UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL

Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS

MEDICINA TRANSFUSIONAL EM CÃES E GATOS:

COLHEITA, PROCESSAMENTO E ARMAZENAMENTO DE SANGUE TOTAL

E HEMOCOMPONENTES

Sarah Barboza Martins Orientador: Juan Carlos Duque Moreno

Goiânia 2011

II

SARAH BARBOZA MARTINS

MEDICINA TRANSFUSIONAL EM CÃES E GATOS:

COLHEITA, PROCESSAMENTO E ARMAZENAMENTO DE SANGUE TOTAL

E HEMOCOMPONENTES

Seminário apresentado junto à Disciplina

Seminários Aplicados do Programa de Pós-

Graduação em Ciência Animal da Escola de

Veterinária e Zootecnia da Universidade

Federal de Goiás.

Nível: Mestrado

Área de Concentração:

Patologia,Clinica e Cirurgia

Linha de Pesquisa:

Técnicas cirúrgicas e anestésicas, patologia

clínica cirúrgica e cirurgia experimental

Orientador:

Prof. Dr. Juan Carlos Duque Moreno – UFG

Comitê de Orientação:

Profª Drª Denise Tabacchi Fantoni – USP

Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno – UFG

Goiânia

2011

III

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS ......................................................................................... IV

LISTA DE TABELAS .......................................................................................... V

LISTA DE ANEXOS .......................................................................................... VI

LISTA DE ABREVIATURAS ............................................................................. VII

1. Introdução ...................................................................................................... 1

2. Revisão de Literatura ..................................................................................... 3

2.1 Triagem de doadores ................................................................................... 3

2.1.1 Cães .......................................................................................................... 4

2.1.2 Gatos ......................................................................................................... 6

2.2 Coleta de sangue ......................................................................................... 8

2.2.1 Sala de colheita ......................................................................................... 9

2.2.2 Equipamentos e Materiais para colheita.................................................. 10

2.2.3 Procedimentos de colheita ...................................................................... 12

2.2.3.1 Cães ..................................................................................................... 13

2.2.3.2 Gatos .................................................................................................... 14

2.3 Fracionamento do sangue total .................................................................. 16

2.3.1 Sangue total (ST) .................................................................................... 17

2.3.2 Concentrado de Hemácias ...................................................................... 20

2.3.3 Derivados do Plasma .............................................................................. 25

2.3.3.1 Plasma Fresco Congelado (PFC) ......................................................... 25

2.3.3.2 Plasma Congelado (PC) ....................................................................... 27

2.3.3.3 Crioprecipitado e Criosobrenadante ..................................................... 27

2.3.3.4 Concentrado de plaquetas ................................................................... 28

3. Considerações finais .................................................................................... 31

REFERÊNCIAS ................................................................................................ 32

ANEXOS .......................................................................................................... 40

IV

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Diferentes tipos de sistema aberto para colheita de sangue total de

gatos (aBARFIELD & ADAMANTOS, 2010; bLUCAS et al., 2004). ...... 9

Figura 2 – Alicate de ordenha utilizado para homogeneização de sangue total.

.......................................................................................................... 12

Figura 3 - Esquema dos produtos originados do sangue classificados em

hemocomponentes e hemoderivados (BRASIL, 2008). ..................... 17

Figura 4- Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de sangue total a ser

transfundido em cães ou gatos, de acordo com o hematócrito (HT)

desejado para o receptor (Adaptado de HALDANE et al., 2004). ...... 18

Figura 5 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de ST a ser

transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o

receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004). ....................... 18

Figura 6 - Unidade de sangue colhida de cão em um extrator de plasma, com a

respectiva bolsa satélite em uma balança para receber a porção de

plasma. .............................................................................................. 20

Figura 7 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de CH a ser

transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o

receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004). ....................... 21

Figura 8 – Alterações morfológicas dos eritrócitos de concentrado de hemácias

após armazenados em bolsa CPD/SAG-M durante 40 (A) e 60 (B)

dias, e em bolsa CPD/SAG-M acrescida de fosfato dissódico após 40

(C) e 60 (D) dias, com predomínio de esferoequinócitos em B e D

(COSTA JÚNIOR, 2010).................................................................... 23

V

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Exames de triagem recomendados para seleção de cães doadores

de sangue (IF – Imunofluorescência, PCR – Reação em cadeia da

polimerase, ELISA – “Enzyme linked immunoabsorbent assay”, SAT –

Soroaglutinação rápida em lâmina, TAT – Soroaglutinação em tubo). 5

Tabela 2 - Exames de triagem recomendados para seleção de gatos doadores

de sangue (IF – Imunofluorescência, PCR – Reação em cadeia da

polimerase, ELISA – “Enzyme linked immunoabsorbent assay”). ....... 7

Tabela 3 - Materiais necessários para coleta de unidade de sangue total de

cães ou gatos, e a respectiva descrição de cada item. ..................... 11

VI

LISTA DE ANEXOS

Anexo A - Formulário de avaliação de doador de sangue canino. ................... 40

VII

LISTA DE ABREVIATURAS

2,3-DPG Ácido 2,3 Difosfoglicerator

ACD Ácido citrato dextrose

ATP Adenosina trifosfato

CH Concentrado de hemácias

CO2 Dióxido de carbono

CP Concentrado de plaquetas

CP2D Citrato fosfato-2 dextrose

CPD Citrato fosfato dextrose

CPDA-1 citrato-fosfato-dextrose-adeninda-1

DEA Dog erythrocyte antigen (Antígeno

Eritrocitário Canino)

DMSO Dimetilsulfóxido

ELISA Enzyme linked immunoabsorbent assay

FeLV Vírus da leucemia felina

FIV Vírus da imunodeficiência felina

Ht Hematócrito

IF Imunofluorescência

LA Lesões de Armazenamento

PC Plasma congelado

PCR Reação em cadeia da polimerase

PFC Plasma fresco congelado

PIF Peritonite infecciosa felina

PRP Plasma rico em plaquetas

Rpm Rotações por minuto

SAG-M Solução aditiva de soro fisiológico,

adenina, glicose e manitol

SAT Soroaglutinação rápida em lâmina

ST Sangue total

TAT Soroaglutinação em tubo

VPM Volume plaquetário médio

vWF Fator de Von Willebrand

1. INTRODUÇÃO

O sangue vem sendo relacionado à vida há séculos, porém seu uso

terapêutico foi muito recriminado no início da história em citações bíblicas.

Seguindo a evolução da medicina, sua utilização se tornou uma prática

amplamente difundida (GREENWALT, 1997). A terapia transfusional é uma

prática utilizada em medicina veterinária e que está em expansão com a

implantação de programas de doação de sangue e implementação de bancos

de sangue veterinários (LUCAS et al., 2004).

A terapia transfusional é a base do tratamento de suporte de cães e

gatos com anemia, sendo muitas vezes o único tratamento. Em gatos as

transfusões ainda não são comumente utilizadas, pois raramente o sangue

total ou seus derivados estão disponíveis (BARFIELD & ADAMANTOS, 2011)

Nos últimos anos o entendimento sobre a medicina transfusional tem-se

aprimorado significativamente, bem como o uso de produtos sanguíneos na

prática veterinária diária. Porém, ainda são frequentes as falhas na prática da

hemoterapia, em boa parte, devido à disponibilidade restrita de

hemocomponentes apropriados (LUCAS et al., 2004).

Estudos acerca da segurança transfusional em pequenos animais

têm mostrado bons resultados, mesmo em animais recebendo múltiplas

transfusões sanguíneas (ROUX et al., 2008). As transfusões são normalmente

realizadas em animais apresentando anemia grave, devido à perda de sangue

com risco à vida, hemólise ou insuficiência de medula óssea. Por isso, a

hemoterapia tornou-se um componente importante do cuidado médico,

cirúrgico e na terapia intensiva (WEINGART et al, 2004). É importante ressaltar

que, no homem, em casos de anemia moderada o uso de transfusões

perioperatórias ainda é controverso, devendo-se considerar o risco inerente à

terapia transfusional (CARSON et al., 1998).

A qualidade do produto sanguíneo disponível para transfusão

depende tanto da seleção adequada do doador quando da qualidade da

colheita, processamento e armazenamento do sangue e seus componentes.

Daí vem a importância de difundir o conhecimento sobre as etapas de

processamento e sobre a correta utilização dos componentes sanguíneos, a

2

fim de que mais programas de doação de sangue e bancos de sangue

veterinários sejam disponibilizados.

Os protocolos para seleção de doadores, para obtenção de sangue

e seus componentes e para seu armazenamento são ainda negligenciados na

rotina veterinária, o que compromete a qualidade do produto sanguíneo

utilizado e aumenta os riscos para o receptor e as chances de insucesso no

tratamento. O presente documento teve por objetivo fazer uma breve revisão

de literatura a fim expor os cuidados que devem ser tomados em cada etapa da

obtenção e processamento do sangue total e seus derivados, em cães e gatos.

3

2. REVISÃO DE LITERATURA

A estocagem de sangue é uma área emergente na medicina

veterinária e o desenvolvimento de clínicas de emergência e da terapia

intensiva aumentou a demanda por concentrado de hemácias e por produtos

derivados do plasma (IAZBIK et al., 2007), isso porque o principal objetivo da

ressucitação em pacientes críticos é a otimização da perfusão e da oxigenação

tecidual (PRITTIE, 2010). Apesar do sangue ser usado terapeuticamente há

mais de 100 anos, a maior parte do desenvolvimento clinicamente relevante foi

feita nas duas últimas décadas (CASTELLANOS et al., 2004).

2.1 Triagem de doadores

Um programa de doadores de sangue começa com a seleção dos

cães e gatos que se encaixem num perfil já estabelecido (LUCAS, et al., 2004).

O histórico completo do doador deve ser obtido antes de cada doação, como

viagens a áreas endêmicas para vetores de doenças transmissíveis, ou se os

animais foram expostos a fatores de risco que possam requerer exames

adicionais. Exame físico completo e detalhado, incluindo temperatura retal e

presença de ectoparasitas, deve preceder cada doação, mesmo que os

animais façam parte de um programa de doação de sangue.

Formulários padronizados (Anexo 1) devem estar disponíveis para

os proprietários dos doadores, a fim de esclarecer se os animais apresentaram

qualquer tipo de doença ou viagem dentro das 48h antes da doação. Exames

laboratoriais previamente à doação, incluindo hemograma completo,

bioquímicas plasmáticas de função renal e hepática, urinálise e exame de fezes

são indicados para triagem. A determinação do hematócrito é indispensável

para garantir produtos sanguíneos com adequada concentração de hemácias

para transfusão e para prevenir a ocorrência de anemia secundária à doação

nos cães e gatos doadores (WARDROP et al., 2005).

A transfusão sanguínea, apesar de muitas vezes ser o único

tratamento de algumas doenças, não pode ser considerada totalmente segura.

A fim de minimizar o risco de transmissão de doenças via transfusão

4

sanguínea, os doadores devem ser testados para determinadas doenças,

variando segundo a espécie, localização geográfica dos animais e

predisposição racial (REINE, 2004; WARDROP et al., 2005).

Outro fator importante a ser considerado, principalmente em gatos, é

a determinação do tipo sanguíneo do doador (TOCCI & EWING, 2009).

2.1.1 Cães

É recomendado que os cães tenham pelo menos 25kg, idade entre

um e sete anos, sejam dóceis, permitindo contenção, e não tenham histórico de

sopro cardíaco ou convulsões. Não devem estar recebendo medicação e

devem estar sob controle constante de ectoparasitas (LUCAS et al., 2004). Os

exames para doenças infecciosas recomendados para cães doadores são

Babesiose, Leishmaniose, Ehrliquiose, Brucelose, Anaplasmose, Ricketsiose,

Tripanossomíase e Bartonelose (Tabela 1). A frequência com que os exames

devem ser feitos depende de se os doadores estão em áreas endêmicas ou se

foram expostos a fatores de risco. Deve-se lembrar que mais importante do que

os testes aos quais os doadores são submetidos, é a prevenção de doenças e

manejo adequado das unidades para evitar a contaminação após a colheita

(WARDROP et al., 2005).

Poucos estudos têm sido feitos sobre os efeitos da doação de

sangue em cães e a segurança do procedimento. O volume total de sangue

dos cães é em média de 90 mL/Kg (KUNUGIYAMA et al., 1989) e é relatado

que eles podem doar até 20% do seu volume de sangue total sem que ocorra

anemia clinicamente significativa, embora a retirada desse volume possa

induzir hipovolemia leve e transitória (HELM & KNOTTENBELT, 2010).

Um estudo feito em cães da raça Greyhound (COUTO & IAZBIK,

2005) mostrou que a pressão arterial sistólica diminui significativamente após a

doação de uma unidade de sangue total, o que significa uma perda de 17 a

22% do total de sangue dos animais. A pressão arterial sistólica levou em

média 90 minutos para que o valor voltasse ao basal. Nesse mesmo estudo, na

correlação da diminuição da pressão arterial após doação de sangue com o

peso dos doadores, os cães com menos de 33kg foram mais propensos a

5

desenvolver hipotensão, apesar de não apresentarem sinais clínicos de

hipovolemia.

É importante ressaltar que cães da raça Greyhound têm pressão

arterial e índice cardíaco significativamente maiores do que cães mestiços

(COX et al., 1976). Sendo assim, os cães mestiços podem ser mais sensíveis à

doação de sangue, principalmente quando não apresentarem o peso mínimo

aceitável de 25 kg. Os cães podem levar até um mês para recuperar a

contagem normal de hemácias, contudo é recomendado que a frequência de

doação não ultrapasse quatro ou cinco vezes ao ano (HELM &

KNOTTENBELT, 2010).

TABELA 1 – Exames de triagem recomendados para seleção de cães

doadores de sangue (IF – Imunofluorescência, PCR – Reação

em cadeia da polimerase, ELISA – “Enzyme linked

immunoabsorbent assay”, SAT – Soroaglutinação rápida em

lâmina, TAT – Soroaglutinação em tubo).

Doença Agentes Triagem Teste

Babesiose Babesia canis, B. gibsoni Recomendada IF, PCR

Leishmaniose Leishmania donovani Recomendada IF, PCR

Erliquiose Ehrlichia canis,

E. ewingii, E. chaffeensis

Recomendada

IF, ELISA,

PCR

Brucelose Brucella canis Condicional* PCR

Anaplasmose

Anaplasma

phagocytophilum,

A. platys

Recomendada SAT, TAT

Ricketsiose Neorickettsia risticii,

N. helmintheca Condicional* IF, PCR

Tripanossomíase Trypanossoma cruzi Condicional* IF

Bartonelose Bartonella vinsonii Condicional* IF

Fonte: Adptado de WARDROP et al., 2005

* Dependendo da incidência geográfica

6

Atualmente, existem cinco grupos sanguíneos de cães reconhecidos

internacionalmente como tendo significância clínica e classificados como “dog

erythrocyte antigen – DEA” (Antígeno Eritrocitário Canino). São eles DEA 1

(com três subgrupos – DEA 1.1, 1.2 e 1.3), 3, 4, 5 e 7, sendo o DEA 1.1 e o 1.2

os mais importantes na medicina transfusional. O DEA 1.1 é o mais antigênico

e apresenta alta prevalência entre os cães. Interações entre sangue positivo

para DEA 1.1 ou 1.2 em cães receptores negativos para esses antígenos

podem gerar reações hemolíticas agudas graves nos animais. O DEA 4 é

considerado o “doador universal” por ser o antígeno de maior prevalência nos

cães e a interação antígeno-anticorpo não produzir efeito na sobrevida das

hemácias in vivo (HALE, 1995; NOVAIS et al., 2004).

Um novo aloanticorpo contra um novo antígeno eritrocitário,

diferente dos previamente descritos, foi detectado em Dálmatas. Este antígeno,

denominado Dal, parece estar presente na maioria dos cães dessa raça e pode

causar reações hemolíticas tardias. Contudo, sua importância clínica ainda não

foi bem esclarecida (BLAIS et al., 2007). Outros grupos, como DEA 6 e 8 foram

identificados, porém por não haver anticorpos monoclonais para sua detecção,

não são estudados e são considerados de baixa importância clínica (NOVAIS

et al., 2004).

2.1.2 Gatos

Os doadores felinos devem pesar no mínimo 5 Kg (IAZBIK et al.,

2007), ter entre um e sete anos de idade, serem dóceis e não apresentarem

histórico de sopro cardíaco ou convulsões. Devido à preocupação com

doenças infecciosas os doadores devem viver preferencialmente sem acesso à

rua. É preconizado que os animais tenham temperamento dócil, mas

independentemente do temperamento, a maioria dos gatos irá exigir algum tipo

de sedação ou contenção química para a colheita do sangue (LUCAS et al.,

2004). Os exames de triagem para doenças infecciosas em gatos incluem

Leucemia Felina, Imunodeficiência Felina, Hemoplasmose, Bartonelose,

Cytauxzoonose, Ehrliquiose, Anaplasmose e Ricketsiose (Tabela 2). A

Peritonite Infecciosa Felina (PIF) é uma síndrome clínica ocasionada por um

coronavírus que, apesar de haver a chance de estar presente no sangue de

7

gatos, sua detecção não significa que o animal irá desenvolver a doença

clínica. Além disso, e até o momento ainda não foi relata a transmissão do

coronavírus via transfusão sanguínea. Por isso não está inclusa nos exames de

triagem recomendados (REINE, 2004)

TABELA 2 - Exames de triagem recomendados para seleção de gatos

doadores de sangue (IF – Imunifluorescência, PCR – Reação

em cadeia da polimerase, ELISA – “Enzyme linked

immunoabsorbent assay”).

Doença Agentes Triagem Testes

Leucemia Felina FeLV Recomendada ELISA

Imunodeficiência

Felina FIV Recomendada ELISA

Hemoplasmose Mycoplasma haemofeliz,

M. hemominutum Recomendada

Microscopia,

PCR

Bartonelose Bartonella henselae,

B. clarridgear, B. kholerae

Recomendada/

Condicional*

IF, PCR,

Cultura

Cytauxzoonose Cytauxzoon felis Condicional* Microscopia

Erliquiose E. canis Condicional* PCR

Anaplasmose A. Phagocytophilum Condicional* IF, PCR

Ricketsiose N. risticii

Fonte: Adptado de WARDROP et al., 2005

* Dependendo da incidência geográfica

Apesar de toda a triagem feita antes da doação de sangue, a

colheita não é isenta de riscos potencialmente graves para o felino doador,

como já mostrado por WEINGART et al. (2004), que relataram a morte,

provavelmente relacionada a uma cardiomiopatia oculta, verificada à necropsia,

de um gato doador dois dias após a colheita do sangue.

MOTT (1968) mostrou em seu estudo que gatos adultos têm em

média volume total de sangue de 60mL/kg. Já no estudo de IAZBIK et al.

(2007) observou-se que gatos que doaram entre 16 e 20% do seu volume de

sangue total não apresentaram hipotensão ou complicações relevantes durante

8

a doação de sangue, por isso o peso mínimo dos doadores deve ser

aproximadamente 5kg, que significa que poderiam doar até 60mL.

De forma semelhante aos grupos sanguíneos humanos, os grupos

sanguíneos dos gatos são denominados A, B e AB, contudo sem fator Rh. A

prevalência dos grupos sanguíneos apresenta grande variação segundo a

localização geográfica e a raça, sendo por isso a tipagem de grande

importância clínica na prevenção da isoeritrólise neonatal e das reações

hemolíticas agudas pós-transfusionais (GIGER & BÜCHELER, 1991;

KNOTTENBELT et al., 1999; ARIKAN et al., 2003). A alta incidência de reações

hemolíticas graves na primeira transfusão ocorre pois os gatos, diferentemente

dos cães, apresentam aloanticorpos naturais a antígenos eritrocitários

(KNOTTENBELT et al., 1999).

2.2 Colheita do sangue

O sangue total é colhido em sistemas preferencialmente fechados,

estéreis, que permitem sua separação, por centrifugação, em componentes

sanguíneos sem que haja contato com o ar ambiente. O sangue total colhido

em sistema aberto (Figura 1) não pode ser utilizado para processamento e

armazenamento, devendo ser utilizado em até 24 hotas após a colheita

(ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).

9

FIGURA 1 - Diferentes tipos de sistema para colheita de sangue total de

gatos (aBARFIELD & ADAMANTOS, 2010; bLUCAS et al.,

2004).

2.2.1 Sala de colheita

A escolha do local onde será feita a colheita é fundamental, visto

que a qualidade do produto final depende, entre outros fatores, da qualidade da

técnica empregada (AUTHEMENT et al.,1986; HÖGMAN et al., 2002).

A sala de colheita deve ser um lugar exclusivo para esse fim, que

seja calmo, silencioso e livre da passagem de outras pessoas. O piso não deve

ser liso, principalmente no caso de colheita de sangue de cães. A mesa deve

ser firme, sem desníveis e de tamanho adequado tanto para posicionar os

animais em decúbito lateral quanto em decúbito esternal. É importante também

que seja controlado o acesso de pessoas à sala a fim de se evitar interrupções

durante o procedimento (LUCAS et al., 2004).

a b

10

2.2.2 Equipamentos e materiais para colheita

Todos os materiais necessários para colheita (Tabela 3) devem ser

separados previamente para facilitar o processo e evitar interrupções. Os

materiais necessários variam de acordo com o produto a ser processado e com

a espécie do doador (LUCAS et al., 2004).

O sangue é colhido em bolsas de sangue convencionais contendo

soluções anticoagulantes e preservativas, acopladas a uma agulha para

punção. As bolsas de colheita convencionais estão disponíveis em diversos

tamanhos, com capacidade total de 150 a 500ml, sendo a proporção

sangue:solução preservativa de 10:1 e 7:1, aproximadamente em cães e gatos,

respectivamente (ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).

Os principais anticoagulantes utilizados são ácido citrato dextrose

(ACD), citrato-fosfato-dextrose-adeninda-1 (CPDA-1), citrato fosfato dextrose

(CPD) e citrato fosfato-2 dextrose (CP2D), podendo estes conter aditivos que

prolongam a meia-vida das hemácias estocadas (ABRAMS – OGG &

SCHNEIDER, 2010). O sangue colhido em solução CPDA-1 tem validade de 35

dias, já o colhido em solução ACD, CPD e CP2D têm validade de 21 dias.

Quando, após a centrifugação e fracionamento, o concentrado de hemácias é

acrescido de solução aditiva como SAG-M (CPD/SAG-M), composta por soro

fisiológico, adenina, glicose e manitol, a validade passa a 42 dias. Em todos os

tipos de solução, a temperatura de armazenamento deve ser 4±2°C (BRASIL,

2008).

11

TABELA 3 – Materiais necessários para colheita de unidade de sangue total de

cães ou gatos, e a respectiva descrição de cada item.

Fonte: Adaptado de LUCAS et al., 2004.

aUso exclusivo para coleta de sangue total de cães ou bgatos.

As frações do sangue são obtidas a partir da centrifugação do

sangue total, que deve ser mantido sob temperatura controlada e constante, a

fim de se preservar a qualidade e minimizar as Lesões de Armazenamento

(LA). Para isso, é necessário que as bolsas tenham ao menos uma bolsa

satélite e que sejam centrifugadas em centrífuga refrigerada. Antes de proceder

à centrifugação, o sangue presente no oquipo deve ser homogeneizado com o

auxilio de um alicate de ordenha próprio (Figura 2), de forma que o sangue total

Item Descrição

Bolsa CPDA-1 a

Sistema fechado de bolsa de colheita de sangue, com uma

bolsa principal (500ml) e uma ou mais bolsas satélites

Sistema de coleta de sangue

de gatos b

Estão disponíveis para compra sistemas abertos para coleta

(FIGURA 1)

Solução para antissepsia Soluções iodadas associadas a álcool 70%

Clip de alumínio Anéis de alumínio utilizados para selar assepticamente as

bolsas de sangue

Balança digital (1000g) Alimentada a bateria e utilizada para pesar a bolsa e estimar

o momento em que está cheia

Atadura Tipo Vetrap® para prevenir formação de hematomas

Pinças hemostáticas

plásticas

Para fechar a bolsa antes e depois da colheita, evitando

que entre ar no sistema. Em bolsas de sangue não

devem ser utilizadas pinças hemostáticas de metal

Tesoura comum Para cortar as bandagens

Lixo comum e hospitalar Conforme o padrão de coleta de lixo de cada

estabelecimento

Aparelho de anestesia

inalatória b

Isoflurano ou Sevoflurano, circuito sem reinalação de gases,

para colheita de unidade de sangue total de gatos

Dispositivo de contenção

para gatos b

Recomenda-se o uso de bolsas de contenção para gatos

Solução anticoagulante b

Adicionada ao sistema de coleta de felinos, quando não possui, principalmente no caso de colheita de sangue total

em sistema aberto

12

contido na bolsa e no equipo tenham a composição mais semelhante possível,

visto que as alíquotas de sangue do equipo é que serão utilizadas para os

testes transfusionais e para controle de qualidade (LUCAS et al., 2004;

ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).

FIGURA 2 – Alicate de ordenha utilizado para homogeneização de ST.

Para separar a papa de hemácias do plasma é utilizado um extrator

de plasma e pinças hemostáticas plásticas são utilizadas para selar os equipos

de transferência, evitando o contato do sangue com o ar, até que as bolsas

sejam seladas definitivamente. Estão disponíveis no mercado seladoras de

bancada e seladoras portáteis específicas para banco de sangue. Antes do

início do fracionamento e após cada fracionamento, as bolsas e as respectivas

bolsas satélites devem ser pesadas para se estimar o volume final de cada

componente fracionado. Para promover adequado armazenamento, há

equipamentos específicos para cada componente, sendo o concentrado de

hemácias armazenado sob refrigeração (4°C), o plasma é congelado (-18°C) e

o plasma rico em plaquetas e concentrado de mantidos em temperatura

ambiente (20±2°C) e constante agitamento em homogeneizadores de

plaquetas (LUCAS et al., 2004; ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).

2.2.3 Procedimentos de colheita

13

Para que o procedimento de colheita ocorra de forma ideal são

necessárias três pessoas. A primeira é para manter o doador em decúbito

lateral ou sentado, a segunda para promover a flebotomia e manter a agulha

adequadamente posicionada e uma terceira para homogeneizar, constante e

delicadamente, a bolsa de sangue para que todo o sangue colhido entre em

contato o mais breve possível com o anticoagulante e minimize o risco de

formação de microtrombos. A bolsa deve ser pesada continuamente até que

atinja 405-480g (LUCAS et al., 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). Estão

disponíveis no mercado homogeneizadores digitais, com pesagem e

homogeneização automáticas, que controlam o fluxo sanguíneo de doação e

também avisam por sinal sonoro quando o volume, ou peso, desejado é

atingido. É provável que a utilização dessa tecnologia possa substituir a

terceira pessoa necessária para o procedimento de colheita.

A tricotomia e a antissepsia do local de punção são essenciais para

minimizar o risco de contaminação das unidades de sangue total. Estudos

feitos com sangue humano têm mostrado que bactérias gram-positivas,

provenientes da microflora da pele, são as mais encontradas em unidades

contaminadas, e que a combinação antisséptica que diminuiu a colonização

bacteriana na pele dos doadores de sangue de forma mais eficaz foi a

associação de um agente iodado ao álcool etílico 70% (FONSECA et al., 2009).

a) Procedimento de colheita em cães

É preconizado que cães doadores de sangue não sejam sedados,

mas havendo a necessidade pode ser utilizado tartarato de butorfanol (0,1-

0,3mg/kg) associado ou não a acepromazina (0,01-0,03mg/kg). Quando esta

associação for utilizada, devido ao efeito hipotensor da acepromazina, a

fluidoterapia deve ser instituída para minimizar os riscos ao doador (HELM &

KNOTTENBELT, 2010).

O local de punção deve ser tricotomizado e procedida antissepsia

três vezes. O local de preferência de colheita é a veia jugular, na qual o fluxo

de sangue é maior e há menor risco de formação de coágulos durante o

procedimento, todavia em cães de maior porte a colheita pode ser feita por

14

punção da veia cefálica (HELM & KNOTTENBELT, 2010). A bolsa de colheita

deve ser posicionada na balança digital e realizada a tara. Antes da abertura da

linha de colheita, o equipo deve ser fechado, de sete a dez centímetros após a

agulha, com pinça hemostática plástica de forma que o sistema não abra e a

parte interna do circuito não entre em contato com o ar ambiente (LUCAS et al.,

2004).

A flebotomia deve ser feita com o bisel voltado para cima, e só então

a pinça hemostática pode ser removida do circuito. A colheita deve continuar

até que a bolsa atinja entre 405 e 480g de peso, sendo que a homogeneização

do sangue deve ser feita a cada 50 a 75 mL colhidos. Após o término da

colheita o equipo deve ser novamente fechado antes que a agulha seja retirada

da veia jugular. Deve-se então comprimir o local de punção e imediatamente

envolver o pescoço do animal com atadura de compressão leve, do tipo

Vetrap®, por 30 minutos, a fim de minimizar o risco de formação de hematoma

no local de punção (LUCAS et al., 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). O

tempo ideal de colheita é entre três e dez minutos. (HELM & KNOTTENBELT,

2010).

O circuito de colheita deve ser então fechado definitivamente com

seladora própria para banco de sangue. O equipo de colheita possui um

número de identificação, que também está presente na bolsa, e é importante

que ao menos um número seja mantido no equipo para manter a correlação

com a bolsa. A identificação da bolsa deve conter os dados do doador, data e

hora da colheita e a quantidade de sangue total colhido (peso em gramas)

(LUCAS et al., 2004).

Após o término da colheita todos os dados da colheita devem ser

devidamente registrados, incluindo os dados do exame físico antes da colheita,

valores de hematócrito e proteínas totais, bem como quaisquer problemas

ocorridos durante o procedimento (LUCAS et al., 2004).

b) Procedimento de colheita em gatos

Diferentemente dos cães, os gatos devem ser sedados para doar

sangue, visto que qualquer movimento durante a colheita pode inutilizar o

produto final (LUCAS et al., 2004), assim sedação com associação de cetamina

15

e midazolam, ou outro protocolo que não cause hipotensão, pode ser utilizado

para contenção (HELM & KNOTTENBELT, 2010). A dose necessária de

sedativos, bem como a escolha do protocolo varia entre os estudos, com

relatos sobre a colheita com a associação de cetamina, na dose 5-6mg/Kg,

associada ao midazolam, na dose 0,1mg/Kg (WEIGART et al., 2004) ou

anestesia geral com indução e manutenção anestésica com sevofluorano

(TROYER et al., 2005).

Em gatos o local de punção para colheita de sangue deve ser a veia

jugular porque nas veias periféricas o fluxo sanguíneo é muito baixo. Assim

como nos cães, a região de flebotomia deve ser tricotomizada e feita

antissepsia. A colocação de acolchoamento sob o pescoço dos gatos pode

melhorar a exposição e visualização da veia jugular (HELM & KNOTTENBELT,

2010).

O sangue total de gatos não pode ser colhido em bolsas de coleta

de sangue convencionais, pois o volume de sangue colhido é menor, bem

como o fluxo de sangue durante a colheita (HELM & KNOTTENBELT, 2010). O

“Penn Animal Blood Bank”, banco de sangue da Universidade da Pensilvânia,

desenvolveu um sistema fechado de coleta de sangue para gatos, que permite

o fracionamento do sangue em papa de hemácias e plasma fresco congelado,

bem como seu armazenamento (GIGER, 2009).

Sistemas fechados de colheita de sangue para felinos não estão

comercialmente disponíveis no Brasil, sendo assim a colheita é feita em um

sistema aberto, e por isso o armazenamento não deve ultrapassar 24h devido

ao risco de contaminação bacteriana (LUCAS et al., 2004; GIGER, 2009; HELM

& KNOTTENBELT, 2010).

O método convencional de colheita de sangue de gatos é constituído

por um escalpe 19G conectado a uma seringa de 60mL e a uma bolsa de

sangue pediátrica através de uma torneira de três vias. A seringa deve conter

sete mililitros de anticoagulante, preferencialmente CPDA-1, para manter a

proporção anticoagulante:sangue entre 1:7 e 1:9. Durante a colheita a seringa

deve ser homogeneizada constantemente evitando assim a formação de

microtrombos. Ao término da colheita a torneira de três vias deve ser fechada

para o escalpe antes de retirá-lo do local de punção e, após homogeneização,

a torneira de três vias é aberta para a bolsa e o sangue transferido (HELM &

16

KNOTTENBELT, 2010). Após a retirada do escalpe do local de punção, deve

ser feita compressão no local, seguida por bandagem com atadura do tipo

Vetrap® (LUCAS et al., 2004).

Diferentemente dos cães, os gatos são mais sensíveis à doação de

sangue. Após a doação é preconizada a reposição volêmica, contudo há

variação quanto a solução, a dose e a via de administração utilizada. HELM &

KNOTTENBELT (2010) recomendam a administração de 90mL de solução

fisiológica pela via subcutânea imediatamente antes do início da doação de

sangue, e mais 60-90mL durante 15 a 20 minutos pela via intravenosa,

começando quando aproximadamente metade do volume total de sangue já foi

doado. WEINGART et al., (2004) utilizaram Ringer Lactato para reposição

volêmica na dose de 20mL/Kg, aproximadamente, pela via subcutânea ou

intravenosa quando os animais apresentavam sinais clínicos de hipovolemia.

Após o término da colheita, a identificação tanto da bolsa de sangue

colhida quanto do doador deve ser feita da mesma forma que nos cães, alem

disso quaisquer problemas durante a colheita devem ser registrados também

(LUCAS et al., 2004).

2.3 Fracionamento do sangue total

A terapia transfusional vem se aprimorando nas últimas décadas, e

com isso o uso de produtos sanguíneos, na rotina clínica da medicina

veterinária. Em cães já se trata de uma terapia amplamente utilizada, e em

gatos está se aprimorando na medida que estudos sobre o fracionamento do

sangue total vão sendo feitos. A vantagem da utilização dos produtos do

fracionamento sanguíneo é principalmente a utilização mais eficaz de cada

unidade de sangue colhida, visto que nem sempre os animais precisam de

reposição de todos os componentes sanguíneos (CASTELLANOS et al., 2004;

CHIARAMONTE, 2004).

Hemocomponentes e hemoderivados (Figura 3) são produtos

sanguíneos diferentes, sendo distinguidos conforme o tipo de processamento

que sofrem. Hemocomponentes são aqueles obtidos a partir de processos

17

físicos, como centrifugação e congelamento. Já os hemoderivados são aqueles

obtidos a partir de processos físico-químicos (BRASIL, 2008).

Face a importância do fracionamento, deve-se ressaltar que a

viabilidade do sangue estocado está diretamente relacionada à técnica da

colheita utilizada, ao anticoagulante disponível, à temperatura de conservação,

aos parâmetros bioquímicos e à frequência de homogeneização durante o

armazenamento, este último no caso de conservação de plaquetas

(AUTHEMENT et al.,1986; HÖGMAN et al., 2002).

FIGURA 3 - Esquema dos produtos originados do sangue classificados em

hemocomponentes e hemoderivados (BRASIL, 2008).

2.3.1 Sangue total (ST)

18

O sangue total pode ser utilizado fresco, em quatro a seis horas

após a colheita, ou armazenado em até 35 ou 42 dias, dependendo da adição

ou não de soluções preservativas. O sangue total fresco é composto por

eritrócitos, leucócitos, plaquetas, fatores de coagulação e proteínas

plasmáticas, como albumina e antitrombina III, sendo assim suas principais

indicações são hemorragia aguda ou quando diversos componentes

sanguíneos são necessários. O volume total a ser utilizado pode ser calculado

de duas formas, 20mL/Kg o que irá aumentar o hematócrito do receptor em

aproximadamente 10%, ou por cálculos (Figura 4) estimando o volume

segundo o hematócrito desejado para o receptor (CHIARAMONTE, 2004;

HALDANE et al., 2004).

Volume total = Kg X

90 (cães)

X HT desejado – HT do receptor

ou ________________________

70 (gatos) HT do doador

FIGURA 4- Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de sangue total a

ser transfundido em cães ou gatos, de acordo com o hematócrito

(HT) desejado para o receptor (Adaptado de HALDANE et al.,

2004).

CASTELLANOS et al. (2004) afirmaram em seu estudo que a

administração de aproximadamente 10mL de sangue total aumenta o

hematócrito em 1,1% em gatos e, por isso, sugerem que o volume total de ST a

ser administrado em gatos seja estimado segundo o aumento desejado do

hematócrito (Figura 5).

Volume de ST = Kg X Aumento desejado do hematócrito X 1,7

FIGURA 5 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de ST a ser

transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado

para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004).

19

Quando o sangue total é estocado refrigerado os fatores lábeis de

coagulação V e VIII são perdidos em 24 horas e as plaquetas em duas a quatro

horas (HALDANE et al., 2004). Outra importante alteração durante o

armazenamento do sangue total é a diminuição da concentração de ácido 2,3-

difosfoglicerato (2,3-DPG), que ocorre de forma progressiva. O 2,3-DPG é uma

molécula eritrocitária que se liga à hemoglobina e regula a afinidade da

hemoglobina ao oxigênio, sendo assim quanto menor a concentração de 2,3-

DPG maior é a afinidade da hemoglobina pelo oxigênio, o que diminui a

distribuição de oxigênio para os tecidos (COSTA JÚNIOR et al., 2008).

Quando o sangue total não é armazenado adequadamente e é

mantido em temperatura superior a 25ºC, em poucas horas a concentração de

2,3-DPG diminui em até 50%, todavia se armazenado entre quatro e dez graus

Celsius, a concentração se mantém inalterada por pelo menos 24 horas

(HÖGMAN et a., 1999). As alterações ocorridas no sangue total armazenado

por um período superior a 24 horas dependem do tipo de solução de

conservação utilizada, sendo que quando soluções preservativas como

CPD/SAG-M são utilizadas o 2,3-DPG continua a ser produzido por até sete

dias de armazenamento, e então ocorre uma diminuição progressiva (COSTA

JÚNIOR et al., 2008). Em um estudo feito em humanos, foi demonstrado que

50% da concentração de 2,3-DPG é restabelecida após sete horas de

transfusão, e que a concentração é normalizada em até 72 horas (HEATON et

al., 1989), contudo ainda é controverso quanto ao uso de sangue total ou

concentrado de hemácias estocados em pacientes críticos (TINMOUTH et al.,

2006).

Como efeito adverso à transfusão de sangue total, deve ser citada a

sobrecarga de volume, visto que muitas vezes os animais apresentam anemia

normovolêmica (HALDANE et al., 2004). Importante ressaltar que

diferentemente dos cães, os gatos possuem aloanticorpos naturais para os

antígenos eritrocitários diferentes do próprio tipo sanguíneo e, por isso, a

transfusão de sangue total ou de qualquer produto sanguíneo deve ser

precedida de teste de tipagem sanguínea e compatibilidade (KNOTTENBELT

et al, 1999).

Em Medicina, o fracionamento do sangue total em

hemocomponentes e hemoderivados é obrigatório (BRASIL, 2008).

20

2.3.2 Concentrado de Hemácias (CH)

O CH de cães é obtido a partir da centrifugação de uma unidade de

ST a aproximadamente 4.000 rpm (rotações por minuto) em centrífuga

refrigerada a 10°C, e o CH de gatos é obtido pela centrifugação do ST a 3.800

rpm sob a mesma temperatura, por 12 a 15 minutos. A unidade é então

posicionada em um extrator de plasma (Figura 6) e, após rompimento do lacre

da saída para a bolsa satélite, o plasma é separado de forma que

aproximadamente dois centímetros de plasma permaneçam no CH (LUCAS et

al., 2004).

Figura 6 - Unidade de sangue colhida de cão em um extrator de plasma,

com a respectiva bolsa satélite em uma balança para receber a

porção de plasma.

A vantagem da utilização do CH é que ele possui a mesma

quantidade de hemácias, sendo assim a mesma capacidade de carreamento

21

de oxigênio de uma unidade de sangue total, mas em volume

significativamente menor. Cada unidade de CH de cão e gato possui

hematócrito entre 55 e 80% respectivamente, variando de acordo com o

hematócrito do doador, com a diluição da solução de preservação e com a

quantidade de plasma residual necessário para preservação adequada das

hemácias (HALDANE, et al., 2004).

A principal indicação para a utilização de CH, portanto, é no

tratamento de anemias normovolêmicas geralmente causadas por diminuição

da eritropoiese, hemólise ou perda sanguínea crônica, sendo ainda um

benefício o baixo volume quando pacientes cardiopatas ou nefropatas

necessitam de transfusão sanguínea (HALDANE et al., 2004). CASTELLANOS

et al. (2004) mostraram um aumento de 2,1% no hematócrito de gatos para

cada 10mL de concentrado de hemácias transfundidos, sugerindo assim uma

fórmula para cálculo do volume total, em mililitros, de CH a ser administrado

nos gatos (Figura 7).

Volume de CH = Kg X Aumento desejado do hematócrito (%)

FIGURA 7 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de CH a ser

transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado

para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004).

Durante o armazenamento as hemácias perdem potássio, ácido 2,3-

difosfoglicerato (2-3-DPG), diminuem as reservas de ATP, bem como de

lipídeos e parte da membrana celular, tornando-se mais rígidas e, por isso,

apresentam menor capacidade de fornecimento de oxigênio para os tecidos

(HESS, 2006).

A fração de hemácias estocadas que circula após ser reinfundida

diminui conforme aumenta o tempo de estocagem, independentemente do

sistema de colheita. Essas alterações que ocorrem durante o armazenamento

são coletivamente conhecidas como “Lesões de Armazenamento” de

eritrócitos. Algumas, como a perda de potássio, são alterações secundárias

aos efeitos metabólicos do resfriamento. Outras, como a perda de 2,3-DPG e

22

diminuição da atividade glicolítica, estão relacionadas à diminuição do pH

(HESS, 2006).

A alteração da concentração de 2,3-DPG está diretamente

relacionada ao pH. Valores de pH maiores do que sete são tidos como

propícios para a regeneração do 2,3-DPG, enquanto que valores inferiores a

sete, favorecem sua degradação, contribuindo de forma significativa na

deterioração da capacidade do eritrócito em carrear O2 (KURUP et al., 2003). A

redução do pH ocorre devido a produção de lactato e CO2, metabólitos ácidos

provenientes do metabolismo anaeróbico dos eritrócitos durante o

armazenamento (COSTA JÚNIOR, 2010).

O balanço entre o pH e a taxa metabólica dos eritrócitos é crítico

para a preservação da qualidade do CH. O metabolismo glicolítico dos

eritrócitos consome ATP, gerando ácido láctico, o que diminui o pH devido à

fraca capacidade de tamponamento do citrato-fosfato-dextrose (CPD),

substância usada como anticoagulante do sangue total. A síntese de ATP é

inibida em pH ácido, então a concentração de ATP diminui durante o

armazenamento, sendo que o consumo de ATP continua para manter as

funções e a sobrevivência das hemácias (VEALE et al., 2011).

Os eritrócitos têm um programa intrínseco de morte celular regulado

pela concentração de ATP. O ATP é necessário para manter o transporte ativo

do cálcio (Ca++) para fora da célula e assim prevenir alterações da morfologia

da membrana dos eritrócitos, induzida pelo acúmulo deste íon. O aumento de

Ca++ nos eritrócitos promove redistribuição dos fosfolipídios de membrana

alterando sua forma bicôncava, formando os equinócitos, o que aumenta o

clearance de eritrócitos da circulação pelos macrófagos (KAMP et al., 2001).

O armazenamento inicialmente faz com que os eritrócitos passem da

forma bicôncava para esferóide, e dessa forma sua integridade e flexibilidade

ficam menos prejudicadas. Dependendo da solução de preservação utilizada

há maior incidência da forma esferoequinocítica (Figura 8), a qual é mais

rapidamente fagocitada e eliminada da circulação. Estudos vêm mostrando que

a adição de soluções tamponantes, como o fosfato dissódico, ao concentrado

de hemácias diminuem as alterações morfológicas sofridas pelos eritrócitos

durante o armazenamento (COSTA JÚNIOR, 2010).

23

A ocorrência de hemólise durante o armazenamento está

relacionada ao rompimento das espículas dos equinócitos, ou

esferoequinócitos, promovendo assim a liberação da hemoglobina. Assim, é

sugerido que o percentual de hemólise não esteja diretamente relacionado à

lise celular, visto que não há um declínio do hematócrito na mesma proporção

da ocorrência de hemólise (COSTA JÚNIOR, 2010).

O potássio (K+), íon intracelular, é um importante marcador da

integridade da membrana plasmática. Suas concentrações intracelulares são

mantidas pela “bomba de sódio e potássio”. Entretanto, os baixos valores de

pH influenciam diretamente nesse equilíbrio, promovendo migração do potássio

para o meio extracelular (DIBARTOLA & MORAIS, 2006).

FIGURA 8 – Alterações morfológicas dos eritrócitos de concentrado de

hemácias após armazenados em bolsa CPD/SAG-M durante 40

(A) e 60 (B) dias, e em bolsa CPD/SAG-M acrescida de fosfato

dissódico após 40 (C) e 60 (D) dias, com predomínio de

esferoequinícitos em B e D (COSTA JÚNIOR, 2010).

24

Outro efeito importante do armazenamento é o acúmulo de amônia.

A amônia é produzida a partir do catabolismo de proteínas, aminas,

aminoácidos, ácidos nucléicos e outros componentes nitrogenados, no caso a

partir do catabolismo nos eritrócitos. Por difusão, a amônia sai dos eritrócitos

para o plasma ou sobrenadante, onde é mensurada. Contudo, a importância

clinica do acúmulo de amônia em CH ainda não está bem estabelecida, visto

que cães anêmicos não apresentaram níveis alterados de amônia sérica após

a transfusão de CH com elevada concentração de amônia. Em pacientes com

insuficiência hepática ainda não foram feitos estudos clínicos, por isso a

utilização de CH armazenados nesses animais deve ser feita com cautela

(WADDELL et al., 2001).

A análise dos gases sanguíneos também pode ser usada para

atestar a qualidade do sangue estocado. O aumento da pressão pacial de

dióxido de carbono (PCO2) em CH provavelmente expõe o 2,3-DPG a uma

maior taxa de degradação, pois o CO2 compete com o 2,3-DPG pelo mesmo

sítio de ligação na hemoglobina. Quando não está ligado è hemoglobina o 2,3-

DPG se torna mais susceptível à degradação metabólica (HÖGMAN et al.,

2002). COSTA JÚNIOR et al. (2008) relataram aumento da PO2, que pode estar

associado à permeabilidade do plástico da bolsa ao oxigênio, contudo

HÖGMAN et al. (2002) afirmaram que o plástico é permeável apenas ao CO2.

Apesar da indicação do tratamento de anemias com CH, é

importante ressaltar que as LA ocorridas nos eritrócitos podem resultar em

oclusão microvascular e possível falência de órgãos. Além disso, as alterações

de formato e função dos eritrócitos e o desvio da curva de saturação da

hemoglobina, ocasionado pela diminuição do 2,3-DPG, reduzem a

disponibilidade de oxigênio para os tecidos (COLLINS, 2011).

Não há duvidas de que a transfusão de CH tem importância no

manejo do paciente crítico apresentando hipóxia relacionada a anemia,

contudo deve-se considerar que a anemia é uma condição tolerada em muitos

pacientes críticos, e que a transfusão sanguínea é associada a piores

resultados em alguns casos, principalmente devido as LA sofridas pelas

hemácias (PRITTIE, 2010).

O nível crítico mínimo de hemoglobina para indicação de transfusão

sanguínea não está bem estabelecido, e por isso é indicado que variáveis

25

relacionadas à oxigenação tecidual, como a concentração de lactato e a

saturação do sangue venoso misto, sejam também consideradas antes da

decisão de promover ou não a transfusão do concentrado de hemácias

(PRITTIE, 2010).

2.3.3 Derivados do Plasma

a) Plasma Fresco Congelado (PFC)

O PFC é obtido após a centrifugação e separação do sangue total e

congelado em até seis horas, o que previne a degradação dos fatores de

coagulação. Pode ser mantido congelado por até um ano entre -18°C e -4°C,

porém já havendo degradação dos fatores de coagulação em dois ou três

meses após a colheita (HELM & KNOTTENBELT, 2010).

Em até um ano de armazenamento, o PFC contém fator de Von

Willebrand (vWF) e os fatores II, VII, VIII, IX e X de coagulação. Após um ano

de armazenamento, é reclassificado como Plasma Congelado podendo

continuar congelado por mais quatro anos (CHIARAMONTE, 2004).

As indicações do uso PFC incluem deficiência congênita ou

adquirida de fatores de coagulação, principalmente deficiência do vWF em

cães, tratamento de coagulopatias (como falência hepática, intoxicação por

warfarínicos e coagulação intravascular disseminada), para aumentar os níveis

de enzimas protetoras, como α1-antitripsina e α2-macroglobulinas, além de

aumentar a pressão coloidosmótica intravascular (CHIARAMONTE, 2004;

HALDANE et al., 2004).

SNOW et al., (2010) demonstraram em um estudo retrospectivo que

os objetivos quanto ao uso de plasma fresco congelado mudaram, sendo que

na década de 90 a principal utilização era para correção de hipoalbuminemia, e

a partir de 2006 o principal foco passou a ser a correção de coagulopatias.

Todavia, a terapia com plasma fresco congelado não mostrou eficácia

significativa nem melhorou o suporte oncótico dos pacientes, sendo

necessários ainda mais estudos para melhor comprovação.

26

Por outro lado, KOHN et al. (2003) mostraram bons resultados no

tratamento de gatos apresentando hemorragia, por provável intoxicação por

rodenticidas anticoagulantes, com a associação de plasma fresco congelado e

vitamina K.

Atualmente, a utilização de PFC para reposição de albumina não é

mais indicada na medicina, principalmente porque outras fontes de

suplementação estão comercialmente disponíveis (colóides sintéticos e

albumina sérica humana). A dose recomendada de PFC para reposição de

albumina, 45mL/Kg, é muito superior à necessária para reposição dos fatores

de coagulação, 10-20mL/Kg, e aumenta em apenas 1g/dL a concentração de

albumina sérica (CHIARAMONTE, 2004).

O PFC deve ser manuseado cuidadosamente, visto que a bolsa de

armazenamento é plástica e, quando submetida a baixas temperaturas, quebra

facilmente. O PFC pode ser descongelado em temperatura ambiente ou em

banho-maria a 37°C sem que haja diferença na deterioração dos fatores I, VIII

de coagulação ou no vWF, tampouco no tempo de ativação da tromboplastina

ativada, no tempo de protrombina e na concentração de fibrinogênio

(WARDROP & BROOKS, 2001; YAXLEY et al., 2010).

Após descongelado, o PFC deve ser mantido refrigerado entre um e

seis graus Célsius, e se não transfundido em 24 horas, pode ser congelado

novamente, porém reclassificado como plasma congelado, ou mantido sob

refrigeração por até cinco dias, isso porque estudos mostraram que há

diminuição da atividade dos fatores V e VIII de coagulação. YAXLEY et al.

(2010) mostraram em seu estudo que o PFC descongelado e refrigerado (1-

6°C) por até uma hora e novamente congelado mostrou boa manutenção da

atividade do fator VIII de coagulação. Esses autores sugerem por isso que,

apesar de apresentarem o mesmo valor in vitro após o aquecimento, ainda são

necessários estudos clínicos.

Diferentemente dos cães, é importante ressaltar que os gatos só

podem receber transfusão de plasma de tipo sanguíneo compatível porque os

gatos possuem anticorpos naturais a outros tipos sanguíneos, mesmo sem

nunca terem recebido transfusões prévias (BARFIELD & ADAMANTOS, 2011).

27

b) Plasma Congelado (PC)

É considerado PC, ou plasma de 24 horas, aquele congelado entre

seis e 24 horas da colheita do sangue total ou o PFC estocado há mais de um

ano. A principal diferença é que o PC perde a ação dos fatores V, VIII e vWF

da coagulação e as proteínas plasmáticas, porém ainda contém os fatores

dependentes da vitamina K, os fatores II, VII, IX e X da coagulação. A

indicação de uso do PC é a deficiência dos fatores não-lábeis da coagulação,

como na intoxicação por rodenticidas (CHIARAMONTE, 2004; BRASIL, 2008;

HELM & KNOTTENBELT, 2010).

c) Crioprecipitado e Criosobrenadante

O crioprecipitado é composto por aproximadamente 20% de

fibrinogênio, 50% de fator VII da coagulação e 30% de fatores VIII, XIII e vWF.

É obtido a partir da centrifugação do plasma em temperatura controlada. A

unidade de PFC deve ser aquecida a 4°C e então centrifugada, formando um

precipitado branco. Assim como o PFC, é idealmente estocado entre -18°C e -

20°C por até um ano (CHIARAMONTE, 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010).

A dose recomendada é 12-20mL/Kg a cada dez ou 12 horas, até que

a hemorragia seja controlada. As principais indicações são deficiência de vWF,

hemofilia A e hipofibrinogenemia (CHIARAMONTE, 2004).

A porção líquida da centrifugação é chamada criosobrenadante, ou

crioprecipitado pobre. É fonte de fatores de coagulação, exceto os do

crioprecipitado, e de proteínas plasmáticas, sendo a forma de armazenamento

a mesma do crioprecipitado. É indicado no tratamento de deficiências de

fatores de coagulação, com exceção de hemofilia A e deficiência do vWF

(HELM & KNOTTENBELT, 2010).

28

d) Concentrado de plaquetas (CP)

Obtido a partir da centrifugação do sangue total em duas etapas,

sendo a primeira uma centrifugação leve, na qual se obtém o plasma rico em

plaquetas (PRP), seguido de centrifugação em alta rotação para obtenção do

concentrado de plaquetas (CP). Após a centrifugação o CP deve ser mantido a

22±2°C sob agitação constante e não deve ser resfriado ou aquecido, mesmo

antes de ser transfundido (BRASIL, 2008).

Uma vez que as plaquetas são componentes sanguíneos instáveis

no plasma e que podem ser perdidas no sangue total em poucas horas,

transfusões profiláticas não são recomendadas em veterinária pois os produtos

contendo plaquetas são de difícil armazenamento e porque após transfundidas

são rapidamente retiradas da circulação, especialmente quando o receptor

apresenta quadro de destruição de plaquetas. A indicação de uso de PRP ou

de CP é nos casos em que trombocitopenia, baixa contagem de plaquetas, ou

trombocitopatia, disfunção plaquetária qualitativa, estão predispondo à

hemorragia (HALDANE et al., 2004; GUERIN & BURTET, 2006).

A resposta do paciente após a transfusão de CP ou PRP depende

da integridade da função biológica das plaquetas após a colheita, o

processamento e armazenamento, sendo que um bom indicador da integridade

das plaquetas é a detecção da ativação plaquetária, quando parte da função

biológica está comprometida (LANDI & MARQUES JUNIOR, 2003). Um

controle rígido de qualidade deve ser constantemente feito. Os CP têm que

apresentar contagem mínima de plaquetas de 5,5x1010 por bolsa, suspensas

em 50 a 70 mL e plasma com o pH mantido entre 6,5 e 7,4, podendo ser

armazenados por até cinco dias (GUERIN & BURTET, 2006).

Estudos vêm sendo feitos no intuito de prolongar o tempo de

armazenamento de CP pela adição de dimetilsulfóxido (DMSO) aos

preparados. Os testes feitos in vitro demonstraram que houve um aumento da

ativação e diminuição da quantidade e função plaquetária comparando-se a

contagem de CP provenientes de plasma fresco congelado e os congelados

com solução de DMSO (GUILLAUMIN et al., 2008; GUILLAUMIN et al., 2010).

O risco de contaminação bacteriana de CP, com evolução para

sepse, é hoje o maior perigo infeccioso associado a transfusões sanguíneas

29

em medicina. Por menor que seja a contagem de bactérias no interior da bolsa

após a colheita, a temperatura de armazenamento predispõe a proliferação

bacteriana, sendo os microorganismos gram-positivos, principalmente

Staphylococcus, responsáveis pela maior parte da contaminação de CP. Esses

microorganismos fazem parte da microbiota da pele, mostrando a necessidade

de se executar a desinfecção efetiva do local de punção (MARTINI et al.,

2010).

A prevalência de contaminação bacteriana em CP na medicina não é

bem descrita, com grande variação entre os centros de colheita de sangue,

porém a eliminação completa da contaminação proveniente da pele é difícil de

ser alcançada, aumentando a importância do reconhecimento precoce de

sintomas clínicos associados a sepse transfusional, como a febre e vômito

(MARTINI et al., 2010).

Atualmente, a legislação exige que o controle de qualidade feito em

CP avalie a concentração plaquetária, o volume total da unidade de CP, o pH,

a temperatura ambiente e a validade no quinto dia, quando deve ser

descartado (BRASIL, 2002). No entanto, há ainda a recomendação da

avaliação da presença de fragmentação plaquetária e da integridade funcional,

que são análises qualitativas funcionais dos CP. Assim como os CH, os CP

também apresentam LA (GUERIN & BURTET, 2006).

Normalmente, as plaquetas apresentam formato discóide, e quando

adicionadas ao anticoagulante EDTA sofrem tumefação, aumentando seu

volume plaquetário médio (VPM). Quando sofrem alteração de morfologia,

passando a forma de esfera, não ocorre tumefação com EDTA e por isso há

grande variação do VPM. Da mesma forma, pode-se determinar a presença de

agregados plaquetários, pela diferença do número de plaquetas com

tumefação, quando adicionadas de EDTA, com o número de plaquetas em

amostra sem EDTA (GUERIN & BURTET, 2006).

A principal causa da perda da forma discóide é a diminuição do pH

que leva a degranulação e aumento da permeabilidade da membrana. A

principal causas de diminuição do pH é o aumento da atividade metabólica

plaquetária, seja pelo excesso de plaquetas na unidade de CP com

consequente aumento do consumo de O2 e produção de lactato e CO2, ou pela

contaminação da unidade de CP por microorganismos. Cultura bacteriana de

30

unidades aleatórias também é uma forma de controle de qualidade de unidades

de CP (GUERIN & BURTET, 2006).

A implantação de um sistema de Controle de Qualidade visa

monitorar os processos por amostragem aleatória do produto final,

comprovando a conformidade ou não às especificações estabelecidas,

garantindo que o produto final tenha qualidade e confiabilidade para promover

a segurança transfusional (GUERIN & BURTET, 2006).

31

3. CONSIDERAÇÕES FINAIS

A medicina transfusional é uma importante ferramenta no tratamento

de diversas doenças de cães e gatos e, apesar de sua importância, não é

isenta de riscos, sendo estes principalmente relacionados à qualidade do

produto sanguíneo utilizado.

Assegurar a qualidade do sangue total e seus componentes deve

ser um objetivo de todos os veterinários que se dispõem a trabalhar com a

coleta de sangue e com a implantação de bancos de sangue veterinários,

lembrando que os cuidados vão desde a seleção de doadores, com testes de

triagem que assegurem o bom estado de saúde, até a qualidade do

armazenamento que cada componente sanguíneo exige.

O conhecimento dos principais problemas associados à transfusão

de componentes sanguíneos, as Lesões de Armazenamento, podem ser

minimizadas, ou mesmo ter sua ocorrência retardada, com o manejo adequado

durante o armazenamento e com o estabelecimento de sistemas de controle de

qualidade.

Os estudos acerca das Lesões de Armazenamento devem ser

utilizados a fim de aproximar os dados obtidos em medicina à prática da

medicina transfusional veterinária. Isso por que, atualmente, não está

disponível uma legislação com normatizações técnicas específicas para bancos

de sangue veterinários, sendo que as normas utilizadas são extrapoladas das

normatizações estipuladas pela Vigilância Sanitária para a medicina.

32

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ANEXOS

Anexo A - Formulário de avaliação de doador de sangue canino.

Fonte: http://www.vetmed.wsu.edu/depts-vth/donors/CanineBloodDonor.pdf