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Acompanhamento da Rotina Laboratorial no Laboratório de
Patologia Clínica (LPC) do Hospital Veterinário da UTAD
(LPC-HVUTAD)
Cristiana Saraiva Pinto
Relatório final de Mestrado
2º Ciclo em Biologia Clínica Laboratorial
Orientadoras: Prof.ª Ana Cristina Silvestre Ferreira
Prof.ª Felisbina Luísa Pereira Guedes Queiroga
Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro
Vila Real, 2020
2
As Orientadoras
__________________________________________________________________
Ana Cristina Silvestre Ferreira (Prof.ª Auxiliar Dept. das Ciências Veterinárias)
__________________________________________________________________
Felisbina Luísa Pereira Guedes Queiroga (Prof.ª Associada com Agregação no
Dept. das Ciências Veterinárias)
A aluna
___________________________________________________________
Júri de Apreciação:
Presidente: __________________________________________
1º Vogal: ____________________________________________
Classificação: ____________________________________
Data: ___________________________________________
3
Agradecimentos
Ao Magnífico Reitor da Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro, Professor
Catedrático António Fontainhas Fernandes agradeço o apoio institucional que permitiu a
realização deste estágio.
Às minhas orientadoras, a Professora Doutora Ana Cristina Silvestre Ferreira e a
Professora Doutora Felisbina Luísa Pereira Guedes Queiroga por aceitarem ser minhas
orientadoras de estágio, assumindo o compromisso de me acompanhar nesta etapa, mas
principalmente pela sua disponibilidade e ajuda.
A toda a minha família e amigos, em especial os meus pais por todos os sacrifícios que
fizeram, por me ajudarem a quebrar barreiras, por nunca me deixarem desistir, pelas
palavras de apoio nos momentos mais difíceis, e pela confiança que depositaram em mim
e por acreditarem sempre e fazerem que tudo isto fosse possível.
Um agradecimento especial à Sofia Saraiva por desde sempre, me ter ajudado a ver o lado
positivo de todos os obstáculos que me foram aparecendo, por todo o carinho e paciência
que teve comigo e por ter sido um pilar desde sempre na minha vida, ao Ricardo Rio por
sempre ter acreditado em mim, por todo o suporte, por todos os esforços que fez para me
ajudar e nunca me deixar desistir, não só ao longo deste trabalho mas sempre que era
necessário levantar a cabeça e por último à Susana Gomes por me acompanhar durante
todo o meu percurso académico e por sempre ter sido um grande apoio.
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5
Resumo
A patologia clínica está presente na prevenção, diagnóstico e monitorização da doença e
por essa razão o LPC-HVUTAD desenvolve as suas atividades nas vertentes de
hematologia, bioquímica sérica e bioquímica urinária através do uso de aparelhos
específicos e técnicas manuais.
A determinação e interpretação dos metabolitos no sangue fornece importantes
informações em relação ao estado clínico, metabólico e produtivo de um animal, assim
como na bioquímica urinária onde se obtém informações valiosas sobre o sistema urinário
auxiliando posteriormente no diagnóstico de muitas enfermidades.
Por outro lado, na hematologia o LPC estuda os elementos figurados do sangue, a sua
produção e doenças a eles associados.
De modo a auxiliar outros médicos veterinários na obtenção de um diagnóstico mais
rápido e contribuir como ferramenta de estudo na hematologia veterinária, durante este
estágio foram recolhidas imagens microscópicas através da observação de esfregaços
sanguíneos. Este reportório serviria para a construção de um atlas online de hematologia
veterinária desenvolvendo assim a hematologia nas suas diversas expressões.
Durante este estágio foram recolhidos dados analíticos de forma a ser possível realizar
uma análise estatística tornando o estudo mais completo, pois os resultados laboratoriais
têm de apresentar qualidade seguindo com rigor as três fases que precedem o resultado
analítico final.
Palavras-chave: Patologia, Hematologia, Bioquímica sérica e urinária, Atlas.
Abstract
Clinical pathology is present in the prevention, diagnosis, and monitoring of the disease
and for that reason the LPC-HVUTAD develops its activities in the areas of
haematology, serum biochemistry and urinary biochemistry through the use of specific
devices and manual techniques.
The determination and interpretation of metabolites in the blood provides important
information regarding the clinical, metabolic and productive status of an animal, as well
as in the urinary biochemistry where valuable information about the urinary system is
obtained, helping in the diagnosis of many diseases.
On the other hand, in haematology the LPC studies the figurative elements of blood, its
production and associated diseases.
In order to assist other veterinarians in obtaining a faster diagnosis and to
contribute as a study tool in veterinary haematology, during this stage
microscopic images were collected through the observation of blood smears.
6
This repertoire would serve to build an online atlas of veterinary haematology, thus
developing haematology in its various expressions.
During this stage, analytical data was collected in order to make it possible to carry out
a statistical analysis, making the study more complete, as the laboratory results must be
of high quality, strictly following the three phases that precede the final analytical
result.
Keywords: Patology, Haemotology, Serum and urinary biochemistry, Atlas.
7
8
Índice Capítulo 1 - Caracterização do LPC-HVUTAD .......................................................................... 16
1.1– Fases do estudo laboratorial ............................................................................................ 16
1.2– Colheita, Conservação e Transporte das amostras .......................................................... 19
Capítulo 2 -Bioquímica Sérica .................................................................................................... 20
2.1. – Introdução ..................................................................................................................... 20
2.2 – Caracterização das amostras para Bioquímica Sérica .................................................... 22
2.3. – Parâmetros bioquímicos analisados no LPC-HVUTAD ............................................... 24
2.4 – Aparelhos utilizados no LPC-HVUTAD ....................................................................... 30
2.4.1 – Rx Daytona .............................................................................................................. 30
2.4.2 - Catalyst One (IDEXX) ............................................................................................. 32
Capítulo 3 – Análise de urina ...................................................................................................... 34
3.1 – Introdução ...................................................................................................................... 34
3.2 – Colheita de amostras ...................................................................................................... 35
3.3 – Acondicionamento da amostra .................................................................................... 36
3.4. – Exame Físico ................................................................................................................. 38
3.5 – Exame Químico .............................................................................................................. 40
3.6 – Análise do sedimento ..................................................................................................... 45
Capítulo 4- Coagulação ............................................................................................................... 48
4.1 - Introdução ....................................................................................................................... 48
4.2 - Avaliação do Sistema hemostático no LPC-HVUTAD .................................................. 49
4.3 – Valores normais para canídeos, felino e equino no LPC-HVUTAD ............................. 50
Capítulo 5- Hematologia ............................................................................................................. 51
5.1- Introdução ........................................................................................................................ 51
5.2 – Hemograma .................................................................................................................... 53
5.1.1- Parâmetros analisados no hemograma do Procyte Dx .............................................. 54
5.2 – Hematócrito .................................................................................................................... 57
5.3 – Esfregaço sanguíneo ....................................................................................................... 58
5.3.1 – Técnica da realização do esfregaço sanguíneo ........................................................ 59
5.3.2 – Coloração do esfregaço sanguíneo .......................................................................... 60
5.4 – Observação das lâminas de esfregaço sanguíneo ........................................................... 62
5.5- Contagem diferencial de leucócitos ................................................................................. 63
Capítulo 6- Análise Estatística .................................................................................................... 64
Capítulo 7- Atlas online de Hematologia Veterinária ................................................................. 69
Conclusão .................................................................................................................................... 74
Referências Bibliográficas .......................................................................................................... 75
9
Índice de Figuras Figura 1- Esquema representativo das etapas da fase pré-analítica. ......................................... 17
Figura 2 – Esquema representativo das etapas da fase analítica. .............................................. 18
Figura 3– Esquema representativo das etapas da fase pós-analítica. ........................................ 18
Figura 4--Na fotografia A é possível observar um soro hemolisado, na fotografia B um soro
bastante lipémico e na fotografia C um soro ligeiramente ictérico. Fotografias gentilmente
cedidas pelo LPC-HVUTAD. ......................................................................................................... 24
Figura 5-– Fotografia do Aparelho Rx Daytona da Randox, visto exteriormente (à esquerda) e
com a tampa aberta (à direita), gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD. .................................. 31
Figura 6– Fotografia do interior do Rx Daytona mostrando o carrossel dos reagentes à
esquerda e o carrossel das amostras à direita, gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD. .......... 31
Figura 7-- Fotografia do aparelho Catalyst One gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ........... 32
Figura 8– Esquema representativo do funcionamento da tecnologia da placa seca do Catalyst
One da IDEXX. .............................................................................................................................. 33
Figura 9– Esquema representativo das vantagens da realização de uma análise de urina. ....... 35
Figura 10- – Amostra de uma urina colhida por cistocentese que deu entrada no LPC-HVUTAD.
Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ..................................................................... 36
Figura 11-– Diferentes cores de amostras de urina: diferença entre uma urina amarelo-claro
(A) e uma urina amarelo-escuro (B). Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. .......... 38
Figura 12-– Imagens representativas da execução da leitura da densidade urinária através do
refratómetro e da escala do refratómetro ao pormenor, sinalizada com a seta cor de laranja a
escala da medição da densidade urinária. .................................................................................. 40
Figura 13-- Tiras reativas de urina usadas no LPC-HVUTAD e respetiva escala de medição para a
realização da análise. Fotografias gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD................................ 41
Figura 14– Escala do pH nas tiras reativas da Combur. (Adaptado de Fonseca, K., 2007) ......... 41
Figura 15-– Escala de medição de glucose nas tiras reativas da Combur. (Adaptado de Fonseca,
K., 2007) ...................................................................................................................................... 42
Figura 16-– Escala de medição da Combur de presença de corpos cetónicos na urina.
(Adaptado de Fonseca, K., 2007) ................................................................................................ 43
Figura 17– Escala da Combur da medição da presença de proteínas na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007) ....................................................................................................................... 43
Figura 18-– Escala da Combur da medição da excreção de bilirrubina na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007) ....................................................................................................................... 43
Figura 19-– Escala da Combur da medição da excreção do urobilinogénio na urina. (Adaptado
de Fonseca, K., 2007) .................................................................................................................. 44
Figura 20-– Escala da Combur para a deteção da presença de nitritos na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007) ....................................................................................................................... 44
Figura 21– Escala da Combur para a detenção de hemoglobina na urina. (Adaptado de Fonseca,
K., 2007) ...................................................................................................................................... 45
Figura 22-– Imagem microscópica de um cilindro urinário numa amostra de urina um gato,
observado com a objetiva x40. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ................... 46
Figura 23-– Imagem microscópica (x40) de uma urina com diversos leucócitos (seta azul) e
imensos eritrócitos (seta cor de laranja) na amostra de urina um gato. Fotografia gentilmente
cedida pelo LPC-HVUTAD. ........................................................................................................... 46
Figura 24– Imagem microscópica (x100) de um cristal urinário - fosfato amónio de magnésio,
também chamado de estruvite, numa amostra de urina de cão. Fotografia gentilmente cedida
pelo LPC-HVUTAD. ....................................................................................................................... 47
Figura 25– Imagem microscópica (x40) de urina de um cão, onde é possível ver bactérias
(sinalizadas com a seta azul). Imagem gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ......................... 47
10
Figura 26-– Imagem microscópica (x40) de um sedimento urinário de um cão, com gotículas de
gordura (seta azul) e espermatozoides (seta cor de laranja). Imagem gentilmente cedida pelo
LPC-HVUTAD. ............................................................................................................................... 48
Figura 27– Fotografia do aparelho STAGO® START 4 mostrando com mais pormenor as pipetas
e os reagentes. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ........................................... 50
Figura 28– Fotografia do Procyte DX, da sua estação de VetLab e o agitador mecânico.
Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ..................................................................... 53
Figura 29-– Exemplos de hemogramas felinos realizados no Procyte Dx (IDEXX): sem alterações
celulares (A) e com alterações da série vermelha indicadores de anemia e alterações na série
branca (B). ................................................................................................................................... 56
Figura 30-- Fotografia de um microhematócrito. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-
HVUTAD. ...................................................................................................................................... 57
Figura 31– Fotografia de microhematócrito realizados no LPC-HVUTAD, em que é possível
verificar as diferenças na cor do plasma: A- Plasma ligeiramente hemolisado; B- Plasma
hemolisado; C- Plasma normal; D- Plasma ligeiramente ictérico; E- Plasma ictérico. Diferenças
em relação ao volume de eritrócitos: A e C – Volume de eritrócitos normais; B e E- Volume de
eritrócitos baixo; D – Volume de eritrócitos elevado. Fotografias gentilmente cedidas pelo LPC-
HVUTAD. ...................................................................................................................................... 58
Figura 32 - Fotografias de uma boa realização da técnica do esfregaço sanguíneo: A- material
necessário para a realização do esfregaço sanguíneo; B-procedimento da identificação da
lâmina onde se vai realizar o esfregaço; C- colocação de sangue total da amostra na pipeta de
vidro; D- colocação de uma pequena gota de sangue numa das extremidades da lâmina; E-
colocação da lâmina extensora sobre a lâmina do esfregaço; F- do contacto da lâmina
extensora com a gota de sangue a formar um ângulo de aproximadamente 45º; G-
deslizamento suave da lâmina extensora sobre a lâmina do esfregaço sanguíneo; H – parte
final da elaboração do esfregaço sanguíneo; I- esfregaço sanguíneo, devidamente identificado,
antes de ser corado. Todas as fotografias presentes nesta figura foram gentilmente cedidas
pelo LPC-HVUTAD. ....................................................................................................................... 59
Figura 33- Fotografia de esfregaços sanguíneos corados e devidamente identificados.
Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ..................................................................... 60
Figura 34– Fotografia do agente fixador (metanol), da solução I (Eosina) e da solução II (Azul de
metileno). Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ................................................... 61
Figura 35– Fotografia do procedimento da coloração do esfregaço sanguíneo por Diff-Quick,
em que: A – colocação da lâmina em metanol (15x); B – colocação da lâmina na solução I (15x);
C – colocação da lâmina na solução II (15x). Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
..................................................................................................................................................... 61
Figura 36– Fotografia de um esfregaço sanguíneo com as suas diferentes áreas: 1 –cabeça da
lâmina: 2 – corpo da lâmina/ monocamada; 3 – cauda da lâmina. Fotografia gentilmente
cedida pelo LPC-HVUTAD. ........................................................................................................... 63
Figura 37- Contador celular utilizado no LPC-HVUTAD para auxílio da contagem diferencial de
leucócitos. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD. ................................................... 64
Figura 38– Imagens ilustrativas retiradas do protótipo do Atlas de hematologia veterinária. .. 70
Figura 39- Fotografias microscópicas de ganulócitos na ampliação de 1000. A- Eosinófilo (seta
azul), basófilo (seta verde) e neutrófilo (seta laranja) de um gato; B- neutrófilo (seta laranja) e
um eosinófilo (seta azul) de um cão; C - Eosinófilo de raposa; D-Dois eosinófilos de equino; E-
Basófilo de um equino; F- Heterófilo de um papagaio; G- Basófilo de um ouriço terrestre.
Fotografias gentimente cedidas pelo LPC-HVUTAD. ................................................................... 71
Figura 40– Fotografias microscópicas (x100) de agranulócitos. Legenda: A – linfócito de um
cão; B- linfócito (seta laranja) e um monócito (seta azul) de uma raposa; C- linfócitos de gato;
11
D- monócito de raposa; E – Dois monócitos (seta azul) e um neutrófilo de gato. Fotografias
gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD. ..................................................................................... 72
Figura 41-Fotografias microscópicas (x100) de eritrócitos. Legenda: A – eritrócitos de papagaio,
onde é visível a presença de núcleos; B- eritrócito de equino; C- eritrócitos de gato; D-
eritrócitos de cão; E – eritrócitos de bovino, onde é possível verificar a presença de
anisocitosa; F- eritrócitos de cabra, onde é visível ver o seu tamanho reduzido. Fotografias
gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD. ..................................................................................... 73
Índice de Tabelas
Tabela 1-Média de amostras recebidas, por dia, no LPC-HVUTAD. ............................................ 16
Tabela 2– Tipo de amostra necessária para a execução da análise da concentração sérica dos
metabolitos. ................................................................................................................................ 20
Tabela 3– Valores de referência dos metabolitos analisados no LPC-HVUTAD para cada espécie
animal. ......................................................................................................................................... 21
Tabela 4-– Alterações que ocorrem nas medições das concentrações séricas dos analitos
quando há alteração nas amostras (hemólise, icterícia, lipemia). .............................................. 23
Tabela 5-– Tabela indicativa de cada um dos metabolitos que correspondem a marcadores
para avaliação de diversos danos patológicos em animais. ........................................................ 30
Tabela 6-– Clips existentes no LPC e respetivos analitos analisados em cada um. .................... 34
Tabela 7-– Relação entre as alterações que podem ocorrer na urina e respetivas
consequências. ............................................................................................................................ 37
Tabela 8-– Valores de referência da densidade urinária para diversas espécies animais. ......... 40
Tabela 9-– Valores de referência para a glicemia a partir dos quais aparece a glicosúria, pois foi
ultrapassado o limiar de reabsorção renal que é diferente para cada espécie. ......................... 42
Tabela 10-– Valores de referência usados no LPC-HVUTAD para a avaliação hemostática de
diferentes espécies animais. ....................................................................................................... 51
Índice de Gráficos
Gráfico 1 – Total de entradas registadas, por espécie, no LPC-HVUTAD. ................................... 65
Gráfico 2– Percentagem do total de análises realizadas em cada setor no LPC-HVUTAD. ........ 65
Gráfico 3– Total de exames realizados no setor de hematologia do LPC-HVUTAD .................... 66
Gráfico 4– Total de analitos analisados no setor de bioquímica líquida no LPC-HVUTAD. ........ 67
Gráfico 5- Número total de parâmetros analisados no setor de bioquímica seca no LPC-
HVUTAD. ...................................................................................................................................... 68
Gráfico 6– Total de análises de urina tipo II, por espécie. .......................................................... 68
12
Lista de acrónimos
Ác. Bil – Ácidos biliares
ADP – Adenosina Difosfato
ALB – Albumina
ALT -Alanina aminotransferase
AST – Aspartato aminotransferase
ATP – Adenosina Trifosfato
AU – Ácido úrico
BASO- Basófilo
BIL – Bilirrubina
BilT – Bilirrubina Total
BLO – Sangue
BQ líquida – Bioquímica sérica líquida
BQ seca - Bioquímica sérica seca
BQ urinária – Bioquímica sérica urinária
CA- Cálcio
Células NK – Células Natural Killer
CK- Creatinina quinase
Col – Colesterol
Creat – Creatinina
EDTA- Ácido etilenodiamina tetra-acético
EOS -Eosinófilo
FA- Fosfatase Alcalina
Fosf – Fósforo
GB – Glóbulos brancos
GGT – Gama glutamiltransferase
Glu – Glucose
GV – Glóbulos vermelhos
IONO – Ionograma
HCl – Ácido Clorídrico
13
HCM – Hemoglobina corpuscular média
HTC -Hematócrito
HGB – Hemoglobina
KET – Corpos cetónicos
LPC – Laboratório de Patologia Clínica
LPC-HVUTAD – Laboratório de Patologia Clínica do Hospital Veterinário da UTAD
LYM – Linfócito
MCHC – Concentração de Hemoglobina Corpuscular média
MONO – Monócito
NEU – Neutrófilo
NIT – Nitritos
PCT – Plaquetócrito
PDW – Índice de anisocitose plaquetária
PPT – Proteínas plasmáticas totais
PRO – Proteínas
RDW – Red Cell Distribution Width
RETIC – Reticulócitos
RET-HE -Hemoglobina nos reticulócitos
SDMA – Dimetilarginina Simétrica
TP – Proteínas totais
Trig – Triglicerídeos
Ucr – Creatinina na urina
Uprot – Proteína na urina
URO – Urobilinogénio
UTAD – Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro
VCM- Volume corpuscular médio
VPM – Volume Plaquetário médio
14
15
Introdução
O presente trabalho representa o culminar de 5 meses de estágio curricular que teve início
no dia 1 de novembro de 2019, onde se pretende apresentar todas as atividades realizadas.
Este relatório constitui o elemento integrante e conclusivo do Mestrado de Biologia
Clínica Laboratorial ministrado pela Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro.
O estágio curricular foi realizado no Laboratório de Patologia Clínica do Hospital
Veterinário de Trás-os-Montes e Alto Douro e foi orientado pela Professora Doutora Ana
Cristina Silvestre Ferreira em conjunto com a Professora Doutora Felisbina Luísa Pereira
Guedes Queiroga.
Os principais objetivos deste estágio eram: aprender todas as práticas laboratoriais
incorporadas na rotina do Laboratório e a participação na elaboração de um Atlas de
Hematologia Veterinária online.
O relatório será dividido em oito capítulos sendo o primeiro capítulo uma breve
caracterização do LPC - HVUTAD, no segundo capítulo é descrito o serviço de
bioquímica. O terceiro capítulo é referente ao serviço de análise da bioquímica urinária
enquanto que no quarto capítulo será descrito o serviço de coagulação, o capítulo cinco é
dedicado ao setor de hematologia, no capítulo seis serão apresentados os dados
estatísticos recolhidos durante o período de estágio. Por fim, o sétimo capítulo diz respeito
ao projeto da criação do Atlas de Hematologia Veterinária Online.
16
Capítulo 1 - Caracterização do LPC-HVUTAD
O LPC-HVUTAD desenvolve a sua atividade nas vertentes de hematologia, bioquímica
sérica e a bioquímica urinária quer através do uso de aparelhos específicos quer como o
uso de técnicas manuais, assegurando o serviço de patologia do HVUTAD recebendo e
processando todas as amostras recolhidas para esse efeito.
Em média diária, o número de amostras clínicas recebidas é de 15 (Tabela 1), sendo o
pico máximo à segunda-feira e mínimo ao fim-de-semana pois durante esse período o
LPC-HVUTAD funciona somente em regime de urgência.
Ao longo deste capítulo serão apresentadas as fases que compõem o estudo laboratorial e
os materiais utilizados para cada um dos diversos setores do LPC-HVUTAD.
Tabela 1-Média de amostras recebidas, por dia, no LPC-HVUTAD.
Número de amostras recebidas
no LPC-HVUTAD Período Média (amostras por dia)
1250 De 1 de outubro de 2019 a
13 de março de 2020
1250/165 = 8 amostras por
dia
1.1– Fases do estudo laboratorial
a) Fase Pré-analítica
Nesta fase é necessário ter em atenção diversas variáveis que advém de fatores
fisiológicos inerentes ao doente como a prática de exercício físico, o stress, a
idade, o género, a dieta, bem como toda a manipulação da amostra desde o
momento da colheita até ao momento em que a mesma entra no laboratório
(Martelli, 2011).
Na fase pré-analítica está inserida a folha de requisição de exames que
posteriormente será entregue no LPC-HVUTAD de modo a que os técnicos do
laboratório saibam o que é necessário analisar e os cuidados a ter com cada uma
das amostras recebidas (figura 1).
17
b) Fase Analítica
Na segunda fase do estudo laboratorial é realizada a análise das amostras
biológicas que deram entrada no LPC-HVUTAD e que preencheram todos os
requisitos da fase pré-analítica.
Esta fase inclui diversos processos de extrema importância das quais depende o
método analítico empregado como o envolvimento de diversas pessoas e os
métodos de controle para a garantia de resultados mais fidedignos.
Após a colheita do material os laboratórios iniciam o processo de análise das
amostras. Os técnicos de laboratório devem ficar atentos e conhecer
profundamente os sistemas analíticos que empregam, os procedimentos
operacionais padrão dos equipamentos e dos métodos e os controlos internos de
qualidade (Ordem dos farmacêuticos, 2016).
Segundo Almeida, 2011 apesar das análises serem realizadas em sistemas
automatizados há sempre a necessidade de atuação do profissional para garantir a
qualidade dos resultados verificando os aparelhos, os reagentes, os controlos e
monitorizar os processos de análise (figura 2).
Figura 1- Esquema representativo das etapas da fase
pré-analítica.
18
c) Fase Pós- Analítica
Após a colheita e o processamento das análises, o exame laboratorial passa pela
última etapa da fase do estudo laboratorial, a fase pós-analítica.
A fase pós- analítica consiste na interpretação, validação e envio dos resultados para
o médico responsável para este proceder ao diagnóstico e tratamento do animal
(figura 3) (Martelli, 2011).
Figura 3– Esquema representativo das etapas da fase pós-analítica.
Figura 2 – Esquema representativo das etapas da fase analítica.
19
1.2– Colheita, Conservação e Transporte das amostras
O LPC-HVUTAD recebe amostras para os diversos setores e consoante o tipo de análise
requisitada.
No LPC são utilizados os tubos de colheita com os diversos anticoagulantes como o
EDTA (ácido etilenodiamina tetra-acético), Heparina-Lítio, Citrato de Sódio e tubos sem
anticoagulante designados de tubos de Soro.
A colheita está ao encargo dos médicos veterinários do HVUTAD, chegando ao LPC
apenas a amostra já colhida, no tubo apropriado, catalogada e com a respetiva requisição,
através dos médicos veterinários.
De um modo sucinto, as amostras de EDTA são guardadas no final do dia num frigorífico
refrigerado com temperatura entre os 2ºC e os 4ºC, enquanto que as amostras de soro e
de plasma (obtidos através da centrifugação das amostras colhidas em tubos de soro e nos
tubos de heparina lítio e citrato de sódio, respetivamente) são conservados entre os 0ºC e
os -4ºC, podendo permanecer aí, no mínimo, 1 mês (Tabela 2).
Também são recebidas amostras de urina. Este tipo de amostra é utilizado no setor de
bioquímica e pode ser conservada no frigorífico (com temperatura entre os 1ºC e os 4ºC)
até 12h após a sua colheita.
Ao longo deste trabalho serão descritas o tipo de amostras biológicas utilizadas em cada
setor do LPC -HVUTAD.
20
Capítulo 2 -Bioquímica Sérica
2.1. – Introdução
A determinação e interpretação de compostos químicos no sangue é umas das principais
aplicações práticas da bioquímica sérica (González e Silva, 2006).
Quando devidamente interpretado o perfil bioquímico do soro, plasma ou urina fornece
importante informação em relação ao estado clínico, metabólico e produtivo de um
animal.
A interpretação do perfil bioquímico é complexa devido aos mecanismos que controlam
o nível sanguíneo de vários metabolitos e devido, também, à grande variação desses níveis
em função de diversos fatores como: raça, idade, stress, dieta, nível de produção, manejo,
clima e estado fisiológico (Costa, 2011).
Tipo de Amostra Exames Básicos Exames
complementares
Soro / Plasma Albumina; Ureia;
AST; CK; GGT; ALT;
Fosfatase Alcalina;
Fósforo; Magnésio,
Glicose
Bilirrubina;
Creatinina;Cálcio;
Potássio; GGT, CK
Soro/ Plasma Albumina; Ureia;
Creatinina
Cálcio; Fósforo;
Potássio
Urina Análise de urina
Soro / Plasma Proteínas
Plasmáticas Totais;
Ureia; Potássio;
Sódio
Sangue Hematócrito
Soro/ Plasma Albumina; AST;
Fosfatase Alcalina;
GGT
Colesterol; Ácidos
Biliares; Albumina
Soro/ Plasma Fosfatase Alcalina;
Cálcio; Fósforo;
Magnésio
(Adaptado de González e Silva, 2006)
Tabela 2– Tipo de amostra necessária para a execução da análise da concentração sérica
dos metabolitos.
21
Para a correta interpretação de perfis metabólicos é indispensável ter em conta os valores
de referência apropriados para o grupo de animais em questão (Tabela 3).
Tabela 3– Valores de referência dos metabolitos analisados no LPC-HVUTAD para cada
espécie animal.
Considera-se, em geral, que existe variação significativa no valor analisado quando está
fora do intervalo compreendido entre a média mais ou menos dois desvios padrões, dos
valores normais de referência, contudo o verdadeiro significado de um valor alterado deve
ser analisado juntamente com fatores como o historial clínico, o exame clínico, o manejo,
a alimentação e a produção (Costa, 2011).
Metabolito Unidade Cão Gato Ave Equino Indicador
Ácidos
Biliares
mg/dl 0-20 0-15 100-250 260-330 Hepático
Albumina g/dl 2.6-3.3 2.1-3.3 1.9-3.52 26-37 Hepático, Renal,
Pancreático, Nutricional
Cálcio mg/dl 8-12 8-12 8.5-14 11.2-13.6 Renal, Nutricional
Cloro nmol/l 100-120 115-130 119-130 -
Colesterol mg/dl 100-275 90-200 180-305 75-150 Hepático, Pancreático,
Nutricional
Creatinina mg/dl 1-2 1-2 0.1-0.4 1.2-1.9 Renal, Muscular e Ósseo
Fósforo mg/dl 2.6-6.2 2.9-8 3.1-5.5 3.1-5.6 Renal, Muscular, Ósseo,
Nutricional
Glicose mg/dl 60-120 75-140 190-345 75-115 Hepático, Renal,
Nutricional
Magnésio mg/dl 1.8-2.4 1.8-2.2 - 2.2-2.8 Muscular
Potássio nmol/l 3.6-5.8 3.7-4.6 4.6-4.7 2.4-4.7 Renal, Muscular, Ósseo,
Nutricional
Proteínas
Plasmáticas
Totais
g/dl 5.4-7.1 5.4-78 3-5 5.2-7.9 Nutricional
Sódio nmol/l 141-152 147-156 151-161 132-146 Nutricional
Triglicéridos mg/dl 15-380 10-350 49-190 4-44 Pancreático, Nutricional
Ureia mg/dl 15-40 10-60 3.1-5.3 21.4-51.3 Hepático, Renal,
Nutricional
Alanina
amino
Transferase
UI/L 10-88 10-88 5-11 34-113 Hepático
Aspartato
amino
Transferase
UI/L 10-88 10-88 130-350 230-500 Hepático, Muscular
Creatinina
Kinase
UI/L 20-220 35-320 - 120-220 Muscular, Ósseo
Fosfatase
Alcalina
UI/L 10-92 7-80 - 143-395 Hepático, Renal, Ósseo
Gama
Glutamil-
transferase
UI/L 0 0 - <35 Hepático, Renal
Ácido Úrico mg/dl - - 2.4-10 -
(Adaptado de Kaneko et al., 1997, Witwer et al., 1987, LacVet, 2004)
22
A confiabilidade no uso do laboratório como apoio ao diagnóstico depende em grande
medida do material utilizado na análise e do facto de que este tenha sido colhido e
conservado adequadamente.
Devido às mudanças físico-químicas que ocorrem na amostra com o tempo, deve ser
mencionada a hora de colheita da amostra, pois o envio de amostras inadequadas implica
uma perda de tempo, de recursos e, em determinadas ocasiões, complicações na saúde do
animal devido a uma interpretação incompleta ou incorreta de resultados (González e
Scheffer, 2013).
2.2 – Caracterização das amostras para Bioquímica Sérica
Para a realização de uma caracterização adequada das amostras para o setor da bioquímica
sérica são utilizadas amostras biológicas como o soro, o plasma e a urina.
O soro é obtido a partir de uma amostra de sangue extraída para um tubo sem
anticoagulante sendo necessário que este tipo de amostras permaneça em repouso, na
vertical, no mínimo 15 a 20 minutos para haver tempo para a formação do coágulo
(Isidoro, 2018).
Após esse tempo de espera a amostra vai a centrifugar a 3500 rpm durante 7 minutos,
para se transferir o soro para outro recipiente para o separar do coágulo. No LPC-
HVUTAD o soro é transferido para uma alíquota devidamente identificado.
Este tipo de amostra não deve ser centrifugado nem refrigerada antes que o coágulo esteja
bem formado pois prolonga-se o tempo de coagulação e pode provocar hemólise da
amostra interferindo nos resultados finais. Por essa razão o ideal é fazer todo o processo
normal e refrigerar-se só após a separação do soro. A refrigeração deste tipo de líquido
biológico deve ser feita entre os 0ºC e os -4ºC com o objetivo de manter a estabilidade de
todos os metabolitos nele contidos (Vieira, 2015).
O plasma é um produto biológico semelhante ao soro com a diferença de que este possui
os fatores de coagulação (Oliveira, 2016)
O plasma é obtido a partir de uma amostra de sangue extraída para um tubo com
anticoagulante, como os tubos de heparina-lítio, citrato de sódio e EDTA.
23
As amostras colhidas em tubo com anticoagulantes têm a vantagem de não necessitarem
de estar em repouso, para a formação de coágulo, podendo ir logo a centrifugar e o plasma
resultante deve também, à semelhança do soro, ser transferido para um recipiente limpo,
no LPC-HVUTAD utiliza-se, também, uma alíquota corretamente identificado (nome,
número de entrada no LPC e tipo de amostra).
Após a separação de soro ou de plasma, as amostras biológicas obtidas, devem ser logo
analisadas, especialmente se pedirem a análise de certos metabolitos como o ionograma,
por exemplo.
As amostras hemolisadas ou lipémicas podem dar resultados errados podendo aumentar
os valores de certos metabolitos analisados (Tabela 4) (Latimer et al., 2010).
Tabela 4-– Alterações que ocorrem nas medições das concentrações séricas dos analitos
quando há alteração nas amostras (hemólise, icterícia, lipemia).
Analito Efeito da
hemólise
Efeito da
lipemia
Efeito da
icterícia
Concentração de
hemoglobina
Sobe Sobe
Hematócrito Desce
MCHC Sobe Sobe
Potássio Sobe
Glucose Desce Sobe
Creatinina Desce Sobe
Cálcio Sobe Sobe
Ionograma Sobe Sobe
Proteínas Totais Sobe
Albumina Desce
ALT Sobe Sobe
AST Sobe Sobe
Fosfatase Alcalina Sobe Sobe
GGT Desce Variável
Creatinina Kinase Sobe
Ácidos biliares Desce Sobe
Bilirrubina Sobe Sobe
Contagem eritrócitos Desce (Adaptado de Blackwood e Villiers, 2000)
24
Segundo González e Silva (2016) para além da hemólise (figura 4a), o estado do soro ou
do plasma fornecem importantes indicações sobre o estado clínico do animal:
- Soro lipémico: apresenta presença de lípidos o que indica que o animal já
comeu apresentas alterações do metabolismo lipídico (figura 4b);
-Soro ictérico: soro com cor amarelada que nos informa que o animal poderá ter
algum problema a nível do metabolismo da bilirrubina (figura 4c).
2.3. – Parâmetros bioquímicos analisados no LPC-HVUTAD
A) Ácido úrico
O ácido úrico é uma substância nitrogenada não proteica. Os mamíferos têm a
capacidade de produzir uma enzima chamada uricase que, no fígado, converte o
ácido úrico em alantoína que por fim é excretada na urina. A maior parte deste
metabolito sintetizado provém da dieta e da quebra de ácidos nucleicos
endógenos. Valores elevados podem ser observados quando há problemas
hepáticos ou renais pois nos animais no seu estado normal e saudável os níveis
serológicos de ácido úrico não são mensuráveis pois este é eliminado após ser
convertido em alantoína e em ureia pelo fígado, mas nas aves o valor de ácido
úrico é um bom indicador da função renal e nos equinos a concentração plasmática
do ácido úrico também é considerada um bom indicador da intensidade de
exercício (Borges et al., 2008).
A B C
Figura 4--Na fotografia A é possível observar um soro hemolisado, na fotografia B um soro
bastante lipémico e na fotografia C um soro ligeiramente ictérico. Fotografias gentilmente
cedidas pelo LPC-HVUTAD.
25
B) Ácidos Biliares
Os ácidos biliares são os componentes biliares mais abundantes da bílis. São
aniões orgânicos sintetizados exclusivamente no fígado a partir do colesterol
(Pires e Colaço, 2004).
De acordo com Thralll et. al (2015), a mensuração sérica dos ácidos biliares é um
indicador sensível de colestase, obstrução biliar ou disfunção hepática pois o
fígado não consegue metabolizar ou secretar os seus produtos, causando assim a
sua elevação na corrente sanguínea.
C) Albumina
A albumina é uma proteína sintetizada de forma integral no fígado, compondo
cerca de 50% das proteínas plasmáticas totais. Normalmente a hipoalbuminúria
só é constatada quando cerca de 60% a 80% da função hepática já está
comprometida. Deve ser avaliada em conjunto com a ureia para descartar a
influencia da dieta nos seus níveis séricos (Nelson e Couto, 2006).
D) Cálcio
O cálcio é o mineral mais abundante no organismo e possui um papel importante
na manutenção da homeostase tendo funções na contração muscular, coagulação
sanguínea, atividade enzimática, excitabilidade neuronal e secreção hormonal,
além de ser o componente principal estrutural do tecido ósseo, contudo os animais
possuem uma reduzida capacidade de excreção deste metabolito quando este é
absorvido em excesso (Isidoro, 2018).
No organismo a disponibilidade de Cálcio depende de diversos fatores entre eles:
espécie, estado fisiológico, idade e tipo de dieta.
E) Cloro
O Cloro representa dois terços dos aniões plasmáticos e juntamente com o sódio
e é um dos responsáveis pela manutenção do equilíbrio osmótico do plasma.
Este ião é principalmente extracelular e é um componente do suco gástrico e as
suas alterações de concentração no organismo do animal estão reguladas
principalmente pela sua excreção no rim (Stivanin, 2014).
26
Quando a sua concentração séria é medida juntamente com o sódio e o potássio
designa-se ionograma e é usada para determinar o equilíbrio ácido-base do animal.
F) Colesterol
É um dos lípidos essenciais presentes no corpo e está presente em todas as células
e pode ter origem endógena sendo sintetizada no fígado e no intestino, e origem
exógena, provenientes de alimentos e é excretada pela bílis ou pela urina e
medição da sua concentração sérica serve para avaliar lesões hepatocelulares e
medir a quantidade de lípidos presentes no plasma (Guyton e Hall, 2006).
G) Creatinina
A creatinina plasmática deriva do catabolismo da creatinina presente no tecido
muscular pois é utilizada para armazenar a energia no músculo. A sua excreção
ocorre somente por via renal e é livremente filtrada não sendo reabsorvida.
Essencialmente a concentração plasmática de creatinina reflete a excreção e
concentrações séricas elevadas deste metabolito indicam deficiência renal (Borges
et al., 2008).
A concentração de creatinina no sangue é proporcional à massa muscular sendo
que quando há lesão muscular os seus níveis também vão estar alterados
(González, 2011).
H) Fósforo
O fósforo é um dos minerais presentes em maior proporção no organismo e é
responsável pela mineralização da matriz óssea. Cerca de 80% do fósforo está
presente nos ossos e os restantes 20% estão distribuídos pelos tecidos moles,
eritrócitos, músculos e tecidos nervosos e por essa razão o fósforo está envolvido
nas funções de crescimento e diferenciação celular e visa a manutenção do
equilíbrio ácido-base e osmótico (González, 2003).
I) Glicose
A glicose é uma molécula que constitui a principal fonte de energia do organismo
e que está relacionada com muitos aspetos fisiológicos e morfológicos dos
animais tais como idade, estado nutricional, energia e patologias (Ribeiro, 2010).
27
É também um importante carbohidrato utilizado por vários animais no processo
de produção de energia. Níveis elevados de glicose no sangue podem indicar
falhas na homeostase, stress e diabetes (Vieira, 2015).
J) Magnésio
O animal depende do magnésio da dieta para repor as suas concentrações
necessárias deste metabolito. Nos ruminantes o magnésio é absorvido no rúmen.
O excesso de magnésio é excretado pela urina de forma que os níveis urinários e
os níveis sanguíneos de magnésio são bons indicadores do equilíbrio
ingestão/gasto no animal. O magnésio é utilizado como co-fator da enzima
creatinina quinase (CK). Cerca de 70% do magnésio do corpo é armazenado nos
ossos, 29% nos tecidos moles e 1% nos fluídos corporais e desempenha um
importante papel no sistema enzimático e na contração muscular. A concentração
sanguínea de magnésio reflete diretamente o nível da dieta (Laneppele, 2014).
K) Potássio
O potássio é o principal catião intracelular das células dos mamíferos mantendo
com isso o volume intracelular para além de manter o potencial de repouso da
membrana celular, portanto, desordens na concentração de potássio afetam as
membranas excitáveis como as células musculares. Umas das funções mais
importantes de potássio no organismo é a sua participação na geração do potencial
da membrana celular juntamente com o sódio nas células do sistema nervoso
central e musculares. Também desempenha importantes funções no organismo
principalmente na estimulação elétrica e na regulação do equilíbrio osmótico
sendo, por essa razão, muito importante manter os seus níveis estáveis (Barbosa e
Sztanjnbok, 1999).
Qualquer situação patológica que possa interferir com a absorção ou reabsorção
deste eletrólito no rim ou qualquer situação que implique perda de líquidos
corporais ricos em potássio alteram a sua concentração sérica (Blackwood e
Villier, 2000).
L) Proteínas Plasmáticas Totais
As proteínas plasmáticas totais (PPT) refere-se a todas as proteínas no plasma que
são constituídas pela Albumina e pelas Globulinas.
28
As determinações das PPT, em conjunto com o hemograma, são úteis para a
avaliação de líquidos e eletrólitos e ainda auxilia no diagnóstico de uma anemia,
e as alterações nos seus valores pode estra associado a diversos fatores (Nelson e
Couto, 2006).
M) Sódio
O sódio está presente, principalmente, no líquido extracelular e obtém-se através
da comida e os rins têm a função de manter o nível de Sódio constante através da
excreção pela urina (González e Scheffer, 2013).
N) Triglicerídeos
Os triglicerídeos encontram-se sob a forma de gordura na alimentação e circulam
na corrente sanguínea e armazena-se por todo o organismo (Guyton et al., 2006).
A avaliação da sua concentração sérica ajuda na avaliação da pancreatite ou
doenças cardíacas (Lieberman et al., 2013).
O) Ureia
A ureia é sintetizada no fígado e a maior parte dela deriva da quebra de
aminoácidos derivados das proteínas dos tecidos ou da alimentação. É excretada
pelos rins, portanto altas concentrações de ureia no plasma resultam do aumento
da quebra de proteínas teciduais ou alimentar. Na maioria dos animais, exceto nas
aves, o nível de ureia é um indicador do funcionamento renal (Nunes, 2016).
P) Alanina AminoTransferase (ALT)
A ALT é uma enzima encontrada em grande concentração no citosol dos
hepatócitos. Uns aumentos significativos nos níveis séricos de ALT indicam dano
hepatocelular (Batista, 2016).
Q) Aspartato AminoTransferase (AST)
A AST é uma enzima que se encontra em grandes quantidades nos músculos
esqueléticos, rins, cérebro, eritrócitos e coração. Nos canídeos e felinos há baixa
concentração citoplasmática mas está presente dentro das mitocôndrias e
aumentada em lesões mais acentuadas com necrose celular sendo um bom
indicador para se avaliar processos em resolução nas lesões hepatocelulares pois
29
os níveis da substância voltam ao normal mais rapidamente. Nos bovinos e
equinos existe uma grande quantidade de AST citoplasmático. É uma das enzimas
utilizadas para a avaliação hepática nessas espécies mostrando-se bastante
sensíveis mas pouco específicas pois qualquer lesão no hepatócito ou fibras
musculares é suficiente para permitir a saída de enzimas celulares (Batista, 2016).
R) Creatinina Quinase
A CK é uma enzima músculo-esquelética específica mais amplamente utilizada
para determinação de doenças neuromusculares dos animais domésticos já que
este é um indicador altamente sensível e específico de lesão muscular já que os
principais tecidos fonte dessa enzima são as fibras musculares esqueléticas e
cardíacas e qualquer lesão nas células provocará um aumento nos níveis séricos
de CK (González, 2011).
Esta enzima citoplasmática está sujeita a uma rápida libertação na circulação
como resultado de uma pequena lesão os valores séricos podem estar alterados
(Vieira, 2015).
S) Fosfatase Alcalina
A Fosfatase alcalina é uma enzima útil na avaliação de colestase hepática, todavia
os seus níveis são afetados por corticosteroides, lesões ósseas e atividade
osteoblásticas de animais em crescimento. Existem várias isoenzimas de fosfatase
alcalina em praticamente todos os tecidos estando localizada na membrana celular
tendo uma maior presença no intestino, fígado e rins (Costa, 2011).
T) Gama- Glutamil Transferase (GGT)
A GGT é uma enzima que tem maior sensibilidade a danos hepatobiliares do que
a Fosfatase alcalina. Está associada às membranas embora possa também ser
encontrada nos ductos biliares e renais, no pâncreas e também no intestino, mas
somente a de origem hepática é que é normalmente encontrada no plasma pois a
de origem renal é excretada na urina (Lieberman et al., 2013).
O valor desta enzima, em cães e em gatos é muito baixo (Isidoro, 2018).
30
Tabela 5-– Tabela indicativa de cada um dos metabolitos que correspondem a marcadores para
avaliação de diversos danos patológicos em animais.
Marcadores Hepáticos ALT; AST; FA; GGT; Ureia; Albumina; Glicose;
Colesterol; Ácidos Biliares Marcadores Renais Ureia; Creatinina; Albumina; Cálcio; Fósforo; FA;
GGT; Potássio Marcadores Pancreáticos Cálcio; Colesterol; Triglicerídeos; Glicose;
Albumina Marcadores Musculares CK; AST; Creatinina; Cálcio; Fósforo; Potássio;
Magnésio Marcadores Ósseos FA; CK; AST; Creatinina; Cálcio; Fósforo; Magnésio;
Potássio Marcadores do Estado de
Nutrição Ureia; PPT; Albumina; Triglicerídeos; Colesterol;
Glicose; Sódio; Potássio; Cálcio; Fósforo
2.4 – Aparelhos utilizados no LPC-HVUTAD
2.4.1 – Rx Daytona
O aparelho utilizado no LPC-HVUTAD para a análise química automática é o Rx
Daytona da Randox (figura 5).
O Rx Daytona da Randox é um analisador de química clínica totalmente automatizado
capaz de realizar testes de rotina e testes de especificidade em amostras de soro, plasma
e urina.
O aparelho possui diversas vantagens, sendo elas a estabilidade avançada, os ensaios
precisos, economia de tempo, alto rendimento e ótima eficiência (Randox, 2019)
(Adaptado de Latimer et al., 2010, Nelson e Couto, 2006, González e Silva, 2006)
31
Figura 5-– Fotografias do Aparelho Rx Daytona da Randox, visto exteriormente (à esquerda) e
com a tampa aberta (à direita), gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
2.4.1.1 – Caracterização
É capaz de realizar 180 testes fotométricos por hora e um total de 270 testes incluindo o
ISE.
O aparelho é constituído por 40 cuvetes de reação semi-transparentes com volumes de
reação económica (figura 6) entre 100 a 350 µL que possui uma função de verificação
das cuvetes para assegurar que apenas as cuvetes de reação limpos e viáveis são
reutilizados e também é constituído por um carrossel de amostras também com 40
posições (Randox, 2015).
Figura 6– Fotografia do interior do Rx Daytona mostrando o carrossel dos reagentes à esquerda e o
carrossel das amostras à direita, gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
De modo a que os resultados obtidos pelo Rx Daytona da Randox sejam fidedignos esta
possui uma estação de lavagem constituída por 12 fases com ácido Clorídrico (HCl), soro
fisiológico e por água bidestilada (Randox, 2015).
32
O Rx Daytona da Randox realiza os seus testes e calcula as concentrações das amostras
através da fotometria e espetrofotometria, onde os filtros fornecem cobertura em diversos
comprimentos de onda: 340, 415, 510, 546, 570, 600, 660 e 700 nm.
Segundo a Randox, L. (2019) a fotometria incorpora dois passos básicos que são a
identificação de substâncias realizando uma curva de absorção e a determinação da
concentração de substâncias através da Lei de Lambert-Beer (A= Ԑʎc) que estabelece uma
relação entre a absorbância de uma solução e a sua concentração quando atravessada por
uma radiação luminosa monocromática colimada (raios luminosos paralelos).
Para o cálculo da curva de absorção (A), o Rx Daytona parte de uma solução padrão com
concentração conhecida e realiza diluições padrão também com concentrações
conhecidas, depois disso ele realiza leituras das diluições no espectrofotómetro dando
origem à curva de absorbância. Construída a curva de absorbância dos compostos o
aparelho localiza o ponto mínimo da transmitância que por sua vez corresponde ao ponto
máximo de absorbância. Depois de identificado o comprimento de onda mais sensível o
Rx Daytona constrói as curvas de calibração dos reagentes e a partir daí ele determina as
concentrações das amostras, ou seja, ele determina as concentrações dos metabolitos na
amostra de soro, plasma ou de urina (Randox, 2015).
2.4.2 - Catalyst One (IDEXX)
O catalyst one da IDEXX é um analisador bioquímica seca automático para uso exclusivo
em medicina veterinária (figura 7).
Este aparelho executa até 30 resultados bioquímicos e eletrolíticos numa única amostra
em apenas 8 minutos.
Com o Catalyst one é possível utilizar amostras de sangue total, soro, plasma e urina.
Figura 7- Fotografia do aparelho Catalyst One
gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
33
2.4.2.1 – Caracterização
O catalyst one da IDEXX utiliza a tecnologia da placa seca da IDEXX (figura 8) em que
em primeiro lugar o aparelho coloca a amostra no topo da camada de espalhamento
(figura 8a) onde a amostra é distribuída uniformemente (IDEXX, 2020)
De seguida a amostra passa para a camada de filtragem (figura 8b) que por sua vez vai
minimizar as substâncias que interferem com os resultados deixando apenas a parte
fulcral da amostra seguir para a camada seguinte que é a camada de reagente (figura 8c)
onde a amostra vai reagir com o reagente que corresponde ao metabolito que queremos
analisar. O resultado obtido nesta camada vai seguir para a camada indicadora (figura 8d)
onde se vai processar a analise espectral. Por fim o que resta da amostra segue para a
última camada que é a camada de suporte (figura 8e) que corresponde à interface ótica
saindo de seguida os resultados pretendidos.
Em suma, a tecnologia da placa seca utilizada por este aparelho utiliza camadas para
minimizar as impurezas que possam vir na amostra de forma a obter resultados mais
precisos em amostras que estejam mais comprometidas (IDEXX,2020).
Pode determinar parâmetros isolados ou combinações bem como realizar “clips” pré-
carregados de um conjunto de parâmetros selecionados.
No LPC-HVUTAD o Catalyste one da IDEXX é usado apenas quando o hospital está em
regime de urgências e por essa razão, em stock, não se possui todo o tipo de clips
existentes tendo apenas os clips 4, 10 e 17 e diversos clips individuais (tabela 6).
a
b
c
d
e Figura 8– Esquema representativo do
funcionamento da tecnologia da placa seca do
Catalyst One da IDEXX.
34
Tabela 6-– Clips existentes no LPC e respetivos analitos analisados em cada um.
Clips Analitos analisados
Clip 4 Ionograma (Sódio, Potássio e Cloro)
Clip 10 Albumina, ureia, creatinina, proteínas totais, relação
albumina-globulina, relação ureia-creatinina, fosfatase
alcalina, globulinas, alanina aminotransferase, glucose
Clip 17 Albumina, amílase, colesterol, glucose, proteínas totais, ureia,
creatinina, relação albumina-globulinas e relação ureia-
creatinina, lípase, fosfatase alcalina, gama-glutamil
transferase, fósforo, alanina aminotransferase, cálcio,
globulinas e bilirrubina total
Como clips individuais, o LPC-HVUTAD possui: albumina, ácidos biliares, cloro,
glucose, magnésio, fosfatase alcalina, ureia, creatinina, potássio, sódio, SDMA1, alanina
aminotransferase, cálcio, bilirrubina total, colesterol, proteínas totais, aspartato
aminotransferase, creatinina quinase, gama-glutamil transferase, fósforo e triglicerídeos.
Capítulo 3 – Análise de urina
3.1 – Introdução
A urina é um líquido formado pelos rins, como resultado da filtração do plasma. As suas
principais funções consistem em: eliminar substâncias produzidas pelo catabolismo e
indesejáveis ao organismo, eliminar medicamentos ingeridos e manter a homeostasia do
plasma, e a sua composição depende basicamente de três fatores: quantidade e
composição do plasma que chega aos rins e funções renais como a filtração, a secreção e
a absorção (Barbosa e Sztaninbok, 1999).
A análise de urina é um teste laboratorial simples (figura 9), não evasivo e de baixo custo
que pode fornecer informações valiosas sobre o funcionamento do sistema urinário sendo,
por essa razão, essencial a sua realização para o auxílio no diagnóstico de muitas
enfermidades.
1 Indicador sensível capaz de detetar perda de apenas 25% da função renal.
35
Este tipo de análise é composto por três exames: físico, químico e a análise do sedimento
urinário, e só com a junção desses três exames é que o clínico pode dar um diagnóstico
clínico apropriado (Machado et al., 2003).
No exame físico são avaliados o volume, cor, aspeto e densidade, enquanto que no exame
químico são detetados e mensurados a concentrações de várias substâncias na urina. Por
fim, a avaliação do sedimento urinário inclui a identificação de células, cilindros,
microrganismos, cristais, sémen, entre outros.
Figura 9– Esquema representativo das vantagens da realização de uma análise de urina.
3.2 – Colheita de amostras
A melhor urina que pode ser colhida para a realização de uma boa análise é a primeira
urina da manhã pois esta encontra-se mais concentrada devido à falta de ingestão hídrica
durante a noite e aos mecanismos de concentração de urina e assim é possível estarem
presentes elementos que expressam a real situação do trato urinário (Nakamae et al.,
1980).
Em animais é mais difícil obter a primeira urina da manhã como amostra, sendo
analisadas amostras de urina de qualquer altura do dia.
O método de colheita de urina pode afetar os resultados da análise podendo essa colheita
ser feita das seguintes formas: micção espontânea ou cistocentese ou por compressão
manual da bexiga.
A micção espontânea é a técnica mais fisiológica pois é a que causa menos agressão ao
animal mas pode ocorrer contaminação ambiental provocando uma proteinúria ou
bacteriúria sem significado clínico (Biassoli, 180).
Por outro lado, na cistocentese é um procedimento muito utilizado na rotina da clínica de
pequenos animais. Entre os métodos de colheita de urina, este é o mais asséptico.
36
Entretanto esta técnica apresenta alguns riscos como hemorragia iatrogénica,
contaminação da amostra e da cavidade abdominal (Weber et al., 2011).
Deve ser obtido um volume padronizado de urina (5 a 10 mL) para possibilitar uma
comparação do sedimento urinário com as amostras subsequentes.
Segundo González et al. (2000) o volume urinário, em animais saudáveis, é inversamente
proporcional à densidade urinária.
3.3 – Acondicionamento da amostra
A urina chega ao LPC-HVUTAD num frasco ou seringa esterilizados (figura 10) e vem
acompanhada da requisição
devidamente preenchida onde vem
identificado o animal, a raça, o sexo, idade e o método de colheita.
A amostra de urina tem uma alta sensibilidade à temperatura ambiente, e por essa razão,
a urina deve ser analisada rapidamente após a colheita, de preferência até 30 minutos após
a sua obtenção. Se este requisito não poder ser realizado a urina, deve então, ser
imediatamente refrigerada, de preferência a 4ºC, pois temperaturas inferiores à de
refrigeração pode elevar a densidade específica da amostra e podem degradar os
constituintes celulares enquanto que a refrigeração por demasiado tempo torna suscetível
a cristalização de determinadas substâncias presentes na amostra e por essa razão as
amostras de urina só devem ser armazenadas por um máximo de 12 horas após a hora da
colheita. embora a refrigeração seja rotineiramente usada apenas para evitar a proliferação
bacteriana também pode causar aumento na densidade e a precipitação de cristais amorfos
(Amorim, 2008).
As urinas refrigeradas devem ser levadas à temperatura ambiente e completamente
homogeneizada antes da análise (Nakamae et al., 1980).
Figura 10- – Amostra de uma urina colhida por
cistocentese que deu entrada no LPC-HVUTAD.
Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
37
Este tipo de amostras também não deve ser congelado e devemos ter em atenção que
durante o período de armazenamento os cilindros e as células presentes na amostra
podem-se desintegrar e por consequência alterar o pH urinário (tabela 7).
De modo a garantir que os resultados da análise sejam fidedignos o LPC-HVUTAD
preserva as suas amostras no frigorífico com temperaturas à volta dos 4ºC e sempre que
é possível a sua análise é realizada quando dá entrada no laboratório.
Tabela 7-– Relação entre as alterações que podem ocorrer na urina e respetivas
consequências.
(Adaptado de Rosa et al., 2008)
A análise de urina é utilizada como um dos primeiros exames complementares a serem
solicitados pelo clínico juntamente com o hemograma.
Este tipo de análise é importante porque dá informação sobre o trato urinário e sobre
outros órgãos e sistemas, também servindo como exame de check-up (Rosa et al., 2008).
Este exame, como já foi referido anteriormente, está dividido em três partes: exame físico,
químico e a avaliação do sedimento urinário.
As análises de urina subdividem-se em: tipo I – análise bioquímica por métodos
semiquantitativos através do uso de tiras reativas de urina; e tipo II que avalia desde a
análise bioquímica à análise microscópica do sedimento urinário.
Alteração Consequência
Aumento do pH Degradação da ureia em amónia pelas
bactérias produtoras de urease
Diminuição da Glicose Utilização pelas bactérias
Diminuição dos Corpos Cetónicos Volatilização
Diminuição da Bilirrubina Exposição à luz
Diminuição do Urobilinogénio Oxidação em urobilina
Aumento dos Nitritos Redução do nitrato pelas bactérias
Aumento das bactérias – Infeção Contaminação
Aumento da Turvação Proliferação bacteriana e precipitação de
materiais amorfos
Desintegração dos GV, GB e
Cilindros
Em urinas alcalinas e diluídas (falso positivo
para a proteinúria)
38
3.4. – Exame Físico
Segundo Tavares (2017) o exame físico consiste em analisar o volume, cor, aspeto e
densidade urinário.
a) Cor
A cor fisiológica da urina é amarela. A cor da urina depende da concentração de
urocromos e depende da patologia existente no animal e pode variar com a espécie
(Nunes, 2016). Equinos possuem urinas amarelas carregadas. As cores mais comuns de
urinas que foram observadas durante o estágio no LPC-HVUTAD são as seguintes (figura
11):
- Amarelo-claro – representa uma urina diluída com densidade baixa e pode ter como
causa uma excessiva ingestão de líquidos;
- Amarelo-escuro – representa uma urina muito concentrada e consequentemente uma
elevada densidade;
- Avermelhada – presença de hematúria ou hemoglobinúria que é definida como a
presença anormal de eritrócitos na urina. Pode ser vista macroscopicamente ou
microscopicamente. Após a centrifugação a hematúria apresenta-se com um sobrenadante
límpido pois os eritrócitos presentes na amostra de urina depositam-se e são visíveis na
análise microscópica do sedimento urinário.
- Acastanhada – apresenta esta cor devido à presença de hemoglobina
Figura 11-– Diferentes cores de amostras de urina: diferença entre uma urina amarelo-claro
(A) e uma urina amarelo-escuro (B). Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
A B
39
b) Volume
O volume mínimo necessário para a realização de uma análise completa da urina deveria
ser de 5 mL sendo que o volume ideal é de 10 mL e qualquer volume abaixo ou acima
desses valores é considerado patológico (Kerr, 2003).
O volume produzido é inversamente proporcional à densidade pois nem sempre o volume
recolhido corresponde ao volume total contido dentro da bexiga do animal (Latimer et
al., 2010).
Este fator depende do estudo de hidratação do animal e esse estudo, por sua vez, varia de
acordo com a ingestão de proteínas, sais e água e, também varia de acordo com as suas
perdas por vómito, diarreia, entre outras causas (Ribeiro, 2010).
c) Turbidez
A urina normal é límpida e transparente. A turbidez da urina pode ser influenciada pela
concentração urinária, ou seja, uma amostra concentrada está mais propensa à turbidez
do que uma amostra diluída (Machado et al., 2003).
Preconiza-se a observação da turbidez imediatamente após a colheita, pois os cristais
podem precipitar e influenciar os resultados deste parâmetro.
O aspeto ligeiramente turvo ou turvo ocorre quando há presença de partículas suspensas
na urina, tais como células epiteliais, eritrócitos e leucócitos, cristalúrias, bactúrias, muco,
sémen ou contaminação fecal (Biasoli, 1980).
A urina de equinos é normalmente turva devido à presença de muco e cristais de carbonato
de cálcio e a urina normal de felinos apresenta gotículas de gordura que também podem
deixar a urina turva (Navarro, 1996).
Este parâmetro do exame físico tem como ponto negativo a sua baixa sensibilidade e a
sua baixa especificidade.
d) Densidade
A gravidade específica da urina ou densidade é um indicador muito útil da habilidade da
concentração urinária renal.
A gravidade específica é definida como a relação entre a massa de um volume líquido e
a massa de um mesmo volume de água destilada (Kerr, 2003).
40
Estima-se a densidade através do índice de refratometria (figura 12). Essa variável deve
ser interpretada associando-se o grau de hidratação, ingestão hídrica, dieta, peso,
exercício, idade e condições climáticas (Dalmolin, 2011).
Os valores de referência para este parâmetro são muitos amplos como podemos verificar
na tabela 8.
A densidade é um teste muito útil para a avaliação da capacidade de diluição e
concentração renal, pois a perda da habilidade de concentração costuma ser o primeiro
sinal de doença renal.
Figura 12-– Imagens representativas da execução da leitura da densidade urinária através do
refratómetro e da escala do refratómetro ao pormenor, sinalizada com a seta cor de laranja a
escala da medição da densidade urinária.
Tabela 8-– Valores de referência da densidade urinária para diversas espécies animais.
(Adaptado de Navarro, 1996)
3.5 – Exame Químico
O exame químico da urina consiste na utilização de tiras reativas de urina.
As tiras são pequenas tiras as quais apresentam diversas almofadas impregnados de
reagentes específicos para cada substância supostamente presente na urina (figura 13).
Espécie Valor
mínimo
Valor máximo Valor Normal
Cão 1.015 1.045 1.035
Gato 1.020 1.040 1.030
Equino 1.015 1.060 1.035
41
No LPC-HVUTAD são utilizadas as tiras reativas de urina de química seca da marca
Combur Test da Roche.
Este tipo de exame é um método qualitativo e semiquantitativo de monitorizar vários
aspetos bioquímicos da urina.
Os aspetos bioquímicos da urina analisados na tira reativas são:
a) pH urinário
O pH urinário não reflete necessariamente o pH sanguíneo, pois para manter o pH
sanguíneo constante (entre 7,35 – 7,45) terá de haver alteração do pH da urina o que
corresponde a condições alimentares e metabólicas (figura 14) (Sink e Feldman, 2006).
Os animais que ingerem carne e cereais apresentam o pH urinário entre 5,5 e 7,0 devido
à presença de fosfatos de sódio e cálcio, enquanto que os herbívoros, com dieta mais
alcalina, apresentam o pH urinário fisiológico entre 7,0 e 8,5 devido à presença de
bicarbonato de cálcio solúvel ((Rosa et al., 2008).
Figura 14– Escala do pH nas tiras reativas da Combur. (Adaptado de Fonseca, K., 2007)
Figura 13-- Tiras reativas de urina usadas no LPC-HVUTAD e respetiva escala de medição
para a realização da análise. Fotografias gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
42
b) Glicose
Em condições fisiológicas normais não deve haver presença de glicose na urina (figura
15).
A glicosúria é detetada por uma reação enzimática específica para a glicose e ocorre
quando o nível deste parâmetro no sangue é tão elevado que parte dele é excretado pela
urina (Vieira, 2015).
As amostras de urina refrigeradas devem ser aquecidas à temperatura ambiente para evitar
falsos negativos pois as baixas temperaturas atingidas durante o período de refrigeração
inibem a reação (tabela 9) (Tavares, 2017).
Figura 15-– Escala de medição de glucose nas tiras reativas da Combur. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007)
Tabela 9-– Valores de referência para a glicemia a partir dos quais aparece a glicosúria, pois foi
ultrapassado o limiar de reabsorção renal que é diferente para cada espécie.
(Adaptado de Tavares, 2017).
c) Corpos cetónicos
Os corpos cetónicos são produtos resultantes da metabolização das gorduras e são
produzidas quando o corpo está com dificuldade em utilizar a glicose como fonte de
energia (Costa, 2011)
A urina fisiológica é livre de corpos cetónicos e a cetonúria ocorre quando estes
compostos aumentam a sua concentração no plasma em decorrência de distúrbios no
metabolismo de ácidos gordos e carbohidratos (figura 16) (Dalmolin, 2011).
Glicemia(mg/dL)
Caninos >180
Felinos >280
Aves >600
Bovinos >100
43
Figura 16-– Escala de medição da Combur de presença de corpos cetónicos na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007)
d) Proteínas
As tiras reagentes produzem resultados semiquantitativos da proteinúria e detetam
principalmente a albumina, sendo insensíveis para as globulinas (Latimer et al., 2010).
Em condições fisiológicas normais, as proteínas são 100% mantidas na corrente
sanguínea estando presente na urina apenas uma pequena quantidade que as tiras
reagentes acabam por nem detetar, porém o resultado da tira reagente deve ser
interpretado juntamente com a densidade urinária pois está relacionado com a
concentração da urina (figura 17) (Navarro, 1996).
Figura 17– Escala da Combur da medição da presença de proteínas na urina. (Adaptado de Fonseca, K.,
2007).
e) Bilirrubina
A urina fisiologicamente normal não apresenta bilirrubina. O limiar de excreção da
bilirrubina no cão, em condições normais, é baixo e, por isso, normalmente não se observa
(González et al., 2000).
A bilirrubina deve ser sempre interpretada em associação com a densidade específica
(figura 18).
Figura 18-– Escala da Combur da medição da excreção de bilirrubina na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007)
f) Urobilinogénio
O urobilinogénio que é excretado nas fezes e reabsorvido pela circulação portal
retornando ao fígado e é eliminado pela bílis (Sink e Feldman, 2006).
44
Uma pequena quantidade de urobilinogénio atinge os rins através da circulação sendo
excretada pela urina (figura 19).
A urina dos cães e dos gatos, geralmente possui uma reação positiva e a ausência ou
diminuição do urobilinogénio está relacionada a distúrbios intestinais (Amorim, 2008).
Figura 19-– Escala da Combur da medição da excreção do urobilinogénio na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007)
g) Nitritos
A presença de nitritos na urina resulta da conservação de nitratos por bactérias, ou seja, a
reação positiva para a presença de nitritos significa que há presença de bactérias em
quantidade significativa (figura 20). Tem baixa sensibilidade e menor especificidade. É
utilizada para deteção de infeções do trato urinário em medicina veterinária pelo que
muitos clínicos optam pela sua utilização (Amorim, 2008).
Figura 20-– Escala da Combur para a deteção da presença de nitritos na urina. (Adaptado de Fonseca,
K., 2007)
h) Sangue
As tiras reativas de urina detetam a porção heme da hemoglobina e da mioglobina
(Machado et al., 2003).
A urina fisiologicamente normal não deve conter sangue.
A hemoglobinúria pode ocorrer quando os glóbulos vermelhos intactos lisam na urina
extremamente diluída (densidade < 1,008) ou quando há níveis elevados de hemoglobina
no sangue decorrente de hemólise intravascular (Nakamae et al., 1980).
Quando há presença de sangue na urina também pode ocorrer uma hematúria. A
hematúria corresponde à observação de três ou mais glóbulos vermelhos por campo.
Para distinguir a hematúria de hemoglobinúria, o sobrenadante urinário deve ser
observado e este encontra-se límpido na hematúria (figura 21).
45
Este parâmetro da tira reativa de urina tem uma grande sensibilidade e uma baixa
especificidade (Sink e Feldman, 2006).
Figura 21– Escala da Combur para a detenção de hemoglobina na urina. (Adaptado de
Fonseca, K., 2007)
3.6 – Análise do sedimento
A terceira etapa da análise de urina consiste na avaliação microscópica do sedimento
urinário. Os resultados do exame do sedimento urinário devem ser interpretados
juntamente com o conhecimento do método de colheita, exame químico da urina e o
exame físico do animal (Biasolin, 1980).
No LPC-HVUTAD é separada cerca de 1mL da amostra homogeneizada de urina fresca
é transferida para uma alíquota é devidamente identificada e colocada a centrifugar a 3500
rpm durante 5 minutos. O sobrenadante é descartado e o sedimento é ressuspendido
agitando-se o tubo várias vezes. Uma gota do sedimento resultante é colocada numa
lâmina e é coberta por uma lamela.
Por fim, deve-se observar a lâmina com a amostra do sedimento ao microscópio com o
diafragma fechado e na objetiva de 40x.
Durante observação da amostra é possível, finalmente, realizar a análise do sedimento
sendo, por vezes, possível observar cilindros, células, cristais, bactérias, fungos e
artefactos.
a) Cilindros
Os cilindros formam-se nos túbulos renais a partir de mucoproteínas secretadas pelas
células epiteliais tubulares (figura 22). Uma urina normal pode conter poucos cilindros
hialinos e/ou granulosos, mas umas quantidades maiores destas estruturas refletem uma
patologia renal (Biasolin, 1980).
46
b) Células
Baixas quantidades de eritrócitos, leucócitos e células epiteliais transicionais podem ser
encontradas em urinas normais, porém em casos de inflamação da bexiga pode ser
observado um aumento na quantidade destas células (figura 23) (Almeida, 2011).
Figura 23-– Imagem microscópica (objetiva de x40) de uma urina com diversos leucócitos
(seta azul) e imensos eritrócitos (seta cor de laranja) na amostra de urina um gato. Fotografia
gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
c) Cristais
A presença de cristalúria é influenciada pelo pH urinário e pela densidade urinária.
As urinas muito concentradas, com altas concentrações de substâncias cristalogénicas ou
com reduzida taxa de fluxo renal estão predispostos à formação de cristais (figura 24)
(Barbosa e Sztanjnbok, 1999).
Figura 22-– Imagem microscópica de um cilindro urinário numa amostra de urina um gato,
observado com a objetiva x40. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
47
Figura 24– Imagem microscópica (ampliação de 1000) de um cristal urinário - fosfato amónio
de magnésio, também chamado de estruvite, numa amostra de urina de cão. Fotografia
gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
d) Microrganismos
Os microrganismos mais encontrados na urina são as bactérias. Os fungos e as leveduras
também podem ser encontrados na urina, mas é mais raro, em medicina veterinária.
A urina fisiologicamente normal não deve conter microrganismos, mas pode ser
contaminado pela vagina ou durante a micção (Weber et al., 2011).
A urina colhida por cistocentese, por norma, não contém bactérias, mas estas podem
proliferar na urina quando esta não é conservada adequadamente ou quando a análise ao
sedimento urinário excede o tempo recomendado (Weber et al., 2011).
As bactérias são bastante pequenas e só podem ser identificadas com grandes ampliações
ao microscópio ótico (figura 25) (Isidoro, 2018).
Normalmente, quando as bactérias são encontradas sem a presença de leucócitos é
indicativo de que a amostra foi contaminada (Amorim, 2008).
Figura 25– Imagem microscópica (objetiva de x40) de urina de um cão, onde é possível ver
bactérias (sinalizadas com a seta azul). Imagem gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
48
e) Artefactos
Muitas substâncias podem contaminar a urina durante a colheita, o transporte ou durante
a realização do exame.
A presença de artefactos podem confundir o clínico durante a análise ao sedimento. Estes
artefactos podem ser: bolhas de ar, gotículas de óleo, pêlos, material fecal, pólen, esporos
de fungos, entre outros (figura 26) (Isidoro, 2008).
Figura 26-– Imagem microscópica (x40) de um sedimento urinário de um cão, com gotículas de
gordura (seta azul) e espermatozoides (seta cor de laranja). Imagem gentilmente cedida pelo
LPC-HVUTAD.
Capítulo 4- Coagulação
4.1 - Introdução
O sistema de coagulação é um sistema multifacetado, extremamente balanceado, no qual
participam diversos componentes celulares e moleculares.
Segundo Franco (2001) a hemostasia é um evento biológico possível de ser avaliado e
estudado, assim como os seus distúrbios e é definida como:
- um conjunto de fatores responsáveis pela manutenção do sangue fluído no interior dos
vasos;
- paragem do sangramento ou hemorragia;
49
- realiza o controle da hemorragia e a dissolução do coágulo por meio de eventos
mecânicos e bioquímicos.
A hemostasia resulta então na formação de fibrina que estabiliza o tampão plaquetário
primário, promovendo a formação do coágulo. Este processo é constituído por 3 etapas:
hemostasia primária, hemostasia secundária e fibrinólise (Cagnolati et al., 2004).
A hemostasia primária corresponde à contração vascular local para que ocorra a redução
do fluxo sanguíneo no local da lesão e ocorre a formação do rolhão plaquetário enquanto
que a hemostasia secundária ou coagulação corresponde à fase de adesão de plaquetas
que é mediado pelo recetor de colagénio plaquetário específico e fator Vonwillebrand, os
quais formam ligações entre plaquetas e fibras de colagénio para ativar as plaquetas
(Lopes et al., 2005).
A coagulação sanguínea consiste na conversão da proteína solúvel do plasma (o
fibrinogénio) num polímero insolúvel (a fibrina) por ação de uma enzima denominada
trombina e é constituída por uma série de reações químicas entre várias proteínas que
convertem proenzimas em enzimas são denominados fatores de coagulação (Franco,
2001).
A compreensão das vias hemostáticas, dividindo-as em intrínseca e extrínseca
convergindo na via comum sendo a sua ativação um processo em “cascata”, a qual
termina na formação do complexo denominado ativador de Protrombina hemostática
(Lopes et al., 2005).
A fibrinólise é caracterizada pela produção de complexos tenases e Protrombinases que
são agrupados na superfície das plaquetas ativadas (Dennis et al., 1998).
A fibrinólise é ativada na mesma ocasião da coagulação existindo um equilíbrio
fisiológico entre as mesmas, onde a plasmina atua degradando a fibrina e desfazendo o
coágulo (Lopes, et al., 2005).
Estes três processos descritos, têm em conjunto, a finalidade de manter a fluidez
necessária do sangue sem haver extravasamento pelos vasos ou obstrução do fluxo pela
presença de trombos (Pichler, 2008).
4.2 - Avaliação do Sistema hemostático no LPC-HVUTAD
No LPC-HVUTAD as provas de coagulação são realizadas no STAGO® START4 –
Hemostasis Analyzer. Este aparelho constitui um sistema de bancada semiautomático
50
eficiente integrado como método eletromecânico patenteado de deteção de coágulos da
STAGO e como é ideal para testes de lote de baixo a médio volume, por consequência, é
ideal para o LPC-HVUTAD uma vez que o número e parâmetros da coagulação avaliados
é relativamente baixo.
Este aparelho inclui quatro estações de incubação com temporizador independente,
pipetador múltiplo conectado eletronicamente, um display de cristal líquido (LCD) de 40
caracteres e uma impressora térmica interna (figura 27) (Stago, 2015).
Figura 27– Fotografia do aparelho STAGO® START 4 mostrando com mais pormenor as
pipetas e os reagentes. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
A STAGO® START 4 possui uma vasta gama de testes sendo que os únicos que são
realizados no LPC-HVUTAD são o Tempo de Protrombina e o Tempo de Tromboplastina
Parcial Ativada.
Neste setor a calibração e os controlos são realizados uma vez por semana ou toda a vez
que se mude um dos reagentes necessários (Stago, 2015).
4.3 – Valores normais para canídeos, felino e equino no LPC-HVUTAD
Após um estudo interno, realizado no LPC-HVUTAD foi possível obter dados e formar
os valores normais para os canídeos que dão entrada no laboratório garantindo uma
melhor e mais fidedigna avaliação hemostática do animal em causa garantindo, por
consequência uma melhor ajuda médica (Barbosa et al., 2018).
Os valores obtidos estão representados na tabela seguinte (Tabela 9).
51
Tabela 10-– Valores de referência usados no LPC-HVUTAD para a avaliação hemostática de
diferentes espécies animais.
Tempo de
Protrombina (PT)
(seg)
Tempo de Tromboplastina
Parcial ativada (aPTT) (seg)
Cão 6,7 – 10,8 9 – 14,5
Gato 7 – 11,5 10 – 15
Equino 9,5 – 11,5 25 - 45
Capítulo 5- Hematologia
5.1- Introdução
Na hematologia, após uma breve introdução ao tema serão abordadas as principais
determinações executadas no LPC-HVUTAD, bem como o fundamento da técnica
utilizada.
A hematologia é o ramo da biologia que estuda os elementos figurados do sangue:
glóbulos vermelhos, glóbulos brancos e plaquetas, bem como a produção desses
elementos e os órgãos onde eles são produzidos (órgãos hematopoiéticos) como a medula
óssea, o baço e os linfonodos. Do ponto de vista clínico, a hematologia também está
encarregue de estudar as doenças a eles associados (DeNicola et al., 1998).
A principal função do sangue é o transporte, quer de substâncias essenciais para a vida
das células do corpo, tais como oxigénio, dióxido de carbono, nutrientes e hormonas quer
de produtos oriundos do metabolismo, indesejáveis ao organismo, os quais são levados
aos órgãos de excreção (Vieira, 2015).
O sangue é constituído por uma fração líquida e uma fração celular. A fração líquida
denominada de plasma que constitui cerca de 55% do volume total de sangue e é
constituído por água (91%), proteínas (8%) como a albumina, a globulina e o
fibrinogénio, e por outros solutos (1%). A fração celular é composta por eritrócitos,
leucócitos e plaquetas (Nunes, 2016).
A hematopoiese é o processo referente à produção dos elementos celulares e figurados do
tecido sanguíneo. A atividade hematopoiética gera mais de nove tipos celulares
Espécie
Análise
(Adaptado de Barbosa et al., 2018)
52
diferentes, divididos em: linhagem linfoide (linfócitos T e B, células NK (natural killer)
e células dendríticas linfoides); e linhagem eritro-mielóide (macrófagos, eosinófilos,
neutrófilos, mastócitos, eritrócitos e plaquetas), a partir de uma entidade celular
denominada de célula-tronco hematopoiética ou HSC (hematopoietic stem cell) (Latimer
et al., 2005).
A produção de eritrócitos (eritropoiese) acontece na medula óssea levando em torno sete
a oito dias para se completar. Os eritrócitos caracterizam-se por ser células anucleadas
(nos mamíferos), durante o seu desenvolvimento acabam por perder, por expulsão, o seu
núcleo. Constituem cerca de 45% do volume total do sangue e têm a função de transportar
oxigénio. A sua flexibilidade de forma é importante para poderem desempenhar a sua
função podendo adaptar-se para passarem pelos pequenos capilares (DeNicola et al.,
1998).
Os leucócitos são células nucleadas que desempenham funções de defesa do organismo
contra infeções. São produzidas na medula óssea a partir de uma célula pluripotencial. A
capacidade proliferativa da célula pluripotencial depende dos estímulos apropriados de
hormonas estimuladoras da leucopoiese (Latimer et al., 2005).
Existem duas grandes classes de leucócitos: Granulócitos (originam-se na linhagem
mieloide e são células que possuem núcleos segmentados e grânulos no seu citoplasma e
podem ser de três tipos como neutrófilos, eosinófilos e basófilos); Agranulócitos ou
mononucleares assim chamados por possuírem um núcleo sem constrições e um
citoplasma desprovido de grânulos2: os Linfócitos são originários da linhagem linfoide
da medula óssea e podem ser do tipo T (desenvolvem-se nos tecidos linfoides) e B
(desenvolvem-se na medula óssea), e os Monócitos (representam de 4 a 8% do total de
leucócitos e desenvolvem-se na medula óssea e migram facilmente pela parede dos vasos
para se transformarem em células fagocitárias, passando a chamar-se macrófagos) (Braga,
2014).
As plaquetas ou trombócitos tal como os eritrócitos não têm núcleo e são pequenos
fragmentos citoplasmáticos com origem nos megacariócitos da medula óssea que são
libertados na corrente sanguínea. A sua vida média na circulação é de aproximadamente
10 dias. Possuem um papel fundamental pois são responsáveis pelo início do processo de
coagulação pois, atuam na reparação de vasos sanguíneos, na coagulação do sangue para
evitar perda de sangue e, ainda, libertam enzimas lisossomais que auxiliam na remoção
2 Possuem grânulos azurófilos e por essa razão estes não são visíveis em microscopia de luz.
53
do coágulo sanguíneo. Estas atividades ocorrem devido aos conteúdos dos grânulos alfa,
delta (ou densos) e lambda das plaquetas. Os grânulos alfa contêm fibrinogénio e fator de
crescimento plaquetário. Os grânulos delta contêm serotonina, ADP e ATP e por fim, os
grânulos lambda contêm enzimas lisossomais das plaquetas (González e Silva, 2008).
5.2 – Hemograma
O hemograma é um dos exames complementares de diagnóstico mais frequentemente
requisitado e permite uma avaliação dos elementos celulares do sangue: eritrócitos,
leucócitos e plaquetas. Na realidade, é o exame de primeira linha no estudo da função
hematológica, contudo, uma análise atenta e cuidada dos elementos celulares implica,
para além da quantificação de cada um dos tipos de células sanguíneas, o estudo da sua
morfologia (Costa, 2011).
Os tubos de amostras devidamente identificados, chegam ao LPC-HVUTAD através de
profissionais, sendo registados, separados e triados conforme o grau de urgência e o tipo
de análise. Para a realização deste exame as amostras de sangue total têm de ser colhidas
com anticoagulante EDTA para evitar a sua coagulação. No LPC-HVUTAD o
hemograma é realizado num analisador celular automático concebido para uso em
medicina veterinária o Procyte Dx (IDEXX) (figura 28).
Este aparelho é um analisador automático de hematologia para sangue de animais que
avalia e fornece os resultados de vinte e cinco parâmetros para cada amostra de sangue
em aproximadamente dois minutos que emprega três tecnologias: citrometria de fluxo a
laser, fluorescência ótica e impedância de fluxo laminar (IDEXX, 2014).
Figura 28– Fotografia do Procyte DX, da sua
estação de VetLab e o agitador mecânico.
Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-
HVUTAD.
54
Com a Citrometria de fluxo a laser o sistema realiza duas análises separadas: ótica de
eritrócitos, em que analisa os eritrócitos maduros, os reticulócitos e as plaquetas e a
análise do diferencial de leucócitos em que analisa e classifica o diferencial em cinco
partes (Cápua et al., 2005).
As suspensões celulares são hidrodinamicamente focadas através de um orifício estreito
exposto para focar o laser vermelho. A luz dispersa frontalmente e a luz dispersa
lateralmente é então registada para cada célula e essas assinaturas óticas fornecem
informações sobre o tamanho, complexidade, conteúdo e estrutura dentro de cada célula
(IDEXX, 2014).
Na fluorescência ótica a coloração de leucócitos ProCyte Dx e os reticulócitos ligam-se
a ácidos nucleicos nas células e são excitados pela luz vermelha. As assinaturas são
capturadas exclusivamente com o comprimento de onda maior da luz dispersa
lateralmente. Este método é o padrão de ouro para determinar reticulócitos e fornece
sensibilidade adicional para identificação da contagem diferencial de leucócitos em cinco
partes. Por outro lado, a impedância de fluxo laminar é o método mais rápido dos três
para análise do tamanho e número dos eritrócitos e das plaquetas. Com este método, uma
amostra diluída é focada no centro de uma abertura de deteção e um sinal elétrico é
interrompido por presença de cada célula. A resistência medida pode determinar o
tamanho e o tipo de cada célula (Braga, 2014).
O ProCyte Dx envia a amostra através da abertura numa corrente de núcleo coaxial de
amostra e reagente. Simultaneamente, o fluxo principal é cercado por um reagente de
revestimento mais rápido, o que garante que apenas uma célula esteja à vez na abertura,
impedindo qualquer recirculação.
5.1.1- Parâmetros analisados no hemograma do Procyte Dx
O hemograma analisa três componentes celulares: os glóbulos vermelhos que são
analisados no eritograma, os glóbulos brancos que são analisados no leucograma e as
plaquetas analisados no plaquetograma. O Procyte Dx avalia vinte e quatro parâmetros
(figura 29) que são:
Eritrócito (M/µL) – refere-se ao número total de glóbulos vermelhos presentes no sangue
(Cápua et al., 2005);
55
Hematócrito (% HTC) – é a proporção do volume da amostra de sangue que é ocupado
pelos glóbulos vermelhos (Vieira, 2015);
Hemoglobina (HGB) (g/dL) – é um componente dos glóbulos vermelhos responsável
pelo transporte de oxigénio; este parâmetro mede a concentração desse componente no
sangue (Latimer et al. 2005);
Volume Corpuscular Médio (VCM) (fL) – mede o tamanho dos glóbulos vermelhos,
ou seja, este parâmetro dá-nos o valor do volume médio de glóbulos vermelhos na amostra
(Dennis et al., 1998);
Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) (pg) – indica a concentração total de
hemoglobina através da análise do tamanho e da coloração dos glóbulos vermelhos, ou
seja, é o volume médio de hemoglobina por contagem de glóbulos vermelhos (Braga,
2014);
Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média (MCHC) (g/dL) – demonstra a
concentração de hemoglobina por eritrócito. Dá-nos a concentração média de
hemoglobina (Blackwood e Villiers, 2000);
Red Cell Distribution Width (%RDW) – é o índice que indica a percentagem de
variação de tamanho entre os glóbulos vermelhos (González e Silva, 2008);
Percentagem de Reticulócitos (%RETIC) – refere-se à contagem de eritrócitos
imaturos presentes no sangue periférico (Costa, 2011);
Hemoglobina nos Reticulócitos (RET-HE) (K/µL) – é o teor de hemoglobina nos
reticulócitos é uma avaliação em tempo real que informa se a disponibilidade vigente de
Ferro é ou não suficiente para a eritropoiese (Nunes, 2016);
Leucócitos (K/µL) – indica o número total de Glóbulos brancos presentes na amostra
(Naoum, 2001);
Percentagem de leucócitos (% NEU; %LYM; %MONO; %EOS; %BASO) – é a
percentagem de cada tipo de leucócito presentes no sangue periférico da amostra
(González e Scheffer, 2013);
NEU; LYM; MONO; EOS; BASO (K/µL) - é o número total de glóbulos brancos
presentes no sangue periférico da amostra (González e Scheffer, 2013);
56
Plaquetas (K/µL) – número total de plaquetas no sangue periférico da amostra (Naoum,
2001);
Volume Plaquetário médio (VPM) (fL) – indica o volume médio das plaquetas
presentes na amostra (Braga, 2014);
Índice de anisocitose plaquetária (%PDW) – avalia a distribuição do tamanho das
plaquetas e permite avaliar a presença de anisocitose plaquetária (Latimer et al., 2005).
Plaquetócrito (%PCT) – percentagem do volume das plaquetas sobre o volume total de
sangue (Latimer et al., 2005).
Por último o ProCyte Dx está conectado a um computador, designado Estação VetLab
IDEXX. Esta estação VetLab funciona como um elo de comunicação para todos os
analisadores da marca IDEXX, como por exemplo para o Catalyst que é o aparelho da
bioquímica seca usado em regime de urgência no LPC-HVUTAD (IDEXX, 2014).
A B
Figura 29-– Exemplos de hemogramas felinos realizados no Procyte Dx (IDEXX): sem
alterações celulares (A) e com alterações da série vermelha indicadores de anemia e alterações
na série branca (B).
57
5.2 – Hematócrito
O hematócrito é um parâmetro que também pode ser calculado manualmente. É um
exame rápido de boa reprodutibilidade e preciso, que exige uma pequena quantidade de
sangue para o seu processamento. Atualmente a técnica do microhematócrito,
desenvolvida em tubos capilares é a mais difundida. Esta técnica veio substituir a técnica
em tubos de Wintrobe e por ser igualmente precisa e utilizar quantidades muito menores
de sangue é hoje em dia a técnica mais difundida (Almeida, 2011).
O microhematócrito tem como princípio a sedimentação dos elementos figurados do
sangue através da centrifugação e o seu método de realização é simples e começa por
homogeneizar o tubo de sangue com anticoagulante, de seguida pega-se no tubo capilar
e por capilaridade deixar-se o sangue subir até preencher cerca de 2/3 do tubo. Depois de
preenchido fecha-se uma extremidade com plasticina e leva-se a centrifugar a 1200 rpm
por 5 minutos.
Os eritrócitos como possuem um peso maior depositam-se no fundo do tubo capilar, os
leucócitos e as plaquetas por sua vez, formam uma fina camada a que chamamos camada
flogística, que se situa entre os eritrócitos e o plasma e este último acomodou-se no topo
do capilar (figura 30) (Cruz et al., 1945).
Quando a centrifugação termina, procede-se à leitura do microhematócrito. A leitura
consiste no coeficiente entre a medição (com uma régua) da parte precipitada das células
e a área total preenchida (células e plasma) do tubo capilar. O resultado vem expresso em
percentagem.
No LPC-HVUTAD o microhematócrito é utilizado com regularidade como forma de
controlo de qualidade do Procyte Dx. Se a diferença entre o valor obtido no
microhematócrito e o resultado obtido no Procyte Dx for inferior a 6% aceita-se o
Plasma
Camada flogística
Eritrócitos
Figura 30- Fotografia de um microhematócrito. Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-
HVUTAD.
58
resultado se der superior a 6% deve-se repetir, primeiramente o microhematócrito, e só
se o valor for o mesmo e a diferença continuar superior a 6% repete-se, então, o
hemograma. Se a diferença de 6% persistir deve-se aceitar pois os resultados foram todos
confirmados.
A realização do microhematócrito permite ainda a avaliação da concentração das
Proteínas Plasmáticas Totais. Para tal o plasma resultante do tubo capilar depois da
centrifugação e leitura do microhematócrito é colocado, após a rotura do tubo capilar num
refratómetro manual e é então feita a correspondente leitura.
5.3 – Esfregaço sanguíneo
O esfregaço sanguíneo é uma prova realizado em hematologia para a contagem e a
identificação de anormalidades morfológicas nas células do sangue. O teste consiste na
extensão de uma fina camada de sangue sobre uma lâmina de microscopia que, após
corada, é analisada em microscópio.
O seu objetivo principal é analisar a morfologia das células pertencentes às três linhagens
celulares, fornecer informações sobre a estimativa do número de leucócitos e plaquetas,
realização da contagem diferencial de leucócitos e investigar problemas hematológicos,
distúrbios encontrados no sangue e eventualmente identificar parasitas sanguíneos e por
último serve também como meio de controlo das contagens celulares automáticos
(González e Silva, 2008).
A C D E
B
Figura 31– Fotografia de microhematócrito realizados no LPC-HVUTAD, em que é possível verificar
as diferenças na cor do plasma: A- Plasma ligeiramente hemolisado; B- Plasma hemolisado; C- Plasma
normal; D- Plasma ligeiramente ictérico; E- Plasma ictérico. Diferenças em relação ao volume de
eritrócitos: A e C – Volume de eritrócitos normais; B e E- Volume de eritrócitos baixo; D – Volume de
eritrócitos elevado. Fotografias gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
59
5.3.1 – Técnica da realização do esfregaço sanguíneo
A técnica consiste em (figura 32): apoiar uma lâmina de microscopia, já com a
identificação do animal, sobre uma superfície limpa. A lâmina deve estar limpa e sem
vestígios de gordura que poderão prejudicar o teste. De seguida coloca-se uma pequena
gota de sangue próxima a uma das extremidades da lâmina e com o auxílio de outra
lâmina, colocar a gota de sangue em contacto com a sua borda (para isso a lâmina
extensora deve fazer um movimento para trás tocando a gota com o dorso num ângulo de
45º).
O sangue da gota vai-se espalhar pela borda da lâmina extensora por capilaridade, nesse
momento, a lâmina deve então deslizar suave e uniformemente sobre a outra em direção
oposta à extremidade em que a gota de sangue foi colocada.
Figura 32 –
Figura 32 - Fotografias de uma boa realização da técnica do esfregaço sanguíneo: A- material
necessário para a realização do esfregaço sanguíneo; B-procedimento da identificação da lâmina onde
se vai realizar o esfregaço; C- colocação de sangue total da amostra na pipeta de vidro; D- colocação de
uma pequena gota de sangue numa das extremidades da lâmina; E- colocação da lâmina extensora sobre
a lâmina do esfregaço; F- do contacto da lâmina extensora com a gota de sangue a formar um ângulo de
aproximadamente 45º; G- deslizamento suave da lâmina extensora sobre a lâmina do esfregaço
sanguíneo; H – parte final da elaboração do esfregaço sanguíneo; I- esfregaço sanguíneo, devidamente
identificado, antes de ser corado. Todas as fotografias presentes nesta figura foram gentilmente cedidas
pelo LPC-HVUTAD.
A B C
D E F
G H I
60
Depois de completamente estendido o sangue forma uma espécie de película sobre a
lâmina que se deve deixar que seque sem nenhuma interferência, para de seguida se
proceder à coloração (figura 33).
Para a obtenção de um esfregaço de qualidade é necessário fazer deslizar uma lâmina
sobre a outra rápida e uniformemente antes que a gota de sangue seque ou coagule. Uma
pressão excessiva ou qualquer movimento de paragem durante esse processo pode
comprometer o esfregaço.
A espessura da película, também é importante esta é determinada, em grande parte, pelo
ângulo formado entre as lâminas no momento da extensão da gota de sangue, pois ângulos
maiores do que 45º, por exemplo, produzem extensões espessas e curtas, dificultando
posteriormente a visualização das células (Nunes, 2016).
5.3.2 – Coloração do esfregaço sanguíneo
As colorações de rotina em hematologia são aquelas derivadas do método de
Romanovsky, entre elas podemos encontrar muitas variações como a coloração de
Leishman, Giemsa, Wright ou May-GrünWald/Giemsa.
No LPC-HVUTAD são usadas as colorações de Diff-Quick e o May-GrünWald/Giemsa.
Figura 33- Fotografia de esfregaços sanguíneos corados e devidamente identificados. Fotografia
gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
61
a) Coloração Diff-Quick
A coloração Diff-Quik consiste num agente fixador (metanol), solução I (eosinofílica) e
solução II (basofílica) (figura 34).
Geralmente e de acordo com as instruções do fabricante, as lâminas são mergulhadas
sequencialmente em cada solução 15 vezes em cada uma das soluções, drenando o excesso antes
de mudar de solução e de seguida passar a lâmina corada por uma lavagem em água corrente e
posteriormente deixar secar (figura 35). As soluções Diff-Quik devem ser armazenadas em
recipientes herméticos para evitar a evaporação ou derramamento.
A B C
Figura 34– Fotografia do agente fixador (metanol), da solução I (Eosina) e da solução II (Azul
de metileno). Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
Figura 35– Fotografia do procedimento da coloração do esfregaço sanguíneo por Diff-Quick,
em que: A – colocação da lâmina em metanol (15x); B – colocação da lâmina na solução I
(15x); C – colocação da lâmina na solução II (15x). Fotografia gentilmente cedida pelo LPC-
HVUTAD.
62
b) Coloração May-GrünWald/Giemsa
A coloração de May-GrünWald/Giemsa é baseada no uso de um corante azul neutro
constituído por um corante ácido designado eosina e um corante básico que é o azul de
metileno.
O protocolo utilizado no LPC-HVUTAD consiste em proceder à diluição de 1:20 do
corante Giemsa com água tamponada (tampão fosfato) com pH 7. De seguida colocamos
as lâminas em corante de May-GrünWald durante 5 minutos. Passado esse tempo
voltamos a colocar as lâminas em tampão fosfato durante 5 minutos. Por último
colocamos as lâminas em solução tampão numa diluição de 1:7 com a solução Giemsa e
deixamos repousar 15 minutos. Passado esse tempo passamos as lâminas brevemente por
água corrente.
Decorrido este tempo escoa-se o excedente e após secar está pronta para a observação ao
microscópio.
5.4 – Observação das lâminas de esfregaço sanguíneo
O esfregaço pode ser dividido em três partes (figura 36) (Lisboa, 2016):
- Cabeça da lâmina – região imediatamente após o local em que estava a gota sanguínea.
Nessa região, normalmente, há um aumento do número de leucócitos;
- Corpo da lâmina – região intermediária entre a cabeça e a cauda. É nessa região que
os leucócitos, os eritrócitos e as plaquetas estão distribuídas de uma forma mais
homogénea e em monocamada. É esta a área de escolha para a análise quantitativa e
qualitativa do esfregaço.
- Cauda da lâmina – região final da distensão sanguínea. Nessa região é possível
encontrar um elevado número de monócitos e granulócitos, que por sua vez podem
apresentar uma maior distorção morfológica.
63
5.5- Contagem diferencial de leucócitos
A contagem diferencial de leucócitos, também chamada de fórmula leucocitária, dá-nos
informação sobre as quantidades relativas dos diferentes tipos de leucócitos no sangue
periférico. Num primeiro momento, a avaliação da lâmina é feita com uma objetiva de
menor ampliação (10x e de 40x) para saber da qualidade do esfregaço e para identificação
da monocamada e posteriormente com uma objetiva de imersão (100x) para contagem. A
contagem diferencial de células é realizada desde o corpo da lâmina (região da
monocamada) para a cauda da lâmina totalizando um total de 100 células (figura 37)
(Thall et al., 2015).
2 3 1
Figura 36– Fotografia de um esfregaço sanguíneo com as suas diferentes áreas: 1 –cabeça da
lâmina: 2 – corpo da lâmina/ monocamada; 3 – cauda da lâmina. Fotografia gentilmente
cedida pelo LPC-HVUTAD.
64
Capítulo 6- Análise Estatística
Os dados aqui apresentados correspondem ao período de estágio compreendido entre 1
de outubro de 2019 e o dia 13 de março de 2020. Com a apresentação desta casuística e
sua análise estatística pretendemos reportar toda a dinâmica laboratorial por nós
acompanhada no nosso estágio, onde nos foi permitido acompanhar a rotina diária do
LPC.
O LPC-HVUTAD tem uma casuística muito variada entre animais de companhia (cão e
gato) animais de produção e desporto (ruminantes, suínos e equinos) e animais silvestres
e exóticos, onde por exemplo são realizadas análises a aves silvestres e exóticas, répteis.
Neste período ocorreram 1250 entradas pertencentes a animais de variadas espécies às
quais corresponderam 1996 análises no setor de hematologia, 3545 parâmetros analisados
no sector de bioquímica sérica líquida, 729 análises realizadas no setor de Bioquímica
sérica seca, 184 urinas no setor de bioquímica urinária, 94 entradas para o setor de
coagulação.
Como foi descrito anteriormente, durante o meu período de estágio no LPC-HVUTAD
deram entrada 1250 animais e no gráfico 1 podemos comparar o número total de entradas
por espécie animal onde é possível concluir que o cão obtém a maior percentagem de
entradas.
Figura 37- Contador celular utilizado no LPC-
HVUTAD para auxílio da contagem
diferencial de leucócitos. Fotografia
gentilmente cedida pelo LPC-HVUTAD.
65
Gráfico 1 – Total de entradas registadas, por espécie, no LPC-HVUTAD.
Podemos dividir a atividade por mim acompanhada no LPC-HVUTAD em seis setores:
hematologia, bioquímica sérica líquida, bioquímica sérica seca, bioquímica urinária,
coagulação e separação de soros.
Comparando o número total de análises realizadas em cada setor e observando o gráfico
2 podemos ver que o setor que possui a maior fatia corresponde ao setor de bioquímica
sérica líquida com 52,10% seguida pelo setor de hematologia com 29,34%.
Gráfico 2– Percentagem do total de análises realizadas em cada setor no LPC-HVUTAD.
38,24%
49,52%
3,68%
1,84%
6,72%
0 100 200 300 400 500 600 700
Valor
Outros Equino Ave Cão Gato
31,85%
54,02%
11,11%
3,02%
Hematologia BQ liquída BQ seca BQ urinária
66
No gráfico 3 é possível observar a distribuição de análises no setor de hematologia. Em
cada amostra que dá entrada neste setor, para além dos exames requisitados, realizamos
sempre o microhematócrito que para além das suas vantagens também é usado como
controlo de qualidade para o Procyte Dx e por essa razão é o parâmetro mais solicitado
1042 microhematócritos realizados ao contrário dos esfregaços sanguíneos com 197 que,
por sua vez, só são realizados quando o hemograma resultante do Procyte Dx tem
indicações para a visualização do esfregaço sanguíneo ou quando a médica veterinária ou
a patologista clínica responsável solicita no intuito de verificar as contagens celulares
automáticas ou para deteção de anomalias na morfologia celular.
Gráfico 3– Total de exames realizados no setor de hematologia do LPC-HVUTAD
O gráfico 4 relativo aos parâmetros analisados no setor de bioquímica sérica líquida. Nele
podemos verificar as determinações mais requisitados foram a creatinina logo seguida
pelo Ionograma (Iono) que corresponde à mensuração dos três iões Na, Cl e K.
É importante salientar que há análises mais específicas que são mais requisitadas em
espécies animais não tão comuns como o cão e o gato e obviamente este facto influencia
o número de determinações desse parâmetro realizadas. Um bom exemplo é o Ácido úrico
(AU) que normalmente só é pedido para as aves e como estas representam uma pequena
fatia do total de entradas no laboratório, este parâmetro não é tão pedido. O mesmo
acontece com a AST que apesar de ajudar a avaliar a integridade celular hepática nas
36,22%
49,58%
9,43%
4,50%
0 200 400 600 800 1000 1200
Total
Coagulação Esfregaço sanguíneo Microhematócrito Hemograma
67
diferentes espécies é mais pedida como enzima de integridade muscular quando animais,
por exemplo, caem ou são atropelados, por também não serem casos frequentes, este
também não é um parâmetro muito requisitado.
Gráfico 4– Total de analitos analisados no setor de bioquímica líquida no LPC-HVUTAD.
Iono – Ionograma; ALT – Alanina amino Transferase; FA – Fosfatase Alcalina; ALB –
Albumina; TP – Proteínas Totais; GGT – Gama Glutamil Transferase; AST – Aspartato Amino
Transferase; Creat – Creatinina; CK – Creatinina Quinase; Fosf – Fósforo; CA- Cálcio; BilT –
Bilirrubina Total; Ac. Bil – Ácidos Biliares; Uprot – Proteína na urina; Ucr – Creatinina na urina;
Trig – Triglicerídeos; Gluc – Glicose; AU – Ácido Úrico; Col – Colesterol.
O gráfico 5 exprime os parâmetros analisados no setor de Bioquímica Sérica Seca, que
como dito anteriormente, só é usado em regime de urgência. Por esse motivo, os médicos
veterinários optavam por escolher os clips, que analisavam vários parâmetros ao mesmo
tempo do que utilizar os slides individuais.
11,62%
10,32%
8,63%
10,63%
7,39%
3,58%
1,75%
11,97%
0,34%
6,83%
7,73%
8,58%
3,75%
0%0,14%
2,12%1,44%
0,56%
1,80%
0,28%0,28%
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
Iono ALT FA ALB TP GGT AST Cr CK Ur Ph Ca BilT BilD Ac.Bil
Trig Gluc AU Col Upr Ucr
68
Gráfico 5- Número total de parâmetros analisados no setor de bioquímica seca no LPC-
HVUTAD.
CP4 – Clip 4; CP10 – Clip 10; CP17 -Clip 17; ALB- Albumina; ALT – alanina amino
transferase; Ca- Cálcio; TP – Proteínas Totais; AST – Aspartato amino trasnferase; Cr-
Creatinina; Ph – Fósforo; GGT- Gama glutamil transferase; BilT – Bilirrubina total; FA-
Fosfatase alcalina; Col- Colesterol; CK- Creatinina Quinase; Ur- Ureia; Gluc – Glucose; Lact –
Lactato.
Por darem uma resposta mais completa ao clínico praticamente a totalidade das análises
de urina realizadas são do tipo II. No gráfico 6 estão representadas por espécie as análises
de urina realizadas durante o período de estágio.
Gráfico 6– Total de análises de urina tipo II, por espécie.
17,56%19,20%
13,85%
8,78%
0,41%
3,02%
0,96%0,82%
8,23%
2,61%
0,56%0,14%
0,27%0%
0,27%
22,91%
0,41%0%
0%
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
CP4 CP10 CP17 ALB ALT Ca TP AST Cr Ph GGT BilT FA Col CK Ur Racio Gluc Lact
46,97% 45,96%
1,01%
6,06%
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Gato Cão Ave Equino
69
No gráfico 6 podemos ver todo o total de análises de urina tipo II realizadas, durante o
período de estágio, no setor de bioquímica urinária, sendo que a maior fatia corresponde
aos animais domésticos pois também são eles que ocupam a maior percentagem de
animais que deram entrada no LPC-HVUTAD.
Capítulo 7- Atlas online de Hematologia Veterinária
O segundo objetivo do nosso plano de estágio foi a criação de um atlas online de
hematologia veterinária.
O atlas de hematologia veterinária é uma plataforma digital online que tem como
objetivos: contribuir como ferramenta de estudo da hematologia para alunos de diferentes
graus e cursos da UTAD; auxiliar o médico veterinário na obtenção de um diagnóstico
mais rápido, e contribuir para o desenvolvimento da hematologia veterinária nas suas
diversas expressões – morfologia celular normal, alterações morfológicas, e presença de
inclusões e parasitas – dos diversos tipos celulares em diversas espécies de animais.
Pretende-se, com este atlas, abarcar não só as espécies domésticas como também
representar a morfologia sanguínea normal e respetivas alterações morfológicas em
espécies exóticas e silvestres.
Este atlas encontra-se em processo de construção no qual gradualmente serão
incorporadas imagens com o objetivo de o tornar mais completo.
Por razões que se prendem com a pandemia SARS-COV-2 que levaram ao encerramento
do HVUTAD e com a reestruturação de alguns serviços, a realização deste atlas encontra-
se de momento suspensa, motivo pelo qual não foi possível a sua finalização antes do
término desta monografia.
70
Nas imagens seguintes (figura 38) apresentam-se um protótipo do atlas que ficará alojado
na página da UTAD
As imagens contidas no atlas pertencem ao repositório do LPC-HVUTAD e foram
recolhidas durante a observação de esfregaços sanguíneos decorrente da rotina do
laboratório.
A morfologia das células sanguíneas, como foi referido anteriormente, em animais de
companhia (cães e gatos), ruminantes, cavalos, animais exóticos e silvestres pode variar.
O conhecimento das características morfológicas de cada espécie é fundamental para
reconhecer as alterações morfológicas associadas aos estados de doença e é nesse
contexto que pretendemos que o atlas auxilie as pessoas. Assim sendo, seguem um
reportório de imagens que iriam fazer parte do referido atlas (González e Silva, 2008).
Os leucócitos, devido às suas características morfológicas, são divididos em dois grandes
grupos de acordo com as suas características nucleares e a presença ou ausência de
grânulos citoplasmáticos. Os granulócitos possuem núcleos e grânulos segmentados no
seu citoplasma: neutrófilos (sem grânulos visíveis), eosinófilos (grânulos eosinofílicos) e
basófilos (grânulos basofílicos) como se apresentam na figura 39 (Saraiva, 2020).
Figura 38– Imagens ilustrativas retiradas do protótipo do Atlas de hematologia veterinária.
71
Figura 39- Fotografias microscópicas de ganulócitos ( ampliação de x1000). A- Eosinófilo (seta
azul), basófilo (seta verde) e neutrófilo (seta laranja) de um gato; B- neutrófilo (seta laranja) e
um eosinófilo (seta azul) de um cão; C - Eosinófilo de raposa; D-Dois eosinófilos de equino; E-
Basófilo de um equino; F- Heterófilo de um papagaio; G- Basófilo de um ouriço terrestre.
Fotografias gentimente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
Os agranulócitos (linfócitos e monócitos) apresentam núcleos sem constrição e são
desprovidos de grânulos citoplasmáticos. Nas espécies domésticas mais comuns, a
morfologia celular normal é bastante semelhante para todos os tipos de células, exceto
para eosinófilos e basófilos que variam por espécie. Nas espécies exóticas e silvestres, a
variabilidade pode ser estendida a outros tipos de células (figura 40) (Saraiva, 2020).
A B C
D E F G
72
Figura 40– Fotografias microscópicas (ampliação x1000) de agranulócitos. Legenda: A –
linfócito de um cão; B- linfócito (seta laranja) e um monócito (seta azul) de uma raposa; C-
linfócitos de gato; D- monócito de raposa; E – Dois monócitos (seta azul) e um neutrófilo de
gato. Fotografias gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
Os eritrócitos em mamíferos são geralmente muito semelhantes e podem variar em
tamanho e na presença de uma área maior ou menor de palidez central. Aparecem como
células redondas, anucleadas com intensa coloração eosinofílica (figura 41). Em espécies
como pássaros e répteis, os eritrócitos aparecem como células ovais e com a presença de
núcleo (DeNicola et al., 1998).
A B C
D E
73
Figura 41-Fotografias microscópicas (ampliação x1000) de eritrócitos. Legenda: A – eritrócitos
de papagaio, onde é visível a presença de núcleos; B- eritrócito de equino; C- eritrócitos de gato;
D- eritrócitos de cão; E – eritrócitos de bovino, onde é possível verificar a presença de
anisocitosa; F- eritrócitos de cabra, onde é visível ver o seu tamanho reduzido. Fotografias
gentilmente cedidas pelo LPC-HVUTAD.
A B C
D E F
74
Conclusão
Após cinco meses de estágio classifico a minha passagem pelo LPC-HVUTAD como
uma experiência muito gratificante e enriquecedora do ponto de vista da formação dos
estagiários, uma vez que possibilita o contacto com a dinâmica da atividade laboratorial
em contexto hospitalar e com realidades clínicas diversas.
Relativamente ao local de estágio, trata-se de um local de excelência por abranger uma
vasta gama de áreas de conhecimento e de técnicas laboratoriais.
De modo a garantir um trabalho de excelência, a equipa técnica deste laboratório
consolida e atualiza conhecimentos teóricos e práticos de forma a entender a
complexidade de um sistema integrante.
Em termos estatísticos podemos concluir que no LPC-HVUTAD dão entrada bastantes
amostras para analisar nos diversos setores e que todos eles requerem concentração e
profissionalismo porque por um lado, para que os resultados laboratoriais apresentem
qualidade, o laboratório tem de garantir rigor nas três fases que precedem o resultado
analítico final: Fase Pré-analítica, Fase analítica e Fase pós-analítica.
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