por meio da realização de antibiogramas.
15
Revisão de Literatura
1) Etiologia das salmoneloses As salmonelas são bactérias pertencentes à família
Enterobacteriaceae, gênero Salmonella (BIER, 1976 e CARTER, 1988). São
bastonetes gram-negativos, não formadores de esporos (PELCZAR et al, 1981;
CARTER, 1988; PINTO, 1996; GORZYNSKI, 1997 e ITO et al, 2004), aeróbios
e anaeróbios facultativos (BIER, 1976; PELCZAR et al, 1981; CARTER, 1988;
PINTO, 1996; GORZYNSKI, 1997 e KRUININGEN, 1998) com cerca de 2 a 5
µm de comprimento por 0,7 a 1,5 µm de largura (KORSAK, 2004). Devido aos
flagelos peritríquios, são móveis (BIER, 1976; PELCZAR et al, 1981; PINTO,
1996 e KORSAK, 2004), no entanto, algumas salmonelas não possuem flagelo,
portanto são imóveis (TOLEDO, 1996 e GORZYNSKI, 1997), como a
Salmonella Gallinarum e a S. Pullorum (BIER, 1976; BERCHIERI JR, 2000 e
ITO et al, 2004).
1.1) Antígenos As salmonelas possuem antígenos somáticos (designados por O),
flagelares (designados por H) e de virulência ou capsular ocasional (designado
por Vi), que através de sua "combinação" determinam o sorovar com referência
à fórmula antigênica do esquema de Kauffman-White (QUINN et al, 1994 e
OIE, 2004), no qual os microorganismos estão classificados pelos números e
letras atribuídos a diferentes antígenos (PELCZAR et al, 1981). Os diferentes
antígenos das salmonelas são identificados por meio de testes de aglutinação,
utilizando-se anti-soros preparados em coelhos (TRABULSI e TOLEDO, 1996).
16
1.1.1) Antígenos "O" Os antígenos "O" são somáticos (BIER, 1976; PELCZAR et al,
1981; TRABULSI e TOLEDO, 1996 e LEVINSON e JAWETZ, 1998) e são
numerados de um a 65 (PELCZAR et al, 1981). De acordo com GORZYNSKI
(1997), a parede celular das bactérias gram-negativas possui três componentes
externos à camada de peptidoglicana: lipoproteína, membrana externa e
lipopolissacarídeo (LPS). O polissacarídeo do LPS é o principal antígeno de
superfície dessas bactérias (designado como "O") e sua especificidade
antigênica é devido às unidades terminais repetidas (trissacarídeos ou
tetrassacarídeos ou pentassacarídeos).
1.1.2) Antígenos "H"
Os antígenos "H" são flagelares e, portanto, são encontrados apenas
nas bactérias móveis, ou seja, que possuem flagelo (PELCZAR et al, 1981;
TRABULSI e TOLDEDO, 1996 e LEVINSON e JAWETZ, 1998). O antígeno "H"
das salmonelas que o possuem, podem alternar reversivelmente os dois tipos
de "H" conhecidos: fase 1 e fase 2. Essa mudança na antigenicidade pode ser
utilizada para fugir da resposta imune do hospedeiro (LEVINSON e JAWETZ,
1998). Existem duas fases de antígenos "H", um e dois; os antígenos da fase
um são designados por letras minúsculas de "a" até "z", “z1“ até “z59“; os
antígenos da fase dois foram numerados, mas devido a reações cruzadas
incluem muitas designações da fase um (PELCZAR et al, 1981).
1.1.3) Antígenos "K" Os antígenos "K" (letra vem da palavra alemã kapsein, que
significa cápsula) de origem polissacarídica (BIER, 1976), sendo que entre as
salmonelas, apenas a Salmonella Typhi possui e é designado por antígeno Vi
17
(capsular) (PELCZAR et al, 1981; TRABULSI e TOLEDO, 1996 e LEVINSON e
JAWETZ, 1998).
1.2) Exclusão competitiva As bactérias requerem condições ambientais específicas para a
sua aderência, colonização e patogênese nos animais. Dessa forma, a
população normal de bactérias comensais tem capacidade para excluir por
competição física e química as salmonelas. Para ocorrer a colonização entérica
por patógenos é necessário alguma alteração na homeostase da microbiota
intestinal normal, tais como: modificação rápida na alimentação, modificação
ambiental, uso de antibióticos, altas doses de bactérias infectantes e dano
epitelial causado por outro patógeno. Pesquisas demonstram que a população
de bactérias do intestino pode ser alterada pela inoculação intencional de
bactérias benéficas, ou exclusão competitiva (UGA, 2002). A exclusão
competitiva é utilizada para reduzir a infecção por Salmonella e por outros
patógenos em aves e outras espécies (ITO et al, 2004; OIE, 2004 e
SCHNEITZ, 2005). Segundo SCHNEITZ (2005), estudos realizados em vários
países mostram que o conceito da exclusão competitiva se aplica a todos os
sorotipos de Salmonella.
Pelo Princípio de Nurmi, a exclusão competitiva também
abrangeria um conceito imunológico: no caso de bactérias próximas
filogeneticamente e que teriam antígenos em comum, a infecção e/ou
imunidade por uma, protegeria o animal da outra (FIORENTIN, 2000). Isso é
útil para entender que a infecção por uma salmonela pode proteger o animal da
infecção por outra. O trabalho de RABSCH et al (2005) mostra que na
Alemanha (embora isso já tenha sido comprovado em outros países como
Estados Unidos e Inglaterra) a S. Enteritidis ocupou o nicho ecológico deixado
pela erradicação da S. Gallinarum na avicultura.
18
2) Nomenclatura
A classificação do gênero Salmonella é bastante complexa e por
isso, controversa, o que fez com que surgissem diversas nomenclaturas por
vários anos (CORRÊA e CORRÊA, 1992 e OIE, 2004). A nomenclatura mais
recente considera que o gênero Salmonella consiste em duas espécies: S.
enterica e S. bongori. A S. enterica é dividida em seis subespécies, que são
distinguíveis por certas características bioquímicas. Estas subespécies são
(OIE, 2004):
TABELA 1: NOMENCLATURA ANTERIOR E ATUAL DAS SUBESPÉCIES QUE COMPÕEM A SALMONELLA ENTERICA
Nomenclatura anterior Nomenclatura atual Subespécie I Subespécie enterica Subespécie II Subespécie salamae
Subespécie IIIa Subespécie arizonae Subespécie IIIb Subespécie diarizonae Subespécie IV Subespécie houtenae Subespécie VI Subespécie indica
Observação: na nomenclatura anterior, a subespécie V corresponde atualmente à S. bongori. Fonte: OIE (2004)
Somente para os sorovares da subespécie enterica, os nomes
foram retirados. Estes nomes já não devem ser escritos em itálico e a primeira
letra deve ser escrita em maiúscula. Por exemplo, a Salmonella enterica
subespécie enterica sorovar typhimurium, pode ser escrita como S.
Typhimurium (OIE, 2004).
3) Diagnóstico O diagnóstico definitivo das salmoneloses é feito por isolamento e
identificação ou sorotipagem da bactéria (TOLEDO, 1996; HUMBERT e
SALVAT, 1997; ITO et al, 2004 e PEREIRA e SILVA, 2005). Para as
19
salmoneloses, a sorologia não possui valor diagnóstico definitivo, mas permite
detectar as aves ou outros animais que tiveram contato com as salmonelas, o
que constitui uma ferramenta útil em programas sanitários (PEREIRA e SILVA,
2005). Geralmente os testes sorológicos são feitos com uma amostra
representativa da população e possui valor limitado quando os animais são
vacinados (OIE, 2004).
Nas aves, o teste completo de sangue é utilizado no diagnóstico
rápido de S. Pullorum e S. Gallinarum na propriedade (OIE, 2004). Esse exame
sorológico de sangue chamado soroaglutinação em placa tem a vantagem de
selecionar as aves soropositivas para aprofundarem nos exames. Caso se
confirmem positivas, devem ser descartadas da reprodução e retiradas do
contato com as demais. Em galinhas é realizado o abate (BENEZ, 2001).
Para o diagnóstico baseado no isolamento de microorganismos, o
material deve ser coletado assepticamente de tecidos em necropsias ou em
fezes, suabes retais, amostras ambientais, alimentos e matéria-prima de
alimentos (OIE, 2004). As etapas necessárias para o isolamento e a
identificação das salmonelas são, nessa ordem, pré-enriquecimento,
enriquecimento seletivo, plaqueamento, análise bioquímica e tipificação
sorológica (NASCIMENTO et al, 2000 e OIE, 2004). Geralmente, a etapa de
pré-enriquecimento é utilizada na análise de material desidratado ou quando é
necessária para viabilizar o início da pesquisa da bactéria; as demais etapas
são sempre obrigatórias (NASCIMENTO et al, 2000).
O gênero Salmonella pode ser diferenciado de outras
enterobactérias e dentro do mesmo gênero com base em reações bioquímicas,
das quais se incluem o aspecto das colônias em meios diferenciais e a
tipificação sorológica (PELCZAR et al, 1981). As salmonelas apresentam
resultados negativos para os testes bioquímicos de indol, Vogues-Prokaeur
(VP), urease, fenilalanina desaminase e sacarose, e resultados positivos para o
vermelho de metila (VM), lisina descarboxilase, D-glicose produção de ácido e
D-manitol, e resultados variáveis para H2S no três açucares e ferro (TSI),
20
citrato de Simmons, arginina desidrolase, ornitina descarboxilase, motilidade,
malonato, D-glicose produção de gás, dulcitol e maltose (MAPA, 1995).
3.1) Meios de cultura
Todas as enterobactérias crescem bem em ágar sangue e em
ágar MacConkey (QUINN et al, 1994 e LEVINSON e JAWETZ, 1998), sendo
que esse último meio, permite a fermentação da lactose, critério de maior
importância para a identificação dessas bactérias (LEVINSON e JAWETZ,
1998). Embora o MacConkey seja um meio seletivo, ele permite o crescimento
de outras bactérias gram negativas que não são enterobactérias. Também
podem ser utilizados o ágar verde brilhante e o ágar XLD que são mais
seletivos e utilizados para isolar salmonelas, no entanto permite o crescimento
de outras enterobactérias (QUINN et al, 1994). As salmonelas crescem bem
em meios seletivos como o ágar azul de metileno-eosina, Mc-Conkey e
similares, sem fermentar a lactose e, portanto, produzindo colônias
transparentes com cerca de um milímetro de diâmetro após 24 horas a 37o C
no cultivo (CORRÊA e CORRÊA, 1992). Os meios recomendados pelo MAPA
(1995) para isolamento de salmonelas são: ágar MacConkey, ágar verde
brilhante, ágar Hektoen e ágar Rambach.
Nas condições comuns de isolamento e observação, as bactérias
do gênero Salmonella e Proteus são bastante similares (ambas não fermentam
a lactose, podem produzir H2S), no entanto o Proteus desdobra a uréia
(CORRÊA e CORRÊA, 1992). Os inibidores de bactérias gram positivas: violeta
cristal e verde brilhante; inibidores de coliformes: sais biliares, que favorecem
as salmonelas. O sulfito de bismuto é eletivo para a S. Typhi (BIER, 1976).
21
4) Epidemiologia
4.1) Distribuição
As salmonelas são encontradas em todos os países, mas a maior
prevalência é em áreas de criação animal intensiva, principalmente de suínos e
bovinos e algumas espécies de aves em confinamento (OIE, 2004), mas em
regiões, climas ou estações quentes, a freqüência de casos clínicos é maior
(CORRÊA e CORRÊA, 1992). Os fatores mais importantes para a sua
presença são os portadores crônicos entre os animais e o homem e também a
capacidade da bactéria em conservar-se e multiplicar-se por longos períodos
no meio ambiente (STELLMACHER, 1999).
4.2) Hospedeiros suscetíveis
São susceptíveis às salmonelas, todas as espécies de animais
domésticos (CORRÊA e CORRÊA, 1992 e OIE, 2004), especialmente em aves
e suínos. Animais jovens ou prenhes ou em lactação são mais suscetíveis
(OIE, 2004). Todos os sorovares podem infectar os animais (exceto a S. Typhi)
e o homem (CORRÊA e CORRÊA, 1992 e LEVINSON e JAWETZ, 1998), mas
existe uma certa eletividade desses microorganismos pelas espécies animais,
como por exemplo: S. Typhimurium (todas as espécies, pouco seletivo), S.
Abortus-equi (eqüinos), S. Choleraesuis (suínos), S. Typhisuis (leitões), S.
Dublin (bezerros) e S. Abortus-ovis (ovinos) (CORRÊA e CORRÊA, 1992).
MILLÁN et al (2004) investigaram a presença de salmonelas em
82 pássaros e 123 mamíferos de vida livre, utilizado amostras de fígado,
intestino e baço em cultura. Nas aves, a prevalência encontrada foi de 8,5%
(7/82) e nos mamíferos foi de 7,2% (9/123). Nas aves, foram isolados os
22
seguintes sorotipos: S. Typhimurium, S. Enteritidis, S. Muenchen, sorotipo
6,14:z4,z23.
4.3)Reservatórios e fontes de infecção
As salmonelas possuem vasta distribuição na natureza, sendo
que o trato intestinal dos animais e do homem é seu principal reservatório
(PEREIRA e SILVA, 2005). Os reservatórios dessas bactérias são os animais
portadores inaparentes, animais domésticos e selvagens (CARTER, 1988;
CORRÊA e CORRÊA, 1992 e BERCHIERI JR, 2000). Os répteis são
comumente portadores assintomáticos de salmonelas (OIE, 2004). MILLAN et
al (2004) ressaltam a importância de animais de vida livre como reservatórios
de Salmonella, sendo um risco de contaminação para humanos e animais de
criação.
Alguns animais, especialmente aves e suínos, podem ser
portadores assintomáticos e transmitirem a doença para outros animais e
contaminarem alimentos (OIE, 2004), sendo as mais freqüentes fontes de
contaminação de origem animal para o homem: frango e ovos (LEVINSON e
JAWETZ, 1998).
Segundo FARIAS (2000), a ocorrência de salmonelas em águas
de esgoto e águas poluídas por essas fontes é descrita na literatura em muitos
países, e é reconhecida a transmissão por veiculação hídrica e sabida a
capacidade de sobrevivência dessas bactérias por longos períodos no meio
aquático. Essa autora pesquisou em amostras de águas de esgoto e de águas
de córrego em São Paulo, a presença de salmonela. Todas as amostras
(100%) foram positivas.
23
4.4) Morbidade, letalidade e mortalidade em animais A morbidade nesta doença é variável, geralmente é baixa nas
criações com manejo sanitário adequado e alta onde não há esse tipo de
manejo. A mortalidade varia com a morbidade e com o uso rotineiro de
medicamentos que alteram esses índices que são ativos contra o
microorganismo (CORRÊA e CORRÊA, 1992).
4.5) Vias de eliminação
As salmonelas podem residir na vesícula biliar ou no tubo
intestinal de animais portadores (KRUININGEN, 1998). Essencialmente, as
salmonelas se multiplicam no tubo digestivo, principalmente no ceco, e a
excreção dessas bactérias pode ser massiva no ambiente (HUMBERT e
SALVAT, 1997).
4.6) Transmissão
A infecção geralmente é adquirida via oral (CARTER, 1988;
LEVINSON e JAWETZ, 1998 e STELLMACHER, 1999), mas também pode
ocorrer pelas vias aerógena, conjuntival, transplacentária e pelo ovo
(STELLMACHER, 1999). Ingressando pela via digestiva com a água e
alimentos contaminados, as salmonelas chegam aos intestinos, onde se
instalam e se multiplicam. Dependendo da espécie do hospedeiro, da sua
patogenicidade, da adaptação ao hospedeiro e idade deste, as salmonelas
podem causar grave doença ou passar desapercebidas e permanecer no
hospedeiro por meses ou anos, constituindo um reservatório da bactéria para
animais suscetíveis (CORRÊA e CORRÊA, 1992).
24
Geralmente, infecções e epidemias são causadas por diversos
tipos de produtos alimentares derivados da carne, ovos, leite e aves. Outros
meios de infecção podem ser alimentos e água contaminados com fezes de
roedores, alimentos infectados pelos manipuladores e por equipamentos e
utensílios contaminados. Esporadicamente ocorre contaminação a partir do
contato direto com um animal ou pessoa infectada (CARTER, 1988). A doença
também pode ser transmitida por moscas e utensílios contaminados
(KRUININGEN, 1998). Provavelmente, rações contaminadas por salmonelas
contribuem para a introdução desses microorganismos nos plantéis
(ANDRADE et al, 1995).
ALBUQUERQUE et al (2000) analisaram em uma fábrica
industrial de ração do interior de São Paulo, 136 amostras de ingredientes de
rações, 43 amostras de rações prontas (sendo cinco de suínos e 38 de aves) e
110 amostras de suabes de pó. Das 136 amostras analisadas, 27 (19,85%)
estavam contaminadas com salmonelas, sendo 59,26% em matérias-primas de
origem animal, 29,63% em derivados vegetais e industriais e 11,11% em
derivados lácteos. Das 43 rações prontas analisadas, duas (4,65%) foram
positivas, sendo uma de aves (2,63%) e uma de suínos (20%). O percentual
baixo na ração das aves em relação à de suínos, provavelmente se deve ao
fato de que esta era destinada à alimentação de aves reprodutoras, nas quais
não foram utilizadas matérias-primas de origem animal. Dos 110 suabes de pó,
nenhum recuperou salmonelas.
4.6.1) Transmissão entre as aves Nas aves adultas, alguns sorovares de Salmonella podem se
localizar no aparelho genital, causando a infecção transovarina (BARROW,
2000 e ITO et al, 2004). Isso caracteriza a transmissão vertical, na qual ocorre
a contaminação do ovo dentro da galinha, sendo uma das principais formas de
transmissão do tifo e pulorose aviárias (BERCHIERI JR, 2000 e
SHIVAPRASAD, 2000).
25
No caso da transmissão vertical, caso o embrião sobreviva, pode
ocorrer a contaminação do lote de aves e no caso de morte embrionária,
muitos ovos podem ficar contaminados (HUMBERT e SALVAT, 1997). Após a
postura, nos ninhos, nos galpões de matrizes, nos caminhões e nos
incubatórios, os ovos para incubação podem se contaminar por Salmonella, o
que também caracteriza a transmissão horizontal (ROCHA et al., 2003).
A bactéria pode ser eliminada pelas fezes e contaminar alimentos,
água e cama; pode ocorrer o canibalismo entre aves doentes, ingestão de ovos
contaminados e de forma mecânica: pessoas e outros animais podem
disseminar as salmonelas (BERCHIERI JR, 2000 e ITO et al, 2004).
5) Salmonelose em animais
O tipo de salmonela e a dose de infecção são importantes fatores
a serem considerados na ocorrência da doença, assim como fatores
estressantes para os animais (STELLMACHER, 1999). Os sinais clínicos
variam entre as espécies e com a idade: a salmonelose afeta com maior
freqüência e de forma mais grave os animais novos do que os adultos
(KRUININGEN, 1998).
5.1) Salmoneloses em aves As bactérias do gênero Salmonella podem causar três doenças
em aves: a pulorose causada pela S. Pullorum, o tifo aviário causado pela S.
Gallinarum (BERCHIERI JR, 2000; SHIVAPRASAD, 2000; ITO et al, 2004 e
PEREIRA e SILVA, 2005), e o paratifo aviário, causado pelas outras espécies
26
de salmonelas, exceto as causadoras do tifo e da pulorose (BERCHIERI JR,
2000).
Em aves, as infecções causadas por salmonelas apresentam
amplo aspecto clínico, sendo grave a sintomatologia das salmonelas adaptadas
às aves, que é o caso da S. Pullorum e da S. Gallinarum, enquanto que as
salmonelas paratíficas geralmente não apresentam manifestações clínicas
aparentes, freqüentemente ocasionando uma queda na produtividade do
plantel avícola, mas podendo ser transmitida para outras espécies animais,
através de fezes e aves infectadas ou seus produtos contaminados (PEREIRA
e SILVA, 2005).
ANDRADE et al (1995) analisaram 1304 suabes cloacais de aves
de postura comercial com uma a 72 semanas de vida de seis granjas
comerciais em Goiânia/GO e entorno. Nas granjas sem histórico de problemas
sanitários, a prevalência de Salmonella foi de 3,98% (34/854), enquanto que
nas granjas com problemas sanitários a prevalência foi de 11,33% (51/450); a
média das amostras foi de 6,51% (85/1304).
MURUGKAR et al (2005) pesquisaram 231 suabes cloacais de
pássaros na Índia, sendo que 34 (14,7%) eram positivos. Quatro sorovares
foram identificados: S. Typhimurium (35,3%), S. Gallinarum (35,3%), S.
Enteritidis (23,5%) e S. Paratyphi B (5,9%).
ROCHA et al. (2003) avaliaram 18 lotes de frangos de corte de
três diferentes empresas integradoras em Goiás. Foram coletadas 378
amostras (sendo 198 de órgãos de pintos de um dia e 180 de forros de caixas
de transporte). Nas caixas foram encontradas 11,11% de amostras positivas
(2/180) e nos órgãos de pintos 3,03% (6/198), sendo que neste último, todos
em um mesmo lote. O fato de ter sido encontrada uma maior positividade de
salmonelas em caixas do que em órgãos, pode ser devido ao fato de que as
caixas possuem maior representatividade, pois cada uma, acondiciona em
média 100 pintos, aumentando a probabilidade de isolamento da bactéria.
27
PEREIRA e SILVA (2005) coletaram 160 amostras de soro
sanguíneo, 44 suabes cloacais e 58 suabes ambientais em nove propriedades
rurais de galinhas caipiras em Uberlândia (MG). O soro sanguíneo foi analisado
pela prova de soroaglutinação rápida (SAR); os suabes cloacais foram feitos
nas mesmas galinhas que foram coletados o sangue, com um pool de três a
cinco suabes por amostra; os suabes ambientais foram coletados
principalmente de locais como ninhos e poleiros. O SAR demonstrou que
88,9% (8/9) das propriedades e 35,5% (57/160) das aves foram positivas; com
os suabes cloacais, Salmonella sp foi isolada em 11% (1/9) das propriedades e
2,27% (1/44) das aves; através dos suabes ambientais, 55,55% (5/9) das
propriedades e 29,31% (17/58) das aves foram positivos para a salmonela.
A Instrução Normativa número 78 (MAPA, 2003) estabelece
normas para o monitoramento das salmoneloses − S. Pullorum, S. Gallinarum,
S. Enteritidis e S. Typhimurium − em estabelecimentos avícolas que realizam
comércio nacional e internacional, e à transferência nacional de seus produtos.
Dessa forma, os estabelecimentos de linhas puras, bisavoseiros e avoseiros
devem ser livres das quatro salmonelas; os matrizeiros devem ser livres para
as S. Pullorum e S. Gallinarum e livres e/ou controlados para a S. Enteritidis e
para a S. Typhimurium. Os estabelecimentos de postura comercial, frango de
corte e ratitas não são abrangidos por essa Instrução Normativa.
5.1.1) Pulorose Geralmente acomete aves com até três semanas de vida e a
transmissão vertical é a principal forma de disseminação da pulorose, que
quando ocorre, quase sempre apresenta grande mortalidade. Embora várias
espécies de aves como perus, codornas, papagaios, faisões e outras possam
se infectar com a S. Pullorum, palmípedes e pombos são considerados mais
resistentes à infecção. As galinhas são os hospedeiros naturais dessa bactéria
e as linhagens leves são mais resistentes do que as pesadas. As aves
28
acometidas podem apresentar sinais clínicos que variam de uma simples
sonolência e perda de apetite, até diarréia branca a branco-amarelada, penas
arrepiadas, asas caídas e morte. Nas aves adultas, os sinais clínicos não são
evidentes e geralmente são poucas aves acometidas; geralmente essas aves
têm uma diminuição na postura, penas arrepiadas, crista pálida, diarréia
branco-amarelada a amarelo-esverdeada, depressão e desidratação
(BERCHIERI JR, 2000).
CARDOSO et al (2003) examinaram para a pulorose, 9940
amostras de soro de aves reprodutoras com idade de seis a 68 semanas de
três empresas avícolas de São Paulo. Os soros foram analisados pela técnica
de soroaglutinação rápida em placa (SAR) e os positivos para esse teste eram
submetidos ao teste de soroaglutinação lenta em tubos (SAL). Na prova de
SAR, 2,17% dos soros foram positivos (216/9940) e a prova de SAL revelou
0,41% (41/9940) de soros positivos. No entanto, a positividade sorológica para
a pulorose nas aves reprodutoras necessita uma análise mais detalhada para
nortear as investigações, já que o diagnóstico definitivo é obtido com o
isolamento, identificação e tipificação da Salmonella spp.
5.1.2) Tifo Aviário
As aves adultas são mais comumente acometidas pela doença,
embora ela seja patogênica para aves de todas as idades (BERCHIERI JR,
2000 e ITO et al, 2004). A mortalidade é alta, acometendo 40-80% do plantel, e
as aves que adoecem, morrem em sete a 14 dias. Igualmente à pulorose, as
linhagens leves são mais resistentes do que as demais – pesadas e semi-
pesadas (BERCHIERI JR, 2000).
29
5.1.3) Paratifos aviários Diversos sorotipos de Salmonella já foram isolados de aves com e
sem o quadro da doença, o mais comum é S. Typhimurium, mas outros, tais
como S. Enteritidis, S. Agona, S. Infantis, S. Hadar, S. Senftenberg e S.
Heideberg também são freqüentemente isolados. As aves jovens são mais
suscetíveis do que as adultas (BERCHIERI JR, 2000).
As bactérias do gênero Salmonella causadoras do paratifo
compreendem atualmente, mais de 2500 sorotipos de salmonelas que não
possuem hospedeiro específico (PEREIRA e SILVA, 2005). Essas bactérias
causam graves problemas para a indústria avícola, gerados pela introdução
dessas bactérias na cadeia alimentar (BARROW, 2000). O sistema intensivo de
criação utilizado na avicultura industrial favorece a introdução, instalação,
permanência e disseminação das salmonelas paratíficas. As salmonelas
paratíficas apresentam uma epidemiologia complexa devido a existência de
diversas fontes de infecção (ZANATTA et al, 2003).
Embora a maioria das infecções causadas por salmonelas sejam
enzoóticas, a Salmonella Enteritidis é responsável por uma pandemia nas aves
domésticas e no homem desde a metade do século XX (THORNS, 2000),
enquanto que no Brasil, ela surgiu como um grande problema avícola e de
saúde pública desde 1993 (SILVA e DUARTE, 2002).
Por se adaptar bem ao intestino de galinhas e perus, as
salmonelas paratíficas podem ser eliminadas nas fezes por várias semanas e
também podem invadir a circulação e infectar órgãos tais como ovário, fígado,
baço e coração. Com a contaminação do aparelho reprodutor e da cloaca
(fezes), o ovo pode se contaminar, gerando a contaminação vertical
(BERCHIERI JR, 2000). Em aves, na forma aguda pode ocorrer diarréia severa
de coloração variável entre castanho e vermelho a diarréia branca, que neste
caso é excesso de urina com uratos causados por lesões renais; febre, perda
de peso, perda de apetite e da sede. As penas podem ficar emboladas, com
30
mancha rocha no abdômen (hepatomegalia), pinta preta no lado direito do
abdômen dos filhotes (hiperplasia da vesícula biliar) e morte rápida. As lesões
observadas na necropsia de aves mortas por salmonelose podem ser: fígado
aumentado de volume com pontos brancos de necrose, vesícula biliar
aumentada com grande quantidade de bile; rins congestos ou esbranquiçados
devido à grande quantidade de uratos no tecido renal e nos ureteres;
congestão pulmonar, inflamação necrótica do intestino; baço aumentado e
friável e pus nas articulações (BENEZ, 2001).
TESSARI et al (2003) analisaram 130 lotes de pintos de corte
recém-nascidos, sendo que 24,62% (32/130) dos lotes foram positivos para
salmonelas, sendo 24 (18,46%) para Salmonella Enteritidis e oito (6,15%) para
Salmonella enterica subespécie enterica (O: 9,12).
5.2) Diagnóstico diferencial
A pulorose, por acometer as aves do nascimento até a terceira
semana de vida, deve ser diferenciada de outras doenças como encefalomielite
aviária, aspergilose, colibacilose e outras salmoneloses; em aves adultas, a
pulorose deve ser diferenciada da doença de Marek, pasteurelose, colibacilose
e outras salmoneloses. O tifo aviário deve ser diferenciado de doenças como
Marek, colibacilose, pasteurelose, micoplasmoses e outras salmoneloses. Os
paratifos aviários devem ser diferenciados das outras salmoneloses e de
doenças bacterianas septicêmicas (BERCHIERI JR, 2000).
5.3) Tratamento
Em aves, o tratamento pode ser eficaz, mas não tem efeito sobre
o indivíduo portador, pois esta característica não é perdida (BERCHIERI JR,
2000; BENEZ, 2001 e ITO et al, 2004). O uso de antibióticos de sensibilidade
constatada deve ser por seis a sete dias (BENEZ, 2001).
31
Comumente as salmonelas apresentam resistência a antibióticos
causada por diversos fatores, como por plasmídeos (LEVINSON e JAWETZ,
1998 e BERCHIERI JR, 2000), por resistência cromossômica (THRELFALL et
al, 1997), pela alteração na estrutura das proteínas ligantes ao antibiótico, pela
redução da permeabilidade da membrana externa (o que diminui a capacidade
do antibiótico atingir as proteínas ligantes apropriadas) e pela inativação do
antibiótico por beta-lactamases bacterianas (no caso das penicilinas)
(WIKIPEDIA, 2006), daí a importância em se realizar antibiogramas. Para
diminuir o risco de resistência aos antibióticos é preciso o uso cauteloso no
tratamento e na profilaxia das salmoneloses, após o antibiograma, para que a
eficácia do uso dos antibióticos se sustente a longo prazo (MURUGKAR et al,
2005). Não é recomendado o tratamento das aves contra a pulorose, pois é
uma doença de erradicação compulsória (ITO et al; 2004).
5.4) Controle e Prevenção Considerando que a distribuição do gênero Salmonella é universal
e que infecta grande variedade de aves domésticas e de vida livre, geralmente
assintomáticas, o seu controle é difícil e medidas de biossegurança como
prevenção da infecção em plantéis industriais são importantes (PEREIRA e
SILVA, 2005).
As salmoneloses estão entre os problemas de maior prevalência
na avicultura industrial, o que requer um elaborado programa de prevenção e
controle com medidas que evitem a transmissão vertical e horizontal. A
obtenção de pintinhos de um dia livres de salmonelas é essencial para o
sucesso de programas que visem a prevenção e o controle desse
microorganismo, o que por si é importante para o sucesso econômico da
avicultura intensiva, pois a qualidade dos pintinhos de corte é um reflexo direto
da cadeia produtiva (TESSARI et al, 2003). Em incubatórios, seleção dos ovos,
o afastamento das aves soropositivas para a salmonela nos matrizeiros e
32
limpeza e desinfecção de ovos e incubadora são medidas que devem ser
adotadas (BENEZ, 2001 e TESSARI et al, 2002).
As carcaças das aves devem ser recolhidas rapidamente antes
que outras aves as biquem e jogadas em cova com cal ou cremadas (BENEZ,
2001). Os comedouros e os bebedouros devem ser limpos diariamente; os
ratos devem ser eliminados; a água deve ser tratada; e sempre que possível os
animais jovens devem ser criados separados dos adultos (CORRÊA e
CORRÊA, 1992). O uso de rações não contaminadas é outro importante fator a
ser considerado para a não contaminação das aves em um plantel (SOUZA et
al, 2002).
Em lotes com aves infectadas, alguns métodos de profilaxia são
considerados eficazes: abate de reprodutores contaminados, barreiras
sanitárias em relação à entrada de novos lotes, tratamento térmico dos
alimentos, utilização de probióticos, seleção de raças de aves geneticamente
resistentes a salmonelas, eventualmente vacinação e tratamento com
antibióticos (HUMBERT e SALVAT, 1997). O controle na produção de aves
deve ser realizado a partir de necropsias diagnósticas em todas as aves
mortas, cultura bacteriana de ovos cheios e mortos, cultura de fezes, evitar a
superpopulação, limpeza adequada, quarentena de aves que vieram de outros
locais ou que saíram para feiras e exposições, medicamentos de forma
estratégica (BENEZ, 2001).
A criação de animais domésticos com resistência aumentada para
salmonelose é uma alternativa atrativa, já que os métodos tradicionais de
controle aplicados geralmente possuem falhas. Nestes existem custos com o
uso de vacinas, problemas de saúde pública, pois os antibióticos utilizados
podem gerar cepas resistentes, ou medidas parcialmente efetivas, como o uso
de probióticos com a exclusão competitiva. Então, a criação de animais
resistentes, juntamente com a adoção de boas práticas de higiene é uma
opção mais fácil de ser adotada, pois apresentam baixo risco para controlar a
doença e a colonização pelas salmonelas. Sem dúvida, em várias espécies é
33
forte a correlação entre a resistência genética à salmonelose. A redução do
número de animais infectados e dos níveis de bactéria infectando os alimentos
dos animais é um importante fator na redução das zoonoses transmitidas pelos
alimentos de origem animal (WIGLEY, 2004).
As vacinas têm sido indicadas na redução da infecção por
Salmonelas em reprodutoras, mas não é utilizada em frangos de corte (ITO et
al, 2004). Apenas as matrizes podem ser vacinadas (somente contra a S.
Enteritidis), sendo vedado o uso em avoseiros, bisavoseiros e em reprodutoras
primárias (MAPA, 2003). Muitas vacinas inativadas são utilizadas contra as
salmoneloses e algumas vacinas vivas são disponíveis comercialmente. Faltam
dados referentes à eficácia de campo, embora testes laboratoriais indiquem
que seja útil seu uso (OIE, 2004).
6) Salmoneloses em humanos
Geralmente as salmoneloses são zoonoses, exceto aquelas
causadas por espécies adaptadas ao homem, como é o caso do sorotipo Typhi
(CORRÊA e CORRÊA, 1992), que é o agente da febre tifóide, e S. Newport, S.
Enteritidis e S. Typhimurium as mais associadas às infecções alimentares
(PINTO, 1996), sendo esta última a responsável pelos maiores incidentes
(CORRÊA e CORRÊA, 1992 e PINTO, 1996).
Comumente é descrita a presença de Salmonella na população e
no meio ambiente, dado o isolamento desse gênero bacteriano em vários tipos
de amostras e em diferentes localidades (FARIAS, 2000 e OIE, 2004). A
circulação de cepas de salmonelas resistentes a antibióticos oriundas de
animais ou do homem aumentam os riscos de disseminação e persistência
dessa zoonose (FARIAS, 2000).
34
Trabalhos como de MURUGKAR et al (2005) demonstram a
correlação entre casos humanos e em animais, já que neste estudo, os
mesmos sorovares isolados de casos humanos, também foram isolados de
animais (pássaros, suínos e bovinos).
Em muitos países, as zoonoses bacterianas de origem alimentar
são a causa mais freqüente de doenças intestinais no homem. Juntamente com
o gênero Campylobacter, as bactérias do gênero Salmonella são as
causadoras de mais de 90% dos casos registrados de toxinfecção alimentar de
origem bacteriana no mundo. As aves domésticas e os produtos da avicultura
são incriminados na maioria das doenças de origem alimentar causadas pelas
salmonelas (THORNS, 2000).
Em circunstâncias normais, os produtos alimentícios não contêm
bactérias pertencentes ao gênero Salmonella, portanto, quando encontradas
são consideradas como um perigo potencial para a saúde humana (SHARF,
1972). Do ponto de vista sanitário, a pesquisa de salmonelas nos vários
alimentos de origem animal é de grande importância, já que na maioria das
vezes, a contaminação humana se dá pelo consumo desses alimentos
contaminados (DE PAULA et al, 1974 e ROITMAM et al, 1987).
A ocorrência de surtos veiculados por alimentos originados da
suinocultura tem sido pequena, fato este que pode ser explicado pela utilização
de tratamento térmico adequado em carnes de frango e suína, enquanto que
os ovos são consumidos crus ou semi-crus (NADVORNY et al, 2004).
A maioria dos microorganismos para serem patogênicos ao
homem necessitam estar presentes sob a forma viável nos alimentos e são
relativamente sensíveis às altas temperaturas, sendo destruídos pelo
cozimento adequado dos alimentos ou pela sua pasteurização. As infecções
causadas por bactérias não esporuladas, como é o caso das salmonelas, se
enquadram neste caso (PINTO, 1996).
35
Os alimentos mais suscetíveis à contaminação por salmonelas
são as carnes frescas, principalmente carcaças de aves (PINTO, 1996;
ALMEIDA FILHO et al, 2003 e SCHLUNDT et al, 2004), o leite, os queijos e
chocolates (PINTO, 1996) e os ovos (ALMEIDA FILHO et al, 2003 e
SCHLUNDT et al, 2004).
Em humanos são descritas três principais formas de salmonelose:
febres entéricas, septicemia e enterocolite (CARTER, 1988 e LEVINSON e
JAWETZ, 1998). Os sintomas mais comuns são diarréias, vômitos, dores
abdominais e febre, que aparecem entre 12 e 36 horas após a ingestão do
alimento contaminado (PINTO, 1996).
6.1) Prevenção das toxinfecções alimentares O problema de salmonelose transmitida por alimentos de origem
avícola pode ser combatido principalmente em dois pontos: na granja, com
programas de prevenção e controle e na indústria com a adoção de boas
práticas de fabricação (NADVORNY et al, 2004). A total prevenção da
contaminação dos alimentos de origem aviária é praticamente impossível,
devido à ampla distribuição das salmonelas no ambiente e à existência de
portadores assintomáticos. Mas a adoção de medidas higiênico-sanitárias no
manuseio e preparo dos alimentos, o controle de rações para animais, a
higiene na criação, transporte e abate de animais contribuem para a redução
dos níveis de contaminação. Concomitantemente, devem ser adotadas
medidas como controle da temperatura, desidratação, acidificação, entre outras
que visem a evitar a intensa proliferação das salmonelas do processamento até
o produto final. Também seria interessante, quando possível, garantir a
destruição das salmonelas, por exemplo, se utilizando da pasteurização com
temperaturas na faixa de 60o a 75o C (ROITMAM et al, 1987).
36
NUNES et al (1995) analisaram 53 amostras de carcaças e cortes
de frangos em Goiânia/GO, sendo 13,20% das amostras positivas (7/53). Os
sorotipos isolados foram: S. Brandenburg, S. Typhimurium, S. Derby, S. Agona.
SANTOS et al (2000) pesquisaram a presença de Salmonella em
150 carcaças de frango congeladas, de quatro marcas comerciais obtidas no
comércio de Jaboticabal (SP). Foram isoladas salmonelas em 32% das
amostras(48/150), e as 48 amostras pertenciam a 11 sorotipos. Entre as
marcas houve diferença de positividade nas amostras, o que sugere que
existam grandes diferenças na qualidade dos programas de higiene das
granjas, incubatórios e abatedouros, e mesmo assim, todas as marcas estão
fora dos parâmetros desejados.
CARDOSO et al (2000) coletaram 120 amostras congeladas de
carcaças de frangos (peito, coxa, sobre-coxa, lingüiça e salsicha) em dois
abatedouros em Descalvado/SP. Todas as amostras estavam ausentes de
Salmonella.
BAÚ et al (2001) pesquisaram em Pelotas (RS) a presença de
salmonelas em 124 amostras de produtos de frango e foram encontradas
salmonelas em 10,5% das amostras (13/124). Dos 13 isolamentos, dez (77%)
foram tipificados como S. Enteritis, um (7,7%) como S. Anatum e dois (15,3%)
como S. enterica subespécie enterica sorovar 3,10:e, h:-.
ALMEIDA FILHO et al (2003) analisaram 20 amostras frescais e
20 inspecionadas de carcaças de frango, no total 18 (45%) estavam
contaminadas por salmonelas e não houve diferença estatística entre os dois
tipos de amostras.
37
6.2) Surtos de infecção alimentar
Em 2000, no Rio Grande do Sul, dos 99 relatórios finais de
investigação de surtos de doenças transmitidas por alimentos realizados pela
Secretaria de Saúde do Rio Grande do Sul, 74 foram devido às salmonelas.
Os alimentos preparados com ovos (como maionese caseira, tortas, mouses,
bolos, omeletes e salgadinhos em geral) estavam envolvidos em 72,2% dos
surtos de salmonelose e a carne de frango em 11,4%, de onde conclui-se que
83,6% dos surtos tiveram alimentos oriundos da cadeia avícola (NADVORNY et
al, 2004).
MURUGKAR et al (2005) analisaram 112 amostras de casos
humanos de diarréia na Índia e encontraram 23 (20,5%) de salmonelas, sendo
três sorovares identificados, S. Enteritidis (47,8%), S. Typhimurium (43,5%) e
S. Paratyphi B (8,7%).
7) Salmonelas em produtos de origem aviária
7.1) Contaminações em ovos
Embora sejam considerados relativamente livres de bactérias em
comparação a outros alimentos, os ovos são apontados como veiculadores de
muitas bactérias, principalmente as do gênero Salmonella, o que provoca
surtos de toxinfecções alimentares (ANDRADE et al, 2004). No Brasil, a
maioria dos ovos comerciais é produzida por galinhas mantidas em gaiolas,
enquanto uma pequena parte provém de ovos de descarte de incubatórios que
são produzidos por matrizes em ninhos com cama de maravalha. Parte desses
ovos, oriundos de reprodutoras, apresenta defeitos na casca que facilitam a
passagem de salmonelas da superfície para as estruturas internas, o que
aumenta o risco de contaminação. Os ovos também podem se contaminar via
38
transovariana, onde a contaminação ocorre na gema e, portanto, os processos
de desinfecção dos ovos não são eficientes (OLIVEIRA e SILVA, 2000). A
contaminação dos ovos pode ocorrer logo após a postura, quando estes
entram em contato com material fecal, cama, ninhos e/ou gaiolas contaminados
(SOUZA et al, 2002).
OLIVEIRA e SILVA (2000) analisaram 1240 ovos comerciais de
galinhas em Campinas (SP). Foram isoladas salmonelas na casca de 12
(9,6%) e na gema de quatro (3,2%). O único sorovar identificado foi a
Salmonella Enteritidis.
BAÚ et al (2001) analisaram 564 ovos em Pelotas/RS. As
amostras de superfície (casca) e conteúdo (clara e gema) não apresentaram
contaminação por salmonelas.
Em Goiânia/GO, ANDRADE et al (2004) analisaram 816 ovos de
galinha, sendo 336 ovos em granjas de postura, 195 ovos em supermercados,
165 ovos em feiras livres e 120 ovos em pequenos postos de venda
(mercearias); provenientes de granjas comerciais e também de pequenas
propriedades que comercializavam ovos "caipiras". 27,68% dos ovos de
granjas foram positivos para a salmonela, 35,38% dos ovos de supermercados,
58,18% dos ovos de feiras livres e 60% dos ovos de mercearias; sendo a
média de contaminação 40,44%.
ZANATTA et al (2003) analisaram 77 lotes de aves reprodutoras
utilizando suabes cloacais e ovos bicados, sendo que 13 lotes (16,88%)
apresentaram-se positivos, sendo 11 em suabes de cloaca e dois em amostras
de ovos bicados, apenas um lote foi positivo para suabes e ovos bicados. Os
sorotipos isolados foram Salmonella Heidelberg (sete lotes), S. Enteritidis
(quatro lotes) e Salmonella sp (dois lotes). Esses resultados demonstram a
importância do monitoramento bacteriológico nas aves reprodutoras, pois todos
os lotes examinados estavam bem clinicamente.
39
Material e Métodos 1) Método de amostragem
Considerando que não havia registros prévios de salmonelose na
população de aves Gallus gallus de criações não tecnificadas do DF, a
amostragem foi delineada pensando em dois resultados possíveis. Se não
fosse encontrada nenhuma amostra positiva seria possível demonstrar com um
grau de confiança pré-determinado que a doença estaria ausente daquele tipo
de sistema de criação, ou que apenas poderia estar presente com prevalência
inferior ao limiar de detecção da amostragem. Se fossem detectadas aves
positivas, a presença da infecção estaria confirmada, acima do limiar de
detecção da amostragem e seria calculado o intervalo de confiança do valor de
prevalência estimado.
Assim sendo, estabeleceu-se que se a população alvo estivesse
infectada, a prevalência de aves infectadas seria igual ou superior a 1,0%.
Este limiar de detecção é justificado pelo alto poder de difusão da salmonela.
Considerando esta premissa, a amostragem de 300 aves permitiria encontrar
pelo menos uma ave infectada, com probabilidade, ou grau de confiança, de
95% (NOORDHUIZEN et al, 1997 e CANNON, 2001) considerando uma
população total que tende para infinito (e.x. 30.000).
Como a sensibilidade do teste não é perfeita, ou seja, de 100%,
tornou-se necessário recalcular o limiar de prevalência detectável pela
amostragem. Como não foi encontrado na literatura o valor da sensibilidade do
teste utilizado e assumindo um valor conservador de 70%, seria possível com a
amostragem de 300 aves detectar a doença com grau de confiança de 95%, se
a sua prevalência mínima fosse de aproximadamente 1,5%, de acordo com a
fórmula de NOORDHUIZEN et al (1997) e CANNON (2001):
40
( )( ) ( )( )[ ]Se
SeDNn
D 12111 /1 −−−−
≅α
Onde:
n = tamanho da amostra
α= grau de confiança = 0,95
N = número de unidades animais em risco (total da população) = 30.000
D = número de unidades animais com doença/infecção = 450 ou 1,5%
Se = sensibilidade do teste = 0,7
Considerando estes parâmetros de amostragem, o tamanho da
amostra (n) seria de 283 aves. Assim, a amostragem de 300 aves permitiria
evitar possíveis perdas amostrais, sempre possíveis durante o trabalho de
campo ou mesmo no laboratório. As coletas foram realizadas entre julho e
setembro de 2005, em diferentes áreas do Distrito Federal (DF), totalizando 12
áreas: Alexandre de Gusmão, Brazlândia, Ceilândia, Gama, Jardim, PAD/DF,
Paranoá, Planaltina, Rio Preto, São Sebastião, Sobradinho e Taquara; algumas
regiões foram excluídas da amostragem, como é o caso de Vargem Bonita e
Parque Nacional (por se tratarem de áreas de preservação ambiental e que,
portanto, não permitem a criação de aves), e Pipiripau e Tabatinga (por se
tratarem de áreas de cultivo intensivo de hortaliças, que, dessa forma,
praticamente não possuem criação de aves). Em cada área foram amostradas
cinco unidades de criação e cinco aves em cada uma destas, num total de 300
aves adultas amostradas. Em cada uma das áreas amostradas existe um
escritório da EMATER, que forneceu um técnico para acompanhar as coletas.
Devido à falta de informações sobre todos os criadores de galinhas de criações
não tecnificadas, as unidades de criação não foram sorteadas por um processo
aleatório formal. No entanto, a sua escolha não foi direcionada nem sujeita a
qualquer viés de seleção, pois nenhuma foi escolhida por algum motivo
especial (exemplo: suspeita de que houvesse ou não a presença da bactéria
pesquisada). Devido à impossibilidade de numerar todas as aves nas unidades
de criação, já que muitas vezes nem os proprietários sabem quantas aves
possuem, as aves amostradas foram as que primeiro foram pegas, sem
41
qualquer critério de seleção. Vale ressaltar que apenas aves adultas foram
amostradas, já que nem todas as propriedades possuíam pintinhos.
2) Análise laboratorial
A metodologia utilizada foi a recomendada pelo Ministério da
Agricultura, Pecuária e Abastecimento - MAPA (1995) com algumas
modificações. De cada ave foi coletado um suabe de cloaca; cada suabe era
colocado em um tubo contendo o meio de transporte Stuart (Oxoid) até a
chegada das amostras ao laboratório de microbiologia. O meio de transporte
Stuart (Oxoid) utilizado para o transporte das amostras apresenta a seguinte
composição: glicerofosfato de sódio (10,0 gramas/litro ou g/l), tioglicolato de
sódio (0,5 g/l), cisteína hidroclorada (0,5 g/l), cloreto de cálcio (0,1 g/l), azul de
metileno (0,001 g/l) e ágar (5,0 g/l). O pH do meio é 7,4 ± 0,2. No preparo do
meio foi adicionado 16 gramas para cada um litro de água destilada; após o
preparo, os tubos contendo cinco mililitros de meio Stuart (Oxoid) foram
autoclavados a 121o C por 15 minutos. Na pesagem dos meios foi utilizada
balança analítica Marte, na medição de pH, o pHmêtro VWR Scientific, na
incubação a estufa 37o C Quimis e na esterilização dos meios, o autoclave
Phoenix.
Após a chegada, os suabes eram repassados para tubos
individuais de Rappaport Vassiliadis (Acumedia) e ficavam incubados na
estufa de 37o C por aproximadamente 48 horas. Cada litro de Rappaport-
Vassiliadis (Acumedia) foi preparado da seguinte maneira: caseína
enzimática (4,54 gramas), cloreto de sódio (7,20 gramas), fosfato
dihidrogenado de potássio (1,45 gramas), cloreto de magnésio anidro (13,4
gramas), verde malaquita oxalato (0,036 grama). O pH é de 5,1 ± 0,2; e para
cada 26,6 gramas de meio foi adicionado um litro de água destilada. Em cada
42
tubo foram colocados cinco mililitros e posteriormente foram autoclavados a
116o C por 15 minutos.
Foto 1: Rappaport-Vassiliadis; à direita, o meio antes de ser incubado
com o suabe cloacal, os demais foram incubados por 48 horas a 37o C.
Depois, eram repicados no ágar MacConkey (Acumedia) e
permaneciam na estufa 37o C por 24 horas.
Foto 2: ágar MacConkey; colônias de bactérias que consomem a lactose
(róseas) e algumas colônias não consumidoras de lactose (transparentes a beges).
O ágar MacConkey (Acumedia) que foi utilizado no
plaqueamento era composto de: ágar (13,5 g/l), cloreto de sódio (5,0 g/l), cristal
43
violeta (0,001 g/l), lactose (10,0 g/l), peptona de carne (1,5 g/l), peptona de
caseína (1,5 g/l), peptona de gelatina (17,0 g/l), sais biliares (1,5 g/l), vermelho
neutro (0,03 g/l). O pH final tinha o valor de 7,1 ± 0,2 a 25 o C; para cada litro
de água destilada são adicionados 50 gramas do meio, posteriormente
autoclavado a 121o C por 15 minutos e depois foi transferido para as placas
dentro da capela de fluxo laminar. Em cada placa de 7,5 centímetros de
diâmetro são distribuídos 15 ml e nas placas de 9,0 centímetros de diâmetro
(placas que podiam ser divididas e plaquear dois materiais diferentes) foram
colocados 20 ml do meio.
O ágar MacConkey possui a lactose como açúcar fermentável,
portanto bactérias que fermentam a lactose possuem colônias rosas no meio,
enquanto que as não fermentadoras de lactose atacam a peptona (fonte de
nitrogênio), resultando metabólitos alcalinos e ficam transparentes ou cor palha
(QUINN et al, 1994). Como inibidores de outros microorganismos, possui sais
biliares e cristal violeta (BIER, 1976 e QUINN et al, 1994).
Após esse período, as colônias típicas de salmonela eram
repicadas no ágar tríplice açúcar ferro ou TSI (Merck). Para o preparo deste
meio foram adicionados 65 gramas em um litro de água destilada; a
composição por litro era a seguinte: peptona de caseína (15,0 g/l), peptona de
carne (5,0 g/l), extrato de carne (3,0 g/l), extrato de levedura (3,0 g/l), cloreto de
sódio (5,0 g/l), lactose (10,0 g/l), sacarose (10,0 g/l), D-glicose (1,0 g/l), citrato
de amônio e ferro III (0,5 g/l), tiossulfato sódico (0,5 g/l), vermelho de fenol
(0,024 g/l) e ágar (12,0 g/l). O pH final deve ficar em 7,4 ± 0,2 a 25o C e em
cada tubo foram distribuídos três mililitros, posteriormente autoclavados a 121o
C por 15 minutos.
44
Foto 3: TSI; meios de coloração negra indicam a produção de H2S (os
dois tubos mais à esquerda), produção de gás (os três tubos mais à direita), dos resultados possíveis para as salmonelas estão os três tubos mais à esquerda.
O princípio do TSI é a fermentação da glicose, da lactose e da
sacarose, bem como a produção de sulfeto de hidrogênio ou H2S (ANVISA,
2004). Em meio contendo peptona, as bactérias reduzem o enxofre por
hidrogenação, com a produção de H2S que se liga aos íons férricos e formam o
sulfato ferroso em precipitado negro insolúvel (OLIVEIRA, 2000). Se a bactéria
fermenta apenas a glicose, ocorre reação ácida no fundo do tubo, dando cor
amarela e reação alcalina na superfície de cor vermelha; no entanto, se a
bactéria fermenta a glicose e a lactose e/ou a sacarose (dois ou três açúcares),
acontece uma reação ácida em todo o meio, ficando todo ele amarelo
(ANVISA, 2004). A produção de gás é evidenciada com o acúmulo deste no
fundo do tubo e a produção de H2S torna o meio enegrecido. Se não ocorre a
fermentação dos açúcares, a cor do meio permanece inalterada, ou seja,
vermelha (OLIVEIRA, 2000).
Dos resultados possíveis do TSI, os característicos para
salmonelas eram repassados para três testes: fenilalanina (Micromed),
vermelho de metila/Vogues Proskaeur ou VM/VP (Merck) e indol - preparado
de acordo com OLIVEIRA (2000), da seguinte maneira: 0,5 gramas de cloreto
de sódio (Dinâmica), 1,0 grama de L-triptofano (Vetec), 1,5 gramas de
neopeptona (Difco) e 100 mililitros de água destilada.
45
O ágar fenilalanina (Micromed) é preparado adicionando-se 26
gramas do meio em um litro de água destilada. Cada litro era composto por: L-
fenilalanina (2,0 g), cloreto de sódio (5,0 g), fosfato dissódico (1,0g), ágar (15,0
g) e extrato de levedura (3,0 g). O pH a 25o C ficou em 7,0 ± 0,2. Para
preparar o meio foi necessário adicionar 26 gramas em um litro de água
destilada. Em cada tubo foram colocados três mililitros, que posteriormente são
autoclavados a 121o C por 15 minutos. Segundo OLIVEIRA (2000), esse ágar
analisa a propriedade de algumas bactérias transformarem felilalanina em
ácido fenilpirúvico, que é uma característica do gênero Proteus. Após a
incubação em estufa a 37o C por cerca de 18 a 24 horas, foi necessário pingar
0,2 mililitros de cloreto férrico a 10% (Vetec) sobre o cultivo, se a cor mudava
para verde, indicaria positividade.
Foto 4: ágar fenilalanina; resultado verde (à esquerda) indica
positividade.
O meio VM/VP (Merck) tinha a seguinte composição em cada
litro: peptona de carne (7,0 g), D-glicose (5,0 g) e tampão fosfato (5,0 g).
Foram colocados 17 gramas do meio em um litro de água destilada, com pH
final de 6,9 ± 0,2 a 25o C. Em cada tubo foram colocados três mililitros do
preparo e autoclavados a 121o C por 15 minutos. De acordo com OLIVEIRA
(2000), o teste é baseado no indicador VM para determinação do pH se a
46
bactéria fermenta a glicose, sendo que todos os membros da família
Enterobacteriaceae o fazem. Neste caldo, após 18 a 24 horas, ocorre a
produção de metabólitos ácidos, devido à fermentação. Para a leitura do teste
VM, foi necessário pingar duas a três gotas da seguinte solução, que era assim
preparada: 0,1 g de vermelho de metila, 300 ml de álcool etílico a 95% e
completar até 500 ml com água destilada. Se for positivo seria observada uma
coloração vermelha, se for negativo, cor amarela. O VP mede a produção de
acetilmetilcarbinol oriundo da fermentação da glicose; para realizar o teste,
basta após a execução do teste VM, no mesmo tubo adicionar 0,6 ml de
solução alfa-naftol a 5% (Vetec) e 0,2 ml de solução aquosa de KOH a 40%.
Na medição das soluções a serem adicionadas ao teste, foram utilizadas
micropipetas de 2,0 ml da Pipetman.
Foto 5: VM/VP; teste do VM, positivo (à esquerda) e negativo (à direita).
O indol é resultante da degradação do triptofano por certas
bactérias, que com a adição dos reagentes, produz coloração avermelhada.
Primeiramente é adicionado um mililitro de xilol e, posteriormente, 0,5 ml de
Reativo de Erlich (fórmula: 1,0 g dep-dimetilaminobenzaldeído, 95,0 ml de
álcool etílico absoluto e 20,0 ml de ácido clorídrico concentrado) nas paredes
do tubo. Se for positivo, haverá a formação de um “anel” vermelho debaixo do
indol acumulado pelo xilol; reação negativa tem o “anel” incolor (OLIVEIRA,
2000).
47
Foto 6: indol; à esquerda, resultado positivo e à direita, negativo.
Segundo o MAPA (1995), as salmonelas são negativas para a
fenilalanina, para o indol e para o VP, e são positivas para o VM.
Apenas as amostras com resultados negativos na fenilalanina,
indol e VP, e positivo para o VM eram repassados para os outros bioquímicos:
arginina (Merck), citrato de Simmons (Bencton Dickinson), glicose
(Sigma), lactose (Merck), lisina (Isofar), malonato (Merck), manitol
(Inlab), motilidade - meio motilium (Difco), ornitina (Sigma), sacarose
(Sigma), salicina (Difco) e sorbitol (Vetec). Os resultados para esses
testes variam de acordo com os diferentes sorotipos de Salmonella, sendo
utilizado para a interpretação dos resultados, o preconizado por MAPA (1995) e
por OLIVEIRA (2000). Nesta fase também eram utilizados os anti-soros
Salmonella polivalente e somático (Probac).
Os açúcares, ou seja, glicose, lactose, manitol, sacarose, salicina
e sorbitol tem todos a mesma base para açúcares, preparada de acordo com
OLIVEIRA (2000):
__10,0 g de peptona, sendo utilizada a neopeptona (Difco),
__1,0 g de extrato de carne (Oxoid),
48
__5,0 g de cloreto de sódio (Dinâmica),
__0,018 g de indicador de Andrade, que tem a seguinte composição: 5,0 g de
fucsina ácida (Quimibrás), 150 ml de hidróxido de sódio (Vetec ou
Dinâmica) e 1000 ml de água destilada,
__1000 ml de água destilada,
__o açúcar foi adicionado na proporção de 1% a esta solução acima descrita,
exceto a salicina na proporção de 0,5%.
Em cada tubo foram colocados três mililitros do preparado e um tubo de
Durham invertido, depois autoclavados a 121o C por 15 minutos. Depois de
inoculada a amostra da bactéria, o meio permanecia na estufa 37o C por 18 a
24 horas. O meio tem coloração rosa clara, e no caso de um resultado positivo,
tem cor rosa mais escuro que o original.
Foto 7: salicina (açúcar); à esquerda, positivo, à direita, negativo.
A composição do Citrato de Simmons (Bencton Dickinson)
utilizado foi: fosfato dihidrogenado de amônio (1,0 g/l), fosfato dipotássico (1,0
g/l), cloreto de sódio (5,0 g/l), citrato de sódio (2,0 g/l), sulfato de magnésio (0,2
g/l), ágar (15,0 g/l) e azul de bromotimol (0,08 g/l). Para cada litro de água
destilada, adicionaram-se 24,2 gramas do ágar Citrato de Simmons (Bencton
Dickinson). O pH deveria ficar em 6,9 ± 0,2 e depois de colocar cerca de três
49
mililitros do meio em cada tubo, estes foram autoclavados por 15 minutos a
121o C. As bactérias que conseguem utilizar o citrato como fonte única de
carbono crescem neste meio, alterando a cor original que é verde, para o azul.
Foto 8: citrato de Simmons; à esquerda, resultado positivo, os demais são negativos (cor original do meio permanece inalterada).
Para o preparo dos aminoácidos arginina, lisina e ornitina foi
utilizada a mesma base, preparada de acordo com MERCK: 5,0 g/l de peptona
de carne (Vetec), 3,0 g/l de extrato de levedura (Difco), 1,0 g/l de glicose
(Sigma), 0,016 g/l de púrpura de bromocresol (BDH Chemicals) e
completada com água destilada para um litro. Posteriormente, com esta base
pronta, cada aminoácido era colocado na proporção de 1% (exemplo: para o
preparo da arginina, era adicionado 1% da mesma à base). O pH deveria ficar
ajustado em 6,7 ± 0,2. Em cada tubo foram colocados três mililitros do meio;
depois esterilizados a 121o C por 15 minutos. Segundo OLIVEIRA (2000), após
a inoculação das bactérias nos tubos, estes devem ter parafina (no caso deste
trabalho foi utilizado óleo) e ficar incubado por quatro dias. O meio muda de cor
para o amarelo (inicialmente são violetas) devido à produção de ácido oriundo
do consumo de glicose. Se ocorre a descarboxilação (pelo consumo do
aminoácido), posteriormente o meio se torna novamente violeta. Para cada
aminoácido testado, deve se ter o controle (que tem apenas a base comum
para os aminoácidos) que sempre fica amarelo.
50
Foto 9: arginina (aminoácido); à esquerda, resultado positivo, à direita, resultado negativo e no meio, cor original do meio.
O protocolo utilizado para o preparo do malonato foi o mesmo
seguido por OLIVEIRA (2000), como a seguir: extrato de levedura (1,0 g),
sulfato de amônio (2,0 g), fosfato duplo de potássio (0,6 g), fosfato
monopotássico (0,4 g), cloreto de sódio (2,0 g), malonato de sódio (3,0 g),
glicose (0,25 g), azul de bromotimol (0,025 g) e água destilada (1000 ml). O pH
deveria ficar entorno de 6,7. Em cada tubo foram colocados três mililitros do
preparado, posteriormente autoclavados a 121o C por 15 minutos. O meio fica
incubado a 37o C por 24 horas. Segundo a ANVISA (2004), este teste serve
para verificar se um microorganismo consegue utilizar o malonato de sódio
como única fonte de carbono, o que gera a alcalinização do meio. A
interpretação do teste: se for positivo, fica azul, se for negativo, fica verde (cor
do meio preparado).
51
Foto 10: malonato; positivo (à esquerda), negativo (à direita).
A finalidade do teste de motilidade é observar se a bactéria é
móvel ou não. Para isso, inocula-se verticalmente a bactéria com o uso de um
fio bacteriológico, perfurando lentamente o meio. Dessa forma, os
microorganismos móveis migram pela linha do inoculado e geram turvamento
do meio, enquanto que os imóveis crescem apenas na linha do inoculado, o
restante do meio permanece inalterado ou límpido (ANVISA, 2004). O meio
utilizado para observar a motilidade foi o Motilium (Difco) que é composto de:
bactotriptose (10,0 g/l), cloreto de sódio (5,0 g/l) e ágar bacteriológico (5,0 g/l).
Para o preparo foi necessário adicionar 20 gramas em um litro de água
destilada, o pH deveria ficar em 7,2 ± 0,2 e deve-se distribuir três mililitros em
cada tubo; posteriormente, autoclavar por 15 minutos a 121o C. O meio
inoculado deveria permanecer por 18 a 24 horas em estufa a 37oC.
52
2.1) Resumo do esquema utilizado no trabalho
Suabe cloacal coletado e transportado em meio de transporte Stuart
Rappaport-Vassiliadis (24-48 horas a 37o C)
MacConkey (18-24 horas a 37o C)
Colônias Típicas de Salmonella Colônias Não-Típicas de Salmonella
NÃO é SALMONELLA
TSI (18 a 24 horas a 37o C) resultados não típicos
de Salmonella
Resultados típicos de Salmonella
Tipificação na Fundação Indol, Fenilalanina e VM/VP Oswaldo Cruz
Resultados típicos de Salmonella
Muitos resultados Demais Testes bioquímicos e Compatíveis Anti-soro Salmonella polivalente flagelar e somático p/ Salmonella
53
Resultados e Discussão
Das 300 amostras de suabes cloacais analisadas, nenhuma foi
positiva para o gênero Salmonella. Este resultado permite demonstrar, com
grau de confiança de 95%, que a salmonelose está ausente das criações de
aves não tecnificadas no DF, considerando um limiar de prevalência detectável
de 1,5%. Podemos então considerar que a salmonelose ou não está presente
ou circula neste tipo de criação com prevalência muito baixa.
Devido ao fato de não ter sido encontrada nenhuma salmonela,
não foi possível realizar os outros dois objetivos do trabalho, ou seja, tipificação
das salmonelas no Instituto Oswaldo Cruz no Rio de Janeiro/RJ e verificação
da sensibilidade a diferentes antibióticos através da realização de
antibiogramas. Desde 1985, houve um aumento na incidência de salmonelose
em muitos países. No entanto, desde a década de 90 em vários países, a
incidência de salmoneloses tem diminuído devido à implementação de medidas
de controle, incluindo maior consciência pública do risco da doença
(SCHLUNDT et al, 2004).
Os resultados encontrados neste trabalho são compatíveis com o
único trabalho encontrado na literatura com isolamento de salmonelas em
galinhas caipiras que é o trabalho de PEREIRA e SILVA (2005) no qual
analisaram 44 suabes cloacais, em nove propriedades rurais de galinhas
caipiras em Uberlândia (MG), tendo isolado Salmonella sp em apenas uma
ave. Neste trabalho, os autores utilizam a metodologia preconizada pelo MAPA
(1995) através da Portaria 126 de 03/11/95, mas como essa portaria permite
uma certa “escolha” de meios e temperaturas de incubação, fica vago apenas
citá-la, sem descrever sucintamente como foi realizado o procedimento
laboratorial.
54
Em aves comerciais, geralmente a prevalência encontrada é
maior do que a encontrada por PEREIRA e SILVA (2005), tal como o trabalho
de ZANATTA et al (2003) que analisaram 77 lotes de aves reprodutoras
utilizando suabes cloacais e dos quais 11 lotes (14,28%) apresentaram-se
positivos. ANDRADE et al (1995) analisaram 1304 suabes cloacais de aves de
postura comercial, tendo encontrado prevalência de Salmonella de 3,98%
(34/854) nas granjas que não tinham histórico de problemas sanitários,
enquanto que nas granjas com problemas sanitários a prevalência foi de
11,33% (51/450) e a média das amostras foi de 6,51% (85/1304). Em outras
aves, como no trabalho de MURUGKAR et al (2005) onde foram pesquisados
231 suabes cloacais de pássaros na Índia, foram encontrados 34 positivos
(14,7%) e no trabalho de HOFER et al (1997), onde analisaram no período de
1962 a 1991, 2210 amostras suspeitas de Salmonella em diversas aves
doentes e portadoras, em diversas regiões do país. Dessas amostras, 2123 ou
96,06% foram positivas, sendo 1756 (82,71%) em Gallus gallus, com maior
predominância em animais jovens; dessas 2123 amostras positivas, seis ou
0,28% foram no Distrito Federal, enquanto Santa Catarina contribuiu com 1032
ou 48,61% das amostras. Dentre os materiais enviados para análise, estavam
sangue, vísceras como coração, fígado e pulmão, material encefálico, saco de
gema, ovário, oviduto, vesícula biliar e medula de ossos longos. Nestes dois
últimos trabalhos, as prevalências encontradas (14,7% e 96,06%) podem ser
explicadas pelo fato de que as aves amostradas já estavam doentes, o que
aumenta muito a probabilidade de que as aves pudessem estar com
salmonelas. Em todos esses trabalhos, as prevalências encontradas foram
superiores às de PEREIRA e SILVA (2005) e da presente pesquisa. O presente
estudo reforça a evidência de que a prevalência de salmonela em aves criadas
“soltas” é menor do que a de aves comercias, que são criadas confinadas.
No trabalho de GAMBIRAGI et al (2003) foram pesquisadas 300
amostras de sangue pela técnica de soroaglutinação rápida em placa (SAR) e
300 suabes cloacais pela técnica de isolamento bacteriano, de pintos de corte
de um dia de três empresas localizadas em Fortaleza/CE. Utilizando-se a
técnica de soroaglutinação rápida em placa (SAR) foram detectadas 100
55
amostras positivas (33,3%) e através do isolamento bacteriano nenhuma
amostra foi positiva, portanto resultando em 100% de negatividade, resultado
que está de acordo com o encontrado no presente trabalho. O fato de não
serem encontradas aves positivas no isolamento bacteriano, mas existirem
aves positivas no SAR demonstra que nem sempre aves que são positivas
neste teste possuem anticorpos para salmonelas (teste não é 100%
específico). Já no trabalho de BUCHALA (2003), onde foram pesquisados 406
soros de aves caipiras provenientes de 15 criações localizadas próximas a três
matrizeiros de São Paulo, com status sanitário oficial de livres de salmoneloses
e micoplasmoses, foi observado 16,5% (67 aves) de positividade para a S.
Pullorum através da técnica de soroaglutinação em placa. O intervalo de
confiança foi de 95% (12,9% - 20,1%). Por este trabalho, pode-se concluir que
as aves têm contato com o agente etiológico da pulorose, mas não é possível
afirmar que elas sejam portadoras dele, pois não foi realizado nenhum teste
microbiológico para isolamento da salmonela. Segundo PEREIRA e SILVA
(2005), a sorologia não possui valor diagnóstico definitivo para as
salmoneloses, apenas detecta animais que tiveram contato com essa bactéria.
Na pesquisa de GAMA (2001), foram realizadas análises
microbiológicas em mecônio de caixas de transporte de 12 lotes (614 caixas)
de pintinhos de reposição de empresas de produção de ovos de São Paulo.
Foram escolhidos quatro lotes positivos e um negativo para serem
acompanhados até a 52a semana de idade (analisados no primeiro dia de vida,
primeira semana e depois a cada três ou quatro semanas), quando foram
também analisados os ovos. Dos 12 lotes examinados, quatro foram positivos
(129 caixas). Nos lotes positivos no primeiro dia de vida, as amostras de fezes
na primeira semana também foram positivas; depois desse período, houve
variação: o lote 1 foi positivo para salmonelas nas semanas 11, 34 e 42; o lote
2 teve amostras positivas na semana 4 e 11, permanecendo negativo até o
final do experimento; o lote três permaneceu positivo até o final do
experimento, enquanto que o lote 4 ficou negativo desde a quarta semana e o
lote negativo acompanhado, sempre foi negativo. Na 52a semana, foram
analisados 500 ovos de cada lote: o lote 1 teve um positivo (0,2%), o lote 3 teve
56
10 (2,0%) positivos e os demais lotes (2, 4 e 5) foram negativos. Esses
resultados demonstram que, com o passar da idade, aves antes positivas,
podem se tornar negativas.
A menor prevalência de Salmonella encontrada em aves de fundo
de quintal e caipiras pode ser explicada pelo fato que essas aves são criadas
em um espaço maior do que aves comercias (poedeiras e frangos de corte),
onde nessas criações, uma ave infectada dissemina muito rapidamente a
bactéria para as demais, pois são criadas mais de dez aves por metro
quadrado, portanto, as fezes de uma ave contaminada entram em contato com
água, rações e cama, sendo fonte de contaminação para as demais aves.
Outra explicação para o resultado encontrado no presente estudo,
é que as bactérias que colonizam o intestino no início da vida das aves
persistem com o passar do tempo, integradas à microbiota intestinal (FURLAN
et al, 2004). Se nas primeiras semanas de vida, ocorrer um atraso do
desenvolvimento da microbiota intestinal, as galinhas estarão muito sensíveis a
infecções por salmonelas. Antes de serem introduzidos os sistemas de
produção intensivos, os pintinhos recém-eclodidos adquiriam uma variedade
completa de bactérias intestinais durante os primeiros dias de vida e bicando
fezes de aves adultas (SCHNEITZ, 2005). Essa grande variedade de bactérias
intestinais inibe o crescimento de bactérias patogênicas (FURLAN et al, 2004),
que é o caso das salmonelas. Hoje, no entanto, o desenvolvimento da flora
intestinal em aves comerciais está notavelmente atrasado, já que o contato
entre as gerações foi "cortado". Isso deixa as ninhadas vulneráveis à salmonela
e a outros enteropatógenos (SCHNEITZ, 2005). Portanto, no caso de galinhas
de fundo de quintal em que aves de todas as idades são criadas no mesmo
ambiente, espera-se que essas galinhas estejam menos vulneráveis a infecção
por salmonelas.
Pelo princípio da exclusão competitiva, dois microorganismos não
podem ocupar simultaneamente o mesmo lugar, ou seja, duas bactérias que
“pretendem” ocupar o mesmo sítio, excluem uma a outra, pois quando uma o
57
está ocupando, a outra não poderia estar (FIORENTIN, 2000). Dessa forma,
pode-se concluir que a microbiota intestinal normal de um animal impeça a
colonização por outras bactérias que não são normais do intestino (como é o
caso das salmonelas), por já estarem ocupando a mucosa intestinal
fisicamente e também por produzirem substâncias que inibem a adesão e o
crescimento de outras bactérias. Portanto, para ocorrer a colonização por
salmonelas, seria necessário ocorrer uma falha nesse mecanismo. Segundo
UGA (2002), isso poderia ser causado por alterações na homeostase
bacteriana normal, causada por mudanças bruscas na alimentação dos
animais, uso de antibióticos, dano epitelial e por altas doses de bactérias
infectantes. Analisando essas possibilidades, as aves amostradas neste
estudo, além de terem uma alteração nessa microbiota normal, ainda teriam
que ter a bactéria presente no ambiente. Dessa forma, espera-se que as
galinhas criadas livremente (sem confinamento) não sofram um estresse
constante, e portanto, estejam mais resistentes a infecções entéricas (e logo
por salmonelas) e outras doenças, que também poderiam deixar as aves mais
suscetíveis a salmoneloses.
As farinhas de origem animal utilizadas na alimentação das aves
são uma importante fonte de salmonelas para esses animais (SILVA et al, 2000
e GABIS, 1991 apud SOUZA et al, 2002). No caso das aves amostradas,
poucas unidades de criação (não é possível precisar o número exato)
alimentam esses animais com rações.
Outro fato que pode explicar o resultado encontrado é o fato de
apenas galinhas adultas (mas de idades indefinidas) terem sido amostradas.
Embora possam ocorrer em aves de qualquer idade, as salmonelas paratíficas
e a S. Pullorum geralmente acometem aves jovens (pintinhos). A única
salmonela que ocorre mais freqüentemente em aves adultas é a S. Gallinarum.
Neste trabalho foram amostradas apenas aves adultas devido ao fato de que,
nem todas as propriedades possuíam pintinhos.
58
No caso da S. Pullorum e da S. Gallinarum onde existe alta
mortalidade entre as aves é mais difícil detectar a presença do agente, pois as
aves positivas geralmente morrem. No caso das salmonelas paratíficas, onde
muitas vezes as aves podem não apresentar nenhum sinal clínico é mais fácil o
isolamento da bactéria.
59
Conclusões O presente estudo permite estimar, com grau de confiança de
95%, que a salmonelose está ausente das criações de aves não tecnificadas
do DF, ou que estando presente a sua prevalência seria inferior ao limiar de
detecção da amostra, ou seja, 1,5%. Em ambos os casos, esta situação
epidemiológica deve estar associada a: ausência da bactéria no ambiente onde
as aves amostradas vivem ou a maior resistência dessas aves à infecção por
salmonelas.
60
Referências Bibliográficas ALBUQUERQUE, R.; ITO, N.M.K.; MIYAJI, C.I. Estudo da ocorrência de salmonelas em ingredientes, rações e suabes de pó colhidos em uma fábrica industrial de ração. Brazilian journal of veterinary research and animal science, São Paulo/SP, volume 36, número 6, 2000. ALMEIDA FILHO, E.S.A.; SIGARINI, C.O.; BORGES, N.F.; DELMONDES, E.C.; OZAKI, A.S.; SOUZA, L.C. Pesquisa de Salmonella spp em carcaças de frango (Gallus gallus), comercializadas em feira livre ou em supermercado no município de Cuiabá, MT, Brasil. Revista Higiene Alimentar, volume 17, número 110, julho de 2003. ANDRADE, M.A.; MESQUITA, A.J.; SOUZA, A.M.; BATISTA, M.A.C. Freqüência de Salmonella em granjas de postura comercial localizadas no município de Goiânia e entorno. Anais da Escola de Agronomia e Veterinária da Universidade Federal de Goiás, volume 25, número 2, páginas 21-26, 1995. ANDRADE, M.A.; CAFÉ, M.B.; JAYME, V.S.; ROCHA, P.T.; LEANDRO, N.S.M.; STRINGUINI, J.H. Avaliação da qualidade bacteriológica de ovos de galinha comercializados em Goiânia, Goiás, Brasil. Ciência Animal Brasileira, volume 5, número 4, páginas 221-228, outubro/dezembro de 2004. ANVISA (Agência Nacional de Vigilância Sanitária). Descrição dos meios de cultura empregados nos exames microbiológicos. Disponível no site da internet: http://www.ccih.med.br/mod_4_2004.pdf . Acessado em 18/01/06. BARROW, P.A. Les salmonelles paratyphoïdiques. Revue scientifique et technique de l'Office International des Épizooties (OIE), 2000, volume 2, número 19, páginas 351-375. BAÚ, A.C.; CARVALHAL, J.B.; ALEIXO, J.A.G. Prevalência de Salmonella em produtos de frangos e ovos de galinha comercializados em Pelotas, RS, Brasil. Ciência Rural, Santa Maria/RS, volume 31, número 2, páginas 303-307, 2001. BENEZ, S.M. Salmonelose. In: BENEZ, S.M. Aves: criação, clínica, teoria, prática - silvestres, ornamentais, avinhados. Robe Editorial, São Paulo/SP, 3a edição, páginas 413-416, 2001. BERCHIERI JR, Â. Salmoneloses aviárias. In: BERCHIERI JR, Â.; MACARI, M. Doenças das aves. FACTA, Campinas/SP, páginas 185-196, 2000. BIER, O. Bactérias intestinais. In: BIER, Otto. Bacteriologia e imunologia. Melhoramentos, Rio de Janeiro/RJ, páginas 501-547, 1976.
61
BUCHALA, F.G. Ocorrência de anticorpos contra Salmonella e Mycoplasma em aves de criatórios de “fundo de quintal” próximos a explorações tecnificadas do estado de São Paulo. Dissertação de mestrado, Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal/SP, 2003. CANNON, R.M. Sense and sensitivity – designing surveys based on an imperfect test. Preventive veterinary medicine, número 49, páginas 141-163, 2001. CARDOSO, A.L.S.P.; TESSARI, E.N.C.; CASTRO, A.G.M.; KANASHIRO, A.M.I. Pesquisa de Salmonella spp., coliformes totais, coliformes fecais e mesófilos em carcaças e produtos derivados de frango. Arquivos do Instituto Biológico, volume 67, número 1,janeiro/junho 2000. CARDOSO, A.L.S.P.; TESSARI, E.N.C.; CASTRO, A.G.M. de; KANASHIRO, A.M.I.; ZANATTA, G.F. Prova de soroaglutinação rápida em galinhas reprodutoras como monitoria sorológica de pulorose. 16a reunião anual do Instituto Biológico (16a RAIB), Arquivos do Instituto Biológico, São Paulo, 2003, volume 70, suplemento 3, 2003. CARTER, G.R. Enterobacteriaceae. In: CARTER, G.R. Fundamentos de bacteriologia e micologia veterinária. Livraria Roca, São Paulo/SP, páginas 144-154, 1988. CORRÊA, W.M.; CORRÊA, C.N.M. Enfermidades infecciosas dos mamíferos domésticos. Editora médica e científica (Medsi), Rio de Janeiro/RJ, 2a edição, capítulo 17, páginas 163-174, 1992. DE PAULA, O.; MACEDO, L.T.; HOFER, E. Freqüência de Salmonella em ovos de galinha. V Congresso Brasileiro de Microbiologia (resumo dos trabalhos), Rio de Janeiro/RJ, Universidade Gama Filho, página 115, 1974. FARIAS, E.W.C. Pesquisa de oocistos de Cryptosporidum spp e Salmonella spp em amostras de águas de esgoto e águas de córrego da cidade de São Paulo. Dissertação de mestrado, Universidade de São Paulo/SP, 98 páginas, 2000. FIORENTIN, L. Salmonella Enteritidis: um interessante caso de dinâmica de populações bacterianas. EMBRAPA Suínos e Aves, 2000. Disponível no site da internet: http://www.cnpsa.embrapa.br/sgc/sgc_artigos/artigos_g0n486f.html . Acessado em 02/02/06. FURLAN, R.L.; MACARI, M.; LUQUETTI, B.C. Como avaliar os efeitos do uso de prebióticos, probióticos e flora de exclusão competitiva. 5o Simpósio técnico de incubação, matrizes de corte e nutrição, camboriú/SC, páginas 6-28, outubro de 2004.
62
GABIS apud SOUZA, E.R.N.; CARVALHO, E.P.; DIONÍZIO, F.L. Estudo da presença de Salmonella em poedeiras submetidas à muda forçada. Ciência agrotécnica, Lavras/MG, volume 26, número 1, páginas 140-147, janeiro/fevereiro de 2002. GAMA, N.M.S.Q. Salmonella spp em aves de postura comercial. Dissertação de mestrado, Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal/SP, 2001. GAMBIRAGI, A.P.O.M.; SALLES, R.P.R.; FILHO, J.L.A.; OLIVEIRA, W.F.; MACIEL, W.C.; ROMÃO, J.M.; TEIXEIRA, R.S.C. Salmonella sp. em frangos de corte de um dia de idade na região metropolitana de Fortaleza-CE. Acta Scientiae Veterinariae, volume 31, número 3, páginas 149-153, 2003. GORZYNSKI, E.A. Enterobacteriaceae e Vibrionaceae. In: NISENGARD, R.J.; NEWMAN, M.G. Microbiologia oral e imunologia. Editora Guanabara Koogan, Rio de Janeiro/RJ, 2a edição, páginas 154-165, 1997. HOFER, E.; FILHO, S.J.S.; REIS, E.M.F. Prevalência de sorovares de Salmonella isolados de aves no Brasil. Pesquisa veterinária brasileira, volume 17, número 2, páginas 55-62, abril/junho de 1997. HUMBERT, F.; SALVAT, G. Risques de transmission des Salmonelles en aviculture: détection et prévention en Europe. Revue scientifique et technique de l'Office International des Épizooties (OIE), volume 16, número 1, páginas 83-90, 1997. ITO, N.M.K.; MIYAJI, C.I.; LIMA, E.A.; OKABAYASHI, S. Saúde gastrointestinal, manejo e medidas para controlar as enfermidades gastrointestinais. In: MENDES, A.A.; NÄÄS, I.A.; MACARI, M. Produção de frangos de corte. FACTA, Campinas/SP, páginas 233-236, 2004. JACOB, B.; KORSAK, N.; GROOVEN, B.; FLAMENT, E.; DAUBE, G. Incidence d'une station d'épuration biologique sur le niveau de contamination en salmonelles des eaux et des boues résiduaires. Annalles de médecine véterinaire, número 146, páginas 303-310, 2002. KORSAK, N.; CLINQUART, A.; DAUBE, G. Salmonella spp. Dans les denrées alimentaires d'origine animale: un réel problème de santé publique? Annalles de médecine véterinaire, número 148, páginas 174-193, 2004. KRUININGEN, H.J.V. Sistema gatrointestinal - salmonelose. In: CARLTON, W.W.; McGAVIN, M.D. Patologia veterinária especial de Thomsom. Artmed, Porto Alegre/RS, 2a edição, 1998, páginas 86-88. LEVINSON, W.; JAWETZ, E. Bastonetes gram negativos relacionados ao trato entérico. In: LEVINSON, W.; JAWETZ, E. Microbiologia médica e imunologia. Artmed, Porto Alegre/RS, 4a edição, páginas 78-91, 1998.
63
MAPA (MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO). Programa Nacional de Sanidade Avícola (PNSA). Portaria número 126 de 03 de novembro de 1995: normas de credenciamento e monitoramento de laboratórios de diagnóstico das salmoneloses aviárias. MAPA (MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO). Instrução Normativa número 78 de 03 de novembro de 2003: normas técnicas para controle e certificação de núcleos e estabelecimentos avícolas como livres de Salmonella Gallinarum e de Salmonella Pullorum e livres ou controlados para Salmonella Enteritidis e para Salmonella Typhimurium. MERCK. Catálogo Merck. MILLÁN, J.; ADURIZ, G.; MORENO, B.; JUSTE, R.A.; BARRAL, M. Salmonella isolates from wild birds and mammals in the Basque Country (Spain). Scietific and Technical Review of OIE, volume 23, número 3, páginas 905-911, 2004. MURUGKAR, H.V.; RAHMAN, H.; ASHOK KUMAR; BHATTACHARYYA, D. Isolation, phage typing & antibiogram of Salmonella from man & animals in northeastern India. Indian Journal Medicine Research, número 122, páginas 237-242, setembro de 2005. NADVORNY, A.; FIGUEIREDO, D.M.S.; SCHIMIDT, V. Ocorrência de Salmonella sp. em surtos de doenças transmitidas por alimentos no Rio Grande do Sul em 2000. Acta Scientiae Veterinariae, volume 32, número 1, páginas 47-51, 2004. NASCIMENTO, M.S.; BERCHIERI JR, A.; BARBOSA, M.D.; ZANCAN, F.T.; ALMEIDA, W.A.F. Comparação de meios de enriquecimento e de plaqueamento utilizados na pesquisa de Salmonella em carcaças de frango e fezes de aves. Revista brasileira de ciência avícola, volume 2, número 1, páginas 85-91, janeiro/abril de 2000. NOORDHUIZEN, J.P.T.; FRANKENA, K.; VAN DER HOOF, C.M.; GRAAT, E. Application of quantitative methods in veterinary epidemiology. Wageningen Pers, Netherlands, 1997. NUNES, I.A.; MESQUITA, A.J.; ANDRADE, M.A.; OLIVEIRA, A.N. Ocorrência de Salmonella em carcaças e cortes de frangos comercializados em Goiânia/GO. Anais da Escola de Agronomia e Veterinária da Universidade Federal de Goiás, volume 25, número 2, páginas 1-5, 1995. OIE (Escritório Internacional de Epizootias). Salmonellosis. Manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals, 5a edição, 2004. Disponível na internet, no site http://www.oie.int/eng/normes/mmanual/A_00129.htm acessado em 23/10/2005
64
OLIVEIRA, D.D.; SILVA, E.N. Salmonela em ovos comerciais: ocorrência, condições de armazenamento e desinfecção da casca. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, volume 52, número 6, páginas 655-661, dezembro de 2000. OLIVEIRA, S.J. Microbiologia veterinária. Editora da Ulbra, 2a edição, 2000, páginas 107-111 e 159-179. PELCZAR, M.; REID, R.; CHAN, E.C.S. Infecções humanas transmitidas pelos alimentos e pela água. In: PELCZAR, M.; REID, R.; CHAN, E.C.S. Microbiologia. Editora McGraw-Hill do Brasil, São Paulo/SP, volume 2, páginas 689-722, 1981. PEREIRA, M.S.; SILVA, P.L. Prevalência de anticorpos contra Salmonella pullorum e identificação bacteriológica de Salmonella sp em galinhas "caipiras" em Uberlândia (MG). Guia avicultura industrial, número 6, páginas 22-23, 2005. PINTO, A.F.M.A. Doenças de origem microbiana transmitidas pelos alimentos. Revista Millenium, número 4, páginas 91-100, outubro de 1996. QUINN, P.J.; CARTER, M.E.; MARKEY, B.; CARTER, G.R. Enterobacteriaceae. In: QUINN, P.J.; CARTER, M.E.; MARKEY, B.; CARTER, G.R. Clinical veterinary microbiology. Wolfe, páginas 209-236, 1994. RABSCH, W.; HARGIS, B.M; TSOLIS, R.M.; KINGSLEY, R.A.; HINZ, K.H., TSCHAPE, H.; BAUMLER, A.J. Competitive exclusion of Salmonella Enteritidis by Salmonella Gallinarum in poultry. Emerging infectious diseases, volume 6, número 5, setembro/outubro de 2005. ROCHA, P.T.; MESQUITA, A.J.; ANDRADE, M.A.; LOULY, P.R.; NASCIMENTO, M.N. Salmonella spp. em forros de caixa de transporte e órgãos de pintos de um dia. Arquivo brasileiro de medicina veterinária e zootecnia, volume 55, número 6, páginas 672-676, 2003. ROITMAM, I.; TRAVASSOS, L.; AZEVEDO, J.L. Microorganismos patogênicos em alimentos. In: ROITMAM, Isaac; TRAVASSOS, Luiz; AZEVEDO, João Lúcio. Tratado de microbiologia. Editora Manole, São Paulo/SP, volume 1, páginas 30-52, 1987. SANTOS, D.M.S.; BERCHIERI JUNIOR, A.; FERNANDES, S.A.; TAVECHIO, A.T.; AMARAL, L.A. Salmonella em carcaças de frango congeladas. Pesquisa Veterinária Brasileira, volume 20, número 1, páginas 39-42, janeiro/março de 2000. SCHLUNDT, J.; TOYOFUKU, H.; JANSEN, J.; HERBST, S.A. Emerging food-borne zoonoses. Scietific and Technical Review of OIE, volume 23, número 2, páginas 513-533, 2004.
65
SCHNEITZ, C. Competitive exclusion in poultry - 30 years of research. Food Control, 16, páginas 657-667, 2005. SHARF, J.M. Detecção e contagem de microorganismos produtores de toxinas em alimentos. In: SHARF, J.M. Exame microbiológico de alimentos. Editora Polígono, São Paulo/SP, 2a edição, páginas 187-211, 1972. SHIVAPRASAD, H.L. Typhose et pullorose aviaires. Revue scientifique et technique de l'Office International des Épizooties (OIE), volume 2, número 19, páginas 405-424, 2000. SILVA, E.N.; TEIXEIRA, A.S.; FIALHO, E.T.; BERTECHINI, A.G.; SOUZA, P.R.I. Efeitos dos probióticos e antibióticos sobre as vilosidades e pH do trato gastrointestinal de frangos de corte. Ciência agrotécnica, Lavrs/MG, volume 24 (edição especial), páginas 163-173, dezembro/2000. SILVA, E.; DUARTE, A. Salmonella Enteritidis em aves: retrospectiva no Brasil. Revista brasileira de ciência avícola, volume 4, número 2, páginas 85-100, maio/agosto de 2002. SOUZA, E.R.N.; CARVALHO, E.P.; DIONÍZIO, F.L. Estudo da presença de Salmonella em poedeiras submetidas à muda forçada. Ciência agrotécnica, Lavras/MG, volume 26, número 1, páginas 140-147, janeiro/fevereiro de 2002. STELLMACHER, W. Infecções por Salmonellas. In: BEER, J. Doenças infecciosas em animais domésticos. Parte 2 (doenças produzidas por bactérias e fungos e intoxicações, Editora Roca, São Paulo/SP, páginas 65-92, 1999. TESSARI, E.N.C.; CARDOSO, A.L.S.P.; CASTRO, A.G.M.; KANASHIRO, A.M.I.; ZANATTA, G.F. Avaliação das condições sanitárias de incubatório de pintos de corte. Arquivos do Instituto Biológico, São Paulo/SP, volume 69, número 3, páginas 1-4, julho/setembro de 2002. TESSARI, E.N.C.; CARDOSO, A.L.S.P.; CASTRO, A.G.M.; ZANATTA, G.F.; KANASHIRO, A.M.I. Incidência de Salmonella spp. em pintos de corte recém-nascidos. Arquivos do Instituto Biológico, São Paulo/SP, volume 70, número 3, páginas 279-281, julho/setembro de 2003. THORNS, C.J. Zoonoses bactériennes d'origine alimentaire. Revue scientifique et technique de l'Office International des Épizooties, volume 1, número 19, páginas 226-239, 2000. THRELFALL, E.J.; WARD, L.R.; ROWE, B. Incidence croissante de la résistance au triméthoprime et à la ciprofloxacine de Salmonella typhimurium DT104 épidémique en Angleterre et au Pays de Galles. Euro Surveillance, volume 2, número 11, novembro 97. Disponível na página da internet: http://www.eurosurveillance.org/em/v02n11/v02n11.pdf . Acessado em 20/04/06.
66
TOLEDO, M.R.F. Salmonella-Shigella. In: TRABULSI, L.R. Microbiologia. Editora Atheneu, São Paulo/SP, 2a edição, páginas 157-160, 1996. TRABULSI, L.R.; TOLEDO, M.R.F. Generalidades sobre enterobactérias. In: TRABULSI, Luiz Rachid. Microbiologia. Editora Atheneu, São Paulo/SP, 2a edição, páginas 141-148, 1996. UGA (University of Geórgia College of Veterinary Medicine). Disponível na internet, no site: http://www.vet.uga.edu/vpp/NSEP/Brazil2002/salmonella/eng/competitiveexclusion.htm . Acessado em 29/12/05. WHITE, P.L.; BAKER, A.R.; JAMES, W.O. Stratégies de lutte contre Salmonella et Campylobacter dans les produits avicoles crus. Revue scientifique et technique de l'Office International des Épizooties (OIE), número 16, volume 2, páginas 525-541, 1997. WIGLEY, P. Genetic resistance to Salmonella infection in domestic animals. Research in Veterinary Science, número 76, páginas 165-169, 2004. WIKIPEDIA (Enciclopédia livre virtual). Disponível no site: http://pt.wikipedia.org/wiki/Ampicilina#Resist.C3.AAncia_bacteriana_ao_antibi.C3.B3tico de março/2006. Acessado em 20/04/06. ZANATTA, G.F.; KANASHIRO, A.M.I.; CASTRO, A.G.M.; CARDOSO, A.L.S.P.; TESSARI, E.N.C. Pesquisa de Salmonella spp em suabes de cloaca e ovos bicados de plantéis de aves reprodutoras. Arquivos do Instituto Biológico, volume 70, suplemento 3, páginas 519-523, janeiro/março de 2003.