Consulta Pública nº 38, de 22 de junho de 2009

Agência Nacional de Vigilância Sanitária

www.anvisa.gov.br

Consulta Pública nº 38, de 22 de junho de 2009. D.O.U de 30/06/09 A Diretoria Colegiada da Agência Nacional de Vigilância Sanitária, no uso das atribuições que lhe

confere o inciso IV do art. 11 e o art. 35 do Regulamento da ANVISA aprovado pelo Decreto nº 3.029, de 16 de abril de 1999, e tendo em vista o disposto no inciso V e nos §§ 1º e 3º do art. 54 do Regimento Interno aprovado nos termos do Anexo I da Portaria nº 354 da ANVISA, de 11 de agosto de 2006, republicada no DOU de 21 de agosto de 2006, em reunião realizada em 16 de junho de 2009, e

considerando que é responsabilidade da ANVISA a atualização e revisão periódica da Farmacopéia

Brasileira; considerando o Processo de Revisão de Monografias da Farmacopéia Brasileira por instituições de

ensino superior; considerando que devem ser observadas as especificações de qualidade determinadas pela

Farmacopéia Brasileira, para fins de controle de qualidade, registro e análises fiscais de produtos sujeitos ao regime de vigilância sanitária,

adota a seguinte Consulta Pública e eu, Diretor-Presidente, determino a sua publicação: Art. 1º Fica aberto, a contar da data de publicação desta Consulta Pública, o prazo de 30 (trinta) dias,

para que sejam apresentadas sugestões aos textos das monografias de plantas medicinais e derivados que foram objeto do Projeto de Revisão de Monografias da Farmacopéia Brasileira.

Art. 2º Informar que as monografias de plantas medicinais e derivados revisadas, listadas no Anexo,

estarão disponíveis, na íntegra, durante o período de consulta, no endereço eletrônico www.anvisa.gov.br. Art. 3º As contribuições deverão ser encaminhadas à ANVISA, identificando a monografia, a sugestão

e respectiva justificativa. Poderão ser encaminhadas por escrito para: Agência Nacional de Vigilância Sanitária/ DIMCB / Farmacopéia Brasileira, SIA, Trecho 5, Área Especial 57, Bloco D, 5º Andar - Brasília/DF, CEP 72.205-050, ou Fax: (061) 3462-6791 ou e-mail: [email protected].

Art. 4º Findo o prazo estipulado no Art. 1º, a Agência Nacional de Vigilância Sanitária submeterá à

Comissão da Farmacopéia Brasileira as contribuições enviadas para avaliação e os encaminhamentos devidos.

DIRCEU RAPOSO DE MELLO

Anexo – Lista de monografias revisadas de plantas medicinais e derivados 1 abacateiro 2 alcachofra 3 alcaçuz 4 alecrim, essência

5 Aloe vera, folhas

6 arnica

7 badiana

8 baunilha

9 barbatimão

10 beladona

11 chapéu-de-couro

12 crataegus

13 espinheira-santa

14 gengibre

15 guaraná, tintura

16 hamamélis, tintura

17 hortelã-pimenta, folhas

18 hortelã-pimenta, óleo essencial

19 lobélia

20 maracujá doce (Passiflora alata)

21 maracujá azedo (Passiflora edulis)

22 meimendro

23 melissa

24 muirapuama

25 pitangueira

26 quilaia

27 ratânia

28 ratânia, tintura

29 rauvólfia

30 sabugueiro

31 sabugueiro do Brasil

32 salgueiro branco

ANEXO A

Formulário para envio de contribuições em Consulta Pública

FORMULÁRIO PARA ENVIO DE CONTRIBUIÇÕES EM CONSULTA PÚBLICA

Apresentação e orientações Este Formulário possui a finalidade de enviar contribuições da sociedade para subsidiar a tomada de decisão sobre uma Consulta Pública elaborada pela Anvisa. Por favor, para o preenchimento do Formulário observe as instruções abaixo: • Após o preenchimento, este Formulário poderá ser enviado para a Anvisa por e-mail, fax ou correio, nos

endereços indicados na Consulta Pública. • Preencha todos os campos deste Formulário e envie seus comentários durante o período em que a

Consulta Pública estiver aberta ao recebimento de contribuições. • As contribuições recebidas fora do prazo, ou que não forem enviadas neste Formulário, não serão

consideradas na elaboração do texto final do regulamento. • A insuficiência ou imprecisão das informações prestadas neste Formulário poderá prejudicar a sua

utilização pela Anvisa. • As contribuições recebidas pela Anvisa serão publicadas e permanecerão à disposição de toda a

sociedade no sítio eletrônico da Anvisa na internet.

• Esse processo contribuirá para a transparência e participação da sociedade e auxiliará a Anvisa na elaboração do texto final do regulamento proposto.

Muito obrigado pela sua participação! FORMULÁRIO PARA ENVIO DE

CONTRIBUIÇÕES EM CONSULTA PÚBLICA Consulta Pública: nº _____ / ano ______ I. Identificação do participante Nome Completo:

_brdrsp Endereço:

Cidade: UF:

Telefone: ( ) Fax: ( ) E-mail:

1. Por favor, aponte abaixo qual o seu segmento. (Marque apenas uma opção) ( ) Consumidor (pessoa física) ( ) Associação ou entidade de defesa e proteção do consumidor ( ) Profissional de saúde (pessoa física) ( ) Entidade de classe ou categoria profissional de saúde ( ) Empresário ou proprietário de estabelecimento empresarial ( ) Associação ou entidade representativa do setor regulado ( ) Academia ou instituição de ensino e pesquisa ( ) Órgão ou entidade do Governo (Federal, Estadual ou Municipal) ( ) Outro. Especifique:

2. Como você tomou conhecimento desta Consulta Pública? (Pode marcar mais de uma resposta) ( ) Diário Oficial da União ( ) Site da Anvisa ( ) Ofício ou carta da Anvisa ( ) Outros sites ( ) Televisão ( ) Rádio ( ) Jornais e revistas ( ) Associação, entidade de classe ou instituição representativa de categoria ou setor da sociedade civil ( ) Amigos, colegas ou profissionais de trabalho ( ) Outro. Especifique:

3. De uma forma geral, qual sua opinião sobre a proposta em discussão? (Marque apenas uma opção) ( ) Fortemente favorável ( ) Favorável ( ) Parcialmente favorável ( ) Parcialmente desfavorável ( ) Desfavorável ( ) Fortemente desfavorável

II. Contribuições para a Consulta Pública

Texto atual publicado (quando houver)

Proposta (inclusão, exclusão ou nova redação)

Justificativa:



Justificativa:



Justificativa:



Justificativa:

Apêndice I Roteiro de instruções para Consulta Pública 1- A participação no procedimento de consulta pública far-se-á mediante identificação dos interessados e utilização de formulário próprio. 2 - O formulário para envio de contribuições estará disponível no site da Anvisa no endereço www.anvisa.gov.br e poderá ser retirado na sede da Agência em Brasília ou ser obtido por fax mediante solicitação do interessado junto ao setor responsável pela consulta pública, conforme indicado no respectivo ato de convocação. 3- Serão recebidas as contribuições entregues pessoalmente na sede da Agência em Brasília ou enviadas por e-mail, fax ou carta, conforme orientações disponibilizadas no ato de convocação da consulta pública. 4- Todas as contribuições recebidas serão examinadas pela Anvisa e permanecerão à disposição do público no site da Agência no endereço www.anvisa.gov.br. 5- Não serão consideradas as contribuições enviadas fora do prazo estabelecido, as contribuições sem identificação ou as contribuições não contidas no formulário correspondente. 6- Ao término do prazo da consulta e após deliberação da Diretoria Colegiada será disponibilizado relatório contendo a análise das contribuições e justificativa do posicionamento institucional. 7- A resultado da análise das contribuições poderá conter respostas consolidadas em blocos.

8 - O Relatório de Análise de Contribuições permanecerá disponível no site da Anvisa no endereço www.anvisa.gov.br e poderá ser retirado na sede da Agência em Brasília ou ser obtido por e-mail ou fax mediante solicitação do interessado junto ao setor responsável pela consulta pública, conforme indicado no respectivo ato de convocação. 9 – Após deliberação da Diretoria Colegiada também será disponibilizada a versão consolidada da minuta do ato normativo submetido à consulta pública. 10- As dúvidas relacionadas à consulta pública deverão ser esclarecidas ao público pelo setor responsável pela consulta, conforme indicado no respectivo ato de convocação.

ABACATEIRO Persea folium

Persea americana Mill. –LAURACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas secas contendo, no mínimo, 0,4% de flavonoides totais

espressos em apigenina e 0,14% de óleo essencial. SINONÍMIA CIENTÍFICA

Persea gratissima Gaertn. f. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

A folha é inodora e de sabor fracamente adstringente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

Folhas simples, elípticas, oblongas ou oval-acuminadas, semi-coriáceas, de margens inteiras, mais ou menos onduladas; lâmina com 8,0 cm a 20,0 cm de comprimentoe 4,0 cm a 9,0 cm de largura; pecíolo de até 5 cm de comprimento e 3 mm a 4 mm de largura na base; quando frescas são de cor verde-escura na face adaxial, pouco brilhantes e quase lisas, e de face abaxial de cor verde mais clara, fosca e um tanto áspera; folhas secas de coloração até castanho-clara. Nervura principal proeminente na face abaxial, com nervuras secundárias oblíquas, também proeminentes, dando origem às nervuras terciárias que se anastomosam em fina trama. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

O mesofilo é heterogêneo e assimétrico e a lâmina é hipoestomática. A epiderme voltada para a face adaxial é formada por células poligonais, pouco alongadas no sentido transversal, com cutícula espessa; em vista frontal mostra células de paredes levemente sinuosas e raros tricomas tectores unicelulares, curtos, de paredes espessas. A epiderme voltada para a face abaxial é formada por células menores, retangulares ou arredondadas, com paredes levemente convexas; em vista frontal a cutícula é granulosa; os estômatos são anomocíticos, com 3 a 4 células adjacentes; tricomas tectores frequentes em folhas jovens e raros em folhas adultas, semelhantes aos da epiderme adaxial. O mesofilo é formado por 1 ou 2 camadas de células paliçádicas, longas, apresentando um grande número de idioblastos secretores de mucilagem e óleo essencial, volumosos e arredondados. O parênquima esponjoso apresenta poucas camadas de células irregulares, alongadas, com grandes espaços intercelulares. A nervura principal mostra um feixe vascular grande, arqueado, envolvido por um periciclo fibroso desenvolvido. IDENTIFICAÇÃO

Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, como suporte, e mistura de acetato de etila: ácido fórmico: água (80:10:10, v/v/v) como fase móvel. Aplicar, separadamente, à placa, 10 μl da solução (1), recentemente preparada, descrita a seguir.

Solução (1): Preparar tintura 20% (g/v) das folhas pulverizadas com etanol a 65% por maceração

ou percolação. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Nebulizar a placa com

anisaldeído sulfúrico. Examinar sob luz visível. Observam-se cinco manchas principais de

coloração amarelada: na parte superior do cromatograma, uma mancha isolada e duas manchas bem próximas um pouco abaixo; na parte mediana do cromatograma, duas outras manchas próximas; na parte inferior, uma mancha de cor rósea e outra, mais abaixo, de cor azulada. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%. Água (V.4.2.3). No máximo 12%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 5%. Cinzas sulfatadas (V.2.10). No máximo 10%.

DOSEAMENTO

Óleos essenciais Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6). Utilizar balão de

1000 ml contendo 500 ml de água como líquido de destilação. Utilizar planta seca rasurada e não contundida. Proceder imediatamente à determinação do óleo essencial a partir de 100 g da droga rasurada. Destilar por 4 horas.

Flavonóides Totais Solução-mãe: pesar exatamente cerca de 0,5 g da droga pulverizada (800 µm) e colocar em balão

de fundo redondo de 100 ml. Acrescentar à droga 1 ml de solução aquosa de hexametilenotetramina 0,5%, 30 ml de solução etanol 50% e 2 ml de ácido clorídrico R. Aquecer em manta de aquecimento por 30 minutos, sob refluxo. Filtrar a mistura por algodão para balão volumétrico de 100 ml. Retornar o resíduo da droga e o algodão ao balão de fundo redondo, adicionar mais 30 ml de solução de etanol 50% e aquecer novamente, sob refluxo, durante 15 minutos. Filtrar novamente através de algodão para o mesmo balão volumétrico de 100 ml e repetiu-se a operação retornando novamente o resíduo da droga e o algodão para o balão de fundo redondo, adicionar 30 ml de solução de etanol 50% e aquecer, sob refluxo, por 15 minutos e filtrar para o mesmo frasco. Após resfriar, completar o volume do balão volumétrico de 100 ml com solução de etanol 50%.

Solução-amostra: Juntar 10 ml de solução-mãe em balão volumétrico de 25 ml com 2 ml de

solução de cloreto de alumínio 5% em solução de etanol 50% e completar o volume com solução de etanol 50%. Esperar 30 minutos para leitura.

Solução-branco: Tomar 10 ml de solução-mãe em balão volumétrico de 25 ml e completar o

volume com solução de etanol 50%. Fazer a leitura em espectrofotômetro a 425 nm. O teor de flavonóides totais, expressos em

apigenina por 100 g de droga seca, é calculado pela equação:

5,336).(250.

PDmAbsTFT−

=

Em que: TFT = teor de flavonóides totais Abs = Absorvância da solução-amostra Fator de diluição = 250 m = massa da droga (g) PD = Perda por dessecação Absortividade específica da apigenina = 336,5

EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipientes bem-fechados, protegidos da luz.

Persea americana Mill.- LAURACEAE. A. aspecto externo da folha; pl: pecíolo; lf: lâmina foliar; B. detalhe parcial da epiderme voltada para a face abaxial; pp: parênquima palicádico; ep: epiderme; cu: cutícula; cm: célula contendo mucilagem; tt: tricoma tector; C. detalhe parcial da epiderme voltada para a face adaxial; D. corte transversal da folha. cu: curícula; ep: epiderme; pp: parênquima palicádico; is: idioblasto secretor; pj: parênquimna esponjoso; fv: feixe vascular; es: estômato.

ALCACHOFRA

Cynarae folium

Cynara scolymus L.. – ASTERACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas secas, inteiras ou fragmentadas, contendo, no

mínimo .0,8% de ácido clorogênico (C16H18O9, peso molecular 354,3), calculado em relação ao material dessecado. CARACTERES ORGANOLÈPTICOS

As folhas apresentam sabor amargo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA As folhas são simples; as folhas jovens são sésseis e as folhas maduras apresentam um pecíolo curto. A folha totalmente desenvolvida varia de aproximadamente 70,0cm até 120,0cm de comprimento e 30,0cm a 55,0cm de largura. A lâmina é pinatisecta (ou partida), com margem dentada. A folha é pilosa, sendo o indumento mais desenvolvido, tipo adpresso e velutino na face abaxial e adpresso e pubescente na face adaxial. A coloração da face abaxial acaba ficando acinzentada ou esbranquiçada, enquanto a face adaxial verde. As nervuras, de maneira geral, são proeminentes na face abaxial e sinuosas, em seção transversal, em função do desenvolvimento dos feixes vasculares. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA Descrição microscópica A análise da folha seccionada revela sistema dérmico com faces adaxial e abaxial com apenas uma camada de células. A epiderme da face adaxial possui células mais volumosas em relação às da face abaxial. As células epidérmicas possuem paredes delgadas sem um espessamento predominante e cutícula delgada na face adaxial e quase imperceptível na face abaxial. A folha é anfiestomática e as células-guarda podem ocorrer abaixo ou ao mesmo nível que as demais células epidérmicas. Em vista frontal os estômatos são do tipo anomocítico. Tricomas tectores ocorrem em ambas as faces, sendo mais freqüentes na face abaxial, tais tricomas são unisseriados e pluricelulares; nas nervuras de maior calibre ocorrem junto às regiões da nervura onde se desenvolve clorênquima, não ocorrendo onde se diferencia o colênquima. Tricomas glandulares são freqüentes. Possuem uma célula basal, uma célula de pescoço bastante curta e duas séries de quatro a cinco células na cabeça glandular. Os tricomas na face adaxial possuem célula da base mais baixa em relação ás demais células epidérmicas, sendo que tais tricomas parecem ficar encaixados na

epiderme. Com relação ao mesofilo a folha é classificada como bifacial; duas a três camadas de células de parênquima paliçádico ocorrem na face adaxial e três a seis camadas se diferenciam como parênquima esponjoso. Espaços intercelulares ocorrem em ambas as faces, sendo mais desenvolvidos no parênquima esponjoso. O tecido mecânico que se diferencia nas nervuras é composto de colênquima, o qual ocorre junto aos feixes em ambas as faces da folha; nas nervuras de maior calibre ocorre colênquima lamelar em duas a três camadas abaixo da epiderme e, mais internamente, colênquima angular. O sistema vascular possui feixes vasculares colaterais. Atividade cambial restrita aos feixes ocorre nas nervuras de maior calibre. Nas nervuras maiores se desenvolvem grupos de feixes vasculares, em arranjo semicircular, em torno de parênquima; a degradação de parte desse parênquima da origem a uma nervura fistulosa. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São característicos: coloração verde-acinzentado; pelos tectores, com células longas e estreitas, formando emaranhados que se assemelham a hifas. Componentes do xilema, em sua maioria elementos de vaso e fibras, aparecem isolados ou ainda integrados a fragmentos de tecidos vasculares. Destacam-se fragmentos de tecido clorofílico, com cloroplastos evidentes e de tecido colenquimatoso, com paredes espessadas, predominando os do tipo angular. IDENTIFICAÇÃO

Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de água, ácido acético 5%, metanol e acetato de etila (0,5:1:3,5:6). como fase móvel. Aplicar, separadamente, à placa, em forma de banda, 10 µl das soluções recentemente preparadas, descritas a seguir.

Solução (1): adicionar 20 ml de uma mistura de etanol e água (4:6) a 2,0 g da droga pulverizada. Deixar em contato por duas horas, com agitação ocasional. Filtrar e reservar.

Solução (2) : dissolver 5 mg de ácido clorogênico em 10ml de metanol.

Solução (3) : dissolver 5 mg de rutina em 10 ml de metanol

Desenvolver o cromatograma. Remover a placa e deixar secar ao ar. Examinar sob luz ultravioleta (254nm). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta manchas na mesma altura que as obtidas com as soluções (2) e (3), com Rf de aproximadamente 0,53 (fluorescente verde-azulada, correspondente ao ácido clorogênico) e 0,72 (marrom alaranjada, correspondente a rutina), respectivamente. Outras manchas podem ser observadas no cromatograma obtido com a solução (1).

ENSAIOS DE PUREZA Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%.

Água (V.4.2.3). No máximo 12%.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 20%. DOSEAMENTO

Proceder conforme descrito em Cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo líquido provido de detector espectrofotométrico a 290 nm; pré-coluna empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano, coluna de 250 mm de comprimento e 4,6 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica octadecilsililizada com partículas de 5 µm de diâmetro.

Fase móvel: mistura de ácido acético 0,4% em água (80:20), com fluxo de 1 ml/min, à temperatura ambiente (18ºC a 25ºC).

Solução amostra: Adicionar 50 ml de metanol a 0,5 g da droga pulverizada (250µm) e aquecer, sob refluxo, a 70ºC, por 1 hora. Filtrar e transferir o filtrado para um balão volumétrico de 200 ml. Repetir o procedimento extrativo, juntar ao filtrado anterior e completar a 200 ml com água.

Solução referência: dissolver 12,5 mg de ácido clorogênico e transferir para balão volumétrico de 50 ml. Completar o volume com metanol. Transferir 5,0 ml dessa solução para balão volumétrico de 10 ml e completar o volume com a fase móvel.

Procedimento: injetar, separadamente, 20µl das soluções amostra e referência. Registrar os cromatogramas e determinar as áreas dos picos referentes ao ácido clorogênico na solução amostra e na de referência. Calcular a percentagem de ácido clorogênico presente na amostra a partir da comparação das áreas relativas obtidas com o ácido clorogênico na solução referência. Atribuir a percentagem de ácido clorogênico em relação à tomada de ensaio utilizada segundo a equação:

Em que: AC = porcentagem de ácido clorogênico A1 = área do pico correspondente ao ácido clorogênico no cromatograma obtido com a solução amostra; A2 = área do pico correspondente ao ácido clorogênico no cromatograma obtido com a solução referência; m1 = massa, em gramas, da amostra;

AC= A1 x m2 x p A2 x m1

m2 = massa, em gramas do ácido clorogênico na solução referência p = porcentagem de ácido clorogênico (substância de referência) declarada EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipientes, bem-fechados, ao abrigo da luz e calor. ROTULAGEM Observar a legislação vigente.

Figura 1 – Alcachofra (Cynara scolymus L.) - A. representação esquemática da folha em seção transversal; B. aspecto geral da nervura de terceira ordem apresentada na figura A: x = xilema, f = floema, co = colênquima, cl = clorênquima, p = parênquima, fi = região fistulosa; C. detalhe de porção da nervura, com feixe vascular, em seção transversal conforme destacado na figura B: x = xilema, f = floema, co = colênquima, p= parênquima; D. detalhe de porção da lâmina foliar em seção transversal conforme destacado na figura A: ep = epiderme, pp = parênquima paliçádico, pj = parênquima esponjoso, fv = feixe vascular, es = estômatos, ad = face adaxial, ab = face abaxial; E. detalhe de complexo estomático da face adaxial. cg = Célula-guarda, ep = epiderme, cs = câmara subestomática. Escalas: A (1mm), B (89μm), C (40μm), D (50μm), E (18μm).

Figura 2 – Alcachofra (Cynara scolymus L.) - A. detalhe de tricomas tectores (tt), ep = epiderme; B. detalhe de tricoma glandular (tg). ep = epiderme; C. tricomas flabeliformes; D. porção da epiderme abaxial da lâmina foliar, em vista frontal, com estômatos anomocíticos. cg = célula guarda; E. porção da epiderme adaxial da lâmina foliar, em vista frontal, com estômatos anomocíticos. cg = célula guarda; F – I. detalhes do pó; F. fragmento de nervura evidenciando o colênquima. co = colênquima; G. Fragmentos da epiderme em vista frontal; I. fragmentos de elementos de vaso com espessamento helicoidal. Escalas: A e B (32μm), C (100μm), D e E (50μm), F (25μm), G e I (40μm), H (62μm).

ALCAÇUZ

Liquiritiae radix

Glycyrrhiza glabra L.- FABACEAE A droga vegetal é constituída de raízes e estolões, com ou sem casca ( periderme), secos,

principalmente de Glycyrrhiza glabra L. var. glandulifera (Waldst. et. Kit.) Herder et Regel, contendo, no mínimo, 4,0 % de ácido glicirrizínico (Mol 822,93, C42H62O16) em relação ao material dessecado. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

A droga possui odor característico e ligeiramente aromático; sabor doce, fracamente adstringente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA Os caules analisados possuem entre 1 e 4 centímetros de diâmetro. A periderme possui coloração castanha; a seção do órgão mostra uma coloração em amarelo claro com a região cambial marcada como uma linha delgada e coloração castanha. A casca é rugosa, marcada por fissuras e estrias longitudinais, sem descamação de tecido. A quebra do órgão revela odor suave e típico, cujo local de quebra é irregular e fibroso. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA No caule a periderme possui dez a 18 camadas de células de felema com paredes espessadas e suberizadas; as paredes radiais são curtas e apresentam usualmente pares de pontoação simples bem desenvolvidas. Em determinados trechos ocorrem grupos de células não espessadas entre camadas de células de súber, onde se observa descamação de tecido peridérmico, exceto em tais regiões e na superfície a periderme se desenvolve como um tecido compacto. O felogênio é, aparentemente, unifacial. O parênquima abaixo da periderme possui células poliédricas e de volume similar, com espaços intercelulares; diversas células acumulam drusas ou monocristais de oxalato de cálcio; o restante das células acumula grãos de amido simples. O sistema vascular possui estrutura típica em função da atividade cambial ocorrer através de um câmbio fascicular e interfascicular com atividade diferenciada; o câmbio fascicular produz células do sistema axial apenas, tecido de condução e fibras além de parênquima, já o câmbio interfascicular produzindo apenas células do sistema radial. O câmbio fascicular produz grupos de fibras, sendo algumas septadas com monocristais de oxalato de cálcio, com paredes espessadas alternadas com células de parênquima e elementos de vaso os quais em seção podem estar solitários ou em grupos de dois a quatro poros. Os raios parenquimáticos podem ter de dois a sete células de largura, onde ocorre acumulo de grãos de amido simples. Os elementos de vaso são relativamente curtos e formam vasos

conectados através de placas de perfuração simples; as pontoações possuem contorno hexagonal, são alternas com abertura horizontal. No floema também se diferenciam os dois tipos de fibras descritos acima. No floema secundário se observa grande proliferação do parênquima radial formando um tecido de dilatação. A região medular apresenta-se parenquimática, onde ocorrem células contendo drusas ou monocristais e células contendo grãos de amido simples de forma predominante DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São característicos: coloração amarelada do pó processado a partir do caule; grãos de amido simples, de tamanhos variados, isolados, agrupados ou ainda no interior de células parenquimáticas e cristais de oxalato de cálcio. A forma predominante observada são os monocristais tetragonais e os do tipo drusa, mostrando uma grande variedade de monocristais de formas e tamanhos diferentes, em virtude, provavelmente, da moagem levando a uma perda da configuração inicial dos cristais. Como elementos isolados, podem ser descritas, ainda, fibras e alguns elementos de vaso do xilema, frequentemente pontoados. Compondo fragmentos íntegros, agrupamentos de células de parênquima com grãos de amido, na maioria tendendo a ovais. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e a fase superior da mistura de acetato de etila, hidróxido de amônio 1 M e etanol absoluto (60:27:3) após 5 minutos de repouso. Aplicar, separadamente, à placa, em forma de banda, 10 µl das soluções recentemente preparadas, descritas a seguir. Solução (1): extrair 1 g da droga pulverizada (180 um) com 20 ml de diclorometano por 15 minutos. Filtrar, preservar o resíduo para preparo da solução (2), evaporar o filtrado à secura e redissolver em 2 ml de uma mistura de diclorometano e metanol (1:1). Solução (2) :juntar 30 ml de ácido sulfúrico 0,5 M ao resíduo da solução (1), aquecer sob refluxo por 1 hora, esfriar, extrair 2 vezes com 20 ml de diclorometano. Reunir os extratos orgânicos e secar sobre sulfato de sódio anidro, filtrar e evaporar até secura. Redissolver em 2 ml de mistura de diclorometano e metanol (1:1). Solução referência (3) : ácido glicirretínico 1% (p/V) em mistura de diclorometano e metanol (1:1).

Desenvolver o cromatograma. Após secagem da placa, examiná-la sob luz ultravioleta (254nm). O cromatograma obtido com a solução (2) apresenta mancha na mesma altura que o obtido com a solução referência (3) (Rf aproximadamente 0,10) O cromatograma obtido com a solução (2) apresenta mancha que não é visível no cromatograma da solução (1). Nebulizar a placa com anisaldeído SR e aquecer em estufa a 100ºC -110ºC por 10 minutos. As manchas correspondentes ao ácido glicirretínico apresentam coloração azul-violácea. Uma ou duas manchas ( Rf= 0,60) aparentes sob luz visível antes da nebulização, tornam-se amarelo-alaranjadas. Outras manchas

azul-violáceas podem ser visualizadas nas soluções (1) e (2).A mancha correspondente ao ácido glicirretínico obtida com a solução (2) e, pelo menos, de dimensão e intensidade iguais à mancha do cromatograma da solução referência (3). B. Misturar pequena alíquota da droga em pó com 0,05 ml de ácido sulfúrico. Algumas partículas de pó coram-se de amarelo-alaranjado a castanho-alaranjado. ENSAIOS DE PUREZA Água (V.4.2.3). No máximo 10%.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 7% DOSEAMENTO Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1) associada à espectrofotometria de absorção no ultravioleta. Para a análise de triterpenos, utilizar placa preparativa de sílica-gel GF254 com espessura de 0,5 mm como suporte e a fase superior da mistura de acetato de etila, hidróxido de amônio 1 M e etanol (60:27:3) após 5 minutos de repouso, como fase móvel. Aplicar separadamente na placa, em forma de bandas, 50 µl das soluções amostra e referência descritas a seguir. Solução amostra : extrair 1 g da droga pulverizada com 25 ml de ácido clorídrico 1 M e 2,5 ml de dioxana em balão de fundo redondo. Aquecer a mistura em refluxo por 2 horas. Esfriar e filtrar, desprezando o filtrado. Lavar o frasco e o filtro com 5 porções de 20 ml de água, desprezando os líquidos de lavagem. Secar o frasco e o filtro a 105ºC por 20 minutos. Transferir o papel filtro para o frasco e juntar com 50 ml de diclorometano. Ferver sob refluxo por 5 minutos e filtrar a solução ainda quente. Repetir a extração com 2 porções de 25 ml, filtrando as soluções para o frasco coletor. Extrair novamente com 25 ml de diclorometano, do mesmo modo. Evaporar os extratos orgânicos à secura em frasco de 50 ml. Retomar o resíduo quantitativamente com mistura de diclorometano e metanol (1:1) e transferir a solução para um balão volumétrico de 10 ml. Lavar o recipiente 2 vezes com 10 ml de diclorometano e evaporar até 2 ml. Transferir essa solução para o balão volumétrico e diluir a 10 ml com a mistura de diclorometano e metanol (1:1). Solução referência: ácido glicirretínico 1% (p/V) em mistura de diclorometano e metanol (1:1). Solução branco: na parte da placa que permaneceu livre de bandas de aplicação na partida, marcar uma área na posição e dimensão correspondentes às áreas delimitadas da solução de referência. Remover a fase estacionária, tratar como descrito para solução amostra e utilizar como líquido de compensação no doseamento.

Desenvolver o cromatograma, deixar a placa secar e observar sob luz ultravioleta (254nm), delimitando as manchas correspondentes ao ácido glicirretínico nos cromatogramas obtidos com a solução amostra e a solução referência por retângulos que incluam as manchas. Remover, por raspagem cuidadosa, a sílica das áreas delimitadas e transferir separadamente para frascos de 25 ml de capacidade providos de tampa. Em cada frasco, juntar 5 ml de etanol e agitar por 15 minutos. Filtrar cada solução para um balão volumétrico de 10 ml, lavar o filtro e completar a 10 ml com etanol. Determinar a absorvância das soluções etanólicas do ácido glicirretínico separados dos cromatogramas das soluções amostra e referência, a 250 nm usando a solução branco como líquido de compensação. Calcular o teor de ácido glicirretínico na droga, pela expressão:

AG = A1 x m2 X C A2 x m1

AG = ácido glicirretínico na droga ( % m/m) A1 = absorvância da solução amostra A2 = absorvancia da solução referência m1 = massa, em gramas, da droga em ensaio m2 = massa, em gramas, do ácido glicirretínico de referência C = teor declarado de ácido glicirretínico de referencia


Em recipientes, bem-fechados, ao abrigo da luz e calor. ROTULAGEM Observar a legislação vigente. __________________________________________________________________________ XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Anisaldeido SR Preparação – Misturar 25 ml de ácido acético glacial com 25 ml de etanol, adicionar 0,5 ml de anisaldeido e 1 ml de ácido sulfúrico.

Figura – Alcaçuz (Glycyrrhiza glabra L.) A. representação esquemática de porção caulinar; B. aspecto geral, em seção transversal, de porção da periderme e floema secundário. pe = Periderme, fe = felogênio =, pe =parênquima, ff = fibras de floema; C. detalhe da periderme em seção transversal, mostrando o felema (fm) e o felogênio (fe); D. detalhe de porção xilema secundário em seção longitudinal, eve = elementos de vaso com espessamento pontoado, f = fibras, ic = idioblasto cristalino com cristais de oxalato de cálcio, rp =

raio parenquimático; E. detalhe de células de parênquima contendo grãos de amido (ga); F – I detalhes do pó; F. agrupamentos de grãos de amido; G. Fragmento de elemento de vaso com espessamento parietal do tipo pontoado; H. monocristal de oxalato de cálcio; I. Fibra. Escalas: A (2cm), B (170μm), C (20μm), D (300μm), E (15μm), F (30μm), G (75μm), H (20μm), I (107μm)

ESSÊNCIA DE ALECRIM Oleum rosmarini aethereum

Rosmarinus officinalis L. - LABIATAE

DEFINIÇÃO A essência de alecrim é obtida pela destilação em corrente de vapor d’água das sumidades

floridas e frescas do Rosmarinus officinalis Linné- LABIATAE.

CARACTERES Líquido incolor ou de cor levemente amarelo-esverdeada, muito móvel, de odor forte, característico e sabor aromático, canforáceo e amargo. IDENTIFICAÇÃO

A. Examine o cromatograma obtido através do perfil cromatográfico da solução amostra. Os picos característicos no cromatograma obtido com a solução amostra deverão ter tempos de retenção similares àqueles obtidos com o cromatograma da solução referência ou a identificação confirmada com a cromatografia gasosa acoplada a detetor seletivo de massas.

Solução amostra: dissolver 0,2 ml do óleo essencial de alecrim em 1 ml de n-hexano R e

guardar sob refrigeração e no escuro. Solução referência: dissolver 20 µl de α-pineno R, 10 mg de canfeno R, 20 µl de β-

pineno R, 10 µl de β-mirceno R, 20 µl de limoneno R, 50 µl de cineol (eucaliptol) R, 10 µl de p-cimeno R, 50 mg de cânfora R, 30 mg de acetato de bornila R, 10 mg de α-terpineol R, 10 mg de borneol R e 10 µl de verbenona R em 10 ml de n-hexano R e guardar sob refrigeração e no escuro.

B. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1.), utilizando cromatoplaca de sílica-gel GF254, como fase estacionária, e diclorometano 100%, como fase móvel. Aplicar na cromatoplaca, separadamente, em forma de banda 10 μl da solução amostra e 10 μl da solução de referência, preparados como segue. Solução amostra:diluir 0,5 mL da substância a ser examinada em acetato de etila R e completar o volume com o mesmo solvente a 10 ml. Solução referência: dissolver 50 mg de borneol, 50 mg de acetato de bornila e 100 μl de cineol em acetato de etila R e completar o volume com o mesmo solvente a 10 ml. Desenvolver o cromatograma em percurso de aproximadamente 15 cm. Deixar a placa secar ao ar livre e borrificar com uma solução de p-anisaldeido, seguida de aquecimento em estufa a 100-105 ºC durante 10 min. O cromatograma obtido com a solução referência, deverá apresentar no terço inferior da placa uma mancha de coloração verde intenso com borda amarelada (borneol) e no terço mediano duas manchas de intensidade média, sendo uma de

coloração violeta (cineol) e outra de coloração verde com borda amarelada (acetato de bornila). O cromatograma da solução amostra deverá apresentar duas manchas verde com borda amarelada, sendo uma de intensidade mediana, correspondente ao borneol no cromatograma da solução referência e outra de baixa intensidade, correspondente ao acetato de bornila no cromatograma da solução referência. Uma mancha violeta intenso, corresponderá ao cineol, obtido no cromatograma da solução referência. No terço superior da placa deverá apresentar uma mancha vermelho intenso. ENSAIOS DE PUREZA Índice de acidez (V.3.3.7) No máximo 1%. Densidade relativa (V.2.5) A 20 oC, no mínimo, 0,894 e, no máximo, 0,912. Poder rotatório (V.2.8) No mínimo, -5º e, no máximo, +15º. Índice de refração (V.2.6) A 20 oC, no mínimo, 1,460 e, no máximo, 1,476. PERFIL CROMATOGRÁFICO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (V.2.17.5), em aparelho equipado

com coluna capilar de 60 m de comprimento e 0,25 mm de diâmetro interno, preenchida com polietilenoglicol, com espessura de filme de 0,25 µm. Utilizar detetor de ionização em chamas. A temperatura do injetor deverá ser ajustada para 200 ºC, a temperatura do detetor para 240 ºC e a temperatura da coluna programada para iniciar em 50°C/10 min, com incrementos de 2°C/min até 200°C/25 min (total: 110 min). Hélio purificado deverá ser usado como gás de arraste (1 ml/min); como gases auxiliares à chama do detetor, utilizar nitrogênio, hidrogênio e ar sintético na razão 1:1:10, respectivamente.

Procedimento: injetar volume de 1 µl no cromatógrafo a gás, utilizando divisão de fluxo de 1:50 e a concentração relativa obtida por integração eletrônica pelo método de normalização.

Examine o cromatograma obtido através do perfil cromatográfico da solução amostra. Os picos característicos no cromatograma obtido com a solução amostra deverão ter tempos de retenção similares àqueles obtidos com o cromatograma da solução referência ou a identificação confirmada com a cromatografia gasosa acoplada a detetor seletivo de massas operando nas mesmas condições que a cromatografia a gás com detetor de ionização em chamas.

Solução amostra: dissolver 0,2 ml do óleo essencial de alecrim em 1 ml de n-hexano R e

guardar sob refrigeração e no escuro. Solução referência: dissolver 20 µl de α-pineno R, 10 mg de canfeno R, 20 µl de β-

pineno R, 10 µl de β-mirceno R, 20 µl de limoneno R, 50 µl de cineol (eucaliptol) R, 10 µl de p-cimeno R, 50 mg de cânfora R, 30 mg de acetato de bornila R, 10 mg de α-terpineol R, 10 mg de borneol R e 10 µl de verbenona R em 10 ml de n-hexano R e guardar sob refrigeração e no escuro.

Verificar a presença no cromatograma obtido com a solução amostra dos seguintes compostos:

Cineol: Mínimo 16%. Cânfora: Mínimo 5%.

O cromatograma, poderá ainda, apresentar os seguintes compostos: acetato de bornila,

borneol, α-pineno, canfeno, β-pineno, β-mirceno, limoneno, p-cimeno, α-terpineol e verbenona.

EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipientes de vidro ou metal, bem-fechados, ao abrigo da luz e do calor. ______________________________________________________________________ XII.2 REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Reagente revelador de p-anisaldeido

Misturar 1 ml de p-anisaldeido R e 1 ml de ácido sulfúrico concentrado R, em proveta de 50 ml. Completar o volume com ácido acético glacial R.

CROMATOGRAMA DO ALECRIM ESSÊNCIA (cromatograma obtido por cromatografia gasosa acoplada à detetor de massas)

ALOE Aloe vera folium

Aloe vera (L.) Burm.f. - ASPHODELACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas frescas de Aloe vera (L.) Burm. f., contendo gel incolor, mucilaginoso, obtido das células parenquimáticas, constituído de, no mínimo, 0,3% de carboidratos totais. SINONÍMIA CIENTÍFICA Aloe barbadensis Mill. SINONÍMIA VULGAR Babosa, aloé. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS A droga apresenta sabor ligeiramente amargo, sendo incolor e inodoro. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA Folhas suculentas, lanceoladas, agudas, verde-glaucas, com manchas esbranquiçadas quando jovens, medindo de 15 cm a 60 cm de comprimento e cerca de 7 cm na base na face adaxial e 10 cm na face abaxial, quando adultas. A face adaxial, vista em secção transversal, é côncava e a face abaxial convexa. Os bordos foliares são dentado-espinhosos, apresentando acúleos esbranquiçados pequenos, perpendiculares à lâmina. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

A folha, em secção transversal, mostra estrutura isobilateral. Apresenta uma única camada epidérmica, recoberta externamente de espessa cutícula ondulada. As células desta camada são achatadas tangencialmente, sendo que algumas apresentam maior comprimento do que altura, enquanto que em outras estes parâmetros se aproximam. Em vista frontal, as células mostram-se redondo-poligonais. A folha é anfiestomática e os estômatos numerosos, do tipo tetracítico, dispondo-se ao mesmo nível das demais células epidérmicas, com cutícula mostrando uma leve projeção na região do ostíolo. A câmara subestomática possui tamanho correspondente a uma ou duas camadas de células do clorênquima. A secção transversal da lâmina foliar mostra duas zonas distintas, a mais externa verde e a mais interna incolor e mucilaginosa. Abaixo da epiderme pode ocorrer uma primeira camada distinta de células clorenquimáticas, em forma de paliçada, e várias camadas (13 a 18) de células clorenquimáticas, arredondadas ou irregularmente poliédricas (poligonais), ricas em cloroplastídeos e amido, além de idioblastos contendo feixes de ráfides de oxalato de cálcio. Freqüentemente não se observa distinção de forma entre as camadas do clorênquima. A quantidade de cloroplastídeos e de amido diminui nas células próximas ao parênquima aqüífero. Na zona de contato entre o clorênquima e o parênquima aqüífero ocorrem feixes vasculares, do tipo colateral, alternados com 3 a 5 células do clorênquima. Na região da margem foliar este número de células clorenquimáticas pode ser maior. Os feixes vasculares dispõem-se em linha paralela à epiderme e são separados dela por 10 a 16 camadas de células clorenquimáticas. A porção superior de cada feixe encontra-se em contato com o clorênquima e as porções mediana e inferior penetram no parênquima aqüífero. Os feixes vasculares são envolvidos por uma bainha parenquimática formada por células pequenas, hexagonais, contendo amido. Internamente a esta camada e próximo ao floema, encontra-se uma agrupamento de 3 a 5 células muito grandes, além de outras menores, poliédricas, um pouco alongadas em direção ao eixo da folha, e de paredes finas, chamadas células aloéticas ou tecido aloífero, repletas de látex amarelo, viscoso, denominado de líquido aloético ou suco de aloe. No momento em que a folha é seccionada transversalmente há o extravasamento do líquido aloético proveniente de cada feixe. O floema é externo e pouco desenvolvido, e o xilema é formado por dois ou três/quatro elementos traqueais com algumas fibras. No bordo da lâmina algumas células podem apresentar paredes mais espessadas. O parênquima fundamental é do tipo aqüífero, ocupando geralmente 75% da espessura da lâmina, sendo formado por células muito grandes em relação às do clorênquima, incolores, de paredes finas, cheias de mucilagem, dispostas perpendicularmente à epiderme. Células com ráfides de oxalato de cálcio também ocorrem neste parênquima. IDENTIFICAÇÃO Proceder conforme descrito em cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de tolueno e acetato de etila (90:10), como fase móvel. Aplicar, separadamente, à placa, em forma de barra, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2) recentemente preparadas, descritas a seguir.

Solução (1): transferir 2 ml de gel líquido de aloe para balão volumétrico de 5 ml, completar o volume com metanol e aquecer em banho-maria (60 ºC) sob agitação durante 10 minutos. Solução (2): dissolver 2 mg de beta-sitosterol em 1 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa e secar ao ar. Nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e deixar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 5 a 10 minutos. O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta uma mancha principal de coloração azulada, na mesma altura que a obtida com a solução (2), (Rf 0,31 aproximadamente). ENSAIOS DE PUREZA Água (V.4.2.3): No máximo 98%. DOSEAMENTO Carboidratos totais Solução-mãe: transferir 1 ml de gel líquido de aloe para balão volumétrico de 100 ml, completar o volume com água. Homogeneizar por turbolização durante 5 minutos. Solução amostra: transferir 200 μl da solução-mãe para tubo de ensaio, completar o volume para 0,5 ml com água e deixar em banho de gelo. Adicionar 0,5 ml de solução de fenol a 5% e 2 ml de ácido sulfúrico concentrado. Agitar bem e deixar em repouso a temperatura ambiente por 30 minutos. Solução branco: transferir 0,5 ml de água para tubo de ensaio e deixar em banho de gelo. Adicionar 0,5 ml de solução de fenol a 5% e 2 ml de ácido sulfúrico concentrado. Agitar bem e deixar em repouso a temperatura ambiente por 30 minutos. Curva de calibração: preparar solução padrão de glicose 200 μg/ml. Distribuir alíquotas de 50, 100, 200, 300, 400 e 500 μl desta solução em tubos de ensaio e completar o volume para 0,5 ml com água, obtendo-se as seguintes concentrações 10; 20; 40; 60; 80 e 100 μg/ml, e deixar em banho de gelo. Adicionar 0,5 ml de solução de fenol a 5% e 2 ml de

ácido sulfúrico concentrado. Agitar bem e deixar em repouso a temperatura ambiente por 30 minutos. Medir a absorvância da solução amostra e da curva de calibração em 490 nm (V.2.14), 30 minutos após o seu preparo, utilizando a solução branco para o ajuste do zero. Calcular o teor de carboidratos totais da amostra a partir da equação da reta obtida com a curva de calibração da glicose. O resultado é expresso em percentagem de carboidratos totais, calculados como glicose, por 100 ml de droga. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de fenol 5% Preparação – dissolver 5 g de fenol em 100 ml de água. Solução de anisaldeído sulfúrico Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico.

Legenda: Figura 1: Aloe vera L. - A. aspecto geral da planta sem a inflorescência; B. aspecto geral de uma folha; C. vista frontal da epiderme voltada para a face adaxial; es: estômatos; D. vista frontal da epiderme voltada para a face abaxial; es: estômatos; E. aspecto geral da folha em secção transversal; cl: clorênquima; cu: cutícula; ep: epiderme; pa: parênquima aqüífero; fv: feixe vascular; F. detalhe da porção assinalada em E; cal: célula aloífera; cl: clorênquima; cu: cutícula; ep: epiderme; es: estômato; f: floema; fv: feixe vascular; ga: grão de amido; pa: parênquima aqüífero; r: ráfides; x: xilema. As réguas correspondem em A a 6 cm, em B a 2 cm; em C, D e F a 100 μm e em E 1 mm.

ARNICA Arnicae flos

Arnica montana L. - ASTERACEAE A droga é constituída pelos capítulos florais secos, inteiros ou parcialmente fragmentados. Deve

conter no mínimo 0,4 % m/m de sesquiterpenos lactônicos totais expressos em tiglato de helenalin, calculado com referência a droga seca. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

Odor aromático e agradável; sabor acre e amargo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

As flores estão agrupadas em inflorescências do tipo capítulo heteromorfo, de coloração amarelo-alaranjada. O capítulo é constituído por um pedúnculo, um receptáculo, flores radiais liguladas e flores do disco tubulosas. O capítulo, quando fechado, mede cerca de 2 cm de diâmetro e quando com as flores radiais distendidas, mede de 5 cm a 6 cm de diâmetro. O pedúnculo, quando presente, mede de 2 cm a 3 cm de comprimento. O receptáculo, quando privado das flores, tem um diâmetro entre 6 mm e 10 mm e uma profundidade de 15 mm e é levemente convexo, alveolado e recoberto de tricomas brancos, curtos e duros. O receptáculo apresenta um invólucro constituído por 18 a 24 brácteas ovalado-lanceoladas, veludosas na face abaxial, dispostas em 1 ou 2 séries imbricadas. Cada bráctea involucral apresenta ápice agudo e bordo inteiro, ciliado, medindo de 8 mm a 10 mm, mais raramente até 15 mm de comprimento. As brácteas internas têm cor verde parda e são mais curtas; as brácteas externas são verdes; ambas apresentam a face abaxial recoberta de tricomas verde-amarelados, visíveis com lente. As flores liguladas radiais são zigomorfas e femininas, em número de 14 a 20, e medem de 20 mm a 30 mm de comprimento. Cada flor ligulada apresenta um cálice reduzido, denominado papus, o qual é formado por uma série de cerdas esbranquiçado-amareladas grossas, rígidas, medindo de 4 mm a 8 mm de comprimento. O limbo da corola é oblongo, de cor amarelo-alaranjada e apresenta de 7 a 10 nervuras paralelas, culminando em 3 lóbulos pequenos e desiguais. Os estames não são completamente desenvolvidos, sendo, portanto, estaminódios, e apresentam anteras livres. O ovário é ínfero, estreito, de coloração parda, mede de 4 mm a 5 mm de comprimento e apresenta 4 ou 5 arestas longitudinais pouco evidentes, além de um estilete bifurcado em 2 ramos estigmáticos curvos e reflexos. As flores tubulosas do disco são actinomorfas e perfeitas, em número muito maior do que as flores liguladas, e medem até 15 mm de comprimento. Cada flor tubulosa apresenta um cálice reduzido, denominado papus, o qual é formado por uma serie de cerdas esbranquiçado-amareladas rígidas, com até 8 mm de comprimento. A corola é curta, de coloração amarelo-alaranjada, mede cerca de 8 mm de comprimento e tem 5 lobos triangulares reflexos. Os estames são 5, férteis e estão soldados pelas anteras formando um tubo; as tecas são elipsoidais e o conetivo prolonga-se numa escama triangular. O ovário é ínfero, estreito, de coloração parda, mede de 4 mm a 8 mm de comprimento e apresenta 4 ou 5 arestas longitudinais visíveis, além de um estilete bifurcado em 2 ramos estigmáticos curvos e reflexos. Os frutos, quando presentes, são aquênios pardos, coroados ou não pelo papus.

DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

As brácteas involucrais, em vista frontal, apresentam a face abaxial da epiderme com células de paredes anticlinais onduladas e estômatos do tipo anomocítico; face adaxial com células alongadas, de paredes anticlinais poligonais a pouco onduladas, sem estômatos. Na face abaxial encontram-se diferentes tipos de tricomas: abundantes tricomas tectores unicelulares ou bicelulares, pontiagudos, formados por células de paredes pouco espessada, geralmente retos, sendo os tricomas bicelulares formados por uma célula proximal curta e uma distal mais longa, ligadas entre si por uma parede inclinada; raros tricomas tectores pluricelulares, unisseriados, com 3 a 10 células, formados por 1 a 3 células proximais curtas e 2 a 4 células distais longas, tricomas tectores pluricelulares unisseriados, particularmente abundantes nas margens das brácteas; tricomas tectores pluricelulares com células proximais de tamanho uniforme e célula distal mais longa; tricomas glandulares numerosos, com pedicelo uni ou bisseriado, com cabeça glandular grande, globosa ou ovóide, pluricelular, abundantes na face abaxial; tricomas glandulares com o mesmo aspecto descrito, porém mais curtos, com pedicelo unisseriado, mais frequentes na face adaxial; raros tricomas glandulares de aspecto claviforme. Em secção transversal, a bráctea apresenta um parênquima fundamental frouxo, com feixes vasculares correspondentes às nervuras de cada bráctea. O receptáculo, em vista frontal, apresenta epiderme semelhante à das brácteas, com tricomas tectores de 2 a 5 células. Em secção transversal, observa-se um parênquima fundamental frouxo, com feixes vasculares e canais secretores. As cerdas do cálice, na forma de papus, são compostas cada uma por 2 a 3 fileiras de células alongadas, agudas na porção distal, e por um maior número de fileiras de células na porção proximal; estas células assemelham-se às células dos tricomas geminados, com suas extremidades distais agudas, expostas e livres, orientadas em direção ao extremo distal da cerda. A corola da flor ligulada, em vista frontal, apresenta epiderme da face adaxial com células de paredes anticlinais poligonais, papilosas, principalmente na porção distal e mediana da lígula, com papilas curtas e arredondadas, sendo visíveis estrias epicuticulares e gotas lipídicas; a epiderme da face abaxial apresenta células de paredes anticlinais alongadas, quase retas, mas visivelmente onduladas na porção distal. Os estômatos são anomocíticos. Na face abaxial, especialmente na região do tubo, ocorrem tricomas de diferentes tipos: tricomas tectores unisseriados e pluricelulares, formados por 4 ou 5 células, de tamanho mais ou menos igual e de paredes pouco espessadas, com a célula distal pontiaguda; tricomas tectores unisseriados e pluricelulares, formados por 1 a 3 células proximais de paredes espessadas e 2 a 4 células distais de paredes delgadas; tricomas glandulares de pedicelo unisseriado e pluricelular, com cabeça globosa unicelular a pluricelular; tricomas glandulares de pedicelo bisseriado e pluricelular, com cabeça globosa bisseriada, bicelular a pluricelular. Em secção transversal, o mesofilo é formado por um parênquima frouxo, atravessado longitudinalmente ao eixo da lígula por feixes vasculares em igual número aos das nervuras paralelas. A corola da flor tubulosa, em vista frontal, apresenta epiderme com células de paredes anticlinais levemente onduladas nas duas faces da porção distal das pétalas, e mais poligonais na porção mediana, as células da região do tubo têm paredes anticlinais poligonais; na porção distal e triangular de cada pétala ocorrem papilas digitiformes. Gotas lipídicas podem estar presentes. As flores de corola tubulosa apresentam os mesmos tipos de tricomas que aqueles encontrados nas flores de colora ligulada. As anteras, em secção transversal, mostram um endotécio espessado nas paredes laterais. A escama triangular da extremidade distal do conetivo apresenta, em vista frontal, células de paredes anticlinais retas e espessadas. Os grãos de pólen são triporados, arredondados, com exina equinada, e medem cerca de 30 µm. O ovário, em vista frontal, apresenta epiderme com células alongadas, recoberta de tricomas glandulares de pedicelo curto e cabeça claviforme a

globosa, pluricelular, com até 8 células dispostas em 2 fileiras, e de tricomas tectores pluricelulares, bisseriados, com células geminadas, cujas paredes adjacentes são pontoadas, pouco espessadas, e com porção celular distal aguda e às vezes bífida. A parede do ovário pode mostrar placas reticuladas de cor castanha ou preta, devido à presença de fitomelanina. Os ramos estigmáticos do estilete apresentam em sua porção distal tricomas unicelulares cônicos, pontiagudos. Sob o tapete formado por estes tricomas observam-se papilas arredondadas. O fruto, quando presente, tem as mesmas características epidérmicas do ovário, principalmente os dois tipos de tricomas e as placas de fitomelanina evidentes. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. Examinar ao microscópio utilizando solução de hidrato de cloral R. São característicos: porções de epiderme das brácteas involucrais com estômatos e tricomas como os descritos, mais abundantes na face abaxial; tricomas ou seus fragmentos, conforme descritos; fragmentos de corolas liguladas, com tricomas conforme descritos; fragmentos da porção distal da corola ligulada cobertos de papilas arredondadas; fragmentos de corolas tubulosas com tricomas conforme descritos; fragmentos da porção distal da corola tubulosa cobertos de papilas digitiformes; fragmentos de ovário com os dois tipos de tricomas característicos, como descritos acima; porções do papus ou fragmentos de cerdas do papus conforme descritos; grãos de pólen triporados, arredondados, com exina equinada. IDENTIFICAÇÃO

Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando gel de sílica GF254 como suporte, e mistura de ácido fórmico anidro R, água R, etilmetilcetona R e acetato de etila R (10:10:30:50 V/V/V/V) como fase móvel num percurso de 15 cm. Aplique, separadamente, na placa, em traços de 20 mm por 3 m, a 1 cm de distância 15 µl das soluções a seguir respectivamente:

Solução problema: Introduza 2,0 g da amostra pulverizada num gral de 25 ml e junte 10 ml de

metanol R. Agueça com agitação em banho-maria a 60 ºC durante 5 minutos. Deixe esfriar e filtre. Solução padrão: Dissolva 2,0 mg de ácido cafeico R, 2,0 mg de ácido clorogênico R e 5,0 mg de

rutina R em metanol R e complete 30 ml com o mesmo solvente. Detecção: pulverize a placa com solução de difenilborato de aminoetanol R a 10 g/l em metanol

R e, depois, com solução de macrogol 400 R a 50 g/l em metanol R. Aqueça a placa durante 5 minutos a 100-105 ºC. Deixe secar ao ar e examine a luz ultravioleta de 365 nm. O cromatograma obtido com as soluções de referência mostra na parte inferior uma zona de fluorescência amarelo-alaranjado (rutina), na parte mediana uma zona de fluorescência devido ao ácido clorogênico e na parte superior uma zona de fluorescência azulada (ácido caféico). O cromatograma obtido com a solução teste mostra na parte inferior pouco acima da zona correspondente à rutina uma banda de fluorescência azul-esverdeada, uma banda de fluorescência azulada (ácido clorogênico) pouco mais acima; na sequência, de baixo para cima, pode ser observadas uma zona de fluorescência castanho-amarelada a amarelo-alaranjada; três zonas de flurorescência castanho-amarelada a amarelo-

alaranjada e, pouco abaixo da zona correspondente ao ácido cafêico, uma banda de fluorescência azul-esverdeada. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranhos (V.4.2.2). Não superior a 5 por cento de caules com um diâmetro superior a

5 mm. Cinzas totais (V.4.2.4). Não superior a 10 por cento. Perda por dessecação (V.2.9). Não superior a 10,0 por cento em 1,0 g da amostra pulverizada,

determinada em estufa a 100-105ºC, durante 2 horas. DOSEAMENTO

Por cromatografia líquida usando santonina como padrão interno. Solução do padrão interno: Dissolver imediatamente antes do uso 0,010 g de santonina R

exatamente pesado em 10,0 ml de metanol R. Solução problema: Em balão de fundo redondo de 250 ml, introduza 1,00 g da amostra

pulverizada. Junte 50 ml de uma mistura de volumes iguais de metanol R e água R e aqueça, com refluxo, em banho-maria a 50-60ºC, durante 30 minutos agitando frequentemente. Deixe esfriar e filtre por papel. Transfira o filtro cortado em pedações e o resíduo para o balão de fundo redondo, junte 50 ml de uma msitura de volumes iguais de metanol R e água R e aqueça, com refluxo, em banho-maria a 50-60ºC, durante 30 minutos, agitando frequentemente. Repita a operação duas vezes. Reuna os filtrados, junte 3,0 ml de solução de padrão interno e evapore, a pressão reduzida, até a obtenção de um volume de 18 ml. Lave o balão de fundo redondo com água R e complete 20 ml com as águas de lavagem. Transfira a solução para uma coluna cromatográfica com cerca de 0,15 m de comprimento e cerca de 30 mm de diâmetro interno, contendo 15 g de sílica para cromatografia R. Deixe em repouso durante 15 minutos e, depois, elua com 200 ml de uma mistura de volumes iguais de acetato de etila R e cloreto de metileno R. Evapore o eluato a secura, num balão de fundo redondo de 250 ml. Dissolva o resíduo em 10,0 ml de metanol R, junte 10,0 ml de água R e, depois, 7,0 g de óxido de alumínio neutro R. Agite por dois minutos, centrifugue (10 min, 6.000 r/min) e filtre por filtro de papel. Evapore a secura 10,0 ml do filtrado. Dissolva o resíduo em 3,0 ml de uma mistura de volumes de metanol R e água R e filtre.

O procedimento cromatográfico deve ser feito usando: Fase estacionária: gel de sílica octadecilsililada para cromatografia R (4 µm) - dimensões: 1= 0,12 m; Ǿ = 4 mm Fase móvel: gradiente seguinte - fase móvel A: metanol R - fase móvel B: água R

Tempo min Fase móvel A % V/V Fase móvel B % V/V Comentário 0-3 62 38 Isocrático 3-20 62→55 38→45 Gradiente linear

20-30 55 45 Isocrático 30-55 55→45 45→55 Gradiente linear 55-57 45→0 55→100 Gradiente linear 57-70 0 100 Isocrático 70-90 62 38 Isocrático

Débito: 1,2ml/min Injeção: 20 µl Detecção: espectrofotômetro em 225 nm Calcule a porcentagem de sesquiterpenos lactônicos totais, expressos em tiglato de helenalina, utilizando a fórmula:

10..187,1...

mFSVCFLS

=

em que: FLS = área total dos picos correspondentes aos sesquiterpenos lactônicos que aparecem depois do pico da santonina no cromatograma, FS = área do pico correspondente à santonia no cromatograma obtido com a solução problema, m = massa da tomada de ensaio, em gramas, C = concentração da santonina na solução de padrão interno usada na solução problema (mg/ml), V = volume da solução de padrão interno usado na solução problema, em ml, 1,187 = fator de correção entre o tiglato de helenalina e a santonina. CONSERVAÇÃO

Em recipientes opacos, bem fechados, ao abrigo da luz, umidade e insetos.

Figura 1. Arnica montana L. - ASTERACEAE. A aspecto de um ramo com inflorescências; B. capítulo floral; C. capítulo floral desprovido de flores tubulosas; D. Aspecto da droga seca. flt: flor tubular; fll: flor ligulada; rc: receptáculo; pd: pedúnculo.

Figura 2. Arnica montana L. - ASTERACEAE. A. flor ligulada; ov: ovário; pap: papus; eg: estigma bífido; l: lígula. B. flor tubulosa; ov: ovário; pap: papus; ea; estame com antera soldada; eg: estigma bífido; co: corola. C. flor ligulada; D; flor tubulosa; E. Detalhe de uma cerda do papus; gp: grão de pólen; tt: tricoma tector; pap: papus; F. superfície externa do ovário: tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector. G. Fragmento do papus; H. detalhe de uma cerda do papus; gp”grão de pólen; pap: papus; tt: tricoma tector.

Figura 3. Arnica montana L. - ASTERACEAE. A. corte transversal da bráctea; ep: epiderme; p: parênquima; fv: feixe vascular; tg: tricoma gladular; btg: base do tricoma glandular; B e C. detalhes dos tricomas grandular e tector; D. superfície externa do ovário vista de cima; tbt: tricoma glandular com cabeça pluricelular, com corpo bisseriado; E. aspectos dos tricomas glandulares; F e G. fragmento da epiderme inferior; tg: tricoma glandular; tbt: tricoma glandular com cabeça pluricelular, com corpo bisseriado, visto de cima.

BADIANA

Anisi stellati fructus

Illicium verum Hook.f. - MAGNOLIACEAE A droga é constituída pelos frutos secos, utilizados para extração de óleo essencial, cujo teor não é inferior a 5,0% com, no mínimo, 80% de anetol.

NOMES POPULARES

Badiana-da-China, anis-estrelado. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

O pericarpo da droga possui odor aromático agradável e sabor doce e anisado; a semente é inodora e tem um sabor desagradável. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

O fruto é múltiplo, composto habitualmente de 8 folículos, algumas vezes até 12, dispostos horizontalmente em forma de estrela, em volta de um eixo central (columela), ordinariamente achatado na altura dos bordos dos carpelos. A columela continua frequentemente num pedúnculo pequeno, curvo e frágil, que poucas vezes se encontra ligado aos frutos. Os folículos, de 10,0 mm a 20,0 mm de comprimento, desigualmente desenvolvidos, lenhosos, careniformes, achatados lateralmente, de cor castanho-escura, terminam em ápice obtuso e curvo. Cada folículo é anguloso na base, onde se fixa ao eixo central; o bordo inferior do folículo é espesso e rugoso; o bordo superior é aberto em dois lábios, delgados e lisos de cada lado da fenda; as faces laterais rugosas apresentam, perto da base, uma parte mais lisa, clara e semi-elíptica, pela qual os carpelos estão em contato entre si. Na época da maturação, o folículo torna-se deiscente e abre-se no bordo superior (sutura ventral), por uma larga fenda, que deixa ver sua face interna lisa e brilhante, de cor castanho-amarelada, e uma única semente oval, castanho-avermelhada ou castanho-amarelada, dura e brilhante, truncada na base, onde se distinguem o hilo e a micrópila bastante próximos um do outro. A semente contém um invólucro frágil e um albúmen oleoso que circunda um pequeno embrião. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

O epicarpo, em vista frontal, mostra células poligonais, marrons, irregulares, de paredes pouco espessadas. A epiderme do epicarpo apresenta estômatos grandes, anomocíticos, não muito

freqüentes, e cutícula com estrias irregulares bem acentuadas. O mesocarpo é constituído, em sua parte externa, por parênquima de células de paredes castanho-avermelhadas, contendo amido, podendo ser observados, neste tecido, idioblastos secretores-oleíferos esféricos, com paredes finas; em sua parte interna, o mesocarpo é formado de células menores, de paredes espessas; no limite dessas duas zonas, localizam-se numerosos feixes vasculares. O endocarpo é formado por uma camada de células alongadas radialmente, sob forma de paliçada, de 60 μm de comprimento, em média; na parte correspondente à deiscência (sutura ventral), essas células tornam-se menores, com paredes desigualmente espessadas e pontoadas, e as células poligonais da zona mesocárpica vizinha transformam-se num maciço esclerótico. O eixo central (columela), o pedúnculo (pedicelo) e o mesocarpo contem numerosas células escleróticas características. Os esclereídes do pedicelo e do mesocarpo são muito grandes e usualmente solitários; eles podem ser irregularmente ramificados ou podem ter projeções mais curtas e afiladas. Outros esclereídes do mesocarpo são encontrados em grupos, mas são alongados, com paredes espessadas e pontoadas. O tegumento seminal é formado por camadas distintas. O tegumento externo está representado por um tecido hialino formado por 2-3 camadas de células, seguido por um tegumento constituído por um estrato de osteoesclereídes, com células alongadas radialmente, de paredes espessas e pontoadas; seguem-se várias camadas de células de paredes lignificadas, espessadas e pontoadas, denominadas macroesclereídes, sendo as camadas interiores de paredes delgadas; o tegumento interno é limitado por uma camada de células com cristais de oxalato de cálcio. Na zona micropilar ocorrem braquiesclereídes. O endosperma compõe-se de células poligonais com grãos de aleurona com cristalóides e gotas de óleo. O embrião é pequeno. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. Apresenta coloração castanho-avermelhada. Costitui-se de células marrons do epicarpo, de cutícula fortemente estriada; de células parenquimáticas do mesocarpo, com células de óleo arredondadas; de esclereídes volumosos, irregularmente ramificados do pedicelo; de esclereídes alongados do mesocarpo, com paredes espessas e pontoadas; de células colunares do endocarpo, de paredes levemente espessadas, lignificadas, com pigmentos nas paredes terminais; de massas amareladas de células pequenas, bastante espessas, pontoadas, provenientes da zona da sutura carpelar; de células escleróticas (osteoesclereídes isolados, macroesclereídes e braquiesclereídes) do tegumento da semente, dispostas em paliçada; de fragmentos hialinos do tegumento externo da semente; de cristais tabulares de oxalato de cálcio; de albúmen com grãos de aleurona com cristalóides. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel GF254, com espessura de 250 mm como fase estacionária, e tolueno como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 10 μl de solução amostra 2, 6 μl de solução amostra 1, e 4 μl de solução referência.

Solução amostra 1: Ferver 1g de folículos moídos de badiana, sem sementes, com 10 ml de etanol 90% durante 2 minutos. Filtrar.

Solução amostra 2: óleo essencial diluído em éter etílico na proporção de 1:30.

Solução referência: dissolver 3 μl de anetol em 1 ml de tolueno.

Desenvolver o cromatograma em percurso de 10 cm. Após secagem da placa, examina-la sob luz

ultravioleta (254 nm). O cromatograma apresenta mancha de fluorescência atenuada, na mesma altura obtida com a solução referência de anetol (Rf aproximado 0,6). Em seguida nebulizar com anisaldeído sulfúrico e colocar em estufa a 100ºC-105°C, durante 5 minutos. A mancha correspondente ao anetol apresenta coloração levemente violácea.

B. Ferver 1g de folículos moídos de badiana, sem sementes, com 10 ml de etanol 90% durante 2 minutos. Filtrar e separar o filtrado em duas partes. Parte1: em tubo de ensaio adicionar ao filtrado 10 ml de água destilada. Ocorre opalescência devido ao anetol. Parte 2: adicionar ao filtrado 25 ml de água destilada. Em seguida, extrair 2 vezes com 20 ml de éter de petróleo. Evaporar o éter e juntar ao resíduo 2 ml de ácido acético. Transferir para um tubo de ensaio e adicionar 3 gotas de cloreto férrico SR. A seguir adicionar lentamente 2 ml de ácido sulfúrico. Na interface entre os dois líquidos forma-se, imediatamente, um anel pardo devido ao anetol. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%.

Determinação de água ( V.4.2.3). No máximo 7%.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 6%. DOSEAMENTO DO ÓLEO ESSENCIAL

Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6). Usar balão de 250 ml contendo 100 ml de água como líquido de destilação. Reduzir o fruto da badiana a pó grosseiro. Proceder imediatamente à determinação do óleo essencial, a a partir de 20g da droga em pó. Destilar por 2 horas. DOSEAMENTO DE ANETOL

Determinar o teor de anetol no óleo essencial utilizando Cromatografia a gás (V.2.17.5), em aparelho equipado com coluna capilar de 30 m de comprimento e 0,25 mm de diâmetro interno, preenchida com polidifenildimetilsiloxano, com espessura do filme de 0,25 μm. Utilizar detector de ionização de chama. Como gás de arraste utilizar hélio à pressão de 80 kpa e velocidade linear de 1

ml por minuto. Como gases auxiliares à chama do detector, utilizar nitrogênio, ar sintético e hidrogênio na razão de 1:1:10, respectivamente. Programar a temperatura da coluna de 60ºC a 300°C, a 3ºC por minuto (total: 80 minutos), a temperatura do injetor a 220ºC e a temperatura do detector a 250°C. Diluir o óleo essencial na razão de 2:100 (V/V) em éter etílico. Injetar 1μl desta solução no cromatógrafo a gás, utilizando divisão de fluxo de 1:50. O anetol apresenta tempo de retenção linear (índice de Kovats) de 1277. A concentração relativa é obtida por integração manual ou eletrônica. O teor de anetol não é inferior a 80,0%.


Em recipiente, bem fechado, ao abrigo da luz e do calor.

Figura 1: Illicium verum Hook.f. – A. aspecto do fruto; B. detalhe de um folículo em vista dorsal; C. detalhe de um folículo em vista ventral; D. detalhe de três folículos vistos em A; E. secção transversal do pericarpo na porção indicada em D; G. detalhe do endocarpo na região comissural; F. fruto; ep. epicarpo. As escalas correspondem: em A, B, C (1) a 1 cm; em D (2) a 500 μm; em E, F (3) a 500 μm.

Figura 2: Illicium verum Hook.f. – A. semente em vista lateral; B. semente em secção longitudinal; C. braquiesclereides da zona micropilar; D. secção transversal da semente na porção indicada em B. Outros detalhes: hi. hilo; mi. micrópila; eb. embrião; e. endosperma; t. tegumento. As escalas correspondem: em A (1) a 1 cm; em B (2) a 100 μm; em C, D (3) a 500 μm.

Figura 3: Illicium verum Hook.f. em pó – A. epicarpo com estômato anomocítico e cutícula estriada: B. células do parênquima do mesocarpo; C. células da zona comissural com paredes espessadas; D. célula do endocarpo fora da zona comissural; E. esclereide; F. idioblasto com gotas de óleo; G. porção do mesocarpo com idioblastos oleíferos e esclereides; H. células do endosperma com glóbulos lipídicos e grãos de aleurona; I. osteoesclereídes em secção transversal; Ia. Os mesmos em secção tangencial; J. cristais prismáticos de oxalato de cálcio; K. células da camada cristalífera; L. braquiesclereides da região comissural; M. macroesclereíde alargado do mesocarpo, com paredes espessas e pontoadas; N. esclereides volumosos e ramificados do pedicelo. As escalas correspondem em: em A-K (1) a 100 μm; em L-N (2) a 500 μm.

BAUNILHA Vanillae fructus

Vanilla planifolia Andrews - ORCHIDACEAE A droga é constituída pelos frutos imaturos e secos com, no mínimo 12% de extrato hidroacoólico seco.

CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

A droga apresenta odor agradável e floral que lembra a vanilina o qual, no entanto, é bem mais sutil e encorpado que a substância isolada. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

Os frutos são cápsulas derivadas de ovário súpero, tricarpelar, unilocular; plurispérmicos. O formato do fruto em secção transversal é variável, em função do modo de armazenamento; o fruto maduro não comprimido possui contorno triangular em secção transversal. O fruto maduro é castanho escuro; possui estrias longitudinais, é flexível e mede de 20 cm a 25 cm de comprimento e, aproximadamente, 1 cm a 1,5 cm de diâmetro em sua região mediana. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

O pericarpo, de maneira geral, possui exocarpo com uma única camada celular e mesocarpo multicelular, predominantemente, parenquimático, com regiões distintas; endocarpo com uma única camada celular especializada. Em função do armazenamento a forma das células é descaracterizada, sendo dificultada, também a contagem do número de camadas, principalmente da porção interna do mesocarpo. Idioblastos com ráfides orientadas longitudinalmente ao pericarpo são comuns; cristais prismáticos também são observados. O exocarpo possui células alongadas tangencialmente, cujas paredes periclinais externas são espessas e cutinizadas e as paredes periclinais internas também são espessas e pécticas; as células geralmente acumulam compostos fenólicos. O exocarpo é estomatífero e glabro. O mesocarpo externo apresenta duas a quatro camadas similares a um colênquima anguloso, não vascularizado; mesocarpo médio possui células volumosas, com grande acúmulo de compostos fenólicos. Feixes vasculares colaterais em grupos de dois ou três, usualmente mais calibrosos do que os feixes individuais de pequeno calibre; feixes envoltos por uma bainha esclerenquimática com duas a cinco camadas celulares de espessura; o esclerênquima é composto por células volumosas vacuoladas e de paredes lignificadas e pouco espessadas; o mesocarpo interno possui células achatadas, contendo compostos fenólicos. O endocarpo é diferenciado em um estrato densamente piloso, cuja base das células possui arranjo

compacto e porção locular projetada para o espaço locular; as células possuem paredes delgadas e pécticas, com citoplasma denso, com aspecto secretor. Em secção transversal é possível distinguir três regiões placentárias, com placenta profusamente ramificada, onde em suas terminações se inserem as sementes. As sementes, de coloração negra ou castanha-escura, anátropas e ligeiramente platispérmicas, apresentam região calazal alargada e região micropilar cônica com ápice obtuso; possuem testa esclerenquimática, sendo classificadas como testais; a testa seminal é composta por uma única camada de braquisclereídes de paredes muito espessas, lignificadas, cujo lume é pouco discernível; as paredes celulares apresentam linea lucida. O tegumento interno, ou tégmen é comprimido e a estrutura de suas células é pouco discernível. O endosperma possui células volumosas com reservas; embriões diferenciados não são observados.

DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São característicos: apresentação na forma de grumos, pela própria natureza do fruto, levando a uma dificuldade maior na observação de elementos dissociados. Os grumos são compostos por fragmentos amalgamados de diferentes tecidos. Elementos como cristais e esclereides, referidos na descrição microscópica não são facilmente visualizados. São observados apenas os cristais prismáticos, embora não seja possível determinar, com clareza, a natureza do tecido que os abriga. O elemento que se destaca são as sementes, que permanecem praticamente intactas em sua estrutura. As células do exocarpo apresentam evidentes paredes espessadas. As fibras também podem ser facilmente reconhecidas; formam grupos de dois ou três elementos e freqüentemente aparecem apartadas de outros tecidos. Os elementos de vaso do xilema são reconhecidos facilmente graças às características de suas células; os reforços de lignina e as pontoações das paredes destacam-se mesmo nos grumos mais densos, onde as células que compõem o tecido mantêm-se juntas, proporcionando a visualização da estrutura do tecido.

ENSAIOS DE PUREZA Cinzas sulfatadas (V.2.10): No máximo, 7%.

IDENTIFICAÇÃO Colocar sobre vidro de relógio algumas sementes do fruto e adicionar uma gota da solução alcoólica de floroglucinol a 1%, e uma gota de ácido clorídrico. A solução adquire, imediatamente, cor vermelha. DOSEAMENTO

Determinar o teor de substâncias extraíveis, através do cálculo do rendimento do extrato

hidro-alcoólico. Pesar exatamente cerca de 2 g de baunilha, previamente cortada em pequenos fragmentos ou triturada a pó grosso. Transferir o pó para um frasco de Erlenmeyer, de rolha esmerilhada e adicionar 70 ml etanol diluído (solução preparada com 263 ml de etanol em 250 ml água destilada), arrolhar bem o recipiente e agitar por 2 horas em agitador mecânico, ou deixar em contato, durante uma noite, e agitar freqüentemente, por mais 8 horas. Decantar a camada líquida e filtrar, recolhendo o filtrado em um balão volumétrico de 100 ml. Lavar o frasco e o resíduo, quatro vezes sucessivas, com porções de 8 ml da solução de etanol diluído. Filtrar os líquidos de lavagem, através do mesmo filtro e juntar ao filtrado anteriormente obtido. Com quantidade suficiente de etanol diluído, completar o volume de 100 ml, homogenizar a mistura e evaporar 50 ml, exatamente medidos, em uma cápsula de porcelana tarada, em banho-maria. Dessecar o resíduo em estufa a 105°C por 4 horas. Resfriar a cápsula em dessecador e pesar. O peso do resíduo representa o extrato hidro-alcoólico seco de 1 g da droga.

EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipientes :bem fechados e em lugar fresco. ROTULAGEM Observar a legislação vigente.

Figura 1: Vanilla planifolia Andrews – A. representação esquemática da cápsula; B. representação da histologia do pericarpo e sementes; ep: exocarpo; m: mesocarpo; ed: endocarpo; ic: idioblastos cristalíferos com ráfides; fv: feixe vascular; t: tegumento da semente; e: endosperma; pl: tecido placentário; C. representação esquemática da cápsula em seção transversal; f: pericarpo; se: semente; D. semente em vista lateral; E. fragmento de elementos de vaso do xilema; F. fragmento de grupo de fibras da bainha vascular; G. cristais de oxalato de cálcio. As escalas correspondem em: A a 20mm; em B a 5mm; em C a 100µm; em D a 160 µm; em E a 74µm; em F a 9 µm; em G a 37 µm.

BARBATIMÃO

Barbadetimani cortex

Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville - FABACEAE –

MIMOSOIDEAE.

A droga vegetal é constituída pelas cascas caulinares secas, contendo no

mínimo, 8% de taninos totais, expressos em pirogalol (C6H6O3; M 126,11), dos quais no

mínino 0,2 mg/g equivalem a ácido gálico (C7H6O5; M 170,1) e 0,3 mg/g correspondem

a galocatequina (C15H14O7; M 306,27), em relação à droga seca. Entende-se por casca

do caule todos os tecidos situados externamente ao câmbio vascular deste órgão.

SINONÍMIAS CIENTÍFICAS

Stryphnodendron barbatimam Mart.

NOMES POPULARES

Barba-de-timan, casca-da-virgindade


As amostras de cascas secas são inodoras e de sabor fortemente adstringente.

DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

As cascas caulinares, quando secas, apresentam-se em fragmentos arqueados,

com dimensões e formatos muito variados. Em secção transversal apresentam, em

média, 0,6 mm de espessura quando secas, e de 10 a 12 mm de espessura quando

hidratadas, tendo a região floemática, mais interna, coloração marrom mais clara,

quando comparada à região do súber, mais externa e de intensa coloração marrom-

avermelhada. Nos caules jovens o súber apresenta-se, em vista frontal, de coloração

escura e aspecto granuloso, homogêneo, portando fissuras estreitas e profundas no

sentido transversal. Nas porções caulinares mais velhas, apresenta coloração marrom-

escura ou marrom-acinzentada, quando da presença de liquens, sempre com profundas

fendas, predominantes no sentido transversal, ou com cinturas consecutivas;

desprendendo-se em placas de dimensões e formatos variados, irregulares, deixando

depressões profundas no local. A fratura da casca é do tipo granulosa em relação à

região do súber; e fibrosa, estriada longitudinalmente, esquirolosa, na região floemática.


A porção externa da casca apresenta súber com 20-30 estratos de células

tabulares enfileiradas radialmente, com paredes delgadas e conteúdo marrom, seguido

por muitos estratos de células parenquimáticas de formato isodiamétrico ou pouco

alongado periclinalmente, também com paredes delgadas. A maioria destas células

possuem conteúdo marrom-avermelhado, que não se descora facilmente com hipoclorito

de sódio a 30% e não altera de cor na presença do cloreto férrico 10%. Nesta porção

parenquimática ocorrem células pétreas (maioria) e macroesclereídes, posicionados em

diversos planos, em grupos de vários elementos ou isolados, com paredes muito

espessadas com lignina, apresentando lamelações evidentes e pontoações simples, por

vezes ramificadas. Nas porções mais externas do súber, tanto as células parenquimáticas

quanto os esclereídes podem ser visualizados compactados e deformados pela ação

mecânica nos tecidos internos. Na região do floema ocorrem conjuntos de poucos

elementos de fibras gelatinosas, relativamente estreitas, sempre com idioblastos

adjuntos, contendo um grande cristal de oxalato de cálcio, prismático, com variado

número de lados, inteiros ou superficialmente erodidos. Os conjuntos de fibras, quando

observados em secções longitudinais, acompanham os raios parenquimáticos do floema,

os quais são, em geral, unisseriados, mas tornam-se bi-multisseriados nas porções mais

externas. Os elementos de tubo crivado apresentam placas crivadas compostas, estando

colapsados nas regiões mais externas do floema. Células pétreas isoladas, semelhantes

às do súber, e grãos de amido esféricos são abundantes no tecido parenquimático do

floema. As células ao redor dos raios parenquimáticos reagem positivamente à presença

do cloreto férrico 10%, adquirindo coloração verde-escura. Ainda na região floemática

podem ser encontradas células volumosas de conteúdo hialino, dispostas em conjuntos

de 5-7 elementos.


O pó da casca caulinar de barbatimão atende a todas as exigências microscópicas

estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características:

fragmentos do súber com células tabulares; grupos de células parenquimáticas com

conteúdo marrom-avermelhado justapostas com células pétreas ou macroesclereídes, em

grupos ou isolados, de paredes fortemente lignificadas, com pontoações simples, por

vezes ramificadas; conjuntos de fibras com idioblastos cristalíferos adjuntos,

delimitando fragmentos de raios parenquimáticos do floema; células parenquimáticas

com grãos de amido esféricos.

IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada

(V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como

suporte, e mistura de acetato de etila, ácido fórmico e água (75:5:5; V/V), como fase

móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 10 μl da solução (1) e 3 μl

da solução (2), preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Turbolisar exatamente cerca de 10 g da droga vegetal moída, em 90

ml de acetona e água (7:3; V/V), durante 15 minutos com intervalos de 5 min, para que

a temperatura não exceda 40 oC. Filtrar, eliminar a acetona em evaporador rotatório sob

pressão reduzida. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 20 ml de acetato

de etila em funil de separação (125 ml). Deixar em repousou em freezer (-18 ºC) por 15

minutos, para total separação das fases. Reunir e filtrar as frações orgânicas com 5 g de

sulfato de sódio anidro. Evaporar a fração orgânica em evaporador rotatório sob pressão

reduzida até resíduo (RES). Ressuspender o RES com 1 ml de metanol.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de epigalocatequina e dissolver em 1 ml de

metanol.

Solução (3): Pesar cerca de 1 mg de 4’-O-metilgalocatequina e dissolver em 1

ml de metanol.

Desenvolver o cromatograma com percurso de 4 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Examinar sob luz ultravioleta (254 nm). O cromatograma

obtido com a solução (1) apresenta manchas de fluorescência atenuada, na mesma altura

que as obtidas com as soluções (2), (3) (Rf de aproximadamente 0,75 e 0,82,

respectivamente). Em seguida, nebulizar a placa com cloreto férrico a 1% (p/V) em

metanol. Após a nebulização as bandas deverão apresentar coloração azul e castanho-

azulada, respectivamente.

B. Aquecer sob refluxo cerca de 3 g da droga vegetal moída com 60 ml de água,

durante 15 minutos. Esfriar e filtrar. A 2 ml do extrato adicionar 2 gotas de ácido

clorídrico SR e gotejar gelatina SR até precipitação. O aparecimento de precipitado

nítido indica reação positiva para taninos totais.

C. A 2 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 10 ml de água e 2 a 4 gotas de

solução de cloreto férrico a 1% (p/V) em metanol. O desenvolvimento de coloração

cinza-escura, indica reação positiva para taninos totais.

D. A 2 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 0,5 ml de vanilina a 1% (p/V)

em metanol e 1 ml de ácido clorídrico SR. O desenvolvimento de coloração vermelha,

indica reação positiva para taninos condensados.

E. A 5 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 10 ml de ácido acético 2 M e 5

ml de acetato de chumbo (II) SR. O aparecimento de precipitado esbranquiçado, indica

presença de taninos.

ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%.

Determinação de água (V.4.2.3). No máximo 14%.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 2%.

Cinzas sulfatadas (V.2.10). No máximo 3%.

DOSEAMENTO

Taninos totais

Efetuar todas as operações de extração e diluição ao abrigo da luz.

Solução mãe: Pesar 0,750 g de barbatimão pulverizada (250) e transferir para

um erlenmeyer de 250 ml com boca esmerilhada. Adicionar 150 ml de água destilada.

Aquecer em banho de água durante 30 minutos à temperatura de 60 °C. Resfriar em

água corrente e transferir para um balão volumétrico de 250 ml. Lavar o erlenmeyer e

transferir as águas de lavagem com todo conteúdo de droga vegetal para o mesmo balão

volumétrico. Completar o volume com água destilada. Deixar decantar e filtrar o líquido

sobrenadante em papel de filtro. Desprezar os primeiros 50 ml do filtrado.

Solução amostra para polifenóis totais: Diluir 5,0 ml do filtrado em balão

volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2,0 ml desta

solução, 1,0 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10,0 ml de água destilada em

balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R

a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A1) após 30 minutos, utilizando

água destilada como líquido de compensação.

Solução amostra para polifenóis não adsorvidos por pó-de-pele: Para 10,0 ml

do filtrado adicionar 0,100 g de pó-de-pele e agitar mecanicamente em erlenmeyer de

125 ml durante 60 minutos. Filtrar em papel de filtro. Diluir 5,0 ml desse filtrado em

balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2,0 ml

desta solução, 1,0 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10,0 ml de água destilada

em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de

sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A2) após 30 minutos,

utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução padrão: Dissolver imediatamente antes do uso 50,0 mg de pirogalol R

em balão volumétrico de 100,0 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 5,0

ml da solução em balão volumétrico de 100,0 ml e completar com água destilada.

Transferir volumetricamente 2,0 ml dessa solução, 1,0 ml de reagente

fosfomolibdotúngstico R e 10,0 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e

completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a

absorbância em 760 nm (A3) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido

de compensação.

Calcular o teor em porcentagem de taninos (droga seca), expressos em pirogalol,

usando a expressão:

13

221

.).(5,62

mAmAATT −

=

Em que:

A1 = absorbância da solução amostra para polifenóis totais;

A2 = absorbância da solução amostra para polifenóis não adsorvidos em pó-de-

pele;

A3 = absorbância da solução padrão;

m1 = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas, considerando a

determinação de água;

m2 = massa de pirogalol, em gramas.

Teor de ácido gálico e galocatequina por cromatografia líquida de alta

eficiência

Cromatografia liquida de alta eficiência: Utilizar cromatógrafo provido de

detector ultravioleta a 210 nm; pré-coluna empacotada com sílica quimicamente ligada

a grupo octadecilsilano; coluna de 250 mm de comprimento e 4,6 mm de diâmetro

interno, empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano (5 μm);

fluxo da fase móvel de 0,8 ml/minuto.

Eluente A: Mistura de água e ácido trifluoracético 0,05 % (V/V)

Eluente B: Mistura de acetonitrila e ácido trifluoracético 0,05% (V/V)

Gradiente da fase móvel: Adotar sistema de gradiente linear, conforme a tabela a

seguir.

Tempo (min) Eluente A (%) Eluente B (%)

0 95% 5%

10,0 80,7% 19,3%

13,5 75% 25%

23,0 62% 38%

25,0 25% 75%

28,0 95% 5%

32,0 95% 5%

Solução amostra: Turbolisar 10 g da droga vegetal pulverizada (250), em 90 ml

de acetona:água (7:3; V/V), durante 15 minutos com intervalos de 5 minutos, para que a

temperatura não exceda 40 oC. Filtrar em algodão e eliminar a acetona em evaporador

rotatório sob pressão reduzida. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 20

ml de acetato de etila em funil de separação (125 ml). Deixar em repousou em freezer (-

18 ºC) por 15 minutos, para total separação das fases. Reunir as fases orgânicas e filtrar

através de papel de filtro com 5 g de sulfato de sódio anidro. Evaporar a fração orgânica

obtida em evaporador rotatório sob pressão reduzida até resíduo (RES). Retomar o RES

com 5 ml de metanol:água (2:8; V/V). Extrair em cartucho de extração em fase sólida,

empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano (55 μm, 70 Å),

previamente acondicionada com 10 ml de metanol:água (2:8; V/V), para balão de 100

ml. Eluir em seguida 10 ml de metanol:água (2:8; V/V) para o mesmo balão e completar

o volume (S1) com metanol:água (2:8; V/V). Transferir volumetricamente 5 ml da S1

para balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com metanol:água (1:1; V/V)

(S2). Filtrar a S2 (membrana de PTFE de porosidade 0,5 µm) e aplicar no injetor

cromatográfico com auxílio de microseringa.

Solução padrão de galocatequina: Dissolver quantidade exatamente pesada de

galocatequina padrão em metanol:água (1:1; V/V), para obter solução a 0,152 mg/ml.

Solução padrão de ácido gálico: Dissolver quantidade exatamente pesada de

ácido gálico padrão em metanol:água (1:1; V/V), para obter solução a 0,100 mg/ml.

Curva analítica da galocatequina: Diluir uma alíquota de 600 µl da solução

padrão de galocatequina em balão volumétrico de 5 ml, com metanol:água (1:1; V/V).

Proceder diluições seriadas para obter concentrações de 1,14; 2,28; 4,56; 9,12; 18,24

μg/ml.

Curva analítica do ácido gálico: Diluir uma alíquota de 800 µl da solução

padrão de ácido gálico em balão volumétrico de 5 ml, com metanol:água (1:1; V/V).

Proceder diluições para obter concentrações de 2,0; 4,0; 8,0; 14,0 e 16,0 μg/ml.

Procedimento: Injetar, separadamente, 20 μl das soluções padrão (curva de

calibração) e amostra (n=5), registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. O

tempo de retenção relativo para ácido gálico e galocatequina é cerca de 8,4 e 10,8

minutos, respectivamente. Calcular o teor de ácido gálico e galocatequina na amostra a

partir da equação linear da reta obtida com as curvas analíticas dos padrões. O resultado

é expresso pela média das determinações em mg/g de droga vegetal, considerando o teor

de água, seguindo a seguinte expressão:

mVLRSQR

.1000500.

=

Em que:

SQR = substância química de referência;

VLR = valor obtido em (µg/ml) de SQR/ml em S2, a partir da equação da reta;

500 = fator de diluição;

1000 = valor de conversão de µg para mg;

m = massa (g) de droga vegetal considerando a determinação de água.


Em recipientes bem-fechados, ao abrigo da luz e do calor.

CBA

li

Fcp

pa

D

ctsu

f

cppa

ct

Figura 1: Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville - A e B. aspecto parcial da superfície externa e interna da casca de ramo mais novo, respectivamente; C. aspecto parcial da superfície externa de ramo mais velho; D. diagrama da distribuição dos tecidos da casca; E e F. detalhes parciais da região do súber, em secções transversais; G e H. detalhes parciais da região do floema, em secções transversais. cp: célula pétrea, ct: células tabulares, cv: célula volumosa, et: elemento de tubo crivado obliterado, ff: fibras do floema, f: floema, li: líquens, me: macroesclereídes, pa: parênquima, pc: placa crivada, su: súber. Escalas e correspondências: 1 cm (A, B e C), 2 mm (D), 100 µm (E, F, G e H).

li

H

cv

ff

et

G

cv

ff

pc

Eme

Figura 2: Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville - A e B. detalhes parciais do floema, em secções longitudinais tangenciais; C. detalhe parcial do parênquima floemático com grãos de amido; D. detalhe parcial do floema em secção longitudinal radial; E. detalhe dos idioblastos cristalíferos do floema. am: grãos de amido, cv: célula volumosa, ic: idioblasto cristalífero, ff: fibras do floema, pa: célula parenquimática, pc: placa crivada, ra: raio parenquimático. Escalas e correspondências: 100 µm (A, B e D), 25 µm (C e E).

B

ra

A

ic

ra

ra

pa

E

ff

ic

C

am

pc

D

ic

ff

cv

ra

BELADONA Belladonnae folium

Atropa belladonna L. – SOLANACEAE A droga é constituída das folhas secas e deve apresentar no mínimo 0,3 por cento de alcalóides

totais, expressos em hiosciamina com referência ao material seco 100-105°C. Entre estes alcalóides, a hiosciamina, nitidamente preponderante, é acompanhada de pequenas quantidades de escopolamina.


A droga apresenta sabor amargo e desagradável e odor fracamente nauseoso, lembrando o do fumo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

As folhas são elípticas, oval-lanceoladas a largamente ovaladas, inteiras, de ápice acuminado, base atenuada, simétrica e algo decurrente, e bordo inteiro. São anfiestomáticas e de simetria dorsiventral. Medem 5,0 cm a 25,0 cm de comprimento e 3,0 cm a 12,0 cm de largura, com pecíolos de 0,5 a 4,0 cm. A coloração varia do verde a castanho-esverdeado, mais escuras na face adaxial. As folhas secas são enrugadas, friáveis e delgadas. As folhas jovens são pubescentes, porém as mais idosas apresentam-se apenas ligeiramente pubescentes ao longo das nervuras e no pecíolo. A nervação é do tipo peninérvea, sendo que as nervuras secundárias partem da nervura principal num ângulo de cerca de 60° e se anastomosam próximo ao bordo. A superfície da lâmina é seca e aspera ao tato, devido a presença de células com conteúdo microcristalino de oxalato de cálcio no mesofilo. Estas células aparecem como minúsculos pontos brilhantes, quando a superfície é iluminada; as outras células contraem-se mais durante a dessecação. O exame à lupa revela os mesmos pontos escuros por transparência e brilhantes por reflexão.


A folha apresenta a epiderme uniestratificada, com células fundamentais de paredes anticlinais sinuosas e com cutícula delgada e finamente estriada. Tricomas tectores e glandulares são numerosos nas por toda lâmina. Os tricomas tectores são pluricelulares (duas a cinco células), unisseriados e cônicos, de paredes lisas e delgadas; os tricomas glandulares possuem pedicelo pluricelular, composto por duas a quatro células, com célula terminal claviforme, ou possuem pedicelo pluricelular e cabeça pluricelular, formada por quatro a sete células, de aspecto ovóide a piriforme. Os estômatos, do tipo anisocítico, são mais frequentes na epiderme abaxial. O mesofilo é composto por uma camada de parênquima paliçádico uniestratificado, parênquima esponjoso com grandes idioblastos contendo cristais de oxalato de cálcio na forma de areia microcristalina. A nervura principal é proeminente em ambas faces e apresenta feixes vasculares bicolaterais em arco aberto, sendo o floema intraaxilar descontínuo. Abaixo da epiderme, em ambas faces da nervura principal, ocorre colênquima angular.


O pó atende a todas as características estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. Possui coloração verde escura e o odor da droga inteira. Apresenta fragmentos de limbo com células epidérmicas de paredes anticlinais sinuosas e cutícula com estrias; fragmentos do mesofilo, em secção transversal, mostrando epiderme com poucos estômatos e parênquima paliçádico uniestratificado; fragmentos da epiderme voltada para a face abaxial, em vista frontal,

mostrando estômatos anisocíticos e raros tricômas tectores e glandulares; fragmentos da epiderme sobre as nervuras, em vista frontal, mostrando células alongadas e de paredes finas; fragmentos do parênquima esponjoso e do parênquima paliçádico, em secção transversal, contendo muitos idioblastos cristalíferos. Cristais prismáticos (prismas e maclas) e microcristais ocorrem em todos os parênquimasm e também, cristais dos tipos descritos, isolados, devido à fragmentação do material; tricomas glandulares, como os descritos, isolados, fragmentados ou inseridos à epiderme. Tricomas tectores podem ocorrer isolados ou ocasionais. IDENTIFICAÇÃO

Agitar 3 g de droga pulverizada com 30 ml de ácido sulfúrico 0,05 M SR durante 2 minutos e filtrar. Alcalinizar o filtrado com 3 ml de hidróxido de amônio SR e adicionar através do filtro 15 ml de água. Transferir a solução alcalina para funil de separação e extrair sucessivamente com 3 aliquotas de 15 ml de clorofórmio. Reunir as fases clorofórmicas e adicionar sulfato de sódio anidro. Filtrar e dividir o filtrado em duas cápsulas de porcelana, procedendo à evaporação do solvente.

Na primeira cápusula adicione 0,5 ml de ácido nítrico fumegante e evapore à secura em banho-maria. Adicione ao resíduo 2 ml de acetona e goteje uma solução de hidróxido de potássio 10% em álcool R, desenvolvendo uma coloração violeta intensa.

Usar a segunda cápsula para a execução do ensaio de cromatografia (B). Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-

gel GF254, como suporte, e mistura de toluento – acetato de etila- dietilamina (7:2:1) como fase móvel. Aplicar, separadamente, na placa, em traços de 20 mm por 3 m, a 1 cm de distância, 20 µl das soluções a seguir respectivamente:

Solução amostra: Na cápsula reservada para esse fim no ensaio de identificação A, dissolver o

resíduo em 0,25 ml de metanol. Solução de referência: dissolver 24 mg de sulfato de atropina em 9 ml de metanol e 7,5 mg de

bromidrato de escopolamina em 10 ml de metanol. Misturar 9 ml da solução de sulfato de atropina e 1 ml da solução de bromidrato de escopolamina.

Desenvolver o cromatograma em percurso de 10 cm. Dessecar a placa a 100- 105 °C por 15

minutos. Deixar esfriar e nebulizar sucessivamente com reagente de Dragendorff SR e solução etanólica de ácido sulfúrico a 5% SR (ou solução aquosa de nitrito de sódio a 5% p/v), até o aparecimento de manchas vermelhas ou vermelho-alaranjadas sobre fundo amarelo cinzento. A solução de referência apresenta, quando examinada sob luz visível, manchas com Rf variando de 0,3 a 0,45, correspondente à hiosciamina/atropina e bandas com Rf variando de 0,55 a 0,65 correspondentes a escopolamina. As bandas da solução amostra deverão ser semelhantes quanto á posição e coloração àquelas obtidas com a solução de referência. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranhos (V.4.2.2). No máximo de 3 por cento de caules com um diâmetro superior a 5 mm. Não deverá conter fragmentos de folhas com ráfides entre as nervuras (Phytolacca americana L.), nem apresentar camadas de células com maclas de oxalato de cálcio ao longo das nervuras (Ailanthus altrissima Swingle).

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 10,0 por cento. Cinzas insolúveis (V.4.2.5). No máximo 4,0 por cento.

DOSEAMENTO

Pesar 50 g da droga e reduzir completamente a pó (180). Com o pó determinar a perda por secagem e os alcalóides totais.

Determinar a perda por secagem com 2,0 g, por aquecimento em estufa em 100 - 105°C. Pesar 10,0 g do pó, umedecer com uma mistura de 5 ml de amônia R, 10 ml de álcool R e 30 ml

de éter isento de peróxidos e agitar vigorosamente. Transferir a mistura para um percolador, se necessário com a ajuda da mistura extratora. Macerar por 4 h e percolar com a mistura de 1 volume de clorofórmio R e 3 volumes de éter isento de peróxidos R até extrair completamente os alcalóides. Evaporar até a secura 1 ml do líquido fluindo do percolador, dissolver o resíduo em solução de ácido sulfúrico 0,25 M e verificar a ausência de alcalóides usando solução tetraiodomercurato de potássio R. Concentrar o percolado até 50 ml por destilação no banho-maria e transferir para um funil de separação, enxaguando com éter isento de peróxidos R. Adicione uma quantidade de éter isento de peróxidos R igual a pelo menos 2,1 vezes o volume do percolador para produzir um líquido de densidade bem abaixo da água. Extraia a solução com não menos do que três vezes, cada uma com 20 ml de solução de ácido sulfúrico 0,25 M, separe as duas fases, por centrifugação se necessário, e transfira a fase ácida para um segundo funil de separação. Alcalinize a camada ácida com amônia R até pH 8-9 e extraia três vezes, cada com 30 ml, com clorofórmio R. Junte as fases clorofórmicas, adicione 4 g de sulfato de sódio anidro R e deixe em repouso por 30 min com agitação ocasional. Decante o clorofórmio e lave o sulfato de sódio com clorofórmio R, 3 vezes de 10 ml. Adicione os lavados ao extrato clorofórmico, evapore até secura em destilação no banho-maria e aqueça em estufa a 100-105 °C por 15 min. Dissolva o resíduo 5 ml de clorofórmio R, adicione 20,0 ml de solução de ácido sulfúrico 0,01 M e remova o clorofórmio por evaporação em banho-maria. Titule o excesso de ácido com solução de hidróxido de sódio 0,02 M usando vermelho de metila R como indicador.

Calcule a percentagem de alcalóides totais, expressos em hiosciamina, pela expressão:

mdn

)100()20(88,57

−−

Em que: d = perda por secagem, em %; n = volume da solução de hidróxido de sódio 0,02 M usado, em ml; m = massa da droga usada, em g. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipientes bem fechados, protegidos da luz e da umidade.

Atropa belladonna L. SOLANACEAE. A. representação esquemática da folha; pl: pecíolo; lf: lâmina foliar. B. detalhe de porção da epiderme voltada para a face adaxial em vista frontal; es: estômato, tt: tricoma tector; tg: tricoma glandular. C. detalhe da porção do mesofilo, em secção transversal da lâmina foliar; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector; cu: cutícula; ep: epiderme; pp: parênquima paliçádico; ic: idioblato contendo microscristais de oxalato de cálcio; pj: parênquima esponjoso. D. detalhe de porção da epiderme voltada para a face abaxial, em vista frontal; es: estômato anisocítico; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector pluricelular.

CHAPÉU-DE-COURO Echinodorus folium

Echinodorus grandiflorus (Cham. & Schltdl.) Micheli. ALISMATACEAE. A droga vegetal é constituída pelas folhas secas, contendo no mínino 2,8% de

derivados do ácido orto-hidroxicinâmico, expressos em verbascosídeo (C29H36O15; M, 624,6), em relação à droga seca. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

As folhas secas possuem odor característico e sabor amargo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

Folhas simples, coriáceas, cordiformes com base cordada e ápice agudo a arredondado. Lâmina foliar de dimensões variadas, dependendo da condição ambiental, de 10cm a 35cm de comprimento e 20cm a 25cm de largura mediana; pecíolo longo de secção transversal circular a ovalada, com expansões aladas curtas e estriações longitudinais. A nervação é do tipo campilódroma, com 12-14 nervuras de calibres semelhantes, que partem de um único ponto na base do limbo, proeminentes na face abaxial. Destas partem nervuras de menor calibre, paralelas entre si, e destas as terciárias, culminando na formação de aréolas fechadas com terminações pouco ramificadas. Tanto a lâmina quanto o pecíolo são pubescentes, relativamente ásperos pela presença de tricomas estrelados. Ductos secretores translúcidos são abundantes por todo a lâmina foliar, por vezes visualizados sem auxílio de lentes. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

Lâmina foliar com epiderme uniestratificada recoberta por cutícula delgada dotada de pequenas papilas que aparecem como pontos brilhantes na microscopia óptica, também presentes no pecíolo. Lâmina anfiestomática, com estômatos no mesmo nível que as demais células epidérmicas, paralelocíticos, com células-guarda alongadas, contando com dois pares de células subsidiárias adjacentes, sendo a mais proximal alongada e esguia, por vezes visualizadas com certa dificuldade devido ao pouco contraste obtido em suas paredes. Em vista frontal, em ambas as face da lâmina, estão células epidérmicas comuns com formatos e dimensões variadas, cujas paredes anticlinais podem ser relativamente retas até sinuosas, embora este último formato seja mais comum na face abaxial. Sobre as nervuras não ocorrem estômatos e as células epidérmicas são retangulares, por vezes muito alongadas em relação ao maior eixo da folha. Também sobre as nervuras estão tricomas pluricelulares, estrelados. Em secções transversais verifica-se que as células epidérmicas são volumosas e as câmaras sub-estomáticas são amplas. O mesofilo está composto por apenas uma camada de parênquima paliçádico com células pouco alongadas, e parênquima esponjoso cujas células apresentam pequenas expansões braciformes. As nervuras de maior calibre são biconvexas, com curvatura mais expressiva junto à face abaxial, contando com aerênquima em abundância, o qual forma amplas lacunas por toda a extensão da estrutura. Nestas lacunas, dispostas transversalmente, estão trabéculas de células braciformes com reentrâncias espessadas, permitindo a formação de espaços intercelulares triangulares. Por todo o aerênquima estão dispostos ductos secretores. Na

nervura principal estão três feixes vasculares de maior calibre, colaterais, em arco aberto com bordos elevados, com pequena lacuna no protoxilema, parcialmente envoltos por calotas de fibroesclereídes, longas e com paredes lignificadas. Dispostos concentricamente estão 8-11 feixes vasculares menos calibrosos, também em arco aberto, mas contando com esclerênquima apenas junto ao floema. As nervuras de menor calibre, dispostas no mesofilo, são colaterais com calota de poucos elementos esclerenquimáticos em ambos os pólos de tecidos condutores. Uma única camada de células parenquimáticas, volumosas e delgadas, compõe a bainha dos feixes vasculares. O pecíolo apresenta células epidérmicas poliédricas, alongadas longitudinalmente. Em secção transversal verifica-se que esta porção foliar está preenchida por aerênquima, com as mesmas características da nervura principal, inclusive os ductos secretores e trabéculas com células braciformes. Diversas células deste aerênquima estão repletas de grãos de amido. Os feixes vasculares mais calibrosos (1-2) estão dispostos na região central do pecíolo, com 3 grupos concêntricos de feixes vasculares, menos calibrosos em direção à periferia, semelhantes ao da nervura principal, mas contando com uma lacuna de protoxilema de grandes dimensões. Como na nervura principal, os feixes de menor calibre apresentam esclerênquima apenas junto ao pólo floemático. Tanto nos tecidos da lâmina foliar quanto do pecíolo não foram detectadas reações positivas para polifenóis (cloreto férrico 10%) ou substâncias lipídicas (Sudan IV). DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as características estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: pó inodoro; fragmentos de epiderme da lâmina foliar, com estômatos paralelocíticos e células epidérmicas de contornos sinuosos, recobertas por cutícula ornamentada; feixes de fibroesclereídes associados a células com pequenas expansões braciformes, do parênquima esponjoso; conjuntos de células tabulares, alongadas longitudinalmente; células braciformes com reentrâncias espessadas, que compõem as trabéculas da nervura principal e pecíolo, ocorrem em abundância. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de acetato de etila, tolueno, ácido fórmico e água (100:10:10:1; V/V), como fase móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 10 μl da solução (1) e 5 μl das soluções (2), (3) e (4), separadamente, preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Turbolisar exatamente cerca de 10 g da droga vegetal moída, em

100 ml de etanol 70% (V/V), durante 15 minutos com intervalos de 5 minutos, de forma que a temperatura não exceda 40 oC. Filtrar, eliminar o etanol em evaporador rotatório sob pressão reduzida. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 25 ml de acetato de etila em funil de separação (125 ml). Deixar em repousou em freezer (-18 ºC) por 15 minutos, para total separação das fases. Reunir as frações orgânicas e lavar com 50 ml de água. Evaporar a fração obtida em evaporador rotatório sob pressão reduzida até resíduo (RES). Retomar o RES com 1 ml de metanol.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de ácido caféico e dissolver em 1 ml de metanol.

Solução (3): Pesar cerca de 1 mg de swertia-japonina e dissolver em 1 ml de

metanol. Solução (4): Pesar cerca de 1 mg de isorientina e dissolver em 1 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma em percurso de 4 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Nebulizar a placa com reagente natural (solução de difenilborato de amino-etil éster 1% SR), deixar secar em capela de exaustão. O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta uma mancha de coloração castanho, na mesma altura que a obtida no cromatograma da solução (2) (Rf de aproximadamente 0,90), uma banda esverdeada com Rf aproximado de 0,82, aparece logo abaixo. No quadrante inferior, as bandas correspondem à swertia-japonina (Rf 0,22) e isorientina (Rf 0,28) e desenvolvem coloração amarela intensa.

ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%. Determinação de água (V.4.2.3). No máximo 9%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 11%. Cinzas sulfatadas (V.2.10). No máximo 13%.

DOSEAMENTO

Derivados do ácido orto-hidroxicinâmico Solução Mãe: pesar, exatamente, cerca de 0,500 g da droga pulverizada (210) e

adicionar 90 ml de álcool 50% (V/V) em balão de fundo redondo de 250 ml. Levar a refluxo por 30 minutos. Esfriar e filtrar para balão volumétrico de 100 ml. Lavar o balão de fundo redondo e o filtro com 10 ml de álcool 50% para o balão volumétrico. Completar o volume com álcool 50%.

Solução Amostra: adicionar volumetricamente, em balão volumétrico de 10 ml, 1 ml da solução mãe, 2 ml de ácido clorídrico 0,5 M, 2 ml da solução reagente (10 g de nitrito de sódio R, 10 g de molibdato de sódio R em 100 ml de água destilada). Adicionar 2 ml de solução de hidróxido de sódio R 8% e completar o volume com álcool 50%.

Solução de Compensação: adicionar volumetricamente, em balão volumétrico de 10 ml, 1 ml da solução mãe, 2 ml de ácido clorídrico 0,5 M, 2 ml de solução de hidróxido de sódio R 8% e completar o volume com álcool 50%.

Medir a absorvância da solução amostra imediatamente após o seu preparo no comprimento de onda de 525 nm. Calcular a porcentagem do teor de derivados do ácido orto-hidroxicinâmico expresso em verbascosídeo. Considerar a absortividade específica

do verbascosídeo igual a 185. Calcular a porcentagem do teor de derivados do ácido orto-hidroxicinâmico pela expressão:

mAbsTA

.1851000.

=

Em que: Abs = Absorvância da solução amostra; m = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas, considerando a determinação de água.



Figura 1: Echinodorus grandiflorus (Cham. & Schltdl.) Micheli - A. aspecto geral da folha; B. detalhes parciais das nervuras secundárias e terciárias destacadas em A; C. detalhes de algumas aréolas e terminações vasculares da lâmina foliar; D e E. detalhes parciais da face adaxial e abaxial da lâmina foliar, em vista frontal, respectivamente; F. detalhe de um tricoma estrelado. ar: aréola, csb: células subsidiárias, dc: ducto secretor, es: estômato, ns: nervura secundária, nt: nervura terciária, tr: tricoma estrelado. Escalas e correspondências: 8 cm (A), 5 mm (B), 1 mm (C), 100 µm (D e E), 50 µm (F).

A

D E

es

F

B

nsnt

C

dc

tr

ar

csb

Figura 2: Echinodorus grandiflorus (Cham. & Schltdl.) Micheli - Secções transversais da lâmina foliar. A. detalhe parcial do mesofilo e feixe vascular secundário da região mediana; B. detalhe de um feixe terciário da região mediana; C e D. aspecto geral da distribuição dos tecidos na nervura principal e em uma nervura secundária, respectivamente; E e F. detalhe de um feixe vascular calibroso da nervura principal e do aerênquima adjacente, respectivamente. ab: face abaxial, ad: face adaxial, bp: bainha parenquimática, cf: calota de fibras, ds: ducto secretor, ei: espaço intercelular, ep: epiderme, f: floema, fb: fibroesclereídes, fv: feixe vascular, lp: lacuna do protoxilema, pe: parênquima esponjoso, pp: parênquima paliçádico, tr: tricoma estrelado, x: xilema. Escalas e correspondências: 50 µm (A, B e D), 500 µm (C), 100 µm (E e F).

E

lp

f

x

fb

F

ds ei

C D

tr

fv

fv

ei

ab

adep

ep

cf

cf

x

f

A

ep

pp

pebp

cf

ab

ad

ep

cf

bp

ad

ab

ep

epB

Figura 3: Echinodorus grandiflorus (Cham. & Schltdl.) Micheli - A a D. secções transversais do pecíolo. A e B. detalhe parcial dos tecidos periféricos e de um feixe vascular de calibre mediano, respectivamente; C. feixe vascular da região central do pecíolo; D. detalhe das trabéculas do pecíolo; E. detalhe parcial do aerênquima em secção longitudinal. ae: aerênquima, cb: célula braciforme, ds: ducto secretor, ei: espaço intercelular, ep: epiderme, f: floema, fb: fibroesclereídes, fv: feixe vascular, lp: lacuna do protoxilema, x: xilema. Escalas e correspondências: 200 µm (A e B), 100 µm (C, D e E).

BA

ep

fv

fv

ae

ds lp

C

ds

lp

x

f

fb

ED

cb

ep

fv

ei

CRATEGO Crataegi folium cum flore

Crataegus spp. - ROSACEAE. A droga vegetal é constituída por ramos floridos, secos, inteiros ou rasurados de

Crataegus monogyna Jacq., Crataegus oxyacantha L., para Crataegus laevigata (Poir.) DC., Crataegus pentagyna Waldst. et Kit., Crataegus nigra Waldst. et Kit., Crataegus azarolus L., incluindo folhas, flores e frutos, contendo no mínimo 1,5% de flavonóides totais expressos como hiperosídeo (C21H20O12; M 464,4), em relação à droga seca. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

As folhas secas possuem odor característico e são insípidas DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

As folhas de cratego são simples, com três ou mais lóbulos, partidas a sectas, alternas, pilosas e com pecíolo longo. Tanto a base quanto o ápice do limbo são agudos, e o bordo apresenta-se serrilhado irregularmente. São peninérveas, com nervuras secundárias partindo em ângulo agudo em relação à principal, e terminado no bordo do limbo. As nervuras de ordens superiores formam aréolas fechadas com poucas ramificações terminais. As flores são pequenas, longamente pedunculadas, pentâmeras, pétalas livres de contorno arredondado, unha curta, alvas, levemente pardas nas amostras desidratadas. O cálice mostra lacínios com ápices agudos e, juntamente com o hipanto, formam uma estrutura pilosa e de coloração pardo-esverdeada na amostras secas. Numerosos estames, com grandes anteras, estão presentes nestas flores.


As folhas são recobertas com cutícula espessada, mais expressiva na face adaxial. A epiderme é uniestratificada, com células epidérmicas comuns de dimensões variadas e faces anticlinais sinuosas, mais pronunciadas na face abaxial que na oposta. Em secções transversais, verifica-se que as células epidérmicas comuns da face adaxial são mais volumosas que as da face oposta. Os estômatos, presentes apenas na face abaxial, são do tipo ciclocítico, com células-guarda reniformes típicas e com pronunciado espessamento na parede anticlinal interna. Sobre as células subsidiárias a cutícula é estriada concentricamente às células-guarda. Como anexos epidérmicos, presente em ambas as faces foliares, estão tricomas unicelulares, pontiagudos, longos e com parede muito espessada. Em sua base ocorrem 7-8 células epidérmicas comuns dispostas em roseta, recobertas por pronunciado acúmulo de cutícula. O mesofilo apresenta dois, ou mais raramente, três estratos de parênquima paliçádico. O parênquima esponjoso apresenta células alongadas com braços curtos, mas que permitem a formação de amplos espaços intercelulares. Drusas com arestas erodidas e/ou disformes, de oxalato de cálcio, são comuns por todo clorênquima, enquanto que cristais prismáticos (cúbicos e rômbicos) de tamanhos variados localizam-se nas proximidades dos feixes vasculares. A nervura principal, de secção transversal plano-convexa a côncavo-convexa, mostra-se proeminente

na face abaxial, contando com 3-4 estratos de colênquima anelar nesta região. O feixe vascular da nervura principal é do tipo colateral em arco aberto, com fibras lignificadas em ambos os pólos de tecidos condutores; estando o conjunto envolto por uma bainha de células parenquimáticas. Tal feixe pode ser único, ou em número de 2-3, dependendo da folha analisada. Os feixes vasculares de menor calibre também são colaterais com calotas de fibras em ambos os pólos de tecidos condutores, envoltos por uma bainha parenquimática. O pecíolo pode ter contorno plano-convexo a côncavo-convexo, em secções transversais, estando recoberto por cutícula espessada. Nesta porção foliar ocorrem 5-6 estratos de colênquima anelar, enquanto que os tecidos condutores estão organizados em um único feixe vascular em arco aberto com bordos pouco elevados. Em algumas amostras verifica-se uma pequena flexão nos bordos do arco, composta apenas pelo floema. As pétalas de cratego apresentam epiderme papilosa recoberta por cutícula ornamentada com pequenas projeções, também presentes nas sépalas e antera. O mesofilo das pétalas é homogêneo, composto por 10-12 estratos na região central-mediana e 2-3 estratos nos bordos e terço superior. Nas anteras, o endotécio apresenta espessamentos anticlinais paralelos entre si, às vezes entrelaçados na diagonal. Os grãos de pólen são tricolpados e ornamentados com pequenas papilas esféricas. Na face interna da base das sépalas está o nectário floral. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as características estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: tricomas unicelulares com paredes espessadas, fragmentados ou íntegros; fragmentos de epiderme foliar com células dispostas em roseta na base dos tricomas; estômatos ciclocíticos com células subsidiárias com cutícula estriada; células epidérmicas comuns com paredes sinuosas, mais ou menos pronunciadas, dependendo da amostra e da face foliar; fragmentos de mesofilo dorsivental com drusas disformes e cristais prismáticos acompanhando os feixes vasculares. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de ácido fórmico anidro:água:etil-metil-cetona:acetato de etila (10:10:30:50; V/V), como fase móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 20 μl das soluções (1), (2) e (3), preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Pesar exatamente cerca de 1 g da droga moída (350), acrescentar 10 ml de metanol, aquecer sob refluxo por 5 minutos, à temperatura de 65 ºC. Após resfriamento à temperatura ambiente, filtrar a solução obtida em papel filtro, sob pressão reduzida.

Solução (2): Dissolver 1 mg de ácido clorogênico em 10 ml de metanol. Solução (3): Dissolver 1 mg de hiperosídeo em 5 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma em percurso de 4 cm. Remover a placa, deixar na

estufa a 105 ºC por 15 minutos e observar sob luz ultravioleta longa (365 nm). Observa-se a

presença de quatro bandas fluorescentes na solução amostra (1), sendo a superior uma banda de coloração verde-amarelada, abaixo uma banda de coloração amarelo-alaranjada e Rf de 0,65, correspondente ao hiperosídeo, uma banda de coloração amarelada, semelhante ao ácido clorogênico com Rf de 0,53, e a banda inferior de coloração verde-amarelada.

B. Aquecer, sob refluxo, cerca de 3 g da droga pulverizada com 60 ml de água destilada durante 15 minutos. Esfriar e filtrar. A 2 ml do extrato adicionar 2 gotas de ácido clorídrico SR e gotejar solução de gelatina SR. Aparecimento de precipitado nítido indica reação positiva para taninos totais.

C. A 2 ml do extrato obtido do teste B, adicionar 10 ml de água destilada e 2 a 4 gotas de solução de cloreto férrico a 1% (p/V) em etanol. O desenvolvimento de coloração cinza-escuro, indica positivo para taninos.

D. A 2 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 0,5 ml de vanilina a 1% (p/V) em metanol e 1 ml de ácido clorídrico. O desenvolvimento de coloração vermelha, indica reação positiva para taninos condensados.

E. A 5 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 10 ml de ácido acético 2 M e 5 ml

de acetato de chumbo (II) SR. O aparecimento de precipitado esbranquiçado, indica presença de taninos.

F. A 5 ml do extrato obtido no teste B, adicionar pequenos fragmentos de magnésio

metálico e 1,0 ml de ácido cloridríco R. O aparecimento de coloração vermelha indica a presença de agliconas flavonoídicas. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 8% de ramos lignificados e 2% de outros

materiais estanhos. Determinação de água (V.4.2.3). No máximo 11%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 10%. Cinzas sulfatadas (V.2.20). No máximo 12%.

DETERMINAÇÃO DO ÍNDICE DE ESPUMA (IE)

Transferir exatamente cerca de 1 g da droga vegetal moída (180), para erlenmeyer

contendo 50 ml de água fervente. Manter sob fervura moderada durante 15 minutos. Resfriar, filtrar em algodão para balão volumétrico de 100 ml. Completar o volume, através do filtro, até 100 ml. Distribuir o decocto obtido em 10 tubos de ensaio com tampa (16 mm de diâmetro por 16 cm de altura), em uma série sucessiva de 1, 2, 3, até 10 ml, e ajustar o volume do líquido em cada tubo a 10 ml com água. Tampar os tubos e agitá-los vigorosamente com movimentos verticais por 15 segundos, com 2 agitações por segundo.

Deixar em repouso por 15 minutos e medir a altura da espuma. Após, adicionar em cada tubo 1 ml de ácido clorídrico 2 N, se a altura da espuma de todos os tubos for inferior a 1 cm, o índice de espuma é menor do que 100. Se, em qualquer um dos tubos, a altura da espuma medida permanecer, após 10 minutos, igual ou superior a 1 cm, a diluição do material vegetal nesse tubo (A) é o índice observado. Calcular o índice conforme a expressão:

AIE 1000

=

Em que: A = volume, em ml, do decocto usado para preparação da diluição no tubo onde a

espuma foi observada. O IE para o decocto deve ser no mínimo de 100.

DOSEAMENTO

Flavonóides Totais

Solução mãe: pesar, exatamente, cerca de 0,400 g da droga pulverizada (250) e transferir para erlenmeyer de 200 ml e adicionar 40 ml de álcool 60% (V/V). Colocar em banho-maria à 60 °C por 10 minutos com agitação freqüente. Resfriar e filtrar em algodão para balão volumétrico de 100 ml. Retornar o resíduo insolúvel e o algodão para o mesmo erlenmeyer, adicionar 40 ml de álcool 60% (V/V) e levar, novamente ao banho-maria por 10 minutos com agitação freqüente. Filtrar a solução em algodão para o balão volumétrico como previamente descrito. Completar o volume com álcool 60% (V/V).

Solução amostra: transferir volumetricamente 5,0 ml da solução mãe para balão de fundo redondo 100 ml e evaporar até secura em evaporador rotatório. Solubilizar o resíduo em 8 ml de solução metanol:ácido acético glacial (10:100; V/V) e transferir para balão volumétrico de 25 ml. Lavar com 3 ml da solução metanol:ácido acético glacial (10:100; V/V) o balão de fundo redondo a transferir para o balão volumétrico como previamente descrito. Adicionar 10 ml da solução reagente. Levar em banho de gelo para resfriar por 10 minutos. Não permitir o congelamento. Completar o volume com ácido acético anidro. Colocar imediatamente em banho de gelo. Retirar 10 minutos antes da leitura em espectrofotômetro.

Solução branco: transferir volumetricamente 5,0 ml da solução mãe para balão de fundo redondo 100 ml e evaporar até secura em evaporador rotatório. Solubilizar o resíduo em 8 ml de solução metanol:ácido acético glacial (10:100; V/V) e transferir para balão volumétrico de 25 ml. Lavar com 3 ml da solução metanol:ácido acético glacial (10:100; V/V) o balão de fundo redondo a transferir para o balão volumétrico como previamente descrito. Adicionar 10 ml de ácido fórmico anidro. Levar em banho de gelo para resfriar por 10 minutos. Não permitir o congelamento. Completar o volume com ácido acético

anidro. Colocar imediatamente em banho de gelo. Retirar 10 minutos antes da leitura em espectrofotômetro.

Solução reagente: ácido bórico 25 g/l e ácido oxálico 20 g/l em ácido fórmico anidro. Solubilizar sob aquecimento em chapa quente em capela de exaustão.

Medir a absorvância da solução amostra após 30 minutos no comprimento de onda de 410 nm. Calcular a porcentagem do teor de flavonóides totais expressos em hiperosídeo. Considerar, a absortividade específica do hiperosídeo igual a 405. Calcular a porcentagem do teor de flavonóides totais pela expressão:

mAbsH 235,1.

=

Em que: Abs = absorvância da solução amostra; m = massa da droga, em gramas, considerando a determinação de água.



bo

A

estcl

pc

C

Dns

E

ar

B

K I

tr

J

tr

trcu ep

pp

ad

hip

H G F

es

cs

cg

ce

cr

np

Figura 1: Crataegus spp. - A. aspecto geral de um ramo na fase de pré-antese; B. detalhe parcial de um ramo após a queda das corolas; C. aspecto geral de umafolha; D. detalhe parcial da nervação foliar em destaque em C; E. detalhe parcialdas aréolas e terminações vasculares; F e G. vista frontal da face adaxial e abaxialfoliar, respectivamente; H. detalhe dos estômatos; I. tricoma tector foliar; J e K.detalhes da inserção do tricoma em vista frontal e transversal, respectivamente. ad:face adaxial, ar: aréola, bo: botão floral, ce: célula epidérmica comum, cg: célula-guarda, cl: cálice, cr: células em roseta, cs: célula subsidiária, cu: cutícula, ep:epiderme, es: estômato, est: estames, hip: hipanto, np: nervura principal, ns:nervura secundária, pc: pecíolo, pp: parênquima paliçádico, tr: tricoma. Escalas ecorrespondências: 0,5 cm (A, B, C), 1 mm (D), 0,5 mm (E), 50 µm (F, G, I e J), 25 µm (H e K).

A

ep

ba

pj

ic

es

pp ad

ab ep B ep

pj

fx

ff

ad

ab

ep

f

x

C

ff

fx

f

x

ba

E dr

D

dr

cr

ic

fv

Figura 2: Crataegus spp. - Secções transversais da lâmina foliar. A. detalhe do mesofilo mediano com um feixe vascular terciário; B. detalhe de um feixe vascular secundário nas proximidades do bordo foliar; C. detalhe parcial do feixe vascular da nervura principal; D. fragmento do pó mostrando cristais próximos aos feixes vasculares; E. detalhe de uma drusa em um fragmento do pó. ab: face abaxial, ad: face adaxial, ba: bainha do feixe vascular, cr: cristal prismático, dr: drusa, es: estômato, ep: epiderme, f: floema, ff: fibras do floema, fv: feixe vascular, fx: fibra do xilema, ic: idioblasto cristalífero, pj: parênquima esponjoso, pp: parênquima paliçádico, x: xilema. Escalas e correspondências: 50 µm (A, B, C e D), 25 µm (E).

A

D

C

B

ff

x

pp

tr tr

tr

co

f

co

fv

Figura 3: Crataegus spp. - Diagramas da distribuição dos tecidos na folha, em secções transversais. A. região apical da nervura principal; B. regiãomediana da nervura principal; C. região basal da nervura principal; D. regiãomediana do pecíolo. co: colênquima, ep: epiderme, f: floema, ff: fibras dofloema, fv: feixe vascular, pj: parênquima esponjoso, pp: parênquima paliçádico, tr: tricoma, x: xilema. Escalas e correspondências: 250 µm (A, B, C e D).

pj

pp

ff

co

x

f

fv ep

ep

D F E

ep

ep en

gp

ep

en

ph

fv

pd

BA

sp

sp at

hi

C

hi ov

sp sp

pt

at

ne

tr

Figura 4: Crataegus spp. - A. aspecto geral do hipanto, pedúnculo floral, algumassépalas e anteras; B. aspecto geral de uma pétala, C. aspecto geral de uma flor emsecção longitudinal mediana. D. detalhe parcial da base da pétala em secçãotransversal; E e F. detalhes parciais da antera e parede da teca, respectivamente,em secções transversais. at: antera, ep: epiderme, en: endotécio, fv: feixe vascular, gp: grão de pólen, hi: hipanto, ne: nectário, ov: óvulo, pd: pedúnculo floral, ph:parênquima homogêneo, pt: pétala, sp: sépala, tr: tricoma. Escalas ecorrespondências: 1 mm (A, B e C), 50 µm (D e E), 25 µm (F).

ESPINHEIRA-SANTA Mayteni folium

Maytenus ilicifolia Mart. ex Reissek - CELASTRACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas secas da espécie, contendo no

mínimo, 2% de taninos totais, expressos em pirogalol (C6H6O3; M 126,11), dos quais no mínino 2,8 mg/g equivalem a epicatequina (C15H14O6; M 290,3) (droga seca). NOMES POPULARES

Cancorosa, espinheira-divina CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

As folhas secas são inodoras, com sabor suave de erva seca, levemente amarga e adstringente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

Folhas simples, inteiras, de formato oval-lanceolado quando jovens, passando a elíptico-lanceolado com o amadurecimento. Lâmina com 2,1 a 9,0 cm (raramente até 15 cm) de comprimento, e 1,0 a 3,1 cm (raramente até 7,0 cm) de largura, coriáceas a subcoriáceas, glabras, com ápice mucronado, base aguda a obtusa, peninérvias, com nervura principal proeminente na face abaxial. A nervação é do tipo craspedródoma mista, cujas nervuras secundárias, que partem em ângulo agudo em relação à principal, terminam na margem da lâmina, ou ramificam-se nas proximidades dela, ou ainda, seguem em direção à margem, onde se reúnem com a superior subsequente, formando arcos. Na margem foliar, tanto as nervuras secundárias quanto as que delas partem, unem-se com a nervura marginal, formando projeções pontiagudas, de 9 a 14 unidades por folha, dispostas mais frequentemente, na metade apical da lâmina. As aréolas são predominantemente retangulares com terminações ramificadas. Pecíolo curto, com 0,2 a 0,5 cm de comprimento. Nas amostras secas, a face adaxial do limbo mostra-se relativamente mais escura que a abaxial, esbranquiçada. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

A folha, em vista frontal, é hipoestomática, com estômatos do tipo laterocítico, com 1-3 células subsidiárias para cada célula-guarda, situados pouco acima, ou na mesma altura das demais células epidérmicas. O espessamento interno das células-guardas é proeminente e, devido à espessa cutícula foliar, sobre o poro estomático, formam-se projeções, originando um átrio supra-estomático. As demais células epidérmicas, em ambas as faces da lâmina, são poligonais de dimensões variadas, com paredes anticlinais retas, maiores na face adaxial. Em secções transversais observa-se epiderme uniestratificada, com paredes espessadas, recoberta por camada de cutícula também espessada, formando flange cuticular, alcançando, em média, 7,8 µm na face adaxial e 4,8 µm na face oposta, sempre mais proeminente na região da nervura principal, onde ocorrem ornamentações cuticulares na forma de estrias e papilas. Nas células epidérmicas estão presentes estilóides de pequenas dimensões (folhas jovens) ou cristais prismáticos retangulares (folhas maduras), ambos de oxalato de cálcio. O mesofilo é dorsiventral, com parênquima paliçádico formado por 2 estratos de células

longas e finas, em paliçada típica, ou ainda, por 2 a 3 estratos de células cúbicas ou pouco alongadas, dependendo a amostra analisada. O parênquima esponjoso está formado por 6-9 estratos de células com expansões braciformes curtas, com formação de amplos espaços intercelulares, mais compactado em direção à região abaxial. No mesofilo são comuns células contendo compostos fenólicos, isoladas ou em grupos, com destaque para aquelas pertencentes ao parênquima paliçádico; além de estilóides e cristais prismáticos de pequenas dimensões. Na nervura principal, biconvexa em secção transversal, ocorrem 3-4 camadas de colênquima angular junto à face adaxial e 2-3 na face oposta, as quais reagem positivamente ao cloreto férrico 10% (substâncias fenólicas). O feixe vascular da nervura principal é único, do tipo colateral em arco aberto, circundado por uma bainha de células parenquimáticas de paredes delgadas, e com calotas de fibras sobre ambos os polos de tecidos condutores, também presentes nos feixes de menor ordem. A distribuição dos tecidos nos feixes vasculares não é constante, podendo variar de acordo com a porção da lâmina e o grau de amadurecimento do órgão. O floema apresenta cristais rômbicos de oxalato de cálcio, esclereídes e células contendo compostos fenólicos. As fibras que o acompanham apresentam parede celular espessa, com pontoações simples. Folhas maduras podem apresentar feixe vascular bicolateral ou concêntrico (anficrival), sempre circundado por esclerênquima. Na região da margem foliar, o feixe vascular, que constitui a nervura marginal, encontra-se envolto por 250-280 fibras de paredes muito espessadas. O pecíolo apresenta contorno circular a plano-convexo, em secção transversal e, em direção à porção distal da folha, ocorrem aletas laterais e uma leve convexidade na porção adaxial. A epiderme do pecíolo é uniestratificada, coberta por espessa camada de cutícula. Tanto as células epidérmicas, quanto dos estratos subjacentes, apresentam pequenos cristais de oxalato de cálcio e conteúdo denso, de coloração marrom, que reage positivamente ao cloreto férrico 10%. O parênquima possui espessamentos em celulose, colenquimatoso, podendo conter estilóides, semelhantes aos da lâmina, e cristais prismáticos de pequenas dimensões. Braquiesclereídes isolados, com parede muito espessada e pontoações simples, ocorrem ao acaso no parênquima fundamental. O feixe vascular é único, concêntrico, cilíndrico a levemente côncavo-convexo, circundado por uma bainha esclerenquimática composta por fibras isoladas ou em grupos de 2 a muitos elementos. Algumas células parenquimáticas do floema e as dos raios parenquimáticos reagem positivamente ao cloreto férrico 10%. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: inodora, levemente refrescante; coloração verde-amarelada; fragmentos de epiderme com paredes periclinais retas, recobertas por cutícula espessa e contendo pequenos estilóides ou cristais prismáticos em abundância; fragmentos de epiderme com estômatos laterocíticos; fragmentos de parênquima paliçádico com 2-3 estratos celulares, completamente distendidos ou não; fragmentos de fibras de grosso calibre com pontoações simples. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de acetato de etila, ácido fórmico e água (90:5:5; V/V), como fase

móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 10 μl da solução (1) e 3 μl da solução (2), preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Pesar exatamente cerca de 5 g da droga moída, acrescentar 50 ml de

água e aquecer sob refluxo por 15 minutos. Após resfriamento à temperatura ambiente, filtrar a solução obtida em algodão, sob pressão reduzida, transferir para balão volumétrico de 50 ml e completar o volume com água destilada.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de epicatequina e dissolver em 1 ml de

metanol. Desenvolver o cromatograma no percurso de 5 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Examinar sob luz ultravioleta (254 nm). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta uma mancha de coloração bordô, na mesma altura que a obtida no cromatograma da solução (2) (Rf de aproximadamente 0,82). Em seguida, nebulizar a placa com vanilina sulfúrica SR e deixar em estufa a 110 ºC, por 10 minutos. Após a visualização deverão ser observadas na solução (1) duas manchas de coloração bordô com Rf de aproximadamente 0,82 para equicatequina e 0,72 para banda bordô que aparece logo abaixo.

B. A 2 ml do extrato obtido no teste A, adicionar 2 gotas de ácido clorídrico SR

e gotejar gelatina SR até precipitação. O aparecimento de um precipitado nítido indica reação positiva para taninos totais.

C. A 2 ml do extrato obtido no teste A, adicionar 10 ml de água e 2 a 4 gotas de

solução de cloreto férrico a 1% (p/V) em etanol. O desenvolvimento de coloração cinza-escura, indica reação positiva para taninos totais.

D. A 2 ml do extrato obtido no teste A, adicionar 0,5 ml de vanilina a 1% (p/V)

em metanol e 1 ml de ácido clorídrico. O desenvolvimento de coloração vermelha, indica reação positiva para taninos condensados.

E. A 5 ml do extrato obtido no teste A, adicionar 10 ml de ácido acético 2 M e 5 ml de acetato de chumbo (II) SR. O aparecimento de precipitado esbranquiçado, indica presença de taninos.

ENSAIOS DE PUREZA


DETERMINAÇÃO DO ÍNDICE DE ESPUMA (IE) Transferir exatamente cerca de 1 g da droga vegetal moída (180), para

erlenmeyer contendo 50 ml de água fervente. Manter sob fervura moderada durante 15 minutos. Resfriar, filtrar em algodão para balão volumétrico de 100 ml. Completar o

volume, através do filtro, até 100 ml. Distribuir o decocto obtido em 10 tubos de ensaio com tampa (16 mm de diâmetro por 16 cm de altura), em uma série sucessiva de 1, 2, 3, até 10 ml, e ajustar o volume do líquido em cada tubo a 10 ml com água. Tampar os tubos e agitá-los vigorosamente com movimentos verticais por 15 segundos, com 2 agitações por segundo. Deixar em repouso por 15 minutos e medir a altura da espuma. Após, adicionar em cada tubo 1 ml de ácido clorídrico 2 N, se a altura da espuma de todos os tubos for inferior a 1 cm, o índice de espuma é menor do que 100. Se, em qualquer um dos tubos, a altura da espuma medida permanecer igual ou superior a 1 cm, a diluição do material vegetal nesse tubo (A) é o índice observado. Calcular o índice conforme a expressão:

AIE 1000

=

Em que: A = volume, em ml, do decocto usado para preparação da diluição no tubo

onde a espuma foi observada. O índice de espuma é de no mínimo 250.

DOSEAMENTO

Taninos totais Efetuar todas as operações de extração e diluição ao abrigo da luz.

Solução mãe: Pesar 0,750 g de espinheira-santa pulverizada (250) e transferir

para um erlenmeyer de 250 ml com boca esmerilhada. Adicionar 150 ml de água destilada. Aquecer em banho de água durante 30 minutos à temperatura de 60 °C. Resfriar em água corrente e transferir para um balão volumétrico de 250 ml. Lavar o erlenmeyer e transferir as águas de lavagem com todo conteúdo de droga vegetal para o mesmo balão volumétrico. Completar o volume com água destilada. Deixar decantar e filtrar o líquido sobrenadante em papel de filtro. Desprezar os primeiros 50 ml do filtrado.

Solução amostra para polifenóis totais: Diluir 5 ml do filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A1) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução amostra para polifenóis não adsorvidos por pó-de-pele: Para 10 ml do filtrado adicionar 0,100 g de pó-de-pele e agitar mecanicamente em erlenmeyer de 125 ml durante 60 minutos. Filtrar em papel de filtro. Diluir 5 ml desse filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A2) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução padrão: Dissolver imediatamente antes do uso 50 mg de pirogalol R em balão volumétrico de 100 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 5 ml da solução em balão volumétrico de 100 ml e completar com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml dessa solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A3) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Calcular o teor em porcentagem de taninos (droga seca), expressos em pirogalol, usando a expressão:

13

221

.).(5,62

mAmAATT −

=

Em que: A1 = absorbância da solução amostra para polifenóis totais; A2 = absorbância da solução amostra para polifenóis não adsorvidos em pó-de-

pele; A3 = absorbância da solução padrão; m1 = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas, considerando a

determinação de água; m2 = massa de pirogalol, em gramas. Teor de epicatequina por cromatografia líquida de alta eficiência Cromatografia liquida de alta eficiência: Utilizar cromatógrafo provido de

detector ultravioleta a 210 nm; pré-coluna empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano; coluna de 250 mm de comprimento e 4,6 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano (5 μm); fluxo da fase móvel de 0,8 ml/minuto.

Eluente A: Mistura de água e ácido trifluoracético 0,05 % (V/V) Eluente B: Mistura de acetonitrila e ácido trifluoracético 0,05% (V/V) Gradiente da fase móvel: Adotar sistema de gradiente linear, conforme a tabela a

seguir. Tempo (minutos) Eluente A (%) Eluente B (%)

0 82 18

13,0 75 25

16,0 66 34

20,0 58 42

23,0 35 65

25,0 82 18

28,0 82 18

Solução amostra: Pesar exatamente cerca de 5 g da droga vegetal pulverizada

(250) em balão de fundo de 100 ml redondo e boca esmerilhada, acrescentar 50 ml de

água destilada, levar a refluxo durante 15 minutos. Após resfriamento à temperatura ambiente, filtrar a solução obtida sob pressão reduzida. Extrair o filtrado com três porções de 50 ml de acetato de etila em funil de separação de 250 ml. Para total separação das fases, deixar em repouso à temperatura de -18 °C (freezer) durante 5 minutos. Reunir as fases orgânicas. Filtrar através de papel de filtro contendo 5 g de sulfato de sódio anidro, sob pressão reduzida. Evaporar a fase orgânica em evaporador rotatório sob pressão reduzida até resíduo (RES). Ressuspender o RES com 5 ml de metanol:água (2:8, V/V). Extrair em cartucho de extração em fase sólida, empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano (55 μm, 70 Å), previamente acondicionada com 8 ml de metanol:água (2:8, V/V), para balão de 100 ml. Eluir 10 ml de metanol:água (2:8 V/V) para o mesmo balão e completar o volume (S1) com metanol:água (2:8, V/V). Transferir volumetricamente 5 ml da S1 para balão volumétrico 25 ml e completar o volume com metanol:água (1:1, V/V) (S2). Filtrar a S2 (membrana de PTFE de porosidade 0,5 µm) e aplicar no injetor cromatográfico com auxílio de microseringa.

Solução padrão de epicatequina: Dissolver quantidade exatamente pesada de

epicatequina padrão em metanol:água (1:1, V/V), para obter solução a 0,400 mg/ml. Curva analítica da epicatequina: Diluir alíquotas de 50, 200, 350, 500 e 600 µl

da solução padrão de epicatequina em balão volumétrico de 2 ml, com metanol:água (1:1; V/V), para obter concentrações de 10,0; 40,0; 70,0; 100,0; 120,0 μg/ml.

Procedimento: Injetar, separadamente, 20 μl das soluções padrão (curva de

calibração) e amostra (n=5), registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. O tempo de retenção relativo é cerca de 8,0 minutos para epicatequina. Calcular o teor de epicatequina na amostra a partir da equação linear da reta obtida com a curva analítica do padrão. O resultado é expresso pela média das determinações em mg/g de droga vegetal, seguindo a expressão:

mVLREC

.1000500.

=

em que: EC= epicatequina; VLR= valor obtido em (µg/ml) de epicatequina/ml em S2, a partir da equação da

reta; 500= fator de diluição; 1000= valor de conversão de µg para mg; m= massa (g) de droga vegetal considerando a determinação de água.



D E

pj

cu csb

at F ic

csb

csb

es

ic

Figura 1: Maytenus ilicifolia Mart. ex Reissek – A. aspecto geral da lâmina foliar; B. detalhe da nervação foliar na face adaxial, em vista frontal; C. detalhe deporção da lâmina foliar, na face adaxial, em vista frontal, mostrando as aréolas eterminações xilemáticas; D e E. detalhe parcial da epiderme voltada para a faceadaxial e abaxial, respectivamente, em vista frontal; F. detalhe parcial da lâminafoliar, em secção transversal, mostrando um estômato. ar: aréola, at: átrio supra-estomático, csb: célula subsidiária, cg: célula-guarda, cu: cutícula, es: estômato, ic: idioblasto cristalífero, pj: parênquima esponjoso. Escalas e correspondências: 5mm (A e B), 1 mm (C), 30 µm (D, E e F).

C B

A

cg

ar

GENGIBRE Zingiberis rhizoma

Zingiber officinale Roscoe – ZINGIBERACEAE A droga vegetal é constituída pelos rizomas fresco, inteiros ou fragmentados, com a cortiça completamente removida ou removida somente nas faces planas e largas, contendo, no mínimo, 1,5% de óleo essencial. O óleo essencial é constituído de, no mínimo, 17% de alfa-zingibereno. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS A droga tem odor aromático e um sabor picante e ardente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA Rizoma ramificado, com formato irregular, achatado lateralmente, com ramificações dispostas em um só plano, de coloração castanho-clara a pardacenta, marcado por anéis transversais proeminentes e estrias longitudinais e transversais, estreitas e bem visíveis. Comumente ocorrem cicatrizes elípticas acinzentadas quando jovens e castanho-claras a esbranquiçadas quando mais velhas, rugosas e depressas, entre as ramificações, com fibras aparentes. O rizoma comercial mede de 5,0 cm a 25,0 cm de comprimento, de 1,0 cm a 5,0 cm de espessura. A fratura é curta e amilácea, com fibras projetadas e o súber tende a esfoliar-se. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA Em vista frontal, a periderme é constituída por duas formas celulares de disposição aleatória, algumas de menor tamanho e quadrangulares e outras maiores e alongadas, ambas com paredes delgadas. Em secção transversal, o rizoma apresenta forma ovalada e três diferentes regiões são claramente visíveis, a periderme, o córtex e o cilindro central. A periderme é formada por até vinte e cinco camadas ou mais, em duas zonas distintas. A zona externa apresenta células suberificadas, de forma e disposição irregular e com grande quantidade de gotas lipídicas; a zona interna é formada por um maior número de camadas e por células de forma tabular, achatadas tangencialmente e dispostas radialmente, com reduzidos espaços intercelulares. Os grãos de amido estão presentes em

todos os tecidos, exceto nos vasculares, são simples, com hilo excêntrico e estratificação muito evidente, sendo variados na forma e desenvolvimento, geralmente elipsóides, ovalados e aplanados, com até 50 μm de comprimento e até 35 μm de largura e até 10 μm de espessura. O parênquima cortical é formado por células poligonais e isodiamétricas volumosas, com espaços intercelulares evidentes e grande quantidade de grãos de amido. Fibras isoladas e esparsas, de paredes não muito espessas e sem lignificação, são encontradas entre as células parenquimáticas. Células secretoras de forma poligonal são muito comuns na região do córtex e as gotas lipídicas são grandes ou são diminutas gotinhas isoladas ou agrupadas e de coloração amarelada. Os feixes vasculares são colaterais, geralmente fechados, com distribuição aleatória nos parênquimas e pouco desenvolvidos no parênquima cortical. O número de elementos floemáticos é reduzido, não ocorre lignificação nos elementos vasculares e as fibras têm pontoações visíveis, distribuição variada ou são ausentes. No cilindro vascular, geralmente o feixe é fechado. O córtex, internamente, possui células repletas de grãos de amido e é delimitado pela endoderme, composta por células quadrangulares, de paredes delgadas e com raros grãos de amido. O cilindro vascular externamente é delimitado por um anel de células parenquimáticas muito menores do que as demais onde distribuem-se pequenos agrupamentos vasculares, que acompanham a disposição destas pequenas células. Internamente, é preenchido por tecido parenquimático, formado por várias camadas, semelhante àquele que caracteriza a região cortical. No cilindro vascular também ocorrem células secretoras e feixes vasculares dispersos. Não ocorrem cristais de oxalato cálcio e esclereídes. Em secção longitudinal, as três regiões apresentam as mesmas características descritas para a secção transversal, sendo possível observar os espessamentos parietais dos elementos traqueais. Ocorrem espessamentos dos tipos anelar, helicoidal, escalariforme e reticulado, sendo freqüente o tipo escalariforme e raros os tipos anelar e helicoidal. As fibras são bastante alongadas, septadas, com extremos afilados ou arredondados e apresentam poros oblíquos e pontoações bem evidentes. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. A observação microscópica do pó torna-se mais clara, quando utilizado hidrato de cloral R. São característicos: coloração amarelo-clara a castanho-clara; fragmentos de periderme em vista frontal e em vista transversal; grande quantidade de grãos de amido isolados ou agrupados, mais evidentes quando utilizada água glicerinada; grande quantidade de fragmentos de parênquima com paredes delgadas e incolores, ou raramente amareladas; fragmentos de parênquima contendo grãos de amido; fragmentos de parênquima contendo gotas de óleo amareladas; fragmentos de parênquima com porções de elementos traqueais; porções de espessamentos parietais isolados de elementos traqueais; porções de elementos traqueais isolados ou agrupados; porções de fibras isoladas ou agrupadas; gotas de óleo isoladas e amareladas.

IDENTIFICAÇÃO Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como fase estacionária, e tolueno e metanol (95:5), como fase móvel. Aplicar, em forma de banda, 20 μl da solução recentemente preparada, descrita a seguir. Solução (1): agitar cerca de 1 g da droga pulverizada com 5 ml de metanol, por 5 minutos e filtrar. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa e secar ao ar. Observar sob luz ultravioleta (365 nm). O cromatograma, obtido com a solução (1), apresenta, duas manchas azuis (Rf 0,15 e 0,25 aproximadamente) e duas manchas azul-esverdeada (Rf 0,50 e 0,60 aproximadamente). Em seguida, nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e deixar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 5 a 10 minutos. O cromatograma apresenta uma mancha (Rf 0,05 aproximadamente) de coloração malva, uma mancha (Rf 0,20 aproximadamente) de coloração marrom-violáceo, duas manchas (0,25 e 0,30 aproximadamente) de coloração malva, uma mancha (Rf 0,40 aproximadamente) de coloração cinza, uma mancha (Rf 0,50 aproximadamente) de coloração violácea, uma mancha (Rf 0,55 aproximadamente) de coloração malva e uma mancha (Rf 0,95 aproximadamente) de coloração violácea. ENSAIOS DE PUREZA Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%. Água (V.4.2.3). No máximo 10%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 6%. DOSEAMENTO Óleos essenciais

Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6). Utilizar balão de 1 000 ml contendo 500 ml de água como líquido de destilação. Adicionar 0,5 ml de xileno pela abertura k. Utilizar planta seca reduzida a pó grosso. Proceder imediatamente à determinação do óleo essencial, a partir de 20 g da droga pulverizada. Destilar por 4 horas. Análise cromatográfica: Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (V.2.17.5.). Utilizar cromatógrafo provido de detector de ionização de chamas, utilizando mistura de nitrogênio-ar sintético-hidrogênio (1:1:10) como gases auxiliares à chama do detector; coluna capilar de 30 m de comprimento e 0,25 mm de diâmetro interno, preenchida com polidifenildimetilsiloxano, com espessura do filme de 0,25 μm; temperatura da coluna de 60 °C a 300 °C, a 3 °C por minuto (total: 80 minutos), temperatura do injetor a 220 °C e temperatura do detector a 250 °C; utilizar hélio a uma pressão de 80 kpa como gás de arraste; fluxo do gás de arraste de 1 ml/minuto. Solução amostra: diluir o óleo essencial em na razão de 2:100 em éter etílico. Procedimento: injetar 1 μl desta solução no cromatógrafo a gás, utilizando divisão de fluxo de 1:50. Os índices de retenção linear dos constituintes do óleo são calculados em relação a uma série homóloga de hidrocarbonetos e comparados com amostras referência. A concentração relativa é obtida por normalização (integração manual ou eletrônica). Calcular o Índice de Retenção, segundo a expressão:

)()(100

1001 zz

zx

trtrtrtr

nIK−−×

+×=+

em que: n = número de átomos de carbono do alcano de com tempo de retenção imediatamente anterior ao constituinte “x” a ser caracterizado. trx = tempo de retenção do constituinte “x” (intermediário a trz e trz+1); trz = tempo de retenção do alcano imediatamente anterior ao constituinte “x; trz+1 = tempo de retenção do alcano com “n +1” carbonos ( imediatamente posterior ao constituinte “x”).

Cromatograma ilustrativo obtido com o óleo essencial de Zingiber officinale As porcentagens dos principais compostos estão dentro dos seguintes intervalos: 1. Canfeno (4,0 – 5,0%) 2. Beta-felandreno (9,0 – 11,0%) 3. Neral (0,3 – 15,0%) 4. Geranial (0,3 – 27,0%) 5. Alfa-zingibereno (18 -40%) 6. E,E-alfa-farneseno (7,0 – 12,0%) 7. Beta-sesquifelandreno (5,0 – 14,0%) EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipientes bem-fechados, ao abrigo da luz, calor e umidade. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de vanilina sulfúrica SR Preparação - Dissolver 1 g de vanilina em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico.

1

2 4 5

6

3

7

LEGENDAS: Figura 1. Zingiber officinale Roscoe - A. aspecto geral do rizoma, al: anel; etr: estria; ral: ramificação lateral; B. periderme em vista frontal com células quadrangulares; C. periderme em vista frontal com células alongadas; D. aspecto geral do rizoma em secção transversal; av: agrupamento vascular; cv: cilindro vascular; cx: córtex; end: endoderme; fv: feixe vascular; pe: periderme; ral: ramificação lateral; E. detalhe do rizoma em secção transversal como assinalado em D; av: agrupamento vascular; cse: célula secretora; cv: cilindro vascular; cx: córtex; end: endoderme; f: floema; fb: fibra; fv: feixe vascular; ga: grão de amido; gl: gota lipídica; gtl: gotícula lipídica; p: parênquima; pc: parênquima cortical; pe: periderme; pq: parênquima de pequenas células; s: súber; x: xilema. As escalas correspondem: em A a 2,8 cm; em B e C a 100 μm; em D a 5 cm; em E a 200 μm. Figura 2. Zingiber officinale Roscoe - A. detalhe da periderme em secção transversal; ga: grão de amido; gl: gota lipídica; gtl: gotículas lipídicas; s: súber; B. detalhe do parênquima cortical com grãos de amido, em secção transversal; fb: fibra; ga: grão de amido; C. detalhe do parênquima cortical com gotas lipídicas, em secção transversal; ga: grão de amido; gl: gota lipídica; gtl: gotículas lipídicas; D. detalhe de feixe vascular ocorrente no córtex, em secção transversal; f: floema; fb: fibra; p: parênquima; pc: parênquima cortical; x: xilema; E. detalhe da região da endoderme e da região dos agrupamentos vasculares, em secção transversal; av: agrupamento vascular; end: endoderme; ety: estria de Caspary; ga: grão de amido; gl: gota lipídica; p: parênquima; pc: parênquima cortical; pq: parênquima de pequenas células; F: detalhe de porção do córtex, em secção longitudinal; ee: elemento de vaso com espessamento escalariforme; eh: elemento de vaso com espessamento helicoidal; fb: fibra; ga: grão de amido; gl: gota lipídica; p: parênquima; pc: parênquima cortical; G. detalhe de feixe vascular ocorrente no cilindro vascular, em secção transversal; f: floema; fb: fibra; p: parênquima; x: xilema. As escalas correspondem: em A a G a 100 μm. Figura 3. Zingiber officinale Roscoe - detalhes do pó. A. porção de periderme em vista frontal; B. porção de parênquima com gota lipídica, em secção transversal; gl: gota lipídica; C. porção de parênquima com gotículas lipídicas, em secção transversal; gtl: gotículas lipídicas; D. porção de parênquima, em secção transversal; E. porção de parênquima com grãos de amido, em secção transversal; ga. grão de amido; F. grãos de amido agrupados; G. grãos de amido isolados; H. porções de fibras isoladas, em secção longitudinal; I. porção de agrupamento de fibras, em secção longitudinal; J. porção de xilema, em secção longitudinal; ee: porção de elemento de vaso com espessamento escalariforme; eh: porção de elemento de vaso com espessamento helicoidal; eo: porção de elemento de vaso com espessamento anelado; fb. porção de fibra; K. porção de xilema, em secção longitudinal; ee: porção de elemento de vaso com espessamento escalariforme; ere: porção de elemento de vaso com espessamento reticulado; fb: porção de fibra; p. porção de parênquima; L. fragmentos isolados de espessamentos parietais; M.

porção de elemento traqueal com espessamento anelado, em secção longitudinal; N. porção de elemento traqueal com espessamento reticulado, em secção longitudinal; O. porção de elemento traqueal com espessamento escalariforme, em secção longitudinal; P. porção de parênquima e elementos vasculares, em secção longitudinal; p. parênquima; ee: elemento de vaso com espessamento escalariforme. As escalas correspondem: em A a P a 100 μm.

Figura 1. Zingiber officinale Roscoe.



GUARANÁ TINTURA DESCRIÇÃO

Características físicas. Solução de coloração castanho-avermelhada e odor característico. IDENTIFICAÇÃO

A. Caracterização da presença de metilxantinas. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de clorofórmio, etanol e ácido fórmico (90:8:2), como fase móvel. Aplicar, separadamente, à placa 5 μl das soluções (1), (2) e (3), recentemente preparadas, descritas a seguir:

Solução (1): transferir quantidade de amostra equivalente a cerca de 20 mg de cafeína para

erlenmeyer com tampa. Adicionar 30 ml de água destilada, 2,0 ml de HCl e aquecer brandamente por 5 minutos. Filtrar ainda quente para funil de separação, lavar o filtro com 50 ml de água e realizar 3 estrações com 20 ml de clorofórmio. Levar a fase orgânica à secura em banho-maria. Ressuspender o resíduo em 20 ml de metanol.

Solução (2): solução a 1 mg/ml de cafeína em metanol. Solução (3): solução a 1 mg/ml de teofilina em metanol. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Examinar sob luz ultravioleta

(254 nm). O cromatograma, obtido com a solução (1), apresenta duas manchas principais, correspondentes em posição e cor àquelas obtidas com as soluções (2) e (3).

B. O tempo de retenção do pico principal do cromatograma da solução amostra , obtida no método A de Doseamento, corresponde àquela do pico principal da solução padrão. TESTES DE SEGURANÇA BIOLÓGICA

Contagem de microrganismos viáveis totais (V.5.1.6). Cumpre o teste.

Pesquisa e identificação de patógenos (V.5.1.7). Cumpre o teste. DOSEAMENTO

Por Cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 275 nm, coluna de 150 mm de comprimento e 4,6 mm de diâmetro interno,

empacotada com sílica quimicamente ligada a octadecilsilano (5 µm), mantida a temperatura ambiente ; fluxo da fase móvel de 1 ml/minuto.

Fase móvel: transferir 955 ml de tampão acetato de sódio 0,08 % p/V para balão volumétrico de

1000 ml, adicionar 25 ml de acetonitrila e 20 ml de tetrahidrofurano. Homogeneizar. Ajustar o pH da solução a 4,5 com ácido acético glacial.

Solução amostra: pipetar quantidade de tintura equivalente a 0,02 g de cafeína, adicionar 25 ml de água e 1,0 ml de HCl. Aquecer brandamente por 5 minutos. Filtrar ainda quente para funil de separação, lavar o filtro com 50 ml de água e realizar 3 estrações com 20 ml de clorofórmio. Levar a fase orgânica à secura em banho-maria. Ressuspender o resíduo para. balão volumétrico de 100 ml com auxílio de fase móvel.

Solução padrão: dissolver quantidade exatamente pesada de cafeína padrão em água e 1,0 ml de

HCl para obter solução a 2,0 mg/ml. Retirar alíquota de 5,0 ml, e realizar todo o processo de extração conforme descrito para a solução amostra. Ressupender o resíduo em balão volumétrico de 100 ml com auxílio de fase móvel.

Solução de resolução: preparar solução com auxílio de água e 1,0 ml HCl contendo aproximadamente 40 mg de teofilina e 20 mg de cafeína por mililitro. Realizar o processo de extração descrito para a solução amostra e ressuspender o resíduo formado em 100 ml da fase móvel. A resolução entre os picos de cafeína e teofilina não deve ser menor que 2,0. O desvio padrão relativo das áreas das replicatas dos picos registrados não deve ser maior que 2,0 %.

Injetar replicatas de 20 µl das soluções padrão e amostra, registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. Calcular o teor de cafeína na amostra a partir das respostas obtidas com as soluções padrão e amostra. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipientes bem-fechados, protegidos da luz e do calor. ROTULAGEM

Observar a legislação vigente.

HAMAMÉLIS, TINTURA DE Hamamelidis tinctura

DEFINIÇÃO

Tintura obtida a partir das folhas de Hamamelis virginiana L., contendo no mínimo 0,6% de taninos totais, expressos em pirogalol (C6H6O3; M 126,1), (m/m). PREPARAÇÃO

A tintura de hamamélis é obtida a partir de 1 parte da droga vegetal em 10 partes de etanol 65% (V/V), por um procedimento adequado. CARACTERÍSTICAS

Aspecto: líquido de cor castanho amarelado e sabor adstringente. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de acetato de etila, tolueno, ácido fórmico e água (60:20:15:15; V/V), como fase móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), separadamente, preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Levar 5,0 ml da tintura de hamamélis a resíduo seco (RES) em

banho-maria. Retomar o RES em 10,0 ml de água. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 10,0 ml de acetato de etila em funil de separação (125,0 ml). Deixar em repousou em freezer (-18 ºC) por 15 minutos, para total separação das fases. Reunir as fases orgânicas e lavar com 20,0 ml de água.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de ácido gálico e dissolver em 1,0 ml de

metanol. Solução (3): Pesar cerca de 1 mg de catequina e dissolver em 2,0 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma em percurso de 4 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Em seguida, nebulizar a placa com cloreto férrico 1% em metanol. Após a visualização deverão ser observadas na solução (1), no quadrante superior uma banda de coloração amarela, seguida por três bandas de coloração azul acinzentada com Rf de 0,77 e 0,73, que correspondem ao ácido gálico e catequina, respectivamente, duas bandas centrais de coloração castanho-amarelada e uma banda inferior, com Rf de 0,35 correspondente a hamamelitaninos.

ENSAIOS

Densidade relativa (V.3.3.1). 0,902 a 0,914. Determinação de álcool (V.3.4.8). 58% (V/V) a 62% (V/V).

Resíduo seco. No mínino 1,2%.

DOSEAMENTO Taninos Totais Efetuar todas as operações de extração e diluição ao abrigo da luz.

Solução mãe: Pesar exatamente cerca de 1,5 g de tintura de hamamélis em um balão volumétrico de 250 ml e completar o volume com água destilada. Filtrar a mistura por papel de filtro. Rejeitar os primeiros 50,0 ml do filtrado.

Solução amostra para Polifenóis totais: Transferir volumetricamente 5 ml do filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 290 g/l. Determinar a absorvância à 760 nm (A1) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução amostra para Polifenóis não adsorvidos por pó-de-pele: Para 10 ml do filtrado adicionar 0,100 g de pó-de-pele e agitar mecanicamente em erlenmeyer de 125,0 ml durante 60 minutos. Filtrar em papel de filtro. Diluir 5 ml desse filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 290 g/l. Determinar a absorvância em 760 nm (A2) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução Padrão: Dissolver imediatamente antes do uso 50,0 mg de pirogalol R em balão volumétrico de 100 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 5 da solução em balão volumétrico de 100 ml e completar com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml dessa solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 290 g/l. Determinar a absorvância em 760 nm (A3) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Calcular o teor em porcentagem de taninos, expressos em pirogalol, usando a expressão:

13

221

.).(5,62

mAmAATT −

=

Em que: A1 = absorvância da solução amostra para polifenóis totais; A2 = absorvância da solução amostra para polifenóis não adsorvidos em pó-de-

pele; A3 = absorvância da solução padrão; m1 = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas; m2 = massa de pirogalol, em gramas.



ROTULAGEM

Em concordância com a legislação vigente.

HORTELÃ-PIMENTA, FOLHAS Menthae piperitae folium

Mentha x piperita L. – LAMIACEAE A droga vegetal é constituída de folhas secas, inteiras, quebradas, cortadas ou pulverizadas da espécie e de suas variedades, contendo, no mínimo, 1,2% de óleo essencial em folhas inteiras e, no mínimo, 0,9% de óleo essencial em folhas rasuradas. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS A droga tem odor forte, aromático, penetrante, semelhante ao mentol; sabor aromático picante, com sensação de frescor agradável. DESCRIÇÃ0 MACROSCÓPICA Folhas inteiras, membranosas, rugosas, quebradiças, oposto-cruzadas, pecioladas, verdes a verde-amarronzadas quando secas, com numerosos tricomas glandulares na face abaxial da lâmina, visíveis com lente de 6x ou contra a luz, como pontos claros, amarelos, brilhantes e tricomas tectores distribuídos sobre as nervuras; venação camptódroma-broquidódroma, nervura principal espessa e pronunciada em ambas as faces, nervuras secundárias em ângulo aproximado de 45°, depressas na face adaxial e salientes na face abaxial. Lâmina ovalada a ovalado-lanceolada, ápice agudo, base irregularmente arredondada e assimétrica, margem irregularmente serreada, com dentes agudos, medindo de 3,0 cm a 9,0 cm de comprimento e 1,0 cm a 5,0 cm de largura. Pecíolo de 0,5 cm a 1,0 cm de comprimento, verde, quando seco vinoso-acastanhado, côncavo na face adaxial, convexo na face abaxial e com costelas laterais, com tricomas iguais aos da lâmina. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA Lâmina foliar de simetria dorsiventral, hipo-anfiestomática, com estômatos diacíticos. Em vista frontal, a cutícula é lisa e as células da epiderme têm paredes anticlinais de contorno ondulado na região entre as nervuras e paredes retilíneas sobre as nervuras. Ocorrem cinco tipos de tricomas em ambas as faces: (1) tricoma tector pluricelular, longo, delgado, agudo, unisseriado, com duas a quatorze células, a célula basal de maior comprimento e a apical de ápice obtuso; alguns destes tricomas quando com maior número de células apresentam coroa de células basais; cutícula espessa e marcadamente estriada; (2) tricoma tector pluricelular, com duas a seis células, bisseriado na base, com cutícula espessa e estriada; (3) tricoma glandular com pedicelo unicelular, curto e cabeça unicelular, arredondada, com cutícula delgada; (4) tricoma glandular com pedicelo unicelular, bicelular ou tricelular, curto e cabeça unicelular elíptica, com cutícula delgada; (5) tricoma glandular peltado, de pedicelo curto, formado por uma ou duas células na porção basal e cabeça pluricelular com oito células de disposição radial, geralmente com cutícula dilatada e de coloração parda. Em secção transversal, a cutícula é delgada e a epiderme é uniestratificada, com células

achatadas tangencialmente, ricas em gotas de óleo os estômatos são projetados; tricomas tectores do tipo 1 ocorrem em maior número na face abaxial e sobre a região da nervura principal e os do tipo 2 são raros; tricomas glandulares, dos tipos 3 e 4, estão distribuídos por toda a lâmina; tricomas glandulares peltados, do tipo 5, são depressos na epiderme e mais freqüentes na face abaxial da região intercostal; parênquima paliçádico uniestratificado, com células compactas e curtas; parênquima esponjoso triestratificado ou mais, preenchendo em torno de 60% da secção; gotas de óleo abundantes; cristais de oxalato de cálcio ausentes. A nervura principal, em secção transversal, apresenta cutícula espessa na face abaxial, as células epidérmicas são poligonais, ovaladas, pequenas e com parede periclinal externa espessa, o colênquima é angular, uniestratificado ou com mais camadas junto à face adaxial, seguido nesta face por um clorênquima com até cinco camadas de células poligonais e pelo parênquima. Este último, junto a face abaxial, é formado por até 10 camadas de células isodiamétricas com grandes espaços intercelulares. O sistema vascular é formado por um ou mais feixes colaterais abertos ou não, apresentando floema bem desenvolvido com calota de fibras voltada para a face abaxial, ou com algumas fibras isoladas localizadas externamente. O pecíolo, em secção transversal, apresenta cutícula espessa e lisa, epiderme uniestratificada, de células poliédricas, estômatos projetados, com maior freqüencia de tricomas do tipo 1, o córtex apresenta colênquima angular com até oito camadas apenas nas costelas e uniestratificado na face abaxial; clorênquima mais compactado na região das costelas, parênquima cortical formado por células ovaladas, de grande volume, com maiores espaços intercelulares junto à face abaxial, endoderme rica em grãos de amido; sistema vascular com três ou mais feixes colaterais, o central amplamente aberto, com floema expressivo, com ou sem fibras. Gotas de óleo ocorrem no clorênquima, no parênquima cortical e na endoderme. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. Examinar ao microscópio, utilizando solução de hidrato de cloral R. São características: folhas quebradas ou cortadas, freqüentemente amassadas, de cor verde-acastanhada; fragmentos do limbo com células epidérmicas de paredes sinuosas e estômatos diacíticos numerosos, principalmente na face abaxial; tricomas como os descritos, principalmente os do tipo 1; fragmentos do mesofilo heterogêneo assimétrico, como descrito; fibras; elementos traqueais de espessamento helicoidal; cristais amarelos de mentol sob a cutícula dos tricomas peltados podem ser observados; cristais de oxalato de cálcio ausentes. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA DAS IMPUREZAS Os caules, ramos, flores, frutos e sementes da própria espécie, se presentes como impureza, caracterizam-se por apresentar: caule quadrandular com costelas bem definidas até o quarto nó, ramificado, na maioria das variedades vinoso quando adulto, verde-claro quando jovem e esbranquiçado nos nós basais; tricomas não visíveis a olho nu; flores reunidas em inflorescências espigadas; cálice glabro, com cinco dentes; corola rosado-violácea ou branca, com quatro lobos, o superior alargado; estames quatro, didínamos, inclusos na corola, ovário súpero, tetralobado, estilete ginobásico; sementes raras e estéreis.

DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DA IMPUREZA CORRESPONDENTE AO CAULE Os caules da própria espécie, se presentes como impureza, apresentam, em estrutura secundária e em secção transversal, cutícula espessa e estriada, epiderme uniestratificada, de células poligonais, com ou sem idioblastos de areia cristalina e com ou sem células contendo antocianinas; tricomas e estômatos raros; colênquima angular, formado por uma a muitas camadas na região das costelas; clorênquima com até dez camadas, com esclereídes isolados e com idioblastos de areia cristalina; endoderme com estrias de Caspary evidentes e sem grãos de amido; floema com ou sem fibras isoladas ou em pequenos grupos; zona cambial evidente de até quatro camadas; xilema totalmente esclerificado ou não; gotas de óleo em todos os tecidos, exceto no câmbio e no xilema; parênquima medular desenvolvido. Quando em estrutura primária, células da epiderme repletas de antocianinas; tricomas iguais aos descritos para a folha; colênquima formado por uma camada nas regiões intercostais e até nove camadas nas costelas; clorênquima rico em cloroplastídios e grãos de amido; endoderme evidente e rica em grãos de amido; sistema vascular com feixes colaterais mais desenvolvidos nas costelas; câmbio fascicular e interfascicular evidente; parênquima medular com células isodiamétricas de grande volume. Adulteração: Mentha crispa L. apresenta tricomas glandulares com cabeça de doze células e tricomas tectores de paredes finas e de uma a seis células. IDENTIFICAÇÃO Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e tolueno e acetato de etila (95:5) como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), preparadas recentemente, como descrito a seguir. Solução (1): agitar 0,2 g da droga recentemente pulverizada com 2 ml de diclorometano. Filtrar. Evaporar à secura (40 ºC) e dissolver o resíduo em 0,1 ml de tolueno. Solução (2): diluir 50 mg de mentol, 20 μl de cineol, 10 mg de timol e 10 μl de acetato de mentila em tolueno e completar a 10 ml com o mesmo solvente. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Observar sob luz ultravioleta (254 nm). O cromatograma, obtido com a solução (1), apresenta, na parte superior da cromatoplaca, quatro manchas principais, que correspondem em posição, cor e atenuação de fluorescência àquelas obtidas com a solução (2). Em seguida, nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e deixar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 5 a 10 minutos. A mancha correspondente ao acetato de mentila (Rf 0,81 aproximadamente) apresenta coloração azul-violeta, a mancha correspondente ao timol (Rf 0,65 aproximadamente) apresenta coloração rósea, a mancha correspondente ao cineol (Rf 0,60 aproximadamente) apresenta coloração de azul a violeta-castanho e a mancha correspondente ao mentol (Rf 0,55 aproximadamente) apresenta coloração de azul a violeta.

ENSAIOS DE PUREZA Material estranho (V.4.2.2). No máximo 10 % de caules quadrangulares, glabros ou com tricomas tectores; escassos fragmentos de caules reconhecidos pelas fibras, além de numerosos elementos de vaso, fragmentos de flores como os descritos. Água (V.4.2.3). No máximo 12%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 15%. DOSEAMENTO Óleo essencial Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6). Utilizar balão de 500 ml contendo 200 ml de água como líquido de destilação. Adicionar 0,5 ml de xilol pela abertura k. Utilizar planta seca rasurada não contundida. Proceder imediatamente à determinação do óleo essencial, a partir de 20 g da droga. Destilar por 4 horas. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipientes de vidro bem-fechados, ao abrigo da luz e calor. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de anisaldeído sulfúrico Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico.

LEGENDAS: Figura 1: Mentha piperita L. – A. aspecto geral de um ramo; c: caule; lf: lâmina foliar; B. vista da face adaxial de uma folha; lf: lâmina foliar; pl: pecíolo; C. vista da face abaxial de uma folha; lf: lâmina foliar; pl: pecíolo; D. detalhe de uma porção da face adaxial da epiderme da lâmina foliar, na região intercostal, em vista frontal; es: estômato; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular; E. detalhe de uma porção da face abaxial da epiderme da lâmina foliar, na região intercostal, em vista frontal; es: estômato; tgo: tricoma glandular com cabeça octacelular; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular; F. detalhe de uma porção da face adaxial da epiderme da lâmina foliar, sobre a nervura principal, em vista frontal; ct: cicatriz do tricoma tector; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular; G. detalhe de uma porção da face abaxial da epiderme da lâmina foliar, sobre a nervura principal, em vista frontal; ct: cicatriz do tricoma tector; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular; tgo: tricoma glandular com cabeça octacelular; tt: tricoma tector; H. tricomas; H.a. detalhe de um tricoma tector pluricelular unisseriado, com coroa de células basais, em vista lateral; H.b. detalhe de um tricoma tector pluricelular unisseriado, com a base bisseriada, em vista lateral; H.c. detalhe de um tricoma tector tetracelular unisseriado, em vista lateral; H.d. detalhe de um tricoma tector bicelular unisseriado, em vista lateral; H.e. detalhe de tricoma glandular de cabeça arredondada e pedicelo unicelular, em vista lateral; H.f. detalhe de tricomas glandulares de cabeça unicelular elíptica, pedicelo unicelular ou bicelular e unisseriado, em vista lateral; H.g. detalhe de tricoma glandular, com cabeça secretora octacelular, em vista lateral. H.h. detalhe de tricoma glandular de cabeça unicelular, pedicelo tricelular e unisseriado, em vista lateral. As escalas correspondem em A a 2,5 cm, em B e C a 1 cm e em D - H a 100 μm. Figura 2: Mentha piperita L. – A. representação esquemática do aspecto geral da região da nervura principal e de porção da região intercostal, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; co: colênquima; end: endoderme; ep: epiderme; f: floema; pj: parênquima esponjoso; p: parênquima; pp: parênquima paliçádico; px: parênquima do xilema; tt: tricoma tector; x: xilema; B. detalhe da região da nervura principal e de porção da região intercostal, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; co: colênquima; cu: cutícula; end: endoderme; ep: epiderme; es: estômato; f: floema; p: parênquima; pj: parênquima esponjoso; pp: parênquima paliçádico; px: parênquima do xilema; tgu: tricomas glandulares com cabeça unicelular; tt: base de um tricoma tector; x: xilema; C. detalhe da lâmina foliar na região intercostal, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cu: cutícula; ep: epiderme; es: estômato; pj: parênquima esponjoso; pp: parênquima paliçádico; tgo: tricoma glandular com cabeça octacelular; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular; D. representação esquemática do aspecto geral do pecíolo, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; co: colênquima; end: endoderme; ep: epiderme; f: floema; fv: feixe vascular; pc: parênquima cortical; x: xilema; E. detalhe de porção do pecíolo, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; co: colênquima; cu: cutícula; end: endoderme; ep: epiderme; f: floema; p: parênquima cortical ; px: parênquima do xilema; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular; x: xilema. As escalas correspondem em A a 400 μm, em D a 1000 μm e em B, C e E a 100 μm.

Figura 1: Mentha piperita L.

Figura 2: Mentha piperita L.

HORTELÃ-PIMENTA, ÓLEO ESSENCIAL Menthae piperitae aetheroleum

Óleo essencial obtido por arraste de vapor d’água das partes aéreas, recém coletadas, de Mentha x piperita L. – LAMIACEAE. O óleo essencial é constituído de, no mínimo, 35,0% de mentol. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS Líquido incolor, amarelo pálido ou amarelo esverdeado pálido, com odor e sabor característicos, seguido de sensação de frescor. IDENTIFICAÇÃO Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e tolueno e acetato de etila (95:5) como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), preparadas recentemente, como descrito a seguir. Solução (1): dissolver 0,1 ml do óleo essencial em 1 ml de tolueno. Solução (2): diluir 50 mg de mentol, 20 μl de 1,8-cineol, 10 mg de timol e 10 μl de acetato de mentila em tolueno e completar a 10 ml com o mesmo solvente. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Observar sob luz ultravioleta (254 nm). O cromatograma, obtido com a solução (1), apresenta, na parte superior da cromatoplaca, quatro manchas principais, que correspondem em posição, cor e atenuação de fluorescência àquelas obtidas com a solução (2). Em seguida, nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e deixar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 5 a 10 minutos. Examinar imediatamente à luz visível. A manchas principais correspondem a acetato de mentila (Rf 0,81 aproximadamente) apresentando coloração azul-violeta, timol (Rf 0,65 aproximadamente) apresentando coloração rósea, 1,8-cineol (Rf 0,60 aproximadamente) apresentando coloração de azul a violeta-castanho e mentol (Rf 0,55 aproximadamente) apresentando coloração de azul a violeta.

ENSAIOS DE PUREZA Densidade relativa (V.3.3.1). De 0,900 a 0,916. Índice de refração (V.3.3.4). De 1,457 a 1,467. Poder rotatório (V.3.3.5). De –10º a –30º. Índice de acidez (V.3.3.7). No máximo, 1,4, determinado em 5,0 g de óleo essencial, diluídos em 50 ml de mistura de solventes. PERFIL CROMATOGRÁFICO Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (V.2.17.5.). Utilizar cromatógrafo provido de detector de ionização de chamas, utilizando mistura de nitrogênio-ar sintético-hidrogênio (1:1:10) como gases auxiliares à chama do detector; coluna capilar de 30 m de comprimento e 0,25 mm de diâmetro interno, preenchida com polidifenildimetilsiloxano, com espessura do filme de 0,25 μm; temperatura da coluna de 60 °C a 300 °C, a 3 °C por minuto (total: 80 minutos), temperatura do injetor a 220 °C e temperatura do detector a 250 °C; utilizar hélio a uma pressão de 80 kpa como gás de arraste; fluxo do gás de arraste de 1 ml/minuto. Solução amostra: diluir o óleo essencial em na razão de 2:100 em éter etílico. Procedimento: injetar 1 μl desta solução no cromatógrafo a gás, utilizando divisão de fluxo de 1:50. Os índices de retenção linear dos constituintes do óleo são calculados em relação a uma série homóloga de hidrocarbonetos e comparados com amostras referência. A concentração relativa é obtida por normalização (integração manual ou eletrônica). Calcular o Índice de Retenção, segundo a expressão:

)()(100

1001 zz

zx

trtrtrtr

nIK−−×

+×=+

em que: n = número de átomos de carbono do alcano de com tempo de retenção imediatamente anterior ao constituinte “x” a ser caracterizado. trx = tempo de retenção do constituinte “x” (intermediário a trz e trz+1); trz = tempo de retenção do alcano imediatamente anterior ao constituinte “x; trz+1 = tempo de retenção do alcano com “n +1” carbonos ( imediatamente posterior ao constituinte “x”). Cromatograma ilustrativo, obtido com o óleo essencial de Mentha x piperita

As porcentagens dos principais constituintes estão dentro dos seguintes intervalos: Pico Índice de Retenção Constituinte Teor (%) 1 1023 Limoneno 0,5 – 5,0 2 1025 1,8-Cineol 0,5 – 13,0 3 1147 Mentona 6,0 – 30,0 4 1156 Isomentona 2,0 – 10,0 5 1160 Neo-mentol 2,0 - 3,5 6 1165 Mentol 35,0 – 79,0 7 1230 Pulegona máximo 2,0 8 1237 Carvona máximo 1,0 9 1290 Acetato de mentila 3,0- 10,0 EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipientes de vidro bem cheios, hermeticamente fechados, ao abrigo da luz e calor. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de anisaldeído sulfúrico

1 2

3

4 5

6

7

9

8

Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico.

LOBÉLIA Lobelia folium

Lobelia inflata L. LOBELIACEAE A droga consiste nas folhas secas e deve conter no mínimo 0,4% de alcalóides solúveis no

éter R, calculados em lobelina. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

A droga tem odor fraco e característico e sabor fortemente acre, lembrando o do fumo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

A droga, parcialmente quebrada é constituída pela haste alada grosseira e irregularmente veludosa verde-amarelada ocasionalmente purpurina; folhas alternas, sésseis ou curtamente pecioladas; estas medem 2,0 cm a 9,0 cm de comprimento são ovais ou oblongas; a lâmina é verde pálido pubescente, com as margem obtusamente denteadas ou irregularmente serreado-denticulados; cada dente possui um ápice glandular castanho-amarelado. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA A folha é hipoestomática e de simetria dorsiventral. A epiderme foliar em vista frontal é formada por células de paredes muito sinuosas e com papilos na face adaxial e onduladas na face abaxial, recoberta por cutícula estriada; apresenta numerosos tricomas tectores unicelulares, cônicos, tuberculosos, medindo até 300 µm de comprimento; estômatos anomocíticos por 3 a 4 células. O mesofilo é assimétrico, com parênquima paliçádico com células curtas e no bordo foliar apresenta pequenas glândulas arredondadas ou elípticas compostas de numerosas células poliédricas pequenas e envolvidas por 2 ou 3 camadas concêntricas de pequenas células achatadas radialmente. O sistema vascular é rico em vasos laticíferos e fibras espessadas. A semente é caracterizada por possuir células muito espessadas, castanha-amareladas, grandes; vista de face, são alongadas e poligonais; em perfil, tem a forma de U. DESCRIÇÃO DO PÓ O pó, de cor verde escuro, deve corresponder a todas as exigências estabelecidas para a espécie exceto os caracteres macroscópicos, devendo, encontrar-se no exame microscópico os mesmos elementos desintegrados. Fragmentos da epiderme adaxial mostrando papilas e células do parênquima paliçádico; fragmentos da epiderme inferior com estômatos anomocíticos, vasos helicoidais lignificados, de paredes espessadas e fragmentos do xilema; tricomas tectores grandes, unicelulares e cônicos; fragmentos da lâmina foliar em secção transversal mostrando cutícula espessa com estrias cobrindo as células papilosas da face adaxial; uma camada única de células paliçádicas de paredes finas e de células irregulares do parênquima esponjoso; grupos ocasionais de esclerídeos do pericarpo do fruto com células de paredes sinuosas e, ocasionalmente, grãos de pólen.

IDENTIFICAÇÃO

Um corte, montado em cloral hidratado SR e aquecido, mostra grandes agulhas, bastonetes e esfero-cristais no mesofilo.

Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando

gel de sílica GF254, como suporte, e mistura de dietilamina R, ciclo-hexano R (10:90 V/V) como fase móvel. Aplique, separadamente, na placa, em traços de 20 mm por 3 m, a 1 cm de distância 10 µl e 20 µl das soluções a seguir respectivamente:

Solução problema: A 2,0 g da amostra pulverizada extrair com 10,0 ml de éter etílico isento de peróxidos e 2 ml de solução de amônia diluida, agitando por 10 minutos. Filtrar para uma cápsula e evaporar o solvente à secura em banho maria. Suspender o resíduo com 5 ml solução de ácido sulfúrico 1%. Passar a solução para um tubo de ensaio, alcalinizar até pH 9-10 com amônia diluida e extrair novamente com éter etílico. Decantar o éter para uma cápsula e evaporar à secura em banho-maria. Suspender o resíduo com 2 ml de clorofórmio e aplicar na placa cromatográfica.

Solução padrão. Dissolva 5 mg de sulfato de lobelina em 5 ml de metanol R..

Resultados : A sequência das bandas presentes nos cromatogramas obtidos com a solução padrão é semelhante à das bandas correspondentes dos cromatogramas obtidos com o mesmo volume da solução padrão. Podem aparecer bandas secundárias fracas. A lobelina aparece com um Rf em torno de 0,35-0,40.

ENSAIOS DE PUREZA

Material estranhos (V.4.2.2). No máximo 10% de hastes, essas não devem ter mais de 2 mm de diâmetro.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 10,0 por cento. Cinzas insolúveis (V.4.2.5). No máximo 5,0 por cento.

DOSEAMENTO

Introduza 15 g de lobélia, em pó (80), num frasco de rolha esmerilhada de 250 ml, junte 150 ml de éter R e 7 ml de hidróxido de amônio SR, arrolhe o frasco e agite-o freqüentemente durante 2 horas. Após sedimentação decante o líquido etéreo para um erlenmeyer provido de rolha esmerilhada contendo cerca de 5 g de sulfato de sódio seco R; agite bem; decante 100 ml deste liquido, exatamente medidos (igual a 10 g de lobélia), reduza-o cerca de 10 ml e transfira-os quantitativamente para um funil de decantação. Extraia os alcalóides em 20 ml de

ácido clorídrico N (SV). Repita o tratamento com 4 novas e sucessivas porções de 10 ml de ácido clorídrico N. Reúna os líquidos ácidos e elimine o éter em banho-maria. Deixe esfriar e adicione 10 ml de solução de ácido silicotúngstico SR. Depois de 12 h de repouso recolha o precipitado em um papel de cinzas conhecidas. Lave o filtro e o precipitado em pequenas porções de ácido clorídrico N (SV), até que as águas de lavagem não precipitem pela adição de uma solução de cloridrato de quinina 1 % (p/V). Seque e calcine o filtro num cadinho previamente tarado. Resfrie e pese. O peso do resíduo multiplicado por 0,415 dá a quantidade de alcalóides totais contidos em 10 g de lobélia. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipientes bem fechados, protegidos da luz e da umidade.

Lobelia inflata L. - CAMPANULACEAE. A.fragmento da lâmina mostrando os tricomas tectores; lf: lâmina foliar; tt: tricoma tector; B. representação esquemática de um ramo florido; C. detalhe de porção da epiderme voltada para a face abaxial; tt: tricoma tector pluricelular; es: estômato. D. detalhe lâmina foliar em secção transversal; cu: cutícula; ep: epiderme; es: estômato; pj: parênquima esponjoso; pp: parênquima paliçádico; tt: tricoma tector; E. grãos de pólen.

MARACUJÁ-DOCE Passiflorae dulcis folium

Passiflora alata Curtis – PASSIFLORACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas dessecadas contendo, no mínimo, 1,0% de flavonóides

totais, expressos em apigenina. SINONÍMIA CIENTÍFICA

Passiflora alata Dryander, Passiflora alata var. latifolia (DC.) Mast., Passiflora latifolia DC., Passiflora phoenicia Lindl. NOMES POPULARES

Maracujá-doce, maracutango, maracujá-grande, maracujá-comprido, maracujá-mamão, maracujá-melão. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

As folhas possuem sabor fortemente amargo e odor característico.


Folhas simples, glabras, sub-coriáceas, de cor verde claro. Lâminas ovaladas ou oblongas de 7 a

20 cm de comprimento por 4 a 15 cm de largura. A base da lâmina é arredondada ou ligeiramente reentrante, o ápice é acuminado e a margem lisa. A nervação é peninérvea, as nervuras principal e secundárias são mais salientes na face abaxial. O pecíolo mede de 2 a 7 cm, é profundamente caniculado na parte superior, e têm um ou dois (mais freqüentemente) pares de nectários extraflorais. É comum a ocorrência de gavinhas aderidas ao pecíolo. Difere de Passiflora edulis pela forma das folhas, nervação e margem. A lâmina de Passiflora edulis é profundamente trilobada, trinervada e a margem é serrilhada. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

As epidermes, quando vistas de face, possuem células de formato poliédrico. As células da face adaxial, em vista frontal, são formadas por paredes levemente sinuosas e não apresentam tricomas. Na face abaxial, em vista frontal, as células são constituídas por paredes sinuosas e somente nesta face ocorrem estômatos dos tipos paracíticos, anisocíticos e anomocíticos. Um único estrato epidérmico ocorre em ambas as faces. O mesofilo, em secção transversal, caracteriza-se como heterogêneo assimétrico, constituído por parênquima clorofiliano palicádico (1 a 3 estratos) e vários estratos de parênquima clorofiliano esponjoso. A cutícula é espessa e lisa. Cristais de oxalato de cálcio do tipo drusa ocorrem próximos a feixes vasculares. Na nervura principal (central), em secção transversal, a face adaxial apresenta pouca convexidade e a face abaxial possui uma convexidade bastante angulosa. Sob ambas as epidermes, células de colênquima interrompem o parênquima clorofiliano, ocorre um anel vascular central circundado por células de esclerênquima e o câmbio se faz presente. Ainda na região da nervura principal, idioblastos contendo drusas ocorrem em todo o tecido fundamental e entre os tecidos de xilema e floema. No pecíolo, em secção transversal, a face adaxial é côncava contendo duas projeções laterais. A face abaxial é convexa com uma única projeção central. Internamente à epiderme ocorre preenchimento por colênquima e o restante por parênquima. O sistema vascular do pecíolo é formado por feixes vasculares no centro e dois outros localizados nas projeções laterais da face adaxial. Grande quantidade de idioblastos com drusas se faz presentes por todo o colênquima, parênquima e feixes vasculares. Entre as características diferenciais da espécie Passiflora edulis esta possui tricomas tectores unicelulares de parede lisa na região da nervura principal. Tanto na nervura principal quanto no pecíolo, os idioblastos contendo drusas ocorrem somente entre o xilema e o floema. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

Caracterizado pela presença de fragmentos das estruturas descritas acima.

IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílicagel G, como suporte, e mistura de acetato de etila, água e ácido fórmico anidro (80:10:10), como fase móvel. Aplicar em bandas, separadamente, à placa de 9 cm de comprimento, 10 μl da solução teste e 5 μl da solução padrão, recentemente preparadas, descritas a seguir.

Solução (1): Agitar, em ultra-som, durante 10 minutos, uma dispersão a 50 mg/ml do pó fino da

droga vegetal em mistura de etanol e água (1:1). Filtrar.

Solução (2): solução a 100 µg/ml de vitexina e rutina em mistura de etanol e água (1:1).

Desenvolver o cromatograma em percurso de aproximadamente 7 cm. Remover a placa e deixar secar ao ar. Nebulizar a placa com difenilborato de aminoetanol a 1% (p/V) em metanol seguido de polietilenoglicol 4000 a 5% (p/V) em metanol. Examinar sob luz ultravioleta (365 nm). A solução (1) deve apresentar fluorescência alaranjada no linha de chegada do solvente (Rf = 1). Entre a vitexina (Rf = 0,75) e a rutina (Rf = 0,45) (solução (2)), a solução (1) deve apresentar duas manchas fluorescentes, uma laranja com Rf = 0,62 e outra amarelo-esverdeado com Rf = 0,53. Além de mais duas manchas fluorescentes bem definidas na solução (1), uma amarelo-esverdeada (Rf = 0,29) e

outra laranja (Rf = 0,22). Diferencia-se da P. edulis pela ausência de manchas fluorescentes amarelo-esverdeadas acima da vitexina (Rf de 0,8 e 0,85).

B. Cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 340 nm; coluna de 250 mm de comprimento e 4,6 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano (5 μm); fluxo de fase móvel de 0,8 ml/minuto.

Fase móvel: mistura de água acidificada com 0,05% (V/V) de ácido fosfórico, tetrahidrofurano e

álcool isopropílico (80:17:3). Solução amostra: pesar exatamente, cerca de 0,500 g da droga seca e pulverizada (180 µm) e

colocar em balão volumétrico de 50 ml. Adicionar aproximadamente 30 ml de solução de etanol e água (1:1) e agitar por ultra-som por 10 minutos e completar o volume com o mesmo solvente. Agitar manualmente por mais cinco minutos e filtrar o extrato com papel filtro.

Solução referência (1): transferir, exatamente, 1,0 mg de isovitexina padrão para balão

volumétrico de 10 ml e adicionar cerca de 7 ml de solução de etanol e água (1:1). Agitar por ultra-som por 10 minutos.

Solução referência (2): transferir, exatamente, 1,0 mg de vitexina 4-ramnosil padrão para balão

volumétrico de 10 ml e adicionar cerca de 7 ml de solução de etanol e água (1:1). Agitar por ultra-som por 10 minutos. Completar volume com mesma solução.

Solução referência (3): transferir, exatamente, 1,0 mg de isoorientina padrão para balão


Procedimento: injetar separadamente 20 µl de cada solução referência e da solução amostra. Os

tempos de retenção relativos são cerca de 0,75, 0,79 e 1 para vitexina 4-ramnosil, isoorientina e isovitexina, respectivamente. Apresenta ainda dois picos bem definidos característicos de flavonóide com tempos de retenção relativos inferior a 0,75. Estes picos desconhecidos não correspondem à saponarina, orientina ou vitexina. Diferencia-se de Passiflora edulis pela presença de isoorientina.

ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2,0%.

Água (V.4.2.3). No máximo 11,0%.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 10,0%.

Cinzas insolúveis em ácido (V.4.2.5). No máximo 0,4%.

ÍNDICE DE ESPUMA

Proceder conforme descrito em Determinação do índice de espuma (V.4.2.9), utilizando 0,1 g da droga pulverizada (180 µm). Calcular o índice de espuma conforme a expressão:

VPIE

×=

1000

em que IE = índice de espuma; P = percentual da droga utilizada no preparo do decocto; V = volume, em mililitros, do decocto usado para preparação da diluição no tubo de ensaio com espuma de 1 cm de altura.

O IE deve ser no mínimo 5000. DOSEAMENTO

Flavonóides totais

Pesar exatamente cerca de 0,400 g de droga pulverizada (180 µm) e colocar em balão de fundo redondo de 50 ml. Adicionar 20 ml de etanol 50% (V/V) e aquecer sob refluxo por 30 minutos. Filtrar a mistura para balão volumétrico de 50 ml utilizando algodão. Retornar o algodão para o mesmo balão de refluxo e adicionar 20 ml de etanol 50% (V/V), mantendo em refluxo por mais 30 minutos. Filtrar, usando papel filtro, para o balão volumétrico de 50 ml, completando-se o volume com etanol 50% (V/V) (solução-mãe SM). Transferir 0,8 ml da SM para balão volumétrico de 10 ml. Adicionar 0,8 ml de cloreto de alumínio 2% (p/V) em etanol 50% (V/V), completando o volume com o mesmo solvente. Preparar o branco transferindo 0,8 ml da SM para balão volumétrico de 10 ml e completar o volume com etanol 50% (V/V). Medir a absorvância da solução amostra em 397 nm (V.2.14) em cubeta de 1 cm, 30 minutos após seu preparo, utilizando a solução branco para o ajuste do zero. Calcular o teor de flavonóides totais segundo a expressão:

)/(%,)100(

176 ppPDm

ATFT−×

×=

em que: A = absorvância; m = massa da droga (g); PD = perda por dessecação (%; p/p).

O resultado é fornecido em porcentual (p/p) de flavonóides totais calculados como apigenina (C15H10O5). EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipiente de vidro, bem fechado, ao abrigo da luz e do calor.

ROTULAGEM


MARACUJÁ-AZEDO Passiflorae acetum folium

Passiflora edulis Sims – PASSIFLORACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas dessecadas contendo, no mínimo, 1,0% de flavonóides

totais, expressos em apigenina. SINONÍMIA CIENTÍFICA

Passiflora diaden Vell., Passiflora edulis var. pomifera (M. Roem.) Mast., Passiflora edulis var. rubricaulis (Jacq.) Mast., Passiflora gratissima A. St.-Hil., Passiflora iodocarpa Barb. Rodr., Passiflora middletoniana Paxton, Passiflora minima Blanco, Passiflora pallidiflora Bertol., Passiflora picroderma Barb. Rodr., Passiflora pomifera M. Roem., Passiflora rigidula J. Jacq., Passiflora rubricaulis Jacq., Passiflora vernicosa Barb. Rodr., Passiflora verrucifera Lindl. NOMES POPULARES

Maracujá-peroba, maracujá-comum, maracujá-de-comer, maracujá-de-doce, maracujá-mirim,

maracujá-pequeno, maracujá-de-ponche, maracujá preto, maracujá-redondo, maracujá-roxo. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

As folhas possuem sabor adocicado e odor característico. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

Folhas simples, glabras, sub-coriáceas, de cor verde claro. Lâminas profundamente divididas em três lobos com 7 a 16 cm de comprimento por 6 a 20 cm de largura. A base da lâmina é reentrante, o ápice é acuminado e a margem serrilhada. A nervação é palmatinérvea, as nervuras principal e secundárias são mais salientes na face abaxial. O pecíolo mede de 1 a 4 cm, é caniculado na parte superior e têm um par de nectários extraflorais. É comum a ocorrência de gavinhas aderidas ao pecíolo assim como heterofolia (presença de folhas bilobadas e inteiras). Difere de Passiflora alata pela forma das folhas, nervação e margem. A lâmina de Passiflora alata é inteira, peninérvea e a margem é lisa. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

As células epidérmicas da face adaxial, em vista frontal, possuem formato poliédrico e não ocorrem estômatos. Nesta mesma face, na região da nervura principal, ocorrem tricomas tectores unicelulares. Na face abaxial, as células têm o formato poliédrico e são constituídas por paredes levemente sinuosas. Os estômatos ocorrem na face abaxial: paracíticos, anisocíticos e anomocíticos. Um único estrato epidérmico ocorre em ambas as faces. O mesofilo, em secção transversal, caracteriza-se como heterogêneo assimétrico, constituído por parênquima clorofiliano palicádico (1 a 3 estratos) e vários estratos de parênquima clorofiliano esponjoso. A cutícula é espessa e lisa. Cristais de oxalato de cálcio do tipo drusa ocorrem próximos a feixes vasculares. Na nervura principal (central), em secção transversal, ocorre uma protuberância na face adaxial preenchida por colênquima. A epiderme desta protuberância apresenta alguns pêlos tectores unicelulares de parede lisa. A face abaxial é convexa, onde o colênquima também se faz presente sob a epiderme. O sistema vascular, na região da nervura principal, compõe-se de quatro feixes vasculares dispostos centralmente. Em cada feixe vascular, há presença de câmbio, e os idioblastos com drusas ocorrem somente entre o xilema e o floema. No pecíolo, em secção transversal, a face adaxial apresenta dois lobos pouco proeminentes e a face abaxial é pouco convexa na região central. Algumas camadas de colênquima ocorrem sob a epiderme do pecíolo e o restante é preenchido por parênquima, com raros pelos tectores unicelulares. O sistema vascular do pecíolo é formado por um feixe vascular em cada lobo da face adaxial e outro grupo de feixes dispõe-se no centro. Idioblastos com drusas, no pecíolo, ocorrem principalmente entre o xilema e o floema e, em menor número, no parênquima e colênquima. Entre as características diferenciais da espécie Passiflora alata esta não possui tricomas tectores unicelulares na região da nervura principal, e os idioblastos contendo drusas ocorrem em todo o tecido fundamental e entre os tecidos de xilema e floema. No pecíolo da espécie Passiflora alata, os idioblastos com drusas, se fazem presentes por todo o colênquima, parênquima e feixes vasculares, mais numerosos do que na Passiflora edulis. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

Caracterizado pela presença de fragmentos das estruturas descritas acima. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílicagel G, como suporte, e mistura de acetato de etila, água e ácido fórmico anidro (80:10:10), como fase móvel. Aplicar em bandas, separadamente, à placa de 9 cm de comprimento, 10 μl da solução teste e 5 μl da solução padrão, recentemente preparadas, descritas a seguir.

Solução (1): Agitar, em ultra-som, durante 10 minutos, uma dispersão a 50 mg/ml do pó fino da droga vegetal em mistura de etanol e água (1:1). Filtrar.

Solução (2): solução a 100 µg/ml de vitexina e rutina em mistura de etanol e água (1:1).

Desenvolver o cromatograma em percurso de aproximadamente 7 cm. Remover a placa, deixar secar ao ar. Nebulizar a placa com difenilborato de aminoetanol a 1% (p/V) em metanol seguido de polietilenoglicol 4000 a 5% (p/V) em metanol. Examinar sob luz ultravioleta (365 nm). A solução

(1) deve apresentar três manchas amarelo-esverdeadas acima da mancha da vitexina (Rf de aproximadamente 0,75, na solução (2)) com Rf de aproximadamente 0,8, 0,85 e 1,0. Entre a vitexina (Rf de aproximadamente 0,75) e a rutina (Rf de aproximadamente 0,45) (na solução (2)), a solução (1) deve apresentar duas manchas fluorescentes, uma laranja com Rf de aproximadamente 0,62 e outra amarelo-esverdeado com Rf de aproximadamente 0,53. Ainda é possível observar uma série de manchas fluorescentes bem definidas na solução (1), entre o ponto de aplicação e o Rf de aproximadamente 0,25. A espécie P. alata não apresenta as manchas fluorescentes amarelo-esverdeadas acima da vitexina (Rf 0,8 e 0,85) observadas na P. edulis.

B. Cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 340 nm; coluna de 250 mm de comprimento e 4,6 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica quimicamente ligada a grupo octadecilsilano (5 μm); fluxo de fase móvel de 0,8 ml/minuto.

Fase móvel: mistura de água acidificada com 0,05% (V/V) de ácido fosfórico, tetrahidrofurano e

álcool isopropílico (80:17:3). Solução amostra: pesar exatamente, cerca de 0,500 g da droga seca e pulverizada (180 µm) e

colocar em balão volumétrico de 50 ml. Adicionar aproximadamente 30 ml de solução de etanol e água (1:1) e agitar por ultra-som por 10 minutos e completar o volume com o mesmo solvente. Agitar manualmente por mais cinco minutos e filtrar o extrato com papel filtro.

Solução referência (1): transferir, exatamente, 1,0 mg de isovitexina padrão para balão


Solução referência (2): transferir, exatamente, 1,0 mg de vitexina 4-ramnosil padrão para balão

volumétrico de 10 ml e adicionar cerca de 7 ml de solução de etanol e água (1:1). Agitar por ultra-som por 10 minutos. Completar volume com a mesma solução.

Procedimento: injetar separadamente 20 µl de cada solução referência e da solução amostra. Os

tempos de retenção relativos são cerca de 0,75 e 1 para vitexina 4-ramnosil e isovitexina, respectivamente.Apresenta ainda picos adicionais característicos de flavonóide que não correspondem à saponarina, orientina, isoorientina ou vitexina. Diferencia-se da Passiflora alata pela ausência de isoorientina. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2,0%.

Água (V.4.2.3). No máximo 11%.

Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 10,0%.

Cinzas insolúveis em ácido (V.4.2.5). No máximo 0,4%.

ÍNDICE DE ESPUMA Proceder conforme descrito em Determinação do índice de espuma (V.4.2.9), utilizando 1 g da droga pulverizada (180 µm). O IE deve ser no mínimo 100.

DOSEAMENTO

Flavonóides totais Pesar exatamente cerca de 0,400 g de droga pulverizada (180 µm) e colocar em balão de fundo

redondo de 50 ml. Adicionar 20 ml de etanol 50% (V/V) e aquecer sob refluxo por 30 minutos. Filtrar a mistura para balão volumétrico de 50 ml utilizando algodão. Retornar o algodão para o mesmo balão de refluxo e adicionar 20 ml de etanol 50% (V/V), mantendo em refluxo por mais 30 minutos. Filtrar, usando papel filtro, para o balão volumétrico de 50 ml, completando-se o volume com etanol 50% (V/V) (solução-mãe SM). Transferir 0,8 ml da SM para balão volumétrico de 10 ml. Adicionar 0,8 ml de cloreto de alumínio 2% (p/V) em etanol 50% (V/V), completando o volume com o mesmo solvente. Preparar o branco transferindo 0,8 ml da SM para balão volumétrico de 10 ml e completar o volume com etanol 50% (V/V). Medir a absorvância da solução amostra em 397 nm (V.2.14) em cubeta de 1 cm, 30 minutos após seu preparo, utilizando a solução branco para o ajuste do zero. Calcular o teor de flavonóides totais segundo a expressão:

)/(%,)100(

176 ppPDm

ATFT−×

×=

em que A = absorvância; m = massa da droga (g); PD = perda por dessecação (%; p/p).

O resultado é fornecido em porcentual (p/p) de flavonóides totais calculados como apigenina (C15H10O5). EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO

Em recipiente de vidro, bem fechado, ao abrigo da luz e do calor. ROTULAGEM


MEIMENDRO Hyoscyami folium

Hyoscyamus niger L. - SOLANACEAE A droga consiste de folhas secas e deve apresentar no mínimo 0,05 por cento de alcalóides totais

expressos em hiosciamina (C17H23NO3; M 289,4) (fármaco seco a 100-105°C). Os alcalóides são principalmente a hiosciamina acompanhada de escopolamina (hioscina) em proporções variadas. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

Odor ligeiramente nauseoso. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

As folhas, cuja cor varia de verde amarelada a verde acastanhada, podem ter até 30,0 cm de comprimento e 10,0 cm de largura. São friáveis e frequentemente partidas. A base da lâmina é cordada nas folhas sésseis e atenuada nas folhas pecioladas; o ápice é agudo e o bordo lobado é irregularmente dentado. As folhas são fortemente pubescentes e viscosas nas duas faces. A nervura principal é larga e muito desenvolvida; as nervuras secundárias formam um ângulo pronunciado com a nervura principal e terminam na extremidade dos lobos. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

A folha é anfiestomática e de simetria dorsiventral. A epiderme é recoberta por uma cutícula lisa e apresenta tricomas tectores e glandulares. Os estomatos são anisocíticos, elípticos e envolvidos por 3 a 4 células anexas, das quais uma é sempre menor do que as outras, em maior densidade na face abaxial. Os tricomas tectores são lisos, grossos, longos, cônicos e pluricelulares. Os tricomas glandulares são, às vezes, muito longos e terminados por uma pequena glândula bicelular que exsuda uma substância viscosa ou por uma grande glândula pluricelular elíptica; outras vezes, são muito curtos compostos de um pedículo que sustenta uma grande glândula claviforme. O mesofilo é composto por camada de parênquima paliçádico e, logo abaixo, parênquima esponjoso onde ocorrem idioblastos com cristais de oxalato de cálcio geralmente prismáticos. A nervura principal é biconvexa; feixes secundários são bicolaterais e envolvidos por um periciclo mole. DESCRIÇÂO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos as características macroscópicas: cor verde acinzentado; fragmentos da epiderme mostrando células de paredes sinuosas e cutícula lisa; estômatos anisocíticos mais abundantes na face abaxial; tricomas tectores pluricelulares, unisseriados e os tricomas glandulares conforme descrito; fragmentos do mesofilo, conforme descrito; uma só camada de células em paliçada e um parênquima esponjoso contendo prismas simples ou duplos de oxalato de cálcio; elementos de vasos com espessamento anelado ou helicóide.

Descrição microscópica de impurezas no pó O pó pode igualmente apresentar fibras e vasos reticulados do caule; grãos de pólen subesféricos;

com um diâmetro que pode atingir 60 µm, com três poros germinativos, três sulcos e uma exina praticamente lisa; fragmentos de corola de epiderme papilosa; fragmentos de sementes contendo escléritos tegumentares de paredes espessas, sinuosas, de cor castanha amarelada e cristais cuneiformes de oxalato de cálcio. IDENTIFICAÇÃO

Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando gel de sílica GF254, como suporte, e mistura de 3 volumes de amônia concentrada R, 7 volumes de água R e 90 volumes de acetona R como fase móvel. Aplique, separadamente, na placa, em traços de 20 mm por 3 m, a 1 cm de distância 10 µl e 20 µl das soluções a seguir respectivamente:

Solução problema: A 2,0 g da amostra pulverizada, junte 20 ml de ácido sulfúrico 0,05 M. Agite

durante 15 min e filtre. Lave o filtro com ácido sulfúrico 0,05 M até obtenção de 25 ml de filtrado. Junte, ao filtrado, 1 ml de amónia concentrada R e agite 2 vezes com 10 ml de éter isento de peróxidos R de cada vez. Separe, se necessário, por centrifugação. Reúna as camadas etéreas e seque-as com sulfato de sódio anidro R. Filtre e evapore o filtrado à secura em banho maria. Dissolva o resíduo em 0,5 ml de metanol R.

Solução padrão. Dissolva 50 mg de sulfato de hiosciamina R em 9 ml de metanol R. Dissolva 15

mg de bromidrato de escopolamina R em 10 ml de metanol R. A 3,8 ml da solução de sulfato de hiosciamina, junte 4,2 ml da solução de bromidrato de escopolamina e complete 10 ml com metanol R.

Detecção I. nebulize a placa com Reagente de Dragendorff e observe as manchas alaranjadas; II. nebulize a placa com solução de nitrato de sódio R até que o gel se torne transparente e examine

decorridos 15 min. A coloração das bandas correspondentes à hiosciamina nos cromatogramas obtidos com a solução problema, mudam de castanho para castanho avermelhado, mas não para azul acinzentado (atropina) e as bandas secundárias desaparecem, eventualmente.

Resultados: a sequência das bandas presentes nos cromatogramas obtidos com a solução padrão e

com a solução problema é semelhante à das bandas correspondentes dos cromatogramas obtidos com o mesmo volume da solução padrão. Podem aparecer bandas secundárias fracas, particularmente no centro do cromatograma obtido com 20 µl da solução padrão, ou perto da linha de aplicação, no cromatograma obtido com 10 µl da solução problema.

Agitar 3 g de droga pulverizada com 30 ml de ácido sulfúrico 0,05 M SR durante 2 minutos e filtrar. Alcalinizar o filtrado com 3 ml de hidróxido de amônio SR e adicionar através do filtro 15 ml de água.

Transferir a solução alcalina para funil de separação e extrair sucessivamente com 3 aliquotas de 15 ml de clorofórmio. Reunir as fases clorofórmicas e adicionar sulfato de sódio anidro. Filtrar e dividir o filtrado em três cápsulas de porcelana (A, B e C), procedendo à evaporação do solvente.

Reação de Vitali-Morin

Na primeira cápusula adicione 0,5 ml de ácido nítrico fumegante e evapore à secura em banho-maria. Adicione ao resíduo 2 ml de acetona e goteje uma solução alcoólica de hidróxido de potássio 3% (p/V). Desenvolve-se coloração violeta, caracterizando presença de atropina e/ou hisciamina.

Reação de Wasicky

Adicionar uma gota do Reagente de Wasiky SR na segunda cápsula e aquecer ligeiramente. Forma-se uma coloração roxo-avermelhada, a princípio nas bordas e, posteriormente, em toda a gota, caracterizando a presença de atropina e/ou hiosciamina.

ENSAIOS DE PUREZA:

Material estranhos (V.4.2.2). No máximo 2 por cento de caules com mais de 7 mm de diametro. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 30 por cento. Cinzas insolúveis em ácido (V.4.2.3). No máximo 12,0 por cento.

DOSEAMENTO

Pulverize 100 g da amostra e determine a perda de peso por secagem e o teor de alcalóides totais. a) Determine a perda por secagem por aquecimento em estufa a 100-105oC, utilizando 2 g da

amostra pulverizada (V.4.2.3). b) Umedeça 40 g da amostra pulverizada com uma mistura de 8 ml de amônia R, 10 ml de álcool R

e 30 ml de éter isento de peróxidos R. Misture cuidadosamente, introduza a mistura num pequeno lixiviador, utilizando, se necessário, a mistura extrativa. Deixe macerar durante 4 h. Lixivie com uma mistura de 1 volume de clorofórmio R e 3 volumes de éter isento de peróxidos R, até extração completa dos alcalóides. Evapore à secura alguns mililitros do líquido extrator, dissolva o resíduo em ácido sulfúrico 0,25 M e verifique a ausência de alcalóides, utilizando a solução de tetraiodomercurato de potássio R. Reduza o volume do lixiviado até cerca de 50 ml em banho-maria e introduza o líquido numa ampola de decantação, lavando o balão onde o lixiviado foi concentrado com éter isento de peróxidos R, o qual será adicionado ao conteúdo da ampola de decantação. Junte a este 2,1 vezes, pelo menos, o seu volume de éter isento de peróxidos R, de modo a obter-se uma fase de densidade

nitidamente inferior à da água. Agite, pelo menos, três vezes com 20 ml de solução de ácido sulfúrico 0,25 M de cada vez. Separe as duas camadas, se necessário, por centrifugação e recolha as frações ácidas numa segunda ampola de decantação. Alcalinize as soluções ácidas com amônia R e agite três vezes com 30 ml de clorofórmio R de cada vez. Reúna as camadas clorofórmicas. Junte 4 g de sulfato de sódio anidro R e deixe em contacto durante 30 min, agitando de vez em quando. Decante e lave o sulfato de sódio três vezes com 10 ml de clorofórmio de cada vez. Reúna as frações clorofórmicas, evapore à secura em banho de água e seque na estufa a 100-105oC, durante 15 min. Dissolva o resíduo em alguns mililitros de clorofórmio R. Junte 20 ml de solução de ácido sulfúrico 0,01 M e elimine o clorofórmio por evaporação em banho-maria. Titule o excesso de ácido com hidróxido de sódio 0,02 M em presença do indicador misto de vermelho de metilo R.

Calcule o teor por cento de alcalóides totais, expressos em hiosciamina, usando a fórmula:

mdn

).100()20(88,57

−−

=

em que: d = perda por secagem, expressa em percentagem n = número de mililitros de hidróxido de sódio 0,02 M gastos m = massa da tomada de ensaio, em gramas. CONSERVAÇÃO

Ao abrigo da luz.

Hyoscyamus niger L. - SOLANACEAE. A. representação esquemática da folha; pl: pecíolo; lf: lâmina foliar. B. detalhe de porção da epiderme voltada para a face adaxial em vista frontal; es: estômato, tt: tricoma tector; tg: tricoma glandular. C. detalhe da porção do mesofilo, em secção transversal da lâmina foliar; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector; cu: cutícula; ep: epiderme; pp: parênquima paliçádico; ic: idioblato contendo cristais prismáticos de oxalato de cálcio; pj: parênquima esponjoso. D. detalhe de porção da epiderme voltada para a face abaxial, em vista frontal; es: estômato anisocítico; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector pluricelular..

MELISSA Melissae folium

Melissa officinalis L. - LAMIACEAE A droga vegetal é constituída de folhas secas contendo, no mínimo, 4,0% de derivados hidroxicinâmicos totais e, no mínimo 2,0% de ácido rosmarínico e, no mínimo, 0,6% de óleo essencial. SINONÍMIA VULGAR Erva-cidreira. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS As folhas amassadas têm odor forte, aromático, semelhante ao citral e sabor aromático agradável e ligeiramente amargo, um pouco adstringente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA Folhas inteiras, membranosas, rugosas, opostas-cruzadas, quebradiças, pecioladas, verde-escuras e brilhantes na face adaxial e verde-claras na face abaxial, quando secas às vezes vinosas, principalmente na região próxima ao pecíolo e sobre as nervuras da face abaxial, com tricomas tectores e raros glandulares na face adaxial e com numerosos tricomas tectores e glandulares na face abaxial, estes últimos parecendo pequenos pontos, visíveis com lente de aumento de 6x; venação camptódroma-reticulódroma, nervuras depressas na face adaxial e proeminentes na face abaxial, nervuras de menor ordem formando malhas características. Lâmina ovalada a ovalado-cordiforme, com base ovalada, arredondada ou cordiforme, ápice obtuso e margem irregularmente crenado-serrada, finamente ciliada, medindo de 4,0 cm a 8,0 cm de comprimento e 3,0 cm a 5,0 cm de largura. Pecíolo de 0,3 cm a 5,0 cm de comprimento, verde, ou vinoso quando seco, côncavo na face adaxial, convexo na face abaxial e com duas costelas laterais; face adaxial coberta por longos tricomas tectores, os das costelas visíveis a olho nu. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA Lâmina foliar com simetria dorsiventral, anfi-hipoestomática, com estômatos diacíticos. Em vista frontal, a cutícula é estriada e as células da epiderme apresentam paredes anticlinais de contorno sinuoso na face adaxial e muito sinuosas na face abaxial na região entre as nervuras, e paredes retilíneas sobre as nervuras. A epiderme da lâmina foliar apresenta até seis tipos de tricomas: (1)

tectores cônicos a triangulares, dentiformes, unicelulares, raramente bicelulares, curtos, de paredes verrucosas e cutícula espessa; (2) tectores pluricelulares unisseriados, de três a cinco células, sendo a apical de ápice agudo, de aspecto uncinado, de paredes espessas e cutícula áspera, verrucosa ou estriada; (3) tectores pluricelulares unisseriados, de três a nove células, muito longos, de paredes espessas e cutícula áspera, verrucosa ou estriada; (4) tectores, pluricelulares unisseriados, de três a nove células, muito longos e de base alargada, formada por uma coroa de células; (5) glandulares de cabeça unicelular ou bicelular, arredondada e pedicelo unicelular, bicelular ou tricelular; (6) glandulares peltados, quase sésseis, com pedicelo unicelular e localizado abaixo das demais células epidérmicas e com cabeça secretora octocelular, capitada, com cutícula dilatada, apresentando coloração geralmente parda. Em secção transversal, a cutícula é espessa, rugosa e estriada e a epiderme é uniestratificada; com células achatadas transversalmente na face adaxial, maiores do que as da face abaxial; são visíveis antocianinas, principalmente nas células da face abaxial das folhas jovens; os estômatos são projetados; tricomas tectores do tipo 1 ocorrem em maior número na face abaxial e os do tipo 2 são mais comuns sobre as nervuras da face adaxial; tricomas tectores do tipo 3 ocorrem principalmente na face adaxial e são mais comuns sobre as nervuras; tricomas tectores do tipo 4 são ocorrentes na face abaxial na região das nervuras e na região intercostal da face adaxial; tricomas glandulares dos tipos 5 e 6 são mais comuns na face abaxial. O parênquima paliçádico é compacto e uniestratificado, ocupando quase a metade da secção e o parênquima esponjoso é pouco frouxo e biestratificado ou triestratificado; na região do bordo foliar estes tecidos são mais compactos; grãos de amido presentes em todos os tecidos; gotas de óleo ausentes; cristais de oxalato de cálcio ausentes. A nervura principal, em secção transversal, apresenta cutícula lisa na face adaxial e estriada na abaxial, as células epidérmicas são isodiamétricas, o colênquima é angular, uniestratificado junto à face abaxial e com três a quatro camadas junto à face adaxial, seguido por clorênquima de células isodiamétricas, com uma a duas camadas junto à face abaxial e por até seis camadas junto à face adaxial, e por um parênquima também com células isodiamétricas, de paredes finas, com maiores grandes espaços intercelulares e maior desenvolvimento junto à face abaxial. O sistema vascular é formado em regra por um único feixe colateral, raro dois ou três, envolvido por uma endoderme contínua ou não; o câmbio fascicular é evidente. O pecíolo, em secção transversal, apresenta cutícula espessa, rugosa e estriada, epiderme uniestratificada de células isodiamétricas, que podem conter antocianinas, os estômatos são projetados; os tricomas são os mesmos citados para a lâmina; nas regiões das proeminências laterais, é bastante comum a ocorrência de tricomas tectores, longos e de base alargada, (tipo 4 – citado para a lâmina foliar), raros na face abaxial. Os tricomas tectores, unisseriados e longos (tipo 3), ocorrem principalmente na face adaxial e os tricomas tectores cônicos, dentiformes (tipo 1), ocorrem em maior número na face abaxial. Os tricomas glandulares octocelulares (tipo 6) são mais comum na face abaxial. O colênquima é angular, possui cloroplastídios e está , distribuído em toda a extensão do pecíolo, uni estratificado ou biestratificado na face adaxial e triestratificado na face abaxial; na região das costelas ocorrem até sete camadas. É seguido por um clorênquima, mais compacto e com mais cloroplastídios junto às costelas e por um parênquima formado por células isodiamétricas, de paredes delgadas, com espaços intercelulares pequenos e poucos cloroplastídios. O sistema vascular é formado por três a cinco feixes colaterais, cada um deles envolvido por endoderme; o floema pode apresentar células pétreas junto às fibras e o xilema tem distribuição radial; o câmbio fascicular é evidente. Grãos de amido ocorrem em todos os tecidos, em maior densidade no clorênquima e na endoderme. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: odor de citral; coloração esverdeada; fragmentos de epiderme

foliar com células de paredes anticlinais sinuosas e estômatos diacíticos e com cicatrizes dos tricomas tectores do tipo dentiforme; grande quantidade de tricomas conforme os descritos; fragmentos de mesofilo como descrito; cristais de oxalato de cálcio ausentes. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA DAS IMPUREZAS

Os caules, ramos, flores e frutos da própria espécie, se presentes como impureza, caracterizam-se: caule quandrangular, piloso quando jovem; flores pequenas, estipitadas e protegidas por brácteas foliáceas, semelhantes às demais folhas; cálice pubescente, tubuloso-campanulado, bilabiado, lábio superior tridentado e inferior bífido; corola branca a amarelada ou rosada, com tubo recurvado e limbo com dois lobos desiguais, o superior ereto, bífido e o inferior estendido, trilobado, com lobos obtusos, sendo o mediano o mais longo; estames quatro, didínamos, coniventes sob o lábio superior da corola, anteras com tecas divergentes; ovário súpero, tetralobado, com lóculos monospérmicos; estilete ginobásico, bífido; fruto tetraquênio, de coloração marrom. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DA IMPUREZA CORRESPONDENTE AO CAULE Os caules da própria espécie, se presentes como impureza, apresentam, em estrutura primária, cutícula espessa e estriada, epiderme uniestratificada com células poliédricas, estômatos distribuídosm próximos às costelas e localizados muito acima das demais células epidérmicas, muitos tricomas, mais comumente o tipo 6, além dos tipos 2 e 5 e os do tipo 4 distribuem-se nas costelas. O córtex apresenta colênquima angular distribuídos por toda a extensão e mais desenvolvido nas costelas, clorênquima e parênquima cortical formado por células isodiamétricas com grandes espaços intercelulares. A endoderme possui grande quantidade de grãos de amido e envolve os quatro feixes colaterais. O parênquima medular é formado por células isodiamétricas de grande volume e de paredes delgadas. Em estrutura secundária, a epiderme e o córtex mantém suas características, exceto a clara redução de tricomas e a comum ocorrência de células pétreas no parênquima cortical. O floema possui grande quantidade de fibras, o câmbio vascular é evidente e o xilema apresenta grande quantidade de grãos de amido. Estes grãos ocorrem em todos os tecidos, exceto na epiderme e em maior quantidade quando em estrutura secundária. IDENTIFICAÇÃO A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e hexano-acetato de etila (90:10) como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), preparadas recentemente, como descrito a seguir. Solução (1): transferir cerca de 2,0 g da droga moída para balão de fundo redondo de 250 ml, adicionar 100 ml de água. Adicionar 0,5 ml de xilol pela abertura lateral k e destilar durante 1 h conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6). Após a destilação, transferir a fase

orgânica para um balão aferido de 1 ml, lavar o tubo graduado do aparelho com um pouco de xilol R e completar 1,0 ml com o mesmo solvente. Solução (2): dissolver 1,0 μg de citronelal e 10,0 μg de citral em 25 ml de xilol. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Em seguida, nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e deixar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 10 a 15 minutos. O cromatograma obtido com a solução (2) apresenta, no terço inferior, uma mancha dupla de coloração violeta-acinzentada a violeta-azulada (citral) e, acima desta, uma mancha de coloração cinzenta a violeta-acinzentada (citronelal). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta manchas similares na posição e coloração às manchas obtidas no cromatograma da solução (2) e, entre estas manchas, uma mancha violeta-avermelhada (epoxicariofileno). Outras manchas podem ser observadas. ENSAIOS DE PUREZA Material estranho (V.4.2.2). No máximo 10 % de caules quadrangulares, glabros ou com longos tricomas tectores; escassos fragmentos de caules reconhecidos pelas fibras, além de numerosos elementos de vaso com espessamento pontoado; fragmentos de flores como os descritos. Água (V.4.2.3). No máximo 10%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 12%. DOSEAMENTO Derivados hidroxicinâmicos totais Solução (1): transferir, exatamente, 0,2 g da droga pulverizada para balão de fundo redondo. Acrescentar 190 ml de etanol a 50% (V/V) e aquecer em banho-maria, sob refluxo, por 30 minutos. Esfriar e filtrar. Lavar o filtro com 10 ml de etanol a 50% (V/V). Transferir o filtrado e a solução de lavagem para balão volumétrico de 200 ml e completar o volume com etanol a 50% (V/V). Solução (2): num tubo de ensaio, juntar 1 ml da solução (1), 2 ml de ácido clorídrico 0,5 M, 2 ml de uma solução preparada dissolvendo 10 g de nitrito de sódio e 10 g de molibdato de sódio em 100 ml de água e, após, 2 ml de hidróxido de sódio 2 M e completar a 10 ml com água e misturar. Solução de compensação: em outro tubo de ensaio, juntar 1 ml da solução (1), 2 ml de ácido clorídrico 0,5 M, 2 ml de hidróxido de sódio 2 M e completar 10 ml com água.

Medir a absorvância da solução (2) em 505 nm (V.2.14), após o seu preparo, utilizando a solução de compensação para o ajuste do zero. Calcular o teor, em percentagem, de derivados hidroxicinâmicos totais, expresso em ácido rosmarínico, segundo a expressão, considerando 400 como valor de absorvância especifica do ácido rosmarínico em 505 nm.

mxADHC 5

=

em que: DHC = derivados hidroxicinâmicos totais, expresso em ácido rosmarínico (%); A = absorvância da solução problema; m = massa da droga vegetal considerando a determinação de água. Ácido rosmarínico Proceder conforme descrito em cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 332 nm; pré-coluna empacotada com sílica octadecilsilanizada, coluna de 150 mm de comprimento e 3,9 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica octadecilsilanizada (4 μm), mantida a temperatura ambiente; fluxo da fase móvel de 0,6 ml/minuto. Eluente A: água-ácido trifluoracético (100:0,1). Eluente B: acetonitrila-ácido trifluoracético (100:0,1). Gradiente de fase móvel: adotar sistema de gradiente linear, conforme tabela a seguir.

Tempo (minutos) Eluente A (%) Eluente B (%) 0 90 10 14 61 39 16 50 50 18 90 10 23 90 10

Solução amostra: pesar exatamente, cerca de 0,1 g da droga seca e moída (800 μm) e colocar em tubo de centrífuga fechado. Adicionar 5 ml de etanol 40% (V/V) e levar ao banho de ultrason por 10 minutos. Centrifugar por 5 minutos a 1500 rpm. Separar o sobrenadante transferindo-o para balão volumétrico de 10 ml. Extrair novamente o resíduo da droga com 4 ml de etanol 40% (V/V) em banho de ultrason por 5 minutos. Centrifugar e transferir o sobrenadante para o mesmo balão volumétrico e completar o volume para 10 ml com etanol 40% (V/V). Diluir 50 μl da solução resultante em 300 μl de água.

Solução padrão estoque: dissolver 10 mg de ácido rosmarínico em 10,0 ml de metanol. Curva de calibração: diluir uma alíquota de 200 μl da solução padrão estoque, á metade, de modo a obter solução a 0,25 mg/ml. Realizar diluições sucessivas da diluição anterior, em metanol, de modo a obter concentrações de 7,80 μg/ml, 15,60 μg/ml, 31,25 μg/ml, 62,50 μg/ml, 125 μg/ml e 250 μg/ml. Procedimento: injetar, separadamente, 10 μl das soluções da curva de calibração e da solução amostra. Registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. O tempo de retenção é de aproximadamente 10,3 minutos para o ácido rosmarínico. Calcular o teor de ácido rosmarínico na amostra a partir da equação da reta obtida com a curva de calibração. O resultado é expresso pela média das determinações em gramas de ácido rosmarínico por 100 gramas da droga (%), considerando o teor de água. Óleos essenciais Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6.). Utilizar balão de 1 000 ml contendo 500 ml de água como líquido de destilação. Adicionar 0,5 de xilol pela abertura lateral k. Utilizar planta seca rasurada e não contundida. Proceder imediatamente à determinação do óleo essencial, a partir de 20 g da droga rasurada. Destilar por 4 horas. PERFIL CROMATOGRÁFICO Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (V.2.17.5.). Utilizar cromatógrafo provido de detector de ionização de chamas, utilizando mistura de nitrogênio-ar sintético-hidrogênio (1:1:10) como gases auxiliares à chama do detector; coluna capilar de 30 m de comprimento e 0,25 mm de diâmetro interno, preenchida com polidifenildimetilsiloxano, com espessura do filme de 0,25 μm; temperatura da coluna de 60 °C a 300 °C, a 3 °C por minuto (total: 80 minutos), temperatura do injetor a 220 °C e temperatura do detector a 250 °C; utilizar hélio a uma pressão de 80 kpa como gás de arraste; fluxo do gás de arraste de 1 ml/minuto. Solução amostra: diluir o óleo essencial na razão de 2:100 em éter etílico. Procedimento: injetar 1 μl desta solução no cromatógrafo a gás, utilizando divisão de fluxo de 1:50. Os índices de retenção linear dos constituintes do óleo são calculados em relação a uma série homóloga de hidrocarbonetos e comparados com amostras referência. A concentração relativa é obtida por normalização (integração manual ou eletrônica). Calcular o Índice de Retenção, segundo a expressão:

)()(100

1001 zz

zx

trtrtrtr

nIK−−×

+×=+

em que: n = número de átomos de carbono do alcano de com tempo de retenção imediatamente anterior ao constituinte “x” a ser caracterizado. trx = tempo de retenção do constituinte “x” (intermediário a trz e trz+1); trz = tempo de retenção do alcano imediatamente anterior ao constituinte “x; trz+1 = tempo de retenção do alcano com “n +1” carbonos ( imediatamente posterior ao constituinte “x”). Cromatograma ilustrativo obtido com o óleo essencial de Melissa officinalis

As porcentagens dos principais compostos estão dentro dos seguintes intervalos: Pico Índice de Retenção Constituinte Teor (%) 1 1234 Neral (citral b) 30,4 - 32,9 2 1265 Geranial (citral a) 49,0 - 53,3 3 1404 Beta-cariofileno 2,6 -3,1 4 1579 Óxido de cariofileno 3,9 - 6,4 EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipiente de vidro bem fechado, ao abrigo da luz, calor e umidade. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de anisaldeído sulfúrico Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico.

2

1

3 4

LEGENDAS: Figura 1: Melissa officinalis L. – A. aspecto geral de um ramo; c: caule; lf: lâmina foliar; pl: pecíolo; B. detalhe da face adaxial de uma folha; lf: lâmina foliar; pl pecíolo; C. detalhe de uma porção da face adaxial da lâmina foliar, na região do intercostal, em vista frontal; ct: cicatriz do tricoma tector do tipo dentiforme; es: estômato; tgb: tricoma glandular com cabeça bicelular, tipo 5; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular, tipo 5; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; D. detalhe de uma porção da face adaxial da lâmina foliar, sobre a nervura principal, em vista frontal; ct: cicatriz do tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; tgb: tricoma glandular com cabeça bicelular, tipo 5; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; E. detalhe de uma porção da face abaxial da lâmina foliar, na região intercostal, em vista frontal; ct: cicatriz do tricoma tector do tipo dentiforme, tipo1; es: estômato; tgb: tricoma glandular com cabeça bicelular, tipo 5; tgo: tricoma glandular com cabeça octocelular, tipo 6; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular, tipo 5; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; F. detalhe de uma porção da face abaxial da lâmina foliar, sobre a nervura principal, em vista frontal; ct: cicatriz do tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular, tipo 5 ; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; G. detalhe de um tricoma tector pluricelular unisseriado, com coroa de células basais, tipo 4, em vista lateral; H. detalhe de um tricoma tector pluricelular unisseriado, de aspecto uncinado, tipo 2, em vista lateral; I. detalhe de um tricoma tector pluricelular unisseriado, tipo 3, em vista lateral; J detalhe de um tricoma tector dentiforme, unicelular, tipo 1, em vista lateral; L. detalhe de um tricoma glandular de cabeça unicelular, tipo 5, em vista lateral; M. detalhe de um tricoma glandular de cabeça bicelular, tipo 5, em vista lateral; N. detalhe de um tricoma glandular, com cabeça secretora octocelular, tipo 6, em vista lateral. As escalas correspondem em A e B a 3 cm e em C - N a 100 μm. Figura 2: Melissa officinalis L. – A. detalhe de uma porção da região do mesofilo, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cu: cutícula; ep: epiderme; es: estômato; pj: parênquima esponjoso; pp: parênquima paliçádico; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; tgo: tricoma glandular com cabeça octocelular, tipo 6; B. detalhe da região da nervura principal e de porção do mesofilo, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; co: colênquima; cu: cutícula; end: endoderme; ep: epiderme; es: estômato; f: floema; pj: parênquima esponjoso; p: parênquima; pp: parênquima paliçádico; px: parênquima do xilema; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; x: xilema. C. detalhe de uma porção do bordo foliar, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cu: cutícula; ep: epiderme; es: estômato; pj: parênquima esponjoso; pp: parênquima paliçádico; tgu: tricoma glandular com cabeça unicelular, tipo 5; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1.D. representação esquemática do aspecto geral do pecíolo, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; co: colênquima; end: endoderme; ep: epiderme; f: floema; fv: feixe vascular; pc: parênquima cortical; px: parênquima do xilema; ttp: tricoma tector pluricelular unisseriado, tipo 3; x: xilema; E. detalhe de porção do pecíolo, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; co: colênquima; cu: cutícula; end: endoderme; ep: epiderme; es: estômato; f: floema; pc: parênquima cortical; px: parênquima do xilema; tgu: tricoma glandular com cabeça bicelular, tipo 5; ttd: tricoma tector do tipo dentiforme, tipo 1; ttp: tricoma tector pluricelular unisseriado, tipo 3; x: xilema. As escalas correspondem em A - C e E a 100 μm e em D a 400 μm.

Figura 1: Melissa officinalis L.

Figura 2: Melissa officinalis L.

MARAPUAMA Muirapuamae caulis

Ptychopetalum olacoides Benth. - OLACACEAE A droga vegetal é constituída por porções do caule e ramos, incluindo o córtex e

o cilindro central, contendo no mínimo, o equivalente a 0,3% de metilxantinas, expressos em cafeína (C8H10N4 O2; M 194,2) em relação à massa seca, e teor de óleo essencial de, no mínimo 0,3% (p/V). NOMES POPULARES Muirapuama


A droga é inodora, de sabor amargo e adstringente


O caule é cilíndrico, com ritidoma finamente estriado longitudinalmente, mas contando com algumas estrias mais acentuadas transversalmente. Externamente apresenta-se de coloração predominantemente acinzentada, mas com máculas de dimensões variadas de coloração marrom, sem descamações nos exemplares de até 1,5 cm de diâmetro. A casca desidratada é delgada, desprendendo-se com dificuldade sob ação mecânica. O cilindro central apresenta coloração ocre, com anéis de crescimento castanho-claros. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

Em secção transversal, o caule e suas ramificações, com crescimento secundário estabelecido, apresentam córtex externo formado pelo súber pouco espessado, composto por células tabulares enfileiradas, de paredes delgadas, com conteúdo marrom-alaranjado, intenso. Em secção tangencial, estas células mostram-se poligonais, justapostas, friáveis, e na presença do cloreto férrico 10%, permanecem sem alterações na coloração original. Lenticelas são comuns. No floema não funcional ocorrem células pétreas e macroesclereídes, isolados ou em grupos, com paredes muito espessadas (na maioria dos elementos), com lamelações e pontoações simples em abundância. Mais internamente no floema, novamente ocorrem grupos de 5-8 fibras com lamelações expressivas e lume muito reduzido, além de esclereídes isolados ou em pequenos agrupamentos. Justapostos a estes elementos estão idioblastos com um único e grande cristal de oxalato de cálcio, prismático de 8-10 faces. Tanto as esclereídes quanto as fibras reagem positivamente ao cloreto de zinco iodado, tornando-se amarelas, evidenciando a presença de lignina. Por sua vez, os raios floemáticos reagem positivamente à presença do cloreto férrico 10%. Por todo o floema podem ser visualizadas pequenas, mas abundantes, gotículas de óleo. O xilema, em secção transversal, mostra-se com arranjo apotraqueal difuso, rico em fibras altamente espessadas em lignina, com lamelações e pontoações simples evidentes. Os raios xilemáticos são unisseriados, homogêneos quanto ao formato celular, compostos por células de paredes espessadas e com pontoações simples; apresentam conteúdo granuloso, marrom-alaranjado, reagindo positivamente ao cloreto férrico 10%. Os

elementos de vaso podem estar isolados ou em duplas, raramente com arranjos de 3-4 elementos, calibrosos, ricos em pontoações areoladas. Anéis de crescimento podem ser facilmente evidenciados no lenho. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as características estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: odor característico; células pétreas e macroesclereídes, íntegros ou fragmentados, sempre com abundância de pontoações simples em suas paredes espessadas; fragmentos de fibras com idioblastos cristalíferos (fibras do floema), ou associados com fragmentos de células dos raios parenquimáticos, com paredes espessadas (fibras do xilema) e fragmentos de elementos de vaso com pontoações areoladas. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de clorofórmio, etanol e ácido fórmico (90:8:2; V/V), como fase móvel. Aplicar, a placa, em forma de banda, 20 μl da solução (1), preparada antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Pesar exatamente cerca de 5 g da droga moída em erlenmeyer de

boca esmerilhada com tampa, acrescentar 3 ml de solução de hidróxido de amônia 25% (V/V) e 40 ml de diclorometano, extrair com agitação mecânica, durante 15 minutos. Filtrar a solução obtida em algodão, sob pressão reduzida. Levar 5 ml do extrato obtido a resíduo seco (RES). Retomar o RES com 1 ml de metanol.

Desenvolver o cromatograma em percurso de 4 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Examinar sob luz ultravioleta (254 nm). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta seis bandas, sendo a superior de coloração castanho-esverdeada com Rf aproximado de 0,94, abaixo uma banda de coloração amarelo-alaranjada e Rf de 0,85, em seguida duas bandas de coloração castanho com Rf aproximado de 0,66 e 0,60, uma banda de coloração violácea, apresenta Rf 0,45, e a banda inferior de coloração amarelo-alaranjada com Rf de 0,20. Em seguida, levar à placa cromatográfica a presença de iodo. Após a visualização deverão ser observadas na solução (1) as seis bandas características.

B. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada

(V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de tolueno, acetado de etila e metanol (7:2:1; V/V), como fase móvel. Aplicar em forma de banda, 40 μl da solução (1), preparada antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Pesar exatamente cerca de 1 g da droga moída colocar em tubo de

ensaio com 10 ml de uma mistura de tolueno, acetato de etila e metanol (7:2:1; V/V), levar a banho de ultra-som por 15minutos. Centrifugar a solução obtida a 2000 rpm por 10 minutos. Aplicar o sobrenadante na placa cromatográfica.

Desenvolver o cromatograma em percurso de 6 cm. Remover a placa e deixar secar em capela de exaustão. Visualizar sob luz UV longo e observar bandas

fluorescentes características, no quadrante superior uma banda verde, seguida por uma banda violácea, no quadrante intermediário uma banda de coloração rosa-alaranjada, e no quadrante inferior duas bandas violetas. Em seguida, nebulizar a placa com anisaldeído SR e deixar em estufa a 110 ºC, por 10 minutos. Após a visualização deverão ser observadas na solução (1), uma zona violácea no quadrante superior, na zona intermediária uma banda de coloração rosa alaranjada, e no quadrante inferior pelo menos três bandas violetas.

ENSAIOS DE PUREZA


DOSEAMENTO

Metilxantinas

Solução amostra: pesar, exatamente, cerca de 0,25 g da droga pulverizada (210) e transferir para erlenmeyer de 200 ml e extrair com 20 ml de ácido sulfúrico a 2,5% (V/V), com agitação mecânica, durante 15 minutos. Filtrar em algodão para balão volumétrico de 100 ml. Retornar o resíduo insolúvel e o algodão para o mesmo erlenmeyer. Realizar o procedimento por quatro vezes. Completar o volume com o mesmo solvente.

Solução branco: ácido sulfúrico a 2,5% (V/V)

Solução referência: pesar 1 mg de cafeína e dissolver, em balão volumétrico de 100 ml, com ácido sulfúrico a 2,5% (V/V)

Medir a absorvância da solução amostra e referência no comprimento de onda de 271 nm. Calcular a porcentagem do teor de metilxantinas em cafeína pela expressão:

100...

mAPCPAAMX =

Em que: AA = absorvância da solução amostra; AP = absorvância da solução referência; CP = concentração da solução de referência em µg/ml; m = massa da droga vegetal em gramas, considerando a determinação de água.

Óleo essencial

Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6) da Farmacopéia Brasileira. Utilizar balão de 1000 ml contendo 500 ml de água destilada como líquido de destilação e 0,5 ml de xilol. Reduzir a amostra a pó grosseiro e, imediatamente após a moagem, proceder à determinação de óleo essencial, a partir de 50 g da droga. Destilar por 4 horas.



Figura 1: Ptychopetalum olacoides Benth. - A. aspecto externo de uma amostra caulinar, B. aspecto geral da distribuição dos tecidos caulinares, em secção transversal; C. detalhe parcial dos tecidos caulinares em secção longitudinal radial; D. detalhes parcial do súber e célulaspétreas adjacentes, em secção transversal; E. detalhes parcial do súber em secçãolongitudinal radial; F. detalhe parcial das células pétreas e macroesclerídes do córtex, em secção longitudinal radial. ca: casca, cc: cilindro central, cp: célula pétrea, ev: elemento devaso, f: floema, fn: floema não funcional, lu: lúmen celular, po: pontoação, rp: raioparenquimático, su: súber, x: xilema. Escalas e correspondências: 1 cm (A), 200 µm (B), 50 µm (C e E), 100 µm (D), 25 µm (F).

E

F

po

lu

cp

B

ca

cc

ev

A

C

x

f

fn

rp

su

D

su

cp

B

Figura 2: Ptychopetalum olacoides Benth. - A e B. detalhes parciais dos elementos do floema, em secção transversal e longitudinal tangencial, respectivamente; C e D. detalhes parciais dos elementos do xilema, em secçãotransversal e longitudinal tangencial, respectivamente; E. detalhes das células deum raio parenquimático do xilema, em secção longitudinal radial. ic: idioblasto cristalífero, cp: célula pétrea, ev: elemento de vaso, ff: fibra do floema, fx: fibra doxilema, lu: lúmen celular, po: pontoação, rp: raio parenquimático. Escalas ecorrespondências: 50 µm (A e D), 25 µm (B, C e E).

A

C

rp fx

ev

lu

D

rp

fx

E

po

po

cplu

ic

ff

PITANGUEIRA Eugeniae folium

Eugenia uniflora L. - MYRTACEAE A droga vegetal é constituída pelas folhas secas da espécie, contendo no

mínimo, 5% de taninos, 1% de flavonóides totais, expressos em quercetina, e 0,8% de óleos essenciais. O óleo essencial é constituído de, no mínimo, 27% de curzerenos (cis e trans). CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

As folhas secas apresentam odor cítrico e sabor picante. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

Folhas simples, oval-laceoladas, em média com 4,5 a 6,2 cm de comprimento por 2,0 a 2,7 cm de largura, glabras, herbáceas a levemente coriáceas, margem inteira, ápice agudo a acuminado, por vezes levemente falcado, base aguda a obtusa, peninérvias, com nervura central mais proeminente na região mediana-basal da face abaxial. Cada nervura secundária parte em ângulo agudo em relação à principal, anastomosando-se com sua superior subseqüente, de modo a formar uma série de arcos nas proximidades do bordo foliar, tipicamente camptódromo-broquidódroma; as nervuras secundárias e de ordem superior determinam aréolas incompletas, com terminações vasculares livres. O pecíolo apresenta de 0,3 a 0,6 cm de comprimento. No material seco a face adaxial da lâmina é verde escura, e a abaxial mais clara. As glândulas, presentes na lâmina, dificilmente são visualizadas sem auxílio de lentes. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

A folha, em secção transversal, apresenta epiderme uniestratificada recoberta por espessa camada de cutícula. São hipoestomáticas, com estômatos do tipo paracítico, na mesma altura que as células epidérmicas fundamentais. Estas, em ambas as faces, mostram dimensões variadas e paredes anticlinais sinuosas. Nas células-guarda o espessamento da face interna é proeminente, sendo visualizado na forma de alteres. O mesofilo é dorsiventral com parênquima paliçádico uniestratificado, acompanhado por células coletoras. As células em paliçada ocupam de 25-30% do mesofilo, sendo em geral, de dimensões menores na porção basal da lâmina. O parênquima esponjoso possui de 7-9 estratos de células com projeções braciformes relativamente longas, o que permite a formação de amplos espaços intercelulares. No mesofilo são comuns idioblastos cristalíferos contendo cristais rômbicos de oxalato de cálcio e drusas, sendo estas mais abundantes, especialmente junto aos feixes vasculares. Cavidades secretoras (esquisolisígenas), em média com 60 µm de diâmetro, contendo substâncias oleaginosas, são comuns subjacentes à epiderme, em ambas as faces foliares, embora mais abundantes na face adaxial. As 2-4 células epidérmicas que recobrem externamente a cavidade secretora apresentam paredes internas retas. O epitelium destas cavidades, em seção transversal, mostra-se com 5-8 células. Na região da nervura principal, de contorno plano-convexo, ou raramente levemente côncavo-convexo ou biconvexo, ocorrem subjacente à epiderme, 1-3 camadas de colênquima anelar com espessamentos tênues. O feixe vascular principal é do tipo bicolateral, em arco aberto, envolto por 2-3 estratos de células parenquimáticas de paredes espessadas, e uma bainha

de fibras, exceto nas extremidades do arco. Nota-se no floema abundância de cristais rômbicos de pequenas dimensões. As nervuras secundárias e as de menor calibre são colaterais, com calotas de fibras em ambos os pólos dos tecidos condutores. O pecíolo, de contorno côncavo-convexo, apresenta pequenas expansões laterais. A epiderme é uniestratificada contendo substâncias de coloração castanha, também presente nas células do parênquima fundamental subjacente, colenquimatoso, por apresentar todas as suas células com tênues espessamentos em celulose. Cavidades secretoras, semelhantes às da lâmina, também estão presentes subepidermicamente. Grãos de amido, drusas e cristais ocorrem em abundância por todo o parênquima fundamental. O feixe vascular configura-se em arco aberto, bicolateral, com abundância de cristais rômbicos no floema, envolto por 4-8 camadas de tecido parenquimático de paredes espessadas, formando uma bainha perivascular. Fibras, isoladas ou em grupos de 2-3 elementos, raramente estão presentes ao redor do feixe vascular do pecíolo. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ

O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: fragmentos de epiderme da lâmina com paredes anticlinais sinuosas (face adaxial); fragmentos com estômatos paracíticos; fragmentos da lâmina que, por transparência, permitem a visualização de cristais rômbicos, drusas em abundância e cavidades secretoras de aspecto brilhante devido à presença de substâncias oleaginosas. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de acetato de etila, ácido fórmico e água (75:5:5; V/V), como fase móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2) e (3), preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Pesar exatamente cerca de 10 g da droga moída, acrescentar 100 ml

de água e aquecer sob refluxo por 15 minutos. Após resfriamento à temperatura ambiente, filtrar a solução obtida em algodão, sob pressão reduzida. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 25 ml de acetato de etila em funil de separação (125 ml). Deixar em repousou em freezer (-18 ºC) por 15 minutos, para total separação das fases. Reunir e filtrar as frações orgânicas com 5 g de sulfato de sódio anidro. Evaporar a fração orgânica em evaporador rotatório sob pressão reduzida até resíduo (RES). Ressuspender o RES com 1 ml de metanol.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de epicatequina e dissolver em 2 ml de

metanol. Solução (3): Pesar cerca de 1 mg de 4’-O-metilgalocatequina e dissolver em 1

ml de metanol. Desenvolver o cromatograma em percurso de 4 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Nebulizar a placa com solução de cloreto férrico 1% (p/V) em metanol. O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta duas mancha de coloração cinza azulada, na mesma altura que a obtida no cromatograma com as

soluções (2) e (3), (Rf de aproximadamente 0,85 e 0,87, respectivamente), no quadrante central são observadas duas bandas de coloração castanho-azulada.

B. Aquecer, sob refluxo, cerca de 3 g da droga pulverizada com 60 ml de água

destilada durante 15 minutos. Esfriar e filtrar. A 2 ml do extrato adicionar 2 gotas de ácido clorídrico SR e gotejar solução de gelatina SR. Aparecimento de precipitado nítido indica reação positiva para taninos.


solução de cloreto férrico a 1% (p/V) em etanol. O desenvolvimento de coloração cinza-escura, indica reação positiva para taninos.

D. A 2 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 0,5 ml de vanilina a 1% (p/V)

em metanol e 1 ml de ácido clorídrico. O desenvolvimento de coloração vermelha, indica reação positiva para taninos.

E. A 5 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 10 ml de ácido acético 2 M e 5

ml de acetato de chumbo (II) SR. O aparecimento de precipitado esbranquiçado, indica presença de taninos.

F. A 5 ml do extrato obtido no teste B, adicionar pequenos fragmentos de

magnésio metálico e 1,0 ml de ácido cloridríco R. O aparecimento de coloração vermelha indica a presença de agliconas flavonoídicas.

ENSAIOS DE PUREZA


DETERMINAÇÃO DO ÍNDICE DE ESPUMA (IE)

Transferir exatamente cerca de 1 g da droga vegetal moída (180), para

erlenmeyer contendo 50 ml de água fervente. Manter sob fervura moderada durante 15 minutos. Resfriar, filtrar em algodão para balão volumétrico de 100 ml. Completar o volume, através do filtro, até 100 ml. Distribuir o decocto obtido em 10 tubos de ensaio com tampa (16 mm de diâmetro por 16 cm de altura), em uma série sucessiva de 1, 2, 3, até 10 ml, e ajustar o volume do líquido em cada tubo a 10 ml com água. Tampar os tubos e agitá-los vigorosamente com movimentos verticais por 15 segundos, com 2 agitações por segundo. Deixar em repouso por 15 minutos e medir a altura da espuma. Após, adicionar em cada tubo 1 ml de ácido clorídrico 2 N, se a altura da espuma de todos os tubos for inferior a 1 cm, o índice de espuma é menor do que 100. Se, em qualquer um dos tubos, a altura da espuma medida permanecer igual ou superior a 1 cm,

a diluição do material vegetal nesse tubo (A) é o índice observado. Calcular o índice conforme a expressão:

AIE 1000

=

Em que: A = volume, em ml, do decocto usado para preparação da diluição no tubo onde

a espuma foi observada. O IE para o decocto deve ser no mínimo de 125.

DOSEAMENTO

Taninos totais Solução mãe: Pesar exatamente cerca de 0,750 g de pitangueira pulverizada

(250) e transferir para um erlenmeyer de 250 ml com boca esmerilhada. Adicionar 150 ml de água destilada. Aquecer em banho de água durante 30 minutos à temperatura de 60 °C. Resfriar em água corrente e transferir para um balão volumétrico de 250 ml. Lavar o erlenmeyer e transferir as águas de lavagem com todo conteúdo de droga vegetal para o mesmo balão volumétrico. Completar o volume com água destilada. Deixar decantar e filtrar o líquido sobrenadante em papel de filtro. Desprezar os primeiros 50 ml do filtrado.

Solução amostra para polifenóis totais: Diluir 5,0 ml do filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2,0 ml desta solução, 1,0 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10,0 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A1) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução amostra para polifenóis não adsorvidos por pó-de-pele: Para 10,0 ml do filtrado adicionar 0,100 g de pó-de-pele e agitar mecanicamente em erlenmeyer de 125 ml durante 60 minutos. Filtrar em papel de filtro. Diluir 5,0 ml desse filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2,0 ml desta solução, 1,0 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10,0 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A2) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução padrão: Dissolver imediatamente antes do uso 50,0 mg de pirogalol R em balão volumétrico de 100,0 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 5,0 ml da solução em balão volumétrico de 100,0 ml e completar com água destilada. Transferir volumetricamente 2,0 ml dessa solução, 1,0 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10,0 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorbância em 760 nm (A3) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.


13

221

.).(5,62

mAmAATT −

=

Em que: A1 = absorbância da solução amostra para polifenóis totais; A2 = absorbância da solução amostra para polifenóis não adsorvidos em pó-de-

pele; A3 = absorbância da solução padrão m1 = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas, considerando a

determinação de água; m2 = massa de pirogalol, em gramas.

Flavonóides totais Solução mãe: Pesar exatamente cerca de 0,4 g de droga vegetal moída (240), e

transferir para um balão de fundo redondo de 100 ml. Adicionar de 1 ml de solução de metanamina a 0,5% em água, 20 ml de acetona R e 2 ml de ácido clorídrico R. Aquecer sobre manta de aquecimento, mantendo sob refluxo, por 30 minutos. Filtrar através de pequena quantidade de algodão para um balão volumétrico de 100 ml. Lavar o resíduo da droga e o algodão, no mesmo balão de fundo redondo, com 20 ml acetona. Manter sob refluxo, por 10 minutos, e filtrar em algodão para o mesmo balão volumétrico de 10 ml. Repetir esta operação mais uma vez. Resfriar à temperatura ambiente, e completar o volume com acetona. Transferir 20 ml de solução acetônica, para funil de separação (125 ml), 20 ml de água destilada e extrair com uma porção de 15 ml de acetato de etila R, repetir a extração por três vezes, com porções de 10 ml de acetato de etila. Reunir as fases acetato de etila e lavar em funil de separação com duas porções de 50 ml de água destilada. Transferir a fase acetato de etila para balão volumétrico de 50 ml e completar o volume com acetato de etila.

Solução amostra: Transferir volumetricamente 10,0 ml da solução mãe para

balão volumétrico de 25 ml, adicionar 1,0 ml da solução de cloreto de alumínio a 2% (p/V) em metanol, completar o volume com solução metanólica de ácido acético a 5% (V/V).

Solução de compensação: Transferir 10,0 ml da solução mãe para balão voumetrico de 25 ml e completar o volume com solução metanólica de ácido acético a 5% (V/V).

Medir a absorbância da solução amostra a 425 nm (V.2.14), em cubeta com 1,0

cm de espessura 30 minutos após seu preparo, utilizando a solução de compensação para ajuste do zero. Calcular o teor flavonóides totais, expressos em quercetina, na amostra segundo a expressão. Considerar a absorbância específica da quercetina como

5001

%1=

cmE :

( )PdmAbsQ

−=

100..50062500.

Em que: Abs = Absorbância medida; m = Massa da droga em g; t = Perda por dessecação (%; p/p).

Óleo essencial

Proceder conforme descrito em Determinação de óleos essenciais (V.4.2.6) da

Farmacopéia Brasileira. Utilizar balão de 1000 ml contendo 500 ml de água destilada como líquido de destilação e 0,5 ml de xilol pela abertura lateral K. Utilizar planta seca resurada e não contundida. Proceder a determinação de óleo essencial, a partir de 100 g da droga rasurada. Destilar por 4 horas.

Identificação de curzerenos:

Proceder conforme descrito em Cromatografia a gás (V.2.17.5.). Utilizar

cromatógrafo provido de detector de ionização de chamas, utilizando mistura de nitrogênio-ar sintético-hidrogênio (1:1:10) como gases auxiliares à chama do detector; coluna capilar de 30 m de comprimento e 0,25 mm de diâmetro interno, preenchida com propilenoglicol, com espessura do filme de 0,25 μm; temperatura da coluna de 60 °C a 250 °C, a 3 °C por minuto (total: 80 minutos), temperatura do injetor a 220 °C e temperatura do detector a 230 °C; utilizar hélio a uma pressão de 80 kpa como gás de arraste; fluxo do gás de arraste de 1 ml/minuto.

Solução amostra: diluir o óleo essencial na razão de 2:100 em éter etílico.

Procedimento: injetar 1 μl desta solução no cromatógrafo a gás, utilizando divisão de fluxo de 1:50. Os isômeros do curzereno devem apresentar tempo de retenção linear (Índice de Kóvats) de aproximadamente 1845.

Calcular o Índice de Kóvats, segundo a expressão:

)()(100

1001 zz

zx

trtrtrtr

nIK−−×

+×=+

Em que:

n = número de átomos de carbono do alcano de menor peso molecular;

trx = tempo de retenção do composto “x” (intermediário a trz e trz+1);

trz = tempo de retenção do alcano com “n” carbonos;

trz+1 = tempo de retenção do alcano com “n +1” carbonos.


Em recipientes bem-fechados, ao abrigo da luz e do calor

Figura 1: Eugenia uniflora L. - A. representação esquemática da folha; B. detalhe esquemático de porção da lâmina mostrando a nervação foliar; C: detalheesquemático de aréolas e terminações vasculares da nervação foliar; D e E:detalhes parciais da face adaxial e abaxial da lâmina foliar, respectivamente, em vista frontal; F: detalhe parcial da face adaxial da lâmina foliar, em vista frontal,mostrando uma cavidade secretora visualizada por transparência; G: detalhe parcial da lâmina, em secção transversal, mostrando complexos estomáticosgeminados. ab: face abaxial, cs: cavidade secretora, csb: célula subsidiária, csu:câmara subestomática, cg: célula-guarda, es: estômato, ep: epiderme, pj: parênquima esponjoso, np: nervura principal, ns: nervura secundária. Escalas ecorrespondências: 1 cm (A), 5 mm (B), 1 mm (C), 50µm (D, E, F e G).

B A

C

cs

npns

csb

es

cg

cs

D E

FG

cs csu

cg csb

pj

ab ep es

ic

H

cs

I

G

co f

csep

ic

x

ab

ad

ff

ppE

F

x

ff

fx

f

D

pj

fv

ic

pj

fxff

J

cs

epicf

xad

ab

ad

B

ic

ab ep

ep

C

fv

pj

ei

A

cs

cuep

ep

ad

ab

pj

pp

ei

ic

pp

Figura 2: Eugenia uniflora L. - A e B. detalhes parciais do mesofilo de diferentes amostra, em secções transversais; C e D. fragmentos do pó mostrando detalhes do parênquima esponjoso; E e F. detalhes parciais, em secções transversais, de uma nervura secundária e uma terciária, respectivamente; G a I. diagramas da nervura principal, em secções transversais, nas regiões mediana (G) e basal de diferentes amostras (H e I); J. diagrama, em secção transversal, do pecíolo. ab: face abaxial, ad: face adaxial, co: colênquima, cs: cavidade secretora, cu: cutícula, ei: espaço intercelular, ep: epiderme, f: floema, ff: fibras do floema, fv: feixe vascular, fx: fibras do xilema, ic: idioblasto cristalífero, pj: parênquima esponjoso, pp: parênquima paliçádico, x: xilema. Escalas e correspondências: (A e B) 100 µm, 50 µm (C, D, E e F), 100 µm (G, H e I), 200 µm (J).

QUILAIA

Quillaiae cortex Quillaja saponaria Mol. - QUILLAJACEAE A droga é constituída por cascas de ramos, destituídas de periderme, dessecadas e fragmentadas. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

A droga é praticamente inodora, provoca efeito esternutatório e possui sabor acre a adstringente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

A droga é comercializada em peças planas ou pouco recurvadas, formando placas de aproximadamente 1 cm de comprimento, 10 cm de largura e 1 mm a 5 mm de espessura. A superfície externa apresenta cor esbranquiçada, com pequenas manchas de cor parda, geralmente lisa ou finamente estriada longitudinalmente. Aderida a esta casca frequentemente são encontradas partes do ritidoma de cor amarronzada a pardo-escuro. A superfície interna é branco-amarelada e lisa. A fratura é lisa a ligeiramente fibrosa. Em secção transversal a fratura apresenta uma estrutura regularmente quadriculada por faixas tangenciais escuras e linhas radiais claras. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

A periderme, quando presente, está formada por placas espessas e é constituída por um parênquima rico em material de cor castanho-avermelhado, feixes fibrosos e de monocristais prismáticos. Estas placas de parênquima encontram-se separadas por camadas de súber. O líber, que constitui sozinho a espessura das cascas comerciais, exibe de forma característica um aspecto quadriculado, o que se deve pelo cruzamento sucessivo dos raios medulares com zonas de parênquima que se alternam com feixes de fibras. Em toda esta região, as células encontram-se justapostas, caracterizando espaços intercelulares do tipo meato. Os raios medulares constam de 2 a 6 camadas de células de 60 μm a 100 μm de comprimento por aproximadamente 20 μm de largura. As fibras liberianas são tortuosas e, frequentemente, encontram-se acompanhadas por pequenos grupos de esclereídeos. O parênquima contém células de 20 μm a 40 μm de comprimento por 60 μm a 200 μm, geralmente 90 μm, de largura, possui numerosas células de mucilagem, células amilíferas com grãos de amido de 5 μm a 20 μm de diâmetro e inúmeras células contendo monocristais de oxalato de cálcio que podem atingir 50 μm a 170 μm de comprimento e até 30 μm de largura.

E D

A

B

C

ca

fl

ic

rp

ic

rp

cp

ic

cp

pe

cp

Figura 1: Quillaja saponaria Mol. – A. aspecto geral em vista frontal da casca do caule evidenciando a face interna; B e C. aspecto geral em vista frontal da casca do caule evidenciando a face externa; D. detalhe de uma porção da casca do caule em secção transversal; E. detalhe parcial da região floemática com células de parênquima e raio medular evidenciando o entrecruzamento entre estas células e a presença de idioblastos cristaliníferos. Legenda: pe: periderme; cp: célula parenquimática; rp: raio parenquimático; ic: idioblasto cristalinífero; fl: fibra liberiana; ca: célula amilífera. As escalas correspondem em A a 1 cm; em B e C a 50 μm; em D a 150 μm; em E a 50 μm.

Figura 2: Quillaja saponaria Mol. – Aspecto geral da droga em pó. Legenda: cp: célula parenquimática; ic: idioblasto cristalinífero; f: fibras; c: cristais prismáticos. A escala corresponde a 50 μm.

cp

cp

c

c

c

c

ic

ic

f


O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: Pó muito fino e de cor amarelo-palha com fragmentos das estruturas descritas anteriormente; fibras esclerenquimáticas; grande quantidade de cristais prismáticos de oxalato de cálcio em fragmentos do parênquima ou livres; porções de parênquima com grãos de amido; algumas células pétreas alongadas com poros oblíquos; fragmentos de tubos crivados; ocasionalmente, fragmentos suberosos. IDENTIFICAÇÃO

Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando

cromatoplaca de sílica-gel GF254, com espessura de 250 μm, como fase estacionária, e a mistura de clorofórmio:etanol:água (30:40:5 v/v/v) como fase móvel. Aplicar na cromatoplaca, separadamente, em forma de banda, 15 a 20 μl da solução teste e 5 a 10 μl da solução referência, preparadas como descrito a seguir:

Solução teste: Adicionar 20 ml de mistura hidroetanólica 50% (50:50 v/v) a 1,0 g da droga

pulverizada e agitar durante 20 minutos. Filtrar e concentrar o filtrado à secura em banho de água à temperatura não superior a 50 oC. Dissolver o resíduo em 5 ml de metanol.

Solução referência: Solução de saponina 2,0% em metanol. Pesar 0,1 g de saponina e dissolver

em 5 ml de metanol. Filtrar. Desenvolver o cromatograma em percurso de aproximadamente 10 cm. Remover a cromatoplaca e deixar secar ao ar por 15 minutos. Nebulizar a placa com uma solução de anisaldeído-sulfúrico e colocar em estufa a 100 oC – 105 oC, durante 5 minutos. Visualizar sob luz visível. As saponinas da quilaia apresentam-se como manchas azul-esverdeadas de valores de Rf sequenciais em torno de 0,23 e 0,33.

.

ENSAIOS DE PUREZA

Determinação de Água (V.4.2.3). No máximo 8 %.

Determinação de Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 6 %.

Determinação de Cinzas insolúveis em Ácido (V.4.2.5). No máximo 1,0 %.

Determinação de Substâncias Extraíveis por Etanol (45%) (V.4.2.10). No mínimo 22,0 %.

Macerar 5 g da droga pulverizada em 100 ml de etanol de força especificada em um recipiente hermeticamente fechado por 24 horas, mantendo sob agitação constante durante as primeiras 6 horas, e deixar em repouso por 18 horas. Filtrar e completar o volume para 100 ml com o álcool de mesma graduação alcoólica. Evaporar 20 ml do filtrado à secura em pesa-filtro previamente tarado à 105 oC até peso constante. Calcular a porcentagem do extrativo solúvel em etanol com referência a droga seca.

Determinação do Índice de Espuma (V. 4.2.9). No mínimo 1000.

Solução amostra: Pesar 0,1 g de quilaia em pó e adicionar 100 ml de água destilada. Ferver por 5 minutos. Filtrar e completar o volume para 100 ml com água destilada. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipiente hermeticamente fechado e ao abrigo da luz e calor.

RATÂNIA Ratanhiae radix

Krameria triandra Ruiz & Pav. - KRAMERIACEAE. A droga vegetal é constituída por porções secas da raiz da espécie, incluindo a

casca e o lenho, contendo no mínimo 5% de taninos totais, expressos em pirogalol (C6H6O3; M 126,1), em relação à droga seca. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS

A droga é inodora, seu lenho é quase insípido, e a casca possui sabor fortemente adstringente. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA

As raízes, tanto desidratadas quanto fixadas em álcool etílico, apresentam-se recobertas por súber muito escurecido, marrom-avermelhado, sulcado irregularmente, o que permite a formação de pequenas placas de formato irregular e que se desprendem com certa facilidade, o ritidoma. Subjacentes, estão o córtex amiláceo e o floema, compondo uma camada de coloração castanho-clara. A casca, formada pelos estratos acima, facilmente se desprende do cilindro central, lenhoso e também de coloração castanho-clara externamente e marrom-avermelhada na porção mais central. Amostras fragmentadas e desidratadas apresentam-se com formas curvadas de comprimentos diversos, torcidas, às vezes fibrosas.


Nas raízes com crescimento secundário estabelecido, o súber é formado por diversos estratos de células de dimensões uniformes, com paredes pouco espessadas, tabulares, enfileiradas, e que reagem positivamente, para polifenóis, na presença do cloreto férrico 10%. Mais internamente forma-se nova periderme, cujas células encontram-se deformadas ou rompidas pela ação mecânica exercida pelos tecidos em formação internamente. Na região cortical, as células apresentam dimensões variadas e paredes espessadas, sempre alongadas longitudinalmente nas porções mais próximas ao floema; repletas de grãos de amido de grandes dimensões e de formato esférico, simples ou compostos por 2-3 porções. O floema apresenta raios parenquimáticos unisseriados formados por células volumosas, abundância de idioblastos com cristais prismáticos de formas e tamanhos variados e parênquima de reserva com grãos de amido, como os do córtex. Tanto no córtex amiláceo quanto no floema ocorrem fibras isoladas ou agrupamentos de 5-15 elementos, cujas paredes são relativamente delgadas, sofrendo deformações por compressão mecânica, em suas porções mais externas, configurando um arranjo ramificado em relação às células adjacentes. O xilema é formado por grande quantidade de fibras relativamente largas, lignificadas e com pontoações areoladas em abundância. Este tipo de pontoação também está presente nos elementos de vaso, os quais são em geral isolados, raramente em duplas, sempre associados com o parênquima axial, paratraqueal. A placa de perfuração é do tipo simples. Os raios xilemáticos são unisseriados e freqüentes.


O pó atende a todas as características estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: pó insípido; fragmentos do súber com coloração marrom-avermelhada, com típicas células tabulares de formato uniforme; fragmentos do tecido cortical com grãos de amido esféricos, simples ou compostos, de grandes dimensões, associados com fibras arranjadas de modo ramificado; fragmentos do lenho com células dotadas de pontoações areoladas.

IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de acetato de etila, tolueno, ácido fórmico e água (100:10:10:1; V/V), como fase móvel. Aplicar, separadamente, à placa, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl das soluções (2)e (3), preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Pesar exatamente cerca de 10 g da droga moída, acrescentar 100 ml

de etanol 70% (V/V), aquecer sob refluxo por 10 minutos. Após resfriamento à temperatura ambiente, filtrar, eliminar o etanol em evaporador rotatório sob pressão reduzida. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 25 ml de acetato de etila em funil de separação (125 ml). Deixar em repousou em freezer (-18 ºC) por 15 minutos, para total separação das fases. Reunir as frações orgânicas e filtrar em papel de filtro com 2 g de sulfato de sódio anidro. Evaporar a fração obtida em evaporador rotatório sob pressão reduzida até resíduo (RES). Retomar o RES com 5 ml de metanol.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de catequina e dissolver em 2 ml de metanol. Solução (3): Pesar cerca de 1 mg de epiafzelequina-(4β→8)-epicatequina e

dissolver em 1 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma no percurso de 5 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Examinar sob luz ultravioleta (254 nm). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta manchas de fluorescência atenuada, na mesma altura que as obtidas com as soluções (2) e (3) (Rf de aproximadamente 0,75 e 0,60, respectivamente). Em seguida, nebulizar a placa com cloreto férrico a 1% (p/V) em metanol. Após a nebulização as bandas deverão apresentar coloração castanho acinzentada.

B. Aquecer sob refluxo cerca de 3 g da droga vegetal moída com 60 ml de água,

durante 15 minutos. Esfriar e filtrar. A 2 ml do extrato adicionar 2 gotas de ácido clorídrico SR e gotejar gelatina SR até precipitação. O aparecimento de um precipitado nítido indica reação positiva para taninos totais.


solução de cloreto férrico a 1% (p/V) em etanol. O desenvolvimento de coloração cinza-escura, indica reação positiva para taninos totais.

D. A 2 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 0,5 ml de vanilina a 1% (p/V) em metanol e 1 ml de ácido clorídrico. O desenvolvimento de coloração vermelha, indica reação positiva para taninos condensados.

E. A 5 ml do extrato obtido no teste B, adicionar 10 ml de ácido acético 2 M e 5 ml de acetato de chumbo (II) SR. O aparecimento de precipitado esbranquiçado, indica presença de taninos.

ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 2%. Determinação de água (V.4.2.3). No máximo 12%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 5,5%. Cinzas sulfatadas (V.2.10). No máximo 7%. Cinzas insolúveis em ácido (V.4.2.5). No máximo 2%

DETERMINAÇÃO DO ÍNDICE DE ESPUMA (IE) Transferir exatamente cerca de 1 g da droga vegetal moída (180), para

erlenmeyer contendo 50 ml de água fervente. Manter sob fervura moderada durante 15 minutos. Resfriar, filtrar em algodão para balão volumétrico de 100 ml. Completar o volume, através do filtro, até 100 ml. Distribuir o decocto obtido em 10 tubos de ensaio com tampa (16 mm de diâmetro por 16 cm de altura), em uma série sucessiva de 1, 2, 3, até 10 ml, e ajustar o volume do líquido em cada tubo a 10 ml com água. Tampar os tubos e agitá-los vigorosamente com movimentos verticais por 15 segundos, com 2 agitações por segundo. Deixar em repouso por 15 minutos e medir a altura da espuma. Após, adicionar em cada tubo 1 ml de ácido clorídrico 2 N, se a altura da espuma de todos os tubos for inferior a 1 cm, o índice de espuma é menor do que 100. Se, em qualquer um dos tubos, a altura da espuma medida permanecer igual ou superior a 1 cm, a diluição do material vegetal nesse tubo (A) é o índice observado. Calcular o índice conforme a expressão:

AIE 1000

=

Em que: A = volume, em ml, do decocto usado para preparação da diluição no tubo onde

a espuma foi observada. O índice de espuma é de no mínimo 166.

DOSEAMENTO

Taninos totais Efetuar todas as operações de extração e diluição ao abrigo da luz. Solução mãe: Pesar exatamente cerca de 0,750 g de ratânia pulverizada (180) e

transferir para um erlenmeyer de 250 ml com boca esmerilhada. Adicionar 150 ml de água destilada. Aquecer em banho de água durante 30 minutos à temperatura de 60 °C. Resfriar em água corrente e transferir para um balão volumétrico de 250 ml. Lavar o

erlenmeyer e transferir as águas de lavagem com todo conteúdo de droga vegetal para o mesmo balão volumétrico. Completar o volume com água destilada. Deixar decantar e filtrar o líquido sobrenadante em papel de filtro. Desprezar os primeiros 50 ml do filtrado.

Solução amostra para polifenóis totais: Diluir 5 ml do filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorvância em 760 nm (A1) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução amostra para polifenóis não adsorvidos por pó-de-pele: Para 10 ml do filtrado adicionar 0,100 g de pó-de-pele e agitar mecanicamente em erlenmeyer de 125 ml durante 60 minutos. Filtrar em papel de filtro. Diluir 5 ml desse filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorvância em 760 nm (A2) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução padrão: Dissolver imediatamente antes do uso 50,0 mg de pirogalol R em balão volumétrico de 100 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 5 ml da solução em balão volumétrico de 100 ml e completar com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml dessa solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 29% (p/V). Determinar a absorvância em 760 nm (A3) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.


13

221

.).(5,62

mAmAATT −

=

Em que: A1 = absorvância da solução amostra para polifenóis totais; A2 = absorvância da solução amostra para polifenóis não adsorvidos em pó-de-pele; A3 = absorvância da solução padrão; m1 = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas, considerando a determinação de água; m2 = massa de pirogalol, em gramas.



Figura 1: Krameria triandra Ruiz & Pav. A. aspecto geral da distribuição dostecidos da raiz, em secção transversal; B. detalhe parcial da casca com periderme recém formada e córtex amiláceo, em secção transversal; C e D. detalhe parcial docórtex amiláceo em secção transversal e longitudinal radial, respectivamente. am:grãos de amido, ca: córtex amiláceo, ei: espaço intercelular, ev: elemento de vaso, f: floema, ff: fibra do floema, pe: periderme, ri: ritidoma, rp: raio parenquimático,x: xilema. Escalas e correspondências: 250 µm (A), 100 µm (B), 50 µm (C), 25 µm (D).

A

ri

pe

ca

B

ca

D

am

C

am

ff

x

f

rpev

ei

ei

Figura 2: Krameria triandra Ruiz & Pav. - A. detalhe parcial da região cambial e dos tecidos condutores, em secção transversal; B. detalhe parcial do floema, em secção transversal, mostrando parênquima de reserva e fibras do floema; C. detalhe parcial do floema, em secção longitudinal radial. am: grãos de amido, cv: câmbio vascular, ev: elemento de vaso, ff: fibras do floema, fx: fibra do xilema, ic: idioblasto cristalífero, pr: parênquima de reserva. Escalas e correspondências: 50 µm (A e B), 100 µm (C).

A

ff

iccv

ev

fx

pr

C

ff

am

B

am

ff

RATÂNIA, TINTURA DE Ratanhiae tinctura

DEFINIÇÃO

Tintura obtida a partir das raízes de ratânia (Krameria triandra Ruiz & Pav), contendo no mínimo 0,5% de taninos, expressos em pirogalol (C6H6O3; M 126,1), (m/m). PREPARAÇÃO

A tintura de ratânia é obtida a partir de 1 parte da droga vegetal em 10 partes de etanol 70% (V/V), por um procedimento adequado. CARACTERÍSTICAS

Aspecto: líquido marrom-avermelhado. IDENTIFICAÇÃO

A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando cromatoplaca de sílica-gel F254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e mistura de acetato de etila, tolueno, ácido fórmico e água (60:20:15:15; V/V), como fase móvel. Aplicar, separadamente, a placa, em forma de banda, 20 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), separadamente, preparadas antes do uso, como descrito a seguir.

Solução (1): Levar 5,0 ml da tintura de ratânia a resíduo seco (RES) em banho-

maria. Retomar o RES em 10,0 ml de água. Extrair a fase aquosa resultante com três porções de 10,0 ml de acetato de etila em funil de separação (125,0 ml). Deixar em repousou em freezer (-18 ºC) por 15 minutos, para total separação das fases. Reunir as frações orgânicas e lavar com 20,0 ml de água.

Solução (2): Pesar cerca de 1 mg de catequina e dissolver em 2 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma em percurso de 4 cm. Remover a placa e deixar

secar em capela de exaustão. Em seguida, nebulizar a placa com cloreto férrico 1% em metanol (p/V). Após a visualização deverão ser observadas na solução (1), quatro bandas de coloração castanho avermelhada no quadrante superior, a banda correspondente à catequina, apresenta coloração castanho azulada e Rf 0,71.

ENSAIOS

Densidade relativa (V.2.5). 0,891 a 0,906. Determinação de álcool (V.3.4.8). 63% (V/V) a 67% (V/V). Resíduo seco. No mínino 1,9%.

DOSEAMENTO Taninos Totais Efetuar todas as operações de extração e diluição ao abrigo da luz.

Solução mãe: Pesar exatamente cerca de 1,5 g de tintura de ratânia em um balão volumétrico de 250 ml e completar o volume com água destilada. Filtrar a mistura por papel de filtro. Rejeitar os primeiros 50,0 ml do filtrado.

Solução amostra para polifenóis totais: Transferir volumetricamente 5 ml do filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 290 g/l. Determinar a absorvância à 760 nm (A1) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução amostra para polifenóis não adsorvidos por pó-de-pele: Para 10 ml do filtrado adicionar 0,1 g de pó-de-pele e agitar mecanicamente em erlenmeyer de 125,0 ml durante 60 minutos. Filtrar em papel de filtro. Diluir 5 ml desse filtrado em balão volumétrico de 25 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml desta solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 290 g/l. Determinar a absorvância em 760 nm (A2) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Solução Padrão: Dissolver imediatamente antes do uso 50,0 mg de pirogalol R em balão volumétrico de 100 ml com água destilada. Transferir volumetricamente 5 da solução em balão volumétrico de 100 ml e completar com água destilada. Transferir volumetricamente 2 ml dessa solução, 1 ml de reagente fosfomolibdotúngstico R e 10 ml de água destilada em balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução de carbonato de sódio R a 290 g/l. Determinar a absorvância em 760 nm (A3) após 30 minutos, utilizando água destilada como líquido de compensação.

Calcular o teor em porcentagem de taninos, expressos em pirogalol, usando a expressão:

13

221

.).(5,62

mAmAATT −

=

Em que: A1 = absorvância da solução amostra para polifenóis totais; A2 = absorvância da solução amostra para polifenóis não adsorvidos em pó-de-

pele; A3 = absorvância da solução padrão; m1 = massa da amostra utilizada no ensaio, em gramas; m2 = massa de pirogalol, em gramas.



ROTULAGEM

Em concordância com a legislação vigente.

RAUVOLFIA

Rauvolfiae radix

Rauvolfia serpentina (L.) Benth. ex Kurz - APOCYNACEAE

Parte usada: raiz.

A Rauvolfia deve conter no mínimo 0,15% de alcalóides do grupo reserpina-rescinamina, em relação ao material dessecado. É quase inodora e possui sabor muito amargo.


Arbustos eretos de até 1 m, geralmente não ramificados, glabros, com látex nas partes aéreas. De 3-5 folhas verticiladas, condensadas no ápice do tronco; pecíolo de até 1,5 cm de comprimento com coléteres na axila; lâmina simples, membranácea, elíptica a oboval, ápice agudo ou acuminado (raramente obtuso), base cuneada, margem inteira; nervuras secundárias em até 15 pares. Flores em inflorescências axilares ou terminais com pedúnculo avermelhado de até 13 cm. Inflorescências cimosas, corimbosas, congestas, multifloras; brácteas presentes, diminutas, triangulares, avermelhadas. Pedicelo avermelhado de até 5 mm de comprimento. Cálice com 5 lobos lanceolados ou ovais, do comprimento do tubo, agudos, avermelhados, coléteres ausentes. Corola simpétala, hipocrateriforme, rosa ou branca, tubo cilíndrico de até 12 mm de comprimento, inflado no meio, região superior do tubo fechada por tricomas; lobos 5, contortos sinistrorsamente no botão, patentes na antese, obliquamente suborbiculares. Estames 5, inseridos na parte inflada do tubo floral, filetes mais curtos do que as anteras. Disco nectarífero conspícuo, cupuliforme (em forma de taça). Ovário súpero, bicarpelar, carpelos unidos até a metade, placentação axilar, estilete filiforme, cabeça do estilete cilíndrica, base com margem hialina. Fruto drupa bilobada com cálice persistente, vermelha quando imatura, preta e brilhante quando madura, cerca de 8 mm de diâmetro; cada lóculo com uma semente. 2n = 22.

Os pedaços das raízes são cilíndricos e podem mostrar-se adelgaçados numa extremidade, tortuosos, de 1 a 10 cm de comprimento e de 3 a 22 mm de diâmetro; sua superfície externa mostra-se longitudinalmente enrugada e até sulcada irregularmente, de cor clara cinzento-castanha; em alguns lugares, vêem-se cicatrizes redondas das raízes laterais de 0,5 a 1 mm de diâmetro ou restos das mesmas; a casca pode faltar parcialmente e observam-se nestas falhas as camadas internas, de cor castanho-amarelada. A seção transversal apresenta uma casca de cor castanho-amarelada e um lenho amarelo-claro com 3 a 8 anéis concêntricos, exibindo uma fina estriação radial; o lenho ocupa cerca de quatro quintos do diâmetro da raiz. Raramente podem ainda estar aderentes restos do rizoma, caracterizados por apresentar medula.

Falsificações e confusões são possíveis, primeiramente com raízes de outras espécies de Rauvolfia originadas da Índia, como, por exemplo, Rauvolfia heterophylla Wild. ex Roem. &

Schult. Ao contrário dessas outras espécies, no entanto, na raiz de Rauvolfia serpentina faltam fibras e células pétreas na parte externa ao câmbio. Útil para a diferenciação é a distribuição de amido no corte transversal das raízes: ao contrário de outras espécies, a raiz de R. serpentina mostra uma distribuição quase homogênea de amido por todo o corte transversal (menos no súber e no xilema primário). Falsificações de drogas da R. serpentina ainda são feitas com raízes de Withania somnifera (L.) Dunal (Solanaceae), uma outra planta medicinal originada da Índia. Caracteres úteis para identificar essa falsificação incluem: o lenho da Rauvolfia é amarelo-claro e mostra estrias finas radiais (microscopicamente verifica-se a presença de raios medulares e vasos em filas radiais), mas é branco e forma um anel fechado em Withania (microscopicamente mostrando vasos dispersos num tecido parenquimático).


A periderme ocupa cerca de um décimo do diâmetro da raiz, com até 20 camadas de células com arranjo radial. O súber é homogêneo e constituído por cerca de 15 camadas de células suberosas de paredes delgadas. A feloderme possui até quatro camadas de células com paredes delgadas, compostas por celulose, hemicelulose e compostos pécticos. Lenticelas são frequentemente observadas. O parênquima cortical é amilífero, com 15 camadas de células de paredes não lignificadas; os grãos de amido, evidenciados pelo reagente de Lugol, podem ser pequenos e numerosos ou volumosos, de formato arredondado ou ovóide. Laticíferos ramificados, de crescimento intrusivo, permeiam o parênquima cortical. O floema é constituído apenas por elementos de tubo crivado e células parenquimáticas; fibras e esclerócitos estão ausentes. Os raios parenquimáticos são multisseriados, podendo ser estreitos ou largos; suas células apresentam grãos de amido e/ou cristais de formatos variados. O xilema secundário também possui arranjo radial. Os elementos traqueais e as fibras estão dispostos em séries radiais uni ou bisseriadas e alternam-se aos raios parenquimáticos multisseriados. Os elementos traqueais são estreitos (cerca de 40µm de diâmetro), com placa de perfuração simples ou escalariforme; as fibras são libriformes e têm paredes lignificadas espessadas. Os raios parenquimáticos são multisseriados, suas células possuem paredes lignificadas e os grãos de amido são mais volumosos do que aqueles encontrados no floema e no parênquima cortical. O xilema primário, com seis a oito polos de protoxilema, ocupa posição medular; os elementos traqueais também são estreitos e de calibre semelhante ao das células parenquimáticas adjacentes. DESCRIÇÃO DO PÓ O pó apresenta coloração acinzentada clara ou castanho-amarelada clara. Ao microscópio observam-se fragmentos amarelados do súber com paredes delgadas suberificadas, fragmentos de vasos de paredes espessas com pontuações areoladas, fragmentos de células parenquimáticas do xilema com paredes espessas e pontuações simples, fragmentos de células parenquimáticas do córtex com paredes delgadas, numerosos grãos de amido arredondados, às vezes agregados, com a região central na forma de y ou de estrela. IDENTIFICAÇÃO Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1.), utilizando

cromatoplaca de sílica-gel GF254, como fase estacionária, e mistura de butanol R - ácido acético R - água (40:10:10, v:v:v), como fase móvel. Aplicar na cromatoplaca, separadamente, em forma de banda 10 μl da solução amostra e 5 μl da solução de referência, preparados como segue. Solução amostra: ferver sob refluxo 1 g da droga seca e pulverizada com 5 ml de metanol R e 1 ml de uma solução de carbonato de sódio 10 % (p/v), durante 10 minutos, resfriar e filtrar. Solução referência: preparar uma solução contendo 10 mg/ml, de reserpina padrão em metanol R. Desenvolver o cromatograma em percurso de aproximadamente 10 cm. Deixar a placa secar em estufa a 100-105 ºC e em seguida nebulizar com uma solução de Dragendorff. Deixar a placa secar ao ar livre por 10 minutos e examiná-la a olho nú e em seguida sob luz ultravioleta (365 nm). À olho nú, o cromatograma obtido com a solução referência, deverá apresentar no terço mediano da placa, quase superior, uma mancha de coloração alaranjada (reserpina). O cromatograma da solução amostra deverá apresentar mancha de coloração alaranjada correspondente em posição à mancha obtida com a reserpina no cromatograma da solução referência. Outras manchas alaranjadas, abaixo da reserpina, ainda no terço mediano, poderão estar presentes. A mancha de reserpina após exposição à luz UV (365 nm), deverá ter coloração azulada fluorescente. O cromatograma da solução amostra deverá apresentar mancha de coloração azulada fluorescente correspondente em posição à mancha obtida com a reserpina no cromatograma da solução referência. Outras manchas azuladas fluorescentes, abaixo da reserpina, ainda no terço mediano, poderão estar presentes.

ENSAIOS DE PUREZA

Matéria estranha (V.4.2.2.). No máximo 5%.

Determinação de água (V.4.2.3.). No máximo 12%.

Cinzas totais (V.4.2.4.). No máximo 10%.

DOSEAMENTO

Solução-amostra: Pesar analiticamente 2,5g da planta seca e moída e realizar extração com 100 ml de etanol 96º GL, sob refluxo durante 4 horas, protegendo sempre da luz.

Após a extração, avolumar o extrato com etanol 96º GL, em balão volumétrico de 100 ml e transferir uma alíquota volumétrica de 20 ml para funil de separação. Adicionar com proveta, 200 ml de ácido sulfúrico 0,5 N e extrair 4 vezes com 60 ml de clorofórmio, descartando a fase contendo ácido sulfúrico, e reservando a fase contendo o clorofórmio.

Extrair a fase de clorofórmio com 4 vezes de 60 ml de bicarbonato de sódio 2 %, e filtrar a fase orgânica em balão volumétrico de 250 ml. Avolumar com etanol 96º GL.

Transferir, em duplicata, uma alíquota volumétrica de 25 ml da solução para balão de fundo redondo, e levar a secura em rotaevaporador (banho a cerca de 40 °C). As duas soluções secas serão denominadas solução teste, sendo uma delas A0 e a outra A.

Solução teste A0: adicionar volumetricamente 5 ml de etanol 96º GL e 2 ml de ácido sulfúrico 0,5 N.

Solução teste A: adicionar volumetricamente 5 ml de etanol 96º GL, 1 ml de ácido sulfúrico 0,5 N e 1 ml de nitrito de sódio 0,3 %.

Preparar outras duas soluções que serão denominadas S0 e S, que deverão ser recém preparadas.

Solução S0: adicionar volumetricamente 5 ml de solução padrão de reserpina (20 µg/ml) e 2 ml de ácido sulfúrico 0,5 N.

Solução S: adicionar volumetricamente 5 ml de solução padrão de reserpina (20 µg/ml), 1 ml de ácido sulfúrico 0,5 N e 1 ml de nitrito de sódio 0,3 %.

Aquecer as quatro soluções concomitantemente em banho de 50 a 60 °C, por exatos 20 min. Resfriar as soluções até temperatura ambiente e adicionar volumetricamente 0,5 ml de ácido sulfâmico 5 % em cada uma delas e marcar o tempo. Não empregar soluções S0 e S de dias anteriores.

Após exatos 20 min, medir a absorbância das soluções em espectrofotômetro UV-visível em comprimento de onda de 390 nm utilizando como branco uma mistura de etanol 96º GL e água (2:1).

Calcular a quantidade em mg de alcalóides do grupo reserpina-rescinamina, como reserpina, utilizando a seguinte fórmula:

Massa de alcalóides MAL (mg) = 5 x ( A - A0 ) / ( S - S0 )

Calcular o teor de alcalóides como reserpina-rescinamina, em base seca, pela fórmula:

Teor de alcalóides (% p/p) = ( MAL em mg / M amostra seca em mg ) x 100

Solução padrão de reserpina: Pesar analiticamente 20 mg do padrão analítico de reserpina em balão volumétrico de 50 ml. Adicionar 25 ml de etanol 96º GL e levar ao ultrassom. Aquecer se necessário. Aguardar o resfriamento da solução e completar o menisco com etanol 96º GL. Pipetar uma alíquota de 5 ml desta solução em balão volumétrico de 100 ml e completar o menisco com etanol 96º GL, resultando na concentração de 20 µg/ml.


Em recipientes de vidro ou metal, bem-fechados, ao abrigo da luz e do calor

Figura 1: Rauvolfia serpentina (L.) Benth. ex Kurz – A. aspecto geral da planta; B. aspecto geral da

raiz.

Figura 2: Rauvolfia serpentina (L.) Benth. ex Kurz – A. esquema do corte transversal da raiz, evidenciando (1) periderme, (2) parênquima cortical, (3) região do floema primário e secundário, (4) região do xilema secundário, (5) região do xilema primário. B. periderme e parênquima cortical em seção transversal. C. seção transversal do parênquima cortical com laticífero ramificado de crescimento intrusivo. D. seção transversal do xilema secundário apresentando raios parenquimáticos multisseriados com abundantes grãos de amido, fibras e vasos dispostos em séries radiais. E. seção transversal do xilema primário. F. aspecto geral do pó da raiz, com fragmentos do súber (acima, à esquerda), de fibras e vasos (acima, à direita e abaixo, na região central), de células parênquimáticas do xilema secundário (abaixo, à esquerda) e numerosos grãos de amido, isolados ou agregados. As escalas correspondem: A, F (100 µm); B a E (50 µm).

SABUGUEIRO Sambucus nigra flos

Sambucus nigra L. - CAPRIFOLIACEAE A droga vegetal é constituída das flores secas contendo, no mínimo, 1,5% de flavonóides totais, expressos em quercetina e, no mínimo, 1% de rutina. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS As flores secas têm odor fraco e aromático característico; sabor fracamente amargo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA Flores amareladas pela dessecação, pentâmeras ou tetrâmeras, diclamídeas, gamopétalas, completas, monoclinas, actinomorfas, medindo 3,0 mm a 5,0 mm de diâmetro; botões florais globosos, esbranquiçados ou amarronzados, medindo 1,5 mm a 3,0 mm de diâmetro. Na base do cálice podem ocorrer até três diminutas brácteas pouco papilosas, verdes, com dentes marginais, visíveis com lente de aumento, medindo 0,6 mm a 1,5 mm de comprimento e 0,5 mm de largura. Sépalas levemente soldadas entre si na base, esbranquiçado-amareladas, esverdeadas ou amarronzadas, triangulares, com dentes marginais, medindo 0,5 mm a 1,2 mm de comprimento e 0,5 mm a 0,7 mm de largura. Corola rotada, de pré-floração imbricada, com pétalas soldadas entre si na base em um curto tubo, desprendendo-se com facilidade junto com os filetes; pétalas ovaladas a elípticas, de ápice retrorso, arredondado, medindo 2,0 mm a 3,5 mm de comprimento e 2,0 mm a 3,0 mm de largura. Androceu isostêmone, alternipétalo e epipétalo; anteras ditecas, extrorsas, dorsifixas, oblongas, deiscentes, amarelas, com 1,0 mm de comprimento; filetes glabros e cilíndricos, com 1,0 mm a 1,5 mm de comprimento. Ovário ínfero, soldado ao tubo calicino, tricarpelar e trilocular, raro tetracarpelar e tetralocular, carpelos bem demarcados, com um disco anelado e proeminente; um rudimento seminal por lóculo, de placentação axial; estilete curto e estigma trilobado. Brácteas, sépalas e pétalas com tricomas tectores e glandulares. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA Brácteas hipoestomáticas, sépalas anfiestomáticas e pétalas anfi-hipoestomáticas, com estômatos anomocíticos. Em vista frontal, a cutícula é estriada nas brácteas, receptáculo, sépalas e pétalas, com estrias paralelas ao eixo maior das células fundamentais da epiderme; são visíveis os núcleos, gotas lipídicas esféricas, tricomas tectores e glandulares, idioblastos de aspecto enegrecido e sem forma definida, contendo areia cristalina de oxalato de cálcio. Em secção transversal, nas brácteas, receptáculo, sépalas e pétalas, a cutícula é espessa e estriada e a epiderme é uniestratificada; os estômatos localizam-se no mesmo nível das demais células epidérmicas; gotas lipídicas esféricas ocorrem em todos os tecidos. Nas brácteas, os dentes marginais são unicelulares, o mesofilo é formado por até quatro camadas de células isodiamétricas e o sistema vascular tem um único

agrupamento xilemático. O receptáculo apresenta forma circular, com tecido parenquimático formado por até doze camadas de células isodiamétricas e feixes colaterais, distribuídos neste tecido, em forma de anel. Cada sépala, em vista frontal, quando diafanizada, mostra uma a três nervuras paralelas; dentes marginais unicelulares; em secção transversal o mesofilo é homogêneo, formado por até cinco camadas de células clorenquimáticas, isodiamétricas; o sistema vascular está representado por um a três agrupamentos xilemáticos; grãos de amido elipsóides ocorrem nas células parenquimáticas do xilema e a endoderme é visível junto ao agrupamento xilemático principal. Cada pétala, em vista frontal, quando diafanizada, mostra geralmente, três, raro quatro nervuras paralelas, sendo que as secundárias partem da principal, ramificadas ou não, nunca anastomosadas no ápice; em secção transversal, as células fundamentais da epiderme são papilosas e de paredes anticlinais espessas; o mesofilo é homogêneo e formado por até dez camadas de clorênquima frouxo, com células de forma irregular; o sistema vascular está representado por três a seis feixes colaterais distribuídos pelo parênquima, podendo estar envolvidos por endoderme; grãos de amido elipsóides estão presentes nos parênquimas. O filete, em vista frontal, apresenta cutícula estriada e células epidérmicas com núcleo evidente e poucas gotas lipídicas; em secção transversal, apresenta forma circular, cutícula delgada e epiderme uniestratificada; os estômatos são ausentes; o parênquima é formado por células poligonais que diminuem de volume em direção ao centro, desprovidas de cloroplastídios e com poucas gotas lipídicas; o sistema vascular preenche a região central e é formado por elementos traqueais. Na antera, em secção transversal, a epiderme é papilosa; o tapete é formado por uma única camada de células achatadas tangencialmente e o endotécio por duas a três camadas de células de forma trapezoidal, fibrosas, com pontoações evidentes. O pólen é prolato, em vista polar arredondado e em vista equatorial elipsoidal, tricolporado, com 15 μm a 25 μm de diâmetro, com superfície reticulada. O gineceu, em secção transversal, apresenta carpelos de formato triangular a triangular-ovalado; o tecido parenquimático, quando utilizado Sudan IV, mostra numerosas gotas lipídicas e grande quantidade de grãos de amido, quando utilizado lugol; o tecido que reveste o lóculo é formado por células achatadas tangencialmente, com espaços intercelulares pequenos e com núcleo evidente, quando utilizado lugol; as células epidérmicas do estigma são papilosas. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para as flores desta espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: coloração amarelo-esverdeada; fragmentos de sépalas com dentes marginais unicelulares isolados; fragmentos de epiderme de sépalas e de pétalas papilosas e com cutícula estriada; fragmentos de epiderme com estômatos anomocíticos; células-guarda isoladas; fragmentos de epiderme com tricomas tectores de diferentes tipos; raros tricomas tectores e glandulares isolados ou partes destes; fragmentos de parênquima; porções de tecidos com gotas lipídicas; parte de elementos traqueais de espessamento helicoidal; fragmentos da epiderme de antera, extremamente papilosa; fragmentos da camada fibrosa de antera; numerosos grãos de pólen como descritos; grãos de pólen isolados ou agrupados, ou associados a fragmentos de anteras e de epiderme de diversas peças; porções de estigma com epiderme papilosa; porções de brácteas; porções do bordo de sépalas, de pétalas e de brácteas. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA DAS IMPUREZAS

Os pedicelos das flores da própria espécie, se presentes como impureza, são esbranquiçados pela dessecação, longitudinalmente sulcados, medindo de 1,0 mm a 7,0 mm de comprimento, apresentando tricomas tectores e glandulares, de várias formas, visíveis com lente de aumento. Os pedicelos podem estar acompanhados por uma a três brácteas, conforme as descritas para o cálice. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DAS IMPUREZAS Os pedicelos das flores da própria espécie, se presentes como impureza, apresentam, em vista frontal, cutícula estriada, com estrias paralelas ao eixo maior das células fundamentais da epiderme, sendo estas alongadas e retangulares e de paredes retilíneas espessadas; os estômatos são anomocíticos; a secção transversal é irregular, com proeminências e reentrâncias muito acentuadas, a cutícula é espessa e a epiderme uniestratificada; a região cortical apresenta colênquima tabular, parênquima e endoderme; o sistema vascular apresenta até dezesseis feixes colaterais, dispostos em forma de anel; desenvolvimento secundário pode ser observado; o parênquima medular é formado por poucas células; gotas lipídicas esféricas ocorrem na epiderme e no parênquima cortical e grãos de amido são observados na endoderme e no floema. IDENTIFICAÇÃO A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e acetato de etila-ácido fórmico-ácido acético água (100:11:11:27) como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 10 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), preparadas recentemente, como descrito a seguir. Solução (1): transferir cerca de 0,5 g da droga moída para balão de fundo redondo de 100 ml, adicionar 5 ml de metanol. Aquecer, sob refluxo, por 30 minutos. Filtrar através de papel de filtro. Solução (2): dissolver quantidade de 5 mg de rutina, hiperosídeo, isoquercitrina em metanol para obter solução a 1 mg/ml. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Examinar sob luz ultravioleta (365 nm). No cromatograma obtido com a solução (1), próximo a fronte uma mancha fluorescente de coloração azulada referente ao ácido clorogênico. Em seguida, nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e colocar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 5 a 10 minutos. O cromatograma obtido com a solução (2) apresenta manchas de coloração violeta correspondente a rutina (Rf aproximadamente 0,49), hiperosídeo (Rf aproximadamente 0,68) e isoquercitrina (Rf aproximadamente 0,72). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta manchas similares na posição e coloração às manchas obtidas no cromatograma da solução (2). Outras manchas de menor intensidade podem ser observadas. ENSAIOS DE PUREZA

Material estranho (V.4.2.2). No máximo 8% de pedicelos grosseiros e outros materiais estranhos, e no máximo, 15% da amostra com cor alterada (enegrecida). Água (V.4.2.3). No máximo 11%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 9%. DOSEAMENTO Flavonóides totais Solução-mãe: pesar, exatamente, cerca de 0,1 g da droga pulverizada (355 μm) e colocar em balão de fundo redondo de 100 ml. Acrescentar 0,25 ml de solução aquosa de metenamina 0,5%, 10 ml de acetona e 0,5 ml de ácido clorídrico. Aquecer em banho-maria, sob refluxo, durante 30 minutos. Filtrar a mistura para balão volumétrico de 25 ml. Retomar o resíduo da droga e algodão ao mesmo balão de fundo redondo, adicionar 7 ml de acetona. Aquecer, sob refluxo, durante 10 minutos. Filtrar através de algodão para o mesmo balão volumétrico de 25 ml. Repetir a operação retornando novamente o resíduo da droga e o algodão para o balão de fundo redondo, adicionar 7 ml de acetona e aquecer sob refluxo, durante 10 minutos. Filtrar para o mesmo balão de 25 ml. Após resfriamento à temperatura ambiente justar o volume para 25 ml com acetona. Em funil de separação, adicionar 10 ml desta solução e 10 ml de água e após extrair com 10 ml de acetato de etila, repetindo-se por duas vezes, com porções de 6 ml de acetato etila. Reunir as fases de acetato de etila e lavá-las com em funil de separação, com duas porções de 15 ml de água, transferindo a seguir para balão volumétrico de 25 ml, completando-se o volume com acetato de etila. Solução amostra: transferir 10 ml da solução-mãe para balão volumétrico de 25 ml, adicionar 1 ml do reagente cloreto de alumínio 2% e completar o volume com solução metanólica de ácido acético 5%. Solução branco: transferir 10 ml da solução-mãe para balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução metanólica de ácido acético 5%. Medir a absorvância da solução amostra em 425 nm (V.2.14-3) 30 minutos o seu preparo, utilizando a solução branco para ajuste do zero. Calcular o teor de flavonóides totais, calculado como quercetina, segundo a expressão:

( )PdmAQ

−×××

=100500

15625

em que

Q = teor de flavonóides totais, expresso em quercetina (%); A = absorvância da solução amostra; m = massa da droga vegetal; Pd = determinação de água (%). Rutina Proceder conforme descrito em cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 356. nm; pré-coluna empacotada com sílica octadecilsilanizada, coluna de 150 mm de comprimento e 3,9 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica octadecilsilanizada (4 μm), mantida a temperatura ambiente; fluxo da fase móvel de 0,7 ml/minuto. Eluente A: mistura de acetonitrila, água e ácido trifluoracético (5:95:0,01). Eluente B: mistura de acetonitrila e ácido trifluoracético (100:0,01). Gradiente de fase móvel: adotar sistema de gradiente linear, conforme tabela a seguir.

Tempo (minutos) Eluente A (%) Eluente B (%) 0 90 10 7 70 30 8 0 100 11 0 100 12 90 10 18 90 10

Solução amostra: pesar exatamente, cerca de 0,25 g da droga seca e moída (355 μm) e colocar em frasco de vidro, agitar por turbólise, velocidade 3, durante 5 minutos com 5 ml de etanol 80% (v/v). Filtrar através de papel de filtro, sob vácuo, para balão volumétrico de 5 ml e completar o volume com o mesmo solvente. Filtrar através de membrana e diluir 50 μl em 950 μl de acetonitrila:água (1:9). Solução padrão estoque: dissolver 5 mg do padrão de rutina em 10 ml de metanol. Curva de calibração: diluir uma alíquota de 2,5 ml da solução padrão estoque, em balão volumétrico de 25 ml de modo a obter solução a 50 μg/ml. Diluir alíquotas de 1 ml, 1,5 ml, 2 ml, 2,5 ml, 3 ml, 3,5 ml, 4 ml e 4,5 ml em balão volumétrico de 5 ml, com metanol, de modo a obter concentrações de 10 μg/ml, 15 μg/ml, 20 μg/ml, 25 μg/ml, 30 μg/ml, 35 μg/ml, 40 μg/ml e 45 μg/ml.

Procedimento: injetar, separadamente, 10 μl das soluções da curva de calibração e da solução amostra. Registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. O tempo de retenção é de aproximadamente 5 minutos para o rutina. Calcular o teor de rutina na amostra a partir da equação da reta obtida com a curva de calibração. O resultado é expresso pela média das determinações em gramas de rutina por 100 gramas da droga (%), considerando o teor de água. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipiente de vidro bem fechado, ao abrigo da luz, calor e umidade. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de anisaldeído sulfúrico Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico. Solução de cloreto de alumínio 2% Preparação – Dissolver 2 g de cloreto de alumínio em qs de metanol. Proceder a dissolução em banho de gelo, após resfriamento da solução, completar o volume para 100 ml com metanol.

LEGENDAS: Figura 1: Sambucus nigra L. – A. aspecto geral da flor, em vista frontal; an: antera; ea: estame; fi: filete; g: gineceu; pt: pétala; B. aspecto geral da corola desprendida, em vista frontal; pt: pétala; C. aspecto geral de parte do cálice, em vista frontal; dm: dente marginal; sl: sépala; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector; D. aspecto geral da face adaxial de brácteas, em vista frontal, evidenciando suas distintas formas; a, b, e, f, i. brácteas elípticas; c. bráctea oblonga; d. bráctea laminar; g. bráctea triangular; h - j. brácteas obovado-elípticas; dm: dente marginal; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector. E. aspecto geral do estame em vista dorsal; an: antera; fi: filete; F. detalhe de porção da epiderme do filete, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; G. esquema geral do filete, em secção transversal; ax: agrupamento xilemático; ep: epiderme; H. detalhe do filete em secção transversal; ax: agrupamento xilemático; cu: cutícula estriada; ei: espaço intercelular; ep: epiderme; gl: gota lipídica; p: parênquima; I. detalhe de porção da epiderme do receptáculo, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; J. esquema geral do grão de pólen; a: vista polar; b: vista equatorial; L. esquema geral do receptáculo e do ovário em secção transversal; er: epiderme do receptáculo; fvo: feixe vascular do ovário; fvr: feixe vascular do receptáculo; lo: lóculo; ru: rudimento seminal; M. detalhe de porção do receptáculo e do ovário, em secção transversal, conforme destacado em L; clo: cloroplastídios; cu: cutícula estriada; er: epiderme do receptáculo; f: floema; fvo: feixe vascular do ovário; fvr: feixe vascular do receptáculo; gl: gota lipídica; paj: parênquima de células justapostas; pov: parênquima do ovário; pre: parênquima do receptáculo; rl: revestimento do lóculo; x: xilema; As réguas correspondem em A a 3,0 mm; em B e E a 5,0 mm; em C a 1,0 mm; em D e G a 0,4 mm; em F, H, I e M a 100 μm; em J a 30 μm; em L a 400 μm. Figura 2: Sambucus nigra L. – A. detalhe de porção da face adaxial da epiderme da bráctea, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; B. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da bráctea, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; C. esquema geral da bráctea, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ax: agrupamento xilemático; ep: epiderme; m. mesofilo; D. detalhe da região da nervura principal da bráctea, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ax: agrupamento xilemático; cl: clorênquima; clo: cloroplastídio; cu: cutícula estriada; end: endoderme; ep: epiderme; gl: gota lipídica; E. detalhe de porção da face adaxial da epiderme da sépala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; F. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da sépala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; G. esquema geral da sépala, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ax: agrupamento xilemático; ep: epiderme; m. mesofilo; H. detalhe de porção da sépala na região da nervura principal, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ax: agrupamento xilemático; cl: clorênquima; clo: cloroplastídio; cu: cutícula estriada; ei: espaço intercelular; end: endoderme; ep: epiderme; gl: gota lipídica; nu: núcleo; I. detalhe de porção da face adaxial da epiderme da pétala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; J. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da pétala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; L. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da pétala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; ic: idioblasto cristalífero; M. esquema geral da pétala, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ep: epiderme; fv: feixe vascular; m: mesofilo; N. detalhe de porção da pétala, na região da nervura principal, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; clo:

cloroplastídio; cu: cutícula estriada; ei: espaço intercelular; ep: epiderme; f: floema; fv: feixe vascular; gl: gota lipídica; x: xilema; As réguas correspondem em A, B, D, E, F, H, I-L e N a 100 μm; em C, G e M 0,4 mm. Figura 3: Sambucus nigra L. – A. detalhe de tricomas ocorrentes em brácteas, sépalas e pétalas; A1 a-d. tricomas tectores unicelulares; A2 a-e. tricomas tectores pluricelulares; A3 a-m. tricomas glandulares; B. detalhes do pó. B1. a-q: porções de epiderme; a-g: fragmentos de epiderme, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; dm: dente marginal; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; gp: grão de pólen; ic: idioblasto cristalífero; nu: núcleo; h-j. porções de tricomas tectores unicelulares; l-n. porções de dentes marginais; o-p. porções de tricomas glandulares com cabeça pluricelular; q. células-guarda isoladas; B2. porção de bordo da pétala; ep: epiderme; ese: estrias epicuticulares; cl: clorênquima; nu: núcleo; B3. fragmento de parênquima; nu: núcleo; B4. fragmentos de antera; a. porção côncava; b. porção convexa; c. fragmento da camada fibrosa da antera; gp: grão de pólen; B5. grãos de pólen; a. isolados; b. agrupados; B6. porção de elemento traqueal com espessamento helicoidal; As réguas correspondem em A e B (B1 - B3, B4c-B6) a 100 μm; em B (B4a e b) a 400 μm.

Figura 1 Sambucus nigra L.



SABUGUEIRO-DO-BRASIL Sambucus australis flos

Sambucus australis Cham. & Schltdl.- CAPRIFOLIACEAE A droga vegetal é constituída das flores secas contendo, no mínimo, 2,0% de flavonóides totais, expressos em quercetina e, no mínimo, 0,80% de rutina. NOMES POPULARES Sabugueiro-do-rio-grande, sabugueiro. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS As flores secas têm odor fraco e aromático característico; sabor fracamente amargo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA Flores amareladas pela dessecação, pentâmeras ou tetrâmeras, diclamídeas, gamopétalas, completas, funcionalmente unissexuais, actinomorfas, medindo 7,0 mm a 10,1 mm de diâmetro; flores estaminadas com estames longos e, flores pistiladas com estames curtos; botões florais globosos, esbranquiçados ou amarronzados, medindo 1,0 mm a 3,0 mm de diâmetro. Na base do cálice podem ocorrer até três diminutas brácteas papilosas, verdes, sem dentes marginais, muitas vezes apresentando proeminência no extremo apical, visíveis com lente de aumento, medindo 0,9 mm a 2,8 mm de comprimento e 0,5 mm a 0,6 mm de largura. Sépalas levemente soldadas entre si na base, amarelo-esverdeadas, triangular-ovaladas, de margem irregularmente ondulada, medindo 1,0 mm a 1,5 mm de comprimento e 1,0 mm de largura. Corola rotada, de pré-floração imbricada, com pétalas soldadas entre si na base em um curto tubo, desprendendo-se com facilidade junto com os filetes; pétalas ovaladas a elípticas, de ápice retrorso, levemente agudo, medindo 2,5 mm a 5,0 mm de comprimento e 1,5 mm a 3,0 mm de largura. Androceu isostêmone, alternipétalo e epipétalo; anteras ditecas, extrorsas, dorsifixas, oblongas, deiscentes nas flores estaminadas e indeiscentes nas pistiladas, amarelas, com 1,0 mm de comprimento; filetes glabros e cilíndricos, curtos nas flores pistiladas, com 1,0 mm a 2,0 mm de comprimento e mais longos nas flores estaminadas, com 3,0 mm a 4,0 mm de comprimento. Ovário ínfero, soldado ao tubo calicino, pentacarpelar e pentalocular ou tetracarpelar e tetralocular, raro tricarpelar e trilocular, carpelos bem demarcados, com um disco anelado e proeminente; um rudimento seminal por lóculo, de placentação axial; estilete curto e estigma pentalobado. Brácteas, sépalas e pétalas com tricomas tectores e glandulares. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA

Brácteas anfiestomáticas, sépalas hipoestomáticas e pétalas anfi-hipoestomáticas, com estômatos anomocíticos. Em vista frontal, a cutícula é estriada nas brácteas, receptáculo, sépalas e pétalas, com estrias paralelas ao eixo maior das células fundamentais da epiderme; são visíveis os núcleos, gotas lipídicas esféricas, tricomas tectores e glandulares; são ausentes idioblastos contendo areia cristalina de oxalato de cálcio. Em secção transversal, nas brácteas, receptáculo, sépalas e pétalas, a cutícula é espessa e estriada e a epiderme é uniestratificada; os estômatos localizam-se no mesmo nível das demais células epidérmicas; gotas lipídicas esféricas ocorrem em todos os tecidos; não ocorrem idioblastos cristalíferos. Nas brácteas, o mesofilo é formado por até quatro camadas de células isodiamétricas e o sistema vascular está formado por um a quatro feixes ou por agrupamentos xilemáticos. O receptáculo apresenta forma circular, com tecido parenquimático formado por até doze camadas de células isodiamétricas e feixes colaterais, distribuídos neste tecido, em forma de anel. Cada sépala, em vista frontal, quando diafanizada, mostra uma a três nervuras paralelas; em secção transversal o mesofilo é homogêneo, formado por duas a sete camadas de células parenquimáticas, isodiamétricas; o sistema vascular está representado por um a três agrupamentos xilemáticos; grãos de amido elipsóides ocorrem nas células parenquimáticas do xilema e a endoderme é visível junto ao agrupamento xilemático principal. Cada pétala, em vista frontal, quando diafanizada, mostra geralmente cinco, raro quatro nervuras paralelas, as secundárias partindo da principal, ramificadas ou não, nunca anastomosadas no ápice; em secção transversal, as células fundamentais da epiderme são papilosas e de paredes anticlinais espessas; o mesofilo é homogêneo e formado por até doze camadas de parênquima frouxo, com células de forma irregular; o sistema vascular está representado por três a seis feixes colaterais distribuídos pelo parênquima, podendo estar envolvidos por endoderme; grãos de amido elipsóides estão presentes nos parênquimas dos tecidos de condução. O filete, em vista frontal, apresenta cutícula estriada, células epidérmicas com núcleo evidente e raras gotas lipídicas; em secção transversal, apresenta forma circular, cutícula delgada e epiderme uniestratificada; os estômatos são ausentes; o parênquima é formado por células poligonais que diminuem de volume em direção ao centro, desprovidas de cloroplastídios e com poucas gotas lipídicas; o sistema vascular preenche a região central e é formado por elementos traqueais. Na antera, em secção transversal, a epiderme é papilosa; o tapete é formado por uma única camada de células achatadas tangencialmente e o endotécio por duas a três camadas de células de forma trapezoidal, fibrosas, com pontoações evidentes. O pólen é prolato, em vista polar arredondado e em vista equatorial elipsoidal, tricolporado, com 18 μm a 34 μm de diâmetro, com superfície reticulada. O gineceu, em secção transversal, apresenta carpelos de formato triangular a triangular-ovalado; o tecido parenquimático, quando utilizado Sudan IV, mostra numerosas gotas lipídicas e grande quantidade de grãos de amido, quando utilizado lugol; o tecido que reveste o lóculo é formado por células achatadas tangencialmente, com espaços intercelulares pequenos e com núcleo evidente, quando utilizado lugol; as células epidérmicas do estigma são extremamente papilosas. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para as flores desta espécie, menos os caracteres macroscópicos. São características: coloração amarelo-esverdeada; fragmentos de epiderme com cutícula estriada de sépalas ou de pétalas papilosas; fragmentos de epiderme com estômatos anomocíticos; células-guarda isoladas; fragmentos de epiderme com tricomas tectores de diferentes tipos; raros tricomas tectores e glandulares isolados ou partes destes; porções de tecidos com gotas lipídicas; parte de elementos traqueais de espessamento helicoidal; fragmentos de epiderme da antera, extremamente papilosa; fragmentos da camada fibrosa da antera; numerosos grãos de pólen

como os descritos; grãos de pólen isolados ou agrupados, ou associados a fragmentos de anteras e à epiderme de diversas peças; porções de estigma com epiderme papilosa; porções de brácteas; porções do bordo de sépalas, de pétalas e de brácteas. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA DAS IMPUREZAS Os pedicelos das flores da própria espécie, se presentes como impureza, são esbranquiçados pela dessecação, longitudinalmente sulcados, medindo de 1,0 mm a 6,0 mm de comprimento, apresentando tricomas tectores e glandulares, de várias formas, visíveis com lente de aumento. Os pedicelos podem estar acompanhados por uma a três brácteas, conforme as descritas para o cálice. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DAS IMPUREZAS Os pedicelos das flores da própria espécie, se presentes como impureza, apresentam, em vista frontal, cutícula estriada, com estrias paralelas ao eixo maior das células fundamentais da epiderme, sendo estas alongadas e retangulares e de paredes retilíneas espessadas; os estômatos são anomocíticos; a secção transversal é irregular, com proeminências e reentrâncias muito acentuadas, a cutícula é espessa e a epiderme uniestratificada; a região cortical apresenta colênquima tabular e parênquima; o sistema vascular possui até doze feixes colaterais, dispostos em forma de anel; o parênquima medular é formado por poucas células; gotas lipídicas esféricas e grãos de amido ocorrem em todos os tecidos. IDENTIFICAÇÃO A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e acetato de etila-ácido fórmico-ácido acético água (100:11:11:27) como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 10 μl da solução (1) e 10 μl da solução (2), preparadas recentemente, como descrito a seguir. Solução (1): transferir cerca de 0,5 g da droga moída para balão de fundo redondo de 100 ml, adicionar 5 ml de metanol. Aquecer, sob refluxo, por 30 minutos. Filtrar através de papel de filtro. Solução (2): dissolver quantidade de 5 mg de rutina, hiperosídeo, isoquercitrina em metanol para obter solução a 1 mg/ml. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Examinar sob luz ultravioleta (366 nm). No cromatograma obtido com a solução (1), próximo a fronte uma mancha fluorescente de coloração azulada referente ao ácido clorogênico. Em seguida, nebulizar a placa com solução de anisaldeído sulfúrico e colocar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 5 a 10 minutos. O cromatograma obtido com a solução (2) apresenta, manchas de coloração violeta correspondente a

rutina (Rf aproximadamente 0,49), hiperosídeo (Rf aproximadamente 0,68) e isoquercitrina (Rf aproximadamente 0,72). O cromatograma obtido com a solução (1) apresenta manchas similares na posição e coloração às manchas obtidas no cromatograma da solução (2). Outras manchas de menor intensidade podem ser observadas. ENSAIOS DE PUREZA Material estranho (V.4.2.2). No máximo 8% de pedicelos grosseiros e outros materiais estranhos, e no máximo, 15% da amostra com cor alterada (enegrecida). Água (V.4.2.3). No máximo 10%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 9,4%. DOSEAMENTO Flavonóides totais Solução-mãe: pesar, exatamente, cerca de 0,1 g da droga pulverizada (355 μm) e colocar em balão de fundo redondo de 100 ml. Acrescentar 0,25 ml de solução aquosa de metenamina 0,5%, 10 ml de acetona e 0,5 ml de ácido clorídrico. Aquecer em banho-maria, sob refluxo, durante 30 minutos. Filtrar a mistura para balão volumétrico de 25 ml. Retomar o resíduo da droga e algodão ao mesmo balão de fundo redondo, adicionar 7 ml de acetona. Aquecer, sob refluxo, durante 10 minutos. Filtrar através de algodão para o mesmo balão volumétrico de 25 ml. Repetir a operação retornando novamente o resíduo da droga e o algodão para o balão de fundo redondo, adicionar 7 ml de acetona e aquecer sob refluxo, durante 10 minutos. Filtrar para o mesmo balão de 25 ml. Após resfriamento à temperatura ambiente justar o volume para 25 ml com acetona. Em funil de separação, adicionar 10 ml desta solução e 10 ml de água e após extrair com 10 ml de acetato de etila, repetindo-se por duas vezes, com porções de 6 ml de acetato etila. Reunir as fases de acetato de etila e lavá-las com em funil de separação, com duas porções de 15 ml de água, transferindo a seguir para balão volumétrico de 25 ml, completando-se o volume com acetato de etila. Solução amostra: transferir 10 ml da solução-mãe para balão volumétrico de 25 ml, adicionar 1 ml do reagente cloreto de alumínio 2% e completar o volume com solução metanólica de ácido acético 5%. Solução branco: transferir 10 ml da solução-mãe para balão volumétrico de 25 ml e completar o volume com solução metanólica de ácido acético 5%. Medir a absorvância da solução amostra em 425 nm (V.2.14-3) 30 minutos o seu preparo,

utilizando a solução branco para ajuste do zero. Calcular o teor de flavonóides totais, calculado como quercetina, segundo a expressão:

( )PdmAQ

−×××

=100500

15625

em que: Q = teor de flavonóides totais, expresso em quercetina (%); A = absorvância da solução amostra; m = massa da droga vegetal; Pd = determinação de água (%). Rutina Proceder conforme descrito em cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 356 nm; pré-coluna empacotada com sílica octadecilsilanizada, coluna de 150 mm de comprimento e 3,9 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica octadecilsilanizada (4 μm), mantida a temperatura ambiente; fluxo da fase móvel de 0,7 ml/minuto. Eluente A: mistura de acetonitrila, água e ácido trifluoracético (5:95:0,01). Eluente B: mistura de acetonitrila e ácido trifluoracético (100:0,01). Gradiente de fase móvel: adotar sistema de gradiente linear, conforme tabela a seguir.

Tempo (minutos) Eluente A (%) Eluente B (%) 0 90 10 7 70 30 8 0 100 11 0 100 12 90 10 18 90 10

Solução amostra: pesar exatamente, cerca de 0,25 g da droga seca e moída (355 μm) e colocar em frasco de vidro, agitar por turbólise, velocidade 3, durante 5 minutos com 5 ml de etanol 80% (v/v). Filtrar através de papel de filtro, sob vácuo, para balão volumétrico de 5 ml e completar o volume com o mesmo solvente. Filtrar através de membrana e diluir 50 μl em 950 μl de acetonitrila:água (1:9).

Solução padrão estoque: dissolver 5 mg do padrão de rutina em 10 ml de metanol. Curva de calibração: diluir uma alíquota de 2,5 ml da solução padrão estoque, em balão volumétrico de 25 ml de modo a obter solução a 50 μg/ml. Diluir alíquotas de 1 ml, 1,5 ml, 2 ml, 2,5 ml, 3 ml, 3,5 ml, 4 ml e 4,5 ml em balão volumétrico de 5 ml, com metanol, de modo a obter concentrações de 10 μg/ml, 15 μg/ml, 20 μg/ml, 25 μg/ml, 30 μg/ml, 35 μg/ml, 40 μg/ml e 45 μg/ml. Procedimento: injetar, separadamente, 10 μl das soluções da curva de calibração e da solução amostra. Registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. O tempo de retenção é de aproximadamente 5 minutos para o rutina. Calcular o teor de rutina na amostra a partir da equação da reta obtida com a curva de calibração. O resultado é expresso pela média das determinações em gramas de rutina por 100 gramas da droga (%), considerando o teor de água. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipiente de vidro bem fechado, ao abrigo da luz, calor e umidade. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de anisaldeído sulfúrico Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico. Solução de cloreto de alumínio 2% Preparação – Dissolver 2 g de cloreto de alumínio em qs de metanol. Proceder à dissolução em banho de gelo, após resfriamento da solução, completar o volume para 100 ml com metanol.

LEGENDAS: Figura 1: Sambucus australis Cham. & Schltdl. - A. aspecto geral da flor estaminada, em vista frontal; an: antera; ea: estame; fi: filete; g: gineceu; pt: pétala; B. aspecto geral da corola desprendida, em vista frontal; pt: pétala; C. aspecto geral de parte do cálice, mostrando a face adaxial de duas sépalas, em vista frontal; sl: sépala; tg: tricoma glandular; tt: tricoma tector; D. aspecto geral da face adaxial de brácteas, em vista frontal, evidenciando suas distintas formas; a. bráctea triangular; b, c. brácteas elípticas; d, e. brácteas oblongas; pro: proeminência apical; tg: tricoma glandular; E. aspecto geral do estame em vista ventral; an: antera; fi: filete; F. detalhe de porção da epiderme do filete, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; G. esquema geral do filete, em secção transversal; ep: epiderme; ax: agrupamento xilemático; H. detalhe do filete em secção transversal; ax: agrupamento xilemático; cu: cutícula estriada; ep: epiderme; gl: gota lipídica; p: parênquima; I. esquema geral grão de pólen; a: vista polar; b. vista equatorial; J. detalhe de porção da epiderme do receptáculo, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; L. esquema geral do receptáculo e do ovário, em secção transversal; er: epiderme do receptáculo; fvo: feixe vascular do ovário; fvr: feixe vascular do receptáculo; lo: lóculo; ru: rudimento seminal; M. detalhe de porção do receptáculo e do ovário, em secção transversal, conforme destacado em L; cu: cutícula estriada; clo: cloroplastídio; er: epiderme do receptáculo; fvo: feixe vascular do ovário; fvr: feixe vascular do receptáculo; gl: gota lipídica; nu: núcleo; paj: parênquima de células justapostas; pov: parênquima do ovário; pre: parênquima do receptáculo; rl: revestimento do lóculo; x: xilema. As réguas correspondem em A e E a 2,5 mm; em B a 5 mm, em C e D a 1,0 mm; em F, H, J, M a 100 μm; em G e L a 400 μm; em I a 30 μm. Figura 2: Sambucus australis Cham. & Schltdl - A. detalhe de porção da face adaxial da epiderme da bráctea, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; B. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da bráctea, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; C. esquema geral da bráctea, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ep: epiderme; fv: feixe vascular; m: mesofilo; D. detalhe da região da nervura principal da bráctea, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; clo: cloroplastídio; cu: cutícula estriada; ep: epiderme; f: floema; fv: feixe vascular; gl: gota lipídica; x: xilema; E. detalhe de porção da face adaxial da epiderme da sépala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; F. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da sépala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; G. esquema geral da sépala, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ax: agrupamento xilemático; ep: epiderme; m: mesofilo H. detalhe de porção da sépala, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; clo: cloroplastídio; cu: cutícula estriada; end: endoderme; ep: epiderme; es: estômato; gl: gota lipídica; nu: núcleo; x: xilema. I. detalhe de porção da face adaxial da epiderme da pétala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; nu: núcleo; J. detalhe de porção da face abaxial da epiderme da pétala, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; L. esquema geral da pétala, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; ep: epiderme; fv: feixe vascular; m: mesofilo; M. detalhe de porção da pétala, na região da nervura principal, em secção transversal; ab: face abaxial; ad: face adaxial; cl: clorênquima; clo: cloroplastídio; cu: cutícula estriada; ep: epiderme; f: floema; fv: feixe vascular; gl: gota lipídica; p: parênquima; x: xilema; As réguas correspondem em A, B, D, E, F, H, I, J e M 100 μm; em C e G a 400 μm; em L a 800 μmb.

Figura 3 Sambucus australis Cham. & Schltdl. – A. detalhe de tricomas ocorrentes em brácteas, sépalas e pétalas. A1. tricoma tector unicelular; A2 a–f. tricomas tectores pluricelulares; A3 a-i. tricomas glandulares; B. detalhes do pó. B1. a-l. porções de epiderme; a-e. fragmentos de epiderme, em vista frontal; cfe: célula fundamental da epiderme; es: estômato; ese: estrias epicuticulares; gl: gota lipídica; gp: grão de pólen; nu: núcleo; f. fragmento de epiderme em vista lateral; cfe: célula fundamental da epiderme; tt: tricoma tector; g-h. porções de tricomas tectores; i-j. porções de tricomas glandulares com cabeça pluricelular; l. células-guarda isoladas; B2. fragmentos da antera; a. porção convexa; b. porção côncava; c. fragmento da camada fibrosa de antera; gp: grão de pólen; B3. porção de elemento traqueal com espessamento helicoidal; B4. grãos de pólen; a. isolados; b. agrupados. As réguas correspondem A e B (B1, B2c, B3-B5) a 100 μm; em B (B2a e b) a 400 μm.

Figura 1 Sambucus australis Cham. & Schltdl.



SALGUEIRO-BRANCO Salicis cortex

Salix alba L. - SALICACEAE A droga vegetal é constituída pelas cascas dos ramos jovens, secas, inteiras ou fragmentadas, contendo, no mínimo, 1,5 % de derivados de salicina expressos em salicina. CARACTERES ORGANOLÉPTICOS A casca seca do salgueiro-branco é inodora, de sabor adstringente e marcadamente amargo. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA A casca, obtida de ramos com dois a três anos, apresenta-se em fragmentos irregulares coriáceos, flexíveis, alongados e levemente acanalados, de comprimento, largura e espessura variados. A superfície externa é reluzente-lustrosa, lisa ou estriada longitudinalmente nas cascas jovens, marrom escuro. A superfície interna é finamente estriada longitudinalmente, fibrosa, parda. A fratura é curta na porção exterior e fibrosa na porção interior. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA Em vista frontal, a casca tem coloração marrom escura e em algumas porções, amarelada. As células do súber apresentam diferentes formas, geralmente poligonais, de paredes retilíneas e muitas vezes alongadas. O colênquima possui células achatadas e de paredes espessadas. Em secção transversal, o córtex possui cutícula extremamente espessada e a porção externa da casaca pode apresentar diferentes organizações estruturais: 1) primeira camada epidérmica, uniestratificada, com células quadrangulares pequenas, de paredes espessas, seguida por cinco a seis camadas de colênquima tabular, de células alongadas, dispostas tangencialmente, de paredes espessas e com cloroplastídios, seguido por parênquima com células de variadas formas e de paredes espessas; 2) camada epidérmica externa, com as mesmas características da descrita anteriormente, seguida pelo colênquima formado por células pequenas, arredondadas e de paredes espessas, seguido por parênquima com células também arredondadas e de paredes espessas; 3) revestimento externo formado por periderme, abrangendo diferente número de camadas, seguidas por parênquima com células arredondadas e de paredes espessas. O parênquima cortical externo é sempre formado por várias camadas de células, mais comumente quadrangulares a retangulares, ou poligonais a arredondadas, de paredes espessadas, com poucos espaços intercelulares, muitos cloroplastídios e muitos cristais de oxalato de cálcio do tipo drusas, raros monocristais e cristais prismáticos. Agrupamentos de células pétreas são pouco comuns neste tecido, raras são essas células isoladas e as contendo compostos fenólicos. O parênquima cortical interno, possui células de diferentes formas, maiores espaços intercelulares e menor quantidade de cristais e de cloroplastídios. Mais internamente, as células mostram maior irregularidade de forma, maiores espaços intercelulares,

paredes muito espessadas, pontoadas e mais retilíneas. Agrupamentos geralmente circulares, de fibras lignificadas são abundantes e estão distribuídos aleatóriamente neste parênquima onde, muito raramente, ocorrem agrupamentos de células pétreas. O câmbio é formado por poucas camadas celulares, com células de pequenas dimensões e achatadas tangencialmente, tanto as fusiformes quanto as radiais. O tecido adjacente internamente ao câmbio, contém grande quantidade de grãos de amido. Raios parenquimáticos são formados por células de diferentes formas, alongadas verticalmente, de paredes espessas e contendo cloroplastídios. Entre esses raios, ocorrem células parenquimáticas de forma irregular, de paredes espessadas, sem cloroplastídios e de maior volume do que aquelas distribuídas junto ao câmbio. Células floemáticas pequenas, ricas em compostos fenólicos, são acompanhadas por agrupamentos de fibras lignificadas, alinhados horizontalmente e por células parenquimáticas, de paredes espessas, com cloroplastídios e dispostas tangencialmente. Idioblastos contendo compostos fenólicos são comuns junto ao câmbio interno. Este tecido delimita internamente a casca e é formado por células de paredes delgadas e reduzido número de camadas. Geralmente é de difícil observação devido suas características e sua posição limítrofe. Em secção longitudinal, as características do súber e da região cortical externa são similares as descritas para a secção transversal. A região cortical interna mostra raios parenquimáticos muitas vezes alargados, fibras e células parenquimáticas de paredes espessas. DESCRIÇÃO MICROSCÓPICA DO PÓ O pó atende a todas as exigências estabelecidas para a espécie, menos os caracteres macroscópicos. Examinar ao microscópio utilizando solução de hidrato de cloral R. São característicos: coloração castanho-pálida; fragmentos de súber, em vista frontal; fragmentos de parênquima, com células de paredes espessadas, em vista frontal; fibras isoladas ou porções de seus agrupamentos, em secção longitudinal; fragmentos de parênquima cortical com células de forma poligonal e de paredes espessas, com cristais do tipo drusas, em secção transversal; porção de fibras associadas a idioblastos cristalíferos, em secção longitudinal; fragmentos de parênquima com células de paredes espessadas, com distribuição radial e com porções de câmbio; fragmentos de câmbio, em secção transversal; cristais de oxalato de cálcio dos tipos monocristais, cristais prismáticos e drusas, isolados. IDENTIFICAÇÃO A. Proceder conforme descrito em Cromatografia em camada delgada (V.2.17.1), utilizando sílica-gel GF254, com espessura de 0,25 mm, como suporte, e acetato de etila, metanol e água (77:13:10, v/v/v) como fase móvel. Aplicar, separadamente, em forma de banda, 10 μl de cada uma das soluções (1), (2) e (3), preparadas recentemente, como descrito a seguir. Solução (1): aquecer 0,5 g da amostra pulverizada (500), com 10 ml de metanol, em banho–maria, sob refluxo, a aproximadamente, 50 °C por 10 minutos. Esfriar e filtrar. Solução (2): adicionar a 5 ml da solução (1), 1,0 ml da solução de carbonato se sódio anidro contendo 50 g/l. Aquecer em banho-maria a, aproximadamente 60 °C, sob refluxo, por 10 minutos. Esfriar e filtrar.

Solução (3): dissolver 2 mg de salicina em 1 ml de metanol. Desenvolver o cromatograma. Remover a placa, deixar secar ao ar. Em seguida, nebulizar a placa com solução de ácido sulfúrico 5% em metanol e deixar em estufa entre 100 ºC e 105 ºC, durante 10 a 15 minutos. O cromatograma obtido com a solução (3) apresenta, no terço médio, uma mancha violeta-avermelhada correspondente a salicina (Rf aproximadamente 0,40). O cromatograma obtido com a solução (1) a mancha de salicina aparece com uma intensidade fraca à média. No cromatograma obtido com a solução (2) a mancha correspondente a salicina aparece mais intensa e, sobre ela aparecem uma (salicortina) e, as vezes, duas (tremulacina) manchas fracas, de cor violeta-avermelhada. Nos cromatogramas das soluções (1) e (2) podem aparecer outras manchas de cores azul, amarelo e marrom. ENSAIOS DE PUREZA Material estranho (V.4.2.2). No máximo 3% de raminhos com diâmetro superior a 10 mm. No máximo 2% de outros materiais estranhos. Água (V.4.2.3). No máximo 11%. Cinzas totais (V.4.2.4). No máximo 10%. DOSEAMENTO Proceder conforme descrito em cromatografia líquida de alta eficiência (V.2.17.4). Utilizar cromatógrafo provido de detector ultravioleta a 270 nm; pré-coluna empacotada com sílica octadecilsilanizada, coluna de 150 mm de comprimento e 3,9 mm de diâmetro interno, empacotada com sílica octadecilsilanizada (4 μm), mantida a temperatura ambiente; fluxo da fase móvel de 1 ml/minuto. Eluente A: mistura de acetonitrila, água e ácido trifluoracético (3:97:0,05). Solução amostra: Pesar exatamente, cerca de 0,3 g da droga seca e moída (355 μm) juntar 25 ml de metanol e aquecer sob refluxo, durante 30 minutos. Esfriar e filtrar. Retomar o resíduo com 25 ml de metanol e tratar como descrito anteriormente. Reunir os filtrados e evaporar sob vácuo até secura. Retomar o resíduo com 2 ml de metanol, adicionar 2 ml de hidróxido de sódio 0,1M e aquecer em banho-maria, sob refluxo, durante 1 hora a 60 °C, aproximadamente, com agitação freqüente. Esfriar, adicionar 0,25 ml de ácido clorídrico 1M e completar a 5 ml com uma mistura de metanol e água (50:50, v/v).

Solução padrão estoque: dissolver 10 mg de salicina em 10,0 ml de acetonitrila. Curva de calibração: diluir alíquotas de 40, 45, 50, 55 e 60 μl da solução estoque a 100 μl com mistura de acetonitrila, água e ácido trifluoracético (3:97:0,05), de modo a obter concentrações de 0,40 mg/ml, 0,45 mg/ml, 0,50 mg/ml, 0,55 mg/ml e 0,60 mg/ml. Procedimento: injetar, separadamente, 10 μl das soluções da curva de calibração e da solução amostra. Registrar os cromatogramas e medir as áreas dos picos. O tempo de retenção é de aproximadamente 6 minutos para a salicina. Calcular o teor de salicina na amostra a partir da equação da reta obtida com a curva de calibração. O resultado é expresso pela média das determinações em gramas de salicina por 100 gramas da droga (%), considerando o teor de água. EMBALAGEM E ARMAZENAMENTO Em recipiente de vidro bem fechado, ao abrigo da luz, calor e umidade. XII.2. REAGENTES E SOLUÇÕES REAGENTES Solução de Anisaldeído sulfúrico Preparação - Dissolver 0,5 g de anisaldeído em 100 ml de metanol. Adicionar 4 ml de ácido clorídrico e 5 ml de ácido sulfúrico.

Legenda: Figura 1. Salix alba L. – A. aspecto geral de porção da superfície externa da casca, em vista frontal; B. aspecto geral de porção da superfície interna da casca, em vista frontal; C. detalhe do súber, na região de coloração marrom, em vista frontal; D. detalhe do súber, na região de coloração amarelada, em vista frontal; E. porção de colênquima em secção transversal; clo: cloroplastídio; F. detalhe de porção do parênquima, mostrando idioblastos cristalíferos com monocristais, cristais prismáticos e drusas, e com compostos fenólicos, em secção transversal; icf: idioblasto contendo compostos fenólicos; clo: cloroplastídio; ic: idioblasto cristalífero; G. detalhe de porção do parênquima, mostrando agrupamento de células pétreas, em secção transversal; clo: cloroplastídio; cp: célula pétrea; ic: idioblasto cristalífero; pto: pontoação; H. detalhe de porção do cortéx, em secção longitudinal; clo: cloroplastídio; fb: fibra; ic: idioblasto cristalífero; p. parênquima; I. detalhe de porção do córtex, mostrando o parênquima e células pétreas em secção longitudinal; clo: cloroplastídio; cp: célula pétrea; ic: idioblasto cristalífero; p: parênquima; pto: pontoação. As escalas correspondem em A e B a 5 mm, em C - I a 100 μm. Figura 2. Salix alba L. – A. detalhe de porção externa do córtex, em secção transversal; clo: cloroplastídio; co: colênquima; cu: cutícula; ep: epiderme; ei: espaço intercelular; ic: idioblasto cristalífero; fb: fibra; pce: parênquima cortical externo; pci: parênquima cortical interno; B. detalhe de porção do córtex, mostrando revestimento formado por periderme, em secção transversal; cu: cutícula; clo: cloroplastídio; ic: idioblasto cristalífero; pce: parênquima cortical externo; pe: periderme; C. detalhe do córtex, em secção transversal; ca: câmbio; cat: câmbio interno; clo: cloroplastídio; co: colênquima; cp: célula pétrea; cu: cutícula; ep: epiderme; ei: espaço intercelular; f: floema; fb: fibra; ga: grãos de amido; ic: idioblasto cristalífero; icf: idioblasto contendo compostos fenólicos; p: parênquima; pce: parênquima cortical externo; pci: parênquima cortical interno; pto: pontoação; rp: raio parenquimático; D. detalhes do pó; a. porção do súber, em vista frontal; b. porção de parênquima, em vista frontal; c. porção de parênquima, mostrando idioblastos cristalíferos, em secção transversal; clo: cloroplastídio; ic: idioblasto cristalífero; d. porção de parêquima e de câmbio, em secção longitudinal; ca: câmbio; p: parênquima; e. porção de fibras asssociadas a idioblastos cristalíferos, em secção longitudinal; fb: fibra; ic: idioblasto cristalífero; f. porção do câmbio, em secção transversal; g. porção de fibras agrupadas, em secção longitudinal; pto: pontoação; h. cristais de oxalato de cálcio, isolados; i. fibra isolada, em secção longitudinal. As escalas correspondem em A, B e D (a - h) a 100 μm, em C e D (i) a 200 μm.

Figura 1

Figura 2

Documents

Consulta Pública nº 38, de 22 de junho de 2009