Produção de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas … · 2020-06-19 · F765p Fontes, Claudia Patrícia Mourão Lima. Produção de oligossacarídeos pre-bióticos

RENORBIO

Programa de Pós-Graduação em Biotecnologia

Produção de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas

Cláudia Patrícia Mourão Lima Fontes

Fortaleza - Ce 2013

CLÁUDIA PATRÍCIA MOURÃO LIMA FONTES

Produção de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas

Tese submetida à Coordenação do Curso de Pós-graduação em Biotecnologia - Renorbio, da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial para obtenção do grau de Doutor em Biotecnologia.

Área de concentração: Biotecnologia Industrial

Ponto focal: Ceará

Orientadora: Profª Drª Sueli Rodrigues.

FORTALEZA 2013

Dados Internacionais de Catalogação na Publicação

Universidade Federal do Ceará

Biblioteca de Ciências e Tecnologia

F765p Fontes, Claudia Patrícia Mourão Lima.

Produção de oligossacarídeos pre-bióticos em suco de frutas. / Claudia Patrícia Mourão Lima

Fontes. – 2013.

119 f. : il. color., enc. ; 30 cm.

Tese (doutorado) – Universidade Federal do Ceará, Doutorado em Biotecnologia da Rede Nordeste

de Biotecnologia – RENORBIO - UFC, Fortaleza, 2013.

Área de Concentração: Biotecnologia Industrial.

Orientação: Profa. Dra. Sueli Rodrigues.

Coorientação: Prof. Dr. Renato de Azevedo Moreira.

1. Suco de frutas. 2. Prebióticos. 3. Oligossacarídeos. 4. Secagem I. Título.

CDD 660.6

Dedico este trabalho à minha família, em

especial, minha mãe Ester, pelo amor,

força e incentivo em todos os momentos

de minha vida.

AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus pela vida, por guiar sempre meus passos, me amparar

nos momentos difíceis, me dar força para superar as dificuldades e determinação

para finalizar este trabalho.

À minha amada mãe, por estar sempre ao me lado, apoiando,

amparando, incentivando, pelo amor, carinho, dedicação e por todo seu esforço e

contribuição para minha educação.

Ao meu amor, Yuri Brandão, pelo amor, companheirismo, cumplicidade,

paciência, apoio e incentivo em todos os momentos de minha vida e por me fazer

tão feliz e amada a cada dia.

Ao meu irmão Mourão, meu eterno agradecimento por seu

companheirismo, apoio, incentivo e pelo grande exemplo de perseverança e

dedicação.

Ao meu irmão Pedro Lucas, pelo maravilhoso presente de Deus que

representa para toda nossa família e pelas alegrias que nos proporciona.

À minha cunhada Floriana, por todo apoio e incentivo.

A todos os meus familiares por todo carinho e apoio.

À minha orientadora, Profa. Dra. Sueli Rodrigues, por sua acolhida,

confiança, paciência, apoio, disponibilidade, pelos valiosos ensinamentos que serão

referencial para toda minha vida pessoal e profissional, pelo contante incentivo e

amizade.

Ao Prof. Dr. José Maria Correia, que gentilmente aceitou o convite de

participar desta banca de defesa de tese, contribuindo significativamente no

aprimoramento deste trabalho.

À Profa. Dra. Luciana Rocha Barros Gonçalves pela prestimosa

participação na banca de defesa deste trabalho, contribuindo signicativamente no

aprimoramento da tese.

À Profa. Dra. Maria Valderez Ponte Rocha que gentilmente aceitou o

convite de participar desta banca de defesa de tese, contribuindo significativamente

para o enriquecimento deste trabalho.

À Dra. Talita Lopes Honorato gentilmente aceitou o convite de participar

desta banca de defesa de tese, contribuindo significativamente para o

enriquecimento deste trabalho.

Aos meus queridos amigos do Labiotec (Laboratório de Biotecnologia –

UFC), Ana Raquel, Niédila, Tatiane Maciel, Thatyane Vidal, Imilena, Tatiana Nunes,

Diva, Rosane, Mayrla, Raquel, Daiana, Daiane, por todo carinho, amizade, apoio, e

pela ótima convivência, tornando o ambiente de trabalho mais acolhedor.

À Cristiane Rabelo, minha grande amiga, minha eterna gratidão pelo

apoio na realização deste trabalho e mais do que isso, pela grande amizade.

À Soraya Sancho, por sua gentileza, pelo apoio e incentivo e pela valiosa

colaboração na elaboração desta tese.

Ao Jonas Almada, meus sinceros agradecimentos por sua fundamental

contribuição para a realização deste trabalho e pela valiosa amizade.

À Ana Raquel, pelo apoio, carinho, incentivo, amizade e principalmente,

por suas preces.

À Nair Sampaio por toda colaboração para o desenvolvimento deste

trabalho.

À Mariana Santiago, por todo incentivo, carinho, generosidade e amizade.

Aos colegas quem tive a oportunidade de conviver no decorrer do curso

de Doutorado em Biotecnologia.

Ao Renorbio por contribuir para a minha realização profissional

À Universidade Federal do Ceará por ampliar meus conhecimentos e

contribuir para minha realização prifissional.

Ao INCT Frutos Tropicais pelo apoio para a realização deste trabalho.

Ao PROPAG, CAPES e CNPq, pela concessão de bolsa de estudo

durante todo o curso e pelo apoio financeiro.

A todos que contribuíram de forma direta ou indireta, para a realização

deste trabalho.

“A nossa glória não reside no fato de nunca cairmos,

mas sim, em levantarmos depois da queda.”

(Confúcio)

RESUMO

Atualmente, a preocupação com a qualidade de vida tem aumentado a demanda por

alimentos que melhorem a saúde e reduzam os riscos de doenças, dentre os quais

destacam-se os oligossacarídeos pré-bióticos. Nos últimos anos, há um crescente

interesse no desenvolvimento de novos produtos alimentícios contendo esses

compostos, incluindo-se os sucos de frutas. Desta forma, este trabalho visou à

produção de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas e a secagem desses

produtos pela técnica de spray-driyng. Para a síntese enzimática de

oligossacarídeos utilizou-se a enzima dextrana-sacarase produzida pelo micro-

organismo L. mesenteroides B-512F e realizou-se um planejamento experimental

composto central, variando-se as concentrações de sacarose e açúcares redutores

nos sucos, com os ensaios conduzidos durante 24h a 30°C. Os resultados obtidos

demonstraram que os sucos de abacaxi, melão e laranja apresentaram-se como

uma excelente alternativa para a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos com

elevados graus de polimerização. Os sucos pré-bióticos obtidos das diferentes frutas

submetidos ao processo de Spray Drying, no qual variaram-se os agentes

encapsulantes utilizados, maltodextrina e goma arábica, assim como, a temperatura

do ar de entrada (160 e 180 °C). As melhores condições de secagem dos sucos de

abacaxi, melão e laranja pré-bióticos foram verificadas, ao utilizar-se 20% de

maltodextrina e temperatura de 180 °C. Foram realizadas secagens dos sucos pré-

bióticos, nas melhores condições de secagem previamente determinadas, e

observou-se que os pós obtidos apresentaram baixos valores para atividade de

água, umidade, higroscopicidade e tempo de reidratação, conferindo uma maior

estabilidade fisico-química e microbiológica ao produto, bem como, rápido preparo.

A atividade antioxidante dos sucos também foi avaliada e verificou-se uma redução

neste parâmetro. Conforme os resultados obtidos, constatou-se que os sucos de

abacaxi, melão e laranja são excelentes substratos para a obtenção de uma bebida

pré-biótica inovadora, a apresentar-se na forma líquida para consumo imediato ou

na forma desidratada, para preparo instantâneo.

Palavras-chave: pré-bióticos, sucos de frutas, dextrana-sacarase, spray drying, maltodextrina

ABSTRACT

Nowadays, people have been concerned with their quality of life and wellness,

increasing the consumption of foods, with prebiotic oligosaccharides, which may

improve the health and decrease the disease risks. In recent years, a lot of new

foods have been developed with these compounds (prebiotic oligosaccharides)

including the fruit juices. The aim of this work was the prebiotic oligosaccharides

production in orange, pineapple and melon juices, and their spray drying. The

dextransucrase, produced by L. mesenteroides NRRL B-512F, was used for

enzymatic synthesis following a central composite experimental design, with sucrose

and reducing sugars variation, at 30 °C/ 24h. The prebiotic juices obtained were dried

by spray drying, varying the maltodextrin and arabic gum concentration (10 and 20

%) and the inlet temperatures (160 and 180 °C). Pineapple, orange and melon juices

showed better results when maltodextrin (20%) and the inlet temperature 180 °C

were utilized. The juice powders obtained showed low water activity, moisture,

higroscopicity and rehydration time. These results give better microbiology and

physicochemical stability, as well as, fast preparation. There was a decrease of the

antioxidant activity at all products. The fruit juices used demonstrated an excellent

way to produce, by enzymatic synthesis, prebiotic oligosaccharides with high

polymerization degrees.

Palavras-chave: prebiotics, juice fruits, dextran sucrase, spray drying, maltodextrin

LISTA DE FIGURAS

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

Figura 1 - Representação esquemática da reação do aceptor........... 29

CAPÍTULO 1 -

Figura 1 - Atividade relativa percentual da enzima dextrana – sacarase

em função do tempo, nos sucos de abacaxi, melão e

laranja.......................................................................................

67

Figura 2 - Graus de polimerização dos oligossacarídeos formados no

suco de abacaxi através de síntese enzimática, detectados

por cromatografia de camada delgada. P representa o

padrão contendo frutose, glicose e sacarose, GP representa

o grau de polimerização dos oligossacarídeos formados e as

linhas 1-11 representam os ensaios 1 ao 11 do planejamento

experimental, conforme a Tabela

1...............................................................................................

69


suco de melão através de síntese enzimática, detectados






1...............................................................................................

70


suco de laranja através de síntese enzimática, detectados






1..............................................................................................

71

Figura 5 Diagrama de pareto para o efeito estimado das variáveis

independentes na síntese de oligossacarídeos pré-bióticos

no suco de abacaxi, de acordo com planejamento

experimental.........................................................................

76



no suco de melão, de acordo com planejamento

experimental..........................................................................

76



no suco de laranja, de acordo com planejamento

experimental...........................................................................

77

Figura 8 Gráfico de superfície de resposta para a síntese enzimática

de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de abacaxi, de

acordo com planejamento experimental................................

79


de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de melão, de


80


de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de laranja, de


80

Figura 11 Graus de polimerização dos oligossacarídeos formados nos

ensaios 4 e 5 através de síntese enzimática, detectados por

cromatografia de camada delgada, após processo de

hidrólise enzimática. P representa o padrão contendo

frutose, glicose e sacarose, as linhas 4-5 representam os

ensaios 4 e 5 e os números 0’, 30’, 60’, 90’, 120’ e 180’,

representam os intervalos de tempo, da hidrólise

enzimática................................................................................

86

Figura 12 Crescimento celular de bifidobactérias durante 48h em meio

contendo oligossacarídeos sintetizados em meio

contendo...................................................................................

88

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Composição química do abacaxi (por 100g de parte

comestível)...........................................................................

31

Tabela 2 - Composição química da laranja (por 100g de parte

comestível)..............................................................................

33

Tabela 3 - Composição química do melão variedade cantaloupe (por

100g de parte comestível).......................................................

34

CAPÍTULO 1 -

Tabela 1 - Meio padrão otimizado............................................................ 58

Tabela 2 - Planejamento experimental compósito central 22 para

síntese de oligossacarídeos pré-

bióticos).................................................................................

60

Tabela 3 - Composição de açúcares nos sucos in natura de abacaxi,

melão e laranja.....................................................................

66

Tabela 4 - Resultados de oligossacarídeos prébióticos formados para

os sucos, de acordo com planejamento

experimental..........................................................................

72

Tabela 5 - Resultados de açúcares residuais e dextrana formada para

o suco de abacaxi.................................................................

73


o suco de melão.................................................................

74


o suco de laranja.................................................................

74

Tabela 8 - Análise de variância para o modelo de síntese enzimática

de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de abacaxi.........

78

Tabela 9 - Análise de variância para o modelo de síntese enzimática

de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de melão............

78

Tabela 10

-

Análise de variância para o modelo de síntese enzimática

de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de

laranja....................................................................................

79

Tabela 11- Contagem de bolores e leveduras e coliformes totais e

fecais nos sucos de abacaxi, melão e laranja pré-

bióticos....................................................................................

83

Tabela 12 Resultado de açúcares redutores nos ensaios 4 e 5 do

planejamento experimental, após processo de hidrólise

ácida durante 120 minutos....................................................

84

Tabela 13 Resultado de açúcares redutores nos ensaios 4 e 5 do

planejamento experimental, após processo de hidrólise

enzimática durante 180 minutos............................................

85

Tabela 14 Valores das absorbâncias relativas (ABS/ABS0) a 620 nm no

crescimento de bifidobactérias em meio contendo

oligossacarídeos pré-bióticos sintetizados..............................

87

Tabela 15- Valores das absorbâncias relativas (ABS/ABS0) a 620 nm no

crescimento de bifidobactérias em meio contendo fruto-

oligossacarídeo comercial.......................................................

87

CAPÍTULO 2 -

Tabela 1 - Concentrações de sacarose e açúcares redutores nos

sucos, para síntese de oligossacarídeos pré-

bióticos....................................................................................

99

Tabela 2 - Condições operacionais utilizadas na secagem dos sucos

de abacaxi, melão e laranja pré-

bióticos....................................................................................

99

Tabela 3 - Variáveis utilizadas na secagem na secagem de sucos pré-

bióticos....................................................................................

100

Tabela 4 - Agentes encapsulantes te temperaturas de entrada do ar de

secagem, utilizadas na secagem dos sucos pré-

bióticos....................................................................................

100

Tabela 5 - Resultados de pH e composição dos sucos pré-

bióticos....................................................................................

104

Tabela 6 - Teores de sólidos solúveis nos sucos pré-bióticos antes e

após a adição dos agentes

encapsulantes.........................................................................

104

Tabela 7 - Resultados de rendimento, atividade de água e

resconstituição para o suco de abacaxi pré-

biótico...................................................................................... 105


resconstituição para o suco de melão pré-

biótico......................................................................................

105


resconstituição para o suco de melão pré-

biótico......................................................................................

105

Tabela 10 - Resultados de atividade de água, umidade e reconstituição

para os sucos pré-bióticos de abacaxi, melão e laranja

desidratados............................................................................

108

Tabela 11 - Resultados de higroscopicidade e grau de caking para os

sucos de abacaxi, melão e laranja pré-

bióticos....................................................................................

109

Tabela 12 - Resultados obtidos para os parâmetros de cor nos suco de

abacaxi....................................................................................

111


melão..,....................................................................................

111


laranja..,...................................................................................

111

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

AE Agente Encapsulante

AR Açúcares redutores

ATT Atividade Antioxidante Total

DP Grau de polimerização

DXT Dextrana

GA Goma arábica

Frutcons Frutose consumida

FrutOligos Fruto-oligossacarídeos

Gliccons Glicose Consumida

GlicoOligo Glico-oligossacarídeos

MD Maltodextrina

OLIGO Oligosscarideos

Prod Produção

SAC Sacarose

Tg Transição vítrea

UFC Unidade Formadora de Colônia

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO........................................................................................ 16

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA................................................................. 19

2.1 Alimentos funcionais........................................................................... 19

2.2 Oligossacarídeos pré-bióticos............................................................ 20

2.3 Benefícios atribuídos ao uso de oligossacarídeos pré-bióticos...... 22

2.4 Incorporação de oligossacarídeos pré-bióticos em alimentos........ 24

2.5 Síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos...................... 27

2.6 Frutas Tropicais................................................................................... 29

2.6.1 Abacaxi................................................................................................. 30

2.6.2 Laranja.................................................................................................. 32

2.6.3 Melão...................................................................................................... 33

2.7 Secagem por atomização (spray drying) .......................................... 35

2.7.1 Secagem de sucos de frutas por spray drying.................................. 37

REFERÊNCIAS................................................................................................... 41

CAPÍTULO 1: Síntese de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas..... 55

CAPÍTULO 2: Secagem de suco pré-biótico em spray drying: Estudo das

características fisico-químicas do suco desidratado...........................................

92

CONSIDERAÇÕES FINAIS................................................................................ 119

R e v i s ã o B i b l i o g r á f i c a | 16

1 INTRODUÇÃO

Nos últimos anos, uma tendência do mercado alimentício é a elaboração de

alimentos que além de fornecerem seus nutrientes básicos, contribuam para a

manutenção da saúde e redução do risco de doenças.

Neste contexto, destacam-se os alimentos funcionais, definidos como

alimentos similares aos alimentos convencionais, consumidos como parte da dieta

usual que além de prover os nutrientes básicos, contêm componentes

biologicamente ativos com o potencial de melhorar a saúde e/ou reduzir o risco de

desenvolver doenças (DAY et al., 2009; NIVA, 2007; SHAH, 2007; SANGWAN, et

al., 2011). Entre os alimentos funcionais, destacam-se os pré-bióticos, definidos

como “ingredientes alimentares seletivamente fermentados, causando mudanças

específicas na composição e/ou atividade da microbiota intestinal conferindo

benefícios ao hospedeiro, saúde e bem-estar” (GIBSON et al., 2004).

A associação entre o uso de pré-bióticos e a ocorrência de efeitos benéficos à

saúde têm despertado grande interesse no desenvolvimento de novos produtos

alimentícios contendo esses compostos. Adicionalmente, os oligossacarídeos pré-

bióticos tem sido bastante utilizados pela indústria alimentícia, por suas

propriedades tecnológicas, os quais podem ser incorporados a uma grande

variedade de alimentos, incluindo-se produtos lácteos, pães, cereais matinais e em

barra (SANGWAN et al., 2011), por não afetarem negativamente suas características

organolépticas, além de serem consideravelmente estáveis durante o

processamento de alimentos (CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012; WANG,

2009).

Atualmente, visando à elaboração de novos produtos contendo pré-bióticos,

os sucos de frutas tem sido bastante utilizados para a incorporação desses

compostos. O Brasil apresenta uma das maiores biodiversidades do mundo,

incluindo uma grande variedade de espécies de frutas, que apresentam

características sensoriais únicas e diferentes concentrações de nutrientes (SOUZA

et al., 2012).

O abacaxi, melão e laranja são frutas amplamente produzidas no Brasil, cujo

elevado consumo, principalmente na forma de sucos, é decorrente de sua qualidade


nutricional, características sensoriais e efeitos benéficos à saúde (ISMAEL; CHAN;

MARIOD; ISMAEL, 2010; SLOVAL et al., 2012; RAMALLO; MASCHERONI, 2012;

ROSSAIN; RAHMAN, 2011; TAZIMA et al., 2008).

Aliada à demanda por alimentos nutritivos e saudáveis é bastante crescente o

interesse por alimentos que também apresentem praticidade no seu preparo para o

consumo, tais como os pós de sucos de frutas, os quais podem ser obtidos pelo

processo de spray-dryer, apresentando inúmeras vantagens e potencialidades

econômicas sobre seus homólogos líquidos, entre as quais, destacam-se baixa

atividade de água, fácil transporte e estocagem, maior vida de prateleira e maior

praticidade no preparo (GOULA; ADAMOPOULOS, 2010).

Desta forma, a secagem de sucos de frutas, utilizando-se a técnica de spray

drying pode resultar na obtenção de pós de fácil reconstituição e com características

semelhantes ao produto in natura (GABAS et al., 2007; JITANITT; NITI-ATT;

TECHANUNTACHAIKUL, 2010), resultando pós de elevada qualidade.

Considerando-se o interesse pelo desenvolvimento de alimentos com

propriedades funcionais, aliada à praticidade no seu preparo para o consumo, neste

trabalho foram desenvolvidos sucos de frutas pré-bióticos por síntese enzimática

utilizando-se a enzima dextrana-sacarase com posterior secagem dos sucos por

spray drying.


2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 Alimentos Funcionais

Nas últimas décadas, o aumento na expectativa de vida da população e a

busca constante pela saúde e bem-estar tem tornado os consumidores mais

conscientes e dispostos a adotarem mudanças em seus hábitos alimentares. Como

conseqüência, há uma crescente demanda por alimentos que não apenas

satisfaçam à fome e forneçam os nutrientes necessários, mas que também,

melhorem a saúde e reduzam os riscos de doenças (BETORET et al., 2011;

MUSSATO; MANCILHA, 2007; NIVA, 2007; RENUKA et al., 2009; SIRÓ et al.,

2008).

O termo de alimento funcional foi introduzido pela primeira vez, em 1980, por

cientistas japoneses, referindo-se a produtos alimentícios enriquecidos com

componentes especiais com efeitos fisiológicos benéficos. Ao longo dos anos, foram

propostas diversas definições para os alimentos funcionais, contudo, até o momento,

não há um termo universalmente aceito para este grupo de alimentos e na maioria

dos países, não há uma legislação específica para os mesmos (NIVA, 2007; SIRÓ et

al., 2008).

No entanto, alimentos funcionais são definidos como alimentos similares aos

alimentos convencionais, consumidos como parte da dieta usual que além de prover

os nutrientes básicos, contêm componentes biologicamente ativos com o potencial

de melhorar a saúde e/ ou reduzir o risco de desenvolver doenças (DAY et al., 2009;

NIVA, 2007; SHAH, 2007; SANGWAN, et al., 2011).

Diferentes compostos de plantas e animais estão sendo utilizados como

alimentos funcionais. Entre os componentes funcionais, os probióticos e os pré-

bióticos, são frequentemente mencionados. Ambos estão adquirindo uma importante

popularidade científica, sendo considerados seguros do ponto de vista alimentar e

efetivos para regular a microbiota do cólon humano (SANGWAN et al., 2011).

Conforme Villegas et al (2010), para o desenvolvimento de um alimento

funcional é importante a identificação de novos compostos bioativos, a qual


dependerá da quantidade de composto que o consumidor necessita inserir em sua

dieta para que seja benéfico à saúde e também, que as características da matriz

alimentar à qual o composto será incorporado, não altere a estabilidade e a

disponibilidade do princípio ativo no produto final. Além disso, para o sucesso de um

alimento funcional é necessário que o mesmo atenda às necessidades do

consumidor, bem como o grau de satisfação que este proporciona (URALA;

LÄHTENNMÄKI, 2007).

2.2 Oligossacarídeos Pré-bióticos

O conceito de pré-biótico foi inicialmente estabelecido por Gibson e

Roberfroid (1995), no qual foi definido como ‘ingrediente alimentar não digerível que

afeta beneficamente a saúde do hospedeiro por estimular seletivamente o

crescimento e/ou atividade de uma ou de um número limitado de bactérias no cólon’.

Desde sua introdução, o conceito de pré-biótico tem estimulado o interesse

científico, bem como o industrial, como um ingrediente alimentar funcional

(RASTALL, 2010; ROBERFROID et al., 2010).

Todos os pré-bióticos conhecidos são carboidratos e muitos componentes

alimentares, oligossacarídeos e polissacarídeos (incluindo as fibras alimentares),

tem sido caracterizados como pré-bióticos, sem a devida consideração para o

critério requerido (ROBERFROID, 2007). De acordo com o conceito inicial proposto

para os pré-bióticos, estes, devem ser não-digeríveis. No entanto, a característica

principal a ser apresentada por este ingrediente alimentar, diferenciando-o de outras

fibras alimentares é a seletividade em serem metabolizados por um grupo específico

de micro-organismos do cólon, resultando em efeitos benéficos à saúde (RASTALL,

2010).

Gibson et al (2004) redefiniram o termo pré-biótico como “ingredientes

alimentares seletivamente fermentados, causando mudanças específicas na

composição e/ ou atividade da microbiota intestinal conferindo benefícios ao

hospedeiro, saúde e bem-estar”. Neste contexto, a classificação de um ingrediente

alimentar como pré-biótico requer uma demonstração científica de que este

apresenta resistência a processos digestivos que incluem acidez gástrica, hidrólise


por enzimas de mamíferos, absorção gastrointestinal e ser seletivamente

fermentado por específicos gêneros de bactérias do cólon

(CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012; LOMAX; CALDER, 2009;

ROBERFROID, 2007; WANG; 2009).

Segundo Morris e Morris (2012), todos os pré-bióticos, com exceção da

inulina, são carboidratos de cadeia curta, com baixo grau de polimerização (DP),

variando entre 3-10 monômeros, muitas vezes, referidos como oligossacarídeos. Na

estrutura química destes compostos, os monômeros mais comuns, são a glicose,

frutose, galactose e xilose.

Alguns carboidratos pré-bióticos estão atualmente disponíveis no mercado,

tais como, inulina, fruto-oligossacarídeos (FOS), lactulose, galacto-oligossacarídeos

(GOS) (DAVIS et al., 2010; HERNANDEZ – HERNANDEZ et al., 2012; RASTALL,

2010), bem como, os emergentes pré-bióticos, isomalto-oligossacarídeos (IMO),

xylo-oligossacarídeos (XOS) e os oligossacarídeos da soja (SOS)

(CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012).

Esses pré-bióticos podem ser obtidos por extração de plantas, por exemplo, a

inulina (extraída da chicória), por hidrólise da inulina (oligofrutose de inulina), por

síntese (por reação de trans-glicosilação) de monossacarídeos e dissacarídeos

como a sacarose (fruto-oligossacarídeos), lactose (galacto-oligossacarídeos) e por

hidrólise enzimática de polissacarídeos de plantas (xylo-oligossacarídeos)

(CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012; MUSSATTO; MANCILHA, 2007;

TORRES et al., 2010, WANG, 2009).

Nos últimos anos, a popularidade dos oligossacarídeos tem crescido

fortemente e como conseqüência, diversos estudos têm sido realizados visando

identificar novos oligossacarídeos pré-bióticos, comprovar sua atividade seletiva

através de estudos in vivo (DAVIS et al., 2010; HESS et al.; 2011; SANTOS et al.,

2006 ) e in vitro (CARDELLE-COBAS et al., 2011; HERNANDEZ-HERNANDEZ et

al., 2012; WICHIENCHOT; JATUPORNPIPAT; RASTALL, 2010) bem como,

desenvolver novos produtos contendo esses produtos, ampliando sua

disponibilidade no mercado (MUSSATO e MANCILHA, 2007; HEUBNER; WEHLING;

HUTKINS, 2007).


Apesar da crescente disponibilidade de pré-bióticos comerciais, apenas

três são bem suportados por evidências científicas a partir de testes em humanos,

de sua eficência, como pré-bióticos. Estes são a inulina, FOS e os GOS. (GOULA;

TZORTZIS; GIBSON, 2007; MARTÍNEZ-VILLALUENGA et al., 2008; MORRIS;

MORRIS, 2012; RASTALL, 2010).

2.3 Benefícios atribuídos ao uso de oligossacarídeos pré-bióticos

Atualmente é bem estabelecido o papel da microbiota do cólon sobre a saúde.

Desta forma, é crescente o interesse no uso de pré-bióticos como ingredientes

alimentares funcionais para “manipular” a composição da microbiota do cólon, a fim

de melhorar a saúde do hospedeiro (ARYANA; MCGREW, 2007; COPPA et al.,

2006; SANGWAN, et al., 2011; WANG, 2009). Segundo Mussato e Mancilla (2007),

devido à sua estrutura química, os oligossacarídeos pré-bióticos só podem ser

metabolizados por um grupo limitado de bactérias, estimulando seu crescimento.

Neste grupo, estão incluídos os gêneros Bifidubacterium e Lactobacillus.

Concomitante ao crescimento de bifidobactérias e lactobacilos no cólon, a

fermentação dos oligossacarídeos pré-bióticos resulta na formação de ácidos graxos

de cadeia curta, principalmente, acetato, butirato e propionato, que promovem a

redução do pH intestinal, desencadeando diversos benefícios à saúde (HEUBNER;

WEHLING; HUTKINS, 2007; MORRIS; MORRIS, 2012). O decréscimo do pH no

cólon suprime o crescimento de bactérias patogênicas enquanto estimula o

crescimento de bifidobactérias e outras espécies láticas (MUSSATO; MANCILHA,

2007).

Os efeitos benéficos incluem a estimulação do sistema imune, produção de

vitaminas do complexo B, incremento na absorção mineral, principalmente de cálcio,

inibição de bactérias patogênicas, redução dos níveis de amônia e colesterol

sanguíneo, restauração da microbiota intestinal, após o uso de antibióticos, digestão

da lactose, auxiliando o metabolismo em indivíduos intolerantes à lactose, redução

da constipação e da diarréia infantil, aumento da resistência a infecções intestinais,

como a salmonelose, alívio dos sintomas relacionados à síndrome do intestino

irritável e redução do risco de câncer, principalmente, o câncer de cólon (BROEK et


al., 2008; CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012; MUSSATO; MANCILHA, 2007;

MACFARLANE; STEED; MACFARLANE, 2008; MORRIS; MORRIS, 2012; WANG,

2009).

Vulevic et al (2008) ao avaliar o efeito de uma mistura de galacto-

oligossacarídeos na modulação da microbiota intestinal de idosos, demonstrou que a

administração de GOS resultou no decréscimo do número de bactérias patogênicas

(Clostridium perfringens, Escherichia coli) e um significante incremento no número

de bactérias benéficas, especialmente, bifidobactérias.

Para Lomax e Calder (2009) a inulina e os fruto-oligossacarídeos são capazes

de modular alguns aspectos do sistema imune, melhorando a capacidade do

hospedeiro em responder a determinadas infecções intestinais, bem como, modificar

algumas condições inflamatórias. Scholz-Ahrens e Schrezenmeir (2007) e Holloway

et al (2007) demonstraram que a inulina e os fruto-oligossacarídeos são substâncias

bastante promissoras que podem ajudar a aumentar a disponibilidade de cálcio,

contribuindo para saúde óssea.

Entretanto, o efeito de um pré-biótico é essencialmente indireto, uma vez que,

seu papel é estimular seletivamente um número limitado de microrganismos,

resultando em uma alteração benéfica da microbiota intestinal. Desta forma, são as

alterações na composição desta microbita, responsáveis pelos efeitos benéficos à

saúde (WANG, 2009). Contudo, para obter os benefícios associados ao consumo

dos oligossacarídeos pré-bióticos é necessária a ingestão regular dos mesmos. Já o

consumo excessivo de oligossacarídeos pré-bióticos pode causar desconforto

intestinal, flatulência, ou mesmo, diarréia, como conseqüências de seu efeito

osmótico e produção de gases, provenientes de sua fermentação. No entanto, a

determinação de uma dose aceitável é bastante difícil, uma vez que cada indivíduo

apresenta tolerância própria (MUSSATO; MANCILHA, 2007).

No Brasil, não há uma regulamentação quanto à recomendação de ingestão

diária de pré-bióticos. Estudos sugerem uma dose mínima de 4 g/dia de fruto-

oligossacarídeos (oligossacarídeos comercialmente utilizados), para que seja

observado seu efeito pré-biótico, mediante o aumento de bifidobactérias

(ROBERFROID et al.; 2010). Por outro lado, segundo Grabitske e Slavin (2008) os

fruto-oligossacarídeos são bem tolerados pelo sistema gastrintestinal humano em


doses de 15 g/dia. Para Torres et al (2010) a ingestão de até 20g/L de galacto-

oligossacarídeos são bem tolerados.

Na verdade, a recomendação diária também é dependente do número de

bifidobactérias no cólon, que é bastante variável, decorrente de diversos fatores

ambientais, alimentares e fisiológicos. Assim, a ingestão de alimentos contendo

substratos pré-bióticos, caracteriza-se uma excelente alternativa para manter o

equilíbrio da microbiota do cólon (SANGWAN et al., 2011).

2.4 Incorporação de oligossacarídeos pré-bióticos em alimentos

Atualmente, os oligossacarídeos pré-bióticos têm sido incorporados a uma

ampla variedade de alimentos que incluem produtos lácteos, pães, adoçantes,

cereais matinais e em barra, molhos para saladas, produtos cárneos e de confeitaria

(SANGWAN, et al., 2011). Os oligossacarídeos, em geral, são solúveis em água,

não cariogênicos, uma vez que não são metabolizados pelas bactérias presentes na

boca, apresentam baixo valor calórico (aproximadamente, 1,5 – 2,0 Kcal/g) e

apresentam doçura relativamente baixa, quando comparados à sacarose. Em

virtude de sua maior massa molar, promovem aumento na viscosidade do produto,

incrementando a textura do alimento (CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012;

MUSSATO; MANCILHA, 2007; VRESE; SCHREZENMEIR, 2008).

A doçura dos oligossacarídeos pré-bióticos varia em virtude da sua estrutura

química, do grau de polimerização e do tipo de mono e dissacarídeos que o

compõem. Podem ser utilizados associados a adoçantes artificiais, com a vantagem

de mascarar o “sabor residual” produzido por alguns desses adoçantes. Em virtude

de seu baixo valor calórico e por não serem metabolizados no trato gastrintestinal,

podem ser incorporados a alimentos de baixo valor calórico (diet e light) e

consumidos por indivíduos diabéticos (MUSSATO; MANCILHA, 2007).

Diversos estudos têm demonstrado evidências da atividade pré-biótica da

inulina e dos fruto-oligossacarideos. Por esta razão, são os principais

oligossacarídeos utilizados na formulação de alimentos. A inulina apresenta

moderada solubilidade em água (aproximadamente 10%, à temperatura ambiente),

sabor neutro e é levemente doce, menos que 10% comparada à sacarose. Por


apresentar maior grau de polimerização (DP > 10), tende a cristalizar na presença

de água, formando um gel forte. Por esta razão, tem sido extensivamente utilizada

na indústria alimentícia como substituinte de gordura e modificador de textura

(CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012; MEYER et al., 2011; TARREGA;

TORRES; COSTELL, 2011). Em virtude de suas características, diversos estudos

vêm sendo realizados a fim de avaliar o efeito da inulina como substituinte de

gordura, visando melhorar a consistência e cremosidade em produtos lácteos com

baixo teor de gordura, leites fermentados, sobremesas e sorvetes (ARCIA;

COSTELL; TARREGA, 2010; ARYANA; MCGREW, 2007; BURITI; CASTRO; SAAD,

2010; MEYER et al., 2011; TARREGA; TORRES; COSTELL, 2011; VILLEGAS et al.,

2010).

Os fruto-oligossacarídeos ou oligossacarídeos de cadeia curta são mais

solúveis, bastante doces (30% - 35% comparado à sacarose) e tem propriedades

tecnológicas similares à sacarose e glicose, sendo assim, comumente utilizados

como substituintes de açúcar em produtos lácteos. (CHARALAMPOPOULOS;

RASTALL, 2012; MEYER et al., 2011; MORRIS; MORRIS, 2012; VILLEGAS et al.,

2010).

Finalmente, os galacto-oligossacarídeos podem ser potencialmente

adicionados a uma variedade de alimentos por sua semelhança aos

oligossacarídeos presentes no leite, em virtude de sua elevada solubilidade (100%

em água), formando soluções transparentes, sendo também, facilmente dissolvidos

no leite e em outros produtos lácteos, podendo ser utilizado para melhorar

propriedades texturais desses produtos; sabor levemente doce e baixo valor

calórico, menor que 50%, comparado à sacarose (CARDELLE-COBAS et al., 2011;

PLAYNE; CRITTENDEN, 2009; SANGWAN et al., 2011).

No entanto, por estarem naturalmente presentes no leite humano, sua

principal aplicação é em fórmulas infantis, na qual estão presentes em

concentrações em torno de 6,0 – 7,2 g/L associados a 0,6 – 0,8 g/L de fruto-

oligossacarídeos. Eles também são ingredientes adequados para utilização em

produtos de panificação, impedindo a secagem excessiva, devido à sua alta

capacidade de retenção de umidade, bem como em sucos de frutas, devido à sua

estabilidade ácida (CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012; TORRES et al., 2010;

TZORTZIS; VULEVIC, 2009).


Entretanto, para serem utilizados como ingrediente em alimentos funcionais,

os pré-bióticos devem ser quimicamente estáveis às condições de processamento,

como elevadas temperaturas, baixo pH, ou a combinação dos dois, e em condições

que favoreçam a reação de Maillard (CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012;

HEUBNER; WEHLING; PARKHURST; HUTKINS, 2008). Assim, um dos grandes

desafios da indústria alimentícia é assegurar que os ingredientes funcionais

mantenham-se ativos após o processamento e durante o armazenamento dos

alimentos (DAY et al., 2009).

A estabilidade dos oligossacarídeos está fortemente relacionada com os tipos

de monômeros que os constituem, configuração anomérica e tipos de ligações

existentes. Geralmente, as β-ligações são mais fortes que as α-ligações, e as

hexoses são mais fortemente ligadas que as pentoses. Valores de pH inferiores a

4,0, tratamento com elevadas temperaturas e armazenamento prolongado em

condições ambiente, podem favorecer a hidrólise de oligossacarídeos presentes em

alimentos, resultando na redução de suas propriedades nutricionais e físico-

químicas (MUSSATO; MANCILHA, 2007).

HEUBNER; WEHLING; PARKHURST; HUTKINS (2008) ao avaliarem o efeito

das condições de processamento na atividade de pré-bióticos comerciais,

demonstraram que apenas o aquecimento em baixo pH resultou na redução da

atividade pré-biótica, sendo os fruto-oligossacarídeos, os menos estáveis.

Klewicki (2007) ao estudar a estabilidade de oligossacarídeos presentes em

sucos de frutas durante a pasteurização observou que os FOS são susceptíveis a

hidrólise durante o tratamento térmico, podendo ser degradados em até 80%,

dependendo das condições. Essa menor estabilidade dos FOS em pH ácido,

combinado com elevadas temperaturas é devido à fragilidade das ligações

glicosídicas (C - O) nas interações entre frutose-frutose e frutose-glicose (MATUSEK

et al., 2009).

Os galacto-oligossacarídeos são em geral mais estáveis a condições ácidas e

elevadas temperaturas. A maior estabilidade dos galacto-oligossacarídeos é devido

a suas β-ligaçãoes, que são mais estáveis à hidrólise. Contudo, outros fatores, como

os açúcares residuais presentes e sua configuração anomérica, podem influenciar

(KLEWICKI, 2007; MUSSATO; MANCILHA, 2007; CHARALAMPOPOULOS;

RASTALL, 2012).


De acordo com Tzortzia e Vulevic (2009), os galacto-oligossacarídeos

apresentam elevada estabilidade em sucos de frutas com pH variando entre 2,7 –

4,1, submetidos a pasteurização. São estáveis também, quando estocados a 37 °C e

pH 2,0, durante vários meses.

Em termos gerais, os oligossacarídeos pré-bioticos são estáveis em

condições não extremas de elevada temperatura e acidez, podendo assim, ser

aplicados a uma variedade de produtos ácidos, tais como iogurtes, sucos

pasteurizados, bem como produtos de panificação, sem serem significativamente,

degradados. (CHARALAMPOPOULOS; RASTALL, 2012).

2.5 Síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos

O interesse mundial em oligossacarídeos com efeitos pré-bióticos tem

aumentado consideravelmente desde a comprovação do papel da microbiota

benéfica do cólon no controle de doenças, como a obesidade e para o

estabelecimento da saúde e bem-estar (MONSAN; REMAUD-SIMÉON; ANDRÉ,

2010). Segundo Gänzle (2012), a produção mundial de oligossacarídeos pré-bióticos

é estimada em 50.000 a 80.000 toneladas por ano.

Diversos processos industriais têm sido estabelecidos para obtenção de

oligossacarídeos, através de extração por fontes naturais, por hidrólise de

polissacarídeos e por síntese química ou enzimática (MUSSATTO; MANCILHA,

2007). Dentre os processos, a síntese enzimática tem representado uma excelente

alternativa para produção dos oligossacarídeos pré-bióticos, devido alta

especificidade das enzimas empregadas permitindo um maior controle do processo

(PERUGINO et al., 2004).

Na síntese enzimática, os oligossacarídeos são obtidos a partir de açúcares

simples, como a sacarose, e a lactose, através de reações de transglicosilação

(MUSSATO; MANCILHA, 2007). Glicosiltransferases podem ser eficientemente

empregadas na síntese de oligossacarídeos pré-bióticos (RABELO et al., 2009).

Uma ampla variedade dessas enzimas pode ser produzida por bactérias láticas,

Leuconostoc sp, Streptococcus sp, Lactococcus sp, podendo ser utilizadas para a

síntese de oligossacarídeos e polímeros (RABELO; FONTES; RODRIGUES, 2009;


MONSAN; REMAUD-SIMÉON; ANDRÉ, 2010; ROBYT; YOON; MUKERJEA, 2008;

VETTORI; MUKERJEA; ROBYT, 2011).

A dextrana-sacarase (EC 2.1.4.5) é uma glicosiltransferase bacteriana

tradicionalmente utilizada na síntese de dextrana, polissacarídeo extracelular, cujo

monômero é o α-D-glucaconopiranosil, com diversas aplicações industriais, podendo

ser utilizada como estabilizante e espessante de alimentos, expansor de plasma

sanguíneo, película protetora de sementes, defloculante, estruturas cirúrgicas,

veículo para medicamentos e peneiras moleculares, dentre outra aplicações

(RODRIGUES, 2003).

A mesma enzima é também responsável pela síntese de oligossacarídeos

pré-bióticos, através do mecanismo da reação do aceptor (HONORATO et al., 2007;

KIM et al, 2012; RABELO; FONTES; RODRIGUES, 2009; ROBYT; YOON;

MUKERJEA, 2008). A elevada estabilidade da enzima em condições ótimas de

síntese permite sua aplicação em escala industrial (RABELO et al., 2009).

Quando além de sacarose, um aceptor (maltose, frutose, glicose) é também

utilizado como segundo substrato, parte das unidades de glicose provenientes da

quebra da sacarose promovida pela enzima é desviada da cadeia de dextrana sendo

incorporadas neste segundo substrato, formando oligossacarídeos (RABELO;

FONTES; RODRIGUES, 2009; VERGARA et al.; 2010). O Leuconostoc

mesenteroides B-512 F é uma bactéria industrialmente utilizada para produção de

dextrana e dextrana-sacarse (VERGARA et al., 2010).

A reação do aceptor foi descrita pela primeira vez por Koepsell et al (1953).

Nesta reação, a introdução de outros carboidratos (aceptores) desvia a rota de

síntese da enzima, levando à formação de oligossacarídeos em detrimento à síntese

de dextrana (RABELO; FONTES; RODRIGUES, 2009; ROBYT; YOON; MUKERJEA,

2008; VERGARA et al.; 2010), conforme a Figura 1.

Figura 1. Representação esquemática da reação do aceptor

Sacarose Dextrana- sacarase

Dextrana + Frutose

Sacarose + Oligosacarídeos + Frutose Dextrana- sacarase

Aceptor


Lee et al (2008) demonstraram que a reação do aceptor da enzima dextrana-

sacarase apresenta uma potencial vantagem na produção de isomalto-

oligossacarídeos, por possibilitar um controle no tamanho da cadeia dos

oligossacarídeos formados, através do equilíbrio entre as concentrações de

sacarose e maltose (aceptor).

De acordo com a reação do aceptor, durante a reação enzimática, são

formados oligossacarídeos com graus de polimerização entre 2 e 10, que são

considerados carboidratos pré-bióticos (CHUNG e DAY, 2004; RABELO; FONTES;

RODRIGUES, 2009). Além de maltose, outros açúcares simples podem ser

utilizados como aceptores tais como: glicose e frutose.

2.6 Frutas Tropicais

A sociedade atual é caracterizada por uma consciência crescente do papel da

alimentação na manutenção e melhora da saúde e bem-estar. Assim, há uma

crescente demanda por produtos naturais que contribuam para uma dieta saudável e

uma melhor qualidade de vida (SANTIAGO-SIVA; LABANCA; GLÓRIA, 2011;

MARTÍN-DIANA et al., 2007).

A relação inversa entre o consumo de frutas e hortaliças e a menor incidência

de doenças crônicas não-transmissíveis (DCNT), como câncer e doenças

cardiovasculares, já era conhecida há aproximadamente dois mil anos, apesar dos

primeiros estudos epidemiológicos datarem da década de 1930. Esta associação se

dá, principalmente, pela composição química natural desses alimentos (FALLER;

FIALHO, 2009). Nesse contexto, a produção, consumo e comercialização de frutas

tropicais têm incrementado significantemente, os mercados nacional e internacional,

devido às suas atrativas propriedades sensoriais e um crescente reconhecimento de

seu valor nutricional e terapêutico (AYALA-ZAVALA et al., 2011; RUFINO et al.,

2010).

Frutas e hortaliças, além de fornecerem componentes importantes para as

funções básicas do organismo como, por exemplo, ácido ascórbico, betacaroteno e

ácido fólico, são fontes de compostos bioativos diretamente associados à prevenção

de doenças (ARTS; HOLLMAN, 2005). Assim, as frutas desempenham importante


papel econômico na sua comercialização e nutricional, no seu consumo (CARDOSO

et al., 2011).

Atualmente, a produção de frutas destina-se a atender à demanda por frutas

frescas; no entanto, existe uma tendência mundial para o mercado de produtos

transformados, como conservas, sucos, geléias e doces (LOUSADA JÚNIOR et al.

2006). Vale ressaltar que as bebidas à base de frutas têm representado um aumento

no consumo, promovido pela preocupação com a saúde, por apresentarem

características nutricionais importantes na prevenção e controle de doenças. Deste

modo, a tendência mundial de consumo é a substituição dos refrigerantes por

bebidas mais saudáveis e com apelo à praticidade, gerando uma demanda por

produtos naturais, orgânicos e enriquecidos (FIGUEIRA et al., 2010).

Em 2009, o mundo consumiu 117,7 bilhões de litros de bebidas

industrializadas de fruta, dos quais, 77% foram consumidos em 40 países, sendo

23,5 milhões de litros referentes à categoria de suco, 17 milhões de néctar, 42

milhões de refresco e 35 milhões de suco em pó e concentrado (NEVES et al.,

2010).

2.6.1 Abacaxi

O abacaxi (Ananas comosus L.) é uma espécie frutífera de grande

importância econômica e social cultivada em mais de 70 países de clima tropical e

subtropical para consumo local e exportação internacional (FRANÇA-SANTOS et al.,

2009; VAN DE POEL et al., 2009), sendo considerado um dos frutos tropicais mais

importantes, cuja comercialização vem expandindo-se no mercado mundial,

principalmente por suas apreciáveis características de sabor, aroma e cor (RAMOS

et al., 2010; RATTANATHANALERK et al., 2006).

Segundo dados do IBGE, o abacaxi constitui-se num dos principais produtos

da fruticultura nacional, com produção em 2011, superior a um milhão de frutos

(IBGE, 2012). Devido ao aumento da produção de abacaxi e das exigências quanto

à qualidade por parte do mercado consumidor e até mesmo das indústrias, os

produtores têm investido em tecnologias para elevar o padrão de qualidade

garantindo, assim, uma boa comercialização (PEREIRA et al., 2009).


Araújo et al. (2009) ressaltam que apesar da abundância do cultivo dessa

fruta no Brasil, o aproveitamento industrial ainda é pequeno frente ao consumo da

fruta in natura, sendo necessária à busca de alternativas para o seu uso, visando o

aproveitamento do excesso de safras, principalmente pela indústria, para a

fabricação de produtos não tradicionais.

O abacaxi é uma fruta cujo valor nutritivo se resume, praticamente, ao seu

valor energético, devido a sua composição de açúcares, sendo fonte de fenólicos,

ácidos orgânicos e carboidratos (ZHENG; LU, 2011). Teores de vitamina C no fruto

maduro foram relatados por Hernández et al (2006) encontrando cerca de 26

mg/100 g de peso fresco. A Tabela 1 apresenta a composição química do abacaxi

(Ananas camosus L).

Tabela 1. Composição química do abacaxi (por 100g de parte comestível)

Abacaxi Água (%) 87 Energia (kcal) 48 Proteínas (g) 0,4 Gorduras (g) 0,1 Cálcio (mg) 16 Ferro (mg) 0,4 β- caroteno (µg) 70 Vitamina B1 0,06 Vitamina B2 0,03 Vitamina B6 0,09 Niacina (mg) 0,1 Ácido fólico (µg) 11 Vitamina C (mg) 34 Fonte: FAO (2012).

Além disso, o abacaxi é uma das frutas tropicais e subtropicais mais

populares, devido ao seu aroma atrativo e refrescante com bom equilíbrio entre

doçura e acidez (BRITO et al., 2008).

O suco de abacaxi, principal produto obtido do fruto, é largamente consumido

em todo o mundo, seja na forma reconstituída ou concentrada, ou mesmo na

composição de misturas para se obter novos sabores em bebidas e outros produtos

(CARVALHO et al., 2008; LAORKO et al., 2011). Nutricionalmente, os compostos

presentes no suco da fruta, identificados como fitoquímicos, não só reduzem o risco


de dano oxidativo relacionado com a presença de radicais livres, mas também o

risco de contrair diferentes tipos de câncer e doenças cardiovasculares e

neurológicas (LAORKO et al., 2010).

2.6.2 Laranja

A laranja (Citrus sinensis L.) apresenta grande importância econômica devido

à alta produtividade e qualidade dos frutos, sendo cultivada nas principais regiões

produtoras de citros do mundo (TAZIMA et al., 2008). Este setor é altamente

organizado e competitivo, sendo a citricultura uma das mais destacadas

agroindústrias brasileira (BRASIL, 2012).

De acordo com o Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE),

somente no ano de 2010 a produção brasileira de laranja foi igual a 18 milhões de

toneladas (IBGE, 2010), com uma projeção para 2013/14 de 20,7 milhões de

toneladas, resultado da expansão da área colhida com o fruto, que deve expandir-se

nos próximos anos, dos atuais 856 mil para 962 mil hectares em 2020/2021

(BRASIL, 2011).

Responsável por 60% da produção mundial de suco de laranja, o Brasil é

também o campeão de exportações do produto. Cerca de 50% da produção mundial

de laranja e 80% da produção brasileira resultam em sucos industrializados

(BRASIL, 2012). Estima-se que em 2013/14 as exportações de suco de laranja no

Brasil sejam de 2,26 milhões de toneladas (BRASIL, 2011). O suco de laranja é um

alimento singular devido ao alto conteúdo de vitamina C e a quantidades apreciáveis

de outros nutrientes essenciais, como carotenóides, folato e potássio. As frutas

cítricas, incluindo o suco de laranja, são fontes de compostos bioativos, tais como

fenólicos (por exemplo: flavonóides, ácidos hidroxicinâmicos, hesperidina e

naringinina), que protegem contra o câncer e a aterosclerose (BENAVENTE-

GARCIA et al., 2007; CÉSAR et al., 2010). A Tabela 2 apresenta a composição

química da laranja (Citrus sinensis L.).


Tabela 2. Composição química da laranja (por 100g de parte comestível)

Laranja

Água (%) 88 Energia (kcal) 44 Proteínas (g) 0,6 Gorduras (g) 0,4 Cálcio (mg) 28 Ferro (mg) 0,1 b- caroteno (µg) 730 Vitamina B1 0,02 Vitamina B2 0,03 Vitamina B6 0,05 Niacina (mg) 0,2 Ácido fólico (µg) 37 Vitamina C (mg) 46 Fonte: FAO (2012).

As características de sabor e odor do suco de laranja são fatores essenciais

para a sua viabilidade comercial, tanto para os sucos frescos ou transformados

(CERDÁN-CALERO et al., 2012). As tecnologias utilizadas e o próprio

armazenamento podem causar alterações em seus componentes, incluindo a

degradação do ácido ascórbico, desenvolvimento de sabor estranho, alterações na

cor e aparência, dentre outros, reduzindo a qualidade do produto (SOSPEDRA et al.,

2012).

Deste modo, um dos principais desafios para a indústria de suco de laranja é

na obtenção de produtos nutricionalmente estáveis, com sabor o mais próximo do

suco recém-espremido, garantindo aos consumidores um sabor constante durante

todo o ano, o que pode ser considerado um assunto interessante no

desenvolvimento de novas tecnologias (VERVOORT et al., 2012).

2.6.3 Melão

O melão, conhecido botanicamente por (Cucumis melo L.) é uma das dez

culturas mais produzidas no mundo, devido a sua adaptação a vários solos e clima.

Originário da África ou Ásia Tropical apresenta grande ascensão na produção e


comercialização em todo mundo, sendo o Brasil um dos países com grande

aumento de áreas plantadas (AROUCHA et al., 2007).

Com produção brasileira em 2010 igual a 478.431 toneladas do fruto (IBGE,

2010), o melão é uma cultura de grande expressão econômica para a região semi-

árida do Nordeste brasileiro, onde é cultivada com alto nível tecnológico e

responsável por 92% da produção, sendo destinada principalmente para exportação,

com destaque para os estados do Rio Grande do Norte, Ceará, Bahia e Pernambuco

(IBGE, 2005; SILVA et al., 2011).

Variedades de melão diferem em atributos físicos e químicos (KHANOM;

UEDA, 2008), sendo o fruto suscetível ao amolecimento durante o armazenamento,

mesmo sob baixas temperaturas (AGUAYO; ESCALONA; ARTÉS, 2008). Seu

consumo na forma de sucos é crescente por se tratar de uma matéria-prima

adequada, principalmente em virtude de seu elevado teor de açúcares e aroma

agradável (FONTELES et al., 2012) devido à presença de substâncias voláteis como

aldeídos, álcoois voláteis e grandes quantidades de ésteres, que contribuem

também para o sabor da fruta (KHANOM; UEDA, 2008). A Tabela 3 apresenta a

composição química do melão (Cucumis melo L.).

Tabela 3. Composição química do melão variedade cantaloupe (por 100g de parte comestível)

Melão (Seco) Água (%) 90,15 Energia (kcal) 34 Proteínas (g) 0,84 Gorduras (g) 0,19 Cálcio (mg) 9,0 Ferro (mg) 0,21 Potássio (mg) 267 Niacina (mg) 1,4 Ácido fólico (µg) 21 Vitamina C (mg) 36,7 Fonte: USDA (2012).


Seu consumo está bastante relacionado com seu teor de sólidos solúveis,

responsável pelo sabor e sua qualidade nutricional, pois é considerado pouco

calórico e boa fonte de sódio, potássio e vitaminas A e C e beta-caroteno (VARGAS

et al., 2008).

O suco de melão é um dos produtos que apresentam valor agregado sendo

este definido como uma bebida não concentrada e não diluída obtida do melão

fresco, são e maduro (CAVALCANTE, 2010). Devido à sua característica

termossensível, estudos vêm sendo desenvolvidos com o objetivo de minimizar as

alterações que compromentem a qualidade do produto final (GALEB et al., 2002).

2.7 Secagem por atomização (spray drying)

A secagem é uma técnica de preservação que consiste na remoção de

umidade de um material por evaporação, conferindo ao produto, maior estabilidade

química e biológica, através de processos simultâneos de transferência de calor e

massa (MARTINELLI, 2008; OI, 2011).

A secagem por spray drying caracteriza-se pela transformação de um material

em estado fluido para o estado sólido, na forma de partículas, através de sua

introdução em meio aquecido. O termo atomização por spray drying deve-se à

divisão do líquido em milhões de partículas individuais, formando uma nuvem ou

spray (BARBOSA, 2010; RATTES; OLIVEIRA, 2007).

A técnica consiste na pulverização contínua do material a ser desidratado, na

forma de partículas pequenas e uniformes, no interior de uma câmara de secagem,

concomitantemente a um grande volume de ar quente, suficiente para fornecer o

calor necessário para completa evaporação do líquido. A imediata evaporação

transforma as gotas líquidas em partículas sólidas que são separadas mediante o

uso de ciclones, e em alguns casos, filtros-manga. As transferências de massa e

calor são realizadas pelo contato direto do ar quente e as gotículas dispersas

(BARBOSA, 2010; OI, 2011).

O spray drying é amplamente utilizado para a secagem de alimentos

sensíveis ao calor, produtos farmacêuticos e outras substâncias, principalmente,


devido à rápida evaporação do solvente utilizado (RATTES; OLIVEIRA, 2007), que

permite manter baixa a temperatura das partículas, de maneira que, a alta

temperatura do ar de secagem não afete demasiadamente o produto (BARBOSA,

2010). Desta forma, grande parte dos gêneros alimentícios desidratados é produzida

através do processo de spray drying, pela alta sensibilidade dos produtos e pela

necessidade de manter suas características naturais, entre elas, sabor, cor, aroma e

propriedades nutricionais (LEÓN-MARTÍNEZ; MÉNDEZ-LAGUNAS; RODRÍGUEZ-

RAMÍREZ, 2010; OI, 2011).

A criação de novos produtos desidratados de boa qualidade e com

reidratação instantânea vem conquistando, a cada ano, mais espaço no mercado

nacional e internacional. O spray drying é um processo que resulta em produtos de

boa qualidade, baixa atividade de água, de fácil transporte e estocagem e que é

mundialmente utilizado para obtenção, por exemplo, de sucos de frutas em pó

(QUEK; CHOK; SWEDLUND, 2007; TONON et al., 2009; TONON et al., 2008). Além

disso, o desenvolvimento de um produto em pó, ajuda a reduzir as perdas de frutas

causadas por alterações microbianas e reações químicas ou enzimáticas

(GHARSALLAOUI et al., 2007; JITANITT; NITI-ATT; TECHANUNTACHAIKUL,

2010).

As características físico-químicas do pó obtido por spray drying dependem de

diversas variáveis do processo, como as características do material a ser

desidratado (viscosidade, tamanho das partículas, fluxo de alimentação), das

condições operacionais da secagem (temperatura e pressão do ar de secagem),

bem como do tipo de atomizador utilizado. A observância dessas variáveis é

importante para a otimização do processo, possibilitando a obtenção de produtos

com boas características nutricionais e sensoriais, além de um bom rendimento do

processo (BARBOSA, 2010; TONON et al., 2008).

2.7.1 Secagem de sucos de frutas por spray dryer

Atualmente, há um crescente interesse por alimentos que além de nutritivos e

saudáveis, apresentem praticidade no preparo para o consumo. Como exemplo,

podemos citar sucos de frutas em pó, que apresentam inúmeras vantagens e


potencialidades econômicas sobre seus homólogos líquidos, tais como: redução do

volume ou peso do produto, menor embalagem, fácil manuseio e transporte, maior

vida de prateleira e maior praticidade no preparo (GOULA; ADAMOPOULOS, 2010).

Diversos estudos sobre secagem de suco de frutas vêm sendo realizados

(CHEGINI; GHOBADIAN, 2007; FABRA et al., 2011; GOULA e ADAMOPOULOS,

2010; MOREIRA et al., 2009; QUEK; CHOK; SWEDLUND, 2007; SOLVAL et al.,

2012; TONON et al., 2009). Alguns autores, afirmam que a secagem de sucos de

frutas pode levar à obtenção de um pó de fácil reconstituição e semelhante ao

produto in natura (GABAS et al., 2007; JITANITT; NITI-ATT;

TECHANUNTACHAIKUL, 2010).

Entretanto, esses pós podem apresentar alguns problemas em suas

propriedades, como pegajosidade (stickiness) e elevada higroscopicidade, devido à

presença de açúcares de baixo peso molecular (glicose, frutose e sacarose), bem

como ácidos orgânicos como o cítrico, málico e tartárico (CABRAL; SAID;

OLIVEIRA, 2009; JAKUBCZYK; OSTROWSKA-LIGEZA; GONDEK, 2010;

JAYASUNDERA et al., 2011; JITANITT; NITI-ATT; TECHANUNTACHAIKUL, 2010;

TONON et al., 2009), que são muito higroscópicos em seu estado amorfo, tornando-

se pegajosos, com a secagem. Desta forma, o pó pode aderir às paredes da câmara

durante a secagem, levando a um menor rendimento do produto e a problemas

operacionais (JAYA; DAS, 2009; MOREIRA et al., 2009).

Durante a secagem em spray drying ocorre uma rápida remoção da umidade

do material, resultando em um produto amorfo, o qual é caracterizado pelo alto grau

de higroscopicidade, favorecendo o material desidratado a tornar-se pegajoso e

formar aglomerados de alta consistência (BARBOSA, 2010; JAYA; DAS, 2009;

MOREIRA et al., 2009).

A pegajosidade ou stickiness é uma propriedade de superfície do material que

pode ser caracterizada como a coesão e/ou aderência entre partículas (BARBOSA,

2010). Esse comportamento é atribuído à baixa temperatura de transição vítrea (Tg),

alta higroscopicidade, baixo ponto de fusão e elevada solubilidade apresentada por

esses açúcares e ácidos orgânicos de baixo peso molecular, naturalmente presentes

nas frutas (JAYA; DAS, 2009; JITANITT; NITI-ATT; TECHANUNTACHAIKUL, 2010;

MOREIRA et al., 2009; MRAD et al., 2012; WANG; LANGRISH, 2009). Essa

aderência do pó é fortemente dependente da temperatura das partículas e do teor


de umidade durante o processamento e estocagem do alimento (BARBOSA, 2010;

MRAD et al., 2012).

A temperatura de transição vítrea (Tg) não consite em um valor definido, mas

uma região na qual ocorre a transição de um sólido vítreo para um estado elástico,

pegajoso e gomoso, a qual é específica para cada material (COLLARES;

KIECKBUSCH; FINZER, 2002). Essa característica afeta diretamente a textura dos

alimentos, bem como, a estabilidade dos produtos desidratados, durante a

estocagem. Assim, a secagem de sucos de frutas pode levar à formação de um

produto em pó, que pode ser deformado com certa facilidade, devido a sua

higroscopicidade e termoplasticidade, quando submetidos a altas temperaturas e

elevada umidade (GABAS et al., 2007; JAKUBCZYK; OSTROWSKA-LIGEZA;

GONDEK, 2010; JAYA; DAS, 2009).

Uma alternativa mundialmente utilizada para resolver alguns desses

problemas tem sido a adição de agentes encapsulantes, como a maltodextrina (MD),

gomas, proteínas, lipídios ou combinações entre eles, que aumentam a temperatura

de transição vítrea desses produtos, durante a secagem (AHMED; AKTER; EUN,

2010; BARBOSA, 2010; KUROZAWA; PARK; HUBINGER, 2009; OI, 2011;

SHRESTHA et al., 2007; TONON et al., 2009; WANG; ZHOU, 2012), reduzindo a

higroscopicidade do produto e contribuindo para o aumento no rendimento do

processo (MOREIRA et al., 2009).

Esses agentes também apresentam propriedades que protegem

componentes alimentares sensíveis contra condições ambientais desfavoráveis,

preservando aspectos nutricionais, como vitaminas, antocianinas, bem como as

características sensoriais, como aroma e sabor dos produtos desidratados

(BARBOSA, 2010; LEÓN-MARTÍNEZ; MÉNDEZ-LAGUNAS; RODRÍGUEZ-

RAMÍREZ, 2010; TONON et al., 2008).

Para Chegini e Ghobadian (2007), a redução na higroscopicidade de sucos de

frutas cítricas requer a adição de agentes de parede que promovam a formação do

pó e previnem a adesão de partículas das amostras, nas paredes do spray dryer. Os

atores acima, ao estudarem a secagem de suco de laranja concentrado,

demonstraram que na secagem sem a adição de agentes encapsulantes, não houve

a formação de pó em decorrência da aderência do produto nas paredes do

equipamento.


Quek; Chok; Swedlund (2007) ao avaliarem a secagem de suco de melancia

também observaram que na ausência de agentes encapsulantes, as partículas

formadas apresentavam elevada pegajosidade, aderindo-se principalmente, nas

paredes da câmara de secagem e do ciclone, não podendo ser recuperadas.

Segundo Gabas et al (2007) e Tonon et al (2009) os agentes encapsulantes mais

comumente utilizados em sucos de frutas são a maltodextrina (MD) e a goma

arábica (GA).

A maltodextrina é produto da hidrólise do amido que consiste em unidades de

D-glicose ligadas por ligações glicosídicas (1→4) e é normalmente descrita por sua

dextrose equivalente (DE) que determina seu potencial redutor, o qual é

inversamente proporcional ao seu peso molecular. Apresenta sabor neutro, ausência

de odor , facilmente digerível e são classificadas como polímeros com DE menor que

20. (BARBOSA, 2010; GABAS et al., 2007; TONON et al., 2009).

A goma arábica (GA) consiste em um heteropolissacarídeo com estrutura

altamente ramificada, cuja principal cadeia é formada por unidades de D-

galactopiranose unidas por ligações glicosídicas β (1→3). As cadeias laterais por

sua vez, estão unidas à cadeia principal por ligações β (1→6).

Conforme Moreira et al (2009) a goma arábica apresenta temperatura de

transição vítrea maior que a da maltodextrina, sugerindo que a goma arábica pode

ser mais efetiva na redução da higroscopicidade do pó. É comumente utilizada por

sua capacidade emulsificante e a baixa viscosidade em solução aquosa

(KUROZAWA; PARK; HUBINGER, 2009). Por outro lado, o elevado custo e

problemas associados à disponibilidade da goma arábica, têm motivado diversos

estudos visando identificar materiais que possam substituí-la (MOREIRA et al.,

2009).

GHARSALLAOUI et al., 2007 observaram que a maltodextrina DE 18,5 é um

potencial substituinte da goma arábica, em virtude de sua elevada solubilidade e

rápida reconstituição do produto desidratado. A maltodextrina diminui a

pegajosidade do produto, facilitando a recuperação do pó, após a secagem. De

acordo com Langrish; Chan; Kota (2007) é o mais popular agente de secagem,

devido às suas propriedades físicas, tais como, elevada solubilidade em água e

adicionalmente, apresenta propriedade encapsulante, protegendo os materiais a

serem desidratados, da oxidação, sendo capaz de reter algumas propriedades dos


alimentos, como nutrientes, cor e sabor, durante a secagem (AHMED; AKTER; EUN,

2010; JITANITT; NITI-ATT; TECHANUNTACHAIKUL, 2010).

Jakubczyk; Ostrowska-Ligeza; Gondek (2010) verificaram que a adição de

maltodextrina ao purê de maçã resultou em um aumento da temperatura de

transição vítrea e conseqüente redução da higroscopicidade do produto em pó. A

secagem sem o uso do agente encapsulante levou à formação de um pó com forte

tendência a aglomeração (caking) e elevada atividade de água.

Segundo Quek; Chok; Swedlund (2007) a adição de maltodextrina pode

alterar a superfície pegajosa de açúcares de baixo peso molecular, facilitando a

secagem e reduzindo a aderência do pós à parede do equipamento. Assim, a

maltodextrina é considerada um bom encapsulante para açúcares e ácidos

orgânicos de baixo peso molecular.

R e f e r ê n c i a s | 40

REFERÊNCIAS

1. AGUAYO, E.; ESCALONA, V. H.; ARTÉS, F. Effect of hot water treatment and

various calcium salts on quality of fresh-cut ‘Amarillo’ melon. Postharvest Biology and Technology, v. 47, n. 3, p. 397-406, 2008.

2. AHMED, M.; AKTER, S.; EUN, J. Impact of α-amylase andmaltodextrin on physicochemical, functional and antioxidant capacity of spray-dried purple sweet potato flour. J Sci Food Agric, v.90, p. 494–502, 2010.

3. ARAUJO, K. G. L.; SABAA-SRUR, A. U. O.; RODRIGUES, F. S.; MANHÃES, L. R. T.; CANTO, M. W. Utilização de abacaxi (Ananas comosus L.) cv. Pérola e Smooth cayenne para a produção de vinhos: estudo da composição química e aceitabilidade. Ciência e Tecnolologia de Alimentos, v. 29, n. 1, 2009.

4. ARCIA, P. L.; COSTELL, E.; TÁRREGA, A. Thickness suitability of prebiotic dairy desserts: Relationship with rheological properties. Food Research International, v. 43, p. 2409–2416, 2010.

5. AROUCHA, E.; MORAES, F. A.; NUNES, G. H. S.; TOMAZ, H. V. Q.; SOUSA, A. E.D.; BEZERRA BETO, F. Caracterização física e química de melão durante o seu desenvolvimento. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 29, p. 296-301, 2007.

6. ARTS, I. C. W.; HOLLMAN, P. C. H. Polyphenols and disease risk in epidemiologic studies. American Journal of Clinical Nutrition,v.81, p. S317-25, 2005.

7. ARYANA, K. J.; MCGREW, P. Quality attributes of yogurt with Lactobacillus casei and various prebiotics. LWT-Food Science and Technology, v. 40, p. 1808–1814, 2007.

8. AYALA-ZAVALA, J.F.; VEGA-VEGA, V.; ROSAS-DOMÍNGUEZ, C.; PALAFOXCARLOS, H.; VILLA-RODRIGUEZ, J.A.; SIDDIQUI, M.W.; DÁVILA-AVIÑA, J.E.; GONZALEZ-AGUILAR, G.A. Agro-industrial potential of exotic fruit byproducts as a source of food additives. Food Research International, v. 44, p. 1866-1874, 2011.

9. BARBOSA, S. J. Qualidade de suco em pó de mistura de frutas obtido por spray drying. 2010. 122f. Dissertação (Mestrado em Produção Vegetal no Semi-árido) – Unimontes, Universidade Estadual de Montes Claros, Janaúba, 2011.


10. BENAVENTE-GARCIA O, CASTILLO J, ALCARAZ M, VICENTE V, DEL RIO JA, ORTUÑO A. Beneficial action of citrus flavonoids on multiple cancer-related biological pathways. Curr Cancer Drug Targets, v. 7, n. 8, p. 795-809, 2007.

11. BETORET, E.; N. BETORET, N.; VIDAL, D.; FITO, P. Functional foods development: Trends and technologies. Trends in Food Science & Technology, v. 22 p. 498-508, 2011.

12. BRASIL. Citrus. Ministério da Agricultura. Disponível em: http://www.agricultura.gov.br/vegetal/culturas/citrus. Acesso em: 18 Abr. 2012.

13. BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Projeções do Agronegócio: Brasil 2010/2011 a 2020/2021, Assessoria de Gestão Estratégica. Brasília, 2011, 59 p.

14. BROEK, L. A. M.; HINZ, S. W. A.; BELDMAN, G.; VINCKEN, J.; VORAGEN, A. G. J.oragen Bifidobacterium carbohydrases-their role in breakdown and synthesis of (potential) prebiotics. Mol. Nutr. Food Res., v. 52, p. 146 – 163, 2008.

15. BURITI, F. C. A.; CASTRO, I. A.; SAAD, S. M. I. Effects of refrigeration, freezing and replacement of milk fat by inulin and whey protein concentrate on texture profile and sensory acceptance of synbiotic guava mousses. Food Chemistry, v. 123, p. 1190–1197, 2010.

16. CABRAL, A. C. S.; SAID, S.; OLIVEIRA, W. P. Retention of the Enzymatic Activity and Product Properties During Spray Drying of Pineapple Stem Extract in Presence of Maltodextrin. International Journal of Food Properties, v. 12, n. 3, p. 536 – 548, 2009.

17. CARDELLE-COBAS, A.; CORZO, N.; OLANO, A.; PELAÉZ, C.; REQUENA, T.; ÁVILA, M. Galactooligosaccharides derived from lactose and lactulose: Influence of structure on Lactobacillus, Streptococcus and Bifidobacterium growth. International Journal of Food Microbiology, v. 149, p. 81–87, 2011.

18. CARDOSO, P. C.; TOMAZINI, A. P. B.; STRINGHETA, P. C.; RIBEIRO, S. M. R.; PINHEIROSANT’ANA, H. M. Vitamin C and carotenoids in organic and conventional fruits grown in Brazil. Food Chemistry, London, v. 126, n. 2, p. 411-416, 2011.

19. CARVALHO, L. M. J.; CASTRO, I. M.; SILVA, C. A. B. A study of retention of sugars in the process of clarification of pineapplejuice (Ananas comosus, L. Merril) by micro- and ultra-filtration. Journal of Food Engineering, v. 87, n. 4, p. 447-454, 2008.


20. CAVALCANTE, J. M. Avaliação dos efeitos do tratamento térmico sobre o suco de melão: uso da metabolômica para seleção de marcadores. 2010. 65 p. Dissertação (Curso de Pós-Graduação em Engenharia Química) – Centro de Tecnologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2010.

21. CERDÁN-CALERO, M.; IZQUIERDO, L.; SENTRANDEU, E. Valencia Late orange juice preserved by pulp reduction and high pressure homogenization: Sensory quality and gas chromatography–mass spectrometry analysis of volatiles. LWT – Food Science and Technology, v. 26, nov., 2012.

22. CÉSAR, T. B.; RODRIGUES, L. U.; ARAÚJO, M. S. P.; APTEKMANN, N. P. Suco de laranja reduz o colesterol em indivíduos normolipidêmicos. Revista de Nutrição, v.23, n. 5, 2010.

23. CHARALAMPOPOULOS, D.; RASTALL, R.A.; Prebiotics in foods. Current Opnion in Biotechnology, n. 23, p. 1 – 5, 2012.

24. CHEGINI, G. R.; B. GHOABADIAN, B. Spray Dryer Parameters for Fruit Juice Drying. World Journal of Agricultural Sciences, v. 3, n. 2, p. 230-236, 2007.

25. CHUNG, C.; Day, D. Efficacy of Leuconostoc mesenteroides (ATCC 13 146) isomaltooligosaccharides as a poultry prebiotic. Poultry Science, v. 83, p. 1302-1306, 2004. COLLARES, F. P.; KIECKBUSCH, T. G.; FINZER, J. R. D. Revisão: A Transição Vítrea em Produtos Alimentícios. Braz. J. Food Technol., v.5, p.117-130, 2002.

26. COPPA, G. V., ZAMPINI, L., GALEAZZI, T., GABRIELLI, O. Prebiotics in human milk: A review. Digestive and Liver Disease, n. 38, p. S291–S294, 2006.

27. DAVIS, L. M. G.; MARTÍNEZ, I.; WALTER, J.; HUTKINS, R. A dose dependent impact of prebiotic galactooligosaccharides on the intestinal microbiota of health adults. International Journal of Food Microbiology, v. 144, p. 285 – 292, 2010.

28. DAY, L.; Robert B. SEYMOUR, R. B.; Keith F. PITT, K. F.; Izabela KONCZAK, I.; LUNDIN, L. Incorporation of functional ingredients into foods. Trends in Food Science & Technology, v. 20, p. 388 - 395, 2009.


29. FABRA, M. J.; MÁRQUEZ, E.; CASTRO, D.; CHIRALT, A. Effect of maltodextrins in the water-content–water activity–glass transition relationships of noni (Morinda citrifolia L.) pulp powder. Journal of Food Engineering, v. 103, p. 47–51, 2011.

30. FALLER, A. L. K.; FIALHO, E. Disponibilidade de polifenóis em frutas e hortaliças consumidas no Brasil. Revista de Saúde Pública, v. 43, n. 2, 2009.

31. FAO. Agriculture and Consumer Protection Department. Corporate document repository. Disponível em: <http://www.fao.org/docrep/007/x3996p/x3996p18.htm>. Acesso em 18 abr. 2012.

32. FONTELES, T. V.; COSTA, M. G. M.; JESUS, A. L. T.; MIRANDA, M. R. A.; FERNANDES, F. A. N.; RODRIGUES, S. Power ultrasound processing of cantaloupe melon juice: Effects on quality parameters. Food Research International, v. 48, n. 1, p. 41-48, 2012.

33. FRANÇA-SANTOS, A.; ALVES, R. S.; LEITE, N. S.; FERNANDES, R. P. M. Estudos bioquímicos da enzima bromelina do Ananas comosus (abacaxi). Scientia plena, v. 5, n. 11, 2009.

34. GABAS, A.L.; TELIS, V.R.N.; SOBRAL, P.J.A.; TELIS-ROMERO, J. Effect of maltodextrin and Arabic gum in water vapor sorption thermodynamic properties of vacuum dried pineapple pulp powder. Journal of Food Engineering, v. 82, p. 246-252, 2007.

35. GALEB, A. D .S; WROLSTAD, R. E.; MCDANIEL, M. R. Composition and quality of clarified cantaloupe juice concentrate. Journal of Food Processing and Preservation, v. 26, n. 1, 39–56, 2002.

36. GÄNZLE, M. G. Enzymatic synthesis of galacto-oligosaccharides and other lactose derivatives (hetero-oligosaccharides) from lactose. International Dairy Journal, v. 22, p.116-122, 2012.

37. GHARSALLAOUI, A.; ROUDAUT, G.; CHAMBIM, O.; VOILLEY, A.; SAUREL, R. Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: an overview. Food Res. Intl., v. 40, p.1107–1121, 2007.

38. GIBSON, G. R.; ROBERFROID, M. B. Dietary modulation of the human colonic microbiota: Introducing the concept of prebiotics. Journal of Nutrition, v. 125, p. 1401–1412, 1995.


39. GIBSON, G. R.; PROBERT, H. M.; VAN LOO, J.; RASTALL, R. A.; ROBERFROID, M. B. Dietary modulation of the human colonic microbiota: Updating the concept of prebiotics. Nutrition Research Reviews, v. 17, p. 259–275, 2004.

40. GRABITSKE, H. A.; SLAVIN, J. L. Low-Digestible Carbohydrates in Practice. J Am Diet Assoc., v. 108, p. 1677-1681, 2008.

41. GOULA, A. M.; ADAMOPOULOS, K. G. A new technique for spray drying orange juice concentrate. Innovative Food Science and Emerging Technologies, v. 11, p. 342–351, 2010.

42. GOULAS, A.; TZORTZIS, G.; GIBSON, G. R. Development of a process for the production and purification of α- and β-galactooligosaccharides from Bifidobacterium bifidum NCIMB 41171. International Dairy Journal, v.17, p. 648–656, 2007.

43. HERNANDEZ-HERNANDEZ, O.; MUTHAIYANB, A.; F.J. MORENOC, F. J.; MONTILLA, A.; SANZ, M. L.; RICKE, S. C. Effect of prebiotic carbohydrates on the growth and tolerance of Lactobacillus. Food Microbiology, v. 30, p. 355e361, 2012.

44. HERNÁNDEZ, Y.; LOBO, M. G.; GONZALEZ, M. Determination of vitamin C in tropical fruit juice. A comparative evaluation of methods. Food Chemistry, v. 96, p. 654–664, 2006.

45. HESS, J. R.; BIRKETT, A. M.; THOMAS, W.; SLAVIN, J. L. Effects od short-chain fructooligosaccharides on satiety responses in healthy and women. Appetite, v. 56, p. 128 – 134, 2011.

46. HUEBNER, J.; WEHLING, R. L.; A. PARKHURST, A.; HUTKINS, E. W. Effect of processing conditions on the prebiotic activity of commercial prebiotics. International Dairy Journal, v. 18, p. 287–293, 2008.

47. HUEBNER, J.; WEHLING, R. L.; A.; HUTKINS, E. Functional activity of commmecial prebiotics. International Dairy Journal, v. 17, p. 770 – 775, 2007.

48. HOLLOWAY, l.; MOYNUHAN, S.; ABRAMS, S. A.; KENT, K.; HSU, A. R.; FRIEDLANDER, A. L. Effects of oligofructose-enriched inulin on intestinal absorption of calcium and magnesium and bone turnover markers in postmenopausal women. British Journal of Nutrition, v. 97, p. 365–372, 2007.


49. HONORATO, T. L.; RABELO, M. C.; GONÇALVES, L. R. B.; PINTO, G. A. S.; RODRUGUES, S. Fermentation of cashew apple juice to produce high added value. World Journal of Microbiology and Biotechonology, v. 23, p. 1409 – 1415, 2007.

50. IBGE. INSTITUTO BRASILEIRO DE GEOGRAFIA E ESTATÍSTICA. Levantamento Sistemático da Produção Agrícola – LSPA. Pesquisa Mensal de Previsão e Acompanhamento das Safras Agrícolas no Ano Civil. Rio de Janeiro, 2012. Disponível em: <http://www.ibge.gov.br/home/estatistica/indicadores/agropecuaria/ lspa/default_publ_completa.shtm >. Acesso em: 24 jan. 2013.

51. IBGE. INSTITUTO BRASILEIRO DE GEOGRAFIA E ESTATÍSTICA. Produção agrícola municipal. Disponível em: <ftp://ftp. ibge.gov.br/Producao_ Agricola/ Producao_Agricola_Municipal_ %5Banual%5D/2005/>. Acesso em: 18 abr. 2012.

52. JAKUBCZYK, E.; OSTROWSKA-LIGEZA, E.; GONDEK, E. Moisture sorption characteristics and glass transition temperature of apple puree powder. International Journal of Food Science and Technology, v. 45, p. 2515–2523, 2010.

53. JAYA, S.; DAS, H. Glass Transition and Sticky Point Temperatures and Stability/Mobility Diagram of Fruit Powders. Food Bioprocess Technol, v. 2, p. 89–95, 2009.

54. JAYASUNDERA, M.; ADHIKARI, B.; HOWES, T.; ALDRED, P. Surface protein coverage and its implications on spray-drying of model sugar-rich foods: solubility, powder production and characterization. Food Chemistry, v. 128, p. 1003 – 1016, 2011.

55. JITTANIT, W.; NITI-ATT, S.; TECHANUNTACHAIKUL, O. Study of Spray Drying of pineapple juice using maltodextrin as an adjunct. Chiang Mai. J. Science, v. 37, n. 3, p. 498 – 506, 2010.

56. KHANOM, M. M.; UEDA, Y. Bioconversion of aliphatic and aromatic alcohols to their corresponding esters in melons (Cucumis melo L. cv. Prince melon and cv. Earl's favorite melon). Postharvest Biology and Technology, v. 50, n. 1, P. 18-24, 2008.

57. KIM, G.E.; KANG. H. K.; SEO, E. S.; JUNG, S. H.; PARK, J. S.; KIM, D, H.; KIM, D. W.; AHN, S. A.; SUNWOO, C.; KIM, D. Glucosylation of the flavonoid, astragalin by Leuconostoc mesenteroides B-512FMCM dextransucrase acceptor reactions and characterization of the products. Enzyme and Microbial Technology, v. 50, p. 50– 56, 2012.


58. KLEWICK, R. The stability of gal-polyols and oligosaccharides during pasteurization at a low pH. LWT, v. 40, p. 1259–1265, 2007.

59. KOEPSELL, H. J.; TSUCHIYA, H. M.; HELLMAN, N. N.; KAZENKO, A.; HOFFMAN, C. A.; SHARPE, E. S.; JACKSON, R. W. Enzymatic synthesis of dextran: acceptor specificity and chain initiation. J. Biol. Chem., v. 200, p. 793–801, 1953.

60. KUROZAWA, E. L.; PARK, K. J.; HUBINGER, M. P. Effect of maltodextrin and gum arabic on water sorption isotherms and glass transition temperature of spray dried chicken meat hydrolysate protein. J. Food Eng., v. 91, p. ]287-296, 2009.

61. LANGRISH, T. A. G.; CHAN, W. C.; KOTA, K. Comparison of maltodextrin and skim milk wall deposition rates in a pilot-scale spray dryer. Powder Technology, v. 179, p. 84- 89, 2007.

62. LAORKO, A.; LI, Z.; TONGCHITPAKDEE, S.; YOURAVONG, W. Effect of gas sparging on flux enhancement and phytochemical properties of clarified pineapplejuice by microfiltration. Separation and Purification Technology, v. 80, n. 3, p. 445-451, 2011.

63. LAORKO, A.; LI, Z.; TONGCHITPAKDEE, S.; CHANTACHUM,S .; YOURAVONG, W. Effect of membrane property and operating conditions on phytochemical properties and permeate flux during clarification of pineapplejuice. Journal of Food Engineering, v. 100, n. 3, p. 514-521, 2010.

64. LEE, SUNG, M.; CHO, S. K.; EOM, H.; KIM, S.; KIM, T.; HAN, N, S. Optimized Substrate Concentrations for Production of Long-Chain Isomaltooligosaccharides Using Dextransucrase of Leuconostoc mesenteroides B-512F. J. Microbiol. Biotechnol., v. 18, n. 6, p. 1141–1145, 2008.

65. LEÓN-MARTÍNEZ, F. M.; L.L. MÉNDEZ-LAGUNAS, L. L.; RODRÍGUEZ-RAMÍREZ, J. Spray drying of nopal mucilage (Opuntia ficus-indica): Effects on powder properties and characterization. Carbohydrate Polymers, v. 81, p. 864–870, 2010.

66. LOMAX, A. R.; CALDER, P. C. Prebiotics, immune function, infection and inflammation: a review of the evidence. British Journal of Nutrition, v. 101, p. 633–658, 2009.

67. LOUSADA JÚNIOR, J. E.; COSTA, J. M. C.; NEIVA, J. N. M.; RODRIGUEZ, N. M. Caracterização físico-química de subprodutos obtidos do processamento de frutas


tropicais visando seu aproveitamento na alimentação animal. Revista Ciência Agronômica, v.37, n.1, p.70-76, 2006.

68. MACFARLANE, G.T.; H. STEED, H.; MACFARLANE, S. Bacterial metabolism and health-related effects of galacto-oligosaccharides and other prebiotics. Journal of Applied Microbiology, v. 104, p. 305–344, 2008.

69. MARTINELLI, L. Construção e desenvolvimento de um secador de leito pulso-fluidizado para secagem de pastas e polpas. 2008. 148 f. Dissertação (Mestrado em Engenharia e Ciência de Alimentos)–Instituto de Biociências, Letras e Ciências Exatas, Universidade Estadual Paulista, São José do Rio Preto, 2008

70. MARTÍNEZ-VILLALUENGA, C.; CARDELLE-COBAS, A.; Nieves CORZO, N.; OLANO, A. Study of galactooligosaccharide composition in commercial fermented milks. Journal of Food Composition and Analysis, v. 21, p. 540– 544, 2008.

71. MATUSEK, A.; MERÉSZ, P.; LE, T. K. D.; ÖRSI, F. Effect of temperature and pH on the degradation of fructo-oligosaccharides. Eur Food Res Technol., v. 228, p. 355–365, 2009.

72. MEYER, D.; BAYARRI, S.; TÁRREGA, A.; COSTELL, E. Inulin as texture modifier in dairy products. Food Hydrocolloids, v. 25, p. 1881e1890, 2011.

73. MONSAN, O.; REMAUND-SIMÉ, M.; ANDRÉ, I. Transglucosidases as efficient tools for oligosaccharide and glucoconjugate synthesis. Current Opinion in Microbiology, v. 13, p. 293–300, 2010.

74. MOREIRA, G. E. G.; COSTA, M. G. M.; SOUZA, A. C. R.; BRITO, E. S.; MEDEIROS, M. F. D.; AZEREDO, H. M. C. Physical properties of spray dried acerola pomace extract as affected by temperature and drying aids. LWT - Food Science and Technology, v. 42, p. 641–645, 2009.

75. MORRIS, C.; MORRIS, G. A. The effect of inulin and fructo-oligosaccharide supplementation on the textural, rheological and sensory properties of bread and their role in weight management: A review. Food Chemistry, v.133, p. 237–248, 2012.

76. MRAD, N. D.; BONAZZI, C.; BOUDHRIOUA, N.; KECHAOU, N.; COURTOIS, F. Influence of sugar composition on water sorption isotherms and on glass transition in apricots. Journal of Food Engineering, v. 111, p. 403–411, 2012.


77. MUSSATTO, S. I.; MANCILHA, I. M.; Non-digestible oligosaccharides: A review. Carbohydrate Polymers, v. 68, p. 587 – 597, 2007.

78. NEVES, M. F.; KALAKI,R. B.; TROMBIN, V. G. O retrato da citricultura brasileira. São Paulo: Citrus BR, 2010. 139p.

79. NIVA, M. All foods affect health’: Understandings of functional foods and healthy eating among health-oriented Finns. Appetite, v. 48, p. 384–393, 2007.

80. OI, R. K. Secagem da biomassa de banana verde em Spray Dryer. 2011. 83 f. Tese (Doutorado em Engenharia química) - Programa de Pós Graduação em Engenharia Química, Universidade de Campinas, Campinas, 2011.

81. PEREIRA, M. A. B.; SIEBENEICHLER, S. C.; LORENÇONI, R.; ADORIAN, G. C.; SILVA, J. C.; GARCIA, R. B. M.; PEQUENO, D. N. L.; SOUZA, C. M.; BRITO, R. F. F. Qualidade do fruto de abacaxi comercializado pela Cooperfruto - Miranorte-TO. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 31, n. 4, 2009.

82. PERUGINO, G.; TRINCONE, A.; ROSSI, M.; MORACCI, M. Oligosaccharide synthesis by glycosynthases. TRENDS in Biotechnology, v. 22, n. 1, p. 31, 2004.

83. PLAYNE, M. J.; CRITTENDEN, R. G. Galacto-oligosaccharides and other products derived from lactose. In: McSweeney PLH, Fox PF, editors. Lactose, water, salts and minor constituents. 3rd ed. New York: Springer, p 121–201, 2009.

84. QUEK, S.Y.; CHOK, N.K.; SWEDLUND, P. The physicochemical properties of spraydried watermelon powder. Chemical Engineering and Processing, v. 46, n. 5, p. 386–392, 2007.

85. RABELO, M, C.; FONTES, C. P. M. L.; RODRIGUES, S. Enzyme synthesis of oligosaccharides using cashew apple juice as substrate. Bioresource Technology, v. 100, p. 5574–5580, 2009.

86. RABELO, M. C.; HONORATO, T. L.; GONÇALVES, L. R. B.; G.A.S. PINTO, G. A. S.; RODRIGUES, S. Optimization of enzymatic synthesis of isomalto-oligosaccharides production. Journal of Food Biochemistry, v.33, p. 342–354, 2009.

87. RAMOS, M. J. M.; MONNERAT, P. H.; PINHO, L. G. R.; CARVALHO, A. J. C. Qualidade sensorial dos frutos do abacaxizeiro 'imperial' cultivado em deficiência de macronutrientes e de boro. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 32, n. 3, 2010.


88. RATTANATHANALERK, M.; CHIEWCHAN, N.; SRICHUMPOUNG, W. Effect of thermal processing on the quality loss of pineapple juice. Journal of Food Engineering, v. 66, p. 259–265, 2006.

89. RATTES, A. L. R.; OLIVEIRA, W. P. Spray drying conditions and encapsulating composition effects on formation and properties of sodium diclofenac microparticles. Powder Technology, v. 171, p. 7–14, 2007.

90. RASTALL, R. A. Functional Oligosaccharides: Application and Manufacture. Annu. Rev. Food Sci. Technol., v.1, p. 305–39, 2010.

91. RENUKA, B.; KULKARNI, S. G.; VIJAYANAND, P.; PRAPULLA, S. G. Frutooligosaccharide fortification of selected fruit juice beverages: effect on the quality characteristics. LWR – Food Science and Technology, v. 42, p. 1031 – 1033, 2009.

92. ROBERFROID, M. Prebiotics: The Concept Revisited. The Journal of Nutrition, v.137, p. 830S–837S, 2007.

93. ROBERFROID, M.; GIBSON, G. R.; HOYLES, R.; Mc Cartney, A. L.; RASTALL, R.; ROWLAND, I.; WOLVERS, D.; WATZL, B.; SZAJEWSKA, H.; STAHL, B.; GUARNER, F.; RESPONDEK, F.; WHELAN, K.; COXAM, V.; DAVICCO, M. J.; LÉOTOING, L.; WITTRANT, Y.; DELZENNE, N. M.; CANI, P. D.; NEYRINCK, A. M.; MEHEUST, A. Prebiotic effects: metabolic and health benefits. British Journal of Nutrition, v.104, n. 2, august, 2010.

94. ROBYT, J. F.; YOON, S.; MUKERJEA, R. Dextransucrase and the mechanism for dextran biosynthesis. Carbohydrate Research, v. 343, p. 3039–3048, 2008.

95. RUFINO, M. S. M.; ALVES, R. E.; BRITO, E. S.; PÉRZ-JIMÉNEZ, J.; SAURACALIXTO, F.; MANCINI-FILHO, J. Bioactive compounds and antioxidant capacities of 8 non-traditional tropical fruits from Brasil. Food Chemistry, v. 121, p. 996-1002, 2010.

96. SANTIAGO-SILVA, P.; LABANCA, R.A.; GLÓRIA, M.B.A. Functional potential of tropical fruits with respect to free bioactive amines. Food Research International, v. 44, p. 1264-1268, 2011.

97. SANTOS, A.; MAURO, M. S.; DÍAZ, D. M. Prebiotics and their long-term influence on the microbial populations of the mouse bowel. Food Microbiology, v. 23, p. 498–503, 2006.


98. SANGWAN, V.; TOMAR, S. K.; SINGH, R. R. B.; SINGH, A. K.; ALI, B. Galactooligosaccharides: Novel components of designer foods. Journal of Food Science, v. 76, n. 4, p. 103 – 111, 2011.

99. SCHOLZ-AHRENS, K. E.; SCHREZENMEIR, J. Inulin and oligofrutose and mineral metabolism: the evidence from animal Trials. The Journal of Nutrition, v.137, p. 2513S – 2523S, 2007.

100. SHAH, N. P. Functional cultures and health benefits. International Dairy Journal, n. 17, p.1262–1277, 2007.

101. SHRESTHA, A. K.; HOWES, T.; ADHIKARI, B. P.; BHANDARI, B. R. Water sorption and glass transition properties of spray dried lactose hydrolysed skim milk powder. LWT, v. 40, p.1593–1600, 2007.

102. SILVA, L. M. M.; FIGUEIRÊDO, R. M. F.; SOUSA, E. P.; LIMA, A. K. V. O. Parâmetros químicos, físicos e físico-químicos de três variedades de melão. Revista Verde, v. 6, n. 5, p. 242 –246, 2011.

103. SIRÓ, I.; KÁPOLNA, E.; KÁPOLNA, B.; LUGASI, A. Functional food. Product development, marketing and consumer acceptance—A review. Appetite, v. 51, p. 456–467, 2008.

104. SLOVAL, K. M.; SUNDARARAJAN, S.; ALFARO, L.; SATHIVEL, S. Development of cantaloupe (Cucumis melo) juice powders using spray drying technology. LWT - Food Science and Technology, v. 46, p. 287 - 293, 2012. 105. SOSPEDRA, I.; RUBERT, J.; SORIANO, J. M.; MAÑES, J. Incidence of microorganisms from fresh orangejuice processed by squeezing machines. Food Control, v. 23, n. 1. P. 282-285, 2012. 106. TÁRREGA, A.; TORRES, J. D.; COSTELL, E. Influence of the chain-length distribution of inulin on the rheology and microstructure of prebiotic dairy desserts. Journal of Food Engineering, v. 104, p. 356–363, 2011.

107. TAZIMA, Z. H.; AULER, P. A. M.; NEVES, C. S. V. J.; YADA, I. F. U.; LEITE JÚNIOR, R. P. Comportamento de clones de laranja 'Valência' na região norte do Paraná. Revista Brasileira de Fruticulura, v. 30, n. 4, 2008.


108. TONON, R. V.; BARONI, A. F.; BRABET, C.; GIBERT, O.; PALLET, D.; HUBINGER, M. D. Water sorption and glass transition temperature of spray dried acai (Euterpe oleracea Mart.) juice. Journal of Food Engineering, v. 94, p. 215 – 221, 2009. 109. TONON, R. V.; BRABET, C.; HUBINGER, M. D. Influence of process conditions on the physicochemical properties of açaí (Euterpe oleraceae Mart.) powder produced by spray drying. Journal of Food Engineering, v. 88, p. 411–418, 2008. 110. TORRES, D. P. M.; GONÇALVES, M. P. F.; TEIXEIRA, J. A.; RODRIGUES, L. R. Galacto-Oligosaccharides: Production, Properties, Applications, and Significance as Prebiotics. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, v. 9, p. 438-453, 2010. 111. TZORTIZIS, G.; VULEVIC, J. Galacto-Oligosaccharide Prebiotics. In: Prebiotics and Probiotics Science and Technology, by Charalampopoulos, Dimitris; Rastall, Robert A. Springer-Verlag New York, p. 207, 2009. 112. URALA, N.; LÄHTEENMÄKI, L. Consumers changing attitudes towards functional foods. Food Quality and Preference, v. 18, p. 1–12, 2007. 113. USDA. National Nutrient Database for Standard Reference. Disponível em: < http://ndb.nal.usda.gov/ndb/foods/show/2290 > Acesso em: out. 2012. 114. VAN DE POEL, B.; CEUSTERS, J.; DE PROFT, M. P. Determination of pineapple (Ananas comosus, MD-2 hybrid cultivar) plant maturity, the efficiency of flowering induction agents and the use of activated carbon. Scientia Horticulturae, v. 120, n. 1, p. 58-63, 2009. 115. VARGAS, P. F.; CASTOLDI, R.; CHARLO, H. C. O.; BRAZ, L. T. Qualidade de melão rendilhado (Cucumis melo L.) em função do sistema de cultivo. Ciênc. agrotec., Lavras, v. 32, n. 1, p. 137-142, jan./fev., 2008. 116. VERGARA, C. M. A. C.; HONORATO, T. L.; MAIA, G. A.; RODRIGUES, S. Prebiotic effect of fermented cashew apple (Anarcadium occidentale L.) juice. Food and Science Techonology, v. 43, p. 141 – 145, 2010. 117. VETTORI, M. H. P. B.; MUKERJEA, R.; ROBYT, J. F. Comparative study of the efficacies of nine assay methods for the dextransucrase synthesis of dextran. Carbohydrate Research, v. 346, p.1077–1082, 2011.


118. VERVOOT, L.; GRAUWET, T.; KEBEDE, B.; VAN DER PLANCKEN, I.; TIMEMERMANS, R.; HENDRICKX, M.; VAN LOEY, A. Headspace fingerprinting as an untargeted approach to compare novel and traditional processing technologies: a case-study on orange juice pasteurisation. Food Chemistry, v. 134, n. 4, p. 2303-2312, 2012. 119. VILLEGAS, B.; TÁRREGA, A.; CARBONELL, I.; COSTELL, E. Optimising acceptability of new prebiotic low-fat milk beverages. Food Quality and Preference, v. 21, n. 2, march, P. 234-242, 2010. 120. VRESE, M.; SCHREZENMEIR, J. Probiotics, prebiotics and synbiotics. Adv Biochem Engin/Biotechnol, v. 111, p. 1–66, 2008. 121. VULEVIC, J.; DRAKOULARAKOU, A.; YAGOOB, P.; TZORTZIS, G.; GIBSON, G. R. Modulation of the fecal microflora profile and immune function by a novel trans-galactooligosaccharide mixture (B-GOS) in healthy elderly volunteers. Am J Clin Nutr., v. 88, p. 1438–46, 2008. 122. WANG, S.; LANGRISH, T. A review simulations and the use of additives in spray drying. Food Research International, v. 42, n. 1, p. 13 – 25, 2009. 123. WANG, W.; ZHOU, W. Characterization of spray-dried soy sauce powders using maltodextrins as carrier. Journal of Food Engineering, v. 109, p. 399–405, 2012. 124. WANG,Y. Prebiotics: Present and future in food science and technology. Food Research International, v. 42, p. 8–12, 2009. 125. WICHIENCHOT, S.; JATUPORNPIPAT, M.; RASTALL, E. A. Oligosaccharides of pitaya (dragon fruit) flesh and their prebiotic properties. Food Chemistry, v.120, p. 850–857, 2010. 126. ZHENG, H.; LU, H. Use of kinetic, Weibull and PLSR models to predict the retention of ascorbic acid, total phenols and antioxidant activity during storage of pasteurized pineapplejuice. LWT - Food Science and Technology, v. 44, n. 5, p. 1273-1281, 2011.

C a p í t u l o 1 - Síntese de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas | 53

Capítulo 1


SÍNTESE DE OLIGOSSACARÍDEOS PRÉ-BIÓTICOS EM SUCOS DE FRUTAS FONTES, C. P. M. L1.; SILVA, J. L. A2.; RABELO, M. C2.; RODRIGUES, S2.

1 Universidade Federal do Ceará, Renorbio 2Universidade Federal do Ceará, Departamento de Tecnologia de Alimentos

E-mail para contato: [email protected] RESUMO – Sucos de frutas contendo oligossacarídeos pré-bióticos têm sido alvo de intensas pesquisas, representando uma alternativa para o consumo de alimentos funcionais. Desta forma, o presente estudo objetivou a síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos nos sucos de abacaxi, melão e laranja. Para isto, foi utilizada a enzima dextrana-sacarase de L. mesenteroides B-512F e realizado um planejamento experimental composto central, variando-se as concentrações de sacarose e açúcares redutores, sendo os ensaios conduzidos durante 24h a 30°C. Os resultados demonstraram que na faixa de condições selecionadas para estudo, os sucos de abacaxi, melão e laranja são substratos adequados à síntese enzimática de oligossacarídeos, com a formação de elevadas concentrações destes pré-bióticos, obtendo-se uma produção máxima, mediante o uso de elevadas concentrações de sacarose (75 g/L) e açúcares redutores (75 g/L). Em seguida, os oligossacarídeos foram analisados quanto à sua digestibilidade in vitro e capacidade de estimular o crescimento de bifidobactérias, na qual verificou-se adequado potencial de resistência dos oligossacarídeos sintetizados à ação da hidrólise ácida e enzimática, bem como, foram favoráveis ao crescimento de bifidobactérias. Por fim, os sucos pré-bióticos foram submetidos a um tratamento térmico e realizado um estudo de estabilidade microbiológica durante 1 mês, no qual pode-se observar ausência de coliformes totais e fecais em todos os sucos em estudo. No entanto, durante este período, houve um crescimento considerável de bolores e leveduras, sendo necessária a aplicação de métodos de conservação mais eficazes. No contexto geral, os sucos de frutas em estudo constituem-se substratos de baixo custo para a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos, contribuindo para a elaboração de produtos funcionais inovadores e consequente ampliação do mercado de alimentos funcionais. Palavras-chave: oligossacarídeos pré-bióticos; dextrana-sacarase; frutas tropicais.

1. INTRODUÇÃO

Nas últimas décadas, a demanda por alimentos tem adquirido outro foco, uma

vez que, os consumidores têm acreditado cada vez mais, que os alimentos

contribuem para a saúde. Desta forma, atualmente, os alimentos não visam apenas

satisfazer à fome e prover nutrientes necessários aos indivíduos, mas, também,

prevenir a ocorrência de doenças relacionadas à nutrição e melhorar o bem-estar


físico e mental dos consumidores (DAY et al., 2009; NIVA, 2007; SHAH, 2007;

SANGWAN, et al., 2011; SIRÓ et al., 2008).

Neste contexto, uma atenção especial tem sido dada a determinados tipos de

carboidratos, denominados pré-bióticos (CHUNG; DAY, 2004), incluindo

oligossacarídeos (RASTALL, 2010; ROBERFROID et al., 2010; ROBERFROID,

2007) que podem ser produzidos pela intervenção de enzimas a partir de açúcares

como a sacarose (TORRES et al.; 2010).

Dentre estas enzimas, as glicosiltransferases podem ser eficientemente

empregadas na síntese de oligossacarídeos pré-bióticos (RABELO et al., 2009). A

enzima dextrana-sacarase (EC 2.1.4.5) é uma glicosiltransferase bacteriana

tradicionalmente utilizada na síntese do polissacarídeo dextrana, utilizando a

sacarose como indutor. No entanto, quando além de sacarose, um aceptor (maltose,

frutose, glicose) é também utilizado como segundo substrato, parte das unidades de

glicose provenientes da quebra da sacarose promovida pela enzima é desviada da

cadeia de dextrana sendo incorporadas neste segundo substrato, formando

oligossacarídeos (HEINCKE et al., 1999; HONORATO et al., 2007; KIM et al., 2012;

KITAOKA; ROBYT, 1999; RABELO; FONTES; RODRIGUES, 2009; ROBYT; YOON;

MUKERJEA, 2008; VERGARA et al.; 2010).

De acordo com a reação do aceptor, durante a reação enzimática, são

formados oligossacarídeos com graus de polimerização entre 2 e 10, que são

considerados carboidratos pré-bióticos (CHUNG e DAY, 2004; RABELO; FONTES;

RODRIGUES, 2009). Tais carboidratos são seletivamente fermentados por

bifidobactérias no intestino humano, estimulando o seu crescimento e atividade,

inibindo o crescimento de micro-organismos patógenos como a Salmonella sp. e

Escherichia coli, conferindo saúde e bem-estar ao indivíduo (MUSSATTO;

MANCILHA, 2007; RABELO; FONTES; RODRIGUES, 2009; WANG, 2009;

RASTALL, 2010).

O mercado global de alimentos funcionais tem crescido consideravelmente,

bem como o consumo de sucos de frutas contendo pré-bióticos (RENUKA et al.,

2009). Estes têm sido sugeridos como veículos para estes ingredientes funcionais,

uma vez que sua composição já apresenta nutrientes benéficos, têm perfis de sabor

que agradam a todos os grupos etários, sendo ainda, saudáveis e refrescantes

(LUCKOW; DELAHUNTY, 2004).


O Brasil apresenta uma das maiores biodiversidades do mundo, incluindo

uma grande variedade de espécies de frutas, que apresentam características

sensoriais únicas e elevadas concentrações de nutrientes (SOUZA et al., 2012).

O abacaxi (Ananas comosus) é uma fruta tropical com atrativas

características sensoriais e nutricionais (RAMALLO; MASCHERONI, 2012;

HOSSAIN; RAHMAN, 2011). O melão (Cucumis melo L.) é bastante apreciado no

Brasil, cujo consumo está relacionado ao seu teor de sólidos solúveis, responsável

pelo sabor e sua qualidade nutricional, sendo considerado pouco calórico e boa

fonte de sódio, potássio e vitaminas (VARGAS et al., 2008). A laranja (Citrus

sinensis L.) apresenta grande importância econômica devido à alta produtividade e

qualidade dos frutos (TAZIMA et al., 2008); seu suco é considerado uma

combinação perfeita entre sabor e saúde, sendo o preferido em muitos países, além

de apresentar importante valor nutricional (DELLA TORRE et al., 2003).

Desta forma, o presente estudo visou determinar o potencial dos sucos de

abacaxi, melão e laranja para a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos, no

desenvolvimento de alimentos funcionais inovadores.

2. MATERIAL E MÉTODOS

2.1. Preparo dos sucos

Para o preparo dos sucos, foram utilizadas polpas de abacaxi (Ananas

comosus L.) e melão (Cucumis melo L.) obtidas de um fornecedor local, na cidade

de Fortaleza (Brasil) e suco concentrado de laranja (Citrus sinensis L.) (Lanjal®), os

quais foram armazenados congelados (-18°C) até o uso. Para a preparação dos

sucos, as polpas foram diluídas na proporção de 100 g de polpa para 200 mL de

água. O suco de laranja concentrado foi diluído na proporção de 1 parte de suco

para 7 de água, conforme as descrições do fabricante.


2.2. Caracterização físico-química dos sucos

Os sucos foram inicialmente caracterizados quanto ao pH, por potenciometria

direta, em equipamento de marca Marconi®, modelo PA200, conforme a AOAC

(1992) e teores de açúcares, por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE).

Todos os ensaios foram realizados em triplicata.

2.3. Obtenção da enzima dextrana-sacarase

A enzima dextrana-sacarase foi obtida por processo fermentativo com o

micro-organismo Leuconostoc mesenteroides B512F, em meio sintético otimizado,

utilizando-se sacarose (indutor da produção da enzima) como fonte de carbono

conforme descrito por Guimarães et al. (1999), o qual está descrito na Tabela 1.

Tabela 1 - Meio padrão otimizado (Guimarães et al., 1999)

Reagente Concentração (g/L)

Sacarose 50,0 Extrato de levedura 20,0

Fosfato de potássio dibásico 20,0 Sulfato de magnésio 0,20 Sulfato de manganês 0,01

Sulfato ferroso 0,01 Cloreto de cálcio 0,02 Cloreto de sódio 0,01

A produção da enzima foi realizada em 1,0 L de meio sintético, por processo

batelada alimentada em fermentador TECNAL, modelo TECBIO com capacidade

para 1,5 L, a temperatura de 30 °C sob agitação de 150 rpm (BAZÁN,1993). Neste

processo, realizou-se uma alimentação intermitente, constituída de uma solução

concentrada de NaOH (120 g/L) contendo sacarose (300 g/L). O NaOH foi utilizado

para manter o pH do meio, por mais tempo, na faixa ótima de crescimento do micro-

organismo (pH 6,5) enquanto que a adição de sacarose teve o objetivo de aumentar

o rendimento do processo e evitar a falta deste nutriente. O controle do pH da


reação foi interrompido após 6h de fermentação, na qual não realizou-se mais a

alimentação do meio, e o processo mantido por mais 2 horas a fim de proporcionar

queda do pH para 5,2 e consumo da sacarose residual. Em seguida foi realizada a

purificação parcial da enzima, por precipitação com a adição de polietileno glicol

(PEG 1500), segundo Rodrigues (2003). A enzima obtida foi estocada congelada em

freezer (–20 °C).

2.4. Estabilidade da enzima dextrana-sacarase nos sucos de abacaxi, melão e

laranja

Para o teste de estabilidade da enzima dextrana-sacarase, inicialmente,

ajustou-se a quantidade de sacarose (75 g/L) e açúcares redutores (75 g/L) dos

sucos, adicionando-se açúcares aos mesmos, bem como seu pH, com ácido acético,

para 5,2, pH ótimo de atividade da enzima. Em seguida, retirou-se uma alíquota de 5

mL de cada suco, a qual adicionou-se 1 UI/mL da enzima dextrana-sacarase e três

gotas de azida sódica 1% (m/v), a fim de evitar contaminação microbiológica e

realizou-se o estudo por um período de 48h a 30 °C, sem agitação, conforme

descrito por Silva, Rabelo, Rodrigues (2012). A estabilidade da enzima foi verificada

através da determinação da atividade enzimática, nos intervalos 0, 6, 12, 24 e 48

horas.

A atividade enzimática da dextrana-sacarase foi determinada pela

quantificação de açúcares redutores pelo método de DNS (ácido 3,5-dinitrosalicílico)

(Miller, 1959). Os ensaios foram realizados em condições ótimas de síntese (pH 5,2,

30°C). A atividade enzimática foi expressa em termos de unidade internacional por

mililitro (IU/mL), na qual uma unidade internacional é definida como a quantidade de

enzima que libera 1 µmol de açúcar redutor por minuto, sob condições ideais de

reação (30 °C e pH 5,2), tendo a sacarose como substrato (Robyt e Walseth, 1979).

Para a determinação da atividade da enzima dextrana-sacarase, foram preparados

100 mL de uma solução de atividade contendo 18,2 mL de uma solução estoque de

sacarose (600 g/L) em tampão acetato de sódio 20 mM com 0,05 g/L de CaCl2, e 4,5

mL de solução tampão de acetato de sódio 20 mM com 1,2 g/L de CaCl2. O pH da

solução foi ajustado com ácido acético para 5,2. Uma alíquota de 450 µL desta

solução de atividade foi adicionada a dois tubos de ensaio e em seguida, uma


alíquota de 50 µL da amostra (suco contendo a enzima) foi adicionada a cada tubo

de ensaio, que foram incubados a 30°C em banho termostatizado. Foram

adicionados 500 µL do reagente de DNS a cada um dos tubos nos tempos 0 e 10

minutos respectivamente. Os tubos foram então aquecidos por 5 minutos a 100°C e

resfriados à temperatura ambiente (25 °C) em banho de gelo. A cada um dos tubos

foram adicionados 9,0 mL de H2O destilada. Os tubos foram homogeneizados e a

leitura foi realizada em espectrofotômetro a 540 nm contra o branco da solução de

atividade, ao qual foi adicionado 50 µL de H2O destilada, em substituição à amostra

contendo a enzima.

2.5. Síntese enzimática dos oligossacarídeos pré-bióticos

Após a determinação da estabilidade da enzima dextrana-sacarase foram

realizados, para cada suco, 11 ensaios da síntese enzimática. Para isto, inicialmente

ajustaram-se as concentrações de açúcares nos sucos, por diluição ou adição de

açúcares aos mesmos, a fim de que apresentassem as concentrações descritas no

planejamento experimental compósito central 22 (RODRIGUES; IEMMA, 2005)

(Tabela 2), no qual foram avaliados os efeitos das concentrações de sacarose e

açúcares redutores, na produção dos oligossacarídeos.

Tabela 2. Planejamento experimental compósito central 22 para síntese de oligossacarídeos pré-bióticos

Ensaio Sacarose (g/L) Açúcares redutores (g/L)

1 25,0 25,0 2 25,0 75,0 3 75,0 25,0 4 75,0 75,0 5 14,6 50,0 6 85,3 50,0 7 50,0 14,6 8 50,0 85,3 9 50,0 50,0 10 50,0 50,0 11 50,0 50,0


Em seguida, ajustou-se o pH dos sucos para 5,2, com ácido acético para o

suco de melão e NaOH (1,0 N) para os sucos de abacaxi e laranja. Posteriormente,

adicionou-se 1 UI/mL da enzima dextrana-sacarase e três gotas de azida sódica 1%

(m/v) a fim de evitar contaminação microbiológica durante a síntese. Os 11 ensaios

foram conduzidos por um período de 24 h a 30 °C, conforme Rabelo et al. (2006).

2.6. Determinação dos oligossacarídeos formados por Cromatografia em

Camada Delgada (CCD)

Os oligossacarídeos pré-bióticos foram detectados através de Cromatografia

de Camada Delgada (CCD), em placas de sílica gel da marca Whatman do tipo K6

(sílica gel 60 A), utilizando o sistema acetonitrila/acetato de etila/1-propanol/água

(85:20:50:90), conforme Rodrigues (2003). Alíquotas de 10,0 µL das amostras e da

solução padrão contendo glicose, frutose e sacarose foram inseridas na placa à

temperatura ambiente. Foram realizadas duas ascensões, cuja duração média foi de

2 h cada, a 30 °C. Como sistema de detecção foi utilizada uma solução constituída

de 0,3 % (m/v) de 1- naftiletilenodiamina e 5 % (v/v) de H2SO4 concentrado em

metanol. Ao término das ascensões, as placas foram secas e mergulhadas no

reagente de detecção. Após secagem natural em capela a 25 °C, as placas foram

colocadas em estufa a 120 °C por 10 minutos para revelação das bandas. Cada

banda formada correspondente a um determinado grau de polimerização dos

oligossacarídeos produzidos.

2.7. Determinação dos carboidratos

Após a síntese enzimática, a dextrana formada foi removida por precipitação

com etanol 96% v/v na proporção 1:3 (suco sintetizado:álcool), re-suspensa em

água destilada e quantificada segundo o método para determinação de carboidratos

totais (DUBOIS et al., 1956). O sobrenadante, contendo os oligossacarídeos

formados e os açúcares residuais, foi analisado por Cromatografia Líquida de Alta

Eficiência (CLAE). Para isto, inicialmente, as amostras foram diluídas a uma

proporção de 1:10, com água deionizada e em seguida, submetidas a um processo


de limpeza com cartucho de extração em fase sólida, cartucho C18 (Bond Elut C18,

da marca Varian), a fim de promover a retirada das que conferem cor aos sucos, que

podem interferir na determinação do analito de interesse. A extração foi realizada a

uma velocidade média de fluxo correspondente a uma gota a cada três segundos

(Sancho, 2006). Posteriormente, as amostras foram filtradas em membrana de

acetato de celulose, com 13 mm de diâmetro e poros de 0,45 µm, acoplada a uma

seringa Hamilton, e acondicionadas em frascos eppendorfs.

Para a análise, utilizou-se um cromatógrafo líquido da marca Varian,

composto por duas bombas de alta pressão Pro Star 210, um detector de índice de

refração (IR) Pro Star 355 Varian, um injetor automático Pro Star 310 Varian, com

agulha de amostragem de 20 µL, um desgaseificador e forno para termostatização

da coluna. A separação cromatográfica foi realizada a 85 °C em coluna para

separação de açúcares BioRad HPX-87C (8,0 mm x 300 mm), utilizando-se água

Milli-Q (MILLIPORE®) como fase móvel, em fluxo de 0,6 mL/min, com detector de

Índice de Refração (IR) a 35 °C. Todas as amostras foram analisadas em duplicata.

O software ProStar WS 6.0 foi utilizado para a aquisição e tratamento dos dados.

A partir dos resultados de açúcares residuais, foi realizado um balanço de

massa (conforme as Equações 1 a 4) para quantificação dos oligossacarídeos

formados.

GlicOligos (g/L) = GlicCONS - Dxt (1)

FrutOligos (g/L) = FrutCONS (2)

Prod (g/L) = Dxt + GlicOligos + FrutOligos (3)

OligosT (g/L) = Prod - Dxt (4)

Onde:

GlicOligos Glico-oligossacarídeos

GlicCONS Glicose Consumida

FrutOligos Fruto-oligossacarídeos


FrutCONS Frutose Consumida

Dxt Dextrana

Prod Produção

OligosT Oligossacarídeos Totais

2.8. Estabilidade microbiológica dos sucos pré-bióticos

A estabilidade microbiológica foi determinada mediante o preparo dos sucos,

nas melhores condições de síntese, previamente determinadas, sem a adição de

azida sódica e submetidos a tratamento térmico a 90 °C por 1 a 2 minutos. Em

seguida, os sucos foram resfriados em banho de gelo e armazenados sob

refrigeração (5 °C) para a verificação mensal de sua estabilidade microbiológica, por

um período de três meses.

Para a verificação da estabilidade microbiológica, foram realizadas contagens

de bolores e leveduras (SILVA et al, 2010) e análise de coliformes totais e fecais

(PETRIFILMTM).

2.9 Hidrólise ácida e enzimática dos oligossacarídeos pré-bióticos

Este estudo foi realizado de forma a estabelecer in vitro, condições similares à

do trato digestivo humano, no qual o alimento é submetido à acidez estomacal (pH =

2) e à ação de enzimas lipolíticas e proteolíticas, durante sua passagem pelo trato

digestivo.

Para isto, realizou-se uma síntese enzimática dos oligossacarídeos em meio

sintético contendo sacarose e açúcares redutores (glicose e frutose) nas

concentrações definidas no ensaio 4 (75 g/L de sacarose e 75 g/L de açúcares

redutores) e 5 (14,6 g/L de sacarose e 50 g/L de açúcares redutores) do

planejamento experimental anteriormente descrito na Tabela 1, nos quais obteve-se

produção máxima dos oligossacarídeos nos sucos de abacaxi, melão e laranja; e

uma concentração de oligossacarídeos nos limites de recomendação de ingestão


diária. Em seguida, os oligossacarídeos formados foram submetidos a hidrólise

ácida e enzimática segundo a metodologia descrita por com Nilsson e Bjorck (1988)

com modificações, detalhadas nos tópicos 2.9.1 e 2.9.2, que se encontra a seguir.

2.9.1 Hidrólise ácida

Aos meios contendo os oligossacarídeos (ensaios 4 e 5 da síntese

enzimática), foi adicionado igual volume de solução de HCl 0,10 M (proporção 1:1)

pH = 2,0, a fim de que a mistura apresentasse uma concentração final de HCl de

0,05 M. Em seguida, a mistura foi incubada a 37 °C em banho termostatizado por

120 minutos. Alíquotas da amostra foram retiradas em intervalos de 0, 30, 60, 90 e

120 minutos e submetidas à análise de açúcares redutores pelo método de DNS

(Miller, 1959).

2.9.2 Hidrólise enzimática

A hidrólise enzimática foi realizada utilizando-se um complexo enzimático

comercial enzimático comercial Enzyfor (VITAFOR®) constituído de enzimas

amilases (80 mg/g), proteases (33,3 mg/g), lipases (2,6 mg/g) e lactases (13,3 mg/g),

além de maltodextrina como excipiente. Para isto, pesou-se 0,1 g de enzima

comercial e adicionou-se a 3,0 mL de cada meio contendo os oligossacarídeos

sintetizados (ensaios 4 e 5). Em seguida, as amostras foram incubadas a 37 °C em

banho termostatizado por 180 minutos. Alíquotas das amostras foram retiradas em

intervalos de 0, 30, 60, 90, 120 e 180 minutos e submetidas à análise de açúcares

redutores pelo método de DNS (ácido 3,5-dinitrosalicílico) (Miller, 1959). As

amostras também foram submetidas à técnica de Cromatografia em Camada

Delgada, conforme descrito por Rodrigues (2003), a fim de verificar a presença dos

oligossacarídeos através das bandas formadas, as quais corresponderiam aos graus

de polimerização desses oligossacarídeos.


2.10 Crescimento de bifidobactérias em meio contendo oligossacarídeos pré-

bióticos

2.10.1 Preparo do meio do meio basal para o crescimento de

bifidobactérias

A síntese enzimática realizada nos sucos em estudo visou à obtenção de

compostos com atividade pré-biótica, possibilitando a obtenção de bebidas com

propriedades funcionais. Para confirmar a atividade pré-biótica dos oligossacarídeos

formados por síntese utilizando-se a enzima dextrana-sacarase, realizou-se um

estudo in vitro, para verificar o crescimento de bifidobactérias na presença desses

oligossacarídeos.

Para isto, incialmente, realizou-se uma síntese enzimática em meio sintético,

contendo 75 g/L de sacarose e 75 g/L de açúcares redutores (glicose e frutose), por

um período de 4h, a fim de obter oligossacarídeos a serem utilizados na formulação

de meios de cultura para a avaliação do crescimento de bifidobactérias.

Para o cultivo das bifidobactérias foi utilizado um meio basal (MB) constituído

por peptona (10g), caldo nutriente (Himedia®) (10g), tween 80 (1 mL), L-cisteína

(0,5g), água destilada (1 L) e pH=7. O meio basal foi suplementado com o

oligossacarídeo pré-biótico previamente sintetizado de forma que a concentração

final do pré-biótico no meio fosse de 2,0 g/L, conforme metodologia descrita por

Rada et al. (2008), com modificações. Como controle, utilizou-se um meio

suplementado com fruto-oligossacarídeo (FOS) comercial (Corn Products®).

2.10.2 Cultivo das bifidobactérias

Inicialmente, incubou-se o meio basal (pH = 7,0) com o micro-organismo

Lactobacillus delbrueckii subsp. Bulgaricus B-548 a 37 °C por 24h, a fim de que o

mesmo consumisse os açúcares simples residuais da síntese enzimática, presentes

no meio, haja vista que esse micro-organismo apresenta característica de utilizar

apenas os açúcares simples (glicose, frutose, sacarose) como fonte de carbono,

permanecendo os oligossacarídeos adicionados (RADA et al., 2008). Após o

crescimento do L. delbrueckii, o meio foi centrifugado (10000g/ 5 min.) e o


sobrenadante obtido, teve seu pH ajustado para 7,0, distribuído em tubos de ensaio

(10 mL) e esterilizados a 121 °C por 15 minutos.

O efeito pré-biótico dos oligossacarídeos foi avaliado utilizando-se quatro

espécies de bifidobactérias, comumente utilizadas como probióticos (Bifidobacterium

animalis B-41406, B. breve B-41408, B. bifidum B-41410, e B. infantis B-41661) que

foram incialmente, cultivadas em meio caldo MRS (Man Rogosa e Sharpe)

(Himedia®) durante 24h a 37 °C. Em seguida, foram retiradas alíquotas de 0,3 mL de

cada meio de cultivo das bifidobactérias, adicionados ao meio basal centrifugado e

incubadas a 37 °C por 24 a 48h em estufa sob condições de anaerobiose (5% de

CO2). O crescimento das bifidobactérias foi verificado pela medida da densidade

ótica em espectrofotômetro a 620 nm e a partir desses resultados, calculou-se as

absorbâncias relativas (ABS/ABS0). As análises foram realizadas em triplicata.

3 RESULTADOS E DISCUSSÃO


Inicialmente, os sucos foram caracterizados quanto ao seu pH e composição

de açúcares, conforme apresentado na Tabela 3.

Tabela 3. Composição de açúcares dos sucos in natura de abacaxi, melão e laranja.

Pode-se verificar que o suco de abacaxi in natura apresenta elevada

quantidade de sacarose, comparada à sua composição em açúcares redutores,

sendo necessária a adição desses últimos, a fim de favorecer a síntese dos pré-

bióticos. O suco de melão por sua vez, apresentou maior teor de açúcares redutores

que sacarose. Por fim, o suco de laranja, apresentou quantidade de sacarose e

açúcares redutores, similares, na qual vale ressaltar, que para seu preparo, utilizou-

Suco In natura

pH Sacarose

(g/L) Açúcares redutores

(g/L) Abacaxi 3,46 41,22 ± 0,02 3,42 ± 0,10 Melão 6,05 9,53 ± 0,14 28,14 ± 0,28

Laranja 3,45 30,29 ± 0,08 34,41 ± 0,04


se um suco de laranja concentrado adicionado de sacarose, o que justifica o elevado

teor deste açúcar.

3.2. Estabilidade da enzima dextrana-sacarase nos sucos

Após a caracterização dos sucos, foi realizado um teste de estabilidade da

enzima dextrana-sacarase por um período de 48h. A Figura 1 mostra os resultados

de atividade relativa da enzima dextrana-sacarase em função do tempo.

Figura 1. Atividade relativa percentual da enzima dextrana sacarase em

função do tempo, nos sucos de abacaxi, melão e laranja.

Na Figura 1 pode-se observar uma redução da atividade no período de 0 a

6h, seguindo de um aumento até as 12h e posterior decréscimo da atividade

enzimática até as 48h de ensaio. Sugere-se que esta variação pode ser atribuída à

constituição dos sucos, que pode influenciar na conformação da enzima, tornando-a

instável, resultando na diminuição da sua atividade. O decréscimo na atividade a

partir de 12h de ensaio, também pode ser oriundo de perda da estabilidade da

enzima, resultando em redução na taxa de reação, em virtude de sua longa

exposição aos constituintes do suco e à temperatura ambiente.


A determinação dos fatores responsáveis por este comportamento da enzima

dextrana-sacarase nos sucos torna-se difícil, haja vista, que até o momento não se

conseguiu determinar a estrutura da enzima e a partir desta, indicar componentes

que podem interferir em sua atividade.

O aumento e diminuição na atividade enzimática também foi relatado por

Honorato e Rodrigues (2010) para a dextrana-sacarase de L. mesenteroides B-512F

em suco de caju fermentado. Girard e Legoy (1999) também relataram um

comportamento semelhante para a dextrana sacarase liofilizada comercial obtida do

L. mesenteroides B-512F na presença de vários solventes orgânicos.

No entanto, visando à formação de oligossacarídeos nos sucos, observou-se

que a enzima dextrana-sacarase se manteve ativa no decorrer do estudo,

demonstrando a viabilidade dos sucos de abacaxi, melão e laranja, para a síntese

enzimática, destacando-se o suco de laranja que apresentou atividade relativa

superior à inicial (tempo 0), inclusive com 48h de ensaio.

3.3 Síntese enzimática dos oligossacarídeos pré-bióticos

Mediante os resultados obtidos na caracterização físico-química, verificou-se a

necessidade da adição de sacarose e açúcares redutores aos sucos in natura, a fim

de ajustar suas concentrações de acordo com o planejamento experimental, para a

síntese dos oligossacarídeos pré-bióticos. O pH dos sucos foi ajustado para 5,2,

com ácido acético para o suco de melão e com NaOH (1,0N) para os sucos de

abacaxi e laranja.

Após o período de síntese, os sucos foram analisados através da técnica de

Cromatografia em Camada Delgada (CCD), a fim de verificar a formação de bandas,

as quais são correspondentes aos graus de polimerização dos oligossacarídeos

formados nos sucos de abacaxi, melão e laranja, conforme apresentado nas Figuras

2, 3 e 4, respectivamente.


Figura 2. Graus de polimerização dos oligossacarídeos formados no suco de abacaxi através de síntese enzimática, detectados por cromatografia de camada delgada. P representa o padrão contendo frutose, glicose e sacarose, DP representa o grau de polimerização dos oligossacarídeos formados e os números 1-11 representam os ensaios 1 ao 11 do planejamento experimental, conforme a Tabela 2.

DP 3

DP 4

DP 5

DP 6

P 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11


DP 3

DP 4

DP 5

DP 6

DP 7

DP 8

DP 9

DP 10

P 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

Figura 3. Graus de polimerização dos oligossacarídeos formados no suco de melão através de síntese enzimática, detectados por cromatografia de camada delgada. P representa o padrão contendo frutose, glicose e sacarose, DP representa o grau de polimerização dos oligossacarídeos formados e os números 1-11 representam os ensaios 1 ao 11 do planejamento experimental, conforme a Tabela 2.


Figura 4. Graus de polimerização dos oligossacarídeos formados no suco de laranja através de síntese enzimática, detectados por cromatografia de camada delgada. P representa o padrão contendo frutose, glicose e sacarose, DP representa o grau de polimerização dos oligossacarídeos formados e os números 1-11 representam os ensaios 1 ao 11 do planejamento experimental, conforme a Tabela 2.

É possível observar que, no suco de melão, houve a formação de ampla

variedade de oligossacarídeos pré-bióticos, especialmente, nos ensaios 4 e 6, nos

quais podemos visualizar a presença de graus de polimerização (DP) até 10,

facilmente demonstrados pelas bandas formadas na placa. Nestes ensaios, foram

utilizadas elevadas concentrações de açúcares redutores combinadas com elevados

teores de sacarose, substratos essenciais à síntese dos oligossacarídeos (RABELO;

FONTES; RODRIGUES, 2009). No suco de laranja, também houve a formação de

oligossacarídeos com elevado grau de polimerização (DP 7), porém com uma

intensidade bem menor para as bandas formadas.

DP 3

DP 4

DP 5

DP 6

DP 7

P 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11


O suco de abacaxi apresentou uma síntese mais discreta quanto aos graus

de polimerização dos oligossacarídeos, (DP 6). Embora tenham sido utilizadas as

mesmas condições de síntese para todos os sucos em estudo, pode-se observar

comportamentos bastante diferenciados entre eles. Sabe-se que os sucos de frutas

apresentam composição química bastante peculiar, de modo que esta pode de

alguma maneira, interferir na ação da enzima dextrana-sacarase, resultando

comportamentos diversos. No entanto, considerando-se que os oligossacarídeos

com propriedade pré-biótica são compostos formados por 3 a 10 unidades de

monossacarídeos, podemos observar que todos os sucos em estudos, caracterizam-

se como excelentes meios para a síntese enzimática destes compostos.

Posteriormente, os açúcares residuais da síntese enzimática foram

quantificados por Cromatografia Líquida de Alta eficiência (CLAE), a fim de

determinar a quantidade de oligossacarídeos formados por balanço de massa. Na

Tabela 4 estão apresentadas as concentrações de oligossacarídeos pré-bióticos

formados nos sucos em estudos, em todos os ensaios do planejamento

experimental.

Tabela 4. Resultados de oligossacarídeos pré-bióticos formados para os sucos, de acordo, com o planejamento experimental

Pode-se observar que, em todos os sucos estudados, no ensaio 4 houve a

formação da maior concentração de oligossacarídeos. Neste ensaio, utilizou-se

elevadas concentrações de sacarose (75,0 g/L) e de açúcares redutores (75,0 g/L).

Ensaio Oligossacarídeos (g/L)

Abacaxi Melão Laranja

1 45,36 47,65 44,98 2 92,84 92,96 91,33 3 96,27 92,92 92,32 4 141,10 138,52 139,78 5 61,16 60,95 58,56 6 122,34 123,01 130,17 7 57,06 59,66 57,77 8 123,08 116,10 123,62 9 92,54 92,96 92,21

10 92,54 93,90 92,61 11 91,57 92,63 91,08


Esta combinação se faz necessária, uma vez que as unidades de glicose

provenientes da quebra da sacarose são utilizadas para a obtenção dos

oligossacarídeos e os açúcares redutores atuam como aceptores da reação de

síntese de oligossacarídeos pré-bióticos, favorecendo sua formação (RABELO;

FONTES; RODRIGUES, 2009)

Constatou-se também, que os sucos, demonstraram comportamento similar

para a síntese enzimática dos oligossacarídeos, mediante a formação de pré-

bióticos em quantidades aproximadas, em todos os ensaios do planejamento

experimental.

Durante a síntese enzimática, além dos oligossacarídeos, há produção do

polissacarídeo dextrana. Nas Tabelas 5, 6 e 7 são apresentados os resultados de

dextrana formada em cada ensaio do planejamento experimental para os sucos de

abacaxi, melão e laranja, respectivamente.

Tabela 5. Resultados de açúcares residuais e dextrana formada para o suco de abacaxi

*Nd – não detectado

Ensaio ABACAXI

Sacarose (g/L) Açúcares redutores

(g/L) Dextrana

(g/L) 1 Nd 0,60 ± 0,09 4,03 ± 0,05 2 Nd 2,10 ± 0,00 5,05 ± 0,02 3 0,19 ± 0,00 0,51 ± 0,00 3,21 ± 0,06 4 0,69 ± 0,01 2,01 ± 0,01 6,89 ± 0,12 5 Nd 0,86 ± 0,00 2,62 ± 0,00 6 0,98 ± 0,00 1,38 ± 0,00 11,63 ± 0,74 7 0,39 ± 0,02 0,38 ± 0,00 7,26 ± 0,21 8 0,32 ± 0,00 2,59 ± 0, 00 9,49 ± 0,09 9 0,33 ± 0,00 1,28 ± 0, 00 6,18 ± 0,29

10 0,34 ± 0,00 1,32 ± 0, 00 6,16 ± 0,03 11 0,45 ± 0,00 1,65 ± 0, 00 6,72 ± 0,08


Tabela 6. Resultados de açúcares residuais e dextrana formada para o suco de melão

*Nd – não detectado.

Tabela 7. Resultados de açúcares residuais e dextrana formada para o suco de laranja

*Nd – não detectado.

Ensaio

MELÃO


(g/L) Dextrana (g/L)

1 Nd 0,43 ± 0,00 1,91 ± 0,00 2 Nd 1,64 ± 0,00 5,40 ± 0,04 3 Nd 0,94 ± 0,00 6,13 ± 0,05 4 Nd 2,05 ± 0,18 11,05 ± 0,83 5 Nd 0,74 ± 0,02 2,94 ± 0,16 6 Nd 2,23 ± 0,00 10,10 ± 0,37 7 Nd 0,95 ± 0,27 4,03 ± 0,31 8 Nd 4,21 ± 0,00 15,03 ± 0,11 9 Nd 1,13 ± 0,13 5,90 ± 0,40

10 Nd 1,59 ± 0,01 6,90 ± 0,07 11 Nd 1,55 ± 0,25 5,81 ± 0,55

Ensaio

LARANJA


(g/L)

Dextrana (g/L)

1 Nd 0,70 ± 0,01 5,03 ± 0,03 2 Nd 2,06 ± 0,06 7,30 ± 0,20 3 Nd 1,30 ± 0,02 7,68 ± 0,13 4 Nd 1,60 ± 0,88 9,00 ± 0,20 5 Nd 0,60 ± 0,05 6,03 ± 0,06 6 Nd 2,23 ± 0,10 4,56 ± 0,01 7 Nd 0,85 ± 0,02 6,88 ± 0,06 8 Nd 2,63 ± 0,05 9,98 ± 0,09 9 Nd 2,15 ± 0,85 7,64 ± 1,14 10 Nd 1,52 ± 0,09 7,21 ± 0,16 11 Nd 1,73 ± 0,06 7,84 ± 0,58


Em todos os sucos, verifica-se a presença de pequenas quantidades de

açúcares residuais, especialmente, de sacarose, cujo consumo justifica-se por ser o

substrato da enzima dextrana-sacarase, a qual é utilizada tanto para a síntese de

oligossacarídeos, bem como, do polissacarídeo dextrana (RABELO; FONTES;

RODRIGUES, 2009)

Pode-se também observar, a formação de dextrana em todos os sucos, com

concentração máxima de 11,64 g/L no suco de abacaxi, 15,03 g/L no suco de melão

e 9,98 g/L no suco de laranja. Apesar da síntese enzimática em estudo visar à

formação de oligossacarídeos e que estes tenham sido produzidos em elevadas

quantidades, a produção de dextrana, pode ser reduzida, dependendo das

condições de síntese, mas não será suprimida, haja vista, ser o produto principal da

enzima dextrana-sacarase. De acordo com Rodrigues (2003), quanto mais sacarose

estiver disponível, mais dextrana será formada. Rabelo; Fontes; Rodrigues (2009),

ao estudarem a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de caju,

observaram que a formação de dextrana é maximizada quando são empregadas

elevadas concentrações de sacarose, combinadas com baixas concentrações de

açúcares redutores.

Segundo Kassai (2012), a dextrana é um polissacarídeo utilizado na indústria

de alimentos como espessante, emulsificante e estabilizantes e com potencial

aplicação em produtos de panificação, bebidas e gelados, em virtude de sua

capacidade em impedir a cristalização e reter a umidade. Desta forma, sua formação

no suco poderá contribuir para uma melhor viscosidade do produto.

No entanto, mesmo havendo a formação de dextrana, elevadas

concentrações de oligossacarídeos foram produzidas em todos os ensaios.

Nas Figuras 5, 6 e 7 são apresentados os efeitos das variáveis independentes

(sacarose e açúcares redutores) na concentração de oligossacarídeos formados,

nos sucos de abacaxi, melão e laranja, respectivamente.


Figura 5. Diagrama de pareto para o efeito estimado das variáveis independentes na síntese de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de abacaxi, de acordo com planejamento experimental.

-,250201

,4327074

-,480492

23,80791

23,84203

p=,05

Açúcares Redutores (g/L)(Q)

Sacarose (g/L)(Q)

1Lby 2L

(1)Sacarose (g/L)(L)

(2)Açúcares Redutores (g/L)(L)

-,250201

,4327074

-,480492

Figura 6. Diagrama de pareto para o efeito estimado das variáveis independentes na síntese de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de melão de acordo com planejamento experimental

,0537651

,1594897

-1,64882

22,3818

23,41325

p=,05

1Lby2L

Sacarose (g/L)(Q)




-1,64882

Efeito Estimado Padronizado (Valor absoluto)

Efeito Estimado Padronidado (Valor absoluto)


Figura 7. Diagrama de pareto para o efeito estimado das variáveis independentes na síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de laranja, de acordo com planejamento experimental

,5318493

-1,69297

2,491309

63,33498

66,76622

p=,05

1Lby2L


Sacarose (g/L)(Q)



,5318493

-1,69297

2,491309

Com base nas Figuras 5, 6 e 7 é possível verificar que, no intervalo de

confiança de 95%, os efeitos lineares da sacarose e dos açúcares redutores foram

significativos para a síntese de oligossacarídeos e influenciaram positivamente na

formação dos pré-bióticos, dentro da faixa estudada. Resultado similar foi obtido por

Rabelo (2008), no qual observou que a sacarose e os açúcares redutores

apresentavam efeito positivo na concentração dos oligossacarídeos formados no

suco de caju.

Os efeitos quadráticos das variáveis sacarose e açúcares redutores, bem

como, a interação entre elas, não apresentou significância estatística no intervalo de

95% de confiança.

Os modelos de regressão obtidos para a síntese de oligossacarídeos estão

expressos pelas Equações 5, 6 e 7, para os sucos de abacaxi, melão e laranja,

respectivamente, e as análises de variância (ANOVA) para os modelos de regressão

são apresentadas nas Tabelas 8, 9 e 10, para os respectivos sucos, supra citados.

Efeito Estimado Padronizado (Valor absoluto)


Oligossacarídeos (g/L) = 2,50 + 9,00 x 10-1 Sac + 8,00 x 10-4 Sac2

+ 1,02 AR – 4,60 x 10-4 AR2 – 1,06 x 10-3 Sac x AR

Oligossacarídeos (g/L) = - 6,20 x 10-1 + 8,50 x 10-1 Sac + 2,93 x 10-4 Sac2

+1,14 AR – 2,90 x 10-3 AR2 + 1,21 x 10-4 Sac x AR

Oligossacarídeos (g/L) = - 1,54 + 7,80 x 10-1 Sac + 1,75 x 10-3 Sac2

+1,03 AR – 1,19 x 10-3 AR2 + 4,40 x 10-4 Sac x AR

Onde:

Sac = sacarose (g/L)

AR = açúcares redutores (g/L)

Tabela 8. Análise de variância para o modelo de síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de abacaxi

Tabela 9. Análise de variância para o modelo de síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de melão

Fonte de variação Soma

Quadrática Graus de Liberdade

Média Quadrática

Valor de F

Regressão 5033,13 5 1006,62 39,74 Residual 126,65 5 25,33 Total 5159,79 10 Coeficiente de determinação 0,97

F tabelado (95%) F5,5 = 5,05

Fonte de variação Soma

Quadrática Graus de Liberdade

Média Quadrática

Valor de F


F tabelado (95%) F5,5 = 5,05

(5)

(6)

(7)


Tabela 10. Análise de variância para o modelo de síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos em suco de laranja

De acordo com a análise de variância (ANOVA), o valor de F calculado para o

modelo foi 39,74 para o abacaxi, 210, 84 para o melão e 1710,43 para a laranja,

sendo maior que o valor de F(5,5) Tabelado (5,05), demonstrando que o modelo para

síntese de oligossacarídeos foi estatisticamente significativo, no intervalo de 95% de

confiança, conforme o teste F.

Os resultados de oligossacarídeos apresentados na Tabela 3 foram

analisados através do gráfico de superfície de resposta com o auxílio do software

Statistica 7.0 (Statsoft). As Figuras 8, 9 e 10 apresentam a superfície de resposta

obtida para os oligossacarídeos formados nos sucos de abacaxi, melão e laranja,

respectivamente

Figura 8. Gráfico de superfície de resposta para a síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de abacaxi de acordo com planejamento experimental

Fonte de variação Soma Quadrática

Graus de Liberdade

Média Quadrática

Valor de F


F tabelado (95%) F5,5 = 5,05


Figura 9. Gráfico de superfície de resposta para a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de melão de acordo com planejamento experimental

Figura 10. Gráfico de superfície de resposta para a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos no suco de laranja de acordo com planejamento experimental


De acordo com a análise dos gráficos de superfície de resposta, observa-se

que, para todos os sucos em estudo, a síntese de oligossacarídeos foi fortemente

favorecida pelo uso combinado de elevadas concentrações de sacarose e de

açúcares redutores, obtendo-se a síntese máxima de oligossacarídeos na

concentração de 75,0 g/L de sacarose e de 75,0 g/L de açúcares redutores.

Observa-se que o incremento na concentração de sacarose influenciou

significativamente a formação de oligossacarídeos, tendo em vista que a sacarose

também é um substrato para a síntese enzimática de oligossacarídeos. Analisando-

se individualmente o papel dos açúcares redutores, é possível verificar que os

mesmos influenciaram positivamente na síntese dos pré-bióticos, mediante a sua

utilização em concentrações de até 75 g/L. O uso de quantidades superiores de

açúcares redutores, só exerceu um efeito expressivo sobre a formação do produto

de interesse, quando utilizados concomitantemente a elevadas concentrações de

sacarose.

Em todas as sínteses realizadas, verificamos a obtenção de elevadas

concentrações de oligossacarídeos, inclusive, bem acima das recomendações de

ingestão diária.

No Brasil, não há uma regulamentação quanto à recomendação de ingestão

diária de pré-bióticos. Estudos sugerem uma dose mínima de 4 g/dia de fruto-

oligossacarídeos (oligossacarídeos comercialmente utilizados), para que seja

observado seu efeito pré-biótico, mediante o aumento de bifidobactérias no cólon

(ROBERFROID et al.; 2007).

Passos e Park (2003), afirmam que doses de 10 g/dia de fruto-

oligossacarídeos seriam bem toleradas pelo intestino humano, e que a ingestão de

20 a 30 g por dia desencadeariam o aparecimento de sintomas adversos,

associados à flatulência e diarréia. Já Grabitske e Slavian (2008) indicam que os

fruto-oligossacarídeos são bem tolerados pelo sistema gastrointestinal humano em

doses de 15 g/dia.

Neste estudo, foi obtida uma concentração máxima de 141,10 g/L para o

abacaxi, 138,52 g/L para o melão e 139,78 g/L para a laranja. Estas quantidades

apresentam-se acima dos valores recomendados e de tolerância para ingestão

diária. Deste modo, sugere-se a utilização destes sucos como um ingrediente

alimentar, a ser incorporado na formulação de outros produtos, ou mesmo, na forma


concentrada, em que seria necessária a sua diluição para o consumo, possibilitando

o ajuste das concentrações de oligossacarídeos para os níveis recomendados.

Contudo, visando a elaboração de um suco pronto para beber e

considerando-se uma ingestão diária de 200 mL de suco, teríamos nas condições de

síntese máxima, concentrações iguais a 28,22 g; 27,70 g e 27,95 g de

oligossacarídeos pré-bióticos, por porção de suco de abacaxi, melão e laranja,

respectivamente, as quais estariam bem acima dos níveis de tolerância para o

organismo humano.

Neste contexto, as condições ideais de produção seriam as que propiciassem

a presença de cerca de 10 a 12 g de oligossacarídeos na porção de 200 mL de

suco. Desta forma, é possível observar que nos ensaios 5 e 7, em que são utilizadas

baixas concentrações de sacarose (14, 5 - 50,0 g/L) e de açúcares redutores (14, 5 -

50,0 g/L), foram obtidas concentrações de oligossacarídeos iguais a,

aproximadamente, 12,0 g/ 200 mL de suco, o que atenderia às necessidades diárias

de pré-bióticos (PASSOS; PARK, 2003; SILVA, 2007). Vale ressaltar que, nestas

condições, para todos os sucos deste estudo, não seria necessária a adição de

elevadas quantidades de sacarose e açúcares redutores, para o ajuste dos

parâmetros de síntese, possibilitando a obtenção de uma bebida pré-biótica com

baixo teor de açúcares, a qual poderia ser introduzida para incrementar o mercado

de produtos diet e light, cuja doçura poderia ser ajustada com a adição de

edulcorantes.

Os sucos obtidos neste estudo apresentam características bastante

peculiares. Além de suas características nutricionais, apresentam-se como um

excelente meio para a síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos,

possibilitando a oferta ao mercado de um produto funcional inovador.

Vale ressaltar que, nos produtos pré-bióticos atualmente disponíveis no

mercado, os oligossacarídeos são utilizados como ingredientes alimentares, os

quais são adicionados purificados, durante o processamento do alimento. Deste

modo, o suco em estudo representa um grande diferencial com relação aos produtos

pré-bióticos comercializados, tendo em vista que os oligossacarídeos não serão

adicionados, mas sintetizados diretamente no suco.

Este processo também representa uma alternativa ao mercado de alimentos

funcionais, no qual há predominância de produtos lácteos com estas aplicações que,


muitas vezes, não podem ser consumidos por pessoas que apresentam intolerância

à lactose, ou mesmo, não os apreciam, representando um incremento do mercado

de alimentos funcionais. Segundo Luchow e Delahunty (2004) os sucos de frutas

não apresentam o inconveniente de apresentar alérgenos, como ocorre em alguns

produtos lácteos, limitando seu consumo por certos segmentos da população.

Desta forma, observamos que os sucos de abacaxi, melão e laranja além de

suas características nutricionais e sensoriais, se apresentam como um excelente

meio para a síntese de oligossacarídeos pré-bióticos, além de constituir um

substrato de baixo custo, permitindo a obtenção de uma ampla variedade de

produtos pré-bióticos que atendam às necessidades de diversos perfis de

consumidores.

3.4 Estabilidade microbiológica dos sucos pré-bióticos

Após a síntese dos sucos pré-bióticos, estes foram analisados quanto à sua

estabilidade microbiológica, através da contagem de coliformes totais e fecais e de

bolores e leveduras, conforme apresentado na Tabela 11.

Tabela 11 – Contagem de bolores e leveduras e coliformes totais e fecais nos sucos de abacaxi, melão e laranja pré-bióticos

SUCOS

CONTROLE 1º MÊS

Bolores e leveduras

(x 103 UFC/mL)

Coliformes totais e fecais

Bolores e leveduras

(x 103 UFC/mL)

Coliformes totais e fecais

Abacaxi 1,24 Zero INC* Zero

Melão 9,86 Zero INC Zero

Laranja 2,03 Zero 1,29 Zero

*INC - Incontável

A Resolução da RDC nº 12 da Anvisa (BRASIL, 2001) estabelece que

refrescos, sucos e néctares adicionados ou não de conservadores, congelados ou

não, devem apresentar ausência de coliformes totais por 50 mL de amostra. Como

podemos observar, os sucos em estudo apresentaram ausência de coliformes totais


e fecais, demonstrando que os mesmos, se encontram em acordo com a legislação

específica.

Para a análise de bolores e leveduras, pode-se observar uma contagem

inferior a 10 UFC/mL destes micro-organismos. No ensaio controle, houve um

relevante aumento nestes valores, para os sucos de abacaxi e melão,

impossibilitando a contagem. Nos referidos sucos, também foi observada uma

intensa formação de gases, inviabilizando a continuidade do estudo de sua

estabilidade. Em virtude destes resultados, podemos concluir que o tratamento

térmico realizado nos sucos foi insuficiente para garantir a destruição da microbiota

inicial, sendo necessária a aplicação de um método de conservação mais eficiente, a

fim de conferir uma maior estabilidade e conservação do produto, tornando-o apto

ao consumo.

3.5 Hidrólise ácida e enzimática dos oligossacarídeos

A hidrólise ácida e enzimática dos oligossacarídeos foi determinada através

da quantificação de açúcares redutores, haja vista, que estes são produtos da

hidrólise de oligossacarídeos. Nas Tabelas 12 e 13 são apresentados os de

açúcares redutores nos ensaios 4 e 5, nos diferentes intervalos de tempo, após os

processos de hidrólise ácida e enzimática, respectivamente.

Tabela 12 – Resultados de açúcares redutores nos ensaios 4 e 5 do planejamento experimental, após processo de hidrólise ácida durante 120 minutos.

Tempos (minutos) Açúcares redutores (g/L)

Ensaio 4 Ensaio 5 0 3,76±0,11 3,72±0,08

30 4,49±0,16 4,16±0,14 60 4,44±0,08 3,97±0,05 90 4,38±0,05 4,23±0,02

120 4,20±0,12 4,51±0,03

Na Tabela 12, observou-se uma variação na concentração de açúcares

redutores de acordo com o tempo de hidrólise, em ambos os ensaios, não havendo

um considerável aumento desses compostos ao longo do tempo, demonstrando uma


estabilidade química dos oligossacarídeos à ação do ácido clorídrico a temperatura

de 37 °C durante o período de 2 horas.

Tabela 13 – Resultados de açúcares redutores nos ensaios 4 e 5 do planejamento experimental, após processo de hidrólise enzimática durante 180 minutos.

Tempos (minutos) Açúcares redutores (g/L)

Ponto 4 Ponto 5 0 1,40±0,08 1,34±0,05

30 2,43±0,07 2,68±0,21 60 Zero Zero 90 Zero Zero

120 Zero Zero 180 Zero Zero

Na Tabela 13, pode-se verificar uma aumento na concentração de açúcares

redutores entres os tempos de 0 e 30 minutos, possivelmente, devido à ação das

enzimas sobre a maltodextrina presente na constituição do complexo. Após este

período, observa-se uma edução na quantidade de açúcares redutores, zerando a

partir de 60 minutos de hidrólise, demonstrando efeito das enzimas sobre os

açúcares redutores.

Vale ressaltar mais uma vez, a resistência dos oligossacarídeos também,

mediante a ação do complexo enzimático, comprovando a sua estabilidade química

em processos de hidrólise.

Este comportamento pode também ser verificado na Figura 11, através da

técnica de Cromatografia em Camada Delgada (CCD), na qual foi observada a

preservação da estrutura química dos oligossacarídeos após os processos de

hidrólise, mediante a visualização das bandas formadas, referentes aos graus de

polimerização dos oligossacarídeos.


Figura 11. Graus de polimerização dos oligossacarídeos formados nos ensaios 4 e 5 através de síntese enzimática, detectados por cromatografia de camada delgada, após processo de hidrólise enzimática. P representa o padrão contendo frutose, glicose e sacarose, as linhas 4-5 representam os ensaios 4 e 5 e os números 0’, 30’, 60’, 90’, 120’ e 180’, representam os intervalos de tempo, da hidrólise enzimática

Verificou-se que os pontos experimentais não modificaram seu perfil de

bandas formadas ao longo do tempo de hidrólise, sugerindo que os oligossacarídeos

formados na síntese não foram degradados nas condições de incubação (37 °C).

3.6 Crescimento de bifidobactérias em meio contendo oligossacarídoes pré-

bióticos

O crescimento de bifidobactérias (Bifidobacterium breve B-41408, B. infantis

B-41661, B. animalis B-41406 e B. bifidum B-41410) em meio suplementado com

P 4/0’ 4/30’ 4/60’ 4/90’ 4/120’ 5/0’ 5/30’ 5/60’ 5/90’ 5/120’ 5/180’ 4/180’


oligossacarídeos oriundo de síntese enzimática e em meio contendo fruto-

oligossacarídeo comercial é apresentado nas Tabelas 14 e 15, respectivamente.

Tabela 14 – Valores das absorbâncias relativas (ABS/ABS0) a 620 nm no crescimento de bifidobactérias em meio contendo oligossacarídeos pré-bióticos sintetizados

Meio base + oligossacarídeos pré-biótico sintetizado t=0 t=24h t=48h

Bifidobacterium breve 1,00 4,65 5,11 Bifidobacterium infantis 1,00 1,51 2,90 Bifidobacterium animalis 1,00 2,10 2,38 Bifidobacterium bifidum 1,00 2,65 3,29

Tabela 15 – Valores das absorbâncias relativas (ABS/ABS0) a 620 nm no crescimento de bifidobactérias em meio contendo fruto-oligossacarídeo comercial.

Meio base + FOS* t=0 t=24h t=48h

Bifidobacterium breve 1,00 8,54 9,41 Bifidobacterium infantis 1,00 6,16 11,81 Bifidobacterium animalis 1,00 4,79 5,42 Bifidobacterium bifidum 1,00 1,17 1,45

*Fruto-oligossacarídeos comercial

Com base nos resultados, pode-se observar um crescimento das

bifidobactérias, representado pelo aumento da densidade ótica (620 nm), em ambos

os meios estudados. Apesar deste comportamento ter sido mais pronunciado no

meio contendo fruto-oligossacarídeo comercial, exceto a Bifidobacterium bifidum B-

41410, pode-se verificar também, um aumento representativo da densidade ótica no

meio adicionado contendo oligossacarídeos sintetizados a partir de 24 h de

incubação, demonstrando seu potencial como pré-bióticos. Entre as espécies de

bifidobactérias, observa-se um comportamento bastante diferenciado em ambos os

meios, destacando-se a Bifidobacterium breve B-41408 e Bifidobacterium animalis

B-41406, as quais apresentaram a maior densidade ótica ao longo das 24 e 48

horas.

Cardelle-Cobas et al (2011) verificaram o crescimento de bifidobactérias em

meio contendo oligossacarídeos pré-bióticos de origem comercial, através do

aumento da densidade ótica, demonstrando o efeito que os pré-bióticos exercem


sobre os o grupo das bifidobactérias. Rada et al. (2008) também observaram o

crescimento de bifidobactérias em meio contendo oligossacarídeos comerciais,

destacando-se a Bifidobacterium breve e Bifidobacterium animalis.

Na Figura 12, é apresentado o efeito dos meios contendo oligossacarídeos

sintetizados e fruto-oligossacarídeos sobre o crescimento de diferentes espécies de

bifidobactérias.

Figura 12 – Crescimento celular de bifidobactérias durante 48h em meio contendo oligossacarídeos sintetizados e meio contendo fruto-oligossacarídeo (FOS).

A= Bifidobacterium breve; B= B. infantis; C= B. animalis; D= B. bifidum

Na Figura 12, pode-se observar o efeito dos oligossacarídeos sintetizados e

de fruto-oligossacarídeos sobre o crescimento celular das espécies de

bifidobactérias, o qual é mais expressivo mediante o uso de fruto-oligossacarídeos

os quais são comercialmente utilizados para estimular o crescimento de bactérias

benéficas (KAPIKI et al., 2007).

4. CONCLUSÃO

Com base nos resultados obtidos, pode-se concluir que os sucos de abacaxi,

melão e laranja representam substratos viáveis para a síntese enzimática de pré-


bióticos, com a formação de elevadas concentrações de oligossacarídeos e com

elevados graus de polimerização, constituindo-se como uma alternativa para a

redução dos custos do processo para obtenção de bebidas pré-bióticas.

A síntese enzimática dos oligossacarídeos resultou em sucos com reduzido

teor de açúcares, possibilitando a obtenção de uma bebida pré-biótica pouco

calórica, aliada às características nutricionais e sensoriais dos sucos, contribuindo

para o incremento do mercado de alimentos funcionais.

Em virtude da ampla variação nos teores de oligossacarídeos formados, os

sucos obtidos podem ser utilizados visando seu consumo imediato, estando em

conformidade com as recomendações de ingestão diária para pré-bióticos, ou

mesmo, serem aplicados como ingredientes na formulação de outros produtos

alimentícios.

Para garantir uma maior estabilidade microbiológica dos sucos, aliado ao

tratamento térmico, faz-se necessária a aplicação de outras técnicas de

conservação, a fim de torná-lo apto ao consumo por mais tempo.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem a CAPES, CNPq, e ao Instituto Nacional de Frutos

Tropicais-INCT, pelo auxílio financeiro.

REFERÊNCIAS

1. BRASIL. MINISTÉRIO DA AGRICULTURA. PECUÁRIA E ABASTECIMENTO. Projeções do Agronegócio: Brasil 2010/2011 a 2020/2021, Assessoria de Gestão Estratégica. Brasília, 2011, 59 p.

2. BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA (ANVISA). Resolução RDC, n. 12, de 2 jan. 2001. Dispõe sobre os princípios gerais para o estabelecimento de critérios e padrões microbiológicos para alimentos. Disponível em: <http://www.vigilanciasanitaria.gov.br/anvisa.htmL>. Acesso em: 02 junho 2012.


3. BAZÁN, J. H. V. Estudo da produção enzimática de dextrana clínica. Dissertação de Mestrado, Campinas: Faculdade de Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas, 136 p., 1993.

4. CARVALHO, L. M. J.; CASTRO, I. M.; SILVA, C. A. B. A study of retention of sugars in the process of clarification of pineapplejuice (Ananas comosus, L. Merril) by micro- and ultra-filtration. Journal of Food Engineering, v. 87, n. 4, p. 447-454, 2008.

5. CHUNG, C.H.; DAY, D. F. Efficacy of Leuconostoc citreum(ATCC 13146) isomaltooligosaccharides as poultry prebiotic. Poulty Science, v. 83, p. 1302 – 1306, 2004.

6. CLERICI, M. T. P. S.; CARVALHO-SILVA, L.B. NUTRITIONAL BIOACTIVE COMPOUNDS TECHNOLOGICAL ASPECTS OF MINOR FRUITS GROWN IN BRASIL. Food Research International, v. 44, p. 1658 – 1670, 2011.

7. DAY, L.; SEYMOUR, R. B.; PITT, K. F.; KONCZAK, I.; LUNDIN, L. Incorporation of functional ingredients into foods. Trends in Food Science & Technology, v. 20, p. 388 - 395, 2009.

8. DELLA TORRE, J. C. M.; RODAS, M. A. B. Perfil sensorial e aceitação de suco de laranja pasteurizado minimamente processado. Ciênc. e Tecnol. de Alimentos, v. 23, n. 2, p.105-111, 2003.

9. DUBOIS, M.; GILLES, K. A.; HAMILTON, P. A.; REBERS, P. A.; SMITH, F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Anal. Chemistry, v. 28, p. 350 - 356, 1956.

10. GUIMARÃES, D. R. B.; COSTA, F. A. A.; RODRIGUES, M. I.; AND MAUGERI, F.; ptimization of dextran synthesis and acidic hidrolisys by surface response analysis, Brazilian J. Chem. Eng., v.16, n.2, p.129-139, june, 1999.

11. GRABITSKE, H.; SLAVIN, J. L. Low-digestible carbohydrates in practice. J Am Diet Assoc., v. 8, p. 1677-1681, 2008.

12. HEINCKE, K.; DEMUTH, B.; J¨ORDENING, H.; BUCHHLZ, K. Kinetics of the dextransucrase acceptor reaction with maltose—experimental results and modeling. Enzyme and Microbial Technology, v. 24, p. 523 - 534,1999.


13. HONORATO, T. L.; RABELO, M. C.; GONÇALVES, L. R. B.; PINTO, G. A. S.; RODRUGUES, S. Fermentation of cashew apple juice to produce high added value. World Journal of Microbiology and Biotechonology, v. 23, p. 1409 – 1415, 2007.

14. HONORATO, T. L.; RODRIGUES, S. Dextransucrase stability in cahsew apple juice. Food and Bioprocess Technology, v. 3, n. 1, p. 105 – 110, 2010.

15. HOSSAIN, M. A.; RAHMAN, S. M. M. Total phenolics, flavonoids and antioxidant activity of tropical fruit pineapple. Food Research International, v. 44, n. 3, p. 672 – 676, 2011.

16. KAPIKI, A.; COSTALOS, C.; OIKONOMIDOU, C.; TRIANTAFYLLIDOU, A.; LOUKATOU, E.; PERTROHILOU, V. The effect of a fructo-oligosaccharide supplemented formula on gut flora of preterm infants. Early Human Development, v.83, p. 335 – 339, 2007.

17. KASSAI, M. R. Dilute solution properties and degree of chain branching for dextran.Carbohydrate Polymers, v. 88, p.373–381, 2012.

18. KLEWICK, R. The stability of gal-polyols and oligosaccharides during pasteurization at a low pH. LWT, v. 40, p. 1259–1265, 2007.

19. KIM, G.E.; KANG. H. K.; SEO, E. S.; JUNG, S. H.; PARK, J. S.; KIM, D, H.; KIM, D. W.; AHN, S. A.; SUNWOO, C.; KIM, D. Glucosylation of the flavonoid, astragalin by Leuconostoc mesenteroides B-512FMCM dextransucrase acceptor reactions and characterization of the products. Enzyme and Microbial Technology, v. 50, p. 50– 56, 2012.

20. KITAOKA, M.; ROBYT, J.F. Large-scale preparation of highly purified dextransucrase from a high-producing constitutive mutant of Leuconostoc mesenteroides. Enzyme Microb Technol, v. 23, p. 386 – 391,1999.

21. LUCKOW, L.; DELAHUNTY, C. Consumer acceptance of Orange juice containing functional ingredients. Food Research International, v. 37, p. 805-814, 2004.

22. MUSSATTO, S. I.; MANCILHA, I. M.; Non-digestible oligosaccharides: A review. Carbohydrate Polymers, v. 68, p. 587 – 597, 2007.

23. NIVA, M. All foods affect health’: Understandings of functional foods and healthy eating among health-oriented Finns. Appetite, v. 48, p. 384–393, 2007.


24. PASSOS, L. M. L.; PARK, Y. K. Frutooligossacarídeos: implicações na saúde humana e utilização em alimentos. Ciência Rural, v. 33, n. 2, 2003.

25. RABELO, M. C.; HONORATO, T. L.; GONÇALVES, L. R. B.; PINTO, G. A. S.; RODRIGUES, S. Enzymatic synthesis of prebiotic oligosaccharides. Applied Biochemistry and Biotechnology, v. 133, p. 31-40, 2006.

26. RABELO, C. M. Efeito do processamento sobre características de qualidade do suco de caju (Anacardium occidentale L.). Dissertação (Mestrado em Tecnologia de Alimentos) - Departamento de Tecnologia de Alimentos, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 95 p., 2008.

27. RABELO, M. C.; FONTES, C. P. M. L.; RODRIGUES, S. Enzyme synthesis of oligosaccharides using cashew apple juice as substrate. Bioresource Technology , v. 100, p. 5574 – 5580, 2009.

28. RABELO, M. C.; HONORATO, T. L.; GONÇALVES, L. R. B.; G.A.S. PINTO, G. A. S.; RODRIGUES, S. Optimization of enzymatic synthesis of isomalto-oligosaccharides production. Journal of Food Biochemistry, v.33, p. 342–354, 2009.

29. RADA, V.; NEVORAL, J.; TROJANOVÁ, I.; TOMÁNKOVÁ, E.; SMEHILOVÁ, M.; KILLER, J. Growth of infant faecal bifidobacteria and clostridia on prebiotic oligosaccharides in in vitro conditions. Anaerobe, v. 14, p. 205– 208, 2008.

30. RAMALLO, L. A.; MASCHERONI, R. H. Quality evaluation of pineapple fruit during drying process. Food and Bioproducts Processing, v. 90, n. 2, p. 275 – 283, 2012.

31. RASTALL, R. A. Functional Oligosaccharides: Application and Manufacture. Annu. Rev. Food Sci. Technol., v.1, p. 305–39, 2010.


33. ROBERFROID, M. Prebiotics: The Concept Revisited. J. Nutrition, v. 137, p. 830S - 837S, 2007.

34. ROBERFROID, M. GIBSON, G. R., HOYLES, L., McCARTNEY, A.L.,RASTALL, R., ROWLAND, I., WOLVERS, D., WATZTL, B., SZAJEWSKA, H., STAHL, B.,


GUARNER, F., RESPONDEK, F., WHELAN, K.,COXAM, V., DAVICCO, M., LÉOTOING, L., WITTRANT, Y.,DELZENNE, N., CANI, P., NEYRINCK, A.; MEHEUST, A. Prebiotic effects: metabolic and health benefits. British Journal of Nutrition, v.104, p. S1-S63, 2010.

35. ROBYT, J. F.; WALSETH, T. F. Production Purification and Properties of Dextransucrase from Leuconostoc mesenteroides NRRL B 512F. Carbohydrate Research, 68, 95-111, 1979.

36. ROBYT, J. F.; YOON, S.; MUKERJEA, R. Dextransucrase and the mechanism for dextran biosynthesis. Carbohydrate Research, v. 343, p. 3039–3048, 2008.

37. RODRIGUES, M. I.; IEMMA, A. F. Planejamento de experimentos e otimização de processos: Uma estratégia seqüencial de planejamentos. Campinas, SP: Casa do Pão Editora, 2005.

38. RODRIGUES, S. Estudo da síntese enzimática de dextrana na presença de maltose como aceptor. Tese (Doutorado em Engenharia Química) - Faculdade de Engenharia Química, Universidade Estadual de Campinas, 250 p., 2003.

39. SANGWAN, V.; TOMAR, S. K.; SINGH, R. R. B.; SINGH, A. K.; ALI, B. Galactooligosaccharides: Novel components of designer foods. Journal of Food Science, v. 76, n. 4, p. 103 – 111, 2011.

40. SHAH, N. P. Functional cultures and health benefits. International Dairy Journal, n. 17, p.1262–1277, 2007.

41. SIRÓ, I.; KÁPOLNA, E.; KÁPOLNA, B.; LUGASI, A. Functional food. Product development, marketing and consumer acceptance—A review. Appetite, v. 51, p. 456–467, 2008.

42. SILVA, S.V. Desenvolvimento de iogurte probiótico com prebiótico. 2007. 107f. Dissertação de Mestrado (Ciência e Tecnologia de Alimentos) - Universidade Federal de Santa Maria, RS.

43. SILVA, N.; JUNQUEIRA, V. C. A.; SILVEIRA, N. F. A.; TANIWAKI, M. H.; SANTOS, R. F. S.; GOMES, R. A. R. Manual de Métodos de Análise Microbiológica de Água e Alimentos. São Paulo: Livraria Varela, 2010.


44. SILVA, I.M.; RABELO, M, C.; RODRIGUES, S. Cashew juice containing prebiotic oligosaccharides. Journal of Food Science and Technology, v. online, p. 1-7, 2012.


46. TORRES, D. P. M.; GONÇALVES, M. P. F.; TEIXEIRA, J. A.; RODRIGUES, L. R. Galacto-Oligosaccharides: Production, Properties, Applications, and Significance as Prebiotics. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, v. 9, p. 438-453, 2010.

47. VARGAS, P. F.; CASTOLDI, R.; CHARLO, H. C. O.; BRAZ, L. T. Qualidade de melão rendilhado (Cucumis melo L.) em função do sistema de cultivo. Ciênc. agrotec., Lavras, v. 32, n. 1, p. 137-142, jan./fev., 2008.

48. VERGARA, C. M. A. C.; HONORATO, T. L.; MAIA, G. A.; RODRIGUES, S. Prebiotic effect of fermented cashew apple (Anarcadium occidentale L.) juice. Food and Science Techonology, v. 43, p. 141 – 145, 2010.

49. WANG,Y. Prebiotics: Present and future in food science and technology. Food Research International, v. 42, p. 8–12, 2009

C a p í t u l o 2 - Secagem de sucos de fruta pré-bióticos por atomização: estudo das características físico-

químicas dos sucos desidratados | 94

Capítulo 2



SECAGEM DE SUCOS DE FRUTA PRÉ-BIÓTICOS POR ATOMIZAÇÃO: ESTUDO DAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DOS SUCOS DESIDRATADOS

FONTES, C. P. M. L.; SILVA, J. L. A.; SAMPAIO-NETA, N. A.; COSTA, J. M. C.;

RODRIGUES, S.

1 Universidade Federal do Ceará, Renorbio 2Universidade Federal do Ceará, Departamento de Tecnologia de Alimentos

E-mail para contato: [email protected] RESUMO – Atualmente, há um crescente aumento no interesse por alimentos nutritivos, que ofereçam benefícios à saúde e sejam de fácil preparo. Neste contexto, a obtenção de sucos de frutas funcionais em pó pode ser uma excelente alternativa. Desta forma, este trabalho visou à secagem de sucos de abacaxi, melão e laranja pré-bióticos e o estudo das suas características físico-químicas. Para isto, foram realizadas secagens em aparelho Mini Spray Dryer, utilizando-se 20% m/m de maltodextrina, temperatura de entrada do ar de secagem 180 °C, vazão do ar de atomização (30 L/minuto), vazão do ar de secagem (3,5 m3/minuto) e vazão de alimentação do suco (0,3 L/hora). Com base nos resultados, pode-se verificar que a elevada concentração de maltodextrina e elevada temperatura de entrada do ar de secagem contribuíram para a obtenção de pós com baixa atividade de água (aw ≤ 0,200) e baixa umidade (0,267 a 0,733%), destacando-se para esses parâmetros, o suco de abacaxi. Observou-se também, baixo tempo de reconstituição (90 a 144 s), baixa higroscopicidade (5,17 a 7,48%) e grau de caking (inferior a 68%), com destaque para o suco de laranja, que demonstrou menor tendência a formar aglomerados, conferindo estabilidade química e microbiológica aos pós formados. Os parâmetros de cor apresentaram relativa estabilidade, verificando-se uma intensificação da cor amarela aos sucos. Quanto à atividade antioxidante, houve uma redução em seus valores, bastante influenciada pela elevada temperatura de entrada do ar de secagem. Contudo, podemos verificar que as condições de secagem foram propícias à obtenção de pós com parâmetros físico-químicos adequados. Palavras-chave: spray drying; sucos pré-bióticos; maltodextrina.

1. INTRODUÇÃO

A preocupação com a saúde tem influenciado os indivíduos a consumirem

mais alimentos nutritivos e que auxiliem na redução de risco de doenças. Dentre

esses alimentos, destacam-se os oligossacarídeos pré-bióticos, carboidratos não

digeríveis, capazes de chegar intactos ao intestino grosso, onde serão

metabolizados pelas bifidobactérias e lactobacilos ali presentes, estimulando o seu

crescimento, inibindo o crescimento de micro-organismos patógenos, conferindo

saúde e bem-estar ao indivíduo (CHUNG; DAY, 2004; LUCKOW; DELAHUNTY,

2004; MUSSATTO e MANCILHA, 2007; RABELO; FONTES; RODRIGUES, 2009;



WANG, 2009; RASTALL, 2010). O mercado global de alimentos funcionais ampliou-

se nos últimos anos e tem estimulado o consumo de sucos de frutas contendo pré-

bióticos (RENUKA et al., 2009).

O Brasil apresenta uma das maiores biodiversidades do mundo, incluindo

uma grande variedade de espécies de frutas, que apresentam características

sensoriais únicas e elevadas concentrações de nutrientes (SOUZA et al., 2012). O

abacaxi (Ananas comosus) é uma fruta tropical bastante apreciada, com atrativas

características sensoriais (aroma, acidez, doçura e cor) e nutricionais pela presença

de vitaminas (A, B e C), minerais (cálcio e fósforo) e fibras (GABAS; TELIS;

SOBRAL; TELIS-ROMERO, 2007; MONTERO-CALDERÓN; ROJAS-GRAÜ;

MARTÍN-BELLOSO, 2008; RAMALLO; MASCHERONI, 2012; ROSSAIN; RAHMAN,

2011). O melão (Cucumis melo L.) também é bastante apreciado em todo mundo,

devido ao seu aroma e efeitos benéficos à saúde (ISMAEL; CHAN; MARIOD;

ISMAEL, 2010; SLOVAL et al., 2012). A laranja (Citrus sinensis L.) apresenta grande

importância econômica devido à alta produtividade e qualidade nutricional dos frutos,

sendo considerada uma combinação perfeita entre sabor e saúde (DELLA TORRE

et al., 2003; TAZIMA et al., 2008).

Contudo, aliado à qualidade nutricional e sensorial, é crescente a demanda

por alimentos que também apresentem praticidade no seu preparo para o consumo.

Neste contexto, incluem-se os pós de sucos de frutas, que apresentam inúmeras

vantagens e potencialidades econômicas sobre seus homólogos líquidos, tais como:

redução do volume ou peso do produto, menor embalagem, fácil manuseio e

transporte, além de uma maior vida de prateleira (GOULA; ADAMOPOULOS, 2010;

FAZAELI; EMAN-DJOMEH; ASHTARI; OMID, 2012; SHRESTHA et al., 2007) .

Desta maneira, a secagem de sucos de frutas possibilita a produção de

produtos estáveis, de fácil reconstituição, além de ser uma alternativa para o uso de

uma enorme quantidade de frutas, normalmente desperdiçadas (GABAS; TELIS;

SOBRAL; TELIS-ROMERO, 2007; VIGANÓ et al., 2012).

A secagem é uma técnica utilizada há vários anos para remover a água dos

alimentos e nas últimas décadas, tornou-se um importante processo para

conservação de alimentos (VIGANÓ et al., 2012). O spray drying é um processo

comumente empregado para a secagem de alimentos sensíveis ao aquecimento

(FANG; BHANDARI, 2011; GHARSALLAOUI et al., 2007).



A secagem de sucos de frutas e de outros produtos por spray drying com

elevados teores de açúcares e ácido orgânicos de baixo peso molecular apresenta

dificuldades técnicas, devido a sua higroscopicidade e pegajosidade (stickness) sob

altas temperaturas. Este comportamento resulta em problemas operacionais, como

forte aderência do pó às paredes da câmara de secagem e menor rendimento do

processo, além de contribuir para a formação de aglomerados (caking) durante a

estocagem, interferindo na qualidade do produto final (FABRA et al., 2011; GABAS;

TELIS; SOBRAL; TELIS-ROMERO, 2007; TONON et al., 2008).

A pegajosidade (stickness) de açúcares de baixo peso molecular é devido

principalmente, à sua baixa temperatura de transição vítrea (Tg). As temperaturas de

transição vítrea da lactose, maltose, sacarose, glicose e frutose são 101, 87, 62, 31

e 16 ºC, respectivamente (FANG; BHANDARI, 2011; JAYASUNDERA et al., 2009).

Para a secagem desses produtos, têm sido adicionadas substâncias com

elevado peso molecular visando aumentar a temperatura de transição vítrea (Tg) da

mistura (FABRA et al., 2011; GABAS; TELIS; SOBRAL; TELIS-ROMERO, 2007). Os

agentes encapsulantes normalmente utilizados para a secagem de sucos de frutas

são a maltodextrina e a goma arábica, devido à sua elevada solubilidade e baixa

viscosidade, características importantes para o processo de spray drying (FAZAELI;

EMAN-DJOMEH; ASHTARI; OMID, 2012; QUEK et al., 2007)

Desta forma, este trabalho visou à secagem por spray-dryer dos sucos de

abacaxi, melão e laranja pré-bióticos e estudo das características físico-químicas do

pó obtido.

2. MATERIAIS E MÉTODOS

2.1. Preparo dos sucos pré-bióticos

Os sucos pré-bióticos foram obtidos por síntese enzimática, utilizando-se a

enzima dextrana-sacarase. Para o preparo dos sucos, foram utilizadas polpas de

abacaxi (Ananas comosus L.) e melão (Cucumis melo L.) obtidas de um fornecedor

local, na cidade de Fortaleza (Brasil) e suco concentrado de laranja (Citrus sinensis

L.) (Lanjal®), os quais foram armazenados congelados (-18°C) até o uso. Para a



preparação dos sucos, as polpas foram diluídas na proporção de 100 g de polpa

para 200 mL de água. O suco de laranja concentrado foi diluído na proporção de 1

parte de suco para 7 de água, conforme as descrições do fabricante. Em seguida,

ajustaram-se as concentrações de sacarose e açúcares redutores (glicose e frutose)

dos sucos, conforme Tabela 1, baseado em estudos preliminares, visando à síntese

de adequadas quantidades de oligossacarídeos pré-bióticos. O pH dos sucos foi

ajustado com ácido acético, para 5,2, condição ótima de atividade da enzima

dextrana-sacarase e em seguida, adicionado 0,5 UI/mL da enzima. A síntese foi

conduzida por 4h a 30°C, sem agitação, conforme Rabelo et al. (2006).

Tabela 1. Concentrações de sacarose e açúcares redutores nos sucos, para síntese dos oligossacarídeos pré-bióticos.

2.2. Condições de secagem dos sucos pré-bióticos

Após o processo de síntese enzimática, os sucos pré-bióticos foram

submetidos ao processo de secagem por atomização em Spray dryer MDS 1.0

(Labmaq do Brasil Ltda, SP), conforme especificações descritas na Tabela 2.

Tabela 2. Condições operacionais utilizadas na secagem dos sucos de abacaxi, melão e laranja pré-bióticos.

Parâmetro operacional Nível empregado Vazão do ar de atomização (L/minuto) 30,0 Vazão do ar de secagem (m3/minuto) 3,5 Vazão de alimentação do suco (L/hora) 0,3

Para as secagens, foram analisados dois agentes encapsulantes,

maltodextrina (Maltogill 20®, Cargil – SP) e goma arábica (Sunset 4189 – Willy

Bebeck). O efeito da temperatura do processo também foi avaliado. Para isso,

realizaram-se 8 ensaios, nos quais, variou-se o percentual utilizado (m/m) dos

Sucos Sacarose (g/L)

Açúcares redutores (g/L)

Abacaxi 50,0 15,0 Melão 15,0 50,0 Laranja 15,0 50,0



agentes encapsulantes e a temperatura de entrada do ar de secagem, de acordo

com a Tabela 3.

Tabela 3. Variáveis utilizadas na secagem dos sucos pré-bióticos

Com base nos resultados obtidos com os sucos de abacaxi e melão, para o

suco de laranja, foram analisadas apenas, as condições descritas na Tabela 4.

Tabela 4. Agentes encapsulantes e temperaturas do ar de entrada, utilizadas na secagem do suco de laranja pré-biótico

Após as secagens, determinou-se o rendimento do processo, o tempo de

reconstituição e a atividade de água (aw) dos pós obtidos, visando determinar o

agente encapsulante, assim como, sua concentração e a temperatura do processo

mais adequados para a obtenção dos sucos pré-bióticos em pó.

2.2.1. Rendimento

O rendimento do processo foi calculado baseado no teor de sólidos solúveis

totais (ºBrix) dos sucos antes e depois da adição dos agentes encapsulantes,

medidos em refratômetro portátil digital r2 mini Reichert (Tecnal, SP), estimando-se

a massa de pó esperada, conforme a Equação 1.

Agente encapsulante Percentual agente

encapsulante (m/m) Temperatura do

ar de entrada (°C) Maltodextrina 10 160 Maltodextrina 20 160 Maltodextrina 10 180 Maltodextrina 20 180 Goma arábica 10 160 Goma arábica 20 160 Goma arábica 10 180 Goma arábica 20 180

Agente encapsulante Percentual agente

encapsulante (m/m) Temperatura do

ar de entrada (°C) Maltodextrina 20 160 Maltodextrina 20 180 Goma arábica 10 160



Massa pó esperado (g) = (°Brix amostra x Massa amostra)/100 (1)

O rendimento final foi expresso em porcentagem, sendo calculado a partir da

correlação entre a massa de pó esperada e massa final do produto atomizado

(Equação 2).

Rendimento (%) = (Massa pó pesado x 100)/Massa pó obtido (2)

2.2.2. Reconstituição dos sucos em pó

A reconstituição dos sucos foi realizada adicionando-se 2,0 g de cada

amostra em 50 mL de água destilada a 25 °C, mantida sob agitação a 892 rpm, com

o auxílio de uma barra magnética (2,0 mm x 7,0 mm) até completa solubilização dos

pós. A reconstituição foi expressa pelo tempo (segundos) necessário para a

visualização da dissolução total do pó em água (GOULA; ADAMOPOULOS, 2010).

A análise foi realizada em triplicata.

2.2.3. Atividade de água (aw)

A atividade de água (aw) dos sucos de abacaxi, melão e laranja em pó foi

determinada através de higrômetro Aqualab modelo 3TE (Decagon Devices Inc.,

USA), à temperatura de 25 ºC, conforme as instruções do fabricante. A análise foi

realizada em triplicata.

2.3. Caracterização físico-química dos sucos em pó

Após a otimização das condições de secagem, quanto ao tipo e concentração

do agente encapsulante, assim como, a temperatura do ar de secagem empregados,

realizaram-se novas secagens dos sucos pré-bióticos, a fim de verificar de maneira

mais criteriosa, as características físico-químicas dos pós obtidos. Desta forma,

foram determinados a atividade de água (aw), umidade, tempo de reconstituição,



higroscopicidade, grau de caking e cor. Todas as análises foram realizadas em

triplicata.

2.3.3. Umidade

A umidade dos pós foi determinada por secagem em estufa a vácuo, à

temperatura de 70 °C até peso constante, considerando uma variação de 0,5%,

entre as pesagens (AOAC, 1995).

2.3.3. Higroscopicidade

Para cada suco, pesou-se 1,0 g de pó, distribuindo-o uniformente em placas

de Petri (9,0 cm diâmetro), a fim de aumentar a superfície de contato. Em seguida,

as placas foram levadas a câmaras de higroscopicidade (dessecadores saturados

com NaCl), conferindo uma atmosfera de 76% de umidade relativa (URA), a 26 °C.

Em intervalos de tempo de 10 minutos, durante um período de 90 minutos, as

amostras foram pesadas, a fim de verificar a cinética de absorção de umidade até o

seu equilíbrio (GOULA; ADAMOPOULOS, 2010).

2.3.3. Grau de caking

Após a determinação da higroscopicidade, as placas de Petri contendo

amostras úmidas foram levadas a estufa a vácuo em temperatura de 70 °C para

secagem, sendo pesadas consecutivamente até peso constante numa variação

menor que 0,5%. Em seguida, as amostras secas foram pesadas e transferidas para

uma peneira com tela de 500 µm de diâmetro e agitadas por 5 minutos (GOULA;

ADAMOPOULOS, 2010). O peso do pó remanescente na peneira foi medido, sendo

o grau de caking, calculado conforme Jaya e Das (2004), representado na Equação

3.



Grau de Caking (%) = (100 x a)/b (3)

Onde,

a = quantidade de pó retido na peneira após agitação

b = quantidade de pó utilizado na análise (massa da amostra)

2.3.4. Cor

A análise da cor foi realizada no suco in natura, suco sintetizado (após a

formação dos oligossacarídeos) e no suco reconstituído (obtido com a reidratação

dos pós) utilizando-se um colorímetro modelo Minolta Chroma CR-200 (Minolta®

Co., Osaka, Japão), calibrado em placa padrão de cerâmica branca (L=96,97; a=-

0,13; b=-0,30) e baseado na escala do sistema de cor “CieLab ” onde a coordenada

“L” corresponde à luminosidade variando-se de 0 (preto) a 100 (branco); a

coordenada “a” à intensidade do vermelho (0 a 60) ao verde (0 a -60) e a

coordenada “b” à intensidade do amarelo (0 a 60) ao azul (0 a -60). As leituras no

colorímetro foram realizadas em triplicata.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO


Após a síntese dos oligossacarídeos pré-bióticos, ajustou-se o pH dos sucos

com ácido cítrico ou hidróxido de sódio (NaOH), a fim de que os mesmos,

apresentassem as mesmas condições dos sucos in natura. Estes apresentaram

teores de açúcares, oligossacarídeos pré-bióticos e dextrana, conforme apresentado

na Tabela 5. Em seguida, iniciaram-se os testes das condições de secagem por

atomização. Nesse tipo de secagem, diversas variáveis do processo, entre elas, a

temperatura do ar de secagem e adição de agente encapsulante exerce forte

influência na qualidade nutricional e sensorial do produto, assim como, no

rendimento do processo (TONON et al., 2008). Em relação aos agentes



encapsulantes, os mais utilizados em sucos de frutas são as maltodextrinas e goma

arábica (GABAS et al, 2007; BARBOSA, 2010).

Tabela 5 – Resultados de pH e composição dos sucos pré-bióticos

Suco pH Açúcares residuais

(g/L)

Oligossacarídeos (g/L)

Dextrana (g/L)

Abacaxi 3,46 0,77 ± 0,00 57,06 7,26 ± 0,21 Melão 6,05 2,05 ± 0,18 60,95 6,89 ± 0,12 Laranja 3,45 1,60 ± 0,88 58,56 9,00 ± 0,34

Segundo Chegini e Ghobadian (2007), a redução na higroscopicidade de

sucos de frutas cítricas requer a adição de agentes encapsulantes a fim de favorecer

a formação do pó, prevenindo, a adesão de partículas da amostra nas paredes do

spray dryer. Neste contexto, os sucos pré-bióticos foram submetidos a processo de

secagem, através de oito ensaios, variando-se o tipo de agente encapsulante, sua

concentração e a temperatura do ar de entrada, a fim de avaliar a combinação

dessas variáveis que mais favorecesse a um melhor rendimento e menor atividade

de água e tempo de reconstituição do pó.

Para isto, inicialmente, foram determinados os valores de sólidos solúveis nos

sucos antes e após a adição dos agentes encapsulantes, conforme apresentado na

Tabela 6, os quais foram utilizados para o cálculo do rendimento após o processo de

atomização.

Tabela 6 – Teores de sólidos solúveis nos sucos pré-bióticos antes e após a adição dos agentes encapsulantes

Sucos pré-bióticos

Sólidos solúveis iniciais (ºBrix)

Sólidos solúveis finais (ºBrix)

10% AE* 20% AE* Abacaxi 6,5 15,6 ± 0,01 24,5 ± 0,04 Melão 12,9 21,0 ± 0,02 29,7 ± 0,02

Laranja 7,6 16,1 ± 0,01 26,0 ± 0,01 *AE – Agente encapsulante (maltodextrina /goma arábica)

Após a adição e completa dissolução dos agentes encapsulantes, procedeu-

se aos ensaios para o processo de secagem, cujos resultados para os sucos de

abacaxi, melão e laranja são apresentados nas Tabelas 7, 8 e 9, respectivamente.



Tabela 7. Resultados de rendimento, atividade de água e reconstituição para o suco de abacaxi pré-biótico

Agente encapsulante

(%)

Temperatura (°C)

Rendimento (%)

aw Reconstituição

(s)

10% MD* 160 64,96 0,212 ± 0,01 120 ± 0,03 20% MD 160 84,96 0,141 ± 0,00 150 ± 0,02 10% MD 180 40,03 0,211 ± 0,00 120 ± 0,02 20% MD 180 81,77 0,191 ± 0,00 90 ± 0,01 10% GA* 160 77,80 0,161 ± 0,00 570 ± 0,03 20% GA 160 86,23 0,127 ± 0,01 570 ± 0,11 10% GA 180 48,79 0,163 ± 0,01 580 ± 0,02 20% GA 180 79,50 0,117 ± 0,00 570 ± 0,01

* MD – Maltodrextrina e GA – Goma arábica

Tabela 8. Resultados de rendimento, atividade de água e reconstituição para o suco de melão pré-biótico

Agente encapsulante

(%)

Temperatura (°C)

Rendimento (%)

aw Reconstituição (s)

10% MD* 160 63,96 0,205 ± 0,01 110 ± 0,02 20% MD 160 82,69 0,131 ± 0,07 140 ± 0,00 10% MD 180 48,03 0,207 ± 0,05 120 ± 0,00 20% MD 180 84,54 0,124 ± 0,00 110 ± 0,00 10% GA* 160 65,40 0,169 ± 0,00 570 ± 0,01 20% GA 160 87,32 0,132 ± 0,03 580 ± 0,00 10% GA 180 50,89 0,163 ± 0,02 580 ± 0,00 20% GA 180 ND 0,125 ± 0,03 540 ± 0,02

* MD – Maltodrextrina e GA – Goma arábica ** ND – não detectável

Para o suco de laranja foram realizados apenas três ensaios (Tabela 9),

baseados nos melhores resultados para o rendimento, atividade de água (aw) e

tempo de reconstituição, previamente determinadas, através da secagem dos sucos

de abacaxi e melão pré-biótico.

Tabela 9. Resultados de rendimento, atividade de água e reconstituição para o suco de laranja pré-biótico

Agente encapsulante

(%)

Temperatura (°C)

Rendimento (%) aw Reconstituição

(s)

20% MD* 160 81,92 0,146 ± 0,00 130 ± 0,00 20% MD 180 85,49 0,142 ± 0,00 120 ± 0,00 10% GA* 160 62,44 0,200 ± 0,00 530 ± 0,00

* MD – Maltodrextrina e GA – Goma arábica



Os resultados obtidos demonstram que o incremento nas concentrações dos

agentes encapsulantes resultou em uma redução na atividade de água (aw),

obtendo-se pós com baixos teores de água livre (aw ≤ 0,212). Esta é uma

característica fundamental, haja vista, que a atividade de água de um alimento é um

dos parâmetros mais importantes para a vida útil de um produto desidratado (QUEK;

CHOK, SWEDLUND, 2007).

Para o rendimento, podemos verificar que o mesmo também foi fortemente

favorecido pelo incremento na concentração dos agentes encapsulantes,

provavelmente, devido a um aumento na temperatura de transição vítrea da mistura,

com consequente redução de perdas de material, decorrentes de sua aderência às

paredes da câmara de secagem (FAZAELI; EMAN-DJOMEH; ASHTARI; OMID,

2012). Resultados similares foram reportados por Quek; Chok; Swedlund (2007) e

Shrestha et al (2007), ao estudarem a secagem de suco de melancia e leite em pó

desnatado, respectivamente. Este comportamento, no entanto, não pôde ser

observado para o suco de melão, ao utilizar-se 20% de goma arábica a 180 °C

(temperatura de entrada do ar de secagem), em virtude da formação de uma

solução bastante viscosa, ao se dissolver a goma arábica no suco, a qual promoveu

o entupimento do bico atomizador durante o processo de secagem, interferindo

negativamente no rendimento, não sendo possível, calculá-lo. Segundo Tonon et al

(2008) o aumento na viscosidade da alimentação pode causar uma maior adesão de

sólidos nas parede da câmara de secagem, reduzindo o rendimento do processo,

que pode ser constatado neste trabalho.

A goma arábica é comumente empregada em processos de secagem em

virtude de sua elevada solubilidade, capacidade emulsificante e baixa viscosidade

em solução aquosa (KUROZAWA; PARK; HUBINGER, 2009). Neste estudo, este

comportamento não foi observado.

De forma geral, é possível observar que os maiores rendimentos foram

obtidos quando utilizados 20% do agente encapsulante em todas as temperaturas

testadas. Além disso, podemos verificar que a temperatura não foi um fator relevante

para este parâmetro, haja vista que, mantendo-se a concentração do agente

encapsulante, obtivemos resultados similares para os rendimentos entre as

temperaturas de 160 e 180 °C.

Quanto ao tempo de reconstituição dos pós formados, podemos constatar que

a utilização da goma arábica resultou em relevante aumento neste parâmetro,



quando comparada à maltodextrina, com tempos superiores a 530 segundos (8

minutos), demonstrando a inviabilidade na sua utilização para a secagem dos sucos

em estudo. Segundo Barbosa (2010), uma característica de qualidade a ser

apresentada pelo pó obtido é a facilidade para sua reconstituição.

Ao realizar-se um teste para avaliar a solubilidade da goma arábica utilizada

em água, observou-se mais uma vez, a necessidade de tempos superiores a 8

minutos, para sua completa dissolução, demonstrando-se que a composição dos

sucos não estaria interferindo na solubilidade da goma. Desta forma, sugere-se que

a goma utilizada apresenta elevado teor de impurezas em sua composição, os quais

estariam interferindo em suas características como agente encapsulante.

Contudo, mediante o uso de maltodextrina, os tempos de reconstituição

apresentaram-se similares, obtendo-se o menor tempo quando utilizados 20 % de

maltodextrina e temperatura de 180 °C.

Analisando-se os resultados para o rendimento e o tempo de reconstituição

dos pós, podemos observar que o melhor desempenho de secagem para os sucos

em estudo, foi obtido utilizando-se 20% de maltodextrina e temperatura de 180 °C.

Shah (2007), em seu estudo sobre secagem de suco de abacaxi por atomização,

destaca as mesmas condições, como ótimas para este tipo de processo.

3.2 Características físico-químicas dos sucos pré-bióticos em pó

Após a determinação das melhores condições de secagem dos sucos pré-

bióticos, baseado nos resultados de rendimento, atividade de água (aw) e tempo de

reconstituição dos pós, foram realizadas novas secagens a fim de avaliar de maneira

mais aprofundada, o efeito do uso de elevada concentração de maltodextrina (20%),

combinado à elevada temperatura de entrada do ar de secagem (180 °C), sobre as

características físico-químicas dos sucos desidratados.

Na Tabela 10 são apresentados os resultados para atividade de água,

umidade, reconstituição, higroscopicidade e grau de caking dos sucos pré-bióticos

desidratados de abacaxi, melão e laranja.



Tabela 10. Resultados de atividade de água, umidade e reconstituição para os sucos pré-bióticos de abacaxi, melão e laranja desidratados.

Sucos reconstituídos aw

Umidade (%)

Reconstituição (s)

Abacaxi 0,127 ± 0,002 0,267 ± 0,074 126 ± 0,002 Melão 0,174 ± 0,003 0,347 ± 0,009 144 ± 0,110 Laranja 0,141 ± 0,003 0,733 ± 0,167 90 ± 0,001

Uma baixa atividade de água é fundamental para garantir a estabilidade de

um produto desidratado, haja vista que elevados valores para este parâmetro resulta

em uma menor vida de prateleira e maior susceptibilidade ao crescimento

microbiano e ao desenvolvimento de reações bioquímicas, com consequente

deterioração do produto (QUEK; CHOK, SWEDLUND, 2007). Segundo Kha;

Nguyen; Roach (2010), essas alterações podem ser prevenidas com atividades de

água inferiores a 0,6. A atividade de água dos sucos pré-bióticos em estudo foi de

0,127 para o suco de abacaxi, 0,174 para o suco de melão e 0,141 para o suco de

laranja, os quais podem ser considerados microbiologicamente estáveis. Estes

resultados também foram inferiores ao relatados por Fang e Bhandari (2011).

Esta estabilidade também pode ser garantida pelo controle da umidade dos

pós. Os sucos pré-bióticos em estudo apresentaram umidade de 0,267%; 0,347% e

0,733% para os sucos de abacaxi, melão e laranja respectivamente. Esses valores

são bastante inferiores aos resultados reportados por Tonon et al (2008) e Goula e

Adamopoulos (2010), que obtiveram umidades que variaram de 0,64 a 2,89% e 1,9

a 7,0% em estudos sobre secagem de sucos de açaí e laranja por spray drying. Este

resultado pode ser justificado pelo uso de elevada temperatura do ar de entrada

(180 °C) e elevada concentração de maltodextrina (20%) (m/m). Resultados

similares foram descritos por Moreira et al (2009) e Kha; Nguyen; Roach (2010).

Chegini e Ghobadian (2005); Jittanit; Niti-Att; Techanuntachaikul (2010); León-

Martínez; Méndez-Lagunas; Rodríguez-Ramírez (2010); Quek et al (2007) e TONON

et al (2008), demonstraram que uma elevada temperatura do ar de entrada resulta

em uma maior força de evaporação da água, devido a uma maior taxa de

transferência de calor, causando rapidamente a perda de água, obtendo-se um

produto com menor umidade. Grabowisk et al (2006) demonstrou que o aumento na

concentração de maltodrextrina resulta em um incremento na alimentação de sólidos

solúveis e uma redução na umidade total, por evaporação.



A umidade também está intimamente relacionada com o tempo necessário

para a reconstituição do pó. Uma baixa umidade resulta em um pó com menor

tendência a formar aglomerados e consequentemente, faz-se necessário, menor

tempo para sua completa dissolução em água (GOULA; ADAMOPULOS, 2008). A

maltodextrina também facilita este comportamento, devido a sua elevada

solubilidade em água (CANO – CHAUCA; STRINGHETA; RAMOS; CAL – VIDAL,

2005; FAZAELI; EMAN-DJOMEH; ASHTARI; OMID 2012; GOULA;

ADAMOPOLUOS, 2010; GRABOWSKI et al., 2006). Neste estudo, os tempos de

reconstituição foram de 126, 144 e 90 segundos para os sucos de abacaxi, melão e

laranja, respectivamente, estando de acordo com os resultados obtidos por Quek;

Chok; Swedlund (2007). Dentre os sucos estudados, verificamos que o pó formado a

partir do suco de laranja pré-biótico apresentou maior facilidade de reconstituição,

necessitando de menor tempo para o mesmo. Este resultado foi similar ao reportado

por Goula e Adamopoulos (2010), que ao estudar a secagem de suco de laranja

concentrado, obteve um tempo de reconstituição variando de 77 a 200 segundos.

A higroscopicidade e o grau de caking também são características de grande

importância para a avaliação da qualidade de produtos desidratados. Os resultados

para estes dois parâmetros podem ser visualizados na Tabela 11.

Tabela 11. Resultados de higroscopicidade e grau de caking para os sucos de abacaxi, melão e laranja pré-bióticos

Sucos Higroscopicidade

(g de H2O / 100 g de sólidos) Grau de Caking

(%) Abacaxi 7,48 35,33 ± 1,569 Melão 5,17 67,02 ± 0,225 Laranja 5,26 23,87 ± 1,923

A higroscopicidade mede a tendência do pó em absorver a umidade do

ambiente, interferindo diretamente, na qualidade do produto final. Nos pós obtidos

neste estudo, verificamos baixos valores de higroscopicidade, menores que 8%.

A maltodextrina utilizada como agente encapsulante nos processos de

secagem é uma substância pouco higroscópica. Assim, a adição de elevadas

concentrações deste agente ao produto a ser desidratado, contribui para a obtenção

de pós de baixa higroscopicidade. Resultados similares foram observados por



Rodríguez-Hernández et al (2005) e Tonon et al (2008) ao estudarem a secagem de

suco de pêra e açaí.

O grau de caking está diretamente relacionado à higroscopicidade, uma vez

que a formação de aglomerados ocorre devido à absorção de umidade (GOULA;

ADAMOPOULOS, 2010). O uso de elevadas temperaturas de entrada do ar de

secagem e elevadas concentrações de maltodextrina, com baixa dextrose

equivalente (DE) tendem a reduzir a higroscopicidade dos pós, com consequente

redução de tendência ao caking. Dentre os sucos em estudo, o suco de melão pré-

biótico apresentou maior tendência ao caking (67 %), apesar de sua baixa

higroscopicidade. Sugere-se que este aumento seja decorrente da utilização de uma

maltodextrina com elevada dextrose equivalente (DE 20), resultando em uma menor

temperatura de transição vítrea da mistura e assim, contribuindo para uma maior

tendência à formação de aglomerados (caking). O suco de laranja pré-biótico,

apresentou menor valor para este parâmetro (23,87%).

Segundo Jaya e Das (2004) recomenda-se que pós alimentícios apresentem

variação no grau de caking de 5,0 a 34,0%, visando garantir uma maior estabilidade

ao produto. Resultados semelhantes foram reportados por Goula e Adamopoulos

(2008) na secagem de polpa de tomate.

Outra característica físico-química bastante relevante na qualidade de

produtos desidratados é a cor. Segundo Quek; Chok; Swedlund (2007) a cor reflete

a atratividade e qualidade sensorial dos pós oriundos de processos de secagem por

atomização. Esta é bastante afetada por diversos fatores durante a secagem como:

temperatura do ar de secagem e agentes encapsulantes.

Nas Tabelas 12, 13 e 14 são apresentados os parâmetros de cor para os

sucos in natura, pré-biótico e reconstituído de abacaxi, melão e laranja,

respectivamente.



Tabela 12 – Resultados obtidos para os parâmetros de cor no suco de abacaxi(1)

Suco Abacaxi Cor

L* a* b*

In natura 86,633 ± 0,428a 0,197 ± 0,208a 0,867 ± 0,269a

Pré-biótico 84,924 ± 0,177a 0,260 ± 0,120a 1,487 ± 0,258a

Reconstituído 85, 983 ± 1,287a -1,486 ± 0,103b 7,666 ± 0,613b (1)

Médias com letras iguais na mesma coluna não diferem estatisticamente entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.

Tabela 13 – Resultados obtidos para os parâmetros de cor no suco de melão(2)

Suco Melão Cor

L* a* b*

In natura 83,707 ± 0,155a 2,243 ± 0,087a 7,160 ± 1,131a

Pré-biótico 83,087 ± 0,084b 2,680 ± 0,134b 11,663 ± 0,883b

Reconstituído 84,803 ± 1,131c -0,647 ± 0,025c 10,770 ± 0,190c (2)


Tabela 14 – Resultados obtidos para os parâmetros de cor no suco de laranja(3)

Suco Laranja Cor

L* a* b*

In natura 80,137 ± 0,988a -7,917 ± 0,182a 49,027 ± 1,052a

Pré-biótico 81,390 ± 1,024b -7,830 ± 0,110a 39,743 ± 0,477b

Reconstituído 78,803 ± 0,391c -3,777 ± 0,076b 32,317 ± 1,459a (3)


Pelo teste de Tukey, observa-se que no suco de abacaxi, não houve diferença

significativa entre os sucos de in natura, pré-biótico e reconstituído, para o

parâmetro de luminosidade (L*), ao nível de 5% de significância. Para os sucos de

melão e laranja, houve uma modificação significativa na luminosidade do suco

reconstituído, para os sucos in natura e pré-biótico (p < 0,05).

Para o suco de melão, houve um aumento da luminosidade, muito

provavelmente, devido à adição de maltodextrina, que por apresentar coloração



branca característica, promove o incremento na luminosidade (KHA et al., 2010).

Resultados similares são reportados durante a secagem de batata doce

(GRABOWSKI; TRUONG; DAUBERT, 2008; PENG; LI, GUAN; ZHAO, 2013) e suco

de abacaxi (ABADIO et al., 2004). Contudo, para a laranja, a redução na

luminosidade pode ser resultante de reações de escurecimento, tendo em vista, a

presença de açúcares simples em sua composição e mediante o uso de elevada

temperatura do ar de entrada, durante a secagem. Quek; Chok; Swedlund (2007)

durante secagem de suco de melancia e Caparino et al (2012), em secagem de suco

de manga, também observaram o mesmo comportamento para a luminosidade.

Com relação ao parâmetro a*, pode-se observar uma redução significativa

após a secagem dos sucos de abacaxi e melão (p < 0,05). Este resultado indica uma

redução da tendência à cor vermelha, relacionada ao escurecimento do produto.

Por sua vez, o parâmetro b* para o suco reconstituído apresentou diferença

significativa com relação aos sucos in natura e pré-biótico (p < 0,05). Observa-se

que para os sucos de abacaxi e melão reconstituídos houve um considerável

aumento deste parâmentro, caracterizando uma intensificação da cor amarela.

Melões da variedade cantaloupe são boas fontes de carotenóides e a polpa possui

coloração alaranjada a salmão devido a pigmentos principalmente, β-carotenos

(FONTELLES, 2011; SLOVAL; SUNDARARAJAN; ALFARO; SATHIVEL, 2012).

A intensificação na cor amarela dos sucos de abacaxi e melão reconstituídos

pode estar relacionada à capacidade de aglomeração (caking) dos pós formados, os

quais apresentaram valores de 35,33 e 67,02%, respectivamente. Segundo Quek;

Chok; Swedlund (2007) a aglomeração de pós promove uma maior proteção dos β-

carotenos, prevenindo a oxidação desses compostos. Outro fator que pode contribuir

para a preservação dos pigmentos é a presença da maltodextrina, comumente

utilizada em processos de secagem em spray-dryer, em virtude de seu efeito

protetor sobre componentes alimentares, sensíveis ao aquecimento (ABADIO et al.,

2004). Neste estudo, utilizou-se uma maltodextrina com elevada DE (20), o que

segundo Azeredo (2005), quanto maior a DE do amido hidrolisado, maior a proteção

do β-caroteno contra o oxigênio.

No entanto, para o suco de laranja reconstituído percebe-se uma redução

significativa de b*, possivelmente, devido à perda de pigmentos (carotenóides)

mediante destruição térmica e oxidação. No processo de secagem em estudo,

utilizou-se elevada temperatura do ar de entrada (180 °C), o que favorece a uma



maior oxidação dos pigmentos (GRABOWSKI; TRUONG; DAUBERT, 2008; KHA et

al., 2010; QUEK; CHOK; SWEDLUND, 2007) tornando o produto mais claro e

contribuindo para o aumento da luminosidade, conforme os resultados obtidos no

estudo. O suco de laranja também apresentou menor grau de caking, favorecendo a

uma maior exposição dos pigmentos. Resultados similares foram observados por

Souza et al (2008) e Jiménez – Aguilar et al (2011), ao desidratarem tomate e

extrato de blueberry, respectivamente.

Contudo, dentre os sucos estudados, pode-se considerar que com o processo

de secagem houve uma boa preservação das características de cor, nos sucos de

abacaxi e melão reconstituídos.

4. CONCLUSÃO

Com base nos resultados obtidos neste trabalho, podemos concluir que as

melhores condições de secagem dos sucos de abacaxi, melão e laranja pré-bióticos

foram obtidas ao utilizarmos 20% de maltodextrina (DE 20) e temperatura de entrada

do ar de secagem de 180 °C, resultando em pós com baixa atividade de água,

umidade e higroscopicidade possibilitando uma maior estabilidade química e

microbiológica ao produto, principalmente durante a estocagem, bem como,

conferindo uma reidratação rápida ao produto, haja vista que são necessário tempos

inferiores a 150 segundos para a completa dissolução dos pós em água.

Apesar da baixa higroscopicidade dos pós formados, os mesmos,

apresentaram elevada tendência a aglomeração, com exceção para o suco de

laranja pré-biótico, que apresentou-se dentro dos parâmetros indicados para pós

alimentares.

A utilização de maltodextrina possibilitou a preservação dos parâmetros

gerais de cor dos sucos, bem como uma intensificação na cor amarela,

principalmente para os sucos de abacaxi e melão. No entanto, a elevada

temperatura de entrada do ar de secagem, contribuiu para uma redução na

luminosidade do suco de laranja pré-biótico, decorrente de reações de

escurecimento e degradação de pigmento.

No contexto geral, a secagem dos sucos de abacaxi, melão e laranja pré-

bióticos possibilitou a obtenção de pós com propriedades físico-químicas adequadas



para garantir sua estabilidade durante a estocagem, melhor conservação do produto,

além de contribuir para o incremento do mercado de alimentos com propriedades

funcionais.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem a CAPES, CNPq, e ao Instituto Nacional de Frutos

Tropicais-INCT, pelo auxílio financeiro.

REFERÊNCIAS

1. ABADIO, F. D. B.;DOMINGUES,A.M.; BORGES, S. V.; OLIVEIRA. V. M. Physical properties of powdered pineapple (Ananas comosus) juice––effect of malt dextrin concentration and atomization speed. Journal of Food Engineering, v.64, p.285–287, 2004.

2. AOAC - ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTS. Official Methods

of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists, (method 934.06). Arlington: A.O.A.C.,1995. chapter 37. p. 4.

3. BARBOSA, S. J. Qualidade de suco em pó de mistura de frutas obtido por spray

drying. Dissertação (Mestrado em Produção Vegetal no Semi-árido) –Programa de Pós - Graduação Produção Vegetal no Semi-árido, Universidade Estadual de Montes Carlos – Unimontes, Montes Carlos, 107 p., 2010.

4. BRAND-WILIAMS.; CUVELIER, M. E.; BERSET, C. Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. Food Science and Technology, v.28, p.25-30. 1995.

5. CANO-CHAUCA, M.; STRINGHETA, P. C.; RAMOS, A. M.; CAL-VIDAL, J. Effect of the carriers on the microstructure of mango powder obtained by spray drying and its functional characterization. Innovative Food Science & Emerging Technologies, v. 6, n. 4, p. 420 – 428, 2005.

6. CAPARINO, O. A.; TANG, J.; NINDO, C. I.; SABLANI, S. S.; POWERS, J. R.;

FELLMAN, J. K. Effect of drying methods on the physical properties and



microstructures of mango (Philippine ‘Carabao’ var.) powder. Journal of Food Engineering, v. 111, p. 135 – 148, 2012.

7. CHEGINI, G. R.; B. GHOABADIAN, B. Spray Dryer Parameters for Fruit Juice

Drying. World Journal of Agricultural Sciences, v. 3, n. 2, p. 230-236, 2007. 8. CHUNG, C.; Day, D. Efficacy of Leuconostoc mesenteroides (ATCC 13 146)

isomaltooligosaccharides as a poultry prebiotic. Poultry Science, v. 83, p. 1302-1306, 2004.

9. DELLA TORRE, J. C. M.; RODAS, M. A. B. Perfil sensorial e aceitação de suco de

laranja pasteurizado minimamente processado. Ciênc. e Tecnol. de Alimentos, v. 23, n. 2, p.105-111, 2003.

10. FABRA, M. J.; MÁRQUEZ, E.; CASTRO, D.; CHIRALT, A. Effect of maltodextrins in

the water-content–water activity–glass transition relationships of noni (Morinda citrifolia L.) pulp powder. Journal of Food Engineering, v. 103, p. 47–51, 2011.

11. FANG, Z. X.; BHANDARI, B. Effect of spray drying and storage on the stability of

bayberry polyphenols. Food Chemistry, v.129, p. 1139 - 1147, 2011. 12. FAZAELI, M.; EMAN-DJOMEH, Z.; ASHTARI, A. K.; OMID, M. Effect of spray dryibg

conditions and feed composition on the physical properties of black mulberry juice powder. Food and Bioproducts Processing, v. 90, n. 4, p. 667 – 675, 2012.

13. FONTELES, T. V. Desenvolvimento de uma nova bebida functional probiótica à base de suco de melão cantaloupe sonificado. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos - Departamento de Tecnologia de Alimentos, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 138 p., 2011.

14. GABAS, A.L.; TELIS, V.R.N.; SOBRAL, P.J.A.; TELIS-ROMERO, J. Effect of

maltodextrin and Arabic gum in water vapor sorption thermodynamic properties of vacuum dried pineapple pulp powder. Journal of Food Engineering, v. 82, p. 246-252, 2007.

15. GHARSALLAOUI, A.; ROUDAUT, G.; CHAMBIM, O.; VOILLEY, A.; SAUREL, R. Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: an overview. Food Res. Intl., v. 40, p.1107–1121, 2007.

16. GRABOWSKI, J. A.; TRUONG, V.D.; DAUBERT, C.R. Spray-drying of amylase



hydrolyzed sweet potato puree and physicochemical properties of powder. Journal of Food Science, v. 71, n. 5, p. E209–E217, 2006.

17. GRABOWSKI, J. A.; TRUONG, V. D.; DAUBERT, C. R. Nutritional and rheological characterization of spray dried sweetpotato powder. LWT, v. 41, p. 206–216, 2008.

18. GOULA, A. M.; ADAMOPOULOS, K. G. A new technique for spray drying orange

juice concentrate. Innovative Food Science and Emerging Technologies, v. 11, p. 342–351, 2010.

19. GOULA, A. M.; ADAMOPOULOS, K. G. Effect of maltodextrin addition during spray

drying of tomato pulp in dehumidified air: I. Powder properties. Drying Technology, v. 26, p. 726−737, 2008.

20. HOSSAIN, M. A.; RAHMAN, S. M. M. Total phenolics, flavonoids and antioxidant

activity of tropical fruit pineapple. Food Research International, v. 44, n. 3, p. 672 – 676, 2011.

21. ISMAIL, H. I.; CHAN, K. W.; MARIOD, A. A.; ISMAIL, M. Phenolic content and

antioxidant activity of cantaloupe (Cucumis melo) methanolic extracts. Food Chemistry, v. 119, p. 643-647, 2010.

22. JAYA, S.; DAS, H. Effect of maltodextrin, glycerol monostearate and tricalcium

phosphate on vacuum dried mango powder properties. Journal of Food Engineering, v. 63, p. 125−134, 2004.

23. JAYASUNDERA, M.; ADHIKARI, B.; HOWES, T.; ALDRED, P. Surface protein

coverage and its implications on spray-drying of model sugar-rich foods: solubility, powder production and characterization. Food Chemistry, v. 128, p. 1003 – 1016, 2011.

24. JIMÉNEZ-AGUILLAR, D. M.; ORTEGA-REGULES, A. E.; LOZADA-RAMÍREZ, J. D.;

PÉREZ-PÉREZ, M. C. I.; VERNON-CARTER, E. J.; WELTI-CHANES, J. Color and chemical stability of spray-dried blueberry extract using mesquite gum as wall material. Journal of Food Composition and Analysis, v. 24, p. 889–894, 2011.

25. JITTANIT, W.; NITI-ATT, S.; TECHANUNTACHAIKUL, O. Study of Spray Drying of

pineapple juice using maltodextrin as an adjunct. Chiang Mai. J. Science, v. 37, n. 3, p. 498 – 506, 2010.



26. KHA, T. C.; NGUYEN, M. H.; ROACH, P. D. Effects of spray drying conditions on the physicochemical and antioxidant properties of the Gac (Momordica cochinchinensis) fruit aril powder. Journal of Food Engineering, v. 98, p. 385–392, 2010.

27. LEÓN-MARTÍNEZ, F. M..; MÉNDEZ-LAGUNAS, L.L.; RODRÍGUEZ-RAMÍREZ.Spray drying of nopal mucilage (Opuntia ficus-indica): Effects on powder properties and characterization. Carbohydrate Polymers, v. 81, p. 864–870, 2010.

28. LUCKOW, L.; DELAHUNTY, C. Consumer acceptance of Orange juice containing

functional ingredients. Food Research International, v. 37, p. 805-814, 2004. 29. MONTERO-CALDERÓN, M.; ROJAS-GRAÜ, M. A.; MARTÍN-BELLOSO, O. Effect of

packaging conditions on quality and shelf-life of fresh-cut pineapple (Ananas comosus). Postharvest Biology and Technology, v. 50, n. 2-3, p. 182 – 189, 2008.

30. MOREIRA, G. E. G.; COSTA, M .G. M.; SOUZA, A. C. R.; BRITO, E. S.; MEDEIROS,

M. F.D.; AZEREDO, H. M. C. Physical properties of spray dried acerola pomace extract as affected by temperature and drying aids. LWT - Food Science and Technology, v. 42, p. 641–645, 2009.

31. MUSSATTO, S. I.; MANCILHA, I. M.; Non-digestible oligosaccharides: A review.

Carbohydrate Polymers, v. 68, p. 587 – 597, 2007.

32. PENG, Z.; LI, J.; GUAN, Y.; ZHAO, G. Effect of carriers on physicochemical properties, antioxidant activities and biological components of spray-dried purple sweet potato flours. LWT - Food Science and Technology, p. 1 – 8, 2013.

33. QUEK, S.Y.; CHOK, N.K.; SWEDLUND, P. The physicochemical properties of spraydried watermelon powder. Chemical Engineering and Processing, v. 46, n. 5, p. 386–392, 2007.

34. RABELO, M. C.; HONORATO, T. L.; GONÇALVES, L. R. B.; PINTO, G. A. S.; RODRIGUES, S. Enzymatic synthesis of prebiotic oligosaccharides. Applied Biochemistry and Biotechnology, v. 133, p. 31-40, 2006.

35. RABELO, M, C.; FONTES, C. P. M. L.; RODRIGUES, S. Enzyme synthesis of oligosaccharides using cashew apple juice as substrate. Bioresource Technology, v. 100, p. 5574–5580, 2009.



36. RAMALLO, L. A.; MASCHERONI, R. H. Quality evaluation of pineapple fruit during drying process. Food and Bioproducts Processing, v. 90, n. 2, p. 275 – 283, 2012.

37. RASTALL, R. A. Functional Oligosaccharides: Application and Manufacture. Annu.

Rev. Food Sci. Technol., v.1, p. 305–39, 2010.


39. RODRÍGUEZ-HERNÁNDEZ, G.R., GONZÁLEZ-GARCÍA, R., GRAJALES-

LAGUNES, A., RUIZ-CABRERA, M.A. Spray-drying of cactus pear juice (Opuntia streptacantha): effect on the physicochemical properties of powder and reconstituted product. Drying Technology, v. 23, n. 4, p. 955–973, 2005.

40. SHAH, N. P. Functional cultures and health benefits. International Dairy Journal, n.

17, p.1262–1277, 2007. 41. SHRESTHA, A. K.; HOWES, T.; ADHIKARI, B. P.; BHANDARI, B. R. Water sorption

and glass transition properties of spray dried lactose hydrolysed skim milk powder. LWT, v. 40, p.1593–1600, 2007

42. SLOVAL, K. M.; SUNDARARAJAN, S.; ALFARO, L.; SATHIVEL, S. Development of cantaloupe (Cucumis melo) juice powders using spray drying Technology. LWT - Food Science and Technology, v. 46, p. 287 - 293, 2012.

43. SOUZA, A. S.; BORGES, S. V. ; MAGALHÃES, N. F.; RICARDO, H. V.; AZEVEDO,

A. D. Spray-Dried Tomato Powder: Reconstitution Properties and Colour. Brazilian Archives of biology and Technology, v. 51, n. 4, p. 807-814, July-Aug, 2008.


45. TONON, R. V.; BRABET, C.; HUBINGER, M. D. Influence of process conditions on the physicochemical properties of acai (Euterpe oleraceae Mart.) powder produced by spray drying. Journal of Food Engineering, v. 88, p. 411–418, 2008.



46. WANG, W.; ZHOU, W. Characterization of spray-dried soy sauce powders using maltodextrins as carrier. Journal of Food Engineering, v. 109, p. 399–405, 2012.

47. WANG,Y. Prebiotics: Present and future in food science and technology. Food

Research International, v. 42, p. 8–12, 2009.

C o n s i d e r a ç õ e s F i n a i s | 119

CONSIDERAÇÕES FINAIS

Os sucos de abacaxi, melão e laranja apresentaram-se como excelentes

matrizes alimentares para a síntese enzimática de oligossacarídeos pré-bióticos com

diferentes graus de polimerização, possibilitando a elaboração de uma bebida pré-

biótica inovadora.

A secagem dos sucos de frutas pré-bióticos em spray-drying possibilitou a

obtenção de pós com parâmetros físico-químicos que possibilitam sua estabilidade

durante a estocagem, melhor conservação do produto e preparo instantâneo, sem

promover relevantes perdas em suas características sensoriais e contribuindo para

uma maior disponibilidade do produto com propriedades funcionais, aliado à

praticidade no preparo para o consumo.

Estudos futuros sugerem a identificação da estrutura química dos

oligossacarídeos formandos, a fim de possibilitar uma melhor caracterização dos

mesmos, bem como, uma maior compreensão do mecanismo de síntese enzimática

dos oligossacarídeos.

Documents

Produção de oligossacarídeos pré-bióticos em sucos de frutas … · 2020-06-19 · F765p Fontes, Claudia Patrícia Mourão Lima. Produção de oligossacarídeos pre-bióticos