ATIVIDADE MICROBIANA EM SEDIMENTO DE VIVEIROS DE … · Graduação em Biologia de Fungos do ... Inclui bibliografia 1. Camarão - Criação 2. ... respiração, quociente metabólico

ATIVIDADE MICROBIANA EM SEDIMENTO DE VIVEIROS DE CU LTIVO

SEMI-INTENSIVO DE CAMARÃO, RIO FORMOSO, PERNAMBUCO

INDRA ELENA COSTA ESCOBAR

RECIFE

2011

UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO CENTRO DE BIOCIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE MICOLOGIA PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA DE FUNGOS




Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia de Fungos do Departamento de Micologia do Centro de Ciências Biológicas da Universidade Federal de Pernambuco, como parte dos requisitos para a obtenção do título de Mestre em Biologia de Fungos.

Área de concentração: Micologia

Aplicada

Orientadora:

Dra. Leonor Costa Maia

Co-orientadora:

Dra. Sônia Valéria Pereira

RECIFE

2011

Escobar, Indra Elena Costa Atividade Microbiana em sedimento de viveiros de cultivo semi-intensivo de camarão, Rio Formoso, Pernambuco / Ind ra Elena costa Escobar. – Recife: O Autor, 2011. 47 folhas : il., fig., tab.

Orientador: Leonor Costa Maia Co-Orientadora: Sônia Valéria Pereira

Dissertação (mestrado) – Universidade Federal de Pernambuco. CCB. Biologia de Fungos, 2011.

Inclui bibliografia

1. Camarão - Criação 2. Probióticos 3. Rio Formoso (PE) I. Título.

639.68 CDD (22.ed.) UFPE/CCB-2011-183




Dissertação defendida e aprovada pela banca examinadora

Aprovada em 19/02/2009

Aos meus pais,

Arturo e Fátima,

Dedico.

“O papel dos infinitamente pequenos é infinitamente grande” Louis Pasteur

AGRADECIMENTOS Aos meus pais, Maria do Rosário de Fátima Escobar e José Arturo Escobar, por tudo; À minha orientadora, Leonor Costa Maia pelos ensinamentos; À minha co-orientadora Sônia Valéria Pereira, por todo incentivo durante o mestrado; À Prof. Uided M. T. Cavalcante e a Renata Souza pelo apoio durante a construção da dissertação; Ao CNPq pela concessão da bolsa; Ao ITEP e ao LABTAM pelo apoio na realização deste projeto; A FINEP pelo apoio ao projeto CARCINIAMB; Ao Senhor Felipe Ferreira por todo apoio durante a realização do Projeto na fazenda Aquacultura Campo Novo; A todos os professores, que contribuíram infinitamente para a minha formação profissional; A Giovanna Gutterres por toda dedicação; À equipe do Laboratório de Micorrizas, Elaine Malosso, Bruno Goto, Gladstone Alves, Camilla Maciel, Catarina Aragão, Marilene, Inácio, Kelly, Araeska, Ângelo, Neide, Ingrid e todos os novos componentes; Aos amigos do Laboratório de Tecnologia Ambiental do ITEP; Aos amigos do Mestrado; Aos meus irmãos Arturo Escobar, Narayana Escobar, Surya Escobar e Arjuna Escobar por estarem sempre comigo em todos os momentos da minha vida, perto ou longe; A José Antônio César, por todo amor, carinho e compreensão e por ser uma pessoa tão importante na minha vida; Aos meus queridos tios e primos Antônio Medeiros, Neuza Medeiros, Tadeu Costa, Maria José Carneiro, César Albuquerque, Amélia Burgos, Paulo de Tarso, Juliana Costa, Saulo Costa, César Burgos, João Bosco Burgos, Carol Costa, Angélica Costa e a minha Vó Neusa de Medeiros; A Cynthia Costa e Ana Luiza, por serem sempre minhas amigas; Aos meus grandes amigos Carol Ramos, Eric Nascimento, Ituza Celeste, Katiussia Michelle, Janilson Félix, Camilla Silva, Cláudio, Gena, Sidmar Gianetti, Sayonara Arruda e Carlos Mulatinho por todos nossos momentos de alegria;

A Ivana por simplesmente fazer parte da minha vida; Aos pequenos Hannah Escobar, Ian Costa e Clarice Costa; À Laura Holanda, Vasco Holanda, Marcela e Eliane Holanda por todo carinho que sempre tiveram por mim; A Antônia Silva e Maria José Cordeiro por tudo que sempre fizeram por mim; À Vilma Santos, Danielle Karla e Nicácio Freitas pela amizade, ajuda e grandes momentos de desespero e alegrias compartilhados; À Energia Superior que rege todos os planetas, DEUS; E finalmente a todas as pessoas que participaram ou participam, de alguma forma, da minha formação pessoal e profissional.

RESUMO GERAL

A produtividade em viveiros de cultivo de camarão depende da qualidade dos

sedimentos, importante para a manutenção dos ciclos biogeoquímicos e entre os

métodos de manejo se destaca a adição de probióticos nos sistemas de produção.

Objetivou-se avaliar o efeito do uso de probióticos na atividade microbiana em

sedimentos de viveiros de camarão e a influência desse composto no desempenho dos

cultivos. As coletas foram realizadas em Rio Formoso-PE, de setembro de 2007 a

outubro de 2008, em três viveiros: V2 (sem probiótico), V3 e V4 (com probiótico), nos

períodos de despesca do cultivo anterior (tempo zero-T0); após a secagem e tratamento

dos viveiros (tempo inicial-TI) e despesca ao final do cultivo (tempo final-TF). Foram

analisados C- biomassa, respiração, quociente metabólico (qCO2) e atividade

enzimática. Houve grande variação nas respostas entre os viveiros, nos diversos

períodos. No viveiro V3 foram verificadas maiores emissões de CO2 (TI, T0, TF), qCO2

(TF), e atividade enzimática geral - FDA (TI e TF). O C-biomassa foi maior nos

viveiros V3 e V2 nos períodos de despesca (T0 e TF). Maior atividade da desidrogenase

ocorreu nos períodos após despesca no V2 (T0 e TF), no tempo final em V3 e no tempo

zero em V4, enquanto a atividade da fosfatase alcalina foi maior no tempo inicial (TI)

nos viveiros com probiótico. Em geral, o uso de probióticos nos viveiros melhorou o

equilíbrio microbiano, estabilizando a degradação da matéria orgânica. A atividade das

enzimas - FDA e a biomassa microbiana apresentaram comportamentos semelhantes,

quando os viveiros foram tratados com probióticos, aumentaram a sobrevivência dos

camarões reduzindo a produtividade. O viveiro sem probiótico (V2) apresentou o

melhor rendimento produtivo sendo considerado o melhor tratamento. Porém, os

mecanismos envolvidos na relação probiótico/atividade microbiana ainda não estão

devidamente esclarecidos, sendo recomendada a continuidade dos estudos para

determinar a influência da microbiota no desempenho do cultivo.

Palavras-chaves: biomassa microbiana, atividade enzimática, carcinicultura

ABSTRACT

Shrimp culture ponds productivity depends on the quality of sediments, which is

important for the biogeochemical cycles maintenance and the addition of probiotics on

production systems stands out among management methods. The aim of this study was

to evaluate the effect of probiotics on microbial activity in sediments of shrimp ponds

and the influence of this composite in crop performance. Samples were collected in

Rio Formoso-PE, from September 2007 to October 2008 in three shrimp ponds: V2

(without probiotic), V3 e V4 (with probiotic), in the periods of end of previous crop

(time zero-TO); after drying and ponds treatments (initial time-TI) and end of crop

(final time-TF). Microbial biomass C, basal respiration, metabolic quotient (qCO2) and

enzyme activity of sediments were determined. There was variation in the responses

among shrimp crops, in different periods. In V3 were registered higher amount of CO2

(TI,T0, TF), qCO2 (TF) and fluorescein diacetate (FDA) hydrolysis (TI e TF).

Microbial biomass C was higher in V3 e V2 in the periods T0 e TF. Higher

dehydrogenase activity occurred in V2 (T0 e TF), V3 (TF) and V4 (T0), while alkaline

phosphatase activity was elevated in TI on the ponds with probiotic. In general, the use

of probiotic in shrimp crops improved the microbial balance, stabilizing the organic

matter degradation. The enzyme activities – FDA and microbial biomass presented

similar behavior, when the ponds were treated with probiotics, increased shrimp

survival, reducing the productivity. The shrimp crop without probiotic (V2) showed

better performance thus being considered the better treatment. However, the

mechanisms involved in the relation probiotic/microbial activity are not yet properly

clarified, a continuity of studies being recommended in order to determine the influence

of micro biota in crops performance.

Keywords: microbial biomass, enzyme activities, shrimp farming

LISTA DE FIGURAS Figura 1. Local de coleta, viveiros 2, 3 e 4 (V2sp, V3p e V4p), Fazenda

Campo Novo, Rio Formoso, Pernambuco............................................................

24

Figura 2. Desenho esquemático das estações de coleta dentro dos viveiros....... 25

Figura 3. Respiração microbiana quantificada pela emissão de C-CO2 em

sedimento de viveiros de cultivo de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de

probiótico em diferentes períodos de coleta, despesca do cultivo anterior (T0),

início do cultivo (TI) e despesca do cultivo atual (TF)........................................

32

Figura 4. Biomassa microbiana em sedimentos de viveiros de cultivo de

camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de probiótico em diferentes períodos

de coleta (T0, TI e TF)..........................................................................................

33

Figura 5. Quociente metabólico (qCO2) em sedimento de viveiros de cultivo

de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de probiótico em diferentes

períodos de coleta, despesca do cultivo anterior (T0), início do cultivo (TI) e

despesca do cultivo atual (TF)..............................................................................

34

Figura 6. Atividade da hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) em

sedimento de viveiros de cultivo de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) o uso

de probiótico em diferentes períodos de coleta, despesca do cultivo anterior

(T0), início do cultivo (TI) e despesca do cultivo atual (TF)...............................

35

Figura 7. Atividade da desidrogenase em sedimento de viveiros de cultivo de

camarão com (V3 e V4) e sem (V2) o uso de probiótico nos períodos T0, TI e

TF...........................................................................................................................

36

Figura 8. Atividade da fosfatase alcalina em sedimento de viveiros de cultivo

de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de probiótico em três períodos de

coleta T0, TI e TF.................................................................................................

37

Figura 9. Análise de Agrupamento baseada na respiração basal, C-biomassa,

qCO, atividade da desidrogenase, enzimas gerais (hidrólise do FDA) e

fosfatase em três viveiros (V2sp, V3p e V4p) de camarão em Rio Formoso,

PE..........................................................................................................................

40

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Caracterização do pH e valores de nutrientes de sedimentos

coletados em diferentes períodos em três viveiros de camarão (V2sp, V3p e

V4p) localizados em Rio Formoso, PE.............................................................

31

Tabela 2. Dados de produção dos viveiros sem probiótico (V2), com

probiótico na água (V3) e com probiótico na água e no sedimento (V4)...........

38

SUMÁRIO

1. Introdução......................................................................................................... 12

2. Fundamentação teórica..................................................................................... 14

2.1 Carcinicultura – histórico............................................................................. 14

2.2 Sedimento..................................................................................................... 17

2.2.1 Características gerais do sedimento..................................................... 17

2.2.2 Atividade microbiana no sedimento.................................................... 18

2.2.3 Indicadores de qualidade em sedimento.............................................. 18

2.3 Uso de probióticos na carcinicultura............................................................ 21

3. Material e Métodos........................................................................................... 24

3.1 Local de coleta............................................................................................ 24

3.2 Amostragem................................................................................................ 25

3.3 Períodos de coleta....................................................................................... 25

3.4 Características dos viveiros......................................................................... 26

3.5 Parâmetros analisados................................................................................. 27

4. Resultados e Discussão..................................................................................... 30

5. Considerações gerais......................................................................................... 41

6. Referências Bibliográficas................................................................................ 42

Escobar, I.E.C – Atividade microbiana em sedimento de viveiros de cultivo semi-intensivo... 13

1. INTRODUÇÃO

O cultivo de camarões ou carcinicultura é a criação de camarão em cativeiro

sendo este um dos segmentos da aquicultura mais desenvolvidos no mundo. Os maiores

produtores de camarão são os países asiáticos, onde predomina o cultivo de Penaeus

monodon (tigre negro); no entanto, nos países ocidentais a principal espécie cultivada é

Litopenaeus vannamei, conhecida como camarão branco do Pacífico (Maia, 2004). No

Brasil, a carcinicultura vem se consolidando como uma atividade importante do

agronegócio, sendo os Estados do Rio Grande do Norte e Ceará os maiores produtores,

seguidos de Pernambuco e da Bahia (Rocha et al., 2004).

Devido ao rápido e desordenado crescimento, a carcinicultura vem enfrentando

crises que afetam o seu desempenho produtivo, principalmente devido às formas de

manejo empregadas no setor. A produção, que era de 90.190 t em 2003 caiu

consecutivamente para 75.094 t (2004) e 65.000 t (2005 e 2006). Porém, mesmo em

crise o setor ainda é considerado um dos mais lucrativos, tanto para o mercado interno

como para a exportação, que move cerca de US$ 6 bilhões de dólares no mercado

mundial (Rocha et al., 2004; ABCC, 2007).

A carcinicultura representa uma cadeia de elos interligados, pois existe um

intercâmbio permanente entre o sedimento, a água do viveiro e os camarões. Portanto, o

fortalecimento do sistema de produção depende do desempenho dos elos que compõem

essa cadeia (Hernandez e Nunes, 2000), sendo a produtividade e a qualidade do cultivo

afetada pelo sistema de manejo empregado, bem como por fatores de origem biótica e

abiótica, que influenciam diretamente à intensidade dos processos ecológicos que

ocorrem no viveiro (Martins, 2003).

A produtividade em ambientes aquáticos não depende apenas da qualidade da

água, mas também do sedimento. Parâmetros biológicos, bioquímicos e físico-químicos,

refletem os processos que afetam o comportamento e a influência do sedimento no

desempenho de um cultivo (Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002). Para estudo da

qualidade do solo e do sedimento podem ser analisadas, entre outros: a respiração

microbiana, o carbono da biomassa microbiana e a atividade enzimática, sendo esta

última bastante utilizada por ser mais sensível as variações que ocorrem no sedimento,

refletindo a atividade da microbiota, influenciada por fatores físicos, químicos ou

antrópicos (Curticapean e Dragan-Bularda, 2007).


As condições do viveiro durante o cultivo são favoráveis ao aparecimento de

diversos microrganismos que exercem suas ações de múltiplas formas, melhorando ou

dificultando o desenvolvimento dos camarões. Durante os processos naturais podem se

acumular na água e no sedimento níveis inadequados de substâncias que reduzem a

resistência dos camarões a microrganismos potencialmente patógenos presentes nos

ambientes cultivados (Hernandéz e Nunes, 2000).

O surgimento de doenças nesse setor propiciou uma grande crise na produção e

consequente aumento no uso de antibióticos contra patógenos. O uso de probióticos

parece ser uma alternativa eficiente no controle de doenças, eliminando a necessidade

do uso desses antibióticos.

A aplicação de probióticos na carcinicultura, além de contribuir no controle de

patógenos, promove efeitos positivos sobre a nutrição dos camarões melhorando a

qualidade da água e do sedimento desses ambientes (Maia, 2004). Neste contexto,

objetivou-se avaliar o efeito do uso de probióticos na atividade microbiana em

sedimentos de viveiros de camarão e a influência desse composto no desempenho

zootécnico dos animais cultivados.


2. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA

2.1. Carcinicultura – histórico

O cultivo de camarões teve sua origem histórica no Sudeste da Ásia em viveiros

abastecidos por marés, onde eram cultivados por pescadores artesanais como

subproduto da criação de peixes. Em 1930 começaram a surgir as primeiras instalações

destinadas ao cultivo de camarões na costa japonesa. Porém, a atividade comercial do

cultivo do camarão só começou a se desenvolver mundialmente em meados dos anos 70

e atualmente é a maior indústria aqüícola em áreas tropicais e sub-tropicais do mundo

(MAPA, 2001; Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002).

O cultivo em viveiros é uma atividade comercial que tem apresentado rápido

desenvolvimento. Em 2003, a produção mundial de camarões cultivados foi de

1.630.000 toneladas, onde 83,37 % do total foi originário do Hemisfério Oriental. A

China liderou com uma produção de 370.000 t, seguido pela Tailândia com 280.000 t.

No Hemisfério Ocidental a maior produção de camarão pertence ao Brasil com 90.190 t,

seguido do Equador com 81.000 t (Rocha et al., 2004).

A carcinicultura começou a se expandir no Brasil a partir dos anos 80 e

experimentou um rápido crescimento na década seguinte. Em 2002, o país produziu

cerca de 60.000 t, em uma área de 11.016 ha de viveiros e em 2003 essa produção

chegou a 90.190 toneladas, o que levou o país à condição de maior produtor mundial de

camarão em cultivos semi-intesivos (Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002; Rocha et al.,

2004; Nascimento, 2007).

As principais espécies de camarões utilizadas em cultivos são Farfantepenaeus

chinensis, Penaeus monodon e Litopenaeus vannamei, responsáveis por 80% da

produção mundial (Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002; Araújo, 2003).

Dentre as espécies cultivadas, L. vannamei possui características importantes

que fazem dela a espécie mais cultivada no Brasil. A rusticidade, o rápido crescimento e

a adaptação às condições edafo-climáticas brasileira, principalmente na Região

Nordeste, são favoráveis ao cultivo. Atualmente, o Nordeste concentra

aproximadamente 95% dos empreendimentos e em 2003 foi responsável por 85.000

toneladas de camarão cultivado, tendo como principais produtores os estados do Rio

Grande do Norte, Ceará e Pernambuco (Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002; Rocha e

Rodrigues, 2003).


Como segmento mais bem sucedido da aquicultura em termos comerciais, a

carcinicultura movimenta US$ 6,1 bilhões no mercado mundial, representando 12% do

total gerado pela indústria aquícola. Além do alto rendimento, o cultivo do camarão

marinho é uma das mais importantes atividades de exportação, justificando o avanço do

desenvolvimento tecnológico e o crescente interesse dos países costeiros nesta atividade

(Rocha et al., 2004).

As fazendas de cultivo de camarão marinho são geralmente implantadas em

ambientes próximos às áreas estuarinas. No início da carcinicultura no Nordeste houve

uma supressão acelerada das áreas de mangue. Porém, o baixo rendimento econômico e

a sulfatação do solo nesses locais desaceleraram o processo de desmatamento. Os

manguezais não são considerados áreas ideais para o cultivo de camarões, mas áreas

vizinhas como os alagados e apicuns são bastante utilizados para implantação das

fazendas o que pode ocasionar impactos, mesmo que menores, nesses ecossistemas

(Boyd, 1997; Nascimento, 2007).

Os viveiros são sistemas abertos que promovem trocas de materiais com o meio

adjacente (Cavalcanti, 2000). São escavados preferencialmente em terreno de baixa

permeabilidade, com fundo e paredes regulares e entrada e saída de água em locais

individuais.

A manutenção dos viveiros afeta não somente a qualidade do ambiente de

cultivo, mas também a qualidade da água do cultivo que é devolvida ao ambiente com a

qualidade alterada o que pode levar à eutrofização, hipernitrificação e aumento de

sólidos totais em suspensão alterando também a qualidade da água e do sedimento dos

estuários que atuam como corpos receptores (Cavalcanti, 2000; MAPA, 2001;

Nascimento, 2002).

Mudanças nas condições do ambiente de viveiro como: alterações no pH,

salinidade, oxigênio dissolvido, CO2 e temperatura podem provocar efeitos

significativos na saúde dos camarões cultivados (Munsiri et al., 1996; Hernandez e

Nunes, 2000). O estresse provocado pelas alterações das condições ambientais diminui

as defesas naturais dos camarões, deixando-os enfraquecidos e sujeitos a contaminação

por microrganismos potencialmente patógenos presentes naturalmente no ambiente

(Moriarty, 1997; Horowitz e Horowitz, 1998; Martins, 2003).

O uso intenso dos recursos naturais e o crescimento acelerado desta atividade

trazem consigo não só impactos positivos, mas também negativos, como a destruição

dos ecossistemas costeiros, a introdução de espécies exóticas e alterações na


composição química das águas adjacentes ao cultivo. O impacto pode acontecer desde a

instalação da infra-estrutura de produção até o manejo dos recursos utilizados durante os

cultivos (MAPA, 2001).

A indústria camaroneira está sendo afetada por diversos problemas ligados a

patologias infecciosas causadas em sua maioria por desequilíbrios dentro dos sistemas

fechados dos viveiros, porém mesmo com quedas acentuadas de produção, a atividade

continua sendo uma das mais desenvolvidas na aqüicultura. Esse crescimento vem

acontecendo, principalmente, pelo aumento da demanda e pelo alto valor de mercado

agregado ao camarão, sendo por isso considerado uma fonte de renda importante na

economia de muitos países em desenvolvimento (MAPA, 2001; Nascimento, 2007).

Para atender às necessidades de criação de sistemas responsáveis sócio-

ambientais, a carcinicultura deve estar associada à conservação do ambiente e à geração

de empregos e renda para as comunidades vizinhas, desta forma inserindo-se nos

contextos de atividades capazes de se desenvolver sustentavelmente (Rocha, 2003). De

acordo com Nascimento (2007), a carcinicultura é vista como uma atividade

ecocompatível, desde que sejam respeitados os dispositivos da lei que estabelecem a

preservação dos manguezais e atenda aos critérios de sustentabilidade.

Os principais sistemas de cultivo desenvolvidos no Brasil são os semi-intensivos

que utilizam densidade de 6 a 50 camarões/m2. Os sistemas de manejo empregados são:

administração de suplemento alimentar, monitoramento da qualidade da água, uso de

fertilizantes e aeradores. A produtividade nesses sistemas pode chegar a 4000

kg/ha/ciclo de cultivo (Martins, 2003).

Sistemas de manejo que permitem menor troca de água e maior ciclagem de

nutrientes já estão sendo desenvolvidos, testados e estudados. Técnicas menos

impactantes e mais naturais estão sendo cada vez mais utilizadas, como o uso de

biofiltros e de probióticos. Essas técnicas são baseadas na atividade da comunidade

microbiana dos viveiros e melhoram a qualidade da água e do sedimento, conferindo

maior sustentabilidade aos sistemas de cultivo (Avnimelech, 2007; Rigail, 2008).

Outra prática importante no manejo dos viveiros é a secagem do sedimento ao

sol. Segundo Nimrat et al., (2008), é durante o período de secagem que ocorre uma

maior aeração do sedimento e com o aumento da temperatura a mineralização da

matéria orgânica e de substâncias inorgânicas é facilitada. A secagem do sedimento

combinado com o uso de probióticos traz benefícios mantendo as características físicas

do sedimento, reduzindo o acumulo de substâncias tóxicas, aumentando a degradação


da matéria orgânica, que é oxidada mais facilmente pelos microrganismos presentes no

substrato.

2.2 Sedimento

2.2.1 Características gerais do sedimento

Sedimentos são ambientes vivos e complexos que têm um papel essencial na

produção de biomassa microbiana importante na manutenção dos ciclos biogeoquímicos

em ambientes aquáticos (Mayer et al., 2000). Sua qualidade pode ser avaliada a partir de

propriedades físicas, químicas e microbiológicas. Os microrganismos têm um papel

muito importante nos processos ecológicos, decompondo matéria orgânica originada de

diferentes substratos, oxidando, reduzindo e precipitando íons minerais, controlando

assim os ciclos biogeoquímicos na ciclagem da matéria orgânica (Neto et al., 2007).

Durante o ciclo de produção, os detritos gerados no cultivo acumulam-se no

sedimento, contribuindo para o aumento da matéria orgânica no fundo do viveiro

(Kubtiza, 2003). Os sedimentos possuem, portanto, uma importante função nos ciclos

biogeoquímicos dos sistemas aquáticos, onde os processos de mineralização de

substâncias orgânicas, não ocorridos na água, são finalizados no sedimento (Curticapean

e Dragan-Bularda, 2007).

Devido aos mecanismos ocorridos naturalmente nos ambientes de cultivo, a

presença do sedimento é importante no desenvolvimento do camarão, podendo ser fonte

ou acumular níveis excessivos de macro e micronutrientes. Esses nutrientes facilitam o

desenvolvimento de alguns sistemas, porém em quantidades excessivas podem afetar o

cultivo. Em estudos comparando o crescimento e a produção do camarão L. vannamei,

Batvold e Browdy (2001) encontraram menores taxas de crescimento e baixos índices

de qualidade de água nos tratamentos sem sedimento.

Os microrganismos presentes no sedimento interagem participando dos

processos de decomposição, possibilitando o uso dos detritos como alimento e atuando

desta forma no fluxo alimentar. A microbiota não participa apenas da degradação da

matéria orgânica, mas também faz parte da dieta dos peneídeos. Dessa forma, os

viveiros devem ser considerados como ecossistemas onde, os camarões e os

microrganismos encontram-se envolvidos em várias interações ecológicas (Moriarty,

1997; Wrigth e Covich, 2005).


2.2.2 Atividade microbiana no sedimento

A microbiota dos viveiros de camarões marinhos é composta por fungos,

bactérias, algas e protozoários que exercem grande importância nos sistemas aqüícolas e

estão presentes nos substratos, na água, nos camarões e no sedimento. Esses

microrganismos podem produzir efeitos negativos ou positivos na sustentabilidade e

saúde da carcinicultura (Moriarty, 1997; Horowitz e Horowitz, 1998).

Durante o cultivo, nutrientes e resíduos orgânicos tendem a se acumular no

fundo dos viveiros resultando no aumento da atividade microbiana. Entretanto em

alguns casos a alta taxa de decomposição da matéria orgânica deteriora o sistema de

cultivo, principalmente pela necessidade do uso do oxigênio requerido nos processos

metabólicos da maioria dos microrganismos responsáveis pela degradação da matéria

orgânica (Chróst, 1991; Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002).

Na aqüicultura a qualidade da água depende, entre outros fatores, da degradação

dos resíduos orgânicos por microrganismos. Em casos onde há acúmulo de grande

quantidade de matéria orgânica durante o cultivo, a biodegradação pode comprometer a

qualidade do sistema, mas a ação dos microrganismos é importante para o fluxo de

energia nesses ambientes. Dentre os microrganismos, os fungos e as bactérias são os

principais decompositores em ambientes que recebem alta carga de compostos

orgânicos, enzimas capazes de hidrolisar os detritos acumulados são produzidas por

estes microrganismos, facilitando a digestibilidade desse material pelos camarões. O

potencial enzimático do sedimento reflete além da atividade da microbiota, a influência

de fatores físicos, químicos e antrópicos (Wrigth e Covich, 2005; Curticapean e Dragan-

Bularda, 2007).

2.2.3 Indicadores de qualidade em sedimento

Os microrganismos interagem dinamicamente com o solo, alterando as

condições ambientais rapidamente (Stenberg, 1999), neste sentido a atividade

microbiana tem sido utilizada como indicador da qualidade do solo ou do sedimento

identificando as alterações corridas nesses ambientes principalmente em decorrência do

tipo de manejo utilizado.

A qualidade do sedimento nos viveiros influencia tanto a qualidade da água

como a produção animal (Lemonnier et al., 2004). As condições do sedimento são


particularmente críticas para o camarão que tem como habitat a zona de interface solo-

água, passando boa parte do seu crescimento no fundo dos viveiros, alimentando-se de

materiais precipitados nesse ambiente (Avnimelech e Ritvo, 2003).

Investigações em sedimentos têm demonstrado que a interface sedimento/água é

caracterizada pela alta atividade enzimática. Esta zona possui abundância de

microrganismos em plena atividade metabólica (Chróst, 1991). Essa atividade pode ser

estimada a partir de indicadores de qualidade como estimativa da biomassa, respiração e

atividade enzimática dos microrganismos presentes no sedimento.

As propriedades biológicas e bioquímicas do solo, tais como: a atividade

enzimática, a taxa de respiração, biomassa e diversidade microbiana, são indicadores

sensíveis que podem ser utilizados no monitoramento de alterações ambientais

decorrentes do uso do solo ou de perturbações ambientais, sendo ferramentas para

orientar o planejamento e a avaliação das práticas de manejo utilizadas (Turco et al.,

1994).

A respiração microbiana reflete a atividade da microbiota responsável pela

degradação de compostos orgânicos presentes no solo ou sedimento e é definida como a

liberação do CO2 pelas bactérias, fungos e algas no solo, incluindo as trocas gasosas que

resultam do metabolismo aeróbico e anaeróbico (Anderson e Domsch, 1978),

provavelmente quanto maior a liberação de CO2, maior atividade respiratória e atividade

de decomposição pelos microrganismos nesses ambientes.

Medidas de respiração microbiana refletem diretamente a atividade de

microrganismos e informam quanto à bioatividade do solo (Paul & Clark, 1996).

A taxa de CO2 da respiração edáfica é indicadora da dinâmica da ciclagem dos

nutrientes no ecossistema. O método da respirometria é de grande utilidade na avaliação

da biodinâmica do solo e conseqüentemente, uma maneira de se estimar a ciclagem de

nutrientes num sistema ecológico natural ou de cultivo. O método baseia-se na medição

química do CO2 capturado por solução básica que após incubação com amostras de solo

é titulada com solução ácida. O carbono do CO2 é estimado pela diferença entre o

resultado de um ensaio em branco e o resultado da solução das amostras incubadas com

o solo, e expresso em µg.g solo seco-1.d-1 (Grisi, 1978).

O monitoramento da qualidade do solo ou sedimento pode ser realizado a partir

de indicadores microbiológicos, a estimativa da biomassa microbiana pode fornecer

informações sobre a dinâmica da matéria orgânica do solo e, consequentemente, refletir


tendências sobre as mudanças que estão ocorrendo a longo ou curto prazo (D’Andréa et

al., 2004).

A biomassa microbiana é a parte viva da matéria orgânica do solo e é utilizada

como índice de qualidade comparando ecossistemas naturais e degradados (Anderson &

Domsch, 1978). Em razão disso, apesar de representar pequena parte do C orgânico do

solo, a biomassa microbiana tem sido considerado um indicador sensível às mudanças

nos tores de material orgânico no solo ou sedimento.

A partir desse preceito o uso desse indicador foi escolhido para avaliar

mudanças ocorridas no sedimento em virtude do uso de probióticos, visto que o uso

desse composto tem a função de melhorar as condições ambientais no viveiro atuando

de certa forma nos conteúdos de matéria orgânica acumulados durante o período de

cultivo.

Os organismos contribuem para a manutenção da qualidade do solo controlando

a decomposição de resíduos de animais e plantas, participando nos ciclos dos nutrientes

e na formação da estrutura do solo (Turco et al. 1994). Variação no número de

indivíduos ou na dinâmica bioquímica natural da comunidade de microrganismos,

conseqüentes de ações antropogênica ou de variações naturais, podem ser medidas pela

biomassa microbiana (Nielsen & Winding, 2002). Para Fillip, (2002) ela é um

importante indicador de qualidade e a sua quantificação é essencial para estudos

ecológicos, podendo estimar e indicar mudanças na atividade biológica do sedimento de

acordo com o tipo de manejo utilizado.

O quociente metabólico (qCO2) é a razão entre C-CO2 liberado na respiração

basal e a C-biomassa microbiana, um maior qCO2 representa maior ciclagem de

nutrientes e, por tanto menor acúmulo de carbono (Anderson & Domsch, 1978).

Quando reduzido o quociente metabólico (qCO2) indica maior eficiência

metabólica da microbiota do solo. O menor qCO2 contribui, fortemente, para o maior

acúmulo de C nos solos indicando maior eficiência da biomassa microbiana (Pereira et

al, 2007) O quociente metabólico é considerado como bom indicador das alterações dos

processos no solo.

As enzimas produzidas pelos microrganismos presentes no solo são resultados

de atividades metabólicas e atuam como indicadores da qualidade e sensibilidade diante

das variações induzidas pelos fatores ambientais e pelas práticas de manejo (Skujins,

1978). A determinação da atividade catalítica oferece dados relativos aos processos

que estão acontecendo no sedimento ou em outros habitats naturais e podem ser


utilizadas como parâmetros para indicar a qualidade do sedimento (Curticapean e

Dragan-Bularda, 2007).

Algumas enzimas, como oxidases e hidrolases são encontradas na maioria dos

microrganismos atuando de forma semelhante em quase todos ambientes, desta forma, a

atividade da microbiota pode ser utilizada como parâmetro indicativo de qualidade tanto

de ambientes terrestres quanto aquáticos (Schloter et al., 2003).

Os microrganismos agem no sedimento pelas enzimas presentes no seu sistema

metabólico, degradando matéria orgânica, disponibilizando os detritos para uso como

alimento. Os processos de humificação e mineralização da matéria orgânica ocorrem em

grande parte por reações de oxidação, redução e hidrólise, devido à ação dessas enzimas

(Oliveira et al., 2007; Fernandéz et al., 2008).

A atividade enzimática microbiana neste estudo foi estimada pela ação das

enzimas desidrogenases, enzimas gerais do solo, quantificadas pela hidrólise do

diacetato de fluoresceína (FDA), e atividade da fosfatase alcalina.

As enzimas gerais do solo quantificadas pela hidrólise do diacetato de

fluoresceína (FDA) é um modelo bastante utilizado, quantifica a atividade extracelular

de três enzimas (esterase, protease e lipase) (Schnurer e Rosswall, 1982). Este método é

extensamente utilizado para estimar atividade microbiana em diferentes tipos de

habitats.

Enzimas como as desidrogenases são ativas no interior de células vivas e

refletem a taxa da respiração e a extensão das atividades oxidativas da microbiota do

solo, fornecendo informações importantes sobre a porção ativa dessa comunidade. A

atividade da desidrogenase está relacionada com o conteúdo de matéria orgânica do

solo, variando de acordo com o período do ano e com a profundidade do solo (Burns,

1978; Fernandéz et al., 2008).

Trabalhos avaliando a atividade microbiana em sedimentos aquáticos são

escassos (Curticapean e Dragan-Bularda, 2007), e poucos abordam a qualidade de

sedimentos em cultivos de camarão (Merlin et al., 1995; Mosher et al., 2003; Lemonnier

et al., 2004).

2.3 Uso de probióticos na carcinicultura

A adição de microrganismos vivos na aqüicultura tem sido uma prática cada vez

mais comum, o uso de probióticos geralmente compostos por leveduras e bactérias


benéficas melhora as condições de cultivo aumentando a ciclagem de matéria orgânica e

a decomposição de substâncias tóxicas como a amônia (Rigail, 2008).

O entendimento dos processos microbianos ocorridos no viveiro é indispensável

para a manutenção do equilíbrio e da qualidade do ambiente de cultivo. Balcazar (2006)

considera a estimulação microbiana uma ferramenta viável para reduzir ou eliminar a

incidência de microorganismos patógenos, além de constituir uma alternativa para a

substituição de agentes quimioterapêuticos na prevenção de enfermidades.

Durante o período do cultivo se acumulam no sedimento vários materiais como

fezes, restos de ração, adubos orgânicos, fitoplâncton e zooplâncton em diversos

estágios de decomposição (Santa e Vinatea, 2007). Com alta disponibilidade de material

orgânico o número de microrganismos presentes no sedimento aumenta, possibilitando

o aparecimento de comunidades de microrganismos que podem afetar a saúde do

camarão.

Em locais com altos níveis de matéria orgânica a atividade da comunidade

microbiana pode disponibilizar substâncias em concentrações tóxicas (Batvold e

Browdy, 2001). O desequilíbrio e a degradação nas condições do ambiente de cultivo

possuem uma estreita relação com a diminuição da resistência imunológica e o

aparecimento de enfermidades no camarão (Thakur e Lin, 2003; Santa e Vinatea, 2007).

Nas últimas décadas a prevenção e o controle de infecções conduziram ao

aumento no uso de substâncias antimicrobianas como antibióticos, no combate a

doenças provocadas por bactérias patogênicas. O uso desses agentes antimicrobianos é

bastante contestado, pois não são eliminadas apenas bactérias patogênicas, mas também

microrganismos benéficos que atuam na manutenção do viveiro. Desta forma, o uso de

antibióticos pode provocar desequilíbrio nos ambientes de cultivo e circunvizinhos,

trazendo sérios problemas ao meio ambiente, como o aumento da resistência de

microrganismos patogênicos e eliminação de microrganismos benéficos importantes na

manutenção do ecossistema (Boyd, 1990; Hernadez e Nunes, 2001; Cavalli et al., 2006).

Normalmente os microrganismos presentes em compostos probióticos, não

atuam como controle biológico contra os patógenos, mas previnem danos aos camarões,

influenciando positivamente a microbiota presente nos intestinos desses animais e desta

forma melhoram o balanço intestinal do hospedeiro, excluindo por competição e no

máximo pela produção de substâncias o crescimento de microrganismos potencialmente

patógenos (Gomez-Gil et al., 2000; Graef e Monardo, 2006; Rigail, 2008).


Os probióticos também não devem ser classificados como agentes promotores de

crescimento, pois sua ação não é limitada à melhoria do crescimento, mas sim a

melhoria da saúde do animal e das condições ambientais do cultivo em geral (Gomez-

Gil et al., 2000).

Segundo Horowitz e Horowitz (2000), um probiótico é um suplemento que,

adicionado a um sistema de produção, pode modificar as comunidades microbianas na

água, no sedimento e no trato digestivo dos camarões, como resultado, os

microrganismos presentes no composto reduzem ou eliminam patógenos melhorando o

crescimento e a sobrevivência da espécie cultivada.

As bactérias heterotróficas presentes nos compostos probióticos são capazes de

degradar matéria orgânica em baixas quantidades de oxigênio. Os resíduos acumulados

servem como substrato para o crescimento da microbiota, que passa a atuar no sistema

de cultivo. A presença de consórcios microbianos ativos ajuda a controlar a qualidade

da água principalmente pela conversão de compostos inorgânicos de nitrogênio tóxico e

da transformação da matéria orgânica em alimento para os animais (Alvinimelech,

2007).

O uso de probióticos, além de melhorar as condições ambientais do viveiro e

reduzir a colonização do ambiente por patógenos, determina também melhores índices

zootécnicos como maior produtividade, melhor conversão alimentar e aumento no

ganho de peso (Fuller, 1989; Copolla e Gil-Turnes, 2004).

As evidências acumuladas sobre os benefícios decorrentes do uso dos

probióticos justificam o aprofundamento destes estudos sobre seu modo de ação, a fim

de aperfeiçoar sua utilização como profiláticos e imunoestimulantes (Copolla e Gil-

Turnes, 2004).


3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Local de coleta

As coletas foram realizadas na empresa Aquacultura Campo Novo (08º 39’ 26”

S e 35º07’02” W), localizada no km 49 da Rodovia PE 60, zona rural do Município de

Rio Formoso, litoral sul de Pernambuco. A fazenda possui uma área de 31 ha,

distribuídas em 15 ha (48,32% da área) destinados à reserva legal e 16 ha (51,68% da

área) à produção de camarão marinho da espécie Litopenaeus vannamei. Sua estrutura

física é composta por seis viveiros de engorda, sendo três desses viveiros utilizados no

estudo (Figura 1).

Figura 1. Local de coleta, viveiros 2, 3 e 4 (V2sp, V3p e V4p), Fazenda Campo Novo,

Rio Formoso, Pernambuco

sp= sem probiótico, p=com probiótico.

V2 V3

V4


3.2 Amostragem

Os viveiros foram divididos em três estações (Figura 2):

• Entrada de água (Estação A);

• Centro do viveiro (Estação B);

• Saída de água (Estação C).

Em cada viveiro foram coletados amostras de sedimento em forma de zigue-

zague (Figura 2), com o auxílio de coletores específicos, três amostras compostas de 15

sub-amostras, em cada estação. As amostras foram coletadas na profundidade de 0-20

cm. O material coletado foi acondicionado em sacos plásticos, conduzido ao

Laboratório de Biotecnologia Ambiental do ITEP e mantida a 4ºC, parte do material foi

utilizado para realização das análises microbiológicas, o restante foi encaminhado para

análises físicas e químicas de macro e micronutrientes e percentual de matéria orgânica

em laboratório particular.

Figura 2. Esquema da estratégia de coleta nos viveiros estudados.

Figura 2. Desenho esquemático das estações de coleta dentro dos viveiros

3.3 Períodos de coleta

As coletas foram realizadas de setembro de 2007 a outubro de 2008 em três

viveiros secos, em três períodos diferentes, sendo: despesca do cultivo anterior,

representando a situação do cultivo anterior (T0); antes do povoamento e pós-

tratamento - tempo inicial (TI), representando a situação inicial do cultivo estudado e na

despesca - tempo final (TF), representando a situação final do cultivo estudado.

Estação A Estação C

Viveiro

Estação B

Saída de água

Entrada de água


3.4 Características dos viveiros

Os viveiros, variando de 1,89 ha (V2), 2,09 ha (V3) e 2,80 ha (V4) foram

utilizados em 20 cultivos, com características de bom (V2), médio (V4) e baixo

desempenho produtivo (V3).

Antecedendo a realização dos cultivos, os viveiros vazios ficaram expostos ao

sol por um período de aproximadamente 15 dias, aplicando-se em seguida calcário

dolomítico (2.000 kg/há) para correção do pH. Em seguida, a camada superior do solo

foi revirada e aplicados, na superfície, 125 kg/ha de nitrato de sódio, visando melhorar

as condições para a mineralização da matéria orgânica.

No período de cultivo ocorreram trocas de água nos viveiros para a reposição

das perdas por evaporação e excepcionalmente quando se verificava queda brusca de

oxigênio numa freqüência média de quatro por cultivo.

Durante todo o ciclo aeradores foram ligados entre 21 horas e 6 horas da manhã,

numa proporção de 16 hp/ha, com o objetivo de manter os níveis de oxigênio dissolvido

acima de 3 ml/L, evitando a queda brusca nesse período.

• Aplicação do probiótico

Em dois dos viveiros estudados, determinados, V3p (nunca havia sido aplicado

probiótico – primeira aplicação) e V4p (aplicação de probiótico pela terceira vez),

utilizou-se um probiótico comercial apenas na água no viveiro V3 e na água e no

sedimento no viveiro V4. Para escolha do probiótico, buscou-se um composto que já

estivesse em uso pelos produtores de Pernambuco.

Segundo as especificações do fabricante, o produto contém bactérias incluindo

actinomicetos, leveduras, extratos vegetais e minerais, indicados para a recuperação dos

ambientes de cultivo, melhorando a qualidade da água e do sedimento.

O processo de ativação semanal dos microrganismos seguiu as recomendações

e o protocolo do fabricante, atendendo as concentrações recomendadas para densidades

de 30 camarões/m2.

Após a mistura dos insumos, o composto foi armazenando em recipiente

plástico escuro, sem a incidência direta de luz solar, por 72 horas. A solução destinada

ao uso na água foi adicionada diariamente nos viveiros V3p e V4p às 8 horas da manhã,


numa proporção de 10 L/ha/dia em uma concentração microbiana de aproximadamente

1,0 x 108 unidades formadoras de colônia (UFC)/mL. Cada ativação do probiótico para

água possibilitou a aplicação por um período de quatro dias consecutivos, programando-

se dessa forma um número de ativações suficientes para o aporte diário durante todo o

ciclo.

O composto para o solo foi utilizado apenas no V4p, em uma única aplicação

na superfície do sedimento após o processo de secagem e tratamento do solo,

utilizando-se 80 L/ha, com concentração de aproximadamente 1,0 x 108 UFC/mL, 24

horas antes de abastecer com água o viveiro. Não foi adicionado probiótico no viveiro

V2sp, que foi considerado como controle (sem probiótico).

3.5 Parâmetros analisados

Umidade (Frighetto e Valarini, 2000)

Amostras de 5,0g de solo foram pesadas em placas de Petri e mantidas a 105oC

por 24h. Após esse período, as placas foram pesadas e a umidade estimada segundo o

cálculo: U (%) = 1- (P(solo T1)/P(solo T0))*100 onde; U = umidade; P(soloT1) = peso do solo

após 24hs na estufa; P(soloT0) = 5,0g. Os valores foram expressos em porcentagem.

pH (Frighetto e Valarini, 2000)

O pH (potencial hidrogeniônico) foi medido em uma suspensão de solo (1 solo:

2 água) após 24h de repouso, utilizando potenciômetro. A solução solo/água foi

constantemente agitada durante a leitura do pH.

Respirometria (Grisi, 1978)

100g de sedimento recém coletado (úmido) foram incubados em recipientes de

2000ml hermeticamente fechados com 10ml de KOH (0,5M) por 15 dias no escuro. O

CO2 liberado e capturado pela solução de KOH foi quantificado por titulação com

HCl 0,1N, utilizando-se fenolftaleína (0,1% em etanol) e alaranjado de metila (1%)

como indicadores de pH. O C do CO2 liberado pela respiração microbiana foi

expresso em µg C-CO2 g-1 sedimento seco dia-1.

Carbono da biomassa microbiana (Barlett e Ross, 1988)

Foi estimado por fumigação com clorofórmio livre de etanol em 4g de

sedimento. O carbono foi extraído do sedimento com o uso de uma solução salina 40


mL (K2SO4 0,5M). Foram utilizadas alíquotas de 2,0 mL do extrato e posteriormente

adicionados, 3mL de água deionizada, 2,5 mL de solução de trabalho (0,2 L de água

deionizada; 0,3L de pirofosfato de sódio 0,1M; 0,046L de H2SO4 0,5M; 0,02L de

permanganato de potássio 0,1M; 0,08L de sulfato de manganês) e 2,5 mL de ácido

sulfúrico. As amostras foram incubadas por 18 horas e a leitura foi feita em

espectrofotômetro a 495nm. Os valores foram calculados pela diferença de amostras

fumigadas e não fumigadas utilizando-se o fator de correção kc=0,33 e os valores

expressados em C g -1 sedimento seco.

Quciente metabólico qCO2 (Anderson e Domsch, 1990)

O qCO2 foi determinado pela relação entre o C-CO2 liberado e o C biomassa

microbiana.

Atividade de hidrólise do diacetato de fluoresceína (Swisher e Carroll, 1980)

Amostras (5,0 g) de sedimento foram transferidas para Erlenmeyers (250 mL),

juntamente com 20 mL de solução tampão fosfato de potássio pH 7,6 e 0,2 mL de

solução estoque de FDA (2,0 mg.mL-1 acetona). Após incubação (25ºC, 20 min), sob

agitação (150 rpm), a reação foi interrompida pela adição de 20 mL de acetona. As

suspensões de solo foram filtradas (Whatman nº1) e realizadas as leituras em

espectrofotômetro a 490nm. A curva padrão para cada período de coleta foi obtida

adicionando-se alíquotas de FDA nas concentrações de 0 - 400 µg em 5,0 mL de

solução tampão fosfato. Os tubos foram pré-hidrolisados em água fervente por 60 min e

transferidos para Erlenmeyers contendo 5,0 g de sedimento e 15 mL de tampão fosfato,

seguindo o mesmo procedimento adotado para as amostras. Os resultados foram

expressos por µg de fluoresceína. g-1 solo.

Estimativa da atividade da desidrogenase (Thalman, 1968)

Amostras de 2,0 g de sedimento foram incubadas em estufa a 30°C por 24h com

2,0 mL de solução de cloreto de trifeniltetrazolium 1% (TTC). Após a incubação, o

trifeniformazan (TTF) formado foi extraído com 16 mL de acetona, analisado em

espectrofotômetro (546 nm) e sua concentração estimada através de curva de calibração

de concentração. A curva de concentração foi preparada adicionando-se alíquotas de

TTF nas concentrações de 0,5 - 60 µg mL-1 em 8,3 mL de solução tampão TRIS (pH

7,6) e completados para 50mL com acetona. Os padrões foram lidos a 546 nm e os

resultados expressos em µg de TTF g-1 solo


Atividade da fosfatase alcalina (Tabattabai e Bremmer, 1969)

Amostras (2,0 g) de sedimento foram transferidas para Erlenmeyers (250 mL),

juntamente com 8 mL de solução tampão MUB pH 6,5 e 2 mL de p-npp (paranitrofenil

fosfato 6.H2O). Após incubação (37ºC, 60 min), adicionar em seguida 2 mL de CaCl2

0,5M e 8 mL de NaOH 0,5M. As suspensões foram agitadas, filtradas (Whatman nº1) e

lidas em espectrofotômetro a 400nm. Para cada amostra foi feito um controle, onde a

adição de 2 mL do p-npp acontece imediatamente após a adição do CaCl2 0,5M e do

NaOH 0,5M, antes da filtragem.

Delineamento e análise dos dados

Para efeito de coleta o delineamento foi inteiramente casualizado em arranjo

fatorial de 3 x 3 sendo três viveiros x três períodos de coleta (despesca do cultivo

anterior, tempo inicial do cultivo, despesca do cultivo atual) com 3 parcelas dentro do

viveiro, totalizando 27 unidades experimentais. Os dados foram submetidos à análise de

variância e as médias comparadas pelo teste de Tukey (P<0,05) utilizando o programa

SPSS 10.0. Os dados foram submetidos a análise de Correlação de Pearson (r) e Análise

de Agrupamento usando o Programa Statistica 6.0.


4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

O pH do sedimento apresentou pouca variação dentro dos viveiros nos diferentes

períodos, com os menores valores registrados no V4 (Tabela 1). O controle do pH é

uma prática comum em viveiros de aqüicultura, sendo um fator determinante para a

sobrevivência dos camarões (Lemonnier et al., 2004). Por isso, são aplicados no cultivo

insumos, como o calcário, para o controle e estabilização do pH da água e do sedimento.

A aplicação desses insumos corrige o pH, favorecendo também a decomposição

dos resíduos orgânicos (Kubtiza, 2003). O pH ideal para sedimento de cultivo de

camarões marinhos deve estar entre 6,5 e 9,0 (ABCC, 2005), estando os viveiros V2 e

V3 dentro dessa faixa. O pH verificado no V4, mesmo baixo se manteve estável durante

todo o período de estudo.

Os maiores níveis de fósforo foram quantificados nos períodos pós-despesca (T0

e TF) independentemente da aplicação do probiótico (Tabela 1). Resultados similares

foram obtidos por Wang e He (2008) e segundo esses autores os níveis de nutrientes

geralmente são maiores ao final dos cultivos devido ao acúmulo de matéria orgânica

pela deposição de restos de alimento, animais e folhas.

A menor quantidade de P no tempo inicial (TI) pode estar relacionada com a

adição de insumos nos viveiros e a exposição do sedimento ao sol, o aumento da

temperatura e o processo de aeração do sedimento no período de exposição contribuem

para a degradação da matéria orgânica acumulada diminuindo a quantidade de

nutrientes no sedimento (Nimrat et al., 2008).

Os níveis de carbono (C) aumentaram em todos os viveiros nos períodos

correspondentes aos tempos finais de cultivo devido ao aumento da matéria orgânica

(Tabela 1). Mesmo apresentando maiores teores de matéria orgânica ao final do cultivo

esses níveis ainda são considerados adequados para cultivos em viveiros de camarão (2

a 4%) (Barbieri Jr e Ostrenski Neto, 2002).

No intervalo entre os cultivos a prática de secagem por um período de 10 a 15

dias e o revolvimento do sedimento do viveiro contribuiu para a diminuição, no tempo

inicial, das quantidades de matéria orgânica e C orgânico acumulados. De acordo com

Kubitza (2003), essa decomposição aumenta em decorrência da maior oxigenação do

sedimento neste período.


Tabela 1. Caracterização do pH e valores de nutrientes de sedimentos coletados em

diferentes períodos em três viveiros de camarão (V2sp, V3p e V4p) localizados em Rio

Formosos, PE

Viveiros/

Tempo

Parâmetros

pH S

(mmol dm-3)

P

(mg dm-3)

C

(%)

MO

(%)

V2sp

T0

TI

TF

6,56 ± 0,31

6,66 ± 0,13

6,80 ± 0,10

8,92

7,60

7,50

106,56

54,70

56,16

1,86

1,21

1,53

3,20

2,08

2,60

V3p

T0

TI

TF

6,70 ± 0,13

6,76 ± 0,30

6,80 ± 0,08

9,78

8,74

10,24

70,40

46,40

70,40

1,30

1,21

1,50

2,24

2,08

2,60

V4p

T0

TI

TF

5,80 ± 0,08

5,30 ± 0,08

5,80 ± 0,08

8,12

7,50

7,20

96,00

60,80

99,08

1,62

1,12

1,53

2,80

2,60

2,00

V2, V3 e V4 correspondem a viveiros 2, 3 e 4; T0, TI e TF correspondem a tempo 0, tempo inicial

e tempo final do cultivo; p – com probiótico, sp – sem probiótico. S - enxofre; P - fósforo; C -

carbono; MO - matéria orgânica.

Nos viveiros tratados com probióticos (V3p e V4p) foram observadas menores

variações nos níveis de matéria orgânica entre os períodos estudados, principalmente

nos tempos das despescas (T0 e TF). Isso ocorreu, provavelmente, porque o uso de

probióticos melhorou o equilíbrio microbiano, estabilizando a degradação da matéria

orgânica que, ao mesmo tempo em que foi mineralizada, continuou se acumulando ao

longo do cultivo (Wang et al., 2008).

- Respiração microbiana

Os índices de emissão de CO2 verificados nos sedimentos dos três viveiros foram

comparados, sendo encontradas diferenças significativas em todos os tempos estudados

T0, TI e TF entre o viveiro V3p e os demais (Figura 3).


Figura 3. Respiração microbiana quantificada pela emissão de C-CO2 em

sedimento de viveiros de cultivo de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso

de probiótico em diferentes períodos de coleta, despesca do cultivo anterior

(T0), início do cultivo (TI) e despesca do cultivo atual (TF)

Barra=desvio padrão. Letras iguais em cada período de coleta não diferem significativamente pelo

teste de Tukey (p<0,05)

A atividade respiratória foi maior no viveiro V3p (Figura 3), que ao longo dos

períodos estudados aumentou os valores de enxofre (Tabela 1). O aumento na

concentração de S pode induzir maior captura de oxigênio, devido à oxidação dessa

substância (Holmer, 2005), como observado no viveiro mencionado (V3p). Nos viveiros

V2sp e V4p os níveis de enxofre não variaram durante os períodos estudados, o que

provavelmente manteve a respiração estável em todos os períodos.

-Biomassa microbiana

Para a biomassa microbiana foi encontrado efeito do período de coleta do

sedimento entre viveiro V3p dos demais no TI (p<0,05) e no TF foram encontradas

diferenças dos viveiros V2sp e V3p com o V4p, não foram observadas diferenças entre

os viveiros no tempo zero (T0) (Figura 4).

Em algumas situações quando houve diminuição da taxa respiratória a biomassa,

quantificada pelo C-microbiano, aumentou, sendo observada baixa correlação (r = 0,30;

p < 0,05) entre esses parâmetros.

0

20

40

60

80

100

T0 TI TFPeríodos de coleta

Res

piro

met

ria (

ug C

-CO

2/g

solo

/dia

)

V 2

V 3

V 4b b

a a

a

b b

b b

a


Figura 4. Biomassa microbiana em sedimentos de viveiros de cultivo de

camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de probiótico em diferentes períodos

de coleta (T0, TI e TF)

T0=despesca do cultivo anterior, TI= início do cultivo e TF=despesca do cultivo atual; Barra=desvio

padrão. Letras iguais em cada período de coleta não diferem significativamente pelo teste de Tukey

(p<0,05)

A perda de carbono na forma de CO2, pela respiração, diminui a eficiência da

biomassa, pois impossibilita maior incorporação de carbono aos tecidos dos

microrganismos (Fialho et al., 2005). Segundo Avnimelech (2007), apenas uma parte do

C orgânico consumido na atividade microbiana é liberada na forma de CO2, o restante é

utilizado nas sínteses proteicas dos microrganismos e incorporado as organelas

microbianas.

O aumento na quantidade de biomassa microbiana encontrada nos períodos pós-

despesca no V2 e no V3 e V4 (T0) pode estar relacionado ao acúmulo de matéria

orgânica durante o cultivo. Como mencionado por De-Polli et al. (2000), a biomassa

microbiana parece ser mais sensível às mudanças iniciais no conteúdo de matéria

orgânica no ambiente, e maiores quantidades de matéria orgânica disponibilizam mais C

para ser incorporado pela microbiota. No tempo inicial, apenas o V3p manteve o

C-biomassa elevado, o que provavelmente aconteceu pela menor variação das

quantidades de C-orgânico do tempo final para o tempo inicial.

0

50

100

150

200

250

300

350

T0 TI TF

Períodos de coleta

Bio

ma

ssa

mic

robi

ana

(µ

g C

g

-1

solo

se

co) V 2

V 3

V 4

a

b

a

b

a

a

a

a

b


- Quociente metabólico (qCO2)

Para o qCO2 foi encontrado efeito do período de coleta apenas no TF (Figura 4).

Neste período os sedimentos dos viveiros com probióticos (V3 e V4) apresentaram

maior valor de qCO2, diferindo estatisticamente do viveiro sem probiótico.

Figura 5. Quociente metabólico (qCO2) em sedimento de viveiros de cultivo de

camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de probiótico em diferentes períodos de

coleta, despesca do cultivo anterior (T0), início do cultivo (TI) e despesca do

cultivo atual (TF)

Barra=desvio padrão. Letras iguais em cada período de coleta não diferem significativamente pelo teste de

Tukey (p<0,05)

O qCO2 é a relação entre o C-CO2 liberado na respiração pela quantidade de C-

biomassa microbiana e, quando elevado, pode indicar ecossistemas jovens (imaturos)

que promovem mais estresse e maior consumo de carbono pela microbiota (Paula et al.,

2006; Chaer e Tótola, 2007). Menores valores podem indicar maior eficiência da

biomassa na utilização de carbono e energia, assim como podem estar associados à

estabilidade dos ecossistemas (Anderson e Domsch, 1990).

Não houve diferença nos valores do qCO2 nos viveiros estudados nos tempos T0

e TI o que pode estar relacionado às perturbações sofridas por esses ambientes durante o

cultivo anterior e ao tratamento semelhante dado a esses viveiros no período que

antecede ao TI. No tempo final, os maiores valores de qCO2 ocorreram nos viveiros

com probiótico o que está relacionado ao aumento na taxa respiratória (r = 0,35; p<0,05)

pela biomassa microbiana neste período.

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

T0 TI TF

Períodos de coleta

qC

O2

V 2

V 3

V4

a a

a

a

a

b

a a

a


O acúmulo de matéria orgânica e a constante incorporação de resíduos podem

aumentar a biomassa e a atividade biológica dos microrganismos, que

conseqüentemente passam a liberar maiores quantidades de CO2 (Santos et al., 2004).

No viveiro sem probiótico (V2) a biomassa mostrou-se mais eficiente, o que pode estar

relacionado à menor perda de carbono na forma de CO2 e pela ausência de probióticos,

mantendo desta forma a estabilidade do sistema onde o composto nunca foi utilizado.

-Hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA)

Houve diferença significativa, entre o viveiro V3p e os demais (Figura 5) para a

atividade das enzimas gerais do solo, quantificadas pela hidrólise do FDA nos períodos

inicial e final. Os maiores valores foram encontrados no V3p no período inicial.

Figura 6. Atividade da hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) em

sedimento de viveiros de cultivo de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) o

uso de probiótico em diferentes períodos de coleta, despesca do cultivo

anterior (T0), início do cultivo (TI) e despesca do cultivo atual (TF)

Barra=desvio padrão. Letras iguais em cada período de coleta não diferem significativamente pelo

teste de Tukey (p<0,05)

Neste estudo, foi encontrada baixa correlação positiva significativa (r = 0,27;

p<0,05), entre o FDA e C-biomassa. Relações entre o carbono da biomassa microbiana

e a atividade enzimática geral indicam o papel dos microrganismos na ciclagem de

nutrientes, sugerindo o potencial catabólico do sedimento estudado. Claret et al. 1998

avaliando a comunidade microbiana de um rio também encontrou baixa correlação

positiva entre a atividade hidrolítica do FDA e a biomassa. A atividade desse grupo de

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

T0 TI TF

Períodos de coleta

FD

A (

ug fl

uore

sceí

na g

-1 s

olo

seco

h-1

) V 2

V 3

V 4

a

a

a

b b

a

b

a

b


enzimas pode indicar efeitos no ciclo de energia pelos microrganismos, pois atuam na

decomposição da matéria orgânica (Carneiro et al., 2008).

- Atividade da desidrogenase

Houve diferença significativa para a atividade da desidrogenase entre todos os

viveiros no tempo zero (T0). No tempo final apenas o V4 diferiu dos demais (Figura 7).

A atividade desta enzima geralmente está relacionada à respiração do solo, como

apontado por Curticapean e Dragan Bularda (2007) que consideraram os valores de

desidrogenase como medida da atividade respiratória em sedimento. Entretanto, no

presente trabalho, a atividade da desidrogenase não foi relacionada com a respiração

microbiana, como ocorreu em sedimentos de rio, no Quênia (Mwinyihija et al., 2006).

No entanto houve baixa correlação entre o C-biomassa e a desidrogenase (r = 0,27;

p<0,05) refletindo o papel da biomassa na ciclagem de nutrientes do solo/sedimento

como mencionado por Chaer e Tótola (2007).

O período de secagem e o tratamento dos viveiros antes do cultivo resultaram

em atividade da desidrogenase similar em todos os viveiros no tempo inicial,

provavelmente pelas condições semelhantes na forma de manejo desse tratamento.

Figura 7. Atividade da desidrogenase em sedimento de viveiros de cultivo de

camarão com (V3 e V4) e sem (V2) o uso de probiótico nos períodos T0, TI e

TF



(p<0,05).

0

200

400

600

800

1000

1200

T0 TI TF

Períodos de coleta

Des

idro

gena

se (

µg T

TF

g

-1 s

olo

seco

) V 2

V 3

V 4

a

c

b

a

a

a

a

a b


A atividade da desidrogenase reflete a comunidade ativa existente no ambiente,

visto que é uma enzima presente em microrganismos vivos. No tempo de secagem (TI)

reflete uma diminuição dos microrganismos, demonstrando que essa é uma prática

importante para a manutenção do equilíbrio do sistema, diminuindo o aporte de

microrganismos antes do início do cultivo.

- Atividade da fosfatase

A atividade da fosfatase diferiu significativamente entre os viveiros V2sp e V3p

e V4p no tempo final (T0) e no tempo final (TF) houve diferença apenas entre os

viveiros V2sp e o viveiro V3p (Figura 8). Segundo Garcia et al. (1992), a hidrólise do

fósforo pela fosfatase origina diferentes tipos de P inorgânico. Assim, a diferença nas

atividades poderia estar relacionada à inibição da enzima pelo fósforo inorgânico

liberado durante a mineralização do fósforo orgânico. Estudando a atividade da

fosfatase, Williams et al. (2008) encontraram atividades próximas entre sedimentos com

diferentes quantidades de fósforo. Esses autores relataram que níveis de nutrientes e

matéria orgânica elevados limitam a atividade dos microrganismos, que passa a ser

influenciada por outros fatores além do P orgânico.

Figura 8. Atividade da fosfatase alcalina em sedimento de viveiros de

cultivo de camarão com (V3 e V4) e sem (V2) uso de probiótico em três

períodos de coleta T0, TI e TF



(p<0,05)

0

2

4

6

8

10

12

T0 TI TF

Períodos de coleta

Fos

fata

se (

ug

pnpp

.g s

olo

-1. h

-1)

V2

V3

V4a a

a

b

ab

b

a

a

a


De acordo com Barik et al. (2001), variações na atividade da fosfatase podem ser

decorrentes de fatores como pH, matéria orgânica e condutividade elétrica. Analisando

a atividade da fosfatase alcalina em viveiros de camarão sob diferentes tratamentos,

Wang e He (2008) não observaram diferenças na atividade desta enzima entre viveiros

com probiótico e viveiros controle. No presente estudo, a aplicação do probiótico não

teve efeito sobre a atividade da fosfatase apenas no T0. No tempo inicial (TI) maior

atividade aconteceu nos viveiros onde o probiótico foi utilizado, enquanto no tempo

final (TF) o V3p não diferiu do V2sp, onde foi encontrada maior atividade.

- Desempenho zootécnico dos animais cultivados

A taxa de sobrevivência dos camarões foi maior nos viveiros tratados com

probiótico (Tabela 2), como relatado também por Gomez-Gil et al. (2000), Maia (2004),

Ziaei-Nejad et al. (2006) e Zhou et al. (2008). No entanto, outros autores não

encontraram diferenças nesta taxa em função do uso de probióticos, como Horowitz e

Horowitz (2000). O aumento da sobrevivência também pode estar relacionado ao fato

do probiótico diminuir o número de microrganismos patógenos no ambiente (Rengipat

et al. 2003; Farzanfar, 2006).

Tabela 2. Dados de produção dos viveiros sem probiótico (V2), com probiótico na água

(V3) e com probiótico na água e no sedimento (V4)

VARIÁVEIS V2 V3 V4

Dias de cultivo 142 106 141

Sobrevivência (%) 46,5 100 93

Peso médio (g) 18,35 10,8 10,03

Crescimento médio semanal (g) 0,85 0,36 0,40

Fator de conversão alimentar (FCA) 2,07 1,60 1,89

Produção (kg) 4.700 5.035 6.541

Produtividade (kg/ha/ciclo) 2.486 2.409 2.336

Área (ha) 1,89 2,09 2,80

Densidade de camarões/ m2 30 30 30

O fator de conversão alimentar (FCA) é a relação entre a quantidade de ração

ofertada (kg) para obtenção de 1 kg de camarão durante o cultivo. O melhor fator (FCA)


e crescimento médio final dos camarões foi registrado para o V2sp, o que pode estar

relacionado à baixa sobrevivência dos camarões nesse viveiro, provavelmente

diminuindo a competição por alimento. Em estudos comparando viveiros com e sem

probiótico Padilha (2005) também observou maior rendimento alimentar nos viveiros

sem probióticos. Apesar de menor FCA nesses viveiros, houve um bom aproveitamento

alimentar, visto que a sobrevivência dos camarões foi maior do que 90%. De acordo

com Catex et al. (2008), o uso de probióticos melhora a capacidade digestiva dos

camarões, agindo diretamente no intestino desses animais e por meio da disponibilidade

de matéria orgânica degradada em compostos mais simples.

A maior produção de camarão ocorreu nos viveiros tratados com probiótico; no

entanto, a produtividade (kg/ha) foi maior no viveiro sem probiótico, o que pode estar

relacionado à menor área e ao melhor aproveitamento alimentar dos camarões (FCA).

A produtividade encontrada no viveiro V2, mesmo sendo maior, não é muito

diferente entre os viveiros, desta forma o emprego do probiótico não influenciou a

produtividade nos cultivos avaliados. Resultados de produtividade semelhantes entre

viveiros tratados com probióticos e viveiros controle também foram encontrados por

Horowitz e Horowitz (2000) e Devaraja et al. (2002).

Em estudos relacionados a influência de probióticos na produtividade de cultivos

semi-intensivos de camarões, Maia, 2004 encontrou maior produtividade em viveiros

onde não foram aplicados probióticos. Martins (2003) avaliando o uso de probióticos

em cultivos intensificados observou maior produtividade nos viveiros onde foi utilizado

o composto, verificando influência do cultivo nesta resposta.

Pela análise de agrupamento (Figura 9) foi observada mais semelhança em

relação aos parâmetros avaliados entre o viveiro V2sp e V4p. O viveiro V3p, apesar de

receber probiótico, apresentou comportamento bioquímico e microbiológico distinto do

V4p.

De acordo com o histórico da fazenda, as características de produção do V3p

não são consideradas boas; no entanto, os dados de produtividade obtidos neste trabalho

não diferem entre os viveiros. As características microbiológicas, neste caso, podem

refletir estabilidade dos cultivos nos viveiros V2sp e V4p, sendo necessários estudos

mais prolongados para concluir se a estabilidade do sistema microbiano é melhorada

pelo uso de probióticos ou se o uso de probióticos pela primeira vez no V3p causou uma

perturbação influenciando o comportamento da microbiota diante das novas condições

de cultivo no viveiro estudado.


Figura 9. Análise de Agrupamento baseada na respiração basal, C-biomassa, qCO,

atividade da desidrogenase, enzimas gerais (hidrólise do FDA) e fosfatase em três

viveiros (V2sp, V3p e V4p) de camarão em Rio Formoso, PE.

Tree Diagram for VariablesComplete Linkage

Euclidean distances

40 50 60 70 80 90 100 110

(Dlink/Dmax)*100

viv 3

viv 4

viv 2


5. CONSIDERAÇÕES GERAIS

Os indicadores microbianos utilizados neste trabalho foram sensíveis em

demonstrar mudanças ocorridas nos viveiros durante os períodos estudados. as enzimas

microbianas foram os indicadores mais sensíveis mostrando mudanças ocorridas tanto

em decorrência do uso de probióticos como pelo manejo empregado nos períodos que

antecedem os cultivos.

O uso de probiótico nos viveiros manteve o nível de matéria orgânica estável

durante todos os períodos estudados, no entanto em relação ao comportamento

bioquímico e microbiológico os viveiros V2 (sem probiótico) e V4 (com probiótico) são

semelhantes, ficando agrupados em um mesmo grupo. O uso de probiótico não pode ser

considerado a única forma responsável pela melhoria dos cultivos. O tratamento de

secagem no TI diminui a atividade da desidrogenase em todos os viveiros,

demonstrando que o manejo empregado durante os meses de cultivo associados às

condições ambientais influencia nas respostas de produção ao final dos cultivos.

Apesar de neste estudo o uso de probióticos aumentar a sobrevivência dos

camarões, o uso desse composto não garante o melhor rendimento em produção.

Para um melhor entendimento nos mecanismos envolvidos na relação

probiótico/atividade microbiana são necessários estudos mais detalhados onde os

intervalos entre as coletas sejam menores e o número de indicadores maiores,

possibilitando a escolha de indicadores que forneçam respostas rápidas e eficientes nas

mudanças ocorridas na comunidade microbiana e no ambiente de cultivo não só pelo

uso de probióticos mas também pelo tipo de manejo empregado.


6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Anderson, J.P.E.; Domsch, K.H. 1978. A physiological method for the quantitative

measurement of microbial biomass in soils. Soil Biology and Biochemistry 10, 215-

221.

Anderson, T.H.; Domsch, K.H. 1990. Application of eco-physiological quotients (qCO2

and qD) on microbial biomasses from soils of different cropping histories. Soil

Biology and Biochemistry 22, 251-255,

Araújo, D.C. 2003. Avaliação do Programa Nacional de Desenvolvimento da

Aqüicultura. O caso da carcinicultura marinha no Nordeste. Dissertação de

Mestrado, Universidade Federal de Pernambuco, p.139.

Avnimelech, Y. 2007. Bio-filters: The need for an new comprehensive approach

Aquacultural Engineering 174, 172–178.

Avnimelech, Y.; Ritvo, G. 2003. Shrimp and fish pond soils: processes and

management. Aquaculture 220, 549–567.

Balcazar J. L.; Blas I.; Ruiz-Zarzuela I.; Cunningham, D.; Vendrell, D.; Muzquiz, J.L.

2006. The role of probiotics in aquaculture. Veterinary Microbiology 114, 173–186.

Barbieri Jr, R.C.; Ostrenski Neto, A. 2002. Camarões Marinhos: Egorda. Editora

Aprenda Fácil. Viçosa.

Barik, S.K.; Purushothaman, C.S.; Mohanty, A.N. 2001. Phosphatase activity with

reference to bacteria and phosphorus in tropical freshwater aquaculture pond

systems Aquaculture Research, 32, 819 – 832.

Bartlett, R.J.; Ross, D.S. 1988. Colorimetric determination of oxidizable carbon in acid

soil solutions. Soil Science Society of America Journal 52, 1191 – 1192.

Boyd, C.E. 1990. Water quality in ponds for aquaculture. Alabama Agricultural

Experiment Station, Auburn University, Alabama.

Bratvold, D.; Browdy, C.L., 2001. Effects of sand sediment and vertical surfaces

AquaMatsTM on production, water quality, and microbial ecology in an intensive

Litopenaeus vannamei culture system. Aquaculture 195, 81 – 94.

Briggs, M.R.P., Funge-Smith, S.J. 1994. A nutrient budget of some intensive marine

ponds in Thailand. Aquaculture Fisher Management 24, 789-811.

Castex, M.; Chim, L.; Pham, D.; Lemaire, P.; Wabete, N.; Nicolas, J.L.; Schmidely, P.;

Mariojouls, C. 2008. Probiotic P. acidilactici application in shrimp Litopenaeus


stylirostris culture subject to vibriosis in New Caledonia. Aquaculture 275, 182–

193.

Cavalcanti, L.B.; Macedo, S.J.; Castro, P.F.; Santana, M.F.A. 2000. Condições

hidrológicas e resultados de cultivo experimental do camarão marinho Litopenaeus

vannamei (Boone, 1931), em viveiros estuarinos da Ilha de Itamaracá (Pernambuco-

Brasil). Trablhos Oceanográficos 28, 89 – 103

Cavalli, L.P.R.O.; Wasielesky Jr, W.; Castello J.P.; Peixoto S.R. M. 2006. Perspectivas

para o desenvolvimento dos cultivos de camarões marinhos no estuário da Lagoa

dos Patos, RS. Ciência Rural 36, 1337 – 1343.

Chaer, G.M.; Tótola, M.R. 2007. Impacto do manejo de resíduos orgânicos durante a

reforma de plantios de eucalipto sobre indicadores de qualidade do solo. Revista

Brasileira de Ciência do Solo, v.31, p.1381-1396,

Chróst, R.J. 1991. Microbial enzymes in aquatic environments. Springer, New York.

Claret C.; Marmonier P.; Bravard J.P. 1998. Seasonal dynamics of nutrient and biofilm

in interstitial habitats of two contrasting riffles in a regulated large river. Aquatic

Sciences. 60, 33–55.

Coppola, M.M.; Gil-Turnes, C. 2004. Efeito de probiótico na resposta imune Ciência

Rural 34, 1297 – 1303.

Curticapean, M.C.; Dragan-Bularda, M. 2007. The enzymatic activity from the

sediment of the Gilau dam reservoir — Cluj county. Journal of Biochemical and

Biophysical Methods 69, 261–272.

De-Polli, H.; Guerra, J.G.M., 1997. C, N e P na biomassa microbiana do solo. In:

Santos, G.A; Camargo, F.A.O. (Eds.). Fundamentos da matéria orgânica do solo.

Gênesis, Porto Alegre, pp. 389-411.

Devaraja, T. N.; Yusoff, F. M.; Sharif, M. 2002. Changes in bacteria populations and

shrimp production in ponds treated with commercial microbial products.

Aquaculture 206, 245 – 256.

Farzanfar, A. 2006. The use of probiotics in shrimp aquaculture. Iranian Fisheries

Research Organization. Immunology Medicine Microbiology 48,149 – 158.

Fialho, J. S.; Gomes, V. F. F.; Silva Junior, J. M. T., 2005. Biomassa microbiana em

solo sob cultivo de rotação na Chapada do Apodi – CE. Caatinga 19 (4): 251-260.

Frighetto, R.S.; Valarini, P.J. (Eds.) Indicadores Bioquímicos e Biológicos da Qualidade

do Solo (Manual técnico). Jaguariúna, pp. 167-190.


Fuller, R. Probiotics in man and animals, a review. 1989. Journal Applied Bacterilogy.

66, 365-378.

Garcia, C.; Hernandez, T.; Costa, F. 1992. Composted vs. uncomposted organics.

Biocycle 33, 70-72

Gomez-Gil B.; Roque, A.; Turnbull, J.F. 2000. The use and selection of probiotic

bacteria for use in the culture of larval aquatic organisms. Aquaculture 191, 259–

270.

Graeff, A.; Mondardo; M. 2006. Influência do probiótico no crescimento das carpas

comum (Cyprinus carpio L., 1758) na fase de recria - Revista Electrónica de

Veterinária.

Grisi, B.M. 1978. Método químico de medição da respiração edáfica: alguns aspectos

técnicos. Ciência e Cultura 30, 82 – 88.

Hernández, J.Z.; Nunes A.J.P., 2000. Manual Purina de Bioseguridade no cultivo de

Camarões Marinhos. Editora Paulínia, São Paulo.

Horowitz, A.; Horowitz, S., 1998. The role of microorganisms to archieve sustainable

aquaculture. In: Aquicultura Brasil`98. Anais. Recife. 1, 87 – 98.

Kubitza, F. 2003. Qualidade da água e do sedimento no cultivo de peixes e camarão.

Jundiaí.

Lemonnier, H.; Bernard, E.; Boglio, E.; Goarant, C.; Cochard, J. 2004. Influence of

sediment characteristics on shrimp physiology: pH as principal effect. Aquaculture

240, 297-312.

Maia, E.P. 2004. Avaliação do Uso de Probiótico no Cultivo Intensivo de Litopenaeus

vannamei (BOONE, 1931) em Viveiros de Terra em Sistemas Fechados.

Dissertação (Mestrado) Universidade Federal do Ceará, 127p.

MAPA- Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. 2001. Plataforma

tecnológica do amarão marinho cultivado: seguimento de mercado, Brasília.

Martins, P.C.C. 2003. Influência das condições ambientais e técnicas de produção sobre

a incidência de enfermidades no cultivo de camarão marinho, Litopenaeus

vannamei, no estado do Ceará. Tese (Doutorado) Universidade Federal de São

Carlos, 117 p.

Mayer, R.M; Pepper, I.L.; Gerba, C.P. 2000. Environmental Microbiology. Academic

Press, San Diego.


Merlin, G.; Lissolo, T.; Morel, V.; Rossel, D.; Tarradellas, J. 1995. Precautions for

routine use of INT-Reductase activity for measuring biological activities in soil and

sediments. Environmental Toxicology and Water Quality 10, 185–192.

Moriarty, D.J.W., 1997. The role of microorganisms in aquaculture ponds. Aquaculture

15, 333-349.

Mosher, J.J.; Levison, B.S.; Johnston, C.G. 2003. A simplified dehydrogenase enzyme

assay in contaminated sediment using 2-(piodophenyl)-3(p-nitrophenyl)-5-phenyl

tetrazolium chloride. Journal of Microbiological Methods 53, 411– 415.

Munsiri, P.; Boyd, T.C.; Hajec, D.B.F. 1996. Texture and chemical composition of soils

from ponds near Choluteca. Aquaculture Internacional. 157 – 168.

Mwinyihija, M.; Meharg, A.; Dawson, J.N.; Strachan, J.C.; Killham K. 2006.An

Ecotoxicological Approach to Assessing the Impact of Tanning Industry Effluent on

River Health Archives Environmental Contamination and Toxicology. 50, 316 –

324.

Nascimento, I.A. 2007. Manguezal e carcinicultura: o conflito da ecocompatibilidade.

Diálogos e ciência 10, 1 – 15.

Neto, M.; Ohannessian, A.; Delolme, C.; Bedell, J-P. 2007. Towards an Optimized

Protocol for Measuring Global Dehydrogenase Activity in Storm-Water Sediments.

Journal of Soils Sediments 7, 101 – 110.

Nimrat, S.; Suksawat, S.; Maleeweach, P.; Vuthiphandchai, V. 2008. Effect of different

shrimp pond bottom soil treatments on the change of physical characteristics and

pathogenic bacteria in pond bottom soil. Aquaculture 285, 123 – 129.

Oliveira, A.J.F.C.; Hollnagel, H.C.; Mesquita, H.S.L.; Fontes, R.F.C. 2007. Physical,

chemical and microbiological of the intertidal sediments of Pereque Beach, Guarujá

(SP), Brazil. Marine Pollution Bulletin 54, 921 – 927.

Paula, A.M.; Soares, C.R.F.S.; Siqueira, J.O. 2006. Biomassa, atividade microbiana e

fungos micorrízicos arbusculares em solo de “landfarming” de resíduos

petroquímicos. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental 10, 448 –

455.

Rengpipat, S.; Tunyamum, A.; Fast, A.W.; Piyatiratitivoraku, S.; Menasveta, P. 2003.

Enhanced growth and resistance to vibrio challenge in pond-reared black tiger

shrimp Penaeus monodon fed a Bacillus probiotic. Disease of Aquatic Organisms

55, 169 – 173.

Rigail, J. C. 2008. Manual probióticos. Tilapia & camarones 1, 32 – 36.


Rocha, I.P. 2003. A Indúsrtria Brasileira de Camarão Cultivado. In: World Aquaculture,

Aquicultura Responsável para um futuro seguro. Anais. Salvador.

Rocha, I.P.; Rodrigues, J. 2003. A carcinicultura brasileira em 2002. Revista da ABCC

1, 30 – 54.

Rocha, I.P.; Rodrigues, J.; Leite, L. 2004. A carcinicultura brasileira em 2003. Revista

da ABCC 1, 30 – 36.

Santa, K.D.; Vinatea, L. 2007. Evaluation of respiration rates and mechanical aeration

requirements in semi-intensive shrimp Litopenaeus vannamei culture ponds

Aquacultural Engineering 36, 73 – 80.

Schloter, M.; Dilly, O.; Munch, J.C. 2003. Indicators for evaluating soil quality.

Agriculture, Ecosystems and Environment 98, 255 – 262.

Schnürer, J.; Rosswall, T. 1982. Fluorescein diacetate hydrolysis as a measure of total

microbial activity in soil and litter. Applied Environmental Microbiology 43, 1256 –

1261.

Skujins, J. 1978. History of abiontic soil enzyme research. In: BURNS, R.G. Soil

enzymes. Academic Press, New York.

Swisher, R.; Carrol, G.C. 1980. Fluorescein diacetate hydrolisis as an estimator of

microbial biomass on coniferous needle surfaces. Microbial Ecology 6, 217 – 226.

Tabatabai, M. A.; Bremner, J. M. 1969. Use of p-nitrophenyl phosphate for assay of soil

phosphatase activity. Soil Biology & Biochemistry 1, 301 – 307.

Takur, D.P.; Lin, C.K. 2003. Water quality and nutrient budgest in closed shrimp

(Penaeus monodon) culture systems. Aquacultural Engineering 27, 159 – 176.

Wang Y.; Li J.; Lin J. 2008. Probiotics in aquaculture: Challenges and outlook

Aquaculture 281, 1 – 4

Wang, Y.; He, Z. 2008. Effect of probiotics on alkaline phosphatase activity and

nutrient level in sediment of shrimp, Penaeus vannamei, ponds. Aquaculture. In

press.

Williams C. J.; Boyer J.N.; Jochem F. J. 2009. Microbial activity and carbon, nitrogen,

and phosphorus content in a subtropical seagrass estuary (Florida Bay): evidence for

limited bacterial use of seagrass production. 156, 341 – 353

Wright, M.S.; Covich, A.P. 2005. Relative Importance of Bacteria and Fungi in a

Tropical Headwater Stream: Leaf Decomposition and Invertebrate Feeding

Preference. Microbial Ecology 49, 536 – 546.


Zhou X.; Wang Y.; Li W. 2008. Effect of probiotic on larvae shrimp (Penaeus

vannamei) based on water quality, survival rate and digestive enzyme activities

Aquaculture. In Press 5 p.

Ziaei-Nejad S.; Rezaei M. H.; Takami G. A. Lovett D. Mirvaghefi A.R. Shakouri M.

2006. The effect of Bacillus spp. bacteria used as probiotics on digestive enzyme

activity, survival and growth in the Indian white shrimp Fenneropenaeus indicus.

Aquaculture 252, 516 – 524.

Documents

ATIVIDADE MICROBIANA EM SEDIMENTO DE VIVEIROS DE … · Graduação em Biologia de Fungos do ... Inclui bibliografia 1. Camarão - Criação 2. ... respiração, quociente metabólico