Embed Size (px)
Citation preview
UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ
Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde
Curso de Medicina Veterinária
JOHANNA SCHMIDT
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO:
DIAGNÓSTICO DE NEOSPOROSE, CINOMOSE E TOXOPLASMOSE EM CÃO -
RELATO DE CASO
CURITIBA
2016
JOHANNA SCHMIDT
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO:
DIAGNÓSTICO DE NEOSPOROSE, CINOMOSE E TOXOPLASMOSE EM CÃO -
RELATO DE CASO
Relatório de Estágio Curricular apresentado ao Curso de Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde da Universidade Tuiuti do Paraná, como requisito parcial para obtenção do título de Médico Veterinário. Professora orientadora: Prof. Msc. Ana Laura D’Amico Fam. Orientadora Profissional: Rosangela L. Dittrich
CURITIBA
2016
Reitor
Prof. Luiz Guilherme Rangel Santos
Pró-Reitora Promoção Humana
Prof.ªAna Margarida de Leão Taborda
Pró-Reitor
Sr. Carlos Eduardo Rangel Santos
Pró-Reitora Acadêmica
Prof. Carmen Luiza da Silva
Pró-Reitor de Planejamento
Sr. Afonso Celso Rangel dos Santos
Diretor de Graduação
Prof. João Henrique Faryniuk
Secretário Geral
Sr. Bruno Carneiro da Cunha Diniz
Coordenador do Curso de Medicina Veterinária
Prof. Welington Hartmann
Supervisora de Estágio Curricular
Prof. Elza Maria Galvão Ciffoni Arns
Campus Barigui
Rua Sydnei A Rangel Santos, 238.
CEP: 82010-330 – Curitiba – PR
Fone: (41) 3331-7958
TERMO DE APROVAÇÃO
JOHANNA SCHMIDT
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO:
DIAGNÓSTICO DE NEOSPORA, CINOMOSE E TOXOPLASMOSE EM CÃO -
RELATO DE CASO.
Este trabalho de Conclusão de Curso foi julgado e aprovado para obtenção do título de Médico Veterinário no Curso de Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti do
Paraná.
Curitiba, ____ de _______ de 2016.
BANCA EXAMINADORA
__________________________________________
Prof. Ana Laura D’Amico Fam
Presidente
__________________________________________
Prof. Milton Morishin Filho
__________________________________________
Prof. Vinicius Caron
AGRADECIMENTOS
Em especial aos meus pais e meu irmão, por me incentivarem a seguir meus
sonhos e me apoiarem em todos os momentos durante a graduação. Ao meu
pequeno Totti, que me dá muitas alegrias.
Aos amigos que fiz durante a graduação, aos antigos e ao meu namorado,
que me deram forças, alegrias e, em certos momentos foram pacientes com o
estresse e com a ausência.
À minha professora orientadora Ana Laura D’Amico, que me recebeu de
braços abertos desde a ida a Universidade Tuiuti, durante a monitoria e TCC.
Obrigada por todos os ensinamentos que contribuíram para a minha formação e
para seguir a área de Patologia Clínica.
À professora Rosangela L. Dittrich por me dar a oportunidade de realizar o
estágio no laboratório de Patologia Clínica do HV-UFPR e aos seus residentes,
Gabriela Maffezzolli, Reinaldo Regio e Morgana Kuteques, que sempre que possível
tiravam as duvidas e compartilhavam seus conhecimentos.
APRESENTAÇÃO
Este trabalho de Conclusão de Curso, apresentado ao Curso de Medicina
Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde, da Universidade Tuiuti
do Paraná, como requisito parcial para a obtenção do título de Médico Veterinário, é
composto pelo Relatório de Estágio, onde são descritas as atividades realizadas
durante o período de 1º de agosto a 27 de outubro de 2016, no laboratório de
patologia clínica veterinária do Hospital Veterinário UFPR, localizada em Curitiba-
PR, local de cumprimento do Estágio Curricular, e relato de caso sobre diagnóstico
de neosporose, cinomose e toxoplasmose em cão.
RESUMO
As doenças que acometem o sistema nervoso central (SNC) podem ter
origem por meio da contaminação com parasitas como Neospora sp e Toxoplasma
gondii normalmente é concomitante ou predispõe à infecção do vírus da cinomose,
devido à imunossupressão que o vírus causa. Como os sinais neurológicos destas
doenças são semelhantes, é importante realizar diferentes métodos para o
diagnóstico. O teste de Reação de Imunofluorecência Indireta (RIFI) é um deles,
onde os taquezoítos irão fluorescer em caso de identificação de anticorpos IgG para
neosporose e toxoplasmose e o teste de imunoensaio cromatográfico, que é rápido
e de fácil execução e tem por objetivo detectar o antígeno ou o anticorpo da
cinomose. O presente estudo tem como objetivo relatar o caso de um cão de 12
anos com diagnóstico positivo para Neosporose e Toxoplasmose através da RIFI e
para cinomose através do método de imunoensaio cromatográfico.
Palavras- chave: Imunoensaio Cromatográfico; Reação de Imunofluorescência
Indireta; Sinais neurológicos.
LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E SIGLAS.
VCC – Vírus da Cinomose Canina
SNC – Sistema Nervoso Central
RIFI – Reação de Imunofluorescência Indireta
PCR- Reação da cadeia em polimerase
HD- Hospedeiro Definitivo
HI- Hospedeiro Intermediário
CK- Creatinoquinase
AST- Aspartato aminotransferase
ALT- Alanino amino transferase
FA- Fosfatase alcalina
ELISA- Ensaio Imunoenzimático
IgG- Imunoglobulina G
IgM- Imunoglobulina M
IgA- Imunoglobulina A
CDV- Vírus da Cinomose
DNNE- Desvio Neutrofílico Nuclear à Esquerda
DMSO- Dimetil-Sulfóxido
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 Sala de hematologia do laboratório de Patologia Clínica do HV- UFPR,
2016........................................................................................................
15
FIGURA 2 Sala de bioquímica do Laboratório de Patologia Clínica do HV- UFPR,
2016........................................................................................................
15
FIGURA 3 Bancada para o processamento de amostras, divido em áreas de
hematologia e análises de líquidos cavitários e urina do HV- UFPR,
2016........................................................................................................
16
FIGURA 4 Equipamentos utilizados para processamento de amostras. Do
Laboratório de Patologia Clínica do HV-UFPR, 2016.............................
17
FIGURA 5 Bancada com microscópios do laboratório de Patologia Clínica do
Hospital Veterinário do HV-UFPR, 2016.................................................
18
FIGURA 6 Bioquímico automático MINDRAY B5200 laboratório de Patologia
Clínica do HV-UFPR, 2016.....................................................................
18
FIGURA 7 Corpúsculo de Lentz em Hemácias........................................................ 25
FIGURA 8 Fluorescência total do taquezoíto visto em microscópio de
imunoflorescência...................................................................................
32
FIGURA 9 Teste positivo para cinomose com alta concentração de anticorpo,
acima de 1:128........................................................................................
34
FIGURA 10 Teste positivo para cinomose com média concentração de anticorpo,
1:16- 1:64...............................................................................................
34
FIGURA 11 Teste positivo para cinomose com baixa concentração de anticorpo,
abaixo de 1:16.........................................................................................
34
LISTA DE QUADROS
QUADRO 1 A Exame laboratorial do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de
idade, com queixa de tetraparesia. HV-UFPR, 2016........................
36
QUADRO 1 B Exame bioquímico do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de
idade, com queixa de tetraparesia. HV-UFPR, 2016........................
37
QUADRO 2 A Análise do líquor - exame físico do paciente canino, SRD, macho,
12 anos de idade, com queixa de tetraparesia. HV- UFPR,
2016...................................................................................................
37
QUADRO 2 B Análise do líquor - exame químico do paciente canino, SRD,
macho, 12 anos de idade, com queixa de tetraparesia. HV-UFPR,
2016...................................................................................................
38
QUADRO 2 C Análise do líquor – contagem de células do paciente canino, SRD,
macho, 12 anos de idade, com queixa principal de tetraparesia.
HV-UFPR, 2016.................................................................................
38
LISTA DE GRÁFICOS
Gráfico 1 Exames realizados no laboratório de Patologia Clínica
Veterinária do HV-UFPR, 2016.................................................
20
Gráfico 2 Exames bioquímicos realizados no Laboratório de Patologia
Clínica Veterinária do HV-UFPR, 2016.....................................
21
Gráfico 3 Exames realizados pelo método de imunoensaio
cromatográfico no Laboratório de Patologia Clínica
Veterinária do HV-UFPR, 2016.................................................
21
Gráfico 4 Exames das principais espécies realizados no Laboratório de
Patologia Clínica do HV-UFPR, 2016.......................................
22
Gráfico 5 Exames realizados em animais selvagens no Laboratório de Patologia Clínica do HV-UFPR, 2016.......................................
22
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 13
2. DESCRIÇÃO DO LOCAL DO ESTÁGIO .............................................................. 14
2.1 Instalações e Funcionamento .................................................................... 14
2.2 Atividades Desenvolvidas .......................................................................... 19
2.3 Casuística ................................................................................................. 20
3. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................ 23
3.2 Cinomose .................................................................................................. 23
3.2 Neosporose .............................................................................................. 26
3.3 Toxoplasmose .......................................................................................... 27
3.4 Diagnóstico .............................................................................................. 29
3.4.1 Líquido Cefalorraquidiano (LCR) .................................................... 29
3.4.2 Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) ............................... 31
3.4.3 Imunoensaio Cromatográfico ...................................................................... 33
4. RELATO DE CASO .............................................................................................. 35
5. DISCUSSÃO ......................................................................................................... 38
6. CONCLUSÃO ....................................................................................................... 41
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 42
13
1. INTRODUÇÃO
O estágio curricular obrigatório tem como objetivo contribuir com a formação
acadêmica, sendo possível aprender tanto na teoria quanto na prática,
desenvolvendo novas habilidades para o futuro.
A cinomose é uma doença infecciosa altamente contagiosa e sua transmissão
ocorre através de secreções e excreções. A cinomose é dividida em fase
respiratória, gastrointestinal, nervosa e cutânea. Devido à imunossupressão, outras
doenças podem ser intensificadas, como a toxoplasmose, neosporose, coccidiose,
enterite viral, criptosporidiose e giardíase. Doenças como toxoplasmose e
neosporose podem ser confundidas, pois seus sinais são semelhantes,
apresentando principalmente alterações neurológicas. A forma de diagnóstico de
neosporose e toxoplasmose podem ser por Reação de Imunofluorecência Indireta
(RIFI), onde os taquezoítos irão fluorescer em caso de identificação do anti- N.
caninum e anti- T. gondii. Para a cinomose testes de imunoensaio cromatográfico
podem auxiliar, detectando o antígeno ou o anticorpo da cinomose (WEHMUTH,
2012; NELSON & COUTO, 2010; PLUGGE, 2008).
O presente estudo tem como objetivo relatar o caso de um cão de 12 anos com
diagnóstico positivo para Neosporose e Toxoplasmose através da RIFI e para
Cinomose através do método de imunoensaio cromatográfico em busca de antígeno
e anticorpo.
14
2. DESCRIÇÃO DO LOCAL DO ESTÁGIO
O estágio curricular obrigatório foi realizado no laboratório de análises clínicas
do Hospital Veterinário da Universidade Federal do Paraná, localizado na Rua dos
Funcionários, nº 1540, Curitiba – PR. Ocorreu entre os dias 1º de Agosto de 2016 e
27 de Outubro de 2016, com carga horária de 40 horas semanais, totalizando ao
final 480 horas de atividades supervisionadas pela professora Rosangela L. Dittrich
e pelos residentes Gabriela Maffezzolli, Reinaldo Regio e Morgana Kuteques.
O Hospital Veterinário da UFPR funciona de segunda à sexta- feira, das
07h30min às19h30min. Possui equipe composta por 54 veterinários residentes
divididos nas áreas de Clínica Médica de Pequenos Animais, Oftalmologia,
Cardiologia, Odontologia, Clínica Cirúrgica de Pequenos Animais, Clínica Médica e
Cirúrgica de Grandes Animais, Clinica Médica e Cirúrgica de Animais Selvagens,
Anestesiologia, Diagnóstico por Imagem, Patologia Clínica e Patologia Animal.
2.1 Instalações e funcionamento
A equipe do laboratório de análises clínicas é composta por três médicos
veterinários residentes, uma biomédica técnica de laboratório, um farmacêutico-
bioquímico, duas alunas de mestrado e duas alunas do doutorado, além da
professora responsável pelo laboratório. A partir da rotina do Hospital Veterinário
UFPR as amostras são enviadas para o laboratório.
Para a realização dos exames o laboratório é dividido em duas salas sendo a
primeira utilizada para o processamento dos exames de hematologia, urinálise e
citologia (Figura 1) e a segunda sala para realização exames bioquímicos (Figura 2).
15
Figura 1 – Sala de hematologia do laboratório de Patologia Clínica do HV-
UFPR, 2016.
Figura 2- Sala de bioquímica do laboratório de Patologia Clínica do HV-
UFPR, 2016.
16
Na primeira sala existe uma bancada onde as amostras são processadas e
analisadas, sendo dividida em área de hematologia, análises de líquidos cavitários e
urina (Figura 3). Ainda, a sala possui os seguintes equipamentos: contador de
células automático (MINDRAY BC-2800Vet) (Figura 4 A) centrífuga de micro
hematócrito (INBRAS MH 11.5 i) (Figura 4 B), aparelho de coagulograma
(CLOTimer) (Figura 4 C), banho maria (INBRAS ALB 250 C) (Figura 4 D),
macrocentrífuga (LS-3 Plus) (Figura 4 E), citocentrífuga (TEKLAB CT14) (Figura 4
F), além de cinco microscópios (OLYMPUS BX 41) (Figura 5). A sala de bioquímicos
é composta por um aparelho bioquímico automático (MINDRAY B5200) (Figura 6),
microscópio (OLYMPUS BX 41) que possibilita fotografar as lâminas e computador
com impressora para a emissão de laudos.
Figura 3- Bancada para o processamento de amostras dividido em áreas
de hematologia e análises de líquidos cavitários e urina, do HV-UFPR,
2016.
17
Figura 4 – Equipamentos utilizados para processamento de amostras. Do laboratório de Patologia
Clínica do HV-UFPR, 2016.
18
Figura 5 – Bancada com microscópios OLYMPUS BX 41, utilizados pelos
residentes para contagem diferencial, do HV-UFPR, 2016.
Figura 6 - Bioquímico automático MINDRAY B5200 do laboratório de Patologia
Clínica veterinária do HV-UFPR, 2016.
19
2.2 Atividades Desenvolvidas
Receber amostras, avaliar a viabilidade das amostras para o processamento,
processar os exames, realizar contagem diferencial de animais domésticos e
silvestres, realizar a sedimentoscopia da urinálise e avaliar efusões e medula óssea,
além de manter a integridade do laboratório, foram as principais atividades
realizadas durante o estágio.
Para registrar os exames que chegam, as amostras devem vir de requisição
assinada pelo médico veterinário responsável. Antes do processamento dos exames
é importante avaliar a amostra, caso tenha a presença de coágulo ou fibrina o
exame não será realizado, pois poderá entupir o contador hematológico, dessa
forma o médico veterinário requisitante deverá realizar uma nova coleta para o
processamento.
O hemograma é realizado utilizando, além do contador hematológico automático
em mamíferos, o esfregaço sanguíneo para a contagem diferencial e o
preenchimento do capilar com sangue que, após ser centrifugado, dará o valor de
hematócrito e proteína plasmática. Para animais silvestres a contagem de eritrócitos
e leucócitos é realizada com o auxilio da câmara de Neubauer e com um contador
semiautomático que dará o valor de hemoglobina. No hemograma de grandes
animais é também realizada a dosagem de fibrinogênio, obtido por desnaturação em
alta temperatura.
Para processar os exames bioquímicos é necessário realizar a centrifugação das
amostras e obtenção do soro. Caso esteja hemolisado, lipêmico ou ictérico, o exame
será realizado, porém irá constar no laudo uma observação sobre a possível
alteração do resultado do exame influenciado pela cor da amostra.
A análise de urina é dividida em três fases: exame físico, que avalia volume,
coloração, densidade e aspecto da urina; exame químico, realizado com uma fita
que avalia a presença de sangue, proteínas, glicose, corpos cetônicos e o pH; e a
sedimentoscopia, realizada após centrifugação da urina em microscópio óptico.
20
2.3 Casuística
Durante o estágio foram acompanhados 8.521 exames laboratoriais, sendo os
mais frequentes: bioquímicos, hemograma, urinálise, fibrinogênio, testes de
imunoensaio cromatográfico e análise de efusão. Exames como mielograma, análise
de líquor e análise de líquido sinovial, foram os menos requisitados (Gráfico1).
Gráfico 1- Exames realizados no laboratório de Patologia Clínica Veterinária do HV-
UFPR, entre os dias 1 º de agosto á 27 de outubro de 2016.
Dentre os exames bioquímicos realizados, os principais pedidos foram creatinina,
uréia, ALT e FA. Exames de proteína, globulina e albumina também estavam entre
os principais exames (Gráfico 2). Os exames de imunoensaio cromatográficos mais
requisitados foram teste de FIV/FELV, cinomose, parvovirose e lipase pancreática
(Gráfico 3).
6.914
1.280
120
93
75
20
12
3 2
2
19
Bioquímicos
Hemograma
Urinálise
Fibrinogênio
Imunologia
Efusão
Coagulograma
Mielograma
Líquor
Líquido Sinovial
21
Gráfico 2- Exames bioquímicos realizados no Laboratório de Patologia Clínica Veterinária do
HV-UFPR, entre os dias 1 º de agosto á 27 de outubro de 2016.
Gráfico 3- Exames realizados pelo método de imunoensaio cromatográfico no Laboratório de
Patologia Clínica Veterinária do HV-UFPR, 2016.
1.078 1.018 1.013
821
607 585 579
197 147 148 124 91 76 40 36 36 37 47
0
200
400
600
800
1.000
1.200
30
21
12
10
0 5 10 15 20 25 30 35
Teste de FIV/FELV
Cinomose
Parvovirose
Lipase Pancreática
22
Foram realizados exames em 1.374 animais, sendo a espécie canina com
maior predominância, seguido de felinos, equinos e ruminantes (Gráfico 4). Entres
os animais selvagens foram realizados exames de aves, répteis, roedores, macacos,
camelos, leões, tigres e pumas, porém em menor frequência (Gráfico 5).
Gráfico 4- Exames das principais espécies realizados no Laboratório de Patologia Clínica
Veterinária do HV-UFPR, entre os dias 1 º de agosto á 27 de outubro de 2016.
Gráfico 5- Exames realizados em animais selvagens no Laboratório de Patologia Clínica
Veterinária do HV-UFPR, entre os dias 1 º de agosto á 27 de outubro de 2016.
1.165
152
80
29
61
Cães
Felinos
Equinos
Ruminantes
Selvagens
0 200 400 600 800 1.000 1.200 1.400
36
13
4
3
2
2
1
0 5 10 15 20 25 30 35 40
Roedores
Aves
Camelo
Macacos
Répteis
Felinos
Lhama
23
3. REVISÃO DE LITERATURA
3.1 Cinomose
A cinomose é uma doença infecciosa e altamente contagiosa que acomete cães,
que são os principais reservatórios da doença e os responsáveis pela transmissão
para animais selvagens. Outras espécies que também podem ser acometidas são:
focas, furões, gambás, texugos, botos e felinos exóticos. O vírus da cinomose
canina (VCC) é um RNA vírus de fita simples, polaridade negativa, envelopado e
pertencente ao gênero Morbilivírus da família Paramyxoviridae (NELSON & COUTO,
2010; NASCIMENTO, 2009; DEZENGRINI et al., 2007).
É uma enfermidade de distribuição mundial e acomete cães sem predileção
sexual, de raça e idade, porém afeta principalmente filhotes não vacinados com faixa
etária entre três a seis meses (SILVA et al., 2009).
Sua transmissão ocorre através da exposição ao ar, onde o vírus é liberado pelas
secreções e excreções do corpo de animais infectados. É comum a disseminação
através de animais que convivem em grupos, tornando o vírus livre no ambiente.
Após a infecção o vírus se replica em tecido linfóide, nervoso e epidérmico e é
eliminado através de exsudatos respiratórios e conjuntivais, fezes, urina e saliva em
um período de 60 à 90 dias após a infecção. O vírus será fagocitado por macrófagos
em um período de 24 horas, sendo carreado até linfonodos tonsilares, faríngeos e
bronquiais, onde irá ocorrer sua replicação. No sistema nervoso central (SNC) e
tecidos epiteliais, a infecção ocorre em aproximadamente oito à nove dias após a
exposição viral (NELSON & COUTO, 2010; NASCIMENTO, 2009).
A ocorrência simultânea de toxoplasmose, neosporose, coccidiose, enterite viral,
criptosporidiose e giardíase pode ser intensificada devido á imunossupressão que a
cinomose causa (WEHMUTH, 2012).
O período de incubação do vírus da cinomose irá variar entre três a sete dias e
os cães infectados apresentam dois picos febris, o primeiro pico pode estar
associado com leucopenia e linfopenia. A cinomose pode ser dividida em fase
respiratória, gastrointestinal, nervosa e cutânea, não necessariamente nessa ordem.
Na fase respiratória o animal poderá apresentar tosse seca ou produtiva,
24
pneumonia, secreção nasal, dificuldade respiratória, além de alterações oculares,
febre, inflamação de faringe, brônquios e aumento das tonsilas. Já na fase
gastrointestinal é comum ocorrer vômito, diarreia, anorexia, febre e essas alterações
podem predispor á futuras infecções secundárias. A fase cutânea pode apresentar
dermatites, hiperqueratose em coxins podais, além de conjuntivite e lesões na retina.
A fase nervosa é uma das principais alterações que se encontra na cinomose. Nesta
fase a taxa de mortalidade varia entre 30% a 80%, sendo possível observar
alterações comportamentais, convulsões, paresia ou paralisia, manifestações
cerebelares, como mioclonia e hipermetria, manifestações vestibulares como ataxia,
nistagmo, cabeça pendular, movimentos de andar em círculo e de pedalagem. Os
cães que sobrevivem a esta fase geralmente apresentam sequelas (NASCIMENTO,
2009).
O diagnóstico é realizado associando histórico, sinais clínicos e exames
laboratoriais. Os principais testes utilizados são a Reação de Imunofluorescência
Indireta (RIFI), a Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) e o imunoensaio
cromatográfico para a detecção qualitativa de antígeno ou anticorpo. Na
hematologia, é possível observar corpúsculos de Lentz (Figura 7), inclusão
patognomônica da cinomose, que aparece em eritrócitos e leucócitos na fase de
viremia da doença. Ainda, pode ser observado leucopenia, linfopenia, anemia e
trombocitopenia, a qual pode ocorrer por processo imunomediado, aumentando
assim a destruição plaquetária. Nos exames bioquímicos, pode se observar
hipoalbuminemia e hiperglobulinemia, com elevação da fração alfa 2 globulina
(PINHEIRO, 2014; VICENTE et al., 2010).
A anemia normalmente ocorre por aumento da destruição das hemácias induzida
pelo vírus, uma vez que ocorre reação imunomediada com deposição de
imunocomplexos na membrana dos eritrócitos, ou pela menor produção medular. As
alterações leucocitárias podem indicar replicação viral no tecido linfóide, causando
leucopenia, ou ainda infecção bacteriana secundária. O vírus da cinomose canina
tem tropismo por células linfóides, ocasionando a linfopenia. Após a infecção destes
linfócitos maduros o vírus irá promover a apoptose e imunossupressão, sendo a
alteração mais frequente na cinomose (PINHEIRO, 2014; VICENTE et al., 2010).
25
A análise de líquor pode ser realizada para pesquisa de anticorpos ou antígenos
contra agentes infecciosos. Esta análise pode contribuir para diagnosticar processo
inflamatório em sistema nervoso central (SNC). No caso de animais com cinomose
irá ocorrer pleocitose com aumento de proteínas ou apenas o aumento de proteínas
(PINHEIRO, 2014).
Como método de tratamento pode-se utilizar fármacos antivirais como a
Ribavirina, uma droga análoga à guanosina, que inibe a replicação do vírus in vitro e
associado à Dimetil-Sulfóxido (DMSO), pode torna-la permeável a substâncias
lipofílicas, indicando que este pode servir como veículo de transporte de fármacos
nucleotídeos por membranas celulares. O DMSO tem como mecanismo de ação
inibir a migração de células inflamatórias, modular resposta imuno-mediada, inibir a
produção de anticorpos e a proliferação de fibroblastos. Além disso, como
tratamento para cinomose, é indicado realizar tratamento suporte para as
manifestações clínicas ou para infecções secundárias (MANGIA et al., 2014;
WEHMUTH, 2012).
Figura 7- Corpúsculo de Lentz em hemácias.
Fonte: LACVET- UFGRS
26
3.2 Neosporose
Neospora é um parasita intracelular obrigatório pertencente ao filo Apicomplexa,
classe Sporozoea, ordem Eucoccidiida e família Sarcocystidae. O Neospora
caninum apresenta o cão como hospedeiro definitivo (HD) e o bovino, o ovino e o
caprino como hospedeiros intermediários (HI). O hospedeiro definitivo elimina
oocistos pelas fezes e pode se contaminar por via oral com cistos em carnes ou
vísceras de animais infectados (COIRO et al., 2011; PLUGGE, 2008).
Existem três formas de ciclo de vida do parasita, sendo elas taquizoítas,
bradizoítas e os oocistos. Os HI se infectam ingerindo água ou alimentos
contaminados com oocistos e desta forma inicia a multiplicação em taquizoítas,
sendo estes organismos proliferativos que se multiplicam de forma rápida por
endodiogenia e causam morte celular e disseminação da doença. Quando há
resposta imune do hospedeiro, os taquizoítas se disseminam em bradizoítas e
formam um cisto tecidual permanente. Os bradizoítos indicam a fase crônica e estão
presentes no tecido nervoso do HI. Já os oocistos estão presentes no trato
digestório do HD e podem ser observados em fezes de cães que se infectaram
ingerindo os cistos (PLUGGE, 2008; CUNHA, 2007).
Cães infectados com Neospora podem apresentar como sinais clínicos a
paresia de membros pélvicos, que evolui progressivamente para paralisia. Plugge
(2008) relata que os membros pélvicos são mais severamente afetados comparados
aos membros torácicos e normalmente apresentam hiperextensão rígida. Além
disso, os cães podem apresentar encefalomielite, paresia com ataxia, atrofia
muscular, mialgia, paralisia de nervos faciais, pancreatite, pneumonia e alterações
dermatológicas (MOTA, 2016; PLUGGE, 2008).
O diagnóstico é realizado associando anamnese, sinais clínicos e exames
laboratoriais, como testes sorológicos e parasitológicos. A avaliação hematólogica e
bioquímica não é suficiente para o diagnóstico de neosporose, porém pode ser
observado aumento sérico das enzimas creatinoquinase (CK) e aspartato
aminotransferase (AST), causado pela mialgia. Análise do líquido cefalorraquidiano
pode contribuir com o diagnóstico, uma vez que poderá apresentar pleocitose com o
27
aumento das células inflamatórias, indicando inflamação ou infecção (NELSON &
COUTO, 2010; PLUGGE, 2008; CUNHA, 2007).
As provas sorológicas para diagnóstico definitivo de neosporose a RIFI e o
ensaio imunoenzimático (ELISA) com a detecção de anticorpos IgG anti-N. caninum.
Coiro et al. (2011) citam que quando o título da RIFI apresentar valor igual ou
superior a 50 indica que houve a exposição do cão ao agente e, quando o titulo for
maior ou igual a 800, associados aos sinais clínicos, indica neoporose. O
diagnóstico parasitológico pode ser realizado pela detecção de DNA do N. caninum
pela PCR (CUNHA, 2007; JESUS et al., 2006).
Muitos cães acometidos com Neospora acabam evoluindo ao óbito. Animais
positivos para neosporose podem ser tratados com sulfonamida-trimetropim
associado com pirimetamina, ou clindamicina isolada. Porém, ainda não existe um
método efetivo para tratar a neosporose, pois a resposta irá depender da fase da
doença em que se inicia o tratamento. É indicado iniciar a terapia antes do
desenvolvimento da rigidez extensora. O prognóstico de cães que apresentem
envolvimento neurológico é grave (NELSON & COUTO, 2010; PLUGGE, 2008).
3.3 Toxoplasmose
O Toxoplasma gondii é um protozoário intracelular obrigatório de distribuição
mundial, pertencente ao Filo Apicomplexa, ordem Eucoccidiida e Família
Sarcocystidae e tem como hospedeiro definitivo os felídeos, onde ocorre o ciclo
sexuado do parasita. Os cães, aves, ovinos, bovinos, caprinos, equinos, suínos,
animais de sangue quente, são hospedeiros intermediários e a infecção tem
evolução crônica e assintomática. Porém, quando ocorre imunossupressão a doença
poderá se manifestar de forma grave (LEAL & COELHO, 2014; NEGRI et al., 2008;
PLUGGE, 2008).
A infecção pode ocorrer pela ingestão de alimentos ou água contaminada com
oocistos esporulados ou através da ingestão de carne crua ou mal cozida contendo
cistos teciduais do agente. O HD ingere tecido de animais infectados contendo o
taquizoíto ou bradizoíto e após a infecção, ocorre o ciclo esquizogônico no trato
gastrointestinal do felino, produzindo o oocisto em três a dez dias e sua eliminação
28
em até duas semanas. Os oocistos não esporulados serão eliminados pelas fezes e,
no meio ambiente, o oocisto se tornará esporulado. A infecção do HI ocorre com a
ingestão de oocistos esporulados presentes no alimento ou água contaminada. A
toxoplasmose clínica em cães normalmente está associada à cinomose, à agentes
infecciosos ou à alguma terapia imunossupressora (COIRO, 2011; NEGRI et al.,
2008).
As manifestações clínicas ocorrem à medida que ocorre a inflamação dos
órgãos, principalmente do sistema gastrointestinal, linfático, esplênico, hepático,
pulmonar, osteomuscular, cardíaco e nervoso. A toxoplasmose canina pode ocorrer
na forma multissistêmica, a qual apresenta uma maior taxa de mortalidade e pode
afetar o SNC. Os sinais nervosos irão depender da localização do parasita e incluem
ataxia, convulsões, tremores, déficit do nervo cranial, paresia e paralisia evoluindo
para tetraparesia. Em casos de miosite, observa-se fraqueza, marcha rígida e
desgaste muscular (NELSON & COUTO, 2010; PLUGGE, 2008; MORETTI et al.,
2002).
O diagnóstico sorológico pode ser realizado pelo método RIFI, ELISA e por
detecção de anticorpos para T. gondii em amostras de sangue ou líquor. Como
diagnóstico parasitológico, a PCR irá isolar ou detectar o DNA do protozoário em
tecidos, órgãos ou líquidos do animal infectado. Outro exame que pode ser realizado
é o coproparasitológico, sendo este realizado apenas para o HD. Análises
hematológicas e bioquímicas são realizadas, porém não fornecem o diagnóstico
definitivo. A toxoplasmose canina é de difícil diagnóstico, pois a enfermidade ocorre
de caráter crônico, com alta infectividade e baixa patogenicidade. Na sua forma
aguda, é possível observar anemia não regenerativa, leucocitose, neutrofilia,
linfocitose, monocitose e eosinofilia. Nos exames bioquímicos pode ocorrer
hipoproteinemia, hipoalbuminemia, aumento das enzimas alanino amino transferase
(ALT) e fosfatase alcalina (FA) causada pela necrose hepática e o aumento de
lipase e amilase. Analise de líquor pode apresentar hiperglicorraquia e predomínio
de linfócitos (FIALHO et al., 2009; PLUGGE, 2008; MORETTI et al., 2002).
A forma de tratamento indicada é o uso de clindamicina ou associação de
pirimetamina com sulfadiazina, e é descrito como eficaz para tratar contra os
29
taquezoítos. Ainda não foi identificado um tratamento satisfatório e o prognóstico é
reservado (BALDOTTO et al., 2014; NEGRI et al., 2008).
3.4 Diagnóstico
3.4.1 Líquido Cefalorraquidiano (LCR)
O líquido cefalorraquidiano, também conhecido como líquor é um líquido
produzido nos plexos coróides dos ventrículos laterais no sistema vestibular
cerebral, de onde circula para o espaço subaracnóideo e banha o SNC. Sua
principal função é a proteção, lubrificação, nutrição e transporte de células de
defesa, regulação da pressão intracraniana (PIC) e regulação do ambiente químico
do SNC. Sua análise é um dos principais métodos de diagnóstico de afecções em
encéfalo e medula espinhal (SÁNCHEZ & AMORIM, 2015; DIMAS & SOHLER, 2008;
GAMA et al., 2008).
A coleta é indicada para casos de encefalopatia e mielopatia e pode ser realizada
na região da cisterna cerebelo-medular (magna) ou no espaço sub-aracnóide da
região lombar de L4-L5 ou L5-L6. A colheita deve ocorrer com anestesia geral, de
forma asséptica e deve ter cuidado no momento da coleta, pois caso a agulha entre
em contato com o osso ou ocorra contaminação com sangue, é necessário realizar
uma nova coleta. A quantidade de líquor pode variar entre 0,5 a 3mL, conforme o
porte do animal. A colheita não é indicada em casos de traumatismo com aumento
da PIC, edema cerebral e hemorragia craniana (ALMEIDA, 2013; LUCAS et al.,
2008).
A análise do líquor é composta pelo exame físico, citometria, citologia,
determinação do valor protéico e de glicose. Em condições saudáveis, o líquor é
incolor, límpido e apresenta pequenas concentrações de proteína, glicose, lactato,
enzimas, potássio, magnésio e cloreto de sódio. Não apresenta eritrócitos e a
contagem de células nucleadas pode variar entre zero a cinco. Sua densidade varia
entre 1,003 á 1,012 e alterações podem ocorrer associadas à casos de pleocitose e
aumento do nível protéico (ALMEIDA, 2013; GAMA et al., 2008).
30
Em situações patológicas, o líquor pode estar turvo, indicando um aumento na
concentração de células e proteínas ou processo purulento. Quando o líquor
apresentar coloração amarela ou xantocrômica, indica hemorragia antiga, com
presença de bilirrubina e costuma estar associado à traumas, alterações vasculares
e infecções. Já a coloração rósea ou vermelha indica uma hemorragia recente ou
acidente no momento da punção, causando a contaminação por sangue do líquor
(SÁNCHEZ & AMORIM, 2015; ALMEIDA, 2013; DIMAS & SOHLER, 2008).
Para realizar a citometria é utilizada câmara de Neubauer ou de Fuchs-
Rosenthal. Já o exame citológico, onde se faz a contagem diferencial de células
nucleadas, necessita que seja realizada uma lâmina após concentração celular com
auxilio da centrífuga. O aumento das células nucleadas é denominado pleocitose. A
presença de linfócitos reativos pode sugerir estimulo antigênico, doenças
infecciosas, processo neoplásico e doenças imunomediadas. O predomínio de
neutrófilos sugere doenças inflamatórias e bacterianas, traumas, meningites sépticas
e assépticas. Caso os neutrófilos sejam degenerados, sugere infecção por
toxoplasma ou fungos. Os macrófagos representam reação inespecífica à
inflamação e hemorragia. A pleocitose eosinofílica é rara, sendo descrita em casos
de meningoencefalite, infecções protozoárias e fúngicas (SÁNCHEZ & AMORIM,
2015; ALMEIDA, 2013; LUCAS et al., 2008).
No líquor é possível detectar a presença de imunoglobulinas como IgG, IgM e
IgA e, através da sua mensuração, faz-se a identificação de doenças infecciosas.
Acredita-se que dosagem de anticorpos no LCR é mais confiável quando comparada
à avaliação realizada no soro. Vários testes podem ser realizados para a
mensuração de anticorpo, sendo um deles a RIFI (SÁNCHEZ & AMORIM, 2015;
ALMEIDA, 2013).
Casos de doenças parasitológicas como Neosporose e Toxoplasmose na
análise do LCR podem estar associados com leve à moderada pleocitose com
presença de neutrófilos, linfócitos, monócitos e eosinófilos, porém em alguns casos
a contagem de células pode estar dentro da normalidade e a presença do IgG no
líquor pode estar aumentada. Já em doenças virais, como a cinomose a pleocitose
pode ser leve e os índices de IgG, IgM e IgA aumentados (SÁNCHEZ & AMORIM,
2015).
31
3.4.2 Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI)
O método de reação de imunofluorescência indireta foi o primeiro teste
empregado para diagnóstico de neosporose e atualmente continua sendo um dos
principais testes utilizados tanto para Neospora sp quanto para toxoplasmose, por
meio de pesquisa de anticorpos N. caninum e T. gondii respectivamente (PLUGGE,
2008).
O método da RIFI tem como finalidade realizar a fixação de anticorpos aos
antígenos da membrana dos taquezoítas, ocorrendo reação de gamaglobulina de
soro imune com T. gondii ou N. caninum e a gamaglobulina fluorescente de soro
anti-espécie, as amostras são utilizadas para a detecção de anticorpo IgG o que
torna o diagnóstico mais eficiente (LEAL & COELHO, 2014; PLUGGE, 2008).
Para diagnóstico da neosporose e toxoplasmose, a análise do soro ou do líquor é
utilizada para detectar anticorpos IgG circulantes, espécie específicos, para os
antígenos de Neospora e T. gondii. As lâminas são preparadas com os taquezoítas
e o soro ou líquor separado em 1:50. É colocado o padrão soro positivo e negativo
como forma de controle. Logo após, acrescenta-se 20 microlitros de soro ou líquor
nas lâminas com taquezoítos e, levam à incubação a 37º por um período de 30
minutos. Após este período, as lâminas são lavadas em PBS durante dez minutos,
enxaguadas com água destilada e deixadas para secar, após secagem é
acrescentado conjugado marcado com fluoresceína. As lâminas são novamente
encubadas a 37º por 30 minutos, após secagem é realizada a montagem das
lâminas com lamínula utilizando glicerina. Para diagnóstico positivo, deve ser
observada a fluorescência total do taquezoíto em microscópio de imunofluorescência
(Figura 7). Cães que apresentem sintomatologia de neosporose normalmente
apresentam título maior ou igual à 1:400 de IgG. Quando há o aumento progressivo
do titulo de anticorpos de IgG por um período de tempo, normalmente indica uma
infecção aguda (LEAL & COELHO, 2014; PLUGGE, 2008; CUNHA, 2007;
LOCATELLI-DITTRICH et al., 2006; FERNANDES et al., 2004).
Anticorpos antitoxoplasma surgem na primeira semana após infecção com o IgM
em título máximo em 15 dias e mantendo esses níveis residuais por 12 a 18 meses.
Já a IgG irá surgir entre duas a quatro semanas, com nível máximo em dois a três
32
meses, permanecendo com níveis baixos por toda a vida. Infecção aguda pode ser
diagnosticada comparando duas amostras de títulos de IgG com intervalo de três
semanas, sendo que, o seu titulo crescente indica doença recente ou ativa
(BALDOTTO et al., 2014).
A RIFI é um teste de boa especificidade e sensibilidade, tendo como vantagem a
utilização do parasita fixado na lâmina de microscópio, sendo uma forma mais
segura e pratica para o laboratório, porém é necessário obter um microscópio de
fluorescência (LEAL & COELHO, 2014; PLUGGE, 2008).
Figura 8- Fluorescência total do taquezoíto visto em microscópio de
imunofluorescência.
Fonte: Laboratório de Patologia Clínica Veterinária do HV- UFPR.
33
3.4.3 Imunoensaio Cromatográfico
O método de imunoensaio cromatográfico é utilizado para a detecção qualitativa
de antígenos do vírus da cinomose ou anticorpos presentes. É um teste rápido,
econômico e de fácil interpretação. Indica-se utilizar amostras de mucosa
conjuntival, soro, plasma, sangue total, urina ou fezes do animal. Para detecção de
anticorpos, também pode ser utilizado o líquor ou soro em casos de sinais
neurológicos. É indicado associar a imunocromatografia com exames de
hematologia e bioquímica (SANTOS et al., 2012).
O teste de imunoensaio cromatográfico para detecção de antígeno (Ag) da
Cinomose visa encontrar a presença de proteína F do envelope do vírus. O teste
possui uma linha T como teste e C como controle, esta linha deve estar presente
para o procedimento estar correto e com os reagentes da linha funcionando. A linha
roxa será visível no resultado T caso tenha a presença do antígeno da cinomose na
amostra. Os anticorpos selecionados para o exame são utilizados na banda do teste
como material de captura e detecção. O teste de diagnóstico para a detecção de
antígeno da cinomose tem alto grau de precisão, com 98,8% de sensibilidade e
97,7% de especificidade, além disso, não possui influencia sobre a vacina DHPPL
de um á 14 dias após vacinação, uma vez que a titulação da vacina é baixa (ALERE,
2014; CURTI et al., 2012).
O método de diagnóstico de imunoensaio cromatográfico realizado com a
detecção de anticorpo (Ac) IgG do vírus. Diferente do método de detecção do
antígeno, o teste de anticorpo é composto por três linhas sendo a C1 como linha de
controle um, T como o teste e C2 como linha de controle dois. As linhas C1 e C2
sempre devem aparecer no teste, como forma de controle, quando aparece uma
linha roxa na janela de resultado T, indica a presença de anticorpo presente na
amostra. Este teste tem 100% de sensibilidade e especificidade. A interpretação do
teste em caso positivo pode ser avaliada conforme a concentração. Quando a
concentração é alta, com intensidade mais forte, indica alta concentração de
anticorpo para CDV, estando acima de 1:128 (Figura 8). Concentração média
apresenta intensidade de linha T entre a C1 e C2, indicando que a concentração de
anticorpo para CDV média, em 1:16 a 1:64 (Figura 9). Baixa concentração indica
intensidade leve, menor que a linha C1, significando baixa concentração de
34
anticorpo para CDV, abaixo de 1:16 (Figura 10). Resultados falso-positivos podem
ocorrer em animais recém-vacinados, pois pode apresentar uma alta titulação de
anticorpos anti-CDV, casos falso-negativos podem ocorrer em animais
imunossuprimidos (ALERE, 2016).
Figura 9- Teste positivo para cinomose com alta
concentração de anticorpo, acima de 1:128
Fonte: epimed.com.br
Figura 10- Teste positivo para cinomose com média
concentração de anticorpo, 1:16- 1:64.
Fonte: epimed.com.br
Figura 11- Teste positivo para cinomose com leve
concentração de anticorpo, abaixo de 1:16.
Fonte: epimed.com.br
35
4. RELATO DE CASO
Um cão, macho, de 12 anos, sem raça definida (SRD), foi admitido no Hospital
Veterinário da UFPR, com queixa principal de tetraparesia há 60 dias. Na anamnese
o tutor relatou que há dois meses o animal começou a arrastar os membros pélvicos
até parar de andar e, em seguida, iniciou paresia dos membros torácicos. O tutor
relatou que há 30 dias o animal foi encaminhado à outra clinica veterinária, onde
ficou internado por uma semana, porém não concluiu diagnóstico e não notou
melhora após o tratamento instituído. O paciente urina normalmente, porém no local
onde estiver. A dieta é realizada com carne desfiada. Foi relatada hiporexia há sete
dias e água é dada direto na boca do animal.
No exame físico foi possível notar o animal caquético, deprimido, com
desidratação de 9%. As mucosas estavam hipocoradas, temperatura retal de 36,7ºC,
frequência cardíaca de 190 bpm, frequência respiratória de 40 mrm. No mesmo dia
foram colhidas amostras de sangue para realizar o exame hematológico e
bioquímico (Tabela 1).
Quadro 1 A- Exame laboratorial do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de idade, com queixa de
tetraparesia. HV-UFPR, 2016.
Hemograma Resultado Valor de Referência Cão
Eritrócitos (x106cels/µL) 5,4 5,5 a 8,5
Hematócrito (%) 34% 37 a 55 Hemoglobina (g/dL) 10,6 12 a 18 VGM (μm³) 63 60 a 77
CHGM (%) 31 31 a 36 Leucócitos totais (/µL) 30.500 6.000 a 17.000
Neutrófilos segmentados (/µL) 28.365 3.000 a 11.500 Neutrófilos bastonetes (/µL) 305 0 a 300 Metamielócitos (/µL) 0 0
Linfócitos (/µL) 305 1.000 a 4.800 Monócitos (/µL) 1.525 0 a 1.350
Eosinófilos (/µL) 0 100 a 1.250
Estimativa de Plaquetas (/µL) 724.000 200.000 a 500.000
Proteína Plasmática Total (g/dL) 7,0 6,0 a 8,0
Observação: hemácias levemente hipocrômicas.
36
Quadro 1 B- Exame bioquímico do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de idade, com queixa de
tetrapareseia. HV-UFPR, 2016.
Bioquímica Sérica Resultado Valor de Referência Cão
ALT (UI/L) 51 21 a 102 Creatinina (mg/dL) 0,20 0,5 a 1,5 Ureia (mg/dL) 27,9 21 a 60
Fosfatase Alcalina (UI/L) 251 20 a 156 Proteína Total (g/dL) 6,7 5,4 a 7,1
Globulina (g/dL) 4,5 2,7 a 4,4
Albumina (g/dL) 2,2 2,6 a 3,3
No exame hematológico foi constatada leve anemia normocítica
normocrômica, leucocitose, neutrofilia com desvio à esquerda (DNNE), linfopenia,
monocitose e trombocitose. Na análise bioquímica constatou-se aumento de FA,
diminuição sérica de creatinina, hipoalbuminemia e leve hiperglobulinemia.
No mesmo dia o paciente foi internado e três dias depois, devido aos sinais
neurológicos apresentados, optou-se pela realização da coleta do líquor, feita em
região de cisterna magna, e sua análise (Tabela 2). O teste de cinomose (Ac) foi
realizado com o líquor, apresentando resultado positivo e o teste de cinomose (Ag)
foi realizado com o soro, porém o resultado foi negativo. Como havia o projeto de
reação de imunofluorescência indireta (RIFI) sendo realizado no HV-UFPR, foi
requisitada a sua realização para pesquisa de toxoplasmose e neosporose, ambos
realizados com o líquor e soro.
No exame ultrassonográfico, foi observada colestase discreta à moderada,
fígado com ecogenicidade reduzida, parênquima homogêneo e o baço reduzido de
tamanho, forma, contorno e ecogenicidade de maneira difusa. O animal apresentava
sedimentos na vesícula urinária, com parede vesical espessada, sugestivo de cistite,
além disso, o cão estava com sonda intravesical.
Quadro 2 A- Análise do líquor - exame físico, do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de idade,
com queixa de tetraparesia. HV-UFPR, 2016.
Exame Físico Resultado Valor de Referência
Volume (mL) 1,0 - Cor Incolor Incolor Aspecto Límpido Límpido
Densidade 1,006 1,004-1,006 Proteína (g/dL) 0 0,15- 0,45 g/dL
37
Quadro 2 B- Análise do líquor – exame químico. do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de idade,
com queixa de tetraparesia. HV-UFPR, 2016.
Exame Químico Resultado
pH 8,0 Proteína Negativo Sangue 3+ (300)
Glicose 2+ (250) Bilirrubina Negativo
Quadro 2 C- Análise do líquor- Contagem de Células, do paciente canino, SRD, macho, 12 anos de
idade, com queixa de tetraparesia. HV-UFPR, 2016.
Contagem de células Resultado Valor de Referência
Nucleadas (/µL) 54 0-5 Eritrócitos (/µL) 17 0
No exame citopatológico do líquor, houve predomínio de macrófagos (49%),
seguido de linfócitos (30%), neutrófilos segmentados (20%) e neutrófilos bastonetes
(1%). Presença de raras hemácias, células binucleadas ou multinucleadas (com até
três núcleos), além de vacuolização citoplasmática.
Na reação de imunofluorescência indireta (RIFI), o teste para toxoplasmose
apresentou resultado positivo para o soro (1:50) e negativo para o líquor e para
neosporose o resultado foi positivo para o soro e para o líquor (1:600).
Depois de realizado o diagnóstico destas doenças, o tutor optou por realizar a
eutanásia do animal.
38
5. DISCUSSÃO
A neosporose é uma doença que pode ser confundida com a toxoplasmose,
pois ambas apresentam características semelhantes entre os parasitas e os sinais
clínicos, como ataxia, convulsões, tremores, paresia e paralisia evoluindo para
tetraparesia. Na fase neurológica da cinomose também é possível observar
sintomatologia semelhante às doenças parasitárias, além de nistagmo, cabeça
pendular e movimentos de andar em círculo e de pedalagem (NELSON & COUTO,
2010; PLUGGE, 2008). No relato de caso, o cão iniciou sinais clínicos de paresia de
membros pélvicos evoluindo progressivamente para paralisia e paresia de membros
torácicos, corroborando com Plugge (2008) que relata que os membros pélvicos são
mais severamente afetados comparados aos membros torácicos em cães com
neosporose (NELSON & COUTO, 2010; PLUGGE, 2008).
No relato, a causa da anemia normocítica normocrômica pode ser
decorrente de doença inflamatória, pois normalmente é discreta, estando associada
com infecções, leucocitose e diminuição na concentração sérica de ferro. Caso a
anemia fosse regenerativa, seria sugestivo de aumento da destruição das hemácias
induzida pelo vírus da cinomose, uma vez que ocorre reação imunomediada com
deposição de imunocomplexos na membrana dos eritrócitos e pela menor produção
medular (THRALL et al., 2015; PINHEIRO, 2014).
A presença de leucocitose com neutrofilia e DNNE indica ocorrência de
processo inflamatório, ocorrendo de forma aguda ou crônica e pode ser justificada
por uma infecção bacteriana oportunista ou pela presença de protozoários. Em caso
de dor crônica, a leucocitose estaria presente, porém não causaria o desvio a
esquerda. A monocitose que acompanha a resposta inflamatória pode ser
interpretada como o aumento de células mononucleares nos tecidos e acompanha à
inflamação na forma aguda ou crônica. A linfopenia pode estar associada com a dor
crônica, onde ocorre o sequestro destas células para órgãos linfoides. Em fase de
viremia de cinomose, a linfopenia poderia estar associada, pois o vírus da cinomose
canina tem tropismo por células linfóides, sendo uma alteração comum na cinomose.
A causa de eosinopenia é inespecífica (THRALL et al., 2015; VICENTE et al., 2010;
SILVA et al., 2005).
39
A diminuição da creatinina sérica era esperada, visto que o paciente
encontrava-se caquético e, segundo Thrall et al. (2015), a produção de creatinina é
relativamente proporcional a massa muscular.
Alterações em fígado e baço vistos na ultrassonografia são sugestivos de
processo infeccioso, inflamatório ou toxêmico, as doenças presentes, cinomose,
neosporose e toxoplasmose podem ser responsáveis neste caso.
O aumento de FA sérico explica a colestase encontrada na ultrassonografia,
entre as suas causas, as infecções presentes podem ser responsáveis por esta
alteração. Onde também ocorre o aumento da produção de globulinas, sendo o
fígado responsável pela sua produção. Além disso, o aumento sérico de FA pode ser
causado por necrose hepática, uma alteração que pode ser ocasionada em
toxoplasmose, porém este aumento estaria associado com o aumento de ALT, o que
não é observado neste caso (THRALL et al., 2015; OLIVEIRA, 2011; NELSON &
COUTO, 2010; PLUEGGE 2008).
A hipoalbuminemia é uma alteração sugestiva de subnutrição ou inanição,
onde há menor produção hepática pela deficiência de aminoácidos, levando à perda
de gordura e massa muscular, como na caquexia apresentada no caso.
Hipoalbuminemia também pode estar presente em infecções crônicas associadas à
caquexia, em um período de equilíbrio protéico negativo, induzindo maior
catabolismo de proteínas corporais, superior à produção de proteínas. Já a
hiperglobulinemia está associada com a inflamação crônica, pois a fração de
gamaglobulina inclui todos os tipos de imunoglobulina, e assim, ocorre o aumento da
produção de imunoglobulinas e proteínas do sistema complemento. Pinheiro (2014)
relata que a associação de hipoalbuminemia e hiperglobulinemia é observada na
cinomose, contribuindo para o diagnóstico (THRALL et al., 2015).
O líquor apresentava-se límpido, incolor, com pleocitose e presença de raras
hemácias, o que pode ser ocasionado por uma leve contaminação com sangue no
momento da coleta. Na análise citológica observou-se o predomínio de macrófagos,
seguido de linfócitos. A cinomose e a neosporose podem ser responsáveis pela
pleocitose mononuclear, pois na cinomose crônica é possível ocorrer pleocitose
mononuclear com predomínio de macrófagos e linfócitos e em doenças parasitárias
normalmente ocorre o predomínio de pleocitose neutrofílica ou pleocitose mista
40
neutrofílica/mononuclear, porém essas alterações ainda são inespecíficas para o
diagnóstico destas doenças (COWEEL et al., 2009).
O método de imunoensaio cromatográfico para a detecção de antígeno do
vírus da cinomose, realizado no soro, teve resultado negativo, o que pode ser
explicado pela cronicidade e interrupção da replicação viral. O teste de cinomose
realizado pelo método de imunoensaio cromatográfico com a detecção do anticorpo
IgG do vírus foi realizado com o líquor e apresentou resultado positivo para
cinomose. Estes resultados indicam que possivelmente a doença apresenta a fase
crônica, não havendo mais viremia e que o vírus já atingiu o SNC, o que é
comprovado pelos sinais clínicos (ALERE, 2016; MANGIA & PAES, 2008).
Na reação de imunofluorescência indireta para a pesquisa de anticorpo N.
caninum, observou-se a fluorescência do taquezoíto tanto para o soro como para o
líquor, apresentando resultado positivo para neosporose. Na RIFI para a pesquisa
de anticorpo de T. gondii, houve a fluorescência do taquezoíto apenas para o soro,
sugerindo que o animal teve contato com o protozoário, porém, supõe-se que neste
caso o protozoário da toxoplasmose ainda não afetou o SNC do animal (PLUEGGE,
2008).
41
6. CONCLUSÃO
A cinomose, neosporose e toxoplasmose, são doenças que acometem o
sistema nervoso central e muitas vezes podem ser confundidas devido à
similaridade dos sinais clínicos neurológicos, porém elas também podem estar
associadas, o que é ocasionado pela imunossupressão da cinomose. Em estudos
realizados observou-se associação entre toxoplasmose e cinomose em
aproximadamente 5,9%, 40% e 54% dos casos, já a associação com de cinomose
neosporose não foi tão observada devido a esta doença ocorrer principalmente em
áreas rurais, sendo mais associada com toxoplasmose (MANGIA & PAES, 2008;
GIRARDI et al., 2002). Já a associação entre neosporose, cinomose e toxoplasmose
foi relatada por Tipold et al (1992). Em casos de alterações neurológicas é
importante realizar testes de diagnóstico diferenciais, além de cinomose, pois
doenças parasitárias são comuns de se encontrar e podem apresentar
manifestações clínicas semelhantes à cinomose. Um método confiável que pode ser
realizado é a RIFI, onde detecta a presença de anticorpos IgG contra a doença. As
doenças que acometem o SNC apresentam prognóstico ruim.
42
REFERÊNCIAS:
ALERE. Alere Cinomose Ag Test Kit. Responsável Técnico Marcelo Santos
Genelhu. Belo Horizonte: Alere S/A, 2014. Bula de técnica.
ALERE. Alere Cinomose Ac Test Kit. Responsável Técnico Marcelo Santos Genelhu.
Belo Horizonte: Alere S/A, 2016. Bula de técnica.
ALMEIDA, F. F. A importância clínica da análise do líquido cefalorraquidiano para o
diagnóstico de afeções do sistema nervoso central do cão. 2013. Lisboa- Portugal.
Dissertação (Mestrado em Medicina Veterinária). Universidade Técnica de Lisboa.
BALDOTTO, S. B.; OLIVEIRA, P. P.; ANTUNES, R. M.; OLIVEIRA, P. D. D.;
FEITOSA, P. P.; PEREIRA, D. A. Toxoplasmose com repercussão neurológica:
Relato de caso. Revista Científica eletrônica de Ciências Aplicadas na FAIT. 3º
edição Novembro 2014. ISSN 1806-6933.
COWELL, R. L.; TYLER, R. D.; MEINKOTH, J. H.; DENICOLA, D. B. Diagnóstico
citológico e Hematologia de cães e gatos. 3 ed. São Paulo: MedVet, 2009.
COIRO, C. J.; LANGONI, H. SILVA, R. C.; ULLMANN, L.S. Fatores de risco para
Leptospirose, Leishmaniose, Neosporose e Toxoplasmose em cães domiciliados e
peridomiciliados em Botucatu-SP. Vet. e Zootec. 2011 set; 18 (3): 393-407.
CUNHA, N. A. F. Ocorrência de anticorpos para Neospora caninum em cães da área
urbana e rural do sul do Rio Grande do Sul. 2007. Pelotas- RS. Dissertação (Pós-
graduação em Parasitologia). Universidade Federal de Pelotas.
CURTI M. C.; ARIAS, M. V. B.; ZANUTTO, M. S. Avaliação de um kit de
imunoensaio cromatográfico para detecção do antígeno do vírus da cinomose em
cães com sinais sistêmicos ou neurológicos da doença. Semina: Ciências Agrárias,
Londrina, v. 33, n. 6, p. 2383-2390, nov./dez. 2012.
DEZENGRINI, R.; WEIBLEN, R.; FLORES, E. R. Soroprevalência das infecções por
parvovírus, adenovírus, coronavírus canino e pelo vírus da cinomose em cães de
Santa Maria, Rio Grande do Sul, Brasil. S.I: Ciência Rural, v. 37, n. 1, p. 183- 189
2007.
43
DIMAS, L. F.; SOHLER, M. P.;Exame do líquido cefalorraquidiano: influência da
temperatura, tempo e preparo da amostra na estabilidade analítica. Bras Patol Med
Lab. v. 44. n. 2. p. 97-106. abril 2008.
FERNANDES, B.C.T.M.; GENNARI, S.M.; SOUZA, S.L.P.; CARVALHO, J.M.;
OLIVEIRA, W.G.; CURY, M.C. Prevalence of anti-Neospora caninum antibodies in
dogs from urban, periurban and rural areas of the city of Uberlândia, Minas Gerais,
Brazil. Veterinary Parasitology, v. 123, p. 33-40, 2004.
FIALHO, C. G.; TEIXEIRA, M. C.; ARAUJO, A. P. Toxoplasmose animal no Brasil.
Acta Scientiae Veterinariae. 37(1): 1-23, 2009. ISSN 1679-9216 (Online)
GAMA, F. G. V.; OLIVEIRA, F. S.; GUIMARÃES, G. C.; ROSATO, P. N.; SANTANA,
A. E. Colheita de líquido cefalorraquidiano em cães: modificação de técnica prévia.
Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 30, n. 2, p. 457-460, abr./jun. 2009.
JESUS, E. E. V.; SANTOS, P. O. M.; BARBOSA, M. V. F.; PINHEIRO, A. M.;
GONDIM, L. F. P.; GUIMARÃES, J. E.; ALMEIDA, M. A. O. Frequência de
anticorpos anti-Neospora caninum em cães nos municípios de Salvador e Lauro de
Freitas, Estado da Bahia – Brasil. Braz. J. vet. Res. anim. Sci., São Paulo, v. 43, n. 1,
p. 5-10, 2006.
LEAL, P. D. S. A.; COELHO, D. C. Toxoplasmose em cães: uma breve revisão. SSN
2318-9673. r1.ufrrj.br/lcc/Coccidia. 2014.
LOCATELLI-DITTRICH, R.; DITTRICH, J. R.; RICHARTZ, R.R.T. B.;
GASINOJOINEAU, M.E.; ANTUNES, J.; PINCKNEY, R.D.; DECONTO, I.;
HOFFMANN, D. C. S.; THOMAZ-SOCCOL, V. Investigation of Neospora sp. and
Toxoplasma gondii antibodies in mares and in precolostral foals from Paraná State,
Southern Brazil. Veterinary Parasitology, v. 135, p. 215-221, 2006.
LUCAS, R. A. P.; GODOY, R. C.; SACCO, S. R. Análise do liquido cefalorraquidiano
em pequenos animais. Revista científica eletrônica de Medicina Veterinária – ISSN:
1679-7353. Ano VI – Número 11 – Julho de 2008 – Periódicos Semestral.
MANGIA, S. H.; MORAES, L. F.; TAKAHIRA, R. K.; MOTTA, R. G.; FRANCO, M. M.
J.; MEGID, J.; SILVA, A. V.; PAES, A. C. Efeitos colaterais do uso da ribavirina,
44
prednisona e DMSO em cães naturalmente infectados pelo vírus da cinomose. Pesq.
Vet. Bras. 34(5):449-454, maio 2014.
MANGIA, S. H.; PAES, A. C. Neuropatologia da cinomose. Vet. E Zootec. v. 15, n. 3,
dez., p. 416-427, 2008.
MORETTI, L. A.; UENO, T. E. H.; RIBEIRO, M. G.; AGUIAR, D. M.; PAES, A. C.;
PEZERICO, S. B.;& DA SILVA, A. V. (2002). Toxoplasmose em cães co-infectados
com o vírus da cinomose. Semina: Ciências Agrárias, 23(1), 85-91.
MOTA, C. M. Manipulação gênica do protozoário Neospora caninum como
ferramenta para o estudo das interações parasito-hospedeiro. Uberlândia –MG.
2016. Tese (Pós-graduação em imunologia e parasitologia). Universidade Federal de
Uberlândia.
NASCIMENTO, D. N. S. Cinomose Canina – Revisão de Literatura. 2009. Belém –
Pará. Dissertação (Pós-graduação em Clínica Médica de Pequenos Animais).
Universidade Federal Rural do Semi Árido (UFERSA).
NEGRI, D.D.; CIRILO, M. B.; SALVARANI, R. S.; NEVES, M. F. Toxoplasmose em
cães e gatos. Revista científica eletrônica de Medicina Veterinária – ISSN: 1679-
7353. Ano VI – Número 11 – Julho de 2008 – Periódicos Semestrais.
NELSON, R. W. &COUTO, C. G. Medicina interna de pequenos animais.4 ed. Rio de
Janeiro: Elsevier, 2010.
OLIVEIRA, E. C. Avaliação Patológica de Doenças Hepáticas infecciosas em cães.
2011. Porto Alegre. Tese (Doutorado em ciências veterinárias). Universidade
Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).
PINHEIRO, A. O. Avaliação do tratamento experimental de cães infectados
naturalmente pelo vírus da cinomose canina na fase neurológica com o uso de
células- tronco de epitélio olfatório fetal canino. 2014. São Paulo. Dissertação (Pós-
graduação em anatomia dos animais domésticos e silvestres). Universidade de São
Paulo (USP).
PLUGGE, N. F. Diagnóstico sorológico de Neosporose em populações de cães
sadios e com sinais neurológicos da microrregião de Curitiba. 2008. Curitiba- PR.
45
Dissertação (Pós-graduação em ciências veterinárias). Universidade Federal do
Paraná.
SÁNCHEZ, D. N. R.; AMORIM, R. M. Líquido cefalorraquidiano: função, análise e
alterações em doenças neurológicas em cães. Journal of Agriculture and Animal
Sciences. Julio - Diciembre de 2015. Vol. 4, No. 2. / D. Rodriguez et.al.
SANTOS, J. P.; BORGES, C. E. F.; LOCCE, C. C.; JUNIOR, A. F.; BITTAR, E. R.;
AYRES, D. R.; BITTAR, J. F. F. Estudo retrospectivo de cães positivos para
cinomose, em ensaio imonocromatográfico, atendidos no hospital veterinário de
Uberaba- MG. Vet. Not., Uberlândia, v.18. n. 2 (supl.), p. 31-36, jul-dez. 2012.
SILVA, I. N. G.; GUEDES, M. I. F.; ROCHA, M. F. G.; MEDEIROS, C. M. O.;
OLIVEIRA, L. C.; MOREIRA, O. C.; TEIXEIRA, M. F. S. Perfil hematológico e
avaliação eletroforética das proteínas séricas de cães com cinomose. Arq. Bras.
Med. Vet. Zootec., v.57, n.1, p.136-139, 2005.
SILVA, M. C.; FIGHERA, R. A.; MAZZANTI, R.; BRUM, J. S.; PIEREZAN, F.;
BARROS, C. S. L. Neuropatologia da cinomose canina: 70 casos (2005-2008). Pesq.
Vet. Bras. Vol. 29 no. 8 Rio de Janeiro Aug. 2009.
THRALL, M. A.; WEISER, G.; ALLISON, R. W.; CAMPBELL, T.W. Hematologia e
Bioquímica Clínica Veterinária. 2 ed. São Paulo: Roca, 2015.
TIPOLD, A.; VANDEVELDE, M.; JAGGY, A. Neurological manifestations of canine
distemper virus infection. Journal of Small Animal Practice, v. 33, n. 10, p. 466-470,
1992.
VICENTE, A. F.; ABREU, A. P. M.; PASSOS, A. A. M. S. Perfil Hematológico em
Cães Infectados Naturalmente por Cinomose com Presença de Corpúsculo de
Sinegaglia Lentz, em Vassouras – RJ. Rev de Saúde, Vassouras, v.1, n.1, p. 49-54,
jan/.mar., 2010.
WEHMUTH, P.G. Cinomose: Revisão de Literatura. 2012. Mossoró – RN.
Monografia (Pós-graduação em clínica de pequenos animais). Universidade
Federal Rural do Semi-Árido-UFERSA.
