Junho 2013

Hemoculturas

Autora:

Ânia Sousa

Escola Superior de Tecnologias da Saúde de Lisboa

Análises Clínicas e Saúde Pública - 3ºAno

Ano lectivo 2012/2013

i

Índice

1. Hemocultura ........................................................................................................................ 1

1.1. História ........................................................................................................................ 1

1.2. Indicação de Colheita .................................................................................................. 2

1.2.1. Indicações para Realizar uma Hemocultura ......................................................... 2

2. Amostra ............................................................................................................................... 3

2.1. Número de Amostras ................................................................................................... 3

2.2. Hora, Intervalos e Local da colheita ............................................................................ 4

2.3. Material ........................................................................................................................ 7

2.4. Técnica de Colheita ..................................................................................................... 7

2.5. Conservação e Transporte ......................................................................................... 12

2.6. Frascos de Hemocultura ............................................................................................ 13

3. Conclusão .......................................................................................................................... 14

4. Bibliografia ....................................................................................................................... 15

1

1. Hemocultura

A hemocultura é um dos mais relevantes recursos para o esclarecimento da origem de febres

indeterminadas, de causa infecciosa. É indicada em suspeitas clínicas de bacteriemias.

A solicitação de uma hemocultura é muito frequente, assumindo assim uma importância

singular, pois a determinação do seu resultado permite a identificação do agente etiológico

(bactérias ou fungos) e, sobretudo, a deliberação da terapêutica a efectuar.

Em muitas situações as culturas de sangue constituem a única fonte disponível para se

identificar o agente etiológico e como o sangue é um produto biológico estéril, o isolamento

de um microorganismo a partir de uma hemocultura identifica-nos geralmente o agente

etiológico da infecção. A grande maioria das doenças infecciosas pode decorrer com

bacteriémia transitória, intermitente ou persistente. O diagnóstico médico depende sobretudo

do isolamento desse agente [1]

.

1.1. História

Historicamente, as hemoculturas eram realizadas através da inoculação de grandes volumes

de sangue para o interior de um ou vários frascos de um meio nutriente, os quais eram

observados diariamente para verificar algum sinal de crescimento microbiano (por exemplo,

visualização de colónias, turvação, produção de gás, etc.). No início dos anos 70 foram

introduzidos alguns instrumentos para tornar este trabalho mais automatizado, ou seja,

monitorizar automaticamente os frascos para detectar o crescimento microbiano e alertar os

técnicos quando há evidências desse crescimento. Refinamentos subsequentes tanto nos meios

de cultura como nos sistemas de detecção, melhoraram a rapidez na detecção de organismos

em doentes sépticos e reduziram os falsos positivos devido a contaminação no laboratório [2]

.

2

1.2. Indicação de Colheita

A solicitação de hemoculturas é normalmente realizada quando o paciente apresenta um

quadro infeccioso, não sendo no entanto necessário fazer hemoculturas para todos os quadros

infecciosos. Como as bacteriemias mais comuns e de menor gravidade apresentam baixa

positividade, não é necessário fazer hemocultura, pois esta acrescenta custo ao tratamento do

paciente sem um benefício real.

Assim sendo em infecções como amigdalites, sinusites, infecções de pele, tecido subcutâneo

entre outras a antibioterapia empírica, baseada no conhecimento dos principais agentes

etiológicos destas, está indicada.

Em determinados casos de infecção a cultura de outros materiais é mais importante, por

apresentar maior positividade e estar directamente relacionada com o local da infecção. Por

exemplo, nas infecções relacionadas com o trato urinário deve-se fazer uma urocultura e

aquando da presença de abcessos é indicado a cultura do seu conteúdo [3]

.

1.2.1. Indicações para Realizar uma Hemocultura

Suspeita de endocardite;

Sepsis;

Infecções hospitalares (antes de iniciar ou antes da troca de um esquema de

antibióticos);

Febre de origem indeterminada;

Infecções em pacientes imunodeprimidos (oncológicos, neutropénicos, utilizador de

corticóides, SIDA);

Meningites (também se deve colher LCR, sendo este mais importante que as

hemoculturas);

Pneumonias graves (com insuficiência respiratória, instabilidade hemodinâmica);

Bacteriémia.

3

2. Amostra

2.1. Número de Amostras

A colheita de uma amostra para hemocultura corresponde a uma punção. Cada punção

corresponde a dois frascos para adultos ou um frasco para pacientes pediátricos até 13kg

(Tabela 2).

Com base em dados estatísticos, recomenda-se colher no mínimo duas até quatro amostras por

cada episódio infeccioso, permitindo assim o isolamento do agente bacteriano ou fúngico em

mais de 95% dos eventos.

Estudos recentes, mostraram que a probabilidade de recuperação com apenas uma amostra

ronda os 70%, com duas amostras situa-se entre 80 a 90%, com três amostras entre 96 a 98 %

e com quatro amostras >99%, modificando assim os conceitos tradicionais de que 2 a 3

amostras eram suficientes e sugerindo que podem ser necessárias 3 a 4 amostras para uma

óptima recuperação dos agentes [4,5]

.

Concluindo, o número de amostras deve ser no mínimo 2 e no máximo 4 por episódio

infeccioso. Um maior número de amostras traz pouco benefício, aumentando os custos, o

trabalho e o risco de provocar anemia, sem aumento significativo da positividade [6]

.

O número de hemoculturas positivas em função do número total de amostras colhidas

(punções em diferentes sítios) é uma ferramenta muito útil para interpretação do significado

clínico pois, ao contrário dos casos de pacientes com bacteriemias verdadeiras, os

contaminantes normalmente crescem apenas numa das amostras (quando duas ou mais são

obtidas). Portanto, a obtenção de uma única amostra deve ser evitada, já que um número

substancial de bacteriemias pode não ser detectado e impossibilita a detecção e distinção de

possíveis contaminantes [4,5]

.

Deve então ser desencorajada a colheita de uma única amostra e instituir ou garantir a colheita

de, pelo menos, duas amostras de hemoculturas por episódio infeccioso (com excepção de

pacientes pediátricos de baixo peso ou com outras limitações).

4

O número e o intervalo entre as colheitas depende da situação clínica e da urgência que exista

para iniciar a antibioterapia. Como indicador apresentam-se algumas situações clínicas

(Tabela 1):

Condição ou Síndrome infecciosa Recomendações

Suspeita de bacteriemia ou fungémia

primária ou secundária (sepsis, endocardite,

meningite, osteomielite, artrite, pneumonia

etc.)

Colher 2-3 amostras sequenciais, de

diferentes sítios anatómicos, logo após o

início dos sintomas

Febre de origem indeterminada (ex.

abscessos ocultos, febre tifóide, brucelose ou

outra síndrome infecciosa não diagnosticada

Colher, inicialmente, 2-3 amostras

sequenciais, de diferentes locais anatómicos.

Se negativas nas primeiras 24-36h de

incubação, colher mais duas amostras de

diferentes sítios anatómicos

Endocardite Infecciosa Efectuar 3 hemoculturas no 1º dia. Se

negativas às 24h, repetir colheita de 3

hemoculturas

Doentes com terapêutica antimicrobiana A colheita deve ser feita imediatamente antes

da toma do antibiótico

Suspeita de bacteriemia ou fungémia com

hemoculturas persistentemente negativas

Considerar métodos alternativos de

hemoculturas, específicos para aumentar a

recuperação de micobactérias, fungos ou

microrganismos fastidiosos

Tabela 1 – Recomendações para colheita de hemoculturas em diferentes condições ou síndromes

infecciosas. Adaptada de [1].

2.2. Hora, Intervalos e Local da colheita

A colheita de amostras para hemocultura deve ser iniciada logo aquando do surgimento dos

primeiros sintomas de infecção e antes do início da antibioterapia. No caso do paciente já

estar sob a acção de antibióticos, isso não significa que se exclua a hemocultura mas deve

fazer-se a colheita na altura em que houver uma menor concentração de antibiótico em

circulação (p.ex.,antes da administração da dose seguinte) e ter isso em conta na interpretação

dos resultados. É muito importante que a informação sobre a toma de antibióticos seja enviada

ao Microbiologista para uma melhor interpretação do resultado e garantir a qualidade do

relatório microbiológico [7]

.

Preferencialmente as amostras são colhidas por punção venosa, logo que haja um aumento de

temperatura do paciente (não colher sangue para hemocultura no pico febril, pois é o

momento em que há maior destruição microbiana, podendo assim dificultar a recuperação de

organismos viáveis, por isso a colheita deve ser efectuada logo que seja detectado o início de

5

episodio febril) [1,6,8]

. A colheita de sangue arterial não está associada com aumento da

sensibilidade e, em princípio, não é recomendada [6]

.

Cada amostra deve ser colhida em punções separadas e de sítios anatómicos diferentes. Vários

frascos com sangue de uma mesma punção são considerados a mesma amostra ou cultura de

sangue. Quando são realizadas mais do que uma hemocultura sequencialmente, devem

efectuar-se as colheitas em diferentes veias periféricas.

Poucos estudos avaliam sistematicamente a hora e o intervalo óptimo entre amostras

sucessivas. Estudos experimentais mostraram que, após um influxo de bactérias na corrente

sanguínea, ocorre um tempo de latência de aproximadamente uma hora até que ocorram

sintomaticamente calafrios seguidos de febre [9]

.

O estado clínico do paciente é que vai determinar o momento e o intervalo entre as colheitas

(Tabela 1). Considera-se ideal para o diagnóstico de qualquer bacteriemia a realização de 3

hemoculturas num período de 24 horas antes de iniciar terapêutica antibiótica, colhidas com

um intervalo mínimo de 30 a 60 minutos e utilizando locais de venipunção diferentes. Em

geral, nas infecções agudas em que é necessário iniciar antibioterapia, recomenda-se a

colheita de 2 a 3 hemoculturas com intervalos de 15 min, com locais de venipunção diferentes

[8].

A colheita de hemoculturas em intervalos maiores, de 1 a 2 horas, entre as amostras pode ser

recomendada para monitorizar ou documentar bacteriemia contínua em pacientes com

suspeita de endocardite ou infecção endovascular associada a dispositivos invasivos (ex.:

cateter vascular) [10]

. No caso de suspeita de endocardite, deve-se colher 3 hemoculturas com

intervalo superior a 60 minutos, nas primeiras 24 horas, e eventualmente realizar nova

colheita no 2º dia [8]

.

As hemoculturas, preferencialmente, não devem ser colhidas a partir de cateter, excepto

quando não é possível a punção de veia periférica (o laboratório deverá ser informado deste

facto, essencial para a interpretação do resultado) [1]

ou para diagnóstico de infecção

relacionada com o dispositivo. Neste caso, a amostra obtida através do cateter deve ser

sempre acompanhada por uma ou duas amostras de sangue de forma sequencial ou

concomitante, identificando correctamente as amostras quanto ao local de punção. Deve-se

também retirar o cateter e cortar assepticamente cerca de 3 a 5 cm da porção terminal e

colocá-lo em recipiente esterilizado (nunca enviar pontas de cateter em meio líquido ou de

transporte). O volume de sangue colhido por frasco deve respeitar a proporção recomendada

pelo fabricante em relação ao meio de cultura [1,8]

.

6

O volume de sangue é crítico porque a concentração dos microorganismos é baixa na maioria

das bacteriemias, principalmente se o doente estiver sob terapêutica antibiótica. Nas crianças,

a concentração dos microorganismos durante o período de bacteriémia é muito mais alta do

que nos adultos, por isso são necessários menores volumes de sangue [1]

.

Quanto maior o volume de sangue, maior será a probabilidade de positividade, no entanto,

devemos respeitar a idade do paciente (adulto ou criança) e o volume recomendado pelo

fabricante para os tipos de frascos utilizados. Para adultos, colhe-se 5 a 10ml de sangue por

frasco em cada punção, totalizando 20ml, distribuídos pelo número de frascos indicados, ou

seja, um par de frascos por punção/amostra [4]

(Tabela 2). Para as crianças até 13kg basta

colher 1 a 4 ml de sangue e colocar no frasco (para os pacientes pediátricos é apenas

necessário um frasco de hemocultura) ( Tabela 3).

Crianças até 13kg Crianças de 13 a

36kg

Crianças > 36kg e

Adultos

Frasco Aeróbioa 1 a 4 ml

b 5 ml 5 a 10 ml

Frasco

Anaeróbioa

- 5 ml 5 a 10 ml

Volume

total/amostra

1 a 4 mlb

10 ml 20 ml

Tabela 2 – Tipos de frascos e volume de sangue sugeridos por amostra de hemocultura. Retirado e

adaptado de [6]. a-Ver recomendações do fabricante; b-Em lactentes com extrema dificuldade de

colheita pode-se colher um volume não inferior a 0,5ml.

Peso (kg) Volémia

(ml)

Volume de sangue por

amostra (ml)

Volume

total de

sangue p/

cultura (ml)

% da

volémia

Cultura nº1 Cultura nº2

50-99 2 - 2 4

1,1-2 100-200 2 2 4 4

2-12,9 >200 4 2 6 3

13-36 >800 10 10 20 2,5

>36 >2200 20-30 20-30 40-60 1,8-2,7

Tabela 3 – Volume de sangue sugerido para hemoculturas de lactentes e crianças. Retirado e adaptado

de [6].

7

2.3. Material

Garrote;

Algodão ou gaze;

Anti-sépticos: álcool 70% e solução

alcoólica iodada a 1%;

Frascos de hemocultura;

Agulha e seringa ou dispositivo de

colheita a vácuo;

Luvas não-estéreis e estéreis;

Máscara facial.

2.4. Técnica de Colheita

O processo de colheita de amostras para hemocultura é diferente de instituição para

instituição, essencialmente devido às padronizações de anti-sépticos de cada instituição e ao

uso de material de diferentes fabricantes. No geral, todo o processo decorre da seguinte forma

[1,11,12,13]:

1. Determinar o tipo de frasco de cultura a utilizar, como indicado pela requisição do

médico (frasco aeróbio e anaeróbio ou aeróbio com resina e anaeróbio). Se necessário,

discutir os intervalos e os sítios de colheita com o médico.

2. Preparar o material necessário:

a. Se o paciente não está a efectuar

antibioterapia, uma cultura de rotina

consiste num frasco de cultura para

aeróbios e noutro para anaeróbios;

b. Se o paciente estiver a efectuar

antibioterapia ou se estiver sem tomar

antibióticos à menos de 24 horas ou se se

suspeitar de Neisseria ou outros

microorganismos fastidiosos, deve-se

utilizar um frasco aeróbio com resina, em

conjunto com o frasco anaeróbio.

Figura 1 – Exemplo do material utilizado na

colheita de amostras para hemocultura.

8

3. Verificar a identificação do paciente, verificando o nome e número do paciente na

pulseira identificativa. No caso de o paciente não ter uma pulseira identificativa,

perguntar ao paciente o seu nome completo, data de nascimento e verificar se estes

dados coincidem com a requisição.

4. Explicar o procedimento ao paciente e/ou acompanhante.

5. Lavar e desinfectar as mãos antes e após remoção das luvas.

Seguir as precauções standard para todos os pacientes. É

recomendado o uso de máscara facial comum durante as

colheitas, no caso do paciente se encontrar em isolamento.

6. Preparar o material necessário antes de preparar a pele do paciente:

a. Remover as cápsulas/tampas dos frascos

de cultura e verificar se têm algum defeito

visível;

b. Limpar a tampa de borracha com uma

gaze embebida em álcool 70%. No caso da

utilização de sistema a vácuo, deve-se

deixar a gaze no frasco até ao momento da

punção ou proceder conforme as

instruções do fabricante. No caso da

utilização de sistema com seringa e

agulha, deve-se remover a gaze somente

antes de inocular os frascos. É importante

não utilizar iodo na gaze, pois este pode

danificar a borracha do frasco.

9

7. Aplicar o garrote e identificar o local de flebotomia,

escolhendo a veia de melhor calibre e menos móvel.

Aliviar a pressão exercida pelo garrote.

8. Preparação do local de flebotomia:

a. Desinfectar o local da punção com álcool

a 70% de modo circular e do interior para

a periferia;

b. Começando no centro do círculo, aplicar

uma solução alcoólica iodada a 1%, ou

seguir a política de anti-sépticos do

hospital. Deixar o anti-séptico secar cerca

de 60 segundos. Não tocar no local da

venipunctura após a desinfecção e antes da

flebotomia;

Nota: Após a colheita, remover a solução

alcoólica iodada a 1% da pele com álcool a 70%

ou água, de modo a prevenir as queimaduras por

iodo.

9. Se for absolutamente necessário palpação do local de flebotomia, deve-se utilizar

luvas estéreis.

10

10. Voltar a aplicar o garrote, inserir a agulha na veia e colher uma quantidade de sangue

apropriada (Tabela 2). O sangue para hemocultura deve ser colhido antes de qualquer

outra amostra sanguínea.

a. Colheita com seringa e transferência para

frascos de hemocultura:

É o método de preferência pois permite a

medição exacta do volume de sangue

requerido para cada frasco de cultura. Após a

obtenção da amostra, transferir a amostra para

os frascos de hemocultura, sem mudar de

agulha e não ultrapassando a proporção

recomendada pelo fabricante, colocando

primeiramente o sangue no frasco para

anaeróbios.

Nota: Ao retirar a agulha do local de punção,

fazer compressão local com algodão seco, sem

flectir o braço.

11

b. Colheita com sistema a vácuo:

Inocular primeiro o frasco para aeróbios.

Importante lembrar que, neste caso, os frascos

de hemocultura devem permanecer em pé

durante toda a etapa da colheita, para evitar

refluxo para a veia do paciente. Deve-se

observar durante a colheita se o volume de

sangue está correto, já que a maioria dos

frascos não tem volumes de aspiração a vácuo

calibrados. Nesse caso pode ser feita uma

marcação no próprio frasco, para facilitar a

visualização do volume de amostra e evitar

exceder o volume pretendido.

Nota: Ao retirar a agulha, fazer compressão local

com algodão seco, sem flectir o braço.

11. Dispensar o material de punção em local apropriado (caixa de

perfuro-cortante).

12. Se for necessário a colheita de um local cateterizado, utilizar o local que tem o cateter

mais recente (a não ser para exclusão de infecção por cateter). Utilizar o seguinte

procedimento para colheita de amostra de um cateter:

a. Esterilizar o local de abertura do cateter

com álcool 70%, durante 30 segundos.

Este procedimento pode ser feito com

luvas não estéreis;

b. Deixar secar;

c. Calçar luvas estéreis;

12

2.5. Conservação e Transporte

Nunca refrigerar as hemoculturas após a colheita. Conservar o frasco na estufa a 37ºC até ser

enviada ao laboratório (ou à temperatura ambiente nos métodos automáticos se assim for

recomendado pelo fabricante). Os recipientes devem ser acondicionados nas caixas de

transporte de forma a evitar a sua conspurcação exterior e consequente risco infeccioso para

os técnicos. Os produtos destinados a exame bacteriológico, após a colheita devem ser

imediatamente enviados ao Laboratório de Bacteriologia para que a sementeira seja realizada

até ao máximo de 2 horas depois. O não cumprimento desta norma tem forte repercussão na

qualidade dos resultados e consequentemente na terapêutica [1,12]

.

a - O descarte do volume inicial de sangue do cateter com o intuito de evitar contaminação é assunto

controverso e esta prática ainda é realizada em muitas instituições. Alguns estudos (Dwicedi e col. 2009) demonstraram que o descarte da alíquota inicial não diminui a probabilidade de contaminação da amostra, tornando esta prática desnecessária

[6].

d. Utilizar uma seringa estéril, colher cerca

de 6 ml de sangue e descartá-losa;

e. Colheita:

i. Utilizar os adaptadores indicados

para a colheita a vácuo, colhendo

7-10 ml de sangue para cada

frasco;

ii. Utilizar uma seringa estéril e um

adaptador para permitir a

transferência do sangue sem a

agulha.

f. Após a transferência do sangue, descartar

o sistema.

13. Etiquetar os frascos com o nome e número de identificação do paciente. Não colocar

as etiquetas por cima dos códigos de barras dos frascos.

14. Preencher as requisições com as informações relevantes, como o local anatómico da

punção, a data e hora da colheita e a suspeita de diagnóstico, se necessário.

13

2.6. Frascos de Hemocultura

Tradicionalmente um par de hemoculturas (equivalente a uma amostra ou uma punção)

compreende um frasco aeróbio e outro anaeróbio. Apesar da proporção de infecções da

corrente sanguínea causadas por anaeróbios ter diminuído progressivamente, há estudos que

demonstram que a colheita do par (incluindo o frasco anaeróbio) leva ao aumento do

isolamento de Staphylococcus spp., Enterobacteriaceae, alguns Streptococcus spp. e

Enterococcus spp., anaeróbios estritos e facultativos, além de garantir volume de sangue mais

adequado de amostra por punção para melhor recuperação dos organismos patogénicos [14,15]

.

Alguns fabricantes produzem frascos aeróbios e anaeróbios com aditivos (ex. carvão vegetal e

resinas), para inactivar os antibióticos. Estes frascos são utilizados na colheita de sangue de

utentes que estejam sob antibioterapia. Apesar da relação entre custo e benefício ainda não ser

muito clara, pois estes frascos são mais dispendiosos, eles permitem uma diminuição do

tempo médio de detecção de positividade [15]

.

Quando a amostra obtida possuir volume

total inferior ao preconizado por frasco, o

maior volume de sangue deve ser inoculado

no frasco aeróbio para que não haja perda

na detecção de bacteriemias causadas por

Pseudomonas aeruginosa,

Stenotrophomonas maltophilia ou

leveduras, que são aeróbios estritos. O

menor volume restante deve ser inoculado

no frasco anaeróbio.

Ao ser colhida mais de uma amostra, anotar nos respectivos frascos (aero e anaero) quais são

do mesmo local de punção ou sítio anatómico (ex.: 1ª amostra, veia periférica, cateter etc.).

Figura 2 – Exemplo de frascos utilizados em

hemocultura.

14

3. Conclusão

A fase pré-analítica compreende a preparação do utente e a colheita, manipulação e

armazenamento do material biológico, até ao momento da análise. Esta fase é responsável por

cerca de 70% do total de erros ocorridos nos laboratórios clínicos, erros estes que se tornaram

mais visíveis e proeminentes devido à crescente automatização laboratorial das fases analítica

e pós-analítica, reduzindo assim os erros nestas fases [16]

.

Por isto, é essencial seguir protocolos rígidos para a colheita de amostras para hemocultura,

como a verificação da toma de medicamentos (os antibióticos interferem na cultura de

sangue), o uso dos frascos adequados (frascos específicos para hemocultura, cuja cor e

formato variam de fabricante para fabricante, mas que têm em comum o princípio de

utilização), a escolha da técnica para a colheita de amostra (no uso de seringa e agulha o risco

de contaminação é aumentado, devido à realização de várias manipulações durante a colheita,

como a inoculação dos frascos, além de aumentar também o risco de punção acidental do

técnico, devido ao uso de agulha) e, principalmente, a preparação do local de flebotomia (é

necessária uma assepsia rigorosa para prevenir a contaminação da amostra com bactérias da

flora microbial da pele do utente).

Apesar dos protocolos de colheita e assepsia serem diferentes entre as várias instituições

hospitalares, é da inteira responsabilidade do técnico que realiza estas tarefas conhecer estes

protocolos e assegurar um seguimento rigoroso dos mesmos durante todo o processo, de

forma a evitar a alteração por factores externos dos resultados analíticos.

15

4. Bibliografia

1. Instituto Nacional de Saúde, Dr. Ricardo Jorge, ONSA. Orientações para a

elaboração de um manual de boas práticas em bacteriologia. 2004, Programa

Nacional de Controlo de Infecção;

2. Patrick R. Murray, PhD and Henry Masur, MD. Current Approaches to the Diagnosis

of Bacterial and Fungal Bloodstream Infections in the Intensive Care Unit, Crit Care

Med. 2012;40(12):3277-3282. Parcialmente disponível em

<http://www.medscape.com/viewarticle/775159>;

3. Dr. Carlos A. G. Ferraz Jr. e Dr. Hamilton Bonilha, Hospital dos fornecedores de

Cana. Protocolo de atendimento, Rotina de Hemoculturas. Disponível em

<http://www.hfcp.com.br/atualizacao_31_07/ccih.pdf>;

4. Cockerill, F.R., J.W. Wilson, E.A. Vetter, A.M. Goodman, C.A. Torgerson, W.S.

Harmsen, C.D. Schleck, D.M. Ilstrupt, J.A. Washington II and W.R. Wilson. Optimal

test parameters for blood cultures. Clin. Infect. Dis. 2004. 38:1724-1730;

5. Lee, A., L. Mirret, B. Reller and M.P. Weinstein. Detection of Bloodstream Infection

in Adults: How Many Blood Cultures are Needed. J. Clin. Microbiol. 2007. 45(11):

3546-3548;

6. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Manual de microbiologia clínica para o

controle de infecção relacionada à assistência à saúde, Módulo 4. 1ª edição, 2010,

Brasil;

7. Instituto Nacional de Saúde, Dr. Ricardo Jorge, ONSA. Recomendações para

prevenção da infecção associada aos dispositivos intravasculares. 2006, Programa

Nacional de Controlo de Infecção;

8. Prof. Doutor Melo Cristino. Manual de colheitas do serviço de patologia clínica do

centro hospitalar lisboa norte. 3ª edição, 2011, Hospital de Santa Maria – Serviço de

Patologia Clínica;

9. Bennett Jr, I.L. and P.B. Beeson. Bacteremia: a consideration of some experimental

and clinical aspects. 1954. Yale J Biol Med 26:241-262;

10. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Principles and Procedures for

Blood Cultures; Approved Guideline. CLSI document M47-A. Clinical and

Laboratory Standards Institute, Wayne, Pennsylvania, USA, 2007;

16

11. Johns Hopkins Medicine. Microbiology, Blood, Specimen Collection Overview.

Disponível em

<http://www.hopkinsmedicine.org/microbiology/specimen/blood.html>;

12. Laboratório de Microbiologia do Hospital Santa Maria. Informações sobre a colheita

de produtos biológicos para exame microbiológico. Disponível em <

http://www.hsm.min-saude.pt/hsmintra/tabid/429/Default.aspx>;

13. Ruth E. McCall, Cathee M. Tankersley. Phlebotomy Essentials. 5ª Edição, 2012,

Lippincott Williams & Wilkins;

14. Riley, J.A., B.J. Heiter and P.P. Bourbeau. Comparison of recovery of blood culture

isolates from two BacT/ALERT FAN aerobic blood culture bottle with recovery from

one FAN aerobic bottle and one FAN anaerobic bottle. J. Clin. Microbiol. 2003;

41:213-217;

15. Ntobeko Ntusi, Lindsey Aubin, Stephen Oliver, Andrew Whitelaw, Marc Mendelson.

Guideline for the optimal use of blood cultures. December 2010, Vol. 100, No. 12

South African Medical Journal;

16. Roberto Duarte. Gestão Estratégica em Medicina Laboratorial. Edição 53, 2009,

Sociedade Brasileira de Patologia Clínica e Medicina Laboratorial. Disponível em

<http://www.sbpc.org.br/imgs/publ/fb9d6b6cbb6dcb5b63309885a5b6e6f8.pdf>.