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FUNDAÇÃO EDUCACIONAL DE FERNANDÓPOLIS - FEF
FACULDADES INTEGRADAS DE FERNANDÓPOLIS - FIFE
CURSO DE FARMÁCIA
EDMIR GERALDO DE SIQUEIRA FRAGA
FLÁVIA VALÉRIO DOS SANTOS OLIVEIRA
SISTEMA ABO E FATOR Rh: Uma revisão bibliografica
Fernandópolis
2011
EDMIR GERALDO DE SIQUEIRA FRAGA
FLÁVIA VALÉRIO DOS SANTOS OLIVEIRA
SISTEMA ABO E FATOR Rh: uma revisão bibliografica
Monografia apresentada a Fundação Educacional de Fernandópolis, como pré-requisito para a obtenção do título de Graduação em Farmácia
Orientador: Prof. Dr. Anísio Stori
Fernandópolis
2011
FOLHA DE APROVAÇÃO
EDMIR GERALDO DE SIQUEIRA FRAGA
FLÁVIA VALÉRIO DOS SANTOS OLIVEIRA
SISTEMA ABO E FATOR Rh: UMA VISÃO SISTEMÁTICA
Monografia apresentada a Fundação Educacional de Fernandópolis, como pré-requisito para a obtenção de graduação em Farmácia.
Aprovada em: ___/___/2011
Examinadores:
___________________________________________
Prof. Ms. / Dr.
Fundação Educacional de Fernandópolis
Faculdades Integradas de Fernandópolis
___________________________________________
Prof. Ms. / Dr.
Fundação Educacional de Fernandópolis
Faculdades Integradas de Fernandópolis
___________________________________________
Prof. Ms. / Dr.
Fundação Educacional de Fernandópolis
Faculdades Integradas de Fernandópolis
DEDICATÓRIA
Dedico em primeiro lugar a Deus, por estar ao meu lado em todos os
momentos dessa caminhada, pelas alegrias aqui alcançadas em minha vida.
Aos meus Pais, Ademir e Edna, que sempre me apoiaram em tudo e
estiveram comigo em todos os momentos de minha vida, seja profissional ou como
cidadão.
E a minha esposa Deila pelo carinho, apoio, compreensão, sendo para mim
uma companheira, conselheira e que acreditou em mim em todos os momentos
necessários dessa trajetória de Vida Profissional e Pessoal.
Edmir Geraldo de Siqueira Fraga
AGRADECIMENTOS
Agradeço a minha amiga de Monografia Flávia Valério dos Santos Oliveira
pela amizade e compreensão, passado esses anos de Graduação sendo uma boa
parte de minha História. Aos professores da Fundação Educacional de
Fernandópolis pela atenção e dedicação, em especial ao Dr. Anísio Storti, que me
orientou e ajudou na realização desse trabalho, sendo um amigo de todas horas.
Agradeço ao professor Dr. Marcos de Lucca Júnior, pela amizade desde a
graduação em Biomedicina, sendo uma referência de conduta.
Aos meus Pais, que tanto me apoiaram na realização de mais uma etapa de
minha vida.
A minha esposa pela dedicação, apoio e compreensão, sendo uma
auxiliadora em todos os momentos.
Em especial, agradeço a Deus por estar ao meu lado, por me conduzir nos
caminhos do aprendizado e da Vida.
Edmir Geraldo de Siqueira Fraga
“Um homem só pode descobrir novos oceanos se
tiver coragem de perder a terra de vista.”
(Myles Munroe)
RESUMO
FRAGA, E.G.S. OLIVEIRA, F.V.S.; SISTEMA ABO E FATOR Rh: UMA VISÃO
SISTEMÁTICA. 2011. 79 f. Monografia (Graduação em Farmácia) - Faculdades
Integradas de Fernandópolis, Fundação Educacional de Fernandópolis,
Fernandópolis-SP, 2011.
Comprovando que havia diferenças no sangue de diversos indivíduos com a descoberta dos grupos sangüíneos no início do século XX, foi possível explicar então por que algumas pessoas morriam depois de transfusões de sangue e outras não. Os tipos sangüíneos são determinados pela presença, na superfície das hemácias, de antígenos que podem ser de natureza bioquímica variada, podendo ser compostos por carboidratos, lipídeos, proteínas ou uma mistura desses compostos. A determinação laboratorial dos grupos sanguíneos ABO e Rh era originalmente realizada fazendo-se reagir as hemácias do paciente com soros Anti-A, Anti-B e Anti-D produzidos em laboratório, em lâminas limpas de microscopia. Entretanto, no Brasil, determinou-se pela legislação que as provas de aglutinação não sejam feitas em lâminas, mas sim por métodos mais precisos, como os métodos em microplacas escavadas e/ou em tubos de ensaio, ou o método da gel-centrifugação, mais recente. É preconizada a realização da Prova direta e da Prova reversa no caso do Sistema ABO e Prova de Coombs no caso do Sistema Rh, se o mesmo apresentar negativo, possibilitando assim distinguir sorologicamente o antígeno RhD fraco de alguns antígenos RhD parciais presente na amostra. Encontramos no Sistema ABO o grupo sangüíneo hh, também chamado de grupo sangüíneo de Bombaim (Fenótipo de Bombaim), um grupo sangüíneo raro. Os indivíduos hh não expressam o antígeno H, que é encontrado no grupo sangüíneo O. Como resultado não consegue produzir quer o antígeno A, quer o B, nos seus glóbulos vermelhos, sendo, portanto conhecidos como “Falso O”. Não existem anticorpos naturais no sistema Rh, sendo os anticorpos presentes apenas nos indivíduos sensibilizados por inoculação prévia. A inoculação pode ocorrer por episódios de transfusão incompatível ou, na mulher, devido à introdução, no sangue materno da mãe Rh negativo, de hemácias provenientes de uma gravidez ou aborto de filho Rh Positivo levando a criança a ter a doença Hemolítica do Recém-nascido ou Eritroblastose Fetal. As transfusões são realizadas para aumentar a capacidade do sangue de transportar oxigênio, para restaurar o volume sangüíneo do organismo, para melhorar a imunidade ou para corrigir distúrbios da coagulação. Da combinação entre o Sistema ABO e do Fator Rh, podemos encontrar os chamados doadores universais (O negativo) e receptores universais (AB positivo). Palavras- chave: Grupos Sangüíneos.Tipagem Sangüínea.Sistema ABO e Fator Rh.
ABSTRACT
FRAGA, E.G.S. OLIVEIRA, F.V.S; ABO and Rh SYSTEM: A SYSTEMATIC. 2011.
79 f. Monograph (graduation in Pharmacy) - Faculdades Integradas de
Fernandópolis, Fundação Educacional de Fernandópolis, Fernandópolis-SP, 2011.
Proving that there were differences in the blood of many people with the discovery of
blood groups in the beginning of the twentieth century, it was then possible to explain
why some people died after transfusion of blood and other not. The blood types are
determined by the presence, on the surface of red blood cells of antigens that can be
of varied nature biochemistry and may be composed of carbohydrates, lipids,
proteins or a mixture of these compounds. The laboratory determination of Rh and
ABO blood group was originally being held to react to red blood cells of patients with
serum Anti-A, Anti-B and Anti-D produced in the laboratory, clean strip of microscopy.
Meanwhile, in Brazil, it was determined by legislation that evidence of agglutination
are not made to strip, but a more accurate methods, such as in microplates methods
excavated and / or in test tubes, or the method of gel-centrifugation, later. It
advocated the holding of direct evidence and the evidence in the case of reverse
ABO system and Coombs Evidence in the case of Rh system, even if the present
negative, thus enabling the distinguished serologically RhD antigen weak for some
partial RhD antigen present in the sample. We found in the ABO blood group system
hh, also called blood group of Mumbai (Bombay Phenotype), a rare blood group.
Individual’s hh do not express the antigen H, which is found in the blood group O. As
a result can not produce either the A antigen, or B, in their red blood cells and is
therefore known as "The False." There are no natural antibodies in the Rh system,
and the antibodies present only in subjects sensitized by prior inoculation. The
inoculation may occur by episodes of incompatible transfusion or, in women, due to
the introduction in maternal blood mother's Rh negative, the red blood cells from a
pregnancy or abortion of Rh positive child taking the child to have hemolytic disease
of the Newborn Fetal or Eritroblastose. The transfusions are carried out to increase
the capacity of the blood to carry oxygen to restore blood volume of the body, to
enhance immunity or to correct disturbances in coagulation. The combination
between the ABO system and the Rh factor, we can find so-called universal donor (O
negative) and universal receivers (AB positive).
Keywords: Blood Groups, Blood Typing, ABO System and Factor Rh.
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
Fator Rh Fator Rhesus
MHC Complexo principal de histocompatibilidade
DHRN Doença Hemolítica do Recém-nascido
ISBT Sociedade Internacional de Transfusão Sanguínea
Teste AGH Teste da antiglobulina humana
P. knowlesi Plasmodium knowlesi
P. vivax Plasmodium vivax
RN Recém-nascido
IgM Imunoglobulina M (anticorpo)
IgG Imunoglobulina G (anticorpo)
cDNA DNA complementar
kb Kilobases
aa aminoácidos
RFLP Polimorfismo no comprimento de fragmentos de restrição (marcadores
moleculares mais amplamente utilizadas em genética e melhoramento de plantas)
PCR Reação em Cadeia pela Polimerase
FDA Food and Drug Administration. Órgão governamental dos Estados
Unidos da América que faz o controle dos medicamentos, cosméticos, etc.
AIDS Síndrome da Imunodeficiência Adquirida
Vírus HIV Vírus da Imunodeficiência Humana (AIDS)
Vírus HTLV Vírus linfotrópico de células T humanas
Vírus HCV Vírus da Hepatite C
Sistema YT Sistema Cartwright
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1- SOROS UTILIZADOS NA TIPAGEM DIRETA.............................................................33
Figura 2- TIPAGEM EM LÂMINA.............................................................................................35
Figura 3- SENSIBILIZAÇÃO MATERNA...................................................................................45
Figura 4- DOAÇÃO E RECEPÇÃO DO SISTEMA ABO E SISTEMA Rh......................................47
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .................................................................................................................... 14
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ............................................................................................ 15
2.1 Sangue ......................................................................................................................... 15
2.1.1 Grupos Sangüíneos .......................................................................................... 15
2.1.2 Hemácias ............................................................................................................. 16
2.1.3 Complexo Principal de Histocompatibilidade – MHC .............................. 17
2.2 Grupos e Sistemas Sangüíneos ........................................................................... 18
2.3 Sistema ABO (ISBT n° 001) .................................................................................... 19
2.3.1 Genótipo do Sistema ABO .............................................................................. 20
2.3.2 Fenótipo do sistema ABO ............................................................................... 20
2.3.3 Genética do Sistema ABO ............................................................................... 21
2.4 Sistema H (ISBT n° 018) .......................................................................................... 28
2.5 Fenótipo Bombaim ................................................................................................... 29
2.6 Técnicas para Genotipagem ABO ........................................................................ 30
2.7 Determinação laboratorial dos grupos sanguíneos do Sistema ABO ....... 31
2.8 Discrepância na determinação do Sistema ABO ............................................. 33
2.9 Tipagem Sanguínea .................................................................................................. 33
2.9.1 Tipagem Sanguínea em lâmina .......................................................................... 33
Observando-se o resultado: ......................................................................................... 34
2.9.2 Tipagem sanguínea em tubo de ensaio ........................................................... 35
Observando-se o resultado .......................................................................................... 35
3 Sistema Rh (ISBT n° 004) ........................................................................................... 35
3.1 Genética e Bioquimica do Sistema Rh ............................................................ 36
3.2 Sistema Fisher ....................................................................................................... 37
3.3 Determinação laboratorial dos antígenos do sistema Rh ............................. 38
3.4 Du ou D Fraco ............................................................................................................. 39
3.5 Teste para a determinação de Rh Fraco ou D Fraco ....................................... 40
3.5.1 Amostra ................................................................................................................ 40
3.5.2 Coleta da amostra ............................................................................................. 40
3.5.3 Técnica em tubo ................................................................................................. 40
3.5.4 Leitura ................................................................................................................... 41
3.5.5 Resultado ............................................................................................................. 41
3.5.6 Observações relativas ao Sistema Rh ......................................................... 41
3.6 Prevalência Rh + e Rh (-) ........................................................................................ 42
3.7 Transfusões no sistema Rh ................................................................................... 42
3.8 Eritroblastose Fetal ou Doença Hemolítica do recém-nascido .................... 43
3.8.1 Sensibilização materna .................................................................................... 44
3.8.2 Sintomas e Tratamento .................................................................................... 44
3.8.3 Incidência ............................................................................................................. 45
3.9 Grupos Sanguíneos em doação de Sangue .................................................. 45
3.9.1 Indicações para Transfusão ........................................................................... 47
4 OBJETIVOS ........................................................................................................................ 48
5 METODOLOGIA ................................................................................................................. 49
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS ............................................................................................. 50
REFERÊNCIAS .................................................................................................................... 51
14
1 INTRODUÇÃO
Os grupos sangüíneos ou tipos sangüíneos foram descobertos no início do
século XX (cerca de 1900 - 1901), quando o cientista austríaco Karl Landsteiner se
dedicou a comprovar que havia diferenças no sangue de diversos indivíduos.
Colhendo amostras de sangue de diversas pessoas, isolou os glóbulos vermelhos
(hemácias) e fez diferentes combinações entre plasma e hemácias, tendo como
resultado a presença de aglutinação dos glóbulos em alguns casos, e sua ausência
em outros (BEIGUELMAN, 2003).
Os grupos sanguíneos são constituídos por antígenos que são a expressão
de genes herdados da geração anterior. Quando um antígeno está presente, isto
significa que o indivíduo herdou o gene de um ou de ambos os pais, e que este gene
poderá ser transmitido para a próxima geração. O Sistema ABO foi o primeiro dos
grupos sanguíneos a ser descoberto, e se caracteriza pela presença ou ausência de
dois antígenos (A e B), classificando os seres humanos em três grupos sanguíneos:
A, B e O, Em 1902, seus colaboradores Von Decastello e Sturli encontraram e
descreveram o grupo AB, mais raro (BEIGUELMAN, 2003).
Levin e Stone, em 1939, relataram o caso de um feto natimorto gerado por
uma mulher que posteriormente manifestou reação hemolítica transfusional ao
receber sangue de seu marido (compatível quanto ao sistema ABO, o único então
conhecido). Landsteiner e Wiener em 1940 descreveram um anticorpo produzido no
soro de coelhos e cobaias, pela imunização com hemácias de Macacus rhesus, que
era capaz de aglutinar as hemácias de 85% das amostras obtidas de um grupo de
caucasóides americanos. Wiener e Peters no mesmo ano aproximaram as duas
observações, determinando tratar-se do mesmo antígeno. O anticorpo produzido no
sangue da cobaia foi denominado de anti-Rh (HENRY, 2001).
Os indivíduos que apresentavam o fator Rh passaram a ser designados Rh+,
o que geneticamente acreditava-se corresponder aos genótipos RR ou Rr. Os
indivíduos que não apresentam o fator Rh foram designados Rh- e apresentavam o
genótipo rr, sendo considerados geneticamente recessivos (HENRY, 2001).
15
Numerosos sistemas antigênicos ertitrocitários foram descobertos, após as
descobertas dos sistemas ABO e Rh. Em sua maioria apresentam antígenos
públicos, comuns à maioria dos seres humanos.
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Sangue
O sangue é um tecido conjuntivo líquido que circula pelo sistema vascular
sanguíneo dos animais vertebrados. Criado na medula ossea vermelha e tem como
função a manutenção da vida do organismo,sendo constituído por diversos tipos de
células (ocasionalmente chamadas de corpúsculos); esses elementos figurados (ou
formadores) constituem a parte "sólida" do sangue e cerca de 45% de volume total.
Já os 55% restantes são formados de uma parte líquida chamada plasma (ou soro -
plasma sem fibrinogênio),formado por 90% de água, 1% de substâncias inorgânicas
(como potássio, sódio, ferro, cálcio), 7% de proteínas plasmáticas (albumina,
imunoglobulinas e fibrinogénio, principalmente) e 1% de substâncias orgânicas não
protéicas, resíduos resultantes do metabolismo, hormonas (hormônios) e de
aproximadamente 45% de outros componentes que agrupados constituem os
elementos figurados do sangue. São dividos em Leucócitos ou Glóbulos Brancos
(células de defesa), Glóbulos vermelhos, eritrócitos ou Hemácias (transporte de
Oxigênio) e Plaquetas (fatores de coagulação sanguínea).Devido à presença da
molécula da hemoglobina nas hemácias, nos animais vertebrados o sangue é de cor
vermelha.A quantidade total do sangue no animais representa cerca de 8% de sua
massa total (BEIGUELMAN, 2003).
2.1.1 Grupos Sangüíneos
Segundo Beiguelman (2003) os grupos sangüíneos ou tipos sangüíneos
foram descobertos no início do século XX (cerca de 1900 - 1901), quando o cientista
austríaco Karl Landsteiner se dedicou a comprovar que havia diferenças no sangue
de diversos indivíduos . Ele colheu amostras de sangue de diversas pessoas, isolou
os glóbulos vermelhos (hemácias) e fez diferentes combinações entre plasma e
hemácias, tendo como resultado a presença de aglutinação dos glóbulos em alguns
16
casos, e sua ausência em outros. Landsteiner explicou então por que algumas
pessoas morriam depois de transfusões de sangue e outras não. Em 1930 ele
ganhou o Prêmio Nobel por esse trabalho. Os tipos sangüíneos são determinados
pela presença, na superfície das hemácias, de antígenos que podem ser de
natureza bioquímica variada, podendo ser compostos por carbobohidratos, lipídeos,
proteínas ou uma mistura desses compostos. Estes antígenos eritrocitários são
independentes do Complexo principal de histocompatibilidade (MHC), o qual
determina a histocompatibilidade humana e é importante nos transplantes.
2.1.2 Hemácias
Glóbulos vermelhos são células sem núcleo celular nem orgânulos, também
designadas por eritrócitos, hemácias ou células vermelhas, que estão presentes no
sangue em número de cerca de 6 milhões por milímetro cúbico, em condições
normais. São constituídas basicamente por globulina e hemoglobina (composta de 4
moléculas protéicas de estrutura terciária e 4 grupamentos heme que contém o ferro
(cada íon ferro é capaz de se ligar frouxamente a dois átomos de oxigênio), um para
cada molécula de hemoglobina), e a sua função é transportar o oxigênio
(principalmente) e o gás carbônico (em menor quantidade) aos tecidos. Os
eritrócitos vivem por aproximadamente 120 dias. As hemácias costumam ficar na
circulação por 150 dias, em média. Nos mamíferos, os eritrócitos são discos
bicôncavos que não têm núcleo e medem 0,007mm de diâmetro; em outros
vertebrados são ovais e têm núcleo. A cor vermelha se deve à alta concentração da
molécula de transporte de oxigênio dentro das células, a hemoglobina. Há cerca de
5 milhões de eritrócitos em um milímetro cúbico de sangue humano; eles são
produzidos numa velocidade de 2 milhões por segundo por um tecido especial que
se localiza na medula óssea de quase todos os ossos no recém nascido, e apenas
em ossos membranosos em adultos (arcos costais, corpo vertebral, esterno e ílio) o
tecido hematopoiético, e as células velhas são destruídas e removidas pelo baço
liberando bilirrubina. As baixas tensões de oxigênio, hipoxia, nas grandes altitudes
estimulam maior produção de hemácias para que o transporte de oxigênio seja
facilitado. A hipoxia é detectada pelo sistema renal, e este produz o hormônio
Eritropoetina que estimula a medula óssea a produzir maior numero de células
17
vermelhas, consequentemente causando a correção da hipoxia (BEIGUELMAN,
2003).
Quando colocadas em solução hipotônica (menos concentrada), as hemácias
sofrem hemólise, ou seja, se rompem. Em meio hipertônico (mais concentrado),
perdem água e murcham, ocorrendo plasmólise. Quando os eritrócitos se rompem,
liberam a hemoglobina, que é convertida em bilirrubina e eliminada pela vesícula
biliar ao sistema gastrintestinal. Na membrana dos glóbulos vermelhos existem
vários tipos de proteínas que são: a anquirina, actina, glicoforina, banda 3,
espectrina e banda 4.1 (HENRY, 2001).
2.1.3 Complexo Principal de Histocompatibilidade – MHC
O complexo principal de histocompatibilidade ou MHC (do inglês major
histocompatibility complex) é uma grande região genômica ou família de genes
encontrada na maioria dos vertebrados. É a região mais densa de genes do genoma
dos mamíferos e possui importante papel no sistema imune, auto-imunidade e no
sucesso reprodutivo. As proteínas codificadas pelo MHC são expressas na
superfície das células de todos animais com mandíbula, e apresenta tanto antígenos
próprios (fragmentos de peptídeos da própria célula) e antígenos externos
(fragmentos de microorganismos invasores) para um tipo de leucócito chamado
célula T que tem a capacidade de matar ou coordenar a morte de patógenos, células
infectadas ou com função prejudicada (HENRY, 2001).
De acordo com Henry (2001) cada indivíduo possui um conjunto diferente de
antígenos eritrocitários, e por seu número, existem hoje cerca de 27 sistemas
antigênicos conhecidos, mais alguns antígenos diferenciados que ainda não foram
atribuídos a nenhum sistema específico. É difícil (se não impossível) encontrar dois
indivíduos de mesma composição antigênica. Daí a possibilidaade da presença, no
soro, de anticorpos específicos (dirigidos contra os antígenos que cada indivíduo
não possui), o que resulta na aglutinação ou hemólise quando ocorre uma
transfusão incompatível (ou, em determinações laboratoriais, quando se fazem
reagir soros específicos com os antígenos correspondentes presentes nas
hemácias). Diferentes sistêmas antigênicos se caracterizam por induzir a formação
de anticorpos em intensidades diferentes; além do que, alguns são mais comuns e
outros, mais raros. Estes dois fatos associados determinam a importância clínica de
18
cada sistema. Os sistemas antigênicos considerados mais importantes são o
sistema ABO e o Sistema Rh. Estes são os sistemas mais comumente relacionados
às temidas reações transfusionais hemolíticas. Reações contra antígenos
eritrocitários também podem causar a Doença Hemolítica do Recém-nascido (DHRN
ou Ertiroblastose Fetal), cuja causa geralmente (mas não sempre) se associa a
diferenças antigênicas relacionadas ao Sistema Rh.
Para Alves, Berthier e Sad (1982) a determinação dos grupos sanguíneos
tem importância em várias ciências:
� Em Hemoterapia, torna-se necessário estudar pelo menos alguns desses
sistemas em cada indivíduo para garantir o sucesso das transfusões. Assim,
antes de toda transfusão eletiva, é necessário se determinar, pelo menos, a
tipagem ABO e Rh do doador e do receptor;
� Em ginecologia/obstetrícia e neonatologia, é possível se diagnosticar a DHRN
através do seu estudo, adotando-se medidas preventivas e curativas;
� Em Antropologia, é possível estudar diversas raças e suas interrelações
evolutivas, através da análise da distribuição populacional dos diversos
antígenos, determinando sua predominância em cada raça humana e
fazendo-se comparações;
� Em Medicina legal, é possível se determinar, por exemplo, o tipo sanguíneo
de um criminoso a partir de material colhido na cena do crime, auxiliando na
investigação criminal.
2.2 Grupos e Sistemas Sangüíneos
A “Sociedade Internacional de Transfusão Sanguínea” (ISBT) instituiu um
sistema numérico de nomenclatura para ajudar a regularizar a terminologia dos
grupos sangüíneos. Essa convenção dizia que a cada sistema é dado um número e
letra, e cada antígeno é numerado seqüencialmente em ordem de descobrimento.
Com o designado mais de 20 sistemas de grupos sangüíneos (tabela 01) e 07
grupos de antígenos (tabela 02) foram definidos. Antígenos de alta-freqüência ou
“públicos” e antígenos de baixa-freqüência ou “privados” não estão associados aos
conhecidos sistemas ou grupos também delineados em números de série
(CAVASINI et al., 2001).
19
2.3 Sistema ABO (ISBT n° 001)
De acordo com Alves, Berthier e Sad (1982) os Sistema ABO foi o primeiro
dos grupos sanguíneos descobertos (1900-1901) no início do século XX em 1900),
pelo cientista austríaco Karl Landsteiner. Fazendo reagir amostras de sangue de
diversas pessoas, ele isolou os glóbulos vermelhos (hemácias) e fez diferentes
combinações entre plasma e hemácias, tendo como resultado a presença de
aglutinação dos glóbulos em alguns casos, e sua ausência em outros. Assim,
Landsteiner classificou os seres humanos em três grupos sanguíneos: A, B e O, e
explicou por que algumas pessoas morriam depois de transfusões de sangue e
outras não. Em 1902, seus colaboradores von Decastello e Sturli encontraram e
descreveram o grupo AB, mais raro. Em 1930 Landsteiner ganhou o Prêmio Nobel
por seu trabalho.
Beiguelman (2003) afirmou que este sistema se caracteriza pela presença ou
ausência de dois antígenos (A e B) chamados aglutinógenos, isolada ou
simultaneamente, em cada indivíduo. A grande maioria dos seres humanos
(excetuados os lactentes até uma idade aproximada de 3 a 6 meses, e
eventualmente os indivíduos que apresentam imunossupresão ou outras
circunstâncias especiais) apresenta também anticorpos naturais ou aglutininas,
dirigidos contra o(s) antígeno(s) que cada indivíduo não possui, estabelecendo
assim as conhecidas regras de compatibilidade sanguínea para este grupo:
� Indivíduos do grupo O não possuem nenhum dos dois antígenos, portanto
possuem anticorpos anti-A e anti-B; podem receber apenas sangue do grupo
O, mas podem doar para todos os grupos.
� Indivíduos do grupo A possuem apenas o antígeno A, e portanto apresentam
os anticorpos anti-B; podem receber sangue dos grupos O e A, e doar para os
grupos A e AB.
� Indivíduos do grupo B possuem apenas o antígeno B, e portanto apresentam
os anticorpos anti-A; podem receber sangue dos grupos O e B, e doar para os
grupos B e AB.
� Indivíduos do grupo AB possuem ambos os antígenos, e nenhum anticorpo.
Podem receber sangue de qualquer grupo, mas doam apenas para o grupo
AB.
20
� Da combinação entre o Sistema ABO e do Fator Rh, podemos encontrar os
chamados doadores universais (O negativo) e receptores universais (AB
positivo) no concentrado de hemáceas.
� Estas regras não levam em conta o raríssimo O Bombay o qual somente pode
receber sangue de outro indivíduo O Bombay nem os subgrupos de A e Bos
quais não representam interferência na maioria das circunstâncias clínicas.
2.3.1 Genótipo do Sistema ABO
As hemácias humanas podem apresentar na membrana as substâncias
aglutinógenos ou aglutinogênios, sintetizadas pelos alelos IA ou IB sendo:
aglutinógenos A ou aglutinógenos B ou a coexistência dos dois tipos e também a
substância química aglutinina contida no plasma das hemácias: Anti-A, Anti-B ou
ausência dessas (BEIGUELMAN, 2003).
Na relação alélica existente, o alelo i é recessivo aos seus alelos IA e IB.
Assim, quando em um indivíduo é encontrado homozigose do alelo recessivo i, esse
pertencerá ao grupo O (genótipo ii). Caso sejam encontrados em heterozigose os
alelos IA e IB, ambos manifestam seu caráter dominante, e o indivíduo será do
grupo sangüíneo AB (genótipo IA IB). Um indivíduo pertencerá ao grupo sangüíneo
A, se enquadrado em duas situações: quando em homozigose dominante IA IA, ou
em heterozigose do alelo dominante IA com o recessivo i, apresentando genótipo IA
i. Da mesma forma para o grupo sangüíneo B: quando em homozigose dominante IB
IB, ou em heterozigose do alelo dominante IB com o recessivo i, apresentando
genótipo IB i. A figura 01 esquematiza as possibilidades entre os alelos para
determinação do sistema ABO (BEIGUELMAN, 2003).
2.3.2 Fenótipo do sistema ABO
Beiguelman (2003) disse que a classificação dos fenótipos ABO eritrocitários
correspondem a presença e/ou ausência de antígenos A e/ou B na membrana da
hemácia. Os indivíduos formam naturalmente anticorpos contra os antígenos que
não possuem. Esses anticorpos podem ser detectados no soro e/ou plasma.
Portanto, para determinação do fenótipo ABO, recomenda-se pesquisar os
antígenos (prova direta) e os anticorpos (prova reversa). Pode-se concluir que cada
21
antígeno presente na hemácia corresponde ao anticorpo no soro e/ou plasma, de
especificidade contra o antígeno que o indivíduo não possui.
2.3.3 Genética do Sistema ABO
Os genes são codificados por meio de seqüências específicas presentes no
DNA, localizadas em pontos estratégicos ao longo do cromossomo. Já os alelos são
formas alternativas de genes, que ocupam um único lócus em cromossomos
homólogos. Os principais alelos do gene ABO são A1, B e O, que darão origem aos
quatro grupos sangüíneos: A, B, AB e O (YAMAMOTO et al., 1990).
Noventa anos após a descoberta do grupo sangüíneo ABO, a base genética
molecular do sistema foi definida e os polimorfismos dos alelos comuns a esse lócus
estabelecidos. A clonagem do cDNA da transferase A, realizada por Yamamoto et.
al., em 1990, foi baseada na seqüência parcial do gene dessa enzima, na sua forma
solúvel, a partir do tecido do pulmão humano, e a construção da biblioteca de cDNA
do gene ABO foi feita por meio do poli-A do RNA de células humanas cancerígenas
do estômago, as quais expressaram altos níveis de antígeno A (YAMAMOTO, 2000).
O lócus ABO estende-se por uma região de 18-20 kilobases (kb), na posição
9q34.1-9q34.2, consistindo de 7 éxons (cujo tamanho varia entre 26-688 pares de
base, sendo que grande parte da seqüência codificadora se encontra nos éxons 6 e
7) e 6 íntrons. Desse modo, o gene ABO tem no total 19514 pares de bases (pb),
contando desde o códon de iniciação até o terminal (o número exato de nucleotídeos
pode variar entre os diferentes alelos). Alguns estudos realizados demonstraram que
a proteína transferase apresenta três domínios: um N-terminal, transmembrana
hidrofóbica e um C-terminal. A forma solúvel e purificada da enzima é ativa
cataliticamente. A ausência dos domínios N-terminal e da transmembrana
hidrofóbica, demonstraram que provavelmente a porção C-terminal da enzima, é a
responsável pela sua atividade catalítica, sendo os exons 6 e 7, que respondem por
aproximadamente 90% da seqüência codificadora do gene ABO, responsáveis pela
tradução do domínio C-terminal da enzima glicosiltransferase. A análise da
seqüência de nucleotídeos do cDNA da transferase A1 revelou uma região de
código de 1062 pb, produzindo um polipeptídeo de 354 aminoácidos (aa), cuja
massa molecular é de 41KDa (YAMAMOTO et al., 1990; YAMAMOTO, 2000).
Yamamoto (2001) relatou que pesquisas realizadas com o gene ABO humano
e seus homólogos, entre as diferentes espécies de mamíferos, demonstraram grau
22
elevado de conservação durante a sua evolução. O gene ABO apresenta também
uma elevada homologia entre os não-primatas para a a1,3-galactosiltransferase e
para os pseudogenes humanos, que estão localizados no mesmo lócus.
As substituições de nucleotídeos que ocorrem em um dos sete exons do gene
ABO e que conduzem a mudança do aminoácido na proteína, podem alterar a
atividade catalítica dos antígenos resultantes da enzima. As mutações encontradas
nos vários subgrupos dos alelos A ou B tem sido revistas recentemente.
Teoricamente, a menor reatividade encontrada nos subgrupos do sistema sangüíneo
ABO é causada pelas mutações na região de código do gene, ou pela influência
inibitória de outros loco no gene ABO. Poucos alelos (A1, A2, B, B(A), O2), até hoje,
tiveram suas transferases expressas em sistemas sintéticos para estudo da causa e
efeito entre as mutações e os fenótipos associados. O conhecimento da estrutura
tridimensional da proteína junto com as propriedades cinéticas das enzimas quanto
à especificidade entre o açúcar aceptor e o substrato, podem revelar como a
substituição do nucleotídeo e/ou aminoácido afeta a atividade das
glicosiltransferases dos subgrupos do sistema sangüíneo ABO (OLSSON et al.,
2001).
2.3.3.1 Base estrutural do alelo A
A clonagem e o seqüenciamento do cDNA da célula humana de
adenocarcinoma de cólon dos fenótipos A, B e O, demonstraram que os dois
principais alelos do gene ABO, A1 e B, diferem entre si em sete mutações: A297G,
C526G, C657T, G703A, C796A, G803C e G930A, das quais apenas quatro (526,
703, 796 e 803) são responsáveis pelas substituições dos aminoácidos; Arg176Gly,
Gly235Ser, Leu266Met e Gly26Ala. As duas últimas substituições são consideradas
críticas na determinação da especificidade das glicosiltransferases. É importante
lembrar que a seqüência do alelo A1 (A101) é tomada como base de comparação
em relação a todos os outros alelos do gene ABO (OLSSON et al., 2001).
2.3.3.2 Subgrupos A1 e A2
Olsson et al., (2001) disse que a mudança estrutural no alelo A1 que dará
origem ao A1variante ou A1v (A102), é decorrente da mutação no nucleotídeo (nt)
23
467, que resulta na substituição do aminoácido Pro156Leu. Os dois alelos são
comuns, porém com freqüências extremamente diferentes, nas poucas populações
estudadas.
Segundo Olsson et al., (2001) outros dois alelos A1 mutantes foram descritos,
sendo que o primeiro apresenta as substituições C467T (Pro156Leu) e C564T, e o
segundo a mutação silenciosa A297G. As alterações nesses dois alelos não afetam
a atividade das transferases, mas a mutação A297G, presente também no alelo B,
pode conduzir à predição errônea do genótipo se essa posição for utilizada como um
dos marcadores para pesquisa em genotipagem desse alelo.
O fenótipo A2, comum em caucasianos, é detectado, sorologicamente, por
meio da capacidade desses eritrócitos aglutinarem com o soro anti-A e de não
aglutinarem com o soro lectina anti-A1, ao contrário do fenótipo A1 cujas hemácias
são aglutinadas na presença desse reagente. O alelo A2 (A201) é caracterizado pela
substituição de uma única base no nt 467 e uma deleção no nt1060.11,14,21,37
Essa deleção ocorre em um dos três resíduos consecutivos de citosina (C), próximo
à carboxila terminal. Em conseqüência disso são adicionados à transferase A 21
aminoácidos, o que diminui a sua atividade e leva a um espectro limitado de
substrato aceptor. A mutação no nt 467, C-T, leva a troca do aminoácido prolina pela
leucina, não apresentando nenhuma relação quanto à atividade da transferase
(YAMAMOTO, 2001).
Recentemente, alguns estudos demonstraram a presença de outros três
variantes em indivíduos detectados sorologicamente como A2, A106, A107 e R101.
Os alelos A106 e A107 são caracterizados pela alteração do nt 1054, (C-T e C-G,
respectivamente), resultando na permuta do aminoácido 352 (Arg-Trp e Arg-Gly).
Essa substituição Arg352Trp é encontrada também no alelo B3.12,38 O terceiro
alelo R101, o mais raro dos três, tem 6 mutações quando comparado ao alelo A1,
sendo 3 silenciosas, A297G, C657T e C771T, e 3 missenses, C526G, G703A e
G829A, que resultam nas seguintes substituições de aminoácidos; Arg176Gly,
Gly235Ser e Val277Met. Acredita-se que esse alelo (R101) tenha sua origem devido
a uma recombinação gênica entre os alelos B (B101) e O1v (O102) na região dos
nt703-771. Outro exemplo do alelo A2 onde não se detecta a mutação C467T foi
descrito recentemente (YAMAMOTO, 2001).
24
2.3.3.3 Subgrupo A3
Para Yamamoto (2000) os diversos estudos realizados sobre o alelo A3
(A301) têm demonstrado que esse subgrupo possui um alto grau de
heterogeneidade, uma vez que diversas mutações já foram associadas a ele. Em
investigações no cDNA de indivíduos A3, encontraram em dois exemplos de
amostras A3B a mutação G871A, nas quais há substituição do aminoácido 291
(Acido Aspártico-Asparagina), nas outras amostras pesquisadas, as seqüências dos
exons 6 e 7 mostraram-se idênticas à da transferase A1.
Em um estudo com três famílias brasileiras sobre a heterogeneidade
molecular do alelo A3, não encontrou a mutação 871, mas durante a análise da
seqüência dos nucleotídeos dessas amostras identificou outras substituições
(YAMAMOTO, 2001).
Barjas e Saad (1997) em uma pesquisa disseram que duas amostras da
mesma família (A3B e A3O1) foi encontrada a substituição C467T associada à del
1060C, essa última responsável pela redução da atividade da transferase, sendo
característica do alelo A2. Na segunda família, em outras duas amostras (A3O1 e
A3O1) analisadas, somente a del1060C estava presente, enquanto que nos dois
membros da terceira família (A3O1V e A3O1) foram encontradas a del1060C e a
mutação do nucleotídeo G829A associado.
2.3.3.4 Outros subgrupos de A
Comparando com o consenso A1, o alelo Ax (A108) possui uma única
mutação T646A, resultando na substituição do aminoácido 216, onde a fenilalanina é
substituída pela isoleucina (YAMAMOTO et al., 1990).
Nas pesquisas realizadas, por Olsson, para identificação do alelo Ael (A109),
em 20 indivíduos pertencentes a 14 famílias suecas, foi encontrada em todas as
amostras analisadas, a inserção de uma base G (guanina) no nucleotídeo 798-804
do gene da transferase A, produzindo uma fita de oito G e não sete, tendo como
conseqüência a alteração do "frame" de leitura a partir do códon 268, estendendo a
proteína traduzida em 37 aminoácidos (BARJAS E SAAD, 1997).
25
2.3.3.5 Base estrutural do alelo B
Para Olsson e Chester (2001) o tamanho do DNA traduzido nas transferases
A e B (B101) é idêntico, diferindo apenas em sete substituições de nucleotídeos
(A297G, C526G, C657T, G703A, C79A, G803C e G930A). Essas mutações resultam
em apenas quatro mudanças de aminoácidos que serão expressas nas proteínas
traduzidas (nt 526, 703, 796 e 803).
Em um estudo detalhado sobre as diferenças moleculares e seus significados,
adicionou a essas sete mutações, que diferenciam os alelos A1 e B, uma oitava
substituição G109A, localizada além do códon terminal, que é útil para a triagem do
genótipo ABO. Outros três variantes do alelo B têm sido pesquisados na população
japonesa, sendo caracterizados pela perda de um dos pontos das mutações que os
diferenciam da transferase A. Essa mutação resulta na alteração do aminoácido que
será expresso na proteína em um desses variantes, na qual a primeira das quatro
substituições de aminoácidos (nt 526) esta ausente, não alterando a expressão da
atividade da transferase B. Esses 3 alelos raros, previsivelmente, devem ser formas
intermediárias entre os alelos A e B, tendo sua origem provável nos eventos de
conversão gênica (OLSSON; THURESSON; CHESSER, 1995).
2.3.3.6 Subgrupos de B
Barjas e Saad (1997) afirmaram que os subgrupos de B são mais raros do
que os de A. Eles são caracterizados pela fraca aglutinação dos eritrócitos com o
soro anti-B e/ou anti-AB, bem como pela baixa absorção dessas células na presença
de anti-B. A saliva dos indivíduos desses secretores exibem altas concentrações do
antígeno H. Em geral e, ao contrário dos subgrupos de A, a classificação dos
subgrupos de B é bastante controversa.
Os fenótipos B, que possuem a atividade da transferase mais fraca que o
normal, designados como B3, Bx e Bel, são de grande importância uma vez que
permitem a caracterização das suas glicosiltransferases, pelo estudo das mutações
presentes nesses alelos (YAMAMOTO et al., 1993).
Em um estudo realizado com uma amostra A1B3, sobre o subgrupo B3
(B301), atribuiu a ele uma única mutação na posição do nucleotídeo 1054(C-T),
26
resultando na troca do aminoácido 352(arginina - triptofano) (YAMAMOTO et al.,
1993).
Recentemente foram analisadas as seqüências dos sete exons e dos sítios
adicionais de "splice" do gene ABO de 14 amostras de indivíduos com o fenótipo B3.
Em uma das amostras foi encontrada a mutação missense G247T, localizada no
exon 6 e responsável pela substituição Asp83Tyr, enquanto que as outras 13
amostras apresentaram a mutação G-A no nucleotídeo +5 do íntron 3 (IVS3 + 5G-A),
que irá destruir a seqüência da região de splice levando a perda do exon 3 durante o
processo do RNA mensageiro, com conseqüente diminuição de 19 aminoácidos no
segmento N-terminal na proteína expressa, a transferase B. Investigações
realizadas com o subgrupo Bx revelaram a mutação no nucleotídeo G871A,
causando a substituição do aminoácido 291 (Ácido Aspártico-Asparagina), que por
sua vez é encontrada nas amostras de indivíduos A3. Quanto ao subgrupo Bel,
foram atribuídos a ele as mutações; T641G, que dará origem a substituição da
metionina pela arginina na posição 214 (B105), e G669T, que irá alterar o ácido
glutâmico pelo ácido aspártico na posição 223 (B106), encontradas isoladamente
nas duas amostras analisadas. (OLSSON; THURESSON; CHESTER, 1995).
2.3.3.7 Subgrupos B(A) e cis-AB
Em relação ao alelo B, o alelo B(A) possui duas mutações, T657C e A703G,
resultando na alteração do aminoácido, Ser235Gli. A primeira substituição, T657C,
torna o alelo idêntico ao alelo A, enquanto que a segunda, A703G, comum ao alelo
B, está localizada no segundo dos quatro sítios que discriminam as transferases
humanas A e B, possuindo uma influência significativa no reconhecimento e/ou
ligação entre o substrato H e seus respectivos resíduos de açúcares. (YAMAMOTO,
et. al., 1993). Para o fenótipo raro, cis-AB, dois mecanismos genéticos são
propostos para explicá-lo. O primeiro é baseado em um crossing-over desigual
resultando em um gene que irá apresentar partes tanto do alelo A quanto do B,
enquanto que o segundo tem como base uma mutação estrutural do gene da
glicosiltransferase A ou B, tendo como conseqüência a atividade bifuncional da
mesma. A análise molecular mostrou que o alelo cis-AB é idêntico ao A1 à exceção
de duas substituições de nucleotídeos; C467T (Pro156Leu) e G803C (Gli268Ala).
Acredita-se que essas mutações na transferase A do alelo cis-AB, fizeram parte da
27
evolução do gene ABO, ocorrendo antes da combinação entre os alelos A e B.
Embora o fenótipo B(A) seja herdado em uma posição cis, ele é classificado
separadamente do cis-AB devido às diferenças sorológicas entre esses dois alelos.
Com a substituição da glicínia pela alatina (aa 268) no alelo cis-AB da transferase A,
podemos dizer que ele tem a transferase B, porém com a estrutura principal da
transferase A. Similarmente, a substituição da serina pela glicínia na posição 235 no
alelo B(A) da transferase B, faz com que o mesmo tenha a transferase A, mas com a
estrutura principal da transferase B. Esses resultados implicam que ambos os alelos
cis-AB e B(A) codificam proteínas que possuem em sua estrutura quimeras das
transferases A e B (YAMAMOTO et al., 1993).
2.3.3.8 Base estrutural do alelo O
Estudos realizados demonstraram que as seqüências dos alelos do gene
ABO possuem diferenças mínimas entre si, desse modo a inabilidade do gene O em
codificar as transferases A ou B é devido a uma diferença estrutural em relação aos
nucleotídeos e não devido à falha da expressão das transferases A ou B.
(YAMAMOTO; MCNEIL, 1996).
Nos testes sorológicos de rotina o grupo sangüíneo O é caracterizado por não
apresentar os antígenos A e B na membrana das hemácias, assim os seus
eritrócitos não aglutinam na presença dos soros anti-A, anti-B e anti-AB.
(YAMAMOTO; MCNEIL, 1996).
2.3.3.9 Subgrupos de O
Yamamoto, Mcneil e Hakamori (1995) disseram que o primeiro alelo O
descrito, nomeado originalmente como O1 (O01), possui uma estrutura idêntica ao
gene A1, com exceção de uma única deleção (G) no nt261 do exon 6, próximo à
região N-terminal da proteína. Essa deleção irá causar uma alteração na leitura da
proteína e com isso provocar um stop códon nos nucleotídeos 352-354 e conduzindo
à tradução de uma proteína de 117 aminoácidos enzimaticamente inativa. Estudos
posteriores revelaram um segundo alelo O denominado de O1 variante ou O1V
(O02), que além de apresentar a deleção de uma única base no nt261 tem também
outras 9 (nove) substituições de nucleotídeos (G106T, G188A, C189T, C220T,
28
A297G, T646A, G681A, C771T e G829A) que o diferem da seqüência do consenso
A1.
Em 1994, Grunnet, identificou e seqüenciou um alelo O mutante, denominado
posteriormente de O2 (O03), no qual a deleção na posição 261 estava ausente, mas
diferindo do gene A1 em quatro substituições de nucleotídeos: 297 526, 802, e 1096,
das quais apenas duas resultam em alterações de aminoácidos (C526G: Arg176Gly
e G802A: Gly268Arg). Dessas quatro mutações, duas, nt297 e 526, são específicas
do alelo B, enquanto que a terceira, G802A, é utilizada para explicar a perda da
atividade da transferase A e B, uma vez que a alteração do aminoácido glicínia pela
arginina, na posição 268, está localizada na região da glicosiltransferase envolvida
com a atividade enzimática (YAMAMOTO, 2000).
Para Yamamoto, Mcneil e Hakamori (1995) um alelo o inicialmente
denominado de O3, encontrado em uma família sueca, mostrou as mutações C467T
e del1060C, sendo que ambas são características do alelo A2. A esse variante foi
adicionado também uma outra substituição passível de ser encontrada, que seria a
inserção do nucleotídeo G (guanina) na posição 798-804, semelhante ao que ocorre
no alelo Ael.
Como outros exemplos de variantes do grupo sangüíneo O, podemos citar o
alelo O4 que é caracterizado por uma inserção G no nt87-88, tendo por resultado a
alteração na leitura da proteína e conseqüente stop códon no aa 56, e o alelo O5
com a mutação C322T que irá criar um stop códon direto. Recentemente uma série
de outros alelos O tem sido pesquisados e acredita-se que eles são formados
provavelmente devido a um crossing-over ou uma conversão gênica, eventos esses
que ocorrem entre os alelos conhecidos do sistema ABO, como por exemplo: O1v-B,
B- O1v, O1-A2, O1- O1v e O1v-O1 (OLSSON; CHESTER, 2001; YAMAMOTO,
2001).
2.4 Sistema H (ISBT n° 018)
De acordo com Yamamoto e Mcneil (1996) o sistema H tem dois genes, H e h
e um antígeno ou substrato H, sobre a qual ocorre a ação das glicosiltransferases
para a formação dos antígenos A e B, podendo ser expresso tanto no estado
homozigoto (H/H) como no heterozigoto (H/h). O alelo h é considerado amorfo e
29
nenhum produto antigênico é associado a ele, enquanto que o gene hh é
extremamente raro, e nessa situação nenhuma substância H é produzida.
O seqüenciamento do gene humano H que codifica a enzima a1,2-L
fucosiltransferase, identificou uma proteína de 365 aminoácidos com uma massa
molecular de 41,249Da, que é codificada no lócus FUT1 no braço longo do
cromossomo 19. Esse gene é formado por quatro exons, sendo que a região de
código da proteína está localizada no éxons 4 (YAMAMOTO et al., 1990).
O primeiro variante deficiente do gene H foi detectado ,em 1952, chamado de
fenótipo Bombay ou Oh. Esse fenótipo é caracterizado sorologicamente pela perda
total da atividade das transferases ABH nos eritrócitos e nas secreções corpóreas e
pelas grandes quantidades de anti-H que fazem com que os eritrócitos Oh sejam
incompatíveis com aqueles do tipo O, uma vez que esses últimos apresentam
antígeno H na superfície dos seus eritrócitos. Outro variante deficiente do gene H, é
caracterizado como para-Bombay (Ah, Bh, e ABh). Portadores desse fenótipo são
identificados por apresentarem quantidades mínimas dos antígenos A e B nos
eritrócitos e pouco ou nenhum antígeno H. Nesse fenótipo, ao contrário do Bombay,
a transferase H esta presente com atividade muito fraca, sendo que as poucas
quantidades de substância H produzidas são convertidas aos antígenos A e B pelas
suas respectivas transferases (YAMAMOTO et al., 1990).
Yamamoto e Mcneil (1996) fizeram investigações moleculares em amostras
Bombay e para-Bombay identificaram um número grande de mutações, sendo que a
maioria dessas produzem alelos silenciosos que, quando transcritos codificam uma
fucosiltransferase inativa. Alguns alelos, entretanto, codificam a fucosiltransferase,
porém com baixa atividade, as quais são responsáveis pela expressão fraca do gene
H.
2.5 Fenótipo Bombaim
O grupo sangüíneo hh, também chamado de grupo sangüíneo de Bombaim
(Bombay phenotype), é um grupo sangüíneo raro. Os indivíduos com o raro fenótipo
de Bombaim (hh) não expressam o antígeno H, que é encontrado no grupo
sangüíneo O. Como resultado não conseguem produzir quer o antígeno A, quer o B,
nos seus glóbulos vermelhos, não importando quais alelos eles venham a ter dos
30
genes dos grupos A e B, porque os antígenos A e B são produzidos a partir do
antígeno H (YAMAMOTO; MACNEILL, 1996)
O paciente que receber sangue contendo um antígeno que jamais esteve no
seu próprio sangue terá uma reação imune. Assim sendo, os indivíduos com o
fenótipo de Bombaim podem doar sangue para qualquer membro do sistema ABO (a
não ser que outro fator sangüíneo, como o Rh, seja incompatível), mas não podem
receber de nenhum membro do sistema ABO (cujo sangue contém sempre um ou
mais antígenos A, B e H); somente recebem sangue de indivíduos com o fenótipo de
Bombaim. Os testes costumeiros para o sistema ABO apontam-nos como
integrantes do grupo O (BEIGUELMAN, 2003).
2.6 Técnicas para Genotipagem ABO
Segundo Beiguelman (2003) os avanços na biologia molecular na última
década têm providenciado aos bancos de sangue o conhecimento de diferentes
alelos ABO, assim como diversas técnicas para sua detecção. Ao longo de todo
esse tempo, mais de 30 diferentes métodos para a genotipagem do gene ABO têm
sido descritos em diversas publicações científicas.
Entre os mais freqüentes métodos descritos para a genotipagem do lócus
ABO, destacam-se a reação de polimerase em cadeia (PCR) juntamente com o
estudo do polimorfismo de comprimento de fragmentos de DNA (RFLP- Restriction
Fragment Length Polymorphism), a amplificação do DNA por meio dos primers
alelos específicos (ASP), a detecção de alterações de conformação das cadeias
simples do DNA (SSCP-Single Strand Conformation Polymorphism) e outras
diversas técnicas como o seqüenciamento automático (BEIGUELMAN, 2003).
Para Olsson e Chester (2001) o polimorfismo de comprimento de fragmentos
de DNA (RFLP), obtido pelo tratamento do DNA com enzima de restrição, consiste
na digestão do produto amplificado com uma ou mais endonucleases, seguido de
eletroforese para separação dos fragmentos de acordo com o seu comprimento. O
número de fragmentos obtidos corresponde ao número de sítios de restrição
reconhecidos pela(s) enzima(s). Por exemplo, a deleção G261-encontrada no alelo
O1 pode ser convenientemente detectada pelo uso de duas endonucleases, a KpnI
que é apta para clivar o alelo O1, mas não o é para o consenso A1 no nt261, e a
enzima BstEII que tem ação inversa.
31
Em 1995, através de uma pesquisa de um método de triagem para
genotipagem do gene ABO, por meio de uma reação "multiplex" de amplificação
utilizando vários primers simultaneamente; mo46, mo57, mo71 e mo101 e as
enzimas de restrição KpnI e HpaII para identificação dos alelos A1, A2, B, O1 e O2.
Esse método utiliza a observação prévia da existência de um sítio de clivagem para
a enzima HpaII na região 3' UTR (untraslated region) dos alelos A1 e O1, sendo que
os alelos B e O2 não possuem esse sítio. Assim, a mutação G1096A presente
nesses dois últimos alelos (B e O2) é utilizada como um marcador genético, uma vez
que ela irá abolir o sítio de clivagem com a enzima HpaII. A presença das mutações
associadas aos alelos A2 (C467T), B (G703A e G1096A) e O2 (G1096A) também
removem os sítios da HpaII presentes na seqüência do consenso do gene ABO
(SBHH, 2011).
Outra técnica amplamente empregada é o PCR alelo específico, onde cada
amostra de DNA é submetida a duas amplificações com o intuito de que o
polimorfismo do gene ABO seja detectado por meio de primers específicos para a
seqüência pesquisada, sendo considerada "positiva" a reação que apresentar o alelo
pesquisado e "negativa" a reação que não apresentar o alelo em questão. Esses
primers são formulados de maneira que permitam a amplificação de uma região pré-
determinada do gene onde se encontra a mutação do nucleotídeo que se deseja
detectar, devendo ter entre 19 e 21 pb, e permitir uma hibridização diferencial
baseada em uma única mudança de base, fornecendo uma especificidade elevada
com o lócus a ser estudado. Os fragmentos obtidos após amplificação deverão ser
separados e identificados por meio de eletroforese. Esse tipo técnica pode ser
utilizada em conjunto com o RFLP, uma vez que é possível criar sítios de clivagem
para determinadas enzimas, com uso de primers durante as reações de amplificação
(DENOMME; RIOS; REID, 2000).
2.7 Determinação laboratorial dos grupos sanguíneos do Sistema ABO
Para Beiguelman (2003) à determinação do grupo sanguíneo ABO era
originalmente realizada fazendo-se reagir às hemácias do paciente com soros Anti-A
e Anti-B produzidos em laboratório, em lâminas limpas de microscopia. Entretanto,
no Brasil, determinou-se pela legislação que as provas de aglutinação não sejam
feitas em lâminas, mas sim por métodos mais precisos. Podem ser utilizados os
32
métodos em microplacas escavadas e/ou em tubos de ensaio, ou o método da gel-
centrifugação, mais recente. É preconizada a realização da Prova direta e da Prova
reversa, após a centrifugação do sangue a ser testado, separando-se o soro (ou
plasma) das hemácias. É recomendada, em todos os métodos, a determinação dos
subgrupos de A: A1 e A2.
Na prova direta, faz-se reagir uma porção das hemácias (de tipagem
conhecida) com soros anti-A, anti-B e anti-AB. Hemácias que reagem com o soro
anti-A são ditas do grupo A, e hemácias que reagem com o soro anti-B são do grupo
B. Hemácias do grupo AB reagem com ambos os anti-soros, e hemácias do grupo O
não reagem com nenhum dos anti-soros. O soro divalente anti-AB é usado como
confirmatório, e somente não reagirá com hemácias do grupo O. O procedimento
oposto é feito na prova reversa, em que se faz reagir o soro (de tipagem
desconhecida) com hemácias conhecidas dos grupos A e B. Assim, o soro de
indivíduos do grupo O reagirá com ambas às hemácias (pois possuem ambos os
anticorpos); se do grupo A, reagirá apenas com as hemácias B, e se do grupo B,
apenas com as hemácias A. O soro do grupo AB não reagirá com nenhuma das
hemácias. Esta prova pode ser complementada pelo uso de hemácias conhecidas
A1 e A2, o que auxilia na diferenciação destes dois subgrupos e na solução das
principais discrepâncias ABO (BEIGUELMAN, 2003).
Caso as provas direta e reversa apresentem resultados de alguma maneira
contraditórios (discrepância ABO), deverão ser feitas investigações adicionais para
determinação de sua causa, antes da liberação definitiva do resultado do exame
(BEIGUELMAN, 2003).
Figura 1 – Soros utilizados na Tipagem Direta.
Fonte: Vamos ao Laboratório: Qual o meu grupo sangüíneo? 2008. Disponível em:
www.dossierdebiologia.com/dossierbio12/laboratorio.htm
33
2.8 Discrepância na determinação do Sistema ABO
De acordo com Harmening (1999), Henry (2008) e SBHH (2011) é
considerado discrepância quando o resultado das provas direta e reversa não são
concordantes. Muitas das discrepâncias são devidas a erros técnicos. Quando isso
ocorrer verificar:
a) Se o soro e as hemácias usadas pertencem ao mesmo paciente/doador.
b) Se os reativos usados não estão contaminados e funcionam adequadamente,
para isso, testar uma amostra de grupo já conhecida, por exemplo, uma bolsa de
sangue coletada e tipada há 3 dias.
c) Se a concentração de hemácias usada no teste está correta (pode haver muita ou
pouca hemácia). Preparar uma suspensão em salina a 5%, colocando 1 gota da
"papa de hemácias"e 19 gotas de salina.
d) Se as provas foram centrifugadas na velocidade e/ou tempo correto.
e) Se o registro das reações e interpretações é correto.
f) Após verificar todas estas etapas, repetir o teste com uma suspensão de
hemácias lavadas. Caso continue o problema deve se pensar na possibilidade de
contaminação da amostra do paciente. Nova amostra deve ser coletada e testada.
Coletar algumas informações sobre o paciente que podem esclarecer o problema,
dentre elas: idade, sexo, doença base (se for o caso), testes imunológicos anteriores
e resultado de outras classificações.
2.9 Tipagem Sanguínea
2.9.1 Tipagem Sanguínea em lâmina
1. Coloca-se numa lâmina de microscopia, lado a lado, uma gota de soro anti-A
e outra de soro anti-B.
2. Sobre cada gota de soro coloca-se uma gota do sangue a ser identificado
(HARMENING ,1999; HENRY, 2008; SBHH, 2011).
34
Observando-se o resultado:
a) Se não houver aglutinação em nenhum dos lados, o sangue em exame é do
grupo O.
b) Se houver aglutinação nos dois lados, o sangue é do grupo AB.
c) Se houver aglutinação somente com o soro anti-A, o sangue é do grupo A.
d) Se aglutinar somente com o soro anti-B, o sangue é do grupo B (HARMENING,
1999; HENRY, 2008; SBHH, 2011).
Figura 02 – Tipagem em Lâmina
Fonte: Tipagem Sangüínea. Disponível em:
www.iped.com.br/colegio/biologia/tipagem-sanguinea
35
2.9.2 Tipagem sanguínea em tubo de ensaio
1. Coletar sangue total, no mínimo 2 mL de sangue, com ou sem anticoagulante;
2. Preparo da suspensão de hemácias: Colocar no tubo 100 µL de sangue e
adicionar 1000 µl solução fisiológica;
3. Para cada amostra de sangue marcar três tubos de ensaio com a
identificação: A, B, e AB
4. Colocar em cada tubo duas gotas de anti-soro correspondente, como segue:
5. Tubo A: soro anti A,
Tubo B: soro anti B
Tubo AB: soro anti AB
6. Colocar em cada tubo duas gotas da suspensão de hemácias;
7. Centrifugar a 2.700 rpm por um minuto;
8. Fazer a leitura. Consiste na observação da presença ou ausência de
aglutinação. (HARMENING ,1999; HENRY, 2008; SBHH 2011).
Observando-se o resultado
a) Se houver aglutinação nos soros A e AB, o sangue é do grupo A;
b) Se houver aglutinação nos soros B e AB, o sangue é do grupo B;
c) Se houver aglutinação tanto nos soros A, B e AB, o sangue é do grupo AB;
d) Se não houver aglutinação em nenhum dos soros, o sangue é do grupo O.
Obs.: Na tipagem em tubo, a liberação do botão de hemácias formado no fundo do
tubo após a centrifugação deve ser delicada, pois movimentos bruscos podem
desmanchar aglutinações mais fracas. (HARMENING, 1999; HENRY, 2008; SBHH,
2011).
3 Sistema Rh (ISBT n° 004)
Para Alves, Berthier e Sad (1982) o sistema Rh é o maior, mais complexo e
mais imunogênico sistema de grupos sanguíneos. Representa um dos sistemas de
maior interesse clínico, por seu envolvimento na Doença Hemolítica Peri-Natal, nas
Reações Transfusionais Hemolíticas e nas Anemias Hemolíticas Auto-Imunes. Sua
deterninação, juntamente com a dos antígenos pertencentes ao sistema ABO, no
36
procedimento laboratorial denominado Tipagem sanguínea (ABO e Rh),ou
simplesmente tipagem sanguínea, é obrigatória antes de qualquer transfusão
sangüínea.
Foi relatado em 1939 o caso de um feto natimorto gerado por uma mulher que
posteriormente manifestou reação hemolítica transfusional ao receber sangue de
seu marido (compatível quanto ao sistema ABO, o único então conhecido).
Landsteiner e Wiener (1940) descreveram um anticorpo produzido no soro de
coelhos e cobaias, pela imunização com hemácias de Macacus rhesus, que era
capaz de aglutinar as hemácias de 85% das amostras obtidas de um grupo de
caucasóides americanos. Wiener e Peters (1940) aproximaram as duas
observações, determinando tratar-se do mesmo antígeno. O anticorpo produzido no
sangue da cobaia foi denominado de anti-Rh. Os indivíduos que apresentavam o
fator Rh passaram a ser designados Rh+, o que geneticamente acreditava-se
corresponder aos genótipos RR ou Rr. Os indivíduos que não apresentam o fator Rh
foram designados Rh- e apresentavam o genótipo rr, sendo considerados
geneticamente recessivos (BEIGUELMAN, 2003).
3.1 Genética e Bioquimica do Sistema Rh
Segundo Beiguelman (2003) os antígenos do sistema Rh são de natureza
glicoprotéica, de grande variabilidade. Com o avançar das pesquisas, o sistema se
revelou na prática bem mais complexo do que a tipificação simplesmente em Rh
Positivo e Rh negativo. Hoje, conhecem-se mais de 40 antígenos diferentes
pertencentes a este sistema.
A presença de vários fenômenos de expressão incompleta, fraca e/ou parcial
dos antígenos, além da síndrome do Rh Nulo (caracterizada pela ausência total de
antígenos do sistema Rh, associada a uma anemia hemolítica compensada e à
presença de estomatócitos no sangue periférico) dificulta o estabelecimento de uma
teoria única, capaz de explicar todos os fenômenos observados. Duas teorias são
atualmente aceitas para explicar a fenomenologia do sistema Rh. A teoria de
Fischer-Race (Race,1944; Race et al, 1944) estabeleceu sua determinação pelos
pares de alelos autossômicos D,_, C,c e E,e , resultando em um conjunto de
variações genotípicas desde o CCDDEE até o cc,ee , correspondendo cada variação
genética a uma expressão antigênica diferente. (o antígeno correspondente ao alelo
37
d do gene D, nunca foi encontrado é considerado inexistente). Esta teoria nunca foi
aceita unanimemente. Uma outra teoria, de Wiener, também aceita por alguns
autores, propõe que cada um dos alelos determinaria a produção de um
aglutinógeno, o qual seria um antígeno de efeitos múltiplos capaz de produzir
diferentes anticorpos distintos, correspondentes a fatores de antígenos. Existiriam
portanto os fatores Rh0, rh´, rh´´, hr´ e hr´´, correspondendo, respectivamente, aos
antígenos D, C, E, c e e da teoria de Fisher-Rice. A teoria de Fisher-Rice é a mais
utilizada na prática, embora se tenha revelado que nenhuma das duas explica
completamente todos os fenômenos observados no sistema Rh. Assim, foi realizada
uma correspondência entre as duas teorias, na tentativa de se chegar a uma teoria
consensual. Desta maneira, às oito combinações gênicas de Fischer -
respectivamente cDe, CDe, cDE, CDE, cde, Cde, cdE e Cde - corresponderiam os
alelos de Wiener: R0, R1, R2, Rz, r, r´,r´´, e ry. As combinações dos oito haplótipos
de Fischer (ou dos alelos de Wiener) resultariam na formação dos diversos
antígenos associados ao sistema Rh. Do ponto de vista prático as duas teorias são
equivalentes, sendo a teoria de Fischer-Race de mais fácil memorização. [1]
Entretanto nenhuma das duas teorias explica todas as mutações existentes, e outras
variáveis antigênicas originalmente não previstas, como as variantes Cx, Cw e Ew (e
os anticorpos correspondentes) já foram descobertas. Numerosos outros fenômenos
muito raros, mas também bastante complexos, resultam em antígenos e
aglutinogênios que ainda hoje desafiam a imunohematologia (ALVES; BERTHIER;
SAD, 1982; BEIGUELMAN, 2003).
3.2 Sistema Fisher
É sabido que o sistema Rh é muito complexo, e o conhecimento atual é
baseado no sistema Fisher (tabela 04). Existem três genes determinando o antígeno
Rhesus: C, D e E, encontrados no cromossomo 1. Existem dois alelos possíveis em
cada lócus: c ou C; d ou D e e ou E. Um aplotipo consiste em c/C, d/D, e/E e é
herdado de cada um dos pais. O tipo resultante Rhesus de um indivíduo depende do
genótipo herdado. Aos aplotipos é dado um código (BEIGUELMAN, 2003).
Se um genótipo Rh de um indivíduo contém pelo menos um dos antígenos C,
D, E eles são Rhesus positivo. Apenas indivíduos com o genótipo cde/cde (rr) são
Rhesus negativo. Com objetivo a transfusão sanguínea, doador possuidor de C ou
38
E, mesmo tipo Rh r’r e r”r são classificados como Rh positivo. Receptores de
transfusão sanguínea com os tipos Rh r’ e r” devem receber sangue Rh negativo (rr).
Isso para prevenir a sensibilização a antígenos Rh e subseqüente formação de
anticorpos Rh. O mais comum anticorpo Rh é anti-D, mas é possível formar
anticorpos para c, C, e e E também, e formar combinações de anticorpos. Não existe
o anti-d (BEIGUELMAN, 2003).
3.3 Determinação laboratorial dos antígenos do sistema Rh
Para Beiguelman (2003) e Henry (2008) não existem anticorpos naturais no
sistema Rh, sendo os anticorpos presentes apenas nos indivíduos sensibilizados por
inoculação prévia. A inoculação pode ocorrer por episódios de transfusão
incompatível ou, na mulher, devido à introdução, no sangue materno da mãe Rh
negativo, de hemácias provenientes de uma gravidez ou aborto de filho Rh Positivo.
Este fato tem duas implicações importantes:
� Toda mulher Rh negativa grávida de um pai Rh Positivo deve tomar medidas
especiais para evitar ser sensibilizada.
� Inexiste na determinação laboratorial dos antígenos do sistema Rh, prova
reversa análoga à praticada no caso do sistema ABO.
A presença de antígenos fracos torna desaconselhável a determinação dos
antígenos do sistema Rh em lâmina, pois nesta metodologia alguns dos antígenos
mais fracos (que deveriam ser classificados como Rh positivos) podem ser
incorretamente classificados como Rh negativos. No Brasil, a legislação estabelece
como necessária à determinação do fator Rh em microplacas escavadas e/ou
através da centrifugação em tubos de ensaio. Nessas metodologias, é obrigatória a
investigação dos antígenos Rh fracos (antigamente designados como Du ou D
Fraco) por meio de incubação a 37ºC e com acréscimo de Albumina bovina a 22%, e
pela prova de Coombs. É também possível à determinação direta do D fraco pelo
método de gel-centrifugação, também admitido na legislação brasileira. Neste
método, o Rh fraco é determinado diretamente através da intensidade de
aglutinação, classificada em ausente ou se positiva em intensidades de (+) até
(++++). (ALVES; BERTHIER; SAD, 1982; HENRY, 2008).
Em todos os métodos, é recomendada para os pacientes Rh negativos a
determinação dos antígenos C, c E, e, a qual pode ser executada através do uso de
39
soro poliespecífico "CDE". Isto classifica estes pacientes em Rh Negativo e Rh
negativo, CDE Positivo (HENRY, 2008).
3.4 Du ou D Fraco
A grande importância em se caracterizar molecularmente o antígeno RhD
fraco deve-se ao fato de não ser possível distinguir sorologicamente o antígeno RhD
fraco de alguns antígenos RhD parciais e não se conseguir determinar o tipo de
antígeno RhD fraco presente na amostra. De acordo com a literatura, a maioria dos
indivíduos que apresentam o fenótipo RhD fraco não desenvolve anticorpos anti-D e
pode ser transfundida com sangue RhD positivo (WAGNER; FLEGEL, 2004).
Para Wagner et al., (2000) o antígeno RhD fraco, apresenta fraca expressão
do antígeno RhD e, dependendo do anti-soro anti-D utilizado, reage apenas pelo
teste da antiglobulina humana. O antígeno RhD fraco surgiu como uma
conseqüência de mutações de ponto missenses em diferentes éxons do gene
RHD.9 Atualmente, mais de 30 tipos já foram descritos. As substituições dos
aminoácidos dos diferentes tipos de RhD fraco estão localizadas nos segmentos
transmembranares e intracelulares da proteína RhD. Este fato explica a fraca
expressão do antígeno RhD na membrana da hemácia, bem como a ausência de
aloanticorpo anti-D na maioria dos indivíduos RhD fracos.
O mecanismo relacionado com a expressão reduzida do antígeno RhD fraco
não está totalmente esclarecido, e sua expressão difere dependendo do tipo
presente na membrana da hemácia. Mutações missenses que ocorrem no gene
RHD fraco parecem envolver regiões importantes relacionadas com a integração da
proteína Rh com a membrana das hemácias ou com a glicoproteína RhAG
(WAGNER et al., 2000).
O reconhecimento de amostras com fraca expressão do antígeno RhD
depende do método e da qualidade do reagente anti-D empregado. A utilização de
anti-D monoclonais de baixa afinidade e a dificuldade na obtenção de anti-D
policlonais de boa qualidade têm causado discrepâncias entre os resultados da
fenotipagem RhD e algumas vezes deixado de detectar antígenos RhD fraco com
baixa densidade antigênica. (WAGNER et al., 2000).
A não detecção destes antígenos em doadores de sangue pode causar
aloimunização anti-D nos pacientes RhD- negativo transfundidos com estas
40
hemácias. Por outro lado, muitos indivíduos classificados sorologicamente como
RhD fraco são na verdade RhD parcial. Como a diferenciação entre os antígenos
RhD fraco e RhD parcial é difícil de ser caracterizada na rotina sorológica, muitos
pacientes têm produzido anti-D pelo fato de terem sido considerados RhD positivo.
(MOLLISON; ENGELFRIET; CONTRERAS, 1997)
Anti-soros monoclonais anti-D IgG e IgM têm sido produzidos para substituir
os policlonais na determinação do antígeno D. No entanto, pouco se conhece a
respeito da utilização destes reagentes na detecção dos antígenos RhD fraco
(MOLLISON; ENGELFRIET; CONTRERAS, 1997).
3.5 Teste para a determinação de Rh Fraco ou D Fraco
3.5.1 Amostra
� Sangue total
3.5.2 Coleta da amostra
� Colher no mínimo 2 mL de sangue total com ou sem anticoagulante.
3.5.3 Técnica em tubo
Obs.: Os itens “a ao f” é o teste para determinação do fator Rh. Caso a
pesquisa para o "D Fraco" seja feita imediatamente após o Rh deve ser continuado
com esses mesmos tubos (BEIGUELMAN, 2003; HENRY, 2008).
a) Para cada amostra de paciente marcar dois tubos de ensaio com a identificação:
D, C;
b) Colocar em cada tubo duas gotas de soro correspondente, como segue:
c) tubo D: soro anti-D;
tubo C: controle de Rh;
d) Colocar em cada tubo duas gotas da suspensão de hemácias;
e) Centrifugar a 2.700 rpm por um minuto;
f) Fazer a leitura. Continuar o teste se esta leitura for negativa ou duvidosa;
41
g) Colocar esse tubo no Banho-Maria a 37°C por 15 minutos junto com os mesmos
tubos de ensaio identificados como D e C da classificação direta no Banho-Maria;
h) Centrifugar por 15 segundos a 2.500 rpm;
i) Fazer a leitura;
j) Lavar 03 (três) vezes com salina;
k) Adicionar 02 gotas de soro antiglobulina humana;
l) Centrifugar por 1minuto 2.700 rpm;
m) Fazer a leitura.
3.5.4 Leitura
Consiste na observação da presença ou ausência de aglutinação.
Aglutinação: esta leitura deve ser feita utilizando o aglutinoscópio como fonte
de luz abaixo dos tubos, e verificando a presença de aglutinação (grumos). Graduar
a reação quanto à intensidade da reação.
Obs.: A liberação do botão de hemácias formado no fundo do tubo após a
centrifugação deve ser delicada, pois movimentos bruscos podem desmanchar
aglutinações mais fracas (BEIGUELMAN, 2003; HENRY, 2008).
3.5.5 Resultado
� Doador com teste para a variante D Fraco Positivo: deverá ser tratado como
Rh positivo para fins de uso desse sangue em transfusão.
� Paciente com teste para a variante D Fraco Negativo: deverá ser tratado
como Rh foi negativo (BEIGUELMAN, 2003; HENRY, 2008).
3.5.6 Observações relativas ao Sistema Rh
� No tubo C não deve haver aglutinação, pois é um controle negativo. Caso
isso ocorra, não é valido o resultado obtido na classificação. Repetir a prova
com uma suspensão de hemácias lavadas. Caso continue o problema deve
se pensar na possibilidade de contaminação da amostra do paciente. Nova
amostra deve ser coletada e testada.
42
� Coletar algumas informações sobre o paciente que podem esclarecer essa
discrepância. São elas: idade, sexo, diagnóstico, medicamentos em uso,
testes imunológicos anteriores, resultado de outras classificações.
� Se após essas mudanças iniciais continuar o problema, solicitar ajuda ao
bioquímico responsável pelo setor ou ao médico diretor plantonista do dia.
� Sempre que a classificação o paciente/doador for negativa, deve ser feito o
teste para determinar a presença da variante D fraco (BEIGUELMAN, 2003;
HENRY, 2008).
3.6 Prevalência Rh + e Rh (-)
� 85% das pessoas possuem nas hemácias um antígeno Rh. Estas pessoas
são Rh+ (positivas).
� 15% das pessoas não possuem nas hemácias o fator Rh e são Rh-
(negativas) (PORTARIA 1.376 DO MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2008).
3.7 Transfusões no sistema Rh
Segundo Henry (2008) três situações descrevem os fenômenos encontrados
na quase totalidade das situações clínicas:
� Os pacientes Rh negativo representam em torno de 15% dos receptores;
estes pacientes devem receber sangue Rh negativo, e podem doar para
qualquer tipo.
� Em circunstâncias especiais, é considerada aceitável a transfusão de sangue
Rh negativo, CDE positivo a estes pacientes. Esta, contudo, deve ser evitada.
� Pacientes Rh negativo, CDE positivo perfazem menos de 1% dos indivíduos.
Devem receber sangue Rh negativo, mas seu sangue ordinariamente é doado
a receptores Rh positivo.
� Os pacientes Rh fraco (antigamente designados como Rh negativo, Du
positivo) são equiparados aos pacientes Rh Positivo, considerando-se haver
uma diferença apenas quantitativa (e não qualitativa) na expressão de seu
antígeno. Juntos, perfazem o total de aproximadamente 85% dos indivíduos.
Podem receber sangue de qualquer tipo, mas doam apenas aos pacientes Rh
positivo ou fraco.
43
3.8 Eritroblastose Fetal ou Doença Hemolítica do recém-nascido
A eritroblastose (do grego eritro, "vermelho" e blastos, "germe", "broto") fetal,
doença de Rhesus, doença hemolítica por incompatibilidade Rh ou doença
hemolítica do recém-nascido ocorre quando uma mãe de Rh- que já tenha tido uma
criança com Rh+ (ou que tenha tido contacto com sangue Rh+, numa transfusão de
sangue que não tenha respeitado as regras devidas) dá à luz uma criança com Rh
positivo. Depois do primeiro parto, ou da transfusão acidental, o sangue da mãe
entra em contacto com o sangue do feto e cria anticorpos contra os antígenos
presentes nas hemácias caracterizadas pelo Rh+. Durante a segunda gravidez,
esses anticorpos podem atravessar a placenta e provocar a hemólise do sangue da
segunda criança. Esta reação nem sempre ocorre e é menos provável se a criança
tiver os antigénios A ou B e a mãe não os tiver (CHAUDHURI et al., 1995).
Os anticorpos anti-Rh não existem naturalmente no sangue das pessoas,
sendo fabricados apenas por indivíduos Rh-, quando estes recebem transfusões de
sangue Rh+. Pessoas Rh+ nunca produzem anticorpos anti-Rh, pois se o fizessem
provocariam a destruição de suas próprias hemácias (CHAUDHURI et al., 1995).
No passado, a incompatibilidade podia resultar na morte da mãe ou do feto,
sendo, também, uma causa importante de incapacidade em longo prazo - incluindo
danos cerebrais e insuficiência hepática. A situação era tratada através da
transfusão do sangue do bebe, caso este sobrevivesse, logo após o nascimento ou,
mais raramente (e com alguma controvérsia) através de terapia fetal, como em 1963
- altura em que se realizou a primeira transfusão de sangue a um feto. Hoje se pode
tratar com alguns anti-soros anti-Rh (+) (Mathergan, Partogama ou RhoGAM - esta
última também designada por imunoglobulina anti-D, em referência ao antigénio D, o
mais importante antigénio do fator Rh). Nesse caso, sempre que uma mãe tenha
sangue RhD negativo (o D refere-se especificamente ao antigénio D - não aparece
nas habituais análises para determinação do grupo sanguíneo), é necessário
verificar qual é o grupo sanguíneo do bebe. Se este for Rh+, a mãe deve receber
uma injeção de imunoglobulina contra o fator Rh nas primeiras 72 horas após o
parto, de forma a impedir a formação dos anticorpos que poderiam criar
complicações nas gestações seguintes (CHAUDHURI et al., 1995; HENRY, 2008).
44
3.8.1 Sensibilização materna
De acordo com Henry (2008) mulheres Rh- produzem anticorpos anti-Rh ao
gerarem filhos Rh+. Durante a gravidez, e principalmente na hora do parto, ocorrem
rupturas na placenta, com passagem de hemácias da criança Rh+ para a circulação
da mãe. Isso estimula a produção de anticorpos anti-Rh e adquirir a memória
imunitária, ficando sensibilizada quanto ao fator Rh. Na primeira gravidez a
sensibilização é geralmente pequena e o nível de anticorpos no sangue não chega a
afetar a criança. Na hora do parto, porém, a sensibilização é grande, de modo que,
em uma segunda gestação, se o feto for Rh+, o sistema imunológico já está
preparado e vacinado contra o fator Rh, os anticorpos anti-Rh atravessam a placenta
e destroem as hemácias fetais, processo que ocorre incessantemente ao longo de
todo período da gestação.
Figura 3 – Sensibilização Materna
Fonte: Eritroblastose Fetal. Autora: Sandra Eulália Santos. Disponível no site:
www.ufv.br
3.8.2 Sintomas e Tratamento
A destruição das hemácias leva à anemia profunda, e o recém-nascido
adquire icterícia (pele amarelada), devido ao acúmulo de bilirrubina, produzida no
fígado a partir de hemoglobina das hemácias destruídas. Como resposta à anemia,
são produzidas e lançadas no sangue hemácias imaturas, chamadas de
Mãe Sensibilizada pelo sangue Rh+ do filho produzindo
anticorpos anti-Rh.
Passagem do anti-Rh da mãe para o
feto
Anticorpos da mãe Rh- atacando as Hemácias do filho
Rh+, causando a hemólise destas.
45
eritroblastos. A doença é chamada de Eritroblastose Fetal pelo fato de haver
eritroblastos em circulação ou doença hemolítica do recém-nascido. (HENRY, 2008).
Se o grau de sensibilização da mãe é pequeno, os problemas se manifestam
apenas após a criança nascer. Nesse caso, costuma-se substituir todo o sangue da
criança por sangue Rh-. Com isso, os anticorpos presentes no organismo não terão
hemácias para aglutinar. Como as hemácias têm em média três meses de vida, as
hemácias transferidas vão sendo gradualmente substituídas por outras fabricadas
pela própria criança. Quando o processo de substituição total ocorrer, já não haverá
mais anticorpos da mãe na circulação do filho (HENRY, 2008).
Logo após uma mulher Rh- dar à luz a um filho Rh+, injeta-se nela um a
quantidade de anticorpos anti-Rh, imunoglobulina, cuja função é destruir
rapidamente as hemácias fetais Rh+ que penetram na circulação da mãe durante o
parto, antes que elas sensibilizem a mulher, para que não haja problemas nas
seguintes gestações (YAMAMOTO, 2001; HENRY, 2008).
3.8.3 Incidência
Estima-se que a incompatibilidade do fator RH seja a causa do retardamento
mental de 3 a 4% dos portadores de deficiência mental institucionalizados na
Associação dos Pais e Amigos dos Excepcionais de Araraquara (APAE). Calcula-se
haver um caso em cada 150 a 200 nascimentos (APAE, 2008).
3.9 Grupos Sanguíneos em doação de Sangue
Há quatro principais grupos sangüíneos: A, B, AB, e O. Esses grupos diferem
quanto à presença ou à ausência das duas substâncias químicas (A e B) nos
glóbulos vermelhos, e quanto à presença ou à ausência dos dois fatores (anti-A e
anti-B) no soro (tabela 08). Deve-se notar que embora o soro e o plasma sejam
semelhantes, a diferença entre eles é que no soro, o fator fibrinogênio e muitos dos
outros fatores coagulantes estão ausentes. Assim, o soro, por si só, não se pode
coagular por causa da falta desses atores, os quais encontram-se, ao contrário, no
plasma (BEIGUELMAN, 2003; HENRY, 2008).
Um indivíduo do grupo O (ó) é conhecido como doador universal, em vista do
fato de que os seus glóbulos vermelhos não contêm a substância A nem a B.
46
Contudo, tal indivíduo não poderá receber sangue de ninguém a não ser de um
outro do grupo O, uma vez o soro deste contém ambos os fatores Anti-A e Anti-B.
Por outro lado, uma pessoa com o grupo AB pode receber transfusão de sangue de
qualquer doador, e será denominado receptor universal; mas poderá doar sangue
somente a uma outra pessoa do grupo AB (BEIGUELMAN, 2003; HENRY, 2008).
Além dos grupos A, B, O, um outro item de suma importância no trabalho de
transfusão é o fator Rh, como mostra a figura 07. Esse fator ou essa substância é
transportado/a nos glóbulos vermelhos do sangue. Cerca de 83% da população tem
o fator Rh no sangue, e diz-se que pessoas nessa condição possuem fator Rh
positivo. Os restantes 17 por cento, que não possuem o fator Rh no sangue, são
ditas ter o fator Rh negativo. Assim sendo, se uma pessoa de sangue Rh negativo
receber a transfusão de sangue de Rh positivo, seu corpo começará a produzir
anticorpos, coisa que, conseqüentemente, destruirá o sangue transfundido. A
sensitização (ou seja, o processo de se produzirem anticorpos), que
costumeiramente resulta, poderá causar uma séria reação. Talvez seja necessário
aqui acrescentarmos que, antes de se aceitar o sangue de um doador em potencial,
é preciso que se o analise para se detectar doenças como a hepatite, malária, sífilis
e a síndrome da deficiência imunológica adquirida (AIDS), em vista do fato de que
essas doenças poderão ser transmitidas pela transfusão (BEIGUELMAN, 2003;
HENRY, 2008).
Figura 04 – Doação e Recepção do Sistema ABO e Sistema Rh.
Fonte: AnikLab: Site de apoio para estudantes e profissionais da área de Analises
Clínicas. Por Carlos Eduardo Maia. Disponível em:
http://aniklab.blogspot.com/2007/05/tipos-de-sangue.html
47
3.9.1 Indicações para Transfusão
Segundo Beiguelman (2003) e Henry (2008) há basicamente duas razões
generalizadas que poderão necessitar de uma transfusão, e estas são: (a) perda de
sangue e (b) falta de elementos vitais no sangue.
a) Perda de Sangue
A perda de sangue poderá resultar na redução do volume de sangue em
circulação, e isso poderá ser precipitado pelos seguintes fatores: Hemorragias
causadas por ferimentos, ou em casos de úlcera e distúrbio gastrointestinal, ou nos
partos. Ferimentos, queimaduras e escaldamento, em casos acidentais. Cirurgia
operatória, como no caso da cardiovascular, e em outras formas de cirurgia.
Incompatibilidade de sangue entre a mãe e o filho. Em tais casos, uma troca de
transfusões tem de ser empreendida para salvar a vida da criança. Anemia, aguda e
crônica, bem como desordens coagulatórias, tal como hemofilia.
b) Falta de Elementos Vitais
O paciente poderá às vezes não requerer a transfusão por inteiro, mas
precisará apenas e certos elementos vitais, como nos seguintes casos: Um paciente
anêmico que esteja sofrendo de falta de glóbulos vermelhos poderá então requerer a
transfusão apenas dos glóbulos vermelhos. Um paciente com hemofilia, resultante
de uma desordem congênita, estará arriscado a ter anemia ou uma perigosa perda
de sangue, caso mantenha aberto qualquer ferimento, por menor que seja. Isso é
por causa que o seu (dele ou dela) sangue tende a se coagular mui lentamente.
Portanto, para estancar a sangria ou hemorragia ele ou ela iria requerer a transfusão
do plasma sangüíneo. Alternativamente, o paciente deverá ser injetado com
preparados de FAH (isto é, fator antihemofílico). Deve ser notado aqui que, uma vez
que o plasma é destituído de corpúsculos sangüíneos, um paciente que sofre de
séria hemorragia necessita pelo menos de um quartilho (0, 568 mL) de sangue
integral para cada quartilho de plasma transfundido.
48
4 OBJETIVOS
4.1 GERAL
Os objetivos gerais deste trabalho foram:
• Verificar textos relacionados ao assunto a ser estudado;
• Conhecer a forma como esse assunto foi abordado e analisado em
estudos anteriores.
4.2 ESPECÍFICO
Os objetivos específicos deste estudo foram:
• Conhecer os Sistemas de Grupos Sangüíneos ABO e Fator Rh;
• Determinar a tipagem sanguínea;
49
5 METODOLOGIA
Foi realizado um levantamento bibliográfico, utilizando-se as palavras-chave
"Grupos Sanguíneos, Sistema ABO e Fator Rh" nos indexadores MEDLINE
(Literatura Internacional em Ciências da Saúde), PubMed, LILACS (Literatura
Latinoamericana em Ciências da Saúde), COCHRANE, SCIELO (Scientific
Electronic Library Online), BIREME, Google Scholar, dissertações e teses no
período até outubro de 2011, estudos adicionais foram manualmente pesquisados
nas listas de referências bibliográficas dos artigos potencialmente relevantes. Foram
consideradas somente publicações em língua portuguesa, espanhola e inglesa.
50
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS
O Sistema ABO foi descrito em 1900 e permanece até hoje como o sistema
mais importante dentro da prática transfusional, seguido pelo Sistema Rh,
descoberto em 1940. A transfusão ABO/Rh incorreta pode resultar na morte do
paciente, com uma reação hemolítica intravascular, seguida de alterações
imunológicas e bioquímicas.
Quando observamos o sistema ABO temos, nas hemácias, dois tipos de
proteínas denominadas aglutinogênios A e aglutinogênios B, determinando o
fenótipo sangüíneo. O plasma sangüíneo pode abrigar outras duas proteínas
denominadas aglutininas anti-A e anti-B. Assim, os indivíduos pertencentes ao grupo
AB possuem aglutinogênios A e aglutinogênios B, mas são desprovidos de
quaisquer aglutininas.
Os indivíduos portadores de sangue tipo A possuem aglutinogênios A e
aglutininas anti-B. Os pertencentes ao grupo B possuem aglutinogênios B e
aglutininas anti-A.
Os indivíduos do grupo O, possuem aglutininas anti-A e aglutininas anti-B, ou
seja, não possui aglutinogênios. Além do tipo de sangue A, B, AB ou O, o fator Rh
tem grande importância clínica, pois uma pessoa com Rh negativo recebendo
sangue de um doador com Rh positivo poderá produzir anticorpos anti Rh. O
sistema Rhesus é o segundo mais importante sistema de tipagem e classificação
sanguínea, descoberto nos anos 40 por Landsteiner e Wiener, quando perceberam
que, injetando sangue do macaco do gênero Rhesus em cobaias, ocorria a produção
de anticorpos para combater as hemácias introduzidas, sendo assim, concluíram
que na membrana das hemácias do macaco Rhesus havia um antígeno
denominado fator Rh (Rhesus). Testando sangue humano com anticorpos anti-Rh
cientistas verificaram que em 85% do sangue humano testado ocorria aglutinação,
ou seja, os anticorpos anti-Rh reconheciam o antígeno Rh na superfície das
hemácias humanas. Foram descritos cinco antígenos Rh diferentes (C, c, D, E, e)
sendo o antígeno RhD o mais imunogênico.
Portanto, o termo fator Rh refere-se somente ao antígeno RhD. Indivíduos
que apresentam o antígeno RhD na superfície das suas hemácias são denominados
de Rh positivos (Rh+) e os que não possuem o antígeno RhD são chamados de Rh
negativos (Rh -).
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