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Faculdade de Ciências da SaúdeUniversidade Fernando Pessoa
Trabalhos práticos deHematologia
Ciências Farmacêuticas
Prof. Doutora Cristina Vieira Almeida
UFP – Porto
Índice:
Indicações gerais………………………………………………………………..….. Pág. 3
Assiduidade mínima obrigatória …………………………………………………... Pág. 4
Avaliação da componente prática (laboratorial) ………………………………….. Pág. 5
Outras indicações – relatórios/fichas ……………………………………………… Pág. 5
Regras para a elaboração de relatórios………………………………………....….. Pág. 6
Planeamento das aulas de laboratório……………………………………...…..….. Pág. 9
Protocolos para as aulas práticas…………………………………………..…..….. Pág. 10
Trabalho nº 1: Contagem manual de eritrócitos com câmara de Neubauer
e automática com autoanalisador.……………………….....… Pág. 11
Trabalho nº 2: Contagem manual de leucócitos com câmara de Neubauer
e automática com autoanalisador ............................................ Pág. 15
Trabalho nº 3: Contagem manual de plaquetas com câmara de Neubauer
e automática com autoanalisador ……………………………. Pág. 18
Trabalho nº 4: Determinação do hematócrito: Micro-técnica
Doseamento da hemoglobina: Método colorimétrico
Determinação dos índices globulares ou índices
hematimétricos (VGM, HGM e CHGM) .........................Pág. 21
Trabalho nº 5: Determinação da velocidade de sedimentação: técnica de
Westergreen
Execução de um esfregaço sanguíneo e sua coloração (Wright):
estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas…… Pág. 25
Trabalho nº 6: Determinação manual da fórmula leucocitária a partir de
um esfregaço sanguíneo e automática com autoanalisador ……Pág. 29
Trabalho nº 7: Coloração de um esfregaço para contagem de reticulócitos … Pág. 31
Trabalho nº 8: Electroforese de hemoglobinas …………………………...… ……..Pág. 33
Trabalho nº 9: Determinação do grupo sanguíneo (sistema ABO) e do
factor Rh Prova de Coombs directa e indirecta………..............Pág. 34
Apêndices: Fichas para registo de resultados, observações e cálculos …………… Pág. 39
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 2
Indicações gerais:
O trabalho laboratorial exige por parte do aluno uma atitude especial, uma vez que
deverá obter o máximo rendimento de aprendizagem e assimilação dos diferentes
procedimentos e operações que são executados no laboratório.
Para que os objectivos do trabalho sejam atingidos e a segurança no laboratório
mantida, as instruções quanto à execução do protocolo experimental devem ser estudadas
previamente e entendidas por forma a planear o tempo de um determinado trabalho e
saber actuar de imediato caso seja confrontado com alguma contrariedade. Deve-se
trabalhar sem pressas, com método e cuidado para evitar tanto acidentes como danificar o
material de laboratório, que é geralmente bastante caro.
Relembram-se, a seguir, alguns dos cuidados a ter no laboratório:
1. É absolutamente proíbido fumar no laboratório nem qualquer zona do edifício.
2. É absolutamente proíbido comer ou beber dentro do laboratório.
3. É OBRIGATÓRIO USAR BATA BRANCA. A BATA É UM EQUIPAMENTO DE
PROTECÇÃO PESSOAL E DEVERÁ TER O TAMANHO ADEQUADO PARA
PROTEGER O INDIVÍDUO E AS ROUPAS EM CASO DE SALPICOS OU DERRAMES.
4. É proíbido correr, gritar ou comportar-se de outros modos incorrectos.
5. Nunca efectuar pipetagens com a boca, mesmo que seja de água! Usar sempre um
pipetador manual ou pompette.
6. Ter conhecimento prévio da toxicidade, poder corrosivo e inflamabilidade dos reagentes
com que vai trabalhar (em caso de dúvida, perguntar!).
7. Não abrir recipientes de reagentes para cheirar ou espreitar.
8. Limpar imediatamente reagentes que tenham sido derramados.
9. Não verter restos de soluções nas pias, sem perguntar antes ao Professor. Quaisquer
reagentes que tenham de ser vertidos nas pias estão restringidos a soluções muito
diluídas e, quando os verter, ponha a água a correr.
10. Não deitar pontas de pipetas ou outros objectos sólidos na canalização.
11. USO OBRIGATÓRIO DE LUVAS sempre que trabalhar com amostras biológicas. No final
de cada aula prática, as mesmas deverão ser colocadas nos CONTENTORES
ADEQUADOS PARA A REJEIÇÃO DE MATERIAL CONTAMINADO, NÃO CORTANTE.
12. Todo o MATERIAL CORTANTE CONTAMINADO (ex.: material de colheita de sangue,...)
com produtos biológicos deverá ser colocado nos RESPECTIVOS CONTENTORES.
13. O MATERIAL NÃO CONTAMINADO deverá ser colocado no LIXO “NORMAL” e não nos
contentores especiais referidos em 11 e 12.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 3
14. No final da execução do trabalho, não abandonar o laboratório sem antes deixar limpo o
local de trabalho.
15. Antes de sair do laboratório lavar bem as mãos.
Os elementos de cada grupo devem ter consciência do número do seu grupo e de qual o
trabalho que vão executar em cada aula.
Por forma a assegurar a segurança no laboratório, todas as regras de segurança devem ser
rigorosamente cumpridas, devendo o aluno abordar sempre o professor caso haja alguma dúvida
quanto à manipulação de qualquer material e/ou reagente.
Organização das aulas laboratoriais:
As aulas laboratoriais de Hematologia exigirão por parte dos alunos a leitura e preparação
prévia do trabalho que irão executar na aula e, inclusivé, a esquematização de todos os passos
importantes do trabalho em questão, para depois o discutirem no início da aula com o professor.
Nota importante: Cada grupo só deve iniciar o seu trabalho após discussão com o professor sobre
o mesmo.
Assiduidade mínima obrigatória:
Na Faculdade de Ciências da Saúde desta Universidade, os alunos são obrigados a
frequentar 80% das aulas laboratoriais (componente prática), ou seja, comparecer a 12 aulas
completas, num total de 15 aulas previstas para cada aluno (duas aulas iniciais de apresentação e
explicação dos trabalhos práticos, nove aulas laboratoriais, uma aula de reposição, uma aula de
discussão dos relatórios e uma aula de realização de teste prático). O aluno que não complete a
frequência mínima obrigatória na componente prática (laboratorial) é considerado reprovado à
disciplina, não podendo sequer realizar o exame de recurso no final do semestre nem aceder à
época especial de trabalhador-estudante ou finalista. Automaticamente terá que se inscrever à
disciplina no ano seguinte.
Deverá haver um cumprimento escrupuloso do horário das aulas laboratoriais por parte dos
alunos. O não cumprimento será contabilizado na avaliação, podendo até resultar na marcação de
uma falta à aula, sendo igual procedimento aplicado à falta de bata branca.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 4
Avaliação da componente prática (laboratorial):
A avaliação desta componente, feita de modo contínuo durante as aulas, contabilizará os
seguintes elementos de avaliação: [i] Classificação obtida nos dois relatórios completos elaborados
sobre dois dos trabalhos; [ii] Prova final de avaliação (prática) com execução laboratorial de um
trabalho, no sentido de avaliar se as estas aulas atingiram o objectivo formativo previsto: fornecer
competências práticas aos alunos; [iii] No final de cada protocolo o docente responsável entregará
aos alunos uma ficha de preenchimento, sendo devolvida ao docente. Essa ficha abordará o
trabalho executado, devendo ser discutidos os resultados e redigidas as respectivas conclusões,
entre outros factores. O objectivo é reforçar a necessidade dos alunos dominarem os
procedimentos laboratoriais, sob pena de a aula laboratorial ser apenas uma “passagem do tempo”,
para alguns alunos; [iv] A assiduidade e desempenho técnico do aluno, na participação activa no
trabalho experimental e no interesse global demonstrado.
Não há recurso ou época especial para esta componente prática. A classificação obtida na
componente prática será válida para as restantes épocas de avaliação desse ano lectivo.
A fórmula de cálculo da classificação prática laboratorial será a seguinte:
35% (prova de avaliação) + 45 % (média das fichas)+ 20% (média dos relatórios)
Ao aluno só será contabilizada a classificação obtida na componente teórica da disciplina, se
o aluno tiver obtido uma classificação na componente prática igual ou superior a 10 valores.
Se o aluno tiver aprovação na componente prática (laboratorial) e, contudo, reprovar na
avaliação da componente teórica (na avaliação contínua, recurso e época especial), no ano
seguinte só repete a componente teórica da disciplina. A nota obtida na componente prática não é
susceptível de ser melhorada e mantém-se válida durante dois anos lectivos, após o aluno ter
frequentado a disciplina.
Outras indicações – relatórios/fichas:
Muito importante: Após a realização de dois dos trabalhos laboratoriais seleccionados
pelo Professor, o grupo deverá realizar um relatório original completo de cada, que deverá ser
entregue no prazo máximo de 07 dias após a finalização do trabalho. Todos os elementos do grupo
devem participar activamente na elaboração dos relatórios. Os relatórios contendo partes copiadas
de outros relatórios serão fortemente penalizados e os relatórios integralmente copiados não serão
corrigidos nem considerados para avaliação. Para os restantes trabalhos, os alunos deverão
apresentar os resultados experimentais e respectiva apreciação, no final de cada aula laboratorial,
numa ficha de resultados, cedida pela Docente, assinada por todos os elementos do grupo que
estiveram presentes na aula.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 5
Todos os relatórios e todas as fichas de resultados são considerados no cálculo da nota da
componente laboratorial de cada aluno.
Cada relatório ou ficha não entregue é contabilizada como zero no cálculo da nota
laboratorial e os atrasos de entrega de relatórios superiores a uma semana são penalizados em
25% da classificação (o que é equivalente a restringir a escala de classificação de zero a quinze
valores).
Regras para a elaboração de relatórios
Os alunos devem apresentar no prazo máximo de 07 dias após a finalização dos respectivos
trabalhos dois relatórios completos dos trabalhos seleccionados pelo Professor.
Para os restantes trabalhos, devem apenas entregar os resultados experimentais e a
respectiva apreciação no final de cada aula em folha manuscrita e assinada por todos os elementos
do grupo presentes nessa aula.
Os relatórios completos serão elaborados em computador, deverão ser sintéticos, bem
estruturados, e a linguagem utilizada deverá ser simples e directa. Assim, as secções que
compõem um relatório completo são as seguintes:
Página de títuloO título do trabalho deve ser curto e informativo. Nesta página deve incluir-se o nome
dos alunos (e respectivas assinaturas!) e as datas de execução dos trabalhos e de
entrega do relatório.
Introdução e/ou Princípio do TesteNa introdução devem ser mencionados a importância do trabalho e o seu objectivo. O
texto deve ser relativamente curto (uma página, no máximo). A introdução deve ser
informativa na sua globalidade.
Descrever de uma forma objectiva, sempre que necessário, o princípio do teste.
Materiais e MétodosEsta é uma das secções mais importantes num relatório científico, pois a descrição do
método experimental permite a outras pessoas reproduzir a experiência efectuada.
Contudo, em relatórios de aulas, em que o destinatário final (e por vezes o único) é o
professor (que elaborou ele próprio o protocolo), a transcrição do protocolo
experimental é um desperdício de tempo, por isso, devem faze-lo de uma forma
resumida. Preferencialmente, a metodologia experimental seguida deverá ser
apresentada de forma esquemática (diagrama de sequências).
Resultados experimentaisEsta secção é bastante valorizada na avaliação do relatório e deve incluir todos os
resultados obtidos, os quais poderão ser apresentados, sob a forma de tabela, e os
cálculos a efectuar de forma a obter os valores finais, se assim for necessário.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 6
Discussão dos resultados e ConclusõesTal como as restantes partes do relatório, esta secção deve ser escrita com clareza e
objectividade, de tal forma que o leitor possa distinguir entre as conclusões do trabalho
e as apreciações críticas resultantes da comparação dos dados experimentais com os
resultados teoricamente previsíveis. Esta é a secção mais importante do relatório. A
discussão deverá também incluir as conclusões do trabalho experimental e descrever
a ocorrência, se for o caso, de determinados erros ou desvios que possam ter afectado
os resultados obtidos.
BibliografiaConsiste na listagem, exaustiva e por ordem alfabética de autores ou pela ordem de
citação no texto, de artigos e livros consultados para a realização do trabalho.
ApêndicesEm apêndice deve ser incluída toda a informação não directamente relevante para a
leitura e compreensão do relatório, nomeadamente cálculos pormenorizados,
informações sobre reagentes, rectas de calibração, etc.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 7
Trabalhos práticos a executar:
Trabalho n.º 1Contagem manual de eritrócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador
Trabalho n.º 2Contagem manual de leucócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador
Trabalho n.º 3Contagem manual de plaquetas com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador
Trabalho n.º 4Determinação do hematócrito: Micro-técnica
Doseamento da hemoglobina: Método colorimétrico
Determinação dos índices globulares ou índices hematimétricos (VGM, HGM e CHGM)
Trabalho n.º 5Determinação da velocidade de sedimentação: técnica de Westergreen
Execução de um esfregaço sanguíneo e sua coloração (Wright): estudo morfológico
dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas
Trabalho n.º 6Determinação manual da fórmula leucocitária a partir de um esfregaço sanguíneo e automática com
autoanalisador
Trabalho n.º 7Coloração de um esfregaço para contagem de reticulócitos
Trabalho n.º 8Electroforese de hemoglobinas
Trabalho n.º 9Determinação do grupo sanguíneo (sistema ABO) e do factor Rh
Prova de Coombs directa e indirecta
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 8
Planeamento das aulas laboratoriais:
Semanade
aulaslaborat.
Trabalho laboratorial
#1 #2 #3 #4 #5 #6 #7 #8 #91ª Apresentação do programa e dos objectivos da componente laboratorial da disciplina de
HEClin. Definição dos critérios de avaliação. Organização dos grupos de trabalho. Indicações sobre a elaboração de relatórios e sobre as folhas de registo de resultados experimentais.
2ª X3ª X4ª X5ª X6ª X7ª X8ª X9ª X
10ª X11ª Semana para reposição de aulas laboratoriais: esta aula está exclusivamente destinadas
aos alunos que ficaram impossibilitados de executarem trabalhos por terem faltasjustificadas (aulas perdidas por motivos de força maior). Os alunos que efectuaramtodos os trabalhos previstos ao longo do semestre não necessitam frequentar estaúltima aula.
12ª Avaliação prática
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 9
Trabalho nº 1: Contagem manual de eritrócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador.
1. ObjectivoVisualização ao microscópio de eritrócitos. Utilização de uma técnica manual e de uma
técnica automática de contagem de eritrócitos. Comparação entre os resultados obtidos.
2. AmostraSangue venoso com EDTA, perfeitamente homogeneizado em agitador mecânico.
Alternativamente, pode-se utilizar sangue capilar. Neste caso, feita a punção capilar e
removida a primeira gota de sangue com papel de filtro, faz-se a sua aspiração até à
marca pretendida com a pipeta de Thoma e, logo que esta seja limpa exteriormente, faz-
se de imediato a diluição com o líquido diluidor a fim de prevenir a coagulação da amostra.
Portanto, neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se a técnica for executada
correctamente.
3. Logística
3.1. ReagentesLiquido diluidor (Dacie):
Formol a 40% 1 ml
Citrato trissódico a 3% 99 ml
Etanol 70%
3.2. MaterialTubos de vácuo com EDTA e respectiva agulhas ou lancetas estéreis
Pipeta de Thoma para eritrócitos
Tubo de borracha que se adapta à pipeta e permite a aspiração do liquido diluidor ou
pipetador automático
Agitador mecânico de pipetas de Thoma.
Câmara de Neubauer e respectiva lamela
Câmara húmida (placa de petri contendo algodão embebido em água desionizada)
Microscópio óptico
Contador manual de células
Algodão higienizado
Luvas cirúrgicas
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 11
3. Procedimento experimental
Técnica manual
1) adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao tubo de borracha. Retirar a
amostra de sangue perfeitamente homogeneizada do agitador.
2) aspirar o sangue, o mais rigorosamente possível, até à marca 0,5. Limpar exteriormente
a pipeta com papel absorvente.
3) aspirar imediatamente a seguir o líquido diluidor até à marca 101, tendo o cuidado de
não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente.
4) terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a outra
extremidade adaptada ao tubo de borracha com o dedo médio. Imprimir uma leve
agitação manual com movimentos transversais e ondulatórios.
5) retirar o tubo de borracha e colocar a pipeta no agitador durante 5 a 10 minutos.
Entretanto preparar a câmara de contagem e a câmara húmida.
6) adaptar a lamela à câmara de Neubauer e observar a formação dos anéis de Neubauer,
indicadores de uma boa adaptação.
7) retirar a pipeta do agitador e desprezar as primeiras três a quatro gotas. De imediato
proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da pipeta em contacto
com a lamela e deixar que a suspensão encha o retículo, penetrando nele por
capilaridade. As duas plataformas centrais devem ficar completamente cheias, mas sem
transbordar para os sulcos laterais e sem bolhas de ar.
Se o enchimento não se fizer correctamente deve colocar-se de novo a pipeta no
agitador, para manter a amostra homogeneizada, e, entretanto, lavar a câmara e secá-
la, preparando-a para repetir a operação de enchimento.
8) colocar a câmara em ambiente húmido e em repouso durante 10 minutos para que as
células sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil.
9) colocar, então, a câmara sobre a platina do microscópio, baixar o condensador, fechar
parcialmente o diafragma e focar em pequena ampliação.
10) procurar a zona de contagem e fazer a respectiva numeração (ver figura).
11) tendo em conta a diluição da suspensão globular usada e o volume em que se
efectuou a contagem, calculado com base nas dimensões conhecidas da câmara de
Neubauer, determine o número de glóbulos vermelhos por litro de sangue, expressando
o resultado da seguinte forma:
N( ) x 1012/l de sangue
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 12
Técnica automáticaUtilizar o Autoanalisador Sysmex (consultar manual do fabricante).
4. Intervalos de referênciaRecém-nascido: 5,01,0 x 1012/lCriança (1 ano): 4,40,8 x 1012/lAdulto:
Homem: 5,51,0 x 1012/lMulher: 4,81,0 x 1012/l
5. Relatório
Identificar o local de contagem de eritrócitos na câmara de Neubauer.
Apresentar pormenorizadamente todos os cálculos necessários para a determinação do
valor dos eritrócitos no sangue (nºGV/L).
Fazer a discussão dos resultados obtidos comparando os resultados obtidos de forma
manual e automática, bem como os que seriam de esperar (comparação com os intervalos
de referência).
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 13
Contagem de eritrócitos – quadrados escuros
Contagem de leucócitos – quadrados A, B, C e D
Contagem de plaquetas – quadrado central
Pipetas de diluição de Thoma para glóbulos vermelhos e brancos
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 14
Trabalho nº 2: Contagem manual de leucócitos com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador.
1. ObjectivoVisualização ao microscópio de leucócitos. Utilização de uma técnica manual e de uma
técnica automática de contagem de leucócitos. Comparação entre os resultados obtidos
de forma manual e automática.
2. AmostraSangue venoso com EDTA, perfeitamente homogeneizado em agitador mecânico.
No caso do procedimento manual, pode-se utilizar sangue capilar. Neste caso, feita a
punção capilar e removida a primeira gota de sangue com papel de filtro, faz-se a sua
aspiração até à marca pretendida com a pipeta de Thoma e, logo que esta seja limpa
exteriormente, faz-se de imediato a diluição com o líquido diluidor a fim de prevenir a
coagulação da amostra. Portanto, neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se
a técnica for executada correctamente.
3. Logística3.1. ReagentesLiquido diluidor (Hayem):
Azul de metileno 0,25 g
Ácido acético 5 ml
Água destilada qbp 100 ml
Etanol 70%
3.2. MaterialTubos de vácuo com EDTA e respectiva agulhas ou lancetas estéreis
Pipeta de Thoma para leucócitos
Tubo de borracha que se adapta à pipeta e permite a aspiração do liquido diluidor ou
pipetador automático
Agitador mecânico de pipetas de Thoma.
Câmara de Neubauer e respectiva lamela
Câmara húmida (placa de petri contendo algodão embebido em água desionizada)
Microscópio óptico
Contador manual de células
Algodão higienizado
Luvas cirúrgicasCristina Vieira Almeida, FCS/UFP
HE, Pág. 15
3. Procedimento experimental
Técnica manual
1) adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao tubo de borracha. Retirar a
amostra de sangue perfeitamente homogeneizada do agitador.
2) aspirar o sangue, o mais rigorosamente possível, até à marca 0,5. Limpar exteriormente
a pipeta com papel absorvente.
3) aspirar imediatamente a seguir o líquido diluidor até à marca 11, tendo o cuidado de
não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente.
4) terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a outra
extremidade adaptada ao tubo de borracha com o dedo médio. Imprimir uma leve
agitação manual com movimentos transversais e ondulatórios.
5) retirar o tubo de borracha e colocar a pipeta no agitador durante 5 a 10 minutos.
Entretanto preparar a câmara de contagem e a câmara húmida.
6) adaptar a lamela à câmara de Neubauer e observar a formação dos anéis de Neubauer,
indicadores de uma boa adaptação.
7) retirar a pipeta do agitador e desprezar as primeiras três a quatro gotas. De imediato
proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da pipeta em contacto
com a lamela e deixar que a suspensão encha o retículo, penetrando nele por
capilaridade. As duas plataformas centrais devem ficar completamente cheias, mas sem
transbordar para os sulcos laterais e sem bolhas de ar.
Se o enchimento não se fizer correctamente deve colocar-se de novo a pipeta no
agitador, para manter a amostra homogeneizada, e, entretanto, lavar a câmara e secá-
la, preparando-a para repetir a operação de enchimento.
8) colocar a câmara em ambiente húmido e em repouso durante 10 minutos para que as
células sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil.
9) colocar, então, a câmara sobre a platina do microscópio, baixar o condensador, fechar
parcialmente o diafragma e focar em pequena ampliação.
10) procurar a zona de contagem e fazer a respectiva numeração.
11) tendo em conta a diluição da suspensão globular usada e o volume em que se
efectuou a contagem, calculado com base nas dimensões conhecidas da câmara de
Neubauer, determine o número de glóbulos brancos por litro de sangue, expressando o
resultado da seguinte forma:
N( ) x 109/l de sangue
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 16
Técnica automáticaUtilizar o Autoanalisador Sysmex (consultar manual do fabricante).
4. Intervalos de referênciaRecém-nascido: 18,08,0 x 109/l
Criança (1 ano): 12,06,0 x 109/l
Adulto: 7,53,5 x 109/l
5. RelatórioIdentificar o local de contagem de leucócitos na câmara de Neubauer.
Apresentar pormenorizadamente todos os cálculos necessários para a determinação do
valor dos leucócitos no sangue (nºGB/L).
Fazer a discussão dos resultados obtidos comparando os resultados obtidos de forma
manual e automática, bem como os que seriam de esperar (comparação com os intervalos
de referência).
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 17
Trabalho nº 3: Contagem manual de plaquetas com câmara de Neubauer e automática com autoanalisador.
1. ObjectivoVisualização ao microscópio de plaquetas. Utilização de uma técnica manual e de uma
técnica automática de contagem de plaquetas. Comparação entre os resultados obtidos de
forma manual e automática
2. AmostraSangue venoso com EDTA, perfeitamente homogeneizado em agitador mecânico.
No caso do procedimento manual, pode-se utilizar sangue capilar. Neste caso, feita a
punção capilar e removida a primeira gota de sangue com papel de filtro, faz-se a sua
aspiração até à marca pretendida com a pipeta de Thoma e, logo que esta seja limpa
exteriormente, faz-se de imediato a diluição com o líquido diluidor a fim de prevenir a
coagulação da amostra. Portanto, neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se
a técnica for executada correctamente.
3. Logística
3.1. ReagentesLiquido diluidor (Plaxan):
Oxalato de amónio 11,45 g
Tampão fosfato pH 6,8 110 g
Timerosal 0,1 g
Água destilada qbp 1 L
Etanol 70%
3.2. MaterialTubos de vácuo com EDTA e respectiva agulhas ou lancetas estéreis
Pipeta de Thoma para eritrócitos
Tubo de borracha que se adapta à pipeta e permite a aspiração do liquido diluidor ou
pipetador automático
Agitador mecânico de pipetas de Thoma.
Câmara de Neubauer e respectiva lamela
Câmara húmida (placa de petri contendo algodão embebido em água desionizada)
Microscópio óptico
Contador manual de célulasCristina Vieira Almeida, FCS/UFP
HE, Pág. 18
Algodão higienizado
Luvas cirúrgicas
3. Procedimento experimental
Técnica manual
1) adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao tubo de borracha. Retirar a
amostra de sangue perfeitamente homogeneizada do agitador.
2) aspirar o sangue, o mais rigorosamente possível, até à marca 1. Limpar exteriormente a
pipeta com papel absorvente.
3) aspirar imediatamente a seguir o líquido diluidor até à marca 101, tendo o cuidado de
não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente.
4) terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a outra
extremidade adaptada ao tubo de borracha com o dedo médio. Imprimir uma leve
agitação manual com movimentos transversais e ondulatórios.
5) retirar o tubo de borracha e colocar a pipeta no agitador durante 10 minutos. Entretanto
preparar a câmara de contagem e a câmara húmida.
6) adaptar a lamela à câmara de Neubauer e observar a formação dos anéis de Neubauer,
indicadores de uma boa adaptação.
7) retirar a pipeta do agitador e desprezar as primeiras três a quatro gotas. De imediato
proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da pipeta em contacto
com a lamela e deixar que a suspensão encha o retículo, penetrando nele por
capilaridade. As duas plataformas centrais devem ficar completamente cheias, mas sem
transbordar para os sulcos laterais e sem bolhas de ar.
Se o enchimento não se fizer correctamente deve colocar-se de novo a pipeta no
agitador, para manter a amostra homogeneizada, e, entretanto, lavar a câmara e secá-
la, preparando-a para repetir a operação de enchimento.
8) colocar a câmara em ambiente húmido e em repouso durante 10 minutos para que as
células sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil.
9) colocar, então, a câmara sobre a platina do microscópio, baixar o condensador, fechar
parcialmente o diafragma e focar em pequena ampliação.
10) procurar a zona de contagem e fazer a respectiva numeração.
11) tendo em conta a diluição da suspensão globular usada e o volume em que se
efectuou a contagem, calculado com base nas dimensões conhecidas da câmara de
Neubauer, determine o número de plaquetas por litro de sangue, expressando o
resultado da seguinte forma:
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 19
N( ) x 109/l de sangue
Técnica automáticaUtilizar o Autoanalisador Sysmex (consultar manual do fabricante).
4. Intervalos de referência150,0-400,0 x 109/l
5. RelatórioIdentificar o local de contagem de plaquetas na câmara de Neubauer.
Apresentar pormenorizadamente todos os cálculos necessários para a determinação do
valor das plaquetas no sangue (nºPt/L).
Fazer a discussão dos resultados obtidos comparando os resultados obtidos de forma
manual e automática, bem como os que seriam de esperar (comparação com os intervalos
de referência).
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 20
Trabalho nº 4: A) Determinação do Hematócrito: MicrotécnicaB) Doseamento da hemoglobinaC) Determinação dos índices hematimétricos ou índices
globulares
1. ObjectivoAprender a utilizar uma técnica manual para determinação do hematócrito e doseamento
da hemoglobina. Utilizar estes e os valores obtidos em outras aulas para determinar os
índices hematimétricos.
A) Determinação do Hematócrito: Microtécnica
2. AmostraSangue venoso com EDTA ou sangue capilar (neste caso usar-se-ão tubos capilares com
revestimento interno de heparina).
3. Logística
3.1. ReagentesEtanol 70%
3.2. MaterialTubos de micro-hematocrito: tubos capilares de 75 mm de comprimento e com um
diâmetro interno de 1 mm. Estes tubos são fornecidos comercialmente com
revestimento interno de heparina.
Plasticina
Centrífuga com adaptador dos capilares
Algodão higienizado
3. Procedimento experimental
Técnica manual- introduzir o tubo capilar no tubo que contém o sangue com EDTA, perfeitamente
homogeneizado, e, inclinando um pouco os dois, deixar que o sangue suba no tubo por
capilaridade até cerca de 1 cm da extremidade livre do capilar.
- tapar a extremidade livre do tubo com o dedo indicador, como se se tratasse de uma
pipeta, e limpar exteriormente o tubo capilar.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 21
- obturar, então, a extremidade oposta com plasticina, que estará mole, não oferecendo
resistência, sendo menor o risco de quebrar o tubo nos dedos; a coluna de plasticina
deve ficar com uma altura aproximada de 1 cm.
- colocar o tubo num dos sulcos radiais da centrífuga, tendo cuidado de por a extremidade
vedada voltada para a periferia. Fechar a centrifuga.
- centrifugar durante 5 minutos (3500 rpm/12 min).
- retirar o tubo e fazer a leitura do hematócrito, utilizando o dispositivo de leitura da
centrífuga.
Técnica manualAutoanalisador Sysmex
4. Intervalos de referênciaRecém-nascidos: 0,540,10 l/lCriança (3-6 anos): 0,400,04 l/lAdulto:
Homem – 0,470,07 l/lMulher – 0,420,05 l/l
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 22
B) Doseamento da hemoglobina
2. Amostra
Sangue venoso com EDTA, oxalato, citrato ou heparina, ou sangue capilar.
3. Logística
3.1. ReagentesEtanol 70%
Total Hemoglobin 525-A (Sigma): reagente de Drabkin, solução padrão de
hemoglobina (18 g/dl).
3.2. MaterialEspectrofotómetro de UV/VIS
Células de volume reduzido
Tubos de ensaio em vidro
Suporte de tubos de ensaio
Pipetas volumétricas (2,0; 4,0; 5,0 e 6,0 ml)
Micropipetas automáticas (20 l)
Luvas cirúrgicas
3. Procedimento experimental
Técnica Seguir a instruções dadas pelo fabricante.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 23
C) Determinação DOS ÍNDICES hematimétricos ou índices globulares
Determinar o VGM, HGM e CHGM por cálculo matemático a partir dos valores
encontrados (Ht, conc. Hemoglobina, contagem de eritrócitos):
5. RelatórioA) Determinação do Hematócrito: Microtécnica.
Descrever pormenorizadamente a forma de leitura do hematócrito. Comparar o resultado
obtido de forma manual com o valor obtido no autoanalisador e com os intervalos de
referência.
B) Doseamento da hemoglobina
Apresentar a recta de calibração. Determinar o valor da amostra (apresentar os cálculos).
Comparar o resultado obtido de forma manual com o valor obtido no autoanalisador e com
os intervalos de referência.
C) Determinação dos índices hematimétricos ou índices globulares
Apresentar todos os cálculos e tirar as respectivas conclusões (comparar com os
intervalos de referência).
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 24
/l)(nx10GV nº(g/l) HbHGM 12
(l/l)Ht (g/dl) HbCHGM
Trabalho nº 5: A) Determinação da velocidade de sedimentação
B) Execução de um esfregaço sanguíneo e a sua coloração
(Wright): estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e
plaquetas
1. ObjectivoAprender a determinar manualmente a velocidade de sedimentação e a interpretar o seu
resultado.
Aprender a fazer e a corar um esfregaço, após o que o aluno fará um estudo morfológico
das células com base nesse esfregaço.
A) Determinação da velocidade de sedimentação
2. AmostraSangue venoso com anticoagulante (citrato trissódico a 3,8% na proporção de 1/4)
3. Logística
3.2. MaterialPipetas de Westergreen
Papel absorvente
3. Procedimento experimental
Técnica - Aspirar o sangue para uma pipeta de Westergreen, até à marca zero (feito de forma
automática por um sistema de vácuo).
- Colocar a pipeta no suporte especial, assentando o bico da pipeta na parte inferior dum
disco de borracha e a parte superior numa peça metálica (com um apoio também de
borracha). A pipeta fica rigorosamente na vertical.
- Decorridos 60 minutos faz-se a leitura da VS (o valor alcançado pela coluna globular na
sua descida)
- À segunda hora procede-se de novo à leitura da VS, tomando a designação de VS à 2ª
hora.
- Determinar o índice de Katz (IK): IK=[VS à 1ª hora + (VS à 2ª hora/2)]/2
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 25
Intervalos de referência:Homem Mulher
1ºhora 3-5 mm 4-8 mm
2ºhora 4-12 mm 5-16 mm
IK 2-6 mm 3-8 mm
B) Execução de um esfregaço sanguíneo e sua coloração (WRIGHT): Estudo morfológico dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas
2. AmostraSangue capilar ou sangue venoso com anticoagulante
3. Logística
3.1. Reagentescorante Wright WS-16 (500 ml, Sigma)
3.2. Materiallaminas
suporte de laminas
microscópio
lancetas estéreis
algodão higienizado
luvas cirúrgicas
pipeta Pasteur
3. Procedimento experimental
Técnica Esfregaço:
- coloca-se uma gota de sangue a cerca de 1 cm de uma das extremidades da lâmina e
de imediato procede-se à sua extensão, que será apoiando outra lâmina, com uma
inclinação de 45ºC sobre a que contém a gota de sangue.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 26
- retrocedendo um pouco com esta segunda lâmina, promove-se o contacto com a gota de
sangue, que se espalhará por capilaridade ao longo da linha de contacto e de seguida
faz-se a sua extensão.
- deixar secar
Coloração de wright:
- esfregaço
- deitar umas gotas de corante
- esperar 1 minuto
- deitar umas gotas de água destilada
- misturar (soprar através de uma pipeta pasteur, a fim de misturar os dois líquidos).
- esperar 2 minutos
- lavar com água destilada
- deixar secar
- estudar a morfologia dos GV, GB e Pt
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 27
Glóbulos vermelhos e plaquetas
Neutrófilo
Basófilo
MonócitoLinfócito Eosinófilo
5. Relatório
A) Determinação da velocidade de sedimentação
Apresentar os valores obtidos após 1 e 2 horas. Determinar o índice de Katz. Apresentar
as conclusões.
B) Execução de um esfregaço sanguíneo e a sua coloração (Wright): estudo morfológico
dos eritrócitos, leucócitos e plaquetas.
Descrever as células encontradas, mas também as não observadas.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 28
Trabalho nº 6: Determinação manual da fórmula leucocitária a partir de um esfregaço de sangue e automática com autoanalisador
1. ObjectivoAprender a diferenciar, por observação microscópica, as várias populações de leucócitos e
a determinar a fórmula leucocitária (contagem diferencial das várias populações de
leucócitos, apresentando os resultados em valores absolutos e relativos). Comparação
entre os resultados obtidos com o método manual e automático.
2. AmostraSangue capilar ou sangue venoso com anticoagulante.
3. Logística
3.1. Reagentescorante Wright WS-16 (500 ml, Sigma)
3.2. Materialtubos de vácuo com EDTA e agulhas
laminas
suporte de laminas
microscópio óptico
lancetas estéreis
algodão higienizado
luvas cirúrgicas
pipeta pasteur
3. Procedimento experimental
Técnica Igual à aula anterior
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 29
4. Intervalos de referência
GLÓBULO BRANCO Valor absoluto PercentagemNEUTRÓFILOSEOSINÓFILOS
BASÓFILOSLINFÓCITOSMONÓCITOS
1,8-7,0 x 109/L0,04-0,45 x 109/L
0-0,2 x 109/L1,5-4 x 109/L
0,2-0,95 x 109/L
35 – 70%0 – 7%
0 – 1,5%20 – 53%2,5 – 12%
5. Relatório
Apresentar os valores absolutos e relativos encontrados após a contagem diferencial das
células (apresentar os cálculos). Comparar os resultados obtidos com os intervalos de
referência.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 30
Trabalho nº 7: Coloração de um esfregaço para contagem de reticulócitos
1. ObjectivoColoração de um esfregaço para a contagem de reticulócitos. Identificação e contagem de
reticulócitos. Determinação do índice de produção reticulocitária e sua interpretação.
2. Amostrasangue com anticoagulante
3. Logística
3.1. ReagentesSolução de azul brilhante de cresil:
azul brilhante de cresil 0,25 g
soro fisiológico 100 mL
3.2. Materialtubos de vácuo com EDTA e agulhas
laminas
suporte de laminas
microscópio óptico
lancetas estéreis
algodão higienizado
luvas cirúrgicas
pipeta pasteur
3. Procedimento experimental
Técnica - mistura 1:1 (sangue e corante)
- incubar a 37ºC (20 a 25 minutos)
- fazer um esfregaço fino
- corar pelo wright
A percentagem de reticulócitos é
determinada em pelo menos 1000 eritrócitos
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 31
4. Intervalos de referênciapercentagem: 0,2 – 2,0%
valor absoluto: 25 – 85 x 109/L
5. Relatório
Apresentar todos os cálculos efectuados para determinar o valor absoluto e relativo dos
reticulócitos; o seu valor corrigido e o índice de produção reticulocitária.
Comparar os valores obtidos com os dos intervalos de referência.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 32
Trabalho nº 8: Electroforese de hemoglobinas
1. ObjectivoA electroforese de hemoglobinas é usada em laboratórios clínicos para estudar e
quantificar o conteúdo em hemoglobinas nos fluídos biológicos.
2. Amostrasangue total
3. Logística
3.1. ReagentesVer a técnica fornecida pelo fabricante
3.2. MaterialVer a técnica fornecida pelo fabricante
3. Procedimento experimentalTécnicaVer a técnica fornecida pelo fabricante
4. Intervalos de referênciaHemoglobina A: 96-98%
Hemoglobina A2: 1,5-3,2%
Hemoglobina F: 0,5-0,8%
5. RelatórioFazer uma descrição sumária do procedimento. Apresentar os resultados (se possível
apresentar o traçado do perfil das hemoglobinas) e compara-los com os valores do
intervalo de referência. Apresentar as conclusões.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 33
Trabalho nº 9: A) Determinação do grupo sanguíneo e do factor Rh
B) Prova de Coombs directa e indirecta
1. ObjectivoDeterminação do grupo sanguíneo e do factor Rh, frequente no laboratório.
Realização da prova de Coombs (Teste antiglobulina) directa e indirecta importante em
diversas situações (anemias hemolíticas auto-imunes, reacções de transfusão devidas a
incompatibilidades sanguíneas, detecção de anticorpos irregulares, detecção de
antigénios do tipo Rh).
2. AmostraSangue capilar e sangue venoso com anticoagulante
3. Logística
3.1. Reagentessoro fisiológico
soro Anti-ABO, soro Anti-D e soro coombs V (Reatrol).
3.2. Materiallaminas
suporte de laminas
microscópio
lancetas estéreis
Algodão higienizado
estufa a 37ºC
centrífuga
tubos de ensaio de vidro
micropipetas automáticas
proveta volumétrica (pequena)
pipetas pasteur e pequenos agitadores
luvas cirúrgicas
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 34
3. Procedimento experimentalTécnicaA) GRUPO SANGUÍNEO E Rh
Detecção de antigénios de superfície realizando uma
reacção de aglutinação entre determinado as aglutininas da
superfície do G.R. e anticorpos anti-aglutininas (exemplo:
detecção do antigénio A).
EXECUÇÃO:
- Deitar uma gota de soro anti-A, anti-B, anti-AB e anti-Rh
- Deitar uma gota de sangue em cada lâmina (4)
- Em cada lamina misturar o soro com o sangue
- Observar quanto à aglutinação
Soro anti-A Soro anti-B Soro anti-A Soro anti-B
B) PROVA DE COOMBS
Baseia-se no princípio de que um anticorpo específico antiglobulina humana actuar como
uma ponte que induz a aglutinação dos eritrócitos ligados com imunoglobulinas humanas
ou complemento.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 35
PROVA DE COOMBS INDIRECTA:A prova de Coombs indirecta é usada para detectar a reacção “in vitro” de anticorpos e
eritrócitos após uma fase apropriada de incubação.
EXECUÇÃO:Preparação de uma suspensão a 5% (v/v) de glóbulos vermelhos ORh+:
- lavar 3 vezes com soro fisiológico glóbulos do grupo O Rh+. Entre cada lavagem
centrifugar a 1500-2000 r.p.m. durante 5 a 10 minutos.
- preparar uma solução a 5% (v/v) (2 gotas em 2 mL de suspensão)
- marcar 3 tubos: 1, 2 e A (controlo negativo, controlo positivo e amostra)
- em cada tubo colocar:
1 – 4 gotas de suspensão de GV
2 – 2 gotas da suspensão de GV + 2 gotas de soro anti-D
A – 2 gotas da suspensão de GV + 2 gotas de soro teste
- agitar suavemente, a fim de obter uma boa mistura
- incubar 30 minutos a 37ºC
- centrifugar a 1000 r.p.m. durante 2 minutos
- lavar os glóbulos 3 vezes com soro fisiológico, centrifugar e decantar após cada lavagem
- deitar em cada tubo 2 gotas de soro de coombs
- misturar bem e centrifugar a 1000 r.p.m. durante 1 minuto
- observar se existe aglutinação
- agitar levemente o tubo e examinar macroscopicamente se há aglutinação. Os negativos
podem ser confirmados microscopicamente.
INTERPRETAÇÃO:Tubo 1: ausência de aglutinação
Tubo 2: aglutinação
Tubo A: aglutinação – presença de Ac no soro teste
ausência de aglutinação – ausência de Ac no soro teste
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 36
PROVA DE COOMBS DIRECTA:A prova de Coombs directa é usada para detectar anticorpos ligados “in vivo” a eritrócitos.
EXECUÇÃO:Preparação dos glóbulos a testar:
- lavar os eritrócitos a ser testados 4 vezes com grandes volumes de soro fisiológico.
Decante a seguir à última lavagem
- ressuspender os glóbulos em soro fisiológico de forma a obter uma suspensão a 5% (v/v)
(2 gotas em 2 mL de suspensão)
- simultaneamente preparar uma suspensão a 5% de GV O Rh+ (já foi preparada aquando
da Prova de Coombs indirecta)
- marcar 3 tubos: 1, 2 e A (controlo negativo, controlo positivo e amostra)
- deitar no tubo:
1 e 2 – colocar 1 gota da suspensão de GV O Rh+
A – colocar 1 gota da suspensão de GV teste
- deitar no tubo:
1 – 2 gotas de soro fisiológico
2 – 2 gotas de soro anti-D
A - 2 gotas de soro anti-globulina humana
- misturar bem
- centrifugar a 1000 r.p.m. durante 1 minuto
- agitar levemente o tubo e examinar macroscopicamente se há aglutinação. Os negativos
podem ser confirmados microscopicamente.
INTERPRETAÇÃO:Tubo 1: ausência de aglutinação
Tubo 2: aglutinação
Tubo A: aglutinação – presença de GV sensibilizados
ausência de aglutinação – ausência de GV sensibilizados
5. Relatório(A) Determinação do grupo sanguíneo e do factor Rh
Identificar a amostra. Descrever o que aconteceu após a adição de cada soro à amostra
de sangue. Apresentar os resultados (grupo sanguíneo e factor Rh).
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 37
(B) Prova de Coombs directa e indirecta
Descrever resumidamente os procedimentos. Apresentar e discutir os resultados
descrevendo o que é que aconteceu, ou não, durante e no final do trabalho, com a
amostra e controlos.
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 38
ApêndicesFichas para registo de resultados,
observações e cálculos
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 39
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP1: CONTAGEM MANUAL DE ERITRÓCITOS COM CÂMARA DE NEUBAUER E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR
1. Volume de sangue aspirado para a pipeta de Thoma: _______________
2. Diluente utilizado e volume aspirado com a pipeta de Thoma:
3. Valor da diluição (na pipeta de Thoma) da amostra de sangue:
4. Na câmara de Neubauer, local de contagem dos eritrócitos:
5. Número total de eritrócitos contados:
6. Volume total de contagem dos eritrócitos (na câmara de Neubauer):
7. Valor final encontrado (Nº eritrócitos/L):
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 40
8. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado e em relação ao valor do autoanalisador:
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 41
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP2: CONTAGEM MANUAL DE LEUCÓCITOS COM CÂMARA DE NEUBAUER E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR
1. Volume de sangue aspirado com a pipeta de Thoma: _______________
2. Diluente utilizado e volume aspirado com a pipeta de Thoma:
3. Valor da diluição (na pipeta de Thoma) da amostra de sangue:
4. Na câmara de Neubauer, local de contagem dos leucócitos:
5. Número total de leucócitos contados:
6. Volume total de contagem dos leucócitos:
7. Valor final encontrado (Nº leucócitos/L):
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 42
8. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado e em relação ao valor do autoanalisador:
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 43
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HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP3: CONTAGEM MANUAL DE PLAQUETAS COM CÂMARA DE NEUBAUER E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR
1. Volume de sangue aspirado com a pipeta de Thoma: _______________
2. Diluente utilizado e volume aspirado com a pipeta de Thoma:
3. Valor da diluição (na pipeta de Thoma) da amostra de sangue:
4. Na câmara de Neubauer, local de contagem das plaquetas:
5. Número total de plaquetas contados:
6. Volume total de contagem dos plaquetas:
7. Valor final encontrado (Nº plaquetas/L):
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 44
8. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado e em relação ao valor do autoanalisador:
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 45
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP4A: DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO: MICROTÉCNICA
1. Amostra de sangue utilizada: ____________ ___
2. Valor de hematócrito encontrado:
3. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado e em relação ao valor do autoanalisador:
TP4B: DOSEAMENTO DA HEMOGLOBINA
1. Qual a função do reagente de Drabkin`s ?:
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 46
2. Valor de absorvância encontrado para a amostra:
3. Qual a equação da recta de calibração e o coeficiente de correlação:
4. Valor de hemoglobina total da amostra:
5. Comparação entre o valor para a amostra e o valor de hemoglobina esperado (intervalo de referência) e o dado pelo autoanalisador:
TP4C: DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES HEMATIMÉTRICAS OU ÍNDICES GLOBULARES
1. Valor do volume globular médio: _______________
2. Valor da hemoglobina globular médio:
3. Valor da concentração da hemoglobina globular médio:
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP5A: DETERMINAÇÃO DA VELOCIDADE DE SEDIMENTAÇÃO
1. Leitura após a primeira hora: _______________
2. Leitura após a segunda hora:
3. Valor do índice de Kats:
4. Conclusões acerca do valor encontrado relativamente ao valor esperado:
TP5B: EXECUÇÃO DE UM ESFREGAÇO SANGUÍNEO E A SUA COLORAÇÃO (WRIGHT): ESTUDO MORFOLÓGICO DOS ERITRÓCITOS, LEUCÓCITOS E PLAQUETAS
1. Células identificadas: _______________
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 49
2. Qual a objectiva utilizada na observação das células:
3. Quais são as células que predominam na periferia do esfregaço:
4. Quais são as células que predominam no centro do esfregaço: 5. Quantos lóbulos tem, em média, o núcleo dos neutrófilos:
6. Quantos lóbulos tem o núcleo dos eosinófilos:
7. Característica do núcleo do monócito:
8. Relação volume do núcleo/volume do citoplasma do linfócito (grande ou pequena?):
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP6: DETERMINAÇÃO MANUAL DA FÓRMULA LEUCOCITÁRIA A PARTIR DE UM ESFREGAÇO DE SANGUE E AUTOMÁTICA COM AUTOANALISADOR
Preencher os quadros seguintes:Valores em percentagem
Neutrófilos Linfócitos Eosinófilos
Monócitos
Basófilos
ManualMXD=
Automático MXD=
Valores absolutosNeutrófilos Eosinófilos Linfócitos Monócito
sBasófilos
Manual
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MXD=Automático
MXD=
2. Conclusões acerca dos resultados encontrados:
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP7: COLORAÇÃO DE UM ESFREGAÇO PARA CONTAGEM DE RETICULÓCITOS
1. Corante utilizado para a coloração dos reticulócitos:
2. O que é que este corante vai corar:
3. O que é um reticulócito:
4. Valor absoluto e relativo (%) encontrado para os reticulócitos:
5. Determinação da % corrigida dos reticulócitos (factor de correcção=Ht/0,45):
Cristina Vieira Almeida, FCS/UFP HE, Pág. 53
6. Valor absoluto encontrado para os reticulócitos:
7. Determinação do índice de produção reticulocitária (I.P.R=% ret. Corrigida/tempo médio de maturação, do reticulócito, no sangue periférico):
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LICENCIATURA EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP8: ELECTROFORESE DE HEMOGLOBINAS
1. Valor encontrado para a hemoglobina A:
2. Valor encontrado para a hemoglobina A2:
3. Valor encontrado para a hemoglobina F: :
4. Valor da voltagem aplicada na migração e qual o tempo de migração: :
5. Valor do pH do tampão utilizado e qual a carga das proteínas da amostracolocada nesse tampão: :
6. As proteínas migram, durante a electroforese, do pólo positivo para onegativo ou do pólo negativo para o positivo. Porquê? :
7. Qual das hemoglobinas migra mais rapidamente e mais lentamente no gel: :
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HE – PRÁTICA
Nomes: Números:________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________________________________________________ _______________
Data: _____/ _____/ _____ Grupo nº: _________________
TP9A: DETERMINAÇÃO DO GRUPO SANGUÍNEO E DO FACTOR RH
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