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MESTRADO
MEDICINA LEGAL
Toxicidade da Exposição Profissional a
Formaldeído e a Xilol nos Laboratórios de
Anatomia Patológica e Patologia Forense:
Utilização de Reagentes Alternativos
João Manuel Vale
M2019
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João Manuel Baptista do Vale
Toxicidade da Exposição Profissional a Formaldeído e a Xilol nos
Laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense:
Utilização de Reagentes Alternativos
Dissertação de Candidatura ao Grau de Mestre em
Medicina Legal submetida ao Instituto de Ciências
Biomédicas Abel Salazar da Universidade do Porto.
Orientador – Prof. Doutora Maria José Pinto da Costa.
Categoria – Professora Associada Convidada.
Afiliação – Instituto de Ciências Biomédicas de Abel
Salazar da Universidade do Porto; Instituto Nacional de
Medicina Legal e Ciências Forenses, I.P.
Co-orientador – Prof. Doutora Catarina Eloy.
Categoria – Diretora Técnica do Serviço de Anatomia
Patológica do Instituto de Patologia e Imunologia
Molecular da Universidade do Porto (Ipatimup
Diagnósticos).
Afiliação – Instituto de Patologia e Imunologia Molecular
da Universidade do Porto (Ipatimup Diagnósticos).
ii
iii
AGRADECIMENTOS
Quero agradecer à Prof. Doutora Maria José Pinto da Costa por todo o apoio dado
na execução desta dissertação e por todos os conhecimentos adquiridos ao longo destes
anos. Sem dúvida é a minha maior referência na área das Ciências Forenses.
À Prof. Doutora Catarina Eloy por ser um exemplo profissional a seguir, por todos
os conhecimentos transmitidos na área profissional e pessoal, pelo apoio na execução
deste trabalho e por me ter dado energia para concluí-lo.
Aos meus colegas e amigos de trabalho, por toda a paciência e incentivo diário
para comigo. Aos meus familiares e amigos, por tudo. Não preciso de referir nomes,
todos eles sabem quem são.
Muito obrigado!
iv
Conteúdo sem conflitos de interesse a declarar.
v
RESUMO
Nos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense utilizam-se diversos
reagentes, como o formaldeído e o xilol, que são uma fonte de risco químico ocupacional.
A toxicidade do formaldeído exprime-se de diversas formas, como irritações, alterações
neurológicas, tumores nasais e leucemias. A exposição ao xilol pode resultar em irritação
do nariz e garganta, problemas pulmonares, efeitos cardiovasculares e depressão do
sistema nervoso central. Desta forma, é importante substituir estes reagentes por outros
menos nocivos e com características técnicas equiparadas. Assim, este trabalho de
revisão bibliográfica teve como principal objetivo a demostração de reagentes substitutos
do formaldeído e xilol e expor as propriedades físico-químicas, vantagens e
desvantagens destes reagentes alternativos e se há potencialidades da sua aplicação
prática. O FineFIX®, o RCL2® e o Glioxal são exemplos de reagentes substitutos do
formaldeído, que apresentam bons resultados na preservação da morfologia tecidular e
na integridade molecular dos tecidos. O isopropanol, MileGREEN®, Ottix Plus® e SBO®
são exemplos de reagentes substitutos do xilol, com bons resultados na desparafinação e
na diafanização. Todos os substitutos do formaldeído revistos apresentam bons
resultados, sendo que não se consegue eleger um fixador alternativo com total
convicção, comparativamente ao formaldeído. O Ottix Plus® pode ser substituto integral
do xilol, uma vez que pode ser usado em todas as etapas na rotina laboratorial.
Independentemente do reagente substituído, é necessário que seja sempre executado a
validação e viabilidade da aplicação dos substitutos, realizando-se testes experimentais
para avaliar a potencial implementação na rotina laboratorial.
Palavras-chave: Anatomia Patológica, Formaldeído, Xilol, Risco Químico, Reagentes
Alternativos
vi
TRACT
vii
ABSTRACT
Pathological Anatomy and Forensic Pathology laboratories use various reagents, such as
formaldehyde and xylene, which are a source of occupational chemical risk.
Formaldehyde toxicity is expressed in various ways, such as irritation, neurological
changes, nasal tumors and leukemias. Exposure to xylene may result in nose and throat
irritation, lung problems, cardiovascular effects and central nervous system depression. It
is therefore important to replace these reagents with less harmful ones with similar
technical characteristics. Thus, this review work aimed at demonstrating formaldehyde
and xylene substitute reagents and exposing the physicochemical properties, advantages
and disadvantages of these alternative reagents and whether there is potential for their
practical application. FineFIX®, RCL2® and Glyoxal are examples of formaldehyde
substitute reagents that have good results in preserving tissue morphology and tissue
molecular integrity. Isopropanol, MileGREEN®, Ottix Plus® and SBO® are examples of
xylene substitute reagents with good deparaffinization and diaphanization results. All
reviewed formaldehyde substitutes have good results, and it is not possible to choose an
alternative fixator with full conviction compared to formaldehyde. Ottix Plus® can be an
integral substitute for xylene as it can be used at all stages in the laboratory routine.
Regardless of the reagent replaced, the validation and feasibility of substitute application
must always be performed and experimental tests performed to assess potential
implementation in the laboratory routine.
Keywords: pathological anatomy, formaldehyde, xylene, chemical hazard, alternative
reagents
viii
ix
ÍNDICE
1 – INTRODUÇÃO 2
1.1 – Poluição ambiental e qualidade do ar exterior 2
1.2 – Qualidade do ar interior 3
1.3 – Orgânica dos Laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense 6
1.3.1 – Autópsia 8
1.3.2 – Fixação de tecidos biológicos 8
1.3.3 – Macroscopia 9
1.3.4 – Processamento de tecidos 11
1.3.5 – Inclusão e corte histológico 12
1.3.6 – Coloração por Hematoxilina-Eosina 12
1.3.7 – Citopatologia 13
1.3.8 – Técnicas complementares de diagnóstico em Anatomia Patológica 15
1.4 – Gestão do risco químico em Anatomia Patológica 16
1.5 – Toxicidade do formaldeído 20
1.6 – Toxicidade do xilol 26
2 – JUSTIFICAÇÃO DO TEMA E OBJETIVOS 29
3 – SUBSTITUTOS DO FORMALDEÍDO 31
3.1 – FineFIX® 31
3.2 – RCL2® 32
3.3 – Glioxal 33
4 – SUBSTITUTOS DO XILOL 35
4.1 – Isopropanol 36
4.2 – MileGREEN® 37
4.3 – Ottix Plus® 37
4.4 – SBO® 38
5 – DISCUSSÃO E CONSIDERAÇÕES FINAIS 39
6 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 42
x
ÍNDICE DE FÍGURAS
Figura 1 – Esquema geral organizacional de um Laboratório de Anatomia Patológica e sua relação com as diferentes valências.
7
Figura 2 – Retalho de pele com lesão irregular de cor acastanhada. 10
Figura 3 – Colheita de fragmentos referentes à amostra histológica representada na
Figura 2.
10
Figura 4 – Exemplo de um protocolo da coloração de Hematoxilina e Eosina,
demonstrando os reagentes químicos necessários para a sua execução.
14
Figura 5 – Fórmula molecular do formaldeído: estrutura plana (à esquerda) e
estrutura espacial/ tridimensional (à direita).
20
Figura 6 – Metabolismo do formaldeído. 23
Figura 7 – Fórmula molecular dos isómeros do xileno: Orto-xileno, Para-xileno e
Meta-xileno, respetivamente.
26
xi
ÍNDICE DE TABELAS
Tabela 1 – Características físico-químicas do formaldeído. 21
Tabela 2 – Características físico-químicas do xilol. 27
Tabela 3 – Sintomatologia dos diversos sistemas do organismo associada
relacionada com a dose e o tempo de exposição ao xileno
28
Tabela 4 – Aplicações práticas do formaldeído e do xilol nas diferentes valências da
Anatomia Patológica.
30
Figura 5 – Fórmula molecular do formaldeído: estrutura plana (à esquerda) e
estrutura espacial/ tridimensional (à direita).
20
Figura 6 – Metabolismo do formaldeído. 23
Figura 7 – Fórmula molecular dos isómeros do xileno: Orto-xileno, Para-xileno e
Meta-xileno, respetivamente.
26
Conteúdo sem conflitos de interesse a declarar.
INTRODUÇÃO
2
1 – INTRODUÇÃO
1.1 – Poluição ambiental e qualidade do ar exterior
No início do século XX, o ar necessário para a respiração de todos os seres vivos
do planeta ainda não era considerado um problema porque acreditava-se que este
estaria constantemente a ser renovado (1).
Novas fontes de poluição, como a queima de combustíveis fósseis pelos motores
na expensão industrial, levaram à contaminação exacerbada do ar (2). A poluição
atmosférica foi, e é, uma consequência provocada principalmente por atividade antrópica
e que, em concentrações elevadas, reduz consideravelmente a qualidade do ar ambiental
levando à incidência de problemas de saúde em todos os seres vivos (3). Quando
subsistem no ambiente uma ou mais substâncias químicas que, a determinadas
concentrações, são capazes de provocar malefícios em seres humanos, animais, flora ou
mesmo materiais, o ar é considerado poluído (2-4).
Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), na população mundial, 90%
das pessoas respiram ar poluído e contaminado. De acordo com o relatório da OMS,
anualmente morrem sete milhões de pessoas por etiologia diretamente relacionada com
a poluição e os níveis de contaminação permanecem gravemente elevados em várias
regiões mundiais. Em causa está a poluição com partículas microscópicas que penetram
no sistema respiratório e cardiovascular, conduzindo a patologias potencialmente letais,
como derrames cerebrais, ataques cardíacos, obstruções pulmonares e infeções
respiratórias (5).
Estudos e ações relacionas com a poluição atmosférica indicam que a qualidade
do ar influencia seriamente a qualidade de vida humana (2,3). Consequentemente,
pesquisas relacionadas com a qualidade do ar ambiental provocaram desenvolvimentos
científicos sobre a qualidade do ar interior, devido à similaridade das consequências entre
as duas áreas (3,4,6). Questões relacionadas com a qualidade do ar interior de divisões
fechadas tem adquirido crescente expressão nas áreas científica, técnica e legal devido à
frequência de determinadas patologias correlacionadas diretamente com a exposição de
determinados agentes patogénicos e químicos (6).
3
1.2 – Qualidade do ar interior
Há algumas décadas, o único requisito solicitado na construção de um edifício
dizia respeito às condições adequadas para que os utilizadores realizassem as suas
atividades, independentemente dos seus fins. No decorrer dos anos e com a evolução do
conhecimento sobre qualidade do ar interior e exterior ao edifício, novas exigências foram
progressivamente adicionadas às condições básicas de construção, como a segurança
estrutural e impermeabilidade e/ou estanqueidade a chuvas. O conforto, seja
higrotérmico, visual, olfativo ou auditivo, por sua vez foi sendo privilegiado (7).
Novos produtos foram engendrados e novas técnicas construtivas foram
materializadas contribuindo para locais adaptados para diversas atividades com menor
gasto monetário possível (7,8). A evolução dos edifícios determinou novos estímulos,
nomeadamente na vertente económica e energética, mais evidente após a crise do
petróleo nos anos setenta (8). Com a subida do preço dos combustíveis, desencadeou
um corrente mundial de preservação energética, resultando, consequentemente, em
edifícios com poucas aberturas para ventilação (7-10).
Para além dos edifícios se tornarem cada vez mais fechados, o grau de
automatização também aumentou. A sua dependência de controlos computadorizados
(sistemas forçados de ventilação, sistemas de ar condicionado, entre outros) foi
crescendo (9). Diminuições nos gastos energéticos foram possíveis pela implementação
de computadores para controlar a variação das quantidades de ar introduzidas no
edifício, baseadas somente em requisitos de carga térmica nos espaços ocupados. O
único critério usado, no que diz respeito ao ar interior, foi a temperatura e a humidade.
Paralelamente, outros parâmetros envolvendo a qualidade do ar interior foram ignorados
(8-10).
Se, por um lado, houve um cuidado acrescido com a economia energética, por
outro, a qualidade do ar interior foi deixada para segundo plano. Avanços nos sistemas
automatizados provocaram uma redução drástica nas perdas de energia nos últimos
trinta anos e as taxas de infiltração de ar decresceram (9). Como resultado deste
acontecimento, as concentrações médias dos diversos poluentes no ar interno
aumentaram consideravelmente (7).
O número de registos sobre os efeitos prejudiciais da exposição a uma
inadequada qualidade do ar interior no conforto e saúde do ser humano tem vindo a
aumentar, motivo pela qual o estudo do ambiente interior tem vindo a merecer crescente
interesse (10).
4
Segundo alguns autores, a incidência de poluentes no ar em ambientes fechados
é frequentemente superior à do exterior (11-13).
A qualidade do ar interior é influenciada pelos seguintes fatores: o ar exterior; os
materiais de construção e revestimento; e os sistemas de climatização, comummente
denominados por ar condicionado (11). Considera-se os materiais como difusores de
substâncias poluentes do ar interior, assumindo-se uma importância crescente com
consequência de duas tendências gerais na prática de construção, especificamente a
aplicação de novos materiais e produtos de construção sintéticos, à base de derivados do
petróleo (12). Os sistemas de climatização, aplicados maioritariamente como conforto
ambiental, são produtores de poluição, em maior percentagem de natureza biológica,
pela incorreta ou inexistente limpeza e/ou troca dos filtros e devido às condições
climatéricas diversificadas (11,13).
As estratégias para a melhoria da qualidade do ar interior focam-se no controlo na
fonte (correspondendo à aplicação do princípio da prevenção) e à ventilação (que
minimiza a concentração dos poluentes no ar) (13). Os requisitos adequados para os
níveis de ventilação fundamentam-se na análise de risco para a saúde (como as
infeções, o cancro e as doenças crónicas) e na avaliação sensorial (sintomatologia como
a fadiga e irritação das mucosas) (13,14). Devido aos efeitos referidos é possível
padronizar valores de ventilação mínima. No entanto, como a ventilação exige um
consumo elevado de energia esta tenderá a ser uma solução de último recurso,
priorizando, por sua vez, a aplicação de matérias na construção e revestimento com
baixo nível de emissão de poluentes (14).
Diversos estudos demonstram uma ligação direta entre determinadas
concentrações de poluentes com problemas de saúde como alergias, asma, bronquite,
pneumonia, cancro pulmonar, entre outras (15). A prevalência destas patologias
aumentou nas décadas recentes, sendo que a ocorrência de doenças alérgicas e
asmáticas duplicou em países desenvolvidos (12,16). Estas patologias abrangem uma
das nove maiores problemáticas atuais para a saúde pública, envolvendo imensos custos
médicos e terapêuticos (16). Acredita-se que a deterioração da qualidade do ar interior é
a principal etiologia para o incremento destas doenças (17).
Paralelamente aos problemas de saúde relacionados a uma deficiente qualidade
do ar interior, existem fatores, como o absenteísmo e baixa de produtividade laboral, que
não são facilmente identificados e que podem estar relacionados com a deterioração do
ar interior (18). As patologias provocadas por um ambiente interior poluído estão entre os
principais motivos de ausência do período laboral, nos Estados Unidos e na Europa.
Estudos comprovam que uma melhoria da qualidade do ar interior tem um efeito
5
significativamente positivo na produtividade (16,18).
Os sintomas e doenças relacionados com edifícios que apresentam um ar
deficitário podem ser classificados em “Síndrome do Edifício Doente” (SED) e “Doenças
Relacionadas com Edifícios” (DRE). O SED define-se como uma situação na qual os
ocupantes apresentam sintomatologia aguda sem uma etiologia percetível e sem a
hipótese de corroboração de uma causa, sendo, por isso, desconhecida (19,20). O
conceito SED é também utilizado para relatar ocorrências em que uma anómala
percentagem dos ocupantes (pelo menos 20%) exibe sintomas agudos e desconforto,
que aparentemente estão relacionados com o tempo passado no interior do edifício. As
causas dos relatos dos ocupantes são multifatoriais (11,19). A sintomatologia mais
frequente do SED passa por irritação e obstrução nasal, desidratação e irritação dérmica,
irritação e secura na mucosa oral e olhos, cefaleias, letargia e fadiga generalizada que
provoca falta de concentração (20-22). O SED envolve interação multifatorial de natureza
física, química, biológica e psicológica. A etiologia foca-se maioritariamente na anómala
conceção estrutural do edifício; ventilação desajustada; fraca filtração do ar; escassa
manutenção e limpeza das instalações; contaminação das condutas dos sistemas de
aquecimento, ventilação e ar condicionado (AVAC); e detritos produzidos pelo
metabolismo humano. A presença de odores, quer causem ou não sintomas, também se
relaciona a uma má qualidade do ar. Estudos indicam que taxas de ventilação mais
elevadas estão relacionadas a um decréscimo da prevalência dos sintomas do SED
(13,21-23). Geralmente os sintomas associados ao SED desaparecem quando os
ocupantes permanecem afastados de um ambiente inadequado, no entanto existem
casos onde a sintomatologia só é ultrapassada após tratamento médico (22,23). As DRE
associam-se a determinadas doenças que estão diretamente relacionados a eventuais
contaminantes (conhecidos) do ar dentro de um edifício. Nesta situação, ocorre a
persistência dos sintomas após a saída do espaço envolvido e os afetados podem
mesmo necessitar de um intervalo de tempo mais alongado de recuperação. As doenças
desta índole incluem infeções, reações alérgicas e reações imunológicas (24,25).
Como verificado, a estrutura dos edifícios pode ser uma fonte de contaminação
com extrema relevância no que toca à qualidade do ar e à saúde dos ocupantes. Esta
situação torna-se ainda mais problemática quando, em contexto ocupacional, se
manipulam reagentes químicos, biológicos e radioativos.
6
1.3 – Orgânica dos Laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense
A Anatomia Patológica é uma especialidade médica responsável pela análise
morfológica e molecular de órgãos, tecidos e células, cujo principal objetivo é determinar
ou contribuir decisivamente para o diagnóstico macro e microscópico de patologias, com
implicações na terapêutica e prognóstico, bem como na sua prevenção e deteção
precoce. Esta área médica pode subdividir-se em cinco grandes valências
(detalhadamente verificadas na Figura 1): a histopatologia (biópsias e peças cirúrgicas); a
citopatologia (esfoliativa e aspirativa); os exames per-operatórios (exames
extemporâneos); técnicas complementares de diagnóstico; e a autópsia (26,27).
A base metodológica da Anatomia Patológica foca-se na observação macro e
microscópica, podendo auxiliar-se na realização de técnicas complementares para uma
interpretação diagnóstica mais precisa e detalhada (26). As técnicas complementares de
diagnóstico incluem a imunohistoquímica, a histoquímica, a hibridização in situ, a captura
híbrida, a biologia molecular, entre outras. Estas técnicas possibilitam identificar
especificamente agentes patogénicos de origem biológica, química ou física; caracterizar
a patogénese de lesões; identificar alvos terapêuticos e fatores preditivos à resposta
terapêutica; deteção de mutações genómicas somáticas e germinativas; e alterações
microscópicas que caracterizam os mecanismos de morte de um determinado indivíduo
(26-28).
Os laboratórios de Anatomia Patológica e de Patologia Forense são organizados
por uma panóplia de profissionais com funções específicas e fundamentais, como
médicos patologistas, técnicos de Anatomia Patológica, administrativos e auxiliares de
saúde (26,27). O médico patologista tem um papel fulcral na Anatomia Patológica,
principalmente no diagnóstico microscópico. O técnico de Anatomia Patológica contribuí
na execução de todas as técnicas necessárias ao diagnóstico anatomopatológico,
estando submetido a um ambiente com elevado risco biológico, químico e ergonómico
(30).
7
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8
1.3.1 – Autópsia
As autópsias anátomo-clínicas facultam informações relevantes para validação de
condutas clínico-terapêuticas nos hospitais, contribuindo para a recolha de dados
epidemiológicos relativos à mortalidade no país e no mundo (27). Possibilitam, ainda, a
educação médica e técnica, continuando a ser uma forma de investigação de novas
patologias, da ação de patogénicos e dos efeitos de determinados agentes terapêuticos.
Em suma, as autópsias anátomo-clínicas são realizadas sempre em contexto clínico
(27,30).
Paralelamente, a autópsia médico-legal integra-se numa especialidade médica
distinta, a medicina legal, que, por sua vez, é uma das imensas valências que incorporam
as Ciências Forenses (27,31). Desta forma, a autópsia médico-legal trata-se de um tipo
de perícia, sendo um meio de prova processual (penal ou de jurisdição laboral). No
momento da autópsia médico-legal propriamente dita (executadas por médicos legistas,
técnicos de Anatomia Patológica, Citológica e Tanatológica e auxiliares de Tanatologia),
são colhidos tecidos e/ou órgãos de interesse para serem processados e analisados no
laboratório de Anatomia Patológica, comummente denominado por laboratório de
Patologia Forense. Neste contexto, todo o procedimento técnico da amostragem é
comum em ambos os tipos de autópsia, tendo apenas a análise microscópica (relatório
final) objetivos distintos (31).
Na colheita de fragmentos e/ou órgãos para a análise histológica é fundamental a
preservação dos mesmos, por outras palavras, uma adequada fixação. Desta forma,
garante-se a integridade celular desde a colheita até ao diagnóstico microscópico.
1.3.2 – Fixação de tecidos biológicos
A fixação tem como objetivo a preservação das células e tecidos o mais próximo
possível do seu estado in vivo, evitando a degradação dos componentes tecidulares,
incluindo proteínas, péptidos, ácido ribonucleico mensageiro (mRNA), ácido
desoxirribonucleico (DNA) e lípidos (32). Este processo impede também a destruição de
estruturas macromoleculares, como membranas citoplasmáticas, retículo endoplasmático
liso, retículo endoplasmático rugoso, membranas nucleares, lisossomas e mitocôndrias
(32,33).
A fixação apropriada dos tecidos para análise histológica é extremamente
importante. Quando ocorre algum problema com este processo o diagnóstico
9
anatomopatológico tornar-se-á ineficaz e praticamente inútil. Por isso, é fundamental a
fixação de todos os produtos histológicos, independentemente da sua proveniência
(autópsia ou pequena e grande cirurgia) (33).
O estudo da função e estrutura dos tecidos biológicos levou ao desenvolvimento
de inúmeros tipos de fixadores ao longo dos anos. Os mecanismos e princípios pelos
quais os fixadores atuam para endurecer e preservar os tecidos biológicos e prevenir a
perda molecular são imensamente diversificados. Estes processos incluem a adição
covalente de grupos reativos e de ligações cruzadas, desidratação, efeito de ácidos,
formação de sais e reações exotérmicas. Os fixadores compostos podem funcionar com
a combinação destas reações físico-químicas (34).
Apesar de cada fixador ter vantagens, todos eles apresentam imensas
desvantagens, como a perda molecular; aumento ou retração tecidular; variações na
qualidade das técnicas de histoquímica e imunohistoquímica; e ineficácia na preservação
de estruturas e componentes celulares para a realização de exames bioquímicos e
técnicas de biologia molecular (34,35).
O formaldeído a 10% tamponado é o fixador mais utilizado nos laboratórios de
Anatomia Patológica e Patologia Forense (34-36). A fixação com este reagente é um
processo químico demorado e que ocorre através da sua reação com os grupos reativos
das proteínas que leva à formação de pontes metilénicas entre as moléculas do tecido. A
rede proteica formada evita a difusão das moléculas, tornando-as insolúveis (34,35). Este
fixador evita o crescimento de microrganismos; permite a preservação morfológica ideal
dos tecidos; mantém a estabilidade dos tecidos durante décadas; evita a retração
excessiva dos tecidos; endurece ligeiramente os tecidos de forma a melhorar o corte
histológico; é compatível com a maioria das técnicas histoquímicas e imunohistoquímica;
e é relativamente barato e fácil de preparar e manusear (34-36).
Um dos maiores problemas da fixação com formaldeído é a perda do
imunoreconhecimento de antigénios tecidulares após a etapa de processamento de
tecidos, nomeadamente com a embebição dos fragmentos biológicos com parafina
(37,38). No entanto, com a descoberta da recuperação antigénica (através de calor, por
exemplo) antes da aplicação de técnicas imunohistoquímicas foi possível reverter esta
problemática (37-39).
1.3.3 – Macroscopia
A macroscopia (também denominada registo macroscópico) compreende a
10
descrição e identificação de tecidos ou órgãos removidos cirurgicamente ou provenientes
de autópsias, associando as suas características macroscópicas a determinadas
patologias. Os fragmentos histológicos representativos resultantes deste procedimento
são fundamentais para estabelecer um diagnóstico (clínico ou mecanismo de causa de
morte) e podem determinar o prognóstico e decisões terapêuticas (40).
A macroscopia é a primeira etapa do exame anatomopatológico. Nesta fase as
amostras histológicas são rececionadas já fixadas em formaldeído de forma a manter a
integridade tecidular e viabilizar o exame (36). O volume de fixador ideal é 10 a 15 vezes
superior ao volume da amostra, de forma a não saturar o reagente e a garantir uma
fixação eficaz. Em produtos biológicos com maiores dimensões pode haver necessidade
de acondicioná-los, isto é, realizar uma pré-disseção de forma a facilitar e permitir uma
correta penetração do fixador nos tecidos (36,40).
Esta valência é da responsabilidade médica, no entanto, na última década, os
técnicos de Anatomia Patológica desenvolveram conhecimentos nesta área e tornaram-
se autónomos na execução deste procedimento (41).
Devido à diversa complexidade dos produtos histológicos que podem ser
registados, os médicos patologistas e técnicos de Anatomia Patológica ficam expostos
(direta ou indiretamente) ao fixador durante praticamente todo o seu horário laboral.
Após a descrição macroscópica sucedida da colheita de fragmentos
representativos, cada um deles é colocado em cassetes histológicas devidamente
identificadas, como exemplificado nas Figuras 2 e 3, e, posteriormente, essas cassetes
seguem uma nova etapa – o processamento de tecidos.
Figura 2 – Retalho de pele com lesão irregular
de cor acastanhada.
(Imagem obtida em: Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's
Theory and Practice of Histological Techniques. 7th ed. Churchill
Livingstone, Elsevier: 2013. p.98)
Figura 3 – Colheita de fragmentos referentes à
amostra histológica representada na Figura 2.
(Imagem obtida em: Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's
Theory and Practice of Histological Techniques. 7th ed. Churchill
Livingstone, Elsevier: 2013. p.98)
11
1.3.4 – Processamento de tecidos
Após a colheita de fragmentos na macroscopia, estes devem ser processados de
forma a impregnar no tecido um meio firme o suficiente para permitir cortes com
espessura apropriada para observação microscópica (42). O processamento de tecidos,
convencionalmente, tem como etapas a fixação, a desidratação, a diafanização e a
impregnação. Este processo é realizado de forma automatizada num aparelho
denominado processador de tecidos (42-44).
A fixação com formaldeído no processamento histológico é uma etapa facultativa
mas quase sempre utilizada, garantindo a fixação adequada dos fragmentos biológicos.
Também permite que este procedimento técnico seja programado para um intervalo de
tempo de interesse, fazendo com que os fragmentos fiquem submetidos em agente
fixador até ao início do processamento (44).
A desidratação é alcançada através de passagens sucessivas em etanóis de
concentrações sucessivamente crescentes, permitindo a remoção do fixador e de água
dos tecidos (45). A água está presente nos tecidos sob a forma livre e sob a forma ligada.
Na forma ligada é constituinte integrante das moléculas celulares e não deve ser extraída
durante a desidratação, uma vez que a sua remoção origina uma retração excessiva,
dificulta a microtomia e provoca padrões anómalos morfológicos e de afinidade de
colorações. Por sua vez, uma desidratação incompleta impedirá a penetração do agente
diafanizador nos tecidos, o que consequentemente impedirá a uma adequada
impregnação (44,45).
A diafanização é a fase onde ocorre a substituição do agente desidratante dos
tecidos por um reagente miscível com esta solução e com o meio de impregnação. Um
diafanizador ideal deve ser solúvel na solução desidratante, para possibilitar a sua
completa remoção dos tecidos, e com o reagente utilizado na impregnação de forma a
permitir a sua total penetração nos tecidos (45-47). Em contrapartida, um bom
diafanizador deve dissolver lípidos que, caso contrário, impediria a penetração do agente
de impregnação. O diafanizador mais comummente utilizado no processamento
histológico é o xilol. Este reagente é um excelente solvente de lípidos, no entanto, é
insolúvel em água levando a uma desidratação excessiva os tecidos porque é capaz de
remover a água ligada (45-48).
A impregnação consiste na exoneração do diafanizador dos tecidos para posterior
impregnação com o meio de inclusão. O meio de impregnação mais usado é a parafina,
que permite a obtenção de cortes histológicos de qualidade. Os tecidos que não
impregnam suficientemente não ficam bem processados, ficando com uma consistência
12
amolecida. Por outro lado, os fragmentos submetidos demasiado tempo em banhos de
parafina apresentam uma redução significativa do tamanho e quebradiços, dificultando a
fase de inclusão e corte (45,46,48).
1.3.5 – Inclusão e corte histológico
Uma vez terminado o processamento histológico, as cassetes contendo os
fragmentos histológicos são removidas do processador e colocadas num aparelho de
inclusão (44). Durante a inclusão, os fragmentos de cada cassete são introduzidos,
devidamente orientados num molde metálico com parafina líquida (devido ao seu
aquecimento a mais de 55ºC). O fundo do molde é arrefecido na placa fria do
equipamento, onde se exerce pressão sobre os fragmentos para assegurar que estes
ficam completamente representados no mesmo plano de corte. Posteriormente, as
cassetes são colocadas sobre os respetivos moldes e este é deixado a arrefecer numa
placa fria, formando-se, desta forma, um bloco de parafina (44,49).
O corte histológico é conseguido através da utilização de um micrótomo que
permite o corte a fina espessura do tecido incluído no bloco de parafina para
posteriormente ser aderido a uma lâminas de vidro e, despois de corado, é visualizado ao
microscópio ótico. Inicialmente, é efetuado o desbaste dos blocos a uma espessura entre
5 a 30 micrómetros, com o objetivo de remover a parafina que se encontra sobre o tecido
de forma a expor por completo a superfície do fragmento. De seguida, com o bloco
gelado, é efetuado o corte histológico a 3 ou 4 micrómetros, com o auxílio de um banho
com água fria e um banho com água quente para facilitar a extensão e recolha em lâmina
de vidro. Por fim, as lâminas contendo os cortes histológicos são colocadas em suportes
apropriados para se proceder à coloração (44,49).
1.3.6 – Coloração por Hematoxilina-Eosina
A coloração de rotina nos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia
Forense é a coloração de Hematoxilina-Eosina (49-51). Esta coloração consiste na
aplicação de dois corantes, a hematoxilina e a eosina, e outros reagentes químicos em
cortes histológicos e tem como objetivo evidenciar as estruturas celulares dos tecidos,
demonstrando as diferentes características nucleares, citoplasmáticas e extracelulares
(50,51).
13
A hematoxilina é um corante básico catiónico, derivado da hemateína (45,52,53).
Este reagente não possui por si só propriedades corantes até a hemateína ser oxidada e
combinada com um mordente (45). A hematoxilina cora a cromatina e outros
componentes celulares ácidos, como os ribossomas e o retículo endoplasmático rugoso.
Tecidos bem processados e corados demonstram núcleos vesiculares, exibem uma
membrana nuclear corada de azul e cromatina bem definida. Um bom detalhe
intranuclear possibilita observar e avaliar padrões característicos e variados de
condensação da cromatina o que permite caracterizar o tipo celular e eventual
associação a um tipo de patologia (45,52,53).
Em contrapartida, a eosina é um corante ácido aniónico, corando a maioria dos
organelos celulares, citoplasma e componentes da matriz extracelular. Amostras bem
processadas e coradas apresentam uma coloração com várias tonalidades que
demonstra três padrões de rosa entre eritrócitos, colagénio e músculo liso (52,53). Para
além da utilização dos corantes referidos anteriormente na técnica de coloração de
Hematoxilina-Eosina, é necessário utilizar uma série de reagentes químicos para que se
obtenha uma lâmina com um corte histológico corado com qualidade (Figura 4). No final
da coloração, o corte histológico corado é protegido com um meio de montagem sintético
seguido de uma lamela, não só para permitir a sua visualização ao microscópio mas
também para preservar a coloração do tecido (54,55).
1.3.7 – Citopatologia
A citopatologia é a valência da Anatomia Patológica que se foca na análise de
células recolhidas de um determinado tecido ou órgão do organismo. Uma citologia
permite avaliar a morfologia celular, o seu crescimento e a sua função através das
alterações celulares induzidas por processos patológicos, desde inflamação até
neoplasias. É também utilizada como forma de rastreio, como a citologia cérvico-vaginal
(56).
Independentemente da forma de acondicionamento de uma citologia, todas as
amostras passam por um procedimento técnico até chegar à lâmina corada para
diagnóstico anatomopatológico. Existem algumas colorações aplicadas em citopatologia,
consoante a natureza e acondicionamento da amostra, no entanto, na fase final da
coloração, as lâminas são sempre submetidas a xilol para posterior montagem com meio
sintético e lamela (57-58).
Diversas vezes a amostra citológica é envolvida em gel sintético para passar a ser
14
Figura 4 – Exemplo de um protocolo da coloração de
Hematoxilina e Eosina, demonstrando os reagentes
químicos necessários para a sua execução.
15
tratada como um exame histológico – técnica denominada por citobloco – passando por
todo o procedimento técnico histológico, a partir do processamento histológico (59).
1.3.8 – Técnicas complementares de diagnóstico em Anatomia Patológica
A histoquímica é uma técnica complementar de diagnóstico que tem como
objetivo evidenciar e identificar determinadas estruturas e/ou constituintes tecidulares,
certos microrganismos (como fungos e bactérias) e pigmentos, com a finalidade de
distingui-los através da utilização de diversos reagentes químicos que reagem com
determinados elementos, provocando produtos corados. Existe uma panóplia de
colorações histoquímicas aplicadas com diversos objetivos, auxiliando o diagnóstico
anatomopatológico. Com a necessidade de utilização de inúmeros químicos, a
histoquímica é uma fonte de risco químico (60,61).
A imunohistoquímica é uma técnica que utiliza anticorpos específicos de forma a
detetarem antigénios de interesse em tecidos ou células, fundamentadas na interação
que ocorre entre os antigénios e anticorpos (60-62). Desta forma, os anticorpos
reconhecem o antigénio específico e liga-se a este possibilitando, através de sistemas de
deteção, a formação de um precipitado colorido e insolúvel no local do complexo de
ligação antigénio-anticorpo, proporcionando a sua visualização microscópica no tecido ou
células na região onde a marcação foi sucedida (60,61). Esta técnica tem as suas
principais aplicações no estudo de doenças infeciosas, degenerativas e neoplásicas. No
caso das neoplasias, a imunohistoquímica tem um papel preponderante não só quanto ao
seu diagnóstico para diferenciação entre maligno e benigno, caraterização da
histogénese e patogénese, e caraterização da origem de metástases, mas também
auxilia no prognóstico e indicação terapêutica. Tal como a histoquímica, esta valência
uma fonte de risco químico (61,62).
16
1.4 – Gestão do risco químico em Anatomia Patológica
A gestão de riscos é uma vertente central e essencial de todo o trabalho dos
laboratórios de Anatomia Patológica e de Patologia Forense (63).
Existem normas de certificação e acreditação europeias e diretivas nacionais que
garantem a segurança dos trabalhadores, pacientes e público em geral. Ao nível
ocupacional evita lesões, doenças e fatalidades relacionadas com o trabalho, emitindo e
aplicando padrões de segurança e saúde (61,63).
Os trabalhadores têm o direito em trabalhar em ambientes onde os riscos para a
saúde e segurança são adequadamente controlados (ou seja, minimizados). Segundo as
leis de segurança na saúde, a principal responsabilidade é das entidades empregadoras,
com as expectativas de que os funcionários garantam a sua própria segurança, a dos
seus colegas e pacientes, aderindo às políticas e procedimentos adequados e definidos
(63)(a),(b),(c),(d),(e),(f),(g),(h),(i).
___________________________________________________
(a) Lei n.º 102/2009, de 10 de setembro, que regulamenta o regime jurídico da promoção da segurança e saúde no trabalho, nos termos do
artigo 284.º do Código do Trabalho, aprovado pela Lei n.º 7/2009, de 12 de fevereiro (alterado pela Lei n.º 42/2012, de 28 de agosto).
(b) Decreto-Lei n.º 88/2015, de 28 de maio, que altera o Decreto-Lei n.º 141/95, de 14 de junho, que estabelece as prescrições mínimas para
a sinalização de segurança e de saúde no trabalho, alterado pela Lei n.º 113/99, de 3 de agosto; a Lei n.º 102/2009, de 10 de setembro, que
aprova o regime jurídico da promoção da segurança e saúde no trabalho, alterada pelas Leis n.os 42/2012, de 28 de agosto, e 3/2014, de 28
de janeiro; o Decreto -Lei n.º 24/2012, de 6 de fevereiro, que consolida as prescrições mínimas em matéria de proteção dos trabalhadores
contra os riscos para a segurança e a saúde devido à exposição a agentes químicos no trabalho e transpõe a Diretiva n.º 2009/161/UE, da
Comissão, de 17 de dezembro de 2009; e o Decreto-Lei n.º 301/2000, de 18 de novembro, que regula a proteção dos trabalhadores contra os
riscos ligados à exposição a agentes cancerígenos ou mutagénicos durante o trabalho.
(c) Decreto-Lei n.º 106/2017, de 29 de agosto, regula a recolha, publicação e divulgação da informação estatística oficial sobre acidentes de
trabalho.
(d) Lei n.º 113/99, de 3 de agosto, que desenvolve e concretiza o regime geral das contraordenações laborais, através da tipificação e
classificação das contraordenações correspondentes à violação da legislação específica de segurança, higiene e saúde no trabalho em
certos sectores de atividades ou a determinados riscos profissionais.
(e) Decreto-Lei n.º 24/2012, de 6 de fevereiro, que consolida as prescrições mínimas em matéria de proteção dos trabalhadores contra os
riscos para a segurança e a saúde devido à exposição a agentes químicos no trabalho e transpõe a Diretiva 2009/161/UE, da Comissão, de
17 de dezembro de 2009.
(f) Decreto-Lei n.º 41/2018, de 11 de junho, que procede à segunda alteração ao Decreto -Lei n.º 24/2012, de 6 de fevereiro, alterado pelo
Decreto -Lei n.º 88/2015, de 28 de maio, transpondo a Diretiva (UE) 2017/164 da Comissão, de 31 de janeiro de 2017, que estabelece uma
quarta lista de valores -limite de exposição profissional indicativos nos termos da Diretiva 98/24/CE do Conselho, e que altera as Diretivas
91/322/CEE, 2000/39/CE e 2009/161/CE.
(g) Decreto-Lei n.º 301/2000, de 18 de novembro, regula a proteção dos trabalhadores contra os riscos ligados à exposição a agentes
cancerígenos ou mutagénicos durante o trabalho.
(h) Decreto-Lei n.º 84/97, de 16 de abril, que transpõe para a ordem jurídica interna as Diretivas do Conselho 90/679/CEE, de 26 de
novembro, e 93/88/CEE, de 12 de Outubro, e a Diretiva 95/30/CE, da Comissão, de 30 de junho, relativas à proteção da segurança e saúde
dos trabalhadores contra os riscos resultantes da exposição a agentes biológicos durante o trabalho.
(i) Decreto-Lei n.º 141/95, de 14 de junho, que estabelece as prescrições mínimas para a sinalização de segurança e de saúde no trabalho.
17
Para cumprir a legislação e manter as normas e acreditações, um laboratório deve
apresentar uma política eficaz de gestão de riscos. De forma a minimizar ou extinguir a
ocorrência de acidentes deve-se identificar todos os riscos existentes; avaliar a
probabilidade e gravidade desses riscos; eliminar os riscos elimináveis; e reduzir o efeito
dos riscos que não podem ser eliminados (64).
Um laboratório de Anatomia Patológica, tal como qualquer entidade empregadora,
deve ter um responsável pela gestão de riscos e pela saúde e segurança dos
trabalhadores (61-65). Para funcionar de maneira eficaz e segura, todos os
procedimentos e atividades de um laboratório devem ser submetidos à análise da gestão
de risco. Os riscos nos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense são
similares a nível mundial, embora com uma variação devido às particularidades
institucionais (61,65). Não é possível evitar ou eliminar todos os riscos. É importante
identificar e perceber os riscos envolvidos nas práticas de trabalho do laboratório (61,63-
65). O responsável pela gestão de riscos e pela saúde e segurança dos trabalhadores
preocupa-se com todos os riscos associados ao laboratório e a outras organizações
relacionas com este, como os transportadores das amostras e produtos químicos,
alertando a presença de riscos que devem ser adequadamente controlados dentro ou
fora do laboratório ou da instituição em que se inserem (hospital ou centro de
investigação, por exemplo) (61). A equipa de gestão de riscos e pela saúde e segurança
dos trabalhadores tem de garantir a disponibilidade de recursos adequados para a
prestação de serviços com segurança para os funcionários e pacientes. Níveis de
pessoal e respetivas competências profissionais, tempo de resposta e qualidade dos
resultados, gestão orçamental, consumíveis, equipamentos e manutenções são outras
áreas de atuação e preocupação (61,63-65). Apesar de existirem profissionais
responsáveis pela gestão do risco, as restantes equipas devem estar conscientes que o
mau funcionamento nas suas áreas de atividade e podem contribuir para um aumento
significativo dos riscos para o próprio e para os restantes membros. Devem, por isso,
trabalhar conforme as regras de segurança estabelecidas pelo laboratório (63,64). É
relevante referir que, independentemente dos riscos que sejam identificados, as medidas
de gestão do risco implementadas devem ser auditadas regularmente para avaliar se
estão a ser cumpridas e se são apropriadas e eficazes (63). Os riscos em cada setor do
laboratório são melhor identificados pelo responsável da área e pelos restantes membros
dessa equipa, garantindo uma maior abrangência de diferentes problemáticas. Durante
esse processo de identificação, é útil subdividir os riscos em diferentes categorias (como
físicos, químico e biológicos) (61,63-64). A análise e avaliação de potenciais riscos são
uma parte essencial do processo e são utilizadas para identificar a probabilidade e a
18
gravidade dos mesmos. Ao classificar os riscos quanto à sua probabilidade e gravidade,
é possível usar uma matriz como uma ferramenta que valoriza riscos específicos. Os
incidentes e acidentes, por menos relevantes que possam parecer, devem ser registados
para que essas informações sejam trabalhadas e aplicadas melhorias (63).
Como referido anteriormente, as amostras que são rececionadas nos laboratórios
de Anatomia Patológica e Patologia Forense são sujeitas a várias etapas. Em todos estes
procedimentos, excetuando o corte histológico, os técnicos de Anatomia Patológica,
Citológica e Tanatológica manuseiam substâncias químicas como formaldeído, álcoois,
xilol, parafina, corantes e reagentes ácidos e bases (61). Há cada vez mais uma
preocupação acrescida com a exposição a reagentes químicos nocivos para a saúde e
há a necessidade de encontrar uma ferramenta credível e de fácil utilização, que
possibilite a identificação de possíveis falhas ou deficiências na manipulação dos
mesmos (61,64). Para além de haver manipulação de material biológico perigoso, a
avaliação do risco químico permite também a sensibilização de todos os trabalhadores
para esta problemática e contribui para a execução de práticas ocupacionais mais
seguras (61). O risco para a segurança e saúde dos profissionais consequente da
presença no local de trabalho de reagentes químicos perigosos deve ser eliminado ou
reduzido mediante a conceção e organização de metodologias de trabalho; a utilização
de equipamentos de proteção individual para trabalhar com agentes químicos; o uso de
procedimentos de manutenção que garantam a saúde e a segurança dos profissionais; a
diminuição do número de trabalhadores submetidos à exposição a determinado agente
químico; a redução da duração e grau de exposição; a tomada de medidas de higiene
adequadas; a diminuição da quantidade de agentes químicos armazenados necessária à
execução das tarefas laboratoriais; a aplicação de processos de trabalho apropriados,
nomeadamente, disposições que assegurem a segurança no momento da manipulação,
armazenagem e transporte dos agentes químicos perigosos e dos resíduos que os
incluam; a substituição dos agentes químicos mais perigosos e mais manipulados por
outros menos nocivos e igualmente eficazes; e, não menos importante e como
mencionado inicialmente, as condições estruturais dos edifícios (incluindo sistemas de
climatização) devem ser as ideias (61,63-65).
As medidas adotadas nos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia
Forense estão também correlacionadas com procedimentos de proteção coletiva, como a
existência de dispositivos de ventilação adequados (locais e gerais), concretamente
hottes com filtração específica e condutas especializadas, com plano de manutenção
assegurado e a presença de chuveiro e lava-olhos de emergência (61). A volatilização de
alguns agentes químicos perigosos levaram a medidas de extração mais eficazes e em
19
maior ampliação. Como exemplo, para diminuir a exposição ao formaldeído na receção
das amostras, adaptou-se, em alguns laboratórios, o local de receção e registo
informático das mesmas com um sistema de exaustão (acoplada a utilização de
máscaras individuais próprias) (61-64). O mesmo acontece com o transporte das
cassetes com os fragmentos recolhidos após a macroscopia para o processador de
tecidos que é feito em caixa fechada e, no local do equipamento, adaptou-se um sistema
de exaustão idêntico à da receção (64).
20
1.5 – Toxicidade do formaldeído
O formaldeído está categorizado entre os 25 reagentes químicos mais produzidos
mundialmente devendo-se fundamentalmente à sua alta reatividade, ausência de cor, à
pureza da configuração comercial e, ainda, ao seu reduzido custo (65,66). A sua
aplicação ocorre em áreas distintas de atividade, nomeadamente na produção de
produtos fertilizantes, papel, madeira e resinas, açúcares e cosméticos, na agricultura
como conservante, nas indústrias da borracha e do calçado, na preservação da madeira,
na produção de filmes fotográficos e na fixação de tecidos em laboratórios de saúde
humana e animal e museus anatómicos (65).
O formaldeído tem a forma molecular CH2O, sendo um dos aldeídos mais simples
(Figura 5), encontrando-se em condições ambientais normais no estado gasoso (65,66).
É solúvel em água, acromático e exibe um odor picante e bastante singular sendo, no
estado gasoso, inflamável e explosivo. A sua grande reatividade advém da presença de
uma ligação dupla polarizada entre o átomo de carbono e o átomo de oxigénio, enquanto
a alta pressão de vapor explica a sua elevada volatilidade (Tabela 1) (66).
Em contacto com o ar e à temperatura ambiente polimeriza rapidamente dando
origem a paraformaldeído. O formaldeído (e paraformaldeído) reage violentamente com
oxidantes (peróxidos, por exemplo) e com redutores, podendo produzir reações
exotérmicas e originar gases inflamáveis (66,67).
Com a incidência de radiação solar, o formaldeído reage rapidamente com outras
substâncias presentes na atmosfera envolvente, levando a que o tempo necessário a que
se reduza a metade da quantidade a uma determinada concentração seja curto. Durante
Figura 5 – Fórmula molecular do
formaldeído: estrutura plana (à esquerda)
e estrutura espacial/ tridimensional (à
direita).
21
o dia, o tempo de semi-vida do formaldeído é sensivelmente de 50 minutos, diminuindo
para 35 minutos na presença de dióxido de azoto no ar (66).
Tabela 1 – Características físico-químicas do formaldeído.
Fórmula molecular CH2O
Designação IUPAC Metanal
Peso molecular 30,03 g/mol
Ponto de fusão -92,0ºC
Ponto de ebulição -19ºC
Temperatura de auto ignição 424ºC
Pressão de vapor 516 kPa
Solubilidade Água, acetona e outros solventes
O formaldeído presente no ar ambiental pode ter origem em acontecimentos
naturais ou em atividades antropogénicas, dividindo com o acetaldeído a primeira posição
do aldeído mais abundante na atmosfera terrestre (69). Pode surgir no ambiente através
de reações fotoquímicas, mas também devido às emissões gasosas dos veículos
motorizados ou de outras fontes de combustão de origem humana. A fonte originária de
formaldeído atmosférico incide na reação de radicais hidroxilo com gás metano (68,69).
A produção de formaldeído data do ano de 1889, com fins de comercialização,
através da oxidação catalítica do metano. O fabrico e o uso deste químico tem vindo a
aumentar significativamente em todo o mundo, com especial destaque na Europa (70,71).
O formaldeído pode ser comercializado no estado sólido (paraformaldeído) e
como trioxano ((CH2O)3) (65,72). Também é habitualmente usado e conservado em
solução aquosa com concentração entre 30% a 50%, a qual geralmente contém, como
agente estabilizador, o metanol, com uma concentração que pode ultrapassar os 15%.
Pode apresentar múltiplas denominações, dependendo do âmbito de atividade onde é
empregado, nomeadamente formol, aldeído fórmico, formalina, óxido de metileno, entre
outras (65,71,72).
Nos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense utiliza-se
formaldeído em solução aquosa, denominado comummente por formol (72). Trata-se de
um reagente comercial de formaldeído a 37% que, posteriormente, é submetido a uma
diluição a 10% (podendo já ser comercializado nesta diluição). Este químico é utilizado
como fixador de material biológico, com a finalidade de o manter preservado. A fixação
22
com este reagente é um processo químico demorado e que ocorre através da sua reação
com os grupos reativos das proteínas que leva à formação de pontes metilénicas entre as
moléculas do tecido (73). A rede proteica formada evita a difusão de moléculas, tornando-
as insolúveis. É um fixador economicamente acessível e bastante eficaz sendo há muitos
anos o eleito para aplicação na rotina em Anatomia Patológica. Apresenta propriedades
desinfetantes e não provoca o endurecimento excessivo dos tecidos, tornando-o um
excelente meio para preservar e armazenar tecidos e órgãos humanos e animais (72,73).
Os níveis de concentração de formaldeído em ambientes interiores são
fortemente influenciadas pelas características estruturais dos edifícios (ventilação,
revestimento e acabamentos), as condições climatéricas (altas temperaturas e humidade
provocam a emissão de vapores de formaldeído) e o ar exterior (se o ambiente exterior
possuir o químico a sua deslocação para o ar interior poderá ser executado através de
janelas ou sistemas de ventilação (74-76).
Em Portugal não existem dados estruturados e publicados alusivos à exposição a
formaldeído nas diferentes áreas ocupacionais, nomeadamente o número total de
trabalhadores expostos e os níveis de exposição (77).
O formaldeído está naturalmente no organismo em reduzidíssimas concentrações,
podendo na circulação sanguínea dos mamíferos – Homem, ratos e macacos – rondar
valores aproximados de 0,1 mM. Parte deste químico resulta na exposição do organismo
a fontes externas. Paralelamente, o formaldeído intrínseco ao organismo deriva de
diversos metabolismos, como os da serina, metionina, glicina, sarcosina, colina,
homoserina e da desmetilação de compostos N-metil, S-metil e O-metil. Alguns fármacos
anti-tumorais podem levar à produção endógena de formaldeído, contribuindo para a
demetilação do citocromo P450 e, também, a desaminação da epinefrina leva à formação
deste químico (78,79).
Através do meio ambiental, o formaldeído introduz-se no organismo
maioritariamente pela via respiratória, devido à sua elevada volatilidade (71). A
penetração por via dérmica é normalmente reduzida, enquanto a via oral representa uma
situação pontual e rara (71,80). Devido à sua alta solubilidade na água, o formaldeído
que penetra por inalação ou ingestão é rapidamente absorvido nos sistemas respiratório
e gastrointestinal e altamente metabolizado em formato na própria região de absorção,
que, posteriormente, parte é removido através da circulação sanguínea, finalizando-se na
urina (Figura 6) (80). A absorção por via dérmica, por sua vez, é frequentemente fraca,
conduzindo maioritariamente ao risco de dermatites de contacto (71,80). O formaldeído
absorvido, por sua vez, reage instantaneamente com aminas primárias e secundárias,
hidroxilos, tióis e amidas para formar derivados de metilol. Pode ligar-se reversivelmente
23
à cisteína para formar tiazolidina-4-carboxilato e ligar-se também à ureia para originar
adutos hidroximetil. Pode ainda reagir com macromoléculas como o DNA, RNA e
complexos proteicos para formar adutos reversíveis ou irreversíveis. Há uma panóplia de
enzimas envolvidas no processo de oxidação do formaldeído, designadamente a
desidrogenase do formaldeído (ADH3), o aldeído desidrogenase, a S-formilglutationa
hidrolase, a glioxalase e a catalase (65,71,78)
O mecanismo pelo qual o formaldeído origina os seus efeitos toxicológicos ainda
não está totalmente esclarecido. Sabe-se que a toxicidade ocorre quando os níveis
intracelulares saturam a atividade da ADH3. Desta forma, os mecanismos de
autoproteção ficam comprometidos, conduzindo à presença de moléculas não
metabolizadas livres (71).
Figura 6 – Metabolismo do formaldeído (adaptação: Teng S, Beard K, Pourahmad J,
Moridani M, Easson E, Poon R, O'Brien PJ. The formaldehyde metabolic detoxification
enzyme systems and molecular cytotoxic mechanism in isolated rat hepatocytes.
Chemico-Biological Interactions. 2001;130:285-96).
24
A toxicidade do formaldeído exprime-se de diversas formas, desde simples
irritações das mucosas, como epífora e prurido, até danos graves, como alterações
neurológicas irreversíveis e tumores nasais, levando à incapacidade ou à morte do
indivíduo exposto (81,82). Na generalidade, os efeitos agudos principais provocados pela
exposição ao formaldeído são da origem das suas características irritantes. A expressão
da toxicidade depende da dose (concentração e tempo de exposição) e das regiões
anatómicas onde ocorre a absorção (77,78,83). A sintomatologia mais facilmente
detetável provocada pela exposição a formaldeído é a ação irritante, temporária e
reversível sobre as mucosas oculares e do trato respiratório superior (nasofaringe e
orofaringe), para exposições frequentes e superiores a 1ppm. Doses mais elevadas são
citotóxicas conduzindo à degenerescência e necrose das mucosas e epitélios. A
perceção olfativa varia de pessoa para pessoa, mas a sua deteção ronda em média entre
os 0,1 e os 0,3ppm no ar envolvente (69,71-73,80).
Ao nível dermatológico, o contacto direto com soluções aquosas com
concentrações entre 5 e 25% pode provocar irritações, levando a sintomas como prurido,
sensação de dormência e rubor, podendo ter propriedades corrosivas a partir de
concentrações superiores a 25%. Exposições prolongadas com o formaldeído podem
causar dermatites por contacto (69,71-73).
Os efeitos da exposição crónica a formaldeído sobre o sistema respiratório pode
conduzir a alterações degenerativas, inflamatórias e hiperplásicas na mucosa nasal.
Alterações do lavado nasal com irritação do epitélio são verificadas na exposição de
formaldeído no ar na ordem dos 0,4ppm com uma duração de 4 horas. Em
concentrações superiores a 50ppm pode provocar lesões críticas no trato respiratório (71-
73,84).
O formaldeído é potencialmente teratogénico (85). Há relação entre a associação
entre a exposição profissional a formaldeído e o sucesso da gravidez, das taxas de
aborto espontâneo e de partos prematuros (85,86).
Por sua vez, o formaldeído é um agente mutagénico e clastogénico (87-100).
Quando absorvido, o formaldeído sofre reações químicas com compostos orgânicos
(nucleótidos, proteínas e aminoácidos) por adição e condensação, formando adutos e
ligações DNA-proteína. Estudo em indivíduos exposto em contexto ocupacional a
formaldeído demostram ligações DNA-proteína, troca de cromatídeos irmãos, aberrações
cromossómicas e incremento de micronúcleos (87-99). Os efeitos genotóxicos em
humanos tem sido comprovada pela observação do aumento da frequência de
micronúcleos nas mucosas oral e nasal de indivíduos expostos. Em estudos laboratoriais
da exposição ao formaldeído, em animais, observou-se mecanismos patológicos nos
25
tecidos, como hiperplasia, metaplasia e displasia, na cavidade nasal a concentrações a
partir de 2ppm. Concentrações de formaldeído superiores a 15ppm, o índice de
proliferação celular aumentou 8 a 13 vezes em ratos, em 18 horas, após um período
único de inalação de 6 horas. Depois de uma exposição de curta duração, durante 5 dias
sucessivos, a uma concentração superior, o índice aumentou entre 13 e 23 vezes (78,87-
100). Para além das suas propriedades mutagénicas, em 2006 o formaldeído foi
categorizado como carcinogénico, com base em diversos estudos em profissionais
ligados ao uso desta substância química que apresentavam tumores nasofaríngeos
(101,102). Os mecanismos de carcinogenicidade ainda não estão bem elucidados, no
entanto a proliferação celular associada à utilização do formaldeído torna um fator
importante no desenvolvimento neoplásico (101-105). Alguns estudos mencionam ainda
outras neoplasias com possível relação com a exposição a formaldeído, nomeadamente
cancro biliar, cancro do canal hepático, cancro linfático e hematopoiético. Foram também
descritos alguns registos pontuais de leucemia, cancro do pâncreas e do cólon, mieloma
múltiplo, linfoma de Hodgkin e melanoma do globo ocular (105-108).
Existem cada vez mais provas científicas sobre as consequências na saúde dos
trabalhadores que manipulam formaldeído, facto que tem levado a uma revisão dos
valores limite recomendados da sua exposição (100-108). Em 2017 a American
Conference of Governmental Industrial Hygienists (ACGIH) atualizou os valores,
registando um valor limite de 0,1ppm para exposições de 8 horas diárias e 0,3ppm para
exposições de curta duração (15 minutos, no máximo) (73).
26
1.6 – Toxicidade do xilol
O xileno é um dos 30 principais produtos químicos produzidos no mundo, em
termos de volume. É amplamente utilizado como solvente nas indústrias da borracha,
calçado, reprográfica e couro, sendo também utilizado como diluente para tintas, agentes
de limpeza e vernizes (109).
Nos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense o xileno é usado
como um agente diafanizador no processamento de tecidos e nas colorações e como
agente desparafinador. O xileno, para garantir qualidade técnica, é uma combinação dos
três isômeros (Orto, Para e Meta), dando-se a essa mistura a denominação de xilol
(Figura 7) (110).
O xilol é um líquido incolor, insolúvel em água e miscível em etanol, éter e outros
solventes orgânicos, de odor característico, nocivo e inflamável (Tabela 2). A sua solução
comercial resulta da mistura dos três isómeros de xileno, etilbenzeno e outros
hidrocarbonetos aromáticos, em diferentes proporções (Orto-xileno: 23%; Meta-xileno:
46%; Para-xileno: 21%; etilbenzeno: 0,9%; e outros hidrocarbonetos aromáticos: 9%)
(64).
Estudos demonstraram que o xileno é altamente absorvido pela via respiratória,
oral e, em menor percentagem, pela via cutânea (111,112). Uma vez absorvido, o xileno
entra em circulação sanguínea e é distribuído por todo o organismo (111). A
biotransformação do xileno, independentemente do isómero e da via de administração,
prossegue através da oxidação de um grupo metil de cadeia lateral por oxidases de
função mista no fígado para formar ácidos metilbenzóicos que se conjugam com a glicina
Figura 7 – Fórmula molecular dos isómeros do xileno:
Orto-xileno, Para-xileno e Meta-xileno, respetivamente.
27
para produzir ácido metil-hipúrico, que é excretado na urina. Grande parte do xileno que
entra no organismo é exteriorizado após 18 horas da exposição. Após exposição
prolongada, especialmente em ambientes ocupacionais, há forte probabilidade de
acumulação do xilol principalmente no tecido adiposo e muscular (111,112).
.
A exposição inalatória aguda ao xilol a 200ppm entre 3 a 5 minutos resulta em
irritação do nariz e da garganta. Regiões focais de hemorragia intra-alveolar e edema
pulmonar com congestão pulmonar grave foram observadas na exposição aguda de
100ppm (114,115). Em técnicos de Anatomia Patológica, Citológica e Tanatológica foi
relatado diminuição da função pulmonar e dispneia, devido à exposição crónica ao xilol.
Efeitos cardiovasculares como rubor, palpitações e dores no peito também foram
observados (113-115). A exposição crónica ao xilol também provoca sintomas
gastrointestinais, como desconforto gástrico, náuseas e emese. Outra sintomatologia, na
vertente neurológica, como cefaleias, ansiedade, tonturas, incapacidade de concentração
e esquecimento é verificada com exposição prolongada a este reagente químico.
Também foram observados abortos espontâneos em técnicas de Anatomia Patológica,
Citológica e Tanatológica expostas a formaldeído e xilol, mas não foi detetada relação
direta com o hidrocarboneto aromático (113-117).
Os efeitos do xileno na saúde dependem da via de exposição e da concentração
no meio envolvente, como verificado na Tabela 3.
Tabela 2 – Características físico-químicas do xilol.
Fórmula molecular C8H10
Designação IUPAC Dimetilbenzeno
Peso molecular 106,16 g/mol
Ponto de fusão -25 °C, -48 °C e 13 °C (orto, meta e para, respetivamente)
Ponto de ebulição 144 °C, 139 °C e 138 °C (orto, meta e para, respetivamente)
Temperatura de auto ignição 465,9 °C
Pressão de vapor 1,33 kPa
Solubilidade Hidrocarbonetos aromáticos, etanol e parafina
28
Tabela 3 – Sintomatologia dos diversos sistemas do organismo associada relacionada com a dose e
o tempo de exposição ao xileno. (Adaptação: Rajan ST, Malathi N. Health Hazards of Xylene: A
Literature Review. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 2014;8(2):271-4).
OBJETIVOS
Sistema Tipo de xileno Dose (ppm) Tempo de exposição Sintomatologia
Respiratório
Xilol 200 3-5 minutos Irritação no nariz e
garganta.
Xilol 10000 Exposição aguda
(autópsia)
Morte, congestão pulmonar grave com
hemorragia intra-alveolar focal, edema pulmonar
Xilol Não
especificado Exposição ocupacional
crónica Respiração difícil, função pulmonar comprometida
Para-xileno 100 1 a 7,5 horas por dia,
durante 5 dias Irritação no nariz e
garganta.
Xilol 14 7 anos Irritação no nariz e
garganta.
Gastrointestinal Xilol
Não especificado
Não especificado Náuseas, vómitos,
desconforto gástrico
Xilol Não
especificado 2 semanas Vómitos, anorexia
Circulatório Xilol 14 7 anos Sem efeitos visíveis
Muscular Xilol 14 7 anos Diminuição da força de
pressão e força muscular nas extremidades
Hepático Xilol 14 7 anos Nenhuma alteração nos
valores bioquímicos séricos
Renal Xilol 10000 Exposição aguda
Aumento da ureia no sangue, diminuição da depuração urinária de creatinina endógena,
aumento da β-glucuronidase, aumento da albumina, excreção
de glóbulos vermelhos e leucócitos
Neurológico
Meta-xileno 690 15 minutos Tonturas
Xilol Não
especificado Não especificado
Memória perturbada, humor e equilíbrio a
afetar o sono, cefaleias
Xilol 14 7 anos
Ansiedade, esquecimento,
incapacidade de concentração, tonturas
Tegumentar Meta-xileno
Não especificado
Não especificado Eritema cutâneo,
vasodilatação, pele seca, descamação da pele
Não especificado Não
especificado Não especificado Urticária
Ocular
Xilol 200 3 a 5 minutos Irritação ocular
Para-xileno 100 1 a 7,5 horas por dia,
durante 5 dias Irritação ocular
Xilol 14 7 anos Irritação ocular
29
2 – JUSTIFICAÇÃO DO TEMA E OBJETIVOS
A preocupação com a segurança e saúde de todos os trabalhadores dos
laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense está cada vez mais presente na
consciência geral. São diversos os riscos existentes nestes locais e estão relacionados
ao manuseamento de equipamentos, reagentes químicos e material biológico.
A segurança nos laboratórios é essencial para garantir um trabalho com qualidade
e asseverar a saúde dos trabalhadores, uma vez que a falta de conhecimento e erros
realizados nesta vertente pode não só colocar em perigo o próprio mas também terceiros.
Desta forma, torna-se imperativo a prevenção e minimização dos riscos referidos,
adotando uma cultura de segurança que necessariamente abrange o conhecimento dos
riscos expostos. Para tal, é fundamental a preparação antecipada e cuidada de todas as
atividades laboratoriais que devem envolver a compreensão dos riscos e segurança
associados à manipulação dos reagentes, dos produtos intermédios e finais, assim como
dos equipamentos.
O formaldeído e o xilol são os dois reagentes químicos mais utilizados na rotina
laboratorial e, como já referido, acarretam uma panóplia de riscos para a saúde dos
profissionais de laboratório, principalmente para os técnicos de Anatomia Patológica,
Citológica e Tanatológica. A substituição de reagentes químicos por outros alternativos é
cada vez mais debatido e estudado com o intuito de aumentar a segurança dos técnicos,
garantindo a qualidade das técnicas executadas e não comprometendo o diagnóstico
anatomopatológico. É importante reter que o formaldeído e o xilol têm diversas
aplicações na prática laboratorial, com objetivos distintos (verificado na Tabela 4), o que
pode tornar as suas substituições uma atividade complexa.
Desta forma, este trabalho de revisão bibliográfica teve como principal objetivo a
demostração de reagentes substitutos do formaldeído e xilol com potencial utilização nos
laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense. Pretendeu-se, como objetivos
específicos, expor as propriedades físico-químicas, vantagens e desvantagens destes
reagentes alternativos e se há potencialidades da sua aplicação prática.
30
Tabela 4 – Aplicações práticas do formaldeído e do xilol nas diferentes valências da Anatomia
Patológica.
Reagente Área laboratorial Aplicação
Formaldeído
Histopatologia
Fixação de tecidos e órgãos
Fixação no processamento histológico
Agente redutor em técnicas histoquímicas (Reticulina,
por exemplo)
Citopatologia Fixador celular
Biologia Molecular (relação indireta)
Preservação, através da fixação prévia dos tecidos biológicos, do DNA, RNA e outras estruturas celulares
importantes para diagnóstico molecular
Xilol
Histopatologia
Agente diafanizador no processamento de tecidos
Agente desparafinador de cortes histológicos para
colorações (Hematoxilina-Eosina e histoquímica)
Agente diafanizador em colorações (Hematoxilina-
Eosina e histoquímica)
Agente de limpeza de equipamentos
Citopatologia Agente diafanizador em
colorações
31
3 – SUBSTITUTOS DO FORMALDEÍDO
Um fixador ideal deve ser não-tóxico e permitir a análise microscópica da
morfologia tecidular e celular detalhada, colorações histoquímicas e técnicas de
imunohistoquímica de alta qualidade e boa preservação do DNA e RNA, a um custo
acessível. O fixador universal não existe, apesar de muitos considerarem o formaldeído
como tal, tornando-se fundamental avaliar as vantagens e desvantagens de novos
reagentes (118).
Na Anatomia Patológica, o formaldeído (formol a 10% neutro tamponado) é o
fixador “ideal” há décadas. É barato, permite o arquivo a longo prazo de material
biológico, preserva eficazmente as características morfológicas tecidulares e celulares,
permite a aplicação técnicas como histoquímica e imunohistoquímica (118,119).
No entanto, o formaldeído foi classificado como cancerígeno para seres humanos
e, portanto, representa um risco para qualquer pessoa que manipule o reagente. Além do
mais, suas características químicas nos tecidos pode mascarar determinados antigénios
e ácidos nucleicos, que pode prejudicar a análise por imunohistoquímica e eficiência da
extração de DNA e RNA de qualidade (118-122).
A substituição é uma medida preventiva que consiste em eliminar um determinado
risco, agindo na origem, usando um agente químico alternativo ou usando outro
procedimento. Na maioria dos casos, implica o aparecimento de um novo risco,
necessariamente de menor magnitude, que deve ser avaliado e controlado
adequadamente. Existem diversos fixadores alternativos ao formaldeído, como o
glutaraldeído, a acetona, o ácido pícrico e a acroleína, no entanto a sua toxicidade e a
suas propriedades fixadoras não compensam a sua utilização regular (118,119,121).
3.1 – FineFIX®
O FineFIX® é um concentrado patenteado (Milestone, Itália) sem formaldeído e à
base de água. Quando diluída com etanol, a sua fórmula de aditivos de baixa toxicidade
supera os inconvenientes comumente associados ao uso de etanol puro ou fixadores à
base de etanol (por exemplo, retração significativa de tecido, vacuolização e núcleos
picnóticos). O FineFIX® também fornece preservação ideal de antigénios tecidulares,
morfologia nuclear e citoplasmática e lise reduzida de eritrócitos com preservação das
membranas citoplasmáticas. Os riscos para a saúde dos utilizadores baseiam-se
principalmente pela presença de etanol que, comparativamente com o formaldeído, são
muito menores (123,124).
32
O FineFIX®, contrariamente ao formaldeído, atua precipitando e reduzindo a
solubilidade das moléculas proteicas dos tecidos e, frequentemente, interrompe as
interações hidrofóbicas que normalmente resultam na estrutura terciária das proteínas.
(125).
Diversos estudos foram realizados com a comparação entre o FineFIX® e o
formaldeído.
Um estudo de dois anos realizado na Universidade médica de Kaunas concluiu
que a utilização de FineFIX® contribuiu positivamente na preservação de cadáveres para
ensino e principalmente numa grande diversidade de órgãos e tecidos. O FineFIX® fixou
os órgãos tornando-os com a consistência de disseção ideal, com uma cor muito
aproximada à de origem e com uma libertação de odores quase nula, após lavagem em
água corrente, devido à composição do reagente à base de etanol (126).
Num outro estudo realizado por Zenini, et al. verificou-se que a utilização deste
reagente químico provoca um endurecimento dos fragmentos biológicos após o
processamento histológico dificultando, consequentemente, as etapas de inclusão em
parafina e o corte histológico. A base em etanol do FineFIX® contribui para um índice de
rigidez tecidular maior, sendo necessário ocorrer modificações no processamento de
tecidos uma vez que este procedimento compreende uma etapa de desidratação,
igualmente à base em etanol, levando a uma maior rigidez do que o habitual (127).
Relativamente à morfologia tecidular e celular, vários estudos realizados
demonstraram que detalhes nucleares e citoplasmáticos foram equiparados aos tecidos
fixados em formaldeído. As características tintoriais da coloração de hematoxilina-eosina
e técnicas de histoquímica obtiveram bons resultados assim como os resultados em
imunohistoquímica. No entanto, na imunohistoquímica ocorreram diferenças significativas
pela aplicação do mesmo protocolo da técnica em tecidos fixados com diferentes
reagentes uma vez que os antigénios são mascarados molecularmente de forma distinta.
Torna-se necessário, desta forma, existir otimizações dos protocolos utilizados para os
diferentes soros imunológicos (128-131).
A nível molecular, o FineFIX® revelou-se estatisticamente superior ao formaldeído
na preservação do DNA, RNA e outras proteínas (128-131)
3.2 – RCL2®
O RCL2® é um fixador comercial (ALPHELYS, França) à base de etanol e ácido
acético que é descrito por diversos autores como um meio de preservação
33
histomorfológico e permite a integridade dos ácidos nucleicos (132).
Os componentes do RCL2®, cuja constituição é protegida por patente, são
demonstrados sem riscos para a saúde humana e o meio ambiente há anos, em
conformidade com as regulamentações europeias ou americanas, e são até autorizados
para alimentos humanos. Trata-se, portanto, de um fixador sem nenhum risco de ser
classificado como perigoso.
A atuação nos tecidos e os resultados morfológicos e moleculares da fixação pela
utilização do RCL2® em tecidos histológicos revelam resultados muito similares ao
FineFIX®, visto se tratarem de fixadores alcoólicos (128,130-133).
Um estudo comparativo que utilizou o RCL2® e o FineFIX® revelou a perda de
grânulos eosinofílicos e granulócitos comparativamente com tecidos fixados com
formaldeído, causados provavelmente pela atuação do etanol e ácido acético. Foi
também observado que tecidos fixados com RCL2® mostraram menor retração do que os
fragmentos fixados com FineFIX® devido possivelmente à presença de ácido acético do
fixador referido primeiramente. Também foi relatado que o descolamento da membrana
basal e do epitélio é mais acentuado no material fixado em FineFIX® (118).
3.3 – Glioxal
O glioxal é um pequeno aldeído que apresenta baixa toxicidade. O glioxal é
usado, em baixas concentrações, em estudos de glicação e metabolismo e já foi descrito
como um potencial fixador em 1963 por Sabatini, et al. (135-136).
Segundo um complexo e recente estudo sobre a potencialidade de fixação e
preservação celular do glioxal concluiu ser mais eficiente do que o formaldeído, em
diversos laboratórios de variados países. Da amostragem analisada a esmagadora
maioria demonstrou um detalhe morfológico e características tintoriais melhores quando
utilizaram glioxal. Relativamente à preservação proteica dos diferentes organelos
celulares o glioxal obteve os melhores resultados, com exceção na da mitocôndria. A
imunomarcação de diversos complexos antigénicos foi superior na fixação com glioxal. A
utilização deste fixador revelou marcações mais intensas e brilhantes, devido ao facto do
formaldeído apenas fixar 60% das proteínas e, por consequente, ter uma fração
significativa de proteínas móveis, podendo alterar a sua distribuição ou ate serem
perdidas. Este estudo concluiu que o glioxal penetra mais rapidamente nos tecidos,
levando a uma fixação mais rápida e eficaz e, desta forma, contribui para melhores
resultados de imunohistoquímica e biologia molecular uma vez que retém as proteínas
34
nas regiões celulares originais (137).
DO XILOL
35
4 – SUBSTITUTOS DO XILOL
O xilol é dos reagentes químicos com uma diversidade de aplicabilidades na
rotina dos laboratórios de Anatomia Patológica e Patologia Forense (138). No
processamento de tecidos atua como agente diafanizador, sendo uma substância
química miscível com o meio desidratante (etanol) e com o meio de impregnação
(parafina) (139). Um bom diafanizador deve ser solúvel na solução desidratante, para
permitir a sua completa remoção dos tecidos, e com o reagente utilizado na impregnação
de forma a permitir a sua total impregnação nos tecidos. Por outro lado, um bom agente
diafanizador deve dissolver lípidos que impedem a penetração do agente de impregnação
(45,139).
Sendo o xilol miscível com parafina, este também é utilizado como agente
desparafinador em cortes histológicos parafinados para se proceder a diversas
colorações (138). No final das colorações é necessário diafanizar os cortes para, após a
desidratação dos cortes histológicos com etanol, ocorrer a substituição do meio
desidratante e permitir a montagem com lamela através da miscibilidade do xilol e o meio
de montagem. Desta forma, torna-se difícil encontrar um substituto com estas
características e com reduzidas propriedades toxicológicas (140).
A procura de protocolos de processamento e coloração alternativos que utilizam
reagentes menos nocivos para a saúde e para o ambiente assim como o
desenvolvimento de protocolos para um processamento mais célere dos tecidos é uma
realidade cada vez mais presente nos laboratórios de Anatomia Patológica (140,141).
Apesar destes protocolos contribuírem largamente para a melhoria da qualidade do ar
interior bem como para um diagnóstico mais célere, é necessário avaliar a qualidade do
processamento e da coloração assim como as vantagens e desvantagens da sua
implementação (141). O facto de o processamento de tecidos convencional ser um
processo demorado e o aumento da consciencialização sobre os riscos para a saúde
associados à exposição aos seus reagentes, levaram à formulação de protocolos de
processamento alternativos (46). Foram desenvolvidos diversos processadores de
tecidos com protocolos alternativos utilizando reagentes menos nocivos para a saúde dos
utilizadores (142). Estes processadores possuem um sistema completamente fechado,
impedem a difusão de vapores para o exterior, permitem a utilização de um volume
menor de reagente e mantém os reagentes em circulação na câmara, o que melhora
consideravelmente a qualidade do processamento e diminui a sua duração (143). Por
outro lado, estes modelos possibilitam, em qualquer etapa, a aplicação de calor (micro-
ondas e/ou resistência, por exemplo), pressão, vácuo e agitação (144). Possuem ainda
36
sistemas de alerta automáticos para a troca de reagentes fornecendo mecanismos de
troca que reduzem ainda mais a exposição aos agentes químicos (142-145).
4.1 – Isopropanol
O isopropanol, também denominado por álcool isopropílico ou propan-2-ol, é uma
substância química incolor, altamente inflamável e de forte odor (idêntico ao do álcool
misturado com acetona) (146). É representado pela fórmula química C3H8O, sendo um
exemplo mais simples de um álcool secundário. É um químico levemente tóxico se
ingerido ou absorvido pela pele e mucosas, podendo causar lesões na córnea. Os seus
vapores têm efeito anestésico podendo, desta forma, causar tonturas (147,148).
A utilização de isopropanol no processamento de tecidos está maioritariamente
associado à utilização de equipamentos com tecnologia de vácuo e micro-ondas (48). O
isopropanol possui baixa acidez, é miscível com água, álcoois e outros solventes
orgânicos e é menos tóxico que o xilol (148). Desta forma, o isopropanol finaliza a
desidratação iniciada pelo etanol absoluto e, com recurso a alta pressão, provida por um
sistema de vácuo, e elevadas temperaturas, provenientes de resistência e micro-ondas, é
evaporado dos tecidos para permitir a sua impregnação pela parafina (148,149). Este
reagente químico não é habitualmente usado devido à sua baixa difusão nos tecidos, no
entanto, esta problemática é ultrapassada pela utilização de micro-ondas (150). O uso de
micro-ondas gera calor rapidamente, excitando as moléculas dos fluídos polares que
colidem com as moléculas adjacentes resultando em transferência da energia rotacional
e criando fricção que leva à produção de calor dentro do próprio material biológico
irradiado (147-151). Nos tecidos biológicos, o isopropanol combinado com micro-ondas
não provoca tanto endurecimento e retração dos tecidos como o xilol (152,153). No
entanto, as alterações morfológicas tecidulares e celulares estão mais relacionadas com
a aplicação de energia micro-ondas. A utilização de micro-ondas durante o
processamento histológico tem várias vantagens, nomeadamente a utilização de um
volume menor de reagentes e a diminuição substancial do tempo de processamento
(150,154,155). Vários estudos reportaram resultados similares ou superiores em técnicas
histoquímicas, de imunohistoquímica e na preservação do DNA, RNA e outras estruturas
importantes para a análise por biologia molecular, em tecidos processados com recurso a
micro-ondas e substituição do xilol por isopropanol, comparativamente ao processamento
convencional (154,156,157). No entanto, há estudos que indicam que a aceleração das
taxas de difusão em consequência do aumento brusco da temperatura provocado pelas
micro-ondas e de processos reativos pode levar à formação de artefactos morfológicos
37
como perda de afinidade por alguns corantes ou perda de imunoreatividade por diversos
soros imunológicos (158-160). O aquecimento de reagentes utilizados na fixação e
processamento de tecidos, como o isopropanol, pode levar à perda de componentes
voláteis e à alteração, precipitação e decomposição de reagentes termoinstáveis. A perda
de componentes voláteis deve-se à evaporação ou ebulição destes reagentes
(154,155,158-160).
4.2 – MileGREEN®
O MileGREEN® é um solvente comercial (Milestone, Itália) constituído por
isoparafinas que substitui o xilol no processamento histológico e em processos de
limpeza de material parafinado, devido à sua solubilidade com a parafina. Trata-se de um
reagente quase inodoro e com baixa toxicidade para o utilizador. Quando aquecido esta
solução é altamente eficaz na dissolução dos lípidos tecidulares, mantendo a estrutura
das células adiposas e, também, a morfologia nuclear e citoplasmática. Devido à sua
solubilidade com parafina, o MileGREEN® pode ser utilizado com agente desparafinador
na coloração de Hematoxilina-Eosina e em técnicas histoquímicas (161). Apesar de ainda
não existirem estudos que provem a eficácia e viabilidade deste reagente, já existem
instituições de referência que o usam e descrevem bons resultados.
4.3 – Ottix Plus®
O Ottix Plus® é um reagente patenteado (Diapath, Itália) sendo um substituto não
tóxico do xilol. É um reagente composto por uma mistura de álcoois e solventes não
aromáticos e indicado para protocolos de processamento e coloração de tecidos, sendo
compatível com todos os tipos de meios de montagem, exceto aqueles à base de
limoneno. Devido à composição de hidrocarbonetos lineares alifáticos faz com que seja
um bom substituto do xilol na rotina da Anatomia Patológica (162).
Várias investigações realizadas em diversas áreas científicas utilizaram o Ottix
Plus® no processamento de tecidos e na coloração de cortes histológicos, obtendo
excelentes resultados nos seus estudos, verificanso-se, desta forma, a aplicabilidade
deste reagente na rotina laboratorial, mais concretamente na histopatologia, na
imunohistoquímica, na histoquímica e na biologia molecular (163-167).
38
4.4 – SBO®
O SBO® (Kunming, China) é um substituto não tóxico do xilol originado através de
uma mistura, por hidrogenação, de 86% de óleo branco mineral nº2 e 14% de N-heptano
(139). Trata-se de uma substância incolor, sem cheiro e praticamente não volátil.
Comparativamente com o xilol, o SBO® possui um ponto de inflamação, ponto de
ebulição e ponto de ignição muito mais altos, fazendo com que reduza bastante a
exposição química e aumente a segurança e a confiabilidade ao ser utilizado. Ao mesmo
tempo, mantém as características de solubilidade em etanol e parafina (139,168,169).
Um estudo comparativo entre a aplicabilidade nos laboratórios de Anatomia
Patológica do SBO® e do xilol revelou uma boa manutenção da morfologia e estrutura
celulares e coloração do núcleo e do citoplasma adequadas, em ambos os reagentes. A
utilização do SBO® em todo o circuito laboratorial demonstrou resultados equiparados ou
melhores em técnicas de histoquímica e de imunohistoquímica. Além do mais, o SBO®
mostrou-se eficaz no processamento de tecidos ricos em tecido adiposo e componentes
vasculares devido principalmente pela utilização de óleo branco mineral nº2 (139).
FINAIS
39
5 – DISCUSSÃO E CONSIDERAÇÕES FINAIS
As atividades realizadas nos laboratórios de Anatomia Patológica são
indispensáveis para o correto diagnóstico, prognóstico e indicação terapêutica de
diversas patologias, através da análise microscópica de células e tecidos (64).
Paralelamente, nos laboratórios de Patologia Forense o diagnóstico é similar mas com
fins médico-legais, principalmente no auxílio em autópsias (170). Assim, como em
qualquer atividade laboratorial, os trabalhadores destes laboratórios são diariamente
expostos aos riscos inerentes ao seu processo ocupacional, podendo ser biológicos,
químicos, físicos e ergonómicos (171).
Para o correto funcionamento de todas técnicas necessárias para a contribuição
de um bom diagnóstico anatomopatológico é necessária a utilização de uma diversidade
de reagentes químicos que podem colocar em risco a saúde dos utilizadores,
principalmente os técnicos de Anatomia Patológica, Citológica e Tanatológica (64). É
importante frisar que a utilização de equipamentos de proteção individual (como batas,
luvas, manguitos, máscara e óculos de proteção) e equipamentos de proteção coletiva
(como a hotte) são essenciais para reduzir a exposição à maioria dos reagentes químicos
presentes no ambiente laboratorial. Desta forma, é necessário que se tomem ações de
sensibilização interna para a utilização adequada e eficaz destes mecanismos de
proteção individual e coletiva que, usados da forma correta, contribui para um decréscimo
significativo dos riscos químicos (172). Mesmo com a utilização de equipamentos de
proteção não é garantida a total segurança dos trabalhadores. As condições da
infraestrutura do espaço ocupacional, como a ventilação e os materiais de construção,
contribuem para um ambiente envolvente adequado.
Sendo o formaldeído e o xilol os reagentes tóxicos mais utilizados nos laboratórios
de Anatomia Patológica e Patologia Forense torna-se quase imperativo recorrer-se a
alternativas mais seguras para os utilizadores e mais sustentáveis para o ambiente.
A maior limitação deste estudo de revisão bibliográfica foi a identificação de
reagentes químicos que substituam o formaldeído e o xilol, assim como a ecassez de
estudos que corroborem as respetivas substituições.
No entanto, como verificado, existem algumas opções, maioritariamente
comercias, para a substituição do formaldeído nos laboratórios de Anatomia Patológica e
Patologia Forense. Todos os substitutos do formaldeído revistos apresentam bons
resultados, sendo que não se consegue eleger um fixador alternativo com total
convicção, comparativamente ao formaldeído (123-128,131). No entanto, a substituição
do formaldeído por outro reagente alternativo torna-se um procedimento extremamente
40
complexo. A fixação é um processo pré-analítico, sendo efetuada antes de qualquer
produto histológico ser entregue num serviço de Anatomia Patológica. Os departamentos
clínicos são os responsáveis primordiais pelo acondicionamento do material histológico
que recolhem nos pacientes, colocando os produtos biológicos em fixador. A
implementação de um novo fixador tornar-se-á numa difícil organização logística que
poderá levar a um grande intervalo de tempo de adaptação, sendo crucial a
sensibilização clínica para proteção das próprias equipas e dos próprios doentes. Muitos
profissionais fora dos laboratórios não têm conhecimento da toxicidade do formaldeído e
se não forem devidamente alertados podem desvalorizar a importância da substituição
deste fixador. A implementação de um substituto torna-se mais facilitada quando são os
laboratórios de Anatomia Patológica a fornecer o fixador às entidades clínicas. Quando
são os hospitais e as clínicas a adquirirem o agente fixador torna-se ainda mais difícil
esta implementação devido aos custos da compra de reagentes alternativos. O
formaldeído é um químico relativamente barato comparativamente aos potenciais
substitutos (118,119). Por sua vez, a utilização de reagentes alternativos de fixação nos
laboratórios de Patologia Forense deverá ser menos complexa porque o circuito de
movimentação do material histológico é restrito aos Institutos de Medicina Legal e
Ciências Forense e Gabinetes Médico-Legais, podendo ser a sua implementação mais
facilitada. Relativamente à utilização do formaldeído na rotina dos laboratórios de
Anatomia Patológica e Patologia Forense, não existem estudos que provem que a
aplicação de um fixador alternativo no processamento de tecidos em amostras
previamente fixadas em formaldeído tenha bons resultados e sem interferências nas
técnicas subsequentes. Da mesma forma, não há qualquer prova científica da aplicação
de substitutos do formaldeído que possam ter resultados satisfatórios em técnicas
histoquímicas, como a reticulina, que utilizam esta substância química como agente
redutor.
O xilol, contrariamente ao formaldeído, é um reagente aplicado no processo
analítico, ou seja, está limitado aos procedimentos laboratoriais. De todos os reagentes
analisados, o isopropanol apresenta bons resultados na utilização no processamento de
tecidos, como substituto do xilol. No entanto, a utilização deste reagente só é possível
conjugando com um aparelho com tecnologia micro-ondas o que pode dificultar a sua
implementação. O Ottix Plus® revelou, neste estudo de revisão, ser o reagente com
maior versatilidade, sendo eficaz na aplicação no processamento de tecidos, como
agente desparafinador e agente diafanizador nas colorações tecidulares, sendo
compatível com a esmagadora maioria dos meios de montagem. Devido à sua
versatilidade, identifica-se como um potencial substituto do xilol.
41
Independentemente do reagente substituído, é necessário que seja sempre
executada a validação e viabilidade da aplicação dos substitutos nos laboratórios de
Anatomia Patológica e Patologia Forense, isto é, realizar testes experimentais para
avaliar a potencial implementação na rotina laboratorial. A realidade da orgânica de cada
laboratório é diferente de serviço para serviço e a subjetividade da avaliação
anatomopatológica do suporte bibliográfico encontrado pode ser uma limitação neste tipo
de investigações.
Para finalizar, a precariedade da legislação, regulamentos e normas portuguesas
levam a que este tipo de temáticas abordadas sejam cada vez mais importantes.
Segundo a Direção Geral da Saúde todas as patologias contraídas pelo trabalhador na
sequência da exposição a um ou mais fatores de risco presentes em contexto
ocupacional, nas condições e/ou nas técnicas usadas durante o trabalho denomina-se
por “doença profissional”. O Decreto-Regulamentar n.º 76/2007, de 17 de julho, publica a
“Lista das Doenças Profissionais” que inclui cinco capítulos, nomeadamente doenças
provocadas por agentes químicos; doenças do aparelho respiratório; doenças cutâneas e
outras; doenças provocadas por agentes físicos; e doenças infeciosas e parasitárias
(173). Segundo a lista, a exposição a formaldeído surge apenas no capítulo das “doenças
cutâneas e outras” associada apenas a sintomatologia como ulcerações cutâneas,
dermite de contacto alérgica, dermite de contacto irritativa ou traumática, urticária, rinite e
asma brônquica. Como verificado neste estudo de revisão bibliográfica, a sintomatologia
pelo formaldeído em contexto profissional é mais grave do que aquela que é exposta
nesta listagem. Em contrapartida, o xilol surge, acertadamente, no capítulo de doenças
provocadas por agentes químicos (174). Por vezes a desvalorização por parte de
entidades de referência, como a Direção Geral da Saúde, de determinadas fontes de
risco ocupacional leva a que haja uma despreocupação pelo trabalhador na sua
segurança e na dos outros. A incongruência das informações cedidas publicamente com
os resultados de diversas investigações leva a que haja dificuldades na atribuição de
incapacidades resultantes na atividade ocupacional da população, seguindo, por
exemplo, a Tabela Nacional de Incapacidades (175). Para contornar todas estas
problemáticas, é imperativo a mudança de hábitos ocupacionais tentando reduzir-se ao
máximo todos os riscos possíveis.
BIBLIOGRÁFICAS
42
6 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. Russo PR. A qualidade do ar no município do Rio de Janeiro: análise espaço-
temporal de partículas em suspensão na atmosfera. Revista de Ciências
Humanas. 2010;10(1):78-93
2. Mario MPJ. Poluição atmosférica como condicionante no processo de ocupação
do espaço urbano: Análise na cidade de Porto Alegre. Dissertação de Mestrado
em Planejamento Urbano e Industrial, Universidade Federal do Rio Grande do
Sul. Porto Alegre. 2012
3. Braga B. Introdução à engenharia ambiental. Prentice Hall. 2002
4. Rajamanickam R, Nagan S. Assessment of Air Quality Index for Cities and Major
Towns in Tamil Nadu. Journal of Civil and Environmental Engineering. 2018;8(2):
2165-784
5. Organização Mundial da Saúde. Poluição Atmosférica. 2018 [acesso: 5 jun 2019].
Disponível em: https://www.sns.gov.pt/noticias/2018/05/02/oms-poluicao-
atmosferica/
6. Bolt HM, Huici-Montagud A. Strategy of the scientific committee on occupational
exposure limits (SCOEL) in the derivation of occupational exposure limits for
carcinogens and mutagens. Archives of Toxicology. 2008;82(1):61-4
7. Brown NJ. Indoor air quality. Ithaca, NY: Cornell University, Workplace Health and
Safety Program. 2019
8. Akinfolarin OM, Boisa N, Obunwo CC. Assessment of Particulate Matter-Based Air
Quality Index in Port Harcourt, Nigeria. Journal of Environmental Analytical
Chemistry. 2017;2380-91
9. Bishoi B, Prakash A, Jain VK. A Comparative Study of Air Quality Index Based on
Factor Analysis and US-EPA Methods for an Urban Environment. Aerosol and Air
Quality Research. 2007;9(1):1-17
10. Srinivas J, Purushotham AV. Determination of Air Quality Index Status in Industrial
areas of Visakhapatnam. Research Journal of Engineering Sciences.
2013;2(6):13-24
11. Schirmer WN, Pian, LB, Szymanski MS, Gauer MA. Air pollution in internal
environments and sick building syndrome. Ciência e Saúde Coletiva. 2008;3583-
90
12. Koistinen K, Kotzias D, Kephlopoulos S, Schlitt C, Carrer P, Jantunen M. The
43
INDEX project: executive summary of a European union project on indoor air
pollutats. Allergy. 2008;63:810-9
13. Sundell J, Levin H, Nazaroff WW, Cain W, Fisk WJ, Grimsrud DT. Ventilation rates
and health: multidisciplinary review of the scientific literature. Indoor Air.
2011;21(3):191-204
14. Sundell J. On the history of indoor air quality and health. Indoor Air. 2004;14(2):
51-8
15. Mendes AC. Indoor Air Quality in Hospital Environments. 20th Congress of IFHE,
XXVI Seminario de IH, Congresso Nacional. Barcelona. 2008;1-8
16. Fanger PO. What is IAQ? Indoor Air. 2006;16:328-34
17. Bornehag CG, Sundell J, Hagerhed-Engman L, Sigsgaard T. Association between
ventilation rates in 390 Swedish homes and allergic symptoms in children. Indoor
Air. 2005;15:275-80
18. Quadros ME, Lisboa HD, Oliveira VL, Schirmer WN. Qualidade do ar interno em
ambientes hospitalares. Rev. Tecnológica. 2009;30:38-52
19. Costa RFW, Rodrigues MA, Rosa TDC, Silva LL, Garcia HG, Melo JS, Souza MP.
A qualidade do ar em ambientes comerciais fechados: prevenindo patologias
associadas à permanência diária em espaços com climatização artificial. Revista
Científica Doctum: Multidisciplinar. 2019
20. Lu CY, Tsai MC, Muo CH, Kuo YH, Sung FC, Wu CC. Personal, Psychosocial and
Environmental Factors Related to Sick Building Syndrome in Official Employees of
Taiwan. International Journal of Environmental Research and Public Health. 2018;
15(1):7-16
21. Carrer P, Wolkoff P. Assessment of Indoor Air Quality Problems in Office-Like
Environments: Role of Occupational Health Services. International Journal of
Environmental Research and Public Health. 2018;15(4):741-9
22. Gioda A, Neto FR. Poluição Química Relacionada ao Ar de Interiores no Brasil.
Quimíca Nova. 2003;26(3):359-65
23. Massa AC. Auditoria à Qualidade do Ar Interior nos edifícios da Universidade do
Minho em Azurém. Dissertação para obtenção de Grau de Mestre em Engenharia
Civil, Universidade do Minho, Guimarães. 2010
24. Ambu S, Chu WL, Mak JW, Wong SF, Chan LL, Wong ST. Environmental Health
and Building Related Illnesses. International e-Journal of Science, Medicine e
Education. 2008;2:11-8
44
25. Cedeño-Laurent JG, Williams A, MacNaughton P, Cao X, Eitland E, Spengler J,
Allen J. Building Evidence for Health: Green Buildings, Current Science, and
Future Challenges. Annual Review of Public Health. 2018;39:291-308
26. SAMS - Prestação Integrada de Cuidados de Saúde. SAMS Anatomia Patológica.
2019 [acesso: 2 maio 2019]. Disponível em:
https://pics.sams.pt/Servicos/Paginas/AnatomiaPatologica.aspx
27. República Portuguesa Saúde. Rede Nacional de Especialidade Hospitalar e de
Referenciação: Anatomia Patológica. 2017 [acesso: 2 maio 2019]. Disponível em:
https://www.sns.gov.pt/wp-content/uploads/2017/03/2017-01-
20_RNEHR_AnatPat_vs-2-0.pdf
28. Ferreira MAF. O erro em Anatomia Patológica: a análise de 2884 exames
histopatológicos do Hospital Prof. Doutor Fernando Fonseca EPE. Dissertação
para obtenção de grau de Mestre em Gestão da Saúde, Universidade Nova de
Lisboa, Lisboa. 2016
29. Alberts B, Kirschner MW, Tilghman S, Varmus H. Rescuing US biomedical
research from its systemic flaws. PNAS - Proceedings of the National Academy of
Sciences of the United States of America. 2014;111(16):5773-7
30. Amat JHM. Autopsy as strength of the Cuban health care system. Revista Cubana
de Salud Pública. 2016;42(2):321-31
31. Calabuig G. Medicina Legal y Toxicología. 7.ª ed. Elsevier: 2019. p.3-5
32. Lester SC. Manual of surgical pathology. 3rd ed. Saunders/Elsevier: 2010. p.592
33. Howat WJ, Wilson BA. Tissue fixation and the effect of molecular fixatives on
downstream staining procedures. Elsevier. 2014;70(1):12-9
34. Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's Theory and Practice of Histological
Techniques. 7th ed. Churchill Livingstone, Elsevier: 2013. p.69-71
35. Comanescu M, Annaratone L, D'Armento G, Cardos G, Sapino A, Bussolati G.
Critical Steps in Tissue Processing in Histopathology. Recent Patents on DNA &
Gene Sequences. 2012;6(1):22-32
36. Kiernan JA. Histological and Histochemical Methods: Theory and Practice. 4th ed.
Oxfordshire: Scion Publications; 2008. p.24-8
37. Alves MTS, Roman LCM. Study of the effect of different fixation times in formalin
and methods of antigen retrieval in immunohistochemistry. Jornal Brasileiro de
Patologia e Medicina Laboratorial. 2005;41(1):43-9
45
38. Vollert CT, Moree WJ, Gregory S, Bark SJ, Eriksen JL. Formaldehyde scavengers
function as novel antigen retrieval agents. Nature, Scientific Reports. 2015
39. Zupančič D, Terčelj M, Štrus B, Veranič P. How to obtain good morphology and
antigen detection in the same tissue section? Protoplasma. 2017;254:1931-9
40. Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's Theory and Practice of Histological
Techniques. 7th ed. Churchill Livingstone, Elsevier: 2013. p.94-103
41. Ferro AB, Rodrigues A, Horta L. Competências profissionais, parâmetros
curriculares e áreas de formação mais relevantes para a empregabilidade dos
Técnicos de Anatomia Patológica, Citológica e Tanatológica em Portugal.
Repositório Científico, Instituto Politécnico de Lisboa. 2016
42. Kilburn KH, Seidman BC, Warshaw R. Neurobehavioral and Respiratory
Symptoms of Formaldehyde and Xylene Exposure in Histology Technicians.
Archives of Environmental Health: An International Journal. 2012;40:229-33
43. Kiernan JA. Histological and Histochemical Methods: Theory and Practice. 4th ed.
Oxfordshire: Scion Publications; 2008. p.52-61
44. Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's Theory and Practice of Histological
Techniques. 7th ed. Churchill Livingstone, Elsevier: 2013. p.139-55
45. Feldman AT, Wolfe D. Tissue Processing and Hematoxylin and Eosin Staining.
Springer Link. 2014
46. Metgud R, Astekar MS, Soni A, Naik S, Vanishree M. Conventional xylene and
xylene-free methods for routine histopathological preparation of tissue sections.
Journal Biotechnic and Histochemistry. 2013;88(5):234-41
47. Slaoui M, Fiette L. Histopathology Procedures: From Tissue Sampling to
Histopathological Evaluation. Springer Protocols. 2010
48. Buesa RJ, Peshkov MV. Histology without xylene. Annals Diagnostic Pathology.
2009;13(4):246-56
49. Molinaro E, Caputo L, Amendoeira R. Conceitos e métodos para a formação de
profssionais em laboratório de saúde - Volume 2. IOC. 2010. p.125-37
50. Grizzle WE. Fixation and tissue processing models. Biotech Histochem.
2009;84(5):185–93
51. Chan JKC. The Wonderful Colors of the Hematoxylin–Eosin Stain in Diagnostic
Surgical Pathology. International Journal of Surgical Pathology. 2014;22(1):12-32
52. Avwioro G. Histochemical uses of Haematoxylin - A Review. JPCS. 2011;1(5):24-
46
34
53. Alturkistani HA, Tashkandi FM, Mohammedsaleh ZM. Histological Stains: A
Literature Review and Case Study. Global Journal of Health Science.
2016;8(3):72-9
54. Albanna MZ, Holmes JH. Skin Tissue Engineering and Regenerative Medicine.
Academy Press is an imprint of Elsevier: 2016. p.50-2
55. Cardiff RD, Miller CH, Munn RJ. Manual Hematoxylin and Eosin Staining of Mouse
Tissue Sections. Cold Spring Harbor Protocols. 2014
56. Vilaça FA, Siqueira AC, Frenedozo RC. O ensino de citopatologia no contexto
universitário: um olhar para a produção/ publicação académica e sua
empregabilidade como ação prática de ensino. Revista de Ensino de Ciências e
Matemática. 2019;10(3):168-87
57. Chantziantoniou N, Donnelly AD, Mukherjee M, Boon ME, Austin RM. Inception
and Development of the Papanicolaou Stain Method. Acta Cytologica.
2017;64(4):266-80
58. Lad DL, Lad LKV, Jhala NC, Toha A. EUS-Guided FNA Biopsy of Solid Pancreatic
Lesions: A Review of 111 Cases and Comparative Study of Diff-Quik/PAP/Thin
Prep Staining Techniques. Journal of Global Oncology. 2018
59. Krogerus K, Kholová I. Cell Block in Cytological Diagnostics: Review of
Preparatory Techniques. Acta Cytologica. 2018;62:237-43
60. Kiernan JA. Histological and Histochemical Methods: Theory and Practice. 4th ed.
Oxfordshire: Scion Publications; 2008. p.141-533
61. Ferro A, Ladeira C, Viegas C, Ribeiro C, Figueira E. Avaliação do risco químico no
laboratório de histopatologia nos serviços de anatomia patológica, citológica e
tanatológica. NewsLab. 2009;96:74-82
62. Ramos DAM. Imunohistoquímica na Investigação Médico-Legal: Contributo real
ou ficção? Dissertação para obtenção de grau de Mestre em Medicina Legal e
Ciências Forenses, Universidade de Coimbra, Coimbra. 2015
63. Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's Theory and Practice of Histological
Techniques. 7th ed. Churchill Livingstone, Elsevier: 2013. p.1-4
64. Belo, CAVF. Avaliação da Exposição Profissional ao Formaldeído e Xileno no
Serviço de Anatomia Patológica dos Hospitais da Universidade de Coimbra.
Dissertação para obtenção de grau de Mestre em Saúde Ocupacional,
Universidade de Coimbra, Coimbra. 2011
47
65. Schulte HVA, Bernauer U, Madle S, Mielke H, Herbst U, Reichhelm HBR, Appel
KE, Remy UG. Assessment of the Carcinogenicity of Formaldehyde.
Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR). 2006
66. Naya M, Nakanishi J. Risk assessment of formaldehyde for the general population
in Japan. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 2005;43(3):232-48
67. Carvalho LVB, Amaral ICC, Mattos RCOC, Larentis AL. Occupational exposure to
chemicals, socioeconomic factors and Occupational Health: an integrated vision.
SciELO Public Health. 2017;41(3):31
68. Granby K, Christensen CS, Lohse C. Urban and semi-rural observations of
carboxylic acids and carbonyls. Atmospheric Environment. 1997;31(10):1403- 15
69. Cruz C, Fujimoto RY, Luz RK, Portella MC, Martins ML. Toxicidade aguda e
histopatologia do fígado de larvas de trairão (Hoplias lacerdae) expostas à
solução aquosa de formaldeído a 10%. Pesticidas: Revista de Ecotoxicologia e
Meio Ambiente. 2005;15:21-8
70. Wilbourn J, Heseltine E, Moller H. IARC evaluates wood dust and formaldehyde.
Scandinavian Journal of Work, Environment and Health. 1995;21(3):229-32
71. Andrae U, Burge S, Chhabra RS, Cocker J, Coggon David, Demers PA, Faustman
EM, Feron V, Gérin M. IARC Working Group on the Evaluation of Evaluation of
Carcinogenic Risks to Human: FORMALDEHYDE, 2-BUTOXYETHANOL and 1-
tert-BUTOXYPROPAN-2-OL. World Health Organization International Agency for
Research on Cancer. 2006
72. Vieira IIF, Dantas BPA, Ferreira FCM, Carvalho RBAC, Freire IB, Neto EJS.
Efeitos da utilização do formaldeído em laboratórios de anatomia. Revista de
Ciências da Saúde Nova Esperança. 2013;11(1):97-105
73. Pires AF, Pais A, Faria T, Silva S, Pinhal H, Nogueira A. Exposição profissional a
formaldeído em laboratórios de anatomia patológica. Instituto Nacional de Saúde
Doutor Ricardo Jorge, Boletim Epidemiológico. 2019;10:48-51
74. Arundel AV, Sterling EM, Biggin JH. Indirect health effects of relative humidity in
indoor environments. Environmental Health Perspectives. 1986;65:351-61
75. Lee SC; Guo H, Li WM. Inter-comparison of air pollutant concentrations in different
indoor environments in Hong Kong. Atmospheric Environment. 2002;36(12):1929-
40
76. Gilbert N. Proposed residential indoor air quality guidelines for formaldehyde. U.S.
Department of Energy Office of Scientific and Technical Information. 2005
48
77. Avila EHI, López JAV, Cañas RV. La exposición ocupacional al formol y la nueva
tabla de enfermedades laborales. Journal of Public Health. 2017;19(3):382-5
78. Heck H, Casanova M. The implausibility of leukemia induction by formaldehyde: a
critical review of the biological evidence on distant-site toxicity. Regulatory
Toxicology and Pharmacology. 2004;40(2):92-106
79. Herber R, Duffus JH, Christensen JM. Risk assessment for occupational exposure
to chemicals: a review of current methodology. Pure Applied Chemistry.
2001;73(6):993-1031
80. Teng S, Beard K, Pourahmad J, Moridani M, Easson E, Poon R, O'Brien PJ. The
formaldehyde metabolic detoxification enzyme systems and molecular cytotoxic
mechanism in isolated rat hepatocytes. Chemico-Biological Interactions.
2001;130:285-96
81. Hansen J, Olsen JH. Occupational exposure to formaldehyde and risk of cancer.
Ugeskrift for Laeger. 1996;158(29):4191-4
82. Marsh GM, Stone RA, Esmen NA, Henderson VL, Lee KY. Mortality among
chemical workers in a factory where formaldehyde was used. Occupational and
Environmental Medicine.1996;53:613-27
83. d'Ettorre G, Criscuolo M, Mazzotta M. Managing Formaldehyde indoor pollution in
anatomy pathology departments. Journal Work. 2017;56(3):397-402
84. Hilton J, Dearman RJ, Basketter DA. Experimental assessment of the sensitizing
properties of formaldehyde. Food and Chemical Toxicology. 1996;34(6):571-8
85. Taskiken HK, Kyyronen P, Sallmén M. Reduced fertility among female wood
workers exposed to formaldehyde. American Journal of Industrial Medicine.
1999;36(1):206-12
86. Collins JJ, Ness R, Tyl RW. A review of adverse pregnancy outcomes and
formaldehyde exposure in human and animal studies. Regulatory Toxicology and
Pharmacology. 2001;34(1):17-34
87. Orsière T, Sari-Minodier I, Iarmarcovai G. Genotoxic risk assessment of pathology
and anatomy laboratory workers exposed to formaldehyde by use of personal air
sampling and analysis of DNA damage in peripheral lymphocytes. Mutation
Research. 2006;605(1-2):30-41
88. Thrasher JD, Kilburn KH. Embryo toxicity and teratogenicity of formaldehyde.
Archives of Environmental Health. 2001;56(4):300-11
89. Casanova M, Deyo DF, Heach, DAH. Covalent binding of inhaled formaldehyde to
49
DNA in the nasal mucosa of Fischer 344 rats: analysis of formaldehyde and DNA
by highperformance liquid chromatography and provisional pharmacokinetic
interpretation. Fundamental and Applied Toxicology. 1989;12(3): 397-417
90. Suruda A, Schulte P, Boeniger M. Cytogenetic effects of formaldehyde exposure in
students of mortuary science. Cancer Epidemiology, Biomarkers and Prevention.
1993;2(5):435-60
91. Shaham J, Bomstein Y, Gurvich R. DNA-protein crosslinks and p53 protein
expression in relation to occupational exposure to formaldehyde. Occupational and
Environmental Health. 2003;60(6):403-9
92. Yager JW, Cohn KL, Spear RC. Sister-chromatid exchanges in lymphocytes of
anatomy students exposed to formaldehyde-embalming solution. Mutation
Research. 1986;174(2):135-9
93. Ye X, Yan W, Zhao M. Cytogenetic analysis of nasal mucosa cells and
lymphocytes from high-level long-term formaldehyde exposed workers and low-
level short-term exposed waiters. Mutation Research. 2005;588(1):22-7
94. Costa S, Coelho P, Costa C, Silva S, Mayan O, Santos LS, Gaspar J, Teixeira JP.
Genotoxic damage in pathology anatomy laboratory workers exposed to
formaldehyde. Toxicology. 2008;252(2):40-8
95. Jiang S, Yu L, Cheng J, Leng S, Dai Y, Zhang Y, Niu Y, Yan H, Qu W, Zhang C,
Zhang K, Yang R, Zhou L, Zheng Y. Genomic damages in peripheral blood
lymphocytes and association with polymorphisms of three glutathione S-
transferases in workers exposed to formaldehyde. Mutation Research/Genetic
Toxicology and Environmental Mutagenesis. 2010;695(1):9-15
96. Santovito A, Schilirò T, Castellano S, Cervella P, Bigatti MP, Gilli G, Bono R,
DelPero M. Combined analysis of chromosomal aberrations and glutathione S-
transferase M1 and T1 polymorphisms in pathologists occupationally exposed to
formaldehyde. Archives of Toxicology. 2011;85(10):1295-302
97. Costa S, Carvalho S, Costa C, Coelho P, Silva S, Santos LS, Gaspar JF, Porto B,
Laffon B, Teixeira JP. Increased levels of chromosomal aberrations and DNA
damage in a group of workers exposed to formaldehyde. Mutagenesis.
2015;30(4):463-73
98. Musak L, Smerhovsky Z, Halasova E, Osina O, Letkova L, Vodickova L, Polakova
V, Buchancova J, Hemminki K, Vodicka P. Chromosomal damage among medical
staff occupationally exposed to volatile anesthetics, antineoplastic drugs, and
50
formaldehyde. Scandinavian Journal of Work, Environment and Health.
2013;39(6):618-30
99. Silveira MAD, Kazanovski M, Ribeiro DL, Cecchinato CN, d'Arce LPG.
Formaldehyde exposure in medical students: a short period of contact causes
DNA damage and instability. International Multispecialty Journal of Health.
2016;2(9):1-7
100. Shi L, Wang Y, Xu L, Liu Yan, Yao D, Li X, Jia Y. Indoor Air Quality Real-Time
Monitoring Results of Pathology Department. Journal of Environmental Protection.
2015;6:851-6
101. Hauptmann M, Lubin JH, Stewart PA. Mortality from solid cancers among workers
in formaldehyde industries. American Journal of Epidemiology.
2004;159(12):1117-30
102. Miller FJ, Connolly RB, Kimbell JS. An updated analysis of respiratory tract cells at
risk for formaldehyde carcinogenesis. Journal Inhalation Toxicology.
2017;29(12):586-97
103. Duhayon S, Hoet P, Fabry GVM. Carcinogenic potential of formaldehyde in
occupational settings: a critical assessment and possible impact on occupational
exposure levels. International Archives of Occupational and Environmental Health.
2008;81(6):695-710
104. Miller FJ, Connolly RB, Kimbell JS. An updated analysis of respiratory tract cells at
risk for formaldehyde carcinogenesis. Journal Inhalation Toxicology.
2017;29(12):586-97
105. Möhner M, Liu Y, Marsh GM. New insights into the mortality risk from
nasopharyngeal cancer in the national cancer institute formaldehyde worker cohort
study. Journal of Occupational Medicine and Toxicology. 2019;14(4):1-4
106. Salthammer T. The formaldehyde dilemma. International Journal of Hygiene and
Environmental Health. 2015;218(4):433-6
107. Collins JJ, Lineker GA. A review and meta-analysis of formaldehyde exposure and
leukemia. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 2004;40(2)81-91
108. Zhang L, Steinmaus C, Eastmond DA. Formaldehyde exposure and leukemia: a
new meta-analysis and potential mechanisms. Mutation Research. 2009;681(2-
3):150-68
109. Fay M, Eisenmann C, Diwan S. Toxicological Profile for Xylene. U.S. department
of Health and Human Services, Public Health Service, Agency for Toxic Substance
51
and Disease Registry. 1995
110. Jacobson GA, McLean S. Biological monitoring of low level occupational xylene
exposure and the role of recent exposure. Annals of Occupational Hygiene.
2003;47(4):331-6
111. RiihimäKI V, Savolainen K. Human exposure to m-xylene. Kinetics and acute
effects on the central nervous system. Annals of Occupational Hygiene.
1980;23(4):411-22
112. Kuranchie FA, Angnunavuri PN, Attiogbe F, Nerquaye-Tetteh EN. Occupational
exposure of benzene, toluene, ethylbenzene and xylene (BTEX) to pump
attendants in Ghana: Implications for policy guidance. Cogent Environmental
Science. 2019;5:1-18
113. Nelson KW, Ege JF, Ross M. Sensory response to certain industrial solvent
vapors. The Journal of industrial hygiene and toxicology. 1943;25:282-85
114. Morley R, Eccleston DW, Douglas CP, Greville WE, Scott DJ, Anderson J. Xylene
poisoning: a report on one fatal case and two cases of recovery after prolonged
unconsciousness. British Medical Journal. 1970;3(5720):442-3
115. Uchida Y, Nakatsuka H, Ukai H, Watanabe T, Liu YT, Huang MY, Wang YL, Zhu
FZ, Yin H, Ikeda M. Symptoms and signs in workers exposed predominantly to
xylenes. International Archives of Occupational and Environmental Health.
1993;64(8):579-605
116. Taskinen H, Anttila A, Lindbohm ML, Sallmén M, Hemminki K. Spontaneous
abortions and congenital malformations among the wives of men occupationally
exposed to organic solvents. Scandinavian Journal of Work, Environment and
Health. 1989; 15(5):345-52
117. Rajan ST, Malathi N. Health Hazards of Xylene: A Literature Review. Journal of
Clinical and Diagnostic Research. 2014;8(2):271-4
118. Moelans CB, Hoeve N, Ginkel JWV, Kate FJ, Diest PJ. Formaldehyde Substitute
Fixatives: Analysis of Macroscopy, Morphologic Analysis, and
Immunohistochemical Analysis. American Journal of Clinical Pathology.
2011;136(4):548-556
119. Boenisch T. Heat-induced antigen retrieval: what are we retrieving? Journal of
Histochemistry and Cytochemistry. 2006;54:961-4
120. Shi SR, Cote RJ, Taylor CR. Antigen retrieval techniques: current perspectives.
Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 2001;49:931-7
52
121. Frank TS, Newman SMS, Hsi ED. Comparison of methods for extracting DNA from
formalin-fixed paraffin sections for nonisotopic PCR. Diagnostic Molecular
Pathology. 1996;5:220-4
122. Shibata D. Extraction of DNA from paraffin-embedded tissue for analysis by
polymerase chain reaction: new tricks from an old friend. Human Pathology.
1994;25:561-3
123. SDS FineFIX®. Milestone. MEDICAL 2019 [acesso: 7 jul 2019]. Disponível em:
https://www.milestonemedsrl.com/product/FineFIX®/
124. Gedrimas V, Geguzis V, Juodis E, Petrauskas S, Azelis V, Pauza DH.
Preservation of the Human Organs and Total Corpses for Anatomical Dissection in
Kaunas University of Medicine. Institute of Anatomy, Kaunas University of
Medicine, Kaunas, Lithuania. Oral presentation, 2009
125. Kiernan JA. Histological and Histochemical Methods: Theory and Practice. 4th ed.
Oxfordshire: Scion Publications; 2008. p.14-33
126. Grigorev IP, Korzhevskii DE. Current Technologies for Fixation of Biological
Material for Immunohistochemical Analysis (Review). CTM. 2018;10(2):156-64
127. Zanini C. Gerbaudi E, Ercole E, Vendramin A, Fomi M. Evaluation of two
commercial and three homemade fixatives for the substitution of formalin: a
formaldehyde–free laboratory is possible. Environmental Health. 2012;11(59):1-14
128. Kothmaier H, Rohrer D, Stacher E, Quehenberger F, Becker KF, Popper HH.
Comparison of Formalin-Free Tissue Fixatives: A Proteomic Study Testing Their
Application for Routine Pathology and Research. Archives of Pathology and
Laboratory Medicine. 2011;135:744-52
129. Moelans CB, Hoeve N, Ginkel JW, Kate FJ, Diest PJ. Formaldehyde Substitute
Fixatives: Analysis of Macroscopy, Morphologic Analysis, and
Immunohistochemical Analysis. American Journal of Clinical Pathology.
2011;136:548-56
130. Iesurum A, Balbi T, Vasapollo D, Cicognani A, Ghimenton C. Microwave
Processing and Ethanol-Based Fixation in Forensic Pathology. The American
Journal of Forensic Medicine and Pathology. 2006;27(2):178-82
131. Gazziero A, Guzzardo V, Aldighieri E, Fassina A. Morphological quality and
nucleic acid preservation in cytopathology. Journal of Clinical Pathology.
2008;64(11):960-7
132. Preusser M, Plumer S, Elisabeth Dirnberger, Hainfellner JA, Mannhalter C.
53
Fixation of Brain Tumor Biopsy Specimens with RCL2 Results in Well‐Preserved
Histomorphology, Immunohistochemistry and Nucleic Acids. Brain Pathology.
2010;20(6):1010-20
133. Delfour C, Roger P, Bret C, Berthe ML, Rochaix P, Kalfa N, Raynaud P, Bibeau F,
Maudelonde T, Boulle N. RCL2, a New Fixative, Preserves Morphology and
Nucleic Acid Integrity in Paraffin-Embedded Breast Carcinoma and Microdissected
Breast Tumor Cells. The Journal of Molecular Diagnostics. 2006;8(2):157-69
134. Wicks LF, Suntzeff V. Glyoxal, a non-irritating aldehyde suggested as substitute
for formalin in histological fixations. Science. 1943;98:20
135. Boucher J, Simard É, Froehlich U, D’Orléans-Juste P, Grandbois M. Using
carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester to monitor intracellular protein
glycation. Anal Biochemestry. 2015;478:73-81
136. Sabatini DD, Bensch K, Barrnett RJ. Cytochemistry and electron microscopy. The
preservation of cellular ultrastructure and enzymatic activity by aldehyde fixation.
The Journal of Cell Biology. 1963;17:19-58
137. Richter KN, Revelo NH, Seitz KJ, Helm MS, Sarkar D, Saleeb RS, D'Este E,
Eberle J, Wagner E, Vogl C, Lazaro DF, Richter F, Coy-Vergara J, Coceano G,
Boyden ES, Duncan RR, Hell SW, Lauterbach MA, Lehnart SE, Moser T, Outeiro
TF, Rehling P, Schwappach B, Testa I, Zapiec B, Rizzoli SO. Glyoxal as an
alternative fixative to formaldehyde in immunostaining and super-resolution
microscopy. The EMBO Journal. 2018;37(1):139-59
138. Rai R, Yadav R, Bhardwaj A. Biosafe substitutes to xylene: a review. International
Journal of Information Research and Review. 2016;3(6):2529-32
139. Kunhua W, Chuming F, Tao L, Yanmei Y, Xin Y, Xiaoming Z, Xuezhong G, Xun L.
A novel non-toxic xylene substitute (SBO) for histology. African Journal of
Traditional, Complementary and Alternative Medicines. 2012;9(1):43-9
140. Kiernan JA. Histological and Histochemical Methods: Theory and Practice. 4th ed.
Oxfordshire: Scion Publications; 2008. p.52-65
141. Sravya T, Rao GV, Kumari MG, Sagar YV, Sivaranjani Y, Sudheerkanth K.
Evaluation of biosafe alternatives as xylene substitutes in hematoxylin and eosin
staining procedure: A comparative pilot study. Journal of Oral and Maxillofacial
Pathology. 2018;22(1):148
142. Singla K, SandhuSV, Pal RAGK, Bansal H, Bhullar RK, Kaur P. Comparative
evaluation of different histoprocessing methods. International Journal of Health
54
Sciences. 2017;11(2):28-34
143. Rohr LR, Layfield LJ, Wallin D, Hardy D. A comparison of routine and rapid
microwave tissue processing in a surgical pathology laboratory. Quality of
histologic sections and advantages of microwave processing. American Journal of
Clinical Pathology. 2001;115(1):703-8
144. Panja P, Sriram G, Saraswathi TR, Sivapathasundharam B. Comparison of three
different methods of tissue processing. Journal of Oral and Maxillofacial Pathology.
2007;11(1):15-7
145. Devi RB, Subhashree AR, Parameaswari PJ, Parijatham BO. Domestic microwave
versus conventional tissue processing: A quantitative and qualitative analysis.
Journal of Clinical and Diagnostic Research. 2013;7(1):835-9
146. Bancroft JD, Suvarna SK, Layton C. Bancroft's Theory and Practice of Histological
Techniques. 7th ed. Churchill Livingstone, Elsevier: 2013. p.30
147. Ng PCY, Long BJ, Davis WT, Sessions DJ, Koyfman A. Toxic alcohol diagnosis
and management: an emergency medicine review. Internal and Emergency
Medicine. 2018;13(3):375-83
148. Viktorov IV, Proshin SS. Use of Isopropyl Alcohol in Histological Assays:
Dehydration of Tissue, Enbessing into Paraffin, and Processing of Paraffin
Sections. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2003;136(7):119-20
149. Kok LP, Boon ME. Ultrarapid vacuum-microwave histoprocessing. The
Histochemical Journal. 1995;27(5):411-9
150. Naik S, Patel S, Astekar M, Rao D. Comparison of clarity of nucleocytoplasmic
differentiation of oral tissues processed by microwave and conventional methods.
Annals of Diagnostic Pathology. 2012;16(2):128-33
151. Kok LP, Visser PE, Boon ME. Histoprocessing with the microwave oven: an
update. The Histochemical Journal. 2019;20(6-7):323-8
152. Doxtadee EK. Isopropyl alcohol in the paraffin infiltration technic. Biotechnic
Histochemistry. 1948;23(1):1-2
153. Rolls G. An Evaluation of Xylene-free Processing of Tissues From the Central
Nervous System Using the PelorisTM Dual Retort Rapid Tissue Processor. Leica
Microsystems, Biosystems Division. 2008
154. Mathai AM, Naik R, Pai MR, Rai S, Baliga P. Microwave histoprocessing versus
conventional histoprocessing. Indian Journal of Pathology and Microbiology.
2008;51(1):12-6
55
155. Buesa RJ. Microwave-assisted tissue processing: real impact on the histology
workflow. Annals of Diagnostic Pathology. 2007;11(3):206-11
156. Mayers CP. Histological fixation by microwave heating. Journal of Clinical
Pathology. 1970;23(3):273-5
157. Katoh Kazuo. Microwave-Assisted Tissue Preparation for Rapid Fixation,
Decalcification, Antigen Retrieval, Cryosectioning, and Immunostaining.
International Journal of Cell Biology. 2016
158. Horobin RW. Problems and artifacts of microwave accelerated procedures in
neurohistotechnology and resolutions. Methods: A companion to methods in
enzymology. 1998;15(2):101-6
159. Horobin RW, Flemming L. “Trouble-shooting” microwave accelerated procedures
in histology and histochemistry: Understanding and dealing with artefacts, errors
and hazards. Histochemestry Journal. 1990;22(6-7):371–6
160. Shrestha G, Karki S, Pradhan A. Changing perspective on tissue processing:
comparison of microwave histoprocessing method with the conventional method.
Journal of Pathology of Nepal. 2016;5(10):841-6
161. MILESTONE HELPING PATIENTS. Histology goes green: Milestone products for
a safer, environmental-friendly histology laboratory. [acesso: 2 jun 2019].
Disponível em: http://en.esbe.com/Customer/esscin/specpages/MILGreen.pdf
162. DIAPATH. X0076 OTTIX PLUS 5LT. [acesso: 2 jun 2019]. Disponível em:
https://www.diapath.com/product/ottix-plus-5-lt-x0076-572
163. Moukengue B, Amiaud J, Jacques C, Charrier C, Ory B, Lamoureux F. Analysis of
mRNA, miRNA, and DNA in Bone Cells by RT-qPCR and In Situ Hybridization.
Bone Research Protocols. 2019
164. Skarlos P, Christodoulou C, Kalogeras KT, Eleftheraki AG, Bobos M, Batistatou A,
Valavanis C, Tzaida O, Timotheadou E, Kronenwett R, Wirtz RM, Kostopoulos I,
Televantou D, Koutselini E, Papaspirou I, Papadimitriou CA, Pectasides D, Gogas
H, Aravantinos G, Pavlidis N, Arapantoni P, Skarlos DV, Fountzilas G. Triple-
negative phenotype is of adverse prognostic value in patients treated with dose-
dense sequential adjuvant chemotherapy: a translational research analysis in the
context of a Hellenic Cooperative Oncology Group (HeCOG) randomized phase III
trial. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 2012;69(2):533-46
165. Louhichi T, Ziadi S, Saad H, Dhiab MB, Mestiri S, Trimeche M. Clinicopathological
significance of cancer stem cell markers CD44 and ALDH1 expression in breast
56
cancer. Breast Cancer. 2018;25(6):698-705
166. Odri G, Kim PP, Lamoureux F, Charrier C, Battaglia S, Amiaud J, Heymann D,
Gouin F, Redini F. Zoledronic acid inhibits pulmonary metastasis dissemination in
a preclinical model of Ewing’s sarcoma via inhibition of cell migration. BCM
Cancer. 2014
167. Sanchis CI, Fuster DF, Marin JM. Preliminary study on the existence of ocular
injuries after bullfighting or the bull-on-fire. Revista Iberoamericana. 2019;11(1):81-
103
168. Alwahaibi N, Aljaradi S, Alazri H. Alternative to xylene as a clearing agent in
histopathology. Journal of Laboratory Physicians. 2018;10(2):189-93
169. Alwahaibi NY, Aldughaishi SH. A substitute to xylene in deparaffinization and
clearing prior to coverslipping in histopathology. Journal of Laboratory Physicians.
2019;11(2):118-22
170. Mozayani A, Noziglia C. The Forensic Laboratory Handbook Procedures and
Practice. 2nd ed. Humana Press; 2011. p.283-9
171. Franklin SL, Bettini DR, Mattos UAO, Fortes JDN. Assessment of environmental
conditions in the pathological anatomy laboratory of a university hospital located in
Rio de Janeiro. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial.
2009;45(6):463-70
172. ACT - AUTORIDADE PARA AS CONDIÇÕES DO TRABALHO. Governo de
Portugal. Exposição a agentes químicos. 2014. [acesso: 6 jun 2019]. Disponível
em:http://www.act.gov.pt/(ptPT)/crc/PublicacoesElectronicas/Documents/Guia%20
Pr%C3%A1tico%20Exposi%C3%A7%C3%A3o%20a%20Agentes%20Qu%C3%A
Dmicos.pdf
173. Programa Nacional de Saúde Ocupacional: Doenças Profissionais. Direção Geral
da Saúde. [acesso: 6 jun 2019]. Disponível em: https://www.dgs.pt/saude-
ocupacional/doencas-profissionais-e-acidentes-de-trabalho/doencas-
profissionais.aspx
174. Lista das Doenças Profissionais. Decreto Regulamentar nº6/2001, de 5 de maio
(revisto pelo Decreto Regulamentar mº 76/2007, de 17 de julho)
175. TABELA NACIONAL DE INCAPACIDADES (TNI). CENTRO NACIONAL DE
PROTECÇÃO CONTRA OS RISCOS PROFISSIONAIS. Instituto da Segurança
Social. 2008
A DE CONHECIMENTO POR PARTE DAS CLINICAS – FORMOL
57
Conteúdo sem conflitos de interesse a declarar.
![AVALIAÇãO DA ExPOSIÇãO ATMOSFéRICA AO BENZENO NA …bdigital.ufp.pt/bitstream/10284/1341/2/96-109_ rev_fct[1]-8.pdf · da do tipo e toxicidade do poluente, magnitude, duração](https://img.document.onl/doc/110x75/5c189e0b09d3f29d6b8c7b60/avaliacao-da-exposicao-atmosferica-ao-benzeno-na-revfct1-8pdf-da-do.jpg)
