Embed Size (px)
Citation preview
Guia de Procedimentos Gerais de
Experimentação
Biotério ICT- SJC/UNESP
Profª. Assoc. Luana Marotta Reis de Vasconcellos
Coordenadora do Biotério
Gabrielli Stefaninni Santiago
Médica Veterinária, PhD., CRMV SP 41521
Dezembro de 2020.
Sumário
1 Introdução .................................................................................................................................. 1
2 Documentos necessários para utilização do biotério ................................................................ 1
3 Equipamentos de Proteção Individual (EPI) necessários para a utilização do biotério ........... 2
4 Comissão de Ética no Uso de Animais (CEUA)......................................................................... 3
5 Bem-estar animal ....................................................................................................................... 3
6 Enriquecimento ambiental para os animais ............................................................................... 4
7 Alimentação dos animais de experimentação ............................................................................ 6
8 Graus de invasividade e de estresse durante o experimento ...................................................... 6
9 Contenção dos animais .............................................................................................................. 8
10 Transporte de Animais ........................................................................................................... 10
11 Responsabilidade pelos animais ............................................................................................ 11
12 Aquisição de medicamentos ................................................................................................... 12
13 Vias de Administração ........................................................................................................... 12
14 Tipos de agulha a utilizar para realizar as medicações ........................................................ 15
15 Dosagens das medicações indicadas para ratos, camundongo e coelhos ............................. 16
16 Cálculo das doses das medicações ......................................................................................... 19
17 Reserva de centro cirúrgico ................................................................................................... 21
18 Pré-operatório ........................................................................................................................ 22
19 Anestesia ................................................................................................................................ 22
20 Aspectos sistêmicos relevantes para o procedimento anestésico ........................................... 24
21 Cirurgia .................................................................................................................................. 25
22 Pós-operatório ....................................................................................................................... 26
23 Eutanásia ................................................................................................................................ 26
24 Considerações Finais ............................................................................................................. 27
Referências bibliográficas ........................................................................................................... 28
1
1 Introdução
Este guia tem como objetivo orientar docentes e discentes que desejam
desenvolver pesquisa utilizando animais experimentais. Este guia também poderá
auxiliar na elaboração de um projeto, que inclui etapa in vivo, quanto às legislações
atuais que norteiam o uso de animais experimentais (CONCEA) e as diretrizes da
CEUA do ICT-SJC.
Ressalta-se que a escrita deve ser fundamentada em dados in vitro ou em
literatura prévia, de acordo com a linha de pesquisa desenvolvida pelo usuário do
biotério. O número de animais bem como o delineamento experimental deve ser
descrito detalhadamente tanto no projeto quanto no formulário a ser enviado para a
CEUA (Comissão de Ética na Utilização de Animais), a fim de ser avaliado pelos
membros do CEUA. Alguns materiais de consulta para o desenvolvimento desses
quesitos estão disponíveis em:
https://eda.nc3rs.org.uk/experimental-design
https://arriveguidelines.org
2 Documentos necessários para utilização do biotério
A leitura desse documento deve ser realizada na íntegra antes da escrita do
projeto a ser realizado no biotério em questão. A utilização do biotério é realizada
mediante a programação da chegada de animais e entrega de documentos por parte dos
usuários. O pesquisador deverá enviar uma solicitação de animais conforme
especificado no site https://www.ict.unesp.br/#!/sobre-o-ict/depto-ensino/biociencias-e-
diagnostico-bucal/bioterio/ . Contudo, para o recebimento dos animais solicitados o
pesquisador deverá ter a autorização do projeto emitida pela Comissão de Ética no Uso
de Animais Experimentais (CEUA) do ICT, sendo que a confirmação do pedido dos
animais ao Biotério Central de Botucatu só será realizada mediante este número da
aprovação. Uma cópia desta aprovação deverá ser encaminhada também ao médico-
veterinário responsável-técnico (MV-RT) deste biotério, indicando que o projeto poderá
ser realizado, juntamente com outros documentos citados a seguir. Os pesquisadores
2
podem solicitar ao CEUA até 10% do número total de animais que serão utilizados no
experimento para piloto ou reposição de animais em caso de óbito.
Todos os usuários do biotério deverão ter concluído o treinamento on-line para
uso de animais experimentais, independentemente de ter experiência prévia com
animais de laboratório. Uma cópia do certificado desse treinamento também deverá ser
entregue ao MV-RT do biotério (verificar o tipo de certificado necessário).
Todos os membros da equipe necessitam preencher a ficha de usuário,
disponível no link descrito posteriormente, anexando nela uma foto 3x4.
Além desses documentos individuais, é preciso preencher o formulário de
procedimentos com uso de animais experimentais, sendo um formulário por
experimento, a ser entregue juntamente aos documentos já citados.
De forma resumida, deverão ser entregues ao MV-RT do biotério, 15 dias antes
da chegada dos animais:
1) Cópia do certificado do treinamento on-line de cada usuário (docentes,
discentes e pesquisadores responsáveis)
2) Cópia da declaração da Comissão de Ética (CEUA-ICTSJC);
3) Ficha dos usuários envolvidos no projeto com foto;
4) Formulário sobre os procedimentos.
Os modelos desses documentos estão disponíveis no site do biotério ICT-SJC:
(https://www.ict.unesp.br/#!/sobre-o-ict/depto-ensino/biociencias-e-diagnostico-
bucal/bioterio/).
3 Equipamentos de Proteção Individual (EPI) necessários para a
utilização do biotério
O uso do biotério deve ser feito pensando em manter os experimentos em
andamento sempre dentro dos padrões estabelecidos no projeto, evitando-se
contaminações e possíveis desvios de resultado. Com base nisso, deve-se utilizar
equipamentos de proteção individual (EPI) para evitar a transmissão de patógenos entre
os animais e destes para o manipulador e pesquisador.
Antes de entrar no biotério, o usuário deverá verificar se sua vestimenta está
compatível com o ambiente de pesquisa: sapatos fechados, calça comprida ou saia
comprida e deve-se evitar o uso de perfumes. Os EPIs são de responsabilidade dos
3
usuários, que deverá ser adquiri-los previamente a ida ao Biotério. Na área destinada à
paramentação, o usuário deverá: colocar o jaleco (limpo ou descartável e exclusivo para
o biotério), máscara (limpa e descartável, de uso exclusivo para o biotério), gorro
descartável e propés descartáveis. Deve-se salientar que os materiais descartáveis
deverão ser jogados no lixo infectante após a saída do biotério, não sendo possível sua
reutilização. No caso de jaleco de tecido reutilizável, este deverá ser lavado
separadamente das demais peças de roupas do usuário.
O uso correto de EPI colabora para o bom andamento dos experimentos e evita a
saída de microrganismos próprios dos animais manipulados para o exterior do biotério,
uma vez que em imunossuprimidos ou em casos de patógenos específicos é possível a
transmissão do microrganismo ao ser humano, doença conhecida como zoonose.
4 Comissão de Ética no Uso de Animais (CEUA)
A Comissão de Ética no Uso de Animais (CEUA) é um grupo de pessoas:
pesquisadores, veterinários, não pesquisadores e atuantes na proteção animal, que tem
como propósito zelar pelo cumprimento das leis referentes ao uso de animais em
pesquisa e avaliam a utilização de animais para a pesquisa sob justificativa adequada
para a proposta do projeto.
Além disso, a CEUA deve garantir a adesão do princípio dos 3Rs por todos os
envolvidos nesses estudos envolvendo animais. O princípio dos 3Rs, do inglês:
replacement, reduction and refinement, foi criado por Russel and Burch em 1959 e tem
como premissa uma pesquisa humanitária para os animais.
5 Bem-estar animal
O bem-estar animal está associado à percepção do animal sobre o ambiente em
que ele vive. Como os animais utilizados em experimentação são mantidos em
cativeiro, é necessário oferecer um ambiente o mais próximo às suas necessidades a fim
de propiciar um bem-estar para eles. O conceito de bem-estar está associado às
liberdades animais, sendo elas:
- livre de fome e sede;
4
- livre de dor, ferimentos e doenças;
- livre de desconforto;
- livre de expressar seu comportamento natural;
- livre de medo e angústia.
A ausência dessas observações pode gerar problemas para o desenvolvimento do
experimento, tanto no que diz respeito ao manejo dos animais quanto nos resultados
obtidos, além da prática ser considerada maus tratos. A inobservância do bem-estar
animal é considerada crime e respondem por ele todos os envolvidos: pesquisadores,
técnicos, médico veterinário, responsáveis pelo biotério e instituição de pesquisa
envolvida.
Visando manter os animais com adequado grau de bem-estar podem ser
realizados procedimentos como enriquecimento ambiental, observação diária dos
animais e adequação de técnicas e medicações ao longo do experimento. Nesse guia
serão descritas algumas formas de reconhecer quando o animal está sendo privado de
alguma das suas liberdades e também será descrito as formas de amenizar ou solucionar
o problema quando possível.
Figura 01 – Ratos em observação após procedimento cirúrgico.
Legenda: o animal da esquerda encontra-se com os olhos fechados, sinalizando dor e desconforto. Esse
sinal mostra que a medicação analgésica precisa ser ajustada para esse indivíduo.
Fonte: acervo pessoal.
6 Enriquecimento ambiental para os animais
O bem-estar animal e a qualidade de vida dos animais confinados também
devem ser levados em consideração. Existem numerosas maneiras para melhorarmos o
5
ambiente de permanência dos animais utilizados em experimentação, como, inserir
objetos que possam trazer-lhes a sensação de prazer, interação, diversão ou
familiaridade com seus hábitos naturais. Os ratos e camundongos, por exemplo, são
animais curiosos e podem se beneficiar de atividades que diminuam o estresse durante
esse período de pesquisa.
As caixas utilizadas para abrigo dos animais podem ser incrementadas com a
finalidade de proporcionar os sentimentos descritos acima. Algumas maneiras para isso
são: disponibilizar tubos de acrílico ou iglus para os animais se esconderem quando eles
sentirem vontade, adicionar folhas de papel em branco nas caixas para que eles possam
picá-los, colocar rolo de papel cartão (rolos de papel higiênico ou de papéis utilizados
na cozinha, como alumínio, guardanapo; sempre limpos), colocar vegetais frescos para
coelhos (folhas de coloração verde escura, buscar informações junto ao médico
veterinário). Existem muitas outras técnicas que podem ser utilizadas, essas descritas
são as mais simples e acessíveis. Em caso de interesse, pode ser realizada uma pesquisa
sobre o assunto em livros e artigos sobre ambientação de animais de biotério.
Figura 02 – Ratos brincando com rolos de papel e camundongos se escondendo em iglu
de material plástico.
Acervo pessoal.
6
Deve-se observar constantemente os dentes dos roedores e de lagomorfos, pois
esses animais são elodontes, ou seja, seus dentes crescem durante toda a vida e precisam
ser desgastados para evitar a oclusão dentária. Esse problema pode ocasionar outros
problemas bucais e também desnutrição, desidratação ou até caquexia e morte. Assim,
caso seja necessário, poderá ser utilizado materiais para que os animais gastem os
dentes evitando tal agravo, sempre avaliando os objetivos do projeto e as
recomendações veterinárias (do MV-RT).
7 Alimentação dos animais de experimentação
Os animais de pesquisa devem receber alimentação adequada durante todo o
experimento, a menos que existam momentos de jejum ou privação de alimento em
decorrência do experimento, avaliado pela CEUA durante o momento de submissão da
solicitação de animais.
O alimento engloba ração e outros alimentos sólidos e também engloba a água
de bebida. A ração oferecida pela instituição é peletizada não esterilizada, sendo de
responsabilidade do pesquisador oferecer qualquer outro tipo de alimento sólido para o
bem-estar dos animais ou ração especial dependendo do seu delineamento experimental.
A qualidade desses alimentos deve ser atestada pelo fabricante e pelos responsáveis
pelos animais, tanto o técnico do biotério quanto os pesquisadores.
De acordo com os objetivos do estudo desenvolvido, os pesquisadores
necessitarão oferecer alimento específico, como, por exemplo: ração triturada, ração
pastosa, ração estéril, ficando a cargo do pesquisador realizar os ajustes necessários para
atender aos seus requisitos de alimentação. Os detalhes referentes à alimentação deverão
ser informados ao técnico e ao MV-RT. Além disso, deve-se colocar a informação por
escrito na ficha fixada na caixa dos animais.
8 Graus de invasividade e de estresse durante o experimento
Todos os experimentos devem ser classificados quanto ao grau de invasividade e
de estresse causado aos animais durante todo o procedimento. A classificação da
7
invasividade leva em consideração o estresse e desconforto causado pelo procedimento
e o uso ou não de medicamentos para o alívio da dor. Segundo o CONCEA, eles são
classificados em:
- GI 1 (grau de invasividade 1) = experimentos que causam pouco ou nenhum
desconforto ou estresse. Exemplos: observação e exame físico; administração via oral,
intravenosa, subcutânea ou intramuscular de substâncias que não causem reações
adversas perceptíveis; eutanásia por métodos aprovados após anestesia ou sedação;
deprivação alimentar ou hídrica por períodos equivalentes à deprivação na natureza.
- GI 2 (grau de invasividade 2) = experimentos que causam estresse, desconforto
ou dor, de leve intensidade. Exemplos: procedimentos cirúrgicos menores, como
biópsias, sob anestesia; períodos breves de contenção e imobilidade em animais
conscientes; exposição a níveis não letais de compostos químicos que não causem
reações adversas graves.
- GI 3 (grau de invasividade 3) = experimentos que causam estresse, desconforto
ou dor, de intensidade intermediária. Exemplos: procedimento cirúrgico invasivo
conduzido em animais anestesiados; imobilidade física por várias horas; indução de
estresse por separação materna ou exposição a agressor; exposição a estímulos
aversivos inescapáveis; exposição a choques localizados de intensidade leve; exposição
a níveis de radiação e compostos químicos que provoquem prejuízo duradouro na
função sensorial e motora; administração de agentes químicos por vias como a
intracardíaca e intracerebral.
- GI 4 (grau de invasividade 4) = experimentos que causam dor de alta
intensidade. Exemplo: indução de trauma em animais não sedados.
Na normativa 39 do CONCEA, que entrará em vigor em maio de 2021,
determinou-se que os projetos de pesquisa que envolvem procedimentos com grau de
invasividade 3 e 4 somente poderão ser realizados por usuários (professores
responsáveis e alunos) após obtenção do certificado do curso de capacitação no manejo
ético de animais vertebrados, com carga horária mínima de 21 horas (sugestões de
cursos: https://ww3.icb.usp.br/capacitacao-uso-animais). Este deverá ser entregue junto
com a documentação relacionada no item 1 deste guia. Outro fator relacionado aos
graus de invasividade 3 e 4 relaciona-se ao número de animais utilizados nesses
experimentos, o qual deve ter uma tendência a ser menor devido ao estresse e à dor
causada nos animais.
8
9 Contenção dos animais
Alguns procedimentos são realizados mediante a sedação do animal, outros são
realizados com o animal contido manualmente ou com o auxílio de equipamentos
específicos. A contenção tem como objetivo manter o animal em posição adequada para
o fim que se deseja e também para evitar acidentes com o animal e com o próprio
manipulador, além de diminuir o estresse do animal.
A contenção pode ser utilizada para: coleta de sangue, inoculação de substâncias
nas diferentes vias de administração e outros procedimentos necessários durante a
experimentação animal. O uso de contenção também pode ser realizado em alguns
procedimentos cirúrgicos, nos quais é preciso que o animal se mantenha em
determinada posição durante todo o procedimento. Contudo, neste caso, a contenção
somente será realizada após a anestesia para evitar estresse desnecessário ao animal.
A utilização de objetos específicos para a contenção deve ser considerada, uma
vez que os equipamentos possuem tamanho e padrão específico para a espécie a ser
contida, evitando danos ao animal. Os equipamentos mais comumente utilizados na
contenção de animais de experimentação são: a manual e o contensor artificial.
Figura 03 - Contenção manual de ratos e camundongos.
9
Acervo pessoal.
Figura 04 - Contensor para camundongos e ratos.
Neves et al., 2013.
Figura 05 - Contenção manual de coelhos.
Google imagens.
10
10 Transporte de Animais
Os pesquisadores que precisarem locomover os animais durante o experimento
deverão seguir os procedimentos para o bem-estar dos animais, bem como se adequar às
exigências da legislação. Os animais deverão ser acomodados em gaiolas sem água e
sem alimento para deslocamentos próximos (dentro da própria cidade), sendo verificado
o número de animais compatível com o tamanho da caixa de transporte. Deve-se atentar
para que a capacidade de animais por caixa, durante o transporte, seja no máximo duas
vezes maior do que a capacidade por caixa que é utilizada no biotério. Esses aspectos
são importantes para evitar a movimentação desses animais durante a viagem e a
ocorrência de lesões nos animais transportados. Em caso de viagens longas, deverá ser
realizado um estudo com o MV-RT para avaliar a necessidade de paradas a fim de
alimentar os animais e descansá-los.
O transporte precisa ser o mais calmo e fresco possível, garantindo que não haja:
odores intensos durante o transporte (não fumar, não usar odorizador de ambientes,
etc.), ruídos (evite buzinas, ouvir músicas, etc.); e em temperatura adequada para cada
espécie como descrito na tabela 1. Antes da retirada dos animais do biotério, eles
deverão ser avaliados pelo MV-RT que emitirá um atestado sanitário. Esse atestado
será utilizado juntamente com os documentos descritos a seguir para a emissão da Guia
de Trânsito Animal (GTA) pela Coordenadoria de Defesa Agropecuária de São Paulo. É
importante frisar que a emissão de GTA requer o pagamento de uma taxa (DARE) para
cada deslocamento a ser realizado.
Tabela 1 – Temperatura ideal para manutenção de animais de biotério
Animal Temperatura
Camundongo 22 ± 2°C
Rato 22 ± 2°C
Coelho 19 ± 1°C
O local de destino dos animais deverá ser cadastrado junto à Coordenadoria de
Defesa Agropecuária de São Paulo para que possa receber os animais. Assim serão
necessários os seguintes documentos para a emissão da GTA:
- CNPJ e nome do estabelecimento de origem,
11
- CNPJ e nome do estabelecimento de destino,
- atestado sanitário e nota do estabelecimento de origem discriminando a espécie
e o número de animais a serem deslocados.
Com tais documentos em mãos, o pesquisador deverá entrar em contato com a
Coordenadoria de Defesa Agropecuária de São Paulo. O contato atual (nov/2020) para
emissão da GTA é: [email protected] . Após a emissão da GTA, que provavelmente
deve demorar alguns dias, deverá ser realizado o pagamento da DARE sob a pena de
não ter autorização futura para movimentação de animais em caso de não pagamento da
taxa.
Cada trajeto deverá ser acompanhado por uma GTA, ou seja, a saída dos animais
do biotério deverá ter uma GTA com o destino cadastrado e informado na GTA, e o
retorno do estabelecimento para o biotério deverá ter outra GTA, cujo destino será o
biotério. Assim, para cada movimentação, serão necessárias duas GTA, uma de ida e
outra de retorno dos animais ao biotério.
A documentação necessária para a emissão de GTA deverá ser providenciada o
quanto antes para não atrasar a programação do experimento, uma vez que ela é
imprescindível para a retirada dos animais do biotério.
11 Responsabilidade pelos animais
Cada pesquisador/aluno será responsável pelo acompanhamento dos animais
envolvidos na sua pesquisa, desde o momento da chegada até a eutanásia. Será
responsabilidade de cada pesquisador/aluno a visita regular aos animais para verificar o
estado destes, no mínimo uma vez por semana. Em caso de alguma alteração nos
animais, comunicar o MV-RT do biotério.
A medicação dos animais deverá ser realizada obrigatória e exclusivamente pelo
pesquisador/aluno envolvido no projeto de pesquisa. Em caso de inoculação de
microrganismos nos animais, os animais deverão ser cuidados (troca de caixa,
maravalha, alimentação e água) pelos próprios alunos pesquisadores.
Nos demais casos, existindo técnicos no biotério, os animais serão cuidados por
estes servidores, que manterão as caixas limpas e oferecerão alimentação e água aos
animais.
12
12 Aquisição de medicamentos
Alguns dos medicamentos utilizados nos animais podem ser encontrados na
farmácia humana, porém outros são apenas de uso veterinário. Sendo assim, é
importante buscar orientação do MV-RT para avaliar os protocolos adequados a cada
animal e pesquisa e também solicitar as receitas para a compra dos medicamentos. Ao
adquirir os medicamentos, conferir a concentração dos medicamentos e a indicação
descrita na receita, bem como a via de administração a ser realizada.
Deve-se salientar que a compra do medicamento pode demandar tempo, pois
além de alguns medicamentos necessitarem de receituário especial, pode haver falta do
produto no fornecedor, por isso é tão importante o planejamento para a compra dos
medicamentos.
Atualmente (nov/2020), a distribuidora destes medicamentos veterinários na
região é a ValleMed (telefone: 12 997312483) e a VetVale (telefones: 12 39341336 /
39316286). Ressalta-se que essa é apenas uma sugestão de fornecedor para aquisição
dos medicamentos, pois os pesquisadores podem adquiri-los em qualquer
estabelecimento, necessitando apenas da prescrição veterinária. Em caso de dúvidas,
consultar o MV-RT.
13 Vias de Administração
As vias de administração dos medicamentos podem ser via oral (VO) e
via gavage, subcutânea (SC), intramuscular (IM), intraperitoneal (IP), intravenosa (IV).
Para a administração dos medicamentos relacionados na seção anterior, deve-se seguir o
recomendado, observando figuras a seguir:
13
Figura 06 - Via de administração intramuscular (IM).
Acervo pessoal.
Figura 07 - Via de administração intraperitoneal (IP).
Acervo pessoal.
14
Figura 08 - Via de administração subcutânea (SC).
Acervo pessoal.
Figura 09 - Via de administração oral (VO).
Acervo pessoal.
15
Figura 10 – Via de administração: gavage.
Neves et al., 2013.
14 Tipos de agulha a utilizar para realizar as medicações
As medicações injetáveis devem ser feitas utilizando as agulhas adequadas para
cada espécie. Recomenda-se o uso das seguintes agulhas para os animais mantidos no
biotério:
Ratos e camundongos: insulina (marrom);
Coelhos: 24G (roxa).
Figura 11 - Diferentes tamanhos de agulhas.
Google imagens.
16
Para fazer o procedimento de anestesia, o preparo da mistura dos medicamentos
pode ser realizado na própria seringa que será utilizada para a aplicação da mistura. A
agulha a ser utilizada para ratos e camundongos é diferente da agulha indicada para
coelhos (Figura 11). É indicado utilizar uma agulha para o preparo da medicação e outra
para a aplicação no animal, pois a primeira utilizada pode perder o corte e a aplicação se
torna mais dolorida.
15 Dosagens das medicações indicadas para ratos, camundongo
e coelhos
Anestésicos para procedimentos de curta duração:
Ratos
Cetamina 10% (Dopalen) 100mg/Kg e xilazina 2% (Anasedan)
10mg/Kg. Via de administração preferencial: intraperitoneal (IP).
Camundongos
Cetamina 10% (Dopalen) 100mg/Kg e xilazina 2% (Anasedan)
10mg/Kg.
Via de administração: intraperitoneal (IP).
Coelhos
Cetamina 10% (Dopalen) 35mg/Kg e xilazina 2% (Anasedan) 5mg/Kg.
Via de administração: IM.
Obs.: Anestésicos inalatórios serão calculados pelo M.V. responsável pelo
procedimento.
Analgésicos e anti-inflamatórios:
Quando o procedimento realizado resultar em DOR LEVE:
17
Ratos
◦ Paracetamol 1-2mg/mL de água de bebida durante 3 dias.
◦ Carprofeno 1,5mg/Kg a cada 12h. Vias de administração: via oral (VO),
durante 3 dias.
Camundongos
◦ Paracetamol 1-2mg/mL de água de bebida durante 3 dias.
◦ Carprofeno 5mg/Kg a cada 24h. Vias de administração: via subcutânea
(SC), durante 3 dias.
Coelhos
◦ Paracetamol 1-2mg/mL de água de bebida durante 3 dias.
◦ Dipirona 12mg/Kg a cada 12h. Vias de administração: VO durante 3
dias.
Os procedimentos mais comuns que geram dor leve são: lesões superficiais em
pele ou nos dentes, como uma ligadura.
Quando o procedimento realizado resultar em DOR MODERADA:
Ratos
◦ Tramal 5-7mg/Kg a cada 24h. Vias de administração: IM, SC, IP ou VO,
durante 3 a 5 dias.
◦ Meloxicam 0,2% na dose de 1mg/Kg a cada 24h. Via de administração:
SC por 3 dias.
Camundongos
◦ Tramal 5-7mg/Kg a cada 24h. Vias de administração: IM, SC, IP ou VO,
durante 3 a 5 dias.
◦ Meloxicam 0,2% na dose de 1mg/Kg a cada 24h. Via de administração:
SC, por 3 dias.
Coelhos
◦ Tramal 5-7mg/Kg a cada 24h. Vias de administração: IM, SC, IP ou VO,
durante 3 a 5 dias.
◦ Meloxicam 0,2% na dose de 0,2mg/Kg a cada 24h. Via de
administração: SC, por 3 dias.
18
Os procedimentos mais comuns que geram dor moderada são: incisões de
maior extensão na pele ou procedimentos mais invasivos em cavidade oral como, por
exemplo, implantação de placas para testes de biocompatibilidade no subcutâneo dos
animais.
Quando o procedimento realizado resultar em DOR SEVERA:
Ratos
◦ Tramal 8-10mg/Kg a cada 12h. Vias de administração: IM, SC, IP ou
VO por 5 dias.
◦ Meloxicam 0,2% na dose de 2mg/Kg a cada 24h. Via de administração:
SC por 3 dias.
Camundongos
◦ Tramal 8-10mg/Kg a cada 12h. Vias de administração: IM, SC, IP ou
VO por 5 dias.
◦ Meloxicam 0,2% na dose de 2mg/Kg a cada 24h. Via de administração:
SC por 3 dias.
Coelhos
◦ Tramal 8-10mg/Kg a cada 12h. Vias de administração: IM, SC, IP ou
VO por 5 dias.
◦ Meloxicam 0,2% na dose de 0,3 mg/Kg a cada 24h. Via de
administração: SC por 3 dias.
Os procedimentos mais comuns que geram dor severa são aqueles mais
cruentos, que envolvem maior incisão de pele e tecido muscular, aqueles envolvendo
tecido ósseo, ou procedimentos mais invasivos em cavidade oral, tais como defeitos ou
fraturas ósseas e cirurgia de implante.
Atenção: é importante verificar o protocolo estabelecido para cada experimento,
segundo a literatura, para que não haja interferência dos medicamentos sobre os
resultados esperados no seu estudo.
19
Antimicrobianos (antibióticos):
Há procedimentos em que não existe necessidade do uso de antimicrobianos,
que são aqueles menos invasivos, como por exemplo, feridas superficiais. Contudo,
procedimentos invasivos como os cirúrgicos, há sempre necessidade do uso de
antibióticos conforme descrito abaixo:
Ratos
◦ Pentabiótico 0,01mL a cada 100g de peso vivo. Via de administração:
IM, em duas doses separadas por 5 dias cada.
◦ Enrofloxacino 2,5% 5-10mg/Kg. Vias de administração: VO, SC ou IM,
duas vezes ao dia, durante 7 ou 10 dias. Também pode ser realizado na dose de
100mg/L de água de bebida.
Camundongos
◦ Pentabiótico 0,01ml a cada 100g de peso vivo. Via de administração: IM,
em duas doses separadas por 5 dias cada.
◦ Enrofloxacino 2,5% 5-10mg/Kg. Vias de administração: VO, SC ou IM,
duas vezes ao dia, durante 7 ou 10 dias. Também pode ser realizado na dose de
100mg/L de água de bebida.
Coelhos
◦ Pentabiótico 0,1mL/Kg. Via de administração: IM, em duas doses
separadas por 5 dias cada.
◦ Enrofloxacino 2,5% 5-10mg/Kg. Vias de administração: VO, SC ou IM,
duas vezes ao dia, durante 7 ou 10 dias. Também pode ser realizado na dose de
100mg/L de água de bebida.
16 Cálculo das doses das medicações
O cálculo da dose das medicações sempre se baseia na fórmula:
20
Peso do animal (Kg) x Dose (mg/Kg) = volume a ser administrado (mL)
concentração (mg/mL)
Exemplo: um rato pesando 400g será submetido a um procedimento no qual será
necessário administrar cetamina e xilazina. Sendo assim, o cálculo será:
Para cetamina 10%:
Peso do animal (Kg) x Dose (mg/Kg) = volume a ser administrado (mL)
concentração (mg/mL)
então: 0,4 kg x 100 mg/kg = 0,4 mL
100mg/mL
Para xilazina 2%:
Peso do animal (Kg) x Dose (mg/Kg) = volume a ser administrado (mL)
concentração (mg/ mL)
então: 0,4 kg x 10 mg/kg = 0,2 mL
20mg/mL
*Atenção:
• Unidades de medida: o peso deve estar SEMPRE em Kg, a dose em
mg/Kg e a concentração em mg/mL. Se os valores estiverem em outras unidades,
deverá ser realizada a conversão das unidades previamente à utilização da fórmula.
• Os animais devem ser pesados antes da anestesia e caso não seja
observada muita diferença de peso entre eles, pode ser estimado um peso médio e
realizado o cálculo de medicações com esse peso. Há uma balança no biotério que fica
na sala de quarentena, que pode ser utilizada nesta etapa, mas ela NÃO DEVE ser
trocada de lugar.
• As doses são aquelas indicadas para as diferentes espécies segundo as
últimas edições do “Formulário de Animais Exóticos” e do “Guia Terapêutico
Veterinário”. Por favor, em caso de dúvidas consulte o MV-RT do biotério.
21
• A concentração do medicamento está na bula do medicamento. Muitas
vezes, ela não está em mg/mL e por isso deve ser realizada a conversão de unidades.
Exemplo: um medicamento na concentração de 5g a cada 10mL corresponde a 500
mg/mL, que é o valor a ser colocado na fórmula.
Obs.: No caso da anestesia injetável com o uso desses medicamentos, devemos
fazer a associação da cetamina com a xilazina. Para isso, realiza-se a mistura desses
fármacos em um recipiente estéril ou na própria seringa, na quantidade necessária de
cada medicamento, obtida após a realização do cálculo acima. A mistura deve ser
preparada exclusivamente para um animal, e a seguir realiza-se a aplicação dela.
NUNCA faça o preparo para dois ou mais animais porque podem ser administrados
volumes errados de cada medicamento.
17 Reserva de centro cirúrgico
A reserva dos centros cirúrgicos, I e II, é realizada por meio virtual, pelo site:
https://ict.unesp.br/. No site da faculdade, o usuário deve clicar na aba SISTEMAS e
depois deve clicar em Reserva de Equipamentos. Ao entrar nessa seção, clicar em área
de Biociências e Diagnóstico Bucal e a seguir clicar em agendar equipamentos. Nesse
momento deverá ser adicionado o CPF e a senha do usuário (aluno) e deve ser inserido
o nome do orientador como responsável. A seguir, deve ser inserida a data com a hora
inicial e a hora final do procedimento e posteriormente no campo laboratório, o usuário
deve selecionar Biotério, e por fim deve selecionar a sala a ser reservada (sala 1 ou sala
2). Ressalta-se que na sala 1 existe um cart odontológico contendo uma seringa tríplice,
um terminal para adaptação de caneta de alta rotação e outro para caneta de baixa
rotação (micromotor), além de um sugador.
Caso haja alguma mudança na data agendada, é importante que o usuário
desmarque para que outro possa ter acesso, caso seja necessário.
22
18 Pré-operatório
O pré-operatório inclui o preparo do animal para o procedimento a ser realizado,
desde o jejum, quando necessário, até o momento da aplicação da medicação anestésica.
Além disso, é necessário que haja um planejamento cirúrgico, por escrito, que deverá
estar contido na documentação enviada ao CEUA e que deverá ser seguido
rigorosamente (em caso de alteração, a documentação deve ser substituída). O
planejamento cirúrgico deve incluir, pelo menos, as seguintes informações detalhadas:
- identificação da equipe cirúrgica e suas funções;
- descrição da anestesia;
- equipamentos, medicamentos e outros suprimentos necessários.
Verifique o tipo de procedimento a ser realizado com antecedência, consultando
o MV-RT quanto à necessidade de ajustes nas medicações anestésicas, com base em
literatura relevante para o experimento em questão. Alguns medicamentos podem
precisar de receituário especial e não são comprados com facilidade.
Deve-se salientar que a medicação injetável (“anestesia” com cetamina e
xilazina) tem duração do efeito, em média, de apenas 30 minutos, podendo variar entre
os indivíduos. Esse tipo de “anestesia” pode ocasionar complicações no trans e pós-
operatório, como o óbito do animal. Caso isso ocorra em mais de 10% da quantidade
total de animais solicitados ao CEUA, será necessária uma nova submissão de
documentos ao CEUA para solicitar a reposição dos animais que vieram a óbito.
Em caso de dúvidas, procure o MV-RT para conversar sobre o protocolo
anestésico.
19 Anestesia
Geralmente, o protocolo anestésico é realizado com cetamina e xilazina, sendo
esperado que o animal fique inconsciente (“caia”) após um tempo de 10 a 15 minutos da
administração, com duração média de efeitos por 30 minutos. Em alguns casos, pode ser
feito jejum prévio à anestesia, com duração de cerca de 6 horas, mas nesse caso será
necessário verificar a dose da medicação a ser administrada.
23
Caso o animal permaneça com reflexos após esse período de tempo, pode ser
administrado mais 25% do volume total dos fármacos utilizados para a anestesia, o
repique. Por exemplo: se o volume inicial administrado foi de 0,4mL de cetamina e
0,2mL de xilazina, como descrito acima no exemplo do cálculo de medicamentos,
podemos administrar o volume de 0,1mL de cetamina e 0,05mL de xilazina para induzir
o animal à anestesia (Figura 12). É necessário aguardar cerca de 10 minutos novamente
e verificar os reflexos do animal. Se o animal ainda mantiver os reflexos, pode-se repetir
o procedimento mais uma vez. Caso o animal ainda assim não “caia” não é indicado
repetir o procedimento de repique pela terceira vez, devido ao risco de morte por
overdose anestésica. O operador deve devolver o animal à gaiola e tentar novo
procedimento após, no mínimo, 24 horas.
Durante o procedimento cirúrgico, o animal pode começar a tomar a consciência
e voltar da anestesia. Nestes casos, indica-se administrar também 25% da dose
(“repique”), observando-se também se este animal já recebeu uma dose de “repique”
como explicado no parágrafo anterior.
Figura 12 – Repique de anestesia com via de administração intraperitoneal (IP).
Acervo pessoal.
24
20 Aspectos sistêmicos relevantes para o procedimento
anestésico
A anestesia causa queda brusca de temperatura;
É preciso evitar a hipotermia do animal;
Durante o procedimento e após sua finalização, o animal deve ser
mantido com aquecedores, bolsa ou luva de procedimento com água quente. Há um
aquecedor no biotério do ICT que fica na sala de quarentena e deve ser utilizado para
manter a temperatura do seu animal experimental. Se a temperatura ambiente estiver
muito alta, não será necessário o uso do aquecedor. Em um dia de temperatura amena
ou fria, o animal deverá ficar no aquecedor até o seu retorno do anestésico, o que
geralmente leva um tempo de 3 a 4 horas.
Tabela 2 – Valores fisiológicos de camundongo, rato e coelho
Camundongos Rato Coelho
Temperatura corporal (ºC) 35,8 - 37,7 37,5 – 38,1 38,3 – 39,5
Frequência respiratória (mov/min) 80 – 200 70 – 115 35 - 65
Frequência cardíaca (bat/min) 350 – 600 250 - 350 120 - 300
Cuidado para não queimar os animais. O responsável pelo
procedimento também é o responsável por desligar o aquecedor e devolver os animais
nas gaiolas onde permanecerão até a eutanásia. Cuidado para não causar queimadura
nos animais quando utilizar bolsa ou luva com água quente; utilizar um tecido entre a
bolsa/luva e o corpo do animal. O aquecedor nunca deve permanecer ligado no período
da noite com risco de ocasionar curto circuito na rede elétrica.
Cuidado com a temperatura do ar condicionado da sala cirúrgica,
mantenha próximo à temperatura ideal para a espécie estudada.
Mantenha o ambiente o mais silencioso e calmo durante todo o
procedimento, sem odores fortes. Durante o procedimento cirúrgico evite grande
25
número de pessoas e conversas com falas e risadas exaltadas, o ambiente deve ser
silencioso e sem odores fortes.
21 Cirurgia
Antes de começar o procedimento, o responsável pelo procedimento deve fazer
o teste de sensibilidade à dor no animal, realizando uma pressão nos dígitos do animal
com uma pinça ou com os próprios dedos (Figura 13). O animal não deve apresentar
movimento em resposta ao estímulo, significando que está em plano anestésico
adequado e pronto para o procedimento cirúrgico.
Figura 13 - Teste de sensibilidade à dor.
Acervo pessoal.
Após iniciado o procedimento, deve-se interromper a cirurgia imediatamente
caso o animal se movimente. O responsável deve realizar o “repique” da anestesia e
esperar cerca de 10 minutos. Em seguida, deve ser realizado novamente o teste de
sensibilidade no animal e quando não houver sensibilidade deve-se dar continuidade à
cirurgia. Entretanto, quando houver sensibilidade, é necessário realizar outro repique
para se obter resultado negativo ao teste de sensibilidade. Ressalta-se que há risco do
animal vir a óbito devido ao excesso de anestésico. Nos casos em que o animal já
recebeu um repique de anestésicos e ainda não está insensível, é indicado fazer a sutura
e finalizar o procedimento cirúrgico em outro dia.
26
Devem-se aplicar os princípios da técnica cirúrgica que foram aprendidos no
curso online e/ou orientados pelo MV-RT, quando solicitado. As incisões devem ser
realizadas causando mínima lesão tecidual e hemostasia. É importante lembrar que
mesmo que você considere que o animal tenha perdido pouco sangue, este volume pode
ser significativo para ele, devido ao seu pequeno porte. É importante verificar o local
onde a anestesia foi aplicada para verificar a presença de reações dérmicas no pós-
operatório. Caso o animal apresente lesão, o responsável deve imediatamente comunicar
o MV-RT para que seja realizada a avaliação da mesma.
22 Pós-operatório
O pós-operatório varia de acordo com o tipo de cirurgia, portanto é necessário
pedir auxílio ao MV-RT para a escolha de um protocolo efetivo de analgésico,
antibiótico e/ou anti-inflamatório. Este protocolo deve ser estabelecido com GRANDE
antecedência ao procedimento, uma vez que algumas medicações são mais difíceis de
serem encontradas e necessitam de receituário especial.
23 Eutanásia
Para a realização da eutanásia, deve ser utilizado o dobro ou o triplo da dose
anestésica (mistura da cetamina e xilazina – mesma concentração usada para anestesia)
para o peso do animal, seguida da decapitação. Antes da decapitação, deve ser realizado
o teste de sensibilidade à dor. Caso o animal apresente sensibilidade não poderá passar
pelo procedimento, devendo ser realizado repique do anestésico até que ele esteja
anestesiado ou tenha vindo a óbito.
Os responsáveis pelo procedimento devem descartar as carcaças e órgãos não
utilizados na pesquisa em saco branco leitoso (risco biológico) e levá-los ao local de
armazenamento de resíduos biológicos da Universidade que se situa ao lado da quadra
do ICT-UNESP. Esse saco branco é bem frágil, sendo assim, é RECOMENDÁVEL
utilizar também uma embalagem de ração vazia juntamente ao saco branco, a fim de
evitar o extravasamento de sangue e secreções/excreções provenientes das carcaças.
EXCEPCIONALMENTE, também poderá ser feito o uso de dois sacos brancos caso
não haja disponibilidade da embalagem de ração.
27
24 Considerações Finais
É importante ressaltar que as informações contidas nesse documento servem
para nortear os procedimentos a serem realizados pelos pesquisadores que utilizarão
este biotério, sendo possível realizar mudanças a critério do pesquisador com a
aprovação da CEUA.
Além dos artigos e manuais citados nas referências, existem outros, bem como
legislações pertinentes a cada tipo de experimentação. Por isso, é necessário realizar
uma leitura específica em materiais atuais para a escrita do projeto de pesquisa, antes do
seu envio à agência financiadora e à CEUA.
Algumas informações contidas nesse guia poderão ser modificadas a qualquer
momento em decorrência de alterações legais ou adequação aos materiais adquiridos
pelo biotério.
Recomenda-se NUNCA entrar em procedimento com dúvidas e SEM a entrega
dos documentos do Comitê de Ética de Uso de Animais.
A MV-RT pelo biotério no presente momento (agosto/2020 a julho/2021) é
Gabrielli Stefaninni Santiago, e apesar de ter carga horária de 8 horas semanais neste
Biotério, seguindo o edital da Unesp, está sempre à disposição pelo e-mail
[email protected] para responder quaisquer dúvidas.
Caso julgue necessário, o docente ou aluno podem combinar com a MV-RT para
que ela faça o acompanhamento presencial no primeiro dia do experimento, visando
auxiliar nas dúvidas e intercorrências que possam surgir durante o procedimento.
Quem tiver interesse em ler as normas que regem a experimentação animal,
podem buscá-las em:
http://antigo.mctic.gov.br/mctic/opencms/institucional/concea/index.html
https://www.ceua.ufv.br/resolucoes/ .
28
Referências bibliográficas
ANDRADE, A., PINTO, SC., and OLIVEIRA, RS., orgs. Animais de Laboratório: criação e
experimentação [online]. Rio de Janeiro: Editora FIOCRUZ, 2002. 388 p.
ARRP Guideline 22 (2012) : Guidelines for the Housing of Mice in Scientific Institutions
Animal Welfare Unit, NSW Department of Primary Industries, Animal Ethics Infolink:
http://www.animalethics.org.au
BRASIL. Resolução Normativa nº37, de 15 de fevereiro de 2018. Restrições ao uso de animais
em procedimentos classificados com grau de invasividade 3 e 4, em cumprimento à Diretriz Brasileira
para o Cuidado e a Utilização de Animais em Atividades de Ensino ou de Pesquisa Científica – DBCA.
BRASIL. Resolução Normativa nº39, de 20 de junho de 2018. Diretriz da Prática de Eutanásia
do Conselho Nacional de Controle de Experimentação Animal – CONCEA.
CARPENTER, J.W. Exotic Animal Formulary. 5 ed. Missouri: Elsevier, 2018. 1104p. il.
NEVES, S. M. P. et al. Manual de cuidados e procedimentos com animais de laboratório do
Biotério de Produção e Experimentação da FCF-IQ/USP / Silvânia M. P. Neves [et al.]. -- São Paulo :
FCF-IQ/USP, 2013. 216 p. il.
VIANA, F.A.B. Guia Terapêutico Veterinário. 3ª ed. Minas Gerais: Editora Cem, 2014. 560 p.
