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Instituto Superior Politécnico de Viseu ESCOLA SUPERIOR AGRÀRIA
O DESEMPENHO DA ENFERMAGEM VETERINÁRIA NO BLOCO OPERATÓRIO
TRABALHO FINAL DE CURSO Enfermagem Veterinária
Carla Patrícia Penelas da Costa
VISEU, 2007
Instituto Superior Politécnico de Viseu ESCOLA SUPERIOR AGRÀRIA
O DESEMPENHO DA ENFERMAGEM VETERINÁRIA NO BLOCO OPERATÓRIO
TRABALHO FINAL DE CURSO Enfermagem Veterinária
Carla Patrícia Penelas da Costa
VISEU, 2007
O Orientador O Coordenador _______________________________ __________________________ (Dra. Cármen Nóbrega) (Dra. Maria João Nazaré)
“As doutrinas expressas são da
exclusiva responsabilidade do autor”
Á minha mãe, por tudo…
IV
AGRADECIMENTOS
A toda equipa do HVTM, pelo carinho com que me acolheram, pelos conhecimentos partilhados e pelos bons momentos passados.
Á Dra Maria João, ao Dr. Paulo e Dr. Maltez por terem aceite a realização do meu estágio no HVTM, sobretudo a Dra Maria João que ajudou nos primeiros tempos de adaptação e organização.
Ao Dr. Fernando Caldeira, pela amizade, conhecimentos transmitidos, e seu sempre “bom” humor.
Ao Rui e á Sara, que sempre me apoiaram e ajudaram durante o estágio .
Ao Dr. Maltez e Dra. Susana, pela sua amizade, companheirismo e apoio.
Aos meus pais, a eles devo os meus estudos.
Ao meu irmão, pela sua disponibilidade e boa disposição.
À minha avó Maria Conceição e tia Laida que sempre me acompanharam.
Ao meu namorado Marco, que sempre me apoiou e ajudou nos momentos difíceis, e por tudo…
A todos os meus amigos de Vila Real, que sempre me apoiaram quando mais precisei, pela sua companhia e boa disposição.
Ao Mike, pela sua amizade, ajuda e compreensão no inicio da vida académica
À Letícia, pelos bons momentos que passamos e pela amizade, companheirismo e apoio, que se tornou uma amiga para a vida.
Ao Rui, ao Mikas, ao Baía, pelo companheirismo, amizade e diversão.
À minha madrinha que me ajudou na adaptação da nova vida e sempre me apoiou.
Às minhas colegas de estágio, sobretudo a Ana Cristina que me apoiou e me
ajudou e pelo seu companheirismo.
A todos os meus colegas, que fizeram parte da minha vida académica e que estiveram sempre presentes durante este período. Para sempre ficarão saudades dos tempos passados.
A todos os professores da ESAV que apoiaram o curso, leccionaram as aulas e permitiram a concretização de um sonho.
V
Ao Dr. Fernando Esteves, pela sua ajuda e apoio e á Dra Cármen, por ter “aceite” ser a minha orientadora, por todo o apoio e força.
A todos, o meu OBRIGADO!
VI
SIGLAS E ABREVIATURAS
a.C. – Antes de Cristo ALT – Alanina aminotransferase AST – Aspartato Aminotransferase BID – Duas vezes por dia Ca2+ - Cálcio CHCM – Concentração de hemoglobina corpuscular média cm - Centímetros CO2 – dióxido de carbono dl - Decilitro ECG – Electrocardiograma fl – Fenolitro G - Gaus g - Grama GB – Glóbulos brancos GV – Glóbulos vermelhos HCM – Hemoglobina corpuscular média Hgb – Hemoglobina Htc – Hematócrito HVTM – Hospital Veterinário de Trás-os-Montes IDV – Índice de variação eritrocitária IV - endovenosa Kg – Kilograma Kvp – “Kilovolt peak” mAs – Miliamperes ml - Mililitro mm – Milímetro O2 – Oxigénio PaO2 – Pressão parcial de oxigénio PaCO2 – Pressão parcial de dióxido de carbono pg – Picograma PLT – Plaquetas PPO – Perfil pré-operatório RM – Ressonância magnética rx – Raio x SID – Uma vez por dia TC – Tomografia computarizada TID – Três vezes por dia VCM – Volume corpuscular médio VMP – Volume médio de plaquetas ºC – Graus centigrados
VII
RESUMO
Tal como em Medicina Humana, também na Medicina Veterinária já é
possível a existência de enfermeiros veterinários em clínicas e hospitais veterinários.
Estes profissionais possuem diversas funções e, no caso particular do bloco
operatório, integram-se na equipa cirúrgica geralmente como ajudante,
instrumentista ou circulante. Para além disso, um enfermeiro veterinário exerce
ainda importantes funções no pré e no pós-operatório. As fases que antecedem o
acto cirúrgico propriamente dito são da sua responsabilidade, particularmente no
que diz respeito à esterilização do material cirúrgico e à preparação dos animais que
vão ser submetidos a cirurgia, procedendo à tricotomia e desinfecção da área a ser
intervencionada e à colocação do animal na mesa no bloco operatório. Durante a
intervenção cirúrgica fica encarregue de controlar a anestesia e, tal como já referido,
pode exercer a função de circulante e de instrumentista, nesta ultima função o
enfermeiro veterinário é responsável pelo material cirúrgico que se encontra na
mesa de Mayo no decorrer de uma cirurgia, obedecendo aos pedidos do cirurgião.
Portanto um bom conhecimento do material é indispensável. No período pós-
operatório supervisiona o despertar do animal e executa todos cuidados a ter numa
ferida cirúrgica, como sejam a colocação de pensos ou ligaduras.
O enfermeiro veterinário é também um profissional com uma vasta gama de
conhecimentos nas várias áreas da veterinária, que lhe permite executar uma série
de meios auxiliares de diagnóstico, tais como rx, análises sanguíneas, análises
coprológicas, urianálise e electrocardiogramas.
O acto cirúrgico, da responsabilidade do médico veterinário, é um acto
complexo, que implica uma boa coordenação entre toda a equipa cirúrgica. O
enfermeiro veterinário é um profissional capaz de se integrar nessa equipa e que
trabalhando em estreita colaboração com o médico veterinário, será uma mais valia
para qualquer clínica ou hospital veterinário.
VIII
ÍNDICE GERAL
AGRADECIMENTOS…………………………………………………………...... IV SIGLAS E ABREVIATURAS……………………………………………………. V RESUMO…………………………………………………………………………... VI ÍNDICE GERAL…………………………………………………………………… VII ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………. VIII ÍNDICE DE QUADROS…………………………………………………………... IX I. INTRODUÇÃO…………………………………………………………………. 1 1. HISTÓRIA DA CIRURGIA……………………………………………………. 2 2. A EQUIPA CIRURGICA………………………………………………………. 5 2.1. Preparação da equipa para a cirurgia……………………………………... 6 3. O PACIENTE…………………………………………………………………… 11 3.1. Pré-operatório………………………………………………………………... 11 3.2. Pós-operatório......................................................................................... 14 4. ANESTESIA……………………………………………………………………. 17 4.1. Máquina anestésica…………………………………………………………. 23 4.1.1. Circuitos anestésicos……………………………………………………… 24 4.2. Avaliação pré-anestésica…………………………………………………… 26 4.2.1. Os meios auxiliares de diagnóstico (MAD) ……………………………. 26 4.2.1.1. Raio x……………………………………………………………………... 26 4.2.1.2. Ecografia…………………………………………………………………. 32 4.2.1.3. Exame electrocardiográfico…………………………………………….. 33 4.2.2. Análises Clínicas…………………………………………………………... 34 4.3. O risco anestésico…………………………………………………………… 38 4.4. Monitorização da anestesia………………………………………………… 39 4.4.1 Cardiovascular……………………………………………………………… 40 4.4.2. Ventilação…………………………………………………………………... 41 4.4.3. Oxigenação………………………………………………………………… 43 4.4.4. Profundidade anestésica…………………………………………………. 43 4.4.5. Outros parâmetros………………………………………………………… 45 4.5. Registo do procedimento anestésico……………………………………… 46 4.6. Consentimento informado…………………………………………………... 46 5. O BLOCO OPERATÓRIO……………………………………………………. 47 5.1. O conceito “assepsia” na cirurgia………………………………………….. 48 5.2. Manutenção do bloco operatório…………………………………………… 49 5.2.1 Limpeza diária………………………………………………………………. 49 5.2.2. Limpeza semanal………………………………………………………….. 50 5.3. Precauções para manter a esterilidade…………………………………… 51 5.4. Material cirúrgico…………………………………………………………….. 52 5.4.1. Lavagem e manutenção dos instrumentos……………………………... 52 5.4.2. Esterilização………………………………………………………………... 54 6. A CIRURGIA ORTOPÉDICA…………………………………………………. 57 6.1. Pensos e ligaduras…………………………………………………………... 60 7. CASOS CLÍNICOS…………………………………………………………….. 66 7.1. Caso clínico nº1……………………………………………………………… 66 7.2. Caso clínico nº2……………………………………………………………… 77 7.3. Caso clínico nº3...................................................................................... 83
IX
II. CONCLUSÃO………………………………………………………………….. 87 III. BIBLIOGRAFIA……………………………………………………………….. 88 IV. ANEXOS……………………………………………………………………….. 91 Anexo 1: Folha de internamento……………………………………………….. 92 Anexo 2: Ficha de análises clínicas……………………………………………. 93 Anexo 3: Registo da anestesia…………………………………………………. 94 Anexo 4: Documento de consentimento da anestesia……………………….. 95 Anexo 5: Saco padrão do HVTM……………………………………………….. 96 Anexo 6: A prestação de uma enfermeira veterinária na realização de uma cirurgia no HVTM………………………………………………………………….
98
Anexo 7: Apresentação descritiva e numérica da casuística médica………. 99
X
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1: Lavagem das mãos e antebraços…………………………………… 7 Figura 2: Modo estéril de apertar a bata………………………………………. 8 Figura 3: Método fechado ………………………………………………………. 9 Figura 4: Método aberto…………………………………………………………. 9 Figura 5: Calçar luvas com ajuda de assistente……………………………… 10 Figura 6: Remover luva não estéril…………………………………………….. 10 Figura 7: Material necessário para uma entubação…………………………. 18 Figura 8: Procedimento para uma correcta entubação………………………. 19 Figura 9: A máquina anestésica………………………………………………... 23 Figura 10: Projecções radiográficas no cão; terminologia Clássica………... 31 Figura 11: Projecções radiográficas no cão; terminologia Anátomo- -radiológica……………………………………………………………
31
Figura 12: Electrocardiograma efectuado a um cão…………………………. 34 Figura 13: Locais de punção……………………………………………………. 35 Figura 14: Presença de lipémia na amostra…………………………………... 38 Figura 15: Amostra hemolizada………………………………………………… 38 Figura 16: Capnografo…………………………………………………………… 42 Figura 17: A Kuka………………………………………………………………… 66 Figura 18: Rx da Kuka, projecção ventro-dorsal……………………………… 67 Figura 19: Rx da Kuka, projecção skyline……………………………………………. 67 Figura 20: Material cirúrgico…………………………………………………….. 68 Figura 21: Material cirúrgico…………………………………………………….. 69 Figura 22: Esterilização………………………………………………………….. 70 Figura 23: Material para fluidoterapia………………………………………….. 71 Figura 24: Preparação do animal………………………………………………. 71 Figura 25: Mesa cirúrgica……………………………………………………….. 72 Figura 26: Posicionamento demonstrado num felídeo………………………. 72 Figura 27: Antissepsia final……………………………………………………… 72 Figura 28: Aplicação dos panos de campo……………………………………. 73 Figura 29: Membro com uma ligadura esterilizada…………………………… 73 Figura 30: Método cirúrgico para uma cirurgia de luxação da rótula………. 74 Figura 31: A sutura da Kuka 10 dias após cirurgia…………………………… 76 Figura 32: A Troquete……………………………………………………………. 77 Figura 33: Técnica de cateterização…………………………………………… 78 Figura 34: Rx da Troquete latero-lateral………………………………………. 79 Figura 35: Preparação do animal para a cirurgia…………………………….. 80 Figura 36: Técnica cirúrgica para uma cesariana…………………………….. 81 Figura 37: A Bebé………………………………………………………………… 83 Figura 38: Raio x da Bebé………………………………………………………. 84 Figura 39: Membros posteriores da Bebé……………………………………... 85 Figura 40: Manipulação da Bébé na anestesia volátil……………………….. 86 Figura 41: Remoção do abcesso……………………………………………….. 86
XI
ÍNDICE DE QUADROS
Quadro 1: Funções da equipa cirúrgica……………………………………... 5 Quadro 2: Tamanhos aproximados para o tubo endotraqueal segundo o peso do animal……………………………………………………..
19
Quadro 3: Agentes anestésicos……………………………………………… 20 Quadro 4: Generalidades acerca da anestesia…………………………… 22 Quadro 5: Sistemas anestésicos…………………………………………… 25 Quadro 6: Regras básicas de segurança para o diagnóstico radiográfico 29 Quadro 7: Vestuário radioprotector e acessórios…………………………... 30 Quadro 8: Perfil pré-operatório……………………………………………….. 34 Quadro 9: Tipos de anticoagulantes…………………………………………. 37 Quadro 10: Escala da ASA…………………………………………………… 39 Quadro 11: Planos anestésicos……………………………………………… 43 Quadro 12: Caixa cirúrgica “padrão”………………………………………… 53 Quadro 13: Tipos de esterilização…………………………………………… 54 Quadro 14: Diferentes tipos de ligadura…………………………………….. 61 Quadro 15: Constituição dos pensos………………………………………... 64 Quadro 16: Perfil bioquímico pré-operatório da Kuka……………………... 68 Quadro 17: Hemograma da Troquete……………………………………….. 78 Quadro 18: Perfil bioquímico pré-operatório da Troquete………………… 79 Quadro 19: Perfil bioquímico pré-operatório da Bebé……………………... 84
1
I. INTRODUÇÃO
O presente trabalho de final de curso é o culminar de 5 meses de estágio em
clínica de pequenos animais, no Hospital Veterinário de Trás-os-Montes (HVTM).
Este hospital veterinário, sedeado em Vila Real, foi fundado em 2002 e funciona
24/dia e 365 dias por ano, com uma equipa constituída por dois clínicos residentes
prontos para receber qualquer urgência, a qualquer hora e em qualquer
especialidade. Este estágio permitiu o contacto com os vários serviços e
especialidades existentes na área da medicina veterinária e o aperfeiçoamento dos
conhecimentos teóricos e práticos adquiridos ao longo do curso de Enfermagem
Veterinária na Escola Superior Agrária de Viseu.
O papel da Enfermagem Veterinária na clínica de pequenos animais é muito
vasto, incluindo acções que vão desde a recepção até ao internamento e à gestão
de stocks. A grande diversidade de funções, reconhecidamente importantes a nível
da prática clínica, impede-me de as descrever exaustivamente, pelo que incidirei
sobre o papel do enfermeiro veterinário na área da cirurgia, desempenhando
funções antes, durante e após uma intervenção cirúrgica, actividade em constante
evolução que obriga a uma permanente actualização por parte dos profissionais de
saúde veterinária.
2
1. HISTÓRIA DA CIRÚRGIA
A palavra cirurgia significa operação manual, pois deriva do grego cheir
(mão) e ergon (trabalho). Os gatos e os cães têm sido companheiros do ser humano
já há muito tempo, como se tem verificado também noutras espécies animais, o
diagnóstico e controlo de doenças, especialmente em animais de companhia têm
tido um trajecto irregular ao longo do tempo. As fontes históricas disponíveis sobre
medicina veterinária, que maioritariamente consistem em descrições práticas que
eram realizadas na época em que foram escritas, vêm quase sempre
acompanhadas de doenças sobre cavalos até meados do séc. XIX. A companhia de
um cão ou de um gato era tida em conta, contudo como o animal era adoptado de
forma fácil e barata e como as profissões se desenvolviam como de resposta a um
mercado de serviços, a medicina veterinária não evoluiu até ao século XX (Slatter,
1989).
O primeiro relato a ser tido em conta acerca de doenças em cães apareceu
em 1817. O autor, Baline, confiava mais na medicina terapêutica do que na cirurgia,
visto que na altura já existia grandes variedades de fármacos. Contudo, ele
descreveu na sua obra várias técnicas sobre diferentes casos cirurgicos: como
drenar um hematoma auricular, a aspiração de ascite e líquidos pleurais, a redução
externa de luxações articulares e fixação externa de fracturas, a recessão aberta do
calo ósseo, seguida por fixação externa para fracturas, castração, uretrotomia para
cálculos e excisões e suturas de pele. Nesta altura os gatos não recebiam muita
atenção, sendo a medicina mais centrada em cães (Slatter, 1989).
Não se puderam criar muitos mais avanços na cirurgia de animais de
companhia até estarem disponíveis anestésicos mais confiáveis e seguros. Os
efeitos de inalação do óxido nitroso foram estudados e relatados em 1779, a
analgesia narcótica e sedante foram investigadas no séc. XVII, contudo estas
observações e estudos não foram continuados durante anos. O efeito do éter e do
clorofórmio foram descobertos na primeira metade do séc. XIX, contudo este sistema
foi adoptado muito lentamente na prática veterinária. Um progresso mais significativo
a salientar foi entender a causa e o efeito prejudicial da infecção, sendo muitas
vezes o principal factor prejudicial num pós-operatório, visto as técnicas assépticas
ainda não se encontrarem implementadas (Slatter, 1989).
3
A partir da década de 40, os princípios de assepsia foram totalmente
implementados na cirurgia, evitando assim o aparecimento de infecções posteriores
que impediriam a posterior recuperação do animal. No entanto, os maiores avanços
na cirurgia surgiram nos finais da década de 40 e inicio da década de 50, onde foi
criada uma escola de medicina que resultou na formação de cirurgiões
especializados e, portanto com bons conhecimentos para a realização de cirurgias
(Slatter, 1989).
Finalmente na década de 60 foi introduzida a anestesia gasosa, que
substituiu grande parte dos barbitúricos de aplicação endovenosa e de acção
prolongada em cirurgias maiores. Até aos dias de hoje, continuam a existir
progressos na cirurgia, desde materiais, novas técnicas e metodologia, e
futuramente continuarão a existir grandes avanços tecnológicos que com toda a
certeza irão facilitar todo o processo cirúrgico e diminuir o tempo de cirurgia (Slatter,
1989).
A cirurgia baseia-se em cinco princípios, considerados fundamentais para o
sucesso e concretização de uma cirurgia, sendo eles: anestesia do paciente,
assepsia, hemostase, incisão e manipulação de tecidos e finalmente a sutura. Além
destes princípios, existe também a ética cirúrgica, que deve ser seguida por toda a
equipa cirúrgica e pessoal hospitalar. A ética tem como base vários critérios/
princípios, nomeadamente o obter de uma decisão informada do proprietário do
animal; manter o proprietário do animal sempre ao corrente da evolução do
processo; providenciar anestesia e analgesia adequadas ao procedimento cirúrgico;
estar familiarizado com os princípios e as técnicas cirúrgicas a utilizar e, finalmente,
providenciar cuidados pós operatórios adequados (Lane e Cooper, 2003).
Através da cirurgia é possível prolongar a vida dos animais, muitas vezes
salvá-la (em questões de urgência) e possibilitar um melhor bem-estar deles na
nossa sociedade. Sendo assim, podemos dividir a cirurgia em dois grandes grupos:
quanto ao tipo e quanto ao género. Quanto ao tipo, as cirurgias podem ser
preventivas, como o próprio nome indica estas são realizadas para antecipar algum
problema que surja futuramente, ou curativas. As preventivas, como são o caso de
ovariohisterectomias ou destartarizações, são cirurgias de carácter não urgente, que
se não realizadas podem ou não evoluir para uma situação clínica desfavorável. As
cirurgias curativas englobam todos os actos cirúrgicos associados a uma patologia,
4
por exemplo: piómetras, castrações de cães monorquídicos, tratamentos (fracturas,
mordidelas, feridas graves, entre outros). Em relação ao género as cirurgias podem
ser programadas, que ocorrem com hora e data marcada, e/ou de urgência, sem
aviso prévio (Slatter, 1989; Moore, 1999).
5
2. EQUIPA CIRÚRGICA
A equipa cirúrgica inclui todas as pessoas presentes no bloco operatório na
altura da cirurgia, cada membro tem a sua área de responsabilidade, contudo existe
um objectivo comum, o de providenciar um ambiente estável e estéril. Idealmente
uma equipa cirúrgica deveria ser constituída por: anestesista + ajudante de
anestesia; cirurgião + ajudante de cirurgião; enfermeiro instrumentista; enfermeiro
circulante. Dando o total de seis pessoas durante uma cirurgia, em que cada um
possui funções e objectivos diferentes a desempenhar (quadro 1) (Moore, 1999).
QUADRO 1. Funções da equipa cirúrgica (Adaptado de Moore, 1999)
Membro da equipa cirúrgica
Função
Cirurgião
- Sempre um médico veterinário - Dirige o procedimento e executa a maioria das técnicas cirúrgicas
Ajudante de cirurgião
- Pode ser um médico veterinário ou um enfermeiro - Ajuda o cirurgião durante o procedi- mento cirúrgico: limpando o campo cirúrgico, manipulação dos tecidos moles, hemostase; cortando o material de sutura, entre outros.
Anestesista
- É sempre um médico veterinário - Dirige o processo anestésico - Indução, monitorização e recobro da anestesia (podendo o ajudante fazer as mesmas tarefas)
6
Membro da equipa cirúrgica
Função
Ajudante de anestesia
- Executar funções delegadas pelo anestesista - Monitorização peri e intra-operatória - Preparação dos fármacos e material anestésico - Verificação do equipamento -Preparação do tabuleiro de emergências
Instrumentista
- Prepara a mesa dos instrumentos - Entrega os instrumentos pedidos pelo cirurgião - Mantém os instrumentos limpos durante a cirurgia - Contabilidade das compressas, instrumentos e material de sutura
Circulante
- Preparação da sala - Preparação do paciente -Fornece material embrulhado à mesa da cirurgia - Controla o equipamento não esterilizado
2.1 PREPARAÇÃO DA EQUIPA PARA A CIRURGIA A equipa cirúrgica é a maior causa de contaminação com microrganismos
durante uma cirurgia. Uma preparação cuidadosa da equipa cirúrgica e do pessoal
não esterilizado reduz o número de microrganismos no bloco operatório, mas não os
elimina totalmente. Fuller (1994) demonstrou a existência de uma correlação entre o
número de pessoas, os seus movimentos no bloco e o número de bactérias
existentes no ar da sala de cirurgia. Para minimizar a contaminação durante a
cirurgia, devem ser seguidas regras estritas para a preparação da equipa e dos
observadores. O número de pessoas dentro do bloco operatório deve ser reduzido
7
ao máximo, apenas se devendo encontrar as pessoas indispensáveis para o
decorrer da cirurgia (Simpson, 1994; Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
Para a preparação da equipa cirúrgica devem ser respeitadas várias regras e
seguidos vários passos, que passam pela correcta lavagem e desinfecção das
mãos, vestir a bata cirúrgica e colocar luvas esterilizadas (Simpson, 1994; Fossum,
2002; Lane e Cooper, 2003).
Para a lavagem das mãos deve existir um local próprio, onde se encontram os
detergentes e desinfectantes e onde a água é accionada de forma a não existir
contacto com as mãos e antebraços. Em primeiro lugar são removidos relógios,
anéis e todos os artefactos que se encontrem nos braços e dedos. De seguida, é
colocado o gorro e a máscara. Posteriormente são molhadas as mãos e os
antebraços, aplica-se o sabão desinfectante e com ajuda de uma escova própria
para o efeito é esfregado cada dedo individualmente (figura 1.A). Cada um dos
dedos deve ser dividido em quatro planos (cranial, caudal, lateral e medial) para que
não exista nenhuma falha. Após se ter esfregado os dedos é altura de lavar os
antebraços, também eles divididos em quatro planos e esfregados com a escova
(figura 1.B). Esta operação deve ser repetida cinco a seis vezes, perfazendo um
tempo total, por mão e braço, de dois ou três minutos para uma correcta
desinfecção. Após terminar este procedimento, os braços devem ser mantidos
levantados de maneira a que a água escorra na direcção dos dedos para os
cotovelos (figura 1.C) (Simpson, 1994; Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
A lavagem separa fisicamente os micróbios da pele, seguindo-se a aplicação
do sabão desinfectante que os inactiva. Deve evitar-se friccionar a pele com
demasiada força, pois pode provocar a abrasão das mãos ou braços, permitindo que
Figura 1. Lavagem das mãos e antebraços. A: Lavagem das mãos. B: Lavagem dos antebraços. C: Posição a adoptar depois da lavagem terminada (Adaptado de Fossum, 2002)
A C B
8
os microrganismos se alojem nos tecidos mais profundos. Finalmente as mãos são
secas com uma toalha esterilizada (Simpson, 1994; Fossum, 2002; Lane e Cooper,
2003).
A seguir à lavagem das mãos é altura de vestir a bata. Estão disponíveis dois
tipos de batas que são adoptadas em função do gosto dos veterinários ou como
melhor lhes convém, as batas descartáveis e as batas reutilizáveis que idealmente
devem ser de algodão. As batas servem como barreira entre a pele do membro da
equipa cirúrgica e entre o paciente e devem, portanto, ser constituídas de material
que não permita a passagem de microrganismos entre áreas estéreis e não-estéreis
e devem ser resistentes a fluídos, à pressão, fricção e à força, sobretudo na zona
dos antebraços, cotovelos e zona abdominal, e devem ser confortáveis, baratas e
resistentes ao fogo. A bata deve ser vestida longe da mesa cirúrgica e do campo
operatório, para evitar possíveis contaminações. Esta deve estar numa mesa
esterilizada, sendo segurada pela parte de cima junto à gola de cada um dos lados
deixando-a cair lentamente longe da mesa. Posteriormente è segurada pelos
ombros e aberta com movimentos suaves, uma vez que movimentos bruscos e a
agitação do ar aumentam o risco de contaminação. Uma vez aberta, localizam-se as
mangas e é colocado um braço de cada vez, tendo o cuidado de que as mãos não
venham para o exterior. Um assistente puxa a bata para cima dos ombros, tocando
apenas no lado interior (zona que deixa de estar estéril) e mantém-na firme na
posição, apertando os cordões que se encontram junto do pescoço e na zona
abdominal (figura 2) (Simpson, 1994; Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
Figura 2. Modo estéril de apertar a bata. (Adaptado de Fossum, 2002)
Finalmente, a última acção a ser executada é calçar as luvas. Estas são de
borracha e de látex, e funcionam como uma barreira entre a equipa cirúrgica e o
paciente. As luvas não são um substituto para a lavagem das mãos mas sim um
9
complemento, uma vez que durante uma cirurgia estas podem ser rasgadas ou
perfuradas e uma vez que foi feita a assepsia das mãos, é muito raro encontrar
microrganismos no local. As luvas podem ser colocadas através de três métodos
distintos: sozinho fazendo o método fechado, sozinho realizando o método aberto e
por fim com a ajuda de um assistente. O método fechado assegura que a mão
nunca entra em contacto com o exterior da bata ou da luva (figura 3). O método
aberto é usado apenas quando as mãos têm de ser cobertas ou quando durante
uma cirurgia uma luva fica contaminada e deve ser trocada (figura 4). O método, que
é realizado com a ajuda de uma assistente, geralmente é realizado durante a
cirurgia quando a luva é danificada. Neste caso o assistente já se deve encontrar
esterilizado para poder pegar nas luvas (figura 5, pág. 10). A luva é removida
através de uma assistente não esterilizada que agarra a luva junto ao elástico da
manga, sem nunca tocar na bata, e vai puxando-a gentilmente pelos dedos até esta
sair (figura 6, pág. 10) (Simpson, 1994; Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
Figura 3. Método fechado (Adaptado de Fossum, 2002)
Figura 4. Método aberto (Adaptado de Simpson, 1994)
10
Figura 5. Calçar luvas com ajuda de assistente (Adaptado de Fossum, 2002)
Figura 6. Remover luva não estéril
(Adaptado de Fossum, 2002)
11
3. O PACIENTE 3.1. PRÉ-OPERATÓRIO
A preparação do paciente varia caso a caso. Certos pacientes requerem
longos períodos de tempo para possibilitar uma boa preparação para a cirurgia,
enquanto que outros precisam de ter uma dieta especial ou é preciso controlar a
medicação pré-existente antes de irem para a cirurgia, como é por exemplo o caso
de animais que sofrem de Diabetes mellitus. Como vimos anteriormente, há por
vezes a necessidade de realizar cirurgias de urgência, onde o tempo disponível para
a preparação é limitado (Moore, 1999).
Idealmente, um animal que necessita de uma intervenção cirúrgica deve ser
submetido a um período de jejum, com o objectivo de evitar o vómito durante a
anestesia. Este quando ocorre com o animal anestesiado, pode conduzir à entrada
de alimento no aparelho respiratório e a uma grave infecção respiratória e eventual
morte, uma vez que o reflexo laríngeo se encontra inibido (Credie, 2005).
A comida geralmente é retirada 12 horas antes da cirurgia, o que assegura
que o estômago do paciente se encontre vazio. Em cirurgias realizadas no tracto
gastrointestinal, pode ser necessário mais tempo de jejum, de modo a permitir
também o esvaziamento do intestino. Pelo contrário, cirurgias realizadas em animais
jovens requerem um menor tempo de jejum, por volta de 6 horas, pois estes têm um
maior risco de sofrer hipoglicemia e desidratação se não forem alimentados durante
um período de tempo muito prolongado (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Busch,
2006).
Antes da cirurgia, deve ser dada a hipótese aos pacientes de urinar e defecar.
Na maioria dos casos é suficiente colocar os animais num local onde estes se
sintam à vontade, ou então há sempre a hipótese de ir dar uma volta com eles antes
de entrarem para cirurgia. Em casos de cirurgia do cólon ou recto é necessário ter a
certeza de que o paciente defecou. Nestes casos são realizados enemas com água
morna e sabão, para garantir o esvaziamento da porção terminal do intestino, sendo
aconselhável lavar toda a região perineal posteriormente. No que diz respeito à
bexiga, esta pode ser esvaziada manualmente durante a anestesia, dado que o
esfíncter urinário se encontra relaxado. Outra alternativa é colocar um cateter
12
urinário, que permite ter uma maior percepção da quantidade de urina produzida
quando isso for de interesse (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006).
Para remover pêlos perdidos ou partículas de pele e para reduzir o risco de
contaminação do bloco operatório, deve ser dado banho a todos os pacientes antes
de serem submetidos a cirurgia. O que se verifica, é que nem sempre este
procedimento é seguido, contudo deve ser ponderado em pacientes que se
encontrem excessivamente conspurcados ou em pacientes que vão fazer uma
cirurgia ortopédica, onde vão ser colocados implantes. Deve haver tempo suficiente
que permita secar o paciente antes deste dar entrada no bloco operatório (Moore,
1999; Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006).
A tricotomia da área a intervencionar, é outro dos procedimentos a executar
no período pré-operatório, podendo ser realizada antes ou após a indução da
anestesia. O momento ideal para a sua realização vai depender do animal, do tipo
de cirurgia e da temperatura do paciente. Para cirurgias de rotina, a melhor altura
para se fazer a tricotomia é depois da indução da anestesia. Esta acção deve ser
realizada fora do bloco operatório e, os pêlos cortados devem ser removidos antes
do paciente dar entrada para a cirurgia, no sentido de diminuir o risco de
contaminação. Para reduzir o tempo de anestesia em pacientes que têm maior risco
anestésico, a tricotomia pode ser feita antes da indução, tendo o cuidado de que
esta não cause stress ao animal. Contudo esta acção vai aumentar o risco de haver
infecção da ferida cirúrgica no pós-operatório. Para assegurar uma melhor assepsia,
para prevenir posteriores infecções, deve ter-se em conta, durante a tricotomia,
alguns cuidados importantes, nomeadamente evitar provocar lesões de continuidade
na pele, tricotomizar uma área suficiente e eliminar todos os pêlos da região a
intervencionar. Se for provocada alguma lesão na pele, por mais pequena que seja,
vamos permitir que as bactérias se alojem nos cortes e se torne muito mais difícil a
sua eliminação através da desinfecção. A área a tricotomizar vai depender da
cirurgia a realizar, mas em termos gerais pode-se afirmar que deve ser rapada uma
área entre 5 a 15 cm a partir da zona de incisão. Outro factor a ter em conta quando
cortamos o pêlo a um animal, é que o corte deve ser estético, o mais perfeito
possível e não realizado ao acaso (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Busch,
2006).
13
Após a tricotomia, é ainda necessário limpar e desinfectar a pele. Devem ser
realizadas duas preparações de pele em cada animal, uma antes da entrada para o
bloco operatório, e outra lá dentro. Numa primeira limpeza retiram-se todos os pêlos
e detritos visíveis e posteriormente, após posicionamento do animal, é repetido o
procedimento, uma vez que quando o animal é posicionado há sempre a
possibilidade de contaminação da pele pela manipulação que implica, pelo que
primeiro o animal é colocado na posição desejada e depois é feita a assepsia da
pele. Para a desinfecção é necessário o uso de luvas, não precisam de ser estéreis,
servem apenas para impedir a contaminação da pele com os microrganismos
presentes nas mãos da pessoa que vai realizar a acção e para evitar qualquer
problema de sensibilidade que exista com o sabão desinfectante. O paciente é
colocado no local próprio para o efeito, a pele é molhada e é colocado o sabão
desinfectante, geralmente clorohexidina, que é então esfregada manualmente e com
cuidado para não provocar lesões. A limpeza é feita do centro para a periferia, para
evitar contaminar o local de incisão com microrganismos e, posteriormente o sabão
é retirado com água estéril. O processo é repetido pelo menos mais uma vez.
Depois de realizar a preparação inicial, o paciente é então transportado para o bloco
onde vai ser posicionado e onde é realizada a última preparação da pele. Esta deve
ser realizada com luvas estéreis e por uma segunda pessoa, no sentido de diminuir
o risco de contaminação (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006).
O posicionamento do animal deve permitir que a área a intervencionar se
encontre na posição desejada para o cirurgião trabalhar. Deve-se verificar que a
posição em que o animal se encontra não interfere com o sistema respiratório ou
com a circulação periférica e que não lhe causa danos musculares. Podem ser
colocados posicionadores, que permitem uma melhor apresentação do animal para
a cirurgia e conferem conforto ao animal. Caso seja usado algum tipo de
aquecimento a ser colocado debaixo do paciente, devemos verificar a sua
temperatura para que não haja qualquer tipo de lesão. É também importante
controlar a posição do animal, para que este não se afaste do calor (Moore, 1999;
Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006).
Os panos cirúrgicos ou de campo, são colocados por um membro da equipa
cirúrgica já estéril, e devem cobrir totalmente o paciente e a mesa cirúrgica,
deixando exposta apenas a zona a intervencionar. Uma vez colocados os panos,
14
estes não podem ser movidos, pois a área seria contaminada, caso isto aconteça
são colocados outros panos estéreis. Em função do tipo de panos de campo
utilizados, existem dois métodos para os colocar. Quando o pano de campo é
fenestrado, este é colocado em cima do animal deixando apenas a área cirúrgica
exposta, sendo posteriormente necessário colocar as pinças de campo. Se o pano
de campo não é fenestrado, é então necessário a utilização de quatro panos de
campo e quatro pinças de campo, colocados de modo a delimitar a área desejada
(Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003, Busch; 2006).
3.2 PÓS-OPERATÓRIO
É importante referir que diferentes cirurgias têm diferentes cuidados pós-
operatórios, assentando todos nos parâmetros mínimos necessários para uma
correcta monitorização do paciente. Posteriormente existem cuidados redobrados
quer da parte do enfermeiro veterinário enquanto o animal se encontra internado,
quer por parte do dono, quando o animal tem alta (Moore, 1999; Lane e Cooper,
2003).
Os cuidados pós operatórios iniciam-se assim que é dado o último ponto e a
anestesia é terminada. Durante este tempo, o paciente não deve ser manipulado
enquanto não fica consciente (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003).
A área onde os pacientes recuperam após a cirurgia deve ser mantida a uma
temperatura ambiente que ronde os 20-24ºC. Nesta área deve haver espaço
suficiente para o uso de algum equipamento (como suporte de soros, bombas
infusoras, entre outros), que deve ser de fácil acesso. A anestesia provoca vários
efeitos num animal e um deles é a hipotermia, consoante a operação é mais ou
menos demorada, podendo surgir complicações quer no período em que decorre a
cirurgia, quer no pós-operatório, daí que uma monitorização constante seja
necessária. Por este motivo sempre que termina uma cirurgia a temperatura rectal
do paciente é medida e, após o animal sair do bloco operatório este é transportado
para a zona de internamento onde a jaula é antecipadamente preparada, devendo
providenciar todo o bem-estar e conforto ao animal para uma melhor recuperação. A
hipertermia é um problema que apesar de raro, pode ocorrer em raças gigantes e
em cães com a via aérea obstruída (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003).
15
Segundo Moore (1999), existem vários pontos que se devem ter em
consideração durante o período pós-operatório, sendo a maior parte deles seguidos
durante a monitorização, nomeadamente:
- o paciente deve ser seguido e continuamente observado enquanto não
recupera o reflexo de deglutição e o tubo endotraqueal puder ser removido;
- o animal normalmente é colocado em decúbito lateral, com a cabeça virada
para a frente da jaula e o pescoço deve ficar esticado. A língua é puxada para fora
da boca, enquanto o animal não fica consciente;
- animais braquicefálicos requerem cuidados especiais e uma observação
constante enquanto eles não são capazes de levantar a cabeça. Além disto, eles
são mantidos em decúbito esternal. Estes cães geralmente toleram bem grandes
períodos com o tubo endotraqueal em comparação com outras raças,
particularmente se foi aplicada anestesia local na faringe e laringe;
- a via aérea deve ser mantida limpa de secreções. O material de sucção
deve estar de fácil acesso, caso seja necessário;
- temperatura, pulso, respiração, cor das mucosas e o tempo de replecção
capilar são valores que devem ser verificados regularmente. Estes são medidos
assim que o animal é colocado na jaula de recuperação e repetidos a cada 5
minutos. Depois da remoção do tubo endotraqueal podem, na maioria dos casos, ser
medidos passados 15 minutos. Animais que recuperam mais lentamente, devem ter
uma vigilância extra. Estes parâmetros devem ser anotados na ficha de
internamento, assim como qualquer alteração que ocorra;
- a posição do paciente deve ser mudada durante o período de recuperação,
principalmente se este período for longo. Raças de porte médio e grande devem ser
mudadas de posição de hora a hora;
- pode ser necessário manter a fluidoterapia, pelo que os fluidos devem estar
aquecidos e o cateter deve ser observado para detectar sinais de extravasamento
de fluidos ou de estar bloqueado;
- o paciente deve ser observado para detectar sinais de dor e de desconforto
que incluem um aumento da respiração e da frequência cardíaca, relutância ao
movimento e ainda tentativa de morder ou coçar a ferida cirúrgica. Estes sinais
devem ser imediatamente relatados a um médico veterinário para providenciar a
devida analgesia;
16
- a frequência com que o animal urina depois de uma cirurgia deve ser
observada, pois pode haver necessidade de colocar um cateter urinário.
17
4. ANESTESIA
A anestesia é a abolição da sensibilidade à dor e da resposta reflexa a esta,
para permitir intervenções cirúrgicas e processos de diagnóstico. Obtém-se uma
anestesia através da combinação de diferentes fármacos em doses menores do que
as que se utilizariam individualmente, com o objectivo de diminuir os seus efeitos
adversos e conseguir uma anestesia mais segura (Lane e Cooper, 2003).
A anestesia compreende vários passos, onde alguns pontos poderão ser
alterados de acordo com as necessidades do procedimento cirúrgico, temperamento
do paciente e urgência ou não de se operar. A anestesia balanceada é constituída
por quatro fases, a pré-medicação, a indução, a manutenção e por fim a analgesia, e
em cada uma delas são utilizados fármacos diferentes para o resultado final
pretendido (Lane e Cooper, 2003).
A pré-medicação é constituída por um conjunto diferente de fármacos
(tranquilizantes/sedativos, anticolinérgicos, analgésicos e agentes da
neuroleptoanalgesia), que têm por objectivo acalmar e controlar o paciente, aliviar a
dor pré-operatória, reduzir a dose total de anestésicos e minimizar os efeitos da
anestesia. Um dos primeiros passos no procedimento anestésico é tranquilizar, ou
até mesmo, sedar o animal, pois este não entende o porquê de estar ali, e muitas
vezes não aceita a submissão da contenção física. Para isso, existem diversos
tranquilizantes, e associados aos mesmos, podem ainda utilizar-se medicamentos
com poder analgésico o que diminui a necessidade de anestesia geral durante a
cirurgia, dado que os analgésicos potenciam a anestesia geral e vice-versa. Para
além disso, a maioria dos medicamentos analgésicos apresenta também uma acção
sedativa, fazendo com que o animal se acalme ainda mais. É importante salientar
que a tranquilização ou a sedação não são suficientes como anestesia, tornando o
animal apenas mais calmo ou apenas com mais sonolência, mas com todas as
sensações de dor (Moore, 1999; Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
O próximo passo é a indução da anestesia, na qual o médico veterinário
através de um cateter colocado na veia do animal aplica a medicação. A
cateterização do animal permite ainda que possam ser administrados o soro e, caso
necessário, outros anestésicos mais fortes e medicamentos de emergência que por
esta via de administração terão uma acção mais rápida. Este é um dos períodos
18
mais perigosos da anestesia pois geralmente na pós-indução ocorrem paragens
cardíacas e respiratórias. Durante a indução deve ser seguida rigorosamente a
mnemónica ABC:
- A (airway – vias aéreas): o paciente deve ser entubado e verificar se o tubo
endotraqueal está na posição correcta;
- B (breathing – respiração): olhar atentamente para o peito do paciente e
para o balão da máquina anestésica para verificar se o paciente está a respirar ou
não. Geralmente ocorrem pequenos períodos de apneia depois da indução da
anestesia com tiopental ou propofol, caso isto ocorra, o paciente deve ser ventilado
até que a sua respiração volte ao normal.
- C (circulation – pulso): verificar se o paciente tem pulso.
Após a indução, o animal começa a perder os reflexos protectores pouco a
pouco. Quando o reflexo laríngeo e orofaringeo desaparecem é a altura ideal para
se proceder à entubação endotraqueal do animal (figura 7 e figura 8, página 19).
Este procedimento consiste na colocação de um tubo pela boca e traqueia do
paciente e tem como objectivo permitir que se forneça ao animal a anestesia por
inalação (um tipo de anestesia geral). O agente anestésico é inalado directamente
para os pulmões e, destes segue para o sangue atingindo posteriormente o cérebro.
Na recuperação da anestesia, o trajecto inverso é percorrido pelo ar, quando o
animal liberta o anestésico inalado também pelos pulmões (Credie, 2005).
Figura 7. Material necessário para
uma entubação (Adaptado de Busch, 2006)
19
Figura 8. Procedimento para uma correcta entubação A- Posicionamento correcto para a entubação, B- Colocação do laringoscópio, C- Passagem do tubo endotraqueal, D- Tubo endotraqueal fixado (Adaptado de Busch, 2006)
Os tubos endotraqueais são uma peça fundamental para o equipamento
anestésico, estes são usados especialmente por duas razões, para a administração
do oxigénio e dos agentes inalatórios e para assistência em casos de ressuscitação.
Quando um paciente é entubado deve ser usado o maior tamanho do tubo possível,
sem ser traumático para o mesmo. Geralmente, o tamanho do tubo a usar é
baseado no peso do animal (quadro 2), contudo a palpação da traqueia e a
experiência são indispensáveis (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006). QUADRO 2. Tamanhos aproximados para o tubo endotraqueal segundo o peso do animal (Adaptado Busch, 2006)
Peso Corporal (Kg) Diâmetro interno (mm) Cães
2 3-4 5 5-6
10-12 7-8 14-16 8-9 18-20 9-10 >20 >11
A
B
C D
20
Gatos 2 3.0-3.5
4-5 3.5-4.0 >5 4.0-4.5
Nesta fase, podem ser associados outro tipo de fármacos, tais como
relaxantes musculares, que fazem com que os músculos do paciente relaxem,
facilitando o trabalho do cirurgião e diminuindo as dores musculares no pós-
operatório, além de também potenciarem a anestesia geral e os medicamentos
hipnóticos (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Credie, 2005; Busch, 2006).
A maioria dos fármacos indutores anestésicos apenas produz um pequeno
período de anestesia, pelo que após indução, se segue a fase de manutenção. A
maioria dos fármacos que se utiliza nesta fase, são anestésicos inalatórios no
entanto, existem também alguns de utilização endovenosa (Moore, 1999; Lane e
Cooper, 2003; Busch, 2006).
No período pós cirúrgico são administrados, caso necessário, analgésicos
para reduzir ou mesmo abolir a percepção dolorosa, permitindo uma melhoria no
bem-estar do paciente e melhor recuperação, sendo assim considerada a analgesia
como última fase (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006).
A anestesia geral pode conseguir-se através da utilização de um agente
anestésico ou com a combinação de vários. Os agentes anestésicos podem ser
divididos em injectáveis e inalatórios (quadro 3) (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003;
Simpson, 1994).
QUADRO 3. Agentes anestésicos (Adaptado de Simpson, 1994; Moore, 1999)
Agentes Anestésicos
Exemplos
Injectáveis
Agentes indutores
Induzem rapidamente a perda de consciência
Barbitúricos
Propofol
Agentes Dissociativos
Provocam a perda de resposta motora perante os estímulos por uma dissociação do sistema límbico e talâmico-cortical
Quetamina
Tiletamina
21
Injectáveis
Derivados imidazólicos
Induzem a anestesia em animais cardíacos e debilitados
Etomidato
Metomidato
Neuroleptoanalgesia
Estado de hipnose e analgesia que se obtém com a mistura de um tranquilizante com um analgésico narcótico, para conseguir um potente bloqueador da dor e uma tranquilização que permita procedimentos de cirurgia menor
Derivados opiáceos +
neurolépticos
Inalatórios
Líquidos Halotano Isoflurano
Sevoflurano Gases Óxido nitroso
A anestesia injectável é aquela em que aplicamos os produtos por qualquer
via que não seja a respiratória tendo em vista um efeito sistémico. Ainda que a via
mais utilizada seja a endovenosa, também se pode utilizar a via intramuscular, como
por exemplo, a quetamina (Imalgene®). Os agentes injectáveis utilizam-se
principalmente para a indução, ainda que existam veterinários habituados a utilizá-
los como anestésicos únicos, pois apresentam algumas vantagens, nomeadamente
o facto de o seu efeito ser imediato e de rápida recuperação, ser necessário pouco
equipamento e de serem fáceis de usar (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003;
Simpson, 1994).
Os anestésicos inalatórios administram-se por via inalatória, o que permite
controlar e modificar de forma rápida a profundidade anestésica. As técnicas de
anestesia inalatória permitem um controlo muito exacto do plano anestésico do
paciente, sendo necessário equipamento sofisticado e um bom conhecimento das
características farmacológicas dos anestésicos empregues. Além disso, a
administração de anestésicos inalatórios obriga a utilizar oxigénio ou combinações
de gases ricos em oxigénio, assim como a entubar o animal, o que reduz a
morbilidade/mortalidade anestésica. Obtém-se também um maior controlo do
anestesista sobre a técnica anestésica, o que se traduz numa maior segurança
(Laredo et al., 2001).
22
Ainda que em veterinária se utilizem tanto os anestésicos injectáveis como os
inalatórios para a manutenção da anestesia, estes últimos têm maior margem de
segurança e uma série de características que os tornam mais indicados para a
prática clínica (quadro 4) (Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003; Simpson, 1994). QUADRO 4. Generalidades dos dois tipos de anestesia (Adaptado de Lane e Cooper, 2003)
Generalidades Anestesia Injectável Anestesia Inalatória
- Produção duma indução rápida da anestesia geral -Suplementação da anestesia inalatória - Solução de crises epilépticas
- Os anestésicos inalatórios são administrados com oxigénio a 100%, este actua como meio de transporte do anestésico - O tubo endotraqueal reduz o risco de uma pneumonia por aspiração em caso de vómito - Permite uma respiração assistida imediata, no caso de paragem respiratória - Necessita de um aparelho de anestesia, que transforma o anestésico da forma líquida para o vapor, misturando-o com o oxigénio
O serviço Americano de anestesiologia em animais de companhia foi criado
na metade da década de 90 com o objectivo de aumentar o índice de sucesso das
intervenções cirúrgicas, minimizar o stress e acelerar o processo de recuperação do
paciente. Hoje para promover o bem-estar animal, diversas técnicas de anestesia
injectável, inalatória e bloqueios locais são utilizados de forma isolada ou
conjugados entre si, realizados sempre com os anestésicos mais modernos
disponíveis no mercado (Lane e Cooper, 2003; Slatter, 2003).
Muitos proprietários de animais que irão ser submetidos a cirurgia apresentam
muitas dúvidas, medos e desconfianças sobre o procedimento anestésico que os
seus animais irão enfrentar. É importante que sejam esclarecidos no sentido de
perceberem que a anestesia é um procedimento complexo que requer pessoal
especializado para sua realização e tem como objectivo levar o paciente a um
estado de ausência de sensação ou dor. Quando se fala de dor, apesar de muitos
proprietários ficarem assustados e receosos com a anestesia, nenhum deles quer
que o seu animal sofra durante o procedimento (Credie, 2005).
23
4.1 MÁQUINA ANESTÉSICA
A máquina anestésica (figura 9) é o meio que permite enviar o oxigénio e
anestésico desde uma garrafa de gás comprimido até ao paciente, aonde chega
uma pressão adequada para não provocar danos no sistema respiratório (Palacios e
Benítez, 2005).
Figura 9. A máquina anestésica
(fotografia da autora)
Pode ser vista como um aparelho concebido para promover uma mistura de
gases que permitam a execução de um procedimento diagnóstico ou terapêutico,
especialmente cirúrgico. Para que esta acção seja possível, é necessário um
conjunto de componentes que estão presentes em todas as máquinas:
- Cilindros de gás: os tanques de oxigénio são de cor branca enquanto que
as de óxido nitroso são de cor azul. Ambos os gases servem para transportar o
anestésico até ao paciente. Os tanques devem ser armazenados num local
específico, que seja seco, frio, ventilado e à prova de fogo.
- Manómetros ou manorredutores: o primeiro situa-se á saída do tanque de
gás e indica a pressão da mesma, o que nos dá a ideia da quantidade de gás que
possui. O segundo está na continuação do primeiro e serve para diminuir a pressão
de saída até um nível aceitável para o sistema respiratório do paciente.
24
- Caudalímetro ou fluxómetro: controla a quantidade de litros por minuto dos
gases que entram no circuito, devendo existir um para cada tanque de gás que se
vai usar durante a cirurgia.
- Vaporizador: é o componente do equipamento onde se produz a
evaporação do anestésico (que se encontra no estado líquido) e é arrastado pelo
gás circulante até ao paciente. Regula a quantidade de anestésico vaporizado que
sai da máquina anestésica em direcção ao animal. Tem um rotâmetro que regula a
quantidade de gás que entra na câmara de vaporização.
- Recipientes para cal sodada: têm a função de absorver o CO2.
- Saída de gases frescos: aqui acaba a máquina de anestesia e começam os
circuitos.
- Válvula de emergência: é usada em casos de emergência e serve para
enviar directamente oxigénio puro para o circuito, sem passar pelo vaporizador e de
forma rápida.
- Válvulas de retenção: são dispositivos que evitam o fluxo retrógrado,
impedindo a passagem de gás de um tanque para outro parcialmente vazio
(Palacios e Benítez, 2005).
A máquina anestésica pode ser dividida em quatro partes fundamentais,
onde estão englobados os seus componentes individuais:
- Sistema de alta pressão: este tem início na fonte de onde provêm os gases
(central de cilindros) até ao sistema de dosificação;
- Sistema de dosificação: permite a mistura de gases medicinais (oxigénio,
óxido nitroso, ar comprimido) e agentes anestésicos e vai desde os rotâmetros até à
saída comum de gases frescos;
- Circuito do paciente: tem início na saída de gases frescos até ao paciente;
- Sistema de evacuação de gases: concebido para remover o excesso de
gases, pode actuar mediante um sistema dinâmico ou passivo (Palacios e Benítez,
2005).
4.1.1. CIRCUITOS ANESTÉSICOS
Os circuitos anestésicos são encarregados de levar o anestésico desde a
saída de gases frescos da máquina anestésica até as vias respiratórias do paciente.
25
Classificam-se em sistemas abertos, semi-abertos, fechados e semi-fechados,
conforme permitem ou não a reinalação (re-circulação dos gases inspirados) (quadro
5) (Palacios e Benítez, 2005).
QUADRO 5. Sistemas anestésicos (Adaptado de Palacios e Benítez, 2005).
Sistemas anestésicos
Sistemas abertos
- Não permitem a reinalação;
- Não absorvem CO2;
- Não possuem balão de reserva. - Câmara de indução
- Máscara
Sistemas semi-abertos
- Não absorvem CO2;
- Não possuem cal sodada, para evitar a
recirculação dos gases é necessário altos
fluxos de gases frescos;
- Alguns possuem balão de reserva.
- Sistema de Magyl
- Sistema de Bain
- Sistema T-de-Ayres
Sistemas fechados
- Absorvem CO2;
- Pouco utilizados em Medicina Veterinária
Sistemas semi-fechados - Absorvem CO2;
-São os únicos que permitem uma
verdadeira recirculação do ar e
aproveitamento dos gases expirados,
contudo devem possuir um reservatório de
cal sodada.
- Sistema Circular
- Sistema de Vaivém
26
4.2 AVALIAÇÃO PRÉ-ANESTÉSICA
Para reduzir a mortalidade e morbilidade anestésica deve realizar-se uma
correcta avaliação do paciente e, se for necessário, a sua estabilização. Uma boa
avaliação anestésica deve constar de uma correcta anamnese, exame físico, provas
de laboratório e exames complementares. Os objectivos da avaliação pré-anestésica
são:
- Realizar uma avaliação minuciosa do estado físico do paciente, para
detectar possíveis alterações prévias;
- Avaliar as possíveis complicações associadas com o acto cirúrgico e
anestésico;
- Examinar os riscos a que se verá submetido o paciente, para os poder evitar
e compensar;
- Estabelecer o protocolo anestésico mais adequado ás necessidades do
paciente em função dos recursos disponíveis (Moore, 1999).
4.2.1. MEIOS AUXILIARES DE DIAGNÓSTICO (MAD)
4.2.1.1. RAIO-X
O diagnóstico radiográfico implica a utilização de radiação electromagnética
ionizante (radiação x). Da interacção do feixe primário de raio x com o animal, surge
a radiação secundária com energia suficiente para sair do animal e ser dispersa na
sala de raios x. A radiação ionizante tem efeitos biológicos adversos, sendo
considerada um perigo ambiental e ocupacional. Como tal existe, em Portugal,
legislação específica de segurança para as instalações e actividade de
radiodiagnóstico. O risco do pessoal envolvido no diagnóstico radiográfico vete-
rinário é pequeno, mas não deve ser subestimado. Os níveis de radiação a que os
trabalhadores são profissionalmente expostos devem ser tão baixos quanto possível,
para obter o diagnóstico radiográfico pretendido (Ginja e Ferreira, 2002).
Os raios x foram descobertos por Wilhelm Konrad von Röntgen, em 1895, e
há relatos da sua utilização em medicina veterinária desde 1896 (Lavin, 1994;
Carter, 1995). O diagnóstico radiográfico resulta da sensibilização diferencial das
27
diferentes áreas da película radiográfica, após a passagem dos fotões do feixe
primário de raios x pelo animal. No percurso dos fotões, através dos tecidos orgâni-
cos verificam-se interacções e absorções diferenciais selectivas, fundamentais para
a formação da imagem radiográfica. Para a formação da imagem radiográfica é
imprescindível utilizar um feixe primário de radiação x, com fotões suficientemente
energéticos, para uma adequada quantidade de radiação ultrapassar os tecidos e
estar disponível para sensibilizar a película e contribuir para a formação da imagem
radiográfica. Na prática clínica, uma radiografia com a adequada densidade para o
diagnóstico pode conseguir-se utilizando elevadas ou baixas quilovoltagens (kVp-
“Kilovolt peak”: diferença de potencial máxima utilizada na realização dos exames
radiográficos), desde que se façam as devidas compensações dos miliamperes
(mAs) (Morgan, 1993; Ginja e Ferreira, 2002).
O exame radiográfico deve ser sempre precedido de um exame clínico
completo e rigoroso. Os animais e as regiões anatómicas a radiografar devem ser
criteriosamente seleccionados, pois só as vantagens clínicas justificam os riscos
(Morgan, 1993). A repetição de radiografias é sempre indesejada e deve ser evitada,
uma vez que vai exigir a utilização de nova radiação. Há todo o interesse em ter nas
instalações de radiodiagnóstico tabelas próprias de exposição radiográfica, para
utilização nas diferentes projecções, espécies, raças, tamanhos, entre outros.
Actualmente, também é comercializado equipamento radiográfico com programação
anatómica e exposimetria automática, que neste aspecto pode ser vantajoso. O
exame radiográfico também deve ser preparado, os animais posicionados na mesa
correctamente, de preferência sedados ou anestesiados, para que se possa obter
melhor qualidade e evitar a contenção, sendo vantajoso tanto para o animal como a
pessoa que tira o rx (pois poderá não ser necessário tirar mais rx que poderiam ficar
mal ou com artefactos) e as soluções de processamento das películas não devem
encontrar-se deterioradas (Morgan, 1993; Ginja e Ferreira, 2002).
Os efeitos biológicos da radiação ionizante sobre os seres vivos, são
classicamente conhecidos como efeitos estocásticos ou não estocásticos (Orden e
Gonzalo-Orden, 1994; Dowsett et al., 1998).
No primeiro grupo enquadram-se a carcinogénese e os defeitos genéticos
transmitidos à descendência, secundários a danos no DNA. A probabilidade destes
efeitos ocorrerem aumenta com a dose de radiação recebida, não existindo para os
28
efeitos estocásticos uma dose mínima de segurança (Webbon, 1995). São exemplos
de efeitos não estocásticos as cataratas e as úlceras cutâneas (Webbon, 1995). A
gravidade deste tipo de efeitos biológicos da radiação depende da dose absorvida
pelos tecidos, sendo só evidentes quando é ultrapassado o limiar de segurança.
Este tipo de efeitos da radiação ionizante sobre os tecidos vivos não são aparentes
imediatamente, podendo surgir semanas, meses ou anos depois (Dernall e
Wheaton, 1995) e foram os primeiros a ser conhecidos e descritos (Davies, 1995). A
extensão dos danos depende da dose de radiação, fonte de radiação, intensidade e
duração da exposição (Dernell e Wheaton, 1995). Actualmente, este tipo de efeitos
não estocásticos, resultantes dos danos de tecidos normais em procedimentos
médicos só são evidentes nos tratamentos de radioterapia (Dernell e Wheaton,
1995).
Em radiologia veterinária são especialmente preocupantes os efeitos
estocáusticos, uma vez que uma diminuição da exposição à radiação ionizante
simplesmente reduz a probabilidade de ocorrerem, mas nunca a sua importância. Os
efeitos não estocáusticos em Medicina Veterinária não assumem tanta importância,
desde que sejam cumpridas as normas básicas de segurança. No decurso do
radiodiagnóstico, a dose de segurança destes efeitos, para qualquer órgão,
dificilmente será atingida (Ginja e Ferreira, 2002).
No diagnóstico radiográfico, em Medicina Veterinária, recomenda-se para
controlo do nível de exposição humana à radiação, o conceito ALARA “as low as
reasonable achievable”, ou seja, a exposição à radiação deve ser sempre só a
indispensável (Morgan, 1993; Lavin, 1994). A eficácia da radioprotecção em
Medicina Veterinária assenta essencialmente em cinco factores:
- na limitação do tempo de exposição;
- na sedação ou anestesia dos animais para facilitar o posicionamento e evitar
a contenção;
- na ausência de repetições e de radiografias desnecessárias;
- no aumento da distância da fonte de radiação secundária;
- na protecção adequada do organismo utilizando material radioprotector
(luvas, aventais e protectores da tiróide de chumbo, óculos com lentes radiopacas)
(Morgan, 1993; Perry, 1993).
29
O conceito ALARA pressupõe o cumprimento estrito de todas as medidas de
radioprotecção no decurso dos exames (quadro 6). Desta forma, previnem-se os
efeitos não estocáusticos e reduz-se, para níveis aceitáveis, a probabilidade dos
efeitos estocáusticos ocorrerem (Dowsett et al., 1998). Quando a exposição é
mínima os potenciais perigos da radiação são considerados negligenciáveis
relativamente aos benefícios clínicos (Webbon, 1995; Ginja e Ferreira, 2002).
QUADRO 6. Regras básicas de segurança para o diagnóstico radiográfico (Adaptado de Morgan, 1993; Perry , 1993; Webbon, 1997)
• O exame radiográfico deve ser justificado pelas vantagens clínicas que proporciona. • Não permitir a permanência de menores nem de mulheres grávidas na sala de exames • Rodar o pessoal que permanece na sala para a contenção dos animais. • Utilizar a tranquilização dos animais sempre que possível. • Não expor nenhuma parte do corpo ao feixe primário de raios x. • Utilizar sempre vestuário radioprotector (quadro 7, pág. 30) adequado (aventais, luvas, protectores da tiróide, etc.) • Fazer uma adequada limitação do feixe primário de raios x e afastar-se o máximo possível da fonte de radiação secundária, durante a contenção dos animais. • Usar combinações, de ecrãs intensificadores e películas, rápidas de forma a reduzir ao máximo os factores de exposição. • Realizar o processamento das películas de forma correcta (temperaturas e qualidade das soluções adequadas). • Utilizar dosímetros de radiação. • Planear o exame radiográfico para evitar repetições desnecessárias.
30
QUADRO 7. Vestuário radioprotector e acessórios (Adaptado www.PetBr.com, consultado em 5/10/07)
Vestuário radioprotector e acessórios
O avental de chumbo é fundamental para a radioprotecção do profissional na sala de exames, o qual deve ser também disponivel para o animal e acompanhantes, que auxiliam na contenção do animal que será radiografado.
Luvas de chumbo são indispensáveis na radioprotecção, evitando a exposição da radiação ionizante nas extremidades do profissional ou acompanhante que estará a conter o animal ao ser radiografado com segurança.
O protector de tiróide é feito com malha de chumbo utilizado na região cervical do animal, profissional e acompanhante. Protege as glândulas tiróides contra a exposição e contaminação da radiação ionizante na realização do exame radiológico.
Chassis radiográficos são utilizados para armazenar o filme radiográfico.
Negatoscópio é uma luminária com luz intensa utilizada para uma avaliação mais precisa das radiografias.
Filmes para radiografia. Os filmes são comercializados em vários tamanhos, sendo os mais importantes: 13x18cm, 18x24 cm, 24x30cm, 30x40cm, 35x35cm, 35x43cm.
Letras e números de chumbo são utilizados para identificar informações importantes acerca do animal e o seu posicionamento na película radiográfica.
A reveladora automática é o equipamento que revela a radiografia a seco. Alem de evitar o contacto do profissional com os químicos, fornece uma padronização na qualidade radiográfica.
31
O método utilizado para denominar as projecções radiográficas em medicina
veterinária, baseia-se no trajecto do feixe de raio x primário através do corpo dos
pacientes (método “ponto de entrada - ponto de saída”, figuras 10 e 11) (Ginja,
1999).
Os animais podem ser radiografados em diferentes posições: decúbito
lateral direito e esquerdo, decúbito dorsal ou esternal, em estação, entre outros. O
feixe de raios x primário pode ser vertical horizontal ou ter direcções oblíquas
intermédias (Ginja, 1999).
Figura 10. Projecções radiográficas no cão; terminologia Clássica (Adaptado de Morgan, 1993)
Figura 11. Projecções radiográficas no cão;terminologia Anátomo-radiológica (Adaptado de Morgan, 1993)
32
4.2.1.2 ECOGRAFIA
A ecografia é uma técnica de diagnóstico por imagem baseada na emissão
de ultrasons e recepção dos seus ecos, resultantes da reflexão dos ultrasons a nível
dos diferentes tecidos. A ecografia apresenta muitas vantagens, nomeadamente por
ser não invasiva, inócua, raras vezes exige tranquilização e por ter uma melhor
informação e um custo baixo (Ginther et al., 1989; Perkings, 2000; Giraldo, 2003).
A técnica de ultra-som nasceu em 1880 com o desenrolar dos efeitos
piezoeléctricos. Logo foi aplicada em forma de SONAR (Sound Navigation and
Ranging) durante a segunda guerra mundial para a detecção de barcos, submarinos
e aviões de guerra. A emissão das ondas de ultrasons obtém-se através de cristais
que são submetidos a uma corrente eléctrica fazendo-os vibrar, a recepção destas
ondas faz-se quando aos cristais após terem cruzado com os tecidos e
posteriormente reflectidos. Estes cristais encontram-se em dispositivos denominados
de transdutores ou sondas ecográficas conectadas a um monitor (Ginther et al.,
1989; Perkings, 2000; Giraldo, 2003).
Desde 1950, a ecografia ou ultrasonografia era efectuada por muitos
veterinários em animais de grande produção, posteriormente começou-se a fazer em
outras espécies animais, incluindo animais de companhia, para o diagnóstico clínico,
reprodutivo e investigação (Palmer e Driancourt, 1980; Kassam et al., 1987; Taverne
e Willemse, 1989; Giraldo, 2003).
Basicamente o ecógrafo necessário para a prática veterinária é o modo B e a
tempo real, sendo que o movimento das estruturas ajuda na identificação do tecido,
pode-se estudar tanto a sua estrutura como a sua função. O modo M permite
explorar os movimentos dos tecidos, especialmente o coração numa
ecocardiografia, mediante a criação de uma imagem unidimensional representada
num feixe vertical. A ecografia Doppler é utilizada para estudos hemodinâmicos e de
gestação (Giraldo, 2003).
Visando sempre a obtenção de imagens de qualidade, deve haver um íntimo
contacto entre a pele do paciente e a superfície do equipamento. Assim sendo,
deve-se realizar a tricotomia antes da realização do exame, uma vez que o ar entre
o pêlo e a pele prejudica a formação das imagens (Santos, 2005).
33
4.2.1.3. EXAME ELECTROCARDIOGRÁFICO
A electrocardiografia tem uma enorme importância em medicina veterinária. A
informação que nos oferece relativamente à frequência cardíaca, ritmo cardíaco,
desvio do eixo, aumento das câmaras cardíacas ou anomalias da condução, faz da
electrocardiografia um complemento inestimável no marco da cardiologia veterinária.
No entanto, tem de se ter em conta que um electrocardiograma não deve nunca ser
o único exame complementar, mas sim um complemento de um processo de
diagnóstico mais amplo. Basta recordar que os electrocardiogramas (ECG) aportam
informação sobre a actividade eléctrica mas não sobre a actividade mecânica do
coração. Por exemplo, um paciente que apresente uma arritmia significativa, no
papel pode não mostrar nenhuma alteração (Montoya, 1992; Santamarina et al,
1998).
Um ECG deve ser realizado num local tranquilo com o objectivo de que o
animal esteja o mais calmo possível. O êxito de um bom registo electrocardiográfico
está no correcto posicionamento e contenção do paciente bem como da colocação
dos eléctrodos. Os animais devem estar em decúbito lateral direito. O úmero e o
fémur devem formar, tanto quanto possível, um ângulo recto com o corpo e paralelos
entre si. No entanto há animais com severas dificuldades respiratórias que não
toleram esta posição. Nestas situações pode realizar-se o ECG em decúbito esternal
ou mesmo em estação. Nos ECG realizados nestas condições, as medidas de
amplitude das ondas e também a expansão das câmaras cardíacas perdem
fiabilidade. No entanto é útil na interpretação do ritmo e dos intervalos entre ondas
(Álvaro et al., 1998; Kittleson e Kienle, 1998; Miller et al., 1999).
Os eléctrodos são colocados a uma distância suficiente para evitar as
interferências dos movimentos torácicos. A cor corresponde a um código
internacional da seguinte maneira (figura 12, pág. 34):
- eléctrodo amarelo – membro anterior esquerdo
- eléctrodo vermelho – membro anterior direito
- eléctrodo verde – membro posterior esquerdo
- eléctrodo preto – membro posterior direito
34
Figura 12. Electrocardiograma efectuado a um cão (Adaptado de www.vidadecão.htm, consultado em 10/09/07)
4.2.2. ANÁLISES CLÍNICAS
O diagnóstico de laboratório é outro dos meios auxiliares de diagnóstico, que
permite afirmar se um organismo está afectado ou se apresenta alguma alteração na
sua função. Para se estabelecer outros diagnósticos pode ser necessário ter outras
informações complementares, obtidas por exemplo através de biopsias (Dürr e Kraft,
2000).
Antes de uma cirurgia é necessário realizar o perfil pré-operatório (quadro 8),
este consiste num conjunto de análises efectuado antes de um procedimento
cirúrgico que implica anestesia geral e, que vai indicar o estado em que os órgãos se
encontram e a definir um protocolo anestésico adequado (Lane e Cooper, 2003;
Busch, 2006). QUADRO 8. Perfil pré-operatório (Adaptado de Dürr e Kraft, 2000)
PPO proposto por Dürr e Kraf
Hematócrito Hemoglobina Leucócitos
Hemograma Proteína sérica
ALT Creatinina
AP AST
Contagem de plaquetas PPT
35
A confiabilidade dos testes laboratoriais realizados e a interpretação dos
resultados dependem, em primeiro lugar, da qualidade da amostra recebida. Para
realizar uma correcta análise hematológica, as características físico-químicas do
sangue têm de ser preservadas, para que não existam alterações ou artefactos na
amostra extraída que possam levar a resultados errados. Por isso existem produtos
químicos denominados anticoagulantes, que mantém o sangue colhido no seu
estado líquido (Moore, 2003).
Para a colheita de sangue em canídeos e felinos e pode ser utilizada a veia
cefálica (figura 13.A), femoral, safena (figura 13.B) ou jugular (figura 13.C), sendo
geralmente a mais utilizada a jugular. Uma boa colheita implica que o profissional
que a executa tenha conhecimentos da técnica a ser realizada (Moore, 2003).
Figura 13. Locais de punção. A- cão:veia cefálica B- gato: veia safena C- cão: veia jugular (Adaptado de www.laborvet.pt, consultado em 10/09/07)
A técnica de colheita de sangue é constituída pelos seguintes passos
básicos:
- preparar todo o material necessário (algodão, álcool, máquina tosquia,
agulha, seringa e tubo para o qual o sangue vai ser colocado)
- verificar sempre, antes da colheita, a necessidade ou não de anticoagulante
e o anticoagulante a ser utilizado;
- realizar a identificação do material a colher (nome do animal, nome do
proprietário, espécie, raça, idade, o sexo, a data de colheita e o nome do veterinário
que envia a amostra, no caso de o exame ser enviado para um laboratório);
A B
C
36
- verificar sempre o volume recomendado de material, para realização de
cada exame, devendo retirar uma quantidade maior que a necessária, para
possíveis repetições ou transtorno no transporte.
- sempre que necessário, ou seja sempre que o pêlo não permita fazer a
colheita, deve ser feita a tricotomia da região;
- realizar assepsia local, com o algodão embebido em álcool, este deve
passar sempre no mesmo sentido da primeira vez sem voltar para trás;
- fazer garrote ou pressionar com o dedo sobre o vaso sanguíneo que vai ser
puncionado (este garrote não deve demorar);
- introduzir com firmeza a agulha na pele e depois no vaso sanguíneo, tendo o
cuidado de não trespassar a veia, o que pode conduzir à formação de um
hematoma;
- após penetrar a agulha no vaso alivia-se o garrote e procede-se à aspiração
do sangue, sem forçar;
- retirar a agulha e pressionar o local da punção com algodão embebido em
anti-séptico;
- de seguida colocar o sangue, sem a presença de coágulos, no tubo correcto
para o tipo de exame a ser feito. No caso particular das análises sanguíneas, o tubo
deverá ter a tampa verde, correspondendo a um tubo que tem como anticoagulante
a heparina. Dependendo do tipo do exame que se deseja realizar é necessário que o
sangue seja acondicionado em tubos com diferentes anticoagulantes (quadro 9, pág.
37) (Dürr e Kraft, 2000; www.laborvet.pt, consultado em 10/09/07).
37
QUADRO 9. Tipos de anticoagulantes (Adaptado de www.laborvet.pt, consultado em 10/09/07)
Cor da tampa
Tipo de
anticoagulante
Descrição
HEPARINA
É um anticoagulante natural, usada uma concentração de 0,2 ml de heparina saturada por cada ml de sangue. É o anticoagulante de eleição para a dosagem de chumbo.
EDTA
É o anticoagulante de eleição para hematologia. A coagulação é evitada pela eliminação do cálcio do sangue. Podem ser feitas contagens de 24 a 36 horas após a colheita, se a amostra estiver mantida em uma temperatura de refrigeração de 4º C. Nunca deve ser congelado e nem sofrer temperaturas superiores a 37º C, nestes casos a amostra é totalmente inviável.
CITRATO
É o anticoagulante ideal para estudos de coagulação. Utiliza-se a concentração de uma parte de citrato de sódio para 9 partes de sangue total. É imprescindível manter a relação anticoagulante/sangue para realizar as provas de coagulação. Os valores obtidos sem esta relação não têm nenhum valor diagnóstico. Este anticoagulante actua quebrando o cálcio, formando um complexo com o mesmo e impedindo o processo de coagulação.
FLUORETO
Recomendado especificamente para o doseamento de glicose, pois inibe o processo de glicólise, que ocorre nas hemácias, mantendo os níveis in vitro deste metabolito por mais tempo.
SEM ANTICOAGULANTE
Exames realizados em sangue sem anticoagulante. O soro é a porção do sangue após a separação do coágulo. É indicado para exames bioquímicos, sorológicos e hormonais. Depois de colhido, o material deve ser mantido refrigerado até à sua manipulação (2º - 8ºC).
ATENÇÃO:
Deve-se sempre conservar a proporção entre o sangue e o anticoagulante, pois o excesso ou a falta de anticoagulante leva a resultados alterados.
O sangue a ser transferido para o tubo com anticoagulante nunca deverá conter coágulos.
38
Contudo, apesar de ser realizada uma boa colheita, podem existir factores
que interferem no resultado do exame, nomeadamente um tempo prolongado entre
a colheita e a realização do exame, o stress do animal, volume inadequado ou uma
conservação inadequada, quer por químicos quer por exemplo por temperaturas
incorrectas (temperatura ideal de conservação: 2º a 8ºC), interacção com medicação
que o animal recebeu ou contaminação da amostra. Muitas vezes a alimentação do
animal antes da colheita pode provocar lipémia da amostra (figura 14) e um garrote
muito prolongado ou uma manipulação mais brusca podem provocar hemólise da
amostra (figura 15), prejudicando a realização das análises (Lane e Cooper, 2003;
Busch, 2006).
4.3. O RISCO ANESTÈSICO
A anestesia é um procedimento que produz alterações físico-químicas no
organismo, que se não são levadas em conta e não são compensadas, podem
produzir lesões inesperadas no animal ou mesmo levar à morte. A anestesia
comporta sempre um risco e, como tal, é sempre importante ter em conta vários
factores relacionados com o animal, o cirurgião e a sua equipa. No animal, a idade,
a espécie, a raça, o estado físico e o seu historial clínico são parâmetros que devem
ser sempre analisados. O cirurgião – severidade da intervenção, experiência
operatória e duração da intervenção; e finalmente a equipa disponível (Moore e
Simpson, 1999).
As principais causas de mortalidade relacionadas com a anestesia são:
hipotensão, hipotermia, alterações cardíacas, ventilação incorrecta, sobredosagem
Figura 14. Presença de lipémia (Adaptado www.laborvet.pt, consultado em 10/09/07).
Figura 15. Amostra hemolisada (Adaptado www.laborvet.pt, consultado em 10/09/07).
39
de fármacos durante a indução, maneio incorrecto do sistema anestésico, incorrecta
administração de fluidos, falta de conhecimentos ou meios para detectar a presença
de complicações. Uma monitorização permanente, quer da anestesia, quer do
paciente são fundamentais ao longo de toda a cirurgia no sentido de reduzir risco de
mortalidade (Moore e Simpson, 1999).
A Sociedade Americana de Anestesiologia (ASA) desenvolveu uma
classificação do estado físico do paciente (quadro 10) que se utiliza em medicina
humana e veterinária, como um valor que correlaciona o estado do doente com a
mortalidade anestésica. Nesta escala da ASA incluem-se cinco categorias do estado
físico pré-operatório (Moore e Simpson, 1999).
QUADRO 10. Escala da ASA (Adaptado de Moore e Simpson, 1999) Nível Descrição
I Paciente saudável
II Enfermidade sistémica leve e sem limitações funcionais
III Enfermidade sistémica grave com limitações funcionais graves
IV Enfermidade sistémica grave que constitui uma ameaça constante para a vida
V Paciente que é improvável que sobreviva durante as 24 horas seguintes com ou sem cirurgia (moribundo)
Em alguns casos, pacientes em estado crítico que necessitam
imediatamente de uma cirurgia de urgência, aguentam relativamente algum tempo
permitindo a sua estabilização, por exemplo minimizar o estado de choque com a
fluidoterapia. Estes factores são significativos pois reduzem o risco associado à
anestesia. Casos, em que pacientes obrigatoriamente têm de entrar em cirurgia, o
mais rápido, estando a sua sobrevivência em causa, correm um risco anestésico
muito maior, devido ao facto de não haver estabilização e na maioria dos casos não
existir o historial do animal (Moore e Simpson, 1999).
4.4. MONITORIZAÇÃO DA ANESTESIA
O Colégio Americano de Anestesiologistas Veterinários desenvolveu um
guia de seguimento para a monitorização anestésica de pacientes que incide
40
sobretudo no melhor funcionamento dos órgãos. Este guia, aborda uma
monitorização mínima e necessária na anestesia, incluindo a avaliação da
circulação, ventilação e oxigenação. Idealmente todos os parâmetros devem ser
verificados de cinco em cinco minutos durante a anestesia e o período de
recuperação anestésica. O objectivo da monitorização destes parâmetros é
assegurar a manutenção da irrigação dos tecidos, do sangue arterial, da
concentração da oxigenação e da ventilação. Numa correcta anestesia o que se
verifica é o relaxamento dos músculos, inconsciência, amnésia e suficiente
analgesia para o procedimento a realizar, pelo que a monitorização da profundidade
da anestesia deve ser um dos componentes essenciais e não deve ser esquecido.
Dependendo do tipo e duração do procedimento, do motivo da cirurgia, idade e
tamanho do paciente, há uma variedade de outros parâmetros que necessitam ser
avaliados, incluindo a temperatura corporal, a quantidade de fluídos a ser
administrados, a pressão venosa central, controlo de saída de urina e a dor (Kruse e
Elliott, 2003).
As drogas anestésicas podem afectar o equilíbrio do animal por diferentes
vias e em diferentes momentos de maneira rápida e devastadora. O objectivo da
monitorização é obter informação para aumentar a segurança e controlar as funções
dos órgãos vitais, para ter uma acção mais rápida e atempada caso exista algo de
errado (Kruse e Elliott, 2003).
4.4.1. CARDIOVASCULAR
O principal objectivo na monitorização do sistema circulatório é assegurar
que a perfusão dos tecidos é adequada, mantendo as suas funções e hemostase.
Os parâmetros que devem ser controlados são a frequência cardíaca, a pressão
arterial e ritmo cardíaco, sendo a electrocardiografia um meio auxiliar (Kruse e Elliott,
2003).
A frequência cardíaca pode ser determinada por palpação digital do pulso na
artéria femoral, por auscultação directa sobre o coração ou por auscultação com um
estetoscópio esofágico. Os valores normais da frequência cardíaca em cães são
entre 80 e 120 batimentos por minuto e em gatos são entre 90 e 140 batimentos por
minuto. Quando a frequência cardíaca é inferior ao normal, dizemos que o animal
41
apresenta bradicardia se pelo contrário, é superior ao normal dizemos que o animal
apresenta taquicardia (Kruse e Elliott, 2003; Moore, 2003).
A pressão arterial é o resultado do output cardíaco, capacidade vascular e
volume sanguíneo. A pressão sistólica é aquela que se transmite ás grandes artérias
no momento da contracção dos ventrículos e a pressão diastólica é aquela que se
transmite ás grandes artérias no momento em que o coração repousa entre as duas
contracções. A pressão arterial pode ser indirectamente aferida por palpação digital
(pulso forte sincronizado com o batimento cardíaco) nas artérias femoral, társica,
cárpica, carótida ou lingual; pelo tempo de replecção capilar, que deve ser inferior a
dois segundos; por esfingomanometria indirecta (na artéria társica); pelo Doppler,
que transmite um som referente á passagem de sangue nos vasos ou então através
de medidas directas, como por exemplo a colocação de um cateter na artéria társica.
Uma hipotensão durante a anestesia pode indicar uma excessiva profundidade
anestésica, hipovolémia, vasodilatação periférica e diminuição do output cardíaco. A
hipertensão ocorre muito raramente durante a anestesia, sendo a causa mais
comum, um nível de anestesia muito superficial ou uma fluidoterapia excessiva
(Kruse e Elliott, 2003; Moore, 2003).
4.4.2. VENTILAÇÃO
Uma adequada ventilação é definida pela manutenção da pressão parcial de
dióxido de carbono (PCO2) sendo determinada através da medição de gases
presentes no sangue arterial. Um dos métodos mais simples e baratos para
determinar a ventilação é a observação do movimento do tórax, dos movimentos
respiratórios e ver a frequência e o volume. Através da auscultação dos sons
respiratórios com o estetoscópio, ou então com um monitor que nos indica e
quantifica os movimentos respiratórios é também possível monitorizar a ventilação
(Moore, 1999).
A monitorização respiratória deve ser o primeiro valor que devemos ter em
conta pois é um dos componentes essenciais para a sobrevivência do animal, se um
paciente deixa de respirar devemos responder imediatamente a esta paragem
respiratória. Em caso de emergência deve-se assegurar a via aérea, a ventilação, se
necessário realizar massagem cardíaca. Deve existir um carrinho de crash ( carrinho
42
de emergências e que contém todo o material que seja necessário durante uma
emergência que possa ocorrer), este deve estar sempre preparado e presente
durante a realização de uma cirurgia. Este (Moore, 1999).
Devemos controlar a frequência, o ritmo, o volume tidal (volume de ar em
cada inspiração), o volume respiratório (volume de ar inspirado por minuto), a
natureza e esforço da respiração. Para o controlo de alguns destes parâmetros
existe o monitor de apneia (sinal sonoro), que temporiza o espaço entre os ciclos
respiratórios, o pulsioxímetro e o capnografo (figura 16) (Moore, 1999).
Figura 16. Capnografo (fotografia da autora)
A pulsioximetria correlaciona a absorção da luz vermelha e infravermelha pelo
sangue com a pressão parcial do oxigénio do sangue arterial (PaO2). Os valores
fisiológicos de PaO2 de um animal que respira ar atmosférico são entre 80 e 110mm
de Hg, o que corresponde a uma saturação de oxigénio superior a 95%. Se o animal
respira só O2, a sua PaO2 está entre 100 e 500 mm Hg, o que corresponde a uma
saturação próximo dos 100%. Descidas dos níveis de saturação devem ser
rapidamente controlados. Os sensores que permitem a avaliação deste parâmetro
podem ser colocados na língua, dedos, mamilos e orelhas. Contudo deve ter-se em
conta que luzes potentes podem alterar a leitura e se estes forem colocados na
língua, a secura e o arrefecimento desta podem também alterar os valores (Moore,
1999).
A capnografia permite medir a quantidade de CO2 do ar que entra e sai do
tubo endotraqueal do animal. Um tubo recolhe uma pequena quantidade de ar que o
animal inspira e expira para analisar em cada ciclo respiratório. Geralmente o
43
aparelho de anestesia inalatória já tem estes componentes, auxiliando numa
correcta monitorização (Moore, 1999).
4.4.3. OXIGENAÇÃO
O oxigénio proveniente dos cilindros é seco e frio, podendo provocar lesões
ás mucosas das membranas do tracto respiratório (Nogushi et al., 1973). Quando o
oxigénio é para ser mantido mais de 2-3 horas, os problemas são reduzidos se os
gases inspirados forem humidificados. A cianose é o sinal mais óbvio de que a
tensão de oxigénio arterial desceu e, ocorre quando os níveis de hemoglobina
desnaturada excedem os 5g/dl. Contudo a cianose pode ser imperceptível em
animais com hipoxémia e com hematócrito baixo. Sinais cardiovasculares
hiperdinâmicos (taquicardia e hipertensão) geralmente são observados antes de
ocorrer hipoxia. Uma melhoria dos sinais clínicos permite interpretar que uma
correcta monitorização da oxigenoterapia está a ser feita (Fuentes e Swift, 1998).
4.4.4. PROFUNDIDADE ANESTÈSICA
A monitorização deve servir para controlar a profundidade da anestesia.
Classicamente, quando aplicamos um anestésico, passamos por quatro fases ou
estádios, o estádio de excitação voluntária, o estádio de excitação involuntária, o
estádio anestésico (planos: I, II, III, IV) e o estádio de sobredosificação. Destes
quatro estádios, aquele em que o animal passa mais tempo e que nos interessa
controlar é o estádio anestésico que, por sua vez, se divide em quatro planos
(quadro 11) (Moore, 1999) QUADRO 11. Planos anestésicos (Adaptado de Moore, 1999) Plano I Anestesia ligeira
Plano II
Anestesia média
Plano III
Anestesia profunda (cirúrgica)
Plano IV
Anestesia excessiva (consequentemente morte)
44
Para avaliar a profundidade anestésica e saber em que fase se encontra o
animal devemos controlar: os reflexos protectores, a posição do globo ocular e os
parâmetros cardiovasculares e respiratórios (Moore, 1999).
a) Reflexo orofaríngeo e laríngeo A anestesia média começa com a perda do reflexo laríngeo e permitirá a
entubação do animal (antes há a perda do reflexo orofaringeo – deglutição – o
animal pode tentar fechar a boca e morder). Ao concluir a cirurgia, o animal
recuperará o reflexo laríngeo ao voltar para o plano de anestesia ligeira e
posteriormente recupera o reflexo de deglutição (momento para extubar o animal), a
recuperação é feita pela ordem inversa da perda (Moore, 1999).
b) Reflexo palpebral O reflexo palpebral implica profundidade da anestesia, o animal contrai o
músculo orbicular e encerrará as pálpebras ao tocar-se no canto interno do olho (a
perda varia em função do anestésico usado). Se existe reflexo palpebral numa
anestesia inalatória, indica que o animal está num plano anestésico pouco profundo
e, a anestesia deve ser aprofundada. No entanto, se não existe reflexo palpebral
com anestésicos injectáveis, implica excessiva profundidade anestésica, pelo que o
plano anestésico deve ser levantado (Moore, 1999).
c) Reflexo podal O reflexo podal é perdido na anestesia média e indica-nos que é um bom
momento para iniciar uma cirurgia. Contudo, não significa que o animal esteja bem
analgesiado, e ainda que não haja reflexo podal, pode-se produzir uma descarga
simpática que será detectada com a monitorização dos sinais vitais (Moore, 1999).
45
d) Posição do globo ocular Existem três características muito importantes para o controlo da anestesia,
relacionadas com o globo ocular, a posição do globo ocular, o tamanho da pupila e a
resposta á luz. Quando o animal está acordado tem o globo ocular em posição
central, conforme vamos aprofundando a anestesia até ao plano III, o globo ocular
roda e a córnea acaba escondida debaixo da membrana nictitante, com a excepção
do uso da quetamina que mantém o olho em posição central com reflexo palpebral e
pupila dilatada (Moore, 1999).
4.4.5. OUTROS PARÂMETROS
A temperatura rectal normal em cães varia entre 38,3 e 38,7 ºC e em gatos
entre 38,0 e 38,5 ºC. A temperatura pode ser monitorizada sentindo as extremidades
dos pacientes, que nos permite retirar informações acerca da circulação periférica,
sendo também um aviso prévio de hipotermia. Considera-se que um animal está em
hipotermia quando a temperatura se encontra abaixo dos 35ºC.Esta situação é mais
frequente durante a cirurgia, devido a anestesia, á tricotomia, o facto de a pele ter
sido molhada para a preparação e ao abaixamento da taxa metabólica dado que o
animal não realiza movimentos e está inconsciente. Caso a hipotermia não seja
detectada a tempo, a morte pode mesmo ocorrer (Moore, 1999).
A saliva e as lágrimas podem indicar a profundidade da anestesia, a
produção destas secreções diminui com a profundidade da anestesia e estão
ausentes durante o plano III (Moore, 1999).
A estimação pré-operatória da taxa de fluidoterapia é baseada na clínica,
laboratório e parâmetros fisiológicos. As necessidades de fluidoterapia podem variar
consoante os casos, e podem ser divididas em três componentes; rehidratação ou
restituição, manutenção e reposição de perdas temporárias. Além de ser necessário
em alguns casos corrigir o défice existente antes da cirurgia, todos os pacientes
necessitam de fluidoterapia durante uma cirurgia. Caso o paciente seja saudável e
não possua qualquer défice de fluidos, será calculada apenas uma taxa de
manutenção a ser administrada durante a cirurgia. Em casos que surjam
complicações intra-operatórias será necessário repor fluidos e ajustar a taxa de
46
administração. Uma correcta monitorização da fluidoterapia pode ser feita através da
medição da pressão arterial. Se o animal se encontra hipotenso, a taxa de
fluidoterapia deve ser aumentada, se pelo o contrário se encontra hipertenso a taxa
de fluidos deve ser diminuída (Slatter, 2003).
4.5. REGISTO DO PROCEDIMENTO ANESTÉSICO
Um paciente que vai ser submetido a uma cirurgia deve possuir uma ficha
onde serão registados os dados relativos à sua situação clínica e ao procedimento
anestésico propriamente dito. Nessa folha deve constar toda a informação relativa à
avaliação pré-cirúrgica do paciente, protocolo anestésico seguido e avaliação do
período de manutenção anestésico (anexo 3).
4.6. CONSENTIMENTO INFORMADO
Devemos ter em conta que o proprietário do animal é quem, legalmente, toma
a decisão de anestesiar o animal. Portanto, deve ser correctamente informado do
risco anestésico, cirúrgico e das possíveis complicações pós-operatórias. Sendo
assim, antes da realização de qualquer acto cirúrgico, é entregue ao dono um
documento – documento do consentimento de anestesia (anexo 4) – no qual fica
responsável e autoriza a realização da cirurgia e anestesia do seu animal.
47
5. O BLOCO OPERATÓRIO
O bloco operatório é considerado uma área crítica, isto é, aquela que oferece
risco potencial para aquisição de infecção, seja pelos procedimentos invasivos
realizados quer pela presença de pacientes susceptíveis ás infecções (Lane e
Cooper, 2003).
Segundo Lane e Cooper (2003), um bloco operatório ideal deve ter
características especiais que o tornem um local com o menor risco de contaminação
possível. De acordo com os mesmos autores, o bloco operatório ideal deverá ser
constituído por:
- Antecâmaras, com a função de anti-sepsia da equipa cirúrgica, do paciente
e dos instrumentos;
- Paredes de material impermeável, lavável, polido, sem fendas e de cor clara
para melhor luminosidade;
- Piso antiderrapante e liso, de fácil lavagem e desinfecção, tratado de forma
a eliminar a electricidade estática;
- Portas com dupla dobradiça e mola de modo a permitir a circulação de
pessoas nos dois sentidos e permanecerem sempre fechadas. Ao nível dos olhos
deverão possuir uma zona envidraçada;
As dimensões ideais deverão ser de quatro metros de comprimento por quatro
metros de largura e três metros de altura e a pressão atmosférica deve ser mais
elevada no seu interior, de modo a que quando a porta é aberta obriga o ar a circular
de dentro para fora diminuindo a entrada de microrganismos. A iluminação geral
deve ser adequada e deve conter luz fria com boa intensidade sobre o campo
operatório. Não deverão existir portas ou janelas para o exterior e a quantidade de
móveis e de material presente na sala deve ser limitada ao essencial, permitindo
menor contaminação da área e melhor circulação da equipa. Deve existir um
gerador auxiliar ou então um sistema alternativo de iluminação em caso de falha
eléctrica (Lane e Cooper, 2003).
48
5.1. O CONCEITO “ASSEPSIA” NA CIRÚRGIA
No passado acreditava-se que a cirurgia animal não requeria a obediência
escrita aos princípios assépticos preconizados pela cirurgia humana. Este
pensamento era favorecido pela documentação incompleta dos casos, inclusive
falhas em observar-se e relatar acuradamente os resultados pós-operatórios. Hoje
em dia, o engano desse pensamento é evidente para aqueles que mantinham dados
acurados e aplicam a ciência à cirurgia. A cirurgia animal requer as mesmas
precauções contra infecções que a cirurgia humana. A preparação do cirurgião, da
restante equipa cirúrgica, do paciente, dos assistentes, equipamentos, pacotes e
caixas e, do bloco operatório devem preceder o acto cirúrgico, fazendo parte de uma
rígida rotina dos procedimentos operatórios para assegurar uma cirurgia asséptica.
Uma cirurgia satisfatória e com sucesso requer um amplo conhecimento e
obediência estrita ás técnicas assépticas, além de uma adequada exposição,
hemostasia, manipulação delicada dos tecidos e, conhecimentos de anatomia e
fisiologia. A assepsia rigorosa e a técnica atraumática e delicada produzem uma
ferida que geralmente cicatriza por primeira intenção (Knecht et al., 1985).
O principal propósito da cirurgia asséptica é prevenir a contaminação da
ferida infligida pelo cirurgião de forma que o principal objectivo – a cicatrização –
resulte sem infecção. As fontes de contaminação são o paciente, o meio ambiente, o
material e instrumentos cirúrgicos, e a equipa cirúrgica. A prevenção da
contaminação a partir dessas fontes requer uma rotina de trabalho que implique
atenção a detalhes e um exame minucioso e cauteloso para prevenir a entrada de
microrganismos prejudiciais. Para isso é necessário uma sala de cirurgia bem
desenhada, obediência à rotina asséptica pela equipa cirúrgica, um esforço
consciente do pessoal de apoio na limpeza da sala cirúrgica, a esterilização dos
instrumentos e materiais cirúrgicos e, a adequada preparação do paciente. Os
elementos essenciais para toda a operação satisfatória são a simplicidade e a
padronização (Knecht et al., 1985; Fossum 2002; Busch, 2006).
Os aspectos abordados apresentam um método de reduzir a probabilidade de
contaminação de cada uma das quatro fontes denominadas anteriormente: o
paciente, a equipa, o ambiente e os instrumentos. Outros métodos são utilizados
com resultados igualmente efectivos (Knecht et al., 1985) .
49
5.2. MANUTENÇÃO DO BLOCO OPERATÓRIO
A preparação cuidadosa do paciente, do cirurgião, e dos materiais cirúrgicos
estará perdida e sem valor se o ambiente cirúrgico estiver contaminado. Lister
reconheceu isso em 1865 quando ele preconizava o uso do aerossol de ácido
carboxilico para desinfectar o centro cirúrgico. Uma limpeza pós-operatória
escrupulosa assim como rotinas diárias e semanais devem ser estabelecidas para
limitar a contaminação. O ideal é que a limpeza seja feita por pessoal de
manutenção treinado, mas quem quer que esteja encarregado com essa
responsabilidade deve ter rotinas bem planeadas que devem ser conduzidas
meticulosamente (Knecht et al., 1985).
5.2.1. LIMPEZA DIÁRIA
A remoção de pó de todas as superfícies lisas, luzes, e outros móveis do
centro cirúrgico é uma prática de rotina. Ela é efectuada aproximadamente uma hora
antes do momento previsto para a incisão com o intuito de remover as partículas de
pó que podem ter-se depositado na sala durante o período inactivo. Um pano limpo
embebido numa solução germicida ou álcool é usado. A sala em si deve estar
arrumada e sem equipamentos cirúrgicos desnecessários. Após a cirurgia, as áreas
contaminadas por matéria orgânica, tal como sangue, devem ser limpas com um
detergente e um desinfectante (Knecht et al., 1985; Fossum 2002; Busch, 2006).
O chão e as áreas rasteiras da sala de cirurgia devem ser limpos com um
desinfectante. A aspiração húmida a vácuo é o método de eleição para os cuidados
com o chão na sala de cirurgia. No entanto, a limpeza com pano de chão é ainda de
uso razoavelmente amplo apesar das evidências contra a sua eficiência na redução
da contaminação. Se um pano molhado tiver que ser usado, a técnica do balde
duplo deve ser empregada. Todos os panos são lavados diariamente ou
mergulhados em solução nova de detergente germicida por vinte minutos. Em
nenhum momento deve um pano seco ser usado no centro cirúrgico. A técnica
recomendada de aspiração húmida por vácuo requer que o piso do centro cirúrgico
seja coberto com um desinfectante emitido a partir de um dispositivo de aspersão ou
de uma bomba aspersora. As áreas rasteiras devem ser esfregadas, e deve ser
50
adicionado mais desinfectante. O desinfectante é então removido por um aspirador a
vácuo. Os baldes e outros recipientes de limpeza devem ser cuidadosamente limpos
e desinfectados. Campos plásticos descartáveis devem ser usados e descartados
após cada intervenção cirúrgica para facilitar a limpeza. Um esforço especial deve
ser observado com as pias de higienização e recipientes com sabões: é essencial
remover-se as camadas de resíduos oleosos deixados pelos detergentes de
higienização. Outras áreas do centro cirúrgico e de armazenamento do equipamento
devem ser diariamente limpas seguindo determinados critérios. A fricção mecânica
deve sempre ser incluída no processo de limpeza e desinfecção (Knecht et al., 1985;
Moore, 1999; Lane e Cooper, 2003).
5.2.2. LIMPEZA SEMANAL
As paredes e os forros devem ser lavados e esfregados de cima para baixo
com uma solução de limpeza germicida todas as semanas. Os armários e outros
equipamentos do centro cirúrgico devem ser limpos. A porção externa das grades do
aparelho de ar condicionado deve ser aspirada a vácuo e os filtros devem ser
trocados sempre que necessário (Knecht et al., 1985; Moore, 1999; Lane e Cooper,
2003).
Ao escolher e utilizar os desinfectantes, é importante lembrar-se que a sua
eficiência estará drasticamente reduzida na presença de materiais orgânicos. Assim,
as superfícies devem ser limpas inicialmente com um bom detergente e enxaguadas
com água limpa. No caso de áreas rasteiras muito sujas, deve ser aplicado um
desinfectante adicional à área após a limpeza inicial. A desinfecção não é um
processo instantâneo, a taxa de eficiência da desinfecção dependerá da
concentração utilizada de desinfectante, da duração do contacto e do número de
microrganismos presentes. O agente seleccionado para a desinfecção deve ser
eficaz contra uma ampla gama de microrganismos, incluindo esporos, não tóxicos
para os tecidos dos animais e do homem, não corrosivo para o aço, alumínio ou
plásticos e económico. Os desinfectantes mais vulgarmente usados são os
compostos de amónia quaternária, clorohexidina e iodóforos. Além da limpeza
completa, a amostragem mensal de rotina utilizando placas com meio de cultura é
51
recomendada na sala de cirurgia (Knecht et al., 1985; Moore, 1999; Lane e Cooper,
2003).
5.3. PRECAUÇÕES PARA MANTER A ESTERILIDADE
Para se obter e manter um campo estéril, somente as superfícies estéreis
devem tocar os artigos estéreis, e os artigos não estéreis devem apenas entrar em
contacto com superfícies não estéreis. A violação deste princípio resulta em
contaminação e possível infecção. Segundo Knecht et al. (1985) devem ser tomadas
precauções adicionais para auxiliar na manutenção de um campo estéril:
- os membros da equipa cirúrgica nunca devem encostar as suas costas
numa superfície estéril;
- uma área não estéril não deve ser tocada ou encostada;
- os instrumentos estéreis nunca devem ficar para fora da borda da mesa
cirúrgica;
- os braços e mãos devem permanecer acima da cintura e abaixo do ombro. A
frente do avental cirúrgico entre a cintura e o ombro é uma área considerada estéril;
- quando se receber instrumentos ou materiais, posicionar para cima, não os
arrastar sobre as margens dos seus recipientes;
- manter secas todas as superfícies estéreis, a humidade pode causar
contaminação de um campo estéril;
- evitar movimento excessivo durante a cirurgia (por exemplo, movimentação
dos braços ou trânsito para dentro e para fora da sala cirúrgica)
- evitar sacudir os aventais, toalhas, campos e outros materiais, deixá-los cair
abertos pela acção da gravidade. O acto de sacudir os materiais incrementa as
correntes de ar e a possibilidade de contaminação;
- manter a conversação na sala operatória a um nível mínimo durante a
cirurgia, dado que tem sido demonstrado que a contaminação bacteriana da
atmosfera do centro cirúrgico aumenta proporcionalmente à quantidade de
conversação;
- nunca cruzar os braços.
Se esta rotina for executada criteriosamente, conseguiremos obter um campo
estéril (Knecht et al., 1985; Busch, 2006).
52
5.4. MATERIAL CIRÚRGICO
Um acto cirúrgico requer a utilização de instrumentos que aumentem a
destreza do operador e possibilitem a realização de manobras impossíveis de serem
executadas apenas com as mãos. O termo instrumento é usado para denominar
cada peça, em particular. Quando nos referimos a um conjunto de instrumentos,
usamos a designação instrumental. O número de instrumentos cirúrgicos é
incontável. Ao longo dos tempos os cirurgiões vêm criando e modificando novos
elementos, que vão sendo incorporados aos já existentes. Quase sempre levam o
nome de seus idealizadores, muitas vezes diferindo apenas em detalhes muito
pequenos. Na rotina da clínica cirúrgica veterinária é utilizado um universo
relativamente reduzido destas peças, se comparado com a diversidade estampada
nos catálogos dos fabricantes (Knecht et al., 1985).
O objectivo primário do cirurgião é a correcção de estados de doença pela
intervenção física. Essa intervenção, que pode ser por manipulação, incisão,
exérese ou introdução de próteses plásticas, é, em si própria, traumática para o
paciente. O cirurgião competente esforça-se em minimizar as lesões que ele próprio
possa determinar (Knecht et al., 1985).
Os cirurgiões vinculados a instituições são favoráveis ás caixas cirúrgicas
padrão para vários tipos de procedimentos. O tipo e o número de instrumentos
variam nas caixas destinadas para cirurgias gerais, ortopédicas, neurocirurgias,
cirurgias torácicas, oftalmológicas, ou uso em emergências. Alguns cirurgiões
preferem uma caixa básica padrão com caixas similares padronizadas para cirurgias
especificas. Em qualquer sistema, a padronização das caixas permite aos cirurgiões
e á equipa técnica assistente prepararem-se para as cirurgias com eficiência
adicional. As caixas cirúrgicas padrão são essenciais onde dois ou mais cirurgiões
utilizam o mesmo equipamento (Knecht et al., 1985).
Uma lista de instrumental geral padrão e ortopédico para animais de pequeno
e grande porte é mostrada no quadro 12. Instrumentos suplementares são
adicionados para preencher a necessidade de um procedimento específico (Knecht
et al., 1985).
53
QUADRO 12. Caixa cirúrgica “padrão” (Adaptado Knecht et al., 1985)
Pequenos Animais
Itens Geral Ortopédica Cabo de bisturi 2 2
Pinça de Adson 1 1
Tesoura de Mayo 0 1
Tesoura de Metzenbaum 1 1
Tesoura de fio 1 1
Porta-agulhas de Mayo-Hager ou Derf 1 1
Pinça de Allis 4 4
Pinça mosquito de Halstead 8 10
Pinça de Carmalt 4 0
Pinça de campo de Backhaus 6 8
Guia dentado 1 0
Alça de ovariohisterctomia de Snook 1 0
Pinça de osso Baby Kern ou Lane 0 2
Pinça de cortar ossos de Liston 0 1
Goiva Stille-Liston ou Lempert 0 1
Fio e cabo de Kirchner 0 1
Pino e broca 0 1
Elevador de periósteo de Adson 0 1
Afastador de Senn 2 2
Afastador de Gelpi 0 1
Gancho de osso 0 1
Tesoura de curativo 0 1
Cuba para soro fisiológico + Agulhas 1 1
5.4.1. LAVAGEM E MANUTENÇÂO DOS INSTRUMENTOS
A lavagem é o processo de remoção de sujidade e/ou matéria orgânica do
material cirúrgico, devendo ser realizada imediatamente antes da esterilização. Em
primeiro lugar o material deve ser separado após a conclusão da cirurgia,
removendo primeiro os instrumentos perfurantes da mesa de Mayo, pois estes
podem provocar lesões graves, depois os delicados, os de utilização geral e
finalmente os grandes. Todos aqueles instrumentos que o permitam devem ser
desmontados, pois facilita o processo de lavagem. Posteriormente os instrumentos
são molhados em água corrente fria ou morna. A água nunca deve ser quente, pois
54
a temperatura elevada provoca a coagulação das proteínas e a matéria orgânica fica
aderente ao material. De seguida, é usado detergente que deve ser indicado para
instrumentos cirúrgicos, sendo o material passado no fim por água destilada ou
desionizada (Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
A lavagem pode ser manual ou automática. A primeira é realizada com água,
sabão ou detergente e acção mecânica que consiste na fricção do material e
superfícies com escovas. A lavagem automática é realizada por máquinas
automatizadas, onde a remoção da sujidade e da matéria orgânica ocorre pela
acção mecânica (ondas ultrasónicas e jactos de água), térmica (calor) e química
(detergentes) (Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
Todo o material deve ser seco depois de lavado, de modo a evitar a corrosão.
Posteriormente os instrumentos devem ser inspeccionados para procurar distorções,
verificar capacidade de corte, verificar alinhamento, verificar montagem e procurar
defeitos e sinais de corrosão. Todo o material que estiver apto deve ser lubrificado
com lubrificantes recomendados pelos fabricantes de materiais, não se devendo
voltar a passar por água. Geralmente os instrumentos em que há deslizamento de
peças metálicas umas sobre as outras são os que mais necessitam de ser
lubrificados (Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003).
Antes do material ir para a esterilização, este deve ser devidamente
embalado. As embalagens devem permitir a esterilização do artigo, assegurar a
esterilidade e integridade dos artigos até ao momento do uso e favorecer a
transferência de conteúdo esterilizado com técnica asséptica. Após o embalamento,
todos os pacotes devem ser devidamente identificados com a data da esterilização,
o seu conteúdo e o nome da pessoa que esterilizou. Todo o material processado
deve possuir local adequado para armazenagem de forma que não haja riscos de
contaminação e que facilite a distribuição. O prazo de validade de esterilização está
directamente relacionado com a qualidade da embalagem e as condições de
armazenagem (Fossum, 2002;Lane e Cooper, 2003).
5.4.2. ESTERILIZAÇÃO
A esterilização é o processo de destruição de todos os microrganismos,
incluindo os esporos (Lane e Cooper, 2003).
55
A esterilização pode ser feita através de diferentes métodos (quadro 13),
usualmente divididos em esterilização química ou fria (óxido de etileno ou soluções
comerciais) e esterilização a quente. A esterilização a quente, por sua vez, também
pode ser dividida em dois componentes, pode ser seca (estufa) ou húmida
(autoclave) (Lane e Cooper, 2003). QUADRO 13. Tipos de esterilização (Adaptado de Simpson, 1994; Lane e Cooper, 2003)
Métodos de esterilização
Quente
Por calor húmido
Autoclaves - método mais utilizado e o mais eficiente -vapor sob pressão em autoclave
Por calor seco
Estufas - pequenas e económicas - baixo custo de manutenção - grande período de arrefecimento
Frio
Óxido de etileno Soluções químicas industriais
Outros
Plasma de peróxido de hidrogénio Autoclave de formaldeído
A esterilização a quente por calor húmido, tem como princípio de
funcionamento o vapor sob pressão em autoclave, sendo o método mais utilizado e
o mais eficiente. De inicio o investimento é elevado mas a longo prazo é o mais
económico. Como em todos os métodos, existem materiais que podem ser
esterilizados em autoclave e outros que não podem, sendo assim, ferros, panos de
campo, compressas, materiais de sutura, a maioria de artigos de borracha, vidros e
alguns plásticos podem ser esterilizados, enquanto que fibras ópticas, lentes e
plásticos descartáveis não podem (Lane e Cooper, 2003).
O princípio de funcionamento é o mesmo para todos os autoclaves. A água
ferve a 100ºC formando vapor, o que conduz a um aumento de pressão à medida
que a temperatura aumenta. Deve ter-se em conta que é o aumento da temperatura
e não da pressão, que destrói os microrganismos, pelo que quanto mais elevada for
56
a temperatura, menor será o tempo necessário para se obter a esterilização (Lane e
Cooper, 2003).
A eficácia da esterilização deve ser verificada, para esse efeito existem
actualmente no mercado várias alternativas, sendo as mais usadas as tiras
indicadoras que são colocadas no interior e no exterior do pacote e também as fitas
indicadoras (Bowie-Dick), que são utilizadas para selar os pacotes de esterilização.
Esta está impregnada com riscas químicas que mudam de cor (ficam pretas) quando
determinada temperatura é atingida (Lane e Cooper, 2003).
57
6. A CIRURGIA ORTOPÉDICA
Entre os escritos que deixou Hipócrates, encontram-se as primeiras
observações sobre fracturas e a sua restauração. Porém sabe-se que o Homem já
possuía alguns conhecimentos nos séculos anteriores referentes a fracturas e
correcção de deformidades. Durante o século XVIII o cão começou a ocupar uma
parte importante relativamente a estudos de fracturas, e até aos nossos dias
continua em primeiro lugar no que se refere a investigações sobre reparação das
mesmas (Olmestead, 1995).
Quando se fala em traumatologia em medicina veterinária, esta aborda
fundamentalmente a restauração de fracturas e luxações, incluindo também as
grandes espécies, e para este propósito as técnicas que estão dia-a-dia a evoluir e
a modificar (Olmestead, 1995).
A palavra ortopedia (do grego ortho - recto e pais) etimologicamente refere-se
à posição e marcha em linha recta dos jovens, porém na terminologia médica actual,
tanto no Homem como em animais, é a especialidade que se encarrega de
conservar e restaurar a função normal do sistema esquelético, as suas articulações
e estruturas associadas e, está relacionada com a sustentação e marcha normal dos
indivíduos, jovens, adultos e idosos (Olmestead, 1995).
O professor Nicholas André foi o primeiro a utilizar a palavra ortopedia em
1741, quando publicou a sua obra intitulada “ A arte de prevenir e corrigir
deformações em jovens” (Olmestead, 1995).
Na medicina e cirurgia zootécnicas (antigamente era entendido como
medicina de animais), houve investigadores que se destacaram e que ao longo do
tempo foram modificando as técnicas, tanto para a resolução de problemas
traumáticos como para a ortopedia, e que deixaram grandes e valiosos
conhecimentos. Na impossibilidade de serem todos citados, ficam mencionados
alguns, tais como Dibbell, Schroeder, Stader, Steinmann, Kirschner, Hickman, Elmer,
Thomas, Leonard, Binker e os seus associados, todos magníficos cirurgiões
investigadores cujos trabalhos foram a base da traumatologia e ortopedia modernas
(Olmestead, 1995).
Para estabelecer um tratamento em traumatologia e ortopedia é indispensável
o conhecimento anatómico e fisiológico de ossos, cartilagens, ligamentos, músculos,
58
vasos e nervos, assim como o metabolismo de proteínas, vitaminas e minerais,
sobretudo o cálcio e o fósforo, intimamente relacionados com uma correcta nutrição,
sendo desta que dependem a formação do calo ósseo e a restauração normal das
várias estruturas anatómicas (Olmestead, 1995).
O principal objectivo do tratamento de emergências é preservar a vida,
fornecendo ao animal certos cuidados que visam estabelecer uma respiração
conveniente, hemostasia de vasos eventualmente hemorrágicos, e mantendo
hemostase do sistema cardiovascular através do tratamento de choque. O
tratamento definitivo das lesões do sistema musculo-esquelético pode ser retardado
para que se instaure um tratamento de emergência intensivo e avaliação contínua
do mesmo (Knecht et al., 1985).
As lesões no sistema musculo-esquelético não devem ser ignoradas durante
esse tratamento. Uma fractura oblíqua fechada, se não imobilizada, pode penetrar
na pele, rompendo vasos, ou seccionando algum nervo periférico. A escarificação ou
divulsão do periósteo pode retardar a cicatrização do osso. A imobilização com talas
temporárias estabiliza a fractura, prevenindo e diminuindo o edema, e reduz a
probabilidade de trauma autoinduzido. Embora não seja perfeita, a estabilização
reduz a escarificação do periósteo, hemorragias e lesões subsequentes aos vasos
sanguíneos e nervos adjacentes. Ela também reduz a dor e diminui o choque
neurogénico devido á dor (Knecht et al., 1985).
A maioria das cirurgias ortopédicas realizadas devem-se a animais vítimas de
acidente, os cuidados de emergência do paciente acidentado devem ser iniciados no
momento do acidente. O transporte para a clínica ou hospital veterinário pode ser
retardado para que se proceda a aplicação de um curativo compressivo para
controlar hemorragias superficiais e de um curativo temporário para imobilização das
fracturas suspeitas no membro. O próprio veterinário ou a recepcionista do hospital
devem alertar o proprietário para esses procedimentos. Uma única bandagem limpa
aplicada a uma fractura exposta pode ser o primeiro passo para uma boa
cicatrização pois previne prováveis contaminações. O membro anterior com suspeita
de fractura pode ser enfaixado com uma revista enrolada, toalha de banho, ou rolo
de algodão fixados com adesivo (Knecht et al., 1985).
A paraparesia (paralisia dos membros posteriores) subsequente ao acidente
indica que o animal deve ser colocado num cobertor ou numa maca para transporte
59
e não deve ser seguro ou puxado pelos membros ou pescoço. Animais com suspeita
de fractura da coluna devem ser manipulados com cuidado, dado que a prevenção
de traumas adicionais é uma parte essencial dos cuidados de emergência (Knecht et
al., 1985).
Muitas fracturas de membros de pequenos animais podem ser
satisfatoriamente tratadas pela simples redução e imobilização. A imobilização
apropriada pode ser conseguida pela fixação externa sob a forma de talas de
coaptação, moldes de imobilização de gesso calcinado, ou aparelhos de Thomas
modificado. Muitos factores devem ser considerados na determinação dos meios e
métodos da fixação das fracturas. A localização e o tipo de fractura, a idade e o
temperamento do animal, bem como o confinamento imprimido pelo proprietário são
alguns dos factores a serem considerados. Quando se pensa num tratamento
especifico, deve-se ter em conta todos os factores existentes na globalidade e não
isoladamente (Knecht et al., 1985).
A imobilização externa com talas é mais útil nas fracturas simples de ossos
longos que resultam em mínimo deslocamento. Pode ser apropriada, não obstante,
em fracturas cominutivas graves que não são susceptíveis à correcção simples com
fixação interna. Uma tala apropriada deve imobilizar as articulações proximal e distal
à fractura. A mesma pressão deve ser aplicada a partir da porção distal para a
porção proximal da tala ou molde, uma vez que qualquer anel de estrangulamento
pode resultar em edema, necrose avascular e gangrena (Knecht et al., 1985).
Os cuidados posteriores são importantes para o sucesso da imobilização com
tala. O proprietário do animal deve verificar sempre se os elementos da tala
permanecem secos e limpos e se não estão a gastar-se excessivamente. O exame
diário pelo proprietário e a medicação tópica de pomada adequada para as áreas da
pele que estão em contacto com as extremidades da tala são essenciais. Os pés ou
solas geralmente podem ser palpados pelo adesivo ou observados nas áreas
deliberadamente expostas da imobilização com tala. Qualquer indicação de edema
ou dor à palpação é um sinal determinante para um respectivo exame clínico-
veterinário. O clínico deve orientar o cliente, educando-o a cuidar das talas e moldes
em casa e deve confirmar a eficiência da sua instrução pelo exame regular da tala
(Knecht et al., 1985).
60
6.1. PENSOS E LIGADURAS
a) Ligaduras
Tanto os pensos como as ligaduras podem ser utilizados quer no pós-
operatório, por exemplo na ferida cirúrgica, quer no pré-operatório, por exemplo para
imobilização de facturas, impedir o alastramento de infecções para se poder
proceder a uma cirurgia o mais asséptica possível. As ligaduras são uma protecção
contra a auto-mutilação, infecção e protegem do meio ambiente. Podem ter funções
de suporte, protecção, pressão e de imobilização. Uma vez aplicada uma ligadura,
esta deve ser vigiada constantemente enquanto não é removida. Qualquer evidência
de mau-odor, edema ou irritação da pele deve ser comunicada imediatamente ao
veterinário (Lane e Coper, 2003).
As ligaduras são constituídas por quatro camadas: camada estéril protectora
das feridas, camada para conferir conforto, suporte e protecção (constituída
essencialmente por algodão), camada compressiva (constituída por ligaduras que se
devem encontrar bem apertadas para fazer a compressão desejada, nem muito
apertadas porque provocaria edema, nem pouco apertadas senão a ligadura não
faria o seu efeito) e camada protectora (constituída essencialmente por vetrap).
Existem diferentes tipos de ligaduras, classificadas de acordo com o local onde são
aplicadas. No quadro que se segue (quadro 14, pág. 61, 62 e 63), estão resumidas
as principais ligaduras utilizadas em pequenos animais (Fossum, 2002).
61
QUADRO 14. Diferentes tipos de ligadura (Adaptado de www.millpledge.com/bandagebook/, consultado em 20/09/07)
Tipo de ligadura / Função
Procedimento
Cinta de Velpeau Função: Evita o apoio de peso sobre o membro Objectivo: imobilizar a articulação da escápula
1- Aplicar algodão à região do metacarpo e carpo 2- Aplicar ligadura à volta da região do ombro e do peito3- A ligadura passa atrás do cotovelo do membro contralateral e continua novamente por cima do carpo do membro flectido (este mantém-se unido ao peito) 4- No final: cobrir toda a zona com vet-rap
Cinta de Ehmer
Função: Mantém a bacia em abdução e rotação interna, evita o apoio de peso sobre o membro Objectivo: Imobilização da articulação da anca
1- Colocar o animal em decúbito lateral 2- Aplicar algodão à zona do metatarso 3- Flectir o membro e rodar o tarso medialmente 4- Aplicar a ligadura ao metatarso e englobar o joelho Nota: Não é muito fácil de aplicar, particularmente em animais de membros curtos
Ligadura de Robert-
Jones Função: Suporte e protecção de tecidos moles Objectivo: imobilização distal ao cotovelo e à rótula, estabilização de fracturas e de luxações, diminuir a formação de edema (muito usada no pós-operatório)
1- Aplicar duas tiras de adesivo no membro 2- Aplicar algodão, sentido distal-proximal 3- Colocar a ligadura e dobrar o adesivo em excesso 4- Colocar vetrap
62
Ligadura de cabeça-orelha
Função: Pós-cirúrgico no hematoma Objectivo: Controlar hemorragia do pavilhão auricular
1- Aplicar uma base de algodão 2- Dobrar a orelha para cima do algodão e cobrir a porção interna com nova camada de algodão 3- Passar a ligadura por cima da cabeça e em forma de oito com a outra orelha que fica em posição normal Atenção: cuidado com a respiração do animal e com a abertura da boca
Ligadura da cauda Função/Objectivo: Pós-cirúrgico quando existe amputação de vértebras caudais ou trauma da cauda, feridas. (é uma das áreas mais complicadas para manter a ligadura no seu sítio, dada a sua localização)
Geralmente é fácil a realização em animais de raça de cauda longa. 1- Colocar um penso na cauda na zona afectada, como se tratasse de uma ferida 2- Colocar ligadura em espiral de forma a tapar o penso 3- Finalmente fixar a ligadura à cauda com adesivo. Nota: Em cães de caudas longas a cauda deve ser fixada ao membro para impedir que o animal a lesione.
Ligadura abdominal Função/Objectivo: Pós-cirúrgico, em casos de feridas abdominais, como ligadura compressiva para controlar uma hemorragia
1- Aplicar algodão na zona a ligar (pouco) 2- Usar uma ligadura que não seja elástica 3- Aplicar com cuidado o vetrap de maneira a não fazer compressão
63
Ligadura torácica Função/Objectivo: Como pós-cirúrgico para manter e cobrir um dreno-torácico e em casos de feridas torácicas
1- Aplicar algodão na zona a ligar (pouco) 2- Usar uma ligadura que não seja elástica 3- Aplicar com cuidado o vetrap de maneira a não fazer compressão 4- Incluir os membros anteriores para impedir que a ligadura deslize caudalmente
O material necessário para a realização das ligaduras consiste em algodão,
adesivo, ligadura, vetrap e tesoura. Existem regras que devem ser seguidas durante
a realização da ligadura e cuidados pós aplicação da ligadura, nomeadamente:
- lavar as mãos (e calçar luvas esterilizadas se necessário);
- providenciar todo o material necessário à ligadura;
- conter correctamente o animal;
- proteger zonas de maior pressão (como por exemplo o joelho e o cotovelo),;
- não desenrolar muita ligadura de cada vez;
- lembrar que uma ligadura num membro edemaciado vai ficar frouxa quando
o edema desaparecer;
- evitar colar muito adesivo ao pêlo;
- no caso particular de fracturas deve incluir-se sempre a articulação proximal
e distal à fractura;
- verificar se a ligadura está muito apertada;
- mudar as ligaduras sempre que necessário e monitorizar pelo menos uma
vez por semana;
- a ligadura deve ser confortável para o paciente e também deve ter um
aspecto profissional.
Posteriormente à realização da ligadura devemos manter o animal
constantemente vigiado, pois na maior parte dos casos, vai fazer de tudo para se
livrar dela. Assim, logo que o animal começa a recuperar a consciência após uma
cirurgia é necessário colocar um colar isabelino, quer tenha uma ligadura, um penso
64
ou apenas uma sutura. Os cuidados pós operatórios a ter com um animal que tem
uma ligadura são variados e o proprietário deve ser informado para manter a
ligadura limpa e seca; observar diariamente a ligadura em busca de odores
desagradáveis ou de secreções; observar a ligadura para ver se houve
deslocamento da sua posição inicial. No caso de se tratar de extremidades, os
proprietários devem também ser instruídos para monitorizarem os dedos médios no
sentido de detectar edema; observar o comportamento do animal e evitar esforços e
ainda impedirem que consiga destruir a ligadura (Fossum, 2002; Lane e Cooper,
2003, www.millpledge.com/bandagebook/, consultado em 20/09/07).
b) Pensos
Os pensos são usados na rotina diária da prática veterinária e, nalguns casos
é necessário, após concluída a cirurgia, colocar pensos na ferida cirúrgica. Quando
se coloca um penso é sempre com intenção que este desempenhe uma função
necessária para a cicatrização, sendo assim os pensos apresentam acções gerais,
tais como: protecção da ferida, desbridamento da ferida, absorção dos produtos de
exsudação, acção terapêutica local – veículo de medicamentos, compressão –
obliteração de espaços mortos/redução do edema e de hemorragia e conforto
(Fossum, 2002; Lane e Cooper, 2003; Busch, 2006).
Os pensos são constituídos por três camadas e cada uma possui uma função
vital para que se consigam atingir os objectivos (quadro 15). QUADRO 15. Constituição dos pensos
Constituição
Função
Camada primária ou de contacto (talvez a camada que mais influência tem na evolução da cicatrização)
- Humidade (correcta cicatrização 40% +rápida) - Esterilidade - Protecção - Ausência de toxinas/partículas/fibras soltas - Não irritante - Fixação (não se deve mover sobre a superfície da ferida) - T ≈ 35-37ºC - pH ≈ 6 - Minimização da dor
65
Camada secundária ou intermédia
- Absorção (boa capilaridade) - Protecção (almofadar a ferida) - Suporte da camada primária - Algodão - Sintéticos - Camada única - Camadas múltiplas - Não apertar demais – limita a capilaridade/ absorção dos exsudados
Camada terciária ou externa
- Fixação das camadas anteriores - Protecção das camadas interiores - Permitir evaporação das camadas subjacentes - Absorção mínima de humidade exterior - Ligaduras de tecido (só como penúltima camada) - Adesivo - Ligaduras aderentes Vetrap
66
7. APRESENTAÇÃO DE CASOS CLÍNICOS 7.1. CASO CLÍNICO Nº1
a ) Identificação
KUKA Registo nº 5833 Espécie Canídeo
Raça Chihuahua Sexo Fêmea
Data de nascimento 20.02.07 Peso 550g
b ) anamnese
A Kuka (figura 17) apresentou-se á consulta no HVTM, referenciada de uma
outra clínica. De acordo com o proprietário, apresentava claudicação do membro
posterior direito e estava queixosa ao toque.
Figura 17. A Kuka (fotografia da autora)
c) Exame físico
O exame de estado geral apresentou-se normal com excepção dos membros
posteriores, onde durante a exploração física se observaram alterações de
posicionamento da rótula, em ambos os membros, que provocavam incómodo e por
vezes marcha dolorosa.
67
Face aos resultados obtidos, considerou-se a luxação da rótula, como o
diagnóstico mais provável, pelo que se seguiram exames complementares que
permitiriam confirmar a suspeita.
d) Exames complementares Foram realizados rx, um em posição ventro-dorsal (figura 18) e outro em vista
skyline (figura 19) na articulação do joelho, dos dois membros, que revelaram uma
deslocação da rótula da sua posição normal.
Figura 18. Rx da Kuka , projecção ventro-dorsal (imagem gentilmente cedida pelo HVTM)
e) Diagnóstico Face á anamnese, exame físico e aos achados radiográficos, foi estabelecido
o diagnóstico de luxação da rótula. Sendo a única possibilidade de resolução do
problema a cirurgia, o veterinário explicou aos proprietários a situação, o prognóstico
e as possíveis complicações que poderiam surgir. Os proprietários decidiram
efectuar a intervenção cirúrgica, que foi prontamente marcada para o dia 6 de
Junho.
Tendo sido considerado como único tratamento possível a cirurgia, o animal
foi sujeito a análise laboratorial de sangue com os seguintes parâmetros:
Figura 19. Rx da Kuka, projecção skyline (imagem gentilmente cedida pelo HVTM)
68
QUADRO 16. Perfil bioquímico pré-operatório da Kuka Análise nº4293 Valor normal Resultado
Glucose 54-100 65,9 mg/dl Ureia 10-76 38 mg/dl
Creatinina 0-1.4 0.6 mg/dl Proteínas Totais 5.5-8 6 mg/dl
Albumina 2.5-4.4 4.5 mg/dl GOT/AST 5-40 38 U/L ALT/GPT 9-45 56 U/L
f) Tratamento Cirúrgico
g) Material e instrumental cirúrgico
Para a realização das técnicas cirúrgicas de estabilização do mecanismo
extensor do joelho é necessária a preparação e esterilização (figura 20) de um
conjunto de instrumental para cirurgia geral, bem como algum instrumental especial
destinado à realização de osteotomias e osteossíntese.
Figura 20. Esterilização: A- Preparação do saco geral, B- Preparação do material para a esterilização, C- Material pronto para a esterilização (fotografias da autora)
Instrumental de cirurgia geral deverá incluir (figuras 21 e 22):
- Cabos de bisturi nº 3 e nº 4 (4).
- Tesoura recta de corte e dissecção (7).
- Tesoura para fios de sutura (8).
- Pinças de dissecção com dentes e sem dentes (1).
- Porta-agulhas (5).
A B C
69
- Afastadores e retractores de tecidos (9).
- Pinças hemostáticas rectas e curvas (6).
- Passa fios de Dechamps (16).
Sempre que se pretende realizar aprofundamento do sulco troclear femoral ou
transposição da crista tibial deverão ainda ser preparados:
- Osteótomo (11).
- Martelo (12). - Elevador de periósteo (14).
- Punho para aplicação de cavilhas (20) ou berbequim ortopédico (17).
- Alicate corta-cavilhas (21).
- Cavilhas de Steinmann e agulhas de Kirschner.
- Serra oscilante (18) ou serra manual (22).
- Lima óssea circular ou semi-circular (13).
Figura 21. Material cirúrgico (imagem gentilmente cedida pelo Dr. Luís Maltez)
6 7 1 2 3 4 5 6 8 ~ 11 12
13
9 9 15 16 10 14
70
h) Preparação do animal para a cirurgia
A preparação pré-operatória do animal, tal como em qualquer cirurgia, incluiu
a restrição alimentar, esvaziamento de cólon e bexiga, limpeza e anti-sepsia do
membro a intervir e preparação do campo operatório.
Em primeiro lugar foi preparado todo o material necessário para uma correcta
fluidoterapia, que para além de prevenir a desidratação do animal em jejum, vai
possibilitar também a administração de fármacos por via IV. O material consiste
numa cânula amarela (22G), devido ao peso do animal estatura; adesivo; soro;
sistema de soro; máquina de tosquia; algodão e álcool (figura 23, página 71). Após o
soro estar a ser administrado procedeu-se á indução anestésica,e de seguida, à
tricotomia do campo cirúrgico. Foi realizada a tricotomia com uma máquina eléctrica
de tosquia, adaptada a um pente nº40, (permitindo um corte curto) desde a
articulação tíbio-társica até a articulação coxo-femoral (figura 24.A, página 71),
envolvendo a face externa e interna do membro. Após a tricotomia o animal foi
aspirado por vácuo eliminado assim o pêlo solto e sujidade superficial (figura 24.B,
página 71). O animal foi transportado para o local do banho, onde o membro foi
17 17
18 20
22 21
Figura 22. Material cirúrgico para aprofundamento do sulco troclear femoral ou transposição da crista tibial (imagem gentilmente cedida pelo Dr. Luís Maltez)
71
sujeito à assepsia primária através de lavagem com uma solução antisséptica de
clorohexidina (figura 24.C).
Figura 23. Material para fluidoterapia
(fotografia da autora)
Figura 24. Preparação do animal. A- tricotomia B- Aspirar por vácuo C- Assepsia
(fotografias gentilmente cedidas pelo Dr. Luís Maltez)
Posteriormente a extremidade do membro foi envolvida em ligadura
deixando uma ponta solta para permitir segurar o membro e evitar a contaminação,
o animal foi depois transportado para o bloco operatório para a mesa cirúrgica
(figura 25, pág. 72), onde foi colocado em decúbito dorsal e imobilizado pela tampa
basculante da mesa. O membro a intervir foi suspenso num suporte próprio através
da ligadura que se deixou solta (figura 26, pág. 72).
A B C
72
Figura 25. Mesa cirúrgica (fotografia da autora) Figura 26. Posicionamento demonstrado num felídeo (fotografia da autora)
Por baixo do animal foi colocado uma placa-terra para possibilitar o uso do
electrocautério. Com o membro suspenso procedeu-se á antissepsia final da zona,
esta foi realizada com iodopovidona segundo o método clássico de preparação do
campo operatório (figura 27). Utilizam-se compressas esterilizadas de gaze e o
antisséptico é aplicado desde o centro até à periferia a partir da face anterior do
joelho do cão. De preferência deverão ser realizadas até três passagens com as
compressas de forma a permitir o contacto do antisséptico com a pele, pelo menos
durante 5 minutos. Após a última aplicação e limpeza com gaze o membro poderá
ser pulverizado com uma solução de iodopovidona a 10%. A equipa cirúrgica de
seguida foi preparar-se para a cirurgia (cirurgião e ajudante/instrumentista),
seguindo todos os procedimentos para uma correcta esterilidade.
Figura 27. Antissepsia final (imagem gentimente cedida
pelo Dr. Luís Maltez)
73
Com o membro seco e após a remoção de excesso de antisséptico que se
tenha acumulado na região inguinal, colocam-se por norma quatro panos de campo
sobre o animal e em volta do membro suspenso, sendo presos à pele através de
pinças de campo estéreis (figura 28). Estes panos podem ser descartáveis ou de
algodão cirúrgico. De seguida um elemento não-estéril da equipa cirúrgica segura na
extremidade distal do membro e corta o adesivo ou ligadura que o suspendem. Com
o membro assim suspenso o cirurgião ou o seu ajudante envolvem-no num pano de
campo estéril sendo depois totalmente envolto em ligadura auto-adesiva esterilizada
(figura 29). Após esta preparação a extremidade distal é passada pela abertura de
um pano fenestrado que é aplicado de forma a tapar todo o animal e mesa cirúrgica.
Figura 28. Aplicação dos panos de campo
(imagem gentilmente cedida pelo Dr. Luís Maltez)
Figura 29. Membro com uma ligadura esterilizada (imagem gentimente cedida pelo Dr. Luís Maltez)
i) Método cirúrgico
O animal foi submetido a cirurgia apenas a um dos joelhos para a resolução
do problema. A técnica cirúrgica realizada possuiu inúmeros métodos diferentes
(figura 30, pág. 74), sendo eles a condroplastia, desmotomia medial, sobreposição
lateral, ancoragem do bícepe femoral e transposição lateral da crista da tíbia, foi
colocada uma agulha de 0,8mm.
74
Figura 30. Método cirúrgico para uma cirurgia de luxação da rótula (fotografias gentilmente
cedidas pelo Dr. Luís Maltez)
1 1
7
6 5 4
3
10
9
8
13 14
11 12
10
7
4
2
75
j) Tratamento/ recomendações pós-cirurgicas O animal esteve internado apenas um dia, tendo sido executada uma ligadura
de Robert-Jones para fazer compressão no membro e reduzir o edema pós-
cirurgico.
O tratamento pós-cirurgico recomendado pelo ortopedista consistiu em:
- Metacam® (meloxicam) suspensão oral: administrar por via oral 1gota de
suspensão cada 12 horas durante 15 dias consecutivos;
Foi recomendado ao proprietário que:
- quatro dias pós cirurgia, regressava á clínica para avaliação e para retirar o penso;
- enquanto a Kuka tiver os pontos, deverá andar com o colar isabelino para evitar
que possa lamber a sutura;
- regressasse novamente á clínica, entre 10 a 12 dias pós cirurgia, para remover os
pontos;
- num período de três semanas pós cirurgia, não deve saltar e deve limitar ao
máximo os passeios;
- passado três semanas pós cirurgia será reavaliada, para se avaliar a possibilidade
de uma segunda cirurgia, desta feito ao membro direito, que também apresenta
luxação da rótula.
k) Acompanhamento Ao quarto dia, o animal apresentou-se á consulta para ser retirada a ligadura e
ao décimo dia o animal apresentou-se á consulta para lhe serem retirados os pontos
da sutura, que entretanto se encontrava completamente cicatrizada e sem qualquer
supuração (figura 31, página 76).
76
Figura 31. A sutura da Kuka
10 dias após cirurgia (imagem gentimente cedida pelo
Dr. Luís Maltez)
Um mês após a cirurgia do primeiro joelho, a Kuka (com peso de 1,1kg) foi
reavaliada para ser submetida á cirurgia do segundo joelho. Este encontrava-se
numa pior situação clínica que o primeiro, estando o ortopedista receoso em relação
ao sucesso da cirurgia.
Três semanas depois da segunda cirurgia, a Kuka veio á consulta de
acompanhamento, tendo-se verificado que o segundo joelho voltara a luxar. Foi
recomendado não voltar a tentar cirurgia enquanto não fosse adulta.
Um mês e meio pós a segunda cirurgia, a Kuka compareceu a nova consulta,
foi feito um rx onde se verificou que a agulha do membro posterior esquerdo tinha
migrado, decidindo-se remover.
77
7.2. Caso clínico nº2
a ) Identificação
TROQUETE Registo nº 5804 Espécie Canídeo
Raça Indeterminada Sexo Fêmea
Data de nascimento 14.05.00 Peso 41,8kg
b) Anamnese
O animal teve um episódio de atropelamento, ocorrido no próprio dia em
Castelo Branco, de onde foi referenciado para o nosso hospital. A Troquete (figura
32) chegou embrulhada num cobertor que auxiliava o transporte, não se levantava e
encontrava-se prostada. O proprietário disse que a cadela tinha urinado após o
acidente e estava gestante de quase duas semanas.
Figura 32. A troquete (fotografia da autora)
c) Exame físico/Exames complementares
Em primeiro lugar a Troquete foi estabilizada para depois se proceder ao
exame físico. Apresentava temperatura de 39,1ºC, e foi imediatamente colocado um
cateter IV (figura 33, página 78) para se proceder à fluidoterapia. Com a suspeita de
78
existirem hemorragias internas, foi realizado um hemograma (quadro 17) e um
hematócrito, cujos resultados se revelaram normais.
Após a Troquete se encontrar estável, foi realizado um exame físico geral, à
procura de fracturas, feridas, entre outros. A cadela estava relutante a levantar-se,
tendo sido realizados exames complementares para melhor diagnóstico e
prognóstico.
Figura 33. Técnica de cateterização
(Adaptado de Busch, 2006)
QUADRO 17. Hemograma da Troquete
Hemograma
Análise Valores Unidades
GB 14,29 m/mm3 Linfócitos 20,7 % Monócitos 4,1 %
Granulócitos 75,2 % GV ↓ 4,78 m/mm3
VCM ↑ 75,1 fl Htc 35,8 %
HCM 24,2 pg CMHC 32,4 g/dl
IDV 11 Hbg 11,6 g/dl PLT 275 n/ mm3 VMP 9.0 Fl
A B
F E
D C
79
Após a estabilização foi imediatamente realizada uma ecografia para saber se
os fetos estavam vivos, o que ficou comprovado. Para além disso, foram realizados
vários rx em várias posições que nos indicaram o número de fetos (figura 34), uma
fractura de úmero e fractura bilateral da bacia.
Figura 34. Rx abdominal da Troquete em decúbito lateral
(fotografia da autora)
Tendo sido considerado como único tratamento possível a cirurgia, o animal
foi sujeito a análise laboratorial de sangue com os seguintes parâmetros:
QUADRO 18. Perfil bioquímico pré-operatório da Troquete
Análise nº4293 Valor normal Resultado Glucose 54-100 85 mg/dl
Ureia 10-76 30 mg/dl Creatinina 0-1.4 1.3 mg/dl
Proteínas Totais 5.5-8 6.1 mg/dl Albumina 2.5-4.4 3.81 mg/dl ALT/GPT 9-45 72 U/L
d) Diagnóstico
Os rx demonstraram que a Troquete tinha fractura no úmero e fractura
bilateral na bacia, daí a cadela não se levantar e encontrar-se prostada.
80
e) Tratamento
Face aos resultados obtidos no exame físico e nos vários exames
complementares realizados, concluiu-se que o tratamento teria de passar por três
intervenções cirúrgicas realizadas no decorrer da semana. A primeira intervenção a
realizar seria uma cesariana e os fetos seriam eutanasiados, uma vez que a
Troquete iria precisar do Ca2+ para a cicatrização das fracturas, não poderia estar a
amamentar. A segunda intervenção seria a um lado da bacia apenas, de preferência
aquele que não coincide com a fractura do úmero. Por fim, a terceira seria realizada
para a reparação da fractura do úmero e do outro lado da bacia, simultaneamente na
mesma cirurgia. Os donos concordaram com o tratamento, após o veterinário ter
explicado os prós e os contras, sendo todas cirurgias de risco, dado o estado da
Troquete. Entretanto foi colocada uma tala para imobilizar a fractura do úmero e o
movimento restringido devido á fractura da bacia.
f) Preparação do animal para cirurgia
Foram feitas três preparações para a cirurgia, assentando todas nas mesmas
bases: jejum 12 horas, esvaziamento da bexiga e intestinos antes da cirurgia
(colocação de uma algália), tricotomia das diferentes áreas a intervencionar (figura
35.A), assepsia da zona a intervencionar e posicionamento do animal na mesa de
cirurgia (figura 35.B).
Cesariana
Figura 34. Preparação do animal para a cirurgia: A- tricotomia, B- Posicionamento (Adaptado de Busch, 2006)
A A A
B
81
g) Material e instrumental cirúrgico
O material utilizado para a 1ªcirurgia foi o saco “padrão” (anexo 5), para a
segunda e terceira foi o saco “padrão” mais instrumental ortopédico variado e
extenso.
h) Método Cirúrgico
O método usado na cesariana é muito semelhante ao utilizado numa
ovariohisteroctomia, excepto que não é removido nada ao animal, apenas sendo
feito um corte nas trompas para poder retirar os fetos (figura 36).
Tanto na fractura de úmero como nas de bacia foram colocadas placas
internas de fixação.
Cesariana
Figura 36. Técnica cirúrgica para uma cesariana (Adaptado de Busch, 2006)
82
i) Tratamento / Recomendações pós-cirurgicas
Na mesma semana foram realizadas as três intervenções cirúrgicas, não se
efectuando em dias seguidos para possibilitar o descanso a Troquete e evitar
possíveis complicações anestésicas. O animal esteve internado durante uma
semana e alguns dias, começando o tratamento pós-cirurgico ainda no hospital. O
tratamento consistia em:
- antibioterapia: Cefradina 1g comprimidos, administrar por via oral 1comprimido TID
(três vezes por dia), durante 8 dias
- Movalis® 7,5mg, administrar por via oral 3/4comprimido SID (uma vez por dia),
durante 5dias
- Galastop®, administrar por via oral 3,5ml SID, durante 6dias
- a Troquete deverá ser mantida durante 4semanas num local confortável onde não
possa andar
- dentro de 8dias deverá deslocar-se ao HVTM para remoção dos agrafos e dentro
de 4semanas deve ser radiografada
j) Acompanhamento
Apesar de todos os esforços realizados pela equipa do HVTM, a Troquete
acabou por falecer, três dias após a última cirurgia.
83
7.3. CASO CLÍNICO Nº3
a) Identificação
BÉBÉ Registo nº 5777 Espécie Iguana
Raça Iguana iguana Sexo Fêmea
Data de nascimento 01.01.05 Peso 500g
b ) anamnese
De acordo com o proprietário, a Bébé (figura 37) encontrava-se deprimida e
com falta de apetite. No lado esquerdo na zona da mandíbula tinha um abcesso que
surgira aproximadamente um mês antes, que no entanto, não tinha sido o motivo da
ida à consulta.
Figura 37. A Bebé (fotografia da autora)
c) Exame físico Ao exame físico, conseguimos detectar que o animal estava mal nutrido, com
carências alimentares, apresentava uma tumefacção no lado esquerdo da
mandíbula.
84
d) Exames complementares
Foram tirados vários raios x com diferentes projecções (figura 38), nos quais
não se verificou qualquer alteração.
Figura 38. Raio x da Bebé (fotografia da autora)
Foi realizada uma punção da tumefacção, que revelara a existência de
material purulento.
As análises sanguíneas realizadas encontram-se expostas no quadro 19.
QUADRO 19. Perfil bioquímico pré-operatório da Bébé
Análise nº4247 Valor normal Resultado Glucose 169-288 188,4 mg/dl Cálcio 8.8 6.42
Fósforo 4-6 6.66 Proteínas Totais 5-7.8 4.0
Albumina 2.1-2.8 2.8
85
e) Diagnóstico Através das análises efectuadas e por observação dos membros posteriores
(figura 39) verificou-se que a Bébé tinha uma hipocalcémia, aliada a um abcesso a
nível mandibular.
Figura 39. Membros posteriores da Bebé
(fotografia da autora) f) Tratamento
Foi considerado como único tratamento possível para a remoção do abcesso
a cirurgia.
g) Preparação do animal para a cirurgia
A preparação do animal para cirurgia, passou pela restrição de comida 12
horas antes da cirurgia. O animal foi manipulado com muito cuidado pois estes
animais são muito stressados, levando a situações graves e por vezes fatais para o
animal.
h) Material e instrumental cirúrgico
Dado que se tratava de uma cirurgia simples, o material utilizado foi o saco
“padrão” utilizado para animais de companhia (ver em anexo), não sendo necessário
o uso de instrumentos apropriados para espécies exóticas.
86
I) Método cirúrgico
A anestesia utilizada foi a volátil (figuras 40A, 40B), tendo sido colocado o
tubo com a máscara na cabeça do animal, implicando que estivesse sempre um
membro da equipa a segurar (figura 40B). O abcesso foi removido com a ajuda de
um bisturi (figura 41).
Figura 40. Manipulação da Bébé na anestesia volátil (fotografias da autora)
Figura 41. Remoção do abcesso (fotografias da autora)
j) Tratamento / Recomendações
Devido á falta de riqueza de substâncias na alimentação e ao aparente mau
estado físico, foi recomendado pela veterinária que a Bebé tenha uma alimentação
apropriada para iguanas, não esquecendo a luz UVB e o tapete de aquecimento,
devendo ter um solário sempre á disposição.
Como tratamento pós-cirurgico, foi recomendado:
- Zozarine® (Cefalexina) suspensão oral 250mg/ml, administrar por via oral 0,2ml
BID (duas vezes por dia), durante 14 dias;
- limpeza da ferida com clorohexidina BID;
A B
A B
87
II. CONCLUSÃO
A experiência vivida neste estágio veio enriquecer os meus conhecimentos e
verificar que a teórica aprendida ao longo de três anos de estudo, só faz sentido
quando posta em prática. É muito importante para qualquer profissional de Saúde
Veterinária o contacto com o dia-a-dia de uma clínica/hospital veterinário, seus
animais e respectivos proprietários, que permitem o nosso crescimento como
profissionais e seres humanos.
Este período de estágio possibilitou o contacto com experiências diferentes de
vários casos, e a oportunidade de assistir e prestar auxilio a consultas de diferentes
especialidades que existem no HVTM, tais como animais exóticos, oftalmologia,
cardiologia e ortopedia. O HVTM possui uma grande casuística e aqui são
realizadas cirurgias diariamente, o que suscitou o meu interesse para o tema deste
trabalho, visto que uma enfermeira veterinária, que exerce um papel importante nas
múltiplas valências da veterinária, acaba por ser imprescindível também nesta área
de trabalho.
Através da realização deste trabalho concluo de um modo geral, que os
cuidados exigidos para uma cirurgia desde a mais simples à mais complexa são: os
exames pré-anestésicos, a esterilização de todo o material, a anestesia, a
monitorização (desde o momento da sedação), um cirurgião apto e cuidados pós-
operatórios.
88
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IV ANEXOS
92
ANEXO 1. Folha de internamento (gentilmente cedido pelo HVTM)
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ANEXO 2. Ficha de análises clínicas (gentilmente cedido pelo HVTM)
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ANEXO 3. Registo de anestesia (gentilmente cedido pelo HVTM)
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ANEXO 5. Saco padrão do HVTM (imagens adaptadas de Álvaro Almeida e Zélia Almeida)
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Material do saco “padrão” geral
Instrumento e quantidade
Imagem
1 Bisturi nº3 e 1 bisturi nº4 Função: Instrumento de corte
1 Pinça bico de pato (a) 1 Pinça dente de rato (b) 1 Pinça de Adson Função: Instrumento de dissecção
a b c
2 Afastadores de Farabeuf Função: afastam e retêm os tecidos ou órgãos para facilitar e mesmo possibilitar acesso cirúrgico
6 Pinças Backchaus Função: pinças de campo - seguram os panos de campo á pele do animal 1 Porta-agulhas Olsen-Hegar Função: tem como característica reunir, num só instrumento, as funções do porta-agulhas e da tesoura para corte dos fios 2 Pinças de Allis Função: pinça muito utilizada na preensão de tecidos, com mínima lesão
Instrumento e quantidade
Imagem
97
2 Pinças de Kocher Função: pinças hemostáticas
4 Pinças Halstead-mosquito (2 com dentes e 2 sem dentes) Função: Pinça hemostática pequena, de ramos prensores delicados, prestam-se muito bem para pinçamento de vasos de menor calibre, pela sua precisão
2 Pinças de Crille Função: pinças hemostáticas
1 Tesoura de Metzenbaum Função: instrumento de corte
1 Tesoura de Mayo Função: instrumento de corte
1 Rolo Vetrap Função: Este serve para colocar nos membros do paciente caso se trate de uma cirurgia de ortopedia e também no puxador que se encontra na luz que permite movimentar a luz para esta incidir na área de campo.
1 Sonda canelada Função: permite orientar o corte e sem provocar lesão nos tecidos subjacentes ANEXO 6. A prestação de uma enfermeira veterinária na realização de uma cirurgia no HVTM
98
99
ANEXO 7. Apresentação descritiva e numérica da casuística médica
Vacinações Canídeos Felídeos Total 200 65 265
Desparasitações Canídeos Felídeos Total 59 17 76
Urgência médicas Urgência médicas em horário normal
21 19
Consultas Canídeos Felídeos Total 234 56 290
Consultas especialidade
Canídeos Felídeos Total
Oftalmologia 11 7 18 Neurologia 6 0 6 Ortopedia 35 4 39
Cardiologia 10 0 10 Exóticos 8
Cirurgia Total
Oftalmologia 11 Neurologia 4 Ortopedia 27 Exóticos 3 Outros 42
Cirurgia Canídeos Felídeos Total Urgência 7 0 7
Conveniência (castrações)
20 16 36
Piómetras 4 2 6
Doenças infecto contagiosas
Total
Leishmania 11 Parvovirose 15 Babesiose 5
Erlichia 3 Coriza 7
