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1 INTRODUÇÃO
A necessidade de recuperação de áreas naturais degradadas, reprodução de
um ambiente arborizado, e transformação da população para um perfil mais
consumista, são os principais fatores que influenciaram o aumento da demanda por
mudas nativas e ornamentais de qualidade. Conforme a IBRAFLOR (2013), nos
últimos 10 anos o setor de flores e plantas ornamentais apresentou um aumento de
10 a 15 %, além de aumentos consideráveis da qualidade e diversidade dos
produtos ofertados.
Neste sentido, a produção de mudas representa o início de uma cadeia de
operações que visam o estabelecimento de florestas e árvores em centros urbanos,
além de estar relacionada ao sucesso de implantação e produção florestal. Visando
à produção de mudas de qualidade, deve-se levar em consideração o principal fator
que determina o bom desenvolvimento destas, o substrato.
O substrato é o meio onde as raízes proliferam-se para fornecer suporte físico
e químico ao crescimento da parte aérea, e deve apresentar algumas
características, como boa disponibilidade de nutrientes, elevada capacidade de
retenção de água, boa aeração, lenta decomposição e baixo custo de aquisição
(MELO et al., 2006).
Levando em consideração as características ideais de substrato, observa-se
que os substratos provenientes de fontes orgânicas encaixam-se perfeitamente
nestes parâmetros, entretanto, pouco se sabe a respeito de formulações orgânicas
padrões na produção de mudas.
Assim, a realização de atividade prática relacionada à experimentação de
formulações orgânicas no desenvolvimento de plantas possui grande valia, e o
presente relatório tem como principal objetivo descrever as atividades realizadas no
viveiro de plantas da empresa ATEAGRO – Assessoria Técnica em Engenharia
Agronômica e Ambiental durante o período de estágio realizado.
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2 DESCRIÇÃO DA EMPRESA
O estágio curricular supervisionado foi realizado no período de 22 de janeiro a
2 abril de 2013, na Empresa ATEAGRO – Assessoria Técnica em Engenharia
Agronômica e Ambiental, situada na Chácara das Flores, Rua José Lima, n° 380,
São Gabriel, Rio Grande do Sul.
A ATEAGRO desempenha diferentes atividades no âmbito ambiental,
agroecológico e assistência técnica no município de São Gabriel, bem como em
municípios vizinhos. Desde o ano de 2010, a empresa possui convênio junto a
Universidade Federal do Pampa (UNIPAMPA), possibilitando assim, a realização de
estágios, acompanhamentos e atividades práticas junto à mesma.
Neste contexto, a ATEAGRO tem como responsável técnico o Engenheiro
Agrônomo Eduardo Nascimento Abib, que também administra as atividades de
produção orgânica de rosas e de plantas para ornamentação, além de um viveiro de
mudas de espécies nativas. Assim, para a produção de mudas de qualidade,
também há a produção de componentes orgânicos para a formulação do substrato
destas, como húmus de minhoca, composto de rúmen bovino e casca de arroz
carbonizada. A produção destas plantas é direcionada para venda na Floricultura
Pracinha do Amor, a empresa da família Abib.
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3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1 Viveiro de plantas
Viveiro, segundo Sardinha (2008), é o local onde as árvores crescem após a
sua semeadura, e permanecem até o plantio no terreno. Do ponto de vista produtivo,
o viveiro também pode ser caracterizado por uma área, que possui um conjunto de
benfeitorias e utensílios, onde são empregadas técnicas que visam à máxima
produção de mudas (MACEDO, 1993).
Há dois tipos de viveiros, os viveiros permanentes, onde há a produção de
mudas por muitos anos, requerendo um planejamento cuidadoso e instalações
sofisticadas; e os viveiros temporários, que visam à produção de mudas para uma
respectiva área, em um período de tempo limitado (OLIVEIRA et al., 2005). Além
disso, Wendling et al. (2001) cita outro tipo de viveiro, o viveiro de espera, que visa
conduzir mudas até tamanhos maiores, com objetivo específico de arborização
urbana. As mudas conduzidas neste tipo de viveiro são plantadas em embalagens
maiores e/ou em covas nos solo, de modo a crescerem até o tamanho ideal para
plantio, evitando riscos de perdas e maiores valores de venda.
3.2 Produção de mudas
O sucesso na implantação de povoamentos, para produção e/ou recuperação
de áreas degradadas, arborização de ruas, etc. depende da qualidade das mudas
utilizadas para plantio (SCREMIN-DIAS et al., 2006). Desta forma, o cuidado na
escolha do substrato, a forma ideal de irrigação, a adubação e a correta manutenção
das mudas até seu envio para campo, salientando o seu transporte e respectivo
plantio, são fatores que impulsionam o sucesso na produção de mudas no viveiro
(WENDLING et al., 2001).
Considerando a produção de mudas de qualidade, alguns parâmetros são
levados em consideração (WENDLING et al., 2002), tais como:
O sistema radicular não deve possuir deformações, além de apresentar
uma boa relação com a altura da parte aérea;
Apresentar crescimento vigoroso e estar livre de doenças;
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Possuir tronco único, robusto, lenhoso, sem deformações e com bom
diâmetro de colo;
A copa deve ser densa e simétrica;
As mudas devem ter sido submetidas à rustificação;
Os fatores de qualidade da semente, substrato e adubo utilizado afetam
diretamente a produção de mudas de boa qualidade, ao passo que estes contribuem
para o melhor desenvolvimento e sanidade da muda. Além disso, para um rápido
crescimento da muda, bom teor de matéria seca na parte aérea e raízes, entre
outras características desejadas, o substrato utilizado deve apresentar boas
características físicas, químicas e biológicas. Neste contexto, para a obtenção de um
substrato ideal, a matéria orgânica está sendo utilizada, pois a mesma influencia na
absorção de nutrientes (YAMANISHI et al., 2004).
3.2.1 Substratos orgânicos
Conforme Scremin-dias et al. (2006), o substrato a ser utilizado tanto para
meio de semeadura, como para meio de crescimento das plantas, deve apresentar
algumas características desejáveis e fundamentais para o eficiente desenvolvimento
das mesmas, além de um bom desenvolvimento radicular e boa agregação do
conjunto raiz-substrato, conforme segue:
Apresentar retenção equilibrada de água, como uma boa capacidade de
arejamento, facilitando a entrada de oxigênio pela superfície e saída de água e gás
carbônico;
Possuir pH entre 6,0 e 6,5 e nível de fertilidade entre baixo e médio, de
modo a possibilitar a absorção de todos os nutrientes necessários para o
desenvolvimento vegetal;
Facilidade de aquisição e manuseio;
Deve estar livre de patógenos e substâncias tóxicas às plantas. Desta
forma, evita-se o uso de solo em sua constituição, ao passo que este contém fungos
causadores de doenças;
Além disso, ao escolher o material a ser utilizado na composição do substrato,
deve-se levar em consideração a disponibilidade do material em qualquer época do
ano, custo de obtenção, experiência local na sua utilização, características físicas e
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químicas, e ausência de patógenos e de substâncias tóxicas as plantas
(WENDLING, 2010).
Desta forma, do ponto de vista físico, a matéria orgânica melhora a estrutura
do solo, reduz sua plasticidade e coesão, aumenta a capacidade de retenção de
água e aeração, além de permitir maior penetração e distribuição das raízes. Já do
ponto de vista químico, é a principal fonte de macro e micronutrientes essenciais as
plantas, atuando indiretamente na disponibilidade destes, devido ao aumento do pH
(RICCI et al., 2006).
3.2.1.1 Casca de arroz carbonizada
Segundo Melo et al. (2006), por ser estável física e quimicamente, resistente
à decomposição e possui alta porosidade, a casca de arroz carbonizada tem sido
muito utilizada. A baixa densidade deste material é um importante aliado quando se
deseja aumentar a porosidade total do substrato, proporcionando maior drenagem
da água de irrigação e melhor aeração do sistema radicular da muda (COUTO et al.,
2003).
Quando submetida ao processo de carbonização, a casca de arroz apresenta
propriedades de alta capacidade de drenagem, fácil manipulação, peso reduzido, pH
levemente alcalino, forma floculada, teores adequados de K e Ca, lenta
biodegradação, além de estar livre de patógenos e nematóides (SAIDELLES et al.,
2009).
Desta forma, objetivando-se a produção de um substrato com características
ideais, a quantidade de casca de arroz carbonizada deve corresponder a 30% do
substrato (SCREMIN-DIAS et al., 2006).
3.2.1.2 Composto de rúmen bovino
A alta quantidade e variedade de resíduos gerados pela atividade
agropecuária, como restos de culturas, palhas, resíduos agroindustriais, dejeto de
animais, entre outros, pode gerar sérios problemas de poluição. Todavia, quando
manipulados e aproveitados corretamente, estes resíduos podem suprir boa parte da
demanda de insumos industrializados, desde que sofram o processo de
compostagem (MARRIEL et al., 1987).
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A degradação da matéria orgânica ocorre de forma natural no ambiente,
porém de uma forma mais lenta em relação à compostagem, que é manipulada pelo
homem e permite o aceleramento da degradação dos resíduos orgânicos, de modo
a atender rapidamente as suas necessidades (CERRI et al., 2008).
Segundo Nascimento et al. (2005), entre as vantagens do processo de
compostagem estão:
A matéria orgânica proveniente do composto auxilia na retenção e
drenagem do solo, além de melhorar a sua aeração;
Aumenta a capacidade de infiltração de água, reduzindo a erosão;
Dificulta ou impede a germinação de sementes de plantas invasoras;
Aumenta o número de minhocas, insetos e microrganismos desejáveis e
consequentemente diminui a incidência de doenças de plantas;
Mantém a temperatura e os níveis de acidez do solo;
Aproveitamento agrícola e florestal da matéria orgânica;
Processo ambientalmente seguro;
3.2.1.3 Húmus de minhoca
Segundo Aquino e Loureiro (2004), o húmus de minhoca, produto final da
vermicompostagem, caracteriza-se por ser um excelente fertilizante orgânico, pois
melhora os atributos químicos, tais como oferta melhor retenção e ciclagem de
nutrientes; físicos, estruturação e formação de agregados; e biológicos do solo,
como aumento da diversidade de organismos benéficos ao solo.
Há uma série de benefícios na utilização do húmus de minhoca, como a
possibilidade de produzi-lo com qualquer resíduo orgânico disponível e sem
utilidade, além de atuar de forma benéfica sobre as características físicas, químicas
e biológicas do solo, favorecendo a sua conservação e auxiliando no
desenvolvimento das plantas (SCHIEDECK et al., 2006).
Neste sentido, as características de uniformidade granulométrica e
capacidade de agregação, e estar isento de contaminantes e outras impurezas,
justificam a utilização do húmus de minhoca na composição do substrato no viveiro
florestal (SCREMIN-DIAS et al., 2006).
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3.2.2 Preparação das sementes
Durante a formação da semente, ocorre a perda de umidade, o que evita sua
germinação dentro do fruto, ou junto ao corpo da planta-mãe, bem como sua
deterioração pelo ataque de microrganismos. A redução da umidade da semente
permite a redução do metabolismo do embrião, fazendo com que este só se
desenvolva na presença de condições favoráveis. Desta forma, o processo
germinativo se dá no desenvolvimento do embrião mediante condições ideais de
temperatura, luz, oxigênio e umidade, rompendo a casca da semente e originando
uma nova plântula (SCREMIN-DIAS et al., 2006).
Neste contexto, para desencadear o processo germinativo de algumas
sementes é necessário a quebra de dormência destas, que consiste na realização
de tratamentos pré-germinativos, possibilitando assim a entrada de umidade nas
sementes (WENDLING et al., 2001). Dentre os métodos mais utilizados para a
quebra de dormência estão (WENDLING et al., 2005):
1) Escarificação mecânica: tratamento utilizado para romper parte do
tegumento da semente, e consiste em atritar as sementes contra uma superfície
áspera (lixa, piso de concreto, etc.). A escarificação deve ser feita no momento que
se pretende obter a germinação das sementes, devido à susceptibilidade que estas
adquirem após tal tratamento.
2) Embebição em água: as sementes são colocadas em água a temperatura
ambiente até que se encharquem e aumente seu tamanho, levando de 1 a 4 dias,
dependendo da permeabilidade do tegumento.
3) Tratamento térmico: este tratamento é recomendado para sementes que
possuem o tegumento duro, e consiste em colocar as sementes em água aquecida a
90ºC, deixando-as por tempo de imersão específico para cada espécie.
4) Estratificação: tratamento recomendado para sementes que necessitam de
um período de umidade e frio em um local escuro antes de germinarem. A
estratificação consiste em dispor as sementes dentro de recipientes entre camadas
de solo, ou areia úmida, durante um período de tempo, que varia para cada espécie.
5) Tratamento químico: as sementes são imersas em solução de ácido diluída
(ácido sulfúrico ou ácido clorídrico) ou qualquer outra substância com potencial de
romper o tegumento da semente. Desta forma, o tipo de substância e o tempo de
imersão nesta é variável para cada espécie.
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6) Lixiviação: tratamento indicado para sementes que possuem inibidores de
germinação endógenos e consiste em colocar as sementes em água corrente por
tempo variável, dependendo da espécie.
3.2.3 Semeadura
Conforme Oliveira et al. (2005), há dois tipos de semeadura, a semeadura
indireta, onde as sementes são colocadas em sementeiras previamente preparadas,
e a semeadura direta, que consiste na deposição das sementes em recipientes.
A semeadura indireta possibilita o aumento da diversidade de espécies
trabalhadas e a redução dos custos de mão-de-obra, ao passo que oferece
melhores condições de manejo do lote de mudas no viveiro.
Além disso, o processo de semeadura indireta visa acelerar o processo
germinativo de forma uniforme de espécies que apresentam problemas neste
processo, tais como (SCREMIN-DIAS et al., 2006):
Sementes com baixo poder germinativo quando semeadas em substrato
não arenoso;
Espécies que apresentam germinação irregular;
Sementes cuja quebra de dormência é desconhecida;
Espécies que possuem sementes grandes em relação ao diâmetro de
abertura do tubete;
Sementes que apresentam boa germinação após 20 dias de semeadura;
Sementes com poder germinativo desconhecido, em razão do tempo de
armazenamento;
Por outro lado, a semeadura direta, que visa à produção de mudas em
recipientes, proporciona a proteção do sistema radicular. As mudas produzidas em
recipientes têm maiores custos de produção com embalagens, enchimento destas,
necessidade de maior área, entre outros; entretanto, quando plantadas a campo, a
taxa de sobrevivência é muito maior. Desta forma, atualmente, a produção de mudas
em recipientes tende a ser cada vez maior, e possui inúmeras vantagens
(WENDLING et al., 2001):
Proteção das raízes contra danos mecânicos;
Possibilidade de produção de mudas de melhor qualidade;
Maior rapidez na formação de mudas de algumas espécies;
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Aumento da taxa de sobrevivência após o plantio definitivo;
Possibilidade de se plantar as mudas durante todas as épocas do ano;
Facilidade no processamento de mudas de algumas espécies que não
toleram repicagem;
Não é necessária a preparação de canteiros e sementeiras;
Após a escolha do modo de semeadura, para a realização desta, deve-se
levar em consideração a necessidade de cada espécie, se as sementes devem ser
enterradas ou depositadas sobre a superfície do substrato. Além disso, no caso de
sementes que devem ser enterradas, a profundidade de semeadura não deve
ultrapassar duas vezes o diâmetro da semente (WENDLING et al., 2005).
3.2.4 Enxertia
A enxertia é uma forma de propagação assexuada de vegetais superiores, na
qual se colocam em contato duas porções de tecido vegetal, de tal forma que se
unam e, posteriormente, se desenvolvam, originando uma nova planta. O processo
de enxertia envolve duas plantas, o enxerto ou cavaleiro, representado por um
fragmento da planta, e será responsável pela formação da parte aérea da nova
planta, e o porta enxerto ou cavalo, que é a parte responsável pela formação do
sistema radicular (BUENO, 2012).
É um método muito difundido na produção de mudas de espécies frutíferas,
em razão da possibilidade de produção das melhores variedades, maior
produtividade de frutos de alta qualidade por muda, além da união com uma planta
resistente a pragas e doenças e um melhor sistema radicular. Já na produção de
mudas ornamentais, a enxertia é muito utilizada na produção de roseiras, hibiscus,
entre outras, de modo a unir a beleza destas plantas com a resistência e vigor do
porta-enxerto (WENDLING et al., 2005).
Há vários métodos para a realização de enxertia, que podem ser unidos em
três grandes categorias (RIBEIRO et al., 2005), conforme segue:
1) Enxertia por borbulhia: destaca-se uma gema vegetativa da planta que se
quer propagar e justapõe-se sobre o porta-enxerto, e deve ser realizada a uma
altura de 5 a 20 cm acima do nível do solo, dependendo da espécie.
2) Enxertia por garfagem: consiste na inserção de uma parte do ramo
destacado (enxerto, garfo ou ponteiro) do porta-enxerto, de modo a permitir o seu
21
desenvolvimento. Assim, o garfo difere-se da borbulhia por apresentar mais de uma
gema.
3) Enxertia por encostia: é o método mais antigo e menos empregado, em
razão de ser mais complicado e demorado do que os outros. Este processo consiste
em encostar os ramos das duas plantas, estes com ausência de casca no local de
contato, até que se obtenha a sua ligação definitiva.
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4 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
Durante o estágio supervisionado na empresa ATEAGRO, foram realizadas
as atividades de troca de recipiente de mudas nativas, de modo que as mesmas
atinjam o padrão SMAM, poda de árvores de leucena (Leucaena leucocephala
(Lam.) de Wit), enxertia de roseiras e a realização de um experimento com a espécie
Schizolobium parahyba (Vell.) Blake (guapuruvu).
4.1 Troca de recipiente de mudas
Recipientes de mudas nativas, arbóreas e palmeiras, foram substituídos por
maiores, além da realização de um manejo das raízes e parte aérea das mudas, de
modo que as mesmas atinjam o padrão SMAM. De acordo com o Plano Diretor de
Arborização Urbana de Porto Alegre (PORTO ALEGRE, 2006), desenvolvido pela
Secretaria do Meio Ambiente – SMAM, há padrões mínimos estabelecidos para o
plantio de mudas em vias públicas, onde as palmeiras devem apresentar altura total
de 4,0 metros e diâmetro a 1,3 metros do solo de 0,15 m, e demais espécies
arbóreas com 2,20 metros de altura total e 0,02 m de diâmetro a 1,3 metros do solo.
Além disso, o Plano Diretor estabelece outras especificações, conforme
segue:
As mudas devem estar livres de doenças e pragas;
Possuir raízes bem formadas e com vitalidade;
Estar viçosa e resistente, sendo capaz de sobreviver a pleno sol;
Ser produzida em viveiro cadastrado na SEMA/DEFAP/RS e possuir
certificação;
Possuir fuste retilíneo, rijo e lenhoso, e não apresentar deformações e
tortuosidades;
Ter sido rustificada a pleno sol pelo período mínimo de seis meses
O sistema radicular deve estar embalado em sacos e/ou bombonas
plásticos ou latas, com um volume mínimo de 14 litros de substrato;
23
4.1.1 Preparação do substrato
Cada componente que constitui o substrato é beneficiado na Empresa
ATEAGRO com canteiros específicos para produção de húmus, pátio para a
compostagem do rúmen bovino obtido dos frigoríficos do município, e forno para a
carbonização da casca de arroz obtida das empresas beneficiadoras de arroz
(Figura 1).
Figura 1 – Canteiro para produção de húmus (A), pilha para compostagem de rúmen
bovino (B) e forno para carbonização da casca de arroz na chácara das flores (C)
Fonte: Autora (2013) e Márcio José Lord de Freitas, São Gabriel - RS.
O substrato utilizado para a transferência de recipiente das mudas constituiu-
se de 45% de solo, 30% de casca de arroz carbonizada, 5% de húmus de minhoca e
20% de composto de rúmen bovino, que foram homogeneizados em uma betoneira
(Figura 2).
A B
C
24
Figura 2 – Homogeneização dos componentes do substrato em betoneira
Fonte: Autora (2013), São Gabriel - RS.
4.1.2 Palmeiras
As mudas de Livistona chinensis (Jacq.) R. Br. Ex Mart. (palmeira-leque) e
Syagrus romanzoffiana (Cham.) Glassman (jerivá) encontravam-se em sacos de
polietileno com o respectivo volume de 1 litro, e foram transferidas para embalagens
de 10 litros.
Assim, as novas embalagens foram preenchidas parcialmente e apiloadas
levemente, de modo a acomodar melhor o substrato. Ao retirar a muda de seu
respectivo recipiente, observava-se a presença ou ausência de raízes enoveladas
em seu torrão. Ocorrendo a presença das mesmas, logo eram podadas com o
auxílio de uma tesoura de poda. As folhas mortas presentes também eram podadas
neste momento com auxílio do mesmo instrumento previamente higienizado (Figura
3).
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Figura 3 – Preenchimento do novo recipiente (A), retirada da muda do saco (B),
poda de raízes enoveladas (C) e folhas mortas (D)
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Assim, o torrão da respectiva muda foi acomodado em seu novo recipiente,
de modo que ficasse posicionado acima da borda do saco, e coberto por substrato.
(Figura 4).
Figura 4 – Acomodação da muda em seu novo recipiente
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
A B
C D
26
Após o processo de transferência das mudas, estas foram alocadas em uma
casa de sombra com irrigação sistematizada por aspersores (Figura 5).
Figura 5 – Alocação das palmeiras
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
4.1.3 Mudas de árvores nativas
As mudas nativas de Myrciaria cauliflora (Mart.) O. Berg. (jabuticabeira),
Cedrela fissilis (Vell.) (cedro), Ceiba speciosa (A. St.-Hill.) Ravenna (paineira),
Cupania vernalis (Cambess.) (camboatá), Parapiptadenia rigida (Benth.) Brenan
(angico-vermelho), Caesalpinia ferreae (Mart.), Tabebuia avellanedae Lor. Ex
Griseb. (ipê-roxo) estavam plantadas em sacos de polietileno de 1 litro e foram
transferidas para latas de óleo de soja reutilizadas, com volume de 18 litros. Devido
à escassez de latas, algumas mudas foram transplantadas para os mesmos sacos
de polietileno utilizados na troca de recipiente das palmeiras ou vasos plásticos com
volume de 13 litros.
No processo de transferência das mudas, os recipientes foram parcialmente
preenchidos por substrato e levemente apiloados, de modo à melhor acomodar o
substrato (Figura 6).
27
Figura 6 – Preenchimento parcial do recipiente (A) e apiloação do substrato (B)
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
Ao retirar as mudas de seus respectivos sacos, observava-se a presença ou
ausência de raízes enoveladas em seu torrão, se as mesmas eram presentes, logo
eram retiradas com o auxílio de uma tesoura de poda (Figura 7).
Figura 7 – Retirada das raízes enoveladas
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
Assim, as mudas foram acomodadas em seu novo recipiente, de modo que
ficassem acima da borda, onde foram cobertas por substrato. Após a troca de
recipiente, se houvesse necessidade, galhos laterais e folhas mortas foram retirados
com o auxílio de uma tesoura de poda. Estacas de bambu, com aproximadamente
2,0 metros de comprimento, foram introduzidas no substrato das latas, de modo a
realizarem a função de tutor de tais mudas. Após a introdução das estacas, estas
foram amarradas as mudas, em forma de oito deitado (Figura 8).
A B
28
Figura 8 – Introdução das estacas de bambu (A) e amarração dos tutores às mudas
(B)
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
4.2 Enxertia de roseiras por borbulhia
A enxertia de roseiras é realizada para a produção de novas mudas, que
futuramente serão plantadas nos roseirais da chácara das flores, e servirão de fonte
de renda.
Para a realização da enxertia, os nós presentes no cavalo foram retirados, e
logo após, foi feita a abertura de uma janela em sua casca, para posterior encaixe
da gema do cavaleiro. É importante salientar que as mudas de porta-enxerto devem
estar em boa condição hídrica, de modo que sua casca se solte facilmente (Figura
9).
Figura 9 – Retirada dos nós (A) e abertura da janela no cavalo (B)
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
A B
A B
29
A escolha do enxerto também é muito importante, neste caso, utilizou-se uma
haste floral madura, de folhas sadias e gemas bem formadas (Figura 10).
Figura 10 – Haste floral escolhida para a realização da enxertia
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Após a escolha da gema a ser retirada da haste floral, a mesma foi retirada,
com o auxílio de um canivete bem afiado e higienizado, com um tamanho
aproximadamente igual ao da janela aberta no porta-enxerto. Após sua retirada, tal
gema foi encaixada na janela do cavalo (Figura 11).
Figura 11 – Retirada (A) e encaixe da gema da haste floral na haste vegetativa (B)
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Logo após, enrolou-se um fitilho ao redor do local de enxertia, de modo que
as partes unidas fiquem aderidas firmemente. Além disso, as folhas das mudas de
porta-enxerto não foram retiradas, com o intuito de que as mesmas realizem o
processo de fotossíntese e que o local enxertado cicatrize mais rápido (Figura 12).
A B
A B
30
As mudas foram transferidas para uma estufa com irrigação, onde
permaneceram pelo período de quinze dias.
Figura 12 – Colocação do fitilho no local de enxertia (A) e mudas enxertadas (B)
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Quinze dias após a realização da enxertia, as mudas de porta-enxerto foram
observadas. Se o local de enxertia apresentava-se intumescido, caracterizava
sucesso no método realizado. Desta forma, o fitilho e os ramos do porta-enxerto
foram retirados (Figura 13).
Figura 13 – Retirada do fitilho (A) e dos ramos vegetativos do porta-enxerto (B)
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
A retirada dos ramos vegetativos do porta-enxerto permite que o
desenvolvimento vegetal seja direcionado para o local enxertado, ocorrendo assim a
brotação da gema de roseira com valor comercial enxertada.
A B
A B
31
4.3 Poda de árvores de Leucaena leucocephala (Lam.) de Wit (leucena)
As árvores da espécie Leucaena leucocephala (Lam.) de Wit, vulgarmente
conhecida como leucena, encontravam-se nas entrelinhas dos cultivos de roseiras e
aspargos, constituindo um sistema de produção integrado (Figura 14).
Figura 14 – Cultivo integrado de leucena e aspargos
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
O plantio das mudas de leucena nestes locais justifica-se na fixação de
nitrogênio que a espécie apresenta. Portanto, a poda destas árvores realiza-se de
forma drástica, de modo a permitir que a insolação das culturas citadas seja a
máxima possível. Desta forma, as leucenas encontravam-se com muitos galhos
laterais, e a poda objetivou a permanência do ramo mais desenvolvido (Figura 15).
Figura 15 – Leucena antes da realização da poda
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
32
Desta forma, o corte dos galhos laterais das leucenas foi realizado com o
auxílio de um tesourão de poda, de modo que sua lâmina estivesse situada na parte
superior dos mesmos (Figura 16).
Figura 16 – Corte dos galhos das leucenas com o tesourão de poda
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Após a realização da poda, os respectivos resíduos das árvores foram
depositados ao solo, com o intuito de abafar a matocompetição e disponibilizar
nutrientes ao solo (Figura 17).
Figura 17 – Leucenas podadas (A) e deposição dos resíduos ao solo (B)
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
A B
33
4.4 Condução do experimento
O objetivo do experimento realizado foi avaliar a germinação de sementes e
desenvolvimento da espécie Schizolobium parahyba (Vell.) Blake (guapuruvu) em
relação a diferentes quebras de dormência e formulações de substrato orgânico.
Conforme Vieira e Fernandes (1997), a quebra de dormência de sementes de
guapuruvu pode ser realizada com a imersão das sementes em água a uma
temperatura de 90°C durante um minuto, ou escarificação mecânica. Deste modo,
as técnicas de quebra de dormência das sementes de guapuruvu utilizadas no
experimento foram às citadas anteriormente, além da imersão das sementes em
água à temperatura ambiente pelo período de 24 horas.
Além disso, para cada tratamento de quebra de dormência, quatro
formulações de substratos orgânicos foram utilizadas, para avaliação do
desenvolvimento das futuras mudas (Tabela 1).
Tabela 1 – Composição da formulações de substratos utilizados no experimento
Tratamento
Casca de arroz carbonizada (%)
Húmus de minhoca (%)
Solo (%)
Composto de rúmen bovino (%)
1 30 10 60 -
2 33,3 33,3 33,3 -
3 33,3 - 33,3 33,3
4 30 25 20 25
Assim, uma bandeja com 54 tubetes, com o respectivo volume de 175 cm³,
representava um tratamento de substrato orgânico, e, uma mesa com 04 bandejas,
e 216 tubetes, representava um tratamento de quebra de dormência das sementes
de guapuruvu.
4.4.1 Preparação do substrato
Os componentes das formulações de substrato citadas foram primeiramente
peneirados em uma peneira rotativa, onde somente o componente peneirado na
malha fina foi utilizado. Desta forma, os componentes para cada formulação de
substrato foram homogeneizados em uma betoneira (Figura 18).
34
Figura 18 – Peneira rotativa (A) e betoneira utilizadas para a preparação do
substrato (B)
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
4.4.2 Quebra de dormência
A quebra de dormência das sementes de guapuruvu por escarificação
mecânica foi realizada em uma lixadeira para madeira, localizada na marcenaria da
propriedade. Assim, encostava-se a semente na lixa, que se movimentava
rapidamente, de modo a retirar somente o tegumento da semente (Figura 19).
Figura 19 – Processo de lixamento da semente (A) e semente lixada (B)
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Para a quebra de dormência por imersão em água quente, a água foi
aquecida em chaleira até atingir uma temperatura de 90°C, e para monitoramento da
A B
A B
35
sua temperatura, utilizou-se um termômetro com amplitude térmica - /+ 150°C. A
água quente foi despejada nas sementes que estavam em uma vasilha, e estas
permaneceram de molho por um minuto. Após o período de molho, as sementes
foram resfriadas com água a temperatura ambiente e transferidas para um pano, de
modo a absorver o excesso de umidade (Figura 20).
Figura 20 – Monitoramento da temperatura (A), resfriamento das sementes em água
a temperatura ambiente (B) e secagem das sementes (C) no processo de quebra de
dormência por imersão em água quente
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
Além disso, para a quebra de dormência à temperatura ambiente, as
sementes foram colocadas de molho em água à temperatura ambiente, durante 24
horas. Após o período de molho, as sementes foram escorridas, e postas em um
pano de modo a absorver o excesso de umidade (Figura 21).
A B
C
36
Figura 21 – Imersão das sementes em água à temperatura ambiente e secagem das
sementes (B) no processo de quebra de dormência por imersão em água à
temperatura ambiente
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
4.4.3 Plantio
Para o plantio das sementes de guapuruvu, os tubetes foram preenchidos
com substrato, que logo após foram apiloados, de modo a acomodar melhor o
substrato. Após a acomodação do substrato, foi realizado o plantio das sementes,
onde a parte do embrião foi posicionada para cima. Por último, foi adicionado
substrato aos tubetes, de modo a cobrir as sementes que estavam expostas (Figura
22).
Figura 22 – Preenchimento dos tubetes (A), apiloamento do substrato (B),
semeadura das sementes (C) e finalização da semeadura (D)
A B
A B
37
Fonte: Mariele Alves Ferrer, São Gabriel, RS, 2013.
Logo após o plantio, as mesas foram alocadas em uma estufa com irrigação
sistematizada por aspersores, onde foram irrigadas uma vez por dia, de modo que o
substrato permanecesse sempre úmido (Figura 23).
Figura 23 – Estufa utilizada para alocação das mesas e irrigação dos tubetes
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
4.4.4 Observações realizadas
Cinco dias após o plantio, as sementes correspondentes ao tratamento de
quebra de dormência por escarificação mecânica iniciaram seu processo de
germinação (Figura 24).
C D
38
Figura 24 – Germinação das sementes tratadas por escarificação mecânica
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
No tratamento de quebra de dormência por imersão em água a temperatura
ambiente, as sementes iniciaram seu processo germinativo 17 dias após o plantio
(Figura 25). Até o último dia de realização do estágio, as sementes correspondentes
ao tratamento de quebra de dormência por imersão em água quente não haviam
iniciado seu processo germinativo.
Figura 25 – Processo germinativo das sementes tratadas por imersão em água à
temperatura ambiente
Fonte: Autora, São Gabriel – RS, 2013.
39
5 CONCLUSÃO
Ao longo da realização do estágio supervisionado na empresa ATEAGRO, foi
possível aprender métodos básicos e fundamentais para a produção de plantas,
tanto ornamentais, quanto nativas, além da importância do cuidado e da
manutenção destas.
Em relação ao manejo de uma produção integrada, observou-se a
necessidade de união de espécies que sejam benéficas, tanto para a qualidade do
solo, bem como para as plantas de interesse comercial, como a espécie Leucaena
leucocephala (Lam.) de Wit (leucena).
Na produção de substratos orgânicos foi possível constatar a escassez de
manuais relacionados, de modo que a maioria do material encontrado para produção
de substratos recomendava a utilização de materiais sintéticos. Desta forma, torna-
se importante o desenvolvimento de estudos relacionados à produção de mudas
nativas com substratos orgânicos, e posterior publicação destes.
Sendo assim, pela criação da Universidade Federal do Pampa ser recente, e
pelo fato da autora ter ingressado na terceira turma de Engenharia Florestal, o
número de aulas práticas realizadas foi muito escassa, o que torna o
desenvolvimento das atividades citadas neste relatório de grande valia, ao passo
que estas nunca haviam sido realizadas pela autora.
40
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