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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE AGRONOMIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA
MANUAL DE AVALIAÇÕES DO
NÚCLEO DE PESQUISA EM PECUÁRIA
LEITEIRA E COMPORTAMENTO
ANIMAL (NUPLAC)
2
3
APRESENTAÇÃO
Profa. Vivian Fischer – Coordenadora do NUPLAC.
Pretendemos com esse manual esclarecer como realizamos técnicas e
procedimentos usados em nossas pesquisas em qualidade do leite, comportamento e bem
estar animal.
4
SUMÁRIO
1. Avaliações nos animais ………………………….…...……………………………. 6
1.1. Escore de condição corporal………………………………..…………………. 6
1.2. Escore de claudicação……………………………………...……...................... 8
1.3. Escore de ofegação…………………………………………………………….. 11
1.4. Escore de limpeza do úbere ................................................................................ 12
1.5. Medidas fisiológicas…………………………………………………………… 13
1.6. Medidas morfológicas…………………………………………………………. 14
1.7. Comportamento………………………………………………………………... 16
1.8. Consumo de forragem por indicadores..........................……...…...................... 18
1.8.1. Fornecimento de óxido de cromo........................................................... 20
1.8.2. Coleta das fezes...................................................................................... 20
1.8.3. Processamento das fezes......................................................................... 20
1.8.4. Recomendações adicionais..................................................................... 20
1.9. Termografia e problemas podais ……………...…………...…………………. 23
2. Avaliações no leite………………………………………………………………….. 27
2.1. Coleta………………………………………………………………………….. 27
2.1.1. Tanque de expansão…………………………………………………… 27
2.1.2. Tanque de imersão…………………………………………………….. 29
2.1.3. Amostra individual por animal (copo coletor/tarro) .............................. 30
2.1.4. Encaminhamento das amostras para o laboratório................................. 32
2.2. pH do leite……………………………………………………………………... 34
2.3. Cálcio iônico…………………………………………………………………... 35
2.3.1. Apresentação do aparelho....................................................................... 35
2.3.2. Preparação das soluções......................................................................... 37
2.3.3. Calibração do aparelho........................................................................... 38
2.3.4. Medição do cálcio iônico no leite........................................................... 40
2.4. Estabilidade do leite/Teste do álcool.................................................................. 41
5
2.4.1. Calibração da solução alcoólica.............................................................. 41
2.4.2. Análise.................................................................................................... 42
2.5. Teste da acidez/Dornic…..………….................................................................. 43
3. Avaliações no pasto ................................................................................................... 44
3.1. Simulação de pastejo .......................................................................................... 44
3.2. Altura do dossel ……………………………………………………………….. 45
3.3. Massa de forragem…………………………………………………………….. 46
3.4. Composição botânica e estrutural……………………………………………... 48
Bibliografia ……………………………………………………………………………. 50
6
1. Avaliações nos animais
Algumas avaliações apresentadas a seguir são subjetivas e outras são medidas diretas
no animal. As avaliações subjetivas, como os escores, dependem do treinamento e da
habilidade de percepção dos avaliadores. As avaliações diretas necessitam somente de
instrumentos simples, como fitas métricas, estetoscópios, etc. Porém, todas as avaliações a
seguir são importantes para escolha de animais, alocação dos mesmos em grupos e
comparação, tanto entre animais como com o mesmo animal, verificando assim a sua
evolução durante a aplicação de um tratamento.
1.1. Escore de condição corporal
O escore da condição corporal (ECC) é uma medida subjetiva baseada na classificação
dos animais em função da cobertura muscular e da massa de gordura. Assim, o ECC
permite avaliar as reservas corporais do animal por meio de observação visual de acordo
com uma escala de 1 = muito magro a 5 = muito gordo (Quadro 1). As principais regiões de
observação podem ser observadas nas Figuras 1 e 2.
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Figura 1 – Marcos anatômicos para a observação do escore de condição corporal.
Fonte: EMBRAPA
Quadro 1 – Classificação do escore de condição corporal (LOWMAN et al., 1976).
Escores Avaliação
1 - Caquético ou
emaciado
Processos transversos e espinhosos proeminentes e visíveis.
Há total visibilidade das costelas, a cauda está totalmente
inclusa dentro do coxal e os íleos e os ísquios mostram-se
expostos. Há atrofia muscular pronunciada e é como se
houvesse a visão direta do esqueleto do animal
2 – Magro
Os ossos estão bastante salientes, com certa proeminência
dos processos dorsais e dos íleos e dos ísquios. As costelas
têm pouca cobertura, os processos transversos permanecem
visíveis e a cauda está menos inclusa nos coxais (aparência
mais alta). A pele está firmemente aderida no corpo
3 - Médio ou ideal
Há suave cobertura muscular com grupos de músculos à
vista. Os processos dorsais estão pouco visíveis, as costelas
quase cobertas e os processos transversos, pouco aparentes.
Ainda não há camadas de gordura, a superfície do corpo está
macia e a pele está flexível (pode ser levantada com
facilidade)
4 – Gordo
Há boa cobertura muscular, com alguma deposição de
gordura na inserção da cauda. As costelas e os processos
transversos estão completamente cobertos. As regiões
individuais do corpo ainda são bem definidas, embora as
partes angulares do esqueleto pareçam menos identificáveis
8
5 – Obeso
Todos os ângulos do corpo estão cobertos, incluindo as
partes salientes do esqueleto, onde aparecem camadas de
gordura (base da cauda e maçã do peito). As partes
individuais do corpo ficam mais difíceis de ser distinguidas
e o animal tem aparência arredondada
Figura 2 – Escores de condição corporal (ECC) para vacas leiteiras
Fonte: Engormix (2008)
1.2. Escore de locomoção
A observação dos escores de locomoção é considerada um método subjetivo, em
que a experiência do observador entra como um fator de grande importância. Geralmente
são denominadas as seguintes categorias no escore: saudável, locomoção imperfeita,
claudicação leve, claudicação moderada e claudicação severa. O método de observação
envolve avaliação simultânea de comportamentos específicos como balanço da cabeça,
9
arqueamento da coluna, flexão da articulação, assimetria dos passos e relutância em
suportar o peso.
A conformação da vaca pode afetar o alcance dos passos, com relação ao
comprimento e a velocidade, assim vacas altas podem apresentar maiores passos
comparado a vacas pequenas, desse modo deve-se ter atenção em estudo com animais com
grande variação de altura e peso (novilhas e vacas).
As patologias de afecções podais podem resultar em dor e desconforto capazes de
alterar o comportamento e a postura animal conforme o grau de severidade. Flower e
Weary (2006) avaliaram o efeito das patologias de casco nos escores de locomoção,
classificando vacas de 1 a 5, sendo escore 1 vacas sadias e escores 5 animais severamente
afetados (Figura 3). Para isso fez-se um ensaio durante quatro semanas no qual foi feita
uma filmagem das vacas caminhando ao longo de 40 metros sobre piso de concreto. Neste
ensaio considerou-se os seguintes comportamentos:
Escore 1: movimento suave e continuo em que a marcha foi simétrica, a
cabeça esteve firme durante a marcha e todos os membros equilibravam o
peso dos animais de forma igual;
Escore 2: observou-se o comportamento de locomoção imperfeita, porém
não sendo capaz de alterar o movimento contínuo em que se notou a cabeça
firme durante a marcha, atraso das patas traseiras durante a marcha,
causando leve assimetria da marcha, no entanto o peso continua sendo
distribuído igualmente entre os membros;
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Escore 3: apresentaram a capacidade de locomoção, porém o movimento
continuo e suave é comprometido, observou-se alteração na movimentação
da cabeça durante a marcha, rigidez dos membros e marcha assimétrica;
Escore 4: demonstraram a capacidade do movimento livre drasticamente
afetado, observando-se arqueamento do dorso, passos duros e hesitantes,
marcha assimétrica e relutância em suportar o peso de pelo menos um dos
membros;
Escore 5: apresentaram movimentação restrita, severo arqueamento, os
animais devem ser encorajados a movimentar-se notando passos curtos e
rígidos, falta de reflexão da articulação, marcha assimétrica e incapacidade
de suportar o peso em um ou mais membros;
Figura 3 – Classificação do escore de locomoção (FLOWER & WEARY, 2006)
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1.3. Escore de ofegação
O escore de ofegação normalmente é utilizado juntamente com a avaliação do
comportamento, principalmente durante experimentos de estresse térmico e, segue uma
escala que varia de 0 a 6, onde 0 = animais normais e 6 = extremamente ofegantes (Quadro
2).
Quadro 2 – Classificação do escore de ofegação.
Escores Avaliação
0 – Normal - Sem sinal de estresse
Classe 1
- Taxa de respiração aumentada
- Animal agitado
- Maior tempo em pé
Classe 2
- Taxa de respiração aumentada
- Salivação leve
- Maior parte dos animais em pé e agitados
- Animais podem ficar em grupos
Classe 3
- Taxa de respiração aumentada
- Salivação excessiva ou espumando
- Maior parte dos animais em pé e agitados
- Animais podem ficar em grupo
Classe 4
- Taxa de respiração aumentada
- Respiração com boca aberta
- Salivação possível
- Animais podem ficar em grupos
Classe 5
- Taxa de respiração aumentada com alta movimentação das
costelas
- Respiração com boca aberta e língua para fora
- Salivação possível
- Maior parte dos animais em pé e agitados
Classe 6
- Respiração com boca aberta e língua para fora
- Respiração forçada e taxa de respiração pode diminuir
- Movimento das costelas durante respiração
- Cabisbaixo
- Pode não estar salivando
- Animais podem se isolar do restante do rebanho Fonte: INCT, (2010)
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Figura 4. Escore de ofegação 1 e 5
1.4. Escore de limpeza do úbere
A verificação dos casos clínicos de mastite ambiental deve ser usada como uma
ferramenta, que serve para comunicar o problema da contaminação ambiental ao
proprietário, identificando as fontes da contaminação, principalmente coliformes e
streptococcus ambientais (S.uberis, S.dysgalactiae, Enterococcus spp.) oriundos de fezes e
cama, além de falhas na própria higienização do teto.
A limpeza do úbere se relaciona diretamente com a quantidade e com os tipos de
micro-organismos presentes na superfície da glândula mamária. A sujeira é considerada a
principal fonte de contaminação com micro-organismos ambientais para a glândula
mamária e para o leite. Para isso, há um sistema simples que auxilia nessa detecção, onde
se avalia a limpeza em várias áreas do animal ao mesmo tempo, observando o úbere, pés,
pernas e a região superior do flanco das vacas, em uma escala de 1 (totalmente limpo) a 4
(totalmente sujo) (COOK & RENEMANN, 2002).
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FIGURA 5. Escore de limpeza do úbere
Fonte: Cook & Renemann (2002)
1.5. Medidas fisiológicas
As medidas fisiológicas são temperatura retal (ºC), frequência cardíaca
(batimentos/minuto), frequência respiratória (respirações/minuto) e movimentos ruminais
(movimentos/minuto). São normalmente avaliadas diariamente ou até duas vezes ao dia
antes das ordenhas dependendo do objetivo da pesquisa.
Temperatura retal - medida por meio de um termômetro veterinário clínico
inserido perto da parede do reto do animal durante três minutos.
Frequências cardíaca e respiratória e movimentos ruminais - medidas
usando um estetoscópio e cronômetro por um minuto.
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Quadro 3. Condições fisiológicas normais de bovinos para temperatura retal, frequências
respiratória e cardíaca e movimentos ruminais.
Variável
fisiológica
Temperatura
Retal
Frequência
Respiratória
Frequência
Cardíaca
Movimentos
Ruminais
Valores
normais
38,0 – 39,3 ºC 10 – 30
mov/min
60 – 80
pulsações/min
4 – 6
mov/min
Adaptado de BORGES et al., 2007; FERREIRA et al., 2006; NÄÄS e ARCARO Jr., 2001.
1.6. Medidas morfológicas
O método das medidas morfológicas é um auxiliar nas avaliações de crescimento de
novilhas ou para formar uniformemente grupos de pesquisa, uma vez que se aumenta a
precisão nas avaliações entre indivíduos quando comparado com o método de apreciação
visual. É um método complementar realizado por meio de fitas métricas, hipômetros,
bengalas métricas, compassos e outros apetrechos.
Para que as medidas possam ser realizadas com maior segurança é preciso que o
animal seja colocado sobre uma superfície plana, bem aprumado, de modo que o bordo
superior do pescoço e a cabeça fiquem no prolongamento da linha dorsal. Deve-se ter o
entendimento que não existe uma simetria perfeita das partes de um animal. Por exemplo,
há normalmente uma ligeira diferença a favor da altura do trem posterior de uma vaca em
relação à altura do trem anterior em centímetros.
Associado a medidas de peso, ganho de peso, ECC pode-se confirmar a avaliação de
crescimento de animais jovens (novilhas).
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A seguir serão citados os locais para avaliações morfológicas (Figura 4)
Largura do peito – distância em linha reta entre os pontos atrás das espáduas
ou na metade da profundidade do tórax.
Largura nas ancas – distância de uma anca a outra ou entre os ângulos
externos dos ílios.
Largura nas articulações coxofemorais ou da bacia – distância entre os
ângulos externos das articulações coxofemorais.
Largura na ponta das nádegas – entre as bordas externas das duas
tuberosidades isquiáticas.
Largura do tórax – distância entre as duas linhas laterais que passam pelos
ângulos dorsais das espáduas.
Largura do costado – distância entre dois pontos situados no meio dos
costados.
Perímetro torácico – linha que saindo da cernelha, passando pelo cilhadouro
e retornando à cernelha um pouco atrás.
Perímetro da canela – medido no meio da canela anterior, na sua parte mais
fina (mais utilizada para fins morfofuncionais, principalmente para
julgamentos de raça).
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Figura 6. Principais medidas de comprimento, altura e perímetro:
1-Comprimento occipito-isquial, 2-Comprimento do corpo, 3-Altura na cernelha, 4-
Profundidade do peito, 5-Perímetro torácico, 6-Altura nas ancas ou rins e 7-Perímetro da
canela.
Fonte: Rodrigues (2014).
1.7. Comportamento
A avaliação do comportamento animal está inserida no diagnóstico de bem-estar
animal e utiliza alterações dos tempos gastos em alimentação, ruminação, descanso,
permanência no sol e na sombra, número de ingestão de água e sal, alterações na postura,
locomoção e temperamento, entre outros e os compara com os valores considerados
normais ou registrados em condições naturais.
Dentro de um experimento o que vai ser avaliado depende do objetivo da pesquisa,
e os animais podem ser mantidos na pastagem ou confinados. As avaliações mais comuns
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são a observação do pastejo, ócio (decúbito direito ou esquerdo e estação), ruminação
(decúbito direito ou esquerdo e estação) e caminhada (cabeça alta, procura por água ou
procura por alimento). E, também a ocorrência de defecações, micções, procura por água,
interações e competições entre animais.
O comportamento animal pode ser avaliado em diversas ocasiões, que também irão
depender do objetivo da pesquisa, dentre elas, durante 24 horas, 12 horas, entre ordenhas,
durante alimentação, na sala de ordenha entre outros.
Os animais podem ser observados visualmente de forma individual e focal e o
registro das atividades pode ser feito continuamente, em intervalos de tempo previamente
estabelecidos ou quando da sua ocorrência. Por exemplo, frequentemente os
comportamentos de pastejo, ócio, ruminação e caminhada normalmente são avaliados em
intervalos de 10 minutos.
A definição do que caracteriza cada comportamento é importante. Como exemplo,
citam-se:
Pastejo – forragem sendo ingerida ou sendo manipulada na boca do animal.
Decúbito ócio – animais com o flanco no chão e sem movimentos de
mandíbula.
Decúbito ruminando – animais com o flanco no chão e com movimentos
de mastigação sem alimento na boca.
Estação em ócio – animais em pé e sem movimentos de mandíbula.
Estação ruminando – animais em pé e com movimentos de mastigação
sem alimento na boca.
Caminhando de cabeça alta – animal caminhando normalmente.
18
Caminhando em procura de água – animal caminhando em direção aos
bebedouros.
Caminhando em procura de pasto – animal caminhando de cabeça baixa
e selecionando o pasto.
Atividades cuja ocorrência é intermitente e esporádica são frequentemente
registrados como número de eventos num determinado período de tempo:
defecações, micções, ingestão de água e sal, etc.
Dentro da avaliação de comportamento ainda existem outras medidas relacionadas
com a seletividade de animais em pastejo.
Taxa de bocados - tempo gasto pelo animal para a realização de 20
bocados. Realizado a cada 10 minutos sempre que os animais estiverem em
pastejo e convertido para bocados/minuto.
Estações de pastejo - tempo gasto e número de passos dados pelo animal
para efetuar 10 estações alimentares. Uma estação é caracterizada como o
semicírculo disponível para pastejo do animal sem movimento das patas
dianteiras e um passo é contabilizado quando se observa movimento das
patas dianteiras do animal. O cronometro deve ser acionado quando o animal
inicia a 1º estação de pastejo e travado quando o animal sair da 10º estação
de pastejo. Avaliar 3 ciclos no pico de pastejo da manhã e 3 no da tarde.
Permite obter o número de estações visitadas por minuto, o número de
passos por minuto, o número de passos por estação, o tempo em cada
estação, o número de estações visitadas por dia e o número de bocados
realizados em cada estação alimentar.
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1.8. Consumo de forragem por indicadores
O consumo de forragem é o principal fator determinante do desempenho de animais
em pastejo, podendo ser influenciado pela integração de fatores relacionados ao animal, ao
ambiente, ao pasto e suas interações. O consumo de forragem pode ser determinado por
meio da excreção fecal, que é inversamente proporcional a digestibilidade do alimento e
diretamente relacionada com a quantidade de alimento ingerido.
Indicadores são substâncias indigestíveis, normalmente de fácil determinação,
administradas com o alimento ou diretamente em algum segmento do aparelho digestório,
sendo posteriormente identificados e quantificados nas fezes. Para ser considerado
adequado, o indicador não pode ser absorvido pelos animais, não pode afetar o trato
digestivo ou a microbiota ruminal e, deve ser sensível a análise laboratorial.
Os indicadores podem ser classificados como internos ou externos. Os indicadores
internos são substâncias indigestíveis presentes naturalmente em algum componente da
dieta, tais como a sílica, a lignina, o FDN e FDA indigestíveis e os n-alcanos. Os
indicadores externos são aqueles adicionados a dieta ou fornecidos via oral ou ruminal.
Os indicadores externos podem ser divididos em indicadores de fase líquida, os
quais se movimentam na mesma velocidade que a fase líquida da digestão
(polietilenoglicol) e, de fase sólida, que transitam com as partículas sólidas do conteúdo
digestivo (óxido de cromo).
O óxido de cromo é um dos indicadores externos mais utilizado na determinação do
consumo de animais em pastejo, devido ao seu menor custo, simplicidade analítica e
20
facilidade de incorporação na dieta. Mas o dióxido de titânio, LIPE, entre outros
compostos podem também ser usados para estimar o consumo de forragem.
1.8.1. Fornecimento do óxido de cromo
Vacas adultas recebem 10 gramas de óxido de cromo ou dióxido de titânio por dia
durante 12 dias, sempre no mesmo horário. O óxido de cromo pode ser adicionado ao
concentrado ou pode ser encapsulado e fornecido diretamente por via oral. Caso seja
fornecido juntamente com o concentrado, é necessário ter certeza que 100% do mesmo foi
consumido, pois é preciso garantir a ingestão das 10 gramas diárias de óxido de cromo por
animal. O dióxido de titânio é fornecido através de balas.
1.8.2. Coleta das fezes
A coleta das amostras de fezes deve ser realizada nos últimos 5 dias de
fornecimento do óxido de cromo ou do dióxido de titânio, diretamente do reto do animal.
Como a excreção fecal é diferente ao longo do dia, é importante realizar as coletas em dois
momentos (manhã e tarde), sempre no mesmo horário.
1.8.3. Processamento das fezes
Após a coleta, as fezes devem ser imediatamente congeladas. Ao final dos 5 dias de
coletas, devem ser homogeneizadas de acordo com o objetivo do trabalho. É preciso fazer
uma composta das fezes coletadas de manhã e de tarde de cada animal e se não tiver por
21
objetivo acompanhar o consumo diário pode fazer composta também dos 5 dias de coleta
do mesmo animal.
Durante a realização das compostas selecionar amostras de mesmo tamanho entre coletas.
A composta final deve ter aproximadamente 500g. As amostras compostas oriundas da
homogeneização devem ser pré-secas a 55°C em estufa de ventilação forçada por 72 horas,
moídas a 1mm e encaminhadas para análise da quantidade de cromo ou titânio nas fezes.
1.8.4. Recomendações adicionais
Para obtenção do resultado do consumo de matéria seca, é imprescindível que os
animais sejam pesados durante a avaliação. Também é importante que a simulação de
pastejo seja realizada durante a avaliação de consumo, uma vez que, a digestibilidade do
pasto é utilizada para os cálculos. Se o comportamento estiver incluído no projeto também
é indicado que seja realizado nos dias próximos a avaliação do consumo, porém, nunca
junto pois a manipulação necessária dos animais durante a avaliação de consumo pode
modificar o comportamento dos mesmos. Caso os animais estejam recebendo concentrado,
é imprescindível conhecer a quantidade consumida por cada um, bem como a
digestibilidade do concentrado consumido. Também, é imprescindível saber que 10 g de
óxido de cromo possui (de acordo com fabricante) 6840 mg de cromo. Isso deve ser
utilizado para correção nos cálculos. Um exemplo de cálculo pode ser observado no quadro
2.
22
Quadro 4 – Exemplo de cálculo de consumo de matéria seca por meio do indicador óxido de cromo
Animal Cr fornecido
(mg/dia)
Cr nas fezes
(g/kg)1
PF
(kg/dia)2
CMS
concentrado
DMS
concentrado
PF
concentrado3
PF
pasto4
DMS
pasto
CMS
pasto5
CMS
total6
CMS
(%PC)7
825 6840 1,50 4,56 2,20 0,93 0,15 4,41 0,70 14,69 16,89 3,00
850 6840 1,30 5,26 2,20 0,93 0,15 5,11 0,70 17,03 19,23 3,13
859 6840 1,20 5,70 2,20 0,93 0,15 5,55 0,70 18,49 20,69 3,83
870 6840 1,20 5,70 2,20 0,93 0,15 5,55 0,70 18,49 20,69 4,16
885 6840 1,20 5,70 2,20 0,93 0,15 5,55 0,70 18,49 20,69 4,55
909 6840 1,50 4,56 2,20 0,93 0,15 4,41 0,70 14,69 16,89 5,26
Cr = cromo; PF = produção fecal; CMS = consumo de matéria seca; DMS = digestibilidade da matéria seca
1 Resultado da análise laboratorial - via úmida (nitroperclórica) ou seca e lida em espectrofotômetro.
2 (Cr fornecido/Cr nas fezes) /1000
3 CMS concentrado*(1-DMS concentrado)
4 PF – PF concentrado
5 PF pasto/ (1-DMS pasto)
6 CMS concentrado + CMS pasto
7 (CMS pasto * 100) /peso corporal
23
1.9. Termografia e problemas podais
A termografia vem sendo utilizada como uma maneira de facilitar o diagnóstico de
algumas doenças infecciosas como diarreia viral bovina, doença respiratória bovina e
mastite clínica (Schaefer et al., 2004; Schaefer et al., 2007; (Hovinen et al., 2008; Polat et
al., 2010) É considerada um método não invasivo, por requerer um manejo mínimo com os
animais, no entanto, são necessários maiores estudos para a validação dos locais de retirada
das fotos, bem como as análises a serem utilizadas em cada situação para que se deseja
utilizar a termografia.
Estudos avaliando a termografia como ferramenta de diagnóstico precoce em
doenças podais tem se mostrado promissor, no entanto, existe uma divergência quanto ao
local da retirada da foto, temperatura máxima, média ou mínima, e ainda com relação a
lavagem dos membros, uma vez que esta influencia diretamente na temperatura.
Os estudos realizados divergem quanto ao local de retirada das fotos. Nikkah et al.,
2005; Alsaaod et al., 2014; Alsaad & Buscher., 2012 utilizaram a diferença de temperatura
entre as regiões da borda coronária (BC) e a superfície da pele (S) acima da borda
coronária. Stokes et al., 2012 realizaram o estudo através da temperatura máxima da região
plantar do casco. Oikonomou et al., 2014 realizaram o estudo através da medida de
temperatura máxima da região da sola dos cascos.
Existem várias razões que justificam medir a temperatura nesta superfície. A BC é
uma área bem vascularizada que reflete de forma otimizada a circulação sanguínea das
patas, assim, qualquer inflamação pode ser identificada pela elevação da temperatura na BC
24
e S. E isto pode ser feito sem contato físico dos animais, minimizando o stress durante o
exame. Outro fator que ajuda é o fato de que nessas superfícies os pelos são escassos, o que
facilita o uso da termografia, uma vez que a presença de pelo isola a emissão da radiação de
infravermelhos até certo ponto (Nikkhah et al., 2005).
Através da medição de temperatura com o auxílio do termógrafo, Nikkhah et al.,
2005 observaram que os dígitos laterais são os mais afetados nos membros posteriores, e os
dígitos mediais são os mais afetados nos membros anteriores. As temperaturas da borda
coronária e a diferença de temperatura foram superiores em vacas no início de lactação.
Assim é possível que a temperatura da pele verificada pela termografia possa ser uma
maneira de detectar a inflamação associada ao início da laminite. Neste estudo, resultados
mostraram que patas com dermatites digitais apresentaram maiores e significantes
temperaturas de borda coronária e de pele do que patas saudáveis.
Nikkhah et al.,2005
Alsaaod et al.,2014 também estudaram a termografia como uma ferramenta de
diagnóstico não invasiva para a detecção precoce de dermatite digital. Todas as imagens
foram do aspecto lateral do casco mantendo em todas uma distância de 0,5 m. Como
25
principais resultados encontrados os membros posteriores saudáveis possuíam maior
temperatura que os membros dianteiros saudáveis. Membros com dermatite digital
apresentaram temperaturas significativamente maiores que membros saudáveis. Membros
com estágio infeccioso da dermatite digital também apresentaram maiores temperaturas.
Assim, concluíram que a termografia é uma promissora ferramenta de diagnóstico no
rastreio para detecção da presença de DD em vacas leiteiras através da medição da
diferença de temperatura entre CBmax e Smax, porém para ser bem-sucedido os pés devem
estar limpos. A ideia é ajudar os produtores a tratar os bovinos afetados mais rapidamente
em um estágio inicial da doença, uma medida que pode melhorar o bem-estar dos animais e
reduzir perdas.
Alsaaod et al., 2014
Oikonomou et al., 2014 estudaram a relação entre a espessura da almofada digital e
a temperatura da sola medida através da termografia, neste estudo também foi feita também
uma relação com os escores de locomoção. As fotos foram feitas após o casqueamento e a
26
espessura da almofada digital foi determinada por ultrassonografia, esta estrutura apresenta
uma importância biomecânica de amortecimento pois alivia a compressão.
Como resultados a temperatura da sola foi associada negativamente com a espessura
da almofada digital. A relação entre escore de locomoção e temperatura da sola foi forte e
positiva em animais no início do pós-parto. Oikonomou et al., 2014 concluíram que a
medida que diminui a espessura da almofada, ocorre um simultâneo aumento da
temperatura da sola.
Oikonomou et al., 2014
A termografia é útil para o diagnóstico precoce de laminite e outras doenças,
uma vez que detecta o calor nas regiões lesadas da pata antes que as lesões sejam
perceptíveis durante o exame físico de rotina. A termografia pode auxiliar os
produtores a selecionar e tratar bovinos afetados mais rapidamente em um estágio
inicial da doença, melhorando o bem-estar animal e reduzindo as perdas.
27
2. Avaliações no leite
2.1. Coleta
2.1.1. Tanque de expansão
Quando a coleta for feita diretamente no tanque de expansão, antes de coletar, é
preciso ligar o sistema de agitação do tanque (Figura 5) por no mínimo cinco minutos.
Quando a capacidade do tanque for mais de 3000 litros, o tempo de agitação deve ser
aumentado para 10 minutos ou, de acordo com a recomendação do fabricante.
A amostra de leite só pode ser coletada quando o agitador já estiver parado. Quando
necessário, anotar a temperatura do leite.
Figura 7- Tanque de Expansão
A coleta de amostra de leite no tanque requer agitação adequada e suficiente
porque, o leite da camada superior (Figura 6) contém mais bactérias, mais células somáticas
28
e mais gordura do que o leite da parte inferior. Isso se deve à tendência dos glóbulos de
gordura subirem para a superfície (são mais leves), atraindo bactérias e células somáticas.
Figura 8 – Distribuição dos compostos do leite em tanque sem e com agitação.
Fonte: MilkPoint
Na coleta, usar uma concha de Inox para transferir o leite do tanque para o frasco de
coleta. Nunca coletar diretamente com o frasco de coleta. Isso evita que o leite vaze e
permite a mistura do leite com o conservante, quando for o caso.
Cada frasco deve ser cuidadosamente identificado. Ex: código, nome do produtor.
Após a coleta e identificação colocar a amostra de leite imediatamente em uma caixa
isotérmica (tipo isopor ou outra), com gelo reciclável. Quando for o caso, deixar o frasco
em repouso durante cinco minutos e homogeneizar o leite, para que, o conservante (Figura
7) se distribua uniformemente. O leite deverá adquirir a coloração característica do
conservante (amarelado, no caso do dicromato de potássio ou róseo, no caso do Bronopol).
29
Figura 9- 1. Frasco de tampa branca,
utilizado para coletas de amostras destinadas
a análise de contagem bacteriana total
(CBT); 2. Frasco de tampa vermelha,
utilizado para amostras destinadas a análise
de contagem de células somáticas (CCS) e
composição do leite.
Fonte: EMBRAPA
2.1.2. Tanque de imersão
Sempre antes da coleta o leite deve ser agitado. Porém deve-se tomar cuidado
durante a agitação para não formar espuma. Quando ocorre muita formação de espuma,
ocorre também a quebra das moléculas de gordura, podendo prejudicar a análise de
composição do leite.
No caso de existirem vários tarros (Figura 8), transferir quantidades de leite
proporcionais de cada um para outro recipiente e deste retirar o volume necessário para o
frasco (por exemplo: se houver dois tarros, sendo um cheio e outro pela metade, retirar uma
amostra do primeiro e meia amostra do segundo. Homogeneizar e retirar dessa mistura o
volume necessário para a amostra).
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30
Figura 10 – Tanque de imersão
Fonte: Univates
2.1.3. Amostra individual por animal (copo coletor/tarro)
Neste caso devem ser seguidos os mesmos cuidados feitos para coleta do leite total
do rebanho em relação à representatividade da amostra, uso de frascos e conservantes
apropriados, registro de dados, identificação da amostra, conservação e transporte.
Normalmente a coleta é feita a partir de uma amostra da produção diária de leite de
cada animal, sendo esse o procedimento ideal. Dependendo do experimento poderão ser
coletadas amostras da ordenha da manhã e da tarde, só da manhã ou só da tarde.
É necessário homogeneizar o leite ao final de cada ordenha. O procedimento de
homogeneização de leite no copo coletor (Figura 9) depende do tipo e/ou marca utilizada,
devendo ser respeitado um tempo de 5 a 10 segundos de homogeneização.
No caso de coleta no tarro (Figura 9), o leite deve ser homogeneizado com uma
cocha de inox por mais ou menos 10 voltas para a direita e 10 voltas para a esquerda,
sempre tomando o cuidado para evitar a formação de espuma.
31
Quando o sistema adotado for de duas ordenhas diárias, deve-se coletar, no mesmo
frasco, mais ou menos dois terços (2/3) na ordenha da manhã e um terço (1/3) na ordenha
da tarde. No caso de três ordenhas, coleta-se um terço a cada ordenha.
Figura 11 – Exemplo de tarro (1) e copo coletor (2).
Em todas as formas de coleta de amostras o volume de leite produzido deve ser
anotado antes da coleta das amostras. As amostras de leite devem ser mantidas sob
refrigeração, desde a coleta até a entrega no laboratório. Quando for usado um coletor de
amostra (concha, ou outro modelo), este deve ser mantido limpo e seco. Recomenda-se o
uso de coletor de aço inoxidável, com superfície lisa e com todos os cantos arredondados.
O coletor deve ser higienizado de forma adequada. No caso da concha de inox, a mesma
deve ser lavada com detergente neutro e esponja, enxaguada com álcool (mínimo 70%) e
depois esterilizada com fogo. O coletor não deve ter contato com materiais ou superfícies
contaminadas por moscas, matéria orgânica, poeira etc.
1 2
32
2.1.4. Encaminhamento das amostras para o laboratório
Todas as amostras encaminhadas ao laboratório devem ser acompanhadas de uma
ficha com os seguintes dados:
Identificação do rebanho e endereço para envio dos resultados.
Data e horário da coleta.
Tipo de amostra enviada (do tanque de expansão/imersão ou de animais
individuais).
Temperatura da amostra no momento da coleta.
Nome ou identificação da pessoa encarregada pela amostragem.
Esses dados devem ser encaminhados em fichas obedecendo o modelo de cada
laboratório. Os frascos devem ser identificados sequencialmente, usando-se uma tinta
solúvel em álcool (do tipo recomendado para retroprojetor), devendo-se evitar as do tipo
nanquim, porque normalmente os tubos são reutilizados e as marcas precisam ser retiradas.
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Abaixo estão listados o endereço de possíveis laboratórios de análise de leite.
Laboratório de Qualidade do Leite
Endereço: Estação Experimental Terras Baixas - ETB.
Campus Universitário s/nº
Capão do Leão - RS.
Fone: (53) 3275-8440.
E-mail: [email protected]
Laboratório Estadual da Qualidade do Leite - Concórdia – Unc.
Rua Vitor Sopelsa, 3000
Bairro Salete
CEP: 89700-000
Concórdia – SC
Telefone/Fax: (49) 3441.105 / (49) 3441.1084
34
SARLE - Serviço de Análise de Rebanhos Leiteiros.
Universidade de Passo Fundo
BR 285, São José
Passo Fundo/RS
CEP: 99052-900
Telefone: (54) 3316-8191
e-mail: [email protected]
Laboratório do Leite – UNIVATES
Rua Avelino Tallini, 171
Bairro Universitário - Lajeado (RS)
Prédios 5 e 6 da UNIVATES
CEP: 95900-000
Telefone: (51) 3714-7027
e-mail: [email protected]
2.2. pH do leite
O pH do leite é normalmente ácido, variando de 6,6 a 6,8. Se a vaca apresentar
mastite o pH deve se mostrar alcalino, podendo passar de 7. Geralmente este método é mais
utilizado em pesquisa.
35
2.3. Cálcio iônico
2.3.1. Apresentação do aparelho
O aparelho possui três entradas para conexão dos cabos da entrada de energia (1),
do cabo do eletrodo com a membrana medidora de cálcio (2) e, do cabo do eletrodo com
solução interna (3) (Figura 12).
Figura 12 – Aparelho medidor de cálcio iônico.
Os eletrodos são acoplados a um braço mecânico (Figura 11) e inicia-se o processo
da verificação dos mesmos. Se os eletrodos tiverem sido utilizados recentemente, estarão
mergulhados em solução padrão 100 ou 1000 ppm.
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3
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36
Figura 13 – Braço mecânico do
aparelho utilizado para acoplar o
eletrodo.
Se os eletrodos estiverem guardados na caixa, aquele que possui a membrana
medidora (6) deve ser sensibilizado, ou seja, deve permanecer em solução durante 10 horas
(mínimo de 5 a 6 horas) antes do uso dentro da solução padrão 1000 ppm. Após, deve-se
lavar com água destilada e estará pronto para uso.
A membrana do eletrodo não pode encostar no fundo do recipiente. A parte
posterior do eletrodo com solução (7) deve ser apertada para que seja expelida uma gota
desta solução (8), deve-se abrir a ventosa (9) e girar uma volta da parte posterior. Se o nível
da solução ficar abaixo da marca (10), adicionar pelo orifício da ventosa (11) a solução
Reference Electrode Filling Solution Orion 900011 (12).
37
Figura 14 – 6. Membrana medidora, 7. Eletrodo com
solução, 8. Extração da gota de solução, 9. Ventosa do
aparelho, 10. Nível de solução, 11. Orifício da ventosa e
12. Solução.
2.3.2. Preparação das soluções
A solução padrão de cálcio de 1000 ppm é utilizada para preparar as soluções de 50
e 500 ppm. Para preparo das soluções é necessário ter em mãos dois frascos lavados com
água destilada e secos. Para preparar a solução de 500 ppm, misturar 30 ml de solução
padrão de cálcio com 30 ml de água destilada, ou seja, utiliza-se a proporção 1:1, gerando
um total de 60 ml. Retira-se 10 ml, restando 50 ml de solução 500 ppm.
Para preparar a solução 50 ppm, utiliza-se a proporção 1:9 da solução preparada.
Mistura-se os 10 ml retirados da solução 500 ppm com 90 ml de água destilada em um
balão volumétrico. Depois de agitar, retira-se 50 ml desta solução para um dos frascos
previamente identificados. Deste modo teremos dois frascos, um com solução de 50 e outro
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de 500 ppm. Por fim, em ambas as solução se adiciona 1 ml de ISA (Ionic Strengh Adjuster
= Solução Ajustadora de força iônica 932011 A) e as soluções estarão prontas para calibrar
o aparelho. Cada vez que o aparelho for utilizado, as soluções devem ser refeitas e, ao final
descartadas. O cálcio reage com o vidro, por isso, todas as soluções e também as amostras a
serem analisadas devem ser armazenadas em recipientes plásticos. As amostras de leite
devem ser armazenadas em recipientes fechados e preferencialmente se deve evitar abrir o
recipiente mais de uma vez antes da sua análise, pois o valor do cálcio iônico se modifica.
2.3.3. Calibração do aparelho
Liga-se o aparelho apertando uma vez no botão central, apertando novamente, a luz
liga. Inicia-se a configuração do sistema apertando no botão Setup, irá aparecer a opção
ISE, então se aperta o botão das 3 flechas para mover o cursor e mudar a configuração com
ajuda das flechas (para baixo e para cima). A configuração deve estar em rES, após Un It,
rAn9, nL In e novamente a rES. Após ser configurado, aperta-se a opção Measure para
voltar para a tela principal. Em seguida, Calibrate e o aparelho pedirá para que seja
colocada a solução calibradora 1, que será sempre a de menor valor (50ppm). Tudo isso
pode ser observado na figura 13.
39
Figura 15 – Sequência para calibração do aparelho
40
Em seguida lavam-se os eletrodos com água destilada e seca-se com muito cuidado,
pois eles são extremamente sensíveis. Pega-se a solução pronta de 50 ppm, mergulha os
eletrodos sem que encostem no fundo e nas laterais.
Quando ISE parar de oscilar, procede-se a troca dos números no visor do aparelho
usando o botão esquerdo e as setas direcionais até chegar ao número 50. Ao final,
pressionar Calibrate para finalizar a primeira calibração. Em seguida o aparelho pedirá a
calibração 2 (500ppm).
Sempre lavar os eletrodos após cada procedimento e deixar a bancada livre de
amostras que não serão utilizadas e que não estejam devidamente identificadas. Segue-se o
mesmo procedimento com a segunda calibração (500 ppm), procede-se a troca dos números
no visor do aparelho usando o botão esquerdo e as setas direcionais até aparecer o número
500 e no final pressionar Measure. Para Cálcio, o número esperado deve estar entre 25 e 30.
Após este resultado, o aparelho estará calibrado e pronto para analisar as amostras de leite.
Para conferir se a calibração está correta, colocar o eletrodo na solução 1000 ppm e
confirmar o valor no visor.
2.3.4. Medição do cálcio iônico no leite
Em um frasco limpo colocar 50 ml da amostra de leite com 1 ml de ISA,
homogeneizar com o bastão de vidro e mergulhar os eletrodos, esperar até que o número no
visor pare de oscilar e se continuar parado por 5 segundos, anotar a medida. A amostra já
medida não pode retornar para a medição, pois a solução ISA está em constante reação e
altera a composição.
41
Para guardar os equipamentos, lavar, secar e desconectar os cabos dos eletrodos do
aparelho. O eletrodo que possui ponteira com a membrana medidora de cálcio deve ser
desparafusado e a ponteira guardada em um tubo de vidro, sem que a membrana toque o
fundo. O eletrodo que possui solução interna deve ter a ventosa fechada e a parte posterior
deve ser recolocada, girando uma vez.
2.4. Estabilidade do leite/ Teste do álcool
Esse teste estima a estabilidade do leite quando processado termicamente. Segundo a
IN 62 (MAPA, 2011), o leite deve ser estável quando misturado em partes iguais com uma
solução alcoólica com no mínimo 72°GL. Nos estudos do NUPLAC, conforme os objetivos
se utilizam concentrações desde 62 até 90°GL.
2.4.1. Preparação da solução alcoólica
Coloca-se 100ml de água destilada e 100ml de álcool 96% em uma proveta de
500ml. Com o auxílio de um alcoômetro, verifica-se a concentração da solução. Pode ser
diluída com água destilada ou aumentar a concentração alcoólica, através da adição de
álcool.
42
2.4.2.Análise
Com o auxílio de uma pipeta, coloca-se 2ml de leite e 2ml da solução alcoólica em
uma placa de Petri, sendo esta amostra agitada por alguns segundos, podendo ou não ser
visualizado a precipitação/coagulação. Será considerado a menor concentração alcoólica
que causou precipitação/coagulação.
43
2.5 – Teste da acidez/Dornic
A sequência abaixo deve ser seguida para correta avaliação da acidez do leite.
1º) Carregar a coluna graduada do acidímetro com solução Dornic (Hidróxido de
Sódio 0,11N ou N/9), pressionando o reservatório. O excesso de solução retorna ao
reservatório com a solução no zero da escala graduada.
2º). Em um becker coloque 10 ml do leite a ser analisado e adicione 3-5 gotas de
solução de fenolftaleína.
3º) Pressionar a torneira do acidímetro, deixando cair, gota a gota a solução
Dornic, contida na escala graduada, agitando suavemente o becker. Continue até o
aparecimento de uma leve coloração rosada (use o leite sem fenolftaleína para comparar).
4º) Verifique na coluna quantos ml de solução Dornic foram gastos, cada divisão
na coluna, representa 1ºD (um grau Dornic).
Faça o teste contra uma superfície branca. O leite em estado normal de
composição e conservação deve possuir a acidez entre 14 a 18 ºDornic.
44
3. Avaliações do pasto
3.1. Simulação de pastejo
Consiste em simular o pastejo dos animais por meio de coleta manual de forragem
semelhante a ingerida. É realizada com o objetivo de obter uma estimativa satisfatória da
qualidade da dieta selecionada por animais em pastejo. É de grande importância em
experimentos realizados com animais manejados a pasto, uma vez que, o corte da forragem
rente ao solo, somente do topo do pasto ou apenas da porção de lâminas foliares não
representa o material efetivamente ingerido pelos animais.
Para coletar a amostra primeiramente é necessário observar cuidadosamente o local
onde o animal está pastando, a profundidade do bocado realizado, a parte da planta que está
sendo consumida e a espécie que está sendo escolhida para pastejo no caso de pastagens
mistas.
Após observação, a forragem deve ser colhida de forma manual, sendo que o animal
deve ser seguido até se obter uma amostra de aproximadamente 500g (material verde).
Recomenda-se que a coleta seja dividida em pelo menos dois momentos do dia. Pelo fato
de os ruminantes apresentarem dois picos de patejo bastante expressivos (amanhecer e
entardecer) e pela mudança na composição do pasto ao longo do dia, a sugestão é que a
coleta seja feita parte no pico de pastejo da manhã e parte no da tarde.
Como os animais apresentam variações de seletividade entre si, a simulação de
pastejo nunca deve ser feita com apenas um animal por tratamento, ou piquete ou raça.
Além disso, pelo fato de a composição do pasto ser modificada pelo avanço do estádio
45
fenológico, a simulação de pastejo deve ser feita várias vezes (intervalos regulares) ao
longo do experimento.
É muito importante que sempre seja realizada pelo mesmo avaliador, uma vez que
avaliadores diferentes podem ter uma perspectiva diferente do que está sendo consumido
pelo animal.
Após a coleta, as amostras devem ser homogeneizadas. Não é necessário analisar
separadamente a amostra coletada para cada animal, de acordo com o objetivo da pesquisa,
uma sub amostra das amostras dos animais de mesmo piquete, tratamento ou raça podem
ser retiradas.
Após ser homogeneizada, a amostra final deve ser seca em estufa de circulação
forçada de ar a 55ºC por 72 horas, moída e encaminhada para análise bromatológica.
3.2.Altura do dossel
A altura do dossel consiste da medida com régua graduada, da base do solo até o
dobramento médio das lâminas folhares do pasto. Deve ser realizada em vários pontos
representativos do piquete e, em várias ocasiões (intervalos regulares) durante o
experimento. O número de pontos de medição varia de acordo com área do piquete
utilizado (aproximadamente 20 pontos de medição em uma área de 1 hectare).
46
3.3. Massa de forragem
A técnica mais comum de avaliação de massa de forragem é a dupla amostragem,
com estimativas visuais. Nessa técnica, realiza-se um caminhamento em zig-zag por toda a
área do piquete e, durante esse caminhamento, de forma aleatória, porém representativa, 20
estimativas visuais e 5 cortes da forragem rente ao solo são realizados por meio de um
quadrado de área de 0,25 m2 (Figura 13).
Figura 16 - Figura demonstrativa do caminhamento
para avaliação de dupla amostragem. As linhas
vermelhas demostram o caminhamento em zig-zag, os
círculos brancos as estimativas visuais e os círculos
vermelhos os pontos onde a forragem deve ser cortada.
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As estimativas visuais consistem em “palpites” acerca da quantidade de massa de
forragem existente por hectare por observação da massa dentro do quadrado de 0,25 m2. Os
cortes devem ser feitos em 5 pontos, nesses pontos a estimativa visual também deve ser
realizada. Após cortar a forragem, ela deve ser pesada e o peso multiplicado pelo fator de
correção (teor de matéria estimado do pasto*40) para obtenção da massa de forragem real
naquele ponto. Assim, se em um ponto a forragem cortada tiver peso de 500g, e se a
matéria seca estimada for de 22%, a massa de forragem real naquele ponto é de 4400 kg de
MS ((0,22*40) *500). Ao final dos 5 cortes e das 20 estimativas visuais, realiza-se uma
regressão entre os 5 cortes e as 5 estimativas visuais referentes ao corte. Se o coeficiente de
regressão for acima de 0,7 então as estimativas visuais estão de acordo com os cortes e
representam de forma adequada a massa do piquete. Em cada corte realizado, retirar parte
da amostra para pesar (peso verde), secar e pesar novamente (peso seco) para conferência
do teor de matéria seca. Caso o teor de matéria seca for diferente do utilizado é importante
que seja corrigido. Um exemplo de cálculo pode ser observado na figura 17.
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Figura 17 – Exemplo de planilha de cálculo para massa de forragem.
3.4. Composição botânica e estrutural
Consiste na separação de amostras de pasto nas diferentes espécies que compõem
o dossel (composição botânica) para se obter a participação de cada uma na pastagem e, na
separação da planta em seus componentes, colmo, lâmina foliar, inflorescências e material
morto (composição estrutural) para possível cálculo da relação lâmina foliar: colmo e
participação de cada componente do dossel do pasto.
As amostras de pasto devem ser coletadas em aproximadamente 3 pontos por
piquete (no caso de piquetes de até 1 hectare), por meio do corte da forragem rente ao solo
em um quadrado de área conhecida (0,25 m2). Devem ser coletadas em diversas ocasiões
(intervalos regulares) ao longo do experimento. Após terem seus componentes botânicos e
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estruturais separados, cada amostra separada deve ser devidamente identificada, pesada em
balança de precisão, colocada na estufa a 55ºC por 72 horas e pesada novamente.
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BIBLIOGRAFIA
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cinco casos. Ciência Animal Brasileira, v. 8, n. 4, p. 857-862, 2007.
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tetos da vaca. University of Wisconsin-Madison, Wisconsin, USA.
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estresse calórico. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec., v. 58, n. 5, p. 732-738, 2006.
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sombreamento artificial para vacas em lactação em condições de calor. Rev. Bras. de
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TRONCO, V. M. Manual para inspeção da qualidade do leite. Santa Maria, v. 4 edição
2010. 195p.
