UNIVERSIDADE FEDERAL DE SERGIPE PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOTECNOLOGIA

AVALIAÇÃO MUTAGÊNICA E ANTIMUTAGÊNICA DO

EXTRATO AQUOSO DE MIMOSA HOSTILIS BENTH PELO TESTE DE MUTAÇÃO E RECOMBINAÇÃO SOMÁTICA EM

ASAS DE DROSOPHILA MELANOGASTER (SMART)

ADILES PAULO DE LIMA

SÃO CRISTÓVÃO 2010

ADILES PAULO DE LIMA

AVALIAÇÃO MUTAGÊNICA E ANTIMUTAGÊNICA DO EXTRATO AQUOSO DE MIMOSA HOSTILIS BENTH PELO DO TESTE DE

MUTAÇÃO E RECOMBINAÇÃO SOMÁTICA EM ASAS DE DROSOPHILA MELANOGASTER (SMART)

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biotecnologia da Universidade Federal de Sergipe como requisito parcial na obtenção do título de Mestre em Biotecnologia, área de concentração Biotecnologia em Recursos Naturais.

Orientadora

Profª Drª Silmara de Moraes Pantaleão

SÃO CRISTÓVÃO SERGIPE – BRASIL

2010

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SERGIPE PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOTECNOLOGIA

AVALIAÇÃO MUTAGÊNICA E ANTIMUTAGÊNICA DO EXTRATO AQUOSO DE MIMOSA HOSTILIS BENTH PELO DO TESTE DE

MUTAÇÃO E RECOMBINAÇÃO SOMÁTICA EM ASAS DE DROSOPHILA MELANOGASTER (SMART)

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biotecnologia da Universidade Federal de Sergipe como requisito parcial na obtenção do título de Mestre em Biotecnologia, área de concentração Biotecnologia em Recursos Naturais.

APROVADA em 15 de março de 2010

________________________________________________________ Profa. Dra. Silmara de Moraes Pantaleão

DBI - UFS

________________________________________________________________ Prof. Dr. Mário Antônio Spanó

INGEB - UFU

_________________________________________________________________ Profa. Dra. Roberta Pereira Miranda Fernandes

DFS - UFS

iii

AGRADECIMENTOS

Ao Grande Espírito e todos os Espíritos condutores da minha trajetória, refrigeram a

minha alma, iluminam os passos, hálitos para a vida e inspirações todas as horas para a

evolução, incessantes agradecimentos.

Toda a minha família, constante companhia, conforto e alegria, nas pessoas da mãe

Valdira, padrasto Antonio e irmãos Hilbert e Ellano, que o Grande Espírito me deu.

Minha orientadora querida, Silmara de Moraes Pantaleão, pela amizade construída, apoio

e incentivo durante todo o percurso.

Ao adorável professor Bruno Lassmar Bueno Valadares, que também foi outras mãos

incansáveis trabalhando em prol das nossas atividades, Deus o abençoe sempre.

Amigos do laboratório de Genética da UFS, todos esses companheiros, de uma forma ou

de outra constituíram minha família sergipana do laboratório, no período que a

companhia se fazia de mais relevância. Agradeço a todos indistintamente, em nome da

amiga Aline e amigo Márcio deixo meu abraço entusiasmado.

Queridos amigos, sei que crescem e mudam, estamos juntos ou estaremos ainda mais

unidos, com a graça de Jesus – agradeço a todos na figura de Denisson e da minha

namorada Verônica.

Aos companheiros do mestrado em Biotecnologia, Gustavo, Aline, Nadjma, Flávio, Vitor,

Micaele.

Ao professor Chales Estevam do laboratório de Bioquímica de Produtos Naturais,

aprendemos muitas coisas juntos na oportunidade de convívio, e meus outros amigos

Ximene e Vitor que me deram grande ajuda com a produção dos extratos, além do

carinho e amizade.

A UFS e funcionários, agradeço através de Eládio, Evani, Viviane, João, Deus os ilumine

cada vez mais.

A CAPES pelo apoio financeiro.

Obrigado aos membros da banca examinadora Profª Drª Roberta Fernandes e Prof. Dr.

Mário Spanó que se dispuseram de seus importantes tempos para contribuir com este

trabalho.

De todos os citados e os muitos outros espero retribuir suas amizades e apoio

conquistados multiplicando as luzes que em mim foram empregadas.

Muito obrigado.

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APOIO FINANCEIRO

Este trabalho foi realizado no Laboratório de Genética e Conservação da Universidade

Federal de Sergipe (UFS – SE) e contou com o apoio financeiro e colaboração dos

seguintes órgãos e instituição:

Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal do Ensino Superior (CAPES);

Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq);

Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Sergipe (FAPITEC);

Universidade Federal de Sergipe (UFS).

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MISSÃO DO HOMEM INTELIGENTE NA TERRA

Não vos orgulheis do que sabeis, porque esse saber tem limites bem estreitos no mundo

em que habitais. Mas suponho que sejais uma desses sumidades inteligentes desse

globo e não tendes nenhum direito para disso vos envaidecerdes. Se Deus, em seus

desígnios, vos fez nascer num meio onde pudestes desenvolver vossa inteligência, é

uma missão que vos dá, colocando em vossas mãos o instrumento com a ajuda do qual

podeis desenvolver, a vosso turno, as inteligências retardatárias e as conduzir a Deus. A

natureza do instrumento não indica o uso que dele se deve fazer? A enxada que o

jardineiro coloca entre as mãos de seu operário não lhe mostra que ele deve cavar? E

que diríeis se esse operário, ao invés de trabalhar, levantasse a enxada para com ela

atingir seu patrão? Diríeis que é horrível e que ele merece ser expulso. Pois bem, não

ocorre o mesmo com aquele que se serve de sua inteligência para destruir a idéia de

Deus e da providência entre seus irmão? Não ergue contra seu senhor a enxada que lhe

foi dada para roçar o terreno? Tem ele o direito ao salário prometido e não merece, ao

contrário, ser expulso do jardim? E o será, não duvideis disso, e arrastará existências

miseráveis e cheias de humilhações até que se curve diante d’Aquele a quem tudo deve.

A inteligência é rica de méritos para o futuro, mas com a condição de ser bem

empregada; se todos os homens dotados, se servissem dela segundo os desígnios de

Deus, a tarefa dos Espíritos seria fácil para fazer a Humanidade avançar; infelizmente,

muitos fazem dela um instrumento de orgulho e de perdição para si mesmos. O homem

abusa da inteligência como de todas as outras faculdades e, entretanto, não lhe faltam

lições para adverti-lo de que uma poderosa mão pode lhe retirar aquilo que ela mesma

lhe deu.

Ferdinando, Espírito Protetor – EVANGELHO SEGUNDO O ESPIRITISMO, ALLAN

KARDEC.

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SUMÁRIO

LISTA DE ABREVIATURAS vii LISTA DE FIGURAS viii LISTA DE TABELAS ix RESUMO x ABSTRACT xi 1 INTRODUÇÃO 01 2 REVISÃO DE LITERATURA 03 2.1 PLANTAS E PROPRIEDADES TERAPÊUTICAS 03 2.2 MECANISMOS GERADORES DE MUTAÇÕES 06 2.3 O TESTE SMART EM DROSOPHILA MELANOGASTER 07 3 OBJETIVOS 10 3.1 OBJETIVO GERAL 10 3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 10 4 MATERIAL E MÉTODOS 11 4.1 COLETA E PREPARAÇÃO DOS EXTRATOS DE M. HOSTILIS 11 4.2 TRATAMENTO DAS LARVAS DE D. MELANOGASTER 11 4.3 CONFECÇÃO DE LÂMINAS E ANÁLISE DO MATERIAL 12 4.4 ANÁLISE ESTATÍSTICA DOS DADOS 12 5 RESULTADOS E DISCUSSÕES 13 6 CONCLUSÃO 26 7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 27

vii

LISTA DE ABREVIATURAS ANVISA - Agência Nacional de Vigilância Sanitária

BH - Heterozigoto balanceado

DDT - diclorodifeniltricloroetano

DNA - Ácido desoxirribonucléico

EAJ - Extrato aquoso de jurema

flr3 - flare3

HB - Cruzamento de alta bioativação

ICH - International Conference in Harmonisation Of Technical Requirements For

Registration Of Pharmaceuticals For Human Use

MH - Heterozigoto marcado

mwh - multiple wing hairs

mwh/flr3 - Indivíduo heterozigoto marcado

mwh/TM3 - Indivíduo heterozigoto balanceado

ORR;flr3 - Oregon R, flare3

PNPMF - Política Nacional de Plantas Medicinais e Fitoterápicos

SMART - Teste de Mutação e Recombinação Somática

ST - Cruzamento padrão

URE - Uretano (etilcarbamato)

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LISTA DE FIGURAS

1 Mimosa hostilis. Detalhes: folhas, flores e sementes. 5

2 Localização da M. hostilis nas regiões precisas do globo terrestre.

5

3 Esquema simplificado do método SMART. 9

4 Mapa da localização do Lago de Xingó, Piranhas – AL, Brasil 11

5 Reação de ativação ou inativação mediadas por enzimas citocromo P450 14

6 Esquema do metabolismo do Uretano 14

7 Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos MH (heterozigotos marcados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) e os controles positivo (uretano 0,891mg/mL) e negativo (água ultra pura).

20

8 Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos MH (heterozigotos marcados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) associadas a uretano 0,891mg/mL e o controle positivo (uretano 0,891mg/mL).

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9 Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos BH (heterozigotos balanceados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) e o controle positivo (uretano 0,891mg/mL) positivos para recombinação somática.

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10 Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos BH (heterozigotos balanceados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) associadas a uretano 0,891mg/mL e o controle positivo (uretano 0,891mg/mL) de resultados positivos para recombinação.

23

ix

LISTA DE TABELAS

1 Resultado da análise fitoquímica de extrato aquoso, etanólico e partições (hexânica, clorofórmica, acetato de etila e hidrometanólica) da entrecasca de Mimosa hostilis Benth.

16

2 Fequencia de manchas mutantes obtidas com o Teste de Mancha de asas em Drosophila (SMART) na progênie do Cruzamento Padrão (ST) subdivididos em Heterozigotos Marcados (MH - mwh/flr3) e Heterozigotos Balanceados (BH - mwh/TM3). O tratamento crônico das larvas foi feito com extrato aquoso de Jurema-preta (EAJ concentrações 62,5, 15,625 e 3,91 mg/mL) e Uretano (URE 0,891mg/mL).

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3 Resultados obtidos com o Teste de Mancha de asas em Drosophila (SMART) na progênie do Cruzamento de Alta Bioativação (HB) subdivididos em Heterozigotos Marcados (MH - mwh/flr3) e Heterozigotos Balanceados (BH - mwh/TM3). O tratamento crônico das larvas foi feito com extrato aquoso de Jurema-preta (EAJ concentrações 62,5, 15,625 e 3,91 mg/mL) e Uretano (URE 0,891mg/mL).

18

x

RESUMO LIMA, Adiles Paulo. Avaliação Mutagênica e Antimutagênica do extrato aquoso de Mimosa hostilis Benth pelo Teste de Mutação e recombinação somática em asas de Drosophila melanogaster (SMART). Sergipe: UFS, 2009 p. 45 (Dissertação – Mestrado em Biotecnologia) A planta Jurema preta (Mimosa hostilis) é tradicionalmente utilizada em regiões semi-áridas do Brasil, com fins analgésicos e antiinflamatórios, na forma de chá das cascas. Apesar do uso popular de plantas com fins medicinais, estudos detalhados sobre a ação dos constituintes nos organismos necessitam de maiores investigações, pois se conhece que a diferença de dosagens pode causar efeitos danosos à saúde. Estudos fitoquímicos de compostos de algumas espécies do gênero Mimosa (Mimosa pudica e Mimosa rubicaulis) revelaram ação antioxidante, bactericida e toxicológica, a depender da dosagem aplicada; entretanto, pouco se conhece sobre os prováveis efeitos mutagênicos e/ou antimutagênico de Mimosa hostilis. Na tentativa de preencher esta lacuna, este trabalho objetivou investigar os possíveis efeitos mutagênico e protetor de três concentrações de extrato aquoso de Mimosa hostilis (3,91, 15,625 e 62,5 mg/mL) por meio do SMART (Somatic Mutation and Recombination Test) de asa, utilizando 2 cruzamentos: padrão (ST) e de alta bioativação (HB) em 3 linhagens de Drosophila melanogaster (multiple wing hairs (mwh), flare 3 (flr3) e Oregon R/ flr3 (ORR/flr3)). Os resultados mostraram efeito mutagênico e antimutagênico nas concentrações testadas. Os efeitos antagônicos (mutagênicos e antimutagênicos) observados são um reflexo de constituição fitoquímica complexa do extrato aquoso de M. hostilis, onde efeitos isolados e sinérgicos de seus componentes possam estar relacionados diretamente ou indiretamente com os potenciais mutagênico e antimutagênico encontrados. No entanto, torna-se importante identificar quais destes constituintes, isolados ou combinados, são responsáveis pelos dados aqui apresentados, para o melhor emprego da planta como produto fitoterápico. Palavras Chaves: Jurema preta, mutagênese, recombinogênese, fitoquímica, fitoterápico.

xi

ABSTRACT LIMA, Adiles Paulo. Mutagenic and antimutagenic evaluation of Mimosa hostilis Benth aqueous extract by the Wing Spot Test in Drosophila melanogaster (SMART). Sergipe: UFS, 2009 p. 45 (Dissertation - Master in Biotechnology) The plant Jurema preta (Mimosa hostilis) is traditionally used in semi-arid regions of Brazil, for painkillers and anti-inflammatory, in the form of tea from bark. Despite the use of plants with medicinal purposes is part of the knowledge already popularized long, detailed studies about the action of the constituents in the organisms need further investigation, because know that difference of doses lead to damage to health. Phytochemical studies of compounds of some species of the genus Mimosa (Mimosa pudica and Mimosa rubicaulis) showed antioxidant activity, toxicological and bactericidal, depending on the dose applied, but very little is known about the likely effects mutagenic and/or antimutagenic of Mimosa hostilis. In attempt to occupy this gap, this study aims to investigate the mutagenic and protective effect of tree concentrations of aqueous extracts of Mimosa hostilis (3,91, 15,625 e 62,5 mg/mL) through the SMART technique (Somatic Mutation and Recombination Test) of wing through 2 crosses standard (ST) and high bioactivation (HB) in 3 strains of Drosophila melanogaster: multiple wing hairs (mwh), flare 3 (flr3) and Oregon R / flr3 (ORR/flr3). The results showed mutagenic and antimutagenic in concentrations tested. The antagonistic effects (mutagenic and antimutagenic) observed is a reflection of the constitution phytochemical complex of M. hostilis aqueous extract, where individual and synergistic effects of its components can be related directly or indirectly with the potential mutagenic and antimutagenic matches. However, it is important to identify which of these components, alone or combined, are responsible for the data presented here, to the best use of the plant as herbal medicine. Keywords: Jurema preta, mutagenesis, recombinogenesis, photochemical, phitotherapeutic.

1

1. INTRODUÇÃO Em partes do território brasileiro, como as regiões Norte e Nordeste, o uso de plantas com fins medicinais constitui um dos poucos recursos disponíveis para a maioria da população, pela sua fácil aceitabilidade, disponibilidade e baixo custo. No entanto, o uso indiscriminado pode trazer vários riscos à saúde, uma vez que algumas substâncias podem desencadear reações adversas, causadas por seus próprios componentes, ou pela presença de contaminantes e adulterantes inclusos nas preparações fitoterápicas; além disso, a depender da concentração, muitas plantas podem ser extremamente tóxicas. No Brasil, a Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA) vem elaborando normas para a regulamentação de alguns fitoterápicos, pois apesar do uso tradicional de plantas medicinais com base nos conhecimentos populares, deve-se ter comprovação de eficácia e segurança. Seja pelo crescente uso das plantas medicinais, seja pelo interesse científico em descobrir novas substâncias terapêuticas, as plantas atualmente estão sendo mais investigadas que em épocas precedentes. Constitui um ramo muito promissor para a indústria farmacêutica, uma vez que podem fornecer fármacos extremamente importantes, como os que dificilmente seriam obtidos a partir da síntese química (é o caso dos alcalóides extraídos da Papaver somniferum e os glicosídeos cardiotônicos da Digitalis spp). A ciência atualmente tem dado maior importância a investigação de recentemente terapias paliativas e preventivas de doenças como cânceres que incluem o uso de preparações de ervas. Embora o uso de infusões seja rotineiro na população, não há muita referência na literatura sobre os seus efeitos, mas se sabe que algumas substâncias constituintes de chás comuns podem apresentar propriedades genotóxica ou anti-genotóxicas, a depender do tipo de planta e da dose administrada. Por isso, há necessidade de se conhecer mais sobre a natureza desses compostos e suas relações de proteção ou dano no DNA.

Algumas plantas do gênero Mimosa são usadas comumente pela população no tratamento de vários tipos de enfermidades, de queimaduras a parasitas internos; entre seus constituintes pode-se encontrar diversos tipos de substâncias como os alcalóides, mimosina, flavonóides, esteróis, terpenóides, taninos, dentre outros. A espécie Mimosa hostilis, popularmente conhecida como jurema-preta, já foi descrita como sedativa, administrada no tratamento de úlceras, bronquite, erisipelas, além de seu uso na alimentação animal. Apesar dos efeitos já descritos, há que se investigar a relação dose-dependente ou evitar possíveis efeitos tóxicos ou citotóxicos.

A relação toxicidade de constituintes de plantas versus DNA ainda não está bem estabelecida. No entanto, sabe-se que diferentes tipos de compostos podem produzir lesões no DNA e são, por isso, denominados genotóxicos. Essas substâncias estão presentes em diferentes ambientes, inclusive na dieta humana, e podem, potencialmente, ser neutralizadas por uma classe diferente de compostos, os chamados agentes antigenotóxicos ou antimutagênicos, que por outro lado podem ser encontrados também nos mais variados ambientes. As substâncias antimutagênicas podem estabelecer relações direta ou indireta com o DNA, evitando ou revertendo os danos que promovem o aparecimento de doenças, como cânceres.

Testes para investigação de toxicidade têm sido utilizados para avaliar o efeito de seus constituintes sobre os organismos. Um dos testes que tem assumido maior relevância nos últimos anos é o Teste para detecção de Mutação e Recombinação Somáticas (SMART). Ele apresenta eficiência grande como método de detecção de perda da heterozigose, associada em humanos a diversos distúrbios genéticos como os mecanismos de Carcinogênese, induzida através de diferentes compostos mutagênicos. Além disso, pelo SMART se investiga também a atividade do sistema enzimático P450, que metaboliza agentes estranhos ao organismo (xenobióticos).

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Na ―medicina‖ popular o uso de plantas medicinais se dá por diferentes tipos de preparações e dentre elas estão o chá, como também misturas de fragmentos de plantas e ervas diferentes. Este fato motivou a presente pesquisa a utilizar o extrato aquoso de M. hostilis, que podem se aproximar muito da forma usual da população, devido à presença de constituintes que são solúveis em água. Entretanto, poucas informações referentes à planta se encontram na literatura, principalmente sobre sua utilidade efetiva no combate a doenças como tumores e cânceres, bem como efeitos adversos de genotoxicidade. Por meio do SMART de asas é possível obter informações com alta confiabilidade, rapidez e praticidade sobre efeito mutagênico, antimutagênico e recombinogênico da Mimosa hostilis, além de ser possível avaliar o metabolismo dos compostos da planta pelo sistema P450. Desta forma, o presente trabalho fornece informações que servem de base para futuras pesquisas no melhor emprego fitoterapêutico da planta.

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2. REVISÃO DE LITERATURA 2.1 Plantas e Propriedades Terapêuticas

O conhecimento popular sobre as propriedades medicinais das plantas surge juntamente com o estabelecimento das primeiras sociedades no mundo antigo. Assim, os povos primitivos tomaram conhecimento das propriedades terapêuticas de determinadas plantas para aplicar na cura de enfermidades. Há relatos de algumas obras chinesas, que datam de 3000 a.C, sobre o cultivo e uso de plantas medicinais (BIN et al., 2007). Em 78 d.C, o tratado De Materia Medica faz descrição de cerca de 600 plantas. Foi por meio da observação e da experimentação de povos antigos que as propriedades terapêuticas de alguns tipos de plantas foram incorporadas e propagadas através das gerações sucessivas, constituindo parte da cultura popular (AGRA et al. 2007; TUROLLA & NASCIMENTO, 2006).

O Brasil possui a maior biodiversidade do mundo, mas também uma enorme diversidade cultural e um repertório ainda não bem compreendido de plantas com potencial valor econômico. Contudo, poucas famílias de plantas foram avaliadas quanto ás suas propriedades terapêuticas. Essa lacuna é preenchida pelo conhecimento que as populações tradicionais portam (ALBUQUERQUE et al, 2007; VARANDA, 2006). Por exemplo, a região Nordeste do Brasil abriga diferentes comunidades étnicas, incluindo aquelas compostas de Ameríndios nativos e ―Quilombolas‖ (descendentes de escravos africanos vivendo em comunidades chamadas quilombos). Estas comunidades praticam agricultura de subsistência, criação de gado e explora produtos florestais, algumas vezes associados com sistemas agroflorestais e têm contribuído com o conhecimento de plantas medicinais desta região (ALBUQUERQUE et al., 2005; FLORENTINO et al., 2007).

Atualmente, observa-se que a população adquiriu um vasto conhecimento das espécies nativas e recorre freqüentemente às propriedades terapêuticas de um grande número de espécies vegetais, como também aos seus extratos ou preparados de drogas. Grande parte da população mundial utiliza esse recurso no combate a diversos tipos de enfermidades, de doenças da circulação sanguínea à doenças parasitárias (BIN et al.; 2007; DEMMA et al., 2009).

A maioria dos preparados de plantas são administrados internamente formados em forma de decocção, infusão, maceração e suco. Na chamada ―garrafada‖ há mistura de diferentes plantas, raízes e cascas de árvores (AGRA et al., 2007). Pode ser usado também o extrato hidroalcóolico ou etanólico – onde plantas são adicionadas à bebida conhecida como ―pinga‖ ou ―cachaça‖ (KONAN et al., 2007). Há relevância também do uso tópico, difundido posteriormente através das medicinas herbais russa, chinesa, indiana, uraniana e africana (DWECK, 2009). As plantas medicinais são um dos poucos meios acessíveis, disponíveis e de baixo custo a disponibilidade da população, na ausência de alguma forma da medicina comercial. O retrato de países em desenvolvimento mostra que as populações dependem de plantas medicinais para os cuidados primários com a saúde. Essa fácil disponibilidade é também o que tem tornado a prática comum e largamente difundida (AKINBORO & BAKARE, 2007; AGRA et al. 2007; BIN et al., 2007; VARANDA, 2006).

Avanços já são observados no que se refere à pesquisa e a utilização da fitoterapia no Brasil, principalmente pela nova possibilidade de sua implementação no Sistema Único de Saúde (BIN et al., 2007), mas ainda há muito o que se investigar em relação à eficácia e segurança do uso destes medicamentos, a sua ação farmacológica, bem como ao potencial tóxico e/ou genotóxico de variadas espécies vegetais conhecidas (FONSECA & PEREIRA, 2004). Dessa forma, o uso convencional das plantas tem gerado preocupação nos meios científicos, pois o uso indiscriminado pela população tem propagado que as plantas medicinais são inofensivas porque são naturais; mas como visto, algumas plantas podem causar reações adversas por alguns componentes

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próprios. Adicionado a isso pode se encontrar contaminantes e adulterantes nos materiais das preparações fitoterápicas, além de não se conhecer bem em que concentração a planta pode apresentar efeito tóxico (TUROLLA & NASCIMENTO, 2006). A relação terapêutica ou ofensiva de alguns poucos produtos naturais só agora começa a ser melhor compreendida.

Nesse sentido, o Brasil tem apresentado alguns avanços, como a Portaria n. 6 de 1995 da ANVISA – Agência Nacional de Vigilância Sanitária, que estabeleceu prazos às indústrias farmacêuticas para que apresentem dados de eficácia e segurança dos medicamentos fitoterápicos (TUROLLA & NASCIMENTO, 2006), como: contra-indicações, restrições de uso, efeitos colaterais e reações adversas, para cada forma farmacêutica (CARLINI, 1995). Outro avanço é o Decreto n. 5.813 da ANVISA, que aprovou a Política Nacional de Plantas Medicinais e Fitoterápicos (PNPMF), que tem por objetivo garantir à população acesso mais seguro e o uso racional de plantas medicinais e de fitoterápicos (BIN et al., 2007).

O que se procura ao utilizar as propriedades terapêuticas de um vegetal são os seus princípios ativos. Uma hipótese de trabalho recentemente lançada por Monteiro e colaboradores (2006), a complementaridade fitoterapêutica, diz que se pode encontrar maior concentração de substâncias ativas em algumas partes específicas de plantas, que foram selecionadas em determinados estações do ano, em oposição a outras partes da planta em outras estações (MONTEIRO et al., 2006). As plantas apresentam geralmente compostos secundários, com diversas funções: ecológicas, alelopáticas, ação atrativa ou repelente sobre outros organismos (HEPP et al., 2009); são conhecidas, por exemplo, as ações de terpenos, esteróis, alcalóides, fenóis e quinonas na defesa contra herbívoros (Idaomar et al., 2002). No entanto, alguns destes constituintes podem apresentar toxicidade para certos tecidos animais, como fígado (alcalóides pirrolizidina, apiole, safrole, ligninas), rim (terpenos, saponinas), pele (lactonas sesquiterpenos, furanocumarinas). Outros, ainda, podem produzir certos tipos de substâncias tóxicas como viscotoxinas, lectinas e glicosídeos cianogenéticos (CAPASSO et al., 2000). Muitas outras substâncias podem ser obtidos de plantas, dentre elas: a muscarina, fisostigmina, canabinóides, forscolina, colchicina, os quais podem servir como importantes ferramentas para o estudo farmacológico, fisiológico e bioquímico. Em sua maioria, no entanto, os constituintes de plantas sequer foram estudados e, para atender a diversas finalidades farmacológicas, é importante aliar conhecimento tradicional da população a investigação científica das plantas medicinais. Informações sobre o modo de utilização de uma planta por certo grupo étnico podem dar indicações extremamente importantes (RATES, 2001). Estudos de prospecção fitoquímica revelam o comportamento químico de extratos de plantas e ajudam na escolha do material a ser usado na pesquisa. O pesquisador pode fracionar os extratos, isolar e caracterizar substâncias puras (MATOS, 1997).

Muitos compostos vegetais exercer ação protetora contra xenobióticos, seja por induzir enzimas de detoxificação ou por inibir enzimas oxidativas. Muitos carcinógenos potenciais estão presentes na dieta humana e devido ao grande número e variedade, podem em teoria ser evitados. Contudo, o conhecimento dos mecanismos específicos de ação de muitos anti-carcinógenos, i.e, fitoquímicos, é ainda muito escasso (ROMERO-JIMÉNEZ et al, 2005).

Mimosa é um dos maiores gêneros de leguminosas mimosáceas, com aproximadamente 500 espécies (HEARD & PETTIT, 2005), distribuídas em diferentes continentes (GENEST et al., 2008). Muitas plantas desse gênero são apresentadas costumeiramente pela população como vegetais com propriedades medicinais. As espécies Mimosa pudica e Mimosa rubicaulis, dentre outros usos etnobotânicos, são administradas em caso de bronquite, cólera, tosse, dispepsia, febre, icterícia, sífilis e tuberculose (GENEST et al., 2008).

A espécie Mimosa hostilis = Mimosa tenuiflora (Figura 1), conhecida popularmente como Jurema preta, é uma planta comum na região semi-árida do globo e também facilmente encontrada no semi-árido do Nordeste, como na caatinga, principalmente nos

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estados do Piauí, Ceará, Rio Grande do Norte, Paraíba, Pernambuco, Alagoas, Sergipe e Bahia (Figura 2). Ela pertence à família Leguminosae, subfamília Mimosoideae e apresenta uma altura de 4-6 metros, pêlos pegajosos nos jovens ramos, com hastes ligeiramente inclinadas, com um diâmetro de 20-30 cm e de casca grossa (OLIVEIRA et al., 1999; PIMENTEL et al., 2007).

Figura 1. Mimosa hostilis. Detalhes: folhas, flores e sementes (DANTAS et al.,

2009).

Figura 2. Distribuição global de M. hostilis. Fonte: www.discovery.life.com 2010. Segundo OLIVEIRA et al (2006), Jurema-preta também pode ser classificada

como Mimosa tenuiflora (Willd) Poiret, onde alguns constituintes são descritos: alcalóides (5-hidroxi-triptamina e N,N-dimetiltriptamina), que estão ligados a sua utilização como alucinógeno; calconas (cuculcana A e cuculcana B); esteróides, terpenóides e saponinas triterpênicas, considerados como responsáveis pela ruptura da membrana de eritrócitos, além de fenoxicromonas (flavonóides incomuns). É utilizada na medicina popular contra queimaduras, lesões, eczemas, perda de cabelo, dores de cabeça, dor de dente, dores internas, hemorróidas, herpes, acne, doenças parasito-relacionadas, úlcera, bronquite, erisipelas, carminativo e no Nordeste brasileiro, diz-se que sua casca pode curar o

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cansaço, ou reforçar o útero, bem como outras atividades (OHSAKI et al, 2006; SOUZA et al., 2008). Em contrapartida, estudos experimentais em ratas Wistar grávidas, demonstraram o surgimento de malformações induzidas por ingestão de sementes de Mimosa tenuiflora (MEDEIROS et al., 2008).

Além do uso medicinal descrito acima, a planta apresenta propriedades sedativas e narcóticas, incluída na dieta de bovinos; seu caule é utilizado na confecção de estacas, como também é empregada na curtição de couros (OLIVEIRA et al., 1999). Outros empregos da planta é a incorporação na produção de carvão e construção de cercas de demarcação e os taninos extraídos são usados também em tintas e curtumes. Em épocas de escassez é comum incluir a planta na alimentação de ruminantes (SOUZA et al, 2008; CAMARGO -RICALDE, 2000; PIMENTEL et al., 2007). Sobre os efeitos psicoativos produzidos, há muitos relatos de alguns tipos de constituintes presentes nas cascas. No Nordeste do Brasil, algumas tribos indígenas fazem uso da ―jurema preta‖, conhecida como ―bebida milagrosa‖. Um dos ingredientes ativos é N,N-dimetiltriptamina (N,N-DMT) assim como uma pequena quantidade de betacarbolinas (MARTINEZ et al l., 2009; RAETSCH, 2005; SOUZA et al., 2008).

Estudos científicos sobre o efeito terapêutico de Mimosa e testes de atividade biológica dos extratos in vitro mostraram propriedades antimicrobianas, contra um largo grupo de microorganismos, levedo e dermatócitos e indução do crescimento de fibroblastos e outras células humanas. Em extratos de saponinas foram identificados triterpenóides designados como mimonósides a, b, e c, que, de acordo com as observações in vitro, induzem proliferação de células de cultura humanas, processa capacidade imunomoduladora, em parte atribuído às propriedades cicatrizadoras dos extratos. Esses estudos revelaram a presença de taninos, saponinas e fenóis nos extratos da planta (RIVERA-ARCE et al., 2007). No entanto, a escassez de informações sobre suas propriedades terapêuticas na literatura científica especializada não permite invalidar ou comprovar o uso tradicional pela população.

Muitos componentes vegetais podem proteger organismos contra xenobióticos; seja por induzir enzimas detoxificantes, seja por inibir enzimas oxidativas, que podem agir sobre o DNA. No entanto, algumas plantas apresentam também importantes efeitos tóxicos, bem como podem também podem conter constituintes mutagênicos e, para esses, também há pouco conhecimento na literatura sobre esses efeitos (KRISTEN, 1997; FONSECA & PEREIRA, 2004, ROMERO-JIMÉNEZ et al., 2005).

Recentemente se busca entender alguns mecanismos de ação dos produtos fitoterápicos. Mesmo assim, há fortes indicações de que o consumo de substâncias antimutagênicas ou anticarcinogênicas possa prevenir ou reverter alguns dos efeitos produzidos por carcinógenos. Para que a população e a ciência possa se servir desses recursos de forma mais segura e eficaz há necessidade cada vez maior de preencher a lacuna da falta de conhecimento através de diversos estudos como de mutagênicidade e antimutagenicidade de produtos herbais. 2.2 Mecanismos Geradores de Mutações

Os organismos vivos estão freqüentemente expostos a agentes ambientais que podem induzir modificações químicas no DNA. As lesões nesta molécula podem ser induzidas por agentes químicos, provenientes do meio ambiente ou resultantes de reações químicas que ocorrem nas próprias células; ou ainda por radiações, tais como a luz ultravioleta (UV) e raios-X. Estas modificações na estrutura do DNA são prejudiciais às células, uma vez que podem prejudicar processos vitais, tais como a duplicação do DNA e a transcrição gênica. Elas também são geradoras de mutações e aberrações cromossômicas, fenômenos estes que levariam ao desenvolvimento de processos cancerosos e morte celular. A detecção destes produtos e seus prováveis efeitos nos organismos são importantes no estudo do impacto que eles podem trazer às populações

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animal, vegetal e, principalmente, humana (COSTA & MENK, 2000; RABELLO-GAY et al., 1991; WEISBURGER, 1999). Sob determinadas concentrações, algumas substâncias induzem mutações genéticas e aberrações cromossômicas de grande importância no conjunto de doenças herdáveis, influi também no surgimento de cânceres. Na mitose, as células-filhas se proliferam normalmente; entretanto pode ocorrer a conversão e recombinação genética, que são importantes causadores da perda de heterozigose. Essa perda acarretaria sérias doenças como Retinoblastoma, Tumor de Wilms e processos carcinogênicos. E os testes que os detectem in vivo são de grande importância (GRAF et al., 1996).

Existem alguns tipos de substâncias naturais que apresentam relevância no processo de reversão de mutações, assim como podem ser importantes na descoberta de terapias preventivas ou alternativas no combate a doenças como o câncer. Esses compostos podem ser chamados antimutagênicos, e estão classificados dentro de dois grandes grupos, conforme os mecanismos de ação: desmutagênicos, inativam agentes mutagênicos diretamente ou nos seus precursores inativando-os e bioantimutagênicos, que inibe o processo mutagênico ou realizam o reparo na seqüência de DNA (IDAOMAR et al., 2002; GRÜTER et al., 1990; WATERS et al., 1990). Agências reguladoras em todo o mundo exigem testes de genotoxicidade de produtos farmacêuticos antes da comercialização. Para a maior parte dos casos, uma, três ou quatro baterias de teste, incluindo mutagênese bacteriana, mutagênese de mamíferos in vitro, análise de aberrações cromossômicas in vitro e um ensaio de estabilidade cromossômica in vivo são necessários. Estes ensaios não foram modificados substancialmente desde o início de sua utilização e mantêm a melhor abordagem para identificação de perigo de genotoxicidade (SNYDER & GREEN, 2001). Dentre os diversos testes que são usados para a avaliação da atividade mutagênica de certas substâncias estão: os ensaios com Salmonella typhimurium (Salmonella/microsome assay), o Teste da mancha da Asa (SMART) e o Teste de análise de micronúcleo, entre outros (VARANDA, 2006; DIXON et al., 2002; GRAF et al., 1998).

Segundo a ICH (1997), testes de genotoxicidade podem ser realizados tanto in vitro como in vivo, para detectar compostos que induzem dano genético direta ou indiretamente por vários mecanismos. Estes testes devem ser apropriados a identificar riscos relativos ao DNA e sua fixação. A fixação do dano no DNA na forma de mutações gênicas, alterações cromossômicas, recombinação e alterações cromossômicas numéricas, é geralmente considerado essencial para efeitos herdados e em processo múltiplos de malignidade. Compostos que são positivos em testes que detectam tais tipos de dano têm o potencial de serem carcinógenos e/ou mutágenos humanos, i.e., podem induzir câncer e/ou defeitos herdáveis.

Atualmente se conhece muito sobre a relação entre exposição a um químico em particular e carcinogênese. Entretanto, em doenças herdáveis, uma relação similar tem sido difícil de provar, e os testes de genotoxicidade têm sido usados, principalmente, para predizer a carcinogenicidade. No entanto, considerando-se que as mutações em linhagens germinativas são claramente associadas com doenças humanas, a suspeita de que um composto possa induzir efeitos herdáveis é considerada tão seria quanto a suspeita de que um composto possa induzir câncer. Em adição, o resultado de tais testes pode ser valioso para a interpretação de estudos de carcinogenicidade (ICH, 1997). 2.3 O Teste SMART em Drosophila melanogaster Drosophila melanogaster, popularmente conhecidas como a ―moscas das frutas‖, são organismos eucarióticos usados em experimentos de genética há mais de meio século, principalmente no estudo de atividades genotóxicas e antigenotóxicas de vários tipos de substâncias, de forma rápida, prática e confiável (IDAOMAR et al., 2002; GRAF et al., 1996). Essas moscas apresentam outras vantagens como: curto período de geração; pequeno número de cromossomos; linhagens bem caracterizadas

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geneticamente e sistema enzimático semelhante ao dos mamíferos (referente ao metabolismo de agentes xenobióticos) (GRAF et al., 1984).

O SMART (Somatic Mutation and Recombination Test) – Teste para detecção de Mutação e Recombinação Somática – é uma técnica que utiliza linhagens mutantes de Drosophila melanogaster, como monitor de expressão de mutação e recombinação em células somáticas. A partir deste teste diferentes substâncias podem ser adicionadas em meio de cultura das larvas de moscas, onde poderão causar danos genéticos que se expressarão nas asas ou nos olhos. Basicamente, o SMART de asa é realizado na primeira geração, de acordo com o princípio da perda de heterozigose de marcadores recessivos (mwh e flr) adequados. Devido à ação de diferentes compostos químicos genotóxicos pode haver mecanismos de quebra de cromossomos (como recombinação mitótica, mutação e aberrações cromossômicas), levando à formação de clones de células mutantes que se multiplicam nos discos imaginais das larvas, expressos então como manchas nas asas das moscas adultas (GRAF et al., 1998).

Através da técnica SMART um grande número de substâncias têm sido testadas. Dentre alguns compostos experimentados, estão aqueles provindos de indústrias, farmácias e comércio, comuns no cotidiano, como no caso de diferentes tipos de hidrocarbonetos, derivados inorgânicos e substâncias e compostos secundários extraídos de plantas, Através do SMART é possível detectar um vasto espectro de endpoints genéticos como: mutações de ponto, deleções e certos tipos de aberrações cromossômicas, bem como recombinação mitótica e conversão gênica (GUZMÁN-RINCÓN & GRAF, 1995). Além disso, o SMART detecta, a atividade de promutágenos, usando linhagens com alta capacidade de transformar alguns carcinógenos em metabólitos ativos (IDAOMAR et al., 2002). O teste constitui uma ferramenta muito importante e promissora, acrescentando informações que podem auxiliar o conhecimento da correta administração de substâncias à saúde humana, como também descobrindo novos recursos no combate às doenças.

Em D. melanogaster, dois tipos de marcadores genéticos são utilizados, localizados no braço do cromossomo 3: pêlos múltiplos de asa (multiple wing hair – mwh), homozigoticamente viável numa mutação recessiva que produz tricomas múltiplos por célula em vez de um tricoma; flare3 (pêlo ―fleur‖ - flr3), uma mutação recessiva que produz pêlos de asas malformados, com os pêlos em forma de "chama" ou ―fogo‖; e a linhagem ORR; flare3, que carrega cromossomos 1 e 2 a partir de uma linhagem DDT resistente Oregon R (R), linhagem caracterizada por um aumento do nível de citocromos P-450, conferindo alta sensibilidade para promutágenos e procarcinógenos (GRAF et al., 1998).

Três linhagens de D. melanogaster são utilizadas: mwh, flare3 (flr3) e ORR (ORR; flr3). Dois cruzamentos são realizados: cruzamento padrão (Standard - ST) e cruzamento de alta bioativação (HB). Para o cruzamento ST, fêmeas virgens flr3 são acasaladas com machos mwh (GRAF et al. 1989). No cruzamento HB, fêmeas virgem ORR são acasaladas machos mwh (GRAF & VAN SCHAIK, 1992). Em ambos os cruzamentos, os seguintes descendentes são produzidos: a) marcadores-heterozigotos (MH) (mwh + / + flr3) com asas fenotipicamente selvagem (wild type wing); b) heterozigotos balanceados (BH) (mwh + / + TM3, BdS) com asas fenotipicamente serrilhadas. A Figura 3 mostra esquematicamente um tratamento usando a técnica SMART.

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Cruzamentos

Larvas -

tratamentos

Tratamentos

Pupas

Adultos

Montagem de

lâminas

Coleção

Figura 3. Esquema simplificado do método SMART (fotos Adiles modificado de. Biopix.com)

O sistema enzimático citocromos P-450 é responsável pela biotransformação de compostos xenobióticos (OSHIMA-FRANCO & FRANCO, 2003). Organismos eucarióticos como insetos, para se protegerem da ação de diversas substâncias do meio ambiente desenvolveram seus sistemas enzimáticos P450, envolvidos na oxidação, peroxidação e redução do metabolismo de numerosos pesticidas, herbicidas, poluentes ambientais e toxinas de plantas. Linhagens resistentes de D. melanogaster têm alta atividade do P-450 e maior conteúdo de genes P-450 que em cepas sensíveis (IDAOMAR et al. 2002), como a linhagem ORR, que apresenta essa característica (GRAF et al., 1996). Nessa linhagem é observado que um número de promutágenos mostram aumento de mutagenicidade quando o cruzamento de alta bioativação é empregado (GRAF et al., 1996).

A técnica SMART tem demonstrado muita eficiência na detecção de mutagênese e antimutagênese de muitos tipos de substâncias, desde dejetos ambientais de origem antropogênica até produtos farmacêuticos. O teste é empregado também para plantas medicinais e alguns tipos de extratos, como no caso do Ipê Roxo (Tabebuia impetiginosa), que apresenta diversas propriedades biológicas. No SMART foi possível verificar que, na preparação comercial da planta, não foi observado efeito mutagênico; entretanto, as maiores concentrações da planta associada com a droga doxorrubicina (agente quimioterapêutico) aumentaram esse potencial (SOUSA et al., 2009). Algo semelhante a esse experimento foi observado com extrato de tomate orgânico, demonstrado que não é mutagênico, mas aumenta o número de mutações induzida por doxorrubicina (DUTRA et al., 2009). Já o extrato aquoso da polpa da fruta pequi foi demonstrado efeito mutagênico nas asas de Drosophila (CASTRO et al., 2008).

Pesquisas como essa constituem de grande relevância, uma vez que poucos estudos etnobotânicos e farmacológicos têm sido realizados em plantas da Caatinga, a despeito de sua grande diversidade biológica e cultural (ALBUQUERQUE et al, 2007). O estudo de extratos de M. hostilis através da técnica SMART implementa informações importantes sobre os efeitos mutagênicos e protetores da planta.

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3. OBJETIVOS: 3.1 Objetivo Geral:

Investigar os efeitos mutagênico, recombinogênico e protetor de diferentes concentrações do extrato aquoso de M. hostilis (Jurema preta), por meio do Teste SMART de asa em Drosophila melanogaster.

3.2 Objetivos Específicos: 1) Avaliar os efeitos mutagênicos de diferentes concentrações do extrato aquoso de M. hostilis, em células de asas de D. melanogaster. 2) Avaliar os efeitos anti-mutagênicos de diferentes concentrações do extrato aquoso de M. hostilis contra o agente mutagênico uretano. 3) Avaliar os efeitos recombinogênicos das diferentes concentrações do extrato aquoso de M. hostilis, em células de asas de D. melanogaster. 4) Investigar se os compostos contidos no extrato sofrem alteração metabólica pelo sistema citocromo P450.

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4. MATERIAL E MÉTODOS 4.1 Coleta e preparação dos extratos de M. hostilis

A entrecasca da planta Mimosa hostilis foi coletada em 23 de abril de 2008, no Município de Piranhas, Estado de Alagoas, Lago de Xingó (09º37’25’’S, 37º45’24’’O), Brasil (Figura 4). Um espécime foi registrado no herbário da Universidade Federal de Sergipe, com o número ASE 13166, e a identificação botânica realizada pela Dra. Ana Paula do Nascimento Prata, do Departamento de Biologia da Universidade Federal de Sergipe. As amostras foram submetidas à secagem em estufa a 37°C, com renovação e circulação de ar até completa desidratação.

Figura 4. Mapa da localização do Lago de Xingó, Piranhas – AL, Brasil (GOOGLE MAPS, 2010).

A preparação do extrato aquoso da entrecasca de M. hostilis (EAJ - Extrato

Aquoso de Jurema) foi realizada no Laboratório de Bioquímica e Produtos Naturais, sob a supervisão do Professor Dr. Charles dos Santos Estevam, do Departamento de Fisiologia da Universidade Federal de Sergipe e gentilmente cedido para a realização do atual experimento. A análise fitoquímica, fenóis totais e atividade antioxidante apresentadas na presente pesquisa também foram feitas no mesmo laboratório.

Entrecasca seca (4,828 Kg) foi reduzida a pó utilizando-se um moinho de facas. o extrato aquoso foi obtido a partir de 70g do pó, submetido a extração por decocção. Para cada 10 g do material vegetal foi utilizado 20 mL de água destilada. Após filtração a vácuo o material foi evaporado em chapa quente concentrado e liofilizado obtendo-se o extrato aquoso (18,75 g).

4.2 Tratamento das larvas de D. melanogaster Todas as 3 linhagens de D. melanogaster: 1) multiple wing hairs (mwh): mwh/mwh; 2) flare-3 (flr3/In (3LR)TM3, ripp sep l(3)89Aabx34e e BdS; e 3) ORR; flare-3 (ORR/ORR; flr3/In (3LR)TM3, ripp sep l(3)89Aabx34e e BdS) (LINDSLEY & ZIMM, 1992) foram condicionadas

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em recipientes de vidro de 500 mL com meio de cultura para Drosophila (820mL de água; 25g de fermento biológico; 11g de ágar; 150g de banana e 1g de antifúngico etilparabeno) e mantidas em estoque. Para os experimentos, foram realizados os cruzamentos: padrão (ST) (as fêmeas virgens flare3 são cruzadas com machos mwh) e alta bioativação (HB) (as fêmeas virgens ORR; flr-3 são cruzadas com machos mwh) (GRAF et al., 1996). Os ovos das moscas dos dois cruzamentos foram coletados durante um período de 8 horas nos frascos contendo uma base sólida de ágar (3% de ágar em água) e uma camada de fermento suplementado com sacarose. Após 72 ± 4 h, as larvas de 3º estágio foram lavadas com água corrente e água destilada com auxílio de uma peneira de malha fina e transportadas para recipientes menores contendo 1,5 g de meio de cultura alternativo (purê de batata instantâneo, Yoki®) e 5 mL das diferentes concentrações de extrato aquoso de M. hostilis, (3,91, 15,625 e 62,5 mg/mL). A concentração 62,5 mg/mL foi idealizada em parâmetros próximos aos encontrados na literatura em experimentos com extratos no teste SMART; a partir desta as 2 outras concentrações foram produzidas, cada uma constituindo ¼ da concentração anterior. O controle positivo do experimento foi feito com URE (Uretano 0,891 mg/mL), o controle

negativo foi realizado com água ultrapura (Ultrapure Water Systems – Sartorius, arium® 611). Foi realizado o tratamento crônico, período de aproximadamente 48 horas. 4.3 Confecção de lâminas e análise do material

Os adultos resultantes dos dois cruzamentos (ST e HB), de genótipos trans-heterozigotos marcados - MH (mwh + / + flr3) e heterozigotos balanceados - BH (mwh + / + TM3, BdS) foram coletados e conservados em etanol 70%. As asas das moscas foram MH foram extraídas cuidadosamente, sob lupa binocular, Olimpus®, com auxílio de pinças de entomológicas e fixadas pareadas em lâminas: cinco casais por lâmina e seis lâminas para cada tratamento, com a solução de Faure (30g de goma arábica, 20ml de glicerol, 50g de hidrato cloral e 50ml de água). As lâminas BH foram montadas nos resultados positivos de mutagênese e antimutagênese, usadas na identificação de recombinação; foram produzidas as mesmas quantidades de lâminas que os indivíduos MH. Em microscópio óptico de luz, Olimpus®, com aumento de 400 X as asas das moscas foram analisadas e quantificado os diferentes padrões de manchas mutantes (tipo de célula e o tamanho das manchas mutantes – quantidade de células mutantes em cada mancha). Há necessidade de diferenciação dos adultos pelos fenótipos, onde o marcador BdS (em descendentes BH) apresenta as asas dos adultos ―recortadas‖ nas extremidades, enquanto nos adultos MH há presença de asas com bordas lisas (GRAF et al., 1984). 4.4 Análise estatística dos dados

Foi feita a análise segundo o teste do X2 para proporções, bicaudal, de nível de significância: a = b = 0,05 conforme Frei & Würgler (1988), comparando as freqüências dos tratamentos com os respectivos grupos controles. De acordo com a freqüência de indução de clones por 105 células foi feita a atividade recombinogênica, calculada da forma: freqüência de mutações (FM) = freqüências de clones de moscas BH/freqüências de clones de moscas MH; freqüências de recombinação (FR) = 1 - FM. Freqüências de manchas totais (FT) = total de manchas nas moscas MH (considerando manchas mwh e flr3)/Nº de moscas; mutação = FT x FM; recombinação = FT x FR (SANTOS et al., 1999; SINIGAGLIA et al., 2006 apud VALADARES, 2008).

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5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

As Tabelas 1 e 2 sumarizam, respectivamente, os resultados dos Cruzamentos Padrão (ST) e Cruzamento de Alta Bioativação (HB) após tratamento crônico das larvas com diferentes concentrações do extrato aquoso de Jurema-preta (EAJ 3,91, 15,625 e 62,5 mg/mL) com Uretano (URE 0,891 mg/mL), isolado e/ou associado. Os controles positivo (URE) e negativo (água ultrapura) foram realizados simultaneamente em cada experimento. As freqüências de manchas mutantes (pequenas simples, grandes simples e manchas gêmeas) e manchas totais são apresentadas para ambas as progênies: MH (trans-heterozigostos marcados – com asas lisas) e BH (heterozigotos balanceados – com asas serrilhadas). Os resultados obtidos nos tratamentos isolados foram comparados ao controle negativo. Os resultados observados nos tratamentos com as diferentes concentrações de EAJ associadas à URE foram comparados ao controle positivo para verificar a possível redução nas freqüências de manchas mutantes.

A Tabela 1 apresenta as freqüências de manchas mutantes obtidas na análise das progênies MH e BH do cruzamento Padrão (ST), isolados e associados à URE. Nos MH observou-se um aumento estatisticamente significativo na freqüência de manchas pequenas simples e total de manchas nas concentrações 15,625 e 62,5 mg/mL quando comparadas ao controle negativo. Na Tabela 2, para os descendentes do cruzamento de alta ativação metabólica (HB) tratados com EAJ, o aumento na freqüência de manchas pode ser observado também em manchas pequenas simples e total de manchas para as concentrações de 3,91 e 15,625 mg/mL. Os resultados observados indicam que o EAJ possui efeito mutagênico, independente de ativação metabólica.

GRAF et al. (1984, 1996 e 1998), SPANÓ et al. (2001) e VALADARES (2007) apontam a existência da relação entre o tempo de indução de uma alteração genética em células somáticas e o tamanho resultante da mancha. Na fase tardia do desenvolvimento das larvas de D. melanogaster, as células dos discos imaginais das asas podem sofrer mutações favorecendo a prevalência de manchas pequenas, como mostrado nos indivíduos MH do presente experimento.

Foi verificado um aumento estatisticamente significativo (α<0,05) nas freqüências de manchas mutantes simples pequenas, e no total de manchas, nos descendentes MH do cruzamento ST tratados com URE, e para todos os tipos de manchas (pequenas simples, grandes simples e gêmeas) e total de manchas nos descendentes do cruzamento HB, tratados com URE, comparado com as freqüências de manchas mutantes observadas no controle negativo (água ultra pura). Nos tratamentos com URE realizados com os descendentes do cruzamento HB é observado uma freqüência de manchas mutantes mais expressivas. Este resultado é devido à ativação metabólica do URE pelo sistema enzimático P450 (Figuras 5 e 6) (FRÖLICH & WÜRGLER, 1990; GRAF & VAN SCHAIK, 1992; ABRAHAM & GRAF, 1996; DOGAN et al., 2005).

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Figura 5. Reação de ativação ou inativação mediadas por enzimas citocromo P450 (ORELLANA & GUAJARDO, 2004).

Figura 6. Esquema do metabolismo do Uretano (HOFFLER et al., 2003).

Isoenzimas citocromo P450

Excreção Carcinogênese Mutagênese dano celular

Metabólitos inativos

XENOBIÓTICOS

Inativação Ativação Metabólitos

ativos

União a moléculas

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É bem documentado que mutações gênicas atuam em etapas do processo de carcinogênese e que ensaios que detectam componentes mutagênicos permitem identificar substâncias com risco potencial aos seres humanos. Substâncias mutagênicas têm em comum propriedades químicas e físicas que permitem suas interações com os ácidos nucléicos. Devido à sua alta reatividade, podem levar a defeitos hereditários através de mutações em células germinativas e, quando a mutação ocorre em células somáticas, a conseqüência mais comum é a formação de tumores benignos ou malignos (VARANDA, 2006).

Na avaliação de atividade antimutagênica, é possível observar um resultado positivo quando comparadas, ao tratamento com URE (controle positivo), as freqüências de manchas dos tratados com as diferentes concentrações de EAJ associadas à URE. Esta redução pode ser verificada nos descendente do cruzamento ST para manchas pequenas simples, grandes simples e para o total de manchas. Nos descendentes HB, a redução é observada para todos os tipos de manchas mutantes (pequenas simples, grandes simples e gêmeas) como para o total de manchas. Estes resultados indicam um efeito antimutagênico do EAJ contra URE nas concentrações testadas.

O resultado antagônico observado nos experimentos com EAJ, apresentando efeitos mutagênico e antimutagênico, pode ser relacionado ao fato do EAJ ser uma mistura complexa de diferentes componentes, como pode ser visualizado na coluna ll da Tabela 3, descrita por FERNANDES & ESTEVAM (2009). Possivelmente algum de seus compostos apresenta atividade mutagênica nas condições experimentais utilizadas, produzindo o efeito mutagênico observado nos resultados tanto em ST quanto HB. Paralelamente, pode-se considerar que outros compostos presentes na mistura tenham efeitos antimutagênicos específicos contra o Uretano e não contra outros componentes presentes com potencial mutagênico na mesma planta, mascarando assim os efeitos genotóxicos da planta nos experimentos de antimutagenicidade.

Comparando os resultados obtidos entre os descendentes MH e BH é possível observar uma diferença na freqüência de manchas mutantes nos tratamentos com URE nos cruzamentos ST e HB. Esta diferença equivale à taxa de recombinação somática, pois, os descendentes BH, devido à presença do cromossomo balanceador TM3BdS, portador de múltiplas inversões, impede o desenvolvimento de células que tenham sofrido recombinação. As Tabelas 1 e 2 apresentam também as taxas de recombinação para os totais de manchas dos tratamentos

A análise de recombinação constitui de grande importância, principalmente porque é documentada a estreita correlação entre mutação gênica e recombinação homóloga com a carcinogênese. Dessas alterações genéticas algumas podem representar um papel iniciador na carcinogênese, mas eles estão mais provavelmente envolvidos nas etapas secundárias do processo, onde mutações oncogênicas recessivas são reveladas (BISHOP & SCHIESTL, 2002).

A observação dos tratamentos associados de EAJ com URE expressa diferenças entre os descendentes MH e BH em ambos os cruzamentos. Provavelmente, estes índices de recombinação observados nos tratamentos associados são devidos, em sua maior parte, à ação recombinogênica do URE, demonstrada no controle positivo.

Entre os descendentes MH e BH não foram observadas reduções na freqüência de manchas mutantes, correspondente ao índice de recombinação, dos cruzamentos ST tratados com EAJ isoladamente, que apresentaram resultado positivo. Nos descendentes BH tratados com EAJ: concentração 3,91 mg/mL do cruzamento ST, e da concentração 62,5 mg/mL do cruzamento HB não houve necessidade da análise, pois os mesmos não apresentaram resultado positivo.

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Tabela 1. Freqüência de manchas mutantes obtidas na progênie do Cruzamento Padrão (ST) subdivididos em Heterozigotos Marcados (MH - mwh/flr3) e Heterozigotos Balanceados (BH - mwh/TM3).

a Diagnóstico estatístico de acordo com Frei & Würgler (1988): +, positivo; -, negativo; i, inconclusivo. m, fator de multiplicação para a avaliação de resultados significativamente negativos. Níveis de significância a b manchas simples flr3 raras.cConsiderando os clones mwh para as manchas simples mwh e para as manchas gêmeas.

Genótipos e Conc.

N. de Manchas por indivíduo ( no. de manchas ) diag. estatísticoa Total

Recombinação

Indiv. MSP MSG MG TM manchas EAJ

(mg/mL) URE (mg/mL) ( N ) (1-2 céls)

b (>2 céls)

b mwh

c

m = 2 m = 5 m = 5 m = 2 ( n )

mwh/flr3

0 0 60 0,27 (16) 0,00 (00) 0,00 (00) 0,27 (16) 14

0 0,891 60 1,78 (107) + 0,10 (06) + 0,00 (00) i 1,88 (113) + 102

3,91 0 60 0,37 (22) i 0,03 (02) i 0,02 (01) i 0,42 (25) i 18

15,625 0 60 0,50 (30) + 0,03 (02) i 0,00 (00) i 0,53 (32) + 30

62,5 0 60 0,50 (30) + 0,02 (01) i 0,00 (00) i 0,52 (31) + 26

3,91 0,891 60 0,72 (43) + 0,08 (05) i 0,03 (02) i 0,83 (50) + 37

15,625 0,891 60 1,13 (68) + 0,03 (02) i 0,00 (00) i 1,17 (70) + 47

62,5 0,891 60 0,92 (55) + 0,08 (05) i 0,02 (01) i 1,02 (61) + 36

mwh/TM3

0 0 60 0,28 (17) 0,00 (00) 0,28 (17) 17 -

0 0,891 60 1,52 (91) + 0,10 (06) + d 1,62 (97) + 97 13,83%

15,625 0 60 0,52 (31) + 0,03 (02) i 0,55 (33) + 33 -

62,5 0 60 0,58 (35) + 0,03 (02) i 0,62 (37) + 37 -

3,91 0,891 60 0,70 (42) + 0,00 (00) + 0,70 (42) + 42 15,66%

15,625 0,891 60 0,78 (47) + 0,00 (00) + 0,78 (47) + 47 3,33%

62,5 0,891 60 0,58 (35) + 0,02 (01) i 0,60 (36) + 36 41,18%

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Tabela 2. Freqüência de manchas mutantes obtidas na progênie do Cruzamento de Alta Bioativação (HB) subdivididos em Heterozigotos Marcados (MH - mwh/flr3) e Heterozigotos Balanceados (BH - mwh/TM3).

aDiagnóstico estatístico de acordo com Frei e Würgler (1988): +, positivo; -, negativo; i, inconclusivo. m, fator de multiplicação para a avaliação de resultados significativamente negativos. Níveis de significância a = b = 0,05. bIncluindo manchas simples flr3 raras. cConsiderando os clones mwh para as manchas simples mwh e para as manchas gêmeas. dApenas manchas simples mwh podem ser observadas nos indivíduos heterozigotos mwh/TM3, já que o cromossomo balanceador TM3 não contém o gene mutante flr3.

Genótipos e Conc.

N. de Manchas por indivíduo ( no. de manchas ) diag. estatísticoa Total

Recombinação Indiv. MSP MSG MG TM manchas

EAJ (mg/mL)

URE (mg/mL)

( N ) (1-2 céls)b (>2 céls)

b mwh

c

m = 2 m = 5 m = 5 m = 2 ( n )

mwh/flr3

0 0 60 0,58 (35) 0,05 (03) 0,00 (00) 0,63 (28) 26 0 0,891 60 4,50 (270) + 0,42 (25) + 0,08 (05) + 4,98 (299) + 232 3,91 0 60 1,28 (77) + 0,07 (04) i 0,02 (01) i 1,37 (82) + 77 15,625 0 60 1,22 (73) + 0,10 (06) i 0,00 (00) i 1,32 (79) + 64 62,5 0 60 0,42 (25) - 0,07 (04) i 0,03 (02) i 0,52 (31) - 27 3,91 0,891 60 2,82 (169) f+ 0,17 (10) + 0,05 (03) i 3,03 (182) f+ 141 15,625 0,891 60 2,55 (153) + 0,20 (12) + 0,03 (02) i 2,78 (167) + 103 62,5 0,891 60 1,37 (82) + 0,08 (05) + 0,02 (01) i 1,47 (88) + 64

mwh/TM3

0 0 60 0,55 (33) 0,05 (03) 0,60 (36) 36 - 0 0,891 60 2,13 (128) + 0,03 (02) i

d 2,17 (130) + 130 43,57%

3,91 0 60 1,30 (78) + 0,03 (02) i 1,33 (80) + 80 29,19% 15,625 0 60 0,82 (49) + 0,00 (00) - 0,82 (49) i 49 37,87% 3,91 0,891 60 1,72 (103) - 0,07 (04) i 1,78 (107) - 107 41,25% 15,625 0,891 60 2,25 (135) - 0,02 (01) i 2,27 (136) - 136 18,35% 62,5 0,891 60 1,05 (63) + 0,02 (01) i 1,07 (64) + 64 27,2%

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Tabela 3. Resultado da análise fitoquímica dos extrato aquoso, etanólico e partições (hexânica, clorofórmica, acetato de etila e hidrometanólica) da entrecasca de Mimosa hostilis Benth (Fernandes & Estevam, 2009).

COMPOSTO TESTE/ REAGENTE EXTRATOS E FRAÇÕES*

l ll lll lV V Vl

Fenóis Cloreto Férrico + + + + + + Fenóis Reativo de Follin-ciocalteu + + + + + + Taninos Cloreto Férrico + + + + + + Antocianinas Mudança de pH - - - - - - Antocianidinas Mudança de pH - - - - - - Chalconas Mudança de pH + - - - - - Auronas Mudança de pH + - - - - - Flavonas Mudança de pH - - - + - - Flavonóis Mudança de pH - - - + - - Xantonas Mudança de pH - - - + - - Flavanonóis Mudança de pH - + + - + + Leucoantocianidinas Mudança de pH e

aquecimento - - - - - -

Catequinas Mudança de pH e aquecimento

- - - - - -

Flavanovas Mudança de pH e aquecimento

+ + + - + +

Flavonóis Solução ácida + + + - + + Flavononas Solução ácida + Mg(s) + + + - + + Flavononas Solução ácida + Mg(s) + + + - + + Flavononóis Solução ácida + Mg(s) + + + - + + Xantonas Solução ácida + Mg(s) + + + - + + Catequinas (conf.) Palito, HCl e aquecimento - - - - - - Esteroídes livres Solução

clorofórmica,Na2SO4 e H2SO4

+ - + - - -

Xantonas Solução ácida + Mg(s) + + + - - - Triterpenóides Solução clorofórmica,

Na2SO4 e H2SO4 + + + + + +

Pentacíclicos livres Solução clorofórmica, Na2SO4 e H2SO4

+ + + + + +

Saponinas Resíduo insolúvel em clorofórmio e H2O

+ + - - + +

Alcalóides Clorofórmio, NH4OH, Na2SO4, HCl e reagentes,

+ + + + + +

* I- extrato etanólico, II - extrato aquoso, llI - fração hexânica, IV - fração clorofórmica, V - fração de acetato de etila, VI - fração hidrometanólica.

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Os gráficos das Figuras 7-10 apresentam a distribuição de freqüência do tamanho de manchas mutantes observadas nos indivíduos descendentes MH e BH dos cruzamentos ST e HB tratados com as diferentes concentrações de EAJ isoladamente e em associação com URE. Em todos os gráficos é possível observar um predomínio de manchas pequenas em relação às demais na distribuição de tamanho. Esses resultados estão de acordo com outros descritos na literatura por GRAF et al. (1984), SPANÓ et al. (2001) e VALADARES (2007). A maior freqüência de manchas pequenas está relacionada à uma ocorrência tardia das mutações durante o desenvolvimento das células dos discos imaginais das asas nas larvas de D. melanogaster (GRAF et al.,1984).

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Figura 7. Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos MH (heterozigotos marcados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) e os controles positivo (uretano 0,891mg/mL) e negativo (água ultra pura).

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Figura 8. Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos MH (heterozigotos marcados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) associadas a uretano 0,891mg/mL e o controle positivo (uretano 0,891mg/mL).

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Figura 9. Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos BH (heterozigotos balanceados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) e o controle positivo (uretano 0,891mg/mL) positivos para recombinação somática.

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Figura 10. Distribuição das freqüências de manchas por classes (nº de células/ mancha) observadas em asas de indivíduos BH (heterozigotos balanceados) de D. melanogaster dos cruzamentos padrão (ST) e alta capacidade de bioativação (HB), obtidas através do teste SMART, apresentando as concentrações do tratamento com extrato aquoso de jurema preta (EAJ 3,91, 15,6 e 62,5mg/mL) associadas a uretano 0,891mg/mL e o controle positivo (uretano 0,891mg/mL) de resultados positivos para recombinação.

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Um grande número de fatores moduladores, incluindo antimutagênicos e anticarcinogênicos têm sido muito estudados para avaliar sua habilidade para suprimir ou prevenir o processo de carcinogênese. Atualmente, tem sido aceito que plantas e seus produtos representam um das fontes principais de compostos com potencial quimiopreventivo e, de fato, muitos metabolitos secundários de plantas têm demonstrado essa atividade (KINGHORN et al, 2004). Plantas medicinais contêm misturas complexas de milhares de componentes que exercem sua ação isoladamente ou de maneira sinergística (CAI et al, 2004).

Extratos são misturas complexas de compostos com grande número de constituintes químicos diferentes (CHUNG et al., 2005). Para se esclarecer e registrar os constituintes presentes em metabólitos secundários de vegetais a fitoquímica é realizada. Ela permite o conhecimento preliminar do comportamento químico dos extratos e facilita a escolha do material de pesquisa e o isolamento e caracterização de substâncias puras (MATOS, 1997; RODRIGUES et al., 2009).

Como revela a Tabela 3, montada com a análise fitoquímica dos extratos aquoso e etanólico e partições do extrato etanólico (hexânica, clorofórmica, acetato de etila e hidrometanólica) da entrecasca de M. hostilis Benth, observa-se a presença de importantes grupos de metabólitos secundários. Experimentos de prospecção fitoquímica, atividade antioxidante e fenóis totais dos extratos constituem maneiras importantes de conhecer seus constituintes e analisar seus efeitos (FERNANDES & ESTEVAM, 2009; MATOS, 1997).

Em relação à atividade antioxidante, os resultados seguem em ordem decrescente para os extratos: fração acetato de etila, extrato aquoso, fração hidrometanólica e extrato hidroalcoólico. A avaliação de fenóis totais desses compostos mostra que eles contribuem particularmente e mais efetivamente para a ação seqüestradora de radicais livres. A ordem decrescente estabelecida foi: fração acetato de etila, extrato etanólico, fração hidrometanólica e extrato aquoso, com altos teores de compostos fenólicos (FERNANDES & ESTEVAM, 2009). Pela analise realizada, o extrato aquoso utilizado no estudo mostrou atividade antioxidante, comprovada pela presença de fenóis e sua ação seqüestradora de radicais livres. Essa observação é importante, uma vez que muitos componentes de extratos vegetais desta forma podem estar relacionados com o ação antimutagênica, protegendo organismos contra xenobióticos; na indução de enzimas detoxificantes ou inibindo agentes mutagênicos, que podem agir sobre o DNA (GRÜTER et al., 1990; WATER et al., 1990).

Grupos de alcalóides e flavonóides são descritos na literatura com propriedades mutagênicas, entretanto outros compostos dos mesmos grupos podem atuar em diferentes mecanismos como: atividade antioxidante e supressão de ativação metabólica. Os flavonóides são compostos polifenólicos e representam uma das moléculas responsáveis pela prevenção de câncer, por uma gama de diferentes mecanismos. Uma de suas mais importantes características, responsável pela suas propriedades preventivas, é sua interação com as enzimas do citocromo P450 CYP1. Tradicionalmente, os flavonóides têm sido descritos como inibidores de CYP1 devido a sua inibição da formação de produtos carcinogênicos e, conseqüente, bloqueio do estágio de iniciação da carcinogênese. Contudo, crescentes evidencias indicam que os flavonóides também são capazes de agir como substratos para CYP1, sofrendo bioativação a agentes antiproliferativos dentro das células cancerosas (ANDROUTSOPOULOS, 2010).

Nos últimos anos, estudos também têm relatado efeitos mutagênicos e carcinogênicos em alguns alcalóides, como é o caso dos pirrolizidínicos, comuns em muitas espécies de plantas e um dos responsáveis pelos efeitos danosos tanto em alimentos quanto em ervas medicinais e suplementos da dieta, em homens e animais. Metade dessas moléculas já identificados são mutagênicas (clivorina, fucinotoxina, heliotrina, lasiocarpina, ligularidina, LX201 e sencircina) e muitos deles tumorigênicos. Sob ativação metabólica, eles produzem adutos de DNA, quebras no DNA, troca entre

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cromatides irmãs, micronúcleos e aberrações cromossômicas, mutações gênicas e cromossômicas in vivo e in vitro (CHEN et al, 2010).

Outros componentes também presentes nos extratos de M. hostilis como triterpenóides, saponinas e esteróis apresentaram, em outros experimentos, resultados negativos para mutagenicidade (CHEN et al., 2002; ZHANG et al., 2004; VARANDA, 2006; FERNANDES & ESTEVAM, 2009).

O conhecimento sobre plantas medicinais simboliza muitas vezes o único recurso terapêutico de muitas comunidades e grupos étnicos. O uso de plantas no tratamento e na cura de enfermidades é tão antigo quanto a espécie humana. Ainda hoje nas regiões mais pobres do país e até mesmo nas grandes cidades brasileiras, plantas medicinais são comercializadas em feiras livres, mercados populares e encontradas em quintais residenciais (MACIEL et al, 2002).

Muitos carcinógenos potenciais estão presentes na dieta humana e, devido ao seu grande e variado numero eles só podem ser evitados em teoria. Uma estratégia alternativa atual é o consumo de anti-carcinógenos/anti-mutágenos que possam prevenir ou reverter alguns dos efeitos produzidos por carcinógenos. Contudo, o conhecimento de mecanismos de ação específicos de muitos deles ainda é pobre (ROMERO-GIMENEZ, 2005). Nesse contexto, estudos de mutagênese e antimutagênese podem ajudar na avaliação da segurança e efetividade dos produtos naturais.

O estudo de plantas medicinais tradicionalmente utilizadas é válido em dois aspectos: em primeiro lugar, como uma fonte de pesquisa de drogas com potencial quimioterapêutico, e, em segundo, como medida de segurança para o uso popular (ELGORASHI et al., 2003; ARORA et al., 2005 apud VARANDA, 2006). Dessa forma, os ensaios para avaliação da atividade mutagênica das plantas utilizadas pela população, bem como de suas substâncias isoladas, são necessários e importantes para estabelecer medidas de controle no uso indiscriminado. Além disso, é preciso esclarecer os mecanismos e as condições que mediaram o efeito biológico, antes que as plantas sejam consideradas agentes terapêuticos (VARANDA, 2006).

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6. CONCLUSÃO

Os objetivos do presente trabalho foram alcançados na investigação dos possíveis efeitos genotóxicos e antigenotóxicos de Mimosa hostilis, onde foi observada atividade mutagênica nas concentrações do extrato aquoso, bem como atividade antimutagênica, assim como recombinação somática, mesmo não havendo ativação metabólica pelo sistema citocromo P450.

A partir dos dados experimentais obtidos e da bioprospecção dos constituintes presentes no extrato aquoso de M. hostilis, podemos concluir que os efeitos antagônicos (mutagênicos e antimutagênicos) observados são um reflexo de sua constituição fitoquímica complexa, onde efeitos isolados e sinérgicos de seus componentes podem estar relacionados, diretamente ou indiretamente, com os potenciais mutagênico e antimutagênico encontrados. No entanto, torna-se importante identificar quais destes constituintes, isolados ou combinados, são responsáveis pelos dados aqui apresentados, para o melhor emprego da planta como produto fitoterápico. Portanto, é importante dar prosseguimento a estudos para o melhor conhecimento da planta e da atividade isolada de seus constituintes para uma utilização mais segura.

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7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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