Universidade Federal Fluminense
Instituto de Química
Departamento de Química Orgânica
Graduação em Química Industrial
SÍNTESE DE UMA NOVA CLASSE DE PIRROLONAFTOQUINONAS
GLICOCONJUGADAS COMO POTENCIAIS AGENTES ANTITUMORAI S
Fernanda Alves Lima
Niterói, junho de 2014
2
SÍNTESE DE UMA NOVA CLASSE DE PIRROLONAFTOQUINONAS
GLICOCONJUGADAS COMO POTENCIAIS AGENTES ANTITUMORAI S
Monografia apresentada ao Curso de
Graduação em Química Industrial da
Universidade Federal Fluminense,
como requisito parcial para obtenção
do Grau de Químico Industrial.
Fernanda Alves Lima
Orientadora: Profª. Dra. Anna Claudia Cunha
3
4
RESUMO
Este trabalho teve como objetivo a síntese de uma nova família de
pirrolonaftoquinonas glicoconjugadas a partir da reação entre a 2,3-dicloro-
naftoquinona 26 e derivados de aminocarboidratos 24a-c. As três substâncias inéditas,
2-amino-2-metil-1[(metil-5’-desoxi-2’-,3’-O-isopropilideno-β-D-metilfuranosid-5’-il]-
4,9-dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3carboxilato de etila 28a, 2-amino-2-amino-2-
metil-4[(6’-desoxi-1’,2’:3’,4’-di-O-isopropilideno-D-galactopiranos-6’-il)metil]4,9-
dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3-carboxilato de etila 28b e 2-amino-2-metil-2-[(5’-
Desoxi-1’,2’-O-isopropilideno-D-xilofuranos-5’-il)]-4,9-dioxo-4,9-diidro-1H-
benzo[f]indol-3-carboxilato de etila 28c, foram sintetizadas com rendimentos
moderados. Estas substâncias estão sendo avaliadas como possíveis agentes
antitumorais pelo grupo de pesquisa da professora Patrícia Dias Fernandes, da
Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ).
5
SUMÁRIO
1. Introdução ______________________________________ 6
2. Objetivos _______________________________________ 12
2.1- Objetivo geral __________________________________ 12
2.2- Objetivo Específico e Justificativa __________________ 12
3. Metodologia _____________________________________ 14
4. Resultados e Discussão ____________________________ 16
5. Conclusão ______________________________________ 47
6. Parte Experimental _______________________________ 47
6.1. Materiais e Métodos _____________________________ 47
6.2- Procedimento Experimental _______________________ 49
6
1. INTRODUÇÃO
1.1 Quinonas: Aspectos Gerais
Quinonas são caracterizadas pela presença de dois grupos cetônicos dispostos
nas posições 1,2 ou 1,4 de um sistema cíclico conjugado (Figura 1). Estas podem ser
classificadas, como benzoquinonas (1-2), naftoquinonas (3-4), antraquinona (5) e
fenantroquinona (6), com base no esqueleto carbônico do anel aromático que está
incorporado as duas carbonilas. 1,2
1 2 3 4 5 6
O
O
O
O
O
O
O
O
O OO
O
Benzoquinona Naftoquinona Antraquinona Fenantroquinona
Figura 1. Alguns exemplos de quinonas.
As quinonas estão largamente distribuídas em vários sistemas naturais,
destacando-se os de origens vegetais (folhas, galhos, raízes). Esta classe de substância é
de vital importância para os seres humanos, vegetais superiores, artrópodes, fungos,
líquens, bactérias, algas e vírus. 2
1.2 Exemplos de quinonas com propriedades biológicas
As quinonas participam de diversos processos bioquímicos vitais aos seres
vivos, como a produção de ATP. Por exemplo, as ubiquinonas (7a) e as plastoquinonas
(7b) funcionam como agentes transportadores de elétrons na mitocôndria e nos
cloroplastos, durante a produção de ATP. As vitaminas do tipo K (8) possuem ação
controladora da coagulação sanguínea, dentre outras funções biológicas (Figura 2). 3
1 Junior, E. N. S.; Síntese de novos derivados de Lapachonas e Nor-lapachonas: veredas à atividade farmacológica. Dissertação de mestrado em Química Orgânica. Universidade Federal Fluminense, 2007. 2Dos Santos, E. A.; Estudo da atividade citotóxica da alfa-lapachona e seu derivado tetrahidropirano. Dissertação de mestrado em Farmacologia. Universidade Federal do Ceará. 2012. 3 Da Silva, M.N.; Ferreira, V.F.; De Souza, M.C.B.V.; Um panorama atual da química e da farmacologia de naftoquinonas, com ênfase na β-lapachona e derivados. Quim. Nova. 2003. Vol. 26, No. 3, 407-416.
7
Figura 2. Exemplos de quinonas naturais com atividades biológicas. 4
A β-lapachona (9), um derivado sintético do lapachol (10), possui atividade
contra o Trypanossoma cruzi, agente causador da doença de Chagas, e contra células
tumorais (Figura 3). 4
Figura 3. Representação das estrutiras da β-lapachona (9) e do lapachol (10).
Quinonas naturais obtidas de extratos vegetais, como α-lapachona (11),
estreptonigrina (12) e urdamicinona (13), têm despertado o interesse de diferentes
grupos de pesquisa à procura de novos derivados sintéticos biologicamente ativos. Este
fato pode ser comprovado pelo grande número de trabalhos encontrados na literatura,
4 Da Cruz, N.A.; Dos Anjos, A.; Simões, V.N.; Brotto, D.F.; De Oliveira, T.D.; Extração e conversão química de uma quinona natural e aplicação do produto em química de coordenação. Extraído de < http://periodicos.uems.br/novo/index.php/enic/article/viewFile/2397/913>, Acessado em: 01 maio 2014.
8
explorando a atuação destas substâncias em múltiplas funções biológicas, como por
exemplo, antimalarial, tripanomissida, microbicida, dentre outras. (Figura 4). 5
NN
O
O
H3CO
H2NCOOH
CH3H2N
HO
H3CO
OCH3
O
HOHO
H3C
O
OOH
O CH3
OH
O
O
O
CH3
CH3
1112
13
Figura 4. Exemplos de quinonas de origem natural.
Sob o ponto de vista estrutural de inúmeras quinonas com aplicações biológicas
diferenciadas, destacam-se aquelas nas quais o anel quinonoídico encontra-se fundido
com sistemas heterocíclicos nitrogenados, incluindo pirrólico, piridínico e pirazínico.5
Por exemplo, a pirroloquinolina quinona (PQQ) (Figura 5), uma vitamina do complexo
B, que possui propriedades vitamínicas e antioxidantes muito mais potentes que a
vitamina C. Essa substância possui importante papel no processo de envelhecimento,
proteção das células nervosas e na estimulação natural dos níveis energéticos ligados
à concentração e ao desempenho. 6
5 Ferreira, S. B.; Gonzaga, D. T. G.; Santos, W. C.; Araújo, K. G. L.; Ferreira, V. F.; β-Lapachona: Sua importância em química medicinal e modificações estruturais . Rev. Virtual Quim., 2010, 2 (2), 140-160. 6 Neto, R.F.A.; Déficit de memoria, envelhecimento e a importância da PQQ. 2013. Disponível em: < http://www.robertofrancodoamaral.com.br/blog/diversos/pqq-o-super-antioxidante/ > Acessado em: 01 maio 2014.
9
Figura 5. Pirroloquinolina quinona (PQQ) biologicamente ativa. 6
A seguir estão mostrados alguns exemplos de azaquinonas7 com atividade
antitumoral.
Figura 6. Quinonas com atividade antitumoral
A molécula 15 mostrada acima é um sistema muito promissor. Por apresentar
atividade contra células do pulmão, com valor de IC50 (concentração necessária para
inibir 50% das células do câncer) de 0,63-0,75 µM, inferior ao valor do padrão
(Doxorrubicina, IC50 = 0,88 µM), este núcleo foi escolhido como sistema de estudo
deste trabalho, onde serão feitas algumas modificações com o objetivo de melhorar
ainda mais a atividade já apresentada.
7 Camara, A. C.; Pinto, A. C.; Rosa, M. A.; Vargas. M. D., Secondary amines and unexpected 1-aza-anthraquinones from 2-methoxylapachol, Tetrahedron, 2001, V. 57, 9569.
10
Na Figura 7 abaixo encontram-se ilustrados alguns exemplos de quinonas que já
possuem atividade antitumoral comprovada. As quinonas 17 e 18 são antibióticos de
origem natural usadas clinicamente pelo Instituto Nacional do Câncer e atuam inibindo
as enzimas Topoisomerases I e II, consequentemente impedindo a replicação da célula e
causando a sua morte. A substância 19, conhecida como cloridrato de mitoxantrona
(Mitostate ®), é um antineoplásico indicado para a quimioterapia em pacientes com
câncer de mama.8
O
O
OH
OH
R
OH
OH3C
H O
O
H3C
OH
NH2
Daunorrubicina 17,
Doxorrubicina 18,
R = CH3CO
R = HOCH2CO
OH O
O
HN
OH HN
HN
OH
NH
OH
Cloridrato de mitoxantrona
.2HCl
19
Figura 7. Exemplos de quinonas com atividade antitumoral.
A atuação das quinonas em processos biológicos está relacionada com a
capacidade de provocar apoptose das células cancerígenas por dois mecanismos
principais:
• Via estresse oxidativo - A reação de biorredução do núcleo quinonoídico (Q)
por um ou dois elétrons catalisada pelas enzimas NADPH leva à formação de um
radical semiquinona (Q-·) in situ, que na presença de oxigênio molecular (O2)
transfere um elétron e gera o radical superóxido (O2·-). Este último radical sofre
ação da enzima superóxido desmutase, transformando-se no peróxido de
hidrogênio (H2O2), oxigênio singleto (1O2) e radical hidroxila (HO·), que
8 Cardoso, M.F.C.; Síntese de derivados 5-amino-1H-pirazólicos da nor-β-lapachona com potencial perfil anticancerígeno. Dissertação de Mestrado. Programa de Pós-graduação em ciências aplicadas a produtos para a saúde. Universidade Federal Fluminense. 2012.
11
provocam a destruição de biomoléculas (ácidos nucléicos, DNA e lipídios) e a
consequente morte celular (Esquema 1).
Este tipo de mecanismo de ação é importante, pois alguns microorganismos
patogênicos são muito mais sensíveis ao estresse oxidativo que os humanos
hospedeiros. 9,10
Esquema 1. Ciclo redox resumido das quinonas (Adaptado da referência 11).11
• Via diminuição da atividade das enzimas topoisomerases I e II - Essas
enzimas são responsáveis pelos eventos nucleares de replicação, transcrição,
recombinação, reparo e montagem do DNA. A formação de ligações entre os
agentes neoplásicos e o DNA leva a diminuição da atividade dessas enzimas,
causando o bloqueio da síntese de ácidos nucléicos, promovendo a ruptura dos
filamentos de DNA e consequente apoptose celular. 12
9 Silva, M. N.; Ferreira, V. F.; Souza, M.C. B. V. Um panorama atual da química e da farmacologia de naftoquinonas, com ênfase na β-lapachona e derivados. Quim. Nova. 2003, V. 26, 407-416. 10 Baldotto, M.A.; Propriedades redox e grupos funcionais de ácidos húmicos. Tese de Doutorado. Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro. Campos dos Goytacazes. RJ. 2006. 11
Ferreira, S. B., Gonzaga, D. T. G., Santos, W. C., Araújo, K. G. L., Ferreira, V. F.; Rev. Virtual Quím., 2010, V. 2, 140. 12 De Almeida, V.L.; Leitão, A.; Reina, L.C.B.; Montanari, C.A.; Câncer e agentes antineoplásicos ciclo-celular específicos e ciclo-celular não específicos que interagem com o DNA: uma introdução. Departamento de Química, Instituto de Ciências Exatas, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte – MG.
12
O grande desafio na área de quimioterápicos está na forte resistência das células
tumorais com respeito às drogas. Esta ocorre ou porque as populações celulares
desenvolvem uma nova codificação genética (sofrem mutação) ou porque são
estimuladas a desenvolver tipos celulares resistentes aos quimioterápicos. Além disso, o
desenvolvimento de substâncias que sejam as mais seletivas possíveis, ou seja de um
fármaco que interferisse no ciclo celular do câncer, com o mínimo (ou sem) efeitos nas
células normais, vizinhas.13
Cabe destacar que a toxicidade e os efeitos adversos dos medicamentos
quimioterápicos estão associados à falta de especificidade de suas interações com o alvo
terapêutico ou de sua interação com múltiplas moléculas alvo. 14
2. OBJETIVOS
2.1- Objetivo geral
Síntese de quinonas como potenciais agentes antitumorais.
2.2- Objetivo Específico e Justificativa
Este trabalho tem como objetivo a síntese de uma nova família de
pirrolonaftoquinonas 28a-c, planejadas a partir da incorporação de diferentes açúcares
ligados na posição N-1 da substância benzo[f]indol-4,9-diona (15), descrita na literatura
como agente antitumoral 15.
13 Controle do Câncer: uma proposta de integração ensino-serviço. 2 ed. rev. atual. - Rio de Janeiro: Pro-Onco. 1993. Disponivel em: <http://www1.inca.gov.br/conteudo_view.asp?id=101> - Acessado em: 02 maio 2014. 14
Torres, L. B.; XX Escola de verão em Química Farmacêutica e Medicinal. Arturo San Feliciano, Universidade de Salamanca – Espanha. Disponível em: http://www.evqfm.com.br/xx_evqfm/diario/texto_arturo.html - Acessado em 02 maio 2014. 15 Park, H. J.; Lee, H.-Jung; Min, H.-Young ; Chung, H.-Jin; Suh, M. E.; Park-Choo, H.-Young; Kim, C.; Kim, H. j.; Seo, E.-Kyung; Lee, S. K. Inhibitory effects of a benz[f]indole-4,9-dione analog on cancer cell metastasis mediated by the down-regulation of matrix metalloproteinase expression in human HT1080 fibrosarcoma cells. Eur. J. Pharm. , 2005, V.527, 31-36.
13
Esquema 2: Síntese de uma nova família de quinonas 28a-c contendo diferentes
carboidratos.
A avaliação dos compostos inéditos frente a diferentes linhagens de células
tumorais será realizada pelo grupo de pesquisa da professora Patrícia Dias Fernandes,
da Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ).
As modificações na estrutura de 15, a partir da substituição do grupo metílico da
posição N-1 por diferentes carboidratos tiveram os seguintes propósitos:
• Propiciar um aumento da solubilidade das moléculas em meio biológico.
• Tornar as substâncias mais seletivas frente às linhagens de células
tumorais, tendo em vista que, normalmente, as células tumorais têm
receptores específicos para carboidratos. Por exemplo, o papel
desempenhado pelo carboidrato daunosamina presente nas estruturas dos
fármacos utilizados pelo Instituto Nacional do Câncer, Daunorrubicina
17 e Doxorrubicina 18, participa do reconhecimento e da interação com
as enzimas topoisomerases I e II. Ao formar um complexo estável com
essas enzimas, as substâncias conseguem inibir a ação de replicação do
DNA e causar a morte celular. 14
Neste projeto, a escolha dos carboidratos derivados da ribose, galactose e xilose
baseou-se no artigo recentemente publicado16 sobre amino-1,2-naftoquinonas
16
Campos, V. R., dos Santos, E. A., Ferreira, V. F., Montenegro, R. C., de Souza, M. C. B. V., Costa- Lotufo, L. V., Moraes, M. O., Regufe, A. K. P., Jordão, A. K., Pinto, A. C., Resende, J. A. L. C., Cunha,
14
glicoconjugadas 29a-c, exibindo atividade antitumoral (Figura 8). As substâncias 29a-b
apresentaram seletividade contra inibição das linhagens de células do câncer de mama
(MDA-MB 435). Enquanto, o análogo de quinona 29c mostrou-se seletivo no combate
as linhagens de células de leucemia (HL-60).
Figura 8. Quinonas glicoconjugadas 29a-c que apresentam atividade antitumoral.
3. METODOLOGIA
A rota sintética empregada na preparação das novas pirrolonaftoquinonas 28a-c
está demonstrada no Esquema 3 abaixo.
A. C.; Synthesis of carbohydrate-based naphtoquinones and their substituted phenylhydrazono derivatives as anticancer agents. RCS Advances. 2012, V. 2, 11438.
15
O
O
O
O
O
O O
OCH3
H3C CH3a
O
O
O
OO
H3C
H3C
CH3
CH3
,R =O
OH
O
O
CH3c
,CH3
b
Cl
O
O
NNH2
OEtO
Cl
OEtCN
O
12
3456
78 9 1
2
345
6
7
8R
Cl
R NH2+
O
O
N
OEtCN
OH
R
I
+OEt
O
NC
2526
24a-c
28a-c 27
Esquema 3: Análise retrossintética para obtenção das quinonas inéditas 28a-c.
A desconexão das ligações N-C2 e C9a-N permitiu identificar a substância 26 e os
aminocarboidratos 24a-c como precursores sintéticos das pirroloquinonas
glicoconjugadas 28a-c. Essas substâncias serão sintetizadas a partir da reação de
substituição nucleofílica de 26 com os derivados aminados 24a-c, seguido da reação de
ciclização intramolecular dos intermediários correspondentes I em meio de etanol. Os
intermediários I não foram colocados na retroanálise porque esses produtos não foram
isolados. Em 26, a desconexão da ligação C3-C levou à identificação da 2,3-dicloro-
naftoquinona 25, que será reagida com o íon enolato, formado in situ por reação de
desprotonação do cianoacetoaceto de etila 27 com carbonato de potássio em meio de
acetonitrila.
Para as aminas derivadas de carboidratos 24a-c, a desconexão da ligação C5-N
(Esquema 4) levou à identificação dos azidocompostos 23a-c, respectivamente, como
seus precursores, explorando a reação de redução catalítica com Pd/C 10%. Nestas
últimas substâncias, a desconexão da ligação C5-N3 identificou os correspondentes
tosilatos derivados de carboidratos 22a-c, como matérias-primas para sua obtenção. Por
sua vez, a desconexão da ligação -O-Ts de 22a-c evidenciou os respectivos
acetonídeos 21a-c como seus precursores sintéticos, via reação de tosilação com
cloreto de tosila em meio de piridina. A reação de acetonização das posições C-2/ C-3
da D-ribose 20a, C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-galactose 20b e C-1/C-2 e C-3/C-5 da D-
xilose 20c com acetona na presença de ácido H2SO4 concentrado para a substância 20a e
16
CuSO4 para as substâncias 20b-c permitirá que os derivados de acetonídeos 21a-b e
20d, respectivamente, possam ser obtidos com bons rendimentos. O monoacetonídeo
da xilose 21c poderá ser obtido através da reação de hidrólise do derivado 20d em meio
de solução aquosa de HCl 0,2%.
Esquema 4: Retroanálise para obtenção dos aminocarboidratos 24a-c.
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1) Síntese dos aminocarboidratos derivados da ribose 24a, galactose
24b e xilose 24c
A síntese dos novos análogos de pirrolonaftoquinonas 28a-c foi iniciada com a
preparação das substâncias 24a-c, conforme mostra o Esquema 5.
17
Esquema 5. Síntese dos aminocarboidratos derivados da ribose 24a, galactose 24b e xilose 24c
No Esquema 5, as duas reações de proteção dos grupamentos hidroxila das
posições C-2/C-3 e C-1 de 20a foram realizadas em um único pote reacional. Estas
envolveram a reação de acetonização dos grupos hidroxila C-2/C-3 com acetona em
meio de ácido sulfúrico e transformação do grupo hidroxila da posição C-1 em função
éter, utilizando o metanol como agente nucleofílico. A reação foi deixada à temperatura
ambiente durante 48 horas.
Esta foi monitorada através da técnica de cromatografia em camada fina (CCF),
utilizando como mistura de eluentes hexano/acetato de etila 7:3 (v/v). Após o término
da reação, foram adicionados ao balão de fundo redondo 25mL de solução aquosa
saturada de bicarbonato de sódio para a completa neutralização do meio reacional. Em
seguida, o monoacetonídeo da ribose pode ser extraído com acetato de etila. A fase
orgânica foi seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente foi evaporado à
pressão reduzida, obtendo-se 21a como um óleo de cor marrom. O produto foi
purificado por cromatografia em coluna, utilizando-se como mistura de eluentes
hexano/acetato de etila 9:1 (v/v). Após a purificação, obteve-se o monoacetonídeo da
ribose 21a como um óleo de coloração amarela com rendimento de 95%.
18
Uma proposta de mecanismo para a obtenção de 21a está demonstrada a seguir
(Esquema 6).
O
OH
HO OH
H SO3H
O
OCH3
O O
HO
O
O
HO OH
HOH
H O
HO OH
HO
CH3-OH
OO
HO OH
HO
H
CH3
O SO3H
O
OCH3
HO OH
HO
H3C
O
CH3O
OCH3
HO OH
HO
O
OCH3
O O
HO
CH3H2CO SO3H
HO
21a
II20a
H
IV
III
O SO3H
O SO3H
O SO3H
OH
CH3
H3C
O SO3H
Prototropismo
O
OCH3
HO O
HO
OH2
CH3
H3C
O SO3H
O
OCH3
HO O
HO
CH3
H3C
O SO3H
H
H3C CH3
Esquema 6. Proposta de mecanismo para a formação de 21a.
Inicialmente, o meio ácido mineral favorece a reação de protonação da hidroxila
do carbono hemiacetal ou anomérico de 20a, que subseqüentemente elimina água,
transformando-se na espécie II . Esta última, por sua vez, reage com metanol levando a
obtenção de III . O ataque nucleofílico do grupo hidroxila da posição C-2 ao carbono
carbonílico da acetona protonada, seguido de eliminação de água fornece o
19
intermediário IV , que posteriormente submete-se à reação de ciclização intramolecular,
transformando-se no produto 21a.
O monoacetonídeo da ribose 21a teve a sua estrutura confirmada através do
método espectroscópico na região do Infravermelho, sendo observadas no espectro da
Figura 9 (Anexo I) as bandas de deformação axial da ligação OH e das metilas
geminais dos grupamentos isopropilidênicos em 3447 e 1374 cm-1, respectivamente.
O
OCH3
O O
CH3H3C
HO
Figura 9. Espectro na região do Infravermelho da substância 21a (Anexo I).
Para a reação de acetonização dos grupamentos hidroxila dos carbonos das posições
C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-galactose 20b e C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-xilose 20c para a
geração dos acetonídeos 21b e 20d, respectivamente, utilizou-se acetona, ácido
sulfúrico e sulfato de cobre (II) anidro como mostrado nas figuras abaixo. Este sal, por
ser um agente desidratante, facilita o mecanismo desta reação que é reversível.
20
O experimento foi monitorado através da técnica de cromatografia em camada fina
(CCF), utilizando-se como mistura de eluentes hexano/acetato de etila 8:2 (v/v) para o
composto derivado da xilose 20d e hexano/acetato de etila 7:3 (v/v) para o composto
derivado da galactose 21b. Após 24 horas de agitação do meio reacional a temperatura
ambiente, filtrou-se a mistura em funil de Büchner para retirada do sal inorgânico. Em
seguida, o filtrado foi neutralizado com uma solução aquosa de NaOH 50%. O
diacetonídeo da galactose 21b e o diacetonídeo da xilose 20d apresentaram-se como
óleos de cor amarela. O composto 21b apresentou um rendimento de 80% após a
evaporação do solvente a pressão reduzida e o composto 20d foi levado a hidrólise logo
em seguida.
A reação de hidrólise parcial do grupo acetal da posição C-3/C-4 de 20d foi
efetuada, em meio de solução aquosa de HCl 0,2% sob agitação magnética, durante 3
horas como demonstrado abaixo.
21
Esta reação foi monitorada por cromatografia em camada fina (CCF), utilizando-se
como mistura de eluentes hexano/acetato de etila 1:1 (v/v). Após este tempo, foi
adicionado bicarbonato de sódio sólido até a completa neutralização do meio reacional.
A mistura foi concentrada a pressão reduzida, e, em seguida, o resíduo obtido foi
dissolvido em 15 mL de acetato de etila, seco com Na2SO4 anidro e o solvente foi
concentrado a pressão reduzida. Obteve-se o monoacetonideo da xilose 21c como um
óleo de cor amarela com rendimento de 85%.
O mecanismo para reação de proteção dos grupamentos hidroxila dos carbonos das
posições C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-galactose 20b e C-1/C-2 e C-3/C-4 da D-xilose 20c
ocorre de maneira similar ao proposto no Esquema 6 para o produto 21a.
As estruturas dos compostos 21b e 21c foram confirmadas com base na análise de
seus espectros na região do Infravermelho (Figuras 10 e 11 – Anexos II e III). Pôde-se
observar nos espectros de 21b e 21c as bandas de deformação axial da ligação OH entre
3498 e 3400 cm-1. Além disso, as bandas de deformação axial das ligações C-H das
metilas geminais foram evidenciadas entre 1377 e 1378 cm-1, respectivamente.
Figura 10. Espectro na região do Infravermelho da substância 21b – Anexo II.
22
Figura 11. Espectro na região do Infravermelho da substância 21c – Anexo III.
Uma vez preparados os acetonídeos da ribose 21a, galactose 21b e xilose 21c, estes
foram reagidos com cloreto de tosila em meio de piridina, transformando-se nas
respectivas substâncias tosiladas 22a-c.
A mistura foi deixada sob agitação magnética à temperatura ambiente por 20 horas.
O acompanhamento da reação foi realizado através da técnica de cromatografia em
23
camada fina (CCF), utilizando como mistura de eluentes hexano/acetato de etila (7:3)
(v/v) para os compostos 22a-b e hexano/acetato de etila 8:2 (v/v) para o composto 22c.
O isolamento dos produtos tosilados foi feito adicionando-se ao balão de fundo
redondo 15 mL de solução aquosa de HCl 50% e 15ml de clorofórmio. A fase orgânica
foi tratada com solução aquosa saturada de NaHCO3, seguido de lavagem com água
destilada. A camada orgânica obtida foi seca com sulfato de sódio anidro, filtrada e o
solvente concentrado a pressão reduzida. Os tosilatos 22a-c foram purificados por
coluna cromatográfica utilizando como mistura de eluentes hexano/acetato de etila (9:1)
(v/v) para os compostos 22a-b e hexano/acetato de etila (1:1) (v/v) para o composto
22c. Estas substâncias forma obtidas como sólidos de cor branca com rendimentos de
78, 75, 51%, respectivamente. O baixo rendimento do tosilato da xilose 22c é explicado
pela não purificação do reagente de partida (monoacetonídeo 21c) utilizado nessa
síntese.
O mecanismo da reação de proteção do grupo hidroxila de 21a-c está mostrado no
Esquema 7 abaixo. Este envolve inicialmente o ataque nucleofílico do átomo de
nitrogênio da piridina VI ao átomo de enxofre do cloreto de tosila V, levando in situ à
formação do íon piridínio, que é uma espécie mais eletrofílica do que o cloreto de tosila
frente aos carboidratos. Este, por sua vez, reage com o grupo hidroxila de 21a-c
transformando-se nos respectivos produtos tosilados 22a-c.
Esquema 7. Proposta de mecanismo para a formação de 22a-c.
As substâncias 22a-c tiveram as suas estruturas confirmadas através da técnica
espectroscópica na região do Infravermelho. Em seus espectros (Figuras 12-14 -
Anexos IV, V e VI) pôde-se destacar a ausência da banda de deformação axial da
24
ligação O-H, antes presente nas estruturas das matérias-primas 21a-c. O aparecimento
de duas bandas de deformação axial referentes a ligação SO2 do grupo tosila nas regiões,
entre 1180 e 1358 cm-1, para a substância 22a; entre 1177 e 1358 cm-1 para o derivado
22b; e entre 1174 e 1356 cm-1, para a substância 22c.
Figura 12. Espectro na região do Infravermelho da substância 22a – Anexo IV.
Figura 13. Espectro na região do Infravermelho da substância 22b – Anexo V.
25
Figura 14. Espectro na região do Infravermelho da substância 22c – Anexo VI.
As substâncias 22a-c foram reagidas com azida de sódio em meio de DMF, sob
agitação magnética, à temperatura de 120°C durante 20 horas como mostrado abaixo.
Após este tempo, a mistura foi filtrada em funil de Büchner para retirada do
excesso de azida de sódio. O filtrado obtido foi concentrado à pressão reduzida. Os
azidos da ribose 23a, galactose 23b e xilose 23c foram purificados por cromatografia
em coluna de sílica gel, utilizando-se como mistura de eluentes hexano/acetato de etila
(9:1), para as substâncias 23a e 23b; e hexano/acetato de etila (7:3), para o
26
azidocomposto 23c. As substâncias 23a-c foram obtidas como óleos de cor amarela,
com rendimentos de 75%, 85% e 85%, respectivamente.
Nos espectros de infravermelho de 23a, 23b e 23c foi observado o
desaparecimento das duas bandas de deformação axial referentes a ligação do
grupamento SO2 presentes nos espectros de IV das matérias primas e o aparecimento de
uma banda de deformação axial da ligação N-N do grupo N3 na região entre 2102-2103
cm-1.
Nas Figuras 15-17 (Anexos VII, VIII e IX) estão ilustrados os espectros de
infravermelho dos azido derivados carboidratos 23a-c.
O
OCH3
O O
CH3H3C
N3
Figura 15. Espectro na região do Infravermelho da substância 23a – Anexo VII.
27
Figura 16. Espectro na região do Infravermelho da substância 23b – Anexo VIII.
Figura 17. Espectro na região do Infravermelho da substância 23c – Anexo IX.
O último passo sintético envolveu a síntese dos aminocarboidratos 24a-c através
da reação de hidrogenação catalítica de 23a-c com Pd-C(10%) a pressão de 3 atm,
durante 3 horas, conforme mostrado abaixo.
28
A reação foi monitorada através da técnica de cromatografia em camada fina
(CCF), empregando-se como mistura de eluentes hexano/acetato de etila (7:3) (v/v) para
os compostos 24a-b e hexano/acetato de etila (8:2) (v/v) para o composto 24c. A
mistura obtida foi filtrada em coluna contendo celite, utilizando acetato de etila como
solvente. Após a concentração do solvente à pressão reduzida, os aminocarboidratos
24a-c foram obtidos como óleos de cor amarela, com rendimentos de 85%, 78% e 91%,
respectivamente.
Nos espectros de IV das substâncias 24a e 24c (Figuras 18 e 20) foi observado o
desaparecimento da banda de deformação axial da ligação N-N do grupo azido presente
nos espectros da IV das respectivas matérias primas e o aparecimento de duas bandas de
deformação axial da ligação N-H do grupo amino na região entre 3374 e 3583 cm-1.
Para a substância 24b também foi observada a ausência da banda de deformação axial
da ligação N-N do grupo azido. Entretanto, desconhece-se o motivo pelo qual não
foram evidenciadas as duas bandas de deformação axial da ligação N-H desta
substância.
Nas Figuras 18-20 (Anexos X, XI e XII) estão ilustrados os espectros de
infravermelho dos aminos derivados de carboidratos (24a-c).
29
Figura 18. Espectro na região do Infravermelho da substância 24a – Anexo X.
Figura 19. Espectro na região do Infravermelho da substância 24b – Anexo XI.
30
Figura 20. Espectro na região do Infravermelho da substância 24c – Anexo XII.
4.2) Síntese das pirrolonaftoquinonas inéditas 28a-c
Inicialmente, o cianoacetato de etila 27 foi convertido ao íon enolato de potássio
na presença da base K2CO3. A espécie carbânion, gerada in situ, submete-se à reação
com 2,3-dicloro-1,4-naftoquinona 25, levando à formação da quinona monoclorada 26,
com rendimento de 73%. Esta última, por sua vez, reage com os aminocarboidratos
24a-c, transformando-se nos análogos de pirrolonaftoquinonas 28a-c, conforme
mostrado no Esquema 8.
31
Esquema 8. Síntese dos análogos de pirrolonaftoquinonas 28a-c.
As substâncias 28a-c foram purificadas por cromatografia em coluna utilizando
como mistura de eluentes hexano/acetona (9:1), para os derivados da ribose 28a e da
galactose 28b; e hexano/acetona (8:2), para o derivado da xilose 28c. Os produtos 28a-c
foram obtidos com rendimentos de 48, 41 e 56%, respectivamente.
Uma proposta mecanística para a formação das substâncias 28a-c está
demonstrada no Esquema 9.
Esquema 9. Proposta de mecanismo para a formação de 28a-c.
32
Primeiramente, o cianoacetoacetato de etila 27 é convertido ao íon enolato na
presença da base K2CO3. Posteriormente, a espécie carbânion VII pôde ser
transformada em 26 por reação com a 2,3-dicloro-1,4-naftoquinona 25. A reação entre
26 e os aminocarboidratos 24a-c levou a obtenção dos intermediários VIII , que, em
seguida, submetem-se à reação de ciclização intramolecular transformando-se nas
respectivas pirrolonaftoquinonas 28a-c.
As estruturas das pirrolonaftoquinonas inéditas 28a-c foram confirmadas através
de métodos espectroscópicos na região do Infravermelho [(Pastilha de KBr 1%), ν(cm-
1)], RMN de 1H e de 13C (APT), em 1D e 2D (COSY - 1H x 1H).
Em seus espectros de infravermelho (Figuras 21-23 – Anexos XIII, XIV e XV)
foram observadas as bandas de deformação axial das ligações C=O e C-O da função
éster discriminadas na Tabela 1.
Tabela 1: Principais absorções no espectro na região do Infravermelho dos compostos 28a-c
(pastilha de KBr 1%).
Tipo de
ligação
28a 28b 28c
C=O (éster) 1675 1670 1714
C-O (éster) 1232 1229 1217
33
Figura 21. Espectro na região do Infravermelho da substância 28a – Anexo XIII.
Figura 22. Espectro na região do Infravermelho da substância 28b – Anexo XIV.
34
Figura 23. Espectro na região do Infravermelho da substância 28c – Anexo XV.
A elucidação estrutural da unidade quinonoídica e dos grupamentos carboidratos
das substâncias 28a-c através do método espectroscópico de RMN de 1H está descrita a
seguir.
4.2.1) Análise espectroscópica referente à unidade quinonoídica
presente nas estruturas das substâncias 28a-c
Nos espectros RMN de 1H de 28a-c (anexos XVI, XVII e XVIII) , pôde-se
destacar os seguintes sinais: o tripleto na região entre 1,38 e 1,46 ppm, referente aos
hidrogênios das metilas (OCH2CH3); e o quarteto entre 4,32 e 4,41 ppm, relacionado
aos hidrogênios metilênicos (OCH2CH3).
Nos espectros de RMN de 13C-APT das substâncias 28a-c (anexos XIX, XX e
XXI) foi possível evidenciar os sinais referentes aos deslocamentos químicos dos
35
carbonos das respectivas carbonilas C-4 e C-9 em 175,3 e 179,6 ppm, para a substância
28a; em 175,3 e 179,6 ppm, para a substância 28b; em 175,4 e 179,3 ppm, para a
substância 28c (Tabelas 3, 5 e 7).
Os deslocamentos químicos de C-4 e C-9 foram atribuídos com base no efeito de
ressonância causado pela presença do nitrogênio do anel indólico, que torna a carbonila
C-4 menos eletrodeficiente (Esquema 10).
Esquema 10: Estruturas de ressonância das substâncias 28a-c.
Além disso, foi possível observar os deslocamentos químicos dos carbonos das
carbonilas do grupamento éster ligado ao carbono C-3 do anel pirrólico na região entre
165,2 e 165,8 ppm, para as substâncias 28a-c (Figura 24).
36
O
O
1
345
6
7
88a
4a
N
carboidratos
29
179,3-170,6 ppm
175,3-175,4 ppm
O
OEt
165,2-165,8 ppm
Figura 24: Valores de deslocamentos químicos dos carbonos C-4/C-9 das pirrolonaftoquinonas
28a-c.
Na Figura 25 abaixo está ilustrado o espectro de RMN de 13C-APT da
substância 28a.
Figura 25. Espectro de RMN de 13C-APT da substância 28a (125,00MHz, CDCl3) – Anexo
XIX.
37
No espectro de RMN bidimensional HMBC de 28a (Figura 26) observou-se a
correlação entre o sinal do carbono da carbonila C-4 e o do hidrogênio H-5 (8,15-8,13
ppm) a três ligações [3JCH = C-4 (H-5)]. Este hidrogênio apresentou ainda outras
correlações [2JCH = C-4a (H-5); 2JCH = C-6 (H-5)] que permitiram os assinalamentos dos
carbonos não hidrogenado C-4a e o carbono C-6 em 132,9 e 132,7 ppm,
respectivamente. Além disso, a correlação à longa distância deste último carbono [2JCH
= C-6 (H-7)] levou ao assinalamento de H-7 em 7,67 ppm.
Nos espectros RMN de 1H x 1H – COSY de 28a-c (Anexos XXII, XXIII e
XXIV) , a correlação entre o sinal de H-7 e os sinais triplo dubletos, entre 7,67-7,85
ppm, e o multipletos, entre 8,16-8,17, permitiram discriminar os hidrogênios H-8 e H-
6, respectivamente. Este último hidrogênio apresentou correlação à longa distância com
o sinal do carbono não hidrogenado C-8a [2JCH = C-8a (H-8)].
Estas evidências associadas às multiplicidades de sinais e suas integrações, além
dos dados de HMBC mostrados acima, permitiram elucidar de maneira inequívoca
todos os sinais dos hidrogênios do anel aromático (Tabelas 2, 4 e 6).
O espectro bidimensional de correlação homonuclear (1H x 1H - COSY) também
mostrou a correlação entre o tripleto em 1,44 ppm e o quarteto em 4,44 ppm, referente
aos hidrogênios H-10 e H-11 presente em 28a-c.
A seguir estão ilustrados o espectro de RMN de correlação heteronuclear 2D - 1H x 13C – HMBC e o espectro de RMN de 1H da substância 28a.
38
Figura 26. Espectro de RMN de correlação heteronuclear 2D – 1H x 13C –
HMBC da substância 28a.
Figura 27: Espectro de RMN de 1H da substância 28a – Anexo XVI.
39
4.2.2) Análise espectroscópica referente aos grupamentos
carboidratos presentes nas substâncias 28a-c.
Nos espectros de RMN 1H das substâncias 28a-c (Tabelas 2, 4 e 6), pôde-se
destacar os sinais singletos dos hidrogênios metílicos do grupamento isopropilidênico
(CH3-C-CH3) entre 1,18 e 1,47 ppm.
No espectro de RMN 13C (APT) das mesmas substâncias foi possível destacar os
sinais entre 94-112 ppm referentes aos carbonos dos grupamentos isopropilidênicos
(CH3-C-CH3). Assim como os sinais entre 24-26 ppm referentes aos carbonos das
metilas dos grupamentos isopropilidênicos (CH3-C-CH3).
� Para derivado da ribose de 28a:
No espectro de RMN em 2D COSY foi observada a correlação entre os sinais
dos hidrogênios diastereotópicos H-5’/H-5’’ e o sinal do hidrogênio H-4’. Além disso,
foi evidenciada a correlação entre dubleto em 4,78 ppm (J= 5,0 Hz) e o dubleto em 4,73
ppm (J = 5,0 Hz) referentes aos hidrogênios H-2’ e H-3’, respectivamente.
Ainda, verificou-se que o sinal singleto mais desblindado, em 5,03 ppm,
corresponde ao hidrogênio anomérico H-1’. Além do sinal singleto dos hidrogênios do
grupamento metoxi (O-CH3) em 3,49 ppm.
No espectro de RMN 13C (APT) da mesma substância foi possível destacar o
sinal em 56 ppm referente ao grupamento metoxi ligado na posição C-1’ do anel
indólico (O-CH3).
Os carbonos da unidade furanosídica da estrutura da substância 28a foram
inequivocamente assinalados com base no espectro bidimensional de correlação
heteronuclear 1H x 13C – HSQC (Tabela 3).
� Para o derivado de galactose de 28b:
No espectro bidimensional de correlação homonuclear COSY - (1H x 1H), pôde-
se observar a correlação entre o dubleto em 5,41 (J= 5,0 Hz) e o duplo dubleto em 4,26
ppm (J = 5,0 e 2,5 Hz). Este último apresentou correlação com um duplo dubleto em
40
4,64 ppm (J = 8,0 e 2,5 Hz). Essas evidências, associadas à multiplicidade dos sinais e a
sua integração, permitiram identificá-los como pertencentes a H-1’, H-2’ e H-3’. O sinal
multipleto entre 4,42-4,45 ppm foi atribuído a H-4’ devido à correlação entre H-3’ e o
duplo tripleto em 4,24 ppm (J = 9,5 e 2,5 Hz). Este último sinal foi atribuído a H-5’.
Os sinais referentes aos hidrogênios metilênicos H-6’/H-6” apresentaram-se
como duplos dubletos em 4,32 ppm (J = 9,5 e 5,0 Hz) e 4,75 ppm (J = 14,0 e 2,5 Hz).
Os carbonos da unidade piranosídica da estrutura da substância 28b foram
inequivocamente assinalados com base no espectro bidimensional de correlação
heteronuclear 1H x 13C – HSQC (Tabela 5).
� Para o derivado da xilose 28c:
Baseando-se no texto da dissertação de Flaviana R. F. Dias e nas
multiplicidades dos sinais e das integrações dos hidrogênios observadas no espectro de
RMN de 1H de 28c pôde-se atribuir os sinais dos H-1’, H-2’, H-3’, H-4’, H-5’ e H-
5’’, conforme Tabela 6.
Nas Tabelas 2-7 abaixo estão listados os dados referentes aos espectros de RMN
de 1H e de 13C das substâncias 28a, 28b e 28c.
41
Tabela 2. Dados de RMN 1H (500,00 MHz) da substância 28a (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).
Composto C(CH3)2 OCH3 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 5” 5 6 7 8 10 11 NH2
28a
1,35 e 1,47 (s)
3,49 (s)
5,04 (s)
4,73 (d, 6,0, 1H)
4,82 (dd, 1,0 e 6,0)
4,70 (d, 3,5)
4,99 (dd, 3,5 e 14,5)
3,98 (dd, 9,5 e 14,5)
8,06 (dd, 4,0 e 5,5)
7,60-7,62 (m)
7,60-7,62 (m)
8,11 (dd, 3,5 e 5,5)
4,44 (q, 7,0)
1,46 (t, 7,0)
6,44 (s)
δH(ppm) [mult.; J (Hz);]
42
Tabela 3. Dados de RMN de 13C-APT (125,0 MHz) das substâncias 28a (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).
Composto C(CH3)2 OCH3 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ C(CH3)2 2 3 3a 4 4a 5 6 7 8 8a 9 9a 10 11 COOEt
28a 25,2 e 26,6
56,0 111,5 84,3 82,1 87,2 48,3 94,0 153,0 113,4 126,2 175,3 132,9 125,6 132,7 132,8 126,8 134,0 179,6 * 60,6 14,6 165,8
* sinal não visualizado no espectro
δC(ppm)
43
Tabela 4. Dados de RMN 1H (500,00 MHz) da substância 28b (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).
δH(ppm) [mult.; J (Hz)]
Composto C(Me)2 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 6’ 6’’ 5 6 7 8 CH2-Me
CH2-Me
NH2
28b
1,18; 1,24; 1,30 e
1,44 (s)
5,44 (d, 5,0)
4,24 (dd, 2,5 e
4,5)
4,59 (dd, 2,0 e
8,0)
4,37 (dd, 2,0 e
8,0)
4,22-4,23 (m)
4,70 (dd, 3,5 e 14,5)
4,14 (dd, 8,0 e 14,5)
7,94 (dd, 2,5 e
5,5)
7,51-7,55 (m)
7,51-7,55 (m)
8,01 (dd, 2,5 e 6,0)
1,38 (t, 7,0)
4,32 (q, 7,0)
6,06 (s)
44
Tabela 5. Dados de RMN de 13C-APT (125,0 MHz) das substâncias 28b (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).
δC(ppm)
Composto C(Me)2 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 6’ C(Me)2 2 3 3a 4 4a 5 6 7 8 8a 9 9a CH2-Me
CH2-Me
COOEt
28b 24,4; 25,1; 26,0 e 26,2
96,4 70,7 70,9 71,5 68,6 45,9 109,3 ou
109,8
153,5 94,5 126,6 175,3 132,9 125,4 132,7 132,8 126,8 134,1 179,6 126,8 14,6 60,6 165,6
45
Tabela 6. Dados de RMN 1H (500,0 MHz) das substâncias 28c (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).
δH(ppm) [mult.; J (Hz); no H] Composto C(Me)2 OH 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ 5” 5 6 7 8 CH2-
Me CH2-Me
NH2
28c 1,23 e 1,37 (s,
3H)
* 5,96 (d, 3,5, 1H)
4,54 (d, 3,5, 1H)
4,47 (d, 3,0, 1H)
4,42 (d, 3,0, 1H)
5,05 (dd, 3,0 e 15,0, 1H)
4,18 (dd, 7,5 e 15,0, 1H)
7,94 (dd, 2,5 e
5,5, 1H)
7,53-7,57 (m, 1H)
7,53-7,57 (m, 1H)
8,04 (dd, 4,0 e
6,0, 1H)
1,38 (t,
7,0, 3H)
4,34 (q, 7,0, 2H)
*
* sinal não visualizado no espectro.
46
Tabela 7. Dados de RMN de 13C-APT (125,0 MHz) das substâncias 28c (δ em ppm, relativos ao TMS; solvente CDCl3).
δC(ppm)
Compostos C(Me)2 1’ 2’ 3’ 4’ 5’ C(Me)2 2 3 3a 4 4a 5 6 7 8 8a 9 9a CH2-Me
CH2-Me
COOEt
28c 26,0 e 26,6
104,8 85,3 80,7 75,1 44,4 112,2 153,2 94,5 126,3 175,4 132,7 125,2 132,6 132,7 126,6 133,7 179,3 126,7 14,3 60,4 165,2
47
5. CONCLUSÃO
A metodologia sintética investigada para preparação das pirrolonaftoquinonas 28a-c se
mostrou eficiente, obtendo-se as desejadas substâncias com rendimentos moderados. Esta
envolveu a reação de substituição nucleofílica aromática entre a 2,3-dicloro-1,4-naftoquinona
25 e o cianoacetato de etila 27, na presença da base K2CO3, levando à formação dos produto
alquilado 26, que posteriormente foi reagido com os aminocarboidratos 24a-c, levando à
formação dos produtos inéditos 28a-c.
As estruturas de 28a-c foram devidamente confirmadas por métodos espectroscópicos
de Infravermelho, RMN de 1H e de 13C.
Estas substâncias estão sendo avaliadas como possíveis agentes antitumorais pelo grupo
de pesquisa da professora Patrícia Dias Fernandes, da Universidade Federal do Rio de Janeiro
(UFRJ).
6. PARTE EXPERIMENTAL
6.1. Materiais e Métodos
A determinação estrutural das substâncias sintetizadas foi realizada através dos métodos
instrumentais de espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio (RMN de 1H) e Carbono-13 (RMN de 13C) e espectroscopia na região do Infravermelho (IV).
Os espectros de RMN de 1H e de RMN de 13C foram obtidos em espectrômetro Varian
Unity de 500,00 MHz, utilizando-se TMS como referência interna. Os valores de
deslocamentos químicos foram referidos em partes por milhão (ppm) em relação ao TMS e as
constantes de acoplamento (J) em Hertz (Hz). As áreas dos sinais foram obtidas por integração
eletrônica, suas multiplicidades foram descritas da seguinte forma: s-singleto; d-dubleto; t-
tripleto; q-quarteto; m-multipleto, dd-duplo dubleto; tt- triplo tripleto.
Os espectros na região do Infravermelho foram obtidos utilizando o espectrofotômetro
Perkin-Elmer FT-IR, modelo 1600 Senes e Spectrum One, de feixe duplo em pastilhas de KBr
48
anidro. Os valores para as absorções estão expressos em número de onda, utilizando-se como
unidade o centímetro recíproco (cm-1).
Os pontos de fusão de todas as substâncias foram determinados em aparelho de Fisher-
Johns.
As reações descritas anteriormente foram monitoradas através de cromatografia em
camada fina (CCF) em cromatofolhas de gel de sílica 60F-254, com espessura de 0,2mm (ref.
1.05554 Merck).
Os solventes e reagentes, para fins sintéticos foram tratados, destilados e secos
conforme necessidades requeridas nas metodologias adotadas de acordo com os processos
descritos na literatura. (Ferreira, V. F.; Alguns Aspectos sobre a Secagem dos Principais
Solventes Orgânicos; Quim. Nova, 1992, V.15, 348-351).
A mistura de eluentes utilizada para a eluição das amostras em CCF foi preparada
volume a volume (v/v) de acordo com a necessidade de cada separação, a qual foi baseada nas
diferentes polaridades dos carboidratos ribose, galactose e xilose. Como a xilose contém uma
hidroxila livre em sua estrutura, seus derivados são mais polares, precisando de eluentes com
uma polaridade elevada. A visualização das CCFs foi efetuada tendo por revelador a câmara de
ultravioleta (UV) na região em 254nm ou a solução etanólica de vanilina sulfúrica quando
necessário.
As sílicas dos tipos sílica gel 60; 0,063-0,200mm (ref.1.055554 Merck) ou sílica gel do
tipo flash 230-400 Mesh ASTM (0,035-0,070mm, ref. Acros Organics) foram destinadas à
purificação das substâncias por cromatografia em coluna.
49
6.2- Procedimento Experimental
6.2.1- Obtenção do monoacetonídeo derivado da D-ribose 21a.17
Em um balão de fundo redondo de 50 mL foram adicionados 1,0 g (6,7 mmol) de D-
ribose 20a e 5 mL de acetona anidra. A mistura reacional foi resfriada com banho de gelo e
foram adicionados gota a gota 0,5 mL de ácido sulfúrico concentrado e 5 mL de metanol.
Removeu-se o banho de gelo e a mistura foi mantida sob agitação em atmosfera de nitrogênio
por 48 horas. Foi realizado o monitoramento da reação através da cromatografia em camada
fina (CCF) utilizando-se como eluente uma mistura de hexano/acetato de etila (7:3) e como
revelador utilizou-se a solução de vanilina sulfúrica, seguido de aquecimento. Decorrido este
tempo, foi adicionada à mistura solução aquosa de bicarbonato de sódio até a mistura atingir o
pH 7,0. Evaporou-se o solvente e procedeu-se a extração utilizando-se 15 mL de acetato de
etila. A camada orgânica foi extraída e seca com sulfato de sódio anidro. Após a filtração da
mistura, o solvente foi evaporado à pressão reduzida. Ao final obteve-se 1,1g de um óleo de
coloração amarelo claro com 95% de rendimento. Os dados de infravermelho estão de acordo
com a literatura.
6.2.2- Obtenção do monoacetonídeo derivado da D-galactose 21b.16
17Franco, C. F. J., Jordão, A. K., Ferreira, V. F., Pinto, A. C., de Souza, M. C. B. V., Resende, J. A. L. C., Cunha, A. C.; J. Braz. Chem. Soc. 2011, V.1, 187.
50
Foi adicionada a um balão de fundo redondo uma solução contendo 9,0 g (50mmol) de
D-galactose 20b, 200 mL de acetona anidra e 20 g (125 mmol) de sulfato de cobre anidro. Essa
mistura foi mantida em banho de gelo. A este balão foi adicionado, gota a gota, 1,0 mL de
ácido sulfúrico concentrado. Manteve-se a mistura em atmosfera de nitrogênio e agitação
magnética durante 24 horas. A reação foi monitorada por CCF utilizando como eluente um
mistura de hexano/acetato de etila (8:2) e a solução de vanilina sulfúrica, seguido de
aquecimento. Ao término, a mistura foi filtrada a vácuo para retirada do sulfato de cobre e o
filtrado obtido foi evaporado à pressão reduzida. O produto obtido foi, então, neutralizado com
a adição de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (p/v). Novamente procedeu-se a
filtração da mistura, obtendo-se 7,8g de um óleo de cor amarela clara, com 80 % de
rendimento. Os dados de infravermelho estão de acordo com a literatura.
6.2.3 - Obtenção do diacetonídeo derivado da D-xilose 20d.16
Foram adicionados em um balão de fundo redondo 10,0 g (0,067 mol) de D-xilose 20c,
300 mL de acetona anidra e 26 g de sulfato de cobre (II) anidro. Este balão foi mantido em
banho de gelo para adição de 2 mL de ácido sulfúrico concentrado gota a gota. Removeu-se o
banho de gelo e a reação foi mantida sob agitação magnética durante 24 horas, sob atmosfera
de nitrogênio. O acompanhamento da reação foi verificado através da CCF utilizando como
eluente uma mistura de hexano/acetato de
etila (1:1) e como revelador a solução de vanilina sulfúrica, seguido de aquecimento.
Terminada a reação realizou-se filtração a vácuo da mistura para retirada do sulfato de
cobre e, em seguida, o filtrado obtido foi neutralizado com solução aquosa saturada de
carbonato de cálcio. A mistura foi novamente filtrada e o solvente foi evaporado à pressão
reduzida. Procedeu-se então a extração do produto com diclorometano e a camada orgânica foi
seca com sulfato de sódio anidro. Uma nova filtração foi realizada, o solvente foi evaporado
sob pressão reduzida e o diacetonídeo da xilose 20d foi obtido como óleo de cor amarela, com
85% de rendimento. Os dados de infravermelho estão de acordo com a literatura.
51
6.2.4 - Obtenção do monoacetonídeo derivado da D-xilose 21c. 16
Em um balão de fundo redondo contendo 19,0 g (0,082 mmol) do diacetonídeo da
xilose 20d foi adicionada uma solução contendo 0,2 mL de ácido clorídrico concentrado em
100 mL de água destilada. A mistura reacional foi mantida sob agitação por 3 horas à
temperatura ambiente. A reação foi monitorada por CCF utilizando-se como eluente uma
mistura de hexano/acetato de etila (1:1) e como revelador a solução de vanilina sulfúrica,
seguido de aquecimento. O meio reacional foi neutralizado com bicarbonato de sódio, seguido
da filtração da mistura obtida através do funil de Buchner. O filtrado foi concentrado à pressão
reduzida e o resíduo obtido foi tratado com metanol para retirada do produto orgânico. Após
filtração, o solvente foi concentrado à pressão reduzida, obtendo-se o monoacetonídeo da xilose
21c como óleo de cor amarela escura com rendimento de 85 % (7,8 g).
6.2.5 - Método geral para a síntese dos tosilatos 22a-c.16
52
Em um balão contendo 0,22 mol dos acetonídeos 21a-c foram adicionados 8,5mL de
piridina seca. Esta mistura foi então resfriada para a adição de 5,3 g (0,27mol) de cloreto de p-
toluenossulfonila. A reação foi mantida sob atmosfera de nitrogênio e agitação à temperatura
ambiente durante 20 horas. O seu monitoramento foi realizado por CCF utilizando-se como
eluente um mistura de hexano/acetato de etila (7:3) e como revelador a solução de vanilina
sulfúrica e a câmara de ultravioleta. Constatada a formação do produto desejado procedeu-se a
extração do mesmo utilizando-se 150 mL de clorofórmio. A camada orgânica foi tratada com
50 mL de uma solução aquosa de HCl a 50%, 50 mL de solução aquosa saturada de NaHCO3,
25 mL de água e seca com cloreto de cálcio anidro. Após filtração e evaporação do solvente, o
tosilato obtido foi purificado por cromatografia em coluna de gel de sílica, utilizando-se como
mistura de eluentes hexano/acetato de etila (9:1).
6.2.6 - Método geral para a síntese dos azidocompostos 23a-c.16
Em um balão de fundo redondo de 50 mL foram adicionados 2,5 mmol do
correspondente tosilato, 7 mL de DMF e 1,13 g de azida de sódio (17,4 mmol). A reação foi
realizada sob refluxo à 120ºC e mantida sob agitação magnética e atmosfera inerte durante 20
horas. A reação foi monitorada por CCF, utilizando-se como eluente uma mistura de
hexano/acetato de etila (7:3), para os azidocompostos 23a-b; e uma mistura de hexano/acetato
de etila (1:1), para a substância 23c. Os reveladores utilizados foram câmara de UV e solução
de vanilina sulfúrica, seguido de aquecimento. Ao final da reação, filtrou-se a mistura e o
sólido foi lavado com 20 mL de diclorometano. Em seguida, o filtrado foi concentrado à
pressão reduzida para remoção dos solventes. Posteriormente, procedeu-se a etapa de
53
purificação das substâncias através da coluna cromatográfica de sílica gel utilizando-se como
eluente uma mistura de hexano/acetato de etila (7:3).
6.2.7 - Método geral para a síntese dos aminocarboidratos 24a-c.16
Em um frasco especial para hidrogenação contendo 22,0 mmol do azidocomposto 23a-c
dissolvidos em 150 mL de etanol absoluto adicionou-se 1,07 g do catalisador Pd/C 10%. A
mistura foi hidrogenada sob pressão de 3,0 atm durante 3 horas. A reação foi monitorada por
cromatografia em camada fina utilizando-se como eluente mistura de hexano/acetato de etila
(7:3) e revelador solução de vanilina sulfúrica, seguida de aquecimento. Após remoção do
catalisador por filtração e posterior evaporação do solvente sob pressão reduzida, o óleo
resultante foi purificado através da cromatografia em coluna de gel de sílica, utilizando-se o
metanol como eluente. Após concentração do solvente à pressão reduzida, obteve-se a amina
derivada do carboidrato.
6.2.8 – Síntese das pirrolonaftoquinonas inéditas 28a-c.18
18
Sítio do Gaussian disponível em: < http://www.gaussian.com/g_tech/g_ur/m_citation.htm> Acessado em 03 de maio de 2014.
54
Em um balão de fundo redondo de 125 mL foram adicionados 1,0 mmol de cianoacetato
de etila 27, 2 mmol de K2CO3 e 100 mL de acetonitrila. Essa solução foi mantida sob agitação à
temperatura ambiente por 10 minutos. O monitoramento da reação foi realizado por CCF
utilizando-se como eluente uma mistura de hexano/acetato de etila (7:3) e como sistema de
revelação câmara de UV. Verificado o consumo da matéria-prima, adicionou-se 1,0 mmol de
2,3-dicloronaftoquinona 25 e manteve-se a agitação por mais 20 minutos. A reação foi
acompanhada por CCF, utilizando-se o mesmo sistema de eluição. O produto bruto obtido foi
purificado por cromatografia em coluna de sílica gel, utilizando como eluente uma mistura de
hexano/acetato de etila (7:3) para a substância 26. Este intermediário foi obtido como um
sólido de coloração marrom, com rendimento de 73%.
A etapa seguinte consistiu na reação entre 1,65 mmol do intermediário 26, 50 mL de
etanol absoluto e 3,3 mmol do correspondente aminocarboidrato 24a-c. A mistura reacional foi
mantida sob agitação e refluxo por 20 horas. A reação foi monitorada por CCF utilizando-se a
mistura hexano/acetona (9:1) como eluente, e o sistema de revelação a câmara de UV e a
solução de vanilina sulfúrica, seguida de aquecimento. O produto obtido foi purificado por
cromatografia em coluna de sílica gel, utilizando-se como eluente uma mistura de
hexano/acetona (9:1), para os derivados 28a e 28b; e hexano/acetona (8:2), para o derivado
28c. As novas pirrolonaftoquinonas 28a-c foram obtidas com rendimentos que variaram entre
41 a 56%.
2-amino-2-metil-1[(metil-5’-desoxi-2’-,3’-O-isopropilideno-β-D-metilfuranosid-5’-il]-4,9-
dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3carboxilato de etila (28a): A substância foi obtida como
um sólido vermelho de p.f. na faixa de 154-155 °C, com 48% de rendimento.
55
IV νmáx (cm-1; pastilha de KBr): 1683 e 1601 (C=O), 1567 (C=C).
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3) δ ppm: 1,35 (s, 3H, CH3); 1,47 (s, 3H, CH3); 1,46 (t, 3H, J
= 7,0, CH2- CH3); 3,49 (s, 3H, OCH3); 3,98 (dd, 1H, J = 14,5 e 9,5, H-5”); 4,44 (q, 2H, J = 7,0,
CH2- CH3); 4,70 (d, 1H, J = 3,5, H-4’); 4,73 (d, 1H, J = 6,0, H-2’); 4,82 (dd, 1H, J = 6,0 e 1,0,
H-3’); 4,99 (dd, 1H, J = 14,5 e 3,5, H-5’); 5,03 (s, 1H, H-1’); 6,44 (s, 2H, NH2); 7,60-7,62 (m,
2H, H-6 e H-7); 8,06 (m, 1H, H-5); 8,11 (m, 1H, H-8).
RMN de 13C / APT (125,0 MHz, CDCl3) δ ppm: 14,6 (CH2-CH3); 25,2 (CH3); 26,6(CH3);
48,3 (C-5’); 56,0 (OCH3); 60,6 (CH2-CH3); 82,1 (C-3’); 84,3 (C-2’); 87,2 (C-4’); 94,0
(C(CH3)2); 111,5 (C-1’); 113,4 (C-3); 125,6 (C-5); 126,2 (C-3a); 126,8 (C-8); 132,7 (C-6);
132,8 (C-7); 132,9 (C-4a); 134,0 (C-8a); 153,0 (C-2); 165,8 (C=OOCH2-CH3); 175,3 (C-4);
179,3 (C-9).
2-amino-2-amino-2-metil-4[(6’-desoxi-1’,2’:3’,4’-di-O-isopropilideno-galactopiranos-6’-
il)metil]4,9-dioxo-4,9-diidro-1H-benzo[f]indol-3-carboxilato de etila (28b): O produto foi
obtido como um sólido de cor vermelha, de p.f. na faixa de 178-180 ºC e 41% de rendimento.
IV νmáx (cm-1; filme): 1609 e 1678 (C=O), 1572 (C=C).
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3) δ ppm: 1,18 (s, 3H, CH3); 1,24 (s, 3H, CH3); 1,30 (s, 3H,
CH3); 1,38 (t, 3H, J = 7,0, CH2-CH3); 1,44 (s, 3H, CH3); 4,14 (dd, 1H, J = 14,5 e 8,0, H-6”);
4,22-4,23 (m, 1H, H-5’); 4,24 (dd, 1H, J = 4,5 e 2,5, H-2’); 4,32 (q, 2H, J= 7,0, CH2-CH3);
4,37 (dd, 1H, J = 8,0 e 2,0, H-4’); 4,59 (dd, 1H, J = 8,0 e 2,0, H-3’);4,70 (dd, 1H, J = 14,5 e
3,5, H-6’); 5,44 (d, 1H, J = 5.0, H-1’); 6,06 (s, 2H, NH2); 7,51-7,55 (m, 2H, H-6 e H-7); 7,94
(dd, 1H, J = 5,5 e 2,5, H-5); 8,01 (dd, 1H, J = 5,5 e 2,5, H-8).
RMN de 13C / APT (125,0 MHz, CDCl3) δ ppm: 14,6 (CH2-CH3); 24,4 (CH3); 25,1 (CH3);
26,0 (CH3); 26,2 (CH3); 45,9 (C-6’); 60,6 (CH2-CH3); 68,6 (C-5’); 70,7 (C-2’); 70,9 (C-3’);
71,5 (C-4’); 94,5 (C-3); 96,4 (C-1’); 109,3 (-OCO-); 109,8 (-OCO-); 125,4 (C-5); 126,6 (C-3a);
126,8 (C-8); 126,8 (C-9a); 132,7 (C-6); 132,8 (C-7); 132,9 (C-4a); 134,1 (C-8a); 153,5 (C-2);
165,6 (C=OOCH2-CH3); 175,3 (C-4); 179,6 (C-9).
56
2-amino-2-metil-2-[(5’-Desoxi-1’,2’-O-isopropilideno-D-xilofuranos-5’-il)]-4,9-dioxo-4,9-
diidro-1H-benzo[f]indol-3-carboxilato de etila (28c): O produto foi obtido como um sólido
de cor vermelha, de p.f. na faixa de 163-166 °C e com 56% de rendimento.
IV νmáx (cm-1; filme): 1608 e 1679 (C=O), 1566 (C=C).
RMN de 1H (500,00 MHz, CDCl3) δ ppm: 1,23 (s, 3H, CH3); 1,37 (s, 3H, CH3); 1,38 (t, 3H, J
= 7,0, CH2-CH3); 4,18 (dd, 1H, J = 15,0 e 7,5, H-5’’); 4,34 (q, 2H, J = 7,0, CH2-CH3); 4,42 (d,
1H, J = 3,0, H-4’); 4,47 (d, 1H, J = 3,0, H-3’); 4,54 (d, 1H, J = 3,5, H-2’); 5,05 (dd, 1H, J =
15,0 e 3,0, H-5’); 5,96 (d, 1H, J = 3,5, H-1’); 7,53-7,57 (m, 2H, H-6 e H-7); 7,94 (dd, 1H, J =
5,5 e 2,5, H-5); 8,04 (dd, 1H, J = 5,5 e 2,5, H-8).
RMN de 13C / APT (125,0 MHz, CDCl3) δ (ppm): 14,3 (CH2-CH3); 26,0 (CH3); 26,6 (CH3);
44,4 (C-5’); 60,4 (CH2-CH3); 75,1 (C-4’); 80,7 (C-3’); 85,3 (C-2’); 94,5 (C-3); 104,8 (C-1’);
112,2 (-OCO-); 125,2 (C-5); 126,3 (C-3a); 126,6 (C-8); 126,7 (C- 9a); 132,6 (C-6); 132,7 (C-
4a); 132,7 (C-7); 133,7 (C-8a); 153,2 (C-2); 165,2 (C=OOCH2-CH3); 175,4 (C-4); 179,3 (C-
9).
57
ANEXOS
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