Terue Cristina KiharaCarlos Eduardo Falavigna da Rocha
TÉCNICAS PARA ESTUDO
TAXONÔMICO DE
COPÉPODES HARPACTICÓIDES
DA MEIOFAUNA MARINHA
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TÉCNICAS PARA ESTUDO TAXONÔMICO DE
COPÉPODES HARPACTICÓIDES DA
MEIOFAUNA MARINHA
Terue Cristina Kihara
Carlos Eduardo Falavigna da Rocha
� asteriscoeditora
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Copyright © 2009 Editora Asterisco
Projeto gráfico: Terue Cristina Kihara & Alexandre Dias RamosRevisão técnica: Terue Cristina Kihara & Carlos Eduardo Falavigna da Rocha
Editoração: William C. Amaral
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)(Sindicato Nacional dos Editores de Livros, Brasil)
K59tTécnicas para estudo taxonômico de copépodes harpacticóides damaiofauna marinha / Terue Cristina Kihara, Carlos Eduardo Falavignada Rocha;Porto Alegre, RS: Asterisco, 2009.il.Apêndice: Ordem HarpacticoidaInclui bibliografia
ISBN 978-85-88840-86-7
1. Copepoda - Identificação. 2. Harpacticoida - Identificação. 3. Crustáceo- Identificação. 4. Zoologia - Classificação. I. Rocha, Carlos EduardoFalavigna da. II. Título.
08-4780. CDD - 595.34CDU - 595.34
1a edição
direitos reservados à
EDITORA ASTERISCOr. Garibaldi. 1329. Bom Fim.90035.052. Porto Alegre. RS.
f. 51 3024.7554
— 2009 —
3
SUMÁRIO
PREFÁCIO
1. INTRODUÇÃO
2. FIXAÇÃO DA AMOSTRA
3. EXTRAÇÃO DA FAUNA
4. COLORAÇÃO
5. TRIAGEM DAS AMOSTRAS
5.1. SEPARAÇÃO DOS COPÉPODES
5.2. SEPARAÇÃO DE MORFOTIPOS
6. PREPARAÇÃO DE LÂMINAS
6.1. PRÉ-TRATAMENTO DO MATERIAL
6.2. DISSECÇÃO
6.3. MONTAGEM DE LÂMINAS
7. IDENTIFICAÇÃO
7.1. TÁXON NOVO
8. CONSIDERAÇÕES FINAIS
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
10. APÊNDICE - ORDEM HARPACTICOIDA
5
7
8
11
19
21
21
31
42
42
44
50
64
68
87
88
93
4
5
PREFÁCIO
Janet W. Reid
Research Associate
Virginia Museum of Natural History, Martinsville, E.U.A.
A capacidade de efetuar a manipulação dos chamados
microcrustáceos, como os copépodes, branquiópodos e
ostrácodes, faz parte do “kit” de habilidades de cada investigador.
Para quem quer trabalhar com esses animais tão comuns em
ecossistemas aquáticos e ainda semi-terrestres, o desafio primeiro
e fundamental é dominar a forma de manipulá-los para fazer
contagens ou efetuar determinações taxonômicas.
Contudo, a referida metodologia é normalmente
transmitida de orientador para aluno nos confins do próprio
laboratório, informalmente e via oral. São escassos – infelizmente
– os trabalhos publicados sobre o uso de corantes, meios, vidraria
especializada e outros aspectos do estudo desses animais. Assim
sendo, as técnicas tendem a se diferenciar entre laboratórios
acarretando falta de padronização e dificuldade em comparar
os dados.
Baseando-se na experiência de vários anos no estudo de
copépodes harpacticóides, e com as vantagens de ter trabalhado
com diversos pesquisadores na área e ainda estar jovem suficiente
para se lembrar como e em quais fases ela enfrentou as
dificuldades para adquirir a habilidade necessária ao estudo
6
desses organismos, a autora deste livro “quebra o galho” de
muitos jovens pesquisadores. Ela apresenta detalhadamente e
com uma fartura de fotos e desenhos, uma espécie de livro de
receitas, passo a passo as principais técnicas.
A obra, resultante de experiência pessoal e pesquisas
detalhadas, composta e editada com o maior cuidado e carinho,
vai servir bem a comunidade brasileira de oceanólogos e
limnólogos. Vai tornar a metodologia acessível a todos os
interessados, e ainda, mais científica e menos artesanal. Todos
nós devemos agradecer a autora pela vontade e pelo trabalho
prestado ao dividir seus conhecimentos com a comunidade.
Esperamos contar com mais obras dessa pesquisadora, ainda
jovem, para o benefício e a instrução de seus leitores.
7
1. INTRODUÇÃO
Este livro pretende fornecer ao leitor uma idéia geral sobre as
técnicas empregadas no estudo taxonômico dos copépodes
harpacticóides da meiofauna marinha, padronizando a metodologia
a ser utilizada por iniciantes e servindo de guia de referência rápida
e consulta para pesquisadores que já trabalham nessa área.
Privilegiou-se o desenvolvimento particular de cada
procedimento, fornecendo técnicas e instruções específicas em
quadros explicativos. A preparação de reagentes, e a produção
de aparatos e instrumentos são detalhadas, utilizando-se
ilustrações, a fim de facilitar o reconhecimento visual dos
procedimentos descritos.
Abordando de forma prática e sem se aprofundar em
extensas explicações sobre fundamentações teóricas, são
incluídas algumas abordagens relevantes para o estudo
taxonômico do grupo, deixando de lado detalhes da morfologia
que podem facilmente ser encontrados em literatura de
referência.
Os procedimentos relatados representam o básico para
que se possa começar o trabalho em laboratório. Detalhamentos
sobre outras técnicas de processamento de amostras de
meiofauna foram descritos por HULINGS & GRAY (1971),
PFANNKUCHE & THIEL (1988), WESTHEIDE & PURSCHKE (1988)
e GIERE (1993). Os métodos utilizados especificamente para o
estudo de copépodes da meiofauna podem ser encontrados em
HAMOND (1969), WELLS (1988), HUYS & BOXSHALL (1991),
HUYS et al. (1996) e REID (2000).
8
2. FIXAÇÃO DA AMOSTRA
A fixação da meiofauna é feita através da adição de um
fixador às amostras de sedimento recém-coletadas. Esse
procedimento tem por finalidade prevenir a autólise e degradação
de tecidos, mantendo a integridade do material a ser estudado.
Os principais fixativos utilizados são formalina a 4% e álcool
etanol a 95%.
Amostras de copépodes são normalmente fixadas e
preservadas em solução de formalina a 4%. A baixa concentração
da solução diminui a tendência do formaldeídeo tornar os
copépodes quebradiços (HUYS et al., 1996).
Para preservação a longo prazo, é necessário um
cuidadoso tamponamento da solução de formalina através da
adição de bórax, carbonato de sódio ou acetato de sódio, até a
obtenção de pH mínimo de 8,0–8,2 (REID, 2000).
Uma discussão mais detalhada sobre a utilização de
formaldeído para fixação e preservação de organismos marinhos
pode se encontrada em STEEDMAN (1976).
PROCEDIMENTO:
1. adicionar às amostras 1/10 de solução de formalina 40%
tamponada (Quadro 1). Levar em conta o volume total do
recipiente e não somente o volume da amostra de sedimento ou
do líquido sobrenadante (Figs. 1A–C);
9
2. completar com água do mar (se possível filtrada, para evitar
contaminação da amostra) até obter uma concentração final de
solução de formalina a 4% tamponada (Figs. 2A–B);
3. homogeneizar a mistura de fixador, água e sedimento com
um bastão de vidro (caso o recipiente possa ser hermeticamente
fechado com tampa de rosca ou pressão, invertê-lo várias vezes
para providenciar a mistura);
4. as amostras devem permanecer no fixador por, no mínimo, 7
dias.
Figs. 1A–C - Adição de solução de formalina 40% tamponada à amostra.
Figs. 2A–B - Diluição da solução de formalina tamponada até obtera concentração final de 4%.
1A 1B 1C
2A 2B
10
OBS: O contato e a inalação da formalina podem causar irritação
na pele, nos olhos e vias respiratórias. Os efeitos da exposição
prolongada vão desde alergias até casos de câncer (BLACK &
DODSON, 2003). O manuseio da formalina deve ser feito com
cuidado e a exposição ao reagente deve ser restrita ao mínimo
necessário. Recomenda-se que esse fixativo seja manuseado com
luvas, óculos de segurança e protetor facial, sempre em locais
bem ventilados ou com exaustão.
QUADRO 1. SOLUÇÃO DE FORMALINA A 40%TAMPONADA (PFANNKUCHE & THIEL,1988)
• 1000 ml de formalina a 40%;
• 200g de bórax (Tetraborato de sódio - Na2B
4O
7);
• inverter o frasco fechado várias vezes no período de 1
hora.
Quando houver a necessidade da aplicação de técnicas
de microscopia eletrônica ou de biologia molecular não se
recomenda a utilização de formaldeído, devendo ser empregado
um fixador específico para a finalidade desejada (HUYS &
BOXSHALL, 1991).
11
Um outro método para fixação de material é a utilização
de álcool etanol a 95%. Uma alternativa tão eficaz quanto a
formalina, sem os efeitos prejudiciais à saúde.
PROCEDIMENTO:
1. adicionar a cada 6,25 ml de amostra, 100 ml de solução de
álcool etanol 100%;
2. homogeneizar a mistura de fixador e sedimento com um bastão
de vidro (caso o recipiente possa ser hermeticamente fechado
com tampa de rosca ou pressão, invertê-lo várias vezes para
providenciar a mistura);
3. as amostras devem permanecer no fixador por, no mínimo, 7
dias.
OBS: O álcool etanol é uma substância inflamável e sua compra
muitas vezes é controlada.
3. EXTRAÇÃO DA FAUNA
Como o volume total da fauna a ser estudado é muito
pequeno quando comparado com o volume do material
coletado, as amostras devem passar por processo de remoção
do sedimento e concentração da meiofauna.
A extração de copépodes harpacticóides do sedimento é
relativamente fácil e pode ser obtida por decantação seguida de
12
peneiramento. Esse método simples fornece excelentes amostras
de copépodes de sedimento arenoso, mas as amostras com
sedimentos mais finos podem ficar contaminadas com detrito
(HUYS et al., 1996).
Embora seja possível extrair 80 a 90% da fauna das
amostras, recomenda-se um acompanhamento periódico da
eficiência da extração através do re-exame das amostras
previamente tratadas (HULINGS & GRAY,1971).
Técnicas de extração de meiofauna para tipos específicos
de sedimento são descritas por PFANNKUCHE & THIEL (1988) e
GIERE (1993).
PROCEDIMENTO:
1. colocar amostra previamente fixada em recipiente de tamanho
adequado (béquer de 1l ou balde) (Figs. 3A–B). Grandes
quantidades de sedimento ou sedimento fino devem ser divididas
em porções menores;
2. adicionar água até cobrir o sedimento (Fig. 4);
3. agitar gentilmente o sedimento para homogeneizar a mistura
(Fig. 5);
4. deixar a mistura em repouso por alguns segundos, para que
as partículas mais pesadas de sedimento se assentem sobre o
fundo do recipiente (Fig. 6);
13
5. passar o líquido sobrenadante por conjunto de peneiras
(Quadro 2) de malhas de 500, 250, 125 e 42 μm, empilhadas
em ordem decrescente (Figs. 7A–C). Cuidado para não entupir
as peneiras e transbordar o líquido (Fig. 7D). Para se evitar o
transbordamento, o volume a ser vertido nunca deve ultrapassar
a capacidade de uma peneira;
Fig. 4 - Adição de água à parte da amostra contida no béquer até dobrar ovolume.
Fig. 5 - Homogeneização da mistura amostra/água.
Fig. 6 - Amostra em repouso para que o sedimento mais grosseiro se assentesobre o fundo do recipiente.
Figs. 3A–B - Transferência de parte de uma amostra para recipientemaior, no caso um béquer com capacidade de 1l.
3A 3B
4 5 6
14
6. lavar delicadamente o material retido na peneira em água
corrente, sem forçar sua passagem através da tela e assim causar
danos aos animais;
7. repetir os passos 2 a 6 por 5 vezes;
Figs. 7A–C - Passagem do líquido sobrenadante da amostra por peneiras dediferentes malhagens.
Fig. 7D - Peneira de malha mais fina com obstrução de tela denotada pelovolume de líquido nela contida.
7A 7B 7C
7D
15
8. utilizar pisseta com solução de formalina a 4% tamponada
(Quadro 3) ou álcool etanol a 70% (Quadro 4) para recolher o
material das peneiras em frascos contendo pequeno volume da
mesma solução (Figs. 8A–D);
9. colocar etiqueta interna e externa (Quadro 5) nos frascos
(Figs. 9A–B).
Figs. 8A–D - Transferência do material retido em peneiras de diferentesmalhagens para frascos contendo solução preservativa.
Fig. 9A - Frasco com etiqueta externa.
Fig. 9B - Frasco com etiqueta interna.
8A 8B
8C 8D
9A 9B
16
QUADRO 2. PENEIRAS (PFANNKUCHE &THIEL,1988) (Figs. 10A–C)
Normalmente utilizam-se peneiras com malhas de:
• 1000 μm - representa o limite superior da meiofauna;
• 500 μm - algumas vezes utilizada como limite superior
da meiofauna, malha em que geralmente fica retida a
meiofauna temporária;
• 250 μm;
• 125 μm;
• 63 μm - utilizada por alguns autores como o limite inferior
para a retenção da meiofauna;
• 42 μm - geralmente aceita como o limite inferior para a
retenção de meiofauna.
Fig. 10A - Conjunto de 4 peneiras (500, 250, 125 e 63 μm) utilizadosno presente trabalho para a extração da meiofauna.
Fig. 10B - Conjunto completo de peneiras (1000, 500, 250, 125 e 63μm) para extração de meiofauna.
Fig. 10C - Detalhe das malhas de duas peneiras.
10A 10B 10C
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QUADRO 3. SOLUÇÃO DE FORMALINA A 4%TAMPONADA
• 100 ml de solução de formalina a 40% tamponada;
• 900 ml de água.
Essa solução, além de ser um ótimo fixador, é muito
utilizada como líquido preservativo, pois mantém o material
com o mínimo de distorção por um longo período de tempo.
QUADRO 4. SOLUÇÃO DE ÁLCOOL ETANOL A70%
• 700 ml de álcool etanol a 100%;
• 300 ml de água.
Ao optar pelo álcool como líquido preservativo,
tomar cuidado com a vedação do frasco para evitar
evaporação, e checar uma vez por ano o nível do líquido.
STEEDMAN (1976) chama a atenção para a possibilidade
do material se tornar quebradiço com o passar do tempo.
Para minimizar esses contratempos, MORTON (1950)
recomenda a adição de uma colher de chá de glicerina
líquida a cada 250 ml de álcool etanol a 70%.
18
QUADRO 5. ETIQUETA INTERNA E EXTERNA
Durante o procedimento de coleta, cada frasco
utilizado para guardar a amostra deve ser etiquetado.
Entretanto, a redução do volume das amostras pela extração
da meiofauna e sua transferência para novos recipientes
faz com que sejam necessárias outras etiquetas (Fig. 11A).
As novas etiquetas devem conter as informações
presentes nas etiquetas originais como local e data da
coleta, nome do coletor. Outras informações podem ser
adicionadas: nome do projeto, No/nome da estação de
coleta, No da amostra/subamostra, etc. (Fig. 11B).
A etiqueta interna (Fig. 11C) deve ser feita em papel
vegetal e escrita com tinta nanquim ou a lápis; a externa
(Fig. 11D), em papel sulfite ou adesivo e recoberta por
filme impermeável. O nanquim deve ser testado para
verificar se se dilui na água.
Fig.11A - Frasco contendo etiqueta interna e externa.
Fig. 11B - Exemplo de etiqueta que pode ser utilizada para identificarfrascos com amostras.
Projeto:_________________________
Local:__________ Estação:_________
Amostra:__________ Data:__/__/___
Coletor:_________________________
11A 11B
19
4. COLORAÇÃO
Consiste na adição de corantes durante ou após a fixação
das amostras. Auxilia na separação visual dos copépodes
harpacticóides, de partículas do sedimento.
É interessante a utilização de um corante seletivo para um
reconhecimento e discriminação mais fácil entre detritos e
animais. Um dos mais utilizados é o Rosa de Bengala, um corante
vital, solúvel em água e removível com álcool ou ácido láctico
(Figs. 12A–B).
Outros métodos de coloração de copépodes podem ser
encontrados em STEEDMAN (1976) e HUYS & BOXSHALL (1991).
Fig. 12A - Amostra de meiofauna sem adição de corante, vista ao estéreo microscópio.
Fig. 12B - Amostra de meiofauna, com a adição de corante Rosa de Bengala.
Fig. 11C - Detalhe da etiqueta interna. Fig. 11D - Detalhe da etiqueta externa.
11C 11D
12A 12B
QUADRO 5 (CONT.)
20
PROCEDIMENTO:
1. adicionar alguns grãos de Rosa de Bengala à amostra (ponta
de um estilete umedecido) (Figs. 13A–C) ou solução de Rosa de
Bengala a 1% (Quadro 6);
2. agitar gentilmente o recipiente para homogeneizar a mistura
(Fig. 14);
OBS: Como regra geral, o tempo para corar copépodes
harpacticóides é de 2 horas. Sedimentos argilosos ou com grande
quantidade de matéria orgânica podem necessitar de mais tempo.
Fig. 14 - Homogeneização damistura.
Figs. 13A–C - Adição de grãos do corante Rosade Bengala à amostra com a utilização de umestilete.13A
13B 13C
14
21
Entretanto, GIERE (1993) e REID (2000) ressaltam que não
convém deixar a amostra com corante por um longo período de
tempo, porque os animais ficarão excessivamente corados. Nesse
estágio, o corante é difícil de ser removido e prejudica o
reconhecimento de determinados padrões de cor e a análise de
certos detalhes estruturais ao microscópio.
QUADRO 6. SOLUÇÃO DE ROSA DE BENGALA A 1%
• 1g de Rosa de Bengala;
• 1000 ml de solução de formalina a 10% tamponada ou
400 ml de solução de formalina a 4% tamponada.
5. TRIAGEM DAS AMOSTRAS
5.1. SEPARAÇÃO DOS COPÉPODES
O estudo taxonômico desse grupo requer amostras livres
de detritos e de outros táxons da meiofauna.
Essas condições não são atendidas pelos métodos de
extração, que por melhor que sejam, são falhos em remover
todos os detritos e incapazes de separar os diferentes táxons da
meiofauna (Fig. 15A).
22
Esse problema só é resolvido colocando a amostra sob
estéreo-microscópio e removendo os copépodes harpacticóides
para outros recipientes (Fig. 15B).
PROCEDIMENTO:
1. agitar a amostra para que os animais depositados no
sedimento passem para o líquido sobrenadante (Fig. 16);
2. deixar a amostra em repouso por alguns segundos para que
as partículas de sedimento mais grosseiro se assentem (Fig. 17);
Fig. 16 - Agitação da amostra. Fig. 17 - Amostra em repouso.
Fig. 15A - Amostra de meiofauna, vistaao estéreo-microscópio, com váriostáxons e detritos.
Fig. 15B - Copépodes harpacticóides já triados.
15A
15B
16 17
23
3. verter parte do líquido sobrenadante em uma placa
quadriculada (Quadro 7) (Figs. 18A–C);
4. sob estéreo-microscópio, transfira os copépodes para lâmina
escavada ou frasco (Fig. 19) com o auxílio de estilete ou pipeta
(Quadro 8);
5. repetir os passos de 1 a 6 até não haver mais copépodes na
amostra. Quando necessário, acrescentar mais líquido fixador
ou água à amostra;
Figs. 18A–C - Transferência do líquido sobrenadante para placasquadriculadas.
18A 18B
18C
24
6. colocar o material triado em recipientes adequados para
estocagem (Quadro 9) com solução de formalina a 4%
tamponada ou álcool etanol a 70% (Fig. 20);
7. etiquetar os recipientes com dados de coleta existentes na
etiqueta da amostra triada;
8. anotar as informações relacionadas às amostras em caderno
de controle ou em fichas de controle (Quadro 10).
Fig. 19 - Lâmina escavada commaterial triado no centro daescavação.
Fig. 20 - Frasco plástico com tampade rosca (capacidade para 2 ml) paraestocagem de material triado.
19
20
25
QUADRO 7. PLACAS QUADRICULADAS
A triagem de amostras é facilitada quando se utilizam
placas com subdivisões que permitem o controle do que
já foi esquadrinhado (Figs. 21A–C).
O mais comum é comprar placas de Petri
subdivididas. Entretanto, uma solução simples e
econômica é quadricular a superfície externa do fundo
de uma placa de Petri com caneta que escreva em plástico
ou vidro (Figs. 22A–D).
Fig. 21A - Diferentes tipos deplacas quadriculadas.
Fig. 21B - Detalhe de placa quadriculada que possui coordenadasgravadas na superfície de triagem.
Fig. 21C - Placa quadriculada com divisões escavadas.
21A
21B
21C
26
QUADRO 7 (CONT.)
É possível encontrar em casas especializadas, placas
próprias para triagem de plâncton ou meiofauna, como a
placa de Bogorov (Figs. 23A–B).
Fig. 23A - Placa de Bogorov, vista superior.
Fig. 23B - Placa de Bogorov, vista lateral.
Figs. 22A–D - Confecção de placa quadriculada, utilizando placa dePetri de vidro e caneta de retroprojetor.
22A 22B
22C 22D
23A 23B
27
QUADRO 8. ESTILETE E PIPETA
A triagem de copépodes pode ser realizada com
estiletes de ponta fina, em alguns casos com estiletes que
terminem em gancho ou em minúsculas argolas (Irwin
loops) (Figs. 24A–E).
Fig. 24A - Diferentes tipos de estiletes utilizados na triagem decopépodes harpacticóides.
Fig. 24B - Detalhe das extremidades dos estiletes.
Fig. 24C - Detalhe da extremidade do estilete de ponta em gancho.
Fig. 24D - Detalhe da extremidade do estilete com argola.
Fig. 24E - Detalhe da extremidade do estilete de ponta fina.
24A 24B
24C
24D 24E
28
QUADRO 8 (CONT.)
Recomenda-se cuidado para não espetar ou
danificar o material triado com os estiletes, pois a
manipulação inadequada pode inviabilizar a identificação
dos animais (Fig. 25).
É possível confeccionar bons estiletes de ponta fina
para triagem utilizando agulhas descartáveis acopladas a
bastões de madeira (Fig. 26).
Fig. 25 - Forma correta de transportar copépodes harpacticóides comestilete de ponta fina ou chanfrada.
25
29
QUADRO 8 (CONT.)
Um outro instrumento usado na manipulação de
copépodes é a pipeta Pasteur de ponta bem fina (Fig. 27),
que deve ser utilizada com atenção, pois os animais podem
aderir à superfície interna da pipeta.
Fig. 27 - Diferentes tipos de pipetas utilizadas para triagemde copépodes harpacticóides: as três superiores são deplástico, as duas inferiores de vidro com bulbo de látex.
Fig. 26 - Material utilizado na confecção de estiletes deponta fina para triagem de copépodes harpacticóides.
26
27
30
QUADRO 9. RECIPIENTES ADEQUADOS PARAESTOCAGEM
Podem ser utilizados recipientes plásticos ou de vidro
com tampas plásticas (Fig. 28A), tomando cuidado de
verificar periodicamente a integridade da tampa e o nível
do líquido preservativo.
Um frasco que vem apresentando ótimos resultados
quando há necessidade de longo tempo de estocagem é
o tubo de polipropileno com tampa de rosquear e com
anel interno vedante (Screw cap tube) (Figs. 28B–C).
Fig. 28A - Diferentes tipos de recipientes utilizados para estocagem decopépodes harpacticóides. Fig. 28B - Tubos de polipropileno comtampa de rosquear (Screw cap tube). Fig. 28C - Detalhe da tampa derosquear do screw cap tube, com anel interno vedante.
28A
28B 28C
31
QUADRO 10. CADERNO DE CONTROLE E FICHASDE CONTROLE (TABELA1)
Freqüentemente, coletas com grandes quantidades
de amostras passam por longos períodos de estocagem
antes de serem triadas e identificadas. Por isso é necessário
que cada material processado tenha anotações com
detalhes sobre a coleta e dados ecológicos, arquivados
de forma permanente.
5.2. SEPARAÇÃO DE MORFOTIPOS
Segundo HUYS et al. (1996), o método mais eficiente para
triar grandes quantidades de amostras é separar os copépodes
em “supostas” espécies, reunindo os indivíduos adultos em grupos
de animais com o mesmo morfotipo.
Tabela 1. Exemplo de ficha para controle de triagem das estações,amostras e subamostras, e informações sobre o No de copépodesharpacticóides encontrados.
Local de coleta:___________________ Data:___/___/______
Estações Amostras Sub-amostras No Indivíduos
Total:
Observações:
32
PROCEDIMENTO:
1. transferir os animais dos recipientes de estocagem para uma
placa de Petri pequena, câmara de contagem ou lâmina escavada,
com o auxílio de uma pipeta de ponta fina. Cuidado para que
não fiquem animais nas paredes do recipiente ou da pipeta;
2. observar as características da morfologia externa dos copépodes
harpacticóides (Quadro 11) com auxílio de um estéreo-microscópio.
3. separar os animais da amostra em grupos de mesmo morfotipo
(Figs. 29A–B);
Fig. 29A - Amostra contendocopépodes harpacticóides.
Fig. 29B - Amostra de copépodesharpacticóides agrupados pormorfotipos
29A
29B
33
4. transferir cada um dos grupos para diferentes lâminas
escavadas (Fig. 30);
5. dar um código de identificação para cada morfotipo. Podem
ser utilizados números, letras, junção de número/letra (Fig. 31);
6. anotar as informações relacionadas ao material (Tabelas 2 e 3);
Tabela 2. Ficha de controle do No de indivíduos de cada morfotipo encontradonas estações triadas.
Fig. 30 - Conjunto de lâminas escavadas, cada uma contendo um morfotipode copépode harpacticóide.
Fig. 31 - Exemplo de código de identificação (Sp 01) para morfotipos de copépodesharpacticóides (St 07i – refere-se a estação de coleta e o período do ano).
30 31
Local:__________________________ Data:______________
Código Estações
Morfotipo 1 2 3 4 5
12345678910
34
Tabela 3. Ficha com todas as características taxonômicas a serem observadasem copépodes harpacticóides.
espaços para anotar as coordenadas das peças em cada lâmina;
espaços para anotar a identificação;
espaço para desenho esquemático do morfotipo.
Pernas Perna 1 Perna 2 Perna 3 Perna 4 Perna 5 Perna 6
coxa: base: exópodo:endópodo:
Corpo Forma:____________Ornamentação:____________
Rostro _____________
AntênulaNo Art.:_____________
Fórmula:_____________
Antenaexópodo:_____________
endópodo:_____________
Mandíbula_________________________________________________________________________________
Maxílula______________________________________________________
Maxila______________________________________________________
Maxilípede____________________________
Labro_______________________________________________________
Família:Gênero:Espécie:
Local:_______________ Estação:_______________ Data de coleta:_______________ No Espécie
Somito GenitalGonóporo:_____________
Poros copulatórios:_____________Receptáculo seminal:______________
Saco ovígero:_____________
Desenho
Somito anal o opérculo o pseudopérculo ânus: o terminal o dorsal
Ramo caudal Cerdas:________________
35
7. fazer um desenho esquemático (Fig. 32) ou tirar fotos,
ressaltando as principais características observadas nos diferentes
morfotipos (Tabela 3);
Fig. 32 - Desenho esquemático de morfotipo de copépode harpacticóide.
32
36
8. transferir cada morfotipo para recipiente etiquetado e
contendo solução de formalina a 4% tamponada ou álcoool
etanol a 70%;
9. a cada nova amostra, os morfotipos separados devem ser
comparados com as ilustrações e anotações prévias. Caso sejam
encontrados morfotipos já observados em amostras triadas
anteriormente, usar o mesmo código de identificação.
QUADRO 11. CARACTERÍSTICAS DA MORFOLOGIAEXTERNA DOS COPÉPODES HARPACTICÓIDES
A terminologia utilizada para descrever a morfologia
externa e uma boa discussão sobre a estrutura geral do
corpo de copépodes harpacticóides pode ser encontrada
em HUYS & BOXSHALL (1991), HUYS et al. (1996),
BOXSHALL & HALSEY, 2004. Um pequeno resumo sobre
esse tópico pode ser encontrado no apêndice.
Segue abaixo uma lista de características de fácil
observação:
• Corpo - Forma e tamanho (Figs. 33A–G).
33A
37
QUADRO 11 (CONT.)
Fig. 33 - Diferentes formas do corpo que podem ser encontradas emcopépodes harpacticóides. Nomenclatura adaptada de Hicks & Coull(1983). A - Cilíndrico. B - Sub-cilíndrico. C - Deprimido. D - Piriforme.E - Fusiforme. F - Fusiforme deprimido. G - Fusiforme comprimido.Barra de escala = 200 μm.
33B 33C 33D
33E 33F 33G
38
QUADRO 11 (CONT.)
• Rostro - Forma e tamanho (Figs. 34A–E).
Figs. 34 - Diferentes tipos de rostroque podem ser encontrados emcopépodes harpacticóides. A -Com ápice bífido. B - Hialino, nãodefinido na base e obtuso naregião anterior. C - Triangular enão definido na base. D -Proeminente, com parte apical emângulo agudo. E - Largo ealongado, atingindo a margemdistal do 2º artículo da antênula.Barra de escala A–D = 100 μm, E= 50 μm.
34A
34B
34C
34D
34E
39
QUADRO 11 (CONT.)
• Antênulas - Forma e tamanho (Figs. 35A–C).
• Ramo caudal - Forma e tamanho (Figs. 36A–E)
Figs. 35 - Diferentes tipos de antênula que podem ser encontrados emcopépodes harpacticóides. A - Delgada, na qual a maioria dos artículosé mais longa que larga. B - Robusta, na qual a maioria dos artículos émais larga que longa. C - Delgada, com processo em forma de espinhono 2º artículo. Barra de escala A = 50 μm, B = 100 μm e C = 200 μm.
35A
35B
36A
36B
35C
40
• Pernas - Detalhes característicos como: redução no No
de artículos, artículos das pernas alongados, perna preênsil
ou com garras (Figs. 37A–B).
Fig. 36 - Diferentes tipos de ramos caudais que podem ser encontradasem copépodes harpacticóides. A - Mais longo que largo, com bordaexterna irregular e borda interna côncava. B - Mais largo que longo.C - Mais longo que largo e com borda interna convexa. D - Comlargura e comprimento semelhantes. E - Mais longo que largo,triangular, com região proximal mais larga e região distal mais afilada.Barra de escala A = 200 μm, B–E = 100 μm.
Fig. 37 - Diferentes tipos de pernas que podem ser encontrados emcopépodes harpacticóides. A - Perna 1 alongada e terminando emgarra. B - Perna 5 alongada e com cerdas plumosas bastanteproeminentes. Barra de escala A–B = 200 μm.
36C 36D 36E
37A 37B
QUADRO 11 (CONT.)
41
QUADRO 11 (CONT.)
• Dimorfismo sexual - Machos geralmente menores que as
fêmeas, com antênulas geniculadas e completa separação
dos segmentos 2 e 3 do urossomo (Figs. 38A–C).
Fig. 38 - Dimorfismo sexual em copépodes harpacticóides. A - Tamanhodo corpo: machos geralmente menores que as fêmeas. B - Antênulas:machos com antênulas geniculadas para segurar a fêmea durante acópula . C - Urossomo: 2o e 3o segmentos do urossomo dos machostotalmente separados; nas fêmeas esses segmentos geralmenteencontran-se fundidos, formando o segmento genital duplo (SG). Barrade escala A e C = 200 μm, B = 100 μm.
38A 38C
38B
42
6. PREPARAÇÃO DE LÂMINAS
6.1. PRÉ-TRATAMENTO DO MATERIAL
6.1.1. SELEÇÃO
Para identificação ao nível de espécie devem ser
selecionados animais adultos de cada morfotipo que estejam
em bom estado para observação e dissecção.
6.1.2. LIMPEZA
Caso o material esteja muito sujo, HUYS & BOXSHALL
(1991) sugerem pipetar o animal várias vezes até que os detritos
se soltem ou colocá-lo no interior de um recipiente pequeno
com 2/3 de líquido e agitar vigorosamente.
Uma outra técnica consiste em firmar o animal, de porte
relativamente grande, com a ponta de um estilete e passar um
pincel ou outro estilete com cuidado sobre o corpo, afim de
retirar os detritos.
6.1.3. CLAREAMENTO
Como a taxonomia de copépodes se baseia
principalmente em sua morfologia externa, é necessário
reconhecer as estruturas do tegumento para que seja possível
43
a identificação. REID (2000) fornece um procedimento
detalhado para a remoção de tecidos e clareamento do
exoesqueleto.
Normalmente, colocar o animal em ácido láctico a 85%
é suficiente para remover material aderido ao exoesqueleto
(Figs. 39A–B), clarear e tornar a cutícula mais flexível (Figs.
39 C–D).
Fig. 39A - Detritos aderidos à fileira de espinhos do prossomo de umcopépode harpacticóide. B - Remoção dos detritos após tratamento comácido láctico. C - Copépode harpacticóide sem passar por processo declareamento. D - O mesmo copépode da figura C após tratamento comácido láctico.
39A 39B
39C 39D
44
O tempo de imersão no agente clarificante irá variar de
acordo com o animal a ser observado. Entretanto, não se
recomenda a permanência em ácido láctico por longos períodos,
pois o exoesqueleto tornar-se-á muito fino e o material perde
sua integridade.
6.2. DISSECÇÃO
O processo de dissecção é reconhecido por grande parte
das pessoas que trabalham com a taxonomia de copépodes
harpacticóides como a etapa mais difícil do estudo desse grupo
(REID, 2000).
Apesar de ser um procedimento delicado e trabalhoso, na
maioria dos casos é necessária a montagem de lâminas com as
peças dissecadas e sua detalhada observação para identificação
conclusiva do material. Recomenda-se que pessoas pouco
familiarizadas com essa técnica sejam assistidas por outras mais
experientes (HUYS et al.,1996).
Outras técnicas de dissecção podem ser encontradas em
HUMES & GOODING (1964), HAMOND (1969) e COULL
(1973).
PROCEDIMENTO adaptado de HUYS & BOXSHALL (1991):
1. colocar uma gota de glicerina em lâmina de vidro;
2. dispor o material a ser dissecado na borda da gota, sob o
maior aumento do estéreo-microscópio;
45
3. apoiar lateralmente o animal com estilete para dissecção
(Quadro 12) e utilizar outro estilete para efetuar o corte (Figs.
40A–C);
4. separar o prossomo do urossomo (Fig. 41);
5. separar a perna 5 do urossomo (Fig. 41);
6. tomar o prossomo e separar cada uma das pernas (Fig. 41);
7. dissecar os apêndices cefálicos (Fig. 41);
8. se as peças dissecadas forem grandes o suficiente, transferir
cada uma delas para uma nova lâmina. Em animais muito
pequenos, as peças bucais podem permanecer juntas;
Figs. 40A–C - Posicionamento dosestiletes no processo de dissecção deum copépode harpacticóide.40A
40B 40C
46
9. realizar a montagem de lâminas temporárias (Item 6.3.1) ou
semi-permanentes (Item 6.3.2), dependendo do objetivo do
estudo;
10. identificar adequadamente a lâmina com etiqueta ou caneta
de retro-projetor.
Fig. 41 – Etapas da dissecção de um copépode harpcticóide.
47
QUADRO 12. ESTILETE PARA DISSECÇÃO
Para a dissecção, utilizam-se dois estiletes
confeccionados com alfinetes entomológicos (000) presos
na extremidade de ponteiras descartáveis de micropipeta.
As ponteiras são acopladas a bastões de madeira de
aproximadamente 10 cm (Figs. 42A–B).
Fig. 42A - Material utilizado na confecção de estiletes para dissecçãode copépodes harpacticóides.
Fig. 42B - Detalhe da ponteira de micropipeta e alfinetes entomológicos.
42A
42B
48
QUADRO 12 (CONT.)
Pode-se utilizar o alfinete entomológico preso
diretamente ao suporte de alfinetes. O importante é que a
ponta esteja afiada e o alfinete firme o suficiente para
promover os cortes necessários (Fig. 42C).
HUYS & BOXSHALL (1991) confeccionam as pontas
dos estiletes de dissecção com fio de tungstênio (Ø = 0,3
mm) afiado por eletrólise. Um pedaço de fio de 20 mm é
imerso em solução saturada de hidróxido de sódio ou
potássio com eletrodo conectado a fonte de 6 V
(iluminação de estéreo microscópio) (Figs. 43A–C).
Fig. 42C - Estilete de metal utilizado na dissecção de copépodesharpacticóides.
42C
49
Figs. 43 - Aparato utilizado para afilar as pontas de tungstênio dosestiletes de dissecção. A - Vista geral. B - Vista lateral, mostrando aposição dos eletrodos e do estilete. C - Detalhe do suporte para estiletee da disposição dos eletrodos.
43A
43C
43B
QUADRO 12 (CONT.)
50
6.3. MONTAGEM DE LÂMINAS
6.3.1. MONTAGEM TEMPORÁRIA
Procedimento recomendado nos casos em que não há
necessidade da preservação do material em lâmina por longo
período de tempo.
Esse tipo de montagem pode ser utilizado como forma de
verificar se um grupo de espécimes pertence a uma mesma espécie.
Vários animais podem ser montados na mesma lâmina para
observação sob microscópio óptico. Após a análise é possível
retornar os indivíduos para seus recipientes de estocagem.
Às vezes a montagem temporária do animal inteiro é
suficiente para identificação de família ou gênero e até espécie,
se a fauna da região estudada for bem conhecida (HUYS et
al.,1996).
HUYS & BOXSHALL (1991) recomendam cuidado ao
montar lâminas, sejam elas temporárias ou semi-permanentes,
para que o material não receba pressão em demasia. Isso
acarretaria a perda da forma e configuração natural do corpo e
segmentos, o que poderia levar a interpretações errôneas sobre
a morfologia do animal observado.
PROCEDIMENTO:
1. colocar uma pequena gota de glicerina no centro da lâmina
histológica (Quadro 13) (Fig. 44);
51
2. com a ponta de um estilete, depositar o material no centro da
gota (Figs. 45A–B);
Fig. 44 - Depósito de gota de glicerina no centro de lâmina histológica.
Fig. 45A - Transferência de material para o centro da gota, com auxílio de estilete.
Fig. 45B - A seta indica material na gota de glicerina.
44
45A
45B
52
3. colocar um fragmento de lamínula para apoiar a borda da
lamínula (Quadro 14) de cobertura ou um anel plástico (Quadro
15), evitando que o material seja esmagado e possibilitando a
sua manipulação (Figs. 46A–B). A altura do calço deve variar de
acordo com a espessura do animal a ser examinado;
4. encostar uma das bordas da lamínula da preparação na região
seca da lâmina e descer cuidadosamente a borda oposta sobre
o material (Figs. 47A–C). É importante que não se formem bolhas
de ar na montagem;
Figs. 46A - Colocação de fragmento de lamínula para servir de suporte paraa lamínula da preparação. 46B - Detalhe.
46A
46B
53
5. sob um estéreo-microscópio, o observador poderá movimentar
a lamínula da preparação com seus dedos ou através de toques
leves com um estilete de forma orientar o material e obter a
melhor visualização possível do animal interio ou de algum
detalhe de sua morfologia;
6. etiquetar a lâmina com dados que permitam a identificação
do material (referência do morfotipo, sexo, procedência etc.)
(Fig. 48).
Figs. 47A–B - Colocação da lamínula da preparação. Fig. 47C - Montagemconcluída.
47C
47A 47B
54
QUADRO 13. LÂMINA DE VIDRO
Recomenda-se a utilização de lâminas histológicas
com tamanho padrão de 75 X 25 mm e espessura variando
0,8–1,1 mm (Fig. 49).
Fig. 48 – Exemplo de identificação da preparação.
Fig. 49 - Lâminas de vidro utilizadas em montagens temporárias ousemi-permanentes.
48
49
55
QUADRO 14. LAMÍNULA
Normalmente utilizam-se lamínulas quadradas ou
redondas No 1, 1/2 ou 0. O tamanho da lamínula pode
variar de acordo com o material a ser montado. Para
animais inteiros, 20 X 20 ou 18 X 18 mm; para peças
dissecadas, 15 X 15 mm (Fig. 50).
QUADRO 15. ANEL PLÁSTICO
Esse tipo de calço pode ser
encontrado em papelarias como
reforço de folhas de fichário (Fig. 51).
Deve-se colar o anel plástico no meio
da lâmina (Fig. 52), e repetir o
procedimento de montagem de
lâmina temporária. A altura do calço
pode ser ajustada de acordo com a
espessura do animal a ser examinado,
colocando-se um anel sobre o já
colado sobre a lâmina (Fig. 53).
Fig. 51 - Anel plástico autoadesivo. Fig. 52 - Colocação de anel plásticopara servir de suporte para a lamínula da preparação. Fig. 53 -Sobreposição de anéis para ajuste da altura do calço.
Fig. 50 - Diferentes tipos de lamínulas quepodem ser util izadas em montagenstemporárias ou semi-permanentes. 50
51
52
53
56
6.3.2. MONTAGEM SEMI-PERMANENTE
A identificação do material ao nível de espécie pode ser
realizada através de uma montagem temporária das peças
dissecadas e sua observação detalhada. Entretanto, no caso de
espécies raras, novas ou já conhecidas mas descritas de forma
incompleta, é necessária a montagem de lâminas semi-
permanentes.
Esse processo possibilita o estudo do material por um
período de tempo prolongado, permitindo uma observação mais
detalhada e o desenho das partes taxonomicamente importantes
do animal.
A montagem semi-permanente propicia uma melhor
preservação dos espécimes montados nas lâminas para depósito
em instituições ou coleção de referência do próprio pesquisador.
PROCEDIMENTO:
As etapas de 1 a 4 são as mesmas sugeridas para a
preparação de montagens temporárias. No caso de se optar
por utilizar gelatina glicerinada como meio, ver procedimento
recomendado no Quadro 16.
1. colocar uma pequena gota de meio de montagem (Quadro
16) no centro de lâmina histológica e depositar o material com
auxílio de um estilete;
2. colocar calço e cobrir com lamínula;
57
3. com o auxílio do estéreo-microscópio, orientar o material de
forma a obter a melhor visualização;
OBS: O urossomo deve ser posicionado com a face ventral
voltada para o observador e as pernas com a face anterior;
4. etiquetar a preparação;
5. observar o material sob microscópio óptico e com auxílio de
charriot graduado (Figs. 54A–B), localizar as partes dissecadas,
anotando as coordenadas (Tabela 3);
Fig. 54A - Charriot graduado.
Fig. 54B - Detalhe das marcações das coordenadas do charriot graduado.
54A
54B
58
6. quando não houver mais a necessidade da movimentação
do material para observação ou desenho, retirar lenta e
cuidadosamente o calço de fragmento de lamínula (Figs. 55A–B).
Se o material for muito espesso e correr risco de esmagamento,
manter o calço empurrando-o para debaixo da lamínula (Figs.
55C–D);
7. encostar um pedaço de papel de filtro nas bordas da lamínula
quando houver necessidade de remoção de excesso do meio de
montagem (Figs. 56A–B);
8. guardar as lâminas em laminário (Quadro 17), na posição
horizontal até que o meio se estabilize;
Figs. 55A–B - Retirada do calço da lamínula.
Figs. 55C–D - Manutenção do calço, empurrando-o sob a lamínula decobertura.
55A 55B
55C 55D
59
9. selar com esmalte de unha incolor (Figs. 57A–B).
Figs. 56A–B - Retirada do excesso de meio de montagem utilizando-se tirasde papel de filtro.
Figs. 57A–B - Selagem de lâmina semi-permanente com esmalte de unhaincolor.
56A
56B
57A 57B
60
QUADRO 16. MEIOS DE MONTAGEM
Vários meios podem ser utilizados para a montagem
de lâminas semi-permanentes. Os mais comuns são:
Glicerina
Fornece bom contraste para observação ao
microscópio óptico. Por ser líquido e se manter estável por
longo período de tempo, possibilita a manipulação e re-
orientação do material montado.
Em locais quentes e úmidos, recomenda-se a adição
de formalina 1% para impedir o aparecimento de fungos
e bactérias.
Cuidado – pode atrair formigas e outros insetos.
CMC®
Pode ser comprado pronto ou preparado em
laboratório (REID, 2000). Está disponível em diferentes
graus de viscosidade (CMC-9 pouco viscoso, CMC-10
muito viscoso) e com ou sem a adição de corante.
O meio começa a ficar muito viscoso 5–10 minutos
após ser depositado na lâmina, portanto é recomendável
uma rápida dissecção do material no próprio CMC ou a
montagem de peças já dissecadas.
61
QUADRO 16 (CONT.)
Caso o meio se retraia alguns dias após a montagem
da lâmina, preencher o espaço com mais CMC, esperar
secar e selar.
Lactofenol
Recomendado por HUYS & BOXSHALL (1991) para
a montagem de espécimes-tipo para coleção, por se
manter estável indefinidamente e não produzir clareamento
excessivo do material.
Receita – REID (2000)
Ingredientes:
• 30 ml de cristais de fenol derretidos
• 10 ml de ácido láctico
• 20 ml de glicerina
• 10 ml de água destilada
Preparo:
1. colocar todos os ingredientes em um recipiente
de vidro;
2. misturar com um bastão de vidro;
3. armazenar em frasco hermeticamente fechado.
62
QUADRO 16 (CONT.)
Gelatina glicerinada
Meio bastante utilizado, promove um clareamento
suave do material e com a adição do fenol, não há
desenvolvimento de fungos e bactérias.
Receita - MORHOLT et al. (1966)
Ingredientes:
• 10g de gelatina em folha de boa qualidade
• 60ml de água destilada
• 70ml de glicerina pura a 30o C
• 1g de fenol concentrado
Preparo:
1. cortar a gelatina em pequenos pedaços e deixar
de molho em água destilada por 2 horas;
2. derreter a gelatina em banho-maria (40 oC);
3. adicionar a glicerina e o fenol e misturar com
um bastão de vidro;
4. transferir a gelatina para dois frascos enquanto
a mistura ainda estiver liqüefeita. Utilizar um frasco
grande para solução estoque e um pequeno para
solução de uso imediato. Isso evita o constante re-
aquecimento de toda a mistura.
63
QUADRO 16 (CONT.)
Procedimento:
• colocar a solução para uso imediato de gelatina
glicerinada em banho-maria para liqüefação do
meio;
• como esse meio passa do estado líquido para
sólido em curto período de tempo, não é
recomendável proceder a dissecção em gelatina.
É preferível dissecar o material em glicerina e
transportar as peças para o meio final;
• para re-orientar o material, aquecer a lâmina em
placa quente à 40 oC e deslizar a lamínula com
cuidado até atingir a posição adequada;
• caso haja excesso de meio de montagem, esperar
que ele se solidifique e cortar com lâmina de bisturi
ou gilete;
• estocar em local fresco e não aproximar as lâminas
de lâmpadas e outras fontes de calor que possam
liqüefazer o meio.
64
QUADRO 17. LAMINÁRIO
Caixa para guardar lâminas
montadas com material de estudo
(Fig. 58). Podem guardar as
lâminas recém montadas na
posição horizontal por curto
período de tempo ou lâminas semi-
permanentes já estudadas.
7. IDENTIFICAÇÃO
A ordem Harpacticoida possui cerca de 3000 espécies
marinhas distribuídas em 460 gêneros e 50 famílias (HUYS et
al.,1996; BODIN, 1997). Entretanto, acredita-se que muitas
espécies ainda estão por serem descobertas.
Para que seja possível a correta identificação de espécies,
é necessário reconhecer a morfologia geral dos copépodes
harpacticóides e dominar a terminologia utilizada nas chaves de
identificação. Uma proposta de padronização da nomenclatura
morfológica atual do grupo pode ser encontrada em HUYS &
BOXSHALL (1991).
Segundo WELLS (1988), os caracteres normalmente
utilizados para identificação de copépodes harpacticóides são
Fig. 58 - Diferentes tipos de laminários. 58
65
todos externos, e na maioria das vezes, de fácil visualização ao
se observar, ao microscópio óptico, a superfície do corpo, as
antênulas, as antenas, os maxilípedes, as pernas1–5 e os ramos
caudais do animal.
WELLS (1976), COULL (1977), HUYS & BOXSHALL (1991),
HUYS et al. (1996) e DUSSART & DEFAYE (2001) ilustraram os
caracteres taxonomicamente importantes para o estudo do grupo.
Chaves de identificação pictóricas, como as de HUYS et al.
(1996), possibilitam o rápido reconhecimento desses caracteres,
facilitando em muito o trabalho de identificação.
Outras obras fundamentais para o estudo taxonômico dos
copépodes harpacticóides são as de SARS (1911, 1921), LANG
(1948, 1965), WELLS (1978, 1979, 1981, 1983, 1985) e
BOXSHALL & HALSEY (2004).
PROCEDIMENTO:
1. proceder a montagem temporária de um indivíduo inteiro,
preferencialmente uma fêmea (Item 6.3.1);
2. observar o material sob microscópio óptico (Quadro 18), de
preferência utilizando recursos de contraste de fase e/ou
interferência diferencial;
3. anotar as observações (Tabela 3) e/ou utilizar chave de
identificação;
4. caso a identificação não tenha sido conclusiva, dissecar o
animal (Item 6.2);
5. montar as peças em lâminas temporárias (Item 6.3.1);
66
6. observar o material sob microscópio óptico;
7. anotar as características de cada peça dissecada (Tabela 3)
e/ou utilizar chaves de identificação;
8. anotar a identificação do animal (Tabela 3);
9. retornar o espécime para o frasco ou fazer preparação semi-
permanente.
QUADRO 18. MICROSCÓPIO ÓPTICO(WESTHEIDE & PURSCHKE,1988)
Para análises-padrão, recomenda-se a utilização de
um microscópio que possua objetiva com aumento de
100X e imersão.
Como a maioria dos animais a ser estudada passa
pelo processo de clareamento, devem ser utilizadas
técnicas especiais de iluminação para evidenciar diferentes
estruturas.
Os recursos mais comuns são:
• contraste de fase - a imagem fica mais clara ou escura
destacando-se do fundo. Ideal para a observação de
pequenos detalhes como fileiras de espínulos, cerdas e
plumosidades (Figs. 59A–B);
• contraste de interferência diferencial - a polarização da
luz produz imagens tridimensionais, o que possibilita a
67
observação de detalhes em relevo na superfície do material.
Como a imagem fica livre de halos luminosos e parece
receber iluminação oblíqua, é o recurso mais adequado
para obtenção de fotomicrografias (Figs. 60A–B).
Bons resultados têm sido obtidos com microscópio de
varredura laser confocal (BUNDY & PAFFENHÖFER, 1993;
GALASSI et al., 1998; CAROTENUTO, 1999; BUTTINO et
al., 2003; KLAUS & SCHAWAROCH, 2006 e MICHELS, 2007).
Fig. 60A - Imagem fornecida por microscópio óptico com iluminaçãoconvencional. Fig. 60B - Imagem obtida utilizando-se recurso decontraste de interferência diferencial.
Fig. 59A - Imagem obtida ao microscópio óptico com iluminaçãoconvencional. Fig. 59B - Imagem obtida utilizando-se recurso decontraste de fase.
59B59A
60B60A
68
7.1. TÁXON NOVO
PROCEDIMENTO:
1. proceder a montagem temporária (Item 6.3.1) de indivíduos
adultos de cada sexo;
2. observar o material ao microscópio óptico com câmara clara
(Quadro 19) acoplada;
3. tomar medidas (Quadro 20) do comprimento total, do
prossomo e do urossomo;
4. desenhar o animal inteiro (Item 7.1.1);
5. caso o microscópio tenha recurso fotográfico, tirar
fotomicrografias (Quadro 21);
6. dissecar os animais (Item 6.2);
7. montar as peças em preparações semi-permanentes (Item
6.3.2);
8. desenhar as peças (Item 7.1.1) e, se necessário, tirar
fotomicrografias;
9. descrever e designar o novo táxon (Quadro 22);
10. depositar o material (Quadro 23) em museus
(preferencialmente) ou instituições de pesquisa.
69
QUADRO 19. CÂMARA CLARA
Dispositivo de desenho que permite a representação
do material observado ao microscópio (Figs. 61A–B).
Composto por prisma e espelho acoplados em um braço
extensível (Fig. 61C), a câmara clara projeta o objeto
observado sobre o papel, fornecendo uma visão do
conjunto e possibilitando o desenho (Fig. 61D).
Figs. 61A–B - Microscópio óptico com câmara clara acoplada (seta).Fig. 61C - Detalhe do braço extensível da câmara clara. Fig. 61D -Imagem do espécime projetada sobre o papel.
61B61A
61D61C
70
QUADRO 20. TOMADA DE MEDIDAS
A técnica mais simples é comparar o material
diretamente com a escala.
• Desenhar o animal inteiro ou peças dissecadas (Figs.
62A–C).
• Sem modificar os ajustes do microscópio, colocar lâmina
com gradícula (pequena régua) e focar (Fig. 63A–C).
Figs. 62A–C - Desenho de material com auxílio de câmara clara.
Fig. 63A - Lâmina micrométrica.Fig. 63B - Detalhe da regiãocentral da lâmina, com grademicrométrica. Fig. 63C - Réguamicrométrica vista ao microscópioóptico, aumento de 10X.
62B62A 62C
63B63A
63C
71
QUADRO 20 (CONT.)
• Traçar a escala ao lado do desenho (Figs. 64A–D).
Alguns microscópios possuem oculares com retículo
micrométrico, o que facilita a tomada das medidas do
material.
Figs. 64A–D - Colocação de escala em desenho realizado com auxíliode câmara clara.
64A 64B
64C
64D
72
QUADRO 20 (CONT.)
Para medir o comprimento total do animal ou de
diferentes tagmas (cefalotórax, prossomo e urossomo) utilizando
a câmara clara, proceder como indicado nas Figs. 65:
Fig. 65A - Traçar linha querepresente o comprimento total doanimal.
Fig. 65B - Delimitar o comprimentodo prossomo e do urossomo.
Fig. 65C - Substituir a lâminacontendo o espécime, pela lâminacom régua micrométrica, semmodificar os ajustes domicroscópio, colocar a gradícula.
Fig. 65D - Traçar a barra de escala.
Fig. 65E - Anotar o valor da barrade escala.
Figs. 65A–E - Medição do comprimento total do corpo, do prossomoe do urossomo de copépodes harpacticóides.
65A 65B
65C
65D 65E
73
QUADRO 21. FOTOMICROGRAFIAS
As fotomicrografias são obtidas quando o estéreo-
microscópio ou o microscópio óptico possuem recursos
fotográficos acoplados que possibilitam o registro acurado
da imagem para futuras referências.
Apesar de ser uma forma interessante de mostrar
detalhes taxonômicos, a impossibilidade de retratar o
aspecto tridimensional do animal ou de um apêndice em
particular faz com que fotografias não sejam capazes de
substituir os desenhos na descrição de espécies.
Atualmente utilizam-se câmeras digitais como
recurso de captura de imagens. Esse processo de
digitalização da imagem tem demonstrado vantagens em
termos de obtenção de melhor resolução e fidelidade de
cores quando se trabalha com pouca intensidade luminosa
(maiores aumentos do microscópio).
Outra vantagem das imagens digitalizadas é a maior
flexibilidade na manipulação e armazenamento de dados
com economia de tempo, esforços e custos para a
realização de ilustrações adequadas.
Recursos como o microscópio confocal também
possibilitam uma imagem mais acurada, já que apresenta
um melhor contraste que o microscópio convencional, sendo
possível a reconstrução tri-dimensional do volume do material
pela sobreposição de finas camadas seriadas, tomadas ao
longo de seu eixo vertical (SEMWOGERERE & WEEKS, 2005).
74
QUADRO 22. DESCRIÇÃO E DESIGNAÇÃO DENOVO TÁXON
A descrição de um novo táxon deve auxiliar outros
pesquisadores que tenham interesse no grupo, fornecendo
o máximo de informações possíveis sobre os caracteres
observados. Os tipos devem ser descritos e designados de
acordo com as regras do Código Internacional de
Nomenclatura Zoológica (ICZN,1999).
Maiores informações sobre descrições taxonômicas
podem ser encontradas em MAYR (1969), HULINGS &
GRAY (1971), PAPAVERO (1994) e DUSSART & DEFAYE
(2001). Consultar a literatura disponível sobre o grupo
estudado também é de grande auxílio na elaboração da
descrição de um novo táxon.
QUADRO 23. DEPÓSITO DE MATERIAL
Lotes de espécimes identificados, sejam eles
constituídos de tipos de um novo táxon descrito ou de
material – testemunho, devem ser depositados em um museu
ou instituição que disponha de coleção com curadoria.
O material pode estar montado em lâmina semi-
permanente ou em via úmida, de preferência álcool a 70%.
Espécimes inteiros em via úmida, quando mantidos
75
QUADRO 23 (CONT.)
adequadamente, se preservam por tempo indefinido. O
material montado em lâminas semi-permanentes, por
melhor que seja a manutenção, tendem a se deteriorar
com o passar dos anos.
Espécimes inteiros preservados em álcool etanol a 70%
com 1% de glicerina devem ser colocados em pequenos tubos
de vidro fechados com algodão e imersos invertidamente
em álcool dentro de um tubo maior, também fechado com
um tufo de algodão. A etiqueta do conjunto de tubos deve
ser colocada dentro do frasco maior com tampa e batoque,
de modo a evitar contato com o material e possível dano dos
espécimes a serem depositados (Figs. 66A–B).
Os frascos contendo os animais devem ser checados
periodicamente para que não ocorram a evaporação total do
álcool e conseqüente deterioração do material (REID, 2000).
Número de catálogos ou de identificação devem
ser incluídos nas descrições, tornando o material disponível
para qualquer outro pesquisador interessado.
Figs. 66A–B - Frasco contendo animais inteiros a serem depositadosem instituto de pesquisa.
66A 66B
76
7.1.1. DESENHO DO MATERIAL
Artigos de taxonomia requerem ilustrações de vistas totais
dos animais e detalhes de sua morfologia que auxiliem o
entendimento do texto descritivo.
PROCEDIMENTO:
1. utilizar microscópio óptico com câmara clara acoplada;
2. desenhar o animal inteiro utilizando-se objetiva adequada
para mostrar detalhes de interesse taxonômico. Peças dissecadas
devem ser examinadas com objetivas de maior aumento e/ou
imersão;
3. utilizar lápis com grafite macio e folha sulfite A3 ou A4,
dependendo do tamanho do desenho;
4. anotar na folha a legenda de cada desenho: No de
identificação ou nome da espécie; sexo; peça desenhada
(ex: maxila, hábito, P5,...); orientação da peça (ex: ventral,
anterior, ...); aumento da objetiva; data do desenho; escala do
desenho e qualquer outra informação pertinente (Fig. 67);
5. utilizar ficha para controle dos desenhos (Tabela 4);
6. montar pranchas (Quadro 24) das ilustrações;
7. cobrir as pranchas com papel vegetal e copiar os desenhos a
nanquim (Quadro 25);
77
8. colocar legenda e barra de escala na prancha final
manualmente (transfer gráfico) ou “escanear” a prancha em
vegetal e adicionar legenda e escala utilizando programa de
computador para tratamento de imagem (Quadro 26).
9. fotocopiar a prancha a nanquim reduzindo para formato
especificado nas Instruções aos Autores fornecidas pelo periódico
escolhido para a publicação do artigo.
Fig. 67 - Desenho de uma perna de copépode harpacticóide, feito aomicroscópio óptico com auxílio de câmara clara mostrando as legendasexplicativas.
67
78
Tabela 4. Ficha de controle de desenho em que são listadas as estruturas aserem utilizadas para ilustrar as publicações taxonômicas de copépodesharpacticóides.
Hábito
Urossomo
Ramo caudal
Perna
Labrum
Lábio
Paragnatas
Mandíbula
Maxila
Maxílula
Maxilípede
Antênula
Antena
Dorsal
Ventral
Dorsal Opérculo anal
Ventral P5
Complexo genital
Dorsal
Lateral
Ventral
1
2
3
4
5
6
Dorsal
Lateral
Ventral Formato c/ rostro
Explodido
CONTROLE DOS DESENHOS
Código:________ Família:________
Gênero:________ Espécie:________
Fêmea Macho
79
QUADRO 24. PRANCHAS
Reduzir ou ampliar os desenhos a lápis feitos com a
câmara clara, através de xerox ou scanner. Considerar o
tamanho final ao qual a prancha deverá ser reduzida para
que as figuras não percam a clareza (Fig. 68).
Fig. 68 - Prancha de tamanho A3, montada com recortes de desenhosampliados.
68
80
QUADRO 24 (CONT.)
Recortar as figuras e montar os recortes em papel
sulfite A3. As figuras devem ficar dispostas de forma
harmônica, da direita para esquerda, da margem superior
para a inferior, e ordenadas segundo a ordem em que
são mencionadas no texto descritivo.
Ao se preparar pranchas deve-se deixar margens
superior, esquerda e direita de cerca de 2 cm. A margem
inferior deve ser mais ampla para permitir a inserção da
legenda da figura.
QUADRO 25. DESENHOS A NANQUIM
Material (Fig. 69)
• Papel vegetal de boa qualidade (83g ou mais)
• Canetas especiais para desenho a nanquim (nacionais
ou importadas) com espessura do traço de 0,1; 0,2 e
0,3 mm
• Tinta nanquim de boa qualidade
• Régua
• Borracha para apagar nanquim
• Estilete ou lâmina de barbear, para raspar eventuais erros
no desenho
81
QUADRO 25 (CONT.)
Procedimento:
• não sobrepor grande número de estruturas, isso dificulta
a compreensão da peça desenhada;
• começar a cobrir os desenhos com tinta nanquim pelas
estruturas superiores;
• utilizar caneta de traço de 0,1mm para representar
estruturas delicadas como cerdas e espinhos, 0,2mm para
linhas internas e 0,3mm para estruturas mais robustas e
linhas externas (Fig. 70);
• usar a linha pontilhada ou tracejada para representar
estruturas que estão em plano inferior àquele desenhado
(Fig. 70);
Fig. 69 - Material utilizado na elaboração de desenhos a nanquim.
69
82
QUADRO 25 (CONT.)
Fig. 70 - Desenho a nanquim.
a – Estruturas representadas com traço de espessura 0,1 mm.
b – Linha interna representada com traço de espessura 0,2 mm.
c – Linha externa representada com traço de espessura 0,3 mm.
d – Linha pontilhada representando estruturas que estão em planoinferior àquele desenhado.
O – Evidencia áreas de sobreposição. Note que as linhas sãointerrompidas antes de se tocarem, dando uma melhor percepção detridimensionalidade da peça.
70
a
b
dc
83
QUADRO 25 (CONT.)
• em áreas de sobreposição de traços, aqueles que
representam estruturas em planos inferiores devem ser
interrompidos antes de tocar os traços representando
estruturas em plano superior. Isto dará uma visão adequada
da tridimensionalidade da peça (Fig. 70).
QUADRO 26. SOFTWARE PARA TRATAMENTO
DE IMAGEM
Embora muitos autores ainda usem o método
tradicional de produzir desenhos a nanquim a partir dos
originais a lápis, programas de computação têm sido cada
vez mais utilizados na captura, processamento e
armazenamento de imagens e nas diferentes etapas de
produção de ilustrações científicas (BOUCK & THISTLE,
1998).
Alguns desses programas são o Corel Photo-Paint®,
o Corel Draw®, o Adobe Illustrator® e o Adobe Photoshop®.
84
DICAS DE DESENHO
É importante que os desenhos sejam precisos, agradáveis
e de fácil compreensão para o observador. Para isso deve-se:
• utilizar lápis ou lapiseira com grafite B, 2B ou 3B e borracha
macia especial para desenho (Fig. 71);
• desenhar somente a região central do campo de visão;
• para facilitar o desenho, pode-se prender a folha à bancada
de trabalho à medida que se for mudando a área desenhada,
deslocar a folha para que a imagem a ser desenhada, volte a
região central do campo de visão;
• começar com um esboço e depois compor o desenho traçando
linhas claras e bem definidas (Figs. 72A–B);
Fig. 72 - Etapas da elaboração do desenho a lápis. A - Esboço com linhasfracas. B - Desenho final com linhas bem definidas.
Fig. 71- Material utilizado para a realização de desenhos a lápis.
71
72A 72B
85
• fazer desenhos grandes, em que os detalhes estruturais sejam
visualizados com clareza (Fig. 73A). Caso isso não seja possível,
optar por fazer desenhos dos detalhes em separado ou
desmembrar o próprio desenho em várias partes (Fig. 73B);
Fig. 73A - Desenho em grande escala, realizado em três folhas de sulfite A3emendadas.
73A
86
Fig. 73B - Desenho desmembrado, que permite a observação detalhada decada uma das partes que compõem a peça desenhada.
73B
87
• desenhar somente o que está enxergando claramente e utilizar
os diferentes planos focais de seu microscópio para dar uma
visão tridimensional ao desenho;
• sempre colocar escalas para que se saiba o tamanho exato da
peça representada.
8. CONSIDERAÇÕES FINAIS
Os materiais, técnicas e procedimentos em laboratório aqui
apresentados enfatizam a obtenção de copépodes harpacticóides
fixados para estudo de sua morfologia externa e identificação
em diferentes níveis. Mas são também bastante úteis no estudo
de outros copépodes de vida livre (como os calanóides e
ciclopóides), primordialmente, ou mesmo grupos de copépodes
associados.
Igualmente, a parte inicial pode ser empregada para
estudos gerais da meiofauna, seja ela de ambientes marinhos,
água doce ou de transição, como manguezais e diferentes
hábitats semi-terrestres.
É preciso ter-se em mente que ajustes na metodologia de
trabalho são quase sempre necessários e dependem muito do
empenho e da criatividade do usuário para determinar tempos
e quantidades.
88
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Black, A. R. & Dodson, S. I., 2003. Ethanol: a better preservation
technique for Daphnia. Limnology and Oceanography: Methods,
1:45–50
Bodin, P., 1997. Catalogue of the new marine Harpacticoid
Copepods. I’Institut Royal des Sciences Naturelles de Belgique,
Bruxelles. 304p.
Bouck, L. & Thistle, D., 1998. A computer-assisted method for
producing illustrations for taxonomic descriptions. Vie et Milieu,
49(2/3):101–105.
Boxshall, G.A. & Halsey, S.H., 2004. An introduction to copepod
diversity. The Ray Society, London. 966 p.
Bundy M. H. & Paffenhöfer, G.-A., 1993. Innervation of copepod
antennules investigated using laser scanning confocal microscopy.
Marine Ecolology Progress Series, 102:1–14
Buttino, I., Ianora, A., Carotenuto, Y., Zupo, V. & Miralto, A.,
2003. Use of the confocal laser scanning microscope in studies
on the developmental biology of marine crustaceans. Microscopy
Research and Technique, 60:458–464.
Carotenuto, Y., 1999. Morphological analysis of larval stages
of Temora styl i fera (Copepoda, Calanoida) from the
Mediterranean Sea. Journal of Plankton Research, 21:1613–
1632.
Coull, B. C., 1977. Marine flora and fauna of the Northeastern
United States. Copepoda: Harpacticoida. NOAA Technical Report.
NMSF, 399:1–47.
89
Dussart, B. H. & Defay, D., 2001. Introduction to the Copepoda.
Backhuys Publishers, Leiden. 344 p.
Galassi, D. M. P., De Laurentiis, P. & Giammatteo, M., 1998.
Integumental morphology in copepods: Assessment by confocal
laser scanning microscopy (CLSM) (Crustacea, Copepoda).
Fragmenta Entomologyca, 30:79–92.
Giere, O., 1993. Meiobenthology: The Microscopic Fauna in
Aquatic Sediments. Spring – Verlag, Berlin. 328 p.
Hamond, R., 1969. Methods of studying the copepods. Journal
of the Quekett Microscopical Club, 31:137–149.
Hicks, G. R. F. & Coull, B. C., 1983. The ecology of marine
meiobenthic harpacticoid copepods. Oceanography and Marine
Biology, 21:67–175.
Hulings, N. C. & Gray, J. S., 1971. A manual for the study of
meiofauna. Smithsonian Contributions to Zoology, 76:1–205.
Humes, A. G. & Gooding, R. U., 1964. A method for studying
the external anatomy of copepods. Crustaceana, 6:238–240.
Huys, R. & Boxshall, G. A., 1991. Copepod Evolution. Ray Society,
London. 468p.
Huys, R.; Gee, J. M.; Moore, C. G. & Hamond, R., 1996. Marine
and brackish water - Harpacticoid copepods – Part 1. Synopses
of the British Fauna. 51:1–352.
International Commission on Zoological Nomenclature (ICNZ), 1999.
International Code of Zoological Nomenclature. ICNZ, London.
Kihara, T. C., 2003. Meiofauna marinha brasileira: considerações
sobre o estudo dos copépodes harpacticóides. Acta Científica –
Biologia e saúde, 5(2): 71–77.
90
Klaus, A. V. & Schawaroch, V., 2006. Novel methodology utilizing
confocal laser scanning microscopy for systematic analysis in
arthropods (Insecta). Integrative and Comparative Biology,
46:207–214.
Lang K., 1965. Copepoda Harpacticoidea from the Californian
Pacific coast. Kungliga Svenska Ventenskapsakademiens
Handlingar, Fjärde Serien, 10(2):1–566.
Lang, K., 1944. Monographie der Harpacticiden (Vorläuige
Mitteilung). Almqvist & Wiksell, Uppsala. 39p.
Lang, K., 1948. Monographie der Harpacticiden. Håkan
Olosson’s Bøktryckeri, Lund. 1682p.
Mayr, E., 1969. Principles of Systematic Zoology. MacGraw-Hill,
New York. 428 p.
Michels, J., 2007. Confocal laser scanning microscopy: using
cuticular autofluorescence for high resolution morphological
imaging in small crustaceans. Journal of Microscopy, 227(1):1–7.
Morholt, E.; Brandwein P. F. & Joseph A., 1966. A Sourcebook
for the Biological Sciences. Harcourt, Brace & World, Inc., New
York. 813p.
Morton, J. E., 1950. Collecting and Preserving Zoological
Specimens. Tuatara: Journal of the Biological Society,
3(3):104–114.
Papavero, N., 1994. Fundamentos Práticos de Taxonomia
Zoológica. Ed. UNESP, São Paulo. 285 p.
Pfannkuche, O. & Thiel, H., 1988. Sample Processing. In: Higgins,
R. P. & Thiel, H. (eds). Introduction to the Study of Meiofauna.
Smithsonian Institution Press, Washington. 134–160.
91
Reid, J., 2000. Techniques in processing copepods for taxonomic
study. Disponível em: <http:www.nmnh.si.edu/iz/copepod/
techniques.htm>. Acessado em 04 de agosto de 2002.
Sars, G. O., 1911. An Account of the Crustacea of Norway. Volume
5. Copepoda, Harpacticoida. Bergen Museum, Bergen. 121p.
Sars, G. O., 1921. An Account of the Crustacea of Norway. Volume
7. Copepoda, supplement. Bergen Museum, Bergen. 121p.
Semwogerere, D. & Weeks, E. R., 2005. Confocal microscopy.
In: Wnek, G. & Bowlin, G. (eds.). Encyclopedia of Biomaterials
and Biomedical Engineering. Taylor & Francis, London.
Steedman, H. F., 1976. Zooplankton Fixation and Preservation.
UNESCO Press, Paris. 350 p.
Swedmark, B., 1964. The interstitial fauna of marine sand.
Biological Reviews, 39:1–42.
Thatcher, V. E., 1987. Hope for HYP. Monoculus Copepod
Newsletter, 15:20–23.
Vernberg, W. B. & Coull, B. C., 1981. Meiofauna. In: Vernberg,
F. J. & Vernberg, W. B. (eds). Functional Adaptations of Marine
Organisms. Academic Press, New York. 147–177.
Warwick, R. M., 1984. Species size distributions in marine benthic
communities. Oecologia, 61:32–41.
Wells J. B. J., 1988. Copepoda. In: Higgins, R. P. & Thiel, H.
(eds.). Introduction to the Study of Meiofauna. Smithsonian
Institution Press, Washington. 380–388.
Wells, J. B. J., 1976. Key to Aid in the identification of Marine
Harpacticoid Copepods. University of Aberdeen, Aberdeen.
225 p.
92
Wells, J. B. J., 1978. Key to Aid in the identification of Marine
Harpacticoid Copepods. Zoology Publications from Victoria
University of Wellington, 70:1–11.
Wells, J. B. J., 1979. Key to Aid in the identification of Marine
Harpacticoid Copepods. Zoology Publications from Victoria
University of Wellington, 73:1–8.
Wells, J. B. J., 1981. Key to Aid in the identification of Marine
Harpacticoid Copepods. Zoology Publications from Victoria
University of Wellington, 75:1–13.
Wells, J. B. J., 1983. Key to Aid in the identification of Marine
Harpacticoid Copepods. Zoology Publications from Victoria
University of Wellington, 77:1–9.
Wells, J. B. J., 1985. Key to Aid in the identification of Marine
Harpacticoid Copepods. Zoology Publications from Victoria
University of Wellington, 80:1–19.
Westheide, W. & Purschke, G., 1988. Organism Processing. In:
Higgins, R. P. & Thiel, H. (eds.). Introduction to the Study of
Meiofauna. Smithsonian Institution Press, Washington. 146–160.
93
10. APÊNDICE - ORDEM HARPACTICOIDA (modificado de
Kihara, 2003)
A ordem Harpacticoida é composta por 50 famílias, com
aproximadamente 460 gêneros e mais de 3000 espécies. Dentre
os copépodes de vida livre, os harpacticóides diferem das demais
ordens por apresentarem organização do corpo podoplea
(posição da articulação prossomo-urossomo entre o 4o e 5o
segmentos pedígeros - pd4 e pd5) (Fig. A–B), antênula com
poucos artículos (Fig. C) (número máximo de artículos nas fêmeas
9, nos machos 14), antena birreme (Fig. D) e perna 5 (Fig. E) de
ambos os sexos com endópodo freqüentemente fundido ao
protópodo, formando um basendópodo (Bsenp).
No grupo, predomina a forma do corpo linear, com o
prossomo (Pr) ligeiramente mais largo que o urossomo (Ur) e
corpo afunilando-se posteriormente (Fig. A). A maioria de seus
representantes é livre-natante e possui tamanho reduzido,
variando de 0,2 a 2,5 mm.
A partir de sua origem epibentônica, os harpacticóides
permaneceram associados ao fundo do mar e invadiram os
habitats adjacentes. Aqueles de fital têm corpo achatado e
estruturas preênseis para fixação em macroalgas e angiospermas
aquáticas. Dentre os poucos representantes planctônicos, estão
as espécies de maior porte, com cerdas alongadas e estruturas
corpóreas que estabilizam a flutuação. Algumas espécies
adentraram a água doce ou são associadas a outros organismos.
Atualmente, os harpacticóides representam o grupo dominante
entre os copépodes da meiofauna marinha.
94
Intolerantes a condições anaeróbicas, os harpacticóides
encontram-se presentes nas camadas mais oxigenadas do
sedimento. São comuns variações na distribuição das diferentes
espécies ao longo dos eixos horizontal e vertical do substrato, e
flutuações sazonais condicionadas por parâmetros ambientais
e/ou biológicos. Alimentam-se de matéria orgânica, detritos e
pequenos organismos.
Informações sobre a ordem: Hicks & Coull (1983), Huys &
Boxshall (1991), Huys et al. (1996), Boxshall & Halsey, 2004.
95
96
Esta obra foi composta pela EditoraAsterisco e impressa pela gráfica
Edelbra em abril de 2009
ISBN 978-85-88840-86-7
� asteriscoeditora
Este livro pretende fornecer ao leitor uma idéia geral sobre
as técnicas empregadas no estudo taxonômico dos copépodes
harpacticóides da meiofauna marinha, padronizando a
metodologia a ser utilizada por iniciantes e servindo de guia de
referência rápida e consulta para pesquisadores que já
trabalhem nessa área.
Privilegiou-se o desenvolvimento particular de cada
procedimento, fornecendo técnicas e instruções específicas em
quadros explicativos e ilustrações que facilitem o reconhecimento
visual dos procedimentos descritos.
Abordando de forma prática, este manual representa o
básico para que se possa começar o trabalho em laboratório.