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FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO DO SUL
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
CURSO DE ZOOTECNIA
EDDIE ALLEN DE MEDEIROS PINTO
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO IV
“MANEJO DE ROEDORES E SERPENTES CRIADOS EM BIOTÉRIO”
CAMPO GRANDE - MS
2010
i
FUNDAÇÃO UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO DO SUL
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
CURSO DE ZOOTECNIA
EDDIE ALLEN DE MEDEIROS PINTO
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO IV
“MANEJO DE ROEDORES E SERPENTES CRIADOS EM BIOTÉRIO”
CAMPO GRANDE - MS
2010
Relatório de estágio apresentado como avaliação parcial da disciplina de Estágio Supervisionado IV, do Curso de Zootecnia, da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia Prof. Haroldo Sampaio Ribeiro da Universidade Federal de Mato Grosso do Sul.
Orientador: Prof. Dr. Alfredo Sampaio Carrijo
ii
AGRADECIMENTOS
Agradeço à minha supervisora de estágio Paula Helena Santa Rita,
coordenadora do biotério da Universidade Católica Dom Bosco (UCDB), pela
oportunidade, e a todos os colegas de estágio (William, Rôa, Carol, Bruna, Kamilla,
Gisele, Leonardo, Marry, Herbert, Lucas, Andrew, Vinícius, Paulino e Carreirinha), pelo
companheirismo.
Agradeço aos meus colegas de faculdade, principalmente aqueles que estiveram
ao meu lado todo o tempo (Kamila, Heber, Juliana, Ricardo, Cristiano). Sinto orgulho de
tê-los como companheiros de profissão e espero sempre poder contar com sua
amizade.
Ao meu orientador Alfredo Sampaio Carrijo pelo apoio, respeito e
profissionalismo. Gostaria de demonstrar toda a minha admiração por ele, pois foi uma
das principais influências na minha formação acadêmica. A todos os profissionais que
fazem parte do curso, dos quais gostaria de fazer um agradecimento especial aos
professores: Celso, Estefânia, Charles e Maria da Graça pela dedicação que tiveram na
minha formação, demonstrando paixão pelo seu trabalho.
Aos meus pais (Edson e Conceição), minha irmã (Bárbara) pela confiança que
depositam em mim, por todo o incentivo e pela educação que me deram. Vocês são o
meu principal exemplo de vida. Obrigado por fazerem parte de mais uma conquista.
“Agradeço todas as dificuldades que enfrentei; não fosse por elas, eu não teria saído do
lugar. As facilidades nos impedem de caminhar. Mesmo as críticas nos auxiliam muito”
(Chico Xavier)
iii
SUMARIO
1. INTRODUÇÃO............................................................................................................01
2. DESCRIÇÃO DO LOCAL...........................................................................................03
3. DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES................................................................................06
3.1. Roedores.........................................................................................................06
3.1.1. Manejo de Roedores......................................................................10
3.1.2. Área Suja (quarentena)..................................................................13
3.2. Serpentes........................................................................................................17
3.2.1. Manejo de Serpentes.....................................................................25
4 . CONSIDERAÇÕ ES F INAIS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .30
5 . REF ER ÊNCIAS B IBL IO GRÁF ICAS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .3 1
iv
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Sala da área limpa........................................................................................04
Figura 2 - Solar das jibóias-fêmea...............................................................................04
Figura 3 - Sala das serpentes.......................................................................................04
Figura 4 - Fosso dos jacarés e cágados.....................................................................05
Figura 5 - Ratos Wistar.................................................................................................06
Figura 6 - Camundongos Swiss...................................................................................07
Figura 7 - Camundongos Black C-57...........................................................................07
Figura 8 - Sexagem de camundongos por distancia ano-genital.............................09
Figura 9 - Maravalha antes de ser peneirada..............................................................11
Figura 10 - Caixas forradas com maravalha...............................................................11
Figura 11 – Prateleira com camundogos “Convert-H”..............................................13
Figura 12 - caixa com ração e barrilete de água.........................................................13
Figura 13 - Cascavel (Caudisona durissa)..................................................................17
Figura 14 - Jararaca caiçaca (Bothrops moojeni)......................................................17
Figura 15 – Urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus).............................................17
Figura 16 - Boca-de-sapo (Bothropoides neuwiedi)..................................................17
Figura 17 – Localização da fosseta loreal...................................................................20
Figura 18 – Dentição áglifa...........................................................................................23
v
Figura 19 – Dentição opstóglifa...................................................................................23
Figura 20 – Dentição proteróglifa................................................................................24
Figura 21 – Dentição solenóglifa.................................................................................24
Figura 22 – Sexadores..................................................................................................25
Figura 23 – Esquema de sexagem...............................................................................26
Figura 24 – Caixa de serpentes....................................................................................26
Figura 25 – Tubo de acrílico.........................................................................................28
Figura 26 – Contenção de serpentes...........................................................................29
vi
LISTA DE TABELAS
Quadro 1 - Número de animais para cada tipo de caixa............................................10
Quadro 2 - Níveis de garantia da ração utilizada........................................................12
Quadro 3 - Quantidade necessária de ração e água animal/dia...............................12
1. INTRODUÇÃO
Bioterismo é um conjunto de técnicas de produção de animais em laboratório
para fins de estudos científicos. Esses animais podem ser utilizados para ensino
(pesquisas científicas/teses), exames rotineiros de laboratório, análise de produção de
fármacos e produção de produtos imunológicos.
A instalação de um biotério de serpentes envolve a captura de animais na
natureza em diferentes regiões, custo elevado para a climatização dos ambientes de
manutenção, técnicas de manejo adequadas e profissionais especializados. Contudo, a
adaptação das serpentes ainda não é garantida. A criação e manutenção de serpentes
pode ser de três tipos: intensiva, semi-extensiva e extensiva. Embora a criação
intensiva não seja a mais adequada quanto aos aspectos econômicos, é a mais
indicada por permitir a manutenção de animais procedentes de climas diferenciados
através da climatização dos ambientes cativos. As serpentes peçonhentas dos
gêneros Bothrops e Crotalus têm sido mantidas em cativeiro com sucesso, visando a
extração de veneno para a produção de imunobiológicos. A alimentação destas
espécies é basicamente constituída de roedores, permitindo assim, uma padronização
das técnicas de manejo (Serapicos & Merusse, 2002).
Animais de Laboratório definidos são aqueles criados e produzidos sob
condições ideais e mantidos em ambiente controlado, com conhecimento e
acompanhamento microbiológico e genético seguros, obtidos por monitoração regular.
Os chamados animais de laboratório convencionais podem satisfazer as exigências da
experimentação biológica, ao passo que os animais obtidos na natureza não as
satisfazem, pois não são submetidos a nenhum tipo de controle (Andrade, Pinto &
Oliveira, 2006).
Há séculos os animais são utilizados pelo homem, seja na alimentação, na força
física ou na evolução da ciência na busca de novas terapias. Neste sentido, a melhorias
e a padronização das condições de manutenção e de experimentação tornam-se
fatores imprescindíveis para o controle dos resultados e o avanço das técnicas
empregadas. As pesquisas científicas na área biológica do conhecimento contribuem
2
de forma irrefutável para o bem estar não só do homem como também dos animais.
Porém, as informações necessárias para o avanço de determinadas pesquisas não
podem ser obtidas somente pela observação e pelo registro daquilo que normalmente
acontece e, por isso, a experimentação científica é absolutamente necessária para que
o ciclo do conhecimento se efetue (Politi et.al., 2008).
Para os acadêmicos de zootecnia, a atuação em biotérios, principalmente
naqueles que trabalham com manejo de serpentes é algo um pouco fora da realidade,
pois durante a jornada acadêmica, sua visão sobre a profissão é focada em animais de
produção que trazem benefícios diretos à comunidade, havendo sempre uma estreita
relação entre a área a ser trabalhada e o retorno econômico da mesma. Quando se
pensa em animais de experimentação essa realidade torna-se um pouco mais
complexa, ou seja, o aluno de zootecnia não consegue se identificar com esta atividade
e talvez por isso haja um pouco de desinteresse por este campo.
Um dos motivos por ter escolhido este estágio, foi a curiosidade de saber como
um profissional de zootecnia pode atuar nesta área, buscando ampliar essa visão que
adquirimos durante os anos de faculdade. A visão de que os animais de produção são
aqueles que produzem subprodutos que terão uso direto pelos consumidores,
esquecendo que por trás disso, existe a área de experimentação que ajuda a construir
o conhecimento não só da área zootécnica, mas principalmente da área biológica, que
engloba a medicina, a biologia, a farmácia e as outras ramificações.
3
2. DESCRIÇÃO DO LOCAL
O estágio foi realizado no biotério, localizado nas dependências da Universidade
Católica Dom Bosco (UCDB), sob a supervisão da bióloga/médica veterinária Paula
Helena Santa Rita, no período de 16 de Agosto a 11 de Setembro de 2010,
completando 160 horas de estágio, atuando no manejo geral de serpentes e roedores.
A maioria dos estagiários atuantes no local são alunos do curso de biologia da
UCDB, mas também havia um acadêmico do curso de farmácia e um acadêmico do
curso de medicina veterinária. Geralmente as terças feiras ocorriam visitas de
instituições de ensino, principalmente escolas estaduais. Nessas visitas além de
apresentar a estrutura do biotério, os estagiários também faziam uma abordagem geral
sobre manejo de roedores e serpentes e as características de cada espécie.
O biotério em questão conta com três solares, uma sala de cirurgia, dois
depósitos de materiais, uma sala de quarentena para os roedores, quatro salas da área
limpa (área de reprodução de roedores), dois banheiros com chuveiro (masculino e
feminino), uma cozinha, duas salas com cobras peçonhentas, um laboratório para
manejo de toxinas, uma sala administrativa e um fosso.
Nas salas da área limpa (figura 1) são mantidos os roedores que estão em
reprodução, então há todo um cuidado com a biossegurança neste local, a fim de evitar
contaminações e diminuir o estresse aos quais estes animais são submetidos. Esta sala
possui duas portas, uma delas fica dentro do corredor da área limpa, onde somente os
estagiários responsáveis têm acesso. A outra porta fica no corredor de fora é através
dele que as caixas sujas e os animais que serão destinados à pesquisa ou alimentação
das serpentes. Estas portas não possuíam maçaneta pela parte de fora, a fim de evitar
a entrada de pessoas não autorizadas.
4
Figura 1 - Sala da área limpa
Os solares são divididos da seguinte forma: dois solares para as jibóias
(Boa constrictor), divididos em machos e fêmeas (Figura 3), e um para o jabuti-piranga
(Geochelone carbonária). Havia uma sala somente com cascavéis, que fazem parte de
um projeto da coordenadora Paula Helena Santa Rita, e outra sala com as serpentes
das quais o veneno é extraído (Figura 2). Nessa última haviam quatro espécies de
serpentes peçonhentas: cascavel (Caudisona durissa*), jararaca caiçaca
(Bothrops moojeni), urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus*) e boca-de-sapo
(Bothropoides neuwiedi*).
Figura 2 - Solar das jibóias-fêmea Figura 3 - Sala das serpentes
* nova classificação taxonômica, 2010
5
O biotério possui um fosso (Figura 4), onde há um tanque com água, no qual
vivem dois jacarés-fêmea da espécie Caimam crocodilus yacare, conhecidos como
jacaré do pantanal e também dois cágados-fêmea.
As jibóias, o jabuti e os jacarés são utilizados somente para fins didáticos.
Figura 4 - Fosso dos jacarés e cágados
6
3. DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES
3.1. Roedores
O estágio teve início na área dos roedores, onde são utilizados ratos (Rattus
norvegicus) da linhagem Wistar (Figura 5) e camundongos (Mus musculus domesticus),
das linhagens BALB/c, Swiss (Figura 6) e Black-C57 (Figura 7).
Os roedores citados possuem corpo fusiforme e uma cauda que em muitas
raças/linhagens pode chegar a medir mais em comprimento do que o próprio corpo.
Tanto as patas anteriores como posteriores possuem cinco dedos, não possuem
glândulas sudoríparas. Em ambientes quentes, procuram locais com sombras ou cavam
tocas que costumam ser mais frias do que a superfície. Adaptam-se melhor ao frio.
Também não possuem vesícula biliar.
Figura 5 - Ratos Wistar
O ciclo estral do rato tem a duração de 4-5 dias e o período de gestação se
estende de 19 a 22 dias. Após o décimo dia já se pode observar o aumento de volume
do abdômen. A média de filhotes/parto é de oito, para o rato Wistar, mas podemos
encontrar ninhadas com até 16 filhotes.
Os filhotes de rato nascem desprovidos de pêlos, com exceção das vibrissas
(responsáveis pelo tato), e com o corpo avermelhado; com olhos fechados, o pavilhão
auricular também fechado e aderido à cabeça e pesando de 4 a 6g.
7
A pele dos ratos vai clareando ou escurecendo, de acordo com a coloração da
linhagem, e os pêlos começam a despontar por volta do 3º ao 4º dia de vida. Com sete
dias o corpo está totalmente recoberto de pêlos, as tetas são visíveis nas fêmeas e as
orelhas já começam a se afastar da cabeça e a se abrirem. Por volta do 10º dia os
animais abrem os olhos. Aos 16 dias já começam a se alimentar independentemente e
dos 18 aos 24 dias já estão aptos ao desmame. Nessa idade, são sexados, geralmente
pesados e separados. O peso varia de 35 a 45g e a sexagem é feita baseada na
distancia ano-genital, que no macho é bem maior do que nas fêmeas, alem da
visualização da bolsa escrotal. A puberdade se dá aos 30 dias e a maturidade sexual,
dos 50 aos 60 dias. Em geral, o acasalamento ocorre nesse período quando os machos
já pesam de 200g a 250g e as fêmeas, de 150g a 180g. Os animais permanecem em
reprodução até os 9 meses de idade. Os machos podem atingir de 500g a 600g de
peso e as fêmeas, de 200g a 400g (Andrade, et. al., 2006).
O camundongo é o animal experimental de escolha em várias áreas por ser de
fácil criação e manipulação, ter uma reprodução rápida e apresentar uma grande
diversidade genética. Foram criadas linhagens isogênicas, pelo cruzamento entre
irmãos, durante, pelo menos, 20 gerações, o que deu origem a populações de
camundongos geneticamente idênticos. Atualmente, existem mais de 400 linhagens
isogênicas de camundongos disponíveis, cada uma contendo características genéticas
distintas (Soares et.al., 2001).
Figura 6 - Camundongos Swiss Figura 7 - Camundongos Black C-57
8
O ciclo estral dos camundongos tem duração de 4-5 dias e pode ser afetado
pelas condições de alojamento do animal. Fêmeas alojadas em gaiolas, em regime de
superpopulação, sem a presença de machos, exibiram uma fase chamada anestro,
caracterizada pela ausência de ciclos estrais. Quando expostas aos machos e seus
feromônios começam a ciclar em 48 horas. A este fenômeno se dá o nome de Efeito de
Whitten. Quando as fêmeas entram em gestação, se expostas a machos de outras
linhagens ou seus feromônios durante as primeiras 24 horas, ocorre uma reabsorção de
mais de 50% dos embriões. Esse fenômeno é conhecido como Efeito de Bruce. O
período de gestação vai de 19 a 21 dias; após o décimo dia, já se observa um aumento
do abdômen. A média de filhotes/parto é de 8-10 em linhagens outbred e em torno de
cinco filhotes/parto em linhagens inbred (Andrade, et. al., 2006).
Os camundongos nascem desprovidos de pêlos, com exceção das vibrissas
(pêlos táteis), com o corpo avermelhado, de olhos fechados, com pavilhão auricular
fechado e aderido à cabeça e pesando, em média, 1g. Após o parto, a fêmea
amamenta a ninhada e pode-se visualizar o leite no estomago dos animais pela
mancha branca nos seus abdomens. Se precisarmos fazer algum tipo de seleção ao
nascimento, esse é um fator importante, já que os animais que mamam, demonstram
maior habilidade para sobreviver. Sua pele vai clareando ou escurecendo de acordo
com a coloração da linhagem, e os pêlos começam a aparecer por volta do 3º ou 4º dia.
Com uma semana de idade seus corpos já estão totalmente recobertos de pêlos e as
tetas tornam-se visíveis nas fêmeas. As orelhas começam a se afastar da cabeça e a
se abrir por volta do 3º dia de idade.
Os filhotes abrem os olhos aos 10 dias de idade e com 15 dias já começam a se
alimentar de sólidos (ração) que a mãe traz para o interior da gaiola. Estão aptos ao
desmame se dá com 4 semanas de idade. No ato do desmame, são sexados,
separados e pesados. O peso médio aos 21 dias situa-se, em torno de 10-12g, para
camundongos outbred e 8-10g, para camundongos inbred.
A sexagem desses animais se baseia na distancia ano-genital e pela
visualização da bolsa escrotal, assim como descrito na Figura 8. A puberdade se dá
dos 30 aos 40 dias e a maturidade sexual por volta do 50-60 dias. O acasalamento,
9
geralmente ocorre nesse período e os animais costumam pesar em torno de 18-20g,
para animais outbred e 15-18g, para animais inbred. Os animais permanecem em
reprodução por mais ou menos um ano e podem atingir pesos de 40g para machos
outbred e 30-35g para fêmeas outbred. Os animais inbred atingem pesos menores e
dificilmente passam de 35g (Andrade, et. al., 2006).
Figura 8 - Sexagem de camundongos por distancia ano-genital
Sabe-se que os animais de laboratório conhecem o seu tratador pelo odor e se
estressam menos quando manipulados por tratadores com quem já tenham tido contato
anterior. Também é comprovado que pessoas estranhas na sala de experimentação
podem resultar em um aumento de temperatura corpórea do animal por estresse. Esse
cuidado é de especial importância quando um experimento está sendo realizado
(Animais de Laboratório – Biotério, 2010).
* inbred – linhagem isogênica (obtida através de mais de 20 gerações de cruzamentos
endogamicos, promovendo uma alta taxa de homozigoze)
*outbred – linhagem heterogênica (linhagens feitas através do cruzamento de
indivíduos pouco aparentados)
10
É importante que se saiba qual o espaço necessário para cada espécie para
proporcionar melhor conforto aos animais, evitando principalmente problemas
comportamentais. O Quadro 1 demonstra a quantidade máxima de animais por caixa,
para os tipos de caixas mais utilizadas.
Quadro 1 - Número de animais para cada tipo de caixa.
Número de animais Tipo de caixa Dimensões C x L x A* Camundongo Rato jovem Rato adulto
Pequena 30 x 20 x 13 5 - -
Grande retangular 49 x 34 x 16 20 8 4
Grande quadrada 41 x 34 x 16 20 8 4
*comprimento x largura x altura (cm)
Fonte: Curso de Manipulação de Animais de Laboratório, FIOCRUZ, 2005.
3.1.1 Manejo de roedores
O primeiro procedimento realizado foi a preparação das caixas onde os animais
são mantidos, utilizando-se maravalha (Figura 9 e 10). Antes da maravalha ser
adicionada, ela deve ser peneirada para que seja retirado o pó, pois os animais são
sensíveis a este pó, podendo causar problemas respiratórios. Haviam três tipos de
caixa, com tamanhos diferentes, divididas em pequenas, grande sem borda e grande
com borda que eram utilizadas levando em consideração a quantidade de animais que
deveriam ir para a caixa. Esses roedores são utilizados para alimentação das
serpentes, para pesquisa e para fornecimento a pesquisadores da UCDB e também
para outros profissionais de outras instituições de pesquisa.
11
Figura 9 - Maravalha antes de ser peneirada Figura 10 - Caixas forradas com maravalha
As caixas devem ser trocadas a cada dois dias, retirando-se os animais e
movendo-os para caixas limpas e desinfetadas. As caixas utilizadas são separadas,
depois se faz a raspagem para retirar a maravalha que está contaminada com fezes e
urina dos roedores, sempre observando se não há nenhum animal morto no meio, no
caso de haver algum, este deve ser separado e colocado em um saco branco
reservado para lixo biológico e infectante. Após a raspagem, adiciona-se hipoclorito de
sódio nas caixas, onde fica agindo por 30 minutos com o objetivo de desinfetar o
material. Após esse tempo, a caixa deve ser lavada com sabão neutro e depois
separada para que haja a secagem desta para futura utilização.
Os animais que saiam da área limpa eram transferidos para a área de
quarentena, onde ficavam até serem destinados para a alimentação das serpentes,
para encomendas ou para experimento. A sala de quarentena era manejada a cada
dois dias, trocando-se as caixas de todos os roedores por caixas com maravalha limpa,
desinfetando e limpando o chão, verificando a quantidade de água e ração. Para
manejar esta sala deveriam ser tomadas algumas medidas de segurança, estas
medidas ficavam afixadas na parede, assim como as tarefas a serem desenvolvidas
neste recinto que serão explicadas no próximo tópico.
Os roedores eram alimentados à vontade com um alimento completo para ratos
e camundongos, que consistia numa ração peletizada com 22% de Proteína bruta, 4%
de extrato etéreo e 8% de fibra bruta à base de farelo de milho, farelo de soja e farelo
12
de trigo (Quadro 2). A ração era peneirada antes de ser fornecida aos roedores,
separando-se somente os peletes maiores, pois os menores poderiam passar pela
grade e cair dentro da caixa, ao fazer essa separação diminui-se a probabilidade de
que a ração caia dentro da caixa, seja contaminada pelas fezes e urinas e depois
ingerida pelo animal. O quadro 3 mostra as quantidades de ração e água necessários
para os animais/dia.
Quadro 2 - Níveis de garantia da Ração utilizada.
Níveis de Garantia
Umidade (máx) 12,50%
Proteína Bruta (min.) 22,00%
Extrato Etéreo (min.) 4,00%
Matéria Mineral (máx.) 10,00%
Matéria Fibrosa (máx.) 8,00%
Cálcio (máx.) 1,40%
Fósforo (min.) 0,80%
Quadro 3 - Quantidade necessária de ração e água animal/dia.
Animal Ração(g) Água (ml)
ADULTO
Quantidade
Ingerida
Consumo
(Ingerida + Desperdício)
Quantidade
Ingerida
Consumo
(Ingerida + Desperdício
Camundongo 3-6 10 3-7 10
Rato 10-20 25 20-45 50
Hamster 7-15 25 60-75 90
Cobaia 20-25 + Vit. C 130 240-300 350
Fonte: ANDRADE A. et al. (2006). Animais de Laboratório – criação e experimentação. Fiocruz.
13
3.1.2 Área Suja (quarentena)
Após saírem da área limpa, os animais não podem mais voltar, então são
levados até uma sala conhecida por quarentena ou área suja, e são mantidos nela até
que sejam destinados aos seus objetivos, que podem ser alimentação de serpentes,
pedidos de acadêmicos ou para o experimento “Convert H” (Figura 11) conduzido pela
orientadora do estágio.
Esse experimento com camundongos da linhagem Swiss, onde se utilizava um
complexo homeopático denominado “Convert H”, que segundo especificações age
atenuando os vários tipos de estresse aos quais os animais são submetidos, porém o
experimento ainda está em fase de aplicação e os resultados ainda não foram
concluídos. Esse complexo líquido é aplicado na água dos animais, na quantidade de
1% do volume de água. A figura 12 mostra a ração utilizada e o barrilete onde a água
dos roedores é armazenada.
Esta área é manejada a cada dois dias, atentando para a segurança do
estagiário que fará o manejo, e este deve seguir uma série de procedimentos que se
encontram afixados na parede desta sala.
Figura 11 – Prateleira com camundongos “Convert-H” Figura 12 - Caixa com ração e barrilete de água
Antes de limpar o local, o estagiário deveria atentar para as vestimentas
adequadas, ou seja, deveria estar trajando jaleco, calça comprida, bota de borracha,
14
touca, luva de látex (troca de caixas), luva de borracha (higienização da sala) e colocar
máscara.
Os procedimentos tomados com as caixas são os seguintes:
Transportar todas as caixas para a área suja com auxilio do carrinho de
transporte da respectiva área;
Realizar a raspagem, utilizando a espátula, de todo material (cama) contido no
interior das caixas de polietileno (fazer isso em todas as caixas);
Descartar os dejetos em sacos de lixo;
Depositar no interior das caixas de polietileno, previamente raspadas, solução de
hipoclorito de sódio (fazer isso em todas as caixas);
Deixar agir a solução de hipoclorito de sódio por no mínimo 30 minutos em todas
as caixas;
Retirar com auxilio da esponja e da piceta com álcool toda marcação deita com
caneta, existente nas caixas;
Mergulhar as caixas no tanque nº 01, previamente preenchido com água;
Iniciar lavagem utilizando esponja, sabão líquido;
Lavar o interior da caixa de polietileno retirando o excesso de resíduos (fazer
isso em todas as caixas);
Mergulhar novamente a caixa de polietileno no tanque nº 01, soltando os
resíduos existentes;
Realizar a lavagem completa, no interior e exterior, das caixas de polietileno;
Depositar as caixas de polietileno, previamente ensaboadas no tanque nº 02;
15
Realizar o enxágüe completo das caixas de polietileno no tanque nº 02 em água
corrente até completa ausência de sabão;
Empilhar as caixas de polietileno, depois de enxaguadas, próximo à autoclave;
Preparar o material para entrada na autoclave (esterilização);
Além dos procedimentos a serem tomados com as caixas, existiam também
procedimentos a serem tomados com os bebedouros. Os procedimentos eram
diferentes para os camundongos normais e para os camundongos do experimento
“Convert H”.
Para os bebedouros normais é feita a seguinte rotina:
Transportar todos os bebedouros para a área suja com auxilio do carrinho de
transporte da respectiva área;
Destampar todos os bebedouros;
Lavar os bicos com água corrente;
Descartar todo o líquido restante dos bebedouros na pia de inox;
Enfileirar todos os bebedouros sobre a pia;
Fazer a higienização externa e interna de todos os bebedouros;
Realizar o enxágüe completo de todos os bebedouros em água corrente até
completa ausência do sabão, quando necessário;
Reabastecer com água corrente;
Armazenar os bebedouros abastecidos com água;
Preparar o material para entrada na autoclave (esterilização).
16
O funcionamento da autoclave é idêntico ao da panela de pressão sendo a
temperatura necessária para esterilização de 121ºC, e o tempo de esterilização de
cerca de 15 minutos. Este tempo de esterilização deverá ser aumentado quando se
enche bastante a autoclave com meios para esterilizar.
O objetivo desse processo é destruir todos os possíveis organismos vivos. As
soluções ao sair da autoclave estão estéreis. Utiliza-se este tipo de esterilização pelo
calor úmido para meios de cultura e diversas soluções. Os procedimentos a serem
seguidos com a água “Convert H” são os seguintes:
Retirar todos os bebedouros da estante “Camundongos Convert”, separado dos
demais;
Descartar todo o líquido restante dos bebedouros, na pia de inox;
Fazer higienização externa e interna de todos os bebedouros;
Realizar o enxágüe completo de todos os bebedouros em água corrente até
completa ausência de sabão, quando necessário;
Preparar o bebedouro, estando este limpo e reabastecido com água;
Preparar um recipiente (copo de vidro ou béquer), esterilizando-o rapidamente,
passando 25 segundos no microondas;
Preparar a seringa e sonda, para absorver o convert-H já no recipiente
esterilizado;
Preparar soluções de “Convert-H”, calculando 1% do volume dos bebedouros;
Armazenar os bebedouros reabastecidos em suas respectivas caixas.
Após todos os procedimentos descritos anteriormente, o chão da sala era
higienizado, utilizando-se hipoclorito diluído em água, mergulhava-se um pano dentro
desta solução e então o chão era esfregado com um rodo. A sala não poderia ser
varrida, para que não levantasse pó, pois isto poderia contaminar a ração dos animais
além de ser um meio de transportar patógenos pelo ar.
17
3.2 SERPENTES
A segunda parte do estágio se deu na área das serpentes, que é o principal foco
de pesquisa do biotério, contando com algumas espécies de serpentes peçonhentas,
todas da fauna brasileira. Havia também espécies não peçonhentas, as jibóias (Boa
constrictor), que eram mantidas no biotério para fins didáticos e de preservação. As
espécies peçonhentas do biotério eram as seguintes: cascavel (Caudisona durissa*),
jararaca caiçaca (Bothrops moojeni), urutu-cruzeiro (Rhinocerophis alternatus*) e boca-
de-sapo (Bothropoides neuwiedi*). (Figuras 13, 14, 15 e 16)
Figura 13 - Cascavel Figura 14 - Jararaca caiçaca
Figura 15 – Urutu-cruzeiro Figura 16 - Boca-de-sapo
* nova classificação taxonômica, 2010
18
Diferente do que ocorre com as espécies de mamíferos, as serpentes ainda não
têm o status de animais de laboratório ou de produção. Isso se deve, em parte, ao fato
de terem sido consideradas tradicionalmente animais prejudiciais e foi a muito custo
que se conseguiu evitar sua matança, para que estas fossem levadas aos serpentários
e utilizadas como fornecedoras de veneno. A experiência do Brasil, nesse sentido é
pioneira, e remonta aos primeiros anos do século XX, no Instituto Butantan de São
Paulo.
Pelo fato de os venenos apresentarem uma razoável variação intra-específica,
individual, ontogenética e geográfica, e significativas diferenças entre as espécies, os
laboratórios produtores de soros são exigidos a obter uma boa representatividade de
venenos no pool de imunização dos eqüídeos para a produção dos soros. Isso significa
contar com serpentários que abriguem centenas de serpentes, pelo menos das
principais espécies e provenientes de uma área geográfica o mais ampla possível. Em
um país de dimensões continentais como o Brasil, isso representa um desafio singular,
pois significa um esforço para a captura, o acondicionamento e o transporte seguros, o
recebimento e a adaptação ao meio artificial do serpentário.
As serpentes como todos os animais da fauna silvestre brasileira, encontram-se
protegidas por legislação específica (Lei nº/5.197, Brasil, 1967). Sua captura e criação
são apenas permitidas sob determinadas condições, que estão regulamentadas pelo
Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA). A
captura e o transporte para fins científicos só são permitidos por meio de licença
específica. Existem disposições para sua criação tanto em instituições científicas como
também em criadouros com finalidade comercial. Existe também a possibilidade de
estabelecimento de criadouros de fauna silvestre exótica, como consta na Portaria
IBAMA nº 102/98, de 15 de julho de 1998 (Andrade, et. al., 2006).
Pode-se dizer que todas as cobras são carnívoras, comendo pequenos animais
(incluindo lagartos e outras cobras), aves, ovos ou insetos. Algumas cobras têm uma
picada venenosa para matar as suas presas antes de as comerem. Outras matam as
suas presas por estrangulamento. As cobras não mastigam quando comem, elas
possuem uma mandíbula flexível, cujas duas partes não estão rigidamente ligadas,
19
esse feito se dá graças ao osso quadrado que funciona como uma peça de encaixe,
que quando necessário ela desarticula sua mandíbula dependendo do tamanho de sua
presa (ao contrário da crença popular, elas não desarticulam as suas mandíbulas),
assim como numerosas outras articulações do seu crânio, permitindo-lhes abrir a boca
de forma a engolir toda a sua presa, mesmo que ela tenha um diâmetro maior que a
sua cabeça.
Depois de comer elas ficam entorpecidas, enquanto decorre o processo da
digestão. A digestão é uma atividade intensa e, especialmente depois do consumo de
grandes presas, a energia metabólica envolvida é tanta que na cascavel, sua
temperatura corporal pode atingir 6ºC acima da temperatura ambiente. Por causa disto,
se a cobra sofrer algum estresse, depois de recentemente alimentada, irá
provavelmente vomitar a presa para tentar fugir da ameaça. No entanto, quando não
perturbada, o seu processo digestivo é altamente eficiente, dissolvendo e absorvendo
tudo exceto o pêlo e as garras, que são expelidos junto com o excesso de ácido úrico.
A pele desses répteis é coberta por escamas. A maioria das cobras usa escamas
especializadas no ventre para se mover, agarrando-se às superfícies. As escamas do
corpo podem ser lisas ou granulares. As suas pálpebras são escamas transparentes
que estão sempre fechadas. As cobras mudam a sua pele periodicamente. Pensa-se
que a finalidade primordial desta é remover os parasitas externos
Apesar da visão não ser particularmente notória (geralmente sendo melhor na
espécie arbórea e pior a espécie terrestre), não impede a detecção do movimento, pois
além dos seus olhos, algumas serpentes (crotalíneos - ou cobras-covinhas - e pítons)
têm receptores infravermelhos sensíveis em sulcos profundos entre a narina e o olho,
chamados de fossetas loreais (Figura 17) que lhes permite sentir o calor emitido pelos
corpos. Isto é extremamente útil em lugares com pouca luminosidade. Como as
serpentes não têm orelhas externas, a audição consegue apenas detectar vibrações,
mas este sentido está extremamente bem desenvolvido. Uma serpente cheira usando a
sua língua bifurcada para captar partículas de odor no ar e enviá-las ao chamado órgão
de Jacobson, situado na sua boca, para examiná-las. A bifurcação na língua dá à
serpente algum sentido direcional do cheiro (Cobras Brasileiras, 2010).
20
Figura 17 – Localização da fosseta loreal
O pulmão esquerdo das serpentes é muito pequeno ou mesmo ausente, uma vez
que o corpo em forma tubular requer que todos os órgãos sejam compridos e estreitos.
Para que caibam no corpo, só um pulmão funciona. Além disso, muitos dos órgãos que
são pares, como os rins ou órgãos reprodutivos estão distribuídos ao longo do corpo
em que um está à frente do outro, sendo um exemplo de exceção da simetria bilateral.
As cobras usam quatro métodos de locomoção que lhes permitem uma
mobilidade substancial mesmo perante a sua condição de répteis sem pernas. Todas
as cobras têm a capacidade de ondulação lateral, em que o corpo é ondulado de lado e
as áreas flexionadas propagam-se posteriormente, dando a forma de uma onda de
seno propagando-se posteriormente. Além disto, as cobras também são capazes do
movimento de concertina. Este método de movimentação pode ser usado para subir em
árvores ou atravessar pequenos túneis.
No caso das árvores, o tronco é agarrado pela parte posterior do corpo, ao passo
que a parte anterior é estendida. A porção anterior agarra o tronco em seguida e a
porção posterior é propelida para frente. Este ciclo pode ocorrer em várias secções da
cobra simultaneamente (este método originou a afirmação errônea de que as cobras
"andam nas próprias costelas"; na verdade as costelas não movem para frente e para
trás em nenhum dos quatro tipos de movimento).
21
No caso de túneis, em vez de se agarrar, o corpo comprime-se contra as
paredes do túnel criando a fricção necessária para a locomoção, mas o movimento é
bastante semelhante ao anterior. Outro método comum de locomoção é locomoção
retilínea, em que uma cobra se mantém reta e se propele como de uma mola se
tratasse, usando os músculos da sua barriga. Este método é usado normalmente por
cobras muito grandes e pesadas, como pítons e víboras. No entanto, o mais complexo
e interessante método de locomoção é o zig-zag, uma locomoção ondulatória usada
para atravessar lama ou areia solta. Nem todas as cobras são capazes de usar todos
os métodos. Nem todas as cobras vivem em terra; cobras marítimas vivem em mares
tropicais pouco profundos (Cobras Brasileiras, 2010).
A reprodução envolve fenômenos biológicos muito interessantes, que vão desde
peculiaridades no comportamento, como os combates ritualizados entre machos, até
adaptações ecológicas, como os ciclos sexuais com periodicidades adaptadas a cada
clima. As serpentes podem botar ovos (as chamadas espécies ovíparas) ou parir
filhotes prontos, como os mamíferos (espécies vivíparas). Em quase todas as famílias
de serpentes existe um predomínio de uma ou outra modalidade, mas as espécies
ovíparas são maioria. No que se refere a nossas espécies peçonhentas, são ovíparas
as cobras corais (gênero Micurus e Leptomicurus) e, um caso excepcional entre os
Viperídeos, a ‘surucucu’ (Lachesis muta). Os demais Viperídeos, dos gêneros Bothrops,
Bothriopsis, Bothrocophias e Crotalus, são todos vivíparos.
As espécies ovíparas fazem a postura em troncos ocos em decomposição, em
tocas no chão, sob pedras ou em formigueiros de formigas cultivadoras, todos
ambientes com alto teor de umidade e mínima variação de temperatura. Esses dois
requisitos são fundamentais, em parte porque os ovos têm casca apergaminhada (não
calcificada), desidratam e contaminam com facilidade, e demoram entre 40 e 70 dias
para eclodir. As serpentes vivíparas apresentam um período de gestação variável entre
as diversas espécies, mas que, em nossos Viperídeos, está em torno dos 4 a 5 meses.
Os filhotes das serpentes, seja qual for a forma de nascimento, são dotados de
autonomia para sobreviver, o que significa que, nas espécies peçonhentas, já nascem
com seus aparelhos secretor e inoculador de veneno funcionais.
22
Os dentes das cobras não possuem raiz e encontram-se ‘cimentados’ em
depressões superficiais dos ossos dentários. Como são agudos e delicados, costumam
danificar-se, existindo um mecanismo pelo qual periodicamente são trocados por outros
novos, que se formam em locais próximos aos de sua implantação. Essa renovação
ocorre durante toda a vida da serpente. Poderia parecer fácil distinguir as serpentes
inofensivas, sem glândulas de veneno nem presas inoculadoras, daquelas espécies
caracteristicamente peçonhentas, como um aparelho extremamente desenvolvido para
produção e rápida injeção da peçonha. Entretanto, essa facilidade se observa apenas
nessas situações que, na verdade, são os extremos de um processo evolutivo
complexo e altamente especializado, o qual espera ainda respostas para muitas
interrogações.
Múltiplos estudos da morfologia craniana e das dentições de espécies viventes
têm tentado explicar como se operou esse processo evolutivo, que partiu das formas
consideradas mais primitivas, não venenosas com músculos compressores e presas
com um canal interno fechado, que conduzem as secreções tóxicas até o interior dos
tecidos das vítimas (Andrade, Pinto & Oliveira, 2006).
Classificar as cobras como venenosas ou não venenosas é um equívoco, já que
todas apresentam veneno, sendo este sua saliva capaz de degradar a presa, já que
estes animais não mastigam. A diferença entre as cobras tidas como venenosas é a
presença da peçonha (presa inoculadora de veneno), capaz de injetar sua saliva
(veneno) diretamente na corrente sanguínea de suas presas. Assim, é correto
classificá-las como peçonhentas ou não peçonhentas, devido à presença ou ausência
de peçonha, e não presença ou ausência de veneno (Cobras Brasileiras, 2010).
São os diferentes tipos de dentição em serpentes que possibilitam a
diferenciação das espécies peçonhentas das não-peçonhentas, com total certeza. Elas
podem apresentar quatro tipos de dentição: áglifa, opistóglifa, proteróglifa e solenóglifa.
Áglifa (Figura 18) – é a dentição que, como a etimologia do termo indica, não
possui presas especializadas na inoculação de saliva tóxica ou veneno. Nesse estágio,
a glândula supra labial produz uma secreção destinada a lubrificar o alimento. Dentro
23
dessa categoria distinguem-se variadas condições, como homodonte (com todos os
dentes iguais) e heterodonte (com alguns dentes alongados). Estas serpentes atacam,
geralmente, por constrição.
Figura 18 – Dentição áglifa
Opistóglifa (Figura 19) – dentição com um ou mais dentes modificados na parte
posterior da maxila apresentando, assim, perigo altamente reduzido para o homem
Estas presas possuem sulcos longitudinais, dos quais, por capilaridade, escorre o
produto de uma glândula especializada na secreção de substâncias ativas, a glândula
de Duvernoy.
Figura 19 – Dentição opistóglifa
24
Proteróglifa (Figura 20) – dentição em que presas anteriores, no maxilar,
geralmente com canal de veneno não completamente fechado, estão conectadas à
glândula venenosa. Alguns gêneros conservam dentes posteriores à presa, mas em
Micrurus a presa é o único dente maxilar.
Figura 20 – Dentição proteróglifa
Solenóglifa (Figura 21) – dentição com uma condição muito especializada em
que um único dente funcional em cada maxila, a presa, é extremamente grande, aguda
e oca, permanecendo paralela ao crânio quando em repouso, mas ao atacar são
projetadas para fora (giram 90º), permitindo ao animal inocular uma quantidade de
veneno maior do que uma serpente da família das proteróglifas. Isso agrava ainda mais
a conseqüência da picada.
Figura 21 – Dentição solenóglifa
25
3.2.1 Manejo de serpentes
Durante o estágio, houve o recebimento de duas Rhinocerophis alternatus (urutu-
cruzeiro) trazidas por integrantes do corpo de bombeiro. As serpentes dessa espécie
que chegam ao biotério, geralmente são provenientes da área perto da base aérea e do
aeroporto internacional de Campo Grande.
No biotério não se faz reprodução de serpentes, pois algumas espécies podem
gerar mais de 30 filhotes e no local não há estrutura para manter tantos animais. As
serpentes que chegam ganham um número de registro, são identificadas, passam por
uma biometria, são sexadas, é feita uma vistoria geral para observar se há
ectoparasitas, são vermifugadas e colocadas dentro de uma caixa, com sua
identificação colada na tampa da mesma. Na ficha de identificação estão presente a
data de recebimento do animal, o comprimento total, o comprimento da cauda, o nome
vulgar, o nome científico, o número de registro e as observações que se julgarem
necessárias.
A sexagem mais comum é pelo sexador (Figura 22), um objeto que é introduzido
na cloaca da serpente e dependendo do da profundidade que foi introduzida (Figura 23)
se define o sexo, mas isso varia de tamanho e espécie. No caso das espécies do
biotério, se o sexador fosse introduzindo mais profundamente o animal seria macho,
pois os machos possuem uma “bolsa”, onde o hemipênis fica guardado.
Figura 22 – Sexadores
26
Figura 23 – Esquema de sexagem
Os animais são mantidos dentro de caixas de polipropileno (Figura 24), que
ficam em prateleiras dentro da sala de serpentes. Essas caixas são forradas com
papelão ondulado que serve como isolante térmico, além de facilitar a troca e a
higienização da caixa. As serpentes podem ficar muito tempo sem se alimentar, mas
não pode faltar água, que é oferecida dentro de um pote metálico.
Figura 24 – Caixa de serpentes
27
A alimentação ocorre a cada 15 dias para animais jovens e a cada 30 dias para
animais adultos, mas antes de alimentá-lo verifica-se o estado corporal e
comportamental do animal. Serpentes em período de troca de pele costumam ficar
estressadas e por isso não se alimentam. Há uma planilha de controle, onde são
anotados todos os dados referentes às rotinas de alimentação.
Antes de serem alimentadas, as serpentes são pesadas e então se oferece 20%
do peso da cobra, em peso de camundongo. Antes de oferecê-los, estes roedores são
pesados e vão sendo fornecidos até que se aproxime da quantidade total de peso
necessária (20% do peso vivo da serpente). Os camundongos devem ser oferecidos
vivos e só pode ser oferecido outro após a serpente ter ingerido completamente o
anterior. Além do que se recomenda não incomodar o animal, enquanto ele se alimenta,
pois qualquer estresse causado fará com que ele regurgite a presa, interrompendo sua
rotina de alimentação.
Era feita uma vistoria diária em todas as caixas, verificando-se a presença de
fezes, a quantidade de água, a presença de pele e o estado físico do animal. As caixas
que continham fezes e pele eram trocadas por caixas limpas, trocando-se também o
forro de papelão e o pote de água, caso houvesse contaminação. Aplicava-se solução
com hipoclorito dentro das caixas contaminadas, deixando o produto agir por pelo
menos 30 minutos, depois as caixas eram lavadas com sabão neutro.
O manejo das serpentes sempre deve ser feito levando em consideração as
medidas de segurança, pois se trata de um animal muito perigoso e rápido. Então todos
os procedimentos devem ser feitos com muita atenção, quase sempre se utilizando um
gancho de metal. Utilizavam-se tubos de acrílico (Figura 25), caso fosse necessário
conter alguma cobra.
28
Figura 25 – Tubo de acrílico
Havia uma sala com cascavéis, que faziam parte de um experimento com o
composto homeopático “Convert-H”. Este experimento consistia em testar os efeitos
desta substância sobre o estresse das serpentes e sempre que estas eram manejadas,
observava-se o seu comportamento. Dependendo do grau de agitação, era atribuído
um score, que quanto mais alto maior era o grau de estresse do animal.
A extração de veneno de jararaca caiçaca (Bothrops moojeni) é realizada a cada
30 dias, de acordo com protocolo, estabelecido pelo biotério. Já a extração das outras
espécies só é feita, mediante pedido. Para fazer essa extração, necessita-se de
estagiários experientes e por isso, somente alguns deles participavam da extração.
Antes de extrair o veneno, o animal deve ser contido, para isso são seguidos os
seguintes procedimentos:
Coloca-se a serpente no chão com o auxílio do gancho;
Coloca-se a serpente dentro de um tubo transparente, feito de acrílico, para
contê-la com segurança.
Pressiona-se a cabeça da serpente de maneira firme, tomando cuidado para não
machucá-la;
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Segura-se a cabeça do animal pela parte mais larga, colocando de um lado o
dedo indicador e do outro o dedo polegar; a serpente deverá abrir a boca, mas
não conseguirá fechá-la por causa da pressão dos dedos nos lados da cabeça
(Figura 26).
Figura 26 – Contenção de serpentes
30
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS
Os ratos e camundongos também podem ser utilizados para fins didáticos no
estudo de melhoramento genético nas universidades, pois esses roedores são animais
prolíferos e seu intervalo de gerações é pequeno. Isso é importante para o estudo do
melhoramento genético, pois os resultados podem ser obtidos mais rapidamente.
Uma das barreiras para a implantação de serpentários é a mitificação que existe
ao redor da espécie, pois os estudos na área ainda são pouco divulgados e talvez por
isso a população tenha certo preconceito em torno do assunto.
Com os avanços e novas descobertas da medicina, a criação de serpentes
visando à extração de veneno pode se tornar uma tendência. Um dos primeiros passos
pode ser o investimento em pesquisas voltadas para o melhoramento genético visando
à formação de linhagens comerciais e também buscar a padronização e aumento da
produção de veneno.
Nesse sentido, pode-se concluir que a zootecnia possui um grande campo a ser
explorado, desde que se abram oportunidades para novas idéias e tecnologias.
31
5. REF ERÊNCIAS B IBL IO GRÁF ICAS
Andrade, A.; Pinto, S.R.; Oliveira, R.S. Animais de Laboratório: criação e experimentação. Rio de Janeiro. 1ª reimpressão, 388 p. Editora Fiocruz, 2006.
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<http://bioclima.info/bioterio.php>
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em 05/10/2010 <http://www.cobrasbrasileiras.com.br/serpentes.html>
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Politi, F.A.S.; Pietro, R.C.L.R.; Salgado, H.R.N. Caracterização de biotérios,
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Soares, M.B.P.; Carvalho, L.C.P.; Santos, R.R. Banco de Embriões de Camundongos
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2001.
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