Epagri

Governo do Estado de Santa CatarinaSecretaria de Estado da Agricultura e Desenvolvimento RuralEmpresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Ruralde Santa Catarina S.A. SANTA CATARINA

Governo do Estado

Manual de reprodução de peixes deágua doce com cultivo comercial

na Região Sul do Brasil

BOLETIM TÉCNICO N 136O ISSN 0100-7416Abril/2007

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ISSN 0100-7416

BOLETIM TÉCNICO No 136

Manual de reprodução de peixesde água doce com cultivo

comercial na Região Sul do Brasil

Hilton Amaral Júnior

EMPRESA DE PESQUISA AGROPECUÁRIA E EXTENSÃORURAL DE SANTA CATARINA S.A.

FLORIANÓPOLIS2007

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Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina S.A. – EpagriRodovia Admar Gonzaga, 1.347, Itacorubi, Caixa Postal 50288034-901 Florianópolis, SC, BrasilFone: (48) 3239-5500, fax: (48) 3239-5597Internet: www.epagri.sc.gov.brE-mail: epagri@epagri.sc.gov.br

Editado pela Gerência de Marketing e Comunicação – GMC /Epagri.

Primeira edição: abril de 2007Tiragem: 1.000 exemplaresImpressão: Epagri

É permitida a reprodução parcial deste trabalho desde que citada a fonte.

Referência bibliográfica

AMARAL JÚNIOR, H. Manual de reprodução de peixes deágua doce com cultivo comercial na Região Sul do Brasil.Florianópolis: Epagri, 2007. 53p. (Epagri. Boletim Técnico,136).

Peixe de água doce, Reprodução.

ISSN 0100-7416

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SUMÁRIO

1 Introdução ...................................................................................

2 Generalidades do sistema endócrino ........................................2.1 O sistema endócrino hipotálamo-hipófise-pineal....................

3 O mecanismo da reprodução dos peixes ...................................3.1 O processo de reprodução natural............................................3.2 Processo da reprodução induzida...........................................3.3 Alternativas de indução hormonal...........................................3.4 Dosagens e tempos .................................................................3.5 A extrusão e a fecundação ......................................................3.6 O uso da solução fertilizante e antiaderente para fêmeas de

espécies com óvulos aderentes .............................................3.7 Incubação de ovos ...................................................................

4 A reprodução das carpas ...........................................................4.1 A reprodução natural controlada da carpa comum Cyprinus

carpio sp. .................................................................................4.2 A reprodução artificial da carpa comum Cyprinus carpio sp.,

carpa capim Ctenopharyngodon idella, carpa cabeça grandeHypophthalmichthys nobilis e carpa prateadaHypophthalmichthys molitrix ....................................................

5 A reprodução dos bagres .............................................................5.1 A reprodução do bagre africano Clarias gariepinus ..................

5.2 A reprodução do catfish Ictalurus punctatus .............................

6 A reprodução do black bass .........................................................6.1 A reprodução natural do black bass Micropterus salmoides .....

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7 A reprodução de tilápias ...............................................................7.1 A reprodução natural da tilápia do Nilo Oreochromis niloticus ...

7.2 A reprodução artificial da tilápia do Nilo Oreochromis niloticus ..7.3 O ciclo produtivo de peixes de água doce: a larva/pós-larva,

alevino I, alevino II e o juvenil .................................................7.4 A larva/pós-larva ......................................................................7.5 O alevino I ................................................................................7.6 O alevino II ................................................................................7.7 O juvenil ...................................................................................

8 O cultivo de Daphnia magna e Daphnia pulex ...........................

9 Controle de pragas e predadores de alevinos ..........................9.1 Principais tipos de predadores................................................

10 Agradecimento ..........................................................................

11 Literatura citada ........................................................................

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Manual de reprodução de peixesde água doce com cultivo

comercial na Região Sul do Brasil

1Méd. vet., Dr., Epagri/Estação Experimental de Itajai/Centro Experimental de Pisci-cultura de Camboriú, C.P. 20, 88340-000 Camboriú, SC, fone: (47) 3365-1319, e-mail: hilton@epagri.sc.gov.br.

Hilton Amaral Júnior1

1 Introdução

A piscicultura apresenta diferentes níveis de desenvolvimento nosdiversos continentes. Enquanto nos países europeus, Japão, China, Estados,Canadá e outros está muito avançada e a preocupação básica é aumentaro mercado consumidor, em países como os da América do Sul está poucodesenvolvida.

Vários problemas concorrem para que a piscicultura no sul do Brasilenfrente dificuldades para se desenvolver. Um dos maiores e mais difíceis éo das baixas temperaturas da água, dificultando as desovas naturaiscontroladas em períodos normais, o que não acontece em regiões maisquentes do País.

Para resolver problemas como a baixa temperatura e outros como anão adaptação a tanques de cultivo por peixes de piracema ou nãoadaptação de peixes exóticos, os produtores lançam mão das desovasinduzidas por hormônios gonadotrópicos. A indução mediante a administraçãode indutor à base de soro hipofisário de carpa Cyprinus carpio sp. éatualmente a mais utilizada. Existem entretanto grandes dificuldades,principalmente de cunho econômico, para a aquisição destes hormônios,pois 1g de hipófise permite em média a indução de 180kg de reprodutoresfêmeas (considerando 6mg/kg/reprodutor), a um custo de R$ 800,00.

As diferentes alternativas de indução à desova de peixes conhecidashoje em dia apresentam diversos inconvenientes, desde o ponto de vista dametodologia de aplicação, como estritamente técnicos ou de resultados.

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Segundo Pérez-Regadera Pérez (1993), os agentes indutores à maturaçãogonadal e desova mais utilizados em piscicultura são:

• Soro hipofisário de Cyprinus carpio sp.• Gonadotropina Coriônica Humana (GCH).• Gonadotropina de uso veterinário, gonadotropina sérica de égua

gestante (PMSG).• Hormônio Liberador do Hormônio Luteinizante (LH-RH).• Análogo do Hormônio Liberador (LRH-A).• Hormônio Luteinizante (LH).Muitos pesquisadores já provaram a eficácia na indução da desova de

peixes de água doce, do extrato hipofisário da carpa. A GCH não temcomprovado sua eficácia, já que teoricamente e em diversos experimentosrealizados não ultrapassou os 60% de taxa de desova. A PMSG apresentaresultado pouco confiável quando aplicada em peixes. O LH-RH é eficaz paraa estimulação ovárica de carpas, mas para o piscicultor nem sempre é umaboa alternativa, pela dificuldade de sua técnica de administração e sua poucadisponibilidade no mercado.

Outros tipos de indutores hormonais que também são utilizados empiscicultura apresentam problemas quando são aplicados para desovasposteriores. Isto acontece, por exemplo, com o LRH-A, que nas fêmeasprovoca resistência na segunda desova. Entretanto, apresenta bonsresultados na indução à maturação gonadal dos machos.

Pesquisas com alternativas de indução à desova de peixes de águadoce vêm demonstrando a viabilidade da aplicação do soro hipofisário degalinha Gallus domesticus (Amaral, 1994; Silva, 1997).

As metodologias para reprodução descritas neste boletim foramdesenvolvidas ou adaptadas na Epagri/Campo Experimental de Pisciculturade Camboriú – CEPC –, entre os anos de 1996 e 2005.

2 Generalidades do sistema endócrino

Os estudos que revelaram a importância de certos órgãos, atéentão com funções desconhecidas, foram realizados somente em meadosdo século 19. Nestes estudos identificou-se uma série de órgãos desecreção interna tais como as glândulas tireóide, hipófise, testículos, etc.Estes receberam o nome de glândulas endócrinas e as substânciassecretadas por elas de hormônios (Bowfer, 1992).

Estruturalmente, os hormônios podem ser classificados em trêsgrupos moleculares (Bowfer, 1992):

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• Aminas: São os mais simples. O exemplo principal é a adrenalina.• Esteróides: Pertencem a este grupo os hormônios sexuais e os

corticóides.• Péptidos e proteínas: É o grupo mais complexo. Pertencem a este

grupo os hormônios hipofisários, pancreáticos, neuro-hormônios, etc.Em uma classificação funcional, as ações dos hormônios em seus

tecidos afins são as mais variadas possíveis. Os principais efeitoshormonais foram resumidos por Jenkis (1962) e encontram-se na Tabe-la 1.

Tabela 1. Principais efeitos hormonais

Efeitos nos tecidos afins Hormônios

Cinético:• Contração muscular Adrenalina/oxitocina• Concentração e dispersão depigmentos Melatonina• Secreção de glândulas endócrinas ACTH, FSH, TSH• Secreção de glândulas exócrinas Secretina

Metabólicos:• Controle da respiração celular Tiroxina• Balanceamento de glicídios e proteínas Insulina/hormônio do

crescimento• Balanceamento de água e eletrólitos ADH, aldosterona• Balanceamento de Ca e P Calcitonina

Morfogenético:• Crescimento geral Hormônio do crescimento• Metamorfose Tiroxina• Regeneração Hormônio do crescimento• Maduração gonadal FSH• Liberação de gametos LH• Diferenciação de condutos genitais Estrógenos/andrógenos• Desenvolvimento de caracteressexuais secundários Estrógenos/andrógenos

Fonte: Jenkis (1962).

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2.1 O sistema endócrino hipotálamo-hipófise-pineal

Hipófise: A hipófise ou glândula pituitária tem papel importante nosistema regulador endócrino. Esta glândula, situada abaixo do quiasmaóptico, é dividida em dois lóbulos: lóbulo posterior e lóbulo anterior ouadenoipófise e em três porções chamadas de pars distalis, pars intermediae pars nervosa, conforme Figura 1.

A adenoipófise ou lóbulo anterior sintetiza e libera pelo menos seishormônios péptidos: hormônio do crescimento (GH), prolactina, folículoestimulante (FSH), luteinizante (LH), estimulante da tireóide (TSH) eadenocorticotrópico (ACTH).

Os hormônios interessantes à reprodução de peixes (LH e FSH ouGN 1 e GN 2) são sintetizados e armazenados pela adenoipófise até a sualiberação.

Figura 1. Localização do hipotálamo/hipófise e suas divisões em lóbulos

Hipotálamo: É o órgão regulador da hipófise. Produz sete hormôniosque estimulam a liberação de hormônios hipofisários. Para a liberaçãodos hormônios hipofisários, entram em funcionamento os hormôniosproduzidos no hipotálamo.

Para a liberação do LH e FSH, o hipotálamo libera o LRH (hormônioliberador do hormônio luteinizante) e o FRH (hormônio liberador dohormônio folículo estimulante).

Pineal : É uma glândula situada entre os dois hemisférios cerebraisdo encéfalo. Em peixes, a glândula pineal tem a função fotoreceptoradireta e uma função secretora de melatonina, que depende dos estímulosluminosos para o amadurecimento das gônadas sexuais de machos e

Hipotálamo

TaloHipofisário

Pars nervosaNeuro-hipófise

Pars intermedia

Pars distalisLóbulo anteriorAdenoipófise

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fêmeas. O aumento de produção de melatonina pela pineal diminui asações sexuais, ocasionando degeneração das gônadas.

3 O mecanismo da reprodução natural dos peixes

Em quase sua totalidade, os peixes fazem a reprodução do tiposexuada, ou seja: caracteriza-se pela presença de fecundação e meiose.Neste tipo de reprodução, sempre serão encontrados dois indivíduosparticipantes, cada um contribuindo com uma célula haplóide, o gameta,que nos machos recebe o nome de espermatozóide e, nas fêmeas, deóvulo. A união destas células forma uma célula-ovo denominada zigoto,que formará um novo indivíduo.

A união dos gametas na reprodução dos peixes pode ser externa ouinterna. Na maioria dos peixes de água doce, a fecundação é realizada deforma externa.

Dependendo do tipo de óvulo (aderente ou não), as fêmeas irãodepositá-los em ninhos previamente construídos no solo, em pedras,arbustos aquáticos, raízes etc. O macho, a seguir, depositará o líquidoespermático sobre os óvulos, utilizando-se de movimentos da cauda parahomogeneizar a mistura de óvulos e espermatozóides, melhorando assima fecundação. Através destes mesmos movimentos de cauda, osreprodutores produzirão aeração, o que facilitará a oxigenação dos ovos.

Para o período de ovulogênese, as fêmeas de peixe necessitamestar bem preparadas, com uma alimentação rica em proteínas, faixa detemperatura ótima para a espécie e lugar tranqüilo (Pérez-RegaderaPérez, 1993).

Os hormônios gonadotrópicos regem o processo de maturaçãofinal para a reprodução. Estes hormônios são produzidos pela hipófise. Ovolume de secreção está regulado pelos hormônios esteróides, produzidospelas cápsulas do folículo, o qual informa o cérebro sobre odesenvolvimento dos ovócitos (Billard, 1989).

Quando se completa a vitelogênese, as ovogônias aumentam detamanho, cessa a secreção de estrogênio pela cápsula do folículo,suspendendo-se a produção de gonadotropina pela hipófise (Amaral,1994).

Quando o meio ambiente é propício, principalmente pelo aumentoconstante de temperatura da água e do fotoperíodo, o hipotálamosegrega um hormônio que induz à ovulação. Se este meio não é oadequado, os produtos sexuais entram em fase de degeneração ereabsorção (atresia folicular) (Zanuy & Carrillo, 1987).

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3.1 O processo de reprodução natural

Os hormônios gonadotrópicos regem o processo de maturação final.Estes hormônios são produzidos pela glândula pituitária (hipófise). O volumede secreção é regulado pelos hormônios esteróides, que são produzidospela cápsula do folículo, o qual informa ao cérebro o desenvolvimento dosovócitos. Quando se completa a vitelogênese, cessa a secreção de estrógenospela cápsula do folículo, suspendendo-se a produção de gonadotropina pelahipófise.

A fecundação da maioria dos peixes cultivados no sul do Brasil ocorreexternamente, sendo que os óvulos devem ser fertilizados logo após adesova. O óvulo maduro possui uma forma esférica. Quando fertilizado, suacoloração é amarelada para a maioria das espécies (o óvulo do bagreafricano Clarias gariepinus tem a cor esverdeada) e de aspecto translúcido.Quando não é fertilizado, sua cor se torna esbranquiçada ou, dependendodo grau de maturação (imaturo), pode ser expelido já com coloraçãoesbranquiçada.

O diâmetro do óvulo maduro mede em geral entre 1,3 a 1,5mm. Contémuma grande quantidade de vitelo, o que permite aos alevinos alimentarem-se nos primeiros dias de vida (Lukowicz et al., 1981). Quando em contato coma água, os ovos fertilizados se hidratam e rapidamente chegam a alcançar 4,8a 5,5mm.

Na reprodução é importante usar reprodutores saudáveis, fortes ecom grande quantidade de esperma. Os espermatozóides dos peixes emgeral adquirem motilidade somente após o contato com a água.

Para os vertebrados, as gônadas possuem uma dupla função, que éa formação dos gametas e a secreção interna, destinada à elaboração dehormônios sexuais. Os hormônios sexuais dos vertebrados pertencem aogrupo dos esteróides. Os hormônios esteróides apresentam a característicade serem muito potentes, inclusive em pequenas quantidades. Este fato édeterminante quando se necessita utilizar reproduções artificiais. Em geral sepode afirmar que a presença destes hormônios (gonadotrópicos) estimularáo crescimento das gônadas, da gametogênese e a entrada da vitelogeninano ovócito, possuindo também importante papel na fase final de maturaçãodos ovócitos, estimulando a ovodeposição.

Para Pérez-Regadera Pérez (1993), as águas ligeiramente ácidas (pHentre 6,0 e 6,5) são as mais apropriadas para a desova. Depois da eclosãodas larvas, entretanto, é conveniente elevar o pH para chegar o mais próximoao neutro (pH 7,0).

Para Gupta (1975), é muito importante o padrão seguido pelasmudanças térmicas, durante o período de pré-desova. São importantes o

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nível de temperatura alcançada e a sua constância. Outro padrão importanteé o do fotoperíodo, que deve ser crescente tanto em machos quanto emfêmeas, para não inibir a gametogênese, conforme descrito na Figura 2.

A regulação da desova está a cargo dos hormônios gonadotrópicos(GTH), que são segregados, armazenados e liberados pela hipófise (Horvathet al.,1984).

Ao começar a vitelogênese dos peixes (início da maturação dosóvulos), de uma maneira geral os níveis de GTH, tanto plasmática quantohipofisária, são baixos, aumentando rapidamente à medida que a fase dematuração avança. (Breton et al.,1980).

Figura 2. Mecanismo da reprodução natural dos peixes

Estímulos ambientais

t

t t

t

tt

t

t

Temperatura Luz

Olhos Pineal

Impulsos elétricos

Cérebro

HipotálamoHormônio liberador/inibidor

HipófiseHormônios gonadotróficos

Gônadas

3.2 Processo de reprodução induzida

Quando as condições ambientais não favorecem a ocorrência dedesovas naturais controladas deve-se utilizar metodologia artificial para

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a obtenção de desovas, viáveis em programas de reprodução e propagaçãode peixes.

O processo de reprodução induzida é semelhante para quase todasas espécies de peixe de água doce:

• tratamento hormonal para os reprodutores;• obtenção dos gametas por pressão abdominal;• fecundação artificial;• eliminação da adesividade dos ovos;• incubação em meio controlado.Em trabalhos de reprodução induzida em peixes, o primeiro ponto

a ser levado em consideração é o das características sexuais apresentadaspelos reprodutores. Cada espécie possui determinados “sinais” que vãocaracterizar o grau de desenvolvimento gonadal. Estes sinais sãocaracterísticas anatômicas, tais como: tamanho e flacidez do ventre dasfêmeas, fluido seminal ou de óvulos, tumefação e coloração do órgãogenital (cloaca), etc.

Toda a manipulação em reprodutores que recebem indução hormonaldeve ser realizada preferencialmente em presença de água e com ospeixes anestesiados, diminuindo assim o estresse e a conseqüenteatresia ou estreitamento folicular e regressão gonadal, que é a reabsorçãodas próprias células germinativas.

Após constatação das condições de maturação, os reprodutoresreceberão indução hormonal adequada à espécie de peixe a sertrabalhada.

3.3 Alternativas de indução hormonal

A utilização de indução hormonal na reprodução de peixes énecessária em situações especiais, tais como: programas de antecipaçõesde desovas, programa de desova de peixes exóticos, autóctones oualóctones não adaptados ao meio ambiente, programas de melhoramentogenético em regiões onde a temperatura da água não alcança a médiaideal para a maturação de gônadas e gametas, etc.

Para atingir a maturação sexual necessária para a desova, pode-se lançar mão de distintas alternativas hormonais de indução à desovapara peixes. Todas estas alternativas possuem diversos inconvenientesem maior ou menor grau, tanto do ponto de vista metodológico, comoestritamente técnicos e de resultados (Amaral, 1994).

Os locais mais utilizados para a inoculação dos indutores hormonaissão apontados na Figura 3: base da nadadeira peitoral, base da nadadeiracaudal e abaixo da nadadeira dorsal.

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Figura 3. Locais de aplicação de hormônio em peixes

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Para determinadas espécies, como carpas Cyprinus carpio sp. etilápia Oreochromis niloticus, pode-se utilizar como indução à desova, aelevação da temperatura da água (Amaral & Appel, 1996).

Para Breton et al. (1980) e Morawska (1984), um aquecimentorápido da temperatura da água (3 a 6oC), em período de maturaçãosexual, antecipa desovas em até 30 dias e aumenta a fertilidade de formageral.

Os reprodutores devem ser capturados em seus tanques de cultivoe colocados preferencialmente em tanques de pré-desova de 1.000 a5.000L, deixando machos e fêmeas separados por uma tela. O períodode permanência nestes tanques será aquele necessário às manipulaçõesde pré-desova.

3.4 Dosagens e tempos

Para cada tipo de indutor existem tempos e dosagens, que devemser seguidos à risca para o êxito do trabalho de indução hormonal àdesova de peixes. Estes indutores poderão apresentar-se na forma depellet, líquido ou pó. Quando em pellet (hipófise), o induto deverá sermacerado e homogeneizado em solução fisiológica para posterioraplicação nos reprodutores.

Na Tabela 2, consta o tipo de indutor, quantidade de materialhormonal a ser administrada, tempo entre uma e outra dose ou dosedefinitiva. Os dados referem-se aos indutores mais utilizados em piscicultura

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e que podem ser utilizados para todas as espécies de peixes citadas nestetrabalho.

Cabe ressaltar que, dependendo do grau de maturação gonadal, aovulação poderá ocorrer fora do intervalo indicado na Tabela 2.

Tabela 2. Dosagens, tempo entre doses e horas/grau para desova

Tipo indutor SexoI dose II dose Tempo entre Horas/

un/kg vivo un/kg vivo doses (horas) grau

Hipófise Machos 2mg - - 210/270Fêmeas 0,6mg 5,4mg 8 210/270

GCH/dose única Machos 1.000UI - - 210/270Fêmeas 1.000UI - - 210/270

GCH/duas doses Machos 1.000UI - 24 210/270Fêmeas 1.000UI 1.000UI 24 210/270

LRH-A Machos 3,5mg 3,5mg 8 210/270Femeas 8,3mg 8,3mg 8 210/270

Nota: Un: Unidade e UI: Unidade Internacional.

A administração das horas/grau para calcular o tempo provável dadesova após a última aplicação de hormônios é muito simples. Toma-secomo exemplo um reprodutor fêmea de 3kg de peso, que receba naprimeira dose 1,8mg e na segunda dose 16,2mg de indutor hormonal.Para esta fêmea, montou-se como exemplo a Tabela 3.

Tabela 3. Horas/grau à desova de peixes induzidos com hormônios

Tomada de tempo da Temperatura da Somatória deúltima dose hormonal em horas água em oC horas/grau

1:00 22 222:00 22 443:00 21 654:00 21 865:00 20 1066:00 20 1267:00 20 1468:00 21 1679:00 22 18910:00 23 21211:00 24 236

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A partir de 10 horas após a segunda administração da soluçãohormonal, esta fase de terminação da maturação gonadal conta com 212horas/grau e esta fêmea estará em condições mais prováveis para aextrusão.

3.5 A extrusão e a fecundação

Após a aplicação do indutor hormonal, os reprodutores deverãovoltar aos tanques (em geral tanques pequenos de até 5 mil litros), eesperar o momento de proceder-se à extrusão dos produtos gonadais.

Chegado o momento da extrusão (estipulado em horas/grau), osreprodutores serão envoltos em tecido macio, machos e fêmeas liberarãoseus produtos gonadais. A extrusão será realizada por leve pressãoabdominal e os produtos gonadais (óvulos e espermatozóides) deverãoser recolhidos em uma bandeja plástica, para em seguida proceder-se ahomogeinização destes produtos, segundo a Figura 4. Esta misturadeverá ser realizada em seco, sem a presença de água, utilizando-se ummaterial macio (por exemplo, uma pena de ave).

Figura 4. Extrusão de produtos gonadais

Os hormônios contidos no extrato hipofisário que se administra aospeixes estimulam a maturação final dos ovócitos, desencadeando a ovulaçãopor um período determinado, durante o qual é necessário recolher estesgametas. Os óvulos não devem entrar em contato com a água. Se isto

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ocorrer, o óvulo se hidrata e obstrui o micrópilo (orifício pelo qual irá penetraro espermatozóide para fecundar o óvulo), não permitindo que oespermatozóide fecunde o óvulo (Horvath et al., 1984).

3.6 O uso da solução fertilizante e antiaderente para fêmeascom óvulos aderentes

O próximo passo, após a mistura de óvulos e espermatozóides, é autilização de solução fertilizante desenvolvida por Elek Woynarowich, queconsiste em adicionar 40g de NaCl + 30g de uréia a 10L de água.

Esta solução deverá ser adicionada aos poucos, em um período deno máximo 60 minutos, e deve ser renovada a cada 20 minutos, até acompleta hidratação dos ovos.

Após rápida lavagem dos ovos com água corrente, adiciona-se umasegunda solução, também desenvolvida por Elek Woynarovich, chamadade solução antiaderente, que serve para retirar a adesividade de ovos,quando necessário. Esta solução utiliza para cada 10L de água, 85g deuréia. O tempo de utilização pode chegar a 60 minutos, sendo substituídaa cada 20 minutos. Durante todo o tempo de uso das soluções, os ovosdeverão estar em movimento dentro do recipiente. Esse movimento deveser realizado com auxílio de uma pena de ave. Outra alternativa desolução antiaderente menos traumática para o ovo é utilizar 250ml de leiteintegral + 750ml de água. As espécies carpa comum, bagre africanoclarias, e black bass possuem ovos aderentes. Quando for realizadareprodução induzida artificialmente nestas espécies, será necessária alavagem dos ovos em solução antiaderente e fertilizante.

3.7 Incubação de ovos

Para a incubação artificial de ovos de peixes são utilizados váriosequipamentos (Figura 5). As incubadoras do tipo garrafa sãoconfeccionadas com materiais como vidro, plástico ou fibra de vidro, comcapacidade variada (6, 20, 60, 200L). Servem para a incubação de ovosde várias espécies de peixes, como por exemplo: carpa comum Cyprinuscarpio sp., carpa capim Ctenopharymgodon idellus, carpa cabeça grandeArystichthys nobilis, pacu Piaractus mesopotamicus , etc.

Outros tipos de incubadoras (do tipo canaleta, Figura 6) podem serconfeccionadas em pedra, cimento, madeira, etc. Elas servem para aincubação de várias espécies de peixes, principalmente bagres, como ocatfish Ictalurus punctatus ou o jundiá Rhamdia sp. O jundiá respondebem à incubação em incubadoras do tipo funil e do tipo canaleta.

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Figura 5. Tipos distintos de incubadoras para ovos depeixes

Figura 6. Incubadora tipo bandeja

A temperatura da água determina o tempo de eclosão das larvas,podendo variar de 2 dias até quase um mês, dependendo da temperaturae da espécie em questão. Os ovos de carpas, black bass e bagrespossuem tempo de incubação de 2 dias em média, a tilápia cerca de 6 diase a truta, por exemplo, quase 30 dias.

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A incubação dos ovos é uma fase delicada e deve-se ter cuidadocom vários aspectos: a temperatura da água não deverá estar abaixo dos22 0C para peixes de águas temperadas; o nível de oxigênio deverá estarsempre acima de 5ppm; a higiene de materiais, além da luminosidadeambiental, que deverá ser de baixa incidência. Todos esses fatoresdeterminarão as taxas de eclosão e sobrevivência de larvas.

4 A reprodução das carpas

4.1 A reprodução natural controlada da carpa comum Cyprinus

carpio sp.

São peixes da família Cyprinidae, espécie de água doce de origemasiática, trazida para o Brasil no ano de 1882. Este gênero no Brasil possuitrês variedades: carpa escama Cyprinus carpio, carpa espelho Cyprinuscarpio specularis e Carpa colorida Cyprinus carpio koralli , conformeFigura 7.

Figura 7. Exemplar de carpa espelho Cyprinus carpio specularis

Estes peixes devem ser criados em ambientes fechados, pois sãode grande rusticidade e suportam baixas concentrações de oxigêniodissolvido na água. Atualmente, no sul do Brasil, as distintas variedadesde carpas ocupam lugar de destaque na produção de peixes de águadoce, sendo um dos peixes mais produzidos em sistemas de cultivo semi-intensivo e extensivo.

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O alto grau de crescimento, aliado à sua rusticidade, favorece ocultivo em integração com outros peixes (policultivo), ou emconsorciamento com outros animais ou produtos (arroz, suínos, aves,etc.).

O relato a seguir é produto da adaptação de várias tecnologiasutilizadas para desovas induzidas artificialmente em carpas integradas aum sistema de desova natural controlada, em vegetação artificial deposicionamento vertical.

Os objetivos deste tipo de reprodução são:• otimizar a produção de pós-larvas de Cyprinus carpio;

• aumentar o índice de reposta à desova em fêmeas induzidasartificialmente;

• otimizar a adaptação de um meio artificial às condições naturaisde desovas da espécie;

• melhorar o índice de fecundidade em desova de carpas;• diminuir a incidência de infestação de fungos em ovos fecundados.Na realização do trabalho de reprodução semi-artificial de carpa

comum, utiliza-se indução hormonal e ambiente controlado para a desovanatural em substrato tipo ráfia, com tanques construídos em cimento,conforme Figura 8. Estes tanques oferecem controle de entrada e saídade água, além de possibilitarem a instalação de um sistema artificial deaeração, bem como o aquecimento desta água. Para o aquecimentopode-se utilizar aquecedores de lítio com potência de 1.000W ou outrotipo de aquecimento (gás, caldeira, etc.). Para a aeração, podem serinstalados aeradores de hélice, compressores elétricos, etc.

Figura 8. Demonstração de reprodução natural controlada em tanquesde cimento

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Entre os meses de junho e setembro, os reprodutores devem seracondicionados em tanques de terra. Nestes meses de inverno, osreprodutores recebem cerca de 1,5% de seu peso vivo em ração a 36%de proteína bruta. A partir do mês de setembro, os reprodutores sãoretirados sucessivamente do tanque de terra, ao se constatar o grau dematuração gonadal (abdômen inchado, papila genital protuberante erosada (fêmeas), líquido espermático fluindo (machos), e levados aostanques de cimento. Deve-se ter o cuidado de levar os reprodutores emambiente aerado e com pouca manipulação nos reprodutores.

Passado um período de 24 horas para adaptação, estesreprodutores recebem uma dose única de extrato hipofisário, sendo 3mgde indutor por cada 1kg de peso do reprodutor para as fêmeas e 1mg deextrato hipofisário por 1kg de peso para os reprodutores machos.

No tanque de desova, instala-se previamente a vegetação artificial,o aquecimento e a aeração da água.

Todas as desovas deverão ocorrer em um espaço de 230 a 250horas/grau. Os ovos serão incubados por um período médio de 2 dias,permanecendo neste tanque por mais 3 dias, saindo para o período delarvicultura e alevinagem em tanques de terra. Os reprodutores, emnúmero de 1 fêmea e 2 machos, pesando de preferência, em média, 3kgpara a fêmea e 2kg para os machos, são colocados nos tanquespreviamente aquecidos, a uma temperatura de 22ºC, subindogradativamente até os 25oC em um período de 12 horas. Os tanquesdevem ser equipados com vegetação artificial do tipo ráfia, disposta demaneira vertical entre o fundo do tanque e a superfície da água, para quea fêmea possa depositar seus óvulos entre esta vegetação, comomostrado na Figura 8.

Após a desova, os reprodutores são retirados do tanque, ficandoapenas o kakabans (substrato artificial) com os ovos aderidos para aincubação. Se necessário, fazer desinfecção com permanganato depotássio a 2ppm, deixando água corrente suficiente para renovar otanque em 12 horas.

O substrato para que os ovos fiquem aderidos é confeccionado comfios de ráfia com 1cm de largura e 20cm de comprimento atados a uma telade plástico de malha 3cm. A vantagem que apresenta este substrato é aposição em que fica na água, facilitando a deposição de óvulos bem comosua fertilização pelo macho. Esta vegetação ocupa 80% do tanque,ficando os restantes 20% como área de circulação, o que vem facilitar aretirada destes reprodutores, conforme Figura 9.

O posicionamento dos fios de ráfia facilita a aderência dos óvulos,permitindo uma melhor fecundação e, conseqüentemente, uma diminuição

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Figura 9. Tanque de desova com “kakabans” tipo espanhol

também no ataque de fungos, já que o número de ovos não fecundadosserá menor que o obtido em desovas artificiais.

A incubação dos ovos de carpas nos fios de ráfia, conforme Figura10, dispensa outro tipo de incubadora, viabilizando a utilização destemétodo em propagação natural de peixes por todas as propriedadesrurais produtoras de alevinos de peixes.

Figura 10.Posicionamento dos

fios de ráfia nokakabans modelo

espanhol

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A média de pós-larvas por quilo de fêmea deverá ser entre 55 mile 70 mil, e o índice médio de sobrevivência de alevinos é de 23,8% (até2g) por fêmea.

Um número entre 100 mil e 200 mil óvulos por quilo de fêmea ésatisfatório, segundo Horvath et al. (1984). Para este mesmo autor, a taxade fecundação que se espera está entre 80 ou 90%, ou seja, perto de 120mil larvas por quilo de peso.

Em função do pequeno tamanho da boca, as larvas deverãoreceber como primeira alimentação, após a absorção do saco vitelínico,ovo microencapsulado, que é um produto de baixo custo, eficiente e defácil manuseio.

Para preparar o ovo microencapsulado, deve-se proceder daseguinte maneira: adicionar a gema e a clara de um ovo de galinha em150ml de água quente e levar ao liquidificador por 30 segundos; apósadicionar 850ml de água fria, liquidificar novamente por mais 30 segundoe tem-se 1 litro de solução, que servirá para alimentar 100 mil larvas.

4.2 A reprodução artificial da carpa comum, Cyprinus carpio

sp., carpa capim Ctenopharyngodon idella, carpa cabeçagrande Hypophthalmichtys nobilis e carpa prateadaHypophthalmichtys molitrix

O processo de maturação gonadal em um peixe é muito complexo.Muitas espécies, principalmente as de ciclo anual de amadurecimento,com uma ou no máximo duas desovas por ano, passam por longosperíodos de pré-amadurecimento, ficando expostas a variaçõesinconstantes de luminosidade, temperatura, secas, etc. que prejudicam oprocesso para a desova, comprometendo muitas vezes uma reprodução.

Por estes motivos, aliados a outros, como a não adaptabilidade deespécies, é que se utiliza a indução artificial para desovas. A desovainduzida artificialmente por hormônios apresenta índices inferiores defertilização, sobrevivência de larvas e de alevinos, se comparada comresultados apresentados por desovas naturais (Pérez-Regadera Pérez,1993).

Para Carolsfeld (1989), todo o ciclo de maturação gonadal dependeráda interferência de vários fatores, tais como: idade do reprodutor, estadofisiológico, luz, temperatura da água, etc.

Segundo Silva (1989), a maturação final depende em muito datemperatura da água. Todo este processo, que culminará com a desova,será mais eficiente se percorrer todas as fases de maneira natural.

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Bromage et al. (1992) afirmam que as fêmeas que completarem avitelogênese de maneira natural, sem interferências, podem receberindução hormonal por hipofização, Gonadotropina Coriônica Humana, ououtro tipo de indutor hormonal, aumentando a efetividade na desova e nafertilização.

O início de um processo de atresia folicular (cessa o processo dematuração do óvulo) e conseqüente reabsorção dos produtos gonadais(GRIF) podem ser causados por manipulações pré-desova ou no momentoque antecede a extrusão (Amaral, 1994).

Para impedir que estes fatores influenciem os resultados finais deum programa de desova de peixes é interessante, quando possível, autilização de indução artificial à desova, hormonal ou por aumento rápidode temperatura da água e desovas naturais em ambiente controlado.

As carpas do gênero Ctenopharyngodon e Hypopthalmichtys sãooriginárias da China e vieram para o Brasil no ano de 1961 para a EstaçãoExperimental de Biologia e Piscicultura em Pirassununga, SP. São peixes decrescimento muito rápido, podendo atingir, em 3 anos de cultivo, de 8 a 10kgindividualmente. Sua maturidade sexual é atingida ao completarem os 3 anosde vida (Figura 11).

Figura 11. Exemplar de carpa capim

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A carpa capim Ctenopharyngodon idella é um peixe da famíliaCyprinidae. Possui a forma do corpo alongado, escamas de tamanhomédio, cabeça plana, olhos pequenos , dentes faríngeos e em forma depente , tubo digestivo de duas a três vezes o tamanho do corpo, brânquiascom funções respiratórias e alcança até 1m de comprimento e 50kg. Suaalimentação é à base de matéria verde, diurna e pode chegar até 100%de seu peso corporal.

No Brasil, atinge a maturidade sexual aos 3 anos de idade, produzgrande número de óvulos/larvas, deve ser submetida à reproduçãoinduzida artificialmente e o período de incubação de ovos dura em média2 dias.

A carpa cabeça grande Hypopthalmichtys nobilis (Figura 12) é umpeixe da família Cyprinidae, espécie de crescimento muito rápido, formado corpo alongada, escamas pequenas, corpo prateado e amarelo noventre, peso semelhante ao da carpa capim, Filtra alimento através dasbrânquias e o alimento principal é zooplâncton. A idade de reprodução noBrasil é de aproximadamente 4 anos. Produz grande número de óvulos/larvas, seu tipo de reprodução é induzida artificialmente, sendo o períodode incubação de 2 dias.

Figura 12. Exemplar de carpa cabeça grande

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A carpa prateada Hypophthalmichtys molitrix (Figura 13) é um peixeda família Cyprinidae, possui forma do corpo alongada, escamaspequenas, corpo de coloração prateada, pesa até 30kg e 1m decomprimento. É uma espécie filtradora (algas azuis), seu alimento principalé o fitoplâncton. Atinge a maturidade sexual aos 4 anos de idade, seu tipode reprodução é induzida artificialmente e produz grande número deóvulos/larvas.

Figura 13. Exemplar de carpa prateada

As variedades de Cyprinus carpio sp., além de adaptadas à desovanatural controlada, também são amplamente utilizadas em desovas artificiais.A exemplo das três espécies de carpas chinesas cultivadas no Brasil – carpacapim, Ctenopharyngodon idella; carpa cabeça grande; Hypophthalmichtys

nobilis e carpa prateada, Hypophthalmichtys molitrix –, utiliza-se a prática dadesova artificial induzida geralmente por hormônios gonadotrópicos, quandohouver a necessidade por problemas de baixa temperatura da água, naantecipação da desova ou pela falta de adaptação das espécies.

Os procedimentos descritos a seguir, para a realização de desovasartificiais, são os mesmos para todas as espécies de carpas citadas, poistodas respondem bem a estes tratamentos, exceto as soluções antiaderentese fertilizantes, utilizadas apenas para as variedades do gênero Cyprinus

carpio sp., carpa comum.Escolha de reprodutores: A escolha dos reprodutores deve seguir

os mesmos procedimentos da escolha de reprodutores para a desovanatural.

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Época de desova: A época de desova das espécies citadas égeralmente na entrada da primavera.

Os reprodutores estarão preparados para a desova quando atemperatura da água ultrapassar 18ºC por um número constante de dias,tiverem sido alimentados adequadamente e em ambiente tranqüilo.

Procedimentos pré-desova: Os reprodutores machos e fêmeasdevem ser levados para um tanque de pré-desova, preferentemente comaquecimento de água, a qual deverá estar perto dos 25oC constantes. Estetanque deverá estar dividido por uma tela com malha de pelo menos 5cmentre nós, separando machos de fêmeas. A proximidade entre os reprodutoresservirá para estimular a maturação gonadal. Não se pode esquecer que aconcentração de oxigênio dissolvido deve estar sempre acima de 5mg/L.

Indução hormonal: De um modo geral, as carpas fêmeas devemsofrer duas aplicações de indutor hormonal, sendo uma de 10% da dose totale outra com os 90% restantes em intervalo de 10 a 12 horas entre uma e outradose. Os machos receberão uma dose apenas do indutor, geralmente aomesmo tempo em que é administrada a segunda dose nas fêmeas (Tabelas2 e 3). Nesta fase, deve-se ter muito cuidado para não estressar os peixesreprodutores. O manejo dos reprodutores neste período deve ser realizadoem local tranqüilo, com a utilização de anestésico em um tanque previamentepreparado e a mesma temperatura da água do tanque pré-desova.

Este anestésico (benzocaína, quinaldina, etc.) deverá ser utilizadosempre que o peixe for manipulado. Um cuidado importante é quanto aotempo de permanência do reprodutor no tanque com anestésico. Nestetanque o peixe deverá ser apenas tranqüilizado, não ultrapassando emmédia 2 minutos. Utilizando-se benzocaína, a diluição deverá ser de 1ml/5mlde álcool/12L de água ou quinaldina 1g/5ml de álcool/12L de água.

Sutura cloacal: Quando for administrada a segunda dose de indutorhormonal na fêmea de qualquer espécie e esta estiver com um grau dematuração gonadal muito elevado, deveremos suturar a região cloacal,conforme a Figura 14, impedindo que ocorra uma desova indesejada, já quenão temos como precisar com exatidão o momento certo em que ocorreráuma desova. Esta sutura poderá ser em forma de X e o fio utilizado deve serconfeccionado em algodão. Este procedimento deverá ser realizado com opeixe anestesiado, para que se torne menos estressante.

Extrusão: Depois de passado o período de maturação dos gametas,o peixe estará pronto para sofrer a extrusão de seus produtos gonadais. Estaextrusão deverá ser realizada de maneira a causar a menor injúria possívelaos reprodutores. A massagem abdominal deverá ser feita com poucapressão, já que um reprodutor em estado de ovulação solta os gametas commuita facilidade. Devemos observar que as desovas difíceis, onde os

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Figura 14. Local de sutura em período de desova

gametas demoram para ser expulsos das gônadas, ocorrem por quegeralmente não estavam em estado de total maturação e, por isso, não serãofecundados.

Fecundação: Levar em conta que primeiro devem ser retirados osprodutos gonadais das fêmeas. Estes devem ser acondicionados emrecipientes apropriados (tipo bacias plásticas). Em um período de não maisde 3 minutos, deve-se extrusar os reprodutores machos e espalhar demaneira uniforme o líquido espermático sobre os óvulos por um período deaproximadamente 2 minutos. Para ativação dos espermatozóides, deve-se,conforme a espécie, utilizar água ou soluções fertilizantes e antiaderentes naproporção de uma parte de solução ou água para uma parte de mistura degametas, por um período de até 5 minutos. Após este tempo, realizam-se osprocedimentos de hidratação dos ovos, descritos anteriormente.

Incubação: A incubação dos ovos deverá ser em recipientesapropriados, conforme Figura 15, e também por um período que compreendao desenvolvimento do embrião, eclosão, absorção do saco vitelino e primeiraalimentação. Todo este processo com as carpas dura em torno de 4 dias, sea temperatura da água estiver próxima aos 25oC.

Larvicultura: A partir do momento em que as larvas começarem aalimentar-se, elas deverão passar para tanques maiores, onde iniciarão oprocesso de larvicultura e alevinagem. Estas larvas deverão receber comoprimeira alimentação, após a absorção do saco vitelino, o ovomicroencapsulado.

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5 A reprodução dos bagres

5.1 A reprodução do bagre africano Clarias gariepinus

O bagre africano ou clarias clarias gariepinus é um peixe de excelentecrescimento, chegando a pesar cerca de 2kg em 1 ano de cultivo em sistemasemi-intensivo. É um peixe de origem africana e, no sul do Brasil, esta espéciede bagre foi introduzida há mais de uma década (Figura 16).

Atualmente alguns Estados do País, como o Rio Grande do Sul,proibiram o cultivo desta espécie, por acreditarem ser um peixe nocivo aomeio ambiente, em decorrência da sua grande resistência à baixa quantidadede oxigênio e sua característica de deslocamento de um tanque ao outro,quando existe a necessidade de procurar alimento. Por ser um peixe exótico,de pouco tempo em nosso meio ambiente, o clarias ainda não estácompletamente adaptado, necessitando, para a sua reprodução, de induçãohormonal e desova artificial.

Os procedimentos para a desova artificial desta espécie, desde ostratamentos pré-desova, bem como os de indução, extrusão, fecundação eincubação, são semelhantes aos realizados com as carpas.

Principalmente as fêmeas de clarias chegam mais tarde à maturaçãogonadal. Ao final da primavera, já próximo ao final do mês de novembro e oinício do mês de dezembro, estas fêmeas estarão aptas a serem extrusadas.

Figura 15. Incubadoras do tipo Zoug em vidro e fibra

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Figura 16. Exemplares de bagre africano

Os machos, entretanto, ficam maduros mais cedo, cerca de 30 dias antes.Diferente dos machos de carpas, o macho do clarias necessita ser sacrificadopara a retirada dos produtos gonadais, justamente devido a sua poucaadaptabilidade ao nosso meio ambiente.

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Outro procedimento que se poderá aplicar, dependendo do estado dematuração das gônadas das fêmeas, é a sutura da cloaca, semelhante à quese faz com as carpas, quando da administração da segunda dose de indutor,impedindo assim uma desova indesejada.

Durante o período de incubação e larvicultura, deve-se tomar ocuidado de não permitir uma diminuição da temperatura da água para menosde 260C.

Estas larvas deverão receber como primeira alimentação, após aabsorção do saco vitelino, ovo microencapsulado.

5.2 A reprodução do catfish Ictalurus punctatus

O bagre americano ou catfish, Ictalurus punctatus, é um peixe decrescimento considerável, chegando a atingir perto dos 2kg em 1 ano decultivo, no sul do Brasil. Nesta região, sua criação está mais restrita aos

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cultivos intensivos, em tanques com boa aeração e alimentação exclusivamenteà base de ração, Figura 17.

Figura 17. Exemplar de catifish

Seu cultivo é relativamente fácil, exigindo poucos cuidados. Os tanquesde engorda são maiores que os tradicionais para outras espécies, chegandoa medir 20 mil m2 ou mais.

É um peixe exótico que se adapta muito bem às temperaturas do suldo País. Em uma variação entre os 15 e 30oC, o catfish cresce muito bem,respondendo com uma boa conversão alimentar.

Sua reprodução ocorre de maneira natural, sendo necessários algunscontroles para se ter uma boa sobrevivência de alevinos.

A primeira maturação sexual desta espécie é ao fim do segundo anode vida, tanto para machos como para fêmeas. Ao final da primavera (finaldo mês de novembro) os reprodutores estarão em fase de maturaçãogonadal e deverão ser separados em tanques. Separa-se um tanque dooutro por telas, conforme Figura 18. É necessária a colocação de ninhos, quepodem ser confeccionados com bombonas plásticas de pelo menos 20L decapacidade, recortadas em sua parte inferior, para facilitar o acesso dosreprodutores ao ninho.

Coloca-se em cada tanque um casal de catfish, que realizará a desovade maneira natural. É necessário que, a cada 2 dias, o piscicultor verifiquea existência de desovas nestes ninhos (Figura 19).

Após a constatação da desova, o piscicultor recolhe a massa de ovos(os ovos do catfish são aderentes), levando-a para uma incubadora do tipocanaleta, para uma melhor incubação destes ovos.

O piscicultor deve preocupar-se com a aeração dos ovos, que é muitoimportante neste período. A pouca aeração é a grande causadora dasmortes embrionárias. Após um período que poderá chegar a 5 ou 6 dias, aspós-larvas estarão prontas para serem levadas a um tanque de larvicultura.

Estas pós-larvas deverão receber como primeira alimentação, após aabsorção do saco vitelino, ovo microencapsulado.

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Figura 18. Tanques para desova de catfish

Figura 19. Ninhos para desova de catfish

As técnicas de reprodução dos bagres jundiá Rhamdia sp. e mandiPimelodus maculatus (Figuras 20 e 21) são semelhantes às técnicasrelatadas para a desova artificial do gênero Clarias gariepinus..

Para o Jundiá e mandi, deve-se dar maior atenção aos 20 primeirosdias de vida, pois o canibalismo nesta espécie é bastante acentuado. Nesta

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fase, a alimentação deve ser ofertada quatro vezes ao dia, a ração deveconter pelo menos 46% de proteína bruta e a água do tanque de cultivo nãodeve ser clara, pois águas mais escuras (verdes) servem para proteção,aumentando bastante a sobrevivência das pós-larvas.

Figura 21. Exemplar de mandi Pimelodus maculatus

Figura 20. Exemplar de jundiá Rhamdia quelem

6 A reprodução do black bass

6.1 A reprodução natural do black bass Micropterus salmoides

O black bass é um peixe da família Centrarchidae, originário do suldo Canadá e Estados Unidos da América, indo até o Golfo do México. Estádifundido por todos os países da Europa e do continente africano (Galli& Torloni, 1984). É considerado o peixe nobre da pesca esportiva por suavoracidade e pelo sabor de sua carne. Exemplares desta espécie chegama atingir um máximo de 80cm de comprimento, entre 6 ou 7kg de peso(Pérez-Regadera Pérez, 1993).

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Este peixe possui mandíbula superior que se projeta para trás dosolhos. As escamas laterais estão repartidas em número de 60 a 68.Procura águas tranqüilas e limpas, características de açudes, lagos e riosde pouca correnteza. Seu requerimento em oxigênio é alto, sempre acimade 8ppm (Pardo, 1965).

Esta espécie foi introduzida no Brasil no ano de 1922 em BeloHorizonte, MG (Nomura, 1984).

A base da alimentação inicial das larvas de black bass constitui-sede pequenos crustáceos e larvas de insetos. Para esta fase é interessantea oferta de Daphnia sp. Já nesta fase e na de alevinagem, poderá serofertada ração comercial a 48% de proteína bruta (PB). Nos estadosjuvenil e adulto, concomitante à ração, pode-se oferecer ao black bassgrandes invertebrados e pequenos pedaços de outros peixes (Palácios& Martinez, 1985).

Com uma boa alimentação, o black bass poderá chegar ao final de1 ano de cultivo com peso em torno a 600 ou 700g. Num segundo ano decultivo, este peixe aumentará muito em tamanho e, dependendo daquantidade de alimento disponível no viveiro, poderá triplicar de peso(Pérez-Regadera Pérez, 1993), conforme Figura 22.

Figura 22. Exemplar de black bass Micropterus salmoides

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Ao iniciar a primavera e a temperatura da água estiver por váriosdias acima dos 18ºC, machos e fêmeas adultos irão alcançando suamaturidade sexual. Para desovas naturais, o macho do black bassescolhe lugares pré-determinados que possuam fundos arenosos ou decascalho. A fêmea do black bass faz desovas fracionadas que sãocompletadas ao final de 3 horas.

O número de óvulos por cada fêmea é pequeno, em torno de 2 mila 6 mil/kg. Estes óvulos são de cor amarelada, aderentes e medemaproximadamente 1,5 mm de diâmetro (Palácios & Martinez, 1985).

Após a desova e a conseqüente fecundação, o macho expulsa afêmea do ninho e defende este território até a eclosão das larvas. Ao finalde 2 a 4 dias (dependendo da temperatura da água de incubação), aslarvas eclodem e começam a absorver o saco vitelínico.

Quando termina a reabsorção do saco vitelínico, a larva começa aprocurar alimento vivo na água e, neste momento, torna-se presa fácil daação de predadores maiores. A falta de alimento nos locais de cultivodesta espécie faz com que exista ação de canibalismo entre as larvas.

O black bass permite também o trabalho com reprodução induzidaartificialmente, através da administração de extratos hipofisários de carpacomum, hormônio luteinizante (LH) e gonadotropina coriônica humana(HCG) (Pérez-Regadera Pérez, 1993).

O black bass é um peixe com exigência em oxigênio acima de 8ppm,temperatura para maturação gonadal 18ºC e época de reprodução noinício da primavera. As temperaturas para sobrevivência, alimentação ecrescimento, encontram-se na Tabela 4.

Tabela 4. Medidas de temperatura necessárias para cada fase da vida do

black bass

Fase da vida Temperatura mínima Temperatura máxima

....................................ºC.....................................

Sobrevivência 4 38

Alimentação 10 36

Crescimento(1) 22 26

(1)Intervalo ideal para o desenvolvimento da espécie.

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Os alevinos de black bass alcançam alto valor no mercado e sãodisputados por piscicultores, principalmente os ligados à pesca esportiva.

Atualmente o comércio com estes alevinos está limitado ao cultivo dereprodutores em sistemas extensivos e, nas épocas de desova (entresetembro e novembro). As pós-larvas ou alevinos sobreviventes aospredadores naturais (pássaros, peixes, anfíbios, etc.), são capturados noambiente natural e comercializados. Por este motivo o número de alevinos émuito pequeno e o valor comercial muito alto.

Na Europa o problema de oferta de alevinos desta espécie foi resol-vido há muito tempo. Na Espanha, na década de 70, o black bass foi estudadoem seu habitat natural. Durante um determinado tempo, foi analisado seucostume alimentar, período de engorda, período de maturação sexual,hábitos de acasalamento, necessidade de ambiente para a desova, taxa defecundação, incubação de ovos, eclosão, alimentação de larvas, pós-larvase alevinos. De posse destes dados, a desova do black bass foi levada paradentro de uma estação produtora de alevinos e realizada em cativeiro.

Segundo Amaral et al. (1996), os resultados de desova em cativeirodesta espécie adaptadas no sul do Brasil apresentaram excelentes resultados.A seguir, relacionam-se alguns procedimentos necessários para a reproduçãonatural do black bass. O primeiro procedimento recomendado ao piscicultoré construir um tanque apropriado, que servirá para o condicionamento,acasalamento, desova, incubação, larvicultura e alevinagem. Também seránecessária a construção de ninhos, que deverão ser feitos com caixasplásticas nas dimensões de (80 x 30 x 10cm), conforme a Figura 23.

Figura 23. Ninho para desova de black bass

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O tanque deverá ser construído em cimento ou revestido com pedras.A água deverá ser de boa qualidade e com entrada suficiente para que otanque seja renovado em sua totalidade, pelo menos uma vez a cada 24horas.

Este tanque consta de um compartimento central com pelo menos50m2 de tamanho e profundidade de pelo menos 90cm. O tanque servirá paraas fases de adaptação e pré-desova, como na Figura 24.

Figura 24. Tanque de desova de black bass

Ao lado e separados por uma comporta, deverão ficar os tanquessecundários, que servirão para a desova, incubação, larvicultura e alevinagem.Estes tanques deverão possuir pelo menos 16m2 e uma profundidade de até80% da profundidade do tanque central. Esta diferença servirá no momentoque se faça necessária à diminuição da água para expulsão dos reprodutoresmachos.

Os reprodutores devem ser capturados pelo menos 3 meses antes doinício da época de desova. Estes reprodutores devem ser estocados notanque central, que será usado como tanque pré-desova, com no máximo umcasal para cada três metros quadrados de água.

Estes reprodutores devem pesar pelo menos em torno de 1.000g, jáque o número de óvulos expulsos pela fêmea durante a desova é pequeno,em média 8.000 a 10.000/kg.

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No início os reprodutores deverão adaptar-se ao hábito de consumirração comercial. Esta ração, com alto índice de proteína bruta (acima de46%), deverá ser servida úmida, para que o black bass possa acostumar-se. Em torno de 15 dias, estes peixes já estarão adaptados a este novoalimento e poderão comer ração peletizada ou extrusada normalmente.

O trabalho de adaptação dos reprodutores ao tanque deverá levarde 45 a 60 dias. Passado este período, os reprodutores já estarãoacostumados ao novo meio ambiente.

Deve-se observar atentamente a oxigenação do tanque,principalmente no período de adaptação dos reprodutores e de pré-desova. A água fornecida ao tanque deverá ser suficiente para renová-lo ao menos uma vez por dia.

Quando chegar o período em que a temperatura da água do tanqueestiver por vários dias acima dos 18oC, deve-se abrir a primeira comportado primeiro tanque de desova. Os ninhos deverão ser colocados nostanques de desova de forma aleatória. Geralmente em tanques dedesova de 16m2, colocam-se oito ninhos.

O piscicultor deverá acompanhar todo o processo de cortejo pré-desova e saber o momento exato da primeira ocupação de ninho, atravésda sua observação diária.

O cortejo inicia-se após o deslocamento dos machos para o tanquede desova, para reconhecimento dos ninhos. Quando o ninho é escolhido,o macho começa a arrumá-lo através de movimentos da nadadeiracaudal.

Este período o piscicultor irá notar, já que o ninho estará com umagrande quantidade de pedras brita espalhadas ao seu redor. Arrumadoo ninho, o macho do black bass voltará ao tanque central para a escolhada parceira.

A fêmea madura mostrará várias vezes o ventre para o macho,confirmando seu estado de maturação gonadal. Formado o casal, os doisirão para o ninho, e por várias vezes durante um período que poderáultrapassar 2 horas, a fêmea e o macho expulsarão os gametas e, commovimentos de nadadeiras, agitarão a água sobre o ninho, para facilitara fecundação e a oxigenação dos ovos.

Após o período da desova, a fêmea ficará nadando em volta doninho e o macho começará a expulsá-la. Este período poderá sercomprovado facilmente, já que a fêmea age da mesma forma como secomporta durante a fase de escolha, mostrando várias vezes ao machoo seu ventre, dando a entender que ainda possui óvulos para seremexpulsos.

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O macho acaba por expulsar a fêmea para fora do tanque dedesova e fica durante o período de incubação dos ovos, cuidando doninho para que nenhum outro peixe se aproxime e possa predar os ovos.

O piscicultor deverá contar exatamente 48 horas do início daprimeira desova e ocupação do primeiro ninho. Passado este período, aslarvas começarão a nascer e o próprio macho comerá sua prole.

Então, ao passar as 48 horas da primeira desova, a água do tanquedeverá ser diminuída até o ponto em que os machos que estão cuidandodos seus ninhos sejam obrigados a abandonar o local rumo ao tanquecentral.

Com o tanque de desova sem a presença dos machos, a águanovamente deverá ser recolocada e, neste mesmo tanque, será realizadaa larvicultura e alevinagem.

Outro manejo poderá ser feito: o piscicultor, ao notar que todo oprocesso de desova foi realizado, poderá retirar o ninho com os ovosaderidos às pedras e transportá-los para outros tanques pré-determinados.

Deve-se tomar cuidado e colocar neste tanque apenas as desovasocorridas no período das 48 horas anteriores, para evitar que existacrescimento desuniforme dos alevinos. Caso contrário, iniciar-se-á umprocesso de canibalismo entre os alevinos e os maiores certamentepredarão os menores.

Todos os tanques de desova deverão seguir este mesmo processoe o piscicultor deverá abrir o tanque seguinte apenas quando os ninhosdo primeiro tanque forem todos ocupados, ou quando passar o períodode 48 horas da primeira desova.

Outra fase importante para a maior sobrevivência de alevinos é ade larvicultura e alevinagem. Nesta fase as larvas e alevinos deverãoreceber pelo menos quatro vezes ao dia um alimento vivo. Este alimentovivo deverá ser preferencialmente à base do cladócero Daphnia sp.

O black bass, por seu hábito alimentar carnívoro, é um caçador pornatureza, e com a disponibilidade de alimento preferido, não predarálarvas ou alevinos menores.

Juntamente com este alimento vivo, deve-se iniciar o período dearraçoamento, com uma ração de alto teor protéico, fazendo inclusivecom que o black bass acostume-se a ela.

Outra metodologia para a realização de desovas controladas destaespécie foi desenvolvida na Epagri/Campo Experimental de Piscicultura deCamboriú – CEPC. Tanques de cimento, de forma redonda, com 3m3 deágua, foram adaptados à reprodução. Nestes tanques foram colocadasbandejas plásticas cheias de pedra brita. Os peixes reprodutores entraramno mês de setembro com a temperatura da água em torno de 18oC. No mês

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de outubro com a temperatura já em torno de 24oC. os peixes iniciaram oprocesso de reprodução (Figura 25).

Figura 25. Tanques redondos de desova de black bass

Ao ser constatada desova nestas bandejas, elas foram recolocadasem caixas plásticas de 50L e ali foram realizadas a incubação, a eclosão e alarvicultura, conforme a Figura 26.

Figura 26. Incubaçãode ovos de black bass

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Com 8 dias de vida, as larvas passaram para tanques de pós-larvase primeira alevinagem.

7 A reprodução de tilápias

7.1 A reprodução natural da tilápia do nilo Oreochromis niloticus

As tilápias formam um gênero de peixes da ordem Perciformes,família Cichlidae e estão difundidas por todas as águas da ÁfricaIntertropical. As tilápias são peixes fortes e de pouca exigência quanto aooxigênio dissolvido na água. Suportam muito bem as altas temperaturasda água e são de alta prolificidade.

No Brasil a espécie de tilápia mais difundida é a do gêneroOreochromis niloticus. Esta espécie sobrevive em temperaturas de 12 a30oC, sendo o rango ótimo para alimentação, reprodução e crescimentoentre 24 e 28oC. São eurialinas e adaptam-se muito bem às águassalobras. De hábito alimentar micrófago e onívoro, fazem a incubaçãobucal dos ovos (Figura 27).

Figura 27. Exemplar de tilápia Oreochromis niloticus

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A tilápia Oreochromis niloticus pode alcançar peso de até 3kg,sendo que o peso médio para comercialização é de 450g. Seu alimentonatural é fitoplâncton e detritos. A maturação gonadal ocorre acima de10cm de comprimento ou com 4 meses de idade. O número de desovasé em torno de 4 a 6 vezes ao ano. A espécie tem desova do tipo fracionadae pode desovar 28 dias após a desova anterior. O número de alevinos éde aproximadamente 350 (50% da desova). A incubação ocorre nointerior da boca da fêmea, local que as larvas abandonam após aabsorção do saco vitelino (3 dias).

De uma maneira geral, todos os ciclídios africanos fazem ninhos nofundo das águas que habitam. As diferenças sexuais entre fêmeas emachos são visíveis , mas de difícil identificação. Na Figura 28, exemplificam-se melhor estas diferenças.

Figura 28. Esquema do dimorfismo sexual de tilápias

Na cloaca, o macho da tilápia possui orifício urogenital e ânus,enquanto que a fêmea, além destes, possui o oviduto.

As tilápias chegam à maturação sexual muito cedo. Normalmentecom 60g de peso e idade entre 4 a 6 meses, a tilápia já está em condiçõesde realizar sua primeira desova. Estas desovas são fracionadas epequenas, normalmente nunca ultrapassam os 500 ou 600 óvulos porfêmea adulta.

As desovas de cativeiros são extremamente fáceis, pois normalmentefêmeas e machos em um mesmo tanque desovam, dependendo datemperatura da água, durante praticamente o ano todo.

Quando se quiser controlar esta desova, pode-se montar famíliascom três ou quatro fêmeas e um macho. Nos tanques que estiverem asfamílias montadas, pode-se proceder à retirada das larvas diretamenteda boca das fêmeas quando em incubação artificial, ou fazer coleta denuvens de larvas todos os dias.

Uréter

Ânus

Macho

UréterOviduto

Ânus

Fêmea

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Após a montagem das famílias, é necessário esperar pelo menosuns 10 dias, tempo suficiente para a formação, cortejo e primeirasdesovas. Quanto ao número de famílias por tanque, deverá ser de umapara cada 3 a 4m2.

Não é necessário preparar os tanques para a desova, já que osmachos de tilápia fazem seus próprios ninhos, sempre em formatoarredondado, conforme a Figura 29.

Figura 29. Tanque de reprodução de tilápias com ninhos

construídos pelos machos

Quando se coletam os ovos diretamente da boca das fêmeas emincubação, é necessária a terminação deste período. Para isso, deveremosutilizar incubadoras, tanques com água corrente, aquecimento destaágua e boa aeração, conforme a Figura 30.

Atualmente somente se trabalha com alevinos de tilápia provenientesde reversão sexual. Este processo é bastante difundido e fácil de operar.A partir do primeiro até o 28º dia de vida das larvas o alimento oferecidoa elas deverá ser a ração comercial incorporada com hormôniomasculinizante. Para cada 1kg de ração comercial, adicionam-se 60mg de17alfa-metil-testosterona diluído em 800ml de álcool. A ração deveráestar totalmente seca para ser utilizada.

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Figura 30. Incubação de ovos de tilápias

7.2 A reprodução artificial da tilápia do nilo Oreochromis

niloticus

Para o trabalho com reprodução artificial no gênero Oreochromis , nãoé necessária a utilização de indutores hormonais. A indução à desova deveráser feita através do aquecimento gradativo da água. Esta metodologia dereprodução de tilápias é útil para alguns trabalhos de pesquisa que necessitemde poucos ovos (Exemplo: trabalhos de produção de poliploidia), não sendoindicada para produção comercial de larvas e alevinos. Constará no manualapenas como curiosidade.

De início, montam-se as famílias, como para as desovas naturaiscontroladas, que são levadas para tanques preparados com aeradores eaquecedores de água (Figura 31). Nestes tanques que devem ter o fundocoberto por uma camada de pedra brita, os machos construirão seus ninhose as fêmeas farão a deposição dos óvulos para posterior fecundação pelomacho. Após cada desova, deve-se coletar os ovos diretamente da boca dasfêmeas e fazer a incubação em peneiras.

Os reprodutores devem entrar com a água a uma temperatura de maisde 20oC, a qual é elevada para até 28oC.

Fot

o de

Hen

rique

boe

ira A

ppel

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Durante o período de pré-desova, os reprodutores, tanto machoscomo fêmeas, mudarão de coloração, mostrando cores avermelhadasprincipalmente na região lateral do corpo, o que é indicativo de maturaçãogonadal. Os machos, além desta característica, apresentam o terço final dasnadadeiras enegrecidas.

7.3 O ciclo produtivo de peixes de água doce: a larva/pós-larva, alevino I, alevino II e o juvenil

A prática da piscicultura atual envolve uma série de ações etecnologias utilizadas sempre visando ao aumento da produção, bemcomo uma melhoria na qualidade do ambiente e do produto. O cicloprodutivo de um peixe, como agora já é bem conhecido, vem despertandomaior interesse, tanto por parte de técnicos, como de piscicultores.

O início de qualquer cultivo de peixes, independente do sistema aser utilizado, está condicionado aos alevinos que irá utilizar. Para cadasistema de cultivo, existe um determinado padrão de alevino a serutilizado.

Suge-se o seguinte padrão para classificação: alevino I (até 3g),alevino II (até 10g), e juvenil (acima de 50g). Alguns produtores utilizama larvicultura para chegar aos alevinos, constituindo assim outro sistemade produção.

Figura 31. Tanque para desova controlada de tilápia

do nilo

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7.4 A larva/pós-larva

Quando a larva eclode, sua alimentação vem da reserva do sacovitelino. Passado este período, que dura em média 48 horas para peixesde águas temperadas, termina o período larval, então começa a procurapor alimento.

Através de movimentos verticais, a larva procura ar na superfície daágua, para encher a bexiga natatória. Neste momento, ela passa para operíodo de pós-larva.

Os tanques em que as pós-larvas serão liberadas devem serpreviamente adubados, para que ocorra a proliferação do plâncton,alimentos essenciais nesta fase. Se utilizar adubação orgânica, oprocedimento deverá ser:

• primavera/outono: 5 dias antes do peixamento;• inverno: 10 dias antes do peixamento;• verão: 1 dia antes do peixamento.As quantidades são muito variadas, mas em média, pode-se utilizar

esterco de bovinos (3t/ha), esterco de suínos (1,5t/ha) e cama de aviário(1t/ha). Este procedimento deverá ser feito com o tanque abastecido emum terço da sua capacidade de água. Após o peixamento, deve-seabastecer com o volume normal de água deste tanque. A reposição deesterco para a seqüência do cultivo deverá ser realizada sempre que atransparência da água ultrapasse os 30cm e em quantidade suficientepara que ela mantenha esta característica.

Quando o pós-larva atinge 1cm de comprimento, aceitará, além doalimento natural, a ração comercial.

Quando a cavidade abdominal fechar-se totalmente, a pós-larvanadará mais rapidamente, procurará alimento com maior intensidade eserá considerada alevino I.

A fase de pós-larva é considerada a mais crítica para a sobrevivênciados peixes.

A densidade ideal de povoamento na fase de pós-larva poderávariar de 100 a 300 indivíduos por metro quadrado para peixes onívorose de 50 a 100 pós-larvas para peixes de hábito carnívoro.

7.5 O Alevino I

Para a produção de alevino I, o viveiro deverá estar previamenteadubado, segundo protocolo descrito acima. Nesta fase, o alevino I possuimais de 35 dias de vida, nadando e alimentando-se constantemente.

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Para que o alevino receba alimento suficiente, é norma nesta fasealimentar os indivíduos até quatro vezes ao dia, com 10% do seu peso vivoem ração.

Quando o alevino atinge de 1 a 3g de peso, está com mais de 40dias de vida, iniciando-se então o período de alevino II.

A densidade final para alevino I fica em torno de 90 indivíduos pormetro quadrado. A primeira alevinagem também poderá ser desenvolvidaem tanques menores, podendo ser construídos em alvenaria, amianto oupedra.

Os tanques utilizados na fase de alevino I e alevino II deverão serpreferentemente de terra, já que esta é uma forma de facilitar muito aprodução do fito e zooplâncton.

Os tanques de alevinagem deverão ter forma retangular, facilitandoa passagem de redes na captura dos indivíduos. Estes alevinos são muitoutilizados em sistemas semi-intensivos com mono e policultivo.

7.6 O Alevino II

Para a produção de alevino II, pode-se povoar os tanques com emmédia até 20 alevinos I por metro quadrado. A preparação dos tanquespara receber alevinos II deverá ser a mesma utilizada para o alevino I. Éimportante, quando proceder à adubação deste tanque, não o fazer commuita antecedência (10 dias) em relação ao povoamento, impedindoassim a presença de predadores.

Quando o alevino II alcançar o peso desejado para a fase (em tornoa 10g) ou em torno de 75 dias de vida, deverá ser transferido para tanquesde recria para juvenis. Estes alevinos poderão ser utilizados também parapovoamento de sistemas semi-intensivo e intensivo em mono e policultivo.

7.7 O Juvenil

Neste estágio o peixe deverá ser utilizado para povoamento desistemas de cultivo intensivo ou superintensivo e também para pescadesportiva (pesque-pague), necessitando assim de uma pequena fasede terminação.

Nesta fase, o peixe alimenta-se como adulto, principalmente alimentoartificial (ração). Deve-se continuar a adubação dos tanques, já que oplâncton é importante complemento alimentar.

Nesta fase, o juvenil receberá até 3% de seu peso vivo em raçãoduas vezes ao dia. O nível de proteína bruta no composto da ração deve

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ser em torno de 36% para peixes onívoros e acima deste nível protéicopara peixes de hábitos carnívoros.

Na Tabela 5 está especificado o peso do alevino e dimensão detanques de cultivo em suas diversas fases.

Tabela 5. Peso e dimensão de tanques para alevino I, II e juvenil

Tamanho do alevino Dimensão dos tanques

(g) (m2)

Alevino I: 3 Até 500Alevino II: até 50 Até 500Juvenil: + de 50 Até 2.000

8 O Cultivo de Daphnia magna e Daphnia pulex

A Daphnia é o zooplâncton considerado o melhor alimento vivo paraa maioria das pós-larvas e alevinos de peixes de água doce (Figura 32).Seu cultivo é relativamente fácil, não necessitando de muitos equipamentos.Qualquer tanque de terra servirá para seu cultivo. Este zooplânctondesova várias vezes durante os meses de calor, sendo que o manejo parasua captura deverá obedecer a uma única regra, a de dar tempo para arecomposição do lote de reprodutores

Primeiro dia

NH4NO3: 10g/m3

Farinha de pescado: 150g/m3

Terceiro dia

Inocular com Daphnias: 15g/m3

Duas semanas depois

Farinha de pescado: 100g/m3

A cada 7 dias

Farinha de pescado: 40g/m3

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9 Controle de pragas e predadores de alevinos

Durante o período de alevinagem, deve-se tomar alguns cuidadose conhecer alguns tipos de predadores que muitas vezes comprometemtoda uma produção de alevinos. Os predadores são os inimigos naturaisdas espécies que se cultiva.

9.1 Principais tipos de predadores

• AnfíbiosRaniformes: rã touro gigante Rana catesbiana

Controle: evitar fugas; colocar telas na entrada de água dosviveiros; telar as margens dos viveiros.

• RépteisOfídios: cobra d’água Liophis miliases

• Peixes:

Traíra ou trairão Hoplias malabaricus

Muçum Symbracus marmoratus

Figura 32. Recipiente com exemplares de Daphnia magna

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Jundiá Rhamdia quelem

Acará Geophagus brasiliensisLambari Astyznax sp.Controle: calagem para assepsia; telas e filtros na entrada de água

dos viveiros; fazer cultivos anuais.

• MamíferosLontra Lutra paranaensis e Lutra vulgaris

Ariranha Pteronura brasiliensisRato d’água Desmona sp.HomemControle: cercar as margens dos viveiros.

• AvesBiguá Phalacrocorox brasilians

Martim pescador Ceryle sp.Mergulhão Aechmophorus majorBem-te-vi Pitangus sulphuratus

Anu-preto Crotophaga aniGarça (diversos)Controle: redes na superfície do viveiro; fios de náilon ou corda com

latas e espelho; espantalhos.

• Insetos aquáticosDystiscus

Hidrophilus

NotonectaNepa

Barata d’água (família Belostomatidae)Odonatas

Todos os insetos citados neste trabalho parasitam formas larvais ealevinos de peixes, bem como girinos e crustáceos.

Controle: telas protetoras na entrada de água do viveiro; retirartoda a vegetação aquática e da margem; a cada peixamento fazercalagem preventiva de 100 a 200 g/m2 de cal viva CaO; não deixar luzacesa próxima aos tanques; colocar filtro de pedra brita; abastecer viveirode terminação 10 dias antes do peixamento.

• Crustáceos

Microcrustáceos

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Cladóceros Moina, Daphinia, etc.Copépodos Dioptemus e Cyclops.Controle: combater com inseticidas que sejam permitidos pelos

órgãos ambientais.

Outros prejuízos causados por predadores:Competição (alimentar - oxigênio) entre insetos aquáticos, peixes,

crustáceos e anfíbios.

EnfermidadesAves: transmitem várias enfermidades (ex: Lernea cyprinacea).

10 Agradecimento

Ao professor Dr. Hilton Amaral, meu pai, pelo estímulo e apoio naescrita deste Boletim.

11 Literatura citada

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