Relatório dos alunos e professor

Relatório do Estágio 1079

Produção de biomassa e bioenergia - as plantas como recursos energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no laboratório

Ana Raquel Santos de Matos Fortuna

Christine Luz Antunes

Inês Alves de Melo

Joana Monteiro Clero

Lizandra Deister

Rute da Silva Fernandes

Orientação:

Professora Doutora Ana Luísa Almaça da Cruz Fernando

Unidade de Biotecnologia Ambiental

Relatório do Estágio 1079

Produção de biomassa e bioenergia - as plantas como recursos energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no laboratório

Alunos envolvidos no projecto

Ana Raquel Santos de Matos Fortuna1

Christine Luz Antunes2

Inês Alves de Melo3

Joana Monteiro Clero3*

Lizandra Deister1

Rute da Silva Fernandes4

O estágio decorreu de 21 de Agosto a 8 de Setembro de 2006 na Unidade de Biotecnologia Ambiental da Faculdade de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa, integrado no programa Ocupação Científica de Jovens nas Férias, promovido pela Agência Ciência Viva, sob orientação da Professora Doutora Ana Luísa Almaça da Cruz Fernando

1 Escola Secundária de Palmela 2 Escola Secundária c/ 3º C.E.B. de Henriques Nogueira, Torres Vedras 3 Escola Secundária Anselmo de Andrade, Almada 4 Escola Profissional de Eduacação e Desenvolvimento, Quinta da Torre, Monte de Caparica * Só de 4 a 8 de Setembro de 2006

Relatório do Estágio 1079 Produção de biomassa e bioenergia

As plantas como recursos energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no laboratório

1. Introdução

O estágio realizado na Unidade de Biotecnologia Ambiental da Faculdade de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa inseriu-se no trabalho que estava a ser realizado pelo Grupo no âmbito do projecto europeu Biomass Production Chain and Growth Simulation Model for Kenaf – Biokenaf (QLK5-CT-2002-01729). Este projecto tem como principal objectivo o estudo do comportamento do Kenaf nas condições climatéricas do sul europeu. O Kenaf é uma cultura energética, e durante o projecto pretendeu-se determinar a influência de diversos parâmetros, nomeadamente a fertilização e a irrigação, no crescimento, na produtividade e na qualidade da biomassa de kenaf. Para avaliar a influência destes parâmetros efectuam-se análises às plantas ao longo do ciclo vegetativo.

Figura 1 – As alunas participantes no estágio, Inês, Joana, Rute, Raquel, Lizandra e Christine (da esquerda para a direita), no campo experimental de Kenaf.

Unidade de Biotecnologia Ambiental Faculdade de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa, Monte de Caparica



2. Material e Métodos

Os campos experimentais estão situados na Península de Setúbal, a sul do rio Tejo, perto do estuário e da costa atlântica (latitude 38º40’ N, longitude 9º W, altitude de 50 m), onde o clima é moderadamente temperado. Os estudos piloto foram estabelecidos num solo argiloso e alcalino e cada talhão tinha uma área superficial de 5 x 8 m2. Foi estudada uma variedade: Everglades 41. Os campos foram semeados a 3 de Maio de 2006 usando uma distância entre linhas de 0.50m e uma distância de 0.10m entre sementes, em cada linha (20 sementes/m2). Foram aplicados os seguintes fertilizantes na altura da sementeira: P - 60 kg P2O5.ha-1, K - 120 kg K2O.ha-1 e ½ N. A outra ½ do adubo azotado foi aplicada quando as plantas atingiram cerca de 20 cm de altura (aproximadamente um mês após a sementeira). Foram aplicados três níveis de adubo azotado: 0, 75 and 150 kg N.ha-1. Em fases iniciais do crescimento, todos os campos foram irrigados abundantemente para compensar o défice de água no solo e para prevenir o stress hídrico. 40 dias após a sementeira, a irrigação foi diferenciada e quatro níveis diferentes de irrigação foram aplicados: 0%, 25%, 50% e 100% de evapotranspiração potencial (PET). O delineamento experimental dos campos é apresentado na Figura 2.

N75 N150 N0

N150 N0 N75 N0 N75 N150

Bloco I

N75 N150 N0 8 m 5 m

N0 N150 N75 N150 N0 N75

N75 N150 N0

Bloco II

N150 N75 N0 N150 N0 N75

N75 N0 N150

N75 N0 N150

Bloco III

N0 N150 N75

I0: sem irrigation I25: 25% de PET I50: 50% de PET I100: 100% de PET

Figura 2 – Delineamento experimental dos campos experimentais de Kenaf.




Durante a realização do estágio foram realizadas diversas determinações às plantas colhidas nos campos experimentais sitos no Campus do Monte de Caparica. Realizaram-se nomeadamente as seguintes determinações:

2.1) parâmetros biométricos – altura do caule, diâmetro do caule e medição da área foliar (Li-3100C Area meter da LI-COR Biosciences).

2.2) produtividade – por fracções da planta: caule externo, caule interno e folhas.

2.3) composição química – humidade, azoto, fósforo, cinzas. Os protocolos referentes a estas determinações estão em Anexo.

Figura 3 – As alunas Joana e Inês, o Investigador Nuno Lobato, e as alunas Lizandra, Raquel e Christine (da esquerda para a direita), no laboratório.




3. Resultados e Discussão

3.1 Parâmetros biométricos

A colheita das plantas de kenaf foi realizada pelas alunas no dia 28 de Agosto de 2006.

Figura 4 – As alunas participantes no estágio, Lizandra, Raquel, Christine, Rute, Inês e Joana (da esquerda para a direita), no campo experimental de Kenaf.




Tabela 1 – Parâmetros biométricos do Kenaf a 28.08.2006 Altura (cm) Diâmetro (cm) Índice de Área Foliar (m2/m2 solo) N0I0 104 1,3 1,54 N75I0 75 0,8 1,51 N150I0 96 1,5 1,53 N0I25 122 1,7 2,56 N75I25 133 1,9 2,52 N150I25 126 1,6 2,43 N0I50 111 1,4 2,19 N75I50 125 1,6 2,06 N150I50 138 1,6 2,09 N0I100 115 1,3 1,99 N75I100 123 1,6 2,12 N150I100 134 1,8 2,75

As Figuras 5-7, mostram as diferenças entre diferentes irrigações e diferentes fertilizações, em termos dos parâmetros biométricos em estudo.

a)

020406080

100120140160

1

Altura (cm)

I0I25I50I100

b)

020406080

100120140160

1

Altura (cm)

N0N75N150

Figura 5 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização azotada (b), em termos da altura das plantas de kenaf.




a)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

1

Diâmetro (cm)

I0I25I50I100

b)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

N0Diâmetro (cm) N75

N150

1 Figura 6 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização azotada (b), em termos do diâmetro das plantas de kenaf.

a)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

1

Índice de Área Foliar (m2/m2)

I0I25I50I100

b)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

Índice de Área Foliar (m2/m2)

N0N75N150

Figura 7 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização azotada (b), em termos do índice de área foliar das plantas de kenaf.




Como se pode verificar pela análise das Figuras 5-7, verificaram-se diferenças significativas entre os campos sem irrigação (I0) e os campos com irrigação (I25, I50 e I100), para os parâmetros em estudo. Com efeito, os campos sem irrigação apresentaram plantas com alturas, diâmetros de caule e áreas foliares, significativamente inferiores aos observados nos campos com irrigação. Não se verificaram diferenças significativas entre as plantas recolhidas nos campos com irrigação (I25, I50 e I100). Não se verificaram diferenças significativas entre níveis de fertilização azotada, para os parâmetros em estudo. No entanto, verificou-se que as plantas que receberam mais fertilizante azotado (N150), apresentaram uma maior altura, um maior diâmetro do caule e uma área foliar superior aos outros níveis (N0 e N75), embora essa diferença não tenha sido significativa.

Figura 8 – As alunas Raquel, Lizandra e Inês no laboratório.




3.2 – Produtividade

A Tabela 2 mostra os dados da produtividade dos campos a 28 de Agosto de 2006.

Tabela 2 – Produtividade do kenaf a 28.08.2006 (t/ha de ms) Folhas Caule Interno Caule Externo Total N0I0 1,94 1,14 1,14 4,22 N75I0 1,39 1,80 1,07 4,26 N150I0 2,10 1,04 0,92 4,06 N0I25 2,61 2,41 1,82 6,84 N75I25 2,17 1,91 2,12 6,20 N150I25 3,07 2,68 1,90 7,65 N0I50 2,11 1,46 1,08 4,65 N75I50 2,45 2,05 1,55 6,05 N150I50 2,42 3,57 1,80 7,79 N0I100 2,08 1,76 1,33 5,18 N75I100 2,30 1,94 1,14 5,39 N150I100 2,67 2,63 2,21 7,51

Figura 9 – As alunas Christine e Joana no laboratório.




A Figura 10 mostra as diferenças entre diferentes níveis de irrigação e diferentes níveis de fertilização azotada, em termos da produtividade das plantas.

a)

0,001,002,003,004,005,006,007,008,009,00

1

Prod

utiv

idad

e (t/

ha)

I0I25I50I100

b)

0,001,002,003,004,005,006,007,008,009,00

1

Pro

dutiv

idad

e (t/

ha)

N0N75N150

Figura 10 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização azotada (b), em termos da produtividade das plantas de kenaf a 28 de Agosto de 2006.

A par dos resultados obtidos nos parâmetros biométricos, verificaram-se diferenças significativas entre os campos sem irrigação (I0) e os campos com irrigação (I25, I50 e I100). Com efeito, os campos sem irrigação apresentaram uma produtividade significativamente inferior à observada nos campos com irrigação. Não se verificaram diferenças significativas entre as produtividades dos campos com irrigação (I25, I50 e I100). Não se verificaram diferenças significativas nas produtividades entre níveis de fertilização azotada. No entanto, verificou-se que os campos que receberam mais fertilizante azotado (N150), foram mais produtivos do que os campos N0 e N75, embora essa diferença não tenha sido significativa.




3.3 – Composição química

Na Tabela 3 apresentam-se os resultados referentes à composição em cinzas, azoto e fósforo das folhas colhidas nos campos a 18 de Julho de 2006. Apresentam-se também as humidades das folhas da colheita efectuada a 28 de Agosto de 2006.

Tabela 3 – Composição química das folhas de kenaf a 18.07.2006 Humidade (%)* Azoto (% ms) Fósforo (% ms) Cinzas (% ms) N0I0 74 2,38 0,45 9,9 N75I0 79 2,39 0,34 10,6 N150I0 70 2,93 0,32 13,2 N0I25 78 3,25 0,42 11,8 N75I25 78 2,62 0,38 13,2 N150I25 79 2,79 0,38 12,7 N0I50 76 2,59 0,52 10,0 N75I50 76 2,80 0,34 10,8 N150I50 81 2,55 0,38 15,8 N0I100 80 2,71 0,55 10,0 N75I100 77 2,51 0,39 8,6 N150I100 80 2,67 0,41 10,7 Média 77 2,68 0,41 11,4 * colheita de 28 de Agosto de 2006

Em relação à composição química, não se verificaram diferenças significativas entre plantas provenientes de campos com diferentes irrigações e entre campos com diferentes fertilizações azotadas.

Figura 11 – As alunas Inês e Lizandra, a investigadora Ana Catroga e as alunas Christine, Joana, Raquel e Rute (da esquerda para a direita), no laboratório.




4. Conclusões

Verificou-se que a irrigação dos campos influencia significativamente a altura das plantas, o diâmetro do caule e a área foliar, assim como a produtividade, do kenaf. Com efeito, nos campos sem irrigação (I0), as plantas apresentaram valores de parâmetros biométricos e produtividades, significativamente inferiores aos dos campos com irrigação (I25, I50 e I100). Não se verificaram diferenças significativas, nestes parâmetros, entre plantas dos campos I25, I50 e I100.

Por outro lado, verificou-se que o nível de adubação azotada não influencia os parãmetros biométricos e as produtividades. Com efeito, não se verificaram diferenças significativas entre alturas das plantas, diâmetros do caule, áreas foliares e produtividades das plantas colhidas nos campos com os diferentes níveis de fertilização azotada, N0, N75 e N150. Os campos com mais adubação apresentaram, no entanto, sempre valores superiores aos das plantas dos outros campos.

A composição química do kenaf, em termos dos teores de humidade, cinzas, azoto e fósforo, não foi influenciada pelos diferentes níveis de irrigação e pelos diferentes níveis de fertilização.

Figura 12 – A investigadora Ana Catroga e as alunas Rute, Christine, Raquel, Lizandra, Joana e Inês (da esquerda para a direita), no laboratório.




Anexo

1. Determinação de humidade das amostras(1)

a) Numa balança analítica (Mettler Toledo AB204), pesou-se num pesa filtro, previamente seco em estufa (WTB binder E28) a 103±2ºC e tarado, cerca de 1g de amostra. Secou-se em estufa a 103±2ºC durante duas horas;

b) Seguidamente retirou-se o pesa filtros da estufa e deixou-se arrefecer num exsicador durante uma hora e pesou-se novamente o pesa filtro;

c) Repetiu-se o procedimento b) até peso constante.

Expressão dos resultados:

O teor em humidade será dado por:

% Humidade (%H) = 100*31

21

PPPP

−−

em que

P1 é o peso da amostra juntamente com o pesa-filtro (g)

P2 é o peso da amostra seca juntamente com o pesa-filtro (g)

P3 é a tara do pesa-filtro (g)

1 AOAC (1990) Official Methods of Analysis. Agricultural Chemicals; Contaminants; Drugs. Volume I, 15th Ed. Association of Official Analytical Chemists, Arlington, EUA.




2. Determinação do azoto(2)

a) Pesou-se rigorosamente, numa balança analítica (Mettler Toledo AB204), cerca de 0.2g de amostra, num tubo de digestão;

b) Adicionou-se 10mL de Ácido Sulfúrico (95-97%) e uma porção de mistura catalisadora, composta por Selénio e Sulfato de Potássio, assim como reguladores de ebulição;

c) Levou-se a aquecer numa placa de aquecimento a 360ºC até a amostra ficar transparente;

d) Transferiu-se a amostra digerida para um balão volumétrico de 100ml e aferiu-se com a água destilada. Filtrou-se para um frasco e reservou-se.

e) Colocou-se 50mL de amostra digerida e 50mL de Água destilada num tubo de reacção e foram adicionadas 3 gotas de Fenolftaleína;

f) Seguidamente procedeu-se à alcalinização do meio, adicionando uma solução de Hidróxido de Sódio (6M), até a solução adquirir uma coloração rosa;

g) Colocou-se, num erlenmeyer de 250ml, 50mL de Ácido Bórico (20g/L) e 0.5mL de solução indicadora de Ácido Bórico ( 0,2g de vermelho de metilo em 100ml de solução alcoólica 95% + 0,1g de azul de metileno em 50ml de solução alcoólica 95%);

h) Em seguida, efectuou-se uma destilação por arrastamento de vapor da solução em análise numa unidade destiladora (Kjeltec System 1002 Distilling Unit Tecator), sendo recolhido o destilado na solução de ácido bórico;

i) Após a destilação, efectuou-se uma titulação da solução com Ácido Sulfúrico (0.02N ou 0.1N).


% Azoto = 4,1.

..12

11 xmV

bNV

V1 - volume de H2SO4 gasto na titulação(ml) V2 - volume de amostra digerida utilizado na destilação (ml) b1 - volume do balão volumétrico onde ficou reservado o digerido (ml) N - normalidade do titulante m1 - massa de amostra seca utilizada na digestão (g) 2 Watts, S. e Halliwell, L. (1996) Appendix 3 – Detailed field and chemical methods for soil. In: Watts, S. and Halliwell, L. (eds), Essential Environmental Science, Methods & Techniques, Routledge, Londres, Reino Unido,pp.475-505.




3. Determinação do fósforo total

Digestão a quente com H2SO4(2). Determinação dos fosfatos no digerido, por

espectrofotometria de absorção molecular(3).

a) Pesou-se rigorosamente, numa balança analítica (Mettler Toledo AB204), cerca de 0.2g de amostra, num tubo de digestão;

b) Adicionou-se 10mL de Ácido Sulfúrico (95-97%) e uma porção de mistura catalisadora, composta por Selénio e Sulfato de Potássio, assim como reguladores de ebulição;

c) Levou-se a aquecer numa placa de aquecimento a 360ºC até a amostra ficar transparente;

d) Transferiu-se a amostra digerida para um balão volumétrico de 100ml e aferiu-se com a água destilada. Filtrou-se para um frasco e reservou-se.

f) Em balões volumétricos de 100ml, colocou-se um determinado volume de amostra, adicionando-se seguidamente uma gota de fenolftaleína e NaOH 6N, até a solução ficar rosa.

g) Adicionou-se 8ml de agente redutor ( 250ml H2SO4 5N + 75ml molibdato de amónio 40g/L + 2,6g ácido ascórbico + 25ml tartarato de potássio e antimónio 2,8 g/L, em 500ml) e aferiu-se com água destilada.

h) Esperou-se cerca de 20 minutos antes de se proceder à medição da absorvância no espectrofotómetro ( Cecil 9000 Series) a 880nm.

i) A partir de uma solução padrão de fósforo (1mg(P)/L) prepararam-se diversas soluções de diferentes concentrações de P (0; 0,025; 0,05; 0,10; 0,15; 0,20; 0,25 mg/L P), às quais se adicionou também 8 ml de agente redutor. A medição da absorvância destas soluções, após 20 minutos, e a 880nm, permitiu a construção de uma curva de calibração abs(880nm) vs mg/L (P).

Expressão dos resultados: % Fósforo = ⎟⎟⎠

⎞⎜⎜⎝

⎛12

111

...pvbvx : 104

v1 = volume do balão volumétrico utilizado na medição da absorvância (ml) v2 = volume da amostra digerida e reservada (ml), utilizada na reacção com o agente redutor x1 = valor em mg/L (P) retirado da curva de calibração, utilizando o valor da absorvância (880nm) medido b1 = volume do balão volumétrico onde ficou reservado o digerido (ml) p1 = massa de amostra seca utilizada na digestão (g)

3 Watanabe, F.S. e Olsen, S.R. (1965) Test of an ascorbic acid method for determining phosphorus in water and NaHCO3 extracts from the soil. Soil Sci. Soc. Amer. Proc. 29, 677-78.




4. Determinação de cinzas(1)

a) Colocou-se numa Mufla (Heraeus Electronic) uma cápsula de porcelana a 550±50ºC durante uma hora e arrefeceu-se a mesma num exsicador.

b) Seguidamente pesou-se a cápsula numa balança analítica (Mettler Toledo AB204) e colocou-se cerca de 1g da amostra a analisar. Procedeu-se à sua pesagem na mesma balança analítica.

c) Posteriormente colocou-se a cápsula contendo a amostra a analisar, na mufla a 550±50ºC, durante duas horas.

d) Após este período, arrefeceu-se a amostra num exsicador e pesou-se a cápsula contendo as cinzas obtidas na balança analítica.


A quantidade de cinzas presentes na amostra é determinada do seguinte modo:

% cinzas = 100*3

21

PPP −

Em que

P1 é o peso da cápsula com cinza (g)

P2 é a tara da cápsula (g)

P3 é o peso da amostra (g)


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Relatório dos alunos e professor