Curso de Capacitação Ecofisiologia Florestalseed04d463655b58b.jimcontent.com/download/version...Curso de Capacitação Ecofisiologia Florestal US P Un iv e r s ida de de Sã o P

C u r s o d e C a p a c i t a ç ã o

E c o f i s i o l o g i a F l o r e s t a l

U S P

U n i v e r s i d a d e d e S ã o P a u l o

E S A L Q

E s c o l a S u p e r i o r d e A g r i c u l t u r a

“ L U I Z D E Q U E I R O Z ”

L C F

D e p a r t a m e n t o d e C i ê n c i a s F l o r e s t a i s

P I R A C I C A B A - 2 0 1 0

Capacitação em Ecofisiologia Florestal I 1ºs – 2010

LCF – ESALQ – USP Piracicaba/SP

2

Curso de Capacitação

Ecofis iologia Florestal I

ALEXANDRE VENDEMIATTI

LCF – ESALQ – USP



3

Í N D I C E

Páginas

UNIDADE I

1. Difusão, Osmose e Embebição

1.1. Membrana Semi – Permeável 1

1.2. Osmose e Precipitação 3

1.3. Intensidade da Osmose 5

1.4. Determ. do Pot. Osmótico das Células pelo Método Plasmolítico 7

1.5. Determinação do Potencial Água dos Tecidos Vegetais 10

1.6. Determ. do Pot. Água de um Tecido pelo Método de Chardakov 12

1.7. A Modificação do Volume na Embebição 14

1.8. Pressão de Embebição 16

1.9. Câmara de Pressão de Scholander 18

UNIDADE II

2. O Solo e as Plantas

2.1. Ascensão Capilar da Água a Partir de uma Camada Saturada 21

2.2. Perdas de Água por Evaporação e por Transpiração 24

2.3. Capacidade de Retenção da Água dos Solos Arenosos e Argilosos 27

UNIDADE III

3. Transpiração

3.1. Medição da Transpiração e Influência das Condições Ambientais 29

3.2. Medição da Transpiração em Plantas Envasadas 32

3.3. Tecido Envolvido no Transporte de Seiva Bruta 35

3.4. Gutação e Salinidade 37

3.5. Transpiração Cuticular e Estomatal 39

i



4

UNIDADE IV 4. Absorção e Transporte de Água

4.1. Absor. e Ascen. da Seiva Bruta: Teoria da Transpiração – Coesão – Tensão 41

4.2. Ascensão da Seiva Bruta: Atmômetro 43

4.3. Necessidade de Coesão da Seiva Bruta 45

4.4. Ascensão da Seiva Bruta: Pressão Radicular 47

4.5. Competição Interna pela Água 50

UNIDADE V

5. Fotossíntese

5.1. Fatores Essenciais da Fotossíntese 53

5.2. Importância de Nutrientes para as Plantas 55

5.3. Separação dos Pigmentos dos Cloroplastos 57

5.4. Espectro de Transmitância de Pigmentos Cloroplastídicos 60

5.5. Efeito de Fatores do Ambiente na Fotossíntese 63

5.5.1. Efeito da Intensidade Luminosa 64

5.5.2. Efeito da Qualidade da Luz 65

5.5.3. Efeito da Concentração de Dióxido de Carbono 66

5.5.4. Efeito da Temperatura 67

UNIDADE VI

6. Translocação de Solutos Orgânicos

6.1. Translocação de Carboidratos dos Cotilédones 69

6.2. Efeito da Temperatura na Translocação de Solutos Orgânicos 71

6.3. Translocação de Carboidratos para os Frutos: Anelamento 73

UNIDADE VII

7. Ações Fisiológicas dos Reguladores Vegetais

7.1. Enraizamento de Estacas 75

ii



5

7.2. Controle do Crescimento 77

7.3. Dominância Apical 79

7.4. Abscisão Foliar 81

7.5. Controle da Maturação de Frutos 83

UNIDADE VIII

8. Desenvolvimento Vegetal

8.1. Regiões de Crescimento 85

8.2. Efeito da Temperatura no Crescimento 90

8.3. Efeito da Intensidade Luminosa no Desenvolvimento 92

8.4. Efeitos Formativos da Qualidade da Luz 94

8.5. Movimentos Rápidos em Plantas 96

iii



6

UNIDADE I: Difusão, Osmose e Embebição.

Experimento 1: Membrana Semi- Permeável. Fundamento: A reação de um cristal de ferrocianeto de potássio colocado em contato com solução de sulfato de cobre, forma uma membrana semi- permeável. Material: - Tubo de ensaio. - Suporte universal. - Uma garra para uma bureta. - Cristais de ferrocianeto de potássio. - Pinça. - Solução de sulfato de cobre a 5 %. Procedimento: Em um tubo de ensaio, coloca-se uma solução de sulfato de cobre a 5%, até 3/4 da sua capacidade. Prende-se esse tubo em um suporte. Deixa-se cair na solução, um pequeno cristal de ferrocianeto de potássio. Observa-se, sem mexer o conjunto, a formação de uma coloração escura em volta do cristal. Com o passar do tempo verifica-se que há um aumento de volume, com posterior rompimento do material formado (Figura 1.1). Resultados: A reação 2CuSO4 +K4[Fe(CN) 6], vai formar 2K2SO4+Cu2[Fe(CN)6], e o ferrocianeto de

cobre formado é de consistência semi- permeável, deixando passar solvente (água), não passando solutos, por diferença de potencial hídrico, entre os dois sistemas formados, separados pela membrana semi- permeável. Essa membrana também desenvolve estruturas conhecidas como células de Traube.



7

Cristal de Ferrocianeto de

Potássio

Pinça

Tubo de ensaio

Solução de Sulfato de Cobre 5%

Célula de Traube

Figura 1.1. Representação do ensaio para obtenção da membrana semi-permeável de ferrocianeto de cobre.



8

Experimento 2: Osmose e Precipitação. Fundamento: A difusão de uma substância através de uma membrana com propriedades semi- permeáveis é exemplo de osmose. Reação do amido com o iodo produz um precipitado de cor azul escuro. Material: - Tubos de membrana de diálise de 10 cm de comprimento, em água. - Pedaços de 10 cm de comprimento de barbante, em água. - Solução de amido a 2,0 %. - Solução de iodo a 1,0 %. - Funil - Bequer de 250 ml. Procedimento: Corta-se um pedaço de 10 cm de comprimento de um tubo de diálise, deixando em água por algumas horas. Amarra-se com um pedaço de barbante molhado, uma das extremidades do tubo. Enche-se o tubo com uma solução de amido 2% e amarra-se a outra extremidade. Lava-se em torneira para eliminar qualquer amido que tenha escorrido externamente no tubo. Coloca-se esse cilindro assim preparado, em um béquer de 250 ml contendo uma solução de iodo a 1,0 % (Figura 1.2). Resultados: No sistema iodo/água, o movimento cinético das moléculas de água é maior do que dentro do cilindro (sistema amido/água) pois as moléculas do amido são maiores que as de iodo. O iodo, se ioniza em água e passa para o sistema amido/água, formando um complexo de cor azul escuro que se precipita junto às paredes da membrana.



9

Béquer com solução de Iodo

0,2%

Membrana de diálise com solução

de Amido 2%

Barbante Membrana Semi-

permeável Funil

Amido 2%

Solução estoque

Béquer

Solução estoque

Iodo 1,0%

Figura 1.2. Representação do ensaio referente a osmose e precipitação.

Tubo de membrana de diálise amarrada com

barbante

Amido 2,0%

Iodo 1,0%

Béquer 250 ml



10

Experimento 3: Intensidade da Osmose. Fundamento: A presença de solutos torna menor o potencial água de uma solução. Se a solução estiver em um cilindro de membrana com propriedades semi-permeáveis e em contato com água, haverá osmose. Material: - Pipeta de 1 ml, inserida em rolha de borracha. - Pinça para bureta. - Suporte universal. - Cilindro de membrana de diálise de 15 cm de comprimento, em água. - Funil de plástico. - Soluções de sacarose de 40% e 20% e água destilada. - Béquer de 500 ml com água destilada. - Régua de 30 cm. - Cronometro. - Pedaços de 10 cm de barbante, em água. Procedimento: Em uma pipeta de 1 ml introduz-se uma rolha pequena de borracha até que a ponta apareça do outro lado (repetir o procedimento nas outras). Cortam-se quatro cilindros de 15 cm de comprimento de membrana de diálise os quais são deixados em água. Amarra-se com barbante uma das extremidades de cada um dos cilindros. Utilizando-se do funil de plástico, enche-se o primeiro deles com solução de sacarose 40%, o segundo com solução 20% de sacarose e o terceiro com água destilada. Introduz- se a rolha com a pipeta na outra extremidade do tubo de diálise, e amarra- se com barbante. Amarrando-se com um barbante a membrana pelo seu meio poderá se elevar o menisco até a uma marca da pipeta, acima da rolha. Coloca- se um deles, em béquer de 500 ml com água destilada, prendendo-o no suporte universal. Marca- se o tempo de ascensão de 3 cm do líquido no interior de cada uma das pipetas. Repetir o experimento com a outra solução e também com água destilada (Figura 1.3). Resultados: Quanto maior a concentração de solutos no interior da membrana de diálise, mais negativo é o potencial osmótico da solução e mais rápida é a ascensão do líquido na pipeta. No osmômetro com água no seu interior, não haverá ascensão.



11

Introduzir pipeta com rolha na membrana e amarrar com

barbante

Sacarose

Completar a membrana com

solução de sacarose

Figura 1.3. Representação esquemática do ensaio sobre intensidade da osmose.

Suporte universal

Pipeta de 1 ml

Pinça de bureta

Béquer com água

Tubo de diálise com 40% ou 20 % de sacarose

Régua

Menisco

OSMÔMETRO

Introduzir rolha na pipeta

Soluções estoque

40% Sacarose

20% Sacarose



12

Experimento 4: Determinação do Potencial Osmótico das Células pelo Método Plasmolítico. Fundamento: O murchamento celular, devido a saída de água da célula, quando inicia- se a separação do protoplasma da parede celular é chamado de plasmólise incipiente. Admite-se que uma solução capaz de promover plasmólise em 50% das células de um pedaço de tecido vegetal, é isotônica em relação à concentração da solução em que o tecido está imerso. Material: - Solução 40% de sacarose. - Soluções de sacarose de 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2 e 0,1%. - Seis placas de Petri pequenas. - Ramos de Zebrina pendula, recém- colhidos. - Gilete nova e etiquetas. - Lâminas e lamínulas de microscopia. - Microscópio. - Seis pinças. Procedimento: Prepara- se 500 ml de uma solução de 40% de sacarose (200 gramas de sacarose, completando a 500 ml com água) e, a partir dela, por diluição, 50 ml de cada uma das soluções: 0,35; 0,30; 0,25; 0,20; 0,15 e 0,10 % através da equação C.V = C’.V’, onde C é a concentração da solução original, V é a alíquota a ser retirada da solução original (incógnita) e completada ao volume desejado, C’ é a concentração desejada e V’ o volume desejado. Tirando-se o valor de V = C’.V’/C, colocando-as em placas de Petri. Com uma gilete separam-se pequenas tiras coloridas da epiderme inferior de Zebrina pendula ou Rhoeo discolor, recém- colhidas, utilizando- se de apenas uma folha. As tiras devem ser retiradas da epiderme que fica logo acima da nervura principal e cada pedaço deve ter cerca de 3 a 4 mm de lado. Mergulha- se em cada solução, quatro destas tiras e espera-se 40 minutos. Monta- se a seguir as tiras em lâminas de microscopia, usando como meio uma gota da mesma solução em que estava imersa. Examina-se ao microscópio, notando-se que nas concentrações mais altas a maior parte ou todas as células estão fortemente plasmolizadas, ao passo que nas mais baixas apenas uma ou nenhuma das células mostra plasmólise. Uma das soluções deve ter provocado plasmólise (ainda que incipiente) em cerca de 50% das células. Esta solução é isotônica em relação à concentração das células deste tecido (Figura 1.4). Resultados: O potencial osmótico do tecido corresponderá ao potencial osmótico da solução isotônica, e pode ser obtido através de tabelas já existentes (ver na Tabela 1 a correspondência de potenciais osmóticos com concentrações de sacarose). Células plasmolizadas são identificadas facilmente pela concentração de antocianina (avermelhada) nos vacúolos. Nas túrgidas os pigmentos ficam dispersos.



13

T a b e l a 1 . Potenciais osmóticos (Ψπ) de soluções de sacarose a 20o C. Molaridade -Ψπ (atm) Molaridade -Ψπ (atm) Molaridade -Ψπ (atm) Molaridade -Ψπ (atm) Molaridade -Ψπ (atm)

0.01 0.3 0.33 9.1 0.65 19.9 0.97 33.5 1.29 51.6 0.02 0.5 0.34 9.4 0.66 20.3 0.98 34.0 1.30 52.3 0.03 0.8 0.35 9.7 0.67 20.7 0.99 34.5 1.31 52.9 0.04 1.1 0.36 10.0 0.68 21.0 1.00 35.0 1.32 53.6 0.05 1.3 0.37 10.3 0.69 21.4 1.01 35.5 1.33 54.3 0.06 1.6 0.38 10.6 0.70 21.8 1.02 36.2 1.34 55.0 0.07 1.9 0.39 10.9 0.71 22.2 1.03 36.7 1.35 55.6 0.08 2.1 0.40 11.2 0.72 22.5 1.04 37.2 1.36 56.3 0.09 2.4 0.41 11.5 0.73 23.0 1.05 37.7 1.37 57.0 0.10 2.6 0.42 11.9 0.74 23.4 1.06 38.2 1.38 57.7 0.11 2.9 0.43 12.3 0.75 23.7 1.07 38.7 1.39 58.4 0.12 3.2 0.44 12.6 0.76 24.1 1.08 39.3 1.40 59.2 0.13 3.4 0.45 12.9 0.77 24.6 1.09 39.8 1.41 59.9 0.14 3.7 0.46 13.2 0.78 25.0 1.10 40.4 1.42 60.7 0.15 4.1 0.47 13.5 0.79 25.4 1.11 40.9 1.43 61.4 0.16 4.3 0.48 13.9 0.80 25.8 1.12 41.4 1.44 62.1 0.17 4.6 0.49 14.2 0.81 26.3 1.13 42.0 1.45 62.9 0.18 4.8 0.50 14.5 0.82 26.7 1.14 42.5 1.46 63.6 0.19 5.1 0.51 14.8 0.83 27.1 1.15 43.1 1.47 64.4 0.20 5.4 0.52 15.2 0.84 27.5 1.16 43.7 1.48 65.2 0.21 5.7 0.53 15.5 0.85 27.9 1.17 44.3 1.49 65.9 0.22 6.0 0.54 15.8 0.86 28.3 1.18 44.8 1.50 66.6 0.23 6.2 0.55 16.2 0.87 28.8 1.19 45.4 1.51 67.4 0.24 6.5 0.56 16.5 0.88 29.2 1.20 46.0 1.52 68.2 0.25 6.8 0.57 16.9 0.89 29.7 1.21 46.6 1.53 69.0 0.26 7.1 0.58 17.3 0.90 30.1 1.22 47.2 1.54 69.8 0.27 7.4 0.59 17.6 0.91 30.6 1.23 47.8 1.55 70.6 0.28 7.6 0.60 18.0 0.92 31.1 1.24 48.4 1.56 71.5 0.29 7.9 0.61 18.3 0.93 31.5 1.25 49.0 1.57 72.4 0.30 8.2 0.62 18.7 0.94 32.0 1.26 49.6 1.58 73.4 0.31 8.5 0.63 19.1 0.95 32.5 1.27 50.2 1.59 74.2 0.32 8.8 0.64 19.5 0.96 33.0 1.28 50.9 1.60 74.9



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Ramo de Zebrina pendula

Lâmina

Lamínula

Lâmina pronta para ser observada ao microscópio

Face ventral

Face dorsal

Folha de Zebrina pendula

0,10 % ? 0,35%

Células do tecido de Zebrina pendula observadas no microscópio.

Tecidos de Zebrina

pendula

100%

0,10% 0,35%

Soluções de sacarose

50%

0%

Pla

smól

ise

Figura 1.4. Representação do ensaio para determinação do potencial osmótico de tecidos vegetais pelo método plasmolítico.

Cortes longitudinais com gilete

Microscópio

Caixas de Petri com soluções de sacarose e

tecidos

0,1% 0,2% 0,3%

0,4% 0,5% 0,6%



15

Experimento 5: Determinação do Potencial Água dos Tecidos Vegetais.

Fundamento: Colocando- se um tecido em contato com uma solução de potencial diferente, haverá trocas de moléculas de água até que, ao se anular o gradiente de potencial, atinge-se o equilíbrio dinâmico.

Material: - Solução 40% de sacarose. - Soluções de sacarose de 0,60; 0,50; 0,40; 0,30; 0,20 e 0,10 %. - Seis tubos de ensaio com tampas - Etiquetas e suportes de tubos de ensaio. - Batatas. - Furador de rolha (com diâmetro de 0,6 mm), bastonete e cortador. - Paquímetro e papel absorvente. - Pipetas de 10 ml.

Procedimento: Prepara-se 500 ml de uma solução 40% de sacarose. A partir dela, prepara-se por diluição uma série, com 20 ml de solução de cada uma das seguintes concentrações: 0,60; 0,50; 0,40; 0,30; 0,20 e 0,10 %, colocando-as em tubos de ensaio com tampas. Etiquetam-se os tubos colocando-os em suportes. Com um furador de rolhas de 0,6 cm de diâmetro, extrai-se de uma batata grande 6 cilindros. Com um cortador apropriado de lâminas eqüidistantes seccionam-se pedaços de 2 cm. Com o paquímetro determinam-se os seus volumes, medindo sua altura e diâmetro (volume = π x raio2 x altura do cilindro). Colocam-se os cilindros, nas diferentes concentrações, tampando-se os tubos. Depois de 12 a 24 horas, retiram-se os cilindros, e avalia-se o seu volume com o paquímetro, rapidamente (Figura 1.5). Terminadas as determinações, anotam-se os valores finais obtidos, comparando-os com os iniciais.

Resultados: A concentração da solução em que não houver variação em volume tem potencial igual ao do tecido. A determinação do potencial água de um vegetal tem aplicações práticas, pois sabe-se que o alto potencial água de um tecido (planta mais túrgida) está relacionado com sua maior produtividade, o que pode ser analisado no momento de se aplicar a irrigação.



16

Cortador de lâminas paralelas Medir

altura Medir diâmetro

Paquímetro

Cilindro de batata Batata Bastão

Vazador

Perfurando a batata

Figura 1.5. Representação do ensaio para determinação do potencial água de tecidos vegetais pelo método volumétrico.

0,1% 0,2% 0,3% 0,4% 0,5% 0,6% Tubos contendo cilindros de batatas em

soluções de sacarose. Determinar de V0,1

até V0,6 após 12h para estabelecer solução isotônica.

V = �.r2.h Determinar Vi médio

Pinça



17

Experimento 6: Determinação do Potencial Água de um Tecido pelo Método de Chardakov.

Fundamento: Mergulhando-se pedaços de tecido vegetal em soluções de diferentes potenciais, a solução se tornará mais ou menos diluída segundo o tecido tenha um potencial água maior ou menor que o dela, com o que, sua densidade irá variar. Se uma das soluções for do mesmo potencial, haverá equilíbrio dinâmico nas trocas de água.

Material: - Solução 40% de sacarose. - Soluções de sacarose: 0,50; 0,40; 0,30; 0,20 e 0,10%. - Ramos de Murraya paniculata, recém colhidos. - Duas séries de tubos de ensaio, com cinco tubos em cada série. - Etiquetas e suportes de tubos de ensaio. - Cinco pipetas de 10 ml. - Tesoura, estilete e pinça, papel toalha, béquer para colocar os ramos. - Azul de metileno em pó. - Pipeta de Pasteur.

Procedimento: Prepara-se 500 ml de uma solução 40% de sacarose, e a partir dela, por diluição, 50 ml de cada uma das soluções: 0,50; 0,40; 0,30; 0,20; e 0,10 % de sacarose. Preparam-se duas séries de cinco tubos de ensaio cada, etiquetando-os e colocando-os em suportes. Em cada uma das séries é colocado 3 ml de cada uma das soluções, de tal forma que no final tem-se duas séries de cinco tubos de ensaio com 3 ml em cada um, com as cinco concentrações, utilizando-se para isso, pipetas de 10 ml. De um lote homogêneo de ramos com folhas de falsa murta, Murraya

paniculata, recém-colhidos, cortam-se com uma tesoura, pedaços pequenos de folhas e vai-se os introduzindo, com pinça no primeiro tubo de uma das séries até cobrir a solução. Repete-se esse procedimento para os quatro restantes tubos dessa série. Depois de 40 minutos, retira-se com pinça os fragmentos de folha de cada um desses tubos, e adiciona-se com um estilete um pouco de azul de metileno em pó em cada um desses tubos onde havia o tecido. Utilizando-se de uma micropipeta retira-se um pouco da solução onde havia tecido, e no tubo correspondente coloca-se cuidadosamente a ponta da micropipeta no interior (metade) do tubo de ensaio que contém a solução padrão de sacarose (que contém solução de mesma molaridade), deixa-se sair da micropipeta apenas uma gotícula (azulada). Verifica-se se essa gota sobe, desce ou se difunde dentro da solução padrão de sacarose. Repete-se esse procedimento nos outros tubos (Figura 1.6).

Resultados: A solução na qual a pequena gota se mantém estacionária tem potencial osmótico igual ao potencial água do tecido. Esse método pode ser utilizado para a verificação do momento de irrigação em culturas. Inicialmente o método é utilizado para se determinar o potencial água padrão de uma cultura irrigada, e a partir dele, pode-se avaliar se esse ponto do estágio hídrico dentro da planta, estaria abaixo e nesse caso seria executada a irrigação. Se a pequena gota subir não haveria necessidade da irrigação. Provavelmente choveu.



18

–

Retirada dos tecidos

Duas séries de tubos com soluções de 0,1 a 0,5 % de sacarose (40 minutos)

0,1% 0,2% 0,3% 0,4% 0,5%

Azul de Metileno

em pó

Estilete

Coloração com Azul de Metileno

Figura 1.6. Representação do ensaio para determinação do potencial água de tecidos vegetais pelo método de Chardakov.

Ramos de Falsa Murta (Murraya

paniculata) Folhas de

Falsa Murta Solução de Sacarose

Fragmentos de Falsa Murta em solução

Fragmentos de Falsa

Murta

Pinça

Cortando as folhas de

Falsa Murta

Isotônico para determinar momento de

irrigação no campo

Soltando a gota colorida no interior da solução

padrão respectiva

Série de tubos com soluções de 0,1 a 0,5 % de sacarose, coloridos

com Azul de Metileno.

Pipeta de Pasteur

Ponto Isotônico

Ponto Hipotônico Ponto Hipertônico

0,1% 0,5 %



19

Experimento 7: A Modificação do Volume na Embebição Fundamento: No caso da embebição de sistemas coloidais hidrófilos, como nas sementes, há um aumento no volume total, mas, o volume final é um pouco menor que a soma dos volumes do embebente e da água. Material: - Sementes de feijoeiro (Phaseolus vulgaris), secas em estufa. - Dessecador . - Proveta de 100 ml. - Água destilada. Procedimento: Mede-se em proveta de 100ml, 30 ml de sementes de feijoeiro secas em estufa a 105oC e conservadas em um dessecador. Anota-se o volume (próximo de 30 ml). Cobrem-se as sementes com água destilada, agita-se para eliminar as bolhas de ar e melhorar o encaixe entre os grãos e completa-se até 100 ml. Observar depois de duas e vinte e quatro horas os volumes do sistema e das sementes (Figura 1.7). Resultados: As moléculas de água ao serem absorvidas pelas partículas coloidais das sementes (celulose, amido, pectinas, proteínas), por embebição, devido as cargas elétricas, são melhores ordenadas nos espaços intercelulares, resultando em uma disposição mais compacta das moléculas de água entre si e sobre as superfícies do embebente (sementes).



20

Completar com água até 100 ml

Observar o menisco

Proveta com 20 ml de sementes de feijoeiro

Béquer com sementes de feijoeiro secas em estufa

Proveta de 100 ml

Figura 1.7. Representação do ensaio referente a modificação do volume na embebição.



21

Experimento 8: Pressão de Embebição. Fundamento: A força com que substâncias coloidais absorvem água é muito grande. Ao se limitar o espaço onde estão os colóides, esta força se transforma em pressão. As sementes possuem no seu interior colóides e, quando colocadas em água, absorvem água e se expandem. Material: - Sementes de feijoeiro (Phaseolus vulgaris), secas em estufa. - Dessecador. - Pequenas caixas de cartolina. - Gesso de secagem rápida. - Bandeja com água. - Béquer de 500 ml de plástico. - Espátula pequena. Procedimento: Em uma pequena caixa de cartolina é colocada uma pasta suave de gesso de secagem rápida, até a metade de sua altura. Colocam-se, rapidamente seis sementes de feijoeiro no centro da pasta a acaba-se de encher essa caixa com a mesma pasta de gesso. Espera-se o gesso endurecer, coloca-se o bloco de gesso endurecido em uma bandeja com água. Observa-se esse bloco após várias horas (Figura 1.8). Resultados: Moléculas de água, por difusão através dos poros do bloco de gesso atingem as sementes de feijoeiro, e por osmose atingem o interior dela, e através da embebição pelas partículas coloidais aí existentes, fazem com que haja aumento no volume das sementes. Como as sementes encontram-se totalmente presas no bloco de gesso, observa-se rompimento desse bloco rígido de gesso.



22

Cuba de vidro com água

Bloco de gesso trincado

Caixa de cartolina

Espátula

Massa de gesso

Béquer com sementes de

feijoeiro secas em estufa

Bloco de gesso com sementes confinadas

no interior

Figura 1.8. Representação do ensaio sobre a pressão de embebição.

Espátula

Pisseta com água

Béquer para

mistura

Gesso de secagem rápida



23

Experimento 9: Câmara de Pressão de Scholander Fundamento: O potencial hídrico foliar pode ser determinado, utilizando-se da Câmara de Scholander. Material: - Câmara de Scholander (testada para suportar pressões de até 50 atm, com manômetro de

precisão, com nitrogênio) - Ramo de Nogueira de Iguape (Aleurites moluccana). - Fonte de luz. - Lente. - Gilete. Procedimento: Uma folha ou uma brotação, com os respectivos caule ou pecíolo é colocado dentro da câmara, com o pecíolo fixo para fora dela, através de uma rolha de borracha. Um gás inerte como o nitrogênio é introduzido sob pressão na câmara, aumentando-se lentamente essa pressão até que apareça seiva nos vasos de xilema na superfície cortada do pecíolo, fora da câmara (Figura 1.9.a. b). Resultados: Nesse ponto, considera-se estabelecido o equilíbrio entre o potencial hídrico das células e a pressão exercida pelo gás sobre essas células. A pressão registrada em um manômetro de precisão é considerada igual ao potencial hídrico do tecido.



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Material vegetativo

Posição correta

Tampa da Câmara de Scholander

Visualizar a primeira gota

Lupa

Câmara de Scholander

Tampa

Figura 1.9.a. Representação do ensaio para determinação do potencial água na folha pelo método da Câmara de Scholander.

Corte em bisel do pecíolo

Lâmina

Material vegetativo



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Anel externo com rosca para fixação

Ponto no qual o exsudato é observado

Anel para comprimir a vedação

Porcas altas de aço

Anel de vedação

Vedação de borracha macia

Lupa

Manômetro de precisão

Válvula de segurança e válvula de escape de pressão

Válvula principal de controle

SISTEMA DE PRESSÃO

Cilindro de nitrogênio comprimido

Válvula de regulagem de pressão máxima

Válvula do conteúdo do cilindro

Válvula de bloqueamento do cilindro

Acrílico protetor transparente

Figura 1.9.b. Representação detalhada da câmara de Scholander para determinação do potencial água na folha.

Mangueira flexível de alta pressão



26

Unidade II:

O Solo e as Plantas Experimento 1: Ascensão Capilar da Água a Partir de uma Camada Saturada

Fundamento: A ascensão da água por capilaridade em uma região úmida, torna-se importante no estudo da água no solo, em disponibilidade para o sistema radicular de uma planta. Solos com diferentes texturas terão diferentes distribuições de água. Material: - Amostras de solo (1000g) arenosas e argilosas, secas em estufa e peneiradas. - Dois tubos de vidro de 1 metro de comprimento e diâmetro interno de 4 a 5 cm. - Dois pedaços de gaze. - Uma cuba de vidro. - Água destilada. - Régua de 50 cm. Procedimento: Deixa-se secar em estufa 1000 g de amostras de solos arenosos e argilosos peneirados. Enche-se um tubo de vidro de 1 m de comprimento e diâmetro interno de 4 a 5 cm com terra arenosa e outro igual mas com terra argilosa. Comprime-se a amostra de terra cuidadosamente, batendo-se com as mãos no tubo, até que fique bem compactada. Amarra-se uma gaze numa das extremidades. Coloca-se em um cristalizador 1/3 de água e colocam-se os tubos com as bocas tampadas mergulhadas na água. Mede-se a altura atingida pela água nos dois tipos de solo após diversos períodos de tempo, repondo sempre água no cristalizador, para manter o nível inicial (Figura 2.1). Resultados: A ascensão da água por capilaridade no solo arenoso, no início do processo, será mais rápida mas com o passar do tempo, no argiloso a frente úmida atingirá a mesma altura do arenoso e posteriormente a ultrapassará.



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Argila Areia

Marca da frente úmida

Marca da frente úmida

Água

h v

Tubo de vidro transparente

Tubo de vidro transparente

Solo arenoso Solo argiloso

Figura 2.1. Representação do ensaio sobre a ascensão capilar da água a partir de uma camada saturada.



28

Ascensão Capilar da Água a partir de uma

Camada Saturada

Dia Hora Arenoso

(cm) Argiloso

(cm)

Tempo decorrido

(horas) 1 2 3 4 5 6 7 8 9

10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22



29

Experimento 2: Perdas de Água por Evaporação e por Transpiração. Fundamento: A quantidade de água perdida por um solo sem vegetação ou com plantas é diferente. Por outro lado, quebrando-se a continuidade dos capilares do solo, as perdas de água por evaporação diminuem. Material: - Três béqueres de 500 ml cheios de solo. - Sementes de milho. - Escarificador (pinça de laboratório). - Etiquetas. - Balança. - Água. Procedimento: Utilizam-se de 3 béqueres de 500 ml, enchem-se os 3 com o mesmo tipo de solo até a 2 cm da borda. Coloca-se em um deles 15 sementes de milho, cobre-se o mesmo com 1 cm de terra. Adiciona-se terra aos outros dois béqueres . Molha-se cuidadosamente os 3 béqueres, até que a água atinja o fundo (não colocar água em excesso). Guarda-se em laboratório em lugar iluminado, mas não exposto ao sol, repondo diariamente a água perdida. Quando as plantas estiverem com suas folhas secundárias formadas, molha-se pela última vez anotando-se cuidadosamente a massa. Com um escarificador rompe-se cerca de 1 a 2 cm da camada superior de terra de um dos vasos (sem plantas). Pesam-se diariamente os 3 vasos durante uma semana (Figura 2.2). Resultados: O vaso com plantas perderá mais água, no final das pesagens (por evapotranspiração) e a perda de água por evaporação nos dois outros vasos sem plantas será menor naquele que sofreu a escarificação (revolvimento da terra na camada mais superficial).



30

Vegetado Natural Natural

Preparar e manter durante 20 dias, 3 béqueres: 1 com milho e 2 com solos naturais (também irrigados periodicamente)

Béqueres na horizontal por 12 horas

Última irrigação no dia anterior ao experimento

Pisseta com água

Béqueres com solo na capacidade de campo

Figura 2.2. Representação do ensaio referente as perdas de água por evaporação e por transpiração.

Pesar os 3 béqueres durante 1 semana anotando a data e a hora

Escarificar um béquer com solo natural até a

profundidade de 1 cm

Gra

mas

Dias

E N V



31

Perdas de Água por Evaporação e Transpiração

D i a H o r a V e g e t a d o N a t u r a l E s ca r i f i c ado

1

2

3

4

5

6

7

8

9



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Experimento 3: Capacidade de Retenção da Água dos Solos Arenosos e Argilosos. Fundamento: A quantidade de água que o solo pode reter varia de acordo com o seu tipo e principalmente com suas características físicas. Material: - Dois tubos de percolação. - Um suporte universal. - Duas pinças para uma bureta. - Amostras de solo (1000g) arenosos e argilosos, secas ao ar e peneiradas. - Papel de filtro. - Dois béqueres de 200 ml. - Duas provetas de 100 ml. - Água destilada. - Régua de 30 cm. Procedimento: Coloca-se até um terço de um tubo de percolação a terra argilosa e outro tubo com terra arenosa, mede-se para conhecer a altura da coluna de terra. Essas amostras de solos secas ao ar foram previamente peneiradas. Comprimem-se cuidadosamente essas amostras de terra nos tubos de percolação, a seguir prendem-se os tubos em suportes. Coloca-se próximo da extremidade de cada tubo, um béquer de 250 ml. Com duas provetas de 100 ml cheias de água destilada, coloca-se lentamente água pelo orifício maior de cada um dos tubos de percolação até começar a sair água pela outra extremidade. Espera-se até parar de gotejar água dos dois tubos de percolação. Devolve-se a água que drenou dos tubos, às respectivas provetas (que tinham inicialmente 100 ml de água). Mede-se a quantidade de água que cada amostra de solo foi capaz de absorver. Calcula-se o volume de água absorvido pelos dois tipos de solos (Figura 2.3). Resultados: O volume de água retido pelos solos argilosos é maior do que aquele retido por solos arenosos.



33

V = �.r2.h

100 ml de água

Solo Arenoso

Solo Argiloso

ml retidos V terra X 50 cm3 terra

mls retidos pelo solo

h

Tubo de percolação

d d

h

Figura 2.3. Representação do ensaio sobre capacidade de retenção de água dos solos arenosos e argilosos.



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Unidade III: Transpiração Experimento 1: Medição da Transpiração e Influência das Condições Ambientais. Fundamento: A transpiração de uma planta pode ser medida, através da quantidade de água que é tomada pela mesma. Neste experimento podem ser verificados também a ação da luz, do escuro, do teor de umidade do ar e o efeito de um vento seco. Material: - Potômetro. - Ramos com folhas de Gliricidia sepium (Madre). - Rolhas de borracha furadas. - Béquer de 500 ml. - Placa de Petri. - Massa de modelar. - Régua. - Relógio. - Tesoura de poda. - Suporte metálico com três hastes. - Câmara escura e câmara úmida. - Pulverizador pequeno. - Fonte de vento (secador portátil ou ventilador). - Pia com água. Procedimento: Utilizaremos um potômetro, aparelho que consta de um tubo de vidro, onde colocaremos um ramo ou planta a ter sua transpiração medida. Este tubo se comunica por uma ramificação lateral à um capilar graduado, que tem sua extremidade mergulhada em água. Entre o tubo de vidro e o capilar há um reservatório de água. Duas pinças completam o conjunto, uma que permite isolar o reservatório, e outra que isola o capilar. Para iniciar, isole o capilar e, por intermédio do reservatório, encha o tubo de vidro. Escolha a seguir um ramo mais ou menos do diâmetro de um lápis, e corte-o debaixo da água, num ponto tal que acima do corte exista uma região sem folhas de mais ou menos 5 cm . Escolha entre as rolhas furadas uma cujo orifício permita a passagem justa do ramo. Introduza o ramo no orifício, debaixo da água, e conservando o ramo na vertical, para que se mantenha na ponta cortada uma gota pendente de água, introduza a rolha no tubo. Usando a massa de modelar, vede bem as junções da rolha com a planta e o recipiente. Em seguida, abrindo-se as duas pinças, encha o capilar, após o que o reservatório é novamente isolado. Se não houver vazamento, espere cinco minutos para que a planta se ponha em equilíbrio com cada ambiente. Levante a ponta do capilar, deixe entrar uma bolha de ar de mais ou menos 5 mm, faça 3 leituras de cinco minutos para cada ambiente e anote. Após cada leitura, pode-se fazer a bolha de ar voltar ao



35

marco inicial, abrindo-se cuidadosamente a pinça do reservatório. Faça determinações a pleno sol, no escuro, em meio saturado de umidade e com um ventilador em velocidade baixa de ar seco voltado contra a planta a cerca de 80 cm. Fazer também uma determinação em condição do laboratório. Repetir as determinações, 3 vezes em cada ambiente (Figura 3.1). Resultados: A transpiração nos diferentes ambientes será quantificada, em mm (da régua) por cada minuto. Verificaremos que em condições de sol direto e vento haverá maiores perdas de água por transpiração e nas câmaras úmida e escura, menores. A maior parte da transpiração foliar ocorre através das aberturas estomáticas e parte, através da cutícula das folhas, portanto, dependendo das condições onde o vegetal esteja, a transpiração se modifica.



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Escala em cm

POTÔMETRO

Bolha de ar

Pinça

Reservatório com água

Isopor

Pinça

Tubo de ensaio

Suporte de metal

Ramo

Pipeta capilar

Água

Material vegetativo

Tesoura de poda

Cortar a extremidade

em bisel

Rolha com orifício central

Encaixar rolha na extremidade do

ramo

Ramo pronto para encaixe, após ser cortado dentro da

água

Figura 3.1. Representação do ensaio sobre medição da transpiração e influência das condições ambientais.



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Experimento 2: Medição da Transpiração em Plantas Envasadas. Fundamento: Umas das formas de se estimar a perda de água por transpiração, é através das pesagens sucessivas do conjunto de planta e vaso. Material: - Vasos com feijoeiros em crescimento, irrigados recentemente. - Sacos plásticos (para envolver os vasos). - Barbante (ou elásticos), tesoura e algodão. - Balança de precisão. - Lápis marcador e etiquetas. - Câmara escura e câmara úmida - Pulverizador pequeno. - Determinador de área foliar. Procedimento: Tome quatro plantas comparáveis de feijoeiro ou outra planta disponível, plantadas em vasos médios e que foram irrigadas recentemente. Introduza-as em um saco plástico de tamanho conveniente e, enrolando a superfície aberta em torno do caule da planta, amarre-a com um barbante ou um elástico, colocando um pouco de algodão entre o caule do feijoeiro e o saco plástico. Pese cada conjunto, e coloque-os a plena luz, no escuro, em meio saturado de umidade, em condições de laboratório e com um ventilador de ar seco colocado a 100 cm. Faça uma leitura ao dia por uma semana no mesmo horário, começando a primeira ao redor das 18h00min. Ao final da semana, remova as folhas das plantas e determine a área total de folhas em dm2. Calcule então a transpiração por dm2 de área foliar por períodos de 24 horas. Faça um gráfico com os dados obtidos (Figura 3.2). Resultados: Dependendo do ambiente onde o vaso de feijoeiro foi colocado, maior ou menor será a água perdida por transpiração. A pleno sol e em condições de vento será maior, e nas câmara úmida e escura, menor a transpiração.



38

Figura 3.2. Representação do ensaio sobre a medição da transpiração em plantas envasadas.

Dias

Gra

mas

Algodão Barbante ou

elástico Saco plástico Vasos com

feijoeiro

Manter os vasos deitados por 12 horas para atingir a capacidade de campo.

Pesar diariamente os 4 vasos mantidos ao sol, no laboratório, em câmara úmida e no

escuro, durante 1 semana, anotando a data e a hora.



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Medição da Transpiração em Plantas Envasadas

D i a H o r a S o l L a b . C . Es cu r a C . Ú mi da

1

2

3

4

5

6

7

8

9



40

Experimento 3: Tecido Envolvido no Transporte de Seiva Bruta. Fundamento: A velocidade e os tecidos envolvidos no transporte da seiva bruta, podem ser facilmente observados utilizando-se corantes. Material: - Plantas de Impatiens balsamina retiradas do solo com raiz e colocadas em béqueres com água. - Tesoura. - Gilete. - Régua. - Relógio. - Solução de azul de metileno (0,5%) ou de fuchsina ácida (0,25%), em béquer. - Suporte metálico. - Fonte de luz. - Microscópio estereoscópio (lupa). - Lâminas de microscopia. Procedimento: Tome uma planta de Impatiens balsamina e corte, sob água, um ramo com cerca de 30 cm. Levantando-o na vertical, de modo que seja impedida a entrada de ar pela gota de água que fica suspensa na extremidade cortada, introduza esta ponta num recipiente contendo 25 ml de uma solução a 0,25 % de fuchsina ácida ou de azul de metileno (0,5%). Prenda a planta num suporte, e observe contra uma fonte de luz a ascensão do corante. Anote o tempo necessário para atingir 10 cm de altura. Observe a distribuição nas folhas. Faça então cortes bem finos do caule com gilete, monte uma lâmina, e observe em microscópio estereoscópio (lupa), a localização dos tecidos, que estão coloridos (Figura 3.3). Resultados: A ascensão do corante internamente no ramo pode ser observada e também marcada a velocidade dessa ascensão. O exame dos cortes, em lâminas mostra claramente a localização dos vasos condutores da seiva bruta, o xilema.



41

Figura 3.3. Representação do ensaio tecido envolvido no transporte da seiva bruta.

Vaso de Impatiens balsamina

(Beijo)

Solução de Azul de Metileno

Cortar as raízes

Vasos de xilema evidenciados pelo

corante

Após 20 minutos, fazer um corte transversal do

tecido

Montar em lâmina de

microscopia Cortar o ramo

na solução

Observar em estereoscópio



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Experimento 4: Gutação e Salinidade Fundamento: Fornecer à planta condições que permitem uma rápida absorção de água e impedem a transpiração, promovendo a gutação. Solos com níveis elevados de sais podem acarretar até a morte de plantas devido ao baixo potencial osmótico que adquirem, em relação ao sistema radicular da planta. Materiais: - Dois vasos plásticos pequenos com milho em início do crescimento. - Duas provetas de 100 ml. - Solução de NaCl a 5%. - Água destilada. - Duas campânulas transparentes. - Pulverizador pequeno. Procedimento: Molhe bem um dos vasos contendo plântulas de milho, com água. Repita com outro vaso igual, colocando o mesmo volume, mas usando uma solução de NaCl a 5%. Coloque-os no interior de campânulas, previamente umedecidas com um pulverizador. Espere algum tempo e observe a formação de gotículas d’água nas extremidades das folhas de um dos vasos. São também plantas adequadas para esta demonstração o tomateiro, o Coleus e o trigo (Figura 3.4). Resultados: Será visualizada a formação de gotículas nas extremidades (bordas) das folhas e também algumas, próximas ao ápice das folhas do vaso com milho, no qual foi colocado água. Não haverá a formação dessas gotículas nas folhas do vaso com milho, no qual foi colocada a solução de NaCl.



43

Vasos com plantas de milho (Zea mays)

Proveta com solução de NaCl

5%

Proveta com H2O

Figura 3.4. Representação do ensaio sobre gutação e salinidade.

Plantas tratadas com NaCl 5%, depois de 1 semana mostrando a

seca fisiológica e toxidez de Na e Cl

Pulverizador

Pulverizar as paredes das campânulas com água e aguardar 20 minutos

Solução de NaCl 5% H2O

Detalhe da gutação



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Experimento 5: Transpiração Cuticular e Estomatal.

Fundamento: Folhas de diferentes plantas possuem mais estômatos em uma das faces. O cloreto de cobalto é um ótimo indicador da presença de umidade, pois é azul quando seco e rosa quando úmido.

Material: - Vaso grande com planta de cafeeiro (Coffea arabica). - Solução de cloreto de cobalto (5%). - Dessecador e pinça. - Pedaços de papel de filtro (2 x 4 cm). - Lâminas de microscopia. - Prendedores de metal.

Procedimento: Retire com uma pinça um pedaço de papel tratado com cloreto de cobalto (azul) de um dessecador, coloque na face superior de uma folha e cubra rapidamente com uma lâmina de microscopia. Coloque outra tira de papel com cloreto de cobalto sobre uma lâmina de vidro, e encoste-se à face inferior da mesma folha de modo que fique bem em baixo da primeira. Aperte as lâminas com grampos para que o papel fique bem ajustado às folhas. Deste modo teremos papel com cloreto de cobalto em contato com as duas faces da folha e isolado da umidade atmosférica pelas lâminas de vidro. O tempo necessário para que o papel mude de cor (rosa) é uma medida da velocidade com que o vapor d’água está se perdendo (Figura 3.5).

Resultados: No cafeeiro, que é uma planta hipoestomática (possui a maior parte dos estômatos na face inferior das folhas), observa-se rapidamente a passagem da cor azul do papel de cobalto, para a cor rosa, o que não acontece com o papel colocado na face superior (epiestomática possui a maior parte dos estômatos na face superior das folhas). Além disso, o cafeeiro possui na face superior, cerosidade e a cutícula é mais espessa. Na inferior, a cutícula é bem mais fina, não possui cerosidade e tem nervuras mais salientes.



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Grampos

Perfil de montagem

Lâmina Papel

Folha

Esquema de montagem do experimento

Lâmina

Papel

Folha

Figura 3.5. Representação do ensaio referente à transpiração cuticular e estomatal.

Montagem concluída

Observar a viragem do papel indicador na planta após 15

minutos

Face dorsal da folha

Face ventral da folha

Azul Vermelho

Dessecador com papéis de filtro embebidos em Cloreto

de Cobalto e secos em estufa, tornam-se azuis

Lâminas de microscopia

Papel de Cloreto de Cobalto

Planta de cafeeiro (Coffea arabica)

Papéis de filtro embebidos na solução de Cloreto de

Cobalto, tornam-se vermelhos



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Unidade IV

Absorção e Transporte de Água

Experimento 1: Absorção e Ascensão da Seiva Bruta: Teoria da Transpiração – Coesão – Tensão.

Fundamento: A absorção e a elevação da água independem, por esta teoria, da pressão radicular, dependendo da tensão criada pela perda de água na forma de vapor para a atmosfera.

Material: - Ramos de Tipuana speciosa com a extremidade mergulhada em água. - Barbante molhado. - Pipetas capilares. - Tubo de borracha de 6 cm de comprimento. - Béqueres de 250 e 1000 ml. - Tesoura de poda. - Suporte metálico. - Recipiente com água (pia ou balde). - Mercúrio em vidro pequeno. - Régua graduada. - Cronômetro. - Ventilador ou secador portátil.

Procedimento: Escolha um ramo com 15 a 20 folhas, cujo diâmetro do caule tenha mais ou menos a grossura de um lápis. Procure uma região sem folhas com cerca de 5 cm. Corte debaixo da água e deixe estes 5 cm sem folhas mergulhados num recipiente com água durante cinco minutos. Una então, sempre debaixo da água, a base cortada do ramo com uma pipeta de 1 ml cheia de água, usando pequeno tubo de borracha (cerca de 6 cm de comprimento). Amarre com barbante molhado. Assegure-se de que o tubo de borracha e a pipeta estejam completamente cheios de água. Segurando com uma mão o ramo e com um dedo da outra tapando a ponta da pipeta, introduza e extremidade livre num recipiente com água e mercúrio. Prenda o conjunto em um suporte, em local bem iluminado, e observe a ascensão do mercúrio, com régua graduada, cronometrando. Repetir o experimento em diferentes ambientes: ao sol, laboratório, com vento, câmara úmida e câmara escura (Figura 4.1).

Resultados: Verificaremos que a velocidade de ascensão do mercúrio em cm.min-1, é maior ao sol, intermediária em laboratório e vento, e menor em câmara úmida e no escuro. Deste modo, demonstraremos que o déficit de pressão de vapor na atmosfera em relação a alta umidade na câmara sub-estomática, estabelece um gradiente de potencial hídrico que se transmite no sistema atmosfera – planta – solo, capaz de promover a ascensão da água no tronco, pelo xilema, após sua absorção passiva, em virtude de sua força de coesão.



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Figura 4.1. Representação esquemática da absorção e ascensão da seiva bruta: teoria da transpiração – coesão – tensão.

Cortar o ramo dentro de um recipiente com água.

Ainda dentro da água, introduzir a pipeta com o tubo de PVC

amarrado na extremidade do ramo.

Tubo de PVC de 10 mm

Régua Béquer com

água

Recipiente com mercúrio líquido

Observar a ascensão da coluna de mercúrio na

pipeta capilar

Ramo de madre (Gliricidia sepium)

Pinça articulável

Suporte universal

Tubo de borracha



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Experimento 2: Ascensão da Seiva Bruta: Atmômetro. Fundamento: Por um modelo artificial demonstra-se que a água pode ser elevada por processos puramente físicos. Uma vela comum de filtro é usada como superfície evaporante, fazendo o papel das folhas, ao passo que uma pipeta substitui os vasos lenhosos.

Material: - Cápsula de porcelana oca (vela de filtro) mergulhada em água. - Rolhas de borracha. - Pipetas capilares. - Béqueres de 250 e 1000 ml. - Suporte metálico. - Recipiente com água (pia ou balde). - Mercúrio em vidro pequeno. - Régua graduada. - Cronômetro. - Ventilador ou secador portátil.

Procedimento: Mergulhar uma vela de filtro numa pia grande cheia de água e esperar que todo o ar seja retirado dos seus poros. Introduzir uma pipeta de 1 ml em uma rolha de borracha perfurada, de maneira que a ponta apareça 1 ou 2 cm e mergulhar também na pia para que fique cheia de água. Sempre debaixo da água, unir a vela à rolha. Se estiver bem feito, todo o conjunto vela – pipeta estará cheio de água. Tampar com o dedo a extremidade livre da pipeta e introduzir no recipiente com mercúrio. Determinar a elevação do mercúrio com régua graduada, cronometrando. Repetir o experimento em diferentes ambientes: ao sol, laboratório, com vento, câmara úmida e câmara escura (Figura 4.2).

Resultados: Verificaremos que a velocidade de ascensão do mercúrio em cm.min.-1 é maior ao vento e ao sol, intermediária em laboratório e escuro, e menor em câmara úmida. Deste modo, demonstraremos as diferenças entre o modelo físico e o modelo biológico (experimento anterior) e entre a evaporação e a transpiração.



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Mercúrio Metálico

Rolha de borracha

Pipeta

Introduzir o conjunto de rolha/ pipeta na vela de filtro dentro de recipiente

com água

Suporte universal

Pinça articulável

Vela de filtro

Recipiente com Mercúrio Metálico

Béquer com água

Régua graduada

Pipeta capilar

Rolha

Figura 4.2. Representação do ensaio referente a ascensão da seiva bruta: Atmômetro.

Introduzir a rolha na pipeta

Observar a ascensão do menisco



50

Experimento 3: Necessidade de Coesão da Seiva Bruta. Fundamento: A entrada de ar no interior dos vasos quebra a coesão da seiva bruta, provocando cavitação.

Material: - Plantas jovens com murchamento temporário de Erigeron bonariensis ou Bidens pilosa

ou Amaranthus sp. - Cuba com água. - Tesoura.

Procedimento: Tome duas plantas murchas de Erigeron bonariensis. Corte uma delas e deixe-as no balcão por uns dez minutos. Encha uma cuba com água, e corte a extremidade da segunda planta diretamente dentro desta cuba. Coloque a planta que havia sido cortada fora da água e observe o tempo que cada uma gasta para recobrar a sua turgescência (Figura 4.3).

Resultados: Observaremos que a planta cuja extremidade basal foi cortada em água recobrou a turgescência em poucos minutos de forma visível, sendo que aquela cortada ao ar não recobrou a turgescência. A planta cortada em água não perde a continuidade de transporte de água e readquire a turgescência, sendo que aquela cortada ao ar absorve uma coluna de ar que impede a continuidade de transporte de água, mantendo o murchamento.



51

Figura 4.3. Representação do ensaio da necessidade de coesão da seiva bruta.

Ramos túrgidos de Erigeron bonariensis

Usar de uma luminária para acelerar o processo de transpiração

Cortar um ramo dentro da cuba com água, manter o outro sem cortar e observar as reações

de ambos

Somente aquele que teve a extremidade cortada sob a água retorna à turgescência



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Experimento: 4 Ascensão da Seiva Bruta: Pressão Radicular.

Fundamento: Em algumas plantas a pressão radicular é bastante elevada, como nos casos de plantas arbustivas como o tomateiro, Coleus blumei e outras.

Material: - Planta bem desenvolvida de Coleus blumei envasada. - Régua graduada. - Cuba. - Pisseta. - Tubo de vidro de 2 m de altura e com diâmetro de 4 a 8 mm. - Caneta de retroprojeção. - Tubo de borracha. - Barbante molhado. - Suporte metálico.

Procedimento: Tome um vaso com uma planta molhada recentemente de Coleus blumei e decepe-a mais ou menos 5 cm do solo, tomando o cuidado de escolher plantas que não tenham folhas nesta região. No pedaço que sobrou, coloque um tubo de borracha grossa, de aproximadamente 8 cm, escolhendo este tubo com o orifício interno um pouco menor do que o diâmetro do caule, para que fique bem ajustado. Leve o vaso ao suporte apropriado, e com uma pipeta encha de água o tubinho de borracha. Introduza na extremidade livre desse tubinho de borracha um tubo de vidro, com 2 m de comprimento e diâmetro interno de 4 a 8 mm, até encostar-se ao caule cortado. Amarre com barbante molhado, as conexões da borracha com o tubo e com a planta. Mantenha o vaso no interior da cuba com 1/3 de seu volume de água. Marque a posição inicial do menisco, acima da borracha com a caneta de retroprojeção, no tubo de vidro e determine periodicamente a ascensão do menisco no tubo, com uma régua graduada (Figura 4.4).

Resultados: A retirada da parte aérea leva a ausência de folhas e consequentemente de transpiração, sendo que a manutenção da umidade do solo possibilita a absorção osmótica de água. Essa água é pressionada pelas raízes através dos vasos de xilema fazendo a seiva bruta ascender continuamente no tubo de vidro.



53

Figura 4.4. Representação do ensaio sobre a ascensão da seiva bruta: pressão radicular.

Observar a ascensão do menisco

Pisseta com água

Pinça articulável

Suporte universal

Régua graduada

Tubo de borracha

Vaso comum

Prato com água

Cepa cortada de Coleus

Planta de Coleus blumei



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Ascensão da Seiva Bruta:

Pressão Radicular Dia Hora Altura/ cm Tempo decorrido

(horas) 1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26



55

Experimento 5: Competição Interna pela Água.

Fundamento: Dentro do vegetal existe uma competição constante pela água, as células e os órgãos de menor potencial água recebendo água dos de maior potencial.

Material: - Ramos de plantas cítricas com folhas, com folhas e frutos, além de frutos isolados. - Suporte metálico de exposição.

Procedimento: Escolha dois ramos de laranjeira (Citrus sinensis) ou limoeiro (Citrus reticulata) com aproximadamente 15 a 20 folhas, mas um deles tendo 2 ou 3 frutos. Deixe num suporte de exposição ou balcão, junto com 2 ou 3 laranjas ou limões soltos. Observe a cada 6 horas para ver o murchamento das folhas. Compare também a rigidez dos frutos destacados com a dos frutos presos ao ramo (Figura 4.5.a.b.).

Resultados: O ramo somente com folhas vai apresentar acentuado murchamento dessas folhas que perdem água por transpiração e não é reposta. O ramo com folhas e frutos vai mostrar menor murchamento das folhas porque receberá água dos frutos, os quais poderão perder a turgescência. Os frutos isolados se manterão rijos por mais tempo devido a baixa perda de água.



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Figura 4.5.a. Representação do ensaio competição interna pela água.

Ramo de citros contendo frutos desenvolvidos

Fruto de citros com apenas duas folhas

Fruto de citros sem folhas

Ramo de citros contendo frutos pequenos em formação

Ramo de citros contendo apenas folhas maduras e novas



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Figura 4.5.b. Esquema das possíveis resistências ao movimento da água em ramos isolados. Ra = Resistência atmosférica Rx = Resistência do xilema



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Unidade V Fotossíntese Experimento 1: Fatores Essenciais da Fotossíntese. Fundamento: Os vegetais acumulam os produtos da fotossíntese na forma de amido. Este reage com o iodo produzindo um complexo químico de cor azul escuro que pode ser visualizado na folha (após a retirada da clorofila). Dessa maneira a presença ou ausência de fotossíntese pode ser detectada. Material: - Dois béqueres de 1000 ml. - Folhas de Coleus blumei.

- Campânula. - Solução concentrada de KOH. - Dois aquecedores elétricos. - Uma placa de amianto. - Álcool. - Placa de Petri. - Pisseta com água destilada. - Solução indicadora de I2KI (lugol). - Pedaços de barbante (30 cm).

Procedimento: Coloque cerca de 500 ml de água no béquer para ferver. Quando a água estiver em ebulição, coloque folhas de Coleus que foram submetidas a cada uma das seguintes condições: luz, laboratório (por 5 dias), escuro (por 5 dias), campânula contendo solução de KOH (por 5 dias) e Coleus variegado. Após cinco minutos, transfira as folhas para um béquer contendo 200 ml de álcool em ebulição. Deixe-as ferver até perderem a cor verde e então as transfira para uma placa de Petri, lave cuidadosamente com água e escorra. A seguir adicione a solução indicadora de I2KI, espere alguns minutos, elimine a solução e lave com água novamente (Figura 5.1). Resultados: As folhas que foram mantidas sob luz apresentarão coloração azulada devido à fotossíntese e conseqüente formação de amido. Folhas mantidas no escuro ou sob campânula com KOH (que reage com o CO2 atmosférico) continuarão brancas uma vez que não ocorre fotossíntese na ausência de luz ou de CO2. Folhas variegadas apresentarão cor azul nas partes que eram verdes e não naquelas regiões brancas inicialmente, devido a ausência de clorofila.



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Figura 5.1. Representação do ensaio sobre os fatores essenciais da fotossíntese.

Laboratório Sol KOH (Hidróxido de Potássio)

Escuro A Encarnado (Sol)

Planta de Coleus blumei

Observar a seqüência de nós, identificando os tratamentos

Sol Laboratório

Escuro KOH

Béquer com água fervendo

Béquer com álcool fervendo

Placa de amianto

Folha de Coleus blumei, imersa em solução 5% de I2KI (Lugol), para reação do amido presente na folha, após lavagem com água (pisseta) na caixa

de Petri



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Experimento 2: Importância de Nutrientes para as Plantas

Fundamento: A planta necessita dos macro e micronutrientes essenciais, sendo que a falta de um deles leva a planta a apresentar sintoma de deficiência.

Material: � Plântulas de milho germinadas em areia lavada � Recipientes plásticos contendo areia lavada com HCl 0,1M � Soluções nutritivas: completa e com deficiências, de N (nitrogênio), de P

(fósforo) e de K (potássio).

Procedimento: Transferir as plântulas de milho para os 40 recipientes plásticos com substrato de areia grossa lavada. Irrigar periodicamente 10 recipientes com solução nutritiva completa 10 recipientes com solução deficiente em N, 10 recipientes com solução deficiente em P e 10 recipientes com solução deficiente em K. Observar os sintomas de deficiência de N, P e K com relação ao controle (completa).

Resultados: Plantas de milho deficientes em N diminuem seu crescimento, apresentam folhas mais velhas amareladas e menores. A deficiência de P também leva a clorose foliar, cor opaca e pigmentação roxa. A falta de K produz clorose e necrose nas margens das folhas, redução no comprimento dos entrenós e diminuição da dominância apical.



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Figura 4.4. Representação dos resultados da importância de nutrientes para as plantas.

- K Completa

- N - P



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Experimento 3: Separação dos Pigmentos do Cloroplasto. Fundamento: Um solvente apropriado deslocando-se por capilaridade numa tira de papel de cromatografia, ao passar por uma região onde existem substâncias cujos pesos moleculares, afinidade com a celulose do papel, e solubilidade no solvente são diferentes, arrastará essas substâncias a distâncias também diferentes. Material: - Folhas de espinafre-da-Nova Zelândia (Tetragonia expansa). - Almofariz de porcelana. - Suporte universal. - Uma pinça para uma bureta. - Papel toalha. - Carbonato de cálcio. - Acetona 85%. - Pipetas de Pasteur. - Funil separador. - Éter etílico. - Água destilada. - Proveta de 10 ml. - Sulfato de sódio. - Papel de cromatografia. - Câmara de cromatografia. - Tetracloreto de carbono. - Secador portátil e grampeador. - Conta-gotas. - Béquer de 250 ml. - Graxa de silicone. - Arame galvanizado fino de 25 cm. Procedimento: Coloquem num almofariz, com uma pequena porção de carbonato de cálcio, folhas de espinafre sem as nervuras mais desenvolvidas, e triture até formar uma pasta fina. Coloque 5 ml de acetona a 85 % e continue a triturar por alguns minutos. Retire então, com uma pipeta de Pasteur, o líquido sobrenadante, e transfira-o para um funil separador ao qual previamente havia sido adicionado 10 ml de éter. Repita a extração duas vezes, com 5 ml de acetona cada vez, faça uma quarta extração com 5 ml de uma mistura de partes iguais de éter e acetona, e uma última com 5 ml de éter puro, sempre passando em cada extração o líquido sobrenadante para o funil separador. No funil separador temos agora uma solução esverdeada contendo os pigmentos cloroplastídicos e alguns compostos solúveis em água e acetona. Para separá-los, adicione cuidadosamente, fazendo escorrer pelas paredes do funil, água destilada. Após alguns minutos nota-se a separação de uma camada superior verde, formada principalmente de pigmentos dissolvidos no éter, e uma solução mais escura de acetona e compostos solúveis. Abra a torneira do funil separador rejeitando a camada



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inferior. Recolha a solução dos pigmentos em éter numa proveta contendo sulfato de sódio (desidratante). Em seguida, prepare a câmara cromatográfica que pode ser um vidro de boca larga, com tetracloreto de carbono suficiente para atingir 1,5 cm de altura. Tampe a câmara para a estabilização da atmosfera interna. Corte um retângulo de papel de cromatografia (15 x 20 cm) e faça com lápis uma linha bem suave no papel, paralela ao lado maior e a 3 cm de margem. Usando agora o pigmento em éter como tinta e uma micropipeta como caneta, cubra a linha com a solução. Seque com secador portátil de ar quente e repita a operação por 10 vezes. Enrole o papel prendendo as bordas com um grampeador, e coloque-o com a linha para baixo no interior da câmara. Tampe, e observe a subida do solvente levando consigo os pigmentos. Quando o solvente tiver alcançado a parte superior do papel, retire o cilindro, abra-o, e observe as faixas coloridas (Figura 5.3). Resultados: De baixo para cima poder-se-á identificar as faixas contendo os seguintes pigmentos: clorofila b (verde-amarelada), clorofila a (verde-azulada), xantofila (amarela), caroteno (laranja).



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Material de espinafre decantando em funil de

separação

Depositar material de espinafre colhido no gral em

funil de separação

Éter

Extrato de pigmentos em éter

obtido após a separação

Figura 5.3. Representação do ensaio sobre separação dos pigmentos dos cloroplastos.

Coluna cromatográfica com papel de cromatografia riscado

com extrato de espinafre em éter

Riscar o papel de cromatografia com extrato de pigmentos em

éter Papel de cromatografia após

a ascensão dos pigmentos

Caroteno

Xantofila

Clorofila a

Clorofila b

Solventes orgânicos

Gral e pistilo para maceração do material vegetativo de espinafre

Sulfato de Sódio

Carbonato de Cálcio



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Experimento 4: Espectro de Transmitância de Pigmentos Cloroplastídicos. Fundamento: A clorofila, caroteno e xantofila absorvem preferencialmente determinadas faixas do espectro luminoso que podem ser identificadas através de um espectroscópio manual. Material: - Espectroscópio manual. - Fonte luminosa intensa. - Solução concentrada de pigmentos em éter obtida no experimento anterior. Procedimento: Coloque em um tubo de ensaio pequeno a solução de pigmentos cloroplastídicos e com um espectroscópio manual observe em direção à luz. Compare o espectro “filtrado” pelos pigmentos com o espectro da luz branca. Coloque a solução diante de forte luminosidade (Figura 5.4.a.b). Resultados: Observar-se-á uma diminuição na intensidade das faixas do azul e do vermelho na luz filtrada pela solução de pigmentos, quando comparadas com o espectro da luz branca. Verifica-se coloração vermelha dos pigmentos.



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Tubo de ensaio contendo pigmentos de clorofila

Observar o conjunto contra a luz do sol

Figura 5.4.a. Representação do ensaio do espectro de transmitância de pigmentos dos cloroplastos.

ESPECTROSCÓPIO

Observar o prisma contra a luz do sol

Escala de cores e comprimento de ondas (nm) do espectroscópio

Infra - vermelha

Verm

elha

Am

arela

Verde

Azul

Violeta

Ultra - violeta

Laranja



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Figura 5.4.b. Representação do ensaio do espectro de transmitância de pigmentos: efeito “quenching”.

Projetor de slides

Tubo de ensaio contendo pigmentos de

clorofila verdes

Reflexão vermelha (fluorescência)



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Experimento 5: Efeito de Fatores do Ambiente na Fotossíntese. Fundamento: Na fase fotoquímica da fotossíntese ocorre a liberação de oxigênio que pode ser quantificado em plantas aquáticas com o uso da microbureta de Audus, obtendo-se assim uma boa indicação da intensidade da fotossíntese. Material: - Ramos de Elodea densa. - Microburetas de Audus. - Tubo de ensaio de 200 ml. - Suporte universal. - Uma pinça para uma bureta. - Béquer de 1000 ml. - Régua. - Cronômetro. - Fonte luminosa. - Termômetro. - Gelo. - Água quente. - Trompa de sucção. - Pêra de sucção. - Tubo capilar de 8 cm. - Béquer de 250 ml - Presilhas de metal de pressão para tubo de PVC. - Suporte acrílico transparente. - Placa de Petri. Procedimento: Encher um tubo de ensaio com a solução indicada, para cada fase do experimento. Cortar um ramo de Elodea densa sob a água e introduzi-lo com a parte cortada para cima, na extremidade aberta da microbureta de Audus, e colocar essa extremidade no interior do tubo de ensaio de maneira que a planta fique imersa na solução. Prenda a microbureta em um suporte repousando o tubo de ensaio em béquer de 1000 ml com água até a metade. Succione o tubo de borracha superior até que o nível da solução atinja a metade do reservatório. O gás desprendido na fotossíntese pode ser forçado a entrar na escala horizontal da microbureta manejando-se a pinça inferior. Após cada leitura pode-se retirar o gás medido succionando-se o tubo de borracha. A luz é fornecida por uma lâmpada de 200 watts. Fazer sempre 3 leituras de 3 minutos em cada ambiente, aguardando 3 minutos para cada nova situação. Espere o aparecimento de uma bolha de oxigênio para iniciar as contagens de tempo (Figuras 5.5.1,2,3,4).



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Fase 1: Efeito da Intensidade Luminosa. Solução no tubo de ensaio: KHCO3 a 0,5%. Temperatura: ambiente. Intensidade luminosa: colocar lâmpada de 200 watts a 90, 60, 30 e 15 cm de distância da planta. Resultados: a quantidade de oxigênio liberada será tanto maior quanto menor for a distância entre a lâmpada e a planta.

Figura 5.5.1. Representação do ensaio sobre o efeito da intensidade luminosa na fotossíntese.

Fonte luminosa

Régua em 90, 60, 30 e 15 cm Béquer com água

Suporte universal

Pêra de sucção

Termômetro

Elodea

densa

Tubo de ensaio

com KHCO3

Pinça articulável

Tubo de látex

Pinça

Bolha

de O2

KHCO3

Microbureta de Audus

Béquer



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Fase 2: Efeito da Qualidade da Luz. Solução no tubo de ensaio: KHCO3 a 0,5%. Temperatura: ambiente. Intensidade luminosa: lâmpada de 200 watts a 30 cm de distância da planta. Qualidade da luz: filtro azul, vermelho, verde e luz branca (ver Tabela 2). Resultados: a quantidade de oxigênio liberada será na ordem crescente: luz verde, azul, vermelha e branca.

Figura 5.5.2. Representação do ensaio sobre efeito da qualidade da luz na fotossíntese.

Verde Azul

Vermelho Translúcido

Filtros

Filtro

Béquer

Régua em 30 cm



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Fase 3: Efeito da Concentração de Dióxido de Carbono. Solução no tubo de ensaio: KHCO3 a 0,1; 0,2; 0,3; 0,4 e 0,5 %. Intensidade luminosa: lâmpada a 15 cm. Resultados: A quantidade de oxigênio liberada será maior quanto maior for a concentração de KHCO3.

Figura 5.5.3. Representação do ensaio sobre efeito da concentração de dióxido de carbono na fotossíntese.

Béquer

Régua em 15 cm

Solução 0,5 % Solução 0,4 % Solução 0,3 % Solução 0,2 % Solução 0,1 %



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Fase 4: Efeito da Temperatura. Solução no tubo de ensaio: KHCO3 a 0,5%. Intensidade luminosa: lâmpada a 15 cm de distância da planta. Temperatura: ambiente, 15 e 50oC. Controlada na água do béquer, com adição de gelo ou água fervente. Leituras: 3 de 3 minutos cada temperatura, com 5 minutos de intervalo para cada nova temperatura. Fazer um adicional de 10 leituras de 2 minutos para a temperatura de 50oC (para analisar-se o efeito da temperatura fator tempo). Resultados: O oxigênio liberado será maior à temperatura ambiente que a 15oC. Maior quantidade de oxigênio será liberada inicialmente na temperatura de 50oC, mas com o decorrer do tempo, a liberação cessará totalmente nesse tratamento.

Figura 5.5.4. Representação do ensaio sobre o efeito da temperatura na fotossíntese.

Béquer

Régua em 15 cm

Água à 50o C

Água à 0o C Água ambiente



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Tabela 2. Absorção e reflexão além da transmissão dos filtros de celofane duplos

observados na cubeta do espectrofotômetro, lidos nos comprimentos de onda assinalados.

Filtro de papel duplo

Absorção e Reflexão Transmissão Comprimento de onda (nm)

Verde 65% 35% 520

Vermelho 31% 69% 710

Azul 54% 46% 440



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Unidade VI:

Translocação de Solutos Orgânicos. Experimento 1: Translocação de Carboidratos dos Cotilédones. Fundamento: Durante as fases iniciais de desenvolvimento, geralmente os cotilédones fornecem substancial quantidade de solutos orgânicos à plântula. Material: - Plântulas de feijão-de-porco (Canavalia ensiformes). - Gilete. - Estufa de circulação forçada de ar a 75oC. - Balança de precisão. - Placas de Petri. - Caneta de retroprojeção. Procedimento: Escolha 2 vasos contendo plântulas de Canavalia ensiformes com as folhas em início de desenvolvimento. Em um dos vasos retire com gilete os cotilédones da plântula, coloque-os em uma placa de Petri, marque com caneta de retroprojeção e leve-os para secagem a 75oC até peso constante. Uma semana depois, retire os cotilédones da outra plântula e ponha na estufa também. Retire cuidadosamente dos vasos as duas plântulas, sob água corrente e coloque-as em saco de papel para secagem a 75oC. Na semana seguinte proceda a pesagem em balança de precisão: (a) dos cotilédones retirados no início do experimento; (b) dos cotilédones retirados na segunda semana (c) da plântula mantida sem cotilédones e (d) da plântula mantida com cotilédones (Figura 6.1). Resultados: Verificaremos que a massa da matéria seca (MMS) da plântula mantida com cotilédones é maior do que a massa da matéria seca da plântula mantida sem cotilédones. Também observaremos que a massa da matéria seca dos cotilédones retirados no início do experimento é superior a massa da matéria seca dos cotilédones retirados depois de uma semana. A soma das MMS dos cotilédones retirados no início do experimento com a MMS da plântula mantida sem cotilédones é geralmente inferior a soma da MMS dos cotilédones retirados na segunda semana com a MMS da plântula mantida com cotilédones. Essa diferença pode ser atribuída ao maior desenvolvimento inicial e maior fotossíntese das folhas da plântula mantida com cotilédones em relação à plântula mantida sem cotilédones.



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Plântula de Feijão de Porco (Canavalia

ensiformes) recém germinada

Plântula de Feijão de Porco sem cotilédones

Plântula de Feijão de Porco com cotilédones

Figura 6.1. Representação do ensaio sobre translocação de carboidratos dos cotilédones.

Uma semana após os tratamentos

APÓS UMA SEMANA:

• MASSA SECA DOS COTILÉDONES RETIRADOS

• MASSA SECA DA PLÂNTULA SEM COTILÉDONES

• MASSA SECA DOS COTILÉDONES MANTIDOS

• MASSA SECA DA PLÂNTULA COM COTILÉDONES

• FAZER ANÁLISE COMPARADA

• ESTABELECER CONCLUSÕES

Raízes após uma semana dos tratamentos

Cotilédones frescos levados para estufa para massa seca



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Experimento 2: Efeito da Temperatura na Translocação de Solutos Orgânicos. Fundamento: Baixas temperaturas restringem a translocação de carboidratos. Material: - Vasos com feijoeiro (Phaseolus vulgaris). - Funil, barbante grosso, algodão e gelo. - Suporte metálico. - Pinça para uma bureta. - Lápis. - Papel de seda. - Balança analítica. - Estufa com circulação forçada de ar a 75oC. - Etiquetas. - Dessecador. - Placas de Petri. - Medidor de área foliar. Procedimento: Utilize um vaso contendo plântulas de feijoeiro (Phaseolus vulgaris) que possuam apenas as folhas primárias, bem desenvolvidas. Enrole um pouco de algodão em torno do pecíolo de uma das folhas, deixando o pequeno chumaço de algodão com uma ponta virada para baixo. Leve para um local bem iluminado (sem sol direto), e acerte a posição de um funil com gelo no suporte, partindo do mesmo um barbante grosso que é conduzido ao chumaço de algodão, de maneira que com o descongelamento, goteje continuamente água gelada (1 a 3oC) sobre o algodão. Após 6 horas corte o limbo da folha cujo pecíolo estava submetido à baixa temperatura e o limbo da folha oposta, controle. Copie o contorno de ambas em papel homogêneo e coloque-as em placas de Petri para secagem a 75oC, até atingirem massa constante (cerca de 24 horas). Calcule a área foliar através de pesagem dos contornos das folhas em balança analítica, fazendo então uma regra de 3 com a pesagem de área conhecida (25 cm2) do mesmo papel, ou utilize um medidor de área foliar. Após as folhas esfriarem em dessecador, pese-as com precisão de miligramas. Estabeleça a MMS das folhas por unidade de área foliar (50 cm2), conforme Figura 6.2. Resultados: Observaremos que a massa da matéria seca por unidade de área foliar da folha cujo pecíolo foi submetido à baixa temperatura é superior a massa da matéria seca por unidade de área foliar da folha controle (pecíolo normal). Isto demonstra que durante o período de 6 horas em que o pecíolo da folha foi mantido sob baixa temperatura, a translocação de assimilados foi restringida pelo tratamento, possibilitando que a folha madura acumulasse mais carboidratos do que a folha oposta que não possuía nenhum tratamento que diminuísse o transporte de carboidratos para os drenos.



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Figura 6.2. Representação esquemática do ensaio sobre o efeito da temperatura na translocação de solutos orgânicos.

Folha em temperatura ambiente (Controle)

Folha resfriada (Frio)

Placa de Petri

Gelo

Funil

Pinça

Suporte Universal

Feijoeiro (Phaseolus vulgaris) com

duas folhas primárias

Folha resfriada por gotejamento

constante de água gelada no pecíolo

Folha em temperatura

ambiente

Barbante umedecido

Manter por 6 horas ao sol

Gota de água gelada

ÁREA FOLIAR MASSA SECA

MASSA SECA

UNIDADE DE ÁREA



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Experimento 3: Translocação de Carboidratos para os Frutos: Anelamento. Fundamento: Os carboidratos elaborados na fotossíntese das folhas maduras (fontes) são transportados pelo floema para as regiões de consumo ou armazenamento. Em espécies arbóreas lenhosas o floema pode ser retirado facilmente. Material: - Planta de videira Vitis spp. provida de frutos (cachos em início de crescimento). - Canivete de poda, ou anelador específico. - Paquímetro. - Etiquetas. - Saco plástico. - Barbante grosso. - Massa de enxertia. Procedimento: Escolha uma videira cujos cachos (panículas) estejam mais ou menos com 50% de desenvolvimento. Escolha cachos comparáveis, em seis ramos, determine o diâmetro de cada baga, estabeleça a média e marque-os com etiquetas numeradas. Três destes cachos serão isolados, através da técnica de anelamento, com as folhas que lhes cedem carboidratos. Para isso retire um anel de 1 cm de largura na base do ramo provido de cacho. Para fazer o anelamento usa-se um canivete bem afiado, tomando-se o cuidado de estar cortando apenas a “casca”, fazem-se duas incisões ao redor do ramo, distanciadas de um centímetro. A casca sai então facilmente, e o floema exposto deverá ser raspado (sempre com cuidado) para remover todas as células cambiais. Proteger o corte com massa de enxertia (Esfagno). Depois de 15 a 30 dias meça novamente as bagas e determine o diâmetro médio das bagas dos seis cachos. Compare o diâmetro médio das bagas dos cachos de ramos anelados com o controle não anelado (Figura 6.3). Resultados: Verificaremos que o diâmetro médio das bagas dos cachos de ramos anelados é maior do que o diâmetro médio das bagas dos cachos de ramos sem anelamento. Na região do anelamento poderemos notar que acima do anel pode ocorrer um intumescimento que não se observa abaixo do anel. Pode-se também verificar uma possível formação de raízes no anel, as quais podem ser protegidas pela massa de enxertia (Esfagno).



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Figura 6.3. Representação do ensaio referente a translocação de carboidratos para os frutos: anelamento.

Canivete de enxertia

Ramo de videira com cacho de uva em

formação

Paquímetro

Diâmetro médio inicial e final

Anelamento



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Unidade VII:

Ações Fisiológicas dos Reguladores Vegetais.

Experimento 1: Enraizamento de Estacas.

Fundamento: O enraizamento de estacas pode ser freqüentemente melhorado pela utilização de auxinas.

Material: - Estacas de 30 cm de Hibiscus rosa-sinensis. - Balança de precisão. - Ácido indolbutírico 100 mg.L-1 e solução alcoólica 50 %. - Cinco béqueres de 1000 ml. - Caixa de madeira com substrato inerte (areia, sílica ou vermiculita). - Câmara com nebulização intermitente. - Água destilada.

Procedimento: Pese 100 mg (0,1g) de ácido indolbutírico e dissolva em 4 ml de álcool a 50%. Complete o volume a 1000 ml. Dessa solução estoque a 100 mg.L-1prepare 200 ml de soluções a 50, 20 e 10 mg.L-1. Como controle use água destilada. Mergulhe em cada solução cinco estacas de Hibiscus spp. de maneira a molhar 3 cm da base, por um período de 24 horas, mantendo no escuro. Após, lavar a base das estacas e proceder ao plantio em caixas com areia média. Mergulhar a base de cinco estacas em pó (caulim) contendo 50 mg.L-1 de ácido indolbutírico e também proceda ao plantio (tratamento rápido). Mantenha as caixas no interior da câmara de nebulização intermitente. Depois de seis semanas retire cuidadosamente as estacas e compare os resultados (Figura 7.1).

Resultados: O número e comprimento das raízes desenvolvidas nas estacas tratadas mostraram-se superior na seguinte ordem: 50 > 20 > 10 > rápido > 0 > 100 mg.L-1 de ácido indolbutírico. Isto se deveu provavelmente à utilização de estacas semi-lenhosas, sensíveis a concentrações intermediárias do regulador vegetal. A concentração de 10 mg.L-1 e o tratamento rápido mostraram-se pouco eficientes, sendo que a concentração de 100 mg.L-1 revelou-se excessiva (fitotóxica).



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Rápido 80 mg L-1

Água (controle)

IBA 20 mg L-1

IBA 10 mg L-1

IBA 50 mg L-1

IBA 100 mg L-1

Estacas de Hibiscus rosa-sinensis

Imersão da base das estacas semi-lenhosas nas soluções, por 24 horas, no escuro; lavar a base das estacas e plantar em areia

Figura 7.1. Representação esquemática do ensaio sobre enraizamento de estacas.

Após 2 meses



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Experimento 2: Controle do Crescimento.

Fundamento: Os diferentes grupos de reguladores vegetais podem controlar o desenvolvimento e a arquitetura da planta.

Material: Vasos com feijoeiro (Phaseolus vulgaris) jovem. Pulverizadores manuais. Balança de precisão. Provetas. Pipetas. Béqueres. Soluções aquosas de ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) 8 mg.L-1. Ácido giberélico (GA) 50 mg,L-1 . Chlormequat (CCC) 1000 mg.L-1 . Ethephon (CEPA) 288 mg.L-1 . Hidrazida maleica (MH) 500 mg.L-1. Régua. Paquímetro.

Procedimento: Utilize 0,016 ml de Esteron 400 BR (éster butílico do ácido 2,4-D) 501 g.L-1 e complete ao volume de 1000 ml. Pese 0,5 g de Pro-Gibb (ácido giberélico) 10 % e complete ao volume de 1000 ml. Utilize 10 ml de Tuval (chlormequat) 100 g.L-1 para completar a 1000 ml. Use 0,4 ml de Ethrel – 720 (ethephon) e complete a 1000 ml. Use 1,665 ml de MH-30 (hidrazida maleica) 30% completando a 1000 ml. Em todas as pulverizações adicione um espalhante-adesivo, inclusive no controle (água). Mantenha os vasos irrigados em local iluminado. Após 7 e 14 dias verifique a altura das plantas, o número de hastes, o número de folhas, o diâmetro do caule (a 3 cm do colo) e as características da copa (Figura 7.2).

Resultados: Notaremos que as plantas de feijoeiro tratadas com auxina (2,4-D) apresentam epinastia nas folhas e caules, além de folhas disformes. A giberelina (GA) promove um maior crescimento da planta, podendo mesmo torná-la prostrada. O retardador de crescimento(CCC) restringe o desenvolvimento, podendo reduzir a dominância apical. O ethephon (CEPA) provoca amarelecimento e queda de folhas basais. O inibidor de crescimento (MH) inibe o crescimento e a dominância apical, promovendo a quebra da dormência de gemas laterais. Esses dois últimos tratamentos podem diminuir os crescimentos foliares, tornando as folhas verde-escuras.



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Figura 7.2. Representação do ensaio sobre controle do crescimento.

CEPA 400 mg L-1

MH 1000 mg L-1

Controle água

2,4-D 8 mg L-1

GA 100 mg L-1

CCC 2000 mg L-1

Pulverizar as plântulas com biorreguladores separadamente



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Experimento 3: Dominância Apical. Fundamento: A dominância apical é controlada por auxinas, que podem induzir a formação de primórdios de raiz no caule e interferir com a atividade cambial. Material: - Plantas envasadas de Coleus blumei. - Gilete. - Lanolina. - Lanolina + ácido naftalenacético (NAA) 1000 mg.L-1. - Etiquetas. - Espátulas. - Sacos plásticos transparentes. - Barbante fino. Procedimento: Selecione plantas com 4 a 5 pares de folhas de Coleus blumei. Corte os ápices de maneira a deixar 3 pares de folhas por planta. Cubra completamente o corte com uma pasta de lanolina contendo 1000 mg.L-1 de ácido naftalenacético. Envolva o ápice com plástico, amarrando no caule. Repita com uma segunda planta controle colocando lanolina pura. Junte uma planta não cortada e deixe-as 10 dias no interior de uma casa de vegetação. Aos 14 dias do início do experimento faça observações cuidadosas para verificar início de formação de raízes no ápice do caule. Compare as 3 plantas quanto ao brotamento do caule. Faça então cortes transversais a 3 mm dos ápices tratados com NAA e apenas lanolina, monte em água e, com o menor aumento do microscópio, faça 3 contagens do número de células ao redor da camada cambial (Figura 7.3). Resultados: No ápice protegido com plástico, de algumas plantas tratadas com lanolina + NAA pode-se observar a formação de pequenas raízes. As plantas controle e aquelas tratadas com lanolina + NAA não apresentam brotações evidentes do caule. Plantas tratadas com lanolina mostram brotações laterais no caule. Cortes transversais do ápice caulinar de plantas tratadas com lanolina + NAA, observados ao microscópio, apresentam maior proliferação de células nas áreas adjacentes ao câmbio vascular.



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Planta de Coleus controle Ápice cortado com lanolina Ápice cortado com NAA

7.3. Representação do ensaio sobre dominância apical.

Após 14 dias



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Experimento 4: Abscisão Foliar. Fundamento: A queda das folhas e frutos dá-se devido à formação de uma camada de abscisão nos pecíolos e pedúnculos. Esta formação deve-se à um desequilíbrio entre o teor de auxinas no pecíolo e no caule. Material: - Plantas envasadas de Coleus blumei. - Gilete. - Lanolina. - Lanolina + ácido naftalenacético (NAA) 1000 mg.L-1. - Etiquetas. - Espátulas. - Cartolina cortada em pedaços de 30 x 30 cm.. Procedimento: Tome uma planta de Coleus blumei com 25 a 30 cm de comprimento. Com uma gilete corte o limbo de duas folhas opostas, de maneira a deixar os pecíolos intactos. Repita com mais duas folhas do nó abaixo. Cubra então o corte de dois pecíolos opostos, de nós diferentes, com uma pasta de lanolina contendo 1000 mg.L-1 de ácido naftalenacético e marque-os com uma etiqueta. Cubra os cortes dos pecíolos restantes apenas com lanolina. Coloque um suporte de cartolina em torno da base da planta para receber os pecíolos que caírem. Observe diariamente até a ocorrência da abscisão (Figura 7.4). Resultado: Verificaremos que os pecíolos cuja extremidade foi tratada com lanolina + NAA apresentarão epinastia. Aproximadamente 48 horas após o início do ensaio, os pecíolos tratados com lanolina cairão sobre a cartolina. Os pecíolos tratados com lanolina + NAA permanecerão presos a haste de Coleus blumei por aproximadamente 10 dias. Isto demonstra que o NAA aplicado na extremidade do pecíolo substituiu o limbo foliar que é o produtor de auxina.



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Tratamento da extremidade dos pecíolos cortados de Coleus com pasta de lanolina

(controle)

Tratamento da extremidade dos pecíolos cortados de Coleus com NAA 1000 mg L-1 em

pasta de lanolina

QUEDA PRECOCE QUEDA TARDIA

Figura 7.4. Representação do ensaio sobre abscisão foliar.

Anteparo de papelão



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Experimento 5: Controle da Maturação de Frutos. Fundamento: A maturação de frutos pode ser controlada pela ação do etileno, giberelinas e dióxido de carbono. Material: - Frutos verdes de bananeira (Musa spp.). - Cubas de vidro. - Sacos de papel e de plástico. - Caneta de retroprojeção. - Soluções aquosas de ácido giberélico (10% de GA), 100 mg.L-1 e de ethephon (24% de

CEPA) 240, 480, 960 e 1920 mg.L-1. Procedimento: Pese 1,0 g de Pró-Gibb (ácido giberélico) 10% e complete ao volume de 1000 ml. Use 1 ml de Ethrel – 240 em 1L de água para conseguir a solução de 240 ppm; 2 ml de Ethrel em 1L de água para se conseguir uma solução de 480 mg.L-1; use 4 ml de Ethrel em 1 L de água para se conseguir uma solução de 960 mg.L-1; use 8 ml de Ethrel em 1 L de água para conseguir uma solução de 1920 mg.L-1. Submeter frutos verdes de bananeira aos seguintes tratamentos: (a) imersão por 15 minutos em água (controle); (b) imersão por 15 minutos em soluções de ethephon, 240, 480, 960, 1920 mg.L-1 ; (c) imersão por 15 minutos em solução de giberelina (GA) 100 mg.L-1; (d) acondicione frutos em sacos de polietileno mantendo-os fechados. Após os tratamentos nas soluções deve-se deixar os frutos secarem à sombra, sendo em seguida embalados em sacos de papel. Marque os tratamentos nos sacos. Observar após 7 e 14 dias as diferenças em maturação (Figura 7.5). Resultados: Notaremos que os frutos tratados com ethephon amadurecerão precocemente com relação ao controle (quanto maior a concentração do ethephon, mais precoce o amadurecimento). Tratamentos com giberelina e confinamento em saco de polietileno atrasarão o amadurecimento dos frutos em relação ao controle.



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(a) Água Controle

(b) CEPA 240 mg L-1

(c) CEPA 480 mg L-1

(d) CEPA 960 mg L-1

(e) CEPA 1920 mg L-1

(b) GA 100 mg L-1

Imersão de bananas verdes nas soluções por 15 minutos, secagem ao ar e colocação em sacos de papel

Figura 7.5. Representação do ensaio sobre controle da maturação de frutos.

Observar maturação aos 7 e 14 dias

(g) Confinamento em saco de polietileno

Selecionar bananas (Musa sativa) da

mesma penca



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Unidade VIII:

Desenvolvimento Vegetal.

Experimento 1: Regiões de Crescimento.

Fundamento: O crescimento vegetal não se dá de maneira uniforme em todo o órgão, existindo zonas ou regiões onde ele é mais intenso.

Material: - Caneta de retroprojeção. - Régua. - Câmara de crescimento. - Plântulas de Phaseolus vulgaris e Zea mays envasadas. - Sementes recém germinadas de feijoeiro e milho. - Isopor, alfinetes, algodão. - Cubas de vidro.

Procedimento: Utilizaremos régua e caneta de retroprojeção encostando-a no órgão vegetal cujo crescimento se deseja medir, marcando- os com traços eqüidistantes. A variação na distância entre as linhas depois de um determinado período dá a medida do crescimento nesta região. Faça as seguintes determinações: (a) Caule – escolha plântulas de feijoeiro com 5 a 8 cm. Encostando-se a caneta ao caule, marque desde o ápice até a base. Retoque alguma linha falha, coloque na câmara de crescimento e faça observações diárias durante a semana. (b) Raiz – escolha sementes recém germinadas de milho, cuja raiz principal seja bem reta e tenha entre 2 a 3 cm. Marque a raiz. Perfure com um alfinete os cotilédones e prenda as plântulas em um pedaço de isopor. Coloque no interior de uma cuba de vidro contendo um pouco de água no seu interior, e tampe. Faça observações diárias durante a semana. (c) Folha – tome uma planta de milho com cerca de 15 cm e remova com cuidado as folhas basais, expondo assim completamente uma das folhas mais jovens. Marque e observe diariamente por cinco dias, tome também uma planta de feijoeiro cujo primeiro par de folhas esteja bem desenvolvido. Escolha uma folha jovem, cujo tamanho seja cerca de 1/3 de seu tamanho final. Marque a folha, em duas direções perpendiculares, de maneira que a folha fique quadriculada. Observe diariamente durante uma semana (Figura 8.1.a,b,c,d).

Resultados: (a) Caule – pode-se notar que abaixo da região apical existe uma zona de crescimento em que as células que se dividem no meristema apical. (b) Raiz – também se observa que abaixo da coifa existe uma zona de crescimento em que as células que se dividem no meristema apical. (c) Folha – em milho verifica-se que existe uma zona de crescimento na base do limbo foliar que “empurra” a lâmina para fora; em feijoeiro notamos que após o período de uma semana as marcações do quadriculado no limbo foliar encontram-se somente mais espaçadas, indicando que o crescimento da lâmina ocorreu em toda a superfície.



91

Figura 8.1.a. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.

Resultado

Traço

Planta de Phaseolus

vulgaris

Marcando a região apical com caneta de

retroprojeção



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Marcando a raiz de milho com caneta de retroprojeção

Figura 8.1.b. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.

Cuba de vidro Isopor Sementes de milho (Zea mays)

germinadas

Detalhe da coifa

Raiz marcada sobre isopor dentro de cuba com água



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Planta de milho (Zea mays)

Caneta de retroprojeção

Régua

Detalhe

Figura 8.1.c. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.



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Figura 8.1.d. Representação do ensaio sobre regiões de crescimento.

Planta de feijoeiro (Phaseolus vulgaris)

Marcando com caneta de retroprojeção e régua

Detalhe

Vista superior



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Experimento 2: Efeito da Temperatura no Crescimento. Fundamento: A temperatura, embora se trate de uma condição para a função e não matéria prima, intervém em praticamente todas as funções da planta. Material:

Sementes recém germinadas de milho. Placas de Petri. Papel de filtro. Folha de alumínio. Refrigerador a 5oC. Incubadora a 35oC. Algodão. Caneta de retroprojeção. Paquímetro. Procedimento: Obtenha algumas sementes recém germinadas de milho e meça com paquímetro o comprimento do coleoptile e da raiz primária em milímetros, anotando em tabela apropriada. Prepare 3 placas de Petri grandes com papel de filtro úmido e coloque 3 dessas sementes em cada uma. Embrulhe com folha de alumínio para não entrar luz. Coloque uma caixa num refrigerador a 5oC, outra na temperatura ambiente do laboratório e a terceira numa incubadora a 35oC. Depois de uma semana meça novamente as plântulas e anote também na tabela (Figura 8.2). Resultados: As plântulas originárias do refrigerador apresentam grande restrição no crescimento do coleoptile e da raiz primária. Sob condições amenas (laboratório) as plântulas mostram grande crescimento foliar e radicular, apresentando-se estioladas. As plântulas oriundas da incubadora apresentam completa inibição no crescimento do coleoptile e da raiz primária além de haver incidência de fungos.



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Papel alumínio

Papel de filtro

Algodão úmido

Placa de Petri

Uma semana

5 °C 25 °C 35 °C

Figura 8.2. Representação do ensaio sobre efeito da temperatura na germinação.



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Experimento 3: Efeito da Intensidade Luminosa no Desenvolvimento. Fundamento: Com intensidades luminosas baixas a fotossíntese decresce e o crescimento se reduz. Material : - Vasos com plântulas de Phaseolus vulgaris. - Câmaras: (a) alta intensidade luminosa, (b) baixa intensidade luminosa e (c) escura. - Estufa com circulação forçada de ar. - Réguas e balança. Procedimento: Tome 3 vasos contendo plântulas recém germinadas de feijoeiro. Meça a altura das plântulas em milímetros, calcule a altura média das plântulas em cada vaso e anote em uma tabela. Leve os vasos à câmara de crescimento deixando a primeira com iluminação de cerca de 3500 foot-candles, a segunda com 1500 e a terceira no escuro. Uma semana depois observe cuidadosamente as plântulas. Meça novamente as plântulas, tire as médias a anote na tabela. Retire então as plântulas do vaso e tome a massa fresca média em cada tratamento. Coloque em estufa a 75oC, até peso constante, deixe esfriar em um dessecador e pese com precisão de mg para ter a massa seca. Anote na tabela (Figura 8.3). Resultados: Após uma semana sob os tratamentos verificou-se que a altura das plantas era superior no escuro, intermediária em baixa intensidade luminosa e inferior na alta intensidade luminosa. As plantas no escuro mostraram-se completamente estioladas, apresentando caule branco e folhas fechadas esbranquiçadas. Notou-se o dobramento do caule na posição nodal, caracterizando o “anzol” devido ao efeito de etileno endógeno. Sob baixa intensidade luminosa as plantas apresentaram-se também estioladas, cloróticas e com deformidades foliares. Em alta intensidade luminosa o feijoeiro revelou-se verde escuro, baixo e vigoroso.



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Figura 8.3. Representação do ensaio sobre efeito da intensidade luminosa no desenvolvimento.

Feijoeiro 1 semana a 3500 fc

Feijoeiro 1 semana a 1500 fc

Determinar massa fresca e massa seca das plântulas

Feijoeiro 1 semana no escuro



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Experimento 4: Efeitos Formativos da Qualidade da Luz. Fundamento: A qualidade da luz, isto é, o comprimento de sua radiação, exerce efeitos formativos no crescimento. Material: - Vasos com plântulas de Phaseolus vulgaris.

- Câmaras: (a) escura; (b) duas lâmpadas fluorescentes, duas camadas de celofane vermelho; (c) duas lâmpadas incandescentes, duas camadas de celofane vermelho, mais duas camadas de celofane azul; (d) uma lâmpada fluorescente, uma lâmpada incandescente, sem celofane. - Estufa com circulação forçada de ar. - Réguas. - Balança. Procedimento: Tome 4 vasos contendo plântulas recém germinadas comparáveis entre si de feijoeiro. Meça a altura das plântulas em milímetros, calcule a altura média das plântulas em cada vaso e anote na tabela. Leve os vasos à câmara de crescimento deixando a primeira na câmara (a), a segunda na câmara (b), a terceira na câmara (c) e a quarta na câmara (d). Dê oito horas de luz diária durante uma semana. Observe então o tamanho da plântula, o comprimento dos entrenós e o tamanho das folhas. Meça novamente as plântulas, tire as médias e anote em uma tabela. Retire então as plântulas do vaso e tome a massa fresca média em cada tratamento. Coloque em estufa a 75oC, até peso constante, deixe esfriar em um dessecador e pese com precisão de mg para ter a massa seca (Figura 8.4). Anote na tabela. Resultados: Após uma semana sob os tratamentos observou-se variação na altura das plântulas, no comprimento dos entrenós e na dimensão foliar. Os tratamentos afetaram fortemente o desenvolvimento celular provocando deformidades caulinares e foliares.



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Feijoeiro LF + LI

1 semana Filtro vermelho

+ azul

Figura 8.4. Representação do ensaio sobre efeitos formativos da qualidade da luz.

Feijoeiro LF + LI

Filtro Vermelho

Feijoeiro LF + LI

Câmara clara

Feijoeiro 1 semana

ao sol

Feijoeiro recém-germinado

Determinar massa fresca e seca das plantas

LF = lâmpada florescente LI = lâmpada incandescente



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Experimento 5: Movimentos Rápidos em Plantas. Fundamento: O movimento na captura de organismos por algumas plantas insetívoras e o movimento em resposta ao toque das folhas de Mimosa pudica são exemplos de movimentos rápidos em vegetais. Material: - Plantas envasadas de Mimosa pudica. - Amoníaco. - Caixa de fósforos. Procedimento: Aplique na extremidade foliar de Mimosa pudica os tratamentos: (a) apertar o folíolo da extremidade apical com os dedos; (b) aquecer o folíolo da extremidade apical de outra folha com fósforo aceso e (c) expor os folíolos da extremidade de uma folha aos vapores de um vidro de amoníaco (Figura 8.5). Resultados: Observamos que ao se aplicar na extremidade das folhas os tratamentos de toque, alta temperatura e amoníaco, os folíolos da extremidade fecharão imediatamente e transmitirão o estímulo gradualmente aos demais folíolos, os quais também irão se fechando, ocasionando em seguida o tombamento da base da folha e mesmo de folhas adjacentes. Esses movimentos seismonásticos são explicados pelo acúmulo de potássio, logo pela manhã no interior de estruturas pulvinares que se localizam na base da folha (pulvinos) e dos folíolos (pulvínulos), diminuindo o potencial osmótico nessas estruturas, possibilitando a entrada de água e a turgescência (folha e folíolos abertos). O coeficiente de reflexão para potássio nessas células se mantém igual a 1, quando o potássio do interior é mantido confinado pela membrana das células. Em resposta ao toque, ao calor e aos vapores de amoníaco, verifica-se uma diminuição no coeficiente de reflexão para potássio, possibilitando a rápida passagem do mesmo para fora das estruturas pulvinares, onde irá reduzir o potencial osmótico e atrair a água das estruturas pulvinares, as quais perderão a turgescência e provocarão o fechamento dos folíolos e o tombamento das folhas. A transmissão do estimulo parece ser verificada através de uma substância protéica filamentosa existente entre as estruturas pulvinares.



102

Mimosa pudica ou Dorme-dorme, em posição normal

durante o dia

Figura 8.5. Representação do ensaio sobre movimentos rápidos em plantas.

Efeito do amoníaco Efeito da temperatura Efeito do toque



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