Universidade Federal Fluminense

Instituto de Química

Departamento de Química Orgânica

Graduação em Química Industrial

SÍNTESE DE UMA NOVA CLASSE DE PIRROLONAFTOQUINONAS

GLICOCONJUGADAS COMO POTENCIAIS AGENTES ANTITUMORAI S

Fernanda Alves Lima

Niterói, junho de 2014

2

SÍNTESE DE UMA NOVA CLASSE DE PIRROLONAFTOQUINONAS

GLICOCONJUGADAS COMO POTENCIAIS AGENTES ANTITUMORAI S

Monografia apresentada ao Curso de

Graduação em Química Industrial da

Universidade Federal Fluminense,

como requisito parcial para obtenção

do Grau de Químico Industrial.

Fernanda Alves Lima

Orientadora: Profª. Dra. Anna Claudia Cunha

3

4

RESUMO

Este trabalho teve como objetivo a síntese de uma nova família de

pirrolonaftoquinonas glicoconjugadas a partir da reação entre a 2,3-dicloro-

naftoquinona 26 e derivados de aminocarboidratos 24a-c. As três substâncias inéditas,

2-amino-2-metil-1[(metil-5’-desoxi-2’-,3’-O-isopropilideno-β-D-metilfuranosid-5’-il]-

4,9-dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3carboxilato de etila 28a, 2-amino-2-amino-2-

metil-4[(6’-desoxi-1’,2’:3’,4’-di-O-isopropilideno-D-galactopiranos-6’-il)metil]4,9-

dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3-carboxilato de etila 28b e 2-amino-2-metil-2-[(5’-

Desoxi-1’,2’-O-isopropilideno-D-xilofuranos-5’-il)]-4,9-dioxo-4,9-diidro-1H-

benzo[f]indol-3-carboxilato de etila 28c, foram sintetizadas com rendimentos

moderados. Estas substâncias estão sendo avaliadas como possíveis agentes

antitumorais pelo grupo de pesquisa da professora Patrícia Dias Fernandes, da

Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ).

5

SUMÁRIO

1. Introdução ______________________________________ 6

2. Objetivos _______________________________________ 12

2.1- Objetivo geral __________________________________ 12

2.2- Objetivo Específico e Justificativa __________________ 12

3. Metodologia _____________________________________ 14

4. Resultados e Discussão ____________________________ 16

5. Conclusão ______________________________________ 47

6. Parte Experimental _______________________________ 47

6.1. Materiais e Métodos _____________________________ 47

6.2- Procedimento Experimental _______________________ 49

6

1. INTRODUÇÃO

1.1 Quinonas: Aspectos Gerais

Quinonas são caracterizadas pela presença de dois grupos cetônicos dispostos

nas posições 1,2 ou 1,4 de um sistema cíclico conjugado (Figura 1). Estas podem ser

classificadas, como benzoquinonas (1-2), naftoquinonas (3-4), antraquinona (5) e

fenantroquinona (6), com base no esqueleto carbônico do anel aromático que está

incorporado as duas carbonilas. 1,2

1 2 3 4 5 6

O

O

O

O

O

O

O

O

O OO

O

Benzoquinona Naftoquinona Antraquinona Fenantroquinona

Figura 1. Alguns exemplos de quinonas.

As quinonas estão largamente distribuídas em vários sistemas naturais,

destacando-se os de origens vegetais (folhas, galhos, raízes). Esta classe de substância é

de vital importância para os seres humanos, vegetais superiores, artrópodes, fungos,

líquens, bactérias, algas e vírus. 2

1.2 Exemplos de quinonas com propriedades biológicas

As quinonas participam de diversos processos bioquímicos vitais aos seres

vivos, como a produção de ATP. Por exemplo, as ubiquinonas (7a) e as plastoquinonas

(7b) funcionam como agentes transportadores de elétrons na mitocôndria e nos

cloroplastos, durante a produção de ATP. As vitaminas do tipo K (8) possuem ação

controladora da coagulação sanguínea, dentre outras funções biológicas (Figura 2). 3

1 Junior, E. N. S.; Síntese de novos derivados de Lapachonas e Nor-lapachonas: veredas à atividade farmacológica. Dissertação de mestrado em Química Orgânica. Universidade Federal Fluminense, 2007. 2Dos Santos, E. A.; Estudo da atividade citotóxica da alfa-lapachona e seu derivado tetrahidropirano. Dissertação de mestrado em Farmacologia. Universidade Federal do Ceará. 2012. 3 Da Silva, M.N.; Ferreira, V.F.; De Souza, M.C.B.V.; Um panorama atual da química e da farmacologia de naftoquinonas, com ênfase na β-lapachona e derivados. Quim. Nova. 2003. Vol. 26, No. 3, 407-416.

7

Figura 2. Exemplos de quinonas naturais com atividades biológicas. 4

A β-lapachona (9), um derivado sintético do lapachol (10), possui atividade

contra o Trypanossoma cruzi, agente causador da doença de Chagas, e contra células

tumorais (Figura 3). 4

Figura 3. Representação das estrutiras da β-lapachona (9) e do lapachol (10).

Quinonas naturais obtidas de extratos vegetais, como α-lapachona (11),

estreptonigrina (12) e urdamicinona (13), têm despertado o interesse de diferentes

grupos de pesquisa à procura de novos derivados sintéticos biologicamente ativos. Este

fato pode ser comprovado pelo grande número de trabalhos encontrados na literatura,

4 Da Cruz, N.A.; Dos Anjos, A.; Simões, V.N.; Brotto, D.F.; De Oliveira, T.D.; Extração e conversão química de uma quinona natural e aplicação do produto em química de coordenação. Extraído de < http://periodicos.uems.br/novo/index.php/enic/article/viewFile/2397/913>, Acessado em: 01 maio 2014.

8

explorando a atuação destas substâncias em múltiplas funções biológicas, como por

exemplo, antimalarial, tripanomissida, microbicida, dentre outras. (Figura 4). 5

NN

O

O

H3CO

H2NCOOH

CH3H2N

HO

H3CO

OCH3

O

HOHO

H3C

O

OOH

O CH3

OH

O

O

O

CH3

CH3

1112

13

Figura 4. Exemplos de quinonas de origem natural.

Sob o ponto de vista estrutural de inúmeras quinonas com aplicações biológicas

diferenciadas, destacam-se aquelas nas quais o anel quinonoídico encontra-se fundido

com sistemas heterocíclicos nitrogenados, incluindo pirrólico, piridínico e pirazínico.5

Por exemplo, a pirroloquinolina quinona (PQQ) (Figura 5), uma vitamina do complexo

B, que possui propriedades vitamínicas e antioxidantes muito mais potentes que a

vitamina C. Essa substância possui importante papel no processo de envelhecimento,

proteção das células nervosas e na estimulação natural dos níveis energéticos ligados

à concentração e ao desempenho. 6

5 Ferreira, S. B.; Gonzaga, D. T. G.; Santos, W. C.; Araújo, K. G. L.; Ferreira, V. F.; β-Lapachona: Sua importância em química medicinal e modificações estruturais . Rev. Virtual Quim., 2010, 2 (2), 140-160. 6 Neto, R.F.A.; Déficit de memoria, envelhecimento e a importância da PQQ. 2013. Disponível em: < http://www.robertofrancodoamaral.com.br/blog/diversos/pqq-o-super-antioxidante/ > Acessado em: 01 maio 2014.

9

Figura 5. Pirroloquinolina quinona (PQQ) biologicamente ativa. 6

A seguir estão mostrados alguns exemplos de azaquinonas7 com atividade

antitumoral.

Figura 6. Quinonas com atividade antitumoral

A molécula 15 mostrada acima é um sistema muito promissor. Por apresentar

atividade contra células do pulmão, com valor de IC50 (concentração necessária para

inibir 50% das células do câncer) de 0,63-0,75 µM, inferior ao valor do padrão

(Doxorrubicina, IC50 = 0,88 µM), este núcleo foi escolhido como sistema de estudo

deste trabalho, onde serão feitas algumas modificações com o objetivo de melhorar

ainda mais a atividade já apresentada.

7 Camara, A. C.; Pinto, A. C.; Rosa, M. A.; Vargas. M. D., Secondary amines and unexpected 1-aza-anthraquinones from 2-methoxylapachol, Tetrahedron, 2001, V. 57, 9569.

10

Na Figura 7 abaixo encontram-se ilustrados alguns exemplos de quinonas que já

possuem atividade antitumoral comprovada. As quinonas 17 e 18 são antibióticos de

origem natural usadas clinicamente pelo Instituto Nacional do Câncer e atuam inibindo

as enzimas Topoisomerases I e II, consequentemente impedindo a replicação da célula e

causando a sua morte. A substância 19, conhecida como cloridrato de mitoxantrona

(Mitostate ®), é um antineoplásico indicado para a quimioterapia em pacientes com

câncer de mama.8

O

O

OH

OH

R

OH

OH3C

H O

O

H3C

OH

NH2

Daunorrubicina 17,

Doxorrubicina 18,

R = CH3CO

R = HOCH2CO

OH O

O

HN

OH HN

HN

OH

NH

OH

Cloridrato de mitoxantrona

.2HCl

19

Figura 7. Exemplos de quinonas com atividade antitumoral.

A atuação das quinonas em processos biológicos está relacionada com a

capacidade de provocar apoptose das células cancerígenas por dois mecanismos

principais:

• Via estresse oxidativo - A reação de biorredução do núcleo quinonoídico (Q)

por um ou dois elétrons catalisada pelas enzimas NADPH leva à formação de um

radical semiquinona (Q-·) in situ, que na presença de oxigênio molecular (O2)

transfere um elétron e gera o radical superóxido (O2·-). Este último radical sofre

ação da enzima superóxido desmutase, transformando-se no peróxido de

hidrogênio (H2O2), oxigênio singleto (1O2) e radical hidroxila (HO·), que

8 Cardoso, M.F.C.; Síntese de derivados 5-amino-1H-pirazólicos da nor-β-lapachona com potencial perfil anticancerígeno. Dissertação de Mestrado. Programa de Pós-graduação em ciências aplicadas a produtos para a saúde. Universidade Federal Fluminense. 2012.

11

provocam a destruição de biomoléculas (ácidos nucléicos, DNA e lipídios) e a

consequente morte celular (Esquema 1).

Este tipo de mecanismo de ação é importante, pois alguns microorganismos

patogênicos são muito mais sensíveis ao estresse oxidativo que os humanos

hospedeiros. 9,10

Esquema 1. Ciclo redox resumido das quinonas (Adaptado da referência 11).11

• Via diminuição da atividade das enzimas topoisomerases I e II - Essas

enzimas são responsáveis pelos eventos nucleares de replicação, transcrição,

recombinação, reparo e montagem do DNA. A formação de ligações entre os

agentes neoplásicos e o DNA leva a diminuição da atividade dessas enzimas,

causando o bloqueio da síntese de ácidos nucléicos, promovendo a ruptura dos

filamentos de DNA e consequente apoptose celular. 12

9 Silva, M. N.; Ferreira, V. F.; Souza, M.C. B. V. Um panorama atual da química e da farmacologia de naftoquinonas, com ênfase na β-lapachona e derivados. Quim. Nova. 2003, V. 26, 407-416. 10 Baldotto, M.A.; Propriedades redox e grupos funcionais de ácidos húmicos. Tese de Doutorado. Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro. Campos dos Goytacazes. RJ. 2006. 11

Ferreira, S. B., Gonzaga, D. T. G., Santos, W. C., Araújo, K. G. L., Ferreira, V. F.; Rev. Virtual Quím., 2010, V. 2, 140. 12 De Almeida, V.L.; Leitão, A.; Reina, L.C.B.; Montanari, C.A.; Câncer e agentes antineoplásicos ciclo-celular específicos e ciclo-celular não específicos que interagem com o DNA: uma introdução. Departamento de Química, Instituto de Ciências Exatas, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte – MG.

12

O grande desafio na área de quimioterápicos está na forte resistência das células

tumorais com respeito às drogas. Esta ocorre ou porque as populações celulares

desenvolvem uma nova codificação genética (sofrem mutação) ou porque são

estimuladas a desenvolver tipos celulares resistentes aos quimioterápicos. Além disso, o

desenvolvimento de substâncias que sejam as mais seletivas possíveis, ou seja de um

fármaco que interferisse no ciclo celular do câncer, com o mínimo (ou sem) efeitos nas

células normais, vizinhas.13

Cabe destacar que a toxicidade e os efeitos adversos dos medicamentos

quimioterápicos estão associados à falta de especificidade de suas interações com o alvo

terapêutico ou de sua interação com múltiplas moléculas alvo. 14

2. OBJETIVOS

2.1- Objetivo geral

Síntese de quinonas como potenciais agentes antitumorais.

2.2- Objetivo Específico e Justificativa

Este trabalho tem como objetivo a síntese de uma nova família de

pirrolonaftoquinonas 28a-c, planejadas a partir da incorporação de diferentes açúcares

ligados na posição N-1 da substância benzo[f]indol-4,9-diona (15), descrita na literatura

como agente antitumoral 15.

13 Controle do Câncer: uma proposta de integração ensino-serviço. 2 ed. rev. atual. - Rio de Janeiro: Pro-Onco. 1993. Disponivel em: <http://www1.inca.gov.br/conteudo_view.asp?id=101> - Acessado em: 02 maio 2014. 14

Torres, L. B.; XX Escola de verão em Química Farmacêutica e Medicinal. Arturo San Feliciano, Universidade de Salamanca – Espanha. Disponível em: http://www.evqfm.com.br/xx_evqfm/diario/texto_arturo.html - Acessado em 02 maio 2014. 15 Park, H. J.; Lee, H.-Jung; Min, H.-Young ; Chung, H.-Jin; Suh, M. E.; Park-Choo, H.-Young; Kim, C.; Kim, H. j.; Seo, E.-Kyung; Lee, S. K. Inhibitory effects of a benz[f]indole-4,9-dione analog on cancer cell metastasis mediated by the down-regulation of matrix metalloproteinase expression in human HT1080 fibrosarcoma cells. Eur. J. Pharm. , 2005, V.527, 31-36.

13

Esquema 2: Síntese de uma nova família de quinonas 28a-c contendo diferentes

carboidratos.

A avaliação dos compostos inéditos frente a diferentes linhagens de células

tumorais será realizada pelo grupo de pesquisa da professora Patrícia Dias Fernandes,

da Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ).

As modificações na estrutura de 15, a partir da substituição do grupo metílico da

posição N-1 por diferentes carboidratos tiveram os seguintes propósitos:

• Propiciar um aumento da solubilidade das moléculas em meio biológico.

• Tornar as substâncias mais seletivas frente às linhagens de células

tumorais, tendo em vista que, normalmente, as células tumorais têm

receptores específicos para carboidratos. Por exemplo, o papel

desempenhado pelo carboidrato daunosamina presente nas estruturas dos

fármacos utilizados pelo Instituto Nacional do Câncer, Daunorrubicina

17 e Doxorrubicina 18, participa do reconhecimento e da interação com

as enzimas topoisomerases I e II. Ao formar um complexo estável com

essas enzimas, as substâncias conseguem inibir a ação de replicação do

DNA e causar a morte celular. 14

Neste projeto, a escolha dos carboidratos derivados da ribose, galactose e xilose

baseou-se no artigo recentemente publicado16 sobre amino-1,2-naftoquinonas

16

Campos, V. R., dos Santos, E. A., Ferreira, V. F., Montenegro, R. C., de Souza, M. C. B. V., Costa- Lotufo, L. V., Moraes, M. O., Regufe, A. K. P., Jordão, A. K., Pinto, A. C., Resende, J. A. L. C., Cunha,

14

glicoconjugadas 29a-c, exibindo atividade antitumoral (Figura 8). As substâncias 29a-b

apresentaram seletividade contra inibição das linhagens de células do câncer de mama

(MDA-MB 435). Enquanto, o análogo de quinona 29c mostrou-se seletivo no combate

as linhagens de células de leucemia (HL-60).

Figura 8. Quinonas glicoconjugadas 29a-c que apresentam atividade antitumoral.

3. METODOLOGIA

A rota sintética empregada na preparação das novas pirrolonaftoquinonas 28a-c

está demonstrada no Esquema 3 abaixo.

A. C.; Synthesis of carbohydrate-based naphtoquinones and their substituted phenylhydrazono derivatives as anticancer agents. RCS Advances. 2012, V. 2, 11438.

15

O

O

O

O

O

O O

OCH3

H3C CH3a

O

O

O

OO

H3C

H3C

CH3

CH3

,R =O

OH

O

O

CH3c

,CH3

b

Cl

O

O

NNH2

OEtO

Cl

OEtCN

O

12

3456

78 9 1

2

345

6

7

8R

Cl

R NH2+

O

O

N

OEtCN

OH

R

I

+OEt

O

NC

2526

24a-c

28a-c 27

Esquema 3: Análise retrossintética para obtenção das quinonas inéditas 28a-c.

A desconexão das ligações N-C2 e C9a-N permitiu identificar a substância 26 e os

aminocarboidratos 24a-c como precursores sintéticos das pirroloquinonas

glicoconjugadas 28a-c. Essas substâncias serão sintetizadas a partir da reação de

substituição nucleofílica de 26 com os derivados aminados 24a-c, seguido da reação de

ciclização intramolecular dos intermediários correspondentes I em meio de etanol. Os

intermediários I não foram colocados na retroanálise porque esses produtos não foram

isolados. Em 26, a desconexão da ligação C3-C levou à identificação da 2,3-dicloro-

naftoquinona 25, que será reagida com o íon enolato, formado in situ por reação de

desprotonação do cianoacetoaceto de etila 27 com carbonato de potássio em meio de

acetonitrila.

Para as aminas derivadas de carboidratos 24a-c, a desconexão da ligação C5-N

(Esquema 4) levou à identificação dos azidocompostos 23a-c, respectivamente, como

seus precursores, explorando a reação de redução catalítica com Pd/C 10%. Nestas

últimas substâncias, a desconexão da ligação C5-N3 identificou os correspondentes

tosilatos derivados de carboidratos 22a-c, como matérias-primas para sua obtenção. Por

sua vez, a desconexão da ligação -O-Ts de 22a-c evidenciou os respectivos

acetonídeos 21a-c como seus precursores sintéticos, via reação de tosilação com

cloreto de tosila em meio de piridina. A reação de acetonização das posições C-2/ C-3

da D-ribose 20a, C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-galactose 20b e C-1/C-2 e C-3/C-5 da D-

xilose 20c com acetona na presença de ácido H2SO4 concentrado para a substância 20a e

16

CuSO4 para as substâncias 20b-c permitirá que os derivados de acetonídeos 21a-b e

20d, respectivamente, possam ser obtidos com bons rendimentos. O monoacetonídeo

da xilose 21c poderá ser obtido através da reação de hidrólise do derivado 20d em meio

de solução aquosa de HCl 0,2%.

Esquema 4: Retroanálise para obtenção dos aminocarboidratos 24a-c.

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1) Síntese dos aminocarboidratos derivados da ribose 24a, galactose

24b e xilose 24c

A síntese dos novos análogos de pirrolonaftoquinonas 28a-c foi iniciada com a

preparação das substâncias 24a-c, conforme mostra o Esquema 5.

17

Esquema 5. Síntese dos aminocarboidratos derivados da ribose 24a, galactose 24b e xilose 24c

No Esquema 5, as duas reações de proteção dos grupamentos hidroxila das

posições C-2/C-3 e C-1 de 20a foram realizadas em um único pote reacional. Estas

envolveram a reação de acetonização dos grupos hidroxila C-2/C-3 com acetona em

meio de ácido sulfúrico e transformação do grupo hidroxila da posição C-1 em função

éter, utilizando o metanol como agente nucleofílico. A reação foi deixada à temperatura

ambiente durante 48 horas.

Esta foi monitorada através da técnica de cromatografia em camada fina (CCF),

utilizando como mistura de eluentes hexano/acetato de etila 7:3 (v/v). Após o término

da reação, foram adicionados ao balão de fundo redondo 25mL de solução aquosa

saturada de bicarbonato de sódio para a completa neutralização do meio reacional. Em

seguida, o monoacetonídeo da ribose pode ser extraído com acetato de etila. A fase

orgânica foi seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente foi evaporado à

pressão reduzida, obtendo-se 21a como um óleo de cor marrom. O produto foi

purificado por cromatografia em coluna, utilizando-se como mistura de eluentes

hexano/acetato de etila 9:1 (v/v). Após a purificação, obteve-se o monoacetonídeo da

ribose 21a como um óleo de coloração amarela com rendimento de 95%.

18

Uma proposta de mecanismo para a obtenção de 21a está demonstrada a seguir

(Esquema 6).

O

OH

HO OH

H SO3H

O

OCH3

O O

HO

O

O

HO OH

HOH

H O

HO OH

HO

CH3-OH

OO

HO OH

HO

H

CH3

O SO3H

O

OCH3

HO OH

HO

H3C

O

CH3O

OCH3

HO OH

HO

O

OCH3

O O

HO

CH3H2CO SO3H

HO

21a

II20a

H

IV

III

O SO3H

O SO3H

O SO3H

OH

CH3

H3C

O SO3H

Prototropismo

O

OCH3

HO O

HO

OH2

CH3

H3C

O SO3H

O

OCH3

HO O

HO

CH3

H3C

O SO3H

H

H3C CH3

Esquema 6. Proposta de mecanismo para a formação de 21a.

Inicialmente, o meio ácido mineral favorece a reação de protonação da hidroxila

do carbono hemiacetal ou anomérico de 20a, que subseqüentemente elimina água,

transformando-se na espécie II . Esta última, por sua vez, reage com metanol levando a

obtenção de III . O ataque nucleofílico do grupo hidroxila da posição C-2 ao carbono

carbonílico da acetona protonada, seguido de eliminação de água fornece o

19

intermediário IV , que posteriormente submete-se à reação de ciclização intramolecular,

transformando-se no produto 21a.

O monoacetonídeo da ribose 21a teve a sua estrutura confirmada através do

método espectroscópico na região do Infravermelho, sendo observadas no espectro da

Figura 9 (Anexo I) as bandas de deformação axial da ligação OH e das metilas

geminais dos grupamentos isopropilidênicos em 3447 e 1374 cm-1, respectivamente.

O

OCH3

O O

CH3H3C

HO

Figura 9. Espectro na região do Infravermelho da substância 21a (Anexo I).

Para a reação de acetonização dos grupamentos hidroxila dos carbonos das posições

C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-galactose 20b e C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-xilose 20c para a

geração dos acetonídeos 21b e 20d, respectivamente, utilizou-se acetona, ácido

sulfúrico e sulfato de cobre (II) anidro como mostrado nas figuras abaixo. Este sal, por

ser um agente desidratante, facilita o mecanismo desta reação que é reversível.

20

O experimento foi monitorado através da técnica de cromatografia em camada fina

(CCF), utilizando-se como mistura de eluentes hexano/acetato de etila 8:2 (v/v) para o

composto derivado da xilose 20d e hexano/acetato de etila 7:3 (v/v) para o composto

derivado da galactose 21b. Após 24 horas de agitação do meio reacional a temperatura

ambiente, filtrou-se a mistura em funil de Büchner para retirada do sal inorgânico. Em

seguida, o filtrado foi neutralizado com uma solução aquosa de NaOH 50%. O

diacetonídeo da galactose 21b e o diacetonídeo da xilose 20d apresentaram-se como

óleos de cor amarela. O composto 21b apresentou um rendimento de 80% após a

evaporação do solvente a pressão reduzida e o composto 20d foi levado a hidrólise logo

em seguida.

A reação de hidrólise parcial do grupo acetal da posição C-3/C-4 de 20d foi

efetuada, em meio de solução aquosa de HCl 0,2% sob agitação magnética, durante 3

horas como demonstrado abaixo.

21

Esta reação foi monitorada por cromatografia em camada fina (CCF), utilizando-se

como mistura de eluentes hexano/acetato de etila 1:1 (v/v). Após este tempo, foi

adicionado bicarbonato de sódio sólido até a completa neutralização do meio reacional.

A mistura foi concentrada a pressão reduzida, e, em seguida, o resíduo obtido foi

dissolvido em 15 mL de acetato de etila, seco com Na2SO4 anidro e o solvente foi

concentrado a pressão reduzida. Obteve-se o monoacetonideo da xilose 21c como um

óleo de cor amarela com rendimento de 85%.

O mecanismo para reação de proteção dos grupamentos hidroxila dos carbonos das

posições C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-galactose 20b e C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-xilose 20c

ocorre de maneira similar ao proposto no Esquema 6 para o produto 21a.

As estruturas dos compostos 21b e 21c foram confirmadas com base na análise de

seus espectros na região do Infravermelho (Figuras 10 e 11 – Anexos II e III). Pôde-se

observar nos espectros de 21b e 21c as bandas de deformação axial da ligação OH entre

3498 e 3400 cm-1. Além disso, as bandas de deformação axial das ligações C-H das

metilas geminais foram evidenciadas entre 1377 e 1378 cm-1, respectivamente.

Figura 10. Espectro na região do Infravermelho da substância 21b – Anexo II.

22

Figura 11. Espectro na região do Infravermelho da substância 21c – Anexo III.

Uma vez preparados os acetonídeos da ribose 21a, galactose 21b e xilose 21c, estes

foram reagidos com cloreto de tosila em meio de piridina, transformando-se nas

respectivas substâncias tosiladas 22a-c.

A mistura foi deixada sob agitação magnética à temperatura ambiente por 20 horas.

O acompanhamento da reação foi realizado através da técnica de cromatografia em

23

camada fina (CCF), utilizando como mistura de eluentes hexano/acetato de etila (7:3)

(v/v) para os compostos 22a-b e hexano/acetato de etila 8:2 (v/v) para o composto 22c.

O isolamento dos produtos tosilados foi feito adicionando-se ao balão de fundo

redondo 15 mL de solução aquosa de HCl 50% e 15ml de clorofórmio. A fase orgânica

foi tratada com solução aquosa saturada de NaHCO3, seguido de lavagem com água

destilada. A camada orgânica obtida foi seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e o

solvente concentrado a pressão reduzida. Os tosilatos 22a-c foram purificados por

coluna cromatográfica utilizando como mistura de eluentes hexano/acetato de etila (9:1)

(v/v) para os compostos 22a-b e hexano/acetato de etila (1:1) (v/v) para o composto

22c. Estas substâncias forma obtidas como sólidos de cor branca com rendimentos de

78, 75, 51%, respectivamente. O baixo rendimento do tosilato da xilose 22c é explicado

pela não purificação do reagente de partida (monoacetonídeo 21c) utilizado nessa

síntese.

O mecanismo da reação de proteção do grupo hidroxila de 21a-c está mostrado no

Esquema 7 abaixo. Este envolve inicialmente o ataque nucleofílico do átomo de

nitrogênio da piridina VI ao átomo de enxofre do cloreto de tosila V, levando in situ à

formação do íon piridínio, que é uma espécie mais eletrofílica do que o cloreto de tosila

frente aos carboidratos. Este, por sua vez, reage com o grupo hidroxila de 21a-c

transformando-se nos respectivos produtos tosilados 22a-c.

Esquema 7. Proposta de mecanismo para a formação de 22a-c.

As substâncias 22a-c tiveram as suas estruturas confirmadas através da técnica

espectroscópica na região do Infravermelho. Em seus espectros (Figuras 12-14 -

Anexos IV, V e VI) pôde-se destacar a ausência da banda de deformação axial da

24

ligação O-H, antes presente nas estruturas das matérias-primas 21a-c. O aparecimento

de duas bandas de deformação axial referentes a ligação SO2 do grupo tosila nas regiões,

entre 1180 e 1358 cm-1, para a substância 22a; entre 1177 e 1358 cm-1 para o derivado

22b; e entre 1174 e 1356 cm-1, para a substância 22c.

Figura 12. Espectro na região do Infravermelho da substância 22a – Anexo IV.

Figura 13. Espectro na região do Infravermelho da substância 22b – Anexo V.

25

Figura 14. Espectro na região do Infravermelho da substância 22c – Anexo VI.

As substâncias 22a-c foram reagidas com azida de sódio em meio de DMF, sob

agitação magnética, à temperatura de 120°C durante 20 horas como mostrado abaixo.

Após este tempo, a mistura foi filtrada em funil de Büchner para retirada do

excesso de azida de sódio. O filtrado obtido foi concentrado à pressão reduzida. Os

azidos da ribose 23a, galactose 23b e xilose 23c foram purificados por cromatografia

em coluna de sílica gel, utilizando-se como mistura de eluentes hexano/acetato de etila

(9:1), para as substâncias 23a e 23b; e hexano/acetato de etila (7:3), para o

26

azidocomposto 23c. As substâncias 23a-c foram obtidas como óleos de cor amarela,

com rendimentos de 75%, 85% e 85%, respectivamente.

Nos espectros de infravermelho de 23a, 23b e 23c foi observado o

desaparecimento das duas bandas de deformação axial referentes a ligação do

grupamento SO2 presentes nos espectros de IV das matérias primas e o aparecimento de

uma banda de deformação axial da ligação N-N do grupo N3 na região entre 2102-2103

cm-1.

Nas Figuras 15-17 (Anexos VII, VIII e IX) estão ilustrados os espectros de

infravermelho dos azido derivados carboidratos 23a-c.

O

OCH3

O O

CH3H3C

N3

Figura 15. Espectro na região do Infravermelho da substância 23a – Anexo VII.

27

Figura 16. Espectro na região do Infravermelho da substância 23b – Anexo VIII.

Figura 17. Espectro na região do Infravermelho da substância 23c – Anexo IX.

O último passo sintético envolveu a síntese dos aminocarboidratos 24a-c através

da reação de hidrogenação catalítica de 23a-c com Pd-C(10%) a pressão de 3 atm,

durante 3 horas, conforme mostrado abaixo.

28

A reação foi monitorada através da técnica de cromatografia em camada fina

(CCF), empregando-se como mistura de eluentes hexano/acetato de etila (7:3) (v/v) para

os compostos 24a-b e hexano/acetato de etila (8:2) (v/v) para o composto 24c. A

mistura obtida foi filtrada em coluna contendo celite, utilizando acetato de etila como

solvente. Após a concentração do solvente à pressão reduzida, os aminocarboidratos

24a-c foram obtidos como óleos de cor amarela, com rendimentos de 85%, 78% e 91%,

respectivamente.

Nos espectros de IV das substâncias 24a e 24c (Figuras 18 e 20) foi observado o

desaparecimento da banda de deformação axial da ligação N-N do grupo azido presente

nos espectros da IV das respectivas matérias primas e o aparecimento de duas bandas de

deformação axial da ligação N-H do grupo amino na região entre 3374 e 3583 cm-1.

Para a substância 24b também foi observada a ausência da banda de deformação axial

da ligação N-N do grupo azido. Entretanto, desconhece-se o motivo pelo qual não

foram evidenciadas as duas bandas de deformação axial da ligação N-H desta

substância.

Nas Figuras 18-20 (Anexos X, XI e XII) estão ilustrados os espectros de

infravermelho dos aminos derivados de carboidratos (24a-c).

29

Figura 18. Espectro na região do Infravermelho da substância 24a – Anexo X.

Figura 19. Espectro na região do Infravermelho da substância 24b – Anexo XI.

30

Figura 20. Espectro na região do Infravermelho da substância 24c – Anexo XII.

4.2) Síntese das pirrolonaftoquinonas inéditas 28a-c

Inicialmente, o cianoacetato de etila 27 foi convertido ao íon enolato de potássio

na presença da base K2CO3. A espécie carbânion, gerada in situ, submete-se à reação

com 2,3-dicloro-1,4-naftoquinona 25, levando à formação da quinona monoclorada 26,

com rendimento de 73%. Esta última, por sua vez, reage com os aminocarboidratos

24a-c, transformando-se nos análogos de pirrolonaftoquinonas 28a-c, conforme

mostrado no Esquema 8.

31

Esquema 8. Síntese dos análogos de pirrolonaftoquinonas 28a-c.

As substâncias 28a-c foram purificadas por cromatografia em coluna utilizando

como mistura de eluentes hexano/acetona (9:1), para os derivados da ribose 28a e da

galactose 28b; e hexano/acetona (8:2), para o derivado da xilose 28c. Os produtos 28a-c

foram obtidos com rendimentos de 48, 41 e 56%, respectivamente.

Uma proposta mecanística para a formação das substâncias 28a-c está

demonstrada no Esquema 9.

Esquema 9. Proposta de mecanismo para a formação de 28a-c.

32

Primeiramente, o cianoacetoacetato de etila 27 é convertido ao íon enolato na

presença da base K2CO3. Posteriormente, a espécie carbânion VII pôde ser

transformada em 26 por reação com a 2,3-dicloro-1,4-naftoquinona 25. A reação entre

26 e os aminocarboidratos 24a-c levou a obtenção dos intermediários VIII , que, em

seguida, submetem-se à reação de ciclização intramolecular transformando-se nas

respectivas pirrolonaftoquinonas 28a-c.

As estruturas das pirrolonaftoquinonas inéditas 28a-c foram confirmadas através

de métodos espectroscópicos na região do Infravermelho [(Pastilha de KBr 1%), ν(cm-

1)], RMN de 1H e de 13C (APT), em 1D e 2D (COSY - 1H x 1H).

Em seus espectros de infravermelho (Figuras 21-23 – Anexos XIII, XIV e XV)

foram observadas as bandas de deformação axial das ligações C=O e C-O da função

éster discriminadas na Tabela 1.

Tabela 1: Principais absorções no espectro na região do Infravermelho dos compostos 28a-c

(pastilha de KBr 1%).

Tipo de

ligação

28a 28b 28c

C=O (éster) 1675 1670 1714

C-O (éster) 1232 1229 1217

33

Figura 21. Espectro na região do Infravermelho da substância 28a – Anexo XIII.

Figura 22. Espectro na região do Infravermelho da substância 28b – Anexo XIV.

34

Figura 23. Espectro na região do Infravermelho da substância 28c – Anexo XV.

A elucidação estrutural da unidade quinonoídica e dos grupamentos carboidratos

das substâncias 28a-c através do método espectroscópico de RMN de 1H está descrita a

seguir.

4.2.1) Análise espectroscópica referente à unidade quinonoídica

presente nas estruturas das substâncias 28a-c

Nos espectros RMN de 1H de 28a-c (anexos XVI, XVII e XVIII) , pôde-se

destacar os seguintes sinais: o tripleto na região entre 1,38 e 1,46 ppm, referente aos

hidrogênios das metilas (OCH2CH3); e o quarteto entre 4,32 e 4,41 ppm, relacionado

aos hidrogênios metilênicos (OCH2CH3).

Nos espectros de RMN de 13C-APT das substâncias 28a-c (anexos XIX, XX e

XXI) foi possível evidenciar os sinais referentes aos deslocamentos químicos dos

35

carbonos das respectivas carbonilas C-4 e C-9 em 175,3 e 179,6 ppm, para a substância

28a; em 175,3 e 179,6 ppm, para a substância 28b; em 175,4 e 179,3 ppm, para a

substância 28c (Tabelas 3, 5 e 7).

Os deslocamentos químicos de C-4 e C-9 foram atribuídos com base no efeito de

ressonância causado pela presença do nitrogênio do anel indólico, que torna a carbonila

C-4 menos eletrodeficiente (Esquema 10).

Esquema 10: Estruturas de ressonância das substâncias 28a-c.

Além disso, foi possível observar os deslocamentos químicos dos carbonos das

carbonilas do grupamento éster ligado ao carbono C-3 do anel pirrólico na região entre

165,2 e 165,8 ppm, para as substâncias 28a-c (Figura 24).

36

O

O

1

345

6

7

88a

4a

N

carboidratos

29

179,3-170,6 ppm

175,3-175,4 ppm

O

OEt

165,2-165,8 ppm

Figura 24: Valores de deslocamentos químicos dos carbonos C-4/C-9 das pirrolonaftoquinonas

28a-c.

Na Figura 25 abaixo está ilustrado o espectro de RMN de 13C-APT da

substância 28a.

Figura 25. Espectro de RMN de 13C-APT da substância 28a (125,00MHz, CDCl3) – Anexo

XIX.

37

No espectro de RMN bidimensional HMBC de 28a (Figura 26) observou-se a

correlação entre o sinal do carbono da carbonila C-4 e o do hidrogênio H-5 (8,15-8,13

ppm) a três ligações [3JCH = C-4 (H-5)]. Este hidrogênio apresentou ainda outras

correlações [2JCH = C-4a (H-5); 2JCH = C-6 (H-5)] que permitiram os assinalamentos dos

carbonos não hidrogenado C-4a e o carbono C-6 em 132,9 e 132,7 ppm,

respectivamente. Além disso, a correlação à longa distância deste último carbono [2JCH

= C-6 (H-7)] levou ao assinalamento de H-7 em 7,67 ppm.

Nos espectros RMN de 1H x 1H – COSY de 28a-c (Anexos XXII, XXIII e

XXIV) , a correlação entre o sinal de H-7 e os sinais triplo dubletos, entre 7,67-7,85

ppm, e o multipletos, entre 8,16-8,17, permitiram discriminar os hidrogênios H-8 e H-

6, respectivamente. Este último hidrogênio apresentou correlação à longa distância com

o sinal do carbono não hidrogenado C-8a [2JCH = C-8a (H-8)].

Estas evidências associadas às multiplicidades de sinais e suas integrações, além

dos dados de HMBC mostrados acima, permitiram elucidar de maneira inequívoca

todos os sinais dos hidrogênios do anel aromático (Tabelas 2, 4 e 6).

O espectro bidimensional de correlação homonuclear (1H x 1H - COSY) também

mostrou a correlação entre o tripleto em 1,44 ppm e o quarteto em 4,44 ppm, referente

aos hidrogênios H-10 e H-11 presente em 28a-c.

A seguir estão ilustrados o espectro de RMN de correlação heteronuclear 2D - 1H x 13C – HMBC e o espectro de RMN de 1H da substância 28a.

38

Figura 26. Espectro de RMN de correlação heteronuclear 2D – 1H x 13C –

HMBC da substância 28a.

Figura 27: Espectro de RMN de 1H da substância 28a – Anexo XVI.

39

4.2.2) Análise espectroscópica referente aos grupamentos

carboidratos presentes nas substâncias 28a-c.

Nos espectros de RMN 1H das substâncias 28a-c (Tabelas 2, 4 e 6), pôde-se

destacar os sinais singletos dos hidrogênios metílicos do grupamento isopropilidênico

(CH3-C-CH3) entre 1,18 e 1,47 ppm.

No espectro de RMN 13C (APT) das mesmas substâncias foi possível destacar os

sinais entre 94-112 ppm referentes aos carbonos dos grupamentos isopropilidênicos

(CH3-C-CH3). Assim como os sinais entre 24-26 ppm referentes aos carbonos das

metilas dos grupamentos isopropilidênicos (CH3-C-CH3).

� Para derivado da ribose de 28a:

No espectro de RMN em 2D COSY foi observada a correlação entre os sinais

dos hidrogênios diastereotópicos H-5’/H-5’’ e o sinal do hidrogênio H-4’. Além disso,

foi evidenciada a correlação entre dubleto em 4,78 ppm (J= 5,0 Hz) e o dubleto em 4,73

ppm (J = 5,0 Hz) referentes aos hidrogênios H-2’ e H-3’, respectivamente.

Ainda, verificou-se que o sinal singleto mais desblindado, em 5,03 ppm,

corresponde ao hidrogênio anomérico H-1’. Além do sinal singleto dos hidrogênios do

grupamento metoxi (O-CH3) em 3,49 ppm.

No espectro de RMN 13C (APT) da mesma substância foi possível destacar o

sinal em 56 ppm referente ao grupamento metoxi ligado na posição C-1’ do anel

indólico (O-CH3).

Os carbonos da unidade furanosídica da estrutura da substância 28a foram

inequivocamente assinalados com base no espectro bidimensional de correlação

heteronuclear 1H x 13C – HSQC (Tabela 3).

� Para o derivado de galactose de 28b:

No espectro bidimensional de correlação homonuclear COSY - (1H x 1H), pôde-

se observar a correlação entre o dubleto em 5,41 (J= 5,0 Hz) e o duplo dubleto em 4,26

ppm (J = 5,0 e 2,5 Hz). Este último apresentou correlação com um duplo dubleto em

40

4,64 ppm (J = 8,0 e 2,5 Hz). Essas evidências, associadas à multiplicidade dos sinais e a

sua integração, permitiram identificá-los como pertencentes a H-1’, H-2’ e H-3’. O sinal

multipleto entre 4,42-4,45 ppm foi atribuído a H-4’ devido à correlação entre H-3’ e o

duplo tripleto em 4,24 ppm (J = 9,5 e 2,5 Hz). Este último sinal foi atribuído a H-5’.

Os sinais referentes aos hidrogênios metilênicos H-6’/H-6” apresentaram-se

como duplos dubletos em 4,32 ppm (J = 9,5 e 5,0 Hz) e 4,75 ppm (J = 14,0 e 2,5 Hz).

Os carbonos da unidade piranosídica da estrutura da substância 28b foram

inequivocamente assinalados com base no espectro bidimensional de correlação

heteronuclear 1H x 13C – HSQC (Tabela 5).

� Para o derivado da xilose 28c:

Baseando-se no texto da dissertação de Flaviana R. F. Dias e nas

multiplicidades dos sinais e das integrações dos hidrogênios observadas no espectro de

RMN de 1H de 28c pôde-se atribuir os sinais dos H-1’, H-2’, H-3’, H-4’, H-5’ e H-

5’’, conforme Tabela 6.

Nas Tabelas 2-7 abaixo estão listados os dados referentes aos espectros de RMN

de 1H e de 13C das substâncias 28a, 28b e 28c.

41

Tabela 2. Dados de RMN 1H (500,00 MHz) da substância 28a (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).

Composto C(CH3)2 OCH3 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 5” 5 6 7 8 10 11 NH2

28a

1,35 e 1,47 (s)

3,49 (s)

5,04 (s)

4,73 (d, 6,0, 1H)

4,82 (dd, 1,0 e 6,0)

4,70 (d, 3,5)

4,99 (dd, 3,5 e 14,5)

3,98 (dd, 9,5 e 14,5)

8,06 (dd, 4,0 e 5,5)

7,60-7,62 (m)

7,60-7,62 (m)

8,11 (dd, 3,5 e 5,5)

4,44 (q, 7,0)

1,46 (t, 7,0)

6,44 (s)

δH(ppm) [mult.; J (Hz);]

42

Tabela 3. Dados de RMN de 13C-APT (125,0 MHz) das substâncias 28a (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).

Composto C(CH3)2 OCH3 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ C(CH3)2 2 3 3a 4 4a 5 6 7 8 8a 9 9a 10 11 COOEt

28a 25,2 e 26,6

56,0 111,5 84,3 82,1 87,2 48,3 94,0 153,0 113,4 126,2 175,3 132,9 125,6 132,7 132,8 126,8 134,0 179,6 * 60,6 14,6 165,8

* sinal não visualizado no espectro

δC(ppm)

43

Tabela 4. Dados de RMN 1H (500,00 MHz) da substância 28b (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).

δH(ppm) [mult.; J (Hz)]

Composto C(Me)2 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 6’ 6’’ 5 6 7 8 CH2-Me

CH2-Me

NH2

28b

1,18; 1,24; 1,30 e

1,44 (s)

5,44 (d, 5,0)

4,24 (dd, 2,5 e

4,5)

4,59 (dd, 2,0 e

8,0)

4,37 (dd, 2,0 e

8,0)

4,22-4,23 (m)

4,70 (dd, 3,5 e 14,5)

4,14 (dd, 8,0 e 14,5)

7,94 (dd, 2,5 e

5,5)

7,51-7,55 (m)

7,51-7,55 (m)

8,01 (dd, 2,5 e 6,0)

1,38 (t, 7,0)

4,32 (q, 7,0)

6,06 (s)

44

Tabela 5. Dados de RMN de 13C-APT (125,0 MHz) das substâncias 28b (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).

δC(ppm)

Composto C(Me)2 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 6’ C(Me)2 2 3 3a 4 4a 5 6 7 8 8a 9 9a CH2-Me

CH2-Me

COOEt

28b 24,4; 25,1; 26,0 e 26,2

96,4 70,7 70,9 71,5 68,6 45,9 109,3 ou

109,8

153,5 94,5 126,6 175,3 132,9 125,4 132,7 132,8 126,8 134,1 179,6 126,8 14,6 60,6 165,6

45

Tabela 6. Dados de RMN 1H (500,0 MHz) das substâncias 28c (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).

δH(ppm) [mult.; J (Hz); no H] Composto C(Me)2 OH 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 5” 5 6 7 8 CH2-

Me CH2-Me

NH2

28c 1,23 e 1,37 (s,

3H)

* 5,96 (d, 3,5, 1H)

4,54 (d, 3,5, 1H)

4,47 (d, 3,0, 1H)

4,42 (d, 3,0, 1H)

5,05 (dd, 3,0 e 15,0, 1H)

4,18 (dd, 7,5 e 15,0, 1H)

7,94 (dd, 2,5 e

5,5, 1H)

7,53-7,57 (m, 1H)

7,53-7,57 (m, 1H)

8,04 (dd, 4,0 e

6,0, 1H)

1,38 (t,

7,0, 3H)

4,34 (q, 7,0, 2H)

*

* sinal não visualizado no espectro.

46

Tabela 7. Dados de RMN de 13C-APT (125,0 MHz) das substâncias 28c (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).

δC(ppm)

Compostos C(Me)2 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ C(Me)2 2 3 3a 4 4a 5 6 7 8 8a 9 9a CH2-Me

CH2-Me

COOEt

28c 26,0 e 26,6

104,8 85,3 80,7 75,1 44,4 112,2 153,2 94,5 126,3 175,4 132,7 125,2 132,6 132,7 126,6 133,7 179,3 126,7 14,3 60,4 165,2

47

5. CONCLUSÃO

A metodologia sintética investigada para preparação das pirrolonaftoquinonas 28a-c se

mostrou eficiente, obtendo-se as desejadas substâncias com rendimentos moderados. Esta

envolveu a reação de substituição nucleofílica aromática entre a 2,3-dicloro-1,4-naftoquinona

25 e o cianoacetato de etila 27, na presença da base K2CO3, levando à formação dos produto

alquilado 26, que posteriormente foi reagido com os aminocarboidratos 24a-c, levando à

formação dos produtos inéditos 28a-c.

As estruturas de 28a-c foram devidamente confirmadas por métodos espectroscópicos

de Infravermelho, RMN de 1H e de 13C.

Estas substâncias estão sendo avaliadas como possíveis agentes antitumorais pelo grupo

de pesquisa da professora Patrícia Dias Fernandes, da Universidade Federal do Rio de Janeiro

(UFRJ).

6. PARTE EXPERIMENTAL

6.1. Materiais e Métodos

A determinação estrutural das substâncias sintetizadas foi realizada através dos métodos

instrumentais de espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio (RMN de 1H) e Carbono-13 (RMN de 13C) e espectroscopia na região do Infravermelho (IV).

Os espectros de RMN de 1H e de RMN de 13C foram obtidos em espectrômetro Varian

Unity de 500,00 MHz, utilizando-se TMS como referência interna. Os valores de

deslocamentos químicos foram referidos em partes por milhão (ppm) em relação ao TMS e as

constantes de acoplamento (J) em Hertz (Hz). As áreas dos sinais foram obtidas por integração

eletrônica, suas multiplicidades foram descritas da seguinte forma: s-singleto; d-dubleto; t-

tripleto; q-quarteto; m-multipleto, dd-duplo dubleto; tt- triplo tripleto.

Os espectros na região do Infravermelho foram obtidos utilizando o espectrofotômetro

Perkin-Elmer FT-IR, modelo 1600 Senes e Spectrum One, de feixe duplo em pastilhas de KBr

48

anidro. Os valores para as absorções estão expressos em número de onda, utilizando-se como

unidade o centímetro recíproco (cm-1).

Os pontos de fusão de todas as substâncias foram determinados em aparelho de Fisher-

Johns.

As reações descritas anteriormente foram monitoradas através de cromatografia em

camada fina (CCF) em cromatofolhas de gel de sílica 60F-254, com espessura de 0,2mm (ref.

1.05554 Merck).

Os solventes e reagentes, para fins sintéticos foram tratados, destilados e secos

conforme necessidades requeridas nas metodologias adotadas de acordo com os processos

descritos na literatura. (Ferreira, V. F.; Alguns Aspectos sobre a Secagem dos Principais

Solventes Orgânicos; Quim. Nova, 1992, V.15, 348-351).

A mistura de eluentes utilizada para a eluição das amostras em CCF foi preparada

volume a volume (v/v) de acordo com a necessidade de cada separação, a qual foi baseada nas

diferentes polaridades dos carboidratos ribose, galactose e xilose. Como a xilose contém uma

hidroxila livre em sua estrutura, seus derivados são mais polares, precisando de eluentes com

uma polaridade elevada. A visualização das CCFs foi efetuada tendo por revelador a câmara de

ultravioleta (UV) na região em 254nm ou a solução etanólica de vanilina sulfúrica quando

necessário.

As sílicas dos tipos sílica gel 60; 0,063-0,200mm (ref.1.055554 Merck) ou sílica gel do

tipo flash 230-400 Mesh ASTM (0,035-0,070mm, ref. Acros Organics) foram destinadas à

purificação das substâncias por cromatografia em coluna.

49

6.2- Procedimento Experimental

6.2.1- Obtenção do monoacetonídeo derivado da D-ribose 21a.17

Em um balão de fundo redondo de 50 mL foram adicionados 1,0 g (6,7 mmol) de D-

ribose 20a e 5 mL de acetona anidra. A mistura reacional foi resfriada com banho de gelo e

foram adicionados gota a gota 0,5 mL de ácido sulfúrico concentrado e 5 mL de metanol.

Removeu-se o banho de gelo e a mistura foi mantida sob agitação em atmosfera de nitrogênio

por 48 horas. Foi realizado o monitoramento da reação através da cromatografia em camada

fina (CCF) utilizando-se como eluente uma mistura de hexano/acetato de etila (7:3) e como

revelador utilizou-se a solução de vanilina sulfúrica, seguido de aquecimento. Decorrido este

tempo, foi adicionada à mistura solução aquosa de bicarbonato de sódio até a mistura atingir o

pH 7,0. Evaporou-se o solvente e procedeu-se a extração utilizando-se 15 mL de acetato de

etila. A camada orgânica foi extraída e seca com sulfato de sódio anidro. Após a filtração da

mistura, o solvente foi evaporado à pressão reduzida. Ao final obteve-se 1,1g de um óleo de

coloração amarelo claro com 95% de rendimento. Os dados de infravermelho estão de acordo

com a literatura.

6.2.2- Obtenção do monoacetonídeo derivado da D-galactose 21b.16

17Franco, C. F. J., Jordão, A. K., Ferreira, V. F., Pinto, A. C., de Souza, M. C. B. V., Resende, J. A. L. C., Cunha, A. C.; J. Braz. Chem. Soc. 2011, V.1, 187.

50

Foi adicionada a um balão de fundo redondo uma solução contendo 9,0 g (50mmol) de

D-galactose 20b, 200 mL de acetona anidra e 20 g (125 mmol) de sulfato de cobre anidro. Essa

mistura foi mantida em banho de gelo. A este balão foi adicionado, gota a gota, 1,0 mL de

ácido sulfúrico concentrado. Manteve-se a mistura em atmosfera de nitrogênio e agitação

magnética durante 24 horas. A reação foi monitorada por CCF utilizando como eluente um

mistura de hexano/acetato de etila (8:2) e a solução de vanilina sulfúrica, seguido de

aquecimento. Ao término, a mistura foi filtrada a vácuo para retirada do sulfato de cobre e o

filtrado obtido foi evaporado à pressão reduzida. O produto obtido foi, então, neutralizado com

a adição de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (p/v). Novamente procedeu-se a

filtração da mistura, obtendo-se 7,8g de um óleo de cor amarela clara, com 80 % de

rendimento. Os dados de infravermelho estão de acordo com a literatura.

6.2.3 - Obtenção do diacetonídeo derivado da D-xilose 20d.16

Foram adicionados em um balão de fundo redondo 10,0 g (0,067 mol) de D-xilose 20c,

300 mL de acetona anidra e 26 g de sulfato de cobre (II) anidro. Este balão foi mantido em

banho de gelo para adição de 2 mL de ácido sulfúrico concentrado gota a gota. Removeu-se o

banho de gelo e a reação foi mantida sob agitação magnética durante 24 horas, sob atmosfera

de nitrogênio. O acompanhamento da reação foi verificado através da CCF utilizando como

eluente uma mistura de hexano/acetato de

etila (1:1) e como revelador a solução de vanilina sulfúrica, seguido de aquecimento.

Terminada a reação realizou-se filtração a vácuo da mistura para retirada do sulfato de

cobre e, em seguida, o filtrado obtido foi neutralizado com solução aquosa saturada de

carbonato de cálcio. A mistura foi novamente filtrada e o solvente foi evaporado à pressão

reduzida. Procedeu-se então a extração do produto com diclorometano e a camada orgânica foi

seca com sulfato de sódio anidro. Uma nova filtração foi realizada, o solvente foi evaporado

sob pressão reduzida e o diacetonídeo da xilose 20d foi obtido como óleo de cor amarela, com

85% de rendimento. Os dados de infravermelho estão de acordo com a literatura.

51

6.2.4 - Obtenção do monoacetonídeo derivado da D-xilose 21c. 16

Em um balão de fundo redondo contendo 19,0 g (0,082 mmol) do diacetonídeo da

xilose 20d foi adicionada uma solução contendo 0,2 mL de ácido clorídrico concentrado em

100 mL de água destilada. A mistura reacional foi mantida sob agitação por 3 horas à

temperatura ambiente. A reação foi monitorada por CCF utilizando-se como eluente uma

mistura de hexano/acetato de etila (1:1) e como revelador a solução de vanilina sulfúrica,

seguido de aquecimento. O meio reacional foi neutralizado com bicarbonato de sódio, seguido

da filtração da mistura obtida através do funil de Buchner. O filtrado foi concentrado à pressão

reduzida e o resíduo obtido foi tratado com metanol para retirada do produto orgânico. Após

filtração, o solvente foi concentrado à pressão reduzida, obtendo-se o monoacetonídeo da xilose

21c como óleo de cor amarela escura com rendimento de 85 % (7,8 g).

6.2.5 - Método geral para a síntese dos tosilatos 22a-c.16

52

Em um balão contendo 0,22 mol dos acetonídeos 21a-c foram adicionados 8,5mL de

piridina seca. Esta mistura foi então resfriada para a adição de 5,3 g (0,27mol) de cloreto de p-

toluenossulfonila. A reação foi mantida sob atmosfera de nitrogênio e agitação à temperatura

ambiente durante 20 horas. O seu monitoramento foi realizado por CCF utilizando-se como

eluente um mistura de hexano/acetato de etila (7:3) e como revelador a solução de vanilina

sulfúrica e a câmara de ultravioleta. Constatada a formação do produto desejado procedeu-se a

extração do mesmo utilizando-se 150 mL de clorofórmio. A camada orgânica foi tratada com

50 mL de uma solução aquosa de HCl a 50%, 50 mL de solução aquosa saturada de NaHCO3,

25 mL de água e seca com cloreto de cálcio anidro. Após filtração e evaporação do solvente, o

tosilato obtido foi purificado por cromatografia em coluna de gel de sílica, utilizando-se como

mistura de eluentes hexano/acetato de etila (9:1).

6.2.6 - Método geral para a síntese dos azidocompostos 23a-c.16

Em um balão de fundo redondo de 50 mL foram adicionados 2,5 mmol do

correspondente tosilato, 7 mL de DMF e 1,13 g de azida de sódio (17,4 mmol). A reação foi

realizada sob refluxo à 120ºC e mantida sob agitação magnética e atmosfera inerte durante 20

horas. A reação foi monitorada por CCF, utilizando-se como eluente uma mistura de

hexano/acetato de etila (7:3), para os azidocompostos 23a-b; e uma mistura de hexano/acetato

de etila (1:1), para a substância 23c. Os reveladores utilizados foram câmara de UV e solução

de vanilina sulfúrica, seguido de aquecimento. Ao final da reação, filtrou-se a mistura e o

sólido foi lavado com 20 mL de diclorometano. Em seguida, o filtrado foi concentrado à

pressão reduzida para remoção dos solventes. Posteriormente, procedeu-se a etapa de

53

purificação das substâncias através da coluna cromatográfica de sílica gel utilizando-se como

eluente uma mistura de hexano/acetato de etila (7:3).

6.2.7 - Método geral para a síntese dos aminocarboidratos 24a-c.16

Em um frasco especial para hidrogenação contendo 22,0 mmol do azidocomposto 23a-c

dissolvidos em 150 mL de etanol absoluto adicionou-se 1,07 g do catalisador Pd/C 10%. A

mistura foi hidrogenada sob pressão de 3,0 atm durante 3 horas. A reação foi monitorada por

cromatografia em camada fina utilizando-se como eluente mistura de hexano/acetato de etila

(7:3) e revelador solução de vanilina sulfúrica, seguida de aquecimento. Após remoção do

catalisador por filtração e posterior evaporação do solvente sob pressão reduzida, o óleo

resultante foi purificado através da cromatografia em coluna de gel de sílica, utilizando-se o

metanol como eluente. Após concentração do solvente à pressão reduzida, obteve-se a amina

derivada do carboidrato.

6.2.8 – Síntese das pirrolonaftoquinonas inéditas 28a-c.18

18

Sítio do Gaussian disponível em: < http://www.gaussian.com/g_tech/g_ur/m_citation.htm> Acessado em 03 de maio de 2014.

54

Em um balão de fundo redondo de 125 mL foram adicionados 1,0 mmol de cianoacetato

de etila 27, 2 mmol de K2CO3 e 100 mL de acetonitrila. Essa solução foi mantida sob agitação à

temperatura ambiente por 10 minutos. O monitoramento da reação foi realizado por CCF

utilizando-se como eluente uma mistura de hexano/acetato de etila (7:3) e como sistema de

revelação câmara de UV. Verificado o consumo da matéria-prima, adicionou-se 1,0 mmol de

2,3-dicloronaftoquinona 25 e manteve-se a agitação por mais 20 minutos. A reação foi

acompanhada por CCF, utilizando-se o mesmo sistema de eluição. O produto bruto obtido foi

purificado por cromatografia em coluna de sílica gel, utilizando como eluente uma mistura de

hexano/acetato de etila (7:3) para a substância 26. Este intermediário foi obtido como um

sólido de coloração marrom, com rendimento de 73%.

A etapa seguinte consistiu na reação entre 1,65 mmol do intermediário 26, 50 mL de

etanol absoluto e 3,3 mmol do correspondente aminocarboidrato 24a-c. A mistura reacional foi

mantida sob agitação e refluxo por 20 horas. A reação foi monitorada por CCF utilizando-se a

mistura hexano/acetona (9:1) como eluente, e o sistema de revelação a câmara de UV e a

solução de vanilina sulfúrica, seguida de aquecimento. O produto obtido foi purificado por

cromatografia em coluna de sílica gel, utilizando-se como eluente uma mistura de

hexano/acetona (9:1), para os derivados 28a e 28b; e hexano/acetona (8:2), para o derivado

28c. As novas pirrolonaftoquinonas 28a-c foram obtidas com rendimentos que variaram entre

41 a 56%.

2-amino-2-metil-1[(metil-5’-desoxi-2’-,3’-O-isopropilideno-β-D-metilfuranosid-5’-il]-4,9-

dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3carboxilato de etila (28a): A substância foi obtida como

um sólido vermelho de p.f. na faixa de 154-155 °C, com 48% de rendimento.

55

IV νmáx (cm-1; pastilha de KBr): 1683 e 1601 (C=O), 1567 (C=C).

RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3) δ ppm: 1,35 (s, 3H, CH3); 1,47 (s, 3H, CH3); 1,46 (t, 3H, J

= 7,0, CH2- CH3); 3,49 (s, 3H, OCH3); 3,98 (dd, 1H, J = 14,5 e 9,5, H-5”); 4,44 (q, 2H, J = 7,0,

CH2- CH3); 4,70 (d, 1H, J = 3,5, H-4’); 4,73 (d, 1H, J = 6,0, H-2’); 4,82 (dd, 1H, J = 6,0 e 1,0,

H-3’); 4,99 (dd, 1H, J = 14,5 e 3,5, H-5’); 5,03 (s, 1H, H-1’); 6,44 (s, 2H, NH2); 7,60-7,62 (m,

2H, H-6 e H-7); 8,06 (m, 1H, H-5); 8,11 (m, 1H, H-8).

RMN de 13C / APT (125,0 MHz, CDCl3) δ ppm: 14,6 (CH2-CH3); 25,2 (CH3); 26,6(CH3);

48,3 (C-5’); 56,0 (OCH3); 60,6 (CH2-CH3); 82,1 (C-3’); 84,3 (C-2’); 87,2 (C-4’); 94,0

(C(CH3)2); 111,5 (C-1’); 113,4 (C-3); 125,6 (C-5); 126,2 (C-3a); 126,8 (C-8); 132,7 (C-6);

132,8 (C-7); 132,9 (C-4a); 134,0 (C-8a); 153,0 (C-2); 165,8 (C=OOCH2-CH3); 175,3 (C-4);

179,3 (C-9).

2-amino-2-amino-2-metil-4[(6’-desoxi-1’,2’:3’,4’-di-O-isopropilideno-galactopiranos-6’-

il)metil]4,9-dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3-carboxilato de etila (28b): O produto foi

obtido como um sólido de cor vermelha, de p.f. na faixa de 178-180 ºC e 41% de rendimento.

IV νmáx (cm-1; filme): 1609 e 1678 (C=O), 1572 (C=C).

RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3) δ ppm: 1,18 (s, 3H, CH3); 1,24 (s, 3H, CH3); 1,30 (s, 3H,

CH3); 1,38 (t, 3H, J = 7,0, CH2-CH3); 1,44 (s, 3H, CH3); 4,14 (dd, 1H, J = 14,5 e 8,0, H-6”);

4,22-4,23 (m, 1H, H-5’); 4,24 (dd, 1H, J = 4,5 e 2,5, H-2’); 4,32 (q, 2H, J= 7,0, CH2-CH3);

4,37 (dd, 1H, J = 8,0 e 2,0, H-4’); 4,59 (dd, 1H, J = 8,0 e 2,0, H-3’);4,70 (dd, 1H, J = 14,5 e

3,5, H-6’); 5,44 (d, 1H, J = 5.0, H-1’); 6,06 (s, 2H, NH2); 7,51-7,55 (m, 2H, H-6 e H-7); 7,94

(dd, 1H, J = 5,5 e 2,5, H-5); 8,01 (dd, 1H, J = 5,5 e 2,5, H-8).

RMN de 13C / APT (125,0 MHz, CDCl3) δ ppm: 14,6 (CH2-CH3); 24,4 (CH3); 25,1 (CH3);

26,0 (CH3); 26,2 (CH3); 45,9 (C-6’); 60,6 (CH2-CH3); 68,6 (C-5’); 70,7 (C-2’); 70,9 (C-3’);

71,5 (C-4’); 94,5 (C-3); 96,4 (C-1’); 109,3 (-OCO-); 109,8 (-OCO-); 125,4 (C-5); 126,6 (C-3a);

126,8 (C-8); 126,8 (C-9a); 132,7 (C-6); 132,8 (C-7); 132,9 (C-4a); 134,1 (C-8a); 153,5 (C-2);

165,6 (C=OOCH2-CH3); 175,3 (C-4); 179,6 (C-9).

56

2-amino-2-metil-2-[(5’-Desoxi-1’,2’-O-isopropilideno-D-xilofuranos-5’-il)]-4,9-dioxo-4,9-

diidro-1H-benzo[f]indol-3-carboxilato de etila (28c): O produto foi obtido como um sólido

de cor vermelha, de p.f. na faixa de 163-166 °C e com 56% de rendimento.

IV νmáx (cm-1; filme): 1608 e 1679 (C=O), 1566 (C=C).

RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3) δ ppm: 1,23 (s, 3H, CH3); 1,37 (s, 3H, CH3); 1,38 (t, 3H, J

= 7,0, CH2-CH3); 4,18 (dd, 1H, J = 15,0 e 7,5, H-5’’); 4,34 (q, 2H, J = 7,0, CH2-CH3); 4,42 (d,

1H, J = 3,0, H-4’); 4,47 (d, 1H, J = 3,0, H-3’); 4,54 (d, 1H, J = 3,5, H-2’); 5,05 (dd, 1H, J =

15,0 e 3,0, H-5’); 5,96 (d, 1H, J = 3,5, H-1’); 7,53-7,57 (m, 2H, H-6 e H-7); 7,94 (dd, 1H, J =

5,5 e 2,5, H-5); 8,04 (dd, 1H, J = 5,5 e 2,5, H-8).

RMN de 13C / APT (125,0 MHz, CDCl3) δ (ppm): 14,3 (CH2-CH3); 26,0 (CH3); 26,6 (CH3);

44,4 (C-5’); 60,4 (CH2-CH3); 75,1 (C-4’); 80,7 (C-3’); 85,3 (C-2’); 94,5 (C-3); 104,8 (C-1’);

112,2 (-OCO-); 125,2 (C-5); 126,3 (C-3a); 126,6 (C-8); 126,7 (C- 9a); 132,6 (C-6); 132,7 (C-

4a); 132,7 (C-7); 133,7 (C-8a); 153,2 (C-2); 165,2 (C=OOCH2-CH3); 175,4 (C-4); 179,3 (C-

9).

57

ANEXOS

58

AN

EX

O I:

Esp

ectr

o n

a re

giã

o d

o In

frav

erm

elh

o d

a su

bst

ânci

a 21

a (P

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e K

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1%

).

59

AN

EX

O II

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reg

ião

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aver

mel

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sub

stân

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KB

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%).

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ão d

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elho

da

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).

61

AN

EX

O IV

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tro

na

regi

ão d

o In

frav

erm

elho

da

subs

tân

cia

22a

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tilha

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KB

r 1

%).

62

AN

EX

O V

: E

spec

tro

na

reg

ião

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Infr

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mel

ho

da

sub

stân

cia

22b

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KB

r 1

%).

63

AN

EX

O V

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spec

tro

na

regi

ão d

o In

frav

erm

elho

da

subs

tân

cia

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a d

e K

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1%

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64

AN

EX

O V

II: E

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regi

ão d

o In

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erm

elho

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subs

tân

cia

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KB

r 1

%).

65

AN

EX

O V

III:

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o n

a re

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aver

mel

ho

da

sub

stân

cia

23b

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KB

r 1

%).

66

AN

EX

O IX

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elho

da

subs

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cia

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67

AN

EX

O X

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do

Infr

aver

mel

ho

da

sub

stân

cia

24a

(Pas

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KB

r 1

%).

68

AN

EX

O X

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na

regi

ão d

o In

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erm

elho

da

subs

tân

cia

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KB

r 1

%).

69

AN

EX

O X

II: E

spec

tro

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regi

ão d

o In

frav

erm

elho

da

subs

tân

cia

24c

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tilh

a d

e K

Br

1%

).

70

AN

EX

O X

III:

Esp

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o n

a re

gião

do

Infr

aver

mel

ho

da

sub

stân

cia

28a

(Pas

tilh

a d

e K

Br

1%

).

71

AN

EX

O X

IV:

Esp

ectr

o n

a re

gião

do

Infr

aver

mel

ho

da

sub

stân

cia

28b

(Pas

tilha

de

KB

r 1

%).

72

AN

EX

O X

V:

Esp

ectr

o n

a re

gião

do

Infr

aver

mel

ho d

a su

bstâ

nci

a 28

c (P

astil

ha

de

KB

r 1

%).

73

AN

EX

O X

VI:

Esp

ectr

o d

e R

MN

1 H

da

sub

stân

cia 28

a (5

00 M

Hz,

CD

Cl 3).

74

AN

EX

O X

VII:

Esp

ectr

o d

e R

MN

1 H

da

subs

tânc

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28b

(500

MH

z, C

DC

l 3).

75

AN

EX

O X

VIII

: E

spec

tro

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RM

N

1 H d

a su

bstâ

nci

a 28c

(50

0 M

Hz,

CD

Cl 3).

76

AN

EX

O X

IX:

Esp

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e R

MN

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PT

da

subs

tân

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a (1

25

,00

MH

z, C

DC

l 3).

77

AN

EX

O X

X:

Esp

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o d

e R

MN

1

3 C-A

PT

da

sub

stân

cia 28

b (1

25,0

0 M

Hz,

CD

Cl 3).

78

AN

EX

O X

XI:

Esp

ectr

o d

e R

MN

13

C-A

PT

da

subs

tân

cia 28

c (1

25

,00

MH

z, C

DC

l 3).

79

AN

EX

O X

XII:

Esp

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o d

e R

MN

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1 H

x 1 H

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(500

MH

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DC

l 3).

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AN

EX

O X

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r 2

D –

1 H

x 1 H

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da

sub

stân

cia 28

b e

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exp

ansã

o (

500

MH

z, C

DC

l3)

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81

AN

EX

O X

XIV

: E

spec

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de

RM

N d

e co

rrel

ação

hom

onu

clea

r 2

D –

1 H

x 1 H

– C

osy

da

sub

stân

cia 28

c e

sua

exp

ansã

o

(500

MH

z, C

DC

l 3).